INSTITUT FÜR LEBENSMITTELCHEMIE Leibniz UNIVERSITÄT ... · Refraktometer) müssen nach Benutzung...

CHEMISCHER LABORKURS FÜR DEN

STUDIENGANG BSC TECHNICAL EDUCATION

Praktikumsdauer : 4 Tage, ganztägig; .04.10 - 07.10.16

Praktikumsraum: Gebäude 2501, Praktikumslabor I des ACI (Raum 175), 1. Etage

Praktikumszeiten: 8 – 17 Uhr

Vorbesprechung: Freitag, 30.09.2016, 09:00 Uhr, Walsroder Hörsaal

Sicherheitsbelehrung

Die Teilnahme an der Vorbesprechung ist Voraussetzung für die Zulassung zum Praktikum!

Mitzubringen zum Praktikum sind:

• Laborkittel, 1 Vorhängeschloss, wasserfester Stift, Spülmittel, Putzsachen

INSTITUT FÜR LEBENSMITTELCHEMIE

Leibniz UNIVERSITÄT HANNOVER

Prof. Dr. R. G. Berger

Praktikumsleiterin: Dr. Annabel Nieter

� +49-511-762-4585

� +49-511-762-4547

� [email protected]

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GRUNDSÄTZLICHES

Das Praktikumsskript ist vor Beginn des Praktikums durchzuarbeiten! Dies betrifft v. a. die

allgemeinen Hinweise und den allgemeinen Teil (Punkt 0 und Punkte 1.1 und 1.2 im Prakti-

kumsskript). Die Vorbereitung wird durch Kolloquien überprüft. Unterstützend zur Vorbe-

reitung wird eines der Lehrbücher aus dem Literaturanhang empfohlen (Punkt 2). Sollte er-

kennbar sein, dass ein Student sich nicht ausreichend mit den allgemeinen Hinweisen aus-

einandergesetzt hat, erfolgt der Ausschluss vom Praktikum für diesen Tag. Das Kolloquium

kann am Folgetag wiederholt werden. Bei nochmaligem Nichtbestehen erfolgt Ausschluss

vom gesamten Praktikum.

Zu den einzelnen Versuchen sind Vorprotokolle anzufertigen! Diese müssen vorab angefer-

tigt werden (Kladde DIN A4) und sind am Tag der Versuchsdurchführung den Assistenten

oder dem Praktikumsleiter vorzulegen. Über den Inhalt des Vorprotokolls wird ein Kollo-

quium abgehalten. Bezüglich des Inhalts der Vorprotokolle siehe Punkt 0.3. Sollte sich aus

dem Vorprotokoll und dem Kolloquium ergeben, dass der Student sich auf die jeweiligen

Versuche nicht ausreichend vorbereitet hat, erfolgt für diesen Tag Ausschluss vom Prakti-

kum. Im Wiederholungsfalle erfolgt Ausschluss vom kompletten Praktikum.

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Inhalt

Grundsätzliches ................................................................................................................................................ 2

0 Allgemeine Hinweise ..................................................................................................................................... 5

0.1 Sicherheit im Labor ........................................................................................................................................ 5

0.1.1 Zugang zu den einschlägigen Informationen ......................................................................................... 6

0.1.2 Allgemeine Sicherheitseinrichtungen .................................................................................................... 6

0.1.3 Persönliche Schutzausrüstung und Hygiene .......................................................................................... 6

0.2 Entsorgung von Laborabfällen ...................................................................................................................... 7

0.3 Versuchsvorbereitung und Protokolle ........................................................................................................... 8

1 Allgemeiner Praktikumsteil ......................................................................................................................... 10

1.1 Allgemeine Einführung in ein chemisches Labor ......................................................................................... 10

1.1.1 Messen ................................................................................................................................................. 10

1.1.1.1 Massen, Waagen ........................................................................................................................... 10

1.1.1.2 Volumina ....................................................................................................................................... 10

1.1.1.2.1 Messkolben ............................................................................................................................ 10

1.1.1.2.2 Vollpipette - Peleusball .......................................................................................................... 10

1.1.1.2.3 Kolbenhubpipette .................................................................................................................. 11

1.1.1.2.4 Bürette ................................................................................................................................... 11

1.1.2 pH-Messstation, UV-VIS-Spektrometrie, Aufbau eines Fotometers .................................................... 12

1.1.2.1 Einstabmesskette ("Glaselektrode"), pH-Elektrode, pH-Meter ................................................... 12

1.1.2.2 Puffersysteme ............................................................................................................................... 13

1.1.2.3 UV-VIS-Spektrometrie, Aufbau eines Fotometers ........................................................................ 14

1.1.3 Destillieren ......................................................................................................................................... 155

1.1.4 Extrahieren, Extraktion von Flüssigkeiten ............................................................................................ 16

1.1.5 Refraktometrie (Brechungsindex) ........................................................................................................ 17

1.1.6 Dünnschichtchromatografie (DC) ......................................................................................................... 18

Wahl des Laufmittels ............................................................................................................................. 18

Auftragung des Substanzgemisches ...................................................................................................... 18

Entwicklung des Chromatogramms ...................................................................................................... 19

Identifizierung der Substanzflecken ...................................................................................................... 19

Sprühreagentien für bestimmte Verbindungsklassen ..................................................................... 200

Unspezifische Sprühreagentien ....................................................................................................... 200

Auswertung und Dokumentation ...................................................................................................... 21

1.2 Prinzipielle Anmerkungen zum Arbeiten im chemischen Labor ................................................................... 22

1.2.1 Vorbereitung ........................................................................................................................................ 22

1.2.2 Zeitplanung .......................................................................................................................................... 22

1.2.3 Mehrfachbestimmungen...................................................................................................................... 22

1.2.4 Blindwert .............................................................................................................................................. 22

1.2.5 Vergleich............................................................................................................................................... 22

1.2.6 Kalibrierfunktion .................................................................................................................................. 23

2 Praktische Versuche .................................................................................................................................... 24

2.1 Einfache Ionennachweise in Mineral- und Trinkwasser .............................................................................. 24

2.1.1 Flammenfärbung und Spektralanalyse................................................................................................. 24

2.1.2 Fällungsreaktion ................................................................................................................................... 25

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2.1.3 Schnelltest auf Nitrat und Nitrit ........................................................................................................... 25

2.2 Faktorbestimmung von Normallösungen und Gesamtsäurebestimmung in Lebensmitteln (Speiseessig,

Wein, Fruchtsaft usw.) ...................................................................................................................................... 26

2.2.1 Natronlauge, c = 0,1 mol L-1 (0,1 N-Lösung) ....................................................................................... 26

2.2.2 Potentiometrische Säure-Base-Titration, Gesamtsäurebestimmung .................................................. 26

2.3 Destillation von Ethanol .............................................................................................................................. 27

2.4 Quantitative Eisenbestimmung ................................................................................................................... 28

2.5 Nachweis von Aminosäuren mit Ninhydrin ................................................................................................. 29

2.6 Herstellung von Reaktionsaromen (Maillard-Reaktion, nichtenzymatische Bräunung).............................. 29

2.7 Darstellung von Fruchtestern (Carbonsäureestern) ................................................................................... 30

2.8 Isolierung von Chlorophyll aus Spinat (o.ä.) 31

2.9 Lagerstabilität von pflanzlichen Ölen 33

2.10 Reduktionsvermögen kohlenhydrathaltiger Lösungen 34

3 Literatur ...................................................................................................................................................... 35

Anhang - Allgemeine Angaben zu Versuchsprotokollen – Institut für Lebensmittelchemie .......................... 366

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0 ALLGEMEINE HINWEISE

0.1 SICHERHEIT IM LABOR

Grundsätzlich muss davon ausgegangen werden, dass alle Chemikalien gefährlich sind. Ihre Toxizität hängt aller-

dings in einem weiten Bereich von der Konzentration ab. Da nur relativ wenige Chemikalien vollständig auf ihre

Toxizität geprüft sind, müssen alle Arbeiten im Labor so durchgeführt werden, dass ein Kontakt mit Chemikalien

weitgehend ausgeschlossen wird.

Die spezifischen Gefahren in Laboratorien werden in zwei Klassen eingeteilt:

• Gefahren durch fehlerhafte Arbeitsweisen und –techniken (Schnittwunden, Verbrennungen und Ver-

brühungen etc.) und

• Gefahren, die von Chemikalien (Gefahrstoffe) herrühren.

Gefahrstoffe werden nach dem Chemikaliengesetz und der Gefahrstoffverordnung nach ihren Gefährlichkeits-

merkmalen in Kategorien eingeteilt und gekennzeichnet. Zur Kennzeichnung gehören die vier nachstehenden

Datensätze:

• Gefahrensymbole

• Gefahrenbezeichnung (mit Kurzbezeichnung)

• H-Sätze

• P-Sätze

Die offiziellen Gefahrensymbole (Piktogramme) stellen eine eindeutige und optisch leicht erfassbare Informa-

tion. Über die Art der Gefährlichkeit der betreffenden Verbindung dar. Das Gefahrensymbol wird ergänzt durch

die entsprechende Gefahrenbezeichnung (siehe Tab.). Die H-Sätze (engl. Hazard Statements) geben Hinweise auf

besondere Gefahren, die P-Sätze (engl. Precautionary Statements) geben Hinweise zur Sicherheit. Die H- und P-

Sätze sind standardisiert und werden oft als Kürzel angegeben (z.B. H 225 für „Flüssigkeit und Dampf leicht ent-

zündbar“ oder P 210 für „Von Hitze/Funken/offener Flamme/heiße Oberflächen fernhalten – Nicht rauchen“).

Alle H- und P-Sätze sind im Aushang aufgelistet.

H/P‐SÄTZE DER VERWENDETEN CHEMIKALIEN SIND BESTANDTEIL DES

PROTOKOLLS!

Tabelle. Gefahrenpiktogramme und –bezeichnungen

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0.1.1 ZUGANG ZU DEN EINSCHLÄGIGEN INFORMATIONEN

Informieren Sie sich vor Beginn eines Versuches über die Eigenschaften aller eingesetzten Chemikalien, Interme-

diate und Reaktionsprodukte sowie den fachgerechten Einsatz der Arbeitsmethoden.

Hinweise auf das Gefahrenpotential von Chemikalien findet man:

• auf Etiketten der Chemikalienpackung und in den Chemikalienkatalogen.

• auf Wandtafeln mit den Daten der wichtigsten Chemikalien.

• in Betriebsanweisungen.

• in Sicherheitsdatenblättern (stellt der Hersteller zur Verfügung).

Meistens können die wichtigsten Informationen auch den Hausdatenbanken oder den WWW-Seiten der Chemi-

kalienhersteller entnommen werden. Eine sehr gute und umfangreiche Informationsquelle ist die frei zugängli-

che Gefahrstoffdatenbank der Länder (GDL). Vor Beginn eines Versuchs ist sicherzustellen, dass alle benötigten

Chemikalien in ausreichender Menge zur Verfügung stehen. Darüber hinaus sind Materialien bereitzustellen, die

der Entsorgung oder Desaktivierung der eingesetzten Chemikalien dienen.

0.1.2 ALLGEMEINE SICHERHEITSEINRICHTUNGEN

• Informieren Sie sich über die vorhandenen Sicherheitseinrichtungen: Wo sind die nächsten Brandmel-

der, Telefone mit Notruf, Feuerlöscher, Löschdecken, Augenduschen, Notduschen, Fluchtwege und Not-

ausstiege?

• Die Funktionsfähigkeit der Notduschen und der Augenduschen wird von den Assistenten regelmäßig

überprüft. Feuerlöscher müssen auch nach einmaligem Gebrauch zum Nachfüllen gegeben werden.

• Sicherheitseinrichtungen müssen stets funktionsfähig und erreichbar sein und dürfen deshalb nicht

verstellt oder missbraucht werden.

• Defekte Geräte müssen unverzüglich gemeldet werden.

• Die Fluchtwege sind frei zu halten. Dazu gehören auch die Wege im Labor und im Haus. Stellen Sie keine

Hindernisse in die Fluchtwege, halten sie die Türen der Laborschränke geschlossen.

• Brandschutztüren sollen im Brandfall die Ausbreitung von Feuer und Rauch verhindern. Deshalb dürfen

sie auf keinen Fall blockiert werden.

• Abzüge dienen generell dem Schutz vor Chemikalien (Gase, Dämpfe, Stäube etc.). Sie müssen mit einer

Funktionsanzeige ausgestattet sein. Wenn eine Störung angezeigt wird, darf in diesem Abzug nicht wei-

tergearbeitet werden. Für die einwandfreie Funktion muss der Frontschieber stets so weit wie möglich

geschlossen gehalten werden. Eine optimale Absaugwirkung kann nur bei genauer Regelung der Frisch-

luftzufuhr und der abgesaugten Luftmenge erreicht werden. Offene Türen und Fenster wirken sich ne-

gativ auf den Regelkreis – und damit auf die Absaugwirkung – aus, obwohl der subjektive Eindruck (Zu-

fuhr von Frischluft) täuscht.

• Mit Chemikalien, die als sehr giftig, giftig, sensibilisierend, krebserzeugend, fruchtschädigend oder erb-

gutverändernd gekennzeichnet sind, darf prinzipiell nur im Abzug gearbeitet werden.

0.1.3 PERSÖNLICHE SCHUTZAUSRÜSTUNG UND HYGIENE

Die Kleidung darf nicht aus Kunstfasern bestehen, sie kann im Brandfall schmelzen und dadurch großflächige

Brandwunden verursachen. Überdies besteht die Gefahr der elektrostatischen Aufladung, die zur Zündung ex-

plosionsfähiger Gemische führen kann. Bei Verunreinigung der Kleidung durch Chemikalien muss diese sofort

ausgezogen werden. Über der Kleidung muss ein Labormantel getragen werden. Er ist keine Schutzkleidung im

engeren Sinn, kann aber den Kontakt von Chemikalien mit der Kleidung verhindern oder zumindest verzögern.

Als Material wird Baumwolle empfohlen, der Mantel sollte lang und vorne schließbar sein. Kunstfasern sind –

wie bei der Kleidung (siehe oben) – ungeeignet. Ein mit Chemikalien verunreinigter Mantel muss sofort ausgezo-

gen werden und darf erst nach der Reinigung wieder verwendet werden. Labormäntel können auch unbemerkt

mit Chemikalien kontaminiert sein und dürfen deshalb außerhalb des Laborbereiches nicht getragen werden.

Der Labormantel ist von den Praktikanten selbst mitzubringen – er wird nicht gestellt!

Schuhe müssen geschlossen und trittsicher sein, also keine Sandalen oder hohe Absätze!

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Im Labor ist prinzipiell immer eine Schutzbrille mit seitlichem Spritzschutz oder eine Korbbrille zu tragen. ‚Nor-

male‘ Brillen sind nicht ausreichend. Für Brillenträger gibt es ‚Überbrillen‘, die über der optischen Korrekturbrille

getragen werden können, besser ist eine eigene Schutzbrille mit geschliffenen Gläsern. Schutzbrillen dienen nicht

nur dem Schutz beim eigenen Experimentieren, auch der Nachbar stellt eine Gefährdung dar! Kontaktlinsen soll-

ten im Labor vermieden werden. Wenn trotz Schutzbrille eine Chemikalie in das Auge zwischen die Hornhaut

und Kontaktlinse gelangt, kann das Spülen des Auges wirkungslos bleiben, das Auge wird stärker geschädigt.

Schutzbrillen werden bereitgestellt!

Handschuhe sollen verhindern, dass die Haut mit Chemikalien in Berührung kommt, die dann vom Körper aufge-

nommen werden. Das Material der Handschuhe muss gegenüber den verwendeten Chemikalien beständig sein,

gleichzeitig darf der Tastsinn durch zu dicke Materialstärken nicht eingeschränkt werden, damit die sichere Hand-

habung der Apparaturen und Geräte verhindert wird. Latex ist gut beständig gegenüber Aceton, aber unbestän-

dig gegenüber Kohlenwasserstoffen, für Nitrilkautschuk ist die Beständigkeit genau umgekehrt. Zu beachten ist,

dass bei längerem Tragen der Handschuhe die Haut durch Schwitzen aufquillt und dadurch das Eindringen von

Chemikalien erleichtert wird. Die Chemikalienbeständigkeit der verschiedenen Handschuhe ist auf der Verpa-

ckung vermerkt und kann den Informationsbroschüren bzw. den Internet- Seiten der Hersteller entnommen wer-

den. Beim normalen Arbeiten im Labor ist die Dauer und damit auch die Gefahr direkter Hautkontakte mit Che-

mikalien relativ gering. Sie beschränkt sich auf das Abwiegen, Abmessen, Umfüllen oder Absaugen von Chemika-

lien und das Spülen von Geräten. Hier sollten Einmalhandschuhe verwendet werden und unmittelbar nach Be-

endigung der Arbeit ausgezogen werden.

Beim Umgießen und Umfüllen von Chemikalien sind in der Regel Flüssigkeitstrichter bzw. Pulvertrichter zu ver-

wenden. Beim Abmessen von Flüssigkeiten empfiehlt sich die Verwendung von Pipetten mit Peleusball oder Kol-

benhub-Pipetten. Waagen, elektrische Geräte (Heizplatten, Heizhauben) oder Messgeräte (z.B. Spektrometer,

Refraktometer) müssen nach Benutzung sofort gesäubert werden.

Kontaminierte Bereiche (z.B. durch Verschütten von Chemikalien) sind sofort gründlichst zu reinigen.

Lange Haare dürfen aus Sicherheitsgründen nicht offen getragen werden.

Vor Beginn der Laborarbeit sollten die Hände mit einer Hautcreme eingerieben werden, für den Chemiebereich

gibt es spezielle Hautschutzpräparate. Diese Cremes sollen vor allem das Entfetten der Haut durch Lösungsmit-

telkontakt verhindern, sie sind auf keinen Fall ein Ersatz für Schutzhandschuhe! Geeignete Hautschutzpräparate

und deren Verwendung muss vom Arbeitgeber in einem Hautschutzplan festgelegt werden. Wenn der Verdacht

besteht, dass Chemikalien mit der Haut in Berührung kamen, müssen die entsprechenden Hautstellen sofort mit

Wasser und Seife gründlich gereinigt werden. Nach der experimentellen Arbeit sind die Hände zu waschen. Nach

dem Waschen das Eincremen nicht vergessen!

ESSEN UND TRINKEN IM LABOR IST NICHT GESTATTET!

LEBENSMITTEL DÜRFEN NICHT IM LABOR ODER IN DEN LABOR-KÜHLSCHRÄNKEN

AUFBEWAHRT WERDEN!

0.2 ENTSORGUNG VON LABORABFÄLLEN

Wichtiger Aspekt des Praktikums ist auch wie mit Gefahrstoffen nach deren Gebrauch, ökologisch sinnvoll und

nachhaltig umzugehen ist (Entsorgung). Deshalb sind, nicht nur im Hinblick auf die Sicherheit im Labor, Reakti-

ons- bzw. Destillationsapparaturen grundsätzlich zu beaufsichtigen und exakt zu beschriften (Wer? Welche Che-

mikalien? Reaktionsparameter?).

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Entsorgung der Chemikalien und Lösungen erfolgt im Rahmen dieses Praktikums getrennt nach:

• Nicht-Abwasser gefährdende Stoffe

• Organische Lösungsmittel

• Organische Lösungsmittel mit Halogenen

• Schwermetallhaltige Salze

• Weitere: weitere Entsorgungshinweise können den entsprechenden Chemikalienkatalogen ent-

nommen werden.

Brom wird durch wässrige Sulfit- oder Thiosulfatlösung zu Bromid reduziert. Die Lösung wird in den Sonderab-

fallbehälter für halogenhaltige, wässrige Lösungen gegeben. Die Sulfit- bzw. Thiosulfatlösung muss vor Beginn

des Versuchs in einem großen Becherglas bereitgestellt werden, um alle mit Brom verunreinigten Geräte sofort

reinigen zu können. Auf keinen Fall dürfen Bromreste mit Aceton in Berührung kommen, da sich dabei stark

tränenreizendes Bromaceton bildet.

DIE ENTSPRECHENDEN ENTSORGUNGSMASSNAHMEN FÜR DIE VERWENDETEN

CHEMIKALIEN SIND BESTANDTEIL DES ABZUGEBENDEN PROTOKOLLS.

0.3 VERSUCHSVORBEREITUNG UND PROTOKOLLE

Die Praktikumsvorschrift führt lediglich Basisinformationen zu den Versuchen an. Zur Gewährleistung der Sicher-

heit und zum Verständnis der theoretischen Grundlagen, ist eine intensive Versuchsvorbereitung (Lehrbücher)

erforderlich. Diese wird stichprobenartig durch Gespräche (Kolloquien) zu den Versuchen am Arbeitsplatz über-

prüft. Mangelhafte Vorbereitung führt zum Ausschluss vom Praktikum an diesem Tag! Das Kolloquium kann frü-

hestens am Folgetag wiederholt werden. Wiederholte mangelhafte Vorbereitung führt zum endgültigen Aus-

schluss vom Praktikum!!

Über alle experimentellen Arbeiten, Beobachtungen und Ergebnisse ist ein sorgfältiges Protokoll zu führen. Dazu

dient ein fest gebundenes Heft (Kladde, DIN A4). Entsprechende Literatur zu den theoretischen Grundlagen müs-

sen einschlägigen Lehrbüchern entnommen worden sein und mit einer Literaturangabe versehen werden.

Vor dem Versuch muss das Protokoll hinsichtlich folgender Punkte ausgearbeitet sein (Vorprotokoll):

Reaktionsgleichung

Bei Synthesen auch den Reaktionsmechanismus aufzeichnen.

Benötigte Chemikalien

Inkl. der zu verwendenden Massen und Volumina auflisten. Ggf. Rechenweg hinzufügen.

Durchführung

Fließschema der Durchführung aufzeichnen (Tipp: Tabelle zeichnen und Fließschema in der linken Spalte

eintragen. In der rechten Spalte können die einzelnen Schritte abgehakt bzw. Abweichungen und Be-

obachtungen notiert werden; s. u.)

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H-/P-Sätze

Aufschreiben der Nummern genügt. Im Laborbuch sollte jedoch eine Liste aller H-/P-Sätze vorhanden sein.

Entsorgung

Entsorgung aller verwendeten Chemikalien, inkl. Lösungsmittel und Produkt.

Nach Beendigung der Experimente ist das Protokoll mit folgenden Daten zu vervollständigen:

Durchführung

Tatsächliche Durchführung aufschreiben.

(Tipp: Tabelle zeichnen und Fließschema in der linken Spalte eintragen. In der rechten Spalte können die

einzelnen Schritte abgehakt bzw. Abweichungen und Beobachtungen notiert werden; s. o.)

Bei Synthesen wird der Versuchsaufbau vor dem Fließschema eingefügt.

Rohdaten/Ergebnis

Hier sind sämtlich experimentellen Daten wie Einwaagen, Verbrauch an Maßlösung, Verdünnungen,

Chromatogramme, Spektren etc. anzugeben

Das Ergebnis des jeweiligen Versuchs notieren, inkl. bei der Berechnung von Analysenergebnis oder

Ausbeute. Hier muss schlüssig aus den Rohdaten das Ergebnis abgeleitet werden (ggf. mit Strukturfor-

meln und Reaktionsgleichungen). Insbesondere sind sämtliche Berechnungen, die zum Ergebnis geführt

haben, nachvollziehbar darzustellen!

