Synthese des A´-Rings von Labyrinthopeptin A2 und eines ... · zur Struktur und zur Wirkung dieser...

Synthese des A´-Rings von Labyrinthopeptin A2

und eines Referenzstandards

zum Nachweis der ungewöhnlichen Aminosäure Labionin

vorgelegt von

Diplom-Chemiker

Maik Henkel

aus Luckenwalde

Von der Fakultät II - Mathematik und Naturwissenschaften

der Technischen Universität Berlin

zur Erlangung des akademischen Grades

Doktor der Naturwissenschaften

Dr. rer. nat.

genehmigte Dissertation

Promotionsausschuss:

Vorsitzender: Prof. Dr. rer. nat. Martin Lerch

Berichter/Gutachter: Prof. Dr. rer. nat. Roderich Süßmuth

Berichter/Gutachter: Prof. Dr. rer. nat. Michael Bienert (FMP Berlin)

Tag der wissenschaftlichen Aussprache: 25. April 2011

Berlin 2011

D 83

Die vorliegende Arbeit wurde unter der Leitung von

Herrn Prof. Dr. Roderich Süssmuth

in der Zeit von November 2006 bis Januar 2011 am Institut für Chemie der Fakultät II der

Technischen Universität Berlin angefertigt.

Danksagung

Mein besonderer Dank gilt Herrn Prof. Dr. Roderich Süssmuth für die Überlassung des Themas,

hervorragende Arbeitsbedingungen und die ausgezeichnete Betreuung während der

Durchführung dieser Arbeit.

Herrn Prof. Dr. Michael Bienert danke ich herzlich für die bereitwillige Übernahme der zweiten

Berichterstattung.

Herrn Prof. Dr. Martin Lerch danke ich für die Übernahme des Prüfungsvorsitzes.

Herrn Dr. Mark Brönstrup, Herrn Dr. Luigi Toti und Herrn Dr. Joachim Wink (Sanofi-

Aventis,Frankfurt, Deutschland) danke ich für die Bereitstellung der Labyrinthopeptine.

Herrn Dipl. Chem. Alexander Pesic danke ich für die Hilfe bei der Herstellung der

Labyrinthopeptinderivate, die Durchführung der GC-Analytik mit dem Referenzstandardsubstanz

zum Labioninnachweis und die gute Zusammenarbeit bei diesem Projekt.

Herrn Dipl. Chem. Julian Kretz danke ich für die Durchführung der GC-Analytik der

γ-Methylenglutaminsäurederivate und möchte ihm viel Erfolg bei der Weiterführung dieses

Projekts wünschen.

Herrn Dipl. Chem. Paul Ensle danke ich für die vielen interessanten Gespräche und die

Hilfestellung bei der Benutzung des Peptidsynthesizers.

Frau Dr. Maria Schlangen und Frau Christine Klose danke ich für die Durchführung der

zahlreichen MS-Messungen.

Frau Dr. Elisabeth Irran danke ich für die Kristallstrukturbestimmung.

Für zahlreiche konstruktive Gespräche, das gute Arbeitsklima und Hilfestellungen möchte ich

mich bei meinen Kollegen aus der Arbeitsgruppe Süssmuth bedanken, namentlich: Dr. Srinivas

Banala, Todor Baramov, Dr. Diane Butz, Dr. Brian Davis, Alexander Denisiuk, Paul Ensle,

Dr. Sven C. Feifel, Dr. Elvira Gottardi, Anne Hänchen, Soliman Alsayd Helali, Manuela

Hügelland, Bahar Kalyon, Dr. Simone Keller, Joanna Krawczyk, Bartlomieij Krawczyk, Ginka

Kazakova, Julian Kretz, Benjamin Landmann, Khai Ming Lie, Marius Löhken, Diana Matthes,

Eva Mösker, Dr. Agnes Mühlenweg, Jane Müller, Wolfgang Müller, Jonny Nachtigall, Florian

Oldach, Alexander Pesic, Vanessa Peters, Dr. Stefan Pohle, Marta Ramirez Hernandez, Saskia

Rausch, Dr. Pierre-Loic Saaidi, Georg Sambeth, Nicole Sattler, Dr. Heiko Schadt, Caroline

Schloßer, Dr. Timo Schmiederer, Dr. Kathrin Schneider, Vivien Schubert, Hanna von

Suchodoletz, Kamil Stelmaszyk, Dr. Suada Turkanović, Stefanie Uhlmann, Kati Winter,

Dr. Falko Wolter und David Wagner.

Für ihre stetige Unterstützung und ihr sehr großes Verständnis möchte ich mich bei meiner

Lebenspartnerin Ina bedanken. Mein Dank gilt zudem meinen Eltern, die mir das Studium der

Chemie ermöglicht haben.

Inhaltsverzeichnis

Inhaltsverzeichnis 1. Einleitung .............................................................................................................................. 1

1.1 Conotoxine ....................................................................................................................... 2 1.2 Lantibiotika ...................................................................................................................... 3

1.2.1 Biologische Aktivität der Lantibiotika...................................................................... 4 1.2.2 Biosynthese der Lanthionine und Methyllanthionine ............................................... 6 1.2.3 Klassifizierung von Lantibiotika............................................................................. 10

1.3 Die Labyrinthopeptine.................................................................................................... 13 1.3.1 Struktur von Labyrinthopeptin A2 .......................................................................... 14 1.3.2 Biosynthese von Labyrinthopeptin A2.................................................................... 16 1.3.3 Weitere Labionin-haltige Peptide............................................................................ 18 1.3.4 Biologische Aktivität der Labyrinthopeptine.......................................................... 20

1.4 Totalsynthesen von Lantibiotika .................................................................................... 22 1.4.1 Totalsynthese von Nisin .......................................................................................... 22 1.4.2 Totalsynthese von Bis(desmethyl)-Lacticin 3147 A2 und Lactocin S.................... 23

1.5 Mechanistische Details wichtiger Schlüsselreaktionen.................................................. 24 1.5.1 Stereoselektive Alkylierung von Glycin ................................................................. 25 1.5.2 Synthese von α,α-disubstitutierten Aminosäuren aus zyklischen Sulfiten............. 27 1.5.3. Synthese von α,α–disubstituierten Aminosäuren durch chelatverbrückte Claisen-Umlagerung...................................................................................................................... 29

2. Aufgabenstellung................................................................................................................ 33 3. Ergebnisse und Diskussion ................................................................................................ 35

3.1 Synthese von 2,4-Diamino-2-hydroxymethylglutarsäure .............................................. 35 3.1.1. Synthese von 2,4-Diamino-2-hydroxymethylglutarsäure über ein Oxazolidin ..... 36 3.1.2. Synthese von 2,4-Diamino-2-hydroxymethylglutarsäure durch eine chelatverbrückte Claisen-Umlagerung............................................................................. 40 3.1.3. Synthese von 2,4-Diamino-2-hydroxymethylglutarsäure aus Pyrazolderivaten.... 41 3.1.4 Synthese von 2,4-Diamino-2-hydroxymethylglutarsäure aus γ-Methylenglutamin-säure ................................................................................................................................. 42

3.2 Studien zur Synthese von Labionin................................................................................ 46 3.3 Synthese des A´-Rings von Labyrinthopeptin A2.......................................................... 48 3.4 Synthese eines analytischen Referenzstandards zum Labioninnachweis ...................... 57 3.5 Derivatisierung der Naturstoffe Labyrinthopeptin A1 und A2 ...................................... 61

4. Zusammenfassung und Ausblick ...................................................................................... 65 5. Experimenteller Teil .......................................................................................................... 69

5.1. Allgemeine Informationen ............................................................................................ 69 5.2 Synthesevorschriften ...................................................................................................... 73

5.2.1. Vesuch der Synthese von 2,4-Diamino-2-hydroxymethylglutarsäure aus Oxazolidinen .................................................................................................................... 73 5.2.2. Synthese von 2,4-Diamino-2-hydroxymethylglutarsäure aus Pyrazolderivaten.... 82 5.2.3. Synthese von 2,4-Diamino-2-hydroxymethylglutarsäure aus γ-Methylenglutaminsäure ................................................................................................. 85 5.2.4. Studien zur Synthese von Labionin........................................................................ 98 5.2.5. Synthese des Dipeptides des A´-Ring, des Tripeptids des B´-Rings und des Modellpeptids................................................................................................................. 101 5.2.6. Synthese des A´-Rings von Labyrinthopeptin A2................................................ 112 5.2.7. Synthese eines analytischen Refenzenzstandards zum Labioninnachweis .......... 123 5.2.8. Derivatisierung der Labyrinthopeptine ................................................................ 134

5.3. Analytische Daten ....................................................................................................... 139 5.3.1 NMR-Spektren ausgewählter Verbindungen ........................................................ 139

Inhaltsverzeichnis

5.3.2. MS/MS-Spektrum von Peptid 117 ....................................................................... 170 5.3.3. LC-MS-Analytik der Peptide 122, 123 und 124 .................................................. 171 5.3.4. Röngenstrukturdaten von (2R,4S)-5-tert-Butyl-1-methyl-2-azido-4-(bis-Boc-amino)-2-(hydroxymethyl)pentandioat .......................................................................... 174

6. Anhang .............................................................................................................................. 180 6.1. Literaturverzeichnis..................................................................................................... 180 6.2. Abkürzungsverzeichnis ............................................................................................... 185

Einleitung

1

1. Einleitung

Peptide beeinflussen eine Vielzahl wichtiger physiologischer und biochemischer

Lebensfunktionen. Bei Wirbeltieren kennt man ca. 100 Peptide mit Funktionen im zentralen

und peripheren Nervensystem, wo sie z.B. als Neurotransmitter und Neuromodulatoren eine

bedeutende Rolle spielen. Darüber hinaus sind sie an der Regulation einer Vielzahl

biochemischer Prozesse, wie beispielsweise Stoffwechsel, Schmerzgeschehen, Reproduktion

und Immunabwehr beteiligt.

Historisch betrachtet, ist die chemische Peptidsynthese eine klassische Methode, die sich in

den letzten Jahrzehnten entscheidend weiter entwickelt hat, obwohl schon um die

Jahrhundertwende des vergangenen Jahrhunderts durch Theodor Curtius und Emil Fischer der

Grundstein dafür gelegt wurde. Bei vielen oft nur in kleinen Mengen isolierten Peptiden

konnte erst mittels chemischer Synthese der endgültige Strukturbeweis erbracht werden[1]

Auch die umfangreichen Studien zur Erforschung der Beziehung zwischen Struktur und

biologischer Aktivität am Beispiel einer Vielzahl sequenzvariierter Analoga, die oft

nichtproteinogene Bausteine und Strukturelemente enthalten, belegen die Bedeutung der

chemischen Peptidsynthese, die nicht zuletzt durch die Realisierung des Merrifieldschen

Konzepts der Festphasen-Peptidsynthese den entscheidenden Aufschwung erhalten hat. Die

Gewinnung von Polypeptiden und Proteinen durch DNA-Rekombination bedeutete einen

weiteren methodischen Fortschritt. Mit der gentechnischen Herstellung von pharmazeutisch

relevanten Proteinen lässt sich das Konzept der Therapie endogener Proteinwirkstoffe

verifizieren, deren wichtigste Indikationsgebiete Herz-Kreislauf-, Tumor- und

Autoimmunerkrankungen sowie Infektionen sind. Mit Sicherheit wird durch diese

Entwicklung die klassische Peptidsynthese nicht in Frage gestellt. Kleine Peptide, wie der

Peptidsüßstoff Aspartam mit dem Bedarf von 5000 Jahrestonnen, und Peptide mittlerer

Kettenlänge, insbesondere mit nichtproteinogenen Aminosäuren oder mit 13C-markierten

Aminosäuren für spezielle NMR-Untersuchungen, werden Objekte der klassischen Synthese

bleiben.

Für die Lösung vielschichtiger biologischer Zielstellungen nimmt der Bedarf an synthetischen

Peptiden ständig zu. Die neuen Aufgabenstellungen erlauben keine isolierte Position einer

allein syntheseorientierten Peptidchemie, vielmehr müssen Synthese, Analytik, Isolierung und

Strukturaufklärung integrativer Teil einer interdisziplinären Zusammenarbeit sein[2]. Die

Natur bringt eine große Vielfalt von bioaktiven Peptiden mit interessanten Strukturen hervor,

auf die im Folgenden genauer eingegangen wird.

Einleitung

2

1.1 Conotoxine

Conotoxine sind eine Gruppe von Toxinen die aus dem Gift der Kegelschneckengattung

Conus isoliert wurden[3, 4]. Dabei handelt es sich um ribosomal synthetisierte Peptide, die aus

15 bis 30 Aminosäuren bestehen und einen hohen Cysteinanteil aufweisen. Diese Cysteine

bilden je nach Art des Conotoxins zwei bis vier Disulfidbrücken aus, die dadurch maßgeblich

zur Struktur und zur Wirkung dieser Peptide beitragen. Eine Kegelschnecke verfügt je nach

Art über eine Vielzahl von Conotoxinen. Diese werden bei der Jagd in ein Beutetier injiziert

und blockieren mit hoher Selektivität spannungsabhängige Ionenkanäle, was zur Lähmung der

Beute führt[5]. Aufgrund dieser Eigenschaften sind Conotoxine als Analgetika von großem

Interesse. Ein Conotoxin, das als Medikament genutzt wird, ist Ziconotid®. Dabei handelt es

sich um die synthetische Form von ω-Conotoxin MVIIA, das aus Conus magus isoliert

wurde[6]. Dieses aus 25 Aminosäuren bestehende Peptid (Abb. 1) ist ein Nicht-Opioid-

Analgetikum das selektiv die spannungsabhängigen Calcium-Ionenkanäle blockiert, die im

gesamten zentralen und peripheren Nervensystem zu finden sind und somit die Freisetzung

von Neurotransmittern und die Signalweitergabe verhindert[7].

A) B)A) B)

Abbildung 1: Struktur von ω-Conotoxin MVIIA als Kugelmodell (A) und 3D-Modell (B) des Peptidrückgrats.

Die Stabilität von ω-Conotoxin MVIIA beruht auf seiner Struktur, in der zwei

Disulfidbrücken das Peptidrückgrat verbinden und einen eingebetteten Ring bilden, der von

der dritten Disulfidbrücke durchstoßen wird (Abb. 1B). Dieses Strukturmotiv verleiht den

Conotoxinen ihre hohe konformationelle Stabilität im Vergleich zu Peptiden ohne

Disulfidbrücken[8].

Einleitung

3

1.2 Lantibiotika

Eine weitere Gruppe bioaktiver schwefelhaltiger Peptide sind Lantibiotika. Das

charakteristische Strukturelement dieser Peptide ist die ungewöhnliche Aminosäure

Lanthionin (Lan) bzw. β-Methyllanthionin (MeLan)[9]. Dabei handelt es sich formal um

Alanin bzw. 2-Aminobutylsäure im Fall von MeLan, die an ihren β-Kohlenstoffatomen über

eine Thioetherverbrückung mit einem weiteren Alanin verbunden sind (Abb. 2).

(S) SHN

O (R)NH

O

(S) (S) SHN

O (R)NH

O

meso-Lanthionin(Lan)

(2S,3S,6R)-3-Methylanthionin(MeLan)

Abbildung 2: Struktur von meso-Lanthionin und Methyllanthionin, die charakteristischen Strukturelemente der Lantibiotika.

Die Aminosäure Lanthionin wurde 1941 bei der Behandlung von Wolle (latein.: lana =

Wolle) mit Natriumcarbonat zum ersten Mal beobachtet.[10] Die Namensgebung der

Lantibiotika leitet sich aus der Bezeichnung lanthioninhaltiger antibiotischer Peptide ab[11].

Zur Klasse der Lantibiotika gehören stark posttranslational modifizierte Peptide mit einer

Kettenlänge von 19 bis 38 Aminosäuren, wobei der Modifizierungsgrad in Lactocin S[12] mit

24% am geringsten und im Lantibiotikum 10789[13] mit 58 % am stärksten ist. Neben dem

charakteristischen Strukturelement Lanthionin, können noch weitere Modifikationen auftreten

(Abb. 3). So kann z.B. ein C-terminales Cystein S-Aminovinyl-D-cystein oder

S-Aminovinyl-3-Methyl-D-cystein bilden, während ein N-terminales Didehydroalanin oder

Didehydrobutyrin zu 2-Oxopropionyl- bzw. 2-Oxobutyrylresten hydrolysiert wird[14].

Aufgrund der zahlreichen posttranslationalen Modifikationen zeigen Lantibiotika eine erhöhte

Stabilität gegenüber Proteaseaktivität[15], oxidativen und sauren Bedingungen[16]. Diese

Eigenschaft von lanthioninhaltigen Peptiden wird auch eingesetzt um die Stabilität bioaktiver

Peptide mit einer Disulfidbrücke durch den Austausch von Cystin gegen Lanthionin zu

erhöhen[17-19].

Einleitung

4

SHN

ONH

O

SHN

ONH

O

HN

O HN

O

NHHN

ONH

O

4 SHN

ONH

SHN

ONH

OOO

O

HOO OH

N

OHN

HOOH

OH2N

O

OHN

NH

Cl

HO

ON

HO

O

OH

meso-Lanthionin(Lan)

(2S,3S,6R)-3-Methylanthionin(MeLan)

2,3-Didehydroalanin(Dha)

2,3-Didehydrobutyrin(Dhb)

(2S,9R)-Lysinoalanin AviCys AviMeCys

2-Oxobutyryl 2-Oxopropionyl 2-Hydroxypropionyl D-Alanin

erythro-3-Hydroxy-L-Aspartat

allo-Isoleucin Chlortryptophan Monohydroxyprolin Dihydroxyprolin

Abbildung 3: Bisher entdeckte Modifikationen in Lantibiotika.

1.2.1 Biologische Aktivität der Lantibiotika

Das neuerliche Interesse an Lantiobiotika hat seinen Ursprung im alarmierenden Anstieg der

Vancomycinresistenzen in Klinikisolaten[20]. Vancomycin, das Reserveantibiotikum zur

Behandlung von Infektionen mit Methicillin-resistenten Staphylococcus aureus (MRSA)-

Stämmen, hat durch vermehrte Resistenzen in seiner Wirkung und Bedeutung nachgelassen,

sodass es von enormer Bedeutung ist, neue Antibiotika zur Behandlung von Infektionen mit

multiresistenten Erregern zu finden. Tab. 1 fasst pharmazeutisch interessante Lantibiotika und

deren möglichen medizinischen Einsatz zusammen.

Das größte Potential der Lantibiotika liegt in der Behandlung von Infektionen mit

multiresistenten S. aureus-Stämmen. Lantibiotika wie Mersacidin und Actagardin zeigen eine

beachtliche Aktivität gegen multiresistente S. aureus Stämme, einschließlich der MRSA-

Stämme[21]. Bisher wurden Infektionen mit diesen Stämmen vorrangig mit Vancomycin

behandelt, was zu einem vermehrten Auftreten von Resistenzen gegen dieses Antibiotikum

Einleitung

5

führte. Diese Vancomycin-resistenten Stämme bleiben aber sensitiv gegenüber Mersacidin[22],

weshalb auf einen anderen Wirkmechanismus als beim Vancomycin geschlossen werden

kann.

Tabelle 1: Lantibiotika und ihre potentielle medizinische Verwendung[21].

Lantibiotikum Produzent Inhibitor-Aktivität

mit kommerziellem

Interesse

Potentielle medizinische

Anwendung

Nisin A Lactococcus lactis Gram-positive und

-negative Bakterien

inkl. Helicobacter

pylori

Mundhygiene, Behandlung

von MRSA- und Entero-

kokkeninfektionen, Mastitis,

Behandlung von Enterokolitis

Lacticin 3147 Lactococcus lactis Gram-positive

Bakterien

Mundhygiene, Behandlung

von MRSA- und

Enterokokkeninfektionen;

Mastitis, Akne

Mutacin 1140 Streptococcus

mutans

Streptococcus mutans Vorbeugung vor Zahnkaries

Mersacidin/

Actagardin

Bacillus subsp./

Actinoplanes subsp.

Staphylokokken

inklusive

methicillinresistenter

Stämme

Behandlung von MRSA- und

Streptokokkeninfektionen

Duramycin Streptomyces subsp.

und Streptoverti-

cillium subsp.

Inhibitor der

Phospholipase A2

Entzündungen

Zystische Fibrose

Cinnamycin Streptomyces

cinnamoneus

Inhibitor der

Phospholipase A2,

ACE und des Herpes

simplex Virus

Entzündungen,

Blutdruckregulation,

viraler Infektionen,

Ancovenin Streptomyces subsp. Inhibitor der ACE Blutdruckregulation

Einleitung

6

Durch Untersuchungen am Nisin und an anderen strukturell verwandten Lantibiotika, zu

denen auch Mersacidin gehört, konnte Lipid II der bakteriellen Zellwand als target

identifiziert werden[23] (Abb. 4). Die Bindung von Nisin an Lipid II führt zu einer

Porenbildung in der Zellmembran. Diese Poren haben eine Lebensdauer von wenigen bis zu

mehreren hundert Millisekunden und eine Größe von 0,2 bis 2 nm[24]. Die Porenbildung wird

durch die H-Brücken-Wechselwirkung des sog. Pyrophosphatkäfigs (Abb. 4A), der aus den

beiden N-terminalen Thioetherbrücken des Nisins besteht, mit dem Pyrophosphat von Lipid II

eingeleitet. Nun kommt es durch eine Konformationsänderung zur Einlagerung des

C-terminalen Bereichs von Nisin in die Lipiddoppelschicht. Durch die Ausbildung eines

Komplexes aus acht Nisin- und vier Lipid II-Molekülen wird eine Pore gebildet und die

strukturelle Integrität der Zellwand zerstört (Abb. 4B)[25].

A) B)

Abbildung 4: A) Wechselwirkung des Pyrophosphatkäfigs des Nisins mit dem Pyrophosphat von Lipid II. B) Einlagerung des Nisins in die Lipiddoppelschicht und Ausbildung der Pore durch einen Komplex aus acht Nisin- und vier Lipid II-Molekülen[25]. Neben der Wirkung auf Lipid II werden noch weitere Aktivitäten von Lantibiotika gefunden,

so inhibiert Nisin z.B. die Transglykosylierung und Transpeptidierung bei der

Zellwandbiosynthese.[25] Die Lantibiotika Duramycin und Cinnamycin zeigen wiederum

einen ganz anderen Wirkmechanismus, da sie als Inhibitor der Phospholipase A2 wirken,

indem sie dessen natürliches Substrat Phosphatidylethanolamin binden[26].

1.2.2 Biosynthese der Lanthionine und Methyllanthionine

Für die Einteilung von Peptiden in die Klasse der Lantibiotika ist die Anwesenheit von

mindestes einer Lanthionin- bzw. Methyllanthioninverbrückung notwendig[11]. Alle

Lantibiotikavorläufer-Peptide (sog. Präpropeptide) enthalten eine C-terminale Strukturregion

Einleitung

7

(Propeptid), in der die posttranslationalen Modifikationen auftreten, und eine relativ lange

N-terminale Leaderregion, die aus 23 bis 59 Aminosäuren besteht und während der

Biosynthese nicht modifiziert wird. Beide Teile des Präpropeptids enthalten die Aminosäuren

Serin und Threonin, während die Aminosäure Cystein nur im Propeptid gefunden wird[24].

Durch den Sequenzvergleich einer Vielzahl von Leaderregionen, hat sich gezeigt, dass zwei

verschieden konservierte Sequenzmotive auftreten. Zum einen ein FNLD-Motiv zwischen den

Positionen -20 und -15 und einem Prolin an der Position -2 vor der Spaltstelle, zum anderen

das konservierte Strukturmotiv GG oder GA und mehrere Asparaginsäuren und

Glutaminsäuren [27] (Abb. 5).

Abbildung 5: Sequenzvergleich der Leaderpeptide von verschiedenen Lantibiotika und die daraus resultierende Einordnung in zwei Gruppen[28].

Die Peptide mit dem FNLD-Motiv benutzen für die Einführung des Lanthionin- bzw.

Methyllanthioninmotivs die Enzymklassen LanB und LanC. Die selektive Dehydratisierung

von Serin- und Threoninresten im Strukturpeptid der Lantibiotika erfolgt durch die LanB-

Enzyme. Diese Enzyme zeigen keine Homologie mit anderen bekannten Proteinen, auch die

Homologie innerhalb der Gruppe der LanB-Enzyme ist mit ca. 30% sehr gering. Ein

möglicher Grund für die geringe Übereinstimmung ist der starke Unterschied zwischen den

Präpropeptiden. So zeigen LanB-Enzyme von strukturell sehr ähnlichen Peptiden wie z.B.

EriB und SpaB eine Homologie von 83%[29]. Die Aktivität und Wirkung von LanB-Enzymen

wurde durch Experimente gezeigt, in denen nach der Inaktivierung von pepC in einem

Pep5-produzierenden Stamm nur noch das dehydratisierte Peptid gefunden wurde[30]. Des

Weiteren konnten nach der Inaktivierung des Gens eriB im Ericingencluster die Peptide

Ericin A und Ericin S nicht produziert werden[29]. Die Aufgabe der Zyklase LanC für die sich

anschließende Michael-Typ-artige Lanthioninsynthese liegt in der Kontrolle der Stereo- und

Regioselektivität und in der Aktivierung des Thiols [31]. Die Analyse der Enzyme NisC und

Einleitung

8

SpaC ergab, dass jedes Enzym eine stöchiometrische Menge an Zink enthält[32]. Die

Kristallstruktur des Enzyms NisC zeigt ein Protein mit 14 α-Helices. Sieben dieser Helices

bilden die innere Schicht eines α/α-Fasses, in deren Zentrum sich ein Zinkion befindet[33].

Dieses Ion ist tetraedrisch durch zwei Cysteine, ein Histidin und ein Wassermolekül

koordiniert (Abb. 6). Zur Katalyse der Zyklisierung im neutralen pH-Bereich muss NisC die

Thiolgrupppe des Cysteins zunächst deprotonieren, um die nukleophile Addition an

α,β-ungesättigte Aminosäuren durch Aktivierung als Thiolat zu beschleunigen. Bei der

Zyklisierung bildet sich ein Enolat-Zwischenprodukt. Bei dessen Protonierung kommt es zur

Inversion der Konfiguration am α-Kohlenstoff im Vergleich zur Konfiguration von Serin oder

Threonin. Das Cystein behält seine Konfiguration bei und es bildet sich (2S,6R)-Lanthionin

oder (2S,3S,6R)-β-Methyllanthionin (Abb. 6)[31, 33].

Abbildung 6: Mechanismus der Thioetherbiosynthese durch das Enzym NisC[33]. Die LanC-Enzyme bestimmen nicht nur Regio- und Stereoselektivität der Lanthioninbildung

sondern auch deren N-terminale bzw. C-terminale Orientierung. So erfolgt diese bei Typ-A-

Lantibiotika immer vom N-Terminus zum C-Terminus, während Typ-B-Lantibiotika vom

C-Terminus zum N-Terminus zyklisiert werden. LanC-Enzyme sorgen auch dafür, dass die

Zyklisierung von Lanthionin in der Natur ähnlich schnell verläuft wie die von

Einleitung

9

β-Methyllanthion. In biomimetischen Studien wurden hier Unterschiede um mehrere

Größenordnungen ermittelt[34].

Im Folgenden sollen Peptide, die das Doppelglycinmotiv im Leaderpeptid aufweisen, näher

betrachtet werden. Diese Peptide benötigen das Enzym LanM zur Synthese der

Thioetherbrücke. Der C-Terminus dieses Enzyms weist eine Sequenzhomologie von 20-27%

gegenüber LanC auf. Es besitzt aber keine Homologie zu LanB-Enzymen, sodass der

Ursprung dieses Enzyms nicht in einer Fusion aus LanB und LanC liegen kann[35]. Die

Funktion des LanM-Enzyms LctM als Dehydratase und Zyklase konnte am Lacticin 481

nachgewiesen werden[36], wobei das Enzym LctM ATP und Mg2+ für die posttranslationale

Modifikation benötigt. Die exakte Rolle der Cofaktoren im Reaktionsverlauf war anfangs

unklar, da das Enzym LctM kein ATP-Bindungsmotiv und kein sog. Walkermotiv,

charakteristisch für eine phosphatbindende Schleife, aufweist. Nachfolgende Untersuchungen

zeigten, dass das Magnesiumion an die zwei nichtverbrückenden Sauerstoffatome des β- und

γ-Phosphats des ATPs koordiniert und dadurch das ATP aktiviert. Dem folgt ein

Phosphoryltransfer auf den benachbarten Serin- bzw. Threoninrest und die anschließende

Eliminierung des Phosphatrestes, Deprotonierung des α-Kohlenstoffs des Serin- bzw.

Threoninrestes und Bildung der Doppelbindung (Abb. 7). Zum gegenwärtigen Zeitpunkt ist

noch nicht bekannt, ob die Eliminierung und Deprotonierung des α-Kohlenstoffs konzertiert

ablaufen[37]. Der detaillierte Mechanismus der Zyklisierung mit LanM ist ebenfalls noch nicht

bekannt.

Abbildung 7: Mechanismus der Dehydratisierung eines Serinrestes durch LctM[37].

Einleitung

10

R

HN

OH

O

NH

R

O

HN

O

SHn

Ser/ThrR=H/R=CH3 Cys

R

HN

O

NH

R

O

HN

O

SHn

Dha/DhbR=H/R=CH3 Cys

HN R

SO

O

NHn

DehydratisierungLanB

ZyklisierungLanC

Dehydratisierung/ZyklisierungLanM

Abbildung 8: Möglichkeiten zur Bildung der Thioetherbrücken in Lantibiotika, zum einen mit den Enzymen LanB und LanC, zum anderen direkt mit dem Enzym LanM. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass es zwei Wege zur Biosynthese der Lanthioninbrücke

gibt: mit den zwei Enzymen LanB und LanC oder mit einem bifunktionalen Enzym, LanM.

Der grundlegende Mechanismus der Thioethersynthese unterscheidet sich in beiden

Synthesewegen nicht (Abb. 8). Auf welche Art und Weise die Lantibiotika von ihren

bakteriellen Produzenten erzeugt werden, hängt von ihrer genetischen Ausstattung ab.

1.2.3 Klassifizierung von Lantibiotika

Die gegenwärtig bekannten Lantibiotika variieren in ihrer Struktur, Größe und

Wirkungsweise. Allen gemein ist der hohe Grad an posttranslationalen Modifikationen der ca.

ein Viertel aller Aminosäuren in den Peptiden betrifft. Eine Klassifizierungsmöglichkeit

gründet auf deren Topologie und Wirkmechanismus und unterteilt die Lantibiotika in Klasse

A und B [38]. Dabei umfasst Typ A gestreckte, schraubenförmige Peptide, die primär an der

Zellmembran wirken. Der Prototyp dieser Peptide ist das in Abb. 9 gezeigte Nisin. Im

Allgemeinen bestehen diese Peptide aus 20 bis 34 Aminosäuren und besitzen eine positive

Ladung. Der Typ B hingegen umfasst globuläre Lantibiotika, die bei pH 7 keine oder eine

negative Ladung tragen und als Inhibitoren von Enzymen wirken. Bedeutende Vertreter

dieses Typs sind Cinnamycin (Abb. 10) und Mersacidin. Eine zweite Möglichkeit zur

Klassifizierung von Lantibiotika besteht in der Einteilung in drei Klassen, basierend auf ihrem

Biosyntheseweg[39] und auf der Präsenz einer antibiotischen Aktivität[14]. Die

Klasse-I-Lantibiotika werden durch zwei verschiedene Enzyme modifiziert. Das Enzym

LanB, welches die Threonin- und Serinreste dehydratisiert und das Enzym LanC, das die

Lathioninringe formt (siehe 1.2.2). Zur Gruppe der Klasse-I-Lantibiotika gehört z.B. Nisin

und Subtilin (Abb. 9).

Einleitung

11

Nisin A

Subtilin

Nisin A

Subtilin

Abbildung 9: Struktur von Nisin A und Subtilin, zwei Vertreter der Klasse-I-Lantibiotika.

Die Gruppe der Klasse-II-Lantibiotika weist die größte Zahl von Mitgliedern auf und ist

strukturell sehr heterogen, doch benötigen alle Peptide dieser Klasse nur das Enzym LanM für

die Einführung des Lanthioninmotivs. Im Folgenden werden einige Subgruppen von

Klasse-II-Lantibiotika vorgestellt. Lacticin 481 und seine 20 verwandten Lantibiotika[40]

bilden solch eine Subgruppe. Sie alle sind hydrophob und weise keine Ladung bei neutralem

pH auf. Der N-Terminus dieser Peptide ist linear, während der C-Terminus eine globuläre

Struktur bildet, die durch drei überlappende Thioetherbrücken gebildet wird. Diese drei

Thioetherbrücken sind essentiell für die volle Aktivität dieser Peptide[41]. Es wird vermutet,

dass die antibiotische Aktivität dieser Peptide auf einer Porenbildung in der Zellmembran

beruht[40]. Eine weitere Subgruppe beinhaltet Cinnamycin (Abb. 10) und die drei Duramycine

A, B und C. Diese Lantibiotika werden von Streptomyzeten gebildet und weisen eine

globuläre Struktur mit erstaunlich vielen Zyklen auf, inklusive eines Lysinoalanin-Ringes[14].

Sehr interessant ist die Gruppe der Zwei-Komponenten-Lantibiotika, zu denen beispielsweise

Lacticin 3147 und Haloduracin zählen. Jedes Einzelpeptid eines Zwei-Komponenten-

Lantibiotikums zeigt entweder keine oder nur eine schwache antibiotische Aktivität, aber die

Interaktion beider Peptide führt zu einer starken synergetischen antibiotischen Aktivität[42].

Für Lacticin 3147 wird ein Nisin-ähnlicher Wirkmechanismus postuliert, in dem Lacticin

3147 A1 an Lipid II bindet und Lacticin 3147 A2 die Pore in der Zellmembran bildet[43]. In

dieser Gruppe ähneln alle LanA1 Komponenten, mit Ausnahme von Cytolysin, dem

Einleitung

12

Mersacidin und weisen eine eher globuläre Struktur auf, während die LanA2 Komponenten

relativ lang und flexibel sind[42].

Lacticin S

Cynamycin

Lacticin S

Cinnamycin

Lacticin S

Cynamycin

Lacticin S

Cinnamycin

Abbildung 10: Vertreter der Klasse-II-Lantibiotika.

In der Klasse III sind alle lanthioninhaltigen Peptide zusammengefasst, die keine signifikante

antibiotische Aktivität besitzen. Diese Gruppe umfasst bisher die Peptide SapB, SapT und

Labyrinthopeptin A1 bis A3. Letztere werden im Kapitel 1.3 genauer vorgestellt. Die Peptide

dieser Klasse sind 18 bis 21 Aminosäuren lang und weisen eine Funktion als

oberflächenaktive Biomoleküle im Lebenszyklus von Streptomyzeten auf[44]. Aus dieser

Klasse wurden bisher nur die Strukturen von Labyrinthopeptin A2 [45] (Abb. 14) mittels

Röntgenstrukturanalyse, und von SapT [46] (Abb. 11) durch NMR-Spektroskopie, exakt

aufgeklärt.

SapTSapTSapTSapT

Abbildung 11: Struktur von SapT einem Vertreter der Klasse-III-Lantibiotika.

Lacticin 481

Einleitung

13

1.3 Die Labyrinthopeptine

Im Jahre 1988 wurde in der Wüste von Namibia der neuartige Aktinomyzet Actinomadura

namibiensis DSM 6313 im Rahmen eines von der Firma Sanofi-Aventis durchgeführten

Screeningprogramms nach neuen Antibiotikaproduzenten isoliert. Dieser lachsrosafarbende

Stamm formt ein Luftmycel mit spiralförmigen Sporenketten (Abb. 12) [47].

Abbildung 12: Spiralförmige Sporenketten des Luftmycels von Actinomadura namibiensis in licht- und elektronenmikroskopischen Aufnahmen[47].

Aus dem Kulturüberstand von Actinomadura namibiensis wurden drei Peptide mit der

vorläufigen Bezeichnung A1, A2 und A3 isoliert. Die Peptide A1 und A2 konnten einer

Aminosäureanalytik unterzogen werden (Tab. 2).

Tabelle 2: Analytische Daten zu den Peptiden A1-A3[45].

A1 A2 A3 ESI-FTICR-MS 2073,7624 amu

(C92H119N23O25S4) 1922,6930 amu (C85H110N20O24S4)

2188,7946 amu

ASA L-Ala(1), L-Thr(1), L-Asx(1), L-Cys(2), L-Phe(1), L-Glx(1), L-Trp(2), L-Gly(1), L-Val(2), L-Pro(1)

L-Ala(1), L-Thr(1), L-Asx(1), L-Cys(2), L-Phe(1), L-Glx(1), L-Trp(2), L-Gly(1), L-Leu(2)

n.d.

Edman-Abbau Xxx-Asn Xxx-Asp Asp-Xxx-Asn DTT-Reduktion eine Disulfidbrücke eine Disulfidbrücke n.d.

n.d.= nicht detektiert

Die dabei erhaltenen Daten zeigten eine beträchtliche Differenz zur Gesamtmasse des

jeweiligen Moleküls, die mit den bekannten Modifikationen von Peptiden nicht in Einklang

gebracht werden konnte.

Einleitung

14

1.3.1 Struktur von Labyrinthopeptin A2

Die Strukturaufklärung der Peptide A1 bis A3 mittels NMR-Spektroskopie war auf Grund der

starken Signalverbreiterung nicht möglich[45]. Erst die Kristallisation und anschließende

Röntgenstrukturanalyse des Peptids A2 ermöglichte die Interpretation der analytischen Daten

und offenbarte die einzigartige, verknotete Struktur. Aufgrund dessen wurde die Verbindung

Labyrinthopeptin A2 genannt (Abb. 13).

Abbildung 13: Röntgenstruktur und Kugelmodell von Labyrinthopeptin A2[45].

Labyrinthopeptin A2 (LabA2) hat eine globuläre, vor allem aus hydrophoben Aminosäuren

bestehende Struktur. Das Peptid kann formal in zwei Nonapeptide zerlegt werden, von denen

jedes ein C-terminales Cystein enthält. Diese Cysteine bilden eine Disulfidbrücke, eine

vergleichsweise seltene Modifikation in Lantibiotika, die z.B. in Sublancin 168 vorkommt[48].

Jedes Nonapeptid besteht aus einem zyklischen Tetrapeptid, den A-Ringen, und einem

zyklischen Pentapeptid, den B-Ringen, die sich ein quartäres α−Kohlenstoffatom teilen. Die

Einleitung

15

A-Ringe von LabA2 werden durch eine Methylenbrücke zwischen den α−Kohlenstoffatomen

von Lab1 und Lab4 sowie zwischen Lab10 und Lab13 gebildet (Abb. 13). Eine Verbrückung

dieser Art war bisher in Peptiden und Proteinen unbekannt. Die quartäre Aminosäure, die

diese Verbrückungen formt, wird Labionin (Abb. 14) genannt[45]. Strukturell verwandte

Verbindungen sind α-Aminoisobuttersäure und Isovalin, die in Peptaibol-Antibiotika aus

Pilzen enthalten sind[49].

Abbildung 14: Die Aminosäure Labionin.

Labionin weist eine 2S,4S,8R-Konfiguration auf, die mit der 2S,6R-Konfiguration von

Lanthionin in anderen Lantibiotika übereinstimmt. Die Bildung der elfgliedrigen A-Ringe

zwingt das Peptidrückgrat gemäß der Röntgenkristallstruktur in eine Konformation mit

cis-Amidbindungen zwischen Asp2-Trp3 und Thr11-Gly12. Die Gegenwart der

cis-Amidbindungen und das Fehlen einer Wasserstoffbrücke zwischen Lab1 und Lab4 sowie

zwischen Lab10 und Lab13 zeigen, dass sich das Turnmotiv in LabA2 klar von einem

β-Turnmotiv unterscheidet[45].

Abbildung 15: cis-Amidbindungen in den A-Ringen von LabA2.

Einleitung

16

Die B-Ringe im LabA2 werden durch eine Thioetherbrücke gebildet, die ebenfalls vom

Labionin ausgeht. Aufgrund dieser Lanthioninbrücken wird LabA2 als Lantibiotikum

klassifiziert. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass es sich bei LabA2 um ein stark

verbrücktes Peptid, mit einer sehr gespannten Struktur handelt. Das herausragende Merkmal

dieses Peptids ist die Aminosäure Labionin (Abb. 14), die im Lab A2 zum ersten Mal

beschrieben wurde[45].

1.3.2 Biosynthese von Labyrinthopeptin A2

Das Biosynthesegencluster von Labyrinthopeptin (Abb. 16) besteht aus fünf Genen einer

6,4 kb großen DNA-Sequenz. Das Strukturgen labA2 von Labyrinthopeptin A2 kodiert 38

Aminosäuren, in denen ein 20 Aminosäuren langes Leaderpeptid enthalten ist.

Abbildung 16: Das Biosynthesegencluster der Labyrinthopeptine[45].

Direkt stromaufwärts von labA2 kodiert das Gen labA1/A3 für das Strukturgen der

Labyrinthopeptine A1 und A3, auf die später noch genauer eingegangen wird. Nun folgen die

Gene labT1 und labT2, die die ATP-abhängigen ABC-Transporter kodieren, welche

vermutlich eine Exportfunktion für die Labyrinthopeptine haben[45]. Das Gen labKC kodiert

das bifunktionale Enzym LabKC, das aus zwei Domänen besteht. Einer konservierten

N-terminalen Domäne mit Merkmalen einer eukaryotischen Serin/Threonin-Kinase, sowie

einer C-terminalen Domäne mit geringer Sequenzhomologie zur LanC-Zyklase. Für eine

erwartete Funktion als LanC-Zyklase fehlen LabKC jedoch wichtige Reste des aktiven

Zentrums, z.B. das Zinkbindemotiv der Nisin-Zyklase. Weiterhin zeigt die

Aminosäuresequenz von LabKC eine sehr große Homologie zum SapB-modifizierenden

Enzym RamC und zu Sequenzen von Genclustern vieler weiterer, bereits vollständig

sequenzierter Actinomyzeten-Stämme[50].

Untersuchungen zur Biosynthese von LabA2 zeigten, dass es sich beim Enzym LabKC um

eine Kinase-Zyklase handelt, die in einem zweistufigen Mechanismus arbeitet. Der erste

Schritt ist die Phosphorylierung der Serine unter Verwendung von GTP als Cosubstrat[50],

anstelle von ATP, wie es zuvor bei der in vitro-Biosynthese von anderen Lantibiotika

beschrieben wurde[36]. Anschließend folgt die Dehydratisierung des phosphorylierten Serin

Einleitung

17

und es entstehen formal zwei α,β-Didehydroalanine. Im zweiten Schritt erfolgt die doppelte

Michael-Addition, die mit dem nucleophilen Angriff eines C-terminalen Cysteins beginnt und

intermediär ein Lanthionin entstehen lässt (Abb. 17). Bei dieser Reaktion wird ein Carbanion

am α-Kohlenstoff des vormaligen α,β-Didehydroalanins stabilisiert. Dieses Anion greift nun

als Kohlenstoffnucleophil das N-terminale α,β-Didehydroalanine an und schließt somit den

Carbazyklus. Ähnliche Funktionen wie die von LabKC werden auch bei den Enzymen zur

Biosynthese weiteren Lantibiotika mit verwandten Biosynthesegenclustern wie z.B.

Streptomyces coelicolor, Streptomyces avermitilis, Streptomyces griseus und

Saccharopolyspora erythrea vermutet[50].

Abbildung 17: Modell zur Labyrinthopeptin A2 Biosynthese, die mit der Phosphorylierung und Dehydratisierung der Serine beginnt, gefolgt von der Zyklisierung der Ringe, der Abspaltung des Leaderpeptids und der Bildung der Disulfidbrücke[50].

Einleitung

18

1.3.3 Weitere Labionin-haltige Peptide

Wie bereits im Kapitel 1.3 angesprochen, wurden im Kulturextrakt von Actinomadura

namibiensis außer LabA2 noch zwei weitere Peptide, LabA1 und LabA3, identifiziert. Bei

längeren Fermentationszeiten konnte man beobachten, dass sich LabA3 in LabA1 umwandelt.

Abbildung 18: Aminosäuresequenz der Präpropeptide von LabA2 und LabA1/A3, identische Aminosäuren im Leaderpeptid sind blau und im Propeptid grau dargestellt[45].

Das in Kapitel 1.3.2 angesprochene Biosynthesegencluster enthält neben dem Strukturgen

labA2, das für Labyrinthopeptin A2 kodiert, noch das Strukturgen labA1/3. Der Vergleich der

Konsensussequenzen dieser Strukturgene zeigt eine große Homologie des Präpropeptides von

LabA1/A3 zum Präpropeptid von LabA2 (Abb. 18). Der Sachverhalt, dass LabA2 und

LabA1/A3 in ungefähr gleichen Mengen bei der Fermentation gebildet werden, spricht für

eine gemeinsame Transkription von labA2 und labA1/A3 desselben Genclusters und deutet

auf ähnliche Prozessierungseffizienzen der Präpropeptide durch LabKC und proteolytische

Enzyme hin. Durch die Kombination der genetischen Informationen, der Strukturdaten von

Lab A2, der massenspektroskopischen Analytik und der Aminosäurenanalytik (Tab. 2)

wurden die Strukturen von LabA1 und LabA3 bisher nur abgeleitet (Abb. 19). Die

Grundstruktur von LabA1 ist mit der von LabA2 identisch, wobei der B´-Ring zu einem

Heptapeptid erweitert wurde und das darin enthaltene Threonin (Abb. 18) zu einem

α,β-Didehydrobutyrin umgewandelt wurde. LabA3 ist mit LabA1 identisch trägt aber

zusätzlich am N-Terminus noch einen Asparaginsäurerest[45] (Abb. 19).

