Entwicklung eines Verfahrens zur oxidativen Behandlung von ... · 5.6 Hemmwirkung 41 5.7...

Abschlussbericht

zu dem aus Haushaltsmitteln des BMWA über die

geförderten Forschungsvorhaben

Nr. 13147 N

Entwicklung eines Verfahrens zur oxidativen Behandlung

von Krankenhausabwasser-Teilströmen - insbesondere

zur Eliminierung von Zytostatika im Abwasser

Forschungsstellen:

1.) Institut für Energie- und Umwelttechnik e.V. (IUTA)

Bliersheimer Str. 60

47229 Duisburg

2.) Fraunhofer Institut für Umwelt-, Sicherheits- und Energietechnik UMSICHT

Osterfelder Str. 3

46047 Oberhausen

Projektleitung:

Dr. rer. nat. Thekla Kiffmeyer (IUTA)

Wissenschaftliche Bearbeitung:

Dipl.-Chem. Jochen Türk (IUTA)

Dipl.-Ing. Bettina Becker (Fraunhofer UMSICHT)

Dr.-Ing. Stephan Kabasci (Fraunhofer UMSICHT)

IUTA / Fraunhofer UMSICHTAiF - Abschlussbericht 2004 2

Ort, Datum Unterschrift des Leiters und Stempelabdruck

der Forschungsstelle Ort, Datum Unterschrift des Leiters und Stempelabdruck

der Forschungsstelle


Inhaltsverzeichnis

1 Forschungsthema 8

2 Zusammenfassung 8

3 Wissenschaftlich-technische und wirtschaftliche Problemstellung 11 3.1 Vorkommen und Auswirkungen von Pharmaka in der Umwelt 11 3.2 Stand der Technik - Ansätze zur Reduzierung der Pharmazeutikabelastung 13 3.3 Forschungsziel 17

4 Material und Methoden 19 4.1 Auswahl der zu untersuchenden Substanzen 19 4.2 Entwicklung der Substanzanalytik 22 4.2.1 HPLC-Messbedingungen 22 4.2.2 MS/MS-Messbedingungen 22 4.2.3 Matrix-Kalibration 24 4.2.4 Stabilität der Analysenproben 25 4.2.5 Auswertung der Oxidationsversuche 26 4.3 Laboranlage für AOP-Versuche 28 4.4 Auswahl der UV-Quellen 29 4.5 Ozon 30 4.6 Technische Durchflussreaktoren und UV-Quellen 31 4.7 Behandlungsvolumen und Temperierung 33 4.8 Arbeitsanweisung zur Versuchsdurchführung 34

5 Analytische Kontrolle der Dekontaminationsversuche (Methoden) 36 5.1 Elektrospray - Massenspektrometrie (ESI-MS) 36 5.2 Absetzvolumen 40 5.3 Biochemischer Sauerstoffbedarf (BSB) 40 5.4 Chemischer Sauerstoffbedarf (CSB) 40 5.5 Bewertung der biochemischen Abbaubarkeit 41 5.6 Hemmwirkung 41 5.7 Leuchtbakterienhemmtest 42 5.8 Genotoxizität (umu-Test) 42 5.9 Transmission und Trübung 43

6 Ergebnisse 44 6.1 Trinkwasser 44 6.2 Synthetisches Abwasser 46 6.3 Dotierte Toilettenabwässer 47 6.3.1 Absetzverhalten 48 6.3.2 Hg-Niederdruckstrahler + H2O2 50 6.3.3 Hg-Mitteldruckstrahler + H2O2 53 6.3.4 Hg-Mitteldruckstrahler + O3 54 6.3.5 Hg-Mitteldruckstrahler + O3 + H2O2 56 6.3.6 technischer Hg-Mitteldruckstrahler (Durchflussreaktor) + H2O2 58 6.3.7 Photooxidation 59 6.3.8 Ozonisierung 60 6.4 Untersuchungen zum Nachweis von Oxidations- bzw. Abbauprodukten 62


6.5 Oxidationstests mit weiteren Substanzen 64

7 Modellierung und Planung der Versuchsanlage 65

8 Wirtschaftlichkeitsanalyse 72

9 Diskussion und Ausblick 74

10 Wirtschaftliche Bedeutung des Forschungsthemas für kleine und mittlere Unternehmen (kmU) 78

10.1 Voraussichtliche Nutzung der Forschungsergebnisse 78 10.2 Möglicher Beitrag zur Steigerung der Leistungs- und Wettbewerbsfähigkeit

der kmU 79

11 Veröffentlichungen 80

12 Literaturverzeichnis 83

13 Anhang 89


Abbildungsverzeichnis Abbildung 1: Vergleich der drei effektivsten Verfahrensvarianten anhand der

Halbwertszeit τ der Leitsubstanz Cyclophosphamid (CP) bei der oxidativen Behandlung von dotierten Toilettenabwässern 9

Abbildung 2: Eintragspfade von Pharmazeutika in die aquatische Umwelt 14 Abbildung 3 : LC-MS/MS-Chromatogramm (TIC) eines dotierten Toilettenabwassers

(100 µg/L). Messung der einzelnen MRM-Übergänge in drei Zeitfenstern: 24 Abbildung 4: Vergleich der Stabilität von Cyclophosphamid in Abwasserproben bei

unterschiedlichen Lagerungsbedingungen 26 Abbildung 5: Versuchsaufbau mit Hg-Nd-Strahler unter Zugabe von Ozon (links) und

Laboranlage mit Hg-Nd-Strahler mit externer Temperierung (rechts) 28 Abbildung 6: Strahler und Laborreaktor der Fa. Heraeus sowie Emissionsspektren der

beiden Strahler. 29 Abbildung 7: Laborversuchsstand (Blasensäule) zur Ozonisierung der Fa. Wedeco 30 Abbildung 8: Halbtechnischer Strahler (links) mit Vorratsgefäß und Kühler der Fa.

UMEX 32 Abbildung 9: Graphische Darstellung der Laborversuchsanlage 33 Abbildung 10: Fließschema zur Durchführung der Oxidationsversuche 35 Abbildung 11: Produkt-Ionen-Analyse mit einem Triple-Quadrupol-Gerät 36 Abbildung 12: Triple-Quadrupol-Massenspektrometer (LC-MS/MS) zur Quantifizierung

der Pharmazeutikarückstände in den Abwasserproben 38 Abbildung 13: Ion Trap Massenspektrometer (LC-MSn) zur Strukturaufklärung 38 Abbildung 14: Schemazeichnung einer Ionenfalle; 1: Ringelektrode, 2+3: Endkappen

(Ein- und Auslass) 39 Abbildung 15: Antibiotika in Leitungswasser, RT, kl. Reaktor (800 ml), 1 ml H2O2, O3 44 Abbildung 16: Zytostatika in Leitungswasser, RT, kl. Reaktor (800 ml), 1ml H2O2, O3 45 Abbildung 17: Oxidationsversuche mit Leitungswasser (Ergebnisse Leuchtbakterien-

hemmtest) 45 Abbildung 18: Oxidationsversuche mit Leitungswasser (Ergebnisse Genotoxizität) 46 Abbildung 19: Skizze der Probenahmestelle beim IUTA 47 Abbildung 20: Absetzkurven von frischem Toilettenabwasser (jeweils mit Doppel-

bestimmung) 49 Abbildung 21: Oxidationsmittel-Vergleich, Cyclophosphamid-Abbau in UMSICHT-

Abwasser 50 Abbildung 22: Temperaturabhängigkeit des Substanzabaus 51 Abbildung 23: Abbau Zytostatika, Hg-Niederdruck-Strahler, AW 4, 3 Liter, 30 °C,

2 g/L H2O2 Ermittelte Halbwertszeit für Cyclophosphamid: τ = 15,3 min 51 Abbildung 24: Abbau Antibiotika, Hg-Niederdruck-Strahler, AW 4, 3 Liter, 30 °C,

2 g/L H2O2 Ermittelte Halbwertszeit für Cyclophosphamid: τ = 15,3 min 52


Abbildung 25: Abbau Zytostatika, Hg-Mitteldruck-Strahler, AW 3, (3 Liter), 30°C, 2 g/L H2O2 53

Abbildung 26: Abbau Antibiotika, Hg-Mitteldruck-Strahler, AW 3, (3 Liter), 30°C, 2 g/L H2O2 53

Abbildung 27: Abbau Zytostatika, Hg-Mitteldruck-Strahler, AW 4 (3 Liter), 30°C, O3. 54 Abbildung 28: Abbau Antibiotika, Hg-Mitteldruck-Strahler, AW 4 (3 Liter), 30°C, O3. 55 Abbildung 29: Abbau Zytostatika, Hg-Mitteldruck-Strahler, AW 4 (3 Liter), 30°C,

1 g/L H2O2, 80 mg/min L-1 O3. 56 Abbildung 30: Abbau Antibiotika, Hg-Mitteldruck-Strahler, AW 4 (3 Liter), 30°C,

1 g/L H2O2, 80 mg/min L-1 O3. 56 Abbildung 31: Abbau Cyclophosphamid und Sulfamethoxazol, technischer Hg-

Mitteldruck-Strahler, AW 5 (6 Liter), 22-38°C, 90 mg/L H2O2 58 Abbildung 32: Abbau Zytostatika, Technischer Hg-Mitteldruck-Strahler, AW 4 (6 Liter),

ca. 40°C 59 Abbildung 33: Abbau Antibiotika, Technischer Hg-Mitteldruck-Strahler, AW 4 (6 Liter),

ca. 40°C 60 Abbildung 34: Abbau Zytostatika Ozonisierung, AW 3, 4 Liter, 20 °C Beim

Konzentrationsanstieg von Cytarabin handelt es sich um ein Artefact 61 Abbildung 35: Abbau Antibiotika Ozonisierung, AW 3, 4 Liter, 20 °C 61 Abbildung 36: Ion Trap Massenspektrum nach 10 Minuten Behandlungsdauer von 1000

µg/L Cyclophosphamid in VE-Wasser mittels Hg-Nd und 1g/L H2O2 bei 30°C. 62

Abbildung 37: Ion Trap Massenspektrum nach 10 Minuten Behandlungsdauer von 1000 µg/L Ciprofloxacin in VE-Wasser mittels Hg-Nd und 1g/L H2O2 bei 30°C. 63

Abbildung 38: Abbau Hormone Hg-Niederdruck-Strahler, AW 6, 3 Liter, 30°C, 1 g/L H2O2 64

Abbildung 39: Graphische Darstellung des Box-Behnken-Plans für drei Faktoren und drei Stufen 66

Abbildung 40: Profile für Prognosewerte und Erwünschtheit 67 Abbildung 41: Graphische Darstellung der empirischen Modellfunktion 67 Abbildung 42 Bilanzierung 68 Abbildung 43: Auslegung der Demonstrationsanlage, Konzept Antrag 69 Abbildung 44: Folgeprojekt - Schematischer Aufbau der Demonstrationsanlage 71


Tabellenverzeichnis Tabelle 1: Elektrochemisches Standardpotenzial gängiger Oxidationsmittel 15 Tabelle 2: Für die Untersuchungen ausgewählte Zytostatika und deren toxisches

Potential 19 Tabelle 3: Zytostatika- und Antibiotika-Verbrauchsmengen in einzelnen Kliniken

sowie Deutschlandweit 21 Tabelle 4: Gradienteneinstellungen der HPLC-Pumpe 22 Tabelle 5: MS/MS-Einstellungen und Nachweisgrenzen (s/n = 3:1) der entwickelten

Analysemethode für die untersuchten Zytostatika und Antibiotika 23 Tabelle 6: Matrixeffekt bei der LC-MS/MS: Signalintensitäten bei gleicher

Konzentration in Abhängigkeit von der Matrix am Beispiel von 5-FU und Cyclophosphamid (c=100 µg/L) 25

Tabelle 7: Bezeichnungen und Konzentrationen der Kalibrationsstandards 27 Tabelle 8: Vergleich der eingesetzten UV-Apparaturen. 31 Tabelle 9: Gängige Triple-Quadrupol-Massenspektrometer-Techniken 37 Tabelle 10: Bewertung der biochemischen Abbaubarkeit 41 Tabelle 11: Zusammensetzung des synthetischen Abwassers (pro 1 Liter) 46 Tabelle 12: Vergleich des Überstands der abgesetzten Toilettenwässer mit

kommunalem Abwasser 48 Tabelle 13: Summenparameter und Genotoxizität zu dem in Abbildung 23 und

Abbildung 24dargestellten Versuch 52 Tabelle 14: Summenparameter und Genotoxizität zu dem in Abbildung 27 und

Abbildung 29 dargestellten Versuch 54 Tabelle 15: Summenparameter und Genotoxizität zu den in Abbildung 29 und

Abbildung 30 dargestellten Versuchen 57 Tabelle 16: Summenparameter und Genotoxizität: technischer Hg-

Mitteldruckstrahler, AW 4, 4 Liter, 1 g/L H2O2, 58 Tabelle 17: Summenparameter und Genotoxizität zu den in Abbildung 34 und

Abbildung 35 dargestellten Versuchen 61 Tabelle 18: Box-Behnken-Plan – Faktoren und Niveaus der Einflussgrößen 66 Tabelle 19: Kostenrechnung für die Behandlungsanlage 72 Tabelle 20: Gegenüberstellung der Behandlung von Kläranlagenablauf und

Toilettenablauf 73 Tabelle 21: Vergleich der untersuchten Verfahrensvarianten anhand der

Halbwertszeit τ und des Substanzabbaus der Leitsubstanz Cyclophosphamid (CP) sowie der Toxizitätsreduktion nach umu-Test. 75


1 Forschungsthema

Entwicklung eines Verfahrens zur oxidativen Behandlung von Krankenhausabwasser-Teilströmen - insbesondere zur Eliminierung von Zytostatika im Abwasser

2 Zusammenfassung

Die unkontrollierte Verteilung von Arzneimitteln in der Umwelt und die vermuteten nachteiligen

Auswirkungen auf den Menschen und die Natur werden derzeit intensiv untersucht und disku-

tiert. Aufgrund positiver Befunde sehen Wissenschaftler und Regulierungsbehörden konkre-

ten Handlungsbedarf im Sinne einer vorsorglichen Minimierung des Eintrags. Für die Umset-

zung der geplanten Vorgaben fehlen aber bisher effektive und wirtschaftlich vertretbare

Technologien für diese komplexe Problemstellung.

Neben Einträgen aus Landwirtschaft und Haushalten werden über Krankenhausabwässer

u. a. hochwirksame Pharmazeutika wie z.B. Zytostatika und bestimmte Antibiotika in das Ab-

wassersystem eingetragen. Zur Minderung solcher Einträge wurde im Rahmen des hier bear-

beiteten Forschungsvorhabens ein Verfahren zur Behandlung von hochbelasteten

Klinikabwasser-Teilströmen entwickelt und im Labormaßstab erprobt.

Vorversuche haben ergeben, dass eine aufwändige Feststoffseparierung, wie sie z.B. die

Membranfiltration darstellt, nicht notwendig ist. Es reicht aus, nach drei- bis vierstündiger Se-

dimentation das Toilettenabwassers direkt zu behandeln, weil die untersuchten Pharmazeuti-

ka und deren Metaboliten sehr gut wasserlöslich sind und in Sedimentationsexperimenten

keine Adsorption an die Feststoffphase festgestellt werden konnte. Damit entfällt auch eine

aufwändige Behandlung der Sedimente. Der Überstand wurde mit erweiterten Oxidationsver-

fahren (advanced oxidation processes – AOP) behandelt, bei denen die Wirksamkeit der ver-

wendeten UV-Strahlung, Art und Menge des Oxidationsmittels, die Behandlungsdauer, Tem-

peratur und der Einfluss verschiedener Reaktionsvolumina untersucht wurde. Für die ent-

sprechenden Laborversuche wurden sieben Zytostatika und sechs Antibiotika verwendet.

Die Ergebnisse zeigen, dass ein Abbau (> 99%) sowie eine Reduktion der ökotoxikologischen

Eigenschaften (> 95 %) mit verschiedenen Verfahren erreicht werden kann. Die Behand-

lungszeiten liegen zwischen 10 und 90 Minuten, je nachdem welches Oxidationsmittels (Ozon


oder Wasserstoffperoxid) eingesetzt oder welcher UV-Strahler (Quecksilber-

Niederdruckstrahler oder -Mitteldruckstrahler) verwendet wurde. Allerdings zeigten die Unter-

suchungen auch, dass einige Verfahren eine nur hinreichende Wirksamkeit aufweisen.

Schlechte Ergebnisse erzielten im Labormaßstab die Kombinationen von Ozon/UV bzw. O-

zon/H2O2/UV. Diese Varianten wurden daher für die weitere Betrachtung ausgeschlossen. Bei

den anderen geprüften Verfahren (Hg-Nd/H2O2, Hg-Md/H2O2, und Ozon ohne UV-Strahlung)

war auffällig, dass sich deutliche Unterschiede zwischen den Laborergebnissen und den ers-

ten Untersuchungen an halbtechnischen Anlagen ergaben, die aber leicht erklärbar sind. Bei

den Versuchen im halbtechnischen Maßstab konnte eine wesentlich höhere spezifische Leis-

tung über die UV-Strahler eingebracht werden und der Abbau gegenüber den Laborversu-

chen beschleunigt werden. Die Verbesserungen bei der Ozonisierung sind im Wesentlichen

auf der Verwendung eines besseren Ozoneintragssystems begründet.

Zusammenfassend sind in Abbildung 1 die Ergebnisse der drei effektivsten Verfahrensvarian-

ten im Labor und im halbtechnischen Maßstab gegenübergestellt. Leitsubstanz zur Verfah-

rensbeurteilung über die Halbwertszeit τ ist das am schwersten zu oxidierende Cyc-

lophosphamid (CP).

Hg-Nd-Strahler

Hg-Md-Strahler

Ozonisierung

halbtechnische Anlage

Labormaßstab

3,9

26> 100

3,8

0,4 2,60

5

10

15

20

25

30

Hal

bwer

tsze

it τ τ τ τ

(CP)

[min

]

Abbildung 1: Vergleich der drei effektivsten Verfahrensvarianten anhand der Halbwertszeit τ der Leitsubstanz

Cyclophosphamid (CP) bei der oxidativen Behandlung von dotierten Toilettenabwässern (bezogen auf ein Reaktorvolumen von 1L); Hg-Nd: Quecksilber-Niederdruck, Hg-Md: Quecksilber-Mitteldruck,


Für das effektivste Laborverfahren - Quecksilber-Niederdruck-Strahler in Kombination mit

Wasserstoffperoxid als Oxidationsmittel - wurde ein gemischt deterministisch-statistisches

Modell entwickelt. Auf der Basis der ermittelten Modellparameter erfolgte die Planung einer

Versuchsanlage zur Demonstration des Verfahrens im technischen Maßstab.

Wirtschaftlichkeitsschätzungen für die Behandlung des Toilettenablaufs im Krankenhaus zei-

gen, dass mit Behandlungskosten im Bereich von etwa 10 €/m³ Abwasser zu rechnen ist. Ein

auf die abgebaute Substanzmenge bezogener Vergleich zeigt, dass das Verfahren mit 10 €/g

wesentlich effektiver ist als eine Zerstörung der Substanzen im Kläranlagenablauf (70 €/g).

In dem im November 2003 beantragten Folgeprojekt sollen die aussichtsreichen Technolo-

gien (Hg-Nd-Strahler und Hg-Md-Strahler mit Wasserstoffperoxid sowie Ozonisierung) im

praxisnahen Betrieb einer Demonstrationsanlage evaluiert und im Hinblick auf Effektivität und

insbesondere Wirtschaftlichkeit weiter optimiert werden. Die Ergebnisse dieser F&E-Arbeiten,

die Erstellung eines Funktionsmusters zur Behandlung von Toilettenabläufen und die De-

monstration der Effektivität im realen Maßstab bilden die wissenschaftlich-technischen Grund-

lagen für die Umsetzung und Markteinführung dieser innovativen und wirtschaftlichen Tech-

nologie zur Reduzierung von Arzneimitteleinträgen durch die im Bereich der Abwasserreini-

gung tätigen kmU.


3 Wissenschaftlich-technische und wirtschaftliche Problemstellung

Arzneimittelwirkstoffe bzw. deren aktive Metaboliten gelangen mit den Patientenausscheidun-

gen in das Abwassersystem. Einige dieser Substanzen konnten außer in den Kläranlagenab-

läufen auch in Oberflächen-, Grund und Trinkwasser nachgewiesen werden. Aufgrund des

weitverbreiteten Vorkommens von Arzneimitteln in der Umwelt und dem vermuteten Zusam-

menhang mit beobachteten endokrinen Wirkungen, der Ausbreitung von Resistenzen sowie

den mutagenen Eigenschaften von Klinikabwässern sehen Wissenschaftler und Vertreter von

Umweltbehörden derzeit akuten Handlungsbedarf. Im Vergleich mit anderen Minimierungs-

strategien erscheint dabei die Behandlung hoch belasteter Teilströme von Kliniken besonders

erfolgversprechend, da die Konzentrationen im Abwasser von Krankenhäusern wesentlich

höher sind, als in kommunalen Abwässern.

Diese Erkenntnisse werden voraussichtlich zukünftig zur Forderung nach Risikominderungs-

maßnahmen unter anderem auch durch die anlagentechnische Erweiterung der Abwasserbe-

handlung führen. Geeignete Behandlungsmethoden bzw. -anlagen, mittels derer eine effekti-

ve Reduzierung der Arzneimittelbelastung in Abwässern möglich ist, stehen jedoch derzeit

nicht zur Verfügung. Die Komplexität der Matrix von Sanitärabwasser sowie die Heterogenität

der Wirkstoffklasse bedingen einen hohen Forschungsaufwand bei der Entwicklung entspre-

chender Verfahren.

3.1 Vorkommen und Auswirkungen von Pharmaka in der Umwelt

Bislang wurden in Deutschland mehr als 80 verschiedene pharmazeutische Wirkstoffe in ver-

schiedenen aquatischen Umweltkompartimenten nachgewiesen [1-10]. Haupteintragspfad

sind die Ausscheidungen medikamentös therapierter Personen bzw. Tiere. Produktionsab-

wässer und unsachgemäße Entsorgung spielen nur eine untergeordnete Rolle. Am weitesten

verbreitet sind Wirkstoffe mit hohen Verbrauchsmengen (Analgetika, Lipidsenker, Hormone

etc.). Die höchsten Konzentrationen finden sich in Abwässern von Kliniken (µg/L- bis mg/L-

Bereich). Die Mehrzahl der bislang untersuchten Pharmazeutika erwies sich sowohl in Labor-

versuchen als auch bei Untersuchungen der Zu- und Abläufe von Kläranlagen als nicht biolo-

gisch abbaubar [1-14]. Einige dieser Substanzen bzw. deren Metaboliten konnten außer in

den Kläranlagenabläufen auch in Oberflächen-, Grund- und Trinkwasser nachgewiesen wer-

den [5, 8, 15].


Für die ökotoxikologische Relevanz einer pharmazeutischen Substanz sind neben den von

Verbrauchsmengen, Ausscheidungsraten, Stabilität und Persistenz abhängigen Umweltkon-

zentrationen insbesondere die durch diese Belastungen zu erwartenden Wirkungen auf expo-

nierte Organismen bzw. den Menschen ausschlaggebend. Diskutiert werden hier vor allem

genotoxische bzw. mutagene Effekte (Zytostatika, Virustatika, Immunsuppressiva, bestimmte

Antibiotika usw.), endokrine Wirkungen (Hormone, bestimmte Zytostatika u.a.) sowie die

Ausbreitung von Antibiotikaresistenzen. Die genannten Effekte können im Gegensatz zu den

therapeutisch beabsichtigten Wirkungen von Pharmazeutika bereits durch sehr niedrige Kon-

zentrationen ausgelöst werden, insbesondere, wenn eine langanhaltende Exposition gegeben

ist. Mögliche Zusammenhänge mit z.B. der beobachteten Verweiblichung von aquatischen

Lebensformen, dem verstärkten Vorkommen antibiotikaresistenter Mikroorganismen im Be-

reich von Kläranlagen, aber auch mit entsprechenden Phänomenen beim Menschen, werden

derzeit intensiv untersucht [16, 17].

Auf Grund dieser Ergebnisse werden zurzeit in Deutschland auf Länder- und Bundes-, aber

auch auf EU-Ebene verschiedene Monitoring- und Minimierungskonzepte für Pharmazeutika

analog zu vergleichbaren Industriechemikalien oder Pflanzenschutzmitteln verfolgt [10, 18-

21]. Bereits heute sehen die Regelungen des deutschen und europäischen Arzneimittelrechts

eine Prüfung der ökotoxikologischen Eigenschaften bei der Neuzulassung von Veterinärarz-

neimitteln vor. Eine entsprechende Regelung für Humanarzneimittel ist in Vorbereitung. [22].

Das Verfahren sieht für jede Substanz die Abschätzung der zu erwartenden Umweltkonzent-

rationen PEC (predicted environmental concentration) und die Bestimmung der ökotoxikolo-

gisch unbedenklichen Konzentration PNEC (predicted no effect concentration) vor. Liegt das

Verhältnis PEC/PNEC über dem derzeitigen Triggerwert von 0,01, so sind gestufte Maßnah-

men zur genaueren Untersuchung und Bewertung des Umweltrisikos und ggf. zur Verringe-

rung des Eintrags gefordert. Ab einem Wert > 1 wird ein Risiko für die Umwelt angesehen.

Anstelle der erwarteten Umweltkonzentrationen (PEC) wurden im Rahmen der BLAC-

Untersuchungen 2003 (Bund/Länderausschusses für Chemikaliensicherheit) [10] für eine ex-

emplarische Umweltbewertung die gemessenen Umweltkonzentrationen MEC (measured

environmental concentration) in die Betrachtung mit einbezogen. Von den ausgewerteten

neun Arzneimitteln lagen Ciprofloxacin und Ethinylestradiol über dem Wert von 1, Carbama-

zepin im Bereich von 0,1 bis 1 und Clofibrinsäure, Diclophenac, Ibuprofen sowie Propanolol

im Bereich von 0,001 bis 0,01. Für das Zytostatikum Ifosfamid wurde ein Wert von 0,001 und

für das sehr häufig eingesetzte, toxikologisch allerdings kaum relevante Röntgenkontrastmit-

tel Iopromid ein Wert zwischen 0,00001 und 0,0001 bestimmt. Diese Ergebnisse zeigen, dass


trotz der hohen Unsicherheitsfaktoren für einige Pharmazeutika ein direkter Handlungsbedarf

besteht. Des Weiteren ist aufgrund der sogenannten „However-Klausel“ dieses Vorgehen für

mutagene, endokrin wirkende sowie resistenzerzeugende Pharmazeutika grundsätzlich erfor-

derlich, unabhängig von den im Wesentlichen aus den Verbrauchsmengen berechneten PEC-

und den daraus folgenden PEC(MEC)/PNEC-Werten.

