Institut für Veterinär-Physiologie

Physiologische Übungen mit Seminar

Sommersemester 2003

I

Allgemeine Vorbemerkungen

Die Physiologischen Übungen mit Seminar werden Studenten angeboten, die sich im 4. Semester des Studiums der Veterinärmedizin befinden. Die Veranstaltung beginnt am 22. 04. 2003 und endet am 25. 07. 2003.

Es ist verpflichtend, dass sich jeder Übungsteilnehmer vor den Übungen mit den durchzuführenden Aufgaben und mit den theoretischen Grundlagen des betref-fenden Arbeitsgebietes vertraut macht. Gelegenheit zur Einarbeitung in den Stoff des ersten Arbeitsgebietes besteht in der Vorbereitungszeit vom 22.04. bis 25.04.2003.

Jeder Übungsteilnehmer ist einer von insgesamt 20 Gruppen zugeordnet. Die Gruppeneinteilung wird durch Aushang bekannt gegeben. Bitte bei Schreibfeh-lern im Namen diese im Sekretariat (Frankfurter Str. 100, 1. OG) melden, damit am Ende der Übung der Schein korrekt ausgestellt werden kann.

Die Übungen mit Seminar finden für die Gruppen 1 bis 5 montags, die Grup-pen 6 bis 10 dienstags und die Gruppen 11 bis 15 mittwochs jeweils um 14.00 Uhr (= s.t. !), für die Gruppen 16 bis 20 freitags um 9.15 (= c.t. !) statt. Der Terminplan für den Durchlauf der 20 Gruppen durch die einzelnen Arbeitsgebiete befindet sich auf der folgenden Seite. Zu jedem Arbeitsgebiet werden mündliche Testate zu Beginn jedes Übungstages durchgeführt. Die Testatkarte befindet sich am Ende der Übungsanleitung, Name und Vorname bitte in Druck-schrift angeben.

Die Bestätigung der regelmäßigen und erfolgreichen Teilnahme (Schein) wird nur erteilt, wenn mindestens 9 der 10 Aufgaben durchgeführt wurden. Eine Wieder-holungsmöglichkeit wird in der letzten Übungswoche angeboten.

Während der Übungen ist ein Kittel zu tragen. Im Stall werden Gummistiefel be-nötigt. Für manche Übungen (EKG, Nerv) sollte für die Untersuchung ein Hund von den Übungsteilnehmern zur Verfügung gestellt werden (bitte Absprache in-nerhalb der Übungsgruppe, so dass höchstens zwei - möglichst gutmütige - Ex-emplare pro Termin verfügbar sind).

II

Während des Physikums ist im Prüfungsfach Physiologie eine Übungsaufgabe zu lösen oder auszuwerten, die dann erläutert werden muss. Diese Übungsaufgaben stammen aus dem Bereich der hier durchgeführten Übungen. Sie dürfen bei der Durchführung des praktischen Teils im Physikum Ihre Ü-bungsanleitung verwenden. Daher ist es von Vorteil, wenn Sie die einzelnen Auf-gaben gut protokollieren, z.B. in den jeweils vorgesehen Graphen. Bei der münd-lichen Prüfung zur Übungsaufgabe, während der die Aufgabe von Ihnen erläutert wird und der theoretische Hintergrund zur jeweiligen Aufgabe abgefragt wird, kann die Übungsanleitung aus verständlichen Gründen allerdings nicht verwen-det werden.

III

PLAN FÜR DIE ÜBUNGEN IN PHYSIOLOGIE - SS 2003

von bis Mo Di Mi Fr 22.04.-25.04 Vorbereitung Gr1 - A1 Gr6 - A1 Gr11 - A1 Gr16 - A1 Gr2 - A3 Gr7 - A3 Gr12 - A3 Gr17 - A3 28.04.-02.05. Gr3 - A5 Gr8 - A5 Gr13 - A5 Gr18 - A5 Gr4 - A7 Gr9 - A7 Gr14 - A7 Gr19 - A7 Gr5 - A9 Gr10 - A9 Gr15 - A9 Gr20 - A9 Gr1 - A2 Gr6 - A2 Gr11 - A2 Gr16 - A2 Gr2 - A4 Gr7 - A4 Gr12 - A4 Gr17 - A4 Gr3 - A6 Gr8 - A6 Gr13 - A6 Gr18 - A6 05.05.-09.05. Gr4 - A8 Gr9 - A8 Gr14 - A8 Gr19 - A8 Gr5 - A10 Gr10 - A10 Gr15 - A10 Gr20 - A10 Gr1 – A3 Gr6 - A3 Gr11 - A3 Gr16 - A3 Gr2 - A5 Gr7 - A5 Gr12 - A5 Gr17 - A5 12.05.-16.05. Gr3 - A7 Gr8 - A7 Gr13 - A7 Gr18 - A7 Gr4 - A9 Gr9 - A9 Gr14 - A9 Gr19 - A9 Gr5 - A1 Gr10 - A1 Gr15 - A1 Gr20 - A1 Gr1 - A4 Gr6 - A4 Gr11 - A4 Gr16 - A4 Gr2 - A6 Gr7 - A6 Gr12 - A6 Gr17 - A6 19.05.-23.05. Gr3 - A8 Gr8 - A8 Gr13 - A8 Gr18 - A8 Gr4 - A10 Gr9 - A10 Gr14 - A10 Gr19 - A10 Gr5 - A2 Gr10 - A2 Gr15 - A2 Gr20 - A2 Gr1 - A5 Gr6 - A5 Gr11 - A5 Gr16 - A5 Gr2 - A7 Gr7 - A7 Gr12 - A7 Gr17 - A7 26.05.-30.05. Gr3 - A9 Gr8 - A9 Gr13 - A9 Gr18 - A9 Gr4 - A1 Gr9 - A1 Gr14 - A1 Gr19 - A1 Gr5 - A3 Gr10 - A3 Gr15 - A3 Gr20 - A3 Gr1 - A6 Gr6 - A6 Gr11 - A6 Gr16 - A6 Gr2 - A8 Gr7 - A8 Gr12 - A8 Gr17 - A8 02.06.-06.06. Gr3 - A10 Gr8 - A10 Gr13- A10 Gr18 - A10 Gr4 - A2 Gr9 - A2 Gr14 - A2 Gr19 - A2 Gr5 - A4 Gr10 - A4 Gr15 - A4 Gr20 - A4 -- Gr6 - A7 Gr11 - A7 Gr16 - A7 Pfingsten -- Gr7 - A9 Gr12 - A9 Gr17 - A9 10.06.-13.06. -- Gr8 - A1 Gr13 - A1 Gr18 - A1 -- Gr9 - A3 Gr14 - A3 Gr19 - A3 -- Gr10 - A5 Gr15 - A5 Gr20 - A5 Gr1 - A8 Gr6 - A8 Gr11 - A8 Gr16 - A8 Gr2 - A10 Gr7 - A10 Gr12 - A10 Gr17 - A10 16.06.-20.06. Gr3 - A2 Gr8 - A2 Gr13 - A2 Gr18 - A2 Gr4 - A4 Gr9 - A4 Gr14 - A4 Gr19 - A4 Gr5 - A6 Gr10 - A6 Gr15 - A6 Gr20 - A6 Gr1 - A9 Gr6 - A9 Gr11 - A9 Gr16 - A9 Gr2 - A1 Gr7 - A1 Gr12 - A1 Gr17 - A1 23.06.-27.06. Gr3 - A3 Gr8 - A3 Gr13 - A3 Gr18 - A3 Gr4 - A5 Gr9 - A5 Gr14 - A5 Gr19 - A5 Gr5 - A7 Gr10 - A7 Gr15 - A7 Gr20 - A7 Gr1 - A10 Gr6 - A10 Gr11 - A10 Gr16 - A10 Gr2 - A2 Gr7 - A2 Gr12 - A2 Gr17 - A2 30.06.-04.07. Gr3 - A4 Gr8 - A4 Gr13 - A4 Gr18 - A4 Gr4 - A6 Gr9 - A6 Gr14 - A6 Gr19 - A6 Gr5 - A8 Gr10 - A8 Gr15 - A8 Gr20 - A8 Gr1 - A7 Gr2 - A9 07.07.-11.07. Gr3 - A1 Gr4 - A3

Gr5 - A5

Wiederholungstermine nach Absprache

Gr: Gruppe; A: Arbeitsgebiet

IV

Orte:

Arbeitsgebiet 1: Großer Praktikumsraum, Stallgebäude, Frankfurter Str. 102, UG.

Arbeitsgebiet 2: Großer Praktikumsraum, Stallgebäude, Frankfurter Str. 102, UG.

Arbeitsgebiet 3: Muskel-Praktikumsraum, Hauptgebäude, Frankfurter Str. 100, 2.

OG (Treppe am Hörsaalaufgang).

Arbeitsgebiet 4: Muskel-Praktikumsraum, Hauptgebäude, Frankfurter Str. 100, 2.

OG (Treppe am Hörsaalaufgang).

Arbeitsgebiet 5: Vorbesprechung im Seminarraum, Hauptgebäude, Frankfurter

Str. 100, 1. OG; Versuch im OP, Stallgebäude, Frankfurter Str. 102, EG.

Arbeitsgebiet 6: Vorbesprechung im Seminarraum, Hauptgebäude, Frankfurter

Str. 100, 1. OG; Versuch im OP, Stallgebäude, Frankfurter Str. 102, EG.

Arbeitsgebiet 7: Alter Seminarraum, Stallgebäude, Frankfurter Str. 102, 1. OG.

Arbeitsgebiet 8: Alter Seminarraum, Stallgebäude, Frankfurter Str. 102, 1. OG.

Arbeitsgebiet 9: Pansenpraktikumsraum, Stallgebäude, Frankfurter Str. 102, EG.

Arbeitsgebiet 10: Pansenpraktikumsraum, Stallgebäude, Frankfurter Str. 102, EG.

V

Inhaltsverzeichnis

Seite

Arbeitsgebiete 1 und 2

Physiologie des Blutes

Hämatologische Messgrößen, Definitionen, Einheiten 1

Bl 1 Blutkörperchensenkungsgeschwindigkeit (BSG) 4

Bl 2 Bestimmung des Hämatokrits 7

Bl 3 Bestimmung der Erythrozytenzahl (RBC) und der Leukozytenzahl (WBC) 9

Bl 4 Bestimmung des Hämoglobingehaltes (Hb) 17

Bl 5 Bestimmung des Eiweißgehaltes im Blutplasma 20

Bl 6 Bestimmung der Prothrombinzeit (=Quick-Test) als Beispiel für einen partiellen Gerinnungstest 22

Bl 7 Panoptische Färbung von Blutausstrichen: Mikros- kopische Untersuchung (un-)gefärbter Blutausstriche 24

Bl 8 Differenzieren der Leukozyten 27

Bl 9 Blutgruppenbestimmung bei Hund und Katze 30

VI

Seite

Arbeitsgebiet 3

Neurophysiologie

Ne 1 Diffusionspotential, Nernst-Gleichung, 33 Goldman-Gleichung

Ne 2 Herstellung eines Muskel-Nerv-Präparates 35 vom Frosch (Film)

Ne 3 Versuch am isolierten Nervus ischiadicus des Frosches mittels Computersimulation 36

Ne 4 Bestimmung der Nervenleitgeschwindigkeit eines sensiblen Nerven im Eigenversuch 41

Ne 5 Reflexe am Hund - Theoretischer Exkurs 43 mit Demonstration

Arbeitsgebiet 4

Muskelphysiologie

Mu 1 Glatte Muskulatur 45

VII

Seite

Arbeitsgebiet 5

Physiologie des Herzens

He 1 EKG am Menschen 54

He 2 EKG am Hund 58

He 3 Auskultation der Herztöne bei Hund, Rind und Ziege 59

He 4 Reizversuche am Herzen des Kaltblüters (Film) 62

He 5 Die Stanniusligaturen am Froschherzen (Film) 63

Arbeitsgebiet 6

Physiologie des Kreislaufs

Kr 1 Palpation der Pulswelle bei Hund, Rind und Ziege 65

Kr 2 Messung des Blutdruckes beim Menschen 67

Kr 3 Pulsfrequenz und Blutdruck bei Belastung (Ergometrie) 68

Kr 4 Funktionsprüfung des Kreislaufs nach Schellong 70

Kr 5 Kreislaufversuch am narkotisierten Kanninchen (Film) 72

VIII

Seite

Arbeitsgebiet 7

Atmungsphysiologie

Vorbemerkungen 76

At 1 Bestimmung der Atmungsvolumina, des Atemzeit- 78 volumens und der Vitalkapazität

At 2 Bestimmung des Atemgrenzwertes 83

At 3 Bestimmung der 1-Sekunden-Ausatmungskapazität (ESK, Tiffenau-Test) 85

At 4 Spiroergometrie 87

At 5 CO2-Rückatmung 93

Arbeitsgebiet 8

Sinnesphysiologie

Si 1 Astigmatismus 95

Si 2 Bestimmung der Sehschärfe 97

Si 3 Bestimmung der Akkommodationsbreite 100

Si 4 Bestimmung des Monokularen Gesichtsfeldes 102

Si 5 Beobachtung der eigenen Netzhautgefäße (nach Purkinje) 105

Si 6 Augenspiegel 106

IX

Seite

Si 7 Adspektion des Trommelfells 108

Si 8 Richtungshören 110

Si 9 Knochenleitung 114

Si 10 Bestimmung der Hörschwellenkurve 115

Si 11 Nystagmus und der statische Sinn 118

Arbeitsgebiet 9

Vo 1 Pansenstoffwechsel in vitro 121

Vo 2 Vormagenmotorik, Panstoffwechsel in vivo 129

Arbeitsgebiet 10

Er 1 Stärkeverdauung 132

Er 2 Glucoseresorption 134

Er 3 Glucosetransport in vitro 138

A r b e i t s g e b i e t 1 u n d 2

- 1 -

Das Thema "Physiologie des Blutes" wird in die Arbeitsgebiete "Blut 1" und Blut 2" unterteilt. "Blut 1" behandelt hauptsächlich das rote Blutbild, während "Blut 2" überwiegend das weiße Blutbild zum Thema hat. Dieses wird in den Antestaten entsprechend berücksichtigt (siehe S. 2). Aus praktischen Gründen werden jedoch alle Teilübungen aus "Blut 1" und "2" jeweils an beiden Ü-bungstagen parallel durchgeführt. Sie müssen also den gesamten Inhalt der Übungsanleitung zum Thema Blut schon für den ersten Übungstag dieses Ar-beitsgebietes durcharbeiten!

Physiologie des Blutes

Hämatologische Messgrößen, Definitionen, Einheiten

Bl 1 Blutkörperchensenkungsgeschwindigkeit (BSG)

Bl 2 Bestimmung des Hämatokrits

Bl 3 Bestimmung der Erythrozytenzahl (RBC) und der Leuko-zytenzahl (WBC)

Bl 4 Bestimmung des Hämoglobingehaltes (Hb)

Bl 5 Bestimmung des Eiweißgehaltes im Blutplasma

Bl 6 Bestimmung der Prothrombinzeit (=Quick-Test) als Beispiel für einen partiellen Gerinnungstest

Bl 7 Panoptische Färbung von Blutausstrichen: Mikroskopische Untersuchung (un-)gefärbter Blutausstriche

Bl 8 Differenzieren der Leukozyten

Bl 9 Blutgruppenbestimmung bei Hund und Katze

Literatur

Von Engelhardt/Breves, Physiologie der Haustiere. Kapitel Blut und Abwehr.

Schmidt/Thews, Physiologie des Menschen. Kapitel Funktionen des Blutes Haschke/Diener, Multimedia Physiologie - Ein interaktives Lernprogramm für

Veterinärmedizimer Version. Kapitel Blut.

A r b e i t s g e b i e t 1 u n d 2

- 2 -

Vorbereitung: 1. Woche: - Versuche 1 - 9 - rotes Blutbild

- Physiologische Werte für Pferd/Schaf/Ziege Stichworte: Aufgaben des Blutes, Homöostase, spez. Gewicht, pH-

Wert, Volumen, Blutverlust, Plasma/Serum, Plasmaprotei-ne, Hämoglobin, Hämolyse, Erythrozytose,

2. Woche: - Versuche 1-9

- weißes Blutbild - Gerinnung

Stichworte: Leukozytenarten, Leukozytose, Leukopenie, Aussehen u.

Funktion der verschiedenen Leukozyten, Immunglobuline, Immunisierung, Immunreaktion, Allergie, Blutstillung, Blutgerinnung, exogenes/endogenes System, Fibrinolyse, Gerinnungshemmung.

Taschenrechner mitbringen !

A r b e i t s g e b i e t 1 u n d 2

- 3 -

Tab. 1 Hämatologische Messgrößen, ihre Definitionen und Einheiten

Messgrößen (= Parameter) Einheiten Häufig verw.

Einheit Sl-Einheit

WBC (white blood cells) Anzahl der Leukozyten pro Volumeneinheit Blut

µl-1 l-1

RBC (red blood cells) Anzahl der Erythrozyten pro Volumeneinheit Blut

µl-1 l-1

HB (hemoglobin) Hämoglobinmasse pro Volumenteinheit Blut

g dl-1 mmol l-1

MCV (mean cell volume) Mittleres Zellvolumen der Erythrozyten

µm3 fl

HCT (hematocrit) Prozentualer Volumenan-teil der Erythrozyten am Blut

% l l-1

PTL (platelets) auch PLT Anzahl der Plättchen = Thrombozyten pro Volu-meneinheit Blut

µl-1 l-1

MCH (mean corpuscular Hemoglobin)

Mittlere Hämoglobinmas-se eines Erythrozyten (HbE)

pg fmol

MCHC (mean corpuscular hemoglobin concen-

tration)

Mittlere Hämoglobinmas-se pro Volumeneinheit Zellulärmasse

g dl-1 mmol l-1

Tab. 2 Dezimale Vielfache und dezimale Teile von Einheiten

Faktor Vorsilbe Symbol1012 Tera- T 109 Giga- G 106 Mega- M 103 Kilo- k 102 Hekto- h 101 Deka- da 10-1 Dezi- d 10-2 Zenti- c 10-3 Milli- m 10-6 Mikro- µ 10-9 Nano- n 10-12 Piko- p 10-15 Femto- f 10-18 Atto a

B l 2

- 4 -

Bl 1 Blutkörperchensenkungsgeschwindigkeit (BSG)

Das spezifische Gewicht der Erythrozyten ist höher als des Blutplasmas. Da-her sinken die Zellen in ungerinnbar gemachtem Blut ab. Die Geschwindig-keit, mit der dies geschieht, hängt von der Ballungsfähigkeit der roten Blutzel-len ab. Diese wird gefördert durch bestimmte Plasmaproteine, welche die sus-pensionsstabilisierenden elektrischen Felder zwischen den negativ geladenen Erythrozyten abschwächen. Dementsprechend beobachtet man eine erhöhte Senkungsgeschwindigkeit bei Entzündungen und bei Gewebezerfall.

Bei der BSG gibt es deutliche Speziesunterschiede. In der Humanmedizin verwendet man die Methode nach Westergren mit senkrechter Stellung des Senkungsröhrchens. Man misst dabei, um wie weit sich die Erythrozyten nach 1 und nach 2 Stunden abgesenkt haben. Bei der gesunden Frau sollte die Blutsenkung in der ersten Stunde 6 - 12 mm betragen, beim gesunden Mann 3 - 6 mm. In der Veterinärmedizin setzt man (außer bei Schwein und Pferd) we-gen der sehr langsamen Sedimentation der Erythrozyten eine Schrägsenkung ein. Das bedeutet, dass das Senkungsröhrchen in einem bestimmten Winkel aufgestellt wird (z.B. 60° zur Horizontalen). Dadurch müssen die Erythrozyten nur noch eine kurze Strecke [nämlich maximal den Innendurchmesser des Ka-pillarröhrchens dividiert durch Cosinus (Neigungswinkel)] sedimentieren, be-vor sie an der Glasfläche entlang nach unten gleiten können.

Die Bestimmung der BSG dient als unspezifische Suchreaktion und als Ver-laufskontrolle.

Aufgabenstellung

Die BSG ist als blutkörperchenfreie Plasmasäule in einer Blutsäule 2 Stunden lang zu bestimmen.

Material

Reagenzgläser, Pipetten, Westergren-Senkungspipetten, 2 Senkungsständer, 3,8%ige Natriumcitratlösung, Pferdeblut und Ziegenblut (Blutproben sind mit EDTA ungerinnbar gemacht).

B l 2

- 5 -

Durchführung

Bei der klinischen Anwendung mischt man 0,4 ml einer 3,8%igen Natriumcit-ratlösung mit 1,6 ml frischem Venenblut und zieht von dieser Verdünnung eine 200 mm hohe Blutsäule in einer Senkungspipette auf. Bei uns werden in 3 Reagenzgläsern folgende Mischungen hergestellt:

In das 1. Reagenzglas gibt man 1,6 ml Pferdeblut, in das 2. und 3. Glas je 1,6 ml Schafblut. Anschließend werden in alle drei Gläser 0,4 ml einer 3,8%igen Natriumcitratlösung pipettiert. Vorsichtig umstülpen! Das Blut wird bis zur Marke 0 (200 mm hoch) in die Sedimentationspipette aufgezogen. Je eine Pi-pette mit Pferdeblut und Ziegenblut werden in einen Ständer senkrecht, eine zweite Pipette mit Ziegenblut in einen Ständer zur Schrägsenkung (60o gegen die Senkrechte geneigt) eingespannt.

Die Ablesung erfolgt nach 10, 20, 30, 40, 50, 60, 90 und 120 Minuten.

B l 2

- 6 -

Protokoll

Kurven auf Millimeterpapier zeichnen (siehe nächste Seite), physiologischer Kurvenverlauf und eigene Ergebnisse.

Beurteilung der Ergebnisse (besonders der 60-Minuten- und 120-Minuten-Werte):

B l 2

- 7 -

Bl 2 Bestimmung des Hämatokrits (HKT)

Der Hämatokrit gibt an, welchen Volumenanteil die Blutkörperchen im Blut einnehmen. Etwa 99 % dieses Volumenanteils sind Erythrozyten. Die Be-stimmung des Hämatokrits ist eine Labor-Routinemethode. Zur Beschleuni-gung der Sedimentation werden heparinisierte, mit Blut gefüllte Kapillaren hochtourig zentrifugiert (5 Minuten bei 12000 g). Der Hämatokrit hängt von Zahl und Volumen der Erythrozyten ab. Der Hämatokrit muss immer im Hin-blick auf den Flüssigkeitshaushalt interpretiert werden.

Die Bestimmung von Hämatokrit, Hb-Gehalt und Erythrozytenzahl ergänzen sich wesentlich und liefern zusammen umfassende Daten über das "rote Blut-bild". Daher sollen die Aufgaben Hämatokritbestimmung, Bestimmung der Erythrozytenzahl und Bestimmung des Hämoglobingehaltes jeweils mit dem Blut desselben Individuums durchgeführt werden.

Aufgabenstellung

Der Volumenanteil der Blutkörperchen im Blut ist mit Hilfe der Mikrohäma-tokrit-Methode zu bestimmen und in l Blutkörperchen pro l Blut anzugeben.

Material

Hämatokrit-Zentrifuge, Normogramm, Kapillarröhrchen, Plastilin, Blut von Pferd oder Ziege.