Bitte die Anzahl der gültigen Stellen bei der Ergebnisangabe beachten!

Spektren, DC-Platten od. ähnliches einkleben. Hier noch keine Diskussion!

Diskussion

Was ist das Versuchsergebnis und wie ist dieses zu bewerten? Fallen beim Vergleich mit literaturbe-

kannten Werten Unterschiede auf? Wie kommen die Unterschiede zustande?

Präparate bzw. Analysenergebnisse müssen innerhalb der Praktikumszeit vorgelegt werden. Den Anforderungen

nicht entsprechende Präparate und Analysen müssen wiederholt werden. Unabhängig davon erfolgt die Bewer-

tung der Versuchsprotokolle. Die Bewertung der beiden Praktikumsteile erfolgt getrennt, es muss in beiden Tei-

len eine ausreichende Leistung erbracht .

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1 ALLGEMEINER PRAKTIKUMSTEIL

1.1 ALLGEMEINE EINFÜHRUNG IN EIN CHEMISCHES LABOR

1.1.1 MESSEN

1.1.1.1 MASSEN, WAAGEN

Nach der Wägung ist die Waage zu säubern, die Tür der Waage zu schließen und die Waage auszuschalten.

1.1.1.2 VOLUMINA

1.1.1.2.1 MESSKOLBEN

• Bevor die Messkolben mit Analysen befüllt werden, wird darauf geachtet, dass sie sauber sind (spülen

mit Leitungswasser und mehrmals mit dest. Wasser).

• Der Messkolben kann ruhig nass sein, darf aber keine Reste einer alten Analyse mehr enthalten. Der

Stopfen ist stets aufzusetzen.

Auffüllen des Messkolbens

Mit der Spritzflasche wird zunächst bis kurz unter die Eichmarke aufgefüllt, mit Hilfe einer Pipette bis genau zum

unteren Meniskus. Beim Einstellen müssen die Augen auf der gleichen Höhe wie der Flüssigkeitsspiegel sein

(sonst Ablesefehler).

Stopfen aufsetzen und mehrere Male zur guten Durchmischung der Lösungen schütteln (Fehlerquelle!).

1.1.1.2.2 VOLLPIPETTE - PELEUSBALL

Für jeden Messwert ist mit der 20-mL-Vollpipette eine Probe aus dem Messkolben zu entnehmen. Eine trockene

Pipette kann direkt mit der Analysenlösung befüllt werden. Feuchte Pipetten hingegen müssen zunächst mit der

zu pipettierenden Lösung gespült werden, weil man sonst einen Verdünnungseffekt erhält.

Zur Probennahme ist der untere Meniskus des Flüssigkeitsspiegels mit der Eichmarke zur Deckung zu bringen.

Es gibt mehrere Möglichkeiten zum Pipettieren:

• Lösung mit dem Peleusball über den Eichstrich ansaugen, Peleusball entfernen, Lösung mit dem Zeige-

finger halten, Pipette außen abwischen, unteren Meniskus der Flüssigkeit auf die Eichmarke einstellen,

Pipetteninhalt ablassen. Dabei muss die Pipettenspitze gegen die Glaswandung gehalten werden.

• Lösung mit Peleusball über die Eichmarke ansaugen, Pipette außen abwischen, unteren Meniskus der

Flüssigkeit auf die Eichmarke einstellen, Pipetteninhalt mit Hilfe des Peleusballs ablassen.

Die erste Möglichkeit ist zu bevorzugen, wenn der Peleusball schon älter ist und die Flüssigkeit nicht mehr gut

hält.

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Anmerkung:

Eine Pipette ist ein geeichtes Messinstrument, sie darf nicht übermäßig erwärmt werden (das Glas würde sich

ausdehnen und das Volumen ändern).

Die im Praktikum verwendeten Pipetten sind auf Auslauf geeicht. Bei Ablassen der Flüssigkeit verbleibt ein kleiner

Rest in der Pipette, der bei der Eichung schon mit eingerechnet worden ist. Die verbleibende Flüssigkeit darf also

nicht ausgeblasen oder ausgeschüttelt werden!

Peleusball

Er dient zum Ansaugen von Flüssigkeiten in eine Pipette. Beim Gebrauch bitte folgendes beachten:

• Die Pipette nicht zu weit in den Ball stecken, die angesaugte Flüssigkeit nicht in den Ball saugen.

• Wird der Ball nicht benutzt, sollte er immer mit Luft gefüllt sein.

• Ist doch Flüssigkeit in den Ball gekommen, mehrfach von innen mit Wasser spülen, häufig zusammen-

drücken und schließlich trocknen lassen.

• Den ausgedrückten Peleusball bei Nichtbenutzung nicht auf der Pipette belassen und auf den Tisch le-

gen (Peleusball saugt sich voll Lösung). Pelusball abnehmen und mit Luft füllen!

1.1.1.2.3 KOLBENHUBPIPETTE

Kolbenhubpipetten (Volumendosiergeräte) sind Pipettiergeräte (z.B. Pipetten von Eppendorf, Dispensetten,

Multipetten), deren Volumen fest eingestellt wird und in die Berechnung von Ergebnissen eingeht. Zur Benut-

zung ist folgendes zu beachten:

• Das gewünschte Volumen darf nur in dem für die Pipetten angegebenen Bereich eingestellt werden.

Z.B. darf an der Pipette „Eppendorf Reference“ 100 µL – 1000 µL nur ein Volumen von 100 µL – 1000 µL

eingestellt werden. Das Einstellen von Volumina außerhalb der angegeben Bereiche führt zu mechani-

schen Veränderungen in der Pipette und somit zu Ungenauigkeiten bei allen weiteren Dosierungen.

• Beim Pipettieren ist darauf zu achten, dass keine Flüssigkeit in die Pipette gelangt.

• Verschmutzungen sind sofort und nach dem Verursacherprinzip zu beseitigen.

1.1.1.2.4 BÜRETTE

Als geeichtes Messinstrument sollte auch sie nicht erwärmt werden. Nicht im Trockenschrank trocknen lassen

und nicht mit heißen Flüssigkeiten behandeln (das Glas würde sich ausdehnen und das Volumen ändern).

Achten Sie darauf, dass der Schliff am Auslasshahn leicht gefettet ist!

In eine trockene Bürette kann die Maßlösung direkt eingefüllt werden. Ist die Bürette feucht, muss sie mehrfach

mit der Maßlösung vorgespült werden, sonst tritt ein Verdünnungsfehler auf. Zum Einfüllen der Maßlösung in

die Bürette wird ein Trichter benutzt. Er ist nach dem Füllen der Bürette abzunehmen, da sonst noch Flüssigkeit

nachläuft und das Ergebnis verfälscht.

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Einstellen des Nullpunkts:

Beim Einstellen und Ablesen müssen die Augen auf der gleichen Höhe sein

wie der Flüssigkeitsspiegel (sonst Ablesefehler). Nach der Titration muss mit

dem Ablesen des Verbrauchs ca. 1 min. gewartet werden, da die Maßlösung

in der Bürette noch etwas nachläuft. Der blaue Schellbachstreifen in der Bü-

rettenskala erleichtert das genaue Ablesen.

Die Maßlösung nicht über Nacht in der Bürette aufbewahren: Wasser ver-

dunstet und CO2 wird absorbiert, der Faktor der Maßlösung ändert sich.

Abends wird die Bürette entleert und gut mit dest. Wasser gespült und über Kopf aufgehängt. Wird der Hahn

über Nacht offen gelassen, ist die Bürette am nächsten Morgen trocken.

Vor dem Befüllen den Hahn wieder schließen!!

1.1.2 pH-MESSSTATION, UV-VIS-SPEKTROMETRIE, AUFBAU EINES FOTOMETERS

1.1.2.1 EINSTABMESSKETTE ("GLASELEKTRODE"), pH-ELEKTRODE, pH-METER

Die pH-Elektrode ist eine Indikator-Elektrode zur Bestimmung der Wasserstoff-Ionenkonzentration (-aktivität;

pH-Wert) in Lösungen. Die pH-Elektrode besteht aus einem dünnwandigen Glaskörper, in dessen Innerem sich

die Bezugselektrode einer galvanischen Kette (bestehend aus KCl-Puffer u. einem mit Ag/AgCl überzogenen Pla-

tin-Draht) befindet. Beim Eintauchen dieser sogenannten "Einstabmesskette" in eine wässrige Lösung stellt sich

am Glaskörper ein Grenzflächenpotential ein, das gemäß der Nernstschen Gleichung von der Aktivität der Was-

serstoff-Ionen in der Lösung abhängig ist. Im Idealfall steht die Elektroden-Spannung in einem linearen Zusam-

menhang mit dem pH-Wert, mit einer Steigung der Geraden von −59,15 mVolt pro pH-Einheit (bei 25°C). Bei

realen Messketten weicht die Steilheit dieser Kennlinie von der idealen Linie ab u.a. der Nullpunkt liegt meist

nicht exakt beim pH-Wert des Innenpuffers (s. Abb.).

Abb.: Ideale und reale Kennlinie einer pH-Messkette.

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Abb.: pH-Elektrode

Daher sind in den pH-Metern Möglichkeiten zur Kalibrierung von Nullpunkt u. Steilheit mit Hilfe von Standard- u.

Eichpuffern vorgesehen. Zusätzlich verfügen die meisten pH-Meter über eine Temperaturkompensation.

Die pH-Elektrode ist mit dem pH-Meter verbunden. Die Messwerte werden wahlweise als pH-Werte oder Span-

nungen in Millivolt angezeigt. Zu beachten ist, dass die Elektrode:

• nie austrocknet, also in Wasser oder Elektrolytlösung eintaucht (zur längeren Aufbewahrung wird

verdünnte Kaliumchloridlösung verwendet),

• vor und nach der Kalibrierung bzw. vor und nach der Messung gründlich mit dest. Wasser gespült

wird,

• zur Kalibrierung nicht direkt in die Vorratsflasche mit Pufferlösung getaucht (Gefahr der Verun-

reinigung!), sondern ein Becherglas dafür verwendet wird.

1.1.2.2 PUFFERSYSTEME

Protonenübertragungen in wässrigen Lösungen verändern den pH-Wert. Dieser wiederum beeinflusst die Kon-

zentrationen konjugierter Säure/Base-Paare.

Die Henderson-Hasselbalch-Gleichung (Puffergleichung) gibt diesen Sachverhalt wieder (Herleitung in der Vorle-

sung).

�� = �� + lg��

�ä��

Berechnet man mit dieser Gleichung für bestimmte pH-Werte die prozentualen Verhältnisse an Säure und kor-

respondierender Base (HA/A–) und stellt diese graphisch dar, entstehen Kurven, die als Pufferungskurven be-

zeichnet

Enthält die Lösung eine Säure und ihr Salz bzw. eine Base und ihr Salz in etwa gleichen Konzentrationen, so bleibt

der pH-Wert bei Zugaben von Säure bzw. Base in einem bestimmten Bereich, dem Pufferbereich des Systems,

nahezu konstant. Lösungen mit diesen Eigenschaften heißen Pufferlösungen, Puffersysteme oder Puffer. Eine

Pufferlösung besteht aus einer schwachen Brønsted-Säure (-Base) und der korrespondierenden Base (bzw. kor-

respondierenden Säure). Sie vermag je nach der Stärke der gewählten Säure bzw. Base die Lösung in einem ganz

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bestimmten Bereich (Pufferbereich) gegen Säure- bzw. Basezusatz zu puffern. Ein günstiger Pufferungsbereich

erstreckt sich über etwa je einen pH-Wert auf beiden Seiten des pKS-Wertes der zugrunde liegenden schwachen

Säure. Eine Pufferlösung hat die Pufferkapazität 1, wenn der Zusatz von ceq = 1 mol Säure oder Base zu einem

Liter Pufferlösung den pH-Wert um 1 Einheit ändert. Maximale Pufferkapazität erhält man für ein molares Ver-

hältnis von Säure zu Salz von 1 : 1.

