Die intraossäre Blutgefäßversorgung der distalen...

DIE INTRAOSSÄRE BLUTGEFÄSSVERSORGUNG DER DISTALEN PFERDEGLIEDMASSE ANHAND VON SCHEIBENPLASTINATEN

INAUGURAL- DISSERTATION

zur Erlangung des Grades eines

Dr. med. vet.

beim Fachbereich Veterinärmedizin

der Justus- Liebig- Universität Gießen

Benjamin Winkler

- 2 -

Aus dem Institut für Veterinär- Anatomie, - Histologie und - Embryologie

Betreuer: Prof. Dr. Dr. Stefan Arnhold

DIE INTRAOSSÄRE BLUTGEFÄSSVERSORGUNG DER DISTALEN PFERDEGLIEDMASSE ANHAND VON SCHEIBENPLASTINATEN

INAUGURAL- DISSERTATION

zur Erlangung des Grades eines

Dr. med. vet.

beim Fachbereich Veterinärmedizin


Eingereicht von

Benjamin Winkler Tierarzt aus Köln

Gießen (2012)

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Mit Genehmigung des Fachbereichs Veterinärmedizin


Dekan:

Prof. Dr. Martin Kramer

Gutachter:

1. Prof. Dr. Dr. Stefan Arnhold

2. Prof. Dr. Dr. habil. Lutz- Ferdinand Litzke

Tag der Disputation: 14.11.2012

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Ich erkläre:

„Ich habe die vorliegende Dissertation selbständig und ohne unerlaubte fremde Hilfe

und nur mit den Hilfen angefertigt, die ich in der Dissertation angegeben habe.

Alle Textstellen, die wörtlich oder sinngemäß aus veröffentlichten oder nicht

veröffentlichten Schriften entnommen sind, und alle Angaben, die auf mündlichen

Auskünften beruhen, sind als solche kenntlich gemacht.

Bei der von mir durchgeführten und in der Dissertation erwähnten Untersuchungen

habe ich die Grundsätze guter wissenschaftlicher Praxis, wie sie in der

„Satzung der Justus- Liebig- Universität Gießen zur Sicherung gut wissenschaftlicher

Praxis“ niedergelegt sind, eingehalten.“

Ratingen, den 23.März 2012

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INHALT

1 EINLEITUNG....................................................................................................... - 8 -

1.1 EINLEITUNG ............................................................................................................................................. - 8 - 1.2 LITERATURÜBERBLICK ............................................................................................................................ - 9 -

1.2.1 Bisherige Anwendungsgebiete der Scheibenplastination............................................- 17 - 1.2.2 Die Anatomie der distalen Pferdegliedmaße (Regio metacarpophalangea)..............- 19 - 1.2.3 Knöcherne Anteile im Zehen- und Fesselgelenksbereich ............................................- 19 - 1.2.4 Gelenke mit Strukturen im Zehen- und Fesselgelenksbereich.....................................- 19 - 1.2.5 Muskeln und Sehnen im Zehen- und Fesselgelenksbereich.........................................- 21 - 1.2.6 Blutgefäße im Zehen- und Fesselgelenksbereich ............................................................- 24 - 1.2.7 Die Anatomie der Pferdezehe distal des Fesselgelenks ................................................- 29 - 1.2.8 Hufrehe ........................................................................................................................................- 32 -

2 MATERIAL UND METHODE ............................................................................ - 36 -

2.1 MATERIAL .............................................................................................................................................. - 36 - 2.1.1 Präparate.....................................................................................................................................- 36 - 2.1.2 Chemikalien................................................................................................................................- 38 - 2.1.3 Kunststoffe .................................................................................................................................- 40 - 2.1.4 Verbrauchsmaterialien ............................................................................................................- 41 - 2.1.5 Instrumente ................................................................................................................................- 42 - 2.1.6 Geräte ..........................................................................................................................................- 43 -

2.2 METHODE............................................................................................................................................... - 43 - 2.2.1 Fixierung .....................................................................................................................................- 45 - 2.2.2 Gefäßinjektion ...........................................................................................................................- 48 - 2.2.3 Sägen mit Bandsäge für Scheibenplastination ................................................................- 52 - 2.2.4 Entwässerung und Entfettung ..............................................................................................- 55 - 2.2.5 Die forcierte Imprägnierung ...................................................................................................- 60 - 2.2.6 Aushärtung des Blockplastinats für die sekundäre Scheibenplastination ..............- 64 - 2.2.7 Sägen des Blockplastinats mit der Diamantsäge für die sekundäre Scheibenplastination .........................................................................................................................- 64 - 2.2.8 Plattenplastination ...................................................................................................................- 66 - 2.2.9 Aushärtung.................................................................................................................................- 71 - 2.2.10 Entformung und Aufarbeitung ............................................................................................- 72 -

3 ERGEBNISSE................................................................................................... - 73 -

3.1 DARSTELLBARKEIT DER ANATOMISCHEN STRUKTUREN IM SCHEIBENPLASTINAT .............................. - 73 - 3.1.1 Darstellbarkeit der Knochen, Knorpel, Gelenke und deren Anteile.............................- 73 - 3.1.2 Darstellbarkeit der Muskulatur und deren Sehnen ..........................................................- 75 - 3.1.3 Darstellbarkeit des Gefäßsystems .......................................................................................- 76 - 3.1.4 Darstellbarkeit der Haut und ihrer Hautorgane.................................................................- 77 -

3.2 DARSTELLBARKEIT VON ANATOMISCHEN STRUKTUREN IM SEKUNDÄREN SCHEIBENPLASTINAT ...... - 78 -

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3.2.1 Darstellbarkeit der Knochen, Knorpel, Gelenke und deren Anteile.............................- 78 - 3.2.2 Darstellbarkeit der Muskeln und Sehnen ...........................................................................- 79 - 3.2.3 Darstellbarkeit des Gefäßsystems .......................................................................................- 80 - 3.2.4 Darstellbarkeit der Haut und ihrer Hautorgane.................................................................- 80 -

3.3. WEITERE MÖGLICHKEITEN DER SCHEIBENPLASTINATION .................................................................. - 81 - 3.3.1 Scheibenplastination von Metallimplantaten ....................................................................- 81 - 3.3.2 Digitalisierung ...........................................................................................................................- 81 - 3.3.3 Radiologische Darstellung .....................................................................................................- 82 -

3.4 DARSTELLUNG INTRAOSSÄRER BLUTGEFÄSSE ANHAND AUSGEWÄHLTER SCHEIBENPLASTINATE ... - 83 - 3.4.1 Die Darstellung der Gefäßversorgung der Ossa sesamoidea proximalia (proximale Sesambeine) anhand ausgewählter Scheibenplastinate .........................................................- 83 - 3.4.2 Die Darstellung der Gefäßversorgung des Os compedale (Fesselbein) anhand ausgewählter Scheibenplastinate ................................................................................................- 101 - 3.4.3 Die Darstellung der Gefäßversorgung des Os coronale (Kronbein) anhand ausgewählter Scheibenplastinate ................................................................................................- 114 - 3.4.4 Die Darstellung der Gefäßversorgung des Os sesamoideum distale (Strahlbein) anhand ausgewählter Scheibenplastinate .................................................................................- 122 - 3.4.5 Die Darstellung der Gefäßversorgung des Os ungulare (Hufbein) anhand ausgewählter Scheibenplastinate ................................................................................................- 128 - 3.4.6 Angiographische Darstellung der Gefäßversorgung der sekundären Scheibenplastinate...........................................................................................................................- 139 -

4 DISKUSSION .................................................................................................. - 141 -

4.1 DIE VORTEILE DER SCHEIBENPLASTINATION ..................................................................................... - 141 - 4.1.1 Keine Gesundheitsgefahr .....................................................................................................- 141 - 4.1.2 Die Plastinate besitzen eine gute Farberhaltung............................................................- 142 - 4.1.3 Die Plastinate sind sehr stabil.............................................................................................- 142 - 4.1.4 Die Darstellbarkeit der verschiedenen anatomischen Strukturen .............................- 143 - 4.1.5 Die Darstellbarkeit von Metall/ Implantaten in Plastinaten ..........................................- 143 - 4.1.6 Die Möglichkeit der Vermessung von verschiedenen Strukturen .............................- 143 -

4.2 DIE NACHTEILE DER SCHEIBENPLASTINATION ................................................................................... - 143 - 4.2.1 Schwierige Nachvollziehung der intra- und extraossealen Gefäßverläufe ............- 143 - 4.2.2 Keine Darstellung von Nervenfasern.................................................................................- 144 - 4.2.3 Keine Differenzierung vom arteriellem und venösem Blutgefäßsystem..................- 144 - 4.2.4 Mehrere Präparate für eine Untersuchung.......................................................................- 144 - 4.2.5 Plastinate können vergilben ................................................................................................- 144 -

4.3 DIREKTER VERGLEICH MIT KORROSIONSPRÄPARATEN ..................................................................... - 145 - 4.4 DIREKTER VERGLEICH MIT ANGIOGRAPHIEMETHODEN...................................................................... - 146 - 4.5 UNTERSUCHUNG DER INTRAOSSÄREN BLUTGEFÄßVERSORGUNG IN SCHEIBENPLASTINATEN DER DISTALEN GLIEDMAßE................................................................................................................................ - 146 -

4.5.1 Intraossäre Gefäßversorgung der Ossa sesamoidea proximalia ..............................- 146 - 4.5.2 Intraossäre Gefäßversorgung des Os compedale .........................................................- 149 - 4.5.3 Intraossäre Gefäßversorgung des Os coronale .............................................................- 151 - 4.5.4 Intraossäre Gefäßversorgung des Os sesamoideum distale......................................- 153 -

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4.5.5 Intraosseäre Gefäßversorgung des Os ungulare ...........................................................- 155 - 4.6 PATHOLOGISCHE VERÄNDERUNGEN DER HUFREHE IM SEKUNDÄREN SCHEIBENPLASTINAT........... - 157 - 4.7 ANWENDUNGSMÖGLICHKEITEN FÜR DIE SCHEIBENPLASTINATION IN DER VETERINÄRMEDIZIN ....... - 158 -

4.7.1 Anwendungsmöglichkeiten im Studium...........................................................................- 158 - 4.7.2 Anwendungsmöglichkeiten in der Fortbildung und Workshops ...............................- 160 - 4.7.3 Anwendungsmöglichkeiten in der Forschung und bei neuen OP- Techniken .......- 161 - 4.7.4 Anwendungsmöglichkeiten in der tierärztlichen Praxis...............................................- 161 -

5 ZUSAMMENFASSUNG .................................................................................. - 162 -

6. SUMMARY..................................................................................................... - 163 -

7 LITERATURVERZEICHNIS ............................................................................ - 164 -

8. DANKSAGUNG ............................................................................................. - 176 -

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1 Einleitung 1.1 Einleitung Mit dieser Arbeit sollen zwei weitere Präparationstechniken zur Darstellbarkeit von

intraossären Gefäßen in veterinäranatomischen Präparaten aufgezeigt werden, die

bisher keinen Zugang in die Bereiche der Veterinärmedizin gefunden haben.

Bisher standen Anatomen und Präparatoren der Veterinärmedizin nur

Präparationsmethoden zur Verfügung, bei denen entweder intraossäre

Gefäßverläufe nicht eindeutig sichtbar oder nachvollziehbar waren, oder

umliegendes Gewebe teilweise oder ganz entfernt werden musste, um das

intraossäre Gefäßsystem darzustellen.

Dadurch wird eine genaue topographische Zuordnung der intraossären Gefäße im

Präparat erschwert.

Zwei Präparationsmethoden, die Scheibenplastination und die sekundäre

Scheibenplastination, sollen hier detailliert und anschaulich beschrieben und deren

technische und ergebnisrelevanten Vor- und Nachteile hervorgehoben werden.

Als repräsentative anatomische Präparate werden distale Pferdegliedmaßen

ausgewählt.

Diese sind zum einen in größerer Anzahl einfach zu bekommen, und zum anderen

sind in diesem relativ kleinen anatomischen „Ausschnitt“ alle anatomischen

Strukturen wie Knochen, Muskeln mit Sehnen und Blutgefäße, vorhanden und

potenziell darstellbar.

Die einzelnen Präparate werden in sagittaler und frontaler Schnittführung in

Scheiben gesägt.

Eine distale Pferdegliedmaße mit pathologischen Veränderungen (Laminitis,

„Hufrehe“) wird nach der Methode der sekundären Scheibenplastination in sagittaler

Schnittführung präpariert.

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1.2 Literaturüberblick Bisher war eine gute und genaue Darstellung der intraossären Gefäße nur schwer

möglich.

In der Literatur findet man über die Jahrzehnte hinweg drei grundlegende

Präparationstechniken zur Darstellung von Blutgefäßen innerhalb eines Präparates.

Zum einen sind es die Korrosions- und Mazerationsmethoden, bei der das

Gefäßsystem mit einem aushärtenden Kunststoff befüllt und anschließend das

umgebende Gewebe chemisch, enzymatisch oder biologisch entfernt wird.

Zum anderen findet man zahlreiche Arbeiten die sich die Angiographiemethode zu

Nutze machen. Das Prinzip der Angiographie besteht darin, Blutgefäße eines

Präparates mit einem röntgendichten und flüssigen oder auch aushärtenden Material

zu füllen, um dieses Präparat anschließend röntgenologisch darzustellen und

auszuwerten.

Man erhält ein Röntgenbild welches ein röntgendichtes Gefäßsystem sowie die

knöchernen Anteile darstellt.

Als dritte Methode können diese auch miteinander kombiniert werden.

In jüngerer Zeit wird auch häufiger im humanmedizinischen Bereich die

Scheibenplastination mit kunststoffinjiziertem Gefäßsystem beschrieben.

Die erste Beschreibung der Angiographiemethode findet man 1896 in dem Aufsatz

„Ein Beitrag zur praktischen Verwerthung der Photographie nach Röntgen“ von

HASCHEK und LINDENTHAL.

HASCHEK und LINDENTHAL stellten fest, dass das entstandene Röntgenbild einer

lebenden Hand nur die Knochen zeigte und Haut, Nägel, Faszien, Sehnen,

Muskulatur, Gefäße und Nerven sich von den Röntgenstrahlen durchgängig zeigten.

Sie injizierten darauf hin einer Leichenhand über die A. brachialis Teichmann`sche

Masse (besteht im Wesentlichen aus Kreide) und bestrahlten diese wieder, mit dem

Ergebnis eines Röntgenbildes, welches wiederum die knöchernen Strukturen zeigte,

sowie das gesamte Gefäßgeflecht der Hand.

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Abb.1: Korrosionspräparat (Quelle Uni Köln, Institut Anatomie II, Arbeitsgruppe Prof. Koebke, mit

freundlicher Genehmigung H. P. Notermans)

Gustav KRÜGER (1934) nutzte damals ein Gefäßinjektionsverfahren nach

PERNKOPF (1927) mit rot- und blaueingefärbtem Gummi, dass er zur Injektion von

Arterien und Venen verwendete.

Abb. 1

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Zur weiteren Darstellung der Gefäße nutzte er zunächst das schichtweise Abtragen

der einzelnen Gewebeschichten, bis er schließlich den Knochen mit 10 %iger

Salpetersäure entkalkte.

1935 veröffentlichte August SCHUMMER im „Anatomischer Anzeiger“ seine Arbeit

mit dem Titel „ Ein neues Mittel („Plastoid“) und Verfahren zur Herstellung korrosions-

anatomischer Präparate“, in der er seine neuen Erkenntnisse über diese neue

Technik veröffentlichte.

Dazu verwendete er ein „Injektionsverfahren mit Plastoid“ bei dem ein gefärbter,

dünnflüssiger, polymerisierbarer Kunststoff nach Zusatz eines Katalysators in einem

Ölbad bei 110- 120 °C erwärmt und dadurch in eine zähflüssigere Form überführt

wird.

Durch schnelles Abkühlen verharrt der Kunststoff in der gewünschten Konsistenz.

Die Injektionsmasse wird über die Zehenseitenarterie und –vene injiziert und nach

erfolgreicher Füllung zur Aushärtung in ein 1- 2 %iges Formolbad gelegt und auf

40- 45 °C erwärmt.

Der anschließende Prozess der Aushärtung dauert zwei bis drei Tage.

Nach der Aushärtung wird das Präparat der Korrosion unterworfen.

Die Weichteile werden mit 25 %iger Kalilauge entfernt und die Knochen

anschließend mit konzentrierter Salzsäure aufgelöst.

Im Jahre 1949 weitete August SCHUMMER in seiner Habilitationsschrift seine

morphologischen Untersuchungen mit Hilfe seiner Korrosionsmethode auf die

„Blutgefäße und Zirkulationsverhältnisse im Zehenendorgan des Pferdes“ aus.

Er versuchte damit die bis dato nur groben Erkenntnisse der morphologischen

Verhältnisse des Gefäßsystems des Zehenendorgans aufzuschlüsseln.

Als präparatorisches Ergebnis enthielt er ein sehr dichtes Gefäßgeflecht, welches die

Form des Pferdehufes wiedergibt.

1973 widmete sich zuerst HERTSCH der Arteriographiemethode an der Pferdezehe

am lebenden Tier.

In seiner Veröffentlichung „Zur Arteriographie der Zehe des Pferdes“, in der „Berliner

und Münchener Tierärztlichen Wochenschrift“, verwendete er eine

Arteriographiemethode am narkotisierten Tier, bei der die A. digitalis palmaris

communis II freipräpariert und punktiert wurde.

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Als Kontrastmittel wurde am lebenden Tier Conray 60 ® und Conray 70 ® der

Fa. Byk Gulden, Konstanz, verwendet.

Cirka 25- 35 ml des Kontrastmittels wurde über die punktierte Arterie über einen

Zeitraum von 11- 15 sec. injiziert und direkt nach Beendigung der Injektion erfolgten

die Röntgenaufnahmen als Serie.

Bei der Arteriographiemethode an abgesetzten Gliedmaßen kann nach HERTSCH

(1973) als Kontrastmittel Bariumsulfat genommen werden. Dabei hat man mehr Zeit

die Röntgenaufnahmen durchzuführen, da das Kontrastmittel nicht mehr in den

großen Blutkreislauf gelangt und somit nicht aus dem zu untersuchenden Bezirk

ausgeschwemmt wird.

Die erzielten Röntgenaufnahmen zeigen ein röntgendichtes Gefäßsystem im Bereich

der distalen Gliedmaße.

Um einen dreidimensionalen Eindruck über die Gefäßsituation in diesem Bereich zu

bekommen, wurde daher mindestens in zwei Ebenen geröntgt.

ACKERMANN et. al (1975) nutzte die Angiographiemethode in „ Angiographic

appearance of the normal equine foot and alterations in chronic Laminitis“ um

Unterschiede in der Gefäßversorgung bei einer gesunden distalen Pferdegliedmaße

und einer Pferdegliedmaße mit chronischer Hufrehe darzustellen.

SCOTT et. al (1976) zeigte in „Angiography of equine metacarpus and phalanges:

Alterations with medial palmar artery and medial palmar digital artery ligation“ wie die

Pferdegliedmaße nach Abbindung der A. palmaris medialis und der A. digitalis

medialis innerhalb von einem Monat über Anastomosen wieder eine ausreichende

Vaskularisation herstellte. Er nutzte dazu eine Angiographiemethode am lebenden

Tier mit Conray 60®.

Im Jahr 1977 veröffentlichte POHLMEYER und HERTSCH „Die arteriellen

Versorgungsgefäße und deren intraosseärer Verlauf in den Extremitätenknochen

beim Fohlen. I. Scapula“ und ebenfalls 1977 „Die arteriellen Versorgungsgefäße und

deren intraosseärer Verlauf in den Extremitätenknochen beim Fohlen. II. Humerus“

anhand der Arteriographie in Kombination mit einer Korrosionsmethode an

abgesetzten Gliedmaßen.

Nachdem die abgesetzte Schultergliedmaße mit 40 %-iger Mikropacue- Lösung,

verdünnt mit Aqua destillata, gespült und mit 10 %-igem Formalin fixiert wurde,

wurde sie nochmals mit 40 %-iger Mikropacue- Lösung und Formalin infundiert.

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Anschließend wurde die Gliedmaße für 2 bis 3 Wochen in ein 10 %-iges Formalinbad

verbracht.

Von diesen Gliedmaßen wurden anschließend xeroradiographische Darstellungen

angefertigt und ausgewertet.

Nach Freipräparation der mit Mikropacue- Lösung injizierten Gefäßen stellten

POHLMEYER und HERTSCH fest, dass diese Gefäße erhärtet waren und somit

einwandfrei nachpräparierbar waren.

Weiter wurden alle Gefäße bis ans Periost abpräpariert und die Scapula mit

Ameisensäure und Natriumsalz entkalkt.

Durch die Entkalkung des Knochens ließen sich so die Gefäße in xeroradio-

graphischen, sowie in folienlosen Röntgenaufnahmen besser darstellen.

1978 wurde diese Untersuchungsreihe durch POHLMEYER und AHMED mit „Die

arteriellen Versorgungsgefäße und deren intraosseärer Verlauf in den

Extremitätenknochen beim Fohlen. III. Ossa antebrachii und Ossa metacarpalia“ und

im Jahre 1979 durch POHLMEYER alleine mit „Die arteriellen Versorgungsgefäße

und deren intraosseärer Verlauf in den Extremitätenknochen beim Fohlen. IV. Ossa

digitorum manus“ vollendet.

HERTSCH und DAMMER zeigten anhand der Angiographiemethode im Jahre 1987

die Unterschiede in der Durchblutung des gesunden und des erkrankten Strahlbeins.

In seiner Habilitationsschrift „Arteriographische Untersuchungen an den Extremitäten

beim Pferd“ aus dem Jahre 1981 veröffentlichte HERTSCH zusammengefasst seine

verschiedenen Methoden und Erfahrungen der Angiographie mit neuen

Erkenntnissen zur Vaskularisation der distalen Gliedmaßenknochen.

Während der Arbeitstagung der „Fachgruppe Pferdekrankheiten“ 1982 in Hannover

referierte HERTSCH mit dem Titel „Arteriographische Untersuchungen bei akuter

und chronischer Hufrehe“ über praktische Aspekte der Arteriographie bei der

Hufrehe. Anhand seiner Ausarbeitung stellte er fest, dass seine angiographischen

Befunde die Möglichkeit zu neuen Therapieansätzen liefern.

Ebenfalls 1982 veröffentlichten HERTSCH et al. die Ergebnisse der Arbeit „Die

sogenannten „Gefäßlöcher“ des Strahlbeins und ihre Beziehung zum Hufgelenk“, in

der unter anderem mit Hilfe der Angiographie festgestellt wurde, dass die

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sogenannten Gefäßlöcher des Strahlbeins bei der Podotrochlose nicht im Bereich

der Hufrolle, sondern im Bereich des Hufgelenks liegen.

Im Jahre 1986 beschrieb LITZKE in „Der Einsatz der Angiographie bei der

Lahmheitsdiagnostik“ mit Hilfe der Angiographie ein gehäuftes Auftreten von

Stenosen und Obliterationen im Zusammenhang mit Lahmheiten des Arthrose-

Periarthritis- Komplexes. Seine Befunde weisen auf eine Beteiligung lokaler

Ischämien bei der Pathogenese von arthrotischen Prozessen der Pferdezehe hin.

Deutlich verstärkte Vaskularisationen wies LITZKE allerdings bei reaktiven

Tendinitiden, septischen Periostitiden und bei Rehe nach.

1987 veröffentlichte LITZKE et al. in „Angiographie als diagnostisches Hilfsmittel und

periarterielle Sympathektomie mit oder ohne Neurektomie in der Lahmheitstherapie

beim Pferd“ nochmals den Zusammenhang vom Gefäßstenosen und –obliterationen

mit arthrotischen Prozessen in der Pferdezehe und damit die Angiographie als

diagnostisches Hilfsmittel. Außerdem beschreibt LITZKE, dass durch eine

gleichzeitige Nervus- digitalis- palmaris- Neurektomie und periarterieller

Sympathektomie an dem lateralen und medialen Zehenarterien eine sofortige

Schmerzfreiheit im Hufrollenbereich und eine Verbesserung der

Durchblutungsverhältnisse in Kombination herbeigeführt wird.

1992 fasste LITZKE in seiner Habilitationsschrift „Untersuchungen zur Arteriographie

und periarteriellen Sympathektomie bei Lahmheiten des Pferdes unter besonderer

Berücksichtigung degenerativer Gelenkerkrankungen im Akropodium“ die bis dato

gesammelten Ergebnisse seiner Arbeiten zusammen.

Ebenfalls zeigten von 1989 bis 1990 RIJKENHUIZEN et al. in drei grundlegenden

Arbeiten mit Hilfe von makroskopischen, arteriographischen und histologischen

Untersuchungen die arterielle Blutgefäßversorgung des Os naviculare von fötalen,

jungen und ausgewachsenen Pferden.

In „Development of the navicular bone in foetal and young horses, including the

arterial supply“ stellten RIJKENHUIZEN et al. (1989 a) fest, dass es bei Fohlen

während der Trächtigkeit zwei Wege der Blutversorgung des Os naviculare gibt:

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eine über die Superfizialschicht des Faserknorpels, die sich innerhalb der ersten

sechs Lebensmonate auflöst, und die zweite identisch mit der Blutversorgung von

ausgewachsenen Pferden.

Die zweite Veröffentlichung „The arterial supply of the navicular bone in the normal

horse“ von RIJKENHUIZEN et al. (1989 b) zeigt, dass das Strahlbein aus vier

Richtungen mit Blutgefäßen versorgt wird: von distal, proximal, medial und lateral.

Das Strahlbein kann in Bereiche unterteilt werden, welche durch Arterien aus einer,

zwei oder drei Richtungen versorgt werden, wohingegen die distale Versorgung den

größten Bereich des Strahlbeins abdeckt.

Untersuchungen durch RIJKENHUIZEN et al. (1989 c) an Strahlbeinverletzungen

haben ergeben, dass es zu einer Imbalanz und einer Verschiebung der distalen und

proximalen Blutversorgung des Strahlbeins von distal nach proximal kommt, da sich

die distale Blutversorgung reduziert und durch die proximale, mediale und laterale

kompensiert wird.

Im Jahre 2000 veröffentlichten ROSENSTEIN et al. ihre Ergbnisse -ebenfalls durch

eine Angiographiemethode- zur Untersuchung an Pferdegliedmaßen.

Mit Hilfe ihrer digitalen Röntgenbilder wird die Gefäßanatomie der A. digitalis

medialis und lateralis, sowie deren Durchmesser bestimmt.

Schon Anfang des zwanzigsten Jahrhunderts entdeckten DEEGENER und BERND

(1914) sowie HOCHSTETTER und SCHMEIDEL (1924) eine Plastinationstechnik

mittels Paraffin.

Gewebswasser und Körperfette werden durch Paraffin ersetzt und ein geruchloses,

trockenes und haltbares Präparat gewonnen.

Diese ersten Entdeckungen wiesen damals schon gute Ergebnisse auf:

Das Gewebe war ausreichend entwässert, stellte die Gewebestruktur gut dar und

war gegen zahlreiche mechanische Einflüsse resistent.

Allerdings wiesen diese Präparate keinen Schutz vor Wärme auf und waren leicht

brennbar.

Seit mehreren Jahren hält die Scheibenplastination mehr und mehr Einzug in

Bereiche der makroskopischen Anatomie, Biomechanik und Forensik der

Humanmedizin.

- 16 -

Diese Methode der Konservierung und Darstellung anatomischer Strukturen und

pathologischer Veränderungen wurde in den siebziger Jahren durch den

heidelberger Anatom Gunther von Hagens entwickelt.

Seit den siebziger Jahren des 20. Jahrhunderts forschte Gunther von Hagens an

einer Verbesserung dieser Technik.

1977 fand VON HAGENS heraus, dass polymerisierbare Kunststoffe die Aufgabe

des Paraffins ersetzen können.

Diese Präparate weisen nach Durchhärtung des Kunststoffes eine enorme Festigkeit,

und somit einen bisweilen vollkommenen Schutz vor äußeren Einflüssen auf.

Außerdem sind sie für den Betrachter transparent, so dass man einen besseren

dreidimensionalen Eindruck des Objekts gewinnt.

In Scheiben gesägt, weisen diese Plastinate ungeahnte Ansichten auf verschiedene

Strukturen im Körper auf.

Seine „Neue Möglichkeiten der Kunststoffeinbettung für histologische Großpräparate

und makroskopische Trockenpräparate“ stellte VON HAGENS erstmalig am 12. bis

16. April 1977 bei der Jahrestagung der „Anatomischen Gesellschaft“ in Aachen der

Öffentlichkeit vor.

Erst 2006 veröffentlichten PROBST et al. mit „Plastinierte Schnitte von

Hufpräparaten: eine didaktisch wertvolle Ergänzung zur Darstellung anatomischer

Feinstrukturen“ eine Arbeit in der die Scheibenplastination nach von Hagens genutzt

wird.

2002 hielten NOTERMANS et al. in München den Vortrag „Klinisch- anatomische

Serienschnittuntersuchungen mit der Technik der sekundären Scheibenplastination“

bei der XIX. Fortbildungsveranstaltung für medizinische Präparatoren und erklärten

dabei der Öffentlichkeit ihre neue, weiterentwickelte Plastinatonsmethode.

Im Jahre 2005 hielten NOTERMANS et al. einen ausführlichen Vortrag über

„Serienschnitt- und Scheibenplastinationsmethoden zur Darstellung intraosseärer

Gefäßversorgung“ in Leipzig zur 100. Versammlung der anatomischen Gesellschaft.

Er referiert über die Scheibenplastination, sowie über die sekundäre Scheiben-

plastination, die häufig in Fortbildungsveranstaltungen und Operationsworkshops als

Anschauungs- und Kontrollmaterial genutzt werden.

- 17 -

Dabei lässt sich sehr gut Sitz und Funktion von Implantaten und Prothesen in

Körperteilen, aber auch die chirurgische Fähigkeit und Präzision des Operateurs

darstellen.

1.2.1 Bisherige Anwendungsgebiete der Scheibenplastination

Seit der Erstbeschreibung haben sich mehr und mehr Anatomen, Pathologen und

Präparatoren der Humanmedizin in der ganzen Welt dieser Technik angenommen

und für sich und für die Wissenschaft verändert, verfeinert oder verbessert.

Heute findet die Scheibenplastination Eintritt in viele Bereiche der human-

medizinischen Forschung und Lehre.

Angefangen mit der klassischen makroskopischen anatomischen Ausbildung und

Forschung an Hochschulen, kann man durch diese Methode einzigartige

Dauerpräparate für Studierende herstellen, die zum einen einen dreidimensionalen

Einblick in den Körper gewähren, und zum anderen eine jahrzehntelange,

infektionsfreie Nutzung ermöglichen (ANATOMISCHE SAMMLUNG IM ZENTRUM

ANATOMIE, MEDIZINISCHE FAKULTÄT, UNIVERSITÄT ZU KÖLN).

2001 veröffentlichten SEIDEL et al. eine Arbeit über die „Topographische Anatomie

der Fußkompartimente“, bei der ebenfalls die Methode der Scheibenplastination von

von Hagens angewendet wird.

RATH et al. (2008) verwendeten in der Arbeit „Die fußchirurgisch relevante

Arterienversorgung der Ossa metatarsi“ ebenfalls die Scheibenplastination und die

sekundäre Scheibenplastination.

2011 nutzten KOSLOWSKY et al. ebenfalls diese Methoden zur Darstellung der

mikroskopischen Gefäßversorgung am Radiusköpfchen beim Menschen.

1997 bescheinigt COOK in seinem Artikel „Sheet plastination as a clinically based

teaching aid at the universitiy of auckland“ in der Acta Anatomica wie nützlich und

gewinnbringend Scheibenplastinate im Bereich der Lehre von Anatomie und

Radiologie sind.

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Zum selben Ergebnis kommt LATORRE et al. (2007) in „How unseful is plastination

in learning anatomy?“, jedoch stützen sich seine veterinär- und humanmedizinischen

Ergebnisse auf plastinierte Organe und Körperteile und nicht auf Serienschnitt-

plastinate.

Auch der Gerichtsmedizin hilft die Scheibenplastination mittlerweile neue

Erkenntnisse zu erlangen.

So können durch Scheibenplastinate sehr anschaulich Veränderungen, die durch

äußere Einflüsse diesen Organen zugefügt wurden, in menschlichen Geweben

gezeigt und nahezu unverändert konserviert werden.

Obwohl es die Scheibenplastionation mit ihren einzelnen verschiedenen Techniken

schon seit Ende der siebziger Jahre gibt, hat sie sich in der Veterinärmedizin bis dato

noch nicht wirklich etablieren können.

Hier wird gerade im Bereich der Ausbildung -sei es in der Anatomie oder der

Pathologie- immer noch auf in Formalin fixierte Präparate zurückgegriffen, welche mit

der Zeit ausbleichen und sich die Gewebestruktur auflöst.

Außerdem ist das Präparieren an solchen Präparaten mit einer erheblichen

Geruchsbelästigung verbunden, bzw. sie stellen -bei Überschreitung der zulässigen

MAK- Werte (Maximale Arbeitsplatzkonzentration)- eine Gesundheitsgefahr für die

Studierenden und das Lehrpersonal dar.

Insbesondere bei ein- und zweistrahligen Gliedmaßen, wie bei Pferd oder Rind, fällt

es vielen Studierenden der Veterinärmedizin schwer, sich die Anatomie der

Knochen, Bänder, Sehnen und Gefäße dreidimensional vorzustellen.

Gleichermaßen ist es für Lehrende der Anatomie eine Herausforderung, den

Studierenden der Veterinärmedizin an formalinfixierten Präparaten die

anatomischen Besonderheiten der distalen Gliedmaßenabschnitte bei Pferd und

Rind darzustellen und zu erklären.

Hier helfen graphische Darstellungen und Abbildungen aus einschlägigen

Lehrbüchern auch nur bedingt weiter.

So weist der Pferdefuß mit seiner oberflächlichen und tiefen Beugesehne, dem

Fesselringband, vierzipfliger Fesselplatte und Sohlenbinde, welche die beiden

Beugesehnen in Lage halten sowie der Fesselbeugensehnenscheide und den

- 19 -

Gelenkkapseln mit ihren Aussackungen anatomische Besonderheiten auf, die für

Studenten schwerer verständlich sind, als die Anatomie der fünfstrahligen Hunde-

oder Katzenpfote, die eher dem Aufbau der menschlichen Hand ähneln.

1.2.2 Die Anatomie der distalen Pferdegliedmaße (Regio metacarpophalangea) Die Zehe der Schulter- und Beckengliedmaße des Pferdes besteht aus fünf Anteilen:

die Phalanx distalis (Hufbein), die Phalanx media (Kronbein) und die Phalanx

proximalis (Fesselbein), sowie die dazugehörigen zwei Ossa sesamoidea proximale

(Gleichbeine) und das Os sesamoideum distale (Strahlbein).

1.2.3 Knöcherne Anteile im Zehen- und Fesselgelenksbereich 1.2.3.1 Vorder- und Hintergliedmaße Die Ossa digitorum manus der vorderen und hinteren distalen Pferdegliedmaße sind

die Zehenglieder des allein vollständig ausgebildeten 3. Strahles.

Zu diesen Zehengliedern zählen das Fesselbein (Os compedale), das Kronbein

(Os coronale) und das Hufbein (Os ungulare). Komplettiert wird die distale

Pferdegliedmaße durch drei Sesambeine- zwei Sesambeine des Fesselgelenks

(Ossa sesamoidea proximalia) und das Strahlbein (Os sesamoideum distale)

(a. NICKEL et al. 1992).

1.2.4 Gelenke mit Strukturen im Zehen- und Fesselgelenksbereich 1.2.4.1 Vorder- und Hintergliedmaße

Im Bereich der distalen Pferdegliedmaße lassen sich drei Gelenke beschreiben, das

Zehengrundgelenk, das Zehenmittelgelenk und das Zehenendgelenk.

Das Zehengrundgelenk wird aus dem Os metacarpalia III, dem Fesselbein und den

beiden proximalen Sesambeinen gebildet.

Das Zehengrundgelenk ist ein zusammengesetztes Gelenk und funktionell ein

vollkommenes Scharniergelenk (KÖNIG und LIEBIG 1999).

- 20 -

Die dazugehörige Gelenkkapsel buchtet sich dorsal als Recessus dorsalis und nach

palmar/ plantar als Recessus palmaris/ plantaris aus.

Der Bandapparat des Zehengrundgelenks besteht aus Seitenbändern

(Ligg. collateralia), die medial und lateral in der Gelenkkapsel verlaufen und das Os

metacarpalia III mit dem Fesselbein verbinden.

Zusätzlich gibt es an diesem Gelenk noch proximale, mittlere und distale

Haltebänder, welche die beiden proximalen Sesambeine im Gelenk in Stellung

halten.

Einige dieser Haltebänder bilden den Fesseltrageapparat.

Dieser wirkt als eine Spannvorrichtung und dient der Fixation des Gelenks

(KÖNIG und LIEBIG 1999).

Aus den beiden Gelenkflächen des Fesselbeins und des Kronbeins wird das

Zehenmittelgelenk gebildet. Das Zehenmittelgelenk ist ein Sattelgelenk mit Funktion

eines einfachen, unvollkommenen Wechselgelenks.

Die Gelenkkapsel stülpt sich nach dorsal aus und reicht nach proximal.

Als Bandapparat dienen mediale und laterale Seitenbänder, die in der Gelenkkapsel

verlaufen.

Auf der Dorsalfläche verlaufen die Krongelenkbänder, die sich in axiale mittlere und

abaxiale Bänder aufteilen. Die mittleren axialen Bänder bilden den mittleren

Gleitkörper für die tiefe Beugesehne (KÖNIG und LIEBIG 1999).

Das Zehengrundgelenk besteht aus den distalen Gelenkanteilen des Kronbeins und

den Gelenksanteilen des Hufbeins. Es ist ein zusammengesetztes, unvollkommenes

Sattelgelenk mit der Funktion eines Wechselgelenks. Die Gelenkkapsel buchtet sich

dorsal im Processus dorsalis und palmar/ plantar im Processus palmaris/ plantaris

aus.

Auch hier ist die Gelenkkapsel lateral und medial mit Ligg. collatralia verbunden.

Zudem gibt es zusätzlich an diesem Gelenk die verschiedenen Strahlbeinbänder, die

das Strahlbein mit dem Hufbein verbinden.

Die palmare Fläche des Strahlbeins bildet mit seinem knorpeligen Überzug den

distalen Gleitkörper für die tiefe Beugesehne.

Zwischen Strahlbein und tiefer Beugesehne liegt ein großer Schleimbeutel, die Bursa

podotrochlearis (KÖNIG und LIEBIG 1999).

- 21 -

Zusätzlich gibt es noch mehrere verschiedene Hufknorpelbänder, welche die

Hufknorpel mit ihren benachbarten Strukturen verbinden (KÖNIG und LIEBIG 1999).

1.2.5 Muskeln und Sehnen im Zehen- und Fesselgelenksbereich 1.2.5.1 Vordergliedmaße

In dem beschriebenen Abschnitt der vorderen distalen Pferdegliedmaße kann man

zwischen langen Zehenmuskeln und kurzen Zehenmuskeln unterscheiden:

Zu den langen Zehenmuskeln gehören:

- Sehne des M. extensor digitalis communis (gemeinsame Strecksehne)

- Sehne des M. extensor digitalis lateralis (seitliche Strecksehne)

- Sehne des M. abductor pollicis longus

- Sehne des M. flexor digitalis superficialis (oberflächliche Beugesehne)

- Sehne des M. flexor digitalis profundus (tiefe Beugesehne)

Die kurzen Zehenmuskeln teilen sich auf in:

- M. interosseus medialis

- M. interosseus lateralis

- M. interosseus medius

- Mm. lumbricales

Der M. extensor digitalis communis verläuft im distalen Bereich der vorderen

Pferdegliedmaße auf der Dorsalseite als starke Sehne nach Distal, wo sie über

Fessel- und Kronbein zieht und unter starker Verbreiterung am Streckfortsatz des

Hufbeins Ansatz findet.

Etwas proximal wird ein Kronbeinschenkel in Richtung Kronbein abgegeben sowie

einzelne Fasern Richtung Hufknorpel.

Dorsal am Fesselbein erhält die gemeinsame Strecksehne jederseits einen

Unterstützungsast vom M. interosseus medius (b. NICKEL et al. 1992).

Die Sehne des M. extensor digitais lateralis (seitlicher Zehenstrecker) verläuft dorsal

vom Mittelfuß nach Lateral neben die gemeinsame Strecksehne. Von einem

Schleimbeutel unterlagert wandert die seitliche Strecksehne über das Fesselgelenk

und inseriert dorsolateral am Fesselbein (b. NICKEL et al. 1992).

- 22 -

Die Sehne des M. abductor pollicis longus hat in den relevanten distalen Abschnitten

keine Funktion, da sie am medialen Griffelbein ansetzt (b. NICKEL et al. 1992).

Proximal der Gleitfläche der Ossa sesamoidea proximalia umfasst palmar die Sehne

des M. flexor digitalis superficialis mit einer ringartigen Manschette die tiefe

Beugesehne (Sehne des M. flexor digitalis profundus).

Innerhalb der Fesselbeugensehnenscheide verlaufen beide Sehnen palmar nach

distal über das Fesselgelenk. Dort bildet die oberflächliche Beugesehne einen

weiteren, jedoch schwächeren Gurt um die tiefe Beugesehne.

In der Fesselbeuge spaltet sich die oberflächliche Beugesehne in zwei Schenkel,

zwischen denen die tiefe Beugesehne nach palmar hervortritt.

Diese beiden Schenkel inserieren medial und lateral an der Kronbeinlehne und mit

zwei zusätzlichen schwächeren Ästen an die distalen Seitenränder des Fesselbeins.

Im Bereich von Fesselgelenk bis Fesselbeuge werden die tiefe und oberflächliche

Beugesehne von dem proximalen Fesselringband, der mittig gelegenen vierzipfeligen

Fesselplatte und der distalen Sohlenbinde in Position gehalten (b. NICKEL et al.

1992).

Die tiefe Beugesehne des M. flexor digitalis profundus verläuft distal unterhalb der

oberflächlichen Beugesehne und wird oberhalb des Fesselgelenks von der

ringförmigen Manschette der oberflächlichen Beugesehne umfasst.

So verlaufen beide Beugesehnen über die Gleitfläche der oberen Sesambeine.

Weiter distal tritt die tiefe Beugesehne aus der Fesselbeugensehnenscheide und tritt

zwischen dem medialen und lateralen Schenkel der oberflächlichen Beugesehne

hindurch.

Mit ihrem Kronbeinschenkel steht die tiefe Beugesehne mit dem distalen Drittel des

Kronbeins in Verbindung und zieht weiter distal über das Strahlbein an die Facies

flexoria des Hufbeins.

Zwischen Strahlbein und tiefer Beugesehne befindet sich die Bursa podotrochlearis

(Fesselrollenschleimbeutel) (b. NICKEL et al. 1992).

Zu den kurzen Zehenmuskeln gehören, wie oben schon erwähnt, die drei Mm.

interossei. Die beiden M. interosseus medialis und M. interosseus laterlais stehen

nur noch rudimentär zur Verfügung, währen der M. interosseus medius eher eine

bandartige Struktur aufweist.

- 23 -

Von proximal ziehend teilt sich der M. interosseus medius in zwei bandartige

Schenkel auf und beide Schenkel inserieren jeweils in einem der beiden proximalen

Sesambeine.

Dort wird auch je ein Unterstützungsast (von kleinen Scheimbeuteln unterlagert) an

die dorsal verlaufende gemeinsame Strecksehne abgegeben.

Distal des Fesselgelenks wird der M. interosseus medius mit Hilfe der Ligg.

sesamoidea obliqua und dem Lig. sesamoideum rectum zum Fesseltrageappartat

umfunktioniert (b. NICKEL et al. 1992).

Die Mm. lumbricales sind zwei kleine rudimentäre Muskeln im Bereich des

Fesselgelenks (b. NICKEL et al. 1992).

1.2.5.2 Hintergliedmaße Die Zehenmuskeln an der hinteren distalen Pferdegliedmaße werden ebenfalls in

lange Zehenmuskeln und kurze Zehenmuskeln aufgeteilt:

Zu den langen Zehenmuskeln gehören:

- Sehne des M. extensor digitalis longus (lange Strecksehne)

- Sehne des M. extensor digitalis lateralis (seitliche Strecksehne)

- Sehne des M. flexor digitalis superficialis (oberflächliche Beugesehne)

- Sehne des M. flexor digitalis profundus (tiefe Beugesehne)

Die kurzen Zehenmuskeln teilen sich auf in:

- M. extensor digitalis brevis

- M. interosseus medialis

- M. interosseus lateralis

- M. interosseus medius

- Mm. lumbricales

Die Sehne des M. extensor digitalis longus verläuft im distalen Abschnitt der

Pferdegliedmaße oberflächlich dorsolateral. In der Mitte des Metatarsus vereinigt

sich die Sehne mit der Sehne des M. extensor digitalis lateralis und nimmt auf der

Höhe des Fesselgelenks die beiden Unterstützungsäste des M. interosseus medius

auf und mündet unter starker Verbreiterung am Streckfortsatz des Hufbeins.

- 24 -

Die Sehne des M. extensor digitalis lateralis verläuft im proximalen Abschnitt der

distalen Pferdegliedmaße lateral der Sehne des M. extensor digitalis longus und

verbindet sich distal des distalen Querbandes des Sprungelenks mit dieser.

Der M. flexor digitalis superficialis mit seinen Sehnenscheiden verhält sich im

distalen Abschnitt der Hintergliedmaße gleich wie an der Vordergliedmaße.

Die tiefe Beugesehne des M. flexor digitalis profundus gleicht im Verlauf und in der

Ausbildung der Fesselbeugensehnenscheide und Fesselrollenschleimbeutel der der

Vordergliedmaße (b. NICKEL et al. 1992).

Bei den kurzen Zehenmuskeln stellt der M. extensor digitalis brevis eine kleine

Muskelplatte dar, die sich in den Vereinigungswinkel der seitlichen und langen

Strecksehnen einschiebt und sich mit ihnen verbindet.

Die Mm. lumbricales und interossei verhalten sich wie an der Schultergliedmaße (b.

NICKEL et al. 1992).

1.2.6 Blutgefäße im Zehen- und Fesselgelenksbereich 1.2.6.1 Vorder- und Hintergliedmaße Proximal der Ossa sesamodea proximalia der Vordergliedmaße teilt sich die medial

an der tiefen Beugesehne gelegene A. digitalis palmaris communis II in die A.

digitalis palmaris medialis und die A. digitalis palmaris lateralis (WISSDORF et al.

2002). An der Hintergliedmaße proximal der Gleichbeine verbinden sich in der

distalen Hälfte des Metatarsus die beiden Aa. metatarseae plantares II und III mit

dem Ramus perforans distalis zu einem Gefäßzusammenschluss. Dieser gabelt sich

proximal der Gleichbeine und die jeweilgen Äste verbinden sich mit den Aa. digitales

palmares communis II und III. Aus dieser Vereinigung geht jeweils die A. digitalis

plantaris medialis und lateralis hervor (c. NICKEL et al. 1996)

Von der Proximalkante der Gleichbeine nach distal ist der Verlauf der

Zehenseitenarterien der Vorder- und Hinterzehe gleich (HERTSCH 1973).

In Höhe der Gleichbeine verlassen proximo- lateral mehrere kleine Gefäße mit einem

Durchmesser von weniger als 1 mm die beiden Zehenseitenarterien und bilden ein

nichtentwirrbares Netz in und um das Gleichbein (HERTSCH 1973 u. HERTSCH

1981).

Nach WINTZER und SCHLARMANN (1971) werden 1 bis 3 kurze und kräftige

Gefäße von den Zehenseitenarterien abgegeben, die im mit lockerem Bindegewebe

- 25 -

gefüllten Spalt zwischen Palmar- bzw. Plantarflächen der Endschenkel des M.

Interosseus medius und den Gleichbeinen eintreten.

Dort teilen sich die Äste weiter auf, so dass immer mehrere stärkere Arterien im

Bereich der Ansatzstellen des Fesselträgers in die proximalen Sesambeine eintreten.

Vor Eintritt in die Gleichbeine werden zahlreiche kleine Gefäße abgegeben, die zur

Versorgung des Fesselträgers, der Ligg. sesamoidea lat. und das Lig. intersesa-

moideum beitragen.

FREDDI und SOANA (1980) beobachteten, dass beim medialen proximalen

Sesambein nur eine nutritive Arterie, nur selten (1 von 10 Fällen) eine zweite Arterie

selben Kalibers aus der medialen Zehenseitenarterie abgegeben wird, während das

laterale proximale Sesambein zwischen 2 und 4 Arterien von geringerem Kaliber von

der lateralen Zehenseitenarterie erhalten.

Distal der proximalen Sesambeine zeichnet sich regelmäßig deutlich ein bis 1 mm

starker Verbindungsast zwischen A. digitalis lateralis und medialis ab (HERTSCH

1973). Aus diesem Ramus epiphysealis proximalis phalangis proximalis entspringen

kleinste Arterienzweige die proximal in Richtung Sesambeine ziehen, aber ohne in

sie einzudringen, sondern um sich nur in dem den Knochen umgebenden fibrösen

Gewebe zu verteilen (FREDDI u. SOANA 1980).

Nach HERTSCH (1981) ziehen die von distal aus dem Ramus epiphysealis

proximalis phalangis proximalis abgehenden nutritiven Gefäße wohl in das jeweilige

Gleichbein ein und anastomosieren intraosseär dort mit den proximo- lateralen

nutritiven Gefäßen. Nur die von proximal und distal in das Lig. intersesamoideum

eintretenden Gefäße verbinden sich mit ihrer jeweiligen Gegenseite, treten aber nicht

in die Gleichbeine ein.

Zusätzlich stellt HERTSCH (1981) fest, dass die proximo- lateralen eintretenden

nutritiven Gefäße zweierlei Ursprung haben. Die mehr proximal gelegenen Gefäße

stammen aus distalen Ästen der Vereinigung der Aa. metacarpeae palmares II und

III vor ihrem gemeinsamen Einfluss in die A. digitalis palmaris lateralis.

Aus diesen distlalen Ästen stammen auch die proximal in das Lig. palmare

eintretenden nutritiven Gefäße. Die mehr lateral als proximal einmündenden nutritven

Gefäße stammen direkt aus der A. digitalis palmaris/ plantaris lateralis.

WINTZER und SCHLARMANN (1971) zählten bis zu 20 dünne Gefäße, die vom

Ramus epiphysealis proximalis phalangia proximalis in die Distalflächen der Ossa

sesamoidea eintreten, besonders dort, wo die Ligg. sesamoidea brevia und cruciata

- 26 -

ansetzen, und der distale Abschnitt des Lig. intersesamoideum die Sehnenbeine

miteinander verbindet.

Die nutritiven Hauptstämme sind sehr kurz, da sie sich unmittelbar nach dem

Ursprung in zahlreiche Zweige aufteilen, die an der abaxialen Vertiefung, wo sich

zahlreiche (5 bis 10) nutritive Foramina befinden, in die proximalen Sesambeine

eindringen Die mediale nutritive Arterie gibt regelmäßig einen langen Zweig an den

entsprechenden Schenkel des M. interosseus medius an (FREDDI u. SOANA 1980).

Diese mediale nutritive Arterie, medial von proximal nach distal verlaufend, entspringt

aus einer der Zehenarterien und versorgt das Lig. intersesamoideum und gibt in

sechs von acht untersuchten Fällen kleinere Äste an die einander zugekehrten

Gelenkflächenränder in deren mittlerem Drittel ab. Sowohl die Gelenkflächen als

auch die Palmar- bzw. Plantarflächen der Gleichbeine bleiben frei von eintretenden

Gefäßen (WINTZER u. SCHLARMANN 1971).

Nach FREDDI und SOANA (1980)weichen intraossär die Arterienstämme des

medialen proximalen Sesambeines und des lateralen proximalen Sesambeines

voneinander ab:

Im medialen proximalen Sesambein ist stets ein Stamm zu beobachten, der

sämtliche anderen an Volumen und Länge übertrifft, während im lateralen

Sesambein mindestens zwei Zweige ähnlichen Kalibers vorhanden sind

Auf der Hälfte des Fesselbeins geben beide Zehenarterien je einen Ramus palmaris/

plantaris phalangis proximalis ab. Aus ihm entspringt sofort ein Ramus dorsalis

phalangis proximalis (WISSDORF et al. 2002).

Dieser nach dorso- distal gerichteter 1,5 bis 2,0 cm lange und 2 mm breite Stamm

teilt sich in den Ramus dorsalis phalangis proximalis und in den Ramus palmaris

phalangis proximalis. Letzter verbindet sich mit seinem entsprechenden Ast der

Gegenseite und stellt sich als gleichstarke und durchgehende Verbindung zwischen

der Medial- und Lateralseite dar.

Der Ramus dorsalis phalangis proximalis spaltet sich in mehrere Äste auf die sich im

Dorsalbereich des Fesselbeins verzweigen. Ein kräftiger Ast zieht dabei über lateral

nach distal über das Krongelenk in den Bereich des Proc. extensorius des Hufbeins,

wo er sich im Kronwulst als feines Netz aufspaltet (HERTSCH 1973).

- 27 -

Das Fesselbein kann über die dorsale wie über die palmare Seite oder über beide

Seiten nutritive Gefäße erhalten.

Palmar befindet sich das Foramen nutricium medial in der distalen Hälfte des

Fesselbeins, verdeckt durch das Lig. sesamoideum obliquum und bekommt seine A.

nutricia aus dem Ramus palmaris phalangis proximalis.

Dorsal liegt es in der Medianen auf halber Höhe und die A. nutricia entspringt dem

Ramus dorsalis phalangis proximalis.

Intraossär teilt sich die A. nutricia im Cavum medullare in ein proximales und ein

distales Gefäßbüschel.

Der Bereich der proximalen Epiphyse erhält nutritive Gefäße aus dem

Verbindungsast auf der palmaren Seite zwischen den Digitalarterien und über

dorsale Zweige des Ramus dorsalis phalangis proximalis auf der lateralen, medialen

und dorsalen Seite.

Der Bereich der distalen Epiphyse erhält nutritive Gefäße auf der palmaren Seite

durch Äste des Ramus palmaris phalangis proximalis und auf der dorsalen Siete

durch Äste des Ramus dorsalis phalangis proximalis (HERTSCH 1981).

Im weiteren distalen Verlauf der A. digitalis lateralis und medialis wird auf jeder Seite

je ein etwa 3 cm langer Ramus tori digitalis abgegeben. Dieser teilt sich in einen

peripheren (versorgt die Haut des Ballens und seitlicher Eckstrebe) und einen

axialen Ast (Strahlarterie nach Krüger; zieht bis zur Strahlspitze) auf (HERTSCH

1981).

Etwa 1 cm proximal des Strahlbeins geht aus den Zehenseitenarterien der Ramus

dorsalis phalangis mediae hervor. Er teilt sich proximal und distal in kleine Zweige,

die den Dorsalteil des Kron- und Hufgelenkes ziehen.

Auf gleicher Höhe entspringt beidseitig aus den Zehenseitenarterien der Ramus

palmaris phalangis mediae der mit der jeweiligen Gegenseite anastomosiert

(HERTSCH 1973).

Das Kronbein selbst erhält seine Hauptvaskularisation von der A. nutricia aus dem

Ramus palmaris phalangis mediae, die palmar/ plantar im distalen Drittel des

Kronbeins einwandert

Diese A. nutricia verzweigt sich im Kronbein stark nach distal und proximal, wo sie

mit Zweigen der A. nutricia der proximalen Epiphyse anastomosiert.

- 28 -

Die nutritiven Gefäße der proximalen Epiphyse entspringen ebenfalls dem Ramus

palmaris phalangis mediae.

Eine distale Epiphyse wird für das Kronbein nicht ausgebildet (HERTSCH 1981).

Die beiden Endäste der A. digitalis palmaris/ plantaris medialis und lateralis ziehen

weiter distal seitlich am Strahlbein vorbei an der tiefen Beugesehne und ziehen zur

Facies flexoria des Hufbeins. Hier zieht je ein Endast durch das Foramen soleare

und anastomosiert im Hufbeinkanal mit der kontralateralen Zehenarterie, die so den

Arcus terminalis bilden.

Aus dem Arcus terminalis entspringen einige Gefäße, die durch das Hufbein nach

dorsal ziehen und dabei durch die im mittleren Drittel des Hufbeins gelegenen

Wandlöcher austreten.

Nach distal verlassen mehrere stärkere Äste, die Rami dorsales phalangis distalis,

den Arcus terminalis. Sie treten aus den Sohlenrandlöchern hervor und münden fast

im rechten Winkel in die Sohlenrandarterie

Im Canalis solearis steigt der Arcus terminalis dorsal an und knickt dann fast

rechtwinklig und parallel zur dorsalen Wandfläche distal ab.

Der Arcus terminalis entlässt zahlreiche Arterien in das Hufbein, die andererseits bis

in die Lederhaut hineinreichen und sich dort in den Lederhautpapillen bzw. –

blättchen verzweigen (WISSDORF et al. 2002, HERTSCH 1973, HERTSCH 1981).

Am Asteinschnitt bzw. –loch des Hufbeinastes entlässt die Zehenseitenarterie den

etwa 1,5 cm langen, kräftigen Stamm des Ramus palmaris phalangis digitalis, der

sich in einen lateralen und einen medialen Ast aufzweigt.

Der mediale Ast (Strahlarterie nach SCHUMMER) zieht in den Bereich der

Strahlbeinspitze, der laterale Ast tritt durch den Asteintritt oder Astloch und teilt sich

sofort in einen palmaren und dorsalen Zweig.

Der palmare Zweig zieht in scharfem Bogen trachtenwärts. Einige zum Sohlenrand

ziehende kleine Äste bilden Gefäßbögen und ersetzen damit die im Trachtenbereich

fehlende Sohlenrandarterie.

Der dorsale Zweig verläuft in der Wandrinne des Hufbeins als Wandarterie bis zur

Grenze der Seiten- und Dorsalwand, wo er durch ein Wandloch tretend, Verbindung

mit dem Arcus terminalis aufnimmt.