Durchführung

Zwei Kapillarröhrchen werden mit Blut zu 4/5 gefüllt. (Das Röhrchen mög-lichst waagerecht halten!). Das untere Ende der Kapillare wird mit Plastilin verschlossen. Dann werden diese so in gegenüberliegende Rillen des Zentrifu-gentellers gelegt, dass das Plastilin außen zu liegen kommt. Zentrifugiert wird 5 Minuten lang bei 11000 U min-1 (entspricht 12000 x g). (Der Geschwindig-keitsschalter der Zentrifuge muss vor Betriebsbeginn auf Null gestellt wer-den!) Danach werden die Röhrchen unter Anwendung des vorhandenen Nor-mogramms (vgl. Abb.) folgendermaßen ausgewertet: Das Kapillarröhrchen wird so weit über das Normogramm geschoben, bis die gesamte Flüssigkeits-säule gerade zwischen der oberen und der unteren Begrenzungslinie (100 % und 0 %) liegt. Das mit Plastilin verschlossene Kapillarende soll dabei auf die Null-Linie weisen. Der mit der Trennlinie zwischen Erythrozytenschicht und Plasma übereinstimmende Teilstrich gibt dann den Hämatokrit in % an.

B l 2

- 8 -

Normogramm mit Kapillarröhrchen

Protokoll

Physiologische Werte:

Pferd Ziege

HKT

l l-1l

Tierart:

Hämatokrit: % = l l-1 Beurteilung des Ergebnisses:

B l 3

- 9 -

Bl 3 Bestimmung der Erythrozytenzahl (RBC) und der Leukozyten-zahl(WBC)

a) Bestimmung der Erythrozytenzahl (RBC)

Die Zählung der roten Blutkörperchen wird bei uns in einer Bürker-Zählkammer (Abb. 2a) mit bekannter Flächeneinteilung und Tiefe vorge-nommen. Das Blut wird dazu mit Hayem'scher Lösung (Quecksilberchlorid, Natriumchlorid, Natriumsulfat) auf 1 : 200 verdünnt. Die Verdünnungsflüs-sigkeit ist isotonisch und wirkt durch den HgCl2-Anteil fixierend. Aus der mittleren Zahl der Erythrozyten in einem Zählquadrat und der Verdünnung lässt sich die Zahl der Erythrozyten pro l Blut berechnen.

Aufgabenstellung

In einer Blutprobe ist die Erythrozytenzahl zu ermitteln und in pro l Blut an-zugeben.

Material

Mikroskop, Zählkammer, Deckgläser, Erythrozyten-Mischpipette (rote Perle im Bauch), Schlauch, Mundstück, Hayem'sche Lösung, Blut wie bei B 4.

Durchführung

Zunächst orientieren wir uns mit bloßem Auge über die Lage der Zählfelder in der Kammer (Abb. 1). Nach dem Reinigen der Kammer mit einem sauberen Tuch wird ein Deckglas auf die beiden um 0,1 mm höheren Seitenteile aufge-legt und durch zwei Klammern angedrückt (Abb. 2b). Das Deckglas muss der Kammer so fest anhaften, dass auf den Haftstellen Newton'sche Ringe zu se-hen sind. Nun wird die Erythrozyten-Mischpipette mit Saugschlauch und ein Papiertuch zum Abwischen bereitgelegt.

Nach Aufsaugen von Blut bis zur Marke 0,5 in der Mischpipette (Abb. 2c) wird diese außen vorsichtig abgewischt. Durch Nachziehen von Hayem'scher Verdünnungslösung bis zur Marke 101 entsteht eine 200-fache Verdünnung. Beim Aufziehen des Blutes und der Verdünnungsflüssigkeit zügig arbeiten und darauf achten, dass keine Gerinnsel oder Luftblasen entstehen! Durch ca. 2 Minuten langes Kippen wird das Blut sorgfältig mit der Verdünnungsflüs-sigkeit vermischt. Nach Verwerfen der ersten Tropfen bringt man mit der Pi-pette je einen Tropfen an die Ränder des Deckglases und lässt ihn durch

B l 3

- 10 -

Kapillarkräfte einziehen. Zuviel Flüssigkeit mit Papier absaugen! Nach 2 Minuten haben sich die Erythrozyten abgesetzt. Die mikroskopische Zäh-lung mit dem Objektiv 1 : 40 erfolgt üblicherweise in 80 kleinen Quadraten, 40 je Zählfeld. Man beginnt in der linken oberen Ecke des Zählfeldes. Nur diejenigen Zellen, die frei innerhalb des Quadrates liegen oder die linke oder die obere Seite von innen oder von außen berühren oder auf diesen Seiten lie-gen, werden berücksichtigt. Nicht berücksichtigt werden solche Erythrozyten, die entweder auf der unteren oder rechten Begrenzungslinie liegen oder diese von außen bzw. innen berühren (Abb. 2 d und e). Aus Zeitgründen sollen bei uns nur insgesamt 40 Quadrate gezählt werden (zum Weiterrechnen Multipli-

kation mit 2).

Abb. 1 Netzteilung nach Bürker

0,2 0,2 0,2 0,2

1 mm

Kleines Quadrat Großes Quadrat

B l 3

- 11 -

Abb. 2 Zählkammer nach Bürker. a: von oben, b: von der Seite, c: Mischpi-pette, d: Ausschnitt aus einem der Zählfelder, e: kleines Quadrat

B l 3

- 12 -

Protokoll

Physiologische Werte:

Pferd Ziege

Erythrozytenzahl

pro l

Tierart:

I. Zählfeld

1. Reihe ( 6 kleine Quadrate): 2. Reihe ( 7 kleine Quadrate): 3. Reihe ( 7 kleine Quadrate):

II. Zählfeld

1. Reihe ( 6 kleine Quadrate): 2. Reihe ( 7 kleine Quadrate): 3. Reihe ( 7 kleine Quadrate):

______________ x2 *)

Erythrozyten in 80 kleinen Quadraten: ______________

Berechnung der in 1 l Blut enthaltenen Erythrozyten:

Kammertiefe = 0,1 mm Fläche eines kleinen Quadrates = 1/400 mm2 (= 0,0025mm2) Verdünnung = 1 : 200 Zahl der Quadrate = 80 gezählte Erythrozyten x 10 x 400 x 200 Erythrozytenzahl = ______________________________________ µl-1 80

B l 3

- 13 -

= pro µl Blut

= pro l Blut

Beurteilung des Ergebnisses:

*)Anmerkung: In der Praxis wird die doppelte Anzahl an Quadraten (80) ausgezählt (hier aus Zeitgründen die Hälfte); deswegen muss die ausgezählte Summe vor dem Weiterrechnen mit Zwei multipliziert werden (Korrekturfaktor).

b) Bestimmung der Leukozytenzahl (WBC)

Für die Leukozytenzählung ergibt sich im Prinzip die gleiche Arbeitsweise

wie für die Erythrozytenzählung. Jedoch verdünnt man wegen der geringeren

Zahl der Leukozyten nur 10-fach, und es werden mehr und größere Quadrate

ausgezählt. Die in der Verdünnungsflüssigkeit (Türk'sche Lösung) enthaltene

Essigsäure hämolysiert die Erythrozyten, während durch Gentianaviolett die

Leukozyten schwach angefärbt werden.

Aufgabenstellung

In einer Blutprobe ist die Leukozytenzahl zu bestimmen und in pro l Blut an-

zugeben.

B l 3

- 14 -

Material

Mikroskop, Zählkammer, Deckgläser, Leukozyten-Mischpipette (weiße Perle

im Bauch), Schlauch, Mundstück, Türk'sche Lösung, Blut von Pferd oder

Schaf bzw. Ziege.

Durchführung

Nach dem Reinigen der Bürker-Kammer wird ein Deckglas auf die Seitenteile

aufgelegt und mit beiden Klammern angedrückt, bis Newton'sche Ringe auf-

treten. Nun werden die Leukozyten-Mischpipette mit Saugschlauch und ein

Papiertuch bereitgelegt. Nach Aufsaugen des Blutes bis zur Marke 1,0 der

Mischpipette wird diese außen vorsichtig abgewischt. Durch Nachziehen von

Türk'scher Lösung bis zur Marke 11,0 entsteht eine 10-fache Verdünnung.

Beim Aufziehen des Blutes und der Verdünnungsflüssigkeit zügig arbeiten

und darauf achten, dass keine Gerinnsel und Luftblasen entstehen! Durch vor-

sichtiges Kippen der Mischpipette für ca. 2 Minuten wird das Blut sorgfältig

mit der Verdünnungsflüssigkeit vermischt. Nach Verwerfen der ersten Trop-

fen bringt man mit der Pipette je einen Tropfen der Verdünnung an die Ränder

des Deckglases und lässt die Flüssigkeit durch Kapillarkräfte einziehen. Zu-

viel Flüssigkeit mit Papier absaugen! Nach 2 Minuten haben sich die Leuko-

zyten abgesetzt. Die Zählung unter dem Mikroskop mit Objektiv 1 : 40 erfolgt

üblicherweise in 144 großen Quadraten, 72 je Zählfeld. Wir beginnen in der

linken oberen Ecke des Zählfeldes. Aus Zeitgründen sollen bei uns nur insge-

samt 72 Quadrate gezählt werden, 36 pro Zählfeld.

B l 3

- 15 -

Protokoll

Tierart:

I. Zählfeld

1. Reihe (12 große Quadrate):

2. Reihe (12 große Quadrate):

3. Reihe (12 große Quadrate):

II. Zählfeld

1. Reihe (12 große Quadrate):

2. Reihe (12 große Quadrate):

3. Reihe (12 große Quadrate):

____________x2 *) siehe Anmerkung B4!

gezählte Leukozyten in 144 Quadraten: ____________

B l 3

- 16 -

Berechnung der in 1 l Blut enthaltenen Leukozytenzahl:

Kammertiefe 0,1 mm

Fläche des Zählquadrates 1/25 mm2

Verdünnung 1 : 10

Zahl der Quadrate 144

gezählte Leukozyten x 10 x 25 x 10 Leukozytenzahl = ________________________________ µl-1 144

= pro µl Blut

= pro l Blut

Physiologische Werte:

Pferd Ziege

Leukozytenzahl

pro l

Beurteilung des Ergebnisses:

B l 4

- 17 -

Bl 4 Bestimmung des Hämoglobingehaltes (Hb)

Der Hämoglobingehalt des Blutes wird nach der Hämiglobincyanid-Methode bestimmt. Hämoglobin (Hb) wird durch Kaliumhexacyanoferrat zu Hämiglo-bin oxydiert. Dieses reagiert mit Kaliumzyanid unter Bildung von Hämiglo-bincyanid, das eine hohe Stabilität besitzt und zur photometrischen Konzentra-tionsbestimmung gut geeignet ist. Neben Hämoglobin werden auch Oxyhä-moglobin, CO-Hämoglobin und Hämiglobin von der sog. Transformationslö-sung in Hämiglobincyanid überführt und damit quantitativ erfasst.

Aufgabenstellung

Der Hämoglobingehalt des Blutes ist nach der Hämoglobinzyanidmethode zu bestimmen und in g Hb pro l Blut anzugeben und zu beurteilen.

Material

Photometer (der Firma Lange), Filter (560 nm), Küvetten, Reagenzgläser, Ep-pendorfpipetten, Pipettenspitzen, Pipettierhilfen (Dispensetten), Transformati-onslösung (die Transformationslösung enthält auf 1000 ml Aqua dest. 0,2 g K3[Fe(CN)6] und 0,2 g KCN), Blut.

Durchführung

Handhabung der Dispensetten (Pipettierhilfen):

Mit der Arretierschraube ist das benötigte Volumen auf der Zylinderhülse ein-gestellt. Vor Gebrauch muss der Zylinder entlüftet werden. Die Luftblasen werden durch einige Kolbenhübe entfernt! Zum Ansaugen wird der Kolben langsam bis zum Anschlag hochgezogen. Danach wird ein Gefäß unter die Ausstoßkanüle gehalten und der Kolben langsam hinuntergedrückt.

In ein Reagenzglas füllt man mit der Pipettierhilfe 5,0 ml Transformationslö-sung (Achtung giftig! Ausschließlich mit Pipettierhilfe pipettieren!) und gibt mit einer Eppendorfpipette (Handhabung s. B 5) 20 µl Blut dazu. Man mischt die Flüssigkeit durch Umstülpen des mit Parafilm verschlossenen Reagenzgla-ses, füllt sie in eine Küvette und wartet 3 Minuten, bis gemessen werden kann.

B l 4

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Während der 3 min Wartezeit gibt man den Faktor 416 (für Hämoglobinbe-stimmung) ein und drückt die Taste ↑

Nun wird die Eichlösung (5 ml Aqua dest.) in einer Rundküvette in den Strah-lengang eingesetzt:

Taste Null drücken ----> Anzeige 0 (= Eingabe des Leerwertes für das

Photometer).

Nach den 3 min Wartezeit wird nun die Messprobe eingesetzt und die Taste

Ergebnismit Faktor gedrückt -----> Anzeige: g Hämoglobin pro l.

Protokoll

Physiologische Werte:

Pferd Ziege

Hb

g l-1 Blut

Tierart:

Ergebnis: g Hb l-1 Blut

Beurteilung des Ergebnisses:

B l 4

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Sekundäre Messgrößen des roten Blutbildes:

Hämoglobingehalt (g l-1) MCHC = = g l-1 Hämatokritwert (l l-1)

Hämoglobingehalt (g l-1) MCH = = g (1 g = 1012 falls Umrechnung in pg erwünscht) Ery-Zahl (l-1) Hämatokritwert (l l-1) MCV = = l (1 l = 1015 fl, falls Umrechnung in fl erwünscht) Ery-Zahl (l-1)

Gesamtbeurteilung des roten Blutbildes:

B l 5

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Bl 5 Bestimmung des Eiweißgehaltes im Blutplasma

Ermittlung des Plasma-Eiweißgehaltes mit der Biuret-Methode (photomet-risch)

Proteine und Peptide bilden in alkalischer Lösung mit Kupferionen einen vio-letten Farbkomplex (Biuret-Reaktion). Die Reaktion ist spezifisch für Peptid-bindungen. Sie eignet sich auch zur quantitativen photometrischen Bestim-mung der Proteinkonzentration, da das Ausmaß der Farbstoffbildung mit dem Eiweißgehalt korreliert. Das Biuret-Reagens enthält K-Na-Tartrat, KJ, CuSO4 und NaOH.

Aufgabenstellung

Der Eiweißgehalt im Blutplasma ist unter Anwendung der Biuret-Methode photometrisch zu bestimmen und in g Eiweiß pro l Blutplasma anzugeben.

Material

Photometer der Firma Lange, Filter (560 nm), Küvetten, Reagenzgläser, Ep-pendorfpipetten und Pipettenspitzen, Biuretreagenz, 0,9%ige Kochsalzlösung, Wasserbad (37° C), Plasma von Schaf und Pferd.

Durchführung

Handhabung der Eppendorfpipetten:

Füllen: Zuerst wird immer eine Pipettenspitze aufgesetzt (ohne Spitze darf keine Flüssigkeit angesaugt werden)! Der Bedienungsknopf wird bis zum ers-ten Anschlag (bis zum farbigen Ring) hinuntergedrückt und die Pipettenspitze 2 bis 3 mm in die Flüssigkeit eingetaucht. Dann lässt man den Bedienungs-knopf langsam bis zum Anschlag zurückgleiten.

Entleeren: Die Pipettenspitze wird gegen die Gefäßwand gehalten und der Bedienungsknopf wird langsam zum ersten Anschlag bewegt. Danach wird der Knopf zum Endanschlag durchgedrückt, die Pipette aus dem Gefäß geho-ben und erst dann der Knopf langsam losgelassen.

In zwei Reagenzgläser füllt man je 2,5 ml 0,9%ige Kochsalzlösung und 2,5 ml Biuretreagenz. Das eine Glas enthält die Eichlösung, in das andere Glas gibt man 50 µl Plasma (kein Vollblut!) dazu. Man mischt die Flüssigkeiten

B l 5

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durch Umstülpen der mit Parafilm verschlossenen Gläser. Die plasmahaltige Lösung wird für 10 Minuten in das Wasserbad gestellt.

Während der 10 min Wartezeit gibt man den Faktor 350 (für Eiweißbestim-mung) ein und drückt die Taste ↑. Nun wird die Leerwert-Lösung (2,5 ml 0,9%ige Kochsalzlösung und 2,5 ml Biuretreagens) in eine Rundküvette ge-füllt und in den Strahlengang eingesetzt:

Taste drücken → Anzeige 0 (= Eingabe des Leerwerts für den Photome-ter).

Nach Ablauf der 10minütigen Wartezeit wird die Messprobe aus dem Wasser-bad genommen, sofort in eine Küvette gefüllt, eingesetzt und die Taste

Ergebnismit Faktor gedrückt → Anzeige: g Eiweiß pro l

Protokoll

Physiologische Werte:

Pferd Schaf

g Eiweiß pro l Blutplasma

Tierart:

Ergebnis: g Eiweiß pro l Blutplasma

Beurteilung des Ergebnisses:

B l 6

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Bl 6 Bestimmung der Prothrombinzeit (=Quick-Test) als Beispiel für ei-nen partiellen Gerinnungstest

Der Vorgang der Blutgerinnung, der zu Fibrinbildung und -vernetzung führt, wird maßgeblich beeinflusst

- einerseits durch eine Vielzahl von Gerinnungsfaktoren, bei deren pathologi-schem Mangel es zu Gerinnungsstörungen kommt;

- andererseits durch Inhibitoren = Hemmfaktoren, die physiologischerweise eine ausgleichende Rolle im Gerinnungsablauf spielen;

- ferner durch die besondere Rolle der Thrombozyten.

Aufgabe:

Bestimmung der Thromboplastinzeit in Schaf-, Ziegen- oder Pferdeplasma

Prinzip:

Dem zu testenden Citratplasma wird mit der Recalzifizierung mittels Ca2+-Zusatz zugleich Gewebsthromboplastin (jetzige Bezeichnung Gerinnungsfak-tor III) im Überschuss zugesetzt.

Dadurch gerinnt das Plasma innerhalb einer bestimmten Zeit = Throm-boplastinzeit (TPZ). Diese TPZ erfasst die Gerinnungsfaktoren des exogenen Systems, vor allem die Vitamin-K-abhängigen Faktoren II (Prothrombin), VII, IX und X (mit Einschränkung auch Faktor V und Fibrinogen).

Material:

Calcium-Thromboplastin (Thromboplastin, CaCl2 [11,25 mmol l-1]), Citrat-plasma, Platin-Öse, Eppendorfpipetten und Pipettenspitzen, Eppendorf-Reaktionsgefäße, Wasserbad (37°C).

Durchführung:

1. In drei Eppendorfgefäße wird jeweils 0,1 ml des zu prüfenden Citratplas-mas pipettiert.

B l 6

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2. Zum ersten Eppendorfgefäß im Wasserbad wird 0,2 ml Ca-Thromboplastin-Gebrauchsreagenz zugesetzt.

S O F O R T die Stoppuhr einschalten!

3. Die Platin-Öse wird in periodischen Abständen durch das Reaktionsge-misch auf- und abgezogen. Der Zeitpunkt, zu dem der erste Fibrinfaden an der Öse hängenbleibt (bei seitlicher Beleuchtung beobachtet), gilt als Ein-tritt der Gerinnung.

4. Errechnen des arithmetischen Mittelwertes von 3 Bestimmungen:

5. Beurteilung des Ergebnisses:

Versuch 1 2 3

Zeit (s).

B l 7

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Bl 7 Panoptische Färbung von Blutausstrichen; Mikroskopische Unter-suchung ungefärbter Blutausstriche

Zur Färbung der Blutausstriche kommen saure und basische Farbstoffe, meist als Farbstoffgemische, zur Anwendung. Die Differenzierungsmöglichkeit be-steht im unterschiedlichen färberischen Verhalten der einzelnen Zellbestand-teile verschiedenen Farbstoffen gegenüber. So werden Erythrozyten und be-stimmte Leukozytengranula durch saure Farbstoffe, die Kernsubstanz, das Protoplasma sowie andere Leukozytengranula durch basische Farbstoffe ver-schieden intensiv gefärbt.

Aufgabenstellung

Es sind 5 Blutausstriche pro Arbeitsgruppe anzufertigen und 3 davon nach der panoptischen Methode nach PAPPENHEIM zu färben. Daneben ist ein unge-färbter Ausstrich mikroskopisch zu untersuchen.

Material

Mikroskop, Immersionsöl, Objektträger, geschliffenes Ausstrichglas, Färbebecken mit Färbebank, Färbepinzette, May-Grünwald-Lösung, Giemsa-Lösung, Messzylinder, Aqua dest., Blut.

Durchführung

Es werden 5 Blutausstriche folgendermaßen angefertigt: Ein Bluttropfen auf die rechte Seite eines Objektträgers bringen. Das Ausstrichglas hält man zwi-schen Daumen und Zeigefinger der rechten Hand und setzt es in einem Winkel von mindestens 45° etwa in der Mitte des auf dem Tisch liegenden Objektträ-gers auf (vgl. Abb. 3,4).

B l 7

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Abb. 3

Nun zieht man es an den Tropfen heran. Wenn der Tropfen sich an der Aus-strichkante verteilt hat, wird das Ausstrichglas zügig nach links über den Ob-jektträger geschoben, so dass ein gleichmäßig dünner Film gezogen wird.

Abb. 4

Den Ausstrich anschließend auf den Handrücken legen und vorsichtig darü-berblasen, damit der Film schnell trocknet und die Zellen gut erhalten bleiben.

Achtung! Bei zu schnellem Ausstreichen wird der Ausstrich zu ungleichmäßig und zu dünn. Erfolgt das Ausstreichen zu langsam, besteht die Gefahr, dass die Erythrozyten Stechapfelform annehmen oder zusammenkleben.

Die drei besten Ausstriche werden nach der Methode von PAPPENHEIM ge-färbt. Diese panoptische Färbung ist eine kombinierte May-Grünwald-Giemsa-Färbung. Die May-Grünwald-Farblösung enthält eosinsaures Methy-lenblau in Methylalkohol. Methylalkohol dient als Fixierungsmittel. Die Giemsa-Farblösung enthält Methylenazur, Methylenviolett, Methylenblau und Eosin, gelöst in Methanol und Glyzerin. Zur Färbung werden die lufttrockenen Präparate so auf die Färbebank gelegt, dass sie sich nicht berühren.

B l 7

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1. May-Grünwald-Lösung reichlich auftropfen 3 Min. und einwirken lassen (Fixierung) 2. Nicht abkippen, sondern mit Aqua dest. 1 Min. 1 : 1 verdünnen (Färben) 3. Farblösung abgießen und sofort 4. frisch verdünnte Giemsa-Lösung auftropfen 15 Min. (10 ml Wasser + 10 Tropfen Giemsa-Lösung) 5. Abspülen mit Aqua dest. und Reinigen der Glasunterseite. 6. Objektträger senkrecht stellen und an der Luft trocknen lassen

Achtung! Es muss immer soviel Farblösung auf den Objektträger gegeben werden, dass dieser vollständig davon bedeckt ist. Die Farben dürfen nicht eintrocknen, evt. Farblösung nachgeben!

Mikroskopische Untersuchung

Es wird ein ungefärbter Blutausstrich mit dem Objektiv 1 : 40 untersucht; hierbei besonders auf die Gleichmäßigkeit, Größe (Mikrozyten, Makrozyten, Normozyten) und Form der Erythrozyten achten.

Protokoll

Tierart:

Erythrozyten:

B l 8

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Bl 8 Differenzieren der Leukozyten

Im gefärbten Blutausstrich werden 100 Leukozyten differenziert. Das zahlen-mäßige Ergebnis ist der prozentuale Anteil der einzelnen Leukozytenarten, das sog. Differentialblutbild. Das Differentialblutbild, auch weißes Blutbild oder Leukozytenverteilung genannt, ist für die Diagnose und für die Verlaufskon-trolle der verschiedensten Erkrankungen von großem Interesse.

Aufgabenstellung

In einem gefärbten Blutausstrich sind 100 Leukozyten zu differenzieren und die prozentualen Anteile der einzelnen Leukozytenarten zu ermitteln.

Material

Mikroskop, Immersionsöl, gefärbter Blutausstrich, Blaufilter.