Abbildung 19: Kugelmodell mit der abgeleiteten Struktur von LabA1 und LabA3[45].

Einleitung

19

Die Anordnung der Gene und die Leadersequenz der Strukturgene labA1/A3 und labA2

zeigen signifikante Homologien zu Biosynthesegenclustern aus anderen Aktinomyzeten

(Abb. 20)[45].

Abbildung 20: Biosynthesegencluster von verschiedenen Aktinomyzeten, die eine Homologie zum Biosynthesegencluster der Labyrinthopeptine zeigen[45].

Das trifft besonders auf das ram-Gencluster des Modellorganismus Streptomyces coelicolor

zu. Der Sequenzvergleich mit Genen der Serin/Threonin-Kinase (ramC), des Strukturgens

(ramS) und der ABC-Transporter (ramA, ramB) unterstreichen die evolutionäre Beziehung

beider Gencluster. Das Biosynthesprodukt des ram-Genclusters ist das Lantibiotikum

SapB[51]. Die Kenntnisse der Struktur von SapB sind zum aktuellen Zeitpunkt jedoch nicht

vollständig. Auch die Beteiligung von RamC an der Biosynthese wird bisher nur aufgrund der

LanC-Domäne vermutet[51]. Ein Vergleich der Konsensussequenz zeigt, dass das

SXXS(X)3-5C-Motiv sowohl in den Labyrinthopeptinen als auch im SapB vorhanden ist

(Abb. 20). Dieser Sachverhalt und die starke Homologie zwischen den

Biosynthesegenclustern der Labyrinthopeptine und SapB lassen eine weite hypothetische

Struktur von SapB (Abb. 21) zu[28]. Der Unterschied des publizierten Strukturvorschlags nach

J. Willey et al. liegt darin, dass die zwei Didehydroalaninreste in zwei Labionine eingebunden

Einleitung

20

sind. Die bisher publizierten Daten stimmen für beide Modelle überein, da die beiden

Strukturen bezüglich der Molekülmasse isobar sind[28].

Das Vorhandensein lab-homologer Gencluster (Abb. 20) in Streptomyces avermitilis,

Streptomyces griseus und dem Erythromycin-Produzenten Saccharopolyspora erythrea mit

bislang unbekannten Biosyntheseprodukten lässt auf das Vorhandensein der ungewöhnlichen

Aminosäure Labionin in weiteren Peptiden schließen[45].

xxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxxx

Struktur nach Willey et al.

Hypothetische Struktur


Hypothetische Struktur nach Süßmuth et al.


Hypothetische Struktur


Hypothetische Struktur nach Süßmuth et al.

Abbildung 21: Vergleich der publizierten Struktur mit einer alternativen labioninhaltigen Struktur[28] von SapB, beide Strukturen sind im Einklang mit den bisher publizierten Daten[51].

1.3.4 Biologische Aktivität der Labyrinthopeptine

Untersuchungen zur biologischen Aktivität erbrachten eine moderate antivirale Aktivität von

Labyrinthopeptin A2. Beide Peptide verfügen über keine signifikante antibiotische Aktivität,

weshalb sie den Klasse-III-Lantibiotika zugeordnet werden. In weiterführenden

Profilierungsexperimenten wurde Labyrinthopeptin A2 in vivo in einem murinen

Nervenverletzungsmodell[52] gegen neurophatische Schmerzen getestet. Neurophatische

Schmerzen sind eine Dysfunktion des zentralen oder peripheren Nervensystems, die sich

beispielsweise in einer Schmerzüberempfindlichkeit (Allodynie) äußert. In Deutschland

leiden ca. sechs Prozent der Bevölkerung an neurophatischen Schmerzen, das entspricht

knapp fünf Millionen Menschen. Nach einer Operation leiden ca. 20 % der Patienten an

chronischen neurophatischen Schmerzen. Auch sog. Phantomschmerzen, an denen 60 % aller

Patienten nach einer Amputation leiden, gehören zu den neurophatischen Schmerzen. Weitere

Einleitung

21

Ursachen sind beispielsweise Schlaganfall, Multiple Sklerose, Rückenmarksverletzungen,

Stoffwechselkrankheiten wie Diabetes mellitus, virale Infektionen wie Gürtelrose,

Alkoholmissbrauch oder Chemotherapie. In dem erwähnten Nervenverletzungsmodell werden

Mäusen zwei von drei Nervenästen des Hüftnervs (Nervus ischiadicus) durchtrennt und so

neurophatische Schmerzen erzeugt. Nun wird für die Dauer von maximal 20 Sekunden oder

bis zum Zeitpunkt, an dem die Maus ihre Hinterpfote wegzieht ein steigender Druck auf die

Hinterpfote der Maus ausgeübt. Mit diesem Modell kann die Allodynie der Maus in

Abhängigkeit vom verabreichten Medikament untersucht werden[45, 52]. Die intravenöse Gabe

von Labyrinthopeptin A2 (0,01–3,0 mg/kg) führte zu einer signifikanten Verminderung

taktiler Allodynie mit einem ED50-Wert von 50 µg/kg. Die Effizienz erreichte 100 % und war

über einen Zeitraum von sechs Stunden stabil. Erst 24 Stunden nach der Verabreichung war

der anti-allodynische Effekt verschwunden, wie bei der etablierten Vergleichssubstanz

Gabapentin (Abb. 22).

Abbildung 22: Neurophatisches Schmerzmodell in der Maus. 7 Tage nach der chirurgischen Nervenverletzung (SNI) wurde die taktile Allodynie gemessen. Nach intravenöser Gabe von Labyrinthopeptin A2, Gabapentin (GP) oder einer Pufferkontrolle wurde die taktile Allodynie als Paw Withdrawal Threshold (PWT) über sechs Stunden und nach 24 Stunden an der beschädigten Pfote gemessen. Die gestrichelten Linien zeigen die Messergebnisse für die intakte Pfote[45].

Einleitung

22

1.4 Totalsynthesen von Lantibiotika

1.4.1 Totalsynthese von Nisin

Die erste Synthese eines Lantibiotikums wurde im Jahre 1988 von der Arbeitsgruppe Shiba

aus Osaka/Japan publiziert[53]. Hierbei handelt es sich um die Totalsynthese von Nisin, dem

zu diesem Zeitpunkt am besten untersuchten Lantibiotikum. Die Totalsynthese erfolgte durch

die Kondensation der in Abb. 23 gekennzeichneten Fragmente in Lösung und unter

Verwendung von säure- und hydrogenolyselabilen Schutzgruppen.

AB

C

DEA

BC

DE

Abbildung 23: Prinzip der Fragmentkondensation zur Totalsynthese von Nisin[53].

Alle Fragmente bis auf das C-terminale Fragment enthalten mindestens einen Ring, der durch

eine Thioetherbrücke gebildet wird. Dieser Thioether wurde durch Desulfurierung aus

Disulfidbrücken gebildet. Dazu wurde für jeden Ring ein lineares Vorläuferpeptid

synthetisiert. Die Positionen des zu bildenden Lanthionins wurden jeweils durch Cysteine

ersetzt, im Fall von β-Methyllanthionin wurden β-Methyl-D-Cystein und Cystein verwendet.

Anschließend wurde eine Disulfidbrücke generiert und diese nun durch Desulfurierung in eine

Lanthioninbrücke umgewandelt[54] (Abb. 24).

Einleitung

23

Abbildung 24: Prinzip der Synthese des B-Ringfragments von Nisin.

1.4.2 Totalsynthese von Bis(desmethyl)-Lacticin 3147 A2 und Lactocin S

Da sich durch die Desulfurierung von Cystin[55] Lanthionin synthetisieren lässt, aber die

Stereoselektivität dieser Reaktion nicht immer gewährleistet ist[56], wurden andere Methoden

für die Lanthioninsynthese entwickelt. Hierzu zählen z.B. die Ringöffnung von

Serinlactonen[57] und Aziridinen[58] und die nukleophile Substitution von Brom-[59] und

Iodalaninen[60] mit geschützten Cysteinderivaten. Im Jahr 2005 folgte die Synthese eines

C-Ring-Analogons von Nisin an der festen Phase[61]. Aufbauend auf diese Experimente

entwickelte die Arbeitsgruppe Vederas eine Methode zur Lantibiotikasynthese an der festen

Phase. Im Jahr 2008 wurde die Synthese von Bis(desmethyl)-Lacticin 3147 A2 mit dieser

Methode veröffentlicht[62]. Dabei wurde erst ein vollgeschütztes Lanthionin ausgehend von

Fmoc-Cys-OtBu und Alloc-BrAla-OAllyl synthetisiert und anschließend auf

2-Chlor-Tritylharz geladen. Nun folgte die SPPS und Zyklisierung des ersten Ringes an der

festen Phase. Für die folgenden Ringe wurde der gleiche Ablauf wiederholt und schließlich

nach Abspaltung vom Harz ein N-terminales didehydroaminosäurenreiches Peptidfragment

gekuppelt (Abb. 25). Ein Jahr später wurde ebenfalls von der Arbeitsgruppe Vederas die

Totalsynthese des Naturstoffs Lactocin S analog zur Synthese von Bis(desmethyl)-Lacticin

3147 A2 veröffentlicht[63]. Da es sich bei Bis(desmethyl)-Lacticin 3147 A2 um ein Derivat

von Lacticin 3147 A2 handelt, bei dem die β-Methyllanthionine durch Lanthionin ersetzt

wurden, um die Synthese zu vereinfachen, wurden bis zum gegenwärtigen Zeitpunkt nur zwei

in der Natur auftretende Lantibiotika synthetisiert: Nisin im Jahr 1988 und Lactocin S im Jahr

2009.

Einleitung

24

Abbildung 25: Schema der Bis(desmethyl)-Lacticin 3147 A2-Synthese an fester Phase[63].

1.5 Mechanistische Details wichtiger Schlüsselreaktionen

α-Aminosäuren gehören zu den bedeutendsten Bausteinen von Naturstoffen und besitzen

zudem in der industriellen Produktion von z.B. Arzneistoffen und Tierfuttermitteln große

Bedeutung. Doch auch im Labormaßstab besteht ein Bedarf an enantiomerenreinen

Aminosäuren, z.B. zur Synthese von Naturstoffen oder deren Derivaten.

Die technische Produktion von Aminosäuren erfolgt einerseits durch die Extraktion von

Proteinhydrolysaten, die durch Fermentation mit Hilfe von Mikroorganismen erzeugt werden.

Aus diesen Hydrolysaten können dann die einzelnen Aminosäuren durch Extraktion,

fraktionelle Kristallisation und Ionenaustauschchromatographie isoliert werden. Eine weitere

biotechnologische Produktionsmethode ist die so genannte Fermentationsmethode. In diesem

Fall werden spezielle Mikroorganismen verwendet, bei denen durch die Verwendung

günstiger Nährmedien und Kulturbedingungen bestimmte Aminosäuren angereichert werden.

Ein Beispiel hierfür ist die Produktion von Glutaminsäure durch Brevibacterium flavum aus

Rübenmelasse. Diese Methode ist aber auf einige Aminosäuren beschränkt und liefert jene

auch nur in begrenzten Konzentrationen. Durch die Verwendung von gentechnisch

veränderten Mikroorganismen lässt sich diese Beschränkung jedoch überwinden, da hier

durch die Ausschaltung von Rückkopplungsmechanismen, die die Bildung von Aminosäuren

regulieren, neue Hochproduzenten für bestimmte Aminosäuren erzeugt werden[64].

Doch lässt sich nicht jede beliebige Aminosäure durch biotechnologische Verfahren

herstellen. Zur großtechnischen chemischen Synthese werden klassische Methoden wie z.B.

die Strecker-Synthese[65] verwendet, bei der die Aminosäuren razemisch synthetisiert werden.

Einleitung

25

Durch die Überführung des Razemats in diastereomere Ester, N-Acylverbindungen oder Salze

und anschließender Kristallisation oder Umsetzung mit Acylasen können die D- und

L-Aminosäuren voneinander getrennt werden[66, 67].

Für die Synthese von Aminosäuren im Labormaßstab werden aber andere Methoden benutzt,

bei der die gewünschte Aminosäure stereoselektiv erzeugt wird. Als Beispiel soll hier die

Aminosäuresynthese nach Schöllkopf über einen Bislactimether[68]genannte werden, welche

sich der chiralen Induktion durch sterische Wechselwirkungen mit dem chiralen Auxilliar,

bedient. Dieser Effekt, aber über eine andere chirale Hilfsgruppe, wird auch bei der

Aminosäuresynthese nach Evans benutzt[69].

1.5.1 Stereoselektive Alkylierung von Glycin

Die in der vorliegenden Arbeit benutzt Methode zur stereoselektiven Alkylierung von Glycin

wurde 1978 in der Arbeitgruppe Yamada[70] entwickelt.

Abbildung 26: Stereoselektive Alkylierung unter Verwendung von (1S,2S,5S)-Hydroxypinanon[70].

Hierzu wird das C-terminal geschützte Glycin 1 mit (1S,2S,5S)-2-Hydroxypinanon 5 in eine

Schiffsche Base 2 überführt. Diese chirale Verbindung wird nun mit LDA deprotoniert (3)

und stereoselektiv 4 alkyliert. Anschließend wird durch saure Hydrolyse die gewünschte

Aminosäure 6 freigesetzt. Wurden jedoch zur Alkylierung Verbindungen (R-X) eingesetzt,

die funktionelle Gruppen im Rest enthielten, wie z.B. Carbonsäuren, Carbonsäureester,

Carbonylverbindungen oder Amide, wird eine Verminderung der Stereoselektivität

festgestellt. Untersuchungen zu diesem Sachverhalt zeigten zudem einen starken Einfluss des

verwendeten Metallsalzes bei der Reaktion[71]. Bei der Reaktion der Schiffschen Base 3 mit

LDA können die monomeren Metallkomplexe 7, 8 oder 9 gebildet werden[71] (Abb. 27).

H2N COOtBu

1

H3O+

O

OH

N COOtBu

OH

2N

OH

3

LDA

RX

5

OtBu

OLi

N CO2tBu

ROH

H2N CO2tBu

R

4 6

Einleitung

26

N

OLi(S)2

H ORO N

O

H OR

OLi(S)3

Li(S)3

(S)2Li

7 8

N

O

H OR

O

Li

(S)2

Li

(S)2 RBr

9 Abbildung 27: Monomere Lithiumkomplexe als Intermediate der Alkylierung nach Schwarz et al.[71] (S= engl. solvent, Lösungsmittel).

Doch zeigen die bei der Chelatisierung durch die Sauerstoffanionen und über das

Elektronenpaar des Stickstoffs gebildeten Komplexe 7 und 8 keine Strukturen, die auf den

stereoselektiven Verlauf der Reaktion einen Einfluss haben können. Ein weiterer Komplex

kann durch die Koordination des Bromatoms des Elektrophils an das elektropositive

Lithiumkation 9 gebildet werden. Der daraus resultierende Übergangszustand würde aber zu

einem anderen Strereoisomer führen als das bei der Reaktion gebildete Stereoisomer. Das

führte zum Postulat eines dimeren Metallkomplexes 10 (Abb. 28)[71], da ähnliche

Metallkomplexe in anderen Arbeiten NMR-spektroskopisch und kristallographisch

nachgewiesen wurden[72]. Die Bildung von Tetrameren oder Hexameren erscheint ebenfalls

möglich. Die Hypothese für die postulierte dimere Struktur 10 wird durch die Verwendung

von THF als Lösungsmittel gestützt, da THF mit seinen koordinierenden Elektronenpaaren

das Metall absättigt und so die Bildung polymerer Strukturen unterdrückt. Heteroatome wie

hier das Stickstoffatom der Schiffschen Base 2 dienen ebenfalls als Elektronendonor für das

Metall und sättigen so das Metall zusätzlich ab. Der postulierte dimere Komplexe 10, der mit

einem Sandwichkomplex vergleichbar ist, kann an der Unter- und Oberseite alkyliert werden,

doch wird aufgrund der im Molekül herrschenden Punktsymmetrie stereoselektiv ein Produkt

gebildet.

N

O

H O

OLi

R

N

O

HO

OLi

R

Li

Li

Alkylierung

Alkylierung10

Abbildung 28: Postulierter dimerer Komplex 10 als Intermediat der stereoselektiven Alkylierung[71].

Einleitung

27

Die Selektivität der Reaktion wird durch tiefe Temperaturen erhöht, was auf eine

Verringerung der intermolekularen Austauschrate zwischen den Metallkomplexen

zurückzuführen ist. Durch die Zugabe von Magnesiumsalzen wird die Selektivität der

Reaktion erhöht[71]. Das ist auf die Fähigkeit der Magnesiumionen zurückzuführen, stärker zu

koordinieren und somit den dimeren Komplex zu stabilisieren. Bis jetzt konnte der Lithium-

Magnesium-Austausch aber noch nicht nachgewiesen werden. So könnte die Stabilisierung

des Komplexes auch über eine zusätzliche Koordination des Magnesiums zustande kommen.

Wie bereits erwähnt, vermindern Elektrophile, die ein Sauerstoff- oder Stickstoffatom

besitzen die Selektivität der Reaktion. Das ist auf eine zusätzliche Koordination des

Alkylierungsreagenzes an das Lithiumionen zurückzuführen, die die Ausbildung eines

dimeren Komplexes behindert. Auch in diesem Fall führt die Zugabe von Magnesiumsalzen

zu einer Erhöhung der Selektivität [71].

Darüber hinaus hat die Natur der eingesetzten Schiffschen Base einen Einfluss auf die

Selektivität und auf die Reaktivität. So wird durch raumerfüllende C-terminale Schutzgruppen

die Stereoselektivität erhöht bzw. erst ermöglicht, da bei der Verwendung von Methylestern

zur Synthese von α-monosubstituierten Aminosäuren ein razemisches Gemisch entsteht[73].

Bei der Verwendung von Alanin als Ausgangsverbindung zur Synthese von

α,α-disubstituierten Aminosäuren wurde der gleiche Einfluss in Abhängigkeit vom

verwendeten Ester beobachtet. Doch führte hier der Einsatz des Methylesters zu 69 % de.

Sperrige Esterreste erhöhen in diesem Fall die Selektivität, jedoch auf Kosten der Ausbeute,

die stark zurückgeht[74]. So beträgt die Ausbeute bei einem tBu-Ester nur noch 7 %[73]. Es

zeigt sich jedoch, dass α-Aminosäuremethylester mit sperrigen Seitenketten, wie

beispielsweise Valin sowohl mit guten Ausbeuten (69 %) als auch mit hoher Selektivität ( 98

% de) mit Methylbromid alkyliert werden können[73].

1.5.2 Synthese von α,α-disubstituierten Aminosäuren aus zyklischen Sulfiten

α,α-disubstituierten Aminosäuren sind wichtige Bausteine in synthetischen Peptiden, da

deren in vivo-Stabilität im Vergleich zu α-monosubstituierten Aminosäuren erhöht ist und

deren erhöhte konformative Stabilität, aufgrund der eingeschränkten Rotation zu einer

Erhöhung der biologischen Aktivität führt[75]. Aufgrund dieser Eigenschaften sind sie

bedeutende Substrate in der biologischen Chemie und der Medizinalchemie. Die Synthese

solcher Aminosäuren in enantiomerenreiner Form ist ein herausforderndes Ziel[76]. In den

meisten Fällen werden hier Aminosäuren[73] oder Aminosäurederivate[77, 78] alkyliert und so

direkt der gewünschte Alkylrest eingeführt. In der Literatur sind jedoch auch wenige

Einleitung

28

Methoden beschrieben, bei denen eine Aminogruppe am α-Kohlenstoffatom erst am Ende der

Synthese eingeführt wird. Das kann über eine Umlagerung[79] oder über die Reaktion mit

Elektrophilen[80] erfolgen.

Die α-Aminogruppe kann aber auch ausgehend von einem Alkohol synthetisiert werden. Dies

kann durch eine Mitsunobu-Reaktion mit einer quartären α-Hydroxysäure[76] erfolgen, bei der

aber die explosive Stickstoffwasserstoffsäure verwendet werden muss oder durch

Verwendung zyklischer Sulfate und Sulfite[81-83]. Als Ausgangsverbindung für eine solche

Synthese dient eine α,β-ungesättigte Carbonsäure, deren Doppelbindung mit der

asymmetrischen Dihydroxylierung nach Sharpless[84] funktionalisiert wird. Das resultierende

Diol wird nun mit Thionylchlorid in ein zyklisches Sulfid umgewandelt, das mit einem Azid

unter Inversion der Konfiguration geöffnet wird[81] (Abb. 29).

CO2Me

HO

HOCO2Me

O

O

SO

CO2Me

N3

HOCO2Me

NH2

HOSOCl2 NaN3 Pd/C; H2

11 12

CO2Me

O

O

SO13bO

NaN3CO2Me

N3

NaO3SO H2SO4CO2Me

N3

HO

Pd/C; H2

14 15

16 17

NaIO4 RuCl3

Abbildung 29: Synthese von α,α-disubstituierten Aminosäuren aus zyklischen Sulfiten und Sulfaten[81].

Die Oxidation des Sulfits 12 zum Sulfat (13b) führt zu einer geringfügigen Verbesserung der

Regioselektivät zugunsten eines Angriffs am α-Kohlenstoffatom, eine Ringöffnung am

β-Kohlenstoffatom kann nur als Nebenprodukt in geringen Mengen beobachtet werden.

Mechanistische Untersuchungen bei denen die Carbonylfunktionalitäten variiert wurden

(Abb. 30), zeigten einen starken Einfluss von Estern bzw. Säureamiden auf die

Regioselektivität. So wurde bei der Verwendung der Säureamide 13a und 13c die

Regioselektivität umgekehrt und der Ring am β-Kohlenstoffatom durch das Azid geöffnet[85].

O

O

SO13bO

O

O

SO13cO

O

O

SO13aO

ON

OMe

Me

O OOMe N

Abbildung 30: Variation der Carbonylfunktionalitäten zur Untersuchung des Reaktionsmechanismus[85].

Einleitung

29

Da die Ester 13b und 13c eine ähnliche Elektronenverteilung aufweisen, zeigte sich, dass die

Elektronenverteilung im Gegensatz zur Ringöffnung von Epoxiden[86] hier keinen Einfluss auf

die Regioselektivität hat[85]. Berechnungen der relativen Energie der Übergangszustände

(Abb. 31) zeigen ein Minimum für 13a im Übergangszustand 13_af und für 13b im

Übergangszustand[85].

Abbildung 31: Berechnete Übergangszustände mit Bindungslängen für den Angriff des Azids am Cβ (f) und Cα (h) an 13a und 13b jeweils syn (s) und anti (a) relativ zur α-Methylgruppe [85].

Diese Übergangszustände führen zu der im Experiment beobachteten Regioselektivität. Die

Bevorzugung des Angriffs am α-Kohlenstoffatom in 13b ist auf einen Lösungsmitteleffekt

zurückzuführen, der zu kleinen Unterschieden im Ladungstransfer in den verschiedenen

Übergangszuständen führt.

1.5.3. Synthese von α,α–disubstituierten Aminosäuren durch chelatverbrückte Claisen-

Umlagerung

Der Isoleucin Antagonist Cyclopentylglycin 18[87] und das antibiotische Furanomycin 19[88]

(Abb. 32) sind natürlich vorkommende γ,δ-ungesättigte Aminosäuren mit interessanten

Bioaktivitäten. Aber nicht nur das macht γ,δ-ungesättigte Aminosäuren zu einem Ziel der

Synthesechemie, sie stellen auch interessante Zwischenstufen zur Synthese von

funktionalisierten Aminosäuren dar[89].

Einleitung

30

H2N CO2H

O

H2N CO2H

18 19 Abbildung 32: Die natürlich vorkommenden γ,δ-ungesättigten Aminosäuren Cyclopentyl-glycin 18 und Furanomycin 19.

Die erste Synthese einer α-Allylaminosäure durch eine Claisen-Umlagerung wurde 1975 von

Steglich beschrieben[90]. Bei dieser Synthese wird ein N-Benzoyl-Aminosäureallylester 20 mit

einem dehydratisierenden Reagenz zu einem Allyloxazolinon 21 umgesetzt. Dieses

Allyloxazolinon 21 reagiert über eine Claisen-Umlagerung zu einem Oxazolon 22, das

anschließend mit Natriumhydroxid geöffnet wird und nun die α-Allylaminosäure 23[90] liefert

(Abb. 33). Aufgrund der starren Geometrie im Oxazolonring und des sesselförmigen

Übergangszustandes wird die disubstituierte α-Allylaminosäure mit einer hohen

Diastereoselektivität gebildet. Leider ist diese Methode zur Synthese von α-Allylaminosäuren

auf aromatische und heteroaromatische N-Acyl-Aminosäuren beschränkt, da die überwiegend

verwendeten Carbamatschutzgruppen keine Zyklisierung zum Oxazol erlauben. Einen

weiteren Zugang zu α-Allylaminosäure bietet die Ireland-Claisen-Umlagerung[91] von

geschützten Glycinallylestern (Abb. 33), die intensiv von Bartlett et al. untersucht wurde[92].

Ph NH

OO R1

O

R2

N

O

Ph

O

R1

R2

NO

Ph

O

R2R1

HN OH

OR2

R1

OPh

N OH

OR2

R1

Ph OSiMe3

Ph NO

OLi R1

O

R2

Li

COCl2Pyridin NaOH

MeOH

LDA

Oxazol-Umlagerung

Ireland-ClaisenUmlagerung

20

21 22

23

24 25

Abbildung 33: Synthese von γ,δ-ungesättigten Aminosäuren durch Oxazol- und Ireland-Claisen Umlagerung (R1, R2= Alkylrest).

Einleitung

31

Diese Methode toleriert eine Vielzahl an Schutzgruppen und kann zur Synthese von α-mono-

und α,α-disubstituierten Aminosäuren verwendet werden. Die Diastereoselektivität der

Reaktion ist sehr stark abhängig von Parametern wie der verwendeten Base, dem

Lösungsmittel, der N-terminalen Schutzgruppe und dem Substitutionsmuster des

Allylesterrestes. Daher ist diese Methode nicht als allgemeine Methode zur Synthese von

γ,δ-ungesättigten Aminosäuren geeignet[93].

Aus diesem Grund wurde die Claisen-Umlagerung von N-terminal geschützten

Glycinallylestern in der Arbeitsgruppe Kazmaier weiterentwickelt[94]. Hierzu wurden

Glycinesterenolate chelatisiert, da diese Chelate gegenüber den nichtchelatisierten

Aminosäuren wesentlich stabiler sind und Nebenreaktionen wie Eliminierungen unterdrückt

werden können. Die chelatisierten Enolate besitzen eine relativ starre Geometrie und zeigen

dadurch bei der Umlagerung einen hohen Grad an Diastereoselektivität[95]. Für die

Chelatisierung kann eine Vielzahl von Metallsalzen verwendet werden, so z.B. ZnCl2, MgCl2,

EtAlCl2, SnCl2 und CoCl2, wobei die besten Resultate in der Regel bei der Verwendung von

ZnCl2 erzielt wurden. Die Metallchelate zeichnen sich gegenüber den Silylketenacetalen 25

durch eine höhere Reaktivität und Selektivität aus. Die treibende Kraft der Reaktion ist die

Bildung des hochenergetischen Esterenolats 27, der dann zum stabilen Carboxylat 28

umlagert (Abb. 34).

CbzHNO

OCbzN

O

OZn

CbzHN CO2H

LDA

ZnCl2

26 27 28

O

OZn

NZ

O

NZO

Zn HO O O O

Sesselkonformation27

Wannenkonformation27

Abbildung 35: Chelatverbrückte Claisen-Umlagerung von N-terminal geschützten Glycinallylesterderivaten und der Übergangszustand in der Sessel- und Wannenkonformation mit THF an den weiteren Koordinationsstellen des Metallkations.

Einleitung

32

Diese chelatverbrückte Umlagerung liefert eine hohe Diastereoselektivität unabhängig von

der verwendet Schutzgruppe und des Substitutionsmusters am Allylester[96]. So können auch

zyklische Allylester in der Reaktion verwendet werden[97]. Auch sterisch anspruchsvollere

Substrate können für die Umlagerung verwendet werden, so ist die Synthese von quartären

β-Kohlenstoffzentren aus Glycinderivaten [93] sowie die Synthese von α,α-disubstituierten

Aminosäuren aus α-alkylierten Aminosäureallylestern möglich[98]. Es ist mit dieser Reaktion

sogar möglich, quartäre Kohlenstoffzentren in der α- und β-Position zu generieren[99]. Die

Reaktion ist nicht auf aliphatische und aromatische Aminosäurereste beschränkt, auch

Tryptophan, Lysin und Methionin lassen sich in der Reaktion verwenden[93]. Die

Einschränkungen dieser Reaktion, die im Rahmen der vorliegenden Arbeit ermittelt wurden,

werden im Kapitel 3.1.2. diskutiert.

Aufgabenstellung

33

2. Aufgabenstellung

Der Naturstoff Labyrinthopeptin A2 (Abb. 13) stellt durch seine einzigartige Struktur ein

interessantes Ziel der Synthese dar, da in diesem Peptid eine bisher unbekannte Modifikation

auftritt, die Triaminotrisäure Labionin (Abb. 14), deren Existenz auch in weiteren Peptiden

vermutet wird (Kapitel 1.3.3.). Aus diesem Grund ist die Synthese von Labionin und dem

ersten bekannten labioninhaltigen Peptid Labyrinthopeptin A2 von großem akademischem

Interesse. Labionin verleiht dem Labyrinthopeptin A2 eine starre Struktur, die wiederum eine

interessante biologische Aktivität zeigt (Kapitel 1.3.4). Will man nun die Aktivität dieser

Verbindung verstehen und sie gegebenenfalls verbessern, ist deren Synthese unumgänglich.

Denn nur durch die Totalsynthese ist ein Zugang zu einer großen Anzahl von

Labyrinthopeptin-Derivaten möglich, von denen bereits jetzt absehbar ist, dass es keinen

biochemischen Zugang geben wird.

Dazu ist zunächst die Synthese der Aminosäure Labionin notwendig, da sie das zentrale

Strukturelement im Labyrinthopeptin A2 darstellt. Bis zum gegenwärtigen Zeitpunkt ist keine

Synthese einer derart komplexen Aminosäure in der Literatur beschrieben, da Labionin eine

Vielzahl von Aminosäuremodifikationen in sich vereinigt. So etwa ein quartäres

α-Kohlenstoffatom, ein Lanthioninmotiv, drei Amino- und drei Carboxygruppen, die für die

nachfolgende Labyrinthopeptin-Synthese mit den geeigneten, orthogonal abspaltbaren

Schutzgruppen versehen sein müssen. Nach der Synthese des quartären Aminosäurebausteins

soll die Aufbau des A´-Ringes erfolgen. Die A-Ringe bestehen aus 11 Atomen und beinhalten

drei Peptidbindungen von denen jeweils eine als cis-Amidbindung in der Kristallstruktur

vorliegt, was auf den gespannten Charakter der Ringe hinweist. In der Literatur sind bisher

nur zwei Synthesen von derartigen zyklischen Peptiden beschrieben, jedoch ist in diesen

Zyklen keine α,α-disubstituierte Aminosäure enthalten[100, 101]. Anschließend soll die

Synthese des B´-Ringes erfolgen. Dann soll das A´B´-Fragment mit dem AB-Fragment

gekuppelt werden. Das AB-Fragment sollte von Dipl. Chem. Georg Sambeth als Bestandteil

seiner Dissertation synthetisiert werden, und so nach Ausbildung einer Disulfidbrücke

(C-Ring) die Totalsynthese von Labyrinthopeptin A2 vollendet werden (Abb. 35).

Des Weiteren sollten entweder aus dem synthetischen Labionin oder über eine separate

Syntheseroute eine Referenzsubstanz zum Nachweis der Aminosäure Labionin in anderen

Peptiden erzeugt werden und ausgehend vom Naturstoff Labyrinthopeptin A1 und A2

Derivate zur weitergehenden Testierung auf biologische Aktivität generiert werden.

Aufgabenstellung

34

Abbildung 35: Retrosyntheseplan für den Aufbau von Labyrinthopeptin A2; die Synthese des A´B´-Fragments war das Ziel dieser Dissertation.

Ergebnisse und Diskussion

35

3. Ergebnisse und Diskussion

3.1 Synthese von 2,4-Diamino-2-hydroxymethylglutarsäure

Die Schlüsselverbindung zur Totalsynthese von Labyrinthopeptin A2 ist die Aminosäure

Labionin (Abb. 36), da sie die A- und B-Ringe ausbildet und somit die zentrale

Struktureinheit im Labyrinthopeptin bildet. Auf Grund von retrosynthetischen Betrachtungen

wurde das Labionin in zwei Segmente zerlegt: Ein Diaminoglutarsäure-Derivat 29, das ein

quartäres α-Kohlenstoffatom trägt, und ein Cystein (Abb. 36). Die Verknüpfung des

Diaminoglutarsäure-Derivats mit dem Cystein soll zu einem späteren Zeitpunkt über eine

nukleophile Substitution erfolgen. Zu diesem Zweck wurde das Diaminoglutarsäure-Derivat

29 mit einer Alkoholfunktion am β-Kohlenstoff versehen, da sich diese funktionelle Gruppe

in eine gute Abgangsgruppe überführen lässt und im Gegensatz zu einem Thioalkohol eine

hohe Stabilität und Toleranz aufweist.

NHR NHRS

OR

O

ONHR

ORO

OR

NHR NHROH

OR

O

O ORHS

NHR

ORO29

+

Abbildung 36: Retrosynthetische Zerlegung des Labionins in ein Diaminoglutarsäure-Derivat und Cystein.

Die Synthese des Diaminoglutarsäure-Derivats 29 erwies sich als äußerst schwierig. In den

folgenden Kapiteln werden die verschiedenen Synthesewege zur Synthese von 29 vorgestellt.

In Anlehnung an in der Literatur beschriebene Synthesen für quartäre Aminosäuren[77, 98, 102]

wurden nun die ersten Versuche zur Synthese von 29 durchgeführt, bei denen erst das

quartäre Kohlenstoffzentrum aufgebaut wurde und dann die Synthese der Amino- und der

Carboxygruppe in der Seitenkette erfolgen sollte.


36

3.1.1. Synthese von 2,4-Diamino-2-hydroxymethylglutarsäure über ein Oxazolidin

Die Synthese von α,α-disubstituierten Aminosäuren ausgehend von Oxazolidinen ist in der

Literatur bereits beschrieben[77, 102]. In der im Folgenden vorgestellten Synthese wurde ein

Ansatz gewählt der von Alezra et al.[102] entwickelt wurde. Hierzu wird aus

R-Phenylglycinol über vier Stufen ein Oxazolidin synthetisiert, das nun stereoselektiv mit

Allyliodid zur Verbindung 30 alkyliert werden kann[102]. Er folgte die Funktionalisierung der

Doppelbindung durch asymmetrische Dihydroxylierung, selektive Schützung der

endständigen Hydroxygruppe mit TBDMSCl, die Einführung einer Azidfunktion über eine

Mitsunobu-Reaktion und anschließend die Entschützung des Alkohols (Abb. 37).

sdjflkjsdfjasfjaskfjkasfjkasjs

ONO

O O

N3

OH

ONO

O O

N3

OTBDMS

ONO

O O

OH

OTBDMS

ONO

O O

OH

OH

ONO

O OAD-Mixβ

tBuOH; H2ORT; 16h

91%

TBDMSCl Imidazol; DMF

RT; 16h

70%

PPh3 ; DEADDPPA; THF-20°C; 20h

65%

TBAF; THF 0°C; 4h

71%

30

31 32

33 34

ONO

O O

97%

KHMDS; THF AllylBr; THF -78°C; 3h

Abbildung 37: Funktionalisierung der Doppelbindung am Oxazolidin-Derivat 30 zur Synthese von Labionin.


37

Im Folgenden wurden zeitgleich Versuche zur Oxidation des Alkohols 34 zur entsprechenden

Säure und Versuche zur Öffnung des Oxazolidins durchgeführt. Für die Oxidation des

Alkohols 34 zur Carbonsäure wurden Testversuche im LC-MS-Maßstab durchgeführt, die

jedoch keine Quantifizierung erlaubte. Hierbei wurden die Swern-Oxidation[103], bei der aber

keine Produktbildung beobachtet werden konnte, und die TEMPO-Oxidation[104] untersucht.

Unter den Reaktionsbedingungen der TEMPO-Oxidation konnte die korrespondierende

Carbonsäure von 34 erzeugt werden. Eine Optimierung und Quantifizierung der

Oxidationsreaktion wurde nicht durchgeführt, da die Öffnung des Oxazolidinringes sich als

äußerst schwierig erwies. Die Ringöffnung von Oxazolidinen ist im Allgemeinen unter sauren

Bedingungen möglich[102, 105, 106], jedoch verlief die Öffnung von 32 unter diesen Bedingungen

in schlechten Ausbeuten (48%)(Abb. 38). Aus diesem Grund wurde das Oxazolidin 33 mit

Propandithiol und BF3*Et2O versetzt (Abb. 38). Unter diesen Bedingungen wurden

Ringöffnungen von ähnlichen Substraten beschrieben[107], doch auch nach einer Reaktionszeit

von 24 h unter Rückfluss wurde keine Reaktion beobachtet. Nun wurde mit 32 eine

Hydrogenolyse durchgeführt, um den benzylischen Rest am Amin zu entfernen. Die Reaktion

mit Pd/C und Wasserstoff fand bei Normaldruck nicht statt, ein wiederholter Versuch unter

einem Druck von 50 bar lieferte dann das gewünschte Reaktionsprodukt 37 in einer Ausbeute

von 80%. Die Öffnung des Oxazolidinringes in 37 unter sauren Bedingungen und mit

Propandithiol schlug jedoch fehl (Abb. 38). Da sich die Methylenverbrückung zwischen dem

Stickstoff und dem Sauerstoffatom im Oxazolidin nicht einfach entfernen ließ, musste es in

einen Rest umgewandelt werden, der sich anschließend unter milden Bedingungen aus dem

offenkettigen Molekül entfernen lässt. Eine Möglichkeit bildet im Fall von Oxazolidinen die

Ringöffnung mit Benzylmagnesiumbromid[108]. Die Reaktion von 33 mit

Benzylmagnesiumbromid (Abb. 38) führte zwar zum gewünschten Produkt 39, doch war eine

Ausbeute von nur 26%, bei der kein Edukt mehr zurück gewonnen werden konnte nicht

hinnehmbar, da noch eine Vielzahl weiterer Reaktionsschritte zur Darstellung der quartäre

Aminosäure 29 folgen sollten und diese auch in ausreichenden Mengen für die folgende

Peptidsynthese zur Verfügung stehen musste.


38

NHO

O O

OH

OTBDMS

PropandithiolBF3*Et2O; DCM

75°C; 16h

OHNHO

O O OTBDMS

Pd/C; THF; H2 50 bar; 16h80%

ONO

O O OTBDMS

OHNHO

O O OTBDMS

OHOH

N3

HCO2H;THF RT; 7h

48%

NH2HO

O O

OH

OTBDMS

A) PropandithiolBF3*Et2O; DCM75°C; 16hB)HCl/DioxanMeOH; 75°C; 2h

X

X

32 35

36

37 38

ONO

O O OTBDMS

BnMgBrEt2O; 0°C; 2h

26%

ON

O O OTBDMS

N3

N3

33

HO

Ph

39

Abbildung 38: Ringöffnungsversuche an verschieden Oxazolidinen.

Aus diesem Grund wurde die Synthesestrategie überarbeitet und die Öffnung des Oxazolidins

erfolgte nun an 30, also direkt nach der Alkylierung des Oxazolidins (Abb. 39). Nach

Schützung der freien Hydroxygruppe konnte nun die Doppelbindung funktionalisiert werden.

Das geschah wieder über eine Sharpless Asymmetrische Dihydroxylierung und Schützung des


39

primären Alkohols (Abb. 39). Alle diese Reaktionsschritte konnten in moderaten bis guten

Ausbeuten durchgeführt werden. Doch bei der anschließenden Einführung einer Azidfunktion

mit Hilfe der Mitsunobu-Reaktion konnte das gewünschte Produkt 44 nicht erhalten werden.

Ein möglicher Grund ist der sterische Anspruch, der bei der Mitsunobu-Reaktion verwendeten

Reagenzien, insbesondere DPPA und PPh3 und zudem eine Reihe sterisch anspruchsvoller

Schutzgruppen in Verbindung 43 die die Reaktion verhindern. Da auch dieser Ansatz zur

Labionin-Synthese fehlschlug, wurde die Synthese ausgehend von einem Oxazolidin

verworfen.

ONO

O O

ON

HOO O

ON

MOMOO O

ON

MOMOO O OH

OHO

N

MOMOO O OTBDMS

OH

ON

MOMOO O OTBDMS

N3

60%

PhMgBr Et2O; 0°C

2h

MOMCl; DIPEA nBu4NI; DCM

RT; 3d

67%

72%

AD-MixβtBuOH;H2O

2d

73%

TBDMSCl Imidazol; DMF

RT; 16h

DEAD; DPPAPPh3; THF-20°C; 20h

30 40 41

42 43

44

X

Ph

Ph Ph

Ph

Ph

Abbildung 39: Oxazolidinöffnung mittels Grignard-Reaktion und nachfolgende Funktionalisierung der Doppelbindung zur Synthese von Labionin.


40

3.1.2. Synthese von 2,4-Diamino-2-hydroxymethylglutarsäure durch eine

chelatverbrückte Claisen-Umlagerung

Wie bereits im Kapital 1.5.3 ausführlich beschrieben wurde, ist es möglich, aus

α−monoalkylierten Aminosäuren durch eine chelatverbrückte Claisen-Umlagerung α,α-

disubstituierte Aminosäuren zu synthetisieren[93, 98, 99]. Mit Hilfe dieser Umlagerung sollte es

möglich sein, die quartäre Aminosäure 29 aus Serin zu synthetisieren. So könnte theoretisch

der vollgeschütze Serinallylester 46 zu geschütztem α-Allyl-Serin 45 umgelagert werden und

anschließend die Synthese des Aminosäureseitenkette aus der Doppelbindung erfolgen

(Abb. 40).

R1HNOR2

O

R3O

R1HNOR2

O

R3O

CO2R5R4HN

R1HNO

O

R3O

29 45 46

Abbildung 40: Retrosyntheseschema zur Synthese der quartären Aminosäure 29 durch eine chelatverbrückte Claisen-Umlagerung aus einem Serinallylester (R1-6 repräsentieren entsprechende Schutzgruppen).

Zunähst erfolgte die Synthese von Boc-Ser-OAll aus kommerziell verfügbarem Boc-Ser-OH.

Bei der folgenden Umlagerung (Abb. 41) konnte aber keine Produktbildung beobachtet

werden, lediglich das Edukt konnte vollständig zurückgewonnen werden. Des Weiteren

erfolgte eine Testreaktion mit selbst hergestelltem Cbz-Phe-OAll, um die

Reaktionsbedingungen zu überprüfen, da eine Umlagerung mit diesem Aminosäureester in

der Literatur beschrieben wurde[98].

RHNOH

O

X

RHNO

O

X LDAZnCl2; THFX

N-terminale Schutzgruppe R Boc Z Z Z Z Boc Seitenkettensubstituent X OBn OTHP OIPDMS OH OTrt SBn

Abbildung 41: Übersicht über die zu Umlagerungsversuchen verwendeten Aminosäure-derivate.


41

Da das Umlagerungsprodukt mit der in der Literatur beschriebenen Ausbeute gebildet wurde,

konnten fehlerhafte Reaktionsbedingungen beim der Umlagerung ausgeschlossen werden. Die

weitere Variation der Schutzgruppen am N-Terminus und in der Seitenkette (Abb. 41) brachte

keinen Erfolg. Die hier verwendeten Aminosäuren tragen im Gegensatz, zu den in der

Literatur verwendeten Aminosäuren[98] ein Heteroatom am β-Kohlenstoff. Daher könnte eine

Fehlkoordination im Übergangszustand, die durch dieses Heteroatom hervorgerufen wird, die

mögliche Ursache für die Unterdrückung der Umlagerung sein.

3.1.3. Synthese von 2,4-Diamino-2-hydroxymethylglutarsäure aus Pyrazolderivaten

Ein weiterer Syntheseansatz beruht auf der Spaltung der Stickstoff-Stickstoff-Bindung in

einem Pyrazolderivat[109-111], die sich leicht über eine [2+3]-dipolare Zykloaddition aus

geeigneten Edukten darstellen lassen. Das Pyrazolderivat 51 wurde in einer Ausbeute von

63% synthetisiert (Abb. 42)[112]. Die Synthese des Pyrazols zeichnet sich durch die geringe

Anzahl von Syntheseschritten und die günstigen Ausgangsverbindungen aus.

CO2tBuHO

CO2tBu

NH

N

EtO2C

CO2tBu

OH

(HCHO)n; DABCOH3PO4; THF; H2O60°C; 16h57%

DABCORT; 16h63% Raney-Ni; H2

MeOH; HCO2HRT; 16h

ClH*H2N CO2Et

H2SO4; NaNO2Et2O; H2ORT; 1min69%

N2 CO2Et

H2NH2N

EtO2C

CO2tBu

OH

Raney-NiH2; MeOH 16h; RT

Boc2O; DMAPTEA; DCMRT; 16h51%

NBoc

N

EtO2C

CO2tBu

OtBu

BocHNH2N

EtO2C

CO2tBu

OtBu

47 48

49 50

51 52

5354

X

H2NCbzHN

EtO2C

CO2tBu

OH

Cbz-Cl; RTNaHCO3H2O; 2dX

162

Abbildung 42: Pyrazolsynthese und Versuche zur anschließenden reduktiven Spaltung der Stickstoff-Stickstoffbindung zur Synthese der quartären Aminosäure 29.


42

Jedoch führte die Zykloaddition zu einem razemischen Gemisch von 51. Die anschließende

Spaltung der Stickstoff-Stickstoff-Bindung von 51 verlief quantitativ. Bei dem Versuch, das

Rohprodukt mit einer Schutzgruppe zu versehen (Abb. 42), konnte keine Produktbildung

beobachtet werden. Ein möglicher Grund kann die Bildung eines Lactams, als

Konkurrenzreaktion, unter den basischen Reaktionsbedingungen sein[113]. Auch eine

erfolgreiche Einführung einer Schutzgruppe an 52 hätte im besten Fall zu einer bevorzugten

Schützung des N-Terminus an der γ-Position geführt. Aus diesen Gründen wurde nun 51 mit

einer Boc-Schutzgruppe versehen (Abb. 42). Der elektronenziehende Charakter der

Schutzgruppe oder die dadurch hervorgerufen sterische Hinderung führten dazu, dass nun

keine Spaltung der Stickstoff-Stickstoff-Bindung zu 54 mehr möglich war (Abb. 42).

3.1.4 Synthese von 2,4-Diamino-2-hydroxymethylglutarsäure aus γ-Methylenglutamin-

säure

In den bisher verwendeten Synthesestrategien erfolgte die Synthese des quartären

α-Kohlenstoffatom immer zu Beginn der Synthese. Nun wurde ein anderer Ansatz verfolgt,

bei dem das quartäre Zentrum am Ende der Synthese aus der Doppelbindung einer

γ-Methylenglutaminsäure erfolgen sollte. Die Synthese der γ-Methylenglutaminsäure erfolgte

durch die stereoselektive Alkylierung[114] eines Glycinesters, deren Mechanismus im Kapitel

1.5.1. ausführlich beschrieben wurde. Als Ausgangssubstanzen für die Alkylierung dienten

2-Brommethylacrylsäuremethylester 57 (Abb. 43) und die Schiffschen Base 62 (Abb. 44).

Der Brommethylacrylsäuremethylester 57 wurde über zwei Stufen aus Acrylsäuremethylester,

Formaldehyd und Bromwasserstoff synthetisiert. Zwar beträgt die Ausbeute über beide Stufen

nur 23%, doch die Ausgangsmaterialien sind extrem günstig und der Aufwand ist sehr gering.

ClH3N CO2tBu CbzHN CO2tBu H2N CO2tBu

Cbz-Clges. NaHCO3-Lösung

RT; 16h

Pd/C; H2 EtOAc; RT; 16h

91% 90%

CO2Me

Br

CO2Me

OH 48%ige HBr; DCMkonz. H2SO4; RT; 16h

68%CO2Me

CH2O; NEt3 H2O; 60°C; 16h

36%55 56 57

58 59 60 Abbildung 43: Synthese der Ausgangssubstanzen für die Darstellung des γ-Methylen-glutaminsäureesters 63.


43

Die Schiffsche Base wurde aus (1R,2R,5R)-2-Hydroxypinanon und Glycin-tert-butylester 60

hergestellt, wobei H-Gly-OtBu 60 als freies Amin vorliegen muss. Eine Synthese aus dem

kommerziell verfügbaren Salzsäureaddukt von Glycin-tert-butylester 58 unter Zusatz einer

Base führt zu keiner Reaktion. Auch eine einfache Entsalzung durch Lösen des

Salzsäureaddukts von Glycin-tert-butylester 58 in ges. NaHCO3-Lösung und anschließende

Extraktion mit EtOAc ist nicht ausreichend. Zur Generierung des freien Amins 60 musste eine

Hydrogenolyse von Cbz-Gly-OtBu 59 erfolgen. Erst nach diesem Umweg ist die Bildung der

Schiffschen Base 62 in quantitativer Ausbeute möglich, während bei der Verwendung der

anderen Entsalzungverfahren kein Produkt gebildet wurde.

O

OH NHO

CO2tBu

BF3*Et2OBenzol; 60

95°C; 16h; 99%

MeMgBr; 57LDA; THF

-85°C; 5h; 82%

NHO

CO2tBu

CO2Me

1.15% Zitronensäure THF; RT; 2d; 72%2. Boc2O; DCM RT;16h; 91%

BocHN CO2tBu

CO2Me

AD-Mixβ tBuOH:H2O;0°C; 3d; 94%

BocHN CO2tBu

CO2Me

HOOH

BocHN CO2tBu

CO2MeO

O SO

BocHN CO2tBu

CO2Me

HON3

a) SOCl2; CCl4 80°C; 16h; 62%b) SOCl2; NEt3; DCM 0°C; 1h; 82%

NaN3; DMF 50°C; 3d; 40%

62 63

65 66

68 69a

NBoc

O

HO

N3

tBuO2C

61

69b

+

Abbildung 44: Unerwünschte Lactambildung bei der Synthese der quartären Aminosäure aus einer mono-Boc-geschützten γ-Methylenglutaminsäure. Durch die Alkylierung von 62 mit 57 konnte der γ-Methylenglutaminsäureester 63 mit einem

Enantiomerenüberschuss von 84 % (GC) synthetisiert werden. Nun folgten die Hydrolyse der

Schiffschen Base, die Boc-Schützung der Aminogruppe und die asymmetrische

Dihydroxylierung der Doppelbindung. Das Diol 66 wurde nun durch die Reaktion mit

Thionylchlorid aktiviert. Anfangs wurde diese Reaktion in Tetrachlormethan bei 80 °C über

einen Zeitraum von 16 h durchgeführt (Abb. 44; Reaktionsbedingungen a). Unter diesen

Bedingungen war die Reaktion nur schwer reproduzierbar, da die Ausbeuten zwischen 0 %

und 62 % schwankten. Aus diesem Grund wurden die Reaktionsbedingungen geändert. Indem

etwas wasserfreies Triethylamin zugesetzt und die Reaktion in DCM bei 0 °C durchgeführt

wurde (Abb. 44; Reaktionsbedingungen b), konnte die Reaktionszeit auf 1 h verkürzt werden


44

und die Ausbeute und die Reproduzierbarkeit deutlich verbessert werden. Das zyklische Sulfit

68 wurde nun mit Natriumazid nukleophil geöffnet; dabei trat eine erwünschte Nebenreaktion

auf und es bildete sich das Lactam 69b. Das gewünschte Produkt 69a konnte nur in Spuren

identifiziert werden. Jedoch konnten an 69b weitere wichtige Strukturuntersuchungen

durchgeführt werden. Zum einen wurde die Regioselektivität der Ringöffnung mit dem Azid

untersucht, da diese am endständigen Kohlenstoffatom oder am quartären Kohlenstoffatom

erfolgen können. Mit Hilfe eines 1H-1H-COSY-NMR-Spektrums konnte die in Abb. 45

gezeigte Konstitution bestätigt werden.

Abbildung 45: 1H-1H-COSY-

NMR-Spektrum von 69b in

DMSO-d6.

Das charakteristische Signal für den Konstitutionsnachweis von 69b ist die Korrelation des 1H-Signals der exozyklischen CH2-Gruppe bei 3,5 ppm mit dem 1H-Signal der

Hydroxyfunktion bei 5,5 ppm. Da es sich bei dem Lactam 69b um einen kristallinen Feststoff

handelt, konnte eine Röntgenstruktur von 69b erhalten werden und damit die Konstitution und

Konfiguration von 69b bestätigt werden (Abb. 46).

Abbildung 46: Röntgenstruktur von 69b.


45

Die Bildung des unerwünschten Regioisomers konnte bei dieser Reaktion nicht beobachtet

werden. In analoger Weise wurde die in Abb. 44 gezeigte Syntheseroute auch mit einer

Fmoc-Schutzgruppe (Verbindung 144 bis 147; siehe experimenteller Teil) durchgeführt.

Damit sollten die Verbindungen eine UV-Aktivität erhalten um eine schnelle Analyse aller

Reaktionsprodukte mit Hilfe einer chiralen HPLC durchzuführen und die Reaktion damit

besser kontrollieren zu können. Doch zersetzte sich das Fmoc-Derivat (147) von 68 bei der

Ringöffnung mit Natriumazid.

Um die Lactambildung zu unterdrücken musste der sterische Anspruch an der Aminogruppe

von 68 erhöht werden. Zu diesem Zweck wurde eine zweite Boc-Schützung am Carbamat-

Stickstoff von 65 durchgeführt. Wie Abb. 47 zu entnehmen ist, konnte nun die Zyklisierung

unterdrückt werden und die quartäre Aminosäure in geschützter Form mit einer Ausbeute von

12,8 % über 10 Stufen erfolgreich synthetisiert werden. Die Auswertung des 1H-1H-COSY-

Spektrums von 73 in DMSO-d6 zeigt die Korrelation des 1H-Signals der CH2-Gruppe in

β-Position von 73 mit dem 1H-Signal der Hydroxyfunktion, was auf das korrekte Regioisomer

hinweist. Eine Röntgenstruktur von 73 konnte nicht erhalten werden, da es sich bei 73 um ein

Öl handelt, das nicht in einen Feststoff überführt werden konnte. Mit Verbindung 73 konnten

nun weitergehende Untersuchungen zur Zyklisierung der A-Ringe und zur Bildung der

Thioetherbrücke durchgeführt werden.

Boc2N CO2tBu

CO2MeAD-Mixβ tBuOH:H2O0°C; 2d; 99%

Boc2N CO2tBu

CO2Me

HOOH

Boc2N CO2tBu

CO2MeO

O SO

Boc2N CO2tBu

CO2Me

HON3

SOCl2; NEt3DCM; 94%

0°C; 1hNaN3; DMF

50°C; 3d; 40%

70 71

72 73

BocHN CO2tBu

CO2Me

65

Boc2O; DMAPCH3CN; 79%

RT; 16h

Abbildung 47: Synthese der Aminosäure 73 über eine γ-Methylenglutaminsäure unter Verwendung von zwei Boc-Schutzgruppen.


46

3.2 Studien zur Synthese von Labionin

Nach der erfolgreichen Synthese von 73 konnte nun die Anknüpfung der Thioetherbrücke

zum Labionin begonnen werden. Der Thioether sollte durch die Reaktion von geschütztem

Cystein mit einem aktivierten Derivat von 73 in Anlehnung an publizierte

Lanthioninsynthesen[59, 60] erfolgen (Abb. 48).

Boc2N CO2tBu

CO2Me

HON3

Boc2N CO2tBu

CO2MeN3

S

CO2All

NHFmoc

Boc2N CO2tBu

CO2Me

XN3

73

Abbildung 48: Retrosyntheseplan zur Synthese von geschütztem Labionin (X =Abgangsgruppe).

Die Hydrogruppe von 73 sollte zunächst unter Verwendung der Appel-Reaktion in ein

Iodatom transformiert werden (Abb. 49), da Beispiele für Appel-Reaktionen in Gegenwart

von Azidfunktionen publiziert wurden[115, 116]. Doch kam es bei der Verwendung von 73 zu

einer Zersetzungsreaktion, sodass weder das Produkt 80 noch das Edukt 73 nach der Reaktion

isoliert werden konnten (Abb. 49). Zur direkten Umwandlung der Hydroxygruppe in ein

Bromatom wurden Reaktionen mit Phosphortribromid [117, 118] und mit

Dibromtriphenylphosphan[119] durchgeführt, bei denen das gewünschte Produkt 79 nicht

detektiert werden konnte (Abb. 49). Aus diesem Grund wurde der Alkohol 73 in den

Methansulfonsäureester 76 umgewandelt, der wiederum in die Verbindung 80 und 79

umgewandelt werden sollte[120, 121]. In beiden Fällen konnte lediglich das Edukt 73 vollständig

zurückgewonnen werden. Ausgehend von 76 wurden nun Versuche unternommen, den

Essigsäurethioester 77 durch Substitution oder durch Verwendung eines

Schwefeltransferreagenzes[122] zu synthetisieren. Doch auch diese Versuche schlugen fehl.

Die Synthese des Trifluormethansulfonsäureesters 78, mit dem eine Reaktion mit Cystein zur

Labionin-Synthese möglich gewesen wäre[123], misslang, da sich 73 unter den verwendeten

Reaktionsbedingungen zersetzte (Abb. 49). In der Literatur findet sich nur ein Beispiel für die

Synthese eines α-Methyllanthionins[124]. Auch beim Labionin handelt es sich um ein

α-Alkyllanthioninderivat[124]. Nach dieser Vorschrift wird α-Methyllanthionin aus einem

geschützten α−Methylserin und einem Cystein synthetisiert, wobei sich die Umwandlung der


47

Boc2N CO2tBu

CO2Me

HOR

Boc2N CO2tBu

CO2Me

BrN3

Boc2N CO2tBu

CO2Me

IN3

A. PBr2Ph3; DCMB. PBr3; Pyridin; DCM

PPh3; Iod;ImidazolDCM

X X

Boc2N CO2tBu

O

O

RPPh3; DEAD

THF

Boc2N CO2tBu

CO2H

HOR

LiOH; THF 99%

Boc2N CO2tBu

CO2Me

ON3

SO

O

Boc2N CO2tBu

CO2Me

BrN3

KBr; DMF; 85°C

NaI; Aceton 55°C

Boc2N CO2tBu

CO2Me

AcSN3

A. AcSH; DBU; RT;B. AcSH; NaHCO3; 50°CC. (BnNEt3)2MoS4; MeCN; Ac2O

X

X X

Boc2N CO2tBu

CO2Me

ON3

SF3C

OO

Tf2O PyridinMs-Cl; TEA

88%

XX

76

77

78

79 7980

73 R= N3149 R= NHCbz

74 R= N3 81 R= NHCbz

75 R= N3162 R= NHCbz

Abbildung 49: Transformationsversuche der Hydroxygruppe von 73 in eine gute Abgangsgruppe für darauf folgende nukleophile Substitutionen.

Hydroxyfunktion in eine geeignete Abgangsgruppe als äußerst schwierig erwies. Das

α−Methylserin zeigte das gleiche Reaktionsverhalten wie 73; so war auch am α−Methylserin

eine Appel-Reaktion nicht möglich. Man konnte das α-Methylserin auch in einen

Methansulfonsäureester umwandeln, eine weiterführende Reaktion war nicht möglich[124].

Deshalb wurde dieses α−Methylserin in ein α−Methylserin-β-lacton umgewandelt und durch

eine Ringöffnung mit Cystein und Kaliumcarbonat als Base erfolgreich α-Methyllanthionin

synthetisiert[124]. Basierend auf diesen Erkenntnissen sollte nun die Säure 73 über eine

Mitsunobu-Reaktion in das β-Lacton 75 umgewandelt werden, doch die Lactonisierung

konnte nicht erfolgreich durchgeführt werden. In einem weiteren Versuch wurde die Reaktion

mit einem Cbz-2-Amino-Derivat (81) von 74 durchgeführt, doch auch hier konnte das Lacton

nicht synthetisiert werden. Der in Abb. 50 gezeigte Ansatz stellt eine effiziente Methode zur

Synthese von Labionin da, der durch die Verwendung anderer Lactonsynthesen[125] weiter

verfolgt werden sollte. Weitere Möglichkeiten zur Labioninsynthese ergeben sich durch die

nukleophile Öffnung von Aziridinen[124, 126] und zyklischen Sulfamidaten[126] mit geschütztem

Cystein.


48

Boc2N CO2tBu

N3

Boc2N CO2tBu

CO2HN3

S

CO2All

NHFmoc

Fmoc-Cys-OAllK2CO3; DMF; RT

75

O

O

Abbildung 50: Hypothetische Labioninsynthese durch Öffnung des β-Lactons 75.

3.3 Synthese des A´-Rings von Labyrinthopeptin A2

Die Synthese der Ringe im Labyrinthopeptin A2 (Abb. 13) stellt nach der Synthese des

quartären Aminosäurebausteins 73 eine große Herausforderung bei der Totalsynthese von

Labyrinthopeptin A2 dar. Die Synthese des A´-Rings soll hier vor der Synthese des B´-Rings

erfolgen. Da es sich beim A´-Ring um ein gespanntes Ringsystem handelt, soll dessen

Synthese aus dem offenkettigen Peptid erfolgen.

Der A´-Ring wird durch eine Methylenbrücke zwischen den α-Kohlenstoffatomen der

Aminosäurepositionen Lab10 und Lab13 gebildet, die das Dipeptid Thr-Gly umschließen

(Abb. 51). Der dadurch gebildete Ring besteht aus 11 Atomen und besitzt im Kristall eine

cis-Amidbindung zwischen den Aminosäuren Thr und Gly, was ein Indiz auf eine starke

Ringspannung im A´-Ring ist. Der konformative Einfluss carbazyklischer Ringe in Peptiden

wurde ausführlich in der Arbeitsgruppe Verdine untersucht[127-129], dabei überspannt eine acht

Kohlenstoffatome zählende Brücke ein Penta- bzw. Heptapeptid. Aus diesen Carbozyklen

resultieren stabile α-Helices. Doch im Vergleich zum A´-Ring (Abb. 51), der aus 11 Atomen

besteht, weisen die von Verdine untersuchten zyklischen Peptide, die aus 21 bzw. 27 Atomen

bestehen, eine deutlich geringere Ringspannung auf. Kleinere carbozyklische Peptide wurden

in der Arbeitsgruppe von Vederas bei der Synthese eines Analogons des Lantibiotikums

Lacticin 3147 A2 dargestellt[130]. Dabei handelt es sich um Tetra- bzw. Pentapeptide, die von

einer Brücke aus vier Kohlenstoffatomen überspannt werden. Die resultierenden Ringe

bestehen aus 14 bzw. 17 Atomen und sind damit größer als die A-Ringe im Labyrinthopeptin.

Außerdem bestehen die Brücken im Lacticin 3147 A2 Analogon aus vier

Kohlenstoffatomen[130], während die carbozyklischen Brücken im Labyrinthopeptin nur aus

einem Kohlenstoffatom bestehen, was zu einer deutlich geringeren Spannung in den Ringen

führt.


49

Abbildung 51: Der A´- und B´-Ring im Kugelmodell von Labyrinthopeptin A2.

In der Literatur sind lediglich zwei Beispiele für die Synthese von Peptiden dieser Ringgröße

beschrieben[100, 101], bei denen jedoch keine α,α-disubstituierte Aminosäure im Peptid

enthalten ist. Aus diesem Grund wurde die Zyklisierung erst an einem Modellsystem erprobt,

um mögliche Probleme bei der Zyklisierung zu erkennen und ggf. die Notwendigkeit einer

vorgeformten cis-Amidbindung zwischen den Aminosäuren Thr und Gly bei der Zyklisierung

zu untersuchen. In diesem Modellsystem wurde das Labionin durch eine geschützte

Glutaminsäure ersetzt, da die Ringgröße des Modellpeptids mit der des A´-Ringes identisch

ist und sie kommerziell verfügbar ist.

Die cis-Amidbindung im Dipeptid Thr-Gly wurde durch die Verwendung eines

Trimethoxybenzylrest (Tmb) am N-Terminus von Glycin vorgeformt. Die Verwendung von

solchen benzylischen Gruppen zur Formung von cis-Amidbindungen ist in der Literatur

ausführlich beschrieben[131-135]. Eine vorgeformte cis-Amidbindung bringt den N- und

C-Terminus des linearen Peptides in räumliche Nähe und erleichtert dadurch die Zyklisierung

des Peptids[136]. Darüber hinaus wird gegebenenfalls die Bildung von unerwünschten

Oligomeren des Peptides unterdrückt[136]. Die Verwendung von N-alkylierten Aminosäuren ist

besonders dann sinnvoll, wenn in der Aminosäurensequenz des Peptids nur L- oder D-

Aminosäuren und keine Proline enthalten sind[136]. So erweist sich beispielsweise die

Synthese von zyklischen Tripeptiden, die nur aus α-L-Aminosäuren bestehen, ohne die

Verwendung N-alkylierter Aminosäuren als nahezu unmöglich[137-139]. Als ähnlich schwierig

ist die Zyklisierung von Tetrapeptiden, die ebenfalls nur aus α-L-Aminosäuren bestehen, da

ein 12-gliedriger Ring, der nur trans-Amidbindungen enthält, die Zyklisierung behindert[137].

Auch hier kann durch die Verwendung von N-alkylierten Aminosäuren das Peptid in eine für

die Zyklisierung günstige Konformation gebracht werden[140, 141].

Die Synthese von 83 erfolgte durch Peptidkupplung von 82 und Fmoc-Thr(tBu)-OH in

Lösung unter Verwendung von HATU (Abb. 52). Die Reaktionszeit umfasste 4 Tage, um das

Produkt in einer Ausbeute von 60 % zu erhalten. Bei einer Verringerung der Reaktionszeit auf


50

einen Tag erzielt man nur eine Ausbeute von 10 %. Die Entschützung des Peptids 83 bzw. 88

am N-Terminus mit DBU unter Verwendung eines Scavenger[142] führte aber zur Bildung des

Diketopiperazins 89 (Abb. 52). Durch die Verwendung einer raumerfüllenden Schutzgruppe

am C-Terminus sollte diese Reaktion unterdrückt werden. Zu diesem Zweck wurde die

Diphenylmethylschutzgruppe (Dpm) verwendet (Verbindung 87 und 88), die zudem durch

Hydrogenolyse abgespalten werden kann. Verbindung 87 wurde über drei Stufen durch

Veresterung und anschließender reduktiven Aminierung ausgehend von

Boc-Gly-OH synthetisiert. Die Verwendung einer säurelabilen Schutzgruppe, wie der tert-

Butyl-Schutzgruppe, hätte zu einem Orthogonalitätsproblem mit der Tmb-Schutzgruppe

geführt. Doch leider bildete sich auch bei der Verwendung der Dpm-Schutzgruppe das

Diketopiperazin 89 in quantitativer Ausbeute (Abb. 52). Die Darstellung des C-terminal

entschützten Dipeptids 84 ausgehend vom 83 war ohne Probleme möglich (Abb. 52), jedoch

ist dieses Peptid für die folgende Synthese des A´-Ringes von Labyrinthopeptin aufgrund der

Schutzgruppenstrategie ungeeignet.

TmbHNOR

O

NOR

O

Tmb

ONHFmoc

tBuO

Fmoc-Ser(tBu)-OH HATU; DCM

82 R= Bn 87 R= Dpm

83 R= Bn 88 R= Dpm

R= Bn 60%R= Dpm 45 %

NH

TmbN

O

O

OtBu

MAH; DBUTHF

98%

89

Pd/C; H2THF

82%

NOH

O

Tmb

ONHFmoc

tBuO

84

Abbildung 52: Synthese des Peptids (Tmb)Thr(tBu)-Gly-OR in verschiedenen Schutzgruppenvarianten mit einer vorgeformten cis-Amidbindung für die Synthese des A´-Ringes von Labyrinthopeptin A2.

Da aufgrund der Diketopiperazinbildung kein Zyklisierungsversuch mit den Tmb-haltigen

Dipeptiden durchgeführt werden konnte, wurden Zyklisierungsversuche ohne die

Tmb-Gruppe durchgeführt und mit drei Kupplungsreagenzien getestet (Abb. 53).


51

BocHNO

OtBuHN CO2Bn N

H O

OtBuHN CO2Bn

O

NHCbz

tBuO2C

HNO

OtBu

NHO

CbzN

tBuO2CO

NH O

OtBuHN CO2H

O

NH2

tBuO2C

1. HCl/Dioxan RT; 1h; 98%2. EDAC; HOAt; THF Cbz-Glu-OtBu; 60% RT; 16h

Pd/C; H2

91%

A) DPPA, B) HATU, DIPEAC) DEPBT,Collidin

90 92

93 94DMF; RT; 2d

Abbilddung 53: Zyklisierung des A´-Ringes am Modelltripeptid 93 zu Modellpeptid 94.

Da bei allen diesen Versuchen das zyklische Peptid 94 detektiert werden konnte, erscheint

eine Vorformung der cis-Amidbindung für die Zyklisierung nicht zwingend nötig und es

wurde daher auf die Tmb-Gruppe verzichtet.

Mit der erfolgreichen Synthese der quartären Aminosäure 73, konnte nun die Synthese des

A´-Ringes begonnen werden. Die Zyklisierung sollte zwischen Gly12 und dem quartären

Kohlenstoffzentrum Lab13 erfolgen, um eine mögliche Razemisierung des aktivierten

C-Terminus zu vermeiden. Bei der Entfernung der säurelabilen Schutzgruppen in 73 und einer

anschließenden Schützung besteht die Gefahr einer 5-Ring-Lactambildung, wie bei

Verbindung 69b in Abb. 45 beobachtet wurde. Um diese Reaktion zu vermeiden wurde das

Peptid H-Leu-Phe-Ala-OMe 101 an den C-Terminus am quartären α-Kohlenstoffatom von 74

gekuppelt (Abb. 54).

Boc2N CO2tBu

CO2Me

HON3

73Boc2N CO2tBu

CO2H

HON3

74Boc2N CO2tBu

HON3

102

O

LiOH;THF RT;4h

101; EDACHOAt; THF

RT; 16h Leu Phe OMe

99% 74%

Abbildung 54: Kupplung von 74 mit H-Leu-Phe-Ala-OMe (101) zur Vermeidung einer Lactambildung während der folgenden Synthese. Nach der Kupplung des Tripeptids 101 an 74 konnten die säurelabilen Schutzgruppen

entfernt, eine Boc-Schützung der freien Aminogruppen durchgeführt und das Peptid 91

gekuppelt werden (Abb. 55). Es folgten die Reduktion des Azids und die Abspaltung des

Benzylesters in einem Schritt durch Hydrogenolyse. Das erhaltene Peptid 106 sollte nun

analog zum Modellpeptid 93 zyklisiert werden, doch konnte kein Produkt nach der Reaktion

detektiert werden (Abb. 55).


52

Boc2N CO2tBu

HON3

102

O

BocHN

N3

105

O

O

Pd/C; H2MeOH; RT; 2d

TFA; TESRT; 4h

Boc2O; TEA MeCN; RT; 16h

91; EDACHOAt; THFRT; 16h

Thr Gly OBn

Leu Phe OMe

H2N CO2H

HON3

O

Leu Phe OMe

BocHN CO2H

N3

O

Leu Phe OMe Leu Phe OMe

OtBu

BocHN

NH2

106

O

OThr Gly OH

Leu Phe OMe

OtBu

OMeBoc Lab

Thr Gly

CH2 Leu AlaPhe

OH

Lab

OtBu

103

104

107

HOHO

HOA. DPPA; NaHCO3 B. HATU; DIPEAC. DEPBT; Collidin

XDMF; RT; 2d

99%a 95%a

95%a95%a

Abbildung 55: Syntheseversuch des A´-Ringes von Labyrinthopeptin A2 durch Zyklisierung zwischen Gly12 und dem quartären Kohlenstoffzentrum Lab 13( a Umsatz nach LC-MS).

Die Ringspannung im Peptid 107 sollte nicht unbedingt der Grund für die nicht erfolgte

Zyklisierung sein, da im Modellpeptid 93 (Abb. 53) ein Ring gleicher Größe unter den

gleichen Reaktionsbedingungen synthetisiert werden konnte. Der Hauptunterschied zwischen

dem Modellpeptid 93 und dem Peptid 106 ist das quartäre Kohlenstoffzentrum, an dem die

Zyklisierung erfolgt. Aus diesem Grund wurde die Zyklisierungsrichtung umgekehrt. Dazu

war die Synthese eines geeigneten Dipeptids nötig. Um die Orthogonalität der Schutzgruppen

zu gewährleisten, war die Verwendung der α-Azidosäure 97 nötig, mit der dann das Dipeptid

99 synthetisiert werden konnte (Abb. 56).

CuSO4* 5H2O; 95K2CO3; MeOH

RT; 16hN3 CO2H

OBn

N3

OBn

O

HN CO2tBu

Cl-HOBt; TEA; THFEDAC;H-Gly-OtBu

RT; 16h

N3

OBn

O

HN CO2H

73% 44%

TFA; TES; RT; 4h

99%

97

98 99

H2N CO2H

OBn

96

Abb. 56: Synthese des Azidodipeptids 99 zur Synthese des A´-Ringes von Labyrinthopeptin A2.


53

Nachdem in Vorversuchen die Bedingungen für die Kupplung einer Aminosäure an das

quartäre Zentrum ermittelt wurden, konnte nun mit dem neuen Zyklisierungsversuch

begonnen werden (Abb. 57). Nach der Kupplung des Dipeptids 99 an das quartäre Zentrum

von 109 folgten die Entfernung der säurelabilen Schutzgruppen, die Boc-Schützung der freien

Aminogruppe und die Reduktion der Azidogruppe in 112 (Abb. 57). Nun folgte die

Zyklisierung von 113 mit DEPBT, bei der die Molekülmasse des Zyklisierungsproduktes 114

detektiert werden konnte.

Boc2N CO2tBu

HON3

O

Thr Gly

Leu Phe OMe

Boc2N CO2tBu

HO

O

Leu Phe OMeH2N

Boc2N CO2tBu

OH

O

Leu Phe OMeHNN3

OBn

Thr Gly

BocHN CO2HO

Leu Phe OMeHNN3

OBn

PBu3H2O; THFRT; 16h

99; THFHATU; DIPEA

RT; 2d

1.TFA; TES RT; 5h2.Boc2O; TEA MeCN; RT 16h

PBu3H2O; THF

RT; 2d Thr Gly

BocHN CO2H

OH

O

Leu Phe OMeHNH2N

OBnOMe

Boc LabThr Gly

CH2 Leu AlaPhe

OH

Lab

OBn

DEPBT Collidin;DMF

RT; 7d

OH

102 109

110 112

113 114

X99% a 32%

99% a

99% a

Abbildung 57: Synthesevesuch des A´-Ringes von Labyrinthopeptin A2 durch die Umkehrung der Zyklisierungsrichtung mit dem Dipeptid 99 (a Umsatz nach LC-MS).

Da bei der Reaktion auch eine Lactonbildung möglich ist, bei der 115 entstehen kann (Abb.

58), wurden MS/MS-Experimente mit dem Peptid 116 bzw. 117 durchgeführt um zu ermitteln

um welche der isobaren Verbindungen es sich beim Reaktionsprodukt handelt.

OMeRHN Lab

Thr Gly

CH2 Leu AlaPhe

OH

Lab

OBn

Thr Gly Leu Phe OMeH2N

OBn

114 R= Boc116 R= H

115 R= Boc117 R= HO

HN

O

ONHR

Abbildung 58: Die zwei möglichen isobaren Reaktionsprodukte der Zyklisierung von 113.

Die Fragmentierungsmuster der Peptide 115 und 116 unterscheiden sich, da man beim Peptid

116 nur Fragmente erwartet, die durch eine Spaltung im C-terminalen Tripeptid

Leu-Phe-Ala-OMe entstehen, während 117 zusätzliche Fragmente zeigen muss, die durch


54

Spaltung im N-terminalen Dipeptid Thr-Gly entstehen. Ein Vergleich der errechneten

Fragmentmassen aller möglichen Fragmentierungsserien mit dem beobachteten

Fragmentierungsmuster in Abb. 59 zeigt aber deutlich, dass das Produkt der Zyklisierung das

unerwünschte Peptid 115 ist.

Abbildung 59: Schema einer Peptid-fragmentierung im MS/MS-Experiment und Tabelle mit den errechneten Fragmenten. In rot sind die charakteristischen Fragmente für das Peptid 116 abgebildet und in schwarz die gemeinsamen Fragmente beider Peptide 116 und 117. „x“ kennzeichnet ein detektiertes Fragment, während „nd“ ein nicht detektiertes Fragment kennzeichnet.

Aufgrund dieser Ergebnisse wurde die Hydroxygruppe am β-Kohlenstoffatom von 73 mit

einer Schutzgruppe versehen. Die verwendete Schutzgruppe sollte möglichst klein sein, um

eine Abschirmung des quartären Zentrums in 73 zu verhindern. Da eine Schützung als

Allylether synthetisch nicht zugänglich war, wurde der Methylether 118 bzw. 119 vewendet

(Abb. 60).

Boc2N CO2tBu

CO2Me

HON3

73Boc2N CO2tBu

CO2Me

MeON3

118

MeI; Ag2O Me2S; MeCN

RT; 16h

83%Boc2N CO2tBu

CO2H

MeON3

119

LiOH;THF RT; 16h

99%

Abbildung 60: Synthese des Methylethers 118 und anschließende Verseifung des Methylesters.

Bei der Darstellung von 118 aus 73 wurde eine teilweise Epimerisierung am

γ-Kohlenstoffatom festgestellt, da im 1H-NMR eine Signaldopplung in einem Verhältnis von

2:1 beobachtet werden konnte. Eine Trennung der Diastereomere war weder bei Verbindung

118 noch 119 möglich. Daraufhin wurde der Baustein 119 als ein Gemisch aus

nd87,044z1nd682,341c5

nd234,113z2nd535,272c4

nd347,197z3nd422,188c3

nd503,251z4nd266,134c2

nd560,272z5nd209,113c1

nd104,055y1X665,33b5

X251,124y2X518,261b4

nd364,208y3X405,177b3

X520,261y4X249,124b2

X577,283y5nd192,102b1

nd130,050x1X637,335a5

nd277,118x2X490,267a4

nd390,203x3X377,182a3

nd546,256x4X221,129a2

nd603,277x5X164,108a1

nd87,044z1nd682,341c5

nd234,113z2nd535,272c4

nd347,197z3nd422,188c3

nd503,251z4nd266,134c2

nd560,272z5nd209,113c1

nd104,055y1X665,33b5

X251,124y2X518,261b4

nd364,208y3X405,177b3

X520,261y4X249,124b2

X577,283y5nd192,102b1

nd130,050x1X637,335a5

nd277,118x2X490,267a4

nd390,203x3X377,182a3

nd546,256x4X221,129a2

nd603,277x5X164,108a1


55

Diastereomeren in der Peptidsynthese eingesetzt (Abb. 61), wobei das in Abb. 57 gezeigte

Syntheseschema verwendet wurde. Die Trennung der Diastereomere erfolgte stufenweise, bei

der Reinigung der Peptide 120 (de = 74 %) und 121 (de = 86 %) konnte der Anteil des

unerwünschten Diastereomers bereits reduziert werden (Abb. 61). Doch erst bei der

Reinigung von Peptid 122 war es möglich das gewünschten Peptid vom unerwünschten

Diastereomer zu trennen, wobei neben der Reinfraktion von Peptid 122 (de = 99 %) eine

Mischfraktion der Diastereomere im Verhältnis 4:1 zugunsten der Reinfraktion erhalten

wurde. Durch die Verwendung der Methyl-Schutzgruppe konnte der A´-Ring erfolgreich

geschlossen werden. Hieraus ist erkennbar, dass die Schützung der Hydroxyfunktion

zwingend notwendig ist, da ohne diese nicht das gewünschte Produkt gebildet werden kann,

sondern das Lacton 114 (Abb. 58) entsteht. Doch ist der Einsatz eines Methylethers als

Schutzgruppe durchaus problematisch, da sich diese Schutzgruppe nur unter harschen

Reaktionsbedingungen wieder entfernen lässt und dadurch eine orthogonale Entschützung der

Hydroxygruppe unmöglich ist.

EDAC; HOBtTHF; 101; RT; 16h

Boc2N CO2tBu

MeON3

O

Thr Gly

Leu Phe OMe

Boc2N CO2tBu

MeO

O

Leu Phe OMeH2N

Boc2N CO2tBu

OMe

O

Leu Phe OMeHNN3

OBn

Pd/C; H2EtOAc; RT; 16h

99; THF; HATUDIPEA; RT; 2d

1.TFA; TES 8h; RT2.Boc2O; TEA MeCN; RT 16h

PPh3-pbH2O; THF

RT; 4d

Thr Gly

BocHN CO2H

OMe

O

Leu Phe OMeHNH2N

OBnOMe

Boc

OBn

HATU DIPEA; THF

RT; 2d

120

121 122

125 126

LabThr Gly

CH2 Leu AlaPhe

OMe

LabThr Gly

Boc2N CO2tBu

CO2H

MeON3

119

Thr Gly

BocHN CO2H

OMe

O

Leu Phe OMeHNN3

OBn

124

62% 65%

73%

94% über 2 Stufen

Abbildung 61: Synthese des A´-Ringes unter Verwendung des Methylethers 119.


56

Durch den Einsatz von geschütztem Labionin (Abb. 50) in der Peptidsynthese könnte dieses

Problem umgangen werden, doch momentan ist, wie bereits in Kapitel 3.2 dargestellt, keine

Labioninsynthese etabliert. Die hier gezeigte erfolgreiche Synthese des A´-Rings bietet jedoch

die Voraussetzung für die Totalsynthese des Labyrinthopeptins. Der A-Ring von

Labyrinthopeptin A2 enthält aber im Vergleich zum A´-Ring raumerfüllendere Aminosäuren

unter anderem die Aminosäure Tryptophan, die leicht Nebenreaktionen wie eine Alkylierung

und Oxidation des Indolrings eingeht[2]. Aus diesen Gründen ist der A´-Ring bzw. das A´B´-

Fragment leichter synthetisch handhabbar als der A-Ring bzw. das AB-Fragment.


57

3.4 Synthese eines analytischen Referenzstandards zum Labioninnachweis

Die Aminosäure Labionin (Abb. 14) wurde bisher nur im Labyrinthopeptin A2 durch

Röntgenstrukturanalyse nachgewiesen. Sie wird jedoch auch in anderen Typ III-Lantibiotika

vermutet (s. Kapitel 1.3.3). Eine Methode zur Labioninbestimmung in Peptiden ist der direkte

Nachweis von Labionin im Totalhydrolysat (Abb. 62) des Peptids mittels

Massenspektrometrie. Ein direkter Nachweis von Labionin durch LC-MS konnte bisher nicht

erbracht werden. Dafür gibt es mehrere mögliche Ursachen, zum einen kann die Aminosäure

Labionin durch seine jeweils drei Amino- und Carboxygruppen mehrere Ladungen tragen,

wodurch LC-MS-Messungen negativ beeinflusst werden können, da es aufgrund der

genannten funktionellen Gruppen als einfach, zweifach und dreifach geladenes Ion vorliegen

kann. Das Wert des dreifach geladenen Ions von Labionin im Positivionenmodus beträgt

99,5 m/z, die Detektion solch kleiner und hochgeladenen Massen im LC-MS erweist sich als

schwierig. Zum anderen kann das Schwefelatom der Lanthioninbrücke oxidiert vorliegen,

wodurch die Intensität der Messung ebenfalls negativ beeinflusst wird. Der direkte Nachweis

von Labionin aus dem Hydrolysat des Peptids kann aber auch mit GC-MS erfolgen. Der

Vorteil der GC-MS gegenüber der LC-MS besteht in der höheren Empfindlichkeit und der

Verminderung von Mehrfachladungen. Für die GC-MS-Analyse müssen die Aminosäuren des

Hydrolysats am N-Terminus trifluoracetyliert und am C-Terminus verestert werden. Für den

exakten Nachweis ist jedoch die Verwendung eines Referenzstandards notwendig. Mit der

GC-MS lässt sich auch die Stereochemie von Aminosäuren bestimmen. Dazu muss jedoch

eine chirale Trennsäule benutzt werden und Referenzaminosäuren mit bekannter

Stereochemie vorhanden sein. Nach einer Optimierung der Trennmethode ist es möglich die

Stereoisomere der entsprechenden Aminosäuren voneinander zu trennen und somit sicher

deren Stereochemie zu bestimmen. Da bisher die Synthese von Labionin nicht verwirklicht

werden konnte und Labionin somit nicht als Referenzstandard verwendet werden kann,

erschien es notwendig die Aminosäure Labionin im Peptid durch eine Abbaureaktion in eine

synthetisch leichter zugängliche und besser analysierbare Verbindung zu überführen. Eine

geeignete Abbaureaktion stellt die Desulfurierung des labioninhaltigen Peptids dar (Abb.

62)[42, 143]. Durch diese Reaktion wird Labionin in 2,4-Diamino-2-methylglutarsäure

umgewandelt, die das Ziel der Synthese des Referenzstandards ist.


58

Abbildung 62: Hydrolyse eines labioninhaltigen Peptids und Hydrolyse eines labioninhaltigen Peptids nach einer Desulfurierung, mit den jeweils dabei resultierenden Aminosäuren des Hydrolysats (Xxx kennzeichnet beliebige Aminosäuren; R entspricht variablen Aminosäurenseitenketten). Ausgangsmaterial für die Synthese des Refenzstandards ist Cbz-α-Allylalanin 129 das durch

eine chelatverbrückte Claisen-Umlagerung aus Cbz-Ala-OAll 128 (Abb. 63) synthetisiert

wurde. Nun wurde durch eine Sharpless Asymmetrische Dihydroxylierung das Diol 131

synthetisiert und im folgenden Schritt wurde die endständige Hydroxygruppe mit TBDMS

geschützt. Nun konnten die Diastereomere, die aus dem razemischen Cbz-AllylAla-OtBu

(130) entstanden, voneinander getrennt werden (Abb. 63). Eine Analyse der TBDMS-Ether

(+/-132a & b; Abb. 64) auf der chiralen HPLC zeigte, dass die asymmetrische

Dihydroxylierung mit AD-Mixβ in dieser Reaktion zu einem razemischen Gemisch führte, da

zwei Peaks mit nahezu gleicher Intensität beobachtet wurden (Abb. 63).

Abbildung 63: Chromatogramm des TBDMS-Ethers +/- 132a auf der chiralen HPLC, die zwei Signale zeigen das die Verbindung als eine Mischungen aus Enantiomeren vorliegt.

Retentionszeit (min)

Abs

orbt

ion

(AU

)


59

Bei der Verwendung vom AD-Mixα für die Dihydroxylierung zeigten die entsprechenden

TBDMS-Ether das gleiche Verhalten auf der chiralen HPLC. Die mangelnde

Stereoselektivität der Sharpless Dihydroxylierung an ähnlichen Substraten ist in der Literatur

beschrieben[144, 145], doch ist die Ursache der geringen Stereoselektivtät bisher unbekannt[146].

Da, wie gesagt, die Diastereomerenpaare voneinander getrennt werden konnten, wurde diese

als Enantiomerenpaar weiter in der Synthese verwendet (Abb. 64). Die sekundäre

Hydroxygruppe wurde in ein Azid umgewandelt, der TBDMS-Ether gespalten und der

entstehende Alkohol zur Säure oxidiert. Nun wurde die tert-Butyl-Schutzgruppe entfernt und

eine Hydrogenolyse durchgeführt (Abb. 64). Bei der Hydrogenolyse der Verbindungen

+/-137a bzw. +/-137b traten eine Reihe von Nebenreaktionen auf. Die Zuordnung der

Stereochemie war durch den Vergleich der Retentionszeiten der synthetischen Verbindungen

+/-137a bzw. +/-137b, mit der Retentionszeit von (2R/4S)-2,4-Diamino-2-methylglutarsäure

möglich, welches aus dem Totalhydrolysat des desulfurierten Labyrinthopeptin A2 gewonnen

werden konnte. Eine Reinigung konnte bisher nur durch präparative DC und anschließende

Extraktion des Kieselgels mit Methanol erfolgen, wobei große Mengen des Kieselgels

mitextrahiert wurden. Eine Trennung über eine C18-Säule zeigte keine Wirkung, da das

Produkt wie auch die Nebenprodukte sehr polare Verbindungen sind, die keine

Wechselwirkung mit C18-Trennmaterial eingehen. Theoretisch sollte die Reinigung dieser

Substanzen mit einer HILIC-Säule möglich sein, da dieses Säulenmaterial speziell für die

Trennung sehr polarer Substanzen wie Aminosäuren entwickelt wurde[147-149]. Eine

enantiomerenreine Synthese des Standards ist möglich, wenn man von enantiomerenreinem

Cbz-α-Allylalanin ausgeht und die in Abb. 74 gezeigte Syntheseroute verwendet. Die

Dihydroxylierung verläuft zwar nicht stereoselektiv, doch lassen sich die Diastereomere gut

als TBDMS-Ether von einander trennen. Die Verbindungen +/-137a und. +/-137b werden

zurzeit innerhalb der Arbeitsgruppe zum Labioninnachweis verwendet.


60

CbzHNOtBu

O

CbzHNOBu

O

HO

CbzHNOtBu

O

TBDMSO

HO

HO

TBDMSClImidazol; DMF68%

CbzHNOtBu

O

TBDMSO

HO

1.DPPA; DEAD; PPh3 THF; 49%2.TBAF; THF; 70%

1.TEMPO; NaOCl Aceton; 95%2. TFA; TES; 80%3. Pd/C; H2; THF

CbzHNOtBu

O

TBDMSO

HO

CbzHNOtBu

O

TBDMSO

HO

1.DPPA; DEAD; PPh3 THF;68%2.TBAF; THF; 80%

AD-MixβtBuOH-H2O61%

CbzHNOtBu

O

HO

CbzHNOtBu

O

HO

CbzHNOtBu

O

HO

CbzHNOtBu

O

HO

N3N3 N3N3

H2NOH

O

CO2H

H2NOH

O

CO2H

H2NOH

O

CO2H

H2NOH

O

CO2HH2NH2N H2NH2N

1.TEMPO; NaOCl Aceton; 95%2. TFA; TES; 80%3. Pd/C; H2; THF

131

130

+/-132a +/-132b

+/-134a +/-134b

+/-137a +/-137b

CbzHNOAll

O

1.LDA; ZnCl2 -78°C; THF; 86%2.TBTA; BF3*OEt2 DCM; 60%

128

Abbildung 64: Synthesen des analytischen Referenzstandards zum Labioninnachweis.


61

3.5 Derivatisierung der Naturstoffe Labyrinthopeptin A1 und A2

Durch die Derivatisierung von biologisch aktiven Naturstoffen und die dadurch im Molekül

hervorgerufenen Änderungen der Struktur, der Ladung oder der Löslichkeit besteht eine

Möglichkeit die Aktivität des betreffenden Naturstoffs zu erhöhen, seine Wirkung besser zu

verstehen und für die Aktivität notwendige Strukturen des Naturstoffs zu erkennen. Im

Rahmen dieser Arbeit wurde Derivatisierungen ausgehend von Labyrinthopeptin A1 und A2

vorgenommen. Diese umfassen eine selektive Desulfurierung der B-Ringe von

Labyrinthopeptin A1 und A2 und führen so zu einer Strukturänderung in den Peptiden (Abb.

65). Diese Reaktion ist ebenfalls der Schlüsselschritt zum Labioninnachweis mit dem im

vorhergehenden Kapitel beschriebenen Aminosäurestandard. Die Desulfurierung kann durch

die Reaktion mit NiCl2 und NaBH4 erfolgen[42, 143]. Dabei ist es von Vorteil nur kleine

Mengen, in diesem Fall 1 mg Substanz, je Reaktionsansatz zu verwenden, da eine

Vergrößerung des Ansatzes die Bildung von nicht charakterisierten Nebenprodukten

begünstigt. Im Fall von Labyrinthopeptin A2 bietet sich eine Desulfurierung mit Raney-

Nickel an, da die Reaktion mit diesem Reagenz hier zu weniger Nebenprodukten führt,

während die Reaktion von Labyrinthopeptin A1 mit Raney-Nickel nicht zum gewünschten

Reaktionsprodukt führte.

Abbildung 65: Derivatisierung von Labyrinthopeptin A2 durch Desulfurierung und NTCB-Spaltung. Durch eine Spaltung mit dem Reagenz NTCB[150] (der Mechanismus dieser Reaktion ist in

Abb. 66 gezeigt) konnte nach einer Öffnung der Disulfidbrücke das AB- und das A´B´-

Fragment von Labyrinthopeptin A2 erzeugt werden. Durch die NTCB-Spaltung von


62

Labyrinthopeptin A1 konnte bisher nur das AB-Fragment erzeugt werden, da sich das A´B´-

Fragment von Labyrinthopeptin A1 zersetzt. Die Ursache für die Zersetzung des A´B´-

Fragments von Labyrinthopeptin A1 ist wahrscheinlich die Aminosäure Dhb, die im B´-Ring

von Labyrinthopeptin A1 enthalten ist (Abb. 19). Diese Vermutung wird dadurch gestützt, das

die NTCB-Spaltung von Labyrinthopeptin A2 (Abb. 65) ohne Probleme verläuft, die Spaltung

von Labyrinthopeptin A1 nach dem gleichen Protokoll erfolgt und der einzige signifikante

Unterschied zwischen den beiden Peptiden das Vorhandensein der Aminosäure Dhb ist. Die

bei der Spaltung erhaltenen Peptide sollen auf ihre biologische Aktivität getestet werden.

Durch den Vergleich der Aktivitäten der Fragmente eines Peptids kann das für die biologische

Aktivität notwendige Strukturelement ermittelt werden und basierend auf diesen Ergebnissen

eine weitere Derivatisierung erfolgen oder die Größe des Peptids weiter reduziert werden.

O

HN

NH

O

OSH

NH

NCS

CO2HNO2

S

CO2HNO2

O

HN

NH

O

OSCN

NH

OH

O

OHNH

NH

O

O

HN

SHN

pH 8; 36 °C15-30 min

pH 9; 37 °C16 h

Abbildung 66: Mechanismus der NTCB-Spaltung[150].

Weitere durchgeführte Derivatisierungen sind die PEGylierung der N-Termini von

Labyrinthopeptin A1 (155) (Abb. 67) und A2 (154), durch die die Hydrophilie der

Labyrinthopeptine erhöht wird. Zur Einführung der PEG-Einheit wurde ein

Succinimidaktivester benutzt.

Abbildung 67 Struktur des N-terminal PEGylierten Labyrinthopeptin A1.


63

Abbildung 68: Struktur des Dimers von Labyrinthopeptin A2. Die Synthese von Wirkstoffdimeren ist eine weit verbreitete Methode in der

Medizinalchemie[151-153]. Für die Synthese eines Labyrinthopeptindimers (Abb. 68) war dabei

die Synthese des Linkers 140 notwendig (Abb. 69). Bedingt durch die positiven Erfahrungen

der Verwendung von Succinimidaktivestern bei der PEGylierung der Labyrinthopeptine A1

und A2, sollte der Linker ebenfalls als Succinimidaktivester (141) eingesetzt werden. Doch

das gewünschte Produkt 141 konnte nicht isoliert werden und somit wurde die Synthese eines

Labyrinthopeptindimers verworfen.

O

O TFA; DCMRT; 4h

OO O

O6

NN

O

O

O

O

A. HOSu; EDAC; DCM DIPEA; RT; 16hB. HOSu; C2O2Cl2 Pyridin; THF; DCM DMF; RT; 2h

Br OO

OO

O6

O

HOO

OOH

O6

O

Hexaethylenglycol; KOHToluol; Bu4NHSO4; RT; 1h

44% 99%139

140 141

138

O

O

X

Abbildung 69: Synthese eines Linkers zur Erzeugung von Labyrinthopeptindimeren.

Weitere Derivatisierungsversuche wurden an der Doppelbindung des Dhbs im

Labyrinthopeptin A1 vorgenommen (Abb. 70). Dabei sollte die Doppelbindung analog zu der

in der Literatur beschriebenen Hydrierungen von Dha bzw. Dhb in anderen Peptiden [154, 155]

hydriert werden (Abb. 70) oder durch den Angriff eines Schwefelnukleophils die

Doppelbindung beseitigt werden[156]. Doch alle diese Versuche scheiterten. Ein möglicher

Grund könnte die Abschirmung der Doppelbindung durch die umgebenden Aminosäuren sein.

Des Weiteren wurde ein Versuch durchgeführt, in dem die Disulfidbrücke von

Labyrinthopeptin A2 in eine Lanthioninbrücke (Abb. 70) durch Monodesulfurierung in

alkalischer Umgebung[56, 157] umgewandelt werden sollte. Dabei wurde das gewünschte

Produkt (163) aber nur in Spuren gebildet und eine Isolierung ist auf Grund des geringen

Unterschieds in der Retentionszeit auf der HPLC nicht möglich. Durch die Verwendung von

Phosphiden[54] in dieser Reaktion kann die Ausbeute vielleicht erhöht werden.


64

Abbildung 70: Struktur des C-Ring-Lanthionin Analoga von Labyrinthopeptin A2 (163) und des Hydrierungsprodukt von Labyrinthopeptin A1 (164), die synthetisch nicht darstellbar waren.

Zusammenfassung und Ausblick

65

4. Zusammenfassung und Ausblick

Labyrinthopeptin A2 wurde 1988 im Rahmen eines von der Firma Sanofi-Aventis

durchgeführten Screeningprogramms aus dem Aktinomyzeten Actinomadura namibiensis DM

6313 isoliert[47]. Die Strukturaufklärung dieses Naturstoffs gelang erst im Rahmen einer

Kooperation der Arbeitsgruppen Süßmuth (TU-Berlin) und Sheldrick (Universität

Göttingen)[45]. Labyrinthopeptin A2 weist neben einer Disulfidbrücke und zwei

typischerweise in Lantibiotika vorkommenden Lanthioninbrücken eine strukturelle

Besonderheit auf, die als Labionin bezeichnet wurde. Diese Aminosäure weist eine

Methylenverbrückung zu einem Glycinrest auf, ausgehend von einem α,α-disubstituierten

Kohlenstoffatom, das wiederum die bereits erwähnte Lanthioninbrücke bildet. Diese Brücken

bilden, zusätzlich zur Disulfidbrücke, vier Ringe im Labyrinthopeptin A2, da die Aminosäure

Labionin zweimal im Naturstoff auftritt. Die durch die Methylenbrücken gebildeten A-Ringe

und durch die Thioetherbrücken gebildeten B-Ringe werden N-terminal als Ring A und B

bezeichnet, während sie C-terminal Ring A´ und B´ genannt und von einer Disulfidbrücke

überspannt werden. Durch die Kenntnis der Struktur konnte der Biosynthesegencluster[45] von

Labyrinthopeptin A2 und später auch dessen Biosynthese[50] in unserem Arbeitskreis

aufgeklärt werden.

Von einer anderen Klasse von Peptiden, den Conotoxinen, ist eine analgetische Wirkung

bekannt. Aus diesem Grund wurde Labyrinthopeptin durch die Firma Sanofi-Aventis auf

diese Eigenschaft getestet, wobei sich zeigte dass es zur Behandlung neurophatischer

Schmerzen geeignet ist. Derzeit wird Labyrinthopeptin in der präklinischen Phase als

Analgetikum durch Sanofi-Aventis untersucht.

Aufgrund dieser interessanten Eigenschaft von Labyrinthopeptin A2 und seiner

außerordentlichen Struktur sind die Synthese von Labyrinthopeptin und die Erzeugung von

Derivaten von großem Interesse. Im Rahmen dieser Arbeit wurden umfangreiche Studien zur

Synthese von Vorläufern des Labyrinthopeptins durchgeführt (Abb. 71). So konnte die

geschützte quartäre Aminosäure (2R,4S)-5-tButyl-1-methyl-2-azido-4-(bis-Boc-amino)-2-

(hydroxymethyl)pentandioat (73), die Ausgangsverbindung zur Synthese des zentrale

Strukturmotivs im Labyrinthopeptin A2, Labionin, nach mehrmaliger Änderung der

Synthesestrategie, ausgehend von Glycin über 10 Stufen in einer Ausbeute von 12,8 %

synthetisieren werden (Abb. 71). Dabei handelt es sich um die erste Synthese einer derart

komplexen Aminosäure. Ausgehend von dieser Verbindung konnte nun die Synthese des A´-

Rings von Labyrinthopeptin A2 begonnen werden. Da es sich bei den A-Ringen des


66

Labyrinthopeptin A2 um gespannte Ringe handelt, die eine cis-Amidbindung beinhalten[45],

wurde die Zyklisierung vorher an einem Modellpeptid untersucht, um die Notwendigkeit

eines Einsatzes einer N-alkylierten Aminosäure zu überprüfen. Nach einer Korrektur der

Zyklisierungsrichtung und der zusätzlichen Schützung der freien Hydroxygruppe von 73 war

nun die erfolgreiche Synthese des A´-Ringes möglich (Abb. 71). Des Weiteren konnte die

quartäre Aminosäure 73 unabhängig von dieser Arbeit innerhalb des Arbeitskreises zur

erfolgreichen Synthese des A-Ringes von Labyrinthopeptin A2 genutzt werden. Aufbauend

auf die in dieser Arbeit vorgestellte Synthese von 73 und die folgende Synthese des A´-

Ringes kann nun die Totalsynthese von Labyrinthopeptin A2 und weiterer möglicher

labioninhaltiger Peptide begonnen werden.

Für die Synthese der Aminosäure Labionin wurden im Rahmen dieser Arbeit zahlreiche

Versuche ausgehend von 73 durchgeführt. Diese Versuche blieben ohne Erfolg, da die

Transformation der Hydroxygruppe von 73 in eine geeignete Abgangsgruppe nicht möglich

war. Dieses Problem soll in Zukunft durch die Transformation von 73 in ein

β-Lacton[124], ein Aziridin[124, 126] oder in ein Sulfamidat[124, 126] überwunden werden.

Da sich die Synthese der Aminosäure Labionin als schwierig erwies, aber eine

Standardsubstanz zum Nachweis von Labionin in anderen Peptiden synthetisiert werden

sollte, wurde das Desulfurierungsprodukt von Labionin, das der 2,4-Diamino-2-

methylglutarsäure entspricht, synthetisiert. Die Desulfurierung von Peptiden ist eine gängige

Methode zur Sequenzierung von Lantibiotika und wurde verwendet, um das Labionin im

Peptid zu 2,4-Diamino-2-methylglutarsäure abzubauen und nach Hydrolyse des Peptids

nachzuweisen. Zur sicheren Bestimmung von Labionin bzw. dessen Abbauprodukt der

2,4-Diamino-2-methylglutarsäure ist die Verwendung einer Referenzsubstanz notwendig. Die

Synthese des Standards erfolgte über eine chelatverbrückte Claisen-Umlagerung[98] ausgehend

von Cbz-Gly-OAll. Das bei dieser Reaktion gebildete razemische Cbz-α-Allylalanin wurde

nach einer Schützung des C-Terminus nach Sharpless Asymmetrischer Dihydroxylierung in

das entsprechende Diol transformiert. Die Asymmetrische Dihydroxylierung zeigte bei

diesem Substrat jedoch keine Stereoselektivität, sodass nach der Reaktion vier Stereoisomere

gebildet wurden, bei denen sich die Diastereomere auf der folgenden Stufe trennen ließen. Die

Enantiomerenpaare wurden in weiterfolgenden Reaktionen eingesetzt und die jeweilige +/-

2,4-Diamino-2-methylglutarsäure 137a/b konnte erfolgreich synthetisiert werde (Abb. 71).

Diese Standardsubstanz wird zurzeit innerhalb der Arbeitsgruppe zum Nachweis von

Labionin in anderen Peptiden verwendet.

Des Weiteren wurde eine Vielzahl von Modifikationen an den Naturstoffen Labyrinthopeptin

A1 und A2 vorgenommen (Abb. 71). So konnten die B-Ringe von Labyrinthopeptin A1 und


67

A2 desulfuriert werden (Abb. 71) und somit eine Änderung der Konformation vorgenommen

werden. Ferner konnten beide Peptide N-terminal PEGylierten werden (Abb. 71) und somit

die Polarität dieser Moleküle verändert werden. Außerdem war eine Spaltung der Peptide an

den Cycteinen mit dem Reagenz NTCB möglich (Abb. 71), wodurch die Fragmente AB und

A´B´ von Labyrinthopeptin A2 synthetisiert wurden. Bei der Spaltung von Labyrinthopeptin

A1 konnte nur des AB-Fragment isoliert werden, da sich das A´B´-Fragment während der

Reaktion zersetzte. Durch diese Spaltung sollen die jeweiligen Fragmente in künftigen

Studien auf ihre biologische Aktivität getestet werden, um das für die analgetische Wirkung

relevante Strukturmotiv im Labyrinthopeptin zu bestimmen.


68

Abb

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ende

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den

solle

n.

Experimenteller Teil

69

5. Experimenteller Teil

5.1. Allgemeine Informationen

Arbeitstechniken:

Arbeiten mit luft- und wasserempfindlichen Verbindungen wurden unter Schutzgas

durchgeführt (Argon bzw. Stickstoff). Hierzu wurde das Reaktionsgefäß durch Erhitzen mit

der Heizpistole von Wasser befreit und unter Schutzgas gesetzt. Feststoffe wurden dem

Reaktionsgefäß im Gegenstrom zugegeben, Lösungsmittel (abs.) und flüssige Reaktanden mit

Spritzen durch ein Septum.

Chemikalien:

Die Chemikalien wurden von den Firmen Karl Roth GmbH und Co. Kg (Karlsruhe), (Sigma-

Aldrich (Taufkirchen), Iris Biotech GmbH (Marktredwitz), Orpegen (Heidelberg), ABCR

(Karlsruhe), Alfa Aesar (Karlsruhe), Merck (Darmstadt) und Acros (Geel, Belgien) bezogen

und ohne weitere Aufreinigung eingesetzt.

Lösungsmittel wurden von der Firma Acros (Geel, Belgien) bezogen und wasserfrei, wie

gekauft verwendet.

Als deuterierte Lösungsmittel für die NMR-Spektroskopie wurden Chloroform-d1 (99.8 %),

Methanol-d4 (99,8%), Wasser-d2 und Dimethylsulfoxid-d6 der Firma DEUTERO GmbH

(Kastellaun) verwendet.

Chromatographie:

Dünnschichtchromatogramme (DC) wurden mit kieselgelbeschichteten Aluminiumfolien der

Firma Merck (Darmstadt) (TLC Kieselgel 60, F254) aufgenommen. Verbindungen wurden

entweder mit UV-Licht einer Wellenlänge von λ = 254 nm oder durch Eintauchen in

Permanganat-Reagenz (3 g KMnO4, 20 g K2CO3, 300 ml dest. Wasser, 5 ml NaOH-Lsg.

(5 %)) mit anschließendem Erhitzen unter Zuhilfenahme einer Heizpistole sichtbar gemacht.

Die Säulenchromatographie wurde mit Kieselgel der Firma Acros (Geel, Belgien)

(0.04-0.064 mm 60) durchgeführt. Eluiert wurde unter erhöhtem Druck (N2) mit

unterschiedlichen Laufmittelgemischen.


70

Analysenmethoden: 1H-NMR-Spektren wurden mit dem Gerät AM 400 (400 MHz) der Firma Bruker (Karlsruhe)

aufgenommen. Als Lösungsmittel dienten Deuterochloroform (CDCl3), deuteriertes Methanol

(MeOD-d4), deuteriertes Wasser-d2 und deuteriertes DMSO (DMSO-d6). Die chemischen

Verschiebungen sind in δ-Werten (ppm) angegeben. Als Referenz wurde das Restsignal des

undeuterierten Lösungsmittels verwendet. Kopplungskonstanten J sind in Hertz (Hz)

angegeben. Signalmultiziplitäten sind wie folgt gekennzeichnet: (s) Singulett, (d) Duplett,

(dd) Duplett von Duplett, (t) Triplett, (dt) Duplett von Triplett, (td) Triplett von Duplett, (q)

Quartett, (dq) Duplett von Quartett, (m) Multiplett. Die Spektren wurden, sofern nicht anders

angegeben bei 298 K aufgenommen. Zur Auswertung der Spektren wurde das Programm

ACDLabs 5 (Toronto, Kanada) verwendet. 13C-NMR-Spektren wurden mit dem Gerät AM 400 (100 MHz) der Firma Bruker (Karlsruhe) 1H-Breitband entkoppelt aufgenommen. Als Lösungsmittel dienten Deuterochloroform

(CDCl3), deuteriertes Methanol (MeOD-d4), deuteriertes Wasser-d2 und deuteriertes DMSO

(DMSO-d6). Die chemischen Verschiebungen sind in δ-Werten (ppm) angegeben. Als

Referenz wurde das Restsignal des undeuterierten Lösungsmittels verwendet. Die

Zuordnungen der Signale wurden durch DEPT-135 und APT-Experimente ermittelt. Die

Spektren wurden, sofern nicht anders angegeben bei 298 K aufgenommen. Zur Auswertung

der Spektren wurde das Programm ACDLabs 5 verwendet.

MS-Spektren (auch Hochauflösung) wurden auf einem Finnigan MAT 95S aufgenommen.

Die Ionisierung erfolgte durch Elektronenstoß (EI) mit einem Ionisierungspotential von

70 eV.

HPLC-MS-Kopplungen wurden mit dem ESI-Massenspektrometer (electro spray ionisation)

QTrap 2000 ESI-Quadrupol-MS (Niederauflösung) der Firma Applied Biosystems (Forster

City, USA) in Kopplung mit einem Agilent 1200 Series HPLC-System der Firma Agilent

Technologies (Waldbronn) unter Verwendung einer RP-C18-Säule der Fima Phenomenex

(Aschaffenburg) vorgenommen (Lösungsmittel A: Wasser / 0,1 % HCOOH, Lösungsmittel B:

Acetonitril / 0,1 % HCOOH, Flussrate: 1,5 ml/min). Alternativ wurde eine Orbitrap LTX

(Hochauflösung) der Firma Thermo Scientific (Waltham, USA) in Kopplung mit einem

Agilent 1200 Series HPLC-System der Firma Agilent Technologies (Waldbronn) unter

Verwendung einer Hypersil-100 C18-Säule der Firma Thermo Scientific (Waltham, USA)

verwendet (Lösungsmittel A: Wasser / 0,025 % HCOOH, Lösungsmittel B: Methanol / 0,025

% HCOOH, Flussrate: 1,3 ml/min). Zur Auswertung der Spektren wurden die Programme

Xcalibur und Analyst verwendet.


71

GC-MS-Messungen wurden an einem 5975C der Firma Agilent Technologies (Waldbronn)

aufgenommen. Es wurde in einem Scanbereich von 50-800 amu, einer Detektionstemperatur

von 150 °C und einer Quellentemperatur von 300 °C gearbeitet. Die Ionisierungsenergie

betrug 91 eV. Als Trägergas wurde Helium verwendet. Als Säule wurde eine Agilent 190913-

433 der Firma Agilent Technologies (Waldbronn) eingesetzt (30 m, ID 0,25 mm, Phase: 5%

Phenyl methyl siloxan).

Chirale GC-MS-Messungen wurden an einem GC800 Top Voyager der Firma ThermoQuest

(Rodano, Italien) aufgenommen. Es wurde in einem Scanbereich von 45-465 amu, einer

Detektionstemperatur von 210 °C und einer Quellentemperatur von 220 °C gearbeitet. Die

Injektionstemperatur betrug 250 °C. Die Detektorspannung betrug 350 V mit einer Energie

von 70 eV. Als Trägergas wurde Helium verwendet. Als chirale Säule wurde eine FSLipodex

E der Firma Macherey-Nagel GmbH & Co. KG (Düren) eingesetzt (25 m, ID 0,25 mm, Phase:

Octakis-(2,6-di-O-pentyl-3-O-butyryl)-γ-cyclodextrin).

Drehwerte wurden mit einem Polarimeter P-2000 Series der Firma Jasco Labor- und

Datentechnik GmbH (Groß-Umstadt) aufgenommen. Als Lösungsmittel dienten

Dichlormethan (DCM) und Ethylacetat (EtOAc). Die Drehwerte wurden bei 298 K und den

jeweils angegeben Konzentrationen aufgenommen.

Flash-Chromatographie wurde mit CombiFlash Rf der Firma Teledyne ISCO (Lincoln, USA)

durchgeführt. Als Lösungsmittel wurden Ethylacetat (EtOAc) und Hexan (Hex) verwendet.

Als Säulenmaterial wurden RediSep Rf-Kartuschen der Firma Teledyne ISCO (Lincoln, USA)

verwendet.

Präparative RP-HPLC-Trennungen wurden auf einer Agilent HP 1100 HPLC-Anlage mit UV-

Detektor (Beobachtungswellenlänge: λ = 280 nm bzw. 210 nm) der Firma Agilent

Technologies (Waldbronn) unter Verwendung der RP-C18-Säule Grom-Sil 300 ODS-5 ST

der Firma Grom (Rottenburg-Hailfingen) durchgeführt. Als Lösungsmittelsysteme wurden

Wasser (Lösungsmittel A) und Acetonitril (Lösungsmittel B) bei einer Flussrate von

15 ml/min verwendet. Die jeweiligen Gradienten sind an entsprechender Stelle angegeben

(Auswertungssoftware: Agilent ChemStation).

Die HPLC-Analytik wurde mit einer analytischen 1100-HPLC-Anlage der Firma Agilent

Technologies (Waldbronn) mit DAD-Detektor (Beobachtungswellenlänge: λ = 280 nm bzw.

210 nm) und einer Luna RP-C18-Säule der Firma Phenomenex (Aschaffenburg) durchgeführt

(Lösungsmittel A: Wasser; Lösungsmittel Methanol; Flussrate: 1,5 ml/min; Gradient: 0 min 5

% B → 10 min 100 % B → 12 min 100 % B → 12.1 min 5 % B → 15 min 5 % B;

Auswertungssoftware: Agilent ChemStation).


72

Die chirale HPLC-Analytik wurde an einem Merck-Hitachi LaChrom System der Firma

Hitachi (Tokyo, Japan) unter Verwendung einer CHIRALPAK AD-H- oder OD-H-Säule der

Firma Chiral Technologies Europe (Illkirch, Frankreich) mittels UV-Detektion durchgeführt

(Beobachtungswellenlänge: λ = 210 nm). Als isokratisches Lösungsmittelsystem diente iso-

PrOH und n-Hexan. ee-Werte [%] wurden über die Verhältnisse der Peakintegrale errechnet

(Auswertungssoftware: VWR HPLC System Manager).

Röntgenstrukturanalysen wurden mit einem Oxford-Diffraction Xcalibur Diffraktometer,

ausgerüstet mit einem CCD area detector Sapphire S und einem Graphit Monochromator

unter Nutzung der Mo-Kα Strahlung (λ = 0.71073 Å) bei 150 K aufgenommen.

Allgemeine Synthesevorschriften für GC-Derivatisierungen

Entfernung der Boc-Schutzgruppen:

Die Aminosäuren werden mit 200 µl einer HCl-Lösung (0,1 M) aufgenommen und für 30 min

auf 110 °C erhitzt. Die Lösungsmittel werden bei 110 °C im Stickstoffstrom entfernt.

Derivatisierung des C-Terminus:

Das Hydrochlorid-Addukt der Aminosäure wird mit einer HCl-Lösung in Ethanol (2 M)

versetzt, die aus Acetylchlorid und Ethanol (abs.) im Verhältnis 1:4 erzeugt wurde.

Derivatisierung des N-Terminus:

Die N-terminal entschützten Aminosäuren werden in 100 µl abs. Dichlormethan gelöst und

mit 50 ml Trifluoressigsäureanhydrid versetzt. Es wird für 10 min auf 110 °C erhitzt.

Nachdem die Proben auf 20 °C gebracht wurden, wird das Lösungsmittel im Stickstoffstrom

entfernt und der Rückstand in 100 ml Toluol (abs.) aufgenommen.


73

5.2 Synthesevorschriften

5.2.1. Versuch der Synthese von 2,4-Diamino-2-hydroxymethylglutarsäure aus Oxazolidinen Synthese von (4R)-4-((R)-2,3-dihydroxypropyl)-3-(R)-2-methoxy-1-

phenylethyl)oxazolidin-4-carbonsäure-tert-butylester (31)

Der (R)-4-Allyl-3-((R)-2-methoxy-1-phenylethyl)oxazolidin-4-

carbon-säure-tert-butylester 30[102] (0,5 g; 1,44 mmol) wird in

tBuOH (4,4 ml) und Wasser (4,4 ml) gelöst und bei RT mit

AD-Mixβ (2 g) versetzt. Nachdem 16 h bei RT stark gerührt

wurde, wird die Reaktion durch Zugabe von Na2SO3 (2 g)

beendet und das Reaktionsgemisch mit EtOAc (3x10 ml) extrahiert. Die organische Phase

wird mit Wasser (6 ml) und ges. NaCl-Lösung (6 ml) gewaschen und der Rückstand

chromatographisch gereinigt (Hex: EtOAc; 1:1). Man erhält 0,48 g eines viskosen Öls

(Ausbeute 91%).

Rf 0,21 (Hex: EtOAc; 1:1) 1H-NMR (CDCl3): 1,5 (s, 9H); 1,88 (dd, J1= 15,31 Hz, J2= 1,88 Hz, 1H); 2,09 (dd, J1= 15,38

Hz, J2= 11,08 Hz, 1H); 3,24 (s, 3H); 3,50 (dd, J1= 9,87 Hz, J2= 4,37 Hz, 1H); 3,53 (m, 1H);

3,69 (dd, J1= 11,15 Hz, J2= 3,56 Hz, 1H); 3,77 (dd, J1= 9,87 Hz, J2= 7,32 Hz, 1H); 4,08 (d,

J= 9,00Hz, 1H); 4,13 (m, 1H); 4,21 (dd, J1= 5,84 Hz, J2= 3,02 Hz, 2H); 4,28 (d, J= 2,82 Hz,

1H); 4,46 (dt, J1= 7,46 Hz, J2= 3,79 Hz, 1H); 7,30 (m, 5H) 13C-NMR (CDCl3): 28,10; 35,46; 58,56; 61,45; 67,30; 67,91; 68,42; 75,01; 77,41; 82,24;

86,56; 127,67; 128,11; 128,28; 128,35; 128,99; 139,59; 171,79

MS (ESI): 382,2227 [MH+]; 404,2042 [MNa+]

[α]D = -14,3 (c = 11,35 mg/ml, T = 22,62 °C, CHCl3)

ONO

O O

OH

OH


74

Synthese von (4R)-4-((2R)-3-(tert-Butyl-dimethylsilyloxy)-2-hydroxypropyl)-3-((R)-2-

methoxy-1-phenylethyl)oxazolidin-4-carbonsäure-tert-butylester (32)

Das Diol 31 (0,48 g; 1,36 mmol) wird in DMF (6 ml) gelöst und mit

Imidazol (0,13 g; 1,9 mmol) und TBDMSCl (0,2 g; 1,5 mmol)

versetzt. Nun wird 16 h bei RT gerührt und die Reaktion durch

Zugabe von Wasser beendet. Das Reaktionsgemisch wird mit

EtOAc (20 ml) verdünnt und mit ges. NaCl-Lösung (5x 15 ml)

gewaschen. Die organische Phase wird getrocknet und das

Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Anschließend wird das Rohprodukt chromatographisch

gereinigt (Hex: EtOAc; 5:1). Man erhält 0,43 g des gewünschten Produkts (Ausbeute 70%).

Rf 0,47 (Hex: EtOAc; 3:1) 1H-NMR (CDCl3): 0,08 (d, J= 1,34; 6H); 0,9 (s, 9H); 1,49 (s, 9H); 1,86 (dd, J1= 15,11 Hz;

J2= 10,01 Hz; 1H); 2,15 (dd, J1= 15,18 Hz; J2= 1,75 Hz; 1H); 3,24 (s, 3H); 3,52 (m, 2H);

3,70 (dd, J1= 9,81 Hz; J2= 4,97; 1H); 3,77 (dd, J1= 9,81 Hz; J2= 6,98 Hz; 1H); 3,99 (m, 1H);

4,10 (d, J= 8,87 Hz; 1H); 4,18 (d, J= 8,90; 1H); 4,22 (d, J= 2,69; 1H); 4,26 (d, J= 2,69; 1H);

4,43 (dd, J1= 7,12 Hz; J2= 4,70 Hz; 1H); 7,29 (m, 5H) 13C-NMR (CDCl3): -5,29; 25,98; 28,08; 37,05; 58,52; 61,29; 67,50; 67,98; 68,83; 75,09;

77,32; 81,90; 86,33; 127,74; 128,04; 128,23; 128,80; 139,89; 171,98

MS (ESI): 496,3093 [MH+]; 518,2911 [MNa+]

Synthese von (4R)-4-((2S)-2-Azido-3-(tert-butyl-dimethylsilyloxy)-propyl)-3-((R)-2-

methoxy-1-phenylethyl)oxazolidin-4-carbonsäure-tert-butylester (33)

Der TBDMS-Ether 32 (0,5 g; 1,04 mmol) und PPh3 (0,69 g;

2,63 mmol) werden in THF (8 ml) gelöst und bei -20 °C mit DEAD

(1,08 ml; 6,86 mmol) und DPPA (0,55 ml; 2,55 mmol) versetzt.

Nachdem 20 h bei -20°C gerührt wurde, wird das Lösungsmittel im

Vakuum entfernt und der Rückstand chromatographisch gereinigt

(14:1). Man erhält 0,48 g eines Öls (Ausbeute 91%).

Rf 0,18 (Hex: EtOAc; 9:1)

ONO

O O

OH

OTBDMS

ONO

O O OTBDMS

N3


75

1H-NMR (CDCl3): 0,13 (d, J= 1,34, 6H); 0,95 (s, 9H); 1,46 (s, 9H); 1,84 (dd, J1= 15,18 Hz,

J2= 2,42 Hz, 1H); 2,15 (dd, J1= 15,3 Hz, J2= 8,87 Hz, 1H); 3,20 (s, 3H); 3,41 (dd,

J1= 10,01 Hz, J2= 4,63 Hz, 1H); 3,47 (dd, J1= 10,00 Hz, J2= 6,90, 1H); 3,73 (dd, J1= 10,21

Hz, J2= 7,66 Hz, 1H); 3,83 (dd, J1= 10,10 Hz, J2= 4,30 Hz, 1H); 4,02 (m, 1H); 4,09 (d, J=

8,60 Hz, 1H); 4,18 (d, J= 8,90, 1H); 4,34 (dd, J1= 6,92 Hz, J2= 4,62 Hz, 1H); 4,26 (d, J= 2,69

Hz, 1H); 4,38 (d, J= 10,75 Hz, 1H); 7,33 (m, 5H) 13C-NMR (CDCl3): 25,86; 28,00; 35,75; 58,56; 60,19; 60,81; 66,69; 67,51; 75,86; 76,48;

81,63; 86,11; 126,11; 127,67; 127,80; 128,46; 130,04; 140,83; 172,52

LC-MS (ESI): 521,3 [MH+]

Synthese von (4R)-4-((2S)-2-Azido-3-hydroxy-propyl)-3-((R)-2-methoxy-1-

phenylethyl)oxazolidin-4-carbonsäure-tert-butylester (34)

Das Azid 34 (270 mg; 0,53 mmol) wird in THF (6,5 ml) gelöst und bei

0°C mit TBAF-Lösung (0,85 ml; 1,1 eq.) versetzt. Nachdem 4 h bei 0°C

gerührt wurde, wird die Reaktion durch Zugabe von ges. NH4Cl-Lösung

beendet und das Reaktionsgemisch mit EtOAc (3x) extrahiert. Die

organische Phase wird getrocknet und das Lösungsmittel im Vakuum

entfernt. Der Rückstand wird chromatographisch gereinigt (Hex:EtOAc;

5:1 auf 3:1). Man erhält 147 mg eines Öls (Ausbeute 71%).

Rf 0,25 (Hex: EtOAc; 3:1) 1H-NMR (CDCl3): 1,46 (s, 9H); 2,02 (m, 2H); 3,20 (s, 3H); 3,44 (dd, J1= 10,34 Hz, J2= 6,31

Hz, 1H); 3,50 (dd, J1= 10,40 Hz, J2= 3,90 Hz, 1H); 3,78 (dd, J1= 11,28 Hz, J2= 5,24 Hz, 1H);

3,83 (dd, J1= 11,30 Hz, J2= 6,24 Hz, 1H); 4,04 (m, 1H); 4,09 (d, J= 8,73, 1H); 4,21 (dd, J1=

5,84 Hz, J2= 3,02 Hz, 2H); 4,28 (d, J= 2,82, 1H); 4,33 (dd, J1= 6,18 Hz, J2= 3,90 Hz, 1H);

4,37 (m, 1H); 7,31 (m, 5H) 13C-NMR (CDCl3): 28,05; 34,96; 58,74; 60,37; 61,07; 65,94; 66,54; 75,48; 76,85; 82,09;

86,15; 127,85; 128,02; 128,55; 140,25; 171,46

MS (ESI): 407,2294 [MH+]; 429,2110 [MNa+]

[α]D = -53,3 (c = 10,65 mg/ml, T = 22,23 °C, CHCl3)

ONO

O O OH

N3


76

Synthese von (2R,4S)-2-((R)-2-Methoxy-1-phenylethylamino)-5-(tbutyl-

dimethylsilyloxy)-4-hydroxy-2-(hydroxymethyl)pentansäure-tert-butylester (35)

Der TBDMS-Ether 32 (100 mg; 0,202 mmol) wird in THF (1 ml)

und Wasser (2,5 ml) gelöst. Nun wird Ameisensäure(99-100 %)

zugegeben bis pH 2 erreicht wird. Das Reaktionsgemisch wird 7 h

bei RT gerührt. Anschließend wird mit ges. K2CO3-Lösung

neutralisiert und mit EtOAc extrahiert. Die organische Phase wird

getrocknet und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Der

Rückstand wird chromatographisch gereinigt (Hex:EtOAc; 5:1 auf 1:1). Man erhält 47 mg des

gewünschten Produkts (Ausbeute 48%).

Rf 0,35 (Hex: EtOAc; 1:1) 1H-NMR (CDCl3): 0,02 (s, 6H); 0,84 (s, 9H); 1,47 (m, 11H); 3,18 (m, 3H); 3,36 (s, 3H); 3,64

(m, 3H); 3,82 (dd, J1= 9,6 Hz, J2= 6,11 Hz, 2H), 7,30 (m, 5H) 13C-NMR (CDCl3): -5,38; 25,90; 27,92; 29,71; 58,84; 64,08; 67,21; 68,26; 77,76; 127,21;

127,71; 128,63; 135,03

LC-MS (ESI): 484,3 [MH+]

Synthese von (4R)-4-((2R)-3-(tert-Butyl-dimethylsilyloxy)-2-hydroxypropyl)oxazolidin-4-

carbonsäure-tert-butylester (37)

Der TBDMS-Ether 37 (1 g; 2,02 mmol) wird in THF (55 ml) gelöst

und mit Pd/C (0,1 g) versetzt. Nun wird das Reaktionsgemisch bei

RT unter H2-Atmosphäre (50 bar) 16 h gerührt. Anschließend wird

der Katalysator abfiltriert und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Der Rückstand wird

chromatographisch gereinigt (Hex: EtOAc; 1:1). Man erhält 0,66 g (Ausbeute 80%) des

gewünschten Produktes.

Rf 0,41 (Hex: EtOAc; 1:1) 1H-NMR (MeOD-d4): 0,07 (s, 6H); 0,9 (s, 9H); 1,45 (d, J= 13,37 Hz, 1H); 1,49 (s, 9H); 1,86

(d, J= 13,30 Hz, 1H); 3,52 (m, 3H); 3,65 (m, 2H); 4,37 (d, J= 10,07 Hz, 1H); 4,50 (d,

J= 10,21 Hz, 1H)

OHNHO

O O

OH

OTBDMS

NHO

O O

OH

OTBDMS


77

MgBr

13C-NMR (MeOD-d4): -5,15; 19,19; 26,39; 28,31; 33,28; 63,31; 67,67; 68,74; 75,98; 77,36;

82,92; 173,38

LC-MS (ESI): 362,3 [MH+]

Versuch zur Synthese von (2R,4R)-2-Amino-5-(tert-butyl-dimethylsilyloxy)-4-hydroxy-2-

(hydroxymethyl)pentansäure-tert-butylester (38)

Das Oxazolidin 37 wird in MeOH (10 ml) gelöst und 2 h bei 75 °C

gerührt. Nun wird das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Es fand

keine Ringöffnung statt.

Das Oxazolidin 37 (41 mg; 0,166 mmol) wird in DCM (0,5 ml) gelöst und mit 1,3-

Propandithiol (0,167 ml; 1,66 mmol) und Bortrifluoridetherat (0,063 ml; 0,498 mmol)

versetzt. Die Reaktionslösung wird 16 h bei 75 °C gerührt. Nun wird das Lösungsmittel im

Vakuum entfernt. Es fand keine Ringöffnung statt.

Das Oxazolidin 37 (24 mg; 0,1 mmol) wird in THF (0,5 ml) gelöst, Natriumborhydrid

(38 mg; 1 mmol) suspendiert in THF (0,5 ml) zugegeben und das Reaktionsgemisch 16 h bei

RT gerührt. Anschließend wird die Reaktion durch Zugabe von 5% HCl beendet. Das

gewünschte Reaktionsprodukt konnte nur in Spuren gefunden werden, das Hauptprodukt ist

die N-Methyl-Aminosäure.

Das Oxazolidin 37 wird in MeOH (20 ml) gelöst und mit HCl/Dioxan (4M; 0,25 ml) versetzt.

Nun wird das Reaktionsgemisch 2 h bei 70 °C refluxiert. Das gewünschte Reaktionsprodukt

konnte nicht isoliert werden. Es fand lediglich eine vollständige TBDMS-Abspaltung (0,21 g)

statt.

Synthese von Benzylmagnesiumbromid (142)

In wasserfreiem Diethylether (5 ml) werden Mg-Späne (1,21 g; 0,05 mol) suspendiert.

Nun wird Brombenzol (0,26 ml) zugeben bis eine braune Lösung entsteht,

anschließend wird weiteres Brombenzol (5 ml) gelöst in wasserfreiem Diethylether (15 ml)

langsam zutropft. Die Reaktionslösung wird 1 h bei 35 °C gerührt, anschließend wird die

Lösung mit Diethylether (96 ml) verdünnt und direkt weiter verwendet.

NH2HO

O O OTBDMS

OH


78

Synthese von (2R,4S)-2-((R)-Benzyl-2-methoxy-1-phenylethylamino)-4-azido-5-tert-

butyl-dimethylsilyloxy)-2-(hydroxymethyl)pentansäure-tert-butylester (39)

Das Azid 33 (137 mg; 0,26 mmol) wird in wasserfreiem

Diethylether (10 ml) gelöst und bei 0°C langsam mit einer

Benzylmagnesiumbromidlösung (3 M; 0,26 ml; 3 eq.) versetzt.

Nachdem die Reaktionslösung 2 h bei 0 °C gerührt wurde, wird die

Reaktion durch Zugabe von ges. NH4Cl-Lösung beendet und das

Reaktionsgemisch mit DCM (3x) extrahiert. Das Rohprodukt wird chromatographisch

gereinigt (Hex: EtOAc; 14:1 auf 9:1). Man erhält 40 mg eines gelben Öls (Ausbeute 26%).

Rf 0,27 (Hex: EtOAc; 14:1) 1H-NMR (CDCl3): 0,10 (s, 6H); 0,92 (s, 9H); 1,41 (s, 4H); 1,96 (dd, J1= 13,43 Hz,

J2= 8,72 Hz, 1H); 2,08 (m, 1H); 3,22 (s; 3H); 3,52 (d, J= 15,85 Hz, 1H); 3,66 (m, 2H); 3,81

(m, 2H); 3,91 (m, 2H); 4,32 (dd, J1= 10,28 Hz, J2= 1,54 Hz, 1H); 4,32 (dd, J1= 10,21 Hz, J2=

4,84 Hz, 1H); 7,25 (m, 10H) 13C-NMR (CDCl3): -5,52; 18,15; 25,74; 27,86; 27,86; 33,71; 49,99; 57,69; 58,36; 60,24;

62,88; 67,45; 69,85; 73,94; 82,09; 126,96; 127,43; 127,98; 128,03; 128,24; 129,32; 137,80;

142,26; 172,40

LC-MS (ESI): 599,3 [MH+]

Synthese von (2R)-2-((R)-Benzyl-2-methoxy-1-phenylethylamino)-2-

(hydroxymethyl)pent-4-ensäure-tert-butylester (40)

Das Allyl-Oxazolidin 30 (0,41 g; 1,18 mmol) wird in wasserfreiem

Diethylether gelöst und bei 0 °C mit einer Benzylmagnesiumbromid-

Lösung (3,5 M; 1 ml; 3 eq.) versetzt und bei 0°C gerührt. Nach 2 h wird

die Reaktion durch Zugabe von ges. NH4Cl-Lösung beendet und das

Reaktionsgemisch mit DCM (3x) extrahiert. Die organische Phase wird

getrocknet und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Der Rückstand wird

chromatographisch gereinigt (Hex: EtOAc; 14:1 auf 9:1). Man erhält 286 mg eines gelben Öls

(Ausbeute 57%).


ON

O O

Ph

HO

OTBDMS

N3

ON

O O

Ph

HO


79

1H-NMR (CDCl3): 1,38 (s, 9H); 2,65 (dd, J1= 12,09 Hz, J2= 7,25 Hz, 1H); 2,82 (dd,

J1= 12,09 Hz, J2= 7,25 Hz, 1H); 3,24 (s, 3H); 3,30 (m, 2H); 3,63 (d, J= 15,85 Hz, 1H); 3,78

(d, J= 16,12 Hz, 1H); 3,81 (d, J= 6,85 Hz, 1H); 4,45 (ddd, J1= 12,36 Hz, J2= 6,58 Hz,

J3= 6,31 Hz, 1H); 4,59 (dd, J1= 9,94 Hz, J2= 4,97 Hz, 1H); 5,13 (dd, J1= 10,07 Hz,

J2= 2,01 Hz, 1H); 5,22 (dd, J1=16,52 Hz, J2= 1,48 Hz, 1H); 5,76 (m, 1H); 7,27 (m, 10H) 13C-NMR (CDCl3): 28,13; 37,90; 50,67; 58,02; 58,34; 62,61; 71,74; 73,87; 81,78; 119,28;

126,92; 127,35; 128,00; 128,15; 128,19; 129,18; 132,27; 142,20; 172,51

MS (ESI): 426,2643 [MH+]; 448,2458 [MNa+]

Synthese von (2R)-2-((R)-Benzyl-2-methoxy-1-phenylethylamino)-2-

((methoxymethoxy)methyl)pent-4-ensäure-tert-butylester (41)

40 (270 mg; 0,63 mmol) wird in DCM (4 ml) gelöst und bei 0°C mit

Tetrabutylammoniumiodid (24 mg), DIPEA (1,1 ml; 6,3 mmol) und

MOM-Cl (0,25 ml; 3,15 mmol) versetzt. Nun wird die

Reaktionslösung auf RT erwärmt und unter Lichtausschluss gerührt.

Nach 3 d wird das Reaktionsgemisch mit ges. NaHCO3-Lösung

(5 ml) und Diethylether (10 ml) versetzt. Die Phasen werden getrennt

und die wässrige Phase mit Diethylether (3x 10 ml) extrahiert. Nun wird die vereinigte

organische Phase mit 1% HCl-Lösung und ges. NaCl-Lösung gewaschen. Das Lösungsmittel

wird im Vakuum entfernt und der Rückstand chromatographisch gereinigt (Hex: EtOAc; 9:1).

Man erhält 170 mg eines gelben Öls (Ausbeute 67 %).

Rf 0,64 (Hex: EtOAc; 5:1) 1H-NMR (CDCl3): 1,41 (s, 9H); 2,65 (dd, J1= 13,84 Hz, J2= 7,52 Hz, 1H); 2,81 (dd,

J1= 13,45 Hz, J2= 7,46 Hz, 1H); 3,15 (s, 3H); 3,23 (s, 3H); 3,34 (d, J= 9,67 Hz, 1H); 3,50 (m,

1H); 3,63 (d, J= 15,85 Hz, 1H); 3,70 (s, 2H); 4,10 (d, J= 17,46 Hz, 1H); 4,33 (d,

J1= 17,50 Hz, 1H); 4,43 (m, 2H); 5,09 (m, 2H); 5,82 (m, 1H); 7,23 (m, 10H) 13C-NMR (CDCl3): 28,01; 37,55; 48,74; 55,48; 61,48; 69,24; 70,04; 74,52; 81,40; 96,91;

118,53; 126,10; 127,01; 127,08; 127,86; 127,93; 129,31; 133,73; 140,27; 143,98; 172,52

MS (ESI): 470,2903 [MH+]; 492,2720 [MNa+]

ON

O O

Ph

MOMO


80

Synthese von (2R,4R)-2-((R)-Benzyl-2-methoxy-1-phenylethylamino)-2-

((methoxymethoxy)methyl)-4,5-dihydroxy-pentansäure-tert-butylester (42)

Der MOM-Ether 41 (0,17 g; 0,36 mmol) wird in einem Gemisch aus

tBuOH und Wasser (je 4,4 ml) gelöst und mit AD-Mix β (0,5 g)

versetzt. Nun wird kräftig gerührt und nach 24 h nochmals AD-Mixβ

(0,5 g) zugegeben. Nach weiteren 24 h wird die Reaktion durch

Zugabe von Na2SO3 beendet. Die Reaktionslösung wird mit Wasser

verdünnt und mit EtOAc (3x) extrahiert. Die organische Phase wird

mit ges. NaCl-Lösung gewaschen und getrocknet. Anschließend wird

das Lösungsmittel im Vakuum entfernt und das Rohprodukt chromatographisch gereinigt

(Hex: EtOAc; 3:1 auf 1:1). Man erhält 125 mg eines gelben Öls (Ausbeute 72%).

Rf 0,12 (Hex: EtOAc; 1:1) 1H-NMR (CDCl3): 1,13 (s, 9H); 2,38 (m, 2H); 3,20 (s, 3H); 3,23 (s, 3H); 3,35 (m, 3H); 3,47

(m, J= 8,73 Hz, 3H); 3,85 (d, J= 9,95 Hz, 1H); 3,93 (d, J= 9,94 Hz, 1H); 4,38 (m, 4H); 4,78

(dd, J1= 9,47 Hz, J2= 4,90 Hz, 1H); 7,23 (m, 10H) 13C-NMR (CDCl3): 27,69; 34,60; 48,36; 55,78; 61,19; 67,27; 67,75; 69,51; 71,68; 74,13;

81,39; 97,12; 126,57; 126,97; 127,22; 127,73; 128,06; 128,37; 129,32; 138,37; 143,31;

172,38

MS (ESI): 504,2959 [MH+]; 526,2774 [MNa+]

Synthese von (2R,4R)-2-((R)-Benzyl-2-methoxy-1-phenylethylamino)-5-(tert-butyl-

dimethylsilyloxy)-4-hydroxy-2-(hydroxymethyl)pentansäure-tert-butylester (43)

Das Diol 42 (115 mg; 0,23 mmol) wird in DMF (1,1 ml) gelöst

und mit Imidazol (23 mg; 35 mmol) und TBDMSCl (38 mg;

25 mmol) versetzt. Nachdem die Lösung 16 h bei RT gerührt

wurde, wird die Reaktion durch Zugabe von Wasser beendet.

Das Reaktionsgemisch wird mit EtOAc (20 ml) verdünnt und

mit ges. NaCl-Lösung (5x) gewaschen. Die organische Phase wird getrocknet und das

Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Der Rückstand wird chromatographisch gereinigt (Hex:

EtOAc; 5:1). Man erhält 92 mg eines gelben Öls (Ausbeute 73%).

ON

O O

Ph

MOMO

OTBDMS

OH

ON

O O

Ph

MOMOOH

OH


81

1H-NMR (CDCl3): 0,00 (d, J= 3,76 Hz, 1H); 0,04 (d, J= 5,24 Hz, 1H); 0,87 (s, 5H); 0,88 (s,

4H); 1,29 (s, 6H); 1,43 (s, 4H); 1,95 (dd, J1= 14,20 Hz, J2= 1,75 Hz, 0,3H); 2,06 (dd,

J1= 15,50 Hz, J2= 10,41 Hz, 0,3H); 2,15 (dd, J1= 15,45 Hz, J2= 2,82 Hz, 0,6H); 2,22 (dd,

J1= 15,15 Hz, J2= 7,66 Hz, 0,6H); 3,17 (s, 1,8H); 3,19 (s, 1,2H); 3,22 (s, 1,8H); 3,26 (s,

1,2H); 3,34 (dd, J1= 9,87 Hz, J2= 7,05 Hz, 1H); 3,49 (m, 1H); 3,58 (m, 1H); 3,67 (m, 1H);

4,25 (dd, J1= 16,95 Hz, J2= 14,71 Hz, 1H); 4,38 (m, 2H); 4,47 (dd, J1=16,55 Hz, J2= 6,39 Hz,

1H); 4,64 (t, J= 5,24 Hz, 1H); 7,25 (m, 10H) 13C-NMR (CDCl3): -5,39; -5,29; 25,90; 25,97; 27,85; 27,99; 35,67; 48,77; 48,92; 55,69;

58,40; 58,55; 60,98; 61,47; 67,50; 68,06; 68,14; 68,69; 70,17; 70,26; 71,09; 73,88; 74,38;

81,42; 97,11; 126,16; 126,29; 127,04; 127,18; 127,32; 127,36; 127,89; 128,04; 128,08;

128,12; 129,38; 129,47; 172,61

Versuch zur Synthese von (2R,4S)-2-((R)-Benzyl-2-methoxy-1-phenylethylamino)-4-

Azido-5-(tbutyl-dimethylsilyloxy)-2-(hydroxymethyl)pentansäure-tert-butylester (44)

Der MOM-Ether 43 (90 mg; 0,146 mmol) und

Triphenylphosphin (96 mg; 0,366 mmol) werden in THF

(1,3 ml) gelöst und bei -20°C mit DEAD (169 µl; 1,077 mmol)

und DPPA (78 µl; 0,362 mmol) versetzt. Nachdem 20 h bei

-20 °C gerührt wurde, wird das Lösungsmittel im Vakuum

entfernt. Das gewünschte Produkt konnte nicht isoliert werden.

ON

O O

Ph

MOMO

OTBDMS

N3


82

5.2.2. Synthese von 2,4-Diamino-2-hydroxymethylglutarsäure aus Pyrazolderivaten

Synthese von 2-Hydroxymethylacrylsäure-tert-butylester (49)[158]

Paraformaldehyd (2 g; 0,066 mol) wird in einem THF-Wasser-Gemisch (je

4,5 ml) suspendiert und mit 1 N Phosphorsäure (0,24 ml) versetzt. Nun wird 2 h bei 80°C

gerührt. Nachdem die Reaktionslösung auf 40°C abgekühlt wurde, wird die Reaktionslösung

mit DABCO (0,74 g; 0,1 eq.) und Acrylsäure-tbutylester (1,9 ml; 0,2 eq.) versetzt. Nachdem

16 h bei 60°C gerührt wurde, wird die Reaktion durch Zugabe von ges. NaCl-Lösung beendet

und mit Diethylether extrahiert. Die organische Phase wird getrocknet und das Lösungsmittel

im Vakuum entfernt. Der Rückstand wird chromatographisch gereinigt (Hex: EtOAc; 9:1 auf

3:1). Man erhält 0,44 g eines farblose Öls (Ausbeute 21%).

Rf 0,4 (Hex: EtOAc; 3:1) 1H-NMR (CDCl3): 1,48 (s, 9H); 4,19 (t, J= 1,54 Hz, 2H); 5,81 (q, J=1,73 Hz, 1H); 6,19

(q, J=1,34 Hz, 1H) 13C-NMR (CDCl3): 28,05; 68,97; 80,92; 124,47; 138,62

MS(ESI): 159,1012 [MH+] ; 181,0829 [MNa+]

Synthese von Diazoessigsäureethylester (50)[159]

N2 CO2Et

H-Gly-OEt*HCl (8 g; 47,88 mol) wird in Wasser (10 ml) gelöst und mit

Diethylether (10 ml) versetzt. Nun wird eine NaNO2-Lösung (5,8 g in 14 ml Wasser) gefolgt

von 4 N Schwefelsäure (0,57 ml) zugesetzt. Das Reaktionsgemisch wird 1 min im

Scheidetrichter geschüttelt und die gelbe Etherphase in einen Kolben mit Na2CO3-Lösung

überführt. Nun wird die wässrige Phase nochmals mit 4 N Schwefelsäure (0,57 ml) versetzt

und die Phasen wieder getrennt. Dieser Vorgang wird so lange wiederholt bis keine Färbung

der organischen Phase mehr auftritt. Die organische Phase wird mit 1 N NaHCO3-Lösung

gewaschen bis keine Färbung der wässrigen Phase mehr beobachtet wird. Nun wird die

organische Phase getrocknet und das Lösungsmittel im Vakuum bei 20°C entfernt. Man erhält

4,5 g (Ausbeute 69%) einer gelben Flüssigkeit.

Rf 0,62 (Hex: EtOAc; 3:1) 1H-NMR (CDCl3): 1,86 (t, J= 7,12 Hz, 3H); 4,20 (q, J= 7,12 Hz, 2H); 4,70 (br, 1H)

CO2tBuHO


83

13C-NMR (CDCl3): 14,39; 46,06; 60,81; 166,77

MS(EI): 114,0947 [M+]

Synthese von rac-5-tert-Butyl-3-ethyl-4,5-dihydro-5-(hydroxymethyl)-1H-pyrazol-3,5-

dicarboxylat (51)

In einen Reaktionskolben werden Diazoessigsäureethylester (50)

(0,114 g; 1 mmol), 2-Hydroxymethylacrylsäure-tbutylester (49) (0,156 g;

1 mmol) und DABCO (0,011 g; 1 mmol) gegeben und 16 h bei RT

gerührt. Nun wird das Reaktionsgemisch chromatographisch gereinigt (Hex: EtOAc; 3:1 auf

1:1). Man erhält 203 mg (Ausbeute 75%) eines gelben Öls.

Rf 0,32 (Hex: EtOAc; 1:1) 1H-NMR (CDCl3): 1,33 (t, J= 7,12 Hz, 3H); 1,46 (s, 9H); 3,03 (d, J= 18,00 Hz, 1H); 3,29 (d,

J= 18,00 Hz, 1H); 3,68 (d, J= 11,15 Hz, 1H); 3,79 (d, J= 11,15 Hz, 1H); 4,29 (q, J= 7,12 Hz,

2H); 6,79 (s, 1H) 13C-NMR (CDCl3): 14,19; 27,91; 37,44; 61,39; 65,32; 74,11; 83,56; 143,61; 161,91; 171,31

MS(ESI): 273,1441[MH+]; 295,1261 [MNa+]

Synthese von rac-2,4-Diamino-1-tert-butyl-5-ethyl -2-(hydroxymethyl)-1,5-dicarboxylat

(52)

Das Pyrazol 51 (10 mg; 0,037 mmol) wird in Methanol (0,8 ml) gelöst

und mit Essigsäure (0,1 ml) versetzt. Nun wird Raney-Nickel zugesetzt

und 16 h unter Wasserstoffatmosphäre (50 bar) gerührt. Die Reaktion

wurde mittels LC-MS untersucht und die gewünschte Produktmasse gefunden, das Produkt

konnte aber nicht isoliert werden.

MS(ESI): 277,1732 [MH+]

NH

N

EtO2C

CO2tBu

OH

H2NH2N

EtO2C

CO2tBu

OH


84

Synthese von rac-N-Boc-5-tert-Butyl-3-ethyl-4,5-dihydro-5-(tert-butyloxymethyl)-

pyrazol-3,5-dicarboxylat (53)

Das Pyrazolderivat 51 (30 mg; 0,11 mmol) wird in DCM (0,7 ml) gelöst

und mit TEA (3 µl; 0,14 eq.), Boc2O (50 µl; 2 eq.) und DMAP (13 mg;

1 eq.) versetzt. Nun wird 16 h bei RT gerührt. Anschließend wird das Lösungsmittel im

Vakuum entfernt und der Rückstand chromatographisch gereinigt (Hex: EtOAc; 7:1 auf 5:1).

Man erhält 24 mg (Ausbeute 51%) eines gelben Öls.


H-NMR (CDCl3): 1,35 (t, J= 7,12 Hz, 3H); 1,44 (s, 9H); 1,45 (s, 9H); 1,53 (s, 9H); 3,28 (d,

J= 18,40 Hz, 1H); 3,41 (d, J= 18,60 Hz, 1H); 4,31 (m, 3H); 4,85 (d, J= 11,82 Hz, 1H) 13C-NMR (CDCl3): 14,12; 27,65; 27,83; 28,05; 61,86; 66,06; 70,18; 82,67; 83,39; 143,28;

153,06; 167,89

Versuch zur Synthese von rac-2-Boc-2,4-Diamino-1-tert-butyl-5-ethyl -2-

(hydroxymethyl)-1,5-dicarboxylat (54)

Das Pyrazol 53 (10 mg; 0,023 mmol) wird in Methanol (0,8 ml) gelöst.

Nun wird Raney-Nickel zugesetzt und 16 h unter

Wasserstoffatmosphäre (50 bar) gerührt. Das Produkt konnte nicht identifiziert werden.

NBoc

N

EtO2C

CO2tBu

OtBu

BocHNH2N

EtO2C

CO2tBu

OtBu


85

5.2.3. Synthese von 2,4-Diamino-2-hydroxymethylglutarsäure aus

γ-Methylenglutaminsäure

Synthese von 2-Hydroxymethylacrylsäuremethylester (56)[160]

Acrylsäuremethylester (90 ml; 990 mmol), Formaldehyd (30%; 37,2 ml; 495

mmol), Triethylamin (83,55 ml, 600 mmol) und Wasser (15 ml) werden in einem Kolben

vorgelegt und bei 60°C gerührt. Nach 16 h wird die Reaktion durch die Zugabe von eiskaltem

Wasser beendet und das Reaktionsgemisch im Vakuum eingeengt. Nun wird mit Ethylacetat

(3x150 ml) extrahiert. Die organische Phase wird mit ges. NaCl-Lösung und Wasser

gewaschen, anschließend getrocknet und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Man erhält

20,6 g (Ausbeute 35,9 %) eines farblosen Öls.

Rf 0,38 (Hex: EtOAc; 2:1) 1H-NMR (CDCl3): 3,79 (s, 3H); 4,33 (s, 2H); 5,84 (q, J=1,34 Hz, 1H); 6,26 (td, J1= 1,01 Hz,

J2=0,81 Hz, 1H) 13C-NMR (CDCl3): 51,88; 62,53; 125,80; 139, 36

MS(CID): 117,0533 [M+]

Synthese von 2-Brommethylacrylsäuremethylester (57)[160]

2-Hydroxymethylacrylsäuremethylester (56) (10 g; 86,15 mmol) wird in DCM

(120 ml) gelöst und bei 0°C langsam mit einer 48%igen

Bromwasserstofflösung (35,2 ml) versetzt. Nach Beendigung der Zugabe wird weitere 5 min

gerührt und anschließend konz. Schwefelsäure (32,2 ml) ebenfalls bei 0°C langsam

zugetropft. Nachdem 1 h bei 0°C gerührt wurde, wird das Kühlbad entfernt und 12 h bei RT

gerührt. Nun wird die Reaktion durch Zugabe von eiskaltem Wasser beendet und die

Reaktionslösung mit DCM (4x500 ml) extrahiert. Die organische Phase wird mit Wasser und

ges. NaCl-Lösung gewaschen, anschließend getrocknet und das Lösungsmittel im Vakuum

entfernt. Der Rückstand wird chromatographisch gereinigt (Hex: EtOAc; 14:1). Man erhält

eine klare, farblose Flüssigkeit (11,4 g; Ausbeute 74 %).


CO2Me

OH

CO2Me

Br


86

1H-NMR (CDCl3): 3,79 (s, 3H); 4,16 (d, J=0,81 Hz, 2H); 5,84 (d, J=0,81 Hz, 1H); 6,31 (d,

J= 0,54 Hz, 1H) 13C-NMR (CDCl3): 29,18; 52,22; 129,14; 137, 30;165,26

Synthese von Cbz-Glycin-tert-butylester (59)

H-Gly-OtBu*HCl (5 g; 29,9 mmol) wird in einer ges.

NaHCO3-Lösung (770 ml) gelöst und mit Cbz-Cl (9 ml)

versetzt. Nun wird 16 h bei RT gerührt und anschließend mit Ethylacetat (4x100 ml)

extrahiert. Die organische Phase wird getrocknet und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt.

Der Rückstand wird chromatographisch gereinigt (Hex: EtOAc; 5:1). Man erhält 7,23 g

(Ausbeute 91 %) einer farblosen Flüssigkeit.

Rf 0,5 (Hex: EtOAc; 3:1) 1H-NMR (CDCl3): 1,45 (s, 9H); 3,85 (d, J=5,24 Hz; 2H); 5,11 (s, 2H); 5,27 (br; 1H); 7,32 (m,

5H) 13C-NMR (CDCl3): 28,04; 43,44; 66,96; 82,22; 136,36, 156,25

MS (ESI): 266,1384 [MH+]; 288,1203 [MNa+]

Synthese von Glycin-tert-butylester (60)

Cbz-Gly-OtBu 59 (6,5 g; 24,5 mmol) wird in Ethylacetat (70 ml) gelöst

und mit Pd/C (10%; 500 mg) versetzt. Nun wird mit Stickstoff gespült und der

Reaktionskolben mit Wasserstoff gefüllt. Nachdem 16 h bei RT gerührt wurde, wird die

Reaktionslösung filtriert und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Man erhält 3,2 g eines

farblosen Öls in quantitativer Ausbeute.

Rf 0,51 (CHCl3: MeOH; 9:1) 1H-NMR (CDCl3): 1,44 (s, 9H); 3,29 (s, 2H) 13C-NMR (CDCl3): 28,08; 44,70; 81,00; 173,54

MS (ESI): 132,1019 [MH+]; 154,0838 [MNa+]

NH

O

O

O

O

H2NO

O


87

Synthese von 2-((E)-((1R,2R,5R)-2-hydroxy-2,6,6-trimethylbicyclo[3.1.1]heptan-3-

yliden)amino) essigsäure-tert-butylester (62)[114]

H-Gly-OtBu (60) (2,7 g; 20,6 mmol) wird in Benzol (40 ml) gelöst

und mit (1R,2R,5R)-2-Hydroxypinanon (1,85 g; 11 mmol) und

Bortrifluoridetherat (0,063 ml) versetzt. Nun wird 20 h unter Wasserabscheidung refluxiert

(95°C). Das Lösungsmittel wird im Vakuum entfernt und der Rückstand chromatographisch

gereinigt (Hex: EtOAc; 5:1 auf 3:1). Man erhält 3,09 g (Ausbeute 99 %) eines leicht gelben

Öls.

Rf 0,22 (Hex: EtOAc; 3:1) 1H-NMR (CDCl3): 0,84 (s, 3H); 1,30 (s, 3H); 1,46 (s, 9H); 1,49 (s, 3H); 1,54 (d, J= 10,61 Hz,

1H); 2,00 (ddd, J1= 8,76 Hz, J2= 5,88 Hz, J3= 2,96 Hz, 1H); 2,05 (t, J= 5,91 Hz, 1H); 2,31

(m, 1H); 2,45 (dd, J1= 6,58 Hz, J2= 2,96 Hz, 1H); 4,40 (q, J= 1,07 Hz, 1H) 13C-NMR (CDCl3): 22,90; 27,31; 28,09; 28,12; 38,26; 38,55; 50,25; 53,42; 76,50; 81,32;

169,33; 179,67

MS (ESI): 282,2053 [MH+]; 304,1873 [MNa+]

[α]D = 0,4405 ° (c = 13,6 mg/ml, T = 22,6 °C, EtOAc)[161]

Synthese von (S)-1-tert-Butyl-5-methyl-2-((E)-((1R,2R,5R)-2-hydroxy-2,6,6-

trimethylbicyclo[3.1.1]heptan-3-yliden)amino)-4-methylenpentandioat (63)

Diisopropylamin (0,6 ml; 4,27 mmol) wird in THF (18 ml) gelöst

und bei -30°C mit 2,2 M nButhyllithium-Lösung (1,48 ml) versetzt.

Nachdem 1 h bei -30°C gerührt wurde, wird auf -85°C

herabgekühlt. Währenddessen wird die Schiff´sche Base 62 (0,92 g;

3,26 mmol) gelöst in THF (12 ml) bei 0°C mit einer Methylmagnesiumbromid-Lösung (3 M;

1,62 ml) versetzt und bei 0°C gerührt bis keine Gasentwicklung mehr beobachtet werden

kann. Nun wird diese Lösung zur LDA-Lösung gegeben. Nachdem 1 h bei -85°C gerührt

wurde, wird 2-Brommethylacrylsäuremethylester (57) (0,72 ml) zugegeben und weitere 4 h

bei -85°C gerührt. Über einen Zeitraum von 12 h wird die Lösung auf -30°C erwärmt. Durch

Zugabe von ges. NH4Cl-Lösung wird die Reaktion beendet und mit Ethylacetat (4x10 ml)

extrahiert. Das Lösungsmittel wird im Vakuum entfernt und der Rückstand

chromatographisch gereinigt (Hex: EtOAc; 7:1 auf 3:1). Man erhält 1,02 g (Ausbeute 82 %)

eines gelben Öls.

NHO

CO2tBu

NHO

CO2tBu

CO2Me


88


ee = 98% (GC-MS) 1H-NMR (CDCl3): 0,77 (s, 3H); 0,94 (dd, J1= 13,70 Hz, J2= 6,45 Hz, 1H); 1,29 (s, 3H); 1,41

(s, 3H); 1,43 (s, 9H); 1,52 (d, J= 10,61 Hz, 1H); 1,98 (ddd, J1= 8,50 Hz, J2= 5,68 Hz,

J3= 2,62 Hz, 1H); 2,03 (t, J= 5,91 Hz, 1H); 2,29 (m, 1H); 2,39 (dt, J1= 17,93 Hz, J2= 2,18 Hz,

1H); 2,59 (dd, J1= 17,87 Hz, J2= 2,96 Hz, 1H); 2,71 (dd, J1= 13,57 Hz, J2= 9,00 Hz, 1H);

3,00 (dd, J1= 13,16 Hz, J2= 5,37 Hz, 1H); 3,72 (s, 3H); 4,40 (dd, J1= 9,00 Hz, J2= 4,97 Hz,

1H); 5,63 (d, J= 0,81 Hz, 1H); 6,16 (d, J= 1,48 Hz, 1H) 13C-NMR (CDCl3): 22,70; 27,30; 28,04; 28,36; 33,31; 35,70; 38,22; 38,32; 50,06; 51,84;

61,22; 76,53; 81,48; 128,49; 136,43

MS(ESI) :380,2435 [MH+]; 402,2252 [MNa+]

[α]D = 104,6 (c = 7,6 mg/ml; T = 23,8 °C; EtOAc)[161]

Synthese von (S)-1-tert-Butyl-5-methyl-2-amino-4-methylenpentandioat (64)

63 (0,36 g; 1,293 mmol) wird in THF (2,2 ml) gelöst und mit 15%iger

Zitronensäure (1,78 ml) versetzt. Nun wird 2 d bei RT gerührt,

anschließend mit Wasser (10 ml) verdünnt und mit Diethylether (3x10 ml) gewaschen. Nun

wird mit ges. NaHCO3-Lösung auf pH 7-8 eingestellt und mit Diethylether (5x 10 ml)


Man erhält 155 mg (72 %) eines farblosen Öls.


ee = 98 % (GC-MS) 1H-NMR (CDCl3): 1,43 (s, 9H); 2,48 (ddd, J1= 13,90 Hz, J2= 8,26 Hz, J3= 1,07 Hz, 1H); 2,70

(ddd, J1= 13,90 Hz, J2= 6,11 Hz, J3= 1,07 Hz, 1H); 3,56 (dd, J1= 8,26 Hz, J2= 6,11 Hz, 1H);

3,75 (s, 3H); 5,63 (q, J= 1,21 Hz, 1H); 6,23 (d, J= 1,48 Hz, 1H) 13C-NMR (CDCl3): 28,02; 37,97; 51,93; 53,96; 81,32; 127,64; 136,85

MS (ESI): 230,1379 [MH+]; 272,1122 [MNa+]

[α]D = 6,3 (c = 21,9 mg/ml; T = 23,1 °C; EtOAc)[161]

H2N CO2tBu

CO2Me


89

Synthese von (S)-1-tert-Butyl-5-methyl-2-(Boc-amino)-4-methylenpentandioat (65)

1-tert-Butyl-5-methyl-2-amino-4-methylenpentandioat (64) (155 mg;

0,676 mmol) wird in DCM (4,7 ml) gelöst und mit Boc2O (0,16 ml)

versetzt. Nun wird 16 h bei RT gerührt, anschließend wird das

Lösungsmittel im Vakuum entfernt und der Rückstand chromatographisch gereinigt (Hex;

EtOAc; 9:1). Man erhält 202 mg (Ausbeute 91 %) eines farblosen Öls.


ee = 72 % (GC-MS) 1H-NMR (CDCl3): 1,41 (s, 9H); 1,43 (s, 9H); 2,62 (dd, J1= 13,90 Hz, J2= 8,40 Hz, 1H); 2,75

(dd, J1= 14,10 Hz, J2= 5,64 Hz, 1H); 3,76 (s, 3H); 4,35 (q, J= 6,45 Hz, 1H); 5,10 (d,

J= 8,46 Hz, 1H) ; 5,63 (d, J= 1,07 Hz, 1H); 6,23 (s, 1H) 13C-NMR (CDCl3): 27,98; 28,28; 35,23; 52,04; 53,37; 79,59; 82,09; 128,12; 136,06; 155,18;

167,17; 171,06

MS(ESI) :330,1901 [MH+]; 352,1717 [MNa+]

[α]D = 3,4 (c = 9,5 mg/ml; T = 23,2 °C; EtOAc)[161]

Synthese von (2S,4S)-5-tert-Butyl-1-methyl-4-(Boc-amino)-2-hydroxy-2-

(hydroxymethyl)pentandioat (66)

Die Boc-geschütze Aminosäure 65 (200 mg; 0,607 mmol) wird einem

tBuOH–Wassergemisch (je 1 ml) gelöst und bei 0° C mit AD-Mixβ

(0,84 g) gelöst in einem tBuOH–Wasser Gemisch (je 2 ml) versetzt.

Nachdem 3 d bei 0°C gerührt wurde, wird die Reaktion durch Zugabe von Na2SO3 beendet

und das Reaktionsgemisch mit Ethylacetat (4x10 ml) extrahiert. Die organische Phase wird

getrocknet und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Man erhält 207 mg (Ausbeute 94 %)

eines farblosen Feststoffs als ein Gemisch aus Diastereomeren.


de = 80 % (NMR) 1H-NMR (CDCl3):1,44 (s, 9H); 1,45 (s, 9H); 2,09 (m, 2H); 3,59 (dd, J1= 20,08 Hz,

J2= 11,35 Hz, 1H); 3,71 (m, 1H); 3,77 (s, 3H); 4,45 (m, 1H); 4,98 (d, J= 8,87 Hz, 1H) 13C-NMR (CDCl3): 27,91; 28,31; 37,71; 49,88; 52,89; 68,59; 76,42; 80,62; 82,53; 155,99;

171,45; 174;63

BocHN CO2tBu

CO2Me

BocHN CO2tBu

CO2Me

HOOH


90

MS(ESI) :364,1970 [MH+]; 386,1788 [MNa+]

[α]D =-3,3 (c = 10,34 mg/ml; T = 24,1 °C; DCM)

Synthese von (2S,4S)-5-tert-Butyl-1-methyl-λ4-2-[1,3,2]dioxathiolan-[4]-carbacyclo-4-

(Boc-amino)-pentandioat (68)

Das Diol 67 (40 mg; 0,11 mmol) wird in Tetrachlormethan (1 ml)

gelöst und mit frisch destilliertem Thionylchlorid (0,012 ml;

0,165 mmol) versetzt. Nun wird 16 h bei 80°C gerührt. Die

Reaktionslösung wird mit Triethylamin neutralisiert und das Lösungsmittel im Vakuum


28 mg (Ausbeute 62 %) eines braunen Öls.

Das Diol 67 (120 mg; 0,33 mmol) wird in DCM (1 ml) gelöst und bei 0°C mit NEt3 (0,1 ml)

versetzt. Nun wird frisch destilliertes Thionylchlorid (0,036 ml; 0,5 mmol) zugegeben und bei

0°C gerührt. Nach 45 min wird die Reaktion durch Zugabe von Wasser beendet und das

Reaktionsgemisch mit DCM extrahiert. Die organische Phase wird getrocknet und das


EtOAc; 5:1). Man erhält 111 mg (Ausbeute 82%) eines braunen Öls.


MS (ESI): 410,1471 [MH+]; 432,1289 [MNa+]

Synthese von (2S,4R)-1-tert-Butyl-2-tert-butyl-4-azido-4-(hydroxymethyl)-5-

oxopyrrolidin-1,2-dicarboxylat (69b)

Das zyklische Sulfit 68 (291 mg; 0,713 mmol) wird in DMF (3,6 ml)

gelöst und mit Natriumazid (69 mg; 1,07 mmol) versetzt. Die

Reaktionslösung wird 3 d bei 50°C gerührt. Nun wird mit Ethylacetat

verdünnt und mit ges. NaCl-Lösung gewaschen. Das Lösungsmittel

wird im Vakuum entfernt. Der Rückstand wird chromatographisch gereinigt (Hex:EtOAc; 5:1

auf 2:1). Man erhält 100 mg (Ausbeute 40 %) des Lactams als einen kristallinen farblosen

Feststoff.


BocHN CO2tBu

CO2MeO

O SO

NBoc

OtBuO2C

N3

HO


91

de = 98 % (NMR) 1H-NMR (DMSO-d6): 1,42 (s, 9H); 1,43 (s, 9H); 1,76 (dd, J1= 14,17 Hz, J2= 3,56 Hz, 1H);

2,63 (dd, J1= 14,17 Hz, J2= 9,47 Hz, 1H); 3,58 (dd, J1= 11,01 Hz, J2= 5,64 Hz, 1H); 3,72 (dd,

J1= 11,15 Hz, J2= 5,85 Hz, 1H); 4,50 (dd, J1= 9,40 Hz, J2= 3,49 Hz, 1H); 5,62 (t, J= 5,64 Hz,

1H); 13C-NMR (DMSO-d6): 27,41; 29,64; 56,08; 62,42; 67,71; 81,88; 83,09, 169,40; 169,54

MS(ESI) :357,1765 [MH+]; 379,1580 [MNa+]

[α]D =-17,6 (c = 3,93 mg/ml; T = 23,5 °C; DCM)

Synthese von (S)-1-tert-Butyl-5-methyl-2-(Fmoc-amino)-4-methylenpentandioat (144)

1-tert-Butyl-5-methyl-2-amino-4-methylenpentandioat 64 (100 mg,

0,45 mmol) wird in DCM (2 ml) gelöst und mit FmocOSu (182 mg;

0,54 mmol) versetzt. Nun wird 16 h bei RT gerührt, anschließend wird das Lösungsmittel im

Vakuum entfernt und der Rückstand chromatographisch gereinigt (Hex:EtOAc; 5:1 auf 3:1).

Man erhält 158 mg (Ausbeute 78 %) eines farblosen Öls.

Rf 0,35 (Hex: EtOAc; 3:1) 1H-NMR (CDCl3): 1,45 (s, 9H); 2,68 (dd, J1= 14,04 Hz, J2= 8,26 Hz, 1H); 2,84 (dd,

J1= 14,10 Hz, J2= 5,51 Hz, 1H); 3,77 (s, 3H); 4,13 (t, J= 7,12 Hz, 1H); 4,35 (dd, J1= 7,12 Hz,

J2= 2,28 Hz, 2H); 4,45 (td, J1= 8,26 Hz, J2= 5,78 Hz, 1H); 5,50 (d, J= 8,19 Hz, 1H); 5,65 (s,

1H); 6,25 (d, J= 1,07 Hz, 1H); 7,30 (t, J= 7,46 Hz, 2H); 7,52 (t, J= 7,52 Hz, 2H); 7,58 (dd,

J1= 7,32 Hz, J2= 3,43 Hz, 2H); 7,75 (d, J= 7,52 Hz, 2H) 13C-NMR (CDCl3): 28,01; 35,7; 47,14; 52,17; 53,37; 66,99; 82,49; 119,97; 125,17; 127,06;

127,69; 128,57; 135,82; 141,29; 143,87; 143;95; 155,76; 167,28; 170,76

MS (ESI): 452,2065 [M+H]; 474,1884 [M+Na]

[α]D = 2,4 (c = 4,08 mg/ml; T = 24,0 °C; DCM)

Synthese von (2S,4S)-5-tert-Butyl-1-methyl-4-(Fmoc-amino)-2-hydroxy-2-


Die Fmoc-geschütze Aminosäure 144 (529 mg; 1,17 mmol) wird in

einem tBuOH–Wassergemisch (je 2 ml) suspendiert und bei 0°C mit

AD-Mixβ (1,62 g) gelöst in einem tBuOH–Wassergemisch (je 4 ml)

versetzt. Nachdem 2 d bei 0 °C gerührt wurde, wird die Reaktion durch Zugabe von

FmocHN CO2tBu

CO2Me

FmocHN CO2tBu

CO2Me

HOOH


92

Na2SO3 (1,74 g) beendet und das Reaktionsgemisch mit Ethylacetat (4x 25 ml) extrahiert. Die

organische Phase wird getrocknet und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Man erhält

350 mg (Ausbeute 62 %) eines weißen Feststoffs.

Rf 0,25 (Hex: EtOAc; 1:1) 1H-NMR (CDCl3): 1,45 (s, 9H); 2,13 (m, 2H); 3,59 (s, 3H); 3,69 (m, 1H); 4,21 (t, J= 6,65 Hz,

1H); 4,43 (d, J= 6,58 Hz, 2H); 4,53 (m, 1H); 5,19 (d, J= 9,94 Hz, 1H); 7,30 (t, J= 6,78 Hz,

2H); 7,39 (td, J1= 7,35 Hz, J2= 3,43 Hz, 2H); 7,59 (dd, J1= 7,12 Hz, J2= 2,96 Hz, 2H); 7,75

(d, J= 7,52 Hz, 2H) 13C-NMR (CDCl3): 27,91; 37,61; 47,00; 50,37; 52,92; 67,32; 68,50; 76,38; 82,82; 119,99;

124,98; 127,05; 127,69; 127,73; 141,31; 143,66; 143;72; 170,09; 174,67

MS (ESI): 486,2126 [MH+]; 508,1944 [MNa+]

[α]D = 0,3 (c = 12,00 mg/ml; T = 24,1 °C; DCM)


(Fmoc-amino)-pentandioat (146)

Das Diol 145 (53 mg; 0,11 mmol) wird in Tetrachlormethan (1 ml)

gelöst und mit frisch destilliertem Thionylchlorid (0,012 ml;

0,165 mmol) versetzt. Nun wird 16 h bei 80 °C gerührt. Die

Reaktionslösung wird mit Triethylamin neutralisiert und das Lösungsmittel im Vakuum

entfernt. Das gewünschte Produkt konnte nicht isoliert werden.

Das Diol 145 (42 mg; 0,09 mmol) wird in DCM (0,4 ml) gelöst und bei 0°C mit NEt3

(0,027 ml) versetzt. Nun wird frisch destilliertes Thionylchlorid (0,01 ml) zugegeben und bei

0°C gerührt. Nach 45 min wird die Reaktion durch Zugabe von Wasser beendet und das

Reaktionsgemisch mit DCM extrahiert. Die organische Phase wird getrocknet und das

Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Der Rückstand wird chromatographisch gereinigt

(Hex:EtOAc; 3:1). Man erhält 47 mg (Ausbeute 98 %) eines braunen Öls.


FmocHN CO2tBu

CO2MeO

O SO


93

Versuch zur Synthese von (2R,4S)-5-tert-Butyl-1-methyl-2-azido-4-(Fmoc-amino)-2-


Das zyklische Sulfit 146 (50 mg; 0,092 mmol) wird in DMF (0,5 ml)

gelöst und mit Natriumazid (9,5 mg; 0,146 mmol) versetzt. Die

Reaktionslösung wird 2 d bei 50 °C gerührt. Nun wird mit Ethylacetat

verdünnt und mit ges. NaCl-Lösung gewaschen. Das Lösungsmittel wird im Vakuum entfernt.

Das gewünschte Produkt konnte nicht isoliert werden.

Synthese von (S)-1-tert-Butyl-5-methyl-2-(bis-Boc-amino)-4-methylenpentandioat (70)

Die Boc-geschützte Aminosäure 65 (194 mg; 0,589 mmol) wird in

Acetonitril (3,2 ml) gelöst und mit DMAP (72 mg; 0,589 mmol) und

Boc2O (0,67 ml; 2,94 mmol) versetzt. Nun wird 16 h bei RT gerührt und das Lösungsmittel

anschließend entfernt. Der Rückstand wird in EtOAc (10 ml) gelöst und mit ges. NH4Cl-

Lösung, Wasser und ges. NaCl-Lösung gewaschen. Die organische Phase wird getrocknet und

das Rohprodukt chromatographisch gereinigt (Hex: EtOAc; 14:1). Man erhält 189 mg

(Ausbeute 79%) eines farblosen Öls.


ee = 68 % (GC-MS) 1H-NMR (CDCl3): 1,44 (s, 9H); 1,46 (s, 18H); 2,83 (dd, J1= 13,90 Hz, J2= 11,08 Hz, 1H);

3,13 (dd, J1= 13,70 Hz, J2= 3,76 Hz, 1H); 3,74 (s; 3H); 5,05 (dd, J1= 10,88 Hz, J2= 4,43 Hz,

1H); 5,53 (s, 1H); 6,18 (d, J= 1,34 Hz, 1H) 13C-NMR (CDCl3): 27,94; 32,38; 51,84; 57,48; 81,45; 82,72; 128,35; 136,77; 152,20; 166,84;

169,13

MS(ESI): 430,2431 [MH+]; 452,2246 [MNa+]

[α]D = -23,1 (c = 11,3 mg/ml; T = 23,6 °C; EtOAc)[161]

Synthese von (2S,4S)-5-tert-Butyl-1-methyl-4-(bis-Boc-amino)-2-hydroxy-2-


70 (2,54 g; 5,91 mmol) wird einem tBuOH–Wassergemisch (27 ml:7

ml) gelöst und bei 0°C mit AD-Mixβ (8,33 g) gelöst in Wasser (40 ml)

FmocHN CO2tBu

CO2Me

HON3

Boc2N CO2tBu

CO2Me

Boc2N CO2tBu

CO2Me

HOOH


94

versetzt. Nachdem 1 d bei 0°C gerührt wurde, wird weiterer

AD-Mix-β (1 g) zugegeben. Nach einem weiteren Tag wird die Reaktion durch Zugabe von

Na2SO3 (10 g) beendet und das Reaktionsgemisch mit Ethylacetat (4x100 ml) extrahiert. Die

organische Phase wird getrocknet und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Das

Rohprodukt wird chromatographisch gereinigt (Hex: EtOAc; 5:1 auf 1:1) Man erhält das Diol

als ein Gemisch aus Diastereomeren in quantitativer Ausbeute.


de = 73 % (NMR) 1H-NMR (CDCl3): 1,42 (s, 9H); 1,50 (s, 18H); 2,35 (dd, J1= 15,04 Hz, J2= 4,03 Hz, 1H); 2,41

(m, 1H); 3,60 (d, J= 11,15 Hz, 1H), 3,74 (s; 3H); 3,74 (d, J= 10,88 Hz, 1H); 5,06 (dd,

J1= 9,94 Hz, J2= 3,90 Hz, 1H) 13C-NMR (CDCl3): 27,88; 28,00; 33,99; 53,24; 54,62; 68,78; 76,42; 81,62; 83,26; 152,06;

169,41; 174,75

MS(ESI): 464,2475 [MH+]; 486,2292 [MNa+]

[α]D =12,4 (c = 10.0 mg/ml; T = 22.8 °C; EtOAc)[161]


(bis-Boc-amino)-pentandioat (72)

Das Diol 71 (1,3 g; 2,8 mmol) wird in DCM (13 ml) gelöst und bei 0°C

mit NEt3 (0,86 ml) versetzt. Nun wird frisch destilliertes Thionylchlorid

(0,31 ml; 4,32 mmol) zugegeben und bei 0°C gerührt. Nach 45 min wird

die Reaktion durch Zugabe von Wasser beendet und das Reaktionsgemisch mit DCM


Der Rückstand wird chromatographisch gereinigt (Hex:EtOAc; 5:1). Man erhält 1,354 g

(Ausbeute 94 %) eines braunen Öls.


Boc2N CO2tBu

CO2MeO

O SO


95

Synthese von (2R,4S)-5-tert-Butyl-1-methyl-2-azido-4-(bis-Boc-amino)-2-


Das zyklische Sulfit 72 (1,292 g; 2,535 mmol) wird in DMF (13 ml)

gelöst und mit Natriumazid (250 mg; 3,845 mmol) versetzt. Die

Reaktionslösung wird 3 d bei 50°C gerührt. Nun wird mit Ethylacetat

verdünnt und mit ges. NaCl-Lösung gewaschen. Die organische Phase

wird getrocknet und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Der Rückstand wird

chromatographisch gereinigt (Hex: EtOAc; 5:1 auf 3:1). Man erhält 254 mg (Ausbeute 40 %)

eines farblosen Öls als ein Gemisch aus Diastereomeren.



2,39 (dd, J1= 15,04 Hz, J2= 3,63 Hz, 1H); 3,67 (m, 1H); 3,71 (s; 3H); 3,79 (dd, J1= 11,20 Hz,

J2= 5,10 Hz, 1H); 4,78 (dd, J1= 8,60 Hz, J2= 3,90 Hz, 1H); 5,58 (t, J= 5,37 Hz, 1H) 13C-NMR (DMSO-d6): 27,37; 27,50; 32,52; 52,75; 54,58; 66,92; 69,66; 81,02; 81,35; 151,56;

168,42; 170,25

MS(ESI): 489,2556 [MH+]; 511,2365 [MNa+]

[α]D =-6,3 (c = 8,13 mg/ml; T = 23,47 °C; DCM)

Synthese von (2R,4S)-4-(tert-Butoxycarbonyl)-4-(bis-Boc-amino-2-azido-2-

(hydroxymethyl)butansäure (74)

Das Azid 73 (25 mg; 0,0512 mmol) wird in THF (0,5 ml) gelöst und mit

Lithiumhydroxid (1,77 mg; 0,074 mmol; 1,5 eq) gelöst in Wasser

(0,5 ml) versetzt. Nun wird 4 h bei RT gerührt. Anschließend wird das

Reaktionsgemisch mit Wasser verdünnt und mit EtOAc extrahiert (3x).

Die organische Phase wird getrocknet und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Man erhält

24 mg (Ausbeute 99 %) eines farblosen Öls.

Rf 0,25 ( CHCl3: MeOH; 9:1) 1H-NMR (DMSO-d6): 1,35 (s, 9H); 1,43 (s, 18H); 1,95 (dd, J1= 15,18 Hz, J2= 9,00 Hz, 1H);

2,37 (dd, J1= 15,18 Hz, J2= 3,09 Hz, 1H); 3,62 (d, J= 11,01 Hz, 1H); 3,75 (d, J= 11,01 Hz,

1H); 4,81 (dd, J1= 9,00 Hz, J2= 3,09 Hz, 1H)

Boc2N CO2tBu

CO2Me

HON3

Boc2N CO2tBu

CO2H

HON3


96

13C-NMR (DMSO-d6): 27,43; 27,55; 32,46; 55,00; 67,08; 69,57; 80,99; 82,23; 151,55;

168,63; 171,46

MS(ESI): 473,2239 [MH-]

[α]D = -14,8 (c = 9,74 mg/ml; T = 23,53 °C; EtOAc)


(methoxymethyl)pentandioat (118)

Das Azid (73) (150 mg; 0,307 mmol) wird in Acetonitril (400 µl) gelöst

und mit Silberoxid (142 mg; 0,614 mmol), Methyliodid (382 µl; 6,14

mmol) und einer katalytischen Menge von Methylsulfid versetzt.

Nachdem das Reaktionsgemisch 16 h bei RT unter Lichtausschluss

gerührt wurde, wird das Silberoxid abfiltriert, das Lösungsmittel im Vakuum entfernt und der

Rückstand chromatographisch gereinigt (Hex: EtOAc; 9:1). Man erhält 127 mg (Ausbeute

83%) das gewünschte Produkt als ein Gemisch aus Diastereomeren.


de = 30 % (NMR) 1H-NMR (CDCl3): 1,41 (s, 9H); 1,50 (s, 18H); 2,13 (dd, J1= 15,04 Hz, J2= 8,46 Hz, 0,71H);

2,21 (dd, J1= 14,98 Hz, J2= 2,89 Hz,, 0,35H); 2,39 (dd, J1= 15,00 Hz, J2=10 ,27 Hz, 0,35H);

2,59 (dd, J1= 15,04 Hz, J2= 3,90 Hz,, 0,66H); 3,55 (s, 3H); 3,60 (dd, J1= 14,44 Hz,

J2= 9,34 Hz, 1H); 3,76 (s, 0,92H); 3,79 (s, 2,13H); 3,79 (dd, J1= 30,75 Hz, J2= 9,40 Hz, 1H);

4,95 (dd, J1= 8,53 Hz, J2= 3,96 Hz, 0,64H); 5,07 (dd, J1= 10,34 Hz, J2= 2,82 Hz, 1H) 13C-NMR (CDCl3): 27,85; 27,92; 28,02; 33,31; 33,04; 52,99; 53,13; 54,96; 59,47; 67,91;

68,45; 79,16; 81,59; 81,67; 82,94; 83,02; 151,64; 152,12; 169,08; 169,25; 170,50; 170,70

MS(ESI): 525,2542 [MNa+]

Synthese von (2R,4S)-4-(tert-Butoxycarbonyl)-4-(bis-Boc-amino-2-azido-2-

(methoxymethyl)butansäure (119)

Der Methylether 118 (127 mg; 0,253 mmol) wird in THF (2,5 ml) gelöst

und mit Lithiumhydroxid (9 mg; 0,38 mmol) gelöst in Wasser (2,5 ml)

versetzt. Nun wird 16 h bei RT gerührt und weiteres Lithiumhydroxid

(6 mg; 0,253 mmol) zugesetzt. Nachdem weitere 16 h bei RT gerührt

wurde, wird die Reaktionslösung angesäuert und mit EtOAc extrahiert. Die vereinigte

organische Phase wird getrocknet und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Man erhält das

gewünschte Produkt als ein Gemisch aus Diastereomeren in quantitativer Ausbeute.

Boc2N CO2tBu

CO2Me

MeO

N3

Boc2N CO2tBu

CO2H

MeO

N3


97

Rf 0,3 (CHCl3: MeOH; 9:1)

de = 37 % (NMR) 1H-NMR (CDCl3): 1,41 (s, 9H); 1,49 (s, 5H); 1,50 (s, 13H); 2,23 (m, 1H); 2,42 (dd,

J1= 14,84 Hz, J2= 10,68 Hz, 0,31H); 2,64 (dd, J1= 15,18 Hz, J2= 3,49 Hz, 0,67H); 3,37 (s,

2H); 3,38 (s, 0,89H); 3,64 (dd, J1= 14,91 Hz, J2= 9,40 Hz,, 1H); 3,81 (m, 1H); 4,99 (dd,

J1= 8,93 Hz, J2= 3,43 Hz, 0,67H); 5,14 (dd, J1= 10,48 Hz, J2= 2,82 Hz, 0,31H) 13C-NMR (CDCl3): 27,86 27,88; 28,00; 33,16; 52,02; 52,09; 59,45; 68,22; 81,65; 81,83;

83,23; 83,65; 152,13; 168,95; 170,30

MS(ESI): 487,2403 [MH-]


98

5.2.4. Studien zur Synthese von Labionin


(Methylsulfonyloxymethyl)pentandioat (76)

Das Azid (73) (50 mg; 0,102 mmol) wird in DCM (3 ml) gelöst und bei

0°C mit TEA (43 µl; 0,31 mmol; 3 eq.) und Mesylchlorid (10 µl;

0,13 mmol) versetzt. Nun wird 5 h bei RT gerührt. Anschließend mit

EtOAc verdünnt und mit Wasser und ges. NaCl-Lösung gewaschen. Die organische Phase

wird getrocknet und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Man erhält 48 mg (Ausbeute

83 %) eines farbloses Öl als ein Gemisch aus Diastereomeren



2,54 (dd, J1= 15,11 Hz, J2= 4,10 Hz, 1H); 3,23 (s, 3H); 3,76 (s, 3H); 4,48 (d, J= 10,75 Hz,

1H); 4,57 (d, J= 10,60 Hz, 1H); 4,84 (dd, J1= 7,99 Hz, J2= 4,10 Hz, 1H) 13C-NMR (DMSO-d6): 27,39; 27,50; 32,98; 36,69; 53,52; 54,10; 67,16; 72,10; 81,14; 82,78;

151,49; 168,15; 168,43

MS(ESI): 567,2334 [MH+]; 589,2148[MNa+]

[α]D = -6,3 (c = 10,00 mg/ml; T = 23,5 °C; DCM)

Versuch zur Synthese von (2R,4S)-5-tert-Butyl-1-methyl-2-azido-4-(bis-Boc-amino)-2-

(brommethyl)pentandioat (79)

Der Sulfonsäureester (76) (42 mg; 0,074 mmol) wird in DMF (2 ml)

gelöst und mit Kaliumbromid (88 mg; 0,74mmol; 10 eq) versetzt. Nun

wird 16 h bei 70 °C gerührt. Anschließend wird das Reaktionsgemisch

mit EtOAc verdünnt und mit ges. NaCl-Lösung gewaschen (5x). Die organische Phase wird

getrocknet und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Man erhielt nur das Edukt der

Reaktion.

Boc2N CO2tBu

CO2Me

BrN3

Boc2N CO2tBu

CO2Me

MsO

N3


99

Versuch zur Synthese von 2R,4S)-5-tert-Butyl-1-methyl-2-azido-4-(bis-Boc-amino)-2-

(acetylmercaptomethyl)pentandioat (77)

Der Sulfonsäureester (76) (40 mg; 0,072 mmol) wird in DMF (0,75 ml)

gelöst und mit Kaliumcarbonat (22 mg; 0,16 mmol) versetzt. Nun wird

16 h bei 50 °C gerührt. Anschließend wird das Reaktionsgemisch mit

EtOAc verdünnt und mit ges. NaCl-Lösung gewaschen (5x). Die organische Phase wird

getrocknet und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Man erhält nur das Edukt der

Reaktion.

Synthese von (2R,4S)-5-tert-Butyl-1-methyl-2-amino-4-(bis-Boc-amino)-2-


Das Azid (73) (50 mg; 0,102 mmol) wird in THF (3 ml) gelöst und mit

Pd/C (20 mg) versetzt. Nun wird die Reaktionslösung 16 h bei RT unter

H2-Atmosphäre (1 bar) gerührt. Anschließend wird der Katalysator

abfiltriert und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Man erhält 45 mg (Ausbeute 95 %)

eines leicht gelben Öls. Das Rohprodukt wird ohne weitere Reinigung zur Synthese von 149

direkt weiterverwendet.


MS(ESI): 463,2632 [MH+]

Synthese von (2R,4S)-5-tert-Butyl-1-methyl-2-(Cbz-amino)-4-(bis-Boc-amino)-2-


Das freie Amin 148 (45 mg; 0,097 mmol) wird in THF (0,25 ml) und

Acetonitril (0,4 ml) gelöst und anschließend mit TEA (15 µl;

0,107 mmol) und Cbz-OSu (27 mg; 0,108 mol) versetzt. Nachdem die

Reaktionslösung 4 d bei RT gerührt wurde, wird das Lösungsmittel im Vakuum entfernt und

der Rückstand in EtOAc aufgenommen. Nun wird mit ges. NaHCO3-Lösung gewaschen. Die

Phasen werden getrennt, die organische Phase wird getrocknet und das Lösungsmittel im

Vakuum entfernt. Das Rohprodukt wird chromatographisch gereinigt (Hex: EtOAc; 9:1 auf

3:1). Man erhält 44 mg (Ausbeute 76%) eines gelben Öls.

Boc2N CO2tBu

CO2Me

HONH2

Boc2N CO2tBu

CO2Me

HONHCbz

Boc2N CO2tBu

CO2Me

AcSN3


100

Rf 0,57 (Hex: EtOAc; 1:1) 1H-NMR (CDCl3): 1,41 (s, 9H); 1,48 (s, 18H); 2,37 (dd, J1= 14,91 Hz, J2= 5,10 Hz, 1H); 2,79

(dd, J1= 15,25 Hz, J2= 5,31 Hz, 1H); 3,75 (s, 3H); 3,85 (m, 1H); 4,16 (d, J= 13,57 Hz, 1H);

4,85 (t, J= 5,17 Hz, 1H); 4,99 (d, J= 12,36 Hz, 1H); 5,13 (m, 1H); 6,14 (s, 1H); 7,34 (m, 5H) 13C-NMR (CDCl3): 27,78; 28,01; 33,99; 52,98; 54,89; 64,95; 66,81; 82,05; 83,35; 128,02;

128,44; 129,90; 152,15; 155,45; 169,88; 172,39

MS(ESI): 619,2840 [MNa+]

[α]D = -13,8 (c = 12 mg/ml; T = 24,46 °C; CHCl3)

Synthese von (2R,4S)-4-(tert-Butoxycarbonyl)-4-(bis-Boc-amino-2-(Cbz-amino)-2-

(hydroxymethyl)butansäure (81)

Die Aminosäure 149 (41 mg; 0,069 mmol) wird in THF (0,7 ml) gelöst

und mit Wasser (0,7 ml) versetzt. Anschließend wird die Suspension mit

Lithiumhydroxid (3,2 mg; 0,138 mmol) versetzt und 16 h bei RT

gerührt. Nun wird die Reaktionslösung angesäuert und mit EtOAc extrahiert. Die vereinigte


30 mg (Ausbeute 75 %) des Produktes.

Rf 0,27 ( CHCl3: MeOH; 9:2)

MS(ESI): 583,2869 [MH+]; 605,2682[MNa+]

Boc2N CO2tBu

CO2H

HONHCbz


101

5.2.5. Synthese des Dipeptids des A´-Ring, des Tripeptids des B´-Rings und des

Modellpeptids

Synthese von Fmoc-Thr(tBu)-(Tmb)Gly-OBn (83)

Fmoc-Thr(tBu)-OH (805 mg; 2,027 mmol) und Tmb-Gly-OBn *HCl

(500 mg; 1,36 mmol) werden in DCM (50 ml) gelöst und bei 0°C

mit HATU (770 mg; 2,03 mmol) und N-Ethylmorpholin (0,26 ml;

2,05 mmol) versetzt. Nach 15 min wird das Kältebad entfernt. Das

Reaktionsgemisch wird nun 5 d bei RT gerührt und anschließend mit

Wasser verdünnt und mit DCM (3x) extrahiert. Die organische

Phase wird mit ges. NaHCO3-Lösung gewaschen und getrocknet, dass Lösungsmittel wird im

Vakuum entfernt. Der Rückstand wird chromatographisch gereinigt (Hex:EtOAc; 5:1 auf

3:1). Man erhält 600 mg (Ausbeute 60%) eines farblosen Feststoffs.

Rf 0,26 (Hex:EtOAc; 3:1) 1H-NMR (CDCl3): 1,15 (d, J= 6,54 Hz, 3H); 1,25 (s, 9H); 3,66 (s, 6H); 3,79 (s, 3H); 3,83 (d,

J=17,19 Hz, 1H); 3,97 (m, 1H); 4,25 (t, J= 7,25 Hz, 1H); 4,33 (d, J=17,06 Hz, 1H); 4,40 (m,

1H); 4,44 (d, J=15,72 Hz, 1H), 5,00 (d, J= 12,49 Hz, 1H); 5,05 (d, J= 14,91 Hz, 1H); 5,11 (d,

J= 12,40 Hz, 1H); 5,38 (dd; J1= 7,86 Hz, J2= 3,83 Hz, 1H); 6,03 (s, 2H); 7,31 (m, 7H); 7,40

(t, J= 7,39 Hz, 2H); 6,72 (t, J= 6,72 Hz, 2H); 7,77 (d, J= 7,39 Hz, 2H) 13C-NMR(CDCl3): 18,52; 28,13; 41,25; 46,11; 47,29; 55,36; 55,85; 66,40; 66,76; 69,27;

74,56; 90,11; 104,05; 119,94; 125,21; 125,30; 127,07; 127,07; 127,67; 128,14; 128,45;

135,79; 141,31; 143,97; 155,64; 159,83; 161,52; 169,17; 170,33;

MS (ESI): 725,3449 [MH+]

Synthese von Fmoc-Thr(tBu)-(Tmb)Gly-OH (84)

Das Dipeptid 83 (600 mg, 0,92 mmol) wird in THF (4 ml) gelöst und

mit 5% Pd/C (130 mg) versetzt. Nun wird der Reaktionskolben mit

Stickstoff gespült und anschließend mit Wasserstoff befüllt. Nun wird

2 d bei RT und Normaldruck gerührt. Der Katalysator wird nach der

Reaktion abfiltriert und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Das

Rohprodukt wird chromatographisch gereinigt (CHCl3: MeOH; 9:0,2 auf 9:1). Man erhält

420 mg (Ausbeute 82%) eines weißen Feststoffs.

NOBn

OO

NHFmoctBuO

OMe

MeO OMe

NOH

OO

NHFmoctBuO

OMe

MeO OMe


102

Rf 0,46 (CHCl3: MeOH; 9:1) 1H-NMR (CDCl3): 1,13 (d, J= 6,31 Hz, 3H); 1,29 (s, 9H); 3,74 (s, 6H); 3,80 (s, 3H); 4,24 (t,

J= 6,92 Hz, 1H); 4,43 (m, 4H); 4,95 (d, J= 14,51 Hz, 1H); 5,37 (dd; J1= 7,59 Hz,

J2= 4,23 Hz, 1H); 5,93 (d, J= 7,66 Hz, 1H); 6,08 (s, 2H); 7,39 (t, J= 7,39 Hz, 2H); 7,40 (t,

J= 7,39 Hz, 2H); 7,61 (t, J= 7,52 Hz, 2H); 7,77 (d, J= 7,52 Hz, 2H) 13C-NMR(CDCl3): 14,33; 28,22; 42,10; 46,86; 47,39; 55,49; 55,64; 55,75; 60,55; 66,92;

69,06; 75,52; 90,36; 103,58; 120,14; 125,21; 125,31; 127,19; 127,84; 141,45; 143,94; 144,01;

155,76; 159,84; 161,95; 171,14; 171,91

MS 635,2966 [MH+]; 657,2782 [MNa+]

Synthese von Boc-Glycindiphenylmethylester (85)

Boc-Gly-OH (4 g; 22,83 mmol) werden in DMF (130 ml) gelöst

und mit Kaliumcarbonat (3,2 g; 23,15 mmol) versetzt. Nun wird

Bromdiphenylmethan (5,64 g; 22,83 mmol) zugegeben und 16 h

bei RT gerührt. Anschließend wird das Reaktionsgemisch mit EtOAc (200 ml) verdünnt und

mit ges. NaCl-Lösung (4x 200 ml) gewaschen. Die organische Phase wird getrocknet und das


EtOAc; 9:1). Man erhält 2,24 g (Ausbeute 29%) eines farblosen Öls.

Rf 0,53 (Hex: EtOAc; 5:1) 1H-NMR (CDCl3): 1,44 (s, 9H); 4,02 (d, J= 5,24 Hz; 2H), 4,99 (s, 1H); 6,93 (s, 1H); 7,29 (m,

10H); 13C-NMR (CDCl3): 28,29; 42,72; 77,78; 80,02; 127,11; 128,10; 128,55; 139,59; 155,61;

169,48

MS (ESI): 342,1697 [MH+]; 364,1509 [MNa+]

Synthese von Glycindiphenylmethylester (86)

Boc-Gly-ODpm (85) (200 mg; 0,586 mmol) wird in Dioxan (1,4 ml)

gelöst und bei 0°C mit HCl in Dioxan (4 M; 11 ml) versetzt. Nun

wird 1 h bei RT gerührt anschließend das Lösungsmittel im Vakuum

BocHNO

O

H2NO

O


103

entfernt. Der Rückstand wird mit ges. NaHCO3-Lösung versetzt und mit EtOAc (2x 50 ml)


Man erhält ein farbloses Öl in quantitativer Ausbeute.

Rf 0,77 (CHCl3:MeOH; 9:2) 1H-NMR (MeOH-d4): 3,76 (s, 1H); 3,99 (s, 2H); 6,98 (s,1H); 7,33 (m, 10H) 13C-NMR (MeOH-d4): 41,26; 80,45; 128,13; 129,35; 129,66; 140,76; 167,88

MS (ESI): 242,1146 [MH+]

Synthese von N-2,4,6-Trimethoxybenzylglycindiphenylmethylester (87)

H-Gly-ODpm (86) (141 mg; 0,585 mmol) wird in DCM

(18 ml) gelöst und mit Natriumborhydridtriacetat (172

mg; 0,811 mmol) und 2,4,6-Trimethoxybenzaldehyd

(161 mg; 0,82 mmol) versetzt. Nachdem das Reaktionsgemisch 2 h bei RT gerührt wurde,

wird die Reaktion durch Zugabe von Wasser (15 ml) beendet und mit EtOAc (3x 50 ml)


Der Rückstand wird chromatographisch gereinigt (CHCl3: MeOH; 9:0,5). Man erhält 146 mg

(Ausbeute 53%) eines gelben Öls.

Rf 0,5 (CHCl3: MeOH; 9:1) 1H-NMR (CDCl3): 3,5 (s, 2H); 3,71 (s, 6H); 3,78 (s, 3H); 3,87 (s, 2H); 6,06 (s, 2H), 6,88 (s,

1H); 7,29 (m, 10H) 13C-NMR (CDCl3): 41,26; 49,07; 55,27; 55,55; 77,16; 90,34; 127,14; 127,90; 128,43; 139,94;

159,52; 160,84; 170,99

MS (ESI): 422,1949 [MH+]

Synthese von Fmoc-Thr(tBu)-(Tmb)Gly-ODpm (88)

Fmoc-Thr(tBu)-OH (830 mg; 2,088 mmol) und 87 (592 mg;

1,40 mmol) werden in DCM (100 ml) gelöst und bei 0°C mit

HATU (793 mg; 2,087 mmol) und N-Ethylmorpholin

(0,27 ml; 2,133 mmol) versetzt. Nach 15 min wird das

Kältebad entfernt. Das Reaktionsgemisch wird 16 h bei RT

gerührt und anschließend mit Wasser verdünnt und mit DCM (3x) extrahiert. Die organische

HN

O

OOMe

OMe

MeO

NO

OO

NHFmoctBuO

OMe

MeO OMe


104

Phase wird mit ges. NaHCO3-Lösung gewaschen und getrocknet, dass Lösungsmittel wird im

Vakuum entfernt. Der Rückstand wird chromatographisch gereinigt (Hex:EtOAc; 2:1). Man

erhält 508 mg (Ausbeute 45 %) eines farblosen Öls.

Rf 0,375 (Hex:EtOAc; 2:1) 1H-NMR (CDCl3): 1,12 (d; J= 6,45 Hz, 3H); 1,26 (s, 9H); 3,55 (s, 6H); 3,77 (s, 3H); 3,83 (d,

J= 17,06 Hz, 1H); 3,96 (ddd; J1= 6,45 Hz, J2= 5,91 Hz, J3= 3,36 Hz, 1H); 4,24 (t, J= 7,12 Hz,

3H); 4,43 (m, 4H); 5,10 (d, J= 14,78 Hz; 1H); 5,41 (dd, J1= 7,79 Hz, J2= 3,76 Hz, 1H); 5,99

(m, 3H), 6,82 (s, 1H); 7,26 (m, 14H); 7,38 (t, J= 7,46 Hz, 2H); 7,62 (t, J= 6,51 Hz, 2H); 7,75

(d, J= 7,52 Hz, 2H) 13C-NMR(CDCl3): 18,41; 28,10; 41,26; 46,27; 47,32; 55,23; 55,80; 66,76; 69,29; 74,62;

77,19; 90,18; 104,10; 119,92; 125,19; 125,27; 127,05; 127,19; 127,27; 127,65; 127,75;

128,31; 128,34; 140,00; 141,32; 144,01; 155,59; 159,86; 161,56; 168,43; 170,99

MS (ESI): 801,3732 [MH+]; 823,3541 [MNa+]

Synthese von cyclo [Thr(tBu)-(Tmb)Gly)] (89)

Das N-(2-Mercaptoethyl)-aminomethyl-Harz (0,6 g; 1,4 mmol/g)

wird in eine mit einer Fritte versehene Spritze gegeben und mit

Fmoc-Thr(tBu)-(Tmb)Gly-ODpm (88) (60 mg, 0,075 mmol)

gelöst in THF (2ml) versetzt. Nun wird DBU (20 µl 0,13 mmol)

zugegeben und 1 h bei RT geschüttelt. Anschließend wird das

Harz abfiltriert, das Lösungsmittel im Vakuum entfernt und das Rohprodukt

chromatographisch gereinigt (DCM:MeOH 9:1 auf 9:2). Man erhält 300 mg eines farblosen

Öls in quantitativer Ausbeute.

Rf 0,63 (CHCl3: MeOH; 9:2) 1H-NMR (DMSO-d6): 1,06 (s, 9H); 1,09 (d, J= 6,31Hz, 3H); 3,15 (d, J= 3,15Hz, 3H); 3,53

(dd, J1= 3,43 Hz, J2= 2,08 Hz, 1H); 3,64 (d, J= 16,79Hz, 1H); 3,75 (s, 6H); 3,79 (s, 3H); 4,02

(dd, J1= 6,51 Hz, J2= 2,08 Hz, 1H); 4,07 (d, J= 13,57Hz, 1H); 4,72 (d, J= 13,57Hz, 1H); 6,26

(s, 2H) 13C-NMR (DMSO-d6): 20,13; 28,22; 37,04; 47,08; 55,24; 55,72; 61,45; 68,92; 73,33; 90,76;

101,92; 159,62; 161,26; 161,26; 165,84; 166,69

MS (ESI): 395,2163 [MH+]; 417,1980 [MNa+]

NH

N

O

O

OtBu

OMe

OMe

MeO


105

Synthese von Boc-Thr(tBu)-Gly-OBn (90)

H-Gly-OBn*pTos (1,27 g; 3,76 mmol) und Boc-Thr(tBu)-OH

(1 g; 3,63 mmol) werden in THF (63 ml) gelöst und bei 0°C mit

HOAt (1,44 g; 10,57 mmol) versetzt. Nach 5 min wurde EDAC (2,02 g; 10,55 mmol)

zugegeben und 5 h bei RT gerührt. Nun wird das Reaktionsgemisch mit Ethylacetat (250 ml)

verdünnt und mit 5%iger HCl-Lösung (3x60 ml), ges. NaHCO3-Lösung (2x60 ml), Wasser

(2x60 ml) und ges. Natriumchloridlösung (2x60 ml) gewaschen. Die organische Phase wird

getrocknet und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Der Rückstand wird

chromatographisch gereinigt (Hex: EtOAc; 5:1 auf 2:1) Man erhält 0,52 g (Ausbeute 44%)

eines weißen Feststoffs.

Rf 0,42 (Hex:EtOAc; 3:1) 1H-NMR (DMSO-d6): 1,02 (d, J= 6,04 Hz, 3H); 1,08 (s, 9H); 1,38 (s, 9H); 3,92 (m, 4H); 5,1

(s, 2H); 6,01 (d, J= 8,60 Hz, 1H), 7,33 (m, 5H) 13C-NMR(CDCl3): 17,25; 28,26; 28,38; 41,53; 58,41; 66,90; 67,15; 75,34; 79,67; 128,44;

128,56; 128,66, 135,15; 155,60; 169,44; 170,25

MS (ESI): 423,2475 [M+H]; 445,2291 [M+Na]

Synthese von H-Thr(tBu)-Gly-OBn (91)

Boc-Thr(tBu)-Gly-OBn (92) (0,503 g; 1,19 mmol) wird in Dioxan

(1,5 ml) gelöst und bei 0 °C mit HCl in Dioxan (4 M; 11 ml) versetzt.

Nun wird 1 h bei RT gerührt anschließend das Lösungsmittel im

Vakuum entfernt. Der Rückstand wird mit ges. NaHCO3-Lösung versetzt und mit EtOAc (2x

100 ml) extrahiert. Die organische Phase wird getrocknet und das Lösungsmittel im Vakuum

entfernt. Man erhält ein farbloses Öl in quantitativer Ausbeute (0,382 g).

Rf 0,51 (CHCl3: MeOH; 9:1) 1H-NMR (DMSO-d6): 1,06 (d, J= 6,31 Hz, 3H); 1,08 (s, 9H); 3,02 (d, J= 4,16 Hz, 1H); 3,83

(dd, J1= 6,11 Hz, J2= 4,23 Hz, 1H); 3,92 (dd, J1= 5,51 Hz, J2= 2,55 Hz, 2H); 5,12 (s, 2H);

7,34 (m, 5H) 13C-NMR (DMSO-d6): 20,12; 28,29; 40,67; 59,92; 65,75; 68,10; 73,07; 127,88; 127,99;

128,34; 135,84; 169,65; 173,38

BocHNO

OtBuHN CO2Bn

H2NO

OtBuHN CO2Bn


106

MS (ESI): 323,2969 [MH+]; 354,1788 [MNa+]

Synthese von Cbz-γ-Glu-Thr(tBu)-Gly-OBn (92)

H-Thr(tBu)-Gly-OBn (91) (0,203 g;

0,63 mmol) und Cbz-Glu(OH)-OtBu

(0,276 g; 0,819 mmol) werden in THF (11 ml) gelöst und bei 0 °C mit HOAt (0,3 g; 2,2

mmol) versetzt. Nach 5 min wird EDAC (0,36 g; 1,88 mmol) zugegeben und 16 h bei RT

gerührt. Nun wird das Reaktionsgemisch mit Ethylacetat (50 ml) verdünnt und mit 5%iger

HCl-Lösung (3x10 ml), ges. NaHCO3-Lösung (2x10 ml), Wasser (2x10 ml) und ges.

Natriumchloridlösung (2x10 ml) gewaschen. Die organische Phase wird getrocknet und das


EtOAc; 5:1 auf 2:1) Man erhält 240 mg (Ausbeute 60%) eines leicht gelben Öls.

Rf 0,27 (Hex:EtOAc; 3:1) 1H-NMR (DMSO-d6): 0,99 (d, J= 6,18 Hz, 3H); 1,10 (s, 9H); 1,38 (s, 9H); 1,73 (m, 1H); 1,91

(td, J1= 13,43 Hz, J2= 7,79 Hz, 1H); 2,27 (t, J= 7,66 Hz, 2H); 3,86 (m, 2H); 3,92 (d,

J= 5,78 Hz, 2H); 4,29 (dd, J1= 8,73 Hz, J2= 4,16 Hz, 1H); 5,24 (d, J= 5,28 Hz, 2H); 5,11 (s,

2H); 7,34 (m, 10H); 7,61 (d, J= 7,66 Hz, 1H); 7,66 (d, J= 8,73 Hz, 1H); 8,14 (t, J= 5,57 Hz,

1H) 13C-NMR (DMSO-d6): 19,28; 27,70; 28,16; 29,06; 31,59; 40,93; 54,23; 57,45; 65,48; 65,91;

67,33; 73,73; 80,61; 127,84; 127,90; 128,02; 128,14; 128,41; 128,49; 135,93; 137,06; 156,14

169,60; 170,31; 171,33; 173,48

MS (ESI): 642,3384 [MH+]; 664,3196 [MNa+]

Synthese von H-γ-Glu-Thr(tBu)-Gly-OBn (93)

Das Peptid Cbz-γ-Glu-Thr(tBu)-Gly-OBn (92)

(205 mg; 0,32 mmol) wird in Methanol (10 ml)

gelöst und Pd/C (20 mg) versetzt. Nun wird 16 h unter H2 (1 bar) gerührt. Anschließend wird

der Katalysator abfiltriert und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Man erhält 121 mg

eines farblosen Feststoffs (Ausbeute 91%).

Rf 0,625 (n-Butanol: EtOAc: AcOH: H2O; 2:1:1:1)

NH O

OtBuHN CO2Bn

O

NHCbz

tBuO2C

NH O

OtBuHN CO2H

O

NH2

tBuO2C


107

1H-NMR (DMSO-d6): 0,99 (d, J= 6,31 Hz, 3H); 1,12 (s, 9H); 1,41 (s, 9H); 1,73 (m, 1H); 1,91

(td, J1= 13,43 Hz, J2= 7,79 Hz, 1H); 2,27 (t, J= 7,66 Hz, 2H); 3,86 (m, 2H); 3,92 (d, J= 5,78

Hz, 2H); 4,29 (dd, J1= 8,73 Hz, J2= 4,16 Hz, 1H); 7,61 (d, J= 7,66 Hz, 1H); 7,66 (d, J= 8,73

Hz, 1H); 8,14 (m, 2H) 13C-NMR (DMSO-d6): 19,39; 27,72; 28,18; 28,41; 30,75; 41,98; 53,32; 55,47; 73,72; 81,04;

171,67; 172,21; 172,77; 174,13

MS (ESI): 418,2538 [MH+]

Synthese von Cyclo[γ-Glu-Thr(tBu)-Gly] (94)

Tabelle 3: Reagenzien zur Zyklisierung von 93

HNO

OtBu

NHO

HN

tBuO2CO

H-γ-Glu-Thr(tBu)-Gly-OH (93) (10 mg; 24 µmol) wird in DMF (0,35 ml) gelöst und mit dem

Kupplungsreagenz und der Base (siehe Tabelle; Mix 1-3) versetzt nun wird 2 d bei RT

geschüttelt. Das gewünschte Produkt konnte mit allen genannten Reaktionsbedingungen

massenspektrometrisch nachgewiesen werden.

MS (ESI): 400,2267 [MH+]; 422,2267 [MNa+]

Synthese von Imidazol-1-Sulforyl-Azid *Hydrochlorid (95)[162]

NaN3 (0,63 g; 9,7 mmol) wird in Acetonitril (10 ml) suspendiert und

bei 0 °C mit Sulfurylchlorid (0,8 ml; 9,9 mmol) versetzt. Nachdem die

Reaktionslösung 20 h bei RT gerührt wurde, wird Imidazol (1,3 g; 19,1 mmol) bei 0 °C

zugegeben und 3 h bei RT gerührt. Nun wird mit EtOAc (20 ml) verdünnt und mit Wasser

(3x20 ml) und ges. NaHCO3-Lösung (2x20 ml) gewaschen. Die organische Phase wird

getrocknet und bei 0 °C mit HCl/ EtOH (hergestellt aus 1 ml Acetylchlorid und 3,75 ml

EtOH) versetzt. Das kristalline Produkt (1,36 g) wird abfiltriert (Ausbeute 67%).

Reagenz Menge

DPPA 15,5 µl 3 eq Mix 1

NaHCO3 10,1 mg 5 eq

HATU 9,5 mg 1 eq Mix 2

Collidin 3,5 µl 3 eq

DEPBT 14,4 mg 1 eq Mix 3

N-Ethylmorpholin 9,5 µl 2 eq

SO

ON3N

N *HCl


108

1H-NMR (D2O): 7,62 (m, 1H); 8,03 (m, 1H); 9,32 (m, 1H) 13C-NMR (D2O): 120,32; 124, 68; 138,11

MS (ESI): 147,0078 [MH+]

Synthese von (2S,3R)-2-Azido-3-(benzyloxy)butansäure (97)

H-Thr(Bn)-OH (0,8 g; 3,83 mmol), CuSO4*5H2O (20 mg; 0,08 mmol) und

K2CO3 (1,24 g; 9 mmol) werden in Methanol (20 ml) gelöst. Nun wird

Imidazol-1-Sulforyl-Azid *HCl (95) (0,96 g; 4,6 mmol) zugegeben und 16 h

bei RT gerührt. Anschließend wird das Lösungsmittel im Vakuum entfernt und der Rückstand

in Wasser (15 ml) aufgenommen, mit konz. Salzsäure angesäuert und mit EtOAc (3x20ml)


Das Rohprodukt wird chromatographisch gereinigt (Hex: EtOAc; 3:1 auf 1:1). Man erhält

0,66 g eines farblosen Öls (Ausbeute 73%).

Rf 0,67 (CHCl3: MeOH; 9:1)

ee = 99 % (LC-MS; Marfey-Derivatisierung) 1H-NMR (DMSO-d6): 1,26 (d, J= 6,31 Hz, 3H); 3,91 (d, J= 2,96 Hz, 1H); 4,14 (ddd,

J1= 12,49 Hz, J2= 6,18 Hz, J3= 2,94 Hz, 1H) ; 4,39 (d, J= 11,95 Hz, 1H); 4,60 (d, J= 12,09

Hz, 1H); 7,28 (m, 5H) 13C-NMR (DMSO-d6): 16,55; 65,33; 70,25; 75,54; 127,03; 127,35; 128,16; 138;33; 170,45

MS (ESI): 234,0880 [MH-]

[α]D = 11,3 (c = 9,33 mg/ml, T = 23,48 °C, EtOAc)

Synthese von 2-((2S,3R)-2-Azido-3-(benzyloxy)butanazido)essigsäure-tert-butylester (98)

97 (0,483 g; 2,05 mmol) und H-Gly-OtBu*HCl (1,02 g; 6,09 mmol)

werden in THF (36 ml) gelöst und bei 0 °C mit TEA (0,28 ml; 2,05

mmol) und Cl-HOBt (1,2 g; 7,08 mmol) versetzt. Nachdem 15 min bei 0 °C gerührt wurde,

wird EDAC (1,15 g; 6,014 mmol) zugeben. Nun wird das Kühlbad entfernt und 16 h bei RT

gerührt. Anschließend wird das Reaktionsgemisch mit Ethylacetat (130 ml) verdünnt und mit

5%iger HCl-Lösung (2x30 ml), ges. NaHCO3-Lösung (2x30 ml), Wasser (2x30 ml) und ges.



N3

OBn

O

HN CO2tBu

N3

OBn

O

OH


109

EtOAc; 5:1 auf 2:1). Man erhält 0,71 g eines leicht gelben viskosen Öls (Ausbeute

quantitativ).

Rf 0,44 (Hex:EtOAc; 3:1) 1H-NMR (CDCl3): 1,33 (d, J= 6,31 Hz, 3H); 1,49 (s, 9H); 3,84 (dd, J1= 18,20 Hz,

J2= 4,90 Hz, 1H); 4,00 (m, 3H); 4,51 (d, J= 11,69 Hz, 1H); 4,61 (d, J= 11,70 Hz, 1H); 6,97 (t,

J= 4,16 Hz, 1H); 7,29 (m, 5H) 13C-NMR (CDCl3): 16,49; 27,95; 41,90; 67,83; 70,25; 71,66; 75,53; 82,37; 127,73; 128,33;

137,63; 167;85; 168,85

MS (ESI): 349,1864 [MH+]; 371,1679 [MNa+]

Synthese von 2-((2S,3R)-2-Azido-3-(benzyloxy)butanazido)essigsäure (99)

Das Peptid 98 (0,19 g; 0,574 mmol) wird bei 0 °C mit TFA (4 ml) und

TES (0,2 ml; 1,25 mmol) versetzt. Nun wird 4 h bei RT gerührt und

anschließend die TFA im Vakuum entfernt. Man erhält das gewünschte Peptid in quantitativer

Ausbeute.

Rf 0,36 (CHCl3: MeOH; 9:1) 1H-NMR (DMSO-d6): 1,21 (d, J= 6,31 Hz, 3H); 3,81 (m, 3H); 3,93 (dt, J1= 12,29 Hz, J2=

6,21, 1H); 4,48 (d, J= 11,82 Hz, 1H); 4,58 (d, J= 11,9 Hz, 1H); 7,29 (m, 5H); 8,58 (t, J= 5,84

Hz, 1H) 13C-NMR (DMSO-d6): 16,69; 40,74; 65,81; 70,44; 75,15; 127,43; 127,54; 128,19; 138;38;

168,37; 170,85

MS (ESI): 293,1245 [MH+]; 315,1061 [MNa+]

Synthese von Boc-Leu-Phe-OH (150)

Boc-Leu-OSu (1,24 g; 3,77 mmol) wird in THF (55 ml) gelöst und

mit H-Phe-OH (0,62 g; 3,75 mmol) und NaHCO3 (0,32 g;

3,8 mmol) gelöst in Wasser (55 ml) versetzt. Nachdem 16 h bei RT

gerührt wurde, wird das Reaktionsgemisch mit einer 5%igen

NaOH-Lösung auf pH 10 eingestellt und mit Ethylacetat (2x 50 ml) gewaschen. Nun wird mit

5%iger HCl-Lösung auf pH 5 angesäuert und mit Ethylacetat (3x 50 ml) extrahiert. Die

N3

OBn

O

HN CO2H

BocHNO

HN

OH

O


110


1,34 g (Ausbeute 95%) eines weißen Feststoffs.

Rf 0,36 (Hex: EtOAc; 1:1) 1H-NMR (CDCl3): 0,88 (t, J= 7,05 Hz, 6H); 1,43 (s, 9H); 1,57 (m, 2H); 2,99 (dd,

J1= 13,97 Hz, J2= 6,31 Hz, 1H); 3,18 (d, J= 13,16 Hz, 1H); 4,19 (m, 1H); 4,31 (d,

J= 5,37 Hz, 1H); 5,06 (d, J= 6,85 Hz, 1H); 7,19 (m, 5H) 13C-NMR (CDCl3): 24,61; 28,28; 37,37; 41,05; 52,89; 53,21; 53,17; 80,53; 127,01; 128,44;

129,46; 135,91; 155,23; 172,52

MS (ESI): 379,22 [MH+]; 401,20 [MNa+]

Synthese von Boc-Leu-Phe-Ala-OMe (100)

Das Dipeptid (150) (0,806 g; 2,13 mmol) wird in THF

(37 ml) gelöst und bei 0°C mit HOAt (1 g; 7,34 mmol)

und H-Ala-OMe*HCl (0,88 g; 6,32 mmol) versetzt. Nach

5 min wird EDAC (1,2 g; 6,27 mmol) zugegeben und 16

h bei RT gerührt. Nun wird das Reaktionsgemisch mit Ethylacetat (130 ml) verdünnt und mit

5%iger HCl-Lösung (2x30 ml), ges. NaHCO3-Lösung (2x30 ml), Wasser (2x30 ml) und ges.


Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Man erhält 2,14 g (Ausbeute 89%) eines weißen

Feststoffs.

Rf 0,35 (Hex: EtOAc; 1:1) 1H-NMR (CDCl3): 0,79 (dd, J1= 15,78 Hz, J2= 6,51 Hz, 6H); 1,19 (m, 1H); 1,27 (d, J= 7,25

Hz, 3H); 1,35 (s, 1H); 1,45 (m, 1H); 2,77 (dd, J1= 13,84 Hz, J2= 9,27 Hz, 1H); 2,99 (dd,

J1= 13,90 Hz, J2= 4,50 Hz, 1H); 3,61 (s, 3H); 3,86 (m, 1H); 4,26 (dd, J1= 14,37 Hz,

J2= 7,19 Hz, 1H); 3,86 (m, 1H); 4,56 (dd, J1= 8,16 Hz, J2= 4,37 Hz, 1H); 6,84 (d, J= 8,46 Hz,

1H); 7,18 (m, 5H); 7,69 (d, J= 8,46 Hz, 1H); 8,42 (d, J= 6,98 Hz, 1H) 13C-NMR (CDCl3): 16,94; 21,63; 22,90; 24,23; 28,23; 37,84; 40,99; 47,65; 51,94; 53,01;

53,17; 78,18; 126,26; 127,98; 129,38; 137,52; 155,23; 170,94; 172,14; 172,85

MS (ESI): 464,2740 [MH+]; 486,2556 [MNa+]

[α]D = -20,6 (c = 11,49 mg/ml, T = 22,98 °C, CHCl3)

BocHNO

HN

NH

OOMe

O


111

Synthese von H-Leu-Phe-Ala-OMe (101)

Das Tripeptid 100 (200 mg, 0,432 mmol) wird in

Dioxan (1 ml) gelöst und bei 0 °C mit HCl in Dioxan

(4 M, 8 ml) versetzt. Das Kältebad wird entfernt und die

Reaktionsmischung 1 h bei RT gerührt. Nun wird mit

EtOAc (40 ml) verdünnt und mit 5%iger HCl-Lösung

(2x 60 ml), ges. NaHCO3-Lösung (2x 60 ml), Wasser

(2x 60 ml) und ges. NaCl-Lösung (2x 60 ml) gewaschen. Die organische Phase wird

getrocknet und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Man erhält einen weißen Feststoff in

quantitativer Ausbeute (156 mg).

Rf 0,45 (CHCl3: MeOH; 9:1) 1H-NMR (DMSO-d6): 0,79 (dd, J1= 15,78 Hz, J2= 6,65 Hz, 6H); 1,04 (ddd, J1= 13,50 Hz,

J2= 9,00 Hz, J3= 5,71 Hz, 1H); 1,22 (m, 1H); 1,28 (d, J= 7,25 Hz, 3H); 1,58 (m, 1H); 2,78

(dd, J1= 13,84 Hz, J2= 9,00 Hz, 1H); 3,02 (dd, J1= 13,84 Hz, J2= 4,70 Hz, 1H); 3,09 (dd;

J1= 9,07 Hz, J2= 5,17 Hz, 1H); 3,62 (s, 3H), 4,28 (dt; J1= 14,41 Hz, J2= 7,24 Hz, 1H); 4,58

(m, 1H); 7,19 (m, 5H); 7,97 (d, J= 7,66 Hz, 1H); 8,45 (d, J= 7,12 Hz, 1H) 13C-NMR (DMSO-d6): 16,83; 21,65; 23,13; 23,89; 37,87; 43,92; 47,49; 51,81; 52,54; 53,03;

126,14; 127,85; 129,28; 137,44; 170,95; 172,79; 175,10

MS (ESI): 364,2246 [MH+]

[α]D = -29,32 (c = 10,1 mg/ml, T = 22,99 °C, CHCl3)

H2NO

HN

NH

OOMe

O


112

5.2.6. Synthese des A´-Rings von Labyrinthopeptin A2

Synthese von Peptid 102

Die Aminosäure 74 (100 mg; 0,21 mmol) und das

Peptid H-Leu-Phe-Ala-OMe*HCl (93,3 mg;

0,23 mmol) werden in THF (4 ml) gelöst und bei 0 °C

mit HOAt versetzt. Nach 15 min wird das Kältebad

entfernt, EDAC (116 mg; 0,607 mmol) zugegeben

und bei RT gerührt. Nach 16 h wird mit EtOAc (100 ml) verdünnt und mit 5%iger HCl-

Lösung (3x 30 ml), ges. NaHCO3-Lösung (3x 30 ml), Wasser (3x 30 ml) und ges. NaCl-

Lösung (3x 30 ml) gewaschen. Die organische Phase wird getrocknet und das Lösungsmittel

im Vakuum entfernt. Man erhält 128 mg (Ausbeute 74 %) eines Öls.


de = 83 % (NMR) 1H-NMR (CDCl3): 0,88 (dd, J1= 6,31 Hz, J2= 3,09 Hz, 6H); 1,34 (d, J= 7,25 Hz, 3H); 1,40 (d,

J= 4,41 Hz, 1H); 1,43 (s, 9H); 1,46 (s, 18H); 1,48 (d, J= 2,15 Hz, 1H); 1,55 (m, 3H); 2,09

(dd, J1= 14,78 Hz, J2= 7,93 Hz, 1H); 2,50 (dd, J1= 14,64 Hz, J2= 3,49 Hz, 1H); 2,94 (dd,

J1= 14,10 Hz, J2= 8,87 Hz, 1H); 3,29 (dd, J1= 13,90 Hz, J2= 5,57 Hz, 1H); 3,69 (s, 3H); 4,18

(dt, J1= 8,66 Hz, J2= 5,54 Hz, 1H); 4,27 (d, J= 11,55 Hz, 1H); 4,39 (d, J= 11,40 Hz, 1H);

4,44 (m, 1H); 4,66 (td, J1= 8,50 Hz, J2= 5,71 Hz, 1H); 5,12 (d, J= 6,72 Hz, 1H); 6,37 (d,

J= 8,33 Hz, 1H); 6,65 (d, J= 6,18 Hz, 1H); 7,05 (d, J= 3, Hz, 1H); 7,22 (m, 5H) 13C-NMR (CDCl3): 17,76; 21,91; 22,80; 24,60; 27,66; 27,86; 28,24; 35,10; 37,34; 39,93;

48,33; 52,29; 54,15; 67,91; 69,58; 77,20; 82,98; 83, 89; 126,79; 128,55; 129,18; 152,39;

168,93; 170,21; 170,29; 170,77; 172,65

MS(ESI): 820,4435 [MH+]; 842,4236 [MNa+]

NH

HN

ONH

O

CO2Me

ON3

HO

NBoc2

CO2tBu


113


Das Peptid 102 (120 mg; 0,146 mmol) wird in TFA

(0,5 ml) gelöst und mit Triethylsilan (273 µl;

1,71 mmol) versetzt. Nun wird 4 h bei RT gerührt und

anschließend TFA im Vakuum entfernt. Das

Rohprodukt wird direkt weiter verwendet.