Vor diesem Hintergrund wird in der öffentlichen Diskussion großes Interesse an der Verringe-

rung des Arzneimitteleintrags in die Umwelt geäußert und das Fehlen geeigneter Technolo-

gien beklagt [9, 23]. Auch die stark steigende Zahl nationaler und internationaler Forschungs-

projekte und Tagungen, die sich mit dieser Problematik befassen, macht den Forschungsbe-

darf und die Notwendigkeit zur Entwicklung angemessener Verfahren deutlich [24-27].

Klinikabwässer als Punktquellen enthalten nicht nur die höchsten Konzentrationen verschie-

dener Pharmazeutika, sondern, da deren Verabreichung i.d.R. stationär erfolgt, zugleich den

überwiegenden Anteil hochwirksamer und besonders toxischer Medikamente. . All diese Sub-

stanzen gehören in die nach den neuen EU-Regelungen unabhängig von ihren Verbrauchs-

mengen zu den zu berücksichtigenden Substanzen [22]. Nach Abschätzungen und ersten

Untersuchungen ist bei Antibiotika mit einer Konzentration im Klinikabwasser von ca. 1 mg/L,

bei Zytostatika mit 0,01-0,1 mg/L zu rechnen [8, 23]. In Teilströmen können diese Konzentra-

tionen punktuell sogar wesentlich höher sein. Das Gesamtabwasser von Krankenhäusern ist

zwar in seiner Zusammensetzung in vielen Hinsicht mit kommunalen Abwasser vergleichbar,

wird aber aufgrund seiner Belastung mit Medikamenten, Diagnostika, Desinfektionsmittel und

Laborchemikalien zunehmend als problematischeres Abwasser angesehen [23]. Aus ver-

schiedenen Untersuchungen ist bekannt, dass Klinikabwasser häufig mutagene und bakteri-

entoxische Eigenschaften aufweist [23, 28]. Als Ursache wurden verschiedene Arzneimittel,

insbesondere die in der Chemotherapie eingesetzten Zytostatika sowie bestimmte Antibiotika,

wie z.B. Fluorochinolone, identifiziert [29-31].

3.2 Stand der Technik - Ansätze zur Reduzierung der Pharmazeutikabelastung

In der Humanmedizin und hier insbesondere in der Therapie lebensbedrohlicher Erkrankun-

gen ist im Gegensatz zum industriellen, landwirtschaftlichen, aber auch veterinärmedizini-

schen Einsatz umweltbelastender Chemikalien eine Vermeidung bzw. ein Ersatz der Sub-

stanzen aus Risiken/Nutzen-Erwägungen in der Regel nicht zu vertreten. Daher bleibt im We-

sentlichen nur die Möglichkeit der nachgeschalteten Reduktion der Pharmazeutikabelastun-


gen durch Behandlung der belasteten Abwässer, für die es wie in Abbildung 2 dargestellt je

nach Eintragspfad verschiedene Ansatzpunkte gibt:

Arzneimittel

StationäreVerabreichung

Ausscheidungen

Toilettenablauf

Klinikabwasser

Kläranlagenzulauf

Kläranlagenablauf

Trinkwasser-aufbereitung

Humanarzneimittel Veterinärarzneimittel

AmbulanteVerabreichung

Ausscheidungen

Toilettenablauf

Häusliches Abwasser

Stallhaltung Weidehaltung

Gülle/Mist Gülle/Mist

Oberflächengewässer

Gülleausbringung

„Run off“ „Run off“

Abbildung 2: Eintragspfade von Pharmazeutika in die aquatische Umwelt

Grundsätzlich gilt: Je früher die Elimination erfolgt, desto kürzer ist die Einwirkzeit zwischen

den Substanzen und dem Ökosystem, wodurch eventuelle schädliche Einflüsse minimiert

werden. Beim Ansatzpunkt Trinkwasseraufbereitung kann zwar der Mensch vor Arzneimitteln

sowie weiteren toxischen Chemikalien geschützt werden, die Exposition der Umwelt bleibt

dagegen unverändert. Außerdem lassen sich relativ kleine, hochkonzentrierte Volumina in der

Regel effektiver und kostengünstiger behandeln.


Durch Verdünnung, Adsorption sowie chemischen und biologischen Abbau nehmen die Arz-

neimittelkonzentrationen auf dem Weg über Zu- und Abläufe von Kläranlagen, Oberflächen-,

Grund- und Trinkwässern entsprechend ab. Allerdings wäre zur Erfassung aller Arzneimittel

am Freisetzungsort die dezentrale Behandlung sehr verschiedener Matrices in Kliniken, dem

häuslichen Bereich sowie in der Landwirtschaft erforderlich.

In bisherigen Forschungsprojekten zu dieser Thematik wurden vor allem oxidative Verfahren

in Verbindung mit einer entsprechenden Vorbehandlung untersucht. Überwiegend werden

dabei die sogenannten advanced oxidation processes (AOP) [32-41] eingesetzt. Bei diesen

Verfahren werden die Wasserinhaltsstoffe mit Hilfe von Ozon oder Wasserstoffperoxid bzw.

einer Kombinationen beider Oxidationsmittel in Verbindung mit UV-Strahlung umgesetzt. Die

Oxidation erfolgt hierbei im Wesentlichen über die entstehenden Hydroxylradikale, welche

unter den in der Abwasserbehandlung üblicherweise eingesetzten Oxidationsmitteln das

größte Oxidationspotenzial ( V81,2)OH(E0H =⋅ ) besitzen. Zum Vergleich sind in Tabelle 1 die

elektrochemischen Potenziale gängiger Oxidationsmittel aufgeführt.

Tabelle 1: Elektrochemisches Standardpotenzial ( 0HE ) gängiger Oxidationsmittel

Oxidans 0HE [V]

F2 2,87

•OH 2,81

O3 2,07

H2O2 1,76

MnO4- 1,70

Cl2 1,36

O2 1,23

In Gleichung 3.1 und 3.2 sind Startreaktionen von erweiterten Oxidationsverfahren mit H2O2

und der Kombination aus H2O2 und Ozon dargestellt. Der eigentliche Abbaumechanismus

besteht aus komplexen Folgereaktionen und ist stark systemspezifisch. Im Detail sind diese

Vorgänge insbesondere für Multikomponentensysteme, wie sie reale Abwassermatrices übli-

cherweise darstellen, bisher kaum untersucht und nicht vollständig prognostizierbar. Nachtei-

lig bei diesen Verfahren ist, dass Hydroxyl-Radikale naturgemäß sehr reaktiv sind und uner-

wünscht mit anderen Bestandteilen der Wassermatrix, sogenannten Scavengern, wie z.B.


Carbonationen reagieren. Durch diese Konkurrenzreaktionen kann die Effizienz der Abbau-

vorgänge erheblich verringert werden [42, 43].

OH2OH )nm254(h22 ⋅ → ⋅υ (3.1)

OHROHHR 2+⋅→⋅+−

2

)nm254(h322 O3OH2O2OH +⋅ →+ •υ (3.2)

OHROHHR 2+⋅→⋅+−

Nachfolgend werden einige der in verschiedenen aktuellen Vorhaben entwickelten Konzepte

vorgestellt und verglichen.

Die Sammlung der Patientenausscheidungen und deren anschließende Entsorgung durch

Hochtemperaturverbrennung wurde zwar diskutiert, aufgrund des erforderlichen hohen logis-

tischen Aufwandes und den daraus folgenden Kosten bei Sammlung, Lagerung, Transport

und Verbrennung bei keinem Vorhaben in Erwägung gezogen.

Mit dem Hauptziel der Nährstoffrückgewinnung aus Urin wurden verschiedene Separationstoi-

letten entwickelt [44-46]. Hierbei werden Faeces und Urin getrennt und die flüssige Phase, die

den Großteil der Wirksubstanzen enthält, kann einer gesonderten Aufarbeitung zugeführt

werden. Derzeit ist die Nutzungsdauer derartiger Toiletten noch relativ begrenzt. Zudem ist

z.B. bei Erbrechen oder Durchfällen die Trennung von Fest- und Flüssigphase nicht mehr

gewährleistet. Neben den höheren Kosten für Installation, Reinigung und Wartung der Trenn-

toiletten sind auch hier die o.g. Probleme des Transports und der weiteren Behandlung der

belasteten Flüssigkeiten zu lösen.

In dem hier durchgeführten Forschungsvorhaben ist die Sammlung der Toilettenabläufe und

nach einer passiven Separierungsstufe deren direkte Behandlung vor Ort vorgesehen. Dies

hat den Vorteil, dass eine effektive Behandlung von relativ kleinen Volumenströmen mit ho-

hen Substanzkonzentrationen möglich ist, ohne dass dadurch der Klinikbetrieb gestört wird.

Logistische Probleme treten bei diesem Ansatz nicht auf. Einzig die technische Infrastruktur

(separate Toilettenablaufleitungen und ein kleiner Nebenraum) muss von den Kliniken bereit-

gestellt werden. Bei Neubauten ist dieses in der Regel leicht zu berücksichtigen, bei Altbauten

wären zumeist Umbaumaßnahmen zum Anschluss derartiger Anlagen notwendig.


Weitere Lösungsansätze befassen sich mit der Behandlung sehr großer Volumenströme.

Dies gilt z.B. für die Behandlung des gesamten Krankenhausabwassers. Hier müssen neben

den mit Pharmazeutika belasteten Toilettenabwässern auch Spül- sowie ggf. Küchen- und

Wäschereiabwässer behandelt werden, was wesentlich höhere Investitions- und Betriebskos-

ten zur Folge hat. Auch sind im Gesamt-Klinikabwasser die Konzentrationen niedriger, so

dass der wesentliche Energieaufwand nicht zur Zerstörung der unerwünschten Problemstof-

fen eingesetzt wird, sondern mit der Abwassermatrix abreagiert.

Im Rahmen der EU-Forschungsvorhaben POSEIDON, ERAVMIS und REMPHARMAWATER

werden derzeit Technologien zur Entfernung von Arzneistoffen in Kläranlagen und Wasser-

werken entwickelt [19-21]. Bei der Behandlung des Kläranlagenablaufs und des Trinkwassers

durch z.B. Ozonisierung liegen die Pharmazeutika bereits stark verdünnt vor, und das zu be-

handelnde Volumen ist beträchtlich, wodurch die auf die Menge der enthaltenen Pharmazeu-

tika bezogenen Kosten relativ hoch sind.

3.3 Forschungsziel

Ziel des Projekts ist die Entwicklung eines Verfahrens für eine effektive und kostengünstige

Behandlung hochbelasteter Klinikabwasser-Teilströme.

Stellvertretend für andere Arzneimittel sowie weitere relevante organische Problemstoffe soll

die Entwicklung anhand ausgewählter Zytostatika und Antibiotika durchgeführt werden. Ge-

eignete oxidative Verfahren sind im Labormaßstab zu testen und zu optimieren. Durch Erwei-

terung der Oxidationsstufe um vor- und nachgeschaltete Aufbereitungs- und Aufarbeitungs-

schritte soll ein für die skizzierte Aufgabenstellung geeignetes Verfahren entwickelt werden.

In einem Folgeprojekt sollen diese Verfahren als Grundlage für die Entwicklung einer De-

monstrationsanlage zur Behandlung von Krankenhausabwässern dienen.

Vor dem Hintergrund des allgemein zunehmenden Interesses an einer Reduzierung des Arz-

neimitteleintrags in die Umwelt soll im Rahmen des Vorhabens zunächst gezeigt werden,

dass eine effektive Reduzierung des Gehaltes toxischer Medikamente in Klinikabwässern

technisch realisierbar ist. Durch Festlegung der Verfahrensparameter können dabei die An-

forderungen an eine entsprechende Kompaktanlage spezifiziert werden. Die Ergebnisse der

wirtschaftlichen Betrachtung werden außerdem die vor Einführung einer solchen Technologie

erforderliche Abschätzung des finanziellen Aufwandes ermöglichen.


Über die konkrete Zielsetzung hinaus sind aus der Durchführung des skizzierten Untersu-

chungsvorhabens grundlegende Erkenntnisse über die oxidativ/chemische Behandlung von

Sanitärabwasser sowie über Abbauverhalten, -geschwindigkeit und -produkte der untersuch-

ten Substanzen unter verschiedenen Bedingungen zu erwarten.


4 Material und Methoden

4.1 Auswahl der zu untersuchenden Substanzen

Die Entwicklung des Verfahrens zur Behandlung von Klinikabwasser wurde stellvertretend für

andere organische Substanzen anhand der Substanzgruppe der Zytostatika durchgeführt. Die

Vertreter dieser Gruppe sind verhältnismäßig gut untersucht und besitzen, verglichen mit den

anderen in der Diskussion stehenden Wasserinhaltsstoffen das größte toxische und ökotoxi-

sche Potenzial. Der weitaus größte Anteil dieser Substanzen wird stationär verabreicht und ist

damit einer entsprechenden Abwasserbehandlung zugänglich.

Aus den ca. 60 derzeit in Deutschland eingesetzten Zytostatika wurden in Zusammenarbeit

mit dem projektbegleitenden Ausschuss entsprechend den Verbrauchsmengen, dem toxi-

schen Potential sowie den relevanten physikalisch chemischen Eigenschaften folgende Sub-

stanzen unterschiedlicher Polarität für das Untersuchungsvorhaben ausgewählt:

Tabelle 2: Für die Untersuchungen ausgewählte Zytostatika und deren toxisches Potential

Substanzklasse Typ toxisches Potential [47-54]

5-Fluorouracil Antimetabolit Uracilderivat IARC-Gruppe 3, nicht klassifizierbar

Chlorambucil Alkylans Stickstofflostderivat IARC-Gruppe 1, erwiesenermaßen kanzero-gen beim Menschen

Cyclophosphamid Alkylans Stickstofflostderivat IARC-Gruppe 1, erwiesenermaßen kanzero-gen beim Menschen

Cytarabin Antimetabolit Cytidinderivat bisher nicht von IARC be-handelt

Etoposid Pflanzenalkaloid Epidophyllotoxin IARC-Gruppe 2A*, wahrscheinlich kanzerogen beim Menschen

Ifosfamid Alkylans Stickstofflostderivat IARC-Gruppe 1, erwiesenermaßen kanzero-gen beim Menschen

Methotrexat Antimetabolit Folsäurederivat IARC-Gruppe 3, nicht klassifizierbar

IARC: International Agency for Research on Cancer; Eingruppierung von toxischen Stoffen aufgrund ihrer

kanzerogenen Wirkung

*in Kombination mit cis-Pt und Bleomycin IARC-Gruppe 1: erwiesenermaßen kanzerogen beim Menschen


Des Weiteren wurde die Ausdehnung der Untersuchungen auf die folgenden, häufig einge-

setzten sowie biologisch schwer bzw. nicht abbaubaren Antibiotika beschlossen:

• Amoxicillin • Penicillin G

• Cefuroxim • Ofloxacin

• Chloramphenicol • Sulfamethoxazol

• Ciprofloxacin • Trimethoprim

Neben Chloramphenicol, das ebenfalls als kanzerogener Stoff eingestuft ist, sind insbesonde-

re die Flourochinolone besonders interessant. Diese sind biologisch nicht abbaubar und sie

tragen, wie bereits oben ausgeführt, im Wesentlichen zur erhöhten Genoxizität von Kranken-

hausabwässern bei. Die restlichen Antibiotika sind aufgrund ihrer hohen Verbrausmengen

und vor dem Hintergrund möglicher Resistenzbildungen relevant. Beim Versuch, die

Verbrauchsmengen der Zytostatika und Antibiotika zu erheben, zeigte sich, dass es insbe-

sondere für den Klinikbereich keine öffentlich zugänglichen Statistiken gibt. Aus diesem

Grund konnten bei der Zusammenstellung der in Tabelle 3 dargestellten Werte nur auf publi-

zierte Einzelwerte und persönliche Mitteilungen einzelner Kliniken zurückgegriffen werden.


Tabelle 3: Zytostatika- und Antibiotika-Verbrauchsmengen in einzelnen Kliniken sowie Deutschlandweit [55, 56, 10]

45 Zytostatika-Apotheken[g/Jahr]

Einzelwert[g/Jahr]

BLAC [kg/Jahr]

Min Max Medi-an Kran-

kenhaus Apo-theke Gesamt

5-Fluorouracil 100 10.500 3.115 4.245 - - -

Chlorambucil - - - 0 - - -

Cyclophosphamid 90 3.200 787 1.129 259 127 385

Cytarabin - - - 430 - - -

Etoposid - - - 82 - - -

Ifosfamid 0 5.132 633 133 164 6 170

Methotrexat - - - 78 - - -

Amoxicillin - - - - 12.574 102.810 115.384

Cefuroxim - - - - - - -

Chloramphenicol - - - - 16 187 202

Ciprofloxacin - - - - 5.589 12.385 17.973

Penicillin G - - - - 6.059 390 6.449

Ofloxacin - - - - 272 2.007 2.279

Sulfamethoxazol - - - - 6.539 47.061 53.600

Trimethoprim - - - - 1369 10.057 11.427-: keine Angaben


4.2 Entwicklung der Substanzanalytik

Zur Kontrolle der Wirksamkeit des Behandlungsverfahrens wurde eine substanzspezifische

Analysemethode für Pharmazeutika in Abwasser mittels LC-MS/MS entwickelt. Dabei war es

notwendig, dass zur Kontrolle der Versuchsergebnisse bei der Verfahrensentwicklung eine

einfache und empfindliche Analysenmethode zur Verfügung stand. Dies konnte mit der nach-

folgend beschriebenen LC-MS/MS-Methode realisiert werden.

4.2.1 HPLC-Messbedingungen

Pumpenmodell: Agilent 1100 LC Binary Pump (Agilent Technologies)

Säule: NUCLEODUR 100-5 C18EC 125*3mm (Macherey-Nagel)

Mobile Phase: A: 0,1% Ameisensäure in VE-Wasser (v/v)

B: 0,1% Ameisensäure in Acetonitril (v/v)

Injektionsvolumen: 20 µL

Gradient: siehe Tabelle 4

Tabelle 4: Gradienteneinstellungen der HPLC-Pumpe

Zeit [min] Flussrate [µl/min] bei 30°C

A [%] B [%]

0,0 400 95 5

2,0 400 95 5

13,5 400 50 50

14,0 400 95 5

17,0 400 95 5

4.2.2 MS/MS-Messbedingungen

Modell: API 3000 Triple Quadrupol MS (Applied Biosystems)

Ionisierung: TurboIonsprayTM (ESI+ und ESI-)

Gas-Einstellungen (numerische Werte):

Nebulizer Gas: 15

Curtain Gas: 12

Collision Gas: 6


Geräte-Einstellungen:

IonSpray-Spannung: + 5000 V im positiven und – 4500 V im negativen Messmodus

Temperatur: 500 °C

Dwell Time: 150 ms

Settling Time: 700 ms

Tabelle 5: MS/MS-Einstellungen und Nachweisgrenzen (s/n = 3:1) der entwickelten Analysemethode für die

untersuchten Zytostatika und Antibiotika

Q1

[amu]

Q3

[amu]

DP

[V]

FP

[V]

CE

[eV]

CXP

[V]

NWG

[µg/L]

5-Fluorouracil 129,0 42,0 -50,0 -350,0 -28,0 -5,0 0,5

Chlorambucil* 266,1 248,2 -31,0 -190,0 -26,0 -17,0 0,5

Cyclophosphamid 261,0 139,9 31,0 60,0 31,0 10,0 0,2

Cytarabin 244,1 112,1 16,0 120,0 19,0 8,0 0,5

Etoposid 589,2 229,0 16,0 130,0 21,0 16,0 2

Ifosfamid 261,0 92,1 36,0 200,0 37,0 8,0 0,2

Methotrexat 453,2 324,0 -56,0 -300,0 -30,0 -23,0 0,5

Amoxicillin 366,1 208,1 46 310 19 14 2

Cefuroxim 423,0 207,0 -51,0 -320,0 -18,0 -15,0 0,5

Chloramphenicol 321,1 152,1 -76,0 -330,0 -24,0 -17,0 0,5

Ciprofloxacin 332,1 288,2 56,0 340,0 27,0 24,0 2

Ofloxacin 362,1 318,0 61,0 340,0 27,0 24,0 2

Penicillin V 349,1 208,0 -56 -350 -14 -17 1

Sulfamethoxazol 254,1 150,0 71,0 350,0 23,0 12,0 0,5

Trimethoprim 291,1 261,1 56,0 320,0 35,0 20,0 0,2 * Messung des Dihydroxyhydrolyseproduktes; Q1 = Precurser-Ion, Q3 = Fragment-Ion, DP = Declustering-Potential, FP = Ring

Voltage, CE = Collision-Energie,CXP = Collision Cell Exit Potential, s/n = Signal zu Rausch Verhältnis, NWG: Nachweisgrenze

Zur Empfindlichkeitssteigerung wurde die Messung der 15 Substanzen in drei Zeitfenster un-

terteilt. In Abbildung 3 ist das Chromatogramm einer dotierten Abwasserprobe dargestellt.


Abbildung 3 : LC-MS/MS-Chromatogramm (TIC) eines dotierten Toilettenabwassers (100 µg/L). Messung der

einzelnen MRM-Übergänge in drei Zeitfenstern: t1: 0 – 3,3 min; t2: 3,3 – 10,8 min; t3: 10,8 – 18 min. Zytostatika: Cytarabin (1), 5-Flourouracil (2), Chlorambucil (4), Methotrexat (6), Ifosfamid (11), Cy-clophosphamid (13) und Etoposid (14); Antibiotika: Amoxicillin (3), Trimethoprim (5), Ofloxacin (7), Ciprofloxacin (8), Cefuroxim (9), Sulfamethoxazol (10), Chloramphenicol (12), Penicillin V (15).

4.2.3 Matrix-Kalibration

Bei der LC-MS/MS-Methodenentwicklung wurde festgestellt, dass aufgrund von starken Mat-

rixeffekten eine Matrix-Kalibration zur Auswertung der Abbauversuche notwendig ist. Wie der

Vergleich der drei unterschiedlichen Matrices in Tabelle 6 zeigt, können diese Störungen so-

wohl zu Signalunterdrückungen als auch zu Signalverstärkungen führen. Für Untersuchungen

von realen Abwässern, insbesondere Gesamt-Klinikabwässern oder Kläranlagenzu- und

-abläufen, ist eine zusätzliche Aufreinigung und Aufkonzentrierung mittels Festphasenextrak-

tion notwendig.


Tabelle 6: Matrixeffekt bei der LC-MS/MS: Signalintensitäten bei gleicher Konzentration in Abhängigkeit von der Matrix am Beispiel von 5-FU und Cyclophosphamid (c=100 µg/L)

5-Flurouracil [cps]

Cyclophosphamid [cps]

Wasser 12200 591000

synthetisches Abwasser 7240 620000

Toilettenabwasser 10500 765000 cps: counts per second

4.2.4 Stabilität der Analysenproben

Bei den ersten Untersuchungen wurde festgestellt, dass die Lagerungsdauer der dotierten

Abwasserproben einen entscheidenden Einfluss auf die Abbauergebnisse hat. Um dies ge-

nauer zu quantifizieren, wurde die Stabilität der Proben in einer speziellen Versuchreihe

(V 16) näher untersucht. Hierzu wurden die aus dem Reaktor entnommenen Lösungen unter-

schiedlich gelagert und zu verschiedenen Zeiten mittels LC-MS/MS gemessen (siehe

Abbildung 4):

1. Probe sofort in Eiswasser gekühlt und am selben Tag gemessen.

2. Probe bei Raumtemperatur aufbewahrt und am selben Tag gemessen.

3. Probe bei Raumtemperatur aufbewahrt, 24 Stunden bei 4°C gelagert und danach ge-

messen.

4. Probe bei Raumtemperatur aufbewahrt, 24 Stunden bei Raumtemperatur gelagert und

danach gemessen.

Dabei zeigte sich, dass es keine signifikanten Unterschiede zwischen der sofortige Eisbad-

kühlung gegenüber der Lagerung bei Raumtemperatur während der Versuchsdurchführung

gibt. Dagegen konnte unabhängig von der Lagerungstemperatur ein deutlicher Intensitätsver-

lust bei den Messungen nach einem Tag festgestellt werden. Erste TOC-Messungen zeigten

ein ähnliches Verhalten. Daraus lässt sich schließen, dass nach Versuchsende ohne UV-Licht

durch vorhandene Restoxidationsmittel eine langsame Weiterreaktion stattfindet. Aus diesem

Grund wurden alle folgenden Versuche noch am selben Tag mittels LC-MS/MS gemessen. Im

weiteren Verlauf des Forschungsvorhabens konnte das für die Weiterreaktion verantwortliche

Restperoxid mit Katalase zerstört werden. Dadurch konnten auch reproduzierbare Analysen-

ergebnisse nach dem Einfrieren der Proben bei -18°C gewährleistet werden.


0

20000

40000

60000

80000

100000

120000Pe

akflä

che Eisbad+Messung

RT+MessungLagerung 1Tag / 4°CLagerung 1Tag / RT

Abbildung 4: Vergleich der Stabilität von Cyclophosphamid in Abwasserproben bei unterschiedlichen Lage-

rungsbedingungen

4.2.5 Auswertung der Oxidationsversuche

Zur Bewertung der einzelnen Oxidationsversuche wurde mittels der oben beschriebenen

LC-MS/MS-Multimethode die Pharmazeutikakonzentration in Abhängigkeit der Zeit bestimmt.

Die meisten Versuche wurden im Bereich der zu erwartenden Abwasserkonzentrationen von

100 µg/L für Zytostatika und 1000 µg/L für Antibiotika durchgeführt. Die Matrixkalibration wur-

de mit 5 mL des undotierten filtrierten Abwassers (bzw. synthetischen Abwassers) und 5 mL

des dotierten und filtrierten Abwassers (bzw. synthetischen Abwassers) hergestellt. Zur Quan-

tifizierung wurde die in Tabelle 7 dargestellte Kalibrationsreihe verwendet.


Tabelle 7: Bezeichnungen und Konzentrationen der Kalibrationsstandards

Bezeichnung c (Antibiotika) c (Zytostatika)

Std. 1 1000/100 1000 µg/L 100 µg/L

Std. 2 750/75 750 µg/L 75 µg/L

Std. 3 500/50 500 µg/L 50 µg/L

Std. 4 250/25 250 µg/L 25 µg/L

Std. 5 100/10 100 µg/L 10 µg/L

Std. 6 10/1 10 µg/L 1 µg/L

Die Quantifizierung erfolgte mittels gewichteter (1/x) Matrixkalibration. Neben dem Substanz-

abbau wurde zum besseren Vergleich der einzelnen Versuche die Halbwertszeit τ von Cyc-

lophosphamid, dem am schwersten zu oxidierenden Zytostatikum, bestimmt. Die Auswertung

der Versuche zeigte, dass sich die Abbaukinetik wie bei anderen oxidativen Verfahren zur

Zerstörung von organischen Schadstoffen verhält. Die Eliminierung der Pharmazeutika kann

hinreichend genau durch kinetische Ansätze erster Ordnung beschrieben werden [42, 57]. Die

Bestimmung der Reaktionsgeschwindigkeit k erfolgt durch Integration von Gleichung 4.1:

0ckdtdc ⋅=− (Gleichung 4.1)

tkcclntk

cclndtk

cdc 0

0

t

0

c

c 00

⋅=⇒⋅−=⇒⋅−= ∫∫ (Gleichung 4.2)

Trägt man ccln 0 gegen die Zeit t auf, so erhält man eine Gerade mit der Steigung k. Die

Halbwertszeit erhält man unter der Voraussetzung, dass 2cc 0= ist. Eingesetzt in Gleichung

4.3 ergibt sich Gleichung 4.4.

tkccln0

⋅−= (Gleichung 4.3)


k2ln=τ (Gleichung 4.4)

Die Halbwertszeiten für Cyclophosphamid sind im Anhang in Tabelle A1 zusammengefasst

und bei den einzelnen Versuchen nochmals aufgeführt.

4.3 Laboranlage für AOP-Versuche

In der zur Verfügung stehenden Laboranlage der Fa. Heraeus (siehe Abbildung 5, Abbildung

6 und Abbildung 9) wurden verschiedene Matrices und Oxidationsverfahren untersucht und

verglichen. Die ersten Versuche wurden mit dotiertem Leitungswasser und synthetischem

Abwasser durchgeführt. In den weiteren Versuchen wurde mit dotiertem realem Toilettenab-

wasser gearbeitet. Das Reaktorvolumen beträgt je nach verwendetem Strahler 800 bis

950 mL. Die Zugabe von Oxidationsmittel erfolgt über die seitlich angebrachten Stutzen. Zur

besseren Durchmischung, Probenahme und Temperierung wird die zu behandelnde Lösung

mit einer Schlauchpumpe im Kreislauf geführt.

Abbildung 5: Versuchsaufbau mit Hg-Nd-Strahler unter Zugabe von Ozon (links) und Laboranlage mit Hg-Nd-

Strahler mit externer Temperierung (rechts)


4.4 Auswahl der UV-Quellen

Für den Vergleich der UV-Quellen stand für die Laboranlage ein Quecksilber-Niederdruck-

Strahler (Hg-Nd) und ein Quecksilber-Mitteldruck-Strahler (Hg-Md) zur Verfügung. Die ge-

naue Charakterisierung der UV-Strahler ist in Abbildung 6 angegeben.

Abbildung 6: Strahler und Laborreaktor der Fa. Heraeus sowie Emissionsspektren der beiden Strahler.

oben: TQ 150 Hg-Md-Strahler, P = 150 W, Strahlungsfluss: 6,2 W UV-C, 3,6 W UV-B, 4,5 W UV-A; unten: TNN 15/32 Hg-Nd-Strahler, P = 15 W, Strahlungsfluss: 3 W (254 nm).


4.5 Ozon

Aus der Literatur ist bekannt, dass die Effektivität von Ozonisierungen im Wesentlichen von

der Reaktorgeometrie und dem Gaseintragssystem abhängt. Daher wurden zusätzlich zu den

Versuchen mit Ozon als Oxidationsmittel in der Laboranlage (1Liter Laborreaktor mit einfache

Glasfritte, d = 1 cm, erste Versuche mit einem Eigenbau-Ozongenerator: 0,6 g O3/m3, später

Versuche mit einem ANSEROS COM-CD-HF 2 - Ozongenerator: 115 g O3/m3 und 0,04 Nm3/h

Volumenstrom) auch Versuche im halbtechnische Maßstab (ohne H2O2-Zusatz und UV-

Strahler) mit einer Anlage der Fa. WEDECO durchgeführt (Spezifikationen: siehe Abbildung

7). Die Ergebnisse sind in Kapitel 6.3 dargestellt.

Abbildung 7: Laborversuchsstand (Blasensäule) zur Ozonisierung der Fa. Wedeco

Wasservolumen: 4 - 6 L, Gasvolumenstrom: 0,03 m3/h, c(O3) = 70 g/m3 vor der Säule, Off-Gas-Messung von O3 zur Bestimmung des Ozonverbrauchs


4.6 Technische Durchflussreaktoren und UV-Quellen

Um die Laborergebnisse mit den Bedingungen in einer später zu bauenden technischen An-

lage vergleichen zu können, wurden erste orientierende Versuche mit zwei technischen

Durchflussreaktoren durchgeführt. Hierbei zeigte sich, dass neben der Reaktorgeometrie vor

allem das emmitierte UV-Spektrum und die Leistung entscheidend sind. Ein zur Verfügung

gestellter Hg-Niederdruckstrahler war trotz höherer Leistung und optimierter Reaktorgeomet-

rie nicht besser geeignet als das vergleichbare Laborreaktorsystem. Dagegen konnte mit ei-

nem Hg-Mitteldruckstrahler, der eine deutlich höhere Leistung als der vergleichbare Laborre-

aktor aufwies, in Kombination mit Wasserstoffperoxid die beste Abbauleistung erzielt werden.

In Tabelle 8 sind die wesentlichen Unterschiede der getesteten UV-Systeme gegenüberge-

stellt.

Tabelle 8: Vergleich der eingesetzten UV-Apparaturen.

Hg-Niederdruck-Strahler Hg-Mitteldruck-Strahler Labormaßstab halbtechnische

Anlage Labormaßstab halbtechnische

Anlage

Bezeichnung Heraeus TNN 15/32

UMEX ABOX® 60-600lg

Heraeus TQ 150

UMEX ABOX® MS 2

Geometrie d = 90 mm H = 200 mm

d = 33 mm H = 430 mm

d = 90 mm H = 200 mm

d = 56 mm H = 430 mm

Volumen ca. 950 mL ca. 200 mL ca. 800 mL ca. 375 mL

Umwälzleistung 11 L/h* 80 L/h 11 L/h* 120 L/h

Leuchtlänge 170 mm 350 mm 41 mm 160 mm

Schichtdicke 25 mm 5,5 mm 20 mm 5,5 mm

Leistung 15 W 25 W 150 W 800 W

Strahlungsfluss 3 W (254 nm) 8 W (254 nm) 6,2 W UV-C 3,6 W UV-B 4,5 W UV-A

160 W UV-C (48 W UVC photochem.)

* zusätzliche Durchmischung mit einem Rührkern (ca. 700 U/min)

In Abbildung 8 ist die verwendete halbtechnische Anlage dargestellt.


Abbildung 8: Halbtechnischer Strahler (links) mit Vorratsgefäß und Kühler der Fa. UMEX

Hg-Md-Strahler: P = 800 W, UVC 160 W, UVC photochemisch. 48 W, VReaktor = 375 mL Hg-Nd-Strahler: P = 25 W, UVC 8 W, VReaktor = 200 mL


4.7 Behandlungsvolumen und Temperierung

Durch die Variation des Reaktorvolumens wurde die optimale Eintauchtiefe der UV-Lampe

untersucht. Da Mitteldruckstrahler und Niederdruckstrahler unterschiedlich groß sind, also

auch unterschiedliche Verdrängungen haben, musste das Füllvolumen des Reaktors jeweils

angeglichen werden. Zur Bestimmung von Reaktionskinetiken war es notwendig, den Labor-

reaktor mit einer externen Temperierung auszustatten. Das Volumen des Gesamtsystems

erhöhte sich hierdurch auf ca. 1,1 L. Das Volumen des Reaktionsteils betrug bei den Versu-

chen mit dem Mitteldruckstrahler 800 mL und mit dem Niederdruckstrahler 950 mL.

Für Versuche mit höheren Volumina wurde wie in Abbildung 9 dargestellt ein Vorratsbehälter

mit einem maximalen Volumen von fünf Litern an die Laboranlage angeschlossen. Hierdurch

änderte sich das behandelte Gesamtvolumen, nicht jedoch das dem UV-Licht ausgesetzte

Reaktorvolumen. Es wurden Versuche mit drei bzw. fünf Liter Gesamtvolumen durchgeführt.

Magnet-rührer

5 LiterVorrats-behälter Oxidationsmittel-

zugabeWärme-tauscher

Niederdruck-Hg-Strahler

Thermostat

Schlauchpumpe

Magnet-rührer

Probe-nahme

950 mlUV-Reaktor

Abbildung 9: Graphische Darstellung der Laborversuchsanlage


4.8 Arbeitsanweisung zur Versuchsdurchführung

Nachfolgend sind für die Durchführung der Laborexperimente die einzelnen Arbeitsschritte

und Probenahmen skizziert. Für die Versuche mit den halbtechnischen Anlagen und Ozon

sind ggf. die Zeitintervalle der Probenahme sowie die anlagenspezifischen Einstellungen zu

ändern:

- Thermostat einschalten, Temperatur einstellen (z.B. 30°C).

- Reaktor mit dem dotierten Abwasser befüllen

- Schlauchpumpe anschalten (Durchflusseinstellung: 50% � ca. 180 mL/min).

- Nach ca. 5 Minuten Durchmischung erfolgt die erste Probenahme (Nullwert bei 0 min).

Filtration der Probe über einen 45µm Spritzenfilter.

- Zugabe des Oxidationsmittels.

- Anschalten der UV-Lampe.

- Entnahme der Proben nach 2, 4, 6, 8, 10, 15, 20, 25, 30, 40, 50, 60, 80 ,100 und 120

Minuten. Alle Proben werden über einen 45µm Spritzenfilter filtriert. Vor der Abnahme

der Proben über den 3-Wege Hahn, etwas Vorlauf in ein Abfallgefäß laufen lassen.

Die Lagerung der Proben bis zur Messung erfolgt bei Raumtemperatur (Kühlung nicht

notwendig, siehe X).

- Restperoxidzerstörung mit Kappazym (Kontrolle mit Teststreifen, max. 5 bis 10 mg/L)

- Probenahmen:

o Substanzanalytik (LC-MS/MS, IUTA): 1 mL Autosamplervial

o Summenparameter (UMSICHT): 800 – 1000 mL

o Genotoxizität (DMT) 50 – 100 mL

o Rückstellprobe (IUTA): 100 – 500 mL

- Bis auf die direkt gemessenen LC-MS/MS-Proben werden alle Proben bis zur Analyse

bei – 18 °C gelagert und transportiert.


Abbildung 10: Fließschema zur Durchführung der Oxidationsversuche

Abwasser + Standard Stammlösungen in den 5 L Vorratsbehälter geben und gut mischen

Proben vor der Oxidation: 100 mL IUTA, 100 mL DMT, 800 mL UMSICHT

Reaktor befüllen

Kalibrationsreihe aus Batch ansetzen

Thermostat + Schlauchpumpe einschalten

Probenahme: 0 Minuten

Oxidationsmittel zugeben + UV-Lampe starten

Probenahme in Zeitintervallen

Proben zur LC-MS/MS

Zytostatika 100 µg/L 75 µg/L 50 µg/L 25 µg/L 10 µg/L 1 µg/L

Antibiotika 1000 µg/L 750 µg/L 500 µg/L 250 µg/L 100 µg/L 10 µg/L

2, 4, 6, 8, 10, 15, 20, 25, 30, 40, 50, 60, 80,

100, 120 Minuten

nach Peroxidzerstörung: 100 mL IUTA, 100 mL DMT, 800 mL UMSICHT

nach Versuchsende: Restperoxidgehalt bestimmen, ggf. mit Kappazym zerstören (< 10 mg/L)


5 Analytische Kontrolle der Dekontaminationsversuche (Methoden)

5.1 Elektrospray - Massenspektrometrie (ESI-MS)

Die Kombination der Hochleistungs-Flüssigkeitschromatographie (HPLC) und der Mas-

senspektrometrie (MS) mittels Elektrospray-Ionisation ist eine wirksame Methode zur Tren-

nung und Analytik komplexer polarer Substanzgemische. Die Bestimmung der Substanzen

erfolgt mittels der in Abbildung 12 dargestellten HPLC-MS/MS.

Die HPLC dient hierbei zur chromatographischen Trennung des Substanzgemisches. Nach

der Ionisierung der Analyten unter Atmosphärendruck mittels Elektrospray werden die gebil-

deten Quasi-Molekülionen ([M+H]+ oder [M-H]-) in den Hochvakuumteil des Massenspektro-

meters geleitet. Hier sind drei Quadrupole hintereinander angeordnet. Dabei werden nur der

erste (Q1) und dritte Quadrupol (Q3) zur Trennung der Ionen nach ihrem m/z-Verhältnis ver-

wendet. Im zweiten Quadrupol (q2) können durch Stoßaktivierung mit einem Neutralgas

(Stickstoff oder Argon) strukturspezifische Fragmentionen erzeugt werden. Für Fragmentie-

rungsuntersuchungen (Produkt-Ionen-Analyse) selektiert man das Elternion in Q1 und frag-

mentiert es nach Überführung in der Kollisionszelle q2. Im dritten Quadrupol (Q3) werden die

Fragmentionen des selektierten Vorläuferions aufgetrennt und am Photomultiplier bzw. CEM

(continuous electron multiplier) entsprechend ihres m/z-Verhältnisses detektiert (siehe

Abbildung 11). In Tabelle 9 sind die weiteren Messmethoden eines Tandemmassenpektrome-

ters zusammengefasst.

Abbildung 11: Produkt-Ionen-Analyse mit einem Triple-Quadrupol-Gerät (Q1: Qzadrupol 1, q2: Quadrupol 2 = Kollisionszelle, Q3: Quadrupol 3)

Q1 q2 Q3 Multiplier / CEM


Tabelle 9: Gängige Triple-Quadrupol-Massenspektrometer-Techniken

MS/MS-Technik Q1 q2 Q3

Produkt-Ionen-Analyse (product ion scan)

SIM Kollisionszelle (N2, Ar)

Scan

Vorläufer-Ionen-Analyse (precursor ion scan)

Scan Kollisionszelle (N2, Ar)

SIM

Neutralverlust-Analyse (constant neutral loss scan)

Scan m/z = x

Kollisionszelle (N2, Ar)

Scan m/z = x-a

MRM (multiple reaction monitoring)

SIM Kollisionszelle (N2, Ar)

SIM

x: Scan-Bereich, z.B. m/z = 50-500 x-a: Scan-Bereich um a verschoben (z.B. 44 für CO2) SIM: single ion monitoring

Zur empfindlichen und selektiven Quantifizierung von Substanzen werden die Messungen am

besten im MRM-Modus durchgeführt. Nach der Selektion im erstem Quadrupol (Q1) wird ein

bestimmtes Vorläuferion durch gezielte Stoßaktivierung (q2) in strukturspezifische Fragmenti-

onen umgewandelt und in Q3 findet die Selektion eines bestimmten Produkt-Ions statt. Durch

die simultane Detektion weniger MRM-Übergänge ist eine empfindliche Quantifizierung über

mehrere Dekaden ohne Probleme möglich.

Triple-Quadrupol-Geräte sind im Gegensatz zu Ionenfallen (IonTrap) besser zur selektiven

und sensitiven Quantifizierung geeignet. Dagegen ist mit IonTrap-Geräten eine bessere

Strukturaufklärung möglich. Aus diesem Grund wurde die Substanzanalytik mit dem in

Abbildung 12 dargestellten Tandemmassenspektrometer und die Untersuchungen zu gebil-

deten Abbau- oder Oxidationsprodukten mit der in Abbildung 13 abgebildeten Ionenfalle

durchgeführt.


Abbildung 12: Triple-Quadrupol-Massenspektrometer (LC-MS/MS) zur Quantifizierung der

Pharmazeutikarückstände in den Abwasserproben

Abbildung 13: Ion Trap Massenspektrometer (LC-MSn) zur Strukturaufklärung

Wie in Abbildung 14 zu erkennen ist, sind Ionenfallen aus einer Ringelektrode mit zwei End-

kappen, an denen eine Wechselspannung angelegt ist, aufgebaut.


Abbildung 14: Schemazeichnung einer Ionenfalle; 1: Ringelektrode, 2+3: Endkappen (Ein-

und Auslass) [58]

In den Endkappen befindet sich jeweils eine kleine Öffnung zum Ein- und Auslass der Ionen.

In dieser Anordnung wird ein dreidimensionales Hochspannungsfeld aufgebaut, das zur Spei-

cherung der Ionen dient. Bei einem Scan-Vorgang können so z.B. Ionen eines möglichst gro-

ßen Massenbereichs der Ionenfalle zugeführt werden, in welcher sie dann auf stabilen Bah-

nen kurzfristig gespeichert werden können. Zur Überführung der Ionen in den Detektor wird

die anliegende RF-Wechselspannung variiert, um so Ionen eines bestimmten m/z Verhältnis-

ses aus dem Stabilitätsbereich der Falle zu verdrängen. Für Strukturuntersuchungen kann mit

Hilfe von Helium als Kollisionsgas eine Fragmentierung der Molekülionen induziert werden

(Collision Induced Dissociation - CID). Hierzu wird ein definiertes Ion in der Ionenfalle isoliert

und nach resonanter Anregung erfolgt die Fragmentierung mittels CID. Die entstandenen

Fragmente können dann einzeln aus der Ionenfalle entfernt und detektiert werden. Ein in der

Falle verbleibendes Fragment-Ion kann dann in einem weiteren MS/MS Zyklus analysiert

werden. Diese Technik wird als MSn bezeichnet. Die Stärke der Ion-Trap-Analysatoreinheit ist

in der strukturellen Aufklärung von komplexen Molekülen zu finden, da durch die Möglichkeit

zur multiplen Fragmentierung (MSn) differenzierte Rückschlüsse auf die Gesamtstruktur des

Analyten möglich sind.


5.2 Absetzvolumen

Das Absetzvolumen der Toilettenabwässer wird in Anlehnung an die DIN 38409 (Bestimmung

des Volumenanteils der absetzbaren Stoffe im Wasser und Abwasser) mit einem Imhoff-

Trichter bestimmt. Der Trichter hat ein Volumen von einem Liter und wird mit dem frischen gut

durchmischten Toilettenwasser befüllt. Nach zwei Stunden wird die abgesetzte Schlamm-

menge abgelesen. Das Ergebnis wird in Milliliter pro Liter angegeben. Je geringer die Zahl ist,

desto weniger Sedimente sind im Abwasser enthalten.

5.3 Biochemischer Sauerstoffbedarf (BSB)

Unter dem biochemischen Sauerstoffbedarf (BSB5) eines Abwassers versteht man die Menge

an Sauerstoff, die im Wasser lebende Mikroorganismen zur Oxidation organischer Abwasser-

inhaltsstoffe bei 20 °C in 5 Tagen benötigen. Der Verbrauch an Sauerstoff wird respiro-

metrisch im Sapromat der Firma Voith bestimmt und ist proportional zum Abbau der unter-

suchten Substanz. Je mehr Sauerstoff die Mikroorganismen verbrauchen, desto höher ist die

Abbauaktivität. Der BSB wurde für die Untersuchungen der Abwasserproben über einen Zeit-

raum von 28 Tagen bestimmt. Der BSB dient als Grundlage für die Bewertung der biochemi-

schen Abbaubarkeit und wird auch zur Beurteilung der Hemmwirkung der Abwasserproben

eingesetzt. Grundsätzlich wird davon ausgegangen, dass nach einer oxidativen Behandlung

von persistenten organischen Verbindungen der BSB und damit die Bioverfügbarkeit der Pro-

ben höher werden.

5.4 Chemischer Sauerstoffbedarf (CSB)

Der chemische Sauerstoffbedarf gibt Aufschluss über die in einem Wasser enthaltenen und

durch das Oxidationsmittel Kaliumdichromat (K2Cr2O7) oxidierbaren Inhaltsstoffe. Der CSB ist

einer der Parameter, die bei den nach dem Abwasserabgabegesetz erhobenen Abgaben be-

rücksichtigt werden. Nach einer oxidativen Behandlung sollte der CSB kleiner werden.


5.5 Bewertung der biochemischen Abbaubarkeit

Für die Bewertung der biochemischen Abbaubarkeit wird der Quotient von BSB und CSB ge-

bildet. Wie aus Abbildung 9 zu ersehen ist, sind die organischen Verbindungen biologisch

leicht abbaubar, wenn der Quotient größer oder gleich 0,6 ist. Ist der Quotient kleiner als die-

ser Wert, sind die organischen Verbindungen langsam bzw. unvollständig abbaubar. Es kön-

nen aber auch hemmende Einflüsse toxischer Bestandteile vorliegen.

Tabelle 10: Bewertung der biochemischen Abbaubarkeit [59]

Quotient Bewertung der biochemischen Abbaubarkeit

6,0CSBBSB5 ≥ Die organischen Verbindungen sind biologisch leicht und voll-

ständig abbaubar

6,0CSBBSB0 5 ≤≤ Die organischen Verbindungen sind biologisch langsam bzw. un-

vollständig abbaubar: - verzögerter Anlauf der Reaktion durch langwierige mikrobielle

Anpassungsvorgänge - hemmende Einflüsse toxischer Bestandteile

0CSBBSB5 ≈ Mangelnder Abbau wegen des Vorliegens von:

- persistenten organischen Verbindungen und/oder - toxischen Verbindungen, die die mikrobielle Aktivität im Test

zum Erliegen bringen

5.6 Hemmwirkung

Um eine Hemmwirkung der zu untersuchenden Abwasserproben zu überprüfen, wurde im

Rahmen der Bestimmung des biochemischen Sauerstoffbedarfs nach EN ISO 9408 auch

eine Hemmkontrolle durchgeführt. Hierzu wurde zum einen der BSB der Probe und zum an-

deren der BSB einer gut abbaubaren Referenzsubstanz (Natrium-Benzoat) sowie die Kombi-

nation aus Probe und Referenzsubstanz bestimmt. Für die Auswertung wird das BSB/CSB-

Verhältnis der Hemmkontrolle (Testmedium, Abwasserprobe, Referenzsubstanz, Inokulum)

und der Referenzsubstanz in einem Diagramm aufgetragen. Ist das BSB/CSB-Verhältnis der

Hemmkontrolle kleiner als 40 Prozent, liegt eine hemmende Wirkung der Abwasserprobe vor.

Der Test ist allgemein gültig, wenn der Abbau der Referenzsubstanz nach 14 Tagen mindes-

tens 60 Prozent beträgt.

Zur Veranschaulichung wurde zusätzlich die Hemmwirkung nach folgender Formel berechnet:

×

−+−+− %100

)BenzoatNa(BSB)obe(PrBSB)BenzoatNaobe(PrBSB100


5.7 Leuchtbakterienhemmtest

Bei dem Leuchtbakterienhemmtest handelt es sich um einen empfindlichen biologischen

Kurzzeit-Test, bei dem die Hemmwirkung einer Abwasserprobe auf die Lichtemission von

Leuchtbakterien zur Ermittlung der akut toxischen Eigenschaften der eingesetzten Probe be-

stimmt wird. Die Leuchtbakterien werden mit verschiedenen Konzentrationen der Abwasser-

probe versetzt und per Lichtmessung im Lumistox der Firma Dr. Lange nach DIN 38412 [60]

untersucht. Die Leuchtstärke der Bakterien ist abhängig von ihrer Vitalität und wird photomet-

risch vor und nach der Zugabe der zu untersuchenden Lösung bestimmt und verglichen. Es

wird so lange weiter verdünnt, bis die kleinstmögliche Verdünnungsstufe erreicht ist, bei der

die Hemmung des Leuchtens weniger als 20 % beträgt. Der erhaltene Wert ist der soge-

nannte GL-Wert. Ein hoher GL-Wert weist auf eine große Belastung mit toxischen Stoffen

oder auf eine hohe organische Belastung hin.

5.8 Genotoxizität (umu-Test)

Zur Erfassung der Genotoxizität wird häufig der sogenannte umu-Test nach DIN 38415-3 [61]

eingesetzt. Als Testorganismus dient u. a. das gentechnisch veränderte Bakterium Salmonel-

la typhimurium TA1535/pSK1002. Es wird ähnlich wie beim Leuchtbakterienhemmtest eine

Verdünnungsreihe der zu untersuchenden Probe angesetzt. Über die Berechnung der Induk-

tionsraten, Wachstumsfaktoren und der β-Galactosidase-Aktivität wird der GEU-Wert be-

stimmt. Der GEU-Wert ist als niedrigste Verdünnungsstufe mit einer Induktionsrate von kleiner

1,5 definiert. Die Probe ist bei einem Wert gleich 1,5 nicht genotoxisch. Bei einem Wert über

1,5 ist die Probe genotoxisch.

Eine weitere Möglichkeit zur Bestimmung der Genotoxizität ist der Einsatz des sogenannten

Ames-Test. Bei den Testbakterien aller Ames-Test Versionen handelt es sich um Histidin-

Mangelmutanten von Salmonella typhimurium, die nicht in der Lage sind, in histidinfreien

Nährmedien zu wachsen. Unter Einwirkung gentoxischer Substanzen kann es zu Mutationen

kommen, welche die Bakterien wieder dazu befähigen, die Aminosäure Histidin zu syntheti-

sieren. Die so erzeugten His-Revertanten können sich dann wieder auf Histidin-Mangel-Agar

oder in histidinfreiem Medium vermehren. Das Ergebnis des Ames-Test wird in Form des GEA-

Wertes angegeben. Nicht genotoxische Proben haben einen GEA-Wert von 3 (kleinstmögliche

verfahrensbedingte Verdünnungsstufe). Genotoxische Proben haben einen GEA-Wert, der

größer als 3 ist.


5.9 Transmission und Trübung

Die Transmission der Abwasserproben im UV-Bereich (254 nm) ist ein Maß für die Eigenfär-

bung der Proben und damit für die Eindringtiefe des UV-Lichtes, da sich bei einer Gelbfär-

bung die Transmission erheblich verringert. Diese Messwerte sind daher für die Anlagenaus-

legung relevant. Bevor die Probe im Fotometer gemessen werden kann, wird eine Filtration

(0,45 µm) vorgenommen. Die Messung erfolgt in einer Quarzglasküvette gegen den Nullwert

von VE-Wasser. Die Ergebnisse werden in Prozent bezogen auf den Nullwert von VE-Wasser

angegeben. Die Bestimmung der Werte erfolgt in Anlehnung an die DIN 38404 [62].

Die Trübung der untersuchten Abwasserproben wird bei einer Wellenlänge von 660 nm unter

Verwendung einer optischen Glasküvette gemessen. Das Ergebnis wird in Prozent bezogen

auf den Nullwert von VE-Wasser angegeben.


6 Ergebnisse

6.1 Trinkwasser

Die Laborversuche wurden zunächst mit Lösungen der zu untersuchenden Substanzen in

Trinkwasser durchgeführt. Das Leitungswasser wurde mit einer Mischung von sieben ver-

schiedenen Zytostatika (jeweils 100 µg/L) und sechs verschiedenen Antibiotika (jeweils 1000

µg/L) dotiert. Hierbei zeigte sich, wie in Abbildung 15 und Abbildung 16 zu sehen ist, ein

schneller Abbau der Zytostatika und Antibiotika innerhalb von 20 bzw. 40 Minuten.

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 20 40 60 80 100 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]

OfloxacinCiprofloxacinTrimethoprinSulfamethoxazolChloramphenicolCefuroxim

Abbildung 15: Antibiotika in Leitungswasser, RT, kl. Reaktor (800 ml), 1 ml H2O2, O3


0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]5-FluorouracilCytarabinMethotrexatChlorambucilCyclophosphamidIfosfamidEtoposid

Abbildung 16: Zytostatika in Leitungswasser, RT, kl. Reaktor (800 ml), 1ml H2O2, O3

Die Proben wurden vor und nach der Oxidation auf ihre ökotoxikologische und genotoxische

Wirkung hin untersucht. In Abbildung 17 wird deutlich, dass das dotierte Leitungswasser vor

der Oxidation eine hohe aquatische Toxizität aufweist.Die Proben vor Oxidation wiesen je-

weils einen GL-Wert von 200 auf, wohingegen nach der Oxidation jeweils nur noch ein GL-

Wert von 12 vorlag.Für die Genotoxizität konnten ähnliche Ergebnisse betrachtet werden.

Auch hier findet eine erhebliche Reduktion der Toxizität durch die oxidative Behandlung der

Proben statt. Im Gegensatz zur getrennten Untersuchung der Leuchtbakterienhemmung von

Antibiotika und Zytostatika wurde die Genotoxizität aus einer Mischung von 13 Substanzen

beider Substanzklassen bestimmt (Abbildung 18).

12 12

0

50

100

150

200

250

Zytostatika Antibiotika

GL-

Wer

t [-]

vor Oxidationnach Oxidation

Abbildung 17: Oxidationsversuche mit Leitungswasser (Ergebnisse Leuchtbakterienhemmtest)


120

200

400

600

800

1000

1200

1400

1600

1800

Zytostatika-Antibiotika-Mix

GEU

-Wer

t [-]

vor Oxidationnach Oxidation (1 Stunde)

Abbildung 18: Oxidationsversuche mit Leitungswasser (Ergebnisse Genotoxizität)

6.2 Synthetisches Abwasser

Zur Simulation der komplexen Matrix wurde in der nächsten Versuchsreihe synthetisches Ab-

wasser verwendet (Tabelle 11). Die ersten Versuche zeigten, dass ein oxidativer Abbau der

Pharmazeutika mit den in diesem Projekt entwickelten AOP-Verfahren (Hg-Nd + H2O2) sehr

gut möglich ist. Wie zu erwarten, waren beim Einsatz des sehr stark konzentrierten syntheti-

schen Abwassers im Gegensatz zu Trinkwasser, erhebliche Matrixstörungen feststellbar.

Hierdurch konnten einige Substanzen (z.B. 5-FU und Chlorambucil) nicht mehr mittels LC-

MS/MS quantifiziert werden. Aus diesem Grund wurde im weiteren Projektverlauf mit dotier-

ten Toilettenabwässern gearbeitet. In dieser den Krankenhausabwasser-Teilströmen sehr

ähnlichen Matrix waren diese Störungen nicht mehr zu beobachten.

Tabelle 11: Zusammensetzung des synthetischen Abwassers (pro 1 Liter) [63]:

Menge Substanz

16 g Pepton

11 g Fleischextrakt

3 g Harnstoff

0,7 g NaCl

0,4 g CaCl2 x 2H2O

0,2 g MgSO4 x 7H2O


6.3 Dotierte Toilettenabwässer

Die Toilettenabwässer wurden zunächst für die ersten Vorversuche in einem Toilettenwagen

bei Fraunhofer UMSICHT gesammelt. Für eine bessere Reproduzierbarkeit und höhere Reali-

tätsnähe der Abwasserproben wurde beim IUTA eine direkte Probenahmestelle (siehe

Abbildung 19) für die Toilettenabläufe eingerichtet. Es handelt sich hierbei um Toilettenwas-

ser von 14 Toiletten und dem Ablauf der Handwaschbecken. Nach der Sedimentation des

Abwassers in einem ersten Behälter wurde der Überstand abgezogen und portionsweise für

die weiteren Versuche eingefroren. Wie bei den Versuchen mit Leitungswasser wurde für die

nachfolgenden Oxidationsversuche mit einer Mischung von sieben verschiedenen Zytostatika

(jeweils 100 µg/L) und sechs, im späteren Projektverlauf mit acht verschiedenen Antibiotika

(jeweils 1000 µg/L) dotiert.

Abbildung 19: Skizze der Probenahmestelle beim IUTA

In Tabelle 12 werden die beiden verschiedenen Toilettenwässer (IUTA + UMSICHT) mit

kommunalem Abwasser verglichen. Hinsichtlich der Werte von BSB, CSB und pH liegen die-

se drei Abwässer in der gleichen Größenordnung. Unterschiede lassen sich durch normale

Schwankungen in der Zusammensetzung der Toilettenwasser (z. B. höherer Organikanteil

durch größere Menge an Faeces) erklären. In einem Fall kam es bei der Probenahme zu er-

Toiletten 1. Etage

Sedimentations-behälter

Toiletten EG

Toiletten UG

Toiletten 2. Etage

� Kanalanschluss


höhten Werten beim CSB (2100 mg/L) und beim GL-Wert (160). Dies war durch eine unge-

plante Entsorgung von Reinigungsmitteln in den beprobten Toiletten zu erklären.

Tabelle 12: Vergleich des Überstands der abgesetzten Toilettenwässer mit kommunalem Abwasser

Toilettenwasser IUTA

Toilettenwasser UMSICHT

kommunales Abwasser

BSB [mg/L] 100 - 400 354 300 - 450

CSB [mg/L] 200 - 700 494 600

BSB/CSB [%] 30 - 60 72 k. A.

ph-Wert [-] 7 - 8 8 6,5 – 8,0

GL-Wert [-] 2 - 6 3 k. A.

k. A.: keine Angaben

6.3.1 Absetzverhalten

Für die Oxidation der vorwiegend renal ausgeschiedenen Pharmaka ist zunächst die Abtren-

nung der Feststoffe durch Absetzen notwendig. Da die untersuchten Substanzen sehr gut

wasserlöslich sind und die Adsorption an die abgesetzten Feststoffe vergleichsweise gering

ist, wurde für die Untersuchung der flüssige Überstand verwendet. Die Sedimentationsversu-

che zeigten, dass bereits nach kurzer Zeit keine Veränderung des Absetzvolumens mehr ein-

trat. Die in Abbildung 20 dargestellten Absetzkurven zeigen deutlich, dass es eine große Va-

rianz bei der Abwasserzusammensetzung gibt. Das Absetzverhalten ist bei beiden Versuchen

jedoch vergleichbar, die Kurven sind nur parallel verschoben. Eine drei- bis vierstündige Ab-

setzstufe wird somit als ausreichend angesehen.


0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

Zeit [h]

Abs

etzv

olum

en [m

L/L]

Versuch 1.1Versuch 1.2Versuch 2.1Versuch 2.2

Abbildung 20: Absetzkurven von frischem Toilettenabwasser (jeweils mit Doppelbestimmung)

Zur Untersuchung eventuell doch an die Feststoffphase adsorbierter Substanzreste wurde der

in Abbildung 20 dargestellte Sedimentationsversuch 2 mit einem dotierten Gesamt-

Toilettenabwasser durchgeführt. Bei der Auswertung zeigte sich zwar, dass Substanzreste

(0 - 3 %) nachgewiesen werden konnten, da die Feststoffphase vor der Untersuchung aller-

dings nicht getrocknet worden ist, sind die Befunde wahrscheinlich eher auf im Restwasser

gelöste Substanzreste und nicht auf eine echte Adsorption zurückzuführen. Da die Sedi-

mentmenge bei den im Labormaßstab durchgeführten Absetzversuchen (1 L) für detaillierte

Adsorptionsstudien zu klein war, ist die Wiederholung dieser Experimente mit den Sedimen-

ten der Demonstrationsanlage im Folgevorhaben geplant.

Parallel zu Versuchen mit unterschiedlichen Absetzstufen wurde ein Teil der Proben eingefro-

ren. Dabei stellte sich heraus, dass dies ein gutes Verfahren zur Abtrennung störender Prote-

ine und Eiweißstoffe ist. Eine technische Umsetzung wird aus Kostengründen wahrscheinlich

allerdings nicht möglich sein.

Der so erhaltene Überstand des Toilettenwassers wurde mit Zytostatika und Antibiotika dotiert

und mit den im folgenden dargestellten AOP Varianten behandelt:

• Hg-Niederdruckstrahler + H2O2

• Hg-Mitteldruckstrahler + H2O2

• Hg-Mitteldruckstrahler + O3

• Hg-Mitteldruckstrahler + O3 + H2O2

• technischer Hg-Mitteldruckstrahler (Durchflussreaktor) + H2O2


Zusätzlich wurden Untersuchungen zur Photooxidation mit einem technischen Quecksilber-

Mitteldruckstrahler und Untersuchungen zu einer reinen Ozonisierung durchgeführt. Zur bes-

seren Beurteilung des Abbauerfolges wurden bei einigen Versuchen zusätzlich CSB und BSB

vor bzw. nach der Oxidation bestimmt. Anhand dieser Werte lassen sich Rückschlüsse auf

die Effektivität des Oxidationsprozesses ziehen. Des Weiteren wurden biologische Tests

(Leuchtbakterienhemmung und Genotoxizität) zur Charakterisierung des Verfahrens heran-

gezogen.

6.3.2 Hg-Niederdruckstrahler + H2O2

In der Laboranlage wurde der Einsatz von verschiedenen Oxidationsmitteln untersucht. Hier-

bei lag der Schwerpunkt auf der Verwendung von jeweils verschiedenen Konzentrationen von

Ozon und Wasserstoffperoxid und auf der Kombination dieser beiden Oxidationsmittel. Im

Verlauf der Untersuchungen stellte sich heraus, dass eine Zugabe von Ozon unter den ge-

wählten Versuchsbedingungen keine Steigerung der Abbauleistung zur folge hatte. Abbildung

21 macht deutlich, dass bei einer Konzentration von 2,5 g/L H2O2 der Substanzabbau für Cyc-

lophosphamid in dotiertem Toilettenabwasser am schnellsten ist.

0

20

40

60

80

100

Kon

zent

ratio

n [%

]

0 4 8 15 25 40 60 100Zeit [min]

2,5 g/L H2O2 5 g/L H2O2 7,5 g/L H2O25 g/L H2O2 + O3 0,5 g/L H2O2 + O3

Abbildung 21: Oxidationsmittel-Vergleich, Cyclophosphamid-Abbau in UMSICHT-Abwasser

Die folgenden Experimente zur Temperaturabhängigkeit des Abbaus wurden bei 20, 30 und

40 °C durchgeführt. In Abbildung 22 sind für die beiden am schwersten abbaubaren Substan-

zen Cyclophosphamid und Chloramphenicol die Abbaukurven zusammengefasst. Bei den


Versuchen mit 30 und 40 °C lassen sich kaum Unterschiede feststellen, bei 20 °C ist der Ab-

bau jedoch deutlich langsamer. Überraschend ist, dass das Abbauverhalten für die beiden

strukturell sehr unterschiedlichen Substanzen fast identisch ist.

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

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0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zen

trat

ion

[%]

Cyclophosphamid 20°C

Chloramphenicol 20°C





Abbildung 22: Temperaturabhängigkeit des Substanzabaus (IUTA-Toilettenabwasser, Hg-Nd + 2,5 g/L H2O2)

Die Untersuchungen im Labormaßstab haben gezeigt, dass der Quecksilber-Niederdruck-

Strahler im Laborreaktorsystem in Kombination mit Wasserstoffperoxid als Oxidationsmittel

am effektivsten ist. Zur Veranschaulichung sind in Abbildung 23 und Abbildung 24 die Abbau-

kurven der Zytostatika und Antibiotika dargestellt. Hier ist ein vollständiger Abbau nach 80

bzw. 100 Minuten zu beobachten.

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]

MethotrexatChlorambucilCyclophosphamidIfosfamidEtoposidMethotrexat (Ausreißer)Chlorambucil (Ausreißer)Etoposid (Ausreißer)

Abbildung 23: Abbau Zytostatika, Hg-Niederdruck-Strahler, AW 4, 3 Liter, 30 °C, 2 g/L H2O2 Ermittelte Halb-

wertszeit für Cyclophosphamid: τ = 15,3 min


0

10

20

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40

50

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0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]

CiprofloxacinTrimethoprinSulfamethoxazolChloramphenicolCefuroximOfloxacin

Abbildung 24: Abbau Antibiotika, Hg-Niederdruck-Strahler, AW 4, 3 Liter, 30 °C, 2 g/L H2O2 Ermittelte Halbwerts-

zeit für Cyclophosphamid: τ = 15,3 min

Die in Tabelle 13 aufgeführten Summenparameter bestätigen den Abbauerfolg. So wird die

Genotoxizität der Probe um 99,9 Prozent reduziert und auch die Hemmung der Be-

lebtschlammbakterien reduziert sich von 36 auf 12 Prozent.

Tabelle 13: Summenparameter und Genotoxizität zu dem in Abbildung 23 und Abbildung 24 dargestellten Versuch

pH

[-]

CSB

[mg/L]

BSB (28 T)

[mg/L]

BSB/CSB

[%]

Hemmung

[%]

umu-Test

[% Reduktion]

vor Oxidation 8,3 300 148 49 36 -

nach Oxidation 7,8 220 41 19 12 99,9


6.3.3 Hg-Mitteldruckstrahler + H2O2

Wie schon die ersten Versuche gezeigt hatten, war der Substanzabbau in der Laboranlage

mit dem Hg-Mitteldruckstrahler in realem Toilettenabwasser wesentlich schlechter als bei der

Verwendung des Hg-Niederdruckstrahlers. Der Abbau der Antibiotika (Abbildung 26) ist zwar

nach 120 Minuten fast vollständig abgeschlossen, die Zytostatika Chlorambucil, Cyc-

lophosphamid und Ifosfamid liegen aber nach 120 Minuten noch bei Konzentrationen von 5-

25 Prozent (Abbildung 25).

0

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20

30

40

50

60

70

80

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100

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]

5-FluorouracilCytarabinMethotrexatChlorambucilCyclophosphamidIfosfamidEtoposid

Abbildung 25: Abbau Zytostatika, Hg-Mitteldruck-Strahler, AW 3, (3 Liter), 30°C, 2 g/L H2O2

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]


Abbildung 26: Abbau Antibiotika, Hg-Mitteldruck-Strahler, AW 3, (3 Liter), 30°C, 2 g/L H2O2


6.3.4 Hg-Mitteldruckstrahler + O3

Die Kombination des Hg-Mitteldruckstrahlers mit Ozon zeigt, wie in Abbildung 28 dargestellt

für das Antibiotikum Chloramphenicol eine vollständige Reduktion nach 120 Minuten. Die üb-

rigen fünf Antibiotika sind bereits nach 60 Minuten abgebaut. Das Zytostatikum Cytarabin

weist hingegen nach 120 Minuten lediglich eine 60 prozentige Reduktion auf. Die Zytostatika

Cyclophosphamid und Ifosfamid (Abbildung 27) zeigen nach 120 Minuten keinen nennens-

werten Abbau. Trotzdem findet, wie in Tabelle 14 zu sehen ist, eine Reduktion der Genotoxi-

zität um 99,6 Prozent statt. Dies liegt zum einen daran, dass, obwohl nicht alle Substanzen

abgebaut werden konnten, die gesamte Zahl der toxisch wirkenden Substanzen durch die

oxidative Behandlung trotzdem deutlich reduziert werden konnte. Zum anderen ist die Geno-

toxizität des Zytostatikums Cyclophosphamid nicht durch den angewendeten umu-Test nach-

weisbar.

Tabelle 14: Summenparameter und Genotoxizität zu dem in Abbildung 27 und Abbildung 28 dargestellten Versuch

pH CSB [mg/L]

BSB (28 T)[mg/L]

Hemmung[%]

umu-Test [% Reduktion]

vor Oxidation 8,05 302 n. b. n. b. -

nach Oxidation 8,17 738* 380 8 99,6 *die CSB-Bestimmung navh Oxidation ist durch nicht vollständig zerstörtes Restperoxid gestört

n. b.: nicht bestimmt,

0

10

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0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]


Abbildung 27: Abbau Zytostatika, Hg-Mitteldruck-Strahler, AW 4 (3 Liter), 30°C, O3.


0

10

20

30

40

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80

90

100

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]


Abbildung 28: Abbau Antibiotika, Hg-Mitteldruck-Strahler, AW 4 (3 Liter), 30°C, O3.


6.3.5 Hg-Mitteldruckstrahler + O3 + H2O2

Die Kombination des Hg-Mitteldruckstrahlers mit Ozon und H2O2 führt für den Abbau der An-

tibiotika zu einem ähnlichen Ergebnis wie die zuvor betrachtete Kombination des Hg-

Mitteldruckstrahlers nur mit Ozon. Chloramphenicol ist wie in Abbildung 30 dargestellt das am

schlechtesten zu zerstörende Antibiotikum, das auch nach 120 Minuten noch geringfügig

nachweisbar war. Die drei Zytostatika Cytarabin, Cyclophosphamid und Ifosfamid (Abbildung

29) werden noch schlechter abgebaut und sind nach 120 Minuten noch mit 70-90 Prozent

nachweisbar.

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]


Abbildung 29: Abbau Zytostatika, Hg-Mitteldruck-Strahler, AW 4 (3 Liter), 30°C, 1 g/L H2O2,

80 mg/min L-1 O3.

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]


Abbildung 30: Abbau Antibiotika, Hg-Mitteldruck-Strahler, AW 4 (3 Liter), 30°C, 1 g/L H2O2,

80 mg/min L-1 O3.


Wie aus Tabelle 15 zu ersehen ist, wird aber auch hier die Genotoxizität um 98,4 Prozent

erheblich verringert. Als Erklärung sind die gleichen Gründe aufzuführen, die in Kapitel 6.3.4

genannt werden.

Tabelle 15: Summenparameter und Genotoxizität zu den in Abbildung 29 undAbbildung 30 dargestellten Versuchen

pH CSB [mg/L]

BSB (28 T)[mg/L]

Leuchtbakterien-hemmtest


vor Oxidation n. b. 318 n. b. GL 8 -

nach Oxidation n. b. 1113* n. b. *nicht messbar, da zuviel H2O2

98,4

*die CSB-Bestimmung navh Oxidation ist durch nicht vollständig zerstörtes Restperoxid gestört

n. b.: nicht bestimmt


6.3.6 technischer Hg-Mitteldruckstrahler (Durchflussreaktor) + H2O2

Zusätzlich zu den Versuchen mit dem Laborreaktor ergab sich die Möglichkeit, einen techni-

schen Hg-Mitteldruckstrahler in einem Durchflussreaktor im Labormaßstab zu testen. Für den

ersten Versuch wurde als Oxidationsmittel 1 g/L H2O2 zugesetzt. Es wurde ein vollständiger

Abbau in weniger als fünf Minuten erreicht, so dass keine Abbaukurve bestimmt werden

konnte. Zudem kam es zu einer Temperaturerhöhung von 30°C auf 70°C innerhalb von 70

Minuten. Die in Tabelle 16 gezeigte Genotoxizität weist eine Reduktion von 99,6 Prozent auf.

Auch der nötige Verdünnungsfaktor für ein Maß der Hemmung der Leuchtbakterien konnte

von 16 auf 2 verringert werden.

Tabelle 16: Summenparameter und Genotoxizität: technischer Hg-Mitteldruckstrahler, AW 4, 4 Liter, 1 g/L H2O2,

pH CSB [mg/L]

BSB (28 T)[mg/L]

Leuchtbakterien- hemmtest


vor Oxidation 8,58 279 80 GL 16 -

nach Oxidation 8,26 29 125 GL 2 99,6

Bei einem erneuten Versuch mit dem Zusatz von 90 mg/L H2O2 und einer Beschränkung der

Temperatur auf 22-38 °C konnte eine Abbaukurve ermittelt werden. In Abbildung 31 kann

anhand der beiden am schwersten abbaubaren Substanzen Cyclophosphamid (Zytostatikum)

und Sulfamethoxazol (Antibiotikum) beobachtet werden, dass bereits nach 20 Minuten eine

vollständige Elimination stattgefunden hat.

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 30

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

] CyclophosphamidSulfamethoxazol

Abbildung 31: Abbau Cyclophosphamid und Sulfamethoxazol, technischer Hg-Mitteldruck-Strahler, AW 5 (6

Liter), 22-38°C, 90 mg/L H2O2


6.3.7 Photooxidation

In einem weiteren Versuch wurde der technische Hg-Mitteldruckstrahler ohne den Zusatz ei-

nes Oxidationsmittels zur Photooxidation eingesetzt. Die Temperatur lag hier bei 40 °C. Der

Versuch wurde über einen Zeitraum von 60 Minuten durchgeführt. Innerhalb dieser Zeit wur-

den die Antibiotika vollständig nach 40 Minuten abgebaut (Abbildung 33). Die drei Zytostatika

Cytarabin, Cyclophosphamid und Ifosfamid sind, wie in Abbildung 32 zu sehen ist, nach 60

Minuten noch mit 3-11 Prozent nachweisbar. Die übrigen Zytostatika sind nach 30 Minuten

vollständig abgebaut.

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 10 20 30 40 50 60

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]


Abbildung 32: Abbau Zytostatika, Technischer Hg-Mitteldruck-Strahler, AW 4 (6 Liter), ca. 40°C


0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 10 20 30 40 50 60Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]


Abbildung 33: Abbau Antibiotika, Technischer Hg-Mitteldruck-Strahler, AW 4 (6 Liter), ca. 40°C

Bei den analogen Versuch im Labormaßstab konnte zwar ebenfalls ein Abbau beobachtet

werden, die Effektivität ist für eine technische Anwendung allerdings zu gering.

6.3.8 Ozonisierung

Bei der Ozonisierung, die mit einer Blasensäule bei der Firma Wedeco durchgeführt wurde,

zeigten sich sehr gute Ergebnisse. Wie in Abbildung 34 und Abbildung 35 zu sehen ist, war

der Abbau insgesamt etwas langsamer als in der Laboranlage mit der Kombination aus UV-

Strahler und Wasserstoffperoxid. Die ökotoxikologischen Tests zeigten aber, dass die Proben

bereits nach 16 Minuten Behandlungsdauer keine mutagenen oder genotoxischen Eigen-

schaften mehr aufwiesen. Dies entspricht einer Abnahme von über 99 Prozent (Tabelle 17).

Auch bei dem Leuchtbakterienhemmtest konnte eine deutliche Reduktion der nötigen Ver-

dünnung der Abwasserproben beobachtet werden.


0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]5-FluorouracilCytarabinMethotrexatChlorambucilCyclophosphamidIfosfamidEtoposid

Abbildung 34: Abbau Zytostatika Ozonisierung, AW 3, 4 Liter, 20 °C Beim Konzentrationsanstieg von Cytarabin

handelt es sich um ein Artefact

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 10 20 30 40 50 60

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]


Abbildung 35: Abbau Antibiotika Ozonisierung, AW 3, 4 Liter, 20 °C

Tabelle 17: Summenparameter und Genotoxizität zu den in Abbildung 34 und Abbildung 35 dargestellten Versuchen

pH CSB [mg/L]

BSB (28 T)[mg/L]

BSB/CSB[%]

Leucht- bakterien- hemmtest


vor Ozonisierung 8,17 307 173 56 GL 6

nach Ozonisierung 7,67 161 60 37 GL 2 99,8


6.4 Untersuchungen zum Nachweis von Oxidations- bzw. Abbauprodukten

Zusätzlich zum Substanzabbau wurden erste Experimente zum Nachweis möglicherweise

gebildeter Oxidations- oder Abbauprodukte mittels Ion Trap LC-MS durchgeführt. Da es sich

bei AOP-Verfahren um einen komplexen Reaktionsmechanismus handelt, der insbesondere

in starken Matrices wie sie Toilettenabwässer darstellen, nicht vorhersagbar ist, wurden die

Versuche nur in Einstoffsystemen durchgeführt. Neben der Leitsubstanz Cyclophosphamid

wurde aufgrund der hohen Genotoxizität Ciprofloxacin für diese Versuche ausgewählt. Die

Untersuchungen wurden mit dem im Labormaßstab effektivsten Verfahren (Hg-Nd und H2O2)

durchgeführt. Beim Abbau von Cyclophosphamid in dotiertem Toilettenabwasser und in VE-

Wasser konnten keine Abbauprodukte mit den verschiedenen Messmodi der beiden LC-MS-

Geräte nachgewiesen werden. Einzig die Degradation der Leitsubstanz konnte sowohl im

Scan- als auch im MSn-Betrieb mit beiden Massenspektrometern nachgewiesen werden. In

Abbildung 36 sieht man das Ion Trap Massenspektrum nach 10 Minuten Behandlungsdauer.

57.7 83.4 101.2 115.2129.1

155.1

173.1

187.1 199.0213.1 225.0 249.0

261.0

275.0

282.9

301.0

314.9335.0 347.0

+MS, 0.0min (#5)

0.0

0.5

1.0

1.5

2.0

2.5

5x10

50 100 150 200 250 300 m/z

Abbildung 36: Ion Trap Massenspektrum nach 10 Minuten Behandlungsdauer von 1000 µg/L Cyclophosphamid in VE-Wasser mittels Hg-Nd und 1g/L H2O2 bei 30°C.

Bei m/z = 261 und 283 handelt es sich um Cyclophosphamid bzw. dessen Natriumaddukt. Bei

m/z = 225 handelt es sich um ein Tochterion vom Natriumaddukt. Die beiden Signale bei

m/z = 155 und 173 konnten nicht identifiziert werden. Nach 30 Minuten Behandlungsdauer

konnten diese noch in Spuren nachgewiesen und nach Beendigung des Versuches (2 h) nicht

mehr nachgewiesen werden. Da bei den ökotoxikologischen Test ebenfalls keine erhöhten

Werte festgestellt werden konnten, kann man davon ausgehen, dass nach Abschluss der

Behandlung der Gehalt an bedenklichen Inhaltsstoffe stark reduziert wurde.

Das Ion Trap Massenspektrum der mit den gleichen Bedingungen durchgeführten Untersu-

chung mit Ciprofloxacin ist in Abbildung 37 dargestellt.


57.7 69.5

85.3101.3 129.2

147.2

155.2 191.2 209.2229.2 245.1

301.2

309.1

323.0

332.1

+MS, 0.2min (#19)

0.0

0.5

1.0

1.5

5x10Intens.

50 100 150 200 250 300 m/z

Abbildung 37: Ion Trap Massenspektrum nach 10 Minuten Behandlungsdauer von 1000 µg/L Ciprofloxacin in VE-Wasser mittels Hg-Nd und 1g/L H2O2 bei 30°C.

Neben dem [M+H]+-Ion von Ciprofloxacin kann man bei den zeitabhängigen Abbauuntersu-

chungen drei weitere Ionen detektieren (m/z = 147, 301 und 309). Das nach 10 Minuten nach

Ciprofloxacin intensivste Signal bei m/z = 309 ist nach 30 Minuten nur noch im Rauschen zu

erkennen. Eine Strukturzuordnung war hier wie bei den vorherigen Experimenten nicht mög-

lich. Dagegen waren die beiden anderen Ionen auch noch nach 30 Minuten sehr gut nach-

weisbar. MSn-Untersuchungen haben gezeigt, dass beiden Ionen Teilen der Cipro-

floxacinstruktur zugeordnet werden können. Bei m/z = 147 handelt es sich aller wahrschein-

lichkeit um ein primäres Oxidationsprodukt unter Abspaltung von COH3. Ein Strukturvorschlag

kann allerdings für beide Abbauprodukte nicht gemacht werden. Hierfür wären weitere Stu-

dien notwendig.

Da nach Beendigung der Abwasserbehandlung wie bei den vorhergehenden Untersuchungen

keine Substanzen mittels LC-MSn und LC-MS/MS nachweisbar waren und auch bei den bio-

logischen Untersuchungen keine Auffälligkeiten nachgewiesen werden konnten, kann man

davon ausgehen, dass nach Abschluss der Behandlung keine bedenklichen Inhaltsstoffe

mehr vorhanden sind. Eine Identifizierung der intermediär gebildeten Zwischenprodukte ist

aus diesem Grund auch nicht notwendig. In der geplanten Demonstrationsanlage müssen

diese Untersuchungen allerdings wiederholt werden. Auch wenn direkte Abbau- oder Oxidati-

onsprodukte nicht eindeutig identifiziert werden können, so ist aufgrund der ebenfalls nicht

vorhandenen toxikologischen Daten eine vollständige Zerstörung anzustreben.


6.5 Oxidationstests mit weiteren Substanzen

Erste Untersuchungen zum Abbau weiterer Substanzen haben gezeigt, dass das entwickelte

Verfahren auch für andere ökotoxikologisch relevante Verbindungen wie z.B. andere Antibio-

tika und Hormone eingesetzt werden kann. Beispielhaft wurde eine Versuchsreihe mit fünf

biologisch nicht abbaubaren Hormonen durchgeführt. Analog zu den Versuchen vorher wurde

auf ein aufwendiges clean-up und Probenaufkonzentrierung mittels SPE verzichtet. Aus die-

sem Grund wurden die Versuche wie bei Jürgens et al. [64] mit höher dotierten Toilettenab-

wässern durchgeführt. Die Bestimmung der Substanzen erfolgte nach Derivatisierung [65, 66]

mittels GC-MS. Wie in Abbildung 38 zu erkennen ist, werden die fünf strukturell sehr ähnli-

chen Substanzen fast gleich schnell abgebaut. Diese Ergebnisse bestätigen die Abbauergeb-

nisse von Jürgens et al. und zeigen, dass mit dem entwickelten Verfahren eine Reihe anderer

Substanzen ebenfalls abgebaut werden können. Da zur Untersuchung weiterer Substanz-

klassen jeweils neue Analysemethoden entwickelt werden müssen, konnten aus Zeit- und

Kapazitätsgründen im Rahmen dieses Forschungsvorhabens keinen Abbauversuche mit wei-

teren Substanzen wie z.B. Röntgenkontrastmitteln durchgeführt werden.

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 5 10 15 20 25 30 35 40 45

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]

Estrone 17- ß- estradiol Mestranol Estriol 17- a- Ethinylestradiol

Abbildung 38: Abbau Hormone Hg-Niederdruck-Strahler, AW 6, 3 Liter, 30°C, 1 g/L H2O2


7 Modellierung und Planung der Versuchsanlage

Um eine Grundlage für die Modellierung des Verfahrens zu schaffen, wurden Optimierungs-

versuche mit dem Laborreaktorsystem durchgeführt. Hierbei wurde das effektivste Verfahren

(Quecksilber-Niederdruck-Strahler in Kombination mit Wasserstoffperoxid als Oxidationsmit-

tel) ausgewählt. Der Schwerpunkt lag auf der Untersuchung des Einflusses des Gesamtvolu-

mens (1 - 5 L) in Kombination mit der Variation von Temperatur (20 - 40°C) und Wasserstoff-

peroxidkonzentration (0,5 - 3 g/L). Die vergleichende Bewertung der Versuche erfolgte über

die Halbwertszeit von Cyclophosphamid, das in allen Versuchen die am schwersten abbauba-

re Substanz ist. Des Weiteren ist es aufgrund seines kanzerogenen Potenzials, den hohen

Verbrauchsmengen, der Persistenz gegenüber dem biologischen Abbau und des Vorkom-

mens in einigen Oberflächengewässern als Leitsubstanz geeignet.

Folgende Modellierungsstrategien wurden kombiniert angewendet:

• Deterministisch: Die formalen Zusammenhänge zwischen Einflussgrößen und Zielgrö-

ßen müssen bekannt sein (Modellgleichungen). Die Modellierung validiert (oder falsifiziert)

Modellgleichungsansätze und ermittelt Parameter. Der Vorteil liegt in der guten Übertrag-

barkeit. Angewendet wurden deterministische Modelle zur Bestimmung der Geschwindig-

keitskonstante durch die Auswertung der Konzentration in Abhängigkeit von der Zeit.

• Stochastisch: Es werden allgemeine Zusammenhänge zwischen Einflussgrößen und

Zielgrößen angenommen (z.B. linear oder quadratisch). Die Modellierung ermittelt rele-

vante Effekte (signifikante Parameter) zwischen Einflussgrößen und Zielgrößen. Als Vor-

teil ist zu nennen, dass diese Strategie auch bei komplexen Problemen belastbare Ergeb-

nisse liefert. Angewendet wurde die stochastische Modellierungsstrategie zur Beschrei-

bung der Einflüsse verschiedener Betriebsparameter auf die Geschwindigkeitskonstanten.

Für die Versuchsplanung wurde der quadratischer Ansatz nach dem Box-Behnken-Plan ver-

wendet. Die Aufstellung und Auswertung des Box-Behnken-Plans erfolgte mit dem Programm

STATISTICA (STATSOFT Inc.; Version 5.5). Für einen dreistufigen Box-Behnken-Plan mit

drei Faktoren waren 15 Versuche nötig, im Gegensatz zu 27 Versuchen, die bei der Verwen-

dung eines vollständigen faktoriellen Versuchsplan durchgeführt werden müssten. Folgende

zu optimierender Parameter (Einflussgrößen) wurden variiert: Temperatur, H2O2-Menge, „Ab-

wasservolumen“. Unter dem „Abwasservolumen“ verstehen wir hier die Summe von Reaktor-


volumen und Vorlagebehälter. In Abbildung 39 ist der Box-Behnken-Plan für die geplanten

zwölf Versuche und drei Mittelpunktsversuche graphisch dargestellt.

x1

x2

x3

Abbildung 39: Graphische Darstellung des Box-Behnken-Plans für drei Faktoren und drei Stufen

Die Einflussgrößen in Tabelle 18 wurden für drei Faktoren und drei Stufen aufgestellt.

Tabelle 18: Box-Behnken-Plan – Faktoren und Niveaus der Einflussgrößen

Faktor Name Einheit Unteres Niveau

Mittleres Niveau

Oberes Niveau

X1 Temperatur °C 20 30 40 X2 H2O2 g/l 1 2 3 X3 Volumen Vorlagebehälter +

Reaktionsvolumen Liter 1 3 5

Aus der Auswertung des Versuchsplans ergab sich, dass neben der Temperatur und der

H2O2-Menge bei diesem Verfahren vor allem das Volumen des Vorlagebehälters, das eine

indirekte Einflussgröße darstellt, einen entscheidenden Einfluss auf das Abbauergebnis hatte

(Abbildung 40). Dies lässt sich dadurch erklären, dass man durch die Erhöhung des gesam-

ten Volumens eine dazu umgekehrt proportionale Verringerung der Verweilzeit im UV-Reaktor

erhält. Bei gleichbleibender Versuchszeit ist mit steigendem Volumen der Kontakt der Molekü-

le mit dem Strahlungsfeld geringer. Dadurch verringert sich die volumenspezifische UV-Dosis.

Eine höhere Konzentration an Wasserstoffperoxid hatte keinen beschleunigten Abbau zur

Folge. Die Erhöhung der Temperatur hat zwar eine leichte Erhöhung der Reaktionsgeschwin-


digkeit bewirkt, die hierfür benötigte Energie ist allerdings höher als der reale Nutzen. Bei der

Verwendung von Ozon als Oxidationsmittel wäre eine Temperaturerhöhung sogar kontrapro-

duktiv, da die Löslichkeit von Ozon mit zunehmender Temperatur abnimmt. Aus diesem

Grund ist die Temperierung einer späteren Anlage nicht notwendig.

-1,5 -0,5 0,5 1,5

Temperatur

0,00000

0,05000

0,10000

0,15000

0,20000

,227890,25000

0,30000

k-Wert

-1,5 -0,5 0,5 1,5

H2O2-Menge

-1,5 -0,5 0,5 1,5

Volumen Abbildung 40: Profile für Prognosewerte und Erwünschtheit

In Abbildung 41 ist die empirische Modellfunktion für die Einstellungen des Mittelpunktes (0,

0, 0) graphisch mit Fehlerbalken gegen die experimentellen Daten aufgetragen. Der Vergleich

zwischen Experiment und Modell zeigt eine gute Übereinstimmung der Modellvorhersage (mit

gemittelten Parametern) mit den experimentellen Daten.

0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

0,8

0,9

1

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100Zeit [min]

c/c0

ExperimentModell

Abbildung 41: Graphische Darstellung der empirischen Modellfunktion


Bei der Erstellung der Modellgleichung kann wegen der hohen Durchmischung des Laborre-

aktors mit dem Abwasser aus dem Vorratsgefäß von einem ideal durchmischten Batch-

Reaktor ausgegangen werden (Abbildung 42). Daraus leitet sich die in Gleichung 7.1 darge-

stellte Bilanzierung ab. Gleichung 7.2 stellt folgende Verbindung her: Die Reaktionsrate ist

eine Funktion der Strahlerleistung (P) und des Volumens (Vges). Durch Einsetzen von Glei-

chung 7.2 in Gleichung 7.1 wird Gleichung 7.4 erhalten. Durch Integration von Gleichung 7.4

entsteht Gleichung 7.5. Gleichung 7.3 zeigt die Abhängigkeit der Geschwindigkeitskonstante.

(Gleichung 7.1)

Abbildung 42: Bilanzierung

)V,P(fR ges=& Ages

cKVPR ⋅⋅=& (Gleichung 7.2)

KVPkges

⋅= � PVk

K ges⋅= (Gleichung 7.3)

Ages

A cKVP

dtdc

⋅⋅=− (Gleichung 7.4)

tKVP

cc

lngesA

A0 ⋅⋅= (Gleichung 7.5)

Die Berechnung von K erfolgt für die Reaktionsbedingungen 30 °C, 1 g/L H2O2 für ein, drei

und fünf Liter Gesamtvolumen nach Gleichung 7.3. Der Strahlungsfluss P der UV-Lampe be-

trägt laut Hersteller 3 W. Die entsprechenden k-Werte wurden experimentell bestimmt.

0Ac

RVdt

dcV gesA

ges&=

Vges: Volumen Vorratsbehälter + Reaktorvolumen t: Zeit cA0: Ausgangskonzentration der Substanz A R: Reaktionsrate K: Reaktionskonstante k: Geschwindigkeitskonstante P: Strahlungsfluss der UV-Lampe

dtdcV A

ges

V&


k1 L = 0,130 min-1 � K1 L = 0,043 L(min W)-1

k3 L = 0,032 min-1 � K3 L = 0,032 L(min W)-1

k5 L = 0,026 min-1 � K5 L = 0,043 L(min W)-1

Die drei K-Werte für die verschiedenen Volumina können als konstant angesehen werden.

Als Mittelwert ergibt sich ein Wert von 0,039. Unter Verwendung von Gleichung 7.5 kann mit

diesem Wert entweder bei gegebener Lampenleistung das Gesamtvolumen oder bei bekann-

tem Gesamtvolumen die Lampenleistung für die Demonstrationsanlage berechnet werden.

Ausgehend von einem Substanzabbau von mindestens 95 Prozent ergibt sich bei Verwen-

dung der folgenden Daten (Vges = 500 L, K = 0,039 L(min W)-1, T = 360 min, ca0 = 1 mg/L, cA =

0,05 mg/L) eine benötigte Strahlerleistung (eingetragener Strahlungsfluss) von 107 Watt.

Basierend auf den Ergebnissen der Laborversuche und der Modellierung wurde eine De-

monstrationsanlage grundlegend dimensioniert. Das im Forschungsantrag vorgeschlagene

Konzept (Abbildung 43) wurde dabei als Ausgangspunkt übernommen. Das belastete Abwas-

ser wird zunächst gesammelt und die feste von der flüssigen Phase getrennt. Eine zusätzli-

che Behandlung der Feststoffe ist nicht notwendig, so dass diese Die Feststoffe werden der

Entsorgung zugeführt und die Flüssigkeiten werden oxidativ behandelt. Optional waren hier-

bei eine Vor- und Nachbehandlung vorgesehen. Das nach der Oxidation gereinigte Wasser

kann dem öffentlichen Kanalnetz zugeführt werden.

Oxidation

belastetesAbwasser

Trennungfest / flüssig

FeststoffeEntsorgung

optional:Nachbehandlung

optional:Membran-filtration

gereinigtes Abwasser

öffentlichesAbwassernetz

Retentat

Permeat

Abbildung 43: Auslegung der Demonstrationsanlage, Konzept Antrag


Für die Demonstrationsanlage ist wie in Abbildung 44 dargestellt zunächst die Sammlung der

Abwässer zur Sedimentation in einem ersten Behälter vorgesehen. Der Überstand wird über

einen Grobfilter in den Vorlagebehälter der Reaktionseinheit gepumpt. Hier ist die Dotierung

mit den Leitsubstanzen Cyclophosphamid (Zytostatikum) und Chloramphenicol (Antibiotikum)

vorgesehen. Im anschließenden Kreislauf wird die Behandlung mit dem jeweiligen Oxidati-

onsverfahren vorgenommen. Das gereinigte Abwasser und der Sedimentationsrückstand aus

dem Absetzbecken werden der Kanalisation zugeführt. Vorgesehen ist zusätzlich die Mög-

lichkeit, das behandelte Abwasser zur Rückspülung der abgesetzten Phase zu verwenden

und es gegebenenfalls einem zweiten Behandlungszyklus zu zuführen. Diese Versuche wer-

den mit der in diesem Projekt entwickelten Analytik begleitet. Zusätzlich ist noch die Prüfung

der Abbaubarkeit weiterer persistenter, toxikologisch bzw. ökologisch bedenklicher Substan-

zen vorgesehen.

Der modulare Aufbau der Anlage ermöglicht die praxisnahe Untersuchung und Optimierung

der Verfahrenskombinationen Md/H2O2, Nd/H2O2 und Ozon im Hinblick auf Effektivität und

insbesondere Wirtschaftlichkeit. Die mit dem Upscaling verbundenen Probleme (Anlagenge-

ometrie, Verfahrensführung, Erwärmung, Belag- und Schaumbildung etc.), die ein erhebliches

technisches Risiko darstellen und weitere umfangreiche Entwicklungsarbeiten erfordern, kön-

nen so im Demonstrationsmaßstab betrachtet werden.


Vorlage-behälter

H2O2 Vorlageoptional: Ozongenerator

stat. Mischer

Wärmetauscher

ZudosierungLeitsubstanzen

Filter

Kanalisation

Frischwasser

RückführungSpülwasser

Durchflussmessung

Absetzbeckenund

Puffertank

variableEntnahmehöhe

Toilettenabwasser

Überlauf

UV-MD-Strahler

UV-ND-Strahler

Kanalisation

Vorbehandlungseinheit Reaktionsseinheit

Abbildung 44: Folgeprojekt - Schematischer Aufbau der Demonstrationsanlage

Aufgrund der baulichen Gegebenheiten soll die Demonstrationsanlage zunächst beim IUTA

aufgebaut werden. Dort ist es möglich, mit relativ einfachen Umbauten im Keller das Abwas-

ser von 14 Toiletten (Ausscheidungen, Spülwasser und Ablauf der Handwaschbecken) zu

sammeln. Dadurch besteht die Möglichkeit, bei der Verfahrensevaluierung und Entwicklung

eventuell notwendig werdende Umbaumaßnahmen schnell durchzuführen und deren Effektivi-

tät durch die vorhandene Analytik schnell zu kontrollieren. Basierend auf der geschätzten

Abwassermenge einer onkologischen Station von 100 bis 500 Liter pro Tag wurde das Ab-

setzbecken, das auch als Puffertank dient, für die maximal zu erwartende Menge von 500

Liter dimensioniert. Die Gültigkeit des gewählten Scale-up-Ansatzes wird durch die Ergebnis-

se der Demonstrationsversuche validiert. Die gewählte Strahlerleistung von 105 Watt (effekti-

ver Strahlungsfluss) sollte eine Behandlung von 500 Litern in sechs Stunden ermöglichen.

In einem abschließenden Praxistest ist der Aufbau der Anlage in einem Krankenhaus geplant.

Der entsprechende Folgeantrag (Oxidative Behandlung von Krankenhausabwasser-

Teilströmen zur Beseitigung von persistenten, hochwirksamen Pharmazeutika, Teil 2: Scale-

up des Verfahrens, Aufbau und Optimierung einer Demonstrationsanlage) wurde bei der AiF

im November 2003 eingereicht und ist in der Zwischenzeit positiv begutachtet worden.


8 Wirtschaftlichkeitsanalyse

Im Forschungsantrag zu diesem Projekt wurde seiner Zeit eine Abschätzung der zu erwar-

tenden Verfahrenskosten vorgenommen. Ihre Präzisierung dieser Werte im Rahmen einer

Wirtschaftlichkeitsanalyse war ein wesentlicher Bestandteil dieses Projektes. Eine Vielzahl

von Einflussfaktoren (Investitionskosten, Energiekosten, Art und Menge der benötigten Che-

mikalien, Behandlungsdauer, Kosten für Instandhaltung etc.) wurden hiezu im Laufe dieses

Projektes konkretisiert.

Grundlage der Kostenabschätzung ist eine Behandlungsanlage zur Beseitigung von Zytosta-

tika aus Krankenhausabwasser-Teilströmen, die nur aus der Grundkonfiguration Fest/Flüssig-

Trennung und Oxidationsstufe besteht. Als Zulauf zur Anlage wird von etwa 1 m3/Tag ausge-

gangen. Wie in Kapitel 7 ausführlich dargelegt wurde, ist die Behandlung von 1 m3 Toiletten-

abwasser innerhalb von zwölf Stunden Betriebszeit möglich. In Tabelle 19 werden die ge-

schätzten Werte aus dem Antrag und die aktuellen Zahlen aus der Planung der Demonstrati-

onsanlage gegenübergestellt. Bei der Berechnung der Investitions- und Stromkosten wurde

wie oben erwähnt das im Labormaßstab effektivste Verfahren (Quecksilber-

Niederdruckstrahler und Wasserstoffperoxid) ausgewählt. Bei den Stromkosten liegt den ge-

schätzten Werten ein Verbrauch von 50 kWh/m3 und den aktuellen Zahlen ein Verbrauch von

16 kWh/m3 zugrunde.

Tabelle 19: Kostenrechnung für die Behandlungsanlage

Antrag (geschätzt) Aktuelle Zahlen

Investitionskosten 50.000 € 10.750 €

Annuität (12 Jahre Nutzungsdauer, 6 % Zins) 12 %: 6.000 €/a 1.290 €/a

Stromkosten (0,08 €/kWh): 1.460 €/a 468 €/a

Betriebsmittelkosten (0,45 €/kg H2O2) - €/a 495 €/a

Wartungsaufwand (3 % der Investitionskosten/Jahr) 1.500 €/a 323 €/a

Personalbedarf (0,5 h/Woche, 40 €/h) 1.040 €/a 1.040 €/a

Gesamtkosten: 10.000 €/a 3.616 €/a

Bei der Reinigung von 365 m3 Abwasser pro Jahr ergeben sich mit den für die Demonstrati-

onsanlage ermittelten Werten spezifische Kosten von ca. 10 €/m3. Diese Kosten werden in


Tabelle 20 als Grundlage für die Berechnung der Kosten für die tatsächlich zu zerstörenden

Substanzmengen verwendet. Hierbei werden beispielhaft die Antibiotika-Konzentrationen vor

und nach Oxidation für den Toilettenablauf und für den Kläranlagenablauf gegenübergestellt

[40, 41]. Aus der Tabelle geht hervor, dass die Effektivitäten des Oxidationsprozesses bei der

Behandlung vor Ort und nach der Kläranlage in der gleichen Größenordnung liegen. Die Ge-

samtmenge der jeweils eliminierten Antibiotika ist jedoch sehr unterschiedlich. Beim Bezug

auf einen Kubikmeter liegen die Abbauleistungen beim Kläranlagenablauf bei 0,57 mg/m3 und

für den Toilettenablauf bei 999 mg/m3.

Tabelle 20: Gegenüberstellung der Behandlung von Kläranlagenablauf und Toilettenablauf

Kläranlagenablauf (POSEIDON)

Krankenhausabwasser-Teilstrom

Antibiotikakonzentration vor Behandlung

[µg/L] 0,6 1000

Antibiotikakonzentration nach Behandlung

[µg/L] < 0,03 < 1

Reduktion [%] > 95 > 99

Abbauleistung [mg/m3] 0,57 999

Behandlungskosten (bezogen auf Abwasservolumen)

[€/m3] 0,04 9

Behandlungskosten (bezogen auf Abbauleistung)

[€/g] ca. 70 10

Bei angenommenen Kosten der Ozonisierung des Kläranlagenablaufs von 0,04 €/m3 [40] er-

geben sich die auf die eliminierte Arzneimittelmenge bezogenen Gesamtkosten von ca.

70 €/g. Bei der technischen Umsetzung der beantragten Demonstrationsanlage wird für die

gleiche eliminierte Substanzmenge nur mit Kosten von 10 €/g gerechnet.

Dieser Vergleich macht sehr deutlich, dass neben dem umweltpolitischen Aspekt, wonach

Kontaminationen möglichst nahe am Entstehungsort zerstört werden sollten, auch wirtschaft-

liche Vorteile bei der in diesem Vorhaben untersuchten Abwasserbehandlung am Eintragsort

bestehen.


9 Diskussion und Ausblick

Zur Kontrolle der Wirksamkeit des Behandlungsverfahrens wurde eine substanzspezifische

Analysenmethode für Pharmazeutika in Abwasser mittels LC-MS/MS ohne zusätzliche Pro-

benvorbereitung entwickelt. Die Nachweisgrenzen dieser Methode liegen substanz- und mat-

rixabhängig zwischen 0,1 µg/L und 5 µg/L. Zur exakten Quantifizierung ist eine Matrix-

Kalibration notwendig. Neben der direkten Analyse von Krankenhausabwasser-Teilströmen ist

durch Ergänzung einer geeigneten Probenvorbereitung mittels Festphasenextraktion auch die

Bestimmung von wesentlich niedrigeren belasteten Kläranlagenabläufen oder Oberflächen-

gewässern möglich.

Das Ziel des Forschungsvorhabens, die Entwicklung eines oxidativen Behandlungsverfahrens

zur Reduktion von hochwirksamen Arzneimitteln aus Krankenhausabwasser-Teilströmen,

wurde erreicht. Das im Labormaßstab effektivste AOP-Verfahren bildete die Grundlage für die

im Anschluss durchgeführte Verfahrensmodellierung.

Die Vorversuche zeigten, dass eine aufwändige Feststoffseparierung, wie sie z.B. die Memb-

ranfiltration darstellt, nicht notwendig ist. Nach drei- bis vierstündiger Sedimentation des Toi-

lettenabwassers ist eine direkte Behandlung des Überstandes möglich. Eine Behandlung der

Feststoffphase ist nicht notwendig, da die untersuchten Substanzen sehr gut wasserlöslich

sind und keine Adsorption an den Sedimenten festgestellt werden konnte.

Der Vergleich der untersuchten Verfahrensvarianten in Tabelle 21 zeigt, dass ein Abbau der

untersuchten Zytostatika und Antibiotika (> 99 %) sowie eine Reduktion der ökotoxikologi-

schen Eigenschaften (> 95 %) mit verschiedenen Verfahren erreichbar ist. Je nach Art des

eingesetzten Oxidationsmittels (Ozon oder Wasserstoffperoxid) und der verwendeten UV-

Quelle (Quecksilber-Niederdruckstrahler oder -Mitteldruckstrahler) sind Behandlungszeiten

zwischen 10 und 90 Minuten erforderlich. Leitsubstanz für die Beurteilung des Behandlungs-

verfahrens ist das am schwersten zu oxidierende Cyclophosphamid (CP).


