Interne Beleuchtung von Photobioreaktoren mittels Wireless ... · PSM...

Interne Beleuchtung von Photobioreaktoren mittels

Wireless Light Emittern

–

proof of concept, scale-up und Optimierungsansätze

Der Technischen Fakultät

der Friedrich-Alexander-Universität

Erlangen-Nürnberg

zur

Erlangung des Doktorgrades Dr.-Ing.

vorgelegt von

Martin Heining

aus Gunzenhausen

Als Dissertation genehmigt

von der Technischen Fakultät

der Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg

Tag der mündlichen Prüfung: 08.07.2016

Vorsitzender des Promotionsorgans: Prof. Dr. rer. nat. Peter Greil

Gutachter: Prof. Dr. rer. nat. Rainer Buchholz

Prof. Dr.-Ing. Clemens Posten

I

Inhalt 1. Wertprodukte aus Mikroalgen, Cyanobakterien und pflanzlichen Suspensionskulturen ............ 1

2. Voraussetzungen und Hürden der Kultivierung und deren technische Umsetzung .................... 2

2.1. Biologische und verfahrenstechnische Aspekte der Kulturführung .................................... 2

2.1.1. Zusammensetzung der Kulturmedien für Mikroalgen ..................................................... 2

2.1.2. Kohlenstoffdioxid – Massentransfer ............................................................................... 5

2.1.3. Anforderungen an das Licht für photoautotrophe Mikroorganismen .............................. 6

2.2. Kultivierungssysteme für phototrophe Mikroorganismen ................................................... 8

2.3. Interne Beleuchtung von Photobioreaktoren ..................................................................... 10

2.4. Künstliche Lichtquellen für Photobioreaktoren ................................................................ 11

3. Problemstellung, Lösungsansatz und Herausforderungen ......................................................... 13

3.1. Problemstellung ................................................................................................................. 13

3.2. Lösungsansatz mittels drahtloser Energieübertragung ...................................................... 13

3.3. Herausforderungen ............................................................................................................ 16

4. Material und Methoden ............................................................................................................. 17

4.1. Verwendete phototrophe Mikroorganismen und Zellkulturen .......................................... 17

4.2. Prozessbegleitende analytische Methoden ........................................................................ 17

4.3. Elektrotechnische Methoden ............................................................................................. 18

4.4. Weitere Messmethoden ..................................................................................................... 20

4.5. Verwendete Photobioreaktoren ......................................................................................... 20

4.6. Methode zur Untersuchung des Einflusses elektromagnetischer Felder auf phototrophe

Mikroorganismen und Zellkulturen ................................................................................... 23

4.7. Charakterisierung der Wireless Light Emitter ................................................................... 24

4.8. Bestimmung der WLE Verteilung im Reaktor ...................................................................... 25

4.9. Optimierung der Lichtqualität ............................................................................................... 26

5. Ergebnisse ................................................................................................................................. 27

5.1. proof of concept ................................................................................................................. 27

5.1.1. Einfluss wechselnder Magnetfelder auf phototrophe Mikroorganismen und Zellkulturen

....................................................................................................................................... 27

5.1.2. Einfluss WLE induzierter Prallstöße auf einzellige und filamentöse phototrophe

Mikroorganismen und Pflanzenzellkulturen ................................................................. 31

5.2. Scale-up ............................................................................................................................. 33

5.2.1. Produktionsverfahren für Wireless Light Emitter ......................................................... 33

5.2.1.1. Fertigung und Charakterisierung der Elektronik ....................................................... 33

5.2.1.2. Verkapselung ............................................................................................................. 34

5.2.1.3. Autoklavierbarkeit und Dichteverteilung der Wireless Light Emitter....................... 39

5.2.1.4. Biofouling .................................................................................................................. 41

5.2.2. Kultivierung von C. reinhardtii in Blasensäulen verschiedener Durchmesser ............. 41

II

5.3. Optimierung ....................................................................................................................... 44

5.3.1. Flüssigkeitsgeschwindigkeit im Riser und Downcomer eines 15 L – Airlift Reaktors . 44

5.3.2. Verteilung und Ausrichtung der Wireless Light Emitter ............................................... 45

5.3.3. Kultivierung von C. reinhardtii in einem 15 L – Airlift Reaktor .................................. 47

5.3.4. Kultivierung von P. patens in einem 15 L – Airlift Reaktor ......................................... 48

5.3.5. Optimierung der Wireless Light Emitter ....................................................................... 50

5.3.5.1. Einfluss der Lichtqualität auf das Wachstum von C. reinhardtii .............................. 50

5.3.5.2. Elektrotechnisches Optimierungspotential ................................................................ 52

5.3.6. Kultivierung von C. reinhardtii unter Berücksichtigung der Optimierungsergebnisse . 54

5.3.7. Energetische Betrachtung .............................................................................................. 55

6. Diskussion ................................................................................................................................. 57

6.1. Fehlerdiskussion ................................................................................................................ 57

6.2. Proof of concept ................................................................................................................ 60

6.2.1. Einfluss des verwendeten elektromagnetischen Felds auf verschiedene phototrophe

Mikroorganismen .......................................................................................................... 60

6.2.2. Einfluss mechanischer Belastung durch die WLE auf verschiedene Mikroalgen ......... 63

6.3. Scale-up ............................................................................................................................. 65

6.3.1. Produktionsverfahren und Eigenschaften der Wireless Light Emitter .......................... 65

6.3.2. Kultivierung von C. reinhardtii in Blasensäulen verschiedener Durchmesser ............. 67

6.4. Optimierung ....................................................................................................................... 71

6.4.1. Charakterisierung des Airlift Reaktors, Verteilung der Wireless Light Emitter und

Kultivierung im Airlift Reaktor ..................................................................................... 71

6.4.2. Kultivierung von P. patens im Airlift Reaktor .............................................................. 72

6.4.3. Einfluss der Lichtqualität auf das Wachstum von C. reinhardtii .................................. 75

6.4.4. Elektrotechnisches Optimierungspotential .................................................................... 77

6.4.5. Kultivierung unter Berücksichtigung der Optimierungsergebnisse .............................. 77

7. Abschließende Gesamtbeurteilung des Systems und Ausblick ............................................. 80

8. Literaturverzeichnis ................................................................................................................... 81

9. Anhang ...................................................................................................................................... 87

9.1. Anhang I ............................................................................................................................ 87

9.2. Anhang II ........................................................................................................................... 90

9.3. Anhang III ......................................................................................................................... 92

9.4. Geräteverzeichnis .............................................................................................................. 93

9.5. Tabellenverzeichnis ........................................................................................................... 94

9.6. Abbildungsverzeichnis ...................................................................................................... 95

III

Abkürzungs- und Symbolverzeichnis

Abkürzung / Symbol Bezeichnung Einheit

A beleuchtete Oberfläche m²

APC Allophycocyanin

B magnetische Flussdichte mT

BTM Biotrockenmassekonzentration g·l-1

C Kapazität nF

ci Konzentration der Komponente i mg·l-1, g·l-1

d Durchmesser mm, cm, m

ε Volumenverlust %

f Frequenz Hz, kHz

fres Resonanzfrequenz Hz, kHz

T Temperatur °C, K

oD optische Dichte

I photosynthetische Photonenflussdichte µmol·m-2·s-1

λ Wellenlänge nm

L Induktivität µH

LED Lichtemittierende Diode

LZA Leistungs-Zeit-Ausbeute g·W-1·d-1

m Masse mg, g

N Anzahl

µmax maximale Wachstumsrate h-1, d-1

ϕi Volumenanteil der Komponente i

p Druck bar

Pel elektrische Leistung W

PBR Photobioreakor

PC Phycocyanin

PE Phycoerythrin

PPFD photosynthetische Photonenflussdichte µmol·m-2·s-1

PS I Photosystem I

PS II Photosystem II

PSM Photobioreaktor-Screening-Modul

PUFA mehrfachungesättigte Fettsäure

Q Gütefaktor

Qρ Summenverteilung der Dichte

qρ Dichteverteilung der Dichte

ρ Dichte g·cm-3, kg·m-3

RZA Raum-Zeit-Ausbeute g·l-1·d-1

t Zeit s, min, h, d

tK Kultivierungszeit h

ug Gasleerrohrgeschwindigkeit im Riser cm·s-1

uL Flüssigkeitsgeschwindigkeit cm·s-1

UV ultraviolettes Licht

V Volumen µl, ml, l, m³

V̇ Volumenstrom l·min-1

V̇V Begasungsrate vvm

Vol.-% Volumenprozent Vi·Vges-1·100%

WLE Wireless Light Emitter

Ø Durchmesser mm, cm, m

IV

Zusammenfassung

Mikroalgen besitzen ein großes Potential hinsichtlich der Herstellung verschiedener

Hochwertprodukte. Licht stellt den wichtigsten Prozessparameter bei der Kultivierung phototropher

Mikroorganismen dar und wird von diesen absorbiert. Daraus ergibt sich eine Inhomogenität innerhalb

des Kulturvolumens, was zu unbeleuchteten Zonen des Reaktors führt. Aufgrund der Photoinhibierung

kann eine beliebige Erhöhung der Lichtintensität dies nicht ausgleichen. Die sich daraus ergebende

Limitierung bestehender, extern beleuchteter Photobioreaktoren hinsichtlich ihrer Geometrie auf

möglichst geringe Schichtdicken und ein hohes Verhältnis von beleuchteter Oberfläche zu

Kulturvolumen führt neben negativer Beeinträchtigung des Wärme- und Stofftransports auch dazu,

dass extern beleuchtete Photobioreaktoren nicht skaliert werden können, sondern eine

Maßstabsvergrößerung lediglich über ein numbering up geschehen kann.

Abbildung 1: Wireless Light Emitter (A), intern beleuchteter Photobioreaktor (B, C).

In der vorliegenden Arbeit wurde ein neuartiges internes Beleuchtungssystems für Photobioreaktoren

– die sogenannten Wireless Light Emitter – entwickelt. Die Idee dahinter ist es, kleine Lichtquellen

herzustellen, die durch die Begasung leicht im Kulturmedium verteilbar sind und dieses somit

gleichmäßig von innen beleuchten. Die Energieversorgung der Lichtquellen soll drahtlos mittels

resonanter induktiver Kopplung durch ein elektromagnetisches Wechselfeld erfolgen.

Die Grundvoraussetzung für ein derartiges Beleuchtungssystem ist, dass die zu kultivierenden

Mikroorganismen nicht durch das zur drahtlosen Energieübertragung eingesetzte elektromagnetische

Feld beeinflusst werden. Dies konnte für alle untersuchten Spezies (Chlamydomonas reinhardtii,

Arthrospira platensis, Porphyridium pupureum, Chromochloris zofingiensis, Physchomitrella patens)

bezüglich der spezifischen Wachstumsrate, erreichten Biotrockenmasse und ggfs. Produktbildung für

ein entsprechendes elektromagnetisches Wechselfeld (f = 178 kHz, B = 0,8-2,6 mT) gezeigt werden.

Eine weitere Herausforderung war die Entwicklung und Herstellung der Wireless Light Emitter. Dies

gelang durch eine weitgehend automatisierte Fertigung der elektrischen Baugruppe mittels SMD

Bauteilen. Zum Schutz vor dem umgebenden Kulturmedium wurde die Elektronik in zwei transparente

Halbschalen aus Polycarbonat eingeschlossen und mittels Ultraschall verschweißt. Die

Sterilisierbarkeit der Wireless Light Emitter mittels Dampf konnte ebenso gezeigt werden wie die

geringe Anfälligkeit gegenüber Biofouling.

Kernziel der Entwicklung war die Überprüfung der Skalierbarkeit des internen Beleuchtungssystems.

In intern beleuchteten Blasensäulen mit Durchmessern von 50 bis 300 mm konnten unabhängig vom

scale die gleichen Produktivitäten erreicht werden, was bei extern beleuchteten Reaktoren nicht

gelang. Als Optimierungsschritt wurde vom Blasensäulensystem auf einen Airlift-Reaktor gewechselt,

der durch seine räumliche Trennung von Riser und Downcomer für eine gleichmäßigere Verteilung

der Wireless Light Emitter entlang der Reaktorhöhe sorgte. Zudem wurde die bei filamentösen

V

Zielorganismen (A. platensis und P. patens) aufgetretene mechanische Zellschädigung drastisch

reduziert und durch das Strömungsprofil wurde für eine koplanare Ausrichtung der Wireless Light

Emitter zur externen Sendespule gesorgt und somit die Effizienz der Energieübertragung erhöht. Als

weiteren Optimierungsschritt wurde die spektrale Zusammensetzung des Lichts für die Modellalge

C. reinhardtii optimiert und durch Fertigung von roten und blauen Wireless Light Emittern umgesetzt

und angewendet.

Die erzielten Ergebnisse zeigen das Potential des entwickelten Beleuchtungssystems und eröffnen

Möglichkeiten für weitere Forschungsaktivitäten hinsichtlich der Produktion von Hochwertprodukten

aus Mikroalgen, zum Beispiel für den pharmazeutischen Bereich.

VI

Abstract

Microalgae bare a huge potential regarding the production of high-value substances. Light is the most

crucial process parameter and is absorbed by the microorganisms. Therefore, an inhomogeneous light

field arises and leads to insufficient illuminated parts of the reactor. Due to photoinhibition the light

intensity cannot be increased arbitrarily to solve this problem. Consequently, the photobioreactor’s

geometry is limited to preferably short light paths and a high ratio of the illuminated surface to the

culture volume leading to an insufficient heat and mass transfer. This excludes a scale-up of

photobioreactors and only enables a numbering up.

In this work, a novel internal illumination system – the so-called Wireless Light Emitters – was

developed. The idea is to produce small light sources which are distributed in the whole cultivation

medium by aeration and, therefore, illuminate the photobioreactor internally in a more homogeneous

way. The power supply shall be done wirelessly by near field resonant inductive coupling.

The basic condition for this novel internal illumination system is the proof that the microorganisms of

interest are not influenced by the electromagnetic field. This could be shown for all investigated

species (Chlamydomonas reinhardtii, Arthrospira platensis, Porphyridium pupureum,

Chromochloris zofingiensis, Physchomitrella patens) regarding the maximal growth rate, achieved cell

dry weight and if possible product formation for the applied electromagnetic field (f = 178 kHz,

B = 0.8-2.6 mT).

A further challenge was the development of the Wireless Light Emitters. This could be achieved by

mostly automated production of the electronic part by using SMD components. To protect the

electronics from the surrounding cultivation media it is encapsulated in two transparent hollow semi-

spheres made of polycarbonate and assembled by ultrasonic welding. The possibility to sterilize the

Wireless Light Emitters via steam as well as the low susceptibility to biofouling could be

demonstrated.

The scalability of the novel internal illumination system could be shown by cultivations of

C. reinhardtii in bubble columns with different diameters from 50 to 300 mm, which all achieved the

same biomass productivities. This was not the case for externally illuminated photobioreactors. The

optimization was done by changing the reactor system from the bubble column to an airlift reactor.

The separation into riser and downcomer led to a homogeneous distribution of the Wireless Light

Emitters along the reactor height and reduced the mechanical stress on filamentous organisms

(A. platensis und P. patens), which occurred in the bubble columns. Furthermore, the changed reactor

system favored the coplanar alignment of the Wireless Light Emitters towards the electromagnetic

field and, therefore, improved the efficiency. In another step the spectral light composition was

optimized for C. reinhardtii and the results were applied to the novel system by producing red and

blue Wireless Light Emitters.

The achieved results show the potential of the developed internal illumination system and enable

further research regarding the production of high value compounds from microalgae.

Wertprodukte aus Mikroalgen, Cyanobakterien und pflanzlichen Suspensionskulturen

1

1. Wertprodukte aus Mikroalgen, Cyanobakterien und pflanzlichen

Suspensionskulturen Aus der biologischen Vielfalt von Mikroalgen ergibt sich eine facettenreiche Zusammensetzung ihrer

Biomasse. Dies birgt ein enormes Potential zur Entdeckung verschiedener Produkte von

kommerziellem Interesse [1]. Bereits produzierte oder im Forschungsstadium befindliche Substanzen,

die potentiell von industriellem Interesse sind, lassen sich nach ihrem Wert in low-, mid- oder high-

value Produkte unterteilen. Zu den niederpreisigen Produkten zählt beispielsweise Biodiesel, der aus

lipidreichen Algen gewonnen werden kann. Unter dem Begriff neutraceuticals werden wenig

weiterverarbeitete Gesamtbiomassepräparate aus beispielsweise der Grünalgenspezies Chlorella oder

des Cyanobakteriums Arthrospira platensis (auch als Spirulina bekannt) zusammengefasst und vor

allem in Japan, Taiwan und Mexiko als Nahrungsergänzungsmittel mit positivem Einfluss auf die

Gesundheit vertrieben [2, 3].

In den Bereich der mid-value Produkte fallen vor allem natürliche Pigmente wie β-Carotin,

Astaxanthin oder Lutein. β-Carotin ist eines der ersten Produkte, das im kommerziellen Maßstab aus

der Mikroalge Dunaliella salina gewonnen wurde und von der bestehenden Marktstruktur der

chemisch synthetisierten Variante profitieren konnte [1]. Das natürliche β-Carotin aus Mikroalgen

macht etwa 20-30% des Weltmarkts aus, wird aber nach und nach durch alternative biotechnologische

Produktionsverfahren verdrängt [1, 4].

Zu den high-value Produkten zählen vor allem mehrfach ungesättigte Fettsäuren wie γ-Linolensäure,

Arachidonsäure, Eicosapentaensäure und Docosahexaensäure. Diese sind für den Menschen essentielle

Fettsäuren und haben daher einen Markt im Bereich der functional foods oder

Nahrungsergänzungsmittel [1]. PUFAs aus Mikroalgen können als deren Primärproduzenten das

vielfach eingesetzte Fischöl ersetzen und so nicht nur einen ökologischen Beitrag leisten, sondern auch

die Sicherheit gegenüber der Anreicherung persistenter organischer Verunreinigungen in Fischöl

erhöhen [5].

Viele Mikroalgen und Cyanobakterien sind in der Lage sowohl intra- als auch extrazelluläre

Polysaccharide herzustellen, die potentielle pharmazeutische Anwendung finden können, wie von De

Jesus Raposo et al. (2015) zusammengefasst. Mit dem Cyanobakterium A. platensis kann

beispielsweise das sogenannte Calcium-Spirulan gewonnen werden, welches antivirale Eigenschaften

gegenüber dem Herpes simplex Virus Typ 1 besitzt [7]. Am Lehrstuhl für Bioverfahrenstechnik der

Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg wurden viele Spezies auf ihr antibakterielles und

~virales Potential hin untersucht. Diese zeigen die Bandbreite der möglichen bioaktiven

Substanzklassen, die aus ihnen gewonnen werden kann [8, 9].

Neben der Herstellung natürlicher Produkte bieten sich Mikroalgen, Cyanobakterien oder pflanzliche

Suspensionskulturen auch als Expressionssystem für rekombinante Proteine an [10, 11]. Durch das

wenig komplexe Kultivierungsmedium lassen sich hier Kosten gegenüber mikrobiellen oder tierischen

Produktionssystemen einsparen. Eukaryotische Mikroalgen oder pflanzliche Suspensionskulturen sind

fähig, die hergestellten Proteine im Gegensatz zu prokaryotischen Expressionssystemen post-

translational zu modifizieren. Sie kombinieren somit sowohl die Vorteile prokaryotischer

Produktionssysteme (günstiges Kultivierungsmedium) als auch die tierischer Systeme (post-

translationale Modifikation) miteinander [12, 13]. Weiterhin minimiert sich die Gefahr der

Kontamination der rekombinant erzeugten Produkte mit Humanpathogenen im Vergleich zu tierischen

Expressionssystemen durch die deutlich reduzierte Verwandtschaft zwischen Produktions- und

Anwendungsorganismus [14, 15].

Voraussetzungen und Hürden der Kultivierung und deren technische Umsetzung

2

2. Voraussetzungen und Hürden der Kultivierung und deren technische

Umsetzung

2.1. Biologische und verfahrenstechnische Aspekte der Kulturführung

Die wesentlichen Parameter zur Kultivierung von Mikroalgen sind der pH-Wert, die Temperatur, die

Zusammensetzung des Kulturmediums, ausreichend Kohlenstoffdioxid, eine effiziente Entfernung des

entstehenden Sauerstoffs und das Licht [16 – 18].

Da Einflussgrößen wie der pH-Wert und die Kultivierungstemperatur keinen Unterschied zur

klassischen Biotechnologie darstellen und somit auf langjährige Erfahrung bestehende Steuer- und

Regelungstechnik zurückgegriffen werden kann, soll an dieser Stelle nicht näher darauf eingegangen

werden.

2.1.1. Zusammensetzung der Kulturmedien für Mikroalgen

Der Nährstoffbedarf von Mikroalgen wird im Wesentlichen von 21 verschiedenen Elementen

abgedeckt, welche sich in Makro- und Mikroelemente unterteilen lassen [19]. Diese sind in Tabelle 1

zusammengefasst. Zusätzlich können weitere Substanzen wie Vitamine und Phytohormone in

Mikroalgenmedien enthalten sein.

Tabelle 1: Übersicht der von Algen benötigten Mikro- und Makroelemente, deren Konzentrationsbereich im Medium sowie die Elementarzusammensetzung der Biomasse (nach [20]).

Element Konzentrations- größenordnung

im Medium

Zusammensetzung der Biotrockenmasse in µg·mg-1

Ma

kro

ele

me

nte

C

g·L-1

175-650

N 10-140

P 0,5-33

K 1-75

Ca 0-80

Mg 0,5-75

S 1,5-16

Na 0,4-47

Cl )*

Mik

roele

me

nte

Fe

mg·L-1

0,2-34

Mn 0,02-0,24

Zn 0,005-1

B 0,001-0,25

Si 0-230

Mo

µg·L-1

0,0002-0,001

I )*

Ni )*

V )*

Co 0,0001-0,2

Cu 0,006-0,3

Se ng·L-1 )*

)* nicht ausreichend Informationen verfügbar

Kohlenstoff wird dem Medium in der Regel als Kohlenstoffdioxid kontinuierlich über die Begasung

zugeführt. In wenigen Fällen werden organische Kohlenstoffquellen hinzugesetzt, wenn eine

photomixo- oder heterotrophe Kulturführung angestrebt wird. Jedoch sind nicht alle Mikroalgen in der

Lage auf diese Weise zu wachsen oder ihre entsprechenden Wertprodukte herzustellen [16, 21]. Daher

wird hier lediglich auf die photoautotrophe Kultivierung eingegangen. Der Eintrag des

Kohlenstoffdioxids wird später im Detail behandelt.

Auf die Elemente Wasserstoff und Sauerstoff als Bestandteil des Mediums und der Biomasse wird an

dieser Stelle verzichtet, da diese im Fall des Wasserstoffs direkt aus dem Wasser und im Fall des

Sauerstoffs u.a. aus dem Kohlenstoffdioxid stammen.


3

Neben Ausnahmen wie der Fixierung von molekularem Stickstoff aus der Luft bei manchen

Cyanobakterien oder der Verwendung von Aminosäuren als Stickstoffquelle wird hauptsächlich

Ammonium und Nitrat zur Stickstoffversorgung herangezogen [22]. Von diesen beiden ist

Ammonium die bevorzugte Quelle, da dessen Aufnahme und Assimilierung weniger Energie

verbraucht und direkt in organische Verbindungen eingebaut werden kann. Alle anderen

anorganischen Stickstoffverbindungen müssen erst reduziert werden und werden über Ammonium als

Zwischenstufe assimiliert [22 – 24].

In den Zellen ist Stickstoff nach Kohlenstoff das am häufigsten vorkommende Element und macht

typischerweise zwischen 5 und 10% der Biotrockenmasse aus [20]. Neben Nukleinsäuren (DNA,

RNA), Pigmenten (Phycobiliproteine, Chlorophyll) dient es hauptsächlich dem Aufbau von

Aminosäuren und daraus Proteinen [22, 24].

Obwohl Ammonium aus energetischer Sicht Vorteile gegenüber Nitrat als Stickstoffquelle hat, wird in

synthetischen Medien trotzdem meist letzteres verwendet. Dies hat sowohl chemische, biologische als

auch verfahrenstechnische Gründe.

Ammonium liegt mit einem pKS-Wert von 9,25 bei 25 °C im Gleichgewicht mit Ammoniak vor. Der

pKS-Wert sinkt mit steigender Temperatur, was dazu führt, dass bei geringeren pH-Werten der freie

Ammoniak die dominante Spezies darstellt.

NH4+ +OH−

pK𝑆,𝑁𝐻4

+=9,25

↔ NH3 +H2O

Die Lage des Gleichgewichts bei verschiedenen pH-Werten ist in Abbildung 2 dargestellt. Bei pH-

Werten über 8 liegen signifikante Anteile freien Ammoniaks vor, welche über einem pH-Wert von

9,25 den Anteil der Ammoniumionen übersteigen.

Abbildung 2. Ammonium – Ammoniak – Gleichgewicht in Abhängigkeit des pH-Wertes bei 25 °C [22].


4

Die biologische Problematik ergibt sich aus der Toxizität von Ammoniak auf Mikroalgen ab

Konzentrationen von 25 µM bis 2 mM [25, 26]. Zudem beeinflusst er den Ablauf der Photosynthese

negativ und trägt zu Induktion der Photoinhibierung des PS II bei [27]. Nitrat hingegen zeigt in

Konzentrationen bis 100 mM keine toxischen Effekte [28]. Verfahrenstechnisch problematisch ist die

Tatsache, dass das frei vorliegende Ammoniak im Gegensatz zum Ammonium über die Begasung mit

Luft ausgestrippt werden kann und zu einem schleichenden Verlust der Stickstoffquelle führt [29].

Diese Hürden gelten allerdings nur für pH-Werte über 8, wie Abbildung 2 zeigt.

Neben Stickstoff stellt Phosphor ein weiteres wichtiges Makroelement als Bestandteil von

Algenmedien dar. Dieses ist für die Synthese von Nukleinsäuren und Phospholipiden von Bedeutung

und spielt im Energiestoffwechsel eine entscheidende Rolle [30]. Dihydrogenphosphat (H2PO4-) und

Hydrogenphosphat (HPO42-) stellen dabei die bevorzugte Phosphorquelle dar, da Phosphat (PO4

3-) nur

unter Energieverbrauch aufgenommen werden kann [24]. Die Verfügbarkeit des Phosphors muss

durch geeignete Komplexierung von Polyvalenten Kationen bzw. durch den pH-Wert und die

Anpassung der Konzentrationen gewährleistet und ein Präzipitieren verhindert werden [31, 32].

Schwefel ist ebenso ein essentielles Makroelement und spielt eine wichtige Rolle bei der Herstellung

von schwefelhaltigen Aminosäuren wie Cystein und Methionin. Des Weiteren ist es in die Synthese

von Sulfolipiden für die Zellmembran, von Vitaminen wie Biotin und Thiamin sowie dem Coenzym A

involviert [33, 34]. Der Großteil der Mikroalgenspezies nimmt Schwefel in Form des Sulfats (SO42-)

durch aktive Transporter auf und reduziert es, bevor es in organische Komponenten eingebaut wird

[22, 24, 34]. Andere Formen, wie Sulfide, können toxisch wirken, jedoch gibt es durchaus Spezies, die

ihren Schwefelbedarf aus anderen Quellen wie Methionin, Cystein, Hydrogensulfoxylat (HSO2-) oder

Sulfoxylat (SO22-) decken können [24, 35].

Neben den genannten Makroelementen stellt auch eine Reihe von Mikroelementen einen wichtigen

Bestandteil von Mikroalgenmedien dar. Sie spielen eine große Rolle als Co-Faktoren für verschiedene

Stoffwechselwege und werden nur in geringen Konzentrationen benötigt (vgl. Tabelle 1). Aufgrund

ihrer teilweise toxischen Wirkung ist ein Überschuss im Kulturmedium zu vermeiden [36].

Mikroelemente können verschiedene Komplexe mit sowohl anorganischen als auch organischen

Verbindungen eingehen, sodass deren Bioverfügbarkeit das kritische Kriterium ist [24].

Eisen ist, anhand der Menge bemessen, das wichtigste Mikroelement für Mikroalgen [37]. Es ist

wegen seines Redoxpotentials und der Rolle in der Elektronentransportkette der Photosynthese von

besonderer Bedeutung für Mikroalgen [38]. In wässrigen, leicht alkalischen Lösungen neigen

Eisenionen zum Ausfällen als Eisen-(III)-oxidhydroxid (FeO(OH)) und stehen somit nicht nur den

Mikroalgen nicht mehr zur Verfügung, sondern adsorbieren auch weitere, mitunter wichtige

Mikroelemente [24]. Um dies zu verhindern, wird das Eisen mit organischen Liganden (z.B. EDTA)

komplexiert. So stellt sich ein Gleichgewicht zwischen der komplexierten, nicht bioverfügbaren und

der freien Form ein, die von den Algen aufgenommen werden kann [39]. Die Lage des Gleichgewichts

wird aufgrund des Photoreduktionszyklus des Eisenchelats durch Licht verschoben (vgl. Abbildung 3).

Der Zyklus wird durch Lichtabsorption des EDTA-Eisen-Komplexes induziert und führt zur

Reduktion des Eisen-(III)- zum Eisen-(II)-Ion und dem oxidierten Liganden. Das Eisen-(II)-Ion kann

direkt an den Eisentransporter binden oder durch Sauerstoff wieder zum Eisen-(III)-Ion oxidiert

werden und dann an den Transporter binden. Überschüssige Eisen-(III)-Ionen können wieder mit

EDTA komplexieren und sind so vor unerwünschten Fällungen geschützt. Somit kann die

Eisenaufnahme der Zellen durch die Erhöhung der biologisch verfügbaren Eisenkonzentration erhöht

werden [39].


5

Abbildung 3: Zyklus der Photoreduktion von Eisenchelaten [39]. Ligand (L), oxidierte Form (ox), Eisentransporter (FeT), Cytochrom (Cyt), Eisen-Schwefel-Komplex (FeS).

2.1.2. Kohlenstoffdioxid – Massentransfer

Der Kohlenstoffanteil stellt mit 0,45 bis 0,8 den Hauptbestandteil von Algenbiomasse dar und wird

vorwiegend in den anorganischen Formen des Kohlenstoffdioxids aufgenommen [18, 22]. In

wässrigen Systemen bildet sich ein pH-abhängiges Gleichgewicht zwischen den verschiedenen CO2

Spezies aus, welches bestimmt, auf welche Art und Weise der anorganische Kohlenstoff in die

Mikroalgenzelle gelangt (vgl. Abbildung 4).

𝐶𝑂2(𝑎𝑞) + 𝐻2𝑂 ↔ 𝐻2𝐶𝑂3 ↔ 𝐻+ +𝐻𝐶𝑂3− ↔ 2𝐻+ + 𝐶𝑂3

2−

Die Kohlenstoffaufnahme erfolgt entweder aktiv oder passiv. Kohlenstoffdioxid (CO2), welches

unterhalb von pH-Werten von 6,3 als dominante Spezies vorliegt, kann passiv über Diffusion in die

Zellen aufgenommen werden, oder aber mittels aktiver Transportsysteme. Zwischen pH 6,3 und 10,3

liegt überwiegend das Hydrogencarbonat (HCO3-) vor und kann nur aktiv aufgenommen werden.

Jedoch kann es mittels der Carboanhydrase in CO2 und OH- umgewandelt werden, welches dann

wiederum sowohl passiv als auch aktiv aufgenommen werden kann. Der aktive Transport von CO2 ist

deutlich schneller und energetisch vorteilhaft gegenüber der aktiven Aufnahme von HCO3- [40, 41].

Stöchiometrisch ist der CO2 Bedarf von Mikroalgen bei 1,85 gCO2·gBiomasse-1 oder höher, was zum

Beispiel bei einer Biomassekonzentration von 1 g·L-1 und einer spezifischen Wachstumsrate von 1 d-1

zu notwendigen Kohlenstoffdioxid-Transferrate (CTR) von 1,85 g·L-1·d-1 führt [18]. Für die meisten

Mikroalgenspezies genügt eine reine Oberflächenbegasung nicht aus, da der

Konzentrationsunterschied aufgrund der geringen CO2 Konzentration in der Atmosphäre zu gering ist

[22, 42]. Um diese Limitierung zu überwinden, wird aktiv begast und somit die Phasengrenzfläche

zwischen Kulturmedium und Luft erhöht. Die Zuluft zusätzlich mit CO2 angereichert um den

Konzentrationsunterschied zu erhöhen [18, 22].


6

Abbildung 4: CO2-Puffersystem und Mechanismen der Aufnahme des anorganischen Kohlenstoffs. Df: Diffusion, AT: aktiver Transport, CA: Carboanhydrase, Ph: Phosphorylierung [22].

2.1.3. Anforderungen an das Licht für photoautotrophe Mikroorganismen

Licht im Wellenlängenbereich zwischen 380 und 750 nm dient als Energiequelle für autotrophe

Mikroalgen und wird in der Photosynthese zur Herstellung organischer Moleküle benötigt. Die

Lichtenergie wird durch Chlorophyll, welches sich im energetischen Grundzustand (S0) befindet,

absorbiert und regt dieses abhängig von der Energie des Photons auf den ersten (S1) oder den zweiten

(S2) Anregungszustand an. Im Fall von energiereichen Photonen (λ < 450 nm) wird das Chlorophyll

auf S2 angeregt, wonach es unter Dissipation oder Fluoreszenz auf S1 fällt. Schwächer energetische

Photonen (450 ≤ λ ≤ 700 nm) regen das Chlorophyll direkt nur auf den S1 Zustand an. Ausgehend von

S1 kann die Energiedifferenz zu S0 entweder für photochemische Prozesse genutzt werden, ein

Triplett-Zustand erreicht werden, der zu Photooxidation führen kann, oder aber ebenfalls unter

Dissipation und Fluoreszenz in den Grundzustand zurückkehren [16].

Abbildung 5: Schematische P-I-Kurve für Mikroalgen. IC: Lichtkompensation, IS: Lichtsättigung, Ih: Photoinhibierung (nach [16])


7

Die Abhängigkeit der Photosyntheserate von der Intensität der Beleuchtung ist in Abbildung 5

schematisch dargestellt. Der erste Bereich unterhalb der Nulllinie der Photosyntheserate bei sehr

geringen Lichtstärken wird von der Kompensationslichtstärke IC begrenzt. In diesem Bereich findet

zwar Photosynthese statt, deren Anteil ist aber kleiner als der der Zellatmung. Bei der Lichtstärke IC ist

die Netto-Photosyntheserate (P) gerade Null. Der lineare Anstieg von P bei Lichtintensitäten größer IC

wird an der Sättigungsintensität IS begrenzt und wird als lichtlimitierter Bereich bezeichnet. Die

Photosyntheserate hängt also direkt mit der Lichtintensität zusammen und Folgereaktionen sind nicht

limitierend. Bei Lichtstärken größer als IS steigt die Photosyntheserate nicht weiter an, da hier die

Photosysteme gesättigt sind. Bei weiterer Zunahme der Lichtintensität kommt es zur Photoinhibierung

(Ih) und damit zu einer Abnahme der Photosyntheserate.

In Mikroalgensuspensionen nimmt die lokale Lichtintensität mit steigendem Abstand von der

beleuchteten Oberfläche stark ab. Eine mathematische Beschreibung dieses Phänomens kann stark

vereinfacht durch das Lambert-Beer’sche Gesetz erfolgen, führt aber in der Praxis zu Abweichungen

von der Realität, gerade bei hohen Zelldichten [43, 44]. Da die Lichtabschwächung neben der

Absorption von Licht durch Chlorophyll oder anderen Pigmenten (vgl. oben), zum anderen aber auch

von der Streuung von Licht an der Oberfläche der Zellen abhängt, werden meist empirische Modelle

zur Beschreibung der Lichtverteilung in Mikroalgensuspensionen herangezogen [43, 45].

Abstand von der beleuchteten Oberfläche x (mm)

0 10 20 30 40 50 60 70

Lic

htt

ran

sm

issio

n T

(%

)

0

25

50

75

100

0.36 g·l-1

0.56 g·l-1

0.77 g·l-1

0.98 g·l-1

1.57 g·l-1

2.06 g·l-1

2.47 g·l-1

2.92 g·l-1

Abbildung 6: Abhängigkeit der Lichttransmission von der Biotrockenmasse und dem Abstand zur beleuchteten Oberfläche (eigene Messungen [46, 47]

Somit wird deutlich, dass Licht ein entscheidender Parameter für die Kultivierung von phototrophen

Mikroorganismen ist, da es bei zu hohen Intensitäten die Photosynthese inhibiert (siehe Abbildung 5),

auf der anderen Seite aber stark von den Mikroalgen absorbiert und gestreut wird (siehe Abbildung 6),

sodass zu dessen Ausgleich eine beliebige Erhöhung der Lichtintensität nicht sinnvoll ist. Weiterhin

liegt das Licht als wichtigster Prozessparameter durch die starke Absorption und Streuung inhomogen

innerhalb der Mikroalgensuspension vor.


8

Neben der Lichtquantität spielt dessen Qualität ebenso eine wichtige Rolle. Aus photochemischer

Sicht wird nur rotes Licht im Wellenlängenbereich zwischen 680 und 700 nm benötigt, um

Chlorophyll vom Grundzustand S0 in den angeregten S1 Zustand zu bringen [48]. Eine Verwendung

von energiereicherem Licht erscheint auf den ersten Blick wenig sinnvoll, da dies nicht nötig ist, um

den S1 Zustand zu erreichen und dissipiert wird (vgl. oben, Anregung auf S2 Zustand durch blaues

Licht). Nichtsdestotrotz zeigen viele Studien, dass rotes Licht alleine nicht für optimales Wachstum

von phototrophen Mikroorganismen ausreicht und Licht anderer Wellenlängenbereiche regulatorische

Aufgaben besitzt [49]. Blaues Licht, beispielsweise, führt zur Induktion der Carboanhydrase-Aktivität

in der Grünalge Chlamydomonas reinhardtii, sowie zur Hochregulierung der Phytoenesynthase und

~desaturase, die in die Carotinoidsynthese involviert sind [50, 51]. Abhängig von der

Pigmentzusammensetzung des phototrophen Mikroorganismus kann auch grünes Licht zur

Photosynthese beitragen, da es über akzessorische Pigmente wie β-Carotin, Astaxanthin oder Lutein

und Phycobilliproteine wie Phycoerythrin oder ~cyanin absorbiert wird und zur Anregung von

Chlorophyll in den S1 Zustand genutzt wird.

Es kann also zusammengefasst werden, dass zur Kultivierung von phototrophen Mikroorganismen

abhängig vom pH-Wert des Mediums auf die Art der Stickstoffquelle geachtet werden muss, eine

ausreichende Versorgung mit CO2 und ein Austrag von überschüssigem O2 erfolgen muss, sowie im

Besonderen der Lichteintrag in Form von dessen Quantität und Qualität entscheidend ist. Die ersten

beiden Anforderungen unterscheiden sich nicht wesentlich von der klassischen Biotechnologie und

stellen bei der Kultivierung von Mikroalgen nur selten Limitierung dar. Der Lichteintrag hingegen ist

der entscheidende Unterschied zur Kultivierung heterotropher Organsimen und bedarf als wichtigster

und limitierender Faktor besonderer Berücksichtigung bei der Auslegung von

photobiotechnologischen Kultivierungssystemen.

2.2. Kultivierungssysteme für phototrophe Mikroorganismen

Die technische Umsetzung der in 2.1 dargestellten Anforderungen an die Kultivierung von

phototrophen Mikroorganismen kann in verschiedenen Systemen erfolgen. Eine mögliche Einteilung

der Kultivierungssysteme ist die in offene und geschlossene Systeme. Offene Systeme sind nicht von

der Umgebung abgetrennt und interagieren zwangsläufig mit dieser, wohingehen geschlossene

Systeme räumlich gegenüber ihrer Umwelt abgetrennt sind und somit losgelöst von dieser variabel

gestaltet werden können. Nichtsdestotroz wird einer Großteil der weltweit produzierten

Mikroalgenbiomasse in offenen Systemen erzeugt [18]. Diese sind kostengünstig, simpel gestaltet und

zeichnen sich durch geringe Betriebskosten aus [52]. Demgegenüber stehen Nachteile wie der

schlechte Stofftransport, eine hohe Wasserevaporation und mangelnde Temperierung. Entscheidender

Nachteil offener Systeme ist das hohe Kontaminations-risiko das die Produktion von

Hochwertprodukten deutlich erschwert [53, 54]. Geschlossene Systeme hingegen bieten Vorteile

hinsichtlich der Sterilisierbarkeit, dem gesteigerten Stofftransport und der höheren Prozesskontrolle.

Dadurch können höhere Biomassekonzentration erreicht werden, was sich positiv auf das Downstream

auswirkt [55, 56]. Die Beleuchtung geschieht entweder künstlich oder natürlich und in der Regel von

außen über eine transparente Reaktoroberfläche aus Glas oder Kunststoff. Auf den Spezialfall der

internen Beleuchtung von Photobioreaktoren wird in Kapitel 2.3 näher eingegangen. Auf die

Beschreibung natürlich beleuchteter Systeme soll an dieser Stelle verzichtet werden, da diese kaum

zur sinnvollen Produktion von Hochwertprodukten unter Beachtung behördlicher Regularien

eingesetzt werden können. Die wesentliche Einteilung der geschlossenen Photobioreaktoren erfolgt

gemäß ihrer Geometrie in flat-plate-, Blasensäulen- oder Röhrenreaktoren (vgl. Abbildung 7). Diese

zeichnen sich alle durch relativ geringe Schichtdicken von 2,5 bis maximal 10 cm aus und haben somit

ein Verhältnis von beleuchteter Oberfläche zu Volumen von etwa 80 – 120 m²·m³ um der in Kapitel

2.1.3 beschriebenen Problematik der Selbstabschattung entgegen zu wirken.


9

Abbildung 7: Einteilung geschlossener Photobioreaktoren nach Posten [18] in flat-plate- (Links), Blasensäulen- (Mitte) und Röhrenreaktoren (Rechts).

Zu diesen grundlegenden Photobioreaktoren gibt es auch eine Reihe von Sonderformen. Diese sollen

durch geschickte Strömungsführung und statische Einbauten die Turbulenz im Reaktor erhöhen und so

einen ständigen Wechsel kleiner Volumenelemente von den beleuchteten Randzonen des Reaktors zu

den schlechter beleuchteten Zonen ermöglichen.

Das grundlegende Problem dieser Reaktoren ist, dass ein scale-up mit A/V = idem nur durch eine

modulare Erweiterung, also ein numbering-up, möglich ist.


10

2.3. Interne Beleuchtung von Photobioreaktoren

Um die in 2.1 dargestellte Problematik des Lichteintrags in Photobioreaktoren und die sich daraus

ergebenden Hürden für ein scale-up zu überwinden, wurden verschiedene Möglichkeiten einer

internen Beleuchtung entwickelt. Die grundlegende Idee interner Beleuchtung ist das notwendige

Licht nicht extern durch eine transparente Reaktorwand in das Reaktionsmedium einzubringen,

sondern dies mittels lichtemittierender Strukturen zu realisieren. Hierdurch entfällt die Einschränkung

der Reaktorgeometrie auf geringe Schichtdicken um ein hohes Oberfläche-zu-Volumenverhältnis zu

erreichen und eröffnet die Möglichkeit etablierte Reaktortypen zur Kultivierung von phototrophen

Mikroorganismen zu verwenden.

Interne Beleuchtungssysteme lassen sich in zwei Gruppen unterteilen: Reaktoren mit internen

lichtleitenden Strukturen und solchen mit internen Lichtquellen (vgl. Abbildung 8). Erstere sind durch

ein lichtsammelndes Bauteil außerhalb des Reaktionsraums gekennzeichnet, in welches sowohl

natürliches als auch künstliches Licht eingekoppelt werden kann. Über Lichtleiter wird das

eingekoppelte Licht in den Reaktor zu einem oder mehreren Lichtverteilern geleitet, von welchen es in

das Reaktionsmedium emittiert wird. Diese Dreiteilung in Kollektor, Leiter und Emitter muss nicht

immer klar voneinander getrennt sein, sondern kann ineinander übergehen. Eine weitere Unterteilung

geschieht anhand der Gestaltung der Emitter, welche durch seitlich abstrahlende Lichtwellenleiter,

lichtemittierende Platten oder andere lichtemittierende Strukturen spezifiziert sein kann.

Systeme, die auf internen Lichtquellen basieren, zeichnen sich im Gegensatz zu oben beschriebenen

internen Beleuchtungen durch eine oder mehrere tatsächlich im Reaktor befindliche Lichtquelle/-n

aus. Deren weitere Klassifizierung kann anhand der Art der Lichtquelle (z.B. Fluoreszenzlampe,

Halogenlampe, LEDs) erfolgen.

Auf konkrete Anwendungsbeispiele verschiedener intern beleuchteter Photobioreaktoren wird an

dieser Stelle verzichtet und auf eine detaillierte Übersicht in [57] verwiesen.

Abbildung 8: Einteilung von intern beleuchteten Photobioreaktoren nach der Art der verwendeten lichtemittierenden Elemente

Da alle Arten der internen Beleuchtung einen gewissen Raum einnehmen, reduziert sich das

tatsächlich der Kultivierung zur Verfügung stehende Volumen. Dieser Anteil des Volumenverlusts ε

kann wie folgt beschrieben werden

Photobio-reaktoren

extern beleuchtet

intern beleuchtet

interne Lichtquellen

interne Lichtleiter

optische Strukturen

optische Platten

optische Fasern


11

𝜀 =𝑉𝑙𝑖𝑐ℎ𝑡𝑒𝑚𝑖𝑡𝑡𝑖𝑒𝑟𝑒𝑛𝑑𝑒 𝐸𝑙𝑒𝑚𝑒𝑛𝑡𝑒

𝑉𝑙𝑖𝑐ℎ𝑡𝑒𝑚𝑖𝑡𝑡𝑖𝑒𝑟𝑒𝑛𝑑𝑒 𝐸𝑙𝑒𝑚𝑒𝑛𝑡𝑒 + 𝑉𝐾𝑢𝑙𝑡𝑢𝑟

Somit lässt sich die Güte eines intern beleuchteten Reaktors durch das Oberfläche-zu-

Volumenverhältnis bezogen auf den Volumenverlust ε beschreiben.

Java

nm

ard

ian &

Pals

son (1991)

Mats

unga e

t al.

(1991)

An &

Kim

(2000)

Jaco

bi &

Post

en (2013)

Xue e

t al.

(2013)

Ogbonna e

t al.

(1995)

Suh &

Lee (2001)

Suh &

Lee (2003)

Abe

leu

chte

t·V

Kultur-1

·-1

(m

2·m

-3)

0,0

1,0x103

2,0x103

3,0x103

4,0x103

5,0x103

6,0x103

Abbildung 9: Vergleich verschiedener intern beleuchteter Photobioreaktoren anhand ihres Oberfläche-zu-Volumenverhältnisses bezogen auf den Volumenverlust durch die lichtemittierenden Elemente. Reaktoren mit lichtleitenden Strukturen (graue Balken). Reaktoren mit internen Lichtquellen (schwarze Balken).

2.4. Künstliche Lichtquellen für Photobioreaktoren

Auch wenn mit der natürlichen Sonneneinstrahlung eine kostengünstige Lichtquelle für die

Kultivierung von photoautotrophen Organismen zur Verfügung steht, birgt diese in mancherlei

Hinsicht gewisse Nachteile. Die Intensität und das Spektrum des Sonnenlichts an sich können nur

bedingt verändert werden, es hat einen gewissen Infrarot- und UV-Anteil und steht vor allem nicht

ständig zur Verfügung. Aus diesen Gründen wird zu Gunsten der Prozessstabilität besonders bei der

Produktion von high-value Produkten auf künstliche Lichtquellen zurückgegriffen. Diese bieten die

Vorteile der ständigen Verfügbarkeit, Kontrolle der Lichtintensität und ermöglichen die Variation des

Emissionsspektrums. Die gängigsten Lichtquellen sind in Tabelle 2 zusammengefasst. Entscheidende

Kriterien für die Wahl einer Lichtquelle zur Kultivierung von phototrophen Organismen sind deren

Emission im photosynthetisch aktiven Bereich, die Energiedissipation sowie deren Lebensdauer und


12

Kosten. Abhängig vom jeweiligen (Prozess-)Ziel kann es somit unterschiedliche optimale Lichtquellen

geben. So kann beispielsweise die Energiedissipation von Lichtquellen genutzt werden, um an anderer

Stelle Energie für die Temperierung des Kulturmediums zu sparen.

Tabelle 2: Übersicht verschiedener künstlicher Lichtquellen und derer Eigenschaften (nach [16]).

Lichtquelle Emission im Bereich 400-700 nm

Energiedissipation in Wärme

Lebensdauer Kosten

Glühbirne 4,3 % sehr hoch 750-2.000 h gering

Halogenlampe 3,6 % hoch 3.000-4.000 h gering

Fluoreszenzlampe 45,7 % gering 10.000 h 10x höher als Glühbirnen

Gro-Lux Fluoreszenzlampe

56,8 % gering 15.000 h 3-10x höher als Glühbirnen

LED 87,6-98,4 % sehr gering 35.000-50.000 h 2-10x höher als Fluoreszenzlampen

Die Rolle von LEDs zur Beleuchtung von Photobioreaktoren nimmt aktuell stark zu, da sie viele

Vorteile gegenüber anderen Lichtquellen bieten und die Kosten durch die hohe Nachfrage abnehmen.

Zu den wesentlichen Vorteilen von LEDs zählen der hohe Anteil der photosynthetisch aktiven

Strahlung an der Gesamtstrahlung, die hohe Auswahl an verschiedenen monochromatischen Modellen,

die vergleichsweise geringe Wärmedissipation und die geringe Baugröße [58].

Problemstellung, Lösungsansatz und Herausforderungen

13

3. Problemstellung, Lösungsansatz und Herausforderungen

3.1. Problemstellung

Die in 2.1 dargestellte Problematik der Skalierbarkeit von Photobioreaktoren und die nur teilweise

zufriedenstellenden Lösungen aus 2.3 haben ihren Ursprung letztendlich in der Tatsache, dass Licht

nicht mischbar ist. Dies grenzt die Photobiotechnologie klar von der klassischen Biotechnologie ab,

bei der die Substrate meist chemischer Natur sind und somit die Möglichkeit besteht, sie im

Kulturmedium zu lösen, zu dispergieren oder zu suspendieren. Dieses Grundproblem der

Photobiotechnologie ist aufgrund des Wellencharakters von Licht nicht lösbar, jedoch kann es

durchaus reduziert werden, indem hinreichend kleine Lichtquellen entwickelt werden, die sich frei im

Kultivierungsmedium verteilen lassen. Somit kann es möglich werden, die geometrischen

Limitierungen von Photobioreaktoren zu überwinden und ein System zu entwickeln, das eine

Maßstabsvergrößerung unabhängig von der Reaktorgeometrie zulässt. Zudem würde ein solches

System eine homogenere und damit effizientere Beleuchtung des gesamten Photobioreaktors

ermöglichen.

3.2. Lösungsansatz mittels drahtloser Energieübertragung

Um kleine und suspendierbare Lichtquellen zur dynamischen internen Beleuchtung von

Photobioreaktoren zu entwickeln, müssen diese drahtlos mit Energie versorgt werden. Fest integrierte

Energiespeicher wie Batterien oder Akkus scheiden aus, da diese nach einer endlichen Zeit ggfs.

demontiert und aufgeladen werden müssen. Zudem ist die Energiedichte dieser Speicher relativ gering,

sodass sich entweder die Ladeintervalle verkürzen, oder das Volumen der Energiespeicher

vergleichsweise groß sein muss. Weiterhin ist die zulässige Temperaturobergrenze der genannten

Speicherelemente mit etwa 50° C zu gering und würde die gängige thermische Sterilisation mittels

Naßdampf ausschließen.

Folglich muss die notwendige Energie instantan nach der Übertragung verbraucht werden und daher

auch ständig zugeführt werden. Dies kann mittels drahtloser Energieübertragung geschehen, welche

sich gemäß ihrer Art und Weise der Energieübertragung im Wesentlichen in drei Kategorien einteilen

lässt:

- Kapazitive Kopplung

- Ultraschall basierte Energieübertragung

- Induktive Kopplung

Kapazitive Kopplung beruht auf der Übertragung von Energie mittels eines wechselnden elektrischen

Felds zwischen zwei Metallplatten, die zusammen einen Kondensator bilden. Der Abstand zwischen

den beiden Platten stellt die Strecke der drahtlosen Energieübertragung dar. Da das elektrische Feld

zwischen beiden Platten kaum streut, ist die Übertragung sehr gerichtet und bietet sich daher für

medizinische Anwendungen an, da Störungen anderer elektrischer Geräte nahezu ausgeschlossen sind

[59]. Zur Überwindung größerer Distanzen sind aufgrund des steigenden Plattenabstandes hohe

Spannungen nötig. Daher ist diese Art der Energieübertragung auf sehr kurze Übertragungsstrecken

von wenigen Millimetern und geringe Leistungen beschränkt [59 – 61].

Drahtlose Energieübertragung mittels Ultraschall basiert auf der Anregung eines piezoelektrischen

Elements durch Schallwellen einer bestimmten Frequenz. Die Länge und die Frequenzkonstante des

piezoelektrischen Elements geben eine bestimmte Resonanzfrequenz vor. Im Resonanzfall stimmen

Resonanzfrequenz und Schallfrequenz überein und durch den piezoelektrischen Effekt wird eine

Spannung erzeugt die verschiedene Lasten mit Energie versorgen kann [62]. Anwendung findet diese

Art der Energieübertragung beispielsweise in der Medizin, da Ultraschallwellen relativ sicher sind und

keine Auswirkungen auf andere elektromagnetische Geräte haben [60]. Zha et al. (2010) stellte


14

beispielsweise ein System zur Energieversorgung eines implantierten Biosensors mit einer Leistung

von 21,4 nW vor.

Ein ähnliches Problem, wie die in Kapitel 2.1.3 beschriebene Selbstabschattung von Mikro-

algensuspensionen und der damit verbundenen reduzierten Lichtverfügbarkeit, existiert auch für viele

andere photochemische Reaktionen, zum Beispiel bei der UV-Behandlung von Abwässern. Hayashi et

al. (2010) entwickelte sogenannte dispersed-type sonocatalysts, die ebenfalls mittels Ultraschall mit

Energie versorgt werden. Diese bestehen aus vier UV-LEDs und einem piezoelektrischen Element

dessen Resonanzfrequenz bei 176 kHz liegt. Der photochemisch und sonolytisch unterstütze Abbau

von Methylenblau mittels TiO2 in einer wässrigen Lösung konnte durch den Einsatz von zehn

dispersed-type sonocatalysts um über 13% gesteigert werden, verglichen mit einer statischen

Beleuchtung und Ultraschallbehandlung. Der elektrische Leistungseintrag ist mit 160 W für ein

Volumen von 500 mL relativ hoch und zeigt den geringen Wirkungsgrad dieses Systems. Die

Anwendung Ultraschall basierter Energieübertragung zur internen Beleuchtung von Photobioreaktoren

ist nicht zuletzt dadurch eingeschränkt, dass eine gängige Aufschlussmethode von biologischem

Material auf Ultraschall beruht und somit mit einer Schädigung der Mikroalgen zu rechnen ist.

Die induktive Kopplung ist eine weitere Möglichkeit der drahtlosen Energieübertragung. Hierbei fließt

ein Wechselstrom durch eine Primärspule und erzeugt damit ein wechselndes elektromagnetisches

Feld. In einer Empfängerspule, die sich in diesem Feld befindet, wird dadurch eine Spannung

induziert, welche von einem Verbraucher genutzt werden kann [64]. Um die geringe Effizienz der rein

induktiven Energieübertragung zu erhöhen, werden nicht nur zwei Spulen miteinander gekoppelt,

sondern zwei Schwingkreise [65]. Dieser ist durch das Einbringen eines Kondensators in Reihe oder

parallel zur jeweiligen Spule gekennzeichnet und bildet gemäß der Thomsonschen

Schwingungsgleichung eine Resonanz bei einer bestimmten Frequenz aus.

𝑓𝑟𝑒𝑠 =1

2𝜋√𝐿𝐶

Stimmen die Resonanzfrequenz des primären Schwingkreises und des sekundären Schwingkreises

überein, wird die Energie deutlich effizienter übertragen [66]. Aus den Möglichkeiten der rein

induktiven, der eines Reihen- und der eines Parallelschwingkreises für sowohl die Primär- als auch die

Sekundärseite ergeben sich neun Topologien eines Systems zur drahtlosen Energieübertragung mittels

induktiver Kopplung. Die nicht-kompensierten, also rein induktiven Varianten, zeichnen sich zwar

durch eine einfachere Bauweise aus, sind aber wie bereits beschrieben ineffizienter. Die Wahl der

Kompensierung auf Sende- bzw. Empfängerseite hängt stark von der individuellen Anwendung ab.

Sekundärseitige Reihenkompensation führt zur Charakteristik einer Spannungsquelle, wohingegen

eine Parallelkompensation zu einer Stromquellencharakteristik führt. Primärseitig wird ein

Reihenschwingkreis verwendet, um die Primärspannungen auf einem handhabbaren Niveau zu halten,

Serienschwingkreise werden genutzt, um hohe Primärströme zu erreichen [67, 68]. Die Effizienz der

induktiven Energieübertragung hängt maßgeblich von der Kopplung der Sende- mit den

Empfängerspulen ab als auch von den Gütefaktoren der verwendeten Spulen [69, 70].

Neben bereits etablierten Anwendungen wie dem drahtlosen Laden elektrischer Zahnbürsten oder der

Energieversorgung von Cochlea-Implantaten wird vor allem im medizinischen Bereich an potentiellen

Anwendungen geforscht. Hier zeichnet sich das Prinzip der drahtlosen Energieübertragung durch den

Wegfall von limitierten Energiespeichern und durch die reduzierte Infektionsgefahr durch perkutane

Anschlüsse aus [64]. In der Erforschung befinden sich beispielweise endoskopische Kapseln, die zur

gerichteten Untersuchung des Magens genutzt werden können (siehe Abbildung 10 B) oder die

drahtlose Energieversorgung von Herzschrittmachern [64, 71].


15

Ein ebenfalls zur Behandlung von Abwässern mittels UV-Licht entwickeltes System stellt Kuipers et

al. (2012) vor. Hier wird ein Rohrreaktor mit einem Außendurchmesser von 20 cm mit

Sendespulenpaketen umwickelt, die im Inneren des Rohrs ein wechselndes elektromagnetisches Feld

erzeugen. Das von unten in den Reaktor eindringende Abwasser fluidisiert mehrere, mit je einer UV-

LED versehene Empfängerspulen, die drahtlos mit Energie versorgt werden und den

Reaktorinnenraum gleichmäßig mit UV-Licht bestrahlen (siehe Abbildung 10 A).

Den beschriebenen Beispielen der drahtlosen Energieübertragung ist gemein, dass die Ausrichtung der

Empfängerspule zur Sendespule koplanar sein muss, damit die Energie am effizientesten übertragen

werden kann. Um diesen Nachteil zu überwinden, verwendet Carta et al. (2009) drei Empfängerspulen

in dem drahtlos betriebenen Endoskop, die orthogonal zueinander ausgerichtet sind. Dadurch befindet

sich stets eine der drei Spulen koplanar zur Sendespule und eine ständige Energieversorgung wird

ohne zusätzliches Speicherelement möglich (siehe Abbildung 10 B).

Eine weitere Herausforderung ist die Reichweite der drahtlosen Energieübertragung mittels induktiver

Kopplung. Bei den meisten Anwendungen sind sowohl die Sende- als auch die Empfängerspule

vergleichsweise flach, da diese, wie zum Beispiel im Fall medizinischer Anwendungen implantiert,

oder im Fall des drahtlosen Ladens von elektrischen Geräten platzsparend verbaut werden müssen. Die

Energieübertragung erfolgt über die geometrischen Abmessungen der koplanaren Spulen hinweg,

wobei sich die Kopplung der Spulen mit steigendem Abstand deutlich verringert und somit auch die

Effizienz der Energieübertragung abnimmt [72].

Abbildung 10: System zur Abwasseraufbereitung bestehend aus Sendespulen um einen Rohrreaktor (1) und mehreren

Empfängerspulen mit UV-LED (2), die induktiv mit Energie versorgt werden (A) ([73]). Miniaturisiertes, frei steuerbares

Endoskop zur gerichteten Magenuntersuchung (B) [71]).

Die beiden vorgestellten Konzepte von Carta et al. (2009) und Kuipers et al. (2012) haben bei ihrer

Anwendung die Möglichkeit, die Empfängerspule/-n innerhalb der Sendespule zu verwenden, sodass

im Idealfall die Kopplung jeder Empfängerspule zur Primärspule unabhängig von der Position

konstant ist. Somit können gerade bei einer großen Anzahl von Empfängerspulen auch größere

Durchmesser für die Sendespule ermöglicht werden, ohne die Effizienz signifikant zu verschlechtern

[74].


16

Im Falle der drahtlosen Energieversorgung von kleinen Lichtquellen für die Beleuchtung von

Photobioreaktoren bietet sich also die Methode der induktiven Kopplung an, da hier nennenswerte

Leistungen übertragen werden können. Der Reaktor kann wie bei Kuipers et al. (2012) mit der

Primärspule ausgestattet werden, sodass die Energieübertragungseffizienz hoch gehalten werden kann,

da sich dann alle Empfänger innerhalb der Sendespule befinden.

3.3. Herausforderungen

Die Herausforderung besteht in der Überprüfung der Biokompatibilität des zur Energieübertragung

genutzten elektromagnetischen Felds, einer ersten Machbarkeitsprüfung und der Entwicklung eines

Verfahrens zur Herstellung der Wireless Light Emitter. Ferner soll die Skalierbarkeit des internen

Beleuchtungssystems überprüft und mit einer externen Beleuchtung verglichen werden. Abschließend

wird eine Optimierungsstrategie sowohl von elektrotechnischer als auch biologischer und

verfahrenstechnischer Seite entwickelt und überprüft.

Material und Methoden

17

4. Material und Methoden

4.1. Verwendete phototrophe Mikroorganismen und Zellkulturen

Für die Arbeiten wurden die in Tabelle 3 dargestellten Mikroorganismen und Zellkulturen verwendet.

Die Zusammensetzung der Kultivierungsmedien ist im Anhang unter Kapitel 9.1 zu finden.

Tabelle 3: Übersicht der verwendeten Mikroorganismen und Zellkulturen

Name Bezugsquelle Bezeichnung Kultivierungs-medium

Chlamydomonas reinhardtii WT137c Invitrogen (USA) TP

Chlamydomonas reinhardtii cc400 pC1-JR17 300-6

Lehrstuhleigne Transformante (Juliane Richter)

TAP

Arthrospira platensis National Institute for Enivironmental Studies (NIES, Japan)

N-39 Spirul

Porphyridium purpureum Sammlung von Algenkulturen Göttingen (SAG, Deutschland)

1380-1f ASW (2)

Chromochloris zofingiensis Sammlung von Algenkulturen Göttingen (SAG, Deutschland)

211-14 Arnon

Physchomitrella patens Lehrstuhl f. Zellbiologie, AG Kost, Dr. LeBail

(FAU Erlangen, Deutschland) mod. Knop

Synechocystis spec. Sammlung von Algenkulturen Göttingen (SAG, Deutschland)

51.79 BG-11

4.2. Prozessbegleitende analytische Methoden

- Bestimmung der optischen Dichte

Die optische Dichte wird mittels eines Spektralphotometers (SPECORD 210, Fa. Analytik Jena) und

Kunststoffküvetten (Fa. Sarstedt, REF 67.742, Polystyrol) bei einer Wellenlänge von 750 nm

bestimmt. Um im linearen Bereich der optischen Dichte zu messen, wird ggfs. mit 0,9 % (w/w)-iger

NaCl-Lösung verdünnt. Diese Lösung wird auch als Referenz verwendet.

- Bestimmung der Biotrockenmasse

Zur Bestimmung der Biotrockenmasse wurden je dreimal 10 oder 20 ml der Probe in gewogene

Glasröhrchen gegeben und bei 4000 rpm für 10 min zentrifugiert. Nach Abpipetieren des

Kulturüberstandes wurden die Glasröhrchen 24 h bei 100 °C getrocknet und nach dem Abkühlen im

Exsikkator zurückgewogen. Die Biotrockenmassekonzentration berechnet sich aus der

Massendifferenz und dem zugehörigen Volumen. Für C. reinhardtii wurde eine Korrelation der

optischen Dichte bei 750 nm und der zugehörigen Biotrockenmassekonzentration erstellt und zu deren

Bestimmung eingesetzt.

- Bestimmung der Zellzahl

Die Zellzahl wird mittels einer Neubauer – Kammer (Länge und Breite eines Großquadrates: 0,02 cm,

Tiefe: 0,01 cm) bestimmt. Ggfs. wird mit 0,9 %-iger NaCl-Lösung verdünnt. Die Bestimmung der

Zellzahl erfolgt mikroskopisch (Axiolab, Fa. Zeiss). Über das bekannte Volumen der ausgezählten

Kammern kann die Zellzahl in einem Milliliter Algensuspension errechnet werden.

Zellen

ml=

Mittelwert (gezählte Zellen)

gezählte Großquadrate ∙ 0,02cm ∙ 0,02cm ∙ 0,01cm∙ Verdünnungsfaktor


18

- Bestimmung des pH-Werts

Der pH-Wert wird mit einem pH-Meter (MP 220, Fa. Mettler Toledo) und der zugehörigen Sonde

(InLab® Pro, Fa. Mettler Toledo) bestimmt.

- Bestimmung des Phycocyanin und Phycoerythrin Gehalts

Die quantitative Bestimmung von Phycocyanin und Phycoerythrin basiert auf der photometrischen

Methode nach Bennett & Bogorad (1973). Gefrorene Biomasse wird in der Kugelmühle

aufgeschlossen und in Phosphatpuffer (0,01 M Natriumphosphat, 0,15 M NaCl, pH 7) resuspendiert.

Nach 4 h in Dunkelheit bei 4 °C wurde die Probe erneut zentrifugiert und der Überstand bei 562, 615

und 652 nm im Photometer vermessen. Die jeweiligen Konzentration berechnen sich zu:

𝑐𝑃𝐶(𝑚𝑔 ∙ 𝑙−1) =

[𝑂𝐷615 − (0,474 ∙ 𝑂𝐷652)]

5,34

𝑐𝐴𝑃𝐶(𝑚𝑔 ∙ 𝑙−1) =

[𝑂𝐷652 − (0,208 ∙ 𝑂𝐷615)]

5,09

𝑐𝑃𝐸(𝑚𝑔 ∙ 𝑙−1) =

[𝑂𝐷562 − (2,41 ∙ 𝑐𝑃𝐶) − (0,849 ∙ 𝑐𝐴𝑃𝐶)]

9,62

- Bestimmung des Gesamtproteingehalts im Kulturüberstand

Die Bestimmung des Gesamtproteingehalts im Kulturüberstand basiert auf dem colometrischen

Roti®-Quant universal Kit mittels Biuret-Reaktion. Die genaue Durchführung ist dort nachzulesen.

Zur Kalibrierung wurde bovines Serum Albumin (BSA) verwendet, sodass die ermittelte

Proteinkonzentration als äquivalente BSA-Konzentration zu sehen ist. Als Blindwert wurde das

entsprechende Kulturmedium verwendet.

4.3. Elektrotechnische Methoden

- Bestimmung der magnetischen Flussdichte

Die magnetische Flussdichte wird mit Hilfe einer Prüfspule und eines Oszilloskops ermittelt. Durch

das zeitveränderliche Magnetfeld wird in der Spule eine Spannung induziert, die mit Hilfe des

Oszilloskops gemessen werden kann.

Aus dem Induktionsgesetz leitet sich durch Umformen folgende Formel ab, mit welcher aus der

induzierten Spannung die magnetische Flussdichte berechnet werden kann.

𝐵 =𝑈

2𝜋 ∙ 𝑓 ∙ 𝑛 ∙ 𝐴

Die Prüfspule besteht aus n = 14 Windungen und hat eine Querschnittsfläche A von 1 cm². Die

Ergebnisse mit der Prüfspule können auf kleinere Festinduktivitäten mit Ferritkern umkalibriert

werden, um höhere örtliche Auflösungen und eine höhere Sensitivität zu erreichen.

- Bestimmung der Induktivität und der Kapazität

Induktivitäten und Kapazitäten wurden mit einem handheld LCR-Meter (Modell 2170, Fa. Peaktech)

bestimmt. Die Frequenz während der Messung betrug, wenn nicht anders angegeben, 100 kHz. Für

Messungen bei verschiedenen Frequenzen wurde das LCR-Meter der Firma Agilent (Modell 4284A)

verwendet.


19

- Methode zur Optimierung der Wireless Light Emitter

Zur Optimierung der Wireless Light Emitter hinsichtlich der Wahl der Empfängerspule wird ein

Versuchsaufbau verwendet, der aus einem Sendeschwingkreis besteht, in dessen Sendespule (L1)

mittig eine Vertiefung zur Fixierung der verschiedenen Empfängerspulen (L2) angebracht ist (siehe

Abbildung 11). Ein Koax-Kabel führt von der Empfängerspule zu einem Steckbrett, auf dem

entsprechend der Induktivität der Empfängerspule die passenden Kondensatoren (C2) eingesetzt

werden können. Von dort führt ein Anschluss zu der zu untersuchenden LED, welche in einem

Adapter für den planaren Lichtsensor (LiCOR LI190) fixiert ist. Durch Ändern der Amplitude am

Signalgenerator des Sendeschwingkreises lässt sich die magnetische Flussdichte an der Position der

Empfängerspule einstellen. So können für verschiedene Empfängerspulen Abhängigkeiten der

resultierenden LED Lichtstärke von der magnetischen Flussdichte aufgenommen und verglichen

werden.

Abbildung 11: Schematischer Messaufbau zur Optimierung der Empfängerspule der Wireless Light Emitter.

- Bestimmung der elektrischen Leistungsaufnahme

Zur Bestimmung der elektrischen Leistungsaufnahme wird im Falle der externen Beleuchtung ein

Wattmeter (Fa. REV Ritter GmbH) zwischen das Stromnetz und die Lichtquelle als Verbraucher

geschaltet und die entsprechende Leistungsaufnahme abgelesen.

Im Fall der internen Beleuchtung kann die Leistungsaufnahme an verschiedenen Stellen gemessen

werden. Die Leistungsaufnahme des Verstärkers (Model 1140 LA, Fa. RF Power Amplifier) wird

ebenfalls mittels des Wattmeters bestimmt. Die Wirkleistung am Ausgang des Verstärkers wird mittels

eines Oszilloskops (Rhode & Schwarz Hameg HM01024) bestimmt. Die Spannung am

Verstärkerausgang wird mit Hilfe des eines Spannungstastkopfs (Testec HVP-15HF 1000:1)

bestimmt, der fließende Strom mit Hilfe einer Stromzange (Aim I-Prober 520). Die erhaltenen zeitlich

aufgelösten Werte für Spannung U(t) und Strom I(t) lassen sich am Oszilloskop zur Leistung P(t)

multiplizieren. Der zeitliche Mittelwert der Funktion P(t) stellt die Wirkleistung am Verstärkerausgang

dar.


20

4.4. Weitere Messmethoden

- Bestimmung der photosynthetisch aktiven Photonenflussdichte

Die Lichtintensität wird mittels eines sphärischen Lichtsensors (Fa. Walz, US-SQS/L, ULM-500)

bestimmt. Im Fall externer Beleuchtung wird dieser in den mit Wasser gefüllten Reaktor getaucht und

so die Lichtstärke gemessen. Bei interner Beleuchtung wird das Messsignal mit einer Rate von 100 s-1

aufgenommen und über einen Zeitraum von 60 s gemittelt.

- Bestimmung der Leitfähigkeit von wässrigen Lösungen

Die Leitfähigkeit von wässrigen Lösungen wurde mittels einer Leitfähigkeitssonde (Cond 340i, Fa.

WTW) bestimmt.

- Bestimmung der Flüssigkeitsgeschwindigkeit im Riser und Downcomer

Um die Flüssigkeitsgeschwindigkeit im Riser bzw. dem Downcomer eines Airlift Reaktors zu messen,

wird eine rote Polypropylenkugel (d = 10 mm, ρ = 1020 kg·m-3) als Tracer verwendet und im Reaktor

beobachtet. Mittels Stoppuhr wird die Zeit zum Zurücklegen einer bekannten Strecke (Länge des

Leitrohrs l = 0,8 m) gemessen und somit die Geschwindigkeit ermittelt. Um Messungenauigkeiten zu

minimieren wird die Messung für einen Betriebspunkt zehnmal durchgeführt und das arithmetische

Mittel sowie die Standardabweichung gebildet. Die ermittelten Geschwindigkeiten müssen durch

Messung der Sedimentationsgeschwindigkeit des Tracers im unbegasten Zustand korrigiert werden.

4.5. Verwendete Photobioreaktoren

- Blasensäule – DN50 (Photobioreaktor Sceening Modul)

Die Blasensäule besteht aus einem Glaszylinder (QVF®) mit 50 mm Innendurchmesser und einer

Höhe von 500 mm. Boden und Deckel sind aus Edelstahl gefertigt und mittels Gegenflansch fixiert.

Die Abdichtung geschieht mittels EPDM Flachringen. Die Begasung erfolgt von unten durch eine Ein-

Loch-Düse mit einem Durchmesser von 1 mm. Die Temperierung wird durch eine Kühlschlaufe

ermöglicht.

- Blasensäule – DN150

Die 15 l Blasensäule besteht aus einem Glasrohr (QVF®) mit einem Innendurchmesser von 150 mm

und einer Höhe von 1000 mm. Die Kopf- und Bodenplatte besteht aus POM und ist mittels eines

Gegenflansches (POM) fixiert. Die Abdichtung erfolgt ebenfalls durch EPDM Flachringe. An der

Bodenplatte ist eine Glaskühlschlaufe angebracht. Die Begasung wird durch eine Glassinterplatte mit

40 mm Durchmesser gewährleistet.

- Blasensäule – DN300

Die 30 l Blasensäule ist analog zur 1 l Blasensäule aufgebaut. Der Innendurchmesser ist jedoch

300 mm. Die Begasung erfolgt durch eine 3 mm Ein-Loch-Düse von unten.

- Airlift Reaktor – DN150

Die Modifikation der 15 l Blasensäule durch den Einbau eines konzentrischen Leitrohrs (Polycarbonat,

5 mm Wandstärke) mit 110 mm Innendurchmesser und 800 mm Länge führt zum Airlift Reaktor. Das

Leitrohr ist 50 mm oberhalb der Bodenplatte angebracht. Somit ergibt sich um unbegasten Zustand ein

Flächenverhältnis des Riser zum Downcomer von 1,49.


21

Im Fall interner Beleuchtung sind die Reaktoren mit Spulen aus HF-Litze (RUPALIT V155, Rudolf

Pack GmbH & Co. KG) umwickelt. Tabelle 4 und Abbildung 12 zeigen die Bespulung im Detail. Bei

externer Beleuchtung werden die Reaktoren durch warmweiße LED-Streifen (Fa. Temtop, 60

LEDs/m, SMD 5050) beleuchtet.

Tabelle 4: Bespulung der verwendeten Photobioreaktoren. Spulenposition vom Reaktorboden aus gemessen. *)1 jeweils in Reihe geschaltet.

Spule

1-L Blasensäule 30-L Blasenäule 15-L Blasensäule / Airlift

Reaktor

Position (mm)

Induktivität L (µH)

Position (mm)


Position (mm)


1 40

70*)1

70 823 130 920*)1

2 80 160 885 190

3 120 260 881 250 945*)1

4 160 340 908 310

5 200 - - 370 935*)1

6 240 - - 430

7 280 - - 500 946*)1

8 320 - - 560

9 360 - - 630 945*)1

10 400 - - 690

11 440 - - 740 915*)1

12 - - - - 900

Abbildung 12: Schematische Zeichnung der 1-L Blasensäule (A), 30-L Blasensäule (B), 15-L Blasensäule (C) und des 15-L Airlift Reaktors. Für den Fall der internen Beleuchtung ist die Bespulung eingezeichnet, im extern beleuchteten Fall gilt der gleiche Aufbau ohne Spulen. Alle Bemaßungen in Millimeter.


22

Abbildung 13 zeigt den schematischen Aufbau für den Betrieb der 15-L Blasensäule mit interner

Beleuchtung. Ausgehend vom Stromnetz wird dem Verstärker (RF Power Amplifier Modell 1140 LA)

von einem Funktionsgenerator (Keysight 33220A, 1-Kanal, 20MHz) ein Sinussignal mit der Frequenz

f = 180 kHz vorgegeben. Durch Variation der Amplitude des Sinussignals wird die Ausgangsleistung

des Verstärkers bestimmt. Um die parasitäre Kapazität der Reaktorbespulung klein zu halten, werden

einzelne Segmente aus jeweils einer Induktivität mit etwa 1000 µH und einer entsprechenden

Kapazität (Plattenkondensatoren, Fa. Otto Schubert GmbH) in Reihe geschaltet. Zur Abstimmung des

Schwingkreises auf die Resonanzfrequenz der WLE und der Frequenz des Funktionsgenerators wird

ein variabler Drehkondensator verwendet.

Abbildung 13: Schematischer Aufbau für den Betrieb der 15-L Blasensäule mit interner Beleuchtung


23

4.6. Methode zur Untersuchung des Einflusses elektromagnetischer Felder auf

phototrophe Mikroorganismen und Zellkulturen

Da die drahtlose Energieversorgung der WLE auf resonanter induktiver Nahfeldkopplung basiert, sind

die Mikroorganismen innerhalb eines auf diese Art beleuchteten Reaktors ständig einem wechselnden

Magnetfeld ausgesetzt. Um einen eventuellen Effekt des wechselnden Magnetfelds auf verschiedene

phototrophe Mikroorganismen und Pflanzenzellkulturen zu untersuchen, werden Kultivierungen in

einem modifizierten Photobioreaktor Screening Modul durchgeführt. Hierzu wird der Glaszylinder mit

insgesamt elf Spulen aus HF-Litze (RUPALIT V155, Rudolf Pack GmbH & Co. KG) zu je sieben

Windungen mit einem Abstand von 30 mm umwickelt (L = 70 µH) und in Reihe zu einem

(C = 11,17 nF) Kondensator geschaltet. Durch Anschließen einer Signalgenerator- und

Verstärkerschaltung (siehe Anhang) wird ein wechselndes Magnetfeld mit einer Frequenz von

f = 180 kHz erzeugt.

Abbildung 14: Aufbau zur Untersuchung des Einflusses wechselnder elektromagnetischer Felder auf phototrophe Mikroorganismen und Zellkulturen. Links: Photobioreaktor Screening Modul mit Helmholtz-Spulen zur Erzeugung eines wechselnden Magnetfelds umwickelt. Rechts: Kontroll-Reaktor mit schwarzer Folie teilweise abgedunkelt.

Die Verteilung des Magnetfelds in einem mit VE-H2O gefüllten Reaktor auf Höhe der mittleren Spule

und zwischen zwei Spulen anhand von 16 Messpunkten ist in Abbildung 15 dargestellt und zeigt eine

Bandbreite der magnetischen Flussdichte von 0,8 bis 2,6 mT. Zwischen den Spulen ist das Magnetfeld

relativ homogen ausgeprägt, da sich die Felder der beiden angrenzenden Spulen überlagern,

wohingegen auf Spulenhöhe ein stärkeres, aber inhomogeneres Feld ausgebildet ist.


24

Abbildung 15: Verteilung des wechselnden Magnetfelds (f = 180 kHz) über den Reaktorquerschnitt auf Höhe einer Spule (links) und zwischen zwei Spulen (rechts). Messpositionen (●). Glättung durch Origin 9.0 (Faktor zur Erhöhung der Gesamtpunktzahl 1000, Parameter zum Glätten 0,0001).

Die beschriebene Spulenanordnung ermöglicht eine externe Beleuchtung des Reaktors, da nur ein

geringer Teil der Reaktoroberfläche verdeckt wird. Die Glaszylinder der Reaktoren, die als Kontrolle

dienen, werden mittels schwarzer Folien an den gleichen Stellen abgeklebt, sodass in beiden

Reaktorgruppen die gleichen Abschattungsverhältnisse herrschen. Mit diesem Messaufbau werden

parallel vier Kultivierungen durchgeführt, wovon jeweils zwei dem Magnetfeld ausgesetzt sind und

zwei weitere als Kontrolle dienen.

4.7. Charakterisierung der Wireless Light Emitter

- Bestimmung der Dichteverteilung

Zur Charakterisierung der Wireless Light Emitter werden im Wesentlichen drei Faktoren untersucht.

Zum einen wird die Dichteverteilung einer Stichprobe (N = 100) bestimmt, da diese maßgeblich für

eine gleichmäßige Verteilung im Reaktionsmedium ist. Hierzu wird eine pneumatische Wanne mit

500 g destilliertem Wasser bekannter Temperatur gefüllt. Mit einer Pinzette werden 100 Wireless

Light Emitter unter das Wasser getaucht, ohne dass sich Luftblasen an der WLE anhaften. Die

auftreibenden WLE werden aus der pneumatischen Wanne entnommen und gezählt. Nach Entnahme

einer bestimmten Masse Wasser aus der pneumatischen Wanne wird die gleiche Masse einer

wässrigen Lösung mit 50 g·kg-1 Natriumchlorid hinzugegeben und vermischt. Die nun auftreibenden

WLE werden wieder abgenommen und gezählt. Dieser Vorgang wird so oft wiederholt, bis alle WLE

aufgestiegen sind. Anhand der bekannten Dichte des destillierten Wassers und der Natriumchlorid-

Lösung können die resultierenden Mischungsdichten bestimmt werden und somit eine

Dichteverteilung der WLE erstellt werden.

- Einfluss des Autoklavierens

Der Einfluss des Autoklavierens der WLE wird anhand einer Stichprobe (N = 20) ermittelt. Hierzu

wird je eine WLE in ein Glasröhrchen mit 5 ml destilliertem Wasser gegeben und insgesamt fünfmal

autoklaviert. Vor dem ersten Autoklavieren und nach jedem Autoklaviergang wird die Masse der

WLE bestimmt.

Zusätzlich wird der Einfluss des Autoklavierens auf die Lichtstärke überprüft. Ein opaker PVC-

Zylinder ist mit einer Senkbohrung versehen, sodass die WLE dort platziert werden kann. Der

Zylinder ist mit einem Sendeschwingkreis, bestehend aus einer Spule und einem entsprechenden

Kondensator, umwickelt und an eine Signalgenerator-Verstärker-Schaltung angeschlossen. Somit kann

die WLE in diesem Messaufbau drahtlos in Betrieb genommen werden und die Lichtintensität kann

direkt an der Oberfläche mittels des planaren Lichtsensors (LiCOR LI190) bestimmt werden. Dies

Bestimmung der WLE Verteilung im Reaktor

25

wird ebenfalls vor dem ersten und nach jedem Autoklaviergang mit derselben Stichprobe (N = 20)

durchgeführt.

4.8. Bestimmung der WLE Verteilung im Reaktor

Um Aussagen über die Verteilung der WLE entlang der Reaktorhöhe zu machen, wurde sich die

Tatsache zunutze gemacht, dass Luftspulen ihre Induktivität ändern, sobald sich ferromagnetisches

Material in ihrem Kern befindet. Abbildung 16 (rechts) zeigt exemplarisch das Durchlaufen eines

WLE-Schwarms durch eine Luftspule L1 mit den Zeitpunkten t1 (unterhalb der Spule), t2 (innerhalb

der Spule) und t3 (oberhalb der Spule). Auf der linken Seite ist schematisch der zugehörige Verlauf der

Induktivität für die verschiedenen Zeitpunkte dargestellt. Befindet sich der WLE-Schwarm innerhalb

der Luftspule, so steigt deren Induktivität an. Dies ist abhängig von der Anzahl der WLE.

Abbildung 16: Methode zur Bestimmung der WLE Verteilung im Reaktor. Durchlaufen einer Sendespule L1 von einem WLE-Schwarm (links). Induktivität der Sendespule L1 zu den verschiedenen Zeitpunkten tn.

Auf das vorliegende Reaktorsystem übertragen ergibt sich durch die Anordnung mehrerer

Spulenpakete auf verschiedenen Höhen die Möglichkeit, die relative Änderung der Induktivität der

einzelnen Spulen Ln │z = zn zu bestimmen und somit eine halbquantitative Aussage über die WLE-

Verteilung entlang der Reaktorhöhe z zu treffen.

Da sich die WLE im Betrieb nicht wie in Abbildung 16 schematisch dargestellt als plug-flow durch

den Reaktor bewegen, ergibt sich bei der Messung keine zeitliche, aber eine örtliche Auflösung ihrer

Position. Durch Vorheriges bestimmen der Induktivitäten Ln │z = zn des gefüllten und begasten Reaktors

ohne WLE ergibt sich folgender Zusammenhang

(𝐿𝑛,𝑊𝐿𝐸̅̅ ̅̅ ̅̅ ̅̅ ̅ − 𝐿𝑛,𝑏𝑙𝑖𝑛𝑑̅̅ ̅̅ ̅̅ ̅̅ ̅̅ )

𝐿𝑛,𝑏𝑙𝑖𝑛𝑑̅̅ ̅̅ ̅̅ ̅̅ ̅̅~𝑁𝑊𝐿𝐸

Die Messung erfolgt bei 100 kHz mit Hilfe der zugehörigen Software und der maximalen sampling

rate von 1 Hz.

Optimierung der Lichtqualität

26

4.9. Optimierung der Lichtqualität

Zur Optimierung der Lichtqualität wurde ein Photobioreaktor Screening Modul kontinuierlich

betrieben. Die Verdünnungsrate D wurde zu 0,023 h-1 gewählt, um geringe Zelldichten und somit eine

gute Lichtdurchflutung zu gewährleisten. Die optische Dichte wurde online in einem Bypass gemessen

(biotronix GmbH), um das Erreichen eines Gleichgewichts festzustellen. Die Beleuchtung erfolgt

mittels vier RGB-LED Streifen (LED light rigid 15 RGB, Barthelme, Germany, λdom,red = 625 nm,

λdom,green = 525 nm, λdom,blue = 490 nm) von außen. Die Gesamtlichtstärke beträgt stets 100 µmol·m-2·s-1

und lediglich der Anteil an rotem, grünem und blauem Licht wurde variiert.

𝐼𝑡𝑜𝑡𝑎𝑙 = 𝐼𝑟𝑒𝑑 + 𝐼𝑔𝑟𝑒𝑒𝑛 + 𝐼𝑏𝑙𝑢𝑒 = 100 µ𝑚𝑜𝑙 · 𝑚−2 · 𝑠−1

100 % = 𝛼𝑟𝑒𝑑 + 𝛼𝑔𝑟𝑒𝑒𝑛 + 𝛼𝑏𝑙𝑢𝑒

Nach Erreichen eines Gleichgewichts wird aus dem Reaktorauslauf eine Probe gezogen und die

Biotrockenmasse bestimmt. Danach wird die Lichtzusammensetzung verändert und erneut auf das sich

einstellende Gleichgewicht gewartet.

Ergebnisse

27

5. Ergebnisse

5.1. proof of concept

Dieser Teil der Arbeit behandelt die Machbarkeit des entwickelten internen Beleuchtungssystems. Da

die drahtlose Energieversorgung der Wireless Light Emitter auf resonanter induktiver Kopplung im

Nahfeld basiert, wird ein eventueller Einfluss des dafür benötigten wechselnden elektromagnetischen

Felds auf verschiedene phototrophe Mikroorganismen untersucht. Zum anderen verursachen die im

Kulturmedium suspendierten WLE Stöße – sowohl untereinander als auch gegenüber der

Reaktorwand. Daher muss untersucht werden, inwiefern sich dies auf die kultivierten Organismen

auswirkt.

5.1.1. Einfluss wechselnder Magnetfelder auf phototrophe Mikroorganismen und

Zellkulturen

Um einen möglichen Einfluss des verwendeten elektromagnetischen Felds auf verschiedene

phototrophe Mikroorganismen zu untersuchen, wurden Kultiverungen in modifizierten

Photobioreaktor Screening Modulen durchgeführt. Hierbei sind je zwei Module über mehrere

Spulenpakete mit einem elektromagnetischen Feld beaufschlagt und zwei weitere dienen als Kontrolle.

Durch Abkleben der entsprechenden Flächen bei den Kontrollreaktoren wird eine gleiche beleuchtete

Reaktoroberfläche in beiden Reaktorgruppen erreicht. In Abbildung 17 bis Abbildung 22 ist der

Wachstumsverlauf der entsprechenden Kultivierungen dargestellt. Die Ergebnisse ergeben sich jeweils

aus den zusammengefassten Daten beider Kultivierungen der jeweiligen Versuchsgruppe mit oder

ohne Magnetfeld.

Die Wachstumskurven der beiden Gruppen des Cyanobakteriums A. platensis weichen im Rahmen der

Standardabweichungen nicht voneinander ab (siehe Abbildung 17). Dies wird sowohl durch die

Wachstumsraten von 0,0332 ± 0,0061 h-1 im Magnetfeld bzw. 0,0297 ± 0,0045 h-1 in der

Kontrollgruppe, als auch durch die erreichten Biotrockenmassekonzentrationen von 3,478 ± 0,242 g·l-1

bzw. 3,214 ± 0,367 g·l-1 bestätigt. Die Phycocyaninbildung erreicht unter dem Einfluss des

Magnetfelds eine maximale Produktivität von bis zu 0,65 ± 0,05 mg·l-1·h-1 und in der

Kontrollkultivierung 0,62 ± 0,01 mg·l-1·h-1. Bei beiden Gruppen wird nach 215 h eine maximale

Phycocyaninkonzentration von 94 mg·l-1 erreicht, die am Ende der Kultivierung in der Gruppe unter

Magnetfeldeinfluss auf 65 mg·l-1 und in der Kontrolle auf 30 mg·l-1 abfällt.

Das Wachstum und die Entwicklung der Phycoerythrinkonzentration der Rotalge P. purpureum mit

und ohne Einwirken des wechselnden Magnetfelds ist in Abbildung 18 dargestellt. Die spezifischen

Wachstumsraten weichen mit 0,0219 ± 0,0023 h-1 im Magnetfeld bzw. 0,0223 ± 0,0004 h-1 in der

Kontrollgruppe im Rahmen der Standardabweichung nicht voneinander ab. Zum Kultivierungsende

nach ca. 240 h ist bei der Kultivierung unter dem Einfluss des Magnetfelds eine

Biotrockenmassekonzentration von 3,294 ± 0,244 g·l-1 erreicht. Die Kontrollgruppe erreicht eine leicht

geringere Konzentration von 3,149 ± 0,168 g·l-1. Die maximal erreichten Phycoerythrinproduktivitäten

liegen in beiden Gruppen bei 0,56 ± 0,06 mg·l-1·h-1. Die Phycoerythrinkonzentration zum Zeitpunkt

der Ernte nach 233 h liegt bei der Kultivierung im Magnetfeld mit 122 ± 12 mg·l-1 etwas tiefer als bei

der Kontrolle nach 240 h mit 132 ± 13 mg·l-1.

Abbildung 19 zeigt den Verlauf der optischen Dichte während der Kultivierung der Grünalge

Chromochloris zofingiensis mit und ohne Einfluss des wechselnden Magnetfelds. Sowohl die

spezifischen Wachstumsraten von 0,0308 ± 0,0028 h-1 im Magnetfeld bzw. 0,0295 ± 0,0007 h-1 in der

Kontrollgruppe als auch die erreichten Biotrockenmassekonzentrationen nach ca. 550 h von

5,375 ± 0,756 g·l-1 bzw. 4,945 ± 0,573 g·l-1 zeigen im Rahmen der Standardabweichungen keinen

Unterschied beider Versuchsgruppen.

Ergebnisse

28

Das Moos Physchomitrella patens ist aufgrund seiner Anwendung als Expressionssystem für

rekombinante Proteine besonders interessant für die Anwendung des neuartigen Beleuchtungssystems.

Abbildung 20 zeigt den Verlauf der Biotrockenmassekonzentration mit und ohne Einfluss des

wechselnden Magnetfelds. In beiden Gruppen schließt sich an die Innokulation eine Lag-Phase von

70 h an, die mit einer linearen Biomassebildungsrate von 3,38 ± 0,42 mg·l-1·h-1 unter Einfluss des

Magnetfelds bzw. 3,68 ± 0,23 mg·l-1·h-1 in der Kontrollgruppe endet. Nach ca. 270 h wird eine

Biotrockenmassekonzentration von 0,740 ± 0,113 g·l-1 bzw. 0,803 ± 0,099 g·l-1 erreicht.

Kultivierungszeit tK (h)

0 50 100 150 200

optisch

e D

ich

te O

D7

50

nm

(-)

0,1

1,0P

hyco

cya

nin

ko

nze

ntr

atio

n c

PC (

mg·l

-1)

0

25

50

75

100

125

Abbildung 17: Kultivierung von Arthrospira platensis mit und ohne Magnetfeld. Optische Dichte: Kontrolle (○), mit Magnetfeld (●); Phycocyaninkonzentration: Kontrolle (□), mit Magnetfeld (■). Spirulina Medium, T = 30 °C, PPFD = 150 µmol·m-2·s-1, V̇ = 0,5 l·min-1, φCO

2 = 0,03.


0 50 100 150 200

optisch

e D

ich

te O

D7

50

nm

(-)

0,1

1,0

Ph

yco

ery

thrinko

nze

ntr

atio

n c

PC (

mg·l

-1)

0

25

50

75

100

125

150

175

Abbildung 18: Kultivierung von Porphyridium purpureum mit und ohne Magnetfeld. Optische Dichte: Kontrolle (○), mit Magnetfeld (●); Phycoerythrinkonzentration: Kontrolle (□), mit Magnetfeld (■). ASW (2) Medium, T = 25 °C, PPFD = 150 µmol·m-2·s-1, V̇ = 0,5 l·min-1, φCO

2 = 0,03.


0 100 200 300 400 500

optisch

e D

ich

te O

D7

50

nm

(-)

0,1

1,0

Abbildung 19: Kultivierung von Chromochloris zofingiensis mit und ohne Magnetfeld. Kontrolle (○), mit Magnetfeld (●). Arnon Medium, T = 25 °C, PPFD = 460 µmol·m-2·s-1 (ab tK = 192h PPFD = 690 µmol·m-2·s-1), V̇ = 0,5 l·min-1, φCO

2 = 0,03.


0 50 100 150 200 250

Bio

tro

cke

nm

asse

ko

nze

ntr

atio

n c

BT

M (

g·l

-1)

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

Abbildung 20: Kultivierung von Physcomitrella patens mit und ohne Magnetfeld. Kontrolle (○), mit Magnetfeld (●). Mod. Knop Medium, T = 25 °C, PPFD = 150 µmol·m-2·s-1, V̇ = 0,5 l·min-1,φCO

2 = 0,01.

Ergebnisse

29

Ein weiterer phototropher Mikroorganismus, der potentiell als Expressionssystem für rekombinante

Proteine in Betracht gezogen wird, ist die Grünalge Chlamydomonas reinhardtii. Abbildung 21 zeigt

den Verlauf der optischen Dichte während der Kultivierung des Wildtyps 137c unter dem Einfluss des

wechselnden Magnetfelds und der Kontrolle. Beide Wachstumskurven zeigen einen analogen Verlauf,

wobei die Kultur im Magnetfeld eine spezifische Wachstumsrate von 0,0408 ± 0,0021 h-1 und die

Kontrolle eine etwas niedrigere Wachstumsrate von 0,0376 ± 0,0028 h-1 erreicht. Die

Biotrockenmassekonzentrationen zum Erntezeitpunkt betragen 1,263 ± 0,054 g·l-1 bzw.

1,245 ± 0,040 g·l-1.

Abbildung 22 zeigt zum einen den Verlauf der optischen Dichte während der Kultivierung und zum

anderen auch den der Fluoreszenzintensität, die als Maß für das umgesetzte 4-Methyl-Umbelliferon

dient und somit auf die Bildung der β-Glucoronidase rückschließen lässt. Die spezifische

Wachstumsrate liegt bei der Kultur unter Einfluss des Magnetfelds bei 0,0654 ± 0,0059 h-1 und somit

nur geringfügig höher als bei der Kontrolle mit 0,0645 ± 0,0024 h-1. Die erreichte optische Dichte in

der stationären Phase liegt bei 3,913 ± 0,107 A.U. für die Kultivierung im Magnetfeld und bei

3,990 ± 0,213 A.U. für die Kontrolle. Die Fluoreszenzintensität steigt für beide Gruppen von

1,36·105 ± 3,58·104 A.U. wachstumsbegleitend an. Nach ca. 80 h wird ein Maximum von

3,11·106 ± 3,41·104 A.U. im Magnetfeld bzw. 2,57·106 ± 4,88·104 A.U. für die Kontrolle erreicht. In

der stationären Phase sinkt die Fluoreszenzintensität wieder stark ab.


0 50 100 150 200

optisch

e D

ich

te O

D7

50

nm

(-)

0,1

1,0

Abbildung 21: Kultivierung von Chlamydomonas reinhardtii WT137c mit und ohne Magnetfeld. Kontrolle (○), mit Magnetfeld (●). TP-Medium, T = 25 °C, PPFD = 150 µmol·m-2·s-1, V̇ = 0,5 l·min-1, φCO

2 = 0,03.


0 20 40 60 80 100

optisch

e D

ich

te O

D7

50

nm

(-)

0,1

1,0

Flu

ore

sze

nzin

ten

sitä

t I F

(A

.U.)

0,0

1,0x106

2,0x106

3,0x106

4,0x106

Abbildung 22: Kultivierung von Chlamydomonas reinhardtii cc400 pC1-JR17 300-6 mit und ohne Magnetfeld. Kontrolle (○), mit Magnetfeld (●). Fluoreszenzintensität IF (λex = 355 nm, λem = 460 nm) als Maß für den 4-Methyl-Umbelliferon Umsatz durch rekombinante β-Glucoronidase Kontrolle (□), mit Magnetfeld (■). TAP-Medium + Hygromycin B (25 µg·ml-1), T = 25 °C, PPFD = 150 µmol·m-2·s-1, V̇ = 0,5 l·min-1.

Die Ergebnisse der Untersuchung eines eventuellen Einflusses des für die drahtlose Energieversorgung

der Wireless Light Emitter notwendigen wechselnden elektromagnetischen Felds sind in Tabelle 5

zusammengefasst. Bei keinem der untersuchten phototrophen Mikroorganismen bzw. deren Produkten

sind signifikante Unterschiede zwischen den Kultivierungen mit oder ohne Magnetfeld zu erkennen.

Ergebnisse

30

Tabelle 5: Übersicht der erreichten spezifischen Wachstumsrate µ und der Biotrockenmassekonzentration cBTM mit und ohne

den Einfluss eines wechselnden Magnetfelds. *) Biotrockenmassebildung d(cBTM)/dt in mg·l-1·h-1; **) optische Dichte bei 750nm.

spez. Wachstumsrate µ (h-1)

Biotrockenmassekonzentration cBTM (g·l-1)

Magnetfeld Kontrolle Magnetfeld Kontrolle

A. platensis 0,0332 ± 0,0061 0,0297 ± 0,0045 3,478 ± 0,242 3,214 ± 0,367

P. purpureum 0,0219 ± 0,0023 0,0223 ± 0,0004 3,294 ± 0,244 3,149 ± 0,168

C. zofingiensis 0,0308 ± 0,0028 0,0295 ± 0,0007 5,375 ± 0,756 4,945 ± 0,573

P. patens 3,38 ± 0,42 *) 3,68 ± 0,23 *) 0,740 ± 0,113 0,803 ± 0,099

C. reinhardtii cc400 pC1-JR17 300-6

0,0654 ± 0,0059 0,0645 ± 0,0024 3,913 ± 0,107**) 3,990 ± 0,213**)

C. reinhardtii WT137c

0,0408 ± 0,0021 0,0376 ± 0,0028 1,263 ± 0,054 1,245 ± 0,040

Ergebnisse

31

5.1.2. Einfluss WLE induzierter Prallstöße auf einzellige und filamentöse phototrophe

Mikroorganismen und Pflanzenzellkulturen

Ein weiterer Parameter neben dem Magnetfeld, der das neuartige interne Beleuchtungssystem von

anderen unterscheidet, sind die im Kulturmedium befindlichen Wireless Light Emitter. Diese sollen

die Kultur gleichmäßig von innen beleuchten und müssen daher gleichmäßig verteilt werden. Dies

führt zwangsläufig zu Stößen der WLE untereinander als auch zu Zusammenstößen mit der

Reaktorwand.

Abbildung 23 zeigt den Wachstumsverlauf der einzelligen Grünalge C. reinhardtii WT 137c in einer

extern beleuchteten Blasensäule mit 125 zugegebenen WLE und einer Kontrolle. Die spezifischen

Wachstumsraten liegen bei 0,0843 ± 0,0010 h-1 für die Kultivierung unter dem Einfluss der WLE und

bei 0,0849 ± 0,0009 h-1 für die Kontrolle und sind daher im Rahmen der Standardabweichungen

gleich. Die Biotrockenmassekonzentration nach ca. 240 h für die Kultur unter dem mechanischen

Einfluss der WLE erreicht mit 6,472 ± 0,112 g·l-1 einen 13% höheren Wert als die Kontrolle mit

5,715 ± 0,112 g·l-1.


0 50 100 150 200

optische D

ichte

OD

75

0n

m (

-)

0,1

1,0

Abbildung 23: Kultivierung von Chlamydomonas reinhardtii WT13c mit und ohne 125 WLE bei externer Beleuchtung. Kontrolle (○), mit 125 WLE (●). TP-Medium, T = 25 °C, PPFD = 170 µmol·m-2·s-1, V̇ = 1,0 l·min-1, φCO

2 = 0,03.


0 50 100 150

optische D

ichte

OD

75

0n

m (

-)

0,1

1,0

Abbildung 24: Kultivierung von Porphyridium purpureum mit und ohne 125 WLE bei externer Beleuchtung. Optische Dichte: Kontrolle (○), mit 125 WLE (●). ASW (2) Medium, T = 25 °C, PPFD = 150 µmol·m-2·s-1, V̇ = 1,0 l·min-1, φCO

2 = 0,03.

Eine Kultivierung von P. purpureum mit und ohne den Einfluss von 125 suspendierten WLE ist in

Abbildung 24 dargestellt. Die Kultur unter der mechanischen Beanspruchung wächst mit einer

spezifischen Wachstumsrate von 0,0350 ± 0,0034 h-1 in etwa genauso schnell wie die Kontrolle mit

0,0328 ± 0,0055 h-1. Die erreichte Biotrockenmassekonzentration ist mit 3,341 ± 0,330 g·l-1

geringfügig kleiner als die der Kontrolle mit 3,496 ± 0,243 g·l-1. Auffällig ist jedoch das Auftreten

einer Lag-Phase nach dem Innokulieren der mechanisch beanspruchten Kultur, die bei der Kontrolle

ausbleibt und sich über 25 h erstreckt. Zudem wurde eine rötliche Färbung des Kulturüberstands nach

Ende der Kultivierung im Fall der Kultivierung mit 125 WLE festgestellt, die bei der Kontrolle nicht

auftrat (vgl. Anhang).

Ergebnisse

32

Die Kultivierung von filamentösen phototrophen Organismen wie dem fadenförmigen

Cyanobakterium A. platensis und dem verzweigten Moos P. patens unter dem mechanischen Einfluss

von 125 WLE (bei einer Begasungsrate V̇ von 1,0 l·min-1) führen bereits nach 24 h zu einem

Absterben der Kulturen. Abbildung 25 C zeigt eine lichtmikroskopische Aufnahme von A. platensis

direkt nach der Innokulation, auf der die typische lange und fadenförmige Struktur des

Cyanobakteriums erkennbar ist. Nach 24 h (D) ist zu erkennen, dass diese Struktur in viele kleinere

Untereinheiten zerbrochen ist. Selbiges gilt für P. patens, dessen eingeschlossene Chloroplasten und

verzweigte Struktur in Abbildung 25 A gut zu erkennen sind. Nach 24 h (B) sieht man zwar keine

Zerstückelung in kleinere Teile, jedoch ist der mechanische Einfluss auf die Zellen gut zu erkennen, da

sie aufbrechen und ihre Chloroplasten in den Kulturüberstand verlieren. Eine Innokulation mit

entsprechend höheren Zelldichten führte zu denselben Beobachtungen.

Abbildung 25: Mikroskopische Aufnahmen von Physchomitrella patens und Arthrospira platenis nach der Innokulation (A und C)

und nach 24 h (B und D) in einem extern beleuchteten Photobioreaktor-Screening-Modul unter dem mechanischen Einfluss von

125 Wireless Light Emittern. Begasungsrate V̇ = 1,0 l·min-1.

Ergebnisse

33

5.2. Scale-up

5.2.1. Produktionsverfahren für Wireless Light Emitter

Um reproduzierbare Ergebnisse erhalten zu können und das neuartige Beleuchtungssystem skalierbar

zu machen, ist ein maschinelles Produktionsverfahren der Wireless Light Emitter unabdingbar. Dies

besteht einerseits aus der Fertigung der elektronischen Baugruppe und andererseits aus der

Verkapselung der Elektronik in geeigneter Art und Weise. Die verwendeten elektronischen

Komponenten müssen beständig gegenüber Temperaturen von 121 °C sein. Das

Verkapselungsmaterial muss transparent, autoklavierbar, biokompatibel sowie in gewissem Maße

säure- und laugenstabil sein. Die Dichte des gesamten Wireless Light Emitter darf weder zu groß noch

zu klein sein und sollte sich im Bereich der Dichte von Wasser bewegen.

5.2.1.1. Fertigung und Charakterisierung der Elektronik

Bei der automatisierten Fertigung der elektronischen Baugruppe können die einzelnen Komponenten

(Induktivität SDR0403 Fa. Bourns 10µH, Kondensator 0805 16V Fa. Yaego 82nF, LED PLCC2

warmweiß, siehe 9.2 , Abbildung 71) nicht wie bei der manuellen Fertigung direkt aufeinander gelötet

werden. Daher ist eine Platine als Trägermaterial notwendig. In Zusammenarbeit mit der Firma

PKS Systemtechnik wurde ein Design entwickelt, welches eine automatische Bestückung der Platine

und eine vergleichsweise einfache Vereinzelung der Baugruppen ermöglicht. Hierbei wird eine

165 x 165 mm große Platine aus FR4 + Cu-Kaschierung mit einer Stärke von 0,5 ± 0,15 mm so

vorgefräst, dass die einzelnen runden Platinen (d = 8 mm) für jede Baugruppe nur noch durch vier

kleine Stege in der Gesamtplatine gehalten werden. Auf einer großen Platine finden insgesamt 100

Baugruppen Platz. Nach dem automatischen beidseitigen Bestücken können die fertigen Baugruppen

einfach aus der Gesamtplatine gebrochen werden (Abbildung 26).

Ergebnisse

34

Abbildung 26: Nutzen mit Baugruppen die von je vier Stegen gehalten werden (links). Baugruppe nach der Vereinzelung (rechts

oben und unten).

Die Massensummen- bzw. ~dichteverteilung einer Stichprobe von N = 113 ist in Abbildung 27 und

Abbildung 28 dargestellt. Es ist anzumerken, dass trotz der automatisierten Herstellung eine gewisse

Schwankungsbreite bezüglich der Baugruppenmasse bestehen bleibt, die sich von 251 bis 264 mg

erstreckt. Aus der Massensummenverteilung ergibt sich ein Medianwert von 259 mg, der Modalwert

aus der Massendichteverteilung liegt bei 258,5 mg.

Masse m (mg)

252 254 256 258 260 262 264

Ma

sse

nsu

mm

enve

rte

ilung Q

m (

%)

0

20

40

60

80

100

Abbildung 27: Massensummenverteilung Qm der vereinzelten Baugruppen (N = 113).

Masse m (mg)

252 254 256 258 260 262 264

Ma

sse

nd

ich

teve

rte

ilun

g q

m (

%)

0

2

4

6

8

Abbildung 28: Massendichteverteilung qm der vereinzelten Baugruppen (N = 113).

5.2.1.2. Verkapselung

An das Material für die Verkapselung der Elektronik werden folgende Bedingungen gestellt:

- hohe Transparenz

Eine hohe Durchlässigkeit für Licht im photosynthetisch aktiven Wellenlängenbereich von

400 – 700 nm ist für das Verkapselungsmaterial unabdingbar, um das in den WLE erzeugte

Licht möglichst verlustfrei in das Kultivierungsmedium eintragen zu können.

- Wasserfestigkeit

Da sich die Wireless Light Emitter im Betrieb ständig und teilweise auch über längere

Zeiträume im Kulturmedium befinden, muss das Verkapselungsmaterial unbedingt wasserfest

sein. Auch ein langsames Eindiffundieren von Wasser durch das Material ist unerwünscht, da

dies die Elektronik in ihrer Funktion beeinträchtigen würde.

- Sterilisierbarkeit

Das Anwendungsgebiet des neuartigen Beleuchtungssystems soll hauptsächlich in der

Produktion von Hochwertprodukten und bioaktiven Substanzen liegen. Hierfür ist eine

monoseptische Kultivierung eine wichtige Voraussetzung und daher müssen auch die Wireless

Light Emitter als solche sterilisierbar sein. Eines der gängigsten Verfahren ist die

Heißdampfsterilisation bei 121 °C und 1 bar Überdruck, daher soll das Material für die

Verkapselung diesen Bedingungen gerecht werden.

Ergebnisse

35

- Biokompatibiliät

Das Verkapselungsmaterial muss einerseits biokompatibel gegenüber den zu kultivierenden

Organismen sein, andererseits dürfen von ihm aber auch keine Stoffe abgegeben werden, die

sich später negativ auf die Produktqualität auswirken könnten.

- Beständigkeit gegenüber Säuren und Laugen

Auch wenn viele der potentiell zu kultivierenden Organismen im neutralen pH-Bereich

wachsen, gibt es Ausnahmen wie das Cyanobakterium Arthrospira platensis oder die Rotalge

Galdieria sulphuraria, die im stark basischen bzw. sauren pH-Bereich kultiviert werden.

Daher sollte das Verkapselungsmaterial stabil gegenüber diesen Bedingungen sein.

Diesen Anforderungen genügen verschiedene Materialien, so zum Beispiel Polyamid, Polysulfon,

Polyimid, Polypropylen oder Polycarbonat. Letztgenanntes bietet sich in der Variante APEC® 1745

besonders für eine Fertigung mittels Spritzgussverfahren und anschließendem

Ultraschallverschweißen an. Zudem zeichnet es sich durch eine geringe Wasseraufnahme von 0,3 %

und mögliche Naßdampfsterilisation bis 143 °C aus. Des Weiteren ist es für pharmazeutische

Anwendungen nach United States Pharmacopeia (USP) XXII Class VI geeignet. Aus diesen Gründen

wurde sich für Polycarbonat in der Variante APEC® 1745 als Verkapselungsmaterial für die Wireless

Light Emitter entschieden.

Für das Design der Verkapselung sind vor allem folgende Gedanken maßgeblich:

- Gesamtdichte des Wireless Light Emitter

Da die elektronische Baugruppe der WLE durch die Ferritkernspule eine relativ hohe Dichte

hat und die Dichte von APEC® 1745 bei 1170 kg·m-3 liegt, muss zwangsläufig Luft in den

WLE eingeschlossen werden, um die angestrebte Dichte von 1025 kg·m-3 zu erreichen.

- Dichtigkeit

Die Verkapselung muss aus zwei Halbschalen gefertigt werden, die nach Einlegen der

Elektronik gefügt werden müssen. Um die Vorteile der Biokompatibilität und Eignung des

Verkapselungsmaterials für pharmazeutische Anwendungen zu bewahren, wurden sämtliche

Fügeverfahren, die weitere Substanzen (z.B. Klebstoffe) benötigen, ausgeschlossen. So wurde

sich für das physikalische Fügeverfahren des Ultraschallschweißens entschieden. Hierzu ist

eine gewisse Angriffsfläche für die Sonotrode in Form einer umlaufenden Krempe notwendig,

die beim Design der Verkapselung berücksichtigt werden muss. Die Druckverhältnisse im

Autoklaven und den Wireless Light Emittern über einen Temperaturbereich von 20 bis 121 °C

sind in Abbildung 29 dargestellt. Die Berechnung erfolgt gemäß dem idealen Gasgesetz und

der Dampfdrucktabelle von reinem Wasser.

Im Bereich von 20 – 100 °C steigt der Druck im Autoklaven nicht an, da der entstehende

Wasserdampf die darin befindliche Luft verdrängt. Erst ab einer Temperatur von 100 °C,

wenn der Autoklav mit Wasserdampf gesättigt ist und die gesamte Luft verdrängt ist, wird das

Auslassventil geschlossen und der Druck steigt exponentiell gemäß der

Wasserdampfdruckkurve an. Die in den WLE befindliche Luft kann und darf nicht

entweichen. Daher steigt der WLE-Druck linear gemäß dem idealen Gasgesetz über den

gesamten Temperaturbereich von 20 – 121 °C an. Der daraus resultierende Druck innerhalb

der WLE zeigt daher bei 100 °C ein Maximum von 277 mbar, der die beiden Kugelhälften

auseinanderdrückt. Oberhalb von 100 °C überwiegt der Wasserdampfdruck im Autoklaven

und wirkt dem WLE Innendruck entgegen, sodass schließlich bei 121 °C ein Effektivdruck

von -686 mbar herrscht, der die beiden Kugelhälften zusammendrückt.

Ergebnisse

36

Temperatur T (°C)

20 40 60 80 100 120

Dru

ck p

(m

bar)

-500

0

500

1000

1500

2000

Abbildung 29: Effektiv wirkender Druck auf die Wireless Light Emitter in Abhängigkeit der Temperatur. Absolutdruck im Wireless Light Emitter (···), Absolutdruck im Autoklaven (- - -), Effektivdruck auf die WLE ( ).

- Fixierung der Elektronik und Schwerpunkt

Die elektronische Baugruppe soll im Wireless Light Emitter fixiert werden und muss daher

mit geringer Toleranz eingefasst werden. Ein Problem der drahtlosen Energieübertragung

mittels induktiver Kopplung ist die Abhängigkeit vom Winkel zwischen Sende- und

Empfängerspule (siehe Abbildung 30). Bereits Auslenkungen von 35° führen zu einer

Halbierung der Lichtstärke. Dies würde in turbulent durchmischten Systemen zu einer

ständigen Schwankung der Lichtintensität führen und die Gesamteffizienz sowie die

Homogenität der Beleuchtung negativ beeinflussen. Apparativ kann man dieses Problem

beispielsweise durch ein dreidimensional variables Sendemagnetfeld oder durch drei

zueinander orthogonale Empfängerspulen lösen. Auch ein zusätzlicher Kondensator als

Energiespeicher ist denkbar. Diese Möglichkeiten führen allerdings entweder zu erheblichem

apparativen Aufwand oder wirken der Miniaturisierung der Wireless Light Emitter entgegen.

Daher wurde sich dafür entschieden, den ohnehin schon stark ausgeprägten Schwerpunkt der

elektronischen Baugruppe durch ein angepasstes Design der Verkapselung auszunutzen, um

dem Wireless Light Emitter in zumindest mäßiger Turbulenz dadurch die richtige koplanare

Ausrichtung zur Sendespule zu geben.

Ergebnisse

37

Winkel zwischen WLE- und Magnetfeldebene (°)

0 10 20 30 40 50 60 70

rela

tive L

ichtinte

nsität

I/I m

ax (

%)

0

20

40

60

80

100

Abbildung 30: Abhängigkeit der Lichtstärke vom Winkel zwischen dem Wireless Light Emitter und der Magnetfeldebene (gemessen bei B = 1 mT).

- Verhinderung der Kopplung mehrerer Wireless Light Emitter untereinander

Mehrere, nahe zueinander befindliche Empfängerspulen beeinflussen sich aufgrund

elektromagnetischer Kopplung gegenseitig. Dies führt zu einer Änderung der Induktivität der

jeweiligen Empfängerspule und führt somit zu einer Verschiebung der Resonanzfrequenz, da

die Kapazität konstant bleibt. Bei einem zeitlich variablen Abstand, wie er bei der Anwendung

als interne Beleuchtung zwangsläufig auftritt, würde dies zu einer ständig variierenden

Resonanzfrequenz führen und somit die mittlere Energieausbeute herabsetzen. Aus diesem

Grund muss die Verkapselung den für eine gegebene Empfängerspule nötigen Mindestabstand

dauerhaft gewährleisten, der gerade groß genug sein muss, um eine gegenseitige

elektromagnetische Kopplung unter den Empfängerspulen zu verhindern. Abbildung 31 zeigt

die gegenseitige Kopplung zweier Spulen als Funktion deren Kanten-Kanten-Abstands. Ab

einer Distanz von 6 mm beeinflussen diese sich kaum noch, sodass sich aus dem

Spulendurchmesser von 4 mm ein nötiger WLE-Durchmesser von 10 mm ergibt, um eine zu

starke Verschiebung der Resonanzfrequenz zu vermeiden.

Ergebnisse

38

Abstand der Spulenkanten dK (mm)

0 1 2 3 4 5 6 7 8

Ko

pp

lun

gsfa

kto

r k (

-)

0,00

0,02

0,04

0,06

0,08

0,10

Abbildung 31: Einfluss des Abstands zweier Empfängerspulen (Bourns SDR 0403 100ML) auf die gegenseitige Kopplung.

Das Ergebnis, welches den obigen Anforderungen gerecht wird, ist in Abbildung 32 dargestellt. Es

wurde darauf geachtet, dass der Schwerpunkt der Verkapselung auch ohne die elektronische

Baugruppe bereits in der unteren Halbschale liegt. Die Elektronik wird an der Leiterplatte von oben

und unten durch jeweils sechs Stege gestützt, sodass ein fester Sitz gewährleistet ist. Die beiden

Halbschalen werden durch eine umlaufende Feder (oben) bzw. eine Nut (unten) aufeinander zentriert.

Der umlaufende Energiedissipationskeil der oberen Kugelschale (d = 10,6 mm) mit einer Höhe von

0,2 mm dient als Energierichtungsgeber während des Ultraschallverschweißens und sorgt für eine

stoffschlüssige Verbindung der beiden Halbschalen.

dK

Ergebnisse

39

Abbildung 32: Schnittzeichnung der oberen und unteren Halbschale für die Verkapselung (A). Explosionsdarstellung des Wireless Light Emitters (B). Schnittzeichnung des Wireless Light Emitters (C). Foto des Wireless Light Emitters (D).

Die Dimensionierung der umlaufenden Krempe für das Ultraschallschweißen erfolgte gemäß einer

Abschätzung anhand des in Abbildung 29 dargestellten Druckverlaufs und den Stoffeigenschaften von

APEC® 1745. Mit der projizierten Fläche der WLE von 78,54 mm² ergibt sich für den Fall eines

Überdrucks von 300 mbar bei 100 °C eine Kraft von 23,56 N und für den Fall des relativen

Unterdrucks von 700 mbar eine Kraft von -54,98 N. Die Breite der Schweißnaht wird auf 0,6 mm mit

einem hohen Sicherheitsfaktor angenommen und führt zu einer Schweißnahtfläche von 9,425 mm².

Die auf die Schweißnaht wirkenden Belastungen ergeben sich somit zu 2,50 bzw. -5,83 N·mm². Aus

dem Spannungsdehnungsdiagramm für APEC® 1745 ergibt sich eine zulässige Belastung von

12,5 N·mm² bei 120 °C über den Zeitraum von einer Stunde, die zu einer maximalen Dehnung von

1 % führt. Somit beträgt der Sicherheitsfaktor der Schweißnaht mindestens 2,14.

5.2.1.3. Autoklavierbarkeit und Dichteverteilung der Wireless Light Emitter

Um die vorhergehenden Überlegungen hinsichtlich der Materialwahl, der Geometrie der Verkapselung

und des Fügeverfahrens zu überprüfen, wurden die fertigen Wireless Light Emitter mehrfach unter

Realbedingungen autoklaviert.

Abbildung 33 zeigt die Masse einer Stichprobe (N = 20) in Abhängigkeit der durchlaufenen

Autoklavierzyklen normiert auf die Masse der nicht autoklavierten Wireless Light Emitter. Es ist

deutlich zu erkennen, dass die Masse nach dem ersten Autoklavieren um etwa 0,3 % zunimmt.

Weiteres Autoklavieren erhöht das Gewicht der Wireless Light Emitter nicht weiter. Nach 24h

Trocknen der Wireless Light Emitter bei Raumtemperatur sinkt die Masse wieder auf die des nicht

autoklavierten Zustands.

Neben dem Einfluss des Autoklavierens auf die Masse bzw. Wasserfestigkeit der WLE wurden auch

die Auswirkungen auf deren Funktion – sprich der Intensität des emittierten Lichts hin untersucht. In

Abbildung 34 ist dies für fünf Autoklavierzyklen dargestellt und auf die Lichtintensität im nicht

autoklavierten Zustand bezogen. Bereits nach einem Autoklaviervorgang reduziert sich die relative

Lichtintensität auf etwa 86 %. Weiteres Autoklavieren reduziert die Lichtintensität nicht weiter, sodass

sich im Mittel eine einmalige Reduzierung um etwa 10-15 % ergibt.

Ergebnisse

40

Autoklaviergänge N (-)

0 1 2 3 4 5

rela

tive

Ma

sse

mN/m

0 (

%)

0,0

20,0

99,5

100,0

100,5

Abbildung 33: Einfluss des Autoklavierens auf die Masse der Wireless Light Emitter (N = 20).

Autoklaviergänge N (-)

0 1 2 3 4 5

rela

tive

Lic

htin

ten

sitä

t I N

/I0 (

%)

0,0

20,0

40,0

60,0

80,0

100,0

Abbildung 34: Einfluss des Autoklavierens auf die Lichtintensität der Wireless Light Emitter (N = 20).

Die Dichtesummen- bzw. Dichtedichteverteilung einer Stichprobe von N = 120 Wireless Light

Emittern ist in Abbildung 35 dargestellt. Etwa 20% der WLE haben eine geringere Dichte als

998 kg·m-3, wohin-gegen etwa 50% eine größere bzw. kleiner Dichte als 1000 kg·m-3 haben. Zur

besseren Einordnung ist die entsprechende Äquivalentdichte einer NaCl-Lösung bei 20, 25 und 30 °C

angegeben. Somit ist zu erkennen, dass etwa 60 % der WLE in einer 0,5 %igen (w/w) NaCl-Lösung

bei 25 °C aufschwimmen. Bei höheren Salzkonzentrationen und niedrigeren Temperaturen schwimmt

ein entsprechend höherer Anteil auf, bei geringeren Konzentrationen und höheren Temperaturen ein

niedrigerer Anteil.

äq. NaCl-Lösung bei 20°C (% w/w)

0,0 0,2 0,4 0,6 0,8 1,0 1,2 1,4 1,6 1,8

Dic

hte

-Sum

menvert

eilu

ng Q

(

%)

Dic

hte

-Dic

hte

vert

eilu

ng q (

%)

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100


0,0 0,2 0,4 0,6 0,8 1,0 1,2 1,4 1,6 1,8 2,0


0,2 0,4 0,6 0,8 1,0 1,2 1,4 1,6 1,8 2,0 2,2

Dichte (kg·m-3

)

998 1000 1002 1004 1006 1008 1010

Abbildung 35: Dichtesummen- (hellgrau) und –dichteverteilung (grau schraffiert) der Wireless Light Emitter (N = 120) sowie Angabe der entsprechenden äquivalenten Konzentration einer NaCl-Lösung bei 20, 25 und

30 °C.

Ergebnisse

41

5.2.1.4. Biofouling

Ein Problem, das vor allem bei intern beleuchteten Photobioreaktoren auftritt, ist das sogenannte

biofouling an den submersen Beleuchtungselementen. Hierbei adhäsieren die kultivierten

Mikroorganismen teilweise an den beleuchteten Flächen der Lichtelemente und verringern so die

Intensität des austretenden Lichts.

Aus diesem Grund wurden Kultivierungen mit C. reinhardtii, A. platensis, Synecocystis sp. und

P. purpureum über einen Zeitraum von zwei Wochen durchgeführt und nach der Ernte wurde eine

optische Überprüfung der Wireless Light Emitter vorgenommen.

Abbildung 36: Biofouling an Wireless Light Emittern verursacht durch verschiedene phototrophe Spezies und Möglichkeiten für dessen Entfernung.

Abbildung 36 zeigt, dass sich bei allen getesteten Mikroorganismen (außer C. reinhardtii) leichte bis

mäßige Biofilme gebildet haben. Auffallend ist, dass das biofouling nicht an der gesamten Oberfläche

der WLE gleichmäßig ausgeprägt ist und an der umlaufenden Krempe am stärksten ausgebildet ist. Im

Fall von A. platensis und Synchocystis sp. lässt sich der leichte Biofilm durch einfaches Spülen mit

Wasser entfernen. Der durch P. purpureum verursachte Biofilm hingegen lässt sich nur durch

manuelle mechanische Reinigung mit Hilfe beispielsweise eines Zellstofftuchs entfernen und kann

daher auch als mäßiger Biofilm bezeichnet werden.

5.2.2. Kultivierung von C. reinhardtii in Blasensäulen verschiedener Durchmesser

Um die Skalierbarkeit des internen Beleuchtungssystems bezüglich des Reaktordurchmessers zu

überprüfen werden Kultivierungen von C. reinhardtii in Blasensäulen mit Durchmessern von 50, 150

und 300 mm durchgeführt. Dabei wird die Anzahl der WLE bezogen auf das Volumen konstant bei

100 l-1 gehalten. Zusätzlich werden die Ergebnisse mit Kultivierungen in extern beleuchteten

Blasensäulen mit Durchmessern von 50 bzw. 150 mm verglichen. Der volumenbezogene

Leistungseintrag ist sowohl bei den intern als auch bei den extern beleuchteten Reaktoren konstant bei

ca. 8,8 W·l-1 (Tabelle 6).

Ergebnisse

42

Tabelle 6: Parameter für die Kultivierung in intern oder extern beleuchteten Blasensäulen verschiedener Durchmesser.

Durchmesser D (mm)

Beleuchtung Kulturvolumen VK (l)

Anzahl WLE NWLE (-)

elektrischer Leistungseintrag Pel (W)

volumenbezogene Leistung P/V (W·l-1)

50 extern 0,900 0 8,0 8,89

intern 0,855 86 7,6 8,89

150 extern 15,00 0 132 8,80

intern 14,25 1439 125 8,78

300 intern 28,49 2878 250 8,78

Die Entwicklung der Biotrockenmassekonzentration mit der Zeit ist in Abbildung 37 dargestellt. Die

weißen Symbole stehen für die extern beleuchteten Kultivierungen, wohingegen die schwarzen

Symbole für die intern beleuchteten Kultivierungen stehen. Ausgehend von einer

Biotrockenmassekonzentration von 0,17 g·l-1 steigt diese im Fall der extern beleuchteten Blasensäule

mit 50 mm Durchmesser (○) exponentiell mit einer maximalen spezifischen Wachstumsrate von

0,056 h-1 an. Nach etwa 24 h nimmt diese allmählich ab. Die maximale RZA wird nach knapp 90 h mit

einem Wert von 0,39 g·l-1·d-1 erreicht, was einer Leistungs-Zeit-Ausbeute (LZA) von 0,044 g·W-1·d-1

entspricht. Nach ca. 140 h wird eine BTM von 2,12 g·l-1 erreicht.

𝑅𝑍𝐴𝑚𝑎𝑥 = max𝑡0≤𝑡≤𝑡𝑒𝑟𝑛𝑡𝑒

𝑐𝐵𝑇𝑀(𝑡) − 𝑐𝐵𝑇𝑀(𝑡0)

𝑡 − 𝑡0

𝐿𝑍𝐴𝑚𝑎𝑥 =𝑅𝑍𝐴𝑚𝑎𝑥 ∙ 𝑉𝐾

𝑃𝑒𝑙


0 50 100 150

Bio

trockenm

asse B

TM

(g·l

-1)

0,1

1,0

Abbildung 37: Kultivierung von C. reinhardtii WT137c in Blasensäulen verschiedener Durchmesser mit externer oder interner

Beleuchtung bei gleichem elektrischen Leistungseintrag pro Volumen (8,9 W·l-1). T = 25 °C, V̇V = 0,5 vvm, φCO2 = 0,03.

D = 50 mm, extern (○); D = 150 mm, extern (□); D = 50 mm, intern (●); D = 150 mm, intern (■); D = 300 mm, intern (▲). Die

gestrichelten Linien zeigen einen Fit der Form y(t) = y0 + a·(1 - e-b·t).

Ergebnisse

43

Die Kultivierung in der extern beleuchteten Blasensäule mit einem Durchmesser von 150 mm (□)

startet bei einer BTM von 0,12 g·l-1 und steigt nach einer kurzen Lag-Phase mit einer spez.

Wachstumsrate von 0,021 h-1 an, welche 40 h lang stetig abnimmt. Die höchste RZA wird nach 70 h

mit 0,069 g·l-1·h-1 erreicht und entspricht einer LZA von 0,008 g·W-1·d-1. Nach 140 h wird eine BTM

von 0,46 g·l-1 erreicht.

Im Fall der intern beleuchteten Blasensäule mit 50 mm Durchmesser (●) steigt die BTM ausgehend

von 0,14 g·l-1 mit einer Wachstumsrate von 0,052 h-1 an, welche nach 41 h stetig abnimmt. Die RZA

erreicht ein Maximum nach 62 h mit einem Wert von 0,257 g·l-1·d-1 und entspricht somit einer LZA

von 0,029 g·W-1·d-1. Nach 141 h wird eine BTM von 1,60 g·l-1 erreicht.

Bei einer Konzentration von 0,15 g·l-1 startend nimmt die BTM in der intern beleuchteten Blasensäule

mit Durchmesser 150 mm (■) mit einer Wachstumsrate von 0,046 h-1 zu und verlangsamt sich nach

30 h allmählich. Die maximale RZA von 0,217 g·l-1·d-1 entspricht einer LZA von 0,025 g·W-1·d-1 und

wird nach 74 h erreicht. Die BTM ist nach 149 h 1,35 g·l-1.

In der Blasensäule mit einem Durchmesser von 300 mm (▲) startet die Kultivierung bei einer BTM

von 0,15 g·l-1 und steigt mit einer spez. Wachstumsrate von 0,035 h-1 an. Nach 42 h verlangsamt sich

das Wachstum und die maximale RZA von 0,201 g·l-1·d-1 wird nach 50 h erreicht. Dies entspricht

einer LZA von 0,024 g·W-1·d-1. Die BTM erreicht nach 140 h einen Wert von 1,32 g·l-1.

Diese Ergebnisse sind in Tabelle 7 zusammengefasst. Es ist deutlich zu erkennen, dass eine Erhöhung

des Reaktordurchmessers von 50 auf 150 mm bei gleichbleibender volumenbezogener Leistung im

Fall der externen Beleuchtung zu einer drastischen Reduktion der spez. Wachstumsrate (-63 %), der

RZA (-82 %) und folglich der LZA (-82 %) führt. Im Fall der internen Beleuchtung führt die

Erhöhung des Reaktordurchmessers ausgehend von 50 mm um den Faktor 3 bzw. 6 zu einer deutlich

geringeren Reduktion der spez. Wachstumsrate (-11 % für DR = 150 mm bzw. -33 % für

DR = 300 mm). Die RZA wird für beide Maßstabsvergrößerungen um lediglich 15 bzw. 18 %

verringert. Selbiges gilt für die LZA, die um 14 bzw. 17 % verringert wird.

Tabelle 7: Übersicht der spezifischen Wachstumsraten µ, der Raum-Zeit-Ausbeuten RZA sowie der Leistungs-Zeit-Ausbeute

LZA für die Kultivierung von C. reinhardtii in Blasensäulen verschiedener Durchmesser mit externer oder interner Beleuchtung.

Durchmesser D (mm)

Beleuchtung spez. Wachstumsrate µ (h-1)

Raum-Zeit-Ausbeute RZA (g·l-1·d-1)

Leistungs-Zeit-Ausbeute LZA (g·W-1·d-1)

50 extern 0,0563 ± 0,0014 0,3896 ± 0,0248 0,0438 ± 0,0028

intern 0,0522 ± 0,0016 0,2567 ± 0,0043 0,0289 ± 0,0005

150 extern 0,0210 ± 0,0045 0,0694 ± 0,0013 0,0080 ± 0,0001

intern 0,0462 ± 0,0010 0,2170 ± 0,0042 0,0247 ± 0,0005

300 intern 0,0351 ± 0,0012 0,2092 ± 0,0030 0,0238 ± 0,0003

Verglichen mit der extern beleuchteten Blasensäule mit 50 mm Durchmesser, die als Benchmark dient,

ist eine Reduktion der spez. Wachstumsrate um 7, 18 bzw. 38 % (für DR = 50, 150, 300 mm) zu

verzeichnen. Die max. RZA und die LZA verringern sich um 34, 44 bzw. 46 %.

Ergebnisse

44

5.3. Optimierung

5.3.1. Flüssigkeitsgeschwindigkeit im Riser und Downcomer eines 15 L – Airlift Reaktors

Als wesentlichen Optimierungsschritt wurde der Wechsel des Reaktorsystems von der Blasensäule hin

zum Airlift Reaktor ausgewählt. Dieser ist strömungsmechanisch in einen Riser und einen Downcomer

unterteilt. Im begasten Riser steigen Gasblasen auf, sodass die Mischungsdichte aus Kulturmedium

und Gasblasen geringer ist als die im Downcomer. Aus der Dichtedifferenz resultiert eine

Druckdifferenz, die einen Umlauf des Kulturmediums im Reaktor bewirkt. Da Riser und Downcomer

konstruktiv voneinander getrennt sind, tritt eine gerichtete Flüssigkeitsströmung auf, die die Wireless

Light Emitter gleichmäßig im Reaktor verteilen soll. Diese ist besonders wichtig, da die Wireless

Light Emitter eine gewisse Dichteverteilung aufweisen. Zudem ist für die Auftriebs- bzw.

Sinkgeschwindigkeit der WLE die Dichtedifferenz zum Medium entscheidend, welche abhängig vom

Salzgehalt des Kulturmediums ist. Um das Beleuchtungssystem als multi-purpose Lösung sowohl für

Süßwasseralgen als auch für halophile Organismen anwenden zu können, muss ein Großteil der WLE-

Verteilung durch die Flüssigkeitsgeschwindigkeit und nicht durch eine exakte Dichteabstimmung mit

dem Medium gewährleistet werden. Aus diesem Grund wurde die Flüssigkeitsgeschwindigkeit im

Riser und Downcomer für den beschriebenen Airlift Reaktor bestimmt (siehe Abbildung 38). Es ist gut

zu erkennen, dass bereits geringe Gasleerrohrgeschwindigkeiten ausreichen, um vergleichsweise hohe

Geschwindigkeiten der Flüssigphase in Riser und Downcomer zu erreichen. Bei der geringsten

gemessenen Gasleerrohrgeschwindigkeit (entsprechend einem Volumenstrom von 0,4 l·min-1) werden

im Riser Geschwindigkeiten von etwa 15 cm·s-1 und im Downcomer von etwa 10 cm·s-1 erreicht. Mit

steigender Gasleerrohrgeschwindigkeit nehmen auch die Flüssigkeitsgeschwindigkeiten zu und

erreichen bei 0,7 cm·s-1 einen Wert von 23 cm·s-1 im Riser bzw. 20 cm·s-1 im Downcomer.

Gasleerrohrgeschwindigkeit im Riser ug,riser

(cm·s-1

)

0,0 0,2 0,4 0,6 0,8 1,0 1,2 1,4 1,6 1,8 2,0

Flü

ssig

keitsgeschw

indig

keit im

Ris

er

bzw

. D

ow

ncom

er

uL,r

iser bzw

. u

L,D

ow

ncom

er (c

m·s

-1)

0,0

5,0

10,0

15,0

20,0

25,0

30,0

35,0

Abbildung 38: Flüssigkeitsgeschwindigkeit im Riser (●) und Downcomer (○) in Abhängigkeit der Gasleerrohrgeschwindigkeit im Riser. Der Pfeil deutet den Punkt an, bei dem eine vollkommene Ausgasung im Kopfbereich nicht mehr stattfindet.

Ergebnisse

45

Eine weitere nennenswerte Steigerung der Flüssigkeitsgeschwindigkeiten ist durch eine zusätzliche

Erhöhung der Begasungsrate nicht zu erreichen. Bei einer Gasleerrohrgeschwindigkeit von etwa

0,5 cm·s-1 kommt es bereits zu einer unvollständigen Entgasung im Kopfbereich des Reaktors und

erste Gasblasen werden in den Downcomer gezogen.

Somit kann festgehalten werden, dass in dem beschriebenen Airlift Reaktor etwa Flüssigkeits-

geschwindigkeiten von 20 cm·s-1 erreicht werden können.

5.3.2. Verteilung und Ausrichtung der Wireless Light Emitter

Eine gute Verteilung der WLE im Reaktionsmedium ist ein wichtiger Parameter, da nur so das

gesamte Reaktorvolumen gleichmäßig beleuchtet werden kann. Wie in 5.2.1.3 bereits dargestellt,

haben die einzelnen WLE nicht die exakt gleiche Dichte, sondern unterliegen vielmehr einer

Dichteverteilungsfunktion. Die Befürchtung liegt also nahe, dass es innerhalb des Reaktors Bereiche

geben kann, an denen sich die WLE sammeln und somit zu einer Inhomogenität der Verteilung und

daraus folgend zu einer Inhomogenität der Beleuchtung führen. Dies wird sich letzten Endes auch im

Ergebnis der Kultivierung widerspiegeln. Abbildung 39 zeigt die relative Änderung der Induktivität

einzelner Spulensegmente auf verschiedenen Höhen des Reaktors durch das Einbringen der WLE und

stellt somit ein halbquantitatives Maß für deren Verteilung dar. Je höher die Änderung ist, desto mehr

WLE befinden sich im jeweiligen Spulensegment.

Reaktorhöhe z (m)

0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,6 0,7 0,8 0,9

rel. Ä

nderu

ng d

er

Induktivität

(Lz,W

LE-L

z,le

er)

/Lz,le

er (%

)

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

Abbildung 39: relative Änderung der Induktivität durch die Wireless Light Emitter entlang der Höhe des Reaktors als Maß für deren Verteilung. Blasensäulenreaktor mit 7,5 l·min-1 Begasung (○), Blasensäulenreaktor mit 15 L·min-1 Begasung (□), Airlift

Reaktor mit 7,5 l·min-1 Begasung (●). Reaktorfüllhöhe zmax = 0,9 m, Anzahl WLE NWLE = 1439.

Im Fall der mit 7,5 l·min-1 begasten Blasensäule (○) zeigt die relative Änderung der Induktivität auf

Höhe des untersten Spulensegments ihren höchsten Wert mit etwa 0,95 %. Mit steigender Reaktorhöhe

nimmt diese Änderung linear ab und erreicht beim obersten Spulensegment (z = 0,79 m) nur noch

0,14 %. Durch eine Erhöhung der Begasungsrate auf 15 l·min-1 (□) verbessert sich die Verteilung der

Ergebnisse

46

WLE etwas und im untersten Spulensegment kommt es zu einer relativen Induktivitätsänderung von

0,79 % wohingegen im obersten Segment eine Änderung von 0,41 % auszumachen ist.

Nichtsdestotrotz ist in beiden Fällen eine stark inhomogene Verteilung der WLE über die Reaktorhöhe

auszumachen. Das Einbringen des Leitrohrs und somit der Umbau des Reaktors zum Airlift Reaktor

(●) zeigt eine nahezu gleichförmige Verteilung der WLE entlang der z-Achse des Reaktor. Die relative

Änderung der Induktivität bewegt sich in einem sehr engen Bereich von 0,61 bis 0,66 %. Die

Gesamtsumme der rel. Induktivitätsänderungen ist im Fall der beiden Blasensäulen 3,36

(V̇ = 7,5 l·min-1) bzw. 3,80 % (V̇ = 15 l·min-1) und 3,83 % für den Airlift Reaktor.

Abbildung 40 zeigt die relative Lichtintensität (gemessen mit sphärischem Lichtsensor und einer

Messrate vonn 100 s-1) in der Mitte der Blasensäule (○) bzw. des Airlift Reaktors (●) auf der Höhe

z = 0,8 m. Für die Blasensäule ist erkennbar, dass die relative Lichtintensität stark und mit einer hohen

Schwankungsbreite variiert. So treten mitunter über 50%ige Abweichungen vom Mittelwert auf. Im

Fall des Airlift Reaktors ist der zeitliche Verlauf der relativen Lichtintensität deutlich stabiler und

schwankt nur um maximal ± 16 % von der mittleren Lichtintensität.

Zeit t (s)

0 10 20 30 40

rela

tive

Lic

htinte

nsitä

t (%

)

0

80

100

120

140

Abbildung 40: relative Lichtintensität in der Reaktormitte für z = 0,8 m in der Blasensäule (○) und im Airlift Reaktor (●).

Ergebnisse

47

5.3.3. Kultivierung von C. reinhardtii in einem 15 L – Airlift Reaktor

Wie in Kapitel 5.3.2 beschrieben wurde, sorgt die Verwendung eines Airlift Reaktors anstelle einer

Blasensäule zu einer deutlich gleichmäßigeren Verteilung der WLE entlang der Höhe des Reaktors.

Die Kultivierung von C. reinhardtii in diesem Airlift Reaktor ist in Abbildung 41 dargestellt und mit

den bereits bekannten Ergebnissen der Kultivierung in der extern beleuchteten Blasensäule mit 50 mm

Durchmesser als Benchmark und der intern beleuchteten Blasensäule mit DR = 150 mm verglichen.


0 50 100 150

Bio

trockenm

asse B

TM

(g·l

-1)

0,1

1,0

Abbildung 41: Kultivierung von C. reinhardtii WT137c in einem intern beleuchteten Airiftreaktor (■) im Vergleich zur extern

beleuchteten Blasensäulen mit D = 50 mm (○) und einer intern beleuchteten Blasensäule mit D = 150 mm (●) bei gleichem

elektrischen Leistungseintrag pro Volumen (8,9 W·l-1). T = 25 °C, V̇V = 0,5 vvm, φCO2 = 0,03. Die gestrichelten Linien zeigen

einen Fit der Form y(t) = y0 + a·(1 - e-b·t).

Es ist gut zu erkennen, dass die Wachstumskurve des intern beleuchteten Airlift Reaktors oberhalb der

Wachstumskurve der intern beleuchteten Blasensäule verläuft. Die spezifische Wachstums-

geschwindigkeit ist mit 0,0421 h-1 etwa genauso hoch wie die der intern beleuchteten Blasensäule und

geringer als die der extern beleuchteten Benchmark mit 0,0563 h-1. Hinsichtlich der RZA wurde ein

Wert von 0,2849 g·l-1·d-1 erzielt, der somit um 31 % im Vergleich zur Blasensäule gesteigert werden

könnte. Dieser liegt jedoch noch immer 27 % unter der RZA der Benchmark. Die LZA ist mit 0,0325

g·W-1·d-1 ebenfalls deutlich über der Blasensäule, mit nur 0,0247 g·W-1·d-1 allerdings auch hier unter

der Benchmark mit 0,0438 g·W-1·d-1.

Ergebnisse

48

5.3.4. Kultivierung von P. patens in einem 15 L – Airlift Reaktor

Um die in 5.1.2 dargestellte Problematik der mechanischen Beanspruchung der kultivierten

Mikroorganismen näher zu beschreiben, wurde das auf diese Belastung besonders sensitiv reagierende

Moos Physcomitrella patens in dem beschriebenen Airlift Reaktor kultiviert. Die relativ dicht

innokulierte Kultur erreichte nach 45 h eine Biotrockenmassekonzentration von 0,85 g·l-1 und befand

sich in der linearen Wachstumsphase. Zu diesem Zeitpunkt wurde der Reaktor geöffnet und das

Leitrohr des Airlift Reaktors entfernt, sodass dieser fortan eine Blasensäule darstellte. Zwei Stunden

vor und regelmäßig ab dem Zeitpunkt der Leitrohrentnahme wurden Proben gezogen und der

Kulturüberstand mittels Biuret-Assay auf gelöste Proteine untersucht. Abbildung 42 zeigt den Verlauf

der Proteinkonzentration im Kulturüberstand. Der Zeitpunkt t = 0 h stellt die Entnahme des Leitrohrs

dar und ist durch die vertikale gestrichelte Linie gekennzeichnet. Es ist zu erkennen, dass zur Zeit t = -

2 h (Airlift Betrieb) eine Proteinkonzentration von 24 µg·ml-1 im Kulturüberstand vorliegt. Bei der

Leitrohrentnahme (t = 0 h) befindet sich mit 23 µg·ml-1 etwa genauso viel Protein im Überstand.

Danach steigt die Konzentration rapide an und erreicht bereits nach 2 h im Blasensäulenbetrieb eine

Konzentration von 28 µg·ml-1. Die Konzentration des gelösten Proteins steigt stetig an, dieser Anstieg

verlangsamt sich jedoch zunehmend, sodass nach 8 h bereits 38 µg·ml-1 und nach 21 h über 50 µg·ml-1

vorliegen. Somit hat sich über die Dauer des Versuchs die Konzentration der gelösten Proteine mehr

als verdoppelt. Zum Vergleich wurde der Proteingehalt im Kulturüberstand einer

Blasensäulenkultivierung ohne Wireless Light Emitter mit externer Beleuchtung zu 14 µg·ml-1 bei

einer Biotrockenmassekonzentration von 1,04 g·l-1 ermittelt.

Zeit im Blasensäulen-Modus tB (h)

0 5 10 15 20

Pro

tein

im

Ku

ltu

rüb

ers

tan

d (

µg·m

l-1)

0,0

10,0

20,0

30,0

40,0

50,0

Abbildung 42: Proteinkonzentration im Kulturüberstand während einer Kultivirung von P patens in einem Airlift Reaktor bzw.

Blasensäulenreaktor mit D = 150 mm (●) bei einem elektrischen Leistungseintrag von 8,9 W·l-1. Entfernung des Leitrohres zum

Zeitpunkt t = 0 und somit Wechsel vom Airlift- in den Blasensäulenmodus. cBTM = 0,85 g·l-1 T = 25 °C, V̇V = 0,5 vvm, φCO2 = 0,01

Ergebnisse

49

Neben der Analyse des Proteingehalts im Kulturüberstand wurden zusätzlich mikroskopische

Aufnahmen der Biomasse von P. patens vor dem Entfernen des Leitrohrs (Airlift Betrieb) und zum

Ende des Versuchs (21 h im Blasensäulenbetrieb) erstellt. Abbildung 43 A und B zeigt die Filamente

von P. patens vor der Entnahme des Leitrohrs (t = -2 h). Es ist deutlich zu erkennen, dass die

Caulonema intakt sind und mit Chloroplasten gefüllt sind. Vereinzelt sind jedoch blasse Filamente zu

erkennen. Dies verstärkt sich nach 21 h im Blasensäulenbetrieb deutlich, wie in Abbildung 43 C und D

zu erkennen ist. Ein großer Anteil der Caulonema ist durchsichtig, was auf eine Beschädigung und das

Auslaufen der Filamente mit Chloroplastenfreigabe hinweist. Lediglich im Inneren der zum Teil

vorhandenen Biomassepellets (Abbildung 43 C, unten rechts) sind noch intakte Filamente zu

erkennen. Einzeln im Medium suspendierte Filamente hingegen sind nahezu vollkommen transparent

und frei von Chloroplasten (Abbildung 43 D).

Abbildung 43: Mikroskopische Aufnahmen von P. patens im Airlift Betrieb (A + B) und nach 21 h im Blasensäulenbetrieb

(C + D).

Die dargestellten Ergebnisse zeigen zum einen, dass auch im Airlift Betrieb eine gewisse

Proteinkonzentration im Medium vorherrscht, diese sich aber durch die Entnahme des Leitrohrs

massiv verstärkt. Ebenfalls zeigen die mikroskopischen Aufnahmen eine Zunahme der Zellschädigung

im Blasensäulenbetrieb.

Ergebnisse

50

5.3.5. Optimierung der Wireless Light Emitter

5.3.5.1. Einfluss der Lichtqualität auf das Wachstum von C. reinhardtii

Neben der Lichtintensität spielt die Lichtqualität eine entscheidende Rolle bei der Kultivierung von

Mikroalgen. Abbildung 44 zeigt ein normiertes Absorptionsspektrum für C. reinhardtii im

Wellenlängenbereich von 400 bis 700 nm. Es sind Absorptionspeaks bei 440, 478, 624 sowie 628 nm

zu erkennen. Im Bereich um 560 nm findet die Absorption ein Minimum. Dies zeigt das mögliche

Optimierungspotential durch das Einsparen des grünen Lichtanteils und das Erhöhen des roten bzw.

blauen Anteils. Um detaillierten Aufschluss über die genaue Zusammensetzung des notwendigen

Lichts zu erhalten, wurde in einem kontinuierlich betriebenen Photobioreaktor Screening Modul eine

Optimierung hinsichtlich der spektralen Lichtzusammensetzung durchgeführt. Dabei wurde stets nur

der Anteil der jeweiligen Lichtfarbe variiert, die Gesamtlichtintensität hingegen konstant gehalten. Die

Ergebnisse sind in Abbildung 45 zu sehen. Auf den drei Achsen des Dreiecksdiagramms sind jeweils

die prozentualen Anteile des roten, blauen oder grünen Lichts dargestellt. Die markierten Punkte

stellen die tatsächlich durchgeführten Experimente dar. In den Ecken des Diagramms finden sich

jeweils die Experimente mit monochromatischer Beleuchtung in der entsprechenden Lichtfarbe. Die

Farbgebung des Diagramms symbolisiert die Raum-Zeit-Ausbeute bezüglich der Biomasse. Um eine

bessere Vergleichbarkeit zu erhalten, sind alle Werte auf den Punkt mit der RGB-Zusammensetzung

20:40:40 normiert.

Wellenlänge (nm)

400 450 500 550 600 650 700

norm

iert

e A

bsorp

tion A

(-)

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

Abbildung 44: Absorptionsspektrum von C. reinhardtii in der exponentiellen Wachstumsphase im sichtbaren Wellenlängenbereich von 400 bis 700 nm.

Ergebnisse

51

Abbildung 45: Einfluss verschiedener spektraler Lichtzusammensetzungen auf die Raum-Zeit-Ausbeute (RZA) von C. reinhardtii. Die markierten Punkte stellen die tatsächlichen Messpunkte dar. Die RZA ist auf den Wert mit einem RGB-Verhältnis von 20:40:40 normiert. Die Kontur zwischen den Messpunkten ist mittels Origin 2015G gefittet (Layer als Grenze, Faktor zur Erhöhung der Gesamtpunktzahl: 1000, Glättungsparameter: 0.05).

Die Bestrahlung mit monochromatischem Licht führt zu einer RZA von 160, 179 bzw. 191 mg·l-1·d-1

für grün, blau bzw. rot (siehe Tabelle 8). Somit stellt die Beleuchtung mit rotem Licht unter den

einfarbigen Beleuchtungen die beste dar. Das Ersetzen von 20 % des roten Anteils durch blaues

und/oder grünes Licht erhöht die RZA deutlich und führt zu Werten zwischen 239 und 252 mg·l-1·d-1.

Die höchste gemessene RZA wird bei einem RGB-Verhältnis von 80:10:10 erreicht und ist 76 %

höher als eine Bestrahlung mit einem Verhältnis von 20:40:40, welches in etwa der spektralen

Lichtverteilung herkömmlicher Leuchtstoffröhren entspricht. Die Lage des Optimums lässt sich auf

den Bereich von 80 % ≤ αrot ≤ 90 %, 0 % ≤ αgrün ≤ 20 % und 0 % ≤ αblau ≤ 10 % eingrenzen.

Tabelle 8: Übersicht der Raum-Zeit-Ausbeute (RZA) von C. reinhardtii unter dem Einfluss verschiedener spektraler Lichtzusammensetzungen. TP-Medium, T = 25 °C, PPFDGesamt = 100 µmol·m-2·s-1, V̇ = 1,0 l·min-1, φCO

2 = 0,03.

Lichtzusammensetzung (%)

Raum-Zeit-Ausbeute RZA

(mg·l-1·d-1)

Lichtzusammensetzung (%) Raum-Zeit-Ausbeute

RZA (mg·l-1·d-1)

rot grün blau rot grün blau

100 0 0 190,6 (133 %) 40 40 20 152,5 (106 %)

90 10 0 251,9 (176 %) 40 20 40 159,5 (111 %)

90 0 10 239,6 (167 %) 20 60 20 163,1 (114 %)

80 20 0 239,3 (167 %) 20 40 40 143,5 (100%)

80 10 10 252,2 (176 %) 20 20 60 171,0 (119 %)

80 0 20 187,6 (131 %) 0 100 0 159,6 (111 %)

60 20 20 161,2 (112 %) 0 0 100 179,0 (125 %)

60 0 40 174,9 (122 %)

Ergebnisse

52

5.3.5.2. Elektrotechnisches Optimierungspotential

Die Effizienz der drahtlosen Energieübertragung wird stark von der Güte der Sende- und

Empfängerspule bestimmt [75]. Daher ergibt sich als Optimierungsansatz bzgl. der Effizienz die

Möglichkeit, den Gütefaktor der Sendespule bei verschiedenen Frequenzen und Reaktorfüllungen zu

untersuchen und die Frequenz, an der die höchste Güte erreicht wird, als Arbeitsfrequenz zu

definieren. Selbiges wird anschließend mit verschiedenen Empfängerspulen durchgeführt, wobei hier

der Einfluss des umgebenden Mediums vernachlässigt werden kann. Diese Ergebnisse sind in

Abbildung 47 für verschiedene Empfängerspulen und in Abbildung 46 für die Sendespule der DN300

Blasensäule dargestellt. Die rot gestrichelte vertikale Linie zeigt die bisher verwendete

Arbeitsfrequenz von 180 kHz.

Im Fall der Sendespule (Abbildung 46) ist eine starke Abhängigkeit der Güte von der Frequenz und

der Leitfähigkeit des Reaktorinhalts zu erkennen. Bei allen drei Leitfähigkeiten ergeben sich

Optimumskurven, die steil ansteigen und bei Frequenzen oberhalb des Optimums flacher abfallen. Die

maximalen Güten werden für Leitfähigkeiten von 0,5, 25 und 50 mS·cm-1 bei 300, 160 und 120 kHz

erreicht. Zusätzlich zur frequenzabhängigen Lage des Optimums unterscheidet sich auch die absolute

Höhe des Optimums, sodass Maxima der Güte von 217, 139 und 115 erreicht werden.

Für die verschiedenen untersuchten Empfängerspulen ergibt sich eine ähnliche Abhängigkeit des

Gütefaktors von der Frequenz (Abbildung 47). Für Frequenzen kleiner dem Optimum steigt die Güte

stark an, wohingegen für Frequenzen oberhalb des Optimums ein flacherer Abfall zu erkennen ist.

Bezüglich der Lage unterscheiden sich die untersuchten Spulen kaum, sodass die Optima im Bereich

von 160 – 200 kHz liegen. Lediglich die Empfängerspule WE-PD2-4532 15 µH besitzt ihr Optimum

bei einer etwas höheren Frequenz von 260 kHz. Bezüglich der absoluten Höhe der Optima ist eine

Bandbreite der Güte von 30 – 42 zu erkennen, wobei die Spule WE-PD2-4532 15 µH die höchste und

die Spule WE-PD2-4532 10 µH die geringste Güte aufweist.

Frequenz f (kHz)

0 100 200 300 400 500

Güte

fakto

r Q

(-)

0

50

100

150

200

Abbildung 46: Einfluss der Frequenz auf den Gütefaktor der Sendespule der DN300 Blasensäule mit Wasser der Leitfähigkeit 0,5 mS·cm-1 (○), 25 mS·cm-1 (●) und 50 mS·cm-1 (●).

Frequenz f (kHz)

0 100 200 300

Gü

tefa

kto

r Q

(-)

0

10

20

30

40

Abbildung 47: Einfluss der Frequenz auf den Gütefaktor verschiedener Empfängerspulen. WE-PD2-4532 10 µH (●), WE-PD2-4532 15 µH (▲), WE-PD2-4532 27 µH (▼), WE-PD2-4532 39 µH (♦), Bourns SDR0403-6R8ML 6,8 µH (○),Bourns SDR0403-100ML 10 µH (□),Bourns SDR0403-

120ML 12 µH (Δ), Bourns SDR0403-150ML 15 µH (▽),

WE-PD2-4532 12 µH (■).

Ergebnisse

53

Ein weiterer elektrotechnischer Optimierungsansatz im Bereich der WLE liegt in der Anpassung der

Empfängerspule an die verwendete LED. Hierzu wurden verschiedene kommerziell erhältliche

Empfängerspulen mit verschiedenen Induktivitäten dahingehend untersucht, wie sich die

Lichtintensität der LED mit steigender magnetischer Flussdichte verändert. Abbildung 48 und

Abbildung 49 zeigen diesen Einfluss für die gewählte blaue (WERBL02-C1M) und rote LED

(WERRD09-CM).

Es ist ein deutlicher Einfluss der gewählten Empfängerspule auf die Lichtintensität in Abhängigkeit

der magnetischen Flussdichte zu erkennen. Für kleine Induktivitäten sind höhere Flussdichten nötig,

damit die LED zu Leuchten beginnt. Bei hohen Induktivitäten hingegen ist ein Abweichen des linearen

Zusammenhangs zwischen Lichtintensität und magnetischer Flussdichte erkennbar.

magnetische Flußdichte B (mT)

0,0 0,5 1,0 1,5 2,0

Lic

htinte

nsität

I (µ

mol·m

-2·s

-1)

0,0

20,0

40,0

60,0

Abbildung 48: Abhängigkeit der Lichtintensität der blauen LED von der magnetischen Flussdichte für verschiedene Empfängerspulen. WE-PD2-4532 10 µH (●), WE-PD2-4532 15 µH (▲), WE-PD2-4532 27 µH (▼), WE-PD2-4532 39 µH (♦), Bourns SDR0403-6R8ML 6,8 µH (○),Bourns SDR0403-100ML 10 µH (□),Bourns SDR0403-120ML

12 µH (Δ), Bourns SDR0403-150ML 15 µH (▽), WE-PD2-

4532 12 µH (■).

magnetische Flußdichte B (mT)

0,0 0,5 1,0 1,5 2,0

Lic

htinte

nsität

I (µ

mol·m

-2·s

-1)

0,0

20,0

40,0

60,0

80,0

100,0

120,0

Abbildung 49: Abhängigkeit der Lichtintensität der roten LED von der magnetischen Flussdichte für verschiedene Empfängerspulen. WE-PD2-4532 10 µH (●), WE-PD2-4532 15 µH (▲), WE-PD2-4532 27 µH (▼), WE-PD2-4532 39 µH (♦), Bourns SDR0403-6R8ML 6,8 µH (○),Bourns SDR0403-100ML 10 µH (□),Bourns SDR0403-120ML

12 µH (Δ), Bourns SDR0403-150ML 15 µH (▽), WE-PD2-

4532 12 µH (■).

Ergebnisse

54

5.3.6. Kultivierung von C. reinhardtii unter Berücksichtigung der

Optimierungsergebnisse

Abbildung 50 zeigt die Kultivierung in der extern beleuchteten Blasensäule (○) als Benchmark und die

im intern beleuchteten Airlift Reaktor mit einer Mischung aus 90 % rotem und 10 % blauem Licht (●).

Die Mischung der WLE hinsichtlich ihrer Stückzahl wurde anhand des in Kapitel 5.3.5.2 gefundenen

Zusammenhangs zwischen Lichtintensität und magnetischer Flussdichte für die jeweilige LED Farbe

angepasst und ergibt sich somit zu 85:15.

Der Verlauf der Biotrockenmasseentwicklung ist für beide Kultivierungen sehr ähnlich. In der

Benchmark wird eine spez. Wachstumsrate von 0,056 h-1 erzielt, welche im intern beleuchteten

Reaktor mit 0,051 h-1 ebenfalls nahezu erreicht wird. Die maximale RZA der Benchmark ist mit

0,39 g·l-1·d-1 nur geringfügig höher als die der Kultivierung unter optimierten Bedingungen mit

0,37 g·l-1·d-1. Ebenso sind die Leistungs-Zeit-Ausbeuten beider Systeme mit 0,044 g·W-1·d-1 bzw.

0,043 g·W-1·d-1 nahezu identisch. Die erreichte Biotrockenmasse nach 120 h ist in der extern

beleuchteten Benchmark mit 1,97 g·l-1 etwas höher als die im farbig intern beleuchteten Airlift Reaktor

mit 1,66 g·l-1.


0 50 100 150

Bio

tro

cke

nm

asse

BT

M (

g·l

-1)

0,1

1,0

Abbildung 50: Kultivierung von C. reinhardtii WT137c in einem durch 1223 rote und 216 blaue WLE intern beleuchteten Airlift Reaktor (●) im Vergleich zur extern beleuchteten Blasensäulen mit D = 50 mm bei gleichem elektrischen Leistungseintrag pro Volumen (8,9 W·l-1). T = 25 °C, V̇V = 0,5 vvm, φCO2 = 0,03. Die gestrichelten Linien zeigen einen Fit der Form y(t) = y0 + a·(1 - e-b·t).

Ergebnisse

55

5.3.7. Energetische Betrachtung

Um das neuartige interne Beleuchtungssystem aus energetischer Sicht zu beurteilen, wurde die

elektrische Leistungsaufnahme aus dem Netz, am Verstärkerausgang sowie an einer Mess-WLE im

Reaktor gemessen. Daraus lassen sich die Wirkungsgrade des Verstärkers vom Stromnetz bis zum

Verstärkerausgang (Reaktoreingang) η1 und der Wirkungsgrad der drahtlosen Energieübertragung

vom Reaktoreingang bis zu den WLEs (η2), sowie der Gesamtwirkungsgrad vom Stromnetz zu den

WLEs bestimmen (ηG).

Der verwendete Verstärker (RF Power Amplifier, Model 1140LA) nimmt im untersuchten Bereich der

Ausgangsleistung von 60 bis 140 W eine Leistung von 1400 W aus dem Stromnetz auf. Daraus ergibt

sich für den Wirkungsgrad η1 ein Wert von 4,2 bis 10 %.

Die Effizienz der drahtlosen Energieübertragung für verschiedene Leistungen am Reaktoreingang ist

in Abbildung 51 dargestellt. Sie beträgt im Fall von P = 60 W etwa 46 % und erreicht bei P = 80 W ein

Maximum von rund 85 %. Bei Eingangsleistungen von 100 bzw. 140 W nimmt die Effizienz leicht ab

und liegt bei 80 bzw. 77 %. Die Leistung, die pro WLE aufgenommen wird (Abbildung 51) ist bei

einer Eingangsleistung von 60 W bei 20 mW und steigt für P = 80 W auf 47 mW an.

Eingangsleistungen von 100 bzw. 140 W führen zu Leistungsaufnahmen pro WLE von 56 bzw.

75 mW. Es ist deutlich zu erkennen, dass sich die Leistungsaufnahme pro WLE in zwei Bereichen

proportional zur Eingangsleistung verhält. Für P ≤ 80 W nimmt die Leistungsaufnahme pro WLE

stärker mit der Eingangsleistung zu als für P ≥ 80 W.

elektrische Leistung P (W)

0 50 100 150

Energ

ieübert

ragungseff

izie

nz

0

20

40

60

80

100

Leis

tung p

ro W

LE

(m

W)

10

20

30

40

50

60

70

80

Abbildung 51: Energieübertragungseffizienz η2 (○) zwischen Sendespule des Airlift Reaktors (D = 150 mm) und den WLEs (N = 1439) und Leistungsaufnahme pro WLE (□) bei verschiedenen Eingangsleistungen P.

Neben der Effizienz ist aus verfahrenstechnischer Sicht die eingebrachte Wärmemenge durch das

Beleuchtungssystem interessant, da diese aus dem System abgeführt werden muss, um eine konstante

Ergebnisse

56

Kultivierungstemperatur aufrecht zu erhalten. Abbildung 52 zeigt die Änderung der Temperatur im

Airlift Reaktor mit D = 150 mm bei 87 W Eingangsleistung und einer Beleuchtung durch 1439 WLE.

Ausgehend von der herrschenden Raumtemperatur von 19 °C steigt die Temperatur mit maximaler

Steigung über einen Zeitraum von etwa 1,5 h linear an und erreicht einen Wert von etwa 25 °C.

Danach verlangsamt sich der Temperaturanstieg und nach 4 h wird eine Temperatur von 31 °C

erreicht.

Zeit t (h)

0 1 2 3 4

Te

mp

era

tur

T (

°C)

0

15

20

25

30

35

Abbildung 52: Änderung der Temperatur mit der Zeit im

Airlift Reaktor (D = 150 mm) mit 1439 WLE und P = 87 W

Eingangsleistung.

Radius r (mm)

0 20 40 60 80 100 120 140

Le

istu

ng p

ro W

LE

(m

W)

0

40

50

60

Abbildung 53: Leistungsaufnahme pro WLE in der Blasen-

säule mit D = 300 mm und 2878 WLE in Abhängigkeit der

WLE-Position bei P = 205 W Eingangsleistung

Um die Skalierbarkeit des Systems zu verifizieren, wurde der Blasensäulen-Reaktor mit D = 300 mm

mit 2878 WLE beleuchtet und die Leistungsaufnahme einer Mess-WLE an verschiedenen Positionen

im Reaktor gemessen. Dabei wurde zugleich der Verstärker durch ein selbst hergestelltes Netzteil inkl.

Verstärker ersetzt (siehe Kapitel 9.2, Abbildung 70) und die Effizienz bestimmt. Bei einer elektrischen

Leistungsaufnahme von 313 W aus dem Stromnetz liefert das Netzteil noch eine Leistung von 221 W

und hat somit einen Wirkungsgrad von 70 %. Der Klasse-E Verstärker liefert am Ausgang noch eine

Leistung von 205 W und hat somit eine Effizienz von 93 %. Der Gesamtwirkungsgrad der neu

aufgebauten Einheit aus Netzteil und Klasse-E Verstärker liegt somit bei 66 %.

Abhängig von der Position im Reaktor nehmen die WLE geringfügig unterschiedliche Leistungen auf.

Dies ist in Abbildung 53 dargestellt und zeigt, dass die Leistungsaufnahme im Reaktormittelpunkt

(r = 0 mm) etwa 56 mW beträgt. Am Rand des Reaktors (r = 125 mm) ist die Leistungsaufnahme bei

etwa 57 mW und bei r = 65 bzw. 95 mm bei 60 mW. Daraus ergeben sich Gesamteffizienzen von 51

bis 53 % vom Stromnetz bis zu den WLEs.

Diskussion

57

6. Diskussion

6.1. Fehlerdiskussion

In Tabelle 9 sind die verwendeten Geräte mit den zugehörigen Messungen und deren Fehler nach

Herstellerangaben dargestellt. Die Messfehler im Rahmen der Herstellung von Kulturmedien belaufen

sich im Wesentlichen auf die Messungenauigkeiten der Laborwaage, der Feinwaage, der

Messzylinder, der Glaspipetten sowie der Pipetten für kleinere Volumina. Durch Auswählen des zum

erwartenden Messwert passenden Messinstruments lassen sich diese Fehler Minimieren. Beispielweise

ist der Fehler der Pipette (100-1000 µl) beim Pipettieren eines Volumens von 100 µl bei 3 Vol.-%

(also ±3 µl) und lässt sich durch Verwendung der Pipette (20-200 µl) auf 0,6 Vol.-% (also ±0,6 µl)

reduzieren. Selbiges gilt für die Verwendung der Wagen, Messzylinder und Glaspipetten. In allen

Fällen ohne Messwertanzeige ist der Ablesefehler vermutlich größer als der Gerätefehler. Daraus

ergibt sich ein geringer Einfluss der genannten Gerätefehler bei der Herstellung der Kulturmedien.

Durch gründliches und vor allem reproduzierbares Arbeiten werden Einflüsse dieser Fehler auf die

Ergebnisse minimiert.

Tabelle 9: Gerätefehler bei den verwendeten Messungen

Gerät Verwendung / Messung Gerätefehler

Laborwaage Medienherstellung ±0,01 g

Feinwaage Medienherstellung, Biotrockenmasse ±0,1 mg

Messzylinder Medienherstellung ±1 Vol.-%

Glaspipetten Medienherstellung ±1 Vol.-%

Pipette (100-1000 µl) Medienherstellung, Verdünnung für photometrische Messung

±0,6-3 Vol.-%

Pipette (20-200 µl) Verdünnung für photometrische Messung

±0,6-2,5 Vol.-%

pH-Meter Medienherstellung ±0,05 pH-Einheiten

Leitfähigkeitssonde Medienherstellung 0,5 %

LiCOR LI189 Lichtmessung (extern) ±0,3 %

sphärische Mikroquanten Sensor Lichtmessung (intern) ≤5 %

Kryostat Temperierung der Reaktoren ±0,5 K

CO2-Analysator CO2-Messung der Zuluft ±3 %

Photometer Optischen Dichte 0,0009 A.U.

Messküvetten Optischen Dichte ≤0,5 %

LCR-Meter Induktivitäts,- Kapazitätsmessung 0,3 %

Impedance Analyzer Induktivitäts,- Kapazitäts-, Gütemessung

0,05 %

Stromzange Leistungsbestimmung ±5 %

Spannungstastkopf Leistungsbestimmung ±2 %

Oszilloskop Leistungsbestimmung ±2 %

Wattmeter Leistungsbestimmung ±2 %

Bei der Bestimmung der optischen Dichte treten neben vernachlässigbaren Ungenauigkeiten durch das

Photometer und den verwendeten Messküvetten die o.g. Gerätefehler der Pipetten auf, die ebenfalls

durch sinnvolle Auswahl der Pipetten minimiert werden können. Durch die Messung von Triplikaten

werden die Ungenauigkeiten des Pipettierens erfasst und durch das arithmetische Mittel sowie der

Diskussion

58

zugehörigen Standardabweichung in Form von Fehlerbalken dargestellt. Dies gilt für alle Messungen,

wenn nichts anderes angegeben ist.

�̅� =1

𝑁∑𝑥𝑖

𝑁

𝑖=1

𝑠 = √∑ (𝑥𝑖 − �̅�)𝑁𝑖=1

(𝑁 − 1)

Mit dem arithmetischen Mittel x̅, der Standardabweichung des Einzelmesswerte s, der Anzahl der

Einzelmessungen N und dem Einzelmesswert xi.

Der Fehler des CO2-Messgeräts äußert sich bei einem Sollwert von 3 % in einer Ungenauigkeit

zwischen 2,9 und 3,1 % und ist daher bezüglich der Fehler durch den schwankenden Vordruck der

Druckluftleitung sowie die Ungenauigkeiten der verwendeten Schwebekörperdurchflussmesser mit

2% vernachlässigbar. Durch regelmäßige Kontrolle und ggfs. Justierung der Volumenströme können

diese Ungenauigkeiten minimiert werden. Ebenso durch Auswahl von Schwebekörperdurchfluss-

messern in einem sinnvollen Bereich um den Sollwert.

Bezüglich der Ungenauigkeit des Kryostaten zur Temperierung der verwendeten Photobioreaktoren

von 0,5 K ist festzuhalten, dass dieser Einfluss vernachlässigbar gering ist und sich auf alle

Kultivierungen gleich auswirkt. Dennoch ist beachten, dass bei den Kultivierungen im 1-L Maßstab

die Temperatur des Kulturmediums nicht gemessen und geregelt wurde, sondern lediglich über die

Kühlschlaufen und der durchströmenden Temperierflüssigkeit eingestellt wurde. Durch die

Dimensionierung der Kühlschlaufe ist jedoch nur von einer geringen Differenz zwischen tatsächlicher

Reaktortemperatur und eingestellter Temperatur am Kryostaten auszugehen. Im Fall der

Kultivierungen im 15 und 30-L Maßstab wurde die Reaktortemperatur gemessen und manuell durch

die Temperatur des Vorlaufs am Kryostaten eingestellt. Die sich dadurch ergebende Ungenauigkeit ist

jedoch aufgrund häufiger Kontrollen gering und wirkt sich auf alle Kultivierungen gleichermaßen aus.

Die unabhängigen Messungenauigkeiten im Rahmen der Leistungsbestimmung der intern beleuchteten

Reaktoren pflanzen sich zu einem Gesamtfehler von ±5,7 % fort. Dieser ist im Vergleich zur

Leistungsmessung bei den extern beleuchteten Reaktoren durch das Wattmeter mit nur 2 % zwar

größer, aber im Rahmen des Messaufbaus nicht vermeidbar. Durch die online-Messung der Leistung

während der Gesamten Kultivierung im Fall der internen Beleuchtung und ggfs. Justierung der

Leistung kann eine signifikante Auswirkung der Unsicherheit auf die Kultivierungsergebnisse nahezu

ausgeschlossen werden.

Die verwendeten Induktivitäten und Kapazitäten für die Wireless Light Emitter besitzen laut Hersteller

eine hohe Toleranz von ±20 % bzw. ±10 %. Dies führt gemäß

𝑓𝑟𝑒𝑠 =1

2𝜋√𝐿𝐶

zu einer maximalen Abweichung von ±18 % von der angestrebten Resonanzfrequenz.

Stichprobenartige Messungen (N = 20) der Bauteile zeigten jedoch einer deutlich geringere Toleranz,

als die vom Hersteller angegebene. Für die Induktivitäten ergab sich eine Toleranz von maximal

±3,2 % für die Kapazitäten von ±3,4 %. Somit ergibt sich eine praktische Abweichung der

tatsächlichen von der angestrebten Resonanzfrequenz von maximal ±3,4 % in der betrachteten

Stichprobe. Unter Annahme der Normalverteilung der Toleranzen der Induktivitäten und Kapazitäten

ergibt sich zudem der Umstand, dass sich zwei Abweichungen gegenseitig ausgleichen können, sodass

insgesamt von nur einem geringen Einfluss auf die Ergebnisse auszugehen ist.

Bei den Kultivierungen mit interner Beleuchtung kann es passieren, dass sich einige WLE in der

Kühlschlaufe verfangen und dort festsitzen. Ebenso kommt es in manchen Fällen zu Blockaden und

Diskussion

59

WLE Anhäufungen in der Engstelle zwischen Leitrohr und Reaktorinnenwand (Abbildung 54 links).

Dies führt dazu, dass nicht alle ursprünglich eingesetzten WLE gleichermaßen zur der Beleuchtung

beitragen und reduzieren die Homogenität der Lichtverteilung. Diese Probleme treten in der Regel

jedoch nur beim Anfahren des Reaktors auf und können durch manuelles Pulsen der Begasung gelöst

werden. In Abbildung 54 (rechts) hingegen ist ein Problem zu erkennen, das nur schwer während der

Kultivierung behoben werden kann. Durch die plane Gestaltung des Reaktorbodens kommt es hier am

Rand zu Toträumen mit reduzierter Strömungsgeschwindigkeit. Dies kann dazu führen, dass WLE mit

höherer Dichte als das Kultivierungsmedium dort liegen bleiben. Diese tragen dann ebenfalls nicht

mehr zur Beleuchtung bei. Der Gesamtleistungseintrag ist davon allerdings nicht betroffen, da die

verbleibenden WLE dann Anteilig diese Leistung aufnehmen. Beide Effekte führen somit durch die

Reduzierung der Homogenität, wenn überhaupt, zu einer reduzierten Performance der intern

beleuchteten Reaktoren, sodass deren Ergebnisse im Zweifel eher schlechter abgebildet sind, als im

Idealfall zu erwarten wäre.

Abbildung 54: Blockaden durch WLE an der Kühlschlaufe und zwischen Reaktorinnenwand und Leitrohr (links) sowie am Reaktorboden liegende WLE (rechts).

Diskussion

60

6.2. Proof of concept

6.2.1. Einfluss des verwendeten elektromagnetischen Felds auf verschiedene

phototrophe Mikroorganismen

Elektromagnetische Felder sind in der Lage, mit vielen biologischen Systemen zu interagieren [76].

Hinsichtlich möglicher Anwendungen zur Keimreduktion führten Studien mit oszillierenden und

wechselnden elektromagnetischen Feldern mit magnetischen Flußdichten in der Größenordnung von

100-101 T und Frequenzen im Bereich von 106 Hz zu signifikanter Abtötung von

Streptococcus thermophilus, Saccharomyces, Streptomyces scabies, Alternaria solani und

Ervinia carotovora [77 – 79]. Diese Beobachtungen konnten allerdings weder für statische, für

pulsierende noch wechselnde Magnetfelder (f = 10-15 kHz) für Escherichia coli und Saccharomyces

cerevisiae nicht reproduziert werden [80, 81]. Bezüglich des Einflusses magnetischer Felder auf

phototrophe Mikroorganismen wurden für statische Magnetfelder zwischen 5 und 50 mT

wachstumssteigernde Effekte für Chlorella vulgaris und C. kessleri festgestellt [82, 83].

Auswirkungen wechselnder Magnetfelder auf Cyanobakterien im GHz-Bereich führten für A. platenis

und Nostoc commune zu Wachstumssteigerung und erhöhter Ionenaufnahme [84]. Positive Effekte

verschiedener elektromagnetischer Stimuli auf phototrophe Mikroorganismen wurden von Hunt et al.

zusammengefasst [85].

Da der gegenwärtige Stand der Literatur Einflüsse des in dieser Arbeit verwendeten Magnetfelds auf

die hier verwendeten phototrophen Mikroorganismen nur schwach abbildet, zum Teil

widersprüchliche Ergebnisse liefert und Mechanismen der beobachteten Wirkungen nur theoretischer

Natur und nicht bewiesen sind, ist eine Übertragung auf das hier vorliegende System nicht möglich.

Daher sind Untersuchungen mit den hier verwendeten Bedingungen und Mikroorganismen notwendig.

Die in 5.1.1 (Tabelle 5) dargestellten Ergebnisse zur Untersuchung des Einflusses eines wechselnden

Magnetfelds (f = 178 kHz, B = 0,8-2,6 mT) auf verschiedene phototrophe Mikroorganismen finden

sich in Abbildung 55 wieder. Hier ist die spezifische Wachstumsrate des jeweiligen Mikroorganismus

auf die der Kontrolle normiert und als Säulendiagramm dargestellt (links). Selbiges ist in der rechten

Abbildung für die erreichte Biomassekonzentration aufgetragen. Für den Fall, dass das Magnetfeld

keinen Einfluss auf die untersuchten Parameter hat, würde die normierte Wachstumsgeschwindigkeit

bzw. Biomassekonzentration der Kulturen im Magnetfeld mit der Kontrolle übereinstimmen und einen

Wert von 1 ergeben (horizontal gepunktete Linie). Bei negativen Auswirkungen würden die Werte

kleiner 1, bei positiven Effekten entsprechend größer 1 sein. Es ist deutlich zu erkennen, dass sowohl

hinsichtlich der normierten spezifischen Wachstumsrate als auch der normierten erreichten

Biomassekonzentration für keinen der untersuchten Mikroorganismen eine signifikante Abweichung

von 1 vorherrscht. Zwar treten vereinzelt Unterschiede und somit Abweichungen von 1 auf, diese sind

aber sowohl im Rahmen der Standardabweichungen der Kontrolle als auch der Kultivierung unter dem

Einfluss des Magnetfelds. Die Abweichungen bezüglich der normierten Wachstums-

geschwindigkeiten sind maximal 12 % über der Kontrolle (A. platensis) bzw. maximal 8 % unterhalb

dieser (P. patens). Hinsichtlich der normierten Biomasse ist eine maximale Abweichung von +8 %

(A. platensis) bzw. -8 % (P. patens) von der Kontrolle auszumachen. Ferner ist festzuhalten, dass diese

Abweichungen keine klare Tendenz bezüglich ihrer Lage von der Kontrolle haben, also weder

präferiert über oder unter dieser liegen.

Somit kann unter Berücksichtigung der Standardabweichungen und dem nicht vorliegenden Trend der

Abweichungen nicht auf einen negativen oder positiven Einfluss des Magnetfelds auf die spezifische

Wachstumsgeschwindigkeit und die erreichte Biotrockenmasse geschlossen werden.

Diskussion

61

A. pla

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P. purp

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C. zo

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Abbildung 55: normierte Wachstumsgeschwindigkeit bzw. Biotrockenmassekonzentration für verschiedene phototrophe

Mikroorganismen unter dem Einfluss eines wechselnden Magnetfelds. Weiße Balken stellen die Kontrolle ohne Magnetfeld dar.

Graue Balken zeigen die Ergebnisse für die Kulturen unter dem Einfluss des Magnetfelds.

Aus den in 5.1.1 dargestellten Ergebnissen lässt sich das in Abbildung 56 dargestellte Diagramm

ableiten. Hier ist die optische Dichte der Kontroll-Kultivierung ohne Magnetfeld des jeweilig

untersuchten Mikroorganismus gegenüber der optischen Dichte der Kultur unter dem Einfluss des

wechselnden Magnetfelds zum gleichen Zeitpunkt in doppelt logarithmischer Skalierung aufgetragen.

Für den Fall, dass das elektromagnetische Feld keinen Einfluss auf die optische Dichte des

untersuchten Mikroorganismus hat, würde OD750nm, Kontrolle = OD750nm, Magnetfeld gelten und es würde sich

hierfür eine Winkelhalbierende als Ausgleichsgerade ergeben (siehe schwarze Linie im Diagramm).

Für den Fall eines positiven Einflusses des Magnetfelds gilt OD750nm, Kontrolle < OD750nm, Magnetfeld und es

würde sich eine lineare Gerade mit geringerer Steigung ergeben. Im umgekehrten Fall gilt OD750nm,

Kontrolle > OD750nm, Magnetfeld und die Ausgleichsgerade würde steiler verlaufen als die Winkelhalbierende.

Es ist gut zu erkennen, dass die meisten Wertepaare auf der vorgegebenen Winkelhalbierenden

OD750nm, Kontrolle = OD750nm, Magnetfeld liegen oder sich innerhalb eines Konfidenzintervalls von ± 10 %

bewegen (schwarz punktierter Kanal). Lediglich acht der 48 Wertepaare befinden sich außerhalb

dieses Intervalls. Ein Fit über alle Wertepaare ergibt als Steigung der Ausgleichgerade einen Wert von

m = 0,9141 ± 0,0279 und ist somit weniger als 10 % flacher als die Winkelhalbierende. Hieraus lässt

sich ableiten, dass es keinen signifikanten positiven oder negativen Einfluss des eingesetzten

Magnetfelds auf den Verlauf der optischen Dichte während der Kultivierung der untersuchten

Mikroorganismen gibt.

Neben den Wachstumscharakteristika, wie spez. Wachstumsgeschwindigkeit, erreichte Biotrocken-

massekonzentration und Wachstumsverlauf wurde ebenfalls der Einfluss auf zwei Phycobilliproteine

(Phycoerythrin und Phycocyanin) sowie die rekombinant produzierte β-Glucoronidase untersucht. Die

maximalen Phycocyaninproduktivitäten liegen bei A. platensis bei 0,65 ± 0,05 mg·l-1·h-1 für die

Kontrolle und bei 0,62 ± 0,01 mg·l-1·h-1 für die Kultur unter dem Einfluss des Magnetfelds und

unterscheiden sich somit nicht signifikant voneinander. Der stärkere Abfall der

Phycocyaninkonzentration von 94 auf 30 mg·l-1 bei der Kontrolle im Vergleich zu 65 mg·l-1 unter

Einfluss des Magnetfelds stellt einen signifikanten Unterschied dar. In Anbetracht des ansonsten sehr

ähnlichen Verlaufs und den nahezu gleichen Produktivitäten ist dieser jedoch wohl auf eine

Diskussion

62

Messungenauigkeit zurückzuführen. Im Fall von P. purpureum liegen die maximalen

Phycoerythrinproduktivitäten bei 0,56 ± 0,06 mg·l-1·h-1 für die Kontrolle und die Kultur unter dem

Einfluss des Magnetfelds und sind somit ebenfalls nicht durch dieses beeinflusst. Die durch

C. reinhardtii cc400 pC1-JR17 300-6 rekombinant produzierte β-Glucoronidase wird durch den

charakteristischen 4-Methyl-Umbelliferon Umsatz halbquantitativ über die Fluoreszenz nachgewiesen.

In beiden Gruppen kann kein signifikanter Unterschied im Verlauf der Fluoreszenzintensität

festgestellt werden und im Maximum wird in der Kontrolle ein Wert von 2,57·106 ± 4,88·104 A.U.

erreicht, der sich im Rahmen der Standardabweichungen nicht signifikant von dem der Kultur unter

Einfluss des Magnetfelds mit 3,11·106 ± 3,58·104 A.U. unterscheidet.

optische Dichte im Magnetfeld OD750nm,Magnetfeld

(-)

0,1 1 10

optische D

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der

Kontr

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75

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10

Abbildung 56: Doppelt-Logarithmische Auftragung der optischen Dichte der Kontrolle gegenüber der optischen Dichte der

entsprechenden Kultur zum gleichen Zeitpunkt unter dem Einfluss eines wechselnden Magnetfelds (● A. platensis, ■

P. purpureum, ▼ C. zofingiensis, ♦ C. reinhardtii cc400 pC1-JR17 300-6, ▲ C. reinhardtii WT137c).

Zusammenfassend kann festgehalten werden, dass das hier untersuchte Magnetfeld mit einer Frequenz

von f = 178 kHz im untersuchten Bereich der magnetischen Flußdichte von 0,8 bis 2,6 mT keinen

Einfluss auf die spezifische Wachstumsgeschwindigkeit, die erreichte Biotrockenmassekonzentration,

den Verlauf des Wachstums sowie ggfs. die Produktivität von Phycoerythrin, Phycocyanin sowie die

rekombinant produzierte β-Glucoronidase für die hier untersuchten phototrophen Mikroorganismen

hat. Mit den zugehörigen Familien der untersuchten Organismen (Rhodophyta, Chlorophyta,

Bryophyta und Cyanobacteria) wurde ein breiter Bereich der relevanten phototrophen

Mikroorganismen untersucht. Dieser stellt aber dennoch nur eine Auswahl dar, sodass diese

Ergebnisse weder mit Sicherheit auf andere Spezies und auf keinen Fall auf andere elektromagnetische

Felder transferiert werden können. Somit lassen die durchgeführten Untersuchungen keine endgültige

Aussage über generelle Einflüsse des untersuchten Magnetfelds zu, da lediglich die relevanten

makroskopischen Wachstums- und Produktionsparameter als Vergleichskriterium dienten. Dies ist

jedoch vertretbar, da nur diese für die potentielle industrielle Anwendung der Organismen

entscheidend sind. Einflüsse im Bereich der Proteomics, Transcriptomics und Genomics wurden nicht

untersucht. Nakasono et al. (2008) konnte jedoch für eine Reihe von Mikroorganismen keine

mutagenen oder co-mutagenen Effekte oder Einflüsse auf die DNA-Reparatur mit einem wechselnden

Magnetfeld (f = 2-60 kHz, B = 0,11-1,1 mT) feststellen [86].

Diskussion

63

6.2.2. Einfluss mechanischer Belastung durch die WLE auf verschiedene Mikroalgen

Neben einem Einfluss durch das elektromagnetische Wechselfeld muss auch ein eventueller Einfluss

mechanischer Belastung durch die WLE auf verschiedene phototrophe Mikroorganismen untersucht

werden. Durch die Durchmischung des Kulturvolumens treten zwangsläufig Stöße zwischen den WLE

untereinander und Stöße zwischen den WLE und der Reaktorwand auf. Zudem bilden sich

Schergradienten zwischen WLE mit unterschiedlicher Geschwindigkeit zueinander und zwischen

WLE und der Reaktorwand aus.

Zur Untersuchung dieser möglichen Effekte wurden C. reinhardtii und P. purpureum als einzellige

annähernd sphärische Testorganismen mit speziesspezifischen Durchmessern von 3-10 µm bzw. 5-

10 µm gewählt, sowie als Vertreter filamentöser Organismen das Cyanobakterium A. platensis und das

Moos P. patens mit deutlich größeren Abmessungen bis in den Millimeter-Bereich.

Die Ergebnisse aus 5.1.2 zeigen, dass sich sowohl hinsichtlich der spezifischen Wachstumsrate als

auch bezüglich der Biotrockenmassekonzentration für die einzelligen Mikroalgen keine negativen

Auswirkungen durch die zusätzliche mechanische Belastung ergeben. Im Fall von C. reinhardtii sind

die Wachstumsraten mit 0,0843 h-1 für die Kontrolle und 0,0849 h-1 unter dem Einfluss der WLE

nahezu gleich. Lediglich die erreichten Biotrockenmassekonzentrationen nach 230 h sind im Fall der

mechanischen Belastung um 13 % höher. Dies könnte an einem besseren Stofftransport bedingt durch

die WLE liegen, was jedoch eher unwahrscheinlich ist, da im Allgemeinen nicht von einer CO2

Limitierung auszugehen ist. Plausibler ist die Tatsache, dass die eingesetzte Lichtenergie durch den

Kulturvolumenverlust durch die WLE mit etwa 5-10 % einem geringeren Volumen zur Verfügung

steht und die Lichtleistung pro Volumen um diesen Prozentsatz für die Kultivierung mit WLE erhöht

ist. Dies muss nicht notwendigerweise Auswirkungen auf die Wachstumsgeschwindigkeit haben, da

diese im nicht-lichtlimitierten Bereich bestimmt wird. Die Beobachtung der Stabilität von

C. reinhardtii gegenüber der mechanischen Belastung wird auch durch Untersuchungen verschiedener

Autoren gestützt [87–89]. Gudin et al (1991) konnte Kulturen von C. reinhardtii sogar mittels

verschiedener Pumpen fördern, ohne negative Auswirkungen feststellen zu können.

Ähnliche Ergebnisse zeigen sich für die einzellige Rotalge P. Purpureum. Unter mechanischer

Beanspruchung ergibt sich nahezu die gleiche Wachstumsrate von 0,035 h-1 wie ohne Beanspruchung

mit 0,033 h-1. Die Biotrockenmassekonzentrationen von 3,34 bzw. 3,49 g·l-1 sind ebenfalls wenig

beeinflusst. Somit ist ebenfalls kein Effekt der mechanischen Beanspruchung durch die WLE auf das

Wachstum festzustellen, jedoch wurde eine leichte Rotfärbung des Kulturüberstands in den

beanspruchten Kulturen festgestellt. Dies ist auf das rote Phycobiliprotein Phycoerythrin

zurückzuführen, sodass zumindest zu einem gewissen Grad eine Beanspruchung dazu führt, das

intrazelluläre Produkt ans Medium abzugeben. Diese Beobachtungen decken sich gut mit den

Untersuchungen von Sobczuk et al. (2006), bei denen auch eine gewisse Stabilität gegenüber

mechanischer Beanspruchung durch einen Rührer festgestellt wurde, die bei einem tip-speed von

2,45 m·s-1 aber ebenfalls zu hydrodynamischer Beschädigung führte [90]. Ebenso stufen

Gudin et al. (1991) P. purpureum mit geringer Zellfragilität ein, jedoch beobachteten sie auch eine

Steigerung der Produktivität beim Wechsel von einer stark hydrodynamisch beanspruchenden

Kreiselpumpe (auch Zentrifugalpumpe) zu einer weniger beanspruchenden, volumetrisch fördernden

Schnecken- oder Exzenterschneckenpumpe [88].

Im Fall der beiden filamentösen Testorganismen A. platensis und P. patens konnte gar kein Wachstum

festgestellt werden, da beide Organismen stark durch die WLE beansprucht wurden, was durch

mikroskopische Aufnahmen bestätigt werden kann (vgl. Kapitel 5.1.2 Abbildung 25). Im Fall von

A. platensis ist die Empfindlichkeit gegenüber mechanischer Belastung ein viel in der Literatur

beschriebenes Problem. Bereits 1982 führten Bronnenmeier & Märkl Untersuchungen diesbezüglich

Diskussion

64

mittels Freistrahl- (Free-Jet) und Rührexperimenten durch. Sie konnten zeigen, dass Leistungseinträge

von 0,3-0,6 W·l-1 im Free-Jet und etwa 4 W·l-1 in den Rühreexperimenten zu ähnlichen Schädigungen

der Filamente führen, wie sie hier beobachtet wurden [87]. Ebenso stellten sie fest, dass ein Wildtyp

von C. reinhardtii in den gleichen Versuchen etwa der 10-fachen Belastung standhalten konnte. Beide

Ergebnisse decken sich sehr gut mit den hier gemachten Beobachtungen. Weitere Arbeiten bestätigen

die Anfälligkeit von A. platensis gegenüber mechanischer Beanspruchung, was zu einer Verkürzung

der Filamente und einem reduzierten oder eingestellten Wachstum führt [91, 92].

Für das Moos P. patens wird ebenfalls eine durch einen Propeller-Rührer verursachte Zellschädigung,

gerade durch dumpfe und statistische mechanische Beanspruchung beschrieben, die sich negativ auf

die Vitalität auswirkt [93, 94].

In Blasensäulenreaktoren mit WLE treten verschiedene Arten der mechanischen Beanspruchung auf,

wie eingangs beschrieben. Neben diesen gibt es aber noch Beanspruchungen durch das Platzen der

Gasblasen an der Flüssigkeitsoberfläche oder Scherbeanspruchungen beim Gaseintritt. Da diese beiden

Phänomene sowohl in den Kontrollen als auch den Reaktoren mit WLEs auftreten, können diese als

mögliche Ursache der Schädigung ausgeschlossen werden. Auch die Scherungen zwischen zwei

WLEs unterschiedlicher Geschwindigkeit und/oder Richtung oder die Scherung zwischen den WLEs

und der Reaktorwand können als vergleichsweise gering abgeschätzt werden. Der Großteil der

mechanischen Belastung rührt von den Stößen der Wireless Light Emitter untereinander her

(Abbildung 57). Nähern sich zwei WLE mit entgegensetzter Bewegungsrichtung einander an, wird die

Flüssigkeit in deren Zwischenraum verdrängt. Im Fall einzelliger kleiner Organismen wie

C. reinhardtii werden diese mit der Flüssigkeit mitgerissen, sodass sich im Augenblick des

Zusammenstoßes keine Organismen mehr zwischen den beiden WLE befinden (Abbildung 57 A). Bei

größeren oder filamentösen Organismen hingegen (wie A. platensis oder P. patens) werden diese

aufgrund ihrer Größe, Trägheit und Raumausdehnung schlechter oder gar nicht mit der Flüssigkeit

mitgerissen, sodass sich diese im Moment des Zusammenstoßes noch zwischen den WLE befinden,

und somit mechanisch beansprucht werden (Abbildung 57 B).

Abbildung 57: Möglicher Mechanismus der Zellschädigung durch wie Wireless Light Emitter in Blasensäulen.

Es kann also zusammengefasst werden, dass die zusätzliche mechanische Beanspruchung durch die

WLE im Fall einzelliger und kleiner Mikroalgen unproblematisch ist und lediglich bei größeren und

vor allem filamentösen Organismen teilweise erhebliche Schäden hervorruft. Dies stellt eine starke

Einschränkung des internen Beleuchtungssystems dar, da es nach Möglichkeit für ein breites Spektrum

von phototrophen Mikroorganismen unabhängig von deren Morphologie eingesetzt werden und als

multi-purpose System für die Kultivierung von phototrophen Organismen dienen soll. Daher bedarf

dieses Problem genauerer Betrachtung und Optimierung.

Diskussion

65

6.3. Scale-up

6.3.1. Produktionsverfahren und Eigenschaften der Wireless Light Emitter

Bevor ein scale-up im Sinne der Reaktorgröße erfolgen kann, muss sichergestellt werden, dass die

Wireless Light Emitter in ausreichender Quantität und Qualität mindestens halbautomatisiert

hergestellt werden können, um reproduzierbare Ergebnisse zu halten.

Die Elektronik wird, wie in Kapitel 5.2.1 beschrieben, automatisch auf eine vorgefräßte Platine

bestückt. Als manueller Schritt bleibt jedoch das Heraustrennen der Baugruppen aus dem Nutzen.

Die wesentlichen Spezifikationen an die WLE unterteilen sich in die an das Verkapselungsmaterial

und die an die gesamte WLE. An das Verkapselungsmaterial werden folgende Bedingungen gestellt:

- Beständigkeit gegenüber Dampfsterilisation bei 121 °C und 1 bar Überdruck

- Transparenz

- Biokompatibilität

- Stabilität gegenüber Säuren und Laugen

Die Anforderungen an die gesamte WLE sind:

- Dichte im Bereich von Wasser

- Wasserdicht bei 121 °C und 1 bar Überdruck

- schwerpunktsbedingte Ausrichtung zum Magnetfeld

Bezüglich der Verkapselungsmethode stehen im Wesentlichen zwei Methoden zur Wahl. Einerseits

das Eingießen der Elektronik in ein geeignetes Polymer, andererseits das Verkapseln der Elektronik in

zwei hohle Halbschalen. Beim Eingießen besteht der Vorteil, dass kein Fügen von Einzelteilen

stattfinden muss und somit eine Schwachstelle von vornherein ausgeschlossen werden kann.

Demgegenüber steht aber das Problem, dass die Masse der Elektronik mit etwa 258 mg bereits so groß

ist, dass eine WLE mit der angestrebten Dichte im Bereich von 1000 kg·m-3 nur durch sehr große

Kugeln oder das zusätzliche Eingießen von Lufteinschlüssen zu erreichen ist. Beide Optionen sind

nicht zweckmäßig. Aus diesem Grund wurde sich für das Verkapseln der Elektronik in zwei hohlen

Halbschalen entschieden, mit dem Nachteil der Notwendigkeit eines Fügeschrittes und der damit

verbundenen Schwachstelle. Es muss bei dieser Methode auch ein gewisses Luftvolumen

mitverkapselt werden, welches durch die exakte Fertigung der Halbschalen mittels Spritzguss

allerdings kein Problem darstellt. Als Fügemethoden der beiden Halbschalen stehen Kleben,

Laserschweißen oder Ultraschallschweißen zur Wahl. Da Kleben einen weiteren Stoff in das System

einbringt, der ebenso dampfsterilisierbar, säure- und laugenstabil und vor allem biokompatibel sein

muss, wurde diese Methode verworfen. Das Laserschweißen stellt zwar eine Fügemethode ohne

Fremdstoffe und zudem eine materialschlüssige Methode dar, ist für Fügen transparenter Materialen

aber nur in Spezialfällen anwendbar. Somit wurde sich für das Ultraschallschweißen als Fügemethode

für die beiden Halbschalen entschieden, da diese Methode ebenfalls ohne Zusatzstoffe auskommt und

auch eine materialschlüssige Verbindung herstellt.

Hinsichtlich des Materials eignen sich alle Kunststoffe, die spritzgießbar sind und die oben genannten

Anforderungen erfüllen. Neben Polycarbonat eignen sich beispielsweise Polyamid, Polyimid,

Polysulfon oder Polypropylen. Aufgrund seiner hohen Transparenz und guten Eignung zum

Spritzgießen und anschließendem Ultraschallverschweißen wurde sich für Polycarbonat in der

Variante APEC® 1745 entschieden, welches sich auch zur Dampfsterilisation eignet und darüber

hinaus für pharmazeutische Anwendungen nach USP XXII Class VI zugelassen ist.

Diskussion

66

Das Design der beiden Halbschalen ist, wie in Kapitel 5.2.1.2 beschrieben so gewählt, dass sich der

Schwerpunkt bereits ohne die elektronische Baugruppe im unteren Kugelteil befindet. In der unteren

Halbschale ist ein Sitz für die Spule und ein Auflegesteg für die Platine vorgesehen. Die obere

Halbschale ist weitegehend frei von zusätzlichen Einbauten, um ein ungehindertes Austreten des

Lichts zu ermöglichen. Beide Halbschalen können über eine Führung gegeneinander zentriert werden

und besitzen einen umlaufenden Rand als Ansatzfläche für das Ultraschallschweißen. Die Spritzguss

Halbschalen sind zu zweit noch je an einem gemeinsamen Anguss verbunden und müssen manuell von

diesem getrennt werden. Nach Einlegen der Elektronik werden die beiden Halbschalen

halbautomatisch mittels Ultraschall verschweißt.

Die Dichtigkeit während des Autoklavierens und die Aufrechterhaltung der Transparenz bzw. der

Funktion der WLE wurden in Kapitel 5.2.1.3 dargestellt. Diese Ergebnisse entsprechen den

Erwartungen durch die Herstellerangaben der elektronischen Komponenten sowie des Polycarbonats

und bestätigen die korrekte Dimensionierung der umlaufenden Krempe als Angriffsfläche für das

Ultraschallverschweißen.

Abbildung 58 zeigt zusammenfassend den Ablauf der WLE Fertigung. Auf das Herstellen der

vorgefrästen Platine für einen Nutzen wird darin nicht eingegangen, da dies von einer Zulieferfirma

von PKS Systemtechnik in einem vollautomatisierten Schritt gemacht wird. Die dunkelblau

hinterlegten Arbeitsschritte sind vollautomatisiert, die hellblauen Schritte hingegen werden manuell

erledigt. Als abschließende Bewertung der WLE Fertigung kann ein hohes Maß an Automatisierung

festgehalten wird. Jedoch finden drei Arbeitsschritte manuell statt, was bei hohen Stückzahlen (> 104)

aufwändig ist. Diese Schritte könnten jedoch zum Teil automatisiert werden, so zum Beispiel das

Vereinzeln der elektronischen Baugruppen durch eine Stanze. Für die notwendigen Stückzahlen für

diese Arbeit und weitere Arbeiten im lab-scale ist dieses Verfahren aber vollkommen

zufriedenstellend und liefert reproduzierbare Ergebnisse.

Abbildung 58: Ablauf der WLE Fertigung in manuellen (hellblau) und automatisierten (dunkelblau) Arbeitsschritten.

Diskussion

67

6.3.2. Kultivierung von C. reinhardtii in Blasensäulen verschiedener Durchmesser

Um die Skalierbarkeit des internen Beleuchtungssystems zu überprüfen, wurden Kultivierungen der

Modellalge Chlamydomonas reinhardtii in Blasensäulen mit verschiedenen Durchmessern

durchgeführt, bei denen der volumenspezifische elektrische Leistungseintrag für die Beleuchtung

konstant gehalten wurde. Um die in Kapitel 2.2 beschriebene Problematik extern beleuchteter

Photobioreaktoren zu verdeutlichen, wurden auch Kultivierungen in extern beleuchteten Blasensäulen

durchgeführt.


0 50 100 150

Bio

tro

cke

nm

asse

BT

M (

g·l

-1)

0,1

1,0

Abbildung 59: Kultivierung von C. reinhardtii WT137c in Blasensäulen verschiedener Durchmesser mit externer oder interner Beleuchtung bei gleichem elektrischen Leistungseintrag pro Volumen (8,9 W·l-1). T = 25 °C, V̇V = 0,5 vvm, φCO2 = 0,03. D = 50 mm, extern (○); D = 150 mm, extern (□); D = 50 mm, intern (●); D = 150 mm, intern (■); D = 300 mm, intern (▲). Die durchgezogene Linie zeigt einen globalen Fit über die drei intern beleuchteten Kultivierungen, die punktierten Linien zeigen eine ± 10%ige Abweichung von diesem Fit. Die gestrichelten Linien zeigen einen Fit der Form y(t) = y0 + a·(1 - e-b·t).

Die extern beleuchtete Blasensäule mit einem Durchmesser von 50 mm wird als Benchmark gesetzt,

da sie den Stand der Technik darstellt, aber eine Maßstabsvergrößerung nur über ein numbering-up

geschehen kann. Das Problem der Skalierbarkeit wird durch die Reduzierung der Wachstumsrate um

63 % sowie durch die Reduzierung der RZA und LZA um jeweils 82 % deutlich, obwohl der

elektrische Leistungseintrag für die Beleuchtung in beiden Systemen bei etwa 8,8 W·L-1 liegt. Dies

zeigt das Grundproblem von bestehenden Photobioreaktoren, welches eingangs bereits ausführlich

diskutiert wurde. Zum einen verlängert sich durch die Maßstabsvergrößerung der Lichtweg von der

Reaktorwand zu dessen Mittelpunkt von 25 auf 75 mm, was gemäß dem Lambert-Beer‘schen Gesetz

oder anderen Approximationen zum Lichttransport die Inhomogenität des Lichtfelds deutlich erhöht.

Zum anderen steht dem größeren Kulturvolumen durch diese Maßstabserhöhung eine kleinere

Oberfläche zur Verfügung, durch die das Licht eingebracht werden kann. Die entsprechende

Kenngröße ist das Oberflächen-zu-Volumen Verhältnis, welches in der Blasensäule mit DR = 50 mm

einen Wert von 80 m²·m-3 und für DR = 150 mm nur noch einen Wert von 26,7 m²·m-3 hat. Weiterhin

kommt es bei extern beleuchteten Systemen zu vermehrter Rückstreuung des einzutragenden Lichts an

Diskussion

68

der Reaktorwand, wo einmal ein Übergang vom optisch dünnen Medium (Luft) zum optisch dichten

Medium (Glas) und zum anderen vom Glas in die Algensuspension stattfindet. Abhängig vom

Einstrahlwinkel wird somit wird nur ein Teil des auf den Reaktor gestrahlten Lichts auch tatsächlich in

diesen eingekoppelt (siehe Abbildung 60). All diese Effekte führen zum einen zu einer Reduktion des

eingebrachten Lichts und zum anderen zu einem stark inhomogenen Lichtfeld.

Abbildung 60: Optische Übergange eines Lichtstrahls von der Lichtquelle in den Reaktor.

Im Fall der intern beleuchteten Reaktoren mit Durchmessern von 50, 150 und 300 mm nimmt die LZA

beim scale-up nur um 14 bzw. 17 % ab. Dies ist das zu erwartende Ergebnis, da sich bei einer

Maßstabsvergrößerung eines intern beleuchteten Systems an den Lichtverhältnissen im Reaktor im

Wesentlichen nichts ändert. In allen drei Reaktoren wurde die gleiche Anzahl an WLE pro Volumen

eingesetzt und ebenso die gleiche Leistung pro Volumen eingebracht. Somit ändert sich das Verhältnis

von beleuchteter Oberfläche zum Kulturvolumen nicht und der mittlere Lichtweg bleibt ebenso

konstant, da beide Größen lediglich von der volumenbezogenen Zahl der WLE abhängen.

Abbildung 59 zeigt nochmals den Verlauf der Biotrockenmassekonzentration für die verschiedenen

extern und intern beleuchteten Reaktoren. Die Kultivierungen in den drei intern beleuchteten

Reaktoren mit Durchmessern von 50, 150 und 300 mm wurden von einem globalen Fit der Form

𝑦(𝑡) = 𝑦0 + 𝑎 ∙ (1 − 𝑒−𝑏∙𝑡)

überlagert (durchgezogene Linie). Die gepunktete Linie zeigt eine Abweichung von diesem Fit um

± 10 %. Es ist gut zu erkennen, dass die meisten Punkte der drei Kultivierungen innerhalb dieses

Bereichs liegen, was bereits einen guten Hinweis auf eine Skalierbarkeit liefert.

Um die Skalierbarkeit besser beurteilen zu können, wird ein scale-up Faktor µ definiert. Dieser

beschreibt das Verhältnis des Volumens des hochskalierten Reaktors zu dem des kleinsten Reaktors.

Da die Höhe des Reaktors sowohl in extern als auch in intern beleuchteten Systemen in gewissen

Grenzen irrelevant ist, kann der scale-up Faktor auch als das Verhältnis der quadrierten Radien

dargestellt werden.

𝜇 =𝑉𝑔

𝑉𝑘=𝑟𝑔2 ∙ 𝜋 ∙ ℎ𝑔

𝑟𝑘2 ∙ 𝜋 ∙ ℎ𝑘

=𝑟𝑔2

𝑟𝑘2

Somit stellt die Erhöhung des Reaktordurchmessers von 50 auf 150 mm ein µ von 9 dar und die

Erhöhung auf 300 mm ein µ von 36. Ein System kann als skalierbar bezeichnet werden, wenn die

Zielgröße unabhängig vom scale-up Faktor µ ist. Als Zielgröße für die Etablierung dieses neuen

Beleuchtungssystems wird die LZA herangezogen, da sie letztlich den Algenertrag sowohl mit der

Zeit als auch mit der erforderlichen elektrischen Leistung ins Verhältnis setzt. Abbildung 61 zeigt den

Verlauf der LZA für die zwei unterschiedlichen scale-up Faktoren und zeigt deutlich, dass das interne

Beleuchtungssystem nur schwach von µ abhängt, wohingegen das extern beleuchtete System deutlich

indirekt proportional zum scale ist. Hier wird im Besonderen klar, welchen enormen Vorteil das

Diskussion

69

interne Beleuchtungssystem bietet, da sogar eine Skalierung mit µ = 36 nur eine geringe Reduzierung

der LZA nach sich zieht, wohingegen bei externer Beleuchtung bereits bei µ = 9 die LZA drastisch

reduziert wird. Somit kann festgehalten werden, dass das interne Beleuchtungssystem basierend auf

Wireless Light Emittern in sich skalierbar ist, wohingegen extern beleuchtete Reaktoren nicht

skalierbar sind. In der Literatur sind zwar intern beleuchtete Photobioreaktoren beschrieben, die sich

mit der Begründung eines konstanten Lichtwegs und einem scale-unabhängigen Oberfläche-zu-

Volumen Verhältnis auf eine gute Skalierbarkeit berufen, jedoch wurde dies nicht durch

experimentelle Arbeiten bei gleichem Leistungseintrag pro Kulturvolumen bewiesen [95, 96].

scale-up Faktor µ (-)

0 10 20 30 40

Le

istu

ng-Z

eit-A

usb

eu

te L

ZA

(g·W

-1·d

-1)

0,00

0,01

0,02

0,03

0,04

0,05

Abbildung 61: Auswirkungen des scale-up Faktors auf die Leistungs-Zeit-Ausbeute für die extern (○) und intern (●) beleuchteten Blasensäulen.

Im direkten Vergleich der Leistungs-Zeit-Ausbeute der intern beleuchteten Kultivierungen mit der

extern beleuchteten Benchmark in der Blasensäule mit DR = 50 mm reduziert sich diese allerdings um

34 bis 46 %. Dies hat mehrere Gründe, zum einen wird beim internen Beleuchtungssystem die

Leistung mittels drahtloser resonanter induktiver Kopplung übertragen, die gewisse Verluste mit sich

bringt. In der Literatur werden Effizienzen der Energieübertragung von maximal 90% beschrieben

[97]. Zum anderen wird die Energie nur effizient übertragen, wenn die Ausrichtung der WLE koplanar

zur Sendespule des Reaktors ist, wie in Kapitel 5.2.1.2 beschrieben. In Blasensäulen treten allerdings

hohe Turbulenzen auf und es bilden sich starke, ungerichtete Wirbel aus. Diese Inhomogenität des

Flüssigkeitsgeschwindigkeitsfelds führt zwangsläufig zu einer suboptimalen Ausrichtung der WLE

bezüglich der externen Sendespule und somit zu einer ineffizienteren Energieübertragung. Dies kann

auch durch die in Kapitel 5.2.1.2 beschriebene Gestaltung des tief liegenden Schwerpunkts der WLE

zur automatischen optimalen Ausrichtung zum Magnetfeld nicht verhindert werden. Somit ist kein

dauerhaftes Leuchten der WLE gewährleistet. Ein weiterer Grund für die verminderte LZA der intern

beleuchteten Reaktoren im Vergleich zur Benchmark ist die Tatsache, dass nur homogen im Reaktor

verteilte WLE wesentlich zur Beleuchtung beitragen. Wie die in Kapitel 5.2.1.3 beschriebene

Diskussion

70

Verteilung der Dichte der WLE aber zeigt, liegt hier eine relativ große Bandbreite vor. Somit kommt

es, auch durch das ungerichtete Strömungsprofil der Blasensäule bedingt, zu einer schlechten

Verteilung der WLE im Reaktor. Dies konnte auch durch Beobachtungen festgestellt werden. Obwohl

aus der Dichteverteilung der WLE hervorgeht, dass in TP-Medium etwa 80 % der WLE eine geringere

Dichte als das Medium haben und somit aufschwimmen müssten, konnten besonders im Bodenraum

des Reaktors viele WLE beobachtet werden. Dies kann dadurch erklärt werden, dass sich durch die

Bauform der Blasensäule und der relativ kleinen Begasungsfläche der gebildete Blasenschwarm

trichterförmig nach oben entwickelt und somit die mittlere Dichte oberhalb des Bodenraums geringer

ist. Zudem muss in Gas-Flüssigkeitsdispersionen die mittlere Dichte aus Gasphase und Flüssigkeit

berücksichtigt werden, die abhängig vom Gasholdup ist. Dieser ist hier zwischen 2 und 5 % wodurch

sich die effektive Dichte des Mediums verringert und dazu führt, dass sich die WLE bevorzugt im

unteren Drittel des Reaktors aufhalten. Dies führt somit zu einer ungleichmäßigeren Ausleuchtung des

Kulturvolumens.

Zusammenfassend kann festgestellt werden, dass das interne Beleuchtungssystem in sich gesehen

skalierbar ist, jedoch die Ergebnisse die Benchmark der extern beleuchteten Blasensäule mit

DR = 50 mm nicht erreichen konnten. Somit ergeben sich hieraus Optimierungspotentiale bezüglich

der Verbesserung der drahtlosen Energieübertragung, aber vor allem hinsichtlich der gleichmäßigen

Verteilung der WLE im gesamten Kulturvolumen und der Sicherstellung der korrekten Ausrichtung

der WLE zum Magnetfeld.

Diskussion

71

6.4. Optimierung

6.4.1. Charakterisierung des Airlift Reaktors, Verteilung der Wireless Light Emitter und

Kultivierung im Airlift Reaktor

Die in Kapitel 5.3.1 dargestellten Ergebnisse zur Flüssigkeitsgeschwindigkeit im Airlift Reaktor

zeigen, dass sowohl im Riser, als auch im Downcomer Geschwindigkeiten von etwa 20 cm·s-1 erreicht

werden können. Aus diesen Daten kann nun die maximal erlaubte stationäre Sink- oder

Aufstiegsgeschwindigkeit einer WLE berechnet werden, die gerade noch von der

Flüssigkeitsgeschwindgkeit im Airlift Reaktor überwunden werden kann, um die WLE im Reaktor zu

verteilen.

Somit muss gelten

𝑢𝐿,𝑟𝑖𝑠𝑒𝑟 = 20 𝑐𝑚 ∙ 𝑠−1 ≥ 𝑤𝑠 = √

8

3∙(𝜌𝑊𝐿𝐸 − 𝜌𝑓) ∙ 𝑔 ∙ 𝑟

𝜌𝑓 ∙ 𝐶𝐷

bzw.

𝑢𝐿,𝑑𝑜𝑤𝑛𝑐𝑜𝑚𝑒𝑟 = −20 𝑐𝑚 ∙ 𝑠−1 ≥ 𝑤𝑠 = −√

8

3∙(𝜌𝑓 − 𝜌𝑊𝐿𝐸) ∙ 𝑔 ∙ 𝑟

𝜌𝑓 ∙ 𝐶𝐷

Als CD-Wert für eine WLE wird eine Mittelung mit der Gewichtung der Projektionsflächen der Kugel

und der Hutkrempe entsprechend dem CD-Wert einer Kugel (0,44) bzw. Scheibe (1,11) zu 0,64

angenommen. Daraus ergibt sich der in Abbildung 62 dargestellte Zusammenhang der Sink- bzw.

Aufstiegsgeschwindigkeit in Abhängigkeit der WLE Dichte für nicht begaste Kulturmedien

verschiedener Dichte.

Dichte der WLE WLE

(kg·m-3

)

800 900 1000 1100 1200 1300

sta

tionäre

Sin

k-

bzw

. A

ufs

tiegsgeschw

indig

keit w

S (

cm

·s-1

)

-20,0

-10,0

0,0

10,0

20,0

Abbildung 62: Zusammenhang der stat. Sink- bzw. Aufstiegsgeschwindigkeit in Abhängigkeit der WLE-Dichte für Medien mit der Dichte 1000 (durchgezogene Linie), 1025 (gestrichelte Linie), 1050 (gepunktete Linie) und 1075 kg·m-3 (strichpunktierte Linie).

Diskussion

72

Somit können Wireless Light Emitter mit einer Dichte von 800 bis 1180 kg·m-3 in einem

Kulturmedium der Dichte 1000 kg·m-3 gerade noch verteilt werden, wohingegen bei einem Medium

der Dichte 1075 kg·m-3 beispielsweise die Bandbreite zwischen 860 und 1280 kg·m-3 liegt. Dies zeigt

die erreichte Flexibilität des Airlift Reaktors als Kultivierungssystem unter Anwendung der internen

WLE Beleuchtung für verschiedene Kulturmedien und lässt einen gewissen Spielraum für Änderungen

an den WLEs, die sich auf deren Dichte auswirken würden.

In Kapitel 5.3.2 wurde die Verteilung der Wireless Light Emitter entlang der Höhe einer Blasensäule

und eines Airlift Reaktors dargestellt. Es konnte deutlich gezeigt werden, dass sich im Fall der

Blasensäule viele WLE im unteren Bereich des Reaktors aufhalten und es einen deutlichen Gradienten

entlang der Reaktorhöhe gibt. Dies konnte auch durch eine Steigerung der Begasungsrate von 7,5 auf

15 l·min-1 nicht nennenswert verbessert werden. Im Airlift Reaktor zeigt sich hingegen, dass die WLE

über die gesamte Reaktorhöhe gleichmäßig verteilt sind und bestätigen somit den Wechsel des

Reaktorsystems von der Blasensäule zum Airlift Reaktor als erfolgreichen Optimierungsschritt.

Ein weiterer Vorteil des Airlift Reaktors im Vergleich zur Blasensäule ist die gerichtete und weniger

turbulente Strömung. Die Annahme aus Kapitel 5.2.1, dass die WLE dadurch gemäß ihres

Schwerpunktes automatisch richtig zum Magnetfeld der Sendespule ausgerichtet sind, wird durch die

Ergebnisse der Messung der relativen Lichtstärke an einer fixen Position im Reaktor bestätigt. Dies

gelingt im Vergleich zur Blasensäule besonders gut im Airlift Reaktor, wie in Kapitel 5.3.2

beschrieben wurde. Die maximale Schwankung der rel. Lichtintensität wird von über 50 % in der

Blasensäule auf unter 20 % im Airlift Reaktor reduziert. Besonders im Hinblick auf die Messposition

im Riser des Airlift Reaktors sind diese Ergebnisse noch stärker hervorzuheben, da sich im wesentlich

weniger turbulenten Downcomer diese Schwankung noch deutlich reduziert, wie durch

Beobachtungen festgestellt werden konnte. Somit stellt der Wechsel des Reaktorsystems von der

Blasensäule zum Airlift Reaktor nicht nur die gleichmäßige Verteilung der WLE sicher, sondern

verbessert auch deren Ausrichtung zum externen Magnetfeld und sorgt somit für eine höhere

Effizienz.

Die Auswirkungen der besseren WLE-Verteilung im Reaktor wurden in Kapitel 5.3.3 durch die

Kultivierung von C. reinhardtii im Airlift Reaktor verglichen mit der intern beleuchteten Blasensäule

überprüft. Es zeigt sich deutlich, dass eine Steigerung der RZA und der LZA um über 30 % erzielt

werden konnte. Jedoch liegt die LZA mit 0,0325 g·W·d-1 unter der LZA der Benchmark (extern

beleuchteten Blasensäule mit 50 mm Durchmesser) mit 0,0438 g·W·d-1. Dies ist darauf

zurückzuführen, dass im Fall der Benchmark die Beleuchtung von außen mit geringen Verlusten vom

Stromnetz bis zu den LEDs behaftet ist. Lediglich ein Netzteil ist hier zwischengeschaltet, welche bei

kommerziellen Produkten hohe Wirkungsgrade von bis zu 95 % haben. Im Fall der internen

Beleuchtung sind die Verluste natürlich höher, da hier die Energie durch eine lose Kopplung von der

externen Sendespule zu den Wireless Light Emittern übertragen wird. Dies eröffnet ein wesentliches

Optimierungspotential der neuartigen Beleuchtung, zeigt aber auch, dass der bisherige Ansatz

durchaus vielversprechend ist.

6.4.2. Kultivierung von P. patens im Airlift Reaktor

Um zu überprüfen, ob der Wechsel des Reaktorsystems von der Blasensäule zum Airlift Reaktor neben

der gleichmäßigen Verteilung und der besseren Ausrichtung der WLE auch zu einer Reduktion der

mechanischen Beanspruchung der kultivierten Mikroorganismen führt, wurde das besonders sensitive

Moos Physcomitrella patens im Airlift Reaktor kultiviert und nach 45 h das Leitrohr entfernt, sodass

der Reaktor dann als Blasensäule betrieben wurde. Zur Quantifizierung der mechanischen Belastung

wurde der Kulturüberstand auf gelöste Proteine hin untersucht, die bei Beschädigung der Zellen ins

Medium gelangen. Die in 5.3.4 beschriebenen Ergebnisse zeigen, dass sowohl im Airlift Betrieb als

Diskussion

73

auch im Blasensäulenbetrieb Proteine im Kulturüberstand gelöst sind. Mit Leitrohr ist deren

Konzentration konstant bei etwa 24 µg·ml-1, wohingegen die Entnahme des Leitrohrs

(Blasensäulenbetrieb) zu einer starken Zunahme der Proteinkonzentration führt. Dies liegt an der

Schädigung der Moosfilamente durch mechanische Beanspruchung und an der Freisetzung

intrazellulärer Bestandteile, also auch löslicher und freier Proteine. Die Zellschädigung kann durch

mikroskopische Aufnahmen (Abbildung 43 Kapitel 5.3.4) nachgewiesen werden.

In Abbildung 63 sind diese Ergebnisse nochmals dargestellt und mit einem Fit der Form

𝑐𝑃𝑟𝑜𝑡𝑒𝑖𝑛(𝑡) = 𝑐𝑃𝑟𝑜𝑡𝑒𝑖𝑛,𝑀𝑎𝑥 − (1 − 𝑒−𝑘∙𝑡) + 𝑐𝑃𝑟𝑜𝑡𝑒𝑖𝑛,𝑆𝑡𝑎𝑟𝑡

mit cProtein(t): Proteinkonzentration im Kulturüberstand in Abhängigkeit der Zeit

cProtein,Max: Maximale Proteinkonzentration im Kulturüberstand nach unendlicher Zeit

k: Geschwindigkeitskonstante der Proteinfreigabe

cProtein,Start: Proteinkonzentration im Kulturüberstand zum Zeitpunkt t = 0

überlagert, der beispielsweise zur Beschreibung von Zellaufschlusskinetiken herangezogen wird Die

Proteinkonzentration cProtein,Start wurde experimentell zu 23,0 µg·l-1 bestimmt, die beiden Parameter

cProtein,Max und k wurden mit Hilfe des Solvers in Excel und der GRG-Nichtlinearen Lösungsmethode

durch eine Minimierung der radizierten Summenquadrate der Abweichungen von den Messwerten

ermittelt.

Zeit im Blasensäulen-Modus tB (h)

0 5 10 15 20

Pro

tein

im

Ku

ltu

rüb

ers

tan

d (

µg·m

l-1)

0,0

10,0

20,0

30,0

40,0

50,0

cProtein (t) = cProtein,Max · (1-e-k·t) + cProtein,Start

cProtein,Max = 42,2 µg·ml-1

cProtein,Start = 23,0 µg·ml-1

k = 0,0513 h-1

Abbildung 63: Proteinkonzentration im Kulturüberstand während einer Kultivierung von P patens in einem Airlift Reaktor bzw. Blasensäulenreaktor mit D = 150 mm (●) bei einem elektrischen Leistungseintrag von 8,9 W·l-1. Entfernung des Leitrohrs zum Zeitpunkt t = 0 und somit Wechsel vom Airlift- in den Blasensäulenmodus. cBTM = 0,85 g·l-1 T = 25 °C, V̇V = 0,5 vvm, φCO

2 = 0,01.

Die Summe aus cProtein,Start und cProtein,Max ergibt sich somit zu 65,2 µg·l-1 und stellt diejenige

Konzentration dar, die sich einstellt, wenn alle löslichen Proteine aus 0,85 g·l-1 Biomasse von

P. patens in den Kulturüberstand übergegangen sind. Lucimi et al. (2008) beschreiben einen

Gesamtproteingehalt von P. patens zu 170 mg·g-1, was für den Fall der hier verwendeten

Biotrockenmassekonzentration einer maximalen Proteinkonzentration von 144 µg·ml-1 entspricht [93].

Diskussion

74

Die ermittelten 65,2 µg·l-1 sind zwar deutlich geringer als der theoretisch zu erwartende maximale

Proteingehalt, dies liegt jedoch zum einen daran, dass nicht alle Proteine des Mooses auch

zwangsläufig in Wasser gelöst sein müssen und zum anderen vor allem daran, dass noch ein

erheblicher Teil der Proteinfraktion an den Zellfragmenten hängen könnte. Daher kann aus diesen

Werten und den mikroskopischen Aufnahmen davon ausgegangen werden, dass die Erhöhung der

Proteinkonzentration im Kulturüberstand durch die mechanische Belastung des Mooses durch die

WLE hervorgerufen wird. Im Vergleich mit der extern beleuchteten Blasensäule, bei der ein

Proteingehalt von 14,2 µg·ml-1 bei einer Biomassekonzentration von 1,04 g·l-1 ermittelt wurde

(entspricht 11,6 µg·ml-1) zeigt sich jedoch, dass die mechanischen Belastungen durch die WLE selbst

im Airlift Reaktor nicht komplett verhindert werden konnten.

Bemerkenswert ist der starke Unterschied der Zellschädigung in den beiden Systemen Blasensäule und

Airlift. Aus strömungsmechanischer Sicht unterscheiden sich Blasensäule und Airlift Reaktor vor

allem durch die Art und Weise der Strömung. In der Blasensäule herrscht eine höhere Turbulenz und

es bilden sich dynamische Wirbel der Flüssigphase aus und bilden den sogenannten cellular flow

(Abbildung 64, links). In Airlift Reaktoren ist der Riser vom Downcomer statisch getrennt, wie in

Abbildung 64 (rechts) dargestellt ist.

Abbildung 64: Geschwindigkeitsfeld der flüssigen Phase in einer Blasensäule (links) und einem Airlift Reaktor (rechts) [98, 99].

Dadurch sind die Geschwindigkeitsfelder in beiden Bereichen sehr homogen und vor allem gerichtet.

Lediglich im begasten Riser kommt es durch die Gasblasen zu erhöhter Turbulenz, jedoch deutlich

geringer als in der Blasensäule. Allerdings kommt es auch in Airlift Reaktoren zur Ausbildung von

Wirbeln, besonders im Bereich des Kopf- und Bodenraums. Die in 6.2.2 aufgestellte Theorie der

mechanischen Beanspruchung filamentöser Organismen durch Stöße der WLE untereinander kann die

beobachteten Ergebnisse in der Blasensäule und dem Airlift Reaktor gut erklären (Abbildung 65).

Links ist der Fall in den turbulenten Wirbeln dargestellt, wie sie in der Blasensäule und dem Kopf-

und Bodenbereich des Airlift Reaktors vorkommen. Hier kann es zu entgegengesetzt gerichteten

Stößen der WLE untereinander kommen, was eine hohe Beanspruchung bewirkt. Rechts ist die

Situation in den Bereichen gerichteter Strömung dargestellt, wie sie vor allem im Downcomer des

Airlift Reaktors und auch zu großen Teilen im Riser auftritt. In diesem Fall ist die mechanische

Diskussion

75

Beanspruchung deutlich geringer, da sich zwei einander treffende WLE in die gleiche Richtung

bewegen, sodass nur deren Relativgeschwindigkeit zueinander wirksam ist.

Abbildung 65: Möglicher Mechanismus der schwächeren mechanischen Beanspruchung der Mikroorganismen in Airlift Reaktoren (links) im Vergleich zu Blasensäulen (rechts).

Somit sorgt die Änderung des Reaktorsystems von der Blasensäule zum Airlift Reaktor für eine

deutliche Reduktion der mechanischen Belastung, auch wenn diese nicht komplett verhindert werden

kann, wie im Vergleich mit einer extern beleuchteten Blasensäule klar wird. Sowohl andere

mechanische Belastungen (wie z.B. Scherung oder das Platzen der Luftblasen an der Oberfläche) als

auch die teilweise vorhandene Belastung in den turbulenten ungerichteten Zonen im Kopf- und

Bodenraum des Airlift Reaktors führen zu einer gewissen Zellschädigung, was durch den relativ hohen

Offset cProtein,Start mit 23 µg·l-1 zu erkennen ist. Dennoch konnten die Belastungen soweit reduziert

werden, dass auch die Kultivierung von filamentösen Mikroorganismen wie P. patens oder

A. platensis möglich sind, was einen wichtigen Optimierungsschritt des internen Beleuchtungssystems

hin zu einem multi-purpose System darstellt.

6.4.3. Einfluss der Lichtqualität auf das Wachstum von C. reinhardtii

Licht als wichtigster Parameter für die Kultivierung von phototrophen Mikroorganismen kann neben

seiner Quantität (Lichtstärke) und seiner gleichmäßigen Verteilung im Reaktor auch hinsichtlich seiner

Qualität optimiert werden. Dieses ist besonders interessant, da Mikroalgen nicht das gesamte

Spektrum des sichtbaren Lichts absorbieren, sondern abhängig von ihrer Pigmentzusammensetzung

nur bestimmte Bereiche.

Die Ergebnisse aus Kapitel 5.3.5.1 zeigen, dass die optimale Zusammensetzung zur Kultivierung von

C. reinhardtii im Bereich 80 % ≤ αrot ≤ 90 %, 0 % ≤ αgrün ≤ 20 % und 0 % ≤ αblau ≤ 10 % liegt. Aus

photochemischer Sicht ist nur rotes Licht mit einer Wellenlänge zwischen 680 und 700 nm notwendig,

um das Photosystem I und II anzuregen, da die überschüssige Energie kürzerer Wellenlängen in

Wärme dissipiert oder als Fluoreszenz abgegeben wird [48]. Nichtsdestotrotz sind regulatorische

Aufgaben des Lichts anderer Wellenlänge von Kianianmomeni und Hallmann beschrieben und

zusammengefasst [49]. Obwohl Dionisio et al. die Induktion der Carboanhydrase Aktivität unter

blauem Licht beschreiben, erklärt dies nicht die hier gefundenen Ergebnisse, da die Kultivierungen

hier mit CO2 angereicherter Luft durchgeführt wurden und somit aufgrund des pH-Wertes von 7 die

Aktivität der Carboanhydrase ohnehin niedrig ist [50]. Wahrscheinlicher ist eine Hochregulierung der

Phytoen-Synthase und ~Desaturase unter blauem Licht, welche in der Carotinoid Biosynthese

involviert sind [51]. Des Weiteren reagieren Cryptochrom Photorezeptoren auf blaues Licht und

triggern die Chlorophyllsynthese, die Lichtsammelkomplexe, den Stickstoffmetabolismus sowie den

Diskussion

76

Zellzyklus [100, 101]. Die Notwendigkeit einer grünen Lichtfraktion kann durch das Vorhandensein

von Carotinoiden in C. reinhardtii erklärt werden, die zur Photosynthese beitragen [102].

Wellenlänge (nm)

400 450 500 550 600 650 700

rel. A

bsorp

tion,

Em

issio

n (

-)

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

Abbildung 66: Emissionsspektrum der verwendeten RGB LED und Absorptionsspektrum von C. reinhardtii.

Abbildung 66 zeigt das Absorptionsspektrum von C. reinhardtii mit den für Chlorophyll a und b

charakteristischen Peaks bei 437, 478, 624, 653 und 681 nm. Zusätzlich ist das Emissionsspektrum der

verschiedenen LEDs angegeben. Es ist deutlich zu erkennen, dass es im blauen Bereich eine relativ

gute Übereinstimmung des Emissionsspektrums der blauen LED und dem Absorptionsspektrum von

C. reinhardtii gibt. Dennoch ist der Anteil des blauen Lichts an der optimierten

Lichtzusammensetzung mit 0 % ≤ αblau ≤ 10 % sehr gering. Dies kann durch die in Kapitel 2.1.3

beschriebene Tatsache erklärt werden, dass energiereiche Photonen (λ < 450 nm) das Chlorophyll auf

den zweiten angeregten Zustand (S2) anregen, dieses aber unter Dissipation oder Fluoreszenz auf den

ersten angeregten Zustand (S1) zurückfällt und erst dann zur Photosynthese beitragen kann ([16]).

Somit trägt die zusätzliche Energie blauer Photonen nicht zur Photosynthese, sondern nur zu

zusätzlicher Dissipation, Fluoreszenz oder regulatorischen Aufgaben, wie oben beschrieben, bei.

Auf der anderen Seite wird anhand von Abbildung 66: Emissionsspektrum der verwendeten RGB

LED und Absorptionsspektrum auch klar, dass das verwendete rote Licht zwar den kleinen Peak des

Absorptionsspektrums bei 624 nm sehr genau trifft, sich jedoch mit der etwa doppelt so stark

absorbierenden Schulter bei 653 nm und dem mehr als fünfmal so stark absorbierenden Peak bei

681 nm nicht überschneidet. Dies zeigt, dass das ermittelte Optimum im Bereich 80 % ≤ αrot ≤ 90 %,

0 % ≤ αgrün ≤ 20 % und 0 % ≤ αblau ≤ 10 % nur die optimale Zusammensetzung bezogen auf die

verwendeten LEDs widerspiegelt, allerdings kein globales Optimum. Durch Anpassung der

Emissionsspektren, besonders im roten Bereich, an die Absorptionsschulter bei 653 nm und das

~maximum bei 681 nm kann also durchaus noch eine weitere Steigerung der RZA erwartet werden. Es

Diskussion

77

sind zwar LEDs mit Emissionsmaxima in diesem Bereich verfügbar, jedoch sind die damit erzielbaren

Lichtstärken zu gering, als dass sie für die Kultivierung von Mikroalgen in Frage kommen [58, 103].

Nichtsdestotrotz stellt die durchgeführte Optimierung eine starke Verbesserung gegenüber der

Beleuchtung mit weißem Licht dar, da zu einem Großteil energiereiche blaue und grüne Lichtanteile

durch energieärmere, aber für die Photosynthese nutzbare rote Lichtanteile substituiert werden

konnten.

6.4.4. Elektrotechnisches Optimierungspotential

Wie von Czarnecki et al. (2012) beschrieben, ist die Effizienz der drahtlosen Energieübertragung

mittels resonanter induktiver Nahfeldkopplung stark vom Gütefaktor der Primär- und Sekundärspulen

abhängig. Dieser ist, wie in Kapitel 5.3.5.2 dargestellt, von der Frequenz und der Interaktion mit dem

umgebenden Medium abhängig. Im Fall der Empfängerspule ist durch den Ferritkern der Einfluss des

Mediums jedoch vernachlässigbar gering [73]. Es konnte gezeigt werden, dass die überprüften

Empfängerspulen ihre maximale Güte in einem Frequenzbereich von 160 bis 220 kHz haben. Die Güte

der verschiedenen Empfängerspulen unterscheidet sich in diesem Bereich voneinander und liegt

zwischen 30 und 42. Die verwendeten Spulen für die WLE liegen mit einer Güte von 35 mittig in

diesem Bereich. Durch einen Wechsel der Empfängerspule zum Typ WE-PD2-4532 15 µH könnte die

Güte somit um etwa 20 % erhöht werden. Wie sich jedoch in Abbildung 48 und Abbildung 49 zeigt,

führt dies zu einer geringeren Helligkeit der roten und blauen LED verglichen mit der verwendeten

Spule vom Typ WE-PD2-4532 12 µH. Somit zeigt sich, dass zwar ein Optimierungspotential besteht,

die Zielgröße jedoch maßgeblich ist. Einerseits kann durch eine höhere Güte zwar eine höhere

Energieübertragungseffizienz erreicht werden, jedoch muss dies nicht zwangsläufig zu einer Erhöhung

der Lichtintensität der WLE führen. Dies könnte darin begründet sein, dass die Helligkeit der LED von

der absolut aufgenommenen Leistung bzw. dem absolut fließenden Strom abhängt und nicht von der

relativen Effizienz der Energieübertragung.

Selbiges gilt für die Optimierung der Sendespule. Hier ist neben der Frequenzabhängigkeit noch eine

starke Abhängigkeit von der Leitfähigkeit des Mediums zu erkennen. Die starke Verschiebung des

Optimums der Güte hin zu niedrigeren Frequenzen und geringerer Güte ist durch eine niedrigere

Eigenresonanz und eine höhere parasitäre Kapazität zwischen den einzelnen Windungen durch

Kurzschlüsse der Feldlinien der Sendespule bedingt [73, 104, 105]. Der Einfluss der Leitfähigkeit ist

sehr stark, sodass das Optimum bei κ = 0,5 mS·cm-1 bei etwa 300 kHz und einer Güte von 217 liegt,

dieses für κ = 50 mS·cm-1 jedoch bei 120 kHz und einer Güte von 115 liegt. Die Wahl der

Arbeitsfrequenz zu 180 kHz stellt nichtsdestotrotz einen guten Kompromiss dar, der im Rahmen der

Entwicklung eines multi-purpose Systems getroffen werden muss.

6.4.5. Kultivierung unter Berücksichtigung der Optimierungsergebnisse

Die Auswirkungen der jeweiligen Optimierungsschritte auf die LZA sind in Abbildung 67 dargestellt

und mit der extern beleuchteten Blasensäule (d = 50 mm) als Benchmark verglichen.

Im nicht optimierten Aufbau in der intern beleuchteten Blasensäule mit 150 mm Durchmesser wurde

eine LZA von 0,025 g·W-1·d-1 erreicht, die somit 44 % unter der Benchmark mit 0,044 g·W-1·d-1 liegt.

Der erste Optimierungsschritt, der Wechsel von der Blasensäule zum Airlift Reaktor, führt zu einer

deutlichen Erhöhung der LZA auf 0,033 g·W-1·d-1 und ist somit nur noch 26 % geringer als die

Benchmark. Dies liegt in erster Linie an der deutlich verbesserten Verteilung der WLE entlang der

Reaktorhöhe sowie deren bessere Ausrichtung zum Magnetfeld, wie in Kapitel 6.4.1 diskutiert wurde.

Die Anpassung der WLE-Farbe an die in Kapitel 4.9 beschriebene optimale Zusammensetzung für

C. reinhardtii führt zu einer nochmaligen Steigerung der LZA auf 0,043 g·W-1·d-1 und erreicht somit

zu 98 % den Wert der extern beleuchteten Blasensäule mit 50 mm Durchmesser. In diesem Fall kann

Diskussion

78

diese Kultivierung jedoch nicht mehr als Benchmark gesehen werden, da hier die Beleuchtung mit

weißem Licht stattfand. Nichtsdestotrotz zeigen diese Ergebnisse die Wichtigkeit der Anpassung der

Lichtqualität an die Anforderungen des zu kultiverenden photoautotrophen Mikroorganismus. Die

Ursachen für diese Steigerung wurden bereits in Kapitel 6.4.3 diskutiert. Bemerkenswert ist der

vergleichsweise einfache Transfer der Optimierungsergebnisse hinsichtlich der Lichtqualität auf das

intern beleuchtete WLE-basierte Kultivierungssystem.

DN

50

exte

rn

DN

15

0 B

lase

nsä

ule

DN

15

0 A

irlif

t

DN

15

0 A

irlif

t (f

arb

ig)

Le

istu

ng-Z

eit-A

usb

eu

te L

ZA

(g·W

-1·d

-1)

0,00

0,01

0,02

0,03

0,04

0,05

Abbildung 67: Leistungs-Zeit-Ausbeute für die extern beleuchtete Benchmark (DN50) und schrittweise Optimierung der internen Beleuchtung.

6.4.6. Energetische Betrachtung

Die wesentlichen energetischen Verluste vom Stromnetz bis letztendlich hin zu den Mikroalgen ist in

Abbildung 68 dargestellt. Die Verluste teilen sich auf in die Verluste des Netzteils (η1,a), des

Verstärkers (η1,b), der Energieübertragung vom Verstärkerausgang über die Sendespule des Reaktors

zu den WLEs (η2) und von dort auf die Umsetzung der elektrischen Leistung in Licht (η3) und

abschließend zu den Mikroalgen (η4). In Kapitel 5.3.7 konnte der Wirkungsgrad vom

Verstärkerausgang bis zu den WLEs (η2) zu etwa 77 bis 85 % ausgemacht werden und entspricht

somit in der Literatur beschriebenen Werten von 75 – 90 % [74, 97, 106]. Hierbei sind bereits die

Verluste in den Kondensatoren des Schwingkreises der Sendespulen sowie die Verluste in den

Sendespulen berücksichtigt. Diese konnten aber durch die Verwendung von Plattenkondensatoren mit

Luft als Dielektrikum sowie den Gebrauch von HF-Litze bereits a priori minimiert werden. Der

Wirkungsgrad der drahtlosen Energieübertragung ist im Wesentlichen von der der Kopplung der

Diskussion

79

Sende- und Empfängerspulen, sowie deren Güte abhängig [75]. Dieser Umstand wurde durch die

Wahl der Energieübertragungsfrequenz sowie der Wahl der Empfängerspule bereits berücksichtigt,

sodass hier nur geringfügig weiteres Optimierungspotential besteht. Die Umwandlung der elektrischen

Leistung in Licht (η3) ist Maßgeblich vom Wirkungsgrad der LED dominiert, auf welchen kaum

Einfluss genommen werden kann. Dennoch ergibt sich hier künftig einerseits durch effizientere LEDs

aber auch durch Regelung der aufgenommenen Leistung der WLE Optimierungspotential, um die

LEDs stets am optimalen Arbeitspunkt zu betreiben. Die Effizienz vom Licht zu den Mikroalgen ist

durch die Photosynthese bestimmt. Darauf wurde durch die Optimierung der notwendigen

Lichtwellenlänge in Kapitel 6.4.3 eingegangen.

Der kritischste Punkt entlang dieser Kette ist jedoch der Wirkungsgrad vom Stromnetz zum

Verstärkerausgang (η1), der sich aus dem Wirkungsgrad des Netzteils (η1,a) und des Verstärkers (η1,b)

selbst zusammensetzt. Für den verwendeten Forschungsverstärker wurde in Kapitel 5.3.7 ein

Wirkungsgrad η1 von 4 bis 10 % ausgemacht. Dieser geringe Wirkungsgrad ist zu erwarten, da der

Aufbau nicht hinsichtlich der Effizienz vom Hersteller optimiert ist, sondern gemäß seiner

konzipierten Anwendung im Forschungslabor hinsichtlich Stabilität, Zuverlässigkeit und Genauigkeit.

Der Aufbau eines eigenen Klasse-E Verstärkers inklusive Netzteil führt zu einem Wirkungsgrad von

über 65 % welcher sich mit 93 % auf den E-Klasse Verstärker und mit 70 % auf das Netzteil aufteilt.

Somit konnte gezeigt werden, dass für das Gesamtsystem der Energieübertragung vom Stromnetz zu

den WLEs relativ hohe Wirkungsgrade erreicht werden können. Eine weitere Optimierung

beispielsweise durch die Verwendung eines effizienteren Netzteils (HVGC-150, Fa. MeanWell,

Wirkungsgrad laut Hersteller 91 %) würde also zu einer Effizienz vom Netz bis zu den WLEs von bis

zu 72 % führen.

Abbildung 68: Übersicht der wesentlichen energetischen Verluste in der Kette vom Stromnetz bis zu den Mikroalgen

Die in Kapitel 5.3.7 beschriebene lineare Temperaturerhöhung von 19 auf 21 °C innerhalb von 1,5 h

entspricht einer Wärmeleistung von etwa 66 W bei einer Verstärkerausgangsleistung von 87 W. Dieser

Wärmestrom muss während der Kultivierung abgeführt werden oder kann zur Temperierung des

Kulturmediums genutzt werden. Der Unterschied zwischen Verstärkerausgangsleistung und

Wärmestrom resultiert zu einem geringen Teil aus den Verlusten in den Kondensatoren und Spulen

außerhalb des Reaktors, die somit nicht bzw. schwächer zur Erwärmung des Reaktors beitragen. Der

größte Teil wird durch nicht absorbiertes Licht abgedeckt, welches den Reaktor verlässt und somit

ebenfalls nicht zur Erwärmung beiträgt. Zudem ergibt sich durch die Begasung in Abhängigkeit des

Volumenstroms und der Feuchtigkeit der Luft eine Verdunstungskälte, die der Erwärmung entgegen

wirkt.

Diskussion

80

7. Abschließende Gesamtbeurteilung des Systems und

Ausblick Mit den Wireless Light Emittern konnte ein neuartiges Beleuchtungssystem für phototrophe

Mikroorganismen und pflanzliche Suspensionskulturen entwickelt werden. Es zeigte sich, dass das

System skalierbar ist und durch verschiedene Optimierungsschritte verbessert werden konnte. Im

Bereich der high-value Produkte kann das System ein hohes Potential aufweisen, jedoch sind hierfür

weitere Forschungsarbeiten notwendig.

Zum einen sollte ein scale-up des Airlift Reaktors auf einen Durchmesser von 300 mm und ein

Volumen von mindestens 150 l erfolgen, um einen Technikums-Maßstab zu erreichen. Zum anderen

muss überprüft werden, inwiefern sich die WLE zur Herstellung von high-value Produkten als

Pharmazeutika hinsichtlich der Validierung eignen und welche Veränderungen ggfs. notwendig wären.

Bezüglich der elektrotechnischen Seite bedarf es einer weiteren Optimierung der notwendigen

Verstärkerperipherie um einerseits die Verluste zu begrenzen und andererseits einen einfachen und

stabilen Betrieb zu gewährleisten. Hinsichtlich der WLE wäre eine Steuerung der Leistungsaufnahme

zielführend, um sicherzustellen, dass die LED stets am optimalen Arbeitspunkt betrieben wird.

Eine weitere Möglichkeit jenseits einer multi-purpose Anlage hin zu einem definierten System für ein

konkretes Produkt eröffnet Potential zur Maximierung des Prozesses hinsichtlich:

- Dichte des Mediums und somit Dichte der WLE bzw. notwendige Umlaufgeschwindigkeit des

Airlift Reaktors

- Leitfähigkeit des Mediums und somit Wahl der optimalen Resonanzfrequenz

- Optimierung der Lichtqualität

- Wahl der Empfängerspule angepasst an die Resonanzfrequenz und die verwendete LED

- Optimierung der Anzahl an WLE pro Volumen

Als weitere Option müssen Anwendungen jenseits der Photobiotechnologie in Betracht gezogen

werden, so zum Beispiel die photochemische Synthese von Pharmazeutika oder anderen

Wertprodukten.

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Anhang

87

9. Anhang

9.1. Anhang I

- Tris-Minimal (TP) Medium

Tabelle 10: Zusammensetzung des TP-Mediums

Komponente Menge

Tris-Base 2,42 g

TAP-Salt 25 ml

Phosphatlösung 375 µl

Hunter Trace Element 1 ml

VE-H2O auf 1000 ml auffüllen

pH auf 7,0 einstellen

Tabelle 11: TAP-Salt für TP Medium

Komponente Menge

NH4Cl 15 g

MgSO4 · 7 H2O 4,0 g

CaCl2 · 2 H2O 2,0 g


Tabelle 12: Phosphatlösung für TP Medium

Komponente Menge

K2HPO4 28,8 g

KH2PO4 14,4 g


Tabelle 13: Hutner Trace Element für TP Medium

Komponente Masse (g) VE-H2O (ml)

Na2EDTA 50 250

ZnSO4 · 7 H2O 22 100

H3BO3 11,4 200

MnCl2 · 4 H2O 5,06 50

CoCl2 · 6 H2O 1,61 50

CuSO4 · 5 H2O 1,57 50

(NH4)6Mo7O24 · 4 H2O 1,10 50

FeSO4 · 7 H2O 4,99 50


pH mit KOH auf 6,7 einstellen

- Tris-Acetat-Phosphat (TAP) Medium

Vgl. Tris-Minimal (TP) Medium + 1 ml Essigsäure

Anhang

88

- Spirul Medium

Tabelle 14: Lösung 1 für Spirul Medium

Komponente Menge

NaHCO3 13,61 g

Na2CO3 4,03 g

K2HPO4 0,50 g


Tabelle 15: Lösung 2 für Spirul Medium

Komponente Menge

NaNO3 2,50 g

K2SO4 1,00 g

NaCl 1,00 g

MgSO4 · 7 H2O 0,20 g

CaCl2 · 2 H2O 0,04 g

FeSO4 · 7 H2O 0,01 g

EDTA 0,08 g

Mikronährlösung 5,0 ml


Tabelle 16: Mikronährlösung für Spirul Medium

Komponente Stammlösung (g/100 ml) Menge

ZnSO4 · 7 H2O 0,1 1 ml

MnSO4 · 4 H2O 0,1 2 ml

H3BO3 0,2 5 ml

Co(NO3)2 · 6 H2O 0,02 5 ml

Na2MoO4 · 2 H2O 0,02 5 ml

CuSO4 · 5 H2O 0,0005 1 ml

FeSO4 · 7 H2O 0,7 g

EDTA 0,8 g


Separates Autoklavieren von Lösung 1 & 2. Nach dem Abkühlen die beiden Lösungen

vereinigen und 5·10-6 g·l-1 Vitamin B12 zugeben.

- Arnon Medium

Tabelle 17: Zusammensetzung des Arnon Mediums

Komponente Menge

MgSO4 · 7 H2O 0,124 g

CaCl2 · 2 H2O 0,015 g

K2HPO4 0,7 g

NaCl 0,117 g

NaNO3 1,7 g

Mikronährlösung 5,0 ml


Tabelle 18: Mikronährlösung für Arnon Medium

Komponente Stammlösung (g/100 ml) Menge

ZnSO4 · 7 H2O 0,1 1 ml

MnSO4 · 4 H2O 0,1 2 ml

H3BO3 0,2 5 ml

Co(NO3)2 · 6 H2O 0,02 5 ml

Na2MO4 · 2 H2O 0,02 5 ml

CuSO4 · 5 H2O 0,0005 1 ml

FeSO4 · 7 H2O 0,7 g

EDTA 0,8 g


Anhang

89

- Artificial Seawater Medium ASW (2)

Tabelle 19: Zusammensetzung des ASW(2) Mediums

Komponente Menge

NaCl 27 g

MgSO4*7 H2O 6,6 g

MgCl2*6 H2O 5,6 g

CaCl2*2 H2O 1,5 g

KNO3 1,0 g

KH2PO4 0,07 g

NaHCO3 0,04 g

Tris-HCl-Puffer 20 ml

Spurenelementlösung 1 ml

FeCl3 Lösung 1 ml



Tabelle 20: Tris-HCl-Puffer für ASW(2)

Komponente Menge

Tris-(hydroxymethyl)-aminomethan 12,114 g

mit HCl auf pH = 7,6 einstellen

VE-H2O Auf 100 ml auffüllen

Tabelle 21: Spurenelementlösung für ASW(2)

Komponente Menge

ZnCl2 4,00 mg

H3BO3 60,0 mg

CoCl2 · 6 H2O 1,50 mg

CuCl2 · 2 H2O 4,00 mg

MnCl2 · 4 H2O 40,0 mg

(NH4)6Mo7O24 · 4 H2O 37,0 mg


Tabelle 22: Eisenchloridlösung für ASW(2)

Komponente Stammlösung Menge

FeCl3 · 4 H2O 240,0 mg

Na2EDTA 0,5 M 100 ml

pH auf 7,6 mit 10%iger Natronlauge einstellen

- Modifiziertes Knop Medium

Tabelle 23: Zusammensetzung des mod. Knop Mediums

Komponente Menge

K2HPO4 0,25 g

KCl 0,25 g

MgSO4 · 7 H2O 0,25 g

Ca(NO3)2 1,00 g

FeSO4 · 7 H2O 12,5 mg



Anhang

90

9.2. Anhang II

Abbildung 69: Oszillator-Verstärker-Schaltung

Anhang

91

Abbildung 70: Schematischer Schaltplan des Klasse-E Verstärkers inkl. Ersatzschaltbild für eine beliebige Anzahl (N) an WLE

Anhang

92

Abbildung 71: Schaltplan WLE 1.0 (A), Schaltplan WLE 2.0 (B), Übersicht über die beiden WLE Typen 1.0 und 2.0 (C), Emissionsspektren der warmweißen, roten und blauen LED (D), Transmissionsspektrum einer 1,5mm dicken APEC 1745 Platte (E).

9.3. Anhang III Tabelle 24: Chemikalienverzeichnis

Komponente Formel Hersteller Artikelnummer

Ammoniumchlorid NH4Cl Roth 5470.1

Ammoniummolybdat (NH4)6Mo7O24 · 4 H2O Merck 1.59050

Borsäure H3BO3 Merck 1.00165

Calciumchlorid CaCl2 · 2 H2O Fluka 21101

Calciumnitrat Ca(NO3)2 Roth P740.1

Cobaltchlorid CoCl2 · 6 H2O Merck 1.59242

Cobaltnitrat Co(NO3)2 · 6 H2O Fluka 60833

Di-Kaliumhydrogenphosphat K2HPO4 Merck 1.05101

Eisenchlorid FeCl3 · 4 H2O Merck 1.03943

Eisensulfat FeSO4 · 7 H2O Merck 1.03965

Kaliumchlorid KCl Roth P017.2

Kalium-di-hydrogenphosphat KH2PO4 Merck 1.04873

Kaliumnitrat KNO3 Merck 1.05063

Kaliumsulfat K2SO4 Roth P022.1

Kupferchlorid CuCl2 · 2 H2O Merck 1.02733

Kupfersulfat CuSO4 · 5 H2O Merck 1.59253

Magnesiumchlorid MgCl2 · 6 H2O Merck 1.05833

Magnesiumsulfat MgSO4 · 7 H2O Merck 1.05882

Manganchlorid MnCl2 · 4 H2O Merck 1.05927

Mangansulfat MnSO4 · 4 H2O Merck 1.02786

Natriumcarbonat Na2CO3 Merck 1.06392

Natriumchlorid NaCl Fluka 71381

Natrium-EDTA Merck 1.08421

Natriumhydrogencarbonat NaHCO3 Merck 1.04873

Natriummolybdat Na2MoO4 · 2 H2O Merck 1.06521

Natriumnitrat NaNO3 Merck 1.06537

Tris-(hydroxymethyl)-aminomethan Merck 1.08387

Zinkchlorid ZnCl2 Merck 1.08816

Zinksulfat ZnSO4 · 7 H2O Merck 1.08883

Anhang

93

9.4. Geräteverzeichnis

Bezeichnung Firma Modell

pH-Elektrode Mettler-Toledo InLab 410

pH-Meter Mettler-Toledo MP 220

Leitfähigkeitssonde WTW Cond 340i

Lichtsensor LiCOR LI190

sphärische Mikroquanten Sensor Walz US-SQS/L

Photometer Analytik Jena Specord 210

LCR-Meter Peaktech 2170

Impedance Analyzer Agilent 4284A

Stromzange Aim I-prober 520

Spannungstastkopf Testec HVP-15HF 1000:1

Oszilloskop Rhode & Schwarz Hameg HM01024

Mikroskop Zeiss Axiolab

Verstärker RF Power Amplifier 1140 LA

Anhang

94

9.5. Tabellenverzeichnis

Tabelle 1: Übersicht der von Algen benötigten Mikro- und Makroelemente, deren

Konzentrationsbereich im Medium sowie die Elementarzusammensetzung der

Biomasse (nach [20])………………………………………………………………..…2

Tabelle 2: Übersicht verschiedener künstlicher Lichtquellen und derer Eigenschaften (nach

[16])…………………………………………………………………………………...12

Tabelle 3: Übersicht der verwendeten Mikroorganismen und Zellkulturen……………………..17

Tabelle 4: Bespulung der verwendeten Photobioreaktoren. Spulenposition vom Reaktorboden aus

gemessen. *)1 jeweils in Reihe geschaltet……………………………………………..21

Tabelle 5: Übersicht der erreichten spezifischen Wachstumsrate µ und der

Biotrockenmassekonzentration cBTM mit und ohne den Einfluss eines wechselnden

Magnetfelds. *) Biotrockenmassebildung d(cBTM)/dt in mg·l-1·h-1; **) optische Dichte

bei 750nm……………………………………………………………………………..30

Tabelle 6: Parameter für die Kultivierung in intern oder extern beleuchteten Blasensäulen

verschiedener Durchmesser………………………………………………………......42

Tabelle 7: Übersicht der spezifischen Wachstumsraten µ, der Raum-Zeit-Ausbeuten RZA sowie

der Leistungs-Zeit-Ausbeute LZA für die Kultivierung von C. reinhardtii in

Blasensäulen verschiedener Durchmesser mit externer oder interner Beleuchtung….43

Tabelle 8: Übersicht der Raum-Zeit-Ausbeute (RZA) von C. reinhardtii unter dem Einfluss

verschiedener spektraler Lichtzusammensetzungen. TP-Medium, T = 25 °C,

PPFDGesamt = 100 µmol·m-2·s-1, V̇ = 1,0 l·min-1, φCO2 = 0,03…………………………51

Tabelle 9: Gerätefehler bei den verwendeten Messungen……………………………………….57

Tabelle 10: Zusammensetzung des TP-Mediums…………………………………………………87

Tabelle 11: TAP-Salt für TP Medium……………………………………………………….…….87

Tabelle 12: Phosphatlösung für TP Medium……………………………………………….……..87

Tabelle 13: Hutner Trace Element für TP Medium……………………………………………….87

Tabelle 14: Lösung 1 für Spirul Medium………………………………………………………….88

Tabelle 15: Lösung 2 für Spirul Medium………………………………………………………….88

Tabelle 16: Mikronährlösung für Spirul Medium…………………………………………………88

Tabelle 17: Zusammensetzung des Arnon Mediums……………………………………………...88

Tabelle 18: Mikronährlösung für Arnon Medium…………………………………………………88

Tabelle 19: Zusammensetzung des ASW(2) Mediums……………………………………………89

Tabelle 20: Tris-HCl-Puffer für ASW(2)………………………………………………………….89

Tabelle 21: Spurenelementlösung für ASW(2)……………………………………………………89

Tabelle 22: Eisenchloridlösung für ASW(2)………………………………………………………89

Tabelle 23: Zusammensetzung des mod. Knop Mediums………………………………………...89

Tabelle 24: Chemikalienverzeichnis………………………………………………………………92

Anhang

95

9.6. Abbildungsverzeichnis

Abbildung 1: Wireless Light Emitter (A), intern beleuchteter Photobioreaktor (B,C)…...……...….IV

Abbildung 2: Ammonium – Ammoniak – Gleichgewicht in Abhängigkeit des pH-Wertes bei 25 °C

[22]......…………………………………………………………………...….…………3

Abbildung 3: Zyklus der Photoreduktion von Eisenchelaten [39]……………………..…………..…5

Abbildung 4: CO2-Puffersystem und Mechanismen der Aufnahme des anorganischen Kohlenstoffs

[22]……………………………...……………………………………………...……....6

Abbildung 5: Schematische P-I-Kurve für Mikroalgen………………………………………………6

Abbildung 6: Abhängigkeit der Lichttransmission von der Biotrockenmasse und dem Abstand zur

beleuchteten Oberfläche (eigene Messungen [46, 47])…………………………..…….7

Abbildung 7: Einteilung geschlossener Photobioreaktoren nach Posten [18] in flat-plate- (Links),

Blasensäulen- (Mitte) und Röhrenreaktoren (Rechts)……………………………….....9

Abbildung 8: Einteilung von intern beleuchteten Photobioreaktoren nach der Art der verwendeten

lichtemittierenden Elemente……………………………………………….………….10

Abbildung 9: Vergleich verschiedener intern beleuchteter Photobioreaktoren anhand ihres

Oberfläche-zu-Volumenverhältnisses bezogen auf den Volumenverlust durch die

lichtemittierenden Elemente………….……………………………………………….11

Abbildung 10: System zur Abwasseraufbereitung bestehend aus Sendespulen um einen Rohrreaktor

(1) und mehreren Empfängerspulen mit UV-LED (2), die induktiv mit Energie

versorgt werden (A) ([73]). Miniaturisiertes, frei steuerbares Endoskop zur gerichteten

Magenuntersuchung (B) [71])………………………………………………………...15

Abbildung 11: Schematischer Messaufbau zur Optimierung der Empfängerspule der Wireless Light

Emitter……………………………………………...…………………………………19

Abbildung 12: Schematische Zeichnung der 1-L Blasensäule (A), 30-L Blasensäule (B), 15-L

Blasensäule (C) und des 15-L Airlift Reaktors. Für den Fall der internen Beleuchtung

ist die Bespulung eingezeichnet, im extern beleuchteten Fall gilt der gleiche Aufbau

ohne Spulen. Alle Bemaßungen in Millimeter………………………………………..21

Abbildung 13: Schematischer Aufbau für den Betrieb der 15-L Blasensäule mit interner

Beleuchtung…………………………………………………………………………...22

Abbildung 14: Aufbau zur Untersuchung des Einflusses wechselnder elektromagnetischer Felder auf

phototrophe Mikroorganismen und Zellkulturen. Links: Photobioreaktor Screening

Modul mit Helmholtz-Spulen zur Erzeugung eines wechselnden Magnetfelds

umwickelt. Rechts: Kontroll-Reaktor mit schwarzer Folie teilweise abgedunkelt…...23

Abbildung 15: Verteilung des wechselnden Magnetfelds (f = 180 kHz) über den Reaktorquerschnitt

auf Höhe einer Spule (links) und zwischen zwei Spulen (rechts). Messpositionen (●).

Glättung durch Origin 9.0 (Faktor zur Erhöhung der Gesamtpunktzahl 1000,

Parameter zum Glätten 0,0001)……………………………………………………….24

Abbildung 16: Methode zur Bestimmung der WLE Verteilung im Reaktor. Durchlaufen einer

Sendespule L1 von einem WLE-Schwarm (links). Induktivität der Sendespule L1 zu

den verschiedenen Zeitpunkten tn…………………………………………………….25

Abbildung 17: Kultivierung von Arthrospira platensis mit und ohne Magnetfeld. Optische Dichte:

Kontrolle (○), mit Magnetfeld (●); Phycocyaninkonzentration: Kontrolle (□), mit

Magnetfeld (■). Spirulina Medium, T = 30 °C, PPFD = 150 µmol·m-2·s-1,

V̇ = 0,5 l·min-1, φCO2 = 0,03…………………………………………………………..28

Abbildung 18: Kultivierung von Porphyridium purpureum mit und ohne Magnetfeld. Optische

Dichte: Kontrolle (○), mit Magnetfeld (●); Phycoerythrinkonzentration: Kontrolle (□),

mit Magnetfeld (■). ASW (2) Medium, T = 25 °C, PPFD = 150 µmol·m-2·s-1,

V̇ = 0,5 l·min-1, φCO2 = 0,03…………………………………………………………..28

Anhang

96

Abbildung 19: Kultivierung von Chromochloris zofingiensis mit und ohne Magnetfeld. Kontrolle (○),

mit Magnetfeld (●). Arnon Medium, T = 25 °C, PPFD = 460 µmol·m-2·s-1 (ab

tK = 192h PPFD = 690 µmol·m-2·s-1), V̇ = 0,5 l·min-1, φCO2 = 0,03…………………..28

Abbildung 20: Kultivierung von Physcomitrella patens mit und ohne Magnetfeld. Kontrolle (○), mit

Magnetfeld (●). Mod. Knop Medium, T = 25 °C, PPFD = 150 µmol·m-2·s-1,

V̇ = 0,5 l·min-1,φCO2 = 0,01…………………………………………………………...28

Abbildung 21: Kultivierung von Chlamydomonas reinhardtii WT137c mit und ohne Magnetfeld.

Kontrolle (○), mit Magnetfeld (●). TP-Medium, T = 25 °C, PPFD = 150 µmol·m-2·s-1,

V̇ = 0,5 l·min-1, φCO2 = 0,03…………………………………………………………..29

Abbildung 22: Kultivierung von Chlamydomonas reinhardtii cc400 pC1-JR17 300-6 mit und ohne

Magnetfeld. Kontrolle (○), mit Magnetfeld (●). Fluoreszenzintensität IF (λex = 355 nm,

λem = 460 nm) als Maß für den 4-Methyl-Umbelliferon Umsatz durch rekombinante β-

Glucoronidase Kontrolle (□), mit Magnetfeld (■). TAP-Medium + Hygromycin B

(25 µg·ml-1), T = 25 °C, PPFD = 150 µmol·m-2·s-1, V̇ = 0,5 l·min-1…………………29

Abbildung 23: Kultivierung von Chlamydomonas reinhardtii WT13c mit und ohne 125 WLE bei

externer Beleuchtung. Kontrolle (○), mit 125 WLE (●). TP-Medium, T = 25 °C,

PPFD = 170 µmol·m-2·s-1, V̇ = 1,0 l·min-1, φCO2 = 0,03………………...……………31

Abbildung 24: Kultivierung von Porphyridium purpureum mit und ohne 125 WLE bei externer

Beleuchtung. Optische Dichte: Kontrolle (○), mit 125 WLE (●). ASW (2) Medium,

T = 25 °C, PPFD = 150 µmol·m-2·s-1, V̇ = 1,0 l·min-1, φCO2 = 0,03…………………..31

Abbildung 25: Mikroskopische Aufnahmen von Physchomitrella patens und Arthrospira platenis

nach der Innokulation (A und C) und nach 24 h (B und D) in einem extern

beleuchteten Photobioreaktor-Screening-Modul unter dem mechanischen Einfluss von

125 Wireless Light Emittern. Begasungsrate V̇ = 1,0 l·min-1………………………...32

Abbildung 26: Nutzen mit Baugruppen die von je vier Stegen gehalten werden (links). Baugruppe

nach der Vereinzelung (rechts oben und unten)………………………………………34

Abbildung 27: Massensummenverteilung Qm der vereinzelten Baugruppen (N = 113)……………...34

Abbildung 28: Massendichteverteilung qm der vereinzelten Baugruppen (N = 113)…………………34

Abbildung 29: Effektiv wirkender Druck auf die Wireless Light Emitter in Abhängigkeit der

Temperatur. Absolutdruck im Wireless Light Emitter (···), Absolutdruck im

Autoklaven (- - -), Effektivdruck auf die WLE ( )…………………………………..36

Abbildung 30: Abhängigkeit der Lichtstärke vom Winkel zwischen dem Wireless Light Emitter und

der Magnetfeldebene (gemessen bei B = 1 mT)……………………………………...37

Abbildung 31: Einfluss des Abstands zweier Empfängerspulen (Bourns SDR 0403 100ML) auf die

gegenseitige Kopplung………………………………………………………………..38

Abbildung 32: Schnittzeichnung der oberen und unteren Halbschale für die Verkapselung (A).

Explosionsdarstellung des Wireless Light Emitters (B). Schnittzeichnung des Wireless

Light Emitters (C). Foto des Wireless Light Emitters (D)……………………………39

Abbildung 33: Einfluss des Autoklavierens auf die Masse der Wireless Light Emitter (N = 20)……40

Abbildung 34: Einfluss des Autoklavierens auf die Lichtintensität der Wireless Light Emitter

(N = 20)……………………………………………………………………………….40

Abbildung 35: Dichtesummen- (hellgrau) und –dichteverteilung (grau schraffiert) der Wireless Light

Emitter (N = 120) sowie Angabe der entsprechenden äquivalenten Konzentration einer

NaCl-Lösung bei 20, 25 und 30 °C…………………………………………………...40

Abbildung 36: Biofouling an Wireless Light Emittern verursacht durch verschiedene phototrophe

Spezies und Möglichkeiten für dessen Entfernung...………………………………...41

Anhang

97

Abbildung 37: Kultivierung von C. reinhardtii WT137c in Blasensäulen verschiedener Durchmesser

mit externer oder interner Beleuchtung bei gleichem elektrischen Leistungseintrag pro

Volumen (8,9 W·l-1). T = 25 °C, V̇V = 0,5 vvm, φCO2 = 0,03. D = 50 mm, extern (○);

D = 150 mm, extern (□); D = 50 mm, intern (●); D = 150 mm, intern (■);

D = 300 mm, intern (▲). Die gestrichelten Linien zeigen einen Fit der Form

y(t) = y0 + a·(1 - e-b·t)...………………………………………………….…………….42

Abbildung 38: Flüssigkeitsgeschwindigkeit im Riser (●) und Downcomer (○) in Abhängigkeit der

Gasleerrohrgeschwindigkeit im Riser. Der Pfeil deutet den Punkt an, bei dem eine

vollkommene Ausgasung im Kopfbereich nicht mehr stattfindet…………………….44

Abbildung 39: relative Änderung der Induktivität durch die Wireless Light Emitter entlang der Höhe

des Reaktors als Maß für deren Verteilung. Blasensäulenreaktor mit 7,5 l·min-1

Begasung (○), Blasensäulenreaktor mit 15 L·min-1 Begasung (□), Airlift Reaktor mit

7,5 l·min-1 Begasung (●). Reaktorfüllhöhe zmax = 0,9 m, Anzahl WLE NWLE = 1439..45

Abbildung 40: relative Lichtintensität in der Reaktormitte für z = 0,8 m in der Blasensäule (○) und im

Airlift Reaktor (●)…………………………………………………………………….46

Abbildung 41: Kultivierung von C. reinhardtii WT137c in einem intern beleuchteten Airiftreaktor (■)

im Vergleich zur extern beleuchteten Blasensäulen mit D = 50 mm (○) und einer

intern beleuchteten Blasensäule mit D = 150 mm (●) bei gleichem elektrischen

Leistungseintrag pro Volumen (8,9 W·l-1). T = 25 °C, V̇V = 0,5 vvm, φCO2 = 0,03. Die

gestrichelten Linien zeigen einen Fit der Form y(t) = y0 + a·(1 - e-b·t)……………….47

Abbildung 42: Proteinkonzentration im Kulturüberstand während einer Kultivirung von P patens in

einem Airlift Reaktor bzw. Blasensäulenreaktor mit D = 150 mm (●) bei einem

elektrischen Leistungseintrag von 8,9 W·l-1. Entfernung des Leitrohres zum Zeitpunkt

t = 0 und somit Wechsel vom Airlift- in den Blasensäulenmodus. cBTM = 0,85 g·l-1

T = 25 °C, V̇V = 0,5 vvm, φCO2 = 0,01………………………………………………..48

Abbildung 43: Mikroskopische Aufnahmen von P. patens im Airlift Betrieb (A + B) und nach 21 h

im Blasensäulenbetrieb (C + D)………………………………………………………49

Abbildung 44: Absorptionsspektrum von C. reinhardtii in der exponentiellen Wachstumsphase im

sichtbaren Wellenlängenbereich von 400 bis 700 nm………………………………...50

Abbildung 45 Einfluss verschiedener spektraler Lichtzusammensetzungen auf die Raum-Zeit-

Ausbeute (RZA) von C. reinhardtii. Die markierten Punkte stellen die tatsächlichen

Messpunkte dar. Die RZA ist auf den Wert mit einem RGB-Verhältnis von 20:40:40

normiert. Die Kontur zwischen den Messpunkten ist mittels Origin 2015G gefittet

(Layer als Grenze, Faktor zur Erhöhung der Gesamtpunktzahl: 1000,

Glättungsparameter: 0.05)…………………………………………………………….51

Abbildung 46: Einfluss der Frequenz auf den Gütefaktor der Sendespule der DN300 Blasensäule mit

Wasser der Leitfähigkeit 0,5 mS·cm-1 (○), 25 mS·cm-1 (●) und 50 mS·cm-1 (●)…….52

Abbildung 47: Einfluss der Frequenz auf den Gütefaktor verschiedener Empfängerspulen. WE-PD2-

4532 10 µH (●), WE-PD2-4532 15 µH (▲), WE-PD2-4532 27 µH (▼), WE-PD2-

4532 39 µH (♦), Bourns SDR0403-6R8ML 6,8 µH (○),Bourns SDR0403-100ML

10 µH (□),Bourns SDR0403-120ML 12 µH (Δ), Bourns SDR0403-150ML 15 µH

(▽), WE-PD2-4532 12 µH (■)……………………………………………………….52

Abbildung 48: Abhängigkeit der Lichtintensität der blauen LED von der magnetischen Flussdichte

für verschiedene Empfängerspulen. WE-PD2-4532 10 µH (●), WE-PD2-4532 15 µH

(▲), WE-PD2-4532 27 µH (▼), WE-PD2-4532 39 µH (♦), Bourns SDR0403-6R8ML

6,8 µH (○),Bourns SDR0403-100ML 10 µH (□),Bourns SDR0403-120ML 12 µH (Δ),

Bourns SDR0403-150ML 15 µH (▽), WE-PD2-4532 12 µH (■)…………………...53

Anhang

98

Abbildung 49: Abhängigkeit der Lichtintensität der roten LED von der magnetischen Flussdichte für

verschiedene Empfängerspulen. WE-PD2-4532 10 µH (●), WE-PD2-4532 15 µH (▲),

WE-PD2-4532 27 µH (▼), WE-PD2-4532 39 µH (♦), Bourns SDR0403-6R8ML

6,8 µH (○),Bourns SDR0403-100ML 10 µH (□),Bourns SDR0403-120ML 12 µH (Δ),

Bourns SDR0403-150ML 15 µH (▽), WE-PD2-4532 12 µH (■)…………………...53

Abbildung 50: Kultivierung von C. reinhardtii WT137c in einem durch 1223 rote und 216 blaue

WLE intern beleuchteten Airlift Reaktor (●) im Vergleich zur extern beleuchteten

Blasensäulen mit D = 50 mm bei gleichem elektrischen Leistungseintrag pro Volumen

(8,9 W·l-1). T = 25 °C, V̇V = 0,5 vvm, φCO2 = 0,03. Die gestrichelten Linien zeigen

einen Fit der Form y(t) = y0 + a·(1 - e-b·t)……………………………………………..54

Abbildung 51: Energieübertragungseffizienz η2 (○) zwischen Sendespule des Airlift Reaktors (D =

150 mm) und den WLEs (N = 1439) und Leistungsaufnahme pro WLE (□) bei

verschiedenen Eingangsleistungen P…………………………………………………55

Abbildung 52: Änderung der Temperatur mit der Zeit im Airlift Reaktor (D = 150 mm) mit 1439

WLE und P = 87 W Eingangsleistung………………………………………………..56

Abbildung 53: Leistungsaufnahme pro WLE in der Blasen-säule mit D = 300 mm und 2878 WLE in

Abhängigkeit der WLE-Position bei P = 205 W Eingangsleistung…………………..56

Abbildung 54: Blockaden durch WLE an der Kühlschlaufe und zwischen Reaktorinnenwand und

Leitrohr (links) sowie am Reaktorboden liegende WLE (rechts)…………………….59

Abbildung 55: normierte Wachstumsgeschwindigkeit bzw. Biotrockenmassekonzentration für

verschiedene phototrophe Mikroorganismen unter dem Einfluss eines wechselnden

Magnetfelds. Weiße Balken stellen die Kontrolle ohne Magnetfeld dar. Graue Balken

zeigen die Ergebnisse für die Kulturen unter dem Einfluss des Magnetfelds………...61

Abbildung 56: Doppelt-Logarithmische Auftragung der optischen Dichte der Kontrolle gegenüber der

optischen Dichte der entsprechenden Kultur zum gleichen Zeitpunkt unter dem

Einfluss eines wechselnden Magnetfelds (● A. platensis, ■ P. purpureum, ▼

C. zofingiensis, ♦ C. reinhardtii cc400 pC1-JR17 300-6, ▲ C. reinhardtii WT137c).62

Abbildung 57: Möglicher Mechanismus der Zellschädigung durch wie Wireless Light Emitter in

Blasensäulen…………………………………………………………………………..64

Abbildung 58: Ablauf der WLE Fertigung in manuellen (hellblau) und automatisierten (dunkelblau)

Arbeitsschritten……………………………………………………………………….66

Abbildung 59: Kultivierung von C. reinhardtii WT137c in Blasensäulen verschiedener Durchmesser

mit externer oder interner Beleuchtung bei gleichem elektrischen Leistungseintrag pro

Volumen (8,9 W·l-1). T = 25 °C, V̇V = 0,5 vvm, φCO2 = 0,03. D = 50 mm, extern

(○); D = 150 mm, extern (□); D = 50 mm, intern (●); D = 150 mm, intern (■);

D = 300 mm, intern (▲). Die durchgezogene Linie zeigt einen globalen Fit über die

drei intern beleuchteten Kultivierungen, die punktierten Linien zeigen eine ± 10%ige

Abweichung von diesem Fit. Die gestrichelten Linien zeigen einen Fit der Form

y(t) = y0 + a·(1 - e-b·t)………………………………………………………………….67

Abbildung 60: Optische Übergange eines Lichtstrahls von der Lichtquelle in den Reaktor…………68

Abbildung 61: Auswirkungen des scale-up Faktors auf die Leistungs-Zeit-Ausbeute für die extern (○)

und intern (●) beleuchteten Blasensäulen…………………………………………….69

Abbildung 62: Zusammenhang der stat. Sink- bzw. Aufstiegsgeschwindigkeit in Abhängigkeit der

WLE-Dichte für Medien mit der Dichte 1000 (durchgezogene Linie), 1025

(gestrichelte Linie), 1050 (gepunktete Linie) und 1075 kg·m-3 (strichpunktierte

Linie)………………………………………………………………………………….71

Abbildung 63: Proteinkonzentration im Kulturüberstand während einer Kultivierung von P patens in

einem Airlift Reaktor bzw. Blasensäulenreaktor mit D = 150 mm (●) bei einem

elektrischen Leistungseintrag von 8,9 W·l-1. Entfernung des Leitrohrs zum Zeitpunkt

t = 0 und somit Wechsel vom Airlift- in den Blasensäulenmodus. cBTM = 0,85 g·l-1

T = 25 °C, V̇V = 0,5 vvm, φCO2 = 0,01………………………………………………..73

Anhang

99

Abbildung 64: Geschwindigkeitsfeld der flüssigen Phase in einer Blasensäule (links) und einem

Airlift Reaktor (rechts) [98, 99]…………………………………………….…………74

Abbildung 65: Möglicher Mechanismus der schwächeren mechanischen Beanspruchung der

Mikroorganismen in Airlift Reaktoren (links) im Vergleich zu Blasensäulen

(rechts)………………………………………………………………………………...75

Abbildung 66: Emissionsspektrum der verwendeten RGB LED und Absorptionsspektrum von

C. reinhardtii………………………………………………………………………….76

Abbildung 67: Leistungs-Zeit-Ausbeute für die extern beleuchtete Benchmark (DN50) und

schrittweise Optimierung der internen Beleuchtung………………………………….78

Abbildung 68: Übersicht der wesentlichen energetischen Verluste in der Kette vom Stromnetz bis zu

den Mikroalgen……………………………………………………………………….90

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