Tierärztliche Hochschule Hannover · Rasse des Tieres (DEPNER et al. 1997a; DEPNER et al. 1997b)....

Tierärztliche Hochschule Hannover

Anwendung der Infrarotthermographie zur nicht-invasiven Detektionfieberhafter Tiere in Schweinegruppen – Einschätzung derAnwendbarkeit im Tierseuchenkrisenfall am Beispiel der

Klassischen Schweinepest

INAUGURAL – DISSERTATION

zur Erlangung des Grades einer Doktorin der Veterinärmedizin

- Doctor medicinae veterinariae -

(Dr. med. vet.)

vorgelegt von

Hanna Gerß

Köln

Hannover 2014

Wissenschaftliche Betreuung: Prof. Dr. Volker Moennig, Institut für Virologie,

Zentrum für Infektionsmedizin

1. Gutachter: Prof. Dr. Volker Moennig

2. Gutachter: Prof. Dr. Elisabeth große Beilage

Tag der mündlichen Prüfung: 08.04.2014

Meiner Familie in Dankbarkeit

Inhaltsverzeichnis

1 EINLEITUNG ....................................................................................................... 1

2 LITERATURÜBERSICHT ................................................................................... 3

2.1 Das Virus der Klassischen Schweinepest ................................................... 3

2.1.1 Taxonomie.................................................................................................... 3

2.1.2 Charakterisierung des Virus ......................................................................... 3

2.1.3 Übertragungswege und Epidemiologie ......................................................... 4

2.1.4 Verlaufsformen ............................................................................................. 6

2.1.5 Diagnostik..................................................................................................... 9

2.1.6 Verbreitung der Klassischen Schweinepest ............................................... 11

2.1.7 Epidemiologie und Bekämpfungsstrategien in der Europäischen Union .... 13

2.2 Infrarotthermographie ................................................................................. 17

2.2.1 Methodik, physikalische Grundlagen, Funktionsprinzip der Infrarotkamera 20

2.2.2 Anwendung ................................................................................................ 24

2.2.2.1 Einsatz in der Human- und Veterinärmedizin ........................................ 24

3 MATERIAL UND METHODEN .......................................................................... 30

3.1 Infrarotthermographie ................................................................................. 303.1.1 Technische Daten ...................................................................................... 30

3.2 Kalibrierung für den praktischen Einsatz .................................................. 313.2.1 Bestimmung des Transmissionsgrades ...................................................... 31

3.2.2 Ermittlung des Emissionsgrades von Schweinehaut .................................. 33

3.3 Tierversuche unter standardisierten Bedingungen .................................. 363.3.1 Tiere, Haltungsbedingungen und tägliche Aufzeichnungen ....................... 36

3.3.2 Methodik im Stall ........................................................................................ 41

3.3.3 Methodik der Auswertung ........................................................................... 42

3.4 Betriebsbesuche kommerzieller Schweinebestände ................................ 48

3.5 Statistik ......................................................................................................... 50

4 ERGEBNISSE ................................................................................................... 53

4.1 Physikalische Parameter ............................................................................. 53

4.1.1 Transmissionsgrad ..................................................................................... 53

4.1.2 Emissionsgrad ............................................................................................ 54

4.2 Auswertung der Infrarot-Bilder ................................................................... 554.2.1 Einzeltierauswertung .................................................................................. 55

4.2.2 Gruppenauswertung ................................................................................... 66

5 DISKUSSION .................................................................................................... 69

6 ZUSAMMENFASSUNG .................................................................................... 82

6.1 Zusammenfassung………………………………………………………………..82

6.2 Summary……………………………………………………………………………84

7 LITERATURVERZEICHNIS .............................................................................. 86

8 ANHANG ..........................................................................................................107

8.1 Tabellen und Abbildungen .........................................................................107

8.2 Abbildungsverzeichnis ...............................................................................109

8.3 Tabellenverzeichnis ....................................................................................110

9 DANKSAGUNG ....................................................................................................

Abkürzungsverzeichnis


AK Antikörper

BDV Border Disease Virus

BHZP Bundeshybridzucht Programm

BMELV Bundesministerium für Ernährung, Landwirtschaft und

Verbraucherschutz

BRD Bovine Respiratory Disease

BVDV Bovines Virusdiarrhoe-Virus

bzw. beziehungsweise

°C Grad Celsius

ca. circa

CDSS Clinical Decision Support System

cm Zentimeter

CSF Classical swine fever

d.h. das heißt

DNA Deoxyribonucleic acid , Desoxyribonukleinsäure

EDTA Ethylendiamintetraessigsäure

ELISA Enzyme linked immunosorbent assay

EMMA Emissionsgrad-Meßanlage

ESP Europäische Schweinepest

et al. et alii, und andere

etc. et cetera, und so weiter

EU Europäische Union

EURL europäisches Referenzlabor


evtl. eventuell

FAT Fluoreszenzantikörpertest

FLI Friedrich-Loeffler-Institut

FPA focal plane array

FTIR- Fourier-Transformations-IR-

ggf. gegebenenfalls

ggr. geringgradig

HRP High Risk Period

Hz Hertz

IF Immunfluoreszenz

inkl. inklusive

IR Infrarot

IRT Infrarot Thermographie

K Kelvin

kb Kilobasen

KID50 Kulturinfektiöse Dosis 50 %

konz. konzentriert

KSP Klassische Schweinepest

KSPV Klassisches Schweinepest Virus

km Kilometer

LCD Liquid Crystal Display

LDPE Low Density Polyethylen

m Meter

min Minute


µm Mikrometer

µmK Mikrometer x Kelvin

mRad Millirad

nm Nanometer

NPV negativer prädiktiver Wert

o.ä. oder ähnliches

OIE Office International des Epizooties , internationales Tierseuchenamt

PCR Polymerase Chain Reaction , Polymerasekettenreaktion

PE Polyethylen

p.i. post infectionem , nach der Infektion

PLA Peroxidase Linked Assay

PPV positiver prädiktiver Wert

RNA Ribonucleic acid , Ribonukleinsäure

RT reverse transcription

SARS Severe acute respiratory syndrome

TRACES Trade Control and Expert System

TSBH Tierseuchenbekämpfungshandbuch

TSN Tierseuchennachrichtensystem

u.a. unter anderem

USA United States of America

usw. und so weiter

WAHID World Animal Health Information Database

z.B. zum Beispiel

ZAE Zentrum für angewandte Energietechnik


ZNS Zentrales Nervensystem

z.T. zum Teil

Einleitung 1

1 Einleitung

Die Klassische Schweinepest (KSP), auch Europäische Schweinepest (ESP) oder

Classical Swine Fever (CSF) genannt, ist eine weltweit vorkommende Tierseuche mit

großer wirtschaftlicher Relevanz. Hervorgerufen wird die Erkrankung durch ein

behülltes RNA-Virus aus der Familie der Flaviviridae. Unter natürlichen Bedingungen

werden hauptsächlich Tiere der Gattung Schwein (Sus) infiziert. Die am häufigsten

auftretenden klinischen Symptome wie Fieber, Inappetenz, Apathie, Diarrhoe,

Atemwegsinfekte und Kümmern sind sehr unspezifisch. Charakteristischere

Symptome wie Blutungen in Haut und Schleimhäuten sowie zentralnervöse

Störungen treten eher selten in Erscheinung. Die sehr unterschiedliche Ausprägung

dieser Krankheitsanzeichen, aber auch die allgemeine Furcht vor der Diagnose,

erschweren die zeitnahe Bekämpfung. Die Infektion eines Bestandes bleibt

möglicherweise lange unentdeckt, es kommt zu einer unbemerkten

Weiterverbreitung des Virus und damit zu erheblichen wirtschaftlichen Verlusten.

Da Fieber eines der ersten zweifelsfrei feststellbaren klinischen Symptome bei

infizierten Schweinen ist, wurde gesetzlich festgelegt, dass die rektale

Körpertemperatur der Tiere als Entscheidungshilfe für das weitere Vorgehen bei

ungeklärten Krankheitszuständen, wie z.B. dem Verdacht oder Ausschluss von KSP,

im Tierseuchenkrisenfall heranzuziehen ist. Die rektale Körpertemperaturmessung

einzelner Tiere führt jedoch häufig zu erheblichem Stress der gesamten Gruppe,

damit zu einer Erhöhung der Körpertemperatur und folglich zu einer Verfälschung der

Messwerte. Außerdem stellt sie einen nicht unerheblichen Zeit- und Arbeitsaufwand

dar. Deshalb wurden Versuche unternommen, andere, stressfreiere Methoden zur

Erhebung der Körpertemperatur zu finden. Eine Möglichkeit, die bereits sowohl in der

Human- als auch in der Veterinärmedizin eingesetzt wird, ist die

Infrarotthermographie. Diese Methode beruht auf der Messung und Visualisierung

der von einem Objekt abgestrahlten thermischen Energie anhand einer Kamera.

Einleitung 2

Dabei kommt es zu einer Umwandlung dieser thermischen Energie in elektrische

Signale (Bilder und Temperaturdaten).

Im Rahmen dieser Arbeit sollte geprüft werden, ob mit Hilfe der

Infrarotthermographie fieberhafte Tiere in einer Gruppe von Schweinen stressarm

und nicht-invasiv detektiert werden können. Des Weiteren sollte die Anwendbarkeit

dieser Methode zur gezielten und risikoorientierten Beprobung im

Tierseuchenkrisenfall bewertet werden.

Literaturübersicht 3

2 Literaturübersicht

2.1 Das Virus der Klassischen Schweinepest

2.1.1 Taxonomie

Das Virus der Klassischen Schweinepest (KSPV) gehört zur Familie der Flaviviridae

und wird zusammen mit dem Border Disease Virus (BDV) der Schafe und dem

Bovinen Virusdiarrhoe-Virus (BVDV) der Rinder dem Genus Pestivirus zugeordnet.

Neben den Pestiviren beinhaltet die Familie der Flaviviridae außerdem die Genera

Flavivirus und Hepacivirus. Das Genus Flavivirus enthält humanpathogene Erreger

wie das Dengue-Virus, das Virus der Frühsommer-Meningoenzephalitis und das

Gelbfieber-Virus. Veterinärmedizinisch relevante Erreger dieser Gruppe sind das

Louping-ill-Virus der Schafe und das Meningoenzephalitis-Virus der Pute. Im Genus

Hepacivirus wird das Virus der Hepatitis C eingeordnet (MAYR 2006, S. 142). Vor

einiger Zeit wurde eine neue Gattung der Familie der Flaviviridae zugeordnet, die

Pegiviren. Dieses Genus besteht aus dem Pegivirus A das bei Affen und dem

Menschen vorkommt und dem Pegivirus B, welches bei Fledermäusen gefunden

wurde (STAPELTON et al. 2012).

2.1.2 Charakterisierung des Virus

Das KSPV ist ein sphärisches, behülltes RNA Virus mit einer Gesamtgröße von 40-

60 nm und einem hexagonalen elektronendichten Kern von 30 nm Durchmesser

(MOENNIG 1992). Das Genom besitzt eine Größe von ca. 12,3 kb und ist

einzelsträngig mit positiver Polarität (MOENNIG 2000). Das Virus ist serologisch

einheitlich, es konnten jedoch verschiedene Genotypen nachgewiesen werden

(MOENNIG et al. 2003). Nach MITTELHOLZER et al. (2000) können KSPV-Isolate in

hoch-, moderat- und niedrig- bzw. avirulente Stämme eingeteilt werden.


Innerhalb der Pestiviren besteht eine enge Antigenverwandtschaft mit daraus

resultierenden Kreuzreaktivitäten. Schweine können mit BVDV und BDV infiziert

werden, erkranken jedoch selten klinisch (DAHLE et al. 1987; PATON u. DONE

1994). Es konnte experimentell gezeigt werden, dass das Wirtsspektrum des KSPV

nicht so spezifisch ist wie lange Zeit angenommen, wobei die Relevanz unter

Feldbedingungen unklar bleibt. Infektionen von Peccaries, Rindern, Schafen, Ziegen

und Hirschen mit KSPV waren möglich und führten zu einem subklinischen

Krankheitsbild. Auch das Kaninchen ist für dieses Virus empfänglich und wurde zur

Herstellung einer lapinisierten C-Stamm Vakzine genutzt (LIESS 1981; DAHLE u.

LIESS 1992).

Die Tenazität des KSPV ist sehr variabel und wird von vielen Faktoren beeinflusst.

Dies sind z. B. die Umgebungstemperatur, die relative Luftfeuchtigkeit, der pH –

Wert, die Anwesenheit von organischem Material (Protein) oder bestimmten

Chemikalien (EDWARDS 2000). Eine sichere Virusinaktivierung erfolgt durch

Hitzebehandlung, wobei über Temperatur und Zeitdauer sehr unterschiedliche

Angaben bestehen (LIESS 1981; DEPNER et al. 1992). Der Einfluss des PH Wertes

ist Temperaturabhängig (DEPNER et al. 1992). Organische Lösungsmittel wie Äther

und Chloroform oder Detergenzien, aber auch ultraviolette Bestrahlung sind

ebenfalls probate Mittel, um das Virus zu inaktivieren (LIESS 1981). Ferner wird das

Virus bei der Verwendung von Formaldehyd inaktiviert (EDWARDS 2000).

2.1.3 Übertragungswege und Epidemiologie

Die Übertragung dieser hoch ansteckenden Tierseuche kann sowohl direkt als auch

indirekt erfolgen. Die direkte Übertragung findet durch infizierte Tiere wie z.B.

Wildschweine (FRITZEMEIER et al. 2000) und zugekaufte Hausschweine statt. Bei

der indirekten Übertragung erfolgt die Virusverbreitung über belebte und unbelebte

Vektoren. Belebte Vektoren können andere, auf dem Hof frei umherlaufende Tiere

wie Hunde, Katzen, Vögel, Schadnager und Insekten sein, wobei ausschließlich von

einer geringen Wahrscheinlichkeit der mechanischen Übertragung ausgegangen wird


(STEWART et al. 1975; DEWULF et al. 2001; KADEN et al. 2003). Unter unbelebten

Vektoren versteht man Futtermittel (KADEN et al. 1992), Einstreu und Arbeitsgeräte,

aber auch Kleidung und Schuhe (RIBBENS et al. 2007) sowie Transportfahrzeuge

(STEGEMAN et al. 2002), welche Kontakt mit Sekreten bzw. Exkreten infizierter

Tiere hatten. Auch die Luft kann potentieller Überträger sein, wenn auch nur über

kurze Distanzen (FRITZEMEIER et al. 2000; GONZALEZ et al. 2001; RIBBENS et al.

2004). Die Fütterung von infiziertem, ungenügend erhitztem Küchen- und

Schlachtabfall stellt eine nicht zu unterschätzende Gefahr dar, welche trotz EU-

weiten Verbots auch heutzutage nicht an Bedeutung verloren hat (FRITZEMEIER et

al. 2000; MOENNIG 2000; KIM et al. 2008). Der Import von Lebensmitteln und

Trophäen aus endemischen Regionen, Wildschweinwanderungen sowie die

Übertragung durch Jäger stellen ein weiteres Risiko dar, zumal die Populationsdichte

des Schwarzwildes in Europa in den letzten Jahren kontinuierlich zugenommen hat

(PATON u. GREISER-WILKE 2003).

Im Verlauf der Erkrankung wird das Virus über alle Ex– und Sekrete ausgeschieden.

Die oronasale Aufnahme ist unter natürlichen Bedingungen der häufigste

Infektionsweg (MOENNIG u. PLAGEMANN 1992; MOENNIG et al. 2003).

WEESENDORP et al. (2011) fanden in ihren Untersuchungen heraus, dass ein

Zusammenhang zwischen der Virulenz eines KSPV Stammes, der Quantität der

Virusausscheidung und der möglichen Infektion von empfänglichen Tieren besteht.

Die Übertragung durch Blut bildet eine Ausnahme, hier ist die Virulenz nicht relevant,

da Blut immer hoch infektiös ist. In Bezug auf die Tierseuchenbekämpfung ist es

nach diesen Untersuchungen von Vorteil den involvierten KSPV Stamm zu kennen,

um spezifische Maßnahmen einleiten zu können.

Des Weiteren kann auch bei der künstlichen Besamung über infiziertes Ebersperma

das Virus weiter getragen werden (DE SMIT et al. 1999; FLOEGEL et al. 2000). Bei

tragenden Sauen überwindet das Virus die Plazentaschranke und infiziert die Feten

(PLATEAU et al. 1980). Auf diesem Wege können subklinisch infizierte Sauen

immuntolerante persistierende Virämiker zur Welt bringen, die im weiteren Verlauf

der Virusausbreitung eine wichtige Infektionsquelle darstellen (LIESS 1984). Auch


andere Eintrittspforten wie Verletzungen und die iatrogene Übertragung sollten nicht

unerwähnt bleiben.

2.1.4 Verlaufsformen

Die KSP geht mit einer Vielzahl von Symptomen einher, welche ein sehr variables

klinisches Bild darstellen. Die Ausprägung dieser Symptome ist in hohem Maße

abhängig von Wirtsfaktoren wie dem Alter, der Kondition und Konstitution, sowie der

Rasse des Tieres (DEPNER et al. 1997a; DEPNER et al. 1997b). Auch die Virulenz

des Virusstammes beeinflusst in gewissem Maße den Verlauf der Erkrankung

(MOENNIG 2000; ENTSCHEIDUNG 2002/106/EG). Die Infektionsdosis scheint

jedoch eine untergeordnete Rolle zu spielen (DEPNER et al. 1997a). Ferner sind

Umwelt- bzw. Haltungsbedingungen von Bedeutung. Das Vorhandensein von

Sekundärerregern kann das klinische Erscheinungsbild erheblich prägen und somit

die Diagnose erschweren. Die Inkubationszeit beträgt ca. sieben bis zehn Tage,

wobei unter Feldbedingungen in einer Herde ein Zeitraum von zwei bis vier Wochen

vergehen kann, bis die ersten Symptome auffällig werden. Dies ist darin begründet,

dass die unterschiedlichen Verlaufsformen alle zeitgleich auftreten können. Bei der

KSP werden im Allgemeinen drei Formen unterschieden: die akute, die chronische

und die pränatale Infektion (ENTSCHEIDUNG 2002/106/EG).

Akute Verlaufsform:

Diese Form der Klassischen Schweinepest betrifft häufig Tiere im Alter bis zu 12

Wochen, d.h. vor allem Absetzferkel und junge Mastschweine. Die Morbidität ist hoch

und die Erkrankung verläuft meist letal. Die Tiere bekommen hohes Fieber (> 40°C),

sind lethargisch, inappetent und leiden unter Erbrechen und Durchfall bzw.

Verstopfung. Konjunktividen und geschwollene Lymphknoten sind weitere

Anzeichen. Es kommt zu „Schweinehaufenbildung“, d.h. die Tiere suchen die

wärmende Nähe der Artgenossen. Des Weiteren sind ZNS Störungen wie


Hinterhandschwäche, Koordinationsschwierigkeiten und Lähmungen, aber auch

Krämpfe zu beobachten. Die Hautblutungen treten, wenn überhaupt, erst im späteren

Verlauf der Erkrankung, ca. zwei bis drei Wochen post infectionem (p.i.) an Ohren,

Schwanz, Bauch und Gliedmaßen auf. Eine schwere Leukopenie und daraus

folgende Immunsuppression können Wegbereiter für Sekundärerreger des

Respirations- oder Gastrointestinaltraktes sein und dadurch zu schwerwiegenden

Symptomen führen, die die ggf. vorhandenen KSP-typischeren Symptome verdecken

(MOENNIG et al. 2003). Die betroffenen Tiere versterben meist zwei bis drei Wochen

p.i.. Antikörper sind ab der zweiten Woche p.i. nachweisbar (MOENNIG 2000).

Hämatologisch ist neben der Leukopenie, auch eine schwere Thrombozytopenie zu

beobachten (MOENNIG u. PLAGEMANN 1992). Abgesehen von dieser typischen

akuten Verlaufsform können auch perakute und subakute bzw. transiente Formen

auftreten. Perakute Verläufe sind bei jungen Ferkeln zu beobachten, welche nach

einer kurzen, sehr heftigen Fieberphase innerhalb weniger Tage versterben.

Postmortal sind in der Regel ausschließlich Schocksymptome zu diagnostizieren

(BLOME 2006). Beim transienten Verlauf kann eine vollständige Rekonvaleszenz

eines infizierten Tieres mit zeitgleicher Antikörperproduktion ab der zweiten Woche

p.i. beobachtet werden (DEPNER et al. 1997a). Bei überlebenden Tieren ist eine

lebenslange, belastbare Immunität die Folge. Mit zunehmendem Alter der Tiere, d.h.

bei Zuchttieren und Endmastschweinen, können die klinischen Symptome weniger

stark ausgeprägt sein. In diesen Fällen bestehen nur mäßige Temperaturerhöhungen

(39,5°C) oder es sind keine sichtbaren Symptome vorhanden (ENTSCHEIDUNG

2002/106/EG; MOENNIG et al. 2003). Da in diesem Fall keine klinischen Symptome

auf eine KSPV-Infektion hinweisen, und ein Virus- bzw. Antikörpernachweis lediglich

zeitweilig möglich ist, wurde in diesem Zusammenhang der Begriff der atypischen

Verlaufsform geprägt (DEPNER et al. 1997a; BLOME 2006).

Chronische Verlaufsform:

Ein chronischer Verlauf dieser Erkrankung entwickelt sich immer dann, wenn der

Organismus nicht in der Lage ist, eine adäquate und effektive Immunantwort gegen


die Infektion auszubilden. Als chronisch bezeichnet man eine nach der vierten

Woche p.i. noch fortdauernde Infektion, die immer mit dem Tod des Tieres endet (im

Vergleich zur akut–transienten Infektion). Die ersten Symptome ähneln denen der

akuten Form, im weiteren Verlauf werden dann verstärkt unspezifische Symptome

wie intermittierendes Fieber, chronische Enteritis und Kümmern sowie symptomlose

Phasen beobachtet. Die Tiere haben in der Regel eine Überlebenserwartung von

zwei bis drei Monaten. Die Virusausscheidung besteht kontinuierlich vom Ausbruch

der klinischen Symptome bis zum Tod. Antikörper können in Serumproben zeitweise

vorhanden sein, sind aber nicht in der Lage, das Virus zu eliminieren

(ENTSCHEIDUNG 2002/106/EG; MOENNIG et al. 2003).

Pränatale Infektion :

Bei der pränatalen Übertragung wird die tragende Sau infiziert und erkrankt mild bzw.

subklinisch. Das Virus ist in Folge der Virämie in der Lage, diaplazentar die Früchte

zu infizieren. Die Art und Ausprägung der Symptome der Feten ist abhängig vom

Trächtigkeitsstadium zum Infektionszeitpunkt, Alter und Immunstatus des

Muttertieres sowie der Virulenz des KSPV-Stammes (MEYER et al. 1980). In der

frühen Phase der Trächtigkeit kommt es zum Umrauschen, zu Aborten bzw.

Totgeburten, aber auch zu Mumifikationen und Missbildungen. Infektionen zwischen

dem 50. – 70. Trächtigkeitstag führen zur Geburt persistent virämischer Ferkel, die

zum Teil post partum klinisch unauffällig sind und mehrere Monate überleben

können, bevor sie dann aufgrund von Auszehrung und Kümmern verenden. Es

werden auch Ferkel mit allgemeiner Lebensschwäche oder kongenitalem Tremor

geboren. Sie alle sind immuntolerant und scheiden konstant große Virusmengen aus

(MOENNIG et al. 2003). Nach dem 87. Trächtigkeitstag infizierte Ferkel werden in

der Regel nicht virämisch geboren (MEYER et al. 1981). Innerhalb eines Wurfes sind

erhebliche Unterschiede in der Ausprägung der Symptome möglich (FREY et al.

1980).


2.1.5 Diagnostik

Durch die Entscheidung 2002/106/EG der Kommission vom 1. Februar 2002 zur

Genehmigung eines Diagnosehandbuchs mit Diagnosemethoden,

Probennahmeverfahren und Kriterien für die Auswertung von Laboruntersuchungen

zur Bestätigung der Klassischen Schweinepest wird die Einheitlichkeit der

Diagnoseverfahren in der EU gewährleistet.

Kriterien, die zur klinischen Untersuchung für die Erkennung KSP-verdächtiger

Betriebe herangezogen werden, sind:

- Fieber mit erhöhter Morbidität bzw. Mortalität

- Fieber mit hämorrhagischem Syndrom oder neurologischen Symptomen

- therapieresistentes Fieber

- Aborte und zunehmende Fruchtbarkeitsstörungen

- chronisch kranke Tiere

- kongenitaler Tremor bei Ferkeln und Kümmern

- KSP-typische pathologische Befunde wie petechiale Blutungen und Infarkte in

Organen sowie diphteroide Ulzera (Button ulcer) vor allem nahe der

Ileocaecalklappe

- epidemiologischer Nachweis von direkten und indirekten Kontakten zu

infizierten Haus- und Wildschweinen bzw. infizierten Materialien

- serologisch positive Befunde

Zudem sind Kontrollen und Stichprobenuntersuchungen vorgeschrieben. Bei den

Untersuchungen kommt es zur Überprüfung der Produktionsbücher und den

tiergesundheitlichen Aufzeichnungen. Außerdem wird jede Untereinheit des

Betriebes zur Auswahl der klinisch zu untersuchenden Tiere begutachtet. Die

Messung der Körpertemperatur wird vorzugsweise bei kranken Tieren oder

anorektischen Tieren, vor kurzem genesenen Tieren oder Tieren, die in irgendeiner

Weise Kontakt zum KSPV gehabt haben könnten, durchgeführt.

Sind diese Tiere in einem Betrieb nicht vorhanden, sind mindestens so viele

Schweine zu untersuchen, dass mit einer Nachweissicherheit von 95% eine


Fieberprävalenz von 10% (Sauen 5%; Schlachttiere 20%) festgestellt werden kann.

Dies geschieht nach dem Zufallsprinzip aus den verdächtigen Untereinheiten. Eber

werden alle untersucht. Für serologische Untersuchungen gilt ein ähnlicher

Untersuchungsschlüssel. Je nach Seuchenlage werden einige Tiere

pathomorphologisch untersucht und Organproben entnommen.

Ein Ausbruch der Schweinepest liegt vor, wenn diese durch virologische

Untersuchungen (Virus- oder Antigennachweis), im Falle von Sekundärausbrüchen

durch klinische und pathologisch-anatomische Untersuchungen oder durch

serologische Untersuchungen (Antikörpernachweis) in Verbindung mit

epizootiologischen Anhaltspunkten festgestellt worden ist.

Die amtlichen Untersuchungen der Landesuntersuchungsämter werden in

Deutschland im Nationalen Referenzlabor für Klassische Schweinepest im FLI auf

der Insel Riems bestätigt und koordiniert.

Die Laboratoriumsdiagnose der KSP ist dabei EU-weit verbindlich und standardisiert.

Der direkte Erregernachweis ist in all jenen Fällen gefordert, in denen ein KSPV

Infektionsverdacht bei akuten Krankheits- oder Todesfällen geäußert wird. Der

Nachweis kann an lebenden oder verendeten Tieren erfolgen. Als Methoden stehen

dabei der Virusnachweis in Zellkultur (Virusisolierung) und die

Polymerasekettenreaktion (PCR) nach reverser Transkription (RT) zum

Virusgenomnachweis zur Verfügung. Bei der Virusisolierung wird Probenmaterial auf

empfängliche Zellen vom Schwein inkubiert. Ist infektiöses Virus vorhanden, kann

seine Vermehrung durch immunhistologische Methoden nachgewiesen werden.

Diese Methoden sind arbeitsaufwendig und zeitintensiv. Ein spezifischer Nachweis

anhand monoklonaler Antikörper mit einer Epitop-Spezifität für KSPV ist sinnvoll, um

seltene Infektionen mit anderen Pestiviren, wie z. B. dem BVDV, auszuschließen.

Als schnellere, sensitive und spezifische Alternative zur Virusisolierung sind

verschiedene RT-PCR- und real-time RT-PCR- Protokolle entwickelt worden. Diese

Methode bietet sich zur schnellen ätiologischen Diagnose an. In der

Routinediagnostik hat die PCR die Virusisolierung in fast allen Ländern abgelöst. Die


Virusisolierung dient der Bestätigung und der möglichen Charakterisierung von

Isolaten.

Daneben gibt es auch noch die Möglichkeit des Virusantigennachweises mit Hilfe

eines Fluoreszenzantikörpertests (FAT) bzw. eines Enzyme linked Immunosorbent

Assay (ELISA), wobei die Sensitivität relativ gering, die diagnostische Brauchbarkeit

in positiven Fällen oder zusammen mit der kulturellen Virusisolierung oder der

schnelleren RT-PCR aber gegeben ist. Vorteile dieser Methoden sind ihre schnelle

Durchführbarkeit und beim ELISA die Möglichkeit der automatisierten

Probenuntersuchung.

Bei einem Primärausbruch erfolgt eine genetische Typisierung des Virus, um

epidemiologische Nachforschungen zu unterstützen. Das EU-Referenzzentrum für

Klassische Schweinepest an der Tierärztlichen Hochschule Hannover unterhält eine

Datenbank, in die alle diese Daten eingespeist und gesammelt werden; sie sind für

alle nationalen Referenzlaboratorien der EU Mitgliedsstaaten zugänglich.

Bei akuten KSP-Ausbrüchen spielt der indirekte Infektionsnachweis eine

untergeordnete Rolle. Hingegen ist er bei der Suche nach unerkannt infizierten

Beständen in der Folge eines Ausbruchs oder aber bei Importuntersuchungen von

Bedeutung. Der Antikörpernachweis ist darüber hinaus wichtiges Kriterium bei den

Überwachungsuntersuchungen der Wildschweinpopulation. Dabei stellt der Virus-

Neutralisationstest die empfindlichste und zuverlässigste Antikörper (AK) -

Nachweismethode dar. Da der Test verhältnismäßig arbeits- und zeitaufwendig ist,

wird jedoch für Massenuntersuchungen der Antikörper-ELISA verwendet.

2.1.6 Verbreitung der Klassischen Schweinepest

Die Klassische Schweinepest ist eine der international bedeutendsten

anzeigepflichtigen Tierseuchen. Sie war lange Zeit nicht klar abgegrenzt von anderen

Schweineerkrankungen wie z. B. der Schweineseuche, so dass in Fachkreisen sehr

unterschiedliche Meinungen über das Auftreten der ersten Fälle weltweit bestehen

(SCHWARZ 2005).


Erstmals wurde diese Erkrankung 1833 in Ohio, USA, offiziell beschrieben (DAHLE

u. LIESS 1992). Kurz danach traten auch vermehrt Fälle in Europa auf. England war

1862 das erste europäische Land, es folgten 1887 Schweden und Dänemark und

1894 auch Deutschland, Österreich und Ungarn. Ende des 19. Jahrhunderts gab es

kein Land in Europa, das nicht von der Klassischen Schweinepest betroffen war. In

dieser Zeit wurden in einigen Ländern bereits Gesetze zur Bekämpfung dieser

Tierseuche erlassen (SCHWARZ 2005).

EU-Staaten wie Dänemark, Finnland, Irland, Norwegen und Schweden haben es mit

strikten Eradikationsprogrammen geschafft, das Virus zu eliminieren und sind seit

über 40 Jahren KSPV-frei. Weltweit sind u. a. auch Australien, Kanada, Neuseeland

und die USA seit über 30 Jahren frei von dieser Erkrankung (WAHID INTERFACE

02.01.2011).

In den letzten Jahren ist das KSPV in Ländern der Europäischen Union (EU) immer

wieder präsent gewesen. Im Zeitraum von 2008 bis 2009 ist die KSP in Bulgarien,

Kroatien, Ungarn, Rumänien, der Slowakei, Litauen und Deutschland aufgetreten. In

jüngerer Zeit 2011 nochmals in Litauen und 2012 in Lettland. In einigen Ländern, wie

z. B. Deutschland, führt das rezidivierende Vorhandensein von KSPV in der

Wildschweinpopulation dazu, dass sie phasenweise (2009) als nicht KSPV frei

eingestuft werden (WAHID INTERFACE 13.10.2013).

In Bezug auf KSPV-Infektionen in deutschen Hausschweinebeständen sind die

letzten Ausbrüche 2006 in Nordrhein-Westfalen im Zeitraum von März bis Mai mit

366 gemeldeten Fällen zu verzeichnen gewesen (WAHID INTERFACE 09.08.2011).

KSP-Ausbrüche in der Bundesrepublik Deutschland sind von besonderer Bedeutung,

da Deutschland EU-weit das Land mit der zweitgrößten Schweinepopulation ist. 2012

waren es 27,4 Millionen Tiere, gefolgt von Polen mit über 17,2 Millionen Tieren und

Frankreich mit 13,9 Millionen. Auf den Rängen fünf und sechs liegen Dänemark und

die Niederlande. Spitzenreiter in der europäischen Schweineproduktion ist im Jahre

2012 Spanien mit 27,5 Millionen Tieren. Die Schweinedichte (Anzahl Tiere pro km 2)

ist in Dänemark, den Niederlanden und Belgien mit Abstand am höchsten,

Deutschland liegt hierbei auf Platz fünf (WAHID INTERFACE 13.10.2013).


2.1.7 Epidemiologie und Bekämpfungsstrategien in der Europäischen Union

Als Hauptursachen für Primärausbrüche der KSP sind indirekte und direkte Kontakte

mit Wildschweinen (59%) und die illegale Verfütterung von Speiseabfällen (23%) zu

nennen (FRITZEMEIER et al. 2000).

Bei der Weiterverbreitung des Virus spielen die häufig sehr späte Diagnose aufgrund

der unspezifischen Symptome und die allgemeine Furcht vor dieser Tierseuche eine

große Rolle (MOENNIG 2000). Aber auch der nationale und internationale Handel

mit Tieren über weite Strecken (28%); die hohe Dichte von Beständen und Tieren in

einigen Gebieten (24%), vermehrte Personen- und Fahrzeugkontakte (24%)

(FRITZEMEIER et al. 2000), sowie mangelnde Hygienemaßnahmen, fehlendes

Managementwissen und der geringe Anteil geschlossener Betriebssysteme sind

wichtige Faktoren. Die z.T. unsachgemäß gezogenen Stichproben im Rahmen von

Überwachungsmaßnahmen können ebenfalls zu einer erheblichen zeitlichen

Verzögerung in der Bekämpfung der KSP führen. Die so genannte High Risk Period

1 (HRP1) d.h., die Zeitspanne zwischen dem ersten Auftreten von KSPV Infektionen

in einem Bestand und der Anzeige der Tierseuche und der High Risk Period 2

(HRP2) d.h., der Zeitraum zwischen der ersten Entdeckung und der Einleitung von

Maßnahmen zur Verhinderung der Virusausbreitung haben, bei Ausbrüchen in der

EU in den letzten Jahren, drei bis zehn Wochen betragen. Beim letzten Ausbruch in

Deutschland vergingen 10 Wochen. Zeit, in der das Virus sich ungehindert weiter

ausbreiten konnte (DEPNER et al. 2006). In den Niederlanden hat es erste

Entwicklungen gegeben, anhand eines Clinical Decision Support Systems (CDSS)

mehr Objektivität in die klinische Diagnose der KSP zu bringen (LOEFFEN 2008). In

zwei Drittel aller Fälle werden Primärausbrüche aufgrund von klinischen

Untersuchungen entdeckt. Die auch in der Bundesrepublik Deutschland

stattfindenden routinemäßigen Stichprobenuntersuchungen bei Hausschweinen

haben allerdings nicht immer den gewünschten Erfolg. Bei der Detektion von

Folgeausbrüchen werden 71 % über klinische Symptome und 20 % über Tracing on

and back ermittelt. Der nicht unerhebliche wirtschaftliche Schaden nach einem


Seuchenzug kommt hauptsächlich durch die Keulung auch nicht infizierter Bestände

in Sperr- und Beobachtungsgebieten und der Kontaktbetriebe zustande

(FRITZEMEIER et al. 2000; MOENNIG et al. 2003). Durch das z. T. wochenlang

andauernde Stand Still in den betroffenen Gebieten kommt es zu erheblichen

Tötungsmaßnahmen aus tierschutzrechtlichen Gründen. Bei dem Seuchenzug in den

Niederlanden 1997/1998 wurden insgesamt über 11 Millionen Tiere gekeult, wobei

nur 700.000 Tiere direkt vom Seuchengeschehen betroffen waren (MOENNIG et al.

2003).

Die Bekämpfung der KSP ist in der EU durch die Richtlinie 2001/89/EG des Rates

vom 23. Oktober 2001 über Maßnahmen der Gemeinschaft zur Bekämpfung der

Klassischen Schweinepest geregelt. Sie beinhaltet Mindestanforderungen, wobei die

zu erreichenden Ziele in jedem Mitgliedsstaat der EU verbindlich sind. Die Art und

Weise der Ausführung bleibt den Staaten jedoch selbst überlassen. Darüber hinaus

steht es jedem Land frei, seine Gesetze strenger zu formulieren. Wichtige Punkte

dieser Richtlinie sind:

Die Erstellung von Krisenplänen, welche u.a. Angaben über Gebiete mit hoher

Schweinedichte und den Bedarf an Impfstoffen beinhalten. Außerdem bedarf es der

Einrichtung nationaler und regionaler Tierseuchenbekämpfungszentren sowie einer

ständig einsatzfähigen Sachverständigengruppe.

Die Verfütterung von Küchenabfällen an Schweine ist verboten.

Der Verdacht und bestätigte Ausbrüche müssen umgehend an die zuständige EU

Kommission und die übrigen Mitgliedsstaaten gemeldet werden.

Bei Verdacht auf KSP unterliegt der betroffene Betrieb der amtlichen Überwachung.

Es wird eine sofortige Bestandssperre verhängt und eine Tierbestandsaufnahme

durchgeführt. Desinfektionsmaßnahmen sind zu ergreifen, ggf. werden ein Teil der

Tiere oder alle vorsorglich gekeult, Proben genommen und eine Kontrollzone wird

ausgewiesen.


Nach Bestätigung der KSP sind alle Schweine zu töten und zu verarbeiten, infizierte

Materialien (Sperma, Eizellen, Fleisch) sowie möglicherweise verseuchte Stoffe sind

so zu behandeln, dass eine Abtötung des Virus gewährleistet ist. Der Betrieb wird

einer gründlichen Reinigung und mehrfachen Desinfektion unterzogen. In

Schweinedichten Gebieten kann die Tötung aller Hausschweine in einem Radius von

1000 m angeordnet werden. Frühestens 30 Tage nach Abschluss dieser Arbeiten

dürfen neue Tiere eingestallt werden. Diese müssen nach 40 Tagen nochmals

getestet werden oder der betreffende Stall muss sechs Monate leer geblieben sein.

Bei Freilandhaltung werden zunächst Sentinel-Tiere eingestallt. Weisen sie nach 40

Tagen ein negatives Testergebnis auf, darf der Betrieb komplett neu einstallen.

In infizierten Transportern oder bei infizierten Tieren auf dem Schlachthof müssen

alle Tiere getötet und verarbeitet werden, es folgt eine epidemiologische

Untersuchung mit Virustypisierung. Neue Tiere dürfen frühestens 24 Stunden nach

Reinigung und Desinfektion in diese Räume wieder eingestallt werden.

Untersuchungsmaßnahmen werden gemäß der Entscheidung 2002/106/EG der

Kommission vom 1. Februar 2002 zur Genehmigung eines Diagnosehandbuchs mit

Diagnosemethoden, Probennahmeverfahren und Kriterien für die Auswertung von

Laboruntersuchungen zur Bestätigung der Klassischen Schweinepest durchgeführt.

Es hat ein Tracing on and back zu erfolgen, d.h. sowohl die Herkunftsbetriebe als

auch die Folgebetriebe müssen auf KSPV untersucht werden. Kontaktbetriebe gelten

bis zum Ausschluss der KSP als verdächtig.

Bei Primärausbrüchen ist eine genetische Typisierung des Virus durchzuführen. Um

den Ausbruchsherd herum müssen ein Sperrbezirk mit einem Mindestradius von drei

Kilometern und eine Beobachtungsgebiet mit einem Mindestradius von zehn

Kilometern eingerichtet werden. Es besteht ein Stand Still, d.h. ein sofortiges

Verbringungsverbot innerhalb eines definierten Bereiches über eine Zeit von

mindestens 21 Tagen (Beobachtungsgebiet) bzw. 30 Tagen (Sperrbezirk) nach

Grobreinigung und Vordesinfektion der Seuchenbetriebe sowohl für Schweine als

auch für andere Tierarten zum Schutz vor Verschleppung der KSP. Alle Betriebe in


diesen Zonen müssen erfasst und innerhalb einer Woche vom amtlichen Tierarzt

klinisch untersucht werden. Die regionale Öffentlichkeit muss über

Verhaltensmaßregeln usw. informiert werden.

Kommt es zu Primärausbrüchen in der Wildschweinpopulation, muss eine

Sachverständigengruppe des Bundesministeriums für Ernährung, Landwirtschaft und

Verbraucherschutz (BMELV) das Seuchengebiet charakterisieren und

entsprechende Maßnahmen festlegen. Alle Schweinehaltungsbetriebe in dem

betreffenden Gebiet unterstehen der amtlichen Überwachung. Innerhalb von 90

Tagen muss ein Seuchentilgungsplan ausgearbeitet sein. Alle sechs Monate ist ein

Bericht an die EU Kommission und die Mitgliedsstaaten zu senden.

Das Impfen gegen die KSP ist grundsätzlich verboten. Für den Fall, dass eine

weitere Ausbreitung der KSP zu erwarten ist, ist es aber möglich, der EU-

Kommission einen Notimpfplan vorzulegen, der von dieser genehmigt werden muss.

Dies gilt sowohl für Haus- als auch für Wildschweine.

Notimpfungen haben strenge Handelsrestriktionen der EU und der OIE bezüglich des

Exportes frischen Schweinefleisches in Drittländer und in die übrigen EU

Mitgliedsstaaten zur Folge. Der nationale Handel mit dem Fleisch geimpfter Tiere ist

erlaubt.

In Deutschland wurde aufgrund des endemischen Vorkommens des KSPV in der

Wildschweinepopulation eine Kombination aus oraler Immunisierung durch Köder

und gezielter Bejagung der Jungtiere zur Reduzierung der Anzahl empfänglicher

Tiere durchgeführt (SODEIKAT u. POHLMEYER 2004; BMLEV 2011).

Des Weiteren werden in Deutschland folgende Hilfsmittel zur Prophylaxe und

Bekämpfung von Tierseuchen angewandt: das bundesweite

Tierseuchennachrichtensystem (TSN), das Trade Control and Expert System

(TRACES) zur Überwachung des internationalen Handels lebender Tiere und zur

Überwachung von Importen aus der EU sowie das

Tierseuchenbekämpfunghandbuch (TSBH) Bund und ergänzende

Tierseuchenbekämpfunghandbücher der einzelnen Länder.


2.2 Infrarotthermographie

Infrarotthermographie (IRT) bezeichnet die Messung und Visualisierung der von

einem Objekt abgestrahlten thermischen Energie mit Hilfe einer Kamera. Im Jahre

1800 entdeckte William Herschel bei optischen Experimenten das Vorhandensein

einer unsichtbaren Wärmestrahlung. Er ließ Sonnenlicht durch ein Dispersionsprisma

fallen und wies die Wärmestrahlung, die jenseits des sichtbaren roten Lichtspektrums

liegt, mit einem Thermometer nach (SCHUSTER u. KOLOBRODOV 2004, S. 16).

Zunächst wurden ausschließlich Thermometer zum Messen der Abstrahlung

verwendet. 1829 erfand Nobili das Thermoelement. Melloni entwickelte 1833 die

Methode weiter, in dem er mehrere Thermoelemente in Serie schaltete und somit die

erste Thermosäule schuf. Ihre Empfindlichkeit war vierzig Mal höher als das beste zu

dieser Zeit vorhandene Thermometer. 1840 schaffte es John Herschel,

Infrarotstrahlung an dünnen Ölfilmen in ein für das menschliche Auge sichtbares Bild

umzusetzen. Im Laufe der Jahre wurde die Empfindlichkeit der Detektoren immer

weiter verbessert. 1880 gelang Langley ein Durchbruch mit der Erfindung des

Bolometers, d.h. die Änderung des elektrischen Widerstandes in Abhängigkeit der

Temperatur zum Nachweis der Infrarotstrahlung. Dewar war der erste, der bei

Forschungen mit niedrigen Temperaturen flüssige Gase als Kühlmittel verwendete.

Ab 1900 begannen Wissenschaftler aus aller Welt, sich für den infraroten

Temperaturbereich zu interessieren. Die ersten modernen Überwachungssysteme

wurden während des ersten Weltkrieges entwickelt. Lange Zeit blieb die Technologie

dem Militär vorbehalten. Erst Mitte der fünfziger Jahre des letzten Jahrhunderts

wurde die Geheimhaltungspflicht aufgehoben und die Infrarotthermographie auch der

zivilen Forschung und Industrie zugänglich gemacht (FLIR SYSTEMS GMBH 2006).

Die Vorteile der IRT liegen in ihrer berührungslosen Messtechnik. Die Methode ist

rückwirkungsfrei, d.h. es bestehen keine Interferenzen und Energieverluste. Auch

bewegte Objekte können gemessen werden. Die Temperaturmessung über größere

Distanzen und von hohen Temperaturen ist möglich. Außerdem können


kontaminationsfreie Messungen an biologischen Materialien und Messungen sich

schnell verändernder Temperaturen oder von Temperaturverteilungen durchgeführt

werden (BERNHARD 2004, S.979). Voraussetzungen für die

Strahlungstemperaturmessung sind u.a. die optische Zugänglichkeit der Oberfläche

und die Geräte-Optik muss vor Staub und kondensierenden Flüssigkeiten geschützt

werden. Des Weiteren ist zu beachten, dass bei diesem Verfahren nur die

Oberflächentemperatur eines Objektes bestimmt werden kann (GRUNER 2007).

Ausnahmen in Form von teiltransparenten Körpern aus speziellen Kunststoffen und

Glas bei bestimmten Wellenlängen, bei denen auch teilweise Temperaturen

innerhalb des Objektes gemessen werden können, bestätigen die Regel.

Bei der Ermittlung aussagefähiger Werte spielen folgende Faktoren eine große Rolle:

die Temperaturverteilung im Messfeld, Kenntnisse über die Strahlungseigenschaften

(Emissionsgrad) des Messobjektes, der Transmissionsgrad der Übertragungsstrecke

bzw. der spezifisch eingestellte Transmissionswert eines evtl. vorhandenen zweiten

Objektivs (wie z.B. eine Folie vor der Linse), evtl. vorhandene reflektierte Strahlung

anderer Objekte bzw. Umgebungsstrahlung, gerätebezogene Einflussfaktoren wie

Qualität des Objektivs, Anzahl und Empfindlichkeit der einzelnen Messpunkte, Höhe

von Messunsicherheiten (Temperaturdrift) und Reproduzierbarkeit der

Messergebnisse, sowie Bildschärfe, Objektabstand, die atmosphärische Temperatur

und relative Luftfeuchtigkeit (Bernhard 2004, S. 979+ 1139 ff. + 1153) sowie der

Winkel zwischen Kamera und Objekt.

Die atmosphärische Transmission ist abhängig von der Entfernung zum Messobjekt,

der Zusammensetzung der Luft (Wasserdampf und Kohlendioxid u.a.) und der

Wellenlänge. Bei einer Wellenlänge von 3-5 µm und 8-14 µm spricht man von so

genannten atmosphärischen Fenstern. Der Transmissionsgrad der Luft ist hier nahe

1 und kann somit als Einflussfaktor außer Acht gelassen werden (Abb. 2.1)

(GRUNER 2007; WIRTHGEN 2007).


Abb. 2.1: Messstrecke Luft bei einem Abstand von 10 m, einer Lufttemperatur von 25°C undeiner relativen Luftfeuchtigkeit von 85% (MAYER 2011)

Der Winkel ist von Bedeutung, da der Emissionsgrad winkelabhängig ist. Bei einem

Beobachtungswinkel zwischen 90° und 45 ° zur Oberfläche kann bei Nichtleitern der

Fehler vernachlässigt werden. Diese Tatsachen beruhen auf dem Lambertschen

Gesetz, welches die Abhängigkeit der Strahlendichte eines ideal diffus

reflektierenden Flächenstücks vom Betrachtungswinkel beschreibt. Ein Körper, der

dem Lambertschen Gesetz gehorcht, wird stets richtig gemessen, da der

Strahlungsabfall des Lambertschen Gesetzes durch die Messfeldvergößerung

theoretisch kompensiert wird. Reale Körper stimmen jedoch nur bedingt mit dem

Lambertschen Gesetz überein (Polarisation bei Metallen,

Oberflächenrauheitseinflüsse bei Nichtmetallen). Bis 45° kann man von einer

Übereinstimmung mit dem Lambertschen Gesetz ausgehen, darüber hinaus treten

Abweichungen auf (RICHTLINIE 3511 VDI 1995; MANARA u. ARDUINI-

SCHUSTER).


2.2.1 Methodik, physikalische Grundlagen, Funktionsprinzip der Infrarot-Kamera

Jedes Objekt mit einer Temperatur oberhalb des absoluten Nullpunktes von 0 K bzw.

-273,15 °C emittiert aufgrund der inneren mechanischen Bewegung von Molekülen

eine thermisch angeregte elektromagnetische Strahlung. Zwischen der

Oberflächentemperatur eines Körpers, der Intensität und der spektralen

Zusammensetzung der von ihm ausgesandten Strahlung besteht dabei ein

eindeutiger Zusammenhang. Durch die Ermittlung der Strahlungsintensität kann

somit die Oberflächentemperatur eines Objektes berührungslos bestimmt werden.

Sie wird als Infrarot (IR) -strahlung bezeichnet, da der größte Teil der abgegebenen

Wärmestrahlung im infraroten Bereich des elektromagnetischen Spektrums liegt

(Spektralbereich von 0,78 µm bis 1000 µm). Hierbei wird zwischen dem nahen,

mittleren und fernen Infrarot unterschieden (BERNHARD 2004, S. 979). Aufgrund der

wellenlängenabhängigen Dämpfung der IR Strahlung in der Atmosphäre nutzen die

Bild gebenden IR- Systeme entweder das Kurzwellenband von 3-5 µm oder das

Langwellenband von 8-14 µm, d. h. es werden jeweils Detektorelemente eingesetzt,

die nur in einem eingeschränkten Wellenlängenintervall Strahlung registrieren. Der

Kurzwellenbereich ist besonders geeignet für Messung von hohen Temperaturen

(200-1000°C) und der Langwellenbereich besonders gut für Messungen von

niedrigeren Temperaturen (< 200°C). Mit dieser Methodik sind

Temperaturmessungen insgesamt von – 100°C bis + 3000 °C möglich (BERNHARD

2004, S. 979+1141 ff.).


1 µm0,4 0,7

2 µm 5 µm 10 µm 13 µm

Thermisches Infrarot

sichtbares Licht

1 km100 m10 m1 m100 mm10 mm1 mm100 µm10 µm1 µm0,1 µm0,01 µm10 Å1 Å0,1 Å

Röntgen XGammag

Mikro-wellenUV IR InfrarotIR Infrarot Radiowellen

SHF KWUHFUKW MW

1 µm0,4 0,7

2 µm 5 µm 10 µm 13 µm

nahes IR

Wellenlänge l [µm]

mittleres fernes IR extremes IR

SW LW

1 µm0,4 0,7

2 µm 5 µm 10 µm 13 µm1 µm0,4 0,7

2 µm 5 µm 10 µm 13 µm

Thermisches Infrarot

sichtbares Lichtsichtbares Licht

1 km100 m10 m1 m100 mm10 mm1 mm100 µm10 µm1 µm0,1 µm0,01 µm10 Å1 Å0,1 Å 1 km100 m10 m1 m100 mm10 mm1 mm100 µm10 µm1 µm0,1 µm0,01 µm10 Å1 Å0,1 Å

Röntgen XGammag

Mikro-wellenUV IR InfrarotIR Infrarot Radiowellen

SHF KWUHFUKW MW

1 µm0,4 0,7

2 µm 5 µm 10 µm 13 µm

nahes IR

Wellenlänge l [µm]

mittleres fernes IR extremes IR

SW LW

Abb. 2.2: elektromagnetisches Wellenlängenspektrum (FLIR SYSTEMS GMBH b)

Die einfallende Wärmestrahlung wird mittels einer speziellen Linse auf ein IR-

Detektorelement (FPA = Focal Plane Array) fokussiert. Dieser integrierte Bildsensor

besteht aus vielen Mikrobolometern (=Pixeln) welche erwärmt werden. Damit ändert

sich ihr elektrischer Widerstand, der dann in ein der Strahlung proportionales

elektrisches Signal umgewandelt wird. Das Signal wird verstärkt und mit Hilfe

nachfolgender digitaler Signalverarbeitung in eine der Objekttemperatur

proportionalen Ausgangsgröße umgesetzt. Diese Messwerte können dann auf dem

Display innerhalb eines Bildes durch unterschiedliche Farben bzw. Graustufen

dargestellt werden. Zur Kompensation von Umgebungstemperatureinflüssen wird

mittels weiterer Detektoren die Temperatur des Messgerätes bzw. des optischen

Kanals erfasst. Die Berechnung der Temperatur des Messobjektes erfolgt somit in

drei Schritten.

1. Umwandlung der Infrarotstrahlung in ein elektrisches Signal

2. Kompensation der Geräte- und Hintergrundstrahlung

3. Ausgabe der Temperaturinformation (OPTRIS 2011)

Dazu verfügen IR Kameras über eine Software die auf der Grundlage der

Strahlungsgesetze (siehe nachfolgender Absatz) die erforderlichen Berechnungen

durchführt und gleichzeitig die realen Bedingungen der Messung berücksichtigt (FLIR

SYSTEMS 2006).


Relevante Strahlungsgesetze wurden von den Physikern Planck, Stefan, Boltzmann,

Wien und Kirchhoff definiert. Sie untersuchten das elektromagnetische Spektrum

genauer und stellten qualitative und quantitative Zusammenhänge zur Beschreibung

der infraroten Energie dar (OPTRIS 2011). Elektromagnetische Strahlung, die auf

einen Körper trifft, kann sowohl absorbiert, transmittiert als auch reflektiert werden.

Dies wird von den stofflichen Eigenschaften und der Oberfläche des bestrahlten

Körpers beeinflusst. Es ergibt sich folgende Energiebilanz: Absorptionsgrad +

Reflexionsgrad + Transmissionsgrad = 1 (FOUAD u. RICHTER 2006 S. 11 ff;

GRUNER 2007).

Das Plancksche Strahlungsgesetz gibt die Strahlungsintensität eines idealisierten

Schwarzen Körpers in Abhängigkeit zur Wellenlänge und Temperatur im Vakuum an.

Je höher die Temperatur des Körpers, desto stärker ist seine elektromagnetische

Abstrahlung. Integriert man über alle Wellenlängen, erhält man die spezifische

Gesamtstrahlungsleistung (Stefan-Boltzman`sches Gesetz). Die emittierte

Gesamtstrahlung nimmt mit der vierten Potenz der absoluten Temperatur zu. Die

Wellenlänge, bei der die maximale Strahlungsleistung vorhanden ist, erhält man mit

dem Wienschen Verschiebungsgesetz. Bei hohen Temperaturen verschiebt sich das

Strahlungsmaximum zu kleineren Wellenlängen hin. Laut Kirchhoffschem

Strahlungsgesetz sind Absorptionsgrad gleich Emissionsgrad, somit ist es möglich,

die Strahldichte realer Temperaturstrahler zu berechnen. Die Strahldichte ist der

Strahlungsfluss (die Leistung) eines Körpers unter Berücksichtigung des

Strahlungswinkels bezogen auf ein Oberflächenelement des Strahlers (Bernhard

2004, S.980+985-989; OPTRIS 2011).

Ein Schwarzer Strahler (Schwarzer Körper) ist ein hypothetischer Körper, welcher

jegliche auf ihn treffende elektromagnetische Strahlung bei jeder Wellenlänge

vollständig absorbiert. Die Strahldichte hängt also nur von der Objekttemperatur ab.

Er stellt die Referenz im Bereich der berührungslosen Messtechnik dar und dient zur

Kalibrierung von IR-Thermometern und IR-Kameras. Qualitativ sehr hochwertige

Ausführungen von "Schwarzen Strahlern" erreichen Emissionsgrade von 0,9999 also

nahezu 1 (OPTRIS 2011). Der Emissionsgrad eines Stoffes gibt an, wie viel

Strahlung im Vergleich zum Schwarzen Strahler, bei gleicher Temperatur abgegeben


wird. Er kann Werte zwischen 0 und 1 annehmen und ist u.a. abhängig von der

Zusammensetzung des Stoffes, der Oberflächenbeschaffenheit (z.B. Struktur,

Rauhigkeit, Flüssigkeitsfilme), der Temperatur, sowie der Richtung der emittierten

Strahlung (bei spiegelnd reflektierenden Oberflächen) und der Wellenlänge der

emittierten Strahlung. Der Emissionsgrad ist durch verschiedene Methoden

ermittelbar. Tabellenwerte sollten nur als Orientierung genutzt, bzw. für die Auswahl

eines geeigneten Messgerätes herangezogen werden (RICHTLINIE 3511 VDI 1995;

SCHUSTER u. KOLOBRODOV 2004, S.61). So genannte Graue Strahler besitzen

einen über die Wellenlängen konstanten Emissionswert der aber niedriger als beim

Schwarzen Strahler ist. Im Gegensatz dazu ist der Emissionsgrad eines selektiven

Strahlers Temperatur-, Wellenlängen- und Ausstrahlungsrichtungsabhängig

(BERNHARD 2004, S.994).

Die Kalibrierung von Strahlungsthermometern erfolgt unabhängig von ihrem

Wirkprinzip stets an Schwarzen Strahlern ohne den Einfluss von Fremdstrahlung. Bei

Strahlungstemperaturmessungen an realen Messobjekten unter nicht idealen

Umweltbedingungen müssen daher eine ganze Reihe von Einflussfaktoren auf das

Messergebnis, verschiedenste Fehlerquellen und Abweichungen von idealen

Voraussetzungen beachtet werden. Der entstehende systematische Gesamtfehler

setzt sich aus der Überlagerung mehrerer Einzelfehler des Messobjektes, der

Messumgebung, der Technik und der Übertragungsstrecke zusammen (BERNHARD

2004, S. 1001).


2.2.2 Anwendung

Die Infrarotthermographie (IRT) findet heutzutage weltweit eine vielseitige

Anwendung und hat sich mittlerweile in den unterschiedlichsten Bereichen etablieren

können. Hierzu gehört unter anderem die Industrie, wie z.B. Elektronik- und

Halbleiterindustrie, Baustoffindustrie und das Baugewerbe (Auffinden von

Wärmebrücken, Leckagen und Dämmfehler von Häusern) (FOUAD u. RICHTER

2006), Metallurgie und –bearbeitung, Glas- und Keramikherstellung und Papier-,

Textil- und Kunststoffindustrie sowie die Lebensmittelindustrie. Aber auch im Bereich

der Energietechnik, Verfahrenstechnik und zerstörungsfreien Werkstoffprüfung hat

die IRT Anwendung gefunden. In der Brandüberwachung, zur Deponieerkundung, in

der Klimatechnik, der Kriminalistik und im Rettungswesen sowie in der

Landwirtschaft (Silofutter, Verrottungsprozesse, Stallklima) ist die IRT ebenfalls eine

wertvolle Unterstützung (BERNHARD 2004, S.1145-1147, 1195-1199).

2.2.2.1 Einsatz in der Human- und Veterinärmedizin

Auch in der Human- und Veterinärmedizin hat die IRT als ein nicht-invasives

bildgebendes Verfahren Eingang in die Diagnostik gefunden. Es ist möglich,

abnorme Temperaturverteilungen auf der Körperoberfläche festzustellen, aus denen

Rückschlüsse auf Erkrankungen der Haut oder dicht darunter liegender Strukturen

gezogen werden können (SCHUSTER u. KOLOBRODOV 2004, S.316).

Im humanmedizinischen Bereich sind dies z.B. die Rheumatologie und die

Tumorfrüherkennung (Mammakarzinome, Hautkrebs), die Überwachung von

Laserbehandlungen in der Ophthalmologie, Kontrolle und Steuerung der Abkühlung

und Wiederaufwärmung bei Herzoperationen und in der Ohrchirurgie (BERNHARD

2004, S.1196). Aber auch in den Bereichen der Überwachung der Körpertemperatur

von Früh- und Neugeborenen (LANGLAIS 2003), der Diagnostik von Entzündungen

und Durchblutungsstörungen ist die IRT in der Vergangenheit erfolgreich eingesetzt

worden (BERNHARD 2004, S. 1145; MEYER AUF DER HEIDE 2006).


In der Veterinärmedizin liegen die Anwendungsschwerpunkte beim Pferd im Bereich

der Diagnostik orthopädischer Erkrankungen, aber auch bei Abszessen und

Thrombophlebitiden konnte das Verfahren Anwendung finden (CRONAU et al. 1990).

WEIL bestätigte 1997 die Einsatzfähigkeit der IRT im Bereich der Gliedmaßen des

Pferdes, betonte jedoch die Relevanz zusätzlicher diagnostischer Verfahren.

SCHULZE bestätigt 2004 ebenfalls die Anwendbarkeit der IRT im Bereich des Hufes.

Bei Untersuchungen von KALINOWSKI 2007 zum Einfluss von Infrarot-C-Strahlung

auf Rückenbeschwerden bei Reitpferden nach Behandlung in einem Thermium

zeigten Thermographieaufnahmen keine Abweichungen vom Normalbild, so dass

sich die Untersuchungsmethode in diesem Fall als nicht zuverlässiges Diagnostikum

für Rückenerkrankungen beim Pferd herausgestellt hat. 1994 untersuchte VAN DE

RIJDT erfolgreich die Brauchbarkeit der IRT beim Hund besonders unter dem Aspekt

der Schmerz- und Lahmheitsdiagnostik bei Weichteilerkrankungen in der Orthopädie.

In Bereichen der Nutztierpraxis gab es Versuche bezüglich der Anwendbarkeit der

IRT zur Darstellung von Stress bei Rindern in Hinblick auf die artgerechte Tierhaltung

und den Tierschutz (STEWART et al. 2005). Des Weiteren gab es Untersuchungen

zur Ermittlung des Gesundheitszustandes von Kühen während des Melkvorganges

anhand IR-basierter Kenngrößen (WIRTHGEN 2007), Untersuchungen zur

Anwendbarkeit der IRT in der Mastitisdiagnostik (GLAS 2008), sowie zur Diagnostik

von Klauenerkrankungen, Mastitiden und Beurteilung des Allgemeinbefindens im

Rahmen eines Herdengesundheitsmonitorings (PASSARGE 2013).

Beim Schwein wurde unter anderem die Anwendbarkeit der IRT zur Diagnose von

Arthritiden untersucht, wobei die Eignung der Thermographie zur Erfassung von

Entzündungen an den Gliedmaßen von Mastschweinen aber nicht bestätigt werden

konnte (GABRIEL 2008; SAVARY 2008).

In der Zoo- und Wildtiermedizin hat die IRT auch Anwendung gefunden (HILSBERG

2000). In den Studien wurde die Anwendbarkeit im Bereich der Thermoregulation,

der Trächtigkeitsdiagnostik und der Diagnostik von Entzündungen u.a. bei Elefanten,

Zebras, Nashörnern und Giraffen belegt.


Es wird immer wieder deutlich gemacht, wie wichtig es ist, die Einflussfaktoren

bezüglich der Hauttemperatur zu beachten, um Messergebnisse nicht fehl zu

interpretieren, was (Mindest-) Voraussetzungen für die IRT sind und wo die Grenzen

der Methodik liegen (CLARK u. CENA 1977; HILSBERG 2000).

2.2.2.1.1 Fieberdetektion mittels Thermographie

In der Humanmedizin wurden in den letzten Jahren im Zuge von SARS, H5N1 und

H1N1 Infektionen immer häufiger Versuche unternommen, mit Hilfe der IRT

fieberhafte Menschen an öffentlichen Orten wie Flughäfen zu detektieren. Einige

Forschergruppen halten die IRT zur Fieberdetektion beim Menschen mit Hilfe

spezifischer Cut off Werte für grundsätzlich einsetzbar, jedoch wird auch hier immer

wieder betont, wie wichtig die Berücksichtigung der unterschiedlichen

Einflussfaktoren ist und wo die Grenzen dieser Methodik liegen (CHAN et al. 2004;

NG et al. 2004; CHIANG et al. 2008; ZAPROUDINA et al. 2008). NG et al. konnten

2004 in ihren Experimenten belegen, dass die IRT als Screening Methode in Hinblick

auf die Erkennung von Fieber in Menschengruppen geeignet ist. Sie weisen aber

ausdrücklich darauf hin, dass die Berücksichtigung der Umweltfaktoren für die

Festlegung eines Schwellenwertes für spezifische Gesichtsregionen unerlässlich ist.

CHAN et al. (2004) kamen zu ähnlichen Ergebnissen, jedoch betonten sie noch

eindringlicher die verschiedenen Einflussfaktoren und die Limitierung dieser

Methodik. CHIANG et al. (2008) bestätigten diese Untersuchungen und ermittelten

zusätzlichen einen signifikanten Einfluss des Objektiv-Objekt-Abstandes.

Worin die Herausforderungen und Fehlerquellen bei der Messung der

Hauttemperatur mit Hilfe der IRT liegen, machten ZAPROUDINA et al. 2008 in ihren

Untersuchungen deutlich. So haben unter anderem technische Faktoren, wie

Messgenauigkeit der Kamera und Messtechnik bzw. Bildauswertung durch den

Untersucher, als auch die Umweltbedingungen und die physiologische Variabilität

der Blutgefäße (thermale Asymmetrien) einen Einfluss auf die Ergebnisse und sollten

bei der Auswertung berücksichtigt werden.


Andere Forscher halten die IRT aufgrund der vielen Einflussfaktoren und der

fehlenden Standardisierbarkeit unter realen Bedingungen für diese Anwendung nach

dem damaligen Stand der Wissenschaft nicht geeignet (CAMENZIND et al. 2006;

WONG u. WONG 2006). Der Einsatz dieser Screening Methode führt zu einem

Sicherheitsgefühl, das wissenschaftlich nicht belegt werden konnte (WONG u.

WONG 2006). HEUSCH u. MC CARTHY machten 2004 deutlich wie wichtig es für

die Ermittlung aussagekräftiger Werte ist, anthromorphe Befunde wie Körpergröße,

Körpergewicht und Hautfaltendicke zu beachten. Als Ergebnis wurde eine

signifikante Korrelation zwischen dem Körperfettanteil und der mittleren

Hauttemperatur gefunden, bzw. eine nahezu signifikante Korrelation zwischen dem

Körpertyp und der mittleren Hauttemperatur beim Menschen festgestellt.

In der Veterinärmedizin wurden zur Fieberdetektion bzw. Identifizierung von

Infektionskrankheiten u.a. Versuche mit Tollwutvirus infizierten Waschbären

durchgeführt, in denen zu Beginn der klinischen Symptome im Vergleich zum

Prodomalstadium erhöhte Oberflächentemperaturen der Nase mit Hilfe der IRT

nachgewiesen werden konnte, so dass die IRT als Screeningmethode denkbar wäre

(DUNBAR u. MAC CARTHY 2006). SCHAEFER et al. konnten 2007 in ihren

Versuchen an Kälbern, die mit Viren des Bovine Respiratory Disease (BRD)

Komplexes infiziert waren, nachweisen, dass eine Identifizierung von abgesetzten

Kälbern, im Frühstadium der BRD, noch bevor klinische Symptome auftraten mit

Hilfe von IR Aufnahmen der Augenregion möglich war. Damit bestätigten sie erste

diesbezügliche Ergebnisse aus 2006. Frühere Experimente, in welchen an mit BVDV

infizierten Kälbern ebenfalls der Einsatz der IRT zur Früherkennung von Infektionen

unter standardisierten Bedingungen getestet wurde, kamen zu ähnlichen

Ergebnissen (SCHAEFER et al. 2004). Auch im Bereich der Maul- und

Klauenseuche konnte die frühe Identifizierung von infizierten Rindern bzw.

Maultierhirschen aufgrund von IR Bildern der Gliedmaßen bestätigt werden

(RAINWATER-LOVETT et al. 2008; DUNBAR et al. 2009).

Bei der Anwendbarkeit der Infrarotmesstechnik zur Fieberdetektion beim Schwein

bestehen sehr unterschiedliche Ansichten. Zwischen 1973 und 2003 hat es einige

Untersuchungen bezüglich des Einsatzes eines Infrarotthermometers zur


Hauttemperaturmessung beim Schwein gegeben. Das Ergebnis von Untersuchungen

an Sauen kurz vor bzw. nach der Geburt war eine schlechte Korrelation zwischen der

Hauttemperatur verschiedener Regionen und der Rektaltemperatur (ZINN et al.

1985). In anderen Untersuchungen lag eine signifikante Korrelation grundsätzlich vor

(EICKHOFF 1996; WENDT et al. 1997), aber es konnten viele Einflüsse aufgezeigt

werden und es fehlte eine angemessene Genauigkeit bzw. Reproduzierbarkeit.

ZEMIRLINE et al. sahen 2002 eine Möglichkeit der Anwendung als Herdenscreening.

Für RÖHLINGER et al. (1980) bestand unter Voraussetzung der Weiterentwicklung

der Geräte und der Messmethodik ein Potential der Strahlungstemperaturmessung

als Untersuchungsverfahren, aber auch sie wiesen auf die fehlende Standardisierung

und die beeinflussenden Faktoren hin.

Ein Ergebnis der Dissertationen von KÜPPERS (1973) war die signifikant positive

Korrelation der Hauttemperatur verschiedener Körperregionen mit der

Rektaltemperatur. Auch in den Untersuchungen von REINHART 1988 konnte eine

signifikante Korrelation verschiedener Hautregionen mit der Rektaltemperatur von

Sauen gefunden werden , er konnte jedoch keine signifikante Korrelation zwischen

Haut- und Rektaltemperatur in Zusammenhang mit dem Transport von

Mastschweinen, bzw. in einem Belegdichteversuch nachweisen.

Im Gegensatz zur IRT , bei der eine Vielzahl von Messpunkten zu einem Wärmebild

führen, gibt es bei einem Infrarotthermometer nur einen Messpunkt. Dieser errechnet

sein Ergebnis durch Bildung eines Mittelwertes aus den im Messfeld anwesenden

Hauttemperaturen. Je größer der Abstand des Gerätes zum zu messenden Objekt,

desto größer wird das Messfeld und ungenauer das Ergebnis (REINHART 1988;

OPTRIS 2011).

Im Bereich der Infrarotthermographie konnte 2001 von LOUGHMILLER et al. eine

signifikante positive Korrelation zwischen der durchschnittlichen

Körperoberflächentemperatur einer definierten Region und der Rektaltemperatur

unter standardisierten Bedingungen im Temperaturbereich von 10-32 °C gefunden

werden. Unter diesen Voraussetzungen sahen sie ein Potential der IRT als


Alternativmethode zur standardmäßigen Rektaltemperaturmessung zur Detektion

von Fieber.

2010 bestätigten TRAULSEN et al. in ihren Untersuchungen an Sauen rund um den

Abferkelzeitpunkt eine positive Korrelation zwischen der Rektaltemperatur und der

Temperatur spezifischer Hautregionen.

Material und Methoden 30

3 Material und Methoden

3.1 Infrarotthermographie

3.1.1 Technische Daten

Zum Einsatz kam eine Infrarotkamera der Firma Flir Systems GmbH (Frankfurt,

Germany). Das Modell P640 ist eine handgehaltene Infrarotthermographiekamera

mit einem Focal Plane Array und ungekühltem Mikrobolometer als Detektor. Die

Auflösung beträgt 640x480 Pixel. Es wurde ein Weitwinkelobjektiv mit einem Sehfeld

von 45°x34° und einer Mindestfokusentfernung von 0,1 m eingesetzt. Das Gerät

besitzt neben der Infrarotkamera auch eine integrierte Digitalkamera (1280 x 1014

Pixel), welche u. a. die zeitgleiche Erhebung eines Infrarotbildes und eines

Tageslichtbildes ermöglicht. Die Kamera hat ein großes, lichtstarkes und

schwenkbares LCD Display, das dem Operateur trotz des aus

tierseuchenhygienischen Gründen erforderlichen Einpackens der Kamera in PE-

Flachbeutel eine gute Sicht ermöglicht. Die Kamera lässt sich sowohl automatisch

als auch manuell fokussieren, was bei der Tierbeobachtung ein erheblicher Vorteil

ist. Die geometrische Auflösung liegt bei 1,3 mRad. Die P640 hat eine thermische

Empfindlichkeit von 0,06°C bei 30 °C Umgebungstemperatur und eine Bildfrequenz

von 30 Hz. Die Genauigkeit liegt bei +/- 2°C bzw. 2 % des Ablesewertes. Der

Spektralbereich geht von 7,5-13 µm. Die Objektparameter können alle individuell in

der Kamerasoftware eingestellt werden. Die Bilder werden auf auswechselbare SD-

Speicherkarten gespeichert und können anschließend auf einen Computer überspielt

werden.


3.2 Kalibrierung für den praktischen Einsatz

3.2.1 Bestimmung des Transmissionsgrades

Da die Infrarotkamera aus hygienischen Gründen vor dem Betreten einzelner

Stallabteile der Isolierstation bzw. der einzelnen kommerziellen Betriebe mit einer

speziellen Technik in Low Density Polyethylen (LDPE) Flachbeutel eingepackt und

luftdicht mit Klebeband zugeklebt werden musste, waren Kalibrierungstests zur

Bestimmung des Transmissionswertes (Maß für die Durchlässigkeit eines Stoffes für

Infrarotstrahlung) dieser spezifischen Flachbeutel notwendig. Der ermittelte Wert

wurde anschließend in den Versuchen am Tier in der Kamera voreingestellt, um den

Fehler durch die Folie vor der IR Linse zu korrigieren. Die Infrarotkamera wurde auf

einem Kamerastativ befestigt und über ein Akkuladekabel kontinuierlich mit Strom

versorgt. Die zu testenden LDPE - Flachbeutel der Firma Transpak AG (Solms,

Germany) waren transparent und laut Herstellerangaben 25 µm dick. Des Weiteren

wurden normale Haushaltsgummis zur straffen Fixierung der Folie vor der

Kameralinse und ein Thermohydrometer (Temperaturstation, Art. Nr.: 650239-62,

Conrad Electronics SE, Hirschau, Germany) zur genauen Ermittlung der

Raumtemperatur und relativen Luftfeuchtigkeit eingesetzt. Als Referenz wurde ein

Infrarotprüfstrahler, Modell PS 80 der Firma DIAS Infrared GmbH (Dresden,

Germany) verwendet.

Abb. 3.1: Transmissionsgrad von Polyethylen bei verschiedenen Wellenlängen und zweiverschiedenen Dicken (25µm und 250µm) (FLIRSYSTEMS GMBH a)


Abb. 3.2: Versuchsaufbau, hinten links der IR Prüfstrahler und vorne rechts die IR Kamera aufeinem Stativ im Abstand von 80 cm

Abb. 3.3: LDPE Folie vor der Linse, mit einem handelsüblichen Haushaltsgummi straffgespannt

Die Versuche wurden in normal temperierter (ca. 22 °C), warmer (ca. 29 °C) und

kalter (ca. 3°C) Umgebung durchgeführt. In der Kamera wurde vor den Messungen

die Raumtemperatur (= reflektierte Temperatur = Temperatur der externen Optik)


und die relative Luftfeuchtigkeit spezifisch eingestellt. Der Emissionsgrad des

Prüfstrahlers (E = 0,97), der Abstand zwischen dem Prüfstrahler und der

Kameralinse (0,8 m) und der zunächst eingestellte Transmissionswert von 1,0

blieben bei allen Messungen konstant. Vor jeder Messreihe wurde der IR Kamera

eine Aufwärmphase von mindestens 15 Minuten eingeräumt. Die

Referenztemperaturen wurden in Schritten von je 0,5 °C von 27°C bis 45 °C am

Prüfstrahler eingestellt und in der Kamera ein immer gleich großes Quadrat in die

homogen temperierte Prüfstrahlerfläche gelegt. Die Temperaturwerte, die dann mit

und ohne Flachbeutel vor der Kameralinse ermittelt wurden, entsprachen

Mittelwerten der Durchschnittswerte des Messrechteckes (geringfügige

Schwankungen waren vorhanden). Bei einer Prüfstrahlertemperatur wurden

nacheinander beide Messungen (mit und ohne Flachbeutel) gemacht. Kurz vor dem

Ablesen des Temperaturwertes wurde stets manuell die Selbstkalibrierung der IR

Kamera ausgelöst, um die Messungenauigkeit der IR Kamera so gering wie möglich

zuhalten.

Dieselben zwei Flachbeutel, welche am 29.01.08 in warmer Umgebung (ca. 29°C)

getestet wurden, wurden am 30.01.08 in kalter Umgebung (ca.3°C) und am 31.01.08

bei normaler Raumtemperatur (ca. 22°C) getestet. Bei der Auswertung musste

zunächst mit Hilfe eines Programms der Firma Dias Infrared (Dresden, Germany) die

zur ermittelten Temperatur gehörende Strahldichte errechnet werden. Aus diesen

Strahldichten wurde im Anschluss der Quotient Strahldichte „mit Tüte“/ Strahldichte

des Prüfstrahlers = Transmissionswert der Folie errechnet.

3.2.2 Ermittlung des Emissionsgrades von Schweinehaut

Der Emissionsgrad eines Stoffes gibt an, wie viel Strahlung im Vergleich zu einem

idealen Wärmestrahler bei gleicher Temperatur abgegeben wird. Er ist abhängig von

der Zusammensetzung des Stoffes, der Oberflächenbeschaffenheit, der Temperatur

und der Wellenlänge der emittierten Strahlung. Somit ist es notwendig, den

spezifischen Emissionsgrad von Schweinehaut zu kennen, um aussagefähige Werte

zu erhalten (RICHTLINIE 3511 VDI 1995). Zur Ermittlung des Emissionsgrades von


Schweinehaut wurden zunächst Hautproben frisch getöteter, klinisch gesunder

Schweine entnommen. Drei der sechs Tiere waren 15-20 kg schwer und gehörten

der Rasse deutsches Hybridschwein an. Ein weiteres Tier der Rasse deutsches

Hybridschwein und eine Pietrainkreuzung konnte in die Kategorie Mast eingeordnet

werden. Das sechste Tier war eine Altsau der Rasse dänisches Hybridschwein mit

247 kg Körpergewicht. Entnommen wurden die Ohren inklusive des Ohrgrundes

(Schnitt im Bereich der behaarten Haut), außerdem ein Stück der Rückenhaut caudal

der Schulterblätter circa eine Hand breit links und rechts der Medianen und circa drei

Hand breit lang. In die Tiefe ging es bei den Jungtieren bis zur Muskulatur, bei

Alttieren waren circa zwei bis drei Zentimeter Unterhautfett einbezogen. Im Labor

wurde die Haut vom Ohrknorpel abgetrennt und die Hautstücke wurden von

Muskulatur, Blut etc. befreit. Anschließend wurden sie abgewaschen, getrocknet und

für den Versand auf eine mit Aluminiumfolie beschichtete Pappe befestigt, mit

Aluminiumfolie mehrfach umwickelt und in einer Plastiktüte sicher verschlossen. Die

Proben wurden bei -80 °C eingefroren und per Kurier auf Trockeneis bzw. gefrorenen

Kühlakkus an das BAVARIAN CENTER FOR APPLIED ENERGY RESEARCH,

Abteilung: Funktionsmaterialien der Energietechnik, ZAE Bayern, Am Hubland,

97074 Würzburg verschickt.

Abb. 3.4: Hautproben nach der Bearbeitung, fertig zum Versand; linkes Bild die Ohrhaut desPietrain-Kreuzungstieres, rechtes Bild ein Stück Rückenhaut eines deutschenHybridschweines


Die Ermittlung des Emissionsgrades bei zwei verschiedenen Objekttemperaturen

(30°C und 40°C) erfolgte im weiteren Verlauf durch das ZAE. Zunächst wurde der

spektrale gerichtet-hemisphärische Reflexionsgrad der Proben mit einer Ulbricht-

Kugel bei Raumtemperatur gemessen. Aus dem spektralen gerichtet-

hemisphärischen Reflexionsgrad wurde dann der gerichtet-spektrale Emissionsgrad

senkrecht zur Oberfläche für nichttransparente Proben berechnet. Zur Messung der

Proben im Wellenlängenbereich von 2 μm bis 14 μm wurde ein Fourier-

Transformations-Infrarotspektrometer (FTIR-Spektrometer) der Firma Bruker

verwendet (ARDUINI-SCHUSTER u. MANARA 2008). Aus dem so gewonnenen

spektralen Emissionsgrad wurde der thermische Emissionsgrad berechnet.

Der thermische Emissionsgrad wird im Folgenden als Gesamtemissionsgrad

bezeichnet. Dies ist ein Maß für die Wärmemenge, die eine solche Oberfläche

insgesamt abstrahlt. Der Gesamtemissionsgrad in Abhängigkeit von der Temperatur

lässt sich aus dem spektralen Emissionsgrad durch Integration über alle

Wellenlängen mit der Planck-Funktion als Gewichtungsfunktion berechnen. Bei

dieser Untersuchung wurde der Gesamtemissionsgrad bei einer Temperatur von T =

303 K (ca. 30 °C) und T = 313 K (ca. 40 °C) ermittelt. Der gerichtet-spektrale

Emissionsgrad der untersuchten Proben senkrecht zur Oberfläche wurde an

mehreren Stellen der Proben gemessen (ARDUINI-SCHUSTER u. MANARA 2008).


3.3 Tierversuche unter standardisierten Bedingungen

3.3.1 Tiere, Haltungsbedingungen und tägliche Aufzeichnungen

Zwei Infektionsversuche des europäischen Referenzlabores (EURL) für KSP wurden

genutzt, um unter kontrollierten Bedingungen Infrarotmessungen vorzunehmen. Bei

den beiden Tierversuchen mit der Kennung V2008-1 und V2008-3 wurden Schweine

aus dem Bundes Hybrid Zucht Programm (BHZP) mit Naima Sauen als Muttertiere

aus dem Lehr- und Forschungsgut Ruthe der Stiftung Tierärztliche Hochschule

Hannover verwendet. Die Tiere waren bei der Einstallung zwischen sechs und zehn

Wochen alt und klinisch unauffällig.

Die Tiere wurden einstreulos bei einem negativen Luftdruck von -100 Pa unter S3

Sicherheitsbedingungen in einzeln abgetrennten Abteilen in Kleingruppen mit bis zu

sechs Tieren auf Asphaltboden gehalten. Die Fütterung der Tiere und Reinigung der

einzelnen Stallabteile erfolgte einmal täglich. Sie bekamen kommerziell erhältliches

Ferkel- bzw. Mastfutter (Hanno Ferkelstarter bzw. Hanno Mittel/ Endmast ME 260 der

Harzer Tiernahrung GmbH, Wallmoden, Germany). Wasser stand ihnen über eine

Selbsttränke ad libitum zu Verfügung. Zu Versuchsbeginn wurden alle Tiere

individuell mit Ohrmarken gekennzeichnet sowie auf Abwesenheit neutralisierender

Antikörper gegen Pestiviren untersucht.

Die Versuche wurden unter dem Aktenzeichen 33.42502-05-08A538

(Niedersächsisches Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit)

mit folgenden Zielsetzungen durchgeführt:

V2008-1

Die Erstellung von antigen- bzw. antikörperpositiven Referenzseren und Studien der

Klinik sowie der Pathogenese von modernen CSF Stämmen im Rahmen der

Aufgaben des EURL.


Des Weiteren fand in der Zeit des Tierversuches ein Workshop im Rahmen des

EURL statt, bei welchem den Teilnehmern u. a. die Klinik und Pathologie der

verschiedenen CSF Stämme veranschaulicht wurde. Außerdem wurde die

Infrarotthermographie als eine nicht invasive Methode der Hauttemperaturmessung

erprobt.

Zur Infektion wurden bei V2008-1 fünf verschiedenen CSFV Isolate verwendet

(CSF0864, CSF0382, CSF0870, CSF1027 und CSF1019), wobei CSF0864 und

CSF0382 jeweils bei zwei unterschiedlichen Altersgruppen eingesetzt wurden. Zu

Beginn des Versuches (18.03.08) waren 25 Tiere sechs bis acht Wochen und 6 Tiere

achtzehn Wochen alt. Sie wurden randomisiert in sieben Gruppen eingeteilt, wobei

zwei Gruppen aus je drei achtzehn Wochen alten Tieren bestanden.

Pro Isolat wurden drei Schweine intranasal infiziert. Die Virusisolate CSF0864,

CSF0870, CSF1027 und CSF1019 wurden alle am 27.03.08 inokuliert. Das

Virusisolat CSF0382 wurde eine Woche später an die Tiere verabreicht.


Tabelle 3.1: Beschreibung der eingesetzten KSP-Virusisolate im Tierversuch V2008-1

Virusstamm Details zum VirusisolatVirustiter/0,1 ml konz.Virussuspension (KID50)

CSF0382Originalname: Kozlov, aus der CzechischenRepublik, beim Hausschwein, Genotyp 1.1 103,25

CSF0864Jahr der Isolierung: 2007, Originalname: 275/4, ausBulgarien, beim Hausschwein, Genotyp 2.3

104,75-5,0

CSF0870Jahr der Isolierung: 2007, Originalname: 606/07,aus Kroatien, beim Hausschwein, Genotyp 2.3

105,5

CSF1027Jahr der Isolierung: 2007, Originalname: N719928/60, aus Ungarn, in Wildschweinen, Genotyp2.3

105,0-5,5

CSF1019Jahr der Isolierung: 2007, Originalname:Romania/TM/120/07, aus Rumänien, beimHausschwein, Genotyp 2.3

105,7

CSFV0382 wird als hoch virulent eingestuft und dient in vielen Versuchen als

„Referenzvirus“ (WIJNKER et al. 2008). CSFV0864 und CFSV0870 (FLOEGEL-

NIESMANN et al. 2009), CSFV1019 (LOHSE et al. 2010) und CSF1027 (EURL,

unveröffentlichte Daten) werden als moderat bis hoch virulent eingestuft.

Außer bei den zwei Abteilen mit den älteren Tieren wurden nach einem Tag pro

Gruppe noch zwei Kontakttiere hinzu gestallt. Dies ergibt eine Gesamtzahl von 31

Tieren. Die Datenaufzeichnungen gingen vom 26.03.08 bis zum 23.04.08.


V2008-3

Dieser Tierversuch diente der Herstellung von antigen- bzw. antikörperpositiven

Referenzseren, Studien der Klinik sowie der Pathogenese von zur Zeit kursierenden

CSF Stämmen im Rahmen der Aufgaben des EURL, Demonstrationszwecken für

einen Praxis-Workshop „KSP“ der EU Anfang November 2008 und der Überprüfung

der Anwendbarkeit der Thermographie zur Früherkennung von Fieber und zur

Gewinnung von Datenmaterial in Form von Fotos und Videoaufnahmen für

Lehrzwecke.

Die Tiere hatten vor der Infektion eine Eingewöhnungszeit von circa einer Woche.

Bei V2008-3 kamen vier verschiedene CSFV Isolate zum Einsatz, es handelte sich

um CSF0864, CSF0940, CSF0822 und CSF0382. Die Tiere waren zu Beginn

(07.10.08) ungefähr acht Wochen alt. Pro Virusisolat wurden vier Tiere infiziert

(außer CSF0864, hier waren es nur drei Tiere). Zu den Tieren, die mit CSF0864

infiziert wurden, wurden am folgenden Tag drei Kontakttiere hinzugestallt. Bei

CSF0822 waren es zwei Kontakttiere die hinzukamen. Die Infektionen mit CSF0864,

CSF0940 und CSF0822 fanden am 16.10.08 und beim Virusisolat CSF0382 am

28.10.08 statt. Insgesamt ergibt sich somit eine Anzahl von 20 Tieren. Die Infektion

fand ebenfalls intranasal statt.


Tabelle 3.2: Beschreibung der eingesetzten KSP-Virusisolate im Tierversuch V2008-3

Virusstamm Details zum VirusisolatVirustiter/ 0,1ml TCID50 (des

Inokulums: Original Titer wurdeverdünnt)

CSF0864Jahr der Isolierung: 2007, Originalname: 275/4,aus Bulgarien, beim Hausschwein, Genotyp 2.3

10 3,75

CSF0940C-Stamm, Riemser Arzneimittel, aus

Deutschland, Genotyp 1.110 3,0

CSF0822Jahr der Isolierung: 2003, aus Frankreich, in

Wildschweinen, Genotyp 2.3103,5

CSF0382Originalname: Kozlov, aus der CzechischenRepublik, beim Hausschwein, Genotyp 1.1

104,75

CSF0864 gilt als moderat bis hoch virulent (FLOEGEL-NIESMANN et al. 2009),

CSF0940 ist eine modifizierte Lebendvakzine, CSF0822 ist moderat virulent (EURL,

unveröffentlichte Daten) und CSF0382 ist ein hoch virulente Variante der

Schweinepest (WIJNKER et al. 2008).

Die Datenaufzeichnungen wurden vom 13.10.08 bis zum 31.10.08 durchgeführt.

Die IR Aufnahmen erfolgten stets vor Manipulation der Tiere, wie z.B.

Blutentnahmen. Zeitgleich wurde die rektale Temperatur aller Tiere gemessen

(Geratherm Plus, Modell 2020, CE 0118; Geratherm Medical AG, Geschwenda,

Germany) und mittels eines Clinical Score (MITTELHOLZER et al. 2000) der

klinische Gesundheitszustand der Tiere bestimmt.


Außerdem wurden alle Auffälligkeiten notiert, die einen möglichen Einfluss auf die IR

Bilder haben könnten (Dichte des Haarkleides, Verschmutzungen, Kameraabstürze

u. a.) und Tageslichtbilder angefertigt.

Um anschließend exakte Werte bei der Auswertung zu bekommen, wurde in jedem

Stallabteil ein Thermohydrometer (Temperaturstation, Art. Nr.: 650239-62; Conrad

Electronics SE, Hirschau, Germany) aufgestellt und vor den Messungen ein Abgleich

in der IR Kamera vorgenommen.

Wurden die Tiere im Verlaufe des Tierversuches moribund, so wurden sie

euthanasiert und einer Sektion unterzogen. Die restlichen Tiere wurden im Verlaufe

der Workshops bzw. nach Entwicklung einer effektiven Immunantwort gegen das

KSPV ebenfalls euthanasiert und mit Hilfe eines standardisierten

Untersuchungsschemas (FLOEGEL-NIESMANN et al. 2003) nach den akkreditierten

Untersuchungsverfahren des EURL obduziert. Die Euthanasie erfolgte durch

intravenöse Applikation einer Überdosis Pentobarbital (Narcoren ®, Merial GmbH,

Hallbergmoos, Germany).

3.3.2 Methodik im Stall

Die Objektparameter relative Luftfeuchtigkeit und Raumtemperatur (= reflektierte

Temperatur = Temperatur der externen Optik) wurden im jeweiligen Stallabteil zu

Beginn und zum Schluss der Messungen aufgezeichnet. Der Mittelwert wurde

anschließend bei der Auswertung in der Software eingestellt. Alle anderen

Objektparameter wie der Emissionsgrad von Schweinehaut (= 0,98), der

Transmissionsgrad der LDPE – Flachbeutel (= 0,95) und der Abstand zwischen

Kamera und Objekt (=1 m) waren konstant eingestellt. Die IR Bilder wurden

möglichst immer zu selben Zeit morgens früh bis zum späten Vormittag angefertigt.

Die IR Kamera hatte zu Beginn der Messungen eine Aufwärmphase von mindestens

15 Minuten. Die Messung der Rektaltemperatur und die Erhebung der IR Bilder

wurden bei den zahmen Versuchtieren kurz hintereinander durchgeführt. Die Tiere

wurden zuerst gefüttert und währenddessen die Rektaltemperatur gemessen. Dann


wurden im Versuch V2008-1 Einzelaufnahmen von jedem Tier mit möglichst

senkrechtem Messwinkel zur interessierenden Region gemacht. Darüber hinaus

wurden Gruppenbilder der Tiere am Trog von vorne und hinten angefertigt. Im

zweiten Experiment lag der Schwerpunkt des Interesses auf den Gruppenbildern, die

als erstes aus verschiedenen Blickwinkeln angefertigt wurden. Anschließend wurden

Ganzkörper-Einzeltieraufnahmen von der linken und rechten Körperseite im

Vergleich zu Einzeltieraufnahmen anderer spezifischer Messregionen aufgenommen.

Die Umgebungstemperatur als ein wichtiger Einflussfaktor wurde in diesem zweiten

Tierversuch mit berücksichtigt. Vom 20.10.08 bis zum 23.10.08 wurde die

Umgebungstemperatur in drei Stallabteilen auf ca. 30 °C hoch reguliert. In den zwei

weiteren Stallungen wurde die Temperatur auf 19°C herunter reguliert. In den

kälteren Abteilen wurden Wärmelampen aufgehängt, die eine Stunde vor den

Messungen ausgeschaltet wurden. Die Anzahl von fünf Abteilen ergab sich daraus,

dass die Tiere, die mit CSF0822 infiziert wurden, für diesen Temperaturversuch in

zwei Gruppen à drei Tiere (zwei infizierte Tiere und ein Kontakttier) aufgeteilt worden

waren. Alle Daten wurden in vorgefertigten Protokollblättern eingetragen.

3.3.3 Methodik der Auswertung

Die Infrarotbilder gingen nur in die Berechnungen ein, wenn die zuvor definierten

Messregionen eingehalten wurden, d.h. in der Ohrregion waren es die Ohrrückfläche

und haarlose Bereiche caudomedial an der Ohrbasis. Der Winkel war hier

unberücksichtigt, aber es musste mindestens ein Ohr komplett zu sehen sein. In der

Schulterregion mussten beide Buggelenke erkennbar sein. Die Rückenregion reichte

von caudal des Ellbogengelenkes bis zur cranialen Kniefalte, möglichst senkrecht

von oben, ca. 2/3 der Rückenfläche mit der Wirbelsäule als Mittellinie. Die seitliche

Region, welche beim Tierversuch V 2008-3 zusätzlich untersucht wurde, war definiert

als der Bereich caudal der Ellenbogen bis cranial zur Kniefalte als seitliche Ansicht

des Tieres.

Des Weiteren mussten einzelne Haare in den Messregionen erkennbar und die

Umrisse der Messregion deutlich abgrenzbar sein.


Im zweiten Schritt wurde mit Hilfe der Kamera kompatiblen Software Thermacam

Researcher ein Messrechteck auf die entsprechende Messregion gelegt. In diesem

Feld wurde nun der maximale Wert dieser Fläche angezeigt. Der Durchschnittswert

der maximalen Werte mehrerer Bilder einer Messregion ging dann in die

Korrelationsberechung mit der Rektaltemperatur ein. Die Rektaltemperatur war

während der IR-Bild Auswertung nicht bekannt.

Abb. 3.5: Messregion Schulter, die Umrisse sind scharf, die einzelnen Haare klar zu erkennen,die Winkel zwischen Kamera und Schulterpartie ist nahezu 90°


Abb. 3.6: Messregion Ohr, beide Ohren sind von hinten getroffen, der haarlose Bereich deslinken Ohres ist gut sichtbar, die Umrisse sind scharf und einzelne Haare erkennbar

Abb. 3.7: Messregion Rücken, die Umrisse sind scharf, die einzelnen Haare klar erkennbar, derWinkel zwischen Kamera und Rücken beträgt nahezu 90°


Abb. 3.8: Messregion Körperseite, die Umrisse sind scharf, die einzelnen Haare erkennbar, derWinkel zwischen Kamera und Rücken beträgt nahezu 90°

Zur Gruppenbildauswertung wurde in der Auswertungssoftware der für die

Altersgruppen spezifische Cut off der Seiten-/Rückenregion in den Bildern eingestellt.

Dieser wurde zuvor anhand der Einzeltierergebnisse durch den Statistiker Herrn Dr.

Ziller (Friedrich-Loeffler Institut, AG Biomathematik, Insel Riems) für die drei

Altersgruppen und die unterschiedlichen Regionen ermittelt, bzw. wurden für die

Hautregionen bei der Altersgruppe der Läufer Formeln aufgestellt, da hier die

Hauttemperatur signifikant von der Umgebungstemperatur abhängig ist.


Abbildung 3.9: Gruppenbild von Läufern, Rektaltemperaturen der Tiere von links nach rechts:38,4°C, 41,1°C, 39,4°C und 38,8°C; Cut off Wert der Hauttemperatur der Rücken- undKörperseitenregion: 37,7°C; Tier 2 ist laut Rektaltemperatur fieberhaft und wurde anhand derHauttemperatur ebenfalls als fieberhaft identifiziert, die übrigen drei Tiere haben kein Fieberund wurden auch entsprechend erkannt.

23,6°C

39,8°C

30


23,6°C

39,9°C

30

Abb. 3.10: Gruppenbild von Läufern, Rektaltemperaturen der Tiere von links nach rechts:40,0°C, 39,3°C, 39,7°C, 40,9°C und 40,9°C; Cut off Wert der Hauttemperatur der Rücken- undKörperseitenregion: 38,0°C; Tier 4 und 5 sind laut Rektaltemperatur fieberhaft und wurdenanhand der Hauttemperatur nicht als fieberhaft identifiziert, die übrigen drei Tiere haben keinFieber und wurden auch entsprechend erkannt.

Die Tiere wurden von links nach rechts durchnummeriert, wechselten sie während

der Bildaufnahmen den Platz, wurde trotzdem der Platz auf dem ersten Bild als

Lokalisation angenommen. Nun wurde für jedes Tier auf den Bildern die

Entscheidung, “fieberhaft“ oder “nicht fieberhaft“, anhand der Hauttemperaturen im

Rücken bzw. Körperseitenbereich getroffen und mit den Rektaltemperaturwerten

verglichen. Diese Werte wurden in einer Tabelle mit der ordinalen Skala 0= nicht

fieberhaft und 1= fieberhaft eingetragen.

Es wurden stets mehrere Bilder pro Tag/Gruppe angefertigt und eine Gruppe wurde

nur gewertet, wenn mindestens 3 auswertbare Bilder vorhanden waren. Sobald ein

Tier auf nur einem Bild fieberhaft war, wurde es als fieberhaft anhand der

Hauttemperatur eingestuft.


3.4 Betriebsbesuche kommerzieller Schweinebestände

Die Bestände, welche von August bis Dezember 2008 je vier Mal untersucht wurden,

befinden sich in Niedersachsen und Nordrhein-Westfalen. Es sind acht Betriebe, vier

Mastställe und vier Sauenhaltungen. Der Betrieb H wurde nur einmal besucht.

Tabelle 3.3: Beschreibung der Betriebe

Name desBetriebes

Postleitzahl OrtNutzungs-Richtung

RasseAnzahlderTiere

Haltungsform

A 49456 Bakum Sauen PIC, BHZP 680Kastenstände,Vollspalten

B 49456 Bakum Mast PIC 320 Vollspalten

C 49632Essen i.Oldenburg

Mast PIC 693 Vollspalten

D 49429 Visbek Sauen BHZP 300Gruppenhaltung +Kastenstände,Vollspalten

E 32694Dörentrup-Bega

Sauen

PIC,Schwäbisch –Hällisches,Hampshire, PICx Hampshire

270Gruppenhaltung +Kastenstände,Vollspalten + Stroh

F 32694Dörentrup-Bega

Sauen PIC, HYPOR 180Gruppenhaltung +Kastenstände,Vollspalten + Stroh

G 32694Dörentrup-Bega

Mast PIC, HYPOR 900 Vollspalten

H 49832 Beesten Mast PIC und BHZP 840Vollspalten,Teilspalten


Wie auch bei den Tierversuchen wurde die Kamera vor jedem Gebrauch in LDPE –

Flachbeutel eingepackt. Die Stalltemperatur und die relative Luftfeuchtigkeit wurden

ebenfalls mit einem Thermohydrometer der Firma Conrad Electronics bestimmt.

Dafür wurde es im Gang vor der speziellen Bucht oder an der Wand bzw. auf die

Buchtenabtrennung aufgestellt. Für eine detaillierte Dokumentierung wurde zeitgleich

zu jedem IR-Bild auch ein Tageslichtbild gemacht. Vor jeder Messreihe hatte die IR

Kamera mindestens eine 15 minütige Aufwärmphase.

Es wurde versucht, durch die Erhebung der Daten möglichst zur selben Tageszeit,

durch Messung immer der gleichen Abteile und Buchten auf den Betrieben mit der

zeitgleichen Erhebung der IR Bilder und der Rektaltemperatur durch zwei Personen

und durch stete IR Bild Erhebung durch denselben Untersucher die Bedingungen

soweit dies möglich war zu standardisieren.

In den Kastenstandabteilen und Abferkelbuchten der Sauenhaltungen wurden die

Ohrmarken der zu messenden Einzeltiere sowie Besonderheiten, wie z.B. der

Abferkeltermin o. ä., notiert. Danach wurden die IR Aufnahmen gemacht. Es wurden

immer 25 % eines Abteils, d.h. jedes vierte Tier, beprobt. Gab es schon vorher

Informationen zu fieberhaften Sauen, wurden diese zusätzlich untersucht. Für die

einzelnen Betriebe wurden spezifische Schemata bezüglich der Verteilung der zu

untersuchenden Abteile ausgearbeitet. Bei Sauengruppen bzw. in Mastabteilen

wurden mindestens 25 % eines Abteils bzw. einer Bucht untersucht. Auch hier gab

es spezifische Beprobungspläne für die einzelnen Betriebe und ihre Abteile. Mithilfe

der Kamera wurde ein Übersichtseindruck der Tiere einer Bucht erstellt, um

besonders auffällige Tiere, d.h. mit einer besonders hohen oder niedrigen

Hauttemperatur, zu erkennen. Diese Tiere wurden dann mit einem Viehzeichenstift

mit einer Nummer auf dem Rücken markiert und es wurden IR Aufnahmen vom

Rücken und ggf. beider Körperseiten und den Ohren (Sauen, Bestand D) gemacht.

Anschließend wurde die Rektaltemperatur dieser Tiere mit einem elektronischen

Veterinär-Fieberthermometer (Mircolife VT 1831 Vet Temp, garantierte

Messgenauigkeit von +/- 0,1°C zwischen 34 und 42°C bei 18-28 °C

Umgebungstemperatur) möglichst zeitgleich bestimmt. Gab es keine besonders

auffälligen Tiere, wurden zufällig Tiere aus der Gruppe herausgesucht. Bei den


Sauen wurden Tiere aus Abferkelbuchten, Kastenständen und Gruppenhaltung in die

Daten miteinbezogen. Bei den Masttieren wurden nur Kleingruppen bis 15 Tiere pro

Bucht berücksichtigt, da Erfahrungswerte der ersten Messversuche gezeigt hatten,

dass die Evaluierung der Methode bei Absetzferkeln, Vormasttieren und Masttieren

in Großgruppen (bis 50 Tiere) aufgrund von zu viel Tierbewegung zu nicht

aussagefähigen Daten geführt hatte. In wenigen Fällen war es auch möglich

auswertbare Gruppenbilder anzufertigen. Die Daten wurden in vorgefertigten

Protokollen eingetragen.

3.5 Statistik

Zur Berechnung des Mittelwertes, zur Ermittlung der Standardabweichung und zur

Korrelationsanalyse nach Pearson wurde das Programm Microsoft Excel 2003

verwendet.

Die weitere Auswertung der Einzeltierergebnisse anhand einer linearen

Regressionsanalyse, die Tests auf Signifikanz und die Festlegung der Cut off Werte

erfolgte durch Herrn Dr. M. Ziller (FLI, Insel Riems) mit Hilfe des Statistik Programms

R, Version 2.8.1 (R DEVELOPMENT CORE TEAM 2008).

Ziel war es, einen Zusammenhang zwischen der gemessenen Hauttemperatur und

der Rektaltemperatur als Standardwert herzustellen. Dazu wurden weitere Einflüsse

wie die Umgebungstemperatur und die relative Luftfeuchte, betrachtet.

Für jede Hautregion und jede Tierklasse getrennt wurde mit Hilfe einer multiplen

linearen Regression (RASCH u. VERDOOREN 2003; HARTUNG u. ELPELT 2007)

die funktionale Abhängigkeit der Rektaltemperatur von der Hauttemperatur und den

weiteren Einflüssen modelliert. Dabei stellte sich heraus, dass die relative Luftfeuchte

in keinem Fall einen signifikanten Einfluss zeigte. Weiterhin war der Einfluss der

Umgebungstemperatur ausschließlich für die Läufer signifikant, für die anderen

Altersgruppen nicht. Dementsprechend wurden die Modelle reduziert.


Somit ergab sich für die Läufer ein multipler linearer Zusammenhang zwischen

Rektaltemperatur, Hauttemperatur und Umgebungstemperatur:

Rektaltemperatur = a + b x Hauttemperatur + c x Umgebungstemperatur

Damit konnte der bekannte Cut off Wert für die Rektaltemperatur direkt durch

Umstellung der Gleichung in einen Cut off Wert für die Hauttemperatur umgerechnet

werden:

Cut off Rektal = a + b x Cut off Haut + c x Umgebungstemperatur

b x Cut off Haut = Cut off Rektal - a - c x Umgebungstemperatur

Cut off Haut = 1/b x Cut-off Rektal - a/b - c/b x Umgebungstemperatur

Da der jeweilige rektale Cut off Wert bekannt ist, bleiben zwei Konstanten in der

Gleichung übrig:

a1 = 1/b x Cut off Rektal - a/b

a2 = - c/b

und das Ergebnis ist dann:

Cut off Haut = a1 + a2 x Umgebungstemperatur

Für die Ohrregion der Läufer ergab sich z.B.:

Cut off Haut = 36,70 + 0,1065 x Umgebungstemperatur

Für die anderen Altersgruppen ergab sich ein einfacher linearer Zusammenhang und

der Cut off Wert für die Hauttemperatur kann direkt aus dem Cut off Wert für die

Rektaltemperatur ausgerechnet werden:


Cut off Rektal = a + b x Cut off Haut

b x Cut off Haut = Cut off Rektal - a

Cut off Haut = 1/b x Cut-off Rektal - a/b

Da der jeweilige rektale Cut-off Wert bekannt ist, ist das Ergebnis hier eine feste

Zahl. Für die Anpassungsgüte des linearen Modells ist das r 2 (Quadrat der

Korrelation) ein aussagekräftiges Maß. Es kann als eine Varianzerklärung

interpretiert werden. Dabei werden die Fehler des Modells mit den Fehlern eines

Standardmodells verglichen. Der Wert gibt dann den Anteil der Fehlervarianz des

Standardmodells (meist in Prozent) an, der durch das betrachtete Modell erklärt wird.

Das multiple R-Quadrat spiegelt dabei das einfache Varianzverhältnis wieder. Das

korrigierte R-Quadrat ( adjusted r-squared) berücksichtigt zusätzlich noch die Anzahl

der geschätzten Parameter. Beim Vergleich verschiedener Modelle wird ein Modell

mit mehr geschätzten Parametern (weniger Freiheitsgraden) 'bestraft'. Das ergibt ein

realistischeres Bild der tatsächlichen Varianzerklärung. Je mehr Datenpunkte zur

Verfügung stehen, je geringer wird die 'Strafe' ausfallen.

Des Weiteren wurden Sensitivität, Spezifität, Testeffizienz und prädiktive Werte

ermittelt, um die Güte eines neuen diagnostischen Tests zu beurteilen.

Die Sensitivität ist ein Maß dafür, wie viele richtig positive Ergebnisse im Vergleich

zur Anzahl aller positiven Ergebnisse, d.h. auch den falsch negativen Ergebnissen

vorhanden sind. Im Gegensatz dazu sagt die Spezifität etwas darüber aus, wie viele

richtig negative Ergebnisse im Vergleich zu allen negativen Ergebnissen, d.h. auch

den falsch positiven Ergebnissen vorhanden sind (SCHWARZER et al. 2002a).

Die Testeffizienz ist ein Maß wie viele richtig positive und richtig negative Ergebnisse

ein diagnostisches Verfahren liefert, gemessen an der Gesamtzahl der Messungen

(BREDNER 2013).

Prädiktive Werte beschreiben die Wahrscheinlichkeit der Richtigkeit eines

Testergebnisses (SCHWARZER et al. 2002 b).

Ergebnisse 53

4 Ergebnisse

4.1 Physikalische Parameter

4.1.1 Transmissionsgrad

Zur Ermittlung des Transmissionswertes (T-Wert) der LDPE-Flachbeutel wurden acht

Tüten des gleichen Herstellers untersucht. Zwei der Beutel wurden sowohl in normal

temperierter (22°C) Umgebung als auch in warmer (29°C) und kalter (3°C)

Umgebung getestet. Eine Erhöhung der Umgebungstemperatur führte zu höheren

Transmissionswerten, wohingegen eine Abnahme der Umgebungstemperatur durch

niedrigere Transmissionswerte im Vergleich zur normal temperierten Umgebung

gekennzeichnet war (Abb. 4.1). Je höher die Objekttemperatur desto geringer die

Differenz der Transmissionswerte in Bezug auf die Umgebungstemperaturen. Die

Körpertemperatur der untersuchten Schweine lag im Bereich von 27,0 °C – 42,0 °C.

Bezogen auf dieses Temperaturspektrum konnte ein Transmissionswert von 0,95 mit

einer Standardabweichung von 0,04 berechnet werden. Dieser Korrekturfaktor wurde

im Folgenden bei der Auswertung der Infrarotbilder verwendet.

Ergebnisse 54

Transmissionswert LDPE Flachbeutel

0,85

0,87

0,89

0,91

0,93

0,95

0,97

0,99

1,01

27 28 29 30 31 32 33 34 35 36 37 38 39 40 41 42 43 44 45Objekttemperatur °C

T-W

ert

Tüte 1Tüte 2Tüte 3Tüte 4Tüte 5Tüte 6Tüte 7Tüte 8Tüte 7Tüte 8Tüte 7Tüte 8

Abbildung 4.1: Graphische Darstellung aller ermittelten Transmissionsgrade

4.1.2 Emissionsgrad

Die durch das ZAE Bayern ermittelten Emissionsgrade der Hautproben der sechs

Schweine ergaben einen Mittelwert von E = 0,98 mit einer Standardabweichung von

0,005. Bei der Berechnung wurden 36 Werte berücksichtigt, wobei der

Emissionsgrad jeweils bei 30°C und 40°C Objekttemperatur errechnet wurde

(Tab.4.1).

gelb: sechs verschiedene Flachbeutel bei einer Raumtemperatur von ca. 22°C

grün: Tüte 7 + 8 bei ca. 22 °C Raumtemperatur

rot: Tüte 7 + 8 bei ca. 29 °C Raumtemperatur

blau: Tüte 7 + 8 bei ca. 3 °C Raumtemperatur

Ergebnisse 55

Tabelle 4.1: Rohdaten der Emissionsgradauswertung

Rücken Ohr 1 Ohr 2

Schwein 1 30°C 0,98 0,98 0,98

Schwein 1 40°C 0,98 0,98 0,98

Schwein 2 30°C 0,98 0,98 0,98

Schwein 2 40°C 0,98 0,98 0,98

Schwein 3 30°C 0,99 0,99 0,98

Schwein 3 40°C 0,99 0,99 0,98

Schwein 4 30°C 0,99 0,97 0,98

Schwein 4 40°C 0,99 0,97 0,98

Schwein 5 30°C 0,98 0,98 0,98

Schwein 5 40°C 0,98 0,98 0,98

Schwein 6 30°C 0,98 0,98 0,98

Schwein 6 40°C 0,98 0,98 0,98

4.2 Auswertung der Infrarot-Bilder

4.2.1 Einzeltierauswertung

Nach Auswertung der IR-Bilder der einzelnen Tiere wurden die Mittelwerte der

Rohdaten mit Hilfe von statistischen Modellen (multiple lineare Regression) in

Zusammenarbeit mit Herrn Dr. Ziller (Friedrich–Loeffler-Institut, Insel Riems)

beurteilt. Die Ohrregion der Sauen, sowie die Schulterregion der Läufer und die

Rückenregion der Mastschweine erschienen dabei für die Bestimmung der

Körpertemperatur mittels IRT am geeignetsten. Bei den Läufern war die

Ergebnisse 56

Hauttemperatur stark Umgebungstemperatur abhängig, so dass hier für die

Berechnung des Cut off Wertes Funktionsgleichungen aufgestellt werden mussten.

Die Varianzerklärung (adjusted r2), d.h. das Maß für die Qualität des Modells

Hauttemperatur-Rektaltemperatur sah wie folgt aus (Tab.4.2).

Tab.4.2: Varianzerklärung für die Cut off Werte der verschiedenen Altersgruppen undKörperregionen

Sauen Mast Läufer

Ohr 0,48 0,15 0,38

Schulter 0,43 0,35 0,44

Rücken 0,29 0,39 0,43

Körperseite 0,06 - 0,36

Es ergaben sich folgende Cut off Werte:

Sauen: Ohrregion 35,8 °C

Schulterregion 35,2 °C

Rückenregion 34,9 °C

Körperseite 34,7 °C

Mastschweine: Ohrregion 36,9 °C

Schulterregion 36,0 °C

Rückenregion 35,8 °C

Körperseite nicht gemessen

Ergebnisse 57

Läufer: Ohrregion: 36,70 + 0,1065 x Umgebungstemperatur (in °C)

Schulterregion: 36,31 + 0,1001 x Umgebungstemperatur (in °C)

Rückenregion: 32,83 + 0,2071 x Umgebungstemperatur (in °C)

Körperseiten: 33,73 + 0,1733 x Umgebungstemperatur (in °C)

Die Körperseite der Sauen und die Ohrregion der Mastschweine wurden nicht weiter

ausgewertet, da der adjusted r2 bezüglich der Cut off Werte in diesen zwei Fällen

unter dem Wert von 0,25 lag und somit nur mit einem sehr geringen Prozentsatz

durch unser Modell (Hauttemperatur-Rektaltemperatur) erklärt werden konnte und

weitere Faktoren einen weit größeren Einfluß haben.

Berücksichtigt man als Beispiel bei den Mastschweinen den oben genannten Cut off

Wert der Hauttemperatur der Rückenregion (35,8 °C) und die durch Literaturangaben

(ELBERS 2007) für die Altersgruppe festgelegten Schwellenwerte bezüglich der

Rektaltemperatur (>40,0 °C) so ergibt sich folgendes Diagramm:

Ergebnisse 58

Mast

30

31

32

33

34

35

36

37

38

39

40

37 37,5 38 38,5 39 39,5 40 40,5 41 41,5 42

Rektaltemperatur [°C]

Rüc

kent

empe

ratu

r [°C

]

fieberhaft gesund

Abb. 4.2: Einzeltierergebnisse bezüglich der Hauttemperatur am Rücken mit dazugehörigerRektaltemperatur bei den Mastschweinen; Feld 1: alle falsch positiven Ergebnisse, Feld 2: allerichtig positiven Ergebnisse, Feld 3: alle richtig negativen Ergebnisse, Feld 4: alle falschnegativen Ergebnisse

In dem Diagramm der Mastschweine (Abb. 4.2), sind alle Wertepaare der Rücken-

Hauttemperatur und der Rektaltemperatur als Punkt abgebildet. Durch die Cut off

Werte der Rektaltemperatur und der Hauttemperatur wird das Diagramm in vier

Felder unterteilt. In Feld eins befinden sich alle falsch positiven Werte, wohingegen in

Feld zwei alle korrekt positiven Werte liegen, d.h. in diesen Fällen stimmen die Werte

der Rektal- und Hauttemperatur in Bezug auf fieberhafte Tiere überein. Das dritte

Feld kennzeichnet die korrekt negativen Werte, d.h. hier stimmen die Hauttemperatur

und die Rektaltemperatur in der Aussage “nicht fieberhaft“ überein. In Feld vier sind

die falsch negativen Werte lokalisiert. Diese Tiere wurden per Hauttemperatur nicht

als fieberhaft identifiziert, obwohl sie laut Rektaltemperatur Fieber hatten.

Bei den Läufern kann aufgrund der Abhängigkeit der Cut off Werte von der

Umgebungstemperatur kein einheitlicher Wert in einem Diagramm angegeben

werden. Aufgrund dessen wurden 31 Messungen beispielhaft betrachtet, wobei diese

1 2

43

Ergebnisse 59

alle bei einer Umgebungstemperatur von 24,2 °C durchgeführt worden waren, somit

war die Berechnung eines Cut off Wertes möglich.

Errechnet man anhand einer Kontingenztafel (Tab. 4.3) die Sensitivität, Spezifität

und Testeffizienz der Methodik bezogen auf die unterschiedlichen Altersgruppen und

Messregionen, so kommt man zu den folgenden Ergebnissen (Tab. 4.4). Die

Ohrregion der Sauen sei hier beispielhaft betrachtet, alle weiteren Vierfeldertafeln

finden sich in Anhang.

Tabelle 4.3: Vierfeldertafel der Einzeltiermessungen Sauen, Ohrregion

Sauen (52 Messungen) Ohrregionfieberhaft nachRektaltemperaturmessung

nicht fieberhaft nachRektaltemperaturmessung

fieberhaft nachHauttemperaturmessung

24 7 (falsch positiv)

nicht fieberhaft nachHauttemperaturmessung

4 (falsch negativ) 17

Ergebnisse 60

Tabelle 4.4: Güte eines diagnostischen Verfahrens anhand der Sensitivität, Spezifität undTesteffizienz, gelb gekennzeichnet sind die laut statistischem Modell am besten geeignetenHautregionen

Sensitivität [%]

(95% Konfidenzinterval)

Spezifität [%]

(95% Konfidenzinterval)

Testeffizienz(%)

Cut off (°C) bei24,2°CUmgebungs-

temperatur

Sauen Ohr 85,7 (67,3;96,0) 70,8 (48,9;87,4) 79

SauenSchulter

75,0 (53,3;90,2) 63,3 (43,9;80,1) 69

SauenRücken

68,6 (54,1;80,9) 57,4 (43,2;70,8) 63

MastschweinSchulter

84,8 (71,1;93,7) 33,3 ( 7,5;70,1) 76

MastschweinRücken

63,6 (52,7;73,6) 76,2 (63,8;86,0) 69

Läufer Ohr 43,8 (19,8;70,1) 100,0 (78,2;100,0) 71 39,3

LäuferSchulter

60,0 (32,3;83,7) 93,3 (68,1;99,8) 77 38,7

LäuferRücken

43,8 (19,8;70,1) 92,9 (66,1;99,8) 67 37,8

LäuferKörperseite

100,0 (54,1;100,0) 57,1 (18,4;90,1) 77 37,9

Unter Berücksichtigung des prozentualen Anteils der laut Rektaltemperatur

fieberhaften Tiere ergeben sich folgende positive (PPV) und negative (NPV)

prädiktive Werte (Tab. 4.5).

Ergebnisse 61

Tabelle 4.5: positive und negative prädiktive Werte der Einzeltiermessungen bezogen auf diedrei Altersgruppen

fieberhafter Tiere (%) PPV NPV

Sauen Ohr 54 77 81

Sauen Schulter 44 62 76

Sauen Rücken 49 60 66

Mastschwein Schulter 84 87 30

Mastschwein Rücken 58 79 60

Läufer Ohr 52 100 63

Läufer Schulter 50 90 70

Läufer Rücken 53 88 59

Läufer Körperseite 46 67 100

Aus den Rohdaten der 262 fieberhaften und 262 nicht fieberhaften Tieren wurde der

Korrelationskoeffizient nach Pearson berechnet, wobei die Mittelwerte der vier

Körperregionen (Ohr, Schulter, Rücken, Seite) im Verhältnis zur Rektaltemperatur

gesetzt wurden. Der Korrelationskoeffizient für die Gesamtheit aller Tiere mit n = 524

beträgt für die Ohrregion 0,70 (p = 6,06E-52) (344 Messungen gingen hier in die

Berechnung ein), die Schulterregion 0,71 (p = 1,21E-54) (348 Messungen), die

Rückenregion 0,66 (p = 5,63E-63) (493 Messungen) und der Körperseite 0,79 (p =2,20E-17) (76 Messungen). Betrachtet man die einzelnen Altersgruppen so ergeben

sich die in Tabelle 4.6 nachstehenden Werte:

Ergebnisse 62

Tabelle 4.6: Korrelation von Haut- und Rektaltemperatur der verschiedenen Hautregionenaufgeteilt in die drei Altersgruppen (Signifikanzniveau: 0,05)

Mast (163 Tiere)

Ohr 0,40 (p = 0,005) (47 Messungen)

Schulter 0,60 (p = 1,29E-06) (55 Messungen)

Rücken 0,62 (p = 2,09E-17) (151 Messungen)

Läufer (248 Tiere)

Ohr 0,59 (p = 2,28E-24) (245 Messungen)



Seite 0,44 (p = 0,002) (46 Messungen)

Sauen (113 Tiere)

Ohr 0,70 (p = 7,69E-09) (52 Messungen)



Seite 0,30 (p = 0,11) (30 Messungen)

Bei der Betrachtung der Infrarotbilder unter Berücksichtigung der Rektaltemperatur

wurde deutlich, dass sich für jede Hautregion und Altersgruppe Temperaturspannen

(°C) ergeben die sich bei fieberhaften und nicht fieberhaften Tieren zum Teil deutlich

überlappen (Tab.4.7).

Ergebnisse 63

Tabelle 4.7: Minimale und Maximale Temperaturen der unterschiedlichen Messorte differenziertin die drei Altersgruppen

Sauen Mast Läufer

nicht fieberhaft fieberhaft nicht fieberhaft fieberhaft nicht fieberhaft fieberhaft

Min Max Min Max Min Max Min Max Min Max Min Max

RT 37,8 39 39,1 41,1 37,9 40 40,1 41,9 38,3 40,5 40,6 41,9

Ohr 31,3 36,6 34,2 37,7 37,6 38,4 36,4 39,6 36,3 40,2 37,1 40,8

Schulter 27,6 36,8 34,4 36,8 34,1 37,6 33,7 39,6 35,6 39,3 36,7 40,7

Rücken 26,7 37,2 33,7 38,2 30,9 37,5 31,5 39,6 34,8 38,6 36 40,3

Seite 32,3 35 32,7 35,6 36,5 38,6 37 39,7

Betrachtet man einzelne Tiere über mehrere Tage, so wird deutlich, dass

Korrelationen zwischen der Rektaltemperatur und den Hauttemperaturen der

verschiedenen Regionen bei ein und demselben Tier große Differenzen aufweisen

können (Tab. 4.8).

Ergebnisse 64

Tabelle 4.8: Beispiele von Messungen der gleichen vier Tiere über mehrere Tage, gelb markiertsind die Korrelationen der Hautmessregionen dieses einzelnen Tieres

Einzeltier Beispiele fieberhaft Einzeltier Beispiele nicht fieberhaft

Tier 188 Ohr 0,17 Tier 207 Ohr 0,39

Schulter -0,20 Schulter 0,47

Rücken -0,35 Rücken 0,51

RT Ohr Schulter Rücken RT Ohr Schulter Rücken

40,5 37,6 37,1 37,5 39,3 37,3 36,8 36,2

40,7 38,1 37 37,6 39,3 38,7 38,4 38,3

41,1 37,6 37,2 n.A. 38,6 37,7 37,2 36,8

40,6 38,6 37,5 38,1 38,6 37,9 37,1 36,7

40,2 37,7 37,3 n.A. 39,3 38,1 37,3 37,4

41 38,6 37,8 37,1 39,4 37,6 37,3 37,3

40,8 38,9 37,5 37 39,8 38,1 37,6 37

40,4 38,6 37,9 37,7 40,3 38,4 37,9 38,1

40,6 38,9 38,2 38,6

41,2 38,7 37,6 37,3

40,2 38,4 38,1 37,4

Tier 233 Ohr 0,53 Tier 241 Ohr -0,60

Schulter -0,09 Schulter -0,24

Rücken 0,95 Rücken -0,61

Seite 0,88 Seite -0,09

RT Ohr Schulter Rücken Seite RT Ohr Schulter Rücken Seite

41 39,6 39 38,6 n.A. 39,3 38,8 37,8 38 38,2

40,9 39,6 38,8 38,4 38,3 39,7 39 38,4 38,4 38,6

41,3 39,6 n.A. n.A. 39,7 39,5 38,8 37,9 38,1 n.A.

40,9 39,1 38,3 38,1 38,9 39,5 37,7 36 36,2 37,3

40,6 38,6 38,1 36,7 n.A. 39,8 38,1 36,4 36,7 37,3

40,6 39,5 39,2 37,3 38,2 40,2 37,2 36,7 36,1 37,1

41,2 39,4 38,4 n.A. 39 40,3 38 37,2 36,4 38,4

Ergebnisse 65

Tier 188: ca. 55 kg Körpergewicht, normal stark beharrt, mit dem bulgarischen Isolat

infiziert (CSF0864)

Tier 207: ca. 20 kg Körpergewicht, ggr. stärker beharrt als für diese Gewichtsklasse

üblich, mit Kozlov infiziert (CSF0382)

Tier 233 + 241: ca. 30 kg Körpergewicht, 233 normal behaart, 241 ggr. weniger

Haare als für diese Gewichtsklasse üblich, mit dem bulgarischen Isolat infiziert

(CSF0864)

Zur Ermittlung der Abhängigkeit der Hauttemperatur von der Umgebungstemperatur

wurden sieben Läufer vier Tage bei kälterer Umgebung (ca. 19°C) untersucht und 13

Läufer wurden unter warmen Umgebungsbedingungen (ca. 31 °C) beprobt. Für jede

Hautregion (Ohr, Schulter, Rücken, Seite) wurde jeweils eine lineare Regression

berechnet. Zielgröße war die Rektaltemperatur, diese sollte geschätzt werden, als

Ersatz für eine Messung und zur Definition, ob Fieber besteht oder nicht. Als

Einflußgrößen wurden Hauttemperatur und Umgebungstemperatur eingesetzt.

Bei diesen Daten zeigte sich für alle Hautregionen ein signifikanter Einfluss der

Umgebungstemperatur (M. Ziller, Insel Riems) (Tab.4.9).

Tab. 4.9: Ergebnisse des Temperaturtests; Signifikanzniveau: 0,05

p-Wert adjusted r 2

Ohr 1,55 E-11 46 %

Schulter 4,69 E-11 45 %

Rücken 5,29 E-08 34 %

Körperseite 1,96 E-08 40 %

Ergebnisse 66

4.2.2 Gruppenauswertung

Für die Auswertung der Gruppenbilder wurden die zuvor ermittelten Cut off Werte der

Rückenregion und Körperseite als Entscheidungsgrundlage verwendet. Nachfolgend

ist die Gruppenauswertung der Mastschweine mit 9 Gruppen (2-9 Tiere pro Gruppe)

als Beispiel dargestellt (Tab. 4.10). Für jedes Tier auf den Bildern wurde anhand der

Hauttemperaturen eine Entscheidung getroffen, ob fieberhaft oder nicht, und mit den

Rektaltemperaturwerten verglichen. Diese Werte wurden in einer Tabelle mit der

ordinalen Skala 0= nicht fieberhaft und 1= fieberhaft eingetragen.

Tabelle 4.10: Rohdaten der Mastschweine Gruppenbilder

Ergebnisse 67

Diese ordinalen Daten wurden anschließend mit Hilfe einer Vierfeldertafel

ausgewertet und führten zu den nachfolgenden Ergebnissen (Tab. 4.11 und 4.12).

Tabelle 4.11: Vierfeldertafel der Gruppenergebnisse der Läufer

Läufer (419 Messungen)fieberhaft nachRektaltemperaturmessung






Tabelle 4.12: Vierfeldertafel der Gruppenergebnisse der Mastschweine

Mastschweine (33 Messungen)fieberhaft nachRektaltemperaturmessung






Die Auswertung der Gruppenbilder ergab für die Läufer (103 Gruppen, 419 Tiere)

eine Sensitivität der Methodik von 26,4 % (Konfidenzintervall 95 %: 15,3; 40,3) und

eine Spezifität von 99,2 % (Konfidenzintervall 95 %: 97,6; 99,8) bei einer

Testeffektivität von 90 %. Bei den Masttieren (9 Gruppen, 33 Tiere) lagt die

Sensitivität bei 70,6 % (Konfidenzintervall 95 %: 44,0; 89,7) und die Spezifität bei

93,8 % (Konfidenzintervall 95 %: 69,8; 99,8) mit einer Testeffektivität von 82%. Unter

Berücksichtigung der Anzahl fieberhafter Tiere ergaben sich bei den Läufern ein PPV

von 0,82 und ein NPV von 0,90 bei 12,7% fieberhaften Tieren. Sowie bei den

Masttieren ein PPV von 0,92 und ein NPV von 0,75 bei 51,5% fieberhaften Tieren.

Auch hier gilt zu beachten das die Rohdaten von denselben Tieren an mehreren

Tagen erhoben wurden.

Ergebnisse 68

Während der Datenerhebungen kam es immer wieder zu technischen Ausfällen der

Infrarotkamera (Software Inkompatibilitäten, „Aufhängen“ der Kamera während der

Messungen), die aber laut Herstellerangaben (persönliche Mitteilungen) in keiner

Weise die Ergebnisse beeinflusst haben.

Diskussion 69

5 DiskussionDer Einsatz der IRT hat in der Veterinärmedizin in den letzten Jahren deutlich

zugenommen und als ein nicht invasives bildgebendes Verfahren Anwendung

gefunden. Mit dieser Technik können abnorme Temperaturverteilungen auf der

Körperoberfläche festgestellt werden, aus denen Rückschlüsse auf Erkrankungen

der Haut oder dicht darunter liegender Strukturen gezogen werden können

(SCHUSTER u. KOLOBRODOV 2004, S. 316).

In der Humanmedizin wurden in Zuge von SARS, H5N1 und H1N1 Infektionen immer

häufiger Versuche unternommen, mit Hilfe der IRT fieberhafte Menschen zu

detektieren. Einige Arbeitsgruppen halten die IRT zur Fieberdetektion beim

Menschen mit Hilfe spezifischer Cut off Werte für einsetzbar, jedoch wird immer

wieder betont, wie wichtig die Berücksichtigung der unterschiedlichen

Einflussfaktoren ist, wie z.B. Umgebungsbedingungen, physiologische

Gegebenheiten, die Art und Weise der Bildaufnahmen und die Beachtung der

Grenzen dieser Methodik (CHAN et al. 2004; NG et al. 2004; CHIANG et al. 2008;

ZAPROUDINA et al. 2008; CHEUNG et al. 2012). Andere Forscher halten die IRT

gerade aufgrund der vielen Einflussfaktoren und der fehlenden Standardisierbarkeit

unter realen Bedingungen, sowie einer für diese Zwecke nicht ausreichenden

Genauigkeit, für diese Anwendung nicht geeignet. Ihrer Meinung nach führt der

Einsatz dieser Methode zu einem Sicherheitsgefühl, das wissenschaftlich nicht

belegt werden kann (CAMENZIND et al. 2006; WONG u. WONG 2006; CHAN et al.

2013).

Im Bereich der Fieberdetektion in der Veterinärmedizin wurden nach Infektion mit

verschiedenen Viren bei Tierarten wie Waschbären (DUNBAR u. MAC CARTHY

2006), Kälbern (SCHAEFER et al. 2004; SCHAEFER et al. 2006; SCHAEFER et al.

2007) bzw. Rindern (RAINWATER-LOVETT et al. 2008), Maultierhirschen (DUNBAR

et al. 2009) und Schafen (PEREZ DE DIEGO et al. 2013) positive Ergebnisse

Diskussion 70

bezüglich der Brauchbarkeit dieser Methode zur Früherkennung von Infektionen

erzielt.

Zwischen 1973 und 2003 hat es einige Untersuchungen bezüglich des Einsatzes von

Infrarotthermometern bzw. Thermoelementen, d.h. mit Hilfe eines

Kontaktthermometers, zur Hauttemperaturmessung beim Schwein gegeben. Die

Anwendbarkeit der Infrarotmesstechnik als Alternativmethode zur

Körpertemperaturbestimmung wurde in diesen Untersuchungen sehr unterschiedlich

bewertet (KÜPPERS 1973; DEBBELT 1975; EWALD 1978; RÖHLINGER et al. 1980;

ZINN et al. 1985; REINHART 1988; EICKHOFF 1996; WENDT et al. 1997;

ZEMIRLINE et al. 2002; DEWULF et al. 2003). Im Gegensatz zur

Infrarotthermographie , bei der eine Vielzahl von Messpunkten zu einem Wärmebild

führen, gibt es bei einem Infrarotthermometer nur einen Messpunkt. Dabei wird das

Ergebnis durch Bildung eines Mittelwertes aus den im Messfeld bestehenden

Temperaturen berechnet. Je größer der Abstand des Gerätes zum zu messenden

Objekt, desto größer wird das Messfeld und ungenauer das Ergebnis (RICHTLINIE

3511 VDI 1995; OPTRIS 2011). Bei einem Kontaktthermometer hat der angelegte

Druck, in diesem Falle auf die Haut, einen großen Einfluss auf die Ergebnisse

(HARMS 1959; LEINEWEBER 1961; KÜPPERS 1973).

Im Bereich der IRT konnten von LOUGHMILLER et al. (2001) eine positive

Korrelation zwischen der durchschnittlichen Körperoberflächentemperatur einer

definierten Region und der Rektaltemperatur unter standardisierten Bedingungen in

einem Temperaturbereich von 10-32 °C beim Schwein gefunden werden, jedoch ist

hierbei anzumerken, das eine für diesen Temperaturbereich ungeeignete IR Kamera

verwendet wurde. Auch TRAULSEN et al. (2010) fanden bei ihren Untersuchungen

an Sauen eine positive Korrelation zwischen der Hauttemperatur spezifischer

Regionen und der Rektaltemperatur, wobei hier eine sehr kurze Distanz zwischen IR

Kamera und Tier gewählt wurde.

Insgesamt hat es in der Vergangenheit einige Versuche gegeben die Korrelation

zwischen Haut- und Rektaltemperatur bei Schweinen zu bestimmen, aber die

Ergebnisse sind aufgrund der sehr variablen Versuchsanordnungen (z.B.

Diskussion 71

unterschiedliche Hautareale, maximale Temperaturen oder

Durchschnittstemperaturen der Haut) bzw. Messtechniken wie z.B. IRT

(LOUGHMILLER et al. 2001; TRAULSEN et al. 2010), IR Thermometrie (KÜPPERS

1973; EICKHOFF 1996; ZEMIRLINE et al. 2002), Thermoelemente (HARMS 1959;

LEINEWEBER 1961; DEBBELT 1975) bzw. subkutane Transponder (LOHSE et al.

2010; SONNENBERG 2011) sehr schwierig bis unmöglich zu vergleichen. Bezüglich

der Einflussfaktoren auf die Hauttemperatur und ihrer Relevanz wurden sehr

unterschiedliche Ergebnisse erzielt.

Mit der vorliegenden Studie sollte überprüft werden, ob die IRT als eine nicht

invasive Methode geeignet ist, fieberhafte Schweine in einer Gruppe, sowohl unter

standardisierten als auch unter Feldbedingungen zu detektieren. Für die Diagnose

von anzeige- und damit bekämpfungspflichtigen Krankheiten des Schweines mit

fieberhaftem Verlauf wie z.B. KSP, würde eine solche nicht invasive Methode

erhebliche Vorteile mit sich bringen. Der Körpertemperaturmessung kommt bei der

Diagnosestellung eine besondere Bedeutung zu, was sich auch in der Entscheidung

der Kommission 2002/106/EG zur Genehmigung eines Diagnosehandbuchs mit

Diagnosemethoden, Probennahmeverfahren und Kriterien für die Auswertung von

Laboruntersuchungen zur Bestätigung der KSP widerspiegelt (ENTSCHEIDUNG

2002/106/EG). Darin ist festgelegt, dass bei einer klinischen Untersuchung in

Restriktionsgebieten u.a. die Körpertemperatur gemessen werden muss. Zunächst

bei klinisch auffälligen bzw. verdächtigen Tieren, ansonsten nach dem Zufallsprinzip.

Die Rektaltemperaturmessung ist momentan der Goldstandard, aber auch diese

Methode birgt Fehlerquellen, wie z. B. erhöhte Messwerte bei hoher

Umgebungstemperatur oder bei gestressten Tieren, so dass schon seit geraumer

Zeit nach neuen Methoden gesucht wird.

Bevor die Anwendbarkeit der IRT im Bereich der Schweinehaltung in der

vorliegenden Studie getestet werden konnte, mussten einige physikalische

Parameter berücksichtigt werden. Außerdem war aus allgemeinen hygienischen

Gründen eine Einwegumhüllung der Kamera vor Betreten der Stallungen zwingend

notwendig. Dafür wurde ein kostengünstiges Material mit einer möglichst konstant

guten Infrarotdurchlässigkeit bei einer Wellenlänge von 8-14 µm benötigt. Die

Diskussion 72

Funktionen der Kamera durften nicht beeinflusst werden. Aus physikalischen

Gründen war es sinnvoll, eine Umhüllung aus Kunststoff zu wählen. Anhand einer

Referenztabelle der Firma Flir Systems bezüglich der Infrarotdurchlässigkeit

verschiedener Kunststoffarten bei unterschiedlichen Wellenlängen war ersichtlich,

dass Polyethylen bzw. LDPE aufgrund seiner relativ konstanten Transmissionswerte

im Wellenlängenbereich von 8 – 14 µm das Material der Wahl ist (FLIR SYSTEMS

GMBH a; OPTRIS 2011). Es gilt die Gesetzmäßigkeit, je dünner der Kunststoff desto

durchlässiger für Infrarotstrahlung (BURSELL 2007; OPTRIS 2011), deshalb wurden

Tüten mit 25 µm Dicke eingesetzt, da dies die dünnste LDPE Folie ist, die noch zu

einem Beutel verschweißt werden kann. Ein weiterer Gesichtspunkt für die Wahl

dieser Folienstärke war, dass bei dünneren Folien (d < 20 µm)

Interferenzerscheinungen auftreten können (BERNHARD 2004, S. 1047).

Es gibt keine exakt einzuhaltenden Richtwerte bezüglich der gleichmäßigen Dicke

und Gleichheit mehrerer Folien. Die Folien werden sehr häufig in Fernost hergestellt

und deutsche Händler übernehmen keine Gewähr bezüglich der Qualität. Aufgrund

dessen musste der Transmissionswert (Maß für die Durchlässigkeit eines Stoffes für

Infrarotstrahlung) unserer spezifischen LDPE Flachbeutel ermittelt werden. Da die

Standardabweichung der acht untersuchten Flachbeutel mit 0,04 als gering

angesehen werden konnte, wurde für die folgenden Untersuchungen der

Transmissionswert von 0,95 konstant eingestellt, obwohl stets ein neuer Flachbeutel

verwendet wurde. BURSELL kam 2007 bei seinen Untersuchungen zu einem

ähnlichen Ergebnis.

Des Weiteren spielt der Emissionsgrad des zu messenden Objektes, in diesem Falle

der Emissionsgrad von Schweinehaut, für den Erhalt von aussagekräftigen

Messwerten eine zentrale Rolle. Jeder Körper, dessen Temperatur über dem

absoluten Nullpunkt liegt, sendet Wärmestrahlung aus. Der Emissionsgrad eines

Körpers gibt an, wie viel Strahlung er im Vergleich zu einem idealen Wärmestrahler,

einem sogenannten „Schwarzen Körper“, abgibt (OPTRIS 2011). Da in der Literatur

keine verlässlichen Angaben zum Emissionsgrad von Schweinehaut gefunden

werden konnten, musste dieser zunächst ermittelt werden. Hierfür gibt es

verschiedene Methodenvorschläge, wie z.B. das Einsprühen mit schwarzer matter

Diskussion 73

Farbe oder Bekleben mit schwarzem Klebeband, mit Hilfe eines

Kontaktthermometers (OPTRIS 2011) oder durch Einsprühen mit weißem

Kreidespray (Hr. Büttner, Fa. Flir Systems, persönliche Mitteilung). Um den

unbekannten Emissionsgrad eines Stoffes herauszufinden, muss der exakte

Emissionsgrad des Referenzmediums bekannt sein. Sowohl bei den Farben als auch

bei dem Isolierband gab es viele unterschiedliche Angaben in der Literatur, so dass

diese Methoden für eine exakte Berechnung nicht geeignet erschienen. Der Einsatz

eines Kontaktthermometers erschien aus vorher genannten Gründen auch hier nicht

sinnvoll. Aus diesem Grund wurde der Emissionsgrad von Schweinehaut für unsere

Versuche mit Hilfe einer Emissionsgrad-Messanlage (EMMA) des ZAE Bayern

ermittelt. Die erreichte Standardabweichung von 0,005 bei einem Emissionsgrad von

0,98 macht deutlich, das bezüglich der Wärmeabstrahlung von Schweinehaut die

Rasse und das Alter, also eine vorhandene oder nicht vorhandene Pigmentierung

der Haut, eine unterschiedliche Behaarung und unterschiedliche Objekttemperaturen

keinen großen Einfluss auf den Emissionsgrad haben. Somit wurde dieser Wert bei

den folgenden Messungen konstant eingestellt.

Aufgrund des atmosphärischen Fensters bei 8-14 µm und des geringen Messgerät-

Objektabstandes von weniger als 10 Metern, konnte der Einfluss des Abstandes in

Bezug auf die Übertragungsstrecke in der Luft außer Acht gelassen werden (FOUAD

u. RICHTER 2006, S. 23 ff).

Der reale Abstand zwischen den sich bewegenden Tieren und der IR Kamera betrug

in der vorliegenden Studie ein bis drei Meter. An der Kamera wurde ein Meter als

Abstand konstant eingestellt. Der entstehende Messfehler wurde aufgrund der

Tatsache, dass mehrere Bilder pro Region und pro Tier/Tag ausgewertet wurden und

eine IR Kamera mit guter geometrischer Auflösung verwendet wurde, als gering

eingestuft.

Bei wissenschaftlichen Untersuchungen anderer Arbeitsgruppen wurde ein

signifikanter Einfluss des Objektiv-Objekt Abstandes nachgewiesen (CAMENZIND et

al. 2006; CHIANG et al. 2008; CHEUNG et al. 2012; CHAN et al. 2013).

Diskussion 74

CAMENZIND et al. (2006) begründeten dieses Ergebnis ihrer Studie u.a. durch den

Einsatz unterschiedlicher Kameraqualitäten. Nicht jede Thermographiekamera ist für

diese Anwendung geeignet. Hauptfaktoren bezüglich der Güte bzw. größtmöglichen

Aussagekraft eines IR-Bildes sind u.a. ein geeigneter Detektortyp mit einer guten

Auflösung, die thermische Empfindlichkeit des einzelnen Messpunktes, die

geometrische Auflösung, der richtige Wellenlängenbereich und ein geeignetes

Sichtfeld.

SCHUSTER u. KOLOBRODOV (2004, S. 317) definierten ebenfalls notwendige

Voraussetzungen bezüglich der thermischen und geometrischen Auflösung, der

minimalen Pixelanzahl und dem Vorhandensein von Echtzeitbildern für den Einsatz

einer IRT Kamera im medizinischen Bereich.

Die Bildschärfe einer IR-Aufnahme ist ein weiterer wichtiger physikalischer

Parameter, der maßgeblich für die Auswertbarkeit ist. Ein und dasselbe Bild in

scharfer und unscharfer Einstellung kann zu Temperaturdifferenzen von 0,4 °C

führen (eigene Daten, unveröffentlicht). Bei der Auswertung der Infrarotaufnahmen

bestand eine gewisse Subjektivität bezüglich der Definition, ob ein Bild scharf genug

und damit auswertbar ist oder nicht, da Bilder von Tieren mit wenig Behaarung

immer weniger Kontrast bzw. Merkmale zur Erkennung der Bildschärfe geben als

Bilder von Tiere mit mehr Behaarung. Ein scharfes Bild eines wenig behaarten Tieres

würde bei einem normal behaarten Tier ggf. als unscharf gelten, weil die einzelnen

Haare nicht so gut erkennbar sind. Aus diesem Grund wurden auch stets Digitalbilder

der Tiere angefertigt, um die Behaarung bei der späteren Auswertung

berücksichtigen zu können.

Die reflektierte scheinbare Temperatur, d.h. die Umgebungsstrahlung von anderen

Objekten im Raum kann zu einer Verfälschung der Messwerte führen. In der Literatur

sind einige Methoden zur Ermittlung dieses Wertes beschrieben, wie z.B. der Einsatz

geknitterter Alufolie, die Aufnahme von IR-“Luftbildern“ (FLIRSYSTEMS GMBH 2006;

TESTO 2013) oder das Abhängen des Raumes mit einem schwarzen Tuch (Hr.

Nagel, Fa. Dias Infrared GmbH, persönliche Mitteilung). Bei den vorliegenden

Untersuchungen waren diese Methoden nicht geeignet. Da aber gilt, je höher der

Diskussion 75

Emissionsgrad, desto weniger Einfluss durch die Umgebungsstrahlung, wurde in

dieser Studie die Umgebungsstrahlung der Raumtemperatur gleichgesetzt und nicht

weiter berücksichtigt.

Weiterhin ist der optimale Winkel zwischen Kamera und Objekt wichtig. Laut Literatur

ist bei 45°C Abweichung von der Flächennormalen das Maximum erreicht, da der

Emissionsgrad abhängig vom Abstrahlwinkel ist (CLARK u. CENA 1977;

RICHTLINIE 3511 VDI 1995; RHEINHART 1988). Dies ist bei sich bewegenden

Objekten aber nicht standardisierbar. Beim Schwein war dies besonders bei der

Auswertung an den Ohren mit der wärmeren Ohrfalte an der Ohrrückseite, in der

Schulterblattkuhle (sie ist je nach Ernährungszustand unterschiedlich tief) und durch

einen unterschiedlich dicken Bauch in der Rückenregion bezüglich der

Reproduzierbarkeit der Messwerte zu berücksichtigen, so dass mehrere Bilder pro

Tier pro Region und Tag gemacht und daraus ein Mittelwert errechnet wurde.

Mit der in der vorliegenden Studie verwendeten Kamera (Infrarotkamera P640, Flir

Systems, Frankfurt) kam es während der Datenerhebungen immer wieder zu

technischen Ausfällen. Laut Herstellerangaben führten Software-Inkompatibilitäten zu

den Störungen während der Messungen. Diese Probleme hatten keine

Beeinflussung der Messergebnisse zur Folge, allerdings war der praktische Einsatz

der Kamera zeitweise eingeschränkt.

Neben den oben erwähnten technisch-physikalischen Parametern sollten auch

Umweltparameter, wie die Umgebungstemperatur und die relative Luftfeuchtigkeit,

bei den Messungen beachtet werden.

Die Umgebungstemperatur und die relative Luftfeuchtigkeit konnten extern ermittelt,

in der Kamera eingestellt und somit bei den Messungen direkt berücksichtigt werden.

Ein Ergebnis der vorliegenden Studie ist, dass die relative Luftfeuchtigkeit keinen

signifikanten Einfluss auf die Hauttemperatur hat. Zu diesem Ergebnis kam auch

EICKHOFF 1996 bei ihren Untersuchungen. Im Gegensatz dazu ermittelten andere

Autoren einen signifikanten Einfluss der relativen Luftfeuchtigkeit auf die

Hauttemperatur beim Schwein (LEINEWEBER 1961; RÖHLINGER, 1979; KÜSTER

2004). Auch die Luftgeschwindigkeit (RÖHLINGER et al. 1980) und direktes

Diskussion 76

Sonnenlicht (CENA u. CLARK 1977) sollten laut anderer Untersuchungen nicht

außer Acht gelassen werden.

Die vorliegenden Untersuchungen zeigten, dass nur bei jungen Tieren (Läufern) ein

signifikanter Einfluss der Umgebungstemperatur auf die Hauttemperatur besteht.

Dies lässt sich durch die noch nicht so ausgeprägte, isolierende subkutane

Fettschicht erklären. Der adjusted R-squared, d.h. das Maß für die Qualität eines

Tests, ist mit Werten zwischen 29 % und 48 % nicht gut, was deutlich macht, dass es

noch weitere Faktoren gibt, die zwar auf die Hauttemperatur, aber nicht direkt auf die

Rektaltemperatur wirken. TRAULSEN et al. (2010) konnten in ihren Versuchen

zeigen, dass ein signifikanter Einfluss der Lufttemperatur auf die Hauttemperatur bei

Sauen besteht. Auch EICKHOFF konnte 1996 einen signifikanten Einfluss der

Umgebungstemperatur sowohl bei Sauen als auch bei Läufern/Ferkeln feststellen.

Der Einfluss tierindividueller Faktoren wie z.B. Tagesrhythmus (RÖHLINGER et al.

1980), aktive Bewegung, Stress (HARMS 1959), unterschiedliche Behaarung

(CLARK u. CENA 1977) und Feuchtigkeit auf der Haut (HARMS 1959) wird in der

Literatur diskutiert und wurde bei den Messungen, soweit dies möglich war,

berücksichtigt.

Anhand der Messergebnisse einzelner Tiere über mehrere Tage wird deutlich, wie

groß die Messwert-Schwankungen bei ein und demselben Tier sein können.

Des Weiteren ist es wichtig, die Thermoregulation des Schweines nicht außer Acht

zu lassen. Schweine sind homiotherme Lebewesen, d.h. sie sind in der Lage ihre

Körperkerntemperatur mit Hilfe einiger Regulationsmechanismen trotz wechselnder

Umgebungstemperaturen in gewissen Grenzen konstant zu halten. Dies erfolgt über

ein Thermoregulationssystem im Körper. Ihre Besonderheit ist, das sie inkomplett

thermoreguliert sind, d.h. die Sollwerterhaltung erfolgt mehr durch Steuerung der

Wärmeproduktion, als durch Regulation der Wärmeabgabe (STEPHAN (1978) zit.

nach EWALD 1978; SONNENBERG 2011).

Die Wärmebildung erfolgt über chemische Vorgänge wie z.B. Energiefreisetzung bei

der Verdauung oder durch Muskelaktivität und wird u.a. von der Schilddrüse

beeinflusst. Die Wärmeabgabe erfolgt über physikalische Vorgänge. Sobald

Diskussion 77

zwischen dem Körperinneren und der Umgebung ein Temperaturgefälle besteht, wird

Körperwärme an die Umgebung abgegeben. Die Haut dient als Grenzfläche

zwischen dem Körperinneren und der Umwelt. Bei höheren

Umgebungstemperaturen kommt es zu einer peripheren Vasodilatation, um die

Wärmeabgabe zu erleichtern, bei niedrigen Umgebungstemperaturen kommt es im

Gegensatz dazu zu einer Vasokonstriktion wodurch die Wärme im Körper gehalten

wird.

Durch die geringe Behaarung beim Schwein besteht nur ein sehr dünnes bis nicht

vorhandenes Luftpolster zwischen den Haaren. Hier ist das subkutane Fett ein Maß

für die Wärmeabgabefähigkeit, da die Wärmeleitfähigkeit von Fett schlechter als die

von Muskulatur ist. Mast- und Zuchtschweine können aufgrund dessen schlechter

Wärme abgeben als Ferkel und sind daher eher durch hohe Temperaturen belastet

(SONNENBERG 2011).

Da die apokrinen Schlauchdrüsen in der Haut eines Schweines keine Funktion

haben, weil die Ausführungsgänge verlegt sind und nur in verhältnismäßig geringer

Anzahl vorhanden sind bzw. keine funktionelle Innervation besteht, ist thermales

Schwitzen für Schweine nicht oder nur sehr begrenzt möglich. Die Wärmeabgabe

erfolgt in diesem Fall über die vermehrte Atmung und Änderung von

Verhaltensweisen, wie z.B. das Suhlen, um eine gewisse Verdunstungskälte zu

erreichen. Die Futteraufnahme und damit eine zusätzliche Quelle für

Wärmeproduktion sinkt. Sind die Kompensationsmechanismen erschöpft, kommt es

zur Erhöhung der Rektaltemperatur (KÜPPERS 1973).

In der vorliegenden Arbeit wurde in zwei Tierversuchen, in denen ein Teil der Tiere

mit verschiedenen KSPV Isolaten infiziert worden war, unter standardisierten

Bedingungen die Korrelation der Oberflächentemperatur vier verschiedener

Hautregionen mit der Rektaltemperatur von fieberhaften und nicht fieberhaften

Schweinen unterschiedlichen Alters (Mastschweine und Läufer) untersucht. Diese

spezifischen Hautregionen wurden, nach ersten eigenen Voruntersuchungen, für die

Anwendung am Schwein in Bezug auf die vorliegende Fragestellung für am besten

Diskussion 78

geeignet befunden. Eine Auswertung der Gruppenbilder erfolgte nach Ermittlung von

altersspezifischen Schwellenwerten.

Zusätzlich wurden kommerzielle Schweinebetriebe besucht, um die Methode auch

unter Feldbedingungen (Mastschweine) und an einer weiteren Altersgruppe (Sauen)

zu testen.

Die Erhebung der Daten fand möglichst zur selben Tageszeit statt. Durch Messung

immer derselben Abteile und Buchten in den Betrieben mit der zeitgleichen Erhebung

der IR Bilder und der Rektaltemperatur durch zwei Personen bzw. der Messung der

Rektaltemperatur und der Erhebung der IR Bilder kurz hintereinander bei den

zahmen Versuchtieren, wurde versucht, die Untersuchungen, soweit dies möglich

war, zu standardisieren. Außerdem fand die IR Bilderhebung immer durch denselben

Untersucher statt.

Unter Feldbedingungen konnte die IRT Messmethode bei den Masttieren nur an

Kleingruppen der Mittel- und Endmast bis zu 15 Tiere evaluiert werden, da bei

Absetzferkeln, Vormasttieren und in Großgruppen durch zu viel körperliche Aktivität

die Werte nicht zeitgleich und ohne Stress erhoben werden konnten. Zu ähnlichen

Ergebnissen kam HARMS (1959) in seinen Untersuchungen.

Die Auswertung der Ergebnisse der Hauttemperaturmessungen, zeigte eine

signifikante Korrelation zwischen der Hauttemperatur der verschiedenen

Körperregionen und der Rektaltemperatur, mit Ausnahme der Körperseiten-

Hauttemperatur der Sauen. In diesem Falle spielte der zum Teil nicht ideale

Aufnahmewinkel eine große Rolle. Des Weiteren konnten nur wenige Daten erhoben

werden, so dass für eine abschließende Aussage diesbezüglich noch weitere Tests

gemacht werden müssten. Betrachtet man die Korrelationen der unterschiedlichen

Hautregionen für alle Tiere gemeinsam und differenziert dann in die drei

verschiedenen Altersgruppen so wird deutlich, dass eine mittlere Korrelation

zwischen der Rektaltemperatur und der Hauttemperatur durchgängig besteht. Die

sich daraus ergebenden Temperaturspannen zeigen jedoch auch, wie stark sich die

Hauttemperaturen bei fieberhaften und nicht fieberhaften Tieren bezüglich einer

Messregion überschneiden, so dass die Festlegung eines geeigneten Cut off Wertes

Diskussion 79

schwierig ist. Die Cut off Werte der Mastschweine sind generell höher als bei den

Sauen. Dies spiegelt sich auch in der Rektaltemperatur wieder und ist alters- bzw.

gewichtsabhängig (HEINZE 1968). Bei den Mastschweinen ist zu beachten, dass

aufgrund der Umstände bei den Messungen die Messergebnisse für die Körperseite

nicht erhoben wurden bzw. im Bereich der Ohrregion schlechter zu Messen war, als

bei den anderen Altersgruppen, da die Tiere dicht gedrängt beieinander standen und

der Kopf dem Untersucher sehr häufig zugewandt und somit die Messung der

Ohrrückseite nicht ohne Weiteres möglich war.

Untersucht man die anhand der Cut off Werte ermittelten Kontingenztafeln im

Bereich der Einzeltiermessungen in Hinblick auf die Güte eines diagnostischen

Verfahrens, so liegt die Testeffizienz je nach Hautregion zwischen 63% und 79%.

Das bedeutet 21% bis 37% der Ergebnisse sind falsch klassifiziert. Die Sensitivität

schwankt zwischen 43,8% und 100%. Die Spezifität liegt zwischen 33,3% und 100%.

Vergleicht man diese Ergebnisse mit der Auswertung der Gruppenbilder, so besteht

bei den Gruppenbildern der Läufer eine schwache Sensitivität von 26,4% und eine

Spezifität von 99,2 % mit einer Testeffektivität von 90%. Bei den Mastschweinen

ergibt sich eine mäßige Sensitivität von 70,6% , eine Spezifität von 93,8% und eine

Testeffektivität von 82%. Bei der Bewertung der Gruppenbilder muss beachtet

werden, dass die am besten geeignete Region bei den Läufern die Schulter ist. Aus

messtechnischen Gründen wurde aber auch hier die Rücken-/Körperseitenregion

ausgewertet, da diese Region bei den Gruppenbildern bei allen Tieren gleichzeitig

gut sichtbar war und damit besser ausgewertet werden konnte.

Die ermittelten positiven und negativen prädiktiven Werte sind in diesen

Untersuchungen von eher untergeordneter Bedeutung, da es im Falle eines

Tierseuchenausbruches wichtiger ist zu wissen, mit wie vielen falsch negativen

Ergebnissen man zu rechnen hat , als zu wissen wie viel Prozent der fieberhaften

Tiere richtig diagnostiziert wurden.

Bei der Gruppenauswertung ist weiterhin zu beachten, dass Tiere die dicht

beieinander stehen, Wärme erzeugen. Sind die Seitenflächen eines Tieres aufgrund

dessen wärmer als der Schwellenwert, wurden diese als nicht fieberhaft bewertet.

Diskussion 80

Kleinere Punkte an denen die Temperatur oberhalb des Schwellenwertes liegt, z. B.

aufgrund einer lokalen Entzündung, wurden - wenn das Tier ansonsten normal

temperiert ist - ebenfalls als nicht fieberhaft klassifiziert. Die Altersgruppe der Sauen

wurde bei den Gruppenbildern aus arbeitstechnischen Gründen nicht berücksichtigt,

da ein Teil der Sauen in Gruppenhaltung mit Abruffütterung gehalten wurden und

somit keine Bilder von der Rückenregion mehrerer Sauen auf einmal gemacht

werden konnten. Der andere Teil der Sauen stand in Kastenständen, in denen die

Metallstangen auf einem Gruppenbild zu Messwertverfälschungen geführt hätten.

Der dritte Punkt war die Tatsache, dass die Größe der einzelnen Sauen zu einer

Limitierung der Anzahl von Tieren auf einem IR Bild geführt hätte.

Dass der Einsatz der IRT zur Darstellung von Oberflächentemperaturen im Prinzip

funktioniert, konnte anhand der Transmissionsgradmessungen der LDPE Flachbeutel

dargestellt werden. Anhand der Ergebnisse der Tiermessungen wird allerdings

deutlich, dass es trotz bestmöglich versuchter Standardisierung nicht möglich ist, alle

beeinflussenden Faktoren zu berücksichtigen. Sie spielen zum Teil soweit

ineinander, dass eine Aussage über die Größe des durch einen einzelnen Störfaktor

verursachten Messfehlers gar nicht möglich ist. Dadurch erhält man eine erhebliche

Streuung der Hauttemperaturen bei verschiedenen Tieren mit gleicher

Rektaltemperatur. Es besteht generell eine signifikante Korrelation zwischen der

Hauttemperatur der unterschiedlichen Regionen und der Rektaltemperatur, mit einer

altersabhängig mäßigen bis schlechten Sensitivität.

RING u. AMMER (2012) ziehen in ihren Untersuchungen die Schlussfolgerung, dass

es seit der Freigabe zur nicht-militärischen Nutzung eine gewaltige

Weiterentwicklung der IRT gegeben hat, aber dass standardisierte Protokolle für eine

sinnvolle medizinische Anwendung in der Humanmedizin unumgänglich sind.

2009 wurden ISO Standards „ISO/TR 13154:2009 Medical electrical equipment –

Development, implementation and operational guidelines for identifying febrile

humans using a screening thermograph” aufgestellt, um die Richtung für einen

konstruktiven IRT Einsatz im humane Bereich bezüglich der Detektion von Fieber

vorzugeben (MERCER u. RING 2009). Außerdem betonen MERCER u. RING (2009)

Diskussion 81

auch noch einmal, wie wichtig die Festlegung von Standards bezüglich der

Kameraqualität für den medizinischen Einsatz ist.

Ziel der vorliegenden Untersuchungen war die Frage, ob die IRT als nicht invasive

Screeningmethode für den Einsatz im Tierseuchenverdachtsfall beim Schwein

geeignet ist, um fieberhafte Tiere zu entdecken und damit gezielter Blutproben

nehmen zu können. Es konnte gezeigt werden, dass Schweine, die im IR Bild

auffällig sind, mit einer hohen Wahrscheinlichkeit Fieber haben, allerdings kann aus

negativen Befunden eines IR Bildes nicht zwangsläufig der Schluss abgeleitet

werden, dass keine fieberhaften Tiere vorhanden sind. In diesem Falle müssten die

Blutproben nach dem bekannten Schlüssel gezogen werden. Damit ist die Eignung

dieser Methode im Sinne der Fragestellung grundsätzlich gegeben, aber limitiert.

82

6 Zusammenfassung

Hanna Gerß

Anwendung der Infrarotthermographie zur nicht-invasiven Detektionfieberhafter Tiere in Schweinegruppen – Einschätzung der Anwendbarkeit imTierseuchenkrisenfall am Beispiel der Klassischen Schweinepest

Die Klassische Schweinepest (KSP) ist eine weltweit vorkommende anzeigepflichtige

Infektionskrankheit beim Schwein mit großer wirtschaftlicher Bedeutung. Der Erreger

ist ein kleines behülltes RNA-Virus aus dem Genus Pestivirus der Familie

Flaviviridae.

Die KSP verläuft in vielen Fällen mit unspezifischen Symptomen: Erkrankte Tiere

zeigen hohes Fieber, Inappetenz, Apathie, Diarrhoe und/oder Atemwegsinfekte.

Charakteristische Symptome wie petechiale Blutungen und größere Hämorrhagien

der Unterhaut sowie zentralnervöse Störungen finden sich weniger häufig. Dies

erschwert eine zeitnahe und sichere klinische Diagnose und die KSPV-Infektion kann

in einem Bestand längere Zeit unentdeckt bleiben. Als Folge kann sich das Virus

unbemerkt ausbreiten und erhebliche wirtschaftliche Verluste verursachen,

besonders in Regionen mit hoher Schweinedichte.

Da Fieber eines der ersten zweifelsfrei feststellbaren klinischen Symptome bei

KSPV-infizierten Schweinen ist, wurde gesetzlich festgelegt, dass die rektale

Körpertemperatur der Tiere als Entscheidungshilfe für das weitere Vorgehen bei

ungeklärten Krankheitszuständen, wie z.B. bei Verdacht oder Ausschluss der KSP,

heranzuziehen ist. Die rektale Temperaturmessung bei einzelnen Tieren kann in

Buchten jedoch häufig zu erheblichem Stress der gesamten Gruppe und damit auch

zu einer Erhöhung der Körpertemperatur mit Verfälschung der Messwerte führen.

Zudem stellt sie einen nicht unerheblichen Zeit- und Arbeitsaufwand dar.

Zusammenfassung

83

Im Rahmen dieser Arbeit wurde daher die Einsatzmöglichkeit der

Infrarotthermographie als nicht invasive Methode zur Körpertemperaturmessung bei

Schweinen untersucht. In Vorversuchen wurden relevante physikalische Parameter

ermittelt. Anschließend wurde in zwei Tierversuchen unter standardisierten

Bedingungen die Korrelation der Oberflächentemperatur verschiedener Hautregionen

mit der Rektaltemperatur von fieberhaften und nicht fieberhaften Schweinen

unterschiedlichen Alters untersucht. Anhand dieser Einzeltierergebnisse wurden

Schwellenwerte (Cut offs) festgelegt und damit Gruppenbilder ausgewertet. Nach

Auswertung der vier Messregionen erschienen die Ohrregion bei Sauen, die

Schulterregion bei Läufern und die Rückenregion bei Mastschweinen am

geeignetsten. Bei Sauen und Mastschweinen konnten feste Cut off Werte für die

einzelnen Hautregionen zur Feststellung von Fieber angegeben werden. Für Läufer

zeigte sich, dass die Hauttemperatur stark abhängig von der Umgebungstemperatur

ist. Daher mussten für die Cut off Werte Funktionsgleichungen aufgestellt werden. In

einer weiteren Versuchsreihe wurden kommerzielle Schweinebetriebe besucht, um

die Methode unter Feldbedingungen zu testen.

Die Ergebnisse zeigen, dass eine signifikante Korrelation zwischen der

Oberflächentemperatur der unterschiedlichen Hautregionen und der

Rektaltemperatur besteht. Allerdings besteht eine mäßige bis schlechte Sensitivität

und eine gute bis mäßige Spezifität bei der Auswertung von Gruppenbildern, so dass

die Infrarotthermographie im praktischen Einsatz nur eine begrenzte Aussagekraft

besitzt. Ausschlaggebend dafür ist, dass die Hauttemperaturmessung beim Schwein

stark von technisch-physikalischen Faktoren (wie z.B. Bildschärfe, Winkel, Abstand,

Qualität der IR Kamera), Umweltfaktoren (wie z.B. die Umgebungstemperatur) und

individuellen Faktoren (wie z.B. Alter, Stress, aktive Bewegung) beeinflusst wird. Die

Anwendung der Infrarotthermographie kann daher zur nicht-invasiven Detektion

fieberhafter Tiere in Schweinegruppen nur unter Einschränkungen empfohlen

werden.

Zusammenfassung

84

Summary

Hanna Gerß

Practicability of Infrared Thermography for non-invasive detection of febrileanimals in groups of pigs - Assessment of practicability of this method in caseof animal disease outbreaks, e.g. Classical Swine Fever

Classical swine fever is a notifiable infectious disease of pigs with a great commercial

relevance throughout the world. The pathogen is a small enveloped RNA-virus of the

genus Pestivirus, within the family Flaviviridae. In many cases the symptoms of a

CSFV infection are unspecific, e.g. fever, inappetence, apathy, diarrhoea and/or

respiratory diseases. Characteristic symptoms, e.g. petechial bleedings, major

bleedings in the subcutis as well as neurological symptoms are not necessary

present. Thus, a prompt clinical diagnosis is difficult and the infection may remain

undetected in a farm for a prolonged time. This may result in an unnoticed spread of

the virus causing major economic losses, especially in regions with high density of

pigs.

Because fever is a most reliable clinical symptom that arises early in CSFV infected

pigs, it is stated in the relevant legislation that rectal temperature has to be measured

as an indicator in unclear situations, for example suspicion or exclusion of CSF.

However, the manual rectal temperature measurement in pigs can lead to stress

reactions affecting the whole group and this might result in increased body

temperatures in more animals of the group giving misleading measurements.

Additionally, it is a very time consuming and labour intensive method.

In the present study the use of Infrared Thermography as a non-invasive tool to

detect body temperature of pigs was investigated. In preliminary tests relevant

physical parameters were determined. Thereafter the correlation of the surface

temperature of different skin regions and the rectal temperature of febrile and non

Zusammenfassung

85

febrile pigs was measured in two animal experiments under standardized conditions.

The results were used to calculate cut off values. Using these values it was

attempted to analyse infrared pictures of groups of pigs. After statistical analysis the

ear region of sows, the shoulder region of weaners and the back region of fatteners

seemed to be most suitable for the analysis. For sows and fatteners it was possible

to obtain fixed cut off values for detection of febrile animals. However the skin

temperature of weaners was significantly influenced by ambient temperature. This

required a correction of the cut off values using functional equations. In another

series of experiments commercial pig farms were visited to evaluate the method

under field conditions.

Although there was a significant correlation between skin temperature and rectal

temperature we observed a rather low sensitivity and specificity for analyses of group

pictures. The skin temperature measurement of pigs is influenced by technical-

physical factors (e.g. focus of images, angle of shot, distance, quality of IR camera),

environmental factors (e.g. ambient temperature) and individual factors of the

animals (e.g. age, stress, active movement), so the value of this method in practice is

restricted. Consequently, the use of Infrared Thermography to detect febrile animals

in groups of pigs can only be recommended to a limited extent.

Zusammenfassung

Literaturverzeichnis 86

7 Literaturverzeichnis

ARDUINI-SCHUSTER, M. u. J. MANARA (2008):

Bericht: Bestimmung des Emissionsgrades von Schweinehaut.

Report ZAE 2 - 0408 - 12 (2008), ZAE Bayern, Würzburg

BERNHARD,F. (2004):

Technische Temperaturmessung: physikalische und messtechnische Grundlagen,

Sensoren und Messverfahren, Messfehler und Kalibrierung.

Verlag Springer, Berlin, Heidelberg; ISBN 3-540-62672-7, S.976, 979, 980, 985-989,

994, 1001,1047, 1139 ff, 1141 ff, 1145-1147,1153,1195-1199

BLOME, S. (2006):

Zur Pathogenese der Klassischen Schweinepest: Analysen der

Blutgerinnungsstörungen.

Hannover, tierärztl. Hochsch., Diss.

BMLEV (2011):

Schweinepest bei Wildschweinen.

Internet: URL:http://www.bmelv.de/SharedDocs/Standardartikel/Landwirtschaft/Wald-

Jagd/Jagd/SchweinepestWildschweine.html; letzter Zugriff: 08.08.11

BREDNER, B. (2013):

Sensitivität, Spezifität und Effizienz.

Internet: URL:http://www.bb-

sbl.de/tutorial/zusammenhangsanalyse/sensitivitaetspezifitaeteffizienz.html); letzter

Zugriff: 13.10.2013


BURSELL, D. (2007):

Filters extend thermographic IR camera usefulness.

Vision systems Design 12, 11, 3

CAMENZIND, M., M. WEDER, R. ROSSI u. C. KOWTSCH (2006):

Final report: Remote Sensing Infrared Thermography for Mass-Screening at Airports

and Public Events, Study to evaluate the mobile use of infrared cameras to identify

persons with elevated body temperature and their use for mass screening.

Technical Report 204991, EMPA Materials Science and Technology

CHAN, L. S., G. T. Y. CHEUNG, I. J. LAUDER u. C. R. KUMANA (2004):

Screening for fever by remote-sensing infrared thermographic camera.

J. Travel Med. 11, 273-279

CHAN, L. S., J. L. F LO., C. R. KUMANA u. B. M. Y. CHEUNG (2013):

Utility of infrared thermography for screening febrile subjects.

Hong Kong Med. J. 19 , 2, 109-115

CHEUNG, B. M. Y., L. S. CHAN, I. J. LAUDER u. C. R. KUMANA (2012):

Detection of body temperature with infrared thermography : accuracy in detection of

fever.

Hong Kong Med. J. 18 , 3, 31-34

CHIANG, M. F., P. W. LIN, L. F. LIN, H. Y. CHIOU, C. W. CHIEN, S. F. CHU u. W. T.

CHIU (2008):

Mass screening of suspected febrile patients with remote-sensing infrared

thermography: alarm temperature and optimal distance.

J. Formos Med. Assoc. 107 , 937-944


CLARK, J. A. u. K. CENA (1977):

Die Anwendung von Thermovisions-Techniken bei Tieren.

Dtsch. tierärztl. Wochenschr. 79 , 289-312

CRONAU, P. F., J. C. MERKT u. B. NOLTING (1990):

Praxisnahe Thermographie - Erfahrungsbericht über das Equitherm 2000 Gerät beim

Pferd.

Tierärztl. Umsch. 45 , 815-818

DAHLE, J. u. B. LIESS (1992):

A review on classical swine fever infections in pigs: epizootiology, clinical disease

and pathology.

Comp. Immunol. Microbiol. Infect. Dis. 15 , 203-211

DAHLE, J., B. LIESS u. H. R. FREY (1987):

Transmission of pestiviruses between animal species: experimental infection of

swine with the virus of bovine virus diarrhoea (BVD) and of cattle with the virus of

European swine fever (ESP).


DEBBELT, T. (1975):

Vergleichende Messungen von Hauttemperaturen und Rektaltemperaturen von

Mastschweinen nach LKW Transporten.


DE SMIT, A. J., A. BOUMA, C. TERPSTRA u. J. T. VAN OIRSCHOT (1999):

Transmission of classical swine fever virus by artificial insemination.

Vet. Microbiol. 67, 239-249


DEPNER, K. R., T. BAUER u. B. LIESS (1992):

Thermal and pH stability of pestiviruses.

Rev. Sci. Tech. 11 , 885-893

DEPNER, K. R., U. HINRICHS, K. BICKHARDT, I. GREISER-WILKE, J. POHLENZ,

V. MOENNIG u. B. LIESS (1997b):

Influence of breed-related factors on the course of classical swine fever virus

infection.

Vet. Rec. 140, 506-507

DEPNER, K. R., B. HOFFMANN, K. UTKE u. M. BEER (2006):

Clever testen statt Keulen: neue Ansätze zur Diagnostik und Bekämpfung der KSP.

4. Tierärztetag Sachsen - Anhalt, 13.10.-25.10.06, Stendal

DEPNER, K. R., V. MOENNIG u. B. LIESS (1997a):

Epidemiologische Aspekte der Infektionsbiologie der klassischen Schweinepest.

Praktischer Tierarzt coll. vet. XXVII , 63 - 67

DEWULF, J., F. KOENEN, H. LAEVENS u. A. DE KRUIF (2003):

Infrared thermometry is not suitable for the detection of fever in pigs.

Vlaams Diergeneesk. Tijdschr. 72 , 373-379

DEWULF, J., H. LAEVENS, F. KOENEN, K. MINTIENS u. A. DE KRUIF (2001):

Evaluation of the potential of dogs, cats and rats to spread classical swine fever

virus.

Vet. Rec. 149, 212-213

DUNBAR, M. R., S. R. JOHNSON, J. C. RHYAN u. M. MCCOLLUM (2009):

Use of infrared thermography to detect thermographic changes in mule deer

(Odocoileus hemionus) experimentally infected with foot-and-mouth disease.

J. Zoo Wildlife Med. 40, 296-301


DUNBAR, M. R. u. K. A. MAC CARTHY (2006):

Use of infrared thermography to detect signs of rabies infection in raccoons (Procyon

lotor).

J. Zoo Wildlife Med. 37, 518-523

EDWARDS, S. (2000):

Survival and inactivation of classical swine fever virus.


EICKHOFF, K. (1996):

Untersuchungen über die Eignung verschiedener Thermometersysteme für die

rationelle Diagnostik von Fieber in Schweinebeständen durch Haut- und

Rektaltemperaturmessungen.


ELBERS, A.R. (2007):

Fragebogen WP 7.3 EPIZONE project „Clinical signs in pigs after experimental CSF

infection.

Dr. Armin Elbers, CIDC Lelystad, Department of virology, The Netherlands, 2007

EWALD, C. (1978):

Untersuchung über die Eignung und Anwendungsmöglichkeit des elektrischen

Thermometers "Digimed H 01" im Hinblick auf Temperaturmessungen in

Schweinebeständen.


FLIRSYSTEMS GMBH a :

Appendix 9 - Spectral transmittance of some plastic films.

Flir Systems AB, Nr. 1557 498, 101-103


FLIR SYSTEMS GMBH b:

Infrarotthermographie Grundlagen.

Powerpointpräsentation Hr. Büttner, 2007

FLIRSYSTEMS GMBH (2006):

Benutzerhandbuch Thermacam B640, P640, SC640.

Flir Systems, Frankfurt, Nr. 1558548, Rev. a174 - German (DE) - 02.06.2006

FLOEGEL, G., A. WEHREND, K. R. DEPNER, J. FRITZEMEIER, D. WABERSKI u.

V. MOENNIG (2000):

Detection of classical swine fever virus in semen of infected boars.


FLOEGEL-NIESMANN, G., S. BLOME, H. GERSS-DÜLMER, C. BUNZENTHAL u.

V. MOENNIG (2009):

Virulence of classical swine fever virus isolates from Europe and other areas during

1996 until 2007.


FLOEGEL-NIESMANN, G., C. BUNZENTHAL, S. FISCHER u. V. MOENNIG (2003):

Virulence of recent and former classical swine fever virus isolates evaluated by their

clinical and pathological signs.

J. Vet. Med. B. Infect. Dis. Vet. Public Health 50 , 214-220

FOUAD, N. A. u. RICHTER, T. (2006):

Leitfaden Thermographie im Bauwesen: Theorie, Anwendungsgebiete, praktische

Umsetzung.

Fraunhofer IRB Verlag, Stuttgart, ISBN-10: 3-8167-7071-1, S.11 ff., 23 ff.


FREY, H. R., B. LIESS, H. B. RICHTER-REICHHELM, K. VON BENTEN u. G.

TRAUTWEIN (1980):

Experimental transplacental transmission of hog cholera virus in pigs. I. Virological

and serological studies.

Zentralbl. Veterinarmed. B 27 , 154-164

FRITZEMEIER, J., J. TEUFFERT, I. GREISER-WILKE, C. STAUBACH, H.

SCHLUTER u. V. MOENNIG (2000):

Epidemiology of classical swine fever in Germany in the 1990s.


GABRIEL, F. (2008):

Klinische Anwendung der Infrarotthermographie bei der Diagnostik von

Gelenksentzündungen beim Schwein - ein Vergleich pathologischer und

thermographischer Befunde.

Zürich, Univ., Vetsuisse-Fak., Diss.

GLAS, A. (2008):

Vergleichende Untersuchung klinisch gesunder und mit Escherichia coli infizierter

Euterviertel von Kühen mittels Infrarotthermograhie.

München, Ludwig Maximillian Univ., tierärztl. Fak., Diss.

GONZALEZ, C., C. PIJOAN, A. CIPRIAN, P. CORREA u. S. MENDOZA (2001):

The effect of vaccination with the PAV-250 strain classical swine fever (CSF) virus on

the airborne transmission of CSF virus.

J. Vet. Med. Sci. 63, 991-996

GRUNER, K. (2007):

Grundlagen der berührungslosen Temperaturmessung "Strahlungsthermometrie".

Raytek GmbH, 55514-1 Rev.C, 6/2007


HARMS, E. H. (1959):

Hauttemperaturmessungen beim Schwein.


HARTUNG, J. u. B. ELPELT (2007):

Multivariate Statistik.

Oldenbourg-Verlag, München, ISBN 3-486-58234-8

HEINZE, W. (1968):

Die Abhängigkeit der Körpertemperatur gesunder Schweine von Alter und Gewicht.


HEUSCH, A. I. u. P.W. MC CARTHY (2004):

Somatotype and infrared thermographic imaging.

Thermology International 2004, 14, 51-56

HILSBERG, S. (2000):

Aspekte zur klinischen Anwendung der Infrarotthermographie in der Zoo- und

Wildtiermedizin.

Leipzig, Univ., veterinärmed. Fak., Diss.

KADEN, V., U. FISCHER, U. SCHWANBECK u. R. RIEBE (1992):

Is feeding of green silage in areas with hog cholera in wild boar a danger for

domestic swine herds? Experimental study.

Berl. Münch. tierärztl. Wochenschr. 105 , 73-77

KADEN, V., E. LANGE, H. STEYER, W. BRUER u. C. H. LANGNER (2003):

Role of birds in transmission of classical swine fever virus.

J. Vet. Med. B Infect. Dis. Vet. Public Health 50 , 357-359


KALINOWSKI, S. (2007):

Der Einfluss von Infrarot-C-Strahlung auf Rückenbeschwerden bei Reitpferden nach

Behandlung in einem Thermium.


KIM, B., J. Y. SONG, D. S. TARK, S. I. LIM, E. J. CHOI, J. KIM, C. K. PARK, B. Y.

LEE, S. H. WEE, Y. C. BAE, O. S. LEE, J. H. KWON, W. C. KANG, T. Y. KIM, J. H.

KIM, J. H. LEE u. M. I. KANG (2008):

Feed contaminated with classical swine fever vaccine virus (LOM strain) can induce

antibodies to the virus in pigs.

Vet. Rec. 162, 12-17

KÜPPERS, F. W. (1973):

Hauttemperaturmessungen beim Schwein mit Infrarotstrahlungsthermometern und

einem elektrischen Sekundenthermometer zur direkten Temperaturmessung in

Relation zur Körpertemperatur.


KÜSTER, S. (2004):

Untersuchung zur thermographischen Messung der Oberflächentemperatur der Haut

trächtiger Sauen.

Bonn, Univ., Diplomarbeit

LANGLAIS, A. (2003):

Wertigkeit verschiedener Messmethoden von Oberflächentemperaturen bei Früh-

und Neugeborenen.

Mannheim, Univ., Dek. Medizin, Diss., Internet: URL: http://www.ub.uni-

heidelberg.de/archiv/5053/


LEINEWEBER, J. (1961):

Einfluss der Lufttemperatur und -feuchte auf die Hauttemperatur des Schweines.

München, Ludwig Maximillian Univ., Diss.

LIESS, B. (1981):

Hog Cholera.

aus: E.P.J. Gibbs: Virus diseases of food animals. A world geography of

epidemiology and control.

Acad. press London, 2 , 627 - 650

LIESS, B. (1984):

Persistent infections of hog cholera: a review.

Prev. Vet. Med. 2 , 109 - 113

LOEFFEN, W. L. (2008):

CSF: Lessons learned from the 1997-98 Dutch epidemic; new ideas (CDSS).

Workshop on classical swine fever: clinical signs, epidemiology and control at the EU

Reference Laboratory for CSF in Hannover, Germany; 03.11.-06.11.2008

LOHSE, L., A. UTTENTHAL, C. ENOE u. J. NIELSEN (2010):

A study on the applicability of implantable microchip transponders for body

temperature measurements in pigs.

Acta Vet. Scand. 52 , 29

LOUGHMILLER, J. A., M. F. SPIRE, S. S. DRITZ, B. W. FENWICK, M. H. HOSNI u.

S. B. HOGGE (2001):

Relationship between mean body surface temperature measured by use of infrared

thermography and ambient temperature in clinically normal pigs and pigs inoculated

with Actinobacillus pleuropneumoniae.

Am. J. Vet. Res. 62, 676-681


MANARA, J. u. M. ARDUINI-SCHUSTER:

Erläuterung zur Emissionsgradmessung und zur berührungslosen

Temperaturbestimmung.

ZAE Bayern, Würzburg

MAYER, U. (2011):

Vorlesungsthema: Infrarotthermographie im Bauwesen.

WS 2010/2011, S.25, Internet: URL:http://www.jade-

hs.de/fileadmin/fb_architektur/downloads/Organisation/Mitarbeiter/Mayer/WS_2010-

11_Bauphysik/Kapitel_04b_-_Vorlesungsfolien.pdf; letzter Zugriff: 04.06.2011

MAYR, A. (2006):

Medizinische Mikrobiologie, Infektions- und Seuchenlehre.

8. Auflage, MVS Medizin Verlage Stuttgart, ISBN 978-3-8304-10607, S.142

MERCER, J. B. u. E. F. J. RING. (2009):

Fever screening and infrared thermal imaging: concerns and guidelines.

Thermology international 2009, 19 , 67-69

MEYER AUF DER HEIDE, D. (2006):

Infrarot-Thermographie als nicht-invasive Untersuchungsmethode

in der Pädiatrie.

Würzburg, Julius Maximilians Univ., Med. Fak., Diss.

MEYER, H., B. LIESS, H. R. FREY, W. HERMANNS u. G. TRAUTWEIN (1981):

Experimental transplacental transmission of hog cholera virus in pigs. IV. Virological

and serological studies in newborn piglets.

Zentralbl. Veterinärmed. B 28 , 659-668


MEYER, H., B. LIESS, W. HERMANNS u. G. TRAUTWEIN (1980):

Experimentelle, diaplazentare Infektion von Schweinefeten mit dem Virus der

Europäischen Schweinepest : Virologische und serologische Untersuchungen in der

postnatalen Phase.

Fortschr. Veterinärmed. 30, 140 - 144

MITTELHOLZER, C., C. MOSER, J. D. TRATSCHIN u. M. A. HOFMANN (2000):

Analysis of classical swine fever virus replication kinetics allows differentiation of

highly virulent from avirulent strains.


MOENNIG, V. (1992):

The hog cholera virus.

Comp. Immunol. Microbiol. Infect. Dis. 15 , 189-201

MOENNIG, V. (2000):

Introduction to classical swine fever: virus, disease and control policy.


MOENNIG, V., G. FLOEGEL-NIESMANN u. I. GREISER-WILKE (2003):

Clinical signs and epidemiology of classical swine fever: A review of new knowledge.

Vet. J. 165, 11-20

MOENNIG, V. u. P. G. PLAGEMANN (1992):

The pestiviruses.

Adv. Virus Res. 41 , 53-98

NG, E. Y. K., G. J. L. KAW u. W. M. CHANG (2004):

Analysis of IR thermal imager for mass blind fever screening.

Microvas. Res. 68 , 104-109


NISHIURA, H. u. K. KAMIYA (2011):

Fever screening during the influenza (H1N1-2009) pandemic at Narita International

Airport.

BMC Infectious Diseases, Japan, 11:111, Internet: URL:

http://www.biomedcental.com/1471-2334/11/111

OPTRIS GmbH (2011):

Grundlagen der berührungslosen Temperaturmessung.

IR-Broschüre - D2011-03-A, Internet: URL: http://www.optris.de, letzter Zugriff:

09.06.2011

PASSARGE, U. (2013):

Gesundheitsmonitoring in Milchviehherden mit Hilfe von Infrarot-Thermographie.

Berlin, Humboldt Univ., landwirtschaftlich-gärtnerische Fak., Diss.

PATON, D. J. u. S. H. DONE (1994):

Congenital infection of pigs with ruminant-type pestiviruses.

J. Comp. Pathol. 111 , 151-163

PATON, D. J. u. I. GREISER-WILKE (2003):

Classical swine fever - an update.

Res. Vet. Sci. 75 , 169-178

PEREZ DE DIEGO, A. C., P. J. SANCHEZ-CORDON, M. PEDRERA, B. MARTINEZ-

LOPEZ, J. C. GOMEZ-VILLAMANDOS, J. M. SANCHEZ-VIZCAINO (2013):

The use of infrared thermography as a non-invasive method for fever detection in

sheep infected with bluetongue virus

Vet. J. 198, 1, Abstract


PLATEAU, E., P. VANNIER u. J. P. TILLON (1980):

Atypical hog cholera infection: viral isolation and clinical study of in utero

transmission.

Am. J. Vet. Res. 41, 2012-2015

R DEVELOPMENT CORE TEAM (2008):

R: A language and environment for statistical computing.

R Foundation for Statistical Computing, Vienna, Austria, ISBN 3-900051-07-0,

Internet: URL: http://www.R-project.org

RAINWATER-LOVETT, K., J. M. PACHECO, C. PACKER u. L. L. RODRIGUEZ

(2008):

Detection of foot-and-mouth disease virus infected cattle using infrared

thermography.

Vet. J. 180, 3, 317-324

RASCH,D. und R. VERDOOREN (2003):

Einführung in die Biometrie.

Heft 4: Grundlagen der Korrelationsanalyse und der Regressionsanalyse.

Saphir-Verlag, Ribbesbüttel, ISBN 3-930037-18-1

REINHART, E. (1988):

Untersuchung über die Einsatzmöglichkeiten der Infrarotthermometrie in der Rinder-

und Schweinehaltung.

München, Ludwig Maximilian Univ., Diss.

RIBBENS, S., J. DEWULF, F. KOENEN, H. LAEVENS u. A. DE KRUIF (2004):

Transmission of classical swine fever. A review.

Vet. Q 26, 146-155


RIBBENS, S., J. DEWULF, F. KOENEN, D. MAES u. A. DE KRUIF (2007):

Evidence of indirect transmission of classical swine fever virus through contacts with

people.

Vet. Rec. 160, 687-690

RING, E. F. J. u. K. AMMER (2012):

Infrared thermal imaging in medicine.

Physiol. Meas. 33, R33-R46

RÖHLINGER, P., C. GRUNOW u. D. BORNERT (1980):

Results of no-contact measurement of surface temperature in swine.

Arch. Exp. Veterinärmed 34 , 759-766

RÖHLINGER, P., C. GRUNOW, A. REICHMANN, M. ZIMMERHACKEL

(1979): Voruntersuchung zur Ermittlung der Anwendungsgebiete der

Infrarotmesstechnik in der Veterinärmedizin.

Monatsh. Veterinärmed. 34 , 287-291

SAVARY, P., R. Hauser, P. OSSENT, T. JUNGBLUTH, L. GYGAX, B. WECHSLER

(2008):

Eignung der Thermographie zur Erfassung von Entzündungen an den Gliedmaßen

von Mastschweinen.


SCHAEFER, A. L., N. J. COOK, J. S. CHURCH, J. BASARAB, B. PERRY, C.

MILLER u. A. K. W. TONG (2007):

The use of infrared thermography as an early indicator of bovine respiratory disease

complex in calves.

Res. Vet. Sci. 83 , 376-384


SCHAEFER, A. L., N. J. COOK, S. V. TESSARO, D. DEREGT, G. DESROCHES, P.

L. DUBESKI, A. K. W. TONG u. D. L. GODSON (2004):

Early detection and prediction of infection using infrared thermography.

Can. J. Anim. Sci. 84 , 73-80

SCHAEFER, A. L., B. J. PERRY, N. J. COOK, C. MILLER, J. CHURCH, A. K. W.

TONG u. A. STENZLER (2006):

Infrared detection and nitric oxide treatment of bovine respiratory disease.

Online J. Vet. Res. 10 , 7-16

SCHULZE, M. (2004):

Thermographie am Huf.

Berlin, freie Univ., Fachber. Veterinärmed., Diss.

SCHUSTER, N. u. V. G. KOLOBRODOV (2004):

Infrarotthermographie.

Verlag Wiley - VCH, Weinheim, 2. Auflage, ISBN 3-527-40509-7, S. 16, 61, 316, 317

SCHWARZ, D. K. (2005):

Schweinepest - ein Beitrag zur Geschichte der Tierkrankheiten.

Berlin, freie Univ., Fachber. Veterinärmed., Diss.

SCHWARZER, G., J. C. Türp u. G. Antes (2002a):

Die Vierfeldertafel (in Diagnosestudien) - Sensitivität und Spezifität.

Dtsch. Zahnärztl. Z. 57 , 6, 333-334

SCHWARZER, G., J. C. Türp u. G. Antes (2002b):

Nutzen eines diagnostischen Tests in der Praxis: prädiktive Werte.

Dtsch. Zahnärztl. Z. 57 , 10, 573-575


SODEIKAT, G. P. u. K. POHLMEYER (2004):

Population dynamics, habitant use of wild boar and hunting. Germany hunting

strategies in swine fever contaminated areas in Lower Saxony.

Workshop on Classical Swine Fever (CSF): Clinical signs, epidemiology and control,

EU Reference Laboratory for CSF in Hannover, 04.10.-07.10.2004

SONNENBERG, H. (2011):

Untersuchungen der Körpertemperaturan Versuchsschweinen, ermittelt mit der

Transpondertechnik an verschiedenen Implantationsorten im Vergleich zur rektal

gemessenen Körpertemperatur.

Berlin, freie Univ., Diss.

STAPELTON, J. T., J. BUKH, A.S. MUERHOFF, S. FOUNG u. P. SIMMONDS

(2012):

Assignment of human, simian and bat pegiviruses (previolsly described as GBV-A,

GBV-C, GBV-D) as members of a new genus ( Pegivirus) within the Flaviviridae,

Internet: URL:

http://talk.ictvonline.org/files/ictv_official_taxonomy_updates_since_the_8th_report/m

/vertebrate-official/4486.aspx, letzter Zugriff 29.01.14

STEGEMAN, J. A., A. R. ELBERS, A. BOUM u. M. C. DE JONG (2002):

Rate of inter-herd transmission of classical swine fever virus by different types of

contact during the 1997-8 epidemic in The Netherlands.

Epidemiol. Infect. 128, 285-291

STEWART, W. C., E. A. CARBREY, E. W. JENNEY, J. I. KRESSE, M. L. SNYDER

u. S. J. WESSMAN (1975):

Transmission of hog cholera virus by mosquitoes.

Am. J. Vet. Res. 36, 611-614


STEWART, M., J. R. WEBSTER, A. L. SCHAEFER, N. J. COOK u. S. L. SCOTT

(2005):

Infrared thermography as a non-invasive toot to study animal welfare.

Anim. Welfare 14, 319-325

TESTO (2013):

Praxisnahe Ermittlung E und RTC.

Internet: URL:http://www.testo.de/trainings/online-trainings/thermografie/praktische-

grundlagen/praxisnahe-ermittlung-e-und-rtc.jsp; letzter Zugriff: 27.10.2013

THERMOTEMP GMBH (2013):

Thermografie Grundlagen.

Internet: URL :http://www.thermotemp.de/thermografie/thermografie_grundlagen.php,

letzter Zugriff: 27.10.2013

TRAULSEN, I., K. NAUNIN, K. MÜLLER u. J. KRIETER (2010):

Untersuchungen zum Einsatz der Infrarotthermographie zur Messung der

Körpertemperatur bei Sauen.

Züchtungskunde 82, 6, 437-446, Verlag Eugen Ulmer, Stuttgart, ISSN 0044-5401

VAN DE RIJDT, C. (1994):

Untersuchung zur Thermographie beim Hund.

Wien, Veterinärmed. Univ., Diss.

WAHID INTERFACE (2013):

Internet: URL:

http://web.oie.int/wahis/public.php?page=country_population&year=2010&selected_s

pecies=17,letzter Zugriff: 13.10.2013


WEESENDORP, E., W. LOEFFEN, A. STEGEMANN u. C. DE VOS (2011):

Time dependent infection probability of classical swine fever via excretions and

secretions.

Prev. Vet. Med. 98 , 2-3, 152-164

WEIL, M. (1997):

Die Thermographie am Fuß des Pferdes - Eine Überprüfung ihrer diagnostischen

Aussagekraft.

Giessen, Univ., Veterinärmed. Fak., Diss.

WENDT, M., K. EICKHOFF u. R. KOCH (1997):

Measuring of the skin temperature as a method to detect pigs with elevated body

temperature.


WIJNKER, J. J., K. R. DEPNER u. B. R. BERENDS (2008):

Inactivation of classical swine fever virus in porcine casing preserved in salt.

Int. J. Food Microbiol. 128 , 411-413

WIRTHGEN, T. (2007):

Entwicklung und Berechnung IR - basierter Kenngrößen zur Analsye des

Gesundheitszustandes von Kühen.

Dresden, Techn. Univ., Diss.

WONG, J. J. u. C. Y. WONG (2006):

Non-contact infrared thermal imagers for mass fever screening--state of the art or

myth?

Hong Kong Med. J. 12 , 242-244


ZAPROUDINA, N., V. VARMAVUO, O. AIRAKSINEN u. M. NARHI (2008):

Reproducibility of infrared thermography measurements in healthy individuals.

Physiol. Meas. 29, 515-524

ZEMIRLINE, C., E. PAGOT, P. POMMIER, A. KEITA u. F. BERNARD (2002):

Comparison of two methods of measurement of body temperature in pig: rectal and ir

cutaneous temperature.

Proceedings of the 17th IPVS Congress, Ames Iowa, USA 2 , Paper 454

ZINN, K. R., G. M. ZINN, G. W. JESSE, H. F. MAYES u. M. R. ELLERSIECK (1985):

Correlation of noninvasive surface temperature measurement with rectal temperature

in swine.

Am. J. Vet. Res. 46, 1372-1374

RICHTLINIEN UND ENTSCHEIDUNGEN

1995

Richtlinie 3511 des VDI/VDE über Technische Temperaturmessungen, Blatt 4

Strahlungsthermometrie, Verein deutscher Ingenieure, Düsseldorf 1995

2001

Richtlinie 2001/89/EG des Rates vom 23. Oktober 2001 über Maßnahmen der

Gemeinschaft zur Bekämpfung der Klassischen Schweinepest, 1.12.2001 DE

Amtsblatt der Europäischen Gemeinschaften L 316/5 - L 316/35


2002

Entscheidung 2002/106/EG der Kommission vom 1. Februar 2002 zur Genehmigung

eines Diagnosehandbuchs mit Diagnosemethoden, Probennahmeverfahren und

Kriterien für die Auswertung von Laboruntersuchungen zur Bestätigung der

Klassischen Schweinepest, 9.2.2002 DE Amtsblatt der Europäischen

Gemeinschaften L 39/71 - L39/88; Aktenzeichen K (2002) 381

8 Anhang

8.1 Tabellen und Abbildungen

Nachfolgend sind die Vierfeldertafeln abgebildet anhand derer die Sensitivität,

Spezifität und die Testeffizienz der Individualtiere errechnet wurden (außer

Sauen/Ohrregion, hier siehe Ergebnisse). Bei den Läufern wurden beispielhaft alle

Tiere, die bei 24,2 °C Raumtemperatur beprobt worden waren, ausgewertet.

Sauen (54 Messungen) Schulterregionfieberhaft nachRektaltemperaturmessung


fieberhaft nach Hauttemperaturmessung 18 11 (falsch positiv)



Sauen (105 Messungen) Rückenregionfieberhaft nachRektaltemperaturmessung





Anhang 107

Mastschweine (55 Messungen) Schulterregion fieberhaft nachRektaltemperaturmessung



nicht fieberhaft nach Hauttemperaturmessung 7 (falsch negativ) 3

Mastschweine (151 Messungen) Rückenregionfieberhaft nachRektaltemperaturmessung



nicht fieberhaft nach Hauttemperaturmessung 32 (falsch negativ) 48

Läufer (31 Messungen) Ohrregionfieberhaft nachRektaltemperaturmessung






Läufer (30 Messungen) Schulterregionfieberhaft nachRektaltemperaturmessung





Anhang 108

Läufer (30 Messungen) Rückenregion fieberhaft nachRektaltemperaturmessung





Läufer (13 Messungen) Körperseitefieberhaft nachRektaltemperaturmessung





0 falsch negativ) 4

8.2 Abbildungsverzeichnis

ABBILDUNG 2.1: MESSSTRECKE LUFT 19ABBILDUNG 2.2: WELLENLÄNGENSPEKTRUM 21ABBILDUNG 3.1: TRANSMISSIONSGRAD VON POLYETHYLEN 31ABBILDUNG 3.2: VERSUCHSAUFBAU IR PRÜFSTRAHLER UND IR KAMERA 32ABBILDUNG 3.3: LDPE FOLIE VOR DER LINSE 32ABBILDUNG 3.4: HAUTPROBEN 34ABBILDUNG 3.5: MESSREGION SCHULTER 43ABBILDUNG 3.6: MESSREGION OHR 44ABBILDUNG 3.7: MESSREGION RÜCKEN 44ABBILDUNG 3.8: MESSREGION KÖRPERSEITE 45ABBILDUNG 3.9: GRUPPENBILD VON LÄUFERN 1 46ABBILDUNG 3.10: GRUPPENBILD VON LÄUFERN 2 47ABBILDUNG 4.1: DARSTELLUNG ALLER TRANSMISSIONSGRADE 54ABBILDUNG 4.2: EINZELTIERERGEBNISSE RÜCKEN BEI DEN MASTTIEREN 58

Anhang 109

8.3 Tabellenverzeichnis

TABELLE 3.1: BESCHREIBUNG DER EINGESETZTEN VIREN IN V2008-1 38TABELLE 3.2: BESCHREIBUNG DER EINGESETZTEN VIREN IN V2008-3 40TABELLE 3.3: BESCHREIBUNG DER BETRIEBE 48TABELLE 4.1: ROHDATEN DER EMISSIONSGRADAUSWERTUNG 55TABELLE 4.2: VARIANZERKLÄRUNG CUT OFF WERTE 56TABELLE 4.3: VIERFELDERTAFEL SAUEN/OHRREGION 59TABELLE 4.4: SENSITIVITÄT, SPEZIFITÄT UND TESTEFFEKTIVITÄT 60TABELLE 4.5: POSITIVE UND NEGATIVE PRÄDIKTIVE WERTE 61TABELLE 4.6: KORRELATION VON HAUT- UND REKTALTEMPERATUR 62TABELLE 4.7: MIN UND MAX DER UNTERSCHIEDLICHEN MESSORTE 63TABELLE 4.8: MESSUNGEN DERSELBEN TIERE ÜBER MEHRERE TAGE 64TABELLE 4.9: TEMPERATURTEST 65TABELLE 4.10 ROHDATEN DER MASTSCHWEINE-GRUPPENBILDER 66TABELLE 4.11: VIERFELDERTAFEL LÄUFER 67TABELLE 4.12: VIERFELDERTAFEL MASTTIERE 67

Anhang 110

9 Danksagung

Als erstes möchte ich mich bei Herrn Prof. Dr. V. Moennig für die Überlassung desThemas, die wissenschaftliche Betreuung der Arbeit sowie die freundliche Aufnahmeim Institut für Virologie bedanken.

Ich danke Frau Prof. Dr. B. Grummer für ihre unkomplizierte Hilfe und Betreuung,ihre Diskussionsbereitschaft und ihre konstruktiven Vorschläge.

Ein großer Dank geht an Herrn Günther Thiem für seine Hilfe während derTierversuche, insbesondere auch während der Bestandsbesuche.

Frau Dr. S. Blome danke ich für die wichtige Begleitung der ersten und letztenSchritte der Arbeit.

Meiner lieben Freundin und Weggefährtin Anastasia danke ich sehr für ihre Hilfesowohl bei praktischen Arbeiten als auch bei konstruktiven Diskussionen.

Moni, Holger und Gabi, vielen Dank für euere Unterstützung sowohl inpraktischen/technischen Fragen als auch für die Aufmunterungen.

Frau PD Dr. E. große Beilage von der Außenstelle Bakum und Frau Dr. F. Seehusenaus der Pathologie danke ich für die Möglichkeiten erster Tests. Außerdem danke ichFrau PD Dr. E. große Beilage und Herrn Dr. N. Dülmer für die große Hilfe bei derSuche nach geeigneten Schweinebeständen.

Den Landwirten danke ich sehr für ihre Unterstützung und Geduld.

Christina, danke für deine spontane Hilfe bei den Bestandsbesuchen.

Ich danke Ludger für seine schnelle Hilfe bei meinen Problemen mit dem ProgrammExcel von Microsoft.

Herrn M. Büttner (Firma Flir Systems) danke ich für die Hilfe bei der Auswahl desrichtigen Kamera Modells, den fachlichen Rat und das kostenlose zur Verfügungstellen spezieller Auswertungssoftware.

Der Firma DIAS Infrared danke ich für das großzügige kostenlose zur Verfügungstellen des Infrarotprüfstrahlers und insbesondere Herrn Dr. F. Nagel für seinefachliche Unterstützung und stete Diskussionsbereitschaft.

Der Klinik für kleine Klauentiere der Tierärztlichen Hochschule Hannover,insbesondere Herrn Prof. Dr. M. Wendt und Frau Dr. Thies danke ich für das zurVerfügung stellen der Schweinehautproben.

Herrn Dr. Manara, der Uni Würzburg danke ich für die Diskussionsbereitschaft, diekonstruktiven Vorschläge und die Untersuchung der Hautproben.

Dem FLI Insel Riems, insbesondere Herrn Dr. M. Beer und Frau Dr. E. Lange sowieden Mitarbeitern in den Versuchstierstallungen gilt mein Dank für die Unterstützungbei den ersten Tests.

Herrn Dr. M. Kramer, Herrn Dr. C. Staubach, Herrn Dr. Fröhlich, Herrn Dr. Teuffertund Herrn Dr. Gethmann aus dem FLI in Wusterhausen gilt mein Dank für diekonstruktiven Diskussionen und Herrn Dr. M. Ziller ganz besonders für die großeHilfe bei den statistischen Berechnungen und die fachliche Unterstützung.

Allen Mitarbeiterinnen und Mitarbeitern des Instituts für Virologie gilt mein herzlicherDank für die freundliche Aufnahme und stete Hilfsbereitschaft.

Meinen Freunden und meiner Familie danke ich sehr für ihren Zuspruch, ihre Geduldund Unterstützung.

Erklärung

Hiermit erkläre ich, dass ich die Dissertation „Anwendung der Infrarotthermographiezur nicht-invasiven Detektion fieberhafter Tiere in Schweinegruppen – Einschätzungder Anwendbarkeit im Tierseuchenkrisenfall am Beispiel der KlassischenSchweinepest“ selbstständig verfasst habe.

Bei der Anfertigung wurde folgende Hilfen Dritter in Anspruch genommen:

· Die Ermittlung des Emissionsgrades von Schweinehaut erfolgte durch dasBAVARIAN CENTER FOR APPLIED ENERGY RESEARCH, Abteilung:Funktionsmaterialien der Energietechnik, ZAE Bayern, Am Hubland, 97074Würzburg, Germany.

· Die Ermittlung der Strahlendichten aus den zugehörigen Temperaturwertenerfolgte mit einem Programm der Firma Dias infrared GmbH.

· Die statistische Auswertung der Temperaturwerte erfolgte mit Hilfe von HerrnDr. M. Ziller aus dem Friedrich Loeffler Institut auf der Insel Riems.

Ich habe keine entgeltliche Hilfe von Vermittlungs- bzw. Beratungsdiensten(Promotionsberater oder anderer Personen) in Anspruch genommen. Niemand hatvon mir unmittelbar oder mittelbar entgeltliche Leistungen für Arbeiten erhalten, die inZusammenhang mit dem Inhalt der vorgelegten Dissertation stehen.

Ich habe die Dissertation an folgenden Institutionen angefertigt:

· Institut für Virologie, Europäisches Referenzlabor für Klassische Schweinepest

Die Dissertation wurde bisher nicht für eine Prüfung oder Promotion oder für einenähnlichen Zweck zur Beurteilung eingereicht.

Ich versichere, dass ich die vorstehenden Angaben nach bestem Wissen vollständigund der Wahrheit entsprechend gemacht haben.

Datum

Hanna Gerß

Tierärztliche Hochschule Hannover · Rasse des Tieres (DEPNER et al. 1997a; DEPNER et al. 1997b)....

Documents

Transcript of Tierärztliche Hochschule Hannover · Rasse des Tieres (DEPNER et al. 1997a; DEPNER et al. 1997b)....