CMEzertifizierte Fortbildung

Prof. Dr. Dr. Sven MeuthInstitut für Translationale NeurologieUniversität Münster

Prof. Dr. Tobias BoppInstitut für ImmunologieUniversitätsmedizin Mainz

Multiple SkleroseModul 5: Immunologische Grundlagen:

die Rolle von T- und B-Lymphozyten

Multiple SkleroseModul 5: Immunologische Grundlagen: die Rolle von T- und B-Lymphozyten

Impressum

AutorenProf. Dr. Dr. Sven Meuth Universität Münster, Institut für Translationale Neurologie, Albert-Schweitzer-Campus 1, 48149 Münster

Prof. Dr. Tobias Bopp Universitätsmedizin Mainz, Institut für Immunologie, Langenbeckstrasse 1, 55131 Mainz

RedaktionDr. Christina Engel KW medipoint, Bonn

SatzSusanna Mokroß KW medipoint, Bonn

VeranstalterCME medipoint, Neusäß

Mit freundlicher Unterstützung der Novartis Pharma GmbH, Nürnberg. Der Sponsor nimmt keinen Einfluss auf die zertifizierte Fortbildung.

1Immunologische Grundlagen der Multiplen Sklerose – Die Rolle von T- und B-Lymphozyten

Multiple SkleroseModul 5: Immunologische Grundlagen: die Rolle von T- und B-Lymphozyten

Prof. Dr. Dr. Sven Meuth, Institut für Translationale Neurologie, Universität MünsterProf. Dr. Tobias Bopp, Institut für Immunologie, Universitätsmedizin Mainz

VNR: 2760909008391620012 | Gültigkeitsdauer: 31.01.2019 – 31.01.2020

1. Einleitung

Multiple Sklerose (MS) ist eine chronische, demyelinisierende Autoimmunerkrankung des zentralen Nervensystems und stellt die häufigste Ursache neurologischer Beeinträchtigungen bei jungen Erwachsenen dar [Sospedra und Martin 2016]. Mit etwa 200.000 MS-Patienten in Deutschland liegt die Prävalenz deutlich über früheren Schätzungen und entspricht in etwa den neusten europäischen Prävalenzdaten aus Norwegen und Italien mit 211 bzw. 176 MS-Patienten pro 100.000 Einwohnern [Battaglia und Bezzini 2017, Grytten et al. 2016, Petersen et al. 2014]. Die häufigste Form der MS, die schubförmig-remittierende MS (re-lapsing-remitting MS, RRMS), betrifft 85–90 % der Patienten und tritt bei Frauen etwa doppelt so häufig auf wie bei Männern. Bei mehr als der Hälfte der RRMS-Patienten schließt sich später die sekundär progrediente MS (SPMS) an [Sospedra und Martin 2016]. Seltener treten hingegen das klinisch isolierte Syndrom (KIS) sowie die primär chronisch-progrediente MS (PPMS) auf.

Während eine Reihe von wirksamen Medikamenten zur Be-handlung der RRMS zugelassen ist, wirken diese Therapien kaum oder nur sehr bedingt gegen die progrediente Ver-

laufsform ohne akute Entzündungsherde, da sich die Patho-mechanismen der schubförmigen und progredienten MS unterscheiden [Ontaneda et al. 2017]. An der Entstehung der Erkrankung können sowohl Umwelteinflüsse wie Infektionen mit Epstein-Barr-Virus, niedrige Vitamin-D-Konzentrationen und Rauchen als auch genetische Faktoren beteiligt sein [Ascherio et al. 2012]. Der genetische Hauptrisikofaktor, Haplotyp des humanen Leukozyten-Antigens (HLA) HLA DRB1*1501/HLA DRB5*0101, sowie über 100 weitere Risikoallele haben dabei Einfluss auf immunologische Funktionen [Sospedra und Martin 2016].

Die vorliegende CME befasst sich mit den immunologischen Grundlagen bei der Entstehung und Therapie der MS mit einem Fokus auf der Rolle der T- und B-Lymphozyten. Verschiedene Subtypen und Funktionen der Zellen werden vorgestellt und die immunologischen Wirkmechanismen der unterschiedlichen MS-Medikamente erläutert. Ein besonderes Augenmerk liegt hierbei auf der Bedeutung und dem Umgang mit Lympho-penien bei den jeweiligen MS-Therapien.

2

2. Subtypen und Funktionen von T- und B-Lymphozyten

Die T- und B-Lymphozyten gehören zum adaptiven Immun-system und reifen aus Vorläuferzellen aus dem Thymus bzw. Knochenmark (engl.: bone marrow) heran. Beide Zelltypen sind mit hoch selektiven Rezeptoren (T-Zell-Rezeptor [T cell receptor, TCR] und B-Zell-Rezeptor [B cell receptor, BCR]) ausgestattet, die der Erkennung von Antigenen dienen. Letztere werden von Antigen-präsentierenden Zellen (antigen presenting cell, APC) mithilfe spezieller Oberflächenproteine, den Haupthis-tokompatibilitätskomplexen (major histocompatibility complex, MHC), dargeboten. Durch die Bindung der Rezeptoren an die Antigene und weitere molekulare Interaktionen zwischen APC und T- oder B-Zelle kommt es zur Ausbildung einer immuno-logischen Synapse. Im Verlauf einer Immunreaktion werden so naive, das heißt antigenunerfahrene T- und B-Lymphozyten im Lymphknoten aktiviert. Daraufhin erfolgt deren klonale Vermehrung und Differenzierung in Effektor- und langlebige Gedächtniszellen [Abbas et al. 2014].

Innerhalb der T-Lymphozyten wird entsprechend der Expres-sion der Oberflächenproteine Cluster of Differentiation (CD) zwischen CD8+ und CD4+ T-Zellen unterschieden. Erstere üben u. a. mithilfe von Granzymen und Perforin eine zytotoxische Funktion aus und dienen z. B. der Elimination von Virus-infi-zierten Zellen. CD4+ T-Helfer(TH)-Zellen differenzieren nach der Aktivierung abhängig vom umgebenden Zytokin-Milieu

in weitere Subtypen mit unterschiedlicher Effektorfunktion (Tabelle 1). Die TH1-Zellen weisen sich durch die Produktion von Interferon(IFN)-γ, Interleukin(IL)-2 und Tumor-Nekrose-Fak-tor(TNF)-α aus. Sie aktivieren phagozytäre Makrophagen des angeborenen Immunsystems und dienen somit der Abwehr von intrazellulären Pathogenen. Dagegen richten sich TH2-Zel-len gegen parasitäre extrazelluläre Pathogene und haben u. a. die Aktivierung von Eosinophilen und B-Zellen zum Ziel. Charakteristisch für diesen Subtyp ist die Sekretion der anti-inflammatorischen Zytokine IL-4, IL-5 und IL-13, die im Kontext der MS entzündungshemmend und neuroprotektiv wirken können. Die proinflammatorisch wirkenden TH17-Zellen sind durch die Produktion von IL-17 gekennzeichnet. Sie wehren bakterielle extrazelluläre Pathogene durch die Aktivierung von Neutrophilen ab [Comabella und Khoury 2012, Murphy 2011]. Darüber hinaus können CD4+ T-Zellen in sogenannte regulatorische T-Zellen differenzieren, die in einem weiteren CME-Modul detailliert beschrieben werden. Am Ende der Im-munreaktion gehen die Effektorzellen in Apoptose, während T-Gedächtniszellen über mehrere Jahre oder Jahrzehnte per-sistieren. Bei einer Reaktivierung verbleiben diese entweder in peripheren Lymphorganen (zentrale Gedächtniszellen) oder nehmen schnell eine Effektorfunktion an und wandern in entzündetes Gewebe ein (periphere Effektor-Gedächtniszellen) [Murphy 2011].

Tabelle 1: Vereinfachte Übersicht über die Subtypen von T-Zellen sowie B-Zellen und ihre Funktionen.

ZelltypCharakteristische Zytokine/ Effektormoleküle Effektorfunktion Pathogen

CD8+ T-Zelle Perforin, Granzyme Zytotoxische Wirkung Intrazellulär; Viren

CD4+ TH1-Zelle IFN-γ, IL-2, TNF-α Proinflammatorisch; Aktivierung von Makrophagen Intrazellulär; Bakterien

CD4+ TH2-Zelle IL-4, IL-5, IL-13 Antiinflammatorisch im Kontext der MS; Aktivierung von Eosinophilen und B-Zellen

Extrazellulär; Parasiten

CD4+ TH17-Zelle IL-17 Proinflammatorisch; Aktivierung von Neutrophilen Extrazellulär; Bakterien

B-Zelle Antikörper, IL-10, TGF-β, LT-α

Produktion von Antikörpern, Präsentation von Antigenen

Extrazellulär

TH: T-Helfer-Zelle, IFN: Interferon, IL: Interleukin, TNF: Tumor-Nekrose-Faktor, TGF: transforming growth factor, LT-α: Lymphotoxin-α.

B-Lymphozyten differenzieren nach ihrer Aktivierung in Plasma-zellen, die Antigen-spezifische Antikörper produzieren. Darüber hinaus fungieren B-Zellen auch als APC und sekretieren ver-schiedene pro- bzw. antiinflammatorische Zytokine wie IL-10 und transforming growth factor(TGF)-β bzw. Lymphotoxin(LT)-α [Ireland und Monson 2011]. Daher können B-Lymphozyten T-Zellen sowohl über direkten Zell-Zell-Kontakt als auch indirekt über Zytokine beeinflussen.