MS(ESI): 564,2763 [MH+]; 586,2579 [MNa+]


Das Peptid 103 (82 mg; 0,146 mmol) wird in

Acetonitril (0,5 ml) gelöst und mit TEA (88 µl; 0,63

mmol) und Boc2O (34 µl; 0,160 mmol) versetzt. Nun

wird 16 h bei RT gerührt. Anschließend wird das

Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Man 95 mg des

gewünschten Produkts in einer Ausbeute von 98 %.

MS(ESI): 664,3291 [MH+]; 686,3103 [MNa+]


104 (14 mg; 0,021 mol) und H-Thr(tBu)-Gly-OBn

(9,14 mg; 0,028 mmol) werden in THF (1 ml)

gelöst und bei 0 °C mit HOBt (10 mg;

0,073 mmol) versetzt. Nach 15 min wird das

Kältebad entfernt und EDAC (12 mg; 0,063 mmol)

zugegeben. Nun wird 16 h bei RT gerührt.

Anschließend wird das Reaktionsgemisch mit

EtOAc verdünnt und mit 5%iger HCl-Lösung (3x),

ges. NaHCO3-Lösung (3x), Wasser (3x) und ges.

NaCl-Lösung (3x) gewaschen. Die organische

Phase wird getrocknet und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt.

MS(ESI): 968,8099 [MH+]; 990,4912 [MNa+]

NH

HN

ONH

O

CO2Me

ON3

HO

NH2

CO2H

NH

HN

ONH

O

CO2Me

ON3

HO

NHBoc

CO2H

NH

HN

ONH

O

CO2MeO

N3

HO

NHBoc

ONH

tBuO OHN

OBnO


114


Das Peptid 105 (20 mg; 0,021 mmol) wird in

Methanol (1 ml) gelöst und mit Pd/C (4 mg) versetzt.

Nun wird 2 d unter Wasserstoffatmosphäre (1 bar)

gerührt. Anschließend wird der Katalysator abfiltriert

und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Man

erhält das gewünschte Produkt in einer Ausbeute 95 %

( 17 mg).

LC-MS: 852,5 [MH+]

Versuch zur Synthese von Peptid 107

Tabelle 4: Reagenzien zur Zyklisierung von 106

Das Peptid 106 (5,26 µmol) wird in DMF (1 ml) gelöst und mit dem Kupplungsreagenz und

der Base (Mix 1-3; Tab. 4) versetzt nun wird 2 d bei RT geschüttelt. Das gewünschte Produkt

konnte nicht identifiziert werden.

Reagenz Menge

DPPA 0,4 µl 3 eq Mix 1

NaHCO3 2,4 mg 5 eq

HATU 0,3 mg 3 eq Mix 2

Collidin 0,1 µl 5 eq

DEPBT 0,4 mg 3 eq Mix 3

N-Ethylmorpholin 0,1 µl 5 eq

NH

HN

ONH

O

CO2MeO

H2NHO

NHBoc

ONH

tBuO OHN

OHO

HNNH

OHN

O

CO2Me

OHNHO

ONHtBuO

O

HN

O

NHBoc


115


Das Peptid 102 (48,5 mg; 0,059 mmol) wird in THF

(3,2 ml) gelöst und unter Argon mit PBu3 (64 µl;

0,25 mmol) und Wasser (32 µl) versetzt. Nun wird 1

6 h bei RT unter Argon gerührt. Anschließend wird

das überschüssige PBu3 im Luftstrom oxidiert und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt.

Das erhaltene Produkt wird direkt weiterverwendet.


MS(ESI): 794,4513 [MH+]; 816,4318 [MNa+]


Das Peptid 109 (6 mg, 0,007

mmol) wird THF (0,4 ml) gelöst

und mit HATU (4,2 mg;

0,01 mmol), DIPEA (3 µl; 17,64

µmol) und Cbz-Gly-OH (2,3 mg;

0,01 mmol) versetzt. Das Reaktionsgemisch wird 16 h bei RT gerührt. Nun wird das

Reaktionsgemisch mit 5% HCl (1 ml) versetzt und 15 min bei RT gerührt, anschließend wird

durch Zugabe von ges. K2CO3-Lösung pH 10 eingestellt und ebenfalls 15 min bei RT gerührt.

Das gewünschte Produkt wurde nur massenspektrometrisch nachgewiesen.

MS(ESI): 985,5146 [MH+]; 1007,4954 [MNa+]


Das Peptid 109 (48,5 mg; 0,06 mmol)

wird in THF (3,5 ml) gelöst und bei

0 °C mit HATU (36 mg; 0,095 mmol),

DIPEA (36 µl; 0,221 mmol) und 99

(26,3 mg; 0,09 mmol) zugegeben. Das Reaktionsgemisch wird 2 d bei RT gerührt.

Anschließend wird das Lösungsmittel im Vakuum entfernt und der Rückstand mittels

NH

HN

ONH

O

CO2Me

OH2NHO

NBoc2

CO2tBu

NH

HN

ONH

O

CO2Me

OHN

HO

NBoc2

CO2tBuOCbzHN

NH

HN

ONH

O

CO2Me

OHN

HO

NBoc2

CO2tBuONH

ON3

OBn


116

Säulenchromatographie (CHCl3: MeOH; 9:0,5) grob gereinigt. Es wurden 20 mg des

gewünschte Peptid erhalten ( Ausbeute 32 %).

Rf 0,47 (CHCl3: MeOH; 9:1)

MS(ESI): 1068,5607 [MH+]; 1090,5416 [MNa+]


Das Peptid 110 (20 mg,

19 µmol) wird bei 0 °C mit TFA (200

µl) und TES (76 µl) versetzt. Nun wird

5 h bei RT gerührt. Anschließend wird

das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Das Rohprodukt wird ohne weitere Reinigung direkt

weiter verwendet.

Rf 0,37 (CHCl3: MeOH; 9:2)

MS(ESI): 812,3930 [MH+]; 834,3741 [MNa+]


Das Peptid 111 (15 mg; 19 µmol) wird

in Acetonitril (0,3 ml) gelöst und mit

TEA (11 µl; 79 µmol) und Boc2O

(5 µl; 24 µmol) versetzt. Nun wird 16 h

bei RT gerührt. Anschließend wird das

Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Das Rohprodukt wird ohne weitere Reinigung direkt

weiter verwendet.

Rf 0,37 (CHCl3: MeOH; 9:1)

NH

HN

ONH

O

CO2Me

OHN

HO

NH2

CO2HONH

ON3

OBn

NH

HN

ONH

O

CO2Me

OHN

HO

NHBoc

CO2HONH

ON3

OBn


117


Das Peptid 112 (19 µmol) wird in

THF (0,4 ml) gelöst und mit H2O (10

µl) und PBu3 (16 µl; 64 µmol)

versetzt. Nun wird 2 d bei RT gerührt.

Anschließend wird das Lösungsmittel

im Vakuum entfernt. Das Rohprodukt wird ohne weitere Reinigung direkt weiterverwendet.

MS(ESI): 886,4589 [MH+]

Versuch zur Synthese von Peptid 114

Peptid 113 (19 µmol) wird in DMF (2 ml)

gelöst und mit DEPBT (28 mg;

93,5 µmol) und 4-Ethylmorpholin (6 µl;

54 µmol) versetzt. Nun wird 7 d bei RT

gerührt. Anschließend wird das

Reaktionsgemisch mit TFA (0,5 ml)

versetzt, 0,5 h bei RT gerührt und das Lösungsmittel nun im Vakuum entfernt. Das

gewünschte Produkt konnte nicht identifiziert werden.

HNNH

OHN

O

CO2Me

OHNHO

ONHBnO

O

HN

O

NH2

NH

HN

ONH

O

CO2Me

OHN

HO

NHBoc

CO2HONH

OH2N

OBn


118


Das Tripeptid H-Leu-Phe-Ala-OMe 101 (152 mg;

0,419 mmol) und die Aminosäure 119 (127 mg;

0,253 mmol) werden in THF (5 ml) gelöst und bei

0 °C mit HOBt (170 mg; 1,26 mmol) versetzt.

Nachdem 15 min bei RT gerührt wurde, wird EDAC

(150 mg; 0,785 mmol) zugesetzt, das Kältebad entfernt und 16 h bei RT gerührt.

Anschließend wird das Reaktionsgemisch mit EtOAc (150 ml) verdünnt und mit 5% HCl (2x

30 ml), ges. NaHCO3-Lösung (2x 30 ml), Wasser (30 ml) und ges. NaCl-Lösung (30 ml)

gewaschen. Die organische Phase wird getrocknet und das Lösungsmittel im Vakuum


130 mg das Tetrapeptids als ein Gemisch aus Diastereomeren (Ausbeute 62 %).


de = 74 % (NMR) 1H-NMR (CDCl3): 0,80 (dd, J1= 10,61 Hz, J2= 6,45 Hz, 6H); 1,27 (d, J= 7,25 Hz, 3H); 1,34

(s, 9H); 1,38 (m, 1H); 1,43 (s, 18H); 1,49 (m, 1H); 2,36 (dd, J1= 15,51 Hz, J2= 9,87 Hz, 1H);

2,56 (dd, J1= 15,50 Hz, J2= 2,08 Hz, 1H); 2,75 (dd, J1= 14,04 Hz, J2= 9,60 Hz, 1H); 3,01 (dd,

J1= 13,97 Hz, J2= 4,57 Hz, 1H); 3,22 (s, 3H); 3,52 (d, J= 10,07 Hz, 1H); 3,59 (s, 3H); 3,62 (d,

J= 10,00 Hz, 1H); 4,22 (m, 2H); 4,53 (td, J1= 8,93 Hz, J2= 4,75 Hz, 1H); 4,69 (dd,

J1= 9,81 Hz, J2= 2,15 Hz, 1H); 7,22 (m, 5H); 7,59 (d, J= 8,33 Hz, 1H); 7,96 (d, J= 8,46 Hz,

1H); 8,44 (d, J= 6,98 Hz, 1H) 13C-NMR (CDCl3): 16,89; 21,76; 23,01; 24,02; 27,47; 27,64; 31,75; 37,66; 41,04; 47,67;

51,83; 51,94; 53,27; 55,27; 58,85; 69,21; 76,58; 81,19; 82,47; 126,28; 128,04; 129,27;

137,62; 152,10; 167,69; 168,44; 170,84; 171,17; 172,91

MS(ESI): 834,4606 [MH+]; 856,4415 [MNa+]

NH

HN

ONH

O

CO2Me

ON3

O

NBoc2

CO2tBu


119


Das Tetrapeptid 120 (40 mg; 0,48 mmol) wird in

EtOAc (10 ml) gelöst und mit Pd/C (20 mg)

versetzt. Nun wird 16 h unter

Wasserstoffatmosphäre (1 bar) gerührt.

Anschließend wird der Katalysator abfiltriert und

der Rückstand chromatographisch gereinigt

(Hex:EtOAc; 1:1). Man erhält 26 mg des entsprechenden Produktes als ein Gemisch aus

Diastereomeren (Ausbeute 65%).

Rf 0,45 (CHCl3: MeOH; 9:1)

de = 86 % (NMR) 1H-NMR (DMSO-d6): 0,80 (dd, J1= 10,81 Hz, J2= 6,51 Hz, 6H); 1,26 (d, J= 7,25 Hz, 3H);

1,33 (s, 9H); 1,43 (s, 18H); 1,84 (dd, J1= 14,91 Hz, J2= 7,89 Hz, 1H); 2,30 (dd, J1= 15,38 Hz,

J2= 3,02 Hz, 1H); 2,74 (dd, J1= 14,04 Hz, J2= 9,60 Hz, 1H); 3,06 (dd, J1= 14,31 Hz,

J2= 4,63 Hz, 1H); 3,14 (s, 3H); 3,18 (d, J= 5,10 Hz, 1H); 3,42 (d, J= 8,73 Hz, 1H); 3,59 (s,

3H); 4,23 (m, 2H); 4,53 (td, J1= 8,93 Hz, J2= 4,84 Hz, 1H); 4,82 (dd, J1= 7,52 Hz,

J2= 3,09 Hz, 1H); 7,18 (m, 6H); 7,87 (m, 2H); 8,44 (d, J= 6,98 Hz, 1H) 13C-NMR (DMSO-d6): 16,88; 21,88; 23,10; 24,13; 27,55; 27,66; 35,43; 37,43; 41,30; 47,70;

51,24; 51,91; 53,31; 54,98; 58,72; 60,07; 77,35; 80,68; 82,33; 126,28; 128,07; 129,21;

137,70; 152,01; 157,83; 158,14; 168,43; 170,81; 170,81; 171,56; 172,87

MS(ESI): 808,4697 [MH+]; 830,4501 [MNa+]


Die Peptide 121 (71 mg;

0,088 mmol) und 99 (74 mg;

0,253 mmol) werden in THF (5 ml)

gelöst und bei 0°C mit DIPEA

(100 µl; 0,58 mmol) und HATU

(100 mg; 0,263 mmol) versetzt.

Nachdem 2 d bei RT gerührt wurde, wird das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Der

Rückstand wird in EtOAc aufgenommen und mit 1% HCl-Lösung, ges. NaHCO3-Lösung und

ges. NaCl-Lösung gewaschen. Das Lösungsmittel wird im Vakuum entfernt und der

Rückstand chromatographisch gereinigt (CHCl3:MeOH; 50:1). Wobei das unerwünschte

NH

HN

ONH

O

CO2Me

OH2N

O

NBoc2

CO2tBu

NH

HN

ONH

O

CO2Me

OHN

O

NBoc2

CO2tBuONH

ON3

OBn


120

Diastereomer in einer Mischfraktion mit dem Produkt entfernt werden konnte. Man erhält 73

mg (Ausbeute 73%) des gewünschten Hexapeptids.

Rf 0,38 (CHCl3: MeOH; 9:1)

de = 99 % (NMR) 1H-NMR (CDCl3): 0,79 (dd, J1= 13,43 Hz, J2= 6,31 Hz, 6H); 1,32 (m, 1H) 1,39 (d, J= 6,45

Hz, 3H); 1,46 (s, 9H); 1,48 (s, 18H); 1,57 (m , 2H); 2,36 (dd, J1= 15,04 Hz, J2= 1,61 Hz, 1H);

2,68 (dd, J1= 15,04 Hz, J2= 7,93 Hz, 1H); 2,94 (dd, J1= 14,24 Hz, J2= 11,55 Hz, 1H); 3,30 (s,

3H); 3,50 (dd, J1= 14,31 Hz, J2= 3,83 Hz, 1H); 3,70 (s, 3H); 3,74 (d, J= 9,54 Hz, 1H); 3,82

(dd, J1= 16,93 Hz, J2= 5,91 Hz, 1H); 3,87 (dd, J1= 16,85 Hz, J2= 4,38 Hz, 1H); 3,04 (d,

J= 3,90 Hz, 1H); 4,16 (ddd, J1= 12,63 Hz, J2= 6,25 Hz, J3= 3,96 Hz; 1H); 4,49 (d, J= 11,69

Hz, 1H); 4,53 (d, J= 7,32 Hz, 1H); 4,59 (d, J= 11,50 Hz, 1H); 4,72 (ddd, J1= 11,72 Hz,

J2= 8,43 Hz, J3= 3,90 Hz; 1H); 5,44 (dd, J1= 7,66 Hz, J2= 1,61 Hz, 1H); 7,05 (t, J= 7,32 Hz,

1H); 7,14 (m, 3H); 7,29 (m, 10H); 7,41 (d, J= 8,73 Hz, 1H) 13C-NMR (CDCl3): 16,91; 17,64; 21,04; 23,02; 24,80; 27,77; 28,04; 36,28; 39,48; 44,72;

48,34; 52,30; 53,53; 54,37; 54,78; 59,10; 60,74; 67,98; 71,83; 72,48; 75,69; 83,03; 83,36;

126,24; 127,67; 127,94; 128,17; 128,50; 129,20; 137,52; 138,40; 152,30; 169,12; 169,90;

171,33; 172,17; 172,91; 173,62

MS(ESI): 1082,5784 [MH+]; 1104,5583 [MNa+]


Das Peptid 122 (52 mg;

0,048 mmol) wird bei 0 °C in TFA

(510 µl) gelöst und mit TES

(196 µl) versetzt. Nun wird 8 h bei

RT gerührt. Anschließend wird das

Peptid mit eiskaltem Hexan ausgefällt. Man erhält 40 mg des gewünschten Peptids in

quantitativer Ausbeute.

Rf 0,50 (CHCl3: MeOH; 9:2)

MS(ESI): 826,4637 [MH+]; 848,4436 [MNa+]

NH

HN

ONH

O

CO2Me

OHN

O

NH2

CO2HONH

ON3

OBn


121


Das Peptid 123 (0,048 mmol) wird

in Acetonitril (0,76 ml) gelöst und

mit TEA (28µl; 0,202 mmol) und

Boc2O (13 µl; 0,072 mmol)

versetzt. Nun wird 16 h bei RT

gerührt, anschließend wird das

Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Der Rückstand wird chromatographisch gereinigt

(CHCl3: MeOH; 9:0,5 auf 9:1). Man erhält 42 mg des gewünschten Produkt (Ausbeute 95%).

Rf 0,5 (CHCl3: MeOH; 9:1)

de = 99 % (NMR) 1H-NMR (DMSO-d6): 0,71 (d, J= 6,58 Hz, 3H); 0,77 (d, J= 6,45 Hz, 3H); 1,19 (d, J= 5,91

Hz, 3H); 1,21 (m, 1H); 1,30 (d, J= 7,25 Hz, 3H); 1,36 (s, 9H); 1,51 (m, 1H); 2,03 (dd,

J1= 14,78 Hz, J2= 6,72 Hz, 1H); 2,24 (m, 1H); 2,78 (dd, J1= 13,77 Hz, J2= 10,68 Hz, 1H);

3,12 (dd, J1= 13,77 Hz, J2= 3,83 Hz, 1H); 3,20 (s, 3H); 3,59 (s, 3H); 3,74 (m, 3H); 3,85 (d,

J= 5,10 Hz, 1H); 3,93 (m, 4H); 4,23 (dt, J1= 14,10 Hz, J2= 7,05 Hz, 1H); 4,42 (td,

J1= 9,44 Hz, J2= 4,63 Hz, 1H); 4,45 (d, J= 11,96 Hz, 1H); 4,57 (d, J= 11,80 Hz, 1H); 7,15

(m, 6H); 7,28 (m, 6H); 7,68 (d, J= 6,31 Hz, 1H); 7,73 (d, J= 7,39 Hz, 1H); 7,82 (d, J= 5,37

Hz, 1H); 8,56 (d, J= 7,39 Hz, 1H) 13C-NMR (DMSO-d6): 16,70; 16,81; 21,20; 23,05; 23,89; 28,30; 37,05; 43,21; 47,89; 51,89;

51,89; 52,59; 53,75; 58,56; 61,07; 66,07; 70,48; 72,78; 75,18; 77,88; 126,13; 127,47; 128,03;

128,23; 129,18; 138,18; 138,44; 154,95; 168,86; 169,22; 170,91; 171,67; 172,68

MS(ESI): 926,4876 [MH+]; 948,4423 [MNa+]


Das Peptid 124 (43 mg; 0,043 mmol)

wird in THF (1 ml) gelöst und mit

polymergebundenen PPh3

(0,1 g; 0,086 mmol) und Wasser (30

µl) versetzt. Nun wird das Reaktionsgemisch 4 d bei RT geschüttelt. Anschließend wird das

Lösungsmittel im Vakuum entfernt und das Rohprodukt direkt weiter verwendet.

NH

HN

ONH

O

CO2Me

OHN

O

NHBoc

CO2HONH

ON3

OBn

NH

HN

ONH

O

CO2Me

OHN

O

NHBoc

CO2HONH

ONH2

OBn


122

Rf 0,25 (CHCl3: MeOH; 9:2)

MS(ESI): 900,4651 [MH+]; 922,4452 [MNa+]


Das Peptid 125 (13 mg; 0,0145 mmol)

wird in THF (9,5 ml) gelöst und bei 0°C

mit DIPEA (13,2 µl; 0,08 mmol) und

HATU (29 mg; 0,076 mmol) versetz.

Nun wird 2 d bei RT gerührt.

Anschließend wird das Lösungsmittel

im Vakuum entfernt. Das gewünschte Produkt konnte bisher nur massenspektrometrisch

charakterisiert werden.

MS(ESI): 882,4607 [MH+]

HNNH

OHN

O

CO2Me

OHN

O

ONHBnO

O

HN

O

NHBoc


123

5.2.7. Synthese eines analytischen Refenzenzstandards zum Labioninnachweis

Synthese von L-Cbz-Ala-OH (127)

Alanin (7 g; 78,57 mmol) wird in ges. Natriumhydrogencarbonat-Lösung

(320 ml) gelöst und mit Cbz-Cl (16,8 ml; 117,7 mmol) versetzt. Nachdem

das Reaktionsgemisch 16 h bei RT stark gerührt wurde, wird mit Diethylether (3x 250 ml)

gewaschen. Die wässrige Phase wird mit 10%iger HCl-Lösung angesäuert und mit EtOAc (5x

250 ml) extrahiert. Die organische Phase wird mit Natriumsulfat getrocknet und das

Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Man erhält 17,19 g (Ausbeute 98 %) eines weißen

Feststoffes.

Rf 0,47 (CHCl3:MeOH; 9:2) 1H-NMR (DMSO-d6): 1,22 (d, J=7,39 Hz, 3H); 3,99 (dt, J1=14,74 Hz, J2=7,34 Hz, 1H); 5,01

(s, 2H); 7,33 (m, 5H) 13C-NMR (DMSO-d6): 17,14; 49,29; 65,42; 127,83; 128,42 ;137,11; 155,92; 174,47

MS (EI): 223,0847 [M+]

Synthese von L-Cbz-Ala-OAll (128)

Cbz-Alanin (5 g; 22,4 mmol) wird in DMF (400 ml) gelöst und mit

Cäsiumcarbonat (15 g; 46,03 mmol) und Allylbromid (2,14 ml;

24,7 mmol) versetzt. Nachdem 16 h bei RT gerührt wurde, wird mit EtOAc (300 ml) verdünnt

und mit ges. NaCl-Lösung (5x 300 ml) gewaschen. Die organische Phase wird mit Na2SO4

getrocknet und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Das überschüssige Allylbromid wird

am Hochvakuum entfernt. Man erhält 5,77 g (Ausbeute 98 %) eines leicht gelben Öls.

Rf 0,45 (Hex:EtOAc; 3:1) 1H-NMR (DMSO-d6): 1,42 (d, J=7,39 Hz, 3H); 4,41 (dt, J1=14,67 Hz, J2=7,32 Hz, 1H); 4,57

(d, J=4,30 Hz, 2H), 5,02 (s, 2H); 5,19 (d, J=10,86 Hz, 2H); 5,29 (d, J=17,33 Hz, 2H); 5,86

(ddd, J1=22,23 Hz, J2=10,61 Hz, J3=5,44 Hz, 1H); 7,33 (m, 5H); 7,73 (d. J=6,98 Hz, 1H) 13C-NMR (CDCl3): 18,68; 49,64; 65,92; 66,89; 118,72; 128,08; 128,14; 128,50; 131,50;

136,23; 155,54; 174,64

MS (EI): 263,1165 [M+]

CbzHNOH

O

CbzHNO

O


124

Synthese von rac-Cbz-α-Allyl-Ala-OH (129)

Diisopropylamin (3,5 ml; 25 mmol) wird in THF (23 ml) gelöst und bei

-30 °C mit nButyllithium (1,6 M; 15,7 ml) versetzt. Nun wird 1 h bei

-30 °C gerührt und anschließend auf -78°C herabgekühlt. Der

Reaktionslösung wird nun Cbz-Ala-OAll (3 g, 11,4 mmol) gelöst in THF (17 ml) zugetropft,

gefolgt von in THF (17 ml) gelöstem Zinkchlorid (1,8 g, 13,2 mmol). Nach 4 h wird die

Kühlung abgeschaltet und die Reaktionslösung über 12 h auf RT erwärmt. Nun wird mit

EtOAc (100 ml) verdünnt und mit 5%iger HCl-Lösung gewaschen. Die organische Phase

wird mit Natriumsulfat getrocknet und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Der

Rückstand wird chromatographisch gereinigt (Hex:EtOAc; 3:1 auf CHCl3:MeOH; 9:2;). Man

erhält 2,4 g (Ausbeute 86 %) eines dunkelbraunen Öls.

Rf 0,54 (CHCl3:MeOH; 9:1) 1H-NMR (MeOD-d4): 1.44 (s, 3H); 2,59(dd, J1= 13,57 Hz, J2= 8,06 Hz, 1H); 2,68 (dd,

J1= 13,40, Hz, J2= 7,23, Hz, 1H); 5,06 (m, 4H); 5,72 (m, 1H); 7,29(m, 6H) 13C-NMR (MeOD-d4): 23,23; 41,94; 59,92; 67,27; 119,35; 128,73; 128,92; 129,41; 133,86;

138,28; 157,14; 177,27

MS (EI): 263,1157 [M] +

Synthese von rac-Cbz-α-Allyl-Alanin-tert-butylester (130)

Cbz-α-Allyl-Alanin (129) (3,9 g, 14,82 mmol) wird in tBuOH (150 ml)

gelöst und mit DMAP (1,1 g; 2,08 mmol) und Boc2O (5,87 ml, 28,31

mmol) versetzt. Nachdem 2 d bei 25 °C gerührt wurde, wird das

Lösungsmittel im Vakuum entfernt und der Rückstand chromatographisch (Hex:EtOAc; 6:1

auf 3:1) gereinigt. Man erhält 1,4 g (Ausbeute 30 %) eines farblosen Öls.

Cbz-α-Allyl-Alanin (129) (2,21 g; 8,4 mmol) wird in DCM (14 ml) gelöst und mit tert-Butyl-

Acetimidat (3,66 g; 16,75 mmol) gelöst in Hexan (18 ml) versetzt. Nun wird

Bortrifluoridetherat (0,169 ml; 1,37 mmol) zugegeben und 16 h bei RT gerührt. Anschließend

wird das Reaktionsgemisch filtriert, das Lösungsmittel im Vakuum entfernt und der

Rückstand chromatographisch gereinigt (Pen: EtOAc; 5:1). Man erhält 1,61 g eines farblosen

Öls (Ausbeute 60 %).

CbzHNOH

O

CbzHNOtBu

O


125

Rf 0,66 (Hex:EtOAc; 3:1)

ee = 5 % (chirale HPLC; OD-H) 1H-NMR (DMSO-d6): 1,24 (s, 3H);1,31 (s, 9H); 2,37(dd, J1= 13,70 Hz, J2= 7,66 Hz, 1H);

2,53 (m, 1H); 5,02 (m, 4H); 7,31(m, 6H); 7,51 (s, 1H) 13C-NMR (CDCl3): 23,28; 27,83; 41,00; 59,57; 66,18; 82,00; 119,04; 127,93; 127,96; 128,43;

136,65; 154,52; 172, 73

MS (EI): 319,1788 [M+]

Synthese von rac-Cbz-2-amino-4,5-dihydroxy-2-methyl-pentansäure-tert-butylester

(131)

Der tert-Butylester 130 (1,78 g; 5,57 mmol) wird in einem tBuOH-

Wassergemisch (1:1; 26 ml) gelöst und mit AD-Mix-β (7,84 g) versetzt,

anschließend wird 16 h bei RT stark gerührt. Die Reaktion wird durch

Zugabe von Natriumsulfit (8,6g; 68,28 mmol) beendet und mit EtOAc

extrahiert (3x10 ml). Die organische Phase wird über Natriumsulfat getrocknet und das

Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Man erhält 1,2 g eines farblosen Öls (Ausbeute 61 %).


de = 22 % (chirale HPLC; OD-H) 1H-NMR (CDCl3): 1,42 (s, 3,6H); 1,44 (s, 5,2H); 1,54 (s, 1,8H); 1,58 (s, 1,3H); 1,84 (d,

J= 14,24 Hz, 0,56H); 1,98 (dd, J1= 14,37 Hz, J2= 10,34 Hz, 1H); 2,08 (m, 0,74H); 2,22 (d,

J= 14,37 Hz, 0,72H); 3,39 (dd, J1= 10,95 Hz, J2= 7,46 Hz, 1H); 3,52 (m, 1 H); 3,79 ( m, 1 H);

5,045 (m, 2H); 6,16 (s, 0,35H); 6,20 (s; 0,53H); 7,31 (m, 5H) 13C-NMR (CDCl3): 24,06; 27,77; 39,22; 40,53; 58,37; 59,51; 66,37; 66,83; 66,91; 68,77;

69,40; 82,32; 82,39; 128,02; 128,07; 128,10; 128,50; 136,57; 154,68; 173,19; 173,70

MS (ESI): 354,1914 [MH+]

CbzHNOtBu

O

HO

HO


126

Allgemeine Synthesevorschrift zur Darstellung von Cbz-2-Amino-5-tert-butylsilylether-

4-hydroxy-2-methyl-pentansäure-tert-butylester (+/-132a/b)

Das Diol 131 (1 äq.) wird in DMF (6,25 ml/mmol) gelöst und mit TBDMSCl (1,05 äq.) und

Imidazol (1,1 äq.) versetzt. Nachdem das Reaktionsgemisch 5 h bei RT gerührt wurde, wird

die Reaktion durch Zugabe von Wasser beendet und das Reaktionsgemisch mit EtOAc

(45 ml/mmol) verdünnt. Die organische Phase wird mit ges. NaCl-Lösung gewaschen (4x),

über Natriumsulfat getrocknet und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Der Rückstand

wird chromatographisch gereinigt (Hex:EtOAc; 9:1) und die bei der Reaktion gebildeten

Diastereomere konnten getrennt werden.

(2S,4S)/ (2R,4R)-Cbz-2-Amino-5-tert-butylsilyloxy-4-hydroxy-2-methyl-pentansäure-tert-

butylester (+/-132a)

CbzHNOtBu

O

TBDMSO

HO

CbzHN

OtBu

O

TBDMSO

HO

Ausbeute: 41 % (921 mg)


de = 98 % (chirale HPLC; OD-H) 1H-NMR (CDCl3): 0,04 (d, J= 0,94 Hz, 6H); 0,88 (s, 9H); 1,44 (s, 9H); 1,55 (s, 3H); 1,97 (dd,

J1= 14,24 Hz, J2= 10,34 Hz, 1H); 2,14 (d, J= 14,80 Hz, 1H); 2,31 (d, J= 3,90 Hz, 1H); 3,36

(dd, J1= 9,87 Hz, J2= 7,05 Hz, 1H); 3,56 (dd, J1= 10,21 Hz, J2= 2,96 Hz, 1H); 3,73 (ddd,

J1= 9,74 Hz, J2= 6,78 Hz, J3= 2,96 Hz, 1H); 5,07 (dd, J1= 16,25 Hz, J2= 12,48 Hz, 2H);

6,32(s,1H); 7,29 (m, 5H) 13C-NMR (CDCl3): -5,46; -5,38; 18,23; 23,66; 25,84; 27;75; 39,17; 58,36; 66,07; 67,02;

68,40; 81,79; 86,60; 127,84; 127,42; 136,77; 154,53; 172,52

MS (ESI): 468,2767 [MH+]


127

(2R,4S)/ (2S,4R)-Cbz-2-Amino-5-tert-butylsilyloxy-4-hydroxy-2-methyl-pentansäure-tert-

butylester (+/-132b)

CbzHNOtBu

O

TBDMSO

HO

CbzHN

OtBu

O

TBDMSO

HO




J1= 14,78 Hz, J2= 2,15 Hz, 1H); 1,88 (dd, J1= 14,50 Hz, J2= 9,34 Hz, 1H); 2,66 (s, 1H); 3,35

(dd, J1= 9,81 Hz, J2= 3,76 Hz, 1H); 3,77 (dd, J1= 14,78 Hz, J2= 2,15 Hz, 1H); 5,07 (s, 2H);

6,40 (s, 1H); 7,32 (m, 5H) 13C-NMR (CDCl3): -5,38; 18,27; 24,73; 25,85; 27,88; 40,68; 59,66; 66,25; 67,28; 69,30;

81,71; 86,60; 127,91; 128,07; 128,42, 136,81; 155,52; 172,96

MS (ESI): 468,2767 [MH] +

Allgemeine Synthesevorschrift zur Darstellung von Cbz-2-Amino-4-azido-5-tert-

butylsilyloxy-2-methyl-pentansäure-tert-butylester (+/-133a/b)

Der TBDMS-Ether (+/-132a/b) (1 äq.) wird in wasserfreiem THF (10 ml/mmol) gelöst und

mit Triphenylphosphin (2,5 äq.) versetzt. Die Reaktionslösung wird auf -78 °C herabgekühlt

und langsam mit DEAD (7,5 äq.) und DPPA (2,5 äq.) versetzt. Nachdem 16 h bei -78 °C

gerührt wurde, wird das Lösungsmittel im Vakuum entfernt und der Rückstand

chromatographisch gereinigt (Hex: EtOAc; 14:1).

(2S,4S)/ (2R,4R)-Cbz-4-2-Amino-4-azido-5-tert-butylsilyloxy-2-methyl-pentansäure-tert-


CbzHNOtBu

O

TBDMSO

N3

CbzHN

OtBu

O

TBDMSO

N3


128




J1= 14,84 Hz, J2= 3,02 Hz, 1H); 2,05 (m, 1H); 3,39 (m, 1H); 3,58 (dd, J1= 10,2 Hz,

J2= 7,39 Hz, 1H); 3,64 (dd, J1= 10,2 Hz, J2= 4,43 Hz, 1H); 5,08 (dd,J1= 21,9 Hz, J2= 12,2 Hz,

2H); 5,79 (s, 1H); 7,33 (m, 5H) 13C-NMR (CDCl3): -5,57; -5,54; 18,20; 24,28; 25,76; 27,81; 36,83; 56,51; 59,14; 60,62;

66,42; 66,95; 82,32; 128,02; 128,05; 128,46, 136,59; 154,92; 172,58

MS (ESI): 493,2830 [MH+]; 515,2646 [MNa+]

(2R,4S)/ (2S,4R)-Cbz-2-Amino-4-azido-5-tert-butylsilyloxy-2-methyl-pentansäure-tert-


CbzHNOtBu

O

TBDMSO

N3

CbzHN

OtBu

O

TBDMSO

N3




J1= 14,37 Hz, J2= 10,61 Hz, 1H); 2,36 (d, J= 14,10 Hz, 1H); 3,36 (m, 1H); 3,54 (dd,

J1= 10,34 Hz, J2= 7,66 Hz, 1H); 3,69(d, J= 8,19 Hz, 1H); 5,07 (s, 2H); 6,14 (s, 1H); 7,32 (m,

5H) 13C-NMR (CDCl3): -5,58; -5,54; 18,20; 24,40; 25,78; 27,65; 36,63; 58,31; 60,28; 66,27;

66,76; 82,66; 127,86; 128,05; 128,51, 136,61; 154,30; 172,61

MS (ESI): 493,2823 [MH+]; 515,2639 [MNa+]


129

Allgemeine Synthesevorschrift zur Darstellung von Cbz-2-Amino-4-azido-5-hydroxy-2-

methyl-pentansäure-tbutylester (+/-134a/b)

Das Azid (133a/b) (1 äq.) wird in THF (7,4 ml/mmol) gelöst und bei 0 °C mit einer TBAF-

Lösung (1M in THF; 1,2 äq.) versetzt. Nachdem 4 h bei 0 °C gerührt wurde, wird die

Reaktion durch Zugabe von ges. NH4Cl-Lösung beendet und das Reaktionsgemisch mit

EtOAc (3x) extrahiert. Die organische Phase wird getrocknet und das Lösungsmittel im

Vakuum entfernt. Das Rohprodukt wird chromatographisch gereinigt (Hex:EtOAc; 3:1).

(2S,4S)/ (2R,4R)-Cbz-2-Amino-4-azido-5-hydroxy-2-methyl-pentansäure-tert-butylester

(+/-134a)

CbzHNOtBu

O

HO

N3

CbzHN

OtBu

O

HO

N3



de = 98 % (chirale HPLC; OD-H) 1H-NMR (CDCl3): 1,45 (s, 9H); 1,56 (s, 3H); 2,06 (dd, J1= 14,84 Hz, J2= 3,96 Hz, 1H); 2,27

(dd, J1= 14,71 Hz, J2= 7,72 Hz, 1H); 3,43 (m, 1H); 3,54 (dd, J1= 11,30 Hz, J2= 7,11 Hz, 1H);

3,62 (dd, J1= 11,15 Hz, J2= 4,23 Hz, 1H); 5,08 (dd, J1= 21,85 Hz, J2= 12,28 Hz, 2H); 5,78 (s,

1H); 7,33 (m, 5H) 13C-NMR (CDCl3): 24,60; 27,78; 36,47; 58,98; 61,13; 65,49; 66,56; 82,80; 128,10; 128,49;

136,45; 154,89; 172,63

MS (ESI): 379,1965 [MH+]; 401,1778 [MNa+]

(2R,4S)/ (2S,4R)-Cbz-2-Amino-4-azido-5-hydroxy-2-methyl-pentansäure-tert-butylester

(+/-134b)

CbzHNOtBu

O

HO

N3

CbzHN

OtBu

O

HO

N3


130



de = 98 % (chirale HPLC; OD-H) 1H-NMR (CDCl3): 1,48 (s, 9H); 1,53 (s, 3H); 1,93 (dd, J1= 14,31 Hz, J2= 10,41 Hz, 1H); 2,47

(d, J= 15,04 Hz, 1H); 3,38 (ddd, J1= 12,69 Hz, J2= 7,39 Hz, J3= 3,39 Hz, 1H); 3,54 (m, 1H);

3,67 (d, J= 11,69 Hz, 1H); 5,05 (s, 2H); 6,16 (s, 1H); 7,33 (m, 5H) 13C-NMR (CDCl3): 24,46; 27,61; 36,66; 58,30; 60,92; 65,73; 66,41; 82,89; 127,96; 128,10;

128,52; 136,45; 154,41; 172,79

MS (ESI): 379,1970 [MH+]; 401,1786 [MNa+]

Allgemeine Synthesevorschrift zur Darstellung von Cbz-4-Amino-2-azido-4-(tert-

butyloxycarbonyl)-pentansäure (+/-135a/b)

Der Azidoalkohol (134a/b) (1äq.) wird in Aceton (5 ml/mmol) gelöst und bei 0 °C mit einer

5%igen NaHCO3-Lösung (2,5 ml/mmol) und KBr (0,1 äq.) versetzt. Nun wird der

Reaktionslösung TEMPO (1,1 äq.) zugegeben, gefolgt von NaOCl (2,5 ml/ mmol). Nachdem

1 h bei 0 °C gerührt wurde, wird die Reaktion durch Zugabe von 5%iger HCl beendet und das

Reaktionsgemisch mit EtOAc (3x) extrahiert. Die organische Phase wird getrocknet und das

Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Das Rohprodukt wird ohne weitere Reinigung weiter

verwendet.

(4S,2S)/(4R,2R)-Cbz-4-Amino-2-azido-4-(tert-butyloxycarbonyl)-pentansäure (+/-135a)

CbzHNOtBu

O

CO2HN3

CbzHN

OtBu

O

CO2HN3


Rf 0,34 (CHCl3:MeOH; 9:1)

MS (ESI): 393,1765 [MH+]; 415,1581 [M+Na+]


131

(4R,2S)/(4S,2R)-Cbz-4-Amino-2-azido-4-(tert-butyloxycarbonyl)-pentansäure (+/-135b)

CbzHNOtBu

O

CO2HN3

CbzHN

OtBu

O

CO2HN3


Rf 0,53 (CHCl3:MeOH; 9:1)

MS (ESI): 393,2083 [MH+]

Allgemeine Synthesevorschrift zur Darstellung von Cbz-2-Amino-4-azido-2-methyl-

pentandisäure (+/-136a/b)

Die Aminosäure (+/-135a/b) (1 äq.) wird in TFA (7,7 ml/mmol) gelöst, mit TES (5 äq.)

versetzt und 5 h bei RT gerührt. Anschließend wird die TFA im Vakuum entfernt. Der

Rückstand wird in EtOAc aufgenommen und mit K2CO3-Lösung extrahiert. Nun wird die

wässrige Phase angesäuert und mit EtOAc extrahiert. Die organische Phase wird getrocknet

und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt.

(2S,4S)/ (2R,4R)-Cbz-2-Amino-4-azido-2-methyl-pentandisäure (+/-136a)

CbzHNOH

O

CO2HN3

CbzHN

OH

O

CO2HN3


Rf 0,42 (EtOAc:n-BuOH:AcOH:H2O; 2:1:1:1) 1H-NMR (DMSO-d6): 1,37 (s, 3H); 2,26 (dd, J1= 14,91 Hz, J2= 9,54 Hz, 1H); 2,53 (m, 1H);

3,90 (dd, J1= 9,20 Hz, J2= 2,62 Hz, 1H); 5,00 (s, 2H); 7,31 (m, 5H); 7,65 (s, 1H) 13C-NMR (DMSO-d6): 22,89; 36,42; 57,12; 57,15; 65,19; 127,59; 127,77; 128,32; 136,96;

154,88; 171,79; 174,74

MS (ESI): 335,0979 [M-]


132

(2R,4S)/ (2S,4R)-Cbz-2-Amino-4-azido-2-methyl-pentandisäure (+/-136b)

CbzHNOH

O

CO2HN3

CbzHN

OH

O

CO2HN3


Rf 0,53 (EtOAc:n-BuOH:AcOH:H2O; 2:1:1:1) 1H-NMR (DMSO-d6): 1,36 (s, 3H); 2,26 (dd, J1= 14,91 Hz, J2= 9,54 Hz, 1H); 2,35 (dd,

J1= 14,95 Hz, J2= 2,82 Hz, 1H); 3,91(dd, J1= 9,40 Hz, J2= 2,96 Hz, 1H); 5,00 (dd,

J1= 16,55 Hz, J2= 12,76 Hz, 2H); 7,31 (m, 5H), 7,39 (s, 1H) 13C-NMR (DMSO-d6): 22,87; 36,00; 56,85; 57,88; 65,19; 127,56; 127,71; 128,25; 136,92;

154,72; 171,81; 174,81

MS (ESI): 335,0978 [M-]

Allgemeine Synthesevorschrift zur Darstellung von 2,4-Diamino-2-methyl-

pentandisäure (+/-137a/b)

Die Dicarbonsäure +/-136a/b wird in THF (34 ml/ mmol) gelöst und mit einer Spatelspitze

Pd/C versetzt. Nun wird 16 h unter Wasserstoffatmosphäre bei RT gerührt. Das Rohprodukt

wird direkt für die GC-Analytik derivatisiert (siehe allgemeine Synthesevorschrift für

GC-Derivatisierung).

(2S,4S)/ (2R,4R)-2,4-Diamino-2-methyl-pentandisäure (+/-137a)

H2NOH

O

CO2HNH2

H2NOH

O

CO2HH2N

GC-MS-Analytik nach der entsprechenden Derivatisierung (siehe allgemeine

Synthesevorschrift)

tr = 20,9 min (GC-MS: 70 °C (2 min isothermal), 300 °C, 5 °C/min (1 min isothermal))

GC-MS (PSI): 57 (100); 114 (40); 69 (32); 351 (24); 73 (16); 101 (16); 140 (10); 154 (9); 109

(9); 87 (9); 379 (8); 238 (8); 166 (7); 424 (5); 311 (5)


133

(2R,4S)/ (2S,4R)-2,4-Diamino-2-methyl-pentandisäure (+/-137a)

H2NOH

O

CO2HH2N

H2NOH

O

CO2HH2N

GC-MS-Analytik nach der entsprechenden Derivatisierung (siehe allgemeine

Synthesevorschrift)

tr = 20,6 min (GC-MS: 70 °C (2 min isothermal), 300 °C, 5 °C/min (1 min isothermal))

GC-MS (PSI): 114 (100); 57 (80); 351 (64); 109 (30); 69 (30); 101 (28); 140 (24); 154 (24);

238 (24); 87 (23); 166 (18); 73 (16); 424 (16); 379 (16); 331 (6); 311 (5); 198 (5)


134

5.2.8. Derivatisierung der Labyrinthopeptine

Synthese von 3,6,9,12,15,18,21-Heptaoxatricosan-1,23-disäure-tert-butylester (139)

Eine 50%ige KOH-Lösung (11 ml),

Toluol

(11 ml) und Hexaethylenglycol (0,89 ml; 3,54 mmol) werden in einem Kolben vorgelegt. Bei

0 °C werden Tetrabutylammoniumhydrogensulfat (2,65 g; 7,8 mmol) und Bromessigsäure-

tert-butylester

(2,1 ml; 14 mmol) zugegeben. Nach ca. 10 min wird das Kältebad entfernt und 40 min bei RT

gerührt. Das Reaktionsgemisch wird mit 70 ml Wasser verdünnt, die Phasen werden getrennt

und die organische Phase mit ges. NH4Cl-Lösung, ges. NaHCO3-Lösung und ges. NaCl-

Lösung gewaschen. Anschließend wird die organische Phase getrocknet und das


EtOAc; 1:1 auf 0:1). Man erhält 0,8 g (Ausbeute 44 %) eines farblosen Öls.