Dieser dorsale Zweig gibt ebenfalls einen starken Ast in Richtung Sohlenrand ab, der

wesentlich zur Bildung der Sohlenrandarterie beiträgt.

- 29 -

Die Sohlenrandarterie entlässt nach distal weitere, kleinere Äste, die miteinander

anastomosieren (HERTSCH 1973).

WINTZER und SCHLARMANN (1971) beschreiben eine dünnkalibrige Arterie, die

sich bogenförmig vom Ramus dorsalis phalangis distalis abtrennt und im Lig.

ungulosesamoideum liegt. Diese Arterie dringt mit ihrer feinen Endverzweigung in

den Margo distalis des Strahlbeins ein. Einige Äste dieser Endaufzweigung treten in

den gelenknahen Teil der Facies felxoria des Hufbeins ein.

COLLES und HICKMANN (1977) fanden heraus, dass die Blutgefäßversorgung des

Strahlbeins zum Zeitpunkt der Geburt von proximal nach distal ausgeht.

Von Proximal gelangen die nutritiven Äste auswandernd vom Ramus palmaris/

plantaris phalangis distalis in den Bereich des schmalen Proximalrandes im mittleren

Drittel des Strahlbeins, um sich anschließend intraossär mehrfach aufzuzweigen und

sich mit den distalen Anteilen zu anastomosieren.

Die distalen nutritiven Anteile stammen ebenfalls vom Ramus palmaris/ plantaris

phalangis distalis ab und gelangen über die Canales sesamoidales am gesamten

konvexen Distalrand in das Strahlbein, wo sie sich weiter verzweigen.

Nach POLMEYER (1979) ist die proximale Versorgung des Strahlbeins die

schwächere im Vergleich zur distalen Versorgung.

Zusätzlich zu den proximalen und distalen Versorgungsrichtungen kommen noch

über lateropalmar und mediopalmar ebenfalls feine, aus der A. digitalis lateralis und

medialis entspringende nutritive Gefäße, die ins Strahlbein ziehen (HERTSCH 1981,

JAMES et al. 1983, HERTSCH u. DAMMER 1987, RIJKENHUIZEN et al. 1989).

Die venöse Entsorgung erfolgt in parallel zu den Arterien verlaufenden Venen

(WISSDORF et al. 2002).

Die arterielle und venöse Blutgefäßversorgung der Hintergliedmaße verläuft nach der

gleichen Aufzweigung wie an der Vordergliedmaße (WISSDORF et al. 2002).

1.2.7 Die Anatomie der Pferdezehe distal des Fesselgelenks Die Pferdezehe distal des Fesslegelenks besteht proximal des Hufes aus der Haut,

die sich in die Epidermis (Oberhaut) und Dermis (Lederhaut) unterteilt.

- 30 -

Die Dermis, die unter der Epidermis liegt bildet ein dichtes und festes Geflecht aus

Kollagen, Blutgefäßen und Nerven.

Unterhalb der Hufkapsel wird die Lederhaut als Huflederhaut bezeichnet.

Die Hufkapsel wird unterteilt in Saum-, Kron-, Wand-, Sohlen-, Strahl- und

Ballensegment.

Dementsprechend besteht sie aus Zwischenröhrchenhorn (Saum-, Kron-, Sohlen-,

Strahl- und Ballenhorn) und aus Hornblättchen (Wandhorn).

Die jeweiligen Lederhautabschnitte unterhalb dieser Hufkapselregionen werden

ebenfalls so bezeichnet.

Die Hufkapsel, oder auch Hornschuh genannt, umschließt das distale Ende der

Gliedmaßen vollständig und besteht aus der Hufwand, den Eckstreben, der Sohle,

dem Strahl, der Glasurschicht, den Trachten und dem Ballen.

Die Hufkapsel ist als Anhangsgebilde aus der Epidermis zu verstehen und gefäßlos.

Proximal grenzen Hufhorn und Epidermis am Kronsaum aneinander und bilden mit

Beteiligung einer Fettansammlung in der Dermis das Kornpolster.

Die Hufkapsel ist mit den darunterliegenden Lederhautabschnitten durch

Blättchenhorn und Lederhautblättchen verzahnt.

Das Blättchenhorn wird auf der Innenseite der Hufwand und den Eckstreben

ausgebildet um mit den Lederhautblättchen im Bereich von der proximalen Kronrinne

bis distal zur Sohle ineinander zu greifen.

Weiterhin dient die Hufkapsel als Blutpumpe für den Blutrücktransport zum Herzen,

da es im distalen Gliedmaßenbereich keine nennenswerten Muskeln gibt, die einen

Bluttransport in proximale Richtung unterstützen.

Durch permanente Be- und Entlastung der Hufkapsel kommt es zu einem geregelten

Bluttransport.

Wird dieser Mechanismus durch Über- oder Unterbelastung gestört, so kann es zu

einer Belastungsrehe kommen.

Im Bereich der Huflederhaut gibt es viele wichtige arteriovenöse Anastomosen, die

durch Umgehung der Kapillargebiete die Temperaturhomöostase im Hufbereich

regulieren.

Da die Huflederhaut sehr wenige Kollateralgefäße hat, ist die Gefahr eine Ischämie

(Minderdurchblutung) in diesem Bereich recht hoch (FÜRST 2001, FLOYD und

MANSMANN 2009, NICKEL et al. 1992, KÖNIG und LIEBIG 1999, WISSDORF et al.

2002, und STASHAK 1989).

- 31 -

Abb. 2: Silikonpräparat(Quelle Uni Köln, Institut Anatomie II, Arbeitsgruppe Prof. Koebke, mit

freundlicher Genehmigung H. P. Notermans)

Abb. 2 Tiefe Beugesehne Fesselbein Haut Oberflächliche Beugesehne Unterhaut Gemeinsame Strecksehne Fesselgelenk Kronbein Saumlederhaut Ballenpolster Strahl- bein Saumhorn Hufgelenk Ballenlederhaut Hufbein Ballenhorn Wandlederhaut Wandhorn Strahllederhaut Strahlpolster Strahlhorn Weiße Linie

- 32 -

1.2.8 Hufrehe Aufgrund der pathologischen Veränderung einer distalen Pferdegliedmaße, wird hier

kurz auf das Krankheitsbild der Hufrehe bei Pferden eingegangen.

Betrachtet man das Krankheitsbild der Hufrehe wird einem die Komplexität der

Zusammenhänge von Anatomie und Pathologie der distalen Gliedmaße klar.

Anhand dieses Präparates soll anschließend gezeigt werden, dass ebenfalls

pathologische Veränderungen, besonders an Blutgefäßen, mit der Methode der

Scheibenplastination dargestellt werden können.

1.2.8.1 Definition

Früher wurde die Hufrehe als eine Entzündung der Huflederhaut definiert

(ADAMS1974).

Heute kann man die Hufrehe als eine Auflösung des Verbindungsapparates von

Horn- und Lederhautblättchen aufgrund einer aseptischen und diffusen Entzündung

oder Degeneration der Huflederhaut definieren (FÜRST 2001).

.

1.2.8.2 Die Phasen der Hufrehe

1.2.8.2.1 Entwicklungsphase Die Entwicklungsphase kann bei der toxischen Hufrehe, sowie bei stärkereicher

Fütterung ca. 1 bis 3 Tage, bei wasserlöslichen Toxinen von Kernholzspänen der

schwarzen Walnuss (Juglans nigra) sogar nur 8 bis 12 Stunden, bei der

Belastungshufrehe im Durchschnitt 8 Tage und bei der hormonellen Hufrehe

mehrere Wochen dauern.

In der Regel kommt es vor dem akuten Auftreten von Hufschmerzen zu anderen

Krankheitsbildern, die primär nicht in Verbindung mit dem Huf stehen, wie zum

Beispiel Magen- Darm- Erkrankungen, Erkrankungen der Atemwege, des Harn- oder

Genitaltraktes oder auch des Hormon- und Immunsystems.

In dieser Phase kommt es aufgrund einer Ischämie (Minderdurchblutung durch

Vasokonstriktion, Vasokompression oder Vasolazeration) im Bereich des Pferdehufs

noch zu keinen Symptomen.

- 33 -

Neuere Untersuchungen haben ergeben, dass Adipositas und die

dementsprechenen endokrinologischen Folgeerkrankungen direkt zu akuter Hufrehe

führen können ohne das vorher andere krankheitsauslösende Faktoren zu erkennen

sind (FÜRST 2001, GALEY et al. 1991, GARNER et al. 1975, JOHNSON 2002,

JOHNSON et al. 2004, OBEL 1948, POLLITT 1996).

1.2.8.2.2 Akute Phase

In der akuten Phase kommt es beim Pferd zu Schmerzen im Huf.

Unabhängig der Ätiologie kommt es zu einer reaktiven Entzündung des

Hufbeinträgers. Matrixmetalloproteasen (MMP 2 und 9) verursachen eine

Schädigung und Lyse der Basalmembran und somit eine Zusammenhangstrennung.

Durch die Zellnekrose im Bereich der Basalmembran kommt es zu einer

Hufbeinrotation oder –senkung.

Betrifft die Zellnekrose die gesamte Wandlederhaut so sinkt das Hufbein innerhalb

der Hufkapsel ab.

Ist nur die Lederhaut der dorsalen Zehenwand betroffen so rotiert das Hufbein durch

Zug der ansetzenden tiefen Beugesehne.

Die Hufbeinspitze rotiert nach distal und kann die Hufsohle perforieren (FÜRST

2001).

Weiterhin unterscheidet man zwischen einer akuten, perakuten, subakuten,

chronischen und chronisch rezidivierenden Hufrehe.

Bei der akuten Hufrehe zeigen die Tiere einen reduzierten Allgemeinzustand,

erhöhte Körpertemperatur, erhöhte Herz- und Atemfrequenz sowie Inappetenz.

Zugleich versucht das Pferd die betroffenen Hufe zu entlasten und nimmt dabei

charakteristische Stellungen bei betroffenen Vorder- oder Hintergliedmaßen ein.

In der Bewegung zeigen die Pferde einen deutlichen Wendeschmerz.

Die Bewegungseinschränkungen sind auf hartem Boden deutlicher ausgeprägt.

Charakteristisch sind auch das Trachtenfußen und das Zehenschleudern.

Palpatorisch sind die Hufe wärmer und die Pulsation der Aa. palmares/ plantares

digitales laterales und mediales ist verstärkt. Die Hufzangenprobe ist aufgrund des

Entzündungsgeschehens stark positiv.

- 34 -

Der perakute Verlauf der Hufrehe zeichnet sich durch die gleichen klinischen

Symptome der akuten Hufrehe aus, jedoch tritt das Erscheinungsbild schneller und

stärker ein.

Bei einer subakuten Hufrehe klingen die Symptome nach kurzer Zeit wieder ab.

Dabei ist die Prognose günstiger, je schneller die Symptome abklingen (FÜRST

2001).

1.2.8.2.3 Chronische Phase

Die chronische Hufrehe zeigt nach dem Abklingen aller Entzündungssymptome nur

noch Veränderungen am Huf, weitere klinische Symptome fehlen.

Es kommt zu dem pathognomonischen Rehehuf. Diese Form des Rehehufes ist

charakterisiert durch mehrere nicht parallel Verlaufende Hornringe, die nach palmar/

plantar divergieren. Die dorsale Zehenwand bildet eine konkave Sillouette so dass

man von einem Knollhuf sprechen kann.

Zusätzlich verbreitert sich die weiße Linie und die Hufsohle flacht ab.

Die Hornqualität des Hufes verschlechtert sich zunehmend.

Die chronisch rezidivierende Hufrehe entsteht aus einem chronischen Rehehuf, der

für akute Reheschübe anfälliger ist als ein gesunder Huf.

Es kann jederzeit wieder zu einem akuten Reheschub kommen (FÜRST 2001,

FLOYD et al. 2009, WISSDORF et al. 2002, und STASHAK 1989).

1.2.8.3 Die Pathophysiologie der Hufrehe

Es kommt zu einer Auflösung der Verbindung zwischen Hufhorn und der darunter

liegenden Lederhaut.

Während der Entwicklungsphase löst sich diese Verbindung aus dem innenliegenden

Blättchenhorn und der Lederhautblättchen.

Bestimmte Enzyme (Metalloproteinase- 2 und Metalloproteinase- 9) werden für die

Zerstörung der Verbindungen zwischen Hufhorn und Lederhaut verantwortlich

gemacht.

Zusätzlich muss es im Bereich des Hufes zu einer Vasodilatation kommen damit die

auslösenden Triggerfaktoren ihr Zielgebiet erreichen können und es zu einer

- 35 -

Aktivierung dieser Metalloproteasen kommt. Bei einer geichzeitigen Vasokonstriktion

(z. B. durch zugeführte Kälte) können die auslösenden Faktoren diese Enzyme nicht

aktivieren und eine Hufrehe wird verhindert.

Als Triggerfaktoren kann man zahlreiche Erkrankungen, wie zum Beispiel:

- Retentio secundinarum (Freisetzung von Endotoxinen) und

- Koliken (Resorption von Endotoxinen),

- falsche Fütterung (junges Gras, Kraftfutter, dadurch ebenfalls Bildung von

Endotoxinen),

- Adipositas und den damit einhergehenden Erkrankungen,

- Überbelastung (harter Boden, einseitige Lahmheit, mangelhafte Hufpflege) und

- Hypophysenadenom

letztlich ist aber die Pathogenese noch nicht völlig geklärt.

(ENGILES 2010, FÜRST 2001, POLLITT et al. 1998 a, POLLITT et al. 1998 b,

POLLITT 2004, HOOD und STEPHANS 1981, ROBINSON et al. 1976, VAN EPS et

al. 2004, VAN EPS et al. 2012).

- 36 -

2 Material und Methode 2.1 Material 2.1.1 Präparate Für die Scheibenplastination stehen fünf distale Gliedmaßen von verschiedenen

nicht genau feststellbaren Pferden zur Verfügung.

Alle fünf distalen Gliedmaßen sind auf unterschiedlicher Höhe im distalen Drittel des

Vordermittelfußknochen (Os metacarpale III), beziehungsweise des

Hintermittelfußknochen (Os metatarsale III) von der restlichen Gliedmaße im

Schlachthof Euskirchen abgetrennt worden.

Da die Gliedmaßen bei Abholung schon mehrere Tage in der Asservatenkammer

gelagert wurden, sind keine genauen Daten und Vorberichte zu den einzelnen Tieren

vorhanden.

Eine Einteilung in Vorder- oder Hintergliedmaße, bzw. in rechte oder linke

Gliedmaße, ist nur noch mit Hilfe des Rückenkontaktwinkels oder auch Zehenwand-

bzw. Hufrücken- Sohlenwinkel genannt und des Winkels der medialen und lateralen

Hornwand zur Kontaktfläche möglich.

Der Rückenkontaktflächenwinkel (Zehenwand- oder Hufrücken- Sohlenwinkel) ist der

Winkel zwischen dem Rückenteil der Hornplatte und der Sohle.

Der Rückenkontaktflächenwinkel liegt beim Vorderhuf zwischen 45°- 50° und beim

Hinterhuf 53° ± 4°. Dabei sollte die Zehenachse durch die Mitte von Hufbein,

Kronbein und Fesselbein ungebrochen verlaufen.

Bildet man eine Schnittebene durch den Kronrand im rechten Winkel zur

Zehenachse, so bildet die mediale Wand der Hornplatte beim korrekten Huf mit der

Kontaktfläche einen Winkel von 82° ±3°, während der laterale Winkel der Hornplatte

mit der Kontaktfläche einen Winkel von 75° ± 3° formt (Abb.3) (a.WISSDORF et al.

2002).

- 37 -

Abb.3: links Rückenkontaktflächenwinkel( Pferdehuf seitlich dargestellt), rechts medialer und lateraler

Hornwandwinkel (Pferdehuf frontal dargestellt)

Dadurch teilen sich die Pferdegliedmaßen vermutlich wie folgt auf:

Tabelle 1: Schnittführung an den einzelnen Präparaten

Für die sekundäre Scheibenplastination steht ebenfalls eine distale Gliedmaße eines

Pferdes zur Verfügung.

Sie ist im distalen Drittel des Vorder- oder Hintermittelfußknochen von der restlichen

Gliedmaße abgetrennt worden.

Das Präperat stammt von einem euthanasierten Pferd aus einer Tierklinik in Marl.

Da die Gliedmaße bei Abholung schon abgetrennt war und das Klinikpersonal keine

Aussage mehr über Schulter- oder Beckengliedmaße, linker oder rechter Fuß sowie

Geschlechtsdifferenzierung treffen konnte, bleibt die genaue Unterscheidung

unbekannt.

Auch durch den Rückenkontaktflächenwinkel und den medialen und lateralen

Hornwandwinkel ist aufgrund des abgehobelten Hufes eine eindeutige

Differenzierung nicht mehr möglich.

Grund der Euthanasie.ist eine Hufrehe mit einem nach distal rotierten und

durchbrochenen Hufbein.

Der Huf ist mit einem Technovit- Hufgips nach Huskamp eingebunden.

Das Präparat wird plastiniert und anschließend saggital geschnitten.

Fuß 1 Hintergliedmaße rechts Saggitalschnitt

Fuß 2 Hintergliedmaße links Saggitalschnitt

Fuß 3 Vordergliedmaße links Frontalschnitt

Fuß 4 Hintergliedmaße rechts Frontalschnitt

Fuß 5 Hintergliedmaße links Frontalschnitt

Abb. 3

- 38 -

Abb. 4: Gereinigter Rehehuf eines Pferdes

2.1.2 Chemikalien

- Natriumchlorid ≥ 99 %, Ph. Eur., USP Kochsalz, zur Herstellung einer 0,9 %igen physiologischen Kochsalzlösung

o NaCl o M 58,44 g/mol o Kochpunkt 1461 °C o Dichte 2,17 o Schmelzpunkt 801 °C o WGK 1 o EG-Nummer 2315983 o CAS-Nummer [7647-14-5]

(Carl Roth GmbH + Co. KG, Schoemperlenstr. 1-5, 76185 Karlsruhe)

Abb. 4

- 39 -

- Formaldehyd 37 % zur Synthese Formalin, Formol, zur Herstellung von 4 %igem Formalin

o CH2O o M 30,03 g/mol o Kochpunkt 99 °C o Dichte 1,09 o Flammpunkt 62 °C o ADR 8 III / WGK 2 o EG-Nummer 2000018 / UN-Nummer 2209 o CAS-Nummer [50-00-0]

o R:23/24/25-34-40-43 S:26-36/37/39-45-51


- Aceton ≥ 99,8 %, Ph. Eur., reinst 2- Propanon, Dimethylketon o C3H6O o M 58,08 g/mol o Kochpunkt ~56 °C o Dichte ~0,79 o Flammpunkt -19 °C . Schmelzpunkt -95 °C o ADR 3 II / WGK 1 o EG-Nummer 2006622 / UN-Nummer 1090 o CAS-Nummer [67-64-1]

o i R:11-36-66-67 S:9-16-26


- Dichlormethan ≥ 99,5 %, Ph. Eur., reinst Methylenchlorid, DCM o CH2Cl2 o M 84,93 g/mol o Kochpunkt 40 °C o Dichte ~1,33 o Schmelzpunkt -95,1 °C o ADR 6.1 III / WGK 2 o EG-Nummer 2008389 / UN-Nummer 1593 o CAS-Nummer [75-09-2]

o n R:40 S:23-24/25-36/37


- 40 -

- Blei (IV)- oxid ≥ 97 % als Bleimennige o PbO2 o M 239,20 g/mol o ADR 5.1 (6.1) III / WGK 3 o EG-Nummer 2151745 / UN-Nummer 1872 o CAS-Nummer [1309-60-0]

o R:61-20/22-33-50/53-62 S:53-45-60-61


2.1.3 Kunststoffe

- BIODUR® E 20 rot o Kapillargängiges Epoxidharz zur farbigen Kontrastierung von Gefäßen

in der Plastination und zur Herstellung von Korrosionspräparaten. Es

zeichnet sich durch eine sehr hohe Festigkeit und eine geringe (< 2 %)

Schrumpfungstendenz aus, ist acetonbeständig und kurzzeitig (< 24 h)

methylenchloridresistent. Durch geeignete Zusätze (Weichmacher oder

organische Lösungsmittel) zum Harzansatz lassen sich dessen

Verarbeitungseigenschaften und die Flexibilität des Polymerisates in

weiten Grenzen variieren. Lieferbar in rot (EP21), blau (EP 22) oder

farblos (EP 20) (BIODUR ® PRODUKTKATALOG 2006).

- BIODUR® E 2 o Amininhärter für BIODUR ® E 20 (BIODUR ® PRODUKTKATALOG

2006)

- BIODUR® E 12 o Mittelvisköses Epoxidharz, das im ausgehärteten Zustand transparent,

fest und etwas elastisch ist. Durch die Wahl des Härters lassen sich die

Eigenschaften des Präparates variieren

(BIODUR ® PRODUKTKATALOG 2006)

- 41 -

- BIODUR® E 1 o Standard- Härter für E 12 und PEM 27 (polymerisierende Emulsion).

Seine chemischen Eigenschaften sorgen bei der E 12- Technik für eine

gute Farberhaltung der einzelnen Gewebe (BIODUR ® PRODUKTKATALOG 2006)

- BIODUR® E 6 o Anhydridhärter zur Härtung von E 12 und PEM 27 bei histologisch

orientierten Anwendungen. Bei Verwendung von E 12 mit E 6 ist die

Farbgebung der transparenten Gewebescheiben nicht so brilliant wie

mit Härter E 1 (BIODUR® PRODUKTKATALOG 2006)

- BIODUR® Beschleuniger E 600

o Aminbeschleuniger zur Härtung von E 12 und von PEM 27 in

Verbindung mit Härter E 6 (BIODUR® PRODUKTKATALOG 2006)

2.1.4 Verbrauchsmaterialien

- Adhäsivfolie o Zum Kaschieren von E 12- und von P 35- oder P 40- imprägnierten

Scheiben als Kratzschutz beim Aussägen. o Stärke: 50 µm, Breite 40 cm, transparent (BIODUR ® PRODUKTKATALOG 2006)

- Polyesterfolienblätter o Zur Aushärtung von E 12- imprägnierten, transparenten

Körperscheiben nach der „Ablauf-„ bzw. „Sandwich“- Methode. o Stärke: 100 µm, zugeschnitten auf 40 x 50 cm, transparent (BIODUR ® PRODUKTKATALOG 2006)

- 42 -

- Sista 2 K- Express- Montageschaum für Türzargen o Produkteigenschaften:

Schnelles Arbeiten Hohe Endfestigkeit Formstabilität Gute Materialverträglichkeit (z.B. Styropor®)

o Technische Daten: Verarbeitungstemperatur: + 10 °C bis + 30 °C Aushärtungszeit: ca. 30 min Temperaturbeständigkeit: - 40 °C bis 110 °C Ergiebigkeit: ca. 10 – 12 Liter

(Henkel AG & Co. KGaA, Henkelstr. 67, 40589 Düsseldorf)

- Handelsübliche Paketkordel - Glasscheiben

- Silikonband Ø ca. 8 mm

- Rückfaltklammern

2.1.5 Instrumente

Folgende Instrumente werden für die Perfusion und Plastination benötigt:

- Gerade Knopfkanülen aus Metall mit Luer- Lock- Ansatz, Ø 2,0 mm - Mehrwegspritzen mit Glaskolben, 20 ml oder größer - Chirurgische Arterienklemmen, z.B. nach Halstead- Mosquito - Acetonometer aus Glas, grober Messbereich 0- 100 %, geeicht auf + 20 °C - Messzylinder aus Glas für Acetonometer - Große Glaszylinder (der Größe der Präparate entsprechend) - Abgewinkelter Entlüftungs- und Positionierdraht

- 43 -

2.1.6 Geräte

Folgende Maschinen und Geräte werden benötigt:

- Bandsäge mit kühlbaren Sägeanschlag

- Diamantsäge - 1 Kühlschrank - 2 Tiefkühltruhen, ca. 300 l Volumen, eine bis – 25 °C, eine bis – 40 °C

- Vakuumpumpe - Vakuumkammer, oder je nach Größe der Plastinate eine dementsprechend

große Vakuumglocke mit Manometer und Vakuumregulierungsventil - Wärmeschrank

Auf Mengenangaben wird im Methodenteil hingewiesen.

2.2 Methode Bei beiden Scheibenplastinationsmethoden wird das Gewebswasser der Präparate

sowie ein Teil des Gewebsfettes durch polymerisierbaren Kunststoff ersetzt. Weil der

Kunststoff im Präparat polymerisiert wird, liegt die Festigkeit plastinierter Präparate

deutlich über den von gefriergetrockneten oder paraffinierten Präparaten (a. VON

HAGENS 1985).

Durch Aushärtung dieser kunststoffgefestigten Präparate besteht die Möglichkeit

diese in Scheiben zu schneiden und so einzigartige Einblicke in die Anatomie zu

bekommen.

In diesem Methodenteil werden die einzelnen Arbeitsschritte der

Scheibenplastination und der sekundäre Scheibenplastination genau erklärt.

Der grundliegende Unterschied zwischen Scheibenplastination und sekundärer

Scheibenplastination besteht darin, dass bei der sekundären Scheibenplastination

eine Diamantdrahtsäge zum Einsatz kommt, die auch extremst harte Materialien wie

Stahl und Titan zerschneiden kann.

Dieser Vorteil kommt zum Tragen wenn Präparate mit Metaleinlagen -wie zum

Beispiel Endoprothesen- als Scheibenplastinate dargestellt werden sollen.

- 44 -

Scheibenplastination Sekundäre Scheibenplastination

Fixierung Die Verwesung wird durch Formalin gestoppt

Gefäßinjektion Das Gefäßsystem wird mit flüssigem Kunststoff injiziert

Sägen mit Bandsäge Präparat wird in 4 mm Scheiben gesägt

Entwässerung + Entfettung Mit Aceton und Diclormethan

Forcierte Imprägnierung Im Vakuum Austausch von Aceton und Dichlormethan mit Kunststoff

Sägen mit Diamantsäge Präparat wird in 4 mm Scheiben gesägt

Wärmehärtung

Plattenplastination Präparatscheiben werden zwischen 2 Glasscheiben in Kunststoff eingegossen

Entformung + Ausarbeitung Scheibenplastinate werden in Form geschnitten und aufgearbeitet

Wärmehärtung

D i e P l a s t i n a t i o n s v e r f a h r e n

- 45 -

2.2.1 Fixierung

Zu Beginn werden alle 6 gefrorenen distalen Pferdegliedmaßen gründlich unter

fließendem Wasser mit einer Bürste von Schmutz befreit, da besonders die Hufsohle

stark mit Stall- und Koppelschmutz verdreckt ist.

Der Kunststoffgipsverband, der sich aus therapeutischen Gründen noch um den

Rehehuf befindet, wird zuächst aufgesägt und entfernt.

Die gefrorenen Gliedmaßen der Pferde bleiben anschließend über Nacht in einem

auf Zimmertemperatur temperierten Wasserbad, damit sie langsam auftauen können.

Nach der erfolgten sorgfältigen Reinigung und des Auftauvorgangs werden zur

Gewebsfixation und späteren Gefäßinjektion in größere Gefäßstümpfe der

Gliedmaße Knopfkanülen eingeführt.

Dabei werden die Knopfkanülen an Vordergliedmaßen in die Gefäßstümpfe der

Arteria digitalis palmaris communis II, und an Hintergliedmaßen in die Gefäßstümpfe

der Arteria digitalis dorsalis III eingeführt und mit handelsüblicher Paketkordel daran

fixiert.

Anschließend werden über die Knopfkanülen physiologische Natrium- Chlorid-

Lösung in die Gefäße injiziert und diese dadurch gespült.

Die Spülung wird mehrmals wiederholt bis nur noch klare Spülflüssigkeit aus den

übrigen Gefäßstümpfen strömt.

Für die Gefäßspülung eignen sich besonders gut großlumige Mehrwegspritzen aus

Glas, die auf die Knopfkanülen passend aufgeschraubt oder aufgesteckt werden

können.

Durch Spülung mittels physiologischer Kochsalzlösung werden mehrere Ziele

verfolgt:

1.) der Gliedmaßenstumpf wird von restlichen koagulierten Blut gereinigt

2.) man erkennt deutlich anastomosierende arterielle Äste, durch die später der

flüssige Kunststoff austreten könnte, ohne überhaupt in den venösen

Abschnitt der Gefäße zu gelangen.

Diese arteriellen Gefäßäste müssen mit chirurgischen Arterienklemmen abgeklemmt

oder bei entsprechender Größe abgebunden werden um diesen Effekt zu vermeiden.

So fließt bei der späteren Injektion der flüssig injizierte Kunststoff über die großen

Arterien, Arteriolen, das Kapillarnetz in die venösen Abschnitte, und kann sich dort

gleichmäßig verteilen.

- 46 -

Abb. 5: Spülung eines Präparates mit physiologischer Kochsalzlösung

Nach gründlicher Spülung der Präparate, werden sie durch intravasale Injektion mit

4 %- igem Formalin fixiert.