Um eine adaptive Immunantwort auf die große Vielfalt an Pathogenen induzieren zu können, müssen TCR und BCR

jedes potenziell mögliche Antigen erkennen. Mechanismen der zentralen und peripheren Toleranz sorgen gleichzeitig für die Elimination oder Suppression autoreaktiver Lymphozy-ten und verhindern so Autoimmunreaktionen [Murphy 2011]. Bei Autoimmunerkrankungen wie MS tragen verschiedene Veränderungen von Immunmechanismen dazu bei, dass das fragile Gleichgewicht aus bestmöglicher Erkennung pathogener Antigene und maximaler Toleranz gegenüber Autoantigenen aus der Balance gerät.

3Immunologische Grundlagen der Multiplen Sklerose – Die Rolle von T- und B-Lymphozyten

3. Die Rolle von T- und B-Lymphozyten bei der MS

Das Hauptmerkmal der MS-Pathogenese ist ein Versagen pe-ripherer Immuntoleranznetzwerke und die damit einherge-hende Störung des immunregulatorischen Gleichgewichts [Sospedra und Martin 2016]. Es erfolgt zunächst eine Aktivierung autoreaktiver Lymphozyten in der Peripherie und es kommt zur Generierung einer Entzündungsreaktion gemeinsam mit Zellen des angeborenen Immunsystems. Daran schließt sich

die sonst eingeschränkte Transmission der Lymphozyten über die Blut-Hirn-Schranke an. Im ZNS werden die Lymphozyten schließlich reaktiviert und die T-Lymphozyten differenzieren in TH1-, TH2- und TH17-Zellen. Dies führt zu einer weiteren Schädi-gung der Blut-Hirn-Schranke sowie zu Axonschädigungen und Demyelinisierung (Abbildung 1) [Comabella und Khoury 2012, Wu und Alvarez 2011].

Peripherie

1. Aktivierung autoreaktiver T- und B-Zellen

T-Zelle

B-Zelle

Myelin- scheide

Neuron

APC

Mikroglia

Plasmazelle

DC

Blut-Hirn-Schranke ZNS

2. Transmission der Blut-Hirn-Schranke

3. Reaktivierung

4. Demyelinisierung und neuronale Schädigung

Abbildung 1: Schematische Darstellung der immunologischen Abläufe bei der MS; modifiziert nach [Bar-Or et al. 2014]. DC: dendritische Zelle, APC: Antigen-prä-

sentierende Zelle, ZNS: zentrales Nervensystem.

B-LymphozytenEntsprechend ihrer vielfältigen Funktionen sind B-Zellen auf zahlreichen Ebenen am Pathomechanismus der MS beteiligt. So können sie Antikörper gegen ZNS-Autoantigene produzieren, die durch die Aktivierung von Phagozyten und des Komplementsys-tems zur Demyelinisierung der Axone beitragen. Zu den bereits bei MS-Patienten nachgewiesenen autoreaktiven Antikörpern zählen unter anderem solche gegen das Myelin-Oligodendro-zyten-Glykoprotein (MOG), das basische Myelinprotein (myelin basic protein, MBP) sowie das Proteolipid-Protein (PLP) [Srivastava et al. 2012, von Büdingen et al. 2011]. Neben diesen einzelnen Autoantikörpern können bei 90 % der MS-Patienten oligoklonale Banden im Liquor nachgewiesen werden [Sospedra und Martin 2016]. Obwohl dieses charakteristische Merkmal der MS bereits 1942 erstmalig beschrieben wurde, ist die Bedeutung für die Erkrankung bis heute unklar.

In ihrer Funktion als APC können B-Lymphozyten die Aktivierung autoreaktiver T-Zellen induzieren [Harp et al. 2010]. Zusätzlich trägt eine verstärkte Sekretion proinflammatorischer Zytokine durch B-Zellen zur Aktivierung der T-Lymphozyten bei [Bar-Or et al. 2010]. Der Nachweis einer Keimzentrumsbildung (Ort der B-Zell-Vermehrung und -Differenzierung) im ZNS in einigen SPMS-Patienten post mortem hebt die Bedeutung der Interaktion von T- und B-Lymphozyten beim Pathomechanismus der MS ebenfalls hervor [Serafini et al. 2004], wobei diese Strukturen Gegenstand aktueller Diskussionen sind. Einer der direktesten Nachweise für eine Rolle der B-Lymphozyten wurde anhand der Antikörper-vermittelten Depletion dieses Zelltyps bei MS-Pa-tienten erbracht. Zu den Effekten einer Behandlung mit den Antikörpern Rituximab oder Ocrelizumab zählen die Reduktion entzündlicher Läsionen und klinischer Rückfälle sowie eine re-duzierte Rate der Krankheitsaktivität und -progression [Hauser et al. 2017, Hauser et al. 2008].

4

T-LymphozytenAufgrund ihrer zytotoxischen Funktion können autoreaktive CD8+ T-Zellen, deren TCR Myelin-Proteine im Kontext mit MHC-I-Molekülen binden, direkt zur Schädigung von Axonen und Oligodendrozyten beitragen. Dies erfolgt durch 1.) die Ausschüttung von Perforin und Granzymen, 2.) die Rezeptor-ver-mittelte Induktion von Apoptose, 3.) die direkte Transsektion von Axonen oder 4.) die Freisetzung von Zytokinen [Meuth et al. 2009, Wu und Alvarez 2011]. Im Gegensatz dazu sind CD4+ T-Zellen in der Lage, die Freisetzung von reaktiven Sauerstoffspe-zies (reactive oxygen species, ROS) durch Mikroglia zu aktivieren. Dies führt wiederum zur indirekten Schädigung von Axonen, zur Demyelinisierung und zur Zerstörung der Blut-Hirn-Schranke [Martin und Lutterotti 2010]. Insbesondere die TH17-Zellen spie-len hierbei eine bedeutende Rolle, da sie schneller als andere

Subtypen die Blut-Hirn-Schranke überwinden und so weitere entzündliche Prozesse initiieren [Kebir et al. 2007].

Die unterschiedlichen CD4+ T-Zell-Subtypen sind zudem mit einer spezifischen Topographie der MS-Läsionen assoziiert. So wurden bei Patienten mit ausschließlich zerebralen Läsionen vermehrt zirkulierende TH1-Zellen detektiert, während spinale Läsionen mit einem vermehrten Auftreten von TH17-Zellen verbunden waren [Gross et al. 2016a]. Insgesamt tragen die proinflammatorisch wirkenden TH1- und TH17-Subtypen ent-scheidend zum Pathomechanismus der MS bei. Die im Kontext der MS antiinflammatorischen TH2-Zellen sind hingegen weniger beteiligt. Grundsätzlich wird daher bei der MS-Therapie eine Verschiebung des immunologischen Gleichgewichts hin zu einer TH2- und weg von einer TH1- bzw. TH17-Antwort angestrebt.

4. MS-Therapien der mild/moderaten Verlaufsform – Effekte auf T- und B-Lymphozyten

Die im Folgenden beschriebenen Wirkstoffe stellen Behand-lungsoptionen der RRMS dar und sind in Deutschland für die Erstlinientherapie der mild/moderaten Verlaufsform zugelassen.

GlatirameracetatBei Glatirameracetat handelt es sich um eine Mischung aus syn-thetischen Polypeptiden, bestehend aus den vier Aminosäuren Glutamat, Lysin, Alanin und Tyrosin. Der Wirkstoff ist seit dem Jahr 2001 in Deutschland erhältlich und wird mit einer Dosis von 20 mg pro Tag oder 40 mg dreimal pro Woche subkutan injiziert [Hellwig und Stangel 2018].

Einen Großteil seiner Wirkung erzielt Glatirameracetat aufgrund dieser Polypeptid-Struktur. So imitiert es das Antigen MBP und inhibiert durch seine antagonistische Wirkung auf den TCR die Aktivierung von autoreaktiven T-Lymphozyten [Aharoni 2013]. Neben diesem Antigen-spezifischen Effekt ist Glatirameracetat in der Lage, unspezifisch die Präsentation anderer Antigene zu hemmen. Dies beruht auf der besonders starken Bindung des Polypeptids an MHC-Moleküle, wodurch konkurrierende Anti-gene verdrängt werden. Zusätzlich führt die Behandlung mit Glatirameracetat zu einer Verschiebung des Zytokin-Milieus in Richtung des antiinflammatorischen TH2-Phänotyps inklusive einer Reduktion von TH17-Zellen [Aharoni 2013].

Zu den relevanten immunologischen Nebenwirkungen von Glatirameracetat zählen vereinzelt auftretende Lymphknoten-schwellungen. Das Infektionsrisiko ist hingegen durch die The-rapie nicht erhöht. Das Blutbild betreffende Veränderungen wie Leukozytosen, Leukopenien oder Thrombopenien treten selten auf. Es wird empfohlen, vor Therapiebeginn und anschließend

im ersten Behandlungsjahr in vierteljährlichem Abstand Kontrol-len des Differenzialblutbildes durchzuführen [Klotz et al. 2016].

Interferon-β Das unter physiologischen Bedingungen vor allem bei Virusinfek-tionen ausgeschüttete IFN-β kann sowohl mithilfe eukaryotischer (IFN-β-1a) als auch prokaryotischer (IFN-β-1b) Expressionssysteme rekombinant hergestellt werden [Dhib-Jalbut und Marks 2010]. Darüber hinaus wurde im Jahr 2014 ein mit Polyethylenglykol (PEG) modifiziertes IFN-β-1a zugelassen, dessen Halbwertszeit gegenüber unmodifiziertem IFN verlängert ist [Leussink et al. 2015]. Die Dosierung von IFN-β-1a beträgt je nach Produkt entwe-der 30 µg bei einmal wöchentlicher, intramuskulärer Applikation oder 22 bzw. 44 µg bei dreimal wöchentlicher, subkutaner (s. c.) Injektion. PEGyliertes IFN-β-1a wird aufgrund der verbesserten Stabilität nur alle zwei Wochen mit einer Dosis von 125 µg s. c. verabreicht. Die Anwendung von IFN-β-1b erfolgt jeden zweiten Tag mit 250 µg s. c. [Hellwig und Stangel 2018].