Rf 0,51 (CHCl3:MeOH; 9:1) 1H-NMR (CDCl3): 1,46 (s, 9H); 3,63 (d, J=4,03Hz, 16H); 3,69 (m, 8H); 4,00 (s, 4H) 13C-NMR (CDCl3): 28,10; 69,04; 70,56; 70,71; 81,50; 169,66

MS (ESI): 511,3118 [MH+]; 533,2925 [MNa+]

Synthese von 3,6,9,12,15,18,21-Heptaoxatricosan-1,23-disäure (140)

Der Diester 139 (800 mg; 1,57 mmol) wird in

Dichlormethan (10 ml) gelöst und mit Trifluoressigsäure

(10 ml) versetzt. Nachdem 4 h bei RT gerührt wurde, wird das Lösungsmittel im Vakuum

entfernt. Man erhält das gewünschte Produkt in quantitativer Ausbeute.

Rf 0,43 (CHCl3:MeOH; 9:2) 1H-NMR (CDCl3): 3,63 (m, 20H); 3,71 (m, 4H); 4,14 (s, 4H), 9,12 (br.s., 2H) 13C-NMR (CDCl3): 68,86; 70,21; 70,27; 70,33; 70,39; 70,47; 71,21; 173,12

MS (ESI): 397,1699 [MH-]

OO O

OO

O

6

OO OH

OHO

O

6


135

Synthese von 3,6,9,12,15,18,21-Heptaoxatricosan-1,23-disäure-succinimidester (141)

Die Disäure (140) (100 mg; 0,251 mmol) und

HOSu (66 mg; 2,3 eq) werden in DCM (3,5 ml)

gelöst und bei 0 °C mit EDAC (110 mg; 2,3 eq)

versetzt. Nach 20 min wird das Kältebad entfernt und weiter 16 h bei RT gerührt. Nun wird

das Reaktionsgemisch mit EtOAc (20 ml) verdünnt und mit 5% HCl-Lösung (2x10 ml) und

ges. NaHCO3-Lösung (3x10 ml) gewaschen. Anschließend wird das Lösungsmittel im

Vakuum entfernt. Das gewünschte Produkt konnte nicht isoliert werden.

Die Säure (140) (60 mg; 0,15 mmol) wird in DCM (1,5 ml) gelöst und bei 0 °C mit

Oxalylchlorid (77 µl; 0,9 mmol) und einem Tropfen DMF versetzt. Noch 15 min wird das

Kältebad entfernt und 1,5 h bei RT gerührt. Anschließend wird das Lösungsmittel im Vakuum

entfernt. Der Rückstand wird in DCM (1ml) gelöst und mit Pyridin (27 µl; 0,33 mmol) und

HOSu (38 mg; 0,33 mmol) gelöst in THF (0,5 ml) bei -10 °C versetzt. Nun wird das

Reaktionsgemisch 2 h bei RT gerührt. Das gewünschte Produkt konnte nicht isoliert werden.

OO O

O6

NN

O

O

O

O

O

O


136

Pegylierung von Lab A1/2 (155/154)

In Wasser (10 ml) wird Na3PO4 (71 mg) gelöst und durch Zugabe von 5%iger HCl auf eine

pH-Wert von 7-8 eingestellt. Nun wird Labyrinthopeptin A1 bzw. A2 (10 mg) in dem Puffer

gelöst und mit einer 250 mM Me-PEG8-OSu Lösung (50 µl) versetzt. Das Reaktionsgemisch

wird 6 h bei RT geschüttelt und anschließend gefriergetrocknet. Das Rohprodukt wird mittels

präparativer HPLC (MeCN 45 % auf 51% in 12 min) gereinigt.

Peg-Lab A1 (155): 2 mg (Ausbeute 16 %)

MS (ESI): 1235,5084 [M2+2H]; 2471,0029 [M+H]

tr=4,24 min (MeCN 45 % auf 51% in 12 min)

Peg-Lab A2 (154): 5 mg (Ausbeute 42%)

MS (ESI): 1159,9723 [M2+2H]; 2318,9324 [M+H]

tr=4,27 min (MeCN 45 % auf 51% in 12 min)


137

NTCB-Spaltung von Lab A1/ A1 (156-159)

DTT (154 mg; 20 eq.) wird in einer NaHCO3-Lösung (800 mg in 100 ml Wasser) gelöst, diese

Lösung wird zum Peptid Lab A1 bzw. A2 (100 mg) gegeben. Die Reaktionslösung wird 1 h

bei 50°C geschüttelt, nun wird die Reaktionslösung mit NTCB (448 mg, 40 eq.) versetzt und

die Reaktionslösung mit 1N NaOH-Lösung auf pH 9-10 eingestellt, wobei der pH Wert im

Verlauf der Reaktion beibehalten werden muss. Nach 6 h wird die Reaktionslösung

neutralisiert und gefriergetrocknet. Das Reaktionsgemisch wird auf eine SPE C8-Säulen

(Chromabond; Macherey-Nagel) aufgetragen und mit Methanol eluiert (0 % auf 100 %

Methanol)[163].

Labyrinthopeptin A1

N-terminales Fragment (158): 15 mg (Ausbeute: 33 %)

MS (ESI): 929,5 [M+H]

C-terminales Fragment (159): Zersetzung

Labyrinthopeptin A2

N-terminales Fragment (156): 4 mg (Ausbeute 8 %)

MS (ESI): 989,5 [M+H]

C-terminales Fragment (157): 1 mg (Ausbeute 2 %)

MS (ESI): 895,4 [M+H]


138

Desulfurierung von Lab A1 /A2 (160/161)

Das Peptid Lab A1 bzw. A2 (1 mg) wird einer MeOH-Wasser-Lösung (1,3 ml; 0,64 ml)

suspendiert und mit NiCl2*6H2O (4,74 mg) versetzt. Nun wird NaBH4 (2,5 mg) zugesetzt und

3 h bei 50°C geschüttelt. Bei der Reaktion bildet sich ein schwarzer Niederschlag, der nach

der Reaktion mit TFA (30 µl) gefällt wird. Nach der Zentrifugation wird der Überstand aus

dem Reaktionsgefäß entfernt und die Lösung gefriergetrocknet. Das Rohprodukt wird auf eine

SPE C8-Säule (Chromabond ;Macherey-Nagel) aufgetragen, nun mit einer 50mmol

EDTA-Lösung gewaschen und anschließend mit Methanol eluiert (0 % auf 100 %

Methanol)[163].

Das Peptid Lab A1 /A2 (1 mg) wird in Wasser (0,5 ml) gelöst und mit einer Raney-Nickel

Suspension (0,5 ml; 50 % in Wasser) versetzt. Nun wird 16 h bei 60°C geschüttelt. Das

Rohprodukt wird auf eine SPE C8-Säule (Chromabond ;Macherey-Nagel) aufgetragen, nun

mit einer 50 mmol EDTA-Lösung gewaschen und anschließend mit Methanol eluiert

(0 % auf 100 % Methanol)[163].

Desulf-Lab A1(161): 0,44 mg (Ausbeute 44 %)

MS (ESI): 1008,4424 [M2+2H]; 2015,8732 [M+H]

Desulf-Lab A2 (160): 0,28 mg (Ausbeute 28 %)

MS (ESI): 932,3937 [M2+2H]; 1863,7787 [M+H]


139

5.3. Analytische Daten 5.3.1 NMR-Spektren ausgewählter Verbindungen rac-Cbz-α-Allylalanin-tert-butylester (130)

7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

8.394.73 3.991.00 1.00

DMSO-d6

7.51

7.35

7.34

7.32

7.31

7.30 7.

307.

29 5.70

5.70 5.

68 5.68

5.66

5.66 5.

645.

625.

075.

015.

004.

97

2.56 2.54 2.

52 2.37

2.35

2.33

2.31

1.31

1.24

180 170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20-0.15

-0.10

-0.05

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

Chloroform-d

172.73

154.52

136.65

132.

4112

8.43

127.

93

119.04

82.00

66.18

59.57

41.00

27.8

3

23.2

8


140

rac-Cbz-2-amino-4,5-dihydroxy-2-methyl-pentansäure-tert-butylester (131)

7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

0.35

0.40

0.45

0.50

9.685.03 2.03 1.05 1.05 1.000.92 0.72

Chloroform-d7.

347.

337.

327.

307.

297.

29 6.20

6.16

5.07 5.04

5.01

3.80

3.79

3.79 3.78

3.56 3.53

3.53 3.41

3.39

3.39

3.37

2.24

2.20

2.11

2.08 2.

021.

991.

981.

951.

581.

541.

441.

42

170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

Chloroform-d

173.

6717

3.16

154.

65

136.

53

128.

4712

8.04

127.

99

82.2

9

69.3

7 68.7

3

66.7

966

.34

59.4

758

.33

40.4

939

.19

27.7

324

.03


141

(2S, 4S)/ (2R, 4R)-Cbz-2-Amino-5-tert-butylsilyloxy-4-hydroxy-2-methyl-pentansäure-

tert-butylester (+/-132a)

7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5 0.0

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

9.579.20 6.114.91 1.94 1.021.01 0.99 0.890.88

Chloroform-d

7.34

7.33

7.30

7.29

7.29 7.28 6.32

5.09 5.

065.

055.

02

3.74

3.73

3.57

3.57 3.55

3.54

3.38

3.37

3.36

3.34 2.

322.

31

2.12 2.

001.

971.

961.

551.

44

0.88

0.04

150 100 50 0

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

Chloroform-d

173.

52

154.

53

136.

77

128.

4212

7.84

86.6

081

.79

68.4

067

.02

66.0

7 58.3

6

39.1

7

27.7

525

.84

23.6

6

18.2

3

-5.4

6


142

(2R, 4S)/ (2S, 4R)-Cbz-2-Amino-5-tert-butylsilyloxy-4-hydroxy-2-methyl-pentansäure-

tert-butylester (+/-132b)

8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5 0.0

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

9.609.26 6.004.77 1.80 1.000.98 0.970.68 0.67

Chloroform-d

7.37 7.

367.

347.

337.

31 7.31

7.29

7.28

6.40

5.07

3.80 3.

78

3.49

3.48 3.47

3.46 3.

383.

363.

353.

332.

661.

92 1.89

1.87 1.

841.

84

1.61

1.42

0.88

0.04

150 100 50 0

-0.4

-0.3

-0.2

-0.1

0.0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

0.7

0.8

Chloroform-d

172.90

155.48

136.80

128.

3512

8.01

127.

84

81.62

69.2

5

67.2766.19 59.61

40.70

27.8

325

.80

24.6

8

18.21

-5.4

4


143

(2S,4S)/ (2R,4R)-Cbz-4-2-Amino-4-azido-5-tert-butylsilyloxy-2-methyl-pentansäure-tert-


8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5 0.0

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

0.35

9.00 8.586.95 5.522.18 0.99 0.930.75

Chloroform-d

7.40 7.38 7.

367.

357.

357.

347.

337.

327.

317.

31

5.79 5.13

5.10

5.07

5.04 3.63

3.62

3.61

3.59

3.56

3.41

3.40

3.39

3.38

2.08

2.07 2.05

2.02 1.

951.

921.

561.

44

0.90

0.07 0.

06

150 100 50 0

0.0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

0.7

0.8

Chloroform-d

172.

57

154.

89

136.

54

128.

4512

8.05

82.3

1

66.9

566

.39 60

.58

59.1

1

36.7

2

27.7

825

.75

24.2

5

18.1

9 -5.5

5


144

(2R,4S)/ (2S,4R)-Cbz-2-Amino-4-azido-5-tert-butylsilyloxy-2-methyl-pentansäure-tert-


7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5 0.0

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

0.35

0.40

0.45

9.148.88 6.004.98 2.04 1.03 1.010.940.89 0.88

Chloroform-d

7.35

7.34

7.32

7.30

7.29 6.14

5.07

3.70 3.68

3.58 3.56

3.53

3.38

3.37 3.36

3.36

3.34

2.38

2.34 1.

911.

881.

871.

541.

48

0.90

0.06

150 100 50 0

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

0.35

Chloroform-d

172.

81

154.

30

136.

61

128.

5112

7.86

82.6

6

66.7

666

.27 60

.28

58.3

1

36.6

3

27.6

525

.78

24.4

0

18.2

0 -5.5

8


145

(2S,4S)/ (2R,4R)-Cbz-2-Amino-4-azido-5-hydroxy-2-methyl-pentansäure-tert-butylester

(+/-134a)

7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

8.725.32 2.18 1.081.04 0.92

Chloroform-d

7.36

7.35

7.34

7.33

7.33

7.32

7.31

5.78

5.13

5.10

5.07

5.04

3.61 3.60

3.56 3.

543.

513.

463.

45 3.44

3.43

2.30

2.28

2.26

2.25

2.09

2.08

2.05

2.04

1.56

1.45

180 170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

0.35

0.40

Chloroform-d

172.

63

154.

89

136.

45

128.

4912

8.10

82.8

0

66.5

665

.49

61.1

358

.98

36.4

7

27.7

824

.60


146

(2R,4S)/ (2S,4R)-Cbz-2-Amino-4-azido-5-hydroxy-2-methyl-pentansäure-tert-butylester

(+/-134b)

7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

0.35

0.40

0.45

9.135.07 1.87 1.081.070.96 0.920.91

Chloroform-d

7.36

7.35

7.33

7.32

7.31 6.16

5.05

3.69 3.66

3.55 3.54

3.51 3.40

3.39 3.38 3.37

3.37

2.50 2.46

1.96 1.94

1.93

1.90

1.53

1.48

180 170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

0.35

0.40

0.45

0.50

0.55

0.60

Chloroform-d

172.

79

154.

41

136.

45

128.

5212

7.96 82

.89

66.4

165

.73

60.9

258

.30

36.6

6

27.6

124

.46


147

(2S,4S)/ (2R,4R)-Cbz-2-Amino-4-azido-2-methyl-pentandisäure (+/-136a)

8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

0.35

5.03 3.001.93 0.930.88 0.720.67

DMSO-d67.

65

7.33

7.31

7.29

5.00

3.92 3.91

3.89

3.89 2.

53 2.53

1.95 1.93

1.91

1.89

1.37

180 170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20

-0.02

-0.01

0.00

0.01

0.02

0.03

0.04

0.05

0.06

0.07

0.08

0.09

0.10

DMSO-d6

174.

7517

1.81

154.

85

136.

98

128.

3212

7.58

65.1

7 58.2

657

.18

36.5

8

22.8

7


148

(2R,4S)/ (2S,4R)-Cbz-2-Amino-4-azido-2-methyl-pentandisäure (+/-136b)

7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

0.35

0.40

0.45

0.50

5.31 3.002.12 2.051.02

DMSO-d6

7.44

7.35

7.34

7.31 7.

317.

29

7.28

7.27

5.04

5.01

5.00

4.96 3.

933.

93 3.91

3.90

2.36 2.36

2.33

2.32

2.30

2.27

2.26

2.24

1.36

180 170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

DMSO-d6

174.

9117

1.93

154.

79

136.

97

128.

3212

7.63

65.2

3

57.9

056

.88

35.9

8

22.9

0


149

(S)-1-tert-Butyl-5-methyl-2-((E)-((1R,2R,5R)-2-hydroxy-2,6,6-

trimethylbicyclo[3.1.1]heptan-3-yliden)amino)-4-methylenpentandioat (63)

6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

0.35

12.653.00 2.671.34 1.27 1.180.91 0.900.890.86

6.17 6.16

5.63

4.42 4.40

4.39

4.38

3.72

3.00

2.98 2.75

2.73

2.71

2.62 2.62 2.58 2.57

2.41

2.41

2.05

2.03

2.02

1.98

1.96

1.96

1.54

1.51

1.43

1.41

1.29

0.97

0.95

0.93

0.92

0.77

180 170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

Chloroform-d

178.

93 170.

0416

7.29 13

6.42

128.

48

81.4

8

76.5

3

61.2

1 51.8

350

.05 38

.32

35.6

933

.30

28.3

528

.03

27.3

022

.69


150

(S)-1-tert-Butyl-5-methyl-2-amino-4-methylenpentandioat (64)

6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

0.35

9.342.98 1.051.041.00 1.00 0.98

6.22

5.63

5.63

5.63

3.75

3.58 3.57

3.56

3.55

2.73

2.73 2.69

2.68

2.51

2.51

2.49

2.49

2.47

2.45

1.43

150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30

-0.4

-0.3

-0.2

-0.1

0.0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

0.7

Chloroform-d

136.83

127.61

81.29

53.9

451

.90

37.95

28.0

0


151

(S)-1-tert-Butyl-5-methyl-2-(Boc-amino)-4-methylenpentandioat (65)

6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

0.35

0.40

0.45

0.50

0.55

0.60

6.23

5.64

5.63

5.11

5.09

4.38 4.36

4.35

4.33

3.76

2.80

2.78 2.76

2.75

2.65

2.63

2.61

2.59

1.43

1.41

170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

0.35

Chloroform-d

171.

0516

7.16

155.

16

136.

05

128.

11

82.0

879

.58

53.3

552

.03

35.2

2

28.2

627

.97


152

(2S,4S)-5-tert-Butyl-1-methyl-4-(Boc-amino)-2-hydroxy-2-(hydroxymethyl)pentandioat

(66)

6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

0.35

0.40

0.45

0.50

0.55

0.60

18.002.91 2.001.450.69

4.99

4.97

4.46 4.44

4.42 3.

813.

763.

72 3.69 3.

623.

593.

573.

54

2.14

2.13

2.10 2.

092.

072.

032.

03

1.45

180 170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20

-0.30

-0.25

-0.20

-0.15

-0.10

-0.05

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

0.35

0.40

Chloroform-d

174.63171.45

155.99

82.5380.62 76.42

68.59

52.8

9 49.8

8

37.71

28.3

127

.91


153

(2S,4R)-1-tert-Butyl-2-tert-butyl-4-azido-4-(hydroxymethyl)-5-oxopyrrolidin-1,2-

dicarboxylat (69b)

5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

0.35

0.40

0.45

0.50

9.291.16 1.00 0.990.980.98 0.97

DMSO-d6

5.63

5.61

5.60

4.52 4.51

4.50

4.49

3.74

3.73 3.

723.

70 3.70

3.60

3.59

3.57

3.56

2.67 2.64 2.63

2.61 1.78

1.77

1.75

1.74

1.43

1.42

170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20

-0.5

0.0

0.5

1.0

DMSO-d6

169.

5416

9.40 83.0

981

.88

67.1

1 62.4

2

56.08

29.6

4

27.41


154

6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5ppm

0.0

0.5

1.0

1.5

2.0

2.5

3.0

3.5

4.0

4.5

5.0

5.5

6.0

6.5

7.0

7.5

8.0

ppm


155

(S)-1-tert-Butyl-5-methyl-2-(bis-Boc-amino)-4-methylenpentandioat (70)

6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

0.35

0.40

0.45

17.623.011.01 1.000.990.98 0.97

6.18

5.53

5.07

5.05

5.04

5.03

3.74

3.15

3.14 3.11

3.11

2.86

2.83

2.83

2.80

1.46

1.44

170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20

-0.15

-0.10

-0.05

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

0.35

0.40

0.45

Chloroform-d169.13166.84

152.20

136.77

128.35

82.7281.45

57.4

8

51.8

4

32.38

27.9

4


156

(2S,4S)-5-tert-Butyl-1-methyl-4-(bis-Boc-amino)-2-hydroxy-2-


5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

18.004.09 1.841.010.84

5.08 5.07

5.06

5.05 3.

813.

743.

72 3.62

3.59

2.45 2.

41 2.39

2.38

2.37

2.34

2.33

1.50

1.42

1.41

180 170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30

0.00

0.05

0.10

0.15

Chloroform-d

174.

75

169.

41

152.

06

83.2

681

.62 76

.42

68.7

8

54.6

253

.24

33.9

9

28.0

0


157

(2R,4S)-5-tert-Butyl-1-methyl-2-azido-4-(bis-Boc-amino)-2-(hydroxymethyl)pentandioat (73)

6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

21.003.00 1.00 0.970.96 0.95

DMSO-d6

5.60 5.

595.

57

4.80 4.79

4.78

4.77

3.81

3.80 3.79

3.71

3.69

3.68 3.

65

2.41

2.40

2.37

2.37

2.00

1.98

1.97

1.94

1.44

1.35

180 170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20

-0.5

-0.4

-0.3

-0.2

-0.1

0.0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

DMSO-d6170.25168.42

151.56

82.3581.02

69.6666.92

54.5

852

.75

32.52

27.5

0


158

6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0ppm

1.0

1.5

2.0

2.5

3.0

3.5

4.0

4.5

5.0

5.5

6.0

6.5

7.0

7.5pp

m


159

(2R,4S)-5-tert-Butyl-1-methyl-2-azido-4-(bis-Boc-amino)-2-(methoxymethyl)pentandioat

(118)

5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

29.004.723.33 1.66 1.121.021.00 0.55

5.09 5.08

5.07

5.06 4.

96 4.95

4.94

4.93

3.85 3.83

3.79

3.76

3.75

3.63

3.61

3.60

3.35

2.62

2.61 2.58

2.57

2.41 2.37

2.34

2.24

2.23 2.

162.

142.

132.

10

1.50

1.41

170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

170.

70 170.

51 169.

08

152.

1215

1.64

83.0

281

.67

79.1

677

.03

68.4

567

.91

59.4

7

54.9

652

.99

33.4

433

.31

28.0

227

.85


160

(2R,4S)-4-(tert-Butoxycarbonyl)-4-(bis-Boc-amino-2-azido-2-

(methoxymethyl)butansäure (119)

5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

18.303.161.03 1.011.00 0.99

5.01 5.00

4.99

4.98 3.

80 3.78

3.69

3.66

3.40

2.68

2.68 2.65

2.64

2.30

2.27

2.26

2.24

1.52

1.43

170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30

-0.5

0.0

0.5

Chloroform-d172.88168.91

152.13

83.2281.85

76.59

68.17

59.4

6

55.0

9

33.14

28.0

027

.86


161

Boc-Leu-Phe-Ala-OMe (100)

9 8 7 6 5 4 3 2 1 0

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

0.35

0.40

0.45

0.50

0.55

0.60

8.06 6.855.19 3.031.01 1.000.91 0.780.77

DMSO-d6

8.43

8.42 7.70

7.68

7.23

7.22

7.19 7.

187.

177.

166.

856.

83

4.59 4.58 4.57

4.56

4.55 4.

28 4.26

4.25

3.87

3.61

3.02

3.01 2.

992.

97 2.80 2.78

2.77

2.74

1.35

1.28

1.26

0.82

0.80

0.78

0.76

170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20

-0.5

0.0

0.5

1.0

DMSO-d6

172.

7117

2.01

170.

81

155.

10

137.

39

129.24127.85

126.12

78.0

5

53.0452.87

51.8047.51

40.8

637

.71

28.1024.0922.77

16.81


162

H-Leu-Phe-Ala-OMe (101)

8.5 8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5

0.0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

0.7

0.8

5.995.15 3.01 2.891.101.00 1.000.99 0.920.90 0.70

DMSO-d6

8.46

8.44

7.98

7.96 7.

257.

247.

22 7.21

7.19

7.18 7.

167.

14 4.57 4.

30 4.28

4.27

4.25

3.62

3.10

3.09

3.08

3.07

3.01

3.00

2.81

2.79

2.76

1.60

1.58

1.58

1.56

1.29

1.28

1.23

1.21

0.82

0.80 0.78

0.76

180 170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20 10

-0.5

0.0

0.5

1.0

DMSO-d6

175.10172.79

170.95

137.44

129.

2812

7.85

126.

14

53.0

352

.54

51.8

147

.49

43.92

37.87

23.8

923

.13

16.8

3


163

(2S,3R)-2-Azido-3-(benzyloxy)butansäure (97)

7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0

0.0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

0.7

4.96 4.491.331.011.00 0.99

DMSO-d67.

347.

327.

307.

287.

277.

267.

25

7.24

4.62 4.

594.

414.

384.

164.

15 4.13

4.13

3.92

3.91

1.26

1.25

170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

DMSO-d6

170.

45

138.

33 128.

16

127.

03

75.5

4

70.2

5

65.3

3

16.5

5


164

2-((2S,3R)-2-Azido-3-(benzyloxy)butanamido)essigsäure-tert-butylester (98)

7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

0.35

0.40

8.934.96 3.011.010.88

Chloroform-d

7.32 7.

317.

317.

29 7.28

7.28

7.26

6.97

6.96

4.62

4.59

4.52

4.49

4.05

4.02 3.99

3.98 3.

953.

943.

873.

863.

82

1.46

1.34

1.32

170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20 10

0.0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

0.7

Chloroform-d

168.

3216

7.85

137.

63

128.

3312

7.73

82.3

7

75.5

371

.66

67.8

3

41.9

0

27.9

5

16.4

9


165

2-((2S,3R)-2-Azido-3-(benzyloxy)butanamido)essigsäure (99)

9.0 8.5 8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5

0.0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

5.13 3.52 3.001.130.94

DMSO-d6

8.60

8.58

8.57

7.33

7.32

7.28

7.27

7.26

7.25

4.60

4.57

4.50

4.47

3.96

3.95

3.93 3.80

3.78

3.74

1.22

180 170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

DMSO-d6

170.

8516

8.37

138.

38

128.

1912

7.54

75.1

570

.44

65.8

1

40.7

4 16.6

9


166

Peptid 120

8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

0.35

0.40

0.45

0.50

0.55

0.60

20.047.49 7.023.883.85 2.131.15 1.021.01 1.00

7.29 7.

277.

267.

257.

20 7.19

7.17

6.70

6.69

6.65

6.63

4.82

4.81

4.79

4.79

4.74

4.73 4.45 4.43

4.42 3.77 3.75

3.71

3.70

3.54

3.38

3.36

3.34

3.33

2.81

2.79

2.78

2.75

2.74

2.38

2.36

2.34

1.51

1.41

0.85

0.83

170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20 10

-0.02

-0.01

0.00

0.01

0.02

0.03

0.04

0.05

0.06

0.07

0.08

DMSO-d6

172.

8217

1.09

170.

7616

8.36

167.

61

151.

98 137.

53

129.

1812

7.96

126.

20

82.3

981

.10

76.5

0 69.1

2

58.7

7

53.1

351

.86

51.7

4 47.5

9

40.9

637

.58

31.6

627

.56

27.3

923

.94 22

.93

21.6

8 16.8

1


167

Peptid 121

9.0 8.5 8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

17.236.18 6.103.10 2.542.08 1.431.20 1.081.00 0.820.780.77

DMSO-d6

8.31

8.30 7.88

7.86

7.24

7.22

7.19

7.18

7.17

7.16 4.84

4.83

4.82

4.82

4.55 4.53

4.52 4.

26 4.24

4.22

4.21

3.59

3.41

3.19

3.14

3.04

3.02

2.78

2.75

2.74

2.28

1.85

1.84

1.82

1.43

1.34

1.28

1.26

0.83 0.81 0.80

0.78

150 100 50 0

-0.02

-0.01

0.00

0.01

0.02

0.03

0.04

0.05

0.06

0.07

0.08

0.09

DMSO-d6

174.

24 172.

7817

1.47

170.

7216

9.34

158.

0515

7.74

151.

92

137.

60

129.

12 127.

9812

6.19

82.2

380

.59

77.2

6 59.9

858

.63

54.8

9 51.8

251

.14 47.6

141

.21

37.3

435

.34

27.5

627

.45

24.0

4 23.0

121

.79

16.8

0


168

Peptid 122

7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

18.2911.03 6.002.85 2.762.521.04 0.850.84 0.820.67

Chloroform-d

7.32 7.

307.

287.

257.

157.

13 7.13

7.07 7.

05

5.45 5.45

5.43

5.43

4.72

4.71

4.70 4.

61 4.58

4.50

4.47

4.09 4.

054.

043.

753.

703.

51 3.48

3.30

2.99

2.98 2.97

2.95

2.95

2.92

2.68

2.66 2.11

2.11

2.07

2.07

1.48

1.45

1.43

1.39 1.38

0.81

0.79

180 170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

0.35

0.40

Chloroform-d

173.

5917

3.29

172.

8717

2.14

171.

3016

9.87

169.

08

152.

26

138.

3613

7.49

129.

17 128.

46

127.

6412

6.20

83.3

282

.99

75.6

672

.44

71.7

967

.94

60.7

059

.07

54.7

554

.33

53.5

052

.27

48.3

044

.68

39.4

436

.45

28.0

027

.74

22.9

921

.01

17.6

016

.88


169

Peptid 124

9.0 8.5 8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

9.105.32 3.99 3.14 3.04 3.001.971.02 0.980.88 0.85

DMSO-d6

8.56 8.

558.

54

7.83

7.82 7.

697.

687.

327.

307.

207.

197.

187.

167.

12 7.11

4.59

4.56

4.46

4.43

4.40

4.23

3.98

3.96

3.90

3.80

3.59

3.20

3.14 3.13 3.10

3.09

2.79

2.78

2.05

2.04

2.02 1.

511.

361.

311.

291.

201.

190.

780.

77 0.72

170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20

-0.02

-0.01

0.00

0.01

0.02

0.03

0.04

0.05

0.06

0.07

0.08

0.09

0.10

0.11

0.12

DMSO-d6

172.

5717

1.57

170.

8016

9.12

168.

75

154.

85 138.

3313

8.08

129.

0712

8.13 12

7.36

126.

03

77.7

7 75.0

7

70.3

865

.97

60.9

958

.45

52.4

951

.79

47.7

8

43.1

0

36.9

4

28.1

923

.78 22

.95

21.1

0 16.7

016

.60


170

5.3.2. MS/MS-Spektrum von Peptid 117

Lab-pep-1-9_HC

D768_S

pritze #12-69R

T:0,70-4,32A

V:58

NL:4,96E

3T:FTM

S + c E

SI Full m

s2 768,40@hcd30,00 [50,00-775,00]

100200

300400

500600

700m

/z

0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85 90 95

100

Relative Abundance

490,2665

251,1392

164,1072

120,0809

299,1720

518,2611

768,3950

221,1288327,1671

691,1157465,9588

377,1818577,2953

637,3419723,5968


171

5.3.3. LC-MS-Analytik der Peptide 122, 123 und 124 Peptid 122


172

Peptid 123


173

Peptid 123


174

5.3.4. Röntgenstrukturdaten von (2R,4S)-5-tert-Butyl-1-methyl-2-azido-4-(bis-Boc-amino)-2-(hydroxymethyl)pentandioat

Tabelle 5: Kristalldaten und Strukturerläuterung

Empirische Formel C15 H24 N4 O6 Molekulargewicht 356.38 Temperatur 150(2) K Wellenlänge 0.71073 Å Kristallsystem Orthorhombisch Raumgruppe P212121 (Nr. 19) Dimensionen der a = 6.21698(14) Å α = 90°. Elementarzelle b = 16.9747(5) Å β = 90°. c = 16.9770(4) Å γ = 90°. Volumen 1791.60(8) Å3 Z 4 Dichte (ber.) 1.321 Mg/m3 Absorptionskoeffizient 0.103 mm-1 F(000) 760 Kristallgröße 0.45 x 0.29 x 0.27 mm3 Θ-Bereich für die Datensammlung 3.39 to 25.00°. Bereich der Indizes -7<=h<=7, -19<=k<=20, -16<=l<=20 Anzahl der gemessenen Reflexe 7026 Anzahl der unabhängigen Reflexe 2829 [R(int) = 0.0217] Vollständigkeit von Θ= 25.00° 99.7 % Absorptionskorrektur Semi-empirisch Max. und min. Transmission 0.9727 und 0.9552 Finale R-Werte [I>2σ(I)] R1 = 0.0296, wR2 = 0.0635 R-Werte (alle Daten) R1 = 0.0335, wR2 = 0.0646


175

Tabelle 6: Atomkoordinaten (x 104) und äquivalente isotropen Auslenkungsparameter (Å2 x 103) (Standardabweichung der letzten Stelle in Klammer; U (eq) ist definiert als 1/3 des orthogonalisierten Uij-Tensors ). ___________________________________________________________________________ x y z U(eq) ___________________________________________________________________________ N(1) 3860(2) 2715(1) 5430(1) 24(1) N(2) 3767(2) 2919(1) 4726(1) 24(1) N(3) 3711(3) 3012(1) 4068(1) 39(1) N(4) 5435(2) 3782(1) 7109(1) 15(1) O(1) 6973(2) 3944(1) 5873(1) 26(1) O(2) 1628(2) 4601(1) 6203(1) 23(1) O(3) 2768(2) 2777(1) 8674(1) 27(1) O(4) 5741(2) 2442(1) 7966(1) 21(1) O(5) 8426(2) 4560(1) 7315(1) 27(1) O(6) 6120(2) 4250(1) 8301(1) 20(1) C(1) 3486(2) 3426(1) 7454(1) 16(1) C(2) 2452(3) 2982(1) 6755(1) 19(1) C(3) 3420(2) 3349(1) 6009(1) 17(1) C(4) 5538(3) 3722(1) 6294(1) 17(1) C(5) 2030(3) 4003(1) 5650(1) 19(1) C(6) 3962(2) 2853(1) 8120(1) 18(1) C(7) 6459(3) 1778(1) 8478(1) 22(1) C(8) 4701(3) 1160(1) 8529(1) 33(1)


176

C(9) 7087(3) 2103(1) 9280(1) 39(1) C(10) 8397(3) 1471(1) 8037(1) 37(1) C(11) 6842(2) 4238(1) 7563(1) 18(1) C(12) 7188(3) 4724(1) 8933(1) 21(1) C(13) 6840(3) 5590(1) 8754(1) 33(1) C(14) 5951(3) 4466(1) 9659(1) 28(1) C(15) 9557(3) 4511(1) 9006(1) 31(1)

Tabelle 7: Bindungslängen [Å] and Bindungswinkel [°]. _____________________________________________________ N(1)-N(2) 1.2467(19) N(1)-C(3) 1.483(2) N(2)-N(3) 1.1277(18) N(4)-C(4) 1.3882(18) N(4)-C(11) 1.399(2) N(4)-C(1) 1.4756(19) O(1)-C(4) 1.2038(18) O(2)-C(5) 1.4055(18) O(3)-C(6) 1.2038(18) O(4)-C(6) 1.3329(19) O(4)-C(7) 1.4927(18) O(5)-C(11) 1.2034(19) O(6)-C(11) 1.3311(18) O(6)-C(12) 1.4959(18) C(1)-C(6) 1.521(2) C(1)-C(2) 1.545(2) C(2)-C(3) 1.535(2) C(3)-C(5) 1.533(2) C(3)-C(4) 1.539(2) C(7)-C(10) 1.511(2) C(7)-C(8) 1.517(2) C(7)-C(9) 1.520(2) C(12)-C(13) 1.516(2) C(12)-C(14) 1.518(2) C(12)-C(15) 1.522(2) N(2)-N(1)-C(3) 115.23(14) N(3)-N(2)-N(1) 171.93(18) C(4)-N(4)-C(11) 124.10(13) C(4)-N(4)-C(1) 113.77(13) C(11)-N(4)-C(1) 121.43(12)


177

C(6)-O(4)-C(7) 121.96(12) C(11)-O(6)-C(12) 122.31(12) N(4)-C(1)-C(6) 113.42(12) N(4)-C(1)-C(2) 103.70(11) C(6)-C(1)-C(2) 109.92(12) C(3)-C(2)-C(1) 105.81(12) N(1)-C(3)-C(5) 111.44(12) N(1)-C(3)-C(2) 108.91(12) C(5)-C(3)-C(2) 113.66(13) N(1)-C(3)-C(4) 110.44(12) C(5)-C(3)-C(4) 108.08(13) C(2)-C(3)-C(4) 104.06(12) O(1)-C(4)-N(4) 127.08(15) O(1)-C(4)-C(3) 125.15(13) N(4)-C(4)-C(3) 107.71(13) O(2)-C(5)-C(3) 110.91(12) O(3)-C(6)-O(4) 127.48(14) O(3)-C(6)-C(1) 121.93(14) O(4)-C(6)-C(1) 110.47(12) O(4)-C(7)-C(10) 102.17(13) O(4)-C(7)-C(8) 109.85(13) C(10)-C(7)-C(8) 111.40(14) O(4)-C(7)-C(9) 108.87(13) C(10)-C(7)-C(9) 111.35(15) C(8)-C(7)-C(9) 112.66(15) O(5)-C(11)-O(6) 126.70(15) O(5)-C(11)-N(4) 124.81(14) O(6)-C(11)-N(4) 108.49(13) O(6)-C(12)-C(13) 108.34(12) O(6)-C(12)-C(14) 101.70(12) C(13)-C(12)-C(14) 111.70(14) O(6)-C(12)-C(15) 111.13(13) C(13)-C(12)-C(15) 112.61(15) C(14)-C(12)-C(15) 110.82(14) _____________________________________________________________


178

Tabelle 8: Anisotrope Auslenkungsparameter (Å2x 103). ___________________________________________________________________________ U11 U22 U33 U23 U13 U12 ___________________________________________________________________________ N(1) 30(1) 24(1) 18(1) -4(1) -4(1) 4(1) N(2) 19(1) 27(1) 25(1) -6(1) 5(1) 2(1) N(3) 48(1) 49(1) 20(1) -7(1) 7(1) 10(1) N(4) 15(1) 18(1) 14(1) 0(1) 1(1) -1(1) O(1) 20(1) 38(1) 19(1) 0(1) 5(1) -5(1) O(2) 24(1) 20(1) 26(1) -2(1) 6(1) 2(1) O(3) 28(1) 32(1) 21(1) 5(1) 8(1) 4(1) O(4) 19(1) 23(1) 21(1) 6(1) 2(1) 4(1) O(5) 24(1) 34(1) 24(1) -5(1) 5(1) -12(1) O(6) 20(1) 26(1) 16(1) -5(1) 2(1) -5(1) C(1) 13(1) 19(1) 17(1) 2(1) 1(1) 0(1) C(2) 20(1) 19(1) 19(1) 2(1) -2(1) -3(1) C(3) 19(1) 17(1) 15(1) -2(1) -1(1) 0(1) C(4) 18(1) 17(1) 17(1) 2(1) -1(1) 3(1) C(5) 19(1) 21(1) 18(1) -1(1) 1(1) -1(1) C(6) 18(1) 18(1) 17(1) -3(1) -3(1) -1(1) C(7) 23(1) 20(1) 23(1) 9(1) -2(1) 1(1) C(8) 33(1) 24(1) 43(1) 9(1) -4(1) -3(1) C(9) 49(1) 38(1) 30(1) 4(1) -16(1) 5(1) C(10) 30(1) 32(1) 48(1) 15(1) 7(1) 8(1) C(11) 17(1) 17(1) 20(1) -1(1) 0(1) 2(1) C(12) 22(1) 23(1) 17(1) -7(1) -2(1) -3(1) C(13) 42(1) 26(1) 31(1) -6(1) -1(1) -1(1) C(14) 29(1) 34(1) 21(1) -8(1) 1(1) -1(1) C(15) 23(1) 44(1) 28(1) -6(1) -6(1) 1(1)


179

Tabelle 9: Wasserstoffkoordinaten ( x 104) und isotrope Auslenkungsparameter (Å2x 103). ___________________________________________________________________________ x y z U(eq) ___________________________________________________________________________ H(2) 579 4472 6487 35 H(1) 2493 3849 7643 20 H(2A) 2791 2413 6782 23 H(2B) 870 3048 6761 23 H(5A) 2775 4230 5187 23 H(5B) 647 3777 5468 23 H(8A) 4194 1032 7998 50 H(8B) 3502 1366 8842 50 H(8C) 5272 684 8780 50 H(9A) 8165 2519 9213 58 H(9B) 7689 1679 9604 58 H(9C) 5812 2321 9540 58 H(10A) 7959 1299 7510 55 H(10B) 9017 1025 8325 55 H(10C) 9473 1891 7991 55 H(13A) 5309 5686 8655 49 H(13B) 7676 5737 8287 49 H(13C) 7311 5907 9205 49 H(14A) 4414 4568 9581 42 H(14B) 6462 4763 10118 42 H(14C) 6178 3902 9748 42 H(15A) 9722 3938 8980 47 H(15B) 10111 4703 9512 47 H(15C) 10364 4756 8575 47 _________________________________________________________________________

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180

6. Anhang

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Anhang

185

6.2. Abkürzungsverzeichnis

Abu Aminobuttersäure

Ac Acetyl

ACE Angiotensin converting enzyme

AcSH Thioessigsäure

AD asymmetrische Dihydroxylierung

Ala Alanin

All Allyl

äq Äquivalent

Arg Arginin

Asn Asparagin

Asp Asparaginsäure

ATP Adenosintriphosphat

AviCys Aminovinylcystein

AviMeCys Aminovinyl-3-Methylcystein

Bn Benzyl

Boc tert-Butoxycarbonyl

Bu Butyl

Cbz Benzyloxycarbonyl

COSY Correlation spectroscopy; Korrelationspektroskopie

Cys Cystein

d Duplett

DABCO 1,4-Diazabicyclo[2.2.2]octan

DNA Deoxyribonucleic acid; Desoxyribonukleinsäure

DBU 1,8-Diazabicyclo[5.4.0]undec-7-en

DC Dünnschichtchromatographie

DCM Dichlormethan

dd Duplett von Duplett

de diastereomeric excess; Diastereomerenüberschuss

DEAD Diazendicarbonsäurediethylester

DEPBT 3-(Diethoxyphosphoryloxy)-1,2,3-benzotriazin-4(3H)-on

Dha Didehydroalanin

Anhang

186

Dhb Didehydrobutyrin

DIPEA N,N-Diisopropyl-N-ethylamin

DMAP 4-Dimethylaminopyridin

DMF N,N-Dimethylformamid

DMSO Dimethylsulfoxid

Dpm Diphenylmethyl

DPPA Diphenylphosphorylazid

dt Duplett von Triplett

DTT Dithiothreitol (1,4-Dimercapto-2,3-butandiol)

EDAC

1-Ethyl-3-(3-dimethylaminopropyl)carbodiimid

Hydrochlorid

ee enantiomeric excess; Enatiomerenüberschuss

EI Elektronenstoßionisation

ESI Elektronensprayionisation

Et Ethyl

EtOAc Ethylacetat

Fmoc Fluorenylmethoxycarbonyl

GC Gaschromatographie

GC-MS Gaschromatographie-Massenspektrometrie

Gln Glutamin

Glu Glutaminsäure

Gly Glycin

GTP Guanosintriphosphat

HATU O-(7-Azabenzotriazol-1-yl)-N,N,N´,N´-

tetramethyluroniumhexafluorophosphat

Hex Hexan

HILIC Hydrophile Interaktionschromatographie

His Histidin

HOAt 1-Hydroxy-7-azabenzotriazol

HOBt N-Hydroxybenzotriazol

HOSu N-Hydroxysuccinimid

HPLC high-performance liquid chromatography;

Hochleistungs-Flüssigkeitschromatographie

Ile Isoleucin

Anhang

187

IPDMS Isopropyldimethylsilyl

J Kopplungskonstante (NMR)

kb Kilobasen

KHMDS Kaliumhexamethyldisilizan

Lab Labyrinthopeptin

Lan Lanthionin

LC-MS liquid chromatography mass spectrometry

Flüssigkeitschromatograhie-Massenspektometrie

LDA Lithiumdiisopropylamid

Leu Leucin

Lys Lysin

m Multiplett

MAH N-(2-Mercaptoethyl)-aminomethyl-Harz

Me Methyl

MeCys 3-Methylcystein

MeLan β-Methyllanthionin

MeOH Methanol

Met Methionin

MOM Methoxymethyl

MOMCl Methoxymethylchlorid

MRSA Methicilin-resistenter Staphylococus aureus

MS Massenspektrometrie

Ms Methylsulfonyl

MsCl Methylsulfonylchlorid

NMR nuclear magnetic resonance; Kernspinresonanz

NTCB 2-Nitro-5-thiocyanatobenzoesäure

pb polymer bond; Polymer gebunden

PEG Polyethylenglykol

Pen Pentan

Ph Phenyl

Phe Phenylalanin

ppm parts per millon

Pro Prolin

PrOH Propanol

Anhang

188

pTos para-Toluolsulfonsäure

PWT Paw Withdrawal Threhold

q Quartett

Rf Retentionsfaktor

RT Raumtemperatur

s Singulett

Ser Serin

SNI spared nerve injury; neurophatisches Schmerzmodell

SPPS solid phase peptid synthesis; Festphasenpeptidsynthese

Su Succinimidyl

t Triplett

TBAF Tetrabutylammoniumfluorid

TBDMS tert-Butyldimethylsilyl

TBDMSCl tert-Butyldimethylsilylchlorid

tBu tert-Butyl

TBTA tert-Butyl-Acetimidat

td Triplett von Duptett

TEA Triethylamin

TEMPO 2,2,6,6-Tetramethyl-piperidin-1-oxyl

TES Triethylsilan

TFA Trifluoressigsäure

THF Tetrahydrofuran

THP Tetrahydropyranyl

Thr Threonin

Tmb Trimethoxybenzyl

Trp Tryptophan

Tyr Tyrosin

UV Ultraviolett

Val Valin

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