Durchführung

Die gefärbten Ausstriche aus der panoptischen Färbung werden unter Anwen-dung der Ölimmersion auf Beschaffenheit der Erythrozyten, Thrombozyten und Leukozyten untersucht und verglichen. Ölimmersion nur bei den mit "Öl" gekennzeichneten Objektiven der Eigenvergrößerung 1 : 100 anwenden! Dazu gibt man einen Tropfen Immersionsöl auf den Ausstrich und taucht die Front-linse unter seitlicher Kontrolle vorsichtig in den Öltropfen ein. Die verschie-denen Granulozyten und Lymphozyten sowie die Monozyten sind zu bestim-men. Man untersucht den Objektträger mäanderförmig (vgl. Abb. 6 auf Seite 36), definiert die Leukozyten jedes Gesichtsfeldes und trägt das Ergebnis in eine Tabelle (Abb. 5) ein. Es ist zweckmäßig, zunächst eine Strichtabelle zu führen und dann aus dieser die Prozentwerte zu ermitteln. Aus zeitlichen Gründen werden nur 50 Leukozyten ausgezählt.

B l 8

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Protokoll

Tierart:

Abb. 5 Tabelle zur Ermittlung des Differentialblutbildes

B l 8

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Abb. 6 Mäander

Physiologische Werte (in %)

Lymphozyten Monozyten Neutrophile Eosinophile Basophile

Pferd

Schaf

Beurteilung des Ergebnisses:

B l 9

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Bl 9 Blutgruppenbestimmung bei Katze und Hund

Das AB-Blutgruppensystem der Katze besteht aus 3 Blutgruppen: Typ A, der weitaus am häufigsten vorkommt, dem eher seltenen Typ B und dem extrem seltenen Typ AB. Bei Katzen sind natürlich vorkommende Antikörper gegen die Blutgruppe, die ihnen fehlt, vorhanden. Diese sogenannten Allo- oder Iso-antikörper können in vitro einfach anhand einer Hämagglutinationsreaktion bestimmt werden. Typ B Katzen haben sehr starke Antikörper (Hämagglutini-ne und Hämolysine) gegen Typ A-Erythrozyten. Hingegen besitzen Typ A-Katzen nur schwache Anti-B-Alloantikörper mit niedrigen Titern gegen Typ B-Erythrozyten. In den ersten Lebenswochen bilden Katzenwelpen noch keine Antikörper gegen die andere Blutgruppe. Erst nach etwa 12 Wochen sind An-tikörpertiter ähnlich wie beim adulten Tier zu finden. Plasma vom Typ AB-Katzen jeden Alters enthält keine Blutgruppenantikörper.

Beim Hund sind bisher mehr als 12 verschiedene Blutgruppen beschrieben, die mit DEA (Dod Erythrocyte Antigen) gefolgt von einer Nummer gekenn-zeichnet sind. Ein Hund kann für jede dieser Blutgruppen positiv oder negativ sein. Eine Ausnahme bildet das DEA 1-System, da es sich aus den verschie-denen Allelen DEA 1.1 (A1), DEA 1.2 (A2) und DEA 1.3 (A3) zusammen-setzt. Im Gegensatz zu Mensch und Katze haben Hunde keine klinisch bedeut-samen natürlich vorkommenden Antikörper gegen andere Blutgruppen. Daher ist bei einer Ersttransfusion von nicht typisiertem Blut nicht mit akuten hämo-lytischen Reaktionen zu rechnen. Von klinischer Bedeutung ist insbesondere die Blutgruppe DEA 1.1, da sie am stärksten antigen wirkt. Bei Transfusion eines DEA 1.1-negativen Hundes mit DEA 1.1-positivem Blut kann es zu hä-molytischen Transfusionsreaktionen kommen. Um eine Sensibilisierung zu vermeiden, sollten DEA 1.1-negative Hunde daher nur DEA 1.1-negatives Blut erhalten, während DEA 1.1-positive Tiere mit positivem oder negativem Blut transfundiert werden können.

Aufgabenstellung

Stellen Sie fest, ob es sich bei der Blutprobe eines Hundes DEA 1.1-positives oder –negatives Blut handelt.

Material

Blut von Hunden, Rapid Vet® H Canine 1.1, Sanofi-Ceva Test-Kit

B l 9

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Durchführung

Plazieren Sie die Testkarte auf einer glatten Fläche. Entnehmen Sie einen Tropfen Testlösung (50 µl) aus der Vorratsflasche und pipettieren Sie diesen in die Vertiefung mit der Aufschrift „Auto-Agglutination Saline Screen“. As-pirieren Sie mit einer Pipette eine kleine Menge Blut und pipettieren Sie einen Blutstropfen (50 µl) ebenfalls in diese Vertiefung („Auto-Agglutination Saline Screen“). Diese Vertiefung enthält kein Reagenz. Verteilen Sie ca. 10 Sekun-den lang mit Hilfe eines Rührstäbchens die Probe gleichmäßig in der Vertie-fung. Dieser Vorabtest dient zur Überprüfung auf Auto-Agglutinationsreaktionen, was bei ca. 6% erkrankter Hunde vorkommt. Falls Agglutination beobachtet wird, muß der Test abgebrochen werden. Pipettieren Sie nun jeweils 50 µl Testlösung in die übrigen Vertiefungen der Platte. Mit Hilfe dieser Lösung wird das in den Vertiefungen in lyophilisierter Form vor-liegende Material rekonstituiert. Pipettieren Sie 50 µl „Positive Control“ in die Vertiefung mit der Aufschrift „DEA 1.1 Positive Control“. Verteilen Sie mit einem neuen Rührstäbchen das Material gleichmäßig in der ganzen Vertie-fung. Pipettieren Sie nun 50 µl Blut des Hundes in die Vertiefung mit der Auf-schrift „Patient Test“. Verteilen Sie Probe mit einem neuen Rührstäbchen ca. 10 Sekunden lang gleichmäßig in der ganzen Vertiefung. Schwenken Sie die Testkarte vosichtig ca. 2 Minuten lang, um sicherzustellen, dass sich Reagenz und Probe optimal vermischen.

N e 1

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Neurophysiologie

Ne 1 Diffusionspotential, Nernst-Gleichung, Goldman-Gleichung (Com-putersimulation)

Ne 2 Herstellung eines Muskel-Nerv-Präparates vom Frosch (Film)

Ne 3 Versuch am isolierten Nervus ischiadicus des Frosches mittels Com-putersimulation

Ne 4 Bestimmung der Nervenleitgeschwindigkeit eines sensiblen Nerven im Eigenversuch

Ne 5 Reflexe am Hund - Theoretischer Exkurs mit Demonstration (fakul-tativ)

Literatur für Ne 1 – Ne 4

Von Engelhardt/Breves, Physiologie der Haustiere. Kapitel Grundlagen der Zellphysiologie, Allgemeine Neurophysiologie.

Schmidt/Thews: Physiologie des Menschen. Kapitel Grundlagen der Zellphysiologie, Informationsvermittlung durch e-lektrische Erregung Erregungsübertragung von Zelle zu Zelle

Haschke/Diener. Multimedia Physiologie - Ein interaktives Lernprogramm für Veterinärmediziner. Kapitel Nerv.

Literatur für Ne 5 (fakulativ! Zur vertiefenden Vorbereitung falls ge-wünscht)

Vandevelde/Jaggy/Lang: Veterinärmedizinische Neurologie. Ein Leitfaden für Studium u. Praxis

Stichworte: Transport, Diffusion, Permeabilität, Leitfähigkeit, Diffusions-, Ruhe-, Aktionspotential, Nernst-Gleichung, Goldman-Gleichung, Ionenkanä-le, relative und absolute Refraktärphase, Reizschwelle, Erregungsleitung, mo-nophasisches und biphasisches Summenaktionspotential, gemischter Nerv, Alles-oder-Nichts-Gesetz, Patch-Clamp-Methode, Klassifikation der Nerven-fasern, Synapse, Endplattenpotential, Überträgerstoff.

N e 1

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Ne 1 Diffusionspotential, Nernst-Gleichung, Goldman-Gleichung

Im ersten Teil der Übungen werden die Begriffe Diffusionspotential (Nernst-Gleichung) und Gleichgewichtspotential (Goldman-Gleichung) diskutiert.

An Zellen beobachtet man das Phänomen, dass an der Zellmembran eine e-lektrische Potentialdifferenz anliegt, die man als Membranpotential bezeich-net. Diese Spannung entsteht als Diffusionspotential, welches sich durch die unterschiedlich schnelle Diffusion von Ionen durch die Membran und die a-symmetrische Ionenverteilung auf beiden Seiten der Zellmembran aufbaut. Im Gleichgewichtszustand gilt, dass die elektrische Potentialdifferenz E gerade so groß ist, dass der Unterschied im chemischen Potential zwischen Intra- und Extrazellärraum durch die elektrische Spannung an der Membran ausgegli-chen wird. Bei dem sich einstellenden Gleichgewichtspotential gilt, dass der Nettostrom des jeweiligen Ions durch die Membran null beträgt. Die Lage des Gleichgewichtspotentials lässt sich mit Hilfe der Nernst-Gleichung berech-nen:

R∗T [Ion]a EGleichgewicht = _____ ∗ ln ______ z∗F [Ion]i

E = Potential (V) R = Allgemeine Gaskonstante (8,314 J ∗ K-1 ∗ mol-1) F = Faraday-Konstante (96487 C ∗ mol-1) z = Wertigkeit des Ions T = Temperatur (in Kelvin, 310 K = 37° C) [Ion]a = Extrazelluläre Konzentration (mol ∗ l-1) [Ion]i = Intrazelluläre Konzentration (mol ∗ l-1)

Bei der Entstehung des Membranpotentials spielen die Konzentrationsgradien-ten zwischen der extrazellulären und der intrazellulären Flüssigkeit sowie die Permeabilitäten für alle Ionen eine Rolle, für die Zellmembran durchlässig ist. Das sind unter physiologischen Bedingungen in der Hauptsache Na+, K+ und Cl¯. Dieser Tatsache trägt die Goldman-Gleichung Rechnung, in der als zusätzlicher Term im Vergleich zur Nernst-Gleichung die Permeabilität P für die jeweiligen Ionen eingeführt ist:

R•T PK∗[K+]a + PNa∗[Na+]a + PCl∗[Cl-]i E Membran = _____ ln _______________________________ F PK∗[K+]i + PNa∗[Na+]i + PCl∗[Cl-]a

PK, PNa und PCl sind die Membranpermeabilitäten für K+, Na+ und Cl-. Sie werden meist als relatives Maß, bezogen auf K+, angegeben. So gilt an vielen Zellen PK = 1, PNa = 0,01 und PCl = 0,01. Das heißt z.B., dass Na+ bei glei-

N e 1

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chen Konzentrationsgradienten unter Ruhebedingungen 100-fach langsamer durch die Membran permeiert als K+.

Anhand einer Computersimulation mit dem Programm Mem_Pot wird die Be-deutung der Nernst- und der Goldman-Gleichung erarbeitet. Das Programm erlaubt es, die intra- und extrazelluläre Konzentration von K+, Na+ und Cl- sowie die Permeabilität der Membran für diese drei Ionen zu variieren. Au-ßerdem kann der Einfluss der Temperatur untersucht werden. Für jedes Ion wird das jeweilige Gleichgewichtspotential, das sich aus der Nernst-Gleichung ergibt, errechnet. Anhand der Goldman-Gleichung wird außerdem das resul-tierende Membranpotential berechnet.

Folgende Aufgaben sind zu lösen: 1. Wie ändert sich das K+-Gleichgewichtspotential, wenn die extrazelluläre K+-Konzentration zwischen 1 und 130 mmol•l-1 variiert wird ? Die intrazelluläre K+-Konzentration soll dazu konstant auf 130 mmol•l-1 gehalten werden.

Im Bereich < 10 mmol•l-1 Kalium soll die Kaliumkonzentration in 2 mmol•l-1 Schritten variiert werden, im Bereich > 10 mmol•l-1 in 10 mmol•l-1 Schritten.

0

- 2 0

- 4 0

- 6 0

- 1 0 0

- 8 0

- 1 2 0

Pote

ntia

l (m

V)

1 00 2 0 4 0 6 0 1 0 0 1 2 08 0E x t r a z e l lu lä r e K a l iu m k o n z e n t r a t io n ( m m o l / l )

I m B e r e ic h < 1 0 m M K a l iu m s o l l [ K ] in 2 m M - S c h r i t t e n v a r i ie r t w e r d e n , im B e r e ic h > 1 0 m M K a l iu m s o l l [ K ] in 1 0 m M - S c h r i t t e n v a r i ie r t w e r d e n .

N e 1 / 2

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2. Stellen Sie die normale extrazelluläre Kaliumkonzentration wieder ein. Er-höhen Sie die Natriumpermeabilität der Zelle von 1 • 10-12 cm • s-1 auf 50 • 10-12 cm • s-1. Wie ändert sich das Membranpotential ? Wann tritt eine sol-che Situation bei einer Nervenzelle auf ?

3. Stellen Sie wieder die normale Natriumpermeabilität (1 • 10-12 cm • s-1) ein. Erhöhen Sie die Chloridpermeabilität von 0,1 • 10-12 cm • s-1 auf 50 • 10-12 cm • s-1. Wie ändert sich das Membranpotential ? Wann tritt eine solche Situ-ation bei einer Nervenzelle auf ?

Ne 2 Herstellung eines Muskel-Nerv-Präparates vom Frosch (Videofilm)

Im Film wird die klassische Herstellung eines Nerv-Muskel-Präparates vom M. gastrocnemius und N. ischiadicus des Frosches dargestellt.

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Ne 3 Versuch am isolierten Nervus ischiadicus des Frosches mittels Computersimulation

Das Computerprogramm SimNerv (G. Thieme Verlag, Stuttgart, New York, 1995) stellt eine Simulation des sogenannten Frosch-Nerven-Versuches dar. Dieser Versuch soll anhand des Summenaktionspotentials (SAP) des Gesamt-nervs in die Grundlagen der Nervenerregung einführen. Als Präparat dient der große Beinnerv ‘Nervus ischiadicus’ des Frosches. Im simulierten elektrophy-siologischen Labor (”virtuelles Labor”) auf dem Monitor wird der Nerv mit elektrischen Reizen stimuliert. Aus der Reaktion des Nervs auf unterschiedli-che Reize und Reizabfolgen lassen sich Rückschlüsse auf grundlegende Ei-genschaften des Nerven ziehen, wie z.B. Leitungsgeschwindigkeit.

SimNerv statt Tierversuch ?

SimNerv stellt eine Alternative zum klassischen in situ Frosch-Nerven-Versuch dar und übertrifft unter didaktischen Gesichtspunkten diesen Tierver-such - allerdings nur dann, wenn der Schwerpunkt des Versuchs, wie hier auch vorgesehen, auf das Summenaktionspotential gelegt wird. Sobald allerdings die Präparation, der Umgang mit natürlichem Gewebe und der Zusammen-hang zwischen sauberer Präparation und Funktionstüchtigkeit des Gewebes im Vordergrund steht, kann SimNerv lediglich als vernünftige Versuchsvorberei-tung angesehen werden. 1. Elektrophysiologisches Labor Das virtuelle Labor umfasst folgende Bestandteile: Einen Reizgenerator, eine Experimentierkammer, ein Oszilloskop, eine Schale mit zwei Nervenpräpara-ten in Nährlösung und Bindfaden zum Abbinden des Nervs. Der Reizgenerator (Stimulator) dient der Applikation elektrischer Reize. Es handelt sich dabei um Einzel- oder Doppelrechteckimpulse, die in ihrer Dauer, Amplitude und Polarität veränderbar sind. Er verfügt über Schieberegler zur Einstellung der Reizstärke (Amplitude), der Reizdauer (Duration) und der Verzögerung (Delay) beim Doppelreiz ( = Ab-stand zweier Reize in ms = Millisekunden !). Jeder Schieberegler ist mit ei-nem "Multiplier" versehen, mit dessen Wert die oben eingestellten Werte mul-tipliziert werden müssen. Die Experimentierkammer enthält 4 Elektroden (2 Reiz- und 2 Ableitungs-elektroden), ein Lineal und ein Erdungsblech, das von den Elektroden nicht berührt werden darf. Die Elektroden sind farblich gekennzeichnet: Blau ist die Reizkathode (negative Elektrode; hier wird ein Aktionspotential bei Anlegen einer Reizspannung ausgelöst), gelb ist die Reizanode (positive Elektrode); grün und rot sind die Ableitelektroden markiert.

N e 3

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Die Nervenpräparate werden mit der Maus angeklickt (Pfeil bzw. Cursor auf den Nerv bewegen) und mit gedrückter Maustaste in die Kammer eingelegt. Der Reiz wird nach Einstellung der Reizparameter mit dem Schalter "on" (un-ten rechts am Reizgenerator) ausgelöst. Die Registrierung der jeweils zwischen den zwei Ableitungselektroden beste-henden Potentialdifferenz im Verlauf der Versuchszeit erfolgt mittels Oszil-loskop. Das Oszilloskop dient der Sichtbarmachung der Nervenaktivität und der Darstellung des Reizes. Es handelt sich in diesem virtuellen Labor um ein digitales Speicheroszilloskop mit 2 Kanälen und einer verstellbaren Timebase (Zeitachse). Kanal 1 zeigt den elektrischen Reiz in Form eines Rechteckim-pulses, Kanal 2 das zugehörige Summenaktionspotential des Nervs. Um den Rechteckimpuls und das dazugehörige SAP in optimaler Weise dar-zustellen (siehe Bildschirm in der Abbildung), muss über die Drehregler die Kanalempfindlichkeit (Channel 1 = Reiz, Channel 2 = SAP) und die Timebase (Zeitablenkung, x - Achse, in ms) reguliert werden. Mehrfache SAP´s müssen jeweils mit der Taste "Store" (Speichern) auf dem Bildschirm fixiert werden (= Überlagerung mehrerer SAP´s).

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Wie fange ich mit dem SimNerv am Computer an?

Durch das Anklicken des Hilfe-Buttons können Sie die Ausstattung des virtuellen Labors und die Bedienung der Geräte kennenlernen. Aufgaben Wenn Sie sich hinreichend mit der Bedienung des virtuellen Arbeitsplatzes vertraut gemacht haben, sollen mit eingelegtem Nerv folgende Versuche durchgeführt werden. A. Auslösen eines SAP

Um ein Aktionspotential auf dem Oszilloskop darzustellen, stellen Sie am Reizgenerator die Reizdauer (Duration) auf 1 ms und die Zeitablenkung (Timebase) des Oszilloskops auf 0,5 oder 1ms/Div. (= Division, 1 Kästchen auf dem Bildschirm). - Reizen Sie nun den Nerv mit langsam steigenden Reizamplituden

(Amplitude). Sobald eine Schwellenreizstärke erreicht ist, wird das SAP auf dem Oszilloskop sichtbar.

- Drehen Sie die Reizstärke langsam höher, bis die Amplitude des SAP nicht weiter zunimmt. - Notieren Sie sich den Wert, bei dem gerade ein SAP ausgelöst wird (mi-

nimale Reizschwelle) und bei dem gerade das SAP-Maximum erreicht ist (maximale Reizschwelle).

- Wie hoch ist die Amplitude (in mV) des maximalen SAP und wie lang seine Dauer (in ms) ? Wie erklärt sich die lange Zeitdauer ?

B. Polarität des SAP

- Lösen Sie ein maximales SAP aus. - Öffnen Sie die Reizkammer und schieben Sie die Ableitelektroden (grün

und rot) vorsichtig auseinander, soweit die Nervenlänge es zulässt. Die Ableitelektroden sollten aber auf der gleichen Seite der Reizkathode (blau) bleiben. Die gelb markierte Elektrode ist die Reizanode, die am linken Ende der Nervenfaser bleiben sollte. Warum ändert sich die Form des SAP?

N e 3

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- Öffnen Sie nun erneut die Reizkammer und binden Sie den Nerv zwi-schen den beiden Ableitelektroden ab. Schließen Sie die Kammer und reizen Sie nochmals mit denselben Reizparametern. Wie sieht das SAP nun aus ?

- Welches SAP bezeichnet man als mono- und welches als biphasisches

SAP? Wie kommen diese Bezeichnungen zustande ?

C. Erregungsleitungsgeschwindigkeit - Öffnen Sie die Reizkammer und platzieren Sie die Ableitungselektroden

(grün und rot) möglichst weit weg von der Reizkathode (blau). Notieren Sie sich den Abstand (in cm) zwischen der Reizkathode und der zu ihr nächstge-legenen Ableitelektrode. Schließen Sie die Kammer und führen Sie mit den-selben Reizparametern eine Reizung durch.

- Berechnen Sie die Erregungsleitungsgeschwindigkeit. Dazu wird definitionsgemäß der Abstand zwischen dem Rechteckimpuls

(Anfang des Impulses) und dem Maximum des SAP bei maximalem Reiz gemessen (z.B. 3 Div. auf dem Monitor des Oszilloskops). Aus diesem Ab-stand und der Zeitablenkung (z.B. Timebase = 0,5 ms/Div.) ergibt sich die Zeit, die die Erregung für die Strecke von der ersten Reizelektrode bis zur ersten Ableitelektrode in der Kammer benötigte. Am Präparat wird der Ab-stand zwischen beiden Elektroden gemessen (z.B. 6,0 cm). Aus diesen bei-den Größen wird die Geschwindigkeit der Erregungsleitung berechnet.

Versuchsergebnisse: a) Zeit zwischen Reizbeginn und Maximum des SAP [ms] ................ ms

b) Elektrodenabstand [cm] ................ cm c) Erregungsleitungsgeschwindigkeit in cm ms-1 (b : a) ................ cm ms-1 (Geschwindigkeit = Strecke pro Zeit !) d) Erregungsleitungsgeschwindigkeit in m s-1 (10 x ) ................ m s-1

- Vergleichen Sie den errechneten Wert mit den Leitungsgeschwindigkeiten

menschlicher Nerven.

N e 3

- 40 -

D. Refraktärzeit - Stellen Sie die Reizdauer auf 1 ms und schalten Sie den Stimulator auf

TWIN-Mode. Er gibt dann an seinem Ausgang Doppelimpulse aus. - Den Abstand zwischen den beiden Impulsen kontrollieren Sie mittels des

DELAY-Schiebereglers. Stellen Sie diesen zunächst auf 10 ms. - Stellen Sie die Reizamplitude auf einen Wert etwas oberhalb der maximalen

Schwelle. - Stimulieren Sie den Nerv. Achten Sie darauf, dass beide SAP gleiche, maxi-

male Amplitude besitzen. - Reduzieren Sie nun das DELAY und reizen Sie den Nerv erneut. Ab einem

bestimmten Delay wird die Amplitude des zweiten SAP kleiner. Der Nerv scheint nur eingeschränkt reizbar zu sein. Man spricht von relativer Refrak-tärzeit. Reduzieren Sie das Delay immer weiter, dann ist ab einem gewissen Delay kein zweites SAP mehr auslösbar. Der Nerv ist nicht mehr erregbar, man spricht von absoluter Refraktärzeit.

- Bestimmen Sie die absolute und relative Refraktärzeit !

- Wie kommen absolute und relative Refraktärzeiten zustande ? - Welche Gesetzmäßigkeiten und Membraneigenschaften liegen den Refrak-tärzeiten zugrunde ?

