Beschreibung der perioperativen immunoinflammatorischen ... · Einleitung 2 In weiterführenden...

Aus der Klinik für Allgemein-, Viszeral-, Gefäß- und Transplantationschirurgie der Ludwig-Maximilians-Universität München

Direktor: Prof. Dr. med. Jens Werner

Beschreibung der perioperativen immunoinflammatorischen

Situation bei Patienten mit akutem Abdomen mit Hilfe von pro- und antiinflammatorischen Biomarkern

Dissertation zum Erwerb des Doktorgrades

der Humanmedizin an der Medizinischen Fakultät der Ludwig-Maximilians-Universität zu München

Vorgelegt von Alexander Harald Ralf Frank

aus Bad Kreuznach

2017

Mit Genehmigung der Medizinischen Fakultät der Universität München

Berichterstatter: Prof. Dr. med. Eugen Faist Mitberichterstatter: Priv.-Doz. Dr. med. Michael Kasparek

Prof. Dr. med. Florian Löhe

Mitbetreuung durch den

promovierten Mitarbeiter: Dr. med. Florian Bösch

Dekan: Prof. Dr. med. dent. Reinhard Hickel Tag der mündlichen Prüfung: 16. März 2017

Inhaltsverzeichnis

1. EINLEITUNG ....................................................................................................... 1

1.1. Zielsetzung und Fragestellung ............................................................................................................... 1

1.2. Anatomischer und physiologischer Überblick über das Peritoneum ................................................. 2

1.3. Das akute Abdomen ................................................................................................................................ 5

1.4. Pathophysiologischer Überblick über die Peritonitis .......................................................................... 7

1.5. SIRS und Sepsis ...................................................................................................................................... 9

1.6. Das Immunsystem ................................................................................................................................. 10 1.6.1. Das unspezifische Immunsystem ....................................................................................................... 10 1.6.2. Das spezifische Immunsystem ........................................................................................................... 12

1.7. Regulatorische T-Zellen (Tregs) .......................................................................................................... 13

1.8. Endotoxin .............................................................................................................................................. 16

1.9. Interleukin-6 .......................................................................................................................................... 18

1.10. C-reaktives Protein ............................................................................................................................... 19

1.11. Procalcitonin ......................................................................................................................................... 19

1.12. Humanes Leukozyten Antigen-antigen D related .............................................................................. 20

1.13. Transforming Growth Factor β ........................................................................................................... 20

1.14. Interleukin-10 ........................................................................................................................................ 21

2. METHODEN UND MATERIAL .......................................................................... 22

2.1. Geräte und Materialien ........................................................................................................................ 22

2.2. Studienablauf ........................................................................................................................................ 24

2.3. Blutentnahme und Datenerhebung ..................................................................................................... 26

2.4. Endotoxin-Bestimmung ........................................................................................................................ 27

2.5. Isolieren und Einfrieren der PBMCs .................................................................................................. 28

2.6. Durchflusszytometrie............................................................................................................................ 29 2.6.1. Bestimmung der monozytären HLA-DR-Expression ........................................................................ 29 2.6.2. Bestimmung der T-Zell-Populationen ................................................................................................ 30

2.7. Zytokin-Bestimmung ............................................................................................................................ 33 2.7.1. BioPlex®............................................................................................................................................ 33 2.7.2. Bestimmung der Zytokine IL-10 und TGF-β ..................................................................................... 34

3. ERGEBNISSE ................................................................................................... 36

3.1. Allgemeines ............................................................................................................................................ 36

3.2. Deskriptive Datenanalyse ..................................................................................................................... 38 3.2.1. Demographie ...................................................................................................................................... 38 3.2.2. SIRS, Sepsis und Peritonitis ............................................................................................................... 40 3.2.3. Verweildauer in der Klinik und auf der Intensivstation ..................................................................... 40

3.3. Beschreibung des Verlaufes der einzelnen Parameter über den untersuchten Zeitraum .............. 42 3.3.1. Ohne Subgruppenbildung .................................................................................................................. 42 3.3.2. Vorhandenseins einer Peritonitis........................................................................................................ 47 3.3.3. Vorhandenseins einer Perforation ...................................................................................................... 57 3.3.4. Vorhandensein einer systemischen Immunreaktion (SIRS/Sepsis).................................................... 66

3.4. Beschreibung des Unterschiedes der untersuchten Parameter zum Normwert bzw. zur

Kontrollgruppe .................................................................................................................................................... 76 3.4.1. Ohne Subgruppenbildung .................................................................................................................. 76 3.4.2. Vorhandenseins einer Peritonitis........................................................................................................ 80 3.4.3. Vorhandenseins einer Perforation ...................................................................................................... 89 3.4.4. Vorhandensein einer systemischen Immunreaktion (SIRS/Sepsis).................................................... 98

3.5. Korrelation mit der Krankenhausverweildauer und der Intensivverweildauer ........................... 108 3.5.1. Korrelation mit der Krankhausverweildauer .................................................................................... 108 3.5.1.1. Ohne Subgruppenbildung ............................................................................................................ 108 3.5.1.2. Vorhandensein einer Peritonitis .................................................................................................. 112 3.5.1.3. Vorhandensein einer Perforation ................................................................................................. 118 3.5.1.4. Vorhandensein einer systemischen Immunreaktion (SIRS/Sepsis) ............................................. 124 3.5.2. Korrelation mit Intensivverweildauer .............................................................................................. 130 3.5.2.1. Ohne Subgruppenbildung ............................................................................................................ 130 3.5.2.2. Patienten mit Peritonitis .............................................................................................................. 135 3.5.2.3. Patienten mit Perforation ............................................................................................................. 138 3.5.2.4. Vorhandensein einer systemischen Immunreaktion (SIRS/Sepsis) ............................................. 142

4. DISKUSSION .................................................................................................. 145

5. ZUSAMMENFASSUNG .................................................................................. 153

TABELLENVERZEICHNIS .................................................................................... 155

ABBILDUNGSVERZEICHNIS ................................................................................ 156

LITERATURVERZEICHNIS ................................................................................... 164

ABKÜRZUNGSVERZEICHNIS .............................................................................. 167

DANKSAGUNG ..................................................................................................... 169

LEBENSLAUF ....................................................................................................... 170

EIDESSTATTLICHE VERSICHERUNG ................................................................. 172

Einleitung

1

1. Einleitung

1.1. Zielsetzung und Fragestellung

Die interventionsbedürftige intraabdominelle Infektion, beziehungsweise das akute Abdomen

sind schwerwiegende und leider noch immer nicht einfach zu diagnostizierende

Erkrankungen. Nur durch ein interdisziplinäres Management können darunter leidende

Patienten schnellstmöglich einer Therapie zugeführt werden, oft verbunden mit einer langen

Behandlungsdauer auf Intensiv- und Normalstation. Das Zusammenspiel von

immunoinflammatorischen Faktoren, die entweder pro- oder antiinflammatorisch sein

können, ist ausschlaggebend für den Verlauf. Es gibt in der klinischen Routine etablierte

laborchemische Entzündungsparameter, die anzeigen, in wie weit sich der

Gesundheitszustand des Patienten zum Positiven oder Negativen verändert. Die

Wahrscheinlichkeit, ob eine Re-Intervention notwendig ist oder nicht, kann aber nicht am

Verlauf der Parameter abgelesen werden. Des Weiteren werden in der klinischen Diagnostik

antiinflammatorische Laborparameter selten berücksichtigt. Es wäre daher von großem

klinischem Nutzen, eine Auswahl an Biomarkern zu etablieren, welche eine prognostische

Abschätzung in Hinblick auf die Behandlungsdauer und mögliche Komplikationen geben

könnten.

In dieser Arbeit sollen dafür die Grundlagen geschaffen werden, um in weiteren Studien mit

einer höheren Zahl an Teilnehmern eventuelle Prognosefaktoren beschreiben zu können. Im

Rahmen der Studie wurden bei Patienten mit interventionsbedürftiger intraabdomineller

Infektion die proinflammatorischen Routineparameter C-reaktives Protein (CRP),

Procalcitonin (PCT) und Interleukin-6 (IL-6), sowie der proinflammatorische Marker

Endotoxin, und die antiinflammatorischen Biomarker Transforming growth factor β (TGF-β)

und Interleukin-10 (IL-10) bestimmt. Um die zelluläre Komponente der Immunantwort

messen zu können, wurden regulatorische T-Zellen sowie der allgemein auf die immun-

modulatorische Aktivität hinweisende Marker Human leukocyte antigen-DR (HLA-DR) im

Serum ermittelt.

Die Analyse verfolgt dahingehend der Beantwortung folgender Fragen:

o Besteht ein Zusammenhang zwischen den pro- und antiinflammatorischen Biomarkern

und der Behandlungsdauer auf Intensivstation respektive Klinik?

o Wie ist der Verlauf bei komplizierter und unkomplizierter Klinik zu beschreiben?

Einleitung

2

In weiterführenden Studien sollen diese Ergebnisse verifiziert und Anhand der Daten

prognostische Tools zur Diagnostik des akuten Abdomens etabliert werden.

1.2. Anatomischer und physiologischer Überblick über das

Peritoneum

Der Bauch- und Beckenraum wird nach kranial durch das Zwerchfell, nach kaudal durch die

Beckenbodenmuskulatur und Teile des Beckens begrenzt. Die ventrale und laterale

Abdominalwand wird von den geraden und schrägen Bauchmuskeln sowie im unteren Teil

von den Beckenschaufeln gebildet. Dorsal befinden sich die Wirbelsäule und die

Rückenmuskulatur. Der Bauch-Becken-Raum lässt sich in unterschiedlicher Weise gliedern:

o nach dem Verlauf des Peritoneums und dessen Beziehung zu den inneren Organen

o durch die Unterteilung in Stockwerke

o durch die Unterteilung in Quadranten (Abb. 1)

o durch die Unterteilung in frontale Schichten.

Aufgrund der Bedeutung des Peritoneums für das akute Abdomen, wird auf erste Unterteilung

im Folgenden näher eingegangen.

Der Intraperitonealraum ist im eigentlichen Sinne kein Raum oder Höhle, sondern eine

Einheit sich immer wieder verändernder Verschiebespalten, welche sich zwischen dem

viszeralen und parietalen Blatt oder den viszeralen Blättern des Peritoneums bilden. Der

Extraperitonealraum kann je nach Lage nochmals unterteilt werden in einen

Retroperitonealraum (zwischen dorsaler Wand und parietalem Peritoneum ventral) und einen

Subperitonealraum (retroinguinal und retropubisch) [1]. Daraus ergeben sich die für die

inneren Organe typischen Lageverhältnisse (Tab. 1). Das Peritoneum selbst ist eine etwa 2 m2

messende, seröse Haut, welche sich in ein viszerales und ein parietales Blatt aufgliedert.

Ersteres umhüllt die intraperitoneal gelegenen Organe, letzteres kleidet die Bauch- und

Beckenhöhlenwände aus.

Einleitung

3

Tab. 1 Lagebeziehungen der inneren Organe zum Peritoneum (nach [1]).

Lage Organ

intraperitoneal Magen, Jejunum, Ileum Colon transversum, Colon sigmoideum Leber, Milz

extraperitoneal retroperitoneal primär: Niere, Nebenniere, Ureter sekundär: Pankreas, Duodenum, Colon ascendens, Colon descendens

subperitoneal Harnblase, Rektum Mann: Prostata, Glandula vesiculosa Frau: Cervix uteri

Abb. 1 Mediansagittalschnitt durch den Körper mit Markierung der Peritonealhöhle und der mit ihr in

Beziehung stehenden Organe [1].

Ständig wird Peritonealflüssigkeit durch das Peritoneum produziert und resorbiert. Dieses

Transsudat dient unter anderem der besseren Verschieblichkeit der Organe untereinander. In

der Gesamtmenge enthält die Peritonealhöhle weniger als 100 ml seröser Flüssigkeit mit

insgesamt weniger als 3 Gramm Gesamtprotein pro Deziliter [2]. Dabei verhält sich das

Peritoneum als semipermeable Membran. Diesen Umstand macht man sich bei der

Peritonealdialyse oder ventrikuloperitonealen Shunts therapeutisch zu Nutze [2, 3].

Subdiaphragmatisch gelegene intermesotheliale Öffnungen, auch Stomata genannt, mit einem

Durchmesser von 8 bis 12 µm verbinden den Intraperitonealraum mit dem

Lymphabflusssystem [2, 4].

Einleitung

4

Die Drainage der Peritonealflüssigkeit erfolgt in Richtung physiologischer Spalten und

Räume. Dabei verhält sich das Zwerchfell als eine Art Pumpe, das bei Relaxation einen

Unterdruck erzeugt und die Peritonealflüssigkeit in Richtung subdiaphragmal in die Stomata

zieht. Bei Kontraktion wird die Lymphflüssigkeit in Richtung Mediastinum gedrückt. Ein

weiterer Drainageweg führt der Schwerkraft folgend in Richtung Becken [1, 2, 5]. Über die

Lymphgefäße und schließlich über den Ductus thoracicus wird die resorbierte

Peritonealflüssigkeit zum linken Venenwinkel transportiert und dem Gesamtkreislauf

zugeführt [6]. Auch kleinere Partikel oder Bakterien können durch die Stomata über den

Lymphfluss in den Blutkreislauf gelangen [2].

Abb. 2 Drainageräume innerhalb der Peritonealhöhle (nach [1]).

Einleitung

5

1.3. Das akute Abdomen

Das akute Abdomen benennt einen Symptomkomplex mit typischer Charakteristik, wie er

erstmals 1915 beschrieben wurde [7]. Seine Ätiologie ist vielfältig doch meistens

lebensbedrohlich und bedarf oft der chirurgischen Intervention, was es vom unklaren

Abdomen unterscheidet (Tab. 2).

Tab. 2 Auswahl an Ursachen für ein akutes Abdomen [8].

Lokalisation Ursache

Intraperitoneal o Entzündungen (Appendizitis, Cholezystitis, etc.) o Ileus o Trauma o Perforation/Peritonitis o Intraabdominelle

Blutungen/Durchblutungsstörungen o Ulcera, bzw. Ulcus-Perforation o Gynäkologische Erkrankungen o Tumoren

retroperitoneal o Pankreatitis o Urologische Erkrankungen o Lymphatische Erkrankungen o Gefäßchirurgische Erkrankungen

Eine schnelle und richtige Risikoeinschätzung kann daher von existenzieller Bedeutung für

den Patienten sein. Der typische Symptomkomplex besteht aus abdominellen Schmerzen,

Peritonitis mit Störung der Peristaltik und der Kreislauffunktion [9]. Je nach Lokalisation und

Schmerzcharakteristik müssen gezielte differentialdiagnostische Überlegungen angestellt

werden (Abb. 3 und Tab. 4). Oft strahlen Bauchschmerzen aus, was wichtige Hinweise geben

kann. Beispielsweise ist ein Schmerz in der rechten Schulter bei akuter Cholezystitis typisch

und man spricht hierbei von Head-Zonen.

Zur Diagnosesicherung des akuten Abdomens ist eine vollständige und gründliche

Untersuchung des Patienten unerlässlich [8]. Ebenso wichtig ist eine gezielte Anamnese.

Nach erfolgter körperlicher Untersuchung wird Blut für Laboruntersuchungen abgenommen

und der Patient gegebenenfalls der bildgebenden Diagnostik zugeführt. Allerdings ist das

komplette Krankheitsausmaß meist erst intraoperativ ersichtlich.

Die Akutversorgung bei Verdacht auf akutes Abdomen hat zum Ziel die Vitalparameter des

Patienten aufrecht zu erhalten und die Zeit bis zur endgültigen Diagnose und Therapie zu

überbrücken. Sollte eine operative Therapie angestrebt werden, so muss unmittelbar nach der

Indikationsstellung die Dringlichkeit festgelegt werden (Tab. 3).

Einleitung

6

Tab. 3 Dringlichkeiten bei operativer Therapie des akuten Abdomens [10].

Zeitpunkt Beispiel

Sofort-OP Hohlorganperforation, Stichverletzungen, rupturiertes Aortenaneurysma, Mesenterialinfarkt

Notfall-OP (innerhalb 2 Stunden) Peritonitis, perforierte Appendizitis

dringliche OP (innerhalb von 6 Stunden)

Akute Peritonitis, akute Cholezystitis (mit Perforationsgefahr), mechanischer Ileus

Frühelektive OP (innerhalb 48 Stunden)

Akute Cholezystitis, akute Divertikulitis (jeweils ohne Perforationsgefahr)

Elektive OP (nach mehr als 72 Stunden)

Akute Cholezystitis oder akute Divertikulitis bei Besserung unter konventioneller Therapie

Tab. 4 Differenzialdiagnosen nach Schmerzcharakter [10].

Schmerzcharakter Mögliche Ursache

Kolikartige Schmerzen (mit schmerzfreien Intervallen)

Gallensteinkolik, mechanischer Ileus, Uretersteinkolik

Entzündungsschmerz (in Intensität zunehmend)

Appendizitis, Cholezystitis, Pankreatitis, Divertikulitis

Perforationsschmerz (perakuter Beginn mit Peritonitiszeichen)

Ulkusperforation

Darmischämieschmerz (akuter Beginn, danach relative Besserung, Peritonitiszeichen)

Mesenterialinfarkt, Volvulus

Einleitung

7

Abb. 3 Differenzialdiagnosen nach abdomineller Schmerzlokalisation [10]

1.4. Pathophysiologischer Überblick über die Peritonitis

Die Bauchfellentzündung wird in drei Gruppen unterteilt (Tab. 5) [11-14]:

o primär

o sekundär

o tertiär

Dabei erfolgt das Aufflammen der Entzündung über eine lokalisierte Aktivierung

verschiedener Mediatorkaskaden. Die Zusammensetzung der Peritonealflüssigkeit und der des

Blutes ist während dieser Periode sehr unterschiedlich, obwohl diese beiden Kompartimente

über die Stomata (siehe oben) und die Lymphflüssigkeit in Verbindung stehen. Dies

unterstreicht die Barrierefunktion des Bauchfells [13].

Der natürliche Abwehrmechanismus des Peritoneums besteht im Wesentlichen aus drei

verschiedenen Komponenten: die schnelle Absorption von bakteriellem Material über die

Stomata, dessen Zerstörung durch Komplement-Aktivierung und Phagozytose, und durch die

Lokalisation der Infektion durch Bildung eines Abszesses [2].

Einleitung

8

Tab. 5 Definitionen der Peritonitisformen nach [11-14].

Definition

primäre Peritonitis Peritonitis, ausgelöst durch hämatogene, lymphogene und luminale Einwanderung von pathogenen Keimen oder Toxinen in die Peritonealhöhle

sekundäre Peritonitis

Peritonitis, aufgrund von peritonealer Kontamination durch Makro- oder Mikroperforation von Hohlorganen

tertiäre Peritonitis persistierende Peritonitis nach Intervention

Die Abszessbildung geschieht unter anderem durch das „Ausschwitzen“ von Fibrin und die

Anheftung des Omentums an Dieses. Neben dem Komplementsystem wird außerdem die

Wichtigkeit der zellulären Abwehr hervorgehoben, wenn man sich vor Augen hält, dass in der

akuten Inflammation mehr als 3000 neutrophile Granulozyten pro mm3 in die Peritonealhöhle

einwandern. Unter physiologischen Bedingungen befinden sich ca. 300 neutrophile

Granulozyten pro mm3 intraperitoneal [2].

Die wichtigsten Pathogene bei der bakteriellen Peritonitis sind in der Darmflora

vorkommende, vor allem gram-negative Bakterien. Das von ihnen exprimierte Endotoxin ist

ein potenter Trigger des Immunsystems. Dabei senkt eine induzierte Endotoxin-Toleranz die

Mortalitätsrate in Tieren mit bakterieller Peritonitis [13]. Es sei allerdings auch zu erwähnen,

dass nur in etwa 25 % der intraoperativen Abstriche ein mikrobiologischer Keimnachweis

gelingt [13].

Neben Mikroorganismen (Bakterien und auch Pilzspezies) gibt es noch weitere Faktoren, die

eine Peritonitis auslösen können. Dabei handelt es sich neben Gallenflüssigkeit auch um

Hämoglobin. Diese beiden Faktoren scheinen synergistisch auf zum Beispiel Escherichia coli

zu wirken und verstärken dessen pathogene Wirkung. Galle allein bewirkt eine

Mastzelldegranulation, eine Schrankenstörung der peritonealen mesenchymalen Zellen und

eine Beeinträchtigung der neutrophilen Granulozyten.

Zu Letzt muss auch intraoperativ eingebrachtes Biomaterial oder auch Nähte als

Ausgangspunkt einer potentiellen Peritonitis angesehen werden.[2]

Einleitung

9

1.5. SIRS und Sepsis

Das „Systemic Inflammatory Response Syndrome“ (SIRS) ist definiert als das Vorhandensein

mindestens zwei der folgenden Kriterien:

o Temperatur > 38,0° C oder < 36,0° C

o Herzfrequenz > 90/min

o Atemfrequenz > 20/min oder PaCO2 < 32 mmHg

o Leukozyten > 12 G/l, < 4 G/l oder > 10 % unreife Vorläuferzellen.

Sollten die oben genannten Kriterien auf Grund einer Infektion auftreten, so wird von einer

Sepsis gesprochen. Ist die Sepsis mit einer Organdysfunktion vergesellschaftet spricht man

von einer schweren Sepsis, wenn eine Schocksymptomatik hinzukommt von einem septischen

Schock [15]. In den USA lieg die Inzidenz der Sepsis bei circa 300 Fällen pro 100000

Einwohner. Je nach Schweregrad liegt die Mortalität bei septischen Patienten bei bis zu 30 %,

bei schwerer Sepsis bis 50 % und bei septischen Schock bei bis zu 80 % [16]. In Deutschland

bewegt sich die Prävalenz bei circa 12,4 % für Sepsis und 11,0 % für schwere Sepsis

(inklusive septischem Schock). Daraus ergibt sich eine geschätzte Inzidenz von 85 Sepsis-

Fällen pro 100000 Einwohner und 76 Fällen pro 100000 Einwohner von schwerer Sepsis

(gemessen an der erwachsenen Bevölkerung). Auch hierzulande liegt die Mortalität der

schweren Sepsis mit 55,2 % sehr hoch. Dabei steigt die Mortalitätsrate mit dem Alter der

Patienten an [17]. Dies verdeutlicht sehr gut, dass trotz der modernen medizinischen

Versorgung die Sepsis eine ernstzunehmende und schwerwiegende Erkrankung darstellt.

Einleitung

10

1.6. Das Immunsystem

Das Immunsystem bildet die Abwehr des Körpers gegenüber pathogenen Faktoren. Es wird

unterteilt in ein unspezifisches und ein spezifisches Abwehrsystem, d.h. eine Abwehr gegen

fremdes Material im Allgemeinen und im Speziellen. Diese beiden Komponenten gliedern

sich jeweils in eine humorale und in eine zelluläre Abwehr (Tab. 6) [3].

Tab. 6 Komponenten des Immunsystems (nach [3]).

Immunsystem Komponente

Unspezifisch (angeboren) Zellulär o Granulozyten o Monozyten/Makrophagen o Mastzellen o Natürliche Killerzellen (NK-

Zellen)

Humoral o Komplementsystem o Lysozym o Akute-Phase-Proteine o Zytokine

Spezifisch (erworben) Zellulär o B-Lymphozyten o T-Lymphozyten

Humoral o Antikörper o Zytokine

1.6.1. Das unspezifische Immunsystem

Das unspezifische oder angeborene Immunsystem ist allgemein gegen körperfremdes

Material gerichtet. Die Abwehr von pathogenen Mikroorganismen erfolgt vor allem durch

verschiedene Zellen. Bezüglich des in dieser Studie untersuchten Endotoxins wird auf zwei

Zellarten, Monozyten und neutrophile Granulozyten, im Folgenden näher eingegangen.

Monozyten sind mit 5–20 µm die größten der unspezifischen Fresszellen und nach deren

Aktivierung vergrößern sie sich nochmals um das 5-10-Fache [3]. Sie erkennen über Toll-

like-Rezeptoren (TLR) pathogene Keime, phagozytieren diese und töten sie ab. Besonders

erwähnenswert sei in diesem Zusammenhang der TLR4, der durch das Anlagern von einem

Komplex aus Lipopolysaccharid (LPS) und dem korrespondierenden Bindungsprotein an den

LPS-Rezeptor (CD14) aktiviert wird (siehe unten) [18]. Weiter unterstützen die Monozyten

durch Ausschüttung von proinflammatorischen Zytokinen (u.a. IL-1, IL-12, TNF-α) das

Aufflammen der lokalen und/oder systemischen Entzündungsreaktion. Über die Zytokine IL-

12 und TGF-β nehmen sie Einfluss auf die T-Zell-Differenzierung und über die Präsentation

von Antigenen auf Major Histocompatibility Complex-II-Molekülen (MHC-II-Moleküle) auf

der Makrophagenoberfläche auf die Aktivierung von T-Helferzellen.

Einleitung

11

Neutrophile Granulozyten machen den größten Teil der im peripheren Blut vorkommenden

Leukozyten aus. Dabei haften 50 % von ihnen an den Endothelien der Blutgefäße und können

bei Bedarf schnell zur Abwehr rekrutiert werden. Sie werden von Chemotaxinen angelockt,

die nach Eindringen von schädigendem Material ausgeschüttet werden und emigrieren in das

infizierte Gewebe. Dort phagozytieren auch sie Mikroorganismen und Fremdkörper und

bauen diese ab. Des Weiteren generieren sie freie Sauerstoffradikale und schütten diese aus

[3]. Dieser als „respiratory burst“ bezeichnete Vorgang ist Grundlage für das

Nachweisverfahren des Endotoxins (siehe unten).

Eine zentrale Rolle in der humoralen unspezifischen Abwehr spielt das Komplementsystem.

Dieses besteht aus mehreren Proteinen die in ihrer Aktivierung und Funktion kaskadenartig

hintereinandergestellt sind. Sie werden nach der Reihenfolge ihrer Aktivierung benannt (C1

bis C9). Die Komplementfaktoren übernehmen spezifische Aufgaben zum Optimieren einer

schnellen Abwehrreaktion (Tab. 7) [3].

Tab. 7 Funktion des Komplementsystems.

Funktionen des Komplementsystems

o Lyse von Krankheitserregern o Anlocken und Aktivierung verschiedener Leukozyten o Steigerung der Gefäßpermeabilität o Opsonierung von Krankheitserregern durch Anlagerung von C3b an Antigen-

Antikörper-Komplexe

Die Komplementkaskade kann über drei Wege aktiviert werden: den „klassischen“ Weg, den

„Lektin“-Weg und den „alternativen“ Weg.

Der „klassische“ Weg beginnt indem der Komplementfaktor C1 an Antigen-Antikörper-

Komplexe bindet.

Das mannanbindende Lektin (MBL) wird als Akute-Phase-Protein von der Leber

synthetisiert. Es bindet an Mannoseresten auf der Oberfläche von Bakterien. Nach der

Bindung werden Serinproteasen aktiviert, die die Komplementkaskade in Gang setzen und

aktiviert somit den „Lektin“-Weg.

Der „alternative“ Weg beginnt spontan und steht damit jederzeit und nicht erst nach

vermehrter Synthese von Antikörpern oder MBL zur Verfügung- Er wird an

Fremdoberflächen verstärkt und an körpereigenen Zellen gehemmt.

Alle drei Wege führen zu membrangebundenem C3b. Dieses wirkt als C5-Konvertase und

spaltet C5 in C5a und C5b. Nach Aktivierung weiterer Komplementfaktoren wird schließlich

Einleitung

12

C9 aktiviert. Mehre dieser C9-Faktoren bilden zusammen den Membran-Angriffs-Komplex,

eine Pore in der pathogenen Zellwand, die zur Lyse und somit zum Tod der Zelle führt [19].

Der aktivierte Komplementfaktor C3b nimmt somit eine zentrale Stellung in der

Komplementkaskade ein und ist in dieser Studie ein wichtiger Faktor im in dieser Studie

durchgeführten Endotoxin Activity Assay (EAA™).

1.6.2. Das spezifische Immunsystem

Das spezifische oder adaptive Immunsystem geht gezielt gegen bestimmte Pathogene vor,

wobei die Induktion der Immunantwort beim Erstkontakt mit einem potentiell schädlichen

Keim etwas länger dauert als bei der angeborenen Abwehr. Allerdings zeichnet sich die

erworbene Abwehr in der Ausbildung eines Immungedächtnisses aus. Daher stehen beim

Zweitkontakt die spezifischen Komponenten sofort zur Verfügung. Auch dieses System wird

in eine zelluläre und eine humorale Komponente aufgeteilt (Tab. 6) [3].

Im zellulären Arm der spezifischen Abwehr spielen T-Zellen eine zentrale Rolle, da sie nicht

nur Pathogene erkennen, sondern auch die Weichen für die antigenbezogene Abwehr stellen.

T-Zellen gehen zunächst als CD4- und CD8- Zellen aus dem Knochenmark hervor und

wandern in den Thymus ein. Auch der T-Zell-Rezeptor („T-cell-receptor“, TCR) fehlt ihnen

bislang und wird erst dort durch Gen-Rekombination synthetisiert. In weiteren

Proliferationsschritten entstehen dann sogenannte doppelt positive Thymozyten. Neben CD4

und CD8 tragen sie nun auch den T-Zell-Rezeptor auf ihrer Oberfläche. Da die Expression

fehlerhaft synthetisierter Rezeptoren schwerwiegende Folgen für das Immunsystem und damit

den gesamten Organismus hat, sei es durch die Entwicklung einer Autoimmunität oder durch

eine nicht effiziente Abwehr gegenüber Pathogenen, unterliegt die T-Zell-Reifung einer

strengen Kontrolle. T-Zellen sind nur durch ihren TCR in der Lage Antigene zu erkennen.

Aus diesem Grund wird bei der positiven Selektion zunächst überprüft, ob überhaupt ein

solcher Rezeptor exprimiert wird. Dazu bindet der TCR an MHC-Moleküle auf

Thymusepithelzellen. Zu stark oder zu schwach bindende T-Lymphozyten werden aussortiert

und in die Apoptose geschickt [19]. Nach diesem Schritt verlieren die T-Zellen einen ihrer

Co-Rezeptoren und sind damit nur noch einfach positiv, das heißt sie tragen entweder CD4

oder CD8.

Als nächstes erfolgt die negative Selektion, bei der überprüft wird, ob die T-Zellen bei

Erkennen von körpereigenem Material aktiviert werden. Zellen die diesen Anforderungen

nicht entsprechen werden ebenfalls in die Apoptose geschickt, der Rest als naive T-Zellen in

Einleitung

13

das Blut entlassen, wo sie in den peripheren lymphatischen Organen für die Aktivierung

bereitstehen [3].

Die Aktivierung der reifen T-Zellen erfolgt über das Erkennen von auf MHC-Molekülen

präsentierten Antigenen. Diese Aufgabe erfüllen spezialisierte antigenpräsentierende Zellen

(zum Beispiel dendritische Zellen). Durch diesen Prozess werden die T-Zellen in T-

Effektorzellen weiterentwickelt. Die Bindung an MHC-I-Moleküle durch CD8+-Zellen

bedingt deren Umwandlung in T-Killerzellen, die Bindung an MHC-II-Moleküle durch CD4+-

Zellen führt zu deren Umwandlung in T-Helferzellen [19].

Nachdem die T-Effektorzellen aus dem Blut in das Gewebe ausgewandert sind, nehmen sie

nach dem zweiten Antigenkontakt ihre Funktion auf. T-Killerzellen sezernieren Perforine und

Serinproteasen und exprimieren Fas-Liganden um infizierte Zellen zu zerstören. T-

Helferzellen induzieren die B-Zell-Reifung und damit die Produktion spezifischer Antikörper

durch Plasmazellen und setzten Zytokine frei, die die Immunreaktion modulieren [3].

1.7. Regulatorische T-Zellen (Tregs)

Regulatorische T-Zellen (Tregs) gehören, ebenso wie die T-Effektorzellen,

antigenpräsentierende Zellen und B-Zellen, zum adaptiven zellulären Immunsystem, auf das

sie immunmodulatorische wirken. Bei den Tregs handelt es sich um eine physiologische

Subpopulation der T-Zell-Reihe. Ihre Hauptaufgabe ist einer überschießenden Immunantwort

entgegen zu wirken und die Generierung einer Autoimmunität zu verhindern [20]. Die

Entwicklung von CD4+CD25+ Tregs wird maßgeblich von der Anwesenheit von Interleukin-2

(IL-2) beeinflusst [20]. Die α-Kette (CD25) des IL-2-Rezeptors wird konstitutiv auf Tregs

exprimiert [21]. Der Hauptteil der Zellen entwickelt sich im Thymus aus Vorläufer-T-Zellen

und deren Aktivierung unter chronischem Einfluss von IL-10 und TGF-β [20, 22]. Genau wie

bei anderen T-Zell-Spezies muss die Unterscheidung von Fremd oder Eigen auch von Tregs

„erlernt“ werden. Dies geschieht durch Bindung des T-Zell-Rezeptors an MHC-Moleküle auf

thymischen Stromazellen, welche mit körpereigenen Proteinen beladen sind. Ist die Bindung

zu groß oder zu gering, werden diese Zellen ausselektiert und in den programmierten Zelltod

geschickt. Allerdings müssen für eine positive Selektion der Tregs höhere Bindungsstärken

mit dem Protein/MHC-Komplex beziehungsweise MHC-II-Molekülen eingegangen werden

als dies bei anderen T-Zell-Arten der Fall ist (Abb. 4).

Die Möglichkeit der peripheren Differenzierung von regulatorischen T-Zellen wurde an

Mäusen mit TCR-Mutation beobachtet. Nach stetiger intravenöser Gabe von kleineren

Einleitung

14

Mengen Antigen erhöhte sich die Konzentration von typischen Treg-Phänotypen und FOXP3

[22]. Dabei lässt sich die De-novo-Entwicklung von Tregs in der Peripherie auch bei

thymektomierten Mäusen mit TCR-Mutation beobachten [21]. Zum Unterschied zu den

thymisch entwickelten CD4+CD25+ Zellen, sezernieren peripher induzierte Tregs höhere

Konzentrationen an IL-10, aber weniger TGF-β.

Der Anteil der im Blutkreislauf flottierenden Tregs liegt bei circa 5-10 % aller CD4+ Zellen

[21]. Nach Emigration verbleiben sie in der Peripherie wo sie die ständige Kontrolle über das

zelluläre Immunsystem übernehmen. Darüber hinaus unterliegt die natürliche

Populationsgröße CD4+CD25+ Tregs einer Entwicklungskontrolle. Aus einem genetisch

disponierten Mangel resultieren schwere immunologische Autoregulationsstörungen,

Autoimmunerkrankungen und Allergien, was in Tierversuchen durch neonatale

Thymektomien gezeigt werden konnte [22]. Als spezifischer Transkriptionsfaktor der

regulatorischen T-Zellen gilt Forkhead Box P3 (FOXP3). Dieses nur in CD25+CD4+ Zellen

vorkommende Protein ist maßgeblich für die suppressive Funktion der Zellen und deren

Entwicklung verantwortlich. Versuche an FOXP3-deletierten Mäusen zeigten eine

Unfähigkeit regulatorischer T-Zellen zu differenzieren, bei Überexpression zeigt sich ein

gegensätzliches Bild [22].

Auch in peripheren regulatorischen Zellen ist FOXP3 der spezifische Marker schlechthin,

allerdings nur zur Abgrenzung zu anderen CD4+CD25+ T-Zellen. Im Gegensatz zu Mäusen,

bei denen FOXP3 nur in thymisch entwickelten Tregs nachzuweisen ist, ist eine

Unterscheidung in thymisch und extrathymisch durch die Expression von FOXP3 beim

Menschen nicht möglich [22].

Zur peripheren Aktivierung der natürlichen Tregs wird die Bindung an den TCR unter

Stimulation mit IL-2 benötigt. Einmal aktiviert kann die Suppression auch Antigen-

unspezifisch ablaufen. Die modulatorischen Mechanismen sind noch nicht im Ganzen geklärt,

allerdings scheint es zwei Wege zu geben, wie Tregs das Immunsystem beeinflussen. Dies

geschieht entweder durch die Expression von Oberflächenproteine bei Zell-Zell-Kontakten

oder durch die Sekretion von Mediatoren. Zu den exprimierten Proteinen gehören das

zytotoxische T-Lymphozyten-assoziierte Antigen 4 („Cytotoxic T Lymphocyte-associated

antigen 4“, CTLA-4) und das Glukokortikoid-induzierte TNF-Rezeptor-Familie-verwandte

Gen („glucocorticoid-induced TNF receptor family-related gene“, GITR) [21]. Die beiden

sekretorischen Kernfaktoren sind TGF-β und IL-10 [21].

Einleitung

15

Abb. 4 Differenzierungsschema Tregs (modifiziert nach [22],[20]).

Regulatorische T-Zellen spielen in vielen Bereichen humaner Erkrankungen eine Rolle. So

wurde bei Kindern mit Mutationen im IL-2-Rezeptor-Gen ein kompletter Funktionsverlust

von CD25 festgestellt. Dies führt bei diesen Patienten zu Pneumonien mit dem

opportunistischen Erreger Zytomegalievirus (CMV) als Zeichen eines geschwächten

Immunsystems. Dieser Defekt ließ sich durch Knochenmarktransplantation behandeln [21].

Kortikosteroide haben eine hohe antiinflammatorische Wirkung und es scheint, dass es bei

der therapeutischen Anwendung nicht nur zu einer direkten Beeinflussung des Immunsystems

kommt sondern auch zu einer zellulär gesteuerten Modulation. In vitro Stimulation von

CD4+CD25+ Tregs mit Kortikosteroiden führt zu einer Hochregulation von FOXP3 und damit

zu einem immunmodulatorischen Funktionszuwachs [21]. Auch bei Autoimmunerkrankungen

wie Multiple Sklerose spielen Tregs eine pathophysiologische Rolle. Hier ist zwar die Anzahl

der Zellen im peripheren Blut normal, doch die suppressive Aktivität ist vermindert. Anders

verhält es sich bei rheumatoider Arthritis, bei der die Funktion der modulatorischen Zellen

nicht vermindert ist, sondern nur die Proliferation der Effektorzellen gehemmt ist [21]. Bei

Infektionskrankheiten spielen CD4+CD25+ Zellen ebenfalls eine wichtige Rolle. Es besteht

eine inverse Korrelation zwischen der Anzahl an modulatorischen Zellen und der

Einleitung

16

Leberschädigung bei Hepatitis-C Patienten. Auch bei gastrointestinalen Infektionen scheinen

regulatorische T-Zellen eine entscheidende Rolle zu spielen. In einem Kolitis-Mausmodell

konnte die T-Effektorzell-Antwort nach Transfer von Tregs in immungeschwächte Tiere in

Schach gehalten werden [21].

Regulatorische T-Zellen exprimieren auf ihrer Oberfläche selektiv verschiedene Varianten des

Toll-like Rezeptors (TLR), TLR-4, TLR-5, TLR-7 und TLR-8. Endotoxin bindet dabei an den

Toll-like Rezeptor 4 und fördert die suppressive Aktivität der Tregs. Im Gegensatz dazu greift

IL-6 hemmend in die Immunmodulation der Tregs ein. Der Effekt der Immunsuppression ist

maßgeblich vom Zeitpunkt der Aktivierung und dem Verhältnis der FOXP3+ Zellen zu den

Effektor-T-Zellen abhängig [23]. So zeigte sich im Sepsis-Mausmodell („cecal ligation and

puncture“, CLP) eine signifikante Verbesserung des Überlebens in Abhängigkeit von der

Menge an transferierten Tregs [20]. Darüber hinaus ändert sich die Anzahl der CD4+CD25+

Tregs nach schwerer Verletzung und Erkrankung sowohl bei der Maus als auch beim

Menschen. Es wird vermutet, dass die Sensitivität der Tregs für proapoptotische Stimuli in

solchen Situationen herabgesetzt wird [20].

1.8. Endotoxin

Das Endotoxin, oder Lipopolysaccharid (LPS) ist in der äußeren Zellmembran von gram-

negativen Bakterien lokalisiert. Es besteht aus drei Hauptbestandteilen, welche je nach

Bakterienart unterschiedlich aufgebaut sein können: dem O-Polysaccharid, dem „Core-

Oligosaccharid“ und dem Lipid A. Letzteres ist für die toxische Wirkung verantwortlich [24]

(Abb. 5).

Die Freisetzung des Endotoxins erfolgt durch den Zerfall der Mikroorganismen, der durch

eine antibiotische Therapie, einer immunologischen Antwort oder durch Teilung der

Bakterien hervorgerufen wird. Haupteffektorzelle des Endotoxins ist der Monozyt [24], aber

auch die Wirkung auf Zellen des adaptiven Immunsystems wurden beschrieben [20]. Nach

Bindung des LPS an das Lipopolysaccharid-bindende Protein (LBP) erfolgt die Bindung

dieses LPS/LBP-Komplexes an den Endotoxin-Rezeptor der T-Zelle (CD14). LBP ist ein

Akute-Phase-Protein und wird in der Leber gebildet. Da CD14 keine intrazelluläre Domäne

besitzt, erfolgt die Transduktion mit Hilfe des Toll-like-Rezeptors 4 (TLR4).

Einleitung

17

Abb. 5 Struktur des Endotoxins [24].

Über mehrere Schritte (Abb. 6) wird schließlich der Transkriptionsfaktor Nukleärer Faktor

kappa B (NF-κB) aktiviert, der die Produktion und Ausschüttung proinflammatorischer

Zytokine wie Tumor-Nekrose-Faktor-α (TNF-α) und Interleukin-1 (IL-1) vorantreibt.

Diese Zytokine führen zu den üblichen Infektionssymptomen wie Fieber, Schüttelfrost,

Kopfschmerz, Myalgien, Übelkeit, Leukozytose, Hypoglykämie, Dyspnoe und Hypotension

bis zum Schock.

Die Messung des Endotoxins kann durch verschiedene Methoden erfolgen. Derzeit am

häufigsten zur Anwendung kommt die Bestimmung des Endotoxins mittels Limulus-

Amöbozyten-Lysat (LAL-)-Test. In dieser Studie wurde allerdings die Verwendung eines

moderneren und innovativeren Nachweisverfahrens favorisiert: das Endotoxin Activity Assay

(EAA™).

Das Lipopolysaccharid wird relativ schnell an verschiedene Blutbestandteile gebunden, zum

Beispiel LBP, High-Density-Lipoprotein (HDL) oder den Endotoxin-Rezeptor CD14. Im

Gegensatz zum LAL-Test kann mittels des EAA™ sowohl das ungebundene, als auch das

gebundene Endotoxin gemessen werden. Daher besitzt dieses Nachweisverfahren eine höhere

Sensitivität und Spezifität. Durch die Zugabe verschiedener Reagenzien beim LAL-Test kann

dieser Nachteil ausgeglichen werden. Da die zusätzlichen Manipulationen allerdings zu einem

erhöhten Kontaminationsrisiko führen und die Durchführung von 90 bis 120 Minuten

verlängern, kommt dieser Test nicht zur Anwendung. Beim EAA™ liegt schon etwa 30 min

nach Probenasservierung das Ergebnis vor [25].

Einleitung

18

Abb. 6 Signalkaskade im Monozyten nach Endotoxin-Bindung [14].

1.9. Interleukin-6

Interleukin-6 wirkt innerhalb des Immunsystems zum einen als endogenes Pyrogen

(Temperaturänderungen nach Verbrennung oder während einer akuten Infektion [26, 27]),

zum anderen als eine Art Botenstoff, welcher aus beschädigtem Gewebe ausgeschüttet wird

und die Leber zur Produktion von Akute-Phase-Proteinen anregt. Außerdem stellt IL-6 eine

Art Schnittstelle zwischen erworbener und angeborener Abwehr dar. Dies wird deutlich wenn

man die direkte Wirkung von Interleukin-6 auf Abwehrzellen genauer betrachtet. Zum

Beispiel kommt es zu einer vermehrten Rekrutierung von Leukozyten, einer höheren

Differenzierungsrate von Monozyten zu Makrophagen und auch zu einer verringerten

Apoptose von T- und B-Lymphozyten [28]. Fibroblasten und Endothelzellen, sowie Zellen

des Monozyten-Makrophagen-Systems produzieren IL-6 nach Stimulation durch IL-1β oder

TNF-α. Besonders bei bakteriellen Infektionen kommt es zu erhöhten Plasmaspiegeln,

unabhängig davon ob die Entzündung von gram-negativen oder gram-positiven Erregern

ausgelöst wurde.

Einleitung

19

Des Weiteren scheint das Zytokin einen Einfluss auf die Hämodynamik zu haben. Dies wird

aus der signifikant erhöhten Konzentration bei Patienten mit septischem Schock im Gegensatz

zu normotonen Patienten ersichtlich [27]. Auch der direkte Zusammenhang zwischen der IL-6

und CRP wurde schon beschrieben [26].

1.10. C-reaktives Protein

Das C-reaktive Protein (CRP) ist ein von der Leber synthetisiertes, unspezifisches Akute-

Phase-Protein. Zu seinen Hauptaufgaben gehören die Opsonierung von Bakterien und die

Aktivierung von Komplement. Einer der Hauptstimulatoren der CRP-Produktion ist

Interleukin-6. Im klinischen Alltag wird CRP routinemäßig als laborchemischer

Entzündungsmarker herangezogen. Innerhalb der akuten Entzündungsphase (12-24 Stunden

nach Infektion) kann die Konzentration bis zum 1000-fachen Wert ansteigen [12]. Daher wird

in der Diagnostik des akuten Abdomens CRP als Marker für den Grad der Entzündung

eingesetzt. Allerding wiesen Meyer et. al. auf die Tatsache hin, dass CRP alleine nicht zur

Unterscheidung einer selbstlimitierenden Ursache und einer Interventionsbedürftigkeit

ausreichte [29]. Auch bei der akuten Appendizitis wird die Bestimmung von CRP als

diagnostisches Werkzeug eingesetzt. Dies geschieht hauptsächlich wegen der Praktikabilität,

der leichten Durchführbarkeit und der geringen Kosten. Aber auch bei diesem Krankheitsbild

kann alleine durch die Konzentration von CRP im Plasma keine Entscheidung für oder gegen

die Notwendigkeit einer Operation getroffen werden [30].

1.11. Procalcitonin

Procalcitonin (PCT) ist die Vorstufe des Hormons Calcitonin welches von C-Zellen der

Schilddrüse gebildet wird. In anderen Organen (zum Beispiel in der Leber) ist die Produktion

unter physiologischen Bedingungen unterdrückt. Innerhalb einer akuten Infektion wird PCT

dann auch von diesen Geweben synthetisiert. Es wird bei schweren systemischen Infektionen

durch Bakterien, Pilze und Protozoen sezerniert und dient darüber hinaus als prognostischer

Marker bei der SIRS, Sepsis und Multiorgan-Dysfunktionen. Bei nicht-infektiösen, viralen

und autoimmun-bedingten Entzündungen ist kein Anstieg festzustellen [12]. In früheren

Studien konnte gezeigt werden, dass durch den schnellen Anstieg (Peak nach 2-4 Stunden)

und den ebenso schnellen Abfall bei Besserung der Symptomatik bei unter Sepsis, schwerer

Sepsis und septischem Schock leidenden Intensivpatienten, Procalcitonin ein geeigneter

Prognosemarker ist. Genau wie CRP lässt die PCT-Konzentration allerdings keine

Einleitung

20

Rückschlüsse auf die genaue Ursache der Inflammation zu [31]. Allerdings kann anhand des

CRP- und PCT-Wertes eine weitgehende Unterscheidung zwischen viraler und bakterieller

Genese getroffen werden [32].

1.12. Humanes Leukozyten Antigen-antigen D related

Humanes Leukozyten Antigen-antigen D related (HLA-DR) gehört zur Gruppe der MHC-II-

Moleküle und wird auf antigenpräsentierenden Zellen exprimiert. Auf Monozyten ist es das

am meisten exprimierte HLA-Molekül und damit ein wichtiger Faktor der immunologischen

Aktivität. Bei einer Reduktion der monozytären HLA-DR-Expression auf unter 60 % wird

von einer Immunsuppression, bei Werten unter 30 % von einer Immunparalyse gesprochen

[33, 34]. Somit scheint HLA-DR ein gutes Werkzeug zur Evaluierung des Immunstatus zu

sein. In einer Studie über Sepsis und schwere Sepsis unterschieden sich die HLA-DR-

Konzentrationen zwischen den Überlebenden und Nicht-Überlebenden. Außerdem neigen

Patienten mit niedriger HLA-DR-Expression zu einem höheren Risiko für sekundäre

Infektionen [35]. Schon 1990 fanden Hershman et. al. heraus, dass Patienten welche nach

schwerem Trauma verstarben eine geringere HLA-DR-Expression aufwiesen als

Überlebende. Ebenso war der Anstieg der HLA-DR-Expression bei den Verstorbenen

vermindert [36].

1.13. Transforming Growth Factor β

Transforming Growth Factor β (TGF-β) gehört zu einer Gruppe von Zytokinen welche in

vielen Gewebe- und Zellarten exprimiert werden. TGF-β wird unterteilt in TGF-β1, TGF-β2,

und TGF-β3. Schon Palladino et. al. zeigten 1990, dass TGF-β in vitro die HLA-DR-

Expression, die Zytokin-Produktion von IL-6, die T-Zell-Proliferation sowie die Produktion

proinflammatorischer Zytokine herunter reguliert. In vivo konnte eine Hemmung der TNF-α-

Sekretion aber auch der T-Zell-Antwort bestätigt werden [37]. Daraus ergibt sich die

Annahme, dass es sich bei dem Transforming Growth Factor β nicht um ein rein

antiinflammatorisches Zytokin handelt. Auch Letterio und Roberts konnten 1998 diese

Aussage unterstreichen und postulierten, dass sich die Funktion von TGF-β aus dem Kontext

mit den weiteren sezernierten Biomarkern ergibt. Sie fanden auch heraus, dass TGF-β im

Zusammenspiel mit anderen immunmodulatorischen Proteinen wirkt und die pro- und

antiinflammatorischen Einflüsse ausgleicht [38]. Die immunsupprimierende Wirkung konnte

untermauert werden als man herausfand, dass TGF-β1-defiziente Mäuse vermehrt an Herz-,

Einleitung

21

Lungen- und intraabdominellen Infektionen verstarben [39]. Die genauen Mechanismen der

Aktivierung und des Effekts von TGF-β sind allerdings in weiten Teilen noch nicht

verstanden. Jedoch kann die Funktion auf wesentliche Aspekte fokussiert werden:

Zellwachstum, -differenzierung und –überleben [40].

1.14. Interleukin-10

Interleukin-10 (IL-10) ist zusammen mit TGF-β eines der wichtigsten inhibitorischen

Zytokine des Immunsystems. Es hemmt die Reifung von dendritischen Zellen und die

Expression von MHC-II-Molekülen. Vor der Integration in die Familie der Interleukine wurde

IL-10 als Zytokin-Synthese-inhibierender Faktor (Cytokine synthesis inhibitory factor, CSIF)

beschrieben. Dieser Name impliziert die zweite wichtige Funktion des Proteins, die

Drosselung der Synthese der proinflammatorischen Faktoren IL-1, IL-6, IL-12 und TNF-α.

Darüber hinaus ist IL-10 ein Co-Stimulator für die B-Zell-Reifung und beeinflusst ebenso

deren Überlebensdauer [41].

IL-10, genau wie TGF-β, sind darüber hinaus verantwortlich für eine gewisse Toleranz

gegenüber Endotoxin. Mit IL-10 vorbehandelte myeloide Zellen zeigen eine verminderte

Antwort gegenüber LPS und IL-10-Injektionen können vor einem Endotoxinschock schützen

[42]. Es besteht ein Zusammenhang zwischen der Höhe der Serumkonzentration von

Interleukin-10 und der Intensität der Inflammationsantwort, der Krankheitsschwere und dem

Outcome bei Patienten mit Septikämie oder septischem Schock. Darüber hinaus ist es an der

Ausbildung von Autoimmunität und allergischer Reaktionen beteiligt [43].

Methoden und Material

22

2. Methoden und Material

2.1. Geräte und Materialien

o S-Monovette® 9 ml K3E, SARSTEDT AG & Co., Nümbrecht, Deutschland

o S-Monovette® 9 ml Z, SARSTEDT AG & Co., Nümbrecht, Deutschland

o S-Monovette® 3 ml 9NC, SARSTEDT AG & Co., Nümbrecht, Deutschland

o Safety-Multifly®-Kanüle, SARSTEDT AG & Co., Nümbrecht, Deutschland

o Multi-Adapter, SARSTEDT AG & Co., Nümbrecht, Deutschland

o Membran-Adapter, SARSTEDT AG & Co., Nümbrecht, Deutschland

o BD Vacutainer® CPT™, BD, Franklin Lakes, NJ, USA

o BD Vacutainer® Luer-Adapter, BD, Franklin Lakes, NJ, USA

o BD Vacutainer® Einmalhalter, BD, Franklin Lakes, NJ, USA

o Pipetten, Eppendorf Research 10 µl-1000 µl, Eppendorf AG, Hamburg, Germany

o Tischzentrifuge, Hettlich Rotanta/S, Hettlich AG, Bäch, Schweiz

o Tischzentrifuge, Hettlich Rotanta 460R, Hettlich AG, Bäch, Schweiz

o CryoTubes™ Vials 1ml, Nunc A/S, Roskilde, Dänemark

o Incubating Mini Shaker, VWR International LLC, West Chester, PA, USA

o Smartline EAA Luminometer, Berthold Detection Systems GmbH, Pforzheim,

Deutschland

o Vortex VX-100, Labnet International Inc., Edison, NJ, USA

o Vibrofix VN1®, Janke & Kunkel, Staufen im Breisgau, Deutschland

o Mehrfachdispenser, Handy Step, BRAND GmbH & Co. KG, Wertheim, Deutschland

o Pipettenspitzen, epTIPS 0,5-1000 µl, Eppendorf AG, Hamburg, Deutschland

o Pipettenspitzen, TipONE 100-1000 µl, Filter Tips, Starlab GmbH, Ahrensburg,

Deutschland

o Endotoxin Activity Assay® Kit, Spectral Diagnostics Inc., Toronto, Kanada

o Endotoxin Activity Assay Pufferlösung, Spectral Diagnostics Inc., Toronto, Kanada

o Sicherheitssterilwerkbank Klasse II, BSB 6, Flow Laboratories, Meckenheim,

Deutschland

o Thermostat, MGW Lauda MS, MGW Lauda, Lauda-Königshofen, Deutschland

o Durchflusszytometer, COULTER® EPICS XL™ with ADC, Beckman Coulter Inc.,

Fullerton, CA, USA

o Durchflusszytometer, BD FACSCalibur™, BD Biosciences, San Jose, CA, USA

o BD Falcon™ 5ml Round Bottom Tubes, BD Biosciences, San Jose, CA, USA


23

o OptiLyse C Lysing Solution, Beckman Coulter Inc., Fullerton, CA, USA

o Phosphate-buffered-saline (PBS), PAN™ Biotech GmbH, Aidenbach, Deutschland

o Wasserbad, Lauda Dr. R. Wobser GmbH & CO. KG, Lauda-Königshofen,

Deutschland

o Cell Staining Buffer, BioLegend®, San Diego, CA, USA

o FOXP3 Fix/Perm Buffer Set, BioLegend®, San Diego, CA, USA

o Microplate Shaker, IKA®-Werke GmbH & CO. KG, Staufen, Deutschland

o BioPlex® 200, Bio-Rad Laboratories, Hercules, CA, USA

o Bio-Plex Pro™ Human 6-Plex-Assay:

BioPlex® Sample Diluent,

BioPlex® Standard Diluent,

Bio-Plex Pro™ Human Detection AB,

Bio-Plex Pro™ Conjugated Magnetic Beads (IL-1β, IL-4, IL-10, IL-17A, IL-22,

IFNγ),

Bio-Plex Pro™ Standard/Control,

Bio-Plex Pro™ QC Control,

BioPlex® Assay Buffer,

Bio-Plex™ Wash Buffer,

Bio-Plex™ Detection Ab Diluent

Streptavidin PE,

Sterile Filter Plate,

Sealing Tape,

Bio-Rad Laboratories, Hercules, CA, USA

o Bio-Plex Pro™ TGF-β Assay 3-Plex:

BioPlex® Sample Diluent,

BioPlex® Standard Diluent,

Bio-Plex Pro™ Conjugated Magnetic Beads (TGF-β1, TGF-β2, TGF-β3),

Bio-Plex Pro™ TGF-β Detection Antibodies,

Bio-Plex Pro™ TGF-β Standard 3-Plex,

BioPlex® Assay Buffer,

Bio-Plex™ Wash Buffer,

Bio-Plex™ Detection Ab Diluent,

Streptavidin-PE,

Bio-Rad Laboratories, Hercules, CA, USA


24

o Antikörperkonjugate,

IgG1(Mouse)-PC5, Beckman Coulter Inc., Fullerton, CA, USA

IgG1(Mouse)-PE, Beckman Coulter Inc., Fullerton, CA, USA

IgG1(Mouse)-FITC, Beckman Coulter Inc., Fullerton, CA, USA

IgG2a(Mouse)-ECD, Beckman Coulter Inc., Fullerton, CA, USA

anti-HLA-DR-PC5, Beckman Coulter Inc., Fullerton, CA, USA

anti-CD14-ECD, Beckman Coulter Inc., Fullerton, CA, USA

anti-CD45-PC5, Beckman Coulter Inc., Fullerton, CA, USA

anti-CD14-FITC, Beckman Coulter Inc., Fullerton, CA, USA

IgG1(Mouse)-APC, BioLegend®, San Diego, CA, USA

IgG2b(Mouse)-PerCP/Cy5.5, BioLegend®, San Diego, CA, USA

IgG1(Mouse)-PE, BioLegend®, San Diego, CA, USA

IgG1(Mouse)-Alexa Flour® 488, BioLegend®, San Diego, CA, USA

anti-CD127-APC, BioLegend®, San Diego, CA, USA

anti-CD4-PerCP/Cy5.5, BioLegend®, San Diego, CA, USA

anti-CD25-PE, BioLegend®, San Diego, CA, USA

anti-FOXP3-Alexa Fluor® 488, BioLegend®, San Diego, CA, USA

2.2. Studienablauf

Zur Untersuchung des Sachverhaltes wurde eine monozentrische, prospektive Studie

durchgeführt. Nach Erhalt der Unbedenklichkeitsbescheinigung durch die Ethikkommission

der medizinischen Fakultät der Ludwig-Maximilians-Universität wurde mit der

Patientenrekrutierung begonnen.

Die Auswahl der Patienten erfolgte in Zusammenarbeit mit Fachärzten der Klinik für

Allgemein-, Viszeral- und Transplantationschirurgie des Klinikums der Ludwig-Maximilians-

Universität München, Campus Großhadern, unter Berücksichtigung der in Tab. 8

aufgeführten Ein- und Ausschlusskriterien:


25

Tab. 8 Ein- und Ausschlusskriterien.

Einschlusskriterien

o Vorliegen eines operationspflichtigen akuten Abdomens o Alter > 18 Jahre o Gültige Einverständniserklärung

Ausschlusskriterien

o Alter < 18 Jahre o Schwangerschaft o Teilnahme an einer anderen Studie o Verweigerung oder Rücknahme der Zustimmung durch den Patienten oder dessen

Angehörige o Fehlende oder mangelnde Deutschkenntnisse, wodurch das Verständnis der

Patientenaufklärung und deren Einverständnis nicht gewährleistet ist o Unterbringung in einer Anstalt aufgrund behördlicher oder gerichtlicher Anordnung

Die Aufklärung erfolgte stets durch einen erfahrenen Facharzt unter Einholung der

schriftlichen Einwilligung des Patienten.

Die Daten der eingeschlossenen Probanden wurden pseudonymisiert und unter fortlaufender

Nummer archiviert. Der Beobachtungszeitraum erstreckte sich jeweils von Aufnahme- bzw.

OP-Tag (Tag 0) bis zum fünften postoperativen Tag. Zur strukturierten Datenerhebung wurde

die Case-Report-Form der „Endotoxin-Studie“ („Perioperatives Immuno-Monitoring von

Patienten mit operationspflichtiger intraabdomineller Infektion mit dem EAA-Endotoxin-

Test“) zu Hilfe genommen. Darin wurden die Angaben zur Demographie, der einzelnen

Scores zur Klassifizierung der Krankheitsschwere und des Risikoprofils (Tab. 9),

Vitalparameter, die Inflammationsparameter Endotoxin, Interleukin-6, Procalcitonin, C-

reaktives Protein, Leukozyten, Lactat und die klinisch-chemischen Parameter Natrium,

Kalium, Kreatinin, Harnstoff, Bilirubin, Glucose, Hämatokrit, Thrombozyten dokumentiert.

Ferner wurden die Blutgaswerte erfasst, außerdem die mikrobiologischen Befunde,

Informationen über supportive Therapien (Tab. 10) und antibiotische Behandlung sowie

Einteilung der Infektionsschwere in SIRS, Sepsis, schwere Sepsis und septischen Schock.

Tab. 9 Verwendete Scores zur Patienten- bzw. Krankheitsevaluation.

Scores

o Charlson Score o Mannheimer Peritonitis Index (MPI) o Glasgow Coma Scale (GCS) o APACHE II o SOFA


26

Tab. 10 Übersicht über dokumentierte supportive Therapie.

Supportive Therapie

o Nierenersatz-Therapie o Katecholamin-Therapie o Applikation von Blutkonserven o Beatmung

2.3. Blutentnahme und Datenerhebung

Die Blutentnahme erfolgte von Tag 1 bis Tag 5 (Abb. 7) jeweils zwischen 6.30 Uhr und 9.00

Uhr um etwaige Schwankungen durch zirkadiane Rhythmik weitgehend auszuschließen. Die

Blutentnahme an Tag 0 erfolgte direkt nach Einwilligung in die Teilnahme, jedoch stets vor

Therapiebeginn.

Abb. 7 Schema zur Blutentnahme und Datenerhebung.

Die Entnahme erfolgte aus einem etablierten zentralvenösen Zugang, bzw. aus einer

arteriellen Kanüle oder durch Punktion einer peripheren Vene. An jedem Untersuchungstag

wurden ca. 75 ml Blut zusätzlich zur Routineblutentnahme mittels Monovetten und

Vacutainern zur Analyse abgenommen.

Die Bestimmung des Endotoxins und der Monozyten erfolgte direkt nach der Blutentnahme.

Zur Analyse der Treg-Population wurden zunächst die mononukleären Zellen des peripheren

Blutes („Peripheral Blood Mononuclear Cells“, PBMCs) isoliert und bei -80° C eingefroren

um die Tests zu einem späteren Zeitpunkt durchzuführen. Zusätzlich wurden Plasma,

Ethylendiamintetraacetat(EDTA)- und Citrat-Serum eingefroren um diese Proben einer

späteren Analyse zuzuführen.


27

Die klinischen Daten wurden direkt vor oder nach der Blutentnahme erhoben oder

nachträglich aus der Patientenakte entnommen.

2.4. Endotoxin-Bestimmung

Die Endotoxinbestimmung (EAA®) basiert auf dem Prinzip der Chemolumineszenz. Dabei

wird das LPS an einen Antikörper (AK) vom Typ Immunglobulin M (IgM) gebunden,

welcher vom patienteneigenen Komplementsystem (Komplementfaktor C3b) opsoniert wird.

Dieser LPS-AK-C3b-Komplex wird von den im Blut befindlichen neutrophilen Granulozyten

erkannt, woraufhin im sogenannten „respiratory burst“ freie Sauerstoffradikale ausgeschüttet

werden. Es kommt zur Abstrahlung von Lichtenergie welche durch ein Luminometer in

relativen Lichteinheiten gemessen („Relative Light Units“, RLU) gemessen wird.

Jeweils 0,5 ml EDTA-Vollblut werden nach einem festen Pipettierschema (Abb. 8) in ein

Aliquot-Röhrchen und ein Röhrchen mit maximaler LPS-Konzentration (LPS MAX)

pipettiert. Diese werden nach Durchmischung mittels Vortex 10 min inkubiert.

Währenddessen wird in zweimal drei Röhrchen (Röhrchen 1,2 und 3) jeweils 1 ml EAA®-

Pufferlösung gegeben. Nach der Inkubation und erneuter Durchmischung werden 40 µl Blut

aus dem Aliquot-Röhrchen in jeweils zwei Röhrchen mit Pufferlösung (Röhrchen 1 und 2)

und nochmals 40 µl Blut aus dem LPS MAX Röhrchen in jeweils ein Röhrchen mit

Pufferlösung (Röhrchen 3) pipettiert. Nach Durchmischung und nochmaliger Inkubationszeit

von 14 bis 16 min werden die einzelnen Röhrchen nach abermaliger Durchmischung in einem

Luminometer analysiert.

Da es sich bei Endotoxin um ein Bakterienbestandteil handelt, wurden um die

Kontaminationswahrscheinlichkeit zu verringern sterile Filterpipettenspitzen verwendet.


28

Abb. 8 Pipettierschema Endotoxinmessung.

2.5. Isolieren und Einfrieren der PBMCs

Zur Isolierung der PBMCs wird das Blut mit speziellen Vakuum-Röhrchen abgenommen.

Nach Invertieren der Vacutainer® werden diese für 20 min zentrifugiert. Dabei werden

Erythrozyten und Thrombozyten durch eine Geltrennschicht gedrückt und so das Plasma und

die weißen Blutzellen separiert (Abb. 9). Anschließend wird der gesamte Inhalt in 50 ml

Falcon Tubes überführt, mit Phosphatpufferlösung („phosphate buffered saline“, PBS) auf 50

ml aufgefüllt und durchmischt. Nach Zentrifugieren wird dieser Schritt nochmals wiederholt.

Danach wird der Überstand mit einer Pipette verworfen und die abgesetzten PBMCs in 1 ml

Einfriermedium, bestehend aus fetalem Kälberserum (FKS) und Dimethylsulfoxid (DMSO)

(im Verhältnis 1:9), aufgenommen. Dieses Gemisch wird schließlich in Kryoröhrchen

überführt und bei -80° C eingefroren.


29

Abb. 9 Blutprobe eines Probanden im Vacutainer® vor (links) und nach (rechts) Zentrifugation.

2.6. Durchflusszytometrie

Die Durchflusszytometrie („Fluorescence Activated Cell Sorting“, FACS) ist eine Methode

zur Identifizierung und Quantifizierung verschiedener Zellpopulationen in einem flüssigen

Medium. Durch die Reflexion von Laserlicht verschiedener Wellenlänge und dessen

Detektion, werden Größe und Granularität der Zellen gemessen. Des Weiteren können durch

Konjugation von Zellen mit fluoreszierenden Antikörpern einzelne Zellpopulationen

differenziert werden.

2.6.1. Bestimmung der monozytären HLA-DR-Expression

Zur Bestimmung der Monozyten und deren immunmodulatorischer Aktivität werden die

Oberflächen Antigene CD14, CD45 und HLA-DR markiert und analysiert.

In drei 5 ml BD Falcon™ Röhrchen werden jeweils 25 µl EDTA-Blut pipettiert (Abb. 10).

Nach Zugeben der Isotypenkontrollen und der einzelnen Antikörper werden die Proben

mittels Vortex durchmischt und anschließend bei 4° C 15 bis 20 min inkubiert.


30

Abb. 10 Pipettierschema der FACS-Messung der HLA-DR-Expression.

Nach der Inkubation und kurzem Erwärmen auf 37° C im Wasserbad werden zu jedem

Röhrchen einzeln 250 µl Optilyse® zugegeben und abermals 20 sec durchmischt. Dieser

Schritt soll eine homogene Lyse der Erythrozyten gewährleisten. Danach folgt eine 20 min

Inkubation der Proben bei 37° C im Wasserbad und eine 20 min Ruhephase bei

Raumtemperatur im Dunkeln. Vor der Analyse werden in jedes Röhrchen 250 µl PBS

zugegeben.

Die Monozytenpopulation wird im Forward Scatter Channel (FSC) gegen das Side Scatter

Channel (SSC) differenziert. Aus dieser Zellgruppe erfolgt die weitere Analyse der

Oberflächenantigene.

2.6.2. Bestimmung der T-Zell-Populationen

Zur phänotypischen Charakterisierung der regulatorischen T-Lymphozyten wurde, neben dem

T-Zell-Marker CD4 und dem auf aktivierten T-Zellen vorkommende Interleukin-2-Rezeptor

(IL-2R, CD25), der spezifische Treg-Marker FOXP3 und der Interleukin-7-Rezeptor (IL-7R,

CD127) zu Hilfe genommen. Letzterer wird nur auf T-Effektor-Zellen exprimiert und

erleichtert daher deren Unterscheidung.

Zur Quantifizierung der CD4+-, CD8+- und der Tregs werden die vorher eingefrorenen

PBMCs langsam nach einem standardisierten Schema aufgetaut. Dabei wurden die in

Kryoröhrchen eingefrorenen Proben in der Hand erwärmt und durch mehrmaliges Zugeben

und Abziehen von zimmerwarmen PBS in 15 ml des Selbigen überführt. Die Zellen werden

10 min bei Raumtemperatur abzentrifugiert um sie von der Konservierungsflüssigkeit zu


31

trennen. Nach entfernen der Flüssigkeit werden sie in 1 ml PBS aufgenommen, resuspendiert

und zur Zellzählung 20 µl Zellsuspension mit 3 %iger Essigsäure im Verhältnis 1:6 gemischt.

Die Zählung erfolgt unter dem Lichtmikroskop unter Verwendung einer Neubauer-

Zählkammer. Die restlichen Zellen werden nach nochmaliger Zentrifugation und Abkippen

des Überstands mit humanem 10 %igem AB-Serum (im Vorfeld einmal eingefroren und

wieder aufgetaut) 20 min bei Raumtemperatur inkubiert, um unspezifische Bindungen der

später zugegebenen Antikörper zu minimieren.

Danach werden die Zellen mit 2 ml Cell Staining Buffer (CSB) verdünnt und abzentrifugiert,

um sie von restlichem AB-Serum zu trennen. Nach abermaligem Resuspendieren in 1 ml CSB

werden die Zellen, je nach Ergebnis der Zellzählung, mit CSB auf 1 x 106 Zellen pro 100 ml

verdünnt. Um Pipettierverluste zu minimieren wird eine benötigte Gesamtzahl von 1,1 x 107

Zellen angenommen. Diese werden auf zehn 5 ml BD Falcon™ Röhrchen verteilt.

Tab. 11 Pipettierschema Oberflächenfärbung.

1.Schritt: Oberflächenfärbung

Röhrchen Bezeichnung AK1 (CD4) AK2 (CD25) AK3

(CD127) AK4 (CD8)

1 ISO+CD4 CD4 ISO-PE ISO-APC -

2 ISO+CD25 ISO-PerCP/Cy5.5 CD25 ISO-APC -

3 ISO+CD127 ISO-PerCP/Cy5.5 ISO-PE CD127 -

4 ISO+FoxP3 ISO-PerCP/Cy5.5 ISO-PE ISO-APC -

5 ALLE AK CD4 CD25 CD127 -

6 CD4+CD8 CD4 - - CD8

7 FMO CD4 - CD25 CD127 -

8 FMO CD25 CD4 - CD127 -

9 FMO CD127 CD4 CD25 - -

10 FMO FoxP3 CD4 CD25 CD127 -

Nun werden jeweils 2,5 µl der Oberflächenantikörper Anti-CD4, Anti-CD25, Anti-CD127

und Anti-CD8 sowie deren Isotypenkontrollen nach Standard-Pipettierschema zugegeben.

Nach Durchmischen mittels Vortex, folgt die Inkubation bei 4° C für 20 min in Dunkelheit.

Nach zweimaliger Zugabe von je 1 ml CSB pro Röhrchen Zentrifugation und Abkippen des

Überstandes werde zur Fixierung der Zellen je Röhrchen 1 ml FoxP3 Fix/Perm Buffer


32

zugegeben und 20 min bei Raumtemperatur inkubiert. Nach zwei weiteren Waschschritten

werden die Zellen zur Permeabilisation in FoxP3 Perm Buffer aufgenommen und 15 min bei

Raumtemperatur im Dunkeln inkubiert. Nach diesem Schritt folgt nach abermaliger

Zentrifugation die intrazelluläre Färbung mit je 2,5 µl Anti-FoxP3 und der zugehörigen

Isotypenkontrolle nach Pipettierschema.

Tab. 12 Pipettierschema intrazelluläre Färbung.

2.Schritt: intrazelluläre

Färbung

Röhrchen Bezeichnung AK5 (FoxP3)

1 ISO+CD4 ISO-AF488

2 ISO+CD25 ISO-AF488

3 ISO+CD127 ISO-AF488

4 ISO+FoxP3 FoxP3

5 ALLE AK FoxP3

6 CD4+CD8 -

7 FMO CD4 FoxP3

8 FMO CD25 FoxP3

9 FMO CD127 FoxP3

10 FMO FoxP3 -

Es folgt eine 30 min Inkubation bei 4° C im Dunkeln. Nach mehrmaligen Waschschritten

werden in jedes Röhrchen 500 µl CSB gegeben und die Zellen der FACS-Analyse zugeführt.

Diese werden mit dem Vier-Farben-FACS-Gerät BD FACSCalibur™ der Firma BD

Biosciences durchgeführt.


33

Abb. 11 Beispiel eines Scatterplots zur Quantifizierung der Tregs (Links: Detektion der

Lymphozytenpopulation; Mitte: Detektion der CD4+CD25+-Zellen; Rechts oben: Detektion der Tregs mit

CD25lo; Rechts unten: Detektion der Tregs mit CD25hi)

2.7. Zytokin-Bestimmung

2.7.1. BioPlex®

Das BioPlex®-System basiert auf der Kombination zweier verschiedener Messmethoden:

Magnetische Mikrospheren (Beads), an welche Biomoleküle gebunden sind, und die

Durchflusszytometrie.

Spezifische Antikörper, welche gegen das zu messende Zytokin gerichtet sind, sind an

farbkodierte 5,6 µm große Polystrol-Kügelchen (Beads) gebunden. Diese reagieren mit den in

der Probe vorhandenen Zytokinen unbekannter Anzahl. Wenn diese durch eine Säule

geschickt werden, um die ein starkes Magnetfeld angelegt ist, werden die gebundenen

Proteine zurückgehalten. Nach entfernen des Magnetfeldes, können diese separat und

spezifisch gemessen werden. Mehrmaliges Waschen entfernt ungebundene Zytokine aus der

Probe.

Die Identifizierung und Quantifizierung jeder einzelnen Reaktion basiert nun auf der

Kombination aus Farbe des Beads und der Fluoreszenz. Die Konzentration wird anhand

vorher für jedes Zytokin gemessener Standards bestimmt.


34

2.7.2. Bestimmung der Zytokine IL-10 und TGF-β

Zunächst werden laut Herstellerangaben Stocklösungen (Tab. 13 bis Tab. 15) und

Standardverdünnungsreihen (Abb. 12) hergestellt. Dabei ist es wichtig die

Standardverdünnungsreihe mit dem gleichen Medium durchzuführen, in welchem sich später

auch die Proben befinden.

Abb. 12 Standardverdünnungsreihe für BioPlex®. Jeder Standard stellt eine 4-fache Verdünnung des

vorherigen Standards dar.

Tab. 13 Volumen der Stocklösung der Magnetic Beads.

Tab. 14 Volumen der Stocklösung des Detection Antibody.

Stock Detection Antibody [µl]

Diluent [µl] Totales Volumen [µl]

25x 120 2880 3000 Tab. 15 Volumen der Stocklösung von Streptavidin-PE.

Streptavidin-PE [µl] Assay Buffer [µl] Totales Volumen [µl]

10x 60 5940 6000

Als nächstes wird die 96-well-Platte befeuchtet. Dazu werden 100 µl des Assay Buffers in

jedes Well gegeben und schließlich wieder abgesaugt. Durch Ausklopfen der Platte sollen

auch letzte Reste entfernt werden, damit jedes Well nur oberflächlich benetzt ist.

25x Stock Beads [µl] Assay Buffer [µl]

Totales Volumen [µl]

3-Plex 720 5280 6000

6-Plex 1440 4560 6000


35

Danach werden die Beads aufgetragen und die Proben mit je 100 µl Wash Buffer zweimal

gewaschen. Diese Waschschritte sollen ungebundene Zytokine aus der Probe entfernen. Nach

Auftragen der Standards, Proben und Kontrollen wird die Platte 60 min auf dem Microplate

Shaker inkubiert. Nach weiteren drei Waschschritten wird der biotinylierte Detection

Antibody aufgetragen und weitere 30 min auf dem Shaker inkubiert. Dieser bindet an ein

spezifisches Epitop des zu untersuchenden Zytokins. Das Resultat ist ein „Sandwich“ welches

das zu untersuchende Zytokin einschließt. Schließlich wird nach abermaligem Waschen

Streptavidin, welches an den Fluoreszenzfarbstoff Phycoerythrin (PE) gebunden ist,

zugegeben. Dieses Streptavidin-PE geht eine Verbindung mit dem biotinylierten Antikörper

ein, um diesen im Gerät messbar zu machen. Nach weiteren Waschschritten kann die 96-well-

Platte nach zugeben von 125 µl Assay Buffer im BioPlex®-Gerät gemessen werden.

Ergebnisse

36

3. Ergebnisse

3.1. Allgemeines

Bei Sichtung der Daten hat sich ergeben, dass die untersuchten Parameter als nicht-

normalverteilt anzunehmen sind. Exemplarisch sei hierfür die Verteilung der Parameter an

Tag 0 gezeigt (Abb. 13 bis Abb. 17). Aus diesem Grund wurden ausschließlich

nichtparametrische Tests für die statistische Datenanalyse verwendet. Im Genaueren der

Korrelationskoeffizient nach Spearman, der Wilcoxon-Test bei verbundenen Stichproben und

der Testung gegen einen Median, und der Mann-Whitney-U-Test bei unverbundenen

Stichproben. Wird von Tregs gesprochen bedeutet dies kurz den Anteil der regulatorische

Zellen an der Zahl der CD4+ T-Zellen.

Abb. 13 Häufigkeitsverteilung der Werte von Endotoxin (links) und CRP (rechts) an Tag 0.

Abb. 14 Häufigkeitsverteilung der Werte von PCT (links) und IL-6 (rechts) an Tag 0.

Ergebnisse

37

Abb. 15 Häufigkeitsverteilung der Werte von HLA-DR (links) und Tregs (rechts) an Tag 0.

Abb. 16 Häufigkeitsverteilung der Werte von TGF-β (links) und IL-10 (rechts) an Tag 0.

Abb. 17 Häufigkeitsverteilung der Werte für Leukozyten an Tag 0.

Ergebnisse

38

Die Normwerte der untersuchten Routineparameter sind in Tab. 16 dargestellt. Da es sich bei

den Referenzwerten nicht um exakte Minimalwerte handelt, wurden diese, um eine

mathematisch-statistische Auswertung zu ermöglichen, je um 0,01 Wertepunkt reduziert.

Daraus ergibt sich für CRP ein Normwert von 0,49 mg/dl, für PCT 0,09 ng/ml und für IL-6

5,89 pg/ml. Bei der statistischen Auswertung der Leukozytenzahl wurde bei Ergebnissen

>11,0 G/l der Maximalwert, bei Ergebnissen <4,0 G/l der Minimalwert zur Berechnung

herangezogen.

Tab. 16 Normwerte für die bestimmten Routineparameter.

CRP [mg/dl]

PCT [ng/ml]

IL-6 [pg/ml]

Leukos [G/l]

Normwert <0,5 <0,1 <5,9 4,0-11,0

In Tab. 17 sind die Normwerte für die im eigenen Forschungslabor erhobenen Parameter

dargestellt. Die Einzelwerte sind aus einer Kontrollgruppe aus 10 gesunden Probanden

bestimmt worden. Angegeben ist (da nicht von einer Normalverteilung ausgegangen wird) der

Median der Summen der Einzelwerte.

Für HLA-DR ist kein Normwert bestimmt worden. Da es sich um eine relative Größe handelt

wird bei Gesunden von 100% ausgegangen.

Tab. 17 Normwerte für die bestimmten pro- und antiinflammatorischen Parameter.

EAA [RLU]

Tregs [% der CD4+]

TGF-β [pg/ml]

IL-10 [pg/ml]

Normwert 0,15 5,76 70517,45 38,59

Des Weiteren werden für PCT Werte größer 100,00 ng/ml in der Routinediagnostik nicht

exakt angegeben. Um eine mathematische Berechnung auch hier möglich zu machen wurde

Dieser um 0,01 erhöht. Daraus ergibt sich schließlich ein für alle Daten >100,00 ng/ml ein

Wert von 100,01 ng/ml.

3.2. Deskriptive Datenanalyse

3.2.1. Demographie

Insgesamt wurden 17 Patienten in die Studie eingeschlossen, 12 Männer (70,6 %) und 5

Frauen (29,4 %). Die Probanden litten unter folgenden Erkrankungen: akute nekrotisierende

Pankreatitis mit Kolonperforation (1; 5,9 %), akute Appendizitis (10; 58,8%), akute

Cholezystitis (3; 17,6 %), iatrogene Rektumperforation (1; 5,9 %), intraabdomineller Abszess

Ergebnisse

39

mit Perforation des terminalen Ileums (1; 5,9 %), ischämische Nekrose des Neosigmas (1; 5,9

%). Bei 15 Erkrankungen (88,2 %) war kein Zusammenhang mit medizinischen Behandlung

erkennbar (Community Acquired), bei 2 Erkrankungen (11,8 %) war Dieser vorhanden

(Healthcare Associated). Es kam in 7 Fällen zu Perforation (41,2 %; keine Perforation in 10

Fällen; 58,8 %).

Tab. 18 Anzahl der Geschlechter, der einzelnen Erkrankungen, der Klassifikation und der Perforationen

(gesamt n=17).

n Prozent

Geschlecht männlich 12 70,6

weiblich 5 29,4

Erkrankung akute nekrotisierende Pankreatitis mit Kolonperforation

1 5,9

Appendizitis 10 58,8

Cholezystitis 3 17,6

iatrogene Rektumperforation

1 5,9

Intraabdomineller Abszess mit Perforation des terminalen Ileums

1 5,9

Ischämische Nekrose Neosigma 1 5,9

Klassifikation der Infektion

Community Acquired 15 88,2

Healthcare Associated 2 11,8

Perforation nein 10 58,8

ja 7 41,2

Das Durchschnittsalter lag im gesamten Kollektiv bei 46 Jahren (21 – 85 Jahre). Die Männer

waren im Mittel 44,83 Jahre alt (21 – 82 Jahre), die Frauen durchschnittlich 48,8 Jahre (24 –

85 Jahre).

Tab. 19 Altersverteilung der Männer (n=12) und Frauen (n=5) (gesamt n=17).

Alter bei Aufnahme [Jahre]

männlich weiblich Gesamt

Mittelwert 44,83 48,8 46

Minimum 21 24 21

Maximum 82 85 85

Ergebnisse

40

3.2.2. SIRS, Sepsis und Peritonitis

Von den gesamt 17 Patienten haben 7 (41,2 %) die Kriterien eines SIRS erfüllt. Von diesen

konnte bei 6 Patienten (85,7 %) zusätzlich eine Sepsis diagnostiziert werden (gegenüber 1;

14,3 %). Das bedeutet, vom Gesamtkollektiv waren 6 Patienten (35,3 %) septisch (gegenüber

11; 34,7 %). Bei 10 Patienten (58,8 %) konnte weder eine SIRS noch eine Sepsis beobachtet

werden.

Tab. 20 Anzahl der SIRS- (gesamt n=17) und Sepsis-Fälle (n=7).

n Prozent

SIRS

ja 7 41,2

nein 10 58,8

von diesen zusätzlich Sepsis ja 6 85,7

nein 1 14,3

Sepsis insgesamt ja 6 35,3

nein 11 64,7

12 Patienten (70,6 %) litten unter einer Peritonitis (gegenüber 5; 29,4 %). Von diesen war bei

7 Patienten (58,3 %) die Bauchfellentzündung lokal ausgeprägt, bei 5 Patienten (41,7 %)

generalisiert.

Tab. 21 Anzahl der Patienten mit Peritonitis (gesamt n=17) und deren Ausprägung (n=12).

n Prozent

Peritonitis ja 12 70,6

nein 5 29,4

von Diesen Peritonitis lokal 7 58,3

generalisiert 5 41,7

3.2.3. Verweildauer in der Klinik und auf der Intensivstation

Die durchschnittliche Verweildauer in der Klinik lag bei 15 Tagen (3–72 Tage). Männer

waren im Mittel 17,67 Tage (3–72 Tage) in stationärer Behandlung, Frauen 8,6 Tage (3–18

Tage).

Ergebnisse

41

Tab. 22 Dauer der stationären Behandlung.

n Mittelwert

[d] Minimum

[d] Maximum

[d]

Klinik gesamt 17 15 3 72

männlich 12 17,67 4 72

weiblich 5 8,6 3 18

Patienten, welche unter einem SIRS litten waren durchschnittlich 28,86 Tage (5–72 Tage) in

stationärer Behandlung, Patienten die die SIRS-Kriterien nicht erfüllten 5,3 Tage (3–14

Tage). Lag zusätzlich eine Sepsis vor, war die durchschnittliche stationäre Behandlungsdauer

auf 32,83 Tage (10–72 Tage) verlängert. Lag der Erkrankung eine Perforation zu Grunde,

waren die Patienten durchschnittlich 29,43 Tage (5–72 Tage) in der Klinik, wenn dies nicht

der Fall war, konnten die Patienten nach im Mittel 4,9 Tagen (3–10 Tage) entlassen werden.

Tab. 23 Dauer der stationären Behandlung der Patienten mit SIRS, Sepsis, Perforation und Peritonitis.

n Mittelwert

[d] Minimum

[d] Maximum

[d]

SIRS ja 7 28,86 5 72

nein 10 5,3 3 14

Sepsis ja 6 32,83 10 72

nein 11 5,27 3 14

Perforation ja 7 29,43 5 72

nein 10 4,9 3 10

Peritonitis ja gesamt 12 19,5 4 72

lokal 7 9,14 4 27

generalisiert 5 34 10 72

nein 5 4,2 3 6

Wurde das Bild einer Peritonitis geboten, waren die Patienten durchschnittlich 19,5 Tage (4–

72 Tage) stationär, bei lokaler Ausprägung der Peritonitis 9,14 Tage (4–27 Tage), bei

generalisiertem Befund 34 Tage (10–72 Tage).

Von den 17 eingeschlossenen Patienten mussten 4 (23,5 %) auf der Intensivstation behandelt

werden (gegenüber 13; 76,5 %), darunter 3 männliche und 1 weiblicher Patient. Die

durchschnittliche Behandlungsdauer auf der Intensivstation lag bei 33,5 Tagen (3–70 Tage).

Tab. 24 Anzahl der Behandlungen auf der Intensivstation.

n Prozent

Intensiv-aufenthalt

ja 4 23,5

nein 13 76,5

Ergebnisse

42

Tab. 25 Dauer der Behandlung auf der Intensivstation.

Mittelwert

[d] Minimum

[d] Maximum

[d]

Intensiv-aufenthalt

33,5 3 70

3.3. Beschreibung des Verlaufes der einzelnen Parameter über den untersuchten Zeitraum

3.3.1. Ohne Subgruppenbildung

Die Abb. 18 bis Abb. 26 zeigen den Mittelwertverlauf der erhobenen Daten über den

Beobachtungszeitraum von Tag 0 bis Tag 5 der Biomarker Endotoxin, Leukozyten, CRP,

PCT, IL-6, HLA-DR, TGF-β und IL-10, sowie der Tregs.

Abb. 18 Datenverlauf von Endotoxin über den Beobachtungszeitraum (*p<0,05, +/- 2SEM).

Ergebnisse

43

Abb. 19 Datenverlauf der Leukozyten über den Beobachtungszeitraum(*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM).

Bei Endotoxin zeigt sich ein stufiger Verlauf mit einem Maximum an Tag 3. Dabei konnte

zwischen dem präoperativen Wert und dem an Tag 3 gemessenen Wert keine Signifikanz

berechnet werden (p=0,05). Dieser Umstand und die Nähe des errechneten p-Wertes zum

Signifikanzniveau, lassen als Ursache auf eine zu geringe Probandenzahl schließen. Auch

zwischen den prä- und postinterventionellen Werten zeigt sich keine Signifikanz (p=0,2).

Für die Leukozytenzahl ergibt sich ein Abfall von Tag 0 bis Tag 2. Danach steigen die Werte

wieder an, erreichen aber nicht wieder den Maximalwert von Tag 0. Die Ursachen hierfür

können vielschichtig sein. Perioperativ ist ein signifikanter Abfall zu beobachten (p<0,01).

Bei CRP zeigt sich ein Anstieg von Tag 0 bis zum Maximum an Tag 2 (p<0,05). Danach

nimmt die Konzentration im Serum bis Tag 5 wieder ab. Auch zwischen Tag 0 und Tag 1

besteht ein signifikanter Unterschied (p<0,01). Dabei ist als Ursache wohl die Intervention

selbst anzunehmen.

Abb. 21 zeigt den Datenverlauf von PCT mit dem Maximum am postoperativen Tag 0. Ab

diesem Tag zeigt sich ein abfallender Verlauf bis Tag 5, und zwar unter den präoperativ

gemessenen Wert. Allerdings lässt sich weder zwischen Tag 0 und Tag 1 (p=0,48), noch

zwischen Tag 0 und Tag 5 (p=0,35) eine statistische Signifikanz erkennen.