Formalin ist die handelsübliche Lösung des Gases Formaldehyd in einer

Konzentration von 35- 38 % in Wasser. Eine 4 %ige Formalinlösung wird durch

4 Volumenteile Formalin und 96 Volumenteile Leitungswasser hergestellt.

Der eintretende Farbverlust durch eine Fixierung mit Formalin kann dadurch

vermieden werden, dass man eine kurze Fixierung zwischen 4 bis 24 Stunden und

bei + 5°C durchführt (b. VON HAGENS 1985, NOTERMANS et al. 2002,

NOTERMANS et al. 2005).

Dabei wird über die fixierten Knopfkanülen das Formalin mit Hilfe der

Mehrwegspritzen in die Gefäße der Gliedmaßen injiziert.

Die Farbe des Gewebes verschwindet zunächst etwas durch die Formalinfixation,

kommt jedoch nach späteren gründlichen Wässern in Aceton wieder (b. VON

HAGENS 1985, NOTERMANS et al. 2002, NOTERMANS et al. 2005 ).

Abb. 5

Abb. 4

- 47 -

Abb. 6: Gewebsfixation mit Formalin über fixierte Knopfkanülen

Dieser Arbeitsschritt ist ebenfalls mindestens 10mal zu wiederholen um eine spätere

Autolyse des Gewebes zu vermeiden.

Ein Teil des Formalins diffundiert in das umliegende Gewebe und fixiert dieses.

Diese kurze Fixierung (< 24 h) ermöglicht es den Präparaten, ihre Farbe später zu

erhalten (b. VON HAGENS 1985, NOTERMANS et al. 2002, NOTERMANS et al.

2005).

Durch die Formalinfixation werden autolytische Prozesse verhindert und die

Zellstruktur in einem möglichst natürlichen Zustand erhalten.

Auch Bakterien und andere Mikroorganismen, die ebenfalls zum Gewebeverfall

führen, werden durch die Fixation abgetötet.

Besonders wichtig im chemischen Fixierungsvorgang ist die Ausbildung von

Querverbindungen zwischen den Eiweißmolekülen, die sog. Eiweißfällung.

Abb. 6

- 48 -

Das verwendete Formalin bewirkt hierbei eine besonders ausgeprägte

Proteinvernetzung, indem es Methylenbrücken zwischen den einzelnen

Proteinmolekülen ausbildet (HEES und SINOWATZ 1992).

Anschließend werden die Präparate im Kühlschrank bei + 5 °C bis zur weiteren

Verarbeitung gelagert.

2.2.2 Gefäßinjektion

Mit flüssigem Kunststoff wird anschließend das Gefäßsystem der Präparate gefüllt.

Hierfür wird das lösungsmittelbeständige Epoxydharzgemisch BIODUR® E 20 rot/

E 2 verwendet.

Für den Rehehuf haben wir zusätzlich Bleimennige beigefügt, um später die Gefäße

röntgenologisch darstellen zu können.

Wir haben uns für einen Gemischansatz mit kurzer Tropfzeit entschieden und lassen

zusätzliche Lösungsmittel- oder Weichmacheradditive weg.

Definition Tropfzeit:

Die Tropfzeit definiert sich als die Zeit, die eine Kunststoffmischung vom Ansetzen

bis zu dem Zeitpunkt braucht, an dem sie fest und damit nicht mehr

verwendungsfähig ist. Dabei wird der Ansatz nicht manipuliert. Die Angaben von

Tropfzeiten von Epoxydharzen beziehen sich auf eine Temperatur von + 20 °C bei

normalem Druck (760 mm Hg) und einem Gesamtansatz von 100- 300 g (c. VON

HAGENS 1985).

BIODUR® E 20 rot besitzt einige positive Eigenschaften, die für die Gefäßinjektion

wichtig sind.

Es handelt sich dabei um ein kapillargängiges Epoxydharz mit ausgezeichneten

Fließeigenschaften das eine sehr gute Aushärtung in Gegenwart von biologischem

Gewebe aufweist.

Daraus resultiert eine hohe Festigkeit im Präparat.

Weiterhin liegt die Schrumpfungsneigung des BIODUR® E 20 rot bei weniger als

2 % weshalb im späteren Plastinat keine sichtbaren Hohlräume entstehen.

Die Verarbeitungszeit beträgt bis zu vier Stunden je nach Zugabe und Menge eines

Additivs.

- 49 -

Aus diesen positiven Eigenschaften resultiert eine anschließende zuverlässige

Füllung des Gefäßsystems.

Für die weiteren folgenden Arbeitsschritte ist außerdem noch die Eigenschaft der

Aceton- und Dichlormetanbeständigkeit von großer Wichtigkeit (BIODUR ®

PRODUKTKATALOG 2006).

Die zweite Komponente dieses Epoxidharzgemisches ist das BIODUR® E 2.

BIODUR® E 2 ist der Aminhärter des BIODUR® E 20.

Beide Komponenten müssen vor der Injektion zusammengemischt werden.

Dabei ist darauf zu achten, daß auf 100 Gewichtsteile des BIODUR® E 20

45 Gewichsteile des BIODUR® E 2 kommen.

Die Verarbeitungszeit beträgt je nach Menge und Art der Additive zwischen 40

Minuten und 4 Stunden.

Ohne Additive wird der Ansatz nach ca. 30 Minuten zähflüssig.

Durch Vorkühlung von Harz und Härter auf ca. + 5°C kann die Verarbeitungszeit auf

ca. 45 Minuten erhöht werden (BIODUR ® PRODUKTKATALOG 2006).

Grundsätzlich gilt dass zunächst das BIODUR® E 20 rot abgemessen und in ein

geeignetes Gefäß gegeben wird, gefolgt vom Additiv (hier Bleimenninge) und

anschließend, nach gründlichem Umrühren (mind. 5 min.), erst der Härter BIODUR®

E 2.

Wichtig dabei ist dass der Ansatz frei von Luft ist. Die bei der Anmischung

eingerührte Luft muss durch gründliches Umrühren über mindestens 5 Minuten

entfernt werden. Dies geschieht umso eher je größer das Gefäß zum eigentlichen

Ansatzvolumen ist (c. VON HAGENS 1985, NOTERMANS et al. 2002, NOTERMANS

et al. 2005).

Je nach Größe der distalen Pferdegliedmaße benötigt man zwischen 150 bis 200 ml

des BIODUR® 20/ E 2 -Gemisches.

Alle 5 Pferdefüße werden nacheinander mit diesem Epoxidharzgemisch über die

fixierten Knopfkanülen injiziert (NOTERMANS 2005 bis 2006).

Zur einfacheren und gleichmäßigeren Injektion verwenden wir eine Injektionshilfe.

Dazu wird zuerst die gefüllte Mehrwegspritze in die Injektionshilfe eingespannt.

- 50 -

Die Injektionshilfe ist eine Vorrichtung in der vorn die Spritze mit ihrem Konus in einer

Aussparung fixiert ist. An ihrem Kolben wird die Mehrwegspritze von einem

Schraubgewinde mit endständiger Schraube gehalten. (siehe Abb. 8 a- d)

Wird diese Schraube im Uhrzeigersinn gedreht so wird die Füllung der Spritze mit

unbekanntem konstantem Druck durch das gleichmäßige Gewinde der Schraube

herausgepresst (NOTERMANS 2005 bis 2006).

Dieser Injektonsvorgang wird so oft wiederholt bis aus den übrigen offenen

Gefäßstümpfen der flüssige rote Kunststoff wieder austritt.

Abb. 7: Epoxydharzgemisch zur Injektion über die Knopfkanülen

Die Verarbeitungszeit des Epoxydharzgemisches variiert von Präparat zu Präparat

und von Ansatzmenge zu Ansatzmenge.

Abb. 7

- 51 -

Definition Verarbeitungszeit:

Die Verarbeitungszeit ist die Zeit vom Gebrauchsbeginn des Kunststoffes bis zu dem

Zeitpunkt an dem er zähflüssig und damit nicht mehr verarbeitungsfähig geworden

ist.

Einfluss auf die Verarbeitungszeit haben Verdünnung oder Temperatur.

Je wärmer die Umgebungstemperatur desto kürzer die Verarbeitungszeit und

umgekehrt. Das Kunststoffgemisch braucht also Wärme zur Aushärtung.

Kunststoffe sind schlechte Wärmeleiter. Dadurch hängt die Polymerisationszeit von

der Ansatzmenge, der Ansatzmenge im Verhältnis zum Gefäß und von der

Verarbeitungstemperatur ab (c. VON HAGENS 1985).

Bietet man dem Gemisch bei der Bearbeitung eine große Oberfläche, sei es im

Ansatzgefäß, Injektionsspritze oder im Präparat, so kann die Umgebungstemperatur

einfacher die Kerntemperatur des Epoxydharzes erhöhen.

Wird dieselbe Menge des Ansatzes in Gefäße eingegeben in denen das Gemisch

eine kleinere Oberfläche relativ zum Volumen aufweist, so wird eine große Zeitspane

benötigt um die Kerntemperatur zu erhöhen (c. VON HAGENS 1985).

Die Präparate werden bis zur vollständigen Aushärtung in Kühlschränken gelagert.

Zur Kontrolle des Polymerisationsgrades kann restliches nicht injiziertes

Epoxydharzgemisch dienen, das man in einen Latexhandschuh füllt und analog zum

Präparat den Aushärtungsgrad feststellt (NOTERMANS 2005 bis 2006).

Nach Aushärtung des im Rehehufes injizierten Kunststoffes mit beigefügtem

Bleimennige wurden Röntgenaufnahmen mit einem mobilen Aufnahmegerät der

Firma Philips angefertigt.

Als Röntgenfilm dient ein Agfa Strukturix D4DW Film.

Für den Huf wurde die Einstellung 85 kV und 36 s gewählt.

Abb. 6 b

Abb. 6 c

- 52 -

Abb. 8 a- d: Injektionshilfe mit eingespannter Mehrwegspritze

2.2.3 Sägen mit Bandsäge für Scheibenplastination

Zur Vorbereitung der injizierten und vollständig ausgehärteten Präparate an der

Bandsäge werden diese in PU- Bauschaum aus dem Baumarkt eingebettet.

Man benötigt dafür einen passenden Papp- oder Styroporkarton dessen Maße etwas

größer als das zu sägende Präparat sind.

Abb. 8 d

Abb. 8 a

Abb. 8 c

Abb. 8 b

- 53 -

Darin wird die Pferdegliedmaße mit Hilfe kleiner Styroporblöcke so in Position

gehalten, dass dieser für die anschließende Einbettung im PU- Bauschaum

ausreichend fixiert ist (NOTERMANS 2005 bis 2006).

Da die Längsseite aufgrund der größeren Auflagefläche des Kartons besser am

Bandsägenanschlag anliegt, ist darauf zu achten in welcher Position und Lage man

das Präparat im Karton eingebettet um es anschließend zu sägen.

Der PU- Bauschaum wird komplett um das Präparat geschäumt, so dass das

Präparat vollständig vom Schaum umgeben und anschließend lagefixiert ist.

Nach Aushärtung des Bauschaums werden die in Styropor eingebetteten Präparate

in einer entsprechend großen Kühltruhe eingelagert und auf ca. - 35°C tief gefroren.

Da der PU- Bauschaum und das Styropor gute isolierende Eigenschaften besitzen ist

auf eine dementsprechend lange Tiefkühlzeit von mehreren Tagen bis Wochen zu

achten. Das Präparat ist erst dann weiter verarbeitungsfähig, wenn es im Kern tief

gefroren ist. Je nach Präparatstärke und umgebenden PU- Schaum kann der

Tiefkühlprozess ein bis zwei Wochen dauern.

Präparat mit Styroporblock lagefixiert

PU- Bauschaum

Styroporkiste mit eingebettetem Präparat

Abb.9: Präparat in Bauschaum eingebettet

Wird ein nicht völlig durchgefrorenes Präparat auf der Bandsäge gesägt, zerreißen

und zerfransen die Scheiben so dass diese unbrauchbar sind.

Abb. 9

- 54 -

Abb. 10 a- d: a) Bandsäge mit Kühlanschlag, b) Kühlanschlag, c) Einstellschraube des Kühlanschlags,

d) Kühlanschlag mit Kühlakkus bestückt

Die tief gefrorene distale Pferdegliedmaße wird mit Styroporkiste und

Zweikomponenten- Bauschaum an einer Bandsäge in Scheiben geschnitten.

Da während des Sägevorgangs besonders am Sägeband Reibungshitze entsteht die

das Präparat an der Schnittfläche antauen lässt, wurde vorher ein Sägeanschlag mit

Kühlungsfunktion konstruiert (NOTERMANS et al. 2002, NOTERMANS et al. 2005,

NOTERMANS 2005 bis 2006).

Der Kühlanschlag besteht aus 5 mm starken Aluminiumplatten und hat im Inneren

einen Füllraum der mit handelsüblichen Kühlakkus oder Eiswürfeln bestückt werden

kann.

Abgedeckt wird dieser mit einer passenden isolierenden Styroporabdeckung.

An den zwei hinteren Ecken der Bodenplatte befinden sich Einstellschrauben um

etwaige Neigungen des Kühlanschlages ausgleichen zu können.

Parallel zur Schnittlinie am Bandsägentisch fixiert hilft der Kühlanschlag die

entstehende Reibungswärme an der Präparatschnittfläche durch das Sägeband zu

Abb. 10 a Abb. 10 b

Abb. 10 c Abb. 10 d

- 55 -

minimieren und ein An- oder Auftauen einzelner Scheiben während des Sägens zu

verhindern (NOTERMANS 2005 bis 2006).

Als Schnittstärke für diese Größe der Präparate haben sich 4 mm als ideal erwiesen.

Vor Sägebeginn wird die Schnittstärke mit einer Kunststoffplatte (ebenfalls 4 mm

stark) am Sägeblatt eingestellt.

Als Bandsägeblatt wird ein 27 mm breites Blatt verwendet dass speziell für Holz und

Kunststoff von der Firma August Hülden GmbH & Co. KG, Köln, hergestellt wird.

Die einzelnen Kartons werden mit ihrer langen Seite an den Kühlanschlag angelegt

und in Scheiben gesägt.

Jedes einzelne Scheibenpräparat wird mit einem Packband und Beschriftung

markiert, um später eine richtige Zuordnung und Reihenfolge zu ermöglichen.

Abb. 11 a, b: verschiedene markierte Präparatschnitte

2.2.4 Entwässerung und Entfettung

Definition Entwässrung:

Entwässerung bedeutet in der Konservierungstechnik und histologischen Technik,

das Gewebewasser eines Präparates gegen ein mit Wasser mischbares,

organisches Lösungsmittel zu ersetzten (d. VON HAGENS 1985).

Präparate können nicht einfach in Entwässerungsflüssigkeiten gelegt werden.

Sie würden sofort stark schrumpfen und wären unbrauchbar.

Bei der Methode des Gefrieraustauschs mit Aceton findet in der Kälte ein Austausch

der Entwässerungsflüssigkeit (Aceton) gegen das Eis („Gewebeeis“) im Präparat

statt (d. VON HAGENS 1985).

Abb. 14

Abb. 15

Abb. 11 a Abb. 11 b

- 56 -

Die einzelnen Präparate müssen später frei von Gewebewasser sein da die später

verwendeten Kunststoffe nicht mit Wasser mischbar sind.

Da es normalerweise bei der Entwässerung und Entfettung zu einer starken

Gewebeschrumpfung kommt müssen sehr schonende Verfahren gewählt werden

(Gefrieraustauschmethode „Freeze- Substitution“).

Hierfür werden die Präparatscheiben für mehrere Wochen in mindestens – 25°C

kaltes Aceton gelegt. Das Aceton wird solange erneuert, bis der Restwassergehalt

unter 1 % liegt (d. VON HAGENS 1985, KLEMMSTEIN 1981, NOTERMANS et al.

2002, NOTERMANS et al. 2005).

Nur sehr wenige Kunststoffe tolerieren einen Wasseranteil im Gewebe von mehr als

5 %, bei der Mehrzahl anderer Kunststoffe muss der Wasseranteil wesentlich

geringer sein (KLEMMSTEIN 1981).

Aceton ist ein flüchtiges organisches Lösungsmittel welches mit Wasser

mischbar ist (d. VON HAGENS 1985).

Wir nutzen das Aceton als ein flüchtiges Intermedium welches das Gewebewasser

und einen Teil des Gewebefetts im Präparat ersetzt.

Das Aceton wird im nachfolgenden Arbeitsschritt (forcierte Imprägnierung) durch

einen polymerisierbaren Kunststoff ersetzt.

Um die Präparate für die Entwässerung und Entfettung vorzubereiten werden die

Präparatscheiben im Wechsel mit kleinen Glasscheiben aufgestapelt und in größeren

Kunststoffwannen gewässert so dass die Präparatscheiben untereinander keinen

Kontakt eingehen (NOTERMANS 2005 bis 2006, NOTERMANS et al. 2002,


Die gefüllten Wannen kommen anschließend für mindestens 24 Stunden in einen

Kühlschrank und werden auf 4°C vorgekühlt.

Anschließend wird das vorgekühlte Wasser der Wannen abgegossen und durch

- 40 °C kaltes Aceton ersetzt.

Dabei bleiben die Präparatscheiben weiterhin mit Glasscheiben in diesen Wannen

gestapelt.

Durch Zugabe des kalten Acetons werden die Scheiben sofort schockgefroren indem

das Gewebewasser zu Eis gefriert.

Die anschließende Dehydratation mit Aceton erfolgt bei - 25 °C in der Gefriertruhe.

- 57 -

Während der Dehydratation wird zunächst Zellwasser durch Aceton ausgetauscht,

später auch Körperfett.

Nach ca. drei Wochen kann der Restwassergehalt zum ersten Mal in den Präparaten

gemessen werden (NOTERMANS 2005 bis 2006, NOTERMANS et al. 2002,


Abb. 12: Acetonometer

Ein Teil des Acetons wird dafür aus den Wannen genommen und in einem

Messzylinder auf 20 °C Raumtemperatur aufgewärmt.

Mit Hilfe eines Acetonometers (geeicht auf 20 °C, Abb. 12) wird der Wassergehalt im

Aceton- Gewebewasser- Gemisch in Prozent bestimmt. Dabei wird der

Volumenanteil des Acetons in diesem Gemisch direkt am Eintauchspiegel abgelesen

(NOTERMANS 2005 bis2006 , NOTERMANS et al. 2002, NOTERMANS et al. 2005).

Für die weitere Entwässerung muss das Aceton- Gewebewasser- Gemisch der

Wannen wieder durch reines, auf - 40 °C abgekühltes Aceton ersetzt werden.

Die Wannen werden dafür wieder für ca. eine Woche bei - 25 °C eingelagert.

Abb. 12

- 58 -

Dieser Vorgang wird so oft wiederholt, bis sich der Restwassergehalt bei 2 bis 3 %

einpendelt (NOTERMANS 2005 bis 2006, NOTERMANS et al. 2002, NOTERMANS

et al. 2005).

Die anschließende Restentwässerung und Entfettung erfolgt bei Zimmertemperatur

zunächst mit Aceton, anschließend mit Dichlormethan.

Eine gründliche Entfettung hängt von mehreren Faktoren ab:

- Dichlormethan entfettet stärker als Aceton

- Aceton entfettet bei 20 °C besser als bei – 25 °C

- Verhältnis des Fettvolumens des Präparates zum Volumen der

Entwässerungs-/ Entfettungsflüssigkeit

- Die Entfettung benötigt mehr Zeit als die Entwässerung (VON HAGENS

1985).

Die Präparate werden an ihren Markierungsbändchen in hohe Glaszylinder gehängt

und mit Aceton (20° C) aufgegossen.

Bei niedriger Rotationsbewegung werden die Glaszylinder auf einem Rüttlertisch

positioniert.

Dadurch kommt es zu keinem Aneinanderhaften der einzelnen Scheiben so dass

jede Schnittfläche für das Aceton frei zugänglich ist.

Täglich wird mit dem Acetonometer der Restwassergehalt gemessen und täglich das

verbrauchte Aceton durch frisches Aceton ausgetauscht.

Sobald sich der Restwassergehalt in den Scheibenpräparaten konstant bei 1 %

einpendelt erfolgt die Restentfettung mit Dichlormethan.

Das Aceton aus den Glaszylindern wird abgegossen und die einzelnen

Präparatscheiben werden mit mehrlagigem Zellstoff abgedeckt und abgetrocknet.

Der Zellstoff entzieht den Präparaten Aceton.

Die Präparate fühlen sich anschließend hart und ausgetrocknet an.

Die Zylinder werden mit Dichlormehtan aufgefüllt und die Präparate wieder mit ihren

Markierungsbändchen aufgehängt(NOTERMANS 2005 bis 2006, NOTERMANS et

al. 2002, NOTERMANS et al. 2005).

- 59 -

Durch die Entfettung kommt es zu einer Gelbfärbung des Dichlormethans.

An dieser Verfärbung erkennt man den Zeitpunkt für den Wechsel des

Dichlormethans.

Auch hier muss mehrmals das verbrauchte Dichlormethan mit seinem gelösten

Fettanteil durch reines Dichlormethan ausgetauscht werden.

Färbt sich das Dichlormethan nach mehrmaligem Wechsel nicht mehr fettig gelb,

sondern bleibt klar, so ist die Restentfettung abgeschlossen.

Die Präparate werden anschließend aus dem Dichlormethanbad geholt und

getrocknet (NOTERMANS 2005 bis 2006, NOTERMANS et al. 2002, NOTERMANS

et al. 2005).

Der Entwässerungsvorgang des vollständigen Rehehufs als Präparat für die

sekundäre Scheibenplastination wird ebenfalls mit - 40 °C vorgekühltem Aceton und

anschließender Aufbewahrung bei - 25 °C mehrmals wiederholt, bis sich der

Restwassergehalt auf 2 bis 3 % einpendelt.

Bei Zimmertemperatur erfolgt dann die weitere Restentwässerung und –entfettung.

Dafür wird das Präparat in einen mit Aceton gefüllten großen Glaskolben gegeben.

Der Restwassergehalt wird täglich mit dem Acetonometer gemessen und das

verbrauchte Aceton täglich durch reines ersetzt.

Erreicht der Restwassergehalt konstant 1 %, folgt die Restentfettung mit

Dichlormethan.

Das Aceton wird abgegossen, das Präparat in Zellstoff eingebunden um das restliche

freie Wasser und Aceton zu entfernen. Anschließend wird das Präparat in einen mit

Dichlormethan gefüllten Glaskolben eingebracht.

Die Restentfettung wird wiederum durch eine Gelbfärbung des Dichlormethans

sichtbar. Auch hier muss das Medium mehrfach gewechselt werden bis es zu keiner

Gelbfärbung mehr kommt.

Danach ist die Entfettung und Entwässerung abgeschlossen und das Präparat wird

zur Trocknung in Zellstoff eingehüllt.

Dieser Vorgang der Entwässerung und Entfettung kann je nach Dicke des

Präparates bis zu 3 Monaten dauern (NOTERMANS 2005 bis 2006, NOTERMANS

et al. 2002, NOTERMANS et al. 2005).

- 60 -

2.2.5 Die forcierte Imprägnierung

Für die forcierte Imprägnierung verwendet man das Epoxydharzgemisch BIODUR®

E12 / E 1.

BIODUR® E 12 ist das Epoxydharz und BIODUR® E 1 ist der entsprechende Härter.

Laut Hersteller ist diese Kombination der zwei Komponenten am Besten zur

Anwendung für transparente Körperscheiben mittels Flachkammer- Methoden

geeignet.

Das Mischungsverhältnis besteht laut Herstellerangaben aus 100 bzw. 95

Gewichtsteilen des BIODUR® E 12 und 28 zw. 26 Gewichtsteile des BIODUR® E 1.

Die anschließende Verarbeitungszeit beträgt mengen- und temperaturabhängig 12

bis 24 Stunden (BIODUR® PRODUKTKATALOG 2006).

Die Kombination der beiden Komponenten bildet ein zähflüssiges und glasklares

Epoxydharzgemisch.

Definition der forcierten Imprägnierung:

Die Forcierte Imprägnierung ist die Kunststoffimprägnierung von unter normalen

atmosphärischen Bedingungen schrumpfenden, verweslichen Präparaten mittels

Dampfdruckdifferenzausnutzung zwischen einem niedrigsiedenden flüchtenden

Medium, z.B. Aceton, und einer hochsiedenden polymeriserbaren Kunststofflösung.

Dabei wird das flüchtige Intermedium durch Vakuum in Gasform kontinuierlich aus

dem Präparat extrahiert und dadurch die polymerisierbare Kunststofflösung des

Imprägnierbades in das Präparat gesaugt. Dies führt schließlich zum vollständigen

Austausch des flüchtigen Intermediums im Präparat durch polymerisierbare

Kunststofflösung (e. VON HAGENS 1985).

Um die Präparatscheiben auf die forcierte Imprägnierung vorzubereiten, werden

diese in eine große Kunststoffwanne gelegt und mit mehreren Gewichten auf dem

Wannenboden beschwert.

Die einzelnen Präparatscheiben werden so gestapelt dass ihre flachen Seiten nicht

aufliegen.

Als Distanzhalter nimmt man kleine Kunststoffblöcke.

So kann die Epoxydlösung die Präparate von allen Seiten umfließen.

- 61 -

Die Kunststoffwanne wird mit flüssigem Epoxidharzgemisch, BIODUR® E 12 / E 1,

aufgegossen, bis die Präparate ca. 4 bis 5 cm mit diesem bedeckt sind.

Die forcierte Imprägnierung bedient sich dem Prinzip der Dampfdruckdifferenz-

ausnutzung im Vakuum (NOTERMANS 2005 bis 2006, NOTERMANS et al. 2002,

NOTERMANS et al. 2005 und e.VON HAGENS 1985).

Dieses Prinzip beruht auf den unterschiedlichen Dampfdrücken und Siedepunkten

der sich austauschenden Stoffe.

Das flüchtige Intermedium (hier Aceton und Dichlormethan) hat einen hohen

Dampfdruck und einen niedrigen Siedepunkt.

Das Kunststoffgemisch BIODUR® E 12 / E 1hat einen geringen Dampfdruck und

einen hohen Siedepunkt (e. VON HAGENS 1985).

Im Vakuum wird das flüchtige Intermedium, aufgrund seines hohen Dampfdruckes, in

Gasform dem Präparat kontinuierlich entzogen.

Dadurch entsteht eine Druckdifferenz zwischen Präparat und Imprägnierbad.

Diese Druckdifferenz bewirkt ein Hineinsaugen des Kunststoffes in die Zellen des

Präparates (e. VON HAGENS 1985).

In einer Vakuumkammer wird den Präparaten mit Hilfe einer Vakuumpumpe das

flüchtige Intermedium entzogen und gleichzeitig durch das Epoxydharz

ausgetauscht.

So gelangt das Epoxydharz in jede Zelle und in jeden Zwischenraum des Präparates.

Die mit Scheibenpräparaten und Epoxydharz gefüllte Wanne, wird je nach Größe in

der Vakuumkammer oder unter der Vakuumglocke positioniert.

Die erforderliche Pumpleistung einer Plastinations- Vakuumpumpe richtet sich nach

dem Volumen der Epoxydharzmenge.

Als Faustregel wird ein Saugvermögen von 1 m³/h pro 10 l Epoxydharz angenommen

(NOTERMANS 2005 bis 2006).

Abb. 11b

- 62 -

Abb. 13 a- c: a) Vakuumglocke b)Vakuumkammer mit Manometer (weißer Pfeil: Manometer)

c) Regulierungseinheit für die Vakuumpumpe der Vakuumglocke (schwarzer Pfeil: Regulierungsventil-

Schraube, weißer Pfeil: Manometer)

Ein Vakuumregulierungsventil, das zwischen Pumpe und Vakuumbehälter

zwischengeschaltet ist, dient der manuellen Regulierung des Unterdruckes, indem es

die Fremdluftzufuhr kontrolliert.

Zu Beginn der forcierten Imprägnierung steht das Vakuumregulierungsventil in

Position „maximal geöffnet“ um einen zu schnellen Eintritt eines Vakuums zu

verhindern.

Das hätte zur Folge dass die gesamte Epoxydharzlösung in der Kunststoffwanne

durch den stoßartigen Übergang des Intermediums in den Gaszustand

überschäumen und ausfließen würde.

Der durch die Vakuumpumpe erzeugte Unterdruck in dem Vakuumbehälter sorgt

dafür dass das flüchtige Intermedium aus Präparat und Epoxydharz austritt und an

der Epoxydharzoberfläche aufsprudelt.

Nach einigen Minuten verringert sich der Gasausstoß aus Präparat und Epoxydharz,

der erzeugte Unterdruck reicht nicht mehr aus.

Durch Verschließen des Vakuumregulierungsventils in Viertelumdrehungen wird der

Anteil der Fremdluftzufuhr gesenkt und der Unterdruck wieder erhöht.

Am Manometer der Vakuumpumpe wandert die Zeigernadel langsam Richtung

0 mbar.

Abb. 18

Abb. 13 c

Abb. 13 b Abb. 13 a

- 63 -

Eine ständige Kontrolle der Kunststoffwanne mit den Präparaten ist wichtig: sie gibt

durch die Stärke des ausschäumenden gasförmigen Intermediums die weitere

Senkung der Fremdluftzufuhr durch das Vakuumregulierungsventil an.

Schäumt das Epoxydharz zu stark muss mit Hilfe des Vakuumregulierungsventils der

Unterdruck wieder verringert werden. Lässt die Blasenbildung im Epoxydharz stark

nach oder treten gar keine Luftblasen mehr auf muss das Ventil weiter geschlossen

werden um den Unterdruck zu erhöhen.

Das vollkommene Vakuum ist erreicht sobald die Zeigernadel auf oder unter 0 mbar

gesunken ist.

Die Präparate sind jetzt vollständig vom Aceton als Intermedium befreit und komplett

mit Epoxydharz imprägniert.

Die Kunststoffwanne wird nun aus der Vakuumglocke oder der Vakuumkammer

herausgeholt (NOTERMANS 2005 bis 2006, NOTERMANS et al. 2002 und

NOTERMANS et al. 2005)

Im Gegensatz zu der Scheibenplastination wird bei der sekundären

Scheibenplastination der ganze Pferdefuß in Blockform im Epoxydharz imprägniert.

Man nimmt dafür zum Teil andere Epoxydharzkomponenten.

Als Epoxydharz wird wiederum BIODUR E 12 verwendet, welches laut Hersteller mit

seinem Härter, dem BIODUR E 6, im Mischungsverhältnis 100 zu 50 Gewichtsteilen

gemischt wird. (NOTERMANS 2005 bis 2006)

Dazu wird 0,1 Vol.- % (bezogen auf die Gesamtmenge) des BIODUR Beschleunigers

E 600 beigemischt.

Er dient als Aminbeschleuniger zur Härtung von BIODUR E 12 in Verbindung mit

BIODUR Härter E 6 (BIODUR® PRODUKTKATALOG 2006).

Der entwässerte und entfettete Pferdefuß wird in eine passende Kunststoffwanne

eingebettet und mit kleinen ausgehärteten Epoxydharzblöcken selber

Kunststoffmischung (E 12 + E 6 + E 600) in seiner Position fixiert.

Da diese Blöcke aus derselben Epoxydharzmischung bestehen wie der flüssige

Harz, sind diese nach Aushärtung im Blockplastinat nicht mehr sichtbar.

(NOTERMANS 2005 bis 2006)

Nun wird das Präparat komplett mit flüssigen Epoxydharzgemisch übergossen bis es

vollständig bedeckt ist.

- 64 -

Als Prinzip der forcierten Imprägnierung dient die Dampfdruckdifferenzausnutzung im

Vakuum (NOTERMANS 2005 und e. VON HAGENS 1985).

Dem Präparat wird mittels der Vakuumkammer und Vakuumpumpe die Luft entzogen

und gleichzeitig durch das flüssige Epoxydharzgemisch ausgetauscht.

Nach dem gleichen Prinzip wie bei der Scheibenplastination wir das Präparat mit

dem Epoxydharzgemisch imprägniert.

In dieser Kunststoffwanne bleibt der imprägnierte Pferdefuß bis die Aushärtung

vollständig abgeschlossen ist.

2.2.6 Aushärtung des Blockplastinats für die sekundäre Scheibenplastination

Zur Aushärtung wird die Wanne samt Pferdefuß und flüssigem Epoxydharz in den

Wärmeschrank gegeben.

Bei 50°C verbleibt der eingegossene Pferdefuß für 12 bis 24 Stunden im

Wärmeschrank.

Die Aushärtung ist danach abgeschlossen und der Kunststoffblock mit seinem

eingegossenen Präparat kann aus der Kunststoffwanne herausgeschält werden.

2.2.7 Sägen des Blockplastinats mit der Diamantsäge für die sekundäre Scheibenplastination

Nach völliger Aushärtung wird das Blockpräparat mit einer Diamantdrahtsäge in

4 mm dicke Scheiben geschnitten. (NOTERMANS 2005 bis 2006)

Die Diamantdrahtsäge (Abb. 14, Firma Well, Mannheim) Model 7243 für das Sägen

von großen Stücken bis 200 kg besteht aus einer Trommel auf der sich gewindeartig

Rillen befinden.

In diesen Rillen läuft ein ca. 10 m langer, mit Diamantkörnern besetzter Draht mit

einem Durchmesser von 0,7 mm mit hoher Zugfestigkeit.

Die Trommel wird durch eine Leitspindel angetrieben.

Dadurch wird die gesamte Drahtlänge kontinuierlich „reversierend“ umgespult

(WWW.WELLDIAMONDWIRESAWS.COM).

- 65 -

Abb. 14: Diamantdrahtsäge (Photo: Fa. Well, Mannheim)

Trotz Verwendung der Diamantdrahtsäge wird für die Anfertigung eines Schnittes ein

Zeitraum von bis zu einemTag benötigt.

Hervorgerufen durch die starke Beanspruchung beim Schnitt entsteht eine raue und

undurchsichtig milchige Schnittoberfläche am Präparat. (Abb. 15)

Durch die anschließende Plattenplastination wird die raue und milchige Oberfläche

glatt und transparent.

Dieser Sägevorgang dauert je nach Dicke und Größe des Blockes mehrere Tage bis

Wochen (NOTERMANS 2005 bis 2006, NOTERMANS et al. 2002 und NOTERMANS

et al. 2005)

Abb. 14

- 66 -

Abb. 15: Plastinat mit Diamantsäge gesägt

2.2.8 Plattenplastination Die vollständig imprägnierten Präparate werden anschließend dem restlichen

Epoxydharzgemisches entnommen und in die bereits hergestellten Flachkammern

eingeführt und in ihre spätere Position gebracht.

Pro Flachkammer benötigt man:

- 2 Glasscheiben (hier ca. 45 x 25 cm, Stärke 4 mm)

- 2 klare Polyesterfolienblätter (hier Stärke 100 µm, 40 x 50 cm)

- 1 Silikonschnur (hier Durchmesser ca. 8 mm, Länge ca. 130 cm)

- 12 bis 14 Rückfaltklammern mittlerer Größe

Abb. 15

- 67 -

Jede Glasscheibe wird zunächst von beiden Seiten gründlich mit einer Rasierklinge

und Aceton von Schmutz gereinigt um etwaige oberflächenverändernde

Verschmutzungen zu beseitigen.

Anschließend werden die beiden Polyesterfolienblätter auf Kante auf je eine

Glasplatte mit 4 bis 6 kleinen Streifen Tesafilm straff und faltenfrei fixiert,

Der Folienüberstand auf der kurzen Seite der Glasplatte wird mit einer Schere auf die

Kantenlänge der Glasscheibe gekürzt, während der Folienüberstand auf der langen

Seite der Glasplatte bestehen bleibt.

Dieser Folienüberstand ist bei dem späteren Befüllen der Flachkammern mit dem

Epoxydharzgemisch sehr hilfreich.

Beide Glasscheiben sind jetzt einseitig mit Polyesterfolie bedeckt. Die aufgeklebte

Polyesterfolie dient der späteren einfacheren Entschalung der Plastinate aus den

Flachkammern und einer Optimierung der Plastinatoberfläche; sie wird glatter als

ohne Polyesterfolie.

Als Distanzhalter zwischen beiden Glasscheiben dient die Silikonschnur.

Die Stärke der Silikonschnur sollte man entsprechend der Stärke der

Scheibenpräparate wählen.

Im hier beschriebenen Falle beträgt die Schnittstärke der Präparate ca. 4 cm, die

Stärke der Silikonschnur muss mindestens 8 mm betragen da die Rückfaltklammern

mit deren Hilfe die Flachkammer geklammert wird, die Silikonschnur noch

geringfügig komprimieren.

Die Silikonschnur wird parallel zur langen Scheibenseite auf Glasscheibe und

Polyesterfolie gelegt sodass rechts und links die Schnur gleich weit über die

Scheibenkante ragt.

Der Abstand der Silikonschnur zur unteren Scheibenkante sollte ca. 1,5 bis 2 cm

Betragen (NOTERMANS 2005 bis 2006, NOTERMANS et al. 2002 und


- 68 -

Abb. 16: Fertiggestellte Flachkammer

Anschließend wird die zweite Glasscheibe mit ihrer folienbeschichteten Seite auf die

erste Glasplatte und die Silikonschnur gelegt.

Mit 4 bis 5 Rückfaltklammern wird die Silikonschnur zwischen den beiden

Glasscheiben an der unteren Kante fixiert.

Die beiden Überstände der Silikonschnur rechts und links der Glasplatten werden

jetzt parallel zu den seitlichen Glasscheibenkanten nach oben zwischen die beiden

Scheiben gezogen, und an den seitlichen Scheibenrändern mit jeweils 3 bis 4

Rückfaltklammern fixiert (NOTERMANS 2005 bis 2006, NOTERMANS et al. 2002

und NOTERMANS et al. 2005).

Mit Hilfe eines Einfülltrichters werden die Flachkammern mit dem restlichen

Epoxydharz (E12/ E1) bis ca. 4 bis 5 cm unterhalb der Flachkammeroberkante

aufgefüllt.

Abb. 16

- 69 -

Dieser Abstand zur Oberkante der Flachkammer ist wichtig, da es sonst bei der

nachfolgenden Entlüftung ebenfalls zu einem zu starken Aufschäumen des

Epoxydharzes kommen kann und die Präparate dann unbrauchbar wären.

Alle nach dieser Methode aufgefüllten Flachkammern werden wieder aufrecht in die

Vakuumkammer bzw. unter die Vakuumglocke gestellt um entlüftet zu werden.

Dieser Entlüftungsvorgang erfolgt wesentlich schneller da nur noch der Sauerstoff,

der bem Einfüllen des Kunststoffes und der Plastinatscheiben wieder in den flüssigen

Kunststoff gelangt ist entfernt werden muss.

Kommt es auch hier zu keiner Blasenbildung mehr sind die Präparate vollständig

entlüftet und können aus dem Vakuum geholt werden (NOTERMANS 2005 bis 2006,

NOTERMANS et al. 2002 und NOTERMANS et al. 2005).

Zur weiteren Bearbeitung werden die einzelnen befüllten Flachkammern in einem

möglichst flachen Winkel mit Hilfe von ca. 2 cm hohen Unterlegschienen auf eine

ebene Unterlage gelegt so dass kein Epoxydharz ausfließen kann (NOTERMANS

2005 bis 2006, NOTERMANS et al. 2002 und NOTERMANS et al. 2005).

Jedes einzelne Präparat wird mit dem Entlüftungs- und Positionierdraht in seiner

Flachkammer in die richtige Position gebracht und eventuell von den Scheiben

abgelöst.

Als Entlüftungs- und Positionierdraht nimmt man einen ca. 1,0 mm starken und ca.

50 cm langen, stabilen Stahldraht, dessen eines Ende im 90°- Winkel abgeknickt ist.

Mit seiner Hilfe kann das Präparat in seiner Position geschoben oder gezogen

werden.

Verbleiben kleine Luftbläschen im Epoxydharz, so können diese ebenfalls mit diesem

Entlüftungs- und Positionierdraht vorsichtig an die Oberfläche geholt werden.

(NOTERMANS 2005 bis 2006 und f. VON HAGENS 1985)

Damit die aufgerauten, und dadurch undurchsichtigen Scheibenplastinate bei der

sekundären Scheibenplastination transparent werden, müssen diese ebenfalls einer

Plattenplastination unterzogen werden.

Die Flachkammern werden nach dem selben Prinzip wie bei der

Scheibenplastination bearbeitet und montiert.

- 70 -

Bei dem folgenden Arbeitsschritt der sekundären Scheibenplastination handelt es

sich um eine Entlüftung und nicht um eine forcierte Imprägnierung.

Wir nehmen dafür wieder die Kunststoffkombination BIODUR E 12 und E 1.

Jede imprägnierte Scheibe wird in eine Flachkammer eingeführt und mit dem

flüssigem Epoxydharz aufgegossen bis die Kammern ca. 3 cm unterhalb der

Oberkante befüllt sind.

Zur richtigen Positionierung der Scheiben innerhalb der Flachkammern können

kleine ausgehärtete Kunststoffblöckchen aus demselben Epoxydharzgemisch

(BIODUR E 12/ E 1) genutzt werden welche die Scheiben in ihrer Lage halten.

Sie sind nach der Aushärtung im Scheibenplastinat nicht mehr zu erkennen

(NOTERMANS 2005 bis 2006, NOTERMANS et al. 2002 und NOTERMANS et al.

2005 und f. VON HAGENS 1985)

Abb. 17: mit Plastinat bestückte Flachkammer nach der Entlüftung

Abb. 17

- 71 -

Die gefüllten Flachkammern werden in die Vakuumkammer, oder je nach Größe

unter die Vakuumglocke aufrecht stehend positioniert.

Dabei wird aus den Scheiben die restliche Luft in den Lufteinlässen, die durch das

Sägen an der Diamantdrahtsäge entstanden sind, entzogen und durch flüssiges

Epoxydharz ausgetauscht.

Durch stetiges Zudrehen des Vakuumregulierungsventils steigt der Unterdruck in der

Vakuumkammer bzw. Vakuumglocke.

Die Oberfläche des flüssigen Kunststoffes in den Kammern muss dabei ständig

kontrolliert werden.

Steigen die Luftblasen zu schnell auf, so muss das Ventil wieder etwas geöffnet

werden, da ansonsten der Unterdruck den Kunststoff zum Überquellen bringt.

Verringern und verlangsamen sich die Luftblasen an der Kunststoffoberfläche, so

muss das Ventil weiter geschlossen werden um den Unterdruck zu erhöhen.

Erreicht die Zeigernadel des zwischengeschalteten Manometers die 0 mbar, ist die

Entlüftung abgeschlossen.

Jegliche Unebenheiten und Luftlöcher sind mit Epoxydharz gefüllt und ergeben nun

ein transparentes Präparat. (NOTERMANS 2005 bis 2006, NOTERMANS et al. 2002

und NOTERMANS et al. 2005 und f. VON HAGENS 1985)

2.2.9 Aushärtung

Für 12 bis 24 Stunden verbleiben die Flachkammern in der liegenden Position bei

Raumtemperatur, damit der Epoxydharz anhärtet und die Präparate ihre Lage in

ihren Flachkammern nicht mehr verändern können wenn sie anschließend aufrecht

zum Aushärten gestellt werden.

Zur vollständigen Aushärtung werden die Flachkammern in einen Wärmeschrank

gegeben.

Bei 50°C werden die Präparate in ihren Flachkammern für 24 Stunden getempert.

Damit ist die Aushärtung abgeschlossen und die Flachkammern können dem

Wärmeschrank wieder entnommen werden.


2005 und f. VON HAGENS 1985)

- 72 -

2.2.10 Entformung und Aufarbeitung

Nach erfolgreicher Aushärtung können die Scheibenplastinate entformt werden.

Dafür werden die Rückfaltklammern, die Glasscheiben und die Silikonschnur

entfernt.

Durch das vorherige Bekleben der Glasscheiben mit der Polyesterfolie, lässt sich das

Scheibenplastinat einfach ablösen.

Vor der Aufarbeitung werden die einzelnen Scheibenplastinate mit Adhäsivfolie

beklebt, um die Oberfläche vor Kratzern und die aufarbeitende Person vor

herumfliegenden Kunststoffspänen während des Sägevorganges zu schützen.

Zur Aufarbeitung werden die Scheibenplastinate mit einer Tischkreissäge auf eine

handliche Größe und ansprechende Form zugeschnitten.

Sind die Scheibenplastinate auf ihre vorgesehene Form und Größe zugeschnitten,

werden im Anschluss die Sägekanten mit Schmirgelpapier und einer Poliermaschine

auf Hochglanz gebracht werden.


2005).

Um die fertigen Scheibenplastinate zu digitalisieren, kann ein DIN A 3 Scanner

(„bizhub C203“, Firma Konica Minolta) benutzt werden. Durch ihre Transparenz

werden die Scheibenplastinate naturgetreu eingescannt und können so nach

belieben am Computer betrachtet und mit Bildbearbeitungsprogrammen bearbeitet

werden.

Zusätzlich sind die sekundären Scheibenplastinate mit Hilfe eines

Microradiographiegerätes der Firma Hewlett Packard geröntgt worden.

Geröntgt wird mit einem folienlosen Materialprüffilm der Firma Agfa ® (Agfa

Structurix D4DW®) in einem Microradiographiegerät der Firma Hewlett Packard.

Diese Filme sind besonders feinzeichnend und hochauflösend.

Als Einstellung für 4 mm dicke Scheibenplastinate hat sich eine Einstellung von 50

kV bei 35 s als bewährt. (NOTERMANS et al. 2002, NOTERMANS et al. 2005,

NOTERMANS 2005 bis 2006)

- 73 -

3 Ergebnisse Aus den 6 Pferdefüßen, die zu Scheibenplastinaten verarbeitet wurden, sind

insgesamt 102 Scheibenplastinate entstanden.

Diese teilen sich auf in:

Pferdegliedmaße 1 16 Scheibenplastinate Sagittalschnitt



Pferdegliedmaße 4 21 Scheibenplastinate Frontalschnitt

Pferdegliedmaße 5 19 Scheibenplastinate Frontalschnitt

Pferdegliedmaße 6 14 sekundäre Scheibenplastinate

Sagittalschnitt

Tabelle 2: Aufteilung der einzelnen Scheibenplastinate

3.1 Darstellbarkeit der anatomischen Strukturen im Scheibenplastinat Der größte Vorteil der Scheibenplastination ist die Darstellbarkeit vieler

verschiedener Gewebestrukturen in einem Präparat.

3.1.1 Darstellbarkeit der Knochen, Knorpel, Gelenke und deren Anteile

Beginnend vom inneren der Präparate zeigt sich eine detailgetreue Darstellung der

Knochen und Knorpel und den damit verbundenen Gelenken.

Das Knochenmaterial zeigt sich im Anschnitt, ebenso wie nicht angeschnittene

Außenflächen naturgetreu.

Am Knochen lässt sich die Compacta von der Spongiosa mit ihren drei Typen

(Röhrchen-, Blättchen- und Bälkchenspongiosa) unterscheiden.

Ebenfalls kann die Markhöhle mit ihrem Knochenmark real dargestellt werden.

Der Knorpel wird ebenfalls naturgetreu dargestellt.

Auch die intraosseäre Blutgefäßversorgung ist anhand der Scheibenplastination

nachvollziehbar.

Eine Differenzierung von Blutgefäßen zum Knochen ist makroskopisch ohne

Aufwand möglich.

Durch diese Differenzierungen lassen sich Gelenke mit ihren Strukturen darstellen.

- 74 -

Oftmals sind die Gelenkkapseln mit ihren Aussackungen und Schleimbeuteln

vollständig erhalten und je nach Schnittebene lassen sich einzelne Bänder an den

Gelenken darstellen.

Röhrchenspongiosa

Compacta

Blättchenspongiosa

Cavum medullare mit Knochenmark

Gelenkknorpel

Abb. 18: Darstellung der verschiedenen Knochenstrukturen im Bereich des Krongelenks,

Scheibenplastinat 1-8 a, Sagittalschnitt

Recessus palmaris der Capsula articulationis

interphalangeae distalis

Gelenkspalt

Bursa podotrochlearis

Tiefe Beugesehne

Abb. 19: Darstellung der verschiedenen Anteile des Gelenks sowie Schleimbeutel im Bereich des

Hufgelenks, Scheibenplastinat 2-7 a, Sagittalschnitt

Abb. 18

Abb. 19

- 75 -

Lig. Collaterale des Hufgelenks

Abb. 20: Darstellung eines Gelenkbandes im Bereich des Hufgelenks, Scheibenplastinat 4-8 b,

Frontalschnitt

3.1.2 Darstellbarkeit der Muskulatur und deren Sehnen

Die Muskulatur in Scheibenplastinaten lässt sich ebenfalls darstellen.

Jedoch lässt sich die Muskulatur nicht ganz so differenziert darstellen wie andere

Gewebe.

Das liegt allerdings auch daran, dass der Ausschnitt „distale Pferdegliedmaße“

wenige wirkliche Muskelbäuche aufweist.

Die intramuskuläre Blutgefäßversorgung lässt sich anhand dieser Präparate deutlich

nachvollziehen.

Musculus interosseus medius

Abb. 21: Darstellung einer muskulären Struktur im Bereich proximal der Ossa sesamoidea proximalia,

Scheibenplastinat 2-8 b, Sagittalschnitt

Sehr gut lassen sich die Sehnen mit ihren Ansatzpunkten vorzeigen.

Sie kann man gut vom übrigen Gewebe unterscheiden.

Abb. 20

Abb. 21

- 76 -

Wie bei der Darstellung der Muskulatur lassen sich intratendinöse Gefäßverläufe gut

verfolgen.

Tiefe Beugesehne

Bursa podotrochlearis


interphalangeae distalis

Abb. 22: Darstellung der Sehnenanteile der Muskeln und den benachbarten anatomischen Strukturen

im Bereich des Hufgelenks, Scheibenplastinat 3-6 a, Sagittalschnitt

3.1.3 Darstellbarkeit des Gefäßsystems

Intraossäre Blutgefäße

Intraligamentöse Blutgefäße

Intratendinöse Blutgefäße Abb. 23: Darstellung verschiedener Gefäße in unterschiedlichen anatomischen Strukturen im Bereich

des Fesselgelenks, Scheibenplastinat 3-5 b, Sagittalschnitt

Der größte Vorteil der Scheibenplastination in Kombination mit einer Gefäßinjektion

ist die Darstellung von Gefäßen.

Abb. 22

Abb. 23

- 77 -

Durch den gefärbten und injizierten Kunststoff in den Gefäßen lässt sich das

Gefäßsystem am realistischsten und differenziertesten farblich darstellen.

3.1.4 Darstellbarkeit der Haut und ihrer Hautorgane Die Haut mit ihrer behaarten Epidermis, ihrem Corium sowie ihrer Subkutis zeigt sich

in Scheibenplastinaten gut differenziert.

Behaarte Epidermis

Corium

Subkutis

Ballenpolster mit Gefäßen

Ballenlederhaut mit Zotten

Ballenhorn

Abb. 24: Darstellung verschiedener Hautschichten und Hautorganen im Bereich des Hufballens,

Scheibenplastinat 1-10 a, Sagittalschnitt

Abb. 24

- 78 -

3.2 Darstellbarkeit von anatomischen Strukturen im sekundären Scheibenplastinat

3.2.1 Darstellbarkeit der Knochen, Knorpel, Gelenke und deren Anteile

Compacta


distalis

Gelenkknorpel

Spongiosa

Bursa podotrochlearis Abb. 25: Darstellung einzelner Anteile der Knochen und Gelenke im Bereich des Hufgelenks,

Sekundäres Scheibenplastinat 1-2 b, Sagittalschnitt

Ligamentum sesamoideum rectum

Spongiosa mit Cavum medullare

Abb. 26: Darstellung der Bandstruktur und Knochenmark anhand eines sekundären

Scheibenplastinats im Bereich des Fesselgelenks, Sekundäres Scheibenplastinat 1-4 a,

Sagittalschnitt

Abb. 25

Abb. 26

- 79 -

3.2.2 Darstellbarkeit der Muskeln und Sehnen

Musculus interosseus medius

Abb. 27: Darstellung des Musculus interoseus medius im Bereich des Fesselgelenks, Sekundäres


Tiefe Beugesehne des Musculus flexor digitalis

profundus

Abb. 28: Darstellung der tiefen Beugesehne des Musculus flexor digitalis profundus im Bereich des

Fesselbeins, Sekundäres Scheibenplastinat 1-4 a, Sagittalschnitt

Abb. 27

Abb. 28

- 80 -

3.2.3 Darstellbarkeit des Gefäßsystems Intratendinöse Blutgefäße

Intraligamentöse Blutgefäße

Intraossäre Blutgefäße

Intrakutane Blutgefäße

Abb. 29: Darstellung des Gefäßsystems in verschiedenen Geweben im Bereich des Fesselbeins,

Sekundäres Scheibenplastinat 1-4 a, Sagittalschnitt

3.2.4 Darstellbarkeit der Haut und ihrer Hautorgane

Behaarte Epidermis

Corium

Subkutis

Ballenpolster

Ballenlederhaut mit Zotten

Ballenhorn

Abb. 30: Darstellung verschiedener Hautstrukturen im Bereich des Hufballens, Sekundäres


Abb. 29

Abb. 30

- 81 -

3.3. Weitere Möglichkeiten der Scheibenplastination

3.3.1 Scheibenplastination von Metallimplantaten

Eine Möglichkeit besteht darin Präparate mit härteren Materialien als Knochen, wie

zum Beispiel Metallimplantate und -endoprothesen oder Hufeisen, als

Scheibenplastinate darzustellen.

Dafür muss allerdings die sekundäre Scheibenplastination durchgeführt werden, da

nur mit der Diamantdrahtsäge diese Materialien gesägt werden können.

Abb. 31 und 32: Darstellung von Sekundären Scheibenplastinaten mit Hufeisen (Quelle: Universität zu

Köln,Medizinische Fakultät, Institut Anatomie II, Arbeitsgruppe Prof. Koebke, mit freundlicher

Genehmigung H. P. Notermans))

3.3.2 Digitalisierung

Durch die Transparenz der Plastinate gibt es einem die Möglichkeit diese mit Hilfe

eines Digitalscanners einzuscannen.

Dadurch ergibt sich die Möglichkeit die Scheibenplastinate am Computer zu

betrachten.

Alle hier verwendeten Abbildungen und deren Vergrößerungen wurden mit einem

handelsüblichen Digitalscanner eingelesen und digital gespeichert.

Mit diversen Bildbearbeitungsprogrammen können diese gespeicherten Abbildungen

bearbeitet werden.

Abb. 32 Abb. 31

- 82 -

3.3.3 Radiologische Darstellung

Durch den Zusatz von Bleimennige besteht auch bei der Scheibenplastination, wie

auch bei der sekundären Scheibenplastination, die Möglichkeit Röntgenbilder

anzufertigen um die Gefäße radiologisch darzustellen.

Abb. 33: Röntgenbild einer Plastinatscheibe nach der Methode der sekundären Scheibenplastination

Abb. 33

- 83 -

3.4 Darstellung intraossärer Blutgefässe anhand ausgewählter Scheibenplastinate

Die nachfolgenden Ausschnitte der Scheibenplastinate zeigen die intra- und

extraossäre Gefäßversorgung.

3.4.1 Die Darstellung der Gefäßversorgung der Ossa sesamoidea proximalia (proximale Sesambeine) anhand ausgewählter Scheibenplastinate

Abb. 34 a,b:Scheibenplastinat 1-7lateral

Deutlich sind Gefäße erkennbar, die im proximo- abaxialen Bereich (Facies musculi interossei) der

Sesambeine mit dem M. interosseus medius eintreten.

Die Auswertungen der Scheibenplastinate der Schnittserie des ersten Präparates

(Hintergliedmaße rechts) haben folgende Ergebnisse gebracht.

Die Abbildungen 34 a und b zeigen ein nutritives Gefäß, welches sich von der

A. plantaris lateralis abzweigt, sich mehrmals aufteilt um anschließend in das laterale

proximale Sesambein im Bereich der Facies musculi interossei einzudringen.

Abb. 34 a Abb. 34 b.: Vergrößerung Ausschnitt Abb. 34 a

A. plantaris lateralis

M. interosseus medius

Nutritive Gefäse Facies musculi interossei

- 84 -

Einige vom nutritiven Gefäß abgehende Äste scheinen zusätzlich den M. interosseus

medius mit zu versorgen und intramuskulär mit dem Muskel in die Sesambeine zu

verlaufen.

Abb. 35 a, b: Scheibenplastinat 1-12 lateral

Nutritive Gefäße ziehen ins mediale proximale Sesambein und verzweigen sich in ihm

Die Abbildungen 35 a, b der Schnittserie des ersten Scheibenplastinates zeigen im

Anschnitt das mediale proximale Sesambein. Einige kleine nutritive Gefäßäste, die

von proximal kommen, ziehen in den Ansatzbereich des M. interosseus medius des

medialen Sesambeins.

Innerhalb des proximalen Sesambeins verzweigen sich diese feinen Gefäße

hauptsächlich in Richtung des abartikulären palmaren Teils des Sesambeines.

Abb. 35 a Abb. 35 b: Vergrößerung Ausschnitt Abb. 35 a

- 85 -

Abb. 36 a, b: Scheibenplastinat 1-12 medial

Zwei nutritive Gefäße ziehen ins mediale proximale Sesambein

Deutlich erkennt man auf den Abbildungen 36 a und b des ersten

Scheibenplastinates die nutritiven Gefäße des medialen proximalen Sesambeins wie

sie entlang der Ansatzfläche des M. interosseus medius in dieses Sesambein

einwandern. Proximal dieser feinen Gefäßaufzweigungen scheinen zwei Äste aus

der A. plantaris medialis zu entspringen um sich kurz vor dem Eintritt in den Knochen

nochmals mehrfach zu verzweigen.

Abb. 36 a Abb. 36 b: Vergrößerung Ausschnitt 36 a

A. palmaris medialis

Erstes nutritives Gefäß Zweites nutritives Gefäß Facies musculi interossei

- 86 -

Abb. 37 a, b: Scheibenplastinat 2-10 lateral

Aus der A. plantaris medialis entspringt ein nutritives Gefäß

Die Vergrößerung (Abb. 37 b) der Abbildung 37 a der Schnittserie des zweiten

Scheibenplastinates zeigt den Eintritt eines nutritiven Gefäßes in das mediale

proximale Sesambein. Ganz deutlich entzweigt ein kleiner Ast aus der A. plantaris

medialis, der anschließend Richtung Ansatzstelle des M. interosseus medius verläuft

und dort in den Knochen eindringt.