N e 4

- 41 -

Ne 4 Bestimmung der Nervenleitgeschwindigkeit eines sensiblen Nerven im Eigenversuch

Der im vorherigen Abschnitt durchgeführte Versuch einer Bestimmung der Erregungsleitungsgeschwindigkeit am Computer (Ne 3) soll hier praktisch im Eigenversuch erfolgen. Hierzu bilden sich Gruppen zu jeweils 2, maximal 3 Personen. Eine Person bedient das Reizgerät, während an der zweiten Person die Erregungsleitungsgeschwindigkeit des sensiblen Anteils des N. medianus ermittelt wird. Im Gegensatz zum virtuellen Labor benötigen Sie nur einen Reizgenerator und ein Oszilloskop (1500 Digital EMG-System). Am Reizgenerator (vierter Einschub von oben, rechte Seite) kann die Dauer, Amplitude und Polarität der Rechteckimpulse verändert werden. Für die kon-krete Fragestellung wird allerdings nur die Reizstärke („Stimulus amplitude“) benötigt. Die restlichen Parameter, inkl. der Verzögerung (darüber liegende Einschub) werden nicht geändert. An der Versuchperson werden eine Erdung („Ground“), 2 Ableitelektroden (schwarzes u. rotes Kabel jeweils verbunden mit Einwegheftelektroden) und die Reizelektrode (enthält sowohl die Anode (= Plus-Pol) als auch die Katode (= Minus-Pol) folgendermaßen angebracht:

- Erdung: am Handgelenk - Schwarze Ableitelektrode: mittig auf den Unterarm, zirka 3 cm proximal

der Handgelenksbeuge. - Rote Ableitelektrode: 2 - 4 cm medial von der schwarzen Ableitelektro-

de. - Die Reizelektrode wird auf die Palmarseite des dritten Fingers aufgelegt,

wobei der Minus-Pol zum Handgelenk gerichtet ist. Gehalten wird die Elektrode durch den Bediener des Reizgerätes.

Bitte beachten: - Erdung u. Ableitelektroden dürfen sich nicht berühren. - Elektroden müssen gut leitend sein, d.h. angefeuchtet und einen engen

Kontakt zur Haut haben. - Reizelektrodenpole (Filzstifte) stark anfeuchten. Hierzu die beiden

Filzstifte aus den Vertiefungen entnehmen und unter Wasser tauchen. Die Vorbereitung zum Versuchsablauf beginnt mit der Einstellung der Reiz-stärke. Nach Anbringen der Elektroden (inkl. Reizelektrode) wird über den Drehknopf „Stimulus amplitude“ am Reizgenerator mit einer Stärke von 5 mA begonnen. Der Drehschalter „Train duration“ befindet sich in Stellung „Single external“. Das Auslösen eines Einzelreizes erfolgt durch Drücken des Schalters „Manu-al“. Die Intensität der Stromstärke wird soweit erhöht bis der Proband einen deutlichen Strompuls verspürt. Dabei sollten 12 mA nicht überschritten wer-den.

N e 4

- 42 -

Nach Einstellen der individuellen Stromstärke wird der Drehschalter „Train duration“ in die Position „recurrent“ gebracht. Beim Auslösen des Reizes über den Schalter „Manual“ wird nun ein Dauerimpuls appliziert, der über die Zeit-dauer des Drückens anhält. Der Schalter sollte so lange gedrückt werden bis auf dem Display des oberen rechten Einschubs die Zahl sich nicht mehr ver-ändert (stoppt bei „16“) Folgende Schalter sind noch von Bedeutung:

- Drehknöpfe „Marker I“ u. „Marker I“ (zweiter Einschub von oben, linke Seite): Ermöglicht das Setzen zweier Vertikalen zur Ermittlung des Zeit-abstandes zwischen Reizapplikation und Messung an den Ableitelektro-den

- Drehkopf „Speaker“ mit „Volume“ (gleicher Einschub): Aktiviert den Lautsprecher, dessen Lautstärke über „Volume“ geregelt wird. Der Laut-sprecher sollte angeschaltet werden.

- Schalter „Master clear“ (Einschub oben links): Löscht die Spuren auf dem Oszilloskop. Vor einer neuen Reizapplikation sollte der Schalter betätigt werden.

- Knopf „Clear“ (Einschub oben rechts): Löscht die Aufzeichnung der Sweeps und ermöglicht das Ermitteln eines neuen SAP-Durchschnitts. WICHTIG: Betätigen vor Starten einer neuen Reizserie.

- Schalter „Execute“ (gleicher Einschub wie Knopf „Clear“): Ermöglicht die Berechnung des Kurvendurchschnitts der SAP. WICHTIG: Betäti-gen vor starten einer neuen Reizserie.

Am Oszilloskop werden die Ableitungen bzw. ein Reizartefakt dargestellt. Auf Spur 1 sehen Sie die Originalaufzeichnung des aktuellen Reizes, auf Spur 2 die gemittelte Darstellung. Aufgaben:

- Woher stammen die Geräusche des Lautsprecher vor Applikation eines Reizes ?

- Beschreiben Sie die Form des SAP´s ! - Was benötigen Sie zur Errechnung der Erregungsleitungsgeschwindig-

keit ? - Wie schnell leitet diese sensible Nervenfaser? (Rechnung mit Hilfe des

gemittelten Durchschnitts = Spur 2, Einstellungen des zweiten u. dritten linken Einschubs beachten) ?

- Wie beurteilen Sie diesen Wert ?

N e 5

- 43 -

Ne 5 Reflexe am Hund - Theoretischer Exkurs mit Demonstration (fakul-tativ)

Reflexe sind sensomotorische Reaktionsfolgen, die von vorneherein unwill-kürlich ablaufen. Grundlage eines Reflexes ist ein Reflexbogen, der aus einem Rezeptor, einer Afferenz, einem oder mehreren zentralen Neuronen, die das efferente Axon liefern, und einem Effektor besteht. Bei motorischen Reflexen sind die von den Rezeptoren ausgehenden Afferenzen im Rückenmark so ver-schaltet, dass die motorischen Vorderhornzellen ohne Zwischenschaltung hö-her gelegener Zentren direkt aktiviert werden.

Bei monosynaptischen Reflexen liegen der Rezeptor (z.B. die Muskelspindel) und der Effektor (z.B. die quergestreifte Skelettmuskelfaser) im gleichen Or-gan (in diesem Fall der Muskel). Deshalb wird der monosynaptische Reflex auch als Eigenreflex bezeichnet. Bei polysynaptischen Reflexen hingegen lie-gen Rezeptor und Effektor meistens nicht im gleichen Organ (z.B. Haut und Muskel); sie werden daher als Fremdreflexe bezeichnet. Zu diesen zählen alle vegetativen Reflexe und die polysynaptischen motorischen Reflexe.

Durchführung

1. Prüfung von Eigenreflexen beim Hund:

Patellarsehnenreflex: Der Hund liegt entspannt auf der Seite und man legt das oben liegende Hinterbein etwa in Höhe der Femur-Mitte locker auf eine Hand. Durch einen leichten Schlag mit dem Reflexhammer auf die Sehne des M. quadriceps femoris zwischen Patella und Tuberositas tibiae wird der Reflex ausgelöst (Schlag auf die Sehne - Dehnung der Muskelfasern - Dehnen der Muskelspindeln - Reflexkontraktion). Durch die Reflexkontraktion schwingt der Unterschenkel nach vorn.

2. Prüfung von Fremdreflexen beim Hund:

Pupillenreflex: Die in das Auge einfallende Lichtmenge hängt von der Weite der Pupille ab, jener Öffnung, die von der Iris freigelassen wird. Eine Erhö-hung der Leuchtdichte führt über eine Sensibilisierung der Rezeptoren der Netzhaut zu einer reflektorischen Verengung des Sehlochs. Diese Reaktion ist mit Hilfe einer künstlichen Lichtquelle im leicht abgedunkelten Raum zu un-tersuchen. Wie verläuft die Anpassung in beiden Augen, wenn ein Auge zu-gehalten wird ?

N e 5

- 44 -

Panniculus-Reflex: Der Untersuchende berührt vorsichtig! die Haut des Hun-des zu beiden Seiten der Wirbelsäule von cranial nach caudal mit einem spit-zen Gegenstand (Stift o. ä.). Es kommt zu reflektorischen Muskelkontraktio-nen der Hautmuskulatur.

M u

- 45 -

Muskelphysiologie

Mu 1 Glatte Muskulatur

Bewegung ist eine elementare Manifestation des Lebens. Nur über Bewegung

kann der Organismus auf seine Umwelt einwirken und sich mit ihr

auseinandersetzen. Aktive Bewegung wird durch Muskulatur vermittelt.

Prinzipiell wird zwischen quergestreifter und glatter Muskulatur

unterschieden. Das Thema der Muskelphysiologie-Übung behandelt zwar

hauptsächlich die glatte Muskulatur, aber Kenntnisse über die molekularen

Mechanismen der Kontraktion der quergestreiften Muskulatur sowie über die

Regulation, Mechanik und Energetik der Skelettmuskelkontraktion gehören

ebenso zu diesem Arbeitsgebiet und werden abgefragt.

Glatte Muskelzellen sind normalerweise spindelförmig und in Gruppen elekt-

risch miteinander gekoppelt. Sie zeigen sowohl langsamwellige elektrische

Aktivität als auch Aktionspotentiale als Antwort auf eine Dehnung und auf

eine diffuse Transmitterfreisetzung aus innervierenden Nerven. Actin- und

Myosinfasern sind vorhanden, jedoch nicht in der organisierten Form wie bei

der quergestreiften Muskulatur. Calciumionen, die die Kontraktion aktivieren

und ihr Ausmaß steuern (“triggern”), strömen während einer Depolarisation

hauptsächlich von außerhalb in die Zelle ein. Dieser Einstrom ist zur Auf-

rechterhaltung der Funktion der Muskulatur ausreichend, da die Kontraktionen

langsam verlaufen und weil die kleinen Zellen ein großes Oberflä-

chen/Volumen-Verhältnis haben.

M u

- 46 -

Literatur für Mu

Von Engelhardt/Breves, Physiologie der Haustiere. Kapitel Vegetatives Nervensystem, Muskelphysiologie, Physiologie des Magen-Darm-Traktes.

Schmidt/Thews: Physiologie des Menschen

Muskel, Vegetatives Nervensystem, Funktionen des Magen-Darm-Kanals Haschke/Diener: Multimedia Physiologie - Ein interaktives Lernprogramm für

Veterinärmediziner. Kapitel Muskel, Vegetatives Nervensystem - Magen-Darm-Trakt/Motilität

Sowie: http://www.uni-giessen.de/fb18/vet-physiologie/homepage.htm →

Praktikum → Darmmotilität

Stichworte: Sarkomerstruktur, Aktin-Myosin, Gleitfilamentmodell, Tetanus,

Kontraktur, Totenstarrre, elektromechanische Kopplung, isometrische und iso-

tonische Kontraktion, Gastrointestinale Motilität, Mischbewegungen, Trans-

portbewegungen, Peristaltik, Regulation der Darmmotilität, Innervation des

Magen-Darm-Kanals, Wandschichten des Darmkanals, Schrittmacherpotentia-

le, Überträgersubstanzen, Besonderheiten der glatten Muskulatur, Vegetatives

Nervensystem, Acetylcholin, Noradrenalin, präsynaptisch, postsynaptisch.

Aufgabenstellung

Registrierung der Spontanbewegungen sowie der Wirkung verschiedener Sub-

stanzen auf die Bewegung des isolierten Dünndarmes.

Material

Die Apparatur zur Messung der Darmmotilität besteht aus einem Wasserbad

(mit Umwälzthermostat), einem doppelwandigen, thermoregulierten Ver-

M u

- 47 -

suchsgefäß zur Aufnahme des isolierten Darmsegments und den verschiede-

nen Lösungen (mit in der Höhe regulierbarem Glasrohr zur Fixierung des ei-

nen Darmendes und zur Begasung der Lösung mit Carbogen (Gemisch aus 95

% O2 und 5 % CO2 zur Pufferung des pH), sowie einem mit dem anderen

Darmende verbundenen Kraftaufnehmer mit angeschlossenem Verstärker und

Flachschreiber zur analogen Registrierung der Darmbewegungen.

M u

- 48 -

Zusammensetzung der in der Übung verwendeten physiologischen Pufferlö-

sung (Pufferlösung):

137 mmol l-1 NaCl

2,7 mmol l-1 KCl

1,8 mmol l-1 CaCl2

0,5 mmol l-1 MgCl2

11,9 mmol l-1 NaHCO3

0,4 mmol l-1 NaH2PO4

5,5 mmol l-1 Glukose.

Außerdem werden verwendet:

Ca2+-freie Pufferlösung (Ca2+-freie Pufferlösung; Zusammensetzung wie

oben, aber ohne CaCl2),

K+-reiche Pufferlösung (K+-reiche Pufferlösung; Na+ Ionen werden durch

K+ Ionen ersetzt),

Acetylcholinlösung,

Adrenalin- oder Noradrenalinlösung,

Atropinlösung (Muskarinrezptorblocker)

Verapamil (als Beispiel für einen Ca2+-Kanalblocker),

Trifluoperazin (als Beispiel für einen Calmodulin-Antagonisten),

Nitroprussid (setzt NO frei).

Durchführung

An einem in warmer carbogenbegaster Pufferlösung aufbewahrten Dünndarm

(werden an 1 bis 2 cm langen Abschnitten lange Bindfäden zur späteren Be-

festigung am gekrümmten Begasungsrohr bzw. am Kraftaufnehmer geknotet.

M u

- 49 -

Die Höhe des Hebels am Kraftaufnehmer ist so einzustellen, dass der Darm

leicht gespannt ist und der Hebel waagerecht steht. Das Versuchsgefäß ist mit

ca. 50 ml Pufferlösung gefüllt und wird so begast, dass pro Sekunde 2 bis 3

Gasblasen aus dem Glasrohr entweichen. Nach einer 5- bis 10-minütigen Ä-

quilibrierungsphase werden die Bewegungen auf dem Flachschreiber bei ge-

eignetem Papiervorschub (10 mm min-1) registriert.

Es wird empfohlen, die Versuche in der folgenden Reihenfolge durchzufüh-

ren. Die Ergebnisse sind jeweils zu protokollieren und werden anschließend

diskutiert.

Bitte bedenken Sie, dass Sie mit intaktem (lebenden) Gewebe experimentieren,

das individuell reagieren kann. Das kann bedeuten, dass Sie nicht mit jeder

Präparation sämtliche Substanzen prüfen können.

1. Basale, nicht beeinflusste Spontanmotilität:

Registrierung in der Standard-Pufferlösung über 5 min.

2. Einfluss des Calciums in der extrazellulären Flüssigkeit:

Austausch des Standard-Puffers durch Ca2+-freie Lösung (Ca2+-freie Puffer-

lösung); Registrierung des Effektes (kann sehr schnell eintreten); anschließend

Registrierung der Reversibilität des Effektes durch tropfenweise Zugabe einer

konzentrierten CaCl2-Lösung. Vor dem nächsten Versuch Pufferlösung gegen

normale Pufferlösung auswechseln ! Wie interpretieren Sie Ihre Beobachtung

?

M u

- 50 -

3. Einfluss von Acetylcholin:

Wenn sich die Motilität wieder annähernd normalisiert hat (=regelmäßige,

gleichmäßige Kontraktionswellen), erfolgt eine tropfenweise Zugabe von Ace-

tylcholin in mehreren Abschnitten. Ist die maximale Kontraktion der entspre-

chenden Zugabe erreicht (= zeigt sich eine beginnende Erschlaffung an), gibt

man erneut Acetylcholin (tropfenweise!) zu. Dieser Vorgang wird so lange

wiederholt, bis eine maximale Kontraktionsstärke erreicht wird Notieren Sie

das zugegebene Gesamtvolumen an Acetylcholin auf dem Schreiberpapier.

Woher stammt physiologischerweise Acetylcholin, das auf die gastrointestina-

le Muskulatur einwirkt ?

4. Einfluss von Atropin auf den Acetylcholineffekt:

Atropin ist ein Hemmstoff (Gift aus der Tollkirsche), der kompetitiv mit Ace-

tylcholin um die Bindungsstellen am muskarinergen Acetylcholinrezeptor

konkurriert.

Nach der Acetylcholingabe Atropin tropfenweise zugeben bis ein Effekt ein-

tritt. 3 bis 5 Minuten registrieren und anschließend erneut Acetylcholin hinzu-

geben. Beschrieben Sie den Effekt der erneuten Acetylcholinzugabe?

Welche Konsequenzen ergeben sich aus der kompetitiven Natur der

Atropinwirkung z.B. bei einer Tollkirschenvergiftung ?

M u

- 51 -

5. Einfluss von Adrenalin:

Letzte Lösung durch Standard-Puffer ersetzen. Wenn sich die Motilität annä-

hernd stabilisiert hat erfolgt eine tropfenweise Zugabe einer Adrenalin-

Lösung. Zirka 3 - 5 Minuten registrieren. Anschließend erneuter Puffertausch.

Was beobachten Sie ?

Woher stammen physiologischerweise Adrenalin oder Noradrenalin, die auf

die gastrointestinale Muskulatur einwirken ?

6. Hemmung der Spontanmotilität durch NO:

Stickstoffmonoxid (NO) ist ein wichtiger inhibitorischer Transmitter im Ma-

gen-Darm-Trakt, der aus enteralen Nerven freigesetzt wird. Den Effekt von

nitrergen Neuronen kann man pharmakologisch nachahmen, indem NO-

freisetzende Substanzen, z. B. Natriumnitroprussid, zur Lösung zugegeben

werden.

Geben Sie zügig 1 ml aus der NO-Stammlösung (Lichtschutz notwendig!)

zum Puffer hinzu, möglichst in unmittelbarer Nähe des Präparates. Beschrei-

ben Sie die Veränderungen in der Motilität! Bei welchem Reflex spielt NO als

Neurotransmitter eine wichtige Rolle im Gastrointestinaltrakt ?

7. Einfluss einer hohen K+-Konzentration in der extrazellulären Flüssig-

keit:

Das Ruhemembranpotential von Muskelzellen wird wie das von vielen Kör-

perzellen in der Hauptsache von der Kaliumpermeabilität dominiert. Dement-

sprechend kann man das Membranpotential durch Änderung der K+-

Konzentration im Extrazellulärraum beeinflussen.

M u

- 52 -

In 5 ml Schritten werden insgesamt 15 ml einer K+-reichen Pufferlösung zum

Standardpuffer hinzu gegeben. Falls notwendig, etwas Pufferlösung abfließen

lassen. 2 - 3 min. registrieren, anschließend Puffertausch mit Standardpuffer-

lösung. Ist der Kaliumeffekt reversibel ? Wodurch lässt sich der beobachtete

Effekt erklären ?

8. Hemmung des Ca2+-Einstroms von außen in die Zellen durch Vera-

pamil:

Spannungsabhängige Ca2+-Kanäle spielen eine wichtige Rolle bei der Ver-

mittlung des Ca2+-Einstroms in glatte Muskelzellen. Diese lassen sich durch

Ca2+-Kanalblocker wie z.B. Verapamil hemmen.

Circa 1 ml der Verapamil-Lösung hinzugeben; über längere Zeit registrieren,

da die Reaktion langsam erfolgt. Versuchen Sie erneut, einen Acetycholin-

Effekt auszulösen. Anschließend spülen. Wie erklären Sie Ihre Beobachtung ?

oder

9. Hemmung des Ca2+-Effektes in den Zellen durch Trifluoperazin

(TFP):

Bei der elektromechanischen Kopplung im glatten Muskel spielt das Ca2+ -

Bindungsprotein Calmodulin eine entscheidende Rolle. Seine Wirkung kann

durch einen Calmodulinantagonisten wie Trifluoperazin unterdrückt werden.

Ca. 2 - 3 ml der Trifluoperazin-Lösung hinzugeben; über längere Zeit re-

gistrieren, da die Reaktion langsam erfolgt. Versuchen Sie erneut, einen Ace-

tylcholin-Effekt auszulösen. Eventuell anschließend noch K+-reiche Pufferlö-

sung testen. Wie erklären Sie Ihre Beobachtung?

H e 1

- 53 -

Physiologie des Herzens

He 1 EKG am Menschen

He 2 EKG am Hund

He 3 Auskultation der Herztöne bei Hund, Rind und Ziege

He 4 Reizversuche am Herzen des Kaltblüters (Film)

He 5 Die Stanniusligaturen am Froschherzen (Film)

Literatur für He 1 - He 5

Von Engelhardt/Breves, Physiologie der Haustiere. Kapitel Herz, Kreislauf. Schmidt / Thews: Physiologie des Menschen.

Kapitel Mechanik der Herzaktion, Erregungsphysiologe des Herzens. Deetjen / Speckmann: Physiologie.

Kapitel Herz-Kreislauf-Funktion. Haschke/Diener: Multimedia Physiologie - Ein interaktives Lernprogramm für

Veterinärmediziner. Kapitel Herz

Stichworte

Erregungsbildung, -leitung, Alles-oder-Nichts-Gesetz, Aktionspotential, elekt-romechanische Kopplung, Triggereffekt, Auffülleffekt, Chronotropie, Inotro-pie, Dromotropie, Herzdynamik, Herzminutenvolumen, Ventilebenenmecha-nismus, Herztöne, Herzgeräusche, Elektrokardiogramm, Ableitungsformen, Extrasystole, Herzblock, Herzflimmern, -flattern.

H e 1

- 54 -

He 1 EKG am Menschen in Ruhe

Entstehung des Elektrokardiogramms

Bei der Ausbreitung und Rückbildung der Erregung des Herzens entsteht ein elektrisches Feld in Form eines Summenvektors von Dipolen, das bis an die Körperoberfläche ausgreift. Die zeitlichen Veränderungen der Größe und Richtung dieses Feldes spiegeln sich in den Veränderungen von Potentialdif-ferenzen (Spannungen) wider, die zwischen verschiedenen Stellen der Kör-peroberfläche gemessen werden können. Das EKG stellt die Aufzeichnung solcher Potentialdifferenzen in Abhängigkeit von der Zeit dar. Es ist somit Ausdruck der Herzerregung - nicht der Kontraktion.

Form des EKG und die Beziehung zum Erregungsablauf

Vorhofteil: P-Welle: Erregungsausbreitung über die Vorhöfe PQ-Strecke: vollständige Vorhoferregung Kammerteil: QRS-Gruppe: Erregungsausbreitung über die Kam-mern ST-Strecke: vollständige Kammererregung T-Welle: Erregungsrückbildung

Schema einer elektrischen Herzaktion

H e 1

- 55 -

Auswertung des EKG

1. Bestimmung der Herzfrequenz

2. Beurteilung des Herzrhythmus (Erregungsbildungsstörungen, Erre-gungsleitungsstörungen)

3. Ausmessen der Amplituden

4. Ausmessen der Intervalle

5. Beurteilung der Form der Zacken und der ST-Strecke

6 Berechnung der Herzachse mit dem Einthoven-Dreieck

Aufgabenstellung

EKG-Aufzeichnung am Menschen

Material

EKG-Gerät, EKG-Papier, Elektrodengel / Elektrolytlösung, Geodreieck

Durchführung

Mit einem 3-Kanal-EKG-Gerät werden am Menschen gleichzeitig die Ablei-tungen nach Einthoven und nach Goldberger unter Ruhebedingungen aufge-zeichnet. Aus den Kurven wird die Herzfrequenz bestimmt und die Lage der elektrischen Herzachse abgeschätzt. Außerdem wird auf evtl. auftretende Ab-weichungen vom Normalbefund und die nicht selten zu findende respiratori-sche Arrhythmie geachtet.

H e 1

- 56 -

1. Extremitäten-Ableitungen I, II, III nach Einthoven (bipolar)

2. Extremitäten-Ableitungen aVR, aVL, aVF nach Goldberger (unipolar)

Cabrera-Kreis zur Demonstration der räumlichen Lage der Extremitä-ten-Ableitungen

H e 1

- 57 -

Protokoll

H e 2

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He 2 EKG am Hund

Für diesen Teil der Übung ist Ihre Mithilfe notwendig, denn von Ihnen müsste der Versuchshund gestellt werden. Sprechen Sie sich bitte daher innerhalb Ih-rer Gruppen ab, wer seinen Hund zur Verfügung stellt (höchstens zwei - mög-lichst gutmütige - Exemplare pro Termin). FALLS in der Gruppe kein Hund zur Verfügung steht, bitte das Sekretariat benachrichtigen !

Aufgabenstellung

EKG-Aufzeichnung am Hund

Material

EKG-Gerät, EKG-Papier, Wasser oder Elektrolytlösung

Durchführung

Nachdem man sich mit dem Hund angefreundet hat, werden die Kroko-dilklemmen an den Vordergliedmaßen (rechts: rot; links: gelb) oberhalb des Ellenbogens / proximal der Tuber olecrani und an den Hintergliedmaßen (rechts: schwarz; links: grün) proximal der Kniegelenke in der Kniefalte ange-bracht. Um die elektrische Leitfähigkeit sicherzustellen, wird die Haut im Be-reich der Elektroden mit Wasser oder Elektrolytlösung gut befeuchtet. Es ist darauf zu achten, dass sich die Klemmen während der EKG-Aufzeichnung nicht berühren. Anschließend sind die Ableitungen nach Einthoven und Gold-berger zu schreiben.

Protokoll

1. Beobachten Sie die EKG-Aufzeichnung, um eventuelle technische Fehler auszuschließen.

2. Sehen Sie sich den Herzrhythmus genau an (Unterschiede zum Menschen?), und ermitteln Sie die Herzfrequenz.

3. Bestimmen Sie den Abstand und die Höhe der PQRST-Komplexe. Dies wird üblicherweise bei Ableitung II durchgeführt.

4. Überprüfen Sie die Ableitungen I, II, III und aVR, aVL und aVF, und hal-ten Sie auftretende Abweichungen fest.

H e 3

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He 3 Auskultation der Herztöne bei Hund, Rind und Ziege

Herztöne und Herzgeräusche

Beim Herzzyklus entstehen physiologische Schallerscheinungen, die so-genannten Herztöne. Man unterscheidet:

1. Herzton (= systolischer Herzton)

Der erste Herzton klingt dumpf und dauert relativ lange. Er entsteht haupt-sächlich durch die ruckartige Anspannung des Ventrikelmyokards um das in-kompressible Blutvolumen (isovolumetrische Kontraktion - Anspannungspha-se). Dadurch geraten die Kammermuskulatur, das in den Ventrikeln enthaltene Blut und die AV-Klappen in Schwingungen (Anspannungston). Phonokardi-ographisch kann man ein niederfrequentes Vorsegment, ein hochfrequentes Hauptsegment und ein niederfrequentes Nachsegment unterscheiden.

2. Herzton (= diastolischer Herzton)

Der zweite Herzton ist kürzer und heller als der erste. Er entsteht dadurch, dass nach der isobaren Kontraktion beim Zuschlagen der Semilunarklappen die Klappen und die über den Klappen stehenden Blutsäulen in der Aorta und der A. pulmonalis in Schwingungen geraten (Klappenton). Wenn sich die Aor-ten- und die Pulmonalklappe nacheinander schließen, ist er gespalten.

3. Herzton (= Füllungston)

Die Ursache des dritten Herztones sind Schwingungen der Herzspitze und der Ventrikelwand beim Einströmen des Blutes während der Füllungsphase in der Vorhofdiastole. Er ist am besten bei Jungtieren und Kindern wahrnehmbar, da bei diesen durch den hohen Wassergehalt der Gewebe die Schallleitungsbe-dingungen besonders günstig sind.

4. Herzton (= Vorkammerton)

Er kommt durch die Schwingungen des Vorhofmyokards während der Vor-hofsystole zustande und ist bei der Auskultation nur selten wahrnehmbar.

H e 3

- 60 -

Der 3. und 4. Herzton werden unter praktischen Bedingungen nicht ermittelt.

Als Herzgeräusche werden alle abnormen, angeborenen oder erworbenen Schallerscheinungen bezeichnet, die während der Herzaktion entstehen (ange-boren: Bsp. Foramen ovale persistens, Septumdefekte; erworben: Klappenin-suffizienzen oder Stenosen). Man unterscheidet entsprechend dem zeitlichen Auftreten zwischen systolischen, diastolischen und systolisch - diastolischen Geräuschen.

Aufgabenstellung

Bei der Auskultation ist die PABST-Regel zu beachten: P = Pulmonalklappe A = Aortenklappe B = Biscuspidalklappe S = Sinister T = Tricuspidalklappe

H e 3

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Bei Hund, Rind und Ziege wird sowohl an der rechten als auch an der linken Brustwand mit einem Phonendoskop das Herz auskultiert.

Material

Phonendoskop

Durchführung

Der Kopf des Phonendoskops wird an die Brustwand angelegt. Beim Auskul-tieren ermittelt man die Frequenz und achtet auf die Intensität, die Regelmä-ßigkeit und Abgesetztheit der Herztöne sowie auf eventuell auftretende Ne-bengeräusche ("FIRAN").

Protokoll

H e 4

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He 4 Reizversuche am Herzen des Kaltblüters (Film)

Es werden am schlagenden isolierten Froschherzen Reizversuche nach En-gelmann durchgeführt. Der Kammerrhythmus wird als Kurve registriert; auf-steigender Ast bedeutet jeweils Kammersystole.

1. Reizsetzung während der Kammerdiastole: Der Extrareiz löst eine Extrasys-tole mit kompensatorischer Pause aus, da der nächstfolgende Reiz in die Zeit der Extrasystole fällt und daher nicht beantwortet wird.

2. Reizsetzung während der Kammerdiastole: Der Extrareiz löst eine Extrasys-tole ohne kompensatorische Pause aus, da der dem Extrareiz folgende physio-logische Reiz in die Zeit der Diastole fällt.

3. Extrareiz in der Kammersystole: Es erfolgt keine Reizbeantwortung, da das Herz refraktär ist.

4. Dauerreizung des Herzens: Der Herzrhythmus wird beschleunigt. Die Herz-leistung wird gleichzeitig vermindert. Eine noch stärkere Dauerreizung führt zum Kammerflimmern, ohne dass Blut ausgetrieben wird. Schließlich erfolgt Herzstillstand.

Elektrische Reizung eines Froschherzens in situ

Extrasystolen mit kompensatorischer Pause. Zeitmarkierung: 5 s

H e 5

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He 5 Die Stanniusligaturen am Froschherzen (Film)

Mit einem Seidenfaden wird eine Ligatur zwischen Sinus venosus und Vorhof gelegt (1. Stanniusligatur). Da die Erregungsleitung zwischen Sinusknoten und Vorhof hierdurch unterbrochen wird, steht das Herz still, und nur der Si-nus venosus schlägt im Sinusrhythmus weiter. Beim Froschherzen setzt der AV-Rhythmus in der Regel nicht selbständig ein.

Durch Anlegen einer zweiten Ligatur im Sulcus coronarius (2. Stanni-usligatur) wird der AV-Knoten mechanisch gereizt und übernimmt die Schrittmacherfunktion: das Herz schlägt im langsamen AV-Rhythmus, wäh-rend der Sinus venosus weiterhin im Sinusrhythmus pulsiert.

Eine dritte Ligatur wird zwischen AV-Knoten und Herzspitze angelegt (3. Stanniusligatur). Es erfolgt keine Kontraktion der Herzspitze mehr.

K r 1

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Physiologie des Kreislaufs

Kr 1 Palpation der Pulswelle bei Hund, Rind und Ziege

Kr 2 Messung des Blutdruckes beim Menschen

Kr 3 Pulsfrequenz und Blutdruck bei Belastung (Ergometrie)

Kr 4 Funktionsprüfung des Kreislaufs nach Schellong

Kr 5 Kreislaufversuch am narkotisierten Kaninchen (Film)

Literatur für Kr 1 - Kr 5

Von Engelhardt/Breves, Physiologie der Haustiere. Kapitel Herz, Kreislauf.

Schmidt/Thews: Physiologie des Menschen.

Kapitel Gefäßsystem und Kreislaufregulation. Deetjen/Speckmann: Physiologie.

Kapitel Herz-Kreislauf-Funktion. Haschke/Diener: Multimedia Physiologie - Ein interaktives Lernprogramm für

Veterinärmediziner. Kapitel Kreislauf.

Stichworte

Strömungsformen, Strömungsgesetze, Puls, Blutdruck, terminale Strombahn, Stoffaustausch, Viskosität, Kreislaufregulation, Orthostase, Depressor-, Pres-sorreflex, Katecholamine, Acetylcholin, Ödeme, Schock.

K r 1

- 65 -

Kr 1 Palpation der Pulswelle bei Hund, Rind und Ziege

Der während der Systole im linken Ventrikel aufgebaute Druck pflanzt sich in Form der (Druck-) Pulswelle über das arterielle Gefäßsystem in Richtung Pe-ripherie fort. Die Ausbreitungsgeschwindigkeit der Pulswelle liegt mit 3 bis 6 m s-1 in der Aorta und 12 bis 15 m s-1 in kleineren Arterien deutlich höher als die Strömungsgeschwindigkeit des Blutes.

Die Palpation der Pulswelle wird beim Pferd und beim Rind an der A. facialis, beim Rind zusätzlich an der A. coccygea, beim Schwein an der A. auricularis, bei kl. Wiederkäuern, beim Hund und bei der Katze an der A. femoralis vor-genommen.

Aufgabenstellung

Palpation der Pulswelle bei Hund, Rind und Ziege

Durchführung

Bei der Palpation des Pulses werden im einzelnen ermittelt und beurteilt:

1. Frequenz

Die Pulsfrequenz hängt u. a. ab von der Tierart, vom Alter und Geschlecht, vom Trainingszustand und von der Belastung des Tieres.

2. Rhythmus

Bei den meisten Tierarten ist der physiologische Puls regelmäßig. Lediglich beim Hund tritt eine physiologische Arrhythmie auf.

3. Qualität (Kraft und Form) der Pulswelle

Die Kraft der Pulswelle wird beurteilt, indem man den Druck abschätzt, der erforderlich ist, um ihre periphere Ausbreitung zu unterbinden. Sie ist ein gro-bes Maß für den systolischen Blutdruck. Mit der Form der Pulswelle wird die Geschwindigkeit ihres Druckanstiegs und -abfalls beschrieben. Die Beurtei-lung der Pulsqualität erfordert viel praktische Übung.

K r 1

- 66 -

4. Gleichmäßigkeit

Der physiologische Puls ist gleichmäßig, d. h. die einzelnen Pulswellen haben die gleiche Qualität.

5. Füllung des Gefäßes

Sie wird geprüft, indem man das Gefäß abtastet und seine Dicke (Durchmes-ser) feststellt. Sie hängt ab vom Schlagvolumen und von der Tätigkeit der Va-somotoren.

6. Spannung des Gefäßes

Sie wird im wesentlichen durch die Höhe des mittleren arteriellen Blutdrucks bestimmt und durch vorsichtiges Eindrücken der Gefäßwand ermittelt.

Protokoll

K r 2

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Kr 2 Messung des Blutdruckes beim Menschen

Der Blutdruck ist die Kraft, die das Blut in einem Gefäßabschnitt auf die Flä-cheneinheit der Gefäßwand ausübt. Er ist in den einzelnen Abschnitten des Gefäßsystems verschieden und weist - vor allem im Bereich der Arterien - mit der Herzaktion synchrone periodische Schwankungen auf.

Aufgabenstellung

Indirekte Blutdruckmessung am Menschen nach RIVA ROCCI (RR)

Material

Blutdruckmessgerät

Durchführung

Beim Menschen wird der Blutdruck am Oberarm gemessen, also der Druck in der A. brachialis bestimmt. Dazu wird das Gefäß über die Muskulatur durch eine aufblasbare Manschette unter einen permanent angezeigten Druck ge-setzt. Liegt der Manschettendruck über dem systolischen Blutdruck, so wird die A. brachialis vollständig komprimiert, und an der A. radialis ist keine Pul-sation mehr zu fühlen. Senkt man den Manschettendruck etwas unter den systolischen Blutdruck, so kann sich der Druckpuls wieder in Richtung Peripherie ausbreiten und ist am Handgelenk zu spüren. Auf diese Weise läßt sich der systolische Blutdruck bestimmen. Beim Durchtritt von Blut durch einen teilweise komprimierten Arterienabschnitt entstehen Turbulenzen, die Geräusche hervorrufen. Diese sogenannten KOROTKOFF-Geräusche verschwinden, wenn der Manschettendruck unter den diastolischen Blutdruck abfällt. Durch Auskultation über der A. brachialis während des Absenkens des Manschettendruckes kann somit sowohl der systolische als auch der diasto-lische Blutdruck bestimmt werden.

Protokoll

K r 3

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Kr 3 Pulsfrequenz und Blutdruck bei Belastung (Ergometrie)

Messung der Pulsfrequenz und des Blutdrucks am Menschen bei Belastung.

Es sind die Auswirkungen steigender körperlicher Belastung auf dem Fahrrad-Ergometer auf den systolischen und diastolischen Blutdruck und auf die Herz-schlagfrequenz zu ermitteln, wobei nach Möglichkeit trainierte mit nicht - trainierten Personen zu vergleichen sind. Die Versuchsperson sollte Sportklei-dung und Sportschuhe tragen.

Material

Fahrrad-Ergometer, Blutdruckmessgerät, Pulsmeter

Durchführung

Vor Beginn der Belastung werden Blutdruck und Pulsfrequenz in Ruhe ermit-telt. Die Belastung beginnt bei der Belastungsstufe 1 (25 Watt, Anzeige unten links), wobei die Tretgeschwindigkeit so zu wählen ist, dass die Umdrehungen pro Minute (RPM, Anzeigenfeld Mitte) ca. 55 bis 60 RPM betragen. Die be-rechnete Fahrgeschwindigkeit sowie der berechnete Energieaufwand (kcal) werden ebenfalls im Anzeigenfeld angegeben. Nach wenigen Sekunden er-scheint im rechten Anzeigenfeld die gemessene Pulsfrequenz. Nach einminü-tiger Belastungszeit werden die Blutdruckwerte ermittelt und mit den gleich-zeitig abgelesenen Werten für die Pulsfrequenz protokolliert. Es schließt sich die zweite Belastungszeit bei Belastungsstufe 2 und einer eingestellten Tret-leistung von 50 Watt mit den entsprechenden Messungen an. Die Belastung wird jeweils nach 2 Minuten um 25 Watt erhöht, die obengenannten Parameter werden jeweils kurz vor Ende einer Belastungsphase erfasst. Die Pulsfrequenz sollte den persönlichen Maximalpuls (200 minus Alter) nicht überschreiten. Nach Beendigung der Belastung werden in jeweils einminütigem Abstand so lange weitere Messungen der Pulsfrequenz und des Blutdrucks vorgenommen (Erholungsphase) bis konstante Werte erreicht sind. Die protokollierten Daten für Pulsfrequenz und Blutdruck sind als Diagramm zu zeichnen. Wie verän-dern sich die erfassten Werte im Laufe der Belastung und wie sind diese Ver-änderungen zu erklären? Vergleichen sie die Diagramme von trainierten mit denen von untrainierten Personen.

K r 3

- 69 -

K r 4

- 70 -

Kr 4 Funktionsprüfung des Kreislaufs nach Schellong

Beim Übergang vom Liegen zum Stehen (Orthostase bedeutet „aufrechte“ Körperhaltung) wird im ersten Moment der Orthostase-Reaktion der venöse Rückstrom verringert, weil das Venensystem unterhalb der hydrostatischen Indifferenzebene durch hydrostatische Kräfte gedehnt wird und mehr Volu-men aufnimmt. Auf das Absinken des zentralen Venendrucks antworten zu-nächst Rezeptoren im Niederdrucksystem (d.h. kardiopulmonale Afferenzen aus den Vorhöfen und den Pulmonalarterien), was zu einer raschen Erhöhung des Tonus in Venen und Arteriolen sowie zu einer Steigerung der Herzfre-quenz führt. Sinkt trotz dieser Regulation der Blutdruck ab, so wird der arte-rielle Baroreflex (siehe Aufgabe Kr 5) aktiviert, über den dann der Venento-nus und der Arteriolentonus sowie die Herzfrequenz weiter erhöht werden können. Diese Reflexe werden durch einen Belastungstest geprüft (Schellong-Test). Regulationsstörungen zeigen sich dabei als hypersympathicotone Reak-tion mit übermäßiger kompensatorischer Aktivierung des Sympathicus oder als hyposympathicotone Reaktion mit ungenügender Sympathicusaktivierung bis zur orthostatischen Synkope (Kreislaufkollaps).

A u f g a b e n s t e l l u n g

Funktionsprüfung des Kreislaufs nach Schellong

M a t e r i a l

EKG-Liege, Blutdruckmessgerät

Durchführung

a) Stehtest: Messung der Herzfrequenz und des systolischen bzw. diastoli-schen Druckes mehrere Male im Liegen → sofort nach dem Aufstehen → wiederholt in 1-minütigen Abständen während des (ruhigen !) Stehens → sofort nach dem Hinlegen und wiederholt in 1-minütigen Abständen.

b) unmittelbar anschließend Belastungstest: Messung der Herzfrequenz und des systolischen bzw. diastolischen Druckes im Liegen → sofort nach Be-lastung (z. B. 25-30 Kniebeugen) → dann in 1-minütigen Abständen bis zur Normalisierung der Meßwerte.

Darstellung aller erhobenen Messwerte in dem folgenden Diagramm:

K r 4

- 71 -

K r 5

- 72 -

Kr 5 Kreislaufversuche am narkotisierten Kaninchen (Film)

Ein narkotisiertes Kaninchen wird in Rückenlage auf einem Operationstisch fixiert. Durch einen langen, medialen Hautschnitt wird zunächst die V. jugula-ris externa dargestellt und dann durch weiteres Präparieren in die Tiefe die A. carotis freigelegt. In diesem Bereich liegt der N. vagus, der ebenfalls freige-legt und mit einer Reizelektrode verbunden wird. Als Messgrößen werden der direkt gemessene arterielle Blutdruck, die Herzfrequenz und das EKG erfasst. Hierzu wurde ein Katheter in die A. femoralis gelegt, sowie Krokodilklemmen an allen Gliedmaßen befestigt. Es erfolgt eine zeitgleiche Aufzeichnung des Blutdrucks, der Herzfrequenz und des EKG.

Die folgende Darstellung zeigt schematisch die zu beobachtenden Blutdruck-wellen der verschiedenen Ordnungen

Die Blutdruckwellen 1. Ordnung entstehen durch die Schwankungen zwischen systolischem und diastolischem Blutdruck; bei bekannter Vorschubgeschwin-digkeit des Schreibers läßt sich aus ihnen die Herzfrequenz ermitteln.

Die Blutdruckwellen 2. Ordnung verlaufen synchron mit der Atmung. Dabei fällt die Inspiration mit dem abfallenden Schenkel und dem Wellental, die

K r 5

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Exspiration mit dem ansteigenden Schenkel und dem Wellenberg zusammen. Aus der Schwingungsdauer der Wellen 2. Ordnung läßt sich die Atemfrequenz ermitteln.

Die Blutdruckwellen 3. Ordnung, die sogenannten Mayerwellen, werden ver-mutlich durch periodische Schwankungen des peripheren Gefäßkonus ausge-löst. Ihre Schwingungsdauer liegt zwischen 20 und 40 Sekunden.

Folgende Versuche werden durchgeführt:

- Abklemmen der A. carotis (Carotis-Sinus-Reflex)

- Elektrische Reizung des N. vagus rechts - 10 Hz - 24 Hz - Elektrische Reizung von N. vagus links - 10 Hz - 24 Hz

- Intravenöse Injektion von Acetylcholin

- Intravenöse Injektion von Verapamil (Ca2+-Kanalblocker)

- Intravenöse Injektion von Adrenalin

A t

- 74 -

Atmungsphysiologie

Vorbemerkungen

At 1 Bestimmung der Atmungsvolumina, des Atemzeitvolumens und der Vitalkapazität

At 2 Bestimmung des Atemgrenzwertes

At 3 Bestimmung der 1-Sekunden-Ausatmungskapazität (ESK, Tiffenau-Test)

At 4 Bestimmung des Sauerstoffverbrauches

At 5 Spiroergometrie

At 6 CO2-Rückatmung

Aus Zeitgründen werden in der Atmungsübung bereits Teile der Übung zur Sinnesphysiologige, nämlich Si 6 (Augenspiegel: Oculus – Ophthalmoskop) und Si 7 (Adspektion des Trommelfells), durchgeführt. Das Testat zur Sinnes-physiologie findet aber erst während der Übung At 8 statt.

Literatur für At 1 bis At 6

Von Engelhardt/Breves: Physiologie der Hautiere. Kapitel Atmung. Schmidt/Thews: Physiologie des Menschen Kapitel Lungenatmung, Rhythmogenese der Atmung und Atmungsregulation,

Atemgastransport und Säure-Basen-Status des Blutes, Gewebeatmung Klinke/Silbernagel: Lehrbuch der Physiologie. Kapitel Atmung. Deetjen/Speckmann: Physiologie. Kapitel: Atmung. Haschke/Diener: Multimedia Physiologie - Ein interaktives Lernprogramm für

Veterinärmediziner. Kapitel Atmung

Sowie: http://www.uni-giessen.de/fb18/vet-physiologie/homepage.htm → Praktikum → Atmung

A t

- 75 -

Stichworte: Physikalische Grundlagen der Atmung; Definition der Atmung, Ventilation-Diffusion-Verteilung, Atmungstransport, Aufgaben der Atmung, Volumina, Kapazitäten, Toträume, Surfactant, Compliance, Atemwiderstand, Hypoxie, Hyperkapnie, Funkti-onsprüfungen, pathologische Atmungsformen, Regulation der Atmung

Vorbemerkungen :

Die Ventilation der Lunge ist das Produkt aus Atemzugvolumen und Atemfre-quenz. Beide Faktoren ändern sich in Abhängigkeit von der Höhe des Stoff-wechsels. Über das bei Normalatmung vorliegende Atemzugvolumen kann die Lunge bei maximaler Inspiration zusätzlich noch das inspiratorische Reserve-volumen aufnehmen, bei maximaler Exspiration zusätzlich das exspiratorische Reservevolumen abgeben. Atemzugvolumen in Ruhe, inspiratorisches und exspiratorisches Reservevolumen bilden gemeinsam die Vitalkapazität der Lunge. Für den Gasaustausch ist lediglich die Ventilation des funktionellen Alveolarraumes entscheidend.

Aus der Mechanik von Lunge und Thorax resultieren bei Ventilation At-mungswiderstände elastischer Natur (Compliance) sowie nichtelatischer Na-tur, bestehend aus den Strömungswiderständen der zuleitenden Atemwege sowie aus dem Verhältnis von treibender Druckdifferenz zu Stromstärke (Re-sistance). Hinweise auf die Größe des strömungswiderstandes lassen sich durch die Bestimmung der 1-Sekunden-Ausatmungskapazität gewinnen: dabei wird der Anteil der Vitalkapazität bestimmt, der bei maximaler Exspiration in der ersten Sekunde nach Beginn der Exspiration ausgeatmet werden kann.

Anpassung der alveolären Ventilation an die Bedürfnisse des Stoffwechsels wird durch die Atmungsregulation ermöglicht. Die geregelten Größen sind dabei Sauerstoff- und Kohlendioxidpartialdruck des Blutes. Chemorezeptoren des Glomus caroticum messen vor allem den Sauerstoffpartialdruck des arte-riellen Blutes und bilden bei Hypoxie den Hauptatemantrieb. Chemosensitive neuronale Strukturen an der Ventralseite der Medulla oblongata (Hirnstamm) messen Änderungen des pH bzw. des Kohlendioxidpartialdrucks, und bilden bei Hyperkapnie einen starken Atemantrieb.

A t

- 76 -

Vorbemerkungen zu den atmungsphysiologischen Aufgaben

Funktion des Spirometers:

Wichtige Atemvolumina können mit Hilfe eines Spirometers gemessen wer-den. Wir verwenden in der Übung ein Glockenspirometer: Eine zylindrische Glocke taucht in einen Wasserbehälter ein, der den Innenraum des Spirome-ters gegen den Außenraum luftdicht abschließt. Das Eigengewicht der Glocke wird durch ein Gegengewicht ausgeglichen. Über einen Atemschlauch atmet der Proband in das Spirometer ein und aus. Die Nase wird dabei mit einer Klemme verschlossen. Die durch die Atmung bedingten Volumenveränderun-gen führen zu Glockenhebungen und -senkungen, die mit Hilfe eines Schreib-hebels auf der Trommel eines Schreiber aufgezeichnet werden. Anhand des so entstehenden Spirogramms können die einzelnen Volumina direkt abgelesen werden.

Prinzipskizze des Spi-rographen:

(a) Spirometer, (b) Registriervorrichtung, (c) Füllstutzen mit Ventil, (d) Atemventil mit Mundstück, (e) CO2-Absorber, (f) Entlüftungshahn

Eichung:

Es kommen 2 Glockenspirometer zum Einsatz mit unterschiedlicher Eichung.

A t

- 77 -

A Spirometer A1-5 (grün, mit angeschlossenem Fahrradergometer): Gesamtvolumen der Glocke: 9,4 l Bei einem Sauerstoffgehalt der Luft von ca. 21 Volumen % enthält die gefüll-te Glocke 1,97 l Sauerstoff. Der maximale Hub der Glocke entspricht einem Ausschlag des Schreibhebels von 31,5 cm (Ordinate). 9,4 l (Gesamtvolumen) / 31,5 cm (maximaler Hub) = 0,3 l Gasvolumen pro cm Ausschlag Daraus folgt: 1 cm auf dem Registrierpapier entspricht 0,3 l Gasvolumen. Schreibgeschwindigkeit des Schreibers (Abszisse): Niedrige Schreibgeschwindigkeit: 1 min entspricht 5 cm Hohe Schreibgeschwindigkeit: 1 s entspricht 2,1 cm B Volutest (grau, ohne Fahrradergometer): Gesamtvolumen der Glocke: 9 l Bei einem Sauerstoffgehalt der Luft von ca. 21 Volumen % enthält die gefüll-te Glocke 1,89 l Sauerstoff. Der maximale Hub der Glocke entspricht einem Ausschlag des Schreibhebels von 25 cm (Ordinate). 9 l (Gesamtvolumen)/ 25 cm (maximaler Hub) = 0,36 l Gasvolumen pro cm Ausschlag Daraus folgt: 1 cm auf dem Registrierpapier entspricht 0,36 l Gasvolumen. Schreibgeschwindigkeit des Schreibers (Abszisse): Niedrige Schreibgeschwindigkeit: 1 min entspricht 7 cm Hohe Schreibgeschwindigkeit: 1 s entspricht 2,07 cm C Pneumotachograph custo-m-vit Lungenvolumina, Atemminutenvolumen sowie die Ein-Sekunden-Ausat-mungskapazität kann an Stelle eines Spirometer auch mittels Pneumota-chograph bestimmt werden. Ein Pneumotachograph wie das im Praktikum verwendete „custo-m-vit“ enthält ein Staurohr mit bekanntem Strömungswi-derstand. Wenn über dieses Staurohr ein- und ausgeatmet wird, kann durch Bestimmung der Druckdifferenz über den Strömungswiderstand die Strom-stärke (l • sec-1) bestimmt werden. Durch Integration der Stromstärke über die Zeit lassen sich Lungenvolumina und Kapazitäten bestimmen.

A t 1

- 78 -

Wichtige Messwerte sind : IVC = inspiratorische Vitalkapazität FVC = forcierte (exspiratorische) Vitalkapazität FEV1 = absolute Sekundenkapazität TV = Atemzugvolumen FEV 1% VC = relative Sekundenkapazität (%-Anteil

der Vitalkapazität) PEF = maximale Stromstärke bei forcierter

Ausmatmung (Liter pro Sek.)

Material für die Auswertung:

Stift, Geodreieck, Taschenrechner

At 1 Bestimmung der Atemvolumina, des Atemminutenvolumens und der Vitalkapazität

Bei der Prüfung der Funktionstüchtigkeit der Lungen interessieren nicht nur das durchschnittliche Ruheatemvolumen, das ja nur einen geringen Teil des in der gesamten Lunge befindlichen Gasvolumens ausmacht, sondern auch die Volumina, die noch zusätzlich ein- und ausgeatmet werden können.

1. Atemzugvolumen: Normales In- bzw. Exspirationsvolumen

2. Inspiratorisches Reservevolumen: Volumen, das nach normaler Inspira-tion noch zusätzlich eingeatmet werden kann.

3. Exspiratorisches Reservevolumen: Volumen, das nach normaler Exspira-tion noch zusätzlich ausgeatmet werden kann.

4. Residualvolumen: Volumen, das nach maximaler Exspiration in der Lunge zurückbleibt.

5. Vitalkapazität: Volumen, das nach maximaler Inspiration maximal aus-geatmet werden kann (Summe aus 1., 2. und 3.).

A t 1

- 79 -

6. Inspirationskapazität: Volumen, das nach normaler Exspiration maximal eingeatmet werden kann (Summe aus 1. und 2.).

7. Funktionelle Residualkapazität: Volumen, das nach normaler Exspiration noch in der Lunge enthalten ist (Summe aus 3. und 4.).

8. Totalkapazität: Volumen, das nach maximaler Inspiration in der Lunge enthalten ist (Summe aus 4. und 5.).

Lungenvolumina und -kapazitäten: Die angegebenen Werte für die Vitalkapa-zität und das Residualvolumen sollen die Abhängigkeit der Größen von Alter und Geschlecht verdeutlichen.

A t 1

- 80 -

A t 1

- 81 -

Aufgabenstellung

Bestimmung von Atemzugvolumen, Atemfrequenz (Zahl der Atemzüge pro Minute), Atemminutenvolumen (Produkt aus Atemzugvolumen und Atemfre-quenz), Vitalkapazität, Inspiratorisches Reservevolumen, Exspiratorisches Re-servevolumen.

Material

Spirometer, Schreiber, Nasenklemme, Mundstück.

Durchführung

Der Versuch wird bei langsam laufendem Schreiber durchgeführt.

Zur Gewöhnung des Probanden an die Mundstückatmung wird das Ventil auf Außenluftatmung eingestellt. Nach ca. 2 bis 3 min wird der Proband an das Spirometer angeschlossen und die einzelnen Versuche werden durchgeführt.

Der Proband atmet zunächst eine Minute lang bewusst ruhig und flach, holt dann so tief wie möglich Luft und atmet danach wieder ruhig weiter. An-schließend exspiriert er maximal und kehrt zur Ruheatmung zurück. Zum Schluss atmet der Proband nach einer maximalen Inspiration maximal aus.

Protokoll

a) Atemzugvolumen (l):

Atemfrequenz (Züge min-1):

Atemminutenvolumen (l min-1):

b) Inspirat. Reservevolumen (l):

c) Exspirat. Reservevolumen (l):

d) Vitalkapazität (l):

A t 1

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A t 2

- 83 -

At 2 Bestimmung des Atemgrenzwertes

Definition: Als Atemgrenzwert wird das Atemminutenvolumen bei maximal forcierter willkürlicher Hyperventilation bezeichnet.

In der Klinik wird diese Größe bestimmt, weil sie Aufschluss über die Atem-reserven gibt und so geeignet ist, Funktionsstörungen aufzudecken.

Aufgabenstellung

Bestimmung des Atemgrenzwertes.

Material

(1) Spirometer, Schreiber, Nasenklemme, Mundstück (2) Pneumotachograph, Mundstück, Nasenklemme, PC-Ausdruck

Durchführung

Dieser Versuch wird bei schnell laufendem Schreiber (Spirometer bzw. Pneumotachopgraph) durchgeführt.

Der Proband versucht 10 s lang maximal zu hyperventilieren. Dazu wird nicht nur die Atemfrequenz, sondern auch das Atemzugvolumen bis an die Grenze des Leistungsvermögens erhöht. Die Messung erfolgt nur über einen Zeitraum von 10 sec, um die nachteiligen Folgen einer Hyperventilation zu vermeiden. Der Wert wird anschließend auf den einer Minute umgerechnet.

A t 2

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Protokoll

Atemzugvolumen (l) :

Zahl der Atemzüge in 10 s :

Atemfrequenz (Züge min-1) :

Atemgrenzwert (l min-1) :

A t 3

- 85 -

At 3 Bestimmung der 1-Sekunden-Ausatmungskapazität

(ESK, Tiffeneau-Test)

Definition: Unter der 1-Sekunden-Ausatmungskapazität versteht man dasje-nige Volumen, das innerhalb einer Sekunde forciert ausgeatmet werden kann. Sie wird meist relativ, d.h. bezogen auf die Vitalkapazität, angegeben.

Eingesetzt wird zur Messung der 1-Sekunden-Ausatmungskapazität der „cu-sto-m-vit“ Pneumotachograph.

Im klinischen Bereich wird der Tiffeneau-Test durchgeführt, um die Atem-mechanik zu prüfen. Störungen der Atemmechanik werden aus diagnostischen Gründen in 2 Gruppen eingeteilt:

a) Restriktive Funktionsstörungen: Alle Zustände, bei denen die Ausdeh-nungsfähigkeit der Lunge eingeschränkt ist (z.B. pathologische Veränderun-gen des Lungenparenchyms, Fibrosen, Verwachsungen der Pleurablätter nach Entzündungen).

b) Obstruktive Funktionsstörungen: Alle Zustände, bei denen die zuleiten-den Atemwege eingeengt und dadurch die Strömungswiderstände erhöht sind (z.B. Schleimansammlungen in der Trachea und in den Bronchien, Spasmen der Bronchialmuskulatur). Infolgedessen verlängert sich die Ausatmungszeit, was zu einer Senkung der 1-Sekunden-Ausatmungskapazität führt.

Messung der Ein-Sekunden-Ausatmungkapazität

mit dem Pneumotachograph:

4

3

2

1

00 1 2 3 4

Zeit (Sek.)

Ausg

eatm

etes

Vol

umen

(l)

1-s-Ausatm.-kapazität

Vital-kapazität

1 Sek.

A t 3

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Aufgabenstellung

Bestimmung der 1-Sekunden-Ausatmungskapazität.

Material

Spirometer, Schreiber, Nasenklemme, Mundstück.

Protokoll

A t 4

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At 4 Spiroergometrie

Ergometrie ist die Prüfung der Leistungsfähigkeit und des Trainingszustandes des Menschen. Sie ist bedingt durch den gesundheitlichen Zustand des Her-zens, des Kreislauf- bzw. Gefäßsystems und der Lungenfunktionen. Unter Einbeziehung eines Spirometers spricht man von Spiroergometrie.

Um vergleichbare Messungen zu erhalten, muss jede Körperleistung genau dosiert, in physikalischen Einheiten definiert und reproduziert werden können. Eine solche Belastung erzielt man am besten durch Muskelarbeit.

Arbeitsprinzip des Ergometers:

Zwischen dem rotierenden Aluminiumrad des Ergometers und einem Dauer-magneten entstehen magnetische Wirbelströme, die zu einer Abbremsung der Aluscheibe führen. Die Bremswirkung steigt mit der Erhöhung der Tretge-schwindigkeit und/oder mit der Verringerung des Abstandes zwischen Magnet und Aluscheibe. Die Regulierung erfolgt mittels Drehknopf am Lenker. Die erreichte Leistung wird direkt auf der nachfolgend beschriebenen Skala in der Einheit Watt (W) abgelesen. Während des Tretens der Pedale erscheint im Skalenbereich ein roter Schleppzeiger. Um eine genaue Anzeige zu ermögli-chen, ist es notwendig, gleichmäßig und kontinuierlich zu treten. Bei einer Ta-chometeranzeige von 20 km h-1 wird die Leistung über dem Schleppzeiger im grünen, bei 30 km h-1 im gelben und bei 40 km h-1 im roten Bereich der Ska-la abgelesen.

Aus der Steigung der Spirometerkurve läßt sich der Sauerstoffverbrauch pro Minute ermitteln. Da das ausgeatmete CO2 vom Atemkalk absorbiert wird, entspricht die Volumenabnahme der Gase in der Glocke dem verbrauchten Sauerstoff. Die Volumenabnahme wird für jede Minute in cm abgelesen. Dazu ist es günstig, vier Hilfslinien einzuzeichnen, die in etwa die Steigung der Kurve in den einzelnen Minuten wiedergeben. Das Atemminutenvolumen wird entsprechend Versuch At 1 bestimmt.

A t 4

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Zur Feststellung der Pulsfrequenz dient das "Boso"-Pulsmeter. Der Ohrclip dieses Pulsmeters wird so an das Ohrläppchen des Probanden geklemmt, dass die Seite mit der Lampe und dem Zuleitungskabel hinter dem Ohrläppchen sitzt.

Aufgabenstellung

Bei unterschiedlicher Körperbelastung soll

1. die Atemfrequenz Af)

2. das mittlere Atemzugvolumen AZV)

3. das Atemminutenvolumen (AMV)

4. der Sauerstoffverbrauch pro min (V-O2)

5. die Pulsfrequenz

ermittelt werden.

A t 4

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Material

Spiroergometer, Schreiber, Nasenklemme, Mundstück, Pulsmeter.

Durchführung

Der Versuch wird bei langsam laufendem Schreiber durchgeführt. Personen mit Beeinträchtigungen des Herz-Kreislauf-Systems und der Lungenfunktion (z.B. Herzfehler, Asthma etc.) sind als Probanden ungeeignet.

Der Versuch erfolgt bei drei, jeweils eine Minute dauernden Belastungen am Fahrradergometer.

1. bei Leistung von 25 W

2. bei Leistung von 50 W

3. bei Leistung von 100 W

Die Belastung wird jeweils zwischen den Versuchsteilen mittels Drehknopf am Ergometer neu eingestellt. Nach den Versuchsteilen 1 und 2 atmet der Proband zunächst solange gegen die Außenluft, bis sich der Puls normalisiert hat. Danach wird der Spirometerhahn geschlossen, so dass der Proband nur aus dem Glockenvolumen atmet. Gleichzeitig wird der Schreiber des Spirome-ters eingeschaltet. Die mit dem Pulsmeter gemessenen Werte sind durch einen Helfer tabellarisch festzuhalten. Zwischen den einzelnen Versuchsteilen muss die Glocke neu belüftet werden. Unmittelbar nach dem Ende des letzten Ver-suchsteils wird der Puls bis zum Erreichen des Ruhewertes kontrolliert (beim gesunden Herzen spätestens nach 4 Minuten). Wichtig: Bei erheblichen sub-jektiven Beschwerden des Probanden ist der Versuch zu beenden.

Protokoll

Anhand der Spirogramme und der Spirometerdaten, die aus dem Eichblatt zu entnehmen sind, werden die Atemfrequenz, das Atemzugvolumen eines durchschnittlichen Atemzuges, das Atemminutenvolumen und der Sauerstoff-verbrauch in l min-1 ermittelt und in die Diagramme eingetragen. Die Ruhe-werte ergeben sich aus dem Spirogramm des ersten Versuchs (A 1).

Tabelle:

A t 4

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Leistung Ruhe 25 W 50 W 100 W

Atemfrequenz

(Züge min-1)

durchschnittl. Atemzug Volumen (l)

Atemminuten- Volumen (l)

O2-Verbrauch (l min-1)

Pulsfrequenz (Schläge min-1)

A t 4

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A t 4

- 92 -

A t 5

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At 5 CO2-Rückatmung

Der Proband atmet gegen die Spirometerglocke, aus der vor Versuchsbeginn der Atemkalk entfernt wird. Damit reichert sich das CO2 in der Glocke an und wird wieder eingeatmet. Da das Atemzentrum auf Veränderungen des pCO2 empfindlich reagiert, ergeben sich schon nach wenigen Minuten der CO2-Rückatmung eine Steigerung von Atemfrequenz und Atemzugvolumen. Ver-änderungen des pCO2 haben auch Auswirkungen auf die Kreislaufregulation. Daher wird im Abstand von einer Minute die Pulsfrequenz bestimmt .

Durchführung

Ein Freiwilliger aus der Gruppe atmet nach Entfernung des Atemkalkes ca. vier Minuten gegen die Glocke. Puls- und Atemfrequenz sowie Atemzugvo-lumen werden bestimmt, das Atemminutenvolumen berechnet.

Protokoll

Zeit Pulsfrequenz Atemfrequenz Atemzugvolu-men

Atemminuten-Volumen

1. Minute

2. Minute

3. Minute

4. Minute

S i 1

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Sinnesphysiologie

Si 1 Astigmatismus

Si 2 Bestimmung der Sehschärfe

Si 3 Bestimmung der Akkommodationsbreite

Si 4 Bestimmung des Monokularen Gesichtsfeldes

Si 5 Beobachtung der eigenen Netzhautgefäße (nach Purkinje)

Si 6 Augenspiegel: Oculus-Ophthalmoskop

Si 7 Trommelfell : Adspektion

Si 8 Richtungshören

Si 9 Knochenleitung

Si 10 Bestimmung der Hörschwellenkurve

Si 11 Nystagmus und der statische Sinn

Literatur:

Von Engelhardt/Breves: Physiologie der Haustiere Kapitel Sinnesphysiologie

Schmidt/Thews: Physiologie des Menschen.

Allgemeine und Spezielle Sinnesphysiologie. Klinke/Silbernagel: Lehrbuch der Physiologie.

Kapitel Hören und Sprechen, Sehsystem. Deetjen/Speckmann: Physiologie Kapitel Sensorische Systeme. Haschke/Diener. Multimedia Physiologie - Ein interaktives Lernprogramm für

Veterinärmediziner. Kapitel Sinne.

Sowie: http://www.uni-giessen.de/fb18/vet-physiologie/homepage.htm → Praktikum → Perimeter, Reflexe und Rinne-Versuch

S i 1

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Stichworte: Anatomie des Auges, dioptrischer Apparat des Auges inkl. Pa-thophysiologie, optischer Strahlengang, Visus-Bestimmung, Akkomodation, Pupillenreflex, Augenhintergrund, Aufbau der Retina, Signaltransduktion retinaler Sinneszellen, zentrale Ver-arbeitung visueller Signale, monokulares Gesichtsfeld; Anatomie Mittel- und Innenohr; Endo- und Perilymphe, Wan-derwellentheorie, Haarsinneszelle, zentrale Verarbeitung akus-tischer Signale, Richtungshören, Bau des Vestibularorgans, Nystagmus.

Si 1 Astigmatismus

Ungleiche Krümmung der lichtbrechenden Medien des Auges, vor allem der Cornea, verhindern die punktförmige Abbildung achsenparallel eintretender Strahlen. Fast jede Cornea besitzt einen stärker gekrümmten senkrechten und einen schwächer gekrümmten waagerechten Meridian und hat damit einen leichten "Astigmatismus nach der Regel" (Astigmatismus rectus). Außer dem erwähnten gibt es eine Reihe von Variationen des Astigmatismus.

Astigmatismus höheren Grades führt zu verzerrtem und unscharfem Sehen, das durch vorgesetzte Zylindergläser korrigiert werden kann.

Ein Astigmatismus kann mit Hilfe eines Keratoskops diagnostiziert werden. Das Keratoskop nach PLACIDO besteht aus einer Scheibe mit konzentrischen schwarzen und weißen Ringen, in deren Mitte sich eine Bohrung befindet. Die schwarzen und weißen Ringe werden zentral auf der Cornea abgebildet. Bei einem Astigmatismus weichen die abgebildeten Kreise von der Konzentrizität ab.

Aufgabenstellung

Mit Hilfe eines Keratoskopes nach PLACIDO wird der Astigmatismus nach der Regel, gegebenenfalls ein anderer Astigmatismus, beobachtet.

Material

Keratoskop nach PLACIDO

S i 1

- 96 -

Durchführung

Der Proband stellt sich mit dem Rücken gegen ein Fenster, der Untersuchende mit dem Keratoskop ihm gegenüber im Abstand von ca. 25 cm. Bei der Be-trachtung des Auges des Probanden durch das Zentrum des Instrumentes ist das Spiegelbild der schwarzen Kreise auf der Cornea des Probanden zu beo-bachten. Verschiebungen der Kreise zu Ellipsen bedeuten starke Krümmungen der Cornea, wobei die schwächere Krümmung dort zu finden ist, wo die lange Ellipsenachse liegt. Bei unregelmäßigen Kreisen liegt ein unregelmäßiger Astigmatismus vor. Eine starke Verschiebung der Kreise zu Ellipsen lässt sich in jedem Fall beobachten, wenn der Untersucher dem Probanden von der Seite ins Auge schaut.

Protokoll

a) Bild bei zentraler Betrachtung:

b) Bild bei lateraler Betrachtung:

S i 2

- 97 -

Si 2 Bestimmung der Sehschärfe (Visus)

Das Auflösungsvermögen des Auges wird als Sehschärfe bezeichnet. Das Maß für die Sehschärfe ist der kleinste Gesichtswinkel, unter dem zwei Punkte be-trachtet werden müssen, um sie noch getrennt sehen zu können. Bei normaler Netzhaut beträgt dieser Winkel beim Menschen eine Bogenminute ('). Die Sehschärfe, allgemein als Visus (v) bezeichnet, wird mit Hilfe der Snel-lenschen Sehproben bestimmt. Diese Sehproben zeigen in verschiedenen Grö-ßen jeweils eine Reihe von Buchstaben und Ziffern, die in Höhe und Breite die 5-fache Strichstärke besitzen. An jeder Buchstabenreihe ist vermerkt, aus welcher Entfernung die Striche, mit denen die Buchstaben gezeichnet ist, un-ter dem Winkel von 1' zu lesen sind (D).

Der Visus wird als Bruch angegeben:

d v = ___ D d = Abstand des Lesenden von der Tafel (in m = Ist-Entfernung) D = Entfernung in m, aus der die kleinste noch gut erkannte Buchstaben- bzw.

Ziffernzeile unter einem Winkel von 1' (=1 Bogenminute = 1/60 Grad) zu se-hen ist (= Soll-Entfernung).

Der gesamte Buchstabe „F“ wird, wenn der Betrachter sich im Abstand D (hier: 12 m) von der Sehtafel befindet, mit einem Sehwinkel von 5’ (5 Bo-genminuten) gesehen, die Striche, aus denen sich das „F“ zusammensetzt, in einem Sehwinkel von 1’ (1 Bogenminute).

Für eine Entfernung des Probanden von 5 oder 6 m läßt sich der Visus auch direkt an der Tafel ablesen.

S i 2

- 98 -

Aufgabenstellung

Bestimmung des Bereiches, in dem der Visus des Probanden liegt, mit Hilfe der Snellenschen Sehproben.

Material

Snellensche Sehprobentafel

Durchführung

Die Sehschärfe wird für das linke und das rechte Auge getrennt bestimmt. Reihen, in denen zwei oder mehr Fehler gemacht werden, gelten ebenso als nicht mehr lesbar wie Reihen, in denen nur ein Fehler wiederholt auftritt.

Zunächst liest der Proband aus 6 m Entfernung die Optotypen der Visustafel mit einem Auge. Links der Optotypen (6 m Entfernung) wird der Visusbereich von der letzten gelesenen und der nächsten Zeile abgeslesen und notiert.

Dann tritt der Proband an die 5 m Marke und liest mit dem gleichen Auge die Tafel. Der Visusbereich wird jetzt rechts an der Tafel (5 m Distanz) abgelesen.

Aus diesen beiden Visusbereichen wird der sich überschneidende mittlere Be-reich als Gesamtvisusbereich notiert.

Die Übung wird dann für das andere Auge genauso durchgeführt.

Eine weitere Einengung des Bereiches, in dem der Visus des Probanden liegt, können Interessierte vornehmen, indem sie die kleinste lesbare Reihe aus 3 und 4 m ermitteln und den zugehörigen Virusbereich errechnen.

S i 2

- 99 -

Protokoll

rechtes Auge linkes Auge

Min. - Max. Min. - Max.

_______________________________________________________________

Visusbereich aus 6 m

Visusbereich aus 5 m

Gesamtvisusbereich

W E D F R G

W E D F R G W E D F R G

W E D F R G

W E D F R G

Distanz 5 m:

Visus 0,25 /40 m

Visus 0,167 / 30 m

Visus 0,20 / 24 m

Visus 0,27 / 18 m

Visus 0,41 / 12 m

Distanz 6 m: Visus 0,15 /40 m

Visus 0,20 / 30 m

Visus 0,25 / 24 m Visus 0,33 / 18 m Visus 0,50 / 12 m

Ist-Entfernung

Mindest-Visus, wenn dieseZeile aus der Ist-Entfernung nochkorrekt gelesen wird.

Abstand, aus der eine Person mit Visus = 1,0 diese Zeile noch lesen kann.

S i 3

- 100 -

Si 3 Bestimmung der Akkommodationsbreite

Beim Übertritt von einem Medium in ein anderes wird ein Lichtstrahl entspre-chend des jeweiligen Brechungsindex gebrochen. Die Lichtbrechung an einer Linse hängt von der Krümmung ihrer Oberfläche, also vom Radius ab. Je kleiner der Radius, desto stärker die Brechung und desto kleiner die Brenn-weite f.

Die reziproke Brennweite 1/f ist deshalb ein Maß für die Brechung und wird als Brechkraft D bezeichnet.

1 D = ___ f

Da die Brennweite in m angegeben wird, hat die Brechkraft die Einheit 1/m. Diese reziproke Längeneinheit für die Brechkraft nennt man Dioptrie (dpt).

1 dpt = 1 m -1

Mit der Fähigkeit der Augenlinse, ihre Krümmung durch Betätigung ihres muskulösen Halteapparates zu verändern, sind Brennweitenveränderungen verbunden. Der Brennpunkt der kürzesten vorderen Brennweite (max. Brech-kraft) heißt Nahpunkt N. Gegenstände, die näher vor das Auge gebracht wer-den als es der Nahpunktentfernung entspricht, können nicht mehr scharf auf der Netzhaut abgebildet werden. Die schwächste Krümmung der Augenlinse entspricht der max. Brennweite, deren Brennpunkt als Fernpunkt F bezeichnet wird. Die Brechkraftdifferenz zwischen Nah- und Fernpunkt heißt Akkommo-dationsbreite A.

Aufgabenstellung

Mit Hilfe des Handoptometers nach Schober sind die Nah- und Fernpunkt-brennweiten und daraus die Akkommodationsbreiten für das linke und das rechte Auge zu bestimmen.

Material

Handoptometer nach Schober.

S i 3

- 101 -

Durchführung

Am Transformator wird die Beleuchtung auf mittlere Stärke reguliert. Brillen-träger mit zylindrischen Aberrationen (Astigmatismus) sollen den Versuch mit Brille durchführen. Mit der linken Hand hält man das Optometer so nah ans Auge, dass das Gerät mittels Gummimuschel gut anliegt und das Störlicht weitgehend abgeschirmt ist. Mit der schwenkbaren Blende wird das jeweils nicht untersuchte Auge abgedeckt. Mit 2 Fingern der rechten Hand wird der Testschieber (mit beleuchteter Testplatte), aus dem Plusbereich kommend, so lange zum Auge hin bewegt, bis gerade auch die kleinsten Optotypen (Ziffern und Buchstaben) lesbar sind. Die Ablesung der Schieberstellung (Pfeil) ergibt den Fernpunkt in Dioptrien. Dann wird der Testschieber ganz langsam zum Auge hin verschoben, bis gerade bei maximaler Akkommodation ein Un-scharfwerden der Optotypen bemerkt wird. Der jetzt abgelesene Wert ent-spricht der Dioptriezahl des Nahpunktes. Aus dem Betrag des Abstandes zwi-schen Fern- und Nahpunkt erhält man die Akkommodationsbreite. In Aus-nahmefällen kommt es vor, dass die Optotypen noch gut lesbar sind, obwohl der Schieber bis zum Anschlag bewegt worden ist. In diesem Fall wird die sphärische -10dpt-Linse vorgesetzt (rote Linsenumrandung). Fern- und Nah-punkt müssen nun beide neu mit vorgesetzter Linse bestimmt werden.

Protokoll Fernpunkt Nahpunkt Akkommodationsbreite (dpt) (dpt) (dpt)

_______________________________________________________________

rechtes Auge

linkes Auge

S i 4

- 102 -

Si 4 Bestimmung des monokularen Gesichtsfeldes (fakultativ)

Unter dem monokularen Gesichtsfeld versteht man den Raumwinkel, der mit einem unbewegten Auge erfasst wird. Dieser Raumwinkel ist abhängig:

a) von der topographischen Lage der Augen im Kopf,

b) von der Belegungsdichte der Stäbchen und Zapfen auf der Netzhaut.

Die unterschiedlichen, tierartspezifischen Gesichtsfelder sind hauptsächlich von der topographischen Lage der Augen im Schädel abhängig. Da an der Pe-ripherie der Netzhaut die Dichte der Stäbchen größer ist als die der Zapfen, ist das Gesichtsfeld für Hell-/Dunkelempfindungen größer als das für Farbemp-findungen.

Aufgabenstellung

Es ist das monokulare Gesichtsfeld des rechten (oder des linken) Auges für grünes und rotes Licht zu bestimmen.

Material

Perimeter

Durchführung

Zur Gesichtsfeldbestimmung dient ein Perimeter. Es besteht aus einem zu ei-nem Halbkreis gebogenen Blech, auf dem sich eine Gradskala befindet. Diese beginnt in der Mitte bei 0 Grad und läuft auf beiden Seiten bis 90 Grad. An der 0-Grad-Marke ist der Halbkreis drehbar gelagert und von 0 bis 360 Grad in 15-Grad-Stufen einrastbar. Bei der Drehung um 360 Grad beschreibt der Halbkreis eine Halbkugel. Die Projektion dieser Halbkugel ergibt ein Polarko-ordinatensystem, das zur Auswertung benutzt wird.

S i 4

- 103 -

Der Versuch sollte möglichst im abgedunkelten Raum durchgeführt werden. Der Proband setzt sein Kinn so auf die Kinnstütze, dass er ins Innere des Halbkreises auf den weißen Punkt im Drehpunkt blickt. Auf diesen weißen Punkt muss das Auge akkommodieren. Das andere Auge wird dabei geschlos-sen. Eine Hilfsperson bewegt nun eine Lichtquelle zentripetal an der Innensei-te des Halbkreises entlang, wobei die Lichtquelle, von der 90-Grad-Marke be-ginnend, in Richtung der O-Grad-Marke wandert. Sobald der Proband die Farbe der Lichtquelle klar erkennt, ist der entsprechende Peripheriewinkel für die temporale und die nasale Stellung zu notieren. Man wiederholt die Mes sung, indem man den Halbkreis jeweils um 15 Grad in seiner Stellung verän-dertverädert.

Gradeinteilun

Drehung umnach jeder

S i 4

- 104 -

Protokoll

S i 5

- 105 -

Si 5 Beobachtung der eigenen Netzhautgefäße (nach Purkinje)

Prinzip: Bei Lichteinfall durch die Linse werfen die in der inneren Schicht der Retina gelegenen Blutgefäße ihre Schatten stets auf die gleichen Stellen der lichtempfindlichen Schicht. Infolge der Gewöhnung werden diese Schatten nicht gesehen. Bei seitlichem Lichteinfall durch die Pupille hindurch fallen aber die Schatten dieser Gefäße auf andere Netzhautstellen und werden dort wahrgenommen.

Aufgabenstellung

Beobachtung der eigenen Netzhautgefäße.

Material

Punktlichtlampe

Durchführung:

Der Proband blickt aus 2 bis 3 m Entfernung so gegen die Wand eines nicht ganz verdunkelten Raumes, dass das rechte Auge leicht nasal blickt. Dann führt er eine Punktlichtlampe temporal so dicht wie möglich an das rechte Au-ge und lenkt den Lichtstrahl durch die Pupille. Plötzlich sieht er auf braunröt-lichem Untergrund die verzweigten, sich nach einem Punkt zu (blinder Fleck) vereinigenden Schatten der Gefäße. In der Mitte des Gesichtsfeldes kann er mit etwas Übung einen schwach erkennbaren, ovalen Bezirk sehen (gelber Fleck). Bewegen der Lichtquelle und Schließen des linken Auges erleichtern die Beobachtung.

Protokoll

S i 6

- 106 -

Si 6 Augenspiegel

Die Betrachtung des Augenhintergrundes ist nur möglich, wenn Strahlen, die von der Netzhaut des Beobachteten kommen, auf der Netzhaut des Beobach-ters vereinigt werden.

Aufgabenstellung

Betrachtung des Augenhintergrundes mit Hilfe von Augenspiegeln bei Mensch und Ziege.

Material

Oculus-Ophthalmoskop

Durchführung

Der rechte Augenhintergrund des Probanden wird am besten mit dem rechten Auge betrachtet und das Ophthalmoskop mit der rechten Hand gehalten und bedient.

Um eine sphärische Fehlsichtigkeit des Untersuchten und des Untersuchers auszugleichen, werden durch Drehung der Rekoßscheibe Konvex- oder Kon-kavlinsen in den Strahlengang gebracht. Mit ihrer Hilfe kann man die Netz-haut scharf einstellen.

Der Betrachter, mit seinem Auge dicht an der Einblicköffnung, richtet aus et-wa 30 cm Entfernung das Lichtbündel auf die Pupille des Probanden und nä-hert sich dann dessen Auge bis auf 1 bis 2 cm, um ein möglichst großes Ge-sichtsfeld zu erhalten. Das Gesichtsfeld läßt sich auch durch Veränderung der Blickrichtung vergrößern.

S i 6

- 107 -

Protokoll:

Mensch

Ziege

S i 7

- 108 -

Si 7 Adspektion des Trommelfells

Sowohl der menschliche als auch der tierische Gehörgang sind so stark ge-wunden, dass sie von außen keiner Adspektion zugänglich sind. Nach vorsich-tiger Straffung des äußeren Gehörgangs wird das beleuchtete Trommelfell durch Einführen des Otoskops der Besichtigung zugängig gemacht.

Aufgabenstellung

Betrachtung des Trommelfells mit einem Otoskop.

Material

Otoskop

Durchführung

Der Betrachter fasst die Ohrmuschel des Probanden mit der Hand und zieht sie vorsichtig nach hinten, oben und außen, um die normale Krümmung des äuße-ren Gehörganges schon weitgehend auszugleichen. Dann wird der auf den Be-leuchtungsapparat aufgesetzte Tubus sehr vorsichtig in den Gehörgang einge-führt (etwas unangenehm) bis das Trommelfell zu sehen ist. Es stellt sich als kleine, blassgrau gefärbte, leicht ovale Membran von 8 bis 10 mm Durchmes-ser dar. Gelegentlich kann nicht das ganze Trommelfell auf einmal überblickt werden. Durch Neigen des Tubus und Bewegen des Kopfes können die ein-zelnen Abschnitte nacheinander betrachtet werden. Anschließend muss das Gerät gereinigt werden !

Das Trommelfell soll leicht glänzend und nicht gerötet sein, es darf keine Auf-lagerungen haben.

Für den Tierarzt ist dabei auch das gleichzeitige Betrachten des gesamten Ge-hörganges wichtig, da es hier ebenfalls Anzeichen für Erkrankungen geben kann, z.B. Milbenbefall oder entzündliche Auflagerungen.

Falls der Proband beim Einführen des Tubus Schmerzen empfindet, so ist der Versuch zu unterbrechen und eventuell neu zu beginnen.

S i 7

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Protokoll

Beschreibung des betrachteten Trommelfells.

S i 8

- 110 -

Si 8 Richtungshören

So wie der binokulare Sehvorgang dem Raumsehen dient, steht das binotische Hören im Dienst des Richtungshörens.

Da unser Gehör ein Kurzzeitmesser von hoher Präzision ist, wird die Zeitdif-ferenz zwischen dem Auftreffen eines Schallreizes auf beiden Ohren sehr ge-nau wahrgenommen und zur Richtungsbestimmung der Schallquelle genutzt. Durch künstliche Vergrößerung der Entfernung zwischen den Schalleintritts-stellen kann diese Differenz und damit die Genauigkeit der Bestimmung noch wesentlich erhöht werden. Das kleinste noch zu erkennende Zeitintervall be-trägt 1/30000 s; das entspricht 1 cm Wegunterschied bei der Schallgeschwin-digkeit von 333 m s-1 in der Luft.

Diese Zeit- und Intensitätsunterschiede geben aber nur Auskunft darüber, ob die Schallquelle sich rechts oder links vom Kopf befindet. Die noch fehlenden Informationen (oben/unten, vorn/hinten) liefern die Ohrmuscheln, die durch ihre Richtcharakteristik den Schall je nach Einstrahlungsrichtung verzerren und so eine dreidimensionale akustische Raumorientierung ermöglichen.

Das Richtungshören:Schallwellenfront

Aus der Laufzeitdifferenz errechnet das zentrale auditorische System die Richtung, aus der die Schallwellen stammen.

Zusätzliche Laufstrecke der Schallwellen, um das der Lautquelle abgewandte Ohr zu erreichen.

Der Schall trifft dort entsprechend später ein. Die Laufzeitdifferenz hängt vom Winkel ab, mit dem die Schallwellen auf den Kopf eintreffen.

α

S i 8

- 111 -

Aufgabenstellung

Lokalisation einer Schallquelle mit Hilfe eines Kunstkopfes:

Bestimmung des Schwellenwinkels (Winkel, unter dem gerade der Hörein-druck "Rechts" bzw. "Links" entsteht).

Berechnung des zeitlichen Auflösungsvermögens.

Material

Metronom, Kunstkopf mit Stativ und Halbkreisskala, bioakustische Messein-heit, Stereokopfhörer.

Durchführung

- Kopfhörer so aufsetzen, dass rechtes bzw. linkes Ohr des Probanden mit rechtem bzw. linkem Ohr des Kunstkopfes verbunden ist (Markierung „R“ = rechts und „L“ = links auf dem Kopfhörer beachten).

- Metronom (dient als Schallquelle) einschalten, Kunstkopf gegenüber dem Metronom aufstellen, Skala des Kunstkopfes auf 0o einstellen; Proband darf die Stellung des Kunstkopfes nicht sehen, Proband darf nicht zwischen Metronom und Kunstkopf sitzen.

- Verstärkung Kanal A und B so nachregeln, dass für den Probanden, der die Augen geschlossen hält, der Schall genau von vorne zu kommen scheint (Höreindruck "Mitte"); anschließend während der Bestimmung des Schwel-lenwinkels Drehknöpfe nicht mehr betätigen.

- Untere Schraube des Stativs lockern und den Kunstkopf ganz langsam Grad für Grad drehen (rechtes bzw. linkes Ohr des Kunstkopfes immer mehr auf die Schallquelle ausrichten) bis der Proband gerade den Höreindruck "Rechts" bzw. "Links" bekommt; Winkelstellung notieren. Für den Proban-den ist es hilfreich, sich vorzustellen, dass in weiter Entfernung eine Person mit dem Metronom entweder nach rechts oder nach links läuft. Die "Lauf-richtung" soll der Proband alleine aufgrund seines Gehörs ermitteln.

- Messung in unregelmäßiger Reihenfolge je 10mal für den Höreindruck "Rechts" bzw. "Links" durchführen; nach jeder Messung zur Mittelstellung zurückkehren und dies dem Probanden mitteilen.

S i 8

- 112 -

- Anschließend Kunstkopf in Mittelstellung belassen, stattdessen (ohne es dem Probanden mitzuteilen) den Drehknopf der Verstärkung Kanal A lang-sam verstellen; Höreindruck des Probanden notieren.

Aus dem ermittelten Schwellenwinkel α und dem Ohrenabstand des Kunst-kopfes (d = 0,18 m) läßt sich das zeitliche Auflösungsvermögen Λt errechnen:

s = c • t = d • sin α mit s = Wegunterschied d • sin α t = ------------ c c = 333 m s-1 (Schallgeschwindigkeit) Protokoll Höreindruck Messung

1

2

3

4

5

rechts

links

S i 8

- 113 -

Höreindruck Messung

6

7

8

9

10

rechts

links

Aus den Ergebnissen der jeweils 10 Messungen sind die Mittelwerte zu bilden (Schwellenwinkel des rechten bzw. linken Ohres).

α t

rechts

links

S i 9

- 114 -

Si 9 Knochenleitung

Da die Schallleitung der Luft normalerweise der des Knochens überlegen ist, kann man durch den Vergleich beider eine Störung im schallleitenden oder im schallwahrnehmenden Apparat des Ohres lokalisieren.

Aufgabenstellung

Darstellung der Knochenleitung durch verschiedene Versuche.

Material

Stimmgabel,

Durchführung

a) WEBERscher Versuch:

Eine auf die Schädelmitte aufgesetzte tönende Stimmgabel wird normalerwei-se auf beiden Seiten gleich gut vernommen. Bei einer Schallleitungsstörung (hier: Verschluss des äußeren Gehörganges mit dem Finger oder einem Stück-chen Watte) erfolgt durch die Verhinderung des Schallabflusses eine Verstär-kung der Tonwahrnehmung auf dieser Seite. Bei Schädigung des schallwahr-nehmenden Apparates erscheint der Ton der Stimmgabel auf der gesunden Seite stärker.

b) RINNEscher Versuch:

Die tönende Stimmgabel wird bis zum Verklingen auf den Processus mastoi-deus hinter dem Ohr gesetzt und danach vor den Gehörgang gehalten. Da die Schallleitung in der Luft besser ist als im Knochen, erfolgt dort eine Vergrö-ßerung der Tonwahrnehmung. Bei Störung im schallleitenden Apparat über-wiegt die Schallübertragung auf dem Knochenwege.

S i 9 / 1 0

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Protokoll

Notieren der Versuchsergebnisse.

Si 10 Bestimmung der Hörschwellenkurve

Bei der Untersuchung des Hörvermögens interessieren uns neben den Grenzen des Hörumfanges (16 bis 20000 Hz) auch Verschiebungen der Emp-findlichkeit des Ohres. Sie äußern sich in einem Ansteigen des Mindestschall-druckes für den jeweiligen Prüfton, also in einer Erhöhung der Hörschwelle. Für eine genaue Untersuchung muss daher nicht nur die Höhe (Frequenz), sondern auch die Intensität (Schalldruckpegel) des Prüftones bekannt sein. Die Einstellung eines bestimmten Schalldruckes ist bei rein akustischen Tonerzeu-gern (Stimmgabel, KOENIG-Stab, GALTON-Pfeife) mit großen Schwierig-keiten verbunden, bei elektrischen Tonerzeugern dagegen leicht durchführbar. Solche Geräte liefern außerdem im ganzen Hörbereich reine Töne von sinus-förmiger Schwingungsform, so dass der Verlauf der Hörgrenze von der unte-ren bis zur oberen Hörgrenze praktisch lückenlos als Hörschwellenkurve auf-genommen werden kann.

Die am Arbeitsplatz ausliegende Musterhörkurve zeigt, dass die Hörschwelle für niedere und hohe Schallfrequenzen sehr hoch liegt. Für diese Töne ist ein großer Schalldruck zur Schwellenanregung des Ohres notwendig. Im mittleren Frequenzbereich von etwa 1000 bis 5000 Hz reicht dagegen ein wesentlich geringerer Schalldruck aus, um eine Tonempfindung zu erreichen.

S i 1 0

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Schädigungen im schallleitenden Apparat (Mittelohrschwerhörigkeit) stören die Übertragung tiefer Töne. Da für die Verständlichkeit der Sprache haupt-sächlich die hohen Töne (Zischlaute) wesentlich sind, wirkt sich eine Innen-ohrschwerhörigkeit, die meistens an der Schneckenbasis lokalisiert ist, darauf besonders ungünstig aus.

Aufgabenstellung

Bestimmung der eigenen Hörschwellenkurve.

Material

Selector SH 03 Audiometer mit Kopfhörer und Audiogrammvordruck.

Durchführung

Kopfhörer aufsetzen (blauer Teil für das linke Ohr) und den dB-Regler auf Null ziehen, dann 0,25 kHz einstellen. Roten Knopf für das rechte Ohr drü-cken und langsam über den dB-Regler die Intensität erhöhen. Der Intensitäts-wert, von dem ab der Ton hörbar wird, wird im Audiogramm (Abb. auf der nächsten Seite) eingetragen. Anschließend den dB-Regler zurück auf Null zie-hen und den Vorgang für das linke Ohr wiederholen (blauer Knopf). Auch dieser Wert wird in das Audiogramm eingetragen (anderes Symbol verwen-den).

Dann 0,38 kHz einstellen, den roten Knopf drücken und den dB-Regler wieder langsam öffnen bis der Ton gerade hörbar wird. Vorgang für das linke Ohr wiederholen. So verfährt man dann weiter mit 0,5; 0,75; 1,0; 1,5; 2,0; 3,0; 4,0; 6,0 und 8,0 kHz.

Die Verbindung der Eintragungen im Audiogramm ergibt die Hörschwellen-kurve für das rechte Ohr und das linke Ohr.

S i 1 0

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Protokoll:

Schalldruck- pegel

dB

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

Frequenz kHz

0.25 0.38 0.50 0.75 1 1.5 2 3 4 6 8

S i 1 1

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Si 11 Nystagmus und der statische Sinn

Der Vestibularapparat mit Sacculus, Utriculus und den drei Ampullen und Bogengängen des Labyrinths dient nicht dem Hören, sondern stellt ein eigen-ständiges Sinnesorgan dar, das eine Orientierung über Lage und Bewegung des Körpers im Raum ermöglicht.

Durch die in Bewegung gebrachte Endolymphe der Bogengänge wird die Cu-pula aus ihrer Ruhelage verschoben und damit eine Reizung der Sinneszellen bewirkt. Diese zeigt sich in eigenartigen Reaktionen und Unsicherheiten im Gleichgewicht sowie in einem ruckweisen Hin- und Herbewegen der Augäp-fel, dem sog. Nystagmus.

Die Bewegung der Endolymphe kann erzielt werden:

a) mechanisch durch Trägheit bei schneller Drehung,

b) kalorisch durch thermische Konvektion bei Füllung des äußeren Gehörgan-ges mit warmem oder kaltem Wasser und Neigung des Kopfes um 60° nach hinten.

Erst nachdem die Endolymphe durch Reibung an den Wänden der Bogengän-ge wieder zum Stillstand gekommen ist, klingen die Erscheinungen ab. Kli-nisch wird dieser Versuch zur Prüfung der Vestibularfunktion angewandt.

Aufgabenstellung

Darstellen des Nystagmus.

Material

Nystagmusbrille nach Prof. Frenzel, Drehstuhl.

S i 1 1

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Durchführung

Der Proband setzt die innen beleuchtete Nystagmusbrille nach Prof. Frenzel auf. Diese Brille verhindert durch eine Linse mit 18 dpt Brechkraft, dass der Proband Dinge in seiner Umgebung fixiert, und ermöglicht durch die Beleuch-tung eine genaue Betrachtung der Augen von außen. Nun wird der Proband auf einem Drehschemel rasch um die eigene Achse gedreht. Nach plötzlichem Anhalten stellt man ein langsamer werdendes Hin- und Herdrehen der Augäp-fel in der Horizontalen fest.

Protokoll

Drehrichtung: Richtung des Nystagmus:

V o 1

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Vormagenphysiologie

Pansenstoffwechsel in vitro und Vormagenmotilität

Literatur

Von Engelhardt/Breves, Physiologie der Haustiere. Kapitel Physiologie des Magen-Darm-Traktes.

Haschke/Diener: Multimedia Physiologie - Ein interaktives Lernprogramm für

Veterinärmediziner. Kapitel Vormagen, Magen-Darm-Trakt.

Stichworte:

Vormagenmikroorganismen, mikrobielle Fermentation, Struktur wichtiger Kohlenhydrate in der Nahrung, Biochemie des Pansenstoffwechsels, kurzket-tige Fettsäuren, Pansengase, mikrobielle Proteinsynthese, ruminohepatischer Kreislauf, Puffersysteme, Vormagenmotilität, Steuerung der Vormagenmotili-tät, Kontraktionszyklen, Rejektion, Ruktus, Anatomie der Vormägen, Panse-nazidose, Pansenalkalose, Tympanie

V o 1

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Vo 1 Pansenstoffwechsel in vitro

Aufgabenstellung

Nachweis des mikrobiellen Abbaus von Glucose durch Messung des pH-Wertes und der Gasproduktion in frisch entnommenem Pansensaft.

Mikroskopische Untersuchung, Charakterisierung und Identifizierung der Mi-krofauna und -flora des Panseninhaltes.

Material

Gewinnung von Pansensaft:

Vakuumpumpe, Entnahmesonde, Einmalhandschuhe.

Aus dem Pansen werden ca. 600 - 800 g frischer Panseninhalt entnommen. Die Bohrung an der Entnahmesonde gewährleistet einen von groben Futterbe-standteilen freien Pansensaft, so dass eine weiter Filtration unterbleiben kann.

Gewinnung von partikelfreier Pansenflüssigkeit:

Zentrifuge, Zentrifugengläser, Pansensaft.

Pansensaft wird bei 40 000 g für 45 min zentrifugiert, um partikelfreie Pansen-flüssigkeit zu erhalten.

Messung der Gasproduktion:

Die benötigte Apparatur besteht, wie in der folgenden Abbildung dargestellt, aus einem thermostatisierten Wasserbad mit Rührwerk, 6 Reagenzgläsern mit einer Markierung bei 20 ml für die Aufnahme von Pansensaft und Pansenflüs-sigkeit, 5 graduierten mit Wasser gefüllten Reagenzgläsern in einer Kristalli-sierschale zum Auffangen der Gase sowie Schlauchverbindungen. Ferner wer-den benötigt: 50 %ige Glucoselösung, Antibiotikalösungen, Glasstab, Pipet-ten.

V o 1

- 122 -

Messung des pH-Wertes:

Bechergläser, pH-Meter, pH-Eichlösung, saugfähiges Papier, Rührstab, Aqua dest.

Mikroskopische Untersuchung:

Pansensaft, Mikroskop mit Lupenvergrößerung und Objektiven mit Vergröße-rungsfaktoren von 1:10 und 1:40, Pasteurpipetten.

V o 1

- 123 -

Durchführung

Messung der Gasproduktion:

Je 2 Studierende führen die Messungen gemeinsam an einer Apparatur durch.

5 Reagenzgläser werden nach folgendem Schema gefüllt und 45 Minuten im Wasserbad bei 39oC inkubiert:

Glas 1: 20 ml Pansensaft

Glas 2: 20 ml Pansensaft + 4 ml 50 %ige Glucoselösung

Glas 3: 20 ml partikelfreie Pansenflüssigkeit + 4 ml 50 %ige Glucoselösung

Glas 4: 20 ml Pansensaft + 4 ml 50 %ige Glucoselösung + 4 ml Antibiotikalö-sung

Glas 5: 20 ml Pansensaft, entnommen 30 min nach der Fütterung

Glas 6: 20 ml Pansensaft + 4 ml 50 %ige Glucoselösung (pH-Messung)

Im Abstand von jeweils 5 Minuten wird über einen Zeitraum von 45 Minuten die aufgefangene Gasmenge abgelesen. Die größten Veränderungen sind wäh-rend der ersten 15 Minuten zu erwarten. In diesem Versuchsabschnitt sollten daher die Messungen besonders sorgfältig erfolgen. Vor jeder Messung sind die Reagenzgläser vorsichtig zu schütteln, damit die Gasblasen aus dem Pan-sensaft entweichen.

Messung des pH-Wertes:

Die Messung des pH-Wertes im Pansensaft in vitro wird im 6. Reagenzglas (s.o.) durchgeführt. Bis zur Einstellung eines konstanten pH-Wertes (ca. 30-40 min) wird alle 5 min der pH-Wert gemessen.

Mikroskopische Untersuchung einer Pansensaftprobe:

V o 1

- 124 -

Pansensaft wird mit einer Pasteurpipette auf einen Objektträger gebracht und mit einem Deckgläschen versehen. Die Beobachtung unter dem Mikroskop beginnt mit der geringsten Vergrößerung (Lupe).

Folgende Beobachtungen sind anzustellen:

- Bestimmung der Unterklassen der Ciliaten (Holotricha, Spirotricha)

- Wahrnehmung der Größenunterschiede zwischen den verschiedenen Ciliate-narten

- Beobachtung der unterschiedlichen Bewegungsmodi

- bei starker Vergrößerung Beobachtung beweglicher (begeißelter) und unbe-weglicher Bakterien (Kokken, Stäbchen, Vibrionen, Selenomaden, Spirochäten, Oscillospira).

V o 1

- 125 -

Protokoll

Messung der Gasproduktion:

Tabelle 9-1: Gasproduktion und pH-Wert von Pansensaft in vitro

Zeit

Reagenzglas[min] 1 2 3 4 5 6

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

V o 1

- 126 -

Zeit [min]

Abbildung 9-1: Zeitlicher Verlauf der Gasproduktion von Pansensaft unter verschiedenen Bedingungen.

Die unter verschiedenen Bedingungen gemessene Gasproduktion ist zu interpretieren. Welche Schlussfolgerungen sind daraus zu ziehen?

V o 1

- 127 -

Inkubationszeit [min]

Abbildung 9-2: Zeitlicher Verlauf des pH-Wertes von Pansensaft.

Interpretieren Sie die gemessenen pH-Werte. Beachten Sie die Stöchiometrie zwischen der Änderung des pH-Wertes und der Menge der gebildeten Säuren.

V o 1

- 128 -

V o 2

- 129 -

Vo 2 Vormagenmotorik

Aufgabenstellung

Vormagenmotilität bei Wiederkäuern (Film)

Palpatorische Untersuchung von Haube, Pansen und Psalter beim Rind

Auskultation der Pansengeräusche

Material

Palpatorische und auskultatorische Untersuchung der Vormägen:

Kittel, Gummistiefel, Gummischürze, Rektalisierhandschuhe, Phonendoskop.

Durchführung

Palpatorische Untersuchung von Haube, Pansen und Psalter beim Rind:

Die einzelnen Abschnitte des Pansens werden in der folgenden Reihenfolge palpiert: Haube, Magenrinne, Hauben-Psalteröffnung, Kardia, Hauben-Pansenfalte, Pansenvorhof, kranialer Pansenpfeiler, dorsaler Pansensack, ventraler Pansensack (man achte dabei auf die unterschiedliche Konsistenz des Inhaltes im dorsalen und ventralen Pansensack), kaudaler Pansenpfeiler. Bei der Berührung der Kardia, der Hauben-Pansenfalte und des Haubenbodens kann u. U. Wiederkauen ausgelöst werden.

Auskultation der Pansengeräusche:

Die Pansengeräusche sind im Bereich der linken Hungergrube mittels Phon-endoskop auszukultieren. Dabei ist besonders auf die Qualität und Frequenz der Pansengeräusche zu achten.

V o 2

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E R 1

- 131 -

Ernährungsphysiologie/Monogastrier

Literatur

Von Engelhardt/Breves, 2000, Kap. 13, Physiologie des Magen-Darm-Traktes, S. 303-408

Schmidt-Thews, 27. Aufl., Kapitel 34: Epithelien, Kapitel 38: Funktionen des Magen-Darm-Kanals.

Stichworte:

Kohlenhydratverdauung beim Monogastrier, Enzyme im Speichel und aus dem Pankreas, Enzyme in der Bürstensaummembran, Glucosetransport, akti-ver Transport, transepitheliale Potentialdifferenz, Epitheltypen, Resorption und Verdauung von Aminosäuren und von Fetten, Regulation der Pankreas-sekretion.

E R 1

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Er 1 Stärkeverdauung:

Aufgabenstellung

Messung der Stärkeverdauung durch Speichelamylase.

Einfluss des aktiven Transportes von Glucose auf die transepitheliale Potenti-aldifferenz.

Material

Amylase (aus dem Schweinepankreas), physiologische Kochsalzlösung, Stär-kelösung, Lugolsche Lösung, Becherglas, Reagenzgläser, Wasserbad

Theoretischer Hintergrund:

Das erste Verdauungssekret, mit dem die Nahrung im Körper in Kontakt kommt, ist der Speichel. Der Speichel enthält je nach Spezies unterschiedliche Mengen an dem Enzym Amylase. Eine hohe Amylase-Aktivität im Speichel findet man z.B. beim Menschen oder beim Schwein. Bei Pferd und Rind ist die Aktivität sehr gering und bei Hund bzw. Katze fehlt sie vollständig. We-gen der kurzen Verweildauer der Nahrung in der Maulhöhle kommt das En-zym in der Mundhöhle kaum zum Zuge. Es kann jedoch im Inneren des Nah-rungskloßes, der sich im Magen bildet, weiterwirken. Amylase ist außerdem im Pankreassekret zu finden.

Die Amylase spaltet Stärke in Amylose und α-Dextrine.

Durchführung

Anhand der Verdauung einer Stärkelösung in vitro wird die enzymatische Ak-tivität an Amylase in Rinderspeichel mit dem des menschlichen Speichels verglichen. Stärke und größere Dextrine bilden mit Jod blau gefärbte Komple-xe. Kleinere Dextrine bilden mit Jod rötliche Komplexe, während Maltose als

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Disaccharid mit Jod keine Farbreaktion mehr eingeht.

Zu 10 ml einer 1 % Stärkelösung werden 200 mg Amylase gegeben und durchgeschüttelt. Die Ansätze werden bei 37° C im Wasserbad inkubiert. Im Abstand von 5 min werden 0,5 ml Proben aus den Ansätzen entnommen. Ins-gesamt sollen 8 Proben genommen werden, d.h. die letzte Probenentnahme erfolgt nach 40 Minuten. Die Proben werden in zuvor vorbereitete Reagenz-gläser pipettiert, die 9,5 ml Aqua dest. und 2 Tropfen Lugolsche Lösung (ent-hält Jod) enthalten. Die Proben werden durchgemischt und die Farbreaktion ist zu protokollieren. Je nach Gehalt an Stärke bzw. den verschiedenen Spaltpro-dukten fällt die Jodreaktion blau, violett, rötlich oder braungelb aus.

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Er 2 Glucoseresorption:

Material

Wasserbad, Ussingkammern, Glucoselösung, Galactoselösung, Fructoselö-sung, Standardpuffer (Na+-haltig und Glucose haltig), glucosefreier Standard-puffer (Na+-haltig, Glucose-frei), glucosefreie und Na+-freie Pufferlösung.

Theoretischer Hintergrund:

Epithelien sind spezialisierte Gewebe, die den Kontakt des Organismus zur Außenwelt vermitteln. An vielen Epithelien misst man eine transepitheliale Potentialdifferenz, d.h. eine elektrische Spannung zwischen der Außenseite und der Blutseite. Diese Potentialdifferenz kann je nach Gewebe wenige Mil-livolt bis hin zu etwa 100 mV betragen. Bei den meisten Epithelien ist die transepitheliale Potentialdifferenz so gerichtet, dass die Blutseite positiv gela-den ist gegenüber der Lumenseite, also der Außenwelt. Am Beispiel des Ka-ninchendünndarms soll das Zustandekommen dieser Potentialdifferenz und ihre Änderung in Folge von Transportvorgängen in dieser Übung untersucht werden.

In der Basolateralmembran der Dünndarmepithelzellen befindet sich die Nat-rium-Kalium-Pumpe. Den Natriumgradienten, der durch die Pumpe aufgebaut wird, nutzt ein Natrium-Glucose-Cotransporter in der apikalen Membran aus, um Glucose in der Zelle anzuhäufen. Die Glucose verlässt die Zelle basolate-ral via erleichterter Diffusion. Folge ist eine Netto-Bewegung von positiv ge-ladenen Natriumteilchen auf die Blutseite des Epithels, wodurch diese positiv geladen wird gegenüber der Lumenseite. Die Höhe dieser transepithelialen Potentialdifferenz wird hauptsächlich von der Durchlässigkeit der Schlussleis-ten (tight junctions) bestimmt. Epithelien mit geringer passiver Durchlässig-keit (Kolonepithel, Kropfmucosa, Pansenmucosa) weisen eine erheblich höhe-re transepitheliale Potentialdifferenz auf als Epithelien mit hoher Durchlässig-keit (Dünndarmepithel), da der Ladungsausgleich in Form von parazellulären Ionenflüssen erschwert ist.

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3 N a +

2 K+

R e s o rp tio n v o n G lu c o s e u n d G a la c to s e :

B lu t D a rm lu m e n

G lu c o s eG lu c o s e2 N a+

G lu c o s e

P rim ä r a k tiv e r T ra n s p o rt

S e k u n d ä r a k tiv e r T ra n s po rt

E rle ic h te r te D if fu s io n

Mechanismus des intestinalen Glucosetransportes

E R 3

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Prinzip der Messung des Kurzschlussstroms (Isc = short-circuit cur-rent).

basolateral apikal

Na Glucose

+

basolateral apikal

0 mV + 5 mV

Isc

Voltage-Clamp Open-Circuit

Messung des Kurzschlussstroms (Isc) in der Ussing-Kammer:

Na Glucose

+

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Durchführung

Das Dünndarmpräparat wird in eine kleine Plexiglaskammer eingespannt. Das Gewebe ist auf beiden Seiten von einer Plasma-isotonen Nährlösung umspült. Die auftretende Potentialdifferenz von ca. 3-6 mV wird über ein Elektroden-paar von einem Voltmeter gemessen. Über ein zweites Elektrodenpaar wird mit Hilfe einer äußeren Gegenspannung (Batterie) die Potentialdifferenz auf null Millivolt gebracht (Voltage-Clamp = Spannungsklemme). Dazu wird ein Strom, der sogenannte Kurzschlussstrom, dem Gewebe appliziert. Dieser Kurzschlussstrom ist ein Maß für die Netto-Ionenbewegung über das Epithel.

Die Epithelstücke werden in Plexiglaskammern eingespannt, die vier Elektro-denanschlüsse, zwei für die Spannungsmessung (Ag/AgCl, über Agarbrücken mit der Kammer verbunden) und zwei für die Stromzufuhr (Ag/AgCl, über Agarbrücken mit der Kammer verbunden) besitzen. Die Potentialdifferenz wird von einem automatischen Voltage-Clamp-Verstärker gemessen und auf einem Display angezeigt. Der Kurzschlussstrom wird kontinuierlich von ei-nem Schreiber aufgezeichnet.

Initial wird der Darm auf der basolateralen Seite von einer Glucose-haltigen Nährlösung umspült, die apikale ist frei von Glucose. Nun wird Glucose zupi-pettiert. Die Änderung im Kurzschlussstrom ist zu registrieren. Nach Ab-schluss ist die glucosehaltige Lösung apikal wieder durch eine glucosefreie zu ersetzen. Was passiert, wenn man statt Glucose Fructose bzw. Galactose in die Kammern einpipettiert ? Interpretieren Sie die zugrundeliegenden Mechanis-men !

Im nächsten Schritt wird die apikale Lösung gegen einen Na+-freien Puffer ausgetauscht. Nach Stabilisation des Kurzschlussstroms wird Glucose zuge-setzt. Vergleichen Sie die Änderung des Kurzschlussstroms mit der Antwort in Na+-haltigem Medium !

In einem letzten Schritt wird Ouabain auf der basolateralen Seite zugesetzt; apikal befindet sich eine glucosefreie, Na+-haltige Pufferlösung. Ouabain blo-ckiert die Na+-K+-Pumpe. Nach einer Einwirkzeit von mindestens 10 Minu-ten wird erneut Glucose apikal zugesetzt. Die Veränderungen im Kurzschluss-strom sind zu registrieren.

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Er 3 Glucosetransport in vitro

Dünndarmsegmente werden so umgestülpt, dass die Mucosa nach außen zeigt. Die Segmente werden an einem Ende abgebunden, mit glucosefreier Nährlö-sung prall gefüllt und dann am anderen Ende mit einer Ligatur verschlossen („everted-sac“). Die so erhaltenen Säckchen-Präparate werden für 30 min in einer erwärmten glucosehaltigen Nährlösung inkubiert.

Die Epithelzellen der Mucosa nehmen Glucose aus dem Nährmedium auf und transportieren sie auf die Innenseite des Säckchenpräparates, wo die Glucose akkumuliert.

Nach 30 min werden die Säckchen entnommen, mit einer Schere eröffnet und die resorbierte Flüssigkeit wird in einem Reagenzglas aufgefangen.

Mit Hilfe eines enzymatischen Assays (wie er auch in der tierärztlichen Praxis zur Messung der Plasmaglucosekonzentration eingesetzt wird) und einem Photometer wird die Glucosekonzentration in der resorbierten Flüssigkeit ge-messen.

Das Messprinzip ist folgendes:

Glucose + ATP wird durch das Enzym Hexokinase in Glucose-6-phosphat und ADP umgesetzt. Glucose-6-phosphat bildet dann in Anwesenheit von NADP+ und des Enzyms Glucose-6-phosphat-Dehydrogenase die Produkte Gluconat-6-phosphat und NADPH+H+. Letzteres lässt sich anhand seiner Extinktion im Photometer nachweisen.

Durchführung:

Lösung 1: Puffergemisch

Lösung 2: Suspension mit den Enzymen Hexokinase und Glucose-6-phosphat-Dehydrogenase

Zuerst wird ein Leerwert bestimmt (1 ml Lösung 1; 2 ml Aqua dest.) sowie die Extinktion der Messprobe (1 ml Lösung 1; 0,1 ml Probenlösung; 1,9 ml Aqua dest). Die Messung ergibt die initiale Extinktion (= E1). Die Wellenlän-ge, bei der alle Messungen vorgenommen werden, beträgt 365 nm.

Dann wird sowohl zum Leerwert als auch zur Probe 20 µl der Lösung 2 (= Enzymgemisch) zugesetzt. Nach 15 min wird die Extinktion von Leerwert und Probe erneut bestimmt (= E2).

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Aus diesen Werten lässt sich die Extinktionsdifferenz (∆ E) nach Ablauf der Reaktion berechnen nach:

∆ E = (E2 – E1)Probe - (E2 – E1)Leerwert

Daraus kann dann die Glucosekonzentration berechnet werden mit Hilfe der Formel:

V * MG * ∆ E

C = -----------------------------------

ε * d * v * 1000

Mit:

C = Konzentration [g l-1]

V = Testvolumen [= 3,02 ml]

MG = Molekulargewicht [180,16 g l-1]

ε = Extinktionskoeffizient von NADPH+H+ (3,5 l mmol-1 cm-1 bei 365 nm)

v = Probevolumen [0,1 ml]

d = Schichtdicke [1 cm]

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Testatkarte SS 2003 (Bitte nach dem letzten Übungstermin dem jeweiligen Betreuer abgeben!)

Name: Vorname:

Geboren in:

Arbeitsgebiete Anwesenheit

Testat

1. Blut 1

2. Blut 2

3. Neurophysiologie

4. Muskelphysiologie

5. Physiologie des Herzens

6. Physiologie des Kreislaufs

7. Atmungsphysiologie

8. Sinnesphysiologie

9. Pansenstoffwechsel in vitro

10. Vormagenmotorik und

Zuckertransport

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Das Institut für Veterinär-Physiologie führt jährlich eine Evaluation der ange-botenen Lehrveranstaltungen durch. Diese dient dazu, eine Rückkopplung zu erhalten, wie der Unterricht angenommen wird und was zu verbessern ist.

Wir bitten Sie daher, sich die Mühe zu machen, den beiliegenden Fragebogen auszufüllen und am Ende der Übungen abzugeben (Sekretariat, Frankfurter Str. 100, 1. OG).

Alle Angaben werden selbstverständlich anonym behandelt !

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Fragebogen zu Lehrveranstaltungen - Evaluation

1. Physiologische Übungen mit Seminar SS 2003

Bitte pro Block nur 1 Note ankreuzen !

Lernerfolg Betreuung Übungsanleitung

1. Blut 1 Bemerkun-gen:

□ sehr gut □ gut □ befriedigend□ ausreichend □ mangelhaft

□ sehr gut □ gut □ befriedigend □ ausreichend □ mangelhaft

□ sehr gut □ gut □ befriedigend □ ausreichend □ mangelhaft

2. Blut 2 Bemerkungen: □ sehr gut □ gut □ befriedigend□ ausreichend □ mangelhaft

□ sehr gut □ gut □ befriedigend □ ausreichend □ mangelhaft

□ sehr gut □ gut □ befriedigend □ ausreichend □ mangelhaft

3. Nerv Bemerkungen: □ sehr gut □ gut □ befriedigend□ ausreichend □ mangelhaft

□ sehr gut □ gut □ befriedigend □ ausreichend □ mangelhaft

□ sehr gut □ gut □ befriedigend □ ausreichend □ mangelhaft

4. Muskel Bemerkun-gen:

□ sehr gut □ gut □ befriedigend□ ausreichend □ mangelhaft

□ sehr gut □ gut □ befriedigend □ ausreichend □ mangelhaft

□ sehr gut □ gut □ befriedigend □ ausreichend □ mangelhaft

5. Herz Bemerkungen: □ sehr gut □ gut □ befriedigend□ ausreichend □ mangelhaft

□ sehr gut □ gut □ befriedigend □ ausreichend □ mangelhaft

□ sehr gut □ gut □ befriedigend □ ausreichend □ mangelhaft

6. Kreislauf Bemerkun-gen:

□ sehr gut □ gut □ befriedigend□ ausreichend □ mangelhaft

□ sehr gut □ gut □ befriedigend □ ausreichend □ mangelhaft

□ sehr gut □ gut □ befriedigend □ ausreichend □ mangelhaft

7. Atmung Bemerkun-gen:

□ sehr gut □ gut □ befriedigend□ ausreichend □ mangelhaft

□ sehr gut □ gut □ befriedigend □ ausreichend □ mangelhaft

□ sehr gut □ gut □ befriedigend □ ausreichend □ mangelhaft

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8. Sinne Bemerkungen: □ sehr gut □ gut □ befriedigend□ ausreichend □ mangelhaft

□ sehr gut □ gut □ befriedigend □ ausreichend □ mangelhaft

□ sehr gut □ gut □ befriedigend □ ausreichend □ mangelhaft

9. Verdauung 1 Bemer-kungen:

□ sehr gut □ gut □ befriedigend□ ausreichend □ mangelhaft

□ sehr gut □ gut □ befriedigend □ ausreichend □ mangelhaft

□ sehr gut □ gut □ befriedigend □ ausreichend □ mangelhaft

10. Verdauung 2 Be-merkungen:

□ sehr gut □ gut □ befriedigend□ ausreichend □ mangelhaft

□ sehr gut □ gut □ befriedigend □ ausreichend □ mangelhaft

□ sehr gut □ gut □ befriedigend □ ausreichend □ mangelhaft

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2 Vorlesung Physiologie WS 2002/03, SS 2003

Bitte pro Block nur 1 Note ankreuzen !

Didaktischer Aufbau: □ sehr gut □ gut □ befriedigend □ ausreichend □ mangelhaft

Inhalte Bemerkungen: □ sehr gut □ gut □ befriedigend □ ausreichend □ mangelhaft

Engagement der Dozenten Bemer-kungen

□ sehr gut □ gut □ befriedigend □ ausreichend □ mangelhaft

Lehrmaterial (Bilder, Folien) Be-merkungen:

□ sehr gut □ gut □ befriedigend □ ausreichend □ mangelhaft

Skript zur Vorlesung Bemerkungen: □ sehr gut □ gut □ befriedigend □ ausreichend □ mangelhaft

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3. Wahlpflichtseminare WS 2002/03, SS 2003

Inhalte: □ Themen interessant □ Manche Themen un-interessant □ Uninteressant

Betreuung: □ sehr gut □ gut □ befriedigend □ ausreichend □ mangelhaft

Bemerkungen: