Phänotypische und molekulare Analyse von ... · und feuchtwarmer, strahlungsarmer Witterung...

Phänotypische und molekulare Analyse

von Kreuzungsnachkommen auf

Resistenz gegen Ährenfusariosen bei

Triticale (x Triticosecale Wittmack)

Dissertation zur Erlangung des Doktorgrades der

Naturwissenschaften (Dr. rer. nat.)

Fakultät Naturwissenschaften

Universität Hohenheim

Landessaatzuchtanstalt

vorgelegt von

Maren Swente Großmann

aus Offenbach am Main

2010

Dekan: Prof. Dr. rer. nat. Heinz Breer

1. berichtende Person: apl. Prof. Dr. Thomas Miedaner

2. berichtende Person: Prof. Dr. Otmar Spring

Eingereicht am: 30.09.2010

Mündliche Prüfung am: 25.01.2011

Die vorliegende Arbeit wurde am (21.12.2010) von der Fakultät Naturwissenschaften

der Universität Hohenheim als „Dissertation zur Erlangung des Doktorgrades der

Naturwissenschaften“ angenommen.

https://www.uni-hohenheim.de/67720.html?typo3state=persons&lsfid=1257

Für meine Omas

Inhaltsverzeichnis

1. Einleitung .......................................................................................................................... 1

1.1 Bedeutung und Evolution von Triticale .......................................................................... 1

1.2 Ährenfusariosen und deren Bekämpfungsmaßnahmen ................................................. 3

1.3 Reistenz und Resistenzzüchtung .................................................................................. 6

1.4 Molekulargenetische Kartierung .................................................................................... 8

1.5 Kartierung von Resistenz-QTL gegen Ährenfusariosen ................................................. 9

1.6 Zielsetzungen dieser Arbeit ......................................................................................... 11

2. Material und Methoden................................................................................................... 12

2.1 Versuchsüberblick ....................................................................................................... 12

2.2 Pflanzenmaterial ......................................................................................................... 12

2.3 Versuchsstandorte und Design der Feldversuche ....................................................... 13

2.4 Inokulum und Inokulation ............................................................................................ 14

2.5 Symptombonitur und Erfassung agronomischer Merkmale ......................................... 15

2.6 Ernte, Aufarbeitung und Bestimmung des DON-Gehaltes ........................................... 16

2.7 Genotypisierung und Kartierung .................................................................................. 18

DNA-Extraktion ....................................................................................................... 18

PCR, Mikrosatelliten- und DArT-Marker .................................................................. 19

2.8 Statistische Auswertung .............................................................................................. 21

3. Ergebnisse ...................................................................................................................... 23

3.1 Phänotypische Daten .................................................................................................. 23

3.1.1 Kreuzungspopulationen LASKO x ALAMO ......................................................... 23

3.1.1.1 F2:n-Populationen ...................................................................................... 23

3.1.1.2 DH-Population .......................................................................................... 30

3.1.1.3 Vergleich der Populationen ....................................................................... 36

3.1.2 Weitere Populationen ......................................................................................... 37

3.2 Kartierung von zwei Populationen ............................................................................... 40

3.2.1 Genetische Karte LASKO x ALAMO ................................................................... 41

3.2.2 Genetische Karte LASKO x TRIMESTER ........................................................... 42

3.2.3 Integrierte Karte .................................................................................................. 42

3.3 QTL-Analyse von zwei Kreuzungspopulationen .......................................................... 43

4. Diskussion ...................................................................................................................... 48

4.1 Phänotypische Analysen ............................................................................................. 48

4.2 Genotyp-Umwelt-Interaktion ........................................................................................ 52

4.3 Mykotoxine .................................................................................................................. 53

4.4 Genetische Kartierung ................................................................................................ 54

4.5 QTL-Analysen ............................................................................................................. 56

4.6 Schlußfolgerungen und Züchterische Konsequenzen ................................................. 60

5. Zusammenfassung ......................................................................................................... 62

6. Summary ......................................................................................................................... 64

7. Literaturverzeichnis ....................................................................................................... 66

8. Anhang ............................................................................................................................ 76

8.1 Genetische Karten beider Kreuzungspopulationen ..................................................... 76

8.2 LOD-Kurven ................................................................................................................ 82

8.3 Integrierte Karten ........................................................................................................ 85

8.4 Abkürzungsverzeichnis ............................................................................................... 93

1 Einleitung

1. Einleitung

1.1 Bedeutung und Evolution von Triticale

Triticale (x Triticosecale Wittmack) ist eine Kreuzung aus Weizen (Triticum spp.) als Mutter

und Roggen (Secale cereale) als Vater und enthält die Genome des Weizens (AABB oder

AABBDD) und das Genom des Roggens (RR). Wie im Fall der vorliegenden Dissertation,

werden meist hexaploide Triticale-Pflanzen angebaut (2n = 6x = 42, AABBRR; Kuleung et

al., 2004). Erstmalig berichtete der schottische Botaniker A. Stephen Wilson im Jahr 1875

über eine gelungene Bestäubung von Weizen mit Roggenpollen. Es gelang ihm zwei

Pflanzen heranzuziehen, die allerdings steril waren, so dass eine weitere Vermehrung nicht

möglich war (Wilson, 1876). Im Jahr 1883 erzeugte der amerikanische Pflanzenzüchter

Elbert S. Carman eine echte Hybridpflanze aus der Kreuzung aus Weizen und Roggen. Über

den Verbleib der Nachkommen ist nichts bekannt (Oettler, 2005). Dem deutschen

Pflanzenzüchter Wilhelm Rimpau gelang im Jahr 1888 ebenfalls eine fertile Kreuzung. Er

produzierte eine F1-Hybride, welche sogar 12 fertile Nachkommen hatte. Dieser Erfolg wird

auch heute noch in der Genbank in Gatersleben als Triticale Rimpau mit der

Akzessionsnummer TCA 26 instand gehalten (Lelley, 2006). Triticale erhielt den

wissenschaftlichen Namen „Triticosecale rimpaui“ von Ludwig Wittmack im Jahr 1899. Auf

die Empfehlung von Lindschau und Oehler (1935) wurde dann der bis heute gebräuchliche

Name Triticale (x Triticosecale Wittmack) bestimmt (Oettler, 2008).

Es können zwei verschiedene Triticaletypen unterschieden werden, die sich nach Art ihrer

Herstellung und ihres Ausgangsmaterials unterscheiden. Es gibt die sogenannten „primären“

Triticale, die direkt durch die Kreuzung Weizen x Roggen entstehen, und die „sekundären“

Triticale, welche auf einer Kreuzung von Triticale x Triticale beruhen (Oettler, 2008). Für die

Erstellung von primären Triticalen war die Entwicklung von Embryokultur und Anwendung

von Colchizin ein wissenschaftlicher Durchbruch (Blakeslee und Avery, 1937). Hierbei wird

der Embryo etwa 14 Tage nach der Bestäubung mit Hilfe der Embryokultur auf einem

Nährboden herangezogen. Die sich entwickelnde haploide Pflanze wird mit dem Alkaloid der

Herbstzeitlosen Colchicum autumnale L. (Colchizin) behandelt, das die Mitose beeinflusst.

Während die Verdopplung der Chromosomen noch stattfindet, bleibt die anschließende

Aufteilung auf zwei Tochterzellen jedoch aus. So entstehen Pflanzenzellen mit doppeltem

Chromosomensatz (AABBRR). Ohne Colchizinbehandlung käme es zu keiner

Kornausbildung auf der Pflanze, da die F1-Pflanzen mit nur einem Chromosomensatz von

Weizen und Roggen steril wären. Die Colchizinierung führt somit zu amphidiploiden, fertilen

Triticale-Pflanzen. Diese Pflanzen produzieren aufgrund des reinerbigen Zustandes

identische Nachkommen (Hoffmann, 1985). Die anfänglich hergestellten primären Triticale

entsprachen jedoch nicht den erwarteten Leistungen, deshalb wurde ab 1950 vermehrt mit

2 Einleitung

hexaploiden sekundären Triticale gezüchtet. Die ersten, für den Ackerbau zugelassenen

Triticalesorten wurden im Jahr 1968 angebaut und stammten aus Ungarn (Oettler, 2008).

Triticale ist einerseits als Nahrung vorwiegend für Tiere und andererseits als Substrat zur

Produktion von Biogas von wirtschaftlichem Nutzen. Im Jahr 1964 begann die internationale

Organisation CIMMYT (Centro Internacional de Mejoramiento de Maiz y Trigo) mit der

Triticalezüchtung, mit dem Ziel, den Hunger in Entwicklungsländern durch Triticale als neues

Nahrungsmittel zu reduzieren (Oettler, 2008). Bishnoi et al. (1978) fanden heraus, dass

Triticale in Europa einen höheren Viehfutter-Ertrag und Proteingehalt besitzt als

beispielsweise Weizen, Roggen oder Gerste. Der Großteil der Triticaleproduktion wird als

Viehfutter verwendet, vorrangig für Schweine und Geflügel (Lelley, 2006).

Eine der besten Eigenschaften von Triticale ist das hohe Ertragspotenzial. Triticale vereinigt

die robusten Eigenschaften der Winterhärte, Krankheitsresistenz wie auch Trockentoleranz

des Roggens mit den hohen Ertragsleistungen, guten Proteingehalt und

Qualitätseigenschaften des Weizens. Weiterhin kann Triticale, da gegenüber Weizen

besonders stressresistent, sehr gut in rauen Umwelten wachsen, vor allem an Standorten,

an denen weder Weizen noch Roggen vorkommt (Kuleung et al., 2006; Lelley, 2006).

Mittlerweile wird Triticale sehr erfolgreich für die Biogasproduktion eingesetzt. Nach Braun et

al. (2008) hatte Triticale im Jahr 2007 einen Methanertrag von 337 bis 555 m3 pro tvs (tons

volatile solids).

Laut Ernährungs- und Landwirtschaftsorganisation der Vereinten Nationen (FAO) hat sich

die Triticale-Produktion weltweit vom Jahr 1980 bis 2008 erheblich, von 638.042 Tonnen auf

2.381.500 Tonnen, gesteigert. Der durchschnittliche Triticale-Ertrag in Deutschland stieg von

5,41 t ha-1 im Jahr 2007 auf 5,97 t ha-1 im Jahr 2008 an (FAOSTAT, 2010). Im Jahr 2004

gingen in Deutschland sechs von 29 Triticale-Sorten auf polnischen Ursprung zurück (Lelley,

2006). Eine Übersicht zur Triticale-Produktion zeigt Abbildung 1. Auch heute noch ist Polen

das Land mit der größten Triticale-Produktionsmenge. Deutschland ist das Land mit der

zweitgrößten Triticale-Produktionsmenge (2.061.470 t), im Gegensatz zu Tschechien mit

einer Produktionsmenge von 205.513 t (FAOSTAT, 2010).

3 Einleitung

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Anbaugebiet

Abb. 1: Weltweite Anbaugebiete und deren Triticale-Produktion im Jahr 2007; t = Tonnen; verändert nach FAOSTAT (2010)

Trotz zahlreicher Vorteile erwies sich Triticale als anfällig gegenüber verschiedenen

Krankheitserregern. Neben Blatt- und Spelzenbräune, Halmbasiserkrankungen, Rost und

Mehltau entwickelte sich vor allem der Befall mit Ährenfusariosen zu einem ernst zu

nehmenden Problem (Börner et al., 2009). In den letzten Jahren wurde ein verstärktes

Auftreten von Ährenfusariosen beobachtet (Rodemann, 2005). Bei einer weiteren Zunahme

der Ährenfusariosen muss mit einem Rückgang der Triticale-Anbauflächen gerechnet

werden.

1.2 Ährenfusariosen und deren Bekämpfungsmaßnahmen

Die für Fusarien anfälligsten Getreidearten sind in abnehmender Reihenfolge Mais, Weizen,

Triticale und Hafer. Ährenfusariosen werden durch verschiedene Schimmelpilze verursacht.

In Europa sind überwiegend Fusarium culmorum (F. culmorum), F. graminearum, F. poae,

F. avenaceum, F. sporotrichioides, F. cerealis und F. tricinctum verbreitet (Parry et al., 1995).

Von Miedaner et al. (2001) wird F. culmorum neben F. graminearum als einer der wichtigsten

Vertreter der Gattung Fusarium bei Weizen, Roggen und Triticale beschrieben. Die

natürlichen Populationen von F. culmorum und F. graminearum zeigen zwar eine große

Variation, eine Wirtsspezifität konnte jedoch nicht nachgewiesen werden (Mesterházy, 1995;

Miedaner, 1997)

4 Einleitung

In Abbildung 2 sind die Befallssymptome von F. culmorum an Triticale dargestellt. Es kommt

zunächst an einzelnen Stellen der Ähre zu Ausbleichungen einzelner Ährchen, bis hin zur

typischen rosaroten Verfärbung der kompletten Ähre. Nachfolgend sterben die infizierten

Ährchen ab und der Pilz wächst bis zur Ährenspindel. Durch die Unterbrechung des

Nährstoffstromes in der Ährenspindel stirbt bei anfälligen Sorten meist der gesamte obere

Ährenteil ab, weißlich bis rötlich verfärbte Kümmerkörner sind die Folge.

Abb. 2: Krankheitssymptome bei Triticale nach künstlichem Befall mit Fusarium culmorum

Während von F. culmorum ausschließlich die asexuelle Konidienform bekannt ist, existiert

von F. graminearum darüber hinaus auch die sexuelle Askosporenform Gibberella zeae

(Börner et al., 2009). F. culmorum kann saprophytisch an Pflanzenresten oder auch in Form

langlebiger Chlamydosporen im Boden überdauern. Während feucht-kühler Witterungs-

perioden über mehrere Wochen im Frühjahr entstehen häufig schon die ersten Infektionen

auf Ernteresten des Vorjahres. Die Infektion der Ähren erfolgt ab Anfang Juni, wobei die

Sporen über Regentropfen auf die Ähren übertragen werden. Somit sind kurzstrohige

Getreidepflanzen durch den kürzeren Infektionsweg gefährdeter als langstrohige Pflanzen.

Der Hauptinfektionszeitraum ist die Blüte des Getreides, dabei dienen möglicherweise die

Staubbeutel als Eintrittspforten in die einzelnen Blüten (Prigge, 2004). Bei feucht-warmen

Bedingungen und anfälligen Sorten verbreitet sich nun die Krankheit mit großer

Geschwindigkeit. Askosporen und Konidien können jedoch auch etliche Tage bei

Trockenheit auf den Blättern überleben, wobei die Idealtemperatur für eine Infektion > 15 °C

beträgt. Schon bei einem Temperaturanstieg um 4 °C während der Blüte erhöht sich der

Fusariumbefall, was gleichzeitig mit höheren Ertragsverlusten einhergeht (Brennan et al.,

2005). Grund für die Zunahme von Schadenswahrscheinlichkeit und –ausmaß sind vor allem

die Vorfrucht Mais, in einer Kombination mit nicht wendender, pflugloser Bodenbearbeitung

und feuchtwarmer, strahlungsarmer Witterung während der Getreideblüte mit

Niederschlägen > 3 mm (Beck et al., 1997).

5 Einleitung

Nach Martin und Johnston (1982) kann es aufgrund des Befalls von Ährenfusariosen an

Weizen durch reduzierte Kornzahl pro Ähre, sowie einem verminderten Tausendkorngewicht

zu Ertragsverlusten von bis zu 70 % kommen. Bei Triticale sind keine genauen Angaben

über Ertragsverluste infolge des Fusariumbefalls bekannt. Ährenfusariosen führen neben

Ertrags- und Qualitätsverlusten zur Belastung mit Mykotoxinen, vor allem Deoxynivalenol

(DON), welches das größte Problem des Befalls mit Fusarium darstellt (Buerstmayr et al.,

2003).

Die Mykotoxine lassen sich in verschiedene chemische Stoffgruppen einteilen. Die wichtigste

Klasse ist die der Trichothecene mit ca. 170 bisher bekannten Verbindungen (Offenbächer,

2001), des Weiteren gibt es u. a. noch Zearalenone (Meier, 2003). Mykotoxine sind

bekanntermaßen schädlich für Mensch und Tier. Nachgewiesene Probleme ergeben sich vor

allem in der Schweinehaltung (Dehne, 2001). Sie führen bei Schweinen sowohl zu einem

Rückgang beim Futterverzehr und dadurch zu Gewichtsreduktionen, als auch zu Erbrechen,

Durchfall, Schleimhautentzündungen und Futterverweigerung bis hin zu Totgeburten

(Offenbächer, 2001; Meier, 2003). Zwar sind Rinder und Hühner weniger empfindlich als

Schweine, dennoch sollten auch an sie keine kontaminierten Getreidepartien verfüttert

werden (Kabak et al., 2006). Im Vergleich zur menschlichen Ernährung bestehen die

Futterrationen der Tiere meist zu einem großen Teil aus Getreideprodukten, was das Risiko

einer Vergiftung auch bei nur geringer Kontamination erhöht (D‘Mello et al., 1999). Beim

Menschen konnten bei langfristiger Aufnahme von mit Mykotoxinen belasteten Lebensmitteln

Nierenschäden bis hin zum Nierenversagen ermittelt werden (Rodemann, 1999).

Im Februar 2004 wurden in Deutschland Grenzwerte für Mykotoxine eingeführt. Seit dem 1.

Juli 2006 gelten für die EU definierte Höchstgehalte von Mykotoxinen in Getreide, wobei

Brot, feine Backwaren, Kekse, Getreide-Snacks und Frühstückscerealien maximal

0,5 mg kg-1 DON und Getreidekörner zum direkten Verzehr und verarbeitete

Getreideerzeugnisse zur Herstellung von Säuglings- und Kindernahrung höchstens

0,2 mg kg-1 enthalten dürfen. Bei Futtermitteln für Schweine existiert zwar noch kein Grenz-,

aber ein Orientierungswert, der bei 1 mg kg-1 liegt (Heinrich, 2004). Nach Miedaner und

Schneider (2002) kann der Toxingehalt des Endproduktes durch Verarbeitungsprozesse, wie

Mahlen, Backen und Kochen, reduziert werden, jedoch höchstens um 50 %. Dadurch ist die

gesamte Verarbeitungsindustrie wie die Futtermittel-, Mehl- und Backindustrie bis hin zum

Verbraucher durch die Mykotoxin-Problematik betroffen. Ein weiteres großes Problem bei

der Einhaltung der Grenzwerte liegt in der Art der Probenahme, da einzelne Stichproben

derselben Probe oft stark variieren (Whitaker, 2006).

6 Einleitung

Die Bestimmungen des DON-Gehaltes können mit Hilfe chromatographischer und ELISA-

Verfahren durchgeführt werden. Mit der chromatographischen Methode können bis zu acht

Trichothecene gleichzeitig detektiert werden (Schollenberger et al., 1998). Sie ist aber sehr

zeitintensiv und teuer, ebenso wird ein hoher Laborbedarf benötigt. Das kommerziell

erhältliche ELISA-Testverfahren (enzyme linked immunosorbent assay) bietet dagegen eine

kostengünstigere Alternative. Die mit den ELISA-Verfahren getesteten DON-Gehalte bei

Roggen und Weizen wiesen eine hohe Korrelation zu den mit Gaschromatographie

ermittelten Werten auf (Miedaner et al., 2003). Wenn es sich um größere zu analysierende

Populationen handelt, sind die Kosten des ELISA-Verfahrens jedoch immer noch ziemlich

hoch.

1.3 Resistenz und Resistenzzüchtung

Verschiedene Methoden, den Ährenfusariosen und der Mykotoxin-Problematik entgegen zu

wirken, sind vorhanden, jedoch können bisher keine vollständigen Bekämpfungserfolge

erreicht werden. In engem Zusammenhang mit der zunehmenden Bedeutung von

Ährenfusariosen stehen die ackerbaulichen Entwicklungen, die die Krankheit begünstigen.

Beer (2005) empfiehlt als direkte Maßnahme die Auswahl der gegen Ährenbefall

widerstandsfähigen Sorten und bei hohem Infektionsdruck zusätzlich die gezielte

Anwendung wirksamer Fungizide zur Blütezeit. Fungizide haben nur eine eingeschränkte

Wirkung gegenüber Ährenfusariosen, können demnach Ertragsverluste und

Mykotoxinbelastungen nicht zuverlässig verhindern. Die Bodenbearbeitung spielt ebenfalls

eine wichtige Rolle zur Verminderung des Befalls. Um Erntereste, insbesondere

Maisstoppeln, zu vergraben und somit die Krankheitsübertragung zu verhindern, ist das

Pflügen als wendende Bodenbearbeitung der Mulchsaat und der Direktsaat vorzuziehen.

Auch durch zu starke Verunkrautung kann es aufgrund vermehrter Infektionsquellen zu

einem größeren Fusariumbefall kommen (Jenkinson und Parry, 1994). Der Einsatz von

Fungiziden zur Bekämpfung von Ährenfusariosen gestaltet sich oft sehr schwierig, da die

Zeitspanne für einen wirkungsvollen Fungizideinsatz nur wenige Tage nach optimalen

Infektionsbedingungen während der Blüte beträgt. Überdies ist es in der Praxis aus

technischen Problemen (z.B. durch Regen) nicht immer möglich, die Fungizide innerhalb

eines kurzen Zeitraumes zu applizieren. Da weder eine Krankheitsbekämpfung durch

ackerbauliche Maßnahmen, noch durch Fungizideinsatz ausreichend ist, stellt die Züchtung

resistenter Sorten eine wirksame Alternative dar. Resistenz wird definiert als die genetisch

bedingte Fähigkeit einer Wirtspflanze, die Schäden eines parasitären Befalls zu reduzieren

(Becker, 1993). Bei der Resistenz gegen Ährenfusariosen spielen sowohl morphologische

als auch physiologische Komponenten eine Rolle. Die morphologischen Eigenschaften

umfassen Wuchshöhe, Kompaktheit und Begrannung der Ähre, Offenblütigkeit und

7 Einleitung

Blühdauer, wobei Kurzstrohigkeit und Begrannung den natürlichen Befall mit

Ährenfusariosen unterstützen. Die physiologischen Komponenten beinhalten die Resistenz

gegen das Eindringen des Pilzes, dessen Ausbreitung, die Korninfektion, wie auch die

Resistenz gegen Mykotoxinakkumulation (Miedaner und Schneider, 2002). Es lassen sich

grundsätzlich fünf Resistenztypen hinsichtlich ihrer Anfälligkeit und der Abwehrreaktion,

sowie des visuellen Ährenbefalls und der Belastung mit Mykotoxinen unterscheiden:

Typ I: Resistenz gegenüber dem Eindringen bzw. der Infektion durch den

Schaderreger (Schroeder und Christensen, 1963)

Typ II: Resistenz gegenüber der Ausbreitung des Pathogens im Pflanzengewebe

(Schroeder und Christensen, 1963)

Typ III: Resistenz gegenüber einer Infektion der Körner (Mesterházy, 1995)

Typ IV: Toleranzerscheinungen gegenüber Ährenfusariosen (Mesterházy, 1995)

Typ V: Resistenz gegenüber Toxinen, beispielsweise durch Toxinabbau (Miller,

1985)

Die Züchtung resistenter Sorten ist aufgrund der quantitativen Vererbung und der hohen

Genotyp-Umwelt-Interaktion aufwändig. Bisher sind keine Genotypen bekannt, die

vollkommen befallsfrei sind, obwohl eine große Variation für das Merkmal besteht (Snijders,

1990). Um resistente Sorten zu erhalten, kann man entweder Kreuzungen mit resistenteren

Eltern verwenden, auf die Rekurrente Selektion zurückgreifen oder exotisches Material als

Resistenzträger einkreuzen. Hierzu gibt es verschiedenste Studien, in denen z.B. die

chinesische Sommerweizensorte Sumai 3 oder die brasilianische Sorte Frontana erfolgreich

bei Kreuzungen mit europäischen Weizensorten eingesetzt wurde (Wilde und Miedaner,

2006). Oft besteht jedoch das Problem, dass die Nachkommenschaften keine weiteren

agronomisch wertvollen Eigenschaften besitzen. Bei der Rekurrenten Selektion wird in

mehreren Zyklen auf eine möglichst hohe Resistenz selektiert und die jeweils besten Linien

wieder miteinander kombiniert. Dieser Vorgang wird solange wiederholt, bis ein

zufriedenstellendes Ausmaß an Resistenz erreicht wird, oder die Variation innerhalb einer

Population ausgenützt ist (Miedaner et al., 2000). Die Korrelationen zwischen dem visuellen

Befall und dem DON-Gehalt wurde in verschiedenen Studien als sehr gut beschrieben

(Mesterházy et al., 1999 und Mesterházy 2002; Miedaner et al., 2004; Wilde und Miedaner,

2006).

Für eine aussagekräftige Resistenzbestimmung ist es notwendig, Feldversuche mit

künstlicher Inokulation über möglichst viele Umwelten zu testen. Es lassen sich zwei

Methoden der künstlichen Inokulation unterscheiden. Die Sprühinokulation, die auch in der

vorliegenden Dissertation angewendet wurde, erfolgt ohne mechanische Verletzung, es wird

eine Sporensuspension bei Vollblüte auf die zu untersuchenden Pflanzen gesprüht. Bei

dieser Inokulationsmethode wird nicht zwischen der Typ I- und Typ II-Resistenz

unterschieden, infolge dessen können bei der visuellen Bonitur der Genotypen beide

8 Einleitung

Resistenztypen erfasst werden. Die andere Inokulationsmethode wird durchgeführt, wenn es

vorrangig um die Ausbreitungsresistenz der zu untersuchenden Pflanzen (Typ II) geht. Dazu

wird eine Einzelährcheninokulation vorgenommen und der Anteil infizierter Ährchen zu einem

Zeitpunkt erfasst. Die Züchtung resistenter Sorten benötigt enorme Forschung und einen

hohen Zeitaufwand.

1.4 Molekulargenetische Kartierung

Da Feldversuche mit viel Aufwand verbunden sind, wird nun immer häufiger erfolgreich die

markergestützte Selektion, z.B. anhand von Mikrosatelliten, eingesetzt. Mikrosatelliten sind

kurze DNA-Sequenzabschnitte, in denen ein bestimmtes Nukleotidmuster aus ver-

schiedenen Basenpaaren mehrmals wiederholt wird (simple sequence repeats, SSR). Es

wurden bei Weizen bereits zahlreiche genetische Karten publiziert, die als Referenzkarten

zur Zuordnung zu Chromosomen bei Kartierungen hilfreich sein können (Röder et al., 1998;

Song et al., 2005; Somers et al., 2004). Eine genetische Karte stellt die Anordnung von

Marker-Loci (Position von DNA-Markern auf einem Chromosom) entlang der Chromosomen

eines Genoms dar. Dienliche Genkarten mit SSR-Markern sind u.a. in der Datenbank

GrainGenes (2010) zu finden. SSR-Marker sind also brauchbar für die Genotypisierung, da

die Anzahl der Wiederholungen sich bei verschiedenen Individuen unterscheidet und

deswegen DNA-Fragmente unterschiedlicher Länge hervorbringt. Auf diese Weise können

Polymorphismen in der DNA festgestellt werden. Während der letzten 25 Jahren wurden

zahlreiche Markertechnologien zur Genotypisierung von Nutzpflanzen, wie Restriktions-

Fragment-Längen-Polymorphismus (RFLP), random amplified polymorphic DNA (RAPD),

amplified fragment-length polymorphism (AFLP), simple sequence repeat (SSR) und single

nucleotide polymorphism (SNP) verwendet. Diese Technologien haben jedoch verschiedene

Einschränkungen, Schnelligkeit und einen unterschiedlich großen Marker-Durchsatz. Die

meisten dieser Verfahren haben eine geringe Reproduzierbarkeit, hohe Kosten oder sind von

den DNA-Sequenzinformationen abhängig. Die Diversity Arrays Technology (DArT) bietet

hingegen eine gute Alternative zu den bisherigen Verfahren. DArT basiert auf der DNA-DNA-

Hybridisierung, welche sich die Eigenschaft der Mikroarrays (DNA-Chips) zu Nutze macht

und mit der mehrere tausend Loci gleichzeitig typisiert werden können (Jaccoud et al., 2001).

DArT-Marker erzeugen genetische Fingerabdrücke durch An- bzw. Abwesenheit von DNA-

Fragmenten, die genomische Abbildungen mehrerer Genotypen enthalten und idealerweise

die Vielfältigkeit einer Art abdecken. Die Verfahrensweise zur Herstellung genomischer

Repräsentation wird in Wenzl et al. (2004) beschrieben. Nach Jaccoud et al. (2001) wurde

die DArT-Technologie ursprünglich für Reis entwickelt. Seitdem gibt es Mikroarrays für viele

Pflanzenarten, wie z.B. Gerste, Hafer, Weizen, Roggen und Triticale.

http://de.wikipedia.org/wiki/Polymorphismus

9 Einleitung

Grundlage für die Berechnung einer genetischen Karte ist die Identifizierung von

Rekombinationsereignissen, die mit Hilfe der molekularen Marker ermöglicht wird. Die

Berechnung von Genkarten erfolgt mit Computerprogrammen, wie z.B. JoinMap 4.0 (Van

Ooijen, 2006), in denen die Zuordnung der DNA-Marker zu Kopplungsgruppen, die

Reihenfolge der Marker innerhalb dieser und die genetische Distanz zwischen den Markern

einer Kopplungsgruppe anhand der Rekombinationsfrequenz zwischen den Marker-

genotypen ermittelt wird. Die Abstände zwischen Genorten werden Anhand des

Regressionsverfahrens mit Hilfe vom LOD-Score (LOD = logarithm of odds) berechnet. Der

LOD-Score ist der Logarithmus des Quotienten aus der Kopplungs-Wahrscheinlichkeit geteilt

durch die Wahrscheinlichkeit einer Nicht-Kopplung. Die ermittelte Rekombinationsfrequenz

wird mit Hilfe einer Kartierungsfunktion, z.B. Haldane oder Kosambi (Haldane, 1919;

Kosambi, 1944) in eine genetische Distanz in Centimorgan (cM) umgerechnet.

1.5 Kartierung von Resistenz-QTL gegen Ährenfusariosen

Eine Erweiterung der genetischen Kartierung ist die QTL-Kartierung (quantitative trait loci).

Bei Getreide ist die Resistenz gegen Fusariumbefall quantitativ ausgeprägt. Quantitative

Merkmale werden durch mehrere bis viele Loci kontrolliert, wobei einzelne Loci nur einen

Teil zur Ausprägung des Merkmales beitragen. Molekulare Marker, die eng an jene

Genombereiche gekoppelt sind, die an der Ausprägung der Fusariumresistenz beteiligt sind,

ermöglichen in Zuchtprogrammen die markergestützte Selektion resistenter Genotypen.

Diese Art von Selektion auf DNA-Ebene spart Zeit und ist gut zu handhaben, da die DNA

auch schon aus Keimlingen extrahiert werden kann. Bei Weizen gibt es diverse

Veröffentlichungen mit QTL-Studien zur Resistenz gegen Ährenfusariosen, die in Buerstmayr

et al. (2009) zusammenfassend beschrieben werden.

Die Identifikation von QTL erfordert zunächst eine spaltende Population bezüglich des

Zielmerkmals zur Phänotypisierung und entsprechend dazu polymorphe molekulare Marker

zur Genotypisierung. Die Markerdaten einer Population werden mit der phänotypischen

Varianz des Zielmerkmals innerhalb dieser Population mit Hilfe statistischer Verfahren

verglichen, welche in Computerprogrammen wie z.B. PLABMQTL (Utz, 2009) implementiert

sind. Zusätzlich zur Identifizierung der QTL kann auch der Beitrag einzelner QTL an der

gesamten phänotypischen Ausprägung des Zielmerkmals geschätzt werden. Bestimmte

Rahmenbedingungen, wie z.B. Populationsgröße und -design, Heritabilität der Merkmale,

Markerdichte und Verteilung der QTL über das Genom und Beitrag der einzelnen QTL zur

gesamten genotypischen Varianz tragen zur Präzision der QTL-Kartierung bei (Asins, 2002).

Die QTL-Kartierung wird genauer, je höher die Heritabilität des Merkmales ist. Auch der

Populationstyp beeinflusst die QTL-Analyse. Die erklärte phänotypische Varianz detektierter

QTL kann leicht überschätzt werden, aufgrund von zu geringen Populationsgrößen, wodurch

10 Einleitung

die QTL mit kleineren Effekten nicht erkannt werden (Utz et al., 2000). Der sogenannte

Permutationstest ist eine gute Methode, um sicherzustellen, dass die gefundenen QTL als

signifikant eingestuft werden können (Churchill und Doerge, 1994). Anhand der Verifikation

durch Testsets können bereits detektierte QTL überprüft werden.

In den letzten Jahren wurden bei Weizen verschiedenste Resistenz-QTL für Ährenfusariosen

kartiert. In diversen Studien, u.a. von Waldron et al. (1999), Anderson et al. (2001),

Buerstmayr et al. (2002), Zhou et al. (2002) und Chen et al. (2006) konnte ein QTL, des aus

China stammenden resistenten Genotyps Sumai 3, auf dem Chromosom 3BS detektiert

werden. Dieser erklärte bis zu 60 % der phänotypischen Varianz nach Einzel-

ährcheninokulation (Typ II-Resistenz). Nach der Verwendung der Sprühinokulation konnten

bis zu 20 % der phänotypischen Variation auf diesen QTL zurückgeführt werden (Buerstmayr

et al., 2003; Chen et al., 2006). Ein weiterer QTL wurde auf dem Chromosom 5A identifiziert

(Buerstmayr et al., 2002 und 2003). Dieser hatte einen Effekt auf die Typ I-Resistenz. Die

aus Brasilien stammende, resistente Weizensorte Frontana wurde in mehreren Studien

kartiert, jedoch ohne QTL zu detektieren, die große Effekte hatten (Steiner et al., 2004; Mardi

et al., 2006; Buerstmayr et al., 2009). In der umfangreichen Publikation von Buerstmayr et al.

(2009) wurden Daten von 52 QTL-Studien mit über 100 veröffentlichten QTL für

Fusariumresistenz zusammengefasst. In insgesamt 20 Chromosomen konnten wiederholt

QTL gefunden werden. Es wurden laut dieser Publikation auf allen Weizenchromosomen,

außer auf 7D, QTL detektiert. Bei Triticale wurden bisher weder komplette genetische Karten

publiziert, noch sind QTL-Studien zur Fusariumresistenz oder DON-Gehalt bekannt.

11 Einleitung

1.6 Zielsetzungen dieser Arbeit

Übergeordnetes Ziel der vorliegenden Arbeit ist die QTL-Kartierung. Im Einzelnen soll

folgendes erreicht werden:

Phänotypische Erfassung des mit F. culmorum künstlich inokulierten Fusariumbefalls

von:

a) 250 F2:3 - bzw. F2:4 - Linien und 150 DH-Linien der Kreuzung LASKO x ALAMO

in sechs Umwelten (Jahr x Ort-Kombinationen)

b) je 100 bis 150 F2:4- Linien der Kreuzungen LASKO x VITALIS, LASKO x

TRIMESTER und LUPUS x SW TALENTRO an drei Orten

Beziehung zwischen visuellem Ährenbefall und DON-Gehalt bzw. Kornbonitur des

Erntegutes

QTL-Analysen der Kreuzungsnachkommenschaften von LASKO x ALAMO bzw.

LASKO x TRIMESTER

12 Material und Methoden

2. Material und Methoden

2.1. Versuchsüberblick

In drei Versuchsjahren (2007-2009) wurden verschiedene Triticale-Kreuzungen (resistent x

anfällig) auf Resistenz gegenüber Ährenfusariosen nach künstlicher Inokulation mit Fusarium

culmorum untersucht (Tab.1).

Tab.1: Übersicht über alle in diesem Projekt verwendeten Kreuzungspopulationen; TR=Teilramsch; DH = Doppelhaploide

Kreuzung

(resistent x anfällig)

Generation Anzahl

Linien

Jahr des Feld-

experimentes

Verwendung

LASKO x ALAMO F2:3-/F2:4-TR 250 2007a + 2008b Phänotypisierung

LASKO x ALAMO DH 150 2008 + 2009b QTL-Analyse

LASKO x TRIMESTER F2:4-TR 100 2009 QTL-Analyse

LASKO x VITALIS F2:4-TR 100 2009 Phänotypisierung

LUPUS x SW TALENTRO F2:4-TR 150 2009 Phänotypisierung

a An den Standorten Hohenheim, Bohlingen und Grabau

b An den Standorten Hohenheim, Bohlingen und Ranzin

2.2. Pflanzenmaterial

Das Ausgangsmaterial für dieses Projekt stammt aus Beständen der AG Triticale der

Landessaatzuchtanstalt (Universität Hohenheim, Stuttgart). In vier Populationen wurde

LASKO als resistenter Kreuzungselter gewählt, die Partner waren mittel bis hoch anfällig.

Eine fünfte, unabhängige Population, wurde mit LUPUS als resistenterem mit SW

TALENTRO als anfälligerem Elter aufgebaut.

Die Kreuzungen wurden mit den jeweiligen Eltern durch Handkastration im Gewächshaus

erstellt. Die F1-Generationen wurden im Feld angebaut. Die folgenden F2-Pflanzen

wurden als Einzelpflanzen im Feld angebaut und die Ähren einer Pflanze wurden mit Hilfe

von Papiertüten geselbstet. Von den F2-Pflanzen wurden nun Teilramsche gebildet, die als

F2:3 und F2:4 in den folgenden Jahren als Mikroparzellen angebaut wurden.

Die Herstellung der DH-Pflanzen beruht auf der Methode der Triticale-Mais-Kreuzung, die in

Rogalska et al. (1996) beschrieben wird. Die DH-Herstellung erfolgte mit derselben F1-

Generation, wie die Erstellung der spaltenden Nachkommen der Kreuzung LASKO x

ALAMO. Die Antheren der Pflanze wurden ein bis zwei Tage vor der Blüte entfernt und nach

einigen Tagen mit Hilfe eines Pinsels mit Maispollen bestäubt. Zur Förderung der

Embryonenentwicklung wurde nach einigen Tagen eine Hormonlösung zwischen dem letzten


Nodium und der Ähre eingespritzt. Die nach 15 bis 16 Tagen gebildeten Embryonen wurden

unter dem Binokular explantiert und auf Nährmedium in Petrischalen übertragen.

Die Embryonen mussten in den ersten ein bis zwei Wochen in vitro im Dunkeln bei 24 °C

kultiviert werden, bevor sie auf Regenerationsmedien in größere Kulturgefäße übertragen

werden konnten und zu kleinen haploiden Pflanzen heranwuchsen. Die neu gebildeten

Pflanzen wurden in Erdsubstrat überführt und im Gewächshaus weiterkultiviert. Nach

weiteren drei bis vier Wochen erfolgte die Colchizinbehandlung. Hierzu wurden die Pflanzen

aus dem Erdsubstrat herausgenommen und Wurzeln bzw. Blätter um ein Drittel gekürzt.

Danach wurden die Wurzeln bei 22 °C bis ca. ein Zentimeter über der Wurzelkrone für fünf

Stunden in eine 0,1 %-ige Colchizinlösung getaucht. Das überschüssige Colchizin wurde

anschließend ausgewaschen und die Pflanzen wieder in Erdsubstrat gepflanzt. Die neu

gebildeten Sprossen erhielten so den identisch verdoppelten Chromosomensatz, waren fertil

und homozygot. Sie wurden im Gewächshaus und eine weitere Generation im Feld

vermehrt.

2.3. Versuchsstandorte und Design der Feldversuche

In allen Versuchsjahren wurden die Feldexperimente aufgrund der großen Bedeutung der

Genotyp x Ort-Interaktion an verschiedenen Standorten in Süd- und Norddeutschland

(Hohenheim, Bohlingen [Saatzucht Dr. Hege] und Grabau [SAKA] im ersten Jahr bzw.

Ranzin/Ostvorpommern [SAKA] in den folgenden zwei Jahren) durchgeführt (Abb.3).

Abb. 3: Übersicht über die Standorte der Feldversuche: Hohenheim bei Stuttgart; Bohlingen bei Radolfzell am Bodensee; Grabau bei Hamburg; Ranzin bei Greifswald


Die Feldexperimente wurden für alle Kreuzungspopulationen getrennt an den drei

Versuchsstandorten in einer jeweils an die Größe der Population angepassten

unvollständigen Blockanlage ( -Design) mit je drei Wiederholungen angebaut. Die Eltern

wurden in der jeweiligen Kreuzungspopulation in sechsfacher Anzahl mit angebaut.

Zusätzlich wurden in die Blockanlagen die Standards integriert. Alle Prüfglieder wurden in

doppelreihigen Mikroparzellen (0,42 x 1,25 m2) angelegt, dies entspricht einer Fläche von

rund 0,5 m2.

2.4. Inokulum und Inokulation

Die Inokulation erfolgte mit dem F. culmorum - Isolat FC 46, das von Snijders und Perkowski

(1990) als hochagressiv eingestuft wurde. Durch die Fähigkeit, hohe Mengen an DON

zu bilden, stellte es im vorliegenden Projekt einen hohen Infektionsdruck an allen

Versuchsstandorten sicher (Miedaner et al. 2003). Zur Herstellung des Inokulums wurden die

FC 46-Isolate aus der Hohenheimer Stammsammlung (AG Roggen), die in mit sterilem

Wasser gefüllten, autoklavierten Eppendorf-Reaktionsgefäßen im Kühlschrank aufbewahrt

werden, verwendet. Die Isolate wurden auf speziell nährstoffarmen Agar-Platten (SNA-

Platten; Nirenberg, 1981) ausgelegt und etwa eine Woche inkubiert, bis die Platten

vollständig mit Myzel bewachsen waren. Aus diesen myzelbewachsenen Platten wurden

erneut kleine Stücke auf neu gegossene SNA-Platten überimpft. Diese Platten wurden zur

Sporulation einige Tage bei 16 bis 18 °C unter langwelliges UV-Licht gestellt. Anschließend

wurde der Pilz nach der von Bockmann (1962) beschriebenen Methode auf Weizenkörnern

kultiviert. Hierzu wurden Weizenkörner über Nacht in Leitungswasser eingeweicht und

anschließend in Autoklaviersäcke gefüllt und für 40 Minuten bei 121 °C autoklaviert. Die

Säcke wurden über Nacht abgekühlt und am nächsten Tag erneut autoklaviert, um eventuell

vorhandende bakterielle Endosporen abzutöten. Die unter UV-Licht gebildeten Sporen

wurden durch Abschwemmen den Weizensäcken zugefügt. Die Säcke wurden bei

Zimmertemperatur (ca. 20 °C) im Dunkeln inkubiert. Nach einer Inkubationszeit von etwa vier

bis sechs Wochen und einem vollständigen Myzelbewuchs wurden die Weizenkörner in 40 x

60 cm2 große desinfizierte Euro-Schalen überführt, flächig ausgebreitet und mit einer

durchsichtigen Folie abgedeckt. Zur Sporulation wurden sie für ein bis zwei Wochen unter

langwelligem UV-Licht bei 18 bis 20 °C gestellt. Die Weizenkörner sollten anfangs täglich

durchmischt werden, um eine Myzelbildung zu unterdrücken und die Sporulation zu

beschleunigen. Die stufenweise Entfernung der Folie erfolgte, um eine langsame Trocknung

der Weizenkörner und damit die Sporulation zu gewährleisten. Die Sporendichte wurde

anschließend durch Auszählen mit Hilfe einer Zählkammer (Neubauer) bestimmt. Hierzu

wurde ein Gramm Weizenkörner abgewogen, 100 ml Leitungswasser hinzugefügt und für 15

Minuten auf den Schüttler (Edmund Bühler GmbH) gestellt. Die restlichen Weizenkörner


wurden luftgetrocknet, portionsweise in Autoklaviersäcke abgefüllt und konnten bis zur

weiteren Verwendung bei 6 °C gelagert werden. Die Inokulation erfolgte an allen

Versuchsstandorten zur Vollblüte. Um die Unterschiede der Blühzeitpunkte der jeweiligen

Genotypen auszugleichen, wurden alle Versuche drei bis viermal inokuliert. Die

Sporendichte lag bei 500.000 bis 700.000 Sporen ml-1 Die Ausbringung des Inokulums

erfolgte mit einer Hochfeldspritze (Hege 75) bei bedecktem Himmel oder am

Spätnachmittag, um die Infektion zu unterstützen. In allen drei Versuchsjahren wurden

bereits vor der Blüte präventiv Pflanzenschutzmittel ausgebracht.

2.5. Symptombonitur und Erfassung agronomischer Merkmale

Ein bis zwei Wochen nach der Inokulation erfolgte ab Beginn der Symptombildung eine zwei-

bis fünfmalige Bonitur. Der Ährenbefall wurde im Abstand von drei bis vier Tagen in Prozent

(0 bis 100 %) befallener Ährchen pro Parzelle visuell erfasst (Tab. 2). Aus den Bonituren

wurden die Mittelwerte des jeweiligen Genotyps errechnet, sowie die Gesamtmittelwerte der

einzelnen Versuchsstandorte. Zusätzlich zum Ährenbefall wurde das Datum des

Ährenschiebens (EC 51 bis EC 59; 51 = Anfang Ährenschieben; 59 = Ende Ährenschieben)

bonitiert und die Wuchshöhe (cm) gemessen.

Tab. 2: Prozentuale Bonitur des Ährenbefalls

Visueller Befall aller Ährchen

pro Parzelle (%)

Symptombeschreibung

0 % Kein sichtbarer Befall

5-15 % Beginnende Ausbleichung einzelner Ährchen

20-30 % Ähren bis zu ¼ ausgebleicht

35-45 % An allen Ähren Ausbleichungen vorhanden

50-60 % Ähren bis zur Hälfte ausgebleicht

65-75 % Ähren bis zu ¾ ausgebleicht

80-90 % Über 80% der gesamten Ährenfläche befallen

95-100 % Völlige Ausbleichung aller Ähren

Ergänzend wurde im Jahr 2008 eine Kornbonitur der jeweils zehn Prozent anfälligsten und

resistentesten Genotypen sowie der Standardsorten und Eltern durchgeführt als auch im

Jahr 2009 alle Genotypen der DH-Population LASKO x ALAMO mit zwei Wiederholungen.

Dazu wurde eine Kornprobe von ca. 150 g abgenommen und der visuelle Anteil des

sichtbaren Befalls geschätzt (Abb. 4). Die Befallsnoten hatten die Stufen eins, drei, fünf,

sieben bzw. neun (eins = niedriger Befall; neun = hoher Befall).


2.6. Ernte, Aufarbeitung und Bestimmung des DON-Gehaltes

Das mit dem Mähdrescher (Wintersteiger) parzellenweise gedroschene Erntegut wurde

getrocknet und anschließend mit Hilfe eines Steigsichters (Pelz) gereinigt. Nach der

Reinigung wurden die Körner mit Hilfe einer Labormühle (Foss 1093 Cyclotec Sample Mill;

Siebporengröße: 1 mm) gemahlen. Von den gemahlenen Proben wurden jeweils fünf Gramm

abgewogen, in kleine Papiertüten überführt und bis zur DON-Gehalts-Bestimmung bei -20 °C

aufbewahrt.

Zweifachbestimmungen der DON-Gehalte der zehn Prozent anfälligsten und resistentesten

Genotypen der F2:n-Linien und der kompletten DH-Linien der Kreuzung LASKO x ALAMO,

sowie die der Standardsorten und Eltern wurden mit Hilfe von ELISA (RIDASCREEN FAST-

DON, R-Biopharm AG, Darmstadt) durchgeführt. Dieser Immunotest ist ein kompetitiver

Enzymimmunoassay zur quantitativen Bestimmung von DON in Getreide. Eine

Mikrotiterplatte ist ausreichend für 96 Messungen inklusive der Standardbestimmungen. Zur

DON-Extraktion wurden fünf Gramm jeder Probe in einen Erlenmayerkolben mit 100 ml

destilliertem Wasser gefüllt und für fünf Minuten bei 14.000 Umdrehungen pro Minute (Upm)

auf einem Rüttler geschüttelt. Von den Proben wird jeweils ein Milliliter abgenommen und in

einem Eppendorf Reaktionsgefäß für fünf Minuten bei 14.000 Upm zentrifugiert. Der

Überstand wird in ein neues Eppendorf Reaktionsgefäß überführt und das Pellet verworfen.

Die Mikrotiterplatte muss ca. 45 Minuten vor der Zugabe des Antikörpers auf

Raumtemperatur gebracht werden. Zunächst werden jeweils 50 µl der Probe in die dafür

Abb. 4: Beispiel von visuell unbefallenen Körnern (links) und mit Fusarium culmorum befallenen Körnern (rechts)


vorgesehenen Kavitäten pipettiert. Im Anschluss werden 50 µl des Standards in zweifacher

Anzahl in die übrigen Kavitäten pipettiert. Danach werden jeweils 50 µl des

Enzymkonjugates in alle Kavitäten hinzugefügt. Die anschließende anti-DON-

Antikörperlösung wird ebenfalls mit 50 µl in jede Kavität pipettiert und für fünf Minuten

inkubiert. Dabei wird die Platte vorsichtig durch manuelle Bewegung gemischt. Nach der

Inkubationszeit wird die Platte dreimal durch Ausschlagen geleert und mit Waschpuffer

gewaschen. Nachfolgend werden je 100 µl des Substrates Chromogen pipettiert. Die Platte

wird erneut manuell gemischt und für drei Minuten abgedeckt inkubiert. Als letzter Schritt

werden jeweils 100 µl Stopp-Reagenz in jede Kavität gegeben und nach zwei Minuten kann

dann die Messung gestartet werden. Dafür wird die Mikrotiterplatte in einen Photometer

(Sunrise) gestellt und mit Hilfe der Software Magellan (V5.03, TECAN) die DON-

Konzentration photometrisch bei 450 nm in mg kg-1 pro Probe errechnet. In Abbildung 5 ist

ein Beispiel für eine fertige ELISA-Platte dargestellt. Die Grundlage der DON-Gehalts-

Bestimmung ist die Antigen-Antikörper-Reaktion. Das freie und das enzymmarkierte DON

konkurrieren um die DON-Antikörperbindestelle. Zur gleichen Zeit werden die anti-DON-

Antikörper von den Fängerantikörpern gebunden. In den Waschschritten wird nicht-

gebundenes, enzymmarkiertes DON wieder entfernt. Gebundenes Enzymkonjugat wandelt

das zuvor hinzugegebene Chromogen in ein blau gefärbtes Endprodukt um. Die Zugabe des

Stopp-Reagenzes führt zu einem Farbumschlag von blau nach gelb. Die Extinktion der

Lösung ist umgekehrt proportional zur DON-Konzentration in der Probe, d.h. je heller die

Farbe, umso höher die DON-Konzentration in der Probe.

S 1

S 2

S 5

S 3

S 4

S 2

S 1

S 3

S 5

S 4

Abb. 5: Beispiel für eine ELISA-Platte nach Abschluss der Messung; S1=0,00ppm, S2=0,22ppm, S3=0,66ppm, S4=2,0ppm, S5=6,0ppm; je heller die Farbe, umso höher die DON-Konzentration


2.7. Genotypisierung und Kartierung

DNA-Extraktion

Im Rahmen der vorliegenden Dissertation wurden Pflanzen als Ausgangsmaterial zur

Isolierung genomischer DNA verwendet, die im Jahr zuvor auf dem Feld in Roggen-Isolation

angebaut wurden. Es wurden zwei bis drei Blätter je Genotyp von zwei Wochen alten

Pflanzen abgenommen und anschließend für ein bis zwei Wochen in Silicagel getrocknet.

Das Blattmaterial aller Genotypen wurde in kleinere Stücke geschnitten und für fünf bis

sechs Minuten mit einer Kugelmühle gemahlen. Die Isolierung der DNA basierte auf der

CTAB-Methode (Cetylrimethylammoniumbromid) von Murray und Thompson (1980) in 2 ml-

Eppendorf-Reaktionsgefäßen. Hierzu wurde der Extraktionspuffer (100 mM Tric-HCL; pH

8.0; 50 mM Na2-EDTA, 500 mM NaCl; 1,25 % SDS) auf 60 °C vorgewärmt. Vor der Zugabe

wurde zu 10 ml Puffer 50 mg Natriumbisulfit zugegeben. Zu jeder Probe mit 40 bis 50 mg

gemahlenem Blattmaterial wurde ein Milliliter Extraktionspuffer hinzugegeben und mit dem

Vortex durchmischt, bis zur vollständigen Suspension. Anschließend wurde für etwa eine

Stunde in 60 °C heißem Wasserbad, mit Hilfe des Überkopfschüttlers inkubiert. Nach dem

Auffüllen mit Chloroform/Isomylalkohol (24:1; 670 µl SEVAG) auf das doppelte Volumen

erfolgte eine erneute Inkubation im Überkopfschüttler für 15 bis 20 Minuten. Durch

Zentrifugation (10.000 Upm; 10 min) erfolgte die Phasentrennung und die obere, DNA-

enthaltende, wässrige Phase wurde in ein neues zwei ml Eppendorf Reaktionsgefäß

überführt. Nach dreißigminütigem RNA-Verdau (Zugabe von jeweils fünf bis 10 µl RNAse

(10 mg ml-1)) wurde die DNA durch Zugabe von 0,7 Vol% Isopropanol (ca. 650 µl) bei 20 °C

entweder für 20 Minuten im Überkopfschüttler, oder bei Zimmertemperatur über Nacht

gefällt. Die Proben wurden anschließend für 10 Minuten bei 10.000 Upm zentrifugiert und der

Überstand vorsichtig abgekippt. Die gefällte DNA wurde zwei Reinigungen unterzogen,

wobei für die erste Reinigung jeder Probe 500 µl von 0,2 M Natriumacetat in 76 % Ethanol

zugefügt wurde, für 30 Minuten inkubiert und danach bei 10.000 Upm kurz zentrifugiert

wurde. Der Überstand wurde abgenommen und die Proben für den zweiten

Reinigungsschritt mit 500 µl von 10 mM Ammoniumacetat in 76 % Ethanol versetzt und

erneut kurz bei 10.000 Upm zentrifugiert. Die Waschlösungen wurden nach Zentrifugation

verworfen und die Pellets für 20 bis 30 Minuten getrocknet. Die DNA-Aufnahme erfolgte in

100 bis 200 µl TE-Puffer (10 mM Tris-HCL; pH 8.0; ein mM Na2-EDTA). Am nächsten Tag

wurde die DNA in 100 µl TE-Puffer rückgelöst und deren Konzentration auf einem 0,8 %igem

Agarosegel mittels Standardvergleich ( DNA/HindIII) geschätzt. Die Konzentration wurde

anschließend auf 50 ng µl-1eingestellt und bei 6 °C bis zur weiteren Verwendung gelagert.


PCR, Mikrosatelliten- und DArT- Marker

Die PCR (polymerase chain reaction) ist eine gängige Methode, um DNA zu vervielfältigen,

wobei mit Hilfe einer hitzestabilen Polymerase und Primern die selektive Amplifikation eines

DNA-Abschnittes erreicht werden kann. Die Amplifikation erfolgt über drei Teilschritte

(Denaturierung, Annealing und Extension), dabei werden die Schritte zyklisch wiederholt und

führen zu einer exponentiellen Anhäufung des gewünschten DNA-Abschnittes. Die PCR-

Methode wurde nach Saiki et al. (1985) durchgeführt.

Die 150 DH-Linien der Kreuzung LASKO x ALAMO wurden mit insgesamt 1197 SSR-

Markern (898 Weizen-Marker, 299 Roggen-Marker) aus verschiedenen Quellen auf

Polymorphismen geprüft (Tab. 3). Die meisten Informationen über SSR-Marker, wie deren

Ursprung, Sequenzen und Referenz-Karten können über die Datenbank GrainGenes (2010)

abgerufen werden.

Tab. 3.: Verwendete SSR-Marker, deren geprüfte Anzahl und Quellen

Primererkennung Anzahl Quellen

BARC 141 Song et al., 2002 und 2005

CFA 24 Sourdille et al., 2003

CFD 43 Sourdille et al., 2003

WMS 523 Röder et al., 1998; M. Ganal, IPK, Gatersleben

WMC 163 Gupta et al., 2002

GDM 4 Pestsova et al., 2000

RMS 61 V. Korzun, KWS-LOCHOW, Bergen

SCM 238 B. Hackauf, JKI, Groß-Lüsewitz

Die Sequenzierung der Amplifikationsprodukte erfolgte nach Sanger et al. (1977) mit dem

ALF-Sequenziergerät (Pharmacia Biotech) bzw. MegaBACE (Amersham Pharmacia). Die

Auswertungen erfolgten mit den jeweiligen Software- Programmen ALF Fragment Analyzer

1.03 bzw. MegaBACE Fragment Profiler 1.2 (Abb. 6). Die anschließenden Marker-

untersuchungen mit den Nachkommen wurden auf die gleiche Weise durchgeführt.


LASKO

ALAMO

F2-Pool

Fragmentlänge

Fragmentlänge

Fragmentlänge

LASKO

LUPUS

ALAMO

KITARO

SWTalentro

TRIMESTER

VITALIS

Standard 2 bei 227 bpStandard bei 71 bp

Fragmentlänge [bp]

A

B

Abb. 6: Screening auf die Eltern mit Hilfe des MegaBace- (A) und des A.L.F. - Sequenziergerätes (B); Bild A zeigt LASKO, ALAMO und einen F2-Pool; Bild B zeigt beide Eltern und fünf Standardsorten; LASKO und ALAMO sind bei diesem Marker monomorph

Um eine bessere Chromosomenabdeckung für die Kartierung zu erreichen, wurden

zusätzlich zu den SSR-Markern DArT-Marker analysiert. Die Genotypisierung der

genomischen DNA der jeweiligen Eltern, Standardsorten und aller Genotypen beider

Kartierungspopulationen erfolgte durch Diversity Array Technology Pty Ltd in Australien. Es

wurden drei Mikro-Chips (von Weizen, Roggen und Triticale) mit insgesamt 7.300 Markern

für die DH-Population der Kreuzung LASKO x ALAMO und für die Population der Kreuzung

LASKO x TRIMESTER verwendet.


2.8. Statistische Auswertung

Aus den Daten aller Prüfglieder eines Standortes, die an jedem Standort in dreimaliger

Wiederholung standen, wurde mit Hilfe des Computerprogramms PLABSTAT (Utz, 2007) ein

Gitterausgleich durchgeführt und die dort errechneten adjustierten Gittermittelwerte zur

weiteren Datenauswertung verwendet. Nach der Methode von Anscombe und Tukey (1963)

wurden die Daten auf Ausreißer überprüft, stark abweichende Werte wurden in der

Verrechnung als fehlende Werte behandelt. Basierend auf den adjustierten Gitter-

Mittelwerten wurden mit Hilfe einer Varianzanalyse (ANOVA) die Varianzen über die

Umwelten bzw. über die Jahre analysiert. Die Umwelten wurden als Ort-Jahr-Kombinationen

definiert und nach Cochran und Cox (1957) zusammengefasst. Als Faktoren gingen Umwelt,

Genotyp sowie deren Wechselwirkung ein. Mit den Ergebnissen der Varianzanalysen

wurden die Heritabilitäten (Anteil der genetischen an der phänotypischen Varianz), sowie die

Grenzdifferenzen (GD 5%) für alle Merkmale berechnet.

Die Kartierung der polymorphen Marker erfolgte nach Erstellung einer ABH-Matrix in

Microsoft Excel (2007) und nach einer Überprüfung des 1:1- (DH) bzw. des 1:2:1- (F2:n)

Spaltungsverhältnisses (Chi-Quadrat-Test) der jeweiligen Populationen mit dem

Computerprogramm JoinMap 4.0 (Van Ooijen, 2006). Die genetischen Karten wurden mit der

Kartierungsfunktion von Haldane (1919) erstellt. Die Kopplungsgruppen wurden bei LOD ≥ 3

gebildet und für alle Gruppen wurde ein dritter Anlauf (third run) ermöglicht. Anhand der

veröffentlichten Weizen-Mikrosatelliten-Karten von Röder et al. (1998) und Somers et al.

(2004) und der Roggen-DArT-Marker Karte von Bolibok-Bragoszewska et al. (2009) erfolgte

die Zuordnung der Kopplungsgruppen zu den Chromosomen von Triticale. Die Karten

wurden mit MapChart (Voorips, 2002) zur endgültigen Darstellung bearbeitet. Um eine

dichtere Abdeckung der Chromosomen zu ermöglichen, wurde eine integrierte Karte beider

Populationen erstellt.

Die QTL-Analysen wurden mit dem Computerprogramm PLABMQTL (Utz, 2009)

durchgeführt. Bei der QTL-Verrechnung der F2:4-Population wurden die phänotypischen

Daten Ährenbefall, Ährenschieben und Wuchshöhe eingegeben, bei der DH-Population

wurden zusätzlich zu den genannten Merkmalen die DON-Werte verrechnet. Im „final fit“

kalkuliert PLABMQTL für alle identifizierten QTL die erklärte phänotypische Varianz des

Gesamtmodells. Der LOD-Schwellenwert wurde zuvor auf 3,0 festgelegt, ab dem ein QTL als

signifikant angenommen wurde. Alle QTL wurden durch die Angaben der Genomposition,

der benachbarten Marker, dem Abstand zum nächstliegenden Marker, das Konfidenzintervall

(95%KI), den LOD-Wert und die normalisierte partielle phänotypische Varianz (nR2)

beschrieben. Das 95 %ige KI wurde nach Darvasi und Soller (1997) berechnet. Als „Haupt-


QTL“ werden im Folgenden alle QTL bezeichnet, die mehr als zehn Prozent der

normalisierten phänotypischen Varianz (nR²) erklären (Semagn et al., 2007). Die

phänotypische Varianz (R2) wurde normalisiert, damit die Summe der detektierten QTL dem

Modell R2 entsprechen (Zhu et al., 2004).

Zusätzlich dazu wurde eine fünf-fache Kreuzvalidierung durchgeführt, um die Aussagekraft

der phänotypischen Varianz der gefundenen QTL zu ermitteln. Hierbei wurden QTL für 80 %

der Individuen verrechnet, um sie dann mit den restlichen 20 % zu validieren. Der Original-

Datensatz (OD) wurde in fünf Untergruppen aufgeteilt, wobei vier Untergruppen den Schätz-

Datensatz (SD) darstellten und die letzte Untergruppe als Test-Datensatz (TD) fungierte. Die

Ergebnisse dieser Datensätze konnten anschließend mit dem Originaldatensatz verglichen

werden.

23 Ergebnisse

3. Ergebnisse

3.1 Phänotypische Daten

Die künstlichen Inokulationen mit F. culmorum aller Versuche sind in den Versuchsjahren

2007 bis 2009 an den Standorten Hohenheim, Singen-Bohlingen, Grabau und Ranzin

erfolgreich verlaufen.

3.1.1 Populationen der Kreuzung LASKO x ALAMO

3.1.1.1 F2:n-Populationen

Die Inokulationen im Jahr 2007 und 2008 der Versuche mit den F2:n-Populationen führten

an allen Standorten zu einem mittleren Befall (Tab. 4). Die Befallsmittelwerte lagen bei den

F2:n-Populationen in den Jahren 2007 und 2008 je nach Standort zwischen 25 und 42 %.

Die Befallswerte im Jahr 2007 waren durchschnittlich höher als im Versuchsjahr 2008.

LASKO, der resistentere Elter zeigte an allen Versuchsstandorten übereinstimmend einen

niedrigeren Ährenbefall als der anfällige Elter ALAMO. Die Standardsorte TRIMESTER

hatte im Mittel über zwei Jahre den höchsten Ährenbefall, wohingegen die Standardsorte

BENETTO den geringsten Ährenbefall aufwies. Die Wuchshöhe lag im Mittel je nach

Versuchsstandort zwischen 98 und 118 cm. LASKO war im Jahr 2007 etwas länger und

früher im Ährenschieben als ALAMO, jedoch im Jahr 2008 in etwa genauso lang und

genauso früh beim Ährenschieben wie ALAMO. Das mittlere Ährenschieben über zwei

Jahre lag bei 57,24 (mittelhohes EC-Stadium am Tag der Bonitur).

24 Ergebnisse

Tab. 4: Mittelwerte des Ährenbefalls, der Wuchshöhe und des Ährenschiebens von LASKO, ALAMO, deren 250 F2:n-Nachkommen und sieben Standardsorten 2007 und 2008

2007 2008

Genotyp HOHa BOH GRA HOH BOH RAN

Ährenbefall (%)

Eltern: LASKO 28,33 29,78 39,90 22,76 21,49 14,54 ALAMO 33,94 43,82 41,70 28,95 24,58 20,63 F2:n (LASKO x ALAMO) 32,56 41,66 41,30 27,32 24,96 18,11 Standards: TRIMESTER 40,06 55,42 45,11 54,08 46,89 17,63 LUPUS 42,03 53,14 42,66 45,79 37,46 10,24 MODUS 31,40 31,96 41,64 52,41 33,00 12,69 SW TALENTRO 34,87 39,46 39,88 39,93 34,22 12,09 KITARO 36,38 40,85 46,54 32,06 28,25 15,50 VITALIS 36,64 41,78 46,25 35,43 24,62 12,33 BENETTO 26,99 26,72 40,68 21,24 22,25 12,56

Wuchshöhe (cm)

Eltern: LASKO 120,13 118,61 114,72 111,20 126,00 117,05 ALAMO 114,96 115,71 106,75 111,43 126,00 117,17 F2:n (LASKO x ALAMO) 113,44 112,93 105,71 109,57 123,97 115,94 Standards: TRIMESTER 101,12 91,48 97,79 96,67 101,67 100,00 LUPUS 108,25 96,97 102,82 93,17 112,50 117,05 MODUS 113,26 118,01 113,35 116,67 116,67 125,00 SW TALENTRO 110,97 92,55 91,24 103,33 113,33 118,33 KITARO 109,16 109,06 101,44 106,67 111,67 110,00 VITALIS 114,67 120,33 102,77 116,67 128,33 123,33 BENETTO 116,53 112,99 105,97 110,00 123,33 121,67

Ährenschieben (EC)b

Eltern: LASKO 53,11 58,22 52,78 59,23 56,00 56,71 ALAMO 59,15 59,00 56,24 58,86 56,00 56,68 F2:n (LASKO x ALAMO) 58,01 58,87

54,71 58,49 56,89 56,46

Standards: TRIMESTER 54,68 57,00 52,25 57,00 53,33 54,67 LUPUS 51,05 54,35 50,94 56,33 57,00 56,23 MODUS 56,94 59,00 51,04 57,00 54,33 55,33 SW TALENTRO 57,07 57,01 53,90 58,33 54,00 57,33 KITARO 57,33 59,00 54,98 58,33 57,00 56,67 VITALIS 59,06 58,32 57,10 58,33 57,67 56,67 BENETTO 56,26 58,35 52,53 59,00 54,33 55,67 a HOH = Hohenheim; BOH = Bohlingen; GRA = Grabau; RAN = Ranzin

b 51 = Beginn Ährenschieben; 59 = Ende Ährenschieben

25 Ergebnisse

Die F2:n-Nachkommenschaft der Kreuzung LASKO x ALAMO ergab eine quantitative

Verteilung des mittleren Ährenbefalls über sechs Umwelten (Abb. 7). Dabei fand sich eine

signifikante Transgression in Richtung höherer Anfälligkeit, d.h. drei Nachkommen waren

signifikant anfälliger als der anfälligere Elter ALAMO. Es ergab sich ein signifikanter

Unterschied der Eltern LASKO und ALAMO.

0

20

40

60

80

100

120

140

26 28 30 32 34 36 38 40 42 44

Hä

ufig

ke

it

Ährenbefall (%)

ALAMO

LASKO

GD 5%

Abb. 7: Häufigkeitsverteilung der F2:n-Nachkommenschaft (N=250) für das Merkmal Ährenbefall über sechs Umwelten der Jahre 2007 und 2008; Pfeile bezeichnen die Leistung der Eltern; GD5% gibt die Grenzdifferenz an

Im Ährenschieben über sechs Umwelten konnten nur geringe Unterschiede beobachtet

werden (Tab. 5). Deutliche Differenzen zeigten sich dagegen in der Wuchshöhe und im

Ährenbefall, insbesondere zwischen den Standardsorten. Diese waren teilweise bis zu 17

cm unterschiedlich lang und hatten eine Spannweite des Ährenbefalls von 25 bis 42 %.

26 Ergebnisse

Tab. 5: Mittelwerte des Ährenbefalls, der Wuchshöhe und des Ährenschiebens von LASKO, ALAMO, sieben Standardsorten und deren 250 F2:n-Nachkommenschaften über sechs Umwelten

Genotyp Ährenbefall (%) Wuchshöhe (cm) Ährenschieben (EC)

Eltern:

LASKO 26,13 aa 118,41 54,73

ALAMO 32,27 b 117,26 58,00

F2:n (LASKO x ALAMO) 31,00 113,57 57,29

Standards:

TRIMESTER 43,20 97,96 54,86

LUPUS 38,55 107,21 53,58

MODUS 33,85 117,37 55,63

SWTALENTRO 33,41 104,69 56,28

KITARO 33,26 107,72 57,19

VITALIS 32,83 117,96 57,87

BENETTO 25,07 115,03 56,01 a Unterschiedliche Buchstaben bezeichnen signifikante Unterschiede; GD5% = 3,26; P< 0,05

Zwischen dem Ährenbefall und der Bonitur des Ährenschiebens gab es keine Korrelation (P

> 0,1). Die Korrelation zwischen Wuchshöhe und Ährenbefall der 250 F2:n-Nachkommen-

schaften über sechs Umwelten war mit r = -0,47 signifikant (P< 0,01; Abb. 8). Kürzere

Pflanzen zeigten somit auch einen höheren Befall.

80

85

90

95

100

105

110

115

120

125

130

25 30 35 40 45

Wu

ch

shöh

e (cm

)

Ährenbefall (%)

LASKO ALAMO

GD 5%

rp = -0,47**

rg = -0,5++

Abb. 8: Korrelation zwischen Wuchshöhe und mittlerem Ährenbefall von ALAMO, LASKO (rote Punkte), deren 250 F2:n-Nachkommenschaften (blaue Rauten) und sieben Standardsorten (grüne Dreiecke) über sechs Umwelten; rp= phänotypische Korrelation; rg = genotypische Korrelation

27 Ergebnisse

Der DON-Gehalt (mg kg-1) ausgewählter Genotypen der F2:n-Population, so dass die

ursprüngliche Variation erhalten blieb, wurde über fünf Umwelten bestimmt (Tab. 6). Die

beiden Eltern hatten im Mittel in ihrem DON-Gehalt einen signifikanten Unterschied. Sowohl

im mittleren Ährenbefall, als auch im mittleren DON-Gehalt lag LASKO auf niedrigerem

Niveau als ALAMO. Von allen geprüften Standard-Genotypen hatten BENETTO und

TRIMESTER die geringsten Toxinwerte, MODUS die höchsten. Der Populationsmittelwert

unterschied sich nicht vom Elternmittel.

Tab. 6: Mittelwerte des DON-Gehaltes (mg kg-1) von ALAMO, LASKO, deren 65 ausgewählten F2:n-Nachkommen und sieben Standardsorten an zwei bzw. drei Orten, im Jahr 2007 und 2008

2007 2008

Genotyp HOHa BOH HOH BOH RAN Mittel

Eltern:

LASKO 40,31 22,14 17,33 13,20 21,72 22,94

ALAMO 61,66 55,13 55,10 21,21 25,83 43,79

F2:n (LASKO x ALAMO) 39,89 34,41 35,92 19,00 27,00 31,24

GD5%b 17,32

Standards:

MODUS 56,12 62,06 70,93 81,96 36,88 61,59

KITARO 83,78 74,41 37,21 36,72 50,56 56,54

SW TALENTRO 68,66 85,10 36,17 29,69 32,97 50,52

LUPUS 67,80 52,46 55,97 25,75 42,85 48,97

VITALIS 64,81 48,36 47,62 26,92 32,44 44,03

TRIMESTER 47,89 47,89 48,32 36,04 31,50 42,33

BENETTO 30,60 35,15 37,67 30,72 19,10 30,65 a HOH = Hohenheim; BOH = Bohlingen; RAN = Ranzin

b GD5% gibt die Grenzdifferenz an; P< 0,05

Zwischen DON-Gehalt und Ährenbefall über fünf Umwelten ergab sich eine signifikante

Korrelation von r = 0,65 (P< 0,01; Abb. 9). Generell hatten die Genotypen, die einen

geringeren Ährenbefall hatten auch geringere DON-Gehalte, allerdings war die Streuung

des Ährenbefalls innerhalb derselben DON-Gehalte sehr groß. So hatten BENETTO und

einzelne F2:3-Nachkommen denselben DON-Gehalt von 30 mg kg-1, der Ährenbefall war

aber mit 25 bzw. 45 % signifikant verschieden.

28 Ergebnisse

10

20

30

40

50

60

70

20 25 30 35 40 45

DO

N-G

eh

alt (m

g k

g-1

)

Ährenbefall (%)

ALAMO

LASKO

GD 5%

Abb. 9: Korrelation zwischen dem DON-Gehalt und dem Ährenbefall im Erntegut von ALAMO, LASKO (rote Punkte), sieben Standardsorten (grüne Dreiecke) und deren 65 ausgewählten F2:n-Nachkommenschaften (blaue Rauten) über fünf Umwelten

Für die Kornbonitur wurden dieselben 65 Genotypen, die bereits für die DON-Analyse

ausgewählt wurden, visuell in die Noten eins, drei, fünf, sieben und neun eingeteilt. Die

Korrelationen zwischen der Kornbonitur und dem DON-Gehalt bzw. dem Ährenbefall wurde

gegeneinander aufgetragen (Abb. 10). Es ergaben sich signifikante Korrelationen von

r = 0,6 bzw. r = 0,7 (P< 0,01).

29 Ergebnisse

10

20

30

40

50

60

70

1 2 3 4 5 6 7 8 9

DO

N-G

eh

alt (m

g k

g-1

)

Kornbonitur (1-9)

ALAMO

LASKOGD 5%

10

20

30

40

1 2 3 4 5 6 7 8 9

Äh

ren

be

fall

(%)

Kornbonitur (1-9)

ALAMO

LASKO

GD 5%

A

B

Abb. 10: Korrelation zwischen der Kornbonitur und dem DON-Gehalt (A) bzw. dem Ährenbefall im Erntegut (B) von ALAMO, LASKO (rote Punkte), sieben Standardsorten (grüne Dreiecke) und deren 65 ausgewählten F2:n-Nachkommenschaften (blaue Rauten) über drei Standorte (HOH, BOH, RAN) im Jahr 2008

Die Varianzanalyse über sechs Umwelten zeigte für die Merkmale Ährenbefall,

Ährenschieben, Wuchshöhe und DON-Gehalt hoch signifikante Unterschiede innerhalb der

Population (P < 0,01; Tab. 7). Der Schätzwert der Varianzkomponenten der Genotypen war

für alle Merkmale, ausgenommen der DON-Gehalt, größer als die Varianzkomponenten der

Genotyp-Umwelt-Interaktion. Es zeigten sich mittlere Heritabilitäten. Die höchsten

Heritabilitäten ergaben sich für das Merkmal Wuchshöhe (h2 = 0,89).

30 Ergebnisse

Tab. 7: Varianzkomponentenschätzwerte (σ2) und Heritabilitäten für die F2:n-Nachkommenschaften für Ährenbefall, Ährenschieben, Wuchshöhe und DON-Gehalt über sechs bzw. fünf Umwelten; FG = Freiheitsgrad

Parameter FG Ährenbefall Ährenschieben Wuchshöhe DON-Gehalta

FG σ2

Varianzursache:

Umwelt (U) 5 88,32** 2,43** 38,75** 4 84,70**

Genotyp (G) 249 2,66** 0,17** 14,24** 64 36,86**

GxU 498 2,65** 0,16** 5,02** 256 60,15**

Fehler 1380 3,56 0,25 5,84 320 70,10

Heritabilität 0,72 0,71 0,89 0,75

a Über fünf Umwelten (HOH 2007 + 2008; BOH 2007 + 2008; Ranzin 2008)

3.1.1.2 DH-Population

Die Inokulationen mit F. culmorum im Jahr 2008 und 2009 der Versuche mit DH-Linien der

Kreuzung LASKO x ALAMO führten an allen Standorten zu einem mittleren Ährenbefall

zwischen 16 und 31 % (Tab. 8). Im Vergleich zu dem Versuchsjahr 2009 hatten im Jahr

2008 alle Genotypen einen höheren Ährenbefallsmittelwert. Die DH-Population am

Versuchsstandort Hohenheim hatte im Jahr 2008 den höchsten Befallsmittelwert, im

darauffolgenden Jahr zeigten Hohenheim und Bohlingen keinen signifikanten Unterschied.

LASKO, der resistentere Elter zeigte an allen Versuchsstandorten übereinstimmend einen

niedrigeren Ährenbefall als der anfällige Elter ALAMO. Die Standardsorte TRIMESTER

zeigte den höchsten, die Standardsorte BENETTO den geringsten Ährenbefall. Die

Wuchshöhe lag im Mittel je nach Standort zwischen 96 und 119 cm. LASKO war in beiden

Versuchsjahren in etwa genauso lang und genauso früh im Ährenschieben wie ALAMO.

Das mittlere Ährenschieben der gesamten DH-Linien hatte ein EC-Stadium von 56

(mittleres EC-Stadium am Tag der Bonitur).

31 Ergebnisse

Tab. 8: Mittelwerte des Ährenbefalls, der Wuchshöhe und Ährenschieben von LASKO, ALAMO, 150 DH-Linien und sieben Standardsorten an drei Orten in den Jahren 2008 und 2009

2008

2009

Genotyp HOHa BOH RAN

HOH BOH RAN

Ährenbefall (%)

Eltern: LASKO 22,76 21,49 14,54 14,74 15,45 7,82 ALAMO 28,95 24,58 20,63 19,22 22,01 14,89 DH-L (LASKO x ALAMO) 26,37 23,77 17,95 18,84 19,87 13,40 Standards: TRIMESTER 54,08 46,89 17,63 21,01 27,08 21,49 SW TALENTRO 39,93 34,22 12,09 24,60 34,32 17,68 LUPUS 45,79 37,46 10,24 22,37 23,42 10,68 MODUS 52,41 33,00 12,69 19,40 19,98 12,00 VITALIS 35,43 24,62 12,23 23,22 24,56 6,86 KITARO BENETTO

32,06 21,24

28,25 22,25

15,50 12,56

20,17 15,85

18,45 18,90

9,66 9,47

Wuchshöhe (cm)

Eltern: LASKO 111,20 126,00 117,05 110,71 120,53 119,15 ALAMO 111,43 126,00 117,17 109,37 119,60 112,67 DH-L (LASKO x ALAMO) 113,71 128,59 118,91 111,50 120,32 113,63 Standards: TRIMESTER 96,67 101,67 100,00 91,99 86,25 102,05 SW TALENTRO 103,33 113,33 118,33 98,02 88,94 102,89 LUPUS 93,17 112,50 117,05 102,40 109,54 108,20 MODUS 116,67 116,67 125,00 103,93 119,07 112,43 VITALIS 116,67 128,33 123,33 108,01 125,57 112,62 KITARO 106,67 111,67 110,00 92,94 106,70 102,77 BENETTO 110,00 123,33 121,67 113,58 120,09 115,40

Ährenschieben (EC)b

Eltern: LASKO 59,23 56,00 56,71 55,55 55,67 56,71 ALAMO 58,86 56,00 56,68 56,45 57,98 56,57 DH-L (LASKO x ALAMO) 58,16 55,53 55,98 56,21 56,33 54,15 Standards: TRIMESTER 57,00 53,33 54,67 55,29 56,89 52,77 SW TALENTRO 58,33 54,00 57,33 55,41 58,35 55,64 LUPUS 56,33 57,00 56,23 54,02 54,59 51,05 MODUS 57,00 54,33 55,33 55,70 56,36 52,78 VITALIS 58,33 57,67 56,67 56,42 57,04 56,52 KITARO 58,33 57,00 56,67 55,86 55,33 55,97 BENETTO 59,00 54,33 55,67 55,98 56,33 53,13 a HOH = Hohenheim; BOH = Bohlingen; GRA = Grabau; RAN = Ranzin

b 51 = Beginn Ährenschieben; 59 = Ende Ährenschieben

32 Ergebnisse

Die DH-Linien der Kreuzung LASKO x ALAMO ergab eine quantitative Verteilung des

mittleren Ährenbefalls über sechs Umwelten (Abb. 11). Der Ährenbefall über sechs

Umwelten hatte eine Spannweite der Genotypen von 14 bis 31 %. LASKO und ALAMO

zeigten einen signifikanten Unterschied im Ährenbefall bei einer Grenzdifferenz von 4,6 im

Mittel. Der Befall der Nachkommen im Mittel über sechs Umwelten lag bei 20,03 %. Es

ergab sich eine signifikante Transgression in Richtung höherer Anfälligkeit, es gab jedoch

auch einen Nachkommen, der einen signifikant geringeren Befallswert hatte als der Elter

LASKO.

0

10

20

30

40

50

60

14 16 18 20 22 24 26 28 30

Hä

ufig

ke

it

Ährenbefall (%)

ALAMO

LASKO

GD 5%

Abb. 11: Häufigkeitsverteilung der DH-Linien über sechs Umwelten; Pfeile bezeichnen die Leistung der Eltern; GD5% gibt die Grenzdifferenz an; P< 0,05

Die Standardsorte TRIMESTER war auffallend kürzer als die anderen Standardsorten und

zeigte den höchsten Ährenbefall (Tab. 9). Im Ährenschieben war LASKO früher als

ALAMO, deren Wuchshöhe zeigte keinen Unterschied. Die Korrelation zwischen dem

Ährenbefall und der Wuchshöhe bzw. dem Ährenschieben der 150 DH-Linien über sechs

Umwelten betrug r = -0,2 bzw. r = 0,16 (P < 0,01).

33 Ergebnisse

Tab. 9: Mittelwerte des Ährenbefalls, der Wuchshöhe und des Ährenschiebens von LASKO, ALAMO, deren 150 DH-Linien, und sieben Standardsorten über sechs Umwelten

Genotyp Ährenbefall (%) Wuchshöhe (cm) Ährenschieben (EC)

Eltern:

LASKO 16,13 117,90 54,61 ALAMO 21,71 117,96 57,47 DH-L 20,03 117,78 56,06

Standards: TRIMESTER 31,45 96,28 55,03 LUPUS 24,99 109,23 54,13 MODUS 24,91 115,84 55,27 SWTALENTRO 27,14 103,87 56,68 KITARO 20,68 104,85 56,47 VITALIS 21,15 119,36 57,12 BENETTO 16,71 117,44 55,73

Die beiden Eltern der DH-Linien der Kreuzung LASKO x ALAMO unterschieden sich im

Mittel in ihrem DON-Gehalt (Tab. 10). Der Elter LASKO lag im DON-Gehalt auf einem

niedrigeren Niveau als ALAMO. Von den Standard-Genotypen hatten BENETTO und

LUPUS die geringsten Toxinwerte, MODUS die höchsten. Bei der Kornbonitur konnte man

im Mittel bei einer Grenzdifferenz von 1,84 einen signifikanten Unterschied der Eltern

feststellen. Mit einer Boniturnote von 8 hatten die Standardsorten MODUS und

TRIMESTER die höchsten, die Standardsorte BENETTO mit 5,7 den geringsten sichtbaren

Befall der Körner.

Tab. 10: Mittelwerte des DON-Gehaltes, des Ährenbefalls und der Kornbonitur von LASKO, ALAMO, deren 150 DH-Linien und sieben Standardsorten an drei Orten, 2009

Genotyp DON-Gehalt (mg kg-1

)

Ährenbefall (%)

Kornbonitur

(1-9)b

HOHa BOH RAN Mittel

Kreuzungspopulation:

LASKO 18,38 6,89 5,66 10,31 12,67 3,28

ALAMO 31,87 22,41 19,10 24,46 18,71 5,06

DH-L (LASKO x ALAMO) 27,87 16,38 13,63 19,29 17,37 4,57

Standards:

MODUS 44,05 45,50 18,37 35,98 17,13 8,33

VITALIS 31,32 39,42 34,74 35,16 18,21 6,33

KITARO 42,68 31,13 18,88 30,90 16,09 6,33

TRIMESTER 39,58 14,50 20,68 24,92 23,19 8,33

SW TALENTRO 25,22 23,51 18,34 22,36 25,53 7,33

LUPUS 24,33 25,18 16,63 22,05 18,82 6,17

BENETTO 18,74 14,82 15,80 16,46 14,74 5,67 a HOH = Hohenheim; BOH = Bohlingen; RAN = Ranzin

b 1 = kein visuell sichtbarer Befall; 9 = höchster visuell sichtbarer Befall

34 Ergebnisse

Für die Korrelation zwischen dem Ährenbefall und dem DON-Gehalt bzw. zwischen der

Kornbonitur der 150 DH-Linien im Jahr 2009 ergaben sich geringe bis mittlere Werte von

r = 0,32 bzw. r = 0,61 (P < 0,01; Abb. 12).

0

5

10

15

20

25

30

35

40

0 5 10 15 20 25 30

DO

N-G

eh

alt (m

g k

g-1

)

Ährenbefall (%)

0

5

10

15

20

25

30

35

40

1 2 3 4 5 6 7 8 9

DO

N-G

eh

alt (

mg

kg

-1)

Kornbonitur (1-9)

ALAMO

ALAMO

LASKO

LASKO

GD 5%

GD 5%

A

B

r = 0,32

r = 0,61

Abb 12: Beziehung zwischen der Kornbonitur und dem Ährenbefall im Erntegut (A) bzw. dem DON-Gehalt (B) von ALAMO, LASKO (rote Punkte), deren 150 DH-Linien (blaue Rauten) und sieben Standardsorten (grüne Dreieicke), über drei Standorte (HOH, BOH, RAN) im Jahr 2009

35 Ergebnisse

In der Varianzanalyse für die 150 DH-Linien der Kreuzung LASKO x ALAMO über sechs

Umwelten für die Merkmale Ährenbefall, Ährenschieben, Wuchshöhe und DON-Gehalt

ergaben sich signifikante genotypische Unterschiede innerhalb der Linien (Tab. 11). Der

Schätzwert der Varianzkomponenten der Genotypen war für alle Merkmale größer als die

Varianzkomponenten der Genotyp-Umwelt-Interaktion. Es zeigten sich hohe Heritabilitäten,

der höchste Wert ergab sich für das Merkmal Wuchshöhe (h2 = 0,92).

Tab. 11: Varianzkomponentenschätzwerte (σ2) für die 150 DH-Linien der Kreuzung LASKO x ALAMO für Ährenbefall, Ährenschieben, Wuchshöhe und DON-Gehalt über sechs bzw. drei Umwelten

Parameter FG Ährenbefall Ährenschieben Wuchshöhe DON-Gehalta

FG σ2

Varianzursache:

Umwelt (U) 5 20,74** 1,69** 39,49** 2 58,56**

Genotyp (G) 149 4,46** 0,64** 26,67** 149 21,28**

GxU 745 2,99** 0,43** 8,33** 298 17,60**

Fehler 3198 2,39 0,19 6,04 447 30,44

Heritabilität 0,83 0,86 0,92 0,68

a Für drei Orte im Jahr 2009

36 Ergebnisse

3.1.1.3 Vergleich der Populationen

In Abbildung 13 werden die Häufigkeitsverteilungen der F2:4-Population mit der DH-

Population über drei Orte im Jahr 2008 verglichen. Beide Populationen wiesen eine

Normalverteilung des Ährenbefalls auf. Die DH-Population zeigte im Mittel einen

niedrigeren Ährenbefall. Die Spannweiten des Ährenbefalls von 18 bzw. 21 bis 34 % waren

in etwa gleich.

0

20

40

60

80

100

120

140

16 18 20 22 24 26 28 30 32 34

Hä

ufig

ke

it (A

nza

hl L

inie

n)

Ährenbefall (%)

F2:4

DH

LASKO

ALAMO

GD 5%

Abb. 13: Häufigkeitsverteilung der F2:4-Nachkommenschaften (rot) und der DH-Population (blau) der Kreuzung LASKO x ALAMO im Vergleich für das Merkmal Ährenbefall über drei Orte (Hohenheim, Bohlingen, Ranzin) im Jahr 2008; Pfeile bezeichnen die Leistung der Eltern; GD5% gibt die Grenzdifferenz an

In der Varianzanalyse für die 250 F2:4-Nachkommenschaft und die 150 DH-Linien der

Kreuzung LASKO x ALAMO über drei Orte im Jahr 2009 für das Merkmal Ährenbefall

ergaben sich signifikante genotypische Unterschiede (Tab. 12). Die Varianz-

komponentenschätzwerte der DH-Linien zeigten größere Werte als die der F2:4-

Nachkommenschaften. Es zeigte sich ebenfalls eine höhere Heritabilität.

37 Ergebnisse

Tab. 12: Varianzkomponentenschätzwerte (σ2) für die F2:4-Nachkommenschaften und DH-Linien für Ährenbefall über drei Orte (Hohenheim, Bohlingen, Ranzin) im Jahr 2008, FG = Freiheitsgrad

F2:4 DH-L

Parameter FG Ährenbefall (%) FG Ährenbefall (%)

Varianzursache:

Ort (O) 2 22,86** 2 18,56**

Genotyp (G) 249 1,28** 149 3,93**

GxO 498 1,31** 298 2,45**

Fehler 2328 2,05 2328 2,05

Heritabilität 0,53 0,72

3.1.2 Weitere Populationen

Die Häufigkeitsverteilungen der zwei Kreuzungspopulationen LASKO x TRIMESTER

und LASKO x VITALIS, sowie der unabhängigen Kreuzungspopulation

LUPUS x SWTALENTRO unterschieden sich in ihrer Anfälligkeit (Abb. 14). Die

unabhängige F2:4-Kreuzungspopulation LUPUS x SW TALENTRO entsprach am besten der

Normalverteilung. Mit einem Populationsmittelwert von 16,52 % hatte sie auch den

geringsten Befall. Die Kreuzungspopulation LASKO x VITALIS hatte mit einem

Populationsmittelwert 19,07 % einen etwas höheren Ährenbefall.

38 Ergebnisse

0

10

20

30

40

50

8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28

Hä

ufig

ke

it (A

nza

hl L

inie

n)

Ährenbefall (%)

Lasko x Trimester

0

10

20

30

40

50

8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28

Hä

ufig

ke

it (A

nza

hl L

inie

n)

Ährenbefall (%)

Lasko x Vitalis

0

10

20

30

40

50

8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28

Hä

ufig

ke

it (A

nza

hl L

inie

n)

Ährenbefall (%)

Lupus x SWTalentro

A

C

B

GD 5%

GD 5%

GD 5%

SWTalentro

LASKO

VITALIS

LUPUS

LASKO

TRIMESTER

Abb. 14: Häufigkeitsverteilungen der Populationen LASKO x TRIMESTER (A; N = 100), LASKO x VITALIS (B; N = 100) und LUPUS x SW TALENTRO (C; N = 150) gemittelt über drei Orte; 2009

39 Ergebnisse

Nur in der Kreuzungspopulation LASKO x VITALIS zeigte der resistente Elter LASKO einen

signifikant geringeren Ährenbefall, als der anfällige Elter VITALIS (Tab. 13). Die Mittelwerte

und genotypischen Spannweiten des Ährenbefalls der drei F2:4-Populationen über drei Orte

im Jahr 2009 lagen zwischen 8 und 27 %.

Tab. 13: Mittelwerte und genotypische Spannweiten des Ährenbefalls (%) von drei F2:4-Populationen über drei Orte im Jahr 2009; P1 = LASKO bzw. LUPUS; P2 = TRIMESTER, VITALIS bzw. SW TALENTRO

Eltern Populationen

Population P1 P2 GD5% Mittel Popul. Spannweite GD5%

LASKO x TRIMESTER 14,54 aa 18,09 a 3,76 18,15 11,60-25,12 3,38

LASKO x VITALIS 13,77 a 20,43 b 3,97 19,07 13,27-25,34 3,45

LUPUS x SWTALENTRO 17,10 a 24,13 a 8,74 16,52 8,57-27,08 4,81

a Unterschiedliche Buchstaben bezeichnen signifikante Unterschiede; GD5%=Grenzdifferenz; P< 0,05

In der Varianzanalyse für drei F2:4-Kreuzungspopulationen über drei Orte für das Merkmal

Ährenbefall ergaben sich für die Orte, Genotypen und Genotyp-Ort-Interaktionen hoch

signifikante Unterschiede (Tab. 14). Die Varianzursache Ort zeigte für den Ährenbefall die

höchsten Varianzkomponenten. In allen Kreuzungspopulationen war die Varianz der

Genotyp-Ort-Interaktion kleiner als die des Genotyps. Es zeigten sich hohe Heritabilitäten

zwischen h2 = 0,7 und 0,82.

Tab. 14: Varianzkomponentenschätzwerte für drei F2:4-Populationen für Ährenbefall über drei Orte (HOH, BOH, RAN) im Jahr 2009; FG=Freiheitsgrad

Parameter LASKO x TRIMESTER

LASKO x VITALIS LUPUS x SWTALENTRO

FG Ähren- befall (%)



Varianzursache:

Ort (O) 2 18,59** 2 33,73** 2 36,03**

Genotyp (G) 99 6,89** 99 3,57** 149 7,97**

G x O 198 1,72** 198 2,05** 289 5,65**

Fehler 588 2,68 588 2,55 870 3,30

Heritabilität 0,82 0,70 0,73

** Signifikant bei P <0,01

40 Ergebnisse

3.2 Kartierung von zwei Populationen

Die Kreuzungspopulationen LASKO x ALAMO und LASKO x TRIMESTER wurden mit je

898 Weizen- und 299 Roggen-SSR-Markern untersucht. Aus diesen Markern resultierte ein

Polymorphiegrad von 12 bzw. 8 % (Tab. 15). Dieser Polymorphiegrad wurde mit Hilfe von

DArT-Markern leicht erhöht. Der Polymorphiegrad der Kreuzungspopulationen

LASKO x VITALIS und LUPUS x SW TALENTRO war mit 7 % und 10 % noch geringer als

bei den anderen Populationen. Der Polymorphiegrad war somit bei der Population der

Kreuzung LASKO x ALAMO (18 %) am höchsten. Bei beiden kartierten Populationen wurde

durch einen Chi-Quadrat-Test (χ²) bestätigt, dass es bei mehreren Markern zu einer hoch

signifikanten Abweichung des erwarteten Spaltungsverhältnisses kam.

Tab. 15: Polymorphiegrad der Eltern von vier Kreuzungspopulationen bezogen auf Roggen- bzw. Weizen- SSR-Markern (N=1197) und DArT-Markern (N=7300)

Eltern SSR-Marker DArT-Marker

LASKO / ALAMO 12 % 18 %

LASKO / TRIMESTER 8 % 9 %

LASKO / VITALIS 7 % -

LUPUS / SWTALENTRO 10 % -

Die kartierte Gesamtlänge des Genoms betrug bei der Population der Kreuzung LASKO x

ALAMO 1.815 cM und bei der Population der Kreuzung LASKO x TRIMESTER 1.407 cM

(Tab. 16). Für die Kreuzungspopulation LASKO x ALAMO wurden 1328 polymorphe Marker

mit 146 DH-Linien für die Kartierung verwendet. Von diesen Markern konnten jedoch nur

350 Marker kartiert werden, da sehr viele der polymorphen Marker an derselben Stelle des

Chromosoms lagen (Clusterbildung). Bei der Population der Kreuzung LASKO x

TRIMESTER wurden 94 Individuen mit 631 polymorphen Markern kartiert. Davon wurden

310 Marker in die genetische Karte integriert. Es entstand ein durchschnittlicher

Markerabstand von 5,19 bzw. 4,54 cM.

Tab. 16: Übersicht über die Anzahl der polymorphen und kartierten Marker (SSR- und DArT-Marker) der Kreuzungspopulationen LASKO x ALAMO und LASKO x TRIMESTER

Population # Linien # polymorphe Marker

# kartierte Marker

Polymorphe Regionen (cM)

Durchschnittliche Markerdichte (cM)

LASKO x ALAMO 146 1328 350 1.815 5,19

LASKO x TRIMESTER 94 631 310 1.407 4,54

41 Ergebnisse

3.2.1 Genetische Karte LASKO x ALAMO

Die genetische Karte der DH-Population der Kreuzung LASKO x ALAMO umfasst 21

Chromosomen (siehe Anhang; Abb. 17). Das Roggengenom R war mit 151 kartierten

Markern am besten abgedeckt (Tab. 17). Die beiden Weizen-Genome A und B waren mit

95 bzw. 104 Markern in etwa gleich abgedeckt. Von insgesamt 1201 untersuchten SSR-

Markern waren insgesamt 163 Marker polymorph und 102 davon wurden in die genetische

Karte integriert. Die genetische Karte umfasste 52 Kopplungsgruppen, davon wurden 22

Kopplungsgruppen den Chromosomen zugeordnet, wobei Chromosom 2B aus zwei

Kopplungsgruppen bestand. Es konnten alle der 21 Chromosomen des Triticalegenoms

lokalisiert werden. Insgesamt lagen 20 Marker ungekoppelt vor, von denen 10 Marker

anhand der bekannten Kartenposition zugeordnet werden konnten.

Tab. 17: Anzahl kartierter Marker und deren Chromosomenabdeckung der DH-Population LASKO x ALAMO im A-,B- und R-Genom (SSR- und DArT-Marker)

Chromosom A-Genom B-Genom R-Genom

SSR DArT SSR DArT SSR DArT

1 2 3 1 8 1 19

2 6 2 3/3 9/12 6 28

3 6 8 2 0 3 15

4 2 3 6 7 6 23

5 8 6 5 5 2 22

6 7 16 7 10 1 21

7 14 12 11 15 0 4

Summe 45 50 38 66 19 132

In Abbildung 15 ist beispielhaft ein Ausschnitt aus der genetischen Karte der DH-Population

der Kreuzung LASKO x ALAMO dargestellt. Die DArT-Marker werden mit rPt, tPt und wPt

benannt. Exemplarisch für das ganze Genom sind hier die Chromosomen 4A, 4B und 4R

dargestellt. Alle Chromosomen sind relativ dicht abgedeckt, allerdings zeigen die

Weizenchromosomen oft nur kurze polymorphe Bereiche.

42 Ergebnisse

LASKO X ALAMO

1ABS_WMS330.01A_WMS8350.51A_wPt-11679.01A_wPt-628014.81A_wPt-059520.0

Chromosom_1A

2A_wPt-63930.02A_BARC151.62AS_WMS3722.12AB_WMC632.82A_WMS3286.52A_BARC516.02AL_WMS31222.62A_wPt-324423.2

Chromosom_2A

3A_WMS11100.03AL_WMS6383.1

wPt-109229.1tPt-51372629.83AL_WMS15535.7

wPt-34598845.8

3A_wPt-976167.13A_WMS109673.13A_wPt-133976.63A_wPt-439877.73A_WMS43480.83A_wPt-188883.13A_wPt-039887.03AL_WMS122987.6

Chromosom_3A

4AL_BARC1700.04A_WMS9371.84A_wPt-80196.24A_wPt-36386.74A_wPt-944516.7

Chromosom_4A

5A_BARC1410.05A_wPt-97485.95AL_WMS12369.4tPt-51287719.45A_wPt-909419.6

5A_BARC15132.7

5A_CFA216371.85AL_WMS98277.75A_CFA215578.85A_wPt-105283.15A_wPt-509686.15AL_WMS59595.65A_tPt-4184101.6

5AL_WMS291113.3

Chromosom_5A

1B7B_wPt-25400.01B_wPt-31720.91B_WMS11301.81B_wPt-73718.71B_wPt-735916.61A1B_wPt-285917.81B_wPt-030819.31B_wPt-346520.3

1B_tPt-524966.3

Chromosom_1B

2BL_WMS13000.02B_wPt-06940.82B2D_wPt-42234.72B_wPt-91906.42B_wPt-716110.02B_wPt-700411.31B2B_wPt-877613.2rPt-50825930.12B_wPt-442632.62B_WMC36133.62B_wPt-363235.32B_WMS61937.9

Chromosom_2B1

2B_tPt-46020.02B_tPt-16631.72B_wPt-575912.32B_wPt-927415.3tPt-51318817.02B_BARC3519.62B_WMS120323.6tPt-51365925.82B_WMS112835.72B4D_tPt-462737.32B_wPt-769539.3tPt-585341.5

2B_wPt-966898.7wPt-432799.72B_wPt-9402102.9

Chromosom_2B2

WMS2470.03B_WMS1813.5

Chromosom_3B

4B_wPt-52650.0

4B_WMC12522.94B_wPt-104631.1tPt-51365231.84B_wPt-741237.44BL_5ALWMS736b42.74BL_WMS93047.64B_WMS14952.24B_wPt-879652.64BSL_WMS51354.04B_wPt-614955.1

4B_wPt-939375.04AB_WMC61776.8

Chromosom_4B

1R_SCM210.0

rPt-39966234.6rPt-38980336.2

rPt-50712045.7rPt-50839750.5rPt-39031852.3rPt-41076055.1rPt-288857.7rPt-39972365.6rPt-41106366.3rPt-50662968.0rPt-50743869.3rPt-39937874.8rPt-39010379.1rPt-50832586.1rPt-50705988.5rPt-50852095.2rPt-40132297.8rPt-50656198.2rPt-507790103.7

Chromosom_1R

rPt-4111410.0tPt-42692.02R_SCM108.1rPt-5076759.1rPt-40249414.6rPt-39873715.6rPt-41087118.92R_SCM23321.8rPt-100223.32R_RMS120325.3rPt-50619626.02RL_SCM7526.8rPt-38980730.3rPt-40251932.5rPt-50916034.7rPt-50783736.0rPt-38990837.42R_SCM6142.5SCM25444.9tPt-51365746.8rPt-39876148.5rPt-50854349.8rPt-50649660.4rPt-40092362.0rPt-50910566.6rPt-50909667.9rPt-39883174.9rPt-41106679.2rPt-50538592.3rPt-50539193.0tPt-51340794.8rPt-508776102.2rPt-506604103.4rPt-509197107.4

Chromosom_2R

rPt-5053380.0rPt-4023989.9rPt-40026417.2BARC918.2rPt-50951321.5rPt-39042923.6wPt-129125.0tPt-51411427.4tPt-374633.3rPt-085734.4rPt-50617334.9rPt-40250435.93R_RMS102839.0rPt-38970840.0rPt-38945443.4rPt-50789743.9SCM28445.9rPt-50806852.6

Chromosom_3R

SCM2280.0rPt-5085821.4rPt-38994112.9rPt-41122813.8rPt-38927222.1rPt-50516533.2rPt-50789937.6rPt-50645838.6rPt-40156339.94R_SCM6640.84R_RMS118141.9rPt-39043643.2rPt-41093245.6rPt-50717947.8rPt-41076849.0rPt-50807049.4rPt-39878357.1rPt-40082859.4rPt-40181762.0rPt-50670664.44R_SCM33965.6tPt-744866.5rPt-38961067.44R_RMS115468.3tPt-51372971.84R_SCM11674.3rPt-50955275.9rPt-50819979.5rPt-39957581.7

Chromosom_4R

rPt-5061720.0rPt-39974312.9rPt-39946214.9rPt-40239116.4rPt-50967721.6rPt-50558122.3rPt-50674724.4rPt-39880028.75R_RMS126434.4rPt-50966837.9rPt-39966340.5rPt-50890241.6rPt-50889742.4tPt-894044.2rPt-40127551.0rPt-50737351.9rPt-50892552.7rPt-50597357.6rPt-39939758.6rPt-50557759.6

rPt-507326107.65R_SCM280109.2rPt-506066113.9rPt-402334116.1

Chromosom_5R

3.2.2 Genetische Karte LASKO x TRIMESTER

Die genetische Karte der Kreuzungspopulation LASKO x TRIMESTER wurde

ausschließlich mit DArT-Markern erstellt. Von den insgesamt 7300 Markern waren 631

polymorph, davon wurden 310 Marker kartiert. Auch in diesem Fall war das Roggen-

Genom mit 170 kartierten Markern am besten abgedeckt. Die beiden Weizen-Genome

zeigten 61 bzw. 79 kartierte Marker. Die genetische Karte der F2:4-Kreuzungspopulation

LASKO x TRIMESTER umfasst 20 Chromosomen (siehe Anhang, Abb. 18). Sie beinhaltet

insgesamt 56 Kopplungsgruppen, von denen mit Ausnahme von fünf Gruppen alle den 21

Chromosomen des Triticalegenoms zugeordnet werden konnten. Das Chromosom 6B

konnte nicht dargestellt werden.

3.2.3 Integrierte genetische Karte

Die integrierte genetische Karte wurde erstellt, um eine vollständige Abdeckung der

Chromosomen zu erhalten (siehe Anhang, Abb. 22). Es gelang jedoch nur von neun

Chromosomen des Triticalegenoms mit insgesamt 21 Chromosomen eine integrierte Karte

zu erstellen, da zu wenig gemeinsame Marker vorhanden waren. Exemplarisch für die

integrierte Karte ist in Abbildung 16 das Chromosom 3R dargestelllt.

Abb. 15: Ausschnitt

aus der Kartierung

der DH-Population

LASKO x ALAMO mit

SSR- und DArT-

Markern des je-

weiligen 4. Chromo-

soms aller drei

Genome A, B und R;

vollständige Karte

siehe Anhang, Abb.

17.

43 Ergebnisse

rPt-5053380.0

rPt-4023989.9

rPt-40026417.2BARC918.2rPt-50951321.5rPt-39042923.6wPt-129125.0tPt-51411427.4tPt-374633.3rPt-085734.4rPt-50617334.9rPt-40250435.93R_RMS102839.0rPt-38970840.0rPt-38945443.4rPt-50789743.9SCM28445.9

rPt-50806852.6

Chr_3R_LA_x_ALA

rPt-5053380.0

rPt-40239810.1BARC918.7rPt-50951321.5rPt-39042924.2wPt-1291 rPt-50696125.3rPt-50971926.7tPt-51411428.2rPt-50787729.5rPt-50650430.0tPt-374633.9rPt-085734.9rPt-50617335.3rPt-38967636.1rPt-40250436.33R_RMS102839.7rPt-38970841.0rPt-38945444.1rPt-50789744.6rPt-50743445.1rPt-50737445.7rPt-39989746.1rPt-50710546.2rPt-39072446.3rPt-50684746.5SCM28446.6rPt-50841846.7rPt-50860947.2rPt-40116349.2rPt-50806853.2rPt-50522763.9rPt-50780168.7

Int_Chr_3R

rPt-5069610.0rPt-5097191.8rPt-5078775.7rPt-5065046.4rPt-4025048.7rPt-5061739.6rPt-38967612.2rPt-38970816.2rPt-50743418.7rPt-50860919.4rPt-50841819.6rPt-39072420.0rPt-50684720.2rPt-38945420.7rPt-39989721.7rPt-40116322.5rPt-50710523.8rPt-50737424.0

rPt-39001837.7rPt-50522741.9rPt-50757543.1rPt-50780144.8rPt-50656545.0rPt-40129645.6rPt-50645546.1rPt-41124346.5rPt-50696747.1rPt-40173850.3rPt-568855.6rPt-40026461.0

Chr_3R_LA_x_TRI

Das integrierte Chromosom aus beiden Populationen enthält eine größere Marker-Anzahl,

als die Chromosomen der jeweiligen Einzelpopulationen. Die Verteilung der jeweiligen

Marker entspricht größtenteils der vorherigen Anordnung der Marker.

3.3 QTL-Analyse von zwei Kreuzungspopulationen

Für die Kreuzungspopulation LASKO x ALAMO wurden insgesamt sechs QTL für das

Ährenschieben mit einer phänotypisch erklärten Varianz von insgesamt 65,9 %, vier QTL

für die Wuchshöhe (38,1 %), ein QTL für den DON-Gehalt (8,4 %) und vier QTL für den

Ährenbefall (36,9 %) detektiert (Tab. 19). Die Standorte wurden einzeln über zwei Jahre

hinweg verrechnet. Hierbei unterschied sich der Standort Hohenheim von den anderen

beiden Standorten. In Hohenheim konnte nur ein QTL für Ährenschieben und ein QTL für

Ährenbefall gefunden werden. Diese hatten jeweils nur sehr kleine Effekte und waren auf

einem anderen Chromosom zu finden, als an den beiden anderen Standorten.

Abb. 16: Beispiel für

eine Karte des

Chromosoms 3R der

Kreuzungspopulationen

LASKO x ALAMO

(links), Kreuzungs-

population LASKO x

TRIMESTER (rechts)

und integrierte Karte

aus beiden Popul.

(mitte); Verbindungs-

linien markieren die

übereinstimmenden

Marker

44 Ergebnisse

Tab. 18: QTL-Ergebnisse für Ährenschieben, Wuchshöhe, DON-Gehalt und Fusarium-Ährenbefall der DH-Population LASKO x ALAMO (N = 146) über sechs Umwelten; fett markiert sind die Marker, die dem QTL am nächsten liegen; Donor L = LASKO, A = ALAMO

QTL

Chr. Flankierende Marker

n.M.a Pos. 95%KI

b LOD nR

2 c

Donor links rechts [cM] [cM] [cM] [%]

Ährenschieben (EC)

1 A 5A CFA2155 wPt-1052 1 82 77 - 87 13,16 18,68

2 A 6A wPt-3524 wPt-6904 0 154 138 - 170 3,69 6,52

3 A 7A WMC405 wPt-1436 0 84 75 - 93 6,86 10,19

4 A 4R rPt-507899 rPt-401563 0 38 25 - 51 4,57 6,68

5 L 5R rPt-505577 rPt-507326 5 102 91 - 113 5,57 8,02

6 A 6R tPt-513470 tPt-4479 7 56 50 - 62 10,35 15,79

Σ R2 (%) 65,9

Wuchshöhe (cm)

1 L 5A BARC151 CFA2163 1 34 17 - 51 3,46 7,07

2 L 7A WMS698 WMS1066 1 172 15 - 181 4,05 11,89

3 L 5B wPt-8637 wPt-3289 0 2 0 - 16 4,10 9,11

4 A 6R rPt-398480 rPt-505745 6 6 0 - 14 7,81 10,06

Σ R2 (%) 38,1

DON-Gehalt (mg kg-1

)d

1 L 4B wPt-7412 WMS736b 2 40 23 - 57 3,39 8,40

Σ R2 (%) 8,4

Ährenbefall (%)

1 L 2A BARC15 WMS372 0 2 0 - 10 7,24 8,73

2 L 1B wPt-0308 wPt-3465 8 28 22 - 34 9,49 8,85

3 L 5R rPt-506172 rPt-399743 2 2 0 - 11 6,93 12,68

4 L 6R tPt-513470 tPt-4479 4 60 53 - 67 9,49 6,68

Σ R2 (%) 36,9

a n.M. = Distanz zum nächstgelegenen Marker

b 95%iges KI = 95 % des Konfidenzintervalls nach Darvasi und Soller (1997)

c nR

2 = normalisierte partielle phänotypisch erklärte Varianz

d Drei Orte, 2009

Für die Kreuzungspopulation LASKO x TRIMESTER wurden insgesamt zwei QTL für

Ährenschieben, ein QTL für die Wuchshöhe und zwei QTL für den Ährenbefall mit jeweils

29 %, 2,8 % und 41,1 % der phänotypisch erklärten Varianz detektiert (Tab. 20). In der

Einzelverrechnung der Orte wurden übereinstimmende Ergebnisse für die QTL gefunden.

45 Ergebnisse

Tab. 19: QTL-Ergebnisse für Ährenschieben, Wuchshöhe und Fusarium-Ährenbefall der F2:4-Population LASKO x TRIMESTER (N = 94) über drei Orte, 2009; fett markiert sind die Marker, die dem QTL am nächsten liegen; Donor T = TRIMESTER, Donor L = LASKO

QTL

Chr. Flankierende Marker

n.M.a Pos. 95%KI

b LOD nR

2 c

Donor links rechts [cM] [cM] [cM] [%]

Ährenschieben (EC)

1 T 6A wPt-6904 wPt-5652 5 22 14 - 30 7,62 17,59

2 T 6R rPt-390525 rPt-8205 0 10 0 - 24 4,46 11,39

Σ R2 (%) 29

Wuchshöhe (cm)

1 T 6A rPt-505608 wPt-7445 0 74 57 - 91 3,44 2,77

Σ R2 (%) 2,8

Ährenbefall (%)

1 T 4A wPt-0162 wPt-0763 1 60 50 - 70 6,10 21,07

2 L 6A wPt-5652 wPt-9692 5 34 23 - 45 5,52 20,01

Σ R2 (%)

41,1

a n.M. = Distanz zum nächstgelegenen Marker

b 95%iges KI = 95 % des Konfidenzintervalls nach Darvasi und Soller (1997)

c nR

2 = normalisierte partielle phänotypisch erklärte Varianz

Beide Populationen zeigten im Merkmal Ährenschieben zwei gemeinsame QTL auf den

Chromosomen 6A und 6R. In den anderen Merkmalen wurden keine übereinstimmenden

QTL gefunden. Die zugehörigen LOD-Kurven zur DH-Population sind im Anhang in Abb. 19

bis 21 dargestellt.

In der Kreuzungspopulation LASKO x ALAMO lassen sich 16 Markerklassen je nach

Vorhandensein der resistenten und/oder anfälligen Donor-QTL-Allele unterscheiden (Abb.

17). Es lässt sich eine Tendenz von geringerer Anfälligkeit bei Genotypen mit allen Donor-

QTL-Allelen zu höherer Anfälligkeit bei jenen Genotypen erkennen, die kein Donor-QTL-

Allel besitzen.

46 Ergebnisse

0

5

10

15

20

25

30

Äh

ren

be

fall

(%)

alle 4 QTL

3 QTL

2 QTL

1 QTL

kein QTL

Donor-QTL-Allele 2A

Donor-QTL-Allele 1B

Donor-QTL-Allele 5R

Donor-QTL-Allele 6R

N

+ + + + - + + + - - - - - - + -

+ + - + + + - - - + + + - - - -

+ - + + + - - + + + - - - + - -

+

12

+

7

+

5

-

21

+

16

-

7

+

2

-

7

+

5

-

14

+

9

-

10

+

5

-

3

-

8

-

5

Abb. 17: Übersicht über die Verteilung von 16 Markerklassen mit den resistenten (+) und/oder den anfälligen (-) Donor-QTL-Allelen der Kreuzungspopulation LASKO x ALAMO.

Auch in der Kreuzungspopulation LASKO x TRIMESTER lässt sich bei 4 unterschiedlichen

Markerklassen dieselbe Tendenz von geringerer Anfälligkeit bei Genotypen mit beiden

Donor-QTL-Allelen zu höherer Anfälligkeit bei Genotypen ohne Donor-QTL-Allel erkennen

(Abb. 18).

0

5

10

15

20

25

beide QTL QTL 1 QTL 2 kein QTL

Äh

ren

be

fall

(%)

Donor-QTL-Allele 4A + + - -

Donor-QTL-Allele 6A + - + -

N 14 12 25 9

Abb. 18: Übersicht über die Verteilung von 4 Markerklassen mit den resistenten (+) und/oder den anfälligen (-) Donor-QTL-Allelen der Kreuzungspopulation LASKO x TRIMESTER.

47 Ergebnisse

Um zu sehen, wie aussagekräftig die QTL-Analysen waren, wurde eine „Fünffach-

Kreuzvalidierung“ durchgeführt. Hierbei wurden QTL für 80 % der Individuen verrechnet

und mit den restlichen 20 % validiert. Diese Ergebnisse konnten dann mit dem Original-

Datensatz verglichen werden. Die Kreuzvalidierung zeigte in beiden

Kreuzungspopulationen in dem Schätz-Datensatz eine geringere Anzahl an QTL verglichen

mit dem Original-Datensatz (Tab. 21). Zusätzlich dazu konnte eine verringerte adjustierte

phänotypische Varianz (R2adj.) vom Original-Datensatz zum Test-Datensatz beobachtet

werden.

Tab. 20: Ergebnisse der fünffachen-Kreuzvalidierung mit 30 Durchläufen in zwei Kreuzungspopulationen für Fusarium-Resistenz-QTL

Kreuzungspopulation # Linien # QTL R2adj. (%)b

ODa SD OD SD TD

LASKO x ALAMO 146 4 1 13,21 20,31 8,95

LASKO x TRIMESTER 94 2 1 33,69 36,20 21,55 a OD= Original-Datensatz; SD = Schätz-Datensatz; TD = Test-Datensatz

b Adjustierte phänotypische Varianz bezogen auf alle detektierten QTL je Set

48 Diskussion

4. Diskussion

Die Resistenz von zwei Populationen der Kreuzung LASKO x ALAMO und von drei weiteren

Kreuzungen wurde jeweils über drei Orte und ein bzw. zwei Jahre bei künstlicher Infektion

mit dem F. culmorum Isolat FC 46 geprüft. Bei allen Versuchen konnte eine gute

Differenzierung der Befallswerte beobachtet werden. Eine Infektion des Getreides mit

Fusarium spp. kann zu Verlusten von bis zu 60 % führen (Miedaner et al., 1993; Parry et al.,

1995). Deshalb ist es sehr wichtig, resistente Sorten zu züchten und somit hohe

Ertragsverluste und Mykotoxinkontamination von Getreide zu verringern. Neben der

Resistenz sind jedoch auch andere Eigenschaften der Sorten essentiell. Die geringe

Anfälligkeit einer Sorte bringt nur einen Erfolg, wenn gleichzeitig gute agronomische

Eigenschaften, wie z.B. hohe Erträge bestehen (Miedaner, 1987).

4.1 Phänotypische Analysen Für die vorliegenden Versuche wurde der visuelle Befall aller Ähren pro Parzelle in einer

Skala von 0 bis 100 % durchgeführt. Diese Bonitur hat Vorteile gegenüber der von Miedaner

(1986) und Heinrich (2004) verwendeten Einteilung nach Noten von eins bis neun, da

dadurch eine bessere Differenzierung der Befallswerte ermöglicht wird und zusätzlich zu

einer verminderten Fehlerquelle beiträgt (Büchse et al., 2006). Hierzu ist jedoch zu beachten,

dass die Bonituren an allen Standorten von derselben Person durchgeführt werden sollten,

um eine gleichmäßige Bonitur zu gewährleisten. Es ist wichtig, mehrere Einzelbonituren zu

erfassen, um Unterschiede im Befallsverlauf verschiedener Genotypen aufzeigen zu können

(Mesterházy, 2003). Wird nur eine einzelne Bonitur zu einem festgelegten Zeitpunkt erfasst,

kann es zu Fehlinterpretationen kommen, da für Genotypen mit unterschiedlichem

Blühzeitpunkt und dementsprechend unterschiedlichem Inokulationszeitpunkt im Zeitraum

zwischen der Inokulation und dem Boniturtermin verschiedene Witterungsbedingungen

herrschen können. In der vorliegenden Arbeit wurden alle Genotypen in allen Versuchen drei

bis fünf Mal im Abstand von drei bis vier Tagen bonitiert. Anschließend wurden aus den

Einzelboniturwerten der Mittelwert errechnet und im Weiteren als Merkmal des Ährenbefalls

betrachtet. Um die verschiedenen Termine des Ährenschiebens und die damit

zusammenhängenden unterschiedlichen Blühzeitpunkte innerhalb der Populationen

auszugleichen, wurden drei verschiedene Inokulationstermine veranschlagt. Mit einer

spezifischen Inokulation für jede Linie, könnte man dieses Problem ebenfalls zukünftig

vermeiden, was jedoch mit einem enormen Zeitaufwand und vielen verschiedenen

Inokulationsterminen verbunden wäre. Zwischen dem Ährenschieben und Ährenbefall

ergaben sich keine signifikanten Korrelationen (P > 0,1). Dies deutet darauf hin, dass

erfolgreiche Inokulationen vorgenommen wurden und alle Genotypen zur Vollblüte infiziert

49 Diskussion

wurden. Signifikante Korrelationen zwischen dem Ährenbefall und dem Zeitpunkt des

Ährenschiebens nach Sprühinokulation wurden in zahlreichen Arbeiten festgestellt (Hilton et

al., 1999; Gervais et al., 2003; Somers et al., 2003; Paillard et al., 2004; Schmolke et al.,

2005; Holzapfel, 2009). Bei Liu et al. (2006) hingegen wurde nur in einer von vier Umwelten

eine schwache Korrelation zwischen dem Ährenbefall und dem Zeitpunkt des

Ährenschiebens gefunden. In den Versuchen von Klahr et al. (2007) ergaben sich ebenfalls

nur in einzelnen Umwelten Korrelationen zwischen dem Ährenbefall und dem Zeitpunkt des

Ährenschiebens. Ob zwischen einzelnen Merkmalen Korrelationen auftreten, hängt aber

auch davon ab, wie stark sich die Eltern und somit auch die Nachkommen bezüglich der

erfassten Merkmale unterscheiden.

Die Fusariumbonitur von Triticale ist aufwändiger als die von Weizen, da Triticale eine

schlechtere Symptomausprägung aufweist. Große Unterschiede zeigten sich auch im

Ährentyp, sowohl in der Länge und Farbe der Begrannung, als auch in der Spelzenfarbe

(Furmann et al., 1997). Dadurch ist es sehr schwierig den Befall visuell zu erfassen.

Zusätzlich wird die Bonitur durch den Reifeprozess erheblich erschwert. Sowohl der

Ährenbefall, als auch die Reife führen zur Ausbleichung der Ähren. Für eine gute

Differenzierung sind demnach mehrere frühe Bonituren in kürzeren Abständen sinnvoll.

Während der Bonituren des Merkmals Ährenbefall ergaben sich besondere Bedingungen an

einigen Standorten. In Grabau gab es Probleme mit Lager, wodurch nur zwei Bonituren und

keine ausreichende Differenzierung möglich waren. Dagegen führten die klimatischen

Bedingungen in Ranzin (trocken, heiß) zu schnell abgereiften Pflanzen, wodurch ebenfalls

die Differenzierung erschwert wurde. Demzufolge waren nur drei Bonituren möglich. Die

Standorte Grabau und Ranzin unterschieden sich insgesamt von den anderen Standorten

durch niedrigere Befallswerte. Möglicherweise lag der Unterschied in den Befallswerten der

einzelnen Standorte daran, dass der Krankheitsdruck bei feucht-warmer Witterung höher ist

und somit der Pilz die besseren Bedingungen für seine Entwicklung hat verglichen mit einem

trockenen bzw. heißen Standort. Sowohl Temperaturen von über 25 °C und Feuchteperioden

länger als 24 Stunden, als auch große Temperaturunterschiede begünstigen die

Fusariuminfektion (Brennan et al., 2005). Reinbrecht (2002) zeigte, dass Pflanzen mit

höheren Inkubationstemperaturen weniger offensichtliche Unterschiede und höhere

Befallswerte aufwiesen, als jene Pflanzen mit niedrigeren Inkubationstemperaturen.

Witterungsbedingungen sind in den ersten Stunden nach der Inokulation für die Infektion

entscheidend (Mauler-Machnik und Zahn, 1994; Miedaner et al., 2001; Reinbrecht, 2002).

Die Befallswerte in den vorliegenden Untersuchungen lagen je nach Kreuzungspopulation im

Mittel zwischen 8 und 42 %. Ähnliche Befallswerte ließen sich auch in den Versuchen von

Schmolke (2004) und Wilde et al. (2007) bei Weizen feststellen. Im Vergleich zu den

50 Diskussion

Untersuchungen von Rodemann und Mielke (2007), in denen die Sorte LUPUS über zwei

Jahre an fünf Orten die geringsten Befallswerten erzielte, hatte LUPUS in den dargestellten

Versuchen nur mäßige Befallswerte. LUPUS wurde in der vorliegenden Doktorarbeit für die

Population LUPUS x SW TALENTRO als resistenter Elter ausgewählt. Insgesamt ergab sich

eine gute Differenzierung innerhalb der verschiedenen Kreuzungen. Alle Populationen

erzielten hohe Heritabilitäten und es ergaben sich signifikante genotypische Unterschiede

innerhalb der einzelnen Populationen. Dies deutet auf eine hohe Reproduzierbarkeit der

phänotypischen Daten hin.

Bei den vorliegenden Versuchen wurden Transgressionen in Richtung resistentere und

anfälligere Genotypen in einigen Populationen für das Merkmal Ährenbefall beobachtet. Dies

ist ein Anzeichen dafür, dass Resistenzallele auch vom anfälligen Elter kommen können.

Eine ausgeprägte Transgression zeigte sich in der Kreuzungspopulation LASKO x ALAMO.

Der Elter ALAMO ist im Gegensatz zum Elter LASKO nur mäßig anfällig. Abhängig von der

Rekombination der Resistenz- bzw. Anfälligkeitsallele kann es bei den Nachkommen

entweder zu einer verbesserten Resistenz oder aber auch zu einer erhöhten Anfälligkeit

kommen. Transgressive Spaltungen der Linien in Richtung anfälligere Genotypen, wie auch

eine quantitative Verteilung des Ährenbefalls sind ebenso in den Untersuchungen von

Gervais et al. (2003), Paillard et al. (2004) und Schmolke et al. (2005) zu Weizenlinien nach

Sprühinokulation beobachtet worden.

Verglichen mit kurzstrohigen Genotypen zeigen Pflanzen mit einer langen Halmlänge bei

natürlicher Infektion einen geringeren Befall (Mesterházy, 1995). Es wird vermutet, dass der

Zusammenhang zwischen Wuchshöhe und Befall eine genetische Ursache hat, da

Genotypen mit großer Wuchshöhe auch nach Sprühinokulation einen geringeren Befall

zeigen (Buerstmayr et al., 2000; Gervais et al., 2003; Paillard et al., 2004; Steiner et al.,

2004). Das Merkmal Wuchshöhe wird demnach, wie die Resistenz gegen Ährenfusariosen,

quantitativ vererbt. In europäischen Weizensorten sind verschiedene Verzwergungsgene

(Rht) vorhanden (Holzapfel et al., 2008; Voss et al., 2008). Ein Zusammenhang zwischen

Resistenz und Langstrohigkeit wurde auch in Studien mit Winterweizen von Hartl et al.

(2001) bestätigt. Dort zeigten Sorten mit mittlerer Halmlänge eine hohe Fusariumresistenz.

Hingegen konnte in der Untersuchung von Schneider (2005) weder beim Winterroggen, noch

beim Winterweizen ein enger Zusammenhang zwischen der Ährenbonitur und der

Wuchshöhe beobachtet werden. Auch in den vorliegenden Versuchen wurde zwar eine

signifikante Korrelation zwischen Wuchshöhe und Ährenbefall erkannt, jedoch mit mittleren

Werten (r = -0,47). Wenn man die drei Linien, die deutlich anfälliger waren als die restlichen

Genotypen herausnimmt, ergibt sich nur noch eine phänotypische Korrelation von r = -0,3,

die keine Signifikanz mehr zeigt. Die genetische Korrelation über sechs Umwelten betrug

51 Diskussion

jedoch r = -0,5, was einen Zusammenhang zwischen Wuchshöhe und Ährenbefall bestätigt.

Zur weiteren Überprüfung der Korrelation zwischen Ährenbefall und Wuchshöhe sollten

weitere Triticalekreuzungen in Feldversuchen verglichen werden.

Um eine besseren Einschätzung der Anfälligkeit der einzelnen Genotypen zu gewährleisten,

sollten Kornbonituren hinzugezogen werden (Mesterházy et al., 1999). In den vorliegenden

Versuchen wurden Kornbonituren der Kreuzungspopulation LASKO x ALAMO durchgeführt,

um eine Korrelation zwischen Ährenbefall bzw. DON-Gehalt und Kornbonitur zu erreichen.

Im Vergleich zu den Studien von Mesterházy et al. (1999) konnten in den vorliegenden

Versuchen ähnliche Korrelationen zwischen Kornbonitur und DON-Gehalt gefunden werden

(r = 0,6). Die Korrelationen zwischen der Kornbonitur und dem DON-Gehalt in der Arbeit von

Heinrich (2004) waren deutlich größer (r = 0,8 bzw. r = 0,9). Der Ährenbefall zeigte jedoch

einen geringeren Zusammenhang zur Kornbonitur als in den vorliegenden Versuchen

(r = 0,7).

Das Isolat FC 46 wird nach Snijders und Perkowski (1990) als besonders aggressiv

eingestuft und führt daher zu einem hohen Krankheitsbefall. Wie auch in den vorliegenden

Versuchen wurde es bereits in einigen anderen Untersuchungen erfolgreich bei künstlichen

Inokulationen eingesetzt (Miedaner et al., 2004; Schmolke, 2004; Häberle et al., 2008). Die

Wahl einer geeigneten Inokulumkonzentration basierte auf Erfahrungswerten aus

vorrangegangenen Experimenten mit erfolgreicher künstlicher Inokulation von Roggen

(Miedaner et al., 1993; Miedaner und Perkowski, 1996), Triticale (Maier und Oettler, 1996)

und Weizen (Mesterházy, 1978). Auch in der vorliegenden Doktorarbeit wurden

Inokulumsuspensionen mit 500.000 bis 700.000 Sporen pro ml verwendet, was zu einem

ausreichend hohen Infektionsdruck in allen Umwelten führte. Als Inokulationsmethode wurde

dazu die Sprühinokulation aufgrund einer höheren Heritabilität und eines wesentlich

geringeren Arbeitsaufwandes im Vergleich zur Einzelähreninjektion gewählt (Miedaner et al.,

2003). Auch ist ohne künstliche Inokulation eine effektive Selektion nicht möglich

(Mésterhazy, 2003). Eine Sprühinokulation hat zur Folge, dass morphologische

Eigenschaften einer Pflanze, wie bspw. Begrannung oder Ährentyp weitgehend

ausgeschaltet werden, wodurch es möglich ist, die physiologischen Prozesse der Resistenz

zu nutzen (Lemmens et al., 2004). Die Sprühinokulation erfolgte jeweils für die gesamte

Population. Im Vergleich zu anderen Studien wurden auch in der vorliegenden Arbeit ähnlich

hohe Befalls-Heritabilitäten nach Sprühinokulation festgestellt (Schmolke et al., 2005; Klahr

et al., 2007).

52 Diskussion

Als nützlich erscheinen Vergleiche von Feldversuchen mit künstlicher Inokulation mit denen

von natürlichem Fusariumbefall. Züchterisch gesehen ermöglichen Feldversuche im

Unterschied zu denen im Gewächshaus eine bessere Beurteilung von Umwelteinflüssen wie

beispielsweise Witterung oder Klimaschwankungen. Diese Problematik wird auch in Zeller et

al. (2010) diskutiert, wobei sich Ergebnisse aus Gewächshausversuchen nicht auf Versuche

im Freiland übertragen lassen. Somit sind Freilandversuche wichtig, um natürliche Prozesse

mit einzuschließen.

Eine vollständige Resistenz oder Immunität gegen Ährenfusariosen ist bei Weizensorten und

verwandten Arten bisher nicht gefunden worden (Mielke, 1995). Dies ist ein Hinweis, dass

keine qualitative, sondern eine quantitative Merkmalsausprägung vorliegt. Bei quantitativ

vererbten Merkmalen sind mehrere Gene an der Resistenzausprägung beteiligt (Heinrich,

2004). In den hier dargelegten Ergebnissen zeigte sich eine quantitative Vererbung der

Resistenz gegenüber Ährenfusariosen, wie auch in früheren Untersuchungen von Weizen

(Snijders, 1990; Buerstmayr et al., 1999) und Roggen (Miedaner et al., 1993) beobachtet

worden ist. Die überwiegend additive Vererbung ermöglicht es, das Resistenzniveau über

rekurrente Selektion zu erhöhen (Snijders und Perkowski, 1990).

4.2 Genotyp-Umwelt-Interaktionen

Bei Getreide sind vielfache Untersuchungen von Resistenzmerkmalen mit Genotyp-Umwelt-

Interaktionen beschrieben worden (Miedaner et al., 1993 und 2001; Oettler und Wahle,

2001). Die hohe Umweltabhängigkeit aller an der Resistenz beteiligten Faktoren und

Merkmale zeigte, dass Untersuchungen in mehreren Umwelten durchgeführt werden

müssen, um zuverlässige Aussagen über das Resistenzverhalten eines Genotyps

gegenüber Ährenfusariosen machen zu können, da hohe Genotyp-Umwelt-Interaktionen die

präzise Differenzierung resistenter und anfälliger Genotypen in Feldversuchen verringern.

Auch Becker (1993) wies darauf hin, dass es bei Feldversuchen wichtig ist, in möglichst

vielen Umwelten zu prüfen, um eine hohe Versuchsgenauigkeit zu erhalten. In der

vorliegenden Doktorarbeit wurden Innerhalb des Versuchszeitraums alle Populationen als

randomisierte Gitteranlagen mit unvollständigen Blöcken an drei Standorten in jeweils drei

Wiederholungen angebaut.

Nach Heinrich (2004) und Schneider (2005) ist es vonnöten, die Resistenzprüfung nicht an

Einzelpflanzen, sondern mindestens auf der Basis von Mikroparzellen durchzuführen. Bei

deren Vergleichen zeigte sich, dass eine deutlich bessere Differenzierung der Eltern in der

Parzellenprüfung auftrat als in Einzelpflanzenanordnung. Die Varianz in der

Einzelpflanzenanordnung der Eltern beruhte weitgehend auf Genotyp-Umwelt-Interaktionen.

Dieser bedeutende Einfluss wurde bereits von Miedaner et al., (2001), Oettler und Wahle

53 Diskussion

(2001), Reinbrecht (2002), Klahr et al. (2004), Oettler et al. (2004) und Paillard et al. (2004)

bestätigt. Wie auch in den Untersuchungen von Oettler und Wahle (2001) sind in der

vorliegenden Arbeit signifikante Genotyp-Umwelt-Interaktionen für alle Merkmale beobachtet

worden.

4.3 Mykotoxine

An der Kontamination des Ernteguts mit Mykotoxinen sind mehrere Faktoren, wie der

Infektionszeitpunkt, die Wachstumsdauer des Pilzes, wie auch die Wachstumsbedingungen

beteiligt. Eine Infektion unter kühleren Verhältnissen führt zu erhöhten Bildungsraten an

Trichothecenen. Ebenfalls ist eine erhöhte Luftfeuchtigkeit über 48 Stunden nach Inokulation

für eine höhere DON-Akkumulation verantwortlich (Reinbrecht, 2002). Lacey et al. (1999)

ermittelten bereits 12 Stunden nach der Inokulation in feuchter Umgebung erhöhte DON-

Gehalte bei Weizen. In der vorliegenden Doktorarbeit wurden die DON-Gehalte in zweifacher

Wiederholung pro Genotyp ermittelt. Es ließ sich jedoch feststellen, dass diese Toxinwerte

nicht immer miteinander übereinstimmten. Um eine genauere Toxinbestimmung je Genotyp

zu erzielen, sollte man zukünftig eine größere Anzahl an Wiederholungen durchführen.

Für den DON-Gehalt konnten in der vorliegenden Doktorarbeit zwischen den Genotypen

signifikante Unterschiede (P < 0,01) beobachtet werden, wie bereits Untersuchungen von

Mesterházy et al. (1999) und Miedaner und Schneider (2002) bei Weizen und Roggen

zeigten. In den hier vorliegenden Versuchen wurde im Mittel je nach Standort zwischen 6

und 85 mg kg-1 DON gemessen. Die höchsten DON-Werte wurden am Standort Hohenheim

gemessen. Dies könnte auf die besseren Entwicklungsbedingungen des Pathogens an

diesem Standort zurückzuführen sein. Ähnliche DON-Gehalte wurden auch in den

Untersuchungen mit Triticale von Heinrich (2004) festgestellt.

In den vorliegenden Versuchen traten einige Genotypen auf, bei denen der Ährenbefall

niedriger war, als der der Toxinbestimmung. Für diese Unterschiede zwischen Befallswerten

und DON-Gehalt könnten die sortenabhängigen Symptomausprägungen verantwortlich sein.

Die Korrelationen zwischen DON-Gehalt und Ährenbefall waren mittel bis gering, dennoch

signifikant (r = 0,32 bis 0,65). Dies konnte bei Weizen von Mesterházy und Bartok (1993);

Perkowski et al. (1996) und Liu et al. (1997) bestätigt werden. Bei Triticale wurde in den

Versuchen von Miedaner et al. (2004) ein nur mäßiger Zusammenhang (r = 0,6) zwischen

beiden Merkmalen aufgrund von sehr hohen Genotyp-Umwelt-Interaktionen und eines sehr

hohen Fehlers gefunden. Bei einer Roggenpopulation in den Untersuchungen von Schneider

(2005) ergaben sich ebenfalls nur mäßige Korrelationen von 0,5 bis 0,6. Miedaner und

Schneider (2002) geben an, dass es bei hohen Korrelationen zwischen Ährenbefall und

DON-Gehalt möglich wäre, die Resistenz von Genotypen in frühen spaltenden Populationen

54 Diskussion

ausschließlich mit Hilfe einer Symptombonitur zu erfassen und somit gleichzeitig einen

indirekten Selektionserfolg auf verminderte DON-Akkumulation zu erzielen. Jedoch

verdeutlichen die großen Unterschiede in den Korrelationswerten bei verschiedenen

Getreidearten und Experimenten, dass die Befallshäufigkeit keinen direkten Rückschluss auf

die Toxinmenge zulässt und es bei Resistenzuntersuchungen wichtig ist zusätzlich zur

Befallsbonitur auch eine Mykotoxinbestimmung durchzuführen. Paul et al. (2005) bestätigen

den weiteren Forschungsbedarf zur Beziehung zwischen DON-Gehalt und Fusariumbefall,

da viele Prozesse noch ungeklärt sind. Bei einer hohen Korrelation zwischen DON-Gehalt

und Ährenbefall wäre eine kostengünstigere Variante anhand einer Vorselektion der

Befallswerte eine Möglichkeit. Man sollte in diesem Fall nur die resistenten Genotypen auf

den DON-Gehalt überprüfen.

4.4 Genetische Kartierungen

Die durchgeführten Feldversuche stellten aufgrund der hohen Heritabilitäten eine gute

Grundlage für die anschließende Kartierung und QTL-Analyse dar. Die genetische Karte der

vorliegenden Doktorarbeit ist die erste aus Wintertriticalepopulationen der Kreuzungen

LASKO x ALAMO und LASKO x TRIMESTER. Aus insgesamt 1197 untersuchten SSR-

Markern und 7300 DArT-Markern entstanden zwei genetische Karten mit jeweiligen

Chromosomenlängen von 1815 und 1407 cM. Davon waren 1328 bzw. 631 Marker

polymorph, wovon 350 (LASKO x ALAMO) bzw. 310 (LASKO x TRIMESTER) Marker kartiert

wurden.

Von Roggen wurden bereits diverse genetische Karten veröffentlicht (Devos et al., 1993;

Korzun et al., 1998; Ma et al., 2001; Hackauf und Wehling, 2003; Khlestkina et al., 2004;

Gustafson, 2009). Grundlage dieser genetischen Karten waren RFLP, cDNA-abgeleitete

oder SSR-Marker. Jedoch umfassen diese Karten meist nicht alle Chromosomen (Loarce et

al., 1996). Die Konsensuskarte von Gustafson (2009), die veröffentlichte Karte von Hackauf

et al. (2009) und die umfangreiche genetische Karte von Bolibok-Bragoszewska et al. (2009)

beinhalten hingegen alle sieben Chromosomen mit jeweiligen Gesamtlängen von 779 cM,

124 cM bzw. 3144,6 cM. Das Problem des Erstellens von genetischen Karten bei Roggen

liegt daran, dass nicht genügend Marker vorhanden sind.

Peleg et al. (2008) berichten, dass bei der Kartierung einer Weizenpopulation das B-Genom

60 % besser abgedeckt war, als das A-Genom. Die dort erstellte genetische Karte hatte eine

Chromosomenlänge von 2317 cM für das B-Genom mit einem durchschnittlichen

Markerabstand von 7,5 cM. Auch bei weiteren Studien konnte das Phänomen der ungleichen

Abdeckung bestätigt werden (Peng et al., 2000; Paillard et al., 2004). Ebenfalls trat dies in

der vorliegenden Doktorarbeit auf, das A-Genom war in beiden Kreuzungspopulationen

55 Diskussion

schlechter abgedeckt als das B-Genom. Das A-Genom hatte bei der DH-Population der

Kreuzung LASKO x ALAMO eine Gesamtlänge von 621 cM und einen durchschnittlichen

Marker-Abstand von 6,5 cM. Das B-Genom hingegen hatte eine Gesamtlänge von 617 cM

und einen durchschnittlichen Markerabstand von 5,9 cM. Bei der Population der Kreuzung

LASKO x TRIMESTER wurden beim B-Genom im Unterschied zum A-Genom 18 Marker

mehr kartiert bei einer Gesamtlänge von 530 bzw. 420 cM. Gonzalez et al. (2005) erstellten

eine genetische Karte aus 73 DH-Triticale-Linien, mit einer Gesamtlänge von 2465,4 cM. Bei

dieser Karte konnte, wie bei der in dieser Arbeit erstellten Karte, festgestellt werden, dass

das Roggen-Genom besser abgedeckt war als die beiden Weizengenome. Diese ungleiche

Verteilung liegt zum großen Teil an den Unterschieden der Getreidearten Roggen und

Weizen. Roggen hat als Fremdbefruchter eine hohe Heterozygotie. Durch die größere

Diversität kommt es zu mehr Rekombinationen, zu neuen Gen- und Merkmalskombinationen

und somit auch zu einer höheren Polymorphie. Selbstbefruchter wie Weizen haben hingegen

einen sehr eingeschränkten genetischen Spielraum. Durch züchterische Selektion werden in

der Linienzüchtung bei Weizen manche Bereiche stärker fixiert, was die geringere

Polymorphie im Gegensatz zu Roggen erklären könnte.

Der niedrige Polymorphiegrad der SSR-Marker (7 bis 12 %) führte zu lückenhaften

genetischen Karten in beiden Populationen. Der geringe Polymorphiegrad kann auf die

relativ enge genetische Verwandtschaft der beiden Sorten LASKO und ALAMO zurück

geführt werden. ALAMO entstand aus einer Kreuzungspopulation DAGRO x LASKO. Ein

geringer Polymorphiegrad konnte auch in den Arbeiten mit Weizen von Schmolke (2004) und

Risser (2010) beobachtet werden. Trotz dieser engen genetischen Basis konnte durch

zusätzliche DArT-Marker in beiden Populationen der Polymorphiegrad auf 9 bzw. 18 %

erhöht werden.

Die Lokalisation der SSR-Marker erfolgte mit Hilfe von Referenzkarten nach Röder et al.

(1998) und Somers et al. (2004). Das Problem der Kartierung war jedoch, dass viele Marker

auf dieselbe Centimorgan-Stelle kartierten, die sogenannte Clusterbildung. Dieses

Phänomen wurde bereits bei Röder et al. (1998), Holzapfel (2009) und Risser (2010)

beobachtet. Insbesondere die DArT-Marker neigen zur Clusterbildung, was schon von Akbari

et al. (2006), Semagn et al. (2006) und Peleg et al. (2008) beobachtet wurde. Peleg et al.

(2008) nehmen an, dass die Clusterbildung zum Einen mit mangelnden Rekombinationen

zusammenhängt, zum Anderen deutet es auf genreiche Regionen hin und auf zu viele

Marker bei zu kleinen Populationsgrößen.

56 Diskussion

Aufgrund der geringen Anzahl an verfügbaren Konsensuskarten war eine Zuordnung der

Roggenmarker schwierig, jedoch konnten, basierend auf Bolibok-Bragoszewska et al.

(2009), einige Marker lokalisiert werden. Die Ergebnisse von Akbari et al. (2006)

demonstrieren, dass DArT-Marker für die Genotypisierung besonders für polyploide

Getreidearten mit großen Genomen, wie z.B. Weizen, einen effektiven Einsatz finden. Auch

in Alsop et al. (2010) wurden insgesamt 6144 DArT-Marker auf vier Gerstenpopulationen

getestet, 573 waren polymorph und 31 wurden kartiert. Die Kartenlängen reichten von 710

cM bis zu 988 cM. Die cM-Abstände lagen zwischen 3,90 und 4,47 cM. In der vorliegenden

Untersuchung ergaben sich ähnlich durchschnittliche Markerabstände von 5,19 cM bei der

Kreuzungspopulation LASKO x ALAMO bzw. 4,54 cM bei der Kreuzungspopulation LASKO x

TRIMESTER. Im Gegensatz dazu zeigte Gustafson (2009) wesentlich kleinere

durchschnittliche Markerabstände von 1,6 cM. Dichte genetische Karten können hilfreich für

die Identifikation von molekularen Markern sein, die eine Verknüpfung zu Genen oder QTL

haben können (Varshney et al., 2007). Einschränkend dazu berichtet Asins (2002), dass

Marker, die dichter als 15 cM gekoppelt sind, nur noch eine geringe Verbesserung der QTL-

Schätzung erreichen. Zusätzlich ist die Bestimmung der richtigen Markerreihenfolge auf der

Kopplungsgruppe bei eng gekoppelten Markern deutlich schwieriger (Van Os et al. 2005).

Dies ist jedoch für die Qualität der Kartierung wichtiger als eine hohe Markerdichte (Asins,

2002).

4.5 QTL-Analysen

Diverse Winterweizensorten mit moderaten Resistenzen gegen Ährenfusariosen wurden

bereits für QTL-Studien verwendet (Schmolke et al., 2005; Holzapfel et al., 2008). Nach

Miedaner et al. (2004) könnte die Fusariumresistenz im adaptierten europäischen Genpool

durch das Einkreuzen neuer, exotischer Resistenzquellen gesteigert werden. Zu beachten

sind dabei die agronomischen Merkmale wie z.B. Wuchshöhe, Ährenschieben oder

Lageranfälligkeit, die Anfälligkeit gegenüber anderen Krankheiten und Schädlingen, sowie

der Ertrag eines Genotyps. Bisherige Veröffentlichungen über die Kartierung von

Resistenzgenloci gegen Ährenfusariosen wurden größtenteils im Sommerweizen mit Sumai3

oder mit von Sumai3 abgeleiteten Resistenzdonoren durchgeführt. Der erste Haupt-QTL

Fhb1 für Fusariumresistenz (Qfhs.ndsu-3BS) wurde von Waldron et al. (1999) detektiert und

von Anderson et al. (2001) verifiziert. Er erklärte 24,8 und 41,6 % der phänotypischen

Varianz in zwei Kartierungspopulationen. Eine Übersicht über weitere Resistenz-QTL sind in

Buerstmayr et al. (2009) zusammengefasst.

57 Diskussion

Charakteristisch für eine quantitative Vererbung der Fusariumresistenz sind die, in der

durchgeführten Studie gefundenen, kontinuierlichen Häufigkeitsverteilungen der

Populationen LASKO x ALAMO und LASKO x TRIMESTER. Zurückzuführen ist diese

quantitative Ausprägung auf mehrere Resistenz-QTL mit vergleichsweise geringen

phänotypischen Effekten. Die hier beobachteten Transgressionen verdeutlichen, dass auch

anfällige Eltern Resistenzallele besitzen können. Dies wurde bereits von Waldron et al.

(1999) in einer QTL-Kartierung bestätigt, bei der der anfällige Elter zwei Allele für

Ährenfusarienresistenz trug, die 7,2 bzw. 14,3 % der phänotypischen Varianz erklärten. In

den vorliegenden Untersuchungen war dies in der Kreuzungspopulation LASKO x

TRIMESTER der Fall.

In der Kreuzungspopulation LASKO x ALAMO wurden für Fusarium-Resistenz vier QTL

gefunden, die insgesamt 37 % der phänotypischen Varianz erklärten. In der

Kreuzungspopulation LASKO x TRIMESTER hingegen wurden nur zwei QTL für Fusarium-

Resistenz detektiert. Diese erklärten 41 % der phänotypischen Varianz. Diese

Größenordnung liegt im Bereich bereits veröffentlichter Arbeiten über die QTL-Kartierung

von Fusariumresistenzen im Winterweizen (Buerstmayr et al., 2009). Auch die

molekulargenetischen Studien nach Bai et al. (2000); Buerstmayr et al. (2000) und Anderson

et al. (2001) zeigten, dass QTL für die Resistenz gegen Ährenfusariosen überwiegend

additiv vererbt werden und epistatische Effekte nur bei einzelnen Kreuzungen auftreten

können. Hervorzuheben sind hier zusätzlich die Ergebnisse von Gervais et al. (2003), bei

den in Feldversuchen unter Berücksichtigung von 194 rekombinierten Inzuchtlinien, neun

QTL detektiert wurden, von denen drei über die Umwelt stabil waren, die gemeinsam 30 bis

45 % der Variation erklärten. Dagegen konnten Buerstmayr et al. (2003) bei einer Sumai3-

abgeleiteten Resistenzquelle zwei QTL detektieren, die gemeinsam ca. 50 % der Variation

erklärten. Alle in der vorliegenden Arbeit detektierte QTL für Fusariumresistenz in A- und B-

Genom wurden bereits bei Weizen beschrieben (Buerstmayr et al., 2009).

Es gab keine Kongruenz zwischen den Resistenz-QTL der beiden Kreuzungspopulationen,

obwohl der resistente Elter derselbe war. In der Population LASKO x ALAMO trugen alle

detektierten QTL für Fusariumresistenz das Resistenzallel vom resistenten Elter LASKO.

Dies war in der Kreuzungspopulation LASKO x TRIMESTER nicht der Fall. Hier wurden als

Resistenzdonor sowohl der resistente, als auch der anfällige Elter gefunden. Dies könnte auf

epistatische Effekte mit anderen QTL zurückgeführt werden. Einzelne QTL interagieren so

miteinander, dass sie in einer Population einen ausreichenden Effekt erzielen, um detektiert

zu werden, während in der anderen Population der entsprechende Interaktions-QTL fehlt und

somit kein Effekt erzielt werden kann. Ein weiterer Grund könnte die QTL-Umwelt-Interaktion

darstellen. Dies würde bedeuten, dass unterschiedliche QTL in unterschiedlichen Umwelten

58 Diskussion

aktiv sind bzw. detektiert werden. Bei der Kreuzungspopulation LASKO x ALAMO konnte bei

der Verrechnung an dem Standort Hohenheim über zwei Jahre hinweg nur ein Resistenz-

QTL detektiert werden. Dieser QTL stimmte nicht mit den vier QTL überein, die hingegen an

den beiden anderen Standorten gefunden wurden. Er zeigte nur einen sehr kleinen Effekt.

Des Weiteren könnte der gleiche QTL in beiden Eltern vorhanden sein, was auf eine enge

Kopplung schließen lässt, wodurch sich die Effekte gegenseitig aufheben würden.

Ein weiterer wichtiger Aspekt bei der Bewertung von QTL-Analysen ist die häufig

beobachtete Überlappung von Fusariumresistenz-QTL mit QTL für Merkmale, die einen

Einfluss auf den Verlauf und die Intensität der Infektion haben, wie Wuchshöhe und

Blühzeitpunkt. Zur Diskussion steht hierbei aber, ob ein verminderter Befall durch einen

Locus für eine physiologische Resistenzeigenschaft hervorgerufen wird, oder ob diese

überlappenden QTL-Regionen durch morphologische Eigenschaften bzw. das

Entwicklungsstadium der Pflanzen hervorgerufen wird. In der vorliegenden Arbeit konnten

bei der Kreuzungspopulation LASKO x ALAMO Überlappungen von zwei QTL für Fusarium-

Resistenz mit zwei QTL für den Zeitpunkt des Ährenschiebens auf den Chromosomen 5R

und 6R gefunden werden. Eine ähnliche Überlappung konnte auch Schmolke (2004)

entdecken. In den Fällen einer Überlappung ist jedoch die Größe des tatsächlichen Effektes

der Resistenz-QTL ausschlaggebend. Eine weitere Überlappung wurde in diesen

Untersuchungen in der Kreuzungspopulation LASKO x ALAMO zwischen dem Resistenz-

QTL und dem QTL für Wuchshöhe auf dem Chromosom 6R gefunden. Dabei könnten

pleiotrope Effekte eine Rolle spielen, wobei Veränderungen mehrerer phänotypischer

Merkmale nur durch ein einzelnes Gen hervorgerufen werden. Die zwei weiteren detektierten

QTL für Fusarium-Resistenz auf Chromosomen 2A und 1B wurden unabhängig von

morphologischen Charakteristika, wie Wuchshöhe und Ährenbeschaffenheit vererbt. Des

Weiteren wurde für die Kreuzungspopulation LASKO x ALAMO ein QTL für DON-Gehalt auf

dem Chromosom 4B mit einer phänotypisch erklärten Varianz von 8,4 % detektiert. Der

DON-QTL trägt das Resistenzallel des resistenten Elters LASKO. Horsley et al. (2006)

konnte bei einer Gerstenpopulation ebenfalls einen QTL in drei von vier Umwelten für DON

mit einer Varianz von 9 bis 14 % detektieren. Bei Triticale sind bisher keine QTL für DON

gefunden worden. Der DON-QTL stimmte nicht mit den gefundenen QTL für Resistenz

überein. Hierfür wäre noch weiterer Forschungsbedarf gegeben, um die genauen

physiologischen Zusammenhänge zu analysieren und zu verstehen.

Phänotypische, wie auch markerbasierte Selektion (MAS) sind effektive Methoden in der

Pflanzenzüchtung, durch die Fusariumanfälligkeit und Mykotoxingehalte verringert werden

können. Bisherige theoretische Studien haben gezeigt, dass die MAS in vielen Situationen

höhere Erfolge erzielen kann als die phänotypische Selektion (Moreau et al., 2000).

http://de.wikipedia.org/wiki/Ph%C3%A4notyp

http://de.wikipedia.org/wiki/Gen

59 Diskussion

Langfristig könnte durch die MAS auf phänotypische Untersuchungen verzichtet werden.

Dazu müssten jedoch viele bereits detektierte QTL in weiteren Populationen verifiziert

werden, um sie effektiv in schon vorhandenes Material mit guten agronomischen

Eigenschaften einzukreuzen. Denn uneinheitliche QTL-Effekte über diverse

Züchtungspopulationen sind zum jetzigen Zeitpunkt Hauptgründe dafür, dass sie nicht in

MAS Programmen genutzt werden können (Anderson, 2007). Weitere effiziente Marker-

Plattformen könnten in Zukunft zu einer verbesserten Nutzung der MAS in Zuchtprogrammen

beitragen. Obwohl Ährenfusariosen durch die Auswahl der richtigen Sorte vermindert werden

könnten, ist der Anbau resistenter Arten heutzutage aufgrund höherer Ertragsfähigkeit bzw.

geringerer Lagerneigung einiger fusariumanfälliger Weizensorten begrenzt (Miedaner und

Schneider, 2002; Rodemann, 2004). In den letzten Jahren hat jedoch die Züchtung

resistenter Sorten immer größere Bedeutung erlangt, sodass immer weniger anfällige Sorten

auf den Markt gebracht werden. Die Anwendung von MAS im Zusammenhang mit

markergestützter Rückkreuzung ist bei Triticale nicht möglich, da kein exotisches Material

zur Einlagerung von Resistenzen vorhanden ist. Des Weiteren stellt sich die Frage, ob die

bereits detektierten QTL groß genug sind, um solche Methoden bei Triticale anwenden zu

können.

Zur statistischen Validierung müssten Populationen mit mehr als 300 Linien verwendet oder

Linien, die nach gezielter Selektion von Linien mit Rekombinationen in den QTL-Regionen

entwickelt werden (Melchinger et al., 1998; Asins, 2002). Diese Populationsgröße ist ein

wichtiger und oft diskutierter Faktor bei der Ermittlung der Effizienz, wie auch der Präzision

von QTL-Analysen (Schmolke, 2004). Im vorliegenden Versuch traten relativ kleine

Populationsgrößen von 146 (LASKO x ALAMO) bzw. 94 Linien (LASKO x TRIMESTER) auf.

Grundsätzlich ist diese Anzahl an Linien für experimentelle QTL-Analysen nicht

ungewöhnlich, denn mit der Anzahl der Linien steigen auch die Kosten für die Geno- bzw.

Phänotypisierung. Aber selbst bei großen Populationen sind die statistischen Möglichkeiten

zur QTL-Detektion mit kleinen Effekten begrenzt (Utz und Melchinger, 1994).

60 Diskussion

4.6 Schlussfolgerungen und Züchterische Konsequenzen

Die Ergebnisse dieser Arbeit belegen, dass im züchterisch nutzbaren Material von

Wintertriticale genügend genetische Variation für eine ausreichende Selektion auf

Fusariumresistenz vorhanden ist. Die durchgeführten Versuche in der vorliegenden

Doktorarbeit zeigten, dass selbst mit modernen molekularbiologischen Methoden die

Einlagerung einer solchen Resistenz, die auf recht kleinen Effekten mehrerer Gene beruht,

aufwändig ist. So ergibt sich auch in Zukunft ein erhöhter Forschungsbedarf, um die durch

Ährenfusariosen verursachte Schadenshäufigkeit zu verringern. Dazu gehört auch die

markergestützte Züchtung resistenterer Sorten mit zugleich hervorragenden agronomischen

Eigenschaften, denn die Bewertung von QTL-Analysen hängt von vielen Faktoren ab, wie

z.B. der Qualität der genetischen Karte, den phänotypisierten Daten, der Populationsgröße

und der Wahl des statistischen Modells. Hierdurch können bei der QTL-Analyse

verschiedene Effekte ausgelöst werden, die bei der Interpretation der Ergebnisse

berücksichtigt werden müssen.

Die Kopplung zwischen Marker und QTL ist ein wichtiger Aspekt, für die Aussagekraft eines

QTL. Je größer der Abstand zwischen QTL und Marker, umso größer ist die Möglichkeit für

Rekombinationen. Demnach ist die Wahrscheinlichkeit der Beständigkeit eines QTL nur bei

enger Kopplung gegeben. In den vorliegenden Ergebnissen lagen die Abstände von QTL zu

Marker zwischen 0 und 8 cM, wobei nur relativ geringe Effekte vorlagen. Vor einem

wirkungsvollen Einsatz von QTL und der Überprüfung der Ergebnisse von anderen QTL oder

derselben QTL in einem anderen genetischen Hintergrund muss geklärt werden, ob ein

genetischer Zusammenhang zwischen der physiologischen Resistenz und bspw. der

Wuchshöhe besteht. Zusätzlich dazu müssten z.B. Kreuzungen mit anderen Eltern

vorgenommen und geprüft werden, ob die bereits detektierten QTL und deren Effekte

wiedergefunden werden bzw. wie hoch die Effekte wären. Darüber hinaus müssten die

Versuche in anderen Umwelten getestet werden. Weiterführend sollte anderes Material

kartiert werden, um zu sehen, ob bessere Effekte vorhanden sind. Zusätzlich sollte an

markergestützter Selektion und rekurrenten Selektionsprogrammen weitere Forschung

betrieben werden, um Resistenzgene zu kombinieren und die Fusarium- und

Mykotoxinproblematik zu verringern.

Die quantitativ-genetischen Parameter der vorliegenden Doktorarbeit lassen günstige

Voraussetzung für die Resistenzzüchtung im praktischen Zuchtbetrieb erwarten. Basierend

auf den Grundlagen, die diese Arbeit liefert, kann der Einsatz molekularer Marker vor allem

dann als erfolgreich bewertet werden, wenn mit einem QTL-gekoppelten Marker ein hoher

Anteil der genetischen Varianz erklärt werden kann und eine markergestützte Rückkreuzung

mit exotischen Donoren erfolgt. Nachteilig hierbei ist, dass einzelne QTL aber immer nur

61 Diskussion

einen begrenzten Teil der Varianz erklären können und so ein gelegentliches Einschalten

einer phänotypischen Selektion parallel zu markergestützter Selektion empfehlenswert ist,

um einen maximalen Selektionserfolg zu erzielen (Zhou et al., 2003).

Für den Züchter ergibt sich weiterhin die Möglichkeit die Sorten, die über mehrere Umwelten

einen ähnlichen Ährenbefall aufwiesen, wie der resistente Elter LASKO, als Grundlage zu

nehmen, um sie mit anderem Material zu kombinieren. Nach erfolgreicher Aufklärung der

Positionen und Eigenschaften der QTL für eine Resistenz gegen Ährenfusariosen könnten

die Ergebnisse mittels molekularbiologischer Ansätze in angewandte Zuchtprogramme

integriert werden. Anhand der Ergebnisse dieser Doktorarbeit wurde die Basis für weitere

Forschungsansätze gegeben, wodurch sich der Zuchtfortschritt maßgeblich beschleunigen

kann und so zu einer schnelleren Marktreife resistenter Sorten führen könnte.

62 Zusammenfassung

5. Zusammenfassung

Die Bekämpfung des Befalls von Triticale mit Ährenfusariosen ist bisher nur unzureichend

möglich, daher verspricht man sich durch die Resistenzzüchtung erhebliche Verbesserungen

hinsichtlich einer Verringerung des Mykotoxingehaltes. Seit 2006 bestehen vom

Gesetzgeber europaweit strenge Grenzwerte für Deoxynivalenol (DON) in Lebensmitteln.

Die Belastung durch Mykotoxine, die durch den Befall mit Ährenfusariosen verursacht

werden, führen bei Triticale zusätzlich zu hohen Ertragsverlusten. Darüber hinaus verursacht

es in der Fütterung erhebliche Gesundheitsprobleme der Tiere, insbesondere in der

Schweinefütterung, und über die verringerte Futteraufnahme zu finanziellen Verlusten des

Landwirts.

Die Resistenz gegen Ährenfusariosen wird bei Triticale quantitativ mit einer überwiegend

additiven Genwirkung vererbt und ist deshalb nur durch aufwändige Feldprüfungen sicher zu

erfassen. Molekulare Marker beschleunigen den Zuchtgang und ermöglichen die gezielte

Introgression von günstigen QTL. In dieser Doktorarbeit sollten deshalb durch den

innovativen Einsatz molekularer Marker Möglichkeiten zur Erhöhung der Resistenz von

Triticale gegenüber Ährenfusariosen untersucht werden. Ziele waren die Aufklärung der

Mechanismen zur Vererbung von Resistenz mittels mehrortigen und mehrjährigen

Feldversuchen, wie auch die Verringerung der Mykotoxinanhäufung, das Erstellen von

genetischen Karten für zwei Kreuzungspopulationen und die Identifikation von QTL für die

Merkmale Ährenschieben, Wuchshöhe, DON und Fusarium-Resistenz.

Es zeigten sich in allen Populationen signifikante Unterschiede zwischen den einzelnen

Genotypen für die genannten Merkmale. Die Ährenbefallswerte betrugen je nach Standort

und Jahr im Mittel zwischen 8 und 43 %. Die Heritabilitäten waren relativ hoch (0,7 - 0,82).

Die große Bedeutung der Genotyp-Ort-Interaktion zeigte, dass mehrortige und mehrjährige

Prüfungen unbedingt erforderlich sind. Zwischen Ährenbefall und Wuchshöhe bzw.

Ährenschieben (EC-Stadium) ergab sich kein bzw. nur ein mittlerer, jedoch signifikanter

Zusammenhang. Die Korrelation zwischen DON-Gehalt und Ährenbefall lag zwischen r = 0,3

und r = 0,65. Diese Ergebnisse sind zu unpräzise, um eine zuverlässige Vorhersage des

DON-Gehalts anhand des Ährenbefalls zu ermöglichen.

Die Kartierung der Kreuzungspopulationen LASKO x ALAMO und LASKO x TRIMESTER

wurde mit Hilfe von SSR- und DArT-Markern durchgeführt. Anhand der besseren

Chromosomenabdeckung durch DArT-Marker ist der Polymorphiegrad von 7 bis 12 % auf 9

bis 18 % gestiegen. Es wurden genetische Karten mit Gesamtlängen von 1815 bzw. 1407

cM und durchschnittlichen Markerabständen von 5,19 und 4,54 cM erstellt.

63 Zusammenfassung

Bei der QTL-Analyse beider Populationen wurden in der Kreuzungspopulation LASKO x

ALAMO für das Ährenschieben sechs QTL, für die Wuchshöhe vier QTL, für den DON-

Gehalt ein QTL und für die Fusarium-Resistenz vier QTL detektiert. Diese erklärten 8 bis

66 % der phänotypischen Varianz. Für die Population der Kreuzung LASKO x TRIMESTER

wurden jeweils zwei QTL für Ährenschieben, ein QTL für Wuchshöhe und zwei QTL für

Fusarium-Resistenz gefunden, die 3 bis 41 % der phänotypischen Varianz erklärten. Andere

QTL-Studien bei Weizenpopulationen zeigten ähnlich hohe Effekte.

Der Einsatz molekularer Marker zur Erhöhung der Selektionseffizienz dürfte in naher Zukunft

möglich sein, gentechnologische Methoden zur Fusariumresistenz und Toxinverminderung

sind in der Entwicklung. Bei Triticale wurden bisher weder komplette genetische Karten

publiziert, noch sind QTL-Studien zu Fusariumresistenz oder DON bekannt. Die Züchtung

auf Resistenz gegen Ährenfusariosen ist aufwändig, da die Resistenz durch mehrere Gene

vererbt wird und mehrfach im Züchtungsverlauf Resistenzprüfungen mit Inokulation

erforderlich sind. Günstig ist die additive Genwirkungsweise, so dass sich unterschiedliche

Resistenzgene von verschiedenen Eltern kombinieren lassen. Rekurrente

Selektionsprogramme, phänotypische und markerbasierte Selektion sind bereits effektive

Methoden in der Pflanzenzüchtung, um eine weitere Verbesserung der Resistenz gegen

Ährenfusariosen zu züchten und die Mykotoxinbelastung von Triticale zu reduzieren. Die

Ergebnisse dieser Doktorarbeit sind für die weitere Nutzung in der Züchtung resistenter

Sorten sehr vielversprechend.

64 Summary

6. Summary Fusarium head blight (FHB) is an epidemic disease of cereals but disease control still is

insufficiently possible. Resistance breeding can be addressed as one approach to reduce the

mycotoxin contents. Since 2006 the European Union had strict rules governing the values for

Desoxinivalenol (DON) in food products.

The extraordinary loads through mycotoxins in triticale, which are caused by FHB, lead to

large reductions in grain yield and quality. Beyond the fact that it can cause health issues in

animals, especially in pig feed, it may induce financial burdens for farming industries.

Resistance against FHB is inherited quantitatively with mainly additive effects and therefore

is only recorded by complex field experiments. Molecular markers accelerate resistance

breeding and enable specific introgressions of favorable QTL. The main topic of this thesis is

to show the application possibilities of molecular markers for the investigation of FHB

resistance in triticale. In detail this study aims to analyze factors leading to a minimized

mycotoxin accumulation in perennial field trials at several locations. Furthermore genetic

maps of two different crossing populations were compiled and QTL mapping for ear

appearance, plant height, DON content and FHB resistance was implemented.

For all populations significant varieties had been displayed for all characteristics. The

average values for FHB rate were between 8 and 43 % depending on year and location. The

heritability’s showed high values for each population (h2 = 0.7 – 0.82). The substantial

genotype-environment-interaction pointed out the importance of field experiments.

Furthermore no significant correlation was obtained between ear appearance and plant

height. Due to the fact that the correlation factor between DON-content and FHB rate was

very low (r = 0.32) to moderate (r = 0,65). Therefore no assumption about the DON-content

subjected to the FHB rate could be made. The mapping of both populations LASKO x

ALAMO and LASKO x TRIMESTER has been accomplished with SSR- and DArT-markers.

The rate of polymorphism could be increased from 7 - 12 % respectively to 9 - 18 %. Genetic

maps were constructed with length of 1.815 and 1.407 cM. They indicated 5.19 and 4.54 cM

in their average marker distances. Throughout the QTL mapping several QTL were detected

(6 QTL for ear appearance, 4 QTL for plant height, 1 QTL for DON-content and 4 QTL for

FHB rate). These QTL explained 8 to 66 % of the phenotypical variance. In addition crossing

populations of LASKO x TRIMESTER showed 2 QTL for ear appearance, 1 for plant height

and 2 QTL for FHB resistance, which could explain 3 to 41 % of the phenotypical variance.

This was also observed in several other QTL-surveys for wheat.

65 Summary

Prospectively using molecular markers and genetically engineered methods will increase the

research and development of resistant varieties and lead to a reduced mycotoxin

accumulation. So far neither genetic maps nor any QTL studies for FHB resistance or DON-

content in triticale have been published. Due to the fact that resistance is transmitted by

several genes numerous artificial inoculations have to be carried out during breeding.

Additive gene effects are useful to combine several resistance genes from different parents.

Established methods in plant breeding such as recurrent selection, phenotypical and marker-

based selection are successfully in use to reduce FHB- symptoms and to reduce the

mycotoxin value but these methods have to be improved. The results of this thesis are

promising for a superior resistance breeding in the future.

66 Literaturverzeichnis

7. Literaturverzeichnis Anderson, J. A., Stack, R. W., Liu, S., Waldron, B. L., Fjeld, A. D., Coyne, C., Moreno- Sevilla, B., Mitchell Fetch, J., Song, Q. J., Cregan, P. B. und Frohberg, R. C. (2001). DNA markers for Fusarium head blight resistance QTLs in two wheat populations. Theoretical and Applied Genetics 102: 1164-1168.

Anderson, J. A. (2007). Marker-assisted selection for Fusarium head blight resistance in wheat. International Journal of Food Microbiology 119:51–53.

Anscombe, F. J. und Tukey, J. W. (1963). The examination and analysis of residuals. Technometrics 5: 141-160.

Akbari, M., Wenzl, P., Caig, V., Carling, J., Xia, L., Yang, S., Uszynski, G., Mohler, V., Lehmensiek, A., Kuchel, H., Hayden, M. J., Howes, N., Sharp, P., Vaughan, P., Rathmell, B., Huttner, E. und Kilian, A. (2006). Diversity arrays technology (DArT) for highthroughput profiling of the hexaploid wheat genome. Theoretical and Applied Genetics 113: 1409-1420.

Alsop, B. P., Farre, A., Wenzl, P., Wang, J. M., Zhou, M. X., Romagosa, I., Kilian, A. und Steffenson, B. J. (2010). Development of wild barley-derived DArT markers and their integration into a barley consensus map. Molecular Breeding: 1-16.

Asins, M. J. (2002). Present and future of quantitative trait locus analysis in plant breeding. Plant Breeding 121: 281-291.

Bai, G.H., Shaner, G. und Ohm, H. (2000). Inheritance of resistance to Fusarium graminearum in wheat. Theoretical and Applied Genetics 100: 1-8.

Beck, R., Lepschy, J. und Obst, A. (1997). Gefahr aus der Maisstoppel. DLG-Mitteilung 5: 34-38.

Becker, H. (1993). Pflanzenzüchtung. Eugen Ulmer Verlag.

Beer, E. (2005). Arbeitsergebnisse aus der Projektgruppe "Krankheiten im Getreide" der Deutschen Phytomedizinischen Gesellschaft e.V. Gesunde Pflanzen 57: 59-70.

Bishnoi, U. R., Chitapong, P., Hughes, J. und Nishimuta, J. (1978). Quantity and quality of triticale and other small grain silages. Agron Journal 70: 439-441.

Blakeslee, A. F. und Avery, A. G. (1937). Methods of inducing doubling of chromosomes in plant. Journal of Heredity 28: 392-411.

Bockmann, H. (1962). Künstliche Freilandinfektionen mit den Erregern der Fuß- und Ährenkrankheiten des Weizens I. Vorbereitung und Durchführung der Feldinfektion, sowie deren Neben- und Nachwirkungen. Nachrichtenblatt des Deutschen Pflanzenschutzdienstes 14: 153-156.

Börner, H., Schlüter, K., und Auermann, J. (2009). Pflanzenkrankheiten und Pflanzenschutz. Springer.

Braun, R., Weiland, P. und Nellinger, A. (2008). Biogas from Energy Crop Digestion. IEA Bioenergy 37: 4-6.

Brennan, J. M., Egan, D., Cooke, B. M. und Doohan, F. M. (2005). Effect of temperature on head blight of wheat caused by Fusarium culmorum and F. graminearum. Plant Pathology 54: 156-160.


Bolibok-Brągoszewska, H., Heller-Uszyńska, K., Wenzl, P.,Uszyński, G., Kilian, A. und Rakoczy-Trojanowska, M. (2009). DArT markers for the rye genome – genetic diversity and mapping. BMC Genomics.

Büchse, A. und Piepho, H.-P. (2006). Messen, Schätzen, Bonitieren: Konsequenzen des Skalenniveaus für die Auswertung und Interpretation von Versuchsdaten. Beitrag zur DLG-Versuchstechnikertagung Soest.

Buerstmayr, H., Lemmens, M., Fedak, G. und Ruckenbauer, P. (1999). Back-cross reciprocal monosomic analysis of Fusarium head blight resistance in wheat (Triticum aestivum L.). Theoretical and Applied Genetics 98: 76-85.

Buerstmayr, H., Steiner, B., Lemmens, M. und Ruckenbauer, P. (2000). Resistance to Fusarium head blight in two winter wheat crosses: heritability and trait associations. Crop Science 40: 1012-1018.

Buerstmayr, H., Lemmens, M., Hartl, L., Doldi, L., Steiner, B., Stierschneider, M. und Ruckenbauer, P. (2002). Molecular mapping of QTLs for Fusarium head blight resistance in spring wheat. I. Resistance to fungal spread (Type II resistance). Theoretical and Applied Genetics 104: 84-91.

Buerstmayr, H., Steiner, B., Hartl, L., Griesser, M., Angerer, A. und Lengauer, D. (2003). Molecular mapping of QTLs for Fusarium head blight resistance in spring wheat. II Resistance to fungal penetration and spread. Theoretical and Applied Genetics 107: 503-508.

Buerstmayr, H., Ban, T. und Anderson, J. A. (2009) QTL mapping and marker assisted selection for Fusarium head blight resistance in wheat: a review. Plant Breeding 128: 1-26.

Chen, J., Griffey C., A., Saghai Maroof, M. A., Stromberg, E. L., Biyashev, R. M., Zhao, W., Chappell, M. R., Pridgen, T. H., Dong, Y. und Zeng, Z. (2006). Validation of two major quantitative trait loci for Fusarium head blight resistance in Chinese wheat line W14. Plant Breeding 125: 99-101. Churchill, G. A. und Doerge, R. W. (1994). Empirical threshold values for quantitative trait mapping. Genetics 138: 963-971.

Cochran, W. G. und Cox, G. M. (1957). Experimental designs. Wiley: 553-566.

Daniel, D. (2005). Erstellung von doppelhaploiden Weizenlinien über die Weizen x Mais- Methode. Von http://www.lfl.bayern.de abgerufen.

Darvasi, A. und Soller, M. (1997). A simple method to calculate resolving power and

confidence interval of QTL map location. Behavior Genetics 27: 125-132.

Dehne, H. W. (2001). Fusarium-Befall und Mykotoxinbelastung von Getreide -Ursachen, Auswirkungen, Vermeidungsstrategien. 13. Wissenschaftliche Fachtagung; Bonn 1-3.

Devos, K. M., Milan, T. und Gale, M. D. (1993). Comparative RFLP maps of the homeologous group-2 chromosomes of wheat, rye and barley. Theoretical and Applied Genetics 85: 784-792.

D´Mello, J. P. F., Placinta, C. M. und Macdonald, A. M. C. (1999) Fusarium mycotoxins: a review of global implications for animal health, welfare and productivity. Animal Feed Science and Technology 80:183-205.


FAOSTAT (2010). Food and Agriculture Organisation of the United Nations. Von http://faostat.fao.org abgerufen.

Furman, B. J., Qualset, C. O., Skovmand, B., Heaton, J. H., Corke, H. und Wesenberg, D. M. (1997). Characterization and analysis of North American triticale genetic resources. Crop Science 37: 1951-1959.

Gervais, L., Dedryver, F., Morlais, J-Y., Bodusseau, V., Negre, S., Bilous, M., Groos, C. und Trottet, M. (2003). Mapping of quantitative trait loci for field resistance to Fusarium head blight in an European winter wheat. Theoretical and Applied Genetics 106: 961-970.

González, J. M., Muñiz, L. M. und Jouve, N. (2005). Mapping of QTLs for androgenetic response based on a molecular genetic map of × Triticosecale Wittmack. Genome 48: 999-1009.

GrainGenes. (2010). GrainGenes 2.0: A Database for Triticeae and Avena. Von http://wheat.pw.usda.gov/ abgerufen.

Gupta, P. K., Balyan, H. S., Edwards, K. J., Isaac, P., Korzun, V., Röder, M., Gautier, M. F., Joudrier, P., Schlatter, A. R., Dubcovsky, J., De la Pena, R. C., Khairallah, M., Penner, G., Hayden, M. J., Sharp, P., Keller, B., Wang, R. C. C., Hardouin, J. P., Jack, P. und Leroy, P. (2002). Genetic mapping of 66 new microsattelite (SSR) loci in bread wheat. Theoretical and Applied Genetics 105: 413-422.

Gustafson J. P., Ma, X-F., Korzun, V. und Snape, J. W. (2009). A consensus map of rye integrating mapping data from five mapping populations Theoretical and Applied Genetics 118: 793–800.

Häberle, J., Schmolke, M., Schweizer, G., Korzun, V., Ebmeyer, E., Zimmermann, G. und Hartl, L. (2008). Effects of Two Major Fusarium Head Blight Resistance QTL Verified in a Winter Wheat Backcross Population. Crop Science 47: 1823-1831.

Hackauf, B. und Wehling, P. (2003). Development of microsatellite markers in rye: map construction. Plant Breeding and Seed Science 48: 143-151.

Hackauf, B., Ruda, S., van der Voort, J. R., Miedaner, T. und Wehling, P. (2009) Comparative mapping of DNA sequences in rye (Secale cereale L.) in relation to the rice genome. Theoretical and Applied Genetics 118: 371-384.

Haldane, J. B. S. (1919). The combination of linkage values and the calculation of distances between loci of linked factors. Journal of Genetics 8: 299-309.

Hartl, L., Wosnitza, A. und Zimmermann, G. (2001). Sortenresistenz wird besser. DLG-Mitteilungen 8: 40-43.

Heinrich, N. (2004). Quantitativ-genetische Untersuchungen zur Vererbung der Resistenz gegen Ährenfusariosen bei Triticale (xTriticosecale Wittmack). Dissertation.

Hilton, A. J., Jenkinson, P., Hollins, T. W. und Parry, D. W. (1999). Relationship between cultivar height and severity of Fusarium ear blight in wheat. Plant Pathology 48: 202-208.

Hoffmann, W., Mudra, A., und Plarre, W. (1985). Lehrbuch der Züchtung landwirtschaftlicher Kulturpflanzen. Paul Parey-Verlag.

Holzapfel, J., Voss, H-H., Miedaner, T., Korzun, V., Häberle, J., Schweizer, G., Mohler, V., Zimmermann, G. und Hartl, L. (2008). Inheritance of resistance to Fusarium head blight in three European winter wheat populations. Theoretical and Applied Genetics 117: 1119-1128.

http://wheat.pw.usda.gov/


Holzapfel, J. (2009). Kartierung von Resistenzloci gegen Ährenfusarium im europäischen Winterweizen unter Berücksichtigung des Kurzstrohgens Rht-D1. Dissertation.

Horsley, R. D., Schmierer, D., Maier, C., Kudrna, D., Urrea, C. A., Steffenson, B. J. und Schwarz, P. B. (2006). Identification of QTLs Associated with Fusarium Head Blight Resistance in Barley Accession CIho 4196. Crop Science 46:145–156.

Jaccoud, D., Peng, K., Feinstein, D. und Kilian, A. (2001). Diversity Arrays: a solid state technology for sequence information independent genotyping. Nucleic Acids Research 29: No. 4 e25

Jenkinson, P. und Parry, D. W. (1994). Isolation of Fusarium species from common broad- leaved weeds and their pathogenicity to winter wheat. Mycological Research; 98 776-780.

Kabak, W., Dobson, A. D. W. und Var, I. (2006). Stategies to prevent mycotoxin contamination of food and animal feed. Critical Reviews in Food Science and Nutrition 46: 593-619.

Klahr, A., Mohler, V., Herz, M., Wenzel, G. und Schwarz, G. (2004). Enhanced power of detection for Fusarium head blight resistance in wheat by means of co-dominant scoring of AFLP and resistance gene analog markers. Molecular Breeding 13: 289-300.

Klahr, A., Zimmermann, G., Wenzel, G. und Mohler V. (2007). Effects of environment, disease progress, plant height and heading date on the detection of QTLs for resistance to Fusarium head blight in an European winter wheat cross. Euphytica 154: 17-28.

Khlestkina, E. K., Than, M. H. M., Pestsova, E. G., Röder, M. S., Malyshev, S. V., Korzun, V. und Börner, A. (2004). Mapping of 99 new microsatellite-derived loci in rye (Secale cereale L.) including 39 expressed sequence tags. Theoretical and Applied Genetics 109: 725-732.

Korzun, V., Röder, M. S., Ganal, M. W., Worland, A. J. und Law, C. N. (1998) Genetic analysis of the dwarfing gene Rht8 in wheat. Part I. Molecular mapping of Rht8 on the short arm of chromosome 2D of bread wheat (Triticum aestivum L.). Theoretical and Applied Genetics 96: 1104-1109.

Kosambi D. D. (1944). The estimation of map distances from recombination values. Annals of Eugenics 12: 172-175.

Kuleung, C., Baenzinger, P. S. und Dweikat, I. (2004). Transferability of SSR markers among wheat, rye and triticale. Theoretical and Applied Genetics 108: 1147-1150.

Kuleung, C., Baenziger, P. S., Kachmann, S. D. und Dweikat, I. (2006). Evaluating the Genetic Diversity of Triticale with Wheat and Rye SSR Markers. Crop Science 46: 1692-1700.

Lacey, J., Bateman, G. L. und Mirocha, C. J. (1999): Effects of infecion time and moisture on development of ear blight and deoxynivalenol production by Fusarium spp. in wheat. Ann.of Applied Biology 134: 277-283.

Lelley, T. (2006). Triticale: A Low-Input Cereal with Untapped Potential. In R. Singh, und P. Jauhar. Genetic Resources, Chromosome Engineering, and Crop Improvement. CRC Press: 395-430.


Lemmens, M., Buerstmayr, H., Krska, R., Schumacher, R., Grausgruber, H. und Ruckenbauer, P. (2004). The effect of inoculation treatment and long term application of moisture on Fusarium head blight symptoms and deoxynivalenol contamination in wheat grains. European Journal of Plant Pathology 110: 299-308.

Lindschau, M., und Oehler, E. (1935). Untersuchungen am konstant intermediären additiven Rimpau´schen Weizen-Roggenbastard. Der Züchter 7: 228-233.

Liu, W., Langseth, W., Skinnes, H., Elen, O. N. und Sundheim, L. (1997). Comparison of visual head blight ratings, seed infection levels, and deoxinivalenol production for assessment of resistance in cereals inoculated with Fusarium culmorum. European Journal of Plant Pathology 103: 589-595.

Liu, S., Zhang, X., Pumphrey, M. O., Stack, R. W., Gill, B. S. und Anderson, J. A. (2006). Complex microcolinearity among wheat, rice, and barley revealed by fine mapping of the genomic region harbouring a major QTL for resistance to Fusarium head blight in wheat. Functional and Integrative Genomics 6: 83-89.

Loarce Y, Hueros G, Ferrer E (1996). A molecular linkage map of rye. Theoretical and Applied Genetics 93: 1112-1118.

Ma, X.-F., Wanous, M. K., Houchins, K., Rodriguez Milla, M. A., Goicoechea, P. G., Wang, Z., Xie, M. und Gustafson, J. P. (2001). Molecular linkage mapping in rye (Secale cereale L.). Theoretical and Applied Genetics 102: 517-523.

Maier, F. J. und Oettler, G. (1996). Genetic variation for head blight resistance in triticale caused by Fusarium graminearum isolates of different deoxinivalenol production. Euphytica 89: 387-394.

Mardi, M., Pazouki, L., Delvar, H., Kazemi, M. B., Ghareyazie, B., Steiner, B., Nolz, R., Lemmens, M. und Buerstmayr, H. (2006). QTL analysis of resistance to Fusarium head blight in wheat using a ‘Frontana’-derived population. Plant Breeding 125: 313-317. Martin, R. A. und Johnston H. W. (1982). Effects and control of Fusarium diseases of cereal grains in the Atlantic Provinces. The Canadian Journal of Plant Pathology 4: 210-216.

Mauler-Machnik, A. und Zahn, K. (1994). Ährenfusariosen an Weizen- neue Erkenntnisse zur Epidemiologie und zur Bekämpfung mit Folicur ® (Tebucanazole). Pflanzenschutz-Nachrichten Bayer 47: 133-159.

Meier, A. (2003). Zur Bedeutung von Umweltbedingungen und pflanzenbaulichen Maßnahmen auf den Fusarium-Befall und die Mykotoxinbelastung von Weizen. Dissertation.

Melchinger, A. E., Utz, H. F. und Schön, C. (1998). Quantitative trait locus (QTL) mapping using different testers and independent population samples in maize reveals a low power of QTL detection and a large bias in estimates of QTL effects. Genetics 149: 383-403.

Mesterházy, A. (1978). Comparative analysis of artificial inoculation methods with Fusarium spp. on winter wheat varieties. Journal of Phytopathology 93: 12-25.

Mesterházy, A. (1987). Selection of head blight resistant wheats through improved seedling resistance. Plant Breeding 98, 25-36.

Mesterházy, A. und Bartok, T. (1993). Resistance and pathogenicity influencing toxin (DON) contamination of wheat varieties following Fusarium infection. Hodowla Roslin, Aklimatizaca i Nasiennictwo 37: 9-15.


Mesterházy, A. (1995). Types and components of resistance to Fusarium diseases. Plant Breeding 114: 377-386.

Mesterházy, A., Bartok, T., Mirocha, C. G. und Komoroczy, R. (1999). Nature of wheat resistance to Fusarium head blight and the role of deoxinivalenol for breeding. Plant Breeding 118: 97-110.

Mesterházy, Á. (2003). Breeding wheat for Fusarium head blight resistance in Europe. In: Leonard, K. J. und Bushnell, W. R. (eds.). Fusarium head blight of wheat and barley. APS Press: 211-240.

Miedaner, T. (1986). Entwicklung von Methoden zur Bestimmung der Fusarium-Resistenz in frühen Wachstumsstadien des Weizens. Dissertation.

Miedaner, T., Borchard, D. C. und Geiger, H. H. (1993). Genetic analysis of inbred lines and their crosses for resistance to head blight (Fusarium graminearum, F. culmorum) in winter rye. Euphytica 65: 123-133.

Miedaner, T. und Perkowski, J. (1996). Correlations among Fusarium culmorum head blight resistance, fungal colonization and mycotoxin contents in winter rye. Plant Breeding 115: 347- 351.

Miedaner, T. (1997) Breeding wheat and rye for resistance to Fusarium diseases. Plant Breeding 116:201–220.

Miedaner, T., Reinbrecht, C., Schollenberger, M. und Lauber, U. (2000). Vorbeugende Maßnahmen gegen Befall mit Ährenfusariosen und Mykotoxinbelastung des Getreides. Mühle und Mischfutter 137: 485-489.

Miedaner, T., Reinbrecht, C., Lauber, U., Schollenberger, M. und Geiger, H. H. (2001). Effects of genotype and genotype-environment interaction on deoxinivalenol accumulation and resistance to Fusarium head blight in rye, triticale and wheat. Plant Breeding 120: 97-105.

Miedaner, T. und Schneider, B. (2002). Züchtungsstrategien zur Verringerung von Ährenfusariosen und Mykotoxingehalte bei Getreide. Tagungsband der 13. und 14. Wissenschaftlichen Fachtagung: Fusarium-Befall und Mykotoxinbelastung von Getreide und Schadvernichtung in Ackerböden 55-67.

Miedaner, T., Schneider, B. und Geiger, H. H. (2003). Deoxynivalenol (DON) content and Fusarium head blight resistance in segregating populations of winter rye and winter wheat. Crop Science 43: 519-526.

Miedaner, T., Heinrich, N., Schneider, B., Oettler, G., Rohde, S. und Rabenstein, F. (2004). Estimation of deoxynivalenol (DON) content by symptom rating and exoantigen content for resistance selection in wheat and triticale. Euphytica 139: 123-132.

Mielke, H. (1995). Untersuchungen zur Anfälligkeit verschiedener Weizensorten gegenüber der partiellen Taubährigkeit (Fusarium culmorum (W. G. Sm.) Sacc.). Nachrichtenblatt des Deutschen Pflanzenschutzdienstes 47: 254-262.

Miller, J. D., Young, J. C. und Sampson, R. D. (1985). Deoxynivalenol and Fusarium head blight resistance in spring cereals. Phytopathology 113: 359-367.

Moreau, L., Lemarié, S., Charchosset, A. und Gallais, A. (2000). Economic efficiency of one cycle of marker-assisted selection. Crop Science 40: 329-337.

Murray, M. G. und Thompson, W. F. (1980) Rapid isolation of high molecular weight plant DNA. Nucleic Acids Research 8: 4321-4326.


Nirenberg,H. I. (1981). A simplified method for identifying Fusarium spp. occurring on wheat. The Canadian Journal of Botany 59: 1599-1609.

Oettler, G. und Wahle, G. (2001). Genotypic and environmental variation of resistance to head blight in triticale inoculated with Fusarium culmorum. Plant Breeding 12: 297-300.

Oettler, G., Heinrich, N. und Miedaner, T. (2004). Estimates of additive and dominance effects for Fusarium head blight resistance of winter triticale. Plant Breeding 123: 525-530.

Oettler, G. (2005). The fortune of botanical curiosity-Triticale: past, present and future. Journal of Agricultural Science 143: 329-346.

Oettler, G. (2008). Triticale, x Triticoselcale Wittmack. Die erste vom Menschen geschaffene Getreideart. In: Röbbelen, G. (Editor). Die Entwicklung der Pflanzenzüchtung in Deutschl. (1908-2008). Vorträge für Pflanzenzüchtung 75: 320-329.

Offenbächer, G. (2001). Zur Analytik von Fusarium-Mykotoxinen. Tagungsband der 13. und 14. Wissenschaftlichen Fachtagung: Fusarium-Befall und Mykotoxinbelastung von Getreide und Schadverdichtung in Ackerböden: 4-13.

Paillard, S., Schnurbusch, T., Tiwari, R., Messmer, M., Winzeler ,M., Keller, B. und Schachermayr, G. (2004). QTL analysis of resistance to Fusarium head blight in Swiss winter wheat (Triticum aestivum L.). Theoretical and Applied Genetics 109: 323-332.

Paul, P. A., Lipps, P. E. und Madden, L. V. (2005). Relationship between visual estimates of Fusarium head blight intensity and deoxynivalenol accumulation in harvested wheat grain: a meta-analysis. Phytopathology 95: 1225-1236.

Peleg, Z., Saranga, Y., Suprunova, T., Ronin, Y., Röder, M. S., Kilian, A., Korol, A. B. und Fahima, T. (2008). High-density genetic map of durum wheat x wild emmer wheat based on SSR and DArT markers. Theoretical and Applied Genetics 117: 103-115.

Peng, J. H., Fahima, T., Röder, M. S., Li, Y. C., Grama, A., Ronin, Y. I., Korol, A. B. und Nevo, E. (2000). Molecular genetic maps in wild emmer wheat, Triticum dicoccoides: genome-wide coverage, massive negative interference, and putative quasi-linkage. Genome Research 10: 1059-1031.

Perkowski, J., Lasocka, I., Stuchlikova, E., Sip, V., Golinski, P. und Bartos, P. (1996). Response of Czech and Slovak wheat varieties to Fusarium culmorum leading to trichothecenes content in grain. Genetica a Slechteni UZPI 32: 73-77.

Parry, D. W., Jenkins, P. und McLeod, L. (1995). Fusarium ear blight (scab) in small grain cereals—a review. Plant Pathology 44: 207-238.

Pestsova, E., Ganal, M. W. und Röder, M. S. (2000). Isolation and mapping of microsattelite

markers specific for the D genome of bread wheat. Genome 43: 689-697.

Prigge, G., Gerhard, M. und Habermayer, J. (2004). Pilzkrankheiten und Schadsymptome im Getreideanbau. Landwirtschaftsverlag.

Reinbrecht, C. (2002). Genetische und physiologische Einflußfaktoren sowie deren Wechlsewirkungen auf die Trichothecenbildung bei Roggen, Trtiticale und Weizen nach Inokulation mit Fusarium culmorum (W.G. Smith) Sacc. Dissertation.

Risser, P. (2010). Mapping of quantitative‐trait loci (QTL) for adult‐plant resistance to Septoria tritici in five wheat populations (Triticum aestivum L.). Dissertation.


Rodemann, B. (1999). Mykotoxine in Getreide. Forschungsreport für Ernährung, Landwirtschaft und Forsten 2: 6-9.

Rodemann, B. (2004). Untersuchungen zum Auftreten von Ährenfusariosen in Triticale. Mitteilungen der Biologischen Bundesanstalt für Land- und Forstwirtschaft 396: 403.

Rodemann, B. (2005). Fusarium-Resistenzprüfungen bei Triticale. Vortrag im Kolloquium „Triticale-Züchtung und Verwendung― in Braunschweig.

Rodemann, B. und Mielke, H. (2007). Zum Anbau und Pflanzenschutz des Triticale. Mitteilungen aus der Biologischen Bundesanstalt für Land- und Forstwirtschaft 409: 5-40.

Röder, M. S., Korzun, V., Wendehake, K., Plaschke. J., Tixier, M. H., Leroy, P. und Ganal, M. M. (1998). A microsatellite map of wheat. Genetics 149: 2007-2023.

Rogalska, S. M., Cybulska-Augustyniak, J. und Kulawinek, A. (1996). Aneuploidy in polish cultivars of winter triticale (x Triticosecale Wittmack). Genetica Polonica 32: 10-15.

Saiki, R. K., Scharf, S., Faloona, F., Mullis, K. B., Horn, G. T., Erlich, H. A., et al. (1985). Enzymatic amplification of beta-globin genomic sequences and restriction site analysis for diagnosis of sickle cell anemia. Science 230: 1350-1354.

Sanger, F., Nicklen, S., und Coulson, A. R. (1977). DNA-sequencing with chain-terminating inhibitors. Biotechnology 24: 104-108.

Schneider, B. (2005). Aufspaltungsvariation für die Resistenz gegen Ährenfusariosen und den Deoxynivalenolgehalt bei Winterroggen (Secale cereale L.), Wintertriticale (Triticosecale Wittmack) und Winterweizen (Triticum aestivum L.). Dissertation.

Schmolke, M. (2004). Molekulargenetische Charakterisierung und Lokalisierung von Resistenzgenloci gegen Ährenfusariosen bei Winterweizen. Dissertation.

Schmolke, M., Zimmermann, G., Buerstmayr, H., Schweizer, G., Miedaner, T., Korzun, V., Ebmeyer, E. und Hartl, L. (2005). Molecular mapping of Fusarium head blight resistance in the winter wheat population Dream/Lynx. Theoretical and Applied Genetics 111: 747-756.

Schollenberger, M., Lauber, U., Terry-Jara, H., Suchy, S., Drochner, W. und Müller, H. M. (1998). Determination of eight trichothecenes by gas chromatography/mass spectroscopy after sample clean-up by two-stage solid-phase extraction. Journal of Chromatography A 815: 123-132.

Schroeder, H. W. und Christensen, J. J. (1963). Factors affecting resistance of wheat to scab caused by Gibberella zeae. Phytopathology 53: 831-838.

Semagn, K., Bjornstad, A., Skinnes, H., Maroy, A. G., Tarkegne, Y. und William, M. (2006). Distribution of DArT, AFLP and SSR markers in a genetic linkage map of a doubled-haploid hexaploid wheat population. Genome 49: 545-555.

Semagn, K., Skinnes, H., Bjørnstad, Å., Marøy, A. G. und Tarkegne, Y. (2007) Quantitative trait loci controlling Fusarium head blight resistance and low deoxynivalenol content in hexaploid wheat population from Arina and NK93604. Crop Science 47: 294–303.

Snijders, C. H. A. und Perkowski, J. (1990). Effects of head blight caused by Fusarium culmorum on toxin content and weight of wheat kernels. Phytopathology 80: 566-570.

Snijders, C. H. A. (1990). The inheritance of resistance to head blight caused by Fusarium culmorum in winter wheat. Euphytica 50: 11-18.


Song, Q. J., Shi, J. R., Singh, S., Fickus, E. W., Costa, J. M., Lewis, J., Gill, B. S., Ward, R. und Cregan P. B. (2005). Development and mapping of microsatellite (SSR) markers in wheat. Theoretical and Applied Genetics 110: 550-560.

Somers, D. J., Fedak, G. und Savard, M. (2003). Molecular mapping of novel genes controlling Fusarium head blight resistance and deoxynivalenol accumulation in spring wheat. Genome 46: 555-564.

Somers, D. J., Isaac, P. und Edward, K. (2004). A high-density wheat microsatellite consensus map for bread wheat (Triticum aestivum L.). Theoretical and Applied Genetics 109: 1105-1114.

Sourdille, P., Cadalen, T., Guyomarc´h, H., Snape, J. W., Perretant, M. R., Charmet, G., Boeuf, C., Bernard, S. und Bernard, M. (2003). An update of the Courtout x Chinese Spring intervarietal molecular marker linkage map for the QTL detection of agroniomic traits in wheat. Theoretical and Applied Genetics 106: 530-538.

Steiner, B., Lemmens, M., Griesser, M., Scholz, U., Schondelmaier, J. und Buerstmayr, H. (2004). Molecular mapping of resistance to Fusarium head blight in the spring wheat cultivar Frontana. Theoretical and Applied Genetics 109: 215-224.

Utz, H. F. und Melchinger, A. E. (1994). Comparison of different approaches to interval mapping of quantitative trait loci. In: Van Ooijen, J.W. und Jansen, J.: Proceedings of the Ninth Meeting of the EUCARPIA Section Biometrics in Plant Breeding. CPRO-DLO Wageningen, Niederlande: 195-204.

Utz, H. F., Melchinger, A. E. und Schön, C. C. (2000). Bias and sampling error of the estimation of genotypic variance explained by quantitative trait loci determined from experimental data in maize using cross validation and validation with independent samples. Genetics 154: 1839-1849.

Utz, H. F. (2007). PLABSTAT, a computer programme for statistical analysis of plant breeding experiments, version 3A. Universität Hohenheim, Stuttgart.

Utz, H. F. (2009). PLABMQTL, a computer programme to map QTL, version 0.5.s. Universität Hohenheim, Stuttgart.

Van Ooijen, J. W. (2006). JoinMap® 4.0, Software for the calculation of genetic linkage maps. Plant Research International, Wageningen.

Van Os, H., Stam, P., Visser, R. G. und Van Eck, H. J. (2005). Record: A novel method for ordering loci on a genetic linkage map. Theoretical and Applied Genetics 112: 30-40.

Varshney, R. K., Langridge, P. und Graner, A. (2007). Aplication of genomics to molecular breeding of wheat and barley. Advanced Genetics 58: 121-155.

Voorips, R. E. (2002). MapChart: software for the graphical presentation of linkage maps and QTLs. Journal of Heredity 93: 77-78.

Voss, H.-H., Holzapfel, J., Hartl, L., Korzun, V., Rabenstein, F., Ebmeyer, E., Coester, H., Kempf, H. und Miedaner, T. (2008). Effect of the Rht-D1 dwarfing locus on Fusarium head blight rating in three segregating populations of winter wheat. Plant Breeding 127: 333-339.

Waldron, B. L., Moreno-Sevilla, B., Anderson, J. A., Stack, R. W. und Frohberg, R. C. (1999). RFLP mapping of QTL for Fusarium head blight resistance in wheat. Crop Science 39: 805-811.


Wenzl, P., Carling, P., Kudrna, D., Jaccoud, D., Huttner, E., Kleinhofs, A. und Kilian, A. (2004). Diversity Arrays Technology (DArT) for whole-genome profiling of barley. PNAS 26: 9915-9920.

Whitaker, T. B. (2006). Sampling foods for mycotoxins. Food Additives and Contaminants 23: 50-61.

Wilde, F. und Miedaner, T. (2006). Selection for Fusarium head blight resistance in early generations reduces the deoxynivalenol (DON) content in grain of winter and spring wheat. Plant Breeding 125: 96-98.

Wilde, F., Korzun, V., Ebmeyer, E., Geiger, H. H. und Miedaner T. (2007). Comparison of phenotypic and marker-based selection for Fusarium head blight resistance and DON content in spring wheat. Molecular Breeding 19: 357-370.

Wilson, A. S. (1876). Wheat and rye hybrids. Transactions and Proceedings of the Botanical Society 12: 286-288.

Wittmack, L. (1899). Gesellschaft Naturforschender Freunde Berlin, Sitzung vom 21. März.

Zeller, S. L., Kalinina, O., Brunner, S., Keller, B. und Schmid, B. (2010). Transgene X environment interactions in genetically modified wheat. Public library of science 5: 1-8.

Zhou, W. C., Kolb, F. L., Bai, G. H., Shaner, G. und Domier, L. L. (2002). Genetic analysis of scab resistance QTL in wheat with microsatellite and AFLP markers. Genome 45: 719-727.

Zhou, W. C., Kolb, F. L., Bai, G. H., Domier, L. L., Boze, L.K. und Smith, N. J. (2003). Validation of a major QTL for scab resistance with SSR markers and use of marker-assisted selection in wheat. Plant Breeding 122: 40-46.

Zhu, S., Rossnagel, B. G. und Kaeppler, H. F. (2004). Genetic analysis of quantitative trait loci for groat protein and oil content in oat. Crop Science 44: 254-260.

76 Anhang

8. Anhang

8.1 Genetische Karten beider Kreuzungspopulationen

LA

SK

O X

AL

AM

O

1A

BS

_W

MS

33

0.0

1A

_W

MS

835

0.5

1A

_w

Pt-

1167

9.0

1A

_w

Pt-

6280

14.8

1A

_w

Pt-

0595

20.0

Ch

r_1A

2A

_w

Pt-

6393

0.0

2A

_B

AR

C15

1.6

2A

S_W

MS

372

2.1

2A

B_W

MC

63

2.8

2A

_W

MS

328

6.5

2A

_B

AR

C5

16.0

2A

L_W

MS

312

22.6

2A

_w

Pt-

3244

23.2

FUS

Ch

r_2A

3A

_W

MS

1110

0.0

3A

L_W

MS

638

3.1

wP

t-1092

29.1

tPt-

513726

29.8

3A

L_W

MS

155

35.7

wP

t-345988

45.8

3A

_w

Pt-

9761

67.1

3A

_W

MS

1096

73.1

3A

_w

Pt-

1339

76.6

3A

_w

Pt-

4398

77.7

3A

_W

MS

434

80.8

3A

_w

Pt-

1888

83.1

3A

_w

Pt-

0398

87.0

3A

L_W

MS

1229

87.6

Ch

r_3A

4A

L_B

AR

C170

0.0

4A

_W

MS

937

1.8

4A

_w

Pt-

8019

6.2

4A

_w

Pt-

3638

6.7

4A

_w

Pt-

9445

16.7

Ch

r_4A

5A

_B

AR

C141

0.0

5A

_w

Pt-

9748

5.9

5A

L_W

MS

1236

9.4

tPt-

512877

19.4

5A

_w

Pt-

9094

19.6

5A

_B

AR

C151

32.7

5A

_C

FA

2163

71.8

5A

L_W

MS

982

77.7

5A

_C

FA

2155

78.8

5A

_w

Pt-

1052

83.1

5A

_w

Pt-

5096

86.1

5A

L_W

MS

595

95.6

5A

_tP

t-4184

101.6

5A

L_W

MS

291

113.3

WUH AES

Ch

r_5A

6A

_w

Pt-

3247

0.0

6A

_w

Pt-

5550

40.2

6A

_W

MC

417

74.6

6A

L_W

MS

1017

83.3

6A

_w

Pt-

5310

91.6

6A

L_W

MS

570

97.7

6A

L_B

AR

C113

106.1

6A

_w

Pt-

2465

107.7

6A

_w

Pt-

7373

108.9

6A

_w

Pt-

2077

110.2

6A

_W

MS

530

111.4

6A

_w

Pt-

7599

113.1

6A

_W

MS

1009

134.5

6A

S_W

MS

1040

145.7

6A

_w

Pt-

3965

147.5

6A

6B

_w

Pt-

7906

147.8

6A

_w

Pt-

7663

149.2

6A

_w

Pt-

3524

153.1

6A

_w

Pt-

6904

153.8

6A

_w

Pt-

9679

154.6

6A

_w

Pt-

7027

154.7

6A

_w

Pt-

5652

155.9

6A

_w

Pt-

4270

178.9

AES

Ch

r_6A

7A

S_W

MS

471

0.0

7A

_w

Pt-

0002

4.7

7A

_w

Pt-

8043

8.2

7A

S_W

MS

681

11.8

7A

_W

MS

635

14.2

7A

_w

Pt-

6824

20.8

7A

_w

Pt-

4835

27.6

7A

_w

Pt-

3523

30.6

7A

_w

Pt-

7785

75.2

7A

_w

Pt-

0321

80.1

WM

C405

83.6

7A

_w

Pt-

1436

84.9

BA

RC

222

86.5

tPt-

513624

89.4

7A

L_W

MS

870

90.6

7A

S_W

MS

913

91.8

7A

_B

AR

C121

97.3

6A

7A

_B

AR

C195

98.7

7A

_tP

t-2230

100.6

WM

S276

106.1

7A

_W

MS

332

131.7

7A

_tP

t-6875

146.3

7A

_W

MS

1126

155.9

7A

_w

Pt-

2260

159.7

7A

L_W

MS

698

170.8

7A

L_W

MS

1066

181.4

AES WUH

Ch

r_7A

Ab

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17 :

Ge

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77 Anhang

LA

SK

O x

AL

AM

O

1B

7B

_w

Pt-

2540

0.0

1B

_w

Pt-

3172

0.9

1B

_W

MS

1130

1.8

1B

_w

Pt-

7371

8.7

1B

_w

Pt-

7359

16.6

1A

1B

_w

Pt-

2859

17.8

1B

_w

Pt-

0308

19.3

1B

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Pt-

3465

20.3

1B

_tP

t-5249

66.3

FUS

Ch

r_1

B

2B

L_W

MS

1300

0.0

2B

_w

Pt-

0694

0.8

2B

2D

_w

Pt-

4223

4.7

2B

_w

Pt-

9190

6.4

2B

_w

Pt-

7161

10.0

2B

_w

Pt-

7004

11.3

1B

2B

_w

Pt-

8776

13.2

rPt-

508259

30.1

2B

_w

Pt-

4426

32.6

2B

_W

MC

361

33.6

2B

_w

Pt-

3632

35.3

2B

_W

MS

619

37.9

2B

_tP

t-4602

0.0

2B

_tP

t-1663

1.7

2B

_w

Pt-

5759

12.3

tPt-

513188

17.0

2B

_B

AR

C35

19.6

2B

_W

MS

1203

23.6

tPt-

513659

25.8

2B

_W

MS

1128

35.7

2B

4D

_tP

t-4627

37.3

2B

_w

Pt-

7695

39.3

tPt-

5853

41.5

2B

_w

Pt-

9668

98.7

wP

t-4327

99.7

2B

_w

Pt-

9402

102.9C

hr_

2B

WM

S247

0.0

3B

_W

MS

181

3.5C

hr_

3B

4B

_w

Pt-

5265

0.0

4B

_W

MC

125

22.9

4B

_w

Pt-

1046

31.1

tPt-

513652

31.8

4B

_w

Pt-

7412

37.4

4B

L_5A

LW

MS

736b

42.7

4B

L_W

MS

930

47.6

4B

_W

MS

149

52.2

4B

_w

Pt-

8796

52.6

4B

SL_W

MS

513

54.0

4B

_w

Pt-

6149

55.1

4B

_w

Pt-

9393

75.0

4A

B_W

MC

617

76.8

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Ch

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B

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Pt-

8637

0.0

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_w

Pt-

3289

2.7

5B

_w

Pt-

9569

3.0

5B

_w

Pt-

5120

3.5

5B

_w

Pt-

3461

3.7

5B

_B

AR

C109

4.3

5B

_B

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C4

4.6

5B

_W

MS

1180

5.0

5B

_W

MS

197

5.4

5B

L_W

MS

777

71.9

WUH

Ch

r_5

B

wP

t-9572

0.0

6B

_w

Pt-

8239

3.1

6B

_w

Pt-

9990

4.8

6B

_w

Pt-

7954

11.3

6B

_w

Pt-

6674

14.0

6B

L_W

MS

1199

34.8

6B

S_W

MS

825

53.5

6B

_w

Pt-

9195

57.8

6B

_w

Pt-

6247

59.5

6B

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MC

756

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6B

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MS

644

67.6

6B

_W

MC

473

68.9

6B

_B

AR

C178

94.6

6B

_W

MS

1076

97.6

6B

_w

Pt-

0986

151.6

6B

_w

Pt-

5885

163.8

6B

_w

Pt-

9952

165.3C

hr_

6B

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Pt-

7318

0.0

7B

_W

MS

537

5.5

7B

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Pt-

8283

7.0

5B

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Pt-

4863

13.7

7B

S_W

MS

1184

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7B

S_W

MS

1173

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7B

L_W

MS

983

18.9

7B

_B

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C176

21.0

7B

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Pt-

11598

24.0

7B

_w

Pt-

8919

25.8

7B

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Pt-

2273

33.4

7B

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Pt-

9925

44.1

7B

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MC

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t-11711

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7B

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Pt-

5892

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7B

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t-7362

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tPt-

513197

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7B

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MS

611

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7B

L_W

MS

577

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7B

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MS

238

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7B

L_W

MS

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7B

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t-7546

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4875

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7B

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78 Anhang

LA

SK

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AL

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O

1R

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CM

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rPt-

399662

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rPt-

389803

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rPt-

507120

45.7

rPt-

508397

50.5

rPt-

390318

52.3

rPt-

410760

55.1

rPt-

2888

57.7

rPt-

399723

65.6

rPt-

411063

66.3

rPt-

506629

68.0

rPt-

507438

69.3

rPt-

399378

74.8

rPt-

390103

79.1

rPt-

508325

86.1

rPt-

507059

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rPt-

508520

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rPt-

401322

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rPt-

506561

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rPt-

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hr_

1R

rPt-

411141

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_S

CM

10

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rPt-

507675

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rPt-

402494

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rPt-

398737

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rPt-

410871

18.9

2R

_S

CM

233

21.8

rPt-

1002

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2R

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MS

1203

25.3

rPt-

506196

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2R

L_S

CM

75

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rPt-

389807

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rPt-

402519

32.5

rPt-

509160

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rPt-

507837

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rPt-

389908

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2R

_S

CM

61

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SC

M254

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513657

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rPt-

398761

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rPt-

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rPt-

506496

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rPt-

400923

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rPt-

509105

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rPt-

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rPt-

398831

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rPt-

411066

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rPt-

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506604

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hr_

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rPt-

505338

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rPt-

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rPt-

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3746

33.3

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747.1

rPt-

401

73

850.3

rPt-

568

855.6

rPt-

400

26

461.0C

hr_

3R

rPt-

389

74

00.0

rPt-

509

55

21.0

rPt-

411

32

94.7

rPt-

506

20

78.6

rPt-

507

87

311.3

rPt-

401

64

313.1

rPt-

402

41

113.3

tPt-

513

85

820.6

rPt-

401

82

540.7

rPt-

505

35

241.6

rPt-

400

31

742.2

rPt-

505

77

542.5

rPt-

401

11

742.7

rPt-

402

60

143.1

rPt-

507

49

843.2

rPt-

508

12

443.4

rPt-

507

54

843.7

rPt-

389

45

743.8

rPt-

507

20

244.6C

hr_

4R

tPt-

918

00.0

rPt-

507

66

40.9

tPt-

980

81.6

rPt-

508

83

44.6

rPt-

399

64

110.8

rPt-

508

92

511.1

rPt-

509

55

114.1

rPt-

505

67

915.4

rPt-

411

26

724.7

rPt-

399

95

326.9

rPt-

411

27

027.0

rPt-

398

50

627.6

rPt-

506

11

327.8

rPt-

508

26

628.9

rPt-

398

76

729.2

rPt-

508

08

130.8

rPt-

509

55

046.6

rPt-

390

15

149.6

rPt-

506

17

249.9

rPt-

505

22

051.9

rPt-

390

72

252.8

rPt-

508

56

653.3

rPt-

402

62

553.5

rPt-

505

48

555.2

rPt-

401

97

455.5

rPt-

505

58

156.0

rPt-

509

67

756.1

rPt-

390

09

356.8C

hr_

5R

rPt-

410

85

00.0

rPt-

401

50

51.6

tPt-

790

02.8

tPt-

514

24

46.8

rPt-

390

52

59.9

rPt-

820

513.3

tPt-

513

06

015.7

rPt-

400

93

517.9

rPt-

508

37

132.1

rPt-

509

15

434.8

rPt-

400

60

836.3

rPt-

508

38

837.3

rPt-

399

42

137.4

tPt-

466

937.5

rPt-

401

34

638.1

rPt-

509

39

538.6

rPt-

506

040.3

rPt-

508

84

341.6

rPt-

505

48

856.1

rPt-

400

78

963.4

rPt-

390

25

266.4

AES

Ch

r_6

R

rPt-

399

84

80.0

rPt-

399

84

50.9

rPt-

411

20

51.4

rPt-

399

30

82.9

rPt-

506

34

44.0

rPt-

509

49

74.6

rPt-

061

54.7

rPt-

399

70

55.2

rPt-

509

31

47.3

rPt-

401

36

638.5

rPt-

508

66

941.2

rPt-

399

65

142.6

rPt-

509

06

553.9

rPt-

507

39

856.4

rPt-

509

40

157.5

tPt-

513

78

658.9

rPt-

508

61

659.6C

hr_

7R

Fort

setz

ung

der

Ab

bild

un

g 1

8

82 Anhang

8.2 LOD-Kurven

Chr. 5A

Chr. 6R

Chr. 7A

Chr. 5R

Chr. 6A

Chr. 4R

Abb. 19: Darstellungen der LOD-Kurven (LOD gegenüber cM) für die Kreuzungspopulation LASKO x ALAMO für das Merkmal Ährenschieben für die QTL auf den Chromosomen 5A, 6A, 7A, 4R, 5R und 6R; der LOD-Wert von 3 bezeichnet den Schwellenwert, über dem ein QTL als signifikant angenommen wird (Linie); unter den einzelnen Grafiken ist das jeweilige Chromosom horizontal dargestellt, das Dreieck bezeichnet die Stellen der QTL

83 Anhang

Chr. 5A

Chr. 6RChr. 5B

Chr. 7A

Abb. 20: Darstellungen der LOD-Kurven für die Kreuzungspopulation LASKO x ALAMO für das Merkmal Wuchshöhe für die QTL auf den Chromosomen 5A, 7A, 5B und 6R; der LOD-Wert von 3 bezeichnet den Schwellenwert, über dem ein QTL als signifikant angenommen wird (Linie); unter den einzelnen Grafiken ist das jeweilige Chromosom horizontal dargestellt, das Dreieck bezeichnet die Stellen der QTL

84 Anhang

Chr. 2A

Chr. 6R

Chr. 1B

Chr. 5R

Abb. 21: Darstellungen der LOD-Kurven für die Kreuzungspopulation LASKO x ALAMO für das Merkmal Ährenbefall für die QTL auf den Chromosomen 2A, 1B, 5R und 6R; der LOD-Wert von 3 bezeichnet den Schwellenwert, über dem ein QTL als signifikant angenommen wird (Linie); unter den einzelnen Grafiken ist das jeweilige Chromosom horizontal dargestellt, das Dreieck bezeichnet die Stellen der QTL

´

85 Anhang

8.3. Integrierte Karten

5A_BARC1410.0

5A_wPt-97485.95AL_WMS12369.4

tPt-51287719.45A_wPt-909419.6

5A_BARC15132.7

5A_CFA216371.8

5AL_WMS98277.75A_CFA215578.85A_wPt-105283.15A_wPt-509686.1

5AL_WMS59595.6

5A_tPt-4184101.6

5AL_WMS291113.3

Chr_5A_LA_x_ALA

5AL_WMS2910.0

5AL_WMS59518.7

5A_wPt-509628.05A_wPt-105230.95A_CFA215535.25AL_WMS98236.2

5A_CFA216342.1

5A_BARC15181.2

5A_wPt-909494.4tPt-51287794.5

5AL_WMS1236104.65A_wPt-9748108.1

5A_BARC141114.0

Int_Chr_5A

5A_wPt-50960.0wPt-41064.1

wPt-780443.8tPt-850644.9tPt-51432548.15A_tPt-649555.35A_tPt-418456.1

Chr_5A_LA_x_TRI

Abb. 22: Darstellungen der integrierten Karten der neun Chromosomen 5A, 6A, 5B, 7B, 2R,

3R, 5R und 6R; Kreuzungspopulation LASKO x ALAMO (links), Kreuzungspopulation

LASKO x TRIMESTER (rechts) und integrierte Karte aus beiden Populationen (mitte);

Verbindungslinien markieren die jeweiligen übereinstimmenden Marker

86 Anhang

6A_wPt-32470.0

6A_wPt-555040.2

6A_WMC41774.66AL_WMS101783.36A_wPt-531091.66AL_WMS57097.76AL_BARC113106.16A_wPt-2465107.76A_wPt-7373108.96A_wPt-2077110.26A_WMS530111.46A_wPt-7599113.16A_WMS1009134.56AS_WMS1040145.76A_wPt-3965147.56A6B_wPt-7906147.86A_wPt-7663149.26A_wPt-3524153.16A_wPt-6904153.86A_wPt-9679154.66A_wPt-7027154.76A_wPt-5652155.96A_wPt-4270178.9

Chr_6A_LA_x_ALA

6A_wPt-32470.0

6A_wPt-555040.26A_wPt-345271.86A_WMC41774.66AL_WMS101783.36A_wPt-531091.66AL_WMS57097.76A_wPt-7445102.6rPt-505608103.76AL_BARC113106.16A_wPt-2465107.76A_wPt-7373108.96A_wPt-2077110.26A_WMS530111.46A_wPt-7599113.16A_wPt-9690128.56A_wPt-9692129.96A_WMS1009134.56AS_WMS1040145.76A_wPt-3965147.46A6B_wPt-7906147.86A_wPt-7663149.26A_wPt-3524153.16A_wPt-6904153.46A_wPt-9679154.66A_wPt-7027154.76A_wPt-5652156.76A_wPt-6520169.66A_wPt-4270176.46A_wPt-1285180.1

Int_Chr_6A

6A_wPt-12850.06A_wPt-93822.96A_wPt-42707.56A_wPt-652010.76A_wPt-690416.7

6A_wPt-565228.9

6A_wPt-969246.76A_wPt-969048.0

rPt-50560872.96A_wPt-744574.1

6A_wPt-3452104.8

Chr_6A_LA_x_TRI

Fortsetzung der Abbildung 22

87 Anhang

5B_wPt-86370.05B_wPt-32892.75B_wPt-95693.05B_wPt-51203.55B_wPt-34613.75B_BARC1094.35B_BARC44.65B_WMS11805.05B_WMS1975.4

5BL_WMS77771.9

Chr_5B_LA_x_ALA

5B_wPt-34570.0

5BL_WMS7777.0

5B_tPt-894216.8tPt-071417.3

5B_wPt-839341.45B_tPt-371941.75B_tPt-718341.85B_wPt-154842.05B_wPt-634865.45B7B_wPt-591465.55B_wPt-534665.75B7B_wPt-517565.85B_wPt-512073.15B_wPt-328973.85B_wPt-956974.15B_wPt-346174.65B_BARC475.25B_BARC10975.45B_WMS118075.85B_WMS19776.25B_wPt-863780.7

Int_Chr_5B

5B_wPt-86370.0

5B_tPt-89426.7tPt-07147.5

5B_wPt-634853.65B7B_wPt-591453.75B_wPt-534653.95B7B_wPt-517554.05B_wPt-512058.4

5B_wPt-154878.85B_tPt-371978.95B_tPt-718379.05B_wPt-839379.2

5B_wPt-3457116.6

Chr_5B_LA_x_TRI


88 Anhang

7B_wPt-73180.07B_WMS5375.57B_wPt-82837.05B7B_wPt-486313.77BS_WMS118415.67BS_WMS117317.67BL_WMS98318.97B_BARC17621.07B_wPt-1159824.07B_wPt-891925.87B_wPt-227333.47B_wPt-992544.17B_WMC51747.8wPt-1171152.0tPt-51396952.8rPt-41104653.97B_wPt-589258.47B_tPt-736262.7tPt-51319763.97B_WMS61165.67BL_WMS57767.67B_WMS23869.17BL_WMS74570.67BD_CFA204072.4wPt-754673.7

7B_wPt-487592.2

Chr_7B_LA_ALA

7B_wPt-48750.07B_wPt-43006.27B_wPt-482014.97B_wPt-988015.07B_wPt-021715.27B_wPt-729515.3wPt-754618.67B_wPt-060019.67BD_CFA204019.97BL_WMS74521.67B_WMS23823.17BL_WMS57724.67B_WMS61126.6tPt-51319728.47B_tPt-736229.57B_wPt-589233.8rPt-41104638.3tPt-51396939.4wPt-1171140.37B_wPt-558541.57B_wPt-403841.77B_wPt-9954 7B_wPt-522843.07B_wPt-546243.17B_wPt-741343.47B_WMC51744.47B_wPt-992548.1tPt-51368755.4tPt-51366356.47B_wPt-227358.87B_wPt-891966.47B_wPt-1159868.37B_BARC17671.27BL_WMS98373.37BS_WMS117374.67BS_WMS118476.75B7B_wPt-486378.57B_wPt-828385.27B_WMS53786.77B_wPt-731892.2

Int_Chr_7B

7B_wPt-22730.0

7B_wPt-430050.47B_wPt-988058.47B_wPt-729558.77B_wPt-021758.9wPt-754661.47B_wPt-060062.77B_wPt-482063.8

7B_wPt-558585.77B_wPt-403885.97B_wPt-546286.67B_wPt-522887.27B_wPt-741387.37B_wPt-995488.3tPt-51368799.6tPt-513663100.6

7B_tPt-3700112.1

Chr_7B_LA_x_TRI


89 Anhang

rPt-4111410.0tPt-42692.02R_SCM108.1rPt-5076759.1rPt-40249414.6rPt-39873715.6rPt-41087118.92R_SCM23321.8rPt-100223.32R_RMS120325.3rPt-50619626.02RL_SCM7526.8rPt-38980730.3rPt-40251932.5rPt-50916034.7rPt-50783736.0rPt-38990837.42R_SCM6142.5SCM25444.9tPt-51365746.8rPt-39876148.5rPt-50854349.8

rPt-50649660.4rPt-40092362.0rPt-50910566.6rPt-50909667.9

rPt-39883174.9

rPt-41106679.2

rPt-50538592.3rPt-50539193.0tPt-51340794.8

rPt-508776102.2rPt-506604103.4rPt-509197107.4

Chr_2R_LA_x_ALA

rPt-5091970.0rPt-4023613.3rPt-5087764.0rPt-5066044.8tPt-51340712.9rPt-50539114.6rPt-50538515.2rPt-41106630.8rPt-39883132.8rPt-39028334.8rPt-39029236.1rPt-50909639.4rPt-50910540.6rPt-40092344.4rPt-50649646.5rPt-50854356.6tPt-999257.5rPt-39876157.9tPt-51365759.6SCM25461.42R_SCM6163.7rPt-39977467.2rPt-38990869.0rPt-50783770.2rPt-40248170.8tPt-51424370.9rPt-40251973.9rPt-50798274.1rPt-38980775.1rPt-50895775.6rPt-40041076.5rPt-50617676.7rPt-40236476.8rPt-39078977.9tPt-514069 rPt-50794678.0rPt-389441 tPt-51386178.1rPt-39053078.22RL_SCM7578.6rPt-50619679.42R_RMS120380.0rPt-100280.82R_SCM23383.6rPt-39873789.9rPt-40249490.8rPt-50767596.02R_SCM1097.1tPt-4269103.3rPt-411141105.2

Int_Chr_2R

rPt-3997210.0rPt-4110660.6tPt-5132450.7

tPt-99927.8

rPt-40248117.3rPt-39989518.9rPt-50798220.8rPt-50895721.8rPt-40251922.0rPt-100222.6rPt-40041022.8rPt-40236422.9rPt-50617623.1rPt-38944123.8rPt-50794623.9rPt-39053024.1tPt-51406924.2tPt-51386124.5rPt-50593325.4rPt-39078926.3rPt-50771427.4rPt-41147046.4rPt-50732357.5rPt-50692658.8rPt-39028360.3tPt-51292962.4rPt-41087171.9rPt-39982472.6rPt-50669774.0rPt-50589174.6rPt-50548179.3rPt-41117481.7rPt-50767586.6

rPt-402361104.3

Chr_2R_LA_x_TRI


90 Anhang

rPt-5053380.0

rPt-4023989.9

rPt-40026417.2BARC918.2rPt-50951321.5rPt-39042923.6wPt-129125.0tPt-51411427.4tPt-374633.3rPt-085734.4rPt-50617334.9rPt-40250435.93R_RMS102839.0rPt-38970840.0rPt-38945443.4rPt-50789743.9SCM28445.9

rPt-50806852.6

Chr_3R_LA_x_ALA

rPt-5053380.0

rPt-40239810.1BARC918.7rPt-50951321.5rPt-39042924.2wPt-1291 rPt-50696125.3rPt-50971926.7tPt-51411428.2rPt-50787729.5rPt-50650430.0tPt-374633.9rPt-085734.9rPt-50617335.3rPt-38967636.1rPt-40250436.33R_RMS102839.7rPt-38970841.0rPt-38945444.1rPt-50789744.6rPt-50743445.1rPt-50737445.7rPt-39989746.1rPt-50710546.2rPt-39072446.3rPt-50684746.5SCM28446.6rPt-50841846.7rPt-50860947.2rPt-40116349.2rPt-50806853.2rPt-50522763.9rPt-50780168.7

Int_Chr_3R

rPt-5069610.0rPt-5097191.8rPt-5078775.7rPt-5065046.4rPt-4025048.7rPt-5061739.6rPt-38967612.2rPt-38970816.2rPt-50743418.7rPt-50860919.4rPt-50841819.6rPt-39072420.0rPt-50684720.2rPt-38945420.7rPt-39989721.7rPt-40116322.5rPt-50710523.8rPt-50737424.0

rPt-39001837.7rPt-50522741.9rPt-50757543.1rPt-50780144.8rPt-50656545.0rPt-40129645.6rPt-50645546.1rPt-41124346.5rPt-50696747.1rPt-40173850.3rPt-568855.6rPt-40026461.0

Chr_3R_LA_x_TRI


91 Anhang

rPt-5061720.0rPt-39974312.9rPt-39946214.9rPt-40239116.4rPt-50967721.6rPt-50558122.3rPt-50674724.4rPt-39880028.75R_RMS126434.4rPt-50966837.9rPt-39966340.5rPt-50890241.6rPt-50889742.4tPt-894044.2rPt-40127551.0rPt-50737351.9rPt-50892552.7rPt-50597357.6rPt-39939758.6rPt-50557759.6

rPt-507326107.65R_SCM280109.2rPt-506066113.9rPt-402334116.1

Chr_5R_LA_x_ALA

rPt-4023340.0rPt-5060662.25R_SCM2806.9rPt-5073268.5rPt-50826625.1rPt-506113 rPt-39850626.0rPt-399953 rPt-41127026.3rPt-41126726.6rPt-39876727.6rPt-50808128.1rPt-50883456.4rPt-50557756.6rPt-50766457.0rPt-39939757.6rPt-50597358.6rPt-50737363.9rPt-50892564.4rPt-40127565.2rPt-50567966.8rPt-39964169.0rPt-50955170.0tPt-894071.9rPt-50889773.7rPt-50890274.6rPt-39966375.6rPt-50966878.25R_RMS126481.6rPt-39880087.3rPt-50955090.1rPt-50674791.5rPt-50558193.9rPt-50967794.4rPt-50548595.7rPt-40197495.9rPt-39009396.5rPt-40239199.3rPt-402625100.6rPt-399462100.8rPt-508566100.9rPt-505220101.0rPt-390722101.1rPt-399743102.8rPt-390151103.2rPt-506172111.6

Int_Chr_5R

tPt-91800.0rPt-5076640.9tPt-98081.6rPt-5088344.6rPt-39964110.8rPt-50892511.1rPt-50955114.1rPt-50567915.4rPt-41126724.7rPt-39995326.9rPt-41127027.0rPt-39850627.6rPt-50611327.8rPt-50826628.9rPt-39876729.2rPt-50808130.8rPt-50955046.6rPt-39015149.6rPt-50617249.9rPt-50522051.9rPt-39072252.8rPt-50856653.3rPt-40262553.5rPt-50548555.2rPt-40197455.5rPt-50558156.0rPt-50967756.1rPt-39009356.8

Chr_5R_LA_x_TRI


92 Anhang

rPt-3984800.0

rPt-50574521.5

6R_SCM18038.4rPt-41085044.2tPt-51347048.8tPt-790049.7

tPt-447964.8rPt-50945369.3rPt-50609970.4rPt-40255272.9rPt-50603973.7rPt-50904378.1rPt-41135480.6rPt-39959788.9rPt-39942193.2rPt-40134695.8rPt-50525096.3rPt-40093599.0rPt-50609399.8rPt-507320102.5tPt-513959105.0rPt-509167112.0

Chr_6R_LA_x_ALA

rPt-3984800.0rPt-50574520.9rPt-39975521.16R_SCM18037.9rPt-41085045.4tPt-51347048.6tPt-790049.7rPt-40150551.0tPt-51424455.2rPt-39052558.6rPt-39958762.5rPt-820562.6tPt-447963.6tPt-51306065.3rPt-50933365.8rPt-50609967.6rPt-50945368.4rPt-40255271.5rPt-50603972.3rPt-50904376.7rPt-41135477.9rPt-39959788.1rPt-50884389.6rPt-506091.0rPt-39942192.8rPt-40134694.7rPt-50939595.4rPt-50525095.9rPt-50915496.9rPt-50609399.3rPt-507320101.1rPt-400935101.9tPt-513959104.7rPt-509167111.7rPt-505488114.7rPt-399312120.4rPt-507626126.1

Int_Chr_6R

rPt-4108500.0rPt-4015051.6tPt-79002.8tPt-5142446.8rPt-3905259.9rPt-820513.3tPt-51306015.7rPt-40093517.9rPt-50837132.1rPt-50915434.8rPt-40060836.3rPt-50838837.3rPt-39942137.4tPt-466937.5rPt-40134638.1rPt-50939538.6rPt-506040.3rPt-50884341.6rPt-50548856.1rPt-40078963.4rPt-39025266.4

Chr_6R_LA_x_TRI


93 Anhang

8.4 Abkürzungsverzeichnis

AFLP Amplified fragment length polymorphism

AG Arbeitsgruppe

ANOVA Analysis of variance

BOH Standort Bohlingen

CIMMYT Centro Internacional de Mejoramiento de Maiz y Trigo

cM Centimorgan

CTAB Cetylrimethylammoniumbromid

DArT Diversity Arrays Technology

DH Doppelhaploid

DNA Deoxyribonucleic Acid

DON Deoxynivalenol

EC Stadium des Ährenschiebens

EDTA Ethylendiamintetraacetat

ELISA Enzyme-linked Imunosorbent Assay

F Filialgeneration

FHB Fusarium head blight

GD Grenzdifferenz

GRA Standort Grabau

HOH Standort Hohenheim

LOD Logarithm of Odds

PCR Polymerase Chain Reaction

QTL Quantitative Trait Loci

RADP Random amplified length polymorphism

RAN Standort Ranzin

94 Anhang

RFLP Restriktions-Fragment-Längen-Polymorphismus

RNA Ribonucleic acid

SDS Sodium dodecylsulfate

SEVAG CHCl3/Isoamylalkohol, 24:1 (v/v)

SNA Speziell nährstoffarmer Agar

SNP Single Nucleotide Polymorphism

SSR Simple sequence repeat; Mikrosatellit

TR Teilramsch

tvs Tons volatile solids

Upm Umdrehungen pro Minute

Danksagung Ich möchte mich bei allen bedanken, die bei der Erstellung dieser Arbeit mitgewirkt haben.

Für die Überlassung des Themas, die sehr gute Betreuung und stetige Hilfe möchte ich mich ganz herzlich bei meinem Doktorvater Herrn apl. Prof. Dr. Thomas Miedaner bedanken.

Vielen Dank auch an die Züchter Elmar Weissmann, Günther Wahle und Carsten Reinbrecht für die Bereitstellung der Versuchsflächen und deren freundliche Unterstützung in diesem Projekt.

Ein Dankeschön an Herrn Prof. Dr. Otmar Spring und Herrn apl. Prof. Dr. Klaus Haas vom Institut für Botanik für die Übernahme der Korreferate und die Teilnahme als Prüfer an meiner mündlichen Prüfung.

Vielen Dank an Marion Röder für die Bereitstellung der SSR-Marker.

Sabine Frey-Tippelt, Hans Häge, Justus von Kitlitz, Agnes Rölfing-Finze und Jacek Till danke ich für die freundliche Aufnahme in die Arbeitsgruppe, für die vielen schönen und lustigen gemeinsamen Arbeitstage und für ein stets offenes Ohr. Danke auch für die enorme Hilfe bei der Durchführung der Feldversuche.

Janna, Helke und Manfred Fautz, Manfred Großmann, Sandra Fischer, Horst Leimbeck und Carolin Schneider möchte ich für das Korrekturlesen meiner Arbeit danken.

Für die Hilfe im Labor möchte ich mich besonders bei Eva Bauer, Gunda Brunsbach, Angela Harmsen, Sylvia Kaiser, Rasha Kalih, Bärbel Lieberherr, Barbara Renz, Marika Takacs und Firas Talas bedanken.

Allen fleißigen Praktikanten, meiner Bachelorstudentin und Hiwis, insbesondere Katharina Alheit, Carolina Bogenschütz und Katharina Seibold möchte ich für die Hilfe bei der vielen und manchmal auch anstrengenden, harten Arbeit danken.

Vielen Dank auch an Hr. Utz, der mir bei vielen Fragen zu den Statistikprogrammen zur Seite stand.

Ich möchte Martin Messerschmidt für die schöne Zeit im gemeinsamen Büro danken und für die vielen hilfreichen Verbesserungsvorschläge bei der Korrektur meiner Arbeit.

In sehr guter Erinnerung werde ich die Arbeitsatmosphäre an der LSA in Hohenheim behalten und möchte herzlich allen danken, die dazu beigetragen haben, u.a.: Sankalp Bhosale, Sebastian Bopper, Chrisin Falke, Heike Goßlau, Manje Gowda, Marlen Hübner, Wenxin Liu, Mathias Martin, Hans-Peter Maurer, Bettina Müller, Elena Orsini, Heiko Parzies, Peter Risser, Jana Steinhoff, Delphine Van Ingelandt, Christiane Von der Ohe, Hans-Henning Voss und Tobias Würschum.

Letztlich danke ich meiner Familie und meinen Freunden, die mir in den letzten drei Jahren zur Seite standen, insbesondere meinem Ehemann, Nils, für die stete Unterstützung Durchhaltevermögen zu behalten, um diese Arbeit fertig zu stellen.

Das Forschungsvorhaben wurde vom Bundesministerium für Verbraucherschutz, Ernährung und Landwirtschaft (BMVEL) und der Gemeinschaft zur Förderung der privaten deutschen Pflanzenzüchtung e.V. (GFP) gefördert - vielen Dank.

Lebenslauf

Name: Maren Swente Großmann geb. Fautz

Geburtsdatum, -ort: 12. März 1981, Offenbach am Main

Schulausbildung

1987-1991 Gerhart-Hauptmann-Schule, Dreieich (Grundschule)

1991-1995 Ricarda-Huch-Schule, Dreieich (Gymnasium)

1995-1998 Heinrich-Heine-Schule, Dreieich (Gesamtschule,

Gymnasialzweig)

1998-2000 Weibelfeldschule, Dreieich (gymnasiale Oberstufe)

Abitur; Abschluss im Mai 2000

Studium

2000-2006 Biologie an der Technischen Universität Darmstadt mit den

Fachrichtungen Pflanzenphysiologie, Spezielle Zoologie,

Tierphysiologie

Abschluss: Diplombiologin

Promotion

2007-2010 Promotion an der Universität Hohenheim,

Institut für Agrarwissenschaften, Landessaatzuchtanstalt

Erklärung

Hiermit erkläre ich an Eides statt, dass die vorliegende Arbeit von mir selbst verfasst wurde

und lediglich unter Zuhilfenahme der angegebenen Quellen und Hilfsmittel angefertigt wurde.

Wörtlich oder inhaltlich übernommene Stellen wurden als solche gekennzeichnet.

Die vorliegende Arbeit wurde in gleicher oder ähnlicher Form noch keiner anderen Institution

oder Prüfungsbehörde vorgelegt.

Insbesondere erkläre ich, dass ich nicht früher oder gleichzeitig einen Antrag auf Eröffnung

eines Promotionsverfahrens unter Vorlage der hier eingereichten Dissertation gestellt habe.

Stuttgart, im September 2010

________________

Maren Großmann

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