Tabelle 21: Vergleich der untersuchten Verfahrensvarianten anhand der Halbwertszeit τ und des Substanzab-baus der Leitsubstanz Cyclophosphamid (CP) sowie der Toxizitätsreduktion nach umu-Test.

Verfahren / Maßstab τ (CP) [min]1

Zeit für Substanzabbau > 99 % [min]1

Toxizitätsreduktion (umu-Test) [%]

Labormaßstab

Hg-Nd (15 W/L) - kein Abbau n.b.

Hg-Nd (15W/L) + 1 g/L H2O2

3,9 15 > 98 % nach 120 min

Hg-Md (150 W/L) + 2 g/L H2O2

26 > 40 n.b.

Hg-Md (150 W/L) + 80 mg /min L-1O3

- kein Abbau n.b.

Hg-Md (150 W/L) + 1 g/L H2O2 und 80 mg /min L-1O3

> 120 20 % Abbau nach 120 min n.b.

O3 (80 mg /min L-1) - kein Abbau n.b.

halbtechnische Anlagen

Hg- Md (2100 W/L) + 1 g/L H2O2

0,4 1,7 > 99 % nach 60 min

Hg-Nd (120 W/L) + 1 g/L H2O2

3,8 23 n.b.

Blasensäule, 25 mg O3/min L-1

2,6 11 > 99 % nach 16 min

1 bezogen auf 1 L Reaktorvolumen

Wie die ersten Scale-up Versuche mit halbtechnischen Anlagen gezeigt haben, ist die Über-

tragung in den realen Maßstab zwar möglich, aufgrund der unterschiedlichen Reaktorgeomet-

rien und Strahlereigenschaften werden allerdings abweichende Ergebnisse zum Labormaß-

stab erhalten. Dies gilt insbesondere beim Einsatz von Hg-Mitteldruck-Strahlern und der Ozo-

nisierung. Letztere ist im Wesentlichen von der Effektivität des Gaseintragsystems und der

daraus folgenden gelösten Ozonkonzentration abhängig. In der Laboranlage konnten trotz

höherer gasförmigen Ozonkonzentrationen keine befriedigenden Ergebnisse erzielt werden.

Dagegen zeigten die Vorversuche bei der Fa. WEDECO, ebenso wie aktuelle Veröffentli-

chungen, dass die Ozonisierung nicht nur zur Entkeimung von Trink- und Schwimmbadwäs-

sern, sondern auch zur Zerstörung von unerwünschten organischen Wasserinhaltsstoffen,

wie z.B. Arzneimitteln oder endokrinen Substanzen, geeignet ist. Bei Hg-Mitteldruck-Strahlern


kann die Effektivität durch gezielte Dotierungen und die Erhöhung der spezifischen Strahler-

leistung beeinflusst werden. Mit einem speziellen Strahler der Fa. UMEX konnte gezeigt wer-

den, dass nicht nur die Abbaugeschwindigkeit bei der Oxidation mit Wasserstoffperoxid we-

sentlich verbessert werden kann und dass in stark gefärbten Toilettenabwässern sogar eine

Photooxidation möglich ist.

Dieser besonderen Scale-up Problematik wird durch den zweistufigen Projektaufbau Rech-

nung getragen. Da zum jetzigen Zeitpunkt nicht entschieden werden kann, mit welcher Vari-

ante eine effektive, aber auch wirtschaftliche Behandlung von Krankenhausabwässern mög-

lich ist, wurde bei der Vorplanung der Demonstrationsanlage ein modularer Aufbau gewählt.

Hierdurch ist in dem geplanten Folgevorhaben die Verfahrensevaluation im realen Maßstab

möglich. Erst nach diesen Experimenten kann eine Optimierung in Hinblick auf Effektivität

und vor allem die Wirtschaftlichkeit des Verfahrens durchgeführt werden. Durch eine ab-

schließende Wirtschaftlichkeitsberechnung können am Ende des zweiten Vorhabens verläss-

liche Aussagen zu den Kosten des Verfahrens getroffen werden. Zur Abschätzung der erwar-

teten Behandlungskosten wird das in diesem Vorhaben durchgeführte Konzept der Zerstö-

rung der unerwünschten Arzneimittelkontaminationen möglichst nah an der Entstehungs-

bzw. Eintragsquelle mit der im EU-Projekt POSEIDON entwickelten End-Of-Pipe Lösung, der

Behandlung eines Kläranlagenablaufes verglichen.

Vorteile der direkte Behandlung sind die relativ kleinen Volumenströme und hohen Konzentra-

tionen der zu zerstörenden Substanzen. Bereits bei der Behandlung des gesamten Klinikab-

wassers müssten neben den mit Pharmazeutika belasteten Toilettenabwässern auch Spül-

sowie ggf. Küchen- und Wäschereiabwässer behandelt werden, was wesentlich höhere In-

vestitions- und Betriebskosten zur Folge hat. Bei der Behandlung des Kläranlagenablaufs

durch z. B. Ozonisierung liegen die Pharmazeutika bereits stark verdünnt vor. An dieser Stelle

sind die Volumenströme sehr hoch. Daher sind die auf die tatsächlich zu zerstörenden Sub-

stanzmengen bezogenen Kosten mit ca. 70 €/g deutlich höher als die Toilettenablaufbehand-

lung (10 €/g).

Da die Krankenhäuser über steigende Abwassergebühren letztlich an den Kosten beteiligt

werden, besteht bei entsprechender Umsetzung der Abwasser-Indirekteinleiterverordnung für

die Kliniken auch ein wirtschaftliches Interesse zur Umsetzung dieser neuen Abwasserbe-

handlung. Als sogenannter Abwasser-Indirekteinleiter könnten bei Vorhandensein einer sol-

chen Abwasserbehandlungsanlage die Abwassergebühren entsprechend gesenkt werden.


Positiver Nebeneffekt ist neben der Zerstörung von Pharmazeutikakontaminationen auch die

Reduzierung weiterer Inhaltsstoffe sowie der Reduzierung abwasserrelevanter Summenpa-

rameter wie z.B. CSB, TOC und AOX zu rechnen. Detailliertere Untersuchungen zum Poten-

zial und zur Wirksamkeit der Demonstrationsanlage sind im Folgeprojekt geplant. Des Weite-

ren ist die Erweiterung der vorhandenen Analysemethoden auf weitere Substanzen vorgese-

hen, so dass neben den toxikologisch bedenklichsten Arzneimitteln auch Erkenntnisse über

weitere Stoffe, wie z.B. Desinfektionsmittel, Röntgenkontrastmittel oder endokrin wirkender

Substanzen, zu erwarten sind.

Neben den politischen Voraussetzungen sind die Ergebnisse der geplanten F&E-Arbeiten, die

Erstellung eines Funktionsmusters zur Behandlung von Toilettenabläufen und die Demonstra-

tion der Effektivität im realen Maßstab, die Voraussetzung für den Erfolg und die wirtschaftli-

che Einsetzbarkeit dieser neuen Technologie.


10 Wirtschaftliche Bedeutung des Forschungsthemas für kleine und mittlere Unternehmen (kmU)

10.1 Voraussichtliche Nutzung der Forschungsergebnisse

In dem hier abgeschlossenem Forschungsvorhaben konnte gezeigt werden, dass Emissionen

besonders bedenklicher Inhaltsstoffe aus Klinikabwässern signifikant reduziert werden kön-

nen. Die hierfür notwendigen Grundlagen als Ausgangspunkt für ein modulares Abwasserrei-

nigungsverfahren zur Behandlung von komplexen Abwässern mit besonders umweltbelasten-

den Inhaltsstoffen konnten erarbeitet werden. Auf der Basis dieser Ergebnisse können kleine

und mittlere Unternehmen des Anlagenbaus, aber auch zuliefernden Apparatebaufirmen und

EMSR-Ausstatter neue Produktentwicklungen anstoßen. Eine unmittelbare Umsetzung sollen

die in diesem Projekt gewonnene Erkenntnisse beim Bau und Probebetrieb einer entspre-

chenden Demonstrationsanlage finden.

Über den konkreten Anwendungsfall Krankenhausabwasser hinaus, sind die aus diesem Pro-

jekt erhaltenen grundlegenden Erkenntnisse über AOP-Verfahren und deren Scale-up auf

eine Vielzahl ähnlicher Problemstellungen übertragbar. Als Beispiele seien hier genannt:

- Behandlung problematischer Abwässer von Produktionsbetrieben in der chemischen

und pharmazeutischer Industrie,

- Deponiesickerwasserreinigung,

- Abwasserreinigung an Teilströmen der metallverarbeitenden Industrie (z.B. Galvanik,

mechanische Werkstätten) und der Elektroindustrie

- Beseitigung von Tierarzneimitteln, pharmakologisch wirksamen Futterzusatzstoffen

und anderen Problemstoffen aus Abwässern in der Landwirtschaft und Aquakultur.

Die angestrebten Forschungsergebnisse können demnach hauptsächlich in den Fachgebie-

ten Chemie, Verfahrenstechnik und Umwelttechnik (Zuordnung gemäß Vordruck [4.1.19])

genutzt werden. Sie werden dort in die Gebiete Konstruktion, Produktion, Elektrotechnik so-

wie Meß-, Regel und Automatisierungstechnik einfließen.

Zu den Wirtschaftszweigen, in denen die Ergebnisse einsetzbar sind, gehören insbesondere

Erbringer von Dienstleistungen (Gesundheitswesen, Laboratorien) und Chemische Industrie

(Zuordnung gemäß Vordruck [4.1.20]). Darüber hinaus sind Einsatzgebiete in den Wirt-


schaftszweigen Textil- und Bekleidungsgewerbe, Ledergewerbe, Papier-, Verlags- und

Druckgewerbe, Metallerzeugung und -bearbeitung, Maschinenbau und Elektrotechnik sowie

der Energie- und Wasserversorgung zu sehen. Es liegt in der Sache, dass sich hieraus auch

ein Spektrum von Dienstleistungen ergeben kann.

10.2 Möglicher Beitrag zur Steigerung der Leistungs- und Wettbewerbsfähigkeit der kmU

Zur Zeit wird für die geschilderte Problemstellung kein geeignetes Reinigungsverfahren auf

dem Markt angeboten. Im Hinblick auf die stärker werdende Problematisierung des Themas

ist es eine Frage der Zeit, bis wann auf europäischer Ebene gesetzliche Maßnahmen gefor-

dert werden. In Deutschland existieren viele Hundert kleine und mittlere Unternehmen, die mit

der Herstellung kompakter Abwasserreinigungsverfahren befasst sind und die entwickelte

Technologie übernehmen können. Vor dem dargelegten Hintergrund stellt die Entwicklung

schon jetzt für diese kmU`s einen beträchtlichen Wettbewerbsvorsprung auch gegenüber der

ausländischen Konkurrenz dar. Die im beantragten Folgeprojekt vorgesehene Weiterentwick-

lung soll die kmU´s in die Lage versetzen, eine entsprechende Technologie nach dem neus-

ten Stand der Forschung und Entwicklung frühzeitig anbieten zu können.

In Deutschland existieren derzeit rund 3.650 Krankenhäuser sowie Vorsorge- und Rehabilita-

tionseinrichtungen mit einer Gesamtbettenzahl von ca. 790.000, so dass ein beträchtliches

Marktpotential gegeben ist [23]. Für die in diesem Bereich aktiven kmU´s ergeben sich neue

Tätigkeitsfelder beim Bau, der Installation und langfristig in der Wartung der Anlagen.


11 Veröffentlichungen

Ihm Rahmen des abgeschlossenen Projektes wurden die Ergebnisse den Mitgliedern des

projektbegleitenden Ausschusses in drei Sitzungen zeitnah mitgeteilt und ausgiebig diskutiert.

Darüber hinaus wurden die Ergebnisse einem breiten Interessentenkreis durch Vorträge und

Poster auf nationalen und internationalen Tagungen und Kongressen vorgestellt (s. u.). Aus

diesen Veranstaltungen resultierte eine Vielzahl von Meldungen in der Tagespresse und eine

Veröffentlichung in einer Fachzeitschrift. Weitere Veröffentlichungen in wissenschaftlichen

Fachzeitschriften sind zurzeit in Vorbereitung. Nachfolgend sind die aus diesem Forschungs-

vorhaben resultierten Veröffentlichungen und die im Rahmen der Ingenieurs- und Chemiestu-

diengänge mit den Universitäten des Ruhrgebiets durchgeführte Arbeiten aufgeführt:

Artikel:

• Türk, J.; Plöger, J.; Kiffmeyer, T.K.; Becker, B.; Kabasci, S.; Schmidt, K.G.; Kuß,

H.-M.: Oxidativen Behandlung von Krankenhausabwasser-Teilströmen. Bestim-

mung des Abbaus von persistenten Pharmazeutika mittels HPLC-MS/MS. CLB

Chemie in Labor und Biotechnik 2004, 55 (3), 97-99.

Vorträge:

• Plöger, J.; Türk, J.; Kiffmeyer, T.K.; Reinders, M.: Behandlung von Klinikabwässern

zur Entfernung von Arzneimitteln. InCom, Sondersymposium der Hochschule Nie-

derrhein, Düsseldorf, 25.03.2003.

• Kiffmeyer, T.K.; Türk, J.; Plöger, J.; Schmidt, K.G.; Schöppe, G.; Becker, B.; Ka-

basci, S.; Kuß, H.-M.: Minimisation of human drug input by oxidative treatment of

toilet effluents from hospital wards. ENVIRPHARMA, Lyon, Frankreich, 16.04.2003.


H.-M.: Application of advanced oxiation process (AOP) for degradation of hazar-

dous pharmaceuticals in hospital waste water. ACHEMA, Frankfurt, 19.05.2003



H.-M.: Entwicklung eines Behandlungsverfahrens zur Zerstörung von Zytostatika

und Antibiotika in Krankenhausabwässern - Bestimmung des Substanzabbaus mit-

tels HPLC-MS/MS. LifeCom, Düsseldorf, 23.03.2004

• Türk, J.: Bestimmung von Antibiotika und Zytostatika mittels HPLC-MS in Kranken-

hausabwässern. Oster-Kolloquium des Faches Chemie der Universität Duisburg-

Essen am Standort Duisburg, Duisburg, 20.04.2004.

Poster:

• Tuerk, J.; Kiffmeyer, T.K.; Schmidt, K.G.; Kuss, H.-M.: Simultaneous determination

of 8 antibiotic and 7 antineoplastic agents in hospital waste water by electrospray

tandem mass spectrometry. IMSC ’03 – 16th International Mass Spectrometry Con-

ference, Edinburgh, UK, 31.08.-05.09.2003.

• Tuerk, J.; Ploeger, J; Kiffmeyer, T.K.; Schmidt, K.G.; Schoeppe, G.; Becker, B.;

Kabasci, S.; Kuss, H.-M.: Removal of harzadous pharmaceuticals by oxidative

treatment of toilet effluents from hospital wards. POSEIDON Symposium, Braun-

schweig, 04.-05.11.2003.

• Tuerk, J.; Ploeger, J; Kiffmeyer, T.K.; Schmidt, K.G.; Schoeppe, G.; Becker, B.;

Kabasci, S.; Kuss, H.-M.: Removal of harzadous pharmaceuticals by oxidative

treatment of toilet effluents from hospital wards. Kooperationsforum Innovation der

Wasserwirtschaftsinitiative NRW und der WEDECO AG „Arzneimittelrückstände

und endokrin wirksame Stoffe in Trink- und Abwasser – Herausforderungen, Lö-

sungen und Kosten“ Mülheim/Ruhr, 30.03.2004.

Forschungsarbeiten:

• Plöger, J.: Praxissemesterarbeit, Hochschule Niederrhein, Krefeld, 01.09.2002 –

31.01.2003.


• Caspereit, S.: Oxidativer Abbau von Zytostatika und Antibiotika in Krankenhausab-

wasser. Praktikumsarbeit im Rahmen der Ausbildung zur Biologisch-technischen

Assistentin, Berufskolleg Hilden, 06.01. – 28.02.2003.

• Koivisto, K: Pharmaceuticals in the environment. IAESTE Studentenaustauschpro-

gramm zwischen der Universität Duisburg-Essen und der Universität Espoo, Finn-

land, 02.06. – 22.08.2003.

• Dar, Y.: Modellierung eines Verfahrens für die photochemische Behandlung von

Krankenhausabwasser-Teilströmen. Diplomarbeit, Technische Fachhochschule

Georg Agricola, Bochum, Oktober 2003.


12 Literaturverzeichnis

[1] Ternes, T. A.; Hirsch, R. W.; Stumpf, M.; Eggert, T.; Schuppert, B. F.; Haberer, K.:

Nachweis und Screening von Arzneimittelrückständen, Diagnostika und Antiseptika in der aquatischen Umwelt. Abschlußbericht BMBF Förderkennzeichen 02WU9567/3. März 1999.

[2] Halling-Sørensen, B.; Nilsen, N.; Lanzky, P. F.; Ingerslev, F.; Holten-Lützhoft, H.-C.;

Jørgensen, S. E.: Occurrence, Fate and Effects of Pharmaceutical Substances in the

Environment - A Review. Chemosphere 1998, 36, 357-393.

[3] Arzneimittel in Gewässern – Risiko für Mensch, Tier und Umwelt. Fachtagung 04. Juni

1998, Wiesbaden. Hessische Landesanstalt für Umweltplanung, Arbeits- und Umwelt-

schutz, Schriftenreihe der Hessischen Landesanstalt für Umwelt. 254/98, ISSN 0933-

2391.

[4] Hirsch, R.; Ternes, T. A.; Haberer, K.; Kratz, K.-L.: Occurrence of Antibiotics in the

Aquatic Environment. Sci. Total Environ. 1999, 225, 109-118.

[5] Sacher, F.; Lange, F. T.; Brauch, H.-J.; Blankenhorn, I.: Pharmaceuticals in groundwa-

ters. Analytical methods and results of a monitoring program in Baden-Würtenberg,

Germany. J. Chromatogr. A 2001, 938, 199-210.

[6] Daughton, C. G.; Ternes, T. A.: Pharmaceuticals and Personal Care Products in the

Environment: Agents of Subtle Change? Environment Health Persp. 1999, 107: Sup-

plement 6, 907-938.

[7] Jørgensen, S. E.; Halling-Sørensen, B.: Drugs in the environment. Chemosphere 2000,

40, 691-699.

[8] Kümmerer, K. (Ed.): Pharmaceuticals in the Environment. 1. Aufl., Springer Heidelberg,

New York, 2001.

[9] Rönnefahrt, I.; Koschorreck, J.; Kolossa-Gehring, M.; Arzneimittel in der Umwelt, Mittei-

lungsblatt der Fachgruppe Umweltchemie und Ökotoxikologie, 8. Jahrg. 2002 / Nr. 4

[10] Bund/Länderausschuss für Chmikaliensicherheit (BLAC. Arzneimittel in der Umwelt.

Auswertung der Untersuchungsergebnisse. Bericht an die 61. Umweltministerkonferenz

am 19./20. November 2003 in Hamburg.

http://www.blac-info.de/extern/stock/downloads/publikationen_10d.pdf


[11] Kümmerer, K.; Al-Ahmad, A.; Steger-Hartmann, T.: Verhalten des Zytostatikums Epiru-

bicin-Hydrochlorid in der aquatischen Umwelt - Biologische Abbaubarkeit und Bakterien-

toxizität. Umweltmed. Forsch Prax. 1996, 1(3), 133-137.

[12] Kiffmeyer, T.; Götze, H.-J.; Jursch, M.; Lüders, U.: Trace enrichment, chromatographic

separation and biodegradation of cytostatic compounds in surface water. Fresenius

Journal of Analytical Chemistry 1998, 361, 185-191.

[13] Kiffmeyer, T.: Ökologisch–chemisches Verhalten und spurenanalytische Charakterisie-

rung von Zytostatika unter Anwendung von flüssigchromatographischen Verfahren. Bo-

chum, Univ., Diss., 1998, 1. Aufl. – Göttingen : Cuvillier 1999, ISBN 3-89712-608-7.

[14] Steger-Hartmann, T.; Kümmerer, K.; Hartmann, A.: Biological Degradation of Cyclo-

phosphamide and its occurrence in sewage water. Ecotoxicology and Environmental

Safety. 1997, 36, 174-179.

[15] Ternes, T. A.: Analytical methods for the determination of pharmaceuticals in aqueous

environmental samples. TrAC - Trends in Analytical Chemistry. 2001, 20, 419-434.

[16] McLachlan, J. A.: Environmental Signaling: What embryos and evolution teach us about

endocrine disrupting chemicals. Endocrine Reviews 2001, 22, 319-341.

[17] Kari, F. G.; Eckhardt, A.; Hohl, U.: Antibiotika – Die Umweltschadstoffe von morgen?

Gas, Wasser, Abwasser 1999, 79, 443-453.

[18] Bund/Länderausschuss für Chemikaliensicherheit (BLAC): Auswirkung der Anwendung

von Clofibribsäure und anderer Arzneimittel auf die Umwelt und Trinkwasserversorgung,

Hamburg, 1999.

[19] EU-Projekt POSEIDON: Assessment of Technologies for the Removal of Pharmaceuti-

cals and Personal Care Products in Sewage and Drinking Water Facilities to Improve

the Indirect Potable Water Reuse. 2001-2003.

[20] EU-Projekt REMPHARMAWATER: Ecotoxicological Assessments and Removal Tech-

nologies for Pharmaceuticals in Wastewaters. 2001-2003.

[21] EU-Projekt ERAVMIS: Environmental Risk Assessment of Veterinary Medicines in

Slurry. 2000-2003.

[22] EU-Richtlinie 2003/63/EG vom 25.06.2003.

[23] ATV-DVWK Merkblatt 775 „Abwasser aus Krankenhäusern und anderen medizinischen

Einrichtungen“, ATV-DVWK, Februar 2001.

[24] 41. Tutzingen Symposium, Pharmazeutische Reststoffe und endokrin wirksame Sub-

stanzen in Gewässern: Brauchen wir neue Strategien zur Bewertung und Risikobewer-

tung?, 16.-19.03.2003.


[25] 3rd Conference on Oxidation Technologies for Water and Wastewater Treatment, 19.-

24.05.2003, Goslar.

[26] Envirpharma, European conference on Human and Veterinary Pharmaceuticals in the

Environment, 14.-16.04.2003, Lyon, France.

[27] ACHEMA 2003, 19-24.05.2003, Frankfurt am Main.

[28] Giulani, F.; Koller, T.; Wurgler, F. E.; Widmer, R. M.: Detection of the genotoxic activity

in native hospital waste water by the umu test. Mutation Research. Genetic Toxicology.

1996, 368 (1), 49-57.

[29] Hartmann, A.; Golet, E.; Gartiser, S.; Alder, A. C.; Koller, T.; Widmer, R. M.: Identifica-

tion of fluoroquinolone Antibiotics as the main source of umuC genotoxicity in native

hospital wastewater. Environ Toxicol Chem. 1998, 17, 377-382.

[30] Hartmann, A.; Alder, AC.; Koller, T.; Widmer, R. M.: Correlation of mutagenicity and

genotoxicity with Ciprofloxacin concentrations in german hospital wastewaters. Arch of

Environ Contam Toxicol. 1999, 36, 115-119.

[31] Golet, E. M.; Alder, A. C.; Hartmann, A.; Ternes, T. A.; Giger, W.: Trace determination

of fluoroquinolone antibacterial agents in urban wastewater by solid-phase extraction

and liquid chromatography with fluorescence detection. Anal Chem. 2001, 73(15), 3632-

3638.

[32] Frimmel, F. H.; Zwiener, C.; Kleiser, G.: Oxidationsverfahren in der Wasseraufberei-

tung, Nachrichten aus der Chemie. 2000, 48(1), 32-35.

[33] Oppenländer, Th.; Baum, G.: Industrieabwässer VUV/UV-oxidativ reinigen. UMWELT.

1995, 25(3), 100-101.

[34] Oppenländer, Th.; Hall, J.; Gröger, St.: Vakuum - UV - Oxidation als Methode zur Ab-

wasserbehandlung. Chemie in unserer Zeit 1996, 30(5), 244-249.

[35] Deutsche Einheitsverfahren zur Wasser-, Abwasser- und Schlammuntersuchung, Test-

verfahren mit Wasserorganismen (Gruppe L) DEV L 26, DIN 38412; 1994.

[36] Fandrich, R.; Kümmel, R.; Hagen, K.; Tonn, H.; Allendorf, A.: Experimentell basierte

Bewertung oxidativer Verfahren zur Entfernung von EDTA aus Uferfiltraten bei der

Trinkwasseraufbereitung. gwf Wasser Abwasser. 1998, 139(12), 783 - 791.

[37] Fandrich, R.; Kümmel, R.: Photokatalytische Unterstützung der H2O2/UV-C-Oxidation

durch TiO2 zur Behandlung schwach kontaminierter Wässer am Beispiel der EDTA-

Eliminierung in: Abwassertechnik in der Produktion, WEKA - Fachverlag Augsburg,

1999.


[38] Fandrich, R.; Kümmel, R.: Optimierung von UV-Oxidationsreaktoren durch Einsatz von

Photokatalysatoren. Abschlußbericht Fraunhofer UMSICHT, März 1998.

[39] Heberer, T.: Occurrence, fate, and removal of pharmaceutical residues in the aquatic

environment: a review of recent research papers. Toxicol Lett 2002, 131, 5–17.

[40] Ried, A.; Mielcke, J.; Kampmann, M.; Ternes, T. A.; Bonerz, M.; Herrmann, N.; Ander-

son, H.; Teiser, B.: Ozonation and advanced oxidation processes as an option in waste

water treatment for elimination of Endocrine Disrupters and Pharmaceuticals. 3rd Inter-

national Conference on Oxidation Technologies for Water and Wastewater Treatment –

Special Topic: AOP’s for Recycling and Reuse, Goslar, 18.-22-05.2003; CUTEC Serial

Publication No_57, Papierflieger Verlag 2003, 245-254.

[41] Ternes, T. A.; Stüber, J.; Herrmann, N.; McDowell, D., Ried, A.; Kampmann, M.; Teiser,

B:. Ozonisation: a tool for removal of pharmaceuticals, contrast media and musk frag-

ments from wastewater? Water Research 2003, 37, 1976-1982.

[42] Fandrich. „Untersuchung zur oxidativen Eliminierung organischer Schadstoffe“,

UMSICHT-Schriftenreihe Band 13, Frauenhofer IRB Verlag, 1998.

[43] Zimmermann. „Photometrische und analytische Untersuchungen zum Verhalten einiger

chlorierter Phenole in wässriger Lösung“, Dissertation Heinrich Heine Universität Düs-

seldorf, 1993.

[44] Johansson, M.: Urine Separation – Closing the Nutrient Cycle. Final report on the R&D

project Source-Separated Human Urine – a future source of fertiliser for agriculture in

the Stockholm region? Stockholm Vatten, AB Stockholmshem and HSB National Fede-

ration 2001.

[45] Peter-Fröhlich, A.; Kraume, I.; Lesouëf, A.; Oldenburg, M.: Separate Ableitung und Be-

handlung von Urin, Fäkalien und Grauwasser (Pilotprojekt). World Water & Environ-

mental Resources Congress , Philadelphia, 23.-26.06.2003.

[46] Oldenburg M, Bastian A, Londong J, Niederste-Hollenberg J. Neue Abwassertechnik

am Beispiel der „Lambertsmühle“. Das Gas- und Wasserfach 2003, 144: 5-12.

[47] International Agency for Research on Cancer. IARC monographs on the evaluation of

carcinogenic risk of chemicals to humans. Vol. 26. Lyon, France: IARC, 1987.














[54] Schmähl D, Kaldor JM. Carcinogenicity of alkylating cytostatic drugs. IARC Scientific

Publications No 78, International Agency for Research on Cancer, Lyon, France: IARC

1986.

[55] Schmaus G, Schierl R und Funck S. Monitoring surface contamination by antineoplastic

drugs using gas chromatography-mass spectrometry and voltammetry. Am J Health-

Syst Pharm. 2002, 59, 956-961.

[56] Anonymisierte Mitteilung einer Apotheke, 2003.

[57] Atkins. „Physikalische Chemie“, VCH Verlagsgesellschaft, 2. korr. Nachdruck der 1.

Auflage – 1990.

[58] Bruker Daltonics (2002); EsquireSeries User Manual, Volume 1 Theory, Version 5.1;

Bruker Daltonics, Bremen.

[59] Böhnke, B.: Begriffserklärung BSB5, CSB, TOC und Veränderung des CSB/BSB5-

Verhältnisses bei der Abwasserreinigung, Gewässerschutz, Wasser, Abwasser 42, 119-

129, 1980.

[60] DIN 38412 - Leuchtbakterienhemmtest

[61] DIN 38415-3 - Bestimmung des erbgutverändernden Potenzials von Wasser und Ab-

wasser mit dem umu Test

[62] DIN 38404 – Bestimmung der Adsorption im Bereich der UV-Strahlung

[63] Anhang V zur Richtlinien 67/548/EWG; Bestimmung der Ökotoxizität, C.11.1.6.1.3 Syn-

thetisches Abwasser.

[64] Jürgens, M.D.: Degradation of steroid estrogens in English rivers. 10. Workshop of

DFG-Research Training Group AGESSA under the auspices of the environmental sci-

ence of Aachen University of Technology - Occurrence and elimination of trace con-

taminants in waste water treatment and environmental compartments. 26.04.2004.


[65] Spengler, P.; Körner, W.; Metzger J.W.: Substances with estrigenic activity in effluents

of sewage treatment plants in southern Germany. 1. Chemical Analysis. Environ. Toxxi-

col. Chem. 2001, 20, 2133-2141.

[66] Ternes, T.A.; Anderson, H.; Gilberg, D.; Bonerz, M.: Determination of estrogens in

sludge and sediments by liquid extraction and GC/MS/MS. Anal. Chem. 2002, 74, 3498-

3504.

89 IUTA / Fraunhofer UMSICHT AiF - Abschlussbericht 2004

13 Anhang

13.1 Tabelle A1: Übersicht der durchgeführten Oxidationsversuche

RT = Raumtemperatur, AW = reales Abwasser (1 bis7), LW = Leitungswasser, SA = Synthetisches Abwasser Vers. Beschreibung Halbwertszeit

Cyclophosphamid

V 1 Hg-Nd-Strahler, LW, RT, kleiner Reaktor (1000 mL) n.b.

V 2 Hg-Md-Strahler, LW, RT, kleiner Reaktor (1000 mL) n.b.

V 3 Hg-Md-Strahler + Kühlung, LW, RT, großer Reaktor (1000 mL) n.b.

V 4 Hg-Md-Strahler + Kühlung, LW, RT, kleiner Reaktor (500 mL) n.b.

V 5 Hg-Md-Strahler + Kühlung, LW, RT, kleiner Reaktor (800 mL) n.b.

V 6 Hg-Nd-Strahler, LW, RT, kleiner Reaktor (1000 mL), 1 mL H2O2 (35%) n.b.

V 7 Hg-Nd-Strahler, LW, RT, kleiner Reaktor (800 mL), O3 (~0,6g/m3) n.b.

V 8 Hg-Nd-Strahler, SA, RT, kleiner Reaktor (800 mL) n.b.

V 9 Hg-Nd-Strahler, LW, RT, kleiner Reaktor (800 mL), 1 mL H2O2 (35%), O3 (~0,6g/m3)

n.b.

V 10 LW, RT, kleiner Reaktor (800 mL) � Nullversuch n.b.

V 11 LW, RT, kleiner Reaktor (800 mL), 1 mL H2O2 (35%) n.b.

V 12 Hg-Nd-Str., LW, RT, kl. Reaktor (800 mL), 1 mL H2O2, O3� nur Zytostatika n.b.

V 13 Hg-Nd-Str., LW, RT, kl. Reaktor (800 mL), 1 mL H2O2, O3� nur Antibiotika n.b.

V 14 Hg-Nd-Str., SA, RT, kl. Reaktor (800 mL), 1 mL H2O2 (35%), O3 (~0,6g/m3), C8H18O

n.b.

V 15 Hg-Nd-Strahler, SA, RT, kl. Reaktor (800 mL), 1 mL H2O2 n.b.

V 16 Hg-Nd-Strahler, SA, RT, kl. Reaktor (800 mL), 1 mL H2O2� unterschiedliche Lage-rung der Proben !!!

n.b.

V 17 Hg-Nd-Strahler, SA, RT, kl. Reaktor (800 mL), 10 mL H2O2 n.b.

V 18 Hg-Nd-Strahler, SA, RT, kleiner Reaktor (800 mL) n.b.

V 19 Hg-Nd-Str., AW 1, aufgetaut, RT, kl. Reaktor (800 mL), 10 mL H2O2 (35%), O3 (~0,6g/m3), C8H18O

n.b.

V 20 Hg-Nd-Str., AW 1, aufgetaut, RT, kl. Reaktor (800 mL), 1 mL H2O2 (35%), O3 (~0,6g/m3), C8H18O

n.b.

V 21 Hg-Nd-Str., AW 1, aufgetaut, RT, kl. Reaktor (800 mL), 10 mL H2O2 (35%) n.b.

V 22 Hg-Nd-Str., AW 1, RT, 970 mL, 10 mL H2O2 (35 %) 18,7 min


V 24 Hg-Nd-Str., LW, RT, 800 mL, 5 mL H2O2 (35 %) 2,8 min


V 26 Hg-Nd-Str., AW 1, 20°C, 950 mL, 5 mL H2O2 (35 %) 15,2 min




V 30 Hg-Nd-Str., AW 2, 20°C, 950 mL, 5 mL H2O2 (35 %), pH 3 14,6 min

V 31 Hg-Nd-Str., AW 2, 20°C, 950 mL, 5 mL H2O2 (35 %), pH 10 18,5 min


V 33 Hg-Nd-Str., AW 2, 20°C, 950 mL, 5 mLH2O2 (35 %) zudosiert: 0,8 mL/min 27,4 min


Vers. Beschreibung Halbwertszeit Cyclophosphamid

V 34 Hg-Nd-Str., LW, 20°C, 950 mL, 5 mL H2O2 (35 %) 2,5 min

V 35 Hg-Nd-Str., AW 2, 20°C, 950 mL, 5 mL H2O2 (35 %), 17,3 min


V 37 Hg-Nd-Str., VE-Wasser 1h, 20°C, 950 mL, 5 mL H2O2 (35 %) 2,6 min


V 39 Hg-Nd-Str., AW 2, 950 mL, 20°C, 2 g/l H2O2, aufgetaut 13,1 min

V 40 Hg-Nd-Str., AW 2, 950 mL, 20°C, 2 g/l H2O2 4,1 min

V 41 Hg-Nd-Str., AW 2, 950 mL, 20°C, 2 g/l H2O2, 2 x aufgetaut 11,3 min

V 42 Hg-Nd-Str., AW 3, 3 L, 30°C, 2 g/l H2O2 5,9 min



V 45 Hg-Nd-Str., AW 3, 3 L, 20°C, 1 g/L H2O2 10,8 min

V 46 Hg-Nd-Str., AW 3, 3 L, 40°C, 1g/L H2O2 17,2 min









V 56 Hg-Md-Str., AW 3, 3 L, 30°C, 2 g/l H2O2 77,0 min

V 57 Hg-Md-Str., AW 4, 3 L, 30°C, O3 kein Abbau

V 58 Hg-Md-Str., AW 4, 3 L, 30°C, O3 + 1 g/L H2O2 kein Abbau

V 59 Techn. Hg-Md-Str., AW 4, 4 L, 30°C, 1 g/L H2O2 < 5 min

V 60 Techn. Hg-Md-Str., 60 min Photooxidation 15,5 min

V 61 Techn. Hg-Md-Str., AW 5, 6 L, 40°C, 0,5 g/L H2O2, T30min 40°C, c(H2O2)35min = 50 mg/L, T72min +2,25 mL H2O2

8,3 min

V 62 O3-Blasensäule, AW 5, 4 L, 20 °C 10,4 min

V 63 Techn. Hg-Md-Str., AW 5, 6 L, 22-38°C, 90 mg/L H2O2 3,3 min

V 64 Techn. Hg-Md-Str., AW 5, 6 L, 1 g/L H2O2 1,8 min

V 65 Techn. Hg-Nd-Str., AW 5, 4 L, 1 g/L H2O2 15,0 min






V 71 AW 5, 3 L, 30°C, 1g/L H2O2, 100 µg/L Zytostatika, 1000 µg/L Antibiotika 16,1 min

V 72 AW 6, Überstand filtriert, 1,125 L, 1 mg/L Antibiotika + Zytostatika, 30°C, 1 g/L H2O2

6,6 min


Vers. Beschreibung Halbwertszeit Cyclophosphamid

V 73 AW 7 direkt dotiert und im Imhoff-Trichter absetzen lassen. 1,125 L , 1 mg/L Antibi-otika + Zytostatika, 30°C, 1 g/L H2O2

32,4 min

V 74 AW 6, 1,125 L, 1 mg/L Antibiotika + Zytostatika, 30°C, 1 g/L H2O2 4,8 min

V 75 VE-Wasser, 1000 µg/l Cyclophosphamid, 3 L, 30°C, 1 g/L H2O2 LC-MS/MS + LC-MSn-Untersuchungen

4,7 min

V 76 AW 6, 1000 µg/l Cyclophosphamid, 3 L, 30°C, 1 g/L H2O2 LC-MS/MS: defekt, nur LC-MSn-Untersuchungen

n.b.

V 77 VE-Wasser, 1000 µg/l Ciprofloxacin, 3 L, 30°C, 1 g/L H2O2; τ = 4,0 min LC-MS/MS + LC-MSn-Untersuchungen

-

V 78 AW 6, 1,15 L, 1 mg/L Antibiotika + Zytostatika, 30°C, 1 g/L H2O2 (neuer Strahler)

8,3 min

V 79 Hg-Nd-Str., AW 6, 3 L, 30°C, 1 g/L H2O2, Hormone, τMestranol = 13,8 min -


13.2 Einzelergebnisse der Oxidationsversuche

13.2.1 Leitungswasser, Raumtemperatur, Reaktor mit 800 mL gefüllt (�� Nullversuch)

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110120

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

] 5-FluorouracilCytarabinMethotrexatChlorambucilCyclophosphamidIfosfamidEtoposid

Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110120

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

] OfloxacinCiprofloxacinTrimethoprinSulfamethoxazolChloramphenicolCefuroxim


13.2.2 Hg-Niederdruck-Strahler, Leitungswasser, Raumtemperatur, Reaktor mit

1000 mL gefüllt

Abbau Zytostatika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%



13.2.3 Hg-Mitteldruck-Strahler, Leitungswasser, Raumtemperatur, Reaktor mit 1000 mL gefüllt

Abbau Zytostatika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Kommentar: Der Versuch musste nach dreißig Minuten abgebrochen werden, da sich die Flüssigkeit im Reaktor auf ca. 60°C erwärmt hatte.


13.2.4 Hg-Mitteldruck-Strahler + Kühleinsatz, Leitungswasser, Raumtemperatur, Reaktor mit 1000 mL gefüllt

Abbau Zytostatika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]

Ofloxacin

Ciprofloxacin

Trimethoprin

Sulfamethoxazol

Chloramphenicol

Cefuroxim



Abbau Zytostatika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Kommentar: Der Hg-Mitteldruckstrahler reichte nur unzureichend in die Flüssigkeit. Füllvolumen war zu gering. Chlorambucil war nicht auswertbar.



Abbau Zytostatika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%



13.2.7 Hg-Niederdruck-Strahler, Leitungswasser, Raumtemperatur, Reaktor mit 1000 mL gefüllt, Zugabe von 1 mL H2O2 (35%)

Abbau Zytostatika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Kommentar: Chlorambucil war nicht auswertbar.


13.2.8 Hg-Niederdruck-Strahler, Leitungswasser, Raumtemperatur, Reaktor mit 800 mL gefüllt, Zugabe von Ozon (~0,6 g/m3)

Abbau Zytostatika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]



13.2.9 Hg-Niederdruck-Strahler, Synthetisches Abwasser, Raumtemperatur, Reaktor mit 800 mL gefüllt

Abbau Zytostatika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Kommentar: Durch das Synthetische Abwasser lag erstmals eine gelb gefärbte Lö-sung vor. Chlorambucil war nicht auswertbar.


13.2.10 Hg-Niederdruck-Strahler, Leitungswasser, Raumtemperatur, Reaktor mit 800 mL gefüllt, Zugabe von Ozon (~0,6 g/m3), Zugabe von 1 mL H2O2 (35%)

Abbau Zytostatika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%




13.2.11 Leitungswasser, Raumtemperatur, Reaktor mit 800 mL gefüllt, Zugabe von 1 mL H2O2 (35%)

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110120

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110120

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%



13.2.12 Hg-Niederdruck-Strahler, Leitungswasser, Raumtemperatur, Reaktor mit 800 mL gefüllt (nur Zytostatika), Zugabe von Ozon (~0,6 g/m3) und 1 mL H2O2 (35%)

Abbau Zytostatika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


CSB

[mg/L] BSB [mg/L] (28 T)

BSB/CSB [%]

Leuchtbakterien- Hemmtest GL [-]

Vor Oxidation 185 145 78 200 Nach Oxidation 15 5 33 12


13.2.13 Hg-Niederdruck-Strahler, Leitungswasser, Raumtemperatur (nur Antibiotika), Reaktor mit 800 mL gefüllt, Zugabe von Ozon (~0,6 g/m3), Zugabe von 1 mL H2O2 (35%)

Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


CSB

[mg/L] BSB [mg/L] (28 T)

BSB/CSB [%]

Leuchtbakterien- Hemmtest GL [-]

Vor Oxidation 3390 0 0 200 Nach Oxidation 2740 1416 52 12


13.2.14 Hg-Niederdruck-Strahler, Synthetisches Abwasser, Raum-temperatur, Reaktor mit 800 mL gefüllt, Zugabe von Ozon (~0,6 g/m3), Zugabe von 1 mL H2O2 (35%), 0,2 mL 1-Octanol zur Entschäumung

Abbau Zytostatika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]

CytarabinMethotrexatCyclophosphamidIfosfamidEtoposid

Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]


Kommentar: Durch das Synthetische Abwasser entstanden sehr starke Matrixstörun-gen bei der Messung. 5-Fluorouracil und Chlorambucil waren nicht auswertbar.


13.2.15 Hg-Niederdruck-Strahler, Synthetisches Abwasser, Raumtemperatur, Reaktor mit 800mL gefüllt, Zugabe von 1 mL H2O2 (35%)

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

] 5-Fluorouracil

Cytarabin

Methotrexat

Chlorambucil

Cyclophosphamid

Ifosfamid

Etoposid

Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Kommentar: Durch das Synthetische Abwasser entstanden sehr starke Matrixstörun-gen bei der Messung. Chlorambucil war nicht auswertbar. Das Synthetisches Abwas-ser war vor der Behandlung gelb gefärbt. Nach der Behandlung war die Farbe der Lö-sung gelb-braun.


13.2.16 Stabilitätstest: Hg-Niederdruck-Strahler, Synthetisches Abwasser, Raumtem-peratur, Reaktor mit 800 mL gefüllt, Zugabe von 1 mL H2O2 (35%)

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Kommentar: Durch das Synthetische Abwasser entstanden sehr starke Matrixstörun-gen bei der Messung. Chlorambucil und Methotrexat waren nicht auswertbar.


Auswertung Stabilitätstest Zytostatika (Vergleich der Peakhöhen) Sample Name 5- FU Cytarabin Chlor-

ambucil Metho-trexat

Cyclophos-phamid

Ifosamid Etoposid

Minute 0 1240 25800 0 6550 103000 56700 28700 Minute 2 1170 24500 0 6340 101000 55400 28700 Minute 10 1200 23400 0 6550 105000 56500 22200 Minute 60 1050 24700 0 6290 110000 63300 11700 Minute 120 889 24100 0 6560 111000 61800 8980

RT Minute 0 1530 31200 0 6510 112000 63600 33800 RT Minute 2 1190 26200 0 5770 113000 63200 29800 RT Minute 10 1120 23800 0 6470 115000 61700 22800 RT Minute 60 1040 26300 0 6190 119000 64400 10700 RT Minute 120 1030 25600 0 6330 115000 63100 9110

1 Tag / 4 °C - Min. 0 877 25900 0 4950 73000 44600 23500 1 Tag / 4 °C - Min. 2 946 20800 0 4960 80400 45600 23700 1 Tag / 4 °C - Min. 10 954 22900 0 4980 77400 45100 15000 1 Tag / 4 °C - Min. 60 788 17800 0 4710 81100 48400 8000 1 Tag / 4 °C - Min. 120 732 17800 0 5260 81000 48200 7490

1 Tag / RT - Min. 0 1530 53600 0 5200 81100 47100 25800 1 Tag / RT - Min. 2 880 21800 0 4790 84800 48300 17600 1 Tag / RT - Min. 10 661 41100 0 4850 75000 46000 14600 1 Tag / RT - Min. 60 686 20700 0 4830 85100 47800 8570 1 Tag / RT - Min. 120 676 22300 0 4720 85100 48700 6700 Auswertung Stabilitätstest Antibiotika (Vergleich der Peakhöhen) Sample Name Ofloxacin Ciprofloxacin Trimethoprim Sulfa-

methoxazol Chlor-

amphenicol Cefuroxim

Minute 0 666000 339000 418000 68000 10000 7490 Minute 2 659000 346000 394000 72300 9190 7080 Minute 10 651000 317000 402000 66600 9220 4530 Minute 60 586000 192000 414000 47700 8000 1540 Minute 120 546000 132000 418000 33600 4660 850

RT Minute 0 738000 378000 460000 80300 10600 7620 RT Minute 2 734000 376000 433000 82500 10600 6660 RT Minute 10 699000 331000 411000 81700 10600 4300 RT Minute 60 586000 184000 420000 49300 7840 1590 RT Minute 120 527000 131000 417000 31500 5150 769

1 Tag / 4 °C - Min. 0 524000 216000 302000 51800 6250 5300 1 Tag / 4 °C - Min. 2 490000 232000 310000 47200 7140 4060 1 Tag / 4 °C - Min. 10 493000 217000 293000 44100 6630 2830 1 Tag / 4 °C - Min. 60 386000 132000 306000 27500 4720 821 1 Tag / 4 °C - Min. 120 355000 83900 293000 17900 3320 429

1 Tag / RT - Min. 0 533000 250000 329000 57100 6220 3630 1 Tag / RT - Min. 2 487000 268000 316000 53100 6780 2750 1 Tag / RT - Min. 10 471000 226000 291000 45300 6800 1940 1 Tag / RT - Min. 60 400000 128000 318000 28500 4310 601 1 Tag / RT - Min. 120 354000 86200 310000 17700 2780 366


13.2.17 Hg-Niederdruck-Strahler, Synthetisches Abwasser, Raumtemperatur, Reaktor mit 800 mL gefüllt, Zugabe von 10 mL H2O2 (35%)

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]

5-FluorouracilCytarabinCyclophosphamidIfosfamidEtoposidAusreisser 5-FU

Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]


Kommentar: Chlorambucil und Methotrexat waren nicht auswertbar.


13.2.18 Hg-Niederdruck-Strahler, Synthetisches Abwasser, Raumtemperatur, Reaktor mit 800 mL gefüllt

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%




13.2.19 Hg-Niederdruck-Strahler, Überstand eines realen Abwassers, Raumtempera-tur, Reaktor mit 800 mL gefüllt, Zugabe von Ozon (~0,6 g/m3), Zugabe von 10 mL H2O2 (35%), 0,1 mL 1-Octanol zur Entschäumung

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]

Methotrexat

Cyclophosphamid

Ifosfamid

Etoposid

Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]


Kommentar: 5-Fluorouracil, Cytarabin und Chlorambucil waren nicht auswertbar.

Ergebnis (TOC): 40% Reduktion Abwasser vor der Behandlung Abwasser nach der Behandlung

420 mg/L 250 mg/L Bemerkungen: Das Reale Abwasser war vor der Behandlung gelb gefärbt. Nach der Behandlung war die Lösung farblos.


13.2.20 Hg-Niederdruck-Strahler, Überstand eines realen Abwassers, Raumtempera-tur, Reaktor mit 800 mL gefüllt, Zugabe von Ozon (~0,6 g/m3), Zugabe von 1 mL H2O2 (35%), 0,1 mL 1-Octanol zur Entschäumung

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]


Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]


Kommentar: 5-Fluorouracil und Chlorambucil waren nicht auswertbar.


13.2.21 Hg-Niederdruck-Strahler, Überstand eines realen Abwassers, Raumtempera-tur, Reaktor mit 800 mL gefüllt, Zugabe von 10 mL H2O2 (35%)

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]


Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

] Ofloxacin

Ciprofloxacin

Trimethoprin

Sulfamethoxazol

Chloramphenicol

Cefuroxim

Kommentar: 5-Fluorouracil und Chlorambucil waren nicht auswertbar.


13.2.22 Hg-Niederdruck-Strahler AW 1, Raumtemperatur, kl. Reaktor (970 mL), 10 mL H2O2 (35%).

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]

5-FluorouracilCytarabinMethotrexatChlorambucilCyclophosphamidIfosfamidEtoposidCytarabin (Ausreißer)

Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

] Ofloxacin

Ciprofloxacin

Trimethoprin

Sulfamethoxazol

Chloramphenicol

Cefuroxim

Kommentar: Chlorambucil war nicht auswertbar. Bei Cytarabin wurden Ausreißer aus der Bewertung genommen.

Ermittelte Halbwertszeit für Cyclophosphamid: ττττ = 18,7 min


13.2.23 Hg-Niederdruck-Strahler, AW 1, aufgetaut, Raumtemperatur, kl. Reaktor (800 mL), 15 mL H2O2 (35%).

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]

5-FluorouracilCytarabinMethotrexatChlorambucilCyclophosphamidIfosfamidEtoposid5-FU Ausreißer

Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Kommentar: Chlorambucil war nicht auswertbar. Bei 5-Fluorouracil wurde ein Ausrei-ßer aus der Bewertung genommen.



13.2.24 Hg-Niederdruck-Strahler, Leitungswasser, Raumtemperatur, kl. Reaktor (800 mL), 5 mL H2O2 (35%) nur Zytostatika im Reaktor

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%




13.2.25 Hg-Niederdruck-Strahler, AW 1, frisch, Raumtemperatur, kl. Reaktor (800 mL), 5 mL H2O2 (35%).

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

] Ofloxacin

Ciprofloxacin

Trimethoprin

Sulfamethoxazol

Chloramphenicol

Cefuroxim




13.2.26 Hg-Niederdruck-Strahler, AW 1, aufgetaut, Temperatur konstant bei 20°C, kl. Reaktor (950 mL), 5 mL H2O2 (35%).

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110120

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]

5-FluorouracilCytarabinMethotrexatChlorambucilCyclophosphamidIfosfamidEtoposidAusreißer 5-FUAusreißer Cytarabin

Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]

Ofloxacin

Ciprofloxacin

Trimethoprin

Sulfamethoxazol

Chloramphenicol

Cefuroxim

Kommentar: Chlorambucil war nicht auswertbar. Bei 5-Fluorouracil und Cytarabin wurde ein Ausreißer aus der Bewertung genommen.



13.2.27 Hg-Niederdruck-Strahler, AW 2, frisch, Temperatur konstant bei 20°C, kl. Re-aktor (950 mL), 5 mL H2O2 (35%).

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]


Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]

Ofloxacin

Ciprofloxacin

Trimethoprin

Sulfamethoxazol

Chloramphenicol

Cefuroxim

Kommentar: Bei Trimethoprim und Chlorampheniciol wurde ein Ausreißer aus der Bewertung genommen.



13.2.28 Hg-Niederdruck-Strahler, AW 2, frisch, Temperatur konstant bei 40°C, kl. Re-aktor (950 mL), 5 mL H2O2 (35%).

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]

5-Fluorouracil

Cytarabin

Methotrexat

Chlorambucil

Cyclophosphamid

Ifosfamid

Etoposid

AusreißerCyclophosphamidAusreißer Ifosfamid

Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]

Ofloxacin

Ciprofloxacin

Trimethoprin

Sulfamethoxazol

Chloramphenicol

Cefuroxim

AusreißerChloramphenicol

Kommentar: Bei Cyclophosphamid, Ifosfamid und Chlorampheniciol wurde ein Aus-reißer aus der Bewertung genommen.




Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]

5-FluorouracilCytarabinMethotrexatChlorambucilCyclophosphamidIfosfamidEtoposidAusreißer CytarabinAusreißer Methotrexat

Abbau Antibiotika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]


Kommentar: Bei Cytarabin und Methotrexat wurde ein Ausreißer aus der Bewertung genommen.



13.2.30 Hg-Niederdruck-Strahler, AW 2, aufgetaut, Temperatur konstant bei 20°C, kl. Reaktor (950 mL), 5 mL H2O2 (35%), Abwasser auf pH-Wert 3 mit HCl einge-stellt.

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]

5-Fluorouracil

Cytarabin

Methotrexat

Chlorambucil

Cyclophosphamid

Ifosfamid

Etoposid

AusreißerCyclophosphamid

Abbau Antibiotika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Kommentar: Bei Cyclophosphamid wurde ein Ausreißer aus der Bewertung genom-men. Chlorambucil und Etoposid waren nicht auswertbar.



13.2.31 Hg-Niederdruck-Strahler, AW 2, aufgetaut, Temperatur konstant bei 20°C, kl. Reaktor (950 mL), 5 mL H2O2 (35%), Abwasser auf pH-Wert 10 mit NaOH ein-gestellt.

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Kommentar: Cefuroxim und Etoposid waren nicht auswertbar.




Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110120

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

] OfloxacinCiprofloxacinTrimethoprinSulfamethoxazolChloramphenicolCefuroximAusreisser Cefuroxim

Kommentar: Bei Cefuroxim wurde ein Ausreißer aus der Bewertung genommen.



13.2.33 Hg-Niederdruck-Strahler, AW 2, aufgetaut, Temperatur konstant bei 20°C, kl. Reaktor (950 mL), 5 mL H2O2 (35%) mit Pumpe zudosiert �� Start mit 1 mL, da-nach kontinuierlich 0,8 mL/min

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]

OfloxacinCiprofloxacinTrimethoprinSulfamethoxazolChloramphenicolCefuroximAusreißer ChloramphenicolAusreißer Trimethoprin

Kommentar: Bei Chloramphenicil und Trimethoprim wurde ein Ausreißer aus der Be-wertung genommen.



13.2.34 Hg-Niederdruck-Strahler, Leitungswasser, Temperatur konstant bei 20°C, kl. Reaktor (950 mL), 5 mL H2O2 (35%) vor dem Start der Schlauchpumpe zudo-siert, 1 Stunde Laufzeit

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 5 10 15 20 25 30

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 5 10 15 20 25 30

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%




13.2.35 Hg-Niederdruck-Strahler, AW 2, aufgetaut, Temperatur konstant bei 20°C, kl. Reaktor (950 mL), 5 mL H2O2 (35%), Restperoxidzerstörung mit FeSO4

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%



pH CSB

[mg/L] BSB

[mg/L] (28 T)

BSB/CSB [%]

Hem- mung

[%]


AW 2 7 618 378 61 n.b. 6vor Oxidation 6,3 4330 650 15 99 12nach Oxidation 6,6 5415 8 0,1 30 200



Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%




13.2.37 Hg-Niederdruck-Strahler, VE-Wasser, Temperatur konstant bei 20°C, kl. Reak-tor (950 mL), 5 mL H2O2 (35%), 1 Stunde Laufzeit

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

] OfloxacinCiprofloxacinTrimethoprimSulfamethoxazolChloramphenicolCefuroxim



13.2.38 Hg-Niederdruck-Strahler, AW 2, Temperatur konstant bei 23°C, kl. Reaktor (950 mL), 5 mL H2O2 (30%), Restperoxidzerstörung mit Katalase

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

] OfloxacinCiprofloxacinTrimethoprimSulfamethoxazolChloramphenicolCefuroximAmoxicillin


pH CSB

[mg/L] BSB

[mg/L] (28 T)

BSB/CSB [%]

Hem- mung

[%]


AW 2 7,74 186 195 105 31 2vor Oxidation 8 186 106 57 16 50nach Oxidation 7,64 478 310 65 9 600

BLW Katalase 6,86 440 409 93 7 800


13.2.39 Hg-Niederdruck-Strahler, AW 2, nach 6 Monaten aufgetaut, Temperatur kon-stant bei 20°C, kl. Reaktor (950 mL), 5,8 mL H2O2 (30%).

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%




13.2.40 Hg-Niederdruck-Strahler, AW 2, 6 Monate bei 4°C gelagert, Temperatur kon-stant bei 20°C, kl. Reaktor (950 mL), 5,8 mL H2O2 (30%).

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%




13.2.41 Hg-Niederdruck-Strahler, AW 2, nach 6 Monaten 2-mal aufgetaut, Temperatur konstant bei 20°C, kl. Reaktor (950 mL), 5,8 mL H2O2 (30%).

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%




13.2.42 Hg-Niederdruck-Strahler, AW 3, (3 Liter), Temperatur konstant bei 30°C, 18,4 mL H2O2 (30%). Restperoxidzerstörung mit FeSO4

Abbaukurven wegen LC-MS/MS Geräteausfall nicht auswertbar.

CSB [mg/L]

BSB [mg/L] (28 T)

BSB/CSB [%]

Hem- mung

[%] AW 3 228 105 46 4vor Oxidation 249 175 70 -13nach Oxidation 333 136 41 0 13.2.43 Hg-Niederdruck-Strahler, AW 3, (1 Liter), Temperatur konstant bei 20°C,

6,1 mL H2O2 (30%).

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%




13.2.44 Hg-Niederdruck-Strahler, AW 3, (1 Liter), Temperatur konstant bei 40°C, 6,1 mL H2O2 (30%).

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%





Abbau Antibiotika und Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]

ChloramphenicolCyclophosphamid


13.2.46 Hg-Niederdruck-Strahler, AW 3, (3 Liter), Temperatur konstant bei 40°C,

9,15 mL H2O2 (30%).


0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]






0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]




27,45 mL H2O2 (30%).


0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]






0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]





Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Kommentar: Ciprofloxacin war nicht auswertbar.





0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]



13.2.52 Hg-Niederdruck-Strahler, Abwasser Mischprobe 1 (5 Liter), Temperatur kon-

stant bei 30°C, 15,25 mL H2O2 (30%).


0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]






0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]




30,5 mL H2O2 (30%).


0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]





Versuch wegen defektem UV-Strahler abgebrochen. 13.2.56 Hg-Mitteldruck-Strahler, AW 3, (3 Liter), Temperatur konstant bei 30°C,

2 g/L H2O2.

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 20 40 60 80 100 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 20 40 60 80 100 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Ermittelte Halbwertszeit für Cyclophosphamid: ττττ = 65 min


13.2.57 Hg-Mitteldruck-Strahler, AW 4 (3 Liter), 30°C, O3.

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]


Ermittelte Halbwertszeit für Cyclophosphamid: kein Abbau!

pH CSB [mg/L]

BSB [mg/L] (28 T)

BSB/CSB[%]

Hem- mung

[%]

Leucht- bakterien-hemmtest

Gesamt keimzahl [KBE/mL]

umu-Test / ames-Test

[-]

umu-Test[% Reduk-

tion]

Toilettenwasser 7,72 303 113 37 16 n.b. 4,5 * 10 E7 n.b. n.b.Vor Oxidation 8,05 302 n.b. n.b. n.b. GL 10 n.b. 768 n.b.Nach Oxidation 8,17 738 380 51 8 n.b. 0 3 99,6


13.2.58 Hg-Mitteldruck-Strahler, AW 4, (3 Liter), 30°C, 1 g/L H2O2, 80 mg/min L-1 O3.

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]


Ermittelte Halbwertszeit für Cyclophosphamid: ττττ > 120 min


13.2.59 Technischer Hg-Mitteldruck-Strahler, AW 4 (4 Liter), Temperaturerhöhung von 30°C auf 70°C innerhalb von 70 min, 1 g/L H2O2,

Ergebnis: Abbau schneller als 5 min � keine Abbaukurve bestimmbar, da ein voll-

ständiger Abbau in weniger als 5 min erreicht wurde!

pH CSB [mg/L]

BSB [mg/L] (28 T)

BSB/CSB[%]

Hem-mung

[%]




[-]

umu-Test [% Reduk-

tion]

Vor Oxidation 8,58 279 80 26 -13 GL 16 n. b. 384 nach Oxidation 8,26 29 125 33 GL 2 n. b. < 1,5 99,6


13.2.60 Technischer Hg-Mitteldruck-Strahler, AW 4 (6 Liter), ca. 40°C, Photooxidation

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]


Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]



pH CSB

[mg/L] BSB

[mg/L] (28 T)

BSB/CSB[%]

Hem- mung

[%]




[-]

umu-Test [% Reduk-

tion]

Vor Oxidation 8,58 279 80 26 -13 GL 16 n. b. 384 Nach Oxidation, ohne Peroxid nach 60 Min.

8,39 217 60 24 -12 GL 2 n. b. < 1,5 99,8

Nach Oxidation ,mit Peroxid nach 60 Min.

8,23 42 10 17 -11 GL 6 n. b. < 1,5 99,8


13.2.61 Technischer Hg-Mitteldruck-Strahler, AW 4 (6 Liter), ca. 40°C, Oxidationsmit-telzugabe nach 5 min: 0,5 g/L H2O2,

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 30

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 30

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]



Kommentar: Bei einigen Substanzen ist ein Photoabbau innerhalb der ersten 5 min ohne Oxidationsmittelzugabe zu beobachten.

pH CSB [mg/L]

BSB [mg/L] (28 T)

BSB/CSB[%]

Hem- mung

[%]




[-]


AW 4 7,66 396 150 38 -2 GL 6 n. b. < 1,5 Vor Oxidation 7,55 371 510 137 13 GL 32 n. b. 768 Nach 60 Min. Oxidation

7,51 234 55 24 11 GL 4 n. b. < 1,5 99,8


13.2.62 O3-Blasensäule, AW 3, 4 Liter, 20°C

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]



pH CSB

[mg/L] BSB

[mg/L] (28 T)

BSB/CSB[%]

Hem- mung

[%]




[-]

umu-Test [% Reduk-

tion]

Vor Oxidation 8,17 307 173 56 28 GL 6 > 20 768 nach Ozonisie-rung 1

7,6 240 n. b. n. b. n. b. GL 6 n. b. n. b. n. b.

nach Ozonisie-rung 2

7,67 161 60 37 16 GL 2 > 5 < 1,5 99,8


13.2.63 Technischer Hg-Mitteldruck-Strahler, AW 5 (6 Liter), 22 bis 38°C, 90 mg/L H2O2,

Abbau Zytostatika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]




13.2.64 Technischer Hg-Mitteldruck-Strahler, AW 5 (6 Liter), 40°C, 1,0 g/L H2O2,

Abbau Zytostatika

0102030405060708090

100110

0 2 4 6 8 10

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 1 2 3 4 5

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]




13.2.65 Technischer Hg-Niederdruck-Strahler, AW 5 (4 Liter), 40°C, 1,0 g/L H2O2,

Abbau Zytostatika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]




13.2.66 Hg-Niederdruck-Strahler, AW 4, (3 Liter), Temperatur konstant bei 30°C, 2 g/L H2O2.

Abbau Zytostatika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]

MethotrexatChlorambucilCyclophosphamidIfosfamidEtoposidIfosfamid (Ausreißer)Methotrexat (Ausreißer)Chlorambucil (Ausreißer)Etoposid (Ausreißer)

Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110120

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]

OfloxacinCiprofloxacinTrimethoprinSulfamethoxazolChloramphenicolCefuroximChloramphenicol (Ausreißer)Trimethoprim (Ausreißer)Ciprofloxacin (Ausreißer)Ofloxacin (Ausreißer)


pH CSB [mg/L]

BSB [mg/L] (28 T)

BSB/CSB[%]

Hem- mung

[%]



[-]


vor Oxidation 8,3 300 148 49 36 n.b. 1536 nach Oxidation 7,8 220 41 19 12 n.b. < 1,5 99,9



Abbau Zytostatika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]





Abbau Zytostatika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0

1020

30

40

5060

70

80

90100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Konz

entra

tion

[%]





Abbau Zytostatika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0102030405060708090

100110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]





1 g/L H2O2, 100 µg/L Zytostatika, 1000 µg/L Antibiotika

Abbau Zytostatika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]

5-Fluorouracil

Cytarabin

Methotrexat

Chlorambucil

Cyclophosphamid

Ifosfamid

Etoposid

Abbau Antibiotika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]

Ofloxacin

Ciprofloxacin

Trimethoprin

Sulfamethoxazol

Chloramphenicol

Cefuroxim



13.2.72 Hg-Niederdruck-Strahler, AW 6, Überstand filtrert, V = 1,125 L, T = 30°C, 1 g/L H2O2, 1 mg/L Antibiotika + Zytostatika

Abbau Antibiotika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]

Ofloxacin

Ciprofloxacin

Trimethoprin

Sulfamethoxazol

Chloramphenicol

Cefuroxim

Abbau Antibiotika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]

Ofloxacin

Ciprofloxacin

Trimethoprin

Sulfamethoxazol

Chloramphenicol

Cefuroxim

pH CSB [mg/L]

BSB [mg/L] (28 T)

BSB/CSB [%]

Hem- mung

[%]


Trans-mission 254 nm [%]

Trübung 660 nm [%]

vor Oxidation (nur 70 mL Probe)

8,38 354 n. b. n. b. n. b. n. b 6 33,41

Nach Oxidation 7,38 157 45 29 4 GL 2 69,61 11,55 Ermittelte Halbwertszeit für Cyclophosphamid: ττττ = 6,64 min


13.2.73 Hg-Niederdruck-Strahler, AW 7, direkt dotiert und im Imhoff-Trichter absetzen lassen, (1,125 Liter), Temperatur konstant bei 30°C, 1 g/L H2O2, 1 mg/L Antibiotika + Zytostatika

Abbau Zytostatika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]

OfloxacinCiprofloxacinTrimethoprinSulfamethoxazolCefuroxim

Ermittelte Halbwertszeit für Cyclophosphamid: ττττ = 32,39min


13.2.74 Hg-Niederdruck-Strahler, AW 6, (1,125 Liter), Temperatur konstant bei 30°C, 1 g/L H2O2, 1000 µg/L Antibiotika + Zytostatika

Abbau Zytostatika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]

Ofloxacin

Ciprofloxacin

Trimethoprin

Sulfamethoxazol

Chloramphenicol

Cefuroxim

Ermittelte Halbwertszeit für Cyclophosphamid: ττττ = 4.81 min


13.2.75 Hg-Niederdruck-Strahler, VE-Wasser, (3 Liter), Temperatur konstant bei 30°C, 1 g/L H2O2, 1000 µµµµg/l Cyclophosphamid

Abbau Zytostatika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]

Cyclophosphamid

pH CSB [mg/L]

BSB [mg/L] (28 T)

BSB/CSB[%]

Hem- mung

[%]



Vor Oxidation 7,27 112 57 51 1 GL 2 99,06Nach Oxidation 6,87 33,5 0 0 10 GL 2 98,54

Ermittelte Halbwertszeit für Cyclophosphamid: ττττ = 4.73 min Ion Trap Ergebnisse: Zur Untersuchung von möglicherweise gebildeten Abbau- bzw. Oxidationsprodukten wurden die Proben sowohl mittels Tandem- als auch mittels Ion Trap-Massenspektrometrie unter-sucht. Zur Anreicherung (Trappen) von möglichst vielen Ionen wurden die Proben mittels Spritzenpumpe (1000 µL/h) injiziert. Die Ionisation erfolgte mittels Elektrospray. Nach 120 Minuten Behandlungszeit sind keine Abbau- bzw. Oxidationsprodukte mehr nachweisbar. Die nach 10 Minuten neben Cyclophosphamid nachweisbaren Komponenten (m/z = 155 und 173 und 129) können strukturell nicht zugeordnet und identifiziert werden. Die nachfolgend gezeig-ten Untersuchungen eines Standards zeigen, dass es sich bei m/z = 283 um das Natriumad-dukt von Cyclophosphamid handelt. Nachfolgend sind ausgewählte Spektren und deren Messbedingungen aufgeführt:


10 Minuten Behandlungszeit Capillary Exit [V] 110,6 Skim 1 [V] 40 Accumulation Time [µs] 5963 Trap Drive 30,2 Scan Begin [m/z] 50 Scan End [m/z] 350

57.7 83.4 101.2 115.2129.1

155.1

173.1

187.1 199.0213.1 225.0 249.0

261.0

275.0

282.9

301.0

314.9335.0 347.0

+MS, 0.0min (#5)

0.0

0.5

1.0

1.5

2.0

2.5

5x10

50 100 150 200 250 300 m/z 10 Minuten Behandlungszeit, MS/MS 283 Capillary Exit [V] 110,6 Skim 1 [V] 40 Accumulation Time [µs] 63709 Trap Drive 30,2 Scan Begin [m/z] 80 Scan End [m/z] 300

197.0

225.0

+MS2(283.0), 0.1min (#3)

0.0

0.5

1.0

1.5

2.0

2.5

5x10Intens.

100 125 150 175 200 225 250 275 m/z 10 Minuten Behandlungszeit, MS/MS 155 Capillary Exit [V] 110,6 Skim 1 [V] 40 Accumulation Time [µs] 100000 Trap Drive 30,2 Scan Begin [m/z] 80 Scan End [m/z] 200

92.1

95.2

99.2109.2

112.2

128.1

138.0

144.1

154.9

163.6173.5

191.1

+MS2(155.0), 0.0min (#2)

0

500

1000

1500

2000

Intens.

80 100 120 140 160 180 m/z


10 Minuten Behandlungszeit, MS/MS 261 Capillary Exit [V] 110,6 Skim 1 [V] 40 Accumulation Time [µs] 100000 Trap Drive 30,2 Scan Begin [m/z] 50 Scan End [m/z] 300

106.2

140.0

162.0 179.1200.1

225.0

232.9

240.9 260.6

+MS2(261.0), 0.0min (#2)

0.0

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

4x10Intens.

50 75 100 125 150 175 200 225 250 275 m/z 6 Minuten Behandlungszeit, MS/MS 173 Capillary Exit [V] 110,6 Skim 1 [V] 40 Accumulation Time [µs] 6891 Trap Drive 30,2 Scan Begin [m/z] 50 Scan End [m/z] 300

88.3 99.1 130.1

154.9

173.0

189.1 207.6 226.8

+MS2(173.0), 0.0min (#2)

0

1000

2000

3000

4000

Intens.

50 75 100 125 150 175 200 225 250 275 m/z 120 Minuten Behandlungszeit Capillary Exit [V] 110,6 Skim 1 [V] 40 Accumulation Time [µs] 20381 Trap Drive 30,2 Scan Begin [m/z] 50 Scan End [m/z] 300

85.3

101.2

117.1

135.1 155.1163.1

169.1 199.2

205.1

217.2

225.1245.2

257.1

279.1

287.1

+MS2(233.0), 0.1min (#8)

0.0

0.5

1.0

1.5

2.0

4x10Intens.

50 75 100 125 150 175 200 225 250 275 m/z


1000 µg/L Cyclophosphamid in VE-Wasser (ohne Behandlung) Capillary Exit [V] 110,6 Skim 1 [V] 40 Accumulation Time [µs] 5368 Trap Drive 30,2 Scan Begin [m/z] 50 Scan End [m/z] 300

189.1

225.1

261.0

283.0

297.2

+MS, 0.2min (#26)

0.00

0.25

0.50

0.75

1.00

6x10Intens.

50 75 100 125 150 175 200 225 250 275 m/z 1000 µg/L Cyclophosphamid in VE-Wasser (ohne Behandlung), MS/MS 283 Capillary Exit [V] 110,6 Skim 1 [V] 40 Accumulation Time [µs] 18477 Trap Drive 30,2 Scan Begin [m/z] 50 Scan End [m/z] 300

197.0

225.0

+MS2(283.0), 0.1min (#4)

0.0

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

6x10Intens.

100 125 150 175 200 225 250 275 m/z


13.2.76 Hg-Niederdruck-Strahler, AW 6, (3 Liter), Temperatur konstant bei 30°C, 1 g/L H2O2, 1000 µµµµg/l Cyclophosphamid

Aufgrund eines LC-MS/MS-Gerätedefekts konnte leider keine Abbaukurve ermittelt werden. Da die Proben parallel mittels Ion Trap MS untersucht wurden, wurden auch die Summenpa-rameter bestimmt.

pH CSB [mg/L]

BSB [mg/L] (28 T)

BSB/CSB[%]

Hem- mung

[%]



Trübung 660 nm [%]

Vor Oxidation 8,49 333 180 54 5 GL 30 16,44 31,12 Nach Oxidation 8,46 303 150 50 -35 GL 6 40,04 18,72 Ion Trap Ergebnisse: Die Quantifizierung und somit auch die Bestimmung der Abbaukurve war nicht möglich, da hierfür eine extra Methodenentwicklung notwendig gewesen wäre. Die Einzelproben wurden wie oben bereits angeführt mittels Spritzenpumpe injiziert. In den Proben nach oxidativer Be-handlung des doierten Abwassers konnte Cyclophosphamid mittels IonTrap MS noch 10 Mi-nuten lang nachgewiesen werden. Da die Untersuchungen im Scan- und nicht im MRM-Mode durchgeführt wurden, kann keine Aussage über die Abbaukinetik getroffen werden. Zur Ver-anschaulichung der starken Matrixeffekte sind in den nachfolgenden Abbildungen Beispiele der MSn-Untersuchungen eines Standards dargestellt. Hieraus wird ersichtlich, dass aus den realen Proben keine Strukturidentifizierung möglich ist. 1000 µg/L Cyclophosphamid in AW 3 (ohne Behandlung) Capillary Exit [V] 110,6 Skim 1 [V] 40 Accumulation Time [µs] 8610 Trap Drive 30,2 Scan Begin [m/z] 50 Scan End [m/z] 300

57.763.7 75.6 83.7

89.799.5

114.7

141.8 178.1 195.7 207.8

240.0

249.9

262.1

275.4

284.1

297.2

+MS, 0.0min (#3)

0.0

0.5

1.0

1.5

2.0

5x10Intens.

50 75 100 125 150 175 200 225 250 275 m/z 1000 µg/L Cyclophosphamid in AW 3 (ohne Behandlung), MS/MS 261 Capillary Exit [V] 110,6 Skim 1 [V] 40 Accumulation Time [µs] 200000 Trap Drive 30,2 Scan Begin [m/z] 50 Scan End [m/z] 300

106.2

131.0

140.1

186.9

204.9

223.0

232.9

243.1 260.8

+MS2(261.0), 0.1min (#3)

0.0

0.5

1.0

1.5

2.0

4x10Intens.

50 75 100 125 150 175 200 225 250 275 m/z


1000 µg/L Cyclophosphamid in AW 3 (ohne Behandlung), MS/MS 283 Capillary Exit [V] 110,6 Skim 1 [V] 40 Accumulation Time [µs] 49754 Trap Drive 30,2 Scan Begin [m/z] 50 Scan End [m/z] 300

89.3 133.1

177.1

195.0 225.0 239.0265.0274.1

+MS2(283.0), 0.1min (#3)

0.00

0.25

0.50

0.75

1.00

5x10Intens.

50 75 100 125 150 175 200 225 250 275 m/z


13.2.77 Hg-Niederdruck-Strahler, VE-Wasser, (3 Liter), Temperatur konstant bei 30°C, 1 g/L H2O2, 1000 µg/L Ciprofloxacin

Abbau Antibiotika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]

Ciprofloxacin

pH CSB [mg/L]


Vor Oxidation 6,77 1091 92,19

Nach Oxidation 3,23 676 86,83

Ermittelte Halbwertszeit für Ciprofloxacin: ττττ = 4.01 min


Ion Trap Ergebnisse: 10 Minuten Behandlungszeit Capillary Exit [V] 115,9 Skim 1 [V] 40 Accumulation Time [µs] 12065 Trap Drive 34,4 Scan Begin [m/z] 50 Scan End [m/z] 350

57.7 69.5

85.3101.3 129.2

147.2

155.2 191.2 209.2229.2 245.1

301.2

309.1

323.0

332.1

+MS, 0.2min (#19)

0.0

0.5

1.0

1.5

5x10Intens.


113.2 144.9189.0

221.0

234.0

263.0

279.0

290.0

307.0

326.0

+MS2(309.0), 0.1min (#2)

0

200

400

600

800

Intens.


85.2

101.1

129.0 147.0 165.0

+MS2(147.0), 0.1min (#2)

0

1

2

34x10

Intens.

50 100 150 200 250 300 m/z



231.0245.0 268.1

288.0

332.0

+MS2(332.0), 0.1min (#2)

0.0

0.5

1.0

1.5

2.04x10

Intens.

50 100 150 200 250 300 m/z 120 Minuten Behandlungszeit Capillary Exit [V] 115,9 Skim 1 [V] 40 Accumulation Time [µs] 2743 Trap Drive 34,4 Scan Begin [m/z] 50 Scan End [m/z] 350

57.679.4

85.3 99.2129.1

147.0

157.0173.0

203.0219.0

230.9

246.9

263.0 299.0 336.9

+MS, 0.0min (#5)

0.0

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

5x10Intens.

50 100 150 200 250 300 m/z



143.0 155.1

170.9

219.0

245.0

257.0269.0 283.1 301.0 319.1

343.7

+MS2(301.0), 0.0min (#1)

0

500

1000

1500

Intens.

50 100 150 200 250 300 m/z 10 Minuten Behandlungszeit, MS/MS 301, MS3 245 Capillary Exit [V] 115,9 Skim 1 [V] 40 Accumulation Time [µs] 12065 Trap Drive 34,4 Scan Begin [m/z] 50 Scan End [m/z] 350

170.9

251.2

+MS3(301.0->245.0), 0.3min (#5)

0

20

40

60

80

Intens.

50 75 100 125 150 175 200 225 250 275 m/z Kommentar: Bei dem identifizierten Abbauprodukt (m/z = 301) handelt es sich wahrscheinlich um ein Oxidationsprodukt von Ciprofloxacin. Trotz der MS3-Übereinstimmung bei m/z = 245 mit Ciprofloxacin ist ein Strukturvorschlag nicht möglich.


13.2.78 AW 6 (27.01.04), 1,15 L, 1 mg/L Antibiotika + Zytostatika, 30°C, 1 g/L H2O2

Abbau Zytostatika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%


Abbau Antibiotika

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]

OfloxacinCiprofloxacinTrimethoprinSulfamethoxazolChloramphenicolCefuroximAmoxicillin 349Amoxicillin 114

Ermittelte Halbwertszeit für Cyclophosphamid: ττττ = 8,31 min Kommentar: Standardversuch mit neuem Strahler



1 g/L H2O2.

Abbau Hormone

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

0 10 20 30 40 50 60

Zeit [min]

Kon

zent

ratio

n [%

]

Mestranol Estron17- ß- Estradiol Estriol 17- a- Ethinylestradiol

Ermittelte Halbwertszeit für Mestranol: ττττ = 13,8 min

Entwicklung eines Verfahrens zur oxidativen Behandlung von ... · 5.6 Hemmwirkung 41 5.7...

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