1.1.2.3 UV-VIS-SPEKTROMETRIE, AUFBAU EINES FOTOMETERS

In den meisten Fällen werden Spektralfotometer verwendet, die den UV- und den VIS (visuellen)-Bereich abde-

cken (siehe Abb).

Abb: Ausschnitt aus dem elektromagnetischen Spektrum mit UV/Vis/NIR-Bereich

Da aber eine Lichtquelle den ganzen Bereich nicht abdecken kann, muss das Gerät mit zwei Lampen, einer Wolf-

ram- (W, 400-800 nm) und einer Deuterium-Lampe (D2, 200-400 nm), ausgestattet werden. Je nach Stellung

eines Spiegels werden entweder die Strahlen der VIS-, der UV-Strahlenquelle oder beide Strahlen in das optische

System eingespeist. Das sogenannte polychromatische Licht wird durch ein drehbares Reflexionsgitter spektral

zerlegt. Durch den Austrittsspalt tritt je nach Drehwinkel Licht einer Wellenlänge (sogenanntes monochromati-

sches Licht) mit einer Bandbreite von etwa 1 nm aus. In diesem Strahlengang befindet sich eine Küvette mit

Probenlösung (bzw. Blindlösung, welche keine Prüfsubstanz enthält). Das durch die Lösung geschwächte Licht

wird nach dem Durchgang durch die Küvette in den Fotomultiplier gelenkt. Das einfallende Licht wird im Foto-

multiplier in elektrische Signale umgewandelt.Die folgende Abbildung zeigt den stark vereinfachten Strahlengang

eines Spektralfotometers (Einstrahlfotometer) mit einer Wolframlampe:

Abb: Einstrahlfotometer

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1.1.3 DESTILLIEREN

Destillation und Rektifikation sind die wichtigsten Trenn- und Reinigungsmethoden für flüssige Substanzen.

Gleichstromdestillation:

Nur eine Phase bewegt sich, nämlich der Dampf

Gegenstromdestillation oder Rektifikation (Vigreux):

Ein Teil des kondensierten Dampfs (der sog. Rücklauf) wird dem aufsteigenden Dampf entgegengeführt. Die Ge-

genstromdestillation wird in Destillationskolonnen durchgeführt.

Destillationen bei Normaldruck (1013 hPa bzw. 760 Torr) sollte man nur bei Siedetemperaturen zwischen 35 °C

und maximal 170 °C durchführen, bei höheren Temperaturen besteht die Gefahr der thermischen Zersetzung.

Die Siedetemperatur lässt sich durch Destillation im Vakuum herabsetzen → Vakuumdestillation.

Abb. Vakuumdestillationsapparatur

1 Vakuumschläuche

2 Vakuummessgerät

3 Woulff’sche Flasche

4 Hahn zum Belüften der Apparatur

5 Hahn zum Absperren von der Vakuumpumpe

6 Magnetrührstab

Abhängigkeit der Siedetemperatur vom Druck

Wann siedet eine Flüssigkeit? Der Dampfruck einer Flüssigkeit steigt mit der Temperatur stark an. Wenn er gleich

dem äußeren Druck ist, siedet die Flüssigkeit.

2

)(ln

RT

H

dT

pd v∆−= Clausius-Clapeyronsche Gleichung

mit: p = Dampfdruck; T = absolute Temperatur, R = Gaskonstante und ∆vH = molare Verdampfungsenthalpie.

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Wenn man nach Integration den Logarithmus des Dampfdrucks über der reziproken Temperatur aufträgt, erhält

man eine Gerade mit der molaren Verdampfungsenthalpie als Steigung.

Als grobe Faustregel gilt: Eine Verminderung des äußeren Drucks um die Hälfte reduziert die Siedetemperatur

um etwa 15 °C. Ob sich zwei Substanzen durch eine einfache Destillation trennen lassen, hängt von der relativen

Flüchtigkeit α ab. Diese ist gegeben durch den Quotienten aus den jeweiligen Partialdrücken der Substanzen. Als

Faustregel gilt, dass bei Siedepunktsdifferenzen von weniger als 80 °C zur Trennung die Rektifikation notwendig

ist. Systeme, die das Raoultsche Gesetz nicht erfüllen, sind Ausnahmen.

)()()()( 00 BpBApAp ×+×= χχ

Bei azeotropen Gemischen lässt sich immer nur eine der beiden Komponenten rein darstellen und die Zusam-

mensetzung von Dampf und Flüssigkeit ist gleich.

1.1.4 EXTRAHIEREN,EXTRAKTION VON FLÜSSIGKEITEN

Das Ausschütteln ist grundsätzlich im Abzug und mit entsprechender Schutzkleidung (Schutzbrille, Kittel) durch-

zuführen.

Die Extraktion von Substanzen aus (meistens wässrigen) Lösungen kann diskontinuierlich "Ausschütteln" und

kontinuierlich "Perforation" erfolgen. Die auszuschüttelnde (wässrige) Lösung oder seltener Suspension wird in

einem Scheidetrichter mit etwa einem Fünftel bis einem Drittel ihres Volumens an Extraktionsmittel versetzt.

Der Scheidetrichter soll höchstens zu etwa zwei Dritteln gefüllt sein. Man verschließt ihn mit einem Stopfen und

schüttelt zunächst vorsichtig, wobei man sowohl das Hahnküken als auch den Stopfen festhält. Dann wird der

Scheidetrichter mit dem Auslauf nach oben in den Abzug gerichtet und der Überdruck aufgehoben, indem man

den Hahn vorsichtig öffnet. Schütteln und Lüften müssen so lange wiederholt werden, bis der Gasraum im Schei-

detrichter mit dem Lösungsmitteldampf gesättigt ist und der Druck unverändert bleibt. Erst jetzt wird etwa 1-2

Minuten kräftig umgeschüttelt.

Abb. Scheidetrichter

Hahnküken

Stopfen

Phasengrenze

Auslauf (untere Phase)

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Beim Stehenlassen trennen sich die Phasen. Man lässt die Unterphase durch den Hahn des Scheidetrichters ab,

während die Oberphase stets durch die obere Öffnung ausgegossen wird. In Zweifelsfällen prüft man, welches

die wässrige Phase ist, indem man einer Phase einen Tropfen entnimmt und diesen in etwas Wasser gibt. Manche

Systeme neigen zur Bildung von Emulsionen. In solchen Fällen schüttelt man den Scheidetrichter nicht, sondern

schwenkt ihn nur. Entstandene Emulsionen lassen sich brechen, wenn man etwas Antischaummittel oder Penty-

lalkohol zugibt, die wässrige Phase mit Kochsalz sättigt oder die gesamte Lösung filtriert oder zentrifugiert. Das

sicherste Mittel ist stets, längere Zeit stehenzulassen.

Beim einfachen einmaligen Ausschütteln kann im günstigsten Fall einer vollständigen Gleichgewichtseinstellung

jeweils nur die durch den Nernstschem Verteilungssatz und die angewandte Menge Extraktionsmittel festgelegte

Menge der zu extrahierenden Substanz in das Extraktionsmittel übergehen. Aus diesem Grunde muss man im

Allgemeinen mehrfach ausschütteln. Es ist auch zweckmäßiger, mit wenig Lösungsmittel mehrfach auszuschüt-

teln, als die ganze Menge Extraktionsmittel auf einmal einzusetzen. Durch Variation des pH-Wertes kann der

Ladungszustand von Molekülen und damit auch deren Wasserlöslichkeit stark beeinflusst werden. So lassen sich

Extraktionsmittel von Säuren bzw. Basen befreien, indem sie mit wässrigen verdünnten Lösungen von Basen

(meist Carbonat bzw. Hydrogencarbonat) oder Säuren "wäscht" (mehrfach ausschüttelt) und anschließend mit

Wasser wieder neutral wäscht.

1.1.5 REFRAKTOMETRIE(BRECHUNGSINDEX)

Das Prinzip der Bestimmung des Brechungsindex mit Hilfe des Abbé-Refraktometers beruht auf der Beobachtung

des sog. Grenzwinkels γ. Tritt Licht aus einem optisch dünneren Medium mit n1 in ein optisch dichteres Medium

mit n2 und n2 > n1 ein, so werden alle Lichtstrahlen zum Lot hin gebrochen, sie werden auf einen Winkelbereich

2γ zusammengedrängt. Außerhalb dieses Winkelbereiches wird kein Lichtstrahl beobachtet, es entsteht eine

Hell-Dunkel-Grenze am Grenzwinkel γ der Brechung. Der Winkel γ gehört zu dem streifenden Lichtstrahl. Dabei

gilt:

sin γ = n�

n�

Durchführung der Messung:

Zuerst muss sichergestellt werden, dass der Thermostat die gewünschte Messtemperatur (in der Regel 20 °C) am

Refraktometer einstellt. Das Beleuchtungsprisma (mit rauher Oberfläche) wird aufgeklappt und 2–3 Tropfen der

Probenflüssigkeit werden mit einer Pipette aufgebracht. Es soll ein gleich mäßiger, dünner Film entstehen, dazu

klappt man am besten das Prisma ein- bis zweimal auf und zu, anschließend wird es verriegelt. Zur Messung wird

am Triebknopf solange gedreht, bis eine Hell-Dunkel-Grenze erkennbar ist (siehe Abb.). Mit dem Kompensator

wird die Grenzlinie scharf gestellt, danach wird die Grenzlinie nochmals mit dem Triebknopf in den Schnittpunkt

des Fadenkreuzes gelegt. Jetzt kann im unteren Feld an der oberen Skala der Brechungsindex auf vier Dezimal-

stellen genau abgelesen werden. Zuletzt vergewissert man sich nochmals, ob die Grenzlinie noch im Fadenkreuz

liegt und die Temperatur noch konstant gehalten wurde. Nach Ende der Messung werden die Prismen sofort mit

einem weichen Papiertuch und mit Aceton gereinigt!

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Abb: Blick durch ein Refraktometer bei korrekt eingestellter Grenzlinie. In diesem Fall beträgt der Brechungsin-

dex nD20 =1.3678.

1.1.6 DÜNNSCHICHTCHROMATOGRAFIE (DC)

WAHL DES LAUFMITTELS

Die Wahl des erforderlichen Laufmittels ist abhängig von der Struktur der zu trennenden Substanzen. Bei unbe-

kannten Proben wird zunächst ein Laufmittel mit mittlerer Elutionskraft gewählt (z.B. Essigsäureethylester). Be-

vor man zu anderen Solventien greift, erprobt man z. B. Mischungen von Essigester (Synonyme: Ethylacetat, Es-

sigsäureethylester, EtOAc) und Petrolether (PE) mit zunehmendem PE-Gehalt. Man beginnt mit einem Verhältnis

EtOAc:PE = 10:1 und erhöht den PE-Anteil (10:2, 10:3, usw.) bis man einen RF-Wert (siehe unten) von 0.3–0.5

erreicht. Falls die Probe in EtOAc zu langsam läuft, gibt man ein stärker eluotropes Solvens zu, z. B. Ethanol

AUFTRAGUNG DES SUBSTANZGEMISCHES

Eine geringe Menge der Substanzprobe wird in einem möglichst wenig polaren Lösungsmittel gelöst (ca. 0.1–1-

prozentige Lösung) und mit einer feinen Kapillare im Abstand von 1 cm vom unteren und seitlichen Rand der DC-

Platte durch kurzes, vorsichtiges Auftupfen so aufgetragen, dass der Fleckendurchmesser max. 3 mm beträgt.

