MemoVet - ciando eBooks · Attilio Rocchi. Außerdem danke ich meinen Vorgesetzten, die die...

AnästhesieSkillsPerioperatives Management bei Klein-, Heim- und Großtieren

Eberspächer

MemoVet

Eva Eberspächer

AnästhesieSkills

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Eva Eberspächer

AnästhesieSkillsPerioperatives Management bei Klein-, Heim- und Großtieren

Mit 114 Abbildungen, 70 Tabellen und 17 Videos

Videos und Literaturverzeichnis finden Sie direkt online unterwww.schattauer.de/3055

Priv.-Doz. Dr. Eva EberspächerFachtierärztin, Diplomate ACVAA, Anästhesiologie und perioperative IntensivmedizinVeterinärmedizinische Universität WienVeterinärplatz 1, 1210 Wien, ÖsterreichE-Mail: [email protected]

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Besonderer Hinweis:Die Medizin unterliegt einem fortwährenden Entwicklungsprozess, sodass alle An-gaben, insbesondere zu diagnostischen und therapeutischen Verfahren, immer nur dem Wissensstand zum Zeitpunkt der Drucklegung des Buches entsprechen können. Hinsichtlich der angegebenen Empfehlungen zur Therapie und der Auswahl sowie Dosierung von Medikamenten wurde die größtmögliche Sorgfalt beachtet. Gleich-wohl werden die Benutzer aufgefordert, die Beipackzettel und Fachinformationen der Hersteller zur Kontrolle heranzuziehen und im Zweifelsfall einen Spezialisten zu konsultieren. Fragliche Unstimmigkeiten sollten bitte im allgemeinen Interesse dem Verlag mitgeteilt werden. Der Benutzer selbst bleibt verantwortlich für jede diagnos-tische oder therapeutische Applikation, Medikation und Dosierung. In diesem Buch sind eingetragene Warenzeichen (geschützte Warennamen) nicht be-sonders kenntlich gemacht. Es kann also aus dem Fehlen eines entsprechenden Hin-weises nicht geschlossen werden, dass es sich um einen freien Warennamen handelt.Das Werk mit allen seinen Teilen ist urheberrechtlich geschützt. Jede Verwertung außerhalb der Bestimmungen des Urheberrechtsgesetzes ist ohne schriftliche Zu-stimmung des Verlages unzulässig und strafbar. Kein Teil des Werkes darf in irgend-einer Form ohne schriftliche Genehmigung des Verlages reproduziert werden.Durch Scannen der QR-Codes im Buch können Videos über Smartphone oder Tablet-PC direkt abgerufen werden. Qualität und Ladedauer können je nach QR-Code-Reader bzw. der Qualität der Internetverbindung variieren.

© 2017 by Schattauer GmbH, Hölderlinstraße 3, 70174 Stuttgart, GermanyE-Mail: [email protected]: www.schattauer.dePrinted in Germany

Projektleitung: Dr. med. vet. Sandra SchmidtUmschlagabbildungen: Priv.-Doz. Dr. Eva EberspächerSatz: Achim Theiß, 35305 GrünbergDruck und Einband: AZ Druck und Datentechnik GmbH, Kempten/Allgäu

Auch als E-Book erhältlich: ISBN 978-3-7945-6858-1

ISBN 978-3-7945- 3055-7

IV

Meinen drei LiebstenMatthias, Helene und Emmi

Vorwort

Dieses Buch ist aus der eigenen Not entstanden, kein kleines kompaktes Nachschlagewerk zur Hand zu haben, in dem man schnell in deutscher Sprache die wichtigsten Fakten zur Anästhesie bei Haustieren nachlesen kann. Ein Buch, in dem man Informationen über Normwerte oder Medi-kamente und deren Dosierungen findet, über Komplikationen, das Ma-nagement der wichtigsten Erkrankungen und der Spezies, die vielleicht nur alle 3 Jahre als Patient vorgestellt wird – und vieles andere, das einem in der täglichen Praxis begegnet. Das vorliegende Buch erhebt jedoch nicht den Anspruch, ein Lehrbuch zu sein! Für tiefergehende Informa-tionen muss auf entsprechende Literatur zurückgegriffen werden.Die Anästhesie ist fast immer das Mittel zum Zweck, zum Beispiel, um eine Diagnostik oder Operation durchzuführen. Deshalb muss sie prak-tikabel und ohne viel Aufwand vergleichsweise sicher ablaufen. Nichts desto trotz möchten Tierärztinnen und Tierärzte zunehmend auch ein Anästhesie- und Analgesie-Management anbieten, das maßgeschneidert für den Patienten kontrolliert und überwacht abläuft. Dieses Buch soll dabei unterstützen und Studierenden sowie praktizierenden Tierärzten Ideen liefern, wie das am besten funktionieren könnte.Selbstverständlich spiegeln viele der vorgestellten Protokolle und Vorge-hensweisen meine Präferenzen wieder, die sich in vielen fachlichen Dis-kussionen und der jahrelangen Arbeit in mehreren, internationalen Ein-richtungen entwickelt haben. In der Anästhesie gilt: „Viele Wege führen nach Rom“: Selten gibt es etwas einzig Richtiges aber – Gott sei Dank – auch selten etwas völlig Falsches. Oft macht die Dosis den entscheiden-den Unterschied. Jede und jeder muss für sich seinen Weg finden, sollte aber dabei nicht vergessen, andere bzw. neue Wege immer wieder für sich abzuwägen und gegebenenfalls zu akzeptieren.

Ich hatte das unschätzbare Glück, dass mich auf meinem beruflichen Weg wohlmeinende und geduldige Lehrerinnen und Lehrer gefördert haben: Christian Werner, Kristin Engelhard und Wolf Erhardt sowie Gene Steffey, Peter Pascoe, Khursheed Mama, Steve Haskins und Kate Hopper – DANKE!Den Kolleginnen und Kollegen des besten Teams der Welt, unseres An-ästhesie-Teams der VetmedUni Wien, danke ich für Ihre Hilfe bei der Erstellung von Fotos und Filmen, besonders bei Hendrik Lehmann und

VII

Attilio Rocchi. Außerdem danke ich meinen Vorgesetzten, die die Entste-hung dieses Buches in vielerlei Hinsicht unterstützt haben.Besonders bedanken möchte ich mich bei meinen Kolleginnen und Kolle-gen, die mir viele Tipps und Verbesserungsvorschläge zu Ihren Fachgebie-ten gegeben haben: Peter Modler, Susanne Scheffzek, Saskia Köstlinger, Lidia Kowalczyk, Alexandra Hund und ganz besonders Matthias Schweda für seine große Hilfe.Dieses Buch konnte nur entstehen dank der Unterstützung des Schattauer Verlages. Hervorzuheben ist das Engagement von Sandra Schmidt, die mit viel Vertrauen und Geduld die Entstehung dieses Buches begleitet hat.

Liebe Mama, lieber Papa: Danke für Eure große Liebe, Eure unendliche Unterstützung und Euer grenzenloses Vertrauen. Ich vermisse Euch schrecklich.

Wien, im Juni 2016 Eva Eberspächer

VIII Vorwort

Inhalt

1 Das Anästhesiegerät . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1

1.1 Patiententeil . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 11.1.1 Nicht-Rückatmungs-System . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 31.1.2 Rückatmungs-System oder Kreissystem . . . . . . . . . . . . . . . . . 5

1.2 Geräteteil . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 111.2.1 Hochdrucksystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 111.2.2 Mitteldrucksystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 131.2.3 Niederdrucksystem . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 14

1.3 Kontrolle des Anästhesiegeräts . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 19

2 Monitoring . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 21

2.1 Nicht-apparatives Monitoring . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 212.1.1 Atmung, Puls und Kreislauf . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 212.1.2 Reflexe und sonstiges nicht-apparatives Monitoring . . . . . . 24

2.2 Apparatives Monitoring . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 262.2.1 Ösophagus-Stethoskop . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 262.2.2 Pulsoxymeter . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 262.2.3 Nicht-invasive und invasive Blutdruckmessung . . . . . . . . . . . 302.2.4 Elektrokardiogramm . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 362.2.5 Kapnographie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 382.2.6 Temperaturmessung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 40

3 Stadien der Allgemeinanästhesie . . . . . . . . . . . . . . 43

Stadium 1 oder Analgesie-Stadium . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 43

Stadium 2 oder Exzitations-Stadium . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 44

Stadium 3 oder Toleranz-Stadium . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 44

Stadium 4 oder Asphyxie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 45

IX

4 Medikamente . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 46

4.1 Grundsätzliches zur Pharmakotherapie . . . . . . . . . . . . . . . . . 46

4.2 Acepromazin . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 47

4.3 Alfaxalon . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 50

4.4 Atipamezol . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 51

4.5 Atropin . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 53

4.6 Azaperon . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 55

4.7 Bupivacain . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 57

4.8 Buprenorphin . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 59

4.9 Butorphanol . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 61

4.10 Carprofen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 63

4.11 Detomidin . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 65

4.12 Dexmedetomidin . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 67

4.13 Diazepam . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 70

4.14 Etomidat . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 72

4.15 Fentanyl . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 74

4.16 Flumazenil . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 77

4.17 Gabapentin . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 79

4.18 Glykopyrrolat . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 80

4.19 Isofluran . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 82

4.20 Ketamin/S-Ketamin . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 85

4.21 Lidocain . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 88

4.22 Medetomidin . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 91

4.23 Meloxicam . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 94

4.24 Metamizol . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 97

4.25 Methadon . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 99

4.26 Midazolam . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 101

4.27 Morphin . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 104

X Inhalt

4.28 Naloxon . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 106

4.29 Pentobarbital . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 107

4.30 Propofol . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 110

4.31 Remifentanil . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 112

4.32 Romifidin . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 114

4.33 Sevofluran . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 116

4.35 Thiopental . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 118

4.35 Tramadol . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 120

4.36 Xylazin . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 123

5 Speziesspezifische Anästhesie . . . . . . . . . . . . . . . . . . 127

5.1 Präanästhetische Untersuchung, Einteilung nach ASA-Klassifikation . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 127

5.2 Perioperatives Management . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1295.2.1 Atemwegsmanagement . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1305.2.2 Perioperative Infusionstherapie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1395.2.3 Anwendung von Antibiotika . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1435.2.4 Schutz der Kornea . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1435.2.5 Harnblase leeren . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 144

5.3 Hund . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1455.3.1 Präanästhetische Überlegungen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1455.3.2 Anästhesieprotokolle . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 149

5.4 Katze . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1545.4.1 Präanästhetische Überlegungen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1545.4.2 Anästhesieprotokolle . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 158

5.5 Kaninchen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1625.5.1 Präanästhetische Überlegungen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1625.5.2 Anästhesieprotokolle . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 167

5.6 Meerschweinchen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1715.6.1 Präanästhetische Überlegungen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1725.6.2 Anästhesieprotokolle . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 174

XIInhalt

5.7 Frettchen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1775.7.1 Präanästhetische Überlegungen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1775.7.2 Anästhesieprotokolle . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 180

5.8 Kleine Nager . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1835.8.1 Präanästhetische Überlegungen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1835.8.2 Anästhesieprotokolle . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 186

5.9 Pferd . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1915.9.1 Präanästhetische Überlegungen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1915.9.2 Anästhesieprotokolle . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 198

5.10 Rind . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2055.10.1 Präanästhetische Überlegungen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2065.10.2 Anästhesieprotokolle . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 210

5.11 Kleine Wiederkäuer: Schaf, Ziege . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2125.11.1 Präanästhetische Überlegungen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2125.11.2 Anästhesieprotokolle . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 216

5.12 Neuweltkameliden . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2185.12.1 Präanästhetische Überlegungen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2185.12.2 Anästhesieprotokolle . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 222

5.13 Schwein . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2245.13.1 Präanästhetische Überlegungen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2245.13.2 Anästhesieprotokolle . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 229

6 Physiologie und Pathophysiologie . . . . . . . . . . . . . 234

6.1 Pädiatrischer Patient . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2346.1.1 Physiologie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2346.1.2 Pharmakologie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2356.1.3 Prä- und perioperatives Management . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2366.1.4 Anästhesieprotokolle . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 236

6.2 Geriatrischer Patient . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2386.2.1 Physiologie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2396.2.2 Pharmakologie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2396.2.3 Prä- und perioperatives Management . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2406.2.4 Anästhesieprotokolle . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 240

XII Inhalt

7 Fallmanagement . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 243

7.1 Gravider Patient, Kaiserschnitt . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2437.1.1 Physiologie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2437.1.2 Prä- und perioperatives Management . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2447.1.3 Anästhesie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2467.1.4 Postoperatives Management – Versorgung

des Neugeborenen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 247

7.2 Kleintier-Patient mit Herzproblemen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2497.2.1 Dilatative Kardiomyopathie (DCM) beim Hund . . . . . . . . . . 2527.2.2 Mitralklappeninsuffizienz beim Hund . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2567.2.3 Persistierender Ductus Arteriosus (PDA) beim Hund . . . . . 2587.2.4 Hypertrophe Kardiomyopathie bei der Katze (HCM) . . . . . 261

7.3 Augen-Operation . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2667.3.1 Präoperatives Management . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2677.3.2 Anästhesie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2677.3.3 Erhaltung und perioperative Analgesie . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2687.3.4 Postoperatives Management . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 268

7.4 Hund/Katze mit epileptiformen Anfällen . . . . . . . . . . . . . . . 2697.4.1 Präoperatives Management . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2697.4.2 Anästhesie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2707.4.3 Postoperatives Management . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 271

7.5 Schädel-Hirn-Trauma/erhöhter intrakranieller Druck beim Kleintier . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 271

7.5 Schädel-Hirn-Trauma . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2717.5.1 Präanästhetisches bzw. generelles Management . . . . . . . . . . . 2737.5.2 Anästhesie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2747.5.3 Postoperatives Management . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 277

7.6 Patient mit Nierenproblemen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2787.6.1 Präoperatives Management . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2797.6.2 Anästhesie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2807.6.3 Postoperatives Management . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 283

7.7. Patient mit Leberproblemen: Insuffizienz und Shunt . . . . 2837.71 Präoperatives Management . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2857.7.2 Anästhesie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2877.7.3 Postoperatives Management . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 289

XIIIInhalt

7.8 Magendrehung beim Hund . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2907.8.1 Präoperatives Management . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2907.8.2 Anästhesie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2917.8.3 Postoperatives Management . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 294

7.9 Patient mit Diabetes mellitus . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2967.9.1 Präoperatives Management . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2977.9.2 Anästhesie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2977.9.3 Postoperatives Management . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 299

7.10 Kolik beim Pferd . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2997.10.1 Präoperatives Management . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2997.10.2 Anästhesie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3017.10.3 Aufwachphase und postoperatives Management . . . . . . . . . . 305

7.11 Fohlen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3067.11.1 Präoperatives Management . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3067.11.2 Anästhesie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3077.11.3 Aufwachphase und postoperatives Management . . . . . . . . . . 311

8 Anästhesiezwischenfälle und Komplikationen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 312

8.1 Kreislauf . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3128.1.1 Hypotension/Kreislaufversagen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3138.1.2 Hypertension . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3168.1.3 Arrhythmien . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 317

8.2 Atmung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3308.2.1 Hypoventilation/Apnoe . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3318.2.2 Hyperventilation . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3348.2.3 Abnorme Kurven in der Kapnographie . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3368.2.4 Hypoxämie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 338

8.3 Temperatur . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3428.3.1 Hypothermie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3428.3.2 Hyperthermie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 343

8.4 Elektrolyte und Säure-Basen-Haushalt . . . . . . . . . . . . . . . . . 3458.4.1 Kalium . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3458.4.2 Natrium . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3498.4.3 Säure-Basen-Haushalt und Blutgasanalyse . . . . . . . . . . . . . . . 352

XIV Inhalt

8.5 Aspiration . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3568.5.1 Kleintiere . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3578.5.2 Großtiere . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 358

9 Schmerz . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 359

9.1 Anzeichen von Schmerz . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 360

9.2 Peri- und postoperativer Schmerz . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3659.2.1 Überblick Analgetika . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 367

9.3 Lokalanästhesie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3729.3.1 Kleintier . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3779.3.2 Pferd . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3979.3.3 Wiederkäuer . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 410

9.4 Nicht-medikamentöse analgetische Verfahren . . . . . . . . . . 422

10 Kardiopulmonale Wiederbelebung (CPR) beim Kleintier . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 425

11 Medikamentenliste . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 434

Abkürzungsverzeichnis . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 442

Sachverzeichnis . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 444

XVInhalt

1 Das Anästhesiegerät

Die Association of Veterinary Anaesthesists (AVA) hat vor einigen Jahren die empfohlenen Voraussetzungen definiert, die ein Tierarzt/eine Tier-ärztin erfüllen muss, um eine Vollnarkose bei Hund, Katze oder Pferd durchzuführen. Jeder Tierarzt/jede Tierärztin, der/die Vollnarkosen durch-führt, muss in der Lage sein,1. den Atemweg des Tieres zu sichern (z. B. durch Intubation),2. Sauerstoff zu verabreichen,3. manuell kontrollierte Beatmung durchzuführen (z. B. durch Verwen-

dung eines mobilen Beatmungsbeutels (AMBU), eines Anästhesie-geräts oder beim Pferd durch ein sog. demand valve),

4. Medikamente und Infusionslösungen intravenös zu verabreichen, idealerweise über einen Venenverweilkatheter und

5. kardiopulmonale Wiederbelebung (cardio-pulmonary resuscitation, CPR) durchzuführen.

Um diese 5 Voraussetzungen zu erfüllen, muss der Tierarzt/die Tierärztin einerseits die benötigten Materialien und Geräte vor Ort haben und an-dererseits die notwendigen Techniken (z. B. Intubation, Katheterisierung, manuelle Beatmung) beherrschen.Mithilfe eines modernen Anästhesiegeräts können dem Patienten Inhala-tionsanästhetika und Sauerstoff sicher und dosiert verabreicht werden. CO2 kann aus der Ausatemluft entfernt werden. Die meisten Anästhesie-geräte können als Atemmonitor dienen und zur manuellen Beatmung verwendet werden.Das Anästhesiegerät besteht grundsätzlich aus dem Patiententeil und dem Geräteteil (Abb. 1-1).

1.1 Patiententeil

Zum Patiententeil des Anästhesiegeräts gehören alle Teile des Atem-systems, die dem Frischgaszufluss nachgeschaltet sind, also in der Regel das Nicht-Rückatmungs-System oder das Kreissystem als Rückatmungs-System.

1

Nicht-Rückatmungs-System oder Rückatmungs-System?

Das Nicht-Rückatmungs-System (oder halb-offene System) unterscheidet sich vom Rückatmungssystem (oder halb-geschlossenen und geschlosse-nen System) durch die Art der CO2-Elimination. Beim halb-offenen System funktioniert das durch einen erhöhten Frischgasfluss, der das CO2 mit der Abluft ausspült. Beim halb-geschlossenen und geschlossenen System (= Kreissystem, wegen des immer wieder zirkulierenden Gasflus-ses) wird das CO2 durch den Absorber-Kalk aus dem System genommen. Halb-geschlossen wird es deshalb genannt, weil die Zufuhr an O2 und Inhalationsanästhetikum den Verbrauch des Tieres übersteigt, d. h. es entweicht kontinuierlich die Abluft über das Überdruckventil. Geschlos-sen wird ein System dann, wenn die Zufuhr an O2 und Inhalationsanäs-thetikum genau den Bedarf des Patienten deckt und (trotz geöffneten Überdruckventils) keine Abluft mehr aus dem System entweicht.Eine Sonderstellung unter den Anästhesie-Systemen hat das offene Sys-tem. Es handelt sich hier klassischerweise um die sog. Schimmelbusch-Maske mit der zu Beginn der Gasnarkose Patienten mit Äther anästhe-

Y-Stück

Überdruck-ventil

Abluft

Patiententeil

Niederdruck Mittel-druck

Hoch-druck

Geräteteil

Atem-beutel oder Ventilator

zentraleGasleitung

Flaschenlager

Mano-meter

Druck-reduzier-ventil

exspiratorischesRichtungsventil

Frischgaszufluss

Ver-dampfer

Flow-meter

O2-Flush

inspiratorischesRichtungsventil

CO2-Absorber-kalk

Abb. 1-1 Schema eines Anästhesiegeräts mit Patiententeil (hier beispielhaft mit einem Kreissystem dargestellt) und Geräteteil

2 1 Das Anästhesiegerät

siert wurden. Heutzutage zählt man auch Anästhesiekammern, wie sie z. B. für Anästhesie-Einleitung von kleinen Heimtieren/Labortieren oder Exoten verwendet werden (Abb. 1-2) dazu. Eine feststehende Definition gibt es nicht, kurz gesagt: „jeder hat etwas davon, auch der Anästhesist“. Es sollte folglich nur mit ausgezeichneter Absaugung (z. B. unter einer Absaughaube) verwendet werden. Um mit einem offenen System zu ar-beiten, braucht man nicht unbedingt ein Anästhesiegerät.Üblicherweise wird in der Veterinärmedizin das halb-offene (Nicht-Rück atmungs-)System und das halb-geschlossene (Rückatmungs-)Sys-tem verwendet, da u. a. die Belastung von Personal und Umwelt durch das offene System zu hoch ist und die Bedingungen zur sicheren Durchfüh-rung einer Anästhesie mit dem geschlossenen System unter Praxisbedin-gungen zu schwer zu erfüllen sind.

1.1.1 Nicht-Rückatmungs-System

Es gibt viele verschiedene Nicht-Rückatmungs-Systeme, die alle gering-gradig unterschiedlich aufgebaut sind. Das bei uns am häufigsten ver-wendete System ist das sog. Bain-System (Abb. 1-3), das auch Mapleson

Abb. 1-2 Offenes System zur Anästhesie-Einleitung bei kleinen Heimtieren und Exoten

31.1 Patiententeil

D-System genannt wird. Es kann als koaxiales System aufgebaut sein, das heißt der inspiratorische Schlauch liegt im exspiratorischen Schlauch, was vorteilhaft sein kann.Bei Nicht-Rückatmungs-Systemen wird das gesamte ausgeatmete Gas-gemisch vollständig mit der Abluft aus dem System abgeleitet. Aus die-sem Grund muss der Frischgasfluss mindestens so groß sein wie das Atemminutenvolumen, nämlich ca. 200–250 ml/kg/min.

AtemminutenvolumenDas Atemminutenvolumen errechnet sich aus Atemzugvolumen (10–15 ml/kg) mal Atemfrequenz (je nach Tierart, bei Kleintieren ca. 8–12/min, bei kleinen Heimtieren bis 20/min). Das Atemzugvolumen ist einer der wenigen Parameter, der bei fast allen Tierarten konstant ist. Die Normwerte für die Atemfrequenz sind auch in Tabelle 2-1 aufgelistet.

Aufgrund der Vorteile des Bain-Systems (Tab. 1-1) wird dessen Verwen-dung für kleine Heimtiere, Katzen und Hunde unter 5–8 kg empfohlen. Man kann es auch bei größeren Tieren problemlos verwenden, allerdings steigen dann der Verbrauch und damit die Kosten unverhältnismäßig an.

Überdruckventil

Abluft

Atembeutel

Frischgas-Zufluss

Frischgas-Zufluss

Exspirationsschlauch

Endotrachealtubus

a

Überdruckventil

Atembeutel

Exspirations-schlauch

Endotrachealtubus

b

Abb. 1-3 a und b Beispiel für ein Nicht-Rückatmungs-System (Bain- oder Mapleson D System) a normales System b koaxiales System (Schlauch im Schlauch)


1.1.2 Rückatmungs-System oder Kreissystem

Das Kreissystem kann je nach Menge des Frischgasflusses als halb-ge-schlossen oder geschlossen bezeichnet werden. Wie oben bereits erwähnt, übersteigt beim halb-geschlossenen System die Zufuhr an O2 und Inhala-tionsanästhetikum den Verbrauch des Tieres. Es muss folglich kontinuier-lich ein Teil der Abluft durch das Überdruckventil aus dem System ent-weichen (deshalb „halb-geschlossen“). Verwendet man das Kreissystem so, dass Zufuhr und Verbrauch sich genau decken, dann „schließt“ sich das System. Das heißt, trotz geöffnetem Überdruckventil entweicht weder O2 noch Inhalationsanästhetikum. Unter Praxisbedingungen ist das halb-geschlossene System wesentlich praktikabler, weil der Aufwand und die Sicherheitsbreite den klinischen Anforderungen besser entsprechen.

Tab. 1-1 Vor- und Nachteile des Nicht-Rückatmungs-Systems (z. B. Bain)

Vorteile Nachteile

Niedriges Totraumvolumen Hoher Frischgasfluss (große Men-gen) Inhalationsanästhetikum und Sauerstoff werden „verschwendet“, also unbenutzt verworfen = teurer

Wenig Atemwiderstand Wärme- und Feuchtigkeitsverlust beim Patienten

Schnelle Konzentrations-änderungen (Inhalations-anästhetikum, Sauerstoff) sind möglich, das System ist sehr „direkt“

Koaxiale Systeme sind schwer zu reinigen und es kann zur uner-kannten Diskonnektion des inne-ren Schlauches kommen

Verschiedene Größen erhält-lich, auch koaxiale Systeme, bei denen theoretisch die Ausatemluft die inspiratori-schen Gase erwärmt

Barotrauma kann schneller passieren, wenn vergessen wird, das Überdruckventil zu öffnen

Wenig Gewicht am Patienten (Schläuche und Adapter sind leicht)

Bei schlechter/ungenügender Absaugung evtl. Verunreinigung der Umgebung mit Abluftgasen

51.1 Patiententeil

Geschlossenes System und „low-flow“-AnästhesieUm mit einem geschlossenen System zu arbeiten, müssen verschiedene Be-dingungen erfüllt werden:

1. Der Sauerstoffbedarf des Patienten muss ausgerechnet werden (4–8 ml O2/kg/min). Um diese geringen Mengen korrekt verabreichen zu kön-nen, muss das Flowmeter eine besonders kleine Skala und Genauigkeit besitzen.

2. Das Kreissystem muss absolut leckfrei sein (perfektes Ergebnis bei der Dichtigkeitsprüfung).

3. Der Verdampfer muss mit sehr kleinen Trägergas-Flussmengen trotz-dem akurat funktionieren.

4. Ein Multigas-Monitoring ist absolut empfehlenswert, weil die Gefahr besteht, dass ein hypoxisches Gasgemisch verwendet wird. Außerdem muss zu Beginn der Anästhesie der Stickstoff (N) aus dem Patienten und dem System gewaschen werden, d. h. 15 min hoher Sauerstofffluss und anschließende Kontrolle bevor das System „geschlossen“ wird.

5. Das geschlossene System ist nicht zu empfehlen bei Wiederkäuern und Pferden, da diese perioperativ Methan produzieren und ausatmen, welches aus dem System genommen werden sollte.

Unter anderem wegen dieser Bedingungen und der geringen Sicherheits-breite ist das geschlossene System nur in den Händen eines Profis mit ent-sprechendem Monitoring und Equipment empfehlenswert. Eine etwas ent-schärfte Variante ist die sog. „low-flow“-Anästhesie, bei der die Zufuhr von O2 und Inhalationsanästhetikum nur gering den eigentlichen Bedarf überschreitet (also 10 ml/kg/min O2 plus 500 ml/min O2 als Sicherheitsbreite; z. B. 20 kg Hund = 700 ml/min O2). Diese Variante ist relativ sicher, kosten-sparend, wenig belastend für Personal und Umwelt und erhält die Wärme und Feuchtigkeit im System.

Die Komponenten, die in einem Kreissystem immer vorhanden sein müssen (Abb. 1-4) sind y der exspiratorische und der inspiratorische Atemschlauch, die über

das Y-Stück mit dem Patienten verbunden sind, y die zwei Richtungsventile im exspiratorischen und inspiratorischen

Schenkel, die den Fluss in einer Richtung ermöglichen, y der Atembeutel, y der Absorberkalk im durchsichtigen Kanister,


y das Überdruckventil, y der Abgasschlauch und y evtl. ein Manometer.

Das Kreissystem ist ein Beispiel für den sog. Patiententeil des Anästhesie-geräts.

Atemschläuche, Y-Stück und RichtungsventileDie Dicke der Atemschläuche sollte der Größe des Patienten angepasst sein. Bei Kleintierpatienten bis 10–15 kg ist ein dünner Schlauch zu empfehlen (Ø 15 mm), bei Tieren schwerer als 15 kg ein dicker Schlauch (Ø 22 mm). Bei Großtieren werden Schläuche mit einem Durchmesser von 2 Zoll (entspricht etwa 50 mm) verwendet. Ein Schlauch, der eher dicker und kürzer ist, reduziert den Atemwiderstand.Klassische Atemschläuche bestehen aus getrenntem inspiratorischen und exspiratorischen Schlauch. Beim koaxialen System liegt der inspira-torische Schlauch im Inneren des exspiratorischen Schenkels. Dadurch ist die Handhabung vereinfacht (nur ein Schlauch) und theoretisch wird die Einatemluft vom ausgeatmeten Gas angewärmt. Praktisch funktio-niert das meist nur eingeschränkt, weil die Gase zu schnell fließen, um wirklich Wärme auszutauschen.