Abb. 37 a Abb. 37 b: Vergrößerung Ausschnitt 37 b, um 90° rotiert

- 87 -

Abb. 38 a,b: Scheibenplastinat 2-10 medial

Gut sichtbarer nutritiver Ast der in die Facies musculi interossei zieht.

Die mediale Ansicht des Scheibenplastinats 2- 10 zeigen die Abbildungen 38 a

und b.

Dort erkennt man die weitere feine Aufzweigung des nutritiven Gefäßes (aus Abb. 37

b) bevor es in der Facies musculi interossei ins mediale Sesambein eindringt.

Zusätzlich sieht man feinste Ästchen die in den M. interosseus medius eindringen

und diesen versorgen. Hier ist am medialen Sesambein nur ein Ast des

versorgenden Gefäßes zu erkennen.

Facies musculi interossei M. interosseus medius Nutritive Gefäße A. plantaris medialis

Abb. 38 a Abb. 38 b: Vergrößerung Ausschnitt 38 a, um 90° rotiert

- 88 -

Abb. 39 a,b,c: Scheibenplastinat 3-5 lateral

Darstellung eines proximalen (im Bereich der Facie musculi interossei) und eines distalen Foramen

nutricium (an der Basis), sowie feiner intraossärer Gefäße.

Das Scheibenplastinat 3-5 (Abb. 39 a,b,c) zeigt in dieser Schnittebene je ein

Foramen nutricium im Winkel der Muskelansatzfläche des M. interosseus medius

und ein Foramen nutricium an der Basis des Os sesamoideum .

An der Basis setzen ebenfalls Bandmassen an, die sich mit dem Fesselbein

verbinden.

Es scheint, als ob diese Gefäße intraligamental im Ligamentum sesamoideum

rectum distaler Richtung ziehen.

Abb. 39 a Abb. 39 b: Vergrößerung Ausschnitt Abb. 39 a Intraossäre Gefäße Nutritives Gefäß

Abb. 39 c: Vergrößerung Ausschnitt Abb. 39 b

- 89 -

Abb. 40 a,b: Scheibenplastinat 3-10 lateral

Intraossäre Gefäße im hauptsächlich im distalen Bereich des medialen Sesambeins

Anhand des Scheibenplastinates 3-10 (Abb. 40 a, b) der Schnittserie des dritten

Plastinates (Vordergliedmaße links) erkennt man deutlich die intraossäre

Gefäßaufteilung im medialen Sesambein.

Die sehr feine Verästelung der intraossären Gefäße befindet sich hauptsächlich in

der distalen Hälfte des medialen Sesambeins.

Im der proximalen Hälfte ist lediglich ein Gefäß dargestellt, welches relativ senkrecht

Richtung distaler Hälfte zieht.

Abb. 40 a Abb. 40 b: Vergrößerung Ausschnitt Abb. 40 a Intraossäre Gefäße

- 90 -


Intraossäre Gefäße und nutritive Gefäße im Bereich des proximalen medialen Sesambeins

Die beiden Abbildungen 41 a und b zeigen ebenfalls die verstärkte intraossäre

Gefäßverästelung im distalen Abschnitt des medialen Sesambeins. Zusätzlich lassen

sich ein eindringendes nutritives Gefäß aus proximaler und eins aus distaler

Richtung kommend darstellen.

Abb. 41 a Abb. 41 b: Vergrößerung Ausschnitt Abb. 41 a Proximales nutritives Gefäß Intraossäre Gefäße Distales nutritives Gefäß

- 91 -

Abb: 42 a,b: Scheibenplastinat 3-12 lateral

Ebenfalls in der Schnittserie des dritten Plastinates kann man am Scheibenplastinat

3-12 lateral (Abb. 42 a,b,c) eine weitere Schnittebene durch das mediale proximale

Sesambein sehen.

Man erkennt einige aufgezweigte Äste des eines nutritiven Gefäßes, die im Bereich

der Ansatzfläche des M. interosseus medius ins Sesambein eindringen.

Auch hier zeigt sich die intraossäre Verteilung der Gefäße besonders im distalen und

abartikulären Bereich des Knochens.


- 92 -


Die mediale Ansicht des Scheibenplastinats 3-12 (Abb. 43 a,b) zeigt proximal

wiederrum die fein verzweigten Anteile des proximalen Gefäßes, die in das mediale

Sesambein eindringen.

Distal scheinen ebenfalls kleine Äste eines distalen nutritiven Gefäßes besonders in

den abartikulären Abschnitt des medialen Sesambeins zuziehen.

Dieses distale nutritive Gefäß entspringt ebenfalls wie das proximale Gefäß der

A. palmaris medialis.


- 93 -

Abb. 44 a,b,c,d: Scheibenplastinat 4-10 dorsal

In der Scheibenplastinatserie des vierten Plastinats (Hintergliedmaße rechts) zeigen

die Abbildungen 44 a bis d beide Ossa sesamoidea proximalia im Frontalschnitt.

In dieser Schnittebene kann man in der Abbildung 44 b am medialen und lateralen

proximalen Sesambein je ein nutritives Gefäß erkennen, welches von distal

kommend in den distalen Bereich jeweils beider Sesambeine eindringt.

Abb. 44 a Abb. 44 b: Vergrößerung Ausschnitt Abb. 44 a Ausschnitt A Ausschnitt B

Abb. 44 c: Vergrößerung Ausschnitt A

Abb. 44 d: Vergrößerung Ausschnitt B

- 94 -

Abb. 45 a,b,c: Scheibenplastinat 4-11 dorsal

Mediale und laterale nutritive Äste die zur Facies musculi interossei der beiden Sesambeine führen. Die Vergrößerungen des Scheibenplastinats 4-11 a (Abb. 45 a, b, c) zeigt einen

Ausschnitt des proximalen Bereich der oberen Sesambeine.

In der Vergrößerung lassen sich medial und lateral zwei Gefäßstümpfe der

A. palmaris/ plantaris medialis und lateralis erkennen, die proximal der Ossa

sesamoidea proximalia durch die Schnittführung enden.

Im Bereich der proximalen Spitze der Sesambeine verlässt je ein nutritiver Ast die

Gefäße, zweigt sich mehrfach auf und zieht jeweils in Richtung medialem und

lateralem Sesambein, um dort im Bereich der Facies musculi interossei in die

Sesambeine einzutreten.

Abb. 45 b: Vergrößerung Ausschnitt Abb. 45 a


Abb. 45 a

Laterale und mediale nutritive Gefäße

M. interosseus medius Nutritives Gefäß

- 95 -

Abb. 46 a,b: Scheibenplastinat 4-12 plantar

Der Bildausschnitt 46 b des Scheibenplastinats 4-12 zeigt ein von distal kommendes

nutritives Gefäß welches anscheinend aus der A. plantaris lateralis entspringt und in

Richtung Basis des lateralen Sesambeins läuft.

Dort wandert es im lateralen Bereich der Sesambeinbasis in den Knochen ein und

verzweigt sich in der Spongiosa.


- 96 -

Abb. 47 a,b: Scheibenplastinat 4-12 dorsal

Die plantare Ansicht des Scheibenplastinates 4-12 (Abb. 47 a,b) zeigt distal der

beiden Sesambeine jeweils ein distales nutritives Gefäß, das aus der A. plantaris

medialis und lateralis kommt und mit Unterbrechungen in die distale Basis des

jeweiligen Sesambeins wandert.

Zusätzlich zeigt die Abb. 47 a mehrere Bandanteile des Fesseltrageapparates. Distal

der beiden Sesambeine zieht in der Medianen das Lig. sesamoideum rectum nach

distal. Medial und lateral des Lig. sesamoideum rectum verlaufen im Anschnitt dieses

Scheibenplastinates zusätzlich die beiden Ligg. sesamoidea obliqua.

Proximal der beiden Sesambeine sieht man angeschnittene Anteile des

M. interosseus medius, der sich proximal der Sesambeine in jeweils einen medialen

und einen lateralen Unterstützungsast aufteilt sowie Anteile direkt an die beiden

Sesambeine abgibt. Diese drei, zum Teil im Plastinat sichbaren Strukturen bilden

den Fesseltrageapparat, der als Spannbandeinrichtung der passiven Fixation des

Gelenks dient (KÖNIG und LIEBIG 1999).


Laterales und mediales nutritives Gefäß A. plantaris medialis und lateralis

- 97 -


Ein weiteres Scheibenplastinat (5-9, Abb. 48 a,b) zeigt im Anschnitt der linken

Hintergliedmaße je ein proximales und ein distales nutritives Gefäß für das mediale

Sesambein.

Man erkennt, dass beide nutritiven Gefäße aus der A. plantaris medialis entspringen

und proximal und distal das mediale Sesambein versorgen.


proximales nutritives Gefäß

distales nutritives Gefäß

- 98 -


Die nächste Schnittebene des fünften Plastinates (5-10, Abb. 49 a,b,c) zeigt

ebenfalls ein proximales und ein distales nutritives Gefäß der Ossa sesamoidea

proximalia. Allerdings sind in diesen Abbildungen die beiden lateralen Gefäße

dargestellt.

Man erkennt lateral die A. plantaris lateralis mit jeweils einem abzweigenden

proximalen und distalen nutritiven Gefäß.

Abb. 49 a

A B

Abb. 49 b: Vergrößerung Ausschnitt A

Abb. 49 c: Vergrößerung Ausschnitt B

- 99 -

Abb. 50 a,b: sekundäres Scheibenplastinat 1-1b

Abb. 51 a,b: Sekundäres Scheibenplastinat 1-3 b

Gefäßversorgung der Bänder und Knochen anhand eines Präparates gefertigt mit der Methode der

sekundären Scheibenplastination


Sehne des M. interosseus medius Bandmassen

Abb. 50 b: Vergrößerung Ausschnitt 50 a Abb. 50

- 100 -

Die Schnittserie des sekundären Scheibenplastinats zeigt ebenfalls wie die vorher

dargestellten Scheibenplastinate die intraossäre Blutgefäßversorgung der Ossa

sesamoidea proximalia.

Die Abbildung 50 b zeigt im proximalen Bereich des Sesambeins ein nutritives Gefäß

dass ebenfalls in der Facies musculi interossei eindringt.

In der Abbildung 51 b erkennt man zusätzlich ein nutritives Gefäß, das von distal in

das Sesambein zieht.

Anhand der Einzelergebnisse aus den verschiedenen Abbildungen zu den

proximalen Sesambeinen kann man folgende Verteilungsmuster erkennen.

Anzahl der proximalen nutritiven Gefäße am medialen und lateralen Gleichbein:

lateral medial

Scheibenplastinat 1 (Hintergliedmaße rechts) 1 2

Scheibenplastinat 2 (Hintergliedmaße links) kein Ergebnis 1

Scheibenplastinat 3 (Vordergliedmaße links) kein Ergebnis kein Ergebnis


Scheibenplastinat 5 (Hintergliedmaße links) 1 1

Anzahl der distalen nutritiven Gefäße am medialen und lateralen Gleichbein:

lateral medial

Scheibenplastinat 1 (Hintergliedmaße rechts) kein Ergebnis kein Ergebnis

Scheibenplastinat 2 (Hintergliedmaße links) kein Ergebnis kein Ergebnis

Scheibenplastinat 3 (Vordergliedmaße links) 1 1


Scheibenplastinat 5 (Hintergliedmaße links) 1 1

- 101 -

3.4.2 Die Darstellung der Gefäßversorgung des Os compedale (Fesselbein) anhand ausgewählter Scheibenplastinate



Abb. 52 a Abb. 52 b: Vergrößerung Ausschnitt 52 a A. plantaris lateralis R. dorsalis phalangis proximalis

Abb. 53 a Abb. 53 b: Vergrößerung Ausschnitt Abb. 53 a Nutritive Äste Nutritives Gefäß

- 102 -



Abb. 54 a Abb. 54 b: Vergrößerung Ausschnitt Abb. 54 a, 90° rotiert Nutritives Gefäß

Abb. 55 a Abb. 55 b: Vergrößerung Ausschnitt 55 a Ramus plantaris phalangis proximalis

- 103 -


Die Abbildungen 52 bis 56 zeigen die extraossäre Gefäßsituation anhand

verschiedener Scheibenplastinate.

In den Abbildungen 52, 55 und 56 erkennt man in den Schnittebenen die Rami

palmares/ plantares phalanges proximales, die palmar beziehungsweise plantar auf

halber Höhe des Fesselbeins dieses umgeben. Medial und lateral entspringen sie

der A. palmaris/ plantaris medialis und lateralis.

Die dorsale Seite des Fesselbeins wird, wie in der Abbildung 52 a und b gezeigt, vom

Ramus dorsalis phalangis proximalis auf der selben Höhe versorgt.

Der Ramus palmaris/ plantaris phalangis proximalis gibt auf der Palmar-/ Plantarseite

des Fesselbeins ein nutritives Gefäs ab (Abb. 53, 54, 55), welches relativ zentral in

das Fesselbein eindringt.

Abb. 56 a Abb. 56 b: Vergrößerung Ausschnitt Abb. 56 a Ramus plantaris phalangis proximalis

- 104 -

Abb: 57 a,b: Scheibenplastinat 4-8 plantar

Die beiden Abbildungen 57 a und b zeigen das Scheibenplastinat 4-8 in plantarer

Ansicht.

Im distalen Drittel des Fesselbeins der Hintergliedmaße erkennt man das

eintretende nutritive Gefäß.

Kurz nach dessen Eintritt scheint sich das nutritive Gefäß direkt in proximaler

Richtung zu verzweigen und in Richtung proximaler Epiphyse zu ziehen.

Abb. 57 a Abb. 57 b: Vergrößerung Ausschnitt Abb. 57 a Eintritt des nutritiven Gefäßes ins Fesselbein

- 105 -


Die Schnittebene des Scheibenplastinats 4-9 (Abb. 58 a,b) zeigt ganz deutllich das

Foramen nutricium des Fesselbeins mit samt einwandernden nutritiven Gefäß.

Das Foramen nutricium befindet sich im distalen Drittel des Fesselbeins paramedial

lateral.

Abb. 58 a Abb. 58 b: Vergrößerung Ausschnitt 58 b Eintritt des nutritiven Gefäßes ins Fesselbein

- 106 -


Die plantare Ansicht des Scheibenplastinats 5-3 (Abb. 59a,b) zeigt ein Foramen

nutricium des Fesselbeins, das den Eintritt eines Gefäßes in den Knochen ermögicht.

Abb. 59 a Abb. 59 b: Vergrößerung Ausschnitt Abb 59 a Eintritt des nutritiven Gefäßes

- 107 -


Im Scheibenplastinat 1-20 (Abb. 60 a,b) verteilen sich die intraossären Blutgefäße

nach Eintritt durch das Foramen nutricium in proximale und distale Richtung.

In Abbildung 60 b sieht man im distalen Drittel des Fesselbeins eine dichte

Verzweigung des intraossären Gefäßes.

Ebenso verzweigt sich das Gefäß nach proximal in Richtung Epiphyse.

Zusätzlich kann man in der Abbildung 60 b noch die intraossäre Gefäßversorgung

der ehemaligen proximalen Epiphysenfuge erkennen.

In diesem Bereich verläuft ein feines Gefäßnetz in horizontaler Richtung.

Abb60 a Abb. 60 b: Vergrößerung Ausschnitt 60 a

- 108 -


Der in Abbildung 61 a und b dargestellte Anschnitt des Scheibenpräparates 4-7 zeigt

im distalen Drittel des Fesselbeins das eingedrungene nutritive Gefäß welches sich

beginnt zu verzweigen.

Man kann deutlich zwei Hauptäste dieses Gefäßes erkennen, die in proximale

Richtung ziehen.

Auch für den distalen Abschnitt des Fesselbeins werden feine Äste abgegeben.

Weiterhin kann man in diesem Scheibenplastinat die nutritive Versorgung der

ehemaligen proximalen Epiphysenfuge sehen.

Medial und lateral ziehen jeweils ein kleines und feines Gefäß in den Bereich der

Epiphysenfuge.

Abb. 61 a Abb. 61 b: Vergrößerung Ausschnitt Abb 61 a Nutritive Gefäße im Bereich der Epiphysenfuge

- 109 -


Die Abbildung 62 b zeigt genau die beginnende Aufzweigung des nutritiven Gefäßes

nach Eintritt in das Fesselbein.

Aus einem relativ groben Gefäß verzweigen sich anschließend nach proximal und

distal ziehend feinere Gefäßäste.

Auch in dieser Abbildung erkennt man die nutritiven Gefäße für den Bereich der

ehemaligen Epiphysenfuge.


- 110 -


Die folgende Abbildung 63 b zeigt in ihrem Anschnitt die weitere Verzweigung der

intraossären Gefäße des Fesselbeins in Richtung proximaler Epiphyse.


- 111 -

Abb. 64 a,b: sekundäres Scheibenplastinat 1-2 b

Auch anhand der sekundären Scheibenplastinate (Abb. 64 a,b) lassen sich die

intraossären Gefäße darstellen.

Im Bereich der Fettmarkhöhle des Fesselbeins erkennt man das eingewanderte

nutritive Gefäß mit seiner anschließenden Aufzweigung in seine distalen und

proximalen Gefäßbüschel.


- 112 -


Die Abbildungen 65 a und b zeigen nochmal ein nutritives Gefäß für den Bereich der

ehemaligen Epiphysenfuge.

Es scheint, dass dieses nutritive Geäß aus dem Lig. sesamoideum rectum entspringt

und im proximalen Epiphysenbereich in das Fesselbein eindringt.

Abb. 65 b: Vergrößerung Ausschnitt Abb. 65 b Foramen nutricium mit einwanderndem Gefäß Lig. sesamoideum rectum

Abb. 65 a

- 113 -


In den Abbildungen 66 a und b erkennt man ein angeschnittenes diagonal durch die

Corticalis und Spongiosa verlaufendes Foramen nutricium mit dazugehörigem

nutritiven Gefäß.

Das Foramen nutricium liegt im proximalen Drittel des Fesselbeins.

Es durchzieht dann diagonal nach distal den Knochen, um im distalen Drittel im

Inneren des Fesselbeins sich nach proximal und nach distal zu verzweigen und den

Knochen zu versorgen.

Abb. 66 a Abb. 66 b: Vergrößerung Ausschnitt Abb. 66 a, 90° rotiert

- 114 -

3.4.3 Die Darstellung der Gefäßversorgung des Os coronale (Kronbein) anhand ausgewählter Scheibenplastinate

Abb. 67 a,b: Scheibenplastinat 1-10 lateral In der Abbildung 67 b sieht man im Anschnitt den Ramus dorsalis phalangis mediae,

der das Kronbein dorsal umschließt.

Plantar erkennt man den Anschnitt des Ramus plantaris phalangis mediae, der das

Kronbein plantar umgibt.

Beide entspringen auf gleicher Höhe aus der A. plantaris medialis und lateralis und

bilden so einen Ring auf halber Höhe um das Kronbein.

Abb. 67 a Abb. 67 b: Vergrößerung Ausschnitt Abb. 67 a Ramus dorsalis phalangis mediae Ramus plantaris phalangis mediae

- 115 -

Abb. 68 a,b,c: Scheibenplastinat 4-8 plantar

Die nachfolgenden Abbildungen 68 a, b und c zeigen ebenfalls medial und lateral die

Anschnitte des Rami dorsales phalangis mediae.

Am lateralen Ramus dorsalis phalangis mediae erkennt man kleine abzweigende

Gefäße, die im proximalen Drittel über nutritive Öffnungen in das Kronbein

einwandern.

Abb. 68 a Abb. 68 b: Vergrößerung Ausschnitt Abb. 68 a Rr. dorsals phalangis mediae


- 116 -


Das Scheibenplastinat 4-11 (Abb. 69 a, b, c) stellt bei plantarer Ansicht ein kleines

feines Gefäß dar, welches von der A. plantaris medialis kommend horizontal und

leicht proximal nach lateral verläuft.

Dabei gibt es Äste in Richtung Kronbeinfortsatz ab, die dort in das Kronbein

einwandern und es versorgen.

Bei diesem plantar verlaufenden Gefäß handelt es sich um den Ramus plantaris

phalangis mediae.

Abb. 69 a Abb. 69 b: Vergrößerung Ausschnitt Abb. 69 a Os coronale A. digitalis palmaris propriae


- 117 -


Der Ramus plantaris phalangis mediae wird ebenfalls in den Abbildungen 70 a, b und

c dargestellt.

Auch hier gibt er drei Äste ab, die direkt proximal in das Kronbein einwandern.

Abb. 70 a Abb. 70 b: Vergrößerung Ausschnitt Abb. 70 a Os coronale


Rr. dorsales phalangis media

- 118 -


Die Abbildung 71 b zeigt ein nutritives Gefäß welches auf der Dorsalseite des

Kronbeins in den Knochen eindringt.

Das Foramen nutricium befindet sich im distalen Drittel des Kronbeins etwas

proximal der auf der Dorsalfläche endenden Gelenkfläche.

Von dort verläuft das nutritive Gefäs schräg nach distal in den Knochen hinein.


- 119 -

Abb. 72 a,b: Sekundäres Scheibenplastinat 1-1 a


Abb. 73 b: Vergrößerung Ausschnitt Abb. 73 a


Abb 73 a

- 120 -


Die Abbildungen 71 bis 74 zeigen alle nochmals nutritive Öffnungen.

In den Abbildungen 71 a und b sieht man am Kronbein dorsal etwas proximal der

auslaufenden Gelenkfläche ein nutritives Gefäß, dass schräg nach proximal verlauft.

Im sekundären Scheibenplastinat in den Abbildungen 72 a und b befindet sich

ebenfalls auf der Dorsalfläche des Kronbeins ein Foramen nutricium mit

dazugehörigem nutritivem Gefäß.

Dieses Foramen nutricium befindet sich allerdings im proximalen Drittel des

Kronbeins, etwas distal der proximalen Gelenkfläche.

Das nutritive Gefäß durchläuft die Corticalis um sich anschließend innnerhalb der

Spongiosa zu verzweigen.

Die Abbildungen 73 a und b, ebenfalls ein sekundäres Scheibenplastinat, zeigen ein

kräftigen nutritiven Ast auf der Plantarseite des Kronbeins.

Dieser zieht vom mittleren Drittel kommend ins distale Drittel um sich dort weiter

aufzuzweigen.

Ebenfalls in diesen Abbildungen sieht man ein kleines nutritives Gefäß, das im

Bereich der ehemaligen proximalen Epiphysenfuge in das Kronbein gelangt.

Das distale nutritive Gefäß auf der dorsalen Seite des Kronbeins ist auch in den

Abbildungen 74 a und b zu erkennen.


- 121 -

Nachdem es die Corticalis durchdrungen hat verzweigt es sich in einen proximalen

und distalen Ast.


In den oberen Abbildungen 75 a und b zeigt sich gut das intraossäre

Verteilungsmuster der Gefäße.

In der proximalen und distalen Epiphyse befindet sich jeweils ein dichteres

Gefäßgeflecht, während sich im Bereich der Diaphyse eher gröbere Gefäßäste sich

leicht verzweigen und nach proximal und distal ziehen.

Auf der Dorsalseite des Kronbeins erkennt man deutlich ein eintretendes nutritives

Gefäß was dem Ramus dorsalis phalangis mediae entspringt.

Man kann dessen weiteren Verlauf ins Innere des Knochens erahnen, wo es sich in

einen proximalen und einen distalen Ast aufteilt.

Diese beiden Äste verzweigen sich anschließend mehrfach und ziehen durch die

Spongiosa nach proximal und distal.


- 122 -

3.4.4 Die Darstellung der Gefäßversorgung des Os sesamoideum distale (Strahlbein) anhand ausgewählter Scheibenplastinate


Abb. 77 a,b: sekundäres Scheibenplastinat 1-2 a

Abb. 76 b: Vergrößerung Ausschnitt Abb 76 a Ramus plantaris phalangis mediae mit abgehenden proximalen Strahlbeinarterien

A. digitalis medialis mit abgehenden distalen Strahlbeinarterien

Abb. 76 a

Abb. 77 a Abb. 77 b: Vergrößerung Ausschnitt Abb. 77 a Proximale Strahlbeinarterien Distale Strahlbeinarterien

- 123 -


Die Abbildungen 76 bis 79 zeigen die extraossäre Gefäßsituation am Strahlbein.

In den Abbildungen 76 a und 77 a mit ihren Vergrößerungen 76 b und 77 b sind die

Anschnitte des Ramus plantaris phalangis mediae und der A. digitalis medialis und

lateralis sichtbar.

Vom Ramus plantaris phalangis mediae entspringen nach distal die proximalen

Strahlbeinarterien, die in den proximalen Bereich des Strahlbeins eindringen.

Distal des Strahlbeins verläuft parallel zu der Ramus plantaris phalangis distalis der

beiden Lateralarterien.

Aus diesem Ast ziehen zahlreiche kleine distale Strahlbeinarterien nach proximal um

über die Canales sesamoidales distales in den Knochen einzudringen.

Abb. 78 a Abb. 78 b: Vergrößerung Ausschnitt Abb 78 a

Ramus plantaris phalangis mediae Strahlbein Lateraler Versorgungsast Direkt aus A. digitalis medialis

Ramus plantaris phalangis distalis mit distalen Strahlbeinarterien

- 124 -


Die Abbildungen 78 a und b, sowie die Abbildungen 79 a und b, stellen nochmals die

oben erwähnten Gefäßsituationen am Strahlbein in frontaler Ansicht dar.

Sie zeigen ebenfalls den proximal des Strahlbeins verlaufenden Ramus plantaris

phalangis mediae mit seinen nach distal ziehenden proximalen Strahlbeinarterien,

sowie den Ramus plantaris phalangis distalis mit seinen nach proximal wandernden

distalen Strahlbeinarterien.

In der Vergrößerung 78 b kann man ein von lateral aus der A. digitalis lateralis direkt

ins Strahlbein ziehendes nutritives Gefäß erkennen.

Abb. 79 a Abb. 79 b: Vergrößerung Ausschnitt Abb. 79 a Ramus plantaris phalangis mediae Strahlbein

Distale Srahlbeinarterien

- 125 -


Die Abbildungen 95 a, b und c zeigen in frontaler Ansicht den ganzen Ramus

plantaris phalangis distalis.

Von ihm gehen mehrere kräftigere Äste ab, die proximal in Richtung Strahlbein

ziehen. Vor dem EIntritt in die Canales sesamoidales distales des Strahlbeins

verzweigen sie sich noch mehrfach und verlaufen so in mehrere Kanälchen.



- 126 -


Die Abbildungen 81 und 82 zeigen den intraossären Verlauf der Gefäße des

Strahlbeins.

In der Vergrößerung 81 b sieht man, dass im distalen Strahlbeinbereich intraossär

die eingetretenen Gefäße einen sehr dichten Gefäßbusch biden, um dann im

medialen Bereich des Strahlbeininneren sich zu verzweigen und nach proximal

verlaufen.

Auch die Abbildung 82 b zeigt im distalen Knochenbereich eine starke Verästelung

eines einwandernden Gefäßes.

Diese Verästelung deckt nutritiv den artikulären, abartikulären und den Breich

dazwischen im distalen Strahlbein ab.

Im mittleren und proximalen Abschnitt des Strahlbeins zeigt sich in dieser Aufnahme

ein dichter Gefäßbusch, der diesen Bereich nutritiv Versorgt.


- 127 -



- 128 -

3.4.5 Die Darstellung der Gefäßversorgung des Os ungulare (Hufbein) anhand ausgewählter Scheibenplastinate


Die Abbildungen 83 a und b zeigen den Verlauf der A. digitalis lateralis durch das

Foramen soleare des Hufbeins in den Canalis solearis.

Innerhalb des Canalis solearis erkennt man, dass die A. digitalis lateralis immer

wieder kleine Gefäßäste abgibt.

Diese Gefäßäste ziehen dorsal und plantar in die Knochenspongiosa ein um das

Hufbein zu versorgen.

Abb. 83 a Abb. 83 b: Vergrößerung Ausschnitt Abb. 83 a A. digitalis lateralis Foramen soleare Nutritive Gefäße Canalis solearis

- 129 -


In der Abbildung 84 b erkennt man zahlreiche intraossäre Gefäße die sich durch die

Knochenspongiosa verzweigen um das Hufbein zu ernähren.

Abb. 84 a Abb. 84 b: Vergrößerung Ausschnitt Abb. 84 a Intraossäre Gefäße

- 130 -

Abb. 85 a,b,c: Scheibenplastinat 2-7 lateral

Abb: 86 a,b,c: Scheibenplastinat 2-10 medial


Abb. 85 c: Vergrößerung Auschnitt Abb. 85 b



- 131 -





- 132 -


Die obendargestellten Abbildungen 85 bis 89 mit samt ihren Vergrößerungen zeigen

anhand verschiedener Scheibenplastinate zahlreiche, von der A. digitalis lateralis

bzw. medialis, abgehende Gefäße, die der Nutrifikation des Hufbeins dienen.

Man erkennt jeweils dorsale Zweige (Rami dorsales phalangis distalis), die je nach

Scheibenplastinat aus der A. digitalis lateralis bzw. medialis oder aber aus dem

Arcus terminalis entspringen.

Sie ziehen jeweils alle nach dorsal, um sich entweder im Knochengewebe des

Hufbeins weiter zu verzweigen oder aber das Hufbein dorsal zu durchbrechen und

mit den abgehenden Gefäßen des Ramus dorsalis phalangis distalis zu

anastomosieren.

Abb. 89 a Abb. 89 b: Vergrößerung Ausschnitt Abb 89 a

- 133 -

Abb. 90 a,b: Scheibenplastinat 3-6 medial Anhand der beiden Abbildungen 90 a und b zeigt sich ebenfalls der Verlauf der

A. digitalis medialis.

Zusätzlich zeigt dieses Scheibenplastinat die starke intraosseäre Gefäßverteilung.

Besonders in der Hufbeinspitze befinden sich zahlreiche kräftigere intraossäre

Gefäße, während sich im artikulären Bereich des Hufbeins weniger feinere

intraossäre Gefäße befinden.


- 134 -

Abb. 91 a,b,c: Scheibenplastinat 3-12 medial Die Vergrößerung Abbildung 91 c zeigt deutlich ein aus dem Hufbein austretendes

Gefäß welches sich mit dem Gefäßgeflecht des Ramus dorsalis phalangis distalis

verbindet.

Man sieht wie stark dieser Bereich zwischen Hufbein und Hufhorn mit Gefäßen

durchzogen ist.



- 135 -

Abb. 92 a,b: Scheibenplastinat 4-7 plantar Die obere Abbildungen 92 a und b des Scheibenplastinats 4-7 plantar zeigt den

Arcus terminalis im Anschnitt.

In diesem Bereich treffen die A. digitalis medialis mit der A. digitlais lateralis

aufeinander und bilden den Arcus terminalis.

Zusätzlich werden in diesem Anschnittsbereich zahlreiche nutritive Gefäße (Rami

dorsales phalangis distalis) nach proximal und distal in das Hufbein abgegeben.


- 136 -

Abb. 93 a,b: Scheibenplastinat 5-5 dorsal Auch in diesen beiden Abbildungen (93 a, b) zeigt sich der Arcus terminalis, der aus

der A. digitalis lateralis und der A. digitalis medialis gebildet wird.

Lateral entspringt aus der A. digitalis laterlis ein nutritives Gefäß.

Dieses verläuft schräg distal um mit dem Gefäßgeflecht des Ramus dorsalis

phalangis distalis zu anastomosieren.

Abb. 93 a Abb. 93 b: Vergrößerung Ausschnitt Abb. 93 a Arcus terminalis Ramus dorsalis phalangis distalis

- 137 -


In der Abbildung 94 c erkennt man den Anschnitt der A. digitalis medialis und

lateralis, die im weiteren Verlauf durch das Foramen soleare in den Canalis solearis

eindringt sowie beidseitig den Ramus dorsalis phalangis distalis, der durch den

Hufknorpel sich auf die Außenseite des Hufbeins schlägt.

Dazwischen verbindet der Ramus plantaris phalangis distalis die A. digitalis medialis

die A. digitalis lateralis.


Abb. 94 c: Vergrößerung Ausschnitt Abb. 94 b A.digitalis lateralis und medialis

Ramus plantaris phalangis distalis

Ramus dorsalis phalangis distalis

- 138 -

Abb. 95 a,b,c: sekundäres Scheibenplastinat 1-3 b

Da das sekundäre Scheibenplastinat pathologische Verändungen aufweist, ist der

Bereich des Hufbeins in diesem Scheibenplastinat besonders interessant.

Anhand der Abbildungen 95 a, b und c lässt sich eindrucksvoll erahnen, zu welchen

Verletzungen es im Bereich des Hufbeins mit seinem umgebenden Gewebe kommt,

wenn es zu einer Hufbeinrotation aufgrund einer Laminitis kommt.

Dadurch dass in der Abbildung 95 c der vormals flüssige Kunststoff an der

Hufbeindurchbruchstelle austritt, erkennt man welche Verletzungen besonders im

Blutgefäßsystem entstehen.

Aufgrund dieser Zerstörung des Blutgefäßsystems zwischen Hufbein und Hufhorn

sind kaum noch Gefäße in diesem Bereich deutlich sichtbar und differenzierbar.



- 139 -

3.4.6 Angiographische Darstellung der Gefäßversorgung der sekundären Scheibenplastinate Da bei der sekundären Scheibenplastination der flüssige rote Kunststoff zur

Gefäßinjektion des Pferdefußes mit Bleimennige versetzt wurden, ist eine

radiologische Darstellung der Gefäßverläufe möglich.

Die ersten Röntgenaufnahmen wurden nach Aushärtung des injizierten roten

Farbstoffs gemacht.

Auf den Röntgenaufnahmen (Abb. 96 a, b; 97 a, b und 77 a, b) sind die einzelnen mit

Bleimennige gefüllten extraossären Gefäße gut sichtbar.

Diese Röntgenaufnahmen des Rehehufs sowie deren Vergrößerungen, zeigen nach

Aushärtung des Injektionskunststoffes deutlich die extraossären Gefäße.

Diese extraossären Gefäße überlagern sichtbar in den Röntgenbildern die

knöchernen Strukturen.

Dadurch ist eine genaue Unterscheidung und Differenzierung von intraossalen und

extraossalen Gefäßen auf diesen Röntgendarstellungen sowie auf anderen

Aufnahmen von verschiedenen anderen radiologischen Methoden, nicht möglich.

Auch im Hufbereich sind die intraossalen Gefäße nicht von Gefäßen der

Huflederhaut zu differenzieren.


- 140 -

Abb. 96 a b: Röntgenaufnahme der distalen Gliedmaße (nach der Methode der sekundären

Scheibenplastination) mit bleimennige- injizierte Gefäße, lateromedialer Strahlengang

Abb. 97 a,b: Röntgenaufnahme des unzerteilten Pferdehufes (nach Methode der sekundären

Scheibenplastination) mit bleimennige- injizierte Gefäße, dorsopalmarer Strahlengang

Abb. 98 a,b: Röntgenaufnahme des unzerteilten Pferdehufes (nach der Methode der sekundären

Scheibenplastination) mit bleimennige- injizierte Gefäße, dorsopalmarer Strahlengang

Abb. 97 a

Abb. 97 b: Vergrößerung Ausschnitt Abb. 97 b


- 141 -

4 Diskussion 4.1 Die Vorteile der Scheibenplastination 4.1.1 Keine Gesundheitsgefahr Als weitgehend verbreitete Fixationsmethode für makroskopische Präparate als

Studienmaterial dient seit 1893 die Formalinfixation.

1893 veröffentlichte BLUM im Zoologischen Anzeiger „Formol als

Conservierungsgift“ indem die Fixationsmethode das erste Mal veröffentlicht wurde.

Formaldehyd ist als eine 35 %ige wässrige Lösung (Formalin) im Handel und reagiert

mit den NH- Gruppen von Aminen und Amiden. Durch diese Reaktion kommt es zu

einer Eiweißdenaturierung infolge irreversibler Vernetzung der Proteinketten (KRIEG

1999).

Da Formaldehyd bei Zimmertemperatur flüchtig wird, können durch Einatmung seiner

Gase, sowie durch Körper- und Augenkontakt Schäden entstehen.

Dabei kann es zu Haut- und Augenreizungen, Allergien und Lungenschäden wie

Pneumonien und Lungenödemen kommen.

Bei chronischer Belastung mit Formalindämpfen kann es zusätzlich zu karzinogenen

Veränderungen (Nasopharynxkrebs, Nasenhöhlenkrebs und Leukämien) im Körper

kommen (AKTUALISIERTES DISKUSSIONSSPAPIER DES BfR 2005, EDLER 2006,

NIELSEN et. al. 1999).

Nach Beurteilung dieser potentiellen Gefahr der Formalingase wurde 2000 durch die

MAK- Komission (MAK: Maximale Arbeitsplatzkonzentration) folgender MAK- Wert

festgelegt: 0,37 mg/ m³ (PAUSTENBACH et al. 1997), sowie eine Einstufung in die

Kanzerogenitätskategorie 4 in Abschnitt III festgesetzt (EDLER 2006).

Bedenkt man, dass für die Geruchswahrnehmung von Formaldehyd schon 0,5 ppm,

für Augenirritationen 0,5 bis 1,0 ppm und für Nasen- und Rachenirritationen 1,0 ppm

ausreichen (EDLER 2006, DFG 2010, BARROW und STEINHAGEN 1981), so kann

man sich vorstellen wie hoch die Formalinkonzentration in der Atemluft während der

makroskopischen Anatomiestunden in der Studienzeit gewesen sein mussten.

- 142 -

Ähnlich verhält es sich ebenfalls mit den gängigen Fixationsmedien Paraformaldehyd

(MAK 0,37 mg/ m³) und Glutardialdehyd (MAK 0,21 mg/ m³) (DFG 2011).

Durch diese beiden hier beschriebenen Plastinationsverfahren besteht für den

Betrachter keine direkte Gesundheitsgefährdung durch Kontakt mit dem Präparat

oder eines Fixationsmediums, wie zum Beispiel Formalin, da das vollständige

Scheibenpräparat in ausgehärtetem Kunststoff eingebettet ist.

LATORRE et al. (2007) erkannten in ihrer Studie „How useful is plastination in

learning anatomy?“ dass fast ausnahmslos alle Teilnehmer dieser Studie, Human-

sowie Veterinärstudenten, diese positive Eigenschaft der Plastinate schätzen.

4.1.2 Die Plastinate besitzen eine gute Farberhaltung

Die Kunststoffkombination von BIODUR® E12 mit seinem Härter BIODUR® E 1

bewirkt eine besonders gute Farberhaltung einzelner Gewebe. (BIODUR®

PRODUKTKATALOG)

Besonders die Gewebe mit geringem Wasseranteil behalten sehr natürlich ihre

Farbe, während Gewebe mit ursprünglich hoher Wassereinlagerung ihre Farbkraft

verlieren.

Im Vergleich zu anderen Präparationsmethoden, insbesondere bei der

Formalinfixation, bei denen alle Gewebestrukturen erhalten bleiben, bleibt die

Farbkraft der einzelnen Gewebe gut erhalten.

4.1.3 Die Plastinate sind sehr stabil Das Epoxidharzgemisch BIODUR® E12/ E1 ist nach vollkommener Aushärtung

äußerst stoßunempfindlich. Das Risiko eines Bruches ist somit äußerst gering.

Durch die feste Oberfläche besteht ebenfalls eine gute Kratzfestigkeit.

Diese beiden Vorteile machen die Plastinate sehr langlebig, so dass sie sich

wahrscheinlich nach einer gewissen Zeit, im Vergleich zu günstigeren

Präparationsmethoden, amortisieren.

- 143 -

4.1.4 Die Darstellbarkeit der verschiedenen anatomischen Strukturen In den Abschnitten 3.1 und 3.2 mit ihren einzelnen Abbildungen wird beispielhaft

gezeigt, dass nahe zu alle anatomischen Strukturen darstellbar sind.

Einzige Ausnahme macht das periphere Nervensystem, das aufgrund der Entfettung

durch Dichlormethan nicht mehr erkennbar ist. (KLEMMSTEIN 1981)

4.1.5 Die Darstellbarkeit von Metall/ Implantaten in Plastinaten Da bei der Methode der sekundären Scheibenplastination nach der Blockplastination

das Präparat mit einer Diamantsäge in Scheiben gesägt wird, können ebenfalls

Präparate mit Metallimplantaten oder auch Hufeisen plastiniert werden.

Dies ist mit der einfachen Scheibenplastination nicht möglich.

4.1.6 Die Möglichkeit der Vermessung von verschiedenen Strukturen Durch die Gefrieraustauschmethode, „Freeze- Substitution“, (2.2.4) kommt es zu

keiner Gewebeschrumpfung.

So bleiben die Präparate und ihre Gewebsstrukturen in ihrer natürlichen Form,

Position und Größe.

Dadurch besteht die Möglichkeit bestimmte Strukturen recht genau zu vermessen.

Diese Eigenschaft kann von Vorteil sein, wenn von bestimmten Strukturen die

Größenverhältnisse bestimmt werden sollen, wie zum Beispiel das Gefäßlumen.

ACKERMAN et al. (1975) beispielsweise versuchte mit angiographischen

Ablichtungen der distalen Pferdegliedmaße die Gefäßdurchmesser am gesunden

und an chronischer Hufrehe erkrankten Gliedmaßen zu bestimmen.

4.2 Die Nachteile der Scheibenplastination

4.2.1 Schwierige Nachvollziehung der intra- und extraossealen Gefäßverläufe Da die Plastinate in Scheiben zerteilt sind, ist eine genaue Verfolgung von

Gefäßverläufen, insbesondere der intraossären Gefäße, recht schwierig.

Benötigt man für die gedankliche Verfolgung von extraossären Gefäßen schon ein

großes Maß an dreidimensionalem Vorstellungsvermögen, so ist es bei feinen,

- 144 -

insbesondere in dichten Bereichen, fast unmöglich einen exakten Verlauf zu

rekonstruieren.

Es lassen sich Gefäßverläufe nur innerhalb einer Schnittebene genau

nachvollziehen.

4.2.2 Keine Darstellung von Nervenfasern Nicht alle Gewebe lassen sich darstellen. So ist eine Darstellung von Nervenfasern

nicht möglich.

Der Grund liegt darin, dass das Dichlormethan das Fett aus den Myelinscheiden der

Nervenfasern entfernt und diese dadurch nicht mehr erkennbar sind (KLEMMSTEIN

1981).

4.2.3 Keine Differenzierung vom arteriellem und venösem Blutgefäßsystem Der Nachteil an injizierten Gefäßen liegt darin, dass eine Unterscheidung zwischen

Venen und Arterien nicht wirklich möglich ist.

Dadurch, dass der rot gefärbte Kunststoff zunächst das arterielle Gefäßsystem

durchläuft und anschließend das venöse, ist das gesamte Gefäßsystem innerhalb

des Scheibenplastinats rot gefärbt.

4.2.4 Mehrere Präparate für eine Untersuchung Sollen bestimmte Bereiche innerhalb eines Präparates wissenschaftlich genauer

untersucht werden, so braucht man in der Regel mehr als ein Präparat, da häufig die

Schnittebenen nicht genau diesen Bereich treffen oder sogar zerstören.

4.2.5 Plastinate können vergilben Bei der Kunststoffkombination BIODUR® E 12 mit E 1 der Scheibenplastination kann

es zu einer Vergilbung der Plastinatscheiben kommen, wenn Aceton im Gewebe

verbleibt.

Das kommt vor, wenn während der forcierten Imprägnierung das Aceton

unvollständig extrahiert wird.

- 145 -

Auch die Einwirkung von Temperaturen über 60 C° über mehrere Wochen kann bei

der BIODUR® E 12/ E1 zu einer Vergilbung des sonst klaren Kunststoffes führen

(BIODUR® PRODUKTKATALOG 2006).

Während es bei der Kunststoffkombination BIODUR® E 12/ E 1 der

Scheibenplastination nur bei einer unvollständigen Acetonextraktion, also

fehlerhaftes Arbeiten, zu einer Gelbfärbung des klaren Kunststoffes führt,

kommt es bei der sekundären Scheibenplastination mit der Kunststoffkombinaton

BIODUR® E 12/ E 6/ E 600 immer zu einer Vergilbung des klaren Kunststoffs durch

den Beschleuniger BIODUR® 600.

Diesen Effekt kann man minimieren, wenn man nur 0,05 % des Beschleunigers

verwendet (BIODUR® PRODUKTKATALOG 2006).

4.3 Direkter Vergleich mit Korrosionspräparaten Vergleicht man die intraossäre Blutgefäßversorgung der Plastinate beider Methoden

der Scheibenplastination mit Korrosionspräparaten, fällt einem direkt die

unterschiedliche Darstellungsweise der verschiedenartigen Präparate auf.

Der Sinn der Scheibenplastination und der sekundären Scheibenplastination liegt

darin, das zu untersuchende Gewebe im natürlichen Gewebeumfeld darzustellen.

Bei diesen Plastinationsmethoden bleiben nahezu alle Gewebearten identisch in

Form und Struktur.

Das Korrosionspräparat (Abb. 1) stellt alle Gefäße im Zehenendorgan des Pferdes

dar. Oberflächlich dorsal erkennt man das Gefäßgeflecht der Huflederhaut und der

proximal anschließenden Hautbezirke. Im palmaren/ plantaren Bereich des

Korrosionspräparates werden die Gefäße im Hufballenbereich mit angrenzenden

Hautbereichen dargestellt.

Über allem hüllt ein Geflecht von sehr feinen Hautgefäßen das Präparat ein.

Unter diesen beschriebenen Gefäßanordnungen befinden sich die intraossäre

Gefäße.

Diese sind aufgrund der Überlagerung schwierig zu unterscheiden und deren Verlauf

ist nicht einfach zu verfolgen.

Würde man die oberflächlichen Verästellungen und somit die Hufsilhuette entfernen,

bekäme man zwar einen besseren Blick auf die intraossalen Gefäße, aber die

Orientierung innerhalb des Präparates ginge verloren.

- 146 -

Außerdem ist nicht mit letzter Gewissheit zu sagen ob bestimmte Gefäße definitiv

intraossär oder doch extraossär verlaufen.

4.4 Direkter Vergleich mit Angiographiemethoden

Mit Hilfe der Angiographie haben schon mehrere Autoren (HERTSCH 1973,

HERTSCH und DAMMER 1994, ROSENSTEIN et al. 1998, POHLMEYER und

HERTSCH 1977) versucht die intraossäre Blutgefäßversorgung der distalen

Pferdegliedmaße oder deren Anteile darzustellen.

Auch hier kommt es im Röntgenbild zu Überlagerungen von dargestellten Gefäßen

bei denen man nicht mit letzter Sicherheit sagen kann, ob sie intra- oder extraossär

verlaufen. Der Grund liegt darin, dass der Gefäßverlauf in den Röntgenaufnahmen

nur zweidimensional dargestellt werden kann. Da diese Röntgenbilder den Verlauf

der Gefäße immer im Ganzen darstellen -in Scheibenplastinaten ist der Verlauf

häufig unterbrochen- ist dieser genauer nachvollziehbar.

4.5 Untersuchung der intraossären Blutgefäßversorgung in Scheibenplastinaten der distalen Gliedmaße 4.5.1 Intraossäre Gefäßversorgung der Ossa sesamoidea proximalia 1971 erarbeiteten WINTZER und SCHLARMANN in ihrer Arbeit „Zur arteriellen

Blutversorgung des Strahlbeins und der Gleichbeine“ mit Hilfe der

Mazerationsmethode (10- 15 % iger etwa 60° C warmer KOH- Lösung) vorher mit

gefärbter synthetischer Kautschuklösung (Silopren K1 n.v. ® und Silopren K 1000 ®)

injizierten Gefäßen folgende Ergebnisse zu den proximalen Sesambeinen der

distalen Pferdegliedmaße. Sie fanden heraus, dass die laterale und mediale

Zehenarterie auf Höhe der Gleichbeine ein bis drei jeweils kurze und kräftige nutritive

Äste Richtung Sesambeine abgeben, die in dem Spalt zwischen Palmar- bzw.

Plantarflächen der Endschenkel des M. interosseus medius und den Gleichbeinen

eintreten. Diese teilen sich vor Eintritt in mehrere kleinere Äste auf und geben

zusätzlich Äste an den M. interosseus medius ab.

- 147 -

Anhand dieser Ergebnisse zu der Verteilung der proximalen nutritiven Gefäße an die

proximalen Sesambeine kann man die Aussagen von WINTZER und SCHLARMANN

(1971) bestätigen.

Jeweils das mediale und das laterale proximale Sesambein erhält mindestens ein

proximales nutritives Gefäß.

POHLMEYER machte 1979 in seiner Arbeit „Die arteriellen Versorgungsgefäße und

deren intraosseärer Verlauf in den Extremitätenknochen beim Pferdefohlen. IV. Ossa

digitorum manus“ die Beobachtung, dass die nutritiven Arterien der proximalen

Sesambeine aus den Digitalarterien entspringen und jeweils lateral wie medial zwei

oder drei stärkere untereinander anastomosierende Äste auf der peripheren

proximalen Randbereiche der Gleichbeine zu laufen.

Sie dringen in die Gleichbeine ein und anastomosieren dort untereinander.

Anhand seiner Darstellungen treten die von diesal zur Basis laufenden Gefäße

jedoch nicht in die Gleichbeine ein, sondern verteilen sich im umgebenden

Bindegewebe.

Unsere Ergebnisse zu den distalen nutritiven Gefäßen des medialen und des

lateralen proximalen Sesambeins zeigen deutlich, dass jeweils medial sowie lateral

ein distales nutritives Gefäß in das jeweilige Sesambein zieht und intraossär mit den

von Proximal kommenden intraossären nutritiven Gefäßen anastomosiert.

Allerdings stützen sich die Beobachtungen von POHLMEYER auf die

Gefäßversorgung der proximalen Sesambeine von Fohlen. In unserer Arbeit wurden

Gliedmaßen ausgewachsener Pferde verwendet.

Die Ergebnisse an den proximalen Sesambeinen der Arbeit „Die nutritiven Arterien

der proximalen Sesambeine (Ossa sesamoidea proximalia) des Pferdes“ von

FREDDI und SOANA (1980), die mit einer Arteriographiemethode (mit Suspension

aus Bariumsulfat oder mit Emulsion von Bleibioxyd mit Terpentinöl) erzielt wurden,

waren im Vergleich zu WINTZER und SCHLARMANN (1971) sehr unterschiedlich.

FREDDI und SOANA (1980) unterteilen den Gefäßverlauf der nutritiven Arterien der

proximalen Sesambeine in extraossäre und intraossäre Anteile.

Sie erkennen, dass das mediale Sesambein fasst ausschließlich von einer nutritiven

Arterie versorgt wird, während das laterale von zwei bis vier kleineren nutritiven

Arterien versorgt wird.

- 148 -

Diese nutritiven Arterien teilen sich in zahlreiche Zweige auf und treten an der

abaxialen Vertiefung in das Sesambein ein.

Feinste Arterienzweige verlaufen sich in das den Knochen umgebende umliegende

fibröse Gewebe.

Die mediale nutritive Arterie gibt einen Zweig an den M. interosseus medius ab.

Am intraossären Anteil erkennen FREDDI und SOANA (1980), dass im medialen

Sesambein ein prominenter Hauptstamm der nutritiven Arterie hauptsächlich der

Versorgung dient und im lateralen Sesambein meist zwei Stämme dieses Kalibers zu

finden sind.

Vergleicht man die Ergebnisse von FREDDI und SOANA (1980) mit unseren

Ergebnissen zu der Anzahl der proximalen nutritiven Gefäße an den proximalen

Sesambeinen, finden wir im Scheibenplastinat 1 zwei proximale nutritive Gefäße am

medialen Sesambein. In den restlichen 4 Scheibenplastinate läuft jeweils nur ein

proximales nutritives Gefäß zum medialen proximalen Sesambein.

Außerdem sind in allen fünf Scheibenplastinaten am lateralen proximalen Sesambein

jeweils nur ein proximales nutritives Gefäß zu finden.

HERTSCH erkannte 1981 in seiner Habilitationsschrift „Arteriographische

Untersuchungen an den Extremitäten beim Pferd“ anhand von kombinierter

Angiographie- und Mazerationsmethode, dass die beiden Gleichbeine über proximo-

lateral als auch über distal mit nutritiven Gefäßen versorgt werden.

Seiner Meinung nach erfolgt die Hauptvaskularisation über die proximo- lateralen

Gefäße, die im Gleichbein mit den distalen nutritiven Gefäßen anastomosieren.

Die proximalen und distalen intraligamentären Gefäße im Lig. intersesamoideum

anastomosieren dagegen miteinander und treten dabei nicht in die Gleichbeine ein.

Er beobachtete, dass die proximo- lateralen nutritiven Gefäße zweierlei Ursprung

haben: der proximale Anteil entspringt aus der Vereinigung der Aa. metacarpeae

palmares II und III, und der distale Anteil stammt aus der A. digitalis lateralis und

medialis.

Die distalen nutritiven Gefäße entspringen allerdings alle aus der A. digitalis lateralis

bzw. medialis.

Die Ergebnisse von HERTSCH kann man mit den Ergebnissen unserer

Versuchsreihe vergleichen. Allerdings konnten wir anhand der einzelnen

- 149 -

Scheibenplastinate keine genauen Ergebnisse liefern, aus welchen proximalen

Gefäßen die proximalen nutritiven Gefäße genau entspringen.

Es macht den Anschein anhand unserer Ergebnisse, dass die proximalen nutritiven

Gefäße alle immer nur aus der A. digitalis lateralis bzw. medialis entspringen.

Allerdings ist diese Aussage anhand von diesen Scheibenplastinaten nicht mit aller

letzter Sicherheit zu stützen, da aufgrund der Sägevorgänge immer auch

Gewebeschichten komplett zerstört werden.

1996 stellten CORNELISSEN et al. anhand von artheriographischen und

histologischen Untersuchungen fest, dass es zu einer Verschiebung der

Gefäßversorgung der proximalen Sesambeine bei der Sesamoidose kommt.

Sie beschreiben anhand der Arteriographieergebnisse eine Verscheibung der

abaxialen Blutgefäßversorgung zu einer basalen Versorgung.

Histologisch konnten die von der Basis des Sesambeins kommenden

Versorgungsgefäße ein größeres Lumen als die abaxialen Gefäße aufweisen.

Auffällig bezüglich der Ergebnisse von CORNELISSEN et al. ist unser Präparat 3-10

in den Abbildungen 40 und 41.

Man erkennt besonders im basalen Bereich des dargestellten proximalen

Sesambeins eine große und dichte Ansammlung feiner Gefäße.

Im Vergleich dazu sieht der proximale Abschnitt gefäßarm aus.

Da leider die Krankengeschichte dieses Pferdes nicht bekannt ist, ist eine

Bestätigung der Ergebnisse von CORNELISSEN et al. nur schwer möglich.

4.5.2 Intraossäre Gefäßversorgung des Os compedale POHLMEYER untersuchte 1979 anhand der kombinierten Angiographie- und

Mazerationstechnik den diaphysären, proximalen epiphysären und distalen

epiphysären Anteil des Fesselbeins von Fohlen.

Im Bereich der Diaphyse befindet sich das Foramen nutricium gleich häufig auf der

dorsalen wie palmaren Seite.

Auf der dorsalen Seite befindet es sich immer auf halber Höhe der Medianen und auf

der palmaren Seite meistens medial in der distalen Hälfte.

Dorsal entspringt die A. nutricia aus dem Ramus dorsalis phalangis proximalis und

palmar aus dem Ramus palmaris phalangis proximalis.

- 150 -

Sind mehrere dieser nutritiven Gefäße vorhanden, so anastomosieren sie intraossär

miteinander.

Intraossär teilt sich die A. nutricia in einen proximalen und einen distalen Ast, die sich

weiter buschartig Richtung proximaler und distaler Epiphyse verzweigen.

Die proximale und distale Epiphyse weisen als selbständige Ossifikationszentren

eine eigene Vaskularisation auf.

Proximal des Ramus palmaris phalangis proximalis verbindet ein Arterienast die

beiden Digitalarterien. Aus diesem Ast entspringen Zweige die auf der Palmarseite

der proximalen Epiphyse in diese eindringen und deren Vaskularisation übernehmen.

Die intraossären Gefäße der proximalen Epiphyse kommunizieren nicht mit den nach

proximal gerichteten intraossären Gefäßen der Diaphyse.

Der Ramus palmaris phalangis proximalis gibt mehrere Äste in Richtung distaler

Diaphyse ab. Sie treten im Bereich der ehemaligen distalen Epiphysenfuge in den

Knochen ein.

Da es bereits zu einer vollständigen Ossifikation der distalen Epiphysenfuge

gekommen ist, kommunizieren die intraossär verlaufenden Gefäße von distaler

Epiphyse und Diaphyse miteinander.

1981 fand HERTSCH in seiner Habilitatonsschrift heraus, dass das Fesselbein

sowohl über die dorsale wie über die palmare Seite oder über beide Seiten nutritive

Gefäße erhält.

Palmar liegt das Foramen nutricium medial in der distalen Hälfte des Os compedale.

Auf der Dorsalseite liegt es in der Medianen auf halber Höhe.

Die A. nutricia teilt sich intraossär in ein proximales und distales Gefäßbüschel.

Der Bereich der proximalen Epiphyse enthält ebenfalls ein Gefäßgeflecht aus dem

Ramus dorsalis phalangis proximalis auf der palmaren Seite zwischen den

Digitalarterien.

Die distale Epiphyse enthält ebenfalls ein Gefäßgeflecht aus Ästen des Ramus

palmaris phalangis proximalis.

Beide Autoren kommen zu demselben Ergebnis, dass das Foramen nutricium sich

auf der Plantar-/ Palmarseite in der distalen Hälfte der Diaphyse medial befindet, und

auf der Dorsalseite auf halber Höhe in der Medianen.

Unsere Ergebnisse weichen etwas von den oben zitierten Ergebnissen von

POHLMEYER (1979) und HERTSCH (1981) ab.

- 151 -

Im Scheibenplastinat 1 befindet sich das Foramen nutricium der Plantarseite eher auf

halber Höhe lateral, während es sich im Scheibenplastinat 4 im distalen Drittel lateral

befindet und im Scheibenplastinat 5 ebenfalls auf halber Höhe, allerdings in der

Medianen.

Wir können also die Ergebnisse von POHLMEYER (1979) und HERTSCH (1981)

bezüglich des Foramen nutricium der Plantar-/ Palmarseite nicht bestätigen.

Zum Foramen nutricium auf der Dorsalseite kommen wir nur beim Scheibenplastinat

2 zu einem Ergebnis. Es befindet sich im proximalen Drittel des Fesselbeins auf der

Dorsalseite und zieht diagonal nach distal in das Cavum medullare.

Die Abbildungen 60, 61, 64 und 65 bestätigen die Ergebnisse von HERTSCH (1981)

und POHLMEYER (1979) zu der Gefäßversorgung der proximalen Epiphyse.

An der distalen Epiphyse konnten wir keine nutritiven Gefäße nachweisen.

Die intraossäre Gefäßverteilung im Fesselbein lässt sich an den Abbildungen 60, 62

und 64 verdeutlichen.

Analog zu den Ergebnissen von POHLMEYER (1979) und HERTSCH (1981) teilen

sich die nutritiven Gefäße der Diaphyse bei Eintritt in einen proximal und einen distal

verlaufenden Ast, die sich in Richtung der jeweiligen Epiphysen buschartig

verästeln.

Man erkennt zudem, dass die proximale Epiphyse eine eigenständige Versorgung

über nutritive Gefäße hat, die sich im Bereich der Epiphysenspongiosa dicht verästelt

und die konkave Form der proximalen Epiphyse aufnimmt.

Durch diese konkave Form des Gefäßnetzes in der proximalen Epiphyse kann man

vermuten, dass dieses Netz nicht mit dem Gefäßgeflecht der Diaphyse kommuziert.

Allerdings kann man diese Aussage anhand von Scheibenplastinaten nicht

letztendlich beweisen, da ein kompletter Gefäßverlauf durch die Scheibenplastinate

nicht möglich ist.

4.5.3 Intraossäre Gefäßversorgung des Os coronale

Ebenfalls 1979 untersuchte POHLMEYER das Os coronale in derselben Arbeit wie

oben schon erwähnt.

Er unterteilte das Kronbein in seine Diaphyse und seine proximale Epiphyse.

- 152 -

Die Diaphyse wird laut POHLMEYER durch eine starke A. nutricia aus dem Ramus

palmaris phalangis mediae versorgt. Zusätzlich versorgen zahlreiche feine Ästchen

aus dem Ramus palmaris phalangis mediae und dem Ramus dorsalis phalangis

mediae das Kronbein.

Im Cavum medullare teilt sich die A. nutricia mehrfach strahlenförmig auf und

vaskularisiert die gesamte Diaphyse exklusive der proximalen Epiphyse.

Die proximale Epiphyse besitzt selbständige Versorgungsäste, die palmar dem

Ramus palmaris phalangis mediae und in geringem Maße dorsal dem Ramus

dorsalis phalangis mediae entspringen.

Diese bilden beim Fohlen keine Anastomosen mit den Gefäßen der Epiphyse.

Der distale Bereich der Diaphyse erhält ebenfalls aus den Rami palmaris et dorsalis

phalangis mediae eine gesonderte Vaskularisation.

In seiner Habilitationsschrift zeigt HERTSCH (1981), dass das Gefäßgeflecht der

proximalen Epiphyse des Kronbeins doch mit dem Gefäßgeflecht der Diaphyse eines

erst 6 Tage alten Ponyfohlens anastomosiert.

Seine Präparate zeigen auf der Palmarseite je ein nutritves Gefäß für die proximale

Epiphyse und eins für die Diaphyse, welches sich auch in den distalen Bereich der

Diaphyse verästelt. Beide nutritiven Gefäße entspringen laut HERTSCH dem Ramus

palmaris phalangis mediae.

Das Scheibenplastinat 34 (Abb. 71) sowie das sekundäre Scheibenplastinat (Abb. 73

und 74) stärken die Aussage von POHLMEYER und HERTSCH, dass die proximale

Epiphyse und die Diaphyse des Kronbeins von je einer kräftigen A. nutricia versorgt

werden.

Während HERTSCH die intraossäre Gefäßversorgung des Kronbeins auf diese zwei

kräftigen Äste reduziert, zeigt POHLMEYER dass zusätzlich zahlreiche kleinere und

feinere Gefäße für die Vaskularisation vorhanden sind.

Zu demselben Ergebnis kommen wir, wenn man sich die Scheibenplastinate 4 (Abb.

68, 69), 5 (Abb. 70) und das sekundäre Scheibenplastinat (Abb. 72, 73) betrachtet.

Man erkennt, dass die proximale Epiphyse und die Diaphyse von zahlreichen

feineren Gefäßen auf der Dorsal- sowie auf der Plantar-/ Palmarseite versorgt wird.

- 153 -

4.5.4 Intraossäre Gefäßversorgung des Os sesamoideum distale

1971 veröffentlichten WINTZER und SCHLARMANN ihre Untersuchungen „Zur

arteriellen Blutversorgung des Strahlbeins und der Gleichbeine beim Pferd“.

Sie injizierten Bariumsulfat als Kontrastmittel und lagerten die Gliedmaße nach dem

Oxspring- Verfahren zur röntgenologischen Untersuchung.

Sie beschreiben eine dünnkalibrige Arterie, die sich bogenförmig von Ramus

dorsalis phalangis distalis abtrennt und im Lig. ungulosesamoideum liegt.

Diese kleine Arterie dringt mit sehr feinen Endverzweigungen in den Margo distalis

des Strahlbeins ein, ebenso in den gelenknahen Teil der Facies flexoria des

Hufbeins.

COLLES and HICKMAN (1977) zeigten in ihrer Arbeit „The arterial supply of the

navicular bone and ist variations in navicular disease“ die Blutgefäßversorgung des

Strahlbeins beim Foetus nach der Geburt und bei Strahlbeinerkrankungen.

Dafür wurden die Präparate makroskopisch, mikroskopisch und radiologisch

untersucht.

Die Ergebnisse zeigen, dass die Blutgefäßversorgung zum Zeitpunkt der Geburt von

Proximal und von Distal ausgeht.

Proximal gelangen die nutritiven Arterien vom Ramus palmaris/ plantaris phalangis

distalis im Bereich des schmalen Proximalrandes im mittleren Drittel ins Strahlbein

um sich darin mehrfach aufzuzweigen und mit der distalen Gefäßversorgung zu

anastomosieren.

Von distal ziehen die nutritiven Gefäße, ebenfalls vom Ramus palmaris/ plantaris

phalangis distalis, durch die Canales sesamoidales an dem gesamten konvexen

Distalrand, um sich ebenfalls innerhalb des Strahlbeins mehrfach zu verzweigen.

POHLMEYER (1979) fügte zu den oben erwähnten Ergebnissen hinzu, dass die

proximale Versorgung aus dem im Vergleich zur distalen Versorgung die schwächere

sei.

Intraossär findet eine relativ geringe Aufteilung der nutritiven Arterien statt, wobei es

auch hier zu Anastomosen kommt.

HERTSCH (1981) bestätigte die oben schon erwähnten Ergebnisse und fügte durch

seine Untersuchungen hinzu, dass über lateropalmar und mediopalmar ebenfalls

- 154 -

feine, aus der A. digitalis lateralis und medialis abgehende Gefäße ins Strahlbein

eintreten.

1983 untersuchten JAMES et al., in ihrer Arbeit „The arterial supply to the distal

sesamoid bones of the equine thoracic and pelvic limbs“ anhand von 24 Präparaten

ebenfalls die Blutgefäßversorgung des Strahlbeins.

Als Methoden wählten sie die Angiographie mit anschließender Mazeration und

makroskopischer Untersuchung.

Zu der mittlerweile bekannten proximalen und distalen Blutgefäßversorgung des

Strahlbeins erkannten JAMES und seine Mitarbeiter, dass es zusätzlich eine laterale

Blutversorgung gibt.

Jeweils lateral und medial des Margo distalis des Strahlbeins, im Bereich der nach

proximal gebogenen Seiten, wandern kleine feine Gefäße direkt aus der A. digitalis

lateralis und medialis in das Strahlbein

1987 griffen HERTSCH und DAMMER die Thematik ein weiteres Mal auf und

beschrieben in „Zur Durchblutung des gesunden und erkrankten Strahlbeins“ anhand

von kontrastmittelinjizierten und freipräparierten Strahlbein- Hufbein- präparaten , die

anschließend röntgenologisch Untersucht wurden, die Blutgefäßsituation im

Strahlbein.

Anhand ihrer pathologischen Veränderungen wurden die einzelnen Präparate in vier

Gruppen mit ansteigenden klinischen Befunden aufgeteilt.

An den Strahlbeinen der ersten Gruppe (unverdächtige Strahlbeine) belegten sie die

schon mehrfach erwähnten Ergebnisse der anderen Autoren.

Hier konnten sie auch anhand der Röntgenaufnahmen nach Oxspring die von

JAMES et al., beschriebenen lateralen Gefäße direkt aus der A. digitalis lateralis und

medialis nachweisen.

Schließlich nahmen RIJKENHUIZEN et al., 1989 „Die arterielle Versorgung des

Strahlbeins in gesunden Pferden“ nochmals auf.

Auch in ihren angiographischen und histologischen Studien konnten sie die drei

Versorgungsanteile (proximal, distal und lateral) des Strahlbeins feststellen.

Zusätzlich unterteilten sie das Strahlbein in Bereiche, die jeweils nur von einer, zwei

oder sogar drei Richtungen mit Gefäßen versorgt wurden.

- 155 -

Auch nach unseren Methoden, die Scheibenplastination und die sekundäre

Scheibenplastination, können diese Ergebnisse ansatzweise bestätigt werden.

Die Abbildung 77 mit ihrer Vergrößerung zeigt anschaulich die proximale und distale

Versorgung des Strahlbeins und anhand der Abbildung 78 b kann man sogar ein

laterales nutritives Gefäß, welches direkt aus der A. digitalis lateralis etspringt,

nachweisen.

4.5.5 Intraosseäre Gefäßversorgung des Os ungulare

August SCHUMMER (1949) fing, nachdem er das Injektionsverfahren mit Plastoid

entwickelt hatte, früh mit der Untersuchung der Blutgefäßversorgung des Hufes,

beziehungsweise des Hufbeins an.

In seiner Habilitation beschreibt er zunächst das gröbere extraossäre Gefäßsystem

im Hufbereich, anschleißend das feinere System der Hufleder- und Hufballenhaut.

1973 fing HERTSCH an, grob die Gefäßsituation in der Pferdezehe mit Hilfe der

Arteriographie weiter zu erforschen.

In „Zur Arteriographie der Zehe des Pferdes“ beschreibt er unter anderem die intra-

und extraossäre Gefäßsituation im Zehenbereich.

Auf Höhe des Strahlbeins gibt die A. digitalis lateralis und medialis den Ramus

dorsalis phalangis distalis (Hufwandarterie) ab.

Diese Hufwandarterie läuft bis zur Grenze der Seiten- und Dorsalwand, wo sie, durch

ein ein Wandloch tretend mit dem Arcus terminalis Verbindung aufnimmt.

Im Bereich der Seitenwand gibt die Hufwandarterie einen Ast in Richtung Sohlenrand

ab, der die Sohlenrandarterie bildet.

In der Sohlenrinne und durch das Foramen soleare wandert jeweils die A. digitalis

lateralis und medialis in den Canalis solearis und vereinigt sich im Arcus terminalis.

Im Vereich des Arcus terminalis entspringen einige Gefäße, die dorsal durch

Wandlöcher durch das Hufbein ziehen.

Nach distal verlassen mehrere Rami dorsales phalangis distalis den Arcus terminalis

und verlassen das Hufbein über die Sohlenrandlöcher und münden in die

Sohlenrandarterie

Die Ergebnisse von POHLMEYER (1979) bestätigen die bis dato groben Aussagen

von HERTSCH (1973) und zeigen zusätzliche Gefäße, die das Hufbein versorgen.

- 156 -

Seine Hauptvaskularisation erhält das Hufbein durch dorsal gerichtete zur Peripherie

hinziehende Seitenäste aus dem Arcus terminalis und durch Arterienzweige die sich

palmar bis zum Proc. extensorius des Hufbeins hinziehen.

Eine weitere wichtige Versorgung des Hufbeins geschieht über zwei etwa parallel

verlaufenden Gefäßquerverbindungen der A. digitalis lateralis und medialis im

Bereich der Facies flexoria.

Dort dringen feine Arterienzweige ins Hufbein ein und vaskualrisieren dieses.

In seiner Habilitationsschrift beschreibt HERTSCH (1981) nochmal den genauen

intraossären Verlauf der A. digitalis lateralis und medialis bis sie sich im Arcus

terminalis verbinden.

Der Canalis solearis, in dem die A. digitalis lateralis und medialis innerhalb des

Hufbeins verläuft, steigt erst dorsal an und knickt dann fast rechtwinklig und parallel

zur dorsalen Wandfläche distal ab.

Der Ramus palmaris phalangis distalis, der aus der Zehenseitenarterie entspringt,

entlässt einen dorsalen Zweig (Hufwandarterie) der durch die Wandrinne zieht und

mit dem Arcus terminalis anastomosiert.

Diese Anastomose erfolgt über den am weitesten peripher gelegenen Ramus

dorsalis phalangis distalis.

Die aus dem Arcus terminalis nach distal entspringenden Rami dorsales phalangis

distalis treten aus den Sohlenwandlöchern hervor und zweigen im rechten Winkel

nach distal ab und bilden die Sohlenrandarterie.

Diese zieht anschließend über die Facies solearis.

Nahc dorsal verlassen zahlreiche Äste den Arcus terminalis und treten durch die

Facies parietalis und die Spitze des Proc. extensorius aus.

Sie anastomosieren zum Teil mit den Aufzweigungen der Rami dorsales phalangis

mediae.

Die früheren Ergebnisse von HERTSCH (1981), POHLMEYER (1979) und

SCHUMMER (1949) lassen sich mit unseren Ergebnissen anhand der

Scheibenplastination bestätigen.

In der Abbildung 83, 85 und 86 wird der von HERTSCH (1981) beschriebene, fast

rechtwinklig abknickende, Canalis solearis deutlich gezeigt.

- 157 -

Die Rami dorsales phalangis distalis erkennt man sehr deutlich in den Abbildungen

86, 90 und 91 und die dorsalen Äste aus dem Arcus terminalis an den Abbildungen

87, 88 und 90.

Zusätlich zeigt die Abbildung 92 den Arcus terminalis im Anschnitt mit abgehenden

Rami dorsales phalangis distalis.

Die zusätzliche Gefäßversorgung über die Facies flexoria, die POHLMEYER (1979)

erwähnt, kann in der Abbildung 94 gezeigt werden.

4.6 Pathologische Veränderungen der Hufrehe im sekundären Scheibenplastinat

Abb. 99: sekundäres Scheibenplastinat 1-3 b, Rotation des Hufbeins

Im Bereich des Hufes kommt es besonders im chronischen Stadium mit einer

hochgradigen Hufbeinrotation zu Gewebs- und Gefäßzerstörungen aus denen nach

HERTSCH (1979) Kontrastmittel austreten kann.

Eindrucksvoll kann man hier den Verlust der Verbindung von Hufhorn und

darunterliegender Lederhaut erkennen und die damit verbundene Hufbeinrotation.

Durch die von mehrere Autoren vermutete Vasodilataton im Bereich des Hufes kann

es natürlich auch zu diesen dementsprechenden starken Einblutungen nach der

rotationsbedingten Gefäßzerstörung kommen (ENGILES 2010, FÜRST 2001,

POLLITT et al. 1998 a, POLLITT et al. 1998 b, POLLITT 2004, VAN EPS et al. 2004,

VAN EPS et al. 2012).

Abb. 99

- 158 -

Diesen selben Effekt kann man in der Abbildung 99 sehen, wo es zu einem Austritt

des flüssigen Gefäßkunststoffes kommt.

Vergleicht man die Verteilung des injizierten roten Kunststoffes dieser sekundären

Scheibenplastination mit der Verteilung des Kunststoffes in den Scheibenplastinaten

1 bis 5 (gesunde Hufabschnitte) kann man keinen klaren Gefäßverlauf in diesem

Hufbereich erkennen.

Aufgrund der starken Zerstörung des gesamten Hufgewebes und des Gefäßsystems

tritt der flüssige Kunststoff ungehindert aus diesem aus und verteilt sich im gesamten

Hufbereich.

4.7 Anwendungsmöglichkeiten für die Scheibenplastination in der Veterinärmedizin 4.7.1 Anwendungsmöglichkeiten im Studium

Seit mehreren Jahren werden nun auch vermehrt schichtbildgebende Diagnostik in

der Veterinärmedizin angewendet.

Insbesondere die Computertomographie oder die Magnet- Resonanz Tomographie

werden vermehrt in gut ausgestatteten tierärztlichen Kliniken angeboten. Da es bei

den praktizierenden Tierärzten leider immer noch Defizite in der richtigen

Interpretation der Schnittbilder gibt, bzw. Schwierigkeiten physiologische von

pathologischen Strukturen zu unterscheiden, ist der Bedarf an entsprechenden

Fortbildungs-veranstaltungen und Workshops entsprechend groß.

Im Rahmen dieser Fortbildungsveranstaltungen besteht die Möglichkeit, dass die

Strukturen in Scheibenplastinaten direkt mit den abgebildeten Strukturen verglichen

werden und so eine Synopsis aus Bildgebung und Anatomie entsteht.

Bei solchen anatomischen Besonderheiten können Scheibenplastinate helfen, den

Studierenden den Aufbau der Strukturen besser zu verstehen und zu lernen.

Im klinischen Bereich, sowohl in der Lehre als auch in der Diagnostik, können diese

Scheibenplastinate auch als Anschauungs- und Orientierungshilfen bei

computertomografischen, magnetresonanztomografischen und sonografischen

Untersuchungsmethoden zur Hilfe genommen werden.

- 159 -

Bereitet es doch grade Studierenden und Berufsanfängern häufig Schwierigkeiten

diese zweidimensionalen Darstellungen auf dem Bildschirm richtig zu erkennen und

zu interpretieren.

Die Scheibenplastinate können auch dem behandelnden Arzt helfen, seinem

Patienten die Darstellungen dieser schichtbildgebenden Verfahren besser zu

veranschaulichen.

In der Diagnostik von Krankheiten der Tiere treten mehr und mehr die bildgebenden

Verfahren in den Vordergrund.

Ultraschallgeräte, Magnetresonanztompgraphen und Computertomographen

nehmen in der Diagnostik einen immer größeren Stellenwert ein.

Gehört in eine Tierarztpraxis ein Ultraschallgerät schon zum Standard, so ist es in

der Tierklinik ein MRT oder CT.

Viele Studenten haben Probleme mit der Interpretation und Deutung von

Schnittbildern, seien es Darstellungen von Magnetresonanztomographie-,

Computertomographie- oder Sonographiegeräten.

Um ihnen ein besseres Verständnis dieser Schnittbilder während des Studiums zu

verschaffen eignen sich Scheibenplastinate hervorragend.

Dabei sind die Möglichkeiten der Plastinationen unbegrenzt.

Dreidimensionale Schnittbildatlanten von verschiedenen Körperabschnitten, sei es

Abdomen oder Gliedmaßen, könnten durch diese Methode bald in jeder

anatomischen Sammlung der Veterinärmedizinischen Universitäten stehen.

Ebenso ermöglichen die Scheibenplastinate ganz andere Einblicke in die Anatomie.

Stehen doch meist in den Sammlungen Skelettpräparate und einzelne in Formalin

getränkte, einheitlich vergraute Organpräparate, anhand derer man einzelne

Bereiche oder Organe sicherlich gut studieren kann. Das Studium der ganzheitlichen

Anatomie eines Tieres ist daran aber nur schwer möglich.

Dafür bleiben dem Studenten nur die wenigen Stunden an zum Teil älteren

Situspräparaten im Präparationskurs.

Zusätzlich bietet eine weitere abgewandelte Methode der Scheibenplastination, die

BIODUR® P- 35- Technik, die Möglichkeit Scheibenplastinate von Gehirnscheiben

herzustellen (VON HAGENS 1985).

- 160 -

Das dabei verwendete BIODUR® P 35 eignet sich hervoragend zur Plastination von

Gehirnscheiben. Die Eigenschaften dieses Kunststoffes bewirken eine besonders

gute farbliche Differenzierung zwischen grauer und weißer Hirnsubstanz (BIODUR®

PRODUKTKATALOG 2006).

Als Härter dient dem Kunststoff BIODUR® P 35 der BIODUR® Härter A 9

(BIODUR® PRODUKTKATALOG 2006).

Die selben Möglichkeiten stehen der Lehre der Pathologie zur Verfügung. Auch hier

können Scheibenplastinate von verschiedenen Veränderungen angefertigt werden,

die in Form, Farbe und Struktur für lange Zeit erhalten bleiben.

4.7.2 Anwendungsmöglichkeiten in der Fortbildung und Workshops

Laut Tierärztekammer Nordrhein muss sich jeder Tierarzt im Beruf mindestens 8

Stunden im Jahr fortbilden. Bei Tierärzten mit Zusatzbezeichnung und bei

Fachtierärzten sind es noch mehr Stunden (BERUFSORDNUNG DER

TIERÄRZTEKAMMER NORDRHEIN § 5 (2) 1. 1997).

Zusätzlich gibt es die Akademie für tierärztliche Fortbildung (ATF) der

Bundestierärztekammer e.V. (BTK), in die man als praktizierender Tierarzt freiwillig

eintreten kann.

Laut den STATUTEN DER AKADEMIE FÜR TIERÄRZTLICHE FORTBILDUNG,

gemäß Beschluss der Delegiertenversammlung der Bundestierärztekammer vom

05. Dezember 2008, ist jedes Mitglied verpflichtet sich im Jahr mindestens 40

Stunden fortzubilden.

Viele Fortbildungen fallen in den Bereich der darstellbaren Diagnostik, besonders der

Sonographie.

Auch hier können Scheibenplastinate als Einzelplastinate oder gar als Atlas gute

Hilfestellungen bieten.

Ebenso gibt es Fortbildungen und Workshops die neue Operationsmöglichkeiten

vorführen.

Auch hier können Plastinate als Anschauungshilfen dienen.

- 161 -

Zusätzlich kann man mit ihnen auch den biomechanischen Erfolg oder Misserfolg

von neuen Operationstechniken an Präparaten feststellen.

Als Beispiel kann hier ein OP- Workshop für Hüftendoprothesen für Hunde dienen:

An toten Hunden versuchen Chirurgen nach einer bestimmten Methode,

Hüftendoprothesen einzusetzen.

Der Erfolg oder Misserfolg der Operation kann anhand von sekundären

Scheibenplastinaten der Hufgelenksregion betrachtet werden.

Ebenfalls kann man Präparate der Scheibenplastination und sekundären

Scheibenplastination, besonders im Bereich der distalen Pferdegliedmaße, für

Fortbildungen und Workshops für Hufschmiede nutzen

4.7.3 Anwendungsmöglichkeiten in der Forschung und bei neuen OP- Techniken Es besteht auch die Möglichkeit anhand toter Tiere neue Operationstechniken zu

entwickeln oder alte Methoden weiter zu entwickeln oder neuartige Endoprothesen

und/ oder neuartige Bandersätze zu erforschen.

Anhand von Scheibenplastinaten und sekundären Scheibenplastinaten besteht die

Möglichkeit die Biomechanik zu kontrollieren und den sauberen und richtigen Sitz

von Endoprothesen zu begutachten.

Ebenso können pathologische Veränderungen in Form, Farbe und Struktur

festgehalten und erforscht werden.

Vielleicht hilft diese Methode auch irgendwann die genaue Pathogenese der Hufrehe

zu entschlüsseln und damit der Therapie und Prophylaxe neue Ansatzpunkte zu

verschaffen.

4.7.4 Anwendungsmöglichkeiten in der tierärztlichen Praxis

Für den niedergelassenen Tierarzt können Scheibenplastinate die

Komunikationsbarriere zwischen ihm und den Tierbesitzern verringern wenn es um

bestimmte komplexe Erkrankungen oder Operationen geht.

Anhand des Scheibenplastinates eines Rehehufs wird dem Besitzer auf einfache und

einprägsame Art gezeigt was bei dieser Krankheit passieren kann.

Dem Tierarzt bleiben also ausschweifende Exkursionen in die Anatomie und

Zeichengeschick erspart.

- 162 -

5 Zusammenfassung Seit Jahrzehnten versuchen Wissenschaftler intraossäre Gefäße darzustellen.

Vom 12. bis 16. April 1977 demonstrierte von Hagens der Anatomischen

Gesellschaft in Aachen seine „Neue Möglichkeiten der Kunststoffeinbettung für

histologische Großpräparate und makroskopische Trockenpräparate“.

Diese neue Möglichkeit der Kunststoffeinbettung führte in der Humanmedizin zu

einer Revolution der Plastination.

Endlich ist es möglich verschiedenste Gewebe in toto oder in Scheiben nahezu

naturgetreu zu konservieren.

Mit Hilfe der daraus weiterentwickelten Methoden der Scheibenplastination und

sekundären Scheibenplastination nach Notermans sind sechs distale

Pferdefußabschnitte präpariert worden, um die intraossäre Blutgefäßversorgung

darstellen zu können.

Fünf Zehenendorgane wurden mit der Scheibenplastination und ein Zehenendorgan

mit Hilfe der sekundären Scheibenplastination präpariert.

Die Scheibenplastination und die sekundäre Scheibenplastination sind Methoden um

intraossäre Blutgefäße darzustellen. Man benötigt dafür jedoch ein hohes Maß an

dreidimensionalen Vorstellungsvermögen um den Verlauf einzelner Gefäße über

mehrere Plastinatsscheiben verfolgen zu können.

Darüber hinaus zeigen beide Methoden weitere Vorteile gegenüber anderen

Fixationsmethoden.

Fast alle Gewebe lassen sich anhand beider Techniken in ihrer natürlichen Position

und Form darstellen. Zudem sind sie geruchsfrei, infektionslos und extrem haltbar.

Der Vorteil der sekundären Scheibenplastination gegenüber der

Scheibenplastination liegt in der Möglichkeit Präparate mit eingelagertem Metall, wie

zum Beispiel Endoprothesen, als Scheibenplastinat darzustellen.

Die Nachteile beider Techniken sind die hohen Kosten für Verbrauchsmaterial und

Gerätschaft, sowie der hohe zeitliche Aufwand um bestimmte Problematiken zu

zeigen.

- 163 -

6. Summary . For several decades scientists try to present intraosseous blood vessels in

anatomical specimen.

From 12th to 16th April in 1977 von Hagens demonstrated his “ New possibilities in

plastic embedding of histological specimen and dry macroscopical specimen” to the

anatomical society in Aachen.

This new possibility of plastic embadding in human medicine led to a revolution in

anatomical an histological plastination.

From that day on it is possible to preserve several, in toto or sliced, biological tissues

almost realistic.

With this kind of methods, the slice plastination an the secondary slide plastination,

we dissected six distal limbs of horses to demonstrate the intraosseous blood supply.

Five distal limbs were dissected by the method of the slide plastination, one distal

limb was dissected by the method of the secondary slide plastination.

Both methods of slice plastination can demonstrate intraosseous blood vessels.

But therefor you need a high degree of three- dimensional visual thinking to track the

pathway of several blood vessels in those plastinate slices.

Moreover both methods gain leverage as compared with other methods of tissue

fixation.

Nearly each biolgical tissue can be demonstrated in their natural form and position.

They are also odourless, infectionless and extremly durable.

The advantage of the secondary slice plastination in comparison to the secondary

slice plastination is the option to demonstrate an anatomical specimen with metall

prostheses, like endoprotheses, in sliced plastinates.

The disadvantages of both methods are the enormus costs for expendable items and

equipment, and the extra effort to demonstrate specific problematics.

- 164 -

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8. Danksagung Meinem Doktorvater, Herrn Prof. Dr. Dr. Arnhold, danke ich besonders für die

Ermöglichung dieser Arbeit parallel zu meiner täglichen Arbeit als praktizierender

Tierärzt, sowie für die gute und freundliche Unterstützung und Betreuung.

Dem leider auf mittlerweile tragische Art verstorbene Herr Prof. Dr. Koebke danke ich

für das zur Verfügungstellen der Materialien und Räumlichkeiten seines

Anatomischen Institutes der Universität zu Köln.

Frau J. Kniffka danke ich für die radiologischen Lösungen dieser Arbeit.

Mein besonderer Dank gilt meinem Lehrer und Freund, Herrn H. P. Notermans,

Präparator des Anatomischen Institutes der Universität zu Köln, für die Unterstützung

während der gesamten Arbeit.

Ein ganz besonderer Dank geht an meine Eltern, an meine Frau und an meine

Tochter Lotta für die Ermöglichung des Studiums der Tiermedizin in München, sowie

der stetigen Unterstützung während dieser Arbeit.

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Die intraossäre Blutgefäßversorgung der distalen...

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