Hierzu eignet sich ein zur Kapillare ausgezogenes, mit der Probe gefülltes Schmelzpunktröhrchen. Bei verdünnten

Lösungen wird diese Prozedur einfach oder mehrfach wiederholt. Größere Mengen an Probensubstanz werden

mit Hilfe einer Mikropipette streifenförmig auf der Startlinie aufgetragen. Diese Methode erhöht die Nachweis-

empfindlichkeit, erfordert aber etwas Übung. Zur Vereinfachung der Auftragung sind DC-Fertigplatten mit einer

Konzentrierungszone im Handel. Diese besteht aus einem chromatographisch inaktivem Material (z.B. Kieselgur)

und konzentriert bei der Entwicklung die Substanzflecken an der Grenze zum chromatographisch aktivem Mate-

rial zu schmalen Zonen auf. Werden mehrere Proben aufgetragen, sollte der Abstand der Startflecken etwa 10–

15 mm betragen, ebenso der Abstand der äußeren Startflecken zum Rand. Zweckmäßigerweise werden die Start-

linie bzw. die Startpunkte markiert (z.B. durch einen leichten Bleistiftstrich).

Bei der Auftragung der Substanzen ist darauf zu achten, dass neben den jeweiligen Syntheseprodukten auch die

Ausgangssubstrate mit aufgetragen werden.

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ENTWICKLUNG DES CHROMATOGRAMMS

Die Entwicklung der Dünnschichtchromatogramme wird in Pressglaskästen (z. B. 20x20x10 cm) mit einer Abdeck-

platte oder in Schraubdeckelgläsern (∅ =5–10 cm) durchgeführt. Vor Durchführung der Chromatographie müs-

sen die Trennkammern mit dem Laufmitteldampf gesättigt sein. Zu diesem Zweck kleidet man die Kammerwände

mit Filterpapier aus, gießt anschließend das Laufmittel etwa 2–4 mm hoch in die Kammern und lässt 15–30 Mi-

nuten verschlossen stehen (das Filterpapier muss im Laufmittel stehen). Die Chromatographieplatten werden

vorsichtig – mit den Substanzflecken unten – in die Kammern gestellt, die Flecken dürfen aber nicht in das Lauf-

mittel tauchen. Das Laufmittel steigt dann durch die Kapillarkräfte nach oben. Die Entwicklung des Chromato-

gramms ist dann beendet, wenn in den verschlossenen Kammern das Laufmittel bis kurz vor den oberen Rand

der Platte gestiegen ist. Die Platte wird entnommen, die Lauffront sofort mit einem Bleistift markiert und die

Platte im Abzug getrocknet.

Den Abstand von der Startlinie bis zur Laufmittelfront bezeichnet man als Trennstrecke, er ist für die Auswertung

eines Chromatogramms von Bedeutung. Bei den üblichen Trennstrecken von 6–16 cm beträgt die Laufzeit etwa

10–90 Minuten, abhängig von der Art des Laufmittels und der verwendeten Chromatographieplatte.

Als Laufmittel verwendet man Lösungsmittel verschiedener Polarität, entweder als Reinsubstanz oder als Sol-

vensgemisch. Die Flussmittel können in einer eluotropen Reihe aufgelistet werden (siehe Tabelle 9.2).

IDENTIFIZIERUNG DER SUBSTANZFLECKEN

Nur in wenigen Fällen, z. B. bei Farbstoffen, können die Komponenten direkt an ihrer Eigenfarbe erkannt werden.

In der Regel müssen zum Nachweis von farblosen Substanzen andere Methoden herangezogen werden, dabei

kann der Nachweis zugleich mit der Charakterisierung der Substanz verbunden sein. Meist wird eine der folgen-

den Methoden verwendet:

Fluoreszenz bei UV-Bestrahlung: Viele Substanzen fluoreszieren bei Bestrahlung mit kurzwelligem UV-Licht

(Quecksilberlampe, λ= 254 nm).

Fluoreszenzlöschung: Fast alle DC-Platten sind mit Fluoreszenzindikator in der Beschichtung im Handel erhältlich.

Die unbelegte Platte fluoresziert bei Bestrahlung mit der Hg-Lampe, alle Substanzflecken die in diesem UV-

Bereich absorbieren, erscheinen dagegen dunkel.

Bedampfen mit Jod: Die entwickelte DC-Platte wird zusammen mit einigen Körnchen Jod in ein verschlossenes

Gefäß gestellt. Nach kurzer Zeit färben sich die Substanzflecken intensiver braun als die Platte (oder bleiben

manchmal auch heller als die Platte) und werden mit Bleistift markiert (die braune Färbung verblasst sehr

schnell).

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Sprühreagentien: Auf die entwickelte Platte werden Reagenslösungen aufgesprüht, die mit den Substanzflecken

in einer chemischen Reaktion Verbindungen mit charakteristischer Färbung liefern. Dafür verwendet man so ge-

nannte ‚Zerstäuber‘ aus Glas, die mit einem Handgebläse betrieben werden. Gut eignen sich käufliche Sprühdo-

sen mit angehängtem Behälter für Anfärbe-Reagentien. Das Aufsprühen muss in sehr feiner Verteilung erfolgen

(Sprühen aus 20–30 cm Entfernung), da zu starkes Besprühen die Substanzflecken verwäscht. Das Sprühen muss

im Abzug oder speziellen Sprühkammern erfolgen! Für einfache Analytik (z.B. Reaktionskontrolle) kann die DC-

Platte auch kurz in das Anfärbe-Reagens getaucht werden. Dadurch wird der Sprühnebel der meist giftigen Rea-

gentien vermieden. Dabei ist aber zu beachten, dass die Reagenslösung selbst wie ein Eluens wirkt: eine exakte

Bestimmung der RF-Werte ist mit dieser Methode nicht möglich.

Entwickelte DC-Platten werden immer zuerst nach Fluoreszenz oder Fluoreszenzlöschung untersucht und die

gefundenen Substanzflecken mit Bleistift markiert. Danach kann mit Jod oder einem Sprühreagenz nach weite-

ren, im UV nicht sichtbaren Flecken gesucht werden.

SPRÜHREAGENTIEN FÜR BESTIMMTE VERBINDUNGSKLASSEN

Säuren: Zu einer 0.05-prozentigen Lösung von Bromkresolgrün in Ethanol gibt man bis zum Umschlag nach blau

verdünnte Natronlauge (0.1 M) und besprüht damit die DC Platte. Säuren geben gelbe Flecken auf blauem Grund.

Aminosäuren, Peptide, primäre aromatische Amine: Zu einer 0.1-prozentigen Lösung von Ninhydrin in wasser-

gesättigtem 1-Butanol gibt man einige Tropfen Essigsäure und besprüht damit die DC-Platte. Beim Erwärmen mit

einem Föhn oder einer elektrischen Heizplatte entsteht eine blaue bis braun-violette Färbung. Sprühdosen mit

Ninhydrin-Lösung sind im Handel erhältlich.

Amine: 4-Dimethylaminobenzaldehyd (Ehrlichs Reagenz) erzeugt gelbe bis violette Färbungen.

Aldehyde, Ketone: Man besprüht mit einer Lösung von 2,4-Dinitrophenylhydrazin (500 mg) und konz. Schwefel-

säure (2 mL) in Ethanol (100 mL). Man erhält langsam (schneller beim Erwärmen) rotorange Flecken auf gelbem

Grund.

β-Diketone, β-Ketoester, Phenole: Man besprüht mit einer Lösung aus FeCl3 (1 g) in Ethanol (200 mL), Wasser

(50 mL) und konz. Salzsäure (2 mL). Man beobachtet rot-violette Flecken [Bildung der Eisen(III)-Komplexe].

UNSPEZIFISCHE SPRÜHREAGENTIEN

Ekkert’s Reagenz: 100 mL Eisessig werden mit 2 mL konz. Schwefelsäure und 1 mL Anisaldehyd (4-Methoxyben-

zaldehyd) versetzt. Nach Besprühen der entwickelten DCPlatte mit der Reagenslösung muss einige Minuten auf

90–130 °C erhitzt werden (Fön).

Vanillin-Schwefelsäure: 1 g Vanillin wird in 100 mL Methanol gelöst und mit 12 mL Eisessig sowie 4 mL konz.

Schwefelsäure versetzt. Nach Besprühen mit der Reagenslösung muss einige Minuten auf 110–130 °C erhitzt

werden (Fön). Diese Reagentien sind einige Wochen haltbar und liefern für viele Substanzklassen zum Teil unter-

schiedlich farbige Flecken. Sie können als universelle Färbereagentien eingesetzt werden, z.B. bei Reaktionskon-

trollen.

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AUSWERTUNG UND DOKUMENTATION

Die Lage der einzelnen Substanzflecken wird durch den so genannten RF-Wert (Retentions- oder Verzögerungs-

faktor) charakterisiert:

�� =�

�=

�� !"#�$�!"%#&� '�(�)!*!�+,-% '"

�� !"�#�$�!"%,)+!��",� +,-% '"

Abb: Ermittlung des Retentionsfaktors

RF-Werte geben Hinweise auf die Natur der Substanzen. Bei der Dünnschicht-Chromatographie auf Kieselgel ist

eine Substanz mit größerem RF-Wert weniger polar als eine Substanz mit kleinerem RF-Wert. Da der RF-Wert

von vielen Faktoren abhängt (Laufmittel, Adsorbens, Temperatur, Trennkammer, Sättigung des Kammerraums,

Substanzmenge usw.), ist seine Reproduzierbarkeit gering, und die Identifizierung einer Substanz mit Hilfe des

RF-Werts aus der Literatur sehr problematisch. Daher ist es unbedingt nötig, im gleichen Chromatogramm au-

thentische Vergleichssubstanzen mitlaufen zu lassen.

Zur Vorbereitung einer präparativen Chromatographie können die RF-Werte wichtige Hinweise liefern.

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1.2 PRINZIPIELLE ANMERKUNGEN ZUM ARBEITEN IM CHEMISCHEN LABOR

1.2.1 VORBEREITUNG

Bevor mit den praktischen Arbeiten begonnen wird, ist es wichtig, zunächst die Versuchsbeschreibung komplett

durchzulesen und durchzudenken (Vorprotokolle, Kolloquien!). Berechnen Sie sich dann gegebenenfalls die be-

nötigten Konzentrationen für eine Kalibriergerade oder einen Vergleichswert und überlegen Sie sich, ob und wie

Ihre Probe verdünnt werden muss (1/10 = 9+1). Stellen Sie sich anschließend alle Glasgeräte und Chemikalien

bereit. Beginnen Sie mit der Faktorbestimmmung und führen Sie Vergleichsproben, Blindwerte, Kalibrierwerte

und Mehrfachbestimmungen möglichst parallel bzw. direkt nacheinander in einem Arbeitsgang zügig aus.

1.2.2 ZEITPLANUNG

Überlegen Sie sich wann Sie bestimmte Leihgeräte, Chemikalien oder Analysenproben benötigen und bestellen

Sie sie rechtzeitig bei der Probenausgabe (Ausgabezeiten beachten!!). Berücksichtigen Sie bei längeren Reakti-

ons- oder Abkühlzeiten den Laborschluss.

1.2.3 MEHRFACHBESTIMMUNGEN

Mehrfachbestimmungen dienen dazu, „zufällige Fehler“ (Messungenauigkeiten) zu Mitteln und somit ein präzi-

seres Ergebnis zu erhalten. Es sollte bei allen Versuchen mindestens eine Doppelbestimmung, besser eine Drei-

fachbestimmung durchgeführt werden.

1.2.4 BLINDWERT

Der Blindwert dient dazu, Verzögerungen und Ungenauigkeiten bei der Farbwahrnehmung sowie Eigenfärbun-

gen und Eigenzersetzung der Reagenzien auszugleichen. Er ist damit ein individueller Wert und muss deshalb von

jedem selbst bestimmt werden. Grundsätzlich werden Blindwerte genauso wie die entsprechenden Proben be-

handelt. Anstelle der Analysenlösung wird das gleiche Volumen Lösungsmittel (i.d.R. dest. Wasser) eingesetzt.

Auch der Blindwert sollte als Doppelbestimmung durchgeführt werden!

1.2.5 VERGLEICH

Eine Vergleichsprobe ist dann nützlich, wenn sich Färbungen bzw. Farbumschläge nicht eindeutig zuordnen las-

sen. Dies ist häufig bei komplexometrischen Titrationen der Fall. Durch Einwiegen der entsprechenden Substanz

stellen Sie sich eine Vorlage her, deren Analyt-Gehalt genau bekannt ist. Berechnen Sie dann den Verbrauch Ihrer

Maßlösung (Faktor beachten!) bis zum Äquivalenzpunkt. Titrieren Sie Ihre Vergleichsprobe bis zum berechneten

Äquivalenzpunkt und beobachten Sie genau die Farbentstehung. Sie wissen nun, bis zu welcher Färbung/Farb-

tiefe Sie Ihre Probe titrieren müssen.

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1.2.6 KALIBRIERFUNKTION

Alle analytischen Messmethoden, für die eine lineare Konzentrations-Messwert-Beziehung gilt, können über Ka-

librierfunktionen ausgewertet werden. Hierfür stellen Sie aus einer Stammlösung mit bekanntem Analyt-Gehalt

verschiedene Verdünnungen her, die genauso wie die Probe vermessen werden. Grundsätzlich müssen mindes-

tens 4 Kalibrierpunkte bestimmt werden, durch die dann eine Regressionsgerade gelegt wird (per Lineal auf Mil-

limeterpapier oder Excel-Trendlinie). Es ist zu beachten, dass der Analysenwert immer innerhalb des kalibrierten

Bereiches liegt, d.h. es muss mindestens ein größerer Wert und mindestens ein kleinerer Wert bestimmt worden

sein. Sollte das nicht der Fall sein, müssen weitere Kalibrierpunkte oder andere Verdünnungen der Probe herge-

stellt und neu vermessen werden. Beachten Sie den linearen Bereich fotometrischer Bestimmungen.

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2 PRAKTISCHE VERSUCHE

2.1 EINFACHE IONENNACHWEISE IN MINERAL- UND TRINKWASSER

2.1.1 FLAMMENFÄRBUNG UND SPEKTRALANALYSE

Zur Anregung von Elektronen in den äußeren Schalen genügt z.B. bei den Alkali- und Erdalkali-Elementen -

mit Ausnahme von Magnesium – bereits die Flamme eines Bunsenbrenners. Hierbei wird die Flamme mehr

oder weniger charakteristisch gefärbt. Zerlegt man das ausgesandte Licht eines Elements mit einem Prisma

(Gitter) in einem Spektralapparat (Spektroskop), erhält man ein Linienspektrum (Emissionsspektrum), das für

das jeweilige Element charakteristisch ist und zur Identifizierung benutzt werden kann.

Durchführung: Man benutzt ein Magnesiastäbchen, das mit verd. Salzsäure angefeuchtet und im Oxidations-

raum der Flamme des Bunsenbrenners solange geglüht, bis nur noch eine schwach gelbliche Flammenfärbung

auftritt. Zum Nachweis wird eine kleine Substanzprobe auf ein Uhrglas gebracht. Mit dem mit verd. Salzsäure

befeuchteten Magnesiastäbchen bringt man etwas Substanz in den äußeren Saum der entleuchteten Flamme

und beobachtet die Flammenfärbung zuerst ohne und dann mit dem Spektroskop.

Ist die Analysensubstanz flüssig, so dampft man zur Prüfung einen Teil der Lösung ein.

Abb.: Darstellung der Bunsenflamme

Proben: Salze der Alkali- und Erdalkalimetalle, sowie ein Mineralwasser.

Die Handhabung des Spektralapparates und die charakteristischen Emissionswellenlängen der Elemente sind

der Gebrauchsanweisung des Krüss Handspektroskops zu entnehmen.

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2.1.2 FÄLLUNGSREAKTION

Anhand charakteristischer Fällungsreaktion können Ionen in Lösung von anderen Ionen getrennt und nach-

gewiesen werden. Gemäß dem Massenwirkungsgesetz fällt ein Stoff aus, wenn sein Löslichkeitsprodukt bei

gegebener Temperatur überschritten ist.

Probenmaterial:

Mineralwasser, Trinkwasser

Durchführung:

In verschiedenen Reagenzgläsern werden einige mL Probe mit ein paar Tropfen verschiedener Fällungsrea-

genzien versetzt:

• mit Silbernitrat-Lösung, AgNO3, wird Chlorid gefällt,

• mit Natriumoxalat-Lösung, Na2C2O4, Calcium

• mit Bariumchlorid-Lösung, BaCl2, Sulfat.

Ein weiteres Reagenzglas wird ca. zu einem Viertel mit Probenwasser gefüllt. Anschließend wird 1 Tropfen

verd. Salzsäure an der Innenwand (oberes Drittel des Reagenzglases) ablegt und sofort mit einem Gärröhr-

chen, das mit Bariumhydroxid-Lösung gefüllt ist, verschlossen. Sobald der Tropfen verd. Salzsäure das Mine-

ralwasser erreicht, kommt es zu einer Gasentwicklung und in der Bariumhydroxid-Lösung fällt ein Stoff aus.

Erklären Sie das Beobachtete anhand von Reaktionsgleichungen!

2.1.3 SCHNELLTEST AUF NITRAT UND NITRIT

Literatur: Höll, Merck-Firmenschrift "Nitrat-Test"

Grenzen: 5 - 100 mg Nitrat (NO3-) L-1

Prinzip: Nitrat wird zu Nitrit reduziert. Daraus entsteht in Gegenwart eines sauren Puffers salpetrige

Säure (HNO2), die ein aromatisches Amin (Kontakt mit der Haut unbedingt vermeiden, Handschuhe) diazo-

tiert. Durch Kupplungen mit N-[1-Naphthyl]-ethylendiamin entsteht ein rot-violetter Azofarbstoff. Die not-

wendigen Chemikalien befinden sich auf dem Teststäbchen.

Probenmaterial: Mineralwasser, Trinkwasser

Durchführung: Um den Nitratgehalt grob abschätzen zu können, wird ein Farbvergleich nach

Eintauchen des Nitrat-Teststäbchens durchgeführt (nur kurzzeitig eintauchen und nach ca. 1 min. mit der

Farbskala vergleichen. Ein Test genügt).

Angabe der Ergebnisse:

Es wird der Gehalt an Nitrat-Ionen in mg L-1 angegeben.

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2.2 FAKTORBESTIMMUNG VON NORMALLÖSUNGEN UND GESAMTSÄUREBESTIMMUNG IN

LEBENSMITTELN (SPEISEESSIG, WEIN, FRUCHTSAFT USW.)

2.2.1 NATRONLAUGE, C = 0,1 MOL L -1 (0,1 N-LÖSUNG)

Literatur: Jander, Blasius

Faktorbestimmung:

Der Faktor der ca. 0,1-molaren NaOH(aq) wird mit einer exakt 0,1-molaren Säure (HCl, F=1,000) bestimmt.

Zu diesem Zweck werden 20,0 mL Säure im Erlenmeyerkolben vorgelegt, auf ca. 100 mL mit dest. H2O

verdünnt, 2-5 Tropfen Indikatorlösung zugegeben und mit der Lauge bis zum Äquivalenzpunkt (Farbum-

schlag) titriert. Der Faktor F ergibt sich aus der Beziehung:

./�01 =.12 × 412

45�5.

mit: FNaOH (Faktor der NaOH-Lösung), FHCl (Faktor der verwendeten HCl-Lösung, hier 1,000; kann aber auch

abweichen!), VHCl (Soll-Verbrauch der HCl-Lösung), Vtat. (tatsächlicher Verbrauch an HCl)

Viele Indikatoren können verwendet werden; besonders geeignet ist Phenolphthalein (der Umschlag erfolgt

von farblos nach rosa; pH 8,2-9,8).

Für die Faktorbestimmung sind mindestens 3 Titrationen durchzuführen.

Geräte und Chemikalien:

50 mL-Bürette, Trichter, 20 mL Vollpipette, 300 mL-Erlenmeyerkolben;

0,1 M NaOH (aq), 0,1 M-HCl (aq), Indikator-Lösung: Phenolphthalein (0,1 % in 70% Ethanol).

2.2.2 POTENTIOMETRISCHE SÄURE-BASE-TITRATION, GESAMTSÄUREBESTIMMUNG

Literatur: Jander/Blasius, Matissek

Prinzip:

Die Lösung einer schwachen Säure wird mit Natronlauge titriert, Wendepunkt und Äquivalenzpunkt werden

mit der Einstabmesskette bestimmt.

Durchführung:

20 mL Probelösung (Wein, Fruchtsaft oder 5 mL Speiseessig) werden in einem 250 mL Becherglas mit 130 mL

kohlensäurefreiem Wasser (steht aus) verdünnt und mit dem Magnetrührer gerührt. Die Glaselektrode wird

eingetaucht und der pH-Wert abgelesen. Jeweils nach der Zugabe von 1,0 mL-Portionen liest man erneut den

Wert ab. Sobald sich der pH-Wert kaum noch ändert, beendet man die Titration. Die Messwerte werden in

ein Vol.-pH-Diagramm eingetragen und der genaue Äquivalenzpunkt bestimmt.

Bei Titration 2 und 3 wird am Äquivalenzpunkt sehr genau und langsam titriert.

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Berechnung:

Der tatsächliche Verbrauch an exakt 0,1 N Natronlauge berechnet sich aus dem Mittelwert der Dreifachbe-

stimmung und Korrektur mit dem Faktor der Natronlauge. Der Gehalt an titrierbaren Säuren (Gesamtsäure)

wird als Weinsäure (M = 150 g mol-1) bzw. Essigsäure (M = 60 g mol-1) in g L-1 berechnet.

Geräte/Chemikalien:

pH-Meter und Einstabmesskette (Glaselektrode), 250 mL Becherglas, Magnetrührer, Rührfisch, Bürette, 5 +

20 mL Vollpipette; dest. Wasser CO2-frei, 0,1 N-NaOH (aq) [siehe 2.1.]

2.3 DESTILLATION VON ETHANOL

Die Bestimmung des Alkohols erfolgt durch Destillation einer abgemessenen Menge Getränk und anschlie-

ßender Bestimmung der Dichte mittels Spindel und Brechungsindex.

Geräte: Destillationsapparatur nach Schlee (siehe Abb.), Ölbad, Heizrührer, 250 mL Rundkolben, Rühr-

fisch, 100 mL Vollpipette, 100 mL Messkolben, 100 mL Messzylinder, 5 mL Messpipette, Abbé-Refraktometer,

Spindel.

Abb.: Destillationsapparatur

Probenvorbereitung:

Kohlensäurehaltige Getränke (Bier, Sekt) werden zunächst entschäumt. Dazu wird die Probe durch einen Fal-

tenfilter filtriert.

Exakt 100,0 mL Flüssigkeit werden bei Zimmertemperatur in einem 250 mL Rundkolben mit Rührfisch pipet-

tiert. Anschließend wird langsam bei guter Kühlung in einen 100 mL Messkolben destilliert, welcher mit ca. 3

mL luftfreiem Wasser beschickt ist und in einem Eisbad steht. Man stoppt wenn der gesamte Alkohol (Kp

78°C) überdestilliert ist und füllt anschließend mit luftfreiem Wasser exakt auf 100 mL auf. Danach wird kräftig

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umgeschüttelt und in einem 100 mL Messzylinder mit einer Spindel die relative Dichte gemessen. Der dazu

gehörige Alkoholgehalt ist einer Tabelle (hängt im Praktikum aus) zu entnehmen.