Die MS-Therapie mit IFN-β ist durch ein breites, unspezifisches Wirkspektrum gekennzeichnet. Zum einen kommt es, bedingt durch die Induktion einer TH2-geprägten Immunreaktion, zu einer Reduktion proinflammatorischer Zytokine. Zum anderen inhibiert IFN-β die Migration von Leukozyten über die Blut-Hirn-Schranke [Kieseier 2011]. Gleichzeitig wird die Aktivierung sowie Proliferation von Lymphozyten verringert [Zhang et al. 2002].

Während das Infektionsrisiko der Patienten durch die IFN-β-Be-handlung nicht erhöht ist [Klotz et al. 2016], steigt das relative Risiko für die Ausbildung einer Lymphopenie bzw. Leukopenie auf 2,7 bzw. 1,24 verglichen mit Placebo [Nikfar et al. 2010].

5Immunologische Grundlagen der Multiplen Sklerose – Die Rolle von T- und B-Lymphozyten

Es wird daher empfohlen, das Blutbild vor Therapiebeginn zu dokumentieren und nach einem, drei und sechs Monaten sowie anschließend periodisch zu kontrollieren. Bei Patienten mit Zytopenien sollte die Überwachung intensiviert werden [Rote Liste 2018].

DimethylfumaratDer Wirkstoff Dimethylfumarat (DMF) ist seit dem Jahr 2014 in Deutschland für die RRMS-Therapie zugelassen und wird oral appliziert. Dabei wird die Dosis zu Beginn langsam gesteigert, bis zweimal täglich 240 mg verabreicht werden [Hellwig und Stangel 2018].

DMF erzielt seine Wirkung in der MS-Therapie in erster Linie durch eine Verschiebung des TH1-Profils hin zum antiinflamma-torischen TH2-Profil. Charakteristisch hierfür ist die Induktion von IL-4-produzierenden TH2-Zellen [Ghoreschi et al. 2011]. Gleichzeitig wurde innerhalb der CD4+ T-Gedächtniszellpo-pulation eine Abnahme der TH1-Zellen mit konsequenter Reduktion proinflammatorischer Zytokine sowie eine stabile Anzahl von TH17-Zellen beschrieben [Gross et al. 2016b]. Ob-wohl der zugrunde liegende Wirkmechanismus noch nicht vollständig aufgeklärt ist, wurde kürzlich ein Effekt von DMF auf die Zellatmung von Lymphozyten gezeigt. Durch eine Modifikation des katalytischen Zentrums inaktiviert DMF das Enzym GAPDH (Glyeraldehyd-3-Phosphat Dehydrogenase) und hemmt dadurch die aerobe Glykolyse der Zellen. Da insbesondere TH1- und TH17-Zellen für das Überleben sowie die Differenzierung und Effektorfunktion von der aeroben Glykolyse abhängen, resultiert daraus eine Verschiebung des immunologischen Gleichgewichts hin zum antiinflammatori-schen Profil [Kornberg et al. 2018].

Bei der Behandlung von MS-Patienten mit DMF wurde eine durchschnittliche Reduktion durch Depletion der zirkulieren-den Lymphozytenzahlen um etwa 30 % beobachtet. Darüber hinaus entwickelten 4 – 6 % der Patienten Lymphopenien mit Zellzahlen niedriger als 500/µl. Es wurden zudem sehr selten Fälle einer progressiven multifokalen Leukenzephalopathie (PML) registriert [Klotz et al. 2016]. Um die Entwicklung einer PML frühzeitig erkennen zu können, sind die Empfehlungen für das Monitoring der Patienten während einer DMF-Therapie entsprechend streng. Bei schwerwiegenden Infektionserkran-kungen soll die Gabe von DMF erst nach dem Abklingen der Infektion erfolgen. Vor Therapiebeginn sollten sowohl ein Differenzialblutbild als auch eine Magnetresonanztomographie (MRT) durchgeführt werden. Das Blutbild sollte anschließend in dreimonatigem Abstand kontrolliert werden. Liegen die Lymphozytenwerte im Bereich einer Grad-2-Lymphopenie, d. h. zwischen 500 und 800/µl, ist das Nutzen-Risiko-Verhältnis der Behandlung neu zu bewerten. Eine strenge Überwachung bis

zur Normalisierung der Werte ist ratsam. Bei einer Lymphopenie mit weniger als 500 Zellen/µl über mehrere Monate sollte die Therapie unterbrochen werden [Rote Liste 2018]. Ein Fortset-zen der DMF-Behandlung oder eine Umstellung auf andere MS-Therapeutika setzt das Erreichen normaler Lymphozyten-werte voraus. Dies kann unter Umständen mehrere Wochen beanspruchen [Miller 2016].

TeriflunomidSeit 2013 ist der Wirkstoff Teriflunomid in Europa zur MS-The-rapie zugelassen. Die orale Gabe erfolgt dabei einmal täglich in Form einer 14 mg-Tablette.

Bei Teriflunomid handelt es sich um einen selektiven und re-versiblen Inhibitor des Enzyms Dihydroorotat-Dehydrogenase (DHODH), das in der inneren Mitochondrien-Membran lokali-siert ist. Dort übt die DHODH eine essenzielle Funktion bei der de-novo Pyrimidin-Synthese aus. Laut der aktuellen Hypothese zum Wirkmechanismus von Teriflunomid wird die Proliferation aktivierter Lymphozyten durch die inhibierte Produktion der Nukleinsäure-Komponenten gehemmt. Im Gegensatz dazu werden langsam proliferierende Immunzellen auf alternativen Wegen mit Pyrimidinen versorgt und bleiben daher von Teri-flunomid weitgehend unbeeinflusst [Bar-Or et al. 2014].

Zu den beobachteten immunologischen Nebenwirkungen zählt eine leichte Zunahme milder Infektionen, das Risiko für schwere Infektionen ist hingegen nicht erhöht [Klotz et al. 2016]. Zudem wiesen Teriflunomid-behandelte Patienten im Durchschnitt um 15 % verringerte Leukozytenwerte sowie um durchschnittlich 10 % reduzierte Thrombozytenzahlen auf, doch die Absolutwerte bewegten sich im Normalbereich [Bar-Or et al. 2014, Klotz et al. 2016]. In der TEMSO-Zulassungsstudie wurden drei Fälle von Neutropenie mit weniger als 900 Zellen/µl verzeichnet [O‘Connor et al. 2011]. Insgesamt sind damit schwere Blutbildveränderungen jedoch selten. Vor Therapie-beginn sollten schwere aktive Infektionen ausgeschlossen und ein Differenzialblutbild aufgenommen werden. Weiterhin wird empfohlen, das Blutbild während der Behandlung abhängig von Anzeichen und Symp tomen wie Infektionen zu kontrollie-ren. Da der Wirkstoff eine lange Halbwertszeit aufweist, ist zur schnellen Wiederherstellung der vollständigen Immunkompe-tenz eine forcierte Elimination erforderlich [Rote Liste 2018].

6

Fingolimod

Fingolimod

Blut

naive T-Zelle

S1P-RezeptorDC

aktivierte T-Zelle

naive T-Zelle

Lymphknoten efferente Lymphgefäße

S1P-Gradient

5. MS-Therapien der (hoch)aktiven Verlaufsform – Effekte auf T- und B-Lymphozyten

Die im Folgenden beschriebenen Wirkstoffe, mit Ausnahme von Mitoxantron, zeichnen sich durch ihre spezifischen immu-nologischen Wirkmechanismen aus und sind in Deutschland zur Erstlinientherapie der RRMS mit (hoch)aktivem Verlauf zuge-lassen. Es wird dabei zwischen der Erhaltungstherapie (Fingoli-mod, Natalizumab) und der Induktionstherapie (Alemtuzumab, Cladribin) unterschieden. Erstere ist durch eine kontinuierliche Wirkstoffexposition gekennzeichnet, die notwendig ist, um die Therapieeffekte zu erhalten. Bei der Impulstherapie erfolgt die Verabreichung hingegen in zeitlich eng begrenzten Be-handlungsphasen, sodass der Wirkstoff nur über einen kurzen Zeitraum nachweisbar ist. Die Wirkung hält jedoch langfristig an.

FingolimodDer seit 2011 in Deutschland zugelassene Wirkstoff Fingolimod wird einmal täglich in Form einer 0,5 mg-Kapsel oral verabreicht.

Es handelt sich hierbei um einen funktionellen Antagonisten des Sphingosin-1-phosphat(S1P)-Rezeptors. Letzterer übt eine bedeu-tende Funktion für die Zirkulation von Lymphozyten zwischen peripheren Lymphorganen und dem Blut aus, da sowohl T- als auch B-Zellen den Lymphknoten verlassen, indem sie einem Gradienten aus S1P folgen [Brinkmann 2007]. Die Bindung von Fingolimod an den S1P-Rezeptor induziert hingegen dessen Internalisierung und Degradation, was die Emigration von T- und

B-Lymphozyten aus den sekundären Lymphorganen blockiert (Abbildung 2) [Mehling et al. 2011]. Der Austritt der T-Zellen aus dem Thymus ist wiederum durch eine Fingolimod-Therapie nicht beeinträchtigt [Haas et al. 2015]. Im murinen Modellsystem der MS konnte zudem gezeigt werden, dass die Infiltration Mye-lin-Antigen-spezifischer TH1- und TH17-Zellen in das ZNS durch Fingolimod reduziert wird [Chiba et al. 2011]. Es ist zu beachten, dass die Funktionalität der Lymphozyten in den sekundären lymphatischen Organen dabei erhalten bleibt und die Reduktion der zirkulierenden T- und B-Zellen reversibel ist [Francis et al. 2014]. Darüber hinaus werden insbesondere naive T-Zellen und zentrale T-Gedächtniszellen, darunter die TH17-Zellen – nicht jedoch die für den Schutz vor Infektionen besonders bedeutsamen, peripheren T-Gedächtniszellen – von einer Antagonisierung des S1P-Rezeptors beeinflusst [Mehling et al. 2008].

Bedingt durch das Zurückhalten der Lymphozyten in den Lymph-knoten kommt es im Rahmen der Fingolimod-Behandlung in-nerhalb von zwei Wochen zu einer Reduktion der zirkulierenden T- und B-Zellen auf 24 – 30 % des Ausgangswertes. Eine studien-übergreifende Analyse zeigte, dass dennoch keine Zunahme an schweren oder opportunistischen Infektionen erfolgt [Francis et al. 2014]. Insgesamt wurde im Rahmen der klinischen Studien ein leicht erhöhtes Risiko von Varizella- Zoster-Virus(VZV)-Infektionen und -Reaktivierungen registriert. In einer Phase-IV-Beobachtungs-

Abbildung 1: Schematische Darstellung des Wirkmechanismus von Fingolimod. Aufgrund der antagonistischen Wirkung auf den Sphingosin-1-phosphat(S1P)-Re-

zeptor werden T- und B-Zellen am Austritt aus dem Lymphknoten entlang des S1P-Gradienten gehindert; modifiziert nach [Brinkmann 2007].

7Immunologische Grundlagen der Multiplen Sklerose – Die Rolle von T- und B-Lymphozyten

studie wurde ein fataler Fall einer VZV-Reaktivierung verzeichnet [Arvin et al. 2015]. Der Nachweis einer VZV-Immunität ist daher vor Therapiebeginn zu erbringen, ebenso sollten schwere Infektio-nen ausgeschlossen und ein Differenzialblutbild erstellt werden. Es wird empfohlen, das Blutbild zunächst nach drei Monaten, anschließend mindestens jährlich und bei Hinweisen auf eine Infektion zu kontrollieren [Rote Liste 2018]. Bei einer Lymphopenie mit weniger als 200 Zellen/µl, die in einem zweiten Test bestätigt wurde, sollte eine Therapiepause eingelegt werden, bis Lympho-zytenwerte über 600/µl erreicht werden [Klotz et al. 2016]. Bei einer Beendigung der Fingolimod-Behandlung überschreitet die Anzahl der Lymphozyten die untere Grenze des Normalwertes bereits nach sechs bis acht Wochen und innerhalb von drei Monaten werden 80 % des Ausgangswertes vor Therapiebeginn erreicht [Francis et al. 2014]. Wird eine Anschlusstherapie erwo-gen, so ist die Übergangsphase zur Regeneration der peripheren Lymphozyten entsprechend kurz. Es wird ein Mindestabstand von vier Wochen empfohlen [Hellwig und Stangel 2018].

NatalizumabDieser humanisierte monoklonale Antikörper bindet spezifisch die α4-Untereinheit des α4β1-Integrins und ist seit 2006 in Deutsch-land zur MS-Therapie zugelassen. Die Behandlung mit Natalizu-mab erfolgt alle vier Wochen als intravenöse Infusion mit einer Dosis von 300 mg [Hellwig und Stangel 2018].

Durch die Bindung an das α4β1-Integrin, das auf allen Leukozyten mit Ausnahme der Neutrophilen exprimiert wird, verhindert Natalizumab dessen Wechselwirkung mit dem vaskulären Zell-adhäsionsmolekül 1 (vascular cell adhesion molecule 1, VCAM-1). Dies blockiert die Adhäsion der Immunzellen am Endothel der Blut-Hirn-Schranke und folglich deren Transmission ins ZNS (Ab-bildung 3). Darüber hinaus wird angenommen, dass Natalizumab das Priming von Lymphozyten im Parenchym hemmt sowie die Apoptose der Lymphozyten induziert [Rudick und Panzara 2008].

Aufgrund der unterdrückten Migration ins ZNS ist die Anzahl zirkulierender Leukozyten bei einer Therapie mit Natalizumab in der Regel erhöht. So stieg in einer Studie die durchschnittliche Lymphozytenzahl nach zwölfwöchiger Natalizumab-Behandlung auf 3.440/µl und nach 24 Wochen auf 3.720/µl, wonach ein Plateau erreicht wurde [Cohen und Rudick 2011]. Dennoch liegen diese Werte innerhalb des Normbereichs von 910 bis 4.280 Zellen/µl. Das generelle Infektionsrisiko wird durch Natalizumab nicht erhöht [Klotz et al. 2016]. Unter den folgenden, besonderen Vo-raussetzungen steigt jedoch das Risiko, eine PML zu entwickeln [European Medicines Agency 2016]:

• Vorhandene Antikörper gegen das JC-Virus (JCV)• Lange Behandlungsdauer (> 18 – 24 Monate)• Vorherige Behandlung mit Immunsuppressiva

α4 β1- Integrin

VCAM1Bindung

B-Zelle

T-Zelle

ZNS ZNSBlut Blut

Blut-Hirn-Schranke Blut-Hirn-Schranke

Natalizumab

Abbildung 3: Schematische Darstellung des Wirkmechanismus von Natalizumab. Der Anti-α4-Integrin-Antikörper verhindert die Adhäsion von Lymphozyten

an Endothelzellen und folglich die Transmission durch die Blut-Hirn-Schranke; modifiziert nach [Honce et al. 2015].

8

Weiterhin fanden Schwab und Kollegen eine Assoziation zwi-schen einem sehr niedrigen Anteil an L-Selektin-exprimierenden CD4+ T-Zellen und dem PML-Risiko bei Patienten, die mit Natali-zumab behandelt wurden [Schwab et al. 2013]. Eine sorgfältige Überwachung solcher Risikopatienten ist bei der Therapie mit Natalizumab von besonderer Bedeutung. Vor Behandlungs-beginn sollte ein MRT zu Vergleichszwecken, ein Differenzi-alblutbild sowie ein JCV-Antikörpertest vorliegen. Zudem sind schwere Infektionen inklusive HIV auszuschließen. Während der Therapie wird ein jährliches MRT empfohlen. Bei Patienten mit erhöhtem PML-Risiko sollte alle drei bis sechs Monate ein MRT aufgenommen werden. Es wird weiterhin geraten, halbjährlich eine Wiederholung des Antikörpertests bei Patienten mit initial negativem JCV-Status durchzuführen [European Medicines Agency 2016, Klotz et al. 2016, Rote Liste 2018]. Derzeit wird auch eine Verlängerung des Therapieintervalls (extended interval dosing) von vier auf fünf bis acht Wochen diskutiert, da die Sättigung des Integrins mit Natalizumab über diesen Zeitraum anhält. Ein solches Vorgehen könnte das PML-Risiko reduzieren, wie Ergebnisse der TOUCH-Studie andeuten [Zhovtis Ryerson et al. 2018].

AlemtuzumabBei diesem Wirkstoff handelt es sich um einen humanisierten monoklonalen Antikörper gegen das Oberflächenmolekül CD52, der 2013 in Europa zugelassen wurde. Die Gabe von Alemtuzu-mab erfolgt als Intervall-Therapie in zwei aufeinanderfolgenden

Jahren mit Behandlungsphasen von fünf bzw. drei Tagen. Die dabei täglich intravenös verabreichte Dosis beträgt 12 mg. Bei Bedarf können zusätzliche Behandlungsintervalle angeschlossen werden [Hellwig und Stangel 2018].

Die Bindung von Alemtuzumab an CD52 auf der Oberfläche von Leukozyten führt zur Depletion dieser Zellen durch Antikörper-abhängige, zellvermittelte Zytotoxizität, Komplement-abhängige Zytotoxizität sowie die Induktion von Apoptose [Freedman et al. 2013]. Da die Expression von CD52 auf T- und B-Lymphozyten stärker ist als auf Zellen des angeborenen Immunsystems, werden in erster Linie die Lymphozyten eliminiert. Anschließend kommt es zur sequenziellen Repopulation mit Zellen, die zumeist keine Myelin-Antigen-spezifischen TCR bzw. BCR besitzen (Abbildung 4). Während sich die Anzahl der B-Lymphozyten durchschnittlich innerhalb von drei bis sechs Monaten normalisiert, benötigen CD8+ und CD4+ T-Zellen etwa 20 bzw. 35 Monate, um die un-tere Normgrenze zu erreichen. Der Anteil proinflammatorischer TH1- und TH17-Zellen ist nach der Repopulation verringert. Auf diesem Weg kann eine Wiederherstellung des immunologischen Gleichgewichts erreicht werden [Ruck et al. 2016].

Zu den immunologischen Nebenwirkungen von Alemtuzumab im Rahmen klinischer Studien zählte eine erhöhte Infektionsrate mit zumeist milden bis moderaten Verläufen. Doch auch schwere VZV-Infektionen bzw. -Reaktivierungen wurden beobachtet [Havrdova et al. 2015, Klotz et al. 2016]. Es wurde zudem von drei

CD52

1. Selektion 2. Depletion 3. Repopulation

CD52

Monozyten

Neutrophile

Neutrophile

Komplement

Reifung neuer T- und B-Zellen

Homöostatische Proliferation

NK-Zellen

Lymphozyten- Vorläuferzelle

B-ZelleAlemtuzumab

T-ZelleT-Zelle

KnochenmarkThymus

T-Vorläuferzelle

Stammzelle

Pre/Pro-B- Vorläuferzelle

CD52

CD52

Abbildung 4: Schematische Darstellung des Wirkmechanismus von Alemtuzumab. Die spezifische Bindung des Antikörpers an CD52 führt zur Depletion von

T- und B-Lymphozyten. Anschließend erfolgt die Repopulation mit Lymphozyten aus Vorläuferzellen und durch homöostatische Proliferation; modifiziert nach

[Havrdova et al. 2015].

9Immunologische Grundlagen der Multiplen Sklerose – Die Rolle von T- und B-Lymphozyten

Patienten berichtet, die Gallenblasenentzündungen entwickel-ten [Pfeuffer et al. 2016]. Daneben kann Alemtuzumab sekun-däre autoimmune Nebenwirkungen verursachen. Hierzu zählt die Bildung von Autoantikörpern gegen Thrombozyten oder Neutrophile und der daraus resultierende Abfall der jeweiligen Zellpopulation [Havrdova et al. 2015, Obermann et al. 2016]. Wei-terhin entwickelten durchschnittlich 30 % der mit Alemtuzumab behandelten Patienten autoimmune Schilddrüsenerkrankungen [Costelloe et al. 2012]. Aktuelle Veröffentlichungen berichten zu-dem von Fällen T-Zell-vermittelter sekundärer Autoimmunität wie Vitiligo, Sarkoidose und Löfgren-Syndrom [Graf et al. 2018, Ruck et al. 2018, Willis et al. 2018]. Das Auftreten einer Lymphopenie ist durch den beschriebenen Wirkmechanismus begründet, der innerhalb von sieben Tagen nach der Infusion zu einer 98%igen Depletion der T-Lymphozyten im Blut führt [Zhang et al. 2013]. Vor Therapiebeginn sind daher schwere Infektionen auszuschließen und ein Nachweis von VZV-Immunität sowie ein Differenzialblut-bild durchzuführen. Mit der ersten Alemtuzumab-Infusion sollte über einen Monat eine Aciclovirprophylaxe verabreicht werden. Es wird empfohlen, über eine Dauer von vier Jahren monatlich ein Differenzialblutbild zu erstellen [Rote Liste 2018]. Schließt sich die Alemtuzumab-Therapie an eine Behandlung mit Fingolimod an, ist darauf zu achten, eine ausreichend lange Übergangsphase zu gewähren, damit die Lymphozyten vollständig aus den pe-ripheren Lymphorganen auswandern können (empfohlene Übergangszeit: ein Monat). Ein zu früher Therapiebeginn kann zu suboptimaler Lymphozyten-Depletion und damit reduzierter Wirksamkeit führen [Coles 2015]. Im Rahmen klinischer Studien wurden bei erneutem Auftreten von Krankheitsaktivität unter einer Therapie mit Alemtuzumab zusätzliche Behandlungszyklen erfolgreich angewendet [Tuohy et al. 2015]. Eine Umstellung auf andere MS-Medikamente ist ebenfalls möglich. Dies erfordert einen Mindestabstand von sechs bis zwölf Monaten zur letzten Alemtuzumab-Infusion sowie eine Normalisierung der Lympho-zytenwerte [Hellwig und Stangel 2018].

CladribinIm August 2017 erhielt der Wirkstoff Cladribin, in Form von 10 mg-Tabletten, die europäische Zulassung zur Therapie der (hoch)aktiven schubförmigen MS. Damit steht den MS-Patienten erstmals eine orale Kurzzeittherapie zur Verfügung. Die Gabe erfolgt in zwei kurzen Behandlungsphasen von jeweils mehreren Tagen zu Beginn des ersten sowie des zweiten Behandlungs-jahres. Die Wirkung kann trotz des kurzen Einnahmeschemas über mindestens vier Jahre anhalten [Giovannoni et al. 2017].

Bei Cladribin handelt es sich um ein Deoxyadenosin-Analogon, das in zelluläre DNA inkorporiert wird und so deren doppel-helikale Struktur verändert. Dies führt zu einer Inhibition der DNA-Synthese und -Reparatur. Die daraus folgende Ansammlung von DNA-Doppelstrangbrüchen bewirkt schließlich den Zelltod.

Aufgrund einer bestimmten Enzymausstattung reichert sich der Wirkstoff vor allem in T- und B-Lymphozyten an und ermöglicht so eine relativ spezifische Immunzelldepletion. Davon sind so-wohl proliferierende als auch inaktive Lymphozyten betroffen [Leist und Weissert 2011]. So wiesen Schmierer und Kollegen eine Reduktion zirkulierender B-Zellen sowie CD4+ und CD8+ T-Lymphozyten nach. Während sich die T-Zellpopulation bis zum Ende des ersten bzw. zweiten Behandlungsjahres kaum regenerierte, stieg die Anzahl der B-Zellen wieder deutlich an, ohne jedoch den Ausgangswert zu erreichen [Schmierer et al. 2017]. Darüber hinaus verringert die Behandlung mit Cladribin die Menge an proinflammatorischen Zytokinen und hemmt womöglich die Migration von Entzündungszellen ins ZNS [Ko-padze et al. 2009, Leist und Weissert 2011].

Aufgrund des Wirkmechanismus stellen Lymphopenien die häufigste Nebenwirkung dar. So kam es in der Phase-III-Studie CLARITY zu einer schnellen und langanhaltenden Abnahme der Lymphozyten mit einem Tiefpunkt drei bis vier Wochen nach der Behandlung im ersten Jahr. Trotz zwischenzeitlicher Regeneration führte die Behandlung im zweiten Jahr zu einem weiteren Nadir nach drei bis acht Wochen mit einer Reduktion der Lymphozyten-werte um 56 % bzw. 65 % (3,5 mg/kg bzw. 5,25 mg/kg Cladribin) gegenüber dem Ausgangswert vor Studienbeginn [Giovannoni et al. 2010]. In der CLARITY-Verlängerungsstudie traten Grad-3- Lymphopenien in den Cladribin-Gruppen signifikant häufiger auf als in der Placebo-Gruppe, bei mehr als 90 % bildeten sich diese jedoch bis zum Studienende (durchschnittlich innerhalb von 35–41 Tagen) auf Grad 0–1 zurück [Giovannoni et al. 2017]. Insgesamt führt Cladribin trotz der Lymphozytenreduktion nicht zu einer Zunahme schwerer Infektionen. In den Zulassungsstu-dien wurde das Auftreten von Herpes Zoster beobachtet. So ist während Phasen mit Grad-3/4-Lymphopenien die Inzidenz von Herpes Zoster gegenüber Phasen mit Grad-0/1-Lymphopenien erhöht [Cook et al. 2016]. Sowohl vor als auch während der The-rapie sollten daher die Lymphozytenwerte regelmäßig bestimmt werden. Weitere Empfehlungen zur Überwachung der Patienten lagen bei der Erstellung dieser Fortbildung noch nicht vor.

OcrelizumabDer neuste Wirkstoff zur Behandlung der (hoch)aktiven Verlaufs-form ist der Anti-CD20-Antikörper Ocrelizumab, der die europäi-sche Zulassung zu Beginn des Jahres 2018 erhielt. Die Behandlung wird mit einer zweimaligen Gabe von 300 mg im Abstand von zwei Wochen begonnen, anschließend wird alle sechs Monate eine Dosis von 600 mg durch intravenöse Infusion verabreicht [Rote Liste 2018].

Das Oberflächenmolekül CD20 wird von den meisten Zellen der B-Zell-Linie gebildet, wobei naive B-Lymphozyten und Ge-dächtniszellen die höchste Expression aufweisen. Die Bindung

10

des Anti-CD20-Antikörpers induziert die Depletion der B-Zellen durch Komplement-abhängige Zytotoxizität, Antikörper-abhän-gige, zellvermittelte Zytotoxizität und Apoptose. Da Stammzellen und differenzierte Plasmazellen kein CD20 exprimieren, wird die Repopulation mit neuen, naiven, nicht-autoreaktiven B-Zellen nicht beeinträchtigt und es kommt initial nicht zu einer Reduk-tion der IgG- und IgM-Antikörper im Blut oder ZNS [Sorensen und Blinkenberg 2016]. Es wird daher angenommen, dass die positiven Effekte der B-Zell-Depletion durch Ocrelizumab weniger auf einer Reduktion von Autoantikörpern als einer Unterdrü-ckung der B-Zell-T-Zell-Interaktion beruhen, insbesondere auf einer Hemmung der Antigen-Präsentation [Lehmann-Horn et al. 2017]. Zudem fungieren B-Lymphozyten als ein Reservoir für Epstein-Barr-Viren, die einen Risikofaktor für die Pathogenese der MS darstellen. Es wird spekuliert, dass die positiven Effekte von Ocrelizumab daher auch auf einer Elimination dieses Reservoirs beruhen könnten [Lehmann-Horn et al. 2017].

Die Depletion der B-Zellen tritt bereits innerhalb von zwei Wochen nach der Ocrelizumab-Infusion auf. Bei einer Dosis von 200 mg/m2 erfolgt die Repopulation innerhalb von drei Monaten nach Behandlungsende, bei 375 mg/m2 oder 750 mg/m2 werden anhal-tend niedrige B-Zell-Zahlen auch nach zwölf Monaten beobachtet [Morschhauser et al. 2010]. In zwei zulassungsrelevanten Pha-se-III-Studien betrug der Anteil an Patienten mit IgG-, IgA- und IgM- Spiegeln unter dem Normalniveau nach 96 Wochen 1,5 %, 2,4 % bzw. 16,5 % [Hauser et al. 2017]. Einige Patienten mit remittierender MS entwickelten unter Ocrelizumab eine Lymphopenie (20,7 %) oder Neutropenie (14,7 %), dieser Anteil war jedoch geringer als in der IFN-β-1a-Kontrollgruppe (Lymphopenie: 32,6 %, Neutropenie: 40,9 %). Hingegen traten bei Patienten der Ocrelizumab-Gruppe vergleichsweise mehr Infektionen der Atemwege auf. Die häufigs-ten Nebenwirkungen waren infusionsbedingte Reaktionen, die mit steigender Zykluszahl seltener auftraten [Hauser et al. 2017]. Nach Erteilung der Zulassung erlitten fünf Patienten, die von Na-talizumab auf Ocrelizumab umgestellt worden waren, eine PML. Für Ocrelizumab kann daher ein PML-Risiko nicht ausgeschlossen werden [Stahnke und Holt 2018]. Vor Beginn der Therapie muss eine aktive Hepatitis-B-Infektion ausgeschlossen werden, andere aktive Infektionen sollten abgeklungen sein und der Impfstatus sollte bis sechs Wochen vor Therapiebeginn aktualisiert werden.

MitoxantronDas Zytostatikum Mitoxantron ist seit 2003 in Deutschland für die Zweitlinientherapie der (hoch)aktiven Verlaufsform der RRMS zugelassen. Die Standarddosis beträgt 12 mg/m2 Körperoberflä-che, die alle drei Monate intravenös injiziert wird. In Abhängigkeit der Blutbildbestimmungen wird die Dosis angepasst [Hellwig und Stangel 2018].

Die zytostatische Wirkung von Mitoxantron beruht auf seiner Eigenschaft als DNA-Interkalator und Topoisomerase-II-Inhibitor. Dies beeinträchtigt die Replikation und Reparatur der DNA. Da hiervon insbesondere schnell proliferierende Zellen wie aktivierte Lymphozyten betroffen sind, resultiert die Behandlung mit Mitoxantron in einer Immunsuppression. Dazu trägt auch eine reduzierte Sekretion proinflammatorischer Zytokine bei [Vollmer et al. 2010]. Weiterhin wird angenommen, dass zusätzlich eine Hemmung der Migration von Lymphozyten erfolgt [Kopadze et al. 2006].

Zu den immunologischen Nebenwirkungen einer Mitoxan-tron-Therapie gehört ein erhöhtes Infektionsrisiko, das insbe-sondere die Harnwege und oberen Atemwege betrifft [Klotz et al. 2016]. In Übereinstimmung mit dem Wirkmechanismus können Leukopenien auftreten, wobei der Tiefstwert in der Regel nach sieben bis 14 Tagen erreicht ist [Hartung et al. 2002]. Vor Therapiebeginn sollten akute Entzündungen sowie schwere Infektionen ausgeschlossen werden. Ein Differenzialblutbild sollte sowohl vor der initialen Behandlung als auch zehn Tage danach (Nadir) sowie anschließend vor jedem Therapiezyklus erstellt werden. Im Falle einer Neutropenie mit weniger als 1.500 Zellen/µl sollte die Gabe von Mitoxantron ausgesetzt werden. Sinkt die Leukozytenzahl sieben Tage vor der Infusion unter 2.000/µl oder die Thrombozytenzahl unter 50.000/µl, soll die Behandlung abgesetzt werden. Dosisanpassungen sind er-forderlich, wenn die Leukozytenwerte in den ersten drei Wochen nach der Injektion unter 2.000/µl oder die Thrombozytenzahlen unter 50.000/µl sinken bzw. weniger als 4.000 Leukozyten/µl oder 10.000 Thrombozyten/µl sieben Tage vor der Gabe gemessen werden [Rote Liste 2018].

6. Hämatopoetische Stammzelltransplantation

Neben den beschriebenen, etablierten pharmakologischen Therapien wird auch die hämatopoetische Stammzelltrans-plantation (HSCT, engl.: hematopoietic stem cell transplantation) für die Behandlung der MS untersucht. Dabei wird das gestörte immunologische Gleichgewicht der MS durch die generelle Depletion von Immunzellen eliminiert. Da sich ein wesentlicher

Teil der Autoimmunreaktion im ZNS abspielt, sollten hierfür Substanzen eingesetzt werden, die die Blut-Hirn-Schranke pas-sieren. Anschließend erfolgt die Rekonstitution durch Infusion meist autologer hämatopoetischer Stammzellen. Auf diesem Wege werden autoreaktive Immunzellen ersetzt [Atkins und Freedman 2017]. Zudem wurde eine signifikante Reduktion

11Immunologische Grundlagen der Multiplen Sklerose – Die Rolle von T- und B-Lymphozyten

der Anzahl und Aktivität von TH17-Zellen, nicht jedoch von TH1-Zellen, nach der HSCT beobachtet. Dies wird auf eine Regulation durch natürliche Killerzellen zurückgeführt, deren Rekonstitution schneller erfolgt als die der CD4+ T-Zellen [Darlington et al. 2018].

Im Zusammenhang mit der chemotherapeutischen Deple-tion der Immunzellen entwickeln fast alle Patienten nicht-hä-matologische Nebenwirkungen vom Schweregrad 3 – 4. Zu

den häufigen Nebenwirkungen zählen Sepsis, Fieber und Harnwegsinfektionen. Daneben kann es auch zu sekundären Autoimmunreaktionen kommen [Atkins und Freedman 2017]. Die HSCT stellt insbesondere eine Option bei fortschreitender Krankheitsaktivität unter Therapie dar. In einer Studie von Burt und Kollegen erzielte eine HSCT im Gegensatz zur fortgesetzten pharmakologischen Therapie eine Verbesserung des EDSS. Darüber hinaus betrug der Anteil an Patienten mit Therapie-versagen nur ein Zehntel der Kontrollgruppe [Burt et al. 2018].

7. Fazit

Die MS stellt eine Autoimmunerkrankung mit komplexen immunologischen Mechanismen dar, die sowohl in der Peripherie als auch im ZNS stattfinden. Eine bedeutende Rolle kommt dabei den verschiedenen Subtypen der T-Lymphozyten des adapti-ven Immunsystems zu. Neben den zytotoxischen CD8+ T-Zellen sind in erster Linie die proinflammatorischen CD4+ TH1- und TH17-Zellen für die Erkrankung verantwortlich. Die antiinflammatorischen CD4+ TH2-Zellen sind hingegen im Kontext der MS eher protektiv. Auch B-Lymphozyten tragen durch ihre vielfältigen Funktionen entscheidend zur Pathogenese der MS bei. Ins-gesamt ist bei der Erkrankung das immunregulatorische Gleichgewicht gestört. Ziel aller Wirkstoffe, die zur Erstlinientherapie zugelassen sind, ist daher die Wiederherstellung eines ausbalancierten Immunsystems. Die verschiedenen Medikamente greifen an unterschiedlichen Stellen in die Immunabwehr ein, wobei generell zwischen breiten und sehr spezifischen Wirkmechanismen differenziert werden kann. Für die Auswahl eines geeigneten Therapeutikums und eine realistische Nutzen-Risiko-Abschätzung ist es von großer Bedeutung, den jeweiligen Wirkmechanismus zu kennen. Auf dieser immunologischen Grundlage können bereits vorab Maßgaben für erwartete Effekte oder steigende Infektionsrisiken erörtert und mögliche Exit-Strategien mit dem Patienten besprochen werden.

8. Literatur

Abbas AK, Lichtman AHH, Pillai S. Cellular and molecular immunology. Elsevier Saunders, Philadelphia, 2014

Aharoni R. The mechanism of action of glatiramer acetate in multiple sclerosis and beyond. Autoimmun Rev 2013;12(5):543 – 53

Arvin AM, Wolinsky JS, Kappos L, et al. Varicella-zoster virus infections in patients treated with fingolimod: risk assessment and consensus recommendations for management. JAMA Neurol 2015;72(1):31 – 9

Ascherio A, Munger KL, Lunemann JD. The initiation and prevention of multiple sclerosis. Nat Rev Neurol 2012;8(11):602 – 12

Atkins HL, Freedman MS. Five questions answered: A review of autologous hematopoietic stem cell transplantation for the treatment of multiple sclerosis. Neurotherapeutics 2017;14(4):888-93

Bar-Or A, Fawaz L, Fan B, et al. Abnormal B-cell cytokine responses a trigger of T-cell-mediated disease in MS? Ann Neurol 2010;67(4):452 – 61

Bar-Or A, Pachner A, Menguy-Vacheron F, et al. Teriflunomide and its mechanism of action in multiple sclerosis. Drugs 2014;74(6):659 – 74

Battaglia MA, Bezzini D. Estimated prevalence of multiple sclerosis in Italy in 2015. Neurol Sci 2017;38(3):473 – 9

Brinkmann V. Sphingosine 1-phosphate receptors in health and disease: mechanistic insights from gene deletion studies and reverse pharmacology. Pharmacol Ther 2007;115(1):84 – 105

Burt RK, Balabanov R, Snowden JA, et al. Non-myeloablative hematopoietic stem cell transplanta-tion (HSCT) is superior to disease modifying drug (DMD) treatment in highly active Relapsing Remitting Multiple Sclerosis (RRMS): interim results of the Multiple Sclerosis International Stem cell Transplant (MIST) Randomized Trial (S36.004). Neurology 2018;90(15 Supplement)

Chiba K, Kataoka H, Seki N, et al. Fingolimod (FTY720), sphingosine 1-phosphate receptor mo-dulator, shows superior efficacy as compared with interferon-beta in mouse experimental autoimmune encephalomyelitis. Int Immunopharmacol 2011;11(3):366 – 72

Cohen JA, Rudick RA. Multiple sclerosis therapeutics. Cambridge University Press, 2011

Coles A. Newer therapies for multiple sclerosis. Ann Indian Acad Neurol 2015;18(Suppl 1): S30 – 4

Comabella M, Khoury SJ. Immunopathogenesis of multiple sclerosis. Clin Immunol 2012;142(1):2 – 8

Cook S, Leist TP, Comi G, et al. Cladribine tablets in the treatment of patients with multiple sclerosis: an integrated analysis of infections in association with severe lymphopenia. EC-TRIMS, London, 2016. https://onlinelibrary.ectrims-congress.eu/ectrims/2016/32nd/146475/stuart.cook.cladribine.tablets.in.the.treatment.of.patients.with.multiple.html?f=m2z146475, abgerufen am: 16.09.2017

Costelloe L, Jones, J Coles A. Secondary autoimmune diseases following alemtuzumab therapy for multiple sclerosis. Expert Rev Neurother 2012;12(3):335 – 41

