Aus derChirurgischen Tierklinik

der Veterinärmedizinischen Fakultät der Universität Leipzig

Quantitative, biochemische, zelluläre und makroskopische Synoviaanalysevon Vorderfußwurzel-Mittelgelenk, Fessel-, Kron- und Hufgelenk des

Pferdes

Inaugural-Dissertationzur Erlangung des Grades eines

Doctor medicinae veterinariae (Dr. med. vet.)durch die Veterinärmedizinische Fakultät

der Universität Leipzig

Eingereicht vonIra Marxen

aus Hamburg

Leipzig, 2001

Mit Genehmigung der Veterinärmedizinischen Fakultät der Universität Leipzig

Dekan: Prof. Dr. Jürgen Gropp

Betreuer: Prof. Dr. Hans-Joachim Schneider

Gutachter: Prof. Dr. Hans-Joachim SchneiderChirurgische Tierklinik der Universität Leipzig

Prof. Dr. Vera GrevelPoliklinik für kleine Haus- und Heimtiere der Universität Leipzig

Prof. Dr. H. GerhardsChirurgische Tierklinik der Universität München

Tag der Verteidigung: 12.11.2001

Meinen Eltern und Ochen

INHALTSVERZEICHNIS

1 EINLEITUNG 1

2 LITERATURÜBERSICHT 3

2.1 Definition und Einteilung von Gelenken 32.2 Morphologie der gelenkbildenden Strukturen 32.2.1 Gelenkkapsel 32.2.1.1 Stratum fibrosum 42.2.1.2 Stratum synoviale 42.2.2 Synovialflüssigkeit 52.2.2.1 Bildung der Synovialflüssigkeit 52.2.2.2 Resorptionsvorgänge 62.2.2.3 Zusammensetzung der Synovialflüssigkeit 72.2.2.3.1 Hyaluronsäure 72.2.2.3.2 Proteine 92.2.2.3.3 Zellen 92.2.2.3.4 Enzyme 102.2.2.3.5 Glucose und Lactat 122.2.2.3.6 pH-Wert 132.2.3 Knorpel 142.2.3.1 Elastischer Knorpel 142.2.3.2 Faserknorpel 142.2.3.3 Hyaliner Knorpel 142.3 Pathogenese von Gelenkerkrankungen 152.3.1 Primäre Synovialitis 172.3.2 Sekundäre Synovialitis 172.4 Makroskopische Synoviauntersuchung 192.4.1 Physiologische Befunde 192.4.2 Aussehen und Eigenschaften pathologisch veränderter Synovia 192.5 Gelenkkapselverhältnisse der Vorderfußverbindungen (Articulationes

manus) 212.5.1 Karpalgelenk, Vorderfußwurzelgelenk (Articulatio carpi) 212.5.1.1 Unterarm-Vorderfußwurzelgelenk (Articulatio antebrachiocarpea) 212.5.1.2 Vorderfußwurzel-Mittelgelenk (Articulatio mediocarpea) 222.5.1.3 Vorderfußwurzel-Mittelfußgelenke (Articulationes carpometacarpeae) 222.5.1.4 Vorderfußwurzel-Zwischengelenke (Articulationes intercarpeae) 222.5.1.5 Articulatio ossis carpi accessorii 222.5.2 Fesselgelenk, Zehengrundgelenk (Articulatio metacarpophalangea) 222.5.3 Krongelenk, Zehenmittelgelenk (Articulatio interphalangea proximalis) 232.5.4 Hufgelenk, Zehenendgelenk (Articulatio interphalangea distalis) 23

3 TIERE, MATERIAL UND METHODEN 26

3.1 Tiere und Material 263.2 Methoden 263.2.1 Versuchsablauf 263.2.2 Parameter und Parameterbestimmung 273.2.2.1 Makroskopische Untersuchung 273.2.2.2 Volumen 283.2.2.3 Biochemische Parameter 303.2.2.4 Differentialzellbild 313.2.2.5 Statistische Methoden 31

4 ERGEBNISSE 32

4.1 Statistische Maßzahlen aller untersuchten Proben 324.2 Beobachtungshäufigkeiten bei der makroskopischen Synoviaanalyse 334.3 Mittelwertvergleich zwischen Proben mit unterschiedlichem

makroskopischen Erscheinungsbild 344.3.1 Farbe 344.3.2 Trübung 364.3.3 Beimengungen 374.3.4 Fadenziehvermögen 384.4 Vergleich der Gelenke miteinander 394.5 Einfluss des Alters 434.6 Vergleich zwischen weiblichen und männlichen Tieren 444.7 Vergleich der unterschiedlichen Pferderassen 444.8 Punktierbares und absolutes Synoviavolumen 454.8.1 Zusammenhang zwischen Gelenkumfang, punktierbarem und absolutem

Synoviavolumen der verschiedenen Gelenke 464.8.2 Relation zwischen punktierbarem und absolutem Synoviavolumen 484.8.3 Vergleich des absoluten Volumens von rechter und linker Gliedmaße 49

5 DISKUSSION 50

5.1 Vergleich der Ergebnisse der biochemischen Untersuchung mit denin der Literatur angegebenen Werten 50

5.1.1 Proteine 505.1.2 Enzymaktivitäten 505.1.3 pH-Wert 515.1.4 Glucose und Lactat 515.2 Ergebnisse der Zelldifferenzierung 515.3 Ergebnisse der makroskopischen Synoviaanalyse 525.3.1 Farbe 525.3.2 Trübung 535.3.3 Beimengungen 535.3.4 Fadenziehvermögen 535.4 Diskussion der Unterschiede zwischen den verschiedenen Gelenken 545.5 Einfluß des Alters 55

5.6 Ergebnisse der Untersuchung des punktierbaren und des absolutenSynoviavolumens 55

6 ZUSAMMENFASSUNG 57

6.1 Summary 59

7 LITERATURVERZEICHNIS 61

8 ANHANG 76

ABKÜRZUNGSVERZEICHNIS

A/G: Albumin/Globulin-VerhältnisAP: alkalische PhosphataseEWB: Edles WarmblutFa.: Firmaggr.: geringgradigHES: HydroxyethylstärkeKleinpfd.: KleinpferdLDH: LactatdehydrogenaseLsg.: LösungM.: MusculusMsch.: Menschmtgr.: mittelgradigNADH: Nikotinamid-Adenin-DinukleotidNADPH: Nikotinamid-Adenin-Dinukleotid-PhosphatOH-Radikale: Hydroxyl-RadikalePfd.: PferdPKT: punktierbares SynoviavolumenPKT/VOL Verhältnis zwischen punktierbarem und absolutem Volumen in Prozents. Abbildung: siehe Abbildungs. Tabelle: siehe TabelleSWB: Schweres WarmblutTP: Totalprotein, GesamtproteinU/l: Units pro LiterVF: VerdünnungsfaktorVFW: VorderfußwurzelVFW-M Vorderfußwurzel-MittelgelenkVOL: absolutes Synoviavolumen

1 EINLEITUNG

Erkrankungen des Bewegungsapparates zählen zu den häufigsten Ursachen für denLeistungsausfall von Pferden, so dass heutzutage kaum noch ein Sportpferd die natürlicheAltersgrenze erreicht. Insbesondere Erkrankungen der Gelenke sind aufgrund derHäufigkeit ihres Auftretens von großer praktischer Bedeutung, wobei die mit denallgemein gängigen Untersuchungsmethoden, wie Röntgen, Ultraschall und Arthroskopie,feststellbaren Veränderungen meist erst dann nachgewiesen werden können, wenn bereitsirreversible Schäden aufgetreten sind (HILSENROTH, 1998). Im Gegensatz dazu lassensich Störungen des synovialen Milieus schon frühzeitig anhand vonGelenkflüssigkeitsuntersuchungen diagnostizieren. Die frühzeitige Diagnose ermöglichteine rechtzeitige Prognose, optimale Prophylaxe und Therapie, so dass das Auftretenirreversibler Schäden eventuell vermieden werden kann (BETTHÄUSER, 1957;NEUHAUS, 1981; HEILMANN, 1984; DINGERKUS, 1985; MCILWRAITH, 1989;KANNEGIETER und BURBRIDGE, 1990; ISRAEL et al., 1991; HEILMANN et al.,1996; RATCLIFFE et al., 1996).

Änderungen der Synoviaqualität sind insofern von großer klinischer Wichtigkeit, als siefrüher oder später zu pathologischen Veränderungen am Gelenkknorpel führen, dieaufgrund der äußerst geringen Regenerationsfähigkeit des Gelenkknorpels als irreversibelanzusehen sind (OTTE, 1977). Ein großes Problem bei der Synoviadiagnostik stellt dieTatsache dar, dass die in der Literatur als Normwerte angegebenen Zahlen zumeist sehrstark differieren, wobei erschwerend hinzukommt, dass es noch zu keinerallgemeingültigen Festlegung hinsichtlich der jeweiligen Bestimmungsmethoden undMaßeinheiten gekommen ist (VAN PELT, 1974; ADAMS, 1981; KORENEK et al., 1992;AKENS, 1994). Eine weitere Schwierigkeit besteht bei einigen Gelenken in derGewinnung ausreichender Mengen an Untersuchungsmaterial, so dass manche Gelenkebereits recht gut, andere jedoch noch gar nicht hinsichtlich ihrerSynoviazusammensetzung untersucht worden sind. Dies ist von Bedeutung, da dieZusammensetzung in Abhängigkeit von der Art und Funktion des Gelenkes variiert(FULLER et al., 1996).Des weiteren sind die Synoviavolumina der verschiedenen Gelenke bisher nur sehrlückenhaft bekannt, beziehungsweise die in der Literatur angeführten Werte unterscheidensich erheblich voneinander (EKMAN et al., 1981; DELEKRIN et al., 1992; AKENS,1994). Die Kenntnisse hierüber sind allerdings in mehrfacher Hinsicht von klinischerBedeutung: Zum einen ist das Synoviavolumen ein wichtiger Parameter zur Beurteilungder Permeabilität der Blut-Synovia-Schranke und der Resorptionsfähigkeit des Stratumsynoviale der Gelenkkapsel, und zum anderen kann bei intraartikulärer Medikation diegewünschte Wirkstoffkonzentration berechnet werden (EKMAN et al., 1981;HEILMANN, 1984; PASCUAL-GOMEZ, 1989; NOTNI, 1993).

Inhalt dieser Arbeit war die Untersuchung des Synoviavolumens im Zusammenhang mitverschiedenen makroskopischen, biochemischen und zellulären Parametern derGelenkflüssigkeit, die bereits erwiesenermaßen eine Beurteilung der Gelenkgesundheiterlauben (GREILING et al., 1977; HUTH und KLEIN, 1977; KLEIN, 1977; GREILINGund KLEESIEK, 1978; GÄNGEL, 1985; DINGERKUS, 1985; DINGERKUS et al.,1987). Ziel war es zunächst Normwerte für gesunde Gelenke aufzustellen, um mittels deruntersuchten Parameter eine Methode zu entwickeln, die der Früherkennung vonGelenkerkrankungen dient, also anwendbar ist, noch bevor röntgenologisch

2

Veränderungen nachgewiesen werden können, beziehungsweise als Ergänzung zu dengängigen Untersuchungsverfahren. Des Weiteren sollte der Versuchsaufbau so gestaltetsein, dass er unter Praxisbedingungen problemlos angewendet werden kann. ZurUntersuchung kamen die Gelenke der distalen Vorderextremitäten, also Vorderfußwurzel-Mittel-, Fessel-, Kron- und Hufgelenke jeweils beider Vordergliedmaßen, da bei denmeisten Lahmheiten die Ursache in diesem Bereich zu finden ist (DENOIX et al., 1996;MILLER et al., 1996; BIWKER et al., 1997).

3

2 LITERATURÜBERSICHT

2.1 Definition und Einteilung von Gelenken

Unter einem Gelenk versteht man eine spalthafte Verbindung zwischen Knochen, die derBeweglichkeit dient. Gelenke sind zusammengesetzt aus verschiedenen Anteilen, diefunktionell eine Einheit bilden (GREILING et al., 1977): Erstens der Gelenkkapsel, diedie mit Gelenkflüssigkeit gefüllte Gelenkhöhle umschließt, zweitens dem hyalinenGelenkknorpel, der die Knochenenden überzieht, und drittens den Gelenkbändern, dieentweder Teil der Gelenkkapsel oder eigenständige Gebilde sind, und der Verbindung derKnochen miteinander und der Führung des Bewegungsablaufes dienen (NICKEL et al.,1982).

Die Einteilung der Gelenke erfolgt anhand der Anzahl der miteinander artikulierendenKnochen. So unterscheidet man einfache Gelenke (Articulatio simplex), die von nur zweiKnochen gebildet werden, und zusammengesetzte Gelenke (Articulatio composita), beidenen drei und mehr Knochen von derselben Gelenkkapsel umschlossen werden.Eine Einteilung in verschiedene Gelenktypen erfolgt nach der Form der Gelenkflächenund den sich daraus ergebenden Bewegungsmöglichkeiten. Hiernach unterscheidet manzwischen Sattel-, Rad-, Schiebe- und Walzengelenk, zu dem auch das Scharnier-,Schrauben-, Schlitten- und das Spiralgelenk zählen. Diese einachsigen Gelenke werdenauch als Wechselgelenke bezeichnet, da sie lediglich einen Wechsel zwischen Beugungund Streckung erlauben. Im Unterschied hierzu besitzt das Ellipsoidgelenk zwei senkrechtaufeinander stehende Bewegungsachsen, die gemeinsam Kreiselbewegungen ermöglichen.Beim vielachsigen Kugelgelenk können dank der freien Beweglichkeit sogarRotationsbewegungen ausgeführt werden. Eine besondere Stellung kommt den straffenGelenken zu, da hier kurze und straffe Bänder zu einer fast vollständigenBewegungseinschränkung führen, so dass sie weniger der Beweglichkeit als vielmehr derStoßdämpfung dienen. Die Funktion eines Gelenkes bestimmt neben der Form derGelenkflächen auch die Weite und Gestaltung der Gelenkkapsel und damit auch dasSynoviavolumen ( NICKEL et al., 1982; KOCH und BERG, 1992; BERG, 1995).

2.2 Morphologie der gelenkbildenden Strukturen

2.2.1 Gelenkkapsel

Die Gelenkkapsel (Capsula articularis) geht aus dem Periost des Knochens hervor,beziehungsweise inseriert an diesem, verbindet auf diese Weise die Knochen miteinanderund bildet somit die Gelenkhöhle. In Abhängigkeit von der Art und Funktion desjeweiligen Gelenkes kann sie Ausbuchtungen und Rezessus ausbilden. Man unterscheidetan ihr zwei Schichten: Das Stratum fibrosum und das Stratum synoviale mit dem Stratumsubsynoviale (NICKEL et al., 1982; HENDERSON und PETTIPHER, 1985; KÜNZELund KNOSPE, 1990).

4

2.2.1.1 Stratum fibrosum

Das Stratum fibrosum ist eine derbe, faserreiche Schicht, die aus straffem,kollagenfaserigem Bindegewebe besteht und in die gleichnamige Schicht des Periostesübergeht. Zudem sendet sie sogenannte Sharpeysche Fasern in den Knorpel und denKnochen. Der Faserverlauf ist den jeweiligen Beanspruchungen entsprechendausgerichtet, so dass sie sich sowohl scherengitterartig kreuzen oder aber parallelverlaufend zu bandartigen Strukturen formieren können (KOCH und BERG, 1992; BERG,1995; KÜNZEL und KNOSPE, 1990).

2.2.1.2 Stratum synoviale

Das Stratum synoviale, auch Synovialmembran oder Gelenkbinnenhaut genannt, bestehtaus einer locker gefügten ein- bis vierreihigen Lage von Synovialdeckzellen, sogenanntenLining-Cells oder auch Synoviozyten, die über Zellausläufer miteinander in Verbindungstehen und in eine Matrix aus Kollagen und Hyaluronsäure eingebettet sind (LEVER undFORD, 1958; KLEESIEK, 1981; LEACH et al., 1988; ZEHNER, 1998). Diedurchschnittliche Schichtdicke beträgt im Kniegelenk des Hundes 20 � 1,6 µm(MALOWSKY, 1985). Die meisten Autoren sind der Ansicht, dass hier eineBasalmembran fehlt (HUTH und KLEIN, 1977; FASSBENDER, 1979; DÄMMRICH undBRASS, 1993), während andere eine Basalmembran nachgewiesen haben wollen(LANGER und HUTH, 1960).Man unterscheidet verschiedene Synoviozytentypen, die vermutlich nur unterschiedlichenFunktionszuständen entsprechen. Der zahlenmäßig überwiegende, makrophagengleicheTyp A ist geprägt durch einen ausgeprägten Golgi-Apparat, zahlreiche Vakuolen undLysosomen, Filopodien, elektronendichte Granula, Mitochondrien, intrazelluläre Fibrillenund zahlreiche zellmembrannahe Vesikel. Seine Aufgabe ist es, korpuskuläreSynoviabestandteile zu phagozytieren. Den kleineren Typ B-Synoviozyten kennzeichnetein reiches endoplasmatisches Retikulum, wenige Vakuolen und Vesikel und dadurch einhomogen erscheinendes Zytoplasma. Er gleicht Fibroblasten und hat insbesondere dieAufgabe der Hyaluronsäure- und Glykoproteinsynthese und der Kollagenfaserbildung,wodurch er maßgeblich an der Zusammensetzung der interzellulären Matrix beteiligt ist(HUTH und KLEIN, 1977; IWANAGA et al., 2000). Der Typ C, auch A/B- oderIntermediärtyp genannt, nimmt in jeder Hinsicht eine Zwischenstellung ein und tritt beientzündlich-proliferativen Prozessen auf. Die Synoviozyten sind mit einem Durchmesservon 20 bis 35 µm deutlich größer als Leukozyten (HUTH und KLEIN, 1977;HENDERSON und PETTIPHER, 1985; VOJTISEK und SUSTA, 1985; REICHLING,1986; DÄMMRICH und BRASS, 1993; MARTENS, 1994; YOUSSEF et al., 1998).

Das Stratum synoviale sitzt einer gefäßreichen Schicht aus lockerem Bindegewebe auf,die als Stratum subsynoviale bezeichnet wird und Blut- und Lymphgefäße sowieNervenendigungen enthält (IZUMISAWA et al., 1996). Man unterscheidet hierkontinuierliche, diskontinuierliche und, insbesondere oberflächennah vorkommend,gefensterte Kapillaren. Die Kapillaren reichen niemals bis unmittelbar an dasGelenklumen heran, sondern bleiben immer vom Stratum synoviale bedeckt, so dass alleSubstanzen, die aus den Kapillaren austreten, auf ihrem Weg in das Gelenklumen dasStratum synoviale passieren müssen (BELLMANN und HUTH, 1976; LUKOSCHEK,1985; REICHLING, 1986; IZUMISAWA et al., 1996). In Abhängigkeit von derLokalisation weist die Synovialmembran eine unterschiedliche Oberflächengestaltung

5

auf: Stellenweise ist sie glatt, während sie anderenorts Falten und Zotten (Villi synoviales)unterschiedlicher Länge und Dicke ausbildet, die der Vergrößerung der Oberfläche dienen.Je nach Ausbildung der Subsynovialis unterscheidet man nach KEY (1928) dreiverschiedene Synovialis-Typen, die immer gleichzeitig in jedem Gelenk vorkommen undderen Auftreten den jeweiligen lokalen Belastungen entspricht. Der fibröse Typ findet sichin Bereichen mit starker Zugbeanspruchung und ist gekennzeichnet durch Faserreichtum,Gefäßarmut und eine geringe Reliefbildung. Beim areolären Typ besteht dieSubsynovialis aus lockerem Bindegewebe mit zahlreichen Blutgefäßen. Er tritt auf inBereichen, die bei Gelenkbewegung über ihre Unterlage verschoben werden. Der adipöseTyp ist gekennzeichnet durch reichlich Fettzellen in der Subsynovialis und kommt inBereichen mit geringer mechanischer Beanspruchung vor (LEVER und FORD, 1958;LANGER und HUTH, 1960).

2.2.2 Synovialflüssigkeit

2.2.2.1 Bildung der Synovialflüssigkeit

Die Synovialflüssigkeit (Synovia) ist für niedermolekulare Substanzen ein Dialysat desBlutplasmas, dem spezifische Syntheseprodukte der Typ B-Synoviozyten zugefügt werden(GREILING et al., 1977; SCHULZ und DÄMMRICH, 1991).

Durch den bereits geschilderten Aufbau der Gelenkkapsel ergibt sich, dass die im Blutzirkulierenden Substanzen und Zellen auf ihrem Weg in das Gelenklumen zunächst dasKapillarendothel und anschließend die Lining-Cell-Schicht passieren müssen.Der Stoffaustausch zwischen intra- und extravasalem Raum ist abhängig von derhydrostatischen und kolloid-osmotischen Druckdifferenz zwischen Plasma undSynovialflüssigkeit und wird erleichtert durch fenstrierte Kapillaren und das Fehlen einerBasalmembran. Während einige Stoffe über Cytopempsis in das Gelenklumen geschleustwerden, gelangen andere per Ultrafiltration durch die interzelluläre Matrix des Stratumsynoviale in die Gelenkhöhle. Dies bedeutet, dass für die Passage die Beschaffenheit desKapillarendothels und der Synovialmembran, das Konzentrationsgefälle, derhydrostatische und onkotische Druck, die Molekülgröße, die Ladung der Stoffe und dasVorliegen bestimmter aktiver Transportmechanismen von Bedeutung sind. Manbezeichnet diese Gesamtheit von Gefäßendothel und synovialer Matrix als Blut-Synovia-Schranke, deren Permeabilität ausschlaggebend für die Zusammensetzung und dasVolumen der Synovia ist (EKMAN et al., 1981; DYSON, 1984; DELEKRIN et al., 1992;HEILMANN et al., 1996; COLEMAN et al., 1997; HARDY et al., 1998).

Kommt es zur Permeabilitätserhöhung der Blut-Synovia-Schranke, so dass dasResorptionsvermögen der Synovialis überfordert wird, entsteht eine vermehrteGelenkfüllung, die oft das erste Krankheitsanzeichen bei Gelenken ist, die später eineArthrose entwickeln (HAYNES, 1980). Aus diesem Grund hat sich eine Reihe vonAutoren mit der Bestimmung des Synoviavolumens befasst (EKMAN et al., 1981;SCHWYZER, 1981; HEILMANN, 1984; GÄNGEL, 1985; DELEKRIN et al., 1992;NOTNI, 1993; HEILMANN et al., 1996; LINDENHAYN et al., 1997) (s. Tabelle 1). BeiVorliegen eines Gelenkergusses werden durch den übermäßigen Gelenkinnendruck die inder Subsynovialis liegenden Lymphkapillaren komprimiert, da das Stratum fibrosumweniger dehnungsfähig als das Stratum synoviale ist, was wiederum dazu führt, dass sichder Zustand der vermehrten Gelenkfüllung selbst aufrecht erhält (SEYFARTH, 1956;

6

RUCKES, 1961). Ferner kann es durch Kompression der Blutgefäße zu mangelhafterBlutversorgung mit Hypoxie, Azidose und Glucosemangel kommen, wobei der in seinemMetabolismus von dem Medium Synovia abhängige Gelenkknorpel durch die veränderteSynoviazusammensetzung in einen anabolen Zustand gelangen kann (JAMES et al., 1990;VAN DEN HOOGEN et al., 1998).STRAND und Mitarbeiter (1998) führten an Fesselgelenken von Pferden Untersuchungendurch, die belegen, dass unter normalen Bedingungen ein subatmosphärischer Druck (-2bis -8 mmHg) im Gelenk besteht, während beim Vorliegen von Synovialitis/Capsulitis derdurchschnittliche Gelenkinnendruck signifikant auf +51,00 mmHg ansteigt. DieInnendrücke bei Idiopathischer Synovialitis, primärer Synovialitis und bei Arthroseunterscheiden sich nicht signifikant voneinander und liegen bei +15,7 bis 26,2 mmHg. AlsUrsache hierfür werden eine vermehrte Gelenkfüllung und ein Elastizitätsverlust derGelenkkapsel angesehen, der sich außerdem in einem eingeschränkten Bewegungsradiusder Gelenke äußert. In der Studie wurde bei allen Pferden mit bestehender Lahmheit oderpositiver Beugeprobe eine Zunahme des Synoviavolumens festgestellt. Von 23 klinischgelenkgesunden Pferden wurde bei 7 Tieren ein geringfügig vermehrt gefülltes Gelenkbefundet (STRAND et al., 1998). Eine vermehrte Füllung der Gelenke ist beim Pferdmeistens adspektorisch und palpatorisch feststellbar. Durch die Reizung von in derGelenkkapsel befindlichen Barorezeptoren entsteht die Schmerzhaftigkeit solcherGelenke.

Tabelle 1: Synoviavolumen verschiedener Gelenke des Pferdes

Autor Spezies Gelenk Volumen �ml� Mittelwert �ml�Sprunggelenk 29,2-47,7 39,8

Radiokarpalgelenk 8,8-16,8 12,6

Vorderfußwurzel-Mittelgelenk

13,0-17,2 14,8

Ekmanet al.(1981)

Pferd

Fesselgelenk 9,8-15,7 12,5

Talokruralgelenk 10,0Bolz undDietz(1985)

Pferd

Fesselgelenk 4,5

Schwyzer(1981)

Pferd Fesselgelenk 8,1-11,5 9,8

2.2.2.2 Resorptionsvorgänge

Die Resorption aus der Gelenkhöhle spielt für die Entfernung vonStoffwechselendprodukten, Zelldetritus und für die Regulation des Synoviavolumens einewichtige Rolle. Unter physiologischen Bedingungen besteht ein Gleichgewicht zwischenZustrom und Abfluss, so dass das Synoviavolumen annähernd konstant bleibt. DieSubstanzen werden je nach Partikelgröße auf unterschiedlichen Wegen aus dem Gelenkeliminiert. Während kleinere Partikel und echte Lösungen über Kapillaren, Lymphgefäße

7

und Pinozytose abtransportiert werden können, müssen größere Teilchen zunächstphagozytiert und dann über Lymphkapillaren entfernt werden (SEYFARTH, 1956;RUCKES, 1961; HENDERSON und PETTIPHER, 1985; HEILMANN et al., 1996;CORNELISSEN et al., 1998; IWANAGA et al., 2000).

2.2.2.3 Zusammensetzung der Synovialflüssigkeit

2.2.2.3.1 HyaluronsäureVerantwortlich für die Filtrationseigenschaften der synovialen Matrix ist dieHyaluronsäure, ein Syntheseprodukt der Typ B-Synoviozyten, das in das Gelenklumenabgegeben wird. Die chemische Struktur zeigt ein unsulfatiertes, langkettigesPolysaccharid, das aus Disaccharideinheiten aufgebaut wird. Bausteine sind N-Azetyl-Glukosamin und Natriumglukuronat. In der Synovia liegt die Hyaluronsäure alsMucopolysaccharid-Protein-Komplex, mit einem Proteingehalt von 2 % vor (HUTH undKLEIN, 1977) (s. Abbildung 1).Mit einer durchschnittlichen Konzentration beim Menschen von 2,0-3,0 mg/ml ist sie inder Synovia das am stärksten vertretene Glukosaminoglykan (KLEESIEK, 1981). Für dasKaninchen werden 3,62 � 0,19 mg/ml angegeben (COLEMAN et al., 1997). Beiphysiologischen pH-Werten liegt die Hyaluronsäure als Salz vor, das als Hyaluronatbezeichnet wird. Wichtige Eigenschaften des Hyaluronats sind sein hohesWasserbindungsvermögen, die Bildung von Netzwerken und die Wirkung als Filter(LAURENT, 1987; FRASER et al., 1997). Diese Eigenschaften stehen in direktemZusammenhang mit dem Polymerisationsgrad und damit dem Molekulargewicht, da dasMolekül eine Knäuelstruktur annimmt, wobei sich die Moleküle netzartigineinanderschieben. Der Radius eines Hyaluronsäuremoleküls kann bis zu 3,6 nmbetragen (COLEMAN et al., 1997). GREILING et al (1977) beschreiben die biologischspezifischen Wirkungen von hochpolymerem Hyaluronat unter anderem wiefolgt: Hemmung der Phagozytoseaktivität von mononukleären und polymorphkernigenPhagozyten, Hemmung der Migration und Mitose von Lymphozyten und Hemmung derWechselwirkung von "target" Zellen und Lymphozyten. Weiterhin soll die Hyaluronsäureauch die viskösen, viskoelastischen und gelenkschmierenden Eigenschaften der Synoviahervorrufen, sowie immunmodulierende Fähigkeiten besitzen (SAARI und KONTTINEN,1989; GHOSH, 1994; FRASER et al., 1997). Andere Autoren weisen nach, dass beigleichzeitiger intraartikulärer Applikation von Kortikosteroiden und hochmolekularerHyaluronsäure der knorpelzerstörende Effekt von Kortikosteroiden verhindert werdenkann (RONEUS et al., 1993). Nach KVAM, GRANESE und Mitarbeitern (1993) beträgtdas durchschnittliche Molekulargewicht 1,0 x 104 bis 2,0 x 106 Da (KVAM et al., 1993),während LAURENT (1987) eine Größenordnung von 106 bis 107 Da angibt undTULAMO und Mitarbeiter (1994) finden beim Pferd ein mittleres Molekulargewicht von2,5 x 106 Da (TULAMO et al., 1994).Die Halbwertszeit im Gelenk beträgt nach Untersuchungen von LINDENHAYN undMitarbeitern (1997) 15,8 bis 18,5 Stunden und nach FRASER und Mitarbeitern (1997)einen bis wenige Tage, wobei es abgebaut wird durch rezeptorvermittelte Endozytose,lysosomale Degradation und lymphatischen Abtransport. Die Abbauprodukte gelangenmit dem Blutkreislauf in die Leber und werden bei einer Halbwertszeit im Blut von zweibis fünf Minuten hauptsächlich von den Endothelzellen der Lebersinusoide eliminiert(LAURENT, 1987; LAURENT et al., 1992; LAURENT et al., 1996; BERG, 1997;FRASER et al., 1997).

8

Bei Entzündungen kommt es neben Veränderungen am Kapillarendothel zu einerDepolymerisierung der Hyaluronsäure, die verursacht werden kann durch Hyaluronidasen,aktivierte Entzündungszellen, wie polymorphkernige Leukozyten, Monozyten undMakrophagen, oder ionisierende Strahlen beziehungsweise den durch diese entstehendenSauerstoffradikalen. Bei Leukozyten erfolgt die Bildung von Superoxidradikalen durcheine in der Plasmamembran lokalisierte NADH- und NADPH-Oxidase. Die Entstehungdes eigentlich schädigenden Agens, den �OH-Radikalen, erfolgt vermutlich in einerkatalysierten Haber-Weiss-Reaktion über komplex gebundene Metalle, wie zum BeispielFe 2+. Durch ionisierende Strahlung werden als Folge der WasserradiolyseHydroxylradikale direkt und Superoxydradikale indirekt aus hydratisierten Elektronenoder atomarem Wasserstoff durch Reaktion mit Sauerstoff gebildet (GREILING et al.,1977; KREISL, 1982; SCHOSSER-HOPPSTOCK, 1989; FREAN et al., 1997).Nach KLEESIEK (1981) resultiert eine Abnahme der Synoviaviskosität auf Verringerungder Konzentration und des Polymerisationsgrades der Hyaluronsäure. Die Verringerungder Hyaluronsäurekonzentration kann durch Verdünnung (Gelenkerguss), verringerteSynthese, vermehrten enzymatischen Abbau des Moleküls oder durch Produktion vonniedermolekularer Hyaluronsäure, die schneller aus dem Gelenk eliminiert wird,verursacht werden (DAHL et al., 1985; MOTOHASHI et al., 1990; LINDHOLM et al.,1996). So finden PRAEST et al (1997) bei verschiedenen Gelenkerkrankungen desMenschen ein durchschnittliches Molekulargewicht von 1,09 x 106 bis 1,91 x 106 g/mol,wobei es bei akuten Entzündungen bei 0,85-1,63 x 106 g/mol und bei degenerativenErkrankungen bei 1,06-3,48 x 106 g/mol liegt. Es ist bekannt, dass dieHyaluronsäurekonzentration mit dem Arthritisstadium korreliert (GRIMSHAW et al.,1996).

HyaluronsäureLink ProteinKeratansulfatChondroitinsulfat

Core protein

Abbildung 1: Proteoglykan (Modifiziert nach KARLSON und Mitarbeitern (1994))

9

2.2.2.3.2 ProteineBedingt durch den Gelfiltrationseffekt der synovialen Matrix kommen unterphysiologischen Bedingungen in der Synovia keine Proteine mit einem Molekulargewichtüber 160 kDa vor. Demzufolge fehlen die Blutgerinnungsfaktoren, wie Fibrinogen(340 kDa) Prothrombin, Thrombin, Antithrombin, Faktor VII, Faktor V undThromboplastin, so dass physiologische Gelenkflüssigkeit nicht gerinnt (VAN PELT,1974; KLEIN, 1977; MCILWRAITH, 1989; KLEESIEK, 1981). Bei Entzündungenkommt es zur Permeabilitätserhöhung der Blut-Synovia-Schranke, so dass auchhöhermolekulare Stoffe in der Synovialflüssigkeit auftreten (KLEESIEK, 1981; STROMet al., 1989; HARDY et al., 1998).Die Proteinkonzentration beträgt mit etwa 10-30 g/l ein Drittel derSerumproteinkonzentration, wobei der prozentuale Anteil der verschiedenenProteinfraktionen hauptsächlich von ihrem Molekulargewicht abhängt. Der Albuminanteilmacht circa 60-75 % des Gesamtproteins aus, der Prozentsatz von �1- und �- Globulingleicht dem im Serum, wohingegen der von �2- und �-Globulin geringer ist (KLEESIEK,1981; SCHIRLE, 1995). Dies liegt an der Semipermeabilität der Kapillarmembran und derZusammensetzung der synovialen Matrix, die von Albuminen (MG: 61-69 kDa), nichtaber von allen Globulinen (�1-Globulin: 44-200 kDa, �2-Globulin: 160-820 kDa, �-Globulin: 3-20 kDa, �-Globulin: 150-960 kDa) passiert werden kann. Als weitere in derLiteratur vorkommende Angaben findet man für das Kaninchenkniegelenk 17,6 g/l(FISCHER, 1994), beim Menschen (ohne Angabe der untersuchten Gelenke) 10,7-21,3g/l, davon 10,2 g/l Albumine und 0,5 g/l Globuline (JOHN, 1980). Laut DINGERKUS etal. (1987) beträgt der Anteil der Albumine am Gesamtproteinkonzentration 70-90 %.VAN PELT (1974) gibt für das Pferd ein durchschnittliches Albumin/Globulin-Verhältnisvon 1,29 � 0,16 an (s. Tabelle 2).Viele Autoren sehen die Proteinkonzentration als den wichtigsten Parameter zurBeurteilung des Entzündungsgrades an (OTTE, 1977), wobei die meisten Autoren davonausgehen, dass eine Erhöhung der Eiweißkonzentration von etwa 2,0 g/dl auf über 2,5 g/dlals pathologisch anzusehen ist (SCHILLING, 1981; KORENEK et al., 1992; SCHIRLE,1995). So findet FISCHER (1994) sechs Tage nach induzierter aseptischer Entzündung imKaninchenkniegelenk eine Gesamtproteinkonzentration von 27,9 g/l und Protz (1988)findet Werte von 3,5-6,0 g/dl bei Entzündungen, während nach seinen Untersuchungen beiArthrosen die Konzentration nicht über 3,0 g/dl steigt. Werte von mehr als 4,0 g/l werdenhauptsächlich bei infektiösen Arthritiden gefunden und deuten auf eine schwereEntzündung hin (MCILWRAITH, 1989). Verantwortlich für die steigendeProteinkonzentration bei Entzündungen ist die erhöhte Permeabilität derSynovialmembran, Chemotaxis, gesteigerte lokale Synthese, Freiwerden von Proteinenbei Zytolyse und eine bei vermehrter Gelenkfüllung auftretende Behinderung derLymphdrainage. Daher ist bei entzündlichen und degenerativen Gelenkerkrankungeninsbesondere ein Anstieg der Akute-Phase-Proteine, IgA, IgG, IgM, Lysozym, �-2-Makroglobulin und Fibrinogen nachweisbar (DIEMER, 1989; STROM et al., 1989;SCHIRLE, 1995; FRISBIE et al., 1999; ZEHNER, 1998).

2.2.2.3.3 ZellenUnter physiologischen Bedingungen sind in der Synovia weniger als 200 Zellen/�lenthalten, die sich zusammensetzen aus Lymphozyten, Granulozyten, Monozyten undabgeschilferten Synovialiszellen (HUTH und KLEIN, 1977), wobei Lymphozyten und

10

Monozyten zusammen über 90 % ausmachen (KLEIN, 1977; KLEESIEK, 1981;TSCHUDI, 1993 ).Absolute und relative Veränderungen der Leukozytenzahlen können Aufschluss über dieArt und das Ausmaß einer Entzündung der Synovialmembran geben. Besonders dieGesamtzellzahl und der prozentuale Anteil der polymorphkernigen neutrophilenGranulozyten spielen eine essentielle Rolle bei der Beurteilung der Entzündungsaktivität(PROTZ, 1988; HAMANN, 1994).Eine Erhöhung der Leukozytenzahlen beruht auf Wirkung von Entzündungsmediatoren,ein Ansteigen der Synoviozyten kann verursacht werden durch gesteigerteZellproliferationsvorgänge unter entzündlichen Bedingungen und durch vermehrteAbschilferung, während Erythrozyten bei Gelenkeinblutung und Bakterien bei septischenArthritiden hinzukommen. Dadurch sind insbesondere bei septischen und entzündlichenVeränderungen die Gesamtzellzahlen in der Synovia sehr hoch, wobei mit über109 Zellen/l bei septischen Arthritiden die höchsten Leukozytenzahlen gefunden werden(BERTONE et al., 1987). Für das Pferd werden bei degenerativen Erkrankungen 5 000 bis10 000 Zellen/mm3 und bei septischen Arthritiden über 50 000 Zellen/mm3 angegeben,wobei Zellzahlen von über 100 000/mm3 als pathognomonisch für Infektionen angesehenwerden (MCILWRAITH, 1989). In der Literatur wird zumeist angegeben, dass in derSynovia bei Traumen und Arthrosen bis 2 000 Zellen/mm3 bestimmt werden. Jedochscheint die Zellzahl bei Gelenkergüssen auch davon abhängig zu sein, ob es sich um eineher groß- oder eher kleinlumiges Gelenk handelt. So zeigen die Punktate von entzündetenEllbogengelenken im Vergleich zu Kniegelenken mit gleichem Entzündungsgrad zwei- bisdreimal höhere Leukozytenzahlen. Als Ursache hierfür werden unterschiedlicheVerdünnungsfaktoren vermutet (PASCUAL-GOMEZ, 1989).Welche Leukozyten vermehrt auftreten, hängt von der Art und Dauer der Erkrankung ab.Entsprechend der Schillingschen-drei-Phasen-Regel ist im akuten Entzündungsstadium dieZahl der neutrophilen Granulozyten erhöht, wobei ihr Anteil von normalerweise wenigerals 10 % auf über 75 % ansteigen kann. Hingegen sind bei chronischen Erkrankungen dieZellen des Mononukleären-Phagozyten-Systems und die Lymphozyten vermehrt in derSynovia enthalten (KLEESIEK, 1980; DINGERKUS, 1985; FISCHER, 1994; WRIGHTet al., 1999). DINGERKUS (1985) ist der Ansicht, dass das Verhältnis von Granulozytenzu Leukozyten und Monozyten von der Gesamtzellzahl abhängig ist. Er findet bei einerGesamtzellzahl von weniger als 3 900 Zellen/�l unter 30 % Granulozyten und beiZellzahlen über 10 000 Zellen/�l einen Granulozytenanteil von über 80 %. Beientzündlichen Erkrankungen werden mit etwa 60-80 % überwiegend Granulozyten undihre Abbauformen gefunden, wobei sich die restlichen 20 % auf Lymphozyten,Monozyten, Makrophagen und einige nicht näher klassifizierte Zellen verteilen(PIETSCHMANN und THUMB, 1977), während bei nicht-entzündlichen Arthropathien70-88 % Leukozyten und 12-30 % neutrophile Granulozyten gefunden werden (DIEMER,1989).Häufig wird bei der Synoviauntersuchung lediglich eine Unterscheidung vonGranulozyten, Lymphozyten und sogenannten großzelligen Formen durchgeführt, da dielichtmikroskopische Differenzierung oft Probleme bereitet (KEITEL und WILLE, 1977;PONCET et al., 1978; KELLNER, 1979; VOJTISEK und SUSTA, 1985; BRUHN, 1987;ELLISON, 1988; FREEMONT, 1991; CLAYBURNE et al., 1992; FISCHER, 1994).

2.2.2.3.4 EnzymeDie in der Synovialflüssigkeit vorkommenden Enzyme stammen aus dem Serum, denZellen des Stratum synoviale und den in der Synovia enthaltenen Zellen (abgeschilferte

11

Synoviozyten, Chondrozyten, Leukozyten, Bakterien), so dass die Höhe derEnzymaktivitäten indirekt Aufschluss über die Gesamtzellzahl geben kann (HUTH undKLEIN, 1977; SOWA, 1992). Verschiedene Autoren geben an, dass die Enzymevorwiegend aus den Leukozyten, Chondrozyten und Synoviozyten stammen (HUTH undKLEIN, 1977; KLEESIEK, 1981; KLEESIEK et al., 1986; MCILWRAITH. 1989;SPIERS et al., 1994).

Es finden sich glykolytische (z.B. Lactatdehydrogenase, Pyruvatkinase, Aldolase) undlysosomale Enzyme (saure Phosphatase, Glukuronidasen, Kathepsin D, saureRibonuklease u.a.), Enzyme des Zitronensäurezyklus (Malatdehydrogenase, Iso-Zitronensäurehydrogenase) und des Aminosäurestoffwechsels (alkalische Phosphatase,Kreatininkinase u.a.).Im Rahmen der Synoviauntersuchung wird unter anderem besonders derLactatdehydrogenase-, der alkalische Phosphatase- und der Metalloproteinase-AktivitätBedeutung beigemessen (BETTHÄUSER, 1957; SIOZOS, 1980; NEUHAUS, 1981;WEH et al., 1984; DINGERKUS, 1985; BAGUHL, 1987; DINGERKUS et al., 1987;ATAY, 1999) (s. Tabelle 2).

Die Lactatdehydrogenase (LDH), von der es im Organismus fünf Isoenzyme gibt, dientals Indikator für den Energiestoffwechsel beziehungsweise die oxydativePhosphorylierung in den Chondrozyten (LDHH-Subunits) und den synovialenFibroblasten (LDHM-Subunits). Dadurch steigt bei Entzündungen der Spiegel der ausdem Zytosol der Synoviozyten stammenden LDH auf das 4-5-fache der Werte, die beidegenerativen Erkrankungen zu messen sind (BINZUS, 1977). TRZENSCHIK (1986)findet bei latenten degenerativen Gelenkerkrankungen normale Aktivitäten derglykolytischen Enzyme, während diese bei entzündlichen Erkrankungen erhöht sind,wobei die Steigerung der Enzymaktivitäten der Entzündungsaktivität proportional ist.Diese Aussage deckt sich mit Angaben von HAMANN (1994) und JOHN (1980), wonachsich bei Entzündungen insbesondere die LDH-Aktivität und die Lactatkonzentrationerhöhen (Umwandlung von Pyruvat in Lactat in Gegenwart von LDH und NADH). Auchdiese Autoren weisen eine deutliche Korrelation mit der Entzündungsaktivität nach. DesWeiteren sind Makrophagen reich an LDH, die bei Zytolyse freigesetzt wird, wasebenfalls für einen Zusammenhang zwischen Zellzahl und LDH-Aktivität spricht(TSCHAIKOWSKY, 1985). Als Normwert wird für das Pferd von SANDER (1990) fürdie Lactatdehydrogenase eine Aktivität von 119 � 96,01 U/l genannt (s. Tabelle 2).

Die alkalische Phosphatase (AP), deren fünf Isoenzyme ihr Aktivitätsoptimum bei einempH von 7-9 haben, spielt bei der Diagnose von Leber-, Gallenblasen-, Knochen-, Darm-und Tumorerkrankungen eine wichtige Rolle (BINZUS, 1977; PIETSCHMANN undTHUMB, 1977; JAKUBKE und JESCHKEIT, 1987a; JAKUBKE und JESCHKEIT,1987b; SCHENCK und KOLB (1990); FALBE und REGITZ, 1998a; FALBE undREGITZ, 1998b; ATAY, 1999; JAKUBKE und KARCHER, 1999). Das Enzym istnachweisbar in Osteoblasten, Chondrozyten, der Knorpelmatrix, segmentkernigenneutrophilen Granulozyten, eosinophilen Granulozyten, Lymphozyten und Lymphoblasten(NEUHAUS, 1981; BAGUHL, 1987). Eine hohe Aktivität besteht während derenchondralen Ossifikation (bei wachsenden juvenilen Lebewesen oder bei Adulten mitArthrosis deformans), chronischer Polyarthritis, Rachitis und Osteomalazie(BETTHÄUSER, 1957; SIOZOS, 1980; NEUHAUS, 1981; BAGUHL, 1987). EineErhöhung der AP-Aktivität im Plasma kann zur Früherkennung vonKnochenerkrankungen genutzt werden, da sie bereits 4-6 Wochen vor dem Auftreten

12

röntgenologisch nachweisbarer Veränderungen auftritt (BETTHÄUSER, 1957;NEUHAUS, 1981).Als Normwerte gibt VAN PELT (1974) in der Synovia des Pferdes für die AP 1,02 � 0,25Sigma units/ml und für die LDH 108 ��12 Berger-Broida-units/ml an, während SANDER(1990) für das Pferd eine Aktivität der alkalischen Phosphatase von 0,53 � 2,56 U/l findet(s. Tabelle 2).

Die Metalloproteinasen sind physiologischerweise für den turnover der extrazellulärenMatrix verantwortlich, spielen aber auch eine wichtige Rolle bei Gelenkerkrankungen, dasie in der Lage sind, verschiedene in der Knorpelmatrix enthaltene Makromoleküle, wieKollagen, Aggrekan, Dekorin und Link-Protein abzubauen (SMITH et al., 1991; SPIERSet al., 1994; VAN WEEREN, 1998; CLEGG und CARTER, 1999).Die Aktivität der aus der Gelenkknorpelmatrix stammenden Metalloproteinasen nimmtinsbesondere bei arthrotischen Veränderungen deutlich zu (ALI und EVANS, 1973;CORNELISSEN et al., 1998; VAN WEEREN et al., 1998; FENTON et al., 2000;JOUGLIN et al., 2000). Untersuchungen anderer Autoren kommen zu dem Ergebnis, dassdie Metalloproteinaseaktivität bei juvenilen Pferden (bis 11 Monate) und bei Pferden mitOsteoarthritis erhöht ist. Als Ursache hierfür vermuten sie zum einen den höherenKnorpelmetabolismus bei im Wachstum befindlichen Tieren, und zum anderen einegesteigerte Zerstörung der Knorpelmatrix mit Freisetzung der darin enthaltenenMetalloproteinasen bei Osteoarthritis (BRAMA et al., 1998). In vitro Versuche mitverschiedenen Zellkulturen haben gezeigt, dass sowohl Leukozyten als auch Synoviozytenund Chondrozyten Metalloproteinase 2 und 9 synthetisieren und freisetzen können, wobeidie Enzymaktivitäten in Zellkulturen von pathologisch veränderten Gelenken und nachStimulierung mit unter anderem Interleukin-1 besonders hoch sind (CLEGG et al., 1997;CLEGG und CARTER, 1999; JOUGLIN et al., 2000; VON RECHENBERG et al., 2000).

2.2.2.3.5 Glucose und LactatDie Glucosekonzentration in der Synovialflüssigkeit ist etwa um ein Zehntel geringer alsder des Blutes, wobei beachtet werden muss, dass dieser in Abhängigkeit von derNahrungszufuhr schwankt (s. Tabelle 2). Glucose nimmt eine zentrale Stellung imEnergiestoffwechsel der Chondrozyten und Synoviozyten ein und ist die biosynthetischeAusgangsstufe des Hyaluronats sowie der Proteoglykane des Gelenkknorpels (GREILINGet al., 1977; GÄNGEL, 1980; BROWN et al., 1991; FRASER et al., 1997). EineVerminderung der Glucosekonzentration steht pathologischerweise in unmittelbaremZusammenhang mit hohen Gesamtzellzahlen (über 20 000 Zellen/mm3), da sowohlLeukozyten als auch Synoviozyten und die meisten Bakterien Glucose zurEnergiegewinnung verwerten, wobei über Pyruvat Lactat entsteht (HUTH und KLEIN,1977; TRZENSCHIK, 1986).So erfolgt bei entzündlichen Gelenkerkrankungen ein Abfall des Glucose- und ein Anstiegder Lactatkonzentration als Folge einer erhöhten Glykolyse der in der Synovia vermehrtenthaltenen Leukozyten, wobei gleichzeitig der pH-Wert der Synovia sinkt (GREILINGund KLEESIEK, 1978; HENDERSON und PETTIPHER, 1985; GREILING undKLEESIEK, 1978; DOLL, 1986). Beim Rind ist die Lactatkonzentration in gesundenGelenken mit durchschnittlich 22 � 13 mg/dl etwa 4,4 mal höher als im Plasma und dieLactat- und Glucosekonzentrationen in der Synovia verhalten sich indirekt proportionalzueinander (DOLL, 1986). BINZUS (1977) findet beim Menschen bei entzündlichenZuständen einen Lactatspiegel von durchschnittlich 5,1 mmol/l und bei degenerativenErkrankungen einen Spiegel von 3,4 mmol/l (s.Tabelle 2).

13

2.2.2.3.6 pH-WertDer pH-Wert der Synovialflüssigkeit liegt beim Menschen unter physiologischenBedingungen nach HAMANN (1994) zwischen 7,31 und 7,64, nach HUTH und KLEIN(1977) und nach JOHN (1980) zwischen 7,2 und 7,4, während AKENS (1994) beim Pferdeinen durchschnittlichen Wert von 7,85 angibt (HUTH und KLEIN, 1977; JOHN, 1980;AKENS, 1994) (s. Tabelle 2). Im entzündeten Gelenk kann durch den Lactatanstieg derpH-Wert auf 6,8 absinken (HAMANN, 1994; JOHN, 1980). Eine Senkung des pH-Werteskann auch nach nur kurzzeitiger Einwirkung zu einer Schädigung des Gelenkknorpels inForm von Faserdemaskierung, Rauhigkeiten, scholligen Abhebungen und Einrissenführen. Verantwortlich hierfür ist eine Aktivitätssteigerung verschiedener Enzyme(Kollagenasen, Proteoglykanasen, Gelatinasen) bei sauren pH-Werten (TRZENSCHIK,1986).

Tabelle 2: In der Literatur angegebene Normwerte

Autor Spezies Ge-lenk

Zellen TP A/G AP LDH Glu-cose

Lactat pH

Dinger-kus(1985)

Msch. KeineAngabe

2,7-6,2g/dl

40-95mg/dl

21mg/dl

VANPELT(1974)

Pfd. KeineAngabe

167� 21/mm3

1,29� 0,16

1,02� 0,25SU/ml

108� 12BBU/ml

Fessel 3-37U/l

9-369U/l

AKENS(1994)

Pfd.

Sprung-gelenk

bis5000/mm3

bis2,0g/dl 16-94

U/l17-398U/l

50-100mg/dl

7,2-8,2

Gän-gel(1980)

Pfd. KeineAngabe

97,5mg/dl

Klein(1977)

Msch. KeineAngabe

bis200/µl

Fischer(1994)

Kanin-chen

Knie-gelenk

0,765Gpt/l

1,76g/dl

Adams(1980)

Pfd. KeineAngabe

167� 21/mm3

1,81� 0,26g/dl

Schil-ling(1981)

Msch. Knie-gelenk

bis 2,5g/dl

bis 200U/l

Serum-wert

Serum-wert

Sander(1990)

Pferd Sprung-gelenk

100� 53,03/mm3

9,7� 2,73g/dl

0,53� 2,56U/l

119� 96,01U/l

14

2.2.3 Knorpel

Knorpel (Textus cartilagineus) ist ein gefäßloses und nervenfreies Stützgewebe, das ausKnorpelzellen (Chondrozyten) und einer festen Interzellularsubstanz besteht. DieChondrozyten differenzieren sich aus Chondroblasten und bilden kollagene und elastischeFibrillen sowie die Grundsubstanz (Matrix) des Knorpels, die vor allem aus Kollagen,Proteoglykanen und Chondromucoprotein, einem Polymer aus Protein und denGlukosaminoglykanen Chondroitin-4-Sulfat, Chondroitin-6-Sulfat und Keratansulfatbesteht (HEES und SINOWATZ, 1988; HEES, 1990; PALMER und BERTONE, 1994;HERNANDEZ-VIDAL, 1997; CARVER und HEATH, 1999). Mit Ausnahme desGelenkknorpels wird jedes Knorpelstück von der sogenannten Knorpelhaut(Perichondrium) überzogen, einer straffen, geflechtartigen Bindegewebsschicht, die außerkollagenen und elastischen Fasern auch Nerven und Blutgefäße enthält und somit überDiffusion den Knorpel ernährt. Man unterscheidet drei verschiedene Knorpelarten, denelastischen Knorpel, den hyalinen Knorpel und den Faserknorpel.

2.2.3.1 Elastischer Knorpel

Der elastische Knorpel (Cartilago elastica) enthält fast ausschließlich elastische Fasern.Lediglich in der Peripherie des Knorpels findet man kollagene Fasern, die durchChondromucoprotein maskiert sind. Bedingt durch den relativ geringen Gehalt anGrundsubstanz und die Dehnbarkeit der Fasern ist dieser Knorpel verhältnismäßig weichund biegsam. Der elastische Knorpel kommt unter anderem in der Ohrmuschel und derEpiglottis vor (NICKEL et al., 1982).

2.2.3.2 Faserknorpel

Der Faserknorpel (Cartilago fibrosa) ist reich an stark verflochtenen kollagenenFaserbündeln, relativ zellarm und kann direkt in hyalinen Knorpel oder straffesBindegewebe übergehen. Man findet ihn in den Disci intervertebrales und demHerzskelett des Pferdes (NICKEL et al., 1982).

2.2.3.3 Hyaliner Knorpel

Der hyaline Knorpel, zu dem unter anderem der Gelenkknorpel, der Rippen- und derBronchialknorpel gehören, ist im Körper am weitesten verbreitet. Optisch erscheint erhomogen weiß-bläulich, was dadurch zustande kommt, dass die kollagenen Fasersysteme(Kollagen Typ II) durch Chondroitinschwefelsäure "maskiert" werden (HEES undSINOWATZ, 1988; BARR et al., 1994; CANTLEY et al., 1999; VON RECHENBERG etal., 2000).Der die Gelenkflächen überziehende Gelenkknorpel (Cartilago articularis) nimmt inmehrfacher Hinsicht eine Sonderstellung ein: Er besitzt kein Perichondrium, so dass er nurbegrenzt zur Regeneration fähig ist und nach dem Epiphysenfugenschluss beimerwachsenen Individuum die Ernährung der Chondrozyten und der Abtransport vonStoffwechselendprodukten über die Synovialflüssigkeit erfolgen muss. Eine große

15

Bedeutung kommt hierbei der Verformbarkeit des Knorpels zu, da abwechselnde Be- undEntlastung zu Kompression und Dekompression des Knorpels führt und dadurch eine ArtSaug-Pump-Mechanismus Flüssigkeit aus und in den Knorpel presst. Die Verformbarkeitergibt sich durch die besondere Anordnung der Kollagenfibrillen und das hoheWasserbindungsvermögen der in der Grundsubstanz enthaltenen Proteoglykane. Sobesteht beim adulten Tier der hyaline Knorpel zu 60-80 % aus Wasser (KÜNZEL undKNOSPE, 1990; SCHULZ und DÄMMRICH, 1991; GERLACH et al., 2000). Bezogenauf die Trockensubstanz besteht der Gelenkknorpel zu 40-50 % aus Kollagen Typ II,22-40 % aus Proteoglykanen, 10 % aus Glykoproteinen, 3-10 % aus Mineralien, 1 % ausLipiden und zu 1-2 % aus Chondrozyten (AKENS, 1994).Der Stoffwechsel und die Syntheseleistungen der Chondrozyten passen sich denjeweiligen Belastungen des Knorpels an, so dass bei intensivem Training eine Zunahmeder Proteoglykansynthese nachgewiesen werden kann (OTTERNESS et al., 1998;CARVER und HEATH, 1999; CANTLEY et al., 1999; BIRD et al., 2000). Wird durchEntzündung, Ruhigstellung, Trauma, Fehlbelastung oder im Alter der Stoffwechselgestört, kommt es zur Degeneration der Chondrozyten mit Glykogenverlust und gestörterProteoglykansynthese, was eine Abnahme des Wasserbindungsvermögens zur Folge hat(WEH et al., 1984; POOLE et al., 1994; PLATT et al., 1998; VAN DEN HOOGEN et al.,1998; CANTLEY et al., 1999; GERLACH et al., 2000). Des Weiteren kommt es zurAusfällung veränderter Proteine, zur Faserdemaskierung und zur Einlagerung vonMineralsalzen. Bei tiefgreifendem oder sogar vollständigem Verlust des Gelenkknorpelsgeht der degenerative Prozess auf den subchondralen Knochen über (KANNEGIETERund BURBRIDGE, 1990; RADIN et al., 1990; CANTLEY et al., 1999; CLEGG undCARTER, 1999; UHLHORN und CARLSTEN, 1999).Der Gelenkknorpel besteht aus vier Schichten, die sich vor allem in ihrem Faserverlaufunterscheiden. Die gelenklumenseitig liegende Tangentialzone ist faserreich undproteoglykanarm. Die Fasern verlaufen vorwiegend oberflächenparallel, stammen zumTeil aufsteigend aus tieferen Schichten und sind teilweise im Stratum fibrosum desPeriostes verankert. Ihre Funktion besteht darin, die Scherspannungen im Knorpelaufzufangen. In der Übergangszone verlaufen die aus der tieferen Radiärzone stammendenFasern - sich gegenseitig scherengitterartig kreuzend - schräg zur Oberfläche in dieTangentialzone hinein. Die Fasern der Radiärzone verlaufen senkrecht zur Oberfläche. DieVerkalkungszone ist mit der Radiärzone durch die Tide mark verbunden und durchmineralisierten Knorpel gekennzeichnet (BERTONE et al., 1987; KÜNZEL undKNOSPE, 1990; CANTLEY et al., 1999; UHLHORN und CARLSTEN, 1999).

2.3 Pathogenese von Gelenkerkrankungen

In der Literatur werden zwei verschiedene Wege beschrieben, die zu Erkrankungen derGelenkkapsel führen. Bei dem einen Weg beginnt die Pathogenese mit entzündlichenVeränderungen der Gelenkkapsel (primäre Synovialitis), während bei dem zweiten Weginitial Veränderungen am Knorpel auftreten (sekundäre Synovialitis) (MCILWRAITH,1989; VAN DEN HOOGEN et al., 1998). Da die Synovialis in ihrem Reaktionsvermögenstark eingeschränkt ist, laufen pathophysiologisch immer die gleichen Prozesse ab, so dasssich hieraus nicht auf die Art der initialen Noxe schließen lässt (FASSBENDER, 1979;KLEESIEK, 1980; LINDIG, 1984; HENDERSON und PETTIPHER, 1985;GHERDIALLY, 1990; WILBRINK ET AL., 1998; ZEHNER, 1998) (s. Abbildung 2).Klinisch kann bei Gelenkerkrankungen eine Vielzahl von Symptomen vorliegen, die

16

sowohl einzeln oder als Syndrom vorhanden sein können. Dazu gehören Lahmheit,Beugeschmerz, Temperatur und Farbveränderung als Anzeichen einer entzündlichenHyperämie, Umfangsvermehrung der Gelenke durch vermehrte Gelenkfüllung, Ödemoder Fibrose der Gelenkkapsel, Schwellung des periartikulären Gewebes oder knöcherneZubildungen. Weiterhin können Palpationsschmerzen, Krepitationsgeräusche,Bewegungseinschränkungen und Deformierungen vorkommen (MCILWRAITH, 1989;WELLS et al., 1992; STRAND et al., 1998; ZEHNER, 1998). Zur Ergänzung derklinischen Untersuchung kann die Synoviaanalyse durchgeführt werden, die Hinweiseüber Art und Grad der Entzündung oder ein gestörtes metabolisches Gleichgewicht gebenkann (MCILWRAITH, 1989; RATCLIFFE et al., 1993; POOLE et al., 1994;RATCLIFFE et al., 1996; VAN DER HEIJDEN et al., 1999).

Abbildung 2: Schematische Darstellung der Pathogenese von Gelenkerkrankungen

Noxe

Extravasation vonPlasmabestand-

teilen undEntzündungszellen

n

Permeabilitätserhöhung der Kapillaren

Ödem Fibrose derGelenkkapsel

Zotten-hyper-plasie

IntraartikuläreFibrinablagerung

Bildung vonPannusgewebe

Proliferation der Synovialiszellen

VermehrteGelenkfüllung

17

2.3.1 Primäre Synovialitis

Kommt es initial im Bereich des Synovialgewebes zu Entzündungen, findet man, bedingtdurch Entzündungsmediatoren, die hierfür typischen Erscheinungen, wie Exsudation,Proliferation und Infiltration. Die strukturelle Umwandlung der Gelenkinnenhaut zeigtsich in einer Dickenzunahme des gelenkauskleidenden Gewebes mit Zottenhypertrophie(villöse Synovialitis), Hyperämie und Ödemen (HUTH und KLEIN, 1977; LITTMAN,1985; MALOWSKY, 1985; MADISON et al., 1991; VICKERS und ROSS, 1996;KRAAN et al., 1998; YOUSSEF et al., 1998; ZEHNER, 1998;).

Die Entzündung beginnt mit progressiven und regressiven Veränderungen derKapillarendothelzellen, die eine fibroblastähnliche Transformation erfahren. Diestrukturelle Änderung äußert sich in erweiterten Interzellularspalten mit erhöhterPermeabilität des Kapillarendothels, so dass es zur vermehrten Extravasation vonPlasmabestandteilen oder sogar roten Blutkörperchen kommt, die aufgrund des Fehlenseiner Basalmembran leicht in die Gelenkhöhle eintreten können (FASSBENDER, 1979;DANGER, 1982; STAUDENMAYER, 1988). Wenn bei entzündlichenGelenkerkrankungen die Permeabilität der Blut-Synovia-Schranke steigt, erhöht sich dieGesamtproteinkonzentration und die Proteinzusammensetzung der Synovialflüssigkeitwird der des Blutserums ähnlicher: Die Albuminkonzentration nimmt relativ ab, währenddie �2- und �-Globuline ansteigen. Weiterhin können Fibrinogen und andereGerinnungsfaktoren in der Synovialflüssigkeit auftreten (KLEESIEK, 1980), so dass diesegerinnt und durch die höhere Proteinkonzentration makroskopisch mehr oder wenigergetrübt erscheint (Klein, 1977). Wichtig ist, dass aufgrund des Vorhandenseins vonInhibitoren in der Synovia keine fibrinolytische Aktivität zu finden ist (OTTE, 1977).Kommt es zur Fibrinablagerung an der Synovialmembran, werden die darunter liegendenSynoviozyten großzellig und zur Proliferation angeregt, so dass die Anzahl an Lining-Cell-Schichten zunimmt (DANGER, 1982; YOUSSEF et al., 1998). Bei genügendstarkem Stimulus kann es vorkommen, dass das Stratum subsynoviale eine sogenanntemesenchymoide Transformation erfährt. Hierbei kommt es zur massiven Wucherung vonsubsynovialen Bindegewebszellen, wobei die neugebildeten Zellen großkernig undweitgehendst undifferenziert sind und lysosomale Enzyme freisetzen. Wird derbenachbarte Knorpel überwuchert, kann durch die hohe Enzymkonzentration eine lokalepH-Wert-Senkung auf pH 4-5 stattfinden. Da die Enzyme ihr Wirkungsoptimum indiesem Bereich haben, kommt es zum Abbau von Proteoglykanen und der kollagenenKnorpelmatrix, dem zerstörenden Mechanismus bei chronischen Arthritiden (DINGLE,1984; WEH et al., 1984; TRZENSCHIK, 1986; RADIN et al., 1990; VICKERS undROSS, 1996). Entgegen der Reaktionsweise anderer Gewebe kommt es beimGelenkknorpel nicht zur Bildung von Granulationsgewebe, sondern erst nach derZerstörung des Knorpels transformieren die Bindegewebszellen zu Fibroblasten undbilden kollagene Fasern, zwischen denen neue Blutgefäße entstehen (FASSBENDER,1979).

2.3.2 Sekundäre Synovialitis

Die sekundäre Synovialitis, auch als Begleitsynovialitis bezeichnet, hat ihren Ursprung ineiner mechanisch bedingten Erosion des Gelenkknorpels, wobei die ehemaligenStrukturbestandteile des Knorpels als Detritus in die Gelenkflüssigkeit gelangen, die alsTransport- und Kommunikationsmedium zwischen Knorpel und Synovialis fungiert

18

(OTTE, 1977; LITTMAN, 1985; RADIN et al., 1990; MYERS und BRANDT, 1995;GERLACH et al., 2000). Die Abbauprodukte des degenerierenden Knorpels üben auf dieSynoviozyten einen Reiz aus, der zu einer Steigerung der Cytokinsynthese führt. DieseCytokine wiederum fördern die Protease-Synthese der Chondrozyten (GERLACH et al.,2000).

Der Umfang des durch den Detritus erzeugten Reizes ist abhängig von der Detritusmengeund -qualität. Unter der Qualität versteht man den Ursprung der Abriebprodukte (Knorpel,Knochen, Knochenmark), der insofern von Bedeutung ist, als er darüber entscheidet,welche Zellen und interzellulären Substanzen - und damit Enzyme - frei werden (OTTE,1977; RATCLIFFE et al., 1993).Ob es zu synovialitischen Erscheinungen kommt hängt davon ab, ob die Summe allereinwirkenden Noxen eine bestimmte Reizschwelle der Synovialis überschreitet (OTTE,1977). Von Wichtigkeit ist in diesem Zusammenhang, dass die Chondrozyten im Alterweniger Chondroitinsulfat synthetisieren, wodurch das Wasserbindungsvermögen desKnorpels sinkt und er spröde und unelastisch wird, was zu einer Steigerung des Abriebsführt (PLATT et al., 1998; CANTLEY et al., 1999). Untersuchungen von HULTEN undGELLERSTEHT (1940) zeigen, dass nach Mehrfachinjektionen von Knorpelsuspensionenin Gelenke die Synovia bereits nach wenigen Tagen wieder partikelfrei wird, wobei diekleineren Partikel phagozytiert und die größeren von Synovialiszellen umwachsenwerden. Weiterhin kommt es an der Gelenkkapsel zu Hyperämie, starker Zellvermehrungund ausgeprägter Bindegewebshyperplasie. Die selben Autoren finden an jedem Gelenkmit starker Abnutzung der Gelenkflächen Anzeichen einer Synovialitis. Sie bezeichnendiese Form der Synovialitis als Synovitis detritica (HULTEN und GELLERSTEHT,1940). Auch WEH und Mitarbeiter (1984) beschreiben einen Feed-back-Mechanismus,bei dem eine durch Achsenfehlstellung bedingte Schädigung des Gelenkknorpels eineAlteration der Synovialis zur Folge hat.

Allgemein anerkannt ist die Tatsache, dass der erste Schritt zur Arthrose der Verlust derProteoglykane aus der oberflächlichen Knorpelschicht ist, ohne dass sich amKollagenfasergerüst schon Defekte zeigen. Um den Molekülkomplex eines Proteoglykanszu zerstören, sind Hyaluronidasen, Proteasen und Glukosaminidasen notwendig, wie ausAbbildung 1 hervorgeht. Hierbei gilt das Kathepsin D als das wirksamste endogeneEnzym bei der Autolyse des Knorpels, wobei zu bemerken ist, dass dasAktivitätsmaximum dieses Enzyms zwar im sauren Bereich liegt, bei neutralen pH-Wertenaber nicht aufgehoben ist (ALI und EVANS, 1973; HERNANDEZ-VIDAL, 1997).Andere Untersuchungen kommen zu dem Ergebnis, dass den Metalloproteinasen 2 und 9die größte Bedeutung bei der extrazellulären Proteolyse der Knorpelmatrix beigemessenwerden muss (CLEGG und CARTER, 1999). Weiterhin führen die bei Gelenkentzündungvermehrt auftretenden neutrophilen Granulozyten zu einer verstärktenGlukosaminoglykanfreisetzung aus der Knorpelmatrix bei gleichzeitiger Hemmung derSynthese (MACDONALD und BENTON, 1996; LILLICH et al., 1997; OTTERNESS etal., 1998). Der nun folgende Abbau der Kollagenfibrillen hat zum einen mechanischeUrsachen und zum anderen produzieren die Synoviozyten bei entzündlichenGelenkerkrankungen Kollagenasen (HARRIS und COHEN, 1969; LANE und WEISS,1975). Bereits Studien von GAY und Mitarbeitern (1976) zeigen, dass durchmilieuabhängige Abwandlung der Syntheseleistung von Chondrozyten der im Bereich vonKnorpelulzerationen neugebildete Knorpel nicht mehr Kollagen vom Typ II, sondern vomTyp I enthält (GAY et al., 1976; BARR et al., 1994). Andere Studien weisen nach, dassdas Kollagen I eine deutlich geringere Resistenz gegenüber Kollagenasen aufweist, als

19

Kollagen Typ II (NIXON et al., 1999). Da auf einem Kollagenmolekül drei Gruppen vonAntigendeterminanten zu finden sind, lässt sich erklären, dass nach mechanischer oderenzymatischer Strukturschädigung des Knorpels mit Freilegung der Kollagene, antigeneDeterminanten am Kollagenmolekül präsentiert werden, die zur Bildung von Kollagen-Antikollagen-Immunkomplexen führen (OTTE, 1977).

2.4 Makroskopische Synoviauntersuchung

2.4.1 Physiologische Befunde

Die makroskopische Synoviauntersuchung ergibt oft erste wichtige diagnostischeHinweise, wobei die Synovia klar, hellgelb bis bernsteinfarben und fadenziehenderscheint, während sie im erkrankten Gelenk in Abhängigkeit von derEntzündungsaktivität getrübt, verfärbt und weniger viskös ist ( HUTH und KLEIN, 1977;KLEIN, 1977; ELLISON, 1988).

Die Beurteilung der Farbe wird vor einem weißen Hintergrund durchgeführt undsubjektiv bewertet (MCILWRAITH, 1989).Die Untersuchung der Trübung erfolgt, indem die Synoviaprobe auf ein bedrucktes BlattPapier gelegt wird, dessen Text uneingeschränkt lesbar sein muss (MCILWRAITH, 1989).Die Viskosität wird durch die Hyaluronsäurekonzentration und das durchschnittlicheMolekulargewicht der Hyaluronsäure bestimmt (PRAEST et al., 1997). Als einfach in derPraxis anzuwendendes Verfahren zur Grobeinschätzung der Synoviaviskosität hat sich dersogenannte "Fadentest" bewährt, bei dem von der frisch entnommenen Synovia einTropfen auf die Fingerkuppe des Daumens gegeben wird, der dann mit der Fingerspitzedes Zeigefingers auseinander gezogen wird. Hierbei bildet die Synovia einen Faden,dessen Länge abhängig von der jeweiligen Viskosität ist. Der Einfluss der Temperatur aufdie Viskosität wird hierbei nicht beachtet. Eine andere Möglichkeit ist die, dass man einenTropfen Synovia aus der Spritze ablaufen lässt, die man zur Entnahme verwendet hat.Nach unter anderem HUTH und KLEIN (1977) beträgt die Fadenlänge etwa 2,0-5,0 cm,nach ADAMS (1981) und MCILWRAITH (1989) 5,0-7,0 cm. Ein weiteres einfachesVerfahren, um schnell die Viskosität einer Synoviaprobe untersuchen zu können, ist derMucin-Clot-Test, bei dem 0,5 ml der Probe mit 2,0 ml 2-5 %-iger Essigsäure vermischt zueinem kompakten Mucinklumpen ausfallen soll (HUTH und KLEIN, 1977; KLEIN, 1977;MCILWRAITH, 1989).

2.4.2 Aussehen und Eigenschaften pathologisch veränderter Synovia

Die veränderte Zusammensetzung pathologischer Synovia ist oft schon makroskopischerkennbar, da die erhöhte Proteinkonzentration die Flüssigkeit mehr oder weniger starkgetrübt aussehen lässt (SCHILLING, 1981; SCHIRLE, 1995). Allgemein gilt, dass dieVeränderungen bei akuten traumatischen und septischen Entzündungen stärker sind, alsbei chronisch degenerativen Erkrankungen und bei Osteochondrosis dissecans(SEYFARTH, 1956; HUTH und KLEIN, 1977; MCILWRAITH, 1989).

20

Die Beimengung von Knorpeldetritus und abgerissenen Teilen der Synovialis äußert sichin Form von weißen Schwebeteilchen und beigemengtes Blut lässt die Synovia rötlicherscheinen. Hierbei muss man unterscheiden zwischen frisch in die Gelenkflüssigkeitgelangtem Blut (akutes Trauma oder iatrogen während der Punktion) und Blut, welchesschon längere Zeit in der Gelenkhöhle verweilt. Ersteres ist leuchtend rot und zieht, wennes iatrogen während der Gelenkpunktion zugefügt wird, als "roter Faden" in diePunktionsspritze. Ein Hämarthros erzeugt eine orange bis rotbraune Farbe, wobeigelegentlich agglutinierte Erythrozyten zu beobachten sind (ZEHNER, 1998).Wenn ein Gelenkpunktat Gerinnung zeigt, bedeutet dies, dass die Permeabilität der Blut-Synovia-Schranke derart gestiegen ist, dass auch hochmolekulare Substanzen, wieGerinnungsfaktoren, nicht mehr zurückgehalten werden. Die Gerinnungsintensität gehtdabei mit dem Grad der Synovialitis parallel.Wenn es im Rahmen einer Gelenkerkrankung zur Abnahme der Konzentration und desMolekulargewichtes der Hyaluronsäure kommt, geht dies mit einer Verminderung derViskosität einher, die sich darin äußert, dass die Synovia weniger fadenziehend ist. Eineverminderte Viskosität (Fadenlänge unter 3,0 cm) zeigt eindeutig eine Entzündung an. Beieinem infizierten Gelenk zieht die Synovia gar keine Fäden (MCILWRAITH, 1989). ImMucinpräzipitationstest ist das Präzipitat um so schlechter, je stärker dieGelenkentzündung ist, wobei unter einer sehr schlechten Präzipitation eine stark getrübteLösung mit nur wenigen Mucinflocken verstanden wird. Es werden bei traumatischen unddegenerativen Gelenkerkrankungen gute bis mäßige und bei septischen Arthritidenschlechte bis sehr schlechte Präzipitate gefunden (MCILWRAITH, 1989).

21

2.4 Gelenkkapselverhältnisse der Vorderfußverbindungen(Articulationes manus)

2.5.1 Karpalgelenk, Vorderfußwurzelgelenk (Articulatio carpi)

Das Vorderfußwurzelgelenk ist ein zusammengesetztes Wechselgelenk, das aus dreiGelenkspalten besteht. Hierbei überzieht ein gemeinsames Stratum fibrosum derGelenkkapsel alle drei Gelenkabteilungen, während die Gelenkspalten jeweils mit eigenenSynovialhäuten ausgestattet sind. Zusätzlich bilden die Knochen der antebrachialen undder metakarpalen Reihe Vorderfußwurzel-Zwischengelenke (KOCH und BERG, 1992;BERG, 1995; WISSDORF et al., 1998) (s. Abbildung 3).

1: äußere Haut 2: Radius 3: Fettgewebe 4: Os carpi intermedium 5: Os carpale tertium 6: Os metacarpale tertium 7: Articulatio antebrachiocarpea 8: Articulatio mediocarpea 9: Articulatio carpometacarpea10: Synovialmembran11: Sehnen und Bindegewebe12: Sehnen und Bindegewebe13: Ligamentum carpi radiatum

Abbildung 3: Gelenkkapselverhältnisse des Vorderfußwurzelgelenkes nach KOCH undBERG (1992)

2.5.1.1 Unterarm-Vorderfußwurzelgelenk (Articulatio antebrachiocarpea)

Das Unterarm-Vorderfußwurzelgelenk ist ein Walzengelenk mit Funktion alsWechselgelenk, bei dem die Unterarmknochen mit der proximalen Karpalknochenreiheartikulieren. Die Gelenkkapsel besitzt wegen der großen Beweglichkeit dorsal einenweiten Rezessus und beim Pferd zusätzlich lateropalmar eine fingerstarke bis zwei cmüber das Os carpi accessorium nach proximal reichende Ausbuchtung (BERG, 1995).Diese Ausbuchtung kann punktiert werden, indem man mit nach distal gerichteter Kanülein die Vertiefung zwischen den Musculi extensores digitalis lateralis und carpi ulnariseingeht (NICKEL et al., 1982; BERG, 1995). Ferner kann eine Gelenkpunktion auch an

22

der gebeugten Gliedmaße zwischen der Sehne des M. extensor carpi radialis und der desM. extensor digitalis communis bei horizontalem Einstich vorgenommen werden(WISSDORF et al., 1998).

2.5.1.2 Vorderfußwurzel-Mittelgelenk (Articulatio mediocarpea)

Die Articulatio mediocarpea wird gebildet von den Karpalknochen der proximalen und derdistalen Reihe. Es handelt sich hierbei um ein als Wechselgelenk funktionierendesWalzengelenk, das an der Bewegung des gesamten Vorderfußwurzelgelenkes wenigerstark beteiligt ist, als die Articulatio antebrachiocarpea, und dementsprechend einenkleineren dorsalen Rezessus als diese besitzt. Die Gelenkhöhle kommuniziert über einenSpalt, der zwischen dem Os carpale tertium und Os carpale quartum liegt, mit derGelenkhöhle der Vorderfußwurzel-Mittelfußgelenke, so dass eine intraartikuläre Injektionbeide Gelenke erreicht (BERG, 1995; WISSDORF et al., 1998). Die Punktion erfolgt amkranialen Rand des langen medialen Seitenbandes in Höhe des Gelenkspaltes, wobei beihorizontalem Einstich von medial nach lateral eingegangen wird (NICKEL et al., 1982).Andere Autoren geben an, dass die Punktion zwischen den Sehnen des M. extensor carpiradialis und des M. extensor digitalis communis erfolgen sollte, wobei die Gliedmaße zurVerbreiterung der Gelenkspalte gebeugt wird (EKMAN et al., 1981; BERG, 1995;WISSDORF et al., 1998) (s. Abbildung 6).

2.5.1.3 Vorderfußwurzel-Mittelfußgelenke (Articulationes carpometacarpeae)

Die drei miteinander in offener Verbindung stehenden Vorderfußwurzel-Mittelfußgelenkewerden von den Karpalknochen der distalen Reihe und den Metakarpalknochen gebildet.Als straffe Gelenke erlauben sie keine Bewegung, weshalb die Gelenkkapsel sehr eng ist(NICKEL et al., 1982; WISSDORF et al., 1998).

2.5.1.4 Vorderfußwurzel-Zwischengelenke (Articulationes intercarpeae)

Zwischen den Karpalknochen derselben Reihe sind Vorderfußwurzel-Zwischengelenkeausgebildet, bei denen es sich um straffe Gelenke mit wenig Bewegungsmöglichkeitenhandelt (BERG, 1995).

2.5.1.5 Articulatio ossis carpi accessorii

Das Os carpi accessorium ist mit dem Radius und dem Os carpi ulnare in der Articulatioossis carpi accessorii fest verbunden (NICKEL et al., 1982).

2.5.2 Fesselgelenk, Zehengrundgelenk (Articulatio metacarpophalangea)

Das Fesselgelenk wird gebildet von dem Hauptmittelfußknochen (Os metacarpale tertiumbeziehungsweise Os metatarsale tertium), dem Fesselbein (Os compedale) und denproximalen Sesambeinen (Ossa sesamoidea proximalia). Es handelt sich um ein straffgeführtes Scharniergelenk, dessen Gelenkkapsel dorsal einen Rezessus bildet, der unter

23

der gemeinsamen Strecksehne etwa zwei bis drei cm nach proximal reicht, während derpalmare/plantare proximale Rezessus, zwischen den Endschenkeln des M. interosseusmedius verlaufend, sich vier bis fünf cm nach proximal ausdehnt (KOCH und BERG,1992; BERG, 1995; DENOIX et al., 1996) (s. Abbildung 4 und 5). Andere Autoren sindder Ansicht, dass dieser Rezessus sich etwa 9,0 bis 10,0 cm nach proximal erstreckt unddamit bis zum Griffelbeinknöpfchen reicht (WISSDORF et al., 1998). Ein Rezessusdorsalis distalis und Rezessus palmaris/plantaris distalis werden ebenfalls beschrieben,wobei die distale Aussackung des palmaren/plantaren Rezessus aus einer medialen, einerlateralen und einer medianen Abteilung besteht (SCHUBA, 1993; WISSDORF et al.,1998).Die Punktion des Gelenkes erfolgt in den palmaren proximalen Rezessus, wobei aufhalber Höhe zwischen dem Griffelbeinknöpfchen und den proximalen Sesambeinenzwischen dem distalen Ende des Röhrbeins und dem M. interosseus medius bei horizontalbis leicht distal gerichtetem Einstich von medial oder lateral eingegangen wird (NICKELet al., 1982; BERG, 1995). Eine andere Punktionsstelle wird unter anderem von EKMANund Mitarbeitern (1981) beschrieben, wobei in Höhe des Gelenkspaltes 10 mm medial derStrecksehne bei nach distal und axial gerichteter Kanüle der dorsale proximale Rezessuserreicht wird (EKMAN et al., 1981; BERTONE et al., 1987; WISSDORF et al., 1998) (s.Abbildung 7).

2.5.3 Krongelenk, Zehenmittelgelenk (Articulatio interphalangea proximalis)

Die Gelenkkapsel des Krongelenkes, das gebildet wird von der Phalanx I und II, besitzteinen dorsalen und einen palmaren sich nach proximal ausdehnenden Rezessus und einendorsalen distalen Rezessus, der sich jeweils vier bis acht mm breit lateral und medial desgemeinsamen Zehenstreckers ausdehnt (MILLER et al., 1996; WISSDORF et al., 1998)(s. Abbildung 4 und 5). Nach SCHUBA (1993) unterscheidet man noch einen Recessusdorsalis distalis lateralis und medialis und einen medialen, lateralen und einen medianenpalmaren/plantaren Rezessus.Die Punktion des dorsalen proximalen Rezessus, der unter der gemeinsamen Strecksehnebis zu 32 mm nach proximal verläuft, ist möglich, indem man etwa zwei cm proximal desGelenkspaltes lateral oder medial der gemeinsamen Strecksehne nach distal und axialgerichtet eine Kanüle einführt (NICKEL et al., 1982; BERG, 1995). Die Gelenkhöhlekann auch erreicht werden, indem man in Höhe des Gelenkspaltes 1,5 cm neben derMittellinie mit nach distomedian gerichteter Kanüle flach unter die Strecksehne sticht(WISSDORF et al., 1998). Die Punktion des Rezessus palmaris proximalis vonlateropalmar wird ebenfalls beschrieben (MILLER et al., 1996).

2.5.4 Hufgelenk, Zehenendgelenk (Articulatio interphalangea distalis)

Huf-, Kron- und Strahlbein bilden gemeinsam das Hufgelenk, dessen Gelenkkapsel einendorsalen und einen palmaren/plantaren proximalen Rezessus, einen plantaren/palmarendistalen Rezessus und zwei kleine seitliche Buchten besitzt (s. Abbildung 4 und 5). DerRezessus dorsalis proximalis verläuft unter der Sehne des gemeinsamen Zehenstreckersetwa ein bis zwei cm über den Hornschuhrand hinaus nach proximal. Der Rezessuspalmaris proximalis ist dreigeteilt, wobei die mittlere Ausbuchtung bis an dieKronbeinlehne reicht, während die seitlichen Buchten dem Hufknorpel und der Bursa

24

podotrochlearis benachbart sind (SCHUBA, 1993; BIWKER et al., 1997; WISSDORF etal., 1998).Für eine Punktion wird zumeist der dorsale proximale Rezessus genutzt, wobei etwa zweicm proximal des Kronrandes und zwei cm medial oder lateral der Axiallinie in distalerund axialer Richtung unter die Strecksehne gestochen wird (BERG, 1995). Den Rezessuspalmaris proximalis erreicht man am dorsalen Rand des Hufknorpels von lateral odermedial zwischen Kronbein und tiefer Beugesehne (WISSDORF et al., 1998). Eine anderePunktionsstelle wird unter anderem von MCILWRAITH (1987) beschrieben, der an dertiefsten Stelle der Fesselbeuge parallel zum Tragerand eingeht, und dabei den palmarenbeziehungsweise plantaren Rezessus erreicht (BERTONE et al., 1987; SCHUBA, 1993;MCILWRAITH und TROTTER, 1996) (s. Abbildung 7).

25

Abbildung 4 : Abbildung 5:Schematische Darstellung der Kontrastmittelröntgenaufnahme derGelenkkapselverhältnisse an der Zehe des Pferdes.distalen Vordergliedmaße des Pferdes. Abbildung nach WISSDORF et al.Abbildung nach KOCH und BERG (1998)(1992)

1: Os metacarpale tertium a-b: Hufgelenkkapsel2: Fesselbein c-e: Krongelenkkapsel3: Kronbein f-i: Fesselgelenkkapsel4: Hufbeina: M. interosseusb: tiefe Beugesehnec: oberflächliche Beugesehned: gemeinsame Strecksehnee-f: Beugesehnenscheideg: Fesselgelenkh: Krongelenki: Hufgelenkk: Bursa podotrochlearisl: Strahlbein-Hufbeinbandm: Hornschuhn: Hufballeno: Fesselringband

26

3 TIERE, MATERIAL UND METHODEN

3.1 Tiere und Material

Die untersuchte Gelenkflüssigkeit stammte von insgesamt 39 Pferden und Ponysunterschiedlicher Rassen (22 Warmblutpferde, 12 Ponys bzw. Kleinpferde, 4 Kaltblüter, 1Vollblut) und verschiedenen Geschlechts (16 Stuten, 15 Wallache, 8 Hengste), die ausunterschiedlichen Gründen der Schlachtung zugeführt wurden. Entsprechend ihrerHerkunft unterschieden sich die Pferde wesentlich hinsichtlich ihres Alters (9 Monate- 20Jahre), ihrer Größe (Stockmaß 110-176 cm), ihres Gewichts (120-720 kg) und ihrerNutzungsrichtung (s. Tabelle 12 im Anhang). Da es in dieser Untersuchung darum ging,Normwerte für gesunde Pferde aufzustellen, war die einzige Bedingung für die Teilnahmeam Versuch, dass die Pferde bei der klinischen und - im Anschluss an den Versuch -pathologischen Untersuchung gelenkgesund erscheinen mussten. Das heißt, es durftenweder Lahmheit noch adspektorisch und palpatorisch feststellbare Veränderungen an denGliedmaßen erkennbar sein. Zur Untersuchung kamen Vorderfußwurzel-Mittelgelenk,Fessel-, Kron- und Hufgelenk jeweils beider Vordergliedmaßen.

3.2 Methoden

3.2.1 Versuchsablauf

Die Pferde und Ponys wurden zunächst adspektorisch und palpatorisch auf Lahmheit undäußerlich erkennbare Erkrankungen des Bewegungsapparates untersucht. In den Versuchgingen nur die Tiere ein, deren Gliedmaße klinisch unauffällig waren. Um derphysiologischen Schwankungsbreite Rechnung zu tragen und die später gewonnenenUntersuchungsergebnisse im Zusammenhang mit dem Phänotyp sehen zu können, wurdenRasse, Geschlecht, Zahnalter, Körpergewicht und Größe notiert. Anschließend wurde vonden entsprechenden Gelenken der Umfang bestimmt, wobei grundsätzlich in Höhe desGelenkspaltes Maß genommen wurde. Im Falle des Hufgelenkes wurde der Umfang desHornschuhes in Höhe des Kronsaumes gemessen, da dieses Gelenk von der Hornkapseldes Hufes umschlossen wird und daher eine Messung des Gelenkumfanges in Höhe desGelenkspaltes nicht durchführbar ist. Die Vermessung der Gelenke diente derBerücksichtigung des unterschiedlichen Körperbaus der einzelnen Probanden.Unmittelbar nachdem die Tiere mittels Bolzenschuss und Ausblutung getötet wurden,wurden die Gelenke punktiert, die gewonnene Gelenkflüssigkeit makroskopischuntersucht und anschließend 10 Minuten lang bei 10 g zentrifugiert (Hettich-Zentrifuge,Typ EBA 35, Fa. Hettich-Zentrifugen, Tuttlingen). Der Überstand wurde abpipettiert undbis zur weiteren Untersuchung wurden Zellsediment und Überstand in Reaktionsgefäßen(Fa. Eppendorf) bei -30 °C portionsweise eingefroren.Die Punktionsstellen werden in Tabelle 3 erläutert und in Abbildung 6 und 7 dargestellt.

27

In Anlehnung an den von HEILMANN (1984) entwickelten "BiochemischenGelenkfunktionstest" wurde jeweils eine definierte Menge einer 0,5 %-igenHydroxyethylstärke-Lösung intraartikulär appliziert (HEILMANN, 1984; HEILMANN etal., 1996; LINDENHAYN et al., 1997). Nach einer 10-minütigen Phase, in der das Gelenkpassiv bewegt wurde, wurde das Synovia-Hydroxyethylstärke-Gemisch durch Punktiongewonnen. Das Gemisch wurde ebenfalls für 10 Minuten bei 10 g zentrifugiert und derÜberstand portionsweise in Reaktionsgefäßen (Fa. Eppendorf) bei -30 °C bis zur weiterenUntersuchung eingefroren. Durch die unmittelbar nach der Tötung der Tiere begonneneProbenentnahme, mit noch vor Ort stattfindender Gefrierlagerung der Proben, konntenpostmortale Veränderungen und Beeinträchtigung der Probenqualität ausgeschlossenwerden.Anschließend sind die Gelenke eröffnet und das physiologische Aussehen derGelenkkapsel und des Gelenkknorpels kontrolliert worden. Zusätzlich wurdenSaggitalschnitte durch die Gliedmaßen gesägt, um den korrekten Sitz der Punktionskanüleim Hufgelenk zu kontrollieren, damit eine Punktion der Bursa podotrochlearisausgeschlossen werden konnte.

3.2.2 Parameter und Parameterbestimmung

3.2.2.1 Makroskopische Untersuchung

� FarbeDie Untersuchung erfolgte in der zur Punktion verwendeten Spritze auf weißem Grund.Die Farbe wurde beschrieben, als blassgelb, hellgelb, gelb, orange, bernsteinfarben oderzitronengelb.

� TrübungDie Beurteilung erfolgte in der Punktionsspritze. Bei der Befundung wurden keineTrübung, geringgradige, mittelgradige und hochgradige Trübung unterschieden.

� BeimengungenDie Beimengungen wurden folgendermaßen beschrieben: Keine Beimengungen, Flocken,Schlieren, Blut und Punktionsblut. Mit Punktionsblut war gemeint, dass das Blut iatrogenwährend der Probenentnahme durch Anstechen eines Blutgefäßes beigefügt wurde. Manerkennt dies daran, dass das Blut nicht homogen mit der Synovia vermengt ist, sondern als"roter Faden" in die Punktionsspritze strömt.

� FadenziehvermögenDas Fadenziehvermögen wurde ermittelt, indem man die Länge des Fadens misst, derentsteht, wenn man einen Tropfen der frisch gewonnenen Gelenkflüssigkeit zwischenDaumen- und Mittelfingerkuppe auseinanderzieht. Die Angabe erfolgt in cm.

� GerinnbarkeitWenn die Synovialflüssigkeit nicht innerhalb von 10 Minuten nach der Entnahmegeronnen war, wurde sie als nicht gerinnend eingestuft. Bei der Bewertung wurdezwischen gerinnend und nicht gerinnend unterschieden.

28

3.2.2.2 Volumen

Da eine Volumenbestimmung der Synovialflüssigkeit durch einfaches Punktieren undAbziehen der Flüssigkeit mittels einer Spritze aufgrund der rheologischen Eigenschaftenund der anatomischen Verhältnisse der Gelenke nicht möglich ist, kam eine vonHEILMANN 1984 entwickelte Verdünnungsmethode in modifizierter Weise zurAnwendung (HEILMANN, 1984; NOTNI, 1993; AKENS, 1994; HEILMANN et al.,1996; LINDENHAYN et al., 1997). Bei diesem Verfahren injiziert man eine isotonischeLösung einer körperfremden, hochmolekularen und physiologisch verträglichenMarkersubstanz in das zu untersuchende Gelenk. Als Markersubstanz diente in diesemFall Hydroxyethylstärke (HES), ein Polysaccharid mit einem Molekulargewicht vondurchschnittlich 200 kDa, in dem Glucosemoleküle über eine 1.6.- glykosidische Bindungmiteinander verknüpft sind. Sie findet in der Praxis Anwendung als kolloidalesVolumenersatzmittel und ist unter anderem in Form von zum Beispiel HAES-steril® 10 %,Plasmasteril® 6 %, Infukoll M40® und Infukoll® 6 % im Handel. Für die Durchführungdes Versuches wurde physiologische Kochsalzlösung verwendet, die 5,0 gHydroxyethylstärke (HAES-steril®10 %, Fresenius AG Bad Homburg) pro Liter enthält.Die Injektionsvolumina sind in Tabelle 3 aufgeführt.Nach einer 10-minütigen Phase, in der das Gelenk passiv bewegt wird, damit es zurgleichmäßigen Verteilung im Gelenk und Durchmischung mit der Synovialflüssigkeitkommt, wird erneut punktiert. Anhand der durch die Vermischung entstandenenKonzentrationsabnahme der Markersubstanz kann dann das Synoviavolumenzurückberechnet werden, sofern das genaue Injektionsvolumen bekannt ist. DieBestimmung der HES-Konzentration erfolgt refraktrometrisch (Farbtest zur Bestimmungvon Glucose mittels o-Dianisidin-Methode, Fermognost® Glucose-Test 600, FeinchemieGmbH Sebnitz).

Synoviavolumen � Injektionsvolumen � (Absorption HES-Lösung � Absorption Punktat) Absorption Punktat

Ein weiterer positiver Effekt der Methode besteht darin, dass man durch die Auffüllungdes Gelenkes in jedem Fall ausreichende Mengen an Probenmaterial gewinnen kann, wassonst bei physiologischer Gelenkfüllung, insbesondere bei kleineren Gelenken, wie Huf-und Krongelenken, oft nicht gelingt.Wenn man nun aus der Konzentration der Injektionslösung und der Differenz zwischender Konzentration der Injektionslösung und der des Punktates einen Quotienten bildet,erhält man den sogenannten Verdünnungsfaktor (VF), anhand dessen man dieKonzentration aller hochmolekularen Parameter, wie zum Beispiel Proteinen, berechnenkann, indem man sie mit dem Verdünnungsfaktor multipliziert.

Verdünnungsfaktor � Konzentration InjektionslösungKonzentration Injektionslösung - Konzentration Punktat

Bei den niedermolekularen Bestandteilen der Synovia, wie zum Beispiel Glucose, mussdagegen beachtet werden, dass die Synovialmembran für Stoffe mit einemMolekulargewicht <160 kDa permeabel ist, und der durch die Dilutation der

29

Synovialflüssigkeit aufgebaute Konzentrationsgradient durch Diffusionsvorgänge zumEinstrom niedermolekularer Substanzen in die Gelenkhöhle führt.

Tabelle 3: Punktionsstellen und Injektionsvolumina der untersuchten Gelenke

Gelenk Punktionsstelle InjektionsvolumenVorderfußwurzel-Mittelgelenk

An der gebeugten Gliedmaße wird in Höhedes Gelenkspaltes zwischen der Sehne desMusculus extensor carpi radialis und der desMusculus extensor digitalis communiseingegangen.

30 ml

Fesselgelenk Etwa 1,0 cm proximal des Gelenkspaltes und1,0 cm medial der gemeinsamen Strecksehnewird nach distal und axial unter dieStrecksehne gestochen.

20 ml

Krongelenk 1,0 cm proximal der Bandhöcker desFesselbeins wird in der Axiallinie in spitzemWinkel nach distal unter die Strecksehneeingegangen.

10 ml

Hufgelenk An der tiefsten Stelle der Ballengrube parallelzum Tragerand.

10 ml

VFW-Mittelgelenk

Fesselgelenk

Krongelenk

Hufgelenk

Abbildung 6: Dorsolaterale Ansicht des Abbildung 7: Dorsolaterale Karpalgelenkes. Punktionsstelle des Ansicht der distalen GliedmaßeVorderfußwurzel-Mittelgelenkes. Punktionsstellen für das

Fessel-, Kron- und Hufgelenk.

30

3.2.2.3 Biochemische Parameter

� GesamtproteinNach Biuret am Hitachi 917, Fa. Roche Diagnostics GmbH, Mannheim im Zentrallabordes Instituts für Klinische Chemie und Pathobiochemie der Universität Leipzig.

� ProteinfraktionenElektrophoretisch auf Celluloseacetat am Hite 310, Fa. Olympus, Hamburg imZentrallabor des Instituts für Klinische Chemie und Pathobiochemie der UniversitätLeipzig.

� GlucoseAm klinisch-chemischen Analysegerät Hitachi 704 der Fa. Roche Diagnostics GmbH,Mannheim.

� LactatAm klinisch-chemischen Analysegerät Hitachi 704 der Fa. Roche Diagnostics GmbH,Mannheim.

� Lactatdehydrogenase-AktivitätNach optimierter Standardmethode der Deutschen Gesellschaft für klinische Chemie bei37 °C mit einem speziellen Testkit der Fa. Roche Diagnostics GmbH, Mannheim amklinisch-chemischen Analysegerät Hitachi 704 der Fa. Roche Diagnostics GmbH,Mannheim.

� Alkalische Phosphatase-AktivitätNach optimierter Standardmethode der Deutschen Gesellschaft für klinische Chemie bei37 °C mit einem speziellen Testkit der Fa. Roche Diagnostics GmbH, Mannheim amklinisch-chemischen Analysegerät Hitachi 704 der Fa. Roche Diagnostics GmbH,Mannheim.

�����pH-WertMittels Stuphanpapier. VEB Sebnitz, Sebnitz.

31

3.2.2.4 Differentialzellbild

Die Synoviaprobe wurde zentrifugiert, der Überstand abpipettiert, das Zellsediment aufeinem Objektträger ausgestrichen und luftgetrocknet. Die Färbung der Zellausstricheerfolgte nach der Methode von Pappenheim. Mittels Lichtmikrokop wurden Granulozyten,Lymphozyten, Monozyten bzw. Makrophagen und Synoviozyten differenziert. Abbildung8 zeigt einen Ausschnitt aus einem Zellausstrich.

Abbildung 8: Ausschnitt aus einem Zellausstrich mit Leukozyten und Synoviozyten

3.2.2.5 Statistische Methoden

Die biostatistische Auswertung des Datenmaterials erfolgte mittels Statistiksoftware SPSS7.5 für Windows. Für die Untersuchung auf Merkmalsbeziehungen wurde derSpearmansche Rangkorrelationskoeffizient verwendet und zur Überprüfung derSignifikanz von Mittelwertdifferenzen kam die einfaktorielle Varianzanalyse (ANOVA)mit dem Duncan Test für multiple Mittelwertvergleiche zur Anwendung. DasSignifikanzniveau wurde festgelegt auf 5 � (signifikantes Ergebnis) beziehungsweise1 � (hoch signifikantes Ergebnis).

32

4 ERGEBNISSE

Von den insgesamt 312 Gelenken gingen fünf nicht in die Bewertung ein, da bei ihnenklinische Anzeichen einer Gelenkerkrankung vorlagen, so dass sie nicht der in Materialund Methoden genannten Voraussetzung für die Teilnahme am Versuch entsprachen(s. Abschnitt 3.2). Die dargestellten Ergebnisse stammen von den verbliebenen 307Gelenken. Im Folgenden wird anstelle von Vorderfußwurzel-Mittelgelenk der BegriffKarpalgelenk verwandt. Im Anhang werden die Werte der einzelnen Gelenke (s. Tabelle13, 14, 15), der Gelenkgruppen (s. Tabelle 16) und der Altersgruppen (s. Tabelle 17)detailliert wiedergegeben.

4.1 Statistische Maßzahlen aller untersuchten Proben

Die Ergebnisse aller in die Untersuchung eingegangenen Gelenke (78 Karpalgelenke,78 Fesselgelenke, 77 Krongelenke, 74 Hufgelenke) sind in Tabelle 4 dargestellt.

Tabelle 4: Maßzahlen ausgesuchter Parameter über alle untersuchten Gelenke. Die Wertesind auf zwei Stellen nach dem Komma aufgerundet.

Parameter Minimum-Maximum Mittelwert Standard-abweichung

Punktionsmenge �ml� 0,0-17,0 3,09 3,05Fadenlänge �cm� 0,5-25,0 7,44 4,55pH 6,5-8,5 7,67 0,29Totalprotein �g/l� 10,90-23,13 15,30 1,91Albumin/Globulin 0,60-2,64 1,54 0,30Albumin ��� 37,37-72,53 60,03 5,07Globulin ��� 27,47-62,63 39,97 5,07Glucose �mmol/l� 3,9-11,9 6,67 1,10Lactat �mmol/l� 2,3-19,7 7,69 2,54AP �U/l� 17,3-274,6 113,00 64,72LDH �U/l� 62,1-360,0 216,53 53,49Monozyten ��� 21-85 54,9 11,15Lymphozyten ��� 0-40 17,2 7,13Granulozyten ��� 0-9 1,0 1,49Synoviozyten ��� 1-78 27,0 13,06Volumen �ml� 2,06-27,51 10,15 5,44

33

4.2 Beobachtungshäufigkeiten bei der makroskopischen Synoviaanalyse

Bezüglich des Parameters Trübung wurde 226 mal (73,6 �) Trübungsfreiheit, 72 mal(23,5 �) geringgradige und 9 mal (2,9 �) eine mittelgradige Trübung festgestellt. Einehochgradige Trübung konnte in keinem Fall beobachtet werden. Die Ergebnisse für dieeinzelnen Gelenkgruppen gestalten sich sehr unterschiedlich, worauf in Abschnitt 4.4näher eingegangen wird.

Von den 307 untersuchten Proben wurden 93 (30,3 �) als hellgelb, 85 (27,7 �) alsblassgelb, 50 (16,3 �) als zitronengelb, 43 (14,0 �) als gelb, 19 (6,2 �) alsbernsteinfarben und 17 (5,5 �) als orange bezeichnet.

Bei 248 Proben (80,8 �) konnten keine Beimengungen festgestellt werden. Flocken undPunktionsblut wurden in jeweils 26 (8,5 �), Schlieren in 5 (1,6 �) und Blut in 2 (0,7 �)Gelenkpunktaten gefunden. Die Unterschiede zwischen den verschiedenen Gelenkenwerden in Abschnitt 4.4 erläutert.

Bei allen 307 untersuchten Synoviaproben konnte keine Gerinnungsneigung beobachtetwerden.

Um die Ergebnisse des Fadentests übersichtlicher zu machen, wurde eine Gruppierung inDrei-cm-Schritten vorgenommen, deren Auswertung die folgende Tabelle 5 wiedergibt.Die Prozentzahlen sind auf zwei Dezimalstellen aufgerundet worden.

Tabelle 5: Ergebnisse des Fadentests:

Fadenlänge�cm�

Häufigkeit des Auftretens(n = 307)

Beobachtungshäufigkeit���

0,0-3,0 48 15,643,1-6,0 110 35,836,1-9,0 57 18,579,1-12,0 34 11,0712,1-15,0 37 12,0515,1-18,0 14 4,5618,1-21,0 6 1,9521,1-24,0 0 0,0024,1-27,0 1 0,33

34

4.3 Mittelwertvergleich zwischen Proben mit unterschiedlichemmakroskopischen Erscheinungsbild

4.3.1 Farbe

Bei einer Unterscheidung der Farbvarianten blassgelb, hellgelb, gelb, zitronengelb, orangeund bernsteinfarben zeigen sich zum Teil hoch signifikante Mittelwertunterschiedeinsbesondere zwischen den orangen und bernsteinfarbenen Proben einerseits und denübrigen Proben andererseits. So unterscheiden sich die als orange und bernsteinfarbenbezeichneten Punktate hoch signifikant von den anderen Proben durch ein höherespunktierbares Volumen, häufiger auftretende und stärkere Trübung, höhereGesamtproteinkonzentration, vermehrtes Auftreten von Beimengungen und eine stärkereLactatdehydrogenase-Aktivität. Hierbei weist orangefarbene Synovia hinsichtlich derParameter Trübungsgrad, Fadenziehfähigkeit und Gesamtproteinkonzentration signifikanthöhere Werte als bernsteinfarbene Gelenkflüssigkeit auf. Orange und bernsteinfarbeneSynovia unterscheiden sich von zitronengelber durch einen niedrigereAlbuminkonzentration und von blassgelber Gelenkflüssigkeit durch ein höheres absolutesVolumen. Die Parameter, deren Mittelwerte sich zwischen den Farbgruppenunterscheiden, sind der Tabelle 6 zu entnehmen.

35

Tabelle 6: Mittelwerte ausgewählter Parameter bei verschiedener Farbe derGelenkflüssigkeit. Die Werte sind auf zwei Dezimalstellen aufgerundet.

Farbe blassgelb

(n = 85)

hellgelb

(n = 93)

gelb

(n = 43)

zitronen-gelb(n = 50)

bernstein-farben(n = 19)

orange

(n = 17)PKT�ml�

2,25 2,77 2,56 3,64 5,54 5,66

Fadenlänge�cm�

6,75 6,47 7,35 8,62 9,16 11,06

Total-protein �g/l�

14,66 15,01 15,39 14,76 17,46 19,03

Glucose�mmol/l�

6,60 6,67 6,63 6,87 6,45 6,75

Lactat�mmol/l�

8,43 7,86 7,96 8,69 6,42 8,35

AP �U/l� 124,67 108,86 114,11 98,85 105,23,96 124,09

LDH �U/l� 204,78 212,31 217,33 202,69 267,61 279,89

Monozyten���

55,3 54,1 57,0 54,1 56,1 52,7

Lympho-zyten ���

17,3 17,2 17,5 18,1 16,2 14,5

Granulo-zyten ���

0,8 0,9 0,8 1,5 1,3 1,2

Synovio-zyten ���

26,7 27,4 25,1 26,5 26,5 32,5

VOL�ml�

9,04 10,33 9,91 10,44 12,37 12,27

keine Trü-bung ���

87,06 75,27 72,09 84,00 36,84 11,76

ggr. Trü-bung ���

12,94 24,73 23,26 16,00 52,63 58,82

mtgr. Trü-bung ���

0,00 0,00 4,65 0,00 10,53 29,41

beimen-gungsfrei���

89,41 82,80 81,40 84,00 52,63 47,06

36

4.3.2 Trübung

Bei einer Einteilung der Proben hinsichtlich ihres Trübungsgrades (trübungsfrei,geringgradig getrübt, mittelgradig getrübt) ergeben sich für einige Parameterunterschiedliche Mittelwerte, die in Tabelle 7 wiedergegeben werden.

Mittelgradig getrübte Synovia zeichnet sich gegenüber ungetrübter und geringgradiggetrübter Gelenkflüssigkeit hoch signifikant durch ein größeres punktierbares (PKT) undabsolutes (VOL) Volumen aus (s. Abbildung 9).

Mit dem Trübungsgrad nimmt die Totalproteinkonzentration (TP), das punktierbare unddas absolute Volumen zu. Die Unterschiede zwischen den Gruppen sind hoch signifikant(s. Abbildung 9).

Abbildung 9: Durchschnittliche Totalproteinkonzentration (TP), durchschnittlichespunktierbares (PKT) und absolutes (VOL) Gelenkflüssigkeitsvolumen beiunterschiedlichen Trübungsgraden.

Hinsichtlich der Albumin- und der Globulinkonzentration unterscheidet sich mittelgradiggetrübte Gelenkflüssigkeit hoch signifikant von ungetrübter und geringgradig getrübter,wobei der prozentuale Albumingehalt mit dem Trübungsgrad zunimmt, so dass auch dasAlbumin/Globulin-Verhältnis bei mittelgradig getrübter Synovia signifikant höher ist, alsbei nicht oder nur wenig getrübter Flüssigkeit.

Die messbare Lactatdehydrogenase-Aktivität (LDH) nimmt mit steigender Trübung zu, sodass bei mittelgradiger Trübung die eineinhalbfache Aktivität ungetrübter Synovia zumessen ist. Die Unterschiede der Lactatdehydrogenase-Aktivität zwischen denTrübungsgraden sind jeweils hoch signifikant.

Die Aktivität der alkalischen Phosphatase (AP) korreliert nicht mit dem Trübungsgrad.

Trübung

0

5

10

15

20

25

keine ggr. mtgr.

Vol

umen

in m

l bzw

. T

P in

g/l

PKT

VOL

TP

37

Bei mittelgradig getrübter Synovia sinkt der Lymphozytenanteil am Differentialzellbildsignifikant zu Gunsten der anderen Leukozytenformen und der Synoviozyten.

Tabelle 7: Mittelwerte ausgewählter Parameter bei unterschiedlichem Trübungsgrad. DieWerte sind auf zwei Dezimalstellen aufgerundet.

Parameter keineTrübung (n = 226)

geringgradigeTrübung (n = 72)

mittelgradigeTrübung (n = 9)

PKT�ml�

2,52 4,16 8,17

Fadenlänge�cm�

7,10 8,29 9,39

Totalprotein�g/l�

14,58 16,93 20,24

Albumin/Globulin

1,50 1,60 1,96

Albumin���

59,43 61,18 65,87

Globulin���

40,57 38,82 34,13

AP�U/l�

111,84 116,17 115,54

LDH �U/l�

198,41 263,07 299,01

Lymphozyten���

17,2 17,9 11,4

VOL�ml�

9,57 11,29 15,50

PKT/VOL���

23,26 35,76 50,57

4.3.3 Beimengungen

Hoch signifikant sind die Mittelwertunterschiede hinsichtlich derTotalproteinkonzentration. Die niedrigsten Werte findet man bei Proben ohne jeglicheBeimengungen, während die höchsten Konzentrationen in Synoviaproben mitBlutbeimengung gefunden werden (s. Abbildung 10).

Mit Schlieren und Blut vermengte Gelenkflüssigkeit hat im Vergleich zu unveränderterSynovia einen hoch signifikant niedrigeren Globulinanteil am Gesamtprotein. Mit Flockenund Punktionsblut vermischte Synovia nimmt eine Mittelstellung ein. Diese Befundespiegeln sich auch im Albumin/Globulin-Verhältnis wieder.

38

Abbildung 10: Mittlere Totalproteinkonzentration (TP) bei unterschiedlichenBeimengungen.

Das punktierbare Volumen nimmt von beimengungsfreier über mit Schlieren,Punktionsblut und mit Flocken versehene Synovia zu, wobei die Mittelwertunterschiedenicht signifikant sind. Bei einem Hämarthros jedoch steigt hoch signifikant daspunktierbare und das absolute Volumen um ein Vielfaches an.

Beimengungsfreie Synovia ist durchschnittlich weniger stark und häufig getrübt alsSynovia, die sichtbare Beimengungen beinhaltet.

Die Punktate mit Beimengung von Blut und Schlieren unterscheiden sich hoch signifikantvon beimengungsfreier Synovia durch eine wesentlich stärkere Aktivität derLactatdehydrogenase.

Das absolute Volumen ist höher bei Gelenkflüssigkeit, die mit Blut, Flocken oderPunktionsblut vermischt ist, als bei den beimengungsfreien und den mit Schlierenversehenen Proben. Die Unterschiede sind aber lediglich in Bezug auf die mit Schlierenvermengte Synovia signifikant.

4.3.4 Fadenziehvermögen

Sowohl das punktierbare als auch das absolute Volumen steigt mit zunehmender EignungFäden zu ziehen. Die Unterschiede sind dabei hoch signifikant.

Bei einer Fadenlänge von über 20,0 cm steigt hoch signifikant der Trübungsgrad an.

Mit steigendem Fadenziehvermögen nimmt die Gesamtproteinkonzentration linear zu,allerdings sind die Mittelwertdifferenzen nicht signifikant.

Die Glucosekonzentration steigt mit zunehmender Fadenziehfähigkeit, wobei aberlediglich die Glucosekonzentration der Synoviaproben mit einer Fadenlänge von über20,0 cm hoch signifikant von den Mittelwerten der bis zehn cm lange Fäden ziehendenProben differiert.

0

5

10

15

20

25

30

Beimengung

TP

in g

/l keine

Flocken

Schlieren

Punktionsblut

Blut

39

Hoch signifikant unterscheidet sich der Globulingehalt bei unterschiedlichemFadenziehvermögen. Nach dieser Untersuchung steigt der Globulinanteil amGesamtprotein bis zu einer Fadenlänge von 18,0 cm an, um dann wieder abzufallen.

4.4 Vergleich der Gelenke miteinander

Ein Vergleich der einzelnen Gelenke untereinander brachte für einige Parameter hochsignifikante Mittelwertunterschiede. Einen Überblick hierüber gibt Tabelle 9, wobei andieser Stelle nur die Mittelwerte und das Signifikanzniveau aufgeführt werden. WeitereAngaben sind Tabelle 16 im Anhang zu entnehmen.

Während das punktierbare Volumen von Karpal- und Fesselgelenken sich jeweils hochsignifikant von den anderen Gelenken unterscheidet, sind die Mittelwertdifferenzenzwischen Kron- und Hufgelenken nicht signifikant. Die selben Verhältnisse findet manauch bei den via Verdünnungsmethode ermittelten absoluten Synoviavolumina.

Bei Synoviaproben, die von Fessel- und Karpalgelenken gewonnen werden, zeigen sichsignifikant häufiger Trübungen, als in den von Kron- und Hufgelenken stammendenPunktaten. Vollständige Trübungsfreiheit findet man beim Karpalgelenk in 57,7 %, beimFesselgelenk in 67,9 %, beim Hufgelenk in 82,4 % und beim Krongelenk bei 87,0 % derPunktate.

Ähnliche Zahlenverhältnisse wie bei der Trübungsfreiheit, findet bei dem Freisein vonBeimengungen, die bei 66,7 % der Karpalgelenke, bei 80,8 % der Fesselgelenke, bei82,4 % der Hufgelenke und bei 93,5 % der untersuchten Krongelenke zu finden ist.

Hinsichtlich der Gesamtproteinkonzentration unterscheidet sich das Karpalgelenk mithoch signifikant höherem Wert von den anderen Gelenken, wobei auch das Fesselgelenkeinen signifikant höheren Mittelwert als das Hufgelenk aufweist.

Das Albumin/Globulin-Verhältnis und der Albuminanteil sind beim Fesselgelenksignifikant geringer als bei Kron- und Hufgelenken.

Die Auswertung des Fadentests zeigt einen deutlichen und hoch signifikanten Unterschiedzwischen Kron- und Hufgelenken einerseits und Karpal- und Fesselgelenken andererseits,wobei sich die letztgenannten durch ein deutlich höheres Fadenziehverhalten auszeichnen.Diese Befunde sind in Abbildung 11 und Tabelle 8 dargestellt.

40

Tabelle 8: Fadenziehvermögen der unterschiedlichen Gelenke. Die Werte für dieFadenlänge wurden gruppiert und die Prozentwerte auf eine Dezimalstelle aufgerundet.

Vorderfußwurzel-Mittelgelenk(n = 78)

Fesselgelenk

(n = 78)

Krongelenk

(n = 77)

Hufgelenk

(n = 74)

Faden-länge�cm�

Anzahl % Anzahl % Anzahl % Anzahl %

0,1-3,0 2 2,6 2 2,6 18 23,4 26 35,1

3,1-6,0 18 23,1 13 16,7 45 58,4 34 45,9

6,1-9,0 18 23,1 20 25,6 11 14,3 8 10,8

9,1-12,0 14 17,9 16 20,5 2 2,6 2 2,7

12,1-15,0

21 26,9 14 17,9 0 0,0 3 4,1

15,1-18,0

3 3,8 9 11,5 1 1,3 1 1,4

18,1-21,0

2 2,6 4 5,1 0 0,0 0 0,0

Abbildung 11: Durchschnittliches Fadenziehvermögen der unterschiedlichen Gelenke.

0

5

10

15

20

Gelenk

Fade

nlän

ge in

cm

VFW-M

Fessel

Krone

Huf

41

Die Glucosekonzentration ist bei Kron- und Hufgelenken einerseits und bei Fessel- undKarpalgelenken andererseits nahezu identisch, wobei Fessel- und Karpalgelenkeniedrigere Werte aufweisen. Der Mittelwertunterschied zwischen den beiden Paaren isthoch signifikant.

Der Mittelwert der Lactatkonzentration ist für das Karpalgelenk deutlich niedriger als fürdie anderen Gelenke. Dieser Unterschied ist ebenfalls hoch signifikant.Die durchschnittliche Aktivität der alkalischen Phosphatase ist bei allen untersuchtenGelenken nahezu identisch, wobei die Werte allerdings stark streuen.

Die durchschnittliche Aktivität der Lactatdehydrogenase ist beim Karpalgelenk höher alsbei den anderen Gelenken, wobei die Unterschiede signifikant (Hufgelenk)beziehungsweise hoch signifikant (Krongelenk) sind.

Bei den Differentialzellbildern bestehen mit Ausnahme des prozentualen Anteils anSynoviozyten keine Unterschiede zwischen den untersuchten Gelenken. Der prozentualeAnteil der Synoviozyten nimmt vom Karpal- über Kron- und Hufgelenk zum Fesselgelenkhin zu, hierbei ist die Mittelwertdifferenz zwischen Karpal- und Fesselgelenk hochsignifikant.

42

Tabelle 9: Mittelwerte und Signifikanzniveau der Mittelwertunterschiede ausgewählterParameter. Die Werte sind auf zwei Dezimalstellen aufgerundet.

Parameter VFW-M

(n = 78)

Fesselgelenk

(n 78)

Krongelenk

(n = 77)

Hufgelenk

(n = 74)

Signifikanz-niveau

PKT�ml�

6,21 4,37 0,58 1,04 0,000

Fadenlänge�cm�

9,93 10,33 4,79 4,54 0,000

pH 7,66 7,60 7,63 7,79 0,040

Totalprotein�g/l�

16,03 15,72 15,08 15,38 0,020

Albumin/Globulin

1,53 1,46 1,57 1,60 0,030

Albumin���

59,72 58,43 60,76 61,28 0,002

Globulin���

40,28 41,57 39,24 38,72 0,002

Glucose�mmol/l�

6,98 6,97 6,35 6,36 0,000

Lactat�mmol/l�

6,69 7,81 8,14 8,13 0,001

AP�U/l�

108,29 112,17 110,95 120,61 0,873

LDH �U/l�

231,15 215,31 207,70 211,57 0,034

Monozyten���

56,4 53,5 55,4 54,1 0,373

Lymphozyten���

18,2 15,9 17,5 17,2 0,216

Granulozyten���

1,2 0,7 1,0 1,1 0,142

Synoviozyten���

23,8 30,2 26,1 27,8 0,017

VOL�ml�

14,90 12,67 6,61 6,07 0,000

43

4.5 Einfluss des Alters

Eine deutliche Altersabhängigkeit ist bei der Aktivität der alkalischen Phosphatase zubeobachten, wobei bei den Probanden im Alter zwischen drei und dreizehn Jahren dieniedrigsten Aktivitäten zu messen sind, während die ganz jungen und die alten Tiere etwadrei beziehungsweise zwei mal höhere Aktivitäten aufweisen (s. Abbildung 12 undTabelle 17). Die Unterschiede sind jeweils hoch signifikant.

Abbildung 12: Altersverlauf der alkalischen Phosphatase (AP). Die Pferde sind inAltersgruppen von jeweils fünf Jahren eingeteilt.

Eine hoch signifikante Verringerung der Glucose- und Lactatwerte findet man bei denüber 15 Jahre alten Tieren.

Der prozentuale Anteil der Synoviozyten am Differentialzellbild ist bei den Tieren biszum Alter von drei Jahren am höchsten, sinkt dann zunächst ab, und steigt ab einem Altervon etwa 13 Jahren wieder an. Die Differenz der bis Dreijährigen ist gegenüber denälteren Tieren signifikant.

Die Parameter punktierbares Volumen, absolutes Volumen, Farbe, Trübung, Fadenlänge,Beimengungen, Lactatdehydrogenase-Aktivität, Gesamtproteinkonzentration,Albumin/Globulin-Verhältnis und die prozentualen Leukozytenzahlen zeigen keinesignifikanten altersabhängigen Mittelwertdifferenzen.

0

50

100

150

200

250

Altersgruppe

AP

in U

/l 0-5 Jahre

5-10 Jahre

10-15 Jahre

15-20 Jahre

44

4.6 Vergleich zwischen weiblichen und männlichen Tieren

Bei dieser Betrachtung ist zu beachten, dass das durchschnittliche Alter derGeschlechtergruppen sehr stark differiert, da die in diese Untersuchung eingegangenenHengste mit einem durchschnittlichem Alter von 3,6 Jahren deutlich jünger sind als dieuntersuchten Stuten (Durchschnittsalter: 10,5 Jahre) und Wallache (Durchschnittsalter: 9,3Jahre).

Von Stuten gewonnene Gelenkflüssigkeit zeigt im Vergleich zu der von Hengsten einesignifikant geringer auftretende Trübung. Wallache nehmen eine Mittelstellung ein.

Hoch signifikant sind die Unterschiede zwischen Stuten und männlichen (Wallache Hengste) Pferden hinsichtlich der Gesamtproteinkonzentration, wonach Stuten deutlichniedrigere Werte aufweisen.

Für die anderen untersuchten Parameter, wie punktierbares Volumen, absolutes Volumen,Farbe, Fadenziehvermögen, Beimengungen, Albumin- und Globulinanteil,Albumin/Globulin-Verhältnis, Glucose, Lactat, alkalische Phosphatase,Lactatdehydrogenase, Differentialzellbild und absolutes Volumen zeigen sich keineZusammenhänge mit dem Geschlecht, wenn man das unterschiedliche Durchschnittsalterder Geschlechtergruppen berücksichtigt.

4.7 Vergleich der unterschiedlichen Pferderassen

Die verschiedenen Rassen wurden in die Kategorie der Warmblutpferde (22 Tiere =56,4 %), der Ponys und Kleinpferde (12 Tiere = 30,8 %), der Kaltblüter (4 Tiere = 10,3 %)und der Vollblüter (1 Tier = 2,6 %) zusammengefasst. Die geringe Anzahl an untersuchtenVoll- und Kaltblütern ist bei der Beurteilung der Ergebnisse zu berücksichtigen. Ebensozu beachten ist das unterschiedliche Durchschnittsalter der Rassegruppen, wonach dieKaltblüter mit 5,5 Jahren, die Ponys und Kleinpferde mit 6,3 Jahren und dieWarmblutpferde mit einem Alter von 9,9 Jahren deutlich jünger sind als die Gruppe derVollblutpferde mit 20,0 Jahren.

Der Umfang der untersuchten Gelenke nimmt von Ponys und Kleinpferden überVollblüter und Warmblüter zu den Kaltblutpferden hin zu, wobei dieMittelwertunterschiede zwischen Ponys und Kleinpferden, Warm- und Kaltblutpferdenhoch signifikant sind. Vollblüter nehmen eine Mittelstellung zwischen Ponys undKleinpferden und Warmblütern ein (s. Abbildung 13).

Hinsichtlich des punktierbaren und des absoluten Volumens ergibt diese Untersuchung fürVollblutpferde, Ponys und Kleinpferde, gefolgt von der Gruppe der Warmblutpferde undschließlich der Kaltblüter ein geringeres Volumen. Die Mittelwertunterschiede sind beimabsoluten Volumen (VOL) deutlicher als beim punktierbaren Volumen (PKT), bei demsich lediglich die Gruppe der Kaltblüter hoch signifikant von den anderen Rassenunterscheidet

45

Abbildung 13: Durchschnittlicher Gelenkumfang, durchschnittliches punktierbares (PKT)und absolutes Volumen (VOL) der verschiedenen Pferderassen.

Für die alkalische Phosphatase ergibt sich ein hoch signifikant geringerer Mittelwert beiKalt- und Warmblütern im Vergleich zu den Vollblütern, Ponys und Kleinpferden, so dassdie Mittelwerte dem Durchschnittsalter der Rassegruppen entsprechen (s. Abschnitt 4.5).

Die anderen untersuchten Werte zeigen keine signifikanten Unterschiede zwischen denverschiedenen Pferderassen.

4.8 Punktierbares und absolutes Synoviavolumen

Das punktierbare und das absolute Gelenkflüssigkeitsvolumen unterscheiden sich deutlichvoneinander, so dass das absolute Gelenkflüssigkeitsvolumen anhand der punktierbarenGelenkflüssigkeitsmenge nicht exakt ermittelt werden kann. Jedoch besteht bei Fessel-und Hufgelenken eine hoch signifikante Korrelation zwischen dem punktierbaren und demabsoluten Synoviavolumen (s. Abbildung 13-18 und Tabelle 10).

Bei den kleinen straffen Gelenken, wie Huf- und Krongelenken, gelingt es oftmals nicht,ausreichende Mengen an Synovialflüssigkeit zu gewinnen, um eine diagnostischverwertbare Untersuchung durchführen zu können, wenn man davon ausgeht, dass für eineSynoviaanalyse etwa 1,0 ml Synovialflüssigkeit gebraucht wird. In dieser Untersuchungkonnte bei 3 von 78 (= 3,85 %) Fesselgelenken, bei 57 von 77 (= 74,03 %) Krongelenkenund bei 42 von insgesamt 72 (= 58,33 %) Hufgelenken nur weniger als 1,0 mlProbenmaterial gewonnen werden. Bei den untersuchten Karpalgelenken konnte in jedemFall mindestens 1,0 ml Untersuchungsmaterial punktiert werden.Durch die Anwendung einer Verdünnungsmethode kann durch die damit verbundeneDilutation der Gelenkflüssigkeit auch von den kleinen Gelenken der distalen Gliedmaßedes Pferdes eine ausreichende Menge an Untersuchungsmaterial gewonnen werden.

Rasse

0

10

20

30

40

50

WB VB KB PONY

Vol

umen

in m

l bzw

. U

mfa

ng in

cm

PKT

VOL

Umfang

46

4.8.1 Zusammenhang zwischen Gelenkumfang, punktierbarem und absolutemSynoviavolumen der verschiedenen Gelenke

Beim Karpalgelenk ergibt sich ein signifikanter Zusammenhang zwischen demGelenkumfang und dem punktierbaren und absoluten Volumen, während eine Korrelationzwischen punktierbarem und absolutem Synoviavolumen nicht besteht (s. Abbildung 14).

Abbildung 14: Zusammenhang zwischen Gelenkumfang, Punktionsmenge (PKT) undabsolutem Volumen (VOL) beim Vorderfußwurzel-Mittelgelenk.

Für das Fesselgelenk lässt sich ein hoch signifikanter Zusammenhang zwischen demGelenkumfang und dem punktierbaren und dem absoluten Volumen nachweisen.Außerdem besteht ein hoch signifikanter Zusammenhang zwischen dem punktierbarenund dem absoluten Gelenkflüssigkeitsvolumen (s. Abbildung 15).

Abbildung 15: Zusammenhang zwischen Gelenkumfang, Punktionsmenge (PKT) undabsolutem Volumen (VOL) beim Fesselgelenk.

Umfang in cm

0

5

10

15

20

25

22,5 27,5 32,5 37,5

Vol

umen

in m

l

PKT

VOL

0

5

10

15

20

25

22,5 27,5 32,5 37,5 42,5

Vol

umen

in m

l

PKT

VOL

Umfang in cm

47

Der Zusammenhang zwischen dem Gelenkumfang und dem punktierbaren und demabsoluten Volumen ist für das Krongelenk signifikant, während ein Zusammenhangzwischen dem punktierbaren und dem absoluten Volumen nicht besteht (s. Abbildung 16).

Abbildung 16: Zusammenhang zwischen Gelenkumfang, Punktionsmenge (PKT) undabsolutem Volumen (VOL) beim Krongelenk.

Ein hoch signifikanter Zusammenhang besteht beim Hufgelenk erstens zwischen demUmfang des Hornschuhes und dem punktierbaren und dem absoluten Synoviavolumenund zweitens zwischen dem punktierbaren und dem absoluten Volumen (s. Abbildung 17).

Abbildung 17: Zusammenhang zwischen Umfang des Hornschuhes, Punktionsmenge(PKT) und absolutem Volumen (VOL) beim Hufgelenk.

0

2

4

6

8

10

12

14

27,5 32,5 37,5 42,5 47,5 52,5

Vol

umen

in m

l

PKT

VOL

Umfang in cm

0

2

4

6

8

10

12

17,5 22,5 27,5 32,5 37,5 42,5

Vol

umen

in m

l

PKT

VOL

Umfang in cm

48

4.8.2 Relation zwischen punktierbarem und absolutem Synoviavolumen

Die Betrachtung der Relation zwischen punktierbarem und absolutemGelenkflüssigkeitsvolumen ergibt für die verschiedenen Gelenke mit Mittelwertenzwischen 9,8 % bis 45,0 % hoch signifikante Unterschiede, wobei im Durchschnitt daspunktierbare Synoviavolumen 27,1 % des absoluten Volumens ausmacht (s. Tabelle 10und Abbildung 18). Deutlich zu erkennen ist, dass die kleinen straffen Gelenke einniedrigeres relatives punktierbares Synoviavolumen haben, als die weitlumigeren Gelenkemit größerem Bewegungsradius.

Tabelle 10: Verhältnis zwischen punktierbarem und absolutem Volumen (PKT/VOL). DieWerte sind auf zwei Dezimalstellen aufgerundet.

Gelenk PKT/Vol �%� 95%-Konfidenzintervall fürden Mittelwert

VFW-Mittelgelenk (n = 78) 44,96 40,75 - 49,16Fesselgelenk (n = 78) 35,26 30,95 - 39,59Krongelenk (n = 77) 9,78 7,23 - 12,34Hufgelenk (n = 74) 17,11 13,14 - 21,07Gesamt (n = 307) 27,06 24,59 - 29,52

Abbildung 18: Durchschnittliches punktierbares Volumen (PKT) in % vom absolutenVolumen (VOL).

0

10

20

30

40

50

60

70

G elenk

PK

T/V

OL

in % V FW -M

Fesselgelenk

Kro ngelenk

H ufgelenk

49

4.8.3 Vergleich des absoluten Volumens von rechter und linker Gliedmaße

Das absolute Synoviavolumen unterscheidet sich beim Vergleich zwischen rechter undlinker Gliedmaße zum Teil erheblich voneinander. Einen Überblick hierüber gibtTabelle 11.

Tabelle 11: Das absolute Synoviavolumen beim Vergleich zwischen rechter und linkerGliedmaße:

Gelenk Maximale beobachteteDifferenz �ml�

DurchschnittlicheDifferenz �ml�

VFW-Mittelgelenk (n = 39) 3,79 1,47Fesselgelenk (n = 39) 3,57 1,31Krongelenk (n = 37) 3,72 1,26Hufgelenk (n = 35) 3,24 1,10Gesamt (n = 150) 3,79 1,29

50

5 DISKUSSION

5.1 Vergleich der Ergebnisse der biochemischen Untersuchung mit denin der Literatur angegebenen Werten

5.1.1 Proteine

Der Gesamtproteinanteil stimmt mit durchschnittlich 15,30 � 1,91 g/l mit den Ergebnissenanderer Untersuchungen überein, in denen Mittelwerte von 10,7 g/l (10,2-21,3 g/l)(JOHN, 1980), 11,0 (5,7-19,1 g/l) (GÄNGEL, 1985), 18,8-25,0 g/l (KORENEK et al.,1992) beziehungsweise 17,6 g/l � 5,3 (FISCHER, 1994) angegeben werden.

Der Albuminanteil am Gesamtprotein entspricht mit durchschnittlich 60,03 � 5,07 % denim Schrifttum zu findenden Angaben über die Gelenkflüssigkeit und das Serum, für dieunter anderem Werte von 42,99 % (GÄNGEL, 1985) und 70-90 % (DINGERKUS, 1985)beschrieben werden.

Das Albumin/Globulin-Verhältnis ist mit einem Mittelwert von 1,54 � 0,30 höher, als vonVAN PELT (1974) (1,29 � 0,16) und GÄNGEL (1985) (1,108) für das Pferd angegeben,und ist für das Fesselgelenk signifikant geringer als für Kron- und Hufgelenke(s. Abschnitt 5.4).

5.1.2 Enzymaktivitäten

Die im Schrifttum zu findenden Angaben über die Aktivität der alkalischen Phosphatasein der Synovialflüssigkeit decken sich sehr gut mit den Ergebnissen dieser Untersuchunghinsichtlich der Größenordnung der Werte (17,3-274,6 U/l; Mittelwert: 113,00 U/l),während sich die Mittelwerte in den einzelnen Literaturangaben zum Teil ganz erheblichvoneinander unterscheiden. Allerdings ist hierbei zu berücksichtigen, dass bei deralkalischen Phosphatase eine deutliche Altersabhängigkeit besteht und dass dasdurchschnittliche Alter der Probanden aus den Veröffentlichungen nicht immerhervorgeht. So findet AKENS (1994) für das Fesselgelenk des Pferdes Werte zwischen3-237,4 U/l bei durchschnittlich 15,9 U/l und für das Sprunggelenk Werte zwischen16-94,2 U/l bei im Durchschnitt 58,1 U/l.

Ob es sich bei dem deutlichen Anstieg der Aktivität der alkalischen Phosphatase inzunehmendem Alter lediglich um einen Anstieg der sogenannten Knochen-Phosphataseoder um einen Anstieg eines der anderen Isoenzyme handelt, kann anhand dieser Studienicht geklärt werden.

Die Werte der Lactatdehydrogenaseaktivität (62,1-360,0; Mittelwert: 216,63 U/l)entsprechen in ihrer Größenordnung den im Schrifttum zu findenden Angaben, jedochliegen die in dieser Untersuchung ermittelten Mittelwerte über denen, die in der Literaturangegeben werden (bis 200 U/l, SCHILLING (1981); 119 � 96,01 U/l, SANDER (1990);17-398 U/l mit durchschnittlich 73,5 U/l, AKENS (1994).

51

5.1.3 pH-Wert

Die in dieser Untersuchung ermittelten pH-Werte liegen bei einem Mittelwert von pH 7,67und einer Standardabweichung von 0,29 über den zumeist in der Literatur angegebenenWerten (7,2-7,4, JOHN, 1980) und auch über dem pH-Wert des Blutes, decken sich abermit den Angaben einzelner Autoren. Beispielsweise gibt AKENS (1994) einendurchschnittlichen pH von 7,83 an, wobei die Werte zwischen pH 7,2 und 8,2 liegen undPERSSON (1971) gibt einen Mittelwert von pH 7,90 bei Werten zwischen pH 7,51 und8,2 an.Eine mögliche Erklärung dafür, dass die Werte über dem pH-Wert des Blutes liegen,könnte darin bestehen, dass die Gelenkflüssigkeit eine hohe Hyaluronsäurekonzentrationbesitzt, wobei die Hyaluronsäure bei einem pH-Wert zwischen 7,2 und 7,4 in dissoziierterForm als Hyaluronat vorliegt (GREILING et al., 1977).

5.1.4 Glucose und Lactat

Die Glucosekonzentration ist mit durchschnittlich 6,67 � 1,10 mmol/l geringgradig höher,als von anderen Autoren angegeben (5,41 � 0,22 mmol/l, GÄNGEL, 1985), während dieLactatkonzentration mit 7,69 � 2,54 mmol/l den Angaben in der Literatur entspricht (22 �13 mg/dl, DOLL, 1986). Beide Durchschnittswerte stimmen mit den normalenSerumkonzentrationen des Pferdes überein. Um die Aussagekraft der in dieserUntersuchung gewonnenen Ergebnisse zu steigern, hätte man parallel die Serumwerte derProbanden für Glucose und Lactat bestimmen müssen.

5.2 Ergebnisse der Zelldifferenzierung

Die Differenzierung der Zellen in Granulozyten, Monozyten beziehungsweiseMakrophagen und Lymphozyten ist problemlos mittels Pappenheim-Färbung amLichtmikroskop möglich. Die Differentialzellbilder entsprechen mit 54,9 � 11,2 %Monozyten/Makrophagen, 17,2 � 7,1 % Lymphozyten, 1,0 % � 1,5 % Granulozyten und27,0 � 13,1 % Synoviozyten den Angaben, die in der Literatur zu finden sind, wenn mandie hier gewählte gleichzeitige Differenzierung der Synoviozyten berücksichtigt, die diemeisten Autoren nicht durchgeführt haben. Als Normwerte werden in der Literatur für dasPferd von PONCET et al. (1978) folgende Angaben zum Differenzalzellbild gemacht:18,3 � 8,9 % Monozyten, 16,1 � 11,1 % Makrophagen, 54,6 � 18,4 % Lymphozyten, 0,9 �0,1 % Granulozyten und 9,6 � 6,7 % Synoviozyten, während VAN PELT (1974) folgendeWerte veröffentlicht: 48,1 � 5,4 % Monozyten, 4,6 � 0,5 % Makrophagen, 39,2 � 5,1 %Lymphozyten, 7,2 � 2,1 % Granulozyten. Die meisten Autoren gehen davon aus, dassunter physiologischen Bedingungen in der Gelenkflüssigkeit zwischen 0 und 10 %neutrophile Granulozyten zu finden sind, während Monozyten und Lymphozytenzusammen über 90 % ausmachen (BRUHN, 1987; ELLISON, 1988; FREEMONT, 1996).

5.3 Ergebnisse der makroskopischen Synoviaanalyse

52

Die Ergebnisse der makroskopischen Synoviabeurteilung entsprechen der in der Literaturzu findenden Aussage, dass physiologische Gelenkflüssigkeit hellgelb bis bernsteinfarben,klar, frei von Beimengungen und fadenziehend ist (ADAMS, 1981; MCILWRAITH,1989; SCHILLING, 1981; FREEMONT, 1993). Jedoch treten in dieser Untersuchung beieinem beträchtlichen Anteil der Gelenke Veränderungen auf, die laut Schrifttum alspathologisch zu bewerten sind, ohne dass die Tiere Lahmheit zeigten und ohne dass dieGelenke bei Eröffnung sichtbar verändert waren.Mögliche Erklärungen bieten das Vorliegen einer subklinischen Erkrankung und dieAussage, dass pathologische Veränderungen des synovialen Milieus anhand derSynoiaanalyse schon frühzeitig diagnostizierbar sind, bevor sie röntgenologisch oderarthroskopisch festgestellt werden können (TULAMO et al, 1989, HILSENROTH, 1998).Ferner war bei einem Großteil der Tiere keine Anamnese hinsichtlich Erkrankungen desBewegungsapparates bekannt, so dass auch nicht ausgeschlossen werden kann, dassVeränderungen der Synoviaqualität durch frühere Erkrankungen bedingt sind.

Die makroskopische Synoviauntersuchung ist eine rein subjektive optische Bewertung. Dajedoch für die optisch unterschiedlichen Synoviaproben für mehrere Parameterunterschiedliche Mittelwerte nachgewiesen wurden und es sich seit Jahrzehnten alsschnelle, für die Praxis taugliche Untersuchungsmethode bewährt hat (VAN PELT, 1974;Klein, 1977; ZEIDLER et al., 1980), sollte diese Beurteilung unbedingt bei derSynoviaanalyse durchgeführt werden. Um die Aussagekraft der optischen Beurteilung zugewährleisten, sollten die Untersuchungen aber immer nach standardisierter Methode unddurch dieselbe Person durchgeführt werden.

5.3.1 Farbe

Die allgemein in der Literatur zu findende Aussage, dass die physiologischeGelenkflüssigkeit bernsteinfarben oder gelb ist (HUTH und Klein, 1977; Klein, 1977;AKENS, 1994), deckt sich nicht mit den Ergebnissen dieser Untersuchung, da hier die alsbernsteinfarben beurteilten Proben im Durchschnitt eine höhereGesamtproteinkonzentration, eine stärkere Aktivität der Lactatdehydrogenase und eingrößeres punktierbares Volumen als die als gelb bezeichneten Proben aufweisen, wasdafür spricht, dass diese Punktate aus subklinisch entzündlich veränderten Gelenkenstammen. Das Vorkommen von orangefarbener Synovia ist in der Literatur kaumbeschrieben, tritt aber in dieser Untersuchung bei immerhin 5,5 % der Proben auf. Daorangefarbene Gelenkflüssigkeit eine signifikant höhere Gesamtproteinkonzentration,häufiges Auftreten von Beimengungen und Trübungen und ein höheres punktierbares undabsolutes Volumen als Gelenkflüssigkeit anderer Farbe zeigt, kann davon ausgegangenwerden, dass eine orange Farbe bei Synovia als pathologisch anzusehen ist, auch wenn dasTier klinisch unauffällig erscheint.

53

5.3.2 Trübung

Das Auftreten von Trübungen korreliert deutlich positiv und hoch signifikant mitsteigender Proteinkonzentration, dem Erscheinen von Beimengungen und höhererLactatdehydrogenase-Aktivität, so dass das Auftreten von Trübungen als Hinweis auf einentzündliches Geschehen zu werten ist.Weiterhin unterscheiden sich die verschiedenen Gelenke hoch signifikant hinsichtlich desAuftretens von Trübungen, worauf in Abschnitt 5.4 näher eingegangen wird.

5.3.3 Beimengungen

Die in diese Untersuchung eingegangenen Gelenke waren alle klinisch und bei derGelenkeröffnung im Anschluss an die Probenentnahme unauffällig, weshalb es fraglichist, ob zum Beispiel das geringgradige Auftreten von Flocken in der Gelenkflüssigkeitüberhaupt als pathologisch zu bewerten ist, oder ob es sich hierbei nicht vielmehr umArtefakte handelt, die dadurch entstehen, dass durch die Aspiration mit der Spritzewährend der Punktion kleine Teile der Synovialiszotten abgerissen und somit in dieSynovialflüssigkeit verbracht werden. Eine histologische Untersuchung dieserSchwebeteilchen könnte ihren Ursprung und damit auch die Entscheidung darüber klären,ob es sich um pathologische Befunde oder lediglich um Artefakte handelt. So beschreibenLUMSDEN und Mitarbeiter (1996) das iatrogene Auftreten von Zellen und Knorpeldebrisin Synoviaproben.

Das Auftreten von Schlieren ist dagegen eindeutig als pathologische Veränderung zubewerten, da hier im Vergleich zu schlierenfreier Gelenkflüssigkeit eine deutlich höhereAktivität der Lactatdehydrogenase, eine höhere Gesamtproteinkonzentration und einhäufigeres und stärkeres Auftreten von Trübungen zu finden ist, wobei gerade dieseParameter in der Literatur als pathologische Veränderungen im Sinne einer Arthritisbewertet werden (WEH et al., 1984; TSCHAIKOWSKY, 1985; STROM et al., 1989).

Die Beimengung von Blut, die in dieser Untersuchung zweimal beobachtet wurde, istvermutlich durch den Sturz nach dem Bolzenschuss bedingt worden, da die Gelenke, vondenen diese Punktate stammen, klinisch unauffällig, das Differentialzellbild der Normentsprechend und die Synovialmembran adspektorisch unauffällig war. Auch wenn mitBlut vermischte Gelenkflüssigkeit die höchsten Werte hinsichtlichGesamtproteinkonzentration, Enzymaktivität, punktierbarem und absolutem Volumen unddie stärkste Trübung zeigt, nähern sich diese Werte lediglich den im Blut beziehungsweiseSerum zu erwartenden Werten.Die mit Punktionsblut verunreinigten Proben nehmen bezüglich sämtlicher Parameter eineMittelstellung zwischen der mit Blut vermischten Gelenkflüssigkeit und den anderenProben ein.

5.3.4 Fadenziehvermögen

Als physiologisch kann ganz allgemein eine Fadenlänge von 3,0 bis 18,0 cm angenommenwerden, da in diesen Bereich 98,05 % der Proben fallen. Das Fadenziehverhalten derverschiedenen Gelenke ist in Tabelle 8 aufgeführt. Auf die Unterschiede zwischen denverschiedenen Gelenken wird in Abschnitt 5.4 näher eingegangen.

54

5.4 Diskussion der Unterschiede zwischen den verschiedenen Gelenken

Auffallend ist der Befund, dass mit zunehmender Größe des Gelenkes das Auftreten vonTrübungen und Beimengungen deutlich zunimmt. Zudem besteht eine deutliche positiveKorrelation zwischen der Gesamtproteinkonzentration und dem Auftreten von Trübungenund Beimengungen, die sich darin äußert, dass die Gelenke, die eine höheredurchschnittliche Gesamtproteinkonzentration als andere aufweisen, hoch signifikanthäufiger getrübt und mit Beimengungen versehen sind, als die Gelenke mit geringererGesamtproteinkonzentrationehalt. Dieser Zusammenhang spiegelt sich sowohl innerhalbals auch zwischen den Gelenkgruppen wieder.So treten beim Karpalgelenk, das von den in dieser Studie untersuchten Gelenken diehöchste durchschnittliche Proteinkonzentration aufweist, bei 42,3 % der untersuchtenProben Trübungen auf, während es zum Beispiel beim Krongelenk, mit derdurchschnittlich geringsten Gesamtproteinkonzentration, nur 13 % sind. Erklären lässtsich der Zusammenhang zwischen Totalproteinkonzentration und Trübung damit, dass dieTrübung neben dem Zellgehalt auch durch die Proteinkonzentration bedingt wird.

Die Tatsache, dass Karpal- und Fesselgelenke niedrigere Albumin/Globulin-Verhältnisseals Kron- und Hufgelenke aufweisen, wobei der Unterschied zwischen Fesselgelenken imVergleich zu Kron- und Hufgelenken signifikant ist, spricht dafür, dass die Permeabilitätder Blut-Synovia-Schranke von der Art und Größe des Gelenkes beeinflusst wird, unddaher bei Karpal- und Fesselgelenken höher ist, als bei den kleinen straffen Gelenken.

Die bei Fessel- und Karpalgelenken hoch signifikant niedrigeren Lactatwerte könntendarauf hindeuten, dass bei den Gelenken mit relativ großem Bewegungsradius derlymphatische Abtransport von Stoffwechselendprodukten durch die Bewegung desGelenkes gefördert wird. Der große Bewegungsradius des Fesselgelenkes könnte auchdafür verantwortlich sein, dass die von Fesselgelenken stammende Gelenkflüssigkeiteinen signifikant höheren Anteil an Synoviozyten besitzt, als die Gelenke geringererMotilität. Eine Erklärung für diese Hypothese wäre die verstärkte Abschilferung vonZellen des Stratum synoviale bei Bewegung und die mit dem großen Bewegungsradiuszusammenhängenden ausgeprägten Rezessus der Gelenkkapsel, die die mitSynovialiszellen ausgekleidete Oberfläche vergrößern.

Die Aktivität der alkalischen Phosphatase unterscheidet sich zwischen den Gelenkennicht, während die Lactatdehydrogenaseaktivität bei den Karpalgelenken etwas höher istals bei den Fessel-, Kron- und Hufgelenken. Die Tatsache, dass die Aktivität derLactatdehydrogenase eine sehr weite Schwankungsbreite aufweist, lässt die Aussagekraftder Mittelwertdifferenzen der unterschiedlichen Gelenke zufallsbedingt erscheinen.

Hinsichtlich des Fadenziehvermögens unterscheiden sich Huf- und Krongelenke hochsignifikant von Karpal- und Fesselgelenken durch ein deutlich geringeresFadenziehvermögen (s. Tabelle 8). So ergibt sich für Huf- und Krongelenke einNormbereich von 2,0 bis 9,0 cm (insgesamt 93,95 % der Gelenke), für Karpalgelenke von3,1 bis 15,0 cm (insgesamt 91,0 % der Karpalgelenke) und für Fesselgelenke von 3,1 bis18,0 cm (insgesamt 92,2 % der Fesselgelenke). Dieses Ergebnis stimmt mit der vonPERSSON (1971) veröffentlichten Studie überein, wonach Hufgelenke undTibiotarsalgelenke eine weniger visköse Gelenkflüssigkeit als Fessel-, Metakarpal- undRadiokarpalgelenke besitzen. Eine Erklärung für diesen Sachverhalt wird in der Literatur

55

nicht wiedergegeben. Als Ursache hierfür könnte eine geringereHyaluronsäurekonzentration in Betracht kommen, der dadurch erklärt werden könnte, dassdie kleinen Gelenke als straffe Gelenke unter physiologischen Bedingungen kaum bewegtwerden, und daher vermutlich eine weniger starke Lubrikation benötigen, als Gelenke mitgrößerem Bewegungsradius. Ein Vