Wissenschaftliche Hausarbeit
zur Ersten Staatsprüfung für das Lehramt an
Gymnasien
im Fach Biologie
Untersuchungen zur infragenerischen Variabilität von Carotinoiden in der Gattung Rosa
vorgelegt von:
Hänniger, Sabine
geb. am 09.07.1980
in Heilbad Heiligenstadt
Gutachter:
1. PD Dr. Volker Böhm
2. Prof. Dr. Volker Wissemann
Danksagung
Mein persönlicher Dank
Ich möchte mich bei meinen Betreuern Dr. Böhm und Dr. Wissemann für die
Vergabe und Betreuung dieses interessanten Themas bedanken. Sicher komme
ich in meiner weiteren Lehramtsausbildung und Lehrer-Dasein nicht mehr in den
Genuss, forschend tätig zu sein. Die Arbeit stellte eine tolle Möglichkeit dar, etwas
völlig Neues kennen zu lernen und etwas zu tun, für das sich nicht so bald wieder
eine Möglichkeit bieten wird. So war ich einmal dabei, wenn Wissen entsteht,
bevor ich „nur noch“ Wissen vermittele.
Herrn Wissemann möchte ich darüber hinaus für das Sammeln der Hagebutten,
die Bereitstellung der Literatur und die große Hilfe bei der phylogenetischen
Auswertung danken.
Ein besonderer Dank gilt auch Juliane Hohbein. Sie hast mich in die Methoden
eingewiesen, hat viel Geduld bewiesen (besonders an den ersten Tagen im Labor)
und hatte auf jede meiner Fragen eine Antwort. Einige meiner Proben wurden von
ihr aufbereitet und gemessen und alle Chromatogramme von ihr integriert. Ohne
sie hätte es nicht funktioniert! Vielen vielen Dank!
Auch einen herzlichen Dank an die fleißigen Hände aus der AG Bioaktive
Pflanzenstoffe, die die Proben entkernt und enthaart haben und immer ein offenes
Ohr und ein Lächeln für mich hatten.
Für das Bereitstellen der Hagebutten bedanke ich mich beim Europa-Rosarium
Sangerhausen, dem Neuen Botanischen Garten in Göttingen und dem
Botanischen Garten in Jena.
Großen Dank möchte ich auch an meine Eltern Christa und Peter Hänniger
richten. Vielen Dank für Eure Unterstützung mit Rat, Tat und Finanzierung, ohne
die mein Studium und diese Examensarbeit nicht möglich gewesen wären!! Auch
möchte ich Euch für die Liebe zur Natur und zur Biologie danken, die in Eurer
Erziehung Ihren Anfang nahm.
Meinem Freund Steffen möchte ich sehr danken, dass er mir den Rücken
freigehalten hat, während ich an dieser Arbeit schrieb. Danke fürs Bekochen,
Trösten und Korrekturlesen und natürlich auch für das Ansagen endlos
scheinender Zahlenkolonnen. Ohne Dich wäre mir Vieles schwerer gefallen.
Inhaltsverzeichnis I
Inhaltsverzeichnis
Inhaltsverzeichnis I
Tabellenverzeichnis III
Abbildungsverzeichnis IV
Abkürzungsverzeichnis VI
1 Einleitung 1
2 Theoretische Grundlagen 2
2.1 Die Wildrosen 2
2.1.1 Allgemeines 2
2.1.2 Die analysierten Arten im Einzelnen 5
2.1.2.1 Subgenus Hulthemia 5
2.1.2.2 Subgenus Rosa 6
2.1.2.2.1 Sektion Pimpinellifoliae 6
2.1.2.2.2 Sektion Caninae 7
2.1.2.2.3 Sektion Carolinae 13
2.1.2.2.4 Sektion Cinnamomeae 14
2.1.2.2.3 Sektion Synstylae 20
2.1.2.3 Subgenus Platyrhodon 23
2.1.2.4 Subgenus Hesperhodos 24
2.2 Die Carotinoide 26
2.2.1 Vorkommen und Funktion 26
2.2.2 Chemie und Struktur 27
2.2.3 Die Carotinoide im Einzelnen 28
2.2.3.1 Carotine 28
2.2.3.2 Xanthophylle 30
3 Material und Methoden 32
3.1 Vorbereitung der Proben 32
3.2 Analytische Methoden 32
3.2.1 Extraktion der Carotinoide aus den Hagebutten 32
3.2.2 Verseifung der Hagebuttenextrakte 33
3.2.3 Bestimmung der Carotinoid-Gehalte 35
3.2.4 Bestimmung der Trockenmasse 35
Inhaltsverzeichnis II
3.2.5 Statistische Auswertung 36
4 Ergebnisse 37
4.1 Trockenmasse 37
4.2 Carotinoide 37
4.3 Clusteranalyse 41
5 Diskussion 48
5.1 Gehalte der Carotinoide 48
5.2 Untersuchung auf Phylogenetische Informationen 49
5.2.1 Gruppierungen nach Einzelkomponenten 50
5.2.2 Gruppierung nach Gehalten aller Carotinoide 53
5.2 Phylogenetische Diskussion 53
5.3 Fazit 57
Anhang VII
Literaturverzeichnis XXXIX
Erklärung
Tabellenverzeichnis III
Tabellenverzeichnis
Tabelle 1: Überblick über die analysierten Arten VII
Tabelle 2: Überblick Anzahl Bestimmungen VIII
Tabelle 3: Trockenmasse der einzelnen Proben X
Tabelle 4: Gehalte an Lycopin der verschiedenen Hagebuttensorten XI
Tabelle 5: Gehalte an β- und α-Carotin der Hagebuttensorten XII
Tabelle 6: Gehalte an (all-E)-Lutein, (all-E)-Zeaxanthin,
(all-E)-β-Cryptoxanthin und (all-E)-Rubixanthin XIII
Tabelle 7:Gesamt-Gehalte von Lycopin und β-Carotin XIV
Abbildungsverzeichnis IV
Abbildungsverzeichnis Abbildung 1: Hagebutten von R. canina 8
Abbildung 2: Hagebutten von R. jundzillii 9
Abbildung 3: Hagebutten von R. rubiginosa 11
Abbildung 4: Hagebutten von R. micrantha 12
Abbildung 5: Hagebutten von R. agrestis 12
Abbildung 6: Hagebutten von R. elliptica 12
Abbildung 7: Blüte von R. beggeriana 15
Abbildung 8: Hagebutten von R. rugosa 16
Abbildung 9: Blüte von R. majalis 17
Abbildung 10: Hagebutten von R. pendulina 18
Abbildung 11: Hagebutten von R. arkansana 19
Abbildung 12: Hagebutte von R. arvensis 20
Abbildung 13: Hagebutten von R. multiflora 22
Abbildung 14: Hagebutten von R. stellata “Myrifica” 24
Abbildung 15: Strukturformeln des (all-E)–Lycopins
und ausgewählter (Z)-Lycopin-Isomere 28
Abbildung 16: (all-E) – β – Carotin 29
Abbildung 17: (all-E) – α – Carotin 29
Abbildung 18: (all-E) – Lutein 30
Abbildung 19: (all-E) – Zeaxanthin 30
Abbildung 20: (all-E) – β – Cryptoxanthin 31
Abbildung 21: (all-E) – Rubixanthin 31
Abbildung 22: HPLC-Chromatogramm eines unverseiften
und eines verseiften Hagebuttenextraktes 34
Abbildung 23: Überblick über den Gehalt an Carotinoiden
in den einzelnen Arten 38
Abbildung 24 : Dendrogramm für den Gehalt an allen Carotinoiden 41
Abbildung 25: Überblick über den (all-E)-Lycopin – Gehalt XV
Abbildung 26 : Dendrogramm (all-E)-Lycopin- Gehalt XVI
Abbildung 27: Überblick über den (Z)-Lycopin-Isomer I-Gehalt XVII
Abbildung 28 : Dendrogramm (Z)-Lycopin-Isomer I- Gehalt XVIII
Abbildungsverzeichnis V
Abbildung 29: Überblick über den (Z)-Lycopin-Isomer I-Gehalt XIX
Abbildung 30 : Dendrogramm (Z)-Lycopin-Isomer II- Gehalt XX
Abbildung 31: Überblick über den (Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe–Gehalt XXI
Abbildung 32: Dendrogramm Gehalt (Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe XXII
Abbildung 33: Überblick über den (all-E)-β-Carotin – Gehalt XXIII
Abbildung 34 : Dendrogramm (all-E)-β-Carotin- Gehalt XXIV
Abbildung 35: Überblick über den (13Z)-β-Carotin-Gehalt XXV
Abbildung 36 : Dendrogramm (13Z)-β-Carotin- Gehalt XXVI
Abbildung 37: Überblick über den (9Z)-β-Carotin – Gehalt XXVII
Abbildung 38 : Dendrogramm (9Z)-β-Carotin- Gehalt XXVIII
Abbildung 39: Überblick über den (all-E)-α-Carotin – Gehalt XXIX
Abbildung 40 : Dendrogramm (all-E)-α-Carotin- Gehalt XXX
Abbildung 41: Überblick über den (all-E)-Lutein – Gehalt XXXI
Abbildung 42 : Dendrogramm (all-E)-Lutein- Gehalt XXXII
Abbildung 43: Überblick über den (all-E)-Zeaxanthin – Gehalt XXXIII
Abbildung 44 : Dendrogramm (all-E)-Zeaxanthin- Gehalt XXXIV
Abbildung 45: Überblick über den (all-E)-β-Crypthoxanthin – Gehalt XXXV
Abbildung 46 : Dendrogramm (all-E)-β-Cryptoxanthin- Gehalt XXXVI
Abbildung 47: Überblick über den (all-E)-Rubixanthin - Gehalt XXXVII
Abbildung 48 : Dendrogramm (all-E)-Rubixanthin- Gehalt XXXVIII
Abkürzungsverzeichnis VI
Abkürzungsverzeichnis
BGJ Botanischer Garten Jena
BHT 2,6-Di-tert.-butyl-4-methylpenol
cpDNA Chloroplast DNA
EW Einwaage
FM Frischmasse
HPLC High Performance Liquid Chromatography
(Hochleistungsflüssigkeitschromatographie)
H2O Wasser
KOH Kaliumhydroxid
LG Leergewicht
MeOH Methanol
MgO Magnesiumoxid
MtBE tert. Butyl-methyl-ether
MW Mittelwert
NBG Neuer Botanischer Garten Göttingen
n.n. nicht nachweisbar
nrITS nuclear ribosomal internal transcribed spacer
Q Quelle
ROS Reaktive Sauerstoffspezies
RW Rückwaage
SGH Europa-Rosarium Sangerhausen
STABW Standardabweichung
THF Tetrahydrofuran
TM Trockenmasse
U/min Umdrehungen pro Minute
VK Variationskoeffizient
VW Sammlung Volker Wissemann
Einleitung 1
1. Einleitung
Die Systematik der Wildrosen stellte Rhodologen schon immer vor einige
Probleme. Die etwa 200 Arten sind für eine Gattung sehr viele, ihr
Formenreichtum ist gewaltig. Hinzu kommen die komplizierte
Reproduktionsbiologie der Rosen und der nicht unerhebliche Eingriff des
Menschen in die Evolution der Rosen durch Züchtung.
Bemühungen, die Rosen zu klassifizieren, reichen bis ins 16. Jahrhundert zurück,
in dem sie in „wilde“ und „vornehme“ Arten eingeteilt und nach der Farbe ihrer
Blüten weiter unterschieden wurden. Der erste Versuch, ein System der Rosen zu
entwerfen, wurde in der Mitte des 18. Jh. von Linnaeus unternommen. Er legte
seiner Klassifizierung hauptsächlich die Form der Hagebutten zugrunde
(WISSEMANN, 2003).
Aktuelle Klassifizierungsbemühungen bedienen sich Merkmalen, die objektiver
messbar und weniger anfällig für Veränderungen durch Individualentwicklung und
Umwelteinflüsse sind. Phytochemikalien wie Farbstoffe und Duftstoffe stellen eine
direktere Reflektion der genetischen Ausstattung dar, als die Größe oder Form
von Pflanzenorganen. Weit weniger Zwischenschritte liegen zwischen dem
Ablesen der DNA und der Synthese solcher Inhaltsstoffe als sie für den
komplexen morphologischen Aufbau einer Pflanze nötig sind
(FIASSON et. al., 2003).
Ziel dieser Arbeit ist es, die Carotinoid-Gehalte der Hagebutten verschiedener
Rosenarten zu ermitteln. Die Rosen werden außerdem aufgrund der Gehalte an
einzelnen Carotinoiden per Clusteranalyse Gruppen zugeordnet, die auf
phylegenetische Informationen hin untersucht werden.
Theoretische Grundlagen 2
2. Theoretische Grundlagen 2.1 Die Wildrosen 2.1.1 Allgemeines
Zur Gattung Rosa gehören ca. 200 Arten und sehr viele Bastarde. Sie gehören zur
großen Familie der Rosaceae und werden in vier Untergattungen eingeteilt, von
denen drei monotypisch sind oder nur zwei Arten enthalten: Die Hulthemia,
Platyrhodon und Hesperhodos. Die vierte Subgattung Rosa ist die bei weitem
artenreichste (mehr als 95% der Gattung) und demnach auch die variabelste. Sie
wird in zehn Sektionen geteilt: Pimpinellifoliae, Rosa, Caninae, Carolinae,
Cinnamomeae, Synstylae, Indicae, Banksianae, Laevigatae und Bracteatae
(WISSEMANN & RITZ, 2005).
Natürlich verbreitet sind Rosen heute auf der Nordhalbkugel zwischen 20. und 70.
Breitengrad: in Europa, Asien und Nordamerika (exklusive der arktischen und
tropischen Gebiete), im Nordwesten Afrikas und in Äthiopien. In der südlichen
Hemisphäre gab es ursprünglich keine Rosenarten. Als Entwicklungszentrum der
Gattung gelten Mittel- und Südwestasien. Kultiviert werden Rosen heutzutage
jedoch in allen (klimatisch in Betracht kommenden) Ländern der Erde (BLASCHEK
et al., 1998).
Die meisten Rosen sind aufrechte oder buschförmige Sträucher und erreichen
eine Höhe bis zu 3 m. Es gibt auch einige Kletterrosen, die meisten davon in der
Sektion Synstylae (BEAN, 1980).
Alle Rosen tragen die typischen „Dornen“, die morphologisch jedoch Stacheln
sind. Meist sind diese hakig oder gebogen, können aber auch gerade sein und
senkrecht abstehen. Die Bewehrung kann sehr stark sein, variiert aber innerhalb
der Gattung so sehr wie sie an einzelnen Individuen von Pflanzenteil zu
Theoretische Grundlagen 3
Pflanzenteil variieren kann. Normalerweise sind die blütentragenden Zweige am
wenigsten bewehrt (ebd.).
Die Blätter sind (außer bei R. persica) unpaarig gefiedert. Die Anzahl der
Fiederblätter variiert stark innerhalb der Gattung, zwischen den Individuen einer
Spezies und sogar an unterschiedlichen Teilen einer Pflanze. Ebenso variabel ist
die Form der Blättchen. Die Zahnung kann einfach oder zusammengesetzt sein,
wobei letzteres meist mit Drüsen an der Spitze der Hauptzähne einhergeht.
Drüsen können auch auf den Blattunterseiten auftreten. Alle Arten außer
R. persica besitzen Stipeln (ebd.).
Die Blüten entspringen meist an Seitentrieben aus vorjährigem Holz, einige Arten
bringen aber auch an neuen Trieben Blüten hervor. Sie sind meist Einzelblüten
oder sitzen zu wenigen in Doldenrispen. Die Farbe der Petalen variiert in
Schattierungen von weiß bis rot, wenige Arten haben gelbe Blüten. Die normale
Anzahl der alternierenden Kelch- und Kronblätter ist je 5, nur R. serica hat 4. Sehr
zahlreich sind die Staubgefäße, selten treten weniger als 30 auf. Die Blütenstiele
sind meist ohne Haare, tragen allerdings oft Stieldrüsen oder Drüsenhaare, was
sie behaart erscheinen lässt. Die Stiele sind so eng mit dem Hypanthium
verbunden, dass eine Bedrüsung oft auf dieses übergeht. Die inneren Wände des
Hypanthiums werden (in der Untergattung Rosa) von den Samenanlagen
gesäumt. Es wird im Fruchtstadium fleischig und bildet die Hagebutte (ebd.).
Die „Frucht“ der Rosen, die Hagebutte, ist eine Sammelnussfrucht. Die
becherförmige, fleischige Blütenachse (Hypanthium) umschließt die im Inneren
liegenden eigentlichen Früchte, die Nüsschen. Blütenachse und Nüsschen bilden
eine Ausbreitungseinheit, die endochor verbreitet wird. Verbreitende Tiere sind
meist Vögel, seltener Säugetiere wie Feldhase und Wildkaninchen.
Vögel bevorzugen hauptsächlich rote Früchte oder Scheinfrüchte, wie neben den
Hagebutten zum Beispiel an den ähnlich gefärbten „Vogelbeeren“ der Eberesche
(Sorbus aucuparia) deutlich wird. Nach LÜTTIG und KASTEN (2003) werden
Wildrosen von 27 verschiedenen Vogelarten endochor verbreitet. Noch mehr
Vogelarten verbreiten Weißdorn (Crataegus spec.), Rote Johannisbeere
Theoretische Grundlagen 4
(Ribes rubrum), Faulbaum (Frangula alnus), Süßkirsche (Prunus avium),
Wacholder (Juniperus communis), Traubenholunder (Sambucus racemosa),
Schwarzen Holunder (Sambucus nigra) und schließlich mit 63 Vogelarten die
erwähnte Gemeine Eberesche. Vögel benötigen als Reiz primär Sichtbares, da ihr
Riechvermögen schwach oder gar nicht ausgebildet ist. Leuchtend gefärbte
Früchte, die im Herbst, zur Zeit der Vogelzüge, weithin aus dem herbstlichen Grau
und Braun herausstechen, stellen also bezüglich der Samenverbreitung einen
deutlichen (Selektions-) Vorteil dar.
Der Mensch weiß seit langer Zeit, die Rosen für sich zu nutzen. Schon in der
Jungsteinzeit dienten die Hagebutten der Ernährung. Am Anfang des 20. Jh. galt
die Hagebutte in Deutschland als wichtigster Vitamin-C-Lieferant und wurde von
wilden Sträuchern geerntet (LÜTTIG & KASTEN, 2003).
Besonders die Hagebutten von Rosa canina wurden in der Volksmedizin genutzt
und werden heute wieder genutzt. Das Öl der Nüsschen wird zur Behandlung
atrophischer Haut, zur Narbenbehandlung sowie zur Reduktion von Falten
eingesetzt. Ein Tee aus den Nüsschen wird in der Volksmedizin als harntreibend
gegen Harnwegserkrankungen und gegen rheumatische Beschwerden
verabreicht. Ein Tee aus den Schalen oder den ganzen Scheinfrüchten wird
wegen des hohen Gehaltes an Vitamin C vorbeugend oder behandelnd bei
Erkältungskrankheiten getrunken. Der „Schlafapfel“, die durch den Stich und die
Eiablage der Gallwespe (Cynips Rosae) verursachte Wucherung, wird in der
Volksheilkunde als Adstringens verwendet. Dies ist auf den Gehalt von Tanninen
zurückzuführen (LEXIKON DER ARZNEIPFLANZEN UND DROGEN, 2006).
Rosen haben also seit der Jungsteinzeit eine große Bedeutung für den Menschen.
Neben ihren wertvollen Inhaltsstoffen spielt gerade ihre Schönheit eine große
Rolle. Im westlichen Kulturraum gilt sie als „Königin der Blumen“, fehlt in wenigen
Gärten und ist als Symbol der Liebe als Geschenk für Nahestehende nicht
wegzudenken.
Theoretische Grundlagen 5
2.1.2 Die analysierten Arten im Einzelnen
Alle im Rahmen dieser Arbeit analysierten Rosenarten werden auf den folgenden
Seiten den Subgenera und Sektionen zugeordnet und nach ihrer Herkunft sortiert.
Außerdem werden die morphologischen Merkmale der Arten und der Subgenera
und Sektionen vorgestellt. Die klassische Phylogenie basiert auf der Analyse
morphologischer und anatomischer Merkmale, weshalb eine Vorstellung dieser
wichtig erscheint.
Die Zuordnung der Arten zu den einzelnen Gruppen orientiert sich an
WISSEMANN, (2003), wo das klassische System von REHDER aktualisiert wurde.
Die verwendeten Bilder stammen entweder von der CD-Rom „Rosen“
(Q:B&D = BRUMME & DIETZE, 2002) oder wurden mit Genehmigung der Online-
Datenbank „Botanik im Bild“ (Q:Bot = HORAK et al., 2007) entnommen.
2.1.2.1 Subgenus Hulthemia
Dies ist, einigen Lehrmeinungen zufolge, entwicklungsgeschichtlich eventuell die
älteste der vier Untergattungen. Diese Ansicht ist umstritten. Hulthemia wird von
einigen Autoren nicht zur Gattung Rosa gezählt, obwohl sie mit Vertretern der
Gattung hybridisiert (BEAN, 1980; HAEHNCHNEN, 1980).
Die Gruppe enthält nur eine Art. Die Merkmale sind also unter R. persica
beschrieben, die sich maßgeblich von allen anderen Arten der Gattung
unterscheidet.
Aus Asien:
Rosa persica MICHX. ex JUSS Dieser einzige Vertreter seiner Untergattung ist ein wuchernder Busch mit
schlanken, drahtigen, flaumhaarigen Stämmen, der 0,6 bis 0,9 m hoch wird. Die
Stämme sind mit vielen hakigen, schlanken Stacheln bekleidet.
Die Blätter sind ungeteilt, ungestielt und ohne Nebenblätter. Sie werden zwischen
1,3 und 3,2 cm lang und sind verkehrteiförmig oder oval. Zur Spitze hin sind sie
gezähnt und mit feinen Härchen bedeckt.
Theoretische Grundlagen 6
Die Blüten haben einen Durchmesser von ca. 2,5 cm und sitzen einzeln am Ende
der Triebe auf einem schlanken, stacheligen Stiel. Die Petalen sind tiefgelb mit
einem karmesinroten Fleck an der Basis. Die Kelchblätter sind lanzettlich, flaumig
behaart und mehr oder weniger stachelig. Sie bleiben an den Butten haften. Die
Hagebutten bleiben grünlich, sind dicht mit Stacheln besetzt und kugelig
(BEAN, 1980; HAEHNCHNEN, 1980).
2.1.2.2 Subgenus Rosa
2.1.2.2.1 Sektion Pimpinellifoliae Diese Gruppe umfasst Sträucher von mannigfaltigem Habitus. Der Wuchs ist
meist aufrecht und zwischen 1 und 4 m. Ihre vielen Stacheln sind gerade oder
gebogen, manchmal abgeflacht, auch dünn, knorpelig oder flügelähnlich und oft
mit Nadelstacheln und Borsten vermischt. Die Blätter haben gewöhnlich mehr als
sieben, bis zu siebzehn Blättchen. Die Einzelblüten sind weiß oder gelb und haben
meist 5 Petalen. Sie sitzen an kurzen Trieben. Die Kelchblätter sind ganzrandig
oder mit wenigen Anhängseln und krönen aufgerichtet auch noch die reife
Hagebutte. Die Hagebutten sind oval bis rundlich, einige glatt, andere borstig und
ihre Farben variieren von Art zu Art von leuchtend rot bis schwarz. Die Griffel sind
nicht verwachsen, aber umschlossen. Alle wenigen Arten kommen aus der Alten
Welt1 (BEAN, 1980; HAEHNCHNEN, 1980).
Aus Europa:
Rosa spinosissima L. (Rosa pimpinellifolia L.) Diese einzige europäische Art der Pimpinellifoliae ist ein niedriger Busch (selten
höher als 1,2 m) mit kriechenden Wurzeln und aufrechten, kurz verzweigten
Stämmen, die mit schlanken Stacheln und kräftigen Borsten bedeckt sind. Die
Blätter sitzen dich an den Zweigen an, sind 2,5 bis 6,4 cm lang und aus fünf,
1 „Alte Welt“ meint die Kontinente, die den Europäern vor der Entdeckung Amerikas bekannt waren: Europa, Afrika und Asien. Dem gegenüber wird Nord- und Südamerika als „Neue Welt“ bezeichnet.
Theoretische Grundlagen 7
sieben oder neun Blättchen zusammengesetzt. Diese sind 0,6 bis 1,3 cm lang und
rund, oval oder verkehrteiförmig. Sie sind tiefgrün, einfach gezähnt und,
abgesehen vom flaumigen Hauptnerv, unbehaart.
Die Einzelblüten öffnen sich im Mai, sind weiß, cremeweiß oder blaßrosa und bis
5,1 cm breit. Blütenstiele und Hypanthium sind manchmal drüsenlos, manchmal
borstig oder stachelig. Die Kelchblätter sind gewöhnlich ungezahnt und am Rand
wollig behaart; ihr Rücken ist drüsen- und haarlos.
Die Hagebutten sind dunkelbraun und später schwärzlich, von kugeliger Form und
haben einen Durchmesser von 1,3 bis 1,9 cm (BEAN, 1980).
Die analysierten Proben stammen aus dem Europa-Rosarium Sangerhausen
(R. spinosissima “Grandiflora”) und aus der Sammlung Volker Wissemanns
(R spinosissima).
2.1.2.2.2 Sektion Caninae Diese Sektion umfasst die meisten Rosenarten Europas und weist eine
komplizierte Variabilität auf. Es ist die Gruppe, mit der sich die Rhodologen der
Gegenwart am meisten beschäftigen. Ihre Hauptmerkmale sind die folgenden: Die
Stämme sind aufrecht oder bogig überhängend und mit hakigen Stacheln besetzt.
Die Blätter sind aus fünf bis neun Blättchen zusammengesetzt, mittelgroß und
meist gräulich-grün. Der Blütenstand ist eine Doldentraube mit wenigen weißen
oder hellrosa Blüten. Die Kelchblätter tragen auffallende seitliche Anhängsel und
bleiben meist bis zur Reife der Hagebutte. Diese ist oval bis rund.
Die Caninae werden in sechs Subsektionen unterteilt.
Aus Europa:
Subsektion Caninae:
Rosa canina L. Die Rosa canina ist ein kräftiger Strauch bis zu 3,7 m Höhe oder sogar höher. Ihre
Stämme sind mit zerstreuten, gleichartigen hakigen Stacheln besetzt. Die Blätter
bestehen aus fünf oder sieben elliptischen, breitelliptischen oder eiförmigen
Theoretische Grundlagen 8
Blättchen, die 2,5 bis 3,8 cm lang sind. Sie sind spitz, unbehaart oder sehr wenig
behaart, unterseits auf
den Nerven manchmal
drüsig. Die Randzähne
sind meist einfach und
ohne Drüsen, seltener
zusammengesetzt und
drüsig. Die oberen Stipeln
sind breit. Die 3,8 bis 5,1
cm breiten Blüten sind
weiß oder rosa, öffnen
sich etwa ab Mittsommer
als Einzelblüte oder in
Büscheln und verströmen
einen angenehmen Duft. Sie sitzen auf unbehaarten, 2,5 cm langen Blütenstielen,
die wie der Hypanthium meist drüsenlos sind.
Abbildung 1: Hagebutten von R. canina; Q:B&D
Die Kelchblätter sind ganz besonders gestaltet: die äußeren beiden überlappen
ihre Nachbarn an beiden Seiten und sind beidseitig fiederteilig; das nächste
überlappt nur an einer Seite, die ebenfalls fiederteilig ist, die überlappte Seite ist
ganzrandig; die beiden übrigen Kelchblätter werden an beiden Seiten überlappt
und sind rundherum ganzrandig.
Die Hagebutten sind eiförmig oder rundlich und leuchtend rot. Die Kelchblätter
fallen ab oder verbleiben bis zum Verfärben der Hagebutten (BEAN, 1980).
Die analysierte Probe stammt vom Napoleonstein bei Cospeda.
Rosa caesia SM. Diese Art ist der R. canina sehr ähnlich und wurde einst als eine „Gebirgsrasse“
dieser angesehen. Der Strauch wird ca. 1,8 m hoch. Seine Stacheln sind kürzer
als die der R. canina. Die Blätter sind unterseits wenigstens auf den Nerven
flaumig behaart und meist stumpf.
Die Blüten sitzen auf sehr kurzen Stielen. Das Hypanthium hat eine weitere
Griffelöffnung als R. canina, der Diskus wird beinahe vom breiten, wolligen
Theoretische Grundlagen 9
Narbenköpfchen bedeckt. Die Kelchblätter sind aufgerichtet oder ausgebreitet und
bleiben oft bis zur Reife der Hagebutte oder länger (BEAN, 1980).
Die analysierte Probe stammt vom Napoleonstein bei Cospeda.
Subsection Tomentellae
Rosa tomentella LÉMAN Die Stämme dieses Strauches sind von stark hakigen Stacheln bekleidet.
Die Blätter sind relativ breit, an der Spitze oft abgestumpft und von
zusammengesetzten Zähnen umrandet. Die Unterseite ist wenigstens auf den
Nerven flaumig behaart.
Die Blüten sind gewöhnlich weiß und haben ziemlich kurze Kelchblätter
(BEAN, 1980).
Die analysierte Probe wurde im NBG gesammelt.
Subsektion Trachyphyllae
Rosa jundzillii BESSER Die rosa blühende Rose begegnet
uns meist als Strauch bis 1,5 m
Höhe, kann aber bis zu 2,4 m hoch
werden und bildet Ausläufer. Ihr
Stämme und Zweige sind mit
zerstreuten, geraden oder etwas
gebogenen Stacheln besetzt. Selten
mischen sich Nadeln und Borsten
darunter. Die Blätter sind aus fünf
oder sieben, selten neun festen
Blättchen zusammengesetzt, die 2,5
bis 4,5 cm lang sind und elliptisch
oder breitelliptisch geformt. Die
Blattoberseite ist unbehaart, die
Unterseite drüsig und manchmal Abbildung 2: Hagebutten von R. jundzillii; Q:Bot
Theoretische Grundlagen 10
flaumhaarig. Bis zu 30 zusammengesetzte, drüsige Zähne je Seite umranden die
Blättchen. Rhachis und Blattstiel sind drüsig und können feine Härchen haben.
Die Blüten öffnen sich im Juni oder Juli, können hell- bis sattrosa sein und haben
bis zu 7,6 cm Durchmesser. Sie erblühen einzeln oder zu zweit oder dritt,
manchmal auch in Doldentrauben von bis zu 8 Blüten. Ihre Stiele sind bis zu 3,8
cm lang und mir drüsigen Borsten oder Haaren bekleidet, die manchmal bis auf
die Hyphantien übergreifen. Die Kelchblätter sind auf dem Rücken drüsig, die
äußeren mit langen Anhängseln. Die Narben sind behaart und in einem großen
kugeligen Köpfchen vereinigt.
Die Hagebutten sind kugelig oder eiförmig, leuchtend rot und werfen im reifen
Zustand die Kelchblätter ab (BEAN, 1980).
Die analysierten Hagebutten stammen von einem Strauch aus dem Neuen
Botanischen Garten in Göttingen.
Subsection Rubrifoliae
Rosa mollis SM. Diese Rose erreicht in der freien Natur bis zu 1,8 m Höhe und breitet sich
manchmal durch Ausläufer aus und bildet dann große Bestände. Die Stämme sind
mit schlanken, geraden Stacheln besetzt und die Zweige in der Jugend bereift.
Die Blätter bestehen aus fünf, sieben oder neun ovalen bis länglich-eiförmigen
Blättchen, welche bis 3,8 cm lang sind. Sie sind oberseits bläulich-grün, beidseitig
behaart und auf der Unterseite mit nach Harz duftenden Drüsen bekleidet. Der
Rand ist mit drüsigen, zusammengesetzten Zähnen gesäumt.
Die tiefrosa Blüten sitzen auf leicht borstigen, kurzen Stielen einzeln oder zu dritt
in Büscheln. Sie haben einen Durchmesser von 3,8 bis 6,4 cm. Das Hypanthium
ist ebenfalls leicht borstig. Die Kelchblätter sind an der Basis fleischig, auf dem
Rücken drüsig und lang geschwänzt. Sie sind an der Basis nicht
zusammengezogen und haben ein paar seitliche Anhängsel. Die Griffelmündung
ist weit. Die Hagebutten sind dunkelrot, mehr oder weniger borstig und von den
aufrechten Kelchblättern gekrönt. Sie sind kugelig bis birnenförmig und zwischen
2, 5 und 3,8 cm lang (BEAN, 1980)
Die analysierte Probe stammt aus Volker Wissemanns Sammlung.
Theoretische Grundlagen 11
Rosa sherardii DAVIS Diese Rose ist ein kompakter Strauch mit kräftigen, geraden Stacheln. Ihre
Zweige sind in der Jugend bereift.
Die fünf oder sieben elliptischen oder eiförmigen Blättchen sind oberseits
graugrün, beiderseits dicht behaart und von zusammengesetzten Zähnen
umrandet.
Die rosa oder weißen Blüten duften und sitzen einzeln oder zu wenigen in einer
Doldentraube auf langen Stielen. Sie erreichen eine Breite von bis zu 5,7 cm. Ihre
Stiele sind drüsig, borstig behaart. Die Kelchblätter sind 1 bis 2,2 cm lang und
haben fiederteilige Anhängsel. Sie sind drüsig-borstig und bleiben bis zur Vollreife
an der Hagebutte. Diese ist mehr oder weniger kugelig (BEAN, 1980).
Die analysierte Art wurde im NBG gesammelt.
Subsektion Rubiginae
Rosa rubiginosa L. Die aufrechten Büsche mit
bogenförmig überhängenden
Zweigen werden 1,8 bis 2,4 m
hoch. Stämme und Zweige sind mit
vielen zerstreuten, hakigen
Stacheln besetzt. Nebenzweige
tragen nadelförmige Stacheln. Die
eiförmigen Blättchen setzen zu
fünft, siebt oder neunt die Blätter
zusammen und sind
zusammengesetzt gezähnt. Die
Oberseite ist drüsenlos, die
Unterseite mit lieblich duftenden
Drüsen bedeckt. Abbildung 3: Hagebutten von R. rubiginosa; Q:Bot Die blassrosa Blüten sind 3,8 cm
breit und sitzen allein oder bis zu siebt oder mehr zusammen. Die Blütenstiele und
Kelchblätter sind borstig-drüsig. Die Griffel sind behaart.
Theoretische Grundlagen 12
Die Kelchblätter krönen auch noch in der Reife die leuchtend roten und
glänzenden, eiförmigen Hagebutten (BEAN, 1980).
Die untersuchte Probe stammt vom Napoleonstein in der Nähe von Cospeda.
Rosa micrantha SM. Diese Rose ist der R. rubiginosa
sehr ähnlich. Sie weicht durch
stärker gebogene Zweige, das
Fehlen nadelförmiger Stacheln an
den Nebenzweigen, weniger stark
duftenden Blättern, unbehaarten
Griffeln, einem engeren
Griffelkanal und früher
abfallenden Kelchblättern von
dieser ab (BEAN, 1980). Abbildung 4: Hagebutten von R. micrantha; Q:Bot
Die analysierte Probe dieser Art wurde in Groß Schneen gesammelt.
Rosa agrestis SAVI und Rosa elliptica TAUSCH sind zwei weitere Verwandte
der R. rubiginosa, die dieser sehr ähnlich sind (BEAN, 1980). Erstere stammt aus
der Sammlung von Volker Wissemann, letztere wurde am Napoleonstein in der
Nähe von Cospeda gesammelt.
Abbildung 5: Hagebutten von R. agrestis (links), Q:Bot
Abbildung 6: Hagebutten von R. elliptica (rechts); Q:Bot
Theoretische Grundlagen 13
Rosa sicula TRATT. Der dichtverzweigte Strauch wird 0,6 bis 1,5 m hoch und ist von abgerundetem
Wuchs. Die Zweige sind mit schlanken, gebogenen Stacheln bis zu 9,6 cm Länge
bewehrt, unter die sich gelegentlich Nadeln und drüsige Borsten mischen. Die
Blätter setzen sich aus fünf bis sieben Blättchen zusammen und sind bis zu
5,1 cm lang. Die Blättchen sind zwischen 0,6 und 1,9 cm lang, breit eiförmig oder
rund und zusammengesetzt und drüsig gezähnt. Drüsen finden sich auch auf
Rhachis, Blattunterseite und Nebenblättern.
Die Blüten sind bis zu 3,2 cm breit und leuchtend rosa. Gewöhnlich sind es
Einzelblüten. Sie sitzen auf meist drüsenlosen, kurzen Stielen. Die Kelchblätter
sind lanzettlich mit seitlichen Anhängseln und drüsig gewimperten Rändern. Die
Griffel sind flaumig behaart.
Die Hagebutten sind erbsengroß, rot, schwarz werdend und von den Kelchblättern
gekrönt (BEAN, 1980).
Aus dem Europa-Rosarium in Sangerhausen stammt die analysierte Probe.
2.1.2.2.3 Sektion Carolinae
Dies ist eine kleine, auf den östlichen und südöstlichen Teil Nordamerikas
beschränkte Gruppe, nah verwandt mit den Cinnamomeae, aber mit in der Reife
abfallenden Kelchblättern.
Der Wuchs ist niedrig, aber aufrecht. Die Bewehrung besteht aus kurzen, meist
paarigen, hakigen Stacheln.
Die Blätter sind aus sieben oder neun Blättchen zusammengesetzt und stellen
schönes Herbstlaub dar.
Die Blüten sitzen meist allein an kurzen Stielen.
Die Hagebutten sind rundlich und die Kelchblätter fallen in der Reife von ihnen ab
(BEAN, 1980; HAEHNCHNEN, 1980).
Theoretische Grundlagen 14
Aus Nordamerika:
Rosa nitida WILD Diese Rose ist ein niedriger Busch bis 60 cm Höhe, der reichlich Ausläufer treibt.
Die aufrechten rötlichen Stämme sind dicht mit stacheligen Borsten bewehrt. Die 5
bis 7,6 cm langen Blätter färben sich im Herbst purpur, sind sonst sehr glänzend
grün. Die Nebenblätter haben drüsig-gezähnte Ränder. Die 5 bis 9 Blättchen sind
schmal-länglich, verjüngen sich an beiden Enden und sind bis 3,2 cm lang. Sie
sind fein und scharf gezähnt, unbehaart und fest.
Die Blüten sind leuchtend rosarot und 5,1 bis 6,4 cm im Durchmesser. Sie sitzen
gewöhnlich einzeln, evtl. 2 bis 3 zusammen. Die Blütenstiele und Kelchblätter sind
borstig oder drüsig, letztere ganzrandig, lanzettlich und zurückgeschlagen.
Die Butten sind kugelig, 0,9 cm breit, scharlachrot, borstig und mit den
Kelchblättern abfallend (BEAN, 1980).
Die Probe stammt aus dem Europa-Rosarium in Sangerhausen.
2.1.2.2.4 Sektion Cinnamomeae Diese Sektion umfasst Ausläufer bildende, aufrechte Sträucher von 1 bis 4 m
Höhe. Falls Stacheln vorhanden sind, stehen sie paarweise oder in Büscheln an
den Nodien. Nadelstacheln und Borsten sind bei einigen Arten die vorherrschende
Form der Bewehrung, generell sind sie oft, besonders an stark wachsenden
jungen Trieben, vorhanden. Blätter bestehen meist aus fünf oder sieben (bis elf)
Blättchen.
Blüten kommen in Schattierungen von rosa und rot, einzeln, zu wenigen oder
meist in einem doldentraubigen Büschel vor. Die Kelchblätter sind ganzrandig
oder mit wenigen schlanken Anhängseln. Die Griffel sind umschlossen.
Die Hagebutten sind meist groß und verlieren die Kelchblätter meist nicht
(BEAN, 1980; HAEHNCHNEN, 1980).
Theoretische Grundlagen 15
Aus Asien:
Rosa beggeriana SCHRENK ex FISCH. & MEY. Diese Rose kommt als Strauch von 1,8 bis 8 m Höhe vor. Ihre Stämme und
Zweige sind mit hellen, hakigen Stacheln bewehrt.
Die Fiederblätter haben 7
oder 9 Blättchen, die 1 bis
3,2 cm lang und oval bis
leicht verkehrteiförmig
sind. Ihre Oberseite ist
graugrün und unbehaart,
die Unterseite meist
drüsig und manchmal
flaumig behaart. Sie sind
von zehn bis zwanzig
einfachen oder
zusammengesetzten
Zähnen umsäumt. Abbildung 7: Blüte von R. beggeriana; Q:B&D
Die Blütenknospen sind länglich und spitz und bringen ab Mittsommer weiße
Blüten mit 2,5 bis 3,8 cm Durchmesser hervor. Diese sitzen am Ende der neuen
Triebe in Büscheln zu neun oder mehr auf schlanken Blütenstielen. Die meist
unbehaarten oder flaumhaarigen Blütenstiele sind bis etwa 2,5 cm lang und
manchmal drüsig.
Die Hagebutten sind kugelig und glatt, 0,6 bis 1 cm lang, erst rot, schließlich
purpur und werfen ihre Spitze zusammen mit den Kelchblättern ab (BEAN, 1980).
Beide analysierten Proben stammen aus dem Europa-Rosarium Sangerhausen.
Rosa sweginzowii KOEHNE Diese Rose ist ein Strauch von bis zu 3,7 m Höhe und festem Wuchs, dessen
Zweige meist und Stämme immer mit abgeflachten, dreieckigen Stacheln bewehrt
sind. Die Blätter haben 7 bis 13 eiförmige bis rundlich-ovale Blättchen, die länger
als 3,8 cm sein können und zusammengesetzt gezähnt sind. Ihre Unterseite ist
unbehaart (außer Hauptnerv) und blass, die Oberseite dunkelgrün.
Theoretische Grundlagen 16
Die rosa Blüten sind einzeln, zu zweit, zu dritt oder in Büscheln zu sechst oder
mehr. Sie sind 3,8 bis 5,1 cm breit.
Die Hagebutten sind glänzend rot, krugförmig und 3,8 cm oder länger. Sie sind
von den aufrechten Kelchblättern gekrönt und mindestens an der Basis von
drüsigen Haaren besetzt (BEAN, 1980).
Die analysierte Probe stammt aus dem Neuen Botanischen Garten in Göttingen.
Rosa rugosa THUNB. Diese sehr robuste Rose
wächst als Strauch von
1,2 bis 1,8 m Höhe. Ihre
Stämme sind kräftig und
dicht von Stacheln
ungleicher Größe besetzt;
Stämme und Stacheln
sind flaumhaarig.
Die 7,6 bis 17,8 cm
langen Blätter bestehen
aus 5 bis 9 Blättchen und
haben große flaumhaarige Nebenblätter. Die länglichen Blättchen sind 2,5 bis 5
cm lang, außer zur Basis hin leicht gezähnt und unterseits flaumhaarig. Die
auffälligen Nerven geben Ihnen das „runzlige“ Aussehen und der Pflanze den
deutschen Trivialnamen „Runzelrose“.
Abbildung 8: Hagebutten von R. rugosa, Q:B&D
Die großen (9 cm) Blüten sind stark duftend und erblühen vom Frühsommer an in
purpurrosa. Sie sind Einzelblüten oder zu wenigen an einem Blütenstand. Ihre
Petalen überlappen einander. Das Hypanthium ist unbehaart, aber die Blütenstiele
und Kelchblätter flaumhaarig. Die Kelchblätter sind bis zu 3 cm lang.
Die Hagebutten sind kräftig leuchtend rot und tomatenförmig. Sie sind sehr groß,
2,5 cm oder mehr im Durchmesser, und von den Kelchblättern gekrönt
(BEAN, 1980).
Die analysierte Probe (Rosa rugosa f. regeliana) stammt aus dem NBG.
Theoretische Grundlagen 17
Aus Europa:
Rosa majalis J. HERRM. Die Rosa majalis wächst als starker Busch bis zu 2,7 m hoch und breitet sich
durch Ausläufer aus. Die aufrechten, rötlichen Stämme sind in der Nähe der
Spitze stark verzweigt und tragen an den Nodien gewöhnlich ein Paar oder ein
Büschel hakige Stacheln. Weitere Stacheln sind auf dem Stamm verteilt und
bewehren ihn besonders in Bodennähe. Gewöhnlich sind die Blätter aus 5 oder 7
Blättchen
zusammengesetzt. Diese
sind elliptisch, länglich
oder verkehrteiförmig,
können stumpf,
abgerundet oder
zugespitzt sein und sind
2,5 bis 4,8 cm lang. Das
untere Drittel oder Viertel
ist ganzrandig, der Rest
einfach gezähnt.
Während die Oberseite
meist unbehaart und
grün oder graugrün ist, erscheint die Unterseite gräulich und flaumig behaart. Die
Stipeln sind breit, an kräftigen Trieben einwärts gerollt.
Abbildung 9: Blüte von R. majalis; Q:Bot
Die Blüten öffnen sich im Mai in verschiedenen rosa Schattierungen, sind gefüllt
oder mit zusätzlichen Blütenblättern. Sie sitzen einzeln oder in kleinen Gruppen
auf unbewehrten Seitenzweigen und sind etwa 5 cm breit. Ihre Blütenstiele sind
kurz, nicht mehr als doppelt so lang wie das Hypanthium, unbehaart und
drüsenlos. Die Kelchblätter sind ganzrandig, an der Spitze verbreitert und tragen
am Rand wollige Haare und auf dem Rücken manchmal Haare.
Die Hagebutten sind rot, kugelig oder etwas verlängert, 1,3 cm breit und werden
von den aufgerichteten Kelchblättern gekrönt (BEAN, 1980).
Die analysierte Probe dieser Art stammt aus der Sammlung Wissemann.
Theoretische Grundlagen 18
Rosa pendulina L. Der Wuchs dieser Art ist sehr variabel: von 0,6 m oder niedriger bis zu 3,1 m
Höhe. Die Stämme und Zweige sind rötlichbraun, manchmal mit schlanken
Stacheln. Selten sind Stämme, Zweige und Nebenzweige dicht mit Nadeln und
Borsten bekleidet.
Die Blätter, 5 bis ca. 15 cm lang, sind aus sieben oder neun Blättchen
zusammengesetzt. Deren Form variiert von elliptisch bis breitelliptisch mit spitzer
Spitze. Sie sind oberseits kahl, unterseits manchmal flaumhaarig und können
drüsig oder drüsenlos sein. Die Zähne sind zusammengesetzt und oft drüsig. Die
Rhachis ist meist unbehaart und drüsig. Die Nebenblätter sind mehr oder weniger
drüsig; der angeheftete Teil ist meist nach oben verbreitert.
Die tiefrosa oder purpurnen Blüten öffnen sich im Mai allein, zu zweit oder zu dritt.
Ihr Durchmesser beträgt zwischen 3,8 und 6,4 cm. Die Stiele und das Hypanthium
sind drüsenlos oder mit
nach Terpentin duftenden
Borsten besetzt. Die
Kelchblätter sind
ganzrandig, an der Spitze
mehr oder weniger
verbreitert, drüsenlos
oder drüsig auf dem
Rücken und
unterschiedlich lang. Die
Narben sind behaart.
Die Hagebutten sind rot,
krugförmig bis rundlich, an der Spitze zusammengezogen, drüsenlos oder borstig.
Sie sind bis zu 3,2 cm lang, oft hängend und von den Kelchblättern gekrönt
(BEAN, 1980).
Abbildung 10: Hagebutten von R. pendulina; Q:B&D
Die analysierten Proben stammen aus dem Rosarium Sangerhausen
(“Bourgogne” Interplant 1983, Auslese aus R. pendulina) und aus der Sammlung
von Volker Wissemann (Rosa pendulina).
Theoretische Grundlagen 19
Aus Nordamerika:
Rosa arkansana PORTER
Diese rosa blühende Rose erreicht als Strauch eine Höhe von 0,9 bis 1,2 m. Ihr
Stamm ist mit schlanken,
geraden Borsten und
Stacheln bekleidet. Die
Fiederblätter bestehen
aus 7 bis 11 Blättchen,
diese sind 2,5 bis 5,1 cm
lang und elliptisch oder
verkehrteiförmig. Sie
haben eine glänzende
Oberfläche, sind,
abgesehen von den
manchmal flaumig
behaarten Nerven auf der
Unterseite, unbehaart und gesäumt von tiefen, drüsenlosen Zähnen.
Abbildung 11: Hagebutten von R. arkansana; Q:B&D
Die rosa Blüten haben einen Durchmesser von etwa 3,8 cm und erblühen in der
Mitte des Sommers in seitlichen Büscheln oder später an den Enden von kräftigen
Bodentrieben. Blütenstiele und -böden sowie die Kelchblätter sind meist
drüsenlos, manchmal (Kelchblätter auf dem Rücken) schwach drüsig. Die Sepalen
sind schlank zugespitzt und schmal. Es bilden sich kugelige bis birnenförmige, bis
zu 1,8 cm breite Hagebutten, die meist glatt sind und auch in der Reife meist von
den ausgebreiteten Kelchblättern gekrönt werden (BEAN, 1980).
Die beiden analysierten Proben stammten aus dem NBG und dem
Europa-Rosarium Sangerhausen.
Theoretische Grundlagen 20
2.1.2.2.3 Sektion Synstylae
Diese Sektion fasst Rosen zusammen, die als kletternde, sich ausbreitende oder
niederliegende Sträucher wachsen und eine gleichartige Bewehrung von hakigen
Stacheln aufweisen. Einige Arten tragen wenige oder keine Stacheln. Die
Fiederblätter haben 3 bis 9 Blättchen und die Nebenblätter sind auf fast der
ganzen Länge am Blattstiel angeheftet, bleibend und ganzrandig, gezähnt oder
gefranst. Die Blütenstände sind meist stark verzweigte Rispen oder Doldentrauben
mit zahlreichen Blüten, manchmal auch wenigblütig. Die Petalen sind gewöhnlich
weiß. Die Kelchblätter mit einigen wenigen Anhängseln fallen von der reifen
Hagebutte ab. Die Hagebutten sind meist klein und oval oder rund. Die Griffel
kleben mehr oder weniger zusammen und bilden eine herausragende Säule.
Außer der amerikanischen R. setigera sind alle Arten in der Alten Welt beheimatet
(BEAN, 1980; HAEHNCHNEN, 1980).
Aus Europa:
Rosa arvensis HUDS. Diese weiß blühende
Rose kriecht oder
klettert als Strauch mit
sehr schlanken
Zweigen, die mit
zerstreuten, kurzen
Stacheln bewehrt sind.
Die Blättchen zählen
fünf oder sieben,
variieren in der Form
von kreisrund bis
elliptisch oder schmal-
bis breiteiförmig und sind zwischen 1,3 und 3,8 cm lang. Sie sind unbehaart oder
auf der Unterseite auf den Nerven flaumhaarig. Die unterseits oft grau-blaugrünen
Abbildung 12: Hagebutte von R. arvensis, Q:B&D
Theoretische Grundlagen 21
Blätter sind einfach gezähnt, die Zähne drüsenlos. Die Nebenblätter sind schmal
mit divergierenden Öhrchen.
Die weißen Blüten duften schwach oder gar nicht und sind einzeln oder zu acht in
einer Doldentraube angeordnet. Sie sitzen auf schlanken, 1,8 bis 5,1 cm langen
Stielen. Diese und das kugelige oder eiförmige Hypanthium sind glatt oder etwas
drüsig. Die Sepalen sind lang zugespitzt, haben einige schlanke Anhängsel und
sind auf dem Rücken meist drüsenlos und unbehaart. Die unbehaarten Griffel
treten hervor und sind in einer Säule vereinigt.
Die 0,6 bis 2,2 cm langen, roten Hagebutten werfen die Sepalen zur Reifezeit ab.
Sie sind in der Form sehr variabel (BEAN, 1980).
Die analysierte Probe stammt aus der Sammlung von Volker Wissemann.
Aus Asien:
Rosa moschata HERRM. Diese Rose ist ein lockerer, nicht kletternder Strauch. Die Blätter sind aus fünf bis
sieben Blättchen zusammengesetzt und oberseits dunkelgrün, unterseits weißlich.
Der Mittelnerv ist flaumig behaart, der Rest der Blätter unbehaart. Die eiförmigen
bis lanzettlichen Blättchen werden nicht länger als 5,1 cm und sind sehr fein
gezähnt. Die Blattspindel ist bestachelt und drüsig. Die Stipeln sind schmal,
haben gespreizte Spitzen und am Rand gewöhnlich Drüsen und Haare.
Die in den Knospen gelblichen Blüten erblühen im August bis zum ersten Frost
weiß. Sie duften nach Moschus, sind größer als 4,5 cm im Durchmesser und
sitzen in lockeren Doldentrauben. Die Kronblätter sind etwas konvex und
zugespitzt. Die Blüten sitzen auf ca. 4 cm langen, schwach drüsigen Stielen mit
zarten, angedrückten Haaren. Auch das Hypanthium hat diese zarte Behaarung
und ist elliptisch oder eiförmig. Die Kelchblätter sind schlank zugespitzt, haben
einige wenige seitliche Anhänge und sind auf dem Rücken behaart. Sie fallen bald
nach der Blüte ab. Die Griffel sind in einer hervortretenden Säule vereinigt.
Die Hagebutten sind klein und eiförmig (BEAN, 1980).
Die analysierte Probe stammt aus dem Europa-Rosarium Sangerhausen.
Theoretische Grundlagen 22
Rosa multiflora THUNB. Die ‘Vielblütige Rose’ ist ein ausladender Busch, höchstens 3,1 bis 4,6 m hoch,
der jedes Jahr vom Hauptteil aus lange, bogenförmig überhängende Stämme
bildet, die im folgenden Jahr dicht mit Blüten besetzt sind. Die Zweige sind mit
kleinen gebogenen Stacheln bewehrt und unbehaart. Die 7,6 bis 15,2 cm langen
Blätter sind aus sieben oder neun Blättchen zusammengesetzt, die ihrerseits 2,5
bis 5,1 cm lang sind und elliptisch oder verkehrteiförmig geformt, an der Spitze
spitz oder zugespitzt, an der Basis
keilförmig. Die Blattunterseite ist meist
flaumig behaart, manchmal fast
unbehaart. Der Rand ist einfach
gezähnt. Die Nebenblätter sind tief
ausgefranst und mit drüsigen Zähnen.
Die weißen Blüten sind ca. 2,5 cm breit
und stehen im Juni zahlreich in
verzweigten Schirmrispen von 10 bis
15 cm Durchmesser und Höhe. Die
Blütenstiele und das Hypanthium sind
behaart, die Stiele manchmal
zusätzlich drüsig. Die Kelchblätter sind
stets kürzer als die Petalen und haben
bis zu 3 schmale seitliche Anhängsel.
Die Kronblätter sind schmal und
überlappen nur wenig. Die Staubblätter sind goldgelb. Die Griffel ragen heraus
und sind zu einer unbehaarten Säule vereinigt.
Abbildung 13: Hagebutten von R. multiflora; Q:Bot
Die Hagebutten sind eiförmig bis rund, 0,6 cm lang und rot.
Diese Rose ist eine der sehr schönen Wildrosen, jeder der Zweige ist im Juni mit
Blüten geschmückt (BEAN, 1980).
Die analysierte Probe stammt aus dem Neuen Botanischen Garten in Göttingen.
Theoretische Grundlagen 23
Rosa filipes REHD. & WILS. Diese Rose ist ein sehr großer, rankender Strauch mir bis zu 9 m Höhe. Ihre
Triebe hängen bogenförmig über, sind unbehaart und mit hakigen, etwa 1 cm
langen Stacheln bewehrt. Die Blätter haben fünf oder sieben elliptische oder
elliptisch-lanzettliche Blättchen von bis zu 8,9 cm Länge und bis zu 5 cm Breite
und sind in der Jugend kupferfarben, später grün. Rhachis und Blattstiel sind
unbehaart, spärlich stachelig und manchmal drüsig. Die Blätter sind oberseits
unbehaart, unterseits meist unbehaart und etwas drüsig. Die Nebenblätter sind
schlank und mit Drüsen gefranst.
Die duftenden weißen Blüten erblühen Ende Juni oder im Juli aus cremfarbenen
Knospen in mehreren doldentraubigen Schirmrispen am Ende der Seitenzweige.
Sie sind etwa 2,5 cm breit, die endständigen Rispen erreichen zusammen aber bis
zu 30 cm Durchmesser. Die Blütenstiele sind schlank, drüsig und nicht flaumig
behaart, zwischen 2,5 bis 3,8 cm lang. Die Kelchblätter haben schlanke, etwas
verbreiterte Spitzen und schlanke seitliche Anhängsel und sind auf dem Rücken
etwas drüsig und flaumhaarig. Die Kronblätter sind verkehrteiförmig und
überlappen nur wenig. Die zahlreichen Staubblätter haben goldgelbe Antheren.
Die Griffel sind zu einer leicht behaarten Säule vereinigt und herausragend.
Die Hagebutten sind breit ellipsoid bis kugelig und färben sich von orange zu
karmesin-scharlachrot (BEAN, 1980).
Die analysierte Probe stammt aus dem Europa-Rosarium Sangerhausen.
2.1.2.3 Subgenus Platyrhodon Diese Gruppe enthält nur eine Art. Sie zeichnet sich durch schuppige,
abblätternde Rinde, borstige Hagebutten und kleine Blätter aus.
Das Hypanthium hat einen Blütenboden an der Basis, in dem die Samenanlagen
eingefügt sind. Das unterscheidet sie von Rosa, bei denen die Samenanlagen am
Boden und an den Wänden des Hypanthiums liegen.
Die einzige Art R. roxburghii wird gelegentlich auch zur Untergattung Rosa gezählt
(BEAN, 1980; HAEHNCHNEN, 1980).
Theoretische Grundlagen 24
Aus Asien:
Rosa roxburghii TRATT. Dieser Busch ist sehr robust und wird bis zu 3 m hoch und breit. Die abblätternde
Rinde ist rehbraun. Die Zweige sind steif und mit wenigen, kräftigen Stacheln
paarweise besetzt. Die 5 bis 10 cm langen Blätter setzen sich aus vielen (neun bis
neunzehn) Blättchen zusammen. Diese sind elliptisch, eiförmig oder länglich-
eiförmig, bis zu 2,5 cm lang und meist unbehaart, evtl. unterseits flaumig. Sie sind
einfach gesägt. Die Rhachis ist flaumhaarig und mit wenigen Stacheln besetzt.
Die zartrosa Einzelblüten sind bis 7,5 cm breit und duften angenehm. Blütenstiele
und Hypanthium sind stachelig. Die Kelchblätter sind breiteiförmig, fiederteilig und
flaumhaarig.
Die Hagebutten sind sehr stachelig, gelblich-grün und duftend. Sie sind abgeflacht
tomatenförmig und mit 3,8 cm Durchmesser recht groß (BEAN, 1980).
Die analysierten Hagebutten wurden im BGJ gesammelt.
2.1.2.4 Subgenus Hesperhodos
Diese Untergattung enthält zwei nordamerikanische Arten. Wichtige Merkmale
sind das Hypanthium ohne Diskus und die kugeligen, stacheligen Hagebutten. Die
Pflanzen haben viele kleine Stacheln und kleine Blätter
(BEAN, 1980; HAEHNCHNEN, 1980).
Aus Nordamerika
Rosa stellata WOOTON Der Strauch erreicht eine Höhe von 0,6 m, hat schlanke grüne Triebe und einen
lockeren Wuchs. Junge Triebe sind dicht mit feinen Härchen bedeckt und mit
geraden, schlanken, blassen Stacheln bewehrt. Unter diese mischen sich winzige
Stacheln und gestielte Drüsen.
Theoretische Grundlagen 25
Die Blätter sind bis zu 3,8 cm lang und aus drei oder fünf Blättchen
zusammengesetzt. Diese sind dreieckig oder keilförmig und hauptsächlich oder
nur am breiten Ende mit großen Zähnen gesäumt. Sie sind derb und bis 1,3 cm
lang. Die Oberseite ist glatt und mattgrün, die Unterseite gräulich und leicht
behaart. Die Rhachis ist
drüsig-flaumhaarig.
Die Einzelblüten sind bis zu
6,4 cm im Durchmesser und
zartrosa. Die Petalen sind
verkehrt-herzförmig und tief
und grob gekerbt. Die
Antheren sind gelb. Das
kugelige Hypanthium ist von
blassen Stacheln bedeckt.
Die Kelchblätter sind 1,3 cm
lang und lanzettförmig. Zwei
von ihnen sind fiederteilig ge
Außenseite ist drüsig und stachelig, die Ränder sind wollig behaart.
Die Hagebutten sind halbkugelig mit abge
Abbildung 14: Hagebutten von R. stellata “Myrifica”; Q:B&D
lappt und haben eine löffelähnliche Spitze. Die
flachter Spitze und nicht fleischig. Sie
R. stellata “Myrifica” wurden im
sind stachelig und bräunlich rot. Die bleibenden Kelchblätter krönen die Spitze der
1,3 cm breiten Butten (BEAN, 1980).
Die analysierten Hagebutten von
Europa-Rosarium Sangerhausen gesammelt.
Theoretische Grundlagen 26
2.2 Die Carotinoide 2.2.1 Vorkommen und Funktion
Carotinoide sind fettlösliche farbige Pigmente, die im Pflanzenreich sowohl in allen
grünen Blättern als auch in gelben, orangen und roten Früchten (also ubiquitär)
enthalten sind. Ihr Name leitet sich von der Karotte (Daucus carota) ab, aus der
die ersten Carotinoide extrahiert wurden. Mit ca. 600 verschiedenen natürlich
vorkommenden Vertretern stellen sie die größte Gruppe natürlicher Pigmente dar.
In den Blättern sind sie akzessorische Pigmente des Fotosyntheseapparates. Sie
erweitern das Spektrum des eingefangen Lichtes. Zusätzlich haben sie eine
wichtige Schutzfunktion: Sie „quenchen“ (engl. to quench: löschen, unschädlich
machen) Reaktive Sauerstoffspezies (ROS), z.B. Singulett-Sauerstoff 1O2, die bei
der Fotosynthese entstehen. Dadurch wird eine Fotooxidation des Chlorophylls
verhindert und auch andere Moleküle geschützt.
In Früchten kommt Carotinoiden hauptsächlich Signalfunktion zu. Die leuchtende
Farbe der Früchte lockt Tiere, die als Verbreiter der Samen dienen (siehe
Abschnitt zu den Hagebutten).
Tiere und Menschen können Carotinoide nicht selbst synthetisieren, sind aber in
der Lage, die mit der Nahrung aufgenommenen Carotinoide im eigenen
Stoffwechsel in eigene Metabolite umzuwandeln. Die wichtigste Funktion kommt
im Rahmen dessen den Carotinoiden als Vorstufen zum Vitamin A zu. Darüber
hinaus agieren Carotinoide auch im menschlichen Körper als Antioxidantien,
indem sie ROS binden und so Zellschädigungen vermeiden helfen. Sie verhindern
durch Binden von freien Radikalen die oxidative Degeneration der Lipide in
Zellmembranen und im Blut. Dadurch beugen sie Herz- und Gefäß-Krankheiten
vor (BÖHM, 2007).
Theoretische Grundlagen 27
2.2.2 Chemie und Struktur
Chemisch sind Carotinoide Terpene. Die Terpene gehören zur großen Gruppe der
sekundären Pflanzenstoffe; sind also Metabolite, die nicht direkt dem Wachstum
und der Entwicklung der Pflanzen dienen und nicht in jeder Zelle vorhanden sind.
Oft haben sekundäre Pflanzenstoffe aber große Bedeutung für den Menschen, sei
es als Duft- oder Arzneistoffe oder in einer anderen Verwendung.
Terpene bestehen immer aus C5-Einheiten (Isoprenoid-Einheiten), alle Carotinoide
aus 8 von diesen. Sie besitzen also immer 40 Kohlenstoffatome und werden
Tetraterpene genannt.
Die konjugierten Doppelbindungen der Carotinoide sind verantwortlich für ihre
Farben. Der Bereich der Moleküle, der diese alternierenden Doppel- und
Einfachbindungen aufweist, absorbiert bestimmte Bereiche des Lichtes und gibt
diese wieder ab.
Die meisten Carotinoide kommen in verschiedenen (geometrischen)
Konfigurationen vor. Dargestellt wird hier, mit Ausnahme des Lycopins, die (all-E)-
Konfiguration. Es lassen sich zwei Gruppen von Carotinoiden unterscheiden: die
Carotine, reine Kohlenwasserstoffe, und deren sauerstoffhaltigen Derivate, die
Xanthophylle.
Folgend werden die für diese Arbeit relevanten, in den Hagebutten
nachgewiesenen Carotinoide kurz vorgestellt.
Theoretische Grundlagen 28
2.2.3 Die Carotinoide im Einzelnen
2.2.3.1 Carotine
Das Lycopin stellt die Grundstruktur (auch in der Bio-Synthese) der Carotinoide
dar, eine Kette von 40 Kohlenstoffatomen mit alternierenden Einzel- und
Doppelbindungen und assoziierten Wasserstoffatomen (in der Strukturformel nicht
dargestellt). Das Molekül ist im Grunde symmetrisch, eine Seite allerdings „auf
den Kopf gestellt“.
(all-E) - Lycopin
(15Z) - Lycopin
(13Z) - Lycopin
(9Z) - Lycopin
(5Z) - Lycopin
Abbildung 15: Strukturformeln des (all-E)–Lycopins und ausgewählter (Z)-Lycopin-Isomere
Theoretische Grundlagen 29
Lycopin ist das charakteristischste Carotinoid in Tomatenfrüchten, es kommt aber
auch in vielen anderen roten Früchten vor (BRITTON er al, 2002). Eine gute
Quelle stellt auch die Hagebutte dar (LASKE et al., 2006).
GIOVANNUCCI (1999) beschreibt, dass das Risiko, an verschiedenen Krebsarten
zu erkranken, durch die Aufnahme von Lycopin verringert wird. Besonders stark ist
die vorbeugende Wirkung bei Prostata-, Lungen- und Magenkrebs. Aber auch
Krebserkrankungen von Pankreas, Dickdarm und Rektum, Speiseröhre,
Mundhöhle, Brust und Muttermund werden eventuell weniger wahrscheinlich.
Die Lycopin-Struktur kann an einem oder beiden Enden zu Ringstrukturen
umgebildet werden und so weitere Carotine formen. Das β-Carotin weißt an
beiden Enden den so genannten ‚β-Ring’ auf und ist wie das Lycopin symmetrisch.
Es ist das am weitesten verbreitete Carotin und wichtiges Pro-Vitamin A. Durch
die symmetrische Struktur entstehen aus einem β-Carotin-Molekül zwei Moleküle
Vitamin A. Es gehört zu den akzessorischen Pigmenten im Fotosyntheseapparat
und ist somit in allen grünen Blättern zu finden. Blattgemüse, aber auch Möhren,
sind gute β-Carotin-Quellen (BRITTON et al., 2002).
Abbildung 16: (all-E) – β – Carotin
Abbildung 17: (all-E) – α – Carotin
Das α-Carotin unterscheidet sich vom β-Carotin nur durch die Lage einer
Doppelbindung. Einer der beiden Ringe wird dadurch zu einem so genannten
‚ε-Ring’; das α-Carotin wird unsymmetrisch. Dieses Carotin fungiert ebenfalls als
Pro-Vitamin A, bildet aber nur ein Molekül des Vitamins. Es ist im Pflanzenreich
Theoretische Grundlagen 30
weit verbreitet, kommt oft zusammen mit β-Carotin vor, allerdings meist in relativ
geringen Mengen. α-Carotin-reiche Nahrungsmittel sind Blattgemüse und Karotten
(BRITTON et al., 2002).
2.2.3.2 Xanthophylle
Xanthophylle entstehen durch Assoziation von Carbonyl- oder Hydroxylgruppen
an Carotin-Strukturen.
Lutein ist eines der Hauptcarotinoide in Chloroplasten, kann also über jedes
grüne Blattgemüse aufgenommen werden. Es ist asymmetrisch, mit einem β- und
einem ε- Ring. An beiden Ringen ist eine OH-Gruppe assoziiert (BRITTON et al.,
2002).
Zeaxanthin wurde in Zea mays zuerst isoliert und stellt eines der
Hauptcarotinoide dieser Pflanze dar, ist aber auch in anderen Pflanzen, besonders
Früchten, zu finden. Mit zwei β-Ringen zählt es zu den symmetrischen
Xanthophyllen (BRITTON et al., 2002).
Beide Carotinoide findet man in der Netzhaut des menschlichen Auges. Dort
tragen sie durch ihre antioxidativen Fähigkeiten möglicherweise zum Schutz vor
Schädigungen durch kurzwelliges Licht bei (KRINSKY, 2002).
HO
OH
Abbildung 18: (all-E) – Lutein
HO
OH
Abbildung 19: (all-E) – Zeaxanthin
Theoretische Grundlagen 31
Das β-Cryptoxanthin unterscheidet sich vom Zeaxanthin durch das Fehlen einer
OH-Gruppe an einem Ring, ist also nicht symmetrisch. Es kommt in vielen
Früchten in geringen Mengen vor (BRITTON et al., 2002).
HO
Abbildung 20: (all-E) – β – Cryptoxanthin
Rubixanthin weist nur einen geschlossenen β-Ring auf und nur eine OH-Gruppe.
Es entspricht der Struktur von β-Cryptoxanthin bis auf einen nicht geschlossenen
Ring. Es kommt nach BRITTON et al. (2002) als Hauptcarotinoid in den
Hagebutten der Rosen vor, besonders in Rosa rubiginosa, wie der Name des
Xanthophylls schon sagt. Außerhalb der Rosaceae wurde das Xanthophyll noch
nicht extrahiert (BRITTON et a., 2002).
HOAbbildung 21: (all-E) – Rubixanthin
Material und Methoden 32
3. Material und Methoden 3.1 Vorbereitung der Proben
Aus dem Europa-Rosarium Sangerhausen, dem Neuen Botanischen Garten in
Göttingen, der Sammlung Volker Wissemanns in Göttingen und aus dem
Botanischen Garten in Jena wurden Hagebutten von insgesamt 70 verschiedenen
Rosen zusammengetragen.
Die Hagebutten wurden nach dem Sammeln entkernt, von Härchen befreit und bei
-30°C eingefroren. Im gefrorenen Zustand wurden die Proben mit einem Mixer
homogenisiert und bis zur Aufarbeitung wieder eingefroren.
3.2. Analytische Methoden 3.2.1 Extraktion der Carotinoide aus den Hagebutten
Die Proben wurden bei wenig Licht meist dreifach1 aufgearbeitet. Dazu wurde die
homogenisierte Probe aufgetaut und jeweils ca. 1 Gramm in einen
Erlenmeyerkolben mit Schliff (50 ml) eingewogen. Der Probe wurde dann im
Kolben etwas Magnesiumoxid zugesetzt, um Wasser und organische Säuren zu
binden. Als interner Standard wurden 500 μl (all-E)-β-apo-8`-Carotinal-Lösung
hinzugegeben. Die Probe wurde darauf in 35 ml eines Lösungsmittelgemischs
(MeOH/THF (1+1, v/v mit 0,1 % BHT)) 5 min mit Hilfe eines UltraTurrax extrahiert.
Der UltraTurrax homogenisierte die Probe mit sehr hoher Drehzahl nochmals. Die
Probe befand sich während dieser Zeit auf Eis, um eine zu starke Erwärmung
durch das Mixen zu verhindern.
Im Anschluss an die Extraktion wurde die Probe 5 min stehen gelassen und
danach der Überstand über einen Büchnertrichter unter Vakuum filtriert. Extraktion
und Filtrierung wurden 2 Mal wiederholt, um alle Carotinoide aus dem
Probenmaterial herauszulösen. Die vereinigten Filtrate wurden in einen Braunglas-
1 Meist dreifach, in Einzelfällen aus Mangel an Probenmaterial zweifach; eine entsprechende Aufstellung findet sich im Anhang in Tabelle 2.
Material und Methoden 33
Rundkolben überführt und darin mittels eines Rotationsverdampfers im 30 bis
35°C warmen Wasserbad auf ca. 10 ml eingeengt. Darauf wurde der Extrakt in
einen 50 ml Spitzkolben aus Braunglas überführt und darin bis zur Trockne
eingedampft. Der Rückstand wurde in 5 min mit wenig
MeOH/THF (1+1, v/v mit 0,1 % BHT) im Ultraschallbad gelöst und in einem
10ml-Braunglas-Messkolben mit MeOH/THF (1+1, v/v mit 0,1 % BHT) auf 10 ml
aufgefüllt.
Die Proben wurden 5 min mit 5000 U/min zentrifugiert, um eventuelle Hagebutten-
und MgO-Rückstände abzutrennen. Zusätzlich wurden sie mit einem Spritzenfilter
filtriert. Danach wurde je ca. 1 ml in Braunglas-Vials überführt und mittels HPLC
analysiert. Jede Probe wurde außerdem verseift (siehe 3.2.2).
3.2.2 Verseifung der Hagebutten-Extrakte
Xanthophyllesther überlagern sich im HPLC-Chromatogramm mit
(Z)-Lycopin-Isomeren, so dass die Auswertung dessen schwer bis unmöglich wird.
Um die Xanthophyllesther zu spalten, wurden die Proben nach dem folgend
beschriebenem Verfahren verseift. Allerdings wurden andere Carotinoide dabei
teilweise abgebaut.
2 ml jedes wie unter 3.2.1 hergestellten Hagebuttenextraktes wurden mit 1 ml
10%-iger methanolischer KOH in einem verschraubbaren Reagenzglas unter
ständigem Schütteln und unter Lichtausschluss 1 h verseift. Anschließend wurden
0,5 ml HPLC-Wasser und 2 ml Petrolether hinzugegeben und 1 min geschüttelt.
Nach dem Zentrifugieren für 1 min bei 5000 U/min, welches eine Phasentrennung
bewirkt, wurde die obere Phase mit einer Pasteurpipette abgenommen und in ein
neues Reagenzglas überführt. Die Extraktion mit 2 ml Petrolether wurde so oft
wiederholt, bis die obere Phase farblos ist. Die vereinigten Extrakte wurden darauf
mit HPLC-Wasser neutral gewaschen. Der pH-Wert wurde mit pH-Test-Papier
überprüft.
Die neutral gewaschene Petroletherphase wurde in einen Braunglas-Spitzkolben
überführt und am Rotationsverdampfer (30 bis 35°C Wasserbadtemperatur) bis
zur Trockne eingedampft. Der Rückstand wurde in
MeOH/THF (1+1, v/v mit 0,1 % BHT) im Ultraschallbad gelöst. Die Lösung wurde
Material und Methoden 34
im 2-ml-Messkolben mit MeOH/THF (1+1, v/v mit 0,1 % BHT) auf 2 ml aufgefüllt.
Nach fünfminütigem Zentrifugieren bei 5000 U/min und filtern mit Spritzenfiltern
wurde ca. 1 ml der Probenlösungen in Vials abgefüllt und mittels HPLC analysiert.
m
Abbildung 22: HPLC-Chromatogramm eines unverseiften (oben) und eines verseiften (unten) Hagebuttenextraktes; a = (all-E)-Lutein, b = (all-E)-Zeaxanthin, c = β-apo-8`-Carotinal, d = (all-E)- β-Cryptoxanthin, e = (13Z)-β-Carotin, f = (all-E)-Rubixanthin, g = (all-E)-β-Carotin, h = (9Z)-β-Carotin, i = (Z)-Lycopin-Isomer I, j = (Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe, k = (Z)-Lycopin-Isomer II, l = (all-E)-Lycopin, m = Xanthophyllesther überlagern (Z)-Lycopin-Isomere
Die Abbildung 22 zeigt die Überlagerung von Xanthophyllesther und
(Z)-Lycopin-Isomeren in der unverseiften Probe und die Auftrennung der Esther in
Material und Methoden 35
der verseiften Probe. Gut erkennbar ist auch der Abbau des internen Standards
(all-E)-β-apo-8`-Carotinal und von (9Z)-β-Carotin durch das Verseifen.
3.2.3 Bestimmung der Carotinoid-Gehalte
Die wie beschrieben hergestellten Extrakte wurden flüssigchromatographisch auf
einer C30 -Säule in die einzelnen enthaltenen Verbindungen aufgetrennt. Die
Detektion erfolgte durch einen Diode Array Detector.
Um die Retentionszeiten einzelnen Substanzen zuordnen zu können, wurden zu
Beginn jeder Analyse Standards gemessen, mit deren Retentionszeiten die der
Probensubstanzen verglichen wurden. Die Bestimmung der Quantität der
einzelnen Carotinoide erfolgte durch Auswerten der Peak-Flächen. Dabei wurde
die Wiederfindungsrate des internen Standards (all-E)-β-apo-8`-Carotinal
einbezogen.
Die genauen HPLC-Daten sind im Anhang aufgeführt.
3.2.4 Bestimmung der Trockenmassen
Da Hagebutten unterschiedliche Wassergehalte haben, wurde zur besseren
Vergleichbarkeit der Daten die Trockenmasse (TM) der einzelnen Proben
bestimmt. Die Bestimmung wurde meist (bei genügend vorhandenem
Probenmaterial) zweifach2 wie folgend dargestellt durchgeführt. Aus Mangel an
Probenmaterial konnten nicht mehr als zwei Messungen vorgenommen werden.
Ca. 30 g Seesand wurden in ein Porzellangefäß eingewogen und 1 h bei
103 ± 2 °C im Trockenschrank vorgetrocknet. Die Gefäße kühlten im Ekksikator
aus und wurden dann mit einem Glasstab gewogen. Darauf wurden ca. 2 g der
Probe eingewogen und mit dem Glasstab gut mit dem Sand verrührt, um eine
möglichst große Oberfläche der Probe zu erreichen. Nun wurden die Gefäße für 4
h in den Trockenschrank (103 ± 2 °C) gestellt und nach etwa der Hälfte der Zeit
nochmals gut mit dem Glasstab verrührt. Nach den 4 h wurde die Probe im
Ekksikator abgekühlt und gewogen. Die Trocknung wurde über Nacht fortgesetzt
2 Eine Tabelle zur Anzahl der Bestimmungen befindet sich im Anhang.
Material und Methoden 36
und die Proben am nächsten Morgen nach Abkühlen im Ekksikator ein letztes Mal
gewogen (RW).
Aus dem Leergewicht (LG, in g), der Einwaage (EW, in g) und der Rückwaage
(RW, in g) wurde die Trockenmasse (TM, g/g FM) berechnet:
RW – LG EW TM =
Alle Carotinoid-Gehalte werden in mg/100 g TM angegeben.
3.2.5 Statistische Auswertung
Aus den Peak-Flächen der Chromatogramme wurden die Gehalte an den
einzelnen Carotinoiden für jede Probe ermittelt. Für die Gehaltbestimmung der
Xanthophylle ((all-E)-Lutein, (all-E)-Rubixanthin), (all-E)-Zeaxanthin und
(all-E)-β-Cryptoxanthin) und der (Z)-Lycopin-Isomere wurden die Peak-Flächen
der Chromatogramme der verseiften Proben verwendet; für die restlichen Carotine
((all-E)-Lycopin), (13Z)-β-Carotin, (all-E)-β-Carotin, (9Z)-β-Carotin und
(all- E)-α-Carotin) wurden die Chromatogramme der unverseiften Proben
ausgewertet.
Eine Ausnahme bildet die R. moschata. Diese Probe enthielt keine Esther und
wurde ganz unverseift ausgewertet.
Aus den Daten wurde mit Hilfe von Microsoft Excel 2003 der Mittelwert (MW), die
Standardabweichung (STABW) und der Variationskoeffizient (VK) für jeden Gehalt
errechnet. Überschritt der Variationskoeffizient 15 %, wurde die Analyse
wiederholt.
Mit dem Statistikprogramm SPSS 13.0 for Windows wurden die Proben aufgrund
ihrer Carotinoid-Gehalte in Gruppen aufgeteilt. Dazu wurden Clusteranalysen nach
der Ward’s Method durchgeführt. „Mit dieser Methode werden zuerst die
Mittelwerte für jede Variable innerhalb der einzelnen Cluster berechnet.
Anschließend wird für jeden Fall die Quadrierte Euklidische Distanz zu den
Cluster-Mittelwerten berechnet. Diese Distanzen werden für alle Fälle summiert.
Bei jedem Schritt sind die beiden zusammengeführten Cluster diejenigen, die die
geringste Zunahme in der Gesamtsumme der quadrierten Distanzen innerhalb der
Gruppen ergeben.“ (RAUCH, 2007)
Ergebnisse 37
4 Ergebnisse 4.1 Trockenmasse
Von zwei Proben, R. beggeriana und R. beggeriana var. glabrata, konnte die
Trockenmassebestimmung nur einfach durchgeführt werden. Die
Standardabweichung wird für diese also nicht aufgeführt.
In Tabelle 3 im Anhang sind die ermittelten Trockenmassen zusammengestellt. Es
wurden TM zwischen 0,22 und 0,40 g/g FM gemessen.
4.2 Carotinoide
In den Proben konnten im unverseiften Zustand (13Z)-β-Carotin, (all-E)-β-Carotin,
(9Z)-β-Carotin, (all-E)-α-Carotin und (all-E)-Lycopin nachgewiesen werden.
Nach dem Verseifen konnten (all-E)-Lutein, (all-E)-Zeaxanthin,
(all-E)-β-Cryptoxanthin, (all-E)-Rubixanthin und verschiedene (Z)-Lycopin-Isomere
quantifiziert werden. Im Rahmen dieser Examensarbeit war eine eindeutige
Identifizierung der einzelnen (Z)-Lycopin-Isomere leider noch nicht möglich. Beim
hier als „(Z)-Lycopin-Isomer I“ bezeichneten Isomer handelt es sich entweder um
das (13Z)- oder das (15Z)-Lycopin. Das „(Z)-Lycopin-Isomer II“ genannte Isomer
war zum Zeitpunkt der Analyse im Rahmen dieser Arbeit noch nicht identifiziert.
Die „(Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe“ setzt sich aus dem (5Z, 9´Z)-Lycopin,
(9Z)-Lycopin und (5Z, 9Z)-Lycopin zusammen. Diese drei Isomere liegen im
Chromatogramm stets sehr nah beieinander und/oder überlappen einander und
sind nur als Gruppe auswertbar (Abbildung 22, j).
In der unverseiften Probe betrug die Wiederfindungsrate des internen Standards
β-apo-8`-Carotinal zwischen 92,3 % und 128,1 %.
Ergebnisse 38
0 50 100 150 200 250
R. persica
R. micrantha
R. arkansana NBG
R. rugosa
R. sherardii
R. beggeriana var. glab.
R. beggeriana
R. agrestis
R. pendulina
R. canina
R. rubiginosa
R. mollis
R. majalis
R. elliptica
R. arvensis
R. spinosissima
R. roxburghii
R. spinosissima Grand
R. stellata
R. arkansana SGH
R. multiflora
R. sweginzowii
R. tomentella
R. jundzillii
R. sicula
R. moschata
R. caesia
R. nitida
R. filipes
“Bourgogne” Interplant
Carotinoidgehalt [mg/100gTM]
(all-E)-Lutein*
(all-E)-Zeaxanthin *
(all-E)-β-Crypto-xanthin *
(13Z)-β-Carotin
(all-E)-α-Carotin
(all-E)-β-Carotin
(9Z)-β-Carotin
(all-E)-Rubixanthin*
(Z)-Lycopin-Isomer I *
(Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe *
(Z)-Lycopin-Isomer II *
(all-E)-Lycopin
Abbildung 23: Überblick über den Gehalt [mg/100gTM] an Carotinoiden in den einzelnen Arten
Ergebnisse 39
Auffällig ist, dass die meisten Carotinoide, wenn sie nachweisbar sind, auch in
allen oder den meisten Proben nachweisbar sind. Varianzen ergeben sich eher in
den nachweisbaren Mengen. Alle ermittelten Gehalte sind im Anhang in den
Tabellen 4 bis7 dargestellt. Zusätzlich wurden die Gehalte der Carotinoide in den
einzelnen Proben für jedes untersuchte Carotinoid als Balkendiagramm graphisch
dargestellt. Diese Diagramme finden sich im Anhang in den Abbildungen 25 bis
48, abwechselnd mit den zugehörigen Dendrogrammen. Eine graphische
Darstellung aller Carotinoid-Gehalte für alle Rosenarten zeigt die Abbildung 23 auf
Seite 38.
Der höchste Gehalt an (Gesamt)-Lycopin wurde mit 175,21 ± 16,14 mg/100 g TM
aus R. multiflora extrahiert, obwohl die Probe kein (Z)-Lycopin-Isomer II enthielt.
Die R. beggeriana var. glabrata enthielt alle Lycopin-Isomere und insgesamt
143,06 ± 46,12 mg/100 g/TM Lycopin. Mit 17,45 ± 0,37 mg/100 g TM wurde bei R.
canina der geringste (Gesamt)-Lycopin-Gehalt unter den Proben ermittelt, die alle
Lycopin-Isomere enthielten. R. stellata “Myrifica”, R. spinosissima “Grandiflora”,
R. spinosissima, R. roxburghii und R. persica enthielten keinerlei nachweisbare
Lycopin-Isomere. Bei R. moschata konnten 0,32 ± 0,02 mg /100 g TM
(all-E)-Lycopin nachgewiesen werden, aber keine (Z)-Lycopin-Isomere. R. filipes
enthielt insgesamt 9,27 ± 0,61 mg/100 g TM Lycopin, das sich aus
(Z)-Lycopin-Isomer I und (all-E)-Lycopin zusammensetzte. Den größten Anteil am
(Gesamt)-Lycopin-Gehalt hatte stets das (all-E)-Lycopin, wie es auch das
mengenmäßig auffälligste unter allen Carotinoiden war.
Der Gehalt an (all-E)-Lycopin lag zwischen 0,32 ± 0,02 mg/100 g TM
(R. moschata) und 164,19 ± 15,66 mg/100 g TM (R. multiflora). (Z)-Lycopin-
Isomer I konnte im Bereich von 0,74 ± 0,08 mg/100 g TM (R. agrestis) bis
17,16 ± 0,92 mg/100 g TM (R. pendulina) nachgewiesen werden. Die Gehalte der
(Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe lagen im Bereich von 0,38 ± 0,04 mg/100 g TM
(R. agrestis) bis 5,71 ± 0,38 mg/100 g TM (R. pendulina). Von
(Z)-Lycopin-Isomer II wurden Gehalte zwischen 0,21 ± 0,04 mg/100 g TM
(R. arvensis) und 17,12 ± 1,37 mg/100 g TM (R. beggeriana var. glabrata)
nachgewiesen.
Ergebnisse 40
Die verschiedenen β-Carotin-Isomere konnten mit Ausnahme des
(13Z)-β-Carotins aus allen Proben isoliert werden. R. persica und
R.arkansana SGH enthielten dieses Isomer nicht. Der geringste
(Gesamt)-β-Carotin-Gehalt wurde mit 1,11 ± 0,05 mg/100 g TM bei R. persica
ermittelt, der höchste mit 47,07 ± 2,16 mg/100 g TM bei R. beggeriana.
Ausschlaggebend für den (Gesamt)-β-Carotin-Gehalt war das (all-E)-β-Carotin. Es
hatte stets den größten Anteil daran und ist in allen Proben enthalten. Der größte
und geringste Wert fallen auch hier mit 40,93 ± 1,76 mg/100 g TM auf
R. beggeriana und mit 0,91 ± 0,04 mg/100 g TM auf R. persica. Der geringste
Gehalt an (13Z)-β-Carotin beträgt 0,24 ± 0,03 mg/100 g TM (R. roxburghii), der
höchste 5,27 ± 0,20 mg/100 g TM (R. beggeriana). Ähnlich sind die Werte des
(9Z)-β-Carotin: der höchste ermittelte liegt bei 6,62 ± 0,34 g/100 g TM
(R. spinosissima “Grandiflora”), der niedrigste bei 0,21 ± 0,01 g/100 g TM
(R. persica).
Das (all-E)-α-Carotin war nur in 4 Proben nachzuweisen: in R. canina,
R. roxburghii, R. arvensis und R. multiflora, wobei der geringste Gehalt
0,21 ± 0,04 mg/100 g TM, der höchste Gehalt 2,08 ± 0,09 mg/100 g TM betrug.
Sowohl (all-E)-Lutein als auch (all-E)-Zeaxanthin wurden in allen Proben
nachgewiesen. Der geringste Gehalt an (all-E)-Lutein betrug
0,46 ± 0,05 mg/100 g TM (R. sweginzowii), der höchste gemessene war
6,49 ± 0,18 mg/100 g TM (R multiflora). Die Spanne beim (all-E)-Zeaxanthin ist
deutlich größer: sie reicht von 0,30 ± 0,04 mg/100 g TM (R. stellata “Myrifica”) bis
80,89 ± 11,11 mg/100 g (R. beggeriana).
(all-E)-β-Cryptoxanthin konnte in R. arvensis, R. moschata und
R. stellata “Myrifica” nicht nachgewiesen werden. Die ermittelten Werte der
anderen Proben bewegen sich im Bereich von 0,08 ± 0,01 mg/100 g (R. persica)
bis 16,82 ± 0,40 mg/100 g (R. rugosa f. regeliana).
In fünf der Proben wurde kein (all-E)-Rubixanthin nachgewiesen: R. persica,
R spinosissima, R. spinosissima “Grandiflora“, R stellata “Myrifica” und
R. multiflora. R. roxburghii hatte mit 0,27 ± 0,95 mg/100 g den geringsten Gehalt.
Den höchsten Gehalt hatte mit 42,00 ± 1,59 mg/100 g die R. rugosa f. regeliana.
Ergebnisse 41
4.3 Clusteranalyse
Die Ergebnisse der Clusteranalyse wurden als Dendrogramme dargestellt. Die
Dendrogramme für die einzelnen Carotinoide sind im Anhang in den Abbildungen
25 bis 48 (alternierend mit den zugehörigen Diagrammen) zu finden. Das
Dendrogramm für alle Carotinoide ist hier zu sehen:
C A S E 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ roxburghii 17 òø
stellata 19 òú
persica 1 òú
moschata 26 òôòòòòòòòø
agrestis 8 òú ó
canina 10 òú ó
spinos. g. 18 ò÷ ó
sherardii 5 òø ó
caesia 27 òú ùòòòòòø
pendul. b 30 òú ó ó
elliptica 14 òú ó ó
rubiginosa 11 òú ó ó
tomentella 23 òôòø ó ó
arvensis 15 ò÷ ó ó ó
micrantha 2 òø ùòòòòò÷ ó
jundzillii 24 òú ó ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø
majalis 13 òôò÷ ó ó
mollis 12 ò÷ ó ó
arkansa nbg 3 òûòø ó ó
nitida 28 ò÷ ùòòòø ó ó
pendulina 9 òø ó ó ó ó
arkansa sgh 20 òôò÷ ó ó ó
rugosa rege 4 ò÷ ùòòòòòòò÷ ó
spinosi 16 òø ó ó
filipes 29 òôòø ó ó
sweginzowii 22 ò÷ ùòòò÷ ó
beggeria 7 òòò÷ ó
begger. g. 6 òûòòòø ó
sicula 25 ò÷ ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷
multiflora 21 òòòòò÷
Abbildung 24 : Dendrogramm der Clusteranalyse für den Gehalt an allen Carotinoiden
Ergebnisse 42
SPSS hat die Proben nach der “Ward Methode“ in neun Cluster unterteilt. Die
kleinsten Cluster beinhalten nur eine Art, die größten sieben Arten.
Die Gruppen setzen sich wie folgt zusammen (Gruppen auf unterschiedlichen
Splits sind durch Leerzeile getrennt:
Gruppe 1: R. roxburghii, R. stellata „Myrifica“, R. persica, R. moschata,
R. agrestis, R. canina und R. spinosissima „Grandiflora“
Gruppe 2: R. sherardii, R. caesia, R. pendulina “Bourgogne”, R. elliptica,
R. rubiginosa, R. tomentella und R. arvensis
Gruppe 3: R. micrantha, R. jundzillii, R. majalis und R. mollis
Gruppe 4: R. arkansa NBG und R. nitida
Gruppe 5: R. pendulina, R. arkansa SGH und R. rugosa f. regeliana
Gruppe 6: R. spinosissima, R. filipes und R. sweginzowii
Gruppe 7: R. beggeriana
Gruppe 8: R. beggeriana glabrata und R. sicula
Gruppe 9: R. multiflora
Bei der Clusterung der Proben anhand ihres (all-E)-Lycopin-Gehalts entstanden
fünf Gruppen, die zwischen einer und dreizehn Arten enthielten. Die
Gruppenzusammensetzung ist wie folgt, wobei die Gruppen folgend immer
aufsteigend vom geringsten zum höchsten Gehalt sortiert sind:
Gruppe 1: R. spinosissima „Grandiflora“, R. stellata „Myrifica“, R. persica,
R. roxburghii, R. moschata, R. spinosissima, R. agrestis und
R. filipes
Gruppe 2: R. canina, R. beggeriana , R. arkansa SGH, R. rubiginosa,
R. elliptica, R. rugosa f. regeliana, R. sherardii, R. arvensis,
R. pendulina “Bourgogne”, R. sweginzowii, R. caesia,
R. tomentella und R. pendulina
Gruppe 3: R. arkansa NBG, R. mollis , R. micrantha, R. nitida, R. majalis und
R. jundzillii
Ergebnisse 43
Gruppe 4: R. beggeriana glabrata und R. sicula
Gruppe 5: R. multiflora
Es ergeben sich die folgenden vier Gruppen nach Gruppierung bezüglich
(Z)-Lycopin-Isomer I- Gehalt:
Gruppe 1: R. stellata „Myrifica“, R. moschata, R. persica, R. roxburghii,
R. spinosissima, R. spinosissima „Grandiflora“und R. agrestis
Gruppe 2: R. canina, R. pendulina “Bourgogne”, R. arkansa SGH, R. caesia,
R. elliptica, R. sherardii, R. arvensis, R. micrantha, R. tomentella,
R. rubiginosa, R. filipes, R. mollis, R. sweginzowii und R. jundzillii
Gruppe 3: R. rugosa f. regeliana, R. majalis , R. sicula und R. multiflora
Gruppe 4: R. beggeriana glabrata, R. beggeriana, R. arkansa NBG, R. nitida
und R. pendulina
Nach dem Gehalt an (Z)-Lycopin-Isomer II lassen sie die Rosen in 3 Gruppen
aufteilen:
Gruppe 1: R. canina, R. pendulina “Bourgogne”, R. arkansa SGH, R. arvensis,
R. tomentella, R. moschata, R. filipes, R. persica,
R. stellata „Myrifica“,R. multiflora, R. roxburghii,
R. spinosissima „Grandiflora“,R. agrestis, R. spinosissima,
R. jundzillii, R. caesia und R. mollis
Gruppe 2: R. micrantha, R. rubiginosa, R. sherardii, R. sicula, R. elliptica,
R. beggeriana, R. sweginzowii und R. rugosa f. regeliana
Gruppe 3: R. beggeriana glabrata, R. nitida, R. arkansa NBG, R. majalis und
R. pendulina
Die Clusterung nach dem Gehalt an der (Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe ergab die
folgenden vier Gruppen:
Gruppe 1: R. moschata, R. filipes, R. persica, R. spinosissima „Grandiflora“,
R. stellata „Myrifica“, R. spinosissima und R. roxburghii
Ergebnisse 44
Gruppe 2: R. rubiginosa, R. multiflora, R. majalis , R. jundzillii, R. sweginzowii,
R. mollis, R. elliptica, R. caesia, R. tomentella, R. sherardii,
R. pendulina “Bourgogne”, R. arkansa SGH, R. canina, R. arvensis,
R. micrantha und R. agrestis
Gruppe 3: R. beggeriana und R. pendulina
Gruppe 4: R. arkansa NBG, R. nitida, R. beggeriana glabrata, R. sicula und
R. rugosa f. regeliana
Gruppiert nach dem (all-E)-β-Carotin- Gehalt ergeben sich diese fünf Gruppen:
Gruppe 1: R. micrantha, R. sweginzowii, R. multiflora, R. canina, R. agrestis,
R. pendulina “Bourgogne”, R. arvensis, R. rubiginosa , R. mollis und
R. spinosissima „Grandiflora“
Gruppe 2: R. roxburghii, R. stellata „Myrifica“, R. moschata und R. persica
Gruppe 3: R. filipes und R. beggeriana
Gruppe 4: R. beggeriana glabrata, R. caesia, R. jundzillii, R. majalis,
R. sherardii, R. pendulina, R. rugosa f. regeliana, R. elliptica und
R. spinosissima
Gruppe 5: R. arkansa SGH, R. arkansa NBG, R. tomentella, R. sicula und
R. nitida
Nach (13Z)-β-Carotin- Gehalt geclustert entstehen folgende fünf Gruppierungen:
Gruppe 1: R. elliptica, R. arkansa SGH, R. persica, R. roxburghii,
R. stellata „Myrifica“,R. moschata, R. agrestis und R. arvensis
Gruppe 2: R. mollis, R. caesia, R. rubiginosa, R. micrantha, R. jundzillii,
R. spinosissima, R. canina, R. pendulina “Bourgogne”, R. tomentella,
R. rugosa f. regeliana, R. pendulina und R. sweginzowii
Gruppe 3: R. sherardii, R. spinosissima „Grandiflora“, R. multiflora und
R. majalis
Gruppe 4: R. arkansa NBG, R. nitida, R. beggeriana glabrata und R. sicula
Gruppe 5: R. filipes und R. beggeriana
Ergebnisse 45
Aus dem (9Z)-β-Carotin-Gehalt ergibt sich diese Gruppierung:
Gruppe 1: R. arvensis, R. jundzillii, R. micrantha, R. caesia, R. mollis,
R. stellata „Myrifica“, R. moschata, R. rubiginosa, R. persica,
R. sweginzowii, R. roxburghii, R. agrestis, R. pendulina “Bourgogne”,
R. beggeriana, R. canina, R. elliptica, R. tomentella und R. sherardii
Gruppe 2: R. spinosissima und R. spinosissima „Grandiflora“
Gruppe 3: R. rugosa f. regeliana, R. filipes und R. multiflora
Gruppe 4: R. beggeriana glabrata, R. pendulina, R. majalis , R. sicula R. nitida,
R. arkansa NBG und R. arkansa SGH
Die Proben lassen sich nach ihrem (all-E)-α-Carotin-Gehalt in die folgenden drei
Gruppen einteilen, wobei die erste Gruppe kein (all-E)-α-Carotin enthält:
Gruppe 1: R. jundzillii, R. micrantha, R. caesia, R. mollis, R. majalis , R. sicula,
R. stellata „Myrifica“, R. moschata, R. rubiginosa, R. persica,
R. sweginzowii, , R. agrestis, R. pendulina “Bourgogne”,
R. beggeriana, R. elliptica, R. tomentella, R. sherardii,
R. spinosissima, R. spinosissima „Grandiflora“, R. nitida,
R. rugosa f. regeliana, R. filipes, R. beggeriana glabrata,
R. pendulina, R. arkansa NBG und R. arkansa SGH
Gruppe 2: R. roxburghii, R. arvensis und R. canina,
Gruppe 3: R. multiflora
Diese vier Gruppen entstehen beim clustern bezüglich des (all-E)-Lutein-Gehalts:
Gruppe 1: R. elliptica, R. caesia, R. rubiginosa, R. roxburghii, R. mollis,
R. stellata „Myrifica“,R. pendulina, R. pendulina “Bourgogne”,
R. spinosissima „Grandiflora“,R. nitida, R. sherardii, R. canina,
R. spinosissima und R. sweginzowii
Gruppe 2: R. beggeriana glabrata, R. sicula, R. micrantha, R. beggeriana,
R. filipes R. majalis , R. persica, R. rugosa f. regeliana, R. tomentella
Ergebnisse 46
Gruppe 3: R. arvensis, R. multiflora und R. moschata
Gruppe 4: R. arkansa NBG, R. agrestis, R. arkansa SGH und R. jundzillii
Nach dem Gehalt an (all-E)-Zeaxanthin gruppiert, arrangieren sich die Proben
wie folgt:
Gruppe 1: R. canina, R. rubiginosa, R. micrantha, R. jundzillii, R. sicula,
R. mollis, R. tomentella, R. agrestis, R. elliptica, R. caesia,
R. spinosissima „Grandiflora“, R. pendulina “Bourgogne”,
R. sherardii, R. majalis , R. multiflora, R. persica, R. moschata,
R. roxburghii, R. arvensis und R. stellata „Myrifica“
Gruppe 2: R. arkansa NBG, R. nitida, R. sweginzowii
Gruppe 3: R. beggeriana glabrata, R. filipes, R. pendulina, R. arkansa SGH,
R. spinosissima und R. rugosa f. regeliana,
Gruppe 4: R. beggeriana
Folgende vier Gruppen entstehen beim Clustern in Bezug auf den Gehalt an
(all-E)-β-Cryptoxanthin:
Gruppe 1: R. canina, R. rubiginosa, R. micrantha, R. jundzillii, R. sicula,
R. mollis, R. tomentella, R. agrestis, R. elliptica, R. caesia,
R. spinosissima „Grandiflora“, R. pendulina “Bourgogne”, R. filipes
R. sherardii, R. majalis , R. multiflora, R. persica, R. moschata,
R. roxburghii, R. arvensis, R. stellata „Myrifica“ und R. sweginzowii
Gruppe 2: R. pendulina, R. arkansa SGH und R. beggeriana glabrata
Gruppe 3: R. arkansa NBG, R. nitida, R. spinosissima und R. beggeriana
Gruppe 4: R. rugosa f. regeliana
Ergebnisse 47
Auch beim Gruppieren der Proben nach (all-E)-Rubixanthin-Gehalt entstehen
vier Gruppen:
Gruppe 1: R. stellata „Myrifica“, R. multiflora, R. persica, R. spinosissima,
R. spinosissima „Grandiflora“,R. roxburghii, R. arvensis,
R. moschata, R. agrestis und R. filipes
Gruppe 2: R. canina, R. majalis, R. tomentella und R. elliptica
Gruppe 3: R. arkansa NBG, R. mollis, R. rugosa f. regeliana,
R. beggeriana glabrata, R. pendulina und R. arkansa SGH
Gruppe 4: R. rubiginosa, R. micrantha, R. jundzillii, R. sicula, R. caesia,
R. pendulina “Bourgogne”, R. sherardii, R. sweginzowii, R. nitida und
R. beggeriana
Die phylogenetische Relevanz dieser Ergebnisse wird im folgenden Kapitel
diskutiert.
Diskussion 48
5. Diskussion
5.1 Gehalte der Carotinoide Zu den Gehalten der Carotinoide liegt zum Vergleich die Arbeit von HOHBEIN
(2007) vor. Sie untersuchte u.a. R. canina, R. rugosa, R. sherardii, R. caesia und
R. pendulina, die 2005 gesammelt wurden. Die im Rahmen dieser Arbeit
ermittelten Werte unterscheiden sich zum Teil sehr von denen von HOHBEIN
ermittelten. Die Methoden dieser Arbeit gleichen denen von HOHBEIN, so dass
dies als Varianz-Faktor ausgeschlossen werden kann.
Die R.canina (von einem anderen Standort: Varel) enthält bei HOHBEIN mehr als
das Dreifache an (Z)-Lycopin-Isomer I (7,76 ± 0,19 gegenüber
2,31 ± 0,12 mg/100 g TM), mehr als das Doppelte an (Z)-Lycopin-Isomeren-
Gruppe (1,16 ± 0,08 gegenüber 0,48 ± 0,04 mg/100 g TM) und annähernd das
Doppelte an (Z)-Lycopin-Isomer I (0,74 ± 0,05 gegen 0,38 ± 0,02 mg/100 g TM).
Auch enthält die Probe von HOHBEIN mehr als doppelt so viel (all-E)-Lycopin
(36,71 ± 2,03 gegenüber 14,28 ± 0,20 mg/100 g TM). Die β-Carotin-Werte
hingegen sind sich eher ähnlich (1,24 ± 0,14 gegenüber 1,16 ± 0,05 mg/100 g TM
beim (13Z)-β-Carotin; 18,80 ± 0,27 gegenüber 11,17 ± 0,52 mg/100 g TM beim
(all-E)-β-Carotin; 1,07 ± 0,11 gegenüber 0,86 ± 0,06 mg/100 g TM (9Z)-β-Carotin).
Die Werte der Xanthophylle weichen wiederum sehr ab: HOHBEINs Probe enthielt
annähernd das Dreifache (5,55 ± 0,10 gegenüber 1,88 ± 0,10 mg/100 g TM) an
(all-E)-Lutein, über das Doppelte an (all-E)-β-Cryptoxanthin (1,20 ± 0,03
gegenüber 0,50 ± 0,02 mg/100 g TM) und (all-E)-Rubixanthin (13,06 ± 0,23
gegenüber 5,84 ± 0,35 mg/100 g TM). Der (all-E)-Zeaxanthin-Gehalt ist annähernd
gleich (7,38 ± 0,07 gegenüber 5,74 ± 0,33 mg/100 g TM).
Die Gehalte der beiden R. rugosa (bezogen auf die Rose aus Varel bei HOHBEIN)
unterscheiden sich jedoch im Ganzen relativ wenig voneinander.
Die beiden R. sherardii unterscheiden sich vor allem in ihren Gehalten an
(all-E)-Lycopin, (Z)-Lycopin-Isomer I, (Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe,
(9Z)-β-Carotin, (all-E)-Lutein und (all-E)-β-Cryptoxanthin. HOHBEINs Werte sind
bei diesen Carotinoiden deutlich höher. Bei den nicht genannten sind die Werte
annähernd gleich.
Diskussion 49
Die R. caesia unterscheiden sich in den Gehalten an: (Z)-Lycopin-Isomer I,
(Z)-Lycopin-Isomer II, (all-E)-Lycopin, (13Z)-β-Carotin und (all-E)-Lutein, wobei
beim (Z)-Lycopin-Isomer II in der vorliegenden Arbeit deutlich mehr ermittelt
wurde, bei den anderen Carotinoiden deutliche weniger.
Diese großen Unterschiede lassen den Schluss zu, dass neben der genetischen
Konstitution andere Bedingungen ausschlaggebend für die Quantität der
Carotinoide in Hagebutten sind.
5.2 Untersuchung auf Phylogenetische Informationen Aufgrund der ubiquitären Verbreitung von Carotinoiden im Pflanzenreich ist keine
große Variabilitätsbreite in der Gattung zu erwarten. Auch war die Evolutionszeit
der Rosen relativ kurz, so dass zeitintensive Mechanismen wie Selektion und
Nischenbildung kaum zur Entstehung von eigenen Stoffklassen in den
Untergruppen geführt haben können.
Der Reifegrad der Hagebutten hat nach LASKE et al. (2006) einen erheblichen
Einfluss auf den Gehalt der Carotinoide. Während der Gehalt von (all-E)-Lycopin,
den (Z)-Lycopin-Isomeren, (all-E)-β-Carotin, (9Z)-β-Carotin und
(all-E)-β-Cryptoxanthin mit zunehmendem Reifegrad zunimmt, nimmt der Gehalt
an (all-E)-Lutein ab. Ein genau gleicher Reifegrad aller untersuchten Hagebutten
kann jedoch nicht gewährleistet werden, ist im Gegenteil sogar eher
unwahrscheinlich. Zudem begegneten schon frühere Bemühungen, sekundäre
Pflanzenstoffe zur Taxonomie von Rosa zu nutzen, Schwierigkeiten. Die
Varianzen der Inhaltsstoffe waren entweder sehr gering oder spiegelten zu viele
unbekannte Faktoren wieder (FIASSON, 2003).
Auch der Vergleich mit anderen Werten (siehe 5.1) legt nahe, dass viele Faktoren
neben der genetischen Ausstattung einer Pflanze bei der Ausprägung der
Carotinoid-Gehalte eine Rolle spielen.
Dementsprechend ist auch hier kein klares Bild zu erwarten. Die Gruppierungen
werden vermutlich zum Teil phylogenetischen Zusammenhängen folgen, jedoch
zu einem nicht unbeträchtlichen Teil auch die Standorte und deren
Umweltbedingungen widerspiegeln. Viele der analysierten Pflanzen stammen
Diskussion 50
allerdings von mehr oder weniger gleichen Standorten. Der Variabilität sollten also
eher genetische Konstitutionen zu Grunde liegen als äußere Faktoren.
5.2.1 Gruppierungen nach Einzelkomponenten
(all-E)-Lycopin
Obwohl einige Rosen sehr hohe Gehalte, andere sehr geringe oder gar keinen
Gehalt haben, geben die Strukturen keine Anhaltspunkte für phylogenetische oder
geographische Gruppierungen.
(Z)-Lycopin-Isomer I Die basale Gruppe 4 besteht nur aus Cinnamomeae und Carolinae, die zum
selben Ast gehörende Gruppe 3 enthält zwei weitere Cinnamomeae, eine Caninae
(R. sicula) und eine Synstylae (R. multiflora). Gruppe 2 enthält fast ausschließlich
Caninae, die Gruppe 1 mit dem niedrigsten Gehalt setzt sich aus den übrigen
Gruppen zusammen.
Es zeigt sich also in der Tendenz eine Art Gefälle von den hoch dosierten
Cinnamomeae und Carolinae, über die mittleren Gehalte bei den Caninae bis zu
den niedrigen Gehalten beim Rest.
(Z)-Lycopin-Isomer II Die Struktur ähnelt der des (Z)-Lycopin-Isomer I. Die Gruppe mit dem höchsten
Gehalt setzt sich aus Cinnamomeae und Carolinae zusammen. Die mittlere
Gruppe besteht aus Caninae und zwei Cinnamomeae (R. rugosa, R. sweginzowii).
Die erste, niedrig dosierte Gruppe setzt sich aus dem Rest zusammen.
Besonders hinsichtlich der Zusammengruppierung der Cinnamomeae und
Carolinae erinnert die Struktur beider (Z)-Lycopin-Isomere stark an die
phylogenetische Rekonstruktion anhand von nrITS-1-Daten von WISSEMANN &
RITZ (2005). Die Caninae sind bei WISSEMANN & RITZ deutlicher als Gruppe
abgesetzt, es findet sich aber auch eine bunt gemischte Gruppe mit dem Rest der
Sektionen und Subgenera.
Diskussion 51
(Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe Der basale Ast (Gruppen 3 und 4) besteht (abgesehen von R. sicula, die sich in
allen Dendrogrammen für eine Canina merkwürdig verhält) aus Cinnamomeae
und Carolinae. Die Gruppe 2 besteht überwiegend aus europäischen und
amerikanischen Arten, während die Gruppe mit dem geringsten Gehalt aus
europäischen und asiatischen Arten besteht.
Neben einer geringen geographischen Tendenz ist die erneute
Zusammengruppierung von Cinnamomeae und Carolinae auffällig.
(all-E)-β-Carotin Die Gruppierung zeigt keinerlei phylogenetische oder geographische Muster.
Dieses Carotin scheint ein Beispiel für einen zwar grundlegend vorhandenen aber
individuell ausgeprägten Inhaltsstoff zu sein.
(13Z)-β-Carotin Sowohl geographische als auch phylogenetische Gruppen sind bei diesem
Inhaltsstoff in allen Gruppierungen zusammenhangslos verteilt.
Erwähnenswert ist die Zusammengruppierung von R. stellata, R. persica und
R. roxburghii.
(9Z)-β-Carotin
Auffällig ist, dass fast alle europäischen Arten (Ausnahmen sind R. sicula und
R. majalis), darunter alle Caninae, sich auf dem oberen Ast (Gruppe 1) befinden.
Der untere Ast mit den höheren Gehalten (Gruppen 2 bis 4) besteht aus den
Carolinae, Cinnamomeae und Pimpinellifoliae sowie einer Caninae (R. sicula).
Geographische Bezüge lassen sich nur in sehr geringem Masse feststellen.
Tendenziell enthalten die Caninae (außer der R. sicula) wenig (9Z)-β-Carotin,
während die Carolinae und Cinnamomeae zu höheren Gehalten neigen.
(all-E)-α-Carotin
Dieses Carotin wurde nur viel Mal nachgewiesen. Die Rosen, die es enthalten
(R. canina, R. arvensis, R. roxburghii, R. multiflora) lassen sich aber keiner
gemeinsamen Gruppe, weder phylogenetisch noch geographisch, zuordnen.
Diskussion 52
(all-E)-Lutein Die Gruppierungen folgen keinem phylogenetischen oder geographischen Muster.
Das Carotinoid ist in allen Proben vorhanden. Es gehört möglicherweise zu den
Stoffen, die zur Grundausstattung einer jeden Rose bzw. Hagebutte zählen.
(all-E)-Zeaxanthin Die Struktur des Dendrogrammes ähnelt der der phylogenetischen Rekonstruktion
anhand von cpDNA von WISSEMANN & RITZ (2005). Allerdings gruppierten sich
dort die R. persica und die R. stellata eher basal in die Nähe von R. spinosissima
und R. arkansana, während sie hier im oberen Ast unter den Caninae zu finden
sind.
Der obere Ast mit geringen (all-E)-Zeaxanthin - Gehalten (Gruppe 1) setzt sich
überwiegend aus europäisch verbreiteten Arten zusammen. Der untere Ast
(Gruppen 2 bis 4) enthält außer R. pendulina nur amerikanische und asiatische
Arten. Zwar gehören die amerikanische R. stellata und die asiatische R. multiflora
zur Gruppe mit wenig (all-E)-Zeaxanthin, dennoch haben die amerikanischen und
asiatischen Arten in der Tendenz einen eher hohen (all-E)-Zeaxanthin – Gehalt.
Möglicherweise stellt das Besitzen von (all-E)-Zeaxanthin in Europa einen
Selektionsnachteil dar.
(all-E)-β-Cryptoxanthin Der basale Ast (Gruppen 2 bis 4) mit hohem Gehalt setzt sich bis auf die
R. spinosissima (Pimpinellifoliae) aus Arten der Sektionen Carolinae und
Cinnamomeae zusammen. Eine Ausnahme bildet die R. majalis mit relativ
geringem Gehalt.
Ein hoher Gehalt an (all-E)-Cryptoxanthin scheint also typisch für Carolinae und
Cinnamomeae zu sein.
(all-E)-Rubixanthin
Die Struktur erinnert mit der bunt gemischten Gruppe 1 an die Struktur der beiden
(Z)-Lycopin-Isomere. Die Gruppierungen sind aber zu unscharf, um wirklich
Tendenzen ablesen zu können. Interessant ist, dass nicht alle Rosen dieses nach
BRITTON et al. (2002) Hauptcarotinoid der Rosen enthalten.
Diskussion 53
5.2.2 Gruppierung nach Gehalten aller Carotinoide
Der basale Ast (Gruppe 8 und 9; R. beggeriana glabrata, R. sicula, R. multiflora)
entsteht durch die hohen Gehalte an (all-E)-Lycopin. Der untere Ast des oberen
Splits (Gruppe 6 und 7) ist ein europäisch-asiatischer Ast. Der aus den Gruppen 4
und 5 bestehende Ast beinhaltet nur die europäisch-amerikanisch verbreiteten
Cinnamomeae und Carolinae.
Die oberen Gruppen enthalten überwiegend europäisch-asiatische Sippen. Die
Gruppen 2 und 3 setzen sich insbesondere ausschließlich aus europäischen Arten
der Sektionen Caninae und Cinnamomeae und der einzigen europäischen
Synstylae (R. arvensis) zusammen.
Interessant am oberen, gering dosierten Ast ist, dass auch hier in der Summe die
R. persica, R. stellata und R. roxburghii zusammen gruppiert werden.
5.3 Phylogenetische Diskussion
Subgenus Hulthemia Die einzige Art R. persica tritt hier niemals isoliert auf. Ihre Zugehörigkeit zu einer
eigenen Untergattung ist seit dem diese 1824 von DUMORTIER beschrieben
wurde, umstritten. Die isolierte Stellung wird mit der Reduktion des Fiederblattes
zu einem einzelnen Blättchen ohne Stipeln begründet. Die Anzahl der Blättchen ist
innerhalb der Rosen aber ohnehin sehr variabel. Die Annahme, die Reduktion sei
Folge von Anpassung an heißes Klima in Zentral Asien wird u.a. von
WISSEMANN & RITZ (2005) vertreten. Auch für eine Zugehörigkeit der R. persica
zu Rosa spricht die Tatsache, dass sie mit Rosa-Arten hybridisiert. Die
vorliegenden Daten unterstützen wie auch die molekularen Daten von
WISSEMANN & RITZ (2005) eine Zugehörigkeit zum Genus Rosa und geben der
Abspaltung hiervon keine Berechtigung. Allerdings lassen die Daten keine
genauere Zuordnung zu.
Auffällig ist die beständige Nähe von R. persica, R. stellata und R. roxburghii
(Allerdings war dies bei den relativ gleichen, nicht reifenden Hagebutten mit sehr
geringen Carotinoid-Gehalten auch zu erwarten.). Alle drei Arten haben
Samenanlagen im fleischigen Blütenboden, was sie von Rosa, deren
Diskussion 54
Samenanlagen am Rand und Boden des Hypanthiums eingefügt sind,
unterscheidet und eine Verwandtschaft nahe legt. Die molekularen Daten von
WISSEMANN & RITZ zeigen eine Stellung der R. persica als Schwester aller
anderen untersuchten Arten an (cpDNA) oder ordnet sie zusammen mit R. stellata
(Sungenus Hesperhodos) in eine große Gruppe gemischter Sektionen der Rosa
ein (nrITS).
Subgenus Hesperhodos
Auch die einzige Art dieses Subgenus, R. stellata, tritt niemals isoliert auf einem
Ast auf. Es lässt sich kein Hinweis darauf finden, dass die Rose eine von der
Gattung Rosa isolierte Stellung einnimmt. Dies folgt auch den molekularen Daten
von WISSEMANN & RITZ (2005), die eine Behandlung von Hesperhodos als
Sektion anstelle eines Subgenus vorschlagen.
Über die Feststellung, dass die Stellung nicht isoliert ist, hinaus, lässt sich keine
Aussage über eine Einordnung machen. Einer Verwandtschaft mit R. roxburghii
und R. persica würden die Daten jedoch wenigstens nicht widersprechen.
Subgenus Platyrhodon
Für R. roxburghii ist praktisch keine Aussage möglich. Diese Gruppe ist auch
morphologisch und nach molekularen Daten schwer einzuordnen. WISSEMANN &
RISS schlagen eine Einordnung in den Subgenus Rosa als eigene Sektion vor.
Dies zumindest kann aufgrund der immer wieder mitten in Rosa liegenden
Stellung in den Dendrogrammen unterstützt werden.
Die Nähe der R. roxburghii zur R. stellata und R. persica in den Gehalten bleibt
interessant, sollte aber auch nicht überbewertet werden. Die Hagebutten aller drei
Arten reifen nicht, enthalten also natürlich sehr wenige Carotinoide. Unreife Butten
der anderen Arten hätten wahrscheinlich zu ähnlichen Ergebnisses geführt. Dies
legt die R. moschata nahe: sie wies bei den ebenfalls grünen Hagebutten ebenso
sehr geringe Carotinoid-Gehalte auf. LASKE et al. (2005) zeigten ja auch, dass die
Gehalte an Carotinoiden vom Reifegrad der Hagebutten abhängen.
Diskussion 55
Subgenus Rosa Sektion Pimpinellifoliae
Die beiden untersuchten R. spinosissima und R. spinosissima “Grandiflora”
verhalten sich bemerkenswert. Bei allen Lycopin-Isomeren sind sie in
gemeinsamen Gruppen zu finden. Beim (all-E)-β-Carotin jedoch findet sich die
“Grandiflora” in der Gruppe mit den geringsten Gehalten, während die
R. spinosissima in die Gruppe mit den zweithöchsten Gehalten eingeordnet
wurde. Auch beim (13Z)-β-Carotin sind beide auf unterschiedlichen Ästen zu
finden. Beim (9Z)-β-Carotin bilden sie zusammen allein eine Gruppe auf dem
unteren Ast und beide enthalten kein (all-E)-α-Carotin. Der (all-E)-Lutein-Gehalt ist
bei beiden Pflanzen ähnlich. Der (all-E)-Zeaxanthin-Gehalt jedoch führt zu einer
Lage auf unterschiedlichen Ästen. Auch beim (all-E)-β-Cryptoxanthin ist dies so.
Beim (all-E)-Rubixanthin wiederum finden sich die beiden Rosen wieder in einer
Gruppe. Interessant ist dies, weil es die R. spinosissima “Grandiflora” auch als
R. altaica geführt wird und evtl. gar keine spinosissima ist. Eine Klärung dessen
wäre vor allem aus Gründen des Naturschutzes wichtig. Oft werden sterbende
Bestände der R. spinosissima durch Nachplanzungen mit R. altaica ersetzt, die
aber wohl keine richtige R. spinosissima ist. Die Carotinoid-Daten lassen keine
definitive Zuordnung zu, unterstützen aber durch die teilweise sehr abweichenden
Werte die Ansicht, die beiden Pflanzen als zwei verschiedene Arten zu behandeln.
Des Weiteren ist eine Trennung der Pimpinellifoliae von den Cinnamomeae und
Carolinae nicht deutlich. Beim (all-E)-β-Cryptoxanthin zum Beispiel findet sich die
R. spinosissima mitten in einer ansonsten reinen Cinnamomeae/Caroliae-Gruppe.
Dies deckt sich mit den Ergebnissen aus molekularen Daten (WISSEMANN &
RITZ, 2005) und den biochemischen Daten von GROSSI et al. (1998). Allerdings
steht die R. spinosissima bei anderen Dendrogrammen zusammen mit Synstylae
auf einem Ast. Diesen Tendenzen sollte man weiter nachgehen, indem man
weitere Arten aus der Sektion, darunter unbedingt auch außereuropäische Arten,
untersucht.
Diskussion 56
Sektion Caninae
Diese Sektion zeigt sich in den Dendrogrammen relativ einheitlich als Gruppe. Das
die Arten alle europäisch verbreitet sind, kann dies allerdings auch
geographischen Hintergrund haben. Dies ist ähnlich wie bei den nrITS-Daten von
WISSEMANN & RITZ. Eine Aufschlüsselung in die einzelnen Subsektionen ist mit
den vorliegenden Daten nicht möglich. Auch eine Verwandtschaftseinordnung ist
nicht vornehmbar .
Sektion Carolinae:
Vertreten durch Rosa nitida nimmt diese Sektion nie eine separate Stellung von
den Cinnamomeae ein. Bereits molekulare Daten bei WISSEMANN & RITZ (2005)
und biochemische Daten bei GROSSI et al. (1998) deuteten darauf hin, dass
Cinnamomeae und Carolinae zusammen gehören. Die Carotinoid-Daten
unterstützen die Annahme einer gemeinsamen Gruppe.
Sektion Cinnamomeae
Die Trennung von Cinnamomeae (incl. Carolinae) und Pimpinellifoliae ist hier nicht
deutlich. Im Gegenteil zeigt sich eine Zusammengruppierung der drei Sektionen
zum Beispiel beim (all-E)-β-Cryptoxanthin (siehe unter Sektion Pimpinellifoliae).
Dies zeigen auch andere phytochemische Daten (GROSSI et al., 1998) und die
molekularen Daten von WISSEMANN & RITZ (2005).
Sektion Synstylae
Obwohl beim (all-E)-Lutein-Dendrogramm die drei Synstylae zusammen gruppiert
werden, ist insgesamt das Bild nicht so einheitlich wie bei GROSSI et al. (1998).
Interessant ist, das R. arvensis, die die einzige europäische Synstylae ist, häufig
eher mit den europäischen Rosen als mit den ihr phylogenetisch näher stehenden
Arten zusammen gruppiert wird.
Dies ist ein Hinweis darauf, dass Carotinoid-Daten wohl eher Muster lokaler
Adaption als phylogenetische Muster enthalten.
Die Sektionen Rosa, Indicae, Banksianae, Laevigatae und Bracteatae wurden
nicht untersucht.
Diskussion 57
5.4 Fazit
Wie erwartet lieferte keines der Dendrogramme eindeutige Aussagen zur
Phylogenie. Es scheint sich die Vermutung zu bestätigen, dass Carotinoide zwar
natürlich eine genetische Konstitution widerspiegeln, in ihrer tatsächlichen
Ausprägung aber von vielen weiteren Faktoren abhängig sind.
Tendenzen, die auf anderem Wege erzielte Erkenntnisse unterstützen, liefern die
Daten aber allemal. Besonders interessant in dieser Hinsicht ist die Einordnung
der Carolinae in die Cinnamomeae, die durch die vorliegenden Daten unterstützt
wird. Auch, dass die drei umstrittenen Subgenera so eng beieinander liegen, aber
nie eine separate Stellung außerhalb der Rosa einnehmen, ist interessant und
unterstützt die Überlegungen zur Einordnung dieser in die Rosa.
Eine Analyse weiterer Arten und auch eine Analyse von Varianzen innerhalb
einzelner Arten und an einzelnen Standorten über mehrere Jahre können sicher
dazu beitragen, die ermittelten Muster besser interpretieren zu können - als
tatsächlich phylogenetische oder als zufällige, von der individuellen Expression
einzelner Pflanzen abhängige Muster. Auch kann eine breite Datenbasis helfen,
Schlüsse aus Daten anderer Methoden (molekulargenetischer Natur zum Beispiel)
zu untermauern und/oder bestehende Zweifel zu vertiefen.
Anhang VII
Anhang
Zu 2.1.2 Die analysierten Arten im Einzelnen
Nr. Artname Gesammelt inGesammelt
am Bemerkungen 1 R. persica NBG Sommer 06 2 R. micrantha Groß Schneen Sommer 06 Autogamie
3 R. arkansana NBG 408/98 Loc 1 Sommer 06 im Text R.arkansana NBG
4 R. rugosa f. regeliana NBG Sommer 06
5 R. sherardii NBG Sommer 06
6 R. beggeriana var. glabrata SGH 28.09.2006
7 R. beggeriana SGH H4 28.09.2006 8 R. agrestis VW 07.09.2006 Mutterpflanze: Lübeck, Dummersdorfer Ufer 9 R. pendulina VW 07.09.2006 Mutterpflanze: Dürrenwald
10 R. canina Cospeda, Napoleonstein 07.09.2006
11 R. rubiginosa Cospeda, Napoleonstein 07.09.2006
12 R. mollis VW 07.09.2006 Mutterpflanze: Geltinger Bucht 13 R. majalis VW 07.09.2006 Mutterpflanze: Schlatt
14 R. elliptica Cospeda, Napoleonstein 07.09.2006
15 R. arvensis VW 07.09.2006 Mutterpflanze: Starkenberg 16 R. spinosissima VW 07.09.2006 Mutterpflanze: Starkenberg 17 R. roxburghii BGJ 07.09.2006
18 R. spinosissima “Grandiflora” SGH H14 28.09.2006
19 R. stellata “Myrifica” SGH H1 28.09.2006
20 R. arkansana SGH H17 28.09.2006 im Text R.arkansana SGH 21 R. multiflora NBG Sommer 06 22 R. sweginzowii NBG Sommer 06 23 R. tomentella NBG Sommer 06 24 R. jundzillii NBG Sommer 06 25 R. sicula SGH H8 28.09.2006 26 R. moschata SGH H13 28.09.2006
27 R. caesia Cospeda, Napoleonstein 07.09.2006
28 R. nitida SGH H15 28.09.2006 29 R. filipes SGH H3 28.09.2006
30 R. pendulina "Bourgogne" SGH H16 28.09.2006
“Bourgogne” Interplant 1983, Auslese aus R. pendulina
Tabelle 1: Überblick über die analysierten Arten
Anhang VIII
Zu 3. Material und Methoden Verwendete Geräte: Analysenwaage Büchnertrichter mit Filterpapier Exsikkator Mühle Reagenzglasschüttler Trockenschrank Ultraschallbad Ultra Turrax Vakuum-Rotationsverdampfer Wasserbad Vakuumpumpe Zentrifuge für Zentrifugengläser 3.2. Analytische Methoden 3.2.1 Extraktion der Carotinoide aus den Hagebutten
Nr. Artname Anzahl TM-
Bestimmungen Anzahl Carotinoid-
Bestimmungen 1 R. persica 2 2 2 R. micrantha 2 3 3 R. arkansana 2 3 4 R. rugosa f. regeliana 2 3 5 R. sherardii 2 3 6 R. beggeriana var. glabrata 1 2 7 R. beggeriana 1 2 8 R. agrestis 2 3 9 R. pendulina 2 3 10 R. canina 2 3 11 R. rubiginosa 2 3 12 R. mollis 2 3 13 R. majalis 2 3 14 R. elliptica 2 3 15 R. arvensis 2 2 16 R. spinosissima 2 3 17 R. roxburghii 2 3 18 R. spinosissima “Grandiflora” 2 3 19 R. stellata “Myrifica” 2 3 20 R. arkansana 2 3 21 R. multiflora 2 3 22 R. sweginzowii 2 3 23 R. tomentella 2 3 24 R. jundzillii 2 3 25 R. sicula 2 2 26 R. moschata 2 2 27 R. caesia 2 3 28 R. nitida 2 3 29 R. filipes 2 2 30 Rosa pendulina "Bourgogne" 2 3
Tabelle 2: Überblick über die Anzahl der Durchgeführten Bestimmungen je Art
Anhang IX
3.2.2 Verseifung der Hagebutten-Extrakte Chemikalien: • 10-%ige methanolische KOH (5 g KOH/50 ml Methanol) • Petrolether • HPLC-Wasser • THF/MeOH mit 0,1% BHT (1 + 1, v/v) 3.2.3 Bestimmung der Carotinoid-Gehalte Chemikalien: • Tetrahydrofuran/Methanol (1 + 1, v/v) mit 0,1% BHT • MgO (Magensiumhydroxidcarbonat) • Standards (1:50-Verdünnung der Stammlösung)
o (all-E)-Lutein o (all-E)-
Zeaxanthin o (all-E)-α-Carotin o (all-E)-β-Carotin o (9Z)-β-Carotin o (13Z)-β-Carotin
o (15Z)-β-Carotin o (all-E)-Rubixanthin o (all-E)-β-Cryptoxanthin o (all-E)-Lycopin o (all-E)-β-apo-8`-Carotinal
HPLC-Bedingungen: • HPLC-Säule: C30-Analysensäule Trentec, 5 µm, 250 x 4,6 mm, (Trentec,
Gerlingen) • Vorsäule: C18 ProntoSil 120-5-C18H 5 µm/10 x 4,0 mm (Bischoff, Leonberg) • Mobile Phase: Tert. Butyl-methyl-ether/Methanol, Gradientenmethode • Gradient: 0 min (MtBE) 10 % (MeOH) 90
% 35 min 45 % 55 % 45 min 55 % 45 % 60 min 55 % 45 % 70 min 10 % 90 %
• Flussrate: 1,3 ml/min • Stoppzeit: 70 min • Säulentemperatur: 17 ± 1° C • Injektionsvolumen: 50 µl • Detektor: Diode Array Detector L-7450 Merck HITACHI, Darmstadt) • Pumpe: HPLC-Pumpe L-7100 (Merk HITACHI, Darmstadt) • Autosampler: L-7200 (Merk HITACHI, Darmstadt) • Säulenthermostat: Jetstream plus
Anhang X
Zu 4 Ergebnisse 4.1 Trockenmasse
Probe Trockenmasse R. persica 0,3878 ± 0,0037 R. micrantha 0,4565 ± 0,0031 R. arkansana NBG 0,2910 ± 0,0067 R. rugosa f. regeliana 0,2417 ± 0,0046 R. sherardii 0,3256 ± 0,0019 R. beggeriana var. glabrata 0,2150 * R. beggeriana 0,2389 * R. agrestis 0,3524 ± 0,0120 R. pendulina 0,3193 ± 0,0064 R. canina 0,4000 ± 0,0000 R. rubiginosa 0,3813 ± 0,1800 R. mollis 0,2878 ± 0,0037 R. majalis 0,2702 ± 0,0006 R. elliptica 0,3614 ± 0,0062 R. arvensis 0,3679 ± 0,0067 R. spinosissima 0,2634 ± 0,0057 R. roxburghii 0,2702 ± 0,0014 R. spinosissima “Grandiflora” 0,3756 ± 0,0080 R. stellata “Myrifica” 0,2912 ± 0,0018 R. arkansana SGH 0,2817 ± 0,0019 R. multiflora 0,3153 ± 0,0014 R. sweginzowii 0,3354 ± 0,0006 R. tomentella 0,3801 ± 0,0018 R. jundzillii 0,3152 ± 0,0009 R. sicula 0,3070 ± 0,0097 R. moschata 0,2606 ± 0,0021 R. caesia 0,3925 ± 0,0004 R. nitida 0,3673 ± 0,0061 R. filipes 0,3650 ± 0,0045 “Bourgogne” Interplant 0,3317 ± 0,0049
Tabelle 3: Trockenmasse [Mittelwert ± Standardabweichung]der einzelnen Proben in g/g FM; * Einfachbestimmung 4.2 Carotinoide Tabellen auf den folgenden Seiten
Anhang XI
Probe (Z)-Lycopin-Isomer I *
(Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe *
(Z)-Lycopin-Isomer II *
(all-E)-Lycopin
R. persica n.n n.n. n.n. n.n.
R. micrantha 3,30 ± 0,10 0,57 ± 0,06 2,96 ± 0,09 40,10 ±0,86
R. arkansana NBG 15,90 ± 0,78 3,15 ± 0,28 12,35 ± 0,92 56,77± 3,30 R. rugosa f. regeliana 7,10 ± 0,22 1,84 ± 0,17 4,02 ± 0,17 32,14 ± 2,43
R. sherardii 3,74 ± 0,38 0,76 ± 0,11 2,09 ± 0,13 23,96 ± 0,60 R. beggeriana var. glabrata 13,50 ± 1,11 2,47 ± 0,29 17,12 ± 1,37 94,60 ± 9,4
R. beggeriana 12,51 ± 2,00 4,46 ± 0,59 4,70 ± 0,40 17,03 ± 1,82
R. agrestis 0,74 ± 0,08 0,38 ± 0,04 n.n. 3,96 ± 0,14
R. pendulina 17,16 ± 0,92 5,71 ± 0,38 11,94 ± 0,88 20,84 ± 2,33
R. canina 2,31 ± 0,12 0,48 ± 0,04 0,38 ± 0,02 14,28 ± 0,20
R. rubiginosa 3,55 ± 0,26 0,95 ± 0,03 3,03 ± 0,23 31,27 ± 2,16
R. mollis 4,28 ± 0,63 1,37 ± 0,17 1,57 ± 0,06 64,11 ± 5,32
R. majalis 7,07 ± 0,77 1,05 ± 0,08 13,19 ± 2,46 48,30 ± 2,11
R. elliptica 2,96 ± 0,10 0,66 ± 0,01 2,57 ± 0,12 28,81 ± 1,55
R. arvensis 3,88 ± 0,09 0,51 ± 0,06 0,21 ± 0,04 25,12 ± 0,91
R. spinosissima n.n. n.n. n.n. n.n.
R. roxburghii n.n. n.n. n.n. n.n. R. spinosissima “Grandiflora” n.n. n.n. n.n. n.n.
R. stellata “Myrifica” n.n. n.n. n.n. n.n.
R. arkansana SGH 2,67 ± 0,07 0,84 ± 0,07 0,44 ± 0,07 15,69 ± 1,26
R. multiflora 10,09 ± 0,47 0,93 ± 0,14 n.n. 164,19 ± 15,66
R. sweginzowii 4,41 ± 0,10 1,08 ± 0,06 5,20 ± 0,08 23,05 ± 0,04
R. tomentella 3,31 ± 0,30 0,68 ± 0,07 0,69 ± 0,07 24,68 ± 1,40
R. jundzillii 5,12 ± 0,33 1,04 ± 0,04 1,08 ± 0,03 45,16 ± 2,01
R. sicula 8,33 ± 0,01 2,18 ± 0,09 2,30 ± 0,07 118,32 ± 4,38
R. moschata n.n. n.n. n.n. 0,32 ± 0,02
R. caesia 2,60± 0,17 0,64 ± 0,02 1,14 ± 0,10 22,27 ± 0,66
R. nitida 15,29 ± 1,41 3,17 ± 0,10 16,49 ± 0,32 41,48 ± 1,52
R. filipes 3,48 ± 0,27 n.n. n.n. 5,80 ± 0,35 “Bourgogne” Interplant 2,07 ± 0,27 0,75 ± 0,10 0,38 ± 0,04 24,17 ± 2,89
Tabelle 4: Gehalte an Lycopin [Mittelwert ± Standardabweichung] der verschiedenen Hagebuttensorten in mg/100 g TM; * verseift;
Anhang XII
Probe
(13Z)-β-Carotin
(all-E)-β-Carotin
(9Z)-β-Carotin
(all-E)-α-Carotin
R. persica n.n. 0,91 ± 0,04 0,21 ± 0,01 n.n.
R. micrantha 0,83 ± 0,06 10,80 ± 0,20 0,58 ± 0,08 n.n.
R. arkansana NBG 2,30 ± 0,05 22,81 ± 1,13 2,22 ± 0,11 n.n. R. rugosa f. regeliana 1,28 ± 0,03 18,33 ± 0,39 3,81 ± 0,32 n.n.
R. sherardii 1,73 ± 0,14 17,96 ± 0,59 1,27 ± 0,19 n.n. R. beggeriana var. glabrata 2,42 ± 0,27 15,55 ± 1,50 1,78 ± 0,09 n.n.
R. beggeriana 5,27 ± 0,20 40,93 ± 1,76 0,87 ± 0,20 n.n.
R. agrestis 0,59 ± 0,05 13,64 ± 0,15 0,81 ± 0,14 n.n.
R. pendulina 1,25 ± 0,05 18 ± 0,53 1,68 ± 0,06 n.n.
R. canina 1,16 ± 0,05 11,17 ± 0,52 0,86 ± 0,06 0,21 ± 0,04
R. rubiginosa 0,79 ± 0,06 8,25 ± 0,10 0,42 ± 0,03 n.n.
R. mollis 0,78 ± 0,06 9,28 ± 0,75 0,52 ± 0,01 n.n.
R. majalis 1,95 ± 0,23 16,50 ± 0,81 1,93 ± 0,10 n.n.
R. elliptica n.n. 17,42 ± 0,68 0,90 ± 0,09 n.n.
R. arvensis 0,50 ± 0,05 7,70 ± 0,22 0,68 ± 0,03 0,22 ± 0,02
R. spinosissima 0,92 ± 0,04 19,82 ± 0,74 5,34 ± 0,17 n.n.
R. roxburghii 0,24 ± 0,03 3,74 ± 0,07 0,27 ± 0,01 0,34 ± 0,02 R. spinosissima “Grandiflora” 1,78 ± 0,23 7,79 ± 0,36 6,62 ± 0,34 n.n.
R. stellata “Myrifica” 0,29 ± 0,01 4,30 ± 0,13 0,51 ± 0,06 n.n.
R. arkansana SGH n.n. 21,62 ± 0,24 2,50 ± 0,33 n.n.
R. multiflora 1,64 ± 0,11 10,51 ± 0,39 3,66 ± 0,27 2,08 ± 0,09
R. sweginzowii 1,41 ± 0,10 10,78 ± 0,23 0,22 ± 0,03 n.n.
R. tomentella 1,10 ± 0,03 27,09 ± 1,56 0,99 ± 0,08 n.n.
R. jundzillii 0,85 ± 0,08 15,76 ± 0,38 0,69 ± 0,12 n.n.
R. sicula 2,73 ± 0,19 24,71 ± 0,31 2,80 ± 0,15 n.n.
R. moschata 0,31 ± 0,03 2,94 ± 0,10 0,49 ± 0,06 n.n.
R. caesia 0,77 ± 0,04 15,62 ± 0,79 0,61 ± 0,06 n.n.
R. nitida 2,23 ± 0,45 29,84 ± 0,54 2,76 ± 0,14 n.n.
R. filipes 3,13 ± 0,08 35,93 ± 1,81 3,93 ± 0,07 n.n. “Bourgogne” Interplant 1,18 ± 0,14 12,76 ± 1,09 0,77 ± 9,07 n.n.
Tabelle 5: Gehalte an β- und α-Carotin [Mittelwert ± Standardabweichung] der verschiedenen Hagebuttensorten in mg/100 g TM
Anhang XIII
Probe (all-E)-Lutein *
(all-E)-Zeaxanthin *
(all-E)-β-Cryptoxanthin
*
(all-E)-Rubixanthin
* R. persica 2,55 ± 0,12 0,59 ± 0,00 0,08 ± 0,01 n.n.
R. micrantha 2,21 ± 0,12 6,12 ± 0,32 1,37 ± 0,17 19,44± 0,59
R. arkansana NBG 4,47 ± 0,17 41,55 ± 1,45 13,11 ± 0,82 39,84 ± 1,79R. rugosa f. regeliana 2,80 ± 0,14 18,90 ± 0,68 16,82 ± 0,40 42,00 ± 1,59
R. sherardii 1,64 ± 0,12 11,04 ± 0,80 3,29 ± 0,43 19,88 ± 1,79R. beggeriana var. glabrata 2,10 ± 0,08 35,28 ± 1,50 8,08 ± 0,77 36,36 ± 3,09
R. beggeriana 2,36 ± 0,38 80,89 ± 11,11 10,42 ± 1,59 16,93 ± 2,71
R. agrestis 4,41 ± 0,08 4,84 ± 0,19 0,48 ± 0,02 3,51 ± 0,10
R. pendulina 1,17 ± 0,08 24,43 ± 1,94 6,26 ± 0,42 35,56 ± 1,01
R. canina 1,88 ± 0,10 5,74 ± 0,33 0,50 ± 0,02 5,84 ± 0,35
R. rubiginosa 1,47 ± 0,14 5,76 ± 0,44 1.03 ± 0,15 18,17 ± 1,03
R. mollis 1,30 ± 0,17 10,87 ± 1,05 2,55 ± 0,l6 37,85 ± 3,39
R. majalis 2,38 ± 0,05 10,43 ± 0,26 1,06 ± 0,07 7,28 ± 0,58
R. elliptica 1,52 ± 0,05 7,87 ± 0,09 1,56 ± 0,18 12,11 ± 0,08
R. arvensis 6,34± 0,18 2,38 ± 0,37 n.n. 1,31 ± 0,07
R. spinosissima 0,80 ± 0,05 26,02 ± 2,47 11,08 ± 0,80 n.n.
R. roxburghii 1,45 ± 0,05 0,38 ± 0,02 1,71 ± 0,07 0,27 ± 0,95 R. spinosissima “Grandiflora” 1,79 ± 0,27 12,33 ± 1,08 2,01 ± 0,13 n.n.
R. stellata “Myrifica” 1,37 ± 0,07 0,30 ± 0,04 n.n. n.n.
R. arkansana SGH 4,26 ± 0,10 24,98 ± 0,39 5,66 ± 0,31 31,04 ± 0,87
R. multiflora 6,49 ± 0,18 9,49 ± 0,21 0,76 ± 9,19 n.n.
R. sweginzowii 0,46 ± 0,05 51,25 ± 1,00 2,26 ± 0,19 15,28 ± 0,31
R. tomentella 2,97 ± 0,24 6,33 ± 0,51 0,76 ± 0,04 8,75 ± 0,63
R. jundzillii 5,13 ± 0,37 6,18 ± 0,43 1,26 ± 0,12 17,23 ± 0,99
R. sicula 2,13 ± 0,12 3,59 ± 0,20 2,21 ± 0,13 27,45 ± 0,25R. moschata 5,82 ± 0,30 0,51 ± 0,02 n.n. 0,79 ± 0,03 R. caesia 1,50 ± 0,18 7,69 ± 0,39 1,09 ± 0,07 19,17 ± 1,05R. nitida 1,72 ± 0,02 42,07 ± 0,48 9,73 ± 0,16 24,59 ± 0,18R. filipes 3,37 ± 0,33 31,74 ± 2,16 3,07 ± 0,33 2,88 ± 0,31 “Bourgogne” Interplant 1,02 ± 0,04 11,57 ± 1,21 1,80 ± 0,22 17,54 ± 1,40
Tabelle 6: Gehalte an (all-E)-Lutein, (all-E)-Zeaxanthin, (all-E)-β-Cryptoxanthin und (all-E)-Rubixanthin [Mittelwert ± Standardabweichung] der verschiedenen Hagebuttensorten in mg/100 g TM; * verseift
Anhang XIV
Probe (Gesamt-Z)-Lycopin * (Gesamt)-Lycopin (Gesamt)-β-
Carotin R. persica n.n. n.n. 1,11 ± 0,05 R. micrantha 6,83 ± 0,24 46,93 ± 1,09 15,86 ± 0,41 R. arkansana NBG 31,39 ± 1,94 90,70 ± 5,31 27,32 ± 1,25 R. rugosa f. regeliana 12,96 ± 0,22 45,10 ± 2,65 23,43 ± 0,66
R. sherardii 6,60 ± 0,60 30,56 ± 1,18 20,95 ± 0,90 R. beggeriana var. glabrata 33,09 ± 2,77 143,06 ± 46,12 19,75 ± 1,85
R. beggeriana 21,15 ± 3,66 32,28 ± 10,62 47,07 ± 2,16 R. agrestis 1,07 ± 0,12 5,02 ± 0,07 15,05 ± 0,22 R. pendulina 34,81 ± 1,58 55,66 ± 3,15 20,93 ± 0,56 R. canina 3,17 ± 0,17 17,45 ± 0,37 13,19 ± 0,56 R. rubiginosa 7,53 ± 0,49 38,80 ± 2,65 9,46 ± 0,19 R. mollis 7,21 ± 0,84 71,33± 6,16 10,59 ± 0,80 R. majalis 21,31 ± 3,23 69,60 ± 3,40 20,37 ± 0,86 R. elliptica 6,19 ± 0,20 35,00 ± 1,70 18,32 ± 0,77 R. arvensis 4,60 ± 0,01 35, 41 ± 13,25 8,88 ± 0,24 R. spinosissima n.n. n.n. 26,08 ± 0,84 R. roxburghii n.n. n.n. 4,25 ± 0,10 R. spinosissima “Grandiflora” n.n. n.n. 16,19 ± 0,74
R. stellata “Myrifica” n.n. n.n. 5,10 ± 0,20
R. arkansana SGH 3,95 ± 0,08 19,64 ± 1,19 24,11 ± 0,58 R. multiflora 11,02 ± 0,54 175,21 ± 16,14 15,81 ± 0,55 R. sweginzowii 10,70 ± 0,16 33,74 ± 0,13 12,41 ± 0,31 R. tomentella 4,67 ± 0,42 29,35 ± 1,77 29,18 ± 1,63 R. jundzillii 7,23 ± 0,38 52,39 ± 2,36 17,30 ± 0,25 R. sicula 12,82 ± 0,16 131, 13 ± 4,55 30,24 ± 0,27 R. moschata n.n. 0,32 ± 0,02 3,74 ± 0,12 R. caesia 4,39 ± 0,23 26,66 ± 0,88 17,01 ± 0,74 R. nitida 34,95 ± 1,67 76,43 ± 1,77 34,83 ± 0,99 R. filipes 3,48 ± 0,27 9,27 ± 0,61 42,98 ± 1,82 “Bourgogne” Interplant 3,19 ± 0,38 27,37 ± 3,27 14,71 ± 1,28
Tabelle 7: Gesamt-Gehalte von Lycopin und β-Carotin [Mittelwert ± Standardabweichung] der verschiedenen Hagebuttensorten in mg/100 g TM; * verseift
Anhang XV
4.3 Clusteranalyse
Carotinoidgehalt [mg/100gTM]
0 20 40 60 80 100 120 140 160 180
R. persica
R. micrantha
R. arkansana NBG
R. rugosa
R. sherardii
R. beggeriana var. glab.
R. beggeriana
R. agrestis
R. pendulina
R. canina
R. rubiginosa
R. mollis
R. majalis
R. elliptica
R. arvensis
R. spinosissima
R. roxburghii
R. spinosissima Grand
R. stellata
R. arkansana SGH
R. multiflora
R. sweginzowii
R. tomentella
R. jundzillii
R. sicula
R. moschata
R. caesia
R. nitida
R. filipes
“Bourgogne” Interplant
Abbildung 25: Überblick über den (all-E)-Lycopin - Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten
Anhang XVI
* * * * * * H I E R A R C H I C A L C L U S T E R A N A L Y S I S * * * * * *
(all-E)-Lycopin
Dendrogram using Ward Method
Rescaled Distance Cluster Combine C A S E 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ spinos. g. 18 òø
stellata 19 òú
persica 1 òú
spinosi 16 òú
roxburghii 17 òôòòòø
moschata 26 òú ó
agrestis 8 òú ó
filipes 29 ò÷ ùòòòø
beggeria 7 òø ó ó
arkansa sgh 20 òú ó ó
canina 10 òú ó ó
rugosa rege 4 òôòòò÷ ó
rubiginosa 11 òú ó
elliptica 14 òú ó
sherardii 5 òú ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø
pendul. b. 30 òú ó ó
arvensis 15 òú ó ó
tomentella 23 òú ó ó
sweginzowii 22 òú ó ó
caesia 27 òú ó ó
pendulina 9 ò÷ ó ó
arkansa nbg 3 òø ó ó
mollis 12 òôòòòòòòò÷ ó
micrantha 2 òú ó
nitida 28 òú ó
majalis 13 òú ó
jundzillii 24 ò÷ ó
begger. g. 6 òûòø ó
sicula 25 ò÷ ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷
multiflora 21 òòò÷
Abbildung 26 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (all-E)-Lycopin- Gehalt
Anhang XVII
Carotinoidgehalt [mg/100gTM]
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20
R. persica
R. micrantha
R. arkansana NBG
R. rugosa
R. sherardii
R. beggeriana var. glab.
R. beggeriana
R. agrestis
R. pendulina
R. canina
R. rubiginosa
R. mollis
R. majalis
R. elliptica
R. arvensis
R. spinosissima
R. roxburghii
R. spinosissima Grand
R. stellata
R. arkansana SGH
R. multiflora
R. sweginzowii
R. tomentella
R. jundzillii
R. sicula
R. moschata
R. caesia
R. nitida
R. filipes
“Bourgogne” Interplant
Abbildung 27: Überblick über den (Z)-Lycopin-Isomer I-Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten
Anhang XVIII
* * * * * * H I E R A R C H I C A L C L U S T E R A N A L Y S I S * * * * * *
Lycopin-Isomer I
Dendrogram using Ward Method
Rescaled Distance Cluster Combine C A S E 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ stellata 19 òø
moschata 26 òú
persica 1 òú
roxburghii 17 òú
spinos. g. 18 òôòòòø
spinosi 16 òú ó
agrestis 8 ò÷ ó
canina 10 òø ó
pendul. b 30 òú ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø
arkansa sgh 20 òú ó ó
caesia 27 òú ó ó
elliptica 14 òú ó ó
sherardii 5 òôòòò÷ ó
arvensis 15 òú ó
micrantha 2 òú ó
tomentella 23 òú ó
rubiginosa 11 òú ó
filipes 29 òú ó
mollis 12 òú ó
sweginzowii 22 òú ó
jundzillii 24 ò÷ ó
rugosa rege 4 òø ó
majalis 13 òú ó
sicula 25 òôòòòòòòòø ó
multiflora 21 ò÷ ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷
begger. g. 6 òø ó
beggeria 7 òôòòòòòòò÷
arkansa nbg 3 òú
nitida 28 òú
pendulina 9 ò÷
Abbildung 28 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (Z)-Lycopin-Isomer I- Gehalt
Anhang XIX
Carotinoidgehalt [mg/100gTM]
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18
R. persica
R. micrantha
R. arkansana NBG
R. rugosa
R. sherardii
R. beggeriana var. glab.
R. beggeriana
R. agrestis
R. pendulina
R. canina
R. rubiginosa
R. mollis
R. majalis
R. elliptica
R. arvensis
R. spinosissima
R. roxburghii
R. spinosissima Grand
R. stellata
R. arkansana SGH
R. multiflora
R. sweginzowii
R. tomentella
R. jundzillii
R. sicula
R. moschata
R. caesia
R. nitida
R. filipes
“Bourgogne” Interplant
Abbildung 29: Überblick über den (Z)-Lycopin-Isomer I-Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten
Anhang XX
* * * * * * H I E R A R C H I C A L C L U S T E R A N A L Y S I S * * * * * *
Lycopin-Isomer II
Dendrogram using Ward Method
Rescaled Distance Cluster Combine C A S E 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ canina 10 òø
pendul. b 30 òú
arkansa sgh 20 òú
arvensis 15 òú
tomentella 23 òú
moschata 26 òú
filipes 29 òú
persica 1 òú
stellata 19 òú
multiflora 21 òú
roxburghii 17 òôòø
spinos. g. 18 òú ó
agrestis 8 òú ó
spinosi 16 òú ó
jundzillii 24 òú ó
caesia 27 òú ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø
mollis 12 ò÷ ó ó
micrantha 2 òø ó ó
rubiginosa 11 òú ó ó
sherardii 5 òú ó ó
sicula 25 òôò÷ ó
elliptica 14 òú ó
beggeria 7 òú ó
sweginzowii 22 òú ó
rugosa rege 4 ò÷ ó
begger. g. 6 òø ó
nitida 28 òôòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷
arkansa nbg 3 òú
pendulina 9 òú
majalis 13 ò÷
Abbildung 30 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (Z)-Lycopin-Isomer II- Gehalt
Anhang XXI
Carotinoidgehalt [mg/100gTM]
0 1 2 3 4 5 6
R. persica
R. micrantha
R. arkansana NBG
R. rugosa
R. sherardii
R. beggeriana var. glab.
R. beggeriana
R. agrestis
R. pendulina
R. canina
R. rubiginosa
R. mollis
R. majalis
R. elliptica
R. arvensis
R. spinosissima
R. roxburghii
R. spinosissima Grand
R. stellata
R. arkansana SGH
R. multiflora
R. sweginzowii
R. tomentella
R. jundzillii
R. sicula
R. moschata
R. caesia
R. nitida
R. filipes
“Bourgogne” Interplant
Abbildung 31: Überblick über den (Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe - Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten
Anhang XXII
* * * * * * H I E R A R C H I C A L C L U S T E R A N A L Y S I S * * * * * *
Lycopin-Isomeren-Gruppe
Dendrogram using Ward Method
Rescaled Distance Cluster Combine C A S E 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ moschata 26 òø
filipes 29 òú
persica 1 òú
spinos. g. 18 òôòø
stellata 19 òú ó
spinosi 16 òú ó
roxburghii 17 ò÷ ó
rubiginosa 11 òø ó
multiflora 21 òú ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø
majalis 13 òú ó ó
jundzillii 24 òú ó ó
sweginzowii 22 òú ó ó
mollis 12 òú ó ó
elliptica 14 òú ó ó
caesia 27 òôò÷ ó
tomentella 23 òú ó
sherardii 5 òú ó
pendul. b 30 òú ó
arkansa sgh 20 òú ó
canina 10 òú ó
arvensis 15 òú ó
micrantha 2 òú ó
agrestis 8 ò÷ ó
beggeria 7 òûòòòòòòòòòø ó
pendulina 9 ò÷ ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷
arkansa nbg 3 òø ó
nitida 28 òôòòòòòòòòò÷
begger. g. 6 òú
sicula 25 òú
rugosa rege 4 ò÷
Abbildung 32: Dendrogramm der Clusteranalyse für Gehalt an der (Z)-Lycopin-Isomeren-Gruppe
Anhang XXIII
Carotinoidgehalt [mg/100gTM]
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45
R. persica
R. micrantha
R. arkansana NBG
R. rugosa
R. sherardii
R. beggeriana var. glab.
R. beggeriana
R. agrestis
R. pendulina
R. canina
R. rubiginosa
R. mollis
R. majalis
R. elliptica
R. arvensis
R. spinosissima
R. roxburghii
R. spinosissima Grand
R. stellata
R. arkansana SGH
R. multiflora
R. sweginzowii
R. tomentella
R. jundzillii
R. sicula
R. moschata
R. caesia
R. nitida
R. filipes
“Bourgogne” Interplant
Abbildung 33: Überblick über den (all-E)-β-Carotin - Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten
Anhang XXIV
* * * * * * H I E R A R C H I C A L C L U S T E R A N A L Y S I S * * * * * *
(all-E)-β-Carotin
Dendrogram using Ward Method
Rescaled Distance Cluster Combine C A S E 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ micrantha 2 òø
sweginzowii 22 òú
multiflora 21 òú
canina 10 òú
agrestis 8 òú
pendul. b 30 òôòòòø
arvensis 15 òú ó
spinos. g. 18 òú ó
rubiginosa 11 òú ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø
mollis 12 ò÷ ó ó
roxburghii 17 òø ó ó
stellata 19 òú ó ó
moschata 26 òôòòò÷ ó
persica 1 ò÷ ó
beggeria 7 òûòòòòòòòòòòòòòòòòòø ó
filipes 29 ò÷ ó ó
begger. g. 6 òø ó ó
caesia 27 òú ó ó
jundzillii 24 òú ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷
majalis 13 òú ó
sherardii 5 òôòòòòòø ó
pendulina 9 òú ó ó
rugosa rege 4 òú ó ó
elliptica 14 òú ùòòòòòòòòòòò÷
spinosi 16 ò÷ ó
arkansa nbg 3 òø ó
arkansa sgh 20 òôòòòòò÷
tomentella 23 òú
sicula 25 òú
nitida 28 ò÷
Abbildung 34 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (all-E)-β-Carotin- Gehalt
Anhang XXV
Carotinoidgehalt [mg/100gTM]
0 1 2 3 4 5 6
R. persica
R. micrantha
R. arkansana NBG
R. rugosa
R. sherardii
R. beggeriana var. glab.
R. beggeriana
R. agrestis
R. pendulina
R. canina
R. rubiginosa
R. mollis
R. majalis
R. elliptica
R. arvensis
R. spinosissima
R. roxburghii
R. spinosissima Grand
R. stellata
R. arkansana SGH
R. multiflora
R. sweginzowii
R. tomentella
R. jundzillii
R. sicula
R. moschata
R. caesia
R. nitida
R. filipes
“Bourgogne” Interplant
Abbildung 35: Überblick über den (13Z)-β-Carotin-Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten
Anhang XXVI
* * * * * * H I E R A R C H I C A L C L U S T E R A N A L Y S I S * * * * * *
(13Z)-β-Carotin
Dendrogram using Ward Method
Rescaled Distance Cluster Combine C A S E 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ elliptica 14 òø
arkansa sgh 20 òú
persica 1 òú
stellata 19 òôòòòòòø
moschata 26 òú ó
roxburghii 17 òú ó
agrestis 8 òú ó
arvensis 15 ò÷ ó
mollis 12 òø ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø
caesia 27 òú ó ó
rubiginosa 11 òú ó ó
micrantha 2 òú ó ó
jundzillii 24 òú ó ó
spinosi 16 òôòòòòò÷ ó
canina 10 òú ó
pendul. b 30 òú ó
tomentella 23 òú ó
rugosa rege 4 òú ó
pendulina 9 òú ó
sweginzowii 22 ò÷ ó
sherardii 5 òø ó
spinos. g. 18 òú ó
multiflora 21 òôòø ó
majalis 13 ò÷ ó ó
arkansa nbg 3 òø ùòòòòòòòòòòòòòòòø ó
nitida 28 òú ó ó ó
begger. g. 6 òôò÷ ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷
sicula 25 òú ó
filipes 29 ò÷ ó
beggeria 7 òòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷
Abbildung 36 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (13Z)-β-Carotin- Gehalt
Anhang XXVII
Carotinoidgehalt [mg/100gTM]
0 1 2 3 4 5 6
R. persica
R. micrantha
R. arkansana NBG
R. rugosa
R. sherardii
R. beggeriana var. glab.
R. beggeriana
R. agrestis
R. pendulina
R. canina
R. rubiginosa
R. mollis
R. majalis
R. elliptica
R. arvensis
R. spinosissima
R. roxburghii
R. spinosissima Grand
R. stellata
R. arkansana SGH
R. multiflora
R. sweginzowii
R. tomentella
R. jundzillii
R. sicula
R. moschata
R. caesia
R. nitida
R. filipes
“Bourgogne” Interplant
7
Abbildung 37: Überblick über den (9Z)-β-Carotin - Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten
Anhang XXVIII
* * * * * * H I E R A R C H I C A L C L U S T E R A N A L Y S I S * * * * * *
(9Z)-β-Carotin
Dendrogram using Ward Method
Rescaled Distance Cluster Combine C A S E 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ arvensis 15 òø
jundzillii 24 òú
micrantha 2 òú
caesia 27 òú
mollis 12 òú
stellata 19 òú
moschata 26 òú
rubiginosa 11 òú
persica 1 òú
sweginzowii 22 òú
roxburghii 17 òôòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø
agrestis 8 òú ó
pendul. b 30 òú ó
beggeria 7 òú ó
canina 10 òú ó
elliptica 14 òú ó
tomentella 23 òú ó
sherardii 5 ò÷ ó
spinosi 16 òûòòòòòòòòòòòòòòòòòø ó
spinos. g. 18 ò÷ ó ó
rugosa rege 4 òø ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷
filipes 29 òôòòòø ó
multiflora 21 ò÷ ó ó
begger. g. 6 òø ùòòòòòòòòòòòòò÷
pendulina 9 òú ó
majalis 13 òôòòò÷
sicula 25 òú
nitida 28 òú
arkansa nbg 3 òú
arkansa sgh 20 ò÷
Abbildung 38 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (9Z)-β-Carotin- Gehalt
Anhang XXIX
Carotinoidgehalt [mg/100gTM]
0 0,5 1 1,5 2 2,5
R. persica
R. micrantha
R. arkansana NBG
R. rugosa
R. sherardii
R. beggeriana var. glab.
R. beggeriana
R. agrestis
R. pendulina
R. canina
R. rubiginosa
R. mollis
R. majalis
R. elliptica
R. arvensis
R. spinosissima
R. roxburghii
R. spinosissima Grand
R. stellata
R. arkansana SGH
R. multiflora
R. sweginzowii
R. tomentella
R. jundzillii
R. sicula
R. moschata
R. caesia
R. nitida
R. filipes
“Bourgogne” Interplant
Abbildung 39: Überblick über den (all-E)-α-Carotin - Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten
Anhang XXX
* * * * * * H I E R A R C H I C A L C L U S T E R A N A L Y S I S * * * * * *
(all-E)-α-Carotin
Dendrogram using Ward Method
Rescaled Distance Cluster Combine C A S E 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ filipes 29 òø
pendul. b 30 òú
persica 1 òú
caesia 27 òú
nitida 28 òú
sicula 25 òú
moschata 26 òú
tomentella 23 òú
jundzillii 24 òú
arkansa sgh 20 òú
sweginzowii 22 òú
spinos. g. 18 òú
stellata 19 òú
elliptica 14 òú
spinosi 16 òú
mollis 12 òú
majalis 13 òú
pendulina 9 òú
rubiginosa 11 òú
beggeria 7 òú
agrestis 8 òú
sherardii 5 òú
begger. g. 6 òú
arkansa nbg 3 òôòø
rugosa rege 4 òú ó
micrantha 2 ò÷ ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø
canina 10 òø ó ó
arvensis 15 òôò÷ ó
roxburghii 17 ò÷ ó
multiflora 21 òòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷
Abbildung 40 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (all-E)-α-Carotin- Gehalt
Anhang XXXI
Carotinoidgehalt [mg/100gTM]
0 1 2 3 4 5 6 7
R. persica
R. micrantha
R. arkansana NBG
R. rugosa
R. sherardii
R. beggeriana var. glab.
R. beggeriana
R. agrestis
R. pendulina
R. canina
R. rubiginosa
R. mollis
R. majalis
R. elliptica
R. arvensis
R. spinosissima
R. roxburghii
R. spinosissima Grand
R. stellata
R. arkansana SGH
R. multiflora
R. sweginzowii
R. tomentella
R. jundzillii
R. sicula
R. moschata
R. caesia
R. nitida
R. filipes
“Bourgogne” Interplant
Abbildung 41: Überblick über den (all-E)-Lutein - Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten
Anhang XXXII
* * * * * * H I E R A R C H I C A L C L U S T E R A N A L Y S I S * * * * * *
(all-E)-Lutein
Dendrogram using Ward Method
Rescaled Distance Cluster Combine C A S E 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ elliptica 14 òø
caesia 27 òú
rubiginosa 11 òú
roxburghii 17 òú
mollis 12 òú
stellata 19 òú
pendulina 9 òú
pendul. B 30 òú
spinos. G. 18 òú
nitida 28 òôòòòø
sherardii 5 òú ó
canina 10 òú ó
spinosi 16 òú ó
sweginzowii 22 ò÷ ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø
begger g. 6 òø ó ó
sicula 25 òú ó ó
micrantha 2 òú ó ó
beggeria 7 òú ó ó
majalis 13 òôòòò÷ ó
persica 1 òú ó
rugosa rege 4 òú ó
tomentella 23 òú ó
filipes 29 ò÷ ó
arvensis 15 òø ó
multiflora 21 òôòø ó
moschata 26 ò÷ ó ó
arkansa nbg 3 òø ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷
agrestis 8 òú ó
arkansa sgh 20 òôò÷
jundzillii 24 ò÷
Abbildung 42 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (all-E)-Lutein- Gehalt
Anhang XXXIII
Carotinoidgehalt [mg/100gTM]
0 10 20 30 40 50 60 70 80 9
R. persica
R. micrantha
R. arkansana NBG
R. rugosa
R. sherardii
R. beggeriana var. glab.
R. beggeriana
R. agrestis
R. pendulina
R. canina
R. rubiginosa
R. mollis
R. majalis
R. elliptica
R. arvensis
R. spinosissima
R. roxburghii
R. spinosissima Grand
R. stellata
R. arkansana SGH
R. multiflora
R. sweginzowii
R. tomentella
R. jundzillii
R. sicula
R. moschata
R. caesia
R. nitida
R. filipes
“Bourgogne” Interplant
0
Abbildung 43: Überblick über den (all-E)-Zeaxanthin - Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten
Anhang XXXIV
* * * * * * H I E R A R C H I C A L C L U S T E R A N A L Y S I S * * * * * *
(all-E)-Zeaxanthin
Dendrogram using Ward Method
Rescaled Distance Cluster Combine C A S E 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ canina 10 òø
rubiginosa 11 òú
micrantha 2 òú
jundzillii 24 òú
tomentella 23 òú
agrestis 8 òú
elliptica 14 òú
caesia 27 òú
spinos. g. 18 òú
pendul. b 30 òú
sherardii 5 òú
mollis 12 òôòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø
majalis 13 òú ó
multiflora 21 òú ó
persica 1 òú ó
moschata 26 òú ó
roxburghii 17 òú ó
stellata 19 òú ó
arvensis 15 òú ó
sicula 25 ò÷ ó
arkansa nbg 3 òø ó
nitida 28 òôòòòø ó
sweginzowii 22 ò÷ ó ó
begger. g. 6 òø ùòòòòòòòòòø ó
filipes 29 òú ó ó ó
pendulina 9 òôòòò÷ ó ó
arkansa sgh 20 òú ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷
spinosi 16 òú ó
rugosa rege 4 ò÷ ó
beggeria 7 òòòòòòòòòòòòòòò÷
Abbildung 44 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (all-E)-Zeaxanthin- Gehalt
Anhang XXXV
Carotinoidgehalt [mg/100gTM]
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18
R. persica
R. micrantha
R. arkansana NBG
R. rugosa
R. sherardii
R. beggeriana var. glab.
R. beggeriana
R. agrestis
R. pendulina
R. canina
R. rubiginosa
R. mollis
R. majalis
R. elliptica
R. arvensis
R. spinosissima
R. roxburghii
R. spinosissima Grand
R. stellata
R. arkansana SGH
R. multiflora
R. sweginzowii
R. tomentella
R. jundzillii
R. sicula
R. moschata
R. caesia
R. nitida
R. filipes
“Bourgogne” Interplant
Abbildung 45: Überblick über den (all-E)-β-Crypthoxanthin - Gehalt [mg/100gTM]
in den einzelnen Arten
Anhang XXXVI
* * * * * * H I E R A R C H I C A L C L U S T E R A N A L Y S I S * * * * * *
(all-E)-β-Cryptoxanthin
Dendrogram using Ward Method
Rescaled Distance Cluster Combine C A S E 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ stellata 19 òø
moschata 26 òú
arvensis 15 òú
persica 1 òú
multiflora 21 òú
tomentella 23 òú
agrestis 8 òú
canina 10 òú
roxburghii 17 òú
pendul. b 30 òú
elliptica 14 òú
majalis 13 òú
caesia 27 òôòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø
rubiginosa 11 òú ó
micrantha 2 òú ó
jundzillii 24 òú ó
sherardii 5 òú ó
filipes 29 òú ó
sweginzowii 22 òú ó
sicula 25 òú ó
spinos. g. 18 òú ó
mollis 12 ò÷ ó
pendulina 9 òø ó
arkansa sgh 20 òôòòòòòø ó
begger. g. 6 ò÷ ó ó
beggeria 7 òø ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷
spinosi 16 òú ó
nitida 28 òôòø ó
arkansa nbg 3 ò÷ ùòòò÷
rugosa rege. 4 òòò÷
Abbildung 46 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (all-E)-β-Cryptoxanthin- Gehalt
Anlage XXXVII
Carotinoidgehalt [mg/100gTM]
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45
R. persica
R. micrantha
R. arkansana NBG
R. rugosa
R. sherardii
R. beggeriana var. glab.
R. beggeriana
R. agrestis
R. pendulina
R. canina
R. rubiginosa
R. mollis
R. majalis
R. elliptica
R. arvensis
R. spinosissima
R. roxburghii
R. spinosissima Grand
R. stellata
R. arkansana SGH
R. multiflora
R. sweginzowii
R. tomentella
R. jundzillii
R. sicula
R. moschata
R. caesia
R. nitida
R. filipes
“Bourgogne” Interplant
Abbildung 47: Überblick über den (all-E)-Rubixanthin - Gehalt [mg/100gTM] in den einzelnen Arten
Anhang XXXVIII
* * * * * * H I E R A R C H I C A L C L U S T E R A N A L Y S I S * * * * * *
(all-E)-Rubixanthin
Dendrogram using Ward Method
Rescaled Distance Cluster Combine C A S E 0 5 10 15 20 25 Label Num +---------+---------+---------+---------+---------+ stellata 19 òø
multiflora 21 òú
persica 1 òú
spinosi 16 òú
spinos. g. 18 òú
roxburghii 17 òú
arvensis 15 òôòø
moschata 26 òú ó
agrestis 8 òú ó
filipes 29 ò÷ ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòø
canina 10 òø ó ó
majalis 13 òú ó ó
tomentella 23 òôò÷ ó
elliptica 14 ò÷ ó
arkansa nbg 3 òø ó
mollis 12 òú ó
rugosa rege 4 òôòòòòòòòòòòòòòø ó
begger. g. 6 òú ó ó
pendulina 9 òú ó ó
arkansa sgh 20 ò÷ ùòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòòò÷
sicula 25 òø ó
nitida 28 òú ó
micrantha 2 òôòòòòòòòòòòòòò÷
caesia 27 òú
sherardii 5 òú
beggeria 7 òú
jundzillii 24 òú
pendul. b 30 òú
rubiginosa 11 òú
sweginzowii 22 ò÷
Abbildung 48 : Dendrogramm der Clusteranalyse für (all-E)-Rubixanthin- Gehalt
Literaturverzeichnis XXXIX
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Erklärung
Ich erkläre, dass ich die vorliegende Arbeit selbstständig und nur unter
Verwendung der angegebenen Literatur und Hilfsmittel verfasst habe.
Sämtliche Stellen, die anderen Werken entnommen sind, wurden unter Angabe
der Quellen als Entlehnung kenntlich gemacht.
Jena, den 4. Juni 2007 ……...…………………………………
Sabine Hänniger
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