Darlington PJ, Stopnicki B, Touil T, et al. Natural killer cells regulate TH17 cells after autologous hematopoietic stem cell transplantation for relapsing remitting multiple sclerosis. Frontiers in Immunology 2018;9:834

Dhib-Jalbut S, Marks S. Interferon-beta mechanisms of action in multiple sclerosis. Neurology 2010;74(Suppl 1):S17 – 24

European Medicines Agency. EMA confirms recommendations to minimise risk of brain infection PML with Tysabri. 2016. www.ema.europa.eu/docs/en_GB/document_library/Press_release/2016/02/WC500202389.pdf, abgerufen am: 06.06.2017

Francis G, Kappos L, O‘Connor P, et al. Temporal profile of lymphocyte counts and relationship with infections with fingolimod therapy. Mult Scler 2014;20(4):471-80

Freedman MS, Kaplan JM, Markovic-Plese S. Insights into the mechanisms of the therapeutic efficacy of alemtuzumab in multiple sclerosis. J Clin Cell Immunol 2013;4(4)

Ghoreschi K, Bruck J, Kellerer C, et al. Fumarates improve psoriasis and multiple sclerosis by inducing type II dendritic cells. J Exp Med 2011;208(11):2291 – 303

Giovannoni G, Comi G, Cook S, et al. A placebo-controlled trial of oral cladribine for relapsing multiple sclerosis. N Engl J Med 2010;362(5):416 – 26

Giovannoni G, Soelberg Sorensen P, Cook S, et al. Safety and efficacy of cladribine tablets in patients with relapsing-remitting multiple sclerosis: Results from the randomized extension trial of the CLARITY study. Mult Scler 2017:1352458517727603

Graf J, Ringelstein M, Lepka K, et al. Acute sarcoidosis in a multiple sclerosis patient after alemtuzumab treatment. Mult Scler 2018; 10.1177/1352458518771276:1352458518771276

Gross CC, Schulte-Mecklenbeck A, Hanning U, et al. Distinct pattern of lesion distribution in multiple sclerosis is associated with different circulating T-helper and helper-like innate lymphoid cell subsets. Multiple Sclerosis Journal 2016a;0(0):1352458516662726

12

Gross CC, Schulte-Mecklenbeck A, Klinsing S, et al. Dimethyl fumarate treatment alters circulating T helper cell subsets in multiple sclerosis. Neurol Neuroimmunol Neuroinflamm 2016b;3(1):e183

Grytten N, Aarseth JH, Lunde HM, et al. A 60-year follow-up of the incidence and prevalence of multiple sclerosis in Hordaland County, Western Norway. J Neurol Neurosurg Psychiatry 2016;87(1):100 – 5

Haas J, Schwarz A, Korporal-Kunke M, et al. Fingolimod does not impair T-cell release from the thymus and beneficially affects Treg function in patients with multiple sclerosis. Mult Scler 2015;21(12):1521 – 32

Harp CT, Ireland S, Davis LS, et al. Memory B cells from a subset of treatment-naive relap-sing-remitting multiple sclerosis patients elicit CD4(+) T-cell proliferation and IFN-gamma production in response to myelin basic protein and myelin oligodendrocyte glycoprotein. Eur J Immunol 2010;40(10):2942 – 56

Hartung HP, Gonsette R, Konig N, et al. Mitoxantrone in progressive multiple sclerosis: a pla-cebo-controlled, double-blind, randomised, multicentre trial. Lancet 2002; 360(9350):2018 – 25

Hauser SL, Bar-Or A, Comi G, et al. Ocrelizumab versus interferon beta-1a in relapsing multiple sclerosis. N Engl J Med 2017;376(3):221 – 34

Hauser SL, Waubant E, Arnold DL, et al. B-cell depletion with rituximab in relapsing-remitting multiple sclerosis. N Engl J Med 2008;358(7):676 – 88

Havrdova E, Horakova D, Kovarova I. Alemtuzumab in the treatment of multiple sclerosis: key clinical trial results and considerations for use. Ther Adv Neurol Disord 2015;8(1):31 – 45

Hellwig K, Stangel M. Qualitätshandbuch Multiple Sklerose. Krankheitsbezogenes Kompetenz-netz Multiple Sklerose, 2018

Honce JM, Nagae L, Nyberg E. Neuroimaging of natalizumab complications in multiple sclerosis: PML and other associated entities. Mult Scler Int 2015;2015:809252

Ireland S, Monson N. Potential impact of B cells on T cell function in multiple sclerosis. Mult Scler Int 2011;2011:423971

Kebir H, Kreymborg K, Ifergan I, et al. Human T(H)17 lymphocytes promote blood-brain barrier disruption and central nervous system inflammation. Nat Med 2007;13(10):1173 – 5

Kieseier BC. The mechanism of action of interferon-beta in relapsing multiple sclerosis. CNS Drugs 2011;25(6):491 – 502

Klotz L, Berthele A, Bruck W, et al. Monitoring von Blutparametern unter verlaufsmodifizieren-der MS-Therapie : Substanzspezifische Relevanz und aktuelle Handlungsempfehlungen. Nervenarzt 2016;87(6):645 – 59

Kopadze T, Dehmel T, Hartung HP, et al. Inhibition by mitoxantrone of in vitro migration of immunocompetent cells: a possible mechanism for therapeutic efficacy in the treatment of multiple sclerosis. Arch Neurol 2006;63(11):1572 – 8

Kopadze T, Dobert M, Leussink VI, et al. Cladribine impedes in vitro migration of mononuclear cells: a possible implication for treating multiple sclerosis. Eur J Neurol 2009;16(3):409 – 12

Kornberg MD, Bhargava P, Kim PM, et al. Dimethyl fumarate targets GAPDH and aerobic glycolysis to modulate immunity. Science 2018;360(6387):449-53

Lehmann-Horn K, Kinzel S, Weber MS. Deciphering the role of B cells in multiple sclerosis—to-wards specific targeting of pathogenic function. Int J Mol Sci 2017;18(10)

Leist TP, Weissert R. Cladribine: mode of action and implications for treatment of multiple sclerosis. Clin Neuropharmacol 2011;34(1):28 – 35

Leussink VI, Warnke C, Tackenberg B, et al. Pegyliertes Interferon-beta 1a. Eine neue Therapieop-tion zur Behandlung der schubformigen multiplen Sklerose. Nervenarzt 2015;86(4):483 – 90

Martin R, Lutterotti A. Molecular basis of multiple sclerosis: The immune system. Springer Berlin Heidelberg, 2010

Mehling M, Brinkmann V, Antel J, et al. FTY720 therapy exerts differential effects on T cell subsets in multiple sclerosis. Neurology 2008;71(16):1261 – 7

Mehling M, Johnson TA, Antel J, et al. Clinical immunology of the sphingosine 1-phosphate recep-tor modulator fingolimod (FTY720) in multiple sclerosis. Neurology 2011;76(8 Suppl 3):S20 – 7

Meuth SG, Herrmann AM, Simon OJ, et al. Cytotoxic CD8+ T cell-neuron interactions: perforin-de-pendent electrical silencing precedes but is not causally linked to neuronal cell death. J Neurosci 2009;29(49):15397 – 409

Miller AE. Switching or discontinuing disease-modifying therapies for multiple sclerosis. Con-tinuum (Minneap Minn) 2016;22(3):851 – 63

Morschhauser F, Marlton P, Vitolo U, et al. Results of a phase I/II study of ocrelizumab, a fully humanized anti-CD20 mAb, in patients with relapsed/refractory follicular lymphoma. Ann Oncol 2010;21(9):1870-6

Murphy KM. Janeway‘s immunobiology, 8. Auflage. Taylor & Francis Group, 2011

Nikfar S, Rahimi R und Abdollahi M. A meta-analysis of the efficacy and tolerability of in-terferon-beta in multiple sclerosis, overall and by drug and disease type. Clin Ther 2010;32(11):1871 – 88

O‘Connor P, Wolinsky JS, Confavreux C, et al. Randomized trial of oral teriflunomide for relapsing multiple sclerosis. N Engl J Med 2011;365(14):1293 – 303

Obermann M, Ruck T, Pfeuffer S, et al. Simultaneous early-onset immune thrombocytopenia and autoimmune thyroid disease following alemtuzumab treatment in relapsing-remitting multiple sclerosis. Mult Scler 2016;22(9):1235 – 41

Ontaneda D, Thompson AJ, Fox RJ, et al. Progressive multiple sclerosis: prospects for disease therapy, repair, and restoration of function. Lancet 2017;389(10076):1357 – 66

Petersen G, Wittmann R, Arndt V, et al. Epidemiologie der Multiplen Sklerose in Deutschland: Regionale Unterschiede und Versorgungsstruktur in Abrechnungsdaten der gesetzlichen Krankenversicherung. Nervenarzt 2014;85(8):990 – 8

Pfeuffer S, Beuker C, Ruck T, et al. Acute cholecystitis during treatment with alemtuzumab in 3 patients with RRMS. Neurology 2016;87(22):2380 – 1

Rote Liste. https://online.rote-liste.de/, abgerufen am: 04.10.2018

Ruck T, Pfeuffer S, Schulte-Mecklenbeck A, et al. Vitiligo after alemtuzumab treatment: Secondary autoimmunity is not all about B cells. Neurology 2018; 10.1212/wnl.0000000000006648

Ruck T, Afzali AM, Lukat KF, et al. ALAIN01--Alemtuzumab in autoimmune inflammatory neuro-degeneration: mechanisms of action and neuroprotective potential. BMC Neurol 2016;16:34

Rudick RA, Panzara MA. Natalizumab for the treatment of relapsing multiple sclerosis. Biologics 2008;2(2):189 – 99

Schmierer K, Herrod S, Alvarez-Gonzalez C, et al. Cladribine versus Alemtuzumab: efficacy and autoimmunity in multiple sclerosis induction treatment (P6.383). Neurology 2017;88(16 Supplement)

Schwab N, Schneider-Hohendorf T, Posevitz V, et al. L-selectin is a possible biomarker for individual PML risk in natalizumab-treated MS patients. Neurology 2013;81(10):865 – 71

Serafini B, Rosicarelli B, Magliozzi R, et al. Detection of ectopic B-cell follicles with germinal centers in the meninges of patients with secondary progressive multiple sclerosis. Brain Pathol 2004;14(2):164 – 74

Sorensen PS, Blinkenberg M. The potential role for ocrelizumab in the treatment of multiple sclerosis: current evidence and future prospects. Ther Adv Neurol Disord 2016;9(1):44-52

Sospedra M, Martin R. Immunology of multiple sclerosis. Semin Neurol 2016;36(2):115 – 27

Srivastava R, Aslam M, Kalluri SR, et al. Potassium channel KIR4.1 as an immune target in multiple sclerosis. N Engl J Med 2012;367(2):115 – 23

Stahnke AM, Holt KM. Ocrelizumab: A new B-cell therapy for relapsing remitting and primary progressive multiple sclerosis. Ann Pharmacother 2018;52(5):473-83

Tuohy O, Costelloe L, Hill-Cawthorne G, et al. Alemtuzumab treatment of multiple sclerosis: long-term safety and efficacy. J Neurol Neurosurg Psychiatry 2015;86(2):208 – 15

Vollmer T, Stewart T, Baxter N. Mitoxantrone and cytotoxic drugs‘ mechanisms of action. Neu-rology 2010;74(Suppl 1):S41 – 6

von Büdingen HC, Bar-Or A, Zamvil SS. B cells in multiple sclerosis: Connecting the dots. Curr Opin Immunol 2011;23(6):713 – 20

Willis MD, Hope-Gill B, Flood-Page P, et al. Sarcoidosis following alemtuzumab treatment for multiple sclerosis. Mult Scler 2018; 10.1177/1352458518790391:1352458518790391

Wu GF, Alvarez E. The immuno-pathophysiology of multiple sclerosis. Neurol Clin 2011;29(2):257 – 78

Zhang J, Hutton G, Zang Y. A comparison of the mechanisms of action of interferon beta and glatiramer acetate in the treatment of multiple sclerosis. Clin Ther 2002; 24(12):1998 – 2021

Zhang X, Tao Y, Chopra M, et al. Differential reconstitution of T cell subsets following immuno-depleting treatment with alemtuzumab (anti-CD52 monoclonal antibody) in patients with relapsing-remitting multiple sclerosis. J Immunol 2013;191(12):5867 – 74

Zhovtis Ryerson L, Foley J, Chang I. LB250 Natalizumab extended interval dosing is associated with a reduction in progressive multifocal leukoencephalopathy (PML) risk in the TOUCH® registry. Multiple Sclerosis Journal 2018;24(1_suppl):118-40

13Immunologische Grundlagen der Multiplen Sklerose – Die Rolle von T- und B-Lymphozyten

Lernkontrollfragen

Bitte kreuzen Sie jeweils nur eine Antwort an.

1. Welche Zellen des adaptiven Immunsystems üben eine zytotoxische Funktion aus?a. B-Zellenb. CD4+ TH1-Zellenc. CD4+ TH2-Zellend. CD4+ TH17-Zellene. CD8+ T-Zellen

2. Welche Zytokine können im Kontext der Multiplen Sklerose (MS) entzündungshemmend wirken?a. TNF-α und IL-2b. Granzyme und Perforinc. IL-4, IL-5 und IL-13d. IFN-γe. IL-17

3. Welche Funktion üben B-Lymphozyten nicht aus?a. Produktion von Antikörpernb. Lyse von Zielzellen mithilfe zytotoxischer Granulac. Sekretion antiinflammatorischer Zytokine wie IL-10 und TGF-βd. Sekretion proinflammatorischer Zytokine wie LT-αe. Präsentation von Antigenen

4. Was trägt nicht zur Pathogenese der MS bei?a. Aktivierung autoreaktiver Lymphozyten in der Peripherieb. Generierung einer Entzündungsreaktion mit Beteiligung von Zellen des angeborenen Immunsystemsc. Überschreiten der Blut-Hirn-Schranke von autoreaktiven Lymphozyten d. Sekretion antiinflammatorischer Zytokine durch CD4+ TH2-Zellene. Axonschädigungen und Demyelinisierung von Neuronen im ZNS

5. Welche Aussage zur Therapie mit Dimethylfumarat ist falsch?a. Schwerwiegende Infektionserkrankungen sollten vor Therapiebeginn abgeklungen sein.b. Initial sollte sowohl ein Differenzialblutbild erstellt als auch eine Magnetresonanztomographie durchgeführt werden.c. Es wird eine Kontrolle des Differenzialblutbildes im Abstand von drei Monaten empfohlen.d. Das Auftreten einer Grad-2-Lymphopenie erfordert noch keine zusätzlichen Maßnahmen.e. Betragen die Lymphozytenwerte über mehrere Monate weniger als 500 Zellen/µl, sollte die Therapie unterbrochen werden.

14

6. Welches Medikament zur Therapie der RRMS inhibiert ein mitochondriales Enzym der de-novo Pyrimidin-Synthese und hemmt so die Proliferation aktivierter Lymphozyten?

a. Teriflunomidb. Dimethylfumarat c. Glatirameracetatd. Fingolimode. Cladribin

7. Was ist der Wirkmechanismus von Fingolimod?a. Imitation des Antigens MBP und Inhibition der Aktivierung autoreaktiver T-Zellenb. Bindung des S1P-Rezeptors und Blockierung der Emigration von Lymphozyten aus sekundären Lymphorganenc. Blockierung von α4β1-Integrin und Hemmung der Transmission von Leukozyten ins ZNS d. Bindung an CD52 und Depletion von T- und B-Lymphozytene. Bindung an CD25 und Blockierung des IL-2-Rezeptors

8. Bei welchem Medikament tritt aufgrund des Wirkmechanismus bei der Therapie der (hoch)aktiven RRMS in der Regel eine Erhöhung der Lymphozytenzahlen im Blut auf?

a. Mitoxantronb. Alemtuzumabc. Fingolimodd. Ocrelizumabe. Natalizumab

9. Welche Aussage zur Therapie mit Alemtuzumab ist richtig?a. Die Bindung des Antikörpers resultiert in einer gleich starken Depletion aller Leukozyten.b. Die Repopulation von T-Zellen erfolgt schneller als die von B-Zellen.c. Der Anteil von TH1- und TH17-Zellen ist nach der Repopulation verringert.d. Die Behandlung schließt gleichzeitig die Entstehung sekundärer Autoimmunerkrankungen aus.e. Bei einer Therapieumstellung von Fingolimod sollte direkt im Anschluss mit der Alemtuzumab-Behandlung begonnen

werden.

10. Welche Nebenwirkung von Medikamenten zur Therapie der RRMS ist häufig eine direkte Folge des Wirk-mechanismus?

a. Lymphopenienb. Kopfschmerzenc. Übelkeitd. Depressione. Hypertonie

VNR: 2760909008391620012 | Gültigkeit: 31.01.2019 – 31.01.2020

Vergabe eines Teilnahme-Zertifikates der Landesärztekammer Bayern: Ab 7 richtig beantworteten Fragen erhalten Sie 4 Fortbildungspunkte.

Fax-Nr. 0821 - 27 14 00 06Bitte die Angaben zur Person leserlich ausfüllen:

Frau Herr

Titel, Vorname, Name

Straße, Hausnummer

PLZ, Ort

Zusätzliche Daten (Angabe ist freiwillig): niedergelassener Arzt angestellt – Klinik angestellt – sonstiger Arbeitgeber

Fachgebiet

Datenschutz: Ihre Daten werden ausschließlich für die Auswertung der Antworten verwendet. Es erfolgt keine Speicherung der Ergebnisse über die für die Bearbeitung der Fortbildungseinheit notwendige Zeit hinaus. Namens- und Adressangaben dienen nur dem Versand der Teilnahmebescheinigungen.

Erklärung: Ich versichere, dass ich die Beantwortung der Fragen selbstständig und ohne fremde Hilfe durchgeführt habe. Der Zustellung der Teilnahmebescheinigung durch den Sponsor stimme ich zu.

Lernerfolgskontrolle· a b c d e12345678910

Evaluation (freiwillig): Bitte bewerten Sie nach dem Schulnoten-System (1 = ja, sehr; 6 = gar nicht) 1 2 3 4 5 6

A Meine Erwartungen hinsichtlich der Fortbildung haben sich erfüllt.

B Während des Durcharbeitens habe ich fachlich gelernt.

C Der Text hat Relevanz für meine praktische Tätigkeit.

D Die Didaktik, die Eingängigkeit und die Qualität des Textes sind sehr gut.

E Der Aufwand für die Bearbeitung (zeitlich und organisatorisch) hat sich gelohnt.

F In der Fortbildung wurde die Firmen- und Produktneutralität gewahrt.

G Diese Form der Fortbildung möchte ich auch zukünftig erhalten. ja nein

Multiple SkleroseModul 5: Immunologische Grundlagen: die Rolle von T- und B-Lymphozyten

Außendienst-Stempel

Arzt-Stempel

EFN-Nummer eintragen oder Aufkleber aufkleben

CME medipoint, Tel: 0821 - 27 14 00 05 / E-Mail: info@cme-medipoint.de

Ort / Datum Unterschrift

Auswertung der Lernerfolgskontrolle

Art.-

Num

mer

: 107

4397

– S

tand

: 01/

2019

Novartis Pharma GmbHRoonstraße 25

90429 NürnbergTel.: +49 (0) 911 273-0

www.novartis.de