Zusätzlich ist der Brechungsindex des Destillates, von absolutem Ethanol und reinem Wasser zu bestimmen.

Kann daraus ebenfalls der Ethanolgehalt bestimmt werden?

2.4 QUANTITATIVE EISENBESTIMMUNG

Prinzip: Gelöste Eisen(-II)-Ionen werden nach Umsetzung mit 1,10-Phenanthrolin zu einem orangero-

ten Komplex bei 492 nm photometrisch bestimmt.

Durchführung: 50,0 mL der Wasserprobe werden mit einer Vollpipette in einen Erlenmeyerkolben pipettiert

und mit 2 mL Ammoniumacetat-Eisessig-Lösung und 1 mL Hydroxylammoniumchlorid-Lösung versetzt. Nach

Durchmischen der Lösung werden 2 mL Phenanthrolin-Lösung zugegeben und 15 min. im Dunkeln (Schrank)

stehen gelassen. Gemessen wird bei einer Wellenlänge von 492 nm gegen eine Blindprobe, die mit dest.

Wasser angesetzt wurde. Die Regressionsgerade wird mittels Standardlösungen (5 Werte von 1 bis 5 mg L-1)

aufgestellt, die in derselben Weise wie das Untersuchungswasser herzustellen und auszumessen sind.

Angabe der Ergebnisse: Es wird der Gehalt an Eisen-Ionen in mg L-1 angegeben.

Geräte/Chemikalien:

Photometer, Küvetten

Eisen(II)-Stammlösung (c = 1000 mg Fe2+ L-1): 7,0215 g Ammoniumeisen(II)sulfat-Hexahydrat werden in einem

1000 mL Messkolben in dest. Wasser gelöst, mit 30 mL Hydroxylammoniumchlorid (10 g in 100 mL dest.

Wasser, ca. 1 Woche gekühlt haltbar) und 2 mL Schwefelsäure(98%ig) versetzt und mit dest. Wasser bis zur

Marke aufgefüllt. (Diese Lösung ist bereits fertig und steht aus)

Folgende Standardlösungen sind anzusetzen:

c= 1 mg Fe2+ L-1: 100 µl Eisen(II)-Stammlösung (c = 1000 mg Fe2+ L-1): werden in einem 100 mL Messkolben

mit dest. Wasser bis zur Marke aufgefüllt.





c= 4,0mg Fe2+ L-1: 400 µl Eisen(II)-Stammlösung (c = 1000 mg Fe2+ L-1): werden in einem 100 mL Messkolben




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2.5 NACHWEIS VON AMINOSÄUREN MIT NINHYDRIN

Prinzip:

Nach salzsaurer Proteinhydrolyse (bereits vom Assistenten durchgeführt) werden die freien Aminosäuren dünn-

schichtchromatographisch getrennt und durch Umsetzung mit Ninhydrin-Reagenz detektiert.

Geräte und Glasgeräte:

DC-Kammer, Fön, Auftragepipetten

Chemikalien:

n-Butanol (n-BuOH), Essigsäure ( 96%ig (Eisessig)), Aceton, Ninhydrin (2,2-Dihydroxy-1,3-dioxohydrinden), Ami-

nosäurestandards.

für DC:

• DC-Platten: Kieselgel-Fertigplatten

• Laufmittel: n-BuOH/Eisessig/H2O 70:20:30 (v/v/v)

• Sprühreagenz: 0,4 g Ninhydrin in 100 mL Aceton lösen (wird für das gesamt Praktikum 1x hergestellt!).

• Untersuchungsmaterial: Proteinhydrolysat (Aminosäuremischung)

Durchführung

DC-Trennung: 2 bis 10 µL der obigen Testlösung (bei unbekannten Konzentrationen am besten verschiedene

Volumina) und die Referenzaminosäure-Lsg. werden mit Hilfe von Kapillarröhrchen auf eine Kieselgel-Fertig-

platte aufgetragen (Föntrocknung verkürzt die Auftragungszeit erheblich!) und die Platte in dem Laufmitteln

entwickelt. Die Laufzeit (Lösungsmittelfront erreicht 3/4 der Plattenhöhe) beträgt ca. 4 Std.

Detektion:

Die gut getrocknete Platte (15‘ im Trockenschrank bei 103°C) wird gleichmäßig mit dem Sprühreagenz besprüht

und im Trockenschrank bei 103 °C zur Sichtbarmachung der Flecken erhitzt.

Anzahl und Identität der Aminosäuren werden durch Farbe und Rf-Werte der Substanzflecken bestimmt und

durch Chromatographie der Referenzaminosäuren bestätigt

2.6 HERSTELLUNG VON REAKTIONSAROMEN (MAILLARD-REAKTION,

NICHTENZYMATISCHE BRÄUNUNG)

Reaktionsaromen sind Erzeugnisse, die durch Erhitzen von Lebensmitteln als Ausgangsstoffe produziert werden.

Eine der zugrunde liegenden Reaktionen ist die sogenannte Maillard-Reaktion („nicht-enzymatische Bräunung“).

Es handelt sich um Reaktionen zwischen reduzierenden Zuckern und freien Aminogruppen, wie z.B. Aminosäu-

ren. Im ersten Schritt der Reaktion werden N-Glykoside gebildet. Diese können in einer Reihe weiterer, vielfälti-

ger Reaktionen unter anderem zu flüchtigen Aromastoffen und braunen Pigmenten umgesetzt werden.

Materialien: L-Phenylalanin, L-Cystein, Saccharose, D-Glucose, D-Fructose, Trockenschrank, Probengläschen 4

mL mit Schraubdeckel

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Durchführung:

Die Substanzen werden, dem Schema der Tabelle (s.u.) folgend, in Probengläschen eingewogen. Diese werden

dicht verschlossen und für 25 min bei 130 °C im Trocken-schrank gelagert. Nach Beendigung werden die Fläsch-

chen abgekühlt. Farbe und Geruch der Proben (evtl. nach Zugabe einiger Tropfen Wasser) werden beschrieben.

Protokoll

• Versuchsbeschreibung

• Beschreibung der Geruchseindrücke mit quantitativer Abschätzung

• Beschreibung der Farbentwicklung mit Abschätzung der Farbtiefe

• wichtige Reaktionsschritte der Maillard-Reaktion, Begründung der Ergebnisse (siehe Lehrbücher der Lebens-

mittelchemie)

• Relevanz der Maillard-Reaktion für Lebensmittel und Medizin

2.7 DARSTELLUNG VON FRUCHTESTERN (CARBONSÄUREESTER)

Chemikalien:

Essigsäure konz., Schwefelsäure konz., Ethanol, Methanol, 1-Butanol, 1-Pentanol, Salicylsäure, Benzoesäure,

Propionsäure, Zimtsäure


Reagenzglasständer und Reagenzgläser, Pipetten, Peleusball, Vortexer

In sechs Reagenzgläser werden jeweils ca. 2 mL bzw. 100 mg an Carbonsäuren und jeweils 2 mL Alkohol gegeben

und gründlich durchgemischt. Danach werden die Lösungen jeweils mit 1 mL konz. Schwefelsäure versetzt und

nochmals durchgemischt. Das Pipettierschema ist der Tabelle zu entnehmen.

Vorsicht: Die Reagenzgläser werden heiß! (Warum?)

Anschließend notiert man die verschiedenen Geruchseindrücke.

Zucker (je 0,5 g)

Reaktionsmedium ohne Aminosäure Aminosäure (je 0,02 g) je 20 mg

Phenylalanin Cystein

Saccharose 2 Tr. H2O x x

Glucose 2 Tr. H2O x x

Fructose 2 Tr. H2O Nicht notwendig x x

Ohne Zucker 2 Tr. H2O Nicht notwendig x x

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Carbonsäure Alkohol Geruch Ester

Zimtsäure Methanol

Essigsäure 1- Butanol

Essigsäure 1- Pentanol

Salicylsäure Methanol

Benzoesäure Ethanol

Propionsäure Ethanol

Vervollständigen Sie bitte die Tabelle mit den systematischen Namen der entstandenen Ester. Geben Sie alle

Reaktionsgleichungen an und erklären Sie den Mechanismus der Veresterung an einem Beispiel!

2.8 ISOLIERUNG VON CHLORPHYLL AUS SPINAT (O.Ä.)

Prinzip:

In diesem Versuch werden die wichtigsten Pigmente des Photosynthese-Apparates aus höheren Pflanzen isoliert,

nämlich Chlorophylle a und b und Carotinoide. Diese Pigmente liegen in der Pflanzenzelle fast ausschließlich in

Komplexen mit Proteinen vor. Das erklärt die relativ hohe Stabilität der Pigmente im pflanzlichen Organismus im

Vergleich zur Empfindlichkeit der freien Pigmente.

Zur Isolierung macht man sich zunächst den hydrophoben Charakter der Pigmente zunutze: Pigmente sind, im

Gegensatz zu Proteinen, in 80%igem Aceton löslich. Nach der Homogenisierung des Blattmaterials in 80%igem

Aceton werden die Pigment-bindenden Proteine denaturiert und die Pigmente freigesetzt. Bei der Auftrennung

der verschieden Pigmente nutzt man die unterschiedliche Löslichkeit der Pigmente aus.

Material:

Pflanzenmaterial (z. B. Spinatblätter ohne Stängel und Rippen), Mörser & Pistill, 2 Scheidetrichter, Filtertiegel od.

Zentrifugenbecher, Aceton (dest.), Aceton (80%), Diethylether, gesättigte NaCl-Lösung, große Saugflache, Büch-

nertrichter, kl. Saugflasche, kl. Nutsche auf Fritte (vorgekühlt, -20 °C), Küvette (Glas), UV/Vis Photometer

Durchführung:

a) Totalextrakt

40 g Blätter werden in 160 mL Aceton (dest.) im Mörser homogenisiert (Abzug!). Das Homogenat wird im Büch-

nertrichter durch Filterpapier filtriert, der Rückstand mit 25 mL Aceton (80%) nachgewaschen (Falls eine Trübung

zu sehen ist, das Filtrat 10 min bei 5000 rpm zentrifugieren und anschließend der Überstand vorsichtig abgießen).

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Ein Aliquot des Totalextraktes wird in 1:100 (oder anderer) Verdünnung in 80% Aceton bei 645 und 663 nm ge-

messen. Der Chlorophyllgehalt berechnet sich nach:

7ℎ)' = 12,3 × =>>? − 2,55 × =>BC

D$

-E

7ℎ)& = 20,3 × =>BC − 4,90 × =>>?

D$

-E

Zusätzlich wird ein Spektrum von 300 bis 730 nm aufgenommen.

Wenn der Gesamtextrakt gelagert werden soll, muss dies bei -20 °C im Dunkeln erfolgen (Alufolie). Ein Teil des

Gesamtextraktes ist für die DC aufzubewahren!

b) Waschen des Totalextraktes

Ca. 100 mL des Gesamtextraktes werden in einen Scheidetrichter gefüllt, mit 50 mL Diethylether und so viel

gesättigter, wässriger NaCl-Lsg. versetzt, bis sich zwei Phasen bilden. Anschließend wird erst vorsichtig ge-

schwenkt, nach jedem Schwenken mit dem Hahn entlüftet und dann geschüttelt. Nach dem Auflösen der Emul-

sion trennt man die Etherphase ab und bewahrt sie kühl und dunkel auf. Die wässrige Phase wird noch so oft

mit 50 mL Diethylether extrahiert, bis die Etherphase praktisch farblos bleibt. Die Etherphasen werden vereinigt

und 3 mal mit je 50 mL Wasser gewaschen. Die Etherphase wird über Natriumsulfat getrocknet. Das Lösungsmit-

tel des getrockneten Filtrats wird am Rotationsverdampfer abgezogen und der Rückstand sofort in 5 mL Aceton

aufgenommen (schütteln bis zur vollständigen Lösung). Ein 1:1000-Aliquot (Verdünnung gegebenenfalls anpas-

sen; LöM: 80% Aceton) wird wie der Totalextrakt (a) im Fotometer vermessen. Ein Teil des Extraktes ist für die

DC aufzubewahren!

c) Isolierung von Chlorophyllen aus dem Totalextrakt

Chlorophylle sind in einer Mischung von Aceton, Wasser und Dioxan schwerer löslich als Carotinoide und können

auf diese Weise von den Carotinoiden abgetrennt werden.

Materialien: Scheidetrichter (250 mL), Büchnertrichter, Saugflasche, Magnetrührer, Rührfisch, Filtertigel

Chemikalien: Dioxan, Aceton (dest.), Aceton (80%)

Der Rest des Totalextraktes aus dem Teil a (ca. 80 mL), werden zuerst mit 13 mL Dioxan und dann im Eisbad unter

Rühren auf dem Magnetrührer tropfenweise mit Wasser (ca. 6 mL) versetzt, bis deutlich grüne Flocken ausfallen.

Anschließend lässt man die Probe noch 1 h im Eisbad ohne weiteres Rühren stehen. Die Suspension wird in einem

Glasfiltertigel abgenutscht, der Überstand (= Filtrat) für die DC aufbewahrt. Das Pellet (Filterrückstand) wird in

100 mL Diethylether aufgenommen. Die Lösung wird dreimal mit je 50 mL Wasser gewaschen. Zur Abtrennung

des Restwassers in der Etherphase wird über Natriumsulfat 2 Stunden getrocknet und anschließend wird Diet-

hylether am Rotationsverdampfer abgezogen. Die Pigmente werden in 5 mL Aceton gelöst und eine 1:1000 Ver-

dünnung (gegebenfalls anpassen) in 80% Aceton wie der Totalextrakt (a) im Fotometer vermessen.

Dünnschichtchromatographie der Extrakte


DC-Kammer, Fön, Auftragepipetten

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für DC:

• DC-Platten: Kieselgel-Fertigplatten

• Laufmittel: Petroleumbenzin/Isopropanol/H2O = 80/8/1

Durchführung

DC-Trennung: 2 bis 10 µl der Extrakte aus a), b) und c) werden mit Hilfe von Kapillarröhrchen auf eine Kieselgel-

Fertigplatte aufgetragen (Föntrocknung verkürzt die Auftragungszeit) und die Platte im Laufmittel entwickelt.

Die Laufzeit (Lösungsmittelfront erreicht 3/4 der Plattenhöhe) beträgt ca. 20-30 min.

2.9 LAGERSTABILITÄT VON PFLANZLICHEN ÖLEN MIT UND OHNE ZUSATZ VON PRO-

BZW. ANTIOXIDANTIEN

Materialien:

Leinöl, Ascorbylpalmitat, BHA, BHT, Trolox, α-Tocopherol, Eisen(II)chlorid, Isooctan, Bechergläser, Magnetrührer,

kl. Rührfische, Trockenschrank, Quarzküvetten, Fotometer, Vortex®/Labdancer

1. Vorbereitung der pflanzlichen Öle (die Lagerproben sind bereits vom Assistenten vorbereitet):

Jeweils 50 g (±0,1 g) Öl werden in 100 mL Becherglas eingewogen und mit einem Rührkern bestückt. Anschlie-

ßend gibt man 0,02 % (w/w) eines der Antioxidantien (AO) hinzu, rührt bis zu dessen vollständiger Lösung und

bestimmt dann den Gehalt an konjugierten Dienhydroperoxiden. Analog wird dieselbe Menge Öl ohne AO und

zusätzlich noch nach Zusatz einer Spatelspitze FeCl2 eingewogen und untersucht. Danach werden die Proben für

zwei Wochen bei 60 °C unter Lichtausschluss im Trockenschrank gelagert. Nach Abkühlung auf Raumtemperatur

(1. und 2. Woche) und 5 min Rühren wird in den Proben der Gehalt an konjugierten Dienhydroperoxiden (conju-

gated diene hydroperoxides, CD) bestimmt und verglichen.

2. Bestimmung der konjugierten Dienhydroperoxiden (CD):

10-20 mg (±0,5 mg) Öl werden in 5 mL Isooctan gelöst und gegebenenfalls nach entsprechender Verdünnung die

Absorption bei 234 nm gegen Isooctan am Photometer gemessen. Der Gehalt an konjugierten Dienhydroperoxi-

den (ε = 26000) in mmol kg-1 ergibt sich wie folgt:

0,26E

F50A]kg[mmol CDH 1

×

××=× −

A = Absorption

F = Verdünnungsfaktor

E = Einwaage [mg]

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2.10 REDUKTIONSVERMÖGEN KOHLENHYDRATHALTIGER LÖSUNGEN

Material:

Glucose, Fructose, Saccharose, Fehlingsche-Lösung (Fehling I + II im Verhältnis 1:1 mischen),

konz. HCl, Spatel, kl. Bechergläser, Heizrührer und Rührfische

Durchführung:

1.Eine Spatelspitze Saccharose, Glucose und Fructose werden jeweils in 5 mL Wasser gelöst, mit 2 mL Fehl-

ingscher-Lösung versetzt und vorsichtig auf dem Heizrührer erhitzt.

2. Eine zweite Saccharoselösung wird mit einigen Tropfen konz. HCl versetzt, auf dem Heizrührer erwärmt und

ebenfalls mit Fehlingscher Lösung versetzt.

Erklären Sie die gemachten Beobachtungen!

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3 LITERATUR

Sicherheitsdatenblätter

• http://www.eusdb.de/index.php

Lebensmittelchemie/Lebensmittelanalytik

• Belitz, H.D., Grosch, W., Schieberle, P., 2007. Lehrbuch der Lebensmittelchemie. Springer, Berlin, Hei-

delberg.

• Eisenbrand, G., Meyer, A.H., 2006. Römpp-Lexikon Lebensmittelchemie. Thieme, Stuttgart u.a.

• Falbe, J., Römpp, H., 1996. Römpp-Lexikon Chemie. Thieme, Stuttgart u.a.

• Matissek, R., und Steiner, G. (2006) Lebensmittelanalytik: Grundzüge, Methoden, Anwendungen. Berlin

u.a.: Springer, pp.XIV, 408 S.

• Ternes, W., 2008. Naturwissenschaftliche Grundlagen der Lebensmittelzubereitung. Behr, Hamburg.

Chemisches Rechnen

• Hillebrand U (2007) Stöchiometrie: eine Einführung in die Grundlagen mit Beispielen und Übungsaufga-

ben. Springer, Berlin ;Heidelberg

• Latscha, H.P., und Klein, H.A. (1994) Chemie Basiswissen III-Analytische Chemie. Berlin, Heidelberg:

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• Nylén P, Wigren N, Joppien G, Hausen HD, Weidlein J (1996) Einführung in die Stöchiometrie, Ed 19.,

korr. Aufl. Steinkopff, Darmstadt

• Wittenberger W (2005) Rechnen in der Chemie: Grundoperationen, Stöchiometrie, Ed 15. Aufl. Springer,

Wien u.a.

Anorganik/Maßanalyse

• Jander, G., Blasius, E., Strähle, J., Schweda, E., Rossi, R., und Jander, B. (2005) Einführung in das anorga-

nisch-chemische Praktikum: (einschließlich der quantitativen Analyse). Stuttgart: Hirzel, pp.XVIII, 597 S.

• Jander, G., Jahr, K.F., Schulze, G., und Simon, J. (2003) Maßanalyse. Berlin u.a.: de Gruyter, pp.XII, 355

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Organik/Organische Chemie

• Becker, H.G.O. (1996) Organikum. Heidelberg, Leipzig: Johann Ambrosius Barth Verlag.

• Follmann, H., und Grahn, W. (1999) Chemie für Biologen. Stuttgart u.a.: Teubner, pp.298 S.

• Hünig, S. (2008) Arbeitsmethoden in der organischen Chemie. Berlin: Lehmanns Media, pp.XI, 381 S.

Gibt es auch kostenlos online als pdf unter: http://www.ioc-praktikum.de/methoden/skript/Arbeitsme-

thoden.pdf (Sehr empfehlenswertes Einstiegwerk in die Praxis der organischen Chemie!)

• Hünig, S. (2007) Integriertes organisch-chemisches Praktikum (I.O.C.-Praktikum). Berlin: Lehmanns,

pp.XII, 284 S. (ebenfalls Online erhältlich http://www.ioc-praktikum.de)

• Schmuck C (2008) Chemie für Mediziner. Pearson Studium, München u.a.

• Stahl, E., Schild, W., 1986. Isolierung und Charakterisierung von Naturstoffen. Fischer, Stuttgart u.a.

• Zeeck A, Grond S, Papastavrou I, Zeeck SC (2007) Chemie für Mediziner, Ed 6., völlig überarb. Aufl., 2.

Nachdr. Elsevier Urban & Fischer, München u.a.

Analytik

• Latscha, H.P., und Klein, H.A. (1994) Chemie Basiswissen III-Analytische Chemie. Berlin, Heidelberg:

Springer.

• Rücker, G., Neugebauer, M., und Willems, G.G. (2008) Instrumentelle Analytik für Pharmazeuten. Stutt-

gart: Wissenschaftliche Verlagsgesellschaft.

• Schwedt, G., und Schreiber, J. (2007) Taschenatlas der Analytik. Weinheim: WILEY-VCH, pp.VIII, 249 S.

Seite 36/36

ANHANG - ALLGEMEINE ANGABEN ZU VERSUCHSPROTOKOLLEN – INSTITUT FÜR

LEBENSMITTELCHEMIE

Prinzip

In 2-3 Sätzen darstellen, worum es bei dem Versuch geht und was das Versuchsziel ist

Durchführung

Die Durchführung des Versuches ist bereits im Skript angegeben. Stellen Sie hier nur wesentliche Abweichungen

dar. Die Abweichungen sollten nachvollziehbar sein und begründet werden.

Rohdaten

Hier sind sämtlich experimentellen Daten wie Einwaagen, Verbrauch an Maßlösung, Verdünnungen, Chromato-

gramme, Spektren etc. anzugeben bzw. darauf zu verweisen (Chromatogramme können auch in einen Anhang

gegeben werden).

Auswertung und Berechnung

Hier muss schlüssig aus den Rohdaten das Ergebnis abgeleitet werden (ggf. mit Strukturformeln und Reaktions-

gleichungen). Insbesondere sind sämtliche Berechnungen, die zum Ergebnis geführt haben, nachvollziehbar dar-

zustellen!

Ergebnis/Schlussfolgerung/Diskussion

Was ist das Versuchsergebnis und wie ist diese zu Bewerten? Fallen beim Vergleich mit literaturbekannten Wer-

ten Unterschiede auf? Wie kommen die Unterschiede zustande?

Literatur

Angabe der verwendeten Literatur. Bitte verwenden Sie vertrauenswürdige Quellen; ausschließliches ‚googlen‘,

bzw. kopieren von ‚Wikipedia‘ Artikeln wird nicht akzeptiert! Verwenden Sie die im Praktikumsskript angegebene

Literatur, bzw. Literatur aus der TIB!

Anhang

Hier kommen evtl. Chromatogramme, Spektren o. ä. rein.

Anmerkung

Quellen müssen korrekt zitiert werden! Achten Sie beim Protokoll auf eine kurze und prägnante Darstellung von

Sachverhalten (keine ‚Ich‘-form, keine seitenlangen Diskussionen).

INSTITUT FÜR LEBENSMITTELCHEMIE Leibniz UNIVERSITÄT ... · Refraktometer) müssen nach Benutzung...

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