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Functional Dyes Studien zu hybridisierbaren

Tetrapyrrol-Farbstoffen

Dissertation zur

Erlangung des Doktorgrades der Naturwissenschaften

(Dr. rer. nat.)

dem

Fachbereich Chemie der Philipps-Universität Marburg

vorgelegt von

Robin A. Krüger aus Kassel

Marburg/Lahn 2008

Vom Fachbereich Chemie der Philipps-Universität Marburg

als Dissertation angenommen am:

Erstgutachter: Herr Prof. Dr. M. Bröring

Zweitgutachter: Herr Prof. Dr. G. Hilt

Tag der mündlichen Prüfung: 19.05.2008

Meiner Familie

Die vorliegende Arbeit wurde am Fachbereich Chemie der Philipps-Universität

Marburg unter der Anleitung von Prof. Dr. Martin Bröring in der Zeit von Februar 2005

bis Mai 2008 angefertigt.

Dank

Zunächst möchte ich mich bei Herrn Prof. Dr. Martin Bröring für die Aufnahme in

seine Arbeitsgruppe, die interessante Themenstellung und den gewährten Freiraum

bei der Anfertigung der Arbeit bedanken. Seine Bereitschaft neue Wege zu

beschreiten und seine stetige Diskussionsbereitschaft waren eine sehr große Hilfe.

Herrn Prof. Dr. G. Hilt danke ich für die Übernahme des Zweitgutachtens. Herrn Prof.

Dr. N. Hampp und Herrn Prof. Dr. A. Seubert danke ich dafür, dass sie sich als Prüfer

zur Verfügung gestellt haben.

Allen aktuellen und ehemaligen Mitgliedern des Arbeitskreises möchte ich für das

angenehme Arbeitsklima, die gute Zusammenarbeit und die vielen Ratschläge

danken. Ein besonderer Dank gebührt meinen Arbeitsabschnittslaborkollegen

Frédérique Brégier, Esther Cónsul Tejero, Dr. Christian Kleeberg, Dr. Silke Köhler

und Silke Ruck für die kurzweiligen Stunden im Labor. Dr. Christian Kleeberg möchte

ich für sein Engagement beim Messen und Lösen der Kristallstrukturen und die stets

wertvollen Diskussionen danken.

Dr. Silke Köhler möchte ich einen besonderen Dank für die vielen chemischen- und

fachfremden Diskussionen und Hilfestellungen aussprechen.

Danken möchte ich auch meinen Vertiefungsstudenten, die durch ihre Arbeit einen

wichtigen Beitrag geleistet haben.

Ein ganz besonderer Dank gebührt der DAAD RISE-Stipendiatin Emily Bartlett, die

neben ihrem fachlichen Einsatz auch mit ihrer Persönlichkeit meinen (Labor-)Alltag

unschätzbar bereichert hat.

Bedanken möchte ich mich auch bei Markus Funk und Tobias Mahnke für die

Korrektur des Manuskripts. Tobias Mahnke möchte ich auch für die vielen

Diskussionen, Ratschläge und die Freundschaft während des Studiums und der

Arbeit danken.

Den Mitgliedern der Arbeitsgruppen Koert und Sundermeyer möchte ich für die

vielseitige Unterstützung während der Anfertigung der Arbeit danken.

Prof. Dr. S. Dehnen möchte ich für die Benutzung des Fluoreszenzspektrometers

danken.

Weiterhin gilt mein Dank den Mitarbeitern der zentralen Serviceabteilungen für

Massenspektrometrie, NMR-Spektroskopie, CHN-Analytik und Röntgenstruktur-

analyse für ihre Arbeit, die einen reibungslosen Ablauf der Forschung erst

ermöglichte.

Den Kooperationspartnern Sonja Brandt und Prof. Dr. Nicole Frankenberg-Dinkel

(Bochum), Dr. Barbara Ventura und Dr. Lucia Flamigni (Bologna) und Dr. Xiulian Xie

möchte ich für die wertvolle Zusammenarbeit danken.

Zuletzt möchte ich es nicht versäumen, mich bei meiner Familie für ihre andauernde

Unterstützung zu bedanken.

Danke !

Teilergebnisse dieser Arbeit wurden bereits veröffentlicht:

1. „Products from the MnII/O2 oxidation of dipyrrins“; M. Bröring, D. Penno, R. Krüger, J. Porphyrins Phthalocyanines 2007, 11, 755-760.

2. „Bis(BF2)-2,2’-bidipyrrins (BisBODIPYs): Highly Fluorescent BODIPY Dimers with

Large Stokes Shifts“; M. Bröring, R. Krüger, S. Link, C. Kleeberg, S. Köhler, X. Xie, B. Ventura, L. Flamigni, Chem. Eur. J. 2008, 14, 2976-2983.

3. „BF2-Chelate Complexes of 6-(4-Iodophenyl)-2,3,4,8,9,10-hexamethyldipyrrin

and 2-(4-Iodobenzoyl)-3,4,5-trimethylpyrrole: Fluorescent Dyes With a Chemical Anchor Group”; M. Bröring, R. Krüger, C. Kleeberg, Z. Anorg. Allg. Chem. 2008, im Druck.

Inhaltsverzeichnis

I

I Inhaltsverzeichnis

II Erläuterungen............................................................................................ V Nomenklatur................................................................................................... V Verwendete Abkürzungen und Symbole..................................................... VII 1 Einleitung.................................................................................................... 1 1.1 Pyrrolische Verbindungen in der Natur ................................................ 1 1.2 Offenkettige Oligopyrrole........................................................................ 3 2 BisBODIPYs - Neuartige Fluoreszenzfarbstoffe auf Basis der 2,2'-Bidipyrrine...................................................................... 7 2.1 BODIPY - der bedeutendste künstliche pyrrolische Farbstoff............ 7 2.2 Themenstellung........................................................................................ 11 2.3 Theoretische Vorüberlegungen und Syntheseplanung....................... 12 2.3.1 Vorüberlegungen zur Untersuchung der photophysikalischen Eigenschaften..................................................... 12 2.3.2 Syntheseplanung eines funktionalisierten und zur Konjugation an Proteine befähigten BisBODIPYs......................................................... 16 2.4 Synthese und Charakterisierung der BODIPYs.................................... 18 2.4.1 Synthese der BODIPYs........................................................................ 18 2.4.2 Röntgenkristallographische Untersuchungen der BODIPYs und der N,O-Difluoroboryl-Pyrrole..................................................................... 22

Inhaltsverzeichnis

II

2.4.2.1 N,O-Difluoroboryl-Pyrrole............................................................... 22 2.4.2.2 BODIPYs........................................................................................ 25 2.4.3 NMR-Spektroskopische Charakterisierung der BODIPYs und der N,O-Difluoroboryl-Pyrrole..................................................................... 28 2.4.4 Photophysikalische Charakterisierung der BODIPYs und der N,O- Difluoroboryl-Pyrrole............................................................................ 36 2.5 Synthese und Charakterisierung der BisBODIPYs .............................. 41 2.5.1 Synthese und spektroskopische Charakterisierung der Liganden.............................................................................................. 41 2.5.1.1 Synthese der Liganden.................................................................. 41 2.5.1.2 Spektroskopische Charakterisierung der Liganden....................... 43 2.5.2 Synthese der BisBODIPYs................................................................... 46 2.5.3 Röntgenkristallographische Untersuchungen der BisBODIPYs......................................................................................... 48 2.5.4 NMR-spektroskopische Charakterisierung der BisBODIPYs............... 55 2.5.5 Photophysikalische Charakterisierung der BisBODIPYs..................... 66 2.6 Synthese von funktionalisierten Fluorophoren zur Konjugation an Proteine..................................................................................................... 76 2.6.1 Allgemeine Vorbemerkungen............................................................... 76 2.6.2 Synthese des funktionalisierten Fluorophors....................................... 78 2.6.3 Synthese eines zur Konjugation an Proteine befähigten Fluorophors.......................................................................................... 80 2.6.4 Röntgenkristallographische Untersuchungen der funktionalisierten Fluorophore.............................................................. 85 2.7 Derivatisierungsversuche am BisBODIPY-Chromophor...................... 89

Inhaltsverzeichnis

III

3 Synthetische Studien zur Phytochrom-Reihe................................ 92 3.1 Offenkettige Tetrapyrrole in der Natur: wichtige Kofaktoren in Photorezeptoren und Lichtsammel-komplexen.................................... 92 3.2 Themenstellung ....................................................................................... 105 3.3 Synthese von Octaalkylbiliverdinen....................................................... 106 3.3.1 Vorbemerkungen.................................................................................. 106 3.3.2 Synthese der a,c-Biladiene.................................................................. 109 3.3.3 Oxidation der a,c-Biladiene zu den Biliverdinen................................... 111 3.3.4 Röntgenkristallographische Untersuchung eines Biliverdin-Derivats... 115 3.3.5 Esterhydrolyse der Biliverdine.............................................................. 118 3.3.6 Detailliertere Untersuchungen zum Oxidationsprozess....................... 120 3.3.7 Röntgenkristallographische Untersuchung des offenkettigen Oxidationsproduktes 123 c................................................................... 130 3.4 Synthese von Dipyrrinen und Versuche zur Oxidation zu Dipyrrinonen............................................................................................. 132 3.5 Versuche zur Synthese eines vinylsubstituierten Dipyrrins................ 135 3.6 Versuche zur Synthese eines vinylsubstituierten Biliverdin-Derivats 140 3.7 Versuche zur Darstellung von Biliverdin-Substrukturen durch Variation der Inomata-Methode.............................................................. 149 4 Zusammenfassung................................................................................... 160

Inhaltsverzeichnis

IV

5 Experimenteller Teil................................................................................. 166 5.1 Materialien und Methoden....................................................................... 166 5.2 Synthese von Ausgangsverbindungen.................................................. 169 5.3 Beschreibung der Versuche................................................................... 170 5.3.1 Neuartige Fluorophore auf Basis der 2,2'-Bidipyrrine.......................... 170 5.3.1.1 Synthese der unfunktionalisierten BisBODIPYs............................. 170 5.3.1.2 Synthese der meso-freien BODIPYs.............................................. 183 5.3.1.3 Synthese der meso-arylsubstituierten BODIPYs........................... 186 5.3.1.4 Synthese der als Succinimidester aktivierten Fluorophore............ 194 5.3.2 Synthetische Studien zur Phytochrom-Reihe....................................... 205 5.3.2.1 Synthese von Biliverdinderivaten ohne Vinylgruppe...................... 205 5.3.2.1.1 Synthese der Biliverdinderivate mit geschützten Estergruppen............................................................................. 205 5.3.2.1.2 Hydrolyse der Estergruppen.................................................... 209 5.3.2.2 Untersuchung zu den Oxidationsprodukten von Ocataalkylcorrolen.......................................................................... 212 5.3.2.3 Synthese eines Tripyrrols als Vorläufermolekül eines vinylsubstituierten Biliverdins ........................................................ 217 5.3.2.4 Versuche zur Synthese eines geeigneten A-Ring Bausteins......... 225 5.3.2.5 Synthese von Biliverdinfragmenten mit Vinylgruppe...................... 234 5.3.2.6 Synthese der Dipyrrine................................................................... 247 6 Literatur........................................................................................................ 253

Erläuterungen

V

II Erläuterungen

Nomenklatur

Die Benennung der chemischen Verbindungen mit pyrrolischem Grundgerüst erfolgt

in dieser Arbeit nur in Ausnahmefällen nach der allgemeinen IUPAC-Nomenklatur.[1]

Aus Gründen der Einfachheit werden vielfach kurze, einprägsame Trivialnamen

verwendet. Diese Bezeichnungen werden nachfolgend vorgestellt.

Pyrrole:

NH

12

34

5α

β

α

β

Die Nummerierung der Atome im Stammsystem Pyrrol erfolgt wie abgebildet. Zur

Unterscheidung der beiden Kohlenstoffpositionen werden im Text die griechischen

Buchstaben α und β verwendet.

Dipyrrole:

NH HN NH N1

23

4

5 1'

2'3'

4'

5'

meso

6

Dipyrromethan

1

2

34

56

7

8

91011

Dipyrrin (Dipyrromethen)

Ein Stammkörper aus zwei über ein sp3-Kohlenstoffatom an den α-Positionen

verbundenen Pyrrolringen wird Dipyrromethan genannt. Das über ein sp2-

Kohlenstoffatom verknüpfte Analogon wird oft als Dipyrromethen bezeichnet. In

dieser Arbeit wird aber der Ausdruck Dipyrrin bervorzugt. Die Position des

verbrückenden Kohlenstoffatoms wird meso-Position genannt. Die endständigen α-

Positionen werden als „Termini“ und endständige Methylgruppen als „terminale“

Methylgruppen bezeichnet.

Da die historisch entwickelte Bezeichnung der Oligopyrrole nicht immer einheitlich ist

und es zum Teil unterschiedliche Benennungen und Nummerierungen für die selben

Substanzen gibt, ist nachfolgend die in dieser Arbeit verwendete Nomenklatur der

Erläuterungen

VI

verschieden Substanzklassen dargestellt, soweit sie von den obigen Angaben

abweicht.

N OB

FF

1

23

4

5

N,O-Difluoroboryl-2-acyl-pyrrol

N NB

F F

BODIPY

1

2

34

5

6

78

NH HN

N

NH

NH1

2

34

51'

2'

3'4'

5'

Bipyrrol

1

2

3

45

6

1'

6'

Tripyrrin

NH

NH

N N

1

23

4

56

78

9 10

11

1'

2'

3'4'

5'6'

7'

8'

9'10'

11'

2,2'-Bidipyrrin

NH HN

N N N

HNNH

NH

12

3

45

6

7

8 910

1112

13

1415

16

17

18

19

Corrol

12

3

4

56

7

89

1011

12

13

14

15

16

17

18

19

a

b

c

a,c-Biladien

12

3

4

5

6

7

89

1011

12

13

14

15

16

17

1819

HN

NNH

NH

O O

Biliverdin

Erläuterungen

VII

Verwendete Abkürzungen und Symbole

Äq. Äquivalente

BDP 2,2'-Bidipyrrin

DBU 1,8-Diazabicyclo[5.4.0]undec-7-en

DC Dünnschichtchromatographie

DCC N,N'-Dicyclohexylcarbodiimid

DCM Dichlormethan

DCE 1,2-Dichlorethan

DDEM donor donor energy migration

DMF Dimethylformamid

DMSO Dimethylsulfoxid

COSY correlation spectroscopy

dest. destilliert

EI Elektronenstoß

ESI Elektronenspray-Ionisation

Et Ethyl

EtOH Ethanol

FRET fluorescence resonance energy transfer

FWHH full width at the half hight

ges. gesättigt

HMBC heteronuclear multiple bond correlation

HMPT Hexamethylphosphorsäuretriamid

HMQC heteronuclear multiple-quantum correlation

HRMS high resolution mass spectrometry

HV Hochvakuum (~10-3 mbar)

konz. Konzentriert

Me Methyl

MeOH Methanol

NMR nuclear magnetic resonance

NOESY nuclear Overhauser effect spectroscopy

OAc Acetat

Ph Phenyl

R Alkylrest

Erläuterungen

VIII

Rf Retentionsfaktor

ROESY rotating-frame nuclear Overhauser effect spectroscopy

RT Raumtemperatur

TFA Trifluoressigsäure

THF Tetrahydrofuran

TOSMIC Tosylmethylisocyanid

UV-Vis Ultraviolett-visible

↑↓ Rückfluss

Rühren

Erläuterungen

IX

Einleitung

- 1 -

1 Einleitung

1.1 Pyrrolische Verbindungen in der Natur

Pyrrolische Verbindungen sind in der belebten Natur weit verbreitet und werden als

Funktionsträger bei zahlreichen Schlüsselschritten biochemischer Vorgänge

gefunden. Am bekanntesten ist wohl die Verwendung des Häms (1) (Abbildung 1)

für den Transport bzw. die Speicherung von Sauerstoff in den Chromoproteiden

Hämoglobin bzw. Myoglobin. Dabei bindet das in die Kavität des Porphyrins

eingebundene Eisenion reversibel Sauerstoff. Die Feinregulierung der

Bioverfügbarkeit des Sauerstoffs wird dabei durch die proteinogene Umgebung der

Häm-Gruppe moduliert.

N N

NN

HOOC COOH

Häm b (1)

FeII/III

Abbildung 1: Struktur des Blutfarbstoffs Häm b (1).

Betrachtet man, für welche Aufgaben die Natur pyrrolische Verbindungen einsetzt, so

treten zwei Eigenschaften als besonders essentiell hervor:

● Pyrrolische Verbindungen können über den enthaltenen Stickstoff Metallionen

koordinieren

● Oligopyrrolische Verbindungen besitzen ein ausgedehntes π-System

Einleitung

- 2 -

In welcher Einzigartigkeit die Natur diese Eigenschaften zu nutzen vermag, kann

man sich an der Verwendung von Chlorophyllen (Abbildung 2) und dem

Zusammenspiel mit anderen Pigmenten in der Photosynthese verdeutlichen.

N N

NN

OO3

O

YX

O

O

(2) Chlorophyll a X: CH=CH2 ; Y: CH3

(3) Chlorophyll b X: CH=CH2 ; Y: CHO

(4) Chlorophyll d X: CHO ; Y: CH3

Mg

Abbildung 2: Struktur einiger biologisch wichtiger Chlorophylle.

Sonnenlicht ist die essentiellste Energiequelle unseres Planeten und macht das

Leben, wie wir es kennen, überhaupt erst möglich. Dabei beziehen fast alle

Organismen die zum Aufrechterhalten ihres Energie- bzw. Baustoffwechsels

notwendige Energie direkt oder indirekt aus der oxygenen Photosynthese

(Schema 1).

6 CO2 + 6 H2O + hν → C6H12O6 + 6 O2

Schema 1: Glucosegewinn durch oxygene Photosynthese.

Trotz ihrer Komplexität lässt sich die Photosynthese vereinfacht in drei Teilbereiche

unterteilen:

1. Sammeln von Energie in Form von elektromagnetischer Strahlung durch so

genannte Antennenkomplexe (Lichtsammelkomplexe, engl. light-harvesting

complex LHC)

2. Umwandlung der gesammelten Lichtenergie in chemische Energie

3. Aufbau von organischen Verbindungen

Einleitung

- 3 -

Pflanzen und Algen besitzen eine Vielzahl unterschiedlicher Lichtsammelkomplexe.

Ihnen ist aber allen gemein, dass die sie aufbauenden Chromoproteide in die

Thylakoidmembran der Chloroplasten eingebunden sind. Als akzessorische

Pigmente werden offenkettige Tetrapyrrole, Carotine bzw. Xanthophylle oder Retinal

verwendet. So besteht zum Beispiel das Photosystem I (PS-I) der Grünalgen aus

etwa 200 Molekülen Chlorophyll a und b sowie 50 Carotinen, und das PS-II aus etwa

250 Molekülen Chlorophyll a und b und 50 Carotinen. Die Farbstoffmoleküle sind bei

beiden Photosysthemen jeweils in etwa 30 Proteinmoleküle eingebunden. Die

Hauptaufgabe der Lichtsammelkomplexe besteht im effizienten Absorbieren von

Lichtquanten. Nach einer Kette von Redoxschritten kann diese Energie dann an das

ebenfalls im Photosystem enthaltene Reaktionszentrum übertragen werden. Dort

dienen vier Chlorophylle als primäre Elektronendonoren. Die einfließende Energie

leitet dabei eine Elektronentransportkette ein, woraus schlussendlich die Bildung von

Zucker und Sauerstoff als Nebenprodukt resultiert. Für detaillierte Ausführungen zum

Mechanismus der Photosynthese sei auf entsprechende Lehrbücher verwiesen.[2]

1.2 Offenkettige Oligopyrrole

Obwohl in der Natur die Verwendung von sowohl cyclischen als auch offenkettigen

oligopyrrolischen Verbindungen verbreitet ist, hat sich der Fokus synthetischer

Arbeiten bisher hauptsächlich auf die makrocyclischen Vertreter gerichtet.[I]

Die Ursprünge der Chemie offenkettiger Oligopyrrole gründen sich auf die

Gallenfarbstoffe, welche aus der Biodegradation des Häms (1) und anderer

Porphyrinderivate hervorgehen. Als Pionier in diesem Bereich ist insbesondere

Fischer zu erwähnen, der unter anderem in den 30er Jahren des letzten

Jahrhunderts die Konstitution des Gallenfarbstoffs Bilirubin (5) aufgeklärt hat

(Abbildung 3).[3]

Trotz dieser frühen Arbeiten Fischers und anderer hat sich das synthetische

Repertoire zur Darstellung linearer Tetrapyrrole seit dieser Zeit bei weitem nicht in

I Neben den oben genannten Beispielen der makrocyclischen Verbindungen sind auch offenkettige pyrrolische Verbindungen von biologischer Bedeutung. In Kapitel 3 wird ausführlicher auf eine dieser Funktionen eingegangen. Weitere Beispiele sind die erwähnte Verwendung als Hilfspigmente in der Photosynthese, und auch in der Biosynthese bzw. als Metabolite von Makrozyklen haben lineare Oligopyrrole wichtige Funktionen.

Einleitung

- 4 -

dem Umfang entwickelt, wie man es aufgrund der biologischen Relevanz dieser

Naturstoffklasse erwarten sollte.

HN

HNNH

NH

O O

HO2C CO2H

5 Abbildung 3: Strukturformel des Gallenfarbstoffs Bilirubins (5), welches aus dem Abbau von Häm (1)

hervorgeht.

Als eine Ursache dafür muss die präparativ anspruchsvollere Handhabung linearer

Polypyrrole genannt werden, die viele Forschergruppen davon abgehalten hat, sich

der organisch-synthetischen Erkundung dieser Substanzklasse zuzuwenden.

Aufgrund dieses eingeschränkten Zugangs werden für koordinationschemische

Untersuchungen noch bis heute einige Liganden durch biomimetische

Ringöffnungsreaktionen an Metalloporphyrinen gewonnen. Auch aufgrund dieser

Einschränkungen ist die Koordinationschemie der linearen pyrrolischen Liganden ein

wenig erforschtes Gebiet und ist in seinem Umfang nicht ansatzweise mit dem der

porphyrinoiden Makrocyclen zu vergleichen. Daraus resultierend haben diese

Liganden bisher auch noch keinen Einzug in das Gebiet der Katalyse erhalten.

Metallkomplexe der Porphyrine und verwandter Makrozyklen sind hingegen für

solche Zwecke mittlerweile auch kommerziell erhältlich.

Die Motivationen der Forschergruppen, die sich mit der Synthese offenkettiger

Oligopyrrole beschäftigen, sind sehr unterschiedlich. So sind neben den schon

angesprochenen Themenkomplexen (biologische Relevanz und koordinations-

chemische Aspekte) vor allem zwei weitere Gebiete von besonderer Bedeutung.

Zum einen sind das die optischen Eigenschaften, die durch das ausgedehnte π-

System hervorgerufen werden und ein allgegenwärtiges Merkmal oligopyrrolischer

Verbindungen sind.[4]

Einleitung

- 5 -

N

NN

N

O O

6 a

Ni

N

NN

N

OOHC

6 b

Zn

OH2

HN

NNHNO O

6 c

BF F

Abbildung 4: Erste Metallobilene mit belegten Molekülstrukturen. Die β-Substituenten sind nicht

dargestellt.

Zum anderen wird mit den linearen Polypyrrolen in das Gebiet der supramolekularen

Chemie vorgestoßen.[5] In diesem Zusammenhang wird der Entwicklung neuer

Methoden zum Aufbau langkettiger Oligopyrrole große Beachtung geschenkt. Die

Synthese von Oligopyrrolen mit mehr als vier Pyrroleinheiten ist, im präparativen

Sinne, eines der anspruchvollsten Teilgebiete in der Pyrrolchemie.

N HN

N

NH N HN

NNH

N

HN

NNH

7

Abbildung 5: Strukturformel des offenkettigen Dodecapyrrols 7, welches die momentane Grenze in

der Synthese von langkettigen Oligopyrrolen markiert.[6]

Dabei wird insbesondere die Ausbildung von mehrkernigen, linearen

Metallkettenkomplexen angestrebt, welche sich durch Selbstorganisationsprozesse

aus den Metallionen und zwei oder mehr Liganden bilden. Solche als Helikate

Einleitung

- 6 -

bezeichnete Komplexe sind neben anderem für die Untersuchung von Metall-Metall-

Wechselwirkungen von herausragendem Interesse.

N

N

N

N

N

N

8

N

N

Zn

Zn

Abbildung 6: Helikaler Zinkkomplex. Die β-Substituenten sind nicht dargestellt.

Um einen Eindruck von der Vielfalt der unterschiedlichen Ligandensysteme zu

vermitteln, sind in der nachfolgenden Abbildung 7 einige natürliche und künstliche

offenkettige Oligopyrrole mit weniger als vier Pyrroleinheiten dargestellt.

NH HN NH N NH N

NH N

HN N

N

NH

N HN

Dipyrromethan Dipyrrin 2,3'-Dipyrromethen 3,3'-Dipyrromethen

O

TripyrrinonTripyrrin

N N

N

O

Prodigiosin

N HN

O O

Propentdyopent

Abbildung 7: Auswahl von bekannten offenkettigen Oligopyrrolen mit weniger als vier Pyrroleinheiten.

Die Variationen in der Verknüpfung der einzelnen Pyrrole ergibt selbst bei wenigen Pyrroleinheiten

mannigfaltige Möglichkeiten zur Modifikationen der Liganden allein durch diesen Parameter.

BisBODIPYs-Neuartige Fluoreszenzfarbstoffe auf Pyrrolbasis

- 7 -

2 BisBODIPYs - Neuartige Fluoreszenzfarbstoffe auf

Basis der 2,2'-Bidipyrrine

2.1 BODIPY - der bedeutendste künstliche pyrrolische Farbstoff

Die Entwicklung moderner Synthesemethoden oligopyrrolischer Verbindungen war

lange Zeit stark an die Bedürfnisse der Porphyrinchemie gekoppelt. So hat auch die

Etablierung des Dipyrrins (Abbildung 8) als Synthesebaustein durch Hans Fischer[3]

Ende der dreißiger Jahre des letzten Jahrhunderts zunächst nur auf eine Erweiterung

des synthetischen Repertoires für diese Verbindungsklasse abgezielt.

Metallkomplexe des Dipyrrin-Liganden wurden zunächst nur als ungewünschte

Produkte bei der Synthese sterisch anspruchsvoller Koordinationsverbindungen des

Porphyrins beschrieben.[7] Im Laufe der Zeit fanden aber auch dem Porphyrin

verwandte Liganden wachsende Beachtung für koordinationschemische Unter-

suchungen und haben sich zu eigenständigen Forschungsobjekten entwickelt.[8]

Heute sind Metallkomplexe des Dipyrrins mit einer Vielzahl von Haupt- und

Nebengruppenmetallen in der Literatur beschrieben. Ein jüngst erschienener

Übersichtsartikel fasst Ergebnisse auf diesem Gebiet zusammen.[9]

N NNH NB

FF

meso

α

β

1

2

34

56

7

8

910 11

1

2

34

5

6

78

Dipyrrin BODIPY

Abbildung 8: Struktur und Nomenklatur des Dipyrrin- und des BODIPY-Grundkörpers.

In diesem Zusammenhang hat die Klasse der Difluorboryl-Komplexe des Dipyrrins

(auch 4,4-Difluoro-4-bor-3a,4a-diaza-s-indacen) besondere Beachtung gefunden


- 8 -

(Abbildung 8). Obwohl Treibs und Kreutzer[10] schon 1968 erstmals über die

Synthese und die augenscheinliche Fluoreszenz dieser Verbindungsklasse

berichteten, erfuhr sie bis in die achtziger Jahre des letzten Jahrhunderts nur wenig

Beachtung. Dies änderte sich, als die Firma Molecular Probes (Eugene, Oregon

heute Invitrogen; Carlsbad, Kalifornien) diese Verbindungsklasse unter dem

Handelsnamen BODIPY® (aus dem engl. für BOron DIPYrrin) als Fluoreszenzmarker

für molekularbiologische Anwendungen vermarktete.[11] Heutzutage bedeckt das

Spektrum der Anwendungen fast alle Bereiche in denen Farbstoffe anzutreffen sind.

So findet der Farbstoff neben seinem ursprünglichen Einsatz als Biolabel[11,12] auch

als Kationen-Sensor[13], light-harvester[14], Laserfarbstoff[15] und in anderen Bereichen

der Materialwissenschaften[16] Anwendung.

Die Ursache für die vielseitige und überaus erfolgreiche Einsatzbreite dieser

Farbstoffklasse lässt sich auf einige grundlegende Eigenschaften zurückführen:

• Synthetisch relativ einfach und in präparativ nützlichen Mengen zugänglich

• Verschiedenste Substitutionsmuster sind zu realisieren

• Hoher molarer Extinktionskoeffizient[11] (ε > 80.000 M-1cm-1)

• Hohe Fluoreszenzquantenausbeute[11] (Φ > 0.70)

• Moderates Redoxpotential und daher für Anwendungen als Fluoreszenz-

schalter in ET- und CT-Prozessen interessant[17]

Als Nachteil erweist sich, das der BODIPY-Farbstoff klassischerweise auf den

Einsatz im Wellenlängenbereich von 470-530 nm beschränkt ist. Zusätzlich ist der

Stokes-Shift[I] von 5-15 nm für viele Anwendungen ein limitierender Faktor.

Insbesondere für die Verwendung in der Einzelmolekülspektroskopie und in

Multiplexing-Anwendungen[II] ist diese Eigenschaft ein drastischer Nachteil.

Mehrere Forschergruppen haben sich dieser Probleme angenommen und neuartige

Ansätze zur Verbesserung des BODIPY-Chromophors vorgestellt. Eine

entscheidende Verbesserung im Hinblick auf den engen Absorptionsbereich hat die

Gruppe um O'Shea erarbeitet. So haben sie erste Berichte in den frühen 1990'ern[18]

über die andersartigen spektroskopischen Eigenschaften so genannter aza- I Der Stokes-Shift bezeichnet die Differenz in der Wellenlänge der absorbierten zu den emmitierten Photonen in Fluoreszenz- bzw. Phophoreszenzprozessen.

II Unter Multiplexing versteht man die simultane Anregung und Beobachtung mehrerer unterschiedlicher Fluoreszenzfarbstoffe.


- 9 -

BODIPYs aufgegriffen und weiter ausgearbeitet. Bei den aza-BODIPYs ist die

verbrückende Methingruppe durch ein Stickstoffatom ersetzt (Abbildung 9).

Dieser Eingriff in das Grundgerüst des Chromophors bewirkt eine Rotverschiebung

der Hauptabsorption um etwa 150 nm auf 650-680 nm.[19]

N N

N

BFF

CHCl3, φ 0.34λmax Abs. 650 nmλmax Em. 672 nm

N N

N

BFF

CHCl3, φ 0.23λmax Abs. 664 nmλmax Em. 695 nm

MeO OMe

CHCl3, φ < 0.01λmax Abs. 653 nmλmax Em. 679 nm

N N

N

BFF

MeO OMe

BrBr

Abbildung 9: Ausgewählte aza-BODIPYs und repräsentative spektroskopische Eigenschaften.[19]

Mit diesen Arbeiten konnte die Absorption des Chromophors in einen Bereich

verschoben werden, der besonders für biologische Anwendung interessant ist. So ist

in dem so genannten "Biologischen Fenster" zwischen 600 nm und etwa 800 nm die

Eigenabsorption von biologischem Material sehr niedrig. Zusätzlich gibt es in diesem

Bereich nur geringfügige Hintergrundfluoreszenz durch störende intrinsische

Fluorophore.[20] Weiterhin ist die Strahlung die zur Anregung benötigt wird von

geringerer Energie. Dies ist bei biologischen Proben - insbesondere bei der

Untersuchung von lebenden Organismen - von Bedeutung.

Andere Arbeiten wiederum zielen auf die Vergrößerung des Stokes-Shift's ab. Ein

kleiner Stokes-Shift erfordert einen großen apparativen Aufwand in Einzelmolekül-

Untersuchungen und Multiplexing-Anwendungen, wie zum Beispiel der DNA

Sequenzierung. Es werden dabei sehr große Anforderungen an die eingesetzten

optischen Filter gestellt, da mit einer sehr hohen Genauigkeit vom Fluorophor

emittierte Photonen von Anregungsphotonen unterschieden werden müssen. Je

größer die Wellenlängendifferenz der absorbierten zur emittierten Strahlung ist, also

je größer der Stokes-Shift ist, desto weniger technischer Aufwand muss


- 10 -

diesbezüglich betrieben werden. Somit ist es leicht ersichtlich, dass das Interesse an

solchen Fluorophoren besonders hoch ist.

Ziessel und Mitarbeiter haben ausführliche Untersuchungen vorgestellt in denen sie

die Fluoratome durch chromophore Systeme, wie dem Pyren, direkt oder durch

Ethinspacer verbrückt substituieren (Abbildung 10).[21]

N NB

FF

N NB

Energie-Transfer-Kassette nach BurgessEnergie-Transfer-Kassette nach Ziessel

Abbildung 10: Beispiele von Energie-Transfer-Kassetten auf BODIPY-Basis.

Der Vorteil solcher als Energie-Transfer-Kassetten bezeichneter Anordnungen

besteht in dem großen Stokes-Shift, der dabei erreicht werden kann. So kann, wenn

die beiden chromophoren Systeme kein gemeinsames π-System ausbilden, der

Chromophor mit der höherenergetischen Absorption gezielt angeregt werden. Die

Energie wird dabei bestenfalls vollständig und strahlungslos auf den Chromophor mit

der niederenergetischeren Anregung übertragen, welcher diese dann als

Fluoreszenzphoton abgibt. Man beobachtet in solchen Fällen also die Absorption des

einen Farbstoffes und die Fluoreszenz des anderen. Mit solchen Energie-Transfer-

Kassetten können Stokes-Shift's von einigen hundert Nanometern realisiert werden.

Da diese spektroskopischen Eigenschaften andere mechanistische Ursachen haben,

spricht man in solchen Fällen von einem visuellen- bzw. einem pseudo-Stokes-Shift.

In diesem Zusammenhang sind auch die Arbeiten der Gruppe um Burgess zu

erwähnen.[22] Diese verknüpfen die als Donoren bezeichneten Chromophore über

Spacereinheiten an der meso-Position des BODIPYs, der als Akzeptor wirkt


- 11 -

(Abbildung 10). Diesbezügliche Arbeiten und weitere Aspekte bezüglich des

BODIPY-Farbstoffes sind in kürzlich erschienen Übersichtsartikeln erfasst.[23]

2.2 Themenstellung

In einer vorangegangen Studie konnte gezeigt werden, dass 2,2'-Bidipyrrine dazu

befähigt sind zwei Bordifluorideinheiten zu binden.[24] Damit repräsentieren diese

Komplexe formal zwei direkt miteinander verknüpfte BODIPY-Einheiten. In dieser

ersten Studie wurde auch die augenscheinliche Fluoreszenz dieser Farbstoffe

beschrieben. Eine sich daran anschließende Arbeit beschäftigte sich intensiv mit der

präparativ anspruchsvollen Synthese dieser Komplexe.[25] Im Rahmen dieser

Untersuchungen wurde erkannt, dass die spektroskopischen Eigenschaften

wesentlich von denen der BODIPYs abweichen. So zeigt der BODIPY-Chromophor

typischerweise eine Hauptabsorptionsbande um 500 nm und eine Stokes-

Verschiebung von etwa 10-15 nm. In ersten rein qualitativen Untersuchungen zeigten

die BisBODIPYs zwei Hauptabsorptionen (~490 und ~560 nm), die beide von

vergleichbarer Intensität sind. Zusätzlich offenbarte ein ungewöhnlich hoher Stokes-

Shift von etwa 60 nm, eine für fluoreszenzanalytische Anwendungen sehr

interessante Eigenschaft dieser neuen Farbstoffklasse.

Ein Hauptanliegen der vorliegenden Arbeit war die Ursache dieser

spektroskopischen Eigenschaften näher zu ergründen und quantitativ zu erfassen.

Im weiteren Verlauf sollten diese Fluoreszenzfarbstoffe funktionalisiert werden, um

einen Einsatz in den Bio- und Materialwissenschaften zu ermöglichen. Dabei sollte

der Markierung von Biomolekülen, wie Proteinen, eine besonders hohe Priorität

zugewiesen werden.


- 12 -

2.3 Theoretische Vorüberlegungen und Syntheseplanung

2.3.1 Vorüberlegungen zur Untersuchung der

photophysikalischen Eigenschaften

Die spektroskopischen Eigenschaften von organischen Farbstoffen werden durch

deren Substitutionsmuster maßgeblich beeinflusst. Das Grundgerüst der 2,2'-

Bidipyrrine (BDP) (Abbildung 11) lässt prinzipiell eine Vielzahl unterschiedlicher

Variationen der Peripherie zu. Allerdings wäre eine ungerichtete Synthese von Farb-

stoffbibliotheken nur mittelbar von Vorteil. Zwar könnten relativ schnell qualititative

Aussagen über Absorption- und Emmissionverhalten getroffen werden. Quantitative

Untersuchungen, wie die Bestimmung der Fluoreszenzlebensdauern oder der

Quantenausbeute, sind dagegen zeitaufwändiger und können daher aus rein

praktischen Gründen nicht routinemäßig für eine große Menge an Verbindungen

bestimmt werden. Diese liefern im Allgemeinen aber deutlich aufschlussreichere

Daten. So lassen sich damit zum Beispiel Rückschlüsse auf vorherrschende

Deaktivierungsprozesse ziehen.[20]

NH

NH

N N

2

34

5(meso) 6

7

8

9 10

2'3'

4'

5' 6' (meso)

7'8'

9'10'

2,2'-Bidipyrrin (BDP)

Abbildung 11: Grundgerüst und Nomenklatur der 2,2'-Bidipyrrine.

Aus diesem Grund wurde für erste eingehendere spektroskopische Untersuchungen

eine Gruppe von vier Zielverbindungen 9 bis 12 gewählt, die ganz bestimmte

Fragestellungen adressieren (Abbildung 12). Zusätzlich sollten BODIPYs 13 bis 16

mit einem möglichst ähnlichen Substitutionsmuster als Modellverbindungen

hergestellt werden (Abbildung 12).


- 13 -

N NBF2

N NBF2

N NBF2

N NBF2

13

14

15

16

N N

N NBF2 F2B

9

N N

N NBF2 F2B

N N

N NBF2 F2B

N N

N NBF2 F2B

10

11

12

Abbildung 12: Zielverbindungen der neuartigen BisBODIPYs 9, 10, 11 und 12 für eingehende

spektroskopische Untersuchungen (links). Struktur der als Modellverbindung dienenden BODIPYs 13,

14, 15 und 16 (rechts).


- 14 -

Damit sollte es möglich sein physikalische Charakteristika, die einzig durch die

Verknüpfung der beiden BODIPY-Untereinheiten verursacht werden, von denen der

durch die Peripherie verursachten zu unterscheiden. Wie aus Abbildung 12 zu

entnehmen ist sind sowohl bei den BisBODIPYs als auch bei den

Modellverbindungen alle pyrrolischen Positionen substituiert. Obwohl einige

Verbindungen der BODIPYs bekannt sind, bei denen zum Beispiel die β-Positionen

Wasserstoffatome tragen,[11,23b] sollte dies bei den BisBODIPYs in diesen ersten

Untersuchungen zunächst umgangen werden. Dies gründet sich auf Beobachtungen

der hohen Reaktivität freier pyrrolischer Positionen, die speziell in der Arbeitsgruppe

Bröring bei den 2,2'-Bidipyrrinen gemacht wurde.[24,26] Dabei handelt es sich im

allgemeinen um Reaktionen, die durch Übergangsmetalle hervorgerufen werden.

Auch Lewis-Säuren führen gelegentlich zu unerwarteten Reaktionen. So konnte bei

den ersten Untersuchungen zu den BisBODIPYs ein pentapyrrolischer Komplex

isoliert werden, dessen Konnektivität und Koordinationsmuster nicht den

Erwartungen entsprach (Abbildung 13). Beim BODIPY-Chromophor ist eine

Rotverschiebung der Absorption bei steigendem Alkylierungsgrad bekannt.[23b] Somit

ist es von Interesse, ob sich diese Manipulationen an spektroskopischen Parametern

am BisBODIPY-System in ganz analoger Weise durchführen lassen.

N

NH

N N

NB

B

FF

FF

Abbildung 13: Angenommene Struktur einer pentapyrrolischen Verbindung, die in ersten Unter-

suchungen zu der Synthese von BisBODIPYs isoliert werden konnte.[24]

In einer dieser Studie vorangegangenen Diplomarbeit wurden erste Hinweise

gewonnen, dass der sterische Anspruch der Ethylgruppe an der 3- und 3'-Position

entscheidend für das grundsätzlich von den BODIPYs unterschiedliche optische

Verhalten ist.[25] Um diesen Parameter in allen Fällen konstant zu halten und damit


- 15 -

die gleiche räumliche Orientierung der chromophoren Untereinheiten zueinander zu

gewährleisten, tragen alle vier Zielverbindungen eine Ethylgruppe an dieser Position.

In Abbildung 14 ist die sterische "Zwangslage" der BisBODIPYs skizziert, die durch

generelle Überlegungen angenommen werden kann.

N N

N NBF2

N

N

N

N

F2B

BF2

N N

N NBF2 F2BF2B

Papierebene

Senkrecht zur Papierebene

U-Form S-FormWinkelform

Abbildung 14: Grundlegende Annahmen zur räumlichen Anordnung der Dipyrrin-Untereinheiten in

den BisBODIPYs. Die beiden äußeren Formen können durch die Wechselwirkungen der BF2-

Einheiten, der 3,3'-Ethylgruppen und der terminalen Methylgruppen nicht realisiert werden. Durch

orthogonal zueinander ausgerichtete Dipyrrin-Scheren kann der Fluorophor den sterischen Druck

minimieren (mitte).

Unter Einhaltung dieser Rahmenbedingungen wurde das weitere Substitutionsmuster

in folgender Weise gewählt:

• Verbindung 9 und 10 unterscheiden sich in der Anzahl der Methylgruppen und

Ethylsubstituenten.

Dadurch sollten in erster Linie Rückschlüsse auf eventuelle strahlungslose

Deaktivierungsprozesse durch Schwingungen und Rotationen gezogen

werden.

• Verbindung 11 und 12 sind an den meso-Positionen arylsubstitutiert.

Zum einen sollten auch in diesem Fall mögliche Deaktivierungsprozesse

untersucht werden, wie sie durch Verdrehung der Arylsubstituenten zu den

Chromophorebenen verursacht werden können. Die unterschiedliche


- 16 -

Substitution an den die Arylgruppen flankierenden Stellen, könnte eine

mögliche sterische Unterdrückung dieser unerwünschten Deaktivierung

bewirken. Auch eine mögliche Stabilisierung der Farbstoffe durch Blockierung

der reaktiven meso-Position sollte mit den Verbindungen 11 und 12 studiert

werden.

• Verbindungen 13 bis 16 spiegeln die monomeren Bausteine der neuartigen

Fluoreszenzfarbstoffe wieder.

Die Substitutionsmuster wurden so gewählt, dass physikalische Unterschiede

zu den Stammverbindungen allein auf die kovalente Verknüpfung und der

daraus resultierenden räumlichen Anordnung der Unterstrukturen zueinander

resultieren. Bei den arylsubstituierten BODIPYs 15 und 16 wurde aufgrund der

synthetischen Zugänglichkeit von unsymmetrisch substituierten Vertretern auf

eine exakte Übereinstimmung der Peripherie verzichtet. Allerdings tragen die

Modellverbindungen an den β-Positionen, die die meso-Positionen

eingrenzen, vergleichbare Gruppen. Die zu untersuchenden Effekte sollten

trotz dieser Vereinfachungen relativ gut miteinander zu vergleichen sein.

2.3.2 Syntheseplanung eines funktionalisierten und zur

Konjugation an Proteine befähigten BisBODIPYs

Die unselektive Markierung von Proteinen ist heutzutage eine routinemäßig genutzte

Prozedur im Life Science Bereich.[11] Dabei wird in diesem speziellen Fall

hauptsächlich die Verfügbarkeit von Aminofunktionen in Proteinen ausgenutzt, wie

sie sich durch das N-terminale Ende einer Aminosäurekette oder durch die Reste der

Aminosäuren, wie dem Lysin, bereitgestellt werden.[27] Dabei ist eine Aktivierung der

Fluorophore als Succinimid-Ester besonders vorteilhaft. Zum einen zeigen solche

sogenannten Aktiv-Ester eine ausreichende Hydrolyse-Stabilität in wässrigen

Medien. Zum anderen wird die Ausbildung der Amidbindung zwischen der

Aminofunktion des Proteins und der Carbonsäurefunktion des Fluorophors durch die

Thermodynamik der Reaktion unterstützt.

Aus diesen Gründen wurde für die anvisierte Funktionalisierung eines BisBODIPYs

die Aktivierung als Succinimidester geplant (Abbildung 15).


- 17 -

N N

N N

X

X = I;n

O

O N

O

O

BF2 F2B

Abbildung 15: Darstellung des gewünschten minimal Substitutionsmusters eines BisBODIPYs zur

möglichst vielseitigen Modifizierung und zur unselektiven Markierung von Proteinen.

Dabei sollte der Succinimidester nicht direkt am Fluorophor angebracht werden, um

eine mögliche Wechselwirkung mit dem Protein und einen unerwünschten Einfluss

der angefügten Funktionalität auf das optische Verhalten zu vermeiden. Für diesen

Zweck war eine Funktionalisierung über die meso-Position des Fluorophors am

zweckmäßigsten. Die Unterdrückung einer Wechselwirkung zwischen Protein und

Fluorophor sollte durch einen Spacer gewährleistet werden. Zusätzlich sollte es

möglich sein den Fluorophor für nachfolgende Projekte andersartig zu modifizieren.

Aus diesem Grund sollte der Succinimidester erst nachträglich eingeführt werden.

Für dieses Vorhaben wurde eine Funktionalität benötigt, die eine breite Palette an

nachträglichen Manipulationen zulässt. Diese Bedingung wird durch einen

Arylsubstituenten mit einem Iodatom in der para-Position erfüllt. Dieser sollte eine

Vielzahl an etablierten Kreuzkupplungsreaktion ermöglichen und damit eine breite

Basis für spätere Modifikationen bilden. Der Succinimidester sollte in diesem Fall am

anderen Ende des Spacers durch eine Alkingruppe terminiert werden. Damit kann

die Anknüpfung in einer sehr zuverlässigen Sonogashira-Kupplung erfolgen.


- 18 -

2.4 Synthese und Charakterisierung der BODIPYs

2.4.1 Synthese der BODIPYs

Wie schon eingangs erwähnt sollten für vergleichende Studien die BODIPYs 13-16

als Referenzfarbstoffe synthetisiert und studiert werden (Abbildung 16).

N NBF2

N NBF2

N NBF2

N NBF2

13 14

15 16 Abbildung 16: BODIPYs 13-16 für vergleichende Untersuchungen.

Wie man Abbildung 16 entnehmen kann unterscheiden sich die Chromophore 13

und 14 von 15 und 16 vornehmlich durch den Tolylsubstituenten in der meso-

Position. Dieser Unterschied bedingt, dass zwei verschiedene Syntheserouten

Verwendung finden. Bei den Verbindungen 13 und 14 wurden zunächst die

entsprechenden Dipyrrine 25 und 26 als Hydrobromide hergestellt (Schema 2). Dazu

wurden die Pyrrole 17 bis 19 in Etylenglykol mit Natriumhydroxid unter Rückfluß

verseift und thermisch decarboxyliert. Eine Vilsmeier-Haack-Formylierung der Pyrrole

21 und 22 lieferte die α-Formylpyrrole 23 und 24, welche in einer HBr-vermittelten

Kondensationsreaktion mit den Pyrrolen 20 und 21 in siedendem Methanol die

Dipyrrine 25 und 26 als rote, feinkristalline Feststoffe liefern.


- 19 -

NH

R2R1

CO2EtNH

R2R1

NH

R2R1

CHO

17 R1 = Me; R2 = Me18 R1 = Et; R2 = Et19 R1 = Et; R2 = Me

20 R1 = Me; R2 = Me21 R1 = Et; R2 = Et22 R1 = Et; R2 = Me

23 R1 = Et; R2 = Et24 R1 = Et; R2 = Me

NaOH / Glykol, POCl3 / DMF

HBr,

NH NR4

R3R2

R1

x HBr

MeOH

24 + 20

bzw.

23 + 21

13 R1 = Et; R2 = R3 = R4 = Me14 R1 = R2 = R3 = R4 = Et

25 R1 = Et; R2 = R3 = R4 = Me26 R1 = R2 = R3 = R4 = Et

BF3*OEt2

NEt3 N NR4

R3R2

R1

BF2

Schema 2: Synthese der BODIPYs 13 und 14.

Die Dipyrrine wurden abschließend in Dichlormethan bei Raumtemperatur mit

Bortrifluorid-Etherat und Triethylamin als Hilfsbase zu den Farbstoffen 13 und 14

umgesetzt. Diese konnten nach säulenchromatographischer Aufreinigung an Silica

und Umkristallisation aus Dichlormethan / Methanol als oranger Feststoff

analysenrein erhalten werden. Die Ausbeuten im letzten Schritt von 69% im Fall von

13 und 58% im Fall von 14 lagen dabei in einem befriedigenden Bereich.

Die Synthese der BODIPYs 15 und 16 konnte in einem Eintopfverfahren

durchgeführt werden (Schema 3). Dazu wurden 2 Äquivalente des entsprechenden

α-freien Pyrrols 20 oder 21 mit einem Äquivalent p-Toluylchlorid für vier Tage in

Dichlormethan gerührt. Zu dieser Reaktionsmischung, die durch das gebildete

Dipyrrin-Hydrochlorid rot gefärbt war, wurden BF3-Etherat und Triethylamin gegeben

und einen weiteren Tag gerührt. Nach Aufarbeitung konnten die BODIPYs 15 und 16

durch chromatograpische Aufreinigung an Silica als orange-grüne und stark

fluoreszierende Fraktionen gewonnen werden. Nach Umkristallisation aus

Dichlormethan / Methanol konnten sie mit einer Ausbeute von 42% (15) bzw. 45%

(16) als orange Feststoffe analysenrein erhalten werden.


- 20 -

NH

RROCl

20 R = Me21 R = Et

2 + 1.) 4 d

2.) BF3*OEt23.) NEt3

N NBF2

R

RR

R

15 R = Me16 R = Et

Schema 3: Synthese der BODIPYs 15 und 16.

Sowohl im Fall von 15 als auch im Fall von 16 folgte den Produktfraktionen eine

polarere gelbe Fraktion mit einer schwachen gelben Fluoreszenz. Diese konnten als

die Difluoroboryl-Komplexe der acylierten Pyrrole identifiziert werden (Abbildung 17). Die Ausbeuten betrugen 7% (27) bzw. 4% (28).

N

R

R

OB

27 R = Me28 R = Et

F F

Abbildung 17: Nebenprodukte bei der Eintopfsynthese der BODIPYs 15 und 16.

Diese monopyrrolischen Farbstoffe wurden in der Literatur bisher nur einmal als

Nebenprodukte in dieser Reaktion beschrieben.[28] Sie entstehen, wenn die als

Zwischenprodukte auftretenden acylierten Pyrrole nicht vollständig zu den Dipyrrinen

weiterreagieren. Man kann ihre Bildung durch große Überschüsse an Pyrrol (> 5 Äq.)

unterbinden. Allerdings geht dies mit einer erhöhten Produktion von undefinierten

oligopyrrolischen Verbindungen einher, welche nur schwer in vollem Umfang vom

gewünschten Produkt abzutrennen sind. Die Verringerung des Pyrrolanteils auf ein

äquimolares Verhältnis zum Säurechlorid wird in der Literatur[28] mit einem Anstieg

dieser Nebenprodukte auf 18% beschrieben. Da auch diese Chromophore

interessante photophysikalische Eigenschaften besitzen (Kapitel 2.4.4), wurde


- 21 -

versucht den Anteil der monopyrrolischen Farbstoffe in der Reaktion weiter zu

erhöhen. Im Prinzip besteht zwar die Möglichkeit, die acylierten Pyrrole direkt

herzustellen[29] und dann in einer weiteren Reaktion mit Bortrifluorid zu den

gewünschten Komplexen umzusetzen. Allerdings ist die Synthese von beiden

Farbstoffklassen in einem Reaktionsansatz von großem Vorteil, da sie keine

unabhängigen Syntheserouten benötigen. Der Umstand, dass die Ansätze bei dieser

Reaktion auch im Gramm-Maßstab durchgeführt werden können und beide Produkte

im Allgemeinen gut voneinander zu separieren sind, macht ein solches Vorgehen

damit recht attraktiv.

Unter Ausnutzung der sehr schlechten Löslichkeit der N,O-Chelate in unpolaren

Lösungsmitteln wie Pentan, eines Überschusses an Säurechlorid und einer

alternativen Reaktionsführung konnten die Verhältnisse der beiden Produkte

umgekehrt werden. Dazu wurden im Reaktionskolben alle Komponenten mit

Ausnahme des Pyrrols in Pentan vorgelegt. Das benötigte Pyrrol wurde in Pentan

gelöst in einem Tropftrichter mit Druckausgleich auf die Mischung aufgesetzt. Durch

gelindes Erwärmen der Reaktionsmischung für drei Tage konnte das Lösungsmittel

langsam durch den Druckausgleichskörper gelangen und an einem über dem

Tropftrichter sitzenden Kühler kondensieren. Dabei wurde durch das zurücklaufende

Pentan stetig etwas Pyrrol in die Reaktionsmischung gewaschen. Durch dieses

Vorgehen herrscht in der Reaktionsmischung ein dauernder Mangel an Pyrrol, was

die Bildung von Dipyrrin erschwert. Durch das Vorhandensein der anderen

Komponenten (BF3 und Base) kann gebildetes acyliertes Pyrrol direkt in den in

Pentan unlöslichen Difluoroboryl-Komplex umgesetzt werden. Durch das

beschriebene Verfahren konnten die Verhältnisse im Falle des BODIPYs 15 und

seinem Nebenprodukt 27 mit Ausbeuten von 42% zu 7% auf 29% zu 62% umgekehrt

werden. Das trotzdem der Chromophor 15 gebildet wurde, kann damit erklärt

werden, dass auch isoliertes 27 mit Pyrrol, BF3 und Base zu dem BODIPY 15

umgesetzt werden kann. Die Ausbildung des N,O-BF2-Komplexes kann unter diesem

Gesichtspunkt auch als Aktivierung des Carbonylkohlenstoffes für einen nucleophilen

Angriff gedeutet werden.


- 22 -

2.4.2 Röntgenkristallographische Untersuchungen der

BODIPYs und der N,O-Difluoroboryl-Pyrrole

2.4.2.1 N,O-Difluoroboryl-Pyrrole

Die Difluoroboryl-Komplexe der acylierten Pyrrole zeichnen sich durch eine

ausgeprägte Tendenz zur Kristallisation aus. Durch langsames Eindiffundieren von n-

Hexan in Lösungen der Komplexe in Dichlormethan konnten zur

Einkristallstrukturanalyse geeignete Kristalle erhalten werden. Der Farbstoff 27

kristallisiert in der triklinen Raumgruppe P 1 mit zwei Molekülen in der

Elementarzelle. Der ethylsubstituierte Chromophor 28 kristallisiert in der monoklinen

Raumgruppe C2/c und acht Molekülen in der Elementarzelle.

Beim Betrachten der Kristallstrukturen von 27 und 28 ist ein Merkmal besonders

augenscheinlich. Die Moleküle sind im Festkörper in einer Weise angeordnet, die

eine günstige Wechselwirkung der Fluoratome untereinander gewährleistet. In

Abbildung 18 ist dies exemplarisch anhand der Kristallstruktur von 28 gezeigt.

Abbildung 18: Ausschnitt aus dem Kristallverbund von 28. Die Wasserstoffatome wurden aus

Gründen der Übersicht weggelassen.


- 23 -

Der Festkörper von 28 wird von Ebenen durchzogen in denen die Moleküle einer

Ebene gleich ausgerichtet sind. Diese Ebene wird an einer Seite von einer Ebene

gleicher Ausrichtung und an der anderen Seite von einer Ebene mit

entgegengesetzter Ausrichtung begrenzt. Ein Blick auf den Querschnitt dieser

Schichten zeigt die Fluor-Fluor-Kontakte, die sich senkrecht zu diesen Ebenen als

Stränge durch den Festkörper ziehen.

Durch die Analyse der Molekülstrukturen beider Verbindungen konnten für das

Verständnis der photophysikalischen Eigenschaften wichtige Daten gewonnen

werden (Tabelle 1, Abbildung 19).

Die Bor-Fluor-Bindungslängen zeigen im Vergleich beider Strukturen keine großen

Unterschiede und liegen mit 1.377 Å (27) bzw. 1.373 Å (28) nur leicht unter dem

Erwartungswert von 1.43 Å.[30] Auch die F-B-F Winkel von 110.73° (27) und 111.33°

(28) sind im Vergleich zum idealen Tetraederwinkel von 109.5° nur etwas erhöht. Die

Ausbildung des Fünfringsystems durch die Koordination des Bors äußert sich

dagegen dramatischer im N-B-O-Winkel von nur 98.46° (27) bzw. 98.74° (28).

a) b)

Abbildung 19: a) Molekülstruktur von 27; b) Molekülstruktur von 28. Die Wasserstoffatome wurden

aus Gründen der Übersicht weggelassen.

Ein weiterer Aspekt, der beim Betrachten der Bindungslängen ins Auge fällt, betrifft

die Kohlenstoff-Sauerstoff-Bindung. Diese liegt mit 1.330 Å im Fall von 27 und

1.323 Å bei 28 deutlich über einer für Carbonylgruppen zu erwartenden

Bindungslänge von 1.19 Å. Eine Einfachbindung beschreibt die Bindungssituation

ebenfalls nicht hinreichend, da sie die für Kohlenstoff-Sauerstoff-Einfachbindungen

üblichen 1.43 Å signifikant unterschreitet. Eine ganz ähnliche Konstellation zeigt sich

in der Kohlenstoff-Kohlenstoff-Bindung zwischen C2 und C6. Sie liegt in beiden


- 24 -

Fällen mit 1.391 Å zwischen einer Einfachbindung (1.54 Å) und einer Doppelbindung

(1.33 Å). Somit sollte die Ketofunktion nicht isoliert betrachtet, sondern vielmehr als

Ausdehnung des aromatischen Systems des Pyrrolringes gedeutet werden. Dies

schlägt sich in einer Delokalisation der Bindungselektronen nieder und erklärt die

oben beschriebenen Bindungslängen. Durch diesen Befund läßt sich die

Gruppierung aus Pyrrol, Carbonylgruppe und BF2-Einheit am besten als ein

einheitliches, chromophores System beschreiben, welches den Toluylrest als

Substituenten trägt. Das eine solche Beschreibung die vorherrschende Situation sehr

gut wiederspiegelt, kann man durch weitere Analyse der Molekülstruktur

verdeutlichen.

Tabelle 1: Ausgewählte Bindungslängen/Å und –winkel/° der beiden monopyrrolischen Farbstoffe 27 und 28.

27 28

N-B 1.549(2) 1.547(16)

O-B 1.505(2) 1.5149(16)

B-F* 1.377 1.373

C6-O 1.3301(17) 1.3231(12)

C2-C6 1.391(2) 1.3911(16)

F1-B-F2 110.73(13) 111.33(10)

N-B-O 98.46(11) 98.74(8)

* = gemittelter Wert

Legt man eine Ebene durch die Atome des Pyrrolringes, der Carbonylgruppe und

des Bors, so ist die maximale Abweichung eines Atoms von dieser mittleren Ebene

im Fall von 27 0.041 Å bzw. 0.087 Å im Falle von 28 (Abbildung 20).


- 25 -

a)

b)

N

OBFF

0.048 0.060

0.0870.034

0.0650.042

0.0740.020

Abbildung 20: Veranschaulichung der Planarität innerhalb des chromophoren Systems von

Pyrrolring, Carbonylgruppe und Boratom: a) Aufsicht auf die mittlere Ebene in 27; b) Angabe der

Abweichung der Atome von der mittleren Ebene bei 28 / Å. Die Wasserstoffatome wurden aus


Zu diesen Ebenen sind die Toluylsubstituenten in einem Winkel von 13.57° (27) bzw.

33.89° (28) angeordnet. Die Tatsache das eine optimale Konjugation der beiden

Untereinheiten nicht realisiert werden kann, muss auf repulsive Wechselwirkungen

zwischen den Alkylsubstituenten am pyrrolischen C3 und den aromatischen

Wasserstoffatomen zurück zu führen sein. Diese Wechselwirkung zeigt sich

unverkennbar am Unterschied des Diederwinkels, der mit 13.57° bei dem

methylsubstituierten Derivat 27 deutlich kleiner ist als 33.89°, wie er bei dem an

dieser Position ethylsubstituierten Chromophor 28 zu beobachten ist.

2.4.2.2 BODIPYs

Glücklicherweise konnten von allen vier Zielverbindungen Kristalle mit einer für

kristallographische Untersuchungen genügenden Güte erhalten werden. Die

Kristallisationsbedingungen unterschieden sich bei den an den meso-Positionen

unsubstituierten Vertretern 13 und 14 von den tolylsubstituierten Farbstoffen 15 und

16. Bei ersteren konnte durch langsames Eindiffundieren von n-Hexan in Lösungen

von 13 bzw. 14 in Dichlormethan die Kristallisation eingeleitet werden. Bei den

Chromophoren 15 und 16 konnten aus Lösungen von Mischungen aus Methanol und

Dichlormethan durch langsames Verdampfen Kristalle gezüchtet werden.


- 26 -

Durchgängig kristallisieren die BODIPYs schlechter als die oben beschriebenen

N,O-BF2-Chelate 27 und 28. Zusätzlich kann verallgemeinert werden, dass die

Kristallisationsneigung der meso-freien Verbindungen 13 und 14 schwächer

ausgeprägt ist als bei den Verbindungen 15 und 16.

Alle vier BODIPYs kristallisieren im monoklinen Kristallsystem. Die asymmetrischen

Einheiten enthalten in allen Fällen vier Moleküle.

Wie bei den N,O-Chelaten 27 und 28 wird der Aufbau des Kristallverbundes bei den

BODIPYs 13-16 durch den dipolaren Charakter der Moleküle geprägt. In

Abbildung 21 ist ein Ausschnitt aus dem Kristallverbund von 14 gezeigt. Die

Moleküle einer Schicht orientieren sich in eine Richtung. Die Moleküle der

angrenzenden Schicht sind leicht versetzt und in die entgegengesetzte Richtung

orientiert. Durch diese Anordung kommt es wie bei den N,O-Chelaten zu Fluor-Fluor-

Kontakten zwischen den einzelnen Schichten.



Bei genauerer Analyse der Molekülstrukturen finden sich keine extremen

Abweichungen von Erwartungswerten bezüglich Bindungslängen oder –winkeln

(Tabelle 2). Lediglich der am Boratom angestrebte Tetraederwinkel wird bezüglich

des N1-B-N2-Winkels in allen vier Fällen im Bereich zwischen 106.54° (16) bis

107.75 (13) merklich unterschritten. Das die BF2-Gruppe in diesem Fall in einen

Sechsring eingebunden ist, bewirkt eine im Vergleich zu den N,O-Chelaten geringere

Abweichung von den optimalen 109.5°.


- 27 -

Tabelle 2: Ausgewählte Bindungslängen/Å und –winkel/° der BODIPYs 13-16.

13 14 15 16

B-F* 1.398 1.389 1.390 1.394

B-N* 1.543 1.555 1.546 1.546

F1-B-F2 109.01(16) 109.30(17) 109.64(15) 109.18(11)

N1-B-N2 107.76(15) 106.98(16) 106.81(14) 106.55(10)

Dipyrrin-F1BF2 89.16 89.66 88.62 89.83

BODIPY-Toloyl - - 78.82 82.88


Die Abweichung beträgt im dortigen Fünfringsystem mit etwa 98.5° sogar 11%. Die

BF2-Gruppierung ist mit einem Winkel zwischen 88.62° (15) bis 89.82° (16) in Bezug

zur Dipyrrin-Ebene faktisch orthogonal in den Liganden eingebettet. Die Ebene, die

durch die beiden Pyrrolringe, die Methinbrücke und das Boratom gebildet wird,

verdeutlicht auch bei den BODIPYs eine ausgeprägte Planarität (Abbildung 22a). So

liegt die Abweichung eines Atoms von dieser mittleren Ebene bei allen vier

Verbindung maximal zwischen 0.038 Å (13) und 0.092 Å (16).

a) b)

Abbildung 22: a) Molekülstruktur von 13 mit Blick auf die mittlere Ebene, die durch die Pyrrolringe,

die Methinbrücke und das Boratom gebildet wird; b) Molekülstruktur von 14. Die Ellipsoide umfassen

90% der Elektronendichte. Die Wasserstoffatome wurden aus Gründen der Übersicht weggelassen.


- 28 -

In Abbildung 22b ist die Molekülstruktur von 14 dargestellt. Man kann sehr gut

erkennen, dass die Auslenkungsparameter der Ellipsoide des Grundgerüsts sogar

bei Einbeziehung von 90% der Elektronendichte relativ klein sind. Auch dies ist ein

weiterer Indikator für die Rigidität des chromophoren Systems.

Abbildung 23: Molekülstruktur von 15. Die Ellipsoide umfassen 90% der Elektronendichte. Der

Tolylsubstituent wird durch die begrenzenden Methylgruppen in nahezu orthogonaler Position zum

Dipyrringerüst fixiert. Die Wasserstoffatome wurden aus Gründen der Übersicht weggelassen.

Die BODIPYs 15 und 16 tragen zusätzlich noch einen Tolylsubstituenten an der

meso-Position. Dieser ist durch die ihn flankierenden Alkylsubstituenten und ihren

Raumanspruch eingeschnürt, was eine koplanare Anordnung verhindert und sich in

einem Diederwinkel von 78.82° (15) bzw. 82.88° (16) äußert (Abbildung 23).

2.4.3 NMR-Spektroskopische Charakterisierung der BODIPYs

und der N,O-Difluoroboryl-Pyrrole

Aufgrund der ausgeprägten Delokalisation und der damit verbundenen faktischen

C2v-Symmetrie, vereinfachen sich bei NMR-spektroskopischen Untersuchungen die

Signalsätze der BODIPYs 14 bis 16 sowohl im 1H- als auch im 13C-Experiment. Bei

der Verbindung 13 ist diese Symmetrie aufgrund der unterschiedlichen Substitution

der Dipyrrinhälften nicht gegeben, und man beobachtet den vollen Signalsatz. In

allen Verbindungen liegt das Boratom in der Ebene des Chromophors. Dies äußert

sich darin, dass man bei allen vier Verbindungen sowohl in der 11B- als auch in der 19F-NMR-Spektroskopie ein Signal erhält. Aufgrund der Kenntnis über die Anzahl der


- 29 -

miteinander koppelnden Kerne, deren Kernspin und der Symmetrie der BODIPYs

läßt sich die Multiplizität der Signale nach folgender Formel bestimmen:[31]

M = 2nI+1 mit:

n = Zahl der äquivalenten koppelnden Nachbarn

I = Kernspin des koppelnden Kerns, wobei gilt: 11B = 3/2 und 19F = 1/2.

Formel 1: Berechnung der Zahl der Signale eines Multipletts, der Multiplizität M.

Somit erwartet man im 11B-NMR ein Signal, welches durch zwei äquivalente

Fluoratome zum Triplett aufgespalten ist. Im 19F-NMR erwartet man ein Signal,

welches durch zwei Fluoratome hervorgerufen wird und durch eine 1J-Kopplung mit

einem Boratom zum Quartett aufspaltet. Diese Vorhersage wird in NMR-

Experimenten auch in allen vier Fällen beobachtet. Abbildung 24 illustriert dies

exemplarisch am Beispiel des BODIPY 13. Das 11B-Signal ist mit einer

Kopplungskonstanten von 34 Hz zu einem Triplett aufgespalten (Abbildung 24a). Im 19F-NMR ist das Signal mit einer Kopplungskonstante von 34 Hz zu einem Quartett

aufgespalten (Abbildung 24b). Der Umstand, dass die Linien des Fluorsignals relativ

unsymmetrisch sind, an der Basislinie zum Teil ausgeprägte Schultern zeigen und

die Basislinie in vielen Fällen keinen idealen Verlauf zeigt, kann auf Inhomogenitäten

innerhalb der Probe zurückgeführt werden. Die Ursache dafür liegt darin begründet,

dass die flachen Chromophore bei höheren Konzentration zur Aggregation neigen.

Die Konzentrationen, die für Messungen dieser Substanzen mit einem vertretbaren

Zeitaufwand notwendig sind, reichen für die Beobachtung dieses Phänomens aus.

a)

b)

Abbildung 24: a) Ausschnitt aus dem 11B-NMR-Spektrum von 13 (128 MHz, CD2Cl2); b) Ausschnitt

aus dem 19F-NMR von 13 (376 MHz, CD2Cl2).


- 30 -

Die gleichen Randbedingungen bezüglich der Erwartung von Anzahl und

Aufspaltungsmuster in den 11B- und 19F-NMR's gelten auch bei den N,O-

Difluoroborylchelaten 27 und 28. Aus diesem Grund zeigen diese NMR-Spektren, die

denen der BODIPYs 13-16 gleichen (Abbildung 25). Allerdings ist die Tendenz zur

Aggregation hier noch stärker ausgeprägt, was sich insbesondere in der Gestalt des

Fluor-Spektrums widerspiegelt. Diese stärkere Tendenz zur Aggregation zeigt sich,

wie in Kapitel 2.4.2.2 angesprochen, auch in dem ausgesprochen guten

Kristallisationsverhalten dieser Verbindungsklasse. Die Koordination des Boratoms

durch ein Stickstoff- und ein Sauerstoffatom und die Einbindung in ein

Fünfringsystem äußert sich in einer im Vergleich zu den BODIPYs leicht

unterschiedlichen chemischen Verschiebung beider Signale und einer nur halb so

großen geminalen Bor-Fluor-Kopplung von lediglich 17 Hz.

In Tabelle 3 sind die 11B- und 19F-NMR Befunde aller vier BODIPYs und der beiden

N,O-Chelate aufgeführt.

a)

b)

Abbildung 25: a) Ausschnitt aus dem 11B-NMR-Spektrum von 27 (128 MHz, CD2Cl2); b) Ausschnitt

aus dem 19F-NMR von 27 (376 MHz, CD2Cl2).

Eine unerwartete Besonderheit trat bei genauer Betrachtung der 13C-NMR-Spektren

der BODIPYs 13 bis 16 zutage. Hier sind die Signale der terminalen Methylgruppen

in allen vier Fällen in Breitband-Protonen entkoppelten Experimenten zu einem

Dreiliniensignal aufgespalten (Abbildung 26). In diesem Zusammenhang ist eine

Veröffentlichung der Burgess-Gruppe aus dem Jahr 1999 zu erwähnen.[32] Dort wird

erstmals und mit einer Zitierung in einer folgenden Publikation[28] bisher auch

einmalig über dieses Phänomen bei dem BODIPY-Chromophor berichtet.


- 31 -

Tabelle 3: Chemische Verschiebungen / ppm und Kopplungskonstanten / Hz der BODIPYs 13-16 und

der N,O-Chelate 27 und 28 in CD2Cl2.

13 14 15 16 27 28

δ (11B) 0.73 0.85 0.03 0.23 3.22 3.18

δ (19F) -146.4 -146.1 -146.2 -145.7 -158.7 -159.2

1J (B-F) 34 34 34 34 17 17

Abbildung 26: 13C-NMR-Spektrum von 16 mit Aufspaltung des 13C-Signals der terminalen

Methylgruppen (75 MHz, CD2Cl2).

Diese Aufspaltung wird auf eine sogenannte through-space[I] 13C–19F-Kopplung[33]

zurückgeführt, welche durch konformative Einflüsse erzwungen wird (Abbildung 27).

Dabei werden die beide Kerne (13C und 19F) auf eine Distanz angenähert, die unter

I Der Begriff through-space-coupling wird in der Literatur für die Beschreibung dieser Wechselwirkung

genutzt. Allerdings ist dies streng genommen falsch, da diese Begrifflichkeit eigentlich dipolare

Wechselwirkungen bezeichnet. Da die Wechselwirkung aber nicht durch die Strukturformel

vorhergesagt wird, wie es bei herkömmlichen skalaren Kopplungen in der NMR-Spektroskopie im

allgemeinen getan werden kann, wird diese Beschreibung auch in der vorliegenden Arbeit genutzt.


- 32 -

der Summe der van der Waals Radien[34] liegt. Dieses Phänomen ist bei anderen

Systemen, die die erforderliche räumliche Nähe beider Kerne gewährleisten und

hinreichend starr sind, seit längerem bekannt.[35]

Burgess beobachtet bei den Verbindungen 29 bis 32 im 13C-NMR-Spektrum

Kopplungskonstanten, die abhängig vom Substituenten Y sind (Abbildung 27).

Diese liegen im Bereich zwischen 11.2 Hz und 5.2 Hz und nehmen in der

Reihenfolge 29 ~ 30 > 31 > 32 ab. Er erklärt diese Beobachtung damit, dass mit

größem Substituenten Y der Brücken-Zyklus aufgeweitet wird und dadurch das

Kohlenstoffatom im Arylsubstituenten dem Fluoratom zunehemend näher kommt.

Somit kann die Kopplungskonstante mit der Distanz der beiden Kerne korreliert

werden.

a)

N NB

F F

YY

I

X X

29 X = OMe; Y = CH2CH230 X = H; Y = CH2CH231 X = H; Y = S32 X = H; Y = O

b)

N NB

F F

Abbildung 27: a) BODIPY-Derivate der Burgess-Gruppe, bei denen through-space-Kopplungen

beobachtet wurden; b) BODIPY-Grundkörper der hier untersuchten Systeme, ohne die restlichen

Substituenten. Die Wechselwirkung der relevanten Kohlenstoffatome mit den Fluoratomen ist mit roten

Doppelpfeilen gekennzeichnet.

Das eine solche Kopplung nicht im Protonen-NMR beobachtet wird, wie man

eigentlich annehmen könnte, führt Burgess[32] auf eine zu kleine Kopplungskonstane

zurück. Allerdings kann das Protonen-Signal am relevanten Aryl-Kohlenstoffatom im 1H-NMR-Spektrum mit einer Breite von 2.7 Hz bei halber Peakhöhe (FWHH, Full

Width at the Half-Height) beobachtet werden. Wird das Experiment mit 19F-

Entkopplung, 1H{19F}, durchgeführt, so wird das Signal schärfer und erreicht eine

FWHH von 2.1 Hz. Somit kann eine Auswirkung der Nähe der Fluoratome auch im


- 33 -

Protonen-NMR-Spektrum beobachtet werden, jedoch nicht so augenscheinlich wie

im 13C-NMR-Spektrum.

Bei den hier untersuchten BODIPYs betrug die Kopplungskonstante in allen Fällen

2 Hz. Das Kohlenstoffsignal wurde als Triplett beobachet, was durch die Kopplung

mit 2 äquivalenten Kernen mit dem Spin I = 1/2 hervorgerufen wird. Dass es sich bei

dem Kohlenstoffsignal wirklich um die angenommene terminale Methylgruppe

handelt, konnte in allen vier Fällen durch zweidimensionale NMR-Untersuchungen

(HMQC, HMBC) eindeutig belegt werden. Laufende Untersuchungen belegen auch

die Natur dieser Kopplungen. Dabei werden 13C-NMR-Experimente mit

unterschiedlichen Entkopplungen durchgeführt. 13C-NMR-Spektren, die ohne jegliche

Entkopplung aufgenommen wurden, zeigen sowohl 1H- als auch 19F-verursachte

Aufspaltungen. Bei selektiv entkoppelten Experimenten 13C{1H} bzw. 13C{19F} sind die

entsprechenden Aufspaltungen dann nicht mehr zu beobachten. Da es sich dabei um

noch nicht abgeschlossene Untersuchungen handelt und die hier angesprochenen

Experimente nur einen Teilaspekt der Studie beleuchten, soll an dieser Stelle nicht

ausführlicher auf sie eingegangen werden. Allerdings sind die beschriebenen

Beobachtungen und die aus den eben beschriebenen Experimenten abgeleiteten

Erklärungen für spätere Teile dieser Arbeit relevant und werden an entsprechender

Stelle nochmals aufgegriffen.

a)

b)

Abbildung 28: Veranschaulichung der 13C-19F-Kopplung und der geringen Fluor-

Kohlenstoffatomabstände am Beispiel der Molekülstrukturen jeweils eines Vertreters beider

Farbstoffklassen: a) 13 und b) 27. Die Wasserstoffatome wurden aus Gründen der Übersicht

weggelassen.


- 34 -

Eine ähnliche Kopplung wird in den 13C-NMR-Spektren der N,O-Chelate 27 und 28

nicht beobachtet. Diesen Unterschied kann man leicht erklären, wenn man die

Abstände der Fluoratome zu den in Frage kommenden Kohlenstoffatomen aus den

erhaltenen kristallographischen Daten bestimmt (Abbildung 28, Tabelle 4). Die

Summe der van der Waals Radien von Kohlenstoff und Fluor beträgt 3.17 Å.[34] Wie

man aus Tabelle 4 entnehmen kann, liegen die Kohlenstoff-Fluorabstände der

Verbindungen 13 und 14 im Mittel leicht über diesem kritischen Abstand. Die

arylsubstitueirten Verbindungen 15 und 16 unterschreiten diesen Abstand zum Teil

sehr deutlich. Der Unterschied, der durch den Tolylsubstituenten hervorgerufen wird,

ist leicht verständlich. So befindet sich dieser orthogonal und mittig auf der Dipyrrin-

Ebene, und sein Raumanspruch lässt ihn wie einen Keil wirken.

Tabelle 4: Abstände / Å der terminalen Kohlenstoffatome C3' bzw. C5' von den Fluoratomen der

Verbindungen 13-16 und 27, 28.

13 14 15 16 27 28

C3'-F1 3.1776(28) 3.1278(17) 3.0620(28) 3.1904(17) - -

C3'-F2 3.1716(26) 3.2405(22) 3.2452(27) 3.0548(16) - -

C5'-F1 3.1804(24) 3.2405(22) 3.1016(33) 3.2525(17) 3.6500(23) 3.5161(17)

C5'-F2 3.2218(26) 3.1278(17) 3.2253(29) 3.0163(17) 3.5536(21) 3.6643(15)

Ø C-F 3.188 3.184 3.159 3.129 3.602 3.590

Dadurch werden die terminalen Methylgruppen auf der gegenüberliegenden

Molekülseite aufeinander zugeschoben, was den Unterschied zu den meso-freien

Verbindungen erklärt. Auch innerhalb der arylsubstitierten Verbindungen ist der

Unterschied durch den unterschiedlichen Raumbedarf der flankierenden

Alkylgruppen zu erkennen. So beträgt der Kohlenstoff-Fluorabstand bei 15 im Mittel

3.159 Å. Dieser Abstand schrumpft bei Verbindung 16, die an der den

Tolylsubstituenten eingrenzenden Positionen Ethyl- statt Methylgruppen trägt, auf

3.129 Å zusammen. Diese unterschiedlichen Abstände äußern sich allerdings nicht

meßbar in unterschiedlichen Kopplungskonstanten. Diese liegen, wie bereits

erwähnt, bei allen vier Verbindungen bei 2 Hz.


- 35 -

Wie angesprochen kann eine solche Aufspaltung bei den Verbindungen 27 und 28

nicht beobachtet werden. Bei diesen liegt der Abstand zwischen den terminalen

Methylgruppen und den Fluoratomen signifikant über der Summe der van der Waals

Radien von 3.17 Å (Tabelle 4). Dies kann sehr verständlich dadurch erklärt werden,

dass im Falle der BODIPYs die BF2-Gruppe in einem Sechsringsystem eingebunden

ist und im Fall der N,O-Chelate in einem Fünfring. Dadurch ist der Winkel zwischen

dem Boratom, dem Stickstoffatom und dem α-Kohlenstoffatom, das an die meso-

Position bzw. die Ketogruppe grenzt, im Falle der Fünfringe deutlich kleiner

(Abbildung 29).

a) b)

Abbildung 29: Die Ursache der unterschiedlichen Abstände der Fluoratome von dem terminalen

Methylgruppen liegt in der durch die Koordination der BF2-Gruppe gebildeten Ringgrößen.

Repräsentative Beispiele: a) Molekülstruktur von 14; b) Molekülstruktur von 27. Die Ellipsoide

umfassen 50% der Elektronendichte. Die Wasserstoffatome wurden aus Gründen der Übersicht

weggelassen.

Was bisher noch nicht in die Überlegungen mit einbezogen worden ist, sind die an

den Kohlenstoffatomen befindlichen Wasserstoffatome. Der Umstand, dass die

Protonen-Signale der hier diskutierten Methylgruppen im 1H-NMR-Spektrum als

Singulett erscheinen, lässt auf eine Rotation der Methylgruppen bei Raumtemperatur

schliessen. Dies wiederum bedeutet, dass in Momentaufnahmen während der

Rotation der Methylgruppen die C-H-Bindung direkt auf die BF2-Ebene gerichtet sein

muß. Der Raumanspruch einer solchen Konstellation beträgt 3.47 Å (van-der-Waals

Radius des Fluoratoms (1.47 Å) und Radius der Methylgruppe (2 Å)).[34] Im

Gegensatz zu den BODIPYs 13-16 wird dieser Abstand bei den N,O-Chelaten 27

und 28 nicht unterschritten. Damit werden die unterschiedlichen Beobachtungen

bezüglich der Kohlenstoff-Fluor-Kopplungen hinreichend geklärt.


- 36 -

2.4.4 Photophysikalische Charakterisierung der BODIPYs und

der N,O-Difluoroboryl-Pyrrole

Im Rahmen dieser Arbeit wurden alle erhaltenen Chromophore auf ihre

photophysikalischen Eigenschaften untersucht. Die Untersuchung der

Fluoreszenzeigenschaften wurde im Hause auf die Erfassung der qualitativen

Kenngrößen beschränkt. Ausführlichere quantitative Studien der

Fluoreszenzeigenschaften wurden in Kooperation[I] durchgeführt. Erste Ergebnisse

dieser noch fortlaufenden Kooperation werden im nachfolgenden kurz vorgestellt.

In Abbildung 30 sind die Absorptionsspektren der Verbindungen 15 und 27 als

stellvertretende Beispiele beider Farbstoffklassen abgebildet. Bei beiden Farbstoffen

ist die Absorption sowohl in der Intensität als auch in der Lage der Bande im

weitesten Sinne vom Lösungsmittel unabhängig. Wie für den BODIPY-Farbstoff

typisch wird das Absorptionsspektrum auch bei den Chromophoren 13-16 von einer

Hauptabsorption bei etwas über 500 nm dominiert. Etwas unter 400 nm tritt bei allen

Verbindungen eine weniger intensive, breitere Nebenabsorption auf. Da der

BODIPY-Farbstoff in der Literatur[23] sehr ausführlich beschrieben ist, wird auf eine

eingehendere Diskussion seiner Absorptionsbanden an dieser Stelle verzichtet.

Bei den N,O-Chelaten 27 und 28 bestehen die Spektren faktisch aus einer im

Vergleich zu den BODIPYs höherenergetischeren und breiteren Hauptabsorption bei

etwa 390 nm, deren Intensität nur etwa 15% der der BODIPYs erreicht (Tabelle 5).

Lediglich eine sehr viel schwächere Nebenabsorption bei etwa 280 nm ist zusätzlich

zu beobachten. Der Umstand, dass das chromophore System bei den Verbindungen

27 und 28 angenähert nur etwa die Hälfte der Ausdehnung des π-Systems der

BODIPYs erreicht, erklärt die höherenergetische Absorption.

I Dr. Lucia Flamigni (Bologna, Italien)


- 37 -

a)

b)

N N

N

BFF

OB

FF

15

27

Abbildung 30: a) Absorptionsspektren von 15 und 27 in DCM; b) Strukturformeln von 15 und 27.

Die im Vergleich zu den BODIPYs breitere Bande kann als Hinweis auf eine größere

Anzahl an verschiedenen Rotations- und Schwingsniveaus der beteiligten

elektronischen Zustände gedeutet werden. Dies ist ein weiterer Beleg dafür, dass

die fehlende 13C-19F-Kopplung durch eine größere Beweglichkeit verursacht wird. In

Tabelle 5 sind die Absorptionsdaten der Chromophore 13-16 und 27, 28 aufgelistet.

Die Fluoreszenzeigenschaften der beiden unterschiedlichen Farbstoffe

unterscheiden sich innerhalb der beiden Systeme nur unwesentlich. Im Vergleich der

beiden Farbstoffklassen miteinander sind signifikante Unterschiede zu beobachten.

Wie schon in der Einleitung erwähnt, zeigt der BODIPY-Chromophor im allgemeinen

eine Hauptabsorption bei etwa 500 nm und eine dazu um etwa 10-15 nm

rotverschobene Emissionsbande. Die Quantenausbeuten, also das Verhältnis der

absorbierten Photonen zu den emittierten Photonen, liegen meist in einem Bereich

über 70%. Diese Charakteristika werden auch bei den hier untersuchten BODIPYs

beobachtet.


- 38 -

Tabelle 5: Absorptionseigenschaften der Chromophore 13 bis 16 und 27 und 28.

λ / nm ε / M-1cm-1

13 I 381 534

7.400 82.000

14 I 380 535

7.800 88.900

15 I 378 526

7.000 72.600

16 I 380 529

7.100 77.500

27 II 280 392

3.740 11.020

28II 281 392

5.390 11.160

I = in Toluol; II = in Dichlormethan

In Abbildung 31 ist stellvertretend das Absorptions- und Emissionsspektrum des

Chromophors 16 in Toluol abgebildet.

a) b)

N NB

F F

16

Abbildung 31: a) Absorptions- und Emissionspektrum von 16 in Toluol; b) Strukturformel von 16.

Man kann an diesem Beispiel sehr gut erkennen, dass die Absorption bei 529 nm,

die zu einer nur 9 nm rotverschobenen Emission bei 538 nm führt, durch die geringe

Stokes-Verschiebung stark mit der Emissionsbande überlappt. Diese starke


- 39 -

Überlappung ist ein großer Nachteil vieler Fluoreszenzfarbstoffe, wie schon in der

Einleitung ausführlicher erläutert. In Tabelle 6 sind die Fluoreszenzdaten der sechs

Farbstoffe aufgeführt.

Tabelle 6: Übersicht über die wesentlichen Fluoreszenzcharakteristika der Verbindungen 13-16 und

27, 28. Die Emissionsspektren wurden korrigiert. Die Quantenausbeute (Фfl) wurde aus

sauerstoffreien Toluollösungen ermittelt, als Referenz diente N,N'-bis(1-Hexylheptyl)-3,4,9,10-

perylenbis(dicarboxyimid) in Dichlormethan (Фfl = 0.99).[36]

Hauptabsorption

λmax / nm

Emission

λmax / nm

Stokes-Shift

/ nm Фfl

13 534 540 6 1.00

14 535 540 5 1.00

15 526 538 12 0.88

16 529 538 9 0.80

27 392 501 109 n.b.

28 392 502 110 n.b. n.b. = Фfl zu gering, um mit Routinefluoreszenzspektrometern bestimmt zu werden.

Die für die BODIPYs 13 bis 16 erhaltenen Daten sind typisch für diese Chromophore.

Alle besitzen nur kleine Stokes-Shifts von 6 bis 12 nm. Dabei werden die etwas

größeren Stokes-Shifts von den arylsubstituierten Vertretern 15 und 16 erreicht. Es

kann spekuliert werden, dass der zusätzliche Energieverlust durch eine

Kippbewegung des Aromaten bewirkt wird. Allerdings geht mit dieser zusätzlichen

Rotverschiebung auch Verlust an Quantenausbeute einher. So erreichen die meso-

freien Verbindungen 13 und 14 Quantenausbeuten von 100%. Durch die

zusätzlichen konformativen Änderungen, die der meso-Substituent ermöglicht, wird

ein Weg zur strahlungslosen Desaktivierung bereitgestellt, was sich in einer

Quantenausbeute von 80-88% äußert. Rein intuitiv könnte man allerdings erwarten,

dass die Quantenausbeute der Verbindung 16 im Vergleich zu 15 höher ist, da der

Aromat durch die Ethylsubstituenten stärker in seiner Kippbewegung eingeschränkt

sein sollte. Das dies nicht eintritt zeigt einmal mehr, dass Spekulationen über


- 40 -

mechanistische Details strahlungsloser Desaktivierungsprozesse Mutmaßungen

sind, auch wenn sie sehr plausibel erscheinen mögen.

Bei den N,O-Chelaten 27 und 28 ist die Situation gerade umgekehrt. Die

Hauptabsorption bei 392 nm führt zu einer Emission bei 500 bzw 501 nm

(Abbildung 32). Diese Rotverschiebung von über 100 nm ist geradezu ideal für

Anwendungen, in denen mit sehr hoher Präzision die Emissionsphotonen von den

Anregungsphotonen unterschieden werden müssen. Allerdings erkauft man sich in

diesem Fall die Rotverschiebung durch eine überaus schlechte Quantenausbeute,

die mit Routinemethoden nicht exakt bestimmt werden kann. Ähnliche Beobachtung

werden auch von der Burgess-Gruppe berichtet.[28]

a) b)

N OB

F F

27

Abbildung 32: a) Absorptions- und Emissionspektrum von 27 in Dichlormethan; b) Strukturformel von

27.

Auch in diesem Fall liegt es nahe wie schon zuvor, eine größere Flexibilität dieses

Systems im Vergleich zu den BODIPYs als Erklärung heranzuziehen. Als einer der

Hauptdeaktivierungswege kann wohl die Rotation des Arylsubstituenten

angenommen werden. So sollte, wenn man die Molekülstruktur von 27 und 28 im

Festkörper betrachtet (Abbildung 19) und keine Rotation möglich wäre, ein Signal

für jedes Kohlenstoffatom im Toluylsubstituenten im 13C-NMR-Spektrum zu

detektieren sein. Dies ist nicht der Fall. Vielmehr beobachtet man in Summe nur vier

Resonanzen des Aromaten im NMR-Experiment. Dies zeigt an, dass die beiden zur

Methylgruppe ortho- bzw. meta-ständigen Kohlenstoffatome auf der Zeitskala der


- 41 -

NMR-Spektroskopie die gleiche chemische Umgebung aufweisen, also eine Rotation

des Arylsubstituenten um die σ-Bindung stattfindet.

2.5 Synthese und Charakterisierung der BisBODIPYs

2.5.1 Synthese und spektroskopische Charakterisierung der

Liganden 2.5.1.1 Synthese der Liganden

Als direkte Vorläufermoleküle der BisBODIPYs 9-12 dienen die entsprechenden 2,2'-

Bidipyrrine (BDPs) 44-47 (Schema 4). Bei deren Synthese konnte auf in der

Arbeitgruppe Bröring entwickelte und etablierte Syntheserouten zurückgegriffen

werden.[37]

Als Ausgangspunkt der Synthese dienen in allen Fällen die entsprechend

substituierten Pyrrole vom Typ 33. Diese wurden nach Literaturverfahren[38] im kg-

Maßstab synthetisiert und als Depotvorstufen gelagert. Zunächst wird in einem

dreistufigen Verfahren die α-Methylgruppe in 33 durch ein Iodatom ersetzt. Dazu wird

mit drei Äquivalenten Sulfurylchlorid zum Trichlorid oxidiert. Dieses als weinroter

Feststoff anfallende Zwischenprodukt wird ohne weitere Aufreinigung in Wasser

suspendiert. Die Mischung wird auf etwa 60-70 °C erwärmt und bei dieser

Temperatur langsam und portionsweise mit festem Na2CO3 versetzt. Dies geschieht

so lange, bis durch die Hydrolyse keine weitere Auflösung des Startmaterials zu

beobachten ist. Das Pyrrol 34 kann, nach Filtration vom Unlöslichen, durch langsame

Neutralisation mit Salzsäure als weißer Festoff ausgefällt werden. Eine sich daran

anschließende halogenierende Decarboxylierung mit einer Mischung aus Kaliumiodid

und Iod liefert das α-Iodpyrrol 35. Nach Boc-Schützung unter Standardbedingungen

kann in einer Ullmann-Kupplung die direkte Pyrrol-Pyrrol-Bindung ausgebildet

werden. Die thermische Entschützung liefert die Bipyrrole 37 und 38. Diese stabile

Zwischenstufe dient wiederum als Depotvorstufe für die nachfolgenden Schritte.


- 42 -

Durch in situ Verseifung der Ethylester von 37 bzw. 38 in kochendem Ethylenglykol

mit NaOH und sich direkt daran anschließender thermischer Decarboxylierung,

werden die oxidationsempfindlichen α-freien Bipyrrole 39 und 40 als hellbraune

Pulver erhalten.

NH

EtO2C

Alk Alk

NH

EtO2C

Alk Alk

CO2H NH

EtO2C

Alk Alk

I

1.) SO2Cl22.) H2O / Na2CO3 KI / I2

Boc2O, DMAP

NBoc

EtO2C

Alk Alk

INH

NH

R1R1

CO2EtEtO2C

NH

NH

R1R1

NH

NH

R1R1

R2

O

R2

O

33 34 35

36 37 R1 = Me38 R1 = Et

39 R1 = Me40 R1 = Et

41 R1 = Me; R2 = H42 R1 = Et; R2 = H43 R1 = Me; R2 = p-Tol

1.) Cu / Toluol, 2.) ∆, 1.2 mbar

NaOH / Ethylenlykol,

NH

NH

R1R1

R2R2

N N R3

R3

R3

R3

44 R1 = Me; R2 = H; R3 = Me45 R1 = Et; R2 = H; R3 = Et46 R1 = Me; R2 = p-Tol; R3 = Me47 R1 = Me; R2 = p-Tol; R3 = Et

O

R2 RPOCl3 +

R2 = H; R = NMe2

oder

R2 = p-Tol; R = N O

NH

R3 R3

20 R3 = Me21 R3 = Et

1.) HBr, (41, 42)

bzw.

POCl3, (43)

- 2 H2O

+

2.) NEt3

67-88 %

Schema 4: Syntheseroute zum Aufbau der 2,2'-Bidipyrrine 44 bis 47.

Durch eine Vilsmeier-Haack Formylierung mit DMF und Phosphorylchlorid, bzw. einer

Acylierung mittels p-Toluylmorpholin und Phosphorylchlorid, werden die Bipyrrole 41,

42 und 43 gebildet. Durch diese Umsetzung werden die späteren Substituenten an

den meso-Positionen der Liganden 44 bis 47 eingeführt. Die 2,2'-Bidipyrrine sind aus


- 43 -

41 und 42 durch eine Bromwasserstoff vermittelte Kondensationsreaktion mit dem

entsprechenden α-freien Pyrrol 20 oder 21 in siedendem Methanol zu erhalten.

Im Fall der Liganden 46 und 47, die einen Tolylsubstituenten tragen und aus dem

Bipyrrol 43 hervorgehen, muß die Kondensation mit dem α-freien Pyrrol durch

Kochen in reinem Phosphorylchlorid erzwungen werden. Dieses wird anschließend

unter reduziertem Druck bei 60 °C abkondensiert und der verbleibende Farblack in

Methanol aufgenommen. In beiden Kondensationvarianten fallen die Liganden 44 bis

47 zunächst als zweifach protonierte Spezies in methanolischer Lösung an. Durch

Zugabe von Triethylamin zu diesen grünen Lösungen können die Liganden

deprotoniert werden und fallen als schwarzes Pulver im ungeladenen Zustand aus

der Lösung aus. Umkristallisation aus Dichlormethan / Methanol liefert die 2,2'-

Bidipyrrine 44 bis 47 als grün-golden glänzende mikrokristalline Feststoffe.

2.5.1.2 Spektroskopische Charakterisierung der Liganden

NMR-spektroskopische Untersuchungen zeigen für die Verbindungen 44 bis 47 Signal- und Aufspaltungsmuster, wie es für eine auf der NMR-Zeitskala C2-

symmetrische Verbindungen zu erwarten ist. Aufgrund von kristallographischen

Befunden an Vertretern dieser Verbindungsklasse und durch 2D-NMR-

spektroskopische Experimente (ROESY) kann die U-förmige Struktur (C2v) in Lösung

wie auch im Festkörper ausgeschlossen werden (Abbildung 33).[39]

NH

NH

N N

HN

NH

N

N

U-Form

C2v

S-Form C2h

Abbildung 33: Mögliche planare Strukturen der 2,2'-Bidipyrrine mit C2-Symmetrie.


- 44 -

Die UV-Vis-spektroskopische Untersuchung offenbart keine wesentlichen Unter-

schiede der verschiedenen Liganden (Tabelle 7). Obwohl die Lage und die relativen

Intensitäten der Absorbtionsbanden sehr gut mit zuvor ermittelten Werten

übereinstimmen,[37a] erreichen die ermittelten Extinktionskoeffizienten nur etwa 50-

60%. Die genaue Ursache dafür wurde bisher nicht ermittelt. Die Ergebnisse sind

allerdings sehr gut zu reproduzieren. Da diese Verbindungen dazu neigen, beim

Auskristallisieren Lösungsmittel einzulagern und dieses auch im Hochvakuum nur

sehr langsam wieder freisetzen, könnte hier eine mögliche Erklärung für die

unterschiedlichen Befunde liegen.

Tabelle 7: Spektroskopische Eigenschaften der 2,2'-Bidipyrrine 44-47 in Dichlormethan.

UV-Vis: λ [nm] (ε [l mol-1 cm-1]) FWHM [nm]

(Hauptabs.)

44 261 (19.270), 330 (11.270), 435 sh (6.500), 583 (54.560) 112

45[37a] 262 (19.510), 334 (11.750), 426 sh (5.630), 591 (56.331) 113

46 260 (20.950), 301 sh (16.500), 335 (16.070), 444 sh (7.720),

591 (48.040) 120

47 265 (22.060), 299 sh (15.910), 339 (16.920), 437 sh (7.660),

598 (52.490) 120

In Abbildung 34 sind die Absorptionsspektren der Bidipyrrine dargestellt. Wie man

gut erkennen kann, werden die Absorptionsspektren in allen Fällen durch eine breite

Hauptabsorption bei etwa 590 nm dominiert. Die Halbwertsbreite (FWHM) dieser

Hauptabsorption ist bei den an den meso-Positionen unsubstituierten Verbindungen

44 und 45 mit 112 nm bzw. 113 nm um 8 nm bzw. 7 nm schmaler als bei den

arylsubstituierten Liganden 46 und 47. Dieser kleine Unterschied kann auf die

Erweiterung der Vibrations- und Rotationsniveaus durch diese zusätzlichen

Substituenten zurückgeführt werden. Die Lage der restlichen Übergänge ist in allen

Fällen vergleichbar. Allerdings ist augenscheinlich, dass die Absorptionen der

Liganden bei 330-340 nm für die meso-freien Verbindungen 44 und 45 nur etwa 70%


- 45 -

der Intensität ihrer höher substituierten Derivate erreicht. Diese Erhöhung kann kann

wohl auf eine teilweise Aufhebung eines Symmetrie-Verbots dieses Überganges

erklärt werden. Die zusätzlichen Schultern bei 301 nm (46) und 299 nm (47) liegen in

einem Bereich, wie er für einen langwelligen verbotenen Übergang für

Benzolderivate üblich ist.[40,31]

Abbildung 34: UV-Vis Spektren der Liganden 44 bis 47 in Dichlormethan.


- 46 -

2.5.2 Synthese der BisBODIPYs

Die BisBODIPYs 9-12 können aus den entsprechenden Liganden 44 bis 47

synthetisiert (Schema 5). Als BF2-Quelle wurde eine Lösung von Bortrifluorid in

Diethylether. Als Hilfsbasen können organische Stickstoffbasen wie Triethylamin,

Hünig-Base und andere eingesetzt werden. Diese recht allgemeinen

Synthesebedingungen werden auch bei der Umsetzung der Dipyrrine zu den

BODIPYs angewandt.[23] Die Details der Reaktion sind allerdings stark

unterschiedlich. So werden die BODIPYs im allgemeinen in Dichlormethan, Toluol

und verschiedensten anderen gängigen Lösungsmitteln bei Raumtemperatur oder

unter Rückfluss hergestellt. Die organische Stickstoffbase, die die freiwerdenden

Protonen abfangen muß, und das BF3-Etherat werden gewöhnlich in geringen

Überschüssen eingesetzt. Die Ausbeuten liegen dabei meist weit über 60%.

Ausbeuten von 90% und mehr sind nicht selten.[23] Die Synthese wird routinemäßig

unter Schutzgasbedingungen durchgeführt.

NH

NH

R1R1

R2R2

N N R3

R3

R3

R3


BF3*OEt2 (48%)

2,6-Lutidin

N N

R1R1

R2R2

N NR3

R3

R3

R3

BF2 F2B


Schema 5: Synthese der BisBODIPYs 9 bis 12 aus den 2,2'-Bidipyrrinen 44 bis 47.

Werden diese Bedingungen auf die Synthese der BisBODIPYs angewandt, so

können in seltenen Fällen Ausbeuten von unter 10% erreicht werden. Meist scheitert

die Isolierung vollständig. Dies kann auf den weitaus höheren sterischen Druck

zurückgeführt werden, der durch die Einführung der beiden BF2-Kerne in diesen

Systemen aufgebaut wird. In der vorangegangenen Arbeit[25] konnte ein Protokoll

erarbeitet werden, das die Synthese von BisBODIPYs in präparativ nützlichem und

verlässlichem Maßstab ermöglicht. Als wesentlicher Unterschied zur Synthese der


- 47 -

BODIPYs ist zu nennen, dass der Einsatz von koodinierenden, nicht absolutierten

Lösungsmitteln unabdingbar ist. Dies ist wahrscheinlich darauf zurückzuführen, dass

diese Lösungsmittel bei der Umsetzung auftretende Spezies gut koordinieren und

dadurch in ihrer Reaktivität herabsetzen. Bei der Synthese der dipyrrolischen

BODIPYs ist das Auftreten dieser Spezies offenbar von geringerer Bedeutung.

Aufgrund des grundsätzlich gleichen Aufbaus beider Systeme sind stark

unterschiedliche elektronische Effekte nicht zu erwarten. und liefern somit keine

Erklärung für diese erhöhte Reaktivität. Dieser Befund wird daherals ein weiteres

Indiz für den sterischen Druck angesehen, der in diesen Chromophoren aufgebaut

wird. Sowohl hinsitlich der koordinativen Eigenschaften, wie auch dem Gehalt an

Wasser hat sich der Einsatz von Diethylether bewährt. Ein weiterer wesentlicher

Unterschied in der Reaktionsführung ist die unabdingbare Verwendung von großen

Überschüssen der organischen Hilfsbase. Zum einen ist dies auf die im Vergleich zu

den monomeren Derivaten geringere Toleranz gegenüber höheren Konzentrationen

von Protonen zu erklären. Zum anderen entsteht während der Reaktion ein nicht

näher charakterisiertes Abbauprodukt, welches das entstehende oder auch bereits

isoliertes Produkt katalytisch zerstört. Große Überschüsse der Stickstoffbase können

dies verhindern. Aufgrund der enthaltenen Reagenzien kann angenommen werden,

dass es sich dabei um eine koordinativ ungesättigte Verbindung handelt, dessen

Wirkung durch den lewisbasischen Stickstoff aufgehoben wird. Obwohl diesen Effekt

im Prinzip alle gängigen Stickstoffbasen bewerkstelligen, wurden die besten

Ergebnisse mit der Pyridinbase 2,6-Lutidin erzielt. Unter Beachtung dieser Umstände

können die vier Chromophore 9-12 in ausreichenden Mengen erhalten werden und

stehen damit für eingehendere Untersuchungen zur Verfügung (Tabelle 8).


- 48 -

Tabelle 8: Synthesebedingungen der BisBODIPYs 9 bis 12 und deren Ausbeuten.

Bedingungen BisBODIPY

2,2'-Bidipyrrin

2,6-Lutidin

BF3*OEt2

:

:

:

0.12 mmol

43 mmol (>350 Äq.)

46 mmol (>380 Äq.)

9 44%

10 45%

11 65%

12 65%

Wie man an den in Tabelle 8 aufgeführten Ergebnissen erkennen kann, liegt die

Ausbeute der meso-arylsubstituierten BisBODIPYs 11 und 12 mit 65% um 20%

höher als die Ausbeute der Derivate 9 und 10, die an dieser Position unsubstituiert

sind. Es ist leicht verständlich, dass eine Koordination der BF2-Kerne durch die

Dipyrrinscheren zu einer Veränderung der elektronischen Eigenschaften führt und

damit nucleophile Angriffe am chromophoren System im Vergleich zum Liganden

begünstigt werden. Die Verbindungen 11 und 12 tragen an den meso-Positionen

Tolylsubstituenten. Diese sollten zum einen als elektronenreiche Aromaten in

bestimmtem Umfang höhere Reaktivitäten ausgleichen können, wie sie durch die

elektronenziehenden BF2-Gruppen verursachten werden. Zum anderen sollten aber

auch sterische Effekte dieser Substituenten einen gewissen Schutz vor

ungewünschten nucleophilen Angriffen an der meso-Position bieten. Somit schlagen

sich wohl beiden Effekte in den signifikant höheren Ausbeuten der Verbindungen 11

und 12 nieder.


BisBODIPYs

Wie bereits eingangs erwähnt, werden die photophysikalischen Eigenschaften der

BisBODIPYs durch ihre molekulare Struktur hervorgerufen. Die

Röntgenkristallographie ist ein wichtiges Werkzeug um diese strukturellen Daten zu

erhalten. Leider ist die Tendenz zur Kristallisation bei den BisBODIPYs nur sehr

schwach ausgeprägt. Durch langsames Eindampfen von Lösungen der BisBODIPYs

11 und 12 bei 4 °C aus einer Dichlormethan-Methanol Mischung konnten dennoch


- 49 -

für die röntgenkristallographische Untersuchung Kristalle erhalten werden. Von den

meso-freien Derivaten 9 und 10 war es bisher nicht möglich Einkristalle zu züchten.

BisBODIPY 11 kristallisiert in der monoklinen Raumgruppe Pc, der Farbstoff 12 in

der triklinen Raumgruppe P 1 . Beide enthalten vier Moleküle in der Elementarzelle

und zwei unabhängige Moleküle A und B in der asymmetrischen Einheit.[I] Bei dem

Derivat 11 sind zusätzlich noch zwei Moleküle Dichlormethan in der Elementarzelle

enthalten. In beiden Kristallstrukturen unterscheiden sich die unabhängigen Moleküle

nur geringfügig voneinander. Aus diesem Grund wird sich die Beschreibung auf

jeweils eines der Moleküle beschränken.

Im Gegensatz zu den in den vorherigen Kapiteln beschriebenen N,O-Chelaten 27

und 28 und den BODIPYs 13-16 existieren zwischen den Schichten der BisBODIPYs

11 und 12 im Festkörper keine Fluor-Fluor-Kontakte (Abbildung 35). Das Fehlen

dieser Wechselwirkung trägt wahrscheinlich zu der schlechteren Kristallisations-

neigung der BisBODIPYs bei.



Die Untereinheiten der beiden BisBODIPYs zeigen im wesentlichen die strukturellen

Eigenschaften der im vorangegangen Kapitel beschriebenen BODIPYs.

I Durch die starre Orientierung der Untereinheiten zueinander besitzen die BisBODIPYs eine axiale Chiralität. Die Synthese wird ohne jegliche stereochemische Information durchgeführt. Dadurch werden beide Enantiomere erhalten, die auch im Kristallverbund zusammen vorliegen.


- 50 -

In Abbildung 36 und 37 sind die Molekülstrukturen der BisBODIPYs 11 und 12 mit

der Benennung der Atome dargestellt.

Abbildung 36: Molekülstruktur von 11 mit der Benennung der Atome. Die Ellipsoide umfassen 50%

der Elektronendichte. Die Wasserstoffatome wurden aus Gründen der Übersicht weggelassen.

Abbildung 37: Molekülstruktur von 12 mit der Benennung der Atome. Die Ellipsoide umfassen 50%

der Elektronendichte. Die Wasserstoffatome wurden aus Gründen der Übersicht weggelassen.

Wie schon bei den BODIPYs beobachtet, wird der Tetraederwinkel am Bor bezüglich

des F-B-F-Winkel in beiden Molekülen und jeweils beiden Untereinheiten sehr gut


- 51 -

erfüllt. Die Spanne wird dabei mit 109.07° (11) nach unten und mit 109.96° (12) nach

oben begrenzt (Tabelle 9).

Tabelle 9: Ausgewählte Bindungslängen/Å und –winkel/° der beiden BisBODIPYs 11 und 12. Jeweils Molekül B.

11 12

C5-C6 1.377(10) 1.387(3)

C6-C7 1.412(9) 1.405(3)

C14-C15 1.395(9) 1.413(3)

C15-C16 1.392(10) 1.383(3)

C10-C11 1.485(8) 1.471(3)

B1-F1 1.368(9) 1.383(3)

B1-F2 1.400(9) 1.383(3)

B2-F3 1.369(9) 1.386(3)

B2-F4 1.381(9) 1.384(4)

B1-N1 1.578(9) 1.544(3)

B1-N2 1.52(1) 1.540(3)

B2-N3 1.565(9) 1.535(3)

B2-N4 1.539(8) 1.538(3)

F2-B1-F1 110.0(5) 109.9(2)

F3-B2-F4 109.8(5) 109.0(2)

N1-B1-N2 106.4(5) 107.05(18)

N3-B2-N4 106.7(5) 107.28(19)

C9BN2(B1-Seite)-Tolyl 89.08 81.33

C9BN2(B2-Seite)-Tolyl 85.10 84.43

C9BN2(B1-Seite)-C9BN2(B2-Seite) 96.35 95.98


- 52 -

Auch bei den BisBODIPYs findet sich eine stärkere Abweichung im N-B-N-Winkel.

Diese liegen alle signifikant unter dem Tetraederwinkel, wobei bei 12 mit 106.52° die

größte Abweichung zu verzeichnen ist.

Die Tolylsubstituenten stehen mit Diederwinkeln zwischen 81.33° und 89.08° nahezu

senkrecht auf der Ebene der C9BN2-Untereinheiten. Als wesentlicher Unterschied zu

den BODIPY-Chromophoren und den Untereinheiten innerhalb des BisBODIPY-

Systems muß die Kohlenstoff-Kohlenstoff-Bindung der meso-Position (C6 bzw. C15)

mit den angrenzenden Pyrrol-Kohlenstoffatomen (C5,C7 bzw. C14 und C17)

hervorgehoben werden. Dabei sind in beiden Fällen die vom Molekülzentrum weiter

entfernt liegenden Bindungen, also C5-C6 und C15-C16, merklich kürzer als die zum

Molekülzentrum näher liegenden Bindungen C6-C7 bzw. C14-C15. Die Abweichung

innerhalb einer Untereinheit reichen von mindestens 0.004 Å bis maximal 0.034 Å.

Die damit einhergehende relativ starke Verzerrung des Sechsring-Chelates kann bei

den monomeren BODIPYs nicht beobachtet werden.

Beide Unterheiten sind sind über die Kohlenstoffbindung C10-C11 miteinander

verbunden. Die Bindungslänge beträgt bei 11 1.484 Å und bei 12 1.471 Å. Solche

Abstände sind für eine C(sp2)-C(sp2)-Einfachbindung typisch.[30] Der Diederwinkel

zwischen den beiden C9BN2-Ebenen beträgt 96.35° bei 11 und 95.98° bei 12

(Abbildung 38).


- 53 -

Abbildung 38: Ilustration der Anordnung der BisBODIPY-Untereinheiten zueinander am Beispiel von

11. Oben: Blick durch die Pyrrol-Pyrrol-Achse. Unten: Blick entlang einer C9BN2-Ebene.

Substituenten sind nicht dargestellt. Die Ellipsoide umfassen 50% der Elektronendichte.

Tabelle 10: Intramolekulare Fluor-Fluorabstände/ Å und Auslenkungsparameter/ Å der Boratome zur

Dipyrrinebene C9N2.

11 12

F1-F3 2.9084(47) 2.9682(26)

C9N2-B1 0.223 0.072

C9N2-B1 0.050 0.209


- 54 -

a)

b)

Abbildung 39: a) Blick auf die C9N2-Ebene der B1-Seite in 11; b) Blick auf die C9N2-Ebene von 15. Es

ist deutlich an diesem Beispiel zu erkennen, dass die Boratome in den BisBODIPYs stärker aus der

Ebene ragen, als dies bei den monomeren Bausteinen der Fall ist. Die Wasserstoffatome wurden aus

Gründen der Übersicht weggelassen

Diese durch sterische Einflüsse erzwungene Anordnung (Kapitel 2.3.1) hat

dramatische Auswirkungen auf intramolekulare Atomabstände. So liegt der Abstand

zwischen den inneren Fluoratomen F1 und F3 mit 2.908 Å bei 11, unter dem

doppelten van der Waals Radius des Fluors von 2.94 Å. Bei Verbindung 12 liegt

dieser Abstand mit 2.968 Å knapp darüber. Um den sterischen Druck im Zentrum des

Moleküls zu minimieren, steht bei den BisBODIPYs das Boratom etwas stärker aus

der durch die Dipyrrinscheren aufgebauten C9N2-Ebene heraus, als dies bei den

BODIPYs zu beobachten ist. So beträgt diese Auslenkung bei den BODIPYs im

Durchschnitt 0.057 Å und ist bei den BisBODIPYs mit durchschnittlich 0.139 Å um

das fast 2,5-fache erhöht (Abbildung 39, Tabelle 10).


- 55 -

Die Auswirkung dieser Anordung auf die physikalischen Eigenschaften dieser

Constrained Geometry Fluorescent Dyes[I] wird in den nachfolgenden Unterkapiteln

beschrieben.

2.5.4 NMR-spektroskopische Charakterisierung der

BisBODIPYs

Die NMR-spektroskopische Untersuchung der BisBODIPYs liefert für alle

untersuchten Kerne (1H, 13C, 11B und 19F) unerwartete Befunde, die auf die rigide,

molekulare Struktur der Farbstoffe zurück zuführen sind.

In Abbildung 40 ist die Strukturformel des Chromophors 9 dargestellt. An diesem

Beispiel sollen im Folgenden die wesentlichen Merkmale der neuartigen Farbstoffe

erläutert werden.

N N

N NB B

FF

F F

9 Abbildung 40: Strukturformel des BisBODIPYs 9 mit Symmetrieebene.

Aufgrund der oben dargestellten Symmetrie des Moleküls sollte man im Protonen-

NMR-Spektrum nur den halben Signalsatz finden. Das 1H-NMR-Spektrum ist daher

aufgrund der chemischen Verschiebung oder der relativen Intensität der Signale,

abgesehen von der fehlenden zweiten terminalen Methylgruppe, a priori nicht von

dem der BODIPYs zu unterscheiden. In Abbildung 41 ist das 1H-NMR-Spektrum von

9 in CD2Cl2 dargestellt. Es wird eine Resonanz für die Protonen der meso-Positionen

I In der Koordinationschemie hat sich der Begriff des Constrained Geometry Catalyst (-Katalysators) bzw. Constrained Geometry Complex (-Komplexes) für eine bestimmte Art von Ansa-Komplexen eingebürgert. Bei diesen sogenannten CGC’s werden Bindungswinkel und –längen gefunden, die ohne die Verbrückung nicht zu beobachten sind. Im Fall der BisBODIPYs wird ein ebensolcher Effekt beobachtet, der allein durch die kovalente Verknüpfung hervorgerufen wird. Aus diesem Grund wird der Begriff Constrained Geometry zur Beschreibung der BisBODIPY-Fluorophore adaptiert.


- 56 -

bei 7.17 ppm gefunden. Weiterhin werden die Signale der Methylgruppen als vier gut

voneinander separierte Singuletts detektiert. Die beiden Ethylgruppen ergeben

erwartungsgemäß ein Triplett und ein Quartett. Das Quartett ist zum Teil von den

Signalen der Methylgruppen überlagert, kann aber durch 1H-1H-korrelierte Spektren

eindeutig als solches erkannt werden (Abbildung 41).

Abbildung 41: NMR-Spektren von 9 (CD2Cl2, 300 MHz). Links: Ausschnitt aus dem COSY-Spektrum

von 9, der zeigt, dass es sich bei dem durch die Methylgruppen überlagerten Signal um ein Quartett

handelt (rot umkreist). Rechts: 1H-NMR-Spektrum von 9 mit Vergrößerung der Multiplet-Signale.

Wird das NMR-Experiment in dem anisotropen Lösungsmittel C6D6 durchgeführt, so

kann in allen Fällen eine weitere Aufspaltung des Signals der entsprechenden

Methylenprotonen beobachtet werden (Abbildung 42). Die Signale aller anderen

Gruppen bleiben, abgesehen von leichten Veränderungen in der chemischen

Verschiebung, von dem Wechsel des Lösungsmittels im äußeren Erscheinen

unbeeinflusst. Dieses zunächst erstaunliche Verhalten kann anhand der

Molekülstrukturen der Derivate 11 und 12 erklärt werden (Abbildung 43). In beiden

stehen die dipyrrinischen Untereinheiten nahezu orthogonal aufeinander. Die

Methylenprotonen der Ethylgruppen an C9 und C12 zeigen in der Momentaufnahme

zwei unterschiedliche Arten von Protonen (in Abbildung 43 türkis und grün

gekennzeichnet). Normalerweise sind diese Positionen zur Rotation befähigt, was im

NMR-Experiment zu einem gemittelten Signal führt. Dies ist bei den BisBODIPYs 9


- 57 -

bis 12 in CD2Cl2 oder CDCl3 auch der Fall. Beim Wechsel auf das Lösungsmittel

C6D6 wird diese Rotation unterbunden bzw. verlangsamt und kann daher im

Protonen-NMR-Spektrum beobachtet werden.

Abbildung 42: 1H-NMR-Spektrum von 9 (C6D6, 300 MHz).

Die Aufspaltung, die man in C6D6 für die diasterotopen Methylenprotonen

beobachtet, setzt sich wie folgt zusammen: Es werden zwei Signale für die

Methylenprotonen detektiert, HA (türkis) und HB (grün). Beide spalten über eine 3J-

Kopplung mit den weiterhin zur Rotation fähigen Methylprotonen zu Quartetts auf.

Durch eine geminale Kopplung untereinander werden diese Signale zu Dupletts von

Quartetts aufgespalten, welche sich teilweise überlagern. Daher wird im NMR-

Experiment für die Protonen HA und HB jeweils ein Sechsliniensignal beobachtet.


- 58 -

Abbildung 43: Grundgerüst der BisBODIPYs im Kristallverbund am Beispiel von 11. Abgesehen von

den Ethylgruppen an C9 und C12 sind die restlichen Substituenten nicht dargestellt.

Die 3J-Kopplung liegt bei allen vier Verbindung bei 7.5 Hz bzw. 7.6 Hz, was ein klares

Indiz für die freie Drehbarkeit der Methylgruppen ist.[40] Die geminalen Kopplungen

liegen in allen Fällen bei etwa 15 Hz. Das in dem Spektrum als Triplett erscheinende

Signal der Methylprotonen setzt sich daher eigentlich aus der Überlagerung von zwei

Dubletts zusammen, die wegen der gleichgroßen 3J-Kopplungskonstante keine

phänomenologische Unterscheidung mit einem wirklichen Triplett zulassen. Das die

eben getroffenen Aussagen zutreffend sind, konnte durch weitere zweidimensionale

NMR-Experimente mit den Farbstoffen 9 bis 12 untermauert werden. Zusätzlich

wurden stellvertretend für die Farbstoffklasse mit dem BisBODIPY 9 zusätzliche 1H-

NMR-Experimente mit selektiver Entkopplung durchgeführt.

Die 13C-NMR-Spektren aller vier tetrapyrrolischer Chromophore sind, wie bei den

BODIPYs, nicht nullter Ordnung und zeigen in 13C{1H}-NMR-Spektren 13C-19F-

through-space-Kopplungen. Diese Wechselwirkung hatte sich in den 13C-NMR-

Spektren der BODIPYs in der Aufspaltung der Kohlenstoffsignale der terminalen

Methylgruppen zu einem Triplett geäußert. Bei den BisBODIPYs ist die räumliche

Nähe der Fluoratome zu diesen Methylgruppen nur noch durch eine starke

Verbreiterung des Signals zu beobachten. Dies deutet auf eine weniger effiziente

Übertragung der Spin-Information hin. Interessanterweise werden bei den

BisBODIPYs aber neben diesen Verbreiterungen zwei weitere aufgespaltene

Resonanzen beobachtet. Dabei handelt es sich um die Signale der beiden Methylen-

Kohlenstoffatome der Ethylgruppen an C9 und C12 (Abbildung 44). Beide spalten

zu einem Dublett auf (Abbildung 45). Die Zuordnung der Signale ist in allen Fällen

durch zweidimensionale NMR-Experimente (HMQC, HMBC) abgesichert.


- 59 -

N N

N NBF2 F2B

N

N

BF2

d

br s

t

d

d

d

br s

t

BisBODIPY-GrundkörperBODIPY-Grundkörper Abbildung 44: Grundkörper der BODIPYs 13-16 und der BisBODIPYs 9-12. Lediglich die

Substituenten, die eine 13C-19F-Kopplung zeigen, sind mit Angabe der entsprechenden Multiplizität

dargestellt.

Die entsprechenden Signale zeigen, sowohl bezüglich ihrer chemischen

Verschiebung als auch in der Größe der Aufspaltung innerhalb der Gruppe der vier

Verbindungen eine ausgeprägte Konstanz (Tabelle 11).

Tabelle 11: Auflistung der 13C-19F-Kopplungen und die chemischen Verschiebungen des entsprechenden Kohlenstoffes der BisBODIPYs 9 bis 12 und zum Vergleich vom BODIPY 14. Alle in CD2Cl2.

9 I 10 II 11 I 12 II 14 I

CH3 (T) 13.0 ppm br s

13.0 ppm br s

12.8 ppm br s

12.9 ppm br s

12.7 ppm 2 Hz

CH2 (Et) 18.1 ppm 5 Hz

18.1 ppm 4 Hz

18.1 ppm 4 Hz

18.1 ppm 4 Hz -

CH3 (Et) 13.8 ppm 2 Hz

13.9 ppm 2 Hz

13.9 ppm 2 Hz

14.3 ppm 2 Hz -

T = terminale Methylgruppe; Et = Ethylgruppe; Messfrequenz: I = 75 MHz; II = 100 MHz.

Das in Abbildung 45 dargestellt 13C-NMR-Spektrum von 9 ist representativ für die

Klasse der BisBODIPYs 9-12. Wie schon in Kapitel 2.4.3 ausgeführt, wird diese

Kopplung durch die Überlappung der freien Elektronenpaare der Fluoratome mit den

σ*-Orbitalen der CH-Bindungen hervorgerufen. Diese Wechselwirkung ist

naturgemäß stark abstandsabhängig und korreliert mit der Größe der

Kopplungskonstanten.[32]


- 60 -

Abbildung 45: 13C-NMR-Spektrum von 9 (Breitband-Protonen-Entkoppelt, CD2Cl2, 75 MHz) mit

Ausschnitt der Kohlenstoff-Signale, die eine Beeinflussung durch ein Fluoratom erfahren.

Die Analyse der röntgenographische bestimmten Molekülstruktur von 11 und 12

liefert eine Erklärung für die hier vorliegenden Befunde (Abbildung 46). Die Signale

der Kohlenstoffatome C1 und C20 zeigen im Spektrum lediglich eine Verbreiterung.

Bei den BODIPYs kann bei den entsprechenden Methylgruppen eine Aufspaltung zu

Tripletts mit einer Kopplungskonstanen von 2 Hz beobachtet werden. Der mittlere

Abstand der Fluoratome zu den Kohlenstoffatomen liegt bei den BODIPYs 13-16 bei

3.165 Å. Bei den BisBODIPYs 11 und 12 liegt er bei gemittelten 3.122 Å, ist also

0.043 Å geringer als bei den BODIPYs. Dies scheint auf den ersten Blick keine

Erklärung für den Unterschied zu liefern. Vielmehr sollte es eine größere

Kopplungskonstante für die BisBODIPYs erwarten lassen. Eine genauere

Betrachtung der erhaltenen Molekülstrukturen von 11 und 12 (Abbildung 46,

Tabelle 12) offenbart jedoch einen gravierenden Unterschied zu den monomeren

Chromophoren 13 bis 16.


- 61 -

Abbildung 46: Molekülstruktur von 11 im Kristallverbund. Nur die für die 13C-19F-Kopplung

wesentlichen Substituenten sind dargestellt. Mit roten Linien sind die für die Kopplung relevanten

Abstände gekennzeichnet. Die Wasserstoffatome wurden aus Gründen der Übersicht weggelassen.

Da das Boratom bei den BODIPYs ziemlich exakt in der Chromophorebene liegt, ist

nur eine geringe Abweichung der einzelnen Fluor-Kohlenstoff-Kontakte vom

Mittelwert festzustellen. Bei den BisBODIPYs wird aber eine starke Auslenkung der

BF2-Einheit aus der Ebene beobachtet. Dies wird durch die Wechselwirkung der

inneren Fluoratome F1 und F3 miteinander erzwungen. Durch diese

Auslenkbewegung ist der mittlere Fluor-Kohlenstoff Abstand der inneren Fluoratome

F1 und F3 mit 3.026 Å sehr viel kürzer als der Abstand der äußeren Fluoratome F2

und F4 zu den Kohlenstoffen C1 und C20. Dieser beträgt im Mittel 3.217 Å und liegt

damit leicht über der Summe der van der Waals Radien von 3.17 Å. Aus diesem

Grund unterscheidet sich die Stärke der Wechselwirkung der beiden verschiedenen

Arten von Fluoratomen, was sich in leicht unterschiedlichen Kopplungskonstanten

äußert und das Signal damit als verbreitertes Singulett erscheinen läßt.

Wie schon angesprochen werden bei den BisBODIPYs zusätzliche Aufspaltungen

der Kohlenstoffsignale C9' und C9'' bzw. bei C12' und C12'' beobachtet. Diese

werden durch die rigide Anordnung der beiden Untereinheiten zueinander

hervorgerufen. Beide Aufspaltungen werden als Dubletts beobachtet, was die


- 62 -

Wechselwirkung mit nur einem Fluoratom nahelegt. Die einzigen Fluoratome, die

dafür in Frage kommen, sind die äußeren Fluoratome F2 und F4 (Tabelle 12). Diese

sind bei allen Verbindungen nur geringfügig weiter als 3 Å von den

Methylenkohlenstoffen C9' bzw. C12' der gegenüberliegenden Untereinheit entfernt.

Diese räumliche Nähe äußert sich in der mit 4 Hz größten in diesem Zusammenhang

beobachteten Kopplungskonstanten. Das die Wechselwirkung der Methylengruppen

mit dem Fluoratom der gegenüberliegenden Untereinheit stattfindet, erklärt warum

eine solche Beobachtung bei den BODIPYs nicht gemacht werden kann. Das es sich

jeweils um den Kontakt von nur einem Fluoratom (I =1/2) mit dem entsprechenden

Kohlenstoffatom handelt, erklärt die Multiplizität als Dublett.

Die mechanistische Ursache für die Aufspaltung der Kohlenstoffsignale C9'' und

C12'' ist noch nicht endgültig aufgeklärt. Auch hier kommen anhand der

Molekülstruktur die äußeren Fluoratome der gegenüberliegenden Untereinheit als

Kopplungspartner in Frage. Allerdings reicht hier die Spannbreite des Abstandes von

3.067 Å bis zu 4.529 Å. Aufgrund der Beweglichkeit der Ethylgruppe kann eine

zeitlich begrenzte Überlappung der freien Elektronenpaare der Fluoratome mit dem

σ*-Orbitalen der CH-Bindungen nicht mit absoluter Sicherheit ausgeschlossen

werden. Allerdings erscheint dieser Mechanismus in diesem Fall eher

unwahrscheinlich. Die naheliegenste Erklärung ist die Überlappung der freien

Elektronenpaare des Fluoratoms mit den σ*-Orbitalen der Methylen-CH-Bindungen

(C9' bzw. C12'), was sich in der oben beschrieben Kopplungskonstanten von etwa

4 Hz äußert. Von dort aus könnte sich die Spin-Information über eine skalare

Wechselwirkung auf das Kohlenstoffatom 9'' bzw. C12'' übertragen. Dies würde einer 3J-Kopplung entsprechen. Laufende Untersuchungen am BisBODIPY-System

beschäftigen sich intensiv mit der Aufklärung und einer detaillierteren Erfassung

dieser selten beobachteten 13C-19F-Kopplung.


- 63 -

Tabelle 12: Intramolekulare Abstände/Å zwischen den Fluoratomen und ausgewählten

Kohlenstoffatomen in 11 und 12.

11 12

F1-C1 3.0238(79) 3.0010(35)

F1-C12' 4.4964(90) 4.5596(32)

F1-C12'' 5.8502(102) 6.0100(38)

F2-C1 3.3180(96) 3.1666(35)

F2-C12' 3.0886(86) 3.0138(32)

F2-C12'' 4.5294(99) 4.4718(38)

F3-C20 3.0801(74) 2.9988(34)

F3-C9' 4.5657(82) 4.2965(30)

F3-C9'' 4.8397(99) 5.7346(34)

F4-C20 3.2106(85) 3.1766(32)

F4-C9' 3.1096(82) 3.0997(29)

F4-C9'' 3.0675(98) 4.4882(33)

Wie schon bei den BODIPY-Chromophoren wurden auch bei den Verbindungen 9 bis

12 11B- und 19F-NMR-spektroskopische Untersuchungen durchgeführt. Im Vergleich

zu diesen ist die Interpretation der Spektren bei den BisBODIPYs etwas komplexer.

Durch die räumliche Gestalt des Chromophors unterscheiden sich die inneren

Fluoratome F1 und F3 von den äußeren Fluoratomen F2 und F4. Aus diesem Grund

werden auch zwei Signale im 19F-NMR-Spektrum erhalten (Tabelle 13).


- 64 -

Tabelle 13: Chemische Verschiebungen / ppm und Kopplungskonstanten / Hz der BisBODIPYs 9 bis

12 in CD2Cl2 (11B: 128 MHz; 19F: 376 MHz).

9 10 11 12

δ (11B) 0.5 1.0 0.1 1.1

1J (B-F) 34 34 34 34

δ (19F1,3) -147.3 -147.4 -146.6 -146.9

δ (19F2,4) -140.2 -137.2 -139.2 -140.4

2J (F1,2-F3,4) 103 103 106 103

Durch eine 1J-Kopplung mit dem Boratom spalten beide Fluoratome zu Quartetts auf.

Mit dem anderen Fluoratom tritt durch eine geminale Kopplung noch eine weitere

Aufspaltung zu Dubletts von Quartetts auf. Dies wird bei den äußeren Fluoratomen

auch in gewissem Umfang realisiert. Durch teilweise Überlagerung der Signale

beobachtet man für sie ein pseudo-Quintett zwischen -137.2 ppm und -140.4 ppm.

Die 1J(BF)-Kopplungskonstante beträgt, wie bei den BODIPYs, in allen Fällen 34 Hz.

Die 2J(F-F)-Kopplung liegt zwischen 103 Hz und 106 Hz. Die inneren Fluoratome (F1

und F3) hingegen erzeugen ein sehr komplexes Multiplett bei etwa -147 ppm. Die

Kopplungen, die dies verursachen, sind wie bei den äußeren Fluoratomen die 1J(B-F)-

und die 2J(F-F)-Kopplung. Zusätzlich kommt noch eine Kopplung der inneren

Fluoratome miteinander hinzu. Das diese Annahme zutreffend ist konnte durch die

Simulation der Fluor-NMR-Spektren mit diesen Parametern gezeigt werden

(Abbildung 47). Dies ist ein weiteres Symptom der Rigidität und der Enge im

Molekülzentrum der BisBODIPYs. Die F1-F3-Abstände betragen 2.908 Å bei 11 und

2.968 Å bei 12 (Abbildung 48).


- 65 -

Abbildung 47: Unten: 19F-NMR-Spektrum von 9 in CD2Cl2, 376 MHz. Oben: Simuliertes 19F-NMR-

Spektrum der BisBODIPYs unter Annahme einer Kopplung der inneren Fluoratome (F1,F3)

miteinander.

Abbildung 48: Blick entlang der Pyrrol-Pyrrol-Achse von 11. Die chromophoren Untereinheiten

stehen nahezu senkrecht zueinander. Die inneren Fluoratome unterschreiten in ihrem Abstand die

Summe der van der Waals Radien von 2.94 Å. Substituenten sind nicht dargestellt. Die Ellipsoide

umfassen 50% der Elektronendichte.

Der Umstand, dass die beiden Fluorsubstituenten nicht äquivalent sind, bewirkt eine

Aufspaltung der Borsignale in Dubletts von Dubletts (Abbildung 49). Da sich die 1J(BF)-Kopplungskonstante der inneren Fluoratome von der 1J(BF)-Kopplungskonstante

der äußeren Fluoratome nur geringfügig unterscheidet, überlappen die Signale stark

und werden bei schlechter Auflösung als Triplett detektiert.


- 66 -

Abbildung 49: 11B-NMR-Spektrum von 9 in CD2Cl2, 128 MHz.

2.5.5 Photophysikalische Charakterisierung der BisBODIPYs

Wie bei bei den BODIPYs wurden auch die photophysikalischen Eigenschaften der

BisBODIPYs bestimmt. Auch hier wurden erste qualitative Untersuchungen selbst

durchgeführt. Die quantitative Bestimmung erfolgte in Kooperation. Erste Ergebnisse

dieser noch andauernden Studie werden im Folgenden vorgestellt. Die Absorptions-

spektren aller vier BisBODIPYs zeichnen sich durch zwei Hauptabsorptionen aus

(Abbildung 50).

a) b)

N N

N NB B

F F

F F

9

Abbildung 50: Representatives Beispiel der Absorptionsspektren der BisBODIPYs a)

Absorptionsspektrum von 9 in Toluol; b) Strukturformel von 9.


- 67 -

a) b)

N NB

F F

16

c)

d)

N N

N NB B

F F

F F

12

Abbildung 51: Vergleich der Absorptions- und Emissionsspektren der BODIPYs und der

BisBODIPYs. a) 16 in Toluol; b) Strukturformel von 16; c) 12 in Toluol; d) Strukturformel von 12.

Die energieärmste Absorption ist im Vergleich zu den BODIPYs um etwa 60 nm

rotverschoben und liegt in allen Fällen bei etwa 560 nm, gefolgt von einem etwas

höherenergetischen Übergang bei etwa 490 nm (Tabelle 14). Beide Absorptionen

werden nicht signifikant durch die Polarität des Lösungsmittels beeinflusst, was auf

eine nur mäßige Änderung des Dipolmoments beim Übergang in den angeregten

Zustand hindeutet. Die Extinktionskoeffizienten beider Hauptabsorptionen liegen in

der Größenordnung der BODIPYs. Die Farbstoffe können daher als stark

absorbierend eingestuft werden. Die Anregung beider Hauptabsorptionen führt zu


- 68 -

einer Emission zwischen 638-650 nm (Abbildung 51). Dies entspricht einem Stokes-

Shift von 79-83 nm (Anregung bei ~560 nm ) bzw. einem visuellen Stokes-Shift von

148-156 nm (Anregung bei ~490 nm) (Tabelle 14).

Tabelle 14: Übersicht über die wesentlichen Fluoreszenzcharakteristika der Verbindungen 9 bis 12.

Die Emissionsspektren wurden korrigiert. Die Quantenausbeute (Фfl) wurde aus sauerstoffreien

Toluollösungen ermittelt, als Referenz diente N,N'-bis(1-Hexylheptyl)-3,4,9,10-

perylenbis(dicarboxyimid) in Dichlormethan (Фfl = 0.99).[36]

Absorption

/ nm

ε

/ M-1cm-1

Emission[a]

/ nm

Stokes-Shift[b]

/ nm Фfl

9

393

492

565

1.700

64.400

73.600

648

83

0.71

10

393

494

567

1.600

64.600

71.500

650

83

0.76

11

394

489

558

1.600

67.100

77.100

638

80

0.67

12

395

490

559

1.700

72.000

82.600

638

79

0.69

a = Anregung bei 490 nm; b = bezogen auf niederenergetischste Anregung.


- 69 -

Im Vergleich zu den BODIPYs 13-16, bei denen der Stokes-Shift lediglich Werte

zwischen 5-12 nm erreicht, ist er bei den Dimeren um das Zehnfache erhöht. Die im

Vergleich zu den BODIPYs etwas geringere Quantenausbeute von etwa 70% liegt

dabei in einem sehr zufriedenstellenden Bereich. Wie man Tabelle 14 entnehmen

kann liegen die Quantenausbeuten der tolylsubstituierten Derivate 11 und 12 bis zu

10% unter denen der meso-freien Verbindungen 9 und 10. Ähnliche Beobachtungen

werden auch bei den BODIPYs gemacht. Der Unterschied zwischen Ethyl- und

Methylsubstitution ist hingegen nicht signifikant. Die Erklärungen für diese

Unterschiede, die schon bei den BODIPYs angeführt wurden, gelten auch für die

BisBODIPYs. Die Ursache des großen Stokes-Shifts ist noch nicht aufgeklärt. Zum

einen könnte die Ausbildung von Eximeren oder Charge-Transfer-Prozesse im

angeregten Zustand eine Erklärung dafür liefern. Die breite Emissionsbande ist ein

deutlicher Hinweis auf eine im Vergleich zum Grundzustand ausgeprägte

geometrische Veränderung des angeregten Zustandes. Gerade letzteres scheint

aufgrund der intramolekularen repulsiven Wechselwirkungen in diesem System eine

plausible Erklärung zu sein.

Die zu Beginn dieses Kapitels schon angesprochenen Absorptionsspektren der

BisBODIPYs zeigen im Vergleich zu den BODIPYs Eigenschaften, die an dieser

Stelle näher erläutert werden sollen (Abbildung 52).

Die Absorptionsspektren der BODIPYs werden im wesentlichen durch eine Bande

bei etwa 500 nm geprägt. Dahingegen zeigen die BisBODIPYs zwei Absorptionen,

die jeweils die gleiche Intensität zeigen und vom Extinktionskoeffizienten im gleichen

Bereich liegen wie die der BODIPYs. Diese Banden sind zur BODIPY Hauptbande

einmal blau- und einmal rotverschoben. Aufgrund der Kristallstrukturanalyse und der

NMR-spektroskopischen Befunde kann das BisBODIPY-System in erster Näherung

als ein aus vier Subchromophoren aufgebautes Molekül beschrieben werden. Dabei

stehen die beiden Aryl-substituenten orthogonal zu den dipyrrinischen

Untereinheiten, welche wiederum im rechten Winkel zueinander kovalent verknüpft

sind. Aufgrund dieser Ergebnisse ist man geneigt, die einzelnen Chromophore als

autonom anzusehen und damit in den Absorptionsspektren phänomenologische

Gemeinsamkeiten der beteiligten chromophoren Strukturen zu erwarten. Dies ist

aber nicht der Fall.


- 70 -

a) b)

N N

N NB B

F F

F F

10

N NB

F F

14

Abbildung 52: Gegenüberstellung der Absorptionseigenschaften der BisBODIPYs mit den BODIPYs

am Beispiel von 10 und 14; a) Absorptionsspektren von 10 und 14 in Dichlormethan; b)

Strukturformeln von 10 und 14.

Das die Untereinheiten in den BisBODIPYs kein gemeinsames π-System ausbilden,

zieht nicht zwangsläufig die Summe der Charakteristika der Einzelkomponenten im

Absorptionsspektrum nach sich. Bei einer gewissen räumlichen Nähe zeigen

Farbstoffe nicht mehr unbedingt die für sie typischen physikalischen Eigenschaften.

Im Folgenden sollen einige solcher Beispiele genannt werden.

In der Einleitung zu diesem Kapitel wurden schon die Energie-Transfer-Kassetten

von Burgess und Ziessel beschrieben.[21,22] Bei diesen werden zwei unterschiedliche

Chromophore durch einen Spacer getrennt. Der Chromophor mit der

höherenergetischen Absorption kann unter gewissen Umständen die aufgenommene

Energie über den Spacer an den Chromophor mit der niederenergetischen

Absorption übertragen. In einem solchen Fall gleicht das Absorptionsspektrum einer

Mischung beider Chromophore, zeigt also die Summe der Absorptionen. Das

Emissionsspektrum hingegen zeigt, im optimalen Fall, einzig die Fluoreszenz des

Chromophors mit der niederenergetischeren Absorption (Abbildung 53).


- 71 -

Wenn der Spacer[I] zu einer solchen Energieübertragung nicht in der Lage ist, so gibt

es noch die Möglichkeit der Energieübertragung mittels dipolarer Wechselwirkung.

Dieser als FRET (Fluorescence Resonance Energy Transfer) bezeichnete Prozeß

findet aufgrund seiner Abstandsabhängigkeit (1/r6) breite Anwendung als

sogenannter molecular rular in der Untersuchung biologischer Systeme.[20] Eine

Einschränkung beim FRET-Experiment ist die notwendige spektrale Überlappung der

Emissionsbande des Donors mit der Absorptionsbande des Akzeptor-Chromophors.

Auch in diesem Fall werden wieder die Absorptionen beider Chromophore

beobachtet und nur die Emission des Akzeptor-Chromophors. Beide eben

beschriebene Vorgänge können naturgemäß nur in eine Richtung ablaufen und sind

damit irreversibel. Sind aber zwei gleiche Chromophore in räumlicher Nähe, kann die

durch den einen Chromophor aufgenommene Energie durch dipolare

Wechselwirkung, wie beim FRET, auf den anderen Chromophor übertragen werden.

Abbildung 53: Schematische Darstellung drei verschiedener Wechselwirkungen von Farbstoffen die

sich in räumlicher Nähe befinden. Von Oben nach unten: Energie-Transfer-Kassetten, FRET, DDEM.

I Bei den Energie-Transfer-Kassetten kommen Spacer in Frage, die ein konjugiertes π-System haben und an den Enden durch aromatische Ringe begrenzt werden. Das konjugierte π-System befähigt den Spacer die Energie weiter zu leiten. Die endständigen Ringe verhindern durch sterische Wechselwirkung, dass die beiden Systeme eine koplanare Anordnung annehmen und dadurch als ein einheitliches chromophores System fungieren. Ist das π-System nicht vollständig über den Spacer ausgebreitet, so fungiert er als Isolator.


- 72 -

Dieser Vorgang zeigt aufgrund der Natur der Wechselwirkung die

Abstandsabhängigkeit des FRET- Experiments. Da es sich hier aber um die gleichen

Fluorophore handelt, ist der Vorgang reversibel und wird als Donor-Donor-Energy-

Migration (DDEM) bezeichnet.[41] Im Absorptionsspektrum sind in erster Linie keine

wesentlichen Unterschiede zum einfachen Chromophor zu beobachten. Weiterhin

findet auch die Emission bei gleicher Wellenlänge statt. Die Veränderung, die

gemessen werden kann, ist der Unterschied in der Fluoreszenzdepolarisation. Diese

hängt neben dem Abstand auch von der relativen Orientierung der Chromophore

zueinander ab und liefert insbesondere in der Untersuchung der Interaktion von

Proteinen wertvolle Erkenntnisse. DDEM-Experimente sind allerdings bei weitem

nicht so etabliert wie das FRET-Experiment.

Ein weiteres Phänomen, welches in dem Fall der BisBODIPYs zum Tragen kommt,

wurde 1936 von Scheibe[42] und Jelly[43] an dem Cyaninfarbstoff Pseudoisocyanin

(PIC) (Abbildung 54) erstmalig und unabhängig voneinander beschrieben. Beide

beobachteten eine rotverschobene Bande, die bei hohen Farbstoffkonzentrationen

auftrat. Scheibe hat aus sich anschliessenden Experimenten darauf geschlossen,

dass dies durch die Bildung von Aggregaten mit einer länglichen Struktur verursacht

wird.[44] Diese Art von Aggregaten wird als J-Dimer bzw. J-Aggregat bezeichnet

(Abbildung 55). Eine zur Monomerabsorption blauverschobene Bande beobachtet

man hingegen, wenn sich die Chromophore nicht hintereinander, sondern

übereinander anordnen. Diese Aggregate werden als H-Dimer / -Aggregat

bezeichnet.

NN

EtEt Cl Abbildung 54: Strukturformel von Pseudoisocyanin (PIC).

Die zwischen den Molekülen bestehende Wechselwirkung führt dazu, dass die

elektronischen Zustände miteinander koppeln und führen schlussendlich zu den

Veränderungen in den Absorptionsspektren der Farbstoffe.

In diesen Dimeren wird allerdings nur eines der beiden Untereinheiten angeregt.

Seine Anregungsenergie wird dann durch die Kopplung über das gesamte Dimer

verteilt. Man bezeichnet solche delokalisierten Anregungen als Frenkel-Exzitonen.[45]


- 73 -

Das Modell, das diese Zusammenhänge beschreibt hat seine Ursprünge in der

Theorie der kondensierten Materie. Weiterentwicklungen führten zum Konzept der

exzitonischen Aufspaltung für molekulare Chromophore.[46]

A A

B

B

µA

µA

µB

µB

Kopf-Schwanz-Anordnung J-Typ

Seite-an-Seite-Anordnung H-Typ

Abbildung 55: Schematische Darstellung der Farbstoff-Aggregate in einem J- und einem H-Typ

Dimer. Die Ovale symbolisieren die Form der Moleküle, die blauen Pfeile deuten die

Übergangsdipolmomente an.

Für einen optisch erlaubten Übergang muß die Vektorsumme der

Übergangsdipolmomente der beteiligten Subchromophore von Null verschieden sein.

In den hier vorliegenden Fällen ergeben sich folgende Möglichkeiten:

H-Typ = ↑↑ ; ↑↓ J-Typ →→ ; ←→

In beiden Fällen ist die erstgenannte Anordnung von Null verschieden und

repräsentiert damit einen erlaubten Übergang. Bei der zweiten Anordnung addieren

sich die Vektorsummen zu Null und damit ist der entsprechende Übergang verboten.

Ferner ergeben gleichphasig schwingende Übergangsdipolmomente im H-Typ

elektrostatische Repulsion und liegen damit energetisch höher als die gegenphasig

schwingenden Übergangsdipolmomente. Bei den J-Dimeren ist es gerade

umgekehrt. Dies ist der Grund warum H-Dimere im Vergleich zum Monomer eine

blauverschobene Absorptionsbande aufweisen und J-Dimere eine rotverschobene.

Zu den eben beschriebenen Dimer-Typen kommt noch der Sonderfall hinzu, das die

Übergangsdipole zueinander versetzt orientiert sind. In diesem Fall ist der Übergang

meist in beide exzitonische Niveaus erlaubt, da die Vektorsumme nicht unbedingt

Null ergibt. Abbildung 56 stellt die eben gemachten Aussagen graphisch dar.


- 74 -

G = GrundzustandA = Angeregter Zustand

Monomer Dimer

G

A

Monomer Dimer

G

A

Monomer Dimer

G

AE

E

E E β

α E α E α

ββ

Parallel

H-Typ

Hintereinander

J-Typ

Versetzt

Abbildung 56: Darstellung des von Kasha[46a] entwickelten Modells der exzitonischen Aufspaltung in

parallel- (H-Typ), hintereinander- (J-Typ) und versetzt angeordneten Monomere in den Aggregaten.

Durchgezogene Pfeile repräsentieren erlaubte Übergänge, gestrichelte Pfeile repräsentieren

verbotene Übergänge.

Diese Aggregationsphänomene sind auch für den BODIPY-Chromophor bekannt.[47]

In diesen Beispielen wurden die BODIPYs an Zuckermoleküle oder Aromaten

geknüpft, um eine definierte Orientierung und einen gewünschten Abstand

zueinander zu erreichen. Die aus diesen Studien erhaltenen Resultate lassen sich

sehr gut mit dem eben beschriebenen Modell der exzitonischen Aufspaltung erklären.

Die in den hier untersuchten BisBODIPYs vorgefundene Situation der Sub-

chromophore erfüllt alle Kriterien, um einen solchen Effekt hervorzurufen. Dies wären

nicht miteinander konjugierte π-Systeme der Subchromophore, räumliche Nähe und

eine definierte, rigide Orientierung zueinander. Die Orientierung der Untereinheiten

bewirkt, dass beide Übergänge in etwa gleich stark erlaubt sind. Dies äußert sich in

den vergleichbaren Intensitäten der beiden Hauptabsorptionen bei etwa 490 nm

(H-Typ) und 560 nm (J-Typ). Im Falle der BisBODIPYs sind zwei Umstände

besonders hervorzuheben. Zum einen zeigen sie in einem Molekül vereint die

Absorptionseigenschaften, wie sie sonst nur von zwei unterschiedlichen Arten von

Dimerisierung zu erreichen sind. Zum anderen benötigen sie dafür nicht das Gerüst


- 75 -

eines anderen Moleküls, welches die Subchromophore orientiert. Sie richten sich

vielmehr an sich selbst aus, was in dieser Weise bisher einzigartig ist.

Laut Literatur[46a] geht mit der exzitonischen Aufspaltung eine Erhöhung des

nichtradiativen Zerfallweges des angeregten Zustandes über den nieder-

energetischsten Triplettzustand einher. Dies korreliert mit den hier gemachten

Beobachtungen. So liegt die Fluoreszenzquantenausbeute mit etwa 70% etwas unter

den Werten, wie sie typischerweise für den BODIPY-Chromophor gefunden werden.

Zum anderen liegt die exponentiell abnehmende Fluoreszenzlebensdauer bei allen

BisBODIPYs bei 3.4 ± 0.1 ns unter den exponentiell abnehmenden Fluoreszenz-

lebensdauern der BODIPYs. Dort reicht die Fluoreszenzlebensdauer von 4 ns bis zu

6 ns. Diese verkürzte Lebensdauer könnte durch ein ausgeprägteres Intersystem-

Crossing der BisBODIPYs im Vergleich zu den BODIPYs erklärt werden.[46a]

Eingehendere Untersuchungen zu den photophysikalischen Eigenschaften der

BisBODIPYs werden noch fortgeführt.

Damit ergeben alle bisher gesammelten Befunde von den röntgenkristallo-

graphischen Untersuchungen, der NMR-Spektroskopie und den photophysikalischen

Studien ein einheitliches und in sich schlüssiges Bild über die Eigenschaften der

BisBODIPYs und deren Ursache.


- 76 -

2.6 Synthese von funktionalisierten Fluorophoren zur Konjugation an Proteine

2.6.1 Allgemeine Vorbemerkungen

Wie in Kapitel 2.2 erwähnt, war es beabsichtigt einen funktionalisierten Fluorophor

auf Basis der BisBODIPYs zu entwickeln. Dieser sollte eine breite Basis für spätere

Modifikationen ermöglichen. Außerdem sollte daraus ein erstes Derivat zur

Markierung von Proteinen synthetisiert werden. In Schema 6 sind die BisBODIPYs

48 und 49 gezeigt. Sie sollten diese Zielsetzungen erfüllen.

Das Substitutionsmuster des Fluorophors 48 wurde unter Einbeziehung der

Resultate aus dem vorangegangenen Kapitel festgelegt. Wie dort ausgeführt wurde,

zeigt das untersuchte Substitutionsmuster nur leichte Unterschiede in den

photophysikalischen Eigenschaften. Damit konnten rein praktischen Überlegungen in

der Synthese des funktionalisierten Chromophors höhere Prioritäten zugewiesen

werden, als dies bei einem größeren Einfluss des Substitutionsmusters möglich

gewesen wäre.


- 77 -

N N

N N

I

OO

NO

O

BF2 F2B

48

N N

N NBF2 F2B

49

Schema 6: Funktionalisierte BisBODIPYs 48 und 49. 48 bietet durch den Iodsubstituenten eine breite

Basis für spätere Derivatisierungen mittels etablierter Palladium-katalysierter Reaktionen. BisBODIPY

49 trägt eine aktivierte Carbonsäure und kann damit zur unselektiven Markierung von Proteinen

eingesetzt werden.

Obwohl der Fluorophor 48 an den meso-Positionen Arylsubstituenten trägt und damit

eine etwas geringere Fluoreszenz-Quantenausbeute erwartet werden kann,

überwiegen die Vorteile eines solchen Vorgehens. Zum einen kann durch die

orthogonale Anordnung des Arylsubstituenten zu dem π-System des Fluorophors

eine Beeinflussung der Absorptions- und Fluoreszenzeigenschaften in weiten

Bereichen ausgeschlossen werden. Weiterhin konnte bei der Einführung der beiden

unterschiedlichen Arylsubstituenten auf eine in der Arbeitsgruppe Bröring entwickelte

Syntheseroute zurückgeriffen werden.[37b] Der Iodsubstituent sollte die Möglichkeit

zur vielfältigen Derivatisierung durch Palladium-katalysierte Kreuz-

kupplungsreaktionen ermöglichen. Die Kristallstrukturanalysen der BisBODIPYs 11

und 12 zeigten, dass der sterische Einfluss der Ethylsubstituenten an C9 und C12

maßgeblich an der Orientierung der Untereinheiten zueinander beteiligt ist. In den


- 78 -

Studien des vorangegangenen Kapitels hat sich gezeigt, dass Methylsubstituenten

an den β-Positionen der äußeren Pyrrolringe gewisse praktische Vorteile im

Vergleich zu Ethylsubstituenten zeigen. So konnte der BisBODIPY 11 weitaus

einfacher durch Umkristallisation gereinigt werden als 12. Diese Umstände führten

schlussendlich zu dem gewählten Substitutionsmuster von 48.

2.6.2 Synthese des funktionalisierten Fluorophors

Im wesentlichen erfolgt die Synthese des Fluorophors 48 auf dem gleichen Weg, wie

sie schon für die BisBODIPYs 11 und 12 beschrieben ist. In Schema 7 ist die

Syntheseroute ausgehend vom Bipyrrol 39 dargestellt.

Der Unterschied in der Synthese von 48 liegt hauptsächlich in der Art der Einführung

der verschiedenen Arylsubstituenten an den meso-Positionen. Bei den symmetrisch

substituierten BisBODIPYs konnten beide Reste durch eine doppelte Vilsmeier-

Haack-Acylierung an 39 eingeführt werden. Die unterschiedliche Substitution in 52

erlaubt dieses Vorgehen nicht mehr. Aus diesem Grund muß die Substitution

stufenweise erfolgen. Dies gelingt, indem 39 mit nur einem Äquivalent

Benzoylmorpholin umgesetzt wird. Aufgrund des elektronenziehenden Charakters

der Ketofunktion wird die Nucleophilie in 51 herabgesetzt und es findet keine Doppel-

Acylierung statt. Das Bipyrrol 51 kann in einer Ausbeute von 61% isoliert werden und

ist durch die Substitution nicht mehr so stark oxidationsempfindlich, wie das

vollständig unsubstituierte Bipyrrol 39. Der zweite Arylsubstituent kann prinzipiell

durch eine weitere Vilsmeier-Haack Acylierung eingeführt werden. Dies ist bei

einigen Derivaten bereits erfolgreich durchgeführt worden.[37b] Im Falle der

Umsetzung von 51 zu 52 scheiterten allerdings alle Versuche. Als Alternative konnte

eine Friedel-Crafts-Acylierung an 51 durchgeführt werden. Dazu wurde 4-

Iodbenzoylchlorid mit der gleichen Menge Aluminiumtrichlorid für eine halbe Stunde

in trockenem Dichlormethan aktiviert. Zu dieser Mischung wurde das Bipyrrol 51

anschließend als Feststoff in einer Portion zugegeben und für 60 Stunden bei

Raumtemperatur gerührt. Das 4-Iodbenzoylchlorid und das Aluminiumtrichlorid

wurden dabei in einem 10-fachen Überschuß eingesetzt.


- 79 -

NH

NH

NH

NH

O39

NH

NH

N N

53

O

1.) POCl3+ N

O

NH20

1.) POCl3,

- 2 H2O

+

2.) NEt3

2.) Na2CO3 / H2O

50 51

Cl

O

AlCl3 /

NH

NH

O

I

O

I

52

I

BF3*OEt2 (48%)

2,6-Lutidin

N N

N N

48

I

B BF F

FF

61%

47%

37%

47%

Schema 7: Syntheseroute des funktionalisierten Fluorophors 48.

Das Bipyrrol 52 konnte nach erfolgter Aufreinigung mittels Säulenchromatographie

und Umkristallisation mit einer mäßigen Ausbeute von 47% als gelber Festoff isoliert

werden. Durch geringere Überschüsse an Aluminiumtrichlorid oder dem Säurechlorid

verringert sich die Ausbeute drastisch. Eine weitere Erhöhung bringt keinen

merklichen Gewinn an Ausbeute, erschwert aber die Aufarbeitung durch die großen

Mengen an Aluminiumtrichlorid bzw. Säurechlorid. Die nachfolgende Kondensation


- 80 -

des Bipyrrols 52 mit zwei Äquivalenten des Pyrrols 20 durch Kochen in

Phosphorylchlorid konnte, wie bei den anderen 2,2'-Bidipyrrinsynthesen, ohne

Probleme durchgeführt werden und lieferte den Liganden nach Umkristallisation als

dunkelgrün glänzenden, mikrokristallinen Feststoff. Die Ausbeute lag jedoch mit 37%

unter der Ausbeute, wie sie bei den ausschließlich alkylsubstituierten Derivaten

erreicht wurde. Dort betrug sie zwischen 67% und 88%. Die genaue Ursache dafür

ist nicht bekannt, allerdings zeigt der Ligand 53 auch in Lösung nicht die Stabilität,

wie sie die Liganden 47 und 48 zeigen.

Im abschließenden Schritt kann aus dem Liganden 53 durch die schon beschriebene

Umsetzung mit BF3 in Ether und 2,6-Lutidin als Hilfsbase BisBODIPY 48 in einer

Ausbeute von 47% als roter Feststoff erhalten werden. Durch das unsymmetrische

Substitutionsmuster von 48 erhöht sich die Anzahl der Signale in NMR-

spektroskopischen Untersuchungen im Vergleich zu den symmetrischen

BisBODIPYs 9 bis 12. Aufgrund der sehr ähnlichen chemischen Umgebung der

einzelnen Gruppen sind die NMR-Spektren durch ausgeprägte Überlappungen

geprägt. Allerdings werden alle NMR-spektoskopischen Besonderheiten der

BisBODIPYs, wie sie in Kapitel 2.5.4 ausführlich beschrieben worden sind, auch bei

48 verwirklicht und können trotz der starken Überlappung zweifelsfrei identifiziert

werden.

2.6.3 Synthese eines zur Konjugation an Proteine befähigten

Fluorophors

Die eine Markierung von Proteinen ermöglichende funktionale Einheit sollte eine als

Succinimidester aktivierte Carbonsäure sein. Um eine ausgeprägte

Wechselwirkungen zwischen Protein und Fluorophor zu vermeiden, sollte diese

durch einen Spacer an den Chromophor angebracht werden. Der Spacer 56 sollte

dazu durch eine Sonogashira-Kupplung an 48 geknüpft werden (Schema 8). Die zu

übertragende Einheit 56 konnte durch Umsetzung der kommerziell erhältlichen 5-

Hexinsäure (54) mittels DCC-Aktivierung und N-Hydroxysuccinimid (55) unter

Standardbedingungen in quantitativen Ausbeuten erhalten werden. Diese anvisierte

Kopplung sollte jedoch zuvor an einem Modellsystem auf ihre Durchführbarkeit


- 81 -

getestet werden. Dieses Bedenken gründet sich insbesondere auf Veröffentlichung

der Ziessel-Gruppe.[48] Ziessel und Mitarbeiter haben die von ihnen entwickelten

Fluorophore teilweise auch mit reaktiven Gruppen ausgestattet. Dabei wurden auch

als Succinimidester aktivierte Chromophore mittels Palladium-katalysierten

Kreuzkupplungen synthetisiert. Allerdings wurde in allen Fällen der Spacer als

Ethylester an den Fluorophor gekuppelt. Dieser wurde daraufhin verseift.

N N

N N

I

OO

NO

O

BF2 F2B

48

N N

N NBF2 F2B

49

O

ON

O

O

+

[Pd]

54

O

HON

O

O

OH

+

DCC

55

56

Schema 8: Synthese-Schema zur Synthese des Protein-Markers 49 durch Modifikation von 48 mittels

einer Sonogashira-Kupplung.


- 82 -

Die dabei erhaltene Carbonsäure wurde erst abschliessend als Succinimidester

aktiviert. Diese lineare Synthesesequenz legte den Verdacht nahe, dass

Succinimidester enthaltende Bausteine eventuell Probleme bei der angedachten

Sonogashira-Kupplung mit sich bringen könnten.

Als Modellverbindung diente BODIPY 57. Er konnte nach dem in Kapitel 2.4.1

beschriebenen Eintopfverfahren aus Trimethylpyrrol 20, 4-Iodbenzoylchlorid und

Bortrifluorid-Etherat mit einer Ausbeute von 38% erhalten werden (Schema 9). Auch

in diesem Fall wurde das entsprechende N,O-Chelat 58 mit 6% als Nebenprodukt

erhalten. Die Sonogashira-Kupplung zwischen dem Spacer 56 und BODIPY 57

wurde unter Standardbedingung durchgeführt. Dazu wurde BODIPY 57 in trockenem

THF mit dem Spacer 56 und Diisopropylethylamin vorgelegt. In diese Mischung

wurden Kupfer(I)iodid und Pd(PPh3)4 in katalytischen Mengen gegeben und für etwa

24 Stunden bei Raumtemperatur bis zum vollständigen Verbrauch des BODIPYs 57

gerührt. Der Reaktionsfortschritt konnte leicht mittels DC-Kontrolle verfolgt werden,

da das gebildete, fluoreszierende Produkt einen polareren Charakter als die

Ausgangsverbindung zeigt und damit gut von diesem abzutrennen war.

NH

OCl

20

2 + 1.) 4 d

2.) BF3*OEt23.) NEt3

N NBF2

57I

I

NBF2

O

I

58

+

38% 6%

Schema 9: Eintopfsynthese des BODIPYs 57 und des Nebenproduktes 58.

Nach beendeter Reaktion wurde das Lösungsmittel bei 30 °C abkondensiert und der

verbleibende rotbraune Lack an Silica mit Dichlormethan chromatographiert. Durch

die Eigenfluoreszenz konnte das Produkt in den Fraktionen sehr gut identifiziert

werden. Man erhielt den als Succinimidester aktivierten BODIPY 59 nach dem

Entfernen des Lösungsmittels mit einer Ausbeute von 87% als roten Feststoff

(Schema 10). Aufgrund des befriedigenden Ergebnisses wurden diese


- 83 -

Reaktionsbedingungen auf die angestrebte Umsetzung des BisBODIPYs 48 zu 49

ohne Veränderung übernommen. Auch hier konnte nach Aufarbeitung und

Aufreinigung der gewünschte aktivierte Fluorophor in einer sehr zufriedenstellende

Ausbeute von 92% als roter Feststoff erhalten werden (Schema10). Durch diese

Ergebnisse ist es nicht ersichtlich, warum Ziessel die Carbonsäure als Ethylester in

den Chromohor einführt und damit letztendlich durch die zwei zusätzlichen Stufen

Ausbeuteverluste in Kauf nimmt.

Ausführliche massenspektrometrische, NMR- und UV-Vis-spektroskopische

Untersuchungen belegen eindeutig die Struktur der beiden aktivierten Fluorophore

49 und 59. Desweiteren zeigen beide Chromophore in den NMR- und UV-Vis-

spektroskopischen Untersuchungen die gleichen Eigenschaften auf wie die nicht

aktivierten Vertreter ihrer Farbstoffklasse. Dies belegt, dass durch die Derivatisierung

keiner der beiden Chromophore entscheidend in seiner Molekülstruktur beeinflusst

wird.


- 84 -

N NB

F F

N NB

F F

I

O

ON

O

O

O

ON

O

O

+ kat. Pd(PPh3)4, CuI

Hünig-Base, THF

87%

5657

59

N N

N NB B

F F

F F

I

N

N

N

N

B

B

F

F

F

F

O

O

NO

O

O

ON

O

O+

kat. Pd(PPh3)4, CuI

Hünig-Base, THF

92%

4856

49

Schema 10: Synthese der als Succinimidester aktivierten Fluorophore 49 und 59.


- 85 -


funktionalisierten Fluorophore

Von den Farbstoffen 57, 58 und 59 konnten für die röntgenkristallographische

Untersuchung geeignete Kristalle erhalten werden. Trotz aufwändiger Versuche blieb

ein solcher Erfolg bei den BisBODIPYs 48 und 49 aus.

In allen drei Fällen konnte die Kristallisation durch langsames Eindiffundieren von n-

Hexan in Lösungen der Farbstoffe in Dichlormethan erzwungen werden. Verbindung

57 kristallisiert in der monoklinen Raumgruppe P21/c mit vier Molekülen in der

Elementarzelle. Der Chromophor 58 kristallisiert in der monoklinen Raumgruppe

P21/n mit ebenfalls vier Molekülen in der Elementarzelle. In Abbildung 57 sind die

Molekülstrukturen der beiden Verbindungen dargestellt. Im wesentlichen zeigen die

Strukturen der beiden Verbindungen die gleichen Eigenschaften, wie sie in Kapitel 2.4.2 ausgiebig diskutiert wurden. Ein augenscheinlicher Unterschied ist allerdings zu

nennen. So beträgt in Verbindung 58 die Verkippung des Arylsubstituenten zu der

mittleren Ebene, die aus dem Pyrrolring, der Carbonylgruppe und dem Boratom

gebildet wird, nur 2.38°. Bei den Vertretern 27 und 28 betrug diese Verkippung

13.57° (27) bzw. 33.89° (28). Insbesondere der große Unterschied zu zwischen 58

und 27 ist verwunderlich, da es sich lediglich um eine unterschiedliche Substitution

an Position 4 des Aromaten handelt (Me vs. I). Da die Molekülstrukturen aber

ansonsten sehr ähnlich zu den beschriebenen Chromophoren sind, soll auf eine

ausführlichere Diskussion der Strukturen von 57 und 58 an dieser Stelle verzichtet

werden. Ausgewählte Daten sind in Tabelle 15 zusammengefasst.

Abbildung 57: Molekülstrukturen der funktionalisierten Chromophore 57 (links) und 58 (rechts). Die

Ellipsoide umfassen 50% der Elektronendichte. Die Wasserstoffatome wurden aus Gründen der

Übersicht weggelassen.


- 86 -

Tabelle 15: Ausgewählte Bindungslängen/Å und –winkel/° der beiden Farbstoffe 57 und 58.

57 58

N-B* 1.543 1.547

B-F* 1.392 1.376

O-B - 1.507(4)

C6-O - 1.325(4)

C2-C6 - 1.390(4)

F1-B-F2 109.3(2) 110.4(3)

N1-B-N2 107.1(2) -

Dipyrrin-F1BF2 88.31 -

BODIPY-Tolyl 77.25 -

N-B-O - 98.5(2)


Der Fluorophor 59 kristallisiert mit acht Molekülen in der Elementarzelle in der

orthorhombischen Raumgruppe Pca21. In der asymmetrischen Einheit sind zwei

Moleküle enthalten (Abbildung 58).

Abbildung 58: Asymmetrische Einheit des Fluorophors 59. Die Ellipsoide umfassen 50% der

Elektronendichte. Die Wasserstoffatome wurden aus Gründen der Übersicht weggelassen.


- 87 -

Da sich die beiden Moleküle kaum unterscheiden beschränkt sich die nachfolgende

Beschreibung auf ein Molekül.

Man kann anhand der Molekülstruktur in Abbildung 59 erkennen, dass sich die

grundlegenden strukturellen Eigenschaften der BODIPYs auch in Verbindung 59

wiederfinden. Das Boratom ist verzerrt tetraedrisch koordiniert. Dabei weicht der

FBF-Winkel, wie bisher bei allen BODIPYs, weniger stark als der NBN-Winkel von

109.5° ab. Bei den Bindungslängen lassen sich keine Abnormalitäten finden. Die

Bindungslänge zwischen C14 und C15 ist mit 1.201 Å typisch für eine Kohlenstoff-

Kohlenstoff-Dreifachbindung. Die Kohlenstoff-Sauerstoff Bindungen der Carbonyl-

funktionen entsprechen mit etwa 1.20 Å ebenfalls typischen Werten. Der BODIPY-

Chromophor ist auch im Fall von 59 nahezu planar. Dabei ist die größte Abweichung

eines Atomes von der mittleren Ebene mit gerade einmal 0.041 Å zu verzeichnen.

Der Arylsubstituent steht in einem Winkel von 78.41° zu dieser Ebene. Auch die

Ebene, die durch die Atome des anderen Heterozyklus und der Sauerstoffatome

O2,O3 und O4 aufgespannt wird, zeigt mit 0.085 Å eines einzelnen Atomes eine

relativ geringe Abweichung von der Planarität. In Tabelle 16 sind ausgewählte Daten

der Molekülstruktur von 59 aufgelistet.

Abbildung 59: Molekülstruktur von 59 mit Benennung der Atome. Die Wasserstoffatome wurden aus

Gründen der Übersicht weggelassen. Die Ellipsoide umfassen 50% der Elektronendichte.


- 88 -

Tabelle 16: Ausgewählte Bindungslängen/Å und –winkel/° von 59.

B1-F1 1.391(5) C20'-O4 1.197(6)

B1-F2 1.402(5) C20-N3 1.388(6)

B1-N1 1.548(5) C20'-N3 1.378(6)

B1-N2 1.539(6) O2-N3 1.390(4)

C13-C14 1.436(6) F1-B-F2 108.3(3)

C14-C15 1.200(6) N1-B-N2 107.2(3)

C15-C16 1.466(7) Dipyrrin-F1BF2 89.91

C19-O1 1.202(6) BODIPY-Aryl 78.41

C19-O2 1.401(5)

C20-O3 1.201(6)


- 89 -

2.7 Derivatisierungsversuche am BisBODIPY-Chromophor

Bei dem BODIPY-Chromophor können die Fluoratome am Boratom durch

Nucleophile nachträglich substituiert werden.[23] Dabei ist in jüngster Zeit die

Substitution durch Kohlenstoff-Nucleophile (diverse Lithiumorganyle und Grignard-

Reagenzien) intensiv untersucht worden.[23] Auch die Umsetzung mit Alkoholaten ist

in diesem Zusammenhang zu erwähnen (Schema 11).

N NB

FF

LiTMS

THF, 25 °C, 15 min N NB

TMSTMS

N NB

FF

NaOMe

MeOH, N NB

OMeMeO Schema 11: Ausgewählte Beispiele der Substitution von Fluor am BODIPY.

Die Reste, die dabei direkt an das Boratom geknüpft werden, reichen von Alkyl- über

Alkenyl- bis zu Alkinylgruppen. Die Ziele, die dabei verfolgt werden, sind eine

Veränderung der elektronischen Eigenschaften am Boratom und damit eine

Veränderung der photophysikalischen Eigenschaften zu erreichen. Eine andere

Absicht ist das Einbringen von Subchromophoren, wie sie z.B. für den Aufbau der

schon erwähnten Energie-Transfer-Kassetten benötigt werden.

Alle Versuche, solche Umsetzungen auf das BisBODIPY-System zu übertragen,

schlugen fehl. Für diese Versuche wurden verschiedene BisBODIPYs verwendet. Als

Nucleophile kamen Natriummethanolat, verschiedenste Lithiumorganyle und einige

Alkylgrignard-Verbindungen zum Einsatz. In allen Fällen wurde der eingesetzte

BisBODIPY zu einer unüberschaubaren Zahl an farbigen und zum Teil

fluoreszierenden Abbauprodukten zersetzt. Auch eine Reaktionsführung bei sehr


- 90 -

niedriger Temperatur (-78°, -100°C) brachte keine Verbesserung. Aufgrund dieser

Versuchsausgänge und der Kenntnis der sterischen Überfrachtung in den

BisBODIPYs wurden die Bemühungen nach einiger Zeit abgebrochen.

Durch einen Zufall konnte allerdings ein sehr interessantes Derivat erhalten werden.

Dabei handelt es sich um den in Abbildung 60 gezeigten Komplex 60. Bei diesem

Komplex sind die inneren Fluoratome durch ein verbrückendes Sauerstoffatom

ersetzt. Dieses Derivat entstand bisher erst einmal nachweislich während des

Versuchs Einkristalle des BisBODIPYs 9 zu züchten. Das verbrückende

Sauerstoffatom stammt wahrscheinlich aus Wasserspuren des eingesetzten

Lösungsmittelgemisches (Acetonitril / Dichlormethan). Neben der

Kristallstrukturanalyse wird die Existenz lediglich durch hochaufgelöste

massenspektrometrische Untersuchungen gestützt. In diesen konnte der [M+Na]+-

Peak bei m/z = 551.2946 identifiziert werden. NMR-spektroskopische

Untersuchungen des Kristallisationsansatzes zeigten eine dynamische

Produktmischung und lieferten keine aussagekräftigen Resultate. Lediglich der

Komplex 60 wurde durch einen glücklichen Umstand als Einkristall aus dieser

Mischung abgetrennt. Versuche Komplex 60 gezielt darzustellen waren bisher noch

nicht erfolgreich.

Abbildung 60: Molekülstruktur von Komplex 60. Die Ellipsoide umfassen 50% der Elektronendichte.

60 kristallisiert in der monoklinen Raumgruppe C2/c mit vier Molekülen des

Komplexes und vier Molekülen Acetonitril in der Elementarzelle.


- 91 -

Die Molekülstruktur zeigt naturgemäß einige Gemeinsamkeiten mit den BisBODIPYs.

Die Bindungslängen zwischen Bor und Stickstoff bzw. Bor und Fluor liegen in

normalen Bereichen. Die Bor-Sauerstoff-Bindung ist gegenüber dem Erwartungswert

von 1.50 Å mit 1.408 Å deutlich verkürzt. Die Koordination des Bors kann als verzerrt

tetraedrisch beschrieben werden. Dabei unterschreiten die N-B-N-Winkel mit 105.38°

den Tetraederwinkel stärker, als dies bei den BODIPYs oder den BisBODIPYs zu

beobachten ist. Der F-B-O-Winkel ist dahingegen mit 112.05° signifikant aufgeweitet.

Die beiden C9BN2-Ebenen bilden einen Diederwinkel von 41.68°. Diese Ebenen

zeichnen sich ebenfalls durch eine ausgeprägte Planarität aus. Die maximale

Abweichung eines Atomes von der mittleren Ebene beträgt nur 0.032 Å. Der

Komplex hat C2v Symmetrie. Die Drehachse verläuft durch das Sauerstoffatom und

mittig durch die Pyrrol-Pyrrol-Bindung. Beim Betrachten der Molekülstruktur ist die

sehr stark ausgeprägte Symmetrie von 60 besonders augenscheinlich.

Tabelle 17: Ausgewählte Bindungslängen/Å und –winkel/° von 60.

N1-B1 1.5854(19)

N2-B1 1.5757(19) N1-B1-N2 105.38(11)

N3-B2 1.5757(19) N3-B2-N4 105.38(11)

N4-B2 1.5854(19) O1-B1-F1 112.06(11)

B1-F1 1.4166(19) O1-B2-F2 112.06(11)

B1-O1 1.4082(18) B1-O1-B2 125.80(17)

B2-F2 1.4166(19) C9BN2(B1)-C9BN2(B2) 41.68

B2-O1 1.4082(18)

Synthetische Studien zur Phytochrom Reihe

- 92 -

3 Synthetische Studien zur Phytochrom-Reihe

3.1 Offenkettige Tetrapyrrole in der Natur: wichtige Kofaktoren in Photorezeptoren und Lichtsammel-komplexen

Die direkte Abhängigkeit von der Sonnenenergie ist bei Photosynthese betreibenden

Organismen besonders augenscheinlich. Die Natur hat standortfeste Pflanzen, Algen

und Cyanobakterien mit Photorezeptoren ausgestattet, um eine optimale Nutzung

des Sonnenlichts zu gewährleisten. Dadurch ist es diesen Organismen möglich, die

Intensität, Richtung und Qualität des sie umgebenden Lichtes zu bewerten. Diese

Fähigkeit steuert zum Beispiel die Samenkeimung, das Längenwachstum, das

Ergrünen und auch die Blütenbildung von Pflanzen.[49] Die biochemische Grundlage

für diese unter dem Begriff der Photomorphogenese zusammengefassten Prozesse

bilden drei Arten von Photorezeptoren. Dies sind die Phytochrome, Cryptochrome

und die Phototropine.[50] Bei den Phytochromen handelt es sich um Chromoproteine

mit einer Molmasse zwischen 120 und 127 kDa, die einen über eine Thioether-

Brücke kovalent angebunden, lichtabsorbierenden Kofaktor tragen.[50a,b]

Bei den Kofaktoren handelt es sich um tetrapyrrolische[I] Verbindungen, die im

Gegensatz zu den im photosynthetischen Reaktionszentrum vorkommenden

Chlorophyllen in einer offenkettigen, gestreckten Form vorliegen.[51] Alle bisher

untersuchten Pflanzen, Farne, Moose und einige Algen enthalten das offenkettige

Phytochromobilin (PΦB) (61) als prosthetische Gruppe (Abbildung 61).[50b]

I Genauer betrachtet handelt es sich hierbei nicht um tetrapyrrolische Verbindungen. Allerdings ist diese Benennung bzw. die Bezeichnung als offenkettige oder lineare Tetrapyrrole in der Fachliteratur fest etabliert. Daher werden diese Begriffe auch in der hier vorliegen Arbeit in diesem Sinne verwendet. Zusätzlich werden in dieser Arbeit ganz allgemein die Bezeichnungen Bilin und Biliverdin für diese Verbindungsklasse verwendet.


- 93 -

∗

NH N HN

NH

O O

A

B C

D

D D

OOH

OHO

NH

O NH

O

5

10

15

PφB (61)

Z

ZZ

anti

syn

anti

PCB (62) PEB (63)

Abbildung 61: Strukturformel des Phytochromobilins, PΦB (61), in der Z,Z,Z-Konfiguration und der

anti,syn,anti-Konformation, sowie des Phycocyanobilins, PCP (62) und des Phycoerythrobilins,

PEB (63).

Durch die Absorption von Licht einer definierten Wellenlänge wird im Chromophor-

Protein-Komplex eine spezifische photochemische Reaktion ausgelöst. Dabei

handelt es sich um eine E/Z-Isomerisierung der Methinbrücke C(15)-C(16) des

Chromophors, welche das Holoprotein zwischen einer biologisch aktiven und einer

nicht-aktiven Form schaltet. Beide Zustände sind thermisch relativ stabil und

photochemisch reversibel ineinander überführbar.[50] Man differenziert die

unterschiedlichen Formen nach ihren Absorptionsmaxima (Abbildung 62). Die Pr-

Form (r = red absorbing) mit einem Absorptionsmaximum bei 665 nm bezeichnet die

physiologisch inaktive Form des Holoproteins. Die physiologisch aktive Form, die Pfr-

Form (fr = far red absorbing), hat ihr Absorptionsmaximum bei 730 nm. Der Umstand,

dass sich die Absorptionsbanden der beiden Formen überlappen, macht es

unmöglich, das Protein photochemisch zu 100% von einem in den anderen Zustand

zu überführen. Unter normalen Bedingungen, also bei durchschnittlicher

Sonnenlichteinstrahlung, überwiegt aufgrund des hohen Anteils von hellrotem Licht

die Pfr-Form des Photorezeptors.[52]


- 94 -

Abbildung 62: Absorptionsspektren der Pr- und der Pfr-Form des Phytochroms PhyA aus Avena

sativa.[53]

Dem PΦB (61) strukturell sehr eng verwandt sind die schon erwähnten offenkettigen

Tetrapyrrole, die eine essentielle Aufgabe als akzessorische Lichtsammelpigmente in

der Photosynthese erfüllen. Dabei binden die als Phycobilisomen bezeichneten

Antennenkomplexe der Cyanobakterien und Rotalgen als prosthetische Gruppen den

Chromophor Phycocyanobilin, PCP (62) im Falle des Phycocyanin und den

Chromophor Phycoerythrobilin, PEB (63) im Falle des Phycoerythrin.[54] Die

Phycobilisomen absorbieren grünes und gelbes Licht (470 – 650 nm) und nutzen

damit die Spektralbereiche, in denen die Absorptionen der Lichtsammelkomplexe der

grünen Pflanzen, also der Chlorophylle, relativ gering ist. Damit ist es diesen

Organismen gelungen den Lebensraum unter dem Schirm von grünen Pflanzen oder

in tieferen Gewässern zu erobern.[54,55] Im Vergleich zur Proteintasche der

Phytochrome werden die Chromophore im Falle der Phycobilisomen zusätzlich zur

kovalenten Anbindung auch durch nichtkovalente Wechselwirkung konformell

fixiert.[56] Diese Fixierung ist zur Unterdrückung einer ungewünschten

Photoisomerisierung essentiell, wie sie im Fall der Phytochrome zu beobachten ist.

Durch diese Anpassung der Proteintasche können die Chromophore ihre Aufgabe

als Lichtsammelkomplexe wahrnehmen und die Energie mit Quantenausbeuten von

bis zu 100% durch strahlungslose Prozesse an die membrangebundenen

Chlorophylle der Reaktionszentren des Photosystems übertragen.[54,55,57]

Wie schon erwähnt, ist der Chromophor sowohl bei den Phytochromen, als auch bei

den Phycobilisomen kovalent an das Apoprotein gebunden. Diese Anbindung wird in


- 95 -

allen Fällen durch eine Thioether-Brücke durch einen Cysteinrest des Proteins und

der exocyclischen Doppelbindung des A-Rings des Chromophors realisiert

(Abbildung 63).[51]

NH NH HN

NH

O O

A

B C

D

OOH

OHO

S

CysProteinProtein

Abbildung 63: Schematische Darstellung der Anbindung des PΦB (61) im Holoprotein.

Die Bildung des photoaktiven Holoproteins vollzieht sich in allen Fällen

autokatalytisch.[58] Dabei verleihen Aminosäuren im Bereich der Anbindungsstelle

dem Apophytochrom eine intrinsische Bilin-(C-S)-Lyase Aktivität.[50a,59]

Lange Zeit wurde angenommen, dass Phytochrome auf Pflanzen und andere

photosynthetisch aktive Organismen beschränkt seien. Gegen Ende des letzten

Jahrhunderts fand man allerdings in den nicht Photosynthese betreibenden Bakterien

Deinococcus radiodurans und Pseudomonas aeruginosa verwandte

Photorezeptoren.[60] Später wurden diese Photorezeptoren auch in weiteren

Bakterien und auch in Pilzen gefunden.[61,62] Obwohl über die genaue mechanistische

Wirkungsweise und Funktion dieser Rezeptoren zum Teil relativ wenig bekannt ist,

sind einige grundlegende Gemeinsamkeiten mit den pflanzlichen Rezeptoren

augenscheinlich. In allen Fällen bildet ein offenkettiges Tetrapyrrol den

chromophoren Kofaktor. Die genaue Art des Tetrapyrrols ist aber vom Organismus

abhängig. So wird bei Bakterien, im Gegensatz zu den photosynthetisch aktiven

Organismen, die PΦB (61) bzw. PCP (62) als prosthetische Gruppe tragen, das

strukturell sehr ähnliche Biliverdin IXα (BV) (64) gefunden (Abbildung 64).[63] Auch

im Fall des Biliverdins (64) erfolgt die Anbindung an das Apoprotein unter Ausbildung

einer Thioether-Brücke autokatalytisch.


- 96 -

HNNH

A

B C

D

OO

OO

NH

HN O

O

S(Cys)

Protein

NH

OA

Biliverdin IXα (64)

NH

OS(Cys)Protein

A

PφB (61)

C31

C32

Abbildung 64: Strukturformel des Biliverdin IXα (64), dem Chromophor des bakteriellen

Phytochroms in der freien Form (links unten) und an das Protein assembliert (rechts). Vergleich der

vom Biliverdin IXα (64) unterschiedliche Anbindung des PΦB (61) an das Protein (links oben).

Die physiologische Wirkung wird auch hier durch eine photoinduzierte Isomerisierung

der Doppelbindung C(15)-C(16) hervorgerufen. Im Gegensatz zu den Chromophoren

PΦB (61) bzw. PCP (62) erfolgt die Anbindung aber nicht an C31, sondern an C32

(Abbildung 64).[63] Dieser scheinbar unwesentliche Unterschied äußert sich darin,

dass die Chromophor-Anbindung in letzterem Fall schwächer ausgeprägt und

reversibel ist.[64] Weiterhin gibt es Hinweise darauf, dass im Falle der bakteriellen

Phytochrome eine kovalente Anbindung für eine physiologische Aktivität des

Holoproteins nicht zwingend notwendig ist.[65] Dies konnte durch Entfernen der für die

Anbindung essentiellen Aminosäure Cystein belegt werden. Diese Mutanten zeigten

die gleichen lichtinduzierten Schaltvorgänge wie die nativen Phytochrome,

wenngleich schwächer ausgebildet. Daher kann angenommen werden, dass die

kovalente Anbindung der prosthetischen Gruppe das Holoenzym stabilisiert und

damit effektiver wirken lässt, jedoch keine grundsätzliche Voraussetzung für eine

Schaltung des Enzyms ist. In welcher Art und Weise die Schaltung eine Auswirkung

auf biochemische Vorgänge hat, ist nicht in allen Fällen bekannt.[63] Allerdings

scheint die organismusübergreifende Wirkung dieser Phytochrome als

Histidinkinasen[I] von herausragender Rolle zu sein.[61,63] Welche biosynthetischen

I Histidinkinasen sind Enzyme, die Histidinreste in Proteinen phosphorylieren. Sie greifen damit als Teil von Signaltransduktionskaskaden regulierend in biochemische Vorgänge ein.


- 97 -

Maschinerien damit reguliert werden, ist nur in Einzelfällen hinreichend verstanden.

So weiß man zum Beispiel, dass die Organismen Deinococcus radiodurans und

Rhodospirillum centenum die Pigmentsynthese regulieren,[60,66] und bei dem Pilz

Aspergillus nidulans wird eine Steuerung der sexuellen Entwicklung angenommen.[67]

Ein großer Durchbruch gelang Wagner et al. im Jahr 2005 durch das Aufklären der

dreidimensionalen Struktur des Phytochroms von Deinococcus radiodurans

(Abbildung 65).[68]

Abbildung 65: Darstellung der Proteinstruktur der aus 321 Aminosäuren bestehenden

chromophorbindenden Domäne des Photorezeptors aus Deinococcus radiodurans (Protein-

Datenbank-Identifikationsnummer 1ZTU) (links). Ausschnitt aus der Bindungstasche des Proteins,

welche den natürlichen Chromophor, das kovalent angebundene Biliverdin (64), enthält (rechts). Sehr

gut zu erkennen ist die Fixierung des A-, B-, und C-Rings in einer Ebene in der Z,Z-Konfiguration und

der syn,syn-Konformation durch die proteinogene Umgebung. Lediglich der D-Ring erhält genug

Raum für die benötigte konformelle Flexibilität.

Durch diese erstmalige kristallographische Erfassung einer Phytochromstruktur

konnten dringend benötigte strukturelle Daten gewonnen werden. Diese Parameter

sind für eingehendere Untersuchungen der photophysikalischen Prozesse der

Photoisomerisierung auf molekularer Ebene von unschätzbarem Wert. Bis zu diesem

Zeitpunkt galten lediglich die Primärstruktur des Proteins, der Ort der kovalenten

Anbindung des Chromophors, sowie dessen photoinduzierte Isomerisierung der

Doppelbindung C(15)-C(16) als gesichert.[50,51,54] Diese Grundkenntnisse über die

Natur der Phytochrome wurde in den letzten dreißig Jahren durch unzählige

molekularbiologische-, biochemische- und physikalische Experimente

zusammengetragen. Für diese Untersuchungen war die Verfügbarkeit der Kofaktoren

zur Assemblierung mit rekombinantem Apoprotein unerlässlich. Da die Kofaktoren

aus natürlichen Quellen lange Zeit nicht verfügbar waren, ergab sich die


- 98 -

Notwendigkeit, synthetisches Material zu erzeugen. Die Gruppe um Gossauer hat

sich in diesem Zusammenhang besonders verdient gemacht und eine Reihe von

offenkettigen Tetrapyrrolen dargestellt.[69]

NH

CO2Me

R2R1

65 bis 69

65 66 67

6869

R1 = CO2BnR2 = CH3

R1 = CO2BnR2 = CO2H

R1 = CO2BnR2 = CO2t-Bu

R1 = CO2HR2 = CO2t-Bu

R1 = IR2 = CO2t-Bu

1.) SO2Cl22.) NaOAc

1.) SOCl22.) t-BuOH PhN(CH3)2

H2 / Pd

PtO2, MgO H2

NH

CO2Me

CO2t-BuH

KI-I2

70

NH

CO2Me

CO2t-BuOHCNH

CO2Me

CO2t-Bu

BnO2C

NH

CO2Me

CO2t-Bu

POCl3, DMF

NBS, Ph3P

N2 CO2Bn

BnO2C

Ph3P

71 72 73

C B

Schema 12: Synthese-Route zur Darstellung von rac-PФBE nach Gossauer:[69c] Synthese der Ringe

B und C.

Die Totalsynthese des racemischen Phytochromobilin-dimethylester (PФBE) trug

wesentlich zur Aufklärung der Konstitution des Phytochrom-Chromophors bei.[69c] Da

die Reaktionssequenz ein repräsentatives Beispiel für die Synthese vieler anderer

Derivate durch Gossauer und anderer Gruppen ist, soll sie im Folgenden vorgestellt

werden (Schema 12 bis 14).


- 99 -

Der Aufbau des PФBE folgt, gemäß der von Gossauer entwickelten Syntheseroute

der Tetrapyrrole, der sogenannten "AB + CD" – Strategie[I]. Bei diesem Vorgehen

werden zunächst die einzelnen Ringbausteine mit dem entsprechenden

Substitutionsmuster synthetisiert. Diese werden anschließend zu den AB- bzw. CD-

Fragmenten, den Dipyrrinonen, verknüpft. Eine abschließende Kondensation des

AB-Bausteins mit dem CD-Fragment liefert den tetrapyrrolischen Kofaktor.

O

CO2Et

EtO2C

HO CO2Et

CO2EtCN

74 75

NH

O

HO2C

76

NaCN170 °C, 10 atm.H2, Raney-Nickel

NH

O

MeO2C

NH

O

HO

NH

LiAlH4

H2SO4, MeOH

+

MeO2C

CHOt-BuO2C

777871

1.) KOH2.) N2CH2

HN

O

R2

NHMeO2C

R1

C D

C

79 a

79 a: R1 = CO2t-Bu; R2 = CH2CH2OH

79 b: R1 = CO2t-Bu; R2 = CH2CH2OSO2CH3

79 c: R1 = CO2t-Bu; R2 = CH2CH2-Se-p-ClC6H4

79 d: R1 = CO2t-Bu; R2 = CHCH2

79 e: R1 = CHO; R2 = CHCH2

Schema 13: Synthese-Route zur Darstellung von rac-PФBE nach Gossauer:[69c] Synthese des D-

Rings und Kondensation mit dem C-Ring zum C,D-Fragments.

I Bei den offenkettigen Tetrapyrrolen wird der Ring, an dem die kovalente Anknüpfung zum Protein erfolgt als A-Ring bezeichnet. Die restlichen Ringe werden vom A-Ring an als B-, C- und D-Ring bezeichnet. Die Bezeichnung der Synthese als AB+CD-Strategie soll die Reihenfolge der Verknüpfung der einzelnen Ringkomponenten verdeutlichen. Als weitere Route, allerdings nicht so fest etabliert, ist die BC + D + A Strategie zu nennen. Dort wird zunächst der D-Ring an das BC-Fragment angefügt gefolgt vom A-Ring. Diese Variante unterscheidet sich wiederum von der BC +D,A-Strategie, bei der die Ringe D und A in einem Eintopfverfahren eingebracht werden.


- 100 -

Da in der Porphyrinchemie derartig aufwändige Substitutionsmuster nicht benötigt

wurden, bedurfte es der Entwicklung neuer Synthesemethoden für die Darstellung

der einzelnen Ringbausteine. Ein großer Vorteil dieser Route ist der Umstand, dass

bei der Synthese verschiedener Kofaktoren auf gleiche Ringbausteine

zurückgegriffen werden kann, oder Zwischenstufen für die Synthese

unterschiedlicher Ringe genutzt werden können.

Das Start-Pyrrol 65 in Schema 12 geht aus einer Knorr-Kondensation von 4-Acetyl-

5-oxo-hexansäure-methylester mit Acetylessigsäure-benzylester hervor. Eine

aufwändige Reaktionssequenz führt von 65 bis 70, dem Vorläufermolekül sowohl des

B- als auch des C-Rings. Durch eine Vilsmeier-Haack Formylierung kann der C-

Ringbaustein in einer Stufe aus 70 erhalten werden. Der B-Ringbaustein, das

Phosphonium-Ylid 73, kann in zwei Stufen aus 70 synthetisiert werden.

Auch die Synthese des D-Rings verläuft über mehrere Stufen. Ausgangsstoff ist

dabei der Acetylbernsteinsäurediethylester 74. Dieser wird zunächst zum Cyanhydrin

75 umgesetzt. Eine sich anschließende Hydrierung und Zyklisierung im Autoklaven

liefert das Pyrrolinon 76, aus dem in zwei Stufen der D-Ring erhalten wird.

NH

SONH

CO2Me

CO2t-BuPh3P

BnO2C

+

NH

O NH

CO2Me

CO2t-Bu

CO2Bn

HN

O

NH

CO2Me

OHC

C D

79 e

+

A B

A

BTFA

NH

O

N

MeO2C

HN

O

HN

CO2Me

C

D

8180 73

PΦBE

A B

Schema 14: Synthese-Route zur Darstellung von rac-PФBE nach Gossauer:[69c] Verknüpfung der

Ringe A und B zum A,B-Fragment und dessen Kondensation mit dem C,D-Fragment zum rac-PФBE.


- 101 -

Dieser D-Ring 78 wird mit dem C-Ring Baustein 71 mittels Kaliumhydroxid

kondensiert. Eine Nachveresterung liefert das Dipyrrinon 79 a (Schema 13). In

diesem muss der primäre Alkohol noch in das Mesylat 79 b und dann weiter in das

Selenid 79 c überführt werden. Ein Oxidation mit H2O2 zum Selenoxid und darauf

folgender Eliminierung führt zum Dipyrrinon 79 d. Mittels Orthoameisen-

säuretrimethylester wird der tert-Butylester durch eine Formylgruppe ersetzt und

liefert damit 79 e als fertiges C,D-Fragment.

Das A,B-Fragment wird durch eine Thio-Wittig Reaktion des B-Rings 73 mit dem A-

Ring 80, einem Thiosuccinimid, erhalten. Mittels Trifluoressigsäure können die

beiden Fragmente 81 und 79 zum PФBE kondensiert werden.

Neben der Gossauer-Synthese sind in den letzten Jahren von den Gruppen um

Jacobi und Inomata weitere Ansätze zu Tetrapyrrolsynthesen vorgestellt worden.

Beide Syntheseansätze unterscheiden sich deutlich voneinander und zu der

Gossauer-Synthese. Da die Inomata-Variante[70] in einem späteren Teil in dieser

Arbeit noch genauer diskutiert wird, soll an dieser Stelle nur die Jacobi-Strategie

skizziert werden.

Die Synthesen von Jacobi folgen sowohl der "AB+CD"-Strategie als auch der

"BC+D+A"-Strategie (Schema 15).[71] Als gemeinsames Merkmal beider Strategien

ist die Art und Weise der Verknüpfung der einzelnen Ringbausteine miteinander zu

nennen. Dabei werden die späteren Lactamringe (A- und D-Ring) im Allgemeinen als

offenkettiges Acetylenamid-Derivat (82 bzw. 87) mittels einer Sonogashira-Kupplung

an den B- bzw. C-Pyrrolring (83 bzw. 86) geknüpft. Der Ringschluss zum Lactam

wird anschließend durch eine Tetrabutylammoniumfluorid (TBAF) katalysierte 5-exo-

dig Zyklisierung vollzogen.

Obwohl sowohl der Inomata- als auch der Jacobi-Ansatz neuartige

Herangehensweisen im Aufbau der Kofaktoren darstellen, bieten beide keine

wirkliche Verkürzung in der Synthese von Bilinen und ergänzen damit lediglich die

vorhandenen Methoden zu deren Aufbau.

Die Zielsetzung aktueller Synthesen zielt nicht mehr allein darauf ab, Material für

Assemblierungs-Experimente bereitzustellen. Vielmehr adressieren sie spezielle

Fragestellungen bei der Aufklärung mechanistischer Details der lichtgesteuerten

Schaltprozesses des Holoproteins. Wie erwähnt ist es durch die Überlappung der

Absorptionsspektren beider Zustände nicht möglich, einen Zustand in seiner reinen

Form zu beobachten. In diesem Zusammenhang ist es der Gruppe um Inomata


- 102 -

gelungen, Kofaktor-Derivate zu synthetisieren, die diese Isomerisierung an der

C(15)-C(16)-Doppelbindung nicht mehr ausführen können (Abbildung 66).[72]

H2N

O

A

B

NH

C D

CO2RI

Pd(0)

CuI, NEt3

NH

CD

CO2RNH2

O

A

B

+

TBAF

HN

C

D

CO2R

NH

O

A

B

82 83

8485

AB + CD - Strategie

BC + D + A - Strategie

5-exo

AB- bzw. CD-Fragment

NH N

CO2MeMeO2C

II

CBH2N

O

A

B

82

NH2

O

H

G

8786

+ +Pd(0)

CuI, NEt3

NH2O

A

B

TBAF

88

5-exoH2N O

H

G

B CA D NH

O

AB

NH

O

HG

B CA D

89

Alkyl: A - H :Einfach- oder Doppelbindung;

Schema 15: Aufbau von offenkettigen Tetrapyrrolen nach Jacobi: Oben: Synthese der AB + CD-

Strategie folgend; Unten: Aufbau analog der BC + D + A-Strategie.


- 103 -

Dadurch ist es möglich geworden das Protein in einem seiner Zustände ausgiebigen

spektroskopischen Untersuchungen zu unterwerfen und damit wichtige Daten für die

Aufklärungen der Schaltvorgänge auf mikroskopischer Ebene zu erhalten.

NHNN

H NHO

O

HOOC COOH

BV IXα (64)

NNN

H NHO

O

HOOC COOH

15Za

N

NNH NH

O

O

HOOC COOH

15Zs

15Ea

HN

NNH NH

O

O

HOOC COOH

15Es

NH

NNH NH

O

O

HOOC COOH

90 91

92 93

Abbildung 66: Strukturformel des natürlichen Kofaktors der bakteriellen Phytochrome, dem Biliverdin IXα (64), und vier von Inomata synthetisierter Derivate, die keine Isomerisierung der Doppelbindung zwischen C(15)-C(16) zulassen.


- 104 -

Interessanterweise bindet das Apoprotein auch die beiden Formen, deren

Konfiguration und Konformation weder der aktiven noch der inaktiven Form des

Kofaktors entspricht (91 und 93).[73] Weiterhin beschreiben die Autoren, dass das

Holoprotein mit dem Kofaktor 91 im Vergleich zum natürlichen Kofaktor Biliverdin 64

eine dreifache Effektivität bezüglich seiner Histdinkinaseaktivität aufweist. Mit dem

Kofaktor 93 ist es sogar fast das Vierfache.[73] Diese Beobachtungen gehen mit

ungewöhnlichen Absorptionsspektren der Holoproteine einher. So liegt die

niederenergetischste Absorption in beiden Fällen bei etwa 430 nm. Gewöhnlich sind

Werte über 650 nm. Die Autoren erklären dies mit der Möglichkeit einer Reduktion

der C(10)-Methinbrücke durch einen Aminosäurerest oder durch ein starkes

Abknicken des Chromophors. Genauere Untersuchungen sind diesbezüglich noch

nicht publiziert worden.


- 105 -

3.2 Themenstellung

Die Beobachtung von Inomata und Lamparter, dass Biliverdin-Derivate mit einer nicht

natürlichen Konfiguration bzw. Konformation eine zum natürlichen Kofaktor höhere

Aktivität aufweisen, warf die Frage auf, ob dieser Effekt für die untersuchten

Verbindungen einzigartig ist oder auch durch andere Derivate oder Substrukturen

herbeigeführt werden kann.

Daher sollten im Rahmen dieser Arbeit verschiedenste Biliverdin-Derivate und deren

Substrukturen synthetisiert und in Kooperation bezüglich ihrer biologischen Aktivität

untersucht werden. Eine solche Studie wurde bisher noch nicht durchgeführt.

Ergänzend sollten im Verlauf der Synthesen neuartige Methoden zur

Funktionalisierung der Derivate erprobt werden. Dies galt insbesondere für die

Einführung der Vinylgruppe. Diese ist in allen vorigen Studien, unabhängig von der

jeweiligen Strategie, durch eine Eliminierungsreaktion eingeführt worden.


- 106 -

3.3 Synthese von Octaalkylbiliverdinen 3.3.1 Vorbemerkungen

In Kooperation[I] sollte zunächst das bakterielle Phytochrom aus Pseudomonas

aeruginosa näher untersucht werden. Da es Hinweise gab, dass eine kovalente

Anbindung des Kofaktors bei bakteriellen Phytochromen nicht zwingend notwendig

ist,[65] wurden als erste Zielverbindungen Biliverdin-Derivate ohne Vinylgruppen

ausgewählt. Die Synthese sollte dabei nicht auf eine Modifikation der Gossauer- oder

einer der anderen etablierten Strategien aufbauen.

NH HN

HNNH

NH N

HNNH

HN

NH

NH

NH

HN

N HN

NNH

HN

NNH

N

N

NHOHC

NH3

[O]R-CHO

R

94

95 96

9798 Schema 16: Darstellung von makrozyklischen Verbindungen aus 1,19-unfunktionalisierten a,c-

Biladienen.

Paolesse berichtete 2003 von einem Zufallsfund, wonach mit Oxidationsmitteln wie

p-Chloranil aus 1,19-unfunktionalisierten a,c-Biladienen 94 die entsprechenden

I Prof. Dr. Nicole Frankenberg-Dinkel (Ruhr-Universität Bochum).


- 107 -

Biliverdin-Derivate erhalten werden können.[74] Ein solches Verfahren ist sehr

interessant, da die a,c-Biladiene 94 auch Vorläufermoleküle anderer Makrozyklen wie

de Corrole 95, Porphyrine 96, Azaporphyrine 98 und anderer sind (Schema 16).

Damit könnten die entsprechenden Substitutionsmuster bei den a,c-Biladienen ohne

weiteres zur Synthese der anderen Makrozyklen benutzt werden, ohne zusätzliche

Manipulationen durchführen zu müssen. Eine solche Diversität wird durch keine

andere Biliverdinsynthese erreicht.

Erstaunlicherweise kann aus den a,c-Biladienen mit dem selben Oxidationsmittel,

dem p-Chloranil, sowohl das entsprechende Corrol 95, als auch das entsprechende

Biliverdin-Derivat 102 erhalten werden. Lediglich das Lösungsmittel bewirkt den

unterschiedlichen Reaktionsausgang (Schema 17).

NH HN

HNNH

NH N

HNNH

94 95

NH HN

HNNH

NH N

HNNH

NH N

HNNH

[O]

[O]

[O]

NH N

HNNHHO

HOO

O

MeOH - H+

- 2H+

99

100 101 102 Schema 17: Darstellung der angenommenen Reaktionsverläufe vom a,c-Biladien 94 zum Corrol 95

und zum Biliverdin 102 nach Paolesse.[74]

Paolesse erklärt diesen Umstand damit, dass der Ringschluss zum Corrol 95 nur

vom vollständig konjugierten a,b,c-Bilatrien 99 stattfinden kann.[74] Der Schritt von 94

zu 99 entspricht einer Deprotonierung mit anschließender Tautomerisierung. Er stellt

die Vermutung auf, dass der einleitende Schritt, die Säure-Base-Reaktion, in

unpolaren, aprotischen Lösungsmitteln wie Chloroform nicht stattfinden kann.

Unterstützt wird seine Hypothese dadurch, dass die Spezies 99 in einer


- 108 -

methanolischen Lösung von 94 mittels UV-Vis-Spektrokopie detektiert werden kann,

jedoch nicht in einer Lösung aus 94 in Chloroform.[74] Ferner wird diese Annahme

durch die Tatsache gestützt, dass die Oxidation des a,b,c-Bilatriens 99 zum Corrol 95

in Chloroform durchgeführt werden kann.[75] Aus diesem Grund führt die Oxidation

von 94 in Chloroform zum Biliverdin 102 und nicht zum Corrol 95.

Für erste Untersuchungen sollten die in Abbildung 67 dargestellten Biliverdin-

Derivate 103 und 104 mit der von Paolesse beobachteten Oxidation aus den

entsprechenden a,c-Biladienen dargestellt werden.

103

HN

NNH

NH

O O

64

104

Biliverdin IXα

CO2MeMeO2C

HN

NNH

NH

O O

COOHHOOCHN

NNH

NH

O O

CO2MeMeO2C

105

HN

NNH

NH

O O

COOHHOOC

HN

NNH

NH

O O

106

COOHHOOC

Abbildung 67: Strukturformeln der Octaalkyl-Biliverdine 103 bis 106 und die Strukturformel des

natürlichen Kofaktors der bakteriellen Phytochrome, dem Biliverdin IXα 64.

Die Biliverdine 105 und 106 tragen keine Vinylgruppe und unterscheiden sich vom

natürlichen Kofaktor lediglich durch die Substitution am A- und D-Ring. Die Biline 103


- 109 -

und 104 entsprechen den Vertretern 105 bzw. 106, allerdings sind dort die

Carbonsäuren als Methylester geschützt. Damit können neben den Unterschieden,

die sich aus dem Wegfall der kovalenten Anbindung an das Protein ergeben, auch

eventuell essentielle ionische Wechselwirkungen der Propionsäureseitenketten in

der Bindungstasche eingehender untersucht werden.

3.3.2 Synthese der a,c-Biladiene

Aufgrund der Symmetrie der Biline 103 bis 106 wurde eine BC + A,D-Strategie

verfolgt. Zunächst erfolgte die Synthese des BC-Fragments nach abgewandeltem

Literaturverfahren (Schema 18).[76]

O O

CO2MeK2CO3

4h 37 °C,12 h RT

+

O O

CO2Me

O O

O1.) HOAc

NaNO2 / H2O, 8-12 °C

2.) Zn, 70 - 110 °C

NH

O

O

CO2Me

1.) Br2 / Dioxan / < 5 °C2.) MeOH, NH

OO

MeO2C

HN

OO

CO2Me

B CNH

OOH

MeO2C

HN

OHO

CO2Me

H2 / Pd (C)

107 108 109

110

111 112

113

Schema 18: Syntheseroute des BC-Fragments.


- 110 -

Dazu wurde 4-Acetyl-5-oxohexansäuremethylester 109 mittels einer Michael-Addition

des deprotonierten Acetylacetons 107 an Acrylsäuremethylester 108 als weißer

Feststoff dargestellt. Eine Kondensation von 109 mit dem in situ zum Oxim oxidierten

Acetoessigsäurebenzylester 110 lieferte das Pyrrol 111 nach Aufreinigung im

Kilogrammmaßstab als weißen Feststoff. Die Kupplung zum Dipyrromethan 112

konnte ebenfalls nach einem leicht veränderten Literaturverfahren durchgeführt

werden.[77] Eine abschließende hydrogenolytische Benzylentschützung in THF mit

Palladium an Kohlenstoff mittels Wasserstoff lieferte 113 als fertiges BC-Fragment.

Für die weitere Umsetzung zu den Zielverbindungen wurde das Dipyrromethan 113

bei Raumtemperatur für 15 Minuten unter Schutzgas mit Trifluoressigsäure zu 120

decarboxyliert (Schema 19). Zu dieser Mischung wurde das entsprechende

Formylpyrrol 118 bzw. 119 in methanolischer Lösung in einer Portion hinzugefügt,

gefolgt von 48%iger wässriger Bromwasserstoff-Lösung. Die sofort tiefrote

Reaktionsmischung wurde noch etwas bei Raumtemperatur nachgerührt und dann

mit Ether überschichtet und bei -18 °C für 12 Stunden zum Auskristallisieren

gelagert. Die a,c-Biladiene 120 und 121 fielen bei diesem Vorgehen als

Dihydrobromide an und wurden als rotes Pulver abfiltriert, mit kaltem Ether

gewaschen und im Hochvakuum getrocknet.


- 111 -

NH

OOH

MeO2C

HN

OHO

CO2Me

113

NH

RR

CO2Et NH

RR

NH

RR

CHO

17 R = Me18 R = Et

118 R = Me119 R = Et

NaOH / Glykol,

POCl3 / DMF

NH

RR

HOOC CO2Et

1.) SO2Cl22.) H2O / Na2CO3

114 R = Me115 R = Et

116 R = Me117 R = Et

TFA

NH

MeO2C

HN

CO2Me

120

+

NH

MeO2C

HN

CO2Me

HNNH

HBr, MeOH

R

RR

R

120 R = Me121 R = Et

2 Br

Schema 19: Synthese des A- und D-Rings und Kondensation mit dem B,C-Fragment zu den a,c-

Biladienen 120 und 121.

3.3.3 Oxidation der a,c-Biladiene zu den Biliverdinen

Bei der abschließenden Oxidation mit p-Chloranil konnte leider auf kein fertig

ausgearbeitetes Oxidationsprotokoll zurückgegriffen werden. Paolesse hat diese

Beobachtung lediglich für zwei unterschiedliche a,c-Biladiene beschrieben.[74] Er

berichtet, das unabhängig vom Substitutionsmuster, 500 mg Edukt mit 500 mg p-

Chloranil über Nacht in 100 mL Chloroform gerührt und nach Aufarbeitung

säulenchromatographisch gereinigt wurden. Dies entspricht 2.67 bzw. 2.28


- 112 -

Äquivalenten p-Chloranil bezüglich der eingesetzten a,c-Biladiene. Laut

Redoxgleichung würden allerdings drei Anteile des Oxidationsmittels benötigt

werden. Warum diese Stöchiometrie in beiden Fällen nicht eingehalten wurde geht

aus der Veröffentlichung nicht hervor. Die Ausbeuten der Oxidationen betrugen 59%

und 30%. Da es sich dabei anscheinend um keine genauer untersuchte Umsetzung

handelte, wurde diese zunächst näher erkundet, um ein besseres Oxidationsprotokoll

zu erarbeiten.

Begonnen wurden die Untersuchungen mit dem Verhältnis von Oxidationsmittel zu

a,c-Biladien, wie sie die Redoxgleichung vorgibt. Als Lösungsmittel wurde nicht

absolutiertes Chloroform verwendet, da Wasser als Sauerstoffquelle angenommen

wurde. Die Reaktionen wurden erst nach vollständigem Verbrauch des Eduktes

aufgearbeitet, was laut dünnschichtchromatographischer Kontrolle nach etwa 12

Stunden eintrat. Sowohl die Umsetzung von 120 als auch die von 121 führten zum

gewünschten Produkt, den Biliverdinen 103 und 104 (Schema 20).

NH

MeO2C

HN

CO2Me

HNNH

R

RR

R

120 R = Me121 R = Et

2 Br

Chloroform

HN

NNH

NH

O OR

R R

R

CO2MeMeO2C

103 R = Me104 R = Et

OH

Cl

OH

Cl

Cl Cl

O

O

Cl

ClCl

Cl

3 3

+ 2 H2O

Schema 20: Oxidation der a,c-Biladiene 120 und 121 mit p-Chloranil in Chloroform zu den Biliverdinen

103 und 104 unter der Annahme das Wasser die Sauerstoffquelle ist.


- 113 -

Nach Abschluss der Reaktion und einer wässrigen Aufarbeitung konnten die

Biliverdine 103 und 104 durch chromatographische Aufreinigung an neutralem Alox

mit Dichlormethan als intensiv blaue Fraktionen erhalten werden. Entfernen des

Lösungsmittels lieferte die Titelverbindungen als dunkelblaue Pulver. Allerdings

wurde festgestellt, dass die Ausbeuten in breiten Bereichen streuten.

Obwohl viel Mühe darauf verwendet wurde, die Reaktionsbedingungen konstant zu

halten, konnte keine Reproduzierbarkeit der Reaktion erreicht werden. Die Ausbeute

schwankte in beiden Fällen zwischen etwa 30% und 60%, ohne eine erkennbare

Tendenz durch äußere Einflüsse. Im Verlauf der Optimierungsstudien wurden auch

andere gängige Lösungsmittel und Oxidationsmittel sowie der Einfluss der

Temperatur und unterschiedliche Stöchiometrien untersucht. In den meisten Fällen

konnte das entsprechende Biliverdin in sehr schlechten Ausbeuten von maximal 5%

bis 10% nachgewiesen werden, sehr oft in Verbindung mit vielen Nebenprodukten. In

diesen Fällen streuten die Resultate allerdings noch stärker, so das auf weitere

Optimierungen mit anderen Oxidationsmitteln oder Lösungsmitteln verzichtet wurde.

Durch mehrmaliges Waschen des Chloroforms mit Wasser konnte der

Feuchtigkeitsgehalt konstant gehalten werden. Zusätzlich wurde damit zur

Stabilisierung des Chloroforms zugesetztes Ethanol entfernt. Dieses Vorgehen wirkte

sich positiv auf die Reproduzierbarkeit der Reaktion aus.

Die insgesamt besten Resultate wurden mit drei Äquivalenten p-Chloranil in

Chloroform erreicht. Die Ausbeuten lagen im Mittel zwischen 40% und 45%. Durch

Kochen unter Rückfluss konnte die Reaktionszeit auf zwei Stunden verkürzt werden.

Bei der Oxidation des a,c-Biladiens 121 zum Biliverdin 104 konnte in einigen Fällen

das entsprechende Zyklisierungsprodukt, das Corrol 122 (Abbildung 68), mit einer

Ausbeute von maximal 10% isoliert und eindeutig identifiziert werden. Dies gelang

allerdings nur bei einer Reaktionsführung bei Raumtemperatur. Ob das Corrol 122

bei Reaktionsführung unter Rückfluss nicht entsteht oder aufgrund seiner

Oxidationsempfindlichkeit bei dieser Temperatur sofort wieder zersetzt wird, ist nicht

geklärt. Das entsprechende Corrol der Umsetzung von 120 zum Bilin 103 wurde

bisher nicht beobachtet. Dies kann jedoch durch den Umstand erklärt werden, dass

diese Umsetzung im Laufe der Optimierung wesentlich seltener durchgeführt wurde,

als die Oxidation von 121 zu 104. Auch dort wurde das Corrol 122 nur in einigen

Fällen beobachtet. Daher ist dieser Unterschied wahrscheinlich statistisch bedingt.

Aufgrund der starken Schwankungen in den Ausbeuten und der schlechten


- 114 -

Reproduzierbarkeit der Reaktion wird auf eine tabellarische Darstellung der

einzelnen Resultate an dieser Stelle verzichtet.

HN

NNH

NH

122

MeO2C CO2Me

Abbildung 68: Strukturformel des Corrols 122, dem Nebenprodukt der Oxidation des a,c-

Biladiens 121 zum Biliverdin 104.

Im Rahmen dieser Untersuchungen wurde auch versucht, die Quelle für den

benötigten Sauerstoff zu identifizieren. Da in allen Fällen mit nicht absoluten

Lösungsmitteln in offenen Gefäßen gearbeitet wurde, können Reste von Wasser als

Sauerstoff-Quelle angenommen werden. Bei einer Reaktionsführung in absolutem

Chloroform konnte allerdings entgegen der Erwartung die Bildung von Biliverdin

nachgewiesen werden. Allerdings wurde in den meisten Fällen kein vollständiger

Verbrauch des a,c-Biladiens erreicht. Es ist anzunehmen, dass Wasserspuren beim

Auskristallisieren des a,c-Biladiens eingeschlossen werden. Diese werden allem

Anschein nach auch im Hochvakuum nicht wieder freigesetzt. Selbst eine

Umkristallisation des a,c-Biladiens aus absolutem Methanol und Ether konnte in dem

nachfolgenden Oxidationsexperiment die Ausbeute des Biliverdins auf lediglich 3%

senken. Zusätzlich wird die Aussagekraft dieses Versuches durch die sonst nicht

beobachteten vielen Nebenprodukte abgeschwächt. Wahrscheinlich wird beim

Auskristallisieren statt Wasser Methanol in den Kristallverbund eingelagert.

Letztendlich werden erst Isotopenmarkierungsexperimente die Sauerstoff-Quelle

eindeutig belegen.


- 115 -

3.3.4 Röntgenkristallographische Untersuchung eines

Biliverdin-Derivats

Durch langsames Eindiffundieren von n-Hexan in eine Lösung des Bilins 104 in

Dichlormethan konnten Kristalle mit ausreichender Güte für die röntgenkristallo-

graphische Untersuchung gewonnen werden. Die Verbindung kristallisiert in der

triklinen Raumgruppe P 1 mit zwei Molekülen in der Elementarzelle.

Die Analyse der Bindungslängen offenbart keine Besonderheiten. In Tabelle 18 sind

ausgewählte Bindungslängen aufgeführt.

Tabelle 18: Ausgewählte Bindungslängen/Å von 104.

C1-O1 1.241(5) C12'''-O6 1.311(5)

C19-O2 1.230(5) C-N* 1.376

C8'''-O3 1.194(5) N1-H.....N2 3.0697(44)

C8'''-O4 1.352(6) N2...H...N3 2.8629(56)

C12'''-O5 1.210(6) N3.....H-N4 2.9388(47)


Auffällig an der Molekülstruktur (Abbildung 69) ist allerdings, dass das Grundgerüst

von 104 keine vollständige Planarität aufweist. Würde eine solche Struktur

verwirklicht werden, dann käme es zu ausgeprägten repulsiven Wechselwirkungen

der Lactam-Sauerstoffatome untereinander. Diese Beobachtung wurde auch bei

anderen Biliverdin-Derivaten gemacht.[78]


- 116 -

Abbildung 69: Molekülstrukur von 104 mit teilweiser Benennung der Atome. Die Wasserstoffatome

wurden aus Gründen der Übersicht weggelassen.

In Abbildung 70 sind die unterschiedlichen Ebenen farblich hervorgehoben. Eine

Ebene wird durch die inneren Pyrrole gebildet, dem B- und dem C-Ring (blau). Die

äußeren Ringe stehen zu dieser Ebene in einem Winkel von 27.47° (A-Ring, rot)

bzw. 26.69° (D-Ring, gelb).

Abbildung 70: Molekülstruktur von 104 im Kristallverbund. Farblich unterschieden sind die Ebenen

des A- und des D-Rings (rot bzw. gelb) von der Ebene, die durch den B- und C-Ring gemeinsam

gebildet wird (blau) Links: Aufsicht auf das Molekül; Rechts: Blick entlang der Ebene, welche von

dem B- und C-Ring gebildet wird.

Stabilisiert wird diese Molekülstruktur durch ausgeprägte intra- und intermolekulare

Wasserstoffbrückenbindungen (Abbildung 71).


- 117 -

Abbildung 71: Darstellung der Wasserstoffbrückenbindungen bei 104 im Kristallverbund. Oben:

Intramolekulare H-Brücken zwischen den vier pyrrolischen Stickstoffatomen; Unten: Intermolekulare

H-Brücken. Die gestrichelten Linien zeigen die Abstände der beteiligten Stickstoff- und

Sauerstoffatome in den H-Brücken an. Substituenten sind nicht dargestellt. Die Ellipsoide umfassen

50% der Elektronendichte.

Dabei werden von allen Stickstoffatomen intramolekulare H-Brücken ausgebildet.

Intermolekulare H-Brücken bestehen allerdings nur zwischen den Stickstoff- und

Sauerstoffatomen der A-Ringe zweier Moleküle, die gegeneinander um 90° verdreht

und leicht versetzt sind. Da die D-Ringe keine intermolekularen H-Brücken aufbauen,

ist die helikale Struktur auf die dimere Einheit beschränkt.

Das die in der Molekülstruktur realisierte all-Z-Konfiguration und all-syn-Konformation

auch in Lösung besteht, zeigen zweidimensionale NMR-spektroskopische

Untersuchungen (NOESY) (Abbildung 72).


- 118 -

104

HN

NNH

NH

O O

CO2MeMeO2C

H

HH

Abbildung 72: Ausgewählte NOE-Kontakte von 104. Gezeigt sind die Kontakte der Methinprotonen

der Positionen 5, 10 und 15. Die Doppelpfeile entsprechen Wechselwirkungen dieser Protonen mit

den Wasserstoffsubstituenten der angezeigten Kohlenstoffe.

3.3.5 Esterhydrolyse der Biliverdine

Wie schon angesprochen war es geplant nicht, nur den Einfluss der fehlenden

Vinylgruppen zu testen, sondern auch die Auswirkungen der als Methylester

geschützten Seitengruppen zu erkunden. Für einen direkten Vergleich mussten die

Methylester an 103 und 104 entfernt werden. Dies gelang durch säurekatalysierte

Hydrolyse nach Standardverfahren. Deshalb sollen hier lediglich ein paar

ergänzende Aussagen gemacht werden.

Die Hydrolyse wird im Allgemeinen bei den Biliverdinen mit Trifluoressigsäure oder

einer Mischung aus konzentrierter Salzsäure und Eisessig durchgeführt. Der

Hydrolyse folgt, nach Aufarbeitung, im Allgemeinen eine chromatographische

Aufreinigung an reversed-phase Säulenmaterial.[79] In seltenen Fällen wird von einer

Umkristallisation aus organischen Lösungsmitteln, wie Chloroform, Methanol und

dergleichen berichtet.[79] Im Laufe der Untersuchungen wurde festgestellt, dass eine

Aufreinigung mittels Umkristallisation der Chromatographie stets vorzuziehen ist und

weitaus bessere Ergebnisse liefert. Weiterhin kann eine Umkristallisation auch in

Wasser durchgeführt werden. Dazu wird das Rohprodukt in wenig Wasser

aufgeschlämmt und mit so viel festem Natriumcarbonat versetzt, bis keine weitere

Auflösung zu erreichen ist. Nach Filtration vom Unlöslichen wird vorsichtig mit etwas

verdünnter Salzäure angesäuert. Das Produkt kann daraus durch Ausfällen mit


- 119 -

konzentrierter Natriumhydrogencarbonat-Lösung als blauer Feststoff erhalten

werden. Durch dieses Vorgehen ist das Produkt vollständig frei von nicht- oder nur

teilweise hydrolysiertem Startmaterial.

Weiterhin ist anzumerken, dass die gängige Praxis, NMR-spektroskopische

Untersuchungen an diesen Disäuren ausschließlich in Pyridin oder der oft

verwendeten Mischung aus Chloroform und Methanol durchzuführen, nicht unbedingt

notwendig ist.[80] Abbildung 73 zeigt das Protonen-NMR-Spektrum von 105 in D2O.

Die Substanz wurde mit etwas festem Natriumcarbonat in Lösung gebracht. Die

starke Aggregationsneigung und die damit verbundenen Linienverbreiterungen sind

allerdings auch in Wasser nicht zu umgehen. Dennoch kann auch in D2O eine

eindeutige Signalzuordnung erfolgen, wie man in Abbildung 73 erkennen kann.

Abbildung 73: 1H-NMR-Spektrum von 105 in D2O (300 MHz).


- 120 -

3.3.6 Detailliertere Untersuchungen zum Oxidationsprozess

Wie in Kapitel 3.3.1 diskutiert, wird vermutet, dass der Ausgang der Oxidation der

a,c-Biladiene mit p-Chloranil durch die Polarität des eingesetzten Lösungsmittels

bestimmt wird. Somit steht die Bildung des Corrols in Konkurrenz zur Bildung des

Biliverdins. In Kapitel 3.3.3 konnte gezeigt werden, dass in vereinzelten Fällen auch

in Chloroform Corrol entstehen kann. Der Versuch, die Bildung von Biliverdin als

Nebenprodukt bei der Oxidation der a,c-Biladiene in Methanol zum Corrol

nachzuweisen, war bisher erfolglos. Dieser Befund unterstützt in erster Linie den

angenommenen Mechanismus. Allerdings unterscheidet sich die Synthese der

Octaalkylcorrole in einem wesentlichen Punkt. Sie wird stets unter

Schutzgasatmosphäre in absoluten Lösungsmitteln durchgeführt, da das

entstehende Corrol empfindlich gegenüber weiterer Oxidation zum 5- und 10-

Oxocorrol ist (Schema 21). Damit ist auch weniger Wasser in der

Reaktionsmischung vorhanden.[I] Die Oxidation zu den beiden unterschiedlichen

Regioisomeren findet dabei rein statistisch statt und wird nicht erkennbar durch

elektronische Effekte beeinflusst.

NH

NH

HN

N

N

N

HN

HN

NH

N

HN

N

O

O

+[O]

Schema 21: Oxidation von Corrolen zu Oxocorrolen. Die Substituenten an den β-Positionen sind

weggelassen.[81]

Eine Besonderheit, die bisher ausschließlich bei Corrolen mit einem

Arylsubstituenten an der Position 10 beobachtet worden ist, ist die oxidative

Ringöffnung zum Biliverdin (Schema 22).[82] Beschrieben wird diese Ringöffnung als

[2+2]-Cycloaddition von molekularem Sauerstoff mit der tautomeren Form des

Corrols, bei der die Doppelbindung zwischen Position 1 und 19 liegt. Der daraus

resultierende Vierring zerfällt unter Bildung des Biliverdins (Schema 22).

I Wie angesprochen, wird die Existenz von Kristallwasser im a,c-Biladien nicht ausgeschlossen.


- 121 -

NH

NH

HN

N

NH

NH

HN

N

NH

NH

HN

N

O2

O O

NH

NH

HN

N

O O

HN

NNH

NH

O O

10-Aryl-Corrol

10-Aryl-Biliverdin Schema 22: Angenommener Mechanismus der oxidativen Ringöffnung von 10-arylsubstituierten

Corrolen zu Biliverdinen. Die Substituenten an den β-Positionen sind weggelassen.[82a]

Vor diesem Hintergrund war es besonders interessant zu erkunden, ob es sich in der

untersuchten Reaktion bei Biliverdin und Corrol wirklich um miteinander

konkurrierende Produkte handelt, oder das entstehende Corrol lediglich als

Zwischenprodukt bei der Oxidation der a,c-Biladiene zu den Biliverdinen aufzufassen

ist. Um dieser Frage nachzugehen wurde das Corrol 122 in Methanol gezielt

dargestellt und verschiedenen oxidativen Einflüssen ausgesetzt.

Corrol 122 wurde in Chloroform und Methanol mit p-Chloranil sowohl in einer

Argonatmosphäre als auch in offenen Gefäßen für bis zu 3 Tage behandelt. In

keinem Fall konnte das entsprechende Biliverdin 104 nachgewiesen werden. Auch

einfaches Rühren an der Luft oder der Einsatz von Wasserstoffperoxid führte nicht

zum Biliverdin 104. In allen Fällen konnte aber die in Schema 21 skizzierte Oxidation

zu den beiden regioisomeren Oxocorrolen beobachtet werden. Diese Oxidation war


- 122 -

meist von der Bildung nicht näher bestimmter Oxidationsprodukte begleitet. Aufgrund

dieser Versuche kann die miteinander konkurrierende Bildung von Corrol und

Biliverdin aus den a,c-Biladienen angenommen, und eine stufenweise Oxidation

unter den vorherrschenden Bedingungen als unwahrscheinlich angesehen werden.

Ähnliche Versuche beschreibt auch Paolesse.[74]

Trotz dieser Ergebnisse sollte überprüft werden, ob es nicht dennoch prinzipiell

möglich ist, eine ringöffnende Oxidation von Octaalkylcorrolen durchzuführen. Als

Modellverbindungen für diese Untersuchungen sollten die Corrole 122 und 123

dienen (Abbildung 74).

HN

NNH

NH

122

MeO2C CO2Me

HN

NNH

NH

123 Abbildung 74: Strukturformeln der Corrole 122 und 123.

Als Oxidationsvariante wurde die Lemieux-von Rudloff-Oxidation ausgewählt. Bei

dieser Oxidation handelt es sich um eine Rutheniumtetraoxid-katalysierte oxidative

Spaltung von Olefinen. Dabei wird die katalytisch aktive Ruthenium(VIII)-Spezies in

einem Zweiphasengemisch aus Wasser und einem organischen Lösungsmittel in situ

durch das stöchiometrisch eingesetzt Cooxidanz Natriumperiodat aus

Rutheniumtrichlorid erzeugt. Das Rutheniumtetraoxid greift anschließend unter

Ausbildung eines Diesters an der Doppelbindung des Olefins an. Dieser setzt nach

Hydrolyse das cis-Diol frei, welches durch Natriumperiodat oxidativ gespalten wird.

Dabei ergeben tertiäre Alkohole Ketogruppen und sekundäre Alkohole ergeben

Aldehyde. Die Aldehydfunktion wird im Allgemeinen über das Aldehyd-Hydrat-

Gleichgewicht zur Carbonsäure aufoxidiert (Schema 23).


- 123 -

O

ORu

O

O

OH

OH

O

O

HO

O

OH

O

O

OH

RuCl3, H2O

NaIO4

Ru

O

O

O

O

H2O NaIO4 + H2O

- H2O

+ RuO4

- RuO3

Schema 23: Lehrbuchbeispiel der Lemieux-von Rudloff-Oxidation.[83]

Die Corrole 122 und 123 wurden dieser Oxidation mehrfach unterworfen. Dazu

wurde in offenen Gefäßen in einer Mischung aus Dichlorethan und Wasser ein

Äquivalent des entsprechenden Corrols mit einer katalytischen Menge an

Rutheniumtrichlorid vorgelegt. Diese magenta gefärbte Reaktionsmischung wurde

über einen Zeitraum von zehn Minuten mit zwei Äquivalenten des Cooxidants

Natriumperiodat versetzt. Dabei verfärbte sich die Reaktionsmischung sehr schnell

zu einem orange-braunen Farbton. Diese Farbveränderung wird durch die Bildung

der Oxocorrole 122 a und b und 123 a und b verursacht (Schema 24). Diese sind

auch in beiden Fällen die Hauptprodukte der Oxidation. Dabei wird etwa 40% des

eingesetzten Corrols zu den Oxocorrolen umgesetzt. Diese 40% setzen sich zu etwa

1/3 aus dem symmetrischen 10-Oxocorrol und zu 2/3 aus dem unsymmetrischen 5-

Oxocorrol zusammen. Bei dem Corrol 122 ist dieses statistisch begründete

Verhältnis ein wenig zugunsten des unsymmetrischen 5-Oxocorrols 122 b

verschoben (~1 : 2,5), was wahrscheinlich auf den sterischen Einfluß der

Propionsäuremethylestersubstituenten zurückzuführen ist.

Die Oxocorrole lassen sich als Mischung relativ einfach von den restlichen

Oxidationsprodukten mittels Säulenchromatographie abtrennen. Dagegen ist die

Trennung der Regioisomeren voneinander sehr aufwändig. Durch das ähnliche

Substitutionsmuster unterscheiden sie sich nur gering in ihrem Laufverhalten.


- 124 -

Allerdings ist in den orange-braun gefärbten Fraktionen das unsymmetrische

Oxocorrol in beiden Fällen am Schluss der Fraktionen angereichert. Somit konnten

die beiden Oxocorrole 122 a und 122 b durch mehrmaliges Chromatographieren der

einzelnen Fraktionen voneinander getrennt werden. Bei den Oxocorrolen 123 a und

123 b ist dieser Unterschied in der Polarität noch geringer ausgeprägt, so dass die

Auftrennung bislang nicht gelang.

NH

R

NH

HN

R

N

NH

R

N

HN

R

N

O

+

HNR

N

HN

R

NH

O

O

+

RuCl3, NaIO4 DCE / H2O

122 R = CH2CH2C(O)OCH3123 R = Ethyl

122 a R = CH2CH2C(O)OCH3123 a R = Ethyl

122 c R = CH2CH2C(O)OCH3123 c R = Ethyl

N

R

N

HN

R

HN

O

122 b R = CH2CH2C(O)OCH3123 b R = Ethyl

Schema 24: Reaktionsprodukte der Lemieux-von Rudloff-Oxidation der Corrole 122 und 123.

Neben diesem Ausgang der Reaktion wurde während der dünnschicht-

chromatographischen Verfolgung des Reaktionsfortschritts eine sehr interessante

Beobachtung gemacht. Bei der Oxidation beider Corrole konnten auf den

Chromatogrammen blaue Banden erkannt werden. Diese traten etwa zehn Minuten


- 125 -

nach Reaktionsbeginn auf und änderten ihre absolute Intensität nicht merklich,

wohingegen die Intensität der Oxocorrole und der nicht näher untersuchten sehr

polaren Oxidationsprodukte stetig zunahm. Im Falle der Oxidation des Corrols 123

gelang es, diese Fraktion zu isolieren und vollständig zu charakterisieren. Es handelt

sich dabei um die offenkettige Spezies 123 c in Schema 24. Die Ringöffnung ist

dabei nicht an der direkten Pyrrol-Pyrrol-Bindung, also zwischen Position 1 und 19

erfolgt, sondern an der dazu benachbarten Methinbrücke der Position 5. Das

Brückenkohlenstoffatom ist erhalten geblieben und als Formylgruppe an den einen

Pyrrolring gebunden. Der andere Pyrrolring geht aus der Reaktion als Lactam-Ring

hervor. Die isolierte Ausbeute betrug lediglich 5%. Dass diese Ringöffnung nicht

auch an der Brückenposition 10 stattgefunden hat, kann nicht ausgeschlossen

werden. Allerdings ist zu erwarten, dass dieses Produkt eine ähnliche Polarität wie

123 c aufweist. Die säulenchromatographische Abtrennung von den beiden

Oxocorrolen und den restlichen, sehr viel polareren Oxidationsprodukten gestaltete

sich ohne Probleme und lieferte keine Hinweise auf ein weiteres Produkt ähnlicher

Polarität. NMR-spektroskopische Untersuchungen der isolierten Fraktion zeigten

einzig den Signalsatz, wie er für Verbindung 123 c zu erwarten ist. Damit kann

angenommen werden, dass elektronische Gründe für eine bevorzugte Ringöffnung

an dieser Position verantwortlich sind und nicht etwa die schlechte Ausbeute

verbunden mit statistischen Ursachen eine Identifikation des anderen Isomers

verhindern. Im Falle des Corrols 122 konnte das entsprechende offenkettige Produkt

122 c bisher noch nicht isoliert und charakterisiert werden. Lediglich die

dünnschichtchromatographische Untersuchung während der Reaktion legt ein

analoges Verhalten des Corrols 122 nahe. Interessanterweise bleibt im Falle der

Ringöffnung von 123 die Oxidation auf der Stufe des Aldehyds stehen. Um eine

eventuelle Folgereaktion zur Carbonsäure nachzuweisen wurde 123 c den gleichen

oxidativen Bedingungen unterworfen, die zu seiner Bildung geführt haben. Mittels

DC-Kontrolle konnte 123 c direkt nach Reaktionsbeginn nicht mehr detektiert

werden. Auf dem Chromatogramm konnte weiterhin kein Oxocorrol erkannt werden.

Vielmehr reagierte 123 c zu einer sehr viel polareren Mischung verschiedener

Reaktionsprodukte ab, die den beobachteten Abbauprodukten der Oxidation von 123

ähnelten. Daher kann angenommen werden, dass es sich bei dem isolierten

offenkettigen Tetrapyrrol um die Zwischenstufe zu der entsprechenden Carbonsäure

handelt. Diese Carbonsäure ist allem Anschein nach ebenfalls nur ein


- 126 -

Zwischenprodukt und zersetzt sich in weitere polare Abbauprodukte. Diese These

wird auch durch die Beobachtung gestützt, dass die blaue Fraktion der dünnschicht-

chromatographischen Reaktionskontrolle der Oxidation der Corrole 122 und 123 von

gleich bleibender Intensität ist. Wahrscheinlich wird das offenkettige Produkt stetig

gebildet, aber ebenfalls sofort wieder abgebaut. Die Oxocorrole scheinen

dahingegen den oxidativen Bedingungen standzuhalten und können in größerer

Menge isoliert werden.

Ein interessantes Phänomen der offenkettigen Spezies 123 c zeigt sich in

Lösungsmitteln unterschiedlicher Polarität. So sind Lösungen in chlorierten

Lösungsmitteln wie Dichlormethan intensiv blau gefärbt. Lösungen in MTBE und

etwas Pentan erscheinen dagegen intensiv rosa. Dieser solvatochrome Effekt lässt

sich auch in den UV-Vis-Spektren wieder finden, wenn auch nicht so eindrucksvoll

(Abbildung 75).

HNN

HNNH

O

O

123 c

Abbildung 75: Links: Absorptionsspektrum von 123 c in Dichlormethan und einer Mischung aus

Pentan und MTBE; rechts: Strukturformel von 123 c.

Das Absorptionsspektrum von 123 c in Dichlormethan wird von zwei ungefähr gleich

intensiven Banden bei etwa 377 nm und 600 nm geprägt. Zusätzlich ist eine Schulter

bei 560 nm zu erkennen. In einer Mischung aus MTBE und Pentan zeigt sich

phänomenologisch das gleiche Absorptionsspektrum. Allerdings sind die

niederenergetischen Absorptionen bei 600 nm und 560 nm um 13 nm blau


- 127 -

verschoben. Die höherenergetische Absorption wird durch den Lösungsmittel-

wechsel nur wenig beeinflusst. Dies trifft auch für die Doppelbande bei 720 nm und

800 nm zu, die in beiden Lösungsmitteln nicht sehr stark ausgeprägt ist.

Neben dem grundsätzlich interessanten Ausgang der hier untersuchten Oxidation am

Corrolring erweitert diese Reaktion das Repertoire gemäß der Ringöffnungen an

Tetrapyrrolen um einen weiteren Aspekt. Diesbezüglich ist die Ringöffnung von

Häm (1) durch das Enzym Hämoxygenase zu dem Endprodukt Biliverdin das wohl

bekannteste Beispiel. Der mechanistische Verlauf ist seit langer Zeit Gegenstand der

Forschung, gilt aber in seinem in Schema 25 gezeigten Verlauf als gesichert.[84]

Anhand des Resultats ist der entscheidende Unterschied allerdings sehr deutlich zu

erkennen. Das Brückenkohlenstoffatom des Porphyrins wird während des Abbaus als

Kohlenmonoxid freigesetzt, und beide terminalen Pyrrole sind zu Lactamringen

oxidiert. Es gibt allerdings auch Berichte von Hämoxygenasen, bei denen der meso-

Kohlenstoff als Aldehyd erhalten bleibt (Schema 26).[85] Diese Art der Ringöffnung zu

den so genannten Formylbiliverdinen kann auch biomimetisch durch (photo-)

chemische Oxidation von Metalloporphyrinen durchgeführt werden.[86] Vergleichbare

Ausgänge werden bei den oxidativen Ringöffnungen der Chlorophylle seneszenter

Pflanzen beobachtet.[87] Die daraus hervorgehenden offenkettigen Tetrapyrrole

werden aufgrund ihrer physikalischen Eigenschaften als nichtfluoreszierende

Chlorophyllkatabolite (NCCs) bezeichnet. Bei den Corrolen war bisher nur die in

Schema 22 gezeigte Ringöffnung zwischen Position 1 und Position 19 bei den 10-

arylsubstituierten Corrolen bekannt. Somit schlägt die hier gefundene

Ringöffnungsreaktion am Corrol eine Brücke zu analogen Vorgängen biologisch

relevanter Tetrapyrrole. In Schema 26 sind die verschiedenen oxidativen

Ringöffnungen gegenübergestellt.


- 128 -

NN

N N

COOHHOOC

FeII

Häm b (1)

NN

N N

COOHHOOC

FeIII

OH

NADPH / O2

- H2O

α-meso-Hydroxyhäm (124)

NN

N

O

N

COOHHOOC

FeIII

Verdohäm (125)

Biliverdin IXa (64)

O2 - CO

NADPH / O2

- Fen+

HN

NNH

NH

O O

COOHHOOC

Schema 25: Oxidativer Abbau des Häms zu Biliverdin durch das Enzym Hämoxygenase.


- 129 -

HN

NNH

N

N

HNNH

NH

HN

NNH

N

O

[O]

[O]

[O]

HN

HN

NH

NH

O

OHC

O

H

H

Porphyrin

Chlorophyll

Corrol

HN

NNH

NH

O O

HN

NNH

NH

O O

[O]

[O]

N

HNN

NH

OCHO

NCC

Biliverdin

Biliverdin Formylbiliverdin

NH N

NH

OHC

HN

O

Schema 26: Varianten der oxidativen Ringöffnung der tetrapyrrolischen Makrozyklen Porphyrin,

Chlorophyll und dem Corrol.


- 130 -

3.3.7 Röntgenkristallographische Untersuchung des

offenkettigen Oxidationsproduktes 123 c

Durch langsames Eindampfen einer Lösung in Chloroform konnten von der

offenkettigen Verbindung 123 c Kristalle für röntgenkristallographische Unter-

suchungen erhalten werden. Da es sich zurzeit noch um einen vorläufigen Datensatz

handelt, wird die Struktur lediglich qualitativ beschrieben.

In Abbildung 76 ist die Molekülstruktur von 123 c gezeigt. Die Stickstoffatome der

Ringe B, C und D sind aufeinander zugerichtet. Das Stickstoffatom des A-Rings, an

den die Formylgruppe gebunden ist, zeigt dagegen in die entgegengesetzte

Richtung. Dies wird durch eine Drehung des A-Rings um die direkte Pyrrol-Pyrrol

Bindung ermöglicht. Mit diesem Herausdrehen des A-Rings werden intermolekulare

Wasserstoffbrücken zu dem A-Ring eines benachbarten Moleküls ausgebildet

(Abbildung 77).

Abbildung 76: Molekülstruktur von 123 c. Die Wasserstoffatome wurden aus Gründen der Übersicht

weggelassen.

Diese intermolekularen Wasserstoffbrücken bestehen nicht nur zwischen den

Aldehyd-Sauerstoffatomen und den Pyrrol-Stickstoffatomen der A-Ringe, sondern

auch zwischen den Lactam-Funktionen der D-Ringe eines anderen benachbarten

Moleküls. Aus diesem Grund ist diese Wechselwirkung nicht auf zwei Moleküle


- 131 -

beschränkt wie im Falle des Biliverdins 104, wo nur ein Ring intermolekulare H-

Brücken ausbildet.

Abbildung 77: Darstellung der intermolekularen Wasserstoffbrücken von 123 c im Kristall.

Daher bildet 123 c im Kristallverbund ausgedehnte Stränge aus, die durch

intermolekulare Wasserstoffbrücken stabilisiert werden (Abbildung 78).

Abbildung 78: Darstellung der Stränge, die 123 c im Kristallverbund ausbildet. Die Wasserstoffatome

wurden aus Gründen der Übersicht weggelassen.


- 132 -

3.4 Synthese von Dipyrrinen und Versuche zur Oxidation zu Dipyrrinonen

Die für tetrapyrrole beschriebenen Oxygenierungsverfahren sollten auch für

dipyrrolische Systeme eine wertvolle synthetische Ergänzung darstellen. Aus diesem

Grund wurde untersucht, ob eine zu den a,c-Biladienen analoge Oxidation der

Dipyrrine durchzuführen ist (Schema 27). Die Produkte, die Dipyrrinone, wären

wichtige Bausteine zum Aufbau tetrapyrrolischer Verbindungen. Auch könnte mit

deren Verfügbarkeit der Frage nachgegangen werden, ob Substrukturen befähigt

sind, eine biologische Aktivität bei den Phytochromen auszulösen.

NH N NH HN

O

[O]?

Dipyrrin Dipyrrinon Schema 27: Dipyrrinone aus Dipyrrinen.

Die Dipyrrine sollten dabei eine gewisse Vielfalt an Substitutionsmustern

bereitstellen, um deren Einfluss zu erkunden. Die synthetisierten Substrate sind in

Abbildung 79 gezeigt.

NH N

CO2Me

NH N

CO2Me

x HBr

x HBr

NH N

CO2Me

x HBr

NH N

COOH

NH Nx HBr

126

127

128

129

130

Abbildung 79: Strukturformeln der synthetisierten Dipyrrine.


- 133 -

Die Dipyrrine 126 bis 128 sind an der Position 1 unsubstituiert und entsprechen

damit den a,c-Biladienen. Die weitere Substitution umfasst unterschiedlich große

Alkylsubstituenten mit und ohne Propionsäuremethylester-Funktion. Das

Substitutionsmuster zielt damit auf die gleiche Fragestellung ab, wie sie schon bei

den Biliverdinen 103-106 besprochen wurde (Kapitel 3.3.1). Zusätzlich wurden die

Dipyrrine 129 und 130 synthetisiert. Diese tragen an der Position 1 eine

Methylgruppe und kommen damit für eine den a,c-Biladienen analoge Oxidation zu

Dipyrrinonen nicht mehr in Frage. Sie wurden hergestellt, um zu überprüfen, ob auch

Dipyrrine von den Phytochromen aufgenommen werden können. Diese Tests sollten

auch mit den Dipyrrinen 126 bis 128 durchgeführt werden. Im Gegensatz zu diesen

entsprechen die Verbindungen 129 und 130 allerdings besser der Gestalt der

Dipyrrinone. Die Synthese der Dipyrrine erfolgte analog einer Reaktionssequenz, wie

sie in Schema 2 (Kapitel 2.4.1) dargestellt ist und soll hier nicht näher erläutert

werden.

Für die Oxidation zu den entsprechenden Dipyrrinonen wurden Lösungen der

Dipyrrine 129 bis 128 in Chloroform mit p-Chloranil behandelt. Auch nach mehren

Tagen war kein Umsatz zu den gewünschten Dipyrrinonen festzustellen. Wurden die

Mengen an Oxidationsmittel erhöht, so konnte nach einiger Zeit die Reaktion der

Dipyrrine zu einer Vielzahl von farbigen Produkten beobachtet werden. Da sich diese

Reaktion sehr uneinheitlich vollzog, wurde auf eine zeitaufwändige Analyse der

einzelnen Fraktionen verzichtet. Auch ein Wechsel auf verschiedene gängige

Lösungs- und Oxidationsmittel zeigte keine Veränderung. Entweder es trat keine

merkliche Reaktion ein, oder aber diese führte zu undefinierten

Zersetzungsprodukten der Dipyrrine. Daher wurden diesbezüglich keine weiteren

Anstrengungen mehr unternommen.

Von dem Dipyrrin 127 konnten Einkristalle aus methanolischer Lösung für die

Röntgenstrukturanalyse gewonnen werden. Die Verbindung kristallisiert in der

triklinen Raumgruppe P 1 mit zwei Molekülen in der Elementarzelle. In Abbildung 80

ist die Molekülstruktur gezeigt.


- 134 -

Abbildung 80: Molekülstruktur von 127. Das Ellipsoid umfasst 50% der Elektronendichte. Die

Wasserstoffatome wurden aus Gründen der Übersicht weggelassen.

Die Bindungslängen und Bindungswinkel liegen alle in erwarteten Bereichen. Wie bei

den BODIPYs ist auch hier die Dipyrrinstruktur als eben zu beschreiben. Der

maximale Abstand eines Atoms von der mittleren C9N2-Ebene beträgt 0.036 Å. In

Tabelle 19 sind ausgewählte Bindungslängen aufgelistet.

Tabelle 19: Ausgewählte Bindungslängen/Å von 127.

Br1-N1 3.2983(21) C8'''-O1 1.201(3)

Br1-N2 3.2776(18) C8'''-O2 1.339(3)


- 135 -

3.5 Versuche zur Synthese eines vinylsubstituierten Dipyrrins

In einer parallelen Studie wurde die Zugänglichkeit eines eines vinylfunktionalisierten

Dipyrrins untersucht. Ein solches Strukturmotiv könnte grundsätzlich zur kovalenten

Anbindung an das Apoprotein fähig sein.

Für das Vorhaben zur Einführung einer Vinylgruppe wurde eine palladiumkatalysierte

Kreuzkupplung vorgesehen. Diese sollte allerdings nicht am Dipyrrin, sondern am

pyrrolischen Baustein durchgeführt werden. Dadurch sollte zum einen die

Entwicklung geeigneter Vorfunktionalisierungen am Dipyrrin umgangen werden. Zum

anderen stellt ein vinylfunktionalisiertes Pyrrol einen wichtigen Baustein in der

Synthese von anderen oligopyrrolischen Verbindungen dar.

Obwohl in der Pyrrolchemie die Funktionalisierung mittels Kreuzkupplung

angewendet wird, ist sie bei weitem nicht so etabliert wie in anderen Systemen. Ein

aktueller Übersichtsartikel fasst diesbezügliche Arbeiten zusammen.[88] Eine Arbeit

beschreibt auch die Funktionalisierung eines Pyrrols durch eine Stille-Reaktion mit

Übertragung einer Vinylgruppe.[89] Diese Arbeit diente als Ausgangspunkt des

geplanten Vorhabens. In Schema 28 ist die Synthese des vorfunktionalisierten

Pyrrols, an welchem die Stille-Kupplung durchgeführt werden sollte, gezeigt. Bei

dessen Synthese konnte auf bekannte Verfahren zurückgegriffen werden, die leicht

verändert angewendet wurden.[90]

NH

NH

NH

CHO

Br

CHO

DMF / POCl3 NBS

-78 °C

131 132 133 Schema 28: Synthese des halogenierten Pyrrols 132.

Dazu wurde aus dem kommerziell erhältlichen Pyrrol 131 mittels einer Vilsmeier-

Haack Formylierung das Pyrrol 132 im Multigramm-Maßstab synthetisiert. Eine

Bromierung mit NBS, die durch die Erstsubstitution an die gegenüberliegende β-

Position gelenkt wird, liefert nach Aufreinigung das Pyrrol 133. Dieses sollte als

Edukt der durchzuführenden Kreuzkupplung dienen. Dazu wurde das Pyrrol 133

nach Vorschrift mit einem leichten Überschuss an Tributylvinylstannan und dem


- 136 -

Palladium-Katalysator unter Rückfluss in Toluol zur Reaktion gebracht

(Schema 29).[89] Allerdings konnte nach Aufarbeitung und Reinigung fast das

gesamte Pyrrol 133 zurückgewonnen werden. Das gewünschte Produkt ließ sich

nicht nachweisen. Verlängerung der Reaktionszeit führte lediglich zum teilweisen

Verlust des Bromsubstituenten.

NH

Br

CHO

133

NH

CHO

NBoc

Br

CHO NBoc

CHO

Boc2O, kat. DMAP

Bu3Sn

kat. Pd(PPh3)4Toluol,

Bu3Sn

kat. Pd(PPh3)4Toluol,

134 135

136

Anisol,

Schema 29: Synthese des vinylsubstituierten Pyrrols 136.

Es wurde vermutet, dass die freie NH-Gruppe des Pyrrols die Katalyse nötigen stört

und damit eine Reaktion ausbleibt. Aus diesem Grund wurde die NH-Funktion nach

Standardbedingungen Boc-geschützt. Die Ausbeute des Pyrrols 134 betrug dabei

94%. Anwenden der gleichen Reaktionsbedingungen auf 134 führte mit 79%

Ausbeute zum vinylsubstituierten Pyrrol 135. An diesem wurde versucht die Boc-

Schutzgruppe thermisch zu entfernen. Dazu wurde unter Schutzgasatmosphäre in

absolutem Toluol zum Rückfluss erhitzt. Allerdings konnte kein Produkt 136

nachgewiesen werden. Vielmehr hatte sich das Pyrrol vollständig zersetzt. Aus

diesem Grund wurde die thermische Entschützung in dem Lösungsmittel Anisol

durchgeführt, welches als Carbokationenfänger fungieren kann. Durch diese

Variation konnte das Pyrrol 135 thermisch entschützt werden und lieferte 136 mit

56%iger Ausbeute. Bei dem Pyrrol 136 wurde eine unerwartete Instabilität in Lösung

beobachtet. Diese Instabilität ist aus folgendem Grund ungewöhnlich: Sind Pyrrole

nicht vollständig substituiert, so zeigen die elektronenreichen Aromaten eine sehr

ausgeprägte Tendenz zur Oxidation. Werden elektronenziehende Substituenten wie

Carbonsäuren, deren Ester oder Formylgruppen an den Pyrrolring angebracht, so


- 137 -

stellt die Handhabung an Luft im Allgemeinen kein Problem mehr da. So kann das

Pyrrol 132 zum Beispiel für mehrere Tage in einem offenen Gefäß in Lösung bleiben,

ohne eine merkliche Veränderung zu zeigen. Pyrrol 136 zeigt hingegen schon nach

etwa 30 Minuten in Lösung erste Zersetzungserscheinungen, dies auch in absoluten

Lösungsmitteln. Dies ist wahrscheinlich die Ursache für den gescheiterten Versuch

135 in Toluol thermisch zu entschützen.

Neben der vollständigen NMR-spektroskopischen und massenspektrometrischen

Charakterisierung der in Schema 29 gezeigten Pyrrole konnte vom Pyrrol 135 eine

röntgenkristallographischen Untersuchung durchgeführt werden. Die Verbind-ung

135 kristallisiert in der monoklinen Raumgruppe P21/n mit vier Molekülen in der

Elementarzelle.

Abbildung 81: Molekülstruktur des vinylsubstituierten Pyrrols 135. Die Wasserstoffatome wurden aus


Die Bindungslängen und Winkel liegen alle in einem zu erwartenden Bereich.

Besonders hervorzuheben ist die C3'-C3'' Bindung der Vinylgruppe, die mit 1.297 Å

ein eindeutiges Merkmal der Doppelbindung ist. Der maximale Abstand eines Atoms

von der mittleren Ebene, die abgesehen von der tert-Butylgruppe von allen Atomen

des Moleküls gebildet wird, beträgt 0.046 Å.

Neben diesen strukturellen Daten wird durch die Molekülstruktur auch die

Regioselektivität der Bromierung und der anschließenden Kreuzkupplung sehr

augenscheinlich bestätigt. In Tabelle 20 sind ausgewählte Bindungslängen und

-winkel aufgelistet.


- 138 -

Tabelle 20: Ausgewählte Bindungslängen/Å und -winkel/° von 135.

C3-C3' 1.457(3) C5-O2 1.195(2)

C3'-C3'' 1.297(3) C5-O3 1.321(2)

C1'-O1 1.214(2) C3-C3'-C3'' 125.3(2)

N1-C5 1.411(2)

Damit stand der vinylsubstituierte Baustein für die anvisierten Dipyrrinsynthese

bereit. Die Kondensation von 136 zum Dipyrrin 138 bzw. 139 sollte nach bewährtem

Vorgehen mit Bromwasserstoffsäure in Methanol erfolgen (Schema 30).

NH

CHO

136

NH

O

O

CO2Me

TFA

HBr

NH

+ POCl3

NH N

CO2Me

NH N

x HBr

137

20

138

139

Schema 30: Versuche zur Darstellung vinylsubstituierter Dipyrrine.

Zunächst wurde das Pyrrol 137 für zehn Minuten mit Trifluoressigsäure behandelt,

um den tert-Butylester zu spalten und die Carbonsäure zu decarboxylieren. Das

Vinylpyrrol 136 wurde anschließend in Methanol gelöst zu dieser Mischung

zugegeben, gefolgt von wässriger Bromwasserstoffsäure. Dabei verfärbte sich die

Reaktionsmischung sofort tiefrot, was ein deutliches Indiz für die Bildung eines

Dipyrrins ist. Wie erwartet fiel bei Zugabe von Ether ein roter Feststoff aus

(gewöhnlich das Hydrobromid des Dipyrrins), der abfiltriert und gewaschen wurde.

Allerdings konnte dieser für NMR-spektroskopische Untersuchungen nicht in


- 139 -

Chloroform oder anderen gängigen Lösungsmitteln gelöst werden. Wiederholte

Versuche zeigten, dass die Zugabe des Ethers zum Ausfällen nicht nötig ist, und

massenspektrometrische Untersuchungen ergaben keinen Hinweis auf die

Zielverbindung 138. Aufgrund der schon beim Vinylpyrrol 136 beobachteten

Empfindlichkeit wurde darauf geschlossen, dass es sich bei dem roten Feststoff um

Zersetzungsprodukte des Dipyrrins handelt. Um die stark Brønstedt-sauren

Bedingungen zu umgehen wurde versucht, die Kondensation mit Phosphorylchlorid

und dem Pyrrol 20 im Lösungsmittel Pentan durchzuführen. Auch in diesem Fall

wurde sofortige Rotfärbung der Reaktionsmischung beobachtet. Bei Einsetzen der

Niederschlagsbildung wurde sofort mit einer gesättigten Natriumhydrogencarbonat-

Lösung neutralisiert und filtriert. Der Filterkuchen wurde mit Methanol ausgewaschen.

In dieser intensiv orangefarbigen methanolischen Lösung, in der das Produkt

vermutet wurde, konnte eine fortdauernde Niederschlagsbildung beobachtet werden.

Durch schnelles Einfrieren der Lösung in flüssigem Stickstoff und Entfernen des

Methanols im Hochvakuum konnte etwas orange-brauner Feststoff erhalten werden.

Dieser war in gängigen Lösungsmitteln löslich, zeigte jedoch weiterhin die

Eigenschaft der Niederschlagsbildung. Dieser Niederschlag war im Vergleich zu der

Kondensation mit Bromwasserstoffsäure sehr viel dunkler und hatte eher eine

wachsartige Konsistenz. Auch hier konnte keine aufschlussreiche spektroskopische

Untersuchung durchgeführt werden. Eine massenspektrometrische Analyse (ESI)

zeigte hingegen das Vorhandensein des Dipyrrins 139 an (HRMS: [M+H]+-Peak).

Somit ist die beobachtete Instabilität des Vinylpyrrols auch beim Dipyrrin wieder zu

finden, allerdings noch stärker ausgeprägt.

Weitere Versuche zur Synthese von vinylsubstituierten Dipyrrinen wurden aufgrund

dieser Resultate nicht unternommen.


- 140 -

3.6 Versuche zur Synthese eines vinylsubstituierten Biliverdin-Derivats

Die Stabilität einfacher Vinylpyrrole und -dipyrrole hat sich für weiterführende Studien

als zu gering erwiesen. Andererseits sind entsprechende Bilin-Derivate als stabile

Naturstoffe bekannt. Da die Problematik von den Produkten und nicht von den

Methoden hervorgerufen wurde, lag es nahe auch geeignet derivatisierte Biline

aufzubauen und hinsichtlich einer Vinylierung zu untersuchen. Für diese Studien

wurde das Biliverdin-Derivat 140 ausgewählt (Schema 31).

140

HN

NNH

NH

O O

CO2MeMeO2C

141

HN

NNH

NH

OO

CO2MeMeO2C

1.) [I]2.) [Pd],

SnBu3

1. DMF / POCl32. Olefinierung

?

?

Schema 31: Versuche zur Einführung einer Vinylgruppe in das Biliverdin-Derivat 140.

Für die Funktionalisierung von 140 sollten zwei unterschiedliche Herangehensweisen

auf ihre Durchführbarkeit getestet werden:

• Bei der ersten Variante sollte die freie β-Position von 140 iodiert werden.

Anschließend sollte, analog der Stille-Reaktion des Pyrrols 134, die

Vinylierung mittels Kreuzkupplung durchgeführt werden. Herausforderungen

dieser Variante ist die regioselektive Monohalogenierung des Biliverdins 140

und die Verhinderung einer möglichen Koordination des Palladium durch das

Tetrapyrrol. Letzteres war wahrscheinlich ursächlich für das Scheitern erster

Kreuzkupplungsreaktionen am Pyrrol 133.


- 141 -

• In der zweiten Variante sollte eine Vilsmeier-Haack Formylierung die β-

Position des Biliverdins 140 vorfunktionalisieren. Die Aldehydfunktion sollte

anschließend in einem Olefinierungsprozeß in die Vinylgruppe überführt

werden. Größere Probleme bei der Formylierung von 140 wurden nicht

erwartet, da vergleichbare Reaktionen bei Porphyrinen bekannt sind und die

Verfahren wahrscheinlich übertragen werden können. Dagegen ist die

chemoselektive Olefinierung der Aldehydfunktion in Gegenwart der Ester- und

Lactamgruppen wahrscheinlich schwieriger durchzuführen. Für die

Olefinierung könnten neben einer Methyl-Wittig-Reaktion sowohl das Tebbe-,

Petasis- als auch das Lombardo-Reagenz in Frage kommen.

Die Synthese von 140 soll über die Darstellung des a,c-Biladiens und anschließender

Oxidation mit p-Chloranil durchgeführt werden. Da es sich beim Biliverdin 140 um ein

unsymmetrisch substituiertes Tetrapyrrol handelt, mussten der A- und der D-Ring

separat eingeführt werden. Es musste also eine Synthese nach der BC+D+A-

Strategie erfolgen. Glücklicherweise konnte beim Aufbau des a,c-Biladiens auf

bereits entwickelte Synthesemethoden aus der Porphyrinchemie zurückgegriffen

werden.[91]

Der Aufbau des BC-Fragments ist ausgehend von den Pyrrolen 111 und 137 in

Schema 32 gezeigt. Zunächst wurde die α-Methylgruppe von 111 mit drei

Äquivalenten Sulfurylchlorid in Diethylether zum Trichlorid oxidiert, welches dabei als

Feststoff anfällt und direkt in einer wässrigen Suspension unter mäßigem Erwärmen

mit festem Natriumcarbonat hydrolysiert wurde. Aus dieser Lösung konnte die Säure

142 durch Neutralisieren der Mischung ausgefällt werden. Anschließend wurde 142

durch Umsetzung mit einer Mischung aus Kaliumiodid und Iod zu 143 halogenierend

decarboxyliert werden. Die abschließende Defunktionalisierung von 143 konnte unter

Kochen in Eisessig durch die Zugabe von Zinkstaub durchgeführt werden und lieferte

den B-Ring-Baustein mit 74% Ausbeute. Alternativ konnte eine am Pyrrol bisher noch

nicht durchgeführte Defunktionalisierung durch zweistündiges Kochen in THF mit

einem leichten Überschuss von Tributylzinnhydrid, ohne den Zusatz eines

Radikalstarters, erreicht werden. Die Ausbeute von 144 lag in diesem Fall bei 99%.

Obwohl der Einsatz des Zinnorganyls eine bessere Ausbeute mit sich bringt, sollte

dessen Toxizität und die damit verbundenen Probleme stets mit in Betracht gezogen

werden. Dennoch erweitert diese Art der Defunktionalisierung das Repertoire der


- 142 -

Pyrrolchemie und kann auf Substrate angewendet werden, die für ein mehrstündiges

Kochen in Eisessig zu empfindlich sind.

NH

CO2Me

t-BuO2C

NH

CO2Me

BnO2C NH

CO2Me

BnO2C COOH NH

CO2Me

BnO2C I

NH

CO2Me

BnO2C

1.) SO2Cl22.) NaCO3 KI / I2

H+ / Zn oderBu3SnH

NH

CO2Me

t-BuO2C

Pb(OAc)4 +O

O

137

111 142 143

145 144

p-TsOH

HN

CO2Me

CO2t-Bu

NH

MeO2C

BnO2C146

B C

Schema 32: Synthese des BC-Fragments.

Der C-Ring-Baustein konnte durch Acetylierung der α-Methylgruppe des Pyrrols 137

mit Bleitetraacetat für eine nucleophile Substitution aktiviert werden. Eine

abschließende Kupplung der beiden Ring-Bausteine 144 mit 145 unter

Säurekatalyse in Methanol lieferte das fertige BC-Fragment 146 nach

säulenchromatographischer Reinigung als hellbeigen Feststoff mit einer Ausbeute

von 75%.

Aufgrund der unterschiedlichen Stabilitäten der Ester des Dipyrromethans 146

gegenüber Säuren können der A- und der D-Ring separat eingeführt werden. Dieses


- 143 -

Verfahren wurde schon erfolgreich beim Aufbau von unsymmetrischen Porphyrinen

eingesetzt.[91,92]

Durch Behandlung mit Trifluoressigsäure konnte der tert-Butylester gespalten und die

resultierende Säure zum Dipyrromethan 147 decarboxyliert werden (Schema 33).

Der in situ entschützte C-Ring stand damit für eine selektive Kupplung bereit. Dafür

wurde der D-Ringbaustein 118 in methanolischer Lösung zugegeben und für 90

Minuten bei Raumtemperatur gerührt.

NH

118

HN

CO2Me

CO2t-Bu

NH

MeO2C

BnO2C

146

B CHN

CO2Me

NH

MeO2C

BnO2C

147

B CTFA

CHO

1.)

2.) HBr (33% in HOAc) 3.) Et2O

HN

CO2Me

NH

MeO2C

BnO2C

N

x HBr

148

B C

D

Schema 33: Aufbau des Tripyrrins 148 durch regioselektive Einführung des D-Ring.

Zu dieser blutroten Reaktionsmischung wurden einige Tropfen einer 33%igen

Bromwasserstoffsäure-Lösung in Eisessig gegeben, gefolgt von etwas Diethylether.

Zum Auskristallisieren des Tripyrrin-Hydrobromids 148 wurde der Ansatz für 48

Stunden bei -28 °C gelagert. Der dabei entstehende rote Feststoff wurde abflitriert,


- 144 -

mit kaltem Ether gewaschen und im Hochvakuum getrocknet. Die Ausbeute an 148

betrug 30%.

Zwischen dem Tripyrrin 148 und dem Biliverdin-Derivat 140 standen damit lediglich

noch zwei Syntheseschritte (Schema 34). So hätte durch eine länger andauernde

Behandlung mit Trifluoressigsäure auch der Benzylester entschützt und die α-

Position decarboxyliert werden können. Eine Kondensation mit dem Pyrrol 149 hätte

als direkte Vorstufe das a,c-Biladien 150 ergeben, welches anschließend nach dem

erarbeiteten Oxidationsprotokoll zum Biliverdin 140 hätte oxidiert werden müssen.

NH

149

CHO

HN

CO2Me

NH

MeO2C

BnO2C

N

x HBr

148

HN

CO2Me

NH

MeO2C

NN

x 2 HBr

150

HN

NNH

NH

O O

CO2MeMeO2C

140

+

Schema 34: Retrosynthetische Betrachtung zum Aufbau des Biliverdins 140 aus dem Tripyrrin 148.

Die Durchführung dieser Sequenz scheiterte daran, dass der dazu benötigte A-Ring-

Baustein 149 im zeitlichen Rahmen der Arbeit nicht mehr rein erhalten werden

konnte.


- 145 -

Dieses Pyrrol 149 sollte eigentlich nach einem publiziertem Verfahren synthetisiert

werden (Schema 35).[93] Ausgangspunkt war das bromierte Pyrrol 133. Bei diesem

mussten zunächst die NH- und die Carbonylfunktion geschützt werden. Dies geschah

durch Behandlung des Pyrrols 133 mit einer wässrigen Dimethylamin-Lösung für drei

bis vier Stunden bei Raumtemperatur. Das Rohprodukt wurde dabei als oranger

Feststoff erhalten. Aus diesem konnte das Azafulven 151 nach Umkristallisation aus

einer Ethylacetat-Diethylether-Mischung als weißer Feststoff mit einer Ausbeute von

43% erhalten werden.

NH

CHO

Br

HNMe2 (40%ig inWasser) N

Br

N

Br

N

N

NH

CHO

133 149151

1.) tert.-BuLi2.) MeI3.) NaHCO3,

Schema 35: Synthese des A-Ringbausteins 149 nach einem Literaturverfahren.[93]

Aus diesem Azafulven sollte in einem Eintopfverfahren der A-Ring-Baustein erhalten

werden. Dazu wurde 151 in THF bei -78 °C mit vier Äquivalenten tert-Butyllithium

versetzt und für eine halbe Stunde bei dieser Temperatur nachgerührt, um den

Halogen-Metall-Austausch zu vervollständigen. Zu dieser nun gelben

Reaktionsmischung wurde Methyliodid gegeben, wobei eine Entfärbung eintrat. Es

wurde noch einige Zeit unter Trockeneiskühlung nachgerührt und dann noch weitere

50 Minuten ohne Kühlung. Durch Zugabe von Wasser und gesättigter

Natriumhydrogencarbonat-Lösung wurde die Reaktion gestoppt. Im dritten und

abschließenden Schritt wurde diese Mischung für 15 Stunden zum Rückfluss erhitzt,

um das Pyrrol 149 durch Hydrolyse freizusetzen. Nach Aufreinigung und

säulenchromatographischer Reinigung konnte das Pyrrol zwar nachgewiesen

werden, allerdings stark verunreinigt mit den Pyrrolen 132 und 133 (Abbildung 82).

NH

CHO

Br

NH

CHO

133 149

NH

CHO

132 Abbildung 82: Produkte der in Schema 35 gezeigten Umsetzung.


- 146 -

Das Verhältnis der Pyrrole zueinander belief sich dabei auf 1 : 1 : 3 (132 : 133 : 149).

Dieses Verhältnis wurde durch Integration der Signale der Aldehydprotonen im 1H-

NMR-Spektrum bestimmt. Die drei Pyrrole konnten weder chromatographisch,

destillativ oder durch Umkristallisation voneinander getrennt werden. Das Pyrrol 133

entspricht dem eingesetzten Pyrrol. Demnach geht es unverändert aus der Reaktion

hervor. Das Pyrrol 132 geht wahrscheinlich aus einem gelungenen Halogen-Metall-

Austausch und gescheiterter Reaktion mit Methyliodid hervor, wobei die lithiierte

Spezies bei der Aufarbeitung zu Pyrrol 132 hydrolysiert wurde.

Aus diesem Grund wurde die Reaktion mit größeren Überschüssen an Reagenzien

und / oder Verlängerung der Reaktionszeit durchgeführt, allerdings ohne

Verbesserung. Lediglich die Menge des Pyrrols 133 zeigte einen leichten Rückgang

zugunsten des Pyrrols 132, wenn mit Überschüssen von mehr als 4.7 Äquivalenten

der lithiumorganischen Verbindung gearbeitet wurde. Weder die Verwendung von n-

Butyllithium, TMEDA, HMPT oder eine tiefere Temperatur während des Halogen-

Metall-Austausches waren erfolgreich. Wurde während des Halogen-Metall-

Austausches kurzzeitig eine Temperatur von mehr als etwa -40 °C überschritten, so

wurde eine unselektive Überalkylierung beobachtet. Bis zum jetzigen Zeitpunkt

konnte die Ursache dieses Phänomens nicht aufgeklärt werden. In der Publikation

wird eine solche Beobachtung nicht beschrieben.[93] Da die Verhältnisse der Pyrrole

zueinander jedoch unabhängig von der Reaktionsführung stark übereinstimmen,

kann ein Cluster-Intermediat unbekannter Struktur oder ein nicht näher bekanntes

Gleichgewicht angenommen werden. Auch die Röntgenstrukturanalyse von

Verbindung 151 zeigt keine strukturellen Eigenschaften, die ein solches Verhalten

erklären (Abbildung 83). Die dafür benötigten Einkristalle konnten durch langsames

Eindiffundieren von Diethylether in eine Lösung von 151 in Ethylacetat erhalten

werden. Die Bindungslängen entsprechen den Erwartungen sehr gut. Bei den

Bindungswinkeln sind kleine, aber nicht ungewöhnliche, Abweichungen zu

beobachten. Weiterhin wird die Konstitution von 151 bestätigt. In Tabelle 21 sind

ausgewählte Werte aufgelistet.


- 147 -

Abbildung 83: Molekülstruktur von 151. Die Wasserstoffatome wurden aus Gründen der Übersicht

weggelassen.

Tabelle 21: Ausgewählte Bindungslängen/Å und -winkel/° von 151.

Br1-C1 1.887(3)

N1-C3 1.468(4) N1-C3-C4 108.6(3)

C3-N2 1.469(4) C3-N2-C11 113.3(3)

N2-C11 1.457(5) C2-N1-C9 109.5(3)

N2-C11' 1.469(4)

Alternative Darstellungen des reinen A-Ring-Bausteins 149 waren bisher nicht

erfolgreich.

Wurde eine Mischung der Pyrrole 132, 133, und 149 für eine a,c-Biladien-Synthese

verwendet, so konnte ein roter Feststoff erhalten werden, der laut

massenspektrometrischen Untersuchungen alle drei entsprechenden Tetrapyrrole

enthielt. Versuche, die Tetrapyrrolmischung zu den entsprechenden Biliverdin-

Derivaten zu oxidieren, führten zur Zersetzung. Diese Zersetzung trat etwa 30

Minuten nach Zugabe des p-Chloranils ein und unterschied sich in ihrem Verlauf von

der Zersetzung, die beim Versuch der Synthese des Biliverdins 153 (Schema 36) zu

beobachten war.


- 148 -

Eine vereinfachte Herangehensweise sollte schließlich mit der Synthese des

Biliverdin-Derivats 153 erzielt werden (Schema 36).

NH

132

CHO

HN

CO2Me

NH

MeO2C

HOOC COOH113

HN

CO2Me

NH

MeO2C

NN

x 2 HBr

152

HN

NNH

NH

O O

CO2MeMeO2C

153

1.) TFA

2.)

3.) HBr

p-Chloranil, Chloroform

Schema 36: Einfaches Modellsystem zur Untersuchung der nachträglichen Modifizierung von

Biliverdin-Derivaten. Mit blauen Pfeilen sind beim Biliverdin 153 die unterschiedlichen Positionen

gekennzeichnet, die in regioselektiven Substitutionen hätten voneinander unterschieden werden

müssen.

Durch die Symmetrie vereinfacht sich die Synthese des Biliverdins 153 auf eine

BC+A,D-Strategie. Desweiteren waren sowohl der BC-Baustein, als auch der A- und

D-Ring-Baustein schon vorhanden. Damit sollten die oben beschriebenen Vorhaben

zur Modifikation (Schema 31) auch am Biliverdin 153 untersucht werden können.

Eventuell hätten elektronische Effekte ausgereicht, die Substitution regioselektiv

durchzuführen.

Beim Versuch mit dem erarbeiteten Verfahren die Oxidation mit p-Chloranil am a,c-

Biladien 152 durchzuführen wurde lediglich eine Zersetzung (Polymerisation)

beobachtet. Dieser Befund offenbart, dass die von Paolesse gefundene Oxidation

gewissen Einschränkungen in der Wahl des Substitutionsmusters unterliegt. Wieviel


- 149 -

und welche Substitution an den Ringen A und D für eine erfolgreiche Oxygenierung

notwendig ist bleibt Gegenstand weiterführender Studien.

3.7 Versuche zur Darstellung von Biliverdin-Substrukturen durch Variation der Inomata-Methode

Wie in der Einleitung erwähnt, sind Synthesen der offenkettigen Tetrapyrrole

hauptsächlich auf die Gossauer-Synthese zurückzuführen. Neben dieser Methode

existieren im wesentlichen zwei weitere Ansätze. Zum einen ist die in der Einleitung

vorgestellte Variante von Jacobi zu nennen, zum anderen die Synthese von

offenkettigen Tetrapyrrolen nach Inomata. Letztere sollte für das beabsichtigte

Vorhaben verwendet werden und soll daher etwas näher erklärt werden.

Die Synthesen von Inomata verfolgen, wie die von Gossauer, alle die AB +CD-

Strategie. Allen Inomata-Synthesen sind drei charakteristische Merkmale zueigen,

die sie von der Gossauer- und Jacobi-Synthese klar abgrenzen:

• Die verwendeten Ring-Bausteine werden in der Inomata-Synthese durch eine

Barton-Zard Synthese aufgebaut.

• Inomata synthetisiert die endständigen Lactamringe aus den entsprechenden

Pyrrolen.

• Die Kupplung des A- und B-Rings bzw. des C-Rings mit dem D-Ring erfolgt in

einer Wittig-Reaktion.

Im Nachfolgenden werden diese Punkte näher erläutert.


- 150 -

Die Barton-Zard Pyrrolsynthese

Unter der Barton-Zard-Pyrrolsynthese[94] wird die Cyclokondensation von

Nitroalkenen mit α-CH-aciden Isocyaniden zu Pyrrolen verstanden (Schema 37). Der

einleitende Schritt ist die Michael-Addition der deprotonierten Isocyanid-Verbindung

154 an das Nitrolefin 155. Das anionische Intermediat 156 kann durch einen

intramolekularen Angriff des Nitronat-Kohlenstoffatoms an der Isocyanidgruppe

zyklisieren. Das heterozyklische Zwischenprodukt 157 wird zunächst reprotoniert. Die

abschliessende Pyrrolbildung wird durch erneute Deprotonierung und Eliminierung

der Nitrogruppe eingeleitet. Ein sigmatroper Wasserstoff-Shift von 159 ergibt unter

Aromatisierung das Pyrrol 160.

R O

CN

R1

R2O2N

R

O

N

R1

NO2

R2

C

N

R

O

R1NO2

R2

NR

O

R1NO2

R2

HH

N

R

O

R1 R2

H

H

NH

R

O

R1 R2

H

154 155 156 157

158159160

Base (B)

BH+

-BH+[1,5]

B

--+

Schema 37: Pyrrolsynthese nach Barton-Zard.[94]

Als großer Vorteil der Barton-Zard Reaktion muss vor allen Dingen die Möglichkeit

zur direkten Darstellung α-freier Pyrrole genannt werden. Die Defunktionalisierung

dieser Position muss bei anderen Pyrrolsynthesen im Allgemeinen in einem

mehrstufigen Verfahren an die eigentliche Pyrrolsynthese angeschlossen werden.

Einige Beispiele solcher zeitaufwendigen Defunktionalisierungsschritte sind in

vorherigen Kapiteln in dieser Arbeit gezeigt worden.


- 151 -

Oxidation der endständigen Pyrrolringe zu Lactamringen nach Inomata

In der von Inomata beschriebenen Oxidation werden Pyrrole verwendet, die an der

einen α-Position einen Bromsubstituenten und an der anderen einen

Tosylsubstituenten tragen (Schema 38).[70a] Inwieweit dieses Substitutionsmuster

variabel ist wird nicht beschrieben. Der einleitende Schritt ist die Protonierung des

Pyrrolrings 161, welche mit einer Aufhebung der Aromatizität einhergeht. Dieser so

aktivierte Pyrrolring 162 wird nucleophil vom Sauerstoffatom des zugesetzten DMSO

am bromierten Kohlenstoff angegriffen. Das dabei gebildete Intermediat 163 zerfällt,

nach Addition eines Iodanions an das Schwefelatom, unter Freisetzung von

Dimethylsulfid, Bromid und Iod zum Lactamring 165. Dieser letzte Schritt wird durch

den nucleophilen Angriff eines weiteren Iodanions eingeleitet. Dazu kann der

Reaktionsmischung festes Natriumiodid im Überschuss zu gesetzt werden, was mit

der Produktion von äquimolaren Mengen von molekularem Iod einhergeht. Durch

Zugabe von elementarem Zink kann dieser Prozess, den Berichten Inomatas zufolge,

katalytisch geführt werden (Schema 38).

NH

Ts

R1 R2

Br

161

NH

Ts

R1 R2

BrNHTs

R1 R2

Br

NH

Ts

R1 R2

Br

HH O

SMe2

H+

SO

H O S

I

Zn + I2 Zn2++ 2 I-

NH

Ts

R1 R2

O

162 163

164165

- Br-, I2, SMe2

Schema 38: Vorstellung zum Mechanismus der Oxidation von α-Brom-Pyrrolen zu Lactamringen.[70a]


- 152 -

Aufbau des AB- und CD-Fragments nach Inomata

Die Dipyrrolinon-Fragmente werden nach Inomata aus dem Pyrrolinon 165 und

einem Formylpyrrol 167 mittels einer Wittig-Olefinierung aufgebaut. Dabei wird das

Phosphonium-Ylid in situ hergestellt und direkt mit dem Aldehyden zur Reaktion

gebracht (Schema 39). Da es sich bei der Wittig-Reaktion um eine Lehrbuchreaktion

handelt, soll an dieser Stelle nicht näher auf den mechanistischen Verlauf

eingegangen werden.

NH

Ts

R1 R2

O

165

NH

Bu3P

R1 R2

O

166

- Ts-

NH

R3 R4

CO2R5OHC

Base +

NH

R1

R2

O

HN

R3

R4

CO2R5

167

168 Schema 39: Kupplung des Lactamrings mit einem Formylpyrrolbaustein in einer Wittig-Kupplung

zum AB- bzw. CD-Fragment.

In Schema 40 ist das geplante Vorhaben skizziert. Zunächst sollte der von Inomata

beschriebene Lactam-Ring 169 synthetisiert werden.[70b] Dieser sollte mit den

Pyrrolen 170 und 173, analog der von Inomata durchgeführten Wittig-Reaktion, zu

den di- bzw. tricyclischen Verbindungen 171 und 174 umgesetzt werden. Eine

Oxidation der Sulfidbrücke zum Sulfoxid und darauf folgender Eliminierung sollte die

Vinylgruppe bereitstellen.

Die Verbindungen 172 und 175 sind vielversprechende Werkzeuge in der

Untersuchung, ob Substrukturen der Kofaktoren von Phytochromen aufgenommen

bzw. angebunden werden und ob damit eine Beeinflussung der biologischen Aktivität

hervorgerufen wird.


- 153 -

NH

Ts

R1

O

169

NH

OHC

NH

R1

O

HN

170

171

R1 =

R2 = Me; H

S

CO2R2

PBu3, DBU +

CO2R2

NH

CO2R2

CHOOHC

+ PBu3, DBU

NH

R1

O

NH

CO2R2

HN

R1

O

173

174

NH

O

HN

172

CO2R2

NH

O

NH

CO2R2

HN

O

175

1.) mCPBA2.)

1.) mCPBA2.)

Schema 40: Geplante Synthese von Biliverdin-Substrukturen.


- 154 -

Für die Synthese des Bausteins 169 konnte nicht auf eine Synthesevorschrift

zurückgegriffen werden. Es stand lediglich die Syntheseroute mit allgemeinen

Reaktionsbedingungen zur Verfügung.[70b] Anhand der zusätzlichen Erläuterungen in

anderen Publikationen der Inomata-Gruppe zur Synthese solcher Verbindungen,

konnte die Synthese von 169 letztendlich selbst erarbeitet werden (Schema 41).

O

H

O

HTolSOH

STol

O2N

OAc

STol

O2N

STol

O2NNH

STol

Ts

NH

STol

TsBr NH

STol

TsO

HS+ THFEtNO2, DBU

CH3CN

+

Ac2O, DBUCH3CN

S

O

O

CN

DBU, CH3CN

-40 °C RT

[Br]DCM

1.) TFA2.) DMSO3.) Zn

169

176 177 178 179

180181

182

183

184

Schema 41: Syntheseroute des Lactam-Rings 169.

Der erste Schritt der Sequenz ist die Synthese des Aldehyds 178 durch eine Michael-

Addition von 4-Methylthiophenol (177) an Acrolein (176). Dazu wurde in eine Lösung

von Acrolein (176) in THF portionsweise das Thiol 177 eingetragen und anschließend

für drei Stunden nachgerührt. Nach Einengen der Reaktionsmischung am

Rotationsverdampfer konnte das Produkt durch Abfiltrieren von den polymeren

Nebenprodukten gereinigt werden. Nach vollständigem Entfernen des

Lösungsmittels konnte der Aldehyd 178 in einer Ausbeute von 95% als farbloses Öl

erhalten werden.


- 155 -

Der Aldehyd 178 wurde anschließend in einer Henry-Reaktion in Acetonitril mit

Nitroethan umgesetzt. Dazu wurde eine Lösung von Nitroethan und dem Aldehyd

178 in Acetonitril mit etwas DBU versetzt, wobei sich die Reaktionsmischung sofort

gelb verfärbte. Nach etwa 20 Stunden war die Reaktion beendet, was durch DC-

Kontrolle überprüft wurde. Der Einsatz von nicht absolutem Acetonitril wirkte sich

nicht negativ auf die Ausbeute des β-Nitroalkohols 179 aus, welche nach

säulenchromatographischer Aufreinigung 65% betrug.

Für die Barton-Zard-Pyrrolsynthese musste aus 179 das Nitroolefin 180 erhalten

werden. Dafür wurde der Alkohol in 179 in Diethylether unter Eiskühlung mit

Essigsäureanhydrid und etwas DMAP versetzt, um die Hydroxyfunktion zu

Acetylieren und damit in eine Abgangsgruppe zu überführen. Nach säulen-

chromatographischer Reinigung konnte sowohl der β-Nitroalkohol 181, als auch

schon teilweise durch Eliminierung entstandenes Nitroolefin 180 isoliert werden. Das

Verhältnis von Nitrolefin 180 zu geschütztem Produkt 181 betrug etwa 1 : 2. Die

Gesamtausbeute belief sich auf 87%. Für die sich anschließende Pyrrolsynthese

konnten beide Nitroverbindungen eingesetzt werden. Es musste dabei lediglich die

Menge an zugesetzter Base auf die jeweiligen Anteile der Nitroverbindungen

abgestimmt werden. Der geschützte Nitroalkohol 181 wurde dadurch in situ durch

Eliminierung in das Nitroolefin 180 überführt.

Für die Barton-Zard-Pyrrolsynthese wurde Tosylmethylisocyanid (TOSMIC) mit der

entsprechenden Menge der Base DBU in Acetonitril bei -40 °C vorgelegt. Die

Nitroverbindung (180, 181) wurde in Acetonitril langsam zugetropft. Nach beendeter

Zugabe lies man die Reaktionsmischung langsam über Nacht auf Raumtemperatur

erwärmen. Nach Aufarbeitung und säulenchromatographischer Reinigung an Silica

konnte das Pyrrol 183 mit einer Ausbeute von 81% als farbloses, an Luft stabiles Öl

erhalten werden.

Die Bromierung der α-Position des Pyrrols 183 wurde mit Phenyltrimethylammonium-

Tribromid durchgeführt. Dafür wurde das Pyrrol 183 in Dichlormethan gelöst und

unter Eiskühlung portionsweise mit dem Bromierungsmittel versetzt. Nach etwa einer

viertel Stunde war das gesamte Edukt verbraucht. Die Reaktion wurde durch Zugabe

einer gesättigten Natriumthiosulfat gestoppt und wässrig aufgearbeitet. Das

Rohprodukt wurde anschließend an Silica chromatographiert und ergab das

bromierte Pyrrol 184 mit 94%iger Ausbeute als hellbeigen Feststoff.


- 156 -

Die abschließende Oxidation des Pyrrols 184 zum Lactam 169 konnte nach dem in

Schema 38 gezeigten Verfahren durchgeführt werden. Allerdings müssen zum

Gelingen der Reaktion einige Details in der Reaktionsführung genauestens

eingehalten werden, die nicht intuitiv zu erahnen sind. Weiterhin unterscheiden sich

die knappen Beschreibungen zum Durchführen der Oxidation von Publikation zu

Publikation. Aus diesem Grund musste einige Zeit darauf verwendet werden, zu

erkunden, wie der Oxidationsprozess erfolgreich durchgeführt werden kann.

Zunächst muß das Pyrrol 184 in einer Schutzgasatmosphäre unter Eiskühlung

vorsichtig mit Trifluoressigsäure versetzt werden. Dieses Gemenge wird dann ohne

Rühren und ohne Eiskühlung für 15 Minuten bei Raumtemperatur stehen gelassen.

Unter erneuter Eiskühlung wurde sehr langsam mit einer Lösung von DMSO in

Trifluoressigsäure versetzt. Hierbei war es entscheidend, dass die Lösung aus

DMSO in TFA zuvor unter Eiskühlung präpariert wurde. Nachträgliches Kühlen war

nicht ausreichend und führte zu einem Scheitern der Reaktion. Nach erfolgter

Zugabe der DMSO-TFA-Mischung wurde der Ansatz für drei Stunden bei

Raumtemperatur gerührt.

Die von Inomata beschriebene Freisetzung des Lactams mit Natriumiodid

(Schema 38) führte lediglich zur Zersetzung aller organischen Verbindungen. Auch

die von ihm beschriebene katalytische Reaktionsführung hatte den gleichen

Ausgang. Allerdings konnte der Lactamring 169 mit einer Ausbeute von 61% erhalten

werden, wenn auf NaI verzichtet wurde. Dafür wurde die Reaktionsmischung mit

etwas Zinkpulver versetzt und für 30 Minuten gerührt. Anschließend wurde alles

Flüchtige in vacuo entfernt, der Rückstand in Ethylacetat aufgenommen und wässrig

aufgearbeitet. Der Baustein 169 konnte nach säulenchromatographischer Reinigung

als farbloser Feststoff erhalten werden.

Von den geplanten Kupplungen (Schema 40) sollte zunächst der Aufbau des

Dipyrrinons 171 verwirklicht werden (Schema 42). Das gewünschte Produkt 171 konnte trotz mehrerer Versuche in keinem Fall erhalten werden. Vielmehr wurde

nach säulenchromatographischer Aufreinigung das Formylpyrrol 170 fast quantitativ

zurückgewonnen. Der Lactamring 169 hatte sich jedoch in allen Fällen vollständig

zersetzt. Es wurde versucht, durch Variation der Reaktionbedingungen

(Lösungsmittel, Art des Phosphins, Temperatur etc.) das Gelingen der Umsetzung zu

erreichen. Diese Bemühungen waren allerdings ohne Erfolg. Der Ausgang war in

jedem Fall die Zersetzung des Lactams 169, sobald es mit Base in Kontakt kam.


- 157 -

Aufgrund der Komplexität der daraus resultierenden Mischung an Zersetzung-

produkten kann keine genaue Aussage darüber gemacht werden, welche

Verbindungen dabei entstehen.

NH

Ts

R1

O

169

NH

OHC NH

R1

O

HN

170 171

R1 =

R2 = Me

S

CO2R2

PBu3, DBU CO2R2+

Schema 42: Versuch zur Darstellung des Dipyrrinons 171.

Auch Versuche, die Kupplung mittels einer Julia-Olefinierung durchzuführen, hatten

den gleichen Ausgang. Eine mögliche Erklärung dafür ist in Schema 43 gezeigt.

N TsO

169

S

H:B

NO

S

Zersetzung

186

-BH+, -Ts-

NO

185

??

Schema 43: Möglicher Zersetzungsweg des Lactams 169.

Das in Schema 43 gezeigt 2-Aza-2,4-cyclopenetadienon 185 ist in der Literatur

bekannt und wird aufgrund seiner Reaktivität nur in Form von Diels-Alder-Addukten


- 158 -

nachgewiesen.[95] Ob der in Schema 43 gezeigte Verlauf der Zersetzung von 169 die

Realität widergibt, ist zur Zeit rein spekulativ. Allerdings wird diese Annahme durch

die Tatsache gestützt, dass lediglich Base für die beobachtete Zersetzung nötig ist.

Aus einer Mischung des Phosphins und des Formylpyrrols 170 kann der Lactamring

169 unverändert zurückgewonnen werden. Weiterhin unterbindet eine Boc-

Schützung des Stickstoff von 169 diese Empfindlichkeit gegenüber Basen, allerdings

mit dem Nachteil, dass auch die eigentliche Reaktion nicht stattfindet. So können

beide heterozyklischen Edukte unverändert zurückgewonnen werden.

Wahrscheinlich sind in diesem Fall sterische Gründe für die Unreaktivität

verantwortlich und unterbinden den einleitenden nucleophilen Angriff des Phosphins.

Es kann davon ausgegangen werden, dass ein Detail in der Durchführung dieser

Kupplung für den unterschiedlichen Ausgang verantwortlich ist. Dieser Unterschied

ist allerdings auch bei genauerem Studium der von Inomata beschriebenen

Versuchsdurchführung nicht zu erkennen.

NH

TsO

169

S

NH

O

S

NaBH4

H

H

, KOH, MeOH,

NH

O

S

HN

CO2Me

170

171

NH

O H

H

187

188

+ 170

Schema 44: Versuch zur Darstellung eines Dipyrrinons durch Kondensation des Lactams 187 mit

dem Formylpyrrol 170 durch Kochen in Methanol mit Zusatz von KOH.


- 159 -

Da dieser Weg nicht zum erwünschten Erfolg geführt hatte, wurde versucht, die

Kupplung durch eine weitere Modifikation zu verändern. So wurde mit

Natriumborhydrid die Tosylgruppe aus 169 entfernt (Schema 44).

Lactam-Ringe vom Typ 187 wurden schon erfolgreich durch

Kondensationsreaktionen zu Dipyrrinonen umgesetzt.[96] Allerdings waren diese

Lactame nur durch einfache Alkylgruppen substituiert. Im Falle von 187 führt der

Versuch einer Kondensationsreaktion zu einer Eliminierungsreaktion, die eine

Vinylgruppe hervorbringt. Der Versuch, das vinylsubstituierte Lactam 188 mit dem

Formylpyrrol 170 zu kondensieren, führte lediglich zur Polymerisation.

Gleiches Verhalten wird in der Literatur von ähnlichen Verbindungen berichtet

(Schema 45).[97]

Dabei wird das gleiche vinylsubstituierte Lactam 188 durch eine thermisch

herbeigeführte Eliminierung aus dem quartären Ammoniumsalz 189 erhalten. Die

Autoren beschreiben weiterhin den Versuch, 188 mit NaOH als Base in einer

Kondensationsreaktion zu Dipyrrinonen umzusetzen. Auch sie scheitern an diesem

Vorhaben, und machen die gleichen Beobachtungen, wie sie in dieser Arbeit

beschrieben werden.

NH

O

NMe3

H

H

NH

O H

H

189 188

I-

PolymerisationBase

Schema 45: Literaturbekannte Polymerisation eines vinylsubstituierten Lactamrings.

Zusammenfassung

- 160 -

4 Zusammenfassung

Gegenstand der vorliegenden Arbeit war die Synthese und Charakterisierung

verschiedener offenkettiger Oligopyrrole als optische Funktionsmaterialien. Unter

diesem Gesichtspunkt wurden zwei thematisch abgegrenzte Gebiete bearbeitet.

Der erste Teil der Arbeit befasst sich mit mono-, di- und tetrapyrrolischen

Fluoreszenzfarbstoffen.

N N N

N

N

N

N

OB

F FB

F F B

B

F

F

F

F

BODIPY BisBODIPYN,O-Difluoroboryl-Pyrrol Abbildung 84: Grundkörper der in dieser Arbeit untersuchten Fluoreszenzfarbstoffe.

Hauptanliegen der Studie war die Synthese und ausführliche Untersuchung der

photophysikalischen Eigenschaften der neuartigen BisBODIPYs. Für diesen Zweck

wurden vier unterschiedlich substituierte Modellverbindungen dargestellt, um den

Einfluss des Substitutionsmusters auf die Absorptions- und

Fluoreszenzeigenschaften zu ergründen. Da es sich dabei um eine neue Klasse von

Fluoreszenzfarbstoffen handelt, wurden zu Vergleichszwecken die etablierten,

dipyrrolischen BODIPYs[I] mit den entsprechenden Substitutionsmustern

synthetisiert. Bei der Synthese der an den meso-Positionen arylsubstituierten

BODIPYs 15 und 16 wurden die in Abbildung 84 gezeigten N,O-Difluoroboryl-

Komplexe des eingesetzten Pyrrols als Nebenprodukte erhalten.

I Der Name BODIPY bezeichnet die Difluoroborylkomplexe des Dipyrrins (4,4-Difluoro-4-bor-3a,4a-diaza-s-indacen). Diese Verbindungsklasse wird unter dem Handelsnamen BODIPY® (aus dem engl. für BOron DIPYrrin) von der Firma Molecular Probes (Eugene, Oregon heute Invitrogen; Carlsbad, Kalifornien) für verschiedenste Anwendungen in der Life-Science vertrieben.

Zusammenfassung

- 161 -

Alle drei Klassen von Farbstoffen konnten detailliert charakterisiert werden. In diesem

Zusammenhang wurden die erhaltenen BODIPYs und BisBODIPYs in einer

Kooperation umfangreichen spektroskopischen Untersuchungen unterzogen. Die als

Nebenprodukte der BODIPY-Synthesen isolierten N,O-Difluoroboryl-Chelate 27 und

28 zeigten aufgrund vorherrschender Deaktivierungsprozesse so geringe

Fluoreszenzintensitäten, das diese mit Routinemethoden nicht exakt quantitativ

erfasst werden konnten. Allerdings haben diese Farbstoffe einen außergewöhnlich

großen Stokes-Shift von etwa 110 nm, was sie für technische Anwendungen

besonders interessant macht.

Bei den vier Referenzfarbstoffen, den BODIPYs 13-16, wurden die für diese

Chromophore typischen Absorptions- und Fluoreszenzcharakteristika festgestellt. So

zeigen alle vier Chromophore eine Hauptabsorption bei etwa 530 nm und eine dazu

etwa 10 nm rotverschobene Emissionsbande. Die Quantenausbeuten liegen

zwischen 0.8 und 1.0. Auch dies sind typische Werte für BODIPY-Chromophore.

N NB

F F

16

Abbildung 85: Absorptions- und Emissionsspektrum des BODIPYs 16 in Toluol.

Bei den Untersuchungen der BisBODIPYs 9-12 wurde kein wesentlicher Einfluss

des Substitutionsmusters auf die Absorptions- oder Emissionseigenschaften

festgestellt. Im Vergleich zu den einfachen BODIPYs ist die Hauptabsorptionsbande

etwa 30 nm in den energieärmeren Bereich verschoben, gefolgt von einer

höherenergetischeren Absorption bei 490 nm. Die Quantenausbeuten reichen von

0.67-0.76. Ein wesentlicher Unterschied der BisBODIPYs 9-12 zu den

konventionellen BODIPY-Farbstoffen ist der außergewöhnlich große Stokes-Shift,

Zusammenfassung

- 162 -

der mit 79-83 nm um das sieben- bis sechzehnfache erhöht ist. Damit vereint der

BisBODIPY-Chromophor eine für praktische Anwendungen gute Quantenausbeute

mit einer sehr vorteilhaften großen Rotverschiebung der Emissionsbande.

N N

N NBF2 F2B

12

Abbildung 86: Absorptions- und Emissionsspektrum des BisBODIPYs 12 in Toluol.

Die Ursache des unterschiedlichen Absorptionsverhaltens der BisBODIPYs im

Vergleich zur monomeren Stammverbindung konnte auf eine exzitonische

Aufspaltung zurückgeführt werden. Dieses Phänomen wird gewöhnlicherweise bei

Farbstoffen in hohen Konzentrationen durch Aggregationsvorgänge hervorgerufen.

Im Falle der BisBODIPYs geschieht dies durch die kovalente Verknüpfung zweier

Chromophore. Repulsive Wechselwirkungen orientieren die Untereinheiten nahezu

orthogonal zueinander und verhindern damit eine koplanare Anordnung, also ein

gemeinsames π-System. Dies kommt einer künstlichen Aggregation gleich. Diese

räumliche Anordnung der Subchromophore der BisBODIPYs konnte durch

Röntgenstrukturanalyse im Festkörper belegt werden.

Bei den detaillierten NMR-spektroskopischen Untersuchungen der BisBODIPYs 9-12

und der BODIPYs 13-16 wurde eine unerwartete Beobachtung gemacht. Alle

Farbstoffe zeigten in den protonenbreitbandentkoppelten 13C-NMR-Spektren

Aufspaltungen bestimmter Signale. Dieser Befund konnte auf eine Überlappung der

freien Elektronenpaare der Fluoratome mit den σ*-Orbitalen der C-H-Bindungen der

beteiligten Alkylgruppen zurückgeführt werden. Der für eine solche Wechselwirkung

notwendige Kontakt konnte durch umfassende Röntgenstrukturanalysen abgesichert

werden.

Zusammenfassung

- 163 -

Abbildung 87: Molekülstruktur des BisBODIPY 11. Die Wasserstoffatome wurden aus Gründen der


Im weiteren Verlauf der Arbeit konnten sowohl von dem BODIPY-Chromophor, als

auch von dem BisBODIPY-Chromophor funktionalisierte Derivate synthetisiert

werden. Diese Derivatisierung wurde in beiden Fällen durch eine

palladiumkatalysierte Sonogashira-Kupplung an den entsprechenden

iodsubstituierten Fluoreszenzfarbstoffen durchgeführt. Als funktionelle Einheit wurde

eine als Succinimidester aktivierte Carbonsäure eingeführt. Diese ermöglicht die

unselektive Markierung von Proteinen durch die Ausbildung einer Amidbindung.

N NB

F F

O

ON

O

O

59

N N

N

N

B

B

F

F

F

F

O

ON

O

O

49 Abbildung 88: Strukturformeln der als Succinimidester aktivierten Fluoreszenzfarbstoffe 49 und 59.

Zusammenfassung

- 164 -

Der zweite Teil der Arbeit beschäftigt sich mit der Synthese von offenkettigen

Tetrapyrrolen und deren Substrukturen. Diese Art der Tetrapyrrole findet eine

wichtige Anwendung als chromophorer Kofaktor der lichtgesteuerten

Photorezeptoren, den Phytochromen. Diese Photorezeptoren werden in Pflanzen,

Pilzen und auch Bakterien gefunden und steuern zum Beispiel das Ergrünen oder

das Blühen der Pflanzen, die Synthese von Pigmenten, die sexuelle Entwicklung von

Pilzen und weitere biologische Vorgänge.

Um diese Abläufe zu steuern, besitzt das Holoprotein eine aktive und eine inaktive

Form, welche durch eine lichtinduzierte Isomerisierung der Doppelbindung C(15)-

C(16) des Chromophors reversibel geschaltet werden kann. Der Chromophor ist

dabei über eine Thioetherbrücke kovalent an das Protein gebunden.

HN

HNNH

NH

COOHHOOC

5Zsyn

10Zsyn

15Zanti

SProtein

O

O

Abbildung 89: Schematische Darstellung des Biliverdin IXα (64) im Holoprotein.

Zu Beginn der Arbeit gab es Hinweise darauf, dass eine kovalente Anbindung des

Chromophors nicht zwingend notwendig ist und eventuell auch strukturell verwandte

Verbindungen bzw. Substrukturen der natürlichen Chromophore eine biologische

Aktivität hervorrufen können. Um dies näher zu untersuchen wurden im Rahmen der

vorliegenden Arbeit verschiedene Derivate und Substrukturen der Chromophore

synthetisiert, um diese in Kooperation auf ihre biologische Aktivität zu testen.

Letztere Untersuchungen sind noch nicht abgeschlossen und können zur Zeit nur

vage interpretiert werden.

Weiterhin wurde versucht, Schlüsselschritte der etablierten Synthesen dieser

Oligopyrrole durch andere Verfahren zu ersetzen und damit eine bessere Anbindung

der Syntheserouten mit parallel existierenden Darstellungsverfahren anderer

Oligopyrrole voranzutreiben.

Zusammenfassung

- 165 -

In diesem Zusammenhang konnte, auf erste Berichte in der Literatur aufbauend, ein

Oxidationsprotokoll erstellt werden, welches die Synthese der hier untersuchten

offenkettigen Oligopyrrole mit der Synthese der makrocyclischen Oligopyrrole wie

dem Corrol, dem Porphyrin, dem Azaporphyrin und anderen verknüpft.

Im weiteren Verlauf dieser Studie wurde eine Oxidationsreaktion gefunden, die zu

einer bisher nicht beobachteten Ringöffnung am Corrol führt und eine Brücke zu

biologisch relevanten Ringöffnungsreaktionen an pyrrolischen Makrocyclen in der

Natur schlägt. Das aus dieser Ringöffnung hervorgehende lineare Tetrapyrrol konnte

zusätzlich zu ausführlichen NMR-spektroskopischen Charakterisierungen auch

röntgenkristallographisch untersucht werden.

Abbildung 90: Molekülstruktur von 123 c, dem linearen Tetrapyrrol das aus der

Ringöffnungsreaktion des Corrols hervorgeht. Die Wasserstoffatome wurden aus Gründen der


Die zur kovalenten Anbindung essentielle Vinylgruppe wird in konventionellen

Synthesen stets durch eine harsche Eliminierungsreaktion eingebracht. Im Rahmen

dieser Arbeit konnte die Funktionalisierung auf monopyrrolischer Ebene durch eine

Stille-Kupplung erreicht werden. Zusätzlich konnten wichtige Vorarbeiten geleistet

werden, um diese Art der Funktionalisierung in nachfolgenden Projekten an höheren

Homologen durchzuführen.

Experimenteller Teil

- 166 -

5 Experimenteller Teil

5.1 Materialien und Methoden

Die NMR-Spektren wurden im jeweils angegebenen Lösungsmittel, wenn nicht

anders vermerkt, bei RT aufgenommen. Dabei kamen folgende Geräte der Firma

Bruker zum Einsatz:

ARX 200 (1H-Resonanz: 200 MHz, 13C-Resonanz: 50 MHz), Avance 300 (1H-

Resonanz: 300 MHz, 13C-Resonanz: 75 MHz), DRX 400 (1H-Resonanz: 400 MHz, 13C-Resonanz: 100 MHz, 11B-Resonanz: 128 MHz, 19F-Resonanz: 376 MHz),

DRX 500 (1H-Resonanz: 500 MHz, 13C-Resonanz: 125 MHz) Die Messungen am

DRX 400 wurden von Herrn Mbonimana oder Frau Dr. Xie, die Messungen am DRX

500 wurden von Herrn Häde durchgeführt, alle anderen Messungen erfolgten in

Automation. Die chemischen Verschiebungen sind in ppm auf der δ-Skala

angegeben. Die Angabe der chemischen Verschiebung für 1H- und 13C-NMR

Spektren erfolgt relativ zu Tetramethylsilan, dabei wurden die (Restprotonen-)Signale

der entsprechenden deuterierten Lösungsmittel (1H-NMR: CD2Cl2: 5.32 ppm,

CDCl3: 7.26 ppm, C6D6: 7.16 ppm; 13C-NMR: CD2Cl2: 53.5 ppm, CDCl3: 77.2 ppm,

C6D6: 128.0 ppm) als Referenz verwendet. Die 11B-Spektren sind auf den externen

Standart BF3*OEt2 und die 19F-Spektren auf den externen Standart CFCl3 bezogen.

Die Multiplizitäten werden mit s (Singulett), d (Dublett), t (Triplett), q (Quartett), dd

(Doppeldublett) und m (Multiplett) bezeichnet. Breite Signale werden mit br

gekennzeichnet. Mehrliniensignale, deren Aufspaltungsmuster nicht den

Erwartungen entsprechen, werden mit einem ps und dem Kürzel der entsprechenden

Multiplizität gekennzeichnet. Die Signale für 13C-Kerne und 19F-Kerne wurden,

soweit nicht anders angegeben, mittels Protonen-Breitbandentkopplung gewonnen.

Alle massenspektrometrischen Messungen wurden in der zentralen

Serviceabteilung für Massenspektrometrie des Fachbereichs Chemie der Philipps-

Universität Marburg durchgeführt. Elektronenstoß-Ionisationsspektren (EI) wurden

mit einem VG Tribid oder einem Varian CH7 aufgenommen (70 eV).

Elektronenspray-Ionisationsspektren (ESI) wurden auf einem IonSpec Ultima oder

Finnigan LTQ FT aufgenommen. Durchgeführt wurden die Messungen von Herrn Dr.


- 167 -

Steinbach, Herrn Wittkamp oder Herrn Kirchner. Die detektierten Ionenmassen sind

in m/z (Masse zu Ladung) angegeben. Das Isotopenmuster der angegebenen

Signale steht jeweils im Einklang mit der erwarteten Isotopenverteilung.

UV-Vis-Spektren wurden mit einem UV-1601 PC (Shimadzu) in Quarzglasküvetten

mit einer Schichtdicke von 1 cm, oder in Kooperation mit der Gruppe von Frau Dr.

Flamigni (Istituto per la Sintesi Organica e Fotoreattività (ISOF), CNR, Via P. Gobetti

101, 40129 Bologna, Italy) an einem Perkin-Elmer λ9 UV-Vis-Spektrophotometer im

jeweils angegebenen Lösungsmittel aufgenommen.

Fluoreszenzspektren wurden mit einem Varian Cary Eclipse oder in Kooperation mit

der Gruppe von Frau Dr. Flamigni (Istituto per la Sintesi Organica e Fotoreattività

(ISOF), CNR, Via P. Gobetti 101, 40129 Bologna, Italy) an einem Spex Fluorolog II

Spektrofluorometer im jeweils angegebenen Lösungsmittel aufgenommen.

Einkristall-Röntgenstrukturanalysen wurden von Frau Dr. Köhler bzw. Herrn Dr.

Kleeberg mittels eines Gerätes vom Typ IPDS-I oder IPDS II (Stoe) durchgeführt. Die

Geräte wurden von der zentralen Serviceabteilung für Röntgenstrukturanalyse des

Fachbereichs Chemie der Philipps-Universität Marburg bereitgestellt. Gelöst bzw.

verfeinert wurden die Röntgenstrukturanalysen mit Hilfe der Programmpakete

SHELXS-97, SHELXL-97, WinGX, SIR-92, SIR-2002 und Platon.[98] Die Abbildungen

wurden mit dem Program Mercury Version 1.4.2 erstellt. Die gezeichneten Ellipsoide

repräsentieren, wenn nicht anders angegeben, eine Aufenthaltswahrscheinlichkeit

von 50%. Wasserstoffatome sind nur in Ausnahmefällen dargestellt.

Dünnschichtchromatographie (DC) wurde an Kieselgel-Fertigfolien SIL G/UV254

oder an Aluminiumoxid-Fertigfolien ALOX N/UV254

der Firma Macherey-Nagel

durchgeführt. Die Lage der chromatographierten Substanzen wird durch die

Nennung des Rf-Wertes angegeben. Die Banden waren in den meisten Fällen durch

ihre Eigenfärbung gut erkennbar, andernfalls wurden sie durch Betrachtung unter

UV-Licht (Fluoreszenzlöschung 254 nm, Eigenfluoreszenz 366 nm) bzw. durch

Behandlung mit dem jeweils angegebenen Tauchreagenz sichtbar gemacht. Dabei

kamen folgende Tauchreagenzien zum Einsatz:


- 168 -

• Cer(IV)-sulfat / Molybdatophosphorsäure-Tauchlösung:

6.25 g Molybdatophosphorsäure, 2.5 g Cer(IV)-sulfat, 12 mL konzentrierte

Schwefelsäure, 235 mL Wasser.

• Kaliumpermanganat-Tauchlösung:

1 wt% Kaliumpermanganat in Wasser.

• Vanillin-Tauchreagenz:

8.0 g Vanillin wurden in 200 mL Ethanol gelöst und unter Eiskühlung mit

2.5 mL konz. Schwefelsäure versetzt. Das Reagenz wurde unter

Lichtausschluß gelagert.

Für die Säulenchromatographie wurde Kieselgel 60 (Korngröße 0.040-0.063 mm)

der Firmen Merck und Macherey-Nagel oder basisches Aluminiumoxid 5016 A basic

(Wassergehalt 5 %) der Firma Fluka verwendet.

Lösungsmittel für Extraktionen und Säulenchromatographie waren von technischer

Qualität und wurden vor der Verwendung destilliert. Für Reaktionen unter

Inertgasatmosphäre (Argon) wurden nach etablierten Methoden getrocknete

Lösungsmittel verwendet.

In Aufarbeitungen eingesetzte Lösungen der anorganischen Salze, NaCl, NaHCO3,

Na2CO3, Na2S2O3, NH4Cl, NH4CO3, waren, wenn nicht anders vermerkt, gesättigte,

wässrige Lösungen. Es wurde stets ionenausgetauschtes Wasser eingesetzt.

Reaktionen unter sauerstoff- und wasserfreien Bedingungen wurden in

ausgeheizten Kolben mit Mehrweghahntechnik unter Argonatmosphäre durchgeführt.

Lösungsmittel und Reagenzien wurden im Argongegenstrom transferiert.

Die eingesetzten Edukte und Reagenzien wurden, sofern kommerziell erhältlich, von

den Firmen Aldrich, Acros, ABCR, Lancaster oder Merck erworben. Käufliche

Reagenzien wurden ohne weitere Reinigung eingesetzt, Ausnahmen sind vermerkt.


- 169 -

5.2 Synthese von Ausgangsverbindungen

N-Benzoylmorpholin (50)[99]

4-Iodbenzoylmorpholin[25]

3,4-Diethyl-5-methylpyrrol (21)[100]

3,4,5-Trimethylpyrrol (20)[101]

3,3',4,4'-Tetraethyl-2,2'-bipyrrol (40)[100]

3,3',4,4'-Tetraethyl-5,5'-diformyl-2,2'-bipyrrol (42)[102]

5,5'-dicarbonsäureethylester-3,3'-Diethyl-4,4'-dimethyl-2,2'-bipyrrol (37)[103]

3,3',4,4',8,8',9,9'-Octaethyl-10,10'-dimethyl-2,2'-bidipyrrin (45)[104]

2,3,7,8-Tetraethyl-1,9-dimethyl-dipyrrin-hydrobromid (26)[105]

2-Ethyl-1,3,7,8,9-pentamethyl-dipyrrin-hydrobromid (25)[106]

4-(2-Methoxycarbonylethyl)-3,5-dimethylpyrrol-2-carbonsäure-tert.-butylester

(137)[107]

4-(2-Methoxycarbonylethyl)-3,5-dimethylpyrrol-2-carbonsäure-benzylester (111)[108]

5,5'-Dibenzyloxycarbonyl-3,3'-di(2-methoxycarbonylethyl)-4,4'-dimethyl-2,2'-

dipyrrylmethan (112)[107]

3,3'-di(2-Methoxycarbonylethyl)-4,4'-dimethyl-2,2'-dipyrrylmethan-5,5'-dicarbonsäure

(113)[109]

1,19-Didesoxy-2,3,17,18-tetraethyl-8,12-di(2-methoxycarbonylethyl)-7,13-

dimethylbiladien-a,c-dihydrobromid (121)[110]

1,19-Didesoxy-2,3,7,13,17,18-hexamethyl-8,12-di(2-methoxycarbonylethyl)-biladien-

a,c-dihydrobromid (120)[111]


- 170 -

5.3 Beschreibung der Versuche

5.3.1 Neuartige Fluorophore auf Basis der 2,2'-Bidipyrrine

5.3.1.1 Synthese der unfunktionalisierten BisBODIPYs

3,3'-Diethyl-4,4'-dimethyl-2,2'-bipyrrol (39)[112]

NH

NH CO2EtEtO2C N

HNH

NaOH, Ethylenglykol

79%

In einem UV-Schutz-Stickstoffkolben werden Natriumhydroxid (16.00 g, 400 mmol)

und 3,3'-Diethyl-4,4'-dimethyl-2,2'-bipyrrolyl-5,5'-dicarbonsäureethylester (18.70 g,

52 mmol) mit Ethylenglykol (300 mL) versetzt und unter Schutzgasatmosphäre für

3 h unter Rückfluss erhitzt. Nach Abkühlen der Reaktionsmischung auf

Raumtemperatur wird die Temperatur im Eisbad weiter auf 0 °C gesenkt. Der dabei

ausfallende Feststoff wird abfiltriert, mehrmals mit kaltem Wasser gewaschen und im

HV getrocknet. Das Produkt wird als grün-gelber Feststoff erhalten.

Ausbeute: 8.78 g, 41 mmol, 79%.

1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 7.66 (s br, 2 H; NH), 6.56 (d, J = 1.5 Hz, 2 H; Hpyr),

2.44 (q, J = 7.5 Hz, 4 H; CH2CH3), 2.12 (s, 6 H; CH3), 1.09 (t, J = 7.5 Hz, 6 H;

CH2CH3).

13C-NMR (75 MHz, CDCl3): δ = 123.7, 121.3, 118.3, 115.4, 18.1, 16.0, 10.6.


- 171 -

3,3'-Diethyl-5,5'-diformyl-4,4'-dimethyl-2,2'-bipyrrol (41)[112]

NH

NH

NH

NH

DMF, POCl3

94%

CHOOHC

Eine auf 0 °C gekühlte Lösung von 3,3'-Diethyl-4,4'-dimethyl-2,2'-bipyrrol (1.25 g,

5.7 mmol) in abs. DMF (50 mL) wird langsam mit POCl3 (1 mL, 11.4 mmol) versetzt

und eine Stunde bei 60 °C gerührt. Die Mischung wird anschließend in eine Lösung

aus Natriumacetat-trihydrat (40 g) in H2O (170 mL) gegeben und aufgekocht. Das

dabei ausgefallene Produkt wird abfiltriert, mit H2O gewaschen und im HV

getrocknet.

Ausbeute: 1.46 g, 5.3 mmol, 94%.

1H-NMR (300 MHz, DMSO): δ = 11.75 (s br, 2 H; NH), 9.62 (s, 2 H; CHO),

2.36 (q, J = 7.5 Hz, 4 H; CH2CH3), 2.30 (s, 6 H; CH3), 0.90 (t, J = 7.5 Hz, 6 H;

CH2CH3).

13C-NMR (75 MHz, DMSO): δ = 177.9 (CHO), 129.5, 128.5, 127.5, 126.7, 16.9, 14.8,

8.9.

MS (ESI+):

m/z = 273 [M+H]+.

HRMS (ESI+):

m/z ber. für C16H21N2O2 [M+H]+: 273.1598; gef.: 273.1599; ∆ = 0.1 mmu.


- 172 -

3,3'-Diethyl-4,4'-dimethyl-5,5'-di-p-toloyl-2,2'-bipyrrol (43)

NH

NH

NH

NH

POCl3 /

50%

p-Toloylmorpholin

O O

In einem UV-Schutz-Stickstoffkolben werden p-Toloylmorpholin (16.42 g, 80.0 mmol)

und Phosphorylchlorid (16 mL) vorgelegt und unter einer Argonatmosphäre für 3.5 h

auf 65 °C erhitzt. Nach Abkühlen auf Raumtemperatur wird eine Lösung von

3,3'-Diethyl-4,4'-dimethyl-2,2'-bipyrrol (4.32 g, 20.0 mmol) in 1,2-Dichlorethan

(80 mL) zugegeben. Die Reaktionsmischung wird für 4 h zum Rückfluss erhitzt und

anschließend ohne Abkühlen vorsichtig mit gesättigter Na2CO3-Lsg. (600 mL)

versetzt. Nach erneutem Erhitzen auf 80 °C und kräftigem Rühren für etwa 1 h wird

die organische Phase nach Abkühlen abgetrennt. Die wässrige Phase wird mit DCM

(3 x 30 mL) extrahiert. Die vereinigten org. Phasen werden noch einmal mit Wasser

(50 mL) gewaschen, über Na2SO4 getrocknet, vom Lösungsmittel befreit und mittels

FC (Silica, DCM / MTBE = 20:1) gereinigt. Nach Entfernen des Lösungsmittels am

Rotationsverdampfer wird ein gelb-brauner Feststoff erhalten, der durch mehrmaliges

Umkristallisieren aus DCM / Hexan weiter gereinigt wird. Nach Trocknen im HV wird

ein gelber Feststoff erhalten.


1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 8.80 (s, 2 H; NH), 7.61 (d, J = 8.0 Hz, 4 H; Har), 7.27

(d, J = 8.0 Hz, 4 H; Har), 2.53 (q, J = 7.6 Hz, 4 H; CH2CH3), 2.43 (s, 6 H; CH3), 2.11

(s, 6 H; CH3), 1.11 (t, J = 7.6 Hz, 6 H; CH2CH3).

13C-NMR (100 MHz, CDCl3): δ = 186.2 (CO), 142.1, 137.0, 129.2, 129.1, 128.7,

127.8, 127.5, 125.6, 21.7, 18.0, 15.6, 11.7.

MS (ESI+):

m/z = 475 [M+Na]+.


- 173 -

HRMS (ESI+):

m/z ber. für C30H32N2O2Na [M+Na]+: 475.2356; gef. 475.2358; ∆ = 0.2 mmu.

3,3'-Diethyl-4,4',8,8',9,9',10,10'-octamethyl-2,2'-bidipyrrin (44)[113]

NH

NH CHOOHC

1) HBr

NH

2) NEt3

NH

NH

N N

88%

Zu einer Lösung aus 3,3'-Diethyl-5,5'-diformyl-4,4'-dimethyl-2,2'-bipyrrol (41) (1.36 g,

5.0 mmol) und 2,3,4-Trimethylpyrrol (1.15 g, 10.5 mmol) in MeOH (100 mL) werden

in der Siedehitze 48%ige wässrige HBr (15 mL) gegeben. Nach erfolgter Zugabe wird

die Lösung weitere 2 min zum Sieden erhitzt und danach auf RT abgekühlt. Unter

Kühlung im Eisbad wird die Lösung mit MeOH (300 mL) verdünnt und das

Rohprodukt mit Triethylamin (ca. 12 mL) ausgefällt. Die Titelverbindung wird

abfiltriert, mit kaltem MeOH gewaschen und im HV getrocknet.


1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 6.69 (s, 2 H; CHmeso), 2.89 (q, J = 7.5 Hz, 4 H;

CH2CH3), 2.28 (s, 6 H; CH3), 2.22 (s, 6 H; CH3), 2.13 (s, 6 H; CH3), 1.94 (s, 6 H;

CH3), 1.10 (t, J = 7.5 Hz, 6 H; CH2CH3).

13C-NMR (75 MHz, CDCl3): δ = 158.7, 142.1, 139.1, 135.9, 135.9, 131.8, 130.4,

126.6, 114.7, 18.9, 15.4, 15.27, 9.9, 9.7, 9.4.


- 174 -

MS (ESI+): m/z = 455 [M+H]+. HRMS (ESI+): m/z ber. für C30H39N4 [M+H]+: 455.3180; gef. 455.3165; ∆ = 1.5 mmu.

UV-VIS (DCM):

λ (ε[M-1cm-1]) = 261 (19.270), 330 (11.270), 435 sh (6.500), 583 (54.560) nm.

Allgemeine Arbeitsvorschrift zur Synthese der meso-arylsubstituierten BDPs

NH

NH

O O

1) POCl3

NH

AlkAlk

2) NEt3

NH

NH

N N

Alk

AlkAlk

Alk67 - 70%

Eine Mischung des Bipyrrols (1 Äq.) und des entsprechenden Pyrrols (3 Äq.) werden

in Phosphorylchlorid (90 bis 100 Äq.) für 5 h zum Rückfluss erhitzt. Anschließend

wird auf 60 °C abgekühlt und im Vakuum (10-3-10-2mbar) alle flüchtigen Bestandteile

abkondensiert. Der verbleibende grünliche Lack wird großzügig in MeOH (> 250 mL

pro 1 mmol Bipyrrol) aufgenommen und bei RT langsam mit Et3N versetzt, bis die

Lösung keine blaue Färbung mehr zeigt. Es wird 1 h bei Raumtemperatur

nachgerührt, abfiltriert und gründlich mit eisgekühltem MeOH gewaschen. Der so

erhaltene Feststoff wird im Hochvakuum getrocknet.


- 175 -

3,3'-Diethyl-4,4',8,8',9,9',10,10'-octamethyl-6,6'-(4-methylphenyl)-2,2'-bidipyrrin (46)

Ausbeute: 562 mg, 0.9 mmol, 70%.

1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 13.38 (s, 2 H; NH), 7.23 (m, 8 H; Har), 2.82 (q,

J = 7.5 Hz, 4 H; CH2CH3), 2.45 (s, 6 H; CH3), 2.28 (s, 6 H; CH3), 1.84 (s, 6 H; CH3),

1.31 (s, 6 H; CH3), 1.23 (s, 6H; CH3), 1.20 (t, J = 7.5 Hz, 6 H; CH2CH3).

13C-NMR (100 MHz, CDCl3): δ = 159.2, 141.9, 138.0, 137.9, 137.2, 136.7, 135.9,

134.6, 132.7, 130.7, 129.8, 129.3, 128.7, 21.6, 18.3, 15.6, 15.4, 12.8, 11.4, 9.8.


UV-VIS (DCM):

λ (ε[M-1cm-1]) = 260 (20.950), 301 sh (16.500), 335 (16.070), 444 sh (7.720), 591

(48.040) nm.

3,3',8,8',9,9'-Hexaethyl-4,4',10,10'-tetramethyl-6,6'-(4-methylphenyl)-2,2'-bidipyrrin

(47)


1H-NMR (400 MHz, CDCl3): δ = 13.53 (br s, 2 H; NH), 7.29 (d, J = 7.9 Hz, 4 H; Har),

7.22 (d, J = 7.9 Hz, 4 H; Har), 2.84 (q, J = 7.4 Hz, 4 H; CH2CH3), 2.45 (s, 6 H; CH3),

2.30 (s, 6 H; CH3), 2.29 (q, J = 7.5 Hz, 4 H; CH2CH3), 1.60 (q, J = 7.3 Hz, 4 H;

CH2CH3), 1.26 (s, 6 H; CH3), 1.18 (t, J = 7.4 Hz, 6 H; CH2CH3), 1.04 (t, J = 7.5 Hz,

6 H; CH2CH3), 0.67 (t, J = 7.3 Hz, 6 H; CH2CH3).


- 176 -

13C-NMR (100 MHz, CDCl3): δ = 156.9, 143.6, 139.8, 138.9, 138.0, 137.4, 135.9,

135.6, 133.9, 133.6, 131.6, 130.0, 128.8, 21.6, 19.0, 18.4, 17.8, 16.8, 15.6, 15.2,

15.1, 11.5.


UV-VIS (DCM):

λ (ε[M-1cm-1]) = 265 (22.060), 299 sh (15.910), 339 (16.920), 437 sh (7.660), 598

(52.490) nm.

Allgemeine Arbeitsvorschrift zur Synthese der BisBODIPYs

N N

Alk Alk

N N

Alk

AlkAlk

Alk

BF3*OEt22,6-Lutidin

NH

NH

Alk Alk

N N

Alk

AlkAlk

Alk

B B

F F

F F

XXX X

Alk = Methyl, EthylX = H, p-Toloyl

44 - 66%

Das entsprechende 2,2'-Bidipyrrin (0.12 mmol) wird in Et2O (100 mL) gelöst und bei

0 °C langsam mit 2,6-Lutidin (5 mL) versetzt. Nach erfolgter Zugabe wird unter

anhaltender Eiskühlung innerhalb von 10 min BF3*OEt2 (12 mL, 48% in Et2O)

zugetropft. Nach vollständiger Zugabe wird das Kühlbad entfernt und für weitere

10 min gerührt. Daraufhin wird unter erneuter Eiskühlung langsam mit gesättigter

NaHCO3-Lösung (50 mL) versetzt und 5 min stark gerührt. Nach Phasenseparation

wird die organische Phase einmal mit gesättigter Na2CO3-Lösung (50 mL) und

anschließend mit Wasser (3 x 50 mL) gewaschen, über MgSO4 getrocknet und im


- 177 -

Rotationsverdampfer vom Lösungsmittel befreit. Aufreinigung mittels FC

(Silica, DCM), Sammeln der ersten Fraktionen mit einer intensiven roten Fluoreszenz

und Entfernen des Lösungsmittel im Rotationsverdampfer liefert die entsprechende

Titelverbindung als rot-violetten Feststoff.

[Bis-(N,N'-difluoroboryl)]-3,3'-Diethyl-4,4',8,8',9,9',10,10'-octamethyl-2,2'-bidipyrrin (9)

Ausbeute: 29 mg, 52 µmol, 44%.

1H-NMR (300 MHz, CD2Cl2): δ = 7.17 (s, 2 H; CHmeso), 2.36 (s, 6 H; CH3), 2.33 (q,

J = 7.6 Hz, 4 H; CH2CH3), 2.31 (s, 6 H; CH3), 2.19 (s, 6 H; CH3), 1.92 (s, 6 H; CH3),

1.03 (t, J = 7.6 Hz, 6 H; CH2CH3).

1H-NMR ( 300 MHz, C6D6 ): δ = 6.71 (s, 2 H; CHmeso), 2.91 (dq, 2J = 15.0 Hz, 3J = 7.6

Hz, 2 H; C(H)HCH3), / 2.74 (dq, 2J = 15.0 Hz, 3J = 7.6 Hz, 2 H; C(H)HCH3), 2.20 (s, 6

H; CH3), 1.98 (s, 6 H; CH3), 1.62 (s, 6 H; CH3), 1.35 (s, 6 H; CH3), 1.27 (t, J = 7.6 Hz,

6 H; CH2CH3).

13C-NMR (100 MHz, CD2Cl2): δ = 160.7, 142.8, 140.0, 134.9, 134.7, 133.6, 132.7,

127.7, 120.2, 18.1 (d, J = 5 Hz; C3-A, C3'-A), 13.8 (d, J = 2 Hz; C3-B, C3'-B), 13.0 (br

s; C10-A, C10'-A), 9.9, 9.5, 8.8.

19F-NMR (376 MHz, CD2Cl2): δ = -140.2 (dq, J(F1F2) = 103 Hz, J(BF) = 34 Hz, 2 F;

F1BF2), -147.3 (m, 2 F; F1BF2).

11B-NMR (128 MHz, CD2Cl2): δ = 0.5 (dd, J(BF1) = J(BF2) = 34 Hz, 2 B; BF2).

MS (ESI+): m/z = 573 [M+Na]+.


- 178 -

HRMS (ESI+): m/z ber. für C30H36B2F4N4Na [M+Na]+: 573.2954; gef. 573.2957; ∆ = 0.3 mmu.

UV-VIS (DCM):

λ (ε[rel]) = 390 (0.27), 489 (0.83), 560 (1) nm.

UV-VIS (Toluol):

λ (ε[M-1cm-1]) = 393 (1.700), 492 (64.400), 565 (73.600) nm.

[(µ-Oxido)-bis-(fluoroboryl)]-(3,3'-Diethyl-4,4',8,8',9,9',10,10'-octamethyl-2,2'-

bidipyrrinato) (60)

N N

N N

Mischung aus feuchtem DCM und Acetonitril

B B

F F

N N

N NB B

F F

F F

O

In einem Fall konnte durch einen Kristallisationsversuch von 9 aus einer Lösung von

DCM und Acetonitril ein für die Einkristallstrukturanalyse fähiger Kristall gewonnen

werden, bei dem die inneren Fluoratome beider Boratome durch ein verbrückendes

Sauerstoffatom ersetzt sind. Diese Reaktion zur µ-Oxo-Spezies während der

Kristallisation konnte bisher nur in Acetonitril beobachtet werden. Aufgrund der

hohen Instabilität der Verbindung in Lösung werden analytischen Daten der

Verbindung neben der Kristallstrukturanalyse bisher nur durch

massenspektrometrische Untersuchungen ergänzt.

MS (ESI+): m/z = 551 [M+Na]+.


- 179 -

HRMS (ESI+): m/z ber. für C30H37B2F2N4ONa [M+Na]+: 551.2936; gef. 551.2946; ∆ = 0.1 mmu.

Kristalldaten: C32H39B2F2N5O, 572.50, monoklin, Raumgruppe C2/c,

a = 19.7517(19), b = 11.9931(10), c = 14.6024(11) Å, α = 90, β = 118.001(9), γ = 90°,

V = 3054.2(5) Å3, Z = 4, ρ = 1.25 g cm-3, µ (Mo-Kα) = 0.083 mm-1, R = 0.0379,

wR = 0.0985.

[Bis-(N,N'-difluoroboryl)]-3,3',4,4',8,8',9,9'-Octaethyl-10,10'-dimethyl-2,2'-bidipyrrin

(10)


1H-NMR (300 MHz, CD2Cl2): δ = 7.15 (s, 2 H; CHmeso), 2.74 (q, J = 7.6 Hz, 4 H;

CH2CH3), 2.63 (q, J = 7.6 Hz, 4 H; CH2CH3), 2.39 (s, 6 H; CH3), 2.37 (m, 8 H; 2 x

CH2CH3), 1.29 (t, J = 7.6 Hz, 6 H; CH2CH3), 1.21 (t, J = 7.6 Hz, 6 H; CH2CH3), 1.06

(t, J = 7.6 Hz, 6 H; CH2CH3), 1.04 (t, J = 7.6 Hz, 6 H; CH2CH3).

1H-NMR (300 MHz, C6D6): δ = 6.85 (s, 2 H; CHmeso), 2.94 (dq, 2J = 15.0 Hz, 3J = 7.6 Hz, 2 H; C(H)HCH3), 2.74 (dq, 2J = 15.0 Hz, 3J = 7.6 Hz, 2 H; C(H)HCH3),

2.47 (m, 4 H; CH2CH3), 2.26 (s, 6 H; CH3), 2.14 (q, J = 7.6 Hz, 4 H; CH2CH3), 1.90 (q,

J = 7.6 Hz, 4 H; CH2CH3), 1.30 (t, J = 7.6 Hz, 6 H; CH2CH3), 1.13 (t, J = 7.6 Hz, 6 H;

CH2CH3), 0.90 (t, J = 7.6 Hz, 6 H; CH2CH3), 0.72 (t, J = 7.6 Hz, 6 H; CH2CH3).

13C-NMR (75 MHz, CD2Cl2): δ = 160.4, 145.8, 143.3, 141.5, 133.7, 133.3, 133.1,

132.1, 120.2, 18.3, 18.1 (d, J = 4 Hz; C3-A, C3'-A), 17.9, 17.2, 16.8, 16.7, 14.7, 14.3

(d, J = 2 Hz; C3-B, C3'-B), 12.9 (br s; C10-A, C10'-A).


F1BF2), -146.9 (m, 2 F; F1BF2)



- 180 -

MS (ESI+): m/z = 657 [M+Na]+. HRMS (ESI+): m/z ber. für C36H48B2F4N4Na [M+Na]+: 657.3893; gef. 657.3893; ∆ = 0.0 mmu.

UV-VIS (DCM):

λ (ε[rel]) = 391 (0.24), 491 (0.83), 562 (1) nm.

UV-VIS (Toluol):

λ (ε[M-1cm-1]) = 393 (1.600), 494 (64.600), 567 (71.500) nm.

[Bis-(N,N'-difluoroboryl)]-3,3'-Diethyl-4,4',8,8',9,9',10,10'-octamethyl-6,6'-(4-

methylphenyl)-2,2'-bidipyrrin (11)


1H-NMR (300 MHz, CD2Cl2): δ = 7.31 (m, 8 H; Har), 2.47 (s, 6 H; CH3), 2.42 (s, 6 H;

CH3), 2.25 (m, 4 H; CH2CH3), 1.85 (s, 6 H; CH3), 1.44 (s, 6 H; CH3), 1.35 (s, 6 H;

CH3), 0.95 (t, J = 7.6 Hz, 6 H; CH2CH3).

1H-NMR (300 MHz, C6D6): δ = 6.94 (d, Jortho = 8 Hz, 2 H; Har), 6.87 (d, Jortho = 8 Hz,

2 H; Har), 6.76 (dd, Jortho = 8 Hz, Jmeta = 2 Hz, 2 H; Har), 6.61 (dd, Jortho = 8 Hz,

Jmeta = 2 Hz, 2 H; Har), 2.90 (dq, 2J = 15.0 Hz, 3J = 7.6 Hz, 2 H; C(H)HCH3), 2.74 (dq, 2J = 15.0 Hz, 3J = 7.6 Hz, 2 H; C(H)HCH3), 2.34 (s, 6 H; CH3), 2.06 (s, 6 H; CH3),

1.54 (s, 6 H; CH3), 1.34 (s, 6 H; CH3), 1.25 (t, J = 7.6 Hz, 6 H; CH2CH3), 1.21 (s, 6 H;

CH3).

Aufgrund der Signalbreite können die Kopplungskonstanten der Arylprotonen nur in

der angegebenen Auflösung ermittelt werden.


- 181 -

13C-NMR (75 MHz, CD2Cl2): δ = 158.7, 142.6, 142.2, 141.4, 139.1, 136.8, 134.8,

132.8, 132.6, 131.7, 129.9, 129.8, 128.4 (2 x C), 128.2, 21.2, 18.1 (d, J = 4 Hz; C3-A,

C3'-A), 13.9 (d, J = 2 Hz; C3-B, C3'-B), 13.0 (br s; C10-A, C10'-A), 12.3, 12.2, 8.8.


F1BF2), -147.4 (m, 2 F; F1BF2).



UV-VIS (DCM):

λ (ε[rel]) = 393 (0.24), 487 (0.83), 565 (1) nm.

UV-VIS (Toluol):

λ (ε[M-1cm-1]) = 394 (1.600), 489 (67.100), 558 (77.100) nm.

Kristalldaten: C44H48B2F4N4 x 0.352 CH2Cl2, 760.42, monoklin, Raumgruppe Pc,

a = 16.462(8), b = 19.974(7), c = 12.188(6) Å, α = 90, β = 90.00(2), γ = 90°,

V = 4008(3) Å3, Z = 4, ρ = 1.26 g cm-3, µ (Mo-Kα) = 0.130 mm-1, R = 0.0481,

wR = 0.0938.

[Bis-(N,N'-difluoroboryl)]-3,3',8,8',9,9'-Hexaethyl-4,4',10,10'-tetramethyl-6,6'-(4-

methylphenyl)-2,2'-bidipyrrin (12)



CH3), 2.32 (q, J = 7.5 Hz, 4 H; CH2CH3), 2.24 (m, 4 H; CH2CH3), 1.72 (m, 4 H;


- 182 -

CH2CH3), 1.39 (s, 6 H; CH3), 1.02 (t, J = 7.5 Hz, 6 H; CH2CH3), 0.94 (t, J = 7.6 Hz,

6 H; CH2CH3), 0.72 (t, J = 7.5 Hz, 6 H; CH2CH3).

1H-NMR (300 MHz, C6D6): δ = 7.00 (d, Jortho = 8 Hz, 2 H; Har), 6.94 (d, Jortho = 8 Hz,

2 H; Har), 6.88 (dd, Jortho = 8 Hz, Jmeta = 2 Hz, 2 H; Har), 6.71 (dd, Jortho = 8 Hz,

Jmeta = 2 Hz, 2 H; Har), 3.00 (dq, 2J = 15.0 Hz, 3J = 7.5 Hz, 2 H; C(H)HCH3), 2.83 (dq, 2J = 15.0 Hz, 3J = 7.5 Hz, 2 H; C(H)HCH3), 2.49 (s, 6 H; CH3), 2.16 (s, 6 H; CH3),

2.02 (q, J = 7.5 Hz, 4 H; CH2CH3), 1.77 (m, 4 H; CH2CH3), 1.56 (s, 6 H; CH3), 1.34 (t,

J = 7.5 Hz, 6 H; CH2CH3), 0.84 (t, J = 7.5 Hz, 6 H; CH2CH3), 0.78 (t, J = 7.5 Hz 6 H;

CH2CH3).

Aufgrund der Signalbreite können die Kopplungskonstanten der Arylprotonen nur in

der angegebenen Auflösung ermittelt werden.

13C-NMR (100 MHz, CD2Cl2): δ = 158.8, 147.5, 142.8, 142.2, 139.1, 137.1, 134.9,

134.4, 132.2, 131.9, 131.8, 129.4, 129.3, 128.7, 128.5, 21.2, 18.7, 18.1 (d, J = 4 Hz;

C3-A, C3'-A), 17.0, 16.1, 14.6, 13.9 (d, J = 2 Hz; C3-B, C3'-B), 12.8 (br s; C10-A,

C10'-A), 12.2.


F1BF2), -146.6 (m, 2 F; F1BF2).




- 183 -

UV-VIS (DCM):

λ (ε[rel]) = 393 (0.24), 488 (0.82), 557 (1) nm.

UV-VIS (Toluol):

λ (ε[M-1cm-1]) = 395 (1.700), 490 (72.000), 559 (82.600) nm.

Kristalldaten: C48H56B2F4N4, 786.59, triklin, Raumgruppe P 1 , a = 13.6933(16),

b = 17.1625(18), c = 19.050(2) Å, α = 94.680(14), β = 98.435(14), γ = 103.149(13)°,

V = 4281.6(9) Å3, Z = 4, ρ = 1.220 g cm-3, µ (Mo Kα) = 0.083 mm-1 , R = 0.0559,

wR = 0.1604.

5.3.1.2 Synthese der meso-freien BODIPYs

Allgemeine Arbeitsvorschrift zur Synthese der meso-freien BODIPYs aus den

Dipyrrin-Hydrobromiden

NH NAlk

AlkAlk

Alk

N NAlk

AlkAlk

Alk

1) NEt32) BF3*OEt2

* HBrB

F F

58 - 69%

Das entsprechende Dipyrrin als Hydrobromid (2.00 mmol) wird in Dichlormethan

(200 mL) vorgelegt. Unter Rühren bei RT wird zunächst NEt3 (9.6 mL) zugetropft und

5 min nachgerührt. Anschließend wird mit BF3*OEt2 (12 mL, 48%ig in Et2O) versetzt

und eine weitere Stunde bei RT gerührt.

Zum Beenden der Reaktion wird auf gesättigte Na2CO3-Lsg. geschüttet. Nach

Phasentrennung wird die org. Phase mit gesättigter Natriumcarbonatlösung (3 x

50 mL) gewaschen, über Natriumsulfat getrocknet, am Rotationsverdampfer vom

Lösungsmittel befreit und säulenchromatochraphisch gereinigt (Silica, DCM / Pentan

= 1:2). Sammeln der grün-gelb fluoreszierenden Fraktionen und Entfernen des


- 184 -

Lösungsmittels in vacuo liefert das Produkt als orange-roten Feststoff, der durch

Umkristallisation aus Dichlormethan / MeOH analysenrein erhalten werden kann.

2-Ethyl-1,3,5,6,7-pentamethyl-4,4-difluoro-4-bor-3a,4a-diaza-s-indacen (13)


1H-NMR (400 MHz, CD2Cl2): δ = 7.06 (s, 1 H; CHmeso), 2.49 (s, 3 H; CH3), 2.48 (s,

3 H; CH3), 2.44 (q, J = 7.6 Hz, 2 H; CH2CH3), 2.22 (s, 3 H; CH3), 2.20 (s, 3 H; CH3),

1.97 (s, 3 H; CH3), 1.11 (t, J = 7.6 Hz, 3 H; CH2CH3).

1H-NMR ( 300 MHz, CDCl3 ): δ = 6.93 (s, 1 H; CHmeso), 2.49 (s, 3 H; CH3), 2.47 (s,

3 H; CH3), 2.37 (q, J = 7.6 Hz, 2 H; CH2CH3), 2.15 (s, 3 H; CH3), 2.13 (s, 3 H; CH3),

1.92 (s, 3 H; CH3), 1.06 (t, J = 7.6 Hz, 3 H; CH2CH3).

13C-NMR (100 MHz, CD2Cl2): δ = 155.1, 154.4, 137.6, 137.0, 132.3, 131.8, 125.5

(2 x C), 118.8, 17.3, 14.4, 12.5 / 12.3 (t, J = 2 Hz; C3-A, C5-A), 9.4, 9.2, 8.7.

13C-NMR (75 MHz, CDCl3 ): δ = 155.1, 154.5, 137.3, 136.7, 132.5, 131.7, 125.3

(2 x C), 118.6, 17.4, 14.7, 12.8 / 12.6 (t, J = 2 Hz; C3-A, C5-A), 9.7, 9.5, 9.0.

19F-NMR (376 MHz, CD2Cl2): δ = -146.4 (q, J(BF) = 34 Hz, 2 F; BF2).

11B-NMR (128 MHz, CD2Cl2): δ = 0.73 (t, J(BF) = 34 Hz, 1 B; BF2).

MS (ESI+): m/z = 269 [M+H]+. HRMS (ESI+): m/z ber. für C16H22BF2N2 [M+H]+: 291.1839; gef. 291.1839; ∆ = 0.0 mmu.


- 185 -

UV-VIS (DCM):

λ (ε[rel]) = 379 (0.12), 532 (1) nm.

UV-VIS (Toluol):

λ (ε[M-1cm-1]) = 381 (7.400), 584 (82.000) nm.

Kristalldaten: C16H21BF2N2, 290.16, monoklin, Raumgruppe P21/n, a = 8.8728(8),

b = 11.9386(14), c = 14.0937(13) Å, α = 90, β = 90.313(11), γ = 90°, V =

1492.9(3) Å3, Z = 4, ρ = 1.291 g cm-3, µ (Mo-Kα) = 0.093 mm-1, R = 0.0444,

wR = 0.1306.

1,2,7,8-Tetraethyl-3,5-dimethyl-4,4-difluoro-4-bor-3a,4a-diaza-s-indacen (14)[114]


1H-NMR (300 MHz, CDCl3 ): δ = 6.92 (s, 1 H; Hmeso), 2.57 (q, J = 7.6 Hz, 4 H;

CH2CH3), 2.50 (s, 6 H; CH3), 2.39 (q, J = 7.6 Hz, 4 H; CH2CH3), 1.18 (t, J = 7.6 Hz,

6 H; CH2CH3), 1.09 (t, J = 7.6 Hz, 6 H; CH2CH3).

1H-NMR (500 MHz, CD2Cl2 ): δ = 7.05 (s, 1 H; Hmeso), 2.66 (q, J = 7.6 Hz, 4 H;

CH2CH3), 2.53 (s, 6 H; CH3), 2.47 (q, J = 7.6 Hz, 4 H; CH2CH3), 1.25 (t, J = 7.6 Hz

6 H; CH2CH3), 1.16 (t, J = 7.6 Hz, 6 H; CH2CH3).

13C-NMR ( 75 MHz, CDCl3 ): δ = 155.0, 143.3, 131.7, 131.0, 118.6 (Cmeso), 17.9,

17.3, 17.1, 15.2, 12.7 (t, J = 2 Hz; C3-A, C5-A).

13C-NMR ( 125 MHz, CD2Cl2 ): δ = 154.9, 143.6, 131.6, 131.2, 118.8 (Cmeso), 17.8,

17.2, 16.9, 15., 12.5 (t, J = 2 Hz; C3-A, C5-A).




- 186 -

UV-VIS (DCM):

λ (ε[rel]) = 379 (0.08), 533 (1) nm.

UV-VIS (Toluol):

λ (ε[M-1cm-1]) = 380 (7.800), 535 (88.900) nm.

Kristalldaten: C19H27BF2N2, 332.24, monoklin, Raumgruppe C2/c, a = 17.047(3),

b = 9.1469(9), c = 13.1674(19) Å3, α = 90, β = 117.282(17), γ = 90°, V = 1824.8(5)

Å3, Z = 4, ρ = 1.209 g cm-3, µ (Mo-Kα) = 0.0836 mm-1, R = 0.0351, wR = 0.0918.

5.3.1.3 Synthese der meso-arylsubstituierten BODIPYs

Allgemeine Arbeitsvorschrift zur Synthese der meso-arylsubstituierten

BODIPYs

N NAlk

AlkAlk

Alk2) NEt33) BF3*OEt2 B

F F

X

NH

Alk Alk

X

OCl

1)

+

N

Alk

Alk

OB

X

F F

42 - 45% 4 - 7%X = Me, I

Das entsprechende Pyrrol (2 Äq.) wird unter Schutzgas in DCM (20 mL pro 1 mmol

Pyrrol) vorgelegt. Zu dieser Lösung wird das entsprechende Benzoylchlorid (1 Äq.)

zügig zugegeben, wobei sich die zunächst farblose Reaktionsmischung rasch braun

färbt. Es wird für vier Tage bei Raumtemperatur gerührt. Die nun rote Lösung wird

mit NEt3 (6 Äq.) und BF3*OEt2 (8 Äq., 48% in Et2O) versetzt und einen weiteren Tag

nachgerührt. Die Reaktion wird mit gesättigter NaHCO3-Lsg. beendet. Nach

Phasenseparation wird die organische Phase mit gesättigter NaHCO3-Lsg. (3 x

50 mL) gewaschen, über Na2SO4 getrocknet und in vacuo vom Lösungsmittel befreit.

Der braune, ölige Rückstand wird säulenchromatografisch an Silica mit DCM /


- 187 -

Pentan (1:1) gereinigt. Zunächst eluieren eine nicht näher charakterisierte blaue und

eine violette Fraktion (beide Fraktionen sind von sehr geringer Menge), gefolgt vom

Produkt als orange-grüne stark fluoreszierende Fraktion. Zum Schluß kann eine

gelbe Fraktion als Nebenprodukt, mit einer sehr schwachen Fluoreszenz isoliert

werden.

Das Produkt kann durch Umkristallisation aus DCM / MeOH als oranger

feinkristalliner Feststoff analysenrein erhalten werden.

Das zuletzt eluierte Nebenprodukt kann durch Umkristallisation aus DCM / Hexan als

gelber Feststoff analysenrein erhalten werden.

1,2,3,5,6,7-Hexamethyl-8-(4-methylphenyl)-4,4-difluoro-4-bor-3a,4a-diaza-s-indacen

(15)



CH3), 1.86 (s, 6 H; CH3), 1.31 (s, 6 H; CH3).

13C-NMR (75 MHz, CD2Cl2): δ = 153.7, 140.8, 139.2, 138.9, 132.7, 130.9, 129.8,

128.2, 126.5, 21.2, 12.5 (t, J = 2 Hz; C3-A, C5-A), 11.9, 8.7.



MS (ESI+): m/z = 389 [M+Na]+. HRMS (ESI+): m/z ber. für C22H25BF2N2Na [M+Na]+: 389.1971; gef. 389.1973; ∆ = 0.2 mmu.


- 188 -

UV-VIS (DCM):

λ (ε[rel]) = 381 (0.1), 525 (1) nm.

UV-VIS (Toluol):

λ (ε[M-1cm-1]) = 378 (7.000), 526 (72.600) nm.

Kristalldaten: C22H25BF2N2, 366.25, monoklin, Raumgruppe P21/c, a = 8.5775(9),

b = 7.3874(5), c = 30.692(3) Å, α = 90, β = 97.816(12), γ = 90°, V = 1926.8(3) Å3,

Z = 4, ρ = 1.263 g cm-3, µ (Mo-Kα) = 0.0900 mm-1, R = 0.0456, wR = 0.1371.

N,O-Difluoroboryl-2-(4-methylbenzoyl)-3,4,5-trimethyl-pyrrol (27)


1H-NMR ( 300 MHz, CD2Cl2): δ = 7.86 (m, 2 H; Har), 7.38 (m, 2 H; Har), 2.47 (s, 3 H;

CH3), 2.38 (s, 3 H; CH3), 2.27 (s, 3 H; CH3), 1.99 (s, 3 H; CH3).

13C-NMR (75 MHz, CD2Cl2): δ = 173.6 (CO), 153.8, 145.5, 134.2, 132.1, 130.6,

130.3, 129.6, 127.1, 21.8, 12.7, 12.4, 9.2.

19F-NMR (376 MHz, CD2Cl2): δ = -158.7 (m, 2 F; BF2).

11B-NMR (128 MHz, CD2Cl2): δ = 3.22 (t, J = 17 Hz,, 1 B; BF2).

MS (ESI+): m/z = 298 [M+Na]+. HRMS (ESI+): m/z ber. für C15H16BF2NONa [M+Na]+: 298.1186; gef. 298.1185; ∆ = 0.1 mmu.

UV-VIS (DCM):

λ (ε[M-1cm-1]) = 242 (1.980), 280 (3.740), 392 (11.020) nm.


- 189 -

Kristalldaten: C15H16BF2NO, 275.10, triklin, Raumgruppe P 1 , a = 8.6224(17),

b = 8.8011(17), c = 9.1154(17) Å, α = 80.43(2), β = 79.32(2), γ = 85.87(2),


wR = 0.1010.

1,2,6,7-Tetraethyl-3,5-dimethyl-8-(4-methylphenyl)-4,4-difluoro-4-bor-3a,4a-diaza-s-

indacen (16)



CH3), 2.32 (q, J = 7.6 Hz, 4 H; CH2CH3), 1.61 (q, J = 7.5 Hz, 4 H; CH2CH3), 1.04 (t,

J = 7.6 Hz, 6 H; CH2CH3), 0.68 (t, J = 7.5 Hz, 6 H; CH2CH3).

13C-NMR (75 MHz, CD2Cl2): δ = 154.2, 145.6, 140.9, 139.1, 132.6, 132.0, 130.2,

128.9, 128.7, 21.3, 18.6, 17.0, 16.3, 14.9, 12.4. (t, J = 2 Hz; C3-A, C5-A).



MS (ESI+): m/z = 445 [M+Na]+. HRMS (ESI+): m/z ber. für C26H33BF2N2Na [M+Na]+: 445.2597; gef. 445.2604; ∆ = 0.7 mmu.

UV-VIS (DCM):

λ (ε[rel]) = 380 (0.14), 527 (1) nm.

UV-VIS (Toluol):

λ (ε[M-1cm-1]) = 380 (7.800), 535 (88.900) nm.


- 190 -

Kristalldaten: C26H33BF2N2, 422.35, monoklin, Raumgruppe P21/n, a = 11.1044(9),

b = 18.348(2), c = 11.9364(11) Å, α = 90, β = 109.857(6), γ = 90°, V = 2287.4(4) Å3,


N,O-Difluoroboryl-2-(4-methylbenzoyl)-3,4-diethyl-5-methyl-pyrrol (28)


1H-NMR ( 300 MHz, CD2Cl2): δ = 7.85 (m, 2 H; Har), 7.38 (m, 2 H; Har), 2.70 (q,

J = 7.6 Hz, 2 H; CH2CH3), 2.46 (s, 3 H; CH3), 2.45 (q, J = 7.6 Hz, 2 H; CH2CH3), 2.43

(s, 3 H; CH3), 1.13 (t, J = 7.6 Hz, 3 H; CH2CH3), 1.10 (t, J = 7.6 Hz, 3 H; CH2CH3).

13C-NMR (75 MHz, CD2Cl2): δ = 174.1 (CO), 153.8, 145.4, 140.5, 136.4, 131.4,

129.8, 129.7, 127.5, 21.7, 19.2, 17.6, 15.1, 14.8, 12.3.

19F-NMR ( MHz, ): δ = -159.2 (m, 2 F; BF2).

11B-NMR (MHz, ): δ = 3.18 (t, J = 17 Hz, 1 B; BF2).

MS (ESI+): m/z = 326 [M+Na]+. HRMS (ESI+): m/z ber. für C17H20BF2NONa [M+Na]+: 326.1500; gef. 326.1498; ∆ = 0.2 mmu.

UV-VIS (DCM):

λ (ε[M-1cm-1]) = 243 (2.270), 281 (5.390), 392 (11.160) nm.

Kristalldaten: C17H20BF2NO, 303.16, monoklin, Raumgruppe C2/c, a = 13.7479(15),

b = 14.6582(12), c = 16.296(2) Å, α = 90, β = 104.788(14), γ = 90°, V = 3175.2(6) Å3,



- 191 -

1,2,3,5,6,7-Hexamethyl-8-(4-iodphenyl)-4,4-difluoro-4-bor-3a,4a-diaza-s-indacen (57)


1H-NMR (400 MHz, CD2Cl2): δ = 7.90 (m 2 H; Har), 7.10 (m, 2 H; Har), 2.50 (s, 6 H;

CH3); 1.89 (s, 6 H; CH3), 1.36 (s, 6 H; CH3).

13C-NMR (75 MHz, CD2Cl2): δ = 154.3, 138.9, 138.7, 138.4, 135.3, 130.4, 126.8

(2 x C), 94.5 (C-I), 12.5 (t, J = 2 Hz; C3-A, C5-A), 12.1, 8.7.



MS (ESI+): m/z = 501 [M+Na]+. HRMS (ESI+): m/z ber. für C21H22BF2IN2Na [M+Na]+: 501.0792; gef. 501.0789; ∆ = 0.3 mmu.

UV-VIS (DCM):

λ (ε[rel]) = 383 (0.10), 529 (1) nm.

Kristalldaten: C21H22BF2IN2, 478.12, monoklin, Raumgruppe P21/c, a = 8.4442(8),

b = 7.5710(9), c = 31.096(4) Å, α = 90, β = 94.674(12), γ = 90°, V = 1981.4(4) Å3,



- 192 -

N,O-Difluoroboryl-2-(4-iodbenzoyl)-3,4,5-trimethyl-pyrrol (58)

Ausbeute: 91.7 mg, 0.24 mmol, 6%.

1H-NMR ( 500 MHz, CD2Cl2): δ = 7.98 (m, 2 H; Har), 7.69 (m, 2 H; Har), 2.42 (s, 3 H;

CH3), 2.28 (s, 3 H; CH3), 2.03 (s, 3 H; CH3).

13C-NMR (125 MHz, CD2Cl2): δ = 171.9, 155.6, 138.3, 134.6, 132,5 131.5, 131.2,

129.3, 101.5, 12.6 (2 x C), 9.2.

19F-NMR ( MHz, ): δ = -159.0 (m, 2 F; BF2).

11B-NMR (MHz, ): δ = 2.92 (m, 1 B; BF2).

MS (ESI+): m/z = 410 [M+Na]+. HRMS (ESI+): m/z ber. für C14H13BF2INONa [M+Na]+: 409.9995; gef. 409.9998; ∆ = 0.3 mmu.

UV-VIS (DCM):

λ (ε[rel]) = 404 (1), 309 (0.36), 253 (0.19) nm.

Kristalldaten: C14H13BF2INO, 386.96, monoklin, Raumgruppe P21/n, a = 7.7594(7),

b = 15.760(2), c = 11.6942(10) Å, α = 90, β = 101.529(10), γ = 90°, V = 1401.2(3) Å3,



- 193 -

Umkehr der Produktverhältnisse durch Variation der Reaktionsführung

Es wird eine Lösung aus 4-Methylbenzoylchlorid (1.32 mL, 10 mmol), BF3*OEt2

(8 mL, 48% in Et2O) und DBU (1.50 mL, 10 mmol) in Pentan (150 mL) vorgelegt. Auf

diese Mischung wird ein Tropftrichter mit Druckausgleich aufgesetzt. Der Tropftrichter

ist mit einer Lösung aus 2,3,4-Trimethylpyrrol (545 mg, 5.0 mmol) und DBU (1.50 mL,

10 mmol) in Pentan (200 mL) bestückt. Auf den Tropftrichter wird ein Rückflusskühler

gesetzt. Der Reaktionskolben wird nun für drei Tage zum Rückfluss erhitzt. Dabei ist

darauf zu achten, dass das Pentan nur schwach Siedet und damit die im Tropftrichter

enthaltene Mischung aus Pyrrol und DBU nur ganz langsam auswäscht. Die

Reaktionsmischung wird anschließend auf eine gesättigte NaHCO3-Lsg. geschüttet.

Nach Phasenseparation wird die wässrige Phase mit DCM (3 x 50 mL) extrahiert. Die

beiden organischen Fraktionen (Pentan und DCM) werden separat mit NaHCO3 (2 x

20 mL) und mit NaCl (1 x 20 mL) gewaschen. Anschließend werden sie vereinigt, mit

Na2SO4 getrocknet und in vacuo vom Lösungsmittel befreit. Die Aufreinigung erfolgt

analog der Allgemeinen Arbeitsvorschrift zur Synthese der meso-arylsubstituierten

BODIPYs.

N,O-Difluoroboryl-2-(4-methylphenyl)-3,4,5-trimethyl-pyrrol (15)


Die analytischen Daten stimmen mit den oben angegeben überein.

1,2,3,5,6,7-Hexamethyl-8-(4-methylphenyl)-4,4-difluoro-4-bor-3a,4a-diaza-s-indacen

(27)


Die analytischen Daten stimmen mit den oben angegeben überein.


- 194 -

5.3.1.4 Synthese der als Succinimidester aktivierten Fluorophore

2,5-dioxopyrrolidin-1-yl-hex-5-ynoate (56)

O

OH

O

ON

O

O

NHO

O

O> 99%

DCC+

5-Hexinsäure (0.49 mL, 4.50 mmol) wird in absolutem Dichlormethan (100 mL) gelöst

mit N-Hydroxysuccinimid (1.29 g, 11.20 mmol) und N,N'-Dicyclohexylcarbodiimid

(1.39 g, 6.74 mmol) versetzt und für 20 h bei Raumtemperatur gerührt. Zum Beenden

der Reaktion wird auf gesättigte NaHCO3-Lsg. (500 mL) geschüttet und vom

unlöslichen abfiltriert. Nach erfolgter Phasentrennung wird die wässrige Phase mit

Ether extrahiert. Die vereinigten organischen Phasen werden mit gesättigter NaCl-

Lsg. gewaschen (3 x 30 mL), über MgSO4 getrocknet, am Rotationsverdampfer bis

zum Einsetzen der Kristallisation eingeengt, durch Filtration vom dabei entstehenden

weißen Feststoff befreit und nachfolgend vollständig vom Lösungsmittel befreit.

Dabei wird das Produkt als farbloses zähes Öl erhalten.

Ausbeute: 940 mg, 4.50 mmol, > 99%.

1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 2.84 (s, 4 H; 2 x CH2), 2.78 (t, J = 7.4 Hz, 3 H; CH2),

2.35 (dt, 3J = 6.8 Hz, 4J = 2.6 Hz, 2 H; CH2), 2.02 (t, 4J = 2.6 Hz, 1 H; CHAlkin), 1.95

(m, 2 H; CH2).

13C-NMR (75 MHz, CDCl3): δ = 169.2, 168.2, 82.5, 69.8, 29.6, 25.5, 23.3, 17.5.


- 195 -

1,2,3,5,6,7-Hexamethyl-8-(4-(2,5-dioxopyrrolidin-1-yl-hex-5-ynoate)-phenyl)-4,4-

difluoro-4-bor-3a,4a-diaza-s-indacen (59)

N NB

F F

N NB

F F

I

O

ON

O

O

O

ON

O

O

+ kat. Pd(PPh3)4, CuI

Hünig-Base, THF

87%

Das p-Iodoaryl-funktionalisierte BODIPY Derivat 57 (71 mg, 0.15 mmol) wird mit dem

Succinimidester 56 (50 mg, 0.24 mmol) und Diisopropylethylamin (2.2 mL, 12.90

mmol) in absolutem THF (15 mL) gelöst. Zu dieser Lösung wird CuI (6 mg, 31 µmol)

und Pd(PPh3)4 (12 mg, 10 µmol) gegeben und bis zum vollständigen Verbrauch des

p-Iodoaryl-funktionalisierten BODIPY's (DC-Kontrolle, ca. 24 h) bei Raumtemperatur

gerührt. Sodann wird bei 30 °C alles flüchtige abkondensiert. Der verbleibende rot-

braune Lack wird säulenchromatographisch mit DCM an Silica gereinigt. Sammeln

der ersten fluoreszierenden Fraktion mit einer intensiven orange-gelben Farbe liefert

das Produkt nach Entfernen des Lösungsmittels am Rotationsverdampfer als roten

Feststoff.


1H-NMR (400 MHz, CD2Cl2): δ = 7.55 (d, J = 8.3 Hz, 2 H; CHar), 7.24 (d, J = 8.3 Hz,

2 H; CHar), 2.85 (t, J = 7.4 Hz, 2 H; CH2), 2.82 (s, 4 H; CH2), 2.61 (t, J = 6.9 Hz, 2 H;

CH2), 2.47 (s, 6 H; CH3), 2.07 (m, 2 H; CH2), 1.86 (s, 6 H; CH3), 1.32 (s, 6 H; CH3).


- 196 -

1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 7.52 (d, J = 8.3 Hz, 2 H; CHar), 7.21 (d, J = 8.3 Hz,

2 H; CHar), 2.86 (t, J = 7.5 Hz, 2 H; CH2), 2.85 (s, 4 H; CH2), 2.62 (t, J = 7.5 Hz, 2 H;

CH2), 2.51 (s, 6 H; CH3), 2.08 (m, 2 H; CH2), 1.84 (s, 6 H; CH3), 1.30 (s, 6 H; CH3).

13C-NMR (100 MHz, CD2Cl2): δ = 169.3, 168.5, 154.1, 139.6, 139.0, 135.2, 132.3,

130.5, 128.6, 126.7, 124.3, 89.6, 81.2, 30.0, 25.7, 23.8, 18.6, 12.5 (t, J = 2 Hz; C3-A,

C5-A), 12.0, 8.7.

13C-NMR (75 MHz, CDCl3): δ = 169.2, 168.3, 154.3, 139.5, 138.9, 135.5, 132.4,

130.6, 128.5, 126.6, 124.2, 89.5, 81.6, 30.1, 25.7, 23.8, 18.8, 12.8 (t, J = 2 Hz; C3-A,

C5-A), 12.3, 9.1.



MS (ESI+): m/z = 582 [M+Na]+. HRMS (ESI+): m/z ber. für C31H32BF2N3O4Na [M+Na]+: 582.2346; gef. 582.2349; ∆ = 0.3 mmu.

UV-VIS (DCM):

λ (ε[rel]) = 246 (0.56), 258 (0.53), 369 br (0.11), 495 sh (0.33), 527 (1) nm.

Kristalldaten: C31H32BF2N3O4, 559.41, orthorhombisch, Raumgruppe Pca21,

a = 23.8698(7), b = 11.0225(5), c = 21.5217(6) Å, α = 90, β = 90, γ = 90°,


wR = 0.1375.


- 197 -

5-Benzoyl-3,3'-diethyl-4,4'-dimethyl-2,2'-bipyrrol (51)

NH

NH

NH

NH

O

N

O

O

+POCl3,

61%

Benzoylmorpholin (2.40 g, 12.5 mmol) wird zusammen mit POCl3 (3.70 mL) für 3 h

bei 65 °C gerührt. Nach dem Abkühlen auf RT wird eine Lösung des 3,3'-Diethyl-4,4'-

dimethyl-2,2'-bipyrrols (39) (2.59 g, 12.0 mmol) in DCE (30 mL) zugegeben. Die

Lösung wird 4 h zum Rückfluss erhitzt. Nach Zugabe von gesättigter Na2CO3-Lsg.

(90 mL) und einstündigem Rühren bei 80 °C werden die Phasen getrennt. Die

organische Phase wird mit Wasser gewaschen, über Na2SO4 getrocknet und im

Rotationsverdampfer vom Lösungsmittel befreit. Der zurückbleibende Feststoff wird

säulenchromatographisch an Silica mit Dichlormethan gereinigt. Die gelb-braunen

Fraktionen werden gesammelt und in vacuo zur Trockene eingeengt.

Umkristallisation des braunen Feststoffs aus Dichlormethan / Hexan liefert die

Titelverbindung als hell gelben, analysenreinen Feststoff.


1H-NMR ( 300 MHz, CD2Cl2): δ = 8.80 (br s, 1 H; NH), 8.06 (br s, 1 H; NH), 7.69 (m,

2 H; Har), 7.54 (m, 3 H; Har), 6.64 (d, J = 1.6 Hz, 1 H; Hpyr), 2.54 (q, J = 7.5 Hz, 2 H;

CH2CH3), 2.52 (q, J = 7.5 Hz, 2 H; CH2CH3), 2.12 (s, 6 H; 2 x CH3), 1.12 (t,

J = 7.5 Hz, 3 H; CH2CH3), 1.11 (t, J = 7.5 Hz, 3 H; CH2CH3).

13C-NMR (75 MHz, CD2Cl2): δ = 185.5, 140.4, 131.0, 128.4, 128.3 (2 x C), 128.2,

127.9, 126.4, 124.7, 119.3, 118.9, 116.8, 18.1, 17.8, 15.6, 15.3, 11.4, 10.1.

MS (ESI+): m/z = 343 [M+Na]+.


- 198 -

HRMS (ESI+): m/z ber. für C21H24N2ONa [M+Na]+: 343.1781; gef. 343.1781; ∆ = 0.0 mmu.

5-Benzoyl-5'-p-iodbenzoyl-3,3'-diethyl-4,4'-dimethyl-2,2'-bipyrrol (52)

NH

NH

O

AlCl3,

NH

NH

O O

I

Cl O

I

+

47%

Ein Gemisch aus p-Iodbenzoylchlorid (8.90 g, 33.4 mmol) und AlCl3 (4.45 g,

33.4 mmol) in DCM (250 mL) wird 30 min bei RT gerührt. Anschließend gibt man das

monosubstituierte Bipyrrol 51 (1.07 g, 3.3 mmol) als Feststoff hinzu, wobei sich die

gelbliche Lösung rot färbt. Das Gemisch wird für 60 h bei RT gerührt. Dann wird mit

NaOH (200 mL, 2 M in Wasser) versetzt und weitere 2 h bei RT gerührt. Die Phasen

werden getrennt, die organische Phase zweimal mit Wasser (150 mL) gewaschen,

über Na2SO4 getrocknet und am Rotationsverdampfer vom Lösungsmittel befreit.

Nach säulenchromatographischer Aufreinigung an Silica mit DCM und sammeln der

ersten gelben Fraktion, welche nach Entfernen des Lösungsmittels als grün-gelber

Feststoff erhalten wird, wird die Titelverbindung analysenrein durch Umkristallisation

aus Dichlormethan / Hexan erhalten.


1H-NMR (400 MHz, CD2Cl2): δ = 10.15 (br s, 1 H; NH), 10.09 (br s, 1 H; NH), 7.80 (d,

J = 8.3 Hz, 2 H; Har), 7.55 (m, 3 H; Har), 7.47 (m, 2 H; Har), 7.32 (d, J = 8.3 Hz, 2 H;

Har), 2.43 (q, J = 7.5 Hz, 4 H; 2 x CH2CH3), 2.05 (s, 3 H; CH3), 2.02 (s, 3 H; CH3),

0.99 (t, J = 7.5 Hz, 3 H; CH2CH3), 0.99 (t, J = 7.5 Hz, 3 H; CH2CH3).

13C-NMR (100 MHz, CD2Cl2): δ = 186.1 (CO), 184.9 (CO), 139.8, 139.2, 137.5,

131.2, 130.1, 128.9, 128.6, 128.4, 128.3, 128.1, 128.0, 127.9, 127.7, 126.9, 126.4,

98.1 (C-I), 17.7, 17.7, 14.9 (2 x C), 11.7, 11.6.


- 199 -

MS (ESI+): m/z = 551 [M+H]+. HRMS (ESI+): m/z ber. für C28H28IN2O2 [M+H]+: 551.1190; gef. 551.1197; ∆ = 0.7 mmu.

3,3'-Diethyl-4,4',8,8',9,9',10,10'-octamethyl-6-phenyl-6'-(4-iodphenyl)-2,2'-bidipyrrin

(53)

NH

NH

O O

I

1) POCl3

NH

2) NEt3

NH

NH

I

N N

37%

Eine Mischung des Bipyrrols (1.0 g, 1.9 mmol) mit 2,3,4-Trimethyl-pyrrol (0.60 g,

5.57 mmol) werden in Phosphorylchlorid (15 mL) für 5 h zum Rückfluss erhitzt.

Anschließend wird auf 60 °C abgekühlt und im Vakuum alle flüchtigen Bestandteile

abkondensiert. Der verbleibende grünliche Lack wird großzügig in MeOH

aufgenommen und bei RT langsam mit Et3N versetzt, bis die Lösung keine blaue

Färbung mehr zeigt. Es wird 1 h bei Raumtemperatur nachgerührt, abfiltriert und

gründlich mit eisgekühltem MeOH gewaschen. Der so erhaltene Feststoff wird im

Hochvakuum getrocknet.


1H-NMR (300 MHz, CD2Cl2): δ = 13.52 (br s, 2 H; NH), 7.87 (m, 2 H; Har), 7.50 (m,

3 H; Har), 7.38 (m, 2 H; Har), 7.17 (m, 2 H; Har), 2.88 (q, J = 7.5 Hz, 2 H; CH2CH3),

2.85 (q, J = 7.5 Hz, 2 H; CH2CH3), 2.32 (s, 3 H; CH3), 2.31 (s, 3 H; CH3), 1.89 (s, 6 H;

CH3), 1.38 (s, 3 H; CH3), 1.32 (s, 3 H; CH3), 1.29 (s, 3 H; CH3), 1.24 (s, 3 H; CH3),

1.22 (t, J = 7.5 Hz, 3 H; CH2CH3), 1.22 (t, J = 7.5 Hz, 3 H; CH2CH3).


- 200 -

13C-NMR (100 MHz, CD2Cl2): δ = 159.2, 159.0, 141.5, 141.1, 138.7, 138.4, 137.9,

137.8, 137.5, 137.3, 136.8, 136.7, 135.1, 134.8, 134.6, 132.7, 132.7, 131.9, 131.1,

130.9, 129.8, 128.9, 128.8, 128.7, 128.2, 93.8 (C-I), 18.2 (2 x C), 15.2 (2 x C), 15.0,

15.0, 12.6, 12.3, 11.4, 11.0, 9.4 (2 x C).

MS (ESI+): m/z = 733 [M+H]+. HRMS (ESI+): m/z ber. für C42H46IN4 [M+H]+: 733.2762; gef. 733.2750; ∆ = 1.2 mmu.

UV-VIS (DCM):

λ (ε[M-1cm-1]) = 263 (24.000), 335 (16.200), 464 sh (10.900), 594 (44.000) nm.

[Bis-(N,N'-difluoroboryl)]-3,3'-Diethyl-4,4',8,8',9,9',10,10'-octamethyl-6-phenyl-6'-(4-

iodphenyl)-2,2'-bidipyrrin (48)

N N

N NBF3*OEt22,6-Lutidin

NH

NH

N NB B

F F

F F

II

47%

Das 2,2'-Bidipyrrin 53 (87.8 mg, 0.12 mmol) wird in Et2O (100 mL) gelöst und bei

0 °C langsam mit 2,6-Lutidin (5 mL) versetzt. Nach erfolgter Zugabe wird unter

anhaltender Eiskühlung innerhalb von 10 min BF3*OEt2 (12 mL, 48% in Et2O)

zugetropft. Nach vollständiger Zugabe wird das Kühlbad entfernt und für weitere

10 min gerührt. Daraufhin wird unter erneuter Eiskühlung langsam mit gesättigter

NaHCO3-Lösung (50 mL) versetzt und 5 min stark gerührt. Nach Phasenseparation

wird die organische Phase einmal mit gesättigter Na2CO3-Lösung (50 mL) und

anschließend mit Wasser (3 x 50 mL) gewaschen, über MgSO4 getrocknet und im


- 201 -

Rotationsverdampfer vom Lösungsmittel befreit. Aufreinigung mittels FC

(Silica, DCM), Sammeln der ersten Fraktionen mit einer intensiven roten Fluoreszenz

und Entfernen des Lösungsmittel im Rotationsverdampfer liefert die entsprechende

Titelverbindung als rot-violetten Feststoff.


1H-NMR (400 MHz, CD2Cl2): δ = 7.97 (m, 2 H; Har), 7.60 (m, 3 H; Har), 7.50 (m, 1 H;

Har), 7.45 (m, 1 H; Har), 7.29 (dd, Jortho = 8.2 Hz, Jmeta = 2.1 Hz, 1 H; Har), 7.23 (dd,

Jortho = 8.2 Hz, Jmeta = 2.1 Hz, 1 H; Har), 2.48 (s, 6 H; 2 x CH3), 2.32 (m, 4 H;

2 x CH2CH3), 1.90 (s, 3 H; CH3), 1.90 (s, 3 H; CH3), 1.53 (s, 3 H; CH3), 1.47 (s, 3 H;

CH3), 1.42 (s, 3 H; CH3), 1.38 (s, 3 H; CH3), 1.01 (t, J = 7.5 Hz, 3 H; CH2CH3), 1.00 (t,

J = 7.5 Hz, 3 H; CH2CH3).

1H-NMR (300 MHz, C6D6): δ = 7.48 (dd, Jortho = 8.1 Hz, Jmeta = 1.7 Hz, 1 H; Har), 7.38

(dd, Jortho = 8.0 Hz, Jmeta = 1.7 Hz, 1 H; Har), 7.03 (m, 3 H; Har), 6. 82 (m, 1 H; Har),

6.65 (m, 1 H; Har), 6.32 (dd, Jortho = 8.0 Hz, Jmeta = 2.1 Hz, 1 H; Har), 6.15 (dd,

Jortho = 8.1 Hz, Jmeta = 2.1 Hz, 1 H; Har), 2.86 / 2.70 (m, AB- / A'B'-System, 4 H;

2 x CH2CH3), 2.30 (s, 6 H; 2 x CH3), 1.45 (s, 3 H; CH3), 1.38 (s, 3 H; CH3), 1.30 (s,

3 H; CH3), 1.29 (s, 3 H; CH3), 1.23 (ps t, 6 H; 2 x CH2CH3), 1.12 (s, 3 H; CH3), 1.05

(s, 3 H; CH3).

13C-NMR (100 MHz, CD2Cl2): δ = 159.5, 159.1, 143.1, 142.4, 141.7, 141.4, 141.1,

140.0, 138.5, 138.4, 136.7, 136.6, 135.6, 135.2, 135.1, 134.8, 132.7, 132.4, 131.5,

131.1, 130.7, 130.4, 129.2, 129.2, 129.0, 128.8, 128.6 (2 x C), 128.3, 94.8 (C-I), 18.0

(m, 2 x C; C3-A, C3'-A), 13.9 (m, 2 x C; C3-B, C3'-B), 13.0 (br s, 2 x C; C10-A, C10'-

A), 12.5, 12.4, 12.2, 12.1, 8.8, 8.8.

19F-NMR (376 MHz, CD2Cl2): δ = -138.8 (m, 2 x F; F1BF2, F1'B'F2'), -146.1 (m, 2 x F;

F1BF2, F1'B'F2').

11B-NMR (128 MHz, CD2Cl2): δ = 0.7 (ps t, 2 x B; F1BF2, F1'B'F2').


- 202 -

MS (ESI+): m/z = 851 [M+Na]+. HRMS (ESI+): m/z ber. für C42H43B2F4IN4Na [M+Na]+: 851.2547; gef. 851.2554; ∆ = 0.3 mmu.

UV-VIS (DCM):

λ (ε[rel]) = 241 (0.74), 330 sh (0.12), 393 (0.25), 459 sh (0.24), 488 (0.83), 520 sh

(0.29), 557 (1) nm.

[Bis-(N,N'-difluoroboryl)]-3,3'-Diethyl-4,4',8,8',9,9',10,10'-octamethyl-6-phenyl-6'-(4-

(2,5-dioxopyrrolidin-1-yl-hex-5-ynoate)-phenyl)-2,2'-bidipyrrin (49)

N N

N NB B

F F

F F

I

N

N

N

N

B

B

F

F

F

F

O

O

NO

O

O

ON

O

O+

kat. Pd(PPh3)4, CuI

Hünig-Base, THF

92%


- 203 -

Das p-Iodoaryl-funktionalisierte BisBODIPY 48 (116 mg, 0.14 mmol) wird mit dem

Succinimidester 56 (47 mg, 0.22 mmol) und Diisopropylethylamin (2.0 mL,

11.70 mmol) in absolutem THF (15 mL) gelöst. Zu dieser Lösung wird CuI (6 mg, 31

µmol) und Pd(PPh3)4 (12 mg, 10 µmol) gegeben und bis zum vollständigen

Verbrauch des p-Iodoaryl-funktionalisierten BisBODIPY (DC-Kontrolle, ca. 24 h) bei

Raum-temperatur gerührt. Sodann wird bei 30 °C alles flüchtige abkondensiert. Der

verbleibende weinrote Lack wird säulenchromatographisch mit DCM an Silica

gereinigt. Sammeln der ersten fluoreszierenden Fraktion mit einer intensiven roten

Fluoreszenz liefert das Produkt nach Entfernen des Lösungsmittels am

Rotationsverdampfer als roten Feststoff.


1H-NMR (400 MHz, CD2Cl2): δ = 7.58 / 7.42 (m, 9 H; Har), 2.87 (t, J = 7.5 Hz, 2 H;

CH2), 2.83 (s, 4 H; CH2), 2.63 (t, J = 6.9 Hz, 2 H; CH2), 2.42 (s, 6 H; 2 x CH3), 2.26

(m, AB- / A'B'-System, 4 H; 2 x CH2CH3), 2.08 (m, 2 H; CH2), 1.85 (s, 6 H; 2 x CH3),

1.47 (s, 3 H; CH3), 1.42 (s, 3 H; CH3), 1.37 (s, 3 H; CH3), 1.33 (s, 3 H; CH3), 0.96 (t,

J = 7.5 Hz; CH2CH3), 0.95 (t, J = 7.5 Hz; CH2CH3).

13C-NMR (100 MHz, CD2Cl2): δ = 169.3, 168.5, 159.3, 159.0, 142.9, 142.5, 141.7,

141.4, 141.3, 140.9, 136.8, 136.7, 135.6, 135.1, 135.0, 134.8, 132.7, 132.5, 132.4,

132.4, 131.5, 131.3, 129.2, 129.2, 129.0, 128.8, 128.7, 128.6 (2 x C), 128.5, 128.3,

124.5, 89.6, 81.3, 30.0, 25.7, 23.8, 18.6, 18.0 (m, 2 x C) 13.9 (m, 2 x C; C3-B, C3'-B),

13.0 (br s, 2 x C; C10-A, C10'-A), 12.4, 12.3, 12.2, 12.0, 8.8 (2 x C).

19F-NMR (376 MHz, CD2Cl2): δ = -139.3 (m, 2 x F; F1BF2, F1'B'F2'), -146.5 (m, 2 x F;

F1BF2, F1'B'F2').

11B-NMR (128 MHz, CD2Cl2): δ = 0.2 (ps t, 2 x B; F1BF2, F1'B'F2').

MS (ESI+): m/z = 932 [M+Na]+.


- 204 -

HRMS (ESI+): m/z ber. für C52H53B2F4N5O4Na [M+Na]+: 932.4112; gef. 932.4121; ∆ = 0.9 mmu.

UV-VIS (DCM):

λ (ε[rel]) = 389 (0.27), 457 sh (0.24), 488 (0.83), 521 sh (0.31), 557 (1) nm.


- 205 -

5.3.2 Synthetische Studien zur Phytochrom-Reihe

5.3.2.1 Synthese von Biliverdinderivaten ohne Vinylgruppe

5.3.2.1.1 Synthese der Biliverdinderivate mit geschützten Estergruppen

NH

OO

NHR

RO

p-Chloranil N

O O

HNR

RO

NH

OO

N

R

R

HN

OO

N

R

R

R = Ethyl, Methyl

CHCl3

x 2 HBr

29 - 59%

p-Chloranil (3.00 mmol) und das entsprechende a,c-Biladien (1.00 mmol) werden in

ethanolfrei gewaschenem und mit Wasser gesättigtem Chloroform (100 mL) gelöst

und für 2 h zum Rückfluss erhitzt. Nach dem Abkühlen auf Raumtemperatur wird mit

Wasser (3 x 20 mL) gewaschen, über Na2SO4 getrocknet und am

Rotationsverdampfer vom Lösungsmittel befreit. Der so erhaltene schwarze Feststoff

wird an Alox (Akt. III, N) mit DCM säulenchromatographisch gereinigt. Sammeln der

blauen Fraktion und Entfernen des Lösungsmittels im Vakuum liefert die

Titelverbindung als dunkelblauen Feststoff.

Im Vergleich zu den anderen Reaktionsführungen (Kapitel 3.3.3) konnte in keinem

Fall ein Anzeichen für das Entstehen des entprechenden Corrols beobachtet werden.

Obwohl auch in diesem Fall eine schlechte Reproduzierbarkeit der Ausbeute

beobachtet wird, sind die Schwankungen wesentlich schwächer ausgeprägt.


- 206 -

2,3,17,18-Tetraethyl-7,13-dimethyl-8,12-di(2-methoxycarbonylethyl)-1,19-dioxo-a,b,c-

bilatrien (104)

Ausbeute: 244-379 mg, 0.38-0.59 mmol, 38-59%.

Schwerpunkt: ~ 290 mg, ~0.45 mmol, ~45%.

1H-NMR (400 MHz, CDCl3): δ = 8.22 (br s, 3 H; NH), 6.73 (s, 1 H; CHmeso), 5.90 (s, 2

H; CHmeso), 3.67 (s, 6 H; C(O)OCH3), 2.92 (t, J = 7.6 Hz, 4 H; CH2CH2C(O)OCH3),

2.55 (t, J = 7.6 Hz, 4 H; CH2CH2C(O)OCH3), 2.51 (q, J = 7.6 Hz, 4 H; CH2CH3), 2.28

(q, J = 7.6 Hz, 4 H; CH2CH3), 2.08 (s, 6 H; CH3), 1.24 (t, J = 7.6 Hz, 6 H; CH2CH3),

1.07 (t, J = 7.6 Hz, 6H; CH2CH3).

13C-NMR (75 MHz, CDCl3): δ = 173.2, 172.4, 150.1, 146.4, 141.0, 140.1, 137.6,

134.0, 127.9, 114.5, 96.2, 51.8, 35.3, 20.0, 17.8, 17.0, 15.4, 13.5, 9.6.

MS (ESI+): m/z = 665 [M+Na]+. HRMS (ESI+): m/z ber. für C37H46N4O6Na [M+Na]+: 665.3310; gef. 665.3318; ∆ = 0.8 mmu.

UV-VIS (Methanol):

λ (ε[M-1cm-1]) = 364 (50.100), 640 (14.600) nm.

Kristalldaten: C37H46N4O6, 642.78, triklin, Raumgruppe P 1 , a = 9.519(4),

b = 13.526(5), c = 13.929(6) Å, α = 98.637(4), β = 101.055(5), γ = 98.316(4)°,


wR = 0.1984.


- 207 -

Wurde die Reaktion bei Raumtemperatur durchgeführt, so konnte das entsprechende

Corrol als Nebenprodukt in mehreren Fällen in variierender Ausbeute (0-10%)

beobachtet werden.

NH

OO

N

HN

OO

N

p-Chloranil, CHCl3

NH

OO

NH

HN

OO

NRaumtemperatur

x 2 HBr

2,3,17,18-Tetraethyl-7,13-dimethyl-8,12-di(2-methoxycarbonylethyl)-corrol (122)[115]

1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 9.37 (s, 2 H; CHmeso), 9.15 (s, 1 H; CHmeso), 4.21 (t,

J = 7.5 Hz, 4 H; CH2CH2C(O)OCH3), 3.98 (q, J = 7.5 Hz, 4 H; CH2CH3), 3.86 (q,

J = 7.5 Hz, 4 H; CH2CH3), 3.70 (s, 6 H; CH3), 3.44 (s, 6 H; CH3), 3.19 (t, J = 7.5 Hz, 4

H; CH2CH2C(O)OCH3), 1.77 (t, J = 7.5 Hz, 6 H; CH2CH3), 1.72 (t, J = 7.5 Hz, 6 H;

CH2CH3).

MS (ESI+): m/z = 611 [M+H]+. HRMS (ESI+): m/z ber. für C37H47N4O4 [M+H]+: 611.3592; gef. 611.3583; ∆ = 0.9 mmu.


- 208 -

2,3,7,13,17,18-Hexamethyl-8,12-di(2-methoxycarbonylethyl)-1,19-dioxo-a,b,c-

bilatrien (103) [116]

Ausbeute: 170-323 mg, 0.29-0.55 mmol, 29-55%.

Schwerpunkt: ~ 235 mg, ~0.40 mmol, ~40%.

1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 8.69 (br s, 3 H; NH), 6.68 (s, 1 H; CHmeso), 5.79 (s,

2 H; CHmeso), 3.65 (s, 6 H; C(O)OCH3), 2.87 (t, J = 7.6 Hz, 4 H; CH2CH2C(O)OCH3),

2.51 (t, J = 7.6 Hz, 4 H; CH2CH2C(O)OCH3), 2.03 (s, 6 H; CH3), 2.01 (br s, 6 H; CH3),

1.69 (s, 6 H; CH3).

13C-NMR (75 MHz, CDCl3): δ = 173.3, 172.9, 150.1, 141.2, 141.1, 140.9, 137.6,

129.3, 128.1, 114.5, 96.3, 51.9, 35.4, 20.0, 9.9, 9.6, 8.6.


UV-VIS (Methanol):

λ (ε[M-1cm-1]) = 364 (53.500), 642 (15.300) nm.

Es konnte in keinem Fall das entsprechende Corrol als Nebenprodukt identifiziert

werden. Allerdings wurde die Reaktion im Vergleich zum oben genannten Biliverdin-

Derivat (104) auch sehr viel seltener durchgeführt. Daher kann angenommen

werden, dass auch diesem Fall das entsprechende Corrol als Nebenprodukt

entstehen kann, da es auch im ersten Fall nur sporadisch zu beobachten war.


- 209 -

5.3.2.1.2 Hydrolyse der Estergruppen

NH

OHO

NHR

RO

HCl / HOAc N

O OH

HNR

RO

NH

OO

NHR

RO

N

O O

HNR

RO

R = Ethyl, Methyl 53 - 57%

Das entsprechende Biliverdin (20 µmol) wird mit einer Mischung aus konz. HCl und

Eisessig (5 mL, 1:1) versetzt und 24 Stunden im Dunkeln gerührt. Anschließend wird

die Reaktionsmischung auf Chloroform (20 mL) gegossen, mit ges. NaOAc-Lsg. und

Wasser (2 x je 5 mL) gewaschen, mit Natriumsulfat getrocknet, am Rotations-

verdampfer auf etwa 5 mL eingeengt, mit dem gleichem Volumen Hexan

überschichtet und für 48 Stunden bei –20 °C gelagert. Das dabei ausfallende

dunkelblaue Pulver wird mit etwas Hexan gewaschen und am Hochvakuum

getrocknet.

Anstatt die Reaktionsmischung für 24 h bei Raumtemperatur zu Rühren, kann die

Hydrolyse auch in einer handelsüblichen Mikrowelle durchgeführt werden

(Auftaufunktion, 5 Minuten). Die Ausbeuten liegen in einem vergleichbarem Bereich,

schwanken allerdings stärker.


- 210 -

2,3,17,18-Tetraethyl-7,13-dimethyl-8,12-di(propionsäure)-1,19-dioxo-a,b,c-bilatrien


1H-NMR (300 MHz, D20): δ = 6.76 (s, 1 H; CHmeso), 5.93 (s, 2 H; CHmeso), 2.71 (t,

J = 7 Hz, 4 H; CH2), 2.43 (q, J = 7 Hz, 4 H; CH2CH3), 2.27 (t, J = 7 Hz, 4 H; CH2),

2.11 (q, J = 7 Hz, 4 H; CH2CH3), 1.93 (s, 6 H; CH3), 1.12 (t, J = 7 Hz, 6 H; CH2CH3),

0.94 (t, J = 7 Hz, 6 H; CH2CH3).

Die NH und die COOH Protonen sind nicht detektiert worden. Aufgrund der Breite der

Signale können die Kopplungskonstanten nur in der angeführten Genauigkeit

angegeben werden.


UV-VIS (DMSO):

λ (ε[M-1cm-1]) = 374 (43.300), 635 (14.400) nm.

2,3,7,13,17,18-Hexamethyl-8,12-di(propionsäure)-1,19-dioxo-a,b,c-bilatrien (105)[117]


1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 6.63 (s, 1 H; CHmeso), 5.70 (s, 2 H; CHmeso), 2.60 (t,

J = 7 Hz, 4 H; CH2), 2.19 (t, J = 7 Hz, 4 H; CH2), 1.86 (s, 6 H; CH3), 1.82 (s, 6 H;

CH3), 1.51 (s, 6 H; CH3).

Die NH und die COOH Protonen sind nicht detektiert worden. Aufgrund der Breite der

Signale können die Kopplungskonstanten nur in der angeführten Genauigkeit

angegeben werden.


- 211 -


UV-VIS (DMSO):

λ (ε[M-1cm-1]) = 370 (45.700), 632 (14.900) nm.


- 212 -

5.3.2.2 Untersuchung zu den Oxidationsprodukten von Ocataalkylcorrolen

NH

R

NH

HN

R

N

N

R

N

HN

R

HN

NH

R

N

HN

R

NO

O

+

HNR

N

HN

R

NH

O

O

+

RuCl3, NaIO4 DCE / H20 R = Ethyl, CH2CH2C(O)OCH3

Eine Lösung des entsprechenden Corrols (200 µmol) in 1,2-Dichlorethan (2 mL) und

Wasser (1.8 mL) wird im offenen Kolben mit RuCl3 (0.2 mL, 35 mmol*L-1 in Wasser)

versetzt. Zu dieser Reaktionsmischung wird über einen Zeitraum von 10 min

portionsweise Natriumperiodat (85.6 mg, 400 µmol) eingetragen und für 2 h bei

Raumtemperatur gerührt. Durch Zugabe einer gesättigten Na2S2O3-Lsg. (0.2 mL)

wird die Reaktion beendet und auf Ethylacetat (5 mL) geschüttet. Nach erfolgter

Phasenseparation wird die wässrige Phase mit Ethylacetat (3 x 5 mL) extrahiert. Die

vereinigten organischen Phasen mit Wasser und gesättigter NaCl-Lsg. (1 x je 10 mL)

gewaschen, mit Na2SO4 getrocknet und am Rotationsverdampfer vom Lösungsmittel

befreit.


- 213 -

Die Oxidationsprodukte werden säulenchromatographisch an Silica vorgetrennt.

Dazu werden die Oxo-Corrole mit einem Gemisch aus Pentan / MTBE (50 : 1) als

orange-braune Bande eluiert, wobei das symmetrische Oxo-Corrol zu Beginn und

das unsymmetrische Oxo-Corrol am Ende der Fraktion angereichert ist. Nachdem die

Oxo-Corrole von der Säule eluiert sind, wird das offenkettige Produkt als blaue

Fraktion mit Ethylacetat von der Säule eluiert.

Die unterschiedlichen Oxo-Corrole können anschließend durch mehrmaliges chro-

matographieren an Silica mit Pentan / MTBE (50 : 1) weiter angereichert werden.

Das offenkettige Oxidationsprodukt wird durch Kristallisation aus DCM / Hexan rein

erhalten.

2,3,5,6-Tetraethyl-6'-(3,4-diethyl-5-formyl-1H-pyrrol)-1,4-dimethyltripyrrin-a,b-1'(2'H)-

1'-on (123 c)

Ausbeute: 5 mg, 9.5 µmol, 5% (schlecht reproduzierbar, siehe Kapitel 3.3.6).

1H-NMR (400 MHz, CDCl3): δ = 9.70 (s, 1 H; CHO), 9.19 (br s, 1 H; NH), 6.80 (s, 1 H;

CHmeso), 5.93 (s, 1 H; CHmeso), 2.81 (q, J = 7.6 Hz, 2 H; CH2), 2.69 (q, J = 7.6 Hz,

2 H; CH2), 2.62 (q, J = 7.6 Hz, 2 H; CH2), 2.58 (q, J = 7.6 Hz, 2 H; CH2), 2.52 (q,

J = 7.6 Hz, 2 H; CH2), 2.50 (q, J = 7.6 Hz, 2 H; CH2), 2.18 (s, 3 H; CH3), 1.93 (s, 3 H;

CH3), 1.28 (t, J = 7.6 Hz, 3 H; CH3), 1.26 (t, J = 7.6 Hz, 3 H; CH3), 1.20 (t, J = 7.6 Hz,

3 H; CH3), 1.14 (t, J = 7.6 Hz, 3 H; CH3), 1.12 (t, J = 7.6 Hz, 3 H; CH3), 1.00 (t,

J = 7.6 Hz, 3 H; CH3).

13C-NMR (75 MHz, CDCl3): δ = 178.0, 178.0, 172.1, 164.4, 149.8, 146.4, 142.5,

139.5, 138.2, 137.0, 130.2, 130.1, 129.7, 129.3, 127.8, 127.3, 127.2, 115.9, 97.5,

18.1, 18.0, 17.9, 17.9, 17.8, 17.5, 17.3, 17.1, 16.0, 15.7, 15.2, 14.6, 9.8, 8.7.



- 214 -

Kristalldaten (vorläufig): C33H42N4O2 × CH2Cl2, 598.10, triklin, Raumgruppe P 1 ,

a = 11.424(2), b = 12.802(3), c = 13.182(3) Å, α = 94.06(3), β = 108.61(3),

γ = 115.78(3)°, V = 1594.8(6) Å3, Z = 2, ρ = 1.245 g cm-3, µ (Mo-Kα) = 0.159 mm-1,

R = 0.0859, wR = 0.2719.

2,3,8,12,17,18-Hexaethyl-7,13-dimethyl-10-oxo-Corrol (123 a)


1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 5.45 (s, 2 H; CHmeso), 2.42 (q, J = 7.6 Hz, 4 H; CH2),

2.12 (q, J = 7.6 Hz, 4 H; CH2), 2.09 (q, J = 7.6 Hz, 4 H; CH2), 1.67 (s, 6 H; CH3), 0.99

(t, J = 7.6 Hz, 4 H; CH3), 0.97 (t, J = 7.6 Hz, 4 H; CH3), 0.91 (t, J = 7.6 Hz, 4 H; CH3).

2,3,8,12,17,18-Hexaethyl-7,13-dimethyl-5-oxo-Corrol (123 b)


1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 5.39 (s, 1 H; CHmeso), 5.03 (s, 1 H; CHmeso), 2.40 (q,

J = 7.5 Hz, 2 H; CH2), 2.08 (m, 10 H; 5 x CH2), 1.96 (s, 3 H; CH3), 1.57 (s, 3 H; CH3),

0.94 (m, 18 H; 6 x CH3).

Die Verbindung war geringfügig mit dem symmetrischen Oxo-Corrol (123 a)

verunreinigt.

Massenspektrometrische Untersuchung am Gemisch der beiden Oxo-Corrole:



- 215 -

Die Ausbeuten der Oxo-Corrole wurden mittels 1H-NMR Spektroskopie ermittelt.

Dabei wurden die Intensitäten der Signale der entsprechenden meso-Protonen, aus

dem ansonsten reinen Gemisch, der beiden Oxo-Corrole miteinander verglichen.

Aufgrund des sehr ähnlichen Substitutionsmusters der beiden Oxo-Corrole konnten

bisher keine ausreichend reinen / konzentrierten Fraktionen erhalten werden, die für

eine 13C-NMR spektroskopische Untersuchung in Frage kamen. Auf eine

Untersuchung / Charakterisierung mittels 2-dimensionaler NMR Spektroskopie

(HMBC, HMQC etc.) mit dem Gemisch der beiden Oxo-Corrole wurde verzichtet, da

angenommen wurde, dass eine eindeutige Zuordnung der Signale aufgrund des

Substititionsmusters und der damit verbundenen ähnlichen chemischen

Verschiebung nicht ohne weiteres möglich ist.

5,6-Diethyl-6'-(3,4-diethyl-5-formyl-1H-pyrrol)-2,3-di(2-methoxycarbonylethyl)-1,4-

dimethyltripyrrin-a,b-1'(2'H)-1'-on (122 c)

Das offenkettige Oxidationsprodukt konnte bisher nur als blauer Spot bei der

Reaktionskontrolle beobachtet werden. Nach der Aufarbeitung konnten es weder

mittels Dünnschichtchromatographie, NMR spektroskopischer- oder massenspektro-

metrischer Untersuchungen identifiziert werden. Dies unterstützt die Annahme, das

es sich bei dem offenkettigen Oxidationsprodukt lediglich um ein Zwischenprodukt

der Oxidation handelt und die daraus resultierende Carbonsäureverbindung instabil

ist.

2,3,8,12,17,18-Hexaethyl-7,13-di(2-methoxycarbonylethyl)-10-oxo-Corrol (122 a)


1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 5.45 (s, 2 H; CHmeso), 3.64 (s, 6 H; C(O)OCH3), 2.69

(t, J = 7.5 Hz, 4 H; CH2), 2.36 (t, J = 7.5 Hz, 4 H; CH2), 2.11 (q, J = 7.5 Hz, 4 H; CH2),

2.08 (q, J = 7.5 Hz, 4 H; CH2), 1.68 (s, 6 H; CH3), 0.98 (t, J = 7.5 Hz, 6 H; CH3), 0.96

(t, J = 7.5 Hz, 6 H; CH3).


- 216 -

13C-NMR (75 MHz, CDCl3): δ = 178.5, 174.1, 148.5, 143.9, 143.2, 142.0, 137.4,

134.5, 133.8, 132.1, 122.4, 51.5, 34.4, 21.1, 18.0, 17.4, 16.4, 15.9, 8.7.


2,3,8,12,17,18-Hexaethyl-7,13-di(2-methoxycarbonylethyl)-5-oxo-Corrol (122 b)


1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 5.59 (s, 1 H; CHmeso), 5.05 (s, 1 H; CHmeso), 3.69 (s,

3 H; C(O)OCH3), 3.67 (s, 3 H; C(O)OCH3), 2.42 (m, 4 H; 2 x CH2), 2.30 (m, 6 H; 3 x

CH2), 2.12 (m, 6 H; 3 x CH2), 1.99 (s, 3 H; CH3), 1.59 (s, 3 H; CH3), 1.00 (t,

J = 7.5 Hz, 3 H; CH3), 0.98 (t, J = 7.5 Hz, 3 H; CH3), 0.97 (t, J = 7.5 Hz, 3 H; CH3),

0.95 (t, J = 7.5 Hz, 3 H; CH3).

13C-NMR (75 MHz, CDCl3): δ = 177.1, 173.2, 172.9, 166.5, 164.6, 154.1, 149.2,

148.0, 143.3, 142.9, 136.9, 135.9, 135.8, 135.6, 133.7, 130.5, 130.4, 128.2, 127.5,

125.3, 114.2, 51.9, 51.8, 34.9, 34.6, 19.2, 19.0, 18.2, 17.9, 17.5, 17.4, 17.0, 16.1,

15.6, 14.9, 12.1, 8.3.



- 217 -

5.3.2.3 Synthese eines Tripyrrols als Vorläufermolekül eines

vinylsubstituierten Biliverdins

tert-Butyl 4-(2-(Methoxycarbonyl)ethyl)-5-(acetoxymethyl)-3-methyl-1H-pyrrol-2-

carboxylat (145)[118]

NH

NH

O

O

O

O

O

O

O

O

O

58%

Pb(OAc)4 O

In eine Mischung aus dem Pyrrol (14.9 g, 53 mmol) in Eisessig (900 mL) und

Essigsäureanhydrid (21 mL) wird unter Schutzgasatmosphäre in einem Zeitraum von

4 h portionsweise festes Blei(IV)-acetat (23.75 g, 53 mmol) eingetragen. Die gelbe

Lösung wird für 20 h bei RT nachgerührt, dann wird Eiswasser (1.3 L) zugeben, der

Feststoff wird abfiltriert und im Hochvakuum getrocknet.

Ausbeute: 10.45 g, 31 mmol, 58 %.

1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 8.96 (br s, 1 H; NH), 5.04 (s, 2 H; CH2), 3.66 (s, 3 H;

C(O)OCH3), 2.76 (m, 2 H; CH2), 2.46 (m, 2 H; CH2), 2.24 (s, 3 H; CH3), 2.06 (s, 3 H;

CH3), 1.55 (s, 9 H; C(CH3)3).

Die Signale der Methylenprotonen der Propionsäuremethylestergruppe zeigen zwar

das erwartete Aufspaltungsmuster (Dreiliniensignal). Diese sind allerdings so stark

verbreitert das keine Kopplungskonstanten angegeben werden können.

13C-NMR (75 MHz, CDCl3): δ = 173.4, 171.7, 161.0, 126.8, 125.3, 122.9, 120.9, 80.9,

57.1, 51.7, 35.4, 28.6, 21.1, 19.5, 10.4.


- 218 -

MS (ESI+): m/z = 362 [M+Na]+. HRMS (ESI+): m/z ber. für C17H25NO6Na [M+Na]+: 362.1574; gef. 362.1577; ∆ = 0.3 mmu.

5-((Benzyloxy)carbonyl)-3-(2-(methoxycarbonyl)ethyl)-4-methyl-1H-pyrrol-2-

carbonsäure (142) [119]

NH

NH

O

O O

O

O

O

O

O

OH

O

1) SO2Cl22) NaOAC / H2O; 70 °C

16%

Das Benzylester geschützte Pyrrol (102.38 g, 325 mmol) wird in absolutem Et2O

(3 L) vorgelegt. Bei einer Temperatur von 15 °C bis 20 °C wird SO2Cl2 (79 mL,

975 mmol) zugetropft. Die Reaktionmischung wird nach vollständiger Zugabe für

3 Tage bei Raumtemperatur nachgerührt. Anschließend wird der Ether ab-

kondensiert, das verbleibende Öl in Dioxan gelöst, mit NaOAc (400 g in 600 mL

Wasser) versetzt und 2 h auf 70 °C erhitzt. Nachdem die Reaktionsmischung auf

Raumtemperatur abgekühlt ist wird mit Ether extrahiert, die organische Phase mit

Na2SO4 getrocknet und unter reduziertem Druck vom Lösungsmittel befreit. Nach

Umkristallisation aus heißem Chloroform erhält man das Produkt als weißen

Feststoff.



- 219 -

1H-NMR (300 MHz, DMSO-d6) δ = 12.40, 11.68 (br s, 2 H; COOH, NH), 7.47 (m, 2 H;

Har), 7.36 (m, 3 H; Har), 5.28 (s, 2 H; CH2-Bzl), 3.56 (s, 3 H; C(O)OCH3), 2.91 (m, 2 H;

CH2), 2.45 (m, 2 H; CH2), 2.20 (s, 3 H; CH3).

Die Signale der Methylenprotonen der Propionsäuremethylestergruppe zeigen zwar

das erwartete Aufspaltungsmuster (Dreiliniensignal). Diese sind allerdings so stark

verbreitert das keine Kopplungskonstanten angegeben werden können.


Benzyl 4-(2-(Methoxycarbonyl)ethyl)-5-iodo-3-methyl-1H-pyrrol-2-carboxylat (143)[120]

NH

NH

O

OO

O

COOHO

O

O

O

KI / I2; NaHCO3

I

46% Das Pyrrol (18.3 g, 53 mmol) wird in MeOH (150 mL) mit einer Lösung aus NaHCO3

(14.20 g in 150 mL Wasser) vorgelegt und auf 65 °C erhitzt. Bei 65 °C Lösung wird

eine Lösung aus Jod (13.50 g) und KI (27.3 g) in Wasser (240 mL) über einen

Zeitraum von etwa 1.5 h langsam zugetropft. Anschließend wird für 45 min bei 65 °C

nachgerührt. Man lässt zunächst auf Raumtemperatur abkühlen und kühlt dann für

12 h auf 4 °C. Der dabei ausfallende Feststoff wird abfiltriert und liefert nach

Umkristallisation aus DCM / Hexan das Produkt als gelben, flockigen Feststoff.


- 220 -


1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 9.08 (br s, 1 H; NH), 7.38 (m, 5 H; Har), 5.31 (s, 2 H;

CH2-Bzl), 3.68 (s, 3 H, CO(O)CH3), 2.71 (t, J = 7.3 Hz, 2 H; CH2), 2.44 (t, J = 7.3 Hz,

2 H; CH2), 2.33 (s, 3 H; CH3).

13C-NMR (75 MHz, CDCl3): δ = 173.2, 160.4, 136.2, 128.9, 128.8, 128.4, 128.4,

127.3, 123.9, 73.5, 66.2, 51.8, 34.5, 22.2, 11.0.

MS (ESI+): m/z = 450 [M+Na]+. HRMS (ESI+): m/z ber. für C17H18INO4Na [M+Na]+: 450.0173; gef. 450.0176; ∆ = 0.3 mmu.

Benzyl 4-(2-(Methoxycarbonyl)ethyl)-3-methyl-1H-pyrrol-2-carboxylat (144)[118]

NH

NH

O

OO

O

IO

O

O

O

Zn / HOAc

74%

Man versetzt eine Lösung des Pyrrols (3 g, 7.02 mmol) in Eisessig (180 mL) mit

Zinkpulver (3.68 g) und erhitzt für eine Stunde unter Rückfluss. Nachdem man die

Reaktionsmischung etwas abgekühlt hat wird nochmals Zinkpulver (3.68 g) zugeben

und weitere 2 h zum Rückfluss erhitzt. Anschließend wird auf Raumtemperatur

abgekühlt und unter Eiskühlung mit konz. HCl (0.25 mL) versetzt. Es wird vom


- 221 -

restlichen Zink abfiltriert, auf Eiswasser (1 L) gegossen und mit DCM extrahiert. Die

organische Phase wird mit Wasser (2 x 100 mL) gewaschen, mit Na2SO4 getrocknet

und am Rotationsverdampfer vom Lösungsmittel befreit. Säulenchromatographische

Aufreinigung an Silica mit DCM / MeOH (100:1) liefert das Produkt als farbloses Öl.


Rf (Silia; DCM : MeOH = 100 : 1) 0.85.

1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 9.49 (br s, 1 H; NH), 7.37 (m, 5 H; Har), 6.66 (d,

J = 3 Hz, 1 H; Hpyr), 5.31 (s, 2 H; CH2-Bzl), 3.67 (s, 3 H; CO(O)CH3), 2.76 (t,

J = 7.6 Hz, 2 H; CH2), 2.55 (t, J = 7.6 Hz, 2 H; CH2), 2.34 (s, 3 H; CH3).

13C-NMR (75 MHz, CDCl3): δ = 173.5, 161.5, 136.4, 128.4, 128.0, 127.9, 126.3,

123.5, 120.4, 119.0, 65.5, 51.4, 34.6, 20.3, 10.2.



- 222 -

Alternative Darstellung von Benzyl 4-(2-(Methoxycarbonyl)ethyl)-3-methyl-1H-pyrrol-

2-carboxylat (144)

NH

NH

O

OO

O

IO

O

O

O

Bu3Sn-H

> 99%

THF

Eine Lösung des Pyrrols (112 mg, 0.26 mmol) in THF (7.5 mL) wird mit

Tributylzinnhydrid (77 µL, 0.28 mmol) für 2 h zum Rückfluss erhitzt. Nachdem die

Reaktionsmischung auf Raumtemperatur abgekühlt ist wird die Lösung abwechselnd

mit ges. NaCl- und 8%iger NaOH Lösung (je 3 x 4 mL) gewaschen, über Na2SO4

getrocknet und im Rotationsverdampfer vom Lösungsmittel befreit. Das verbleibende

hellbraune Öl wird säulenchromatographisch an Silica mit DCM / MeOH (100:1)

gereinigt.

Ausbeute: 78 mg, 0.26 mmol, > 99%.

Die analytischen Daten stimmen mit denen der oben angegebenen Synthese

überein.


- 223 -

5-Benzyloxycarbonyl-5'-tert-butyloxycarbonyl-3,3'-di(2-methoxycarbonylethyl)-4,4'-

dimethyl-2,2'-dipyrrylmethan (146)[121]

NH

NH

O

OOO

O

OO

O

p-TsOH

MeOHNH

O

O

O

OO

O

+HN

OO

OO

75%

Eine Lösung aus dem Benzylester geschützten Pyrrol (563 mg, 1.87 mmol) und dem

Acetyl-aktiviertem Pyrrol (635 mg, 1.87 mmol) in absolutem Methanol (15 mL) wird

für 5 min auf 45 °C erhitzt. Anschließend wird die Temperatur auf 35 °C bis 38 °C

gesenkt, p-Toluolsulfonsäure (18.8 mg) zugeben und für 6 Stunden bei dieser

Temperatur nachgerührt. Sodann wird Wasser (2 mL) mit einem Körnchen NaOAc

und DCM (50 mL) zugeben. Die organische Phase wird mit NaHCO3 (2 x 10 mL)

gewaschen, über Na2SO4 getrocknet und in vacuo zu einem braunen Öl eingeengt.

Säulenchromatographische Aufreinigung an Silica mit DCM / MeOH (100:1) liefert

das Produkt als beigen Feststoff.


Rf (Silia; DCM : MeOH = 100 : 1) 0.20.

1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 8.99 (br s, 1 H; NH), 8.69 (br s, 1 H; NH), 7.34 (m, 5

H; Har), 5.26 (s, 2 H; CH2-Bzl), 3.95 (s, 2 H; CH2), 3.67 (s, 3 H; CO(O)CH3), 3.57 (s, 3

H; CO(O)CH3), 2.77 (t, J = 7.2 Hz, 2 H; CH2), 2.73 (t, J = 7.2 Hz, 2 H; CH2), 2.50 (t,

J = 7.2 Hz, 2 H; CH2), 2.49 (t, J = 7.2 Hz, 2 H; CH2), 2.29 (s, 3 H; CH3), 2.23 (s, 3 H;

CH3), 1.52 (s, 9 H; C(CH3)3).


- 224 -

13C-NMR (75 MHz, CDCl3): δ = 174.0, 173.8, 161.4, 161.3, 136.7, 130.8, 129.5,

128.6, 128.1, 127.4, 125.6, 120.5, 120.2, 120.1, 119.9, 118.2, 80.5, 65.6, 51.9, 51.8,

34.8, 34.6, 28.7, 22.7, 19.5, 19.4, 10.9, 10.8.


Benzyl 1,2,3,6-Tetramethyl-4,5-di(2-methoxycarbonylethyl)-tripyrrin-a-6'-carboxylat

Hydrobromid (148)

NH

OO

O

O

NH

CHO HN

OO

NH

OO

O

O

HN

OO

OO N

x HBr

1) TFA

2)

3) HBr (33% in HOAc)

30%

Das Dipyrromethan (147) (817 mg, 1.4 mmol) wird unter einer Argonatmosphäre bei

RT für 5 min mit TFA (4.9 mL) behandelt. Zu dieser orange-braunen Lösung wird

das Formylpyrrol (174.4 mg, 1.41 mmol) in Methanol (30 mL) gelöst auf einmal

zugegeben. Die schnell blutrot werdende Reaktionsmischung wird für 90 min bei RT

gerührt. Anschließend wird mit HBr (5 Tr., 33% in HOAc) und Et2O (40 mL) versetzt

und für weitere 15 min gerührt. Die tiefrote Reaktionsmischung wird für 48 h bei -

28 °C zum Auskristallisieren gelagert, dabei kann das Produkt nach Filtration und

Waschen mit kaltem Et2O als rotes Pulver isoliert werden.


- 225 -


1H-NMR (300 MHz, CD2Cl2): δ = 13.30 (br s, 1 H; NH), 13.16 (br s, 1 H; NH), 10.50

(br s, 1 H; NH), 7.63 (d, J = 3.5 Hz, 1 H; Hpyr), 7.46 (m, 2 H; Har), 7.30 (m, 4 H; 3 x Har

und 1 x CHmeso), 5.26 (s, 2 H; CH2), 4.44 (s, 2 H; CH2), 3.65 (s, 3 H; CO(O)CH3), 3.63

(s, 3 H; CO(O)CH3), 2.80 (t, J = 7.5 Hz, 2 H; CH2), 2.77 (t, J = 7.5 Hz, 2 H; CH2), 2.40

(t, J = 7.5 Hz, 2 H; CH2), 2.34 (t, J = 7.5 Hz, 2 H CH2), 2.29 (s, 6 H; 2 x CH3), 2.24 (s,

3 H; CH3), 2.08 (s, 3 H; CH3).

13C-NMR (75 MHz, CD2Cl2): δ = 173.2, 172.6, 160.9, 154.3, 144.9, 143.3, 141.2,

137.0, 128.4, 128.1, 127.8, 127.8, 127.6, 127.5, 127.2, 126.8, 125.7, 122.3, 121.0,

119.0, 65.3, 51.7, 51.5, 35.0, 33.7, 23.1, 19.6, 19.3, 10.4, 10.2, 10.0, 9.7.

MS (ESI+): m/z = 586 [M-Br]+. HRMS (ESI+): m/z ber. für C34H40N3O6 [M-Br]+: 586.2912; gef. 586.2897; ∆ = 1.5 mmu.

5.3.2.4 Versuche zur Synthese eines geeigneten A-Ring Bausteins

2-Formyl-1H-pyrrol (132)[122]

NH

CHONH

POCl3 / DMF

83%

Absolutes DMF (21.38 mL, 0.275 mol) wird auf 0 °C gekühlt und mit POCl3

(25.25 mL, 0.275 mol) versetzt. Das Eisbad wird entfernt und 5 min nachgerührt.

Unter erneuter Eiskühlung wird mit DCE (60 mL) verdünnt und eine Lösung des

Pyrrols (18.92 mL, 0.275 mol) in DCE (60 mL) langsam zugetropft. Nach

vollständiger Zugabe wird für 15 min zum Rückfluss erhitzt. Nachdem die


- 226 -

Reaktionsmischung wieder auf Raumtemperatur abgekühlt ist, wird vorsichtig mit

einer Lösung aus NaOAc*3H2O (187.5 g) in Wasser (250 mL) versetzt. Die

Reaktionsmischung wird erneut für 15 min zum Rückfluss erhitzt. Nach erfolgter

Phasenseparation wird die wässrige mit DCM (4 x 30 mL) extrahiert, die organischen

Phasen vereinigt, über Na2SO4 getrocknet und in vacuo vom Lösungsmittel befreit.

Das Produkt wird durch Destillation (1.5 mbar, 75 °C - 80 °C) als farbloses Wachs

erhalten.

Ausbeute: 21.64 g, 0.23 mol, 83%.

1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 9.97 (br s, 1 H; NH), 9.52 (d, 4J = 1 Hz, 1 H; CHO),

7.16 (m, 1 H; Hpyr), 7.00 (m, 1 H; Hpyr), 6.36 (m, 1 H; Hpyr).

13C-NMR (75 MHz, CDCl3): δ = 179.6 (CHO), 133.0, 127.0, 121.9, 111.5.

4-Bromo-2-formyl-1H-pyrrol (133)[123]

NH

CHONH

Br

CHO

NBS

- 78 °C

37%

2-Formyl-1H-pyrrol (132) (4.18 g, 44 mmol) wird in absolutem THF (170 mL) gelöst

und auf -78 °C gekühlt. Zu dieser Lösung wird NBS (7.83 g, 44 mmol) in einer

Portion zugeben und 1 h bei dieser Temperatur gerührt. Sodann wird bei -78 °C mit

einer Mischung aus Wasser und Hexan (je 50 mL) versetzt. Man lässt auf 0 °C

auftauen, extrahiert mit kaltem Hexan, trocknet die vereinigten Hexan-Phasen mit

Na2SO4 und kondensiert das Lösungsmittel in vacuo unter Eiskühlung ab. Der

verbleibende beige Rückstand wird in möglichst wenig THF gelöst, mit Hexan

überschichtet und zum Auskristallisieren auf -20 °C gekühlt, dabei wird das Produkt

als weißer Festoff erhalten.



- 227 -

1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 9.58 (br s, 1 H; NH), 9.48 (d, J = 1 Hz, 1 H; CHO),

7.10 (m, 1 H; Hpyr), 6.96 (m, 1 H; Hpyr).

1H-NMR (300 MHz, C6D6): δ = 9.78 (br s, 1 H; NH), 8.89 (d, J = 1 Hz, 1 H; CHO),

6.35 (m, 2 H; Hpyr).

13C-NMR (75 MHz, CDCl3): δ = 178.7, 132.7, 125.8, 121.9, 98.9.

13C-NMR (75 MHz, C6D6): δ = 178.7, 133.0, 126.3, 122.1, 98.6.

MS (ESI+): m/z = 175 [M+H]+. HRMS (ESI+): m/z ber. für C5H5BrNO [M+H]+: 175.9529; gef. 175.9533; ∆ = 0.4 mmu.

3-Bromo-6-dimethylamino-1-azafulven (151)[124]

NH

CHO

Br

N

Br

N

Br

HNMe2N

N

43% Das Pyrrol (1.30 g, 7.43 mmol) wird mit Dimethylamin (6.20 mL, 40 %ig in Wasser)

versetzt und für 3.5 h bei RT gerührt. Sodann wird mit Wasser (6.2 mL) versetzt, der

orange Feststoff abfiltriert, mit etwas 1N NaOH und dann mit etwas kaltem

Ethylacetat gewaschen. Der so erhaltene weiße Feststoff wird bei 40 °C in möglichst

wenig Ethylacetat gelöst, mit der neunfachen Menge an Diethylether überschichtet

und bei tiefer Temperatur (mind. -18 °C) zum Auskristallisieren gelagert.



- 228 -

1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 6.94 (m, 2 H; Hpyr), 6.20 (m, 2 H; Hpyr), 5.75 (s, 2 H;

CH-NMe2), 2.23 (s, 12 H; CH3).

1H-NMR (300 MHz, C6D6): δ = 6.76 (m, 2 H; Hpyr), 6.15 (m, 2 H; Hpyr), 5.17 (s, 2 H;

CH-NMe2), 1.79 (s, 12 H; CH3).

13C-NMR (75 MHz, CDCl3): δ = 125.9, 119.6, 108.8, 96.9, 71.9, 39.2.

MS (ESI+): m/z = 425 [M+Na]+. HRMS (ESI+): m/z ber. für C14H18Br2N4Na [M+Na]+: 424.9770; gef. 424.9766; ∆ = 0.4 mmu.

Kristalldaten: C14H18Br2N4, 402.14, monoklin, Raumgruppe P 21/c, a = 8.018(7),

b = 9.853(5), c = 9.833(6) Å, α = 90, β = 99.82(6), γ = 90°, V = 765.4(9) Å3, Z = 2,

ρ =1.745 g cm-3, µ (Mo-Kα) = 5.2900 mm-1, R = 0.0382, wR = 0.0925.

2-Formyl-4-methyl-1H-pyrrol (149)[124]

N

Br

N

Br

N

N NH

CHO

1) tert.-BuLi2) MeI3) NaHCO3,

In eine auf -78 °C gekühlte Lösung des Azafulvens (151) (342 mg, 0.85 mmol) in

THF (40 mL) wird langsam tert-BuLi (1.5 M in Pentan, 2.26 mL, 3.4 mmol) zugetropft.

Nach erfolgter Zugabe wird 0.5 h bei dieser Temperatur nachgerührt und dann mit

MeI (212 µL, 3.4 mmol) versetzt, wobei sich die gelbe Reaktionsmischung entfärbt.

Man rührt noch 10 min bei -78 °C, sodann wird das Kühlbad entfernt und für weitere

50 min gerührt. Die Reaktionsmischung wird mit Wasser (15 mL) und gesättigter


- 229 -

NaHCO3-Lsg. (15 mL) versetzt und für 15 Stunden unter Rückfluss erhitzt. Nach dem

Abkühlen wird auf Wasser (200 mL) gegossen und die braune Lösung erschöpfend

mit DCM extrahiert. Die vereinigten organischen organischen Phasen werden mit

Na2SO4 getrocknet, in vacuo vom Lösungsmittel befreit und säulen-

chromatographisch an Silica mit Pentan / EA (4 : 1) gereinigt.

Ausbeute: 164 mg einer Mischung aus (132), (133) und (149) in einem Verhältnis

von 1 : 1: 3 (mittels 1H-NMR bestimmt). Dies entspricht einer Ausbeute von 0.83

mmol an (149) bzw. 48%.

Rf (Silia; Pentan : EA = 4 : 1) 0.31. 1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 9.76 ( br s, 1 H; NH), 9.43 (d, J = 1 Hz, 1 H; CHO),

6.91 (m, 1 H; Hpyr), 6.78 (m, 1 H; Hpyr), 2.14 (s, 3 H; CH3).

Versuche das Pyrrolgemisch säulenchromatographisch, destillativ oder durch

Kristallisation zu trennen waren erfolglos. Auch eine merkliche Anreicherung eines

Pyrrols konnte auf diesem Weg nicht erreicht werden. Wurde die Reaktion mit einem

deutlichen Überschuß an tert-BuLi durchgeführt (> 8 mmol) konnte lediglich der

Anteil an (133) gesenkt werden. Eine Erhöhung der Menge an Methyliodid führte in

keinem Versuch zu einer Veränderung.


- 230 -

Dibenzyl 5-Formyl-3-methyl-1H-pyrrol-2,4-dicarboxylat

NH

CHO

CAN

O

O

O

O

NH

O

O

O

O

57%

In jeweils fünf Kolben mit einer Lösung aus dem Pyrrol (111) (733 mg) in THF

(20 mL), Wasser (20 mL) und Essigsäure (25 mL) wird CAN (6.62 g) in einer Portion

gegeben. Die klaren, gelben Reaktionsmischungen werden für 1.5 h stark gerührt,

wobei sich eine hellgelbe Suspension ergibt. Anschließend werden diese gemeinsam

auf Wasser (800 mL) geschüttet und mit DCM (3 x 50 mL) extrahiert. Die vereinigten

DCM Phasen werden vorsichtig mit einer NaHCO3-Lsg. gewaschen, mit Na2SO4

getrocknet und vom Lösungsmittel befreit. Säulenchromatographische Aufreinigung

an Silica mit DCM / Ethylacetat (9 : 1), Entfernen des Lösungsmittels und

Umkristallisation aus DCM / Hexan liefert das Produkt als weißen Feststoff.


Rf (Silia; DCM : EA = 9 : 1) 0.64.

1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 10.21 (s, 1 H; CHO), 9.89 (br s, 1 H; NH), 7.40 (m,

10 H; 2 x C6H5), 5.37 (s, 2 H; CO(O)CH2C6H5), 5.35 (s, 2 H; CO(O)CH2C6H5), 2.62

(s, 3 H; CH3).

13C-NMR (75 MHz, CDCl3): δ = 182.6, 163.4, 160.3, 135.6, 135.2, 133.8, 131.5,

128.9, 128.7, 128.7, 128.6, 128.5, 128.4, 123.7, 120.4, 67.0, 66.7, 11.5.


- 231 -


tert-Butyl 4-Bromo-2-formyl-1H-pyrrol-1-carboxylat (134)

NH

Br

CHO N

Br

CHO

O O

Boc2O

kat. DMAPCH2Cl2

94%

Das Pyrrol (1.35 g, 7.8 mmol) und Boc2O (2.04 g, 10.7 mmol) werden in DCM

(200 mL) vorgelegt und mit einer Spatelspitze DMAP versetzt. Die

Reaktionsmischung wird solange gerührt, bis kein Edukt mehr vorhanden ist (DC-

Kontrolle, ca. 1 h). Dann wird auf etwas Silica aufgezogen. Das Produkt kann

anschließend mit DCM vom Silica ausgewaschen werden. Entfernen des

Lösungsmittels in vacuo und Umkristallisation aus DCM / Hexan liefert das Produkt

als weißen Feststoff.

Ausbeute: 2 g, 7.3 mmol, 94%.

Rf (Silia; Pentan : MTBE = 3 : 1) 0.42.

1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 10.25 (s, 1 H; CHO), 7.38 (d, 4J = 1.9 Hz, 1 H; Hpyr),

7.08 (d, 4J = 1.9 Hz, 1 H; Hpyr), 1.62 (s, 9 H; C(CH3)3).

13C-NMR (75 MHz, CDCl3): δ = 181.4, 147.4, 134.8, 126.1, 122.3, 101.3, 86.8, 28.0.


- 232 -

MS (ESI+): m/z = 296 [M+Na]+. HRMS (ESI+): m/z ber. für C10H12BrNO3Na [M+Na]+: 295.9893; gef. 295.9896; ∆ = 0.3 mmu.

tert-Butyl 2-Formyl-4-vinyl-1H-pyrrol-1-carboxylat (135)

N

Br

CHO

O O

N CHO

O O

kat. Pd(PPh3)4Toluol

Bu3Sn

79%

Eine Lösung aus dem Pyrrol (274 mg, 1.0 mmol) und Pd(PPh3)4 (35 mg) in Toluol

(10 mL) wird mit Tributylvinylstannan (0.53 mL, 1.8 mmol) versetzt und für 2 h zum

Rückfluss erhitzt. Die dann olivefarbende Reaktionsmischung lässt man auf

Raumtemperatur abkühlen, schüttet auf DCM (50 mL), wäscht die organische Phase

mit Wasser und NaCl (1 x je 15 mL), trocknet über Na2SO4 und entfernt das

Lösungsmittel unter vermindertem Druck. Säulenchromatographische Aufreinigung

an Silica mit DCM liefert das Produkt als orangen Feststoff.


Rf (Silia; DCM) 0.60.

1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 10.31 (s, 1 H; CHO), 7.36 (m, 1 H; H), 7.29 (m, 1 H;

Hpyr), 6.50 (dd, J(Z) = 10.9 Hz, J(E) = 17.6 Hz, 1 H; HVinyl), 5.56 (d, J(E) = 17.6 Hz, 1

H; HVinyl), 5.19 (d, J(Z) = 10.9 Hz, 1 H; HVinyl), 1.63 (s, 9 H; CO2-C(CH3)3).

Die geminale Kopplung der Vinylprotonen wurden nicht detektiert.


- 233 -

13C-NMR (75 MHz, CDCl3): δ = 182.6 (CHO), 148.4 (CCarbamat), 135.3, 127.7, 125.6,

124.6, 117.8, 114.8, 86.0 (C(CH3)3), 28.1(C(CH3)3).


Kristalldaten: C12H15NO3, 221.25, monoklin, Raumgruppe P21/n, a = 6.6790(10),

b = 17.8077(18), c = 10.1912(14) Å, α = 90, β = 94.618(17), γ = 90°,


wR = 0.1247.

2-Formyl-4-vinyl-1H-pyrrol (136)

NH

CHOAnisolN CHO

O O56%

Das Boc-geschützte Pyrrol (110 mg, 0.5 mmol) wird für 4 h in Anisol (40 mL) zum

Rückfluss erhitzt. Anschließend wird bei 60 °C im Vakuum alles flüchtige ab-

kondensiert. Der verbleibende graue Feststoff wird säulenchromatographisch an

Silica mit DCM gereinigt. Entfernen des Lösungsmittels in vacuo ergibt das Proddukt

als farblosen Feststoff.

Im Gegensatz zu den meisten 2-Formyl substituierten Pyrrolen ist das Produkt in

Substanz an Luft nur kurzzeitig handhabbar und Lösungen des Pyrrols zeigen auch

unter Schutzgasatmosphäre Instabilität.


- 234 -


Rf (Silia; DCM) 0.23.

1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 10.10 (br s, 1 H; NH), 9.49 (d, 4J = 1.1 Hz, 1 H;

CHO), 7.17 (m, 1 H; Hpyr), 7.07 (m, 1 H; Hpyr), 6.58 (dd, 3J(Z) = 10.9 Hz, 3J(E) =

17.6 Hz, 1 H; HVinyl), 5.51 (dd, 2J = 1.3 Hz, 3J(E) = 17.6 Hz, 1 H; HVinyl), 5.10 (dd, 2J = 1.3 Hz, 3J(Z) = 10.9 Hz, 1 H; HVinyl).

13C-NMR (75 MHz, CDCl3): δ = 179.7, 133.3, 128.8, 126.0, 124.8, 118.0, 112.2.

MS (ESI+): m/z = 122 [M+H]+. HRMS (ESI+): m/z ber. für C7H8NO [M+H]+: 122.0600; gef. 122.0599; ∆ = 0.1 mmu.

5.3.2.5 Synthese von Biliverdinfragmenten mit Vinylgruppe

3-(p-Tolylthio)-propanal (178)[125]

O

HS+ THF

O

S

95% In eine Lösung aus Acrolein (7.5 mL, 90%ig) in THF wird 4-Methylbenzolthiol (12.40

g, 100 mmol) portionsweise eingetragen. Nach 3 h rühren bei Raumtemperatur wird

die farblose Reaktionsmischung am Rotationsverdampfer zur Hälfte eingeengt, von

unlöslichen Nebenprodukten abfiltriert und anschließend restlos vom Lösungsmittel

befreit. Man erhält das Produkt als hochviskoses, farbloses Öl, welches in Spuren

das entsprechende Disulfid enthält.


- 235 -


1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 9.65 (t, J = 1.2 Hz, 1 H; CHO), 7.27 (m, 2 H; Har),

7.11 (m, 2 H; Har), 3.11 (t, J = 7.1 Hz, 2 H; CH2), 2.68 (dt, J = 1.2 Hz, J = 7.1 Hz; 2 H;

CH2), 2.33 (s, 3 H; CH3).

MS (EI, 70 eV): m/z = 180 [M]+.

HRMS (EI, 70 eV): m/z ber. für C10H12OS [M]+: 180.0611; gef. 180.0610; ∆ = 0.1 mmu.

1-(p-Tolylthio)-4-nitropentan-3-ol (179)[125]

O

S+

O2N

DBUCH3CN

O2N OH

S

65%

Eine Mischung aus dem Thioether (1.80 g, 10 mmol) und Nitroethan (1.5 mL,

21 mmol) in Acetonitril (10 mL) wird mit DBU (0.15 mL, 1 mmol) versetzt und für 20 h

bei RT gerührt. Nachdem man die gelbe Reaktionsmischung auf Wasser (150 mL)

gegossen hat wird die wässrige Phase mit MTBE (4 x 50 mL) extrahiert. Die

vereinigten organischen Phasen werden mit Wasser und gesättigter NaCl-Lsg. (je 1 x

50 mL) gewaschen, mit Na2SO4 getrocknet und am Rotationsverdampfer vom

Lösungsmittel befreit. Der ölige Rückstand wird säulenchromatographisch an Silica

mit Pentan / MTBE (3:1) gereinigt .




- 236 -

1H-NMR (300 MHz, CDCl3, Diastereomerenmischung): δ = 7.25 (d, J = 8.0 Hz, 2 H;

Har), 7.09 (d, J = 8.0 Hz, 2 H; Har), 4.42 / 4.12 (m, 2 H; O2N(H)CC(H)OH), 3.01 (m,

2 H; CH2CH2S), 2.30 (s, 3 H; CH3), 1.67 (m, 2 H; CH2CH2S), 1.46 (m, 3 H; C(H)CH3).

13C-NMR (75 MHz, CDCl3, Diastereomerenmischung): δ = 136.7, 131.5, 130.5 (CHar),

129.9 (CHar), 87.7 / 86.3 / 71.4 / 70.6 (O2N(H)CC(H)OH), 32.2 (CH2CH2S), 32.0

(CH2CH2S), 30.8 (CH2CH2S), 30.4 (CH2CH2S), 21.0 (Aryl-CH3), 16.1(O2NC(H)CH3),

12.6 (O2NCCH3).

MS (ESI+): m/z = 278 [M+Na]+. HRMS (ESI+): m/z ber. für C12H17NO3SNa [M+Na]+: 278.0821; gef. 278.0819; ∆ = 0.2 mmu.

1-(p-Tolylthio)-4-nitropentan-3-yl-acetat (180)[125] und

1-(p-Tolylthio)-4-nitropent-3-en (181)

DMAP

Et2OO2N OAc

S

O2N OH

S

+

O2N

S

+ Ac2O

29%58%

Eine Lösung aus 179 (1.50 g; 5.9 mmol) in Et2O (5 mL) wird auf 0 °C gekühlt und mit

DMAP (75 mg) versetzt. Sodann werden unter anhaltender Eiskühlung Ac2O

(0.80 mL, 8.5 mmol) zugetropft. Das Eisbad wird entfernt und für 2 h bei

Raumtemperatur weitergerührt. Die nun hell-grüne Lösung wird mit Methanol (2 mL)

versetzt, in vacuo vom Lösungsmittel befreit und mit Ethylacetat aufgenommen. Die

Lösung wird mit gesättigter NaHCO3-Lsg. und NaCl-Lsg. gewaschen (je 2 x 5 mL),

mit Na2SO4 getrocknet und am Rotationsverdampfer vom Lösungsmittel befreit. Das


- 237 -

grünliche, stechend riechende Öl wird säulenchromatographisch an Silica mit Pentan

/ MTBE (4:1) gereinigt.

1-(p-Tolylthio)-4-nitropent-3-en (181)



1H-NMR (300 MHz, CDCl3, Mischung aus E- und Z-Olefin): δ = 7.32 (m, 2 H; Har),

7.16 (m, 3 H; Har, CHVinyl), 3.05 (t, J = 7.1 Hz, 2 H; CH2CH2S), 2.54 (m, 2 H;

CH2CH2S), 2.37 (s, 3 H; CH3), 2.13 (m, 3 H; O2NCCH3).

13C-NMR (75 MHz, CDCl3, Mischung aus E- und Z-Olefin): δ = 148.6 (O2NC=), 137.0,

133.6 (CHVinyl), 131.2, 130.9, 129.9, 33.1, 27.9, 21.0, 12.6.

Im 13C-NMR lässt sich aufgrund des Signal-Rausch-Verhältnisses nur der Signalsatz

des Hauptisomers eindeutig detektieren.

MS (ESI+): m/z = 260 [M+Na]+. HRMS (ESI+): m/z ber. für C12H15NO2SNa [M+Na]+: 260.0716; gef. 260.0713; ∆ = 0.3 mmu.


- 238 -

1-(p-Tolylthio)-4-nitropentan-3-yl-acetat (180)[125]



1H-NMR (300 MHz, CDCl3, Diastereomerenmischung, * ≡ Hauptisomer): δ = 7.27 (m,

2 H; Har), 7.13 (m, 2 H; Har), 5.44 (m, 1 H; CH), 4.73 (m, 1 H; O2NCH), 2.90 (m, 2 H;

CH2CH2S), 2.34 (s, 3 H; CH3), 2.10 / 2.08* (s, 3 H; CH3), 1.91 (m, 2 H; CH2CH2S),

1.51, 1.50* (d, J = 6.9 Hz, 3 H; CH3C(H)NO2).

13C-NMR (75 MHz, CDCl3, Diastereomerenmischung, * ≡ Hauptisomer): δ = 170.0 /

169.8* (CO), 137.0 / 133.7 / 131.4 / 131.3 / 131.0 / 130.8 / 130.8 / 129.9 (CAryl), 84.2* /

83.6 (O2NCH), 72.4* / 72.0 (C(H)CH2), 30.6 / 30.5* / 30.1* / 29.7 (CH2CH2), 21.1 (Aryl-

CH3), 20.8 / 20.7* (C(O)CH3), 15.6* / 13.7 (CH3C(H)NO2).

3-(2-(p-Tolylthio)ethyl)-4-methyl-2-tosyl-1H-pyrrol (183)[125]

O2N

S

DBU, CH3CN

- 40 °C RT+

S

O

O

NC

NH

S

S

O

O

81%

Eine Lösung aus TOSMIC (338 mg, 1.72 mmol) in Acetonitril wird auf –40 °C gekühlt

und mit DBU (0.30 mL) versetzt. Zu dieser nun gelben Reaktionsmischung wird eine

Lösung des Nitroolefins (411 mg, 1.73 mmol) in Acetonitril (5 mL) langsam

zugetropft. Man läßt über Nacht auf Raumtemperatur erwärmen. Die braune

Reaktionsmischung wird in vacuo vom Lösungsmittel befreit, mit einer Mischung aus

Ethylacetat und gesättigter NaHCO3-Lsg. (je 10 mL) aufgenommen und 1 min

intensiv gerührt. Nachdem man auf Wasser (40 mL) gegossen und die wässrige

Phase gut mit Ethylacetat extrahiert hat, werden die organischen Phasen vereinigt


- 239 -

und mit gesättigter NaHCO3-Lsg. und gesättigter NaCl-Lsg. (je 1 x 10 mL)

gewaschen, über Na2SO4 getrocknet und am Rotationsverdampfer vom Lösungmittel

befreit. Säulenchromatographische Aufreinigung an Silica mit Pentan / Ethylacetat

(4:1) liefert das Produkt als farbloses Öl.




7.27 (d, J = 8.3 Hz, 2 H; Har), 7.13 (d, J = 8.2 Hz, 2 H; Har), 7.09 (d, J = 8.3 Hz, 2 H;

Har), 6.63 (d, J = 2.8 Hz, 1 H; Hpyr), 2.84 (m, 4 H; 2 x CH2), 2.29 (s, 6 H; 2 x CH3),

1.87 (s, 3 H; CH3).

13C-NMR (75 MHz, CDCl3): δ = 143.7, 139.8, 136.1, 132.5, 130.2, 129.8, 129.6,

126.9, 126.6, 123.6, 121.4, 120.9, 34.2, 24.9, 21.5, 21.0, 9.9.

MS (ESI+): m/z = 408 [M+Na]+. HRMS (ESI+): m/z ber. für C21H23NO2S2Na [M+Na]+: 408.1062; gef. 408.1064; ∆ = 0.2 mmu.

Kristalldaten: C21H23NO2S2, 385.52, triklin, Raumgruppe P 1 , a = 8.6293(13),

b = 10.6597(18), c = 10.8503(18) Å, α = 100.19(2), β = 90.816(19), γ = 95.569(19)°,


wR = 0.0884.


- 240 -

3-(2-(p-Tolylthio)ethyl)-5-bromo-4-methyl-2-tosyl-1H-pyrrol (184)[125]

NH

S

S

O

ONH

S

S

O

O

Br

94%

Eine Lösung des Pyrrols (315 mg, 0.81 mmol) in Dichlormethan wird auf 0 °C gekühlt

und portionsweise mit Phenyltrimethylammoniumbromiddibromid (338 mg, 0.9 mmol)

versetzt. Nach 15 min rühren bei 0 °C ist alles Edukt verbraucht (DC Kontrolle) und

es wird mit gesättigter Na2S2O3-Lösung versetzt und für 3 min intensiv gerührt, bevor

auf Wasser (25 mL) geschüttet wird. Nach Phasenseparation wird die wässrige

Phase mit Ethylacetat (3 x 10 mL) extrahiert. Die vereinigten organischen Phasen

werden mit gesättigter NaHCO3-Lsg. und gesättigter NaCl-Lsg. (je 10 mL)

gewaschen, über Na2SO4 getrocknet und am Rotationsverdampfer vom

Lösungsmittel befreit. Der feste, braune Rückstand wird an Silica mit Pentan /

Ethylacetat (3:1) aufgereinigt und liefert das Produkt als hellbeigen Feststoff.


Rf (Silia; Pentan : EA = 3 : 1) 0.59.


7.29 (d, J = 8.3 Hz, 2 H; Har), 7.22 (d, J = 8.3 Hz, 2 H; Har), 7.13 (d, J = 8.3 Hz, 2 H;

Har), 2.82 (m, 4 H; 2 x CH2), 2.38 (s, 3 H; CH3), 2.34 (s, 3 H; CH3), 1.85 (s, 3 H; CH3).

13C-NMR (75 MHz, CDCl3): δ = 144.2, 139.4, 136.5, 132.2, 130.6, 130.1, 129.8,

127.8, 127.0, 125.2, 121.2, 105.0, 34.2, 25.6, 21.7, 21.2, 10.0.


- 241 -

4-(2-(p-Tolylthio)ethyl)-3-methyl-5-tosyl-1H-pyrrol-2(5H)-on (169)[125]

NH

S

Br S

O

ONH

S

S

O

O

O

1) TFA2) DMSO3) Zn

61%

Auf 0 °C gekühltes Pyrrol (100 mg, 0.21 mmol) wird vorsichtig mit TFA (1 mL)

versetzt und für 15 min bei Raumtemperatur inkubiert. Unter erneuter Kühlung wird

vorsichtig eine zuvor unter Eiskühlung präparierte Lösung aus DMSO (100 µL) in

TFA (0.70 mL) zugetropft. Nachdem die Reaktionsmischung für 3 h bei

Raumtemperatur gerührt wurde, wird Zinkpulver (30 mg) eingetragen und für 30 min

nachgerührt. Sodann wird alles flüchtige in vacuo entfernt, der Rückstand mit

Ethylacetat aufgenommen, mit gesättigten Lösungen von NaHCO3 und NaCl (je

15 mL) gewaschen, mit Na2SO4 getrocknet und am Rotationsverdampfer vom

Lösungsmittel befreit. Säulenchromatographische Aufreinigung an Silica mit Pentan /

Ethylacetat (2:1) liefert das Produkt als farblosen Feststoff.


Rf (Silia; Pentan : EA = 2 : 1) 0.14.

1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 7.60 (d, J = 8.0 Hz, 2 H; Har), 7.26 (m, 4 H; Har), 7.12

(d, J = 8.0 Hz, 2 H; Har), 6.48 (br s, 1 H; NH), 5.15 (m, 1 H; CH), 3.16 / 2.79 (m, 4 H;

2 x CH2), 2.41 (s, 3 H; CH3), 2.32 (s, 3 H; CH3), 2.04 (s, 3 H; CH3).

13C-NMR (75 MHz, CDCl3): δ = 173.2, 146.0, 145.0, 144.6, 137.0, 135.9, 131.3,

130.1, 130.0, 129.8, 129.5, 77.3, 33.0, 26.8, 21.8, 21.1, 8.8.


- 242 -

MS (ESI+): m/z = 402 [M+H]+, 424 [M+Na]+. HRMS (ESI+): m/z ber. für C21H24NO3S2 [M+H]+: 402.1192; gef. 402.1197; ∆ = 0.5 mmu.

m/z ber. für C21H23NO3S2Na [M+Na]+: 424.1012; gef. 424.1017; ∆ = 0.5 mmu.

4-(2-(p-Tolylthio)ethyl)-3-methyl-1H-pyrrol-2(5H)-on (187)

NH

S

O

89%

NH

S

S

O

O

ONaBH4

Das Lactam (81 mg, 0.20 mmol) wird in Ethanol (4 mL) gelöst und innerhalb von

5 min portionsweise mit NaBH4 (7.6 mg, 0.2 mmol) versetzt. Die Reaktionsmischung

wird zunächst für 20 min gerührt, dann ein weiteres Äquivalent NaBH4 (7.6 mg,

0.2 mmol) hinzugegeben und für eine Stunde nachgerührt. Sodann wird die

Reaktionsmischung in vacuo zur Trockene eingeengt, in DCM (5 mL) suspendiert

und durch etwas festes NaHCO3 abfiltriert. Entfernen des Lösungsmittels liefert das

Produkt als farblosen Feststoff.


1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 7.28 (d, J = 8.0 Hz, 2 H; Har), 7.24 (br s, 1 H; NH),

7.13 (d, J = 8.0 Hz, 2 H; Har), 3.87 (br s, 2 H; CH2), 3.01 (t, J = 7.4 Hz, 2 H; CH2),

2.66 (t, J = 7.4 Hz, 2 H; CH2), 2.34 (s, 3 H; Aryl-CH3), 1.78 (br s, 3 H; CH3).

13C-NMR (75 MHz, CDCl3): δ = 176.0, 150.6, 137.0, 131.6, 130.8, 130.1, 123.0, 48.5,

33.2, 27.8, 21.1, 8.6.


- 243 -

MS (ESI+): m/z = 270 [M+Na]+. HRMS (ESI+): m/z ber. für C14H17NOSNa [M+Na]+: 270.0923; gef. 270.0929; ∆ = 0.6 mmu.

3-Methyl-4-vinyl-1H-pyrrol-2(5H)-on (188)[97a]

NH

O

23%

NH

S

OKOH

Eine Lösung des Lactams (45 mg, 180 µmol) in absolutem MeOH (10 mL) wird mit

KOH (0.65 mL, 3 M in MeOH) versetzt und bis zum vollständigen Verbrauch des

Edukts (DC-Kontrolle, ca. 1 h) zum Rückfluss erhitzt. Die nun intensiv orange

Reaktionsmischung wird auf eine halbgesättigte NaHCO3-Lsg. (50 mL) gegossen

und mit DCM (6 x 5 mL) extrahiert. Die vereinigten organischen Phasen werden mit

Na2SO4 getrocknet und am Rotationsverdampfer vom Lösungsmittel befreit. Das

Produkt wird mittels präparativer Dünnschichtchromatographie (Silica; Hexan : EA =

3 : 2) als farbloser Feststoff erhalten.


Rf (Silia; Hexan : EA = 3 : 2) 0.05.

1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 6.73 (dd, J(Z) = 10.9 Hz, J(E) = 17.7 Hz, 1 H; HVinyl),

6.32 (br s, 1 H; NH), 5.44 (d, J(E) = 17.7 Hz, 1 H; HVinyl), 5.37 (d, J(Z) = 10.9 Hz, 1 H;

HVinyl), 4.05 (br s, 2 H; CH2), 1.92 (br s, 3 H; CH3).



- 244 -

Einmalig konnte eine vom Substitutionsmuster sehr ähnliche Verbindung mittels 1H NMR spektroskopischer Untersuchungen detektiert werden. Leider konnte eine

detailiertere Identifizierung der Spezies bisher nicht durchgeführt werden. Es handelt

sich dabei aber mit recht hoher Wahrscheinlichkeit um die offenkettige Spezies des

Lactamringes. Eine Zersetzung wird auch auch in absolutierten Lösungsmitteln

beobachtet. Diese führt aber zu einer komplexeren Mischung an Zersetzungs-

produkten, die nicht weiter analysiert wurde.

Zersetzungsprodukt: 1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 11.63 (br s, 2 H; NH2), 8.52 (br s, 1 H; C(O)OH), 6.72

(dd, J(Z) = 10.9 Hz, J(E) = 17.7 Hz, 1 H; HVinyl), 5.55 (d, J(E) = 17.7 Hz, 1 H; HVinyl),

5.49 (d, J(Z) = 10.9 Hz, 1 H; HVinyl), 4.20 (br s, 2 H; CH2), 1.94 (br s, 3 H; CH3).


2-Formyl-4-(2-methoxycarbonylethyl)-1H-3,5-dimethylpyrrol (170)[91]

NH

O

O

NH

O

O

OHC

O

O

1) TFA2) (MeO)3CH

76%

Nachdem das tert.-Butylester geschützte Pyrrol (1.40 g, 5 mmol) für 30 min in einer

Argonatmosphäre mit TFA (20 mL) behandelt wurde, wird Orthoameisensäure-

trimethylester (15 mL) zugetropft und für eine Stunde nachgerührt. Die

Reaktionsmischung wird auf Wasser gegossen und mit Ethylacetat extrahiert. Die

vereinigten organischen Phasen werden mit NaHCO3-Lsg. (2 x 30 mL) und NaCl (1 x

30 mL) gewaschen, mit Na2SO4 getrocknet und in vacuo vom Lösungsmittel befreit.


- 245 -

Säulenchromatographische Aufreinigung an Silica mit Pentan / Ethylacetat (3:1→2:1)

liefert das Produkt als beigen Feststoff.


Rf (Silica; Pentan : Ethylacetat = 3 : 1) 0.32 (färbt schwach blau mit Seebach-

Reagenz, schlechte UV-Lösung, gut mit KMnO4 zu detektieren).

1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 9.98 (br s, 1 H; NH), 9.43 (s, 1 H; CHO), 3.66 (s, 3 H;

C(O)OCH3), 2.71 (t, J = 7.5 HZ, 2 H; CH2), 2.44 (t, J = 7.5 Hz, 2 H; CH2), 2.27 (s, 6 H;

2 x CH3).

13C-NMR (75 MHz, CDCl3): δ = 175.9, 173.4, 136.4, 132.6, 128.1, 121.2, 51.7, 34.7,

19.4, 11.7, 8.9.

MS (ESI+): m/z = 210 [M+H]+. HRMS (ESI+): m/z ber. für C11H16NO3 [M+H]+: 210.1125; gef. 210.1122; ∆ = 0.3 mmu.

tert-Butyl 3-(2-(p-Tolylthio)ethyl)-4-methyl-5-oxo-2-tosyl-2H-pyrrol-1(5H)-carboxylat

NH

S

Br S

O

ON

S

S

O

O

O

1) TFA2) DMSO3) Zn4) Boc2O / kat. DMAP

O O

49%


- 246 -

Auf 0 °C gekühltes Pyrrol (135 mg, 0.29 mmol) wird vorsichtig mit TFA (1.40 mL)

versetzt und für 15 min bei Raumtemperatur inkubiert. Unter erneuter Kühlung wird

vorsichtig eine zuvor unter Eiskühlung präparierte Lösung aus DMSO (200 µL) in

TFA (1.0 mL) zugetropft. Nachdem die Reaktionsmischung für 3 h bei

Raumtemperatur gerührt wurde, wird Zinkpulver (45 mg) eingetragen und für 30 min

nachgerührt. Sodann wird alles Flüchtige in vacuo entfernt, der Rückstand mit

Ethylacetat aufgenommen, mit gesättigten Lösungen von NaHCO3 und NaCl (je

15 mL) gewaschen, über Na2SO4 getrocknet und am Rotationsverdampfer vom

Lösungsmittel befreit. Anschließend wird in Dichlormethan (50 mL) aufgenommen,

mit Boc2O (80 mg, 0.37 mmol), einer Spatelspitze DMAP versetzt und für 20 min

gerührt. Nachdem das gesamte Zwischenprodukt 169 verbraucht ist (DC Kontrolle)

wird auf möglichst wenig Silica aufgezogen und säulenchromatographisch an Silica

mit Pentan / Ethylacetat (2:1) aufgereinigt, um das Produkt als farblosen Feststoff zu

erhalten.


Rf (Silia; Pentan : Ethylacetat = 2 : 1) 0.57.

1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 7.61 (d, J = 8.0 Hz, 2 H; Har), 7.26 (m, 4 H; Har), 7.09

(d, J = 8.0 Hz, 2 H; Har), 5.73 (br s, 1 H; CH), 3.31-2.77 (m, 4 H; CH2CH2), 2.39 (s, 3

H; CH3), 2.30 (s, 3 H; CH3), 1.56 (br s, 3 H; CH3), 1.43 (s, 9 H; C(CH3)3).

13C-NMR (75 MHz, CDCl3): δ = 168.0, 148.0, 146.7, 145.9, 137.1, 135.7, 132.3,

131.2, 130.8, 129.9, 129.8, 129.6, 84.4, 78.7, 32.4, 27.9, 27.5, 21.7, 21.1, 9.2.

MS (ESI+): m/z = 524 [M+Na]+. HRMS (ESI+): m/z ber. für C26H31NO5S2Na [M+Na]+: 524.1536; gef. 524.1536; ∆ = 0.0 mmu.


- 247 -

5.3.2.6 Synthese der Dipyrrine

NH

OO

NR1

R1

R2

x HBrNH

O

O

O

HO

1) TFA

2)

3) HBr

NH

R1 R1

CHOR2

75 - 93%R1 = Me, EthylR2 = H, Me

Nachdem das 2-Carbonsäurepyrrol (600 mg, 2.66 mmol) für 10 min mit TFA (5 mL)

behandelt wurde, wird eine Lösung des entsprechenden 2-Formylpyrrols (3.10 mmol)

in MeOH (30 mL) zugeben, gefolgt von HBr (5 mL, 48%ig in Wasser). Diese orange

Reaktionsmischung wird für 20 min bei RT gerührt und dann mit Et2O (60 mL)

überschichtet. Nach Kühlung auf -28 °C für 12 h fällt das Produkt als rotes Pulver an,

das nach dem Abfiltrieren noch mit etwas kaltem Et2O gewaschen und im

Hochvakuum getrocknet wird.

2,3-Diethyl-7,9-dimethyl-8(2-methoxycarbonylethyl)-dipyrrin Hydrobromid (126)


1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 13.08 (br s, 1 H; NH), 13.00 (br s, 1 H; NH), 7.56 (d,

J = 3.5 Hz, 1 H; Hpyr), 7.12 (s, 1 H; CHmeso), 3.63 (s, 3 H; C(O)OCH3), 2.72 (t,

J = 7.5 Hz, 2 H; CH2), 2.67 (s, 3 H; CH3), 2.65 (q, J = 7.6 Hz, 2 H; CH2), 2.44 (t,

J = 7.5 Hz, 2 H; CH2), 2.43 (q, J = 7.6 Hz, 2 H; CH2), 2.29 (s, 3 H; CH3), 1.16 (t,

J = 7.6 Hz, 3 H; CH3), 1.15 (t, J = 7.6 Hz, 3 H; CH3).


- 248 -

13C-NMR (75 MHz, CDCl3): δ = 172.6, 157.3, 147.1, 144.2, 138.8, 130.7, 128.1,

127.6, 126.0, 121.0, 51.9, 33.6, 19.3, 18.2, 18.0, 16.8, 14.3, 13.2, 10.4.


2,3,7,9-Tetramethyl-8(2-methoxycarbonylethyl)-dipyrrin Hydrobromid (127)



J = 3.7 Hz, 1 H; Hpyr), 7.15 (s, 1 H; CHmeso), 3.66 (s, 3 H; C(O)OCH3), 2.75 (t,

J = 7.6 Hz, 2 H; CH2), 2.71 (s, 3 H; CH3), 2.47 (t, J = 7.6 Hz, 2 H; CH2), 2.32 (s, 3 H;

CH3), 2.26 (s, 3 H; CH3), 2.05 (s, 3 H; CH3).

13C-NMR (75 MHz, CDCl3): δ = 172.7, 157.4, 144.3, 141.6, 139.7, 128.2, 127.5,

127.0, 127.8, 121.2, 52.0, 33.7, 19.4, 13.3, 10.4, 10.3, 10.1.


Kristalldaten: [C17 H23 N2 O2 ]+ Br–, 367.28, triklin, Raumgruppe P 1 , a = 7.7114(9), b = 9.3643(11), c = 12.9699(14) Å, α = 97.395(14), β = 96.213(14), γ = 112.890(13)°, V = 842.71(19) Å3, Z = 2, ρ = 1.447 g cm-3, µ (Mo-Kα) = 2.4500 mm-1, R = 0.0277, wR = 0.0663.


- 249 -

2,3-Diethyl-1,7,9-trimethyl-8(2-methoxycarbonylethyl)-dipyrrin Hydrobromid

(129)

Ausbeute: 819 mg, 2.00 mmol, 75 %.

1H-NMR (300 MHz, CDCl3): δ = 12.89 (br s, 1 H; NH), 12.86 (br s, 1 H; NH), 6.96 (s,

1 H; CHmeso), 3.59 (s, 3 H; C(O)OCH3), 2.67 (t, J = 7.6 Hz, 2 H; CH2), 2.60 (q,

J = 7.6 Hz, 2 H; CH2), 2.59 (br s, 6 H; 2 x CH3), 2.38 (q, J = 7.6 Hz, 2 H; CH2), 2.35 (t,

J = 7.6 Hz, 2 H; CH2), 2.23 (s, 3 H; CH3), 1.13 (t, J = 7.6 Hz, 3 H; CH3), 1.02 (t,

J = 7.6 Hz, 3 H; CH3).

13C-NMR (75 MHz, CDCl3): δ = 172.7, 155.0, 153.0, 148.2, 141.7, 130.2, 126.4,

125.8, 125.4, 118.7, 51.7, 33.8, 19.3, 18.1, 17.1, 17.1, 14.8, 12.8, 12.7, 10.1.



- 250 -

2,3,7,8,9-Pentamethyl-dipyrrin Hydrobromid (128)

NH

N

x HBrNH

1)

2) HBr

NH

CHO

82%

Eine Lösung des Trimethylpyrrols (295 mg, 2.7 mmol) in MeOH (5 mL) wird bei

Raumtemperatur mit einer Lösung des Formylpyrrols (382 mg, 3.1 mmol) in MeOH

(30 mL) versetzt. Diese Reaktionsmischung wird mit HBr (5 ml, 48%ig in Wasser)

versetzt und 20 min nachgerührt. Zum Auskristallisieren des Produkts wird die nun

intensiv rote Mischung mit Diethylether (60 mL) überschichtet und für 12 h auf -28 °C

gekühlt. Der dabei ausfallende rote Feststoff wird abfiltriert, mit etwas kaltem Ether

gewaschen und am HV getrocknet.



J = 3.5 Hz, 1 H; Hpyr), 7.12 (s, 1 H; CHmeso), 2.64 (s, 3 H; CH3), 2.27 (s, 3 H; CH3),

2.25 (s, 3 H; CH3), 2.02 (s, 3 H; CH3), 1.96 (s, 3 H; CH3).

13C-NMR (75 MHz, CDCl3): δ = 158.2, 144.1, 140.9, 127.6, 126.5, 125.7, 124.3,

120.7, 120.7, 13.3, 10.5, 10.3, 10.1, 9.0.

MS (ESI+): m/z = 215 [M-Br]+. HRMS (ESI+): m/z ber. für C14H19N2 [M-Br]+: 215.1543; gef. 215.1540; ∆ = 0.3 mmu.


- 251 -

2,3-Dimethyl-1,7,9-trimethyl-8-propionsäure-dipyrrin (130)

NH

OHO

N

HCl / HOAcNH

OO

N

x HBr

18%

Nachdem das Dipyrrin als Hydrobromid (409 mg, 1.0 mmol) für 18 h mit einer Lösung

aus konz. HCl und Eisessig (je 30 mL) behandelt wurde, wird die Reaktionsmischung

auf Chloroform gegossen. Nach Phasenseparation wird die organische Phase mit

NaOAc-Lsg. (3 x 50 mL) gewaschen, mit Na2SO4 getrocknet, dem gleichen Volumen

an Hexan überschichtet und zum Auskristallisieren für eine Woche auf -28 °C

gekühlt. Das Produkt entsteht dabei als oranger Feststoff, der nach dem Abfiltrieren

und dem Trocknen am Hochvakuum analysenrein vorliegt.


1H-NMR (300 MHz, DMSO-d6): δ = 13.46, 12.22 (2 x br s, 2 H; 1 x COOH, 2 x ½ NH),

7.16 (s, 1 H; CHmeso), 2.68 (q, J = 7.4 Hz, 2 H; CH2), 2.58 (t, J = 7.4 Hz, 2 H; CH2),

2.47 (s, 6 H; 2 x CH3), 2.35 (m, 4 H; 2 x CH2), 2.25 (s, 3 H; CH3), 1.07 (t, J = 7.4 Hz,

3 H; CH3), 1.00 (t, J = 7.4 Hz, 3 H; CH3).

13C-NMR (75 MHz, CDCl3): δ = 173.6, 153.5, 153.2, 148.1, 142.6, 129.5, 127.0,

125.8, 124.8, 119.5, 79.2, 33.5, 18.9, 17.2, 17.1, 16.4, 14.8, 12.3, 9.8.

MS (ESI+): m/z = 315 [M+H]+.


- 252 -

HRMS (ESI+): m/z ber. für C19H27N2O2 [M+H]+: 315.2067; gef. 315.2062; ∆ = 0.5 mmu.

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