Ergebnisse

44

Abb. 20 Datenverlauf von CRP über den Beobachtungszeitraum (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM).

Abb. 21 Datenverlauf von PCT über den Beobachtungszeitraum (*p<0,05, +/- 2SEM).

Der Verlauf von IL-6 ist von einem Maximum an Tag 0 über den Beobachtungszeitraum als

abfallend zu beschreiben. Dabei zeigt sich zwischen Tag 0 und Tag 2-4 (p<0,01) sowie Tag 5

(p<0,05) ein signifikanter Unterschied. Zwischen dem prä- und postoperativen Wert besteht

keine Signifikanz (p=0,19).

Der Verlauf von HLA-DR ist als wellenförmig zu beschreiben. Nach einem Minimum am

postinterventionellen Tag 1 steigen die Werte im Mittel bis Tag 4 wieder an um an Tag 5

wieder abzufallen. Dabei besteht zwischen Tag 0 und Tag 1 (p<0,05) sowie zwischen Tag 1

und Tag 2 (p<0,01) jeweils ein signifikanter Mittelwerteunterschied.

Ergebnisse

45

Abb. 22 Datenverlauf von IL-6 über den Beobachtungszeitraum (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM). Zur

besseren Darstellung wurde eine logarithmische Skala gewählt.

Abb. 23 Datenverlauf von HLA-DR über den Beobachtungszeitraum (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM).

Der in Abb. 24 dargestellt Verlauf der Tregs zeigt einen Anstieg von Tag 0 zu Tag 4, danach

fällt der Anteil der Tregs an den CD4+ T-Zellen zu Tag 5 unter das Ausgangsniveau von Tag

0 ab. Der Anstieg ist von Tag 0 zu Tag 1 (p=0,33) am deutlichsten zu erkennen. Dabei zeigt

sich allerdings zwischen keinem der untersuchten Tage eine statistische Signifikanz.

Bei TGF-β zeigt sich ein wellenförmiger Verlauf. Nach einem periinterventionellen Abfall

steigt die Konzentration im Serum bis Tag 4 kontinuierlich an um dann zu Tag 5 unter das

Ausgangsniveau von Tag 0 abzufallen. Auch hier konnte weder zwischen Tag 0 und Tag 1

(p=0,55), Tag 0 und Tag 4 (p=0,59), Tag 0 und Tag 5 (p=0,31), noch zwischen Tag 4 und Tag

5 (p=0,18) eine statistische Signifikanz beobachtet werden.

Ergebnisse

46

Abb. 24 Datenverlauf der Tregs über den Beobachtungszeitraum (+/- 2SEM).

Abb. 25 Datenverlauf von TGF-β über den Beobachtungszeitraum (+/- 2SEM).

Abb. 26 zeigt den Datenverlauf des Zytokins IL-10 von Tag 0 bis Tag 5. An Tag 3 konnten

keine Daten erhoben werden. Die Grafik zeigt von Tag 0 bis Tag 4 abfallende und zwischen

Tag 4 und Tag 5 wieder ansteigende Werte. Aufgrund der niedrigen Patientenzahl und unter

der Nachweisgrenze befindlicher Werte bei der Mehrzahl der Messzeitpunkte, konnte jedoch

keine Signifikanz errechnet werden.

Ergebnisse

47

Abb. 26 Datenverlauf von IL-10 über den Beobachtungszeitraum (+/- 2SEM). Zur besseren Darstellung

wurde eine logarithmische Skala gewählt.

3.3.2. Vorhandenseins einer Peritonitis

Abb. 27 bis Abb. 36 zeigen den Datenverlauf über den Beobachtungszeitraum. Es sind nur

Verläufe mit signifikanten statistischen Ergebnissen dargestellt. Die Verläufe der nicht

dargestellten Werte sind aus Abb. 37 bis Abb. 45 zu entnehmen.

Abb. 27 Datenverlauf von Endotoxin über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit Peritonitis

(*p<0,05, +/- 2SEM).

Endotoxin (Abb. 27) zeigt bei Patienten mit Peritonitis einen wellenförmigen Verlauf. Dabei

ist der Unterschied zwischen Tag 0 und Tag 3, zwischen Tag 2 und Tag 3, zwischen Tag 3

Ergebnisse

48

und Tag 4, sowie Tag 3 und Tag 5 statistisch signifikant (p<0,05). Für die gleiche Subgruppe

gilt für den Verlauf der Leukozyten (Abb. 28) ein Abfall von Tag 0 bis Tag 5. Dies ist auch

bei Patienten ohne Peritonitis der Fall (Abb. 29).

Abb. 30 und Abb. 31 zeigen den Datenverlauf für CRP bei Patienten mit und ohne Peritonitis.

In beiden Fällen steigt der Wert postoperativ an, um danach wieder abzufallen.

Procalcitonin (Abb. 32) zeigt bei Peritonitis-Patienten eine am ehesten gleichbleibend hohen

Wert über den Beobachtungszeitraum.

Abb. 28 Datenverlauf der Leukozyten über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit Peritonitis

(*p<0,05, +/- 2SEM).

Abb. 29 Datenverlauf der Leukozyten über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne Peritonitis

(*p<0,05, +/- 2SEM).

Ergebnisse

49

Abb. 30 Datenverlauf von CRP über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit Peritonitis (*p<0,05,

**p<0,01, +/- 2SEM).

Abb. 31 Datenverlauf von CRP über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne Peritonitis (*p<0,05,

+/- 2SEM).

Ergebnisse

50

Abb. 32 Datenverlauf von PCT über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit Peritonitis (*p<0,05, +/-

2SEM).

Abb. 33 Datenverlauf von IL-6 über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit Peritonitis (*p<0,05,

**p<0,01, +/- 2SEM). Zur besseren Darstellung wurde eine logarithmische Skala gewählt.

In Abb. 33 und Abb. 34 ist der Datenverlauf von IL-6 bei Peritonitis- und Nicht-Peritonitis-

Patienten dargestellt. In beiden Fällen ist ein Peak an Tag 0 zu erkennen. Danach fallen die

Werte kontinuierlich ab.

Ergebnisse

51

Abb. 34 Datenverlauf von IL-6 über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne Peritonitis (*p<0,05,

+/- 2SEM).

Abb. 35 Datenverlauf von HLA-DR über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit Peritonitis

(*p<0,05, +/- 2SEM).

Auch für HLA-DR (Abb. 35 und Abb. 36) konnten sich signifikante Werte im Datenverlauf

ermitteln lassen. Dabei bleibt bei Vorhandensein einer Peritonitis die Expression nahezu auf

dem gleichen Niveau. Ohne Peritonitis steigt diese über den Beobachtungszeitraum an.

Ergebnisse

52

Abb. 36 Datenverlauf von HLA-DR über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne Peritonitis

(*p<0,05, +/- 2SEM).

Abb. 37 Vergleich der Werte von Endotoxin über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne (blau)

und mit (grün) Peritonitis (+/- 2SEM).

In Abb. 37 bis Abb. 45 sind die Datenverläufe beider Subgruppen im Vergleich dargestellt.

Für Endotoxin konnte kein Signifikanter Unterschied der Gruppen errechnet werden.

Ergebnisse

53

Abb. 38 Vergleich der Werte der Leukozyten über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne (blau)

und mit (grün) Peritonitis (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM).

Die gemessenen Werte für Leukozyten, CRP, PCT und IL-6 sind bei Patienten mit Peritonitis

höher als ohne Bauchfellentzündung.

Abb. 39 Vergleich der Werte von CRP über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne (blau) und mit

(grün) Peritonitis (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM).

Ergebnisse

54

Abb. 40 Vergleich der Werte von PCT über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne (blau) und mit

(grün) Peritonitis (*p<0,05, +/- 2SEM).

Abb. 41 Vergleich der Werte von IL-6 über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne (blau) und mit

(grün) Peritonitis (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM). Zur besseren Darstellung wurde eine logarithmische Skala

gewählt.

Die HLA-DR-Expression ist ohne Peritonitis höher als mit Peritonitis (Abb. 42). Dieser

Unterschied ist an Tag 0, Tag 1, und Tag 2 hoch signifikant (p<0,01).

Ergebnisse

55

Abb. 42 Vergleich der Werte von HLA-DR über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne (blau) und

mit (grün) Peritonitis (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM).

Auch die Zahl der regulatorischen T-Zellen ist mit Peritonitis größer. Dabei steigt diese

postoperativ an, um im weiteren Verlauf wieder abzufallen. Es konnte keine Signifikanz

errechnet werden.

Abb. 43 Vergleich der Werte der Tregs über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne (blau) und

mit (grün) Peritonitis (+/- 2SEM).

Ergebnisse

56

Abb. 44 Vergleich der Werte von TGF-β über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne (blau) und


Weder für TGF-β noch für IL-10 konnten signifikante Werte errechnet werden. Dabei scheint

der präoperative gemessene IL-10-Wert bei Patienten mit Peritonitis höher zu sein als bei

Patienten ohne Peritonitis.

Abb. 45 Vergleich der Werte von IL-10 über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne (blau) und


Ergebnisse

57

3.3.3. Vorhandenseins einer Perforation

Abb. 46 bis Abb. 54 zeigen den Datenverlauf über den Beobachtungszeitraum. Es sind nur

Verläufe mit signifikanten statistischen Ergebnissen dargestellt. Die Verläufe der nicht

dargestellten Werte sind aus Abb. 55 bis Abb. 63 zu entnehmen.

Abb. 46 Datenverlauf von Endotoxin über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit Perforation

(*p<0,05, +/- 2SEM).

In Abb. 46 ist der Datenverlauf für Endotoxin bei Patienten mit Perforation dargestellt. Man

erkennt einen wellenförmigen Verlauf mit einem Maximum am dritten postoperativen Tag.

Dabei sind die Unterschiede zwischen Tag 0 und Tag 3, Tag 2 und Tag 3, Tag 3 und Tag4,

sowie Tag 3 und Tag 5 statistisch signifikant.

Für die Leukozyten (Abb. 47) konnte nur bei Patienten ohne Perforation signifikante Werte

errechnet werden. Dabei fällt Dieser von Tag 0 an kontinuierlich ab. Die Werte für CRP

(Abb. 48) steigen bei vorhandener Perforation postoperativ bis Tag 2 an und fallen danach

wieder ab. Procalcitonin (Abb. 49) zeigt bei Perforation annähernd gleichleibend hohe Werte

während des Beobachtungszeitraums.

Ergebnisse

58

Abb. 47 Datenverlauf der Leukozyten über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne Perforation

(*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM).

Abb. 48 Datenverlauf von CRP über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit Perforation (*p<0,05,

+/- 2SEM).

Abb. 50 und Abb. 51 zeigen die Datenverläufe von Interleukin-6 über bei Patienten mit und

ohne Perforation. In beiden Fällen besteht ein Maximum präoperativ. Die Werte fallen im

Verlauf stetig ab.

Ergebnisse

59

Abb. 49 Datenverlauf von PCT über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit Perforation (*p<0,05,

+/- 2SEM).

Abb. 50 Datenverlauf von IL-6 über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit Perforation (*p<0,05,

+/- 2SEM). Zur besseren Darstellung wurde eine logarithmische Skala gewählt.

Ergebnisse

60

Abb. 51 Datenverlauf von IL-6 über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne Perforation (*p<0,05,


Abb. 52 Datenverlauf von HLA-DR über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit Perforation

(*p<0,05, +/- 2SEM).

Ergebnisse

61

Abb. 53 Datenverlauf von HLA-DR über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne Perforation

(*p<0,05, +/- 2SEM).

Abb. 54 Datenverlauf von TGF-β über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit Perforation (*p<0,05,

+/- 2SEM).

In Abb. 55 bis Abb. 63 ist der Datenverlauf bei Patienten mit und ohne Perforation im

Vergleich dargestellt. Endotoxin (Abb. 55), Leukozyten (Abb. 56), CRP (Abb. 57), PCT

(Abb. 58) und IL-6 (Abb. 59) zweigen bei Vorhandensein einer Perforation jeweils höhere

Werte als bei Patienten ohne Perforation.

Ergebnisse

62


und mit (grün) Perforation (**p<0,01, +/- 2SEM).


und mit (grün) Perforation (**p<0,01, +/- 2SEM).

Ergebnisse

63


(grün) Perforation (**p<0,01, +/- 2SEM).


(grün) Perforation (**p<0,01, +/- 2SEM).

Ergebnisse

64


(grün) Perforation (**p<0,01, +/- 2SEM). Zur besseren Darstellung wurde eine logarithmische Skala gewählt.


mit (grün) Perforation (**p<0,01, +/- 2SEM).

Patienten mit Perforation zeigen signifikant geringere HLA-DR-Expressionen als bei

Patienten ohne Perforation (p<0,01, Abb. 60).

Auch bei der gemessenen Treg-Population (Abb. 61) sind bei Vorhandensein einer

Perforation höhere Werte zu erkennen. Diese steigen bis Tag 3 an um danach wieder

abzufallen. Es konnte keine Signifikanz gezeigt werden.

Ergebnisse

65


mit (grün) Perforation (+/- 2SEM).



Für TGF-β (Abb. 62) kann kein signifikanter Unterschied gezeigt werden. Das Gleiche gilt

für Interleukin-10. Letzteres (Abb. 63) zeigt präoperativ allerdings höhere Werte bei

Vorhandensein einer Perforation.

Ergebnisse

66



3.3.4. Vorhandensein einer systemischen Immunreaktion

(SIRS/Sepsis)

Abb. 64 bis Abb. 72 zeigt den Datenverlauf der untersuchten Parameter in Abhängigkeit des

Vorhandenseins einer systemischen Immunreaktion (SIRS/Sepsis). Es sind nur Grafiken

dargestellt bei denen signifikante Werte errechnet wurde. Den Datenverlauf der anderen

Parameter, bzw. Subgruppen sind aus Abb. 73 bis Abb. 81 zu entnehmen.

Abb. 64 Datenverlauf von Endotoxin über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit SIRS/Sepsis

(*p<0,05, +/- 2SEM).

Ergebnisse

67

Endotoxin (Abb. 64) zeigt bei SIRS/Sepsis einen Wellenförmigen Verlauf. Signifikante

Unterschiede finden sich zwischen Tag 0 und Tag 3, sowie zwischen Tag 2 und Tag 3

(p<0,05). Das Maximum ist an Tag 3 zu erkennen.

Das Maximum der Leukozytenzahl (Abb. 65) ist bei Patienten ohne systemische

Immunreaktion am präoperativen Tag 0 erreicht. Danach ergibt sich ein signifikanter Abfall

der Werte.

Das C-reaktive Protein (Abb. 66) steigt bei Patienten mit SIRS/Sepsis bis Tag 2 an, an dem es

sein Maximum erreicht. Danach fällt es bis zum Ende des Beobachtungszeitraums ab. Auch

ohne SIRS/Sepsis (Abb. 67) steigt CRP postoperativ an um danach wieder abzufallen, mit

dem Peak an Tag 1.

Abb. 65 Datenverlauf der Leukozyten über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne SIRS/Sepsis

(*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM).

Ergebnisse

68

Abb. 66 Datenverlauf von CRP über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit SIRS/Sepsis (*p<0,05,

+/- 2SEM).

Abb. 67 Datenverlauf von CRP über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne SIRS/Sepsis (*p<0,05,

+/- 2SEM).

Ergebnisse

69

Abb. 68 Datenverlauf von PCT über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit SIRS/Sepsis (*p<0,05,

+/- 2SEM).

PCT (Abb. 68) bleibt mit seiner Konzentration von Tag 0 bis Tag 4 bei Patienten mit

SIRS/Sepsis annähernd konstant um dann abzufallen. Für Interleukin-6 (Abb. 69 und Abb.

70) ist ein kontinuierlicher Abfall zu erkennen, sowohl bei Patienten mit SIRS/Sepsis als auch

ohne.

Abb. 69 Datenverlauf von IL-6 über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit SIRS/Sepsis (*p<0,05,


Ergebnisse

70

Abb. 70 Datenverlauf von IL-6 über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne SIRS/Sepsis (*p<0,05,


Abb. 71 Datenverlauf von HLA-DR über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit SIRS/Sepsis

(*p<0,05, +/- 2SEM).

Ergebnisse

71

Abb. 72 Datenverlauf von HLA-DR über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne SIRS/Sepsis

(*p<0,05, +/- 2SEM).

Der Verlauf von HLA-DR fällt in beiden Subgruppen perioperativ ab um danach wieder

anzusteigen (Abb. 71 und Abb. 72).

In Abb. 73 bis Abb. 81 sind die Werte der Einzelnen Tage der beiden Subgruppen

miteinander verglichen.

Endotoxin zeigt einen ähnlichen Verlauf in beiden Subgruppen, mit einem signifikanten

Unterschied an Tag 3 (p<0,05, Abb. 73).


und mit (grün) SIRS/Sepsis (*p<0,05, +/- 2SEM).

Ergebnisse

72


und mit (grün) SIRS/Sepsis (*p<0,05, +/- 2SEM).

Bei der Leukozytenzahl (Abb. 74) verhält es sich ähnlich, wobei für Patienten mit

SIRS/Sepsis höhere Werte anzunehmen sind. Dieser Unterschied ist allerdings nur an Tag 4

signifikant.


(grün) SIRS/Sepsis (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM).

Die Werte für C-reaktives Protein (Abb. 75), Procalcitonin (Abb. 76) und Interleukin-6 (Abb.

77) sind ebenfalls bei Vorhandensein einer systemischen Immunreaktion höher, mit

Signifikanzen an Tag 0, Tag 1, Tag 2 und Tag 3.

Ergebnisse

73


(grün) SIRS/Sepsis (**p<0,01, +/- 2SEM).


(grün) SIRS/Sepsis (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM). Zur besseren Darstellung wurde eine logarithmische Skala

gewählt.

Bei IL-6 ergibt sich in beiden Subgruppen ein Peak an Tag 0 mit einem kontinuierlichen

Abfall über den gesamten Beobachtungszeitraum.

Ergebnisse

74


mit (grün) SIRS/Sepsis (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM).

Bei systemischer Immunreaktion sind die gemessenen Werte der HLA-DR-Expression (Abb.

78) niedriger, mit Signifikanzen an Tag 0, Tag 1, Tag 2 (jeweils p<0,01) und Tag 3 (p<0,05).


mit (grün) SIRS/Sepsis (+/- 2SEM).

Bei den Tregs (Abb. 79) zeigt sich im Verlauf keine Signifikanz. Allerdings scheinen die

Werte bei SIRS/Sepsis-Patienten höher zu sein. Des Weiteren steigen diese postoperativ an

mit einem Maximum an Tag 2, um danach wieder abzufallen.

Ergebnisse

75

Bei TGF-β ist der Datenverlauf in beiden Subgruppen ähnlich (Abb. 80). Ebenso ergeben sich

bei Interleukin-10 (Abb. 81) keine Signifikanzen. Der präoperative Wert scheint bei

systemischer Immunreaktion höher zu sein.





Ergebnisse

76

3.4. Beschreibung des Unterschiedes der untersuchten Parameter zum Normwert bzw. zur Kontrollgruppe

3.4.1. Ohne Subgruppenbildung

Die Abb. 82 bis Abb. 90 zeigen die Ergebnisse an Tag 0 und Tag 1 im Vergleich mit dem

Normwert bzw. dem Median der Kontrollgruppe.

Abb. 82 Vergleich von Endotoxin an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe (rote

Linie=0,15 RLU, **p<0,01, +/- 2SEM).

Abb. 83 Vergleich der Leukozyten an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normalwert (Bereich zwischen roten

Linien=4,0-11,0 G/l, *p<0,05, +/- 2SEM).

Ergebnisse

77

Bei Endotoxin (Abb. 82) ist ein Anstieg von prä- zu postoperativ zu erkennen. Beide Werte

liegen außerdem deutlich höher als der Wert der Kontrollgruppe (p<0,01). Bei Leukozyten

(Abb. 83) ist ein Abfall von Tag 0 zu Tag 1 zu erkennen. An Tag 0 liegt der gemessene Wert

signifikant höher als die obere Normalwertgrenze (p<0,05).

Abb. 84 Vergleich von CRP an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (rote Linie=0,49 mg/dl,

**p<0,01, +/- 2SEM).

Das gleiche gilt für CRP (Abb. 84, p<0,01) und PCT (Abb. 85, p<0,01). Bei Interleukin-6

zeigt als einziger Routineinflammationsmarker eine Abnahme von Tag 0 bis Tag 1 jedoch

wiederum signifikant höher als der Normwert (p<0,01).

Abb. 85 Vergleich von PCT an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (rote Linie=0,09 ng/ml,

**p<0,01, +/-SEM).

Ergebnisse

78

Abb. 86 Vergleich von IL-6 an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (rote Linie=5,89 pg/ml, **p<0,01,


Bei HLA-DR (Abb. 87, p<0,01), Tregs (Abb. 88) und TGF-β (Abb. 89, p<0,01) zeigt sich an

Tag 0 jeweils ein Wert der geringer ist als der der Kontrollgruppe. An Tag 1 gilt das gleiche

für HLA-DR und TGF-β. Die regulatorischen T-Zellen zeigen an Tag 1 einen höheren Wert

als den der Kotrollgruppe. Allerding kann der Unterschied nicht als signifikant gewertet

werden, wie auch an Tag 0 (p=0,14 und p=0,69).

Abb. 87 Vergleich von HLA-DR an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (100%, **p<0,01, +/-

2SEM).

Ergebnisse

79

Abb. 88 Vergleich der Tregs an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe (rote

Linie=5,76%, +/- 2SEM).

Abb. 89 Vergleich von TGF-β an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe (rote

Linie=70517,45 pg/ml, **p<0,1, +/- 2SEM).

Ergebnisse

80

Abb. 90 Vergleich von IL-10 an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe (rote

Linie=38,59 pg/ml, +/- 2SEM).

Interleukin-10 zeigt ebenfalls eine Abnahme von Tag 0 auf Tag 1. Der Unterschied zur

Kontrollgruppe ist allerdings auch hier nicht signifikant (p=0,5 und p=0,69).

3.4.2. Vorhandenseins einer Peritonitis

In Abb. 91 bis Abb. 108 sind die untersuchten Parameter an Tag 0 und Tag 1 im Vergleich zu

ihrem jeweiligen Normwert dargestellt.

Sowohl bei Patienten mit als auch ohne Peritonitis ergeben sich für Endotoxin signifikante

statistische Unterschiede zum Normwert an Tag 0 und Tag 1 (Abb. 91 und Abb. 92).

Ergebnisse

81


Linie=0,15 RLU) bei Patienten ohne Peritonitis (*p<0,05, +/- 2SEM).


Linie=0,15 RLU) bei Patienten mit Peritonitis (**p<0,01, +/- 2SEM).

Ergebnisse

82

Abb. 93 Vergleich der Leukozyten an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe (rote

Linie=4,0-11,0 G/l) bei Patienten ohne Peritonitis (*p<0,05, +/- 2SEM).

Abb. 94 Vergleich der Leukozyten an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe (rote

Linie=4,0-11,0 G/l) bei Patienten mit Peritonitis (*p<0,05, +/- 2SEM).

Auch bei der Leukozytenzahl (Abb. 93 und Abb. 94) gibt es jeweils signifikante Unterschiede

an Tag 0 zum Normwert. Das Gleiche gilt für die Werte von Tag 0 zu Tag 1 (p<0,05).

Ergebnisse

83

Abb. 95 Vergleich von CRP an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe (rote

Linie=0,49 mg/dl) bei Patienten ohne Peritonitis (*p<0,05, +/- 2SEM).

Abb. 96 Vergleich von CRP an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe (rote

Linie=0,49 mg/dl) bei Patienten mit Peritonitis (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM).

CRP (Abb. 95 und Abb. 96) und PCT (Abb. 97 und Abb. 98) zeigen vor allem bei Patienten

mit Peritonitis Signifikanzen.

Ergebnisse

84

Abb. 97 Vergleich von PCT an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe (rote

Linie=0,09 ng/ml) bei Patienten ohne Peritonitis (+/- 2SEM).

Abb. 98 Vergleich von PCT an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe (rote

Linie=0,09 ng/ml) bei Patienten mit Peritonitis (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM).

Ergebnisse

85


Linie=5,89 pg/ml) bei Patienten ohne Peritonitis (*p<0,05, +/- 2SEM).


Linie=5,49 pg/ml) bei Patienten mit Peritonitis (**p<0,01, +/- 2SEM).

Ergebnisse

86

Abb. 101 Vergleich von HLA-DR an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe (100 %)

bei Patienten ohne Peritonitis (*p<0,05, +/- 2SEM).

Ebenso konnten bei Peritonitis- und Nicht-Peritonitis-Patienten für Interlukin-6 (Abb. 99 und

Abb. 100) sowohl an Tag 0, als auch an Tag 1 signifikante Unterschiede zum Normwert

errechnet werden.

Abb. 102 Vergleich von HLA-DR an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe (100 %)

bei Patienten mit Peritonitis (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM).

HLA-DR zeigt signifikante Unterschiede an Tag 0 und Tag 1. Bei Patienten mit Peritonitis ist

ebenso der Unterschied zwischen beiden Tagen signifikant (p<0,05) (Abb. 101 und Abb.

102).

Ergebnisse

87


Linie=5,76 % der CD4+) bei Patienten ohne Peritonitis(+/- 2SEM).


Linie=5,76 % der CD4+) bei Patienten mit Peritonitis(+/- 2SEM).

Die Zahl der regulatorischen T-Zellen (Abb. 103 und Abb. 104) ist an Tag 0 jeweils geringer

als die des Normkollektivs. Dabei lässt sich allerdings in keiner der Subgruppen eine

Signifikanz erkennen.

Ergebnisse

88


Linie=70517,45 pg/ml) bei Patienten ohne Peritonitis(*p<0,05, +/- 2SEM).


Linie=70517,45 pg/ml) bei Patienten mit Peritonitis(**p<0,01, +/- 2SEM).

Auch TGF-β (Abb. 105 und Abb. 106) zeigt an Tag 0 geringere Werte als der Normwert.

Diese sind jeweils signifikant (p<0,05; p<0,01).

Ergebnisse

89


Linie=38,59 pg/ml) bei Patienten ohne Peritonitis (+/- 2SEM).


Linie=38,59 pg/ml) bei Patienten mit Peritonitis (+/- 2SEM).

Bei Interleukin-10 (Abb. 107 und Abb. 108) können nur bei Peritonitis-Patienten suffiziente

Aussagen getroffen werden. An Tag 0 ist das Ergebnis der Patienten größer als das des

Normkollektivs. Es ist keine Signifikanz zu erkennen.

3.4.3. Vorhandenseins einer Perforation

Abb. 109 bis Abb. 126 zeigen den Vergleich der untersuchten Parameter an Tag 0 und Tag 1

mit dem ermittelten oder in der klinischen Routine etablierten Normwert bei Patienten mit

und ohne Perforation.

Ergebnisse

90

Endotoxin (Abb. 109 und Abb. 110) bietet sowohl bei Vorhandensein und bei Abwesenheit

einer Perforation signifikante Unterschiede zum Normwert. Dies gilt für Tag 0 und Tag 1. In

beiden Fällen steigt der Wert perioperativ an. Dieser Anstieg ist allerdings nicht signifikant.

Bei der Leukozytenzahl (Abb. 111 und Abb. 112) findet sich nur ohne Perforation eine

Signifikanz (p<0,01, p<0,05), nicht aber bei Patienten mit Perforation. Auch ist bei Ersteren

ein Abfall von Tag 0 zu Tag 1 zu erkennen (p<0,01).


Linie=0,15 RLU) bei Patienten mit Perforation (*p<0,05, +/- 2SEM).


Linie=0,15 RLU) bei Patienten ohne Perforation (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM).

Ergebnisse

91

Abb. 111 Vergleich der Leukozyten an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (rote Linie=4,0-11,0 G/l)

bei Patienten mit Perforation (+/- 2SEM).


bei Patienten ohne Perforation (**p<0,01, +/- 2SEM).

Ergebnisse

92

Abb. 113 Vergleich von CRP an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (rote Linie=0,49 mg/dl) bei

Patienten mit Perforation (*p<0,05, +/- 2SEM).


Patienten ohne Perforation (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM).

Für CRP (Abb. 113 und Abb. 114) konnte in beiden Subgruppen ein signifikanter

Unterschied, sowohl an Tag 0 als auch an Tag 1, errechnet werden, mit insgesamt höheren

Werten bei Patienten mit Perforation. Dabei ist ohne Perforation auch der beobachtete

perioperative Anstieg signifikant (p<0,05).

Ergebnisse

93

Abb. 115 Vergleich von PCT an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (rote Linie=0,09 ng/ml) bei

Patienten mit Perforation (*p<0,05, +/- 2SEM).


Patienten ohne Perforation (+/- 2SEM).

Wie aus Abb. 115 und Abb. 116 zu entnehmen kann für Procalcitonin nur bei Vorhandensein

einer Perforation ein signifikanter Unterschied zum Normwert gezeigt werde.

Für IL-6 gilt dies sowohl bei Patienten mit als auch ohne Perforation (Abb. 117 und Abb.

118).

Ergebnisse

94

Abb. 117 Vergleich von IL-6 an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (rote Linie=5,89 pg/ml) bei

Patienten mit Perforation (*p<0,05, +/- 2SEM). Zur besseren Darstellung wurde eine logarithmische Skala

gewählt.


Patienten ohne Perforation (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM). Zur besseren Darstellung wurde eine

logarithmische Skala gewählt.

Ergebnisse

95

Abb. 119 Vergleich von HLA-DR an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (100 %) bei Patienten mit

Perforation (*p<0,05, +/- 2SEM).

Abb. 120 Vergleich von HLA-DR an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (100 %) bei Patienten ohne

Perforation (**p<0,01, +/- 2SEM).

Ebenso findet sich bei der HLA-DR-Expression (Abb. 119 und Abb. 120) ein jeweils ein

signifikanter Unterschied. Bei Abwesenheit einer Perforation ist dieser sogar hochsignifikant

(p<0,01).

Ergebnisse

96


Linie=5,76 % der CD4+) bei Patienten mit Perforation (+/- 2SEM).


Linie=5,76 % der CD4+) bei Patienten ohne Perforation (**p<0,01, +/- 2SEM).

Bei Patienten mit Perforation ist für die Zahl der regulatorischen T-Zellen keine Signifikanz

zu erkennen (Abb. 121). Ohne Perforation sind die gemessenen Werte hochsignifikant

(p<0,01) geringer als die des Normkollektivs (Abb. 122).

Ergebnisse

97


Linie=70517,45 pg/ml) bei Patienten mit Perforation (*p<0,05, +/- 2SEM).


Linie=70517,45 pg/ml) bei Patienten ohne Perforation (*p<0,05, +/- 2SEM).

Dies gilt auch für TGF-β (Abb. 123 und Abb. 124). Hier ist bei Patienten mit Perforation

sowohl an Tag 0 als auch an Tag 1 eine Signifikanz zu erkennen, bei Patienten ohne

Perforation nur präoperativ.

Für IL-10 lassen sich keine Signifikanzen errechnen. Dabei scheint aber der präoperative

Wert bei Patienten mit Perforation höher zu sein als ohne Perforation.

Ergebnisse

98


Linie=38,59 pg/ml) bei Patienten mit Perforation (+/- 2SEM).


Linie=38,59 pg/ml) bei Patienten ohne Perforation (+/- 2SEM).

3.4.4. Vorhandensein einer systemischen Immunreaktion

(SIRS/Sepsis)

Die folgenden Grafiken zeigen den Vergleich der Parameter an Tag 0 und Tag 1 mit dem in

der klinischen Routine angewandten Normwert, bzw. dem Median der Kontrollgruppe.

Ergebnisse

99


Linie=0,15 RLU) bei Patienten mit SIRS/Sepsis (*p<0,05, +/- 2SEM).


Linie=0,15 RLU) bei Patienten ohne SIRS/Sepsis (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM).

Endotoxin zeigt in beiden Subgruppen signifikant erhöhte Werte (Abb. 127 und Abb. 128).

Für die Leukozytenzahl (Abb. 129 und Abb. 130) gilt dies nur unter Abwesenheit einer

SIRS/Sepsis und auch nur an Tag 0.

Ergebnisse

100


bei Patienten mit SIRS/Sepsis (+/- 2SEM).


bei Patienten ohne SIRS/Sepsis (**p<0,01, +/- 2SEM).

Ergebnisse

101


Patienten mit SIRS/Sepsis (*p<0,05, +/- 2SEM).

Bei CRP (Abb. 131 und Abb. 132) verhält es sich ähnlich den Werten für Endotoxin.

Procalcitonin (Abb. 133 und Abb. 134) zeigt nur bei Patienten mit SIRS/Sepsis signifikante

Unterschiede zum Normwert, auch wenn in beiden Subgruppen die gemessenen Werte höher

erscheinen.


Patienten ohne SIRS/Sepsis (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM).

Ergebnisse

102


Patienten mit SIRS/Sepsis (*p<0,05, +/- 2SEM).


Patienten ohne SIRS/Sepsis (+/- 2SEM).

Ergebnisse

103


Patienten mit SIRS/Sepsis (*p<0,05, +/- 2SEM). Zur besseren Darstellung wurde eine logarithmische Skala

gewählt.

Auch bei Interkleukin-6 (Abb. 135 und Abb. 136) sind in beiden Subgruppen die

Unterschiede signifikant, ebenso wie bei der HLA-DR-Expression (Abb. 137 und Abb. 138).

Abb. 136 Vergleich von IL-6 an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (rote Linie=5,89 ng/ml) bei

Patienten ohne SIRS/Sepsis (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM).

Ergebnisse

104

Abb. 137 Vergleich von HLA-DR an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (100 %) bei Patienten mit

SIRS/Sepsis (*p<0,05, +/- 2SEM).

Abb. 138 Vergleich von HLA-DR an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (100 %) bei Patienten ohne

SIRS/Sepsis (**p<0,01, +/- 2SEM).

Ergebnisse

105


Linie=5,76 % der CD4+) bei Patienten mit SIRS/Sepsis (+/- 2SEM).


Linie=5,76 % der CD4+) bei Patienten ohne SIRS/Sepsis (+/- 2SEM).

Ergebnisse

106


Linie=70517,45 pg/ml) bei Patienten mit SIRS/Sepsis (*p<0,05, +/- 2SEM).

Die Werte für TGF-β und Tregs sind niedriger als die der Kontrollen. Es kann allerdings nur

bei TGF-β bei Patienten mit SIRS/Sepsis an beiden Tagen eine Signifikanz angegeben

werden.


Linie=70517,45 pg/ml) bei Patienten ohne SIRS/Sepsis (*p<0,05, +/- 2SEM).

Ergebnisse

107


Linie=38,59 pg/ml) bei Patienten mit SIRS/Sepsis (+/- 2SEM).

Auch bei den Werten für IL-10 fehlt jegliche Signifikanz. Allerdings ist, wie auch schon oben

beschrieben, bei Vorhandensein einer SIRS/Sepsis der Wert größer als der des

Normkollektivs.


Linie=38,59 pg/ml) bei Patienten ohne SIRS/Sepsis (+/- 2SEM).

Ergebnisse

108

3.5. Korrelation mit der Krankenhausverweildauer und der

Intensivverweildauer

Die Korrelation wird mit Hilfe des Spearman-Korrelationskoeffizienten angegeben. Dabei

beschreiben positive Korrelationen eine gleichartige Beziehung der Werte. Demnach sind bei

hohen Werten eines Parameters auch von hohen Werten des anderen Parameters auszugehen.

Bei negativen Korrelationen verhält sich das Wertepaar entgegengesetzt, d.h. hohe Werte des

einen Parameters gehen mit niedrigen Werten des anderen Parameters einher.

Es wird die Korrelation am präoperativen Tag 0 und am postoperativen Tag 1 untersucht. Auf

eine Untersuchung zwischen Tag 0 und Tag 1 wird aufgrund der in diesem Zeitraum

durchgeführten Intervention verzichtet. Im Folgenden gilt als Signifikanzniveau ein Wert von

p<0,05. Bei p<0,01 wird von hoher Signifikanz gesprochen.

3.5.1. Korrelation mit der Krankhausverweildauer

3.5.1.1. Ohne Subgruppenbildung

Zunächst sei der Zusammenhang der einzelnen untersuchten Parameter mit der Krankenhaus-

verweildauer (Tab. 26) dargestellt. Dabei zeigt sich bei den proinflammatorischen

Biomarkern, welche schon in der klinischen Routine verwendet werden, bei der Dauer des

Krankenhausaufenthaltes ein positiver Zusammenhang über den gesamten Untersuchungs-

zeitraum. Bei der monozytären HLA-DR-Expression besteht eine signifikante negative

Korrelation. Das heißt eine hohe immunmodulatorische Aktivität geht mit einer kurzen

Krankenhausverweildauer einher und umgekehrt.

Abb. 145 bis Abb. 149 zeigen die Korrelationen der einzelnen Parameter mit der

Krankenhausverweildauer exemplarisch an Tag 0. Dabei ist nur bei PCT (p<0,01), IL-6

(p<0,01) und HLA-DR (p<0,01) eine Signifikanz zu erkennen. Bei den anderen untersuchten

Parametern ist somit allenfalls von einer Tendenz zu sprechen. Die weiteren Signifikanzen der

Korrelationen der einzelnen Werte ist aus Tab. 26 zu entnehmen. Die proinflammatorischen

Biomarker EAA, Leukos, CRP, PCT und IL-6 zeigen eine positive Korrelation mit der Dauer

des Klinikaufenthaltes, die antiinflammatorischen Parameter Tregs und TGF-β eine negative

Korrelation, IL-10 ebenfalls einen positiven Zusammenhang. Auffallend ist, dass Endotoxin,

Tregs, und TGF-β Schwankungen der Korrelationskoeffizienten über den

Beobachtungszeitraum aufweisen. Die Biomarker Leukos, CRP, PCT, IL-6 und HLA-DR

weisen von Tag 0 bis Tag 5 eine gleichgerichtete Korrelation auf.

Ergebnisse

109

Tab. 26 Korrelation der untersuchten Parameter mit der Krankenhausverweildauer (KH).

Tag 0 Tag 1 Tag 2 Tag 3 Tag 4 Tag 5

Endotoxin K.-Koeff. 0,07 -0,26 -0,04 0,68 0,28 0,36

p 0,79 0,32 0,88 <0,01 0,46 0,43

Leukos K.-Koeff. 0,00 0,23 0,47 0,75 0,33 0,32

p 1,00 0,38 0,06 <0,01 0,38 0,48

CRP K.-Koeff. 0,38 0,47 0,71 0,91 0,76 0,54

p 0,14 0,06 <0,01 <0,01 <0,05 0,22

PCT K.-Koeff. 0,70 0,71 0,73 0,76 0,50 0,14

p <0,01 <0,01 <0,01 <0,01 0,17 0,79

IL-6 K.-Koeff. 0,67 0,74 0,80 0,79 0,76 0,96

p <0,01 <0,01 <0,01 <0,01 <0,05 <0,01

HLA-DR K.-Koeff. -0,73 -0,70 -0,79 -0,87 -0,69 -0,11

p <0,01 <0,01 <0,01 <0,01 <0,05 0,82

Tregs K.-Koeff. -0,03 0,00 0,03 -0,18 -0,33 -0,14

p 0,90 0,98 0,91 0,56 0,38 0,76

TGF-β K.-Koeff. -0,01 -0,19 0,19 0,16 -0,13 -0,21

p 0,98 0,47 0,47 0,61 0,73 0,64

IL-10 K.-Koeff. 0,11 0,40 0,15

p 0,82 0,50 0,75

Abb. 145 Korrelation von Endotoxin (links) und CRP (rechts) mit der Krankhausverweildauer an Tag 0.

Ergebnisse

110

Abb. 146 Korrelation von Leukozyten mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0

Abb. 147 Korrelation von PCT (links) und IL-6 (rechts) mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0. Zur

besseren Darstellung wurde bei IL-6 (rechts) eine logarithmische Skala gewählt.

Ergebnisse

111

Abb. 148 Korrelation von HLA-DR (links) und Tregs (rechts) mit der Krankenhausverweildauer an Tag

0.

Abb. 149 Korrelation von TGF-β (links) und IL-10 (rechts) mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0.

Ergebnisse

112

3.5.1.2. Vorhandensein einer Peritonitis

Tab. 27 Korrelation der untersuchten Parameter mit der Krankenhausverweildauer (KH) bei Patienten

ohne Peritonitis.

Tag 0 Tag 1 Tag 2 Tag 3

Endotoxin K.-Koeff. -0,45 -0,89 -0,67

p 0,45 0,04 0,22

Leukos K.-Koeff. 0,22 0,22 0,34

p 0,72 0,72 0,57

CRP K.-Koeff. -0,67 -0,67 -0,67

p 0,22 0,22 0,22

PCT K.-Koeff.

-0,50

p

0,39

IL-6 K.-Koeff. -0,89 -0,22 -0,22

p 0,04 0,72 0,72

HLA-DR K.-Koeff. 0,22 0,22 0,22

p 0,72 0,72 0,72

Tregs K.-Koeff. 0,34 0,45 0,67

p 0,57 0,45 0,22

TGF-β K.-Koeff. -0,45 -0,67 -0,22 -0,77

p 0,45 0,22 0,72 0,23

Tab. 27 zeigt die Korrelationen der einzelnen untersuchten Parameter mit der

Krankenhausverweildauer bei Patienten ohne Peritonitis. Dabei lässt sich nur für Endotoxin

an Tag 1 und Interleukin-6 an Tag 0 eine Signifikanz feststellen (jeweils p<0,05). Bei

Endotoxin, CRP, IL-6 und TGF-β zeigt sich über den gesamten Untersuchungszeitraum eine

negative Korrelation, bei Leukozyten, HLA-DR und den regulatorischen T-Zellen eine

Positive. Für Interleukin-10 konnte aufgrund des kleinen Patientenkollektivs und Werten

unterhalb der Nachweisgrenze

Ergebnisse

113


mit Peritonitis.


Endotoxin K.-Koeff. 0,39 -0,11 0,24 0,58 0,28 0,36

p 0,21 0,73 0,45 0,06 0,46 0,43

Leukos K.-Koeff. -0,15 0,09 0,36 0,59 0,33 0,32

p 0,64 0,79 0,25 0,05 0,38 0,48

CRP K.-Koeff. 0,49 0,55 0,72 0,88 0,76 0,54

p 0,10 0,06 0,01 0,00 0,02 0,22

PCT K.-Koeff. 0,60 0,59 0,75 0,74 0,50 0,14

p 0,04 0,04 0,00 0,01 0,17 0,79

IL-6 K.-Koeff. 0,73 0,66 0,82 0,69 0,76 0,96

p 0,01 0,02 0,00 0,02 0,02 0,00

HLA-DR K.-Koeff. -0,70 -0,62 -0,79 -0,76 -0,69 -0,11

p 0,01 0,03 0,00 0,01 0,04 0,82

Tregs K.-Koeff. -0,22 -0,28 -0,14 -0,37 -0,26 -0,14

p 0,50 0,38 0,68 0,32 0,53 0,76

TGF-β K.-Koeff. -0,07 -0,11 0,23 0,08 -0,13 -0,21

p 0,82 0,74 0,47 0,83 0,73 0,64

IL-10 K.-Koeff. -0,03 0,76

p 0,96 0,13

In Tab. 28 sind die Korrelationen der einzelnen Parameter mit der Krankenhausverweildauer

bei Patienten mit Peritonitis dargestellt. Daraus lassen sich die Signifikanzen entnehmen. Bei

Interleukin-10 konnten aufgrund des kleinen Patientenkollektivs und Werten unterhalb der

Nachweisgrenze nur an Tag 0 und Tag 2 Korrelationen berechnet werden.

Für HLA-DR sind über den gesamten Untersuchungszeitraum negative Korrelationen zu

erkennen. Diese sind bis auf Tag 5 signifikant. Das bedeutet, dass niedrige Werte für die

HLA-DR- Expression mit einer längeren Krankenhausaufenthaltsdauer einhergehen.

In Abb. 150 bis Abb. 158 sind exemplarisch die Korrelationen an Tag 0 der einzelnen

Biomarker mit der Krankenhausverweildauer bei Patienten ohne und mit Peritonitis

dargestellt. Die restlichen Werte sind aus den obigen Tabellen zu entnehmen.

Für die proinflammatorischen Marker Endotoxin (Abb. 150), CRP (Abb. 152) und

Interleukin-6 (Abb. 154) zeigt sich bei Patienten ohne Peritonitis an Tag 0 jeweils ein

negativer Zusammenhang. Das bedeutet, dass niedrige Werte dieser Biomarker mit einer

langen stationären Behandlungsdauer einhergehen. Allerdings ist diese Korrelation nur bei

Interleukin-6 signifikant (p<0,05). Bei Patienten die unter einer Peritonitis leiden sind die

Korrelationen dieser Messungen stets positiv. Dies wiederum lässt den Schluss zu, dass hohe

gemessene Werte mit einer hohen Krankenhausverweildauer einhergehen. Auch diese

Ergebnisse

114

Aussage lässt sich nur bei IL-6 als signifikant erkennen (p<0,05). Bei der Leukozytenzahl

(Abb. 151), der monozytären HLA-DR-Expression (Abb. 155) und den regulatorischen T-

Zellen (Abb. 156) besteht an Tag 0 bei Patienten ohne Peritonitis jeweils eine negative

Korrelation und bei Patienten mit Peritonitis eine positive Korrelation. Hier lässt sich nur bei

der HLA-DR-Expression bei Patienten mit Peritonitis eine Signifikanz errechnen (p<0,05).

Abb. 150 Korrelation von Endotoxin mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten ohne

(links) und mit (rechts) Peritonitis.

Abb. 151 Korrelation der Leukozyten mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten ohne

(links) und mit (rechts) Peritonitis.

Ergebnisse

115

Abb. 152 Korrelation von CRP mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten ohne (links) und

mit (rechts) Peritonitis.

Für Procalcitonin (Abb. 153) und Interleukin-10 (Abb. 158) sind nur die Daten für Peritonitis-

Patienten dargestellt, da sich bei Patienten ohne Peritonitis an Tag 0 keine Korrelation

errechnen ließ. Der Grund mag vor allem das geringe Patientenkollektiv und bei IL-10 nicht

erhebbare Daten unterhalb der Nachweisgrenze sein.

Abb. 153 Korrelation von PCT mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten mit Peritonitis.

Procalcitonin zeigt in diesem Zusammenhang eine signifikante positive Korrelation (p<0,05)

mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0.

Ergebnisse

116

Abb. 154 Korrelation von IL-6 mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten ohne (links) und

mit (rechts) Peritonitis. Zur besseren Darstellung wurde bei der rechten Grafik eine logarithmische Skala

gewählt.

Abb. 155 Korrelation von HLA-DR mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten ohne (links)

und mit (rechts) Peritonitis.

Ergebnisse

117

Abb. 156 Korrelation der Tregs mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten ohne (links)


Abb. 157 Korrelation von TGF-β mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten ohne (links)


TGF-β (Abb. 157) zeigt in beiden Patientensubgruppen eine negative Korrelation, allerdings

ohne Signifikanz.

Bei IL-10 ist das Ergebnis mit einem Korrelationskoeffizienten nahe am Nullpunkt als

fragwürdig zu interpretieren.

Ergebnisse

118

Abb. 158 Korrelation von IL-10 mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten mit Peritonitis.

3.5.1.3. Vorhandensein einer Perforation


ohne Perforation.


Endotoxin K.-Koeff. -0,50 -0,86 -0,66 -0,24

p 0,14 0,00 0,04 0,61

Leukos K.-Koeff. 0,26 0,39 0,59 0,73

p 0,46 0,27 0,07 0,04

CRP K.-Koeff. -0,49 -0,13 0,10 0,73

p 0,15 0,72 0,79 0,04

PCT K.-Koeff. 0,22 0,22 0,09 0,10

p 0,55 0,55 0,80 0,81

IL-6 K.-Koeff. -0,18 0,40 0,43 0,45

p 0,63 0,26 0,22 0,26

HLA-DR K.-Koeff. -0,18 -0,18 -0,32 -0,78

p 0,62 0,63 0,37 0,04

Tregs K.-Koeff. -0,05 0,12 0,23 -0,06

p 0,90 0,73 0,52 0,91

TGF-β K.-Koeff. -0,04 -0,10 -0,03 0,02

p 0,91 0,78 0,94 0,97

IL-10 K.-Koeff. 0,50 -0,43

p 0,67 0,47

Tab. 29 zeigt die Korrelationen der untersuchten Parameter mit der Dauer der stationären

Behandlung bei Patienten ohne Hohlorganperforation. Endotoxin zeigt von Tag 0 bis Tag 3

einen negativen Zusammenhang zu Krankenhausverweildauer. An Tag 1 und Tag 2 ist dieser

Ergebnisse

119

signifikant. Auch bei der HLA-DR-Expression gehen hohe Werte mit einer kürzeren

Behandlungsdauer einher. Für Tag 4 und Tag 5 konnten wegen der niedrigen Anzahl an

Patienten, vor allem wegen der kürzeren Krankenhausverweildauer, keine Korrelationen

errechnet werden. Das Gleiche gilt für Interleukin-10 an Tag 1 und Tag 3, auch aufgrund von

Werten unterhalb der Nachweisgrenze. Weitere Signifikanzen sind aus Tab. 29 zu entnehmen.


mit Perforation.


Endotoxin K.-Koeff. -0,22 -0,04 0,32 0,04 -0,05 0,03

p 0,64 0,94 0,48 0,94 0,91 0,96

Leukos K.-Koeff. -0,07 0,04 0,29 0,46 0,46 0,49

p 0,88 0,94 0,53 0,29 0,29 0,32

CRP K.-Koeff. -0,36 -0,43 0,32 0,57 0,61 0,26

p 0,43 0,34 0,48 0,18 0,15 0,62

PCT K.-Koeff. 0,09 0,50 0,43 0,49 0,20

p 0,85 0,25 0,40 0,27 0,75

IL-6 K.-Koeff. 0,61 0,57 0,86 0,37 0,64 0,94

p 0,15 0,18 0,01 0,47 0,12 0,00

HLA-DR K.-Koeff. -0,18 -0,68 -0,64 -0,50 0,09

p 0,70 0,09 0,12 0,25 0,87

Tregs K.-Koeff. -0,18 -0,54 -0,49 -0,60 -0,60 -0,26

p 0,70 0,22 0,33 0,21 0,21 0,62

TGF-β K.-Koeff. -0,21 -0,14 0,57 0,61 0,18 0,26

p 0,64 0,76 0,18 0,15 0,70 0,62

IL-10 K.-Koeff. -0,40

p 0,60

In Tab. 30 sind die Korrelationen der untersuchten Parameter mit der

Krankenhausverweildauer bei Patienten mit Hohlorganperforation dargestellt. Dabei konnten

nur für Interleukin-6 an Tag 2 und Tag 5 signifikante Zusammenhänge errechnet werden. Bei

Interleukin-10 konnte wieder nur für Tag 0 eine Korrelation errechnet werden.

Abb. 159 bis Abb. 167 zeigen exemplarisch die Korrelationen der untersuchten Parameter mit

der Krankenhausverweildauer bei Patienten ohne und mit Hohlorganperforation an Tag 0.

Die proinflammatorischen Parameter Endotoxin (Abb. 159), CRP (Abb. 161) und Interleukin-

6 (Abb. 163) zeigen bei Patienten ohne Perforation eine negative Korrelation. Das Gleiche

gilt bis auf Interleukin-6 auch für Patienten mit Perforation. Bei der Leukozytenzahl (Abb.

160) und PCT (Abb. 162) besteht ohne Perforation ein positiver Zusammenhang.

Ergebnisse

120


(links) und mit (rechts) Perforation.


(links) und mit (rechts) Perforation.

Die Leukozytenzahl bei Patienten mit Perforation korreliert zwar negativ mit der

Krankenhausverweildauer, allerdings befindet sich der Korrelationskoeffizient sehr nahe am

Nullpunkt, dass dieser Zusammenhang als kritisch zu sehen ist. Das Gleiche gilt für

Procalcitonin.

Ergebnisse

121


mit (rechts) Perforation.

Abb. 162 Korrelation von PCT mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten ohne (links) und

mit (rechts) Perforation.

Ergebnisse

122


mit (rechts) Perforation. Zur besseren Darstellung wurde eine logarithmische Skala gewählt.

Abb. 164 Korrelation von HLA-DR mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten ohne

Perforation

Für die monozytäre HLA-DR-Expression (Abb. 164) konnte aufgrund der niedrigen

Patientenzahl in der Subgruppe mit Perforation keine Korrelation errechnet werden.

Ergebnisse

123


und mit (rechts) Perforation.

In Abb. 165 ist die Korrelation der regulatorischen T-Zellen mit der Dauer des stationären

Aufenthaltes dargestellt. Auch hier befindet sich bei Patienten ohne Perforation der

Korrelationskoeffizient sehr nahe am Nullpunkt, sodass nicht von einem statistischen

Zusammenhang ausgegangen werden kann. Das Gleiche gilt für TGF-β (Abb. 166).



Ergebnisse

124

Abb. 167 Korrelation von IL-10 mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten ohne (links)


Es sei zu erwähnen, dass bei keinem der bestimmten Parameter eine Signifikanz bei der

Korrelation mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 errechnet werden konnte.

3.5.1.4. Vorhandensein einer systemischen Immunreaktion

(SIRS/Sepsis)

In Tab. 31 und Tab. 32 sind die Korrelationen der untersuchten Parameter mit der

Krankenhausverweildauer bei Patienten ohne und mit SIRS/Sepsis dargestellt. Endotoxin

zeigt bei Patienten ohne systemische Immunreaktion von Tag 0 bist Tag 2 eine negative

Korrelation. Diese ist an Tag 1 hochsignifikant (p<0,01). Ebenfalls signifikante Korrelationen

sind an Tag 3 bei Leukozyten (K.-Koeff. 0,77, p<0,05), CRP (K.-Koeff. 0,77, p<0,05) und bei

der monozytären HLA-DR-Expression (K.-Koeff. -0,90, p<0,05) zu erkennen. Letztere

bedeutet, dass niedrige Werte für die HLA-DR-Expression mit einer längeren stationären

Behandlungsdauer einhergehen. Für Interleukin-10 konnten aufgrund niedriger Fallzahlen

und Werten unterhalb der Nachweisgrenze an Tag 0, Tag 1 und Tag 3 keine Korrelationen

errechnet werden.

Bei Pateinten mit SIRS/Sepsis lassen sich nur für Interleukin-6 an Tag 2 und Tag 5

Signifikanzen errechnet werden. Für Interleukin-10 konnte nur an Tag 0 eine Korrelation

errechnet werden.

Ergebnisse

125

Tab. 31 Korrelation der untersuchten Parameter mit der Krankenausverweildauer (KH) bei Patienten

ohne SIRS/Sepsis.


Endotoxin K.-Koeff. -0,11 -0,90 -0,58 0,18

p 0,75 0,00 0,08 0,70

Leukos K.-Koeff. 0,15 0,39 0,59 0,77

p 0,69 0,27 0,07 0,03

CRP K.-Koeff. -0,22 -0,13 0,13 0,77

p 0,54 0,72 0,72 0,03

PCT K.-Koeff. 0,22 0,22 0,09 0,10

p 0,55 0,55 0,80 0,81

IL-6 K.-Koeff. -0,18 0,40 0,35 0,54

p 0,63 0,26 0,32 0,17

HLA-DR K.-Koeff. -0,26 -0,29 -0,46 -0,90

p 0,47 0,42 0,18 0,01

Tregs K.-Koeff. 0,42 0,31 0,47 0,28

p 0,22 0,38 0,17 0,59

TGF-β K.-Koeff. 0,04 -0,46 -0,03 -0,36

p 0,91 0,18 0,94 0,43

IL-10 K.-Koeff. -0,43

p 0,47


mit SIRS/Sepsis.


Endotoxin K.-Koeff. 0,14 -0,21 0,32 0,14 -0,05 0,03

p 0,76 0,64 0,48 0,76 0,91 0,96

Leukos K.-Koeff. -0,18 0,04 0,29 0,54 0,46 0,49

p 0,70 0,94 0,53 0,22 0,29 0,32

CRP K.-Koeff. -0,11 -0,21 0,32 0,54 0,57 0,26

p 0,82 0,64 0,48 0,22 0,18 0,62

PCT K.-Koeff. -0,09 -0,07 0,29 0,09 0,29 0,10

p 0,85 0,88 0,53 0,87 0,53 0,87

IL-6 K.-Koeff. 0,36 0,57 0,86 0,37 0,64 0,94

p 0,43 0,18 0,01 0,47 0,12 0,00

HLA-DR K.-Koeff. -0,43 -0,43 -0,71 -0,71 -0,57 -0,09

p 0,34 0,34 0,07 0,07 0,18 0,87

Tregs K.-Koeff. 0,18 -0,54 -0,20 -0,37 -0,37 -0,14

p 0,70 0,22 0,70 0,47 0,47 0,79

TGF-β K.-Koeff. -0,21 -0,57 0,57 0,21 -0,04 -0,49

p 0,64 0,18 0,18 0,64 0,94 0,33

IL-10 K.-Koeff. -0,30

p 0,62

Ergebnisse

126

In Abb. 168 bis Abb. 176 sind die Korrelationen der einzelnen untersuchten Parameter mit der

Krankenhausverweildauer dargestellt. Gezeigt wird jeweils die Subgruppe ohne und mit

systemischer Immunreaktion exemplarisch an Tag 0. Endotoxin zeigt ohne SIRS/Sepsis eine

negative, mit SIRS/Sepsis eine positive Korrelation. Beide Ergebnisse sind statistisch nicht

signifikant. Das Gleiche gilt für Interleukin-6 (Abb. 171).


(links) und mit (rechts) SIRS/Sepsis.

In Abb. 169 erkennt man sowohl ohne als auch mit systemischer Immunreaktion einen

negativen Zusammenhang zur Krankenhausverweildauer. Dies gilt auch für die monozytäre

HLA-DR-Expression (Abb. 173). Bei Tregs ist jeweils ein positiver Zusammenhang zu

erkennen (Abb. 174). Für PCT, Leukozyten, und TGF-β gilt bei Patienten ohne SIRS/Sepsis

ein positiver und ohne SIRS/Sepsis ein negativer Zusammenhang.

Die regulatorischen Zellen korrelieren in beiden Fällen positiv mit der

Krankenhausverweildauer.

Keines dieser Ergebnisse ist statistisch signifikant und deshalb am ehesten als Trend zu

werten.

Ergebnisse

127


mit (rechts) SIRS/Sepsis.

Abb. 170 Korrelation von PCT mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten ohne (links) und

mit (rechts) SIRS/Sepsis.

Ergebnisse

128


mit (rechts) SIRS/Sepsis. Zur besseren Darstellung wurde eine logarithmische Skala gewählt.


(links) und mit (rechts) SIRS/Sepsis.

Ergebnisse

129

Abb. 173 Korrelation von HLA-DR mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten ohne (links)

und mit (rechts) SIRS/Sepsis.


und mit SIRS/Sepsis.

Ergebnisse

130



Abb. 176 Korrelation von IL-10 mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten ohne (links)


3.5.2. Korrelation mit Intensivverweildauer

3.5.2.1. Ohne Subgruppenbildung

Tab. 33 zeigt den Zusammenhang der einzelnen bestimmten Parameter mit der Dauer des

Intensivaufenthaltes. Bei dieser Auswertung wurden alle Patienten berücksichtigt, unabhängig

davon, ob eine Intensivbehandlung durchgeführt wurde. War dies nicht der Fall wurde dies in

der statistischen Auswertung als null gewertet.

Ergebnisse

131

Bei den in der klinischen Routine eingesetzten proinflammatorischen Biomarkern CRP, PCT

und IL-6 zeigt sich über den gesamten Untersuchungszeitraum eine positive Korrelation, das

Gleiche gilt für Endotoxin, ebenso für die antiinflammatorischen Parameter Tregs und IL-10.

Bei der monozytären HLA-DR-Expression ist bis auf Tag 5 wie schon bei der

Krankenhausverweildauer eine negative Korrelation zu beobachten. Das heißt, dass auch hier

eine geringe immunmodulatorische Aktivität mit einer verlängerten Intensivtherapiedauer

einhergeht. TGF-β zeigt im Beobachtungszeitraum Schwankungen zwischen den einzelnen

Tagen. Das Gleiche gilt auch für die Leukozytenzahl. Hierbei ist an Tag 0, 1 und 5 eine

negative Korrelation zu beobachten, an Tag 2 bis Tag 4 eine positive Korrelation. Jegliche

Werte konnten aber nicht als signifikant angenommen werden. Die Abb. 177 bis Abb. 181

zeigen die Korrelation der untersuchten Werte exemplarisch an Tag 0, d.h. vor der

Intervention. Dabei ist nur bei PCT (p<0,05), IL-6 (p<0,05) und HLA-DR (p<0,05) eine

statistische Signifikanz zu beobachten. Die anderen Ergebnisse sind also allenfalls als Trend

zu werten. Die weiteren Signifikanzen sind aus Tab. 33 zu entnehmen.

Tab. 33 Korrelationen der untersuchten Parameter mit der Intensivverweildauer (ICU).


Endotoxin K.-Koeff. 0,28 0,15 0,49 0,70 0,36 0,15

p 0,27 0,57 <0,05 <0,05 0,34 0,75

Leukos K.-Koeff. -0,32 -0,14 0,03 0,33 0,07 -0,11

p 0,22 0,61 0,90 0,22 0,85 0,81

CRP K.-Koeff. 0,41 0,37 0,72 0,76 0,79 0,44

p 0,10 0,15 <0,01 <0,01 <0,01 0,32

PCT K.-Koeff. 0,56 0,55 0,68 0,70 0,64 0,58

p <0,05 <0,05 <0,01 <0,05 0,06 0,23

IL-6 K.-Koeff. 0,62 0,74 0,74 0,78 0,71 0,59

p <0,05 <0,01 <0,01 <0,01 <0,05 0,16

HLA-DR K.-Koeff. -0,55 -0,47 -0,56 -0,55 -0,51 0,19

p <0,05 0,06 <0,05 <0,05 0,16 0,69

Tregs K.-Koeff. 0,15 0,13 0,14 0,07 0,13 0,30

p 0,56 0,62 0,60 0,81 0,74 0,52

TGF-β K.-Koeff. -0,27 -0,23 0,14 0,03 -0,57 -0,26

p 0,29 0,37 0,59 0,93 0,11 0,57

IL-10 K.-Koeff. 0,08 0,45 0,40 0,50

p 0,87 0,45 0,37 0,67

Ergebnisse

132

Abb. 177 Korrelation von Endotoxin (links) und CRP (rechts) mit der Intensivverweildauer an Tag 0.

Abb. 178 Korrelation der Leukozyten mit der Intensivverweildauer an Tag 0.

Ergebnisse

133

Abb. 179 Korrelation von PCT (links) und IL-6 (rechts) mit der Intensivverweildauer an Tag 0. Zur

besseren Darstellung wurde bei IL-6 (rechts) eine logarithmische Skala gewählt.

Abb. 180 Korrelation von HLA-DR (links) und Tregs (rechts) mit der Intensivverweildauer an Tag 0.

Ergebnisse

134

Abb. 181 Korrelation von TGF-β (links) und IL-10 (rechts) mit der Intensivverweildauer an Tag 0.

Bei der obigen Analyse wurden die Patienten die einer Intensivtherapie zugeführt wurden

aufgrund der geringen Fallzahl (n=4) nicht unabhängig vom Gesamtkollektiv untersucht.

Sicher sollten die untersuchten Parameter, um eine aussagekräftige Analyse des

Zusammenhangs mit der Intensivverweildauer zu erhalten, nochmals speziell an

Intensivpatienten getestet werden.

Ergebnisse

135

3.5.2.2. Patienten mit Peritonitis

Tab. 34 Korrelation der untersuchten Parameter mit der Intensivverweildauer (ICU) bei Patienten mit

Peritonitis.


Endotoxin K.-Koeff. 0,45 0,17 0,66 0,70 0,36 0,15

p 0,14 0,60 0,02 0,02 0,34 0,75

Leukos K.-Koeff. -0,32 -0,15 -0,04 0,21 0,07 -0,11

p 0,31 0,64 0,90 0,52 0,85 0,81

CRP K.-Koeff. 0,42 0,35 0,79 0,81 0,79 0,44

p 0,17 0,26 0,00 0,00 0,01 0,32

PCT K.-Koeff. 0,49 0,44 0,69 0,69 0,64 0,58

p 0,10 0,15 0,01 0,02 0,06 0,23

IL-6 K.-Koeff. 0,61 0,82 0,83 0,83 0,71 0,59

p 0,04 0,00 0,00 0,00 0,03 0,16

HLA-DR K.-Koeff. -0,47 -0,36 -0,53 -0,51 -0,51 0,19

p 0,13 0,25 0,08 0,11 0,16 0,69

Tregs K.-Koeff. 0,11 -0,01 0,01 -0,13 -0,04 0,30

p 0,74 0,97 0,98 0,74 0,93 0,52

TGF-β K.-Koeff. -0,44 -0,37 0,11 -0,03 -0,57 -0,26

p 0,16 0,24 0,74 0,93 0,11 0,57

IL-10 K.-Koeff. 0,03 0,63 0,69 0,50

p 0,95 0,37 0,20 0,67

In Tab. 34 sind die Korrelationen der untersuchten Parameter mit der Intensivverweildauer

bei Patienten mit Peritonitis dargestellt. Im Patientenkollektiv wurden keine Patienten ohne

Peritonitis auf der Intensivstation behandelt. Die proinflammatorischen Biomarker Endotoxin,

CRP, PCT und Interleukin-6 zeigen über alle untersuchten Tage eine positive Korrelation. Die

Signifikanzen sind aus der Tabelle zu entnehmen. Die monozytäre HLA-DR-Expression

korreliert über den gesamten Zeitraum negativ mit der Dauer der Intensivbehandlung.

Allerdings konnte hier kein signifikantes Ergebnis errechnet werden. Für Interleukin-10

konnte an Tag 3 und Tag 5 keine Korrelation errechnet werden. Als Grund hierfür sind Werte

unterhalb der Nachweisgrenze und das sehr kleine Patientenkollektiv zu sehen.

In Abb. 182 bis Abb. 186 sind exemplarisch die Korrelationen an Tag 0 dargestellt.

Ergebnisse

136

Abb. 182 Korrelation von Endotoxin (links) und CRP (rechts) mit der Intensivverweildauer an Tag 0 bei

mit Peritonitis.

In Abb. 182 ist die Korrelation für Endotoxin und CRP mit der Intensivverweildauer bei

Patienten mit Peritonitis an Tag 0 dargestellt. Beide Zusammenhänge sind positiv ohne

statistische Signifikanz.

Abb. 183 Korrelation von PCT (links) und IL-6 (rechts) mit der Intensivverweildauer an Tag 0 bei

Patienten mit Peritonitis. Bei IL-6 wurde zur besseren Darstellung eine logarithmische Skala gewählt.

Das Gleiche gilt für PCT und Interleukin-6 (Abb. 183), wobei letztere Korrelation signifikant

ist (p<0,05).

Ergebnisse

137

Abb. 184 Korrelation der Leukozyten mit der Intensivverweildauer an Tag 0 bei Patienten mit Peritonitis.

Die Leukozytenzahl (Abb. 184) ist als einziger proinflammatorischer Marker in dieser

Subgruppe negativ.

Abb. 185 Korrelation von HLA-DR (links) und Tregs (rechts) mit der Intensivverweildauer an Tag 0 bei

Patienten mit Peritonitis.

Die monozytäre HLA-DR-Expression korreliert an Tag 0 negativ mit der Dauer der

Intensivbehandlung (Abb. 185), d.h. niedrige Werte gehen mit einer hohen Verweildauer auf

der Intensivstation einher.

Ergebnisse

138

Abb. 186 Korrelation von TGF-β (links) und IL-10 (rechts) mit der Intensivverweildauer an Tag 0 bei

Patienten mit Peritonitis.

Interleukin-10 zeigt zwar eine positive Korrelation, diese ist aber so gering, dass diese

Aussage als kritisch anzusehen ist. Außerdem ist dieses Ergebnis als nicht signifikant zu

werten (Abb. 186).

3.5.2.3. Patienten mit Perforation

In Tab. 35 sind die Korrelationen der untersuchte Parameter mit der Intensivverweildauer bei

Patienten die unter einer Hohlorganperforation litten dargestellt. In dieser Studie wurden auf

der Intensivstation keine Patienten ohne Perforation behandelt. Die proinflammatorischen

Biomarker Endotoxin, PCT und Interleukin-6 zeigen über alle untersuchten Tage einen

positiven Zusammenhang mit der Dauer der Intensivbehandlung. Das Gleiche gilt bis auf Tag

1 auch für CRP. Aufgrund der niedrigen Korrelationskoeffizienten und der fehlenden

Signifikanz scheint die Leukozytenzahl nicht mit der ICU-Behandlungsdauer zu korrelieren.

Interleukin-6 und Procalcitonin zeigen postoperativ eine hohe signifikante Korrelation. Bei

den antiinflammatorischen Parametern fehlt jegliche Signifikanz. Dabei scheint hier die

Tendenz zum negativen Zusammenhang gehen.

Bei Interleukin-10 konnten an Tag 2 und Tag 3 sowie an Tag 5 keine Korrelation errechnet

werden.

Ergebnisse

139


Perforation.


Endotoxin K.-Koeff. 0,17 0,15 0,70 0,44 0,17 -0,20

p 0,72 0,75 0,08 0,32 0,72 0,70

Leukos K.-Koeff. -0,22 -0,04 -0,04 0,07 0,07

p 0,63 0,94 0,94 0,87 0,87

CRP K.-Koeff. 0,15 -0,11 0,74 0,82 0,74 0,26

p 0,75 0,81 0,06 0,03 0,06 0,62

PCT K.-Koeff. 0,45 0,19 0,78 0,70 0,79 0,67

p 0,31 0,69 0,04 0,12 0,04 0,22

IL-6 K.-Koeff. 0,67 0,89 0,93 0,81 0,63 0,49

p 0,10 0,01 0,00 0,05 0,13 0,32

HLA-DR K.-Koeff. 0,15 0,19 -0,30 -0,30 -0,33 0,35

p 0,75 0,69 0,52 0,52 0,46 0,50

Tregs K.-Koeff. 0,33 0,04 -0,17 -0,29 -0,29 0,29

p 0,46 0,94 0,74 0,58 0,58 0,58

TGF-β K.-Koeff. -0,63 -0,33 0,15 0,37 -0,41 0,03

p 0,13 0,46 0,75 0,41 0,36 0,96

IL-10 K.-Koeff. -0,20 0,50 0,50

p 0,80 0,67 0,67

In Abb. 187 bis Abb. 191 sind exemplarisch die Korrelationen der untersuchten Parameter mit

der Intensivverweildauer bei Patienten mit Hohlorganperforation an Tag 0 gezeigt. Wie schon

aus Tab. 35 zu entnehmen zeigen alle proinflammatorischen Biomarker außer Leukozyten

einen positiven Zusammenhang an Tag 0. Dabei ist keines dieser Ergebnisse signifikant.


Patienten mit Perforation.

Ergebnisse

140

Abb. 188 Korrelation von PCT (links) und IL-6 (rechts) mit der Intensivverweildauer an Tag 0 bei

Patienten mit Perforation. Bei IL-6 wurde zur besseren Darstellung eine logarithmische Skala gewählt.

Abb. 189 Korrelation der Leukozyten mit der Intensivverweildauer an Tag 0 bei Patienten mit

Perforation.

Auch die monozytäre HLA-DR-Expression (Abb. 190) korreliert positiv mit der

Intensivbehandlungsdauer. TGF-β und Interleukin-10 (Abb. 191) zeigen an Tag 0 eine

negative Korrelation welche allerdings keine Signifikanzen aufweist.

Ergebnisse

141



Abb. 191 Korrelation von TGF-β (links) und IL-10 (rechts) mit der Intensivverweildauer an Tag 0 bei


Ergebnisse

142

3.5.2.4. Vorhandensein einer systemischen Immunreaktion

(SIRS/Sepsis)


SIRS/Sepsis.


Endotoxin K.-Koeff. 0,54 -0,04 0,70 0,44 0,17 -0,20

p 0,21 0,94 0,08 0,32 0,72 0,70

Leukos K.-Koeff. -0,22 -0,04 -0,04 0,15 0,07

p 0,63 0,94 0,94 0,75 0,87

CRP K.-Koeff. 0,30 0,04 0,74 0,82 0,74 0,26

p 0,52 0,94 0,06 0,03 0,06 0,62

PCT K.-Koeff. 0,15 0,11 0,48 0,29 0,48 0,41

p 0,75 0,81 0,27 0,58 0,27 0,49

IL-6 K.-Koeff. 0,41 0,89 0,93 0,81 0,63 0,49

p 0,36 0,01 0,00 0,05 0,13 0,32

HLA-DR K.-Koeff. -0,30 -0,19 -0,37 -0,37 -0,41 0,12

p 0,52 0,69 0,41 0,41 0,36 0,83

Tregs K.-Koeff. 0,74 0,04 0,12 -0,03 -0,03 0,38

p 0,06 0,94 0,83 0,96 0,96 0,46

TGF-β K.-Koeff. -0,63 -0,85 0,15 0,00 -0,63 -0,58

p 0,13 0,01 0,75 1,00 0,13 0,23

IL-10 K.-Koeff. -0,05 0,50 0,50

p 0,93 0,67 0,67

Abb. 192 bis Abb. 196 zeigen exemplarisch die Korrelationen der einzelnen untersuchten

Parameter mit der Intensivverweildauer bei Patienten mit systemischer Immunreaktion.


mit SIRS/Sepsis.

Ergebnisse

143

Die proinflammatorischen Biomarker Endotoxin, CRP (Abb. 192), PCT und Interleukin-6

(Abb. 193) zeigen an Tag 0 einen positiven Zusammenhang. Die Leukozytenzahl (Abb. 194)

korreliert negativ mit der Intensivverweildauer.

Abb. 193 Korrelation von PCT (links) und IL-6 (rechts) mit der Intensivverweildauer an Tag 0 bei mit

SIRS/Sepsis. Zur besseren Darstellung wurde bei IL-6 (rechts) eine logarithmische Skala gewählt.

Abb. 194 Korrelation der Leukozyten mit der Intensivverweildauer an Tag 0 bei mit SIRS/Sepsis.

Auch die monozytäre HLA-DR-Expression (Abb. 195), TGF-β und Interleukin-10 (Abb. 196)

zeigen einen negativen Zusammenhang zu den ICU-Tagen. Da der Korrelationskoeffizient für

Interleukin-10 sehr nahe am Nullpunktliegt ist diese Zusammenhang kritisch und eher als

nicht vorhanden anzusehen.

Ergebnisse

144


mit SIRS/Sepsis.

Abb. 196 Korrelation von TGF-β (links) und IL-10 (rechts) mit der Intensivverweildauer an Tag 0 bei mit

SIRS/Sepsis.

Keines der hier dargestellten Ergebnisse an Tag 0 ist statistisch signifikant.

Diskussion

145

4. Diskussion Ziel dieser Dissertation ist die Beschreibung des Verlaufs pro- und antiinflammatorischer

Parameter bei Patienten mit operationspflichtigem akutem Abdomen.

Die untersuchten Parameter C-reaktives Protein, die Leukozytenzahl, Procalcitonin, sowie

Interleukin-6 sind in der klinischen Routine etablierte proinflammatorische Marker, die auf

einen akuten Infekt oder eine Entzündung hinweisen. Diese wurden durch Endotoxin, ein in

der Zellwand gram-negativer Bakterien und Pilzen vorkommendes Lipopolisaccharid,

welches mittels Bioluminiszenz nachgewiesen wurde, ergänzt. Zudem wurden auf

antiinflammatorischer Seite die Zahl der regulatorischen T-Zellen und die Biomarker TGF-β

und Interleukin-10 gemessen. Zur generellen Einschätzung des Zustandes der

Immunmodulation wurde die prozentuale monozytäre HLA-DR-Expression zu Hilfe

genommen.

Insgesamt wurden 17 Patienten mit operationspflichtigem akutem Abdomen rekrutiert. Die

untersuchten Parameter wurden jeweils vor und bis zu fünf Tage nach der Operation

bestimmt. Gleichzeitig erfolgte die Dokumentation der klinischen Parameter und Befunde.

Jedes Zytokin und jeder der klinisch-chemischen Biomarker unterliegt einer spezifischen und

untereinander unterschiedlichen Kinetik. So erreicht das C-reaktive Protein etwa nach 48

Stunden postoperativ sein Maximum, um bei normaler und komplikationsloser

Rekonvaleszenz wieder abzufallen [44]. Auch hier ist dieser Umstand zu erkennen, wobei in

der Subgruppenanalyse bei Nichtvorhandensein einer Peritonitis, Perforation oder

SIRS/Sepsis die höchste Serumkonzentration schon an Tag 1 besteht. Auch Endotoxin zeigt

bei großen abdominelle Eingriffen einen ähnlichen Verlauf mit einem Maximum nach 24

Stunden um sich nach 48 Stunden wieder zu normalisieren [44]. Dieser Umstand konnte in

dieser Studie nur bei unkomplizierten Krankheitsverläufen dargestellt werden. Unter

„unkompliziert“ werden im Folgenden Patienten ohne Peritonitis, Hohlorganperforation oder

SIRS/Sepsis subsummiert. Bei Vorhandensein einer dieser Pathologien ergibt sich ein

Maximum an Tag 4. Grund hierfür sind neben der Krankheitsschwere ebenso eine vermehrte

Translokation von Bakterien durch die Darmwand, vor allem bei septischen Patienten, sowie

per se das intraperitoneale Vorhandensein von Bakterien bei Darmperforation und Peritonitis.

Des Weiteren handelt es sich in dieser Studie nicht um elektive Patienten. Die Diagnose einer

Peritonitis oder Perforation wurden dabei intraoperativ gestellt. Auch Interleukin-6 ist eines

der proinflammatorischen Zytokine mit der schnellsten Kinetik. Dabei ist IL-6 einer der

wichtigsten Trigger bzgl. der Induktion einer Inflammation [26-28]. Auch postoperativ

kommt es bei großen elektiven abdominellen Operationen zu einer Erhöhung der

Diskussion

146

Serumkonzentration. Bei den hier untersuchten Notfallpatienten wurden jeweils präoperativ

die höchsten IL-6-Konzentrationen gemessen. Bei intraabdominellen Infektionen wie z.B. der

akuten Appendizitis können etwa 8 bis 12 Stunden nach Beginn der ersten Symptome erhöhte

Serumwerte festgestellt werden [45]. Postoperative Erhöhung kann eine Komplikation

anzeigen. Das gleiche gilt für Procalcitonin [46] was in dieser Studie nicht der Fall war. In

allen Subgruppen wurden präoperativ die höchsten Werte für Interleukin-6 gemessen. Es

konnten ebenfalls keine akuten perioperativen Komplikationen dokumentiert werden.

Betrachtet man nun die einzelnen Subgruppen so fallen bei Vorhandensein einer Perforation

bei den proinflammatorischen Zytokinen signifikant höhere Werte auf als ohne. Dies gilt für

CRP, IL-6 und PCT von Tag 0 bis Tag 3. Korrespondierend dazu ist die monozytäre HLA-

DR-Expression signifikant geringer. Dabei spielt hier wohl die schwere der Schädigung eine

Rolle. Ebenso kam es im Beobachtungszeitraum nicht zu einer Normalisierung der Werte.

Auch die Leukozytenzahl und die Endotoxinwerte sind insgesamt höher, wobei hier nur an

Tag 3 eine Signifikanz zu erkennen ist. Es wäre allerdings zu erwarten gewesen, dass bei

Perforation und somit die intraabdominelle Aussaht von Keimen schon präoperativ höhere

Endotoxinspiegel zu messen sind. Dies war nicht der Fall. Grund dafür könnte eine zu geringe

Fallzahl sein. Des Weiteren ist es möglich, dass es noch zu keiner Bakteriämie gekommen ist.

Um dies zu verifizieren sollten im Weiteren sowohl intraoperative Abstriche und Blutkulturen

abgenommen werden, ebenso wie die Bestimmung von Endotoxin im Blut sowie in der

Peritonealflüssigkeit. Trotzdem kann man eine deutliche Tendenz erkennen mit einem

Maximum an besagtem Tag 3.

Neben den proinflammatorischen Biomarkern wurden ebenfalls die antiinflammatorischen

Parameter TGF-β, Interleukin-10 und die Zahl der regulatorischen T-Zellen bestimmt. Es

könnte angenommen werden, dass sich beide Gruppen von Parametern gegenläufig verhalten.

Betrachtet man die Tregs, so konnte von Saito et. al. gezeigt werden, dass die Zellzahl

perioperativ abfällt. Dieser Umstand ist abhängig von der Invasivität der Operation [47].

Unter der Annahme, dass in diesem Zusammenhang der Gewebeschaden ausschlaggebend ist,

sollte beim akuten Abdomen und der operativen Therapie eine ähnliche Kinetik zu erkennen

sein. Dies konnte in dieser Studie so nicht dargestellt werden. Vielmehr stieg die Zahl der

Tregs über den Beobachtungszeitraum an um später wiederum abzufallen. In allen

Subgruppen wird bei vorhandener Pathologie die höchste Konzentration an Tag 2 erreicht.

Dabei wurden hier, anders als bei Saito et. al., nur Notfallpatienten eingeschlossen sowie nur

Patienten mit einem inflammatorischen Geschehen. Außerdem wurde nicht nach Umfang des

operativen Eingriffes gruppiert, sondern nach Vorhandensein einer spezifischen Pathologie

Diskussion

147

(Perforation, Peritonitis, SIRS/Sepsis). In Analogie könnte man bei dem eingeschlossenen

Patientengut und der Notfall-Indikation der operativen Therapie, sowie in Abhängigkeit der

Subgruppe, auf eine maximale Invasivität schließen lassen. Da die Krankheitsbilder sehr

heterogen sind und zum Beispiel Patienten mit akuter Appendizitis in den meisten Fällen

minimalinvasiv operiert werden, kann dies ohne Subgruppierung so nicht dargestellt werden.

Kühlhorn et al. beschreiben eine Induktion der Tregs innerhalb 48 Stunden [48]. Allerdings

wurden diese Beobachtungen am Sepsis-Maus-Modell (Ceacal legation and puncture, CLP)

erhoben. Es kam in diesem Fall zu keiner Intervention und der Zeitpunkt des

Entzündungsbeginns ist zumindest in Grenzen bekannt. In dieser Studie konnte nur der

Beginn der Symptome grob erfasst werden. Aus diesem Grund ist die Kinetik nur bedingt

vergleichbar.

Regulatorische T-Zellen sezernieren die antiinflammatorischen Zytokine TGF-β und

Interleukin-10. Dabei gibt es keinen Zusammenhang zwischen der Zahl der Tregs und der

Zytokin-Konzentration. So ändert sich bei Erniedrigung der Treg-Zahl nicht die Zytokin-

Ausschüttung [48]. Dies ist hier auch zu beobachten, wobei kritisch anzumerken ist, dass in

anderen Arbeiten ein Zusammenhang zwischen der TGF-β-Erhöhung und der Treg-Expansion

gesehen wird [49]. In dieser Studie konnte für TGF-β jeweils am postoperativen Tag

unkomplizierter Pathologie ein Maximum nachgewiesen werden. Nachdem der Infektfokus

operativ saniert wurde kann angenommen werden, dass so eine überschießende, weiter

aufflammende Inflammation unterdrück bzw. gedrosselt wird. Im umgekehrten Sinne kann

angenommen werden, dass bei schwerem Krankheitsbild mit verzögerter Rekonvaleszenz die

Immunreaktion mehr in Richtung Inflammation verschoben bliebe. Dafür spricht, dass die

Werte bei Vorhandensein einer Perforation, Peritonitis oder einer SIRS/Sepsis während des

gesamten Untersuchungszeitraums ungefähr auf dem gleichen Niveau verbleiben, ohne

signifikanten Unterschied zwischen den einzelnen Tagen. Allerdings ist zwischen den

Subgruppen kein signifikanter Unterschied zu erkennen, es ist lediglich von einer Tendenz zu

sprechen. Auch spricht für diese Annahme, dass die proinflammatorischen Biomarker über

den gesamten Beobachtungszeitraum nicht auf Normalniveau abfallen.

Interleukin-10 ist ein potentes antiinflammatorisches Zytokin. Unter Anderem fördert es die

phagozytotische Aktivität von Monozyten und führt zu einer peripheren Endotoxin-Toleranz

[42]. In allen Subgruppen ist bei Vorhandensein einer Pathologie das Maximum an Tag 0 zu

erkennen. Dies lässt auf eine aktive Gegenregulation zur Proinflammation schließen.

Allerdings ist hier keine Signifikanz zu erkennen. Es wäre ein synergistischer Effekt zu TGF-

β zu erwarten, welcher sich in dieser Analyse allerdings nicht abzeichnet.

Diskussion

148

Interleukin-10 und TGF-β können bei Patienten mit septischem Schock zu einer

Immunparalyse führen [42]. Betrachtet man die monozytäre HLA-Expression so stellt man

fest, dass unabhängig von der Subgruppen eine Verminderung dieser zu erkennen ist. Dabei

ist bei Perforation, Peritonitis und SIRS/Sepsis eine stärkere Suppression zu erkennen als

ohne diese Umstände. In einigen Studien wurde bei unkompliziertem Verlauf eine

Normalisierung nach 7 Tagen beschrieben [50, 51]. Trotz kürzerem Beobachtungszeitraum

kann diese Aussage unter Berücksichtigung des Verlaufs an den ersten fünf postoperativen

Tagen nicht bestätigt werden. Andererseits wurden Normalisierungszeiträume von bis zu drei

Wochen bei postoperativer Infektion beschrieben, bei verstorbenen Patienten erholte sich die

postoperative Expression zu keinem Zeitpunkt [50]. Auch hier ist ein Vergleich aufgrund des

kurzen Beobachtungszeitraums nicht eindeutig zu treffen.

Als nächstes wurde der perioperative Zeitraum näher betrachtet und die Werte am prä- und

postoperativen Tag verglichen, sowie die Werte an Tag 0 und Tag 1 mit den bekannten

Normwerten und Medianen der Kontrollgruppe.

Bei den proinflammatorischen Biomarkern wurden ohne Subgruppenanalyse sowie in allen

Subgruppen vor der Operation und am ersten postoperativen Tag von der Norm abweichend

höhere Werte gemessen. Diese waren in fast allen Subgruppen bei vorhandener Pathologie

signifikant (außer Leukozyten bei Patienten mit Perforation und SIRS/Sepsis). Das Gleiche

gilt insbesondere auch für Endotoxin. Dabei lässt sich beim Vergleich der unterschiedlichen

Pathologien anhand der Höhe des bestimmten Wertes leider nicht unterscheiden, ob eine

Perforation, eine Peritonitis oder schon eine SIRS/Sepsis vorliegt. Deswegen ist der

diagnostische Mehrwert in Bezug zum Datenverlauf in diesem Zusammenhang in Frage zu

stellen. Für Procalcitonin ist ein differentialdiagnostisches Potential in Bezug auf bakterielle

Infektionen in mehreren Studien beschrieben worden [32, 52]. Durch den bakteriellen

Ursprung des Endotoxins könnte man vermuten, dass auch dieser Werte eine

Differentialdiagnose zwischen einer bakteriellen und nicht-bakteriellen Genese einer

Erkrankung zulässt.

Regulatorische T-Zellen zeigen sowohl ohne als auch in allen Subgruppen präoperativ

niedrigere Zellpopulationen als die Kontrollgruppe. Außerdem steigt die Zellzahl in allen

Fällen postoperativ an. Allerdings ist dieser Anstieg in keinem Fall signifikant. In allen

Subgruppen erkennt man einen postoperativen Anstieg bei vorhandener Perforation,

Peritonitis oder SIRS/Sepsis auf Werte über denen der Kontrollgruppe. Grund dafür könnte

die Krankheitsschwere oder auch das Ausmaß der Inflammation sein. So bestehen jeweils

Diskussion

149

auch höhere Werte für die proinflammatorischen Biomarker. Wie schon beschrieben kommt

es bei Saito et al. zu einem Abfall der Treg-Zahl am ersten postoperativen Tag. Als Grund

wird eine Verschiebung der regulatorischen T-Zellen in entzündetes Gewebe genannt [47].

Dabei geht aus den Beschreibungen nicht hervor ob es sich bei den untersuchten Patienten um

inflammatorische Krankheitsbilder handelt. Geht man aber von einem „Homing“ der T-Zellen

in entzündetem Gewebe aus, erklärt dies die präoperativ niedrigen Werte. Nach Beseitigung

des Entzündungsherdes besteht nur noch die sterile Entzündung im Sinne des operativen

Gewebeschadens sodass es zu einer Erhöhung der Tregs im peripheren Blut kommt.

Außerdem kommt es nun, wie schon weiter oben erwähnt, zu einer antiinflammatorischen

Gegenregulation, um eine überschießende Immunantwort zu verhindern. Bei Normwerten für

Zellpopulationen werden, wie bei der Leukozytenzahl, auch ein unterer Grenzwert angegeben.

Als Normwert der Treg-Populationsgröße wurde hier der Median der Kontrollgruppe gewählt.

Aus diesem Grund kann keine Aussage darüber getroffen werden, ob der präoperative Wert

tatsächlich eine erniedrigte Treg-Zahl anzeigt. Dies gilt auch für einen oberen Grenzwert. Für

eine genauere Aussage sollte auch hier ein Normintervall etabliert werden. Des Weiteren ist

die Höhe der Treg-Zahl postoperativ nicht ausreichend um einen deutlichen Unterschied zu

eben diesem Normalbereich einfach anzunehmen.

TGF-β liegt ohne Subgruppen sowie in alle Subgruppen am präoperativen Tag 0 unterhalb

des Medians der Kontrollgruppe. Bei den Patienten ohne spezifischer Pathologie steigt der

Wert postoperativ sichtbar an. Dies ist bei Patienten mit Perforation, Peritonitis oder

SIRS/Sepsis nicht zu beobachten. TGF-β greift regulierend in die Immunantwort ein [38].

Dabei ist der postoperative Anstieg mit einer Gegenregulation zu erklären, um einer

überschießenden proinflammatorischen Antwort entgegenzuwirken. Bei Patienten mit

positiver Subgruppenzugehörigkeit könnte es aufgrund der Höhe des Gewebeschadens und

der Schwere der Entzündung zu einer verlängerten Inflammation kommen. Ebenso

ausschlaggebend könnte bei diesen Patienten das Operationsausmaß sein.

Auch die monozytäre HLA-DR-Expression ist direkt prä- und postoperativ erniedrigt. Bei

Perforation, Peritonitis und SIRS/Sepsis sinkt diese nach der Operation sogar weiter ab. Bei

Werten von <30 % der Expression kann von einer Immunparalyse gesprochen werden. Dieser

Umstand lässt sich ebenfalls durch die Krankheitsschwere und das Ausmaß der Operation

erklären [34]. In diesem Zusammenhang können die Patienten ohne Perforation, Peritonitis

oder SIRS/Sepsis als nicht-immunparalysiert angesehen werden, denn es finden sich über den

gesamten Beobachtungszeitraum Werte >30 % für die monozytären HLA-DR-Expression.

Diskussion

150

Im Gegensatz zum Zytokin TGF-β welches präoperativ erniedrigt ist, wurden bei Interleukin-

10 bei positiver Subgruppenzugehörigkeit präoperativ höhere Werte als in der Kontrollgruppe

gemessen. Diese fallen nach Intervention am ersten postoperativen Tag ab, aber nicht unter

das Niveau des Kontrollwertes. IL-10 ist ein sowohl antiinflammatorisches als auch

immunmodulatorisches Zytokin [41]. Die präoperativ erhöhten Werte sind insofern als

Gegenregulation zum Schutz vor Hyperinflammation zu interpretieren. Des Weiteren ist

Interleukin-10 für die periphere Endotoxin-Toleranz verantwortlich [42]. So wird einem

drohenden Endotoxin-Schock entgegengewirkt. Ebenso kommt es zu einer

proinflammatorischen Modulation. Hierbei spielt die Erhöhung des phagozytotischen

Potentials der Makrophagen eine Rolle, sowie die B-Zell-Reifung und die Beeinflussung ihrer

Überlebensdauer [41]. Nach Operation ist nun der Entzündungsstimulus entfernt. Die

Konzentration an Interleukin-10 nimmt somit ab. IL-10 und TGF-β führen in Kombination im

septischen Schock zu einer Immunparalyse [42]. Dieser Umstand ist hier nicht zu beobachten.

Auch die formal immunparalysierten Patienten (monozytäre HLA-DR-Expression <30 %)

zeigen eine gegenläufigen perioperativen Verlauf. Allerdings wurde bei keinem der hier

eingeschlossenen Patienten ein septischer Schock beobachtet. Aus diesem Grund kann

darüber keine Aussage getroffen werden.

Als letztes wurde untersucht, ob während des Beobachtungszeitraums Zusammenhänge

zwischen den untersuchten Parametern und der Krankenhaus- bzw. Intensivverweildauer

bestehen. Zunächst wurden die Korrelationen ohne Subgruppenbildung berechnet.

Präoperativ ergeben sich nur für Procalcitonin, Interleukin-6 und HLA-DR signifikante

Zusammenhänge. PCT und IL-6 zeigen als proinflammatorische Marker eine positive

Korrelation, das heißt hohe Werte gehen mit einem längeren stationärem Aufenthalt

beziehungsweise einer längeren Verweildauer auf der Intensivstation einher. Für HLA-DR

verhält es sich umgekehrt. In diesem Fall ist eine geringere Expression assoziiert mit einer

längeren Behandlungsdauer. So lassen diese Zusammenhänge eventuell auf die Schwere der

Erkrankung schließen. Für die anderen pro- und antiinflammatorischen Parameter lässt sich

dieser Umstand perioperativ nicht beobachten. Obwohl PCT auf eine bakterielle Genese der

Erkrankung hinweisen kann [52], besteht für Endotoxin keine signifikante Korrelation. Wie

schon beschrieben, ist die Kinetik der einzelnen Zytokine zu beachten. CRP zeigt postoperativ

an Tag 2, Tag 3 und Tag 4 signifikante Korrelationen. Dabei muss allerdings erwähnt werden,

dass bis zum dritten postoperativen Tag ein Anstieg des C-reaktiven Proteins als normal zu

werten ist [46]. Aus diesem Grund ist die dargestellte positive Korrelation kritisch zu werten.

Diskussion

151

Interleukin-6 und PCT allerdings können postoperative infektiöse Komplikationen andeuten.

Auch ist das Risiko eines komplikativen postoperativen Verlaufs bei erhöhtem IL-6 an Tag 1

um das Dreifache erhöht [46, 53]. Bezieht man sich hierbei nur auf die Verweildauer im

Krankenhaus bzw. auf der Intensivstation, kann dies hier auch gezeigt werden. Geht man nun

in die Analyse nach den Subgruppen Perforation, Peritonitis und SIRS/Sepsis, so erkennt man

ebenfalls diese signifikanten Korrelationen von Interleukin-6 mit der Verweildauer im

Krankenhaus sowie auf der Intensivstation. Dabei muss kritisch erwähnt werden, dass bei der

Analyse nicht die Krankheitsschwere miteibezogen wurde. Wenn man also annimmt, dass

primär kränkere Patienten auch höhere Entzündungswerte aufweisen, und eben diese

Patienten vorrangig auf der Intensivstation behandelt werden, so ist es nicht verwunderlich,

dass hierbei eine signifikante Korrelation besteht.

Interessant ist, dass es bei Patienten ohne Perforation, Peritonitis oder SIRS/Sepsis an Tag 1

eine signifikante negative Korrelation zwischen Endotoxin und der Krankenhausverweildauer

besteht. Das kann bedeuten, dass es im Gegensatz zur positiven Subgruppenzugehörigkeit zu

einer geringeren bakteriellen Translokation kommt. Somit kann indirekt auf eine geringere

Krankheitsschwere geschlossen werden. Das bedeutet nicht, dass bei dieser Korrelation auf

eine Art negativ-prädiktive Wertigkeit zu schließen ist. Hierzu sollten weitere

Untersuchungen angestellt werden, ggf. durch die Messung von Endotoxin aus der

Peritonealflüssigkeit.

Für die antiinflammatorischen Parameter lassen sich weder für die Krankenhausverweildauer

noch für die Verweildauer auf der Intensivstation signifikante Korrelationen berechnen. Dies

gilt auch für die Subgruppenanalyse. Auch Tendenzen lassen sich bei schwankenden Werten

und nur sehr geringen Korrelationskoeffizienten nicht ableiten.

In Zusammenschau der dargestellten Ergebnisse muss bei jeglicher Interpretation bedacht

werden, dass das Patientenkollektiv sehr klein ist und somit sowohl signifikante als auch

nicht-signifikante Ergebnisse kritisch hinterfragt werden sollten.

Bei den hier dargelegten Ergebnissen wurde ein Signifikanzniveau von p<0,05 angenommen.

Dadurch ist die Irrtumswahrscheinlichkeit die Nullhypothese fälschlicherweise abzulehnen

(α-Fehler) sehr gering. Dies gilt allerdings nur für das Testen einer Hypothese mit Hilfe eines

Signifikanztests [54]. In dieser Studie wurden verschiedene Hypothesen an einem Datensatz

getestet. Dadurch erhöht sich der α-Fehler für die versuchsbezogene

Irrtumswahrscheinlichkeit, das heißt die Wahrscheinlichkeit mindestens eine der

individuellen Nullhypothesen irrtümlich abzulehnen. Aus diesem Grund muss in solchen

Diskussion

152

Fällen das multiple Signifikanzniveau berechnet werden, da es in natura unrealistisch ist, dass

alle einzelnen Nullhypothesen zutreffen (im Sinne des globalen Signifikanzniveaus). Das

multiple Signifikanzniveau ist definiert als die maximale Wahrscheinlichkeit eine der

Nullhypothesen fälschlicherweise abzulehnen, unabhängig vom Zutreffen der anderen

Nullhypothesen. In verifizierenden Studien, in denen das globale oder multiple

Signifikanzniveau überprüft werden soll, ist eine Adjustierung des Signifikanzniveaus

zwingend erforderlich [54]. Daher muss an dieser Stelle verdeutlicht werden, dass es sich bei

den hier dargestellten Ergebnissen um eine Exploration handelt und somit nur das Einhalten

des lokalen Signifikanzniveaus erforderlich ist. Wie oben beschrieben ist es in dieser

Konstellation möglich eine Nullhypothese fälschlicherweise abzulehnen. In einem weiteren

Schritt sollten die Ergebnisse verifiziert werden.

Zusammenfassung

153

5. Zusammenfassung Zur Untersuchung des perioperativen Verlaufs pro- und antiinflammatorischer Biomarker und

deren Zusammenhang mit der Krankenhaus- sowie der Intensivverweildauer wurden in der

Klinik und Poliklinik für Allgemein-, Viszeral-, Gefäß- und Transplantationschirurgie des

Klinikums der Universität München 17 Patienten mit operationspflichtigem akutem Abdomen

untersucht. Als Proinflammationsmarker wurden die in der klinischen Routine etablierten

Parameter C-reaktives Protein, Procalcitonin, Interleukin-6, sowie die Leukozytenzahl

bestimmt. Des Weiteren wurde als zusätzlicher proinflammatorischer und nicht in der

Akutdiagnostik verwendeter Parameter Endotoxin gemessen, ein in der Zellwand gram-

negativer Bakterien vorkommendes Lipopolysaccharid. Als Antiinflammationsmarker wurde

die Zahl der regulatorischen T-Zellen, TGF-β und Interleukin-10 gemessen. Als Indikator für

die immunmodulatorische Aktivität wurde die monozytäre HLA-DR-Expression

herangezogen. Die Probenasservierung erfolgte an bis zu sechs konsekutiven Tagen, vom

präoperativen Tag 0 an bis zum fünften postoperativen Tag. Die Bestimmung des Endotoxins,

CRP, PCT, IL-6, der Leukozytenzahl, und der HLA-DR-Expression erfolgte etwa eine Stunde

nach Blutentnahme. Die Bestimmung der weiteren Zytokine, sowie die Messung der Tregs,

erfolgte nach Kryokonservierung zu einem späteren Zeitpunkt.

Es konnte gezeigt werden, dass gerade bei schweren Verläufen wie Perforationen, Peritonitis

oder SIRS/Sepsis höhere Werte für die proinflammatorischen Zytokine gemessen werden

können. Dieser Umstand ließ sich allerdings für Endotoxin nicht suffizient zeigen. Auch wenn

in einzelnen Subgruppen Tendenzen zu erkenne sind, kann eine generelle Aussage über die

Diskrimination zwischen Vorhandensein einer spezifischen Pathologie wie oben beschrieben

alleinig anhand des Endotoxins nicht erwogen werden. Da die Kinetik denen der etablierten

Parameter ähnelt, kann zwar nicht von einem alleinigen diagnostischen Mehrwert

ausgegangen werden, jedoch ergibt sich hieraus eine Ergänzungsmöglichkeit, insbesondere

auch durch die schnelle Durchführungsmöglichkeit des Testes.

Unter der Annahme, dass es nach Sanierung des proinflammatorischen Fokus zu einer

Gegenregulation und somit zu einer vermehrten Antiinflammation kommt, konnte gezeigt

werden, dass es bei unkomplizierten Verläufen (ohne Perforation, Peritonitis oder

SIRS/Sepsis), zu einer Erhöhung der TGF-β-Konzentration kommt. Im Gegensatz dazu

zeigten sich bei komplizierter Pathologie die Werte für TGF-β auf konstant niedrigem

Niveau. Dabei kam es zu keiner signifikanten Änderung der Zahl der regulatorischen T-

Zellen. Es wurde angenommen, dass sich IL-10 und TGF-β synergistisch zueinander

verhalten und gemeinsam der Proinflammation regulatorisch gegenüber stehen. Dies ließ sich

Zusammenfassung

154

nicht bestätigen. Vielmehr scheint Interleukin-10 in der akuten Phase der Entzündung

begrenzend immunmodulatorisch zu wirken da es sein Maximum gleich den

Proinflammationsmarkern präoperativ erreicht.

Bezüglich der Krankenhaus- und der Intensivverweildauer konnte ein signifikanter

Zusammenhang mit den etablierten Entzündungsparametern gezeigt werden, genau wie mit

der monozytären HLA-DR-Expression. Für Endotoxin besteht präoperativ kein

Zusammenhang. Allerding konnte gezeigt werden, dass ohne vorhandener Perforation,

Peritonitis oder SIRS/Sepsis direkt postoperativ eine signifikante negative Korrelation mit der

Dauer des Krankenhausaufenthaltes besteht. Allerdings lässt sich eine Konsequenz im Sinne

einer Prädiktion daraus nicht ableiten, da der Infektfokus zu diesem Zeitpunkt schon saniert

ist. Auch die Antiinflammationsmarker zeigen keine Korrelation mit der

Krankenhausverweildauer und der Intensivverweildauer.

Zusammenfassend stellt sich der alleinige diagnostische Mehrwert für Endotoxin, TGF-β,

Inteleukin-10 und der Zahl der regulatorischen T-Zellen in der Initialphase eines akuten

Abdomens, bzw. der Akutphase einer operationspflichtigen intraabdominellen Infektion als

fragwürdig dar. Allerdings besteht doch ein gewisser Stellenwert bei genauen Fragestellung,

v.a. im postoperativen Setting und im individuellen Fall. Darum ist die Beschreibung der

Antiinflammation zur Evaluierung der immunmodulatorischen Aktivität eines Patienten

ebenso wichtig wie die Proinflammation. Darüber hinaus bietet die schnelle Durchführbarkeit

des Endotoxin Activity Assays® einen Grund etablierte proinflammatorische Biomarker durch

Endotoxin zu ergänzen und eine schnelle Diagnosestellung zu gewährleisten. Dabei sollten

die Ergebnisse dieser Studie an einem größeren Patientengut über einen längeren

Beobachtungszeitraum verifiziert werden um den Verlauf nach der direkt postoperativen

Phase ebenfalls zu untersuchen.

Tabellenverzeichnis

155

Tabellenverzeichnis

Tab. 1 Lagebeziehungen der inneren Organe zum Peritoneum (nach [1]). ............................... 3 Tab. 2 Auswahl an Ursachen für ein akutes Abdomen [8]. ....................................................... 5 Tab. 3 Dringlichkeiten bei operativer Therapie des akuten Abdomens [10]. ............................ 6 Tab. 4 Differenzialdiagnosen nach Schmerzcharakter [10]. ...................................................... 6

Tab. 5 Definitionen der Peritonitisformen nach [11-14]. ........................................................... 8 Tab. 6 Komponenten des Immunsystems (nach [3]). ............................................................... 10 Tab. 7 Funktion des Komplementsystems. .............................................................................. 11 Tab. 8 Ein- und Ausschlusskriterien. ...................................................................................... 25 Tab. 9 Verwendete Scores zur Patienten- bzw. Krankheitsevaluation. ................................... 25

Tab. 10 Übersicht über dokumentierte supportive Therapie. ................................................... 26 Tab. 11 Pipettierschema Oberflächenfärbung. ......................................................................... 31 Tab. 12 Pipettierschema intrazelluläre Färbung. ...................................................................... 32

Tab. 13 Volumen der Stocklösung der Magnetic Beads. ......................................................... 34 Tab. 14 Volumen der Stocklösung des Detection Antibody. ................................................... 34 Tab. 15 Volumen der Stocklösung von Streptavidin-PE. ........................................................ 34 Tab. 16 Normwerte für die bestimmten Routineparameter. ..................................................... 38

Tab. 17 Normwerte für die bestimmten pro- und antiinflammatorischen Parameter. ............. 38

Tab. 18 Anzahl der Geschlechter, der einzelnen Erkrankungen, der Klassifikation und der

Perforationen (gesamt n=17). ................................................................................................... 39 Tab. 19 Altersverteilung der Männer (n=12) und Frauen (n=5) (gesamt n=17). ..................... 39

Tab. 20 Anzahl der SIRS- (gesamt n=17) und Sepsis-Fälle (n=7). ......................................... 40 Tab. 21 Anzahl der Patienten mit Peritonitis (gesamt n=17) und deren Ausprägung (n=12). . 40

Tab. 22 Dauer der stationären Behandlung. ............................................................................. 41 Tab. 23 Dauer der stationären Behandlung der Patienten mit SIRS, Sepsis, Perforation und

Peritonitis. ................................................................................................................................ 41 Tab. 24 Anzahl der Behandlungen auf der Intensivstation. ..................................................... 41

Tab. 25 Dauer der Behandlung auf der Intensivstation. ........................................................... 42 Tab. 26 Korrelation der untersuchten Parameter mit der Krankenhausverweildauer (KH). .. 109 Tab. 27 Korrelation der untersuchten Parameter mit der Krankenhausverweildauer (KH) bei

Patienten ohne Peritonitis. ...................................................................................................... 112 Tab. 28 Korrelation der untersuchten Parameter mit der Krankenhausverweildauer (KH) bei

Patienten mit Peritonitis. ........................................................................................................ 113 Tab. 29 Korrelation der untersuchten Parameter mit der Krankenhausverweildauer (KH) bei

Patienten ohne Perforation. .................................................................................................... 118

Tab. 30 Korrelation der untersuchten Parameter mit der Krankenhausverweildauer (KH) bei

Patienten mit Perforation. ....................................................................................................... 119 Tab. 31 Korrelation der untersuchten Parameter mit der Krankenausverweildauer (KH) bei

Patienten ohne SIRS/Sepsis. .................................................................................................. 125 Tab. 32 Korrelation der untersuchten Parameter mit der Krankenhausverweildauer (KH) bei

Patienten mit SIRS/Sepsis. ..................................................................................................... 125 Tab. 33 Korrelationen der untersuchten Parameter mit der Intensivverweildauer (ICU). ..... 131

Tab. 34 Korrelation der untersuchten Parameter mit der Intensivverweildauer (ICU) bei

Patienten mit Peritonitis. ........................................................................................................ 135 Tab. 35 Korrelation der untersuchten Parameter mit der Intensivverweildauer (ICU) bei

Patienten mit Perforation. ....................................................................................................... 139 Tab. 36 Korrelation der untersuchten Parameter mit der Intensivverweildauer (ICU) bei

Patienten mit SIRS/Sepsis. ..................................................................................................... 142

Abbildungsverzeichnis

156


Abb. 1 Mediansagittalschnitt durch den Körper mit Markierung der Peritonealhöhle und der

mit ihr in Beziehung stehenden Organe [1]. .............................................................................. 3 Abb. 2 Drainageräume innerhalb der Peritonealhöhle (nach [1]). ............................................. 4 Abb. 3 Differenzialdiagnosen nach abdomineller Schmerzlokalisation [10] ............................ 7

Abb. 4 Differenzierungsschema Tregs (modifiziert nach [22],[20]). ...................................... 15 Abb. 5 Struktur des Endotoxins [24]. ....................................................................................... 17 Abb. 6 Signalkaskade im Monozyten nach Endotoxin-Bindung [14]. .................................... 18 Abb. 7 Schema zur Blutentnahme und Datenerhebung. .......................................................... 26 Abb. 8 Pipettierschema Endotoxinmessung. ............................................................................ 28

Abb. 9 Blutprobe eines Probanden im Vacutainer® vor (links) und nach (rechts)

Zentrifugation. .......................................................................................................................... 29 Abb. 10 Pipettierschema der FACS-Messung der HLA-DR-Expression. ............................... 30

Abb. 11 Beispiel eines Scatterplots zur Quantifizierung der Tregs (Links: Detektion der

Lymphozytenpopulation; Mitte: Detektion der CD4+CD25+-Zellen; Rechts oben: Detektion

der Tregs mit CD25lo; Rechts unten: Detektion der Tregs mit CD25hi) ................................ 33 Abb. 12 Standardverdünnungsreihe für BioPlex®. Jeder Standard stellt eine 4-fache

Verdünnung des vorherigen Standards dar. ............................................................................. 34

Abb. 13 Häufigkeitsverteilung der Werte von Endotoxin (links) und CRP (rechts) an Tag 0. 36 Abb. 14 Häufigkeitsverteilung der Werte von PCT (links) und IL-6 (rechts) an Tag 0. ......... 36 Abb. 15 Häufigkeitsverteilung der Werte von HLA-DR (links) und Tregs (rechts) an Tag 0. 37

Abb. 16 Häufigkeitsverteilung der Werte von TGF-β (links) und IL-10 (rechts) an Tag 0. .... 37 Abb. 17 Häufigkeitsverteilung der Werte für Leukozyten an Tag 0. ....................................... 37

Abb. 18 Datenverlauf von Endotoxin über den Beobachtungszeitraum (*p<0,05, +/- 2SEM).

.................................................................................................................................................. 42

Abb. 19 Datenverlauf der Leukozyten über den Beobachtungszeitraum(*p<0,05, **p<0,01,

+/- 2SEM). ................................................................................................................................ 43

Abb. 20 Datenverlauf von CRP über den Beobachtungszeitraum (*p<0,05, **p<0,01, +/-

2SEM). ..................................................................................................................................... 44 Abb. 21 Datenverlauf von PCT über den Beobachtungszeitraum (*p<0,05, +/- 2SEM). ....... 44

Abb. 22 Datenverlauf von IL-6 über den Beobachtungszeitraum (*p<0,05, **p<0,01, +/-

2SEM). Zur besseren Darstellung wurde eine logarithmische Skala gewählt. ........................ 45 Abb. 23 Datenverlauf von HLA-DR über den Beobachtungszeitraum (*p<0,05, **p<0,01, +/-

2SEM). ..................................................................................................................................... 45 Abb. 24 Datenverlauf der Tregs über den Beobachtungszeitraum (+/- 2SEM). ...................... 46

Abb. 25 Datenverlauf von TGF-β über den Beobachtungszeitraum (+/- 2SEM). ................... 46 Abb. 26 Datenverlauf von IL-10 über den Beobachtungszeitraum (+/- 2SEM). Zur besseren

Darstellung wurde eine logarithmische Skala gewählt. ........................................................... 47

Abb. 27 Datenverlauf von Endotoxin über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit

Peritonitis (*p<0,05, +/- 2SEM). .............................................................................................. 47 Abb. 28 Datenverlauf der Leukozyten über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit

Peritonitis (*p<0,05, +/- 2SEM). .............................................................................................. 48

Abb. 29 Datenverlauf der Leukozyten über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne

Peritonitis (*p<0,05, +/- 2SEM). .............................................................................................. 48 Abb. 30 Datenverlauf von CRP über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit Peritonitis

(*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM). .............................................................................................. 49 Abb. 31 Datenverlauf von CRP über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne Peritonitis

(*p<0,05, +/- 2SEM). ............................................................................................................... 49


157

Abb. 32 Datenverlauf von PCT über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit Peritonitis

(*p<0,05, +/- 2SEM). ............................................................................................................... 50

Abb. 33 Datenverlauf von IL-6 über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit Peritonitis

(*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM). Zur besseren Darstellung wurde eine logarithmische Skala

gewählt. .................................................................................................................................... 50 Abb. 34 Datenverlauf von IL-6 über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne Peritonitis

(*p<0,05, +/- 2SEM). ............................................................................................................... 51 Abb. 35 Datenverlauf von HLA-DR über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit

Peritonitis (*p<0,05, +/- 2SEM). .............................................................................................. 51 Abb. 36 Datenverlauf von HLA-DR über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne

Peritonitis (*p<0,05, +/- 2SEM). .............................................................................................. 52

Abb. 37 Vergleich der Werte von Endotoxin über den Beobachtungszeitraum bei Patienten

ohne (blau) und mit (grün) Peritonitis (+/- 2SEM). ................................................................. 52 Abb. 38 Vergleich der Werte der Leukozyten über den Beobachtungszeitraum bei Patienten

ohne (blau) und mit (grün) Peritonitis (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM). ................................. 53

Abb. 39 Vergleich der Werte von CRP über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne

(blau) und mit (grün) Peritonitis (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM). ......................................... 53 Abb. 40 Vergleich der Werte von PCT über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne

(blau) und mit (grün) Peritonitis (*p<0,05, +/- 2SEM). ........................................................... 54

Abb. 41 Vergleich der Werte von IL-6 über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne

(blau) und mit (grün) Peritonitis (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM). Zur besseren Darstellung

wurde eine logarithmische Skala gewählt. ............................................................................... 54

Abb. 42 Vergleich der Werte von HLA-DR über den Beobachtungszeitraum bei Patienten

ohne (blau) und mit (grün) Peritonitis (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM). ................................. 55 Abb. 43 Vergleich der Werte der Tregs über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne

(blau) und mit (grün) Peritonitis (+/- 2SEM). .......................................................................... 55 Abb. 44 Vergleich der Werte von TGF-β über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne

(blau) und mit (grün) Peritonitis (+/- 2SEM). .......................................................................... 56


(blau) und mit (grün) Peritonitis (+/- 2SEM). .......................................................................... 56 Abb. 46 Datenverlauf von Endotoxin über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit

Perforation (*p<0,05, +/- 2SEM). ............................................................................................ 57 Abb. 47 Datenverlauf der Leukozyten über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne

Perforation (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM). ........................................................................... 58 Abb. 48 Datenverlauf von CRP über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit Perforation

(*p<0,05, +/- 2SEM). ............................................................................................................... 58 Abb. 49 Datenverlauf von PCT über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit Perforation

(*p<0,05, +/- 2SEM). ............................................................................................................... 59 Abb. 50 Datenverlauf von IL-6 über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit Perforation

(*p<0,05, +/- 2SEM). Zur besseren Darstellung wurde eine logarithmische Skala gewählt. .. 59

Abb. 51 Datenverlauf von IL-6 über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne

Perforation (*p<0,05, +/- 2SEM). Zur besseren Darstellung wurde eine logarithmische Skala

gewählt. .................................................................................................................................... 60 Abb. 52 Datenverlauf von HLA-DR über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit

Perforation (*p<0,05, +/- 2SEM). ............................................................................................ 60 Abb. 53 Datenverlauf von HLA-DR über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne

Perforation (*p<0,05, +/- 2SEM). ............................................................................................ 61

Abb. 54 Datenverlauf von TGF-β über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit

Perforation (*p<0,05, +/- 2SEM). ............................................................................................ 61 Abb. 55 Vergleich der Werte von Endotoxin über den Beobachtungszeitraum bei Patienten

ohne (blau) und mit (grün) Perforation (**p<0,01, +/- 2SEM). .............................................. 62


158

Abb. 56 Vergleich der Werte der Leukozyten über den Beobachtungszeitraum bei Patienten



(blau) und mit (grün) Perforation (**p<0,01, +/- 2SEM). ....................................................... 63 Abb. 58 Vergleich der Werte von PCT über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne

(blau) und mit (grün) Perforation (**p<0,01, +/- 2SEM). ....................................................... 63


(blau) und mit (grün) Perforation (**p<0,01, +/- 2SEM). Zur besseren Darstellung wurde eine

logarithmische Skala gewählt. .................................................................................................. 64 Abb. 60 Vergleich der Werte von HLA-DR über den Beobachtungszeitraum bei Patienten


Abb. 61 Vergleich der Werte der Tregs über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne

(blau) und mit (grün) Perforation (+/- 2SEM). ........................................................................ 65 Abb. 62 Vergleich der Werte von TGF-β über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne

(blau) und mit (grün) Perforation (+/- 2SEM). ........................................................................ 65


(blau) und mit (grün) Perforation (+/- 2SEM). ........................................................................ 66 Abb. 64 Datenverlauf von Endotoxin über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit

SIRS/Sepsis (*p<0,05, +/- 2SEM). .......................................................................................... 66

Abb. 65 Datenverlauf der Leukozyten über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne

SIRS/Sepsis (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM). ......................................................................... 67 Abb. 66 Datenverlauf von CRP über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit

SIRS/Sepsis (*p<0,05, +/- 2SEM). .......................................................................................... 68 Abb. 67 Datenverlauf von CRP über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne

SIRS/Sepsis (*p<0,05, +/- 2SEM). .......................................................................................... 68

Abb. 68 Datenverlauf von PCT über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit

SIRS/Sepsis (*p<0,05, +/- 2SEM). .......................................................................................... 69

Abb. 69 Datenverlauf von IL-6 über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit

SIRS/Sepsis (*p<0,05, +/- 2SEM). Zur besseren Darstellung wurde eine logarithmische Skala

gewählt. .................................................................................................................................... 69 Abb. 70 Datenverlauf von IL-6 über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne

SIRS/Sepsis (*p<0,05, +/- 2SEM). Zur besseren Darstellung wurde eine logarithmische Skala

gewählt. .................................................................................................................................... 70 Abb. 71 Datenverlauf von HLA-DR über den Beobachtungszeitraum bei Patienten mit

SIRS/Sepsis (*p<0,05, +/- 2SEM). .......................................................................................... 70

Abb. 72 Datenverlauf von HLA-DR über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne

SIRS/Sepsis (*p<0,05, +/- 2SEM). .......................................................................................... 71 Abb. 73 Vergleich der Werte von Endotoxin über den Beobachtungszeitraum bei Patienten

ohne (blau) und mit (grün) SIRS/Sepsis (*p<0,05, +/- 2SEM). ............................................... 71 Abb. 74 Vergleich der Werte der Leukozyten über den Beobachtungszeitraum bei Patienten

ohne (blau) und mit (grün) SIRS/Sepsis (*p<0,05, +/- 2SEM). ............................................... 72


(blau) und mit (grün) SIRS/Sepsis (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM). ..................................... 72 Abb. 76 Vergleich der Werte von PCT über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne

(blau) und mit (grün) SIRS/Sepsis (**p<0,01, +/- 2SEM). ..................................................... 73 Abb. 77 Vergleich der Werte von IL-6 über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne

(blau) und mit (grün) SIRS/Sepsis (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM). Zur besseren Darstellung

wurde eine logarithmische Skala gewählt. ............................................................................... 73 Abb. 78 Vergleich der Werte von HLA-DR über den Beobachtungszeitraum bei Patienten

ohne (blau) und mit (grün) SIRS/Sepsis (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM). ............................. 74


159

Abb. 79 Vergleich der Werte der Tregs über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne

(blau) und mit (grün) SIRS/Sepsis (+/- 2SEM). ....................................................................... 74

Abb. 80 Vergleich der Werte von TGF-β über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne

(blau) und mit (grün) SIRS/Sepsis (+/- 2SEM). ....................................................................... 75 Abb. 81 Vergleich der Werte von IL-10 über den Beobachtungszeitraum bei Patienten ohne

(blau) und mit (grün) SIRS/Sepsis (+/- 2SEM). ....................................................................... 75

Abb. 82 Vergleich von Endotoxin an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der

Kontrollgruppe (rote Linie=0,15 RLU, **p<0,01, +/- 2SEM). ............................................... 76 Abb. 83 Vergleich der Leukozyten an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normalwert (Bereich

zwischen roten Linien=4,0-11,0 G/l, *p<0,05, +/- 2SEM). ..................................................... 76 Abb. 84 Vergleich von CRP an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (rote Linie=0,49

mg/dl, **p<0,01, +/- 2SEM). ................................................................................................... 77 Abb. 85 Vergleich von PCT an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (rote Linie=0,09

ng/ml, **p<0,01, +/-SEM). ...................................................................................................... 77 Abb. 86 Vergleich von IL-6 an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (rote Linie=5,89

pg/ml, **p<0,01, +/- 2SEM). Zur besseren Darstellung wurde eine logarithmische Skala

gewählt. .................................................................................................................................... 78 Abb. 87 Vergleich von HLA-DR an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (100%,

**p<0,01, +/- 2SEM). .............................................................................................................. 78

Abb. 88 Vergleich der Tregs an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe

(rote Linie=5,76%, +/- 2SEM). ................................................................................................ 79 Abb. 89 Vergleich von TGF-β an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe

(rote Linie=70517,45 pg/ml, **p<0,1, +/- 2SEM). .................................................................. 79 Abb. 90 Vergleich von IL-10 an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe

(rote Linie=38,59 pg/ml, +/- 2SEM). ....................................................................................... 80


Kontrollgruppe (rote Linie=0,15 RLU) bei Patienten ohne Peritonitis (*p<0,05, +/- 2SEM). 81


Kontrollgruppe (rote Linie=0,15 RLU) bei Patienten mit Peritonitis (**p<0,01, +/- 2SEM). 81

Abb. 93 Vergleich der Leukozyten an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der

Kontrollgruppe (rote Linie=4,0-11,0 G/l) bei Patienten ohne Peritonitis (*p<0,05, +/- 2SEM).

.................................................................................................................................................. 82 Abb. 94 Vergleich der Leukozyten an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der

Kontrollgruppe (rote Linie=4,0-11,0 G/l) bei Patienten mit Peritonitis (*p<0,05, +/- 2SEM).82 Abb. 95 Vergleich von CRP an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe

(rote Linie=0,49 mg/dl) bei Patienten ohne Peritonitis (*p<0,05, +/- 2SEM). ........................ 83 Abb. 96 Vergleich von CRP an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe

(rote Linie=0,49 mg/dl) bei Patienten mit Peritonitis (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM). ......... 83 Abb. 97 Vergleich von PCT an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe

(rote Linie=0,09 ng/ml) bei Patienten ohne Peritonitis (+/- 2SEM). ....................................... 84

Abb. 98 Vergleich von PCT an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe

(rote Linie=0,09 ng/ml) bei Patienten mit Peritonitis (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM). ......... 84

Abb. 99 Vergleich von IL-6 an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe

(rote Linie=5,89 pg/ml) bei Patienten ohne Peritonitis (*p<0,05, +/- 2SEM). ........................ 85 Abb. 100 Vergleich von IL-6 an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe

(rote Linie=5,49 pg/ml) bei Patienten mit Peritonitis (**p<0,01, +/- 2SEM). ......................... 85 Abb. 101 Vergleich von HLA-DR an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der

Kontrollgruppe (100 %) bei Patienten ohne Peritonitis (*p<0,05, +/- 2SEM). ....................... 86 Abb. 102 Vergleich von HLA-DR an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der

Kontrollgruppe (100 %) bei Patienten mit Peritonitis (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM). ......... 86


160


(rote Linie=5,76 % der CD4+) bei Patienten ohne Peritonitis(+/- 2SEM). .............................. 87


(rote Linie=5,76 % der CD4+) bei Patienten mit Peritonitis(+/- 2SEM). ................................ 87 Abb. 105 Vergleich von TGF-β an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe

(rote Linie=70517,45 pg/ml) bei Patienten ohne Peritonitis(*p<0,05, +/- 2SEM). ................. 88

Abb. 106 Vergleich von TGF-β an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe

(rote Linie=70517,45 pg/ml) bei Patienten mit Peritonitis(**p<0,01, +/- 2SEM). .................. 88 Abb. 107 Vergleich von IL-10 an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe

(rote Linie=38,59 pg/ml) bei Patienten ohne Peritonitis (+/- 2SEM). ..................................... 89 Abb. 108 Vergleich von IL-10 an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe

(rote Linie=38,59 pg/ml) bei Patienten mit Peritonitis (+/- 2SEM). ........................................ 89 Abb. 109 Vergleich von Endotoxin an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der

Kontrollgruppe (rote Linie=0,15 RLU) bei Patienten mit Perforation (*p<0,05, +/- 2SEM). . 90 Abb. 110 Vergleich von Endotoxin an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der

Kontrollgruppe (rote Linie=0,15 RLU) bei Patienten ohne Perforation (*p<0,05, **p<0,01,

+/- 2SEM). ................................................................................................................................ 90 Abb. 111 Vergleich der Leukozyten an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (rote

Linie=4,0-11,0 G/l) bei Patienten mit Perforation (+/- 2SEM). ............................................... 91

Abb. 112 Vergleich der Leukozyten an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (rote

Linie=4,0-11,0 G/l) bei Patienten ohne Perforation (**p<0,01, +/- 2SEM). ........................... 91 Abb. 113 Vergleich von CRP an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (rote Linie=0,49

mg/dl) bei Patienten mit Perforation (*p<0,05, +/- 2SEM). .................................................... 92 Abb. 114 Vergleich von CRP an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (rote Linie=0,49

mg/dl) bei Patienten ohne Perforation (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM). ................................. 92

Abb. 115 Vergleich von PCT an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (rote Linie=0,09

ng/ml) bei Patienten mit Perforation (*p<0,05, +/- 2SEM). .................................................... 93


ng/ml) bei Patienten ohne Perforation (+/- 2SEM). ................................................................. 93

Abb. 117 Vergleich von IL-6 an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (rote Linie=5,89

pg/ml) bei Patienten mit Perforation (*p<0,05, +/- 2SEM). Zur besseren Darstellung wurde

eine logarithmische Skala gewählt. .......................................................................................... 94 Abb. 118 Vergleich von IL-6 an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (rote Linie=5,89

pg/ml) bei Patienten ohne Perforation (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM). Zur besseren

Darstellung wurde eine logarithmische Skala gewählt. ........................................................... 94

Abb. 119 Vergleich von HLA-DR an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (100 %) bei

Patienten mit Perforation (*p<0,05, +/- 2SEM). ...................................................................... 95 Abb. 120 Vergleich von HLA-DR an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (100 %) bei

Patienten ohne Perforation (**p<0,01, +/- 2SEM). ................................................................. 95 Abb. 121 Vergleich der Tregs an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe

(rote Linie=5,76 % der CD4+) bei Patienten mit Perforation (+/- 2SEM). .............................. 96


(rote Linie=5,76 % der CD4+) bei Patienten ohne Perforation (**p<0,01, +/- 2SEM). .......... 96 Abb. 123 Vergleich von TGF-β an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe

(rote Linie=70517,45 pg/ml) bei Patienten mit Perforation (*p<0,05, +/- 2SEM). ................. 97 Abb. 124 Vergleich von TGF-β an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe

(rote Linie=70517,45 pg/ml) bei Patienten ohne Perforation (*p<0,05, +/- 2SEM). ............... 97

Abb. 125 Vergleich von IL-10 an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe

(rote Linie=38,59 pg/ml) bei Patienten mit Perforation (+/- 2SEM). ...................................... 98 Abb. 126 Vergleich von IL-10 an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe

(rote Linie=38,59 pg/ml) bei Patienten ohne Perforation (+/- 2SEM). .................................... 98


161


Kontrollgruppe (rote Linie=0,15 RLU) bei Patienten mit SIRS/Sepsis (*p<0,05, +/- 2SEM). 99


Kontrollgruppe (rote Linie=0,15 RLU) bei Patienten ohne SIRS/Sepsis (*p<0,05, **p<0,01,

+/- 2SEM). ................................................................................................................................ 99 Abb. 129 Vergleich der Leukozyten an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (rote

Linie=4,0-11,0 G/l) bei Patienten mit SIRS/Sepsis (+/- 2SEM). ........................................... 100 Abb. 130 Vergleich der Leukozyten an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (rote

Linie=4,0-11,0 G/l) bei Patienten ohne SIRS/Sepsis (**p<0,01, +/- 2SEM). ....................... 100 Abb. 131 Vergleich von CRP an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (rote Linie=0,49

mg/dl) bei Patienten mit SIRS/Sepsis (*p<0,05, +/- 2SEM). ................................................ 101

Abb. 132 Vergleich von CRP an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (rote Linie=0,49

mg/dl) bei Patienten ohne SIRS/Sepsis (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM). ............................. 101 Abb. 133 Vergleich von PCT an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (rote Linie=0,09

ng/ml) bei Patienten mit SIRS/Sepsis (*p<0,05, +/- 2SEM). ................................................ 102


ng/ml) bei Patienten ohne SIRS/Sepsis (+/- 2SEM). ............................................................. 102 Abb. 135 Vergleich von IL-6 an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (rote Linie=5,89

pg/ml) bei Patienten mit SIRS/Sepsis (*p<0,05, +/- 2SEM). Zur besseren Darstellung wurde

eine logarithmische Skala gewählt. ........................................................................................ 103 Abb. 136 Vergleich von IL-6 an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (rote Linie=5,89

ng/ml) bei Patienten ohne SIRS/Sepsis (*p<0,05, **p<0,01, +/- 2SEM). ............................. 103

Abb. 137 Vergleich von HLA-DR an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (100 %) bei

Patienten mit SIRS/Sepsis (*p<0,05, +/- 2SEM). .................................................................. 104 Abb. 138 Vergleich von HLA-DR an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Normwert (100 %) bei

Patienten ohne SIRS/Sepsis (**p<0,01, +/- 2SEM). .............................................................. 104 Abb. 139 Vergleich der Tregs an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe

(rote Linie=5,76 % der CD4+) bei Patienten mit SIRS/Sepsis (+/- 2SEM). .......................... 105


(rote Linie=5,76 % der CD4+) bei Patienten ohne SIRS/Sepsis (+/- 2SEM). ........................ 105 Abb. 141 Vergleich von TGF-β an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe

(rote Linie=70517,45 pg/ml) bei Patienten mit SIRS/Sepsis (*p<0,05, +/- 2SEM). ............. 106 Abb. 142 Vergleich von TGF-β an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe

(rote Linie=70517,45 pg/ml) bei Patienten ohne SIRS/Sepsis (*p<0,05, +/- 2SEM). ........... 106 Abb. 143 Vergleich von IL-10 an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe

(rote Linie=38,59 pg/ml) bei Patienten mit SIRS/Sepsis (+/- 2SEM). .................................. 107 Abb. 144 Vergleich von IL-10 an Tag 0 und Tag 1 in Bezug zum Median der Kontrollgruppe

(rote Linie=38,59 pg/ml) bei Patienten ohne SIRS/Sepsis (+/- 2SEM). ................................ 107 Abb. 145 Korrelation von Endotoxin (links) und CRP (rechts) mit der Krankhausverweildauer

an Tag 0. ................................................................................................................................. 109

Abb. 146 Korrelation von Leukozyten mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 ............ 110

Abb. 147 Korrelation von PCT (links) und IL-6 (rechts) mit der Krankenhausverweildauer an

Tag 0. Zur besseren Darstellung wurde bei IL-6 (rechts) eine logarithmische Skala gewählt.

................................................................................................................................................ 110 Abb. 148 Korrelation von HLA-DR (links) und Tregs (rechts) mit der

Krankenhausverweildauer an Tag 0. ...................................................................................... 111 Abb. 149 Korrelation von TGF-β (links) und IL-10 (rechts) mit der Krankenhausverweildauer

an Tag 0. ................................................................................................................................. 111 Abb. 150 Korrelation von Endotoxin mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei

Patienten ohne (links) und mit (rechts) Peritonitis. ................................................................ 114


162

Abb. 151 Korrelation der Leukozyten mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei

Patienten ohne (links) und mit (rechts) Peritonitis. ................................................................ 114

Abb. 152 Korrelation von CRP mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten ohne

(links) und mit (rechts) Peritonitis. ........................................................................................ 115 Abb. 153 Korrelation von PCT mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten mit

Peritonitis. .............................................................................................................................. 115

Abb. 154 Korrelation von IL-6 mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten ohne

(links) und mit (rechts) Peritonitis. Zur besseren Darstellung wurde bei der rechten Grafik

eine logarithmische Skala gewählt. ........................................................................................ 116 Abb. 155 Korrelation von HLA-DR mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten

ohne (links) und mit (rechts) Peritonitis. ................................................................................ 116

Abb. 156 Korrelation der Tregs mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten

ohne (links) und mit (rechts) Peritonitis. ................................................................................ 117 Abb. 157 Korrelation von TGF-β mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten

ohne (links) und mit (rechts) Peritonitis. ................................................................................ 117

Abb. 158 Korrelation von IL-10 mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten mit

Peritonitis. .............................................................................................................................. 118 Abb. 159 Korrelation von Endotoxin mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei

Patienten ohne (links) und mit (rechts) Perforation. .............................................................. 120

Abb. 160 Korrelation der Leukozyten mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei

Patienten ohne (links) und mit (rechts) Perforation. .............................................................. 120 Abb. 161 Korrelation von CRP mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten ohne

(links) und mit (rechts) Perforation. ....................................................................................... 121 Abb. 162 Korrelation von PCT mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten ohne

(links) und mit (rechts) Perforation. ....................................................................................... 121


(links) und mit (rechts) Perforation. Zur besseren Darstellung wurde eine logarithmische

Skala gewählt. ........................................................................................................................ 122

Abb. 164 Korrelation von HLA-DR mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten

ohne Perforation ..................................................................................................................... 122 Abb. 165 Korrelation der Tregs mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten

ohne (links) und mit (rechts) Perforation. .............................................................................. 123 Abb. 166 Korrelation von TGF-β mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten

ohne (links) und mit (rechts) Perforation. .............................................................................. 123 Abb. 167 Korrelation von IL-10 mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten

ohne (links) und mit (rechts) Perforation. .............................................................................. 124 Abb. 168 Korrelation von Endotoxin mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei

Patienten ohne (links) und mit (rechts) SIRS/Sepsis. ............................................................ 126 Abb. 169 Korrelation von CRP mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten ohne

(links) und mit (rechts) SIRS/Sepsis. ..................................................................................... 127

Abb. 170 Korrelation von PCT mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten ohne

(links) und mit (rechts) SIRS/Sepsis. ..................................................................................... 127


(links) und mit (rechts) SIRS/Sepsis. Zur besseren Darstellung wurde eine logarithmische

Skala gewählt. ........................................................................................................................ 128 Abb. 172 Korrelation der Leukozyten mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei

Patienten ohne (links) und mit (rechts) SIRS/Sepsis. ............................................................ 128

Abb. 173 Korrelation von HLA-DR mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten

ohne (links) und mit (rechts) SIRS/Sepsis. ............................................................................ 129 Abb. 174 Korrelation der Tregs mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten

ohne (links) und mit SIRS/Sepsis........................................................................................... 129


163

Abb. 175 Korrelation von TGF-β mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten

ohne (links) und mit (rechts) SIRS/Sepsis. ............................................................................ 130

Abb. 176 Korrelation von IL-10 mit der Krankenhausverweildauer an Tag 0 bei Patienten

ohne (links) und mit (rechts) SIRS/Sepsis. ............................................................................ 130 Abb. 177 Korrelation von Endotoxin (links) und CRP (rechts) mit der Intensivverweildauer

an Tag 0. ................................................................................................................................. 132

Abb. 178 Korrelation der Leukozyten mit der Intensivverweildauer an Tag 0. .................... 132 Abb. 179 Korrelation von PCT (links) und IL-6 (rechts) mit der Intensivverweildauer an Tag

0. Zur besseren Darstellung wurde bei IL-6 (rechts) eine logarithmische Skala gewählt. .... 133 Abb. 180 Korrelation von HLA-DR (links) und Tregs (rechts) mit der Intensivverweildauer

an Tag 0. ................................................................................................................................. 133

Abb. 181 Korrelation von TGF-β (links) und IL-10 (rechts) mit der Intensivverweildauer an

Tag 0. ...................................................................................................................................... 134 Abb. 182 Korrelation von Endotoxin (links) und CRP (rechts) mit der Intensivverweildauer

an Tag 0 bei mit Peritonitis. ................................................................................................... 136

Abb. 183 Korrelation von PCT (links) und IL-6 (rechts) mit der Intensivverweildauer an Tag

0 bei Patienten mit Peritonitis. Bei IL-6 wurde zur besseren Darstellung eine logarithmische

Skala gewählt. ........................................................................................................................ 136 Abb. 184 Korrelation der Leukozyten mit der Intensivverweildauer an Tag 0 bei Patienten mit

Peritonitis. .............................................................................................................................. 137 Abb. 185 Korrelation von HLA-DR (links) und Tregs (rechts) mit der Intensivverweildauer

an Tag 0 bei Patienten mit Peritonitis. ................................................................................... 137

Abb. 186 Korrelation von TGF-β (links) und IL-10 (rechts) mit der Intensivverweildauer an

Tag 0 bei Patienten mit Peritonitis. ........................................................................................ 138 Abb. 187 Korrelation von Endotoxin (links) und CRP (rechts) mit der Intensivverweildauer

an Tag 0 bei Patienten mit Perforation. .................................................................................. 139 Abb. 188 Korrelation von PCT (links) und IL-6 (rechts) mit der Intensivverweildauer an Tag

0 bei Patienten mit Perforation. Bei IL-6 wurde zur besseren Darstellung eine logarithmische

Skala gewählt. ........................................................................................................................ 140

Abb. 189 Korrelation der Leukozyten mit der Intensivverweildauer an Tag 0 bei Patienten mit

Perforation. ............................................................................................................................. 140

Abb. 190 Korrelation von HLA-DR (links) und Tregs (rechts) mit der Intensivverweildauer

an Tag 0 bei Patienten mit Perforation. .................................................................................. 141 Abb. 191 Korrelation von TGF-β (links) und IL-10 (rechts) mit der Intensivverweildauer an

Tag 0 bei Patienten mit Perforation. ....................................................................................... 141

Abb. 192 Korrelation von Endotoxin (links) und CRP (rechts) mit der Intensivverweildauer

an Tag 0 bei mit SIRS/Sepsis. ................................................................................................ 142 Abb. 193 Korrelation von PCT (links) und IL-6 (rechts) mit der Intensivverweildauer an Tag

0 bei mit SIRS/Sepsis. Zur besseren Darstellung wurde bei IL-6 (rechts) eine logarithmische

Skala gewählt. ........................................................................................................................ 143

Abb. 194 Korrelation der Leukozyten mit der Intensivverweildauer an Tag 0 bei mit

SIRS/Sepsis. ........................................................................................................................... 143

Abb. 195 Korrelation von HLA-DR (links) und Tregs (rechts) mit der Intensivverweildauer

an Tag 0 bei mit SIRS/Sepsis. ................................................................................................ 144 Abb. 196 Korrelation von TGF-β (links) und IL-10 (rechts) mit der Intensivverweildauer an

Tag 0 bei mit SIRS/Sepsis. ..................................................................................................... 144

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bacterial peritonitis: a systematic review and meta-analysis. BMC Infect Dis, 2014.

14: p. 452.

53. Rettig, T.C., et al., Postoperative Interleukin-6 Level and Early Detection of

Complications After Elective Major Abdominal Surgery. Ann Surg, 2015.

54. R. Bender, S.L., A. Ziegler, Multiples Testen. Deutsche Medizinische Wochenschrift,

2007. 132: p. e26-e29.

Abkürzungsverzeichnis

167


AB Blutgruppen-Antigene A und B

Abb. Abbildung

AK Antikörper

APACHE II Acute Physiology And Chronic Health Evaluation Version II

APC Antigen-presenting Cells

art. Arteriell

Bzgl. bezüglich

bzw. beziehungsweise

°C Grad Celsius

CD Cluster of Differentiation

CRP C-reaktives Protein

CSB Cell Staining Buffer

CTLA-4 Cytotoxic T lymphocyte-associated antigen 4

DC Dendritic Cell, Dendritische Zelle

DMSO Dimethylsulfoxid

EAA® Endotoxin Activity Assay

etc. et cetera

FACS Fluorescence activated cell sorting

FKS Fetales Kälberserum

FMO Fluorescence Minus One

FOXP3 Forkhead Box P3

FSC Forward Scatter Channel

GCS Glasgow Coma Scale

GITR Glucocorticoid-induced TNF receptor family-related gene

Glc Glucose

Hkt Hämatokrit

IL-2 Interleukin-2

IL-6 Interleukin-6

IL-10 Interleukin-10

ISO Isotypen

ISO-AF488 Isotyp Alexa Flour 488

ISO-APC Isotyp Allophycocyanin

ISO-PE Isotyp Phycoerythrin

ISO-PerCP/Cy5.5 Isotyp Peridinin Chlorophyll/Cyanin 5.5

K.-Koeff. Spearman-Korrelationskoeffizient

Krea Kreatinin

LAL Limulus-Amöbozyten-Lysat

LMU Ludwig Maximilians Universität

LPB Lipopolysaccharid-bindende Protein

LPS Lipopolysaccharid, Endotoxin

MFI Mittlere Fluoreszenzaktivität

MHC Major Histocompatibility Complex

min Minuten

ml Milliliter

MPI Mannheimer Peritonitis Index

PBMC Peripheral Blood Mononuclear Cells

PBS Phosphate Buffered Saline

PCT Procalcitonin


168

RLU Relative Light Units

SIRS Systemisches Inflammatorisches Response Syndrom

s.o. siehe oben

SOFA Sequential Organ Failure Assessment

sog. sogenannte

s.u. siehe unten

SSC Side Scatter Channel

Tab. Tabelle

TGF-β Transforming-growth-factor-β

Th-Zellen T-Helfer-Zellen

TLR Toll-like Rezeptor

TNF Tumor-Nekrose-Faktor

Treg Regulatorische T-Zelle

v.a. vor allem

z.B. Zum Beispiel

ZVK Zentraler Venenkatether

Danksagung

169

Danksagung Ich danke meinem Doktorvater Prof. Dr. med. Eugen Faist für die Ermöglichung der

Dissertation sowie der wissenschaftlichen Unterstützung bei der Umsetzung.

Ebenso danke ich meiner Laborleitung Dipl. Trophologin Cornelia Limbach für die

Unterstützung im Labor bei der Durchführung der Experimente.

Im Weiteren danke ich Julia Reger, Sven Schallhorn, Alena Sint und Rebecca Lutz für die

kollegiale sowie freundschaftliche Zusammenarbeit sowie Zuwendung auch über die Arbeit

im Labor hinaus.

Ich danke Herrn Dr. med. Florian Bösch für die Betreuung während der Zeit der

Verschriftlichung der Doktorarbeit und dessen konstruktive Kritik.

Ferner danke ich Frau Silvia Marth. Sie hat als „gute Seele“ der Arbeitsgruppe bis zuletzt

immer unsere Interessen vertreten und sich für unsere Belange eingesetzt. Auch wenn das ein

oder andere Mal ein sehr langer Atem von Nöten war.

Dank an Hans-Jürgen Barth sowie Dipl. Lebensmittelchemikerin Carmen Weigand für die

Entdeckung des ein oder anderen Rechtsschreibfehlers.

Ebenso danke meinem Großvater Sanitätsrat Dr. med. dent. Herbert Frank. Durch ihn habe

ich die Freude und das Interesse an der Medizin entdeckt. Ich habe von seinen Erfahrungen

und seinem Rat viel lernen können.

Ich danke meinen Eltern Iris und Harald Frank für deren Fürsorge und Unterstützung. Dass

Ihr mir die Möglichkeit gegeben habt den Weg zu bestreiten, den ich heute gehe, kann nicht

in Gold aufgewogen werden. Auch wenn dieser nicht immer leicht war habt Ihr mir über alle

Hürden hinweg geholfen, und wenn dies nicht möglich war, mit eurer Zuneigung und eurem

Rat beigestanden, damit ich diese selbst überwinden kann. Ich liebe euch.

Als letztes danke ich meiner Ehefrau Jasmin Frank. Du bist immer an meiner Seite und stärkst

mich in allem was ich tue. Du hast mir geholfen wenn die Hürden zu groß schienen, Du hast

mitgefiebert und Dich mitgefreut, Du hast mich immer wieder aufgebaut. Dass Du bei mir

bist gibt mir jeden Tag neue Kraft. Ich liebe Dich.

Lebenslauf

170

Lebenslauf Persönliche Angaben

Geburtsdatum/-ort 16. November 1987 in Bad Kreuznach, Rheinland-Pfalz Nationalität deutsch Familienstand verheiratet, keine Kinder Ausbildung

12/2014 Erhalt der Approbation 11/2014 Zweiter Abschnitt der Ärztlichen Prüfung 10/2010 – 11/2014 Studium der Humanmedizin, Klinik Ludwig-Maximilians-Universität München

Praktisches Jahr: o Klinik für AVTGT der LMU o Medizinische Klinik I und II der LMU o Klinik für Anästhesiologie der LMU

Famulaturen: o Chirurgische Poliklinik A, Chirurgische Klinik und

Poliklinik der LMU - Campus Großhadern, Chefarzt Prof. Dr. med. Dr. h.c. Karl-Walter Jauch (zweimalig)

o Klinik für Allgemein-, Visceral-, Gefäß- und Thoraxchirurgie des Klinikums Dritter Orden, Chefarzt Dr. med. Detlef Krenz

o Klinik für Nieren-, Hochdruck- und Rheumakrankheiten des Klinikums München-Schwabing, Chefarzt Prof. Dr. med. Johannes Mann

Titel der Dissertation: „Beschreibung der perioperativen immunoinflammatorischen Situation bei Patienten mit akutem Abdomen mit Hilfe von pro- und antiinflammatorischen Biomarkern“ AG Sepsis, Trauma, Inflammation, Leitung Prof. Dr. med. Eugen Faist

02. September 2010 Erster Abschnitt der Ärztlichen Prüfung Ludwig-Maximilians-Universität München

10/2008 – 09/2010 Studium der Humanmedizin, Vorklinik Ludwig-Maximilians-Universität München

04/2007 – 07/2007 Ausbildung zum Rettungssanitäter Bildungsinstitut des Deutschen Roten Kreuzes Mainz

03/2007 Abitur Gymnasium an der Stadtmauer, Bad Kreuznach Leistungskurse: Biologie, Englisch, Erdkunde

Lebenslauf

171

Beruflicher Werdegang

Seit 02/2015 Klinik für Allgemein-, Viszeral- Gefäß-

und Transplantationschirurgie, Klinikum der Universität München Anstellung als Assistenzarzt

03/2013 – 11/2014 ATOS-Klinik, München

Arbeit als erste und zweite OP-Assistenz in den Bereichen orthopädische Chirurgie und plastische Chirurgie

01/2008 – 06/2013 DRK Rettungsdienst Rheinhessen-Nahe gGmbH,

Bad Kreuznach Tätigkeit als Rettungssanitäter in den Bereichen Rettungsdienst

(RTW, NEF) und Krankentransport (NAW, KTW)

04/2007 - 12/2007 Zivildienst DRK Rettungsdienst Rheinhessen-Nahe gGmbH,

Bad Kreuznach

Lebenslauf

172

Eidesstattliche Versicherung

Ich erkläre hiermit an Eides statt,

dass ich die vorliegende Dissertation mit dem Thema

„Beschreibung der perioperativen immunoinflammatorischen Situation bei Patienten mit

akutem Abdomen mit Hilfe von pro- und antiinflammatorischen Biomarkern“

selbstständig verfasst, mich außer der angegebenen keiner weiteren Hilfsmittel bedient und

alle Erkenntnisse, die aus dem Schrifttum ganz oder annähernd übernommen sind, als solche

kenntlich gemacht und nah ihrer Herkunft unter Bezeichnung der Fundstelle einzeln

nachgewiesen habe.

Ich erkläre des Weiteren, dass die hier vorgelegte Dissertation nicht in gleicher oder in

ähnlicher Form bei einer anderen Stelle zu Erlangung eines akademischen Grades eingereicht

wurde.

Alexander Harald Ralf Frank, geb. 16.11.1987 in Bad Kreuznach

München, den 18.07.2016

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