Abb. 1-4 Aufbau eines Kreis-systems

Y-Stück

Überdruck-ventil

Abluft

Abgasschlauch

Atem-beutel oder Ventilator

exspiratorischesRichtungsventil

exspiratori-scher Atem-schlauch

inspiratori-scher Atem-schlauch

Frischgas-zufluss

ManometerinspiratorischesRichtungsventil

Aufbau des Kreissystems

CO2-Absorber-kalk

71.1 Patiententeil

Das Y-Stück verbindet die Atemschläuche miteinander und das Schlauch-system mit dem Patienten (über den Endotrachealtubus oder die Larynx-Maske). Der Teil des Y-Stücks, der außerhalb des Gasflusses liegt, ist Teil des Gerätetotraums. Das Volumen des Y-Stücks sollte deshalb möglichst klein sein.Die inspiratorischen und exspiratorischen Richtungsventile ermöglichen den kreisförmigen Fluss der Atemgase im System und verhindern eine Rückatmung der bereits ausgeatmeten Gase (u. a. von CO2). Die Ventil-klappen sollten immer frei beweglich sein, d. h. nach längeren Anästhesi-en sollten der Deckel aufgeschraubt und die Klappen getrocknet werden.

Tipp

VentilklappenVor Inbetriebnahme des Anästhesiegeräts sollte man immer das Vorhan-densein und die freie Beweglichkeit der Klappen kontrollieren (in die an-gehängten Schläuche blasen!). Ein fehlendes oder in der offenen Position feststeckendes Exspirationsventil vergrößert den Gerätetotraum um den gesamten exspiratorischen Schlauch und führt zu massiver CO2-Rückatmung (s. a. Abb. 8-20 in Kap. 8.2.3) und Hypoxämie. Falls einmal eine Ventilklappe verloren oder kaputt gegangen ist, kann vorübergehend ein ausgeschnitte-ner Kreis aus einem Röntgenfilm verwendet werden.

Atembeutel

Der Atembeutel ist (neben der Lunge, wenn ein Patient mit dem Gerät verbunden ist) der einzige dehnbare Bestandteil des Anästhesiegeräts. Er dient als Frischgasreservoir für den Patienten und ermöglicht die wech-selnden Volumina im System durch die Ein- und Ausatmung. Die Spon-tanatmung des Patienten erkennt man am Zusammenziehen und Aus-einander dehnen des Beutels. Die Größe des Atembeutels muss der Größe des Tieres angepasst sein und sollte das 5-fache des Atemzugvolumens (10–15 ml/kg) betragen. Ein zu großer Beutel macht das System „träger“, d. h. Konzentrationsänderungen erfolgen langsamer und der Verbrauch ist erhöht. Ein zu kleiner Beutel beeinträchtigt die Spontanatmung des Patienten.Über den Atembeutel kann das Tier manuell beatmet werden. Dazu muss das Überdruckventil geschlossen und über Kompression des Beutels der Druck im System erhöht werden. Durch den Druckaufbau dehnt sich die


Lunge aus. Der durchschnittlich auszuübende Druck beträgt beim Klein-tier 10–15 cm H2O, beim Großtier sind bis zu 20–30 cm H2O nötig. Nicht zu vergessen ist, dass nach Beendigung der manuellen Beatmung das Überdruckventil wieder vollständig geöffnet werden muss.Wird ein Ventilator für eine kontrollierte Druckbeatmung angeschlossen, kommt der Adapterschlauch an die Stelle des Beutels. Der Atembeutel muss dazu abgenommen und das Überdruckventil geschlossen werden (das funktioniert bei vielen modernen Geräten automatisch durch Umleitung der Gasflüsse). Ventilatoren besitzen häufig ein eigenes Überdruckventil, das sich bei einem bestimmten (relativ hohen) Druck im System öffnet.

Optimaler Füllungszustand des AtembeutelsDer optimale Füllungszustand des Atembeutels ist so, dass der Patient weder einen Druck im Atemsystem durch zu starkes Aufblähen des Beutels spürt (Überdruckventil vollständig geöffnet?), noch dass der Beutel bei einer stärkeren Inspiration kollabiert und der Atemzug abrupt abgebrochen werden muss (Leck im System? Zu niedriger Frischgasfluss?).

CO2-Absorberkalk

Der Absorber- oder Atemkalk im Anästhesiegerät bindet das vom Patien-ten ausgeatmete CO2 und nimmt es damit aus dem Kreissystem. Es gibt mehrere Arten von Absorberkalk, der heutzutage am häufigsten verwen-dete basiert auf einer Mischung von Kalzium- und Natriumhydroxid. Das Granulat ist unverbrauchtem Zustand weiß, von unterschiedlicher Korn-größe und hat eine rauhe (vergrößerte) Oberfläche.Die Bindung des CO2 ist eine exotherme chemische Reaktion, bei der u. a. Wasser benötigt wird und Säure entsteht. y Die freiwerdende Wärme ist leicht am Absorberkalk-Kanister zur

spüren und kann dadurch als Hinweis für eine erfolgreiche CO2-Absorption gewertet werden. Ist der Absorberkalk verbraucht, bleibt der Kanister kalt.

y Mit ausgetrocknetem (altem) Absorberkalk kann keine chemische Reaktion stattfinden, obwohl noch kein CO2 gebunden ist, der Kalk also „neu“ ist. Er muss leider trotzdem verworfen und ersetzt werden, ein nachträgliches Anfeuchten wird nicht empfohlen.

y Die entstehende Säure ermöglicht den Farbumschlag des zugesetzten Indikators Äthylviolett von weiß nach lila. Ist der Absorberkalk zum

91.1 Patiententeil

größten Teil lila verfärbt, ist er verbraucht und sollte verworfen und ersetzt werden.

Farbumschlag AbsorberkalkDer Farbumschlag von weiß auf lila, der den Verbrauch des CO2-Absorber-kalks anzeigt, ist nicht dauerhaft. Mit der Zeit verblasst die lila Farbe und der Kalk wird wieder weiß. Allerdings ist der Kalk trotzdem verbraucht und kann kein CO2 mehr aufnehmen. Im Zweifel sollte der Absorberkalk immer verworfen und ersetzt werden.Es gibt einen neueren (und teureren) Absorberkalk bei dem der Farbum-schlag nach lila bestehen bleibt, d. h. auch nach Tagen ist der Verbrauch erkenn bar. Aus Sicherheitsgründen kann dieser Kalk empfehlenswert sein, insbesondere wenn das Anästhesiegerät nur selten verwendet wird.

Wird verbrauchter Atemkalk verwendet, kann das CO2 nicht aus dem Kreissystem genommen werden. Es kommt zu einer Rückatmung des CO2. Die CO2-Rückatmung ist leicht an der Erhöhung der Grundlinie in der Kapnographie-Kurve zu erkennen (s. a. Abb. 8-20).

ÜberdruckventilDas Überdruckventil ist meist über dem Atembeutel platziert. Es öffnet sich bei einem Druck im System von etwa 2–3 cm H2O. Bei spontaner Atmung sollte das Überdruckventil immer vollständig geöffnet sein. Bei manueller Beatmung muss es (zumindest teilweise) geschlossen sein. Am Überdruckventil angeschlossen ist der Abgasschlauch.

AbgasschlauchDer Abgasschlauch leitet die überschüssigen Gase im Anästhesiesystem ab, ohne die Umgebungsluft zu kontaminieren. Die Gase werden entwe-der über eine aktive oder passive Absaugung entfernt oder durch einen Aktivkohlefilter geleitet, der Inhalationsanästhetika neutralisiert und die restlichen Gase wieder in die Raumluft entlässt.Manchmal sind im Abgasschlauch Löcher eingebracht. Diese dienen dazu, kein Vakuum (negativen Druck) entstehen zu lassen z. B. durch aktive Absaugung. Über die Löcher wird Raumluft eingesogen und das Vakuum verhindert. Diese Löcher sollten nicht verstopft werden. Wenn das System korrekt funktioniert, entweicht aus diesen Löchern keine Abluft.


Die Vor- und Nachteile des Rückatmungs-Systems finden sich in Tab. 1-2.

1.2 Geräteteil

Neben dem Patiententeil besteht das Anästhesiegerät aus dem Geräte-teil. Zum Geräteteil gehören die Sauerstoffversorgung über zentrale Lei-tungen oder Flaschen (Hochdrucksystem), der Sauerstoff-Flush (Mittel-drucksystem) und der Verdampfer und das Flowmeter (Niederdruck-system) (Abb. 1-5).

1.2.1 Hochdrucksystem

Zum Hochdrucksystem gehört die Sauerstoffquelle, die entweder mit der Hilfe von Flaschen/Zylindern oder zentral gewährleistet wird. Der Druck ist bei einer vollen Flasche um die 200 bar, er ist am Manometer ablesbar und dient als Indikator dafür, wie viel O2 noch in der Flasche zur Verfügung steht. Mithilfe des Reduzierventils wird der Druck auf den Mitteldruck gesenkt. Bei einer zentralen Gasversorgung ist in den Leitungen ein niedrigerer Druck (ca. 5 bar).

Tab. 1-2 Vor- und Nachteile des Rückatmungs-Systems

Vorteile Nachteile

Niedrige Flussraten sind möglich, weniger Verschwendung von Inhalationsanästhetika und Sauer stoff = billiger

Höherer Atemwiderstand durch Ventilklappen und Atemkalk

Anfeuchtung und Erwärmung der Atemgase durch „Recycling“

Trägeres System, d. h. Konzen-trationsänderungen von Inhala-tionsanästhetikum oder Sauer-stoff im System sind langsamer

Weniger Verunreinigung der Umgebung durch Abluftgase, geringere Belastung des Personals

Höhere Anschaffungskosten

111.2 Geräteteil

Sauerstoffversorgung

Oft wird der O2 mithilfe von Flaschen oder Zylindern zur Verfügung gestellt. Diese sind farb- und formkodiert, d. h. nur die entsprechenden Leitungen, Kupplungen und Flaschen passen zueinander und können problemlos verbunden werden. Zum Anschließen der Flasche an das System benötigt man einen 32er Schraubenschlüssel, der am Anästhesie-gerät befestigt sein sollte, um im Notfall schnell reagieren zu können.Beim Gebrauch mit Gasflaschen müssen Vorsichtsmaßnahmen beach-tet werden: y Wenn die Flaschen stehen sollen, müssen sie absolut kippsicher fi-

xiert werden. Wenn das nicht möglich ist (z. B. nach dem Wechseln), muss die Flasche gelegt werden, auch wenn sie leer ist.

y Leere Flaschen sofort kennzeichnen, damit diese nicht aus Versehen wieder am Gerät montiert werden.

y Lagerungshinweise beachten (kühl lagern, kein Fett oder Öl verwen-den, kein offenes Feuer, Schutzkappe verwenden)!

Nieder-druck

Mittel-druck

Hoch-druck

zentraleGasleitung

Flaschenlager

Mano-meter

Druck-reduzier-ventil

Frischgas-zufluss

3,5–5,5 bar 120–200 bar

Ver-dampfer

Flow-meter

O2-Flush

Abb. 1-5 Schema des Geräte-teils mit den jeweiligen Druck-systemen


Tipp

Wie lange hält O2 in der Flasche?Mit einer einfachen Rechnung kann man die Liter Sauerstoff ausrechnen, die sich noch in der Flasche befinden:Größe der Flasche (l) × Druck (bar) = l Sauerstoff in der FlascheWenn eine volle 10 l- Flasche O2 am Anästhesiegerät montiert ist, zeigt das Manometer 200 bar. Das bedeutet, es sind 2 000 l komprimierter O2 in der Flasche. Wenn man kontinuierlich alle Patienten mit 2 l/min O2 versorgen würde, reicht der O2 für 1 000 min, das sind fast 17 h. Der Druckabfall in der Flasche korreliert linear mit dem Volumen O2, d. h. wenn noch 50 bar in der Flasche sind, stehen noch ca. 500 l O2 zur Verfügung.

Sauerstoffkonzentrator: O2 aus der Raumluft

Eine weitere und recht Kleintierpraxis-taugliche Art Sauerstoff zur Ver-fügung zu stellen, ist die „Eigenproduktion“ mithilfe eines Sauerstoff-konzentrators. Dieser ist im Veterinärbedarf recht günstig erhältlich und ist wartungs- und verschleißfrei. Mit etwas Geschick kann man ihn an das Anästhesiegerät anschließen oder für die Dauerversorgung von hypoxischen Patienten verwenden (über Nasensonde oder O2-Käfig). O2-Konzentratoren arbeiten mit Niederdruck (max. 5 l/min) und kön-nen je nach Gerät und Flussgeschwindigkeit bis zu maximal 95 % O2 aus der Raumluft gewinnen, was bei der überwiegenden Anzahl der Patien-ten und Indikationen ausreichend ist.

1.2.2 Mitteldrucksystem

Zum Mitteldrucksystem (5 bar) gehören zentrale Sauerstoffleitungen und der Sauerstoff-Flush oder -Bypass.

Sauerstoff (O2)-Flush oder -BypassDer Sauerstoff-Flush oder -Bypass-Knopf ist meistens besonders auffäl-lig markiert, weil er in Notfallsituationen schnell gefunden werden muss. Er gehört zum sog. Mitteldruck-System des Anästhesiegeräts (mit einem Druck bis zu 5 bar) und sollte deshalb nur in Ausnahmefällen betätigt werden, wenn ein Patient am System angeschlossen ist. Grund-sätzlich sollte der Patient immer vorher vom System genommen werden, um ein versehentliches Barotrauma der Lunge zu vermeiden.

131.2 Geräteteil

Wird der Knopf gedrückt, fließt reiner Sauerstoff mit einer Geschwin-digkeit von 25–75 l/min in den Patiententeil des Anästhesiegeräts.Der Sauerstoff-Flush wird verwendet, um das System schnell y zu füllen, z. B. beim leak-check oder bei kollabiertem Atembeutel,

oder y „auszuwaschen“ von Inhalationsanästhetikum, d. h. die Anästhesie-

gaskonzentration schnell zu verringern z. B. bei einem Narkosezwi-schenfall.

! O2 Flush in der GroßtieranästhesieEs kann vorkommen, dass der Atembeutel während der Anästhesie so stark

kollabiert, dass der Patient (Pferd oder Wiederkäuer) keinen Atemzug mehr nehmen kann (Grund ist oft ein Leck im System, Cuff richtig aufgeblasen?). In diesem Fall kann man den O2 Flush verwenden, um das System schnell zu füllen. Dabei ist unbedingt zu beachten, dass dem Sauerstoff KEIN Inhalations-anästhetikum beigemischt ist, die Konzentration im System also rapide sinkt. Damit der Patient nicht nach kurzer Zeit zu flach in Narkose liegt, muss diese oft kurzfristig mit IV-Anästhetika (z. B. Thiopental oder Ketamin) vertieft werden.

1.2.3 Niederdrucksystem

Verdampfer

Die gebräuchlichen volatilen Anästhetika Isofluran, Sevofluran und Des-fluran sind bei Standardbedingungen (Temperatur, Luftdruck) flüssig. Sie müssen, um per inhalationem verabreicht werden zu können, ver-dampft werden.Es gibt grundsätzlich zwei Arten von Verdampfern, die für diesen Zweck eingesetzt werden (Abb. 1-6 a und b):Die Präzisionsverdampfer (Abb. 1-6 a), die spezifisch auf ein bestimm-tes Anästhetikum (Farbcodierung) kalibriert sind, einen bypass besitzen, den Wärmeverlust durch das Verdampfen kompensieren und außerhalb des Narkosesystems geschaltet sind (out-of-circuit). Das hat den Vorteil, dass sie relativ unabhängig von Frischgasfluss, Temperatur und Atem- oder Beatmungsmodalitäten des Patienten sind. Je nach Alter, Zustand und Wartung sind diese Verdampfer trotzdem noch relativ teuer. Präzi-sionsverdampfer können mit Luft, Sauerstoff (immer > 30 %) und Lach-gas als Trägergas betrieben werden.


Abb. 1-6 a und b Vergleich a Präzisions-verdampfer b Universal verdampfer

a

b

151.2 Geräteteil

Die Universalverdampfer (Abb. 1-6 b), die weder kalibriert noch kom-pensiert für Temperatur oder Druck sind, können universell für alle vola-tilen Anästhetika verwendet werden und sind im inspiratorischen Schen-kel innerhalb des Atemsystems geschaltet (in-circuit). Sie sind relativ ein-fach gebaut und deshalb auch viel preiswerter als ein Präzisionsverdamp-fer. Wegen ihrer (tatsächlichen und vermeintlichen) Vorteile werden sie teilweise für den Gebrauch in der Veterinärmedizin angepriesen und auch noch verwendet. Sie sollten ausschließlich von erfahrenen Anästhe-sisten bei spontan atmenden Tieren eingesetzt werden, da bei manueller oder maschineller Beatmung schnell lebensgefährlich hohe Narkosegas-konzentrationen entstehen können. Narkosegaskonzentration, inspirato-risches und exspiratorisches O2 und CO2 sollten stets überwacht werden, um Komplikationen zu vermeiden. Aus Sicherheitsgründen sollte aus-schließlich 100 % Sauerstoff als Trägergas verwendet werden. Diese Art der Verdampfer (z. B. Ohio 8, Komesaroff und Stephens) ist heute nicht mehr zeitgemäß und ist grundsätzlich nicht mehr empfehlenswert.

Präzisionsverdampfer für Isofluran oder Sevofluran

y Arbeitet mit einer Genauigkeit von ca. 10 % bei einer Umgebungstem-peratur von 10 bis 40 °C.

y Ist kalibriert mit Luft als Trägergas. Verwendet man 100 % Sauer-stoff als Trägergas erhöht sich die Konzentration des volatilen Anäs-thetikums (z. B. Isofluran).

y Verwendet man eine höhere Flussrate (z. B. 4 l/min statt 1,5 l/min O2) verbraucht man deutlich mehr Inhalationsanästhetikum, obwohl die Konzentration im System die gleiche bei beiden Flussraten ist.

y Als Trägergas sollte immer mindestens 33 % O2 verwendet werden.

Desfluran-VerdampferDer Verdampfer für Desfluran ist Temperatur-kompensiert und wird mithil-fe eines Stromanschlusses auf 39 °C aufgewärmt. Betriebstemperatur wird nach ca. 5–10 min erreicht. Das ist nötig, um trotz der besonderen physika-lischen Eigenschaften von Desfluran eine gleichmäßige Verdampfung zu gewährleisten.


Null- oder off-Position, wenn außer BetriebWenn der Verdampfer nicht in Betrieb ist bzw. kein Narkosegas zum Patien-ten gelangen soll, muss das Einstellrad in der „Null“ oder „off“ Position eingerastet werden. So lange es nicht eingerastet ist, kann selbst wenn der Verdampfer auf „0“ steht, Narkosegas in das System gelangen.

Tipp

Wenn der Verdampfer gekippt ist…Wenn der Verdampfer kippt, läuft das Inhalationsanästhetikum im Ver-dampfer in den Frischgas-„bypass“, in dem kein Anästhetikum sein sollte. Damit kann es nicht mehr verdünnt werden, es droht eine massive Über-dosierung beim nächsten Patienten. Eigentlich sollte der Verdampfer in einem solchen Fall vor der Wiederverwendung professionell gewartet wer-den. Falls das nicht möglich ist, kann man sich (nicht lege artis und nur im Notfall!) damit behelfen, dass man den Verdampfer über einige Stunden mit hohem Frischgasfluss (und selbstverständlich ohne Patient am System) „durchspült“ und dann bei nächster Gelegenheit warten lässt.

Flowmeter

Der Gasfluss des Trägergases wird über das Flowmeter (oder Rotameter) eingestellt. Im Prinzip fließt das Gas durch ein konisches Rohr und be-wegt den darin enthaltenen vertikal beweglichen Schwebekörper je nach Massenstrom auf und ab. Es gibt unterschiedliche Arten an Schwebekör-pern, die unterschiedlich abgelesen werden (Abb. 1-7 a–c): y Ein Ball als Schwebekörper wird am Äquator abgelesen. y Ein Schwebekörper in Zylinder- oder Sanduhr-Form wird am oberen

Rand abgelesen.

Jedes Rotameter am Narkosegerät ist kalibriert für ein Trägergas (Sauer-stoff, Luft oder Lachgas). Sauerstoff ist in Flussrichtung immer an letzter Stelle montiert, das minimiert eventuelle Komplikationen bei Bruch oder fehlerhafter Funktion der anderen Rotameter.Verdampfer und Flowmeter gehören zum sog. Niederdruck-System, wel-ches mit einem Druck knapp über dem atmosphärischen Druck (1 bar) arbeitet.

171.2 Geräteteil

Abb. 1-7 a–c Flowmeter mit verschiedenen Schwebe körpern, alle sind auf 1,5 l/min Flussrate eingestellt: a Ball b Zylinder ohne Stabilisator c Zylinder mit Stabilisator

a

b

c


1.3 Kontrolle des Anästhesiegeräts

Vor Benutzung des Anästhesiegeräts sollten die wichtigsten Punkte kon-trolliert werden: y Menge des Sauerstoffs in der Flasche (s. Praxistipp Kap. 1.2.1) y Menge des Inhalationsanästhetikum im Verdampfer y Absorberkalk verbraucht (Kap. 1.1.2)? y Absaugung auf Funktion überprüfen bzw. Aktivkohlefilter wiegen,

ob er voll ist. y Sind die Schläuche gereinigt und zum Trocknen aufgehängt worden?

Dichtigkeitskontrolle (leak-check)Vor jedem Gebrauch sollte das Anästhesiegerät auf Dichtigkeit geprüft werden. Zusätzlich sollte man die Dichtigkeit kontrollieren, wenn Teile getauscht wurden, also z. B. neuer Atemkalk eingefüllt wurde oder die Sauerstoffflasche gewechselt wurde. Zur Prüfung muss das Anästhesie-gerät vollstandig aufgebaut sein.1. Verschließen des Y-Stücks. An den meisten Anästhesiegeräten ist ein

Zapfen angebracht, der zum Aufstecken und Verschließen des Y-Stücks dient.

2. Überdruckventil verschließen. Nicht mit Gewalt, immer vorsichtig zu- und aufschrauben.

3. Sauerstoff-Flush-Knopf drücken, bis auf dem Manometer ein Druck von 20 cm H2O (Kleintiere) bzw. 30 cm H2O (Großtiere) erreicht ist – das Flowmeter darf dabei nicht aufgedreht sein!

4. Der Druck sollte für mindestens 10 sek gehalten werden.5. Ist kein Leck vorhanden, wird das Überdruckventil geöffnet (schnell)

und der Druck sollte sofort wieder auf 0 cm H2O zurückfallen.6. Sinkt der Druck jedoch in dieser Zeit, hat das System ein Leck. Um

festzustellen, wie groß das Leck ist, kann das Flowmeter bis zu dem Punkt aufgedreht werden, bei dem der Zieldruck auf dem Mano-meter wieder konstant bleibt. Die Einstellung auf dem Flowmeter zeigt dann, wie viel O2/min benötigt wird, um den Verlust durch das Leck auszugleichen.

Video 1-1: Leak-check des Anästhesiegerätes (Dauer: ca. 40 sek)www.schattauer.de/3055

191.3 Kontrolle des Anästhesiegeräts

Häufig findet man das Leck um die Dichtungsringe der Richtungsven-tile, beim Atemkalkkanister oder am Atembeutel. Wenn man es nicht durch Hören findet, hilft evtl. das Bestreichen der verdächtigen Stellen mit Seifenwasser. Wenn das System unter Druck ist, bilden sich am Loch Blasen.Zeigt sich während der Anästhesie mit einem Patienten ein Leck im System, ist häufig der Cuff des Endotrachealtubus nicht weit genug auf-geblasen, um die Trachea abzudichten. Der Cuff sollte immer genau so weit aufgeblasen sein, dass die Trachea gerade abgedichtet ist, aber nicht weiter damit die Trachealmukosa nicht geschädigt wird (Kap. 5.2.1).


2 Monitoring

Monitoring im Rahmen einer Anästhesie ist extrem wichtig, um den Zustand des Patienten beurteilen zu können. Die korrekte Inter preta-tion der erhobenen Parameter hilft, die Anästhesie sicher, ohne allzu große Schwankungen oder gar Komplikationen durchzuführen.

Ich habe noch nie Probleme gehabt und plötzlich stirbt mir ein Patient!Leider kann es vorkommen, dass ein Tier während oder kurz nach der An-ästhesie verstirbt. Die Suche nach der Ursache ist oft unbefriedigend. Eine erste Frage, die man sich jedoch ganz ehrlich stellen muss, ist: Waren da wirklich vorher keine Anzeichen zu erkennen oder habe ich einfach nur nicht hingeschaut und deshalb die beginnende Komplikation übersehen? Eine kritische Evaluierung der eigenen Monitoring-Routinen kann zur Antwort beitragen. Welches Monitoring (Pulsoxymetrie, Atemmonitor, Elektrokardio-graphie, Blutdruck, Temperatur) und welches Personal mit welchem Ausbil-dungsstand stehen mir zur Verfügung? Wie oft schaue ich wirklich hin? Welche Konsequenzen oder Therapiemaßnahmen folgen, wenn Abwei-chungen erkannt werden?Gegebenenfalls lässt sich das Management dahingehend verbessern, dass Komplikationen schon früh erkannt und behandelt werden können, sodass eine lebensbedrohliche Situation gar nicht erst entstehen kann.

Man kann das nicht-apparative vom apparativen Monitoring unterschei-den.

2.1 Nicht-apparatives Monitoring

Zum nicht-apparativen Monitoring gehört die Erhebung aller Parameter, die man mit den eigenen Sinne, also z. B. Augen, Händen, Ohren und Fingern erfassen kann.

2.1.1 Atmung, Puls und Kreislauf

AtmungDie Atmung sollte durch Adspektion (Heben und Senken des Brust-korbs) und Auskultation evaluiert werden. Parameter, die der erfahrene

21

Anästhesist fast unterbewusst ständig erhebt, sind Atemfrequenz und -tiefe, sowie Atemaufwand und -geräusche (Tab. 2-1). Jede Verände-rung gibt Hinweise auf die Narkosetiefe (z. B. bedeutet eine steigende Atemfrequenz oft, dass die Anästhesie oberflächlicher wird) und den Zustand des Patienten (z. B. wenn die Atemarbeit steigt, bedeutet das oft Probleme!)Ein Beispiel: Atemarbeit steigt durch Hypoxämie, die z. B. hervorgeru-fen werden kann durcha) verlegten Tubus,b) Pneumothorax bei Thoraxwandoperation oderc) zu großen Totraum.

Die Thoraxexkursionen oder die Bewegungen des Atembeutels werden beurteilt. Auch der Atemtypus (kostal vs. abdominal) oder abnorme Thoraxbewegungen (Bsp. Dreschflegel-Brust oder flail chest) können einen Hinweis auf Abweichungen von der Norm geben.

Video 2-1: Dreschflegel-Brust oder flail chest (Dauer: ca. 23 sek)www.schattauer.de/3055

PulsDurch Befühlen einer peripheren Arterie kann man die Pulsfrequenz (Tab. 2-1), -qualität und -gleichmäßigkeit beurteilen. Auch der Rhyth-mus sollte evaluiert werden, eine Arrhythmie kann ein Hinweis auf kardiale Probleme sein. Füllung und Spannung der Gefäße geben Aus-kunft über den volämischen Zustand des Patienten.Die Herz- und die Pulsfequenz sollten immer beide erhoben und gegen-einander verglichen werden. Falls die Herzfrequenz höher ist als die Pulsfrequenz, spricht man von einem Pulsdefizit. Ein klassisches Bei-spiel für eine Arrhythmie, die ein Pulsdefizit verursacht, ist der Bigemi-nus (nach jedem normalen Schlag folgt eine ventrikuläre Extrasystole, die oft nicht zu einer Herzkontraktion (= Puls) führt) nach der Gabe von Thiopental (Kap. 8.1.3).

22 2 Monitoring

Tipp

Peripherer Puls spürbar?Als Faustregel gilt: Wenn der periphere Puls (z. B. an der Metatarsal arterie oder Zungenarterie) noch fühlbar ist, ist der mittlere arterielle Blutdruck wahrscheinlich noch über 60 mm Hg. Ist der periphere Puls nicht mehr fühl-bar, kann man annehmen, dass der Patient stark hypotensiv ist und die le-benswichtigen autoregulierten Organe (Nieren, Herz und Gehirn) nicht mehr angemessen perfundiert werden können.

Tab. 2-1 Normwerte Atem- und Pulsfrequenz

Tierart AF/min PF/min

Hund 10–40 80–120

Katze 20–30 108–132

Kaninchen 32–100 120–330

Meerschweinchen 100–130 150–280

Frettchen 30–60 120–260

Ratte 70–150 200–500

Maus 100–160 310–840

Hamster 35–135 200*–500

Pferd 10–14 28–40

Rind 10–30 60–80

Schaf 16–30 60–80

Ziege 10–30 60–80

Lama 10–30 60–80

Alpaka 10–30 60–90

Schwein 15–30 70–120

AF Atemfrequenz, PF Pulsfrequenz*Winterschlaf


Kreislauf/PerfusionWeitere klinische Perfusionsparameter neben Herzfrequenz und Puls-qualität sind die kapilläre Füllungszeit, die unter 2 sek liegen sollte, und die Schleimhautfarbe. Jede Abweichung von der physiologischen rosa Schleimhautfarbe bei nicht-pigmentierten Tieren ist in der Regel nicht physiologisch: y Blass-rosa bis weiß = Vasokonstriktion, Hypoperfusion bis Schock,

Anämie y Rot = Vasodilatation, (lokale) Stauung, Endotoxämie y Leuchtend rot = Verdacht auf Kohlenmonoxid-Vergiftung y Blau-grau = Zyanose, Hypoxämie y Gelb = Ikterus, potenziell Leberschädigung

Auch die Extremitätentemperatur ist ein Perfusionsparameter. Beim nicht-anästhesierten Tier kann außerdem der Bewusstseinszustand evaluiert werden.Indirekte Hinweise auf den Perfusionsstatus kann die OP-Stelle geben: Gewebefarbe, Farbe und Intensität von Blutungen und der Druck in den Gefäßen.

2.1.2 Reflexe und sonstiges nicht-apparatives Monitoring

ReflexeDer Lidreflex ist einer der am häufigsten verwendeten Reflexe zur Über-wachung der Narkosetiefe. Man berührt dabei vorsichtig den medialen Kanthus des Auges und beobachtet, ob sich das Oberlid schließt oder nicht, bzw. wie schnell die Reaktion ist. Beim Pferd kann man auch vor-sichtig über das Ober- oder Unterlid entlang der Wimpern streichen und die Reaktion beurteilen.Der Kornealreflex sollte nicht zum Standardrepertoire der Überwachung gehören, da die ständige Berührung der Hornhaut Schäden verursachen kann. Die Testung dieses Reflexes sollte dem Notfall vorbehalten sein, oder wenn man den Tod feststellen möchte (Augapfel wird zusätzlich „weich“ bei verstorbenen Tieren).Unter dem Pupillenreflex versteht man die reflektorische Anpassung der Pupillenweite an unterschiedliche Lichtverhältnisse (hell/viel Licht = Pupille wird eng/Miosis; wenig Licht = Pupille wird weit/Mydriasis). Es gibt Anästhetika, die die Pupillengröße beeinflussen, dann ist die Testung dieses Reflexes nicht aussagekräftig (z. B. Opioide verursachen Miosis beim Hund und Mydriasis bei Katze und Pferd). Bei Tieren, die sehr tief

24 2 Monitoring

in Anästhesie sind, kann dieser Reflex stark abgeschwächt oder nicht mehr vorhanden sein, obwohl das Tier noch lebt.Der Zwischenzehenreflex ist ein klassischer Reflex, der viel in der An-ästhesie bei kleinen Heimtieren angewendet wird. Man kneift vorsichtig, ohne Verletzungen hervorzurufen, in den Zwischenzehenspalt und be-wertet das Zurückziehen der Gliedmaße. Dieser Reflex scheint bei den meisten Tierarten mit Einleitung der Anästhesie erst bei den Vorder- und dann bei den Hintergliedmaßen auszusetzen.Der Analreflex ist ein gutes Zeichen z. B. nach Durchführung einer Epi-duralanästhesie, ob der Block „sitzt“ oder nicht. Erschlafft der Ringmus-kel nach Injektion von Lokalanästhetika in den Epiduralraum, kann man davon ausgehen, dass die analgetische Wirkung eingesetzt hat. Kontra-hiert sich der Ringmuskel bei Berührung, hat die Wirkung (noch) nicht eingesetzt. Der Analreflex kann auch ganz allgemein während der An-ästhesie evaluiert werden.

Reaktion auf StimuliReaktionen auf schmerzhafte Stimuli können vielfältig sein: Anstieg der Atem- oder Herzfrequenz, tiefere Atemzüge, Erhöhung des Blutdrucks oder Spontanbewegungen.

MuskeltonusMuskelrelaxation ist eine der drei Säulen der Allgemeinanästhesie neben der Hypnose und der Analgesie. Ein erhöhter Muskeltonus ist deshalb ein gutes Zeichen für eine zu flache Anästhesietiefe. Beim Kleintier ist er leicht zu testen, indem man den Kiefertonus (durch Auf- und Zumachen des Kiefers) evaluiert. Bei Großtieren, insbesondere beim Pferd ist der Tonus der Halsmuskulatur ein guter Indikator. Spätestens dann, wenn ein Tier in Allgemeinanästhesie Spontanbewegungen zeigt, ist der Muskel-tonus definitiv nicht so entspannt, wie er sein sollte.

Veränderungen am AugeAnhand der Stellung des Augapfels („Bulbusstellung“) kann man recht gut das Anästhesie-Stadium beurteilen (Kap. 3).Der Vorfall des 3. Augenlids ist auch ein Zeichen in der Anästhesie. Das 3. Augenlid fällt bei Hund und Katze extrem stark vor, wenn Aceproma-zin verwendet wird. Man kann praktisch schon von weitem erkennen, das Acepromazin verabreicht worden ist.Beim Pferd ist Tränen des Auges ein Zeichen von flacher Anästhesie. Oft ist gleichzeitig ein starker Lidreflex auslösbar.


2.2 Apparatives Monitoring

2.2.1 Ösophagus-Stethoskop

Das Ösophagus-Stethoskop (Abb. 2-1) ist ein Schlauch mit einer Mem-bran in einem Ballon, der über den Ösophagus unter „Hörkontrolle“ bis über die Herzbasis vorgeschoben werden kann. Am Ende des Schlauchs befindet sich ein Ohrbügel wie bei einem herkömmlichen Stethoskop über den man die Herztöne und -geräusche sowie Atemgeräusche sehr gut hören kann. Das Ösophagus-Stethoskop leistet gute Dienste insbe-sondere wenn Patienten für die Operation komplett abgedeckt werden und kein Zugang mehr für eine Auskultation des Herzens besteht.Die Vorteile: y Nicht-invasiv und sehr leicht anzubringen y Kostengünstig y Verschiedene Größen erhältlich (sehr dünne Schläuche für Katzen,

mittlere und dickere Schläuche für größere Hunde) y Leicht zu reinigen

2.2.2 Pulsoxymeter

Mit der Pulsoxymetrie wird nicht-invasiv und kontinuierlich die arteriel-le (nicht kapilläre!) Sauerstoff-(O2)sättigung des Hämoglobins über die Messung der Absorption von Licht in zwei (oder mehr) verschiedenen Wellenlängen ermittelt.Auf der einen Seite des Clips werden von zwei Leuchtdioden rotes (640 nm) und infrarotes (940 nm) Licht abgegeben, auf der anderen Seite nimmt ein Sensor das Licht auf, das nicht vom Gewebe absorbiert worden ist. Oxyhämoglobin (also mit Sauerstoff beladenes Hämoglobin) ab-sorbiert hauptsächlich Licht mit der Wellenläge 660 nm, deoxygeniertes Hämoglobin (Hämoglobin ohne Sauerstoff) absorbiert hauptsächlich Licht der Wellenlänge 940 nm. Die Absorption des Gewebes wird als „Hintergrundrauschen“ von der pulsatilen (deshalb Pulsoxymeter) Ab-sorption abgezogen.Das Verhältnis zwischen absorbiertem Licht beider Wellenlängen ergibt die O2-Sättigung des Hämoglobins im arteriellen (pulsatilen) Blut in Pro-zent (%). Übliche/normale Werte beim gesunden Tier liegen zwischen 96 und 100 %.Zusätzlich zur Sauerstoffsättigung gibt das Pulsoxymeter die Pulsfre-quenz an und bei plethysmografischer Darstellung kann die Kurve Infor-

26 2 Monitoring

mationen geben über den volämischen Status des Tieres: wird die Puls-welle während des Inspiriums bei positiver Druckbeatmung „zusammen-gedrückt“, deutet das auf Hypovolämie hin. Über die „Kraft“ des Pulses kann man keine Aussage treffen, da die Geräte die grafische Darstellung so verbessern, dass auch kleine (schwache) Kurven gut sichtbar sind.Das Pulsoxymeter kann grundsätzlich überall hin geklemmt werden, wo eine Arterie unter unbehaarter Haut oder Schleimhaut läuft: Zunge, Lip-pen/Lefzen, Nasenseptum, Ohr, Präputium, Vulva, Schwanzfalten, Mit-telfuß- oder Zehenknochen, Zwischenzehenfalte usw.Für Kleintiere (Nager) braucht man Geräte, die Pulsfrequenzen von bis zu 500/min messen können und auch kleine Pulsamplituden erkennen.Es ist wichtig, die Beziehung zwischen der mit dem Pulsoxymeter gemes-senen Sauerstoffsättigung (%) zum arteriellen Sauerstoffpartialdruck (paO2) zu kennen (wichtigste Werte Tab. 2-2). Diese Beziehung kann durch die Sauerstoffbindungskurve (Abb. 2-2) dargestellt werden. paO2 ist der eigentliche Wert, den es zu beurteilen gilt. Aufgrund der sigmoidalen Kurve entspricht ein Wert von 90 % auf dem Pulsoxymeter bereits starker Hypoxämie, nämlich einem arteriellen O2-Partialdruck von 60 mm Hg!

Abb. 2-1 Ösophagus- Stethoskop


P50-WertDer P50-Wert entspricht dem arteriellen pO2 in mm Hg (Mensch: 27) bei dem 50 % des Hämoglobins gesättigt sind. Er gibt an, „wo“ sich die Kurve befindet und ist tierartlich unterschiedlich; z. B. Lamas sind an das Leben in

Tab. 2-2 Korrespondierende Werte: Pulsoxymetrie (%) zu arteriellem O2 Partial-druck (paO2 in mm Hg) und deren klinische Bedeutung

Wert am Pulsoxymeter, Sauerstoffsättigung (%)

O2 Partialdruck im arte-riellen Blut* (mm Hg)

Klinische Bedeutung

98–100 ca. 100 Normoxämie

95 ca. 80 Hypoxämie

90 ca. 60 Starke Hypoxämie

* bei 21 % inspiratorischem O2 und auf Höhe des Meeresspiegels

Häm

oglo

bin-

Sätt

igun

g (%

)

paO2 (mmHg)

00

P50 (Mensch)

100

90

80

80

70

60

60

50

40

40

30

20

20

10

100

Abb. 2-2 Sauerstoff-bindungskurve

28 2 Monitoring

großer Höhe angepasst, die Erythrozyten haben eine sehr hohe Affinität für O2, deshalb ist deren Kurve nach links verschoben.Die Kurve kann nach rechts verschoben werden durch↑ Temperatur,↑ CO2 Partialdruck,↑ H+ Ionen (= ↓ pH) und↑ 2,3 BPG (Biphosphoglycerat, ein Enzym, das die Bindung von O2 an Hämo globin beeinflusst).Rechtsverschiebung der Kurve erfolgt z. B. durch körperliche Anstrengung. Rechtsverschiebung erleichtert das Abladen von O2 in das Gewebe, was bei Anstrengung sinnvoll ist und die Versorgung des Gewebes unterstützt.

Fehlerhafte Messung mit dem Pulsoxymeter ist möglich durch …

y Quetschen des Gewebes durch den Sensor (teilweises Abdrücken der Arterie)Grund: Sensoren sind oft aus der Humanmedizin und üben zu viel Druck auf das Gewebe aus.

y Pigmentation (Licht kann nicht ungehindert durch das Gewebe) y Puls wird nicht erkannt (z. B. durch Zittern, Vasokonstriktion, starkes

Umgebungslicht). y Medikamente (z. B. Alpha2-Agonisten verursachen starke Vasokonstrik-

tion) y Methämoglobin (misst tendenziell in Richtung 85 % Sättigung, ist aber

falsche Messung) y Carboxyhämoglobin (COHb), also Kohlenmonoxid gebunden an Hämo-

globin, zeigt tendenziell einen Wert von 98 % an, obwohl das Tier an Sauerstoffmangel leidet. COHb verhindert das Abladen von Sauerstoff vom Hämoglobin in das Gewebe. Sauerstoff ist also da (deshalb die hohe Messung), kann aber dem Gewebe nicht zur Verfügung gestellt werden. Ein Tier nach Rauchgasvergiftung kann folglich an starker Hy poxämie leiden, obwohl das Pulsoxymeter 98 % anzeigt. Mit CO- Oxymetrie könnte man den Anteil an COHb und O2Hb messen.


! Sauerstoffsättigung ist nicht gleich SauerstoffgehaltWICHTIG: Sauerstoffsättigung sagt NICHTS aus über den Sauerstoffgehalt

des Blutes! Der muss über folgende Formel errechnet werden:Sauerstoffgehalt = (Hämoglobin [g/dl] × 1,36 × Sauerstoffsättigung [%]) + (0,0031 × paO2 [mm Hg])Das bedeutet unter anderem, dass das Gewebe eines Patienten, der eine Sauer-stoffsättigung von 100 % anzeigt, nicht automatisch ausreichend mit Sauerstoff versorgt ist. Dazu muss auch genügend Transportkapazität in Form von Hämo-globin vorhanden sein!

Komplikationen bzw. Abweichungen von der Norm werden in Kap. 8.2.4 (Hyoxämie) besprochen.

2.2.3 Nicht-invasive und invasive Blutdruckmessung

Die Blutdruckmessung (in mm Hg) ist einer der wichtigsten und aussage-kräftigsten klinischen Monitoringparameter, um den kardiovaskulären Status eines Patienten zu beurteilen. Man kann nicht-invasiv (praxistaug-licher, aber nicht so verlässlich und aussagekräftig) oder invasiv (nicht sehr praxistauglich, da aufwendig, aber kontinuierlich und verlässlich) den arteriellen Blutdruck messen. Bei kleinen Heimtieren ist eine Mes-sung oft erschwert oder nicht möglich. Bei kleinen Haustieren (Hund, Katze) sowie bei Großtieren, insbesondere Pferden unter Inhalations-anästhesie, sollte die perioperative Blutdruckmessung zum Standard-monitoring gehören. Das gilt besonders dann, wenn länger andauernde Eingriffe geplant sind.Die Messung sollte immer auf Höhe der Herzbasis stattfinden.

Nicht-invasive BlutdruckmessungEs gibt zwei unterschiedliche Methoden, um nicht-invasiv den arteriellen Blutdruck zu messen, die y oszillometrische Methode oder die y Doppler Methode.

Beide Methoden arbeiten nach dem gleichen Prinzip, bei dem der Blut-fluss an einer Extremität mit einer Manschette abgedrückt und das Wie-derkehren des Blutflusses detektiert wird.

30 2 Monitoring

OszillometrieDie oszillometrische Methode arbeitet nach dem Riva-Rocci-Prinzip mit einer sich automatisch aufblasenden und Luft ablassenden Manschette, die um eine Extremität angebracht ist. Die Breite der Manschette sollte ca. 40 % des Extremitätenumfangs sein. Der aufblasbare Teil sollte über der Arterie liegen.Gemessen wird eigentlich nur der mittlere arterielle Blutdruck (mean arterial pressure = MAP), der systolische und diastolische Blutdruck wird dann mit komplizierten (und geheimen) Algorithmen errechnet. Deshalb ist der MAP wohl der zuverlässigste der drei Werte.

Gründe für fehlerhafte Werte bei oszillometrischer Blutdruck messung

y Zu kleine Manschette: überschätzt fälschlicherweise den Blutdruck, zeigt also falsch hohe Werte an.

y Zu große Manschette: unterschätzt fälschlicherweise den Blutdruckruck, zeigt also falsch niedrige Werte an.

y Falsche Positionierung der Manschette (aufblasbarer Teil nicht über der Arterie)

y Hypo- oder Hypertension des Patienten y Starke Vasokonstriktion (z. B. durch Alpha2-Agonisten oder Hypothermie) y Starke Arrhythmien, extreme Brady- oder Tachykardie y Starke Behaarung an der Extremität y „Dackelbeine“: Wenn Extremitäten kurz und dick bemuskelt sind,

scheint die Messung nicht immer zuverlässig. y Bewegung, Zittern, Krämpfe oder Vibration y Stark abgeknickte oder zu fest ausgebundene Gliedmaßen

Die Messwerte, die mit der Oszillometrie erhoben werden, müssen im-mer im Gesamtkontext und mit klinischem Verstand beurteilt werden. Es kann vorkommen, dass die angezeigten Werte real erscheinen, aber weit weg von den tatsächlichen Werten liegen (Abb. 2-3).

Tipp

Festkleben der Manschette – ja oder nein?Wichtig für eine valide Messung ist das flächige Aufliegen der Manschette auf der Extremität und, dass sie nicht über ein Gelenk „runterrutscht“, was vor allem bei kurzen bemuskelten Beinen leicht passieren kann. Mit


Festkleben kann das eventuell verhindert werden. Das Klebeband darf aber nie so fest sein, dass die Manschette sich nicht mehr aufblasen kann oder die Gefäße darunter abgedrückt werden.

Doppler-Sonographie

Bei dieser Methode wird der Doppler-Kristall direkt distal einer Riva-Rocci-Manschette über eine Extremitätenarterie angesetzt (Abb. 2-4). Dazu sollte man das Fell scheren und Gleitgel verwenden. Der Doppler-Kristall wird mit Klebeband über der Arterie an der Extremität fixiert. Proximal des Kristalls wird die passende Manschette mit angeschlosse-nem Sphygmomanometer (Druckmesser) um die Extremität befestigt und aufgeblasen bis das Geräusch, welches durch vorbeifließende Ery-throzyten am Kristall verursacht wird, verstummt. Dann wird der Druck aus der Manschette langsam abgelassen. Sobald man den wieder einset-zenden Blutfluss (=wiederkehrendes Geräusch) nach der Blutsperre wie-der hört, kann man den systolischen Blutdruck auf dem Druckmesser ablesen. Der Doppler kann störende Geräusche verursachen, eine Ver-wendung mit Kopfhöhrer ist dann angeraten.Man kann beliebig oft messen, die Methode ist also bedingt kontinuier-lich.Die Messungen sind ziemlich zuverlässig, auch bei Hypo- oder Hyperten-sion und im Zweifel bei der oszillometrischen Methode sollte mit dem

Abb. 2-3 Diskrepanz zwischen invasiver (61/44 (50) mm Hg) und nicht-inva siver Blutdruck-messung (97/53 (63) mm Hg) in einer klini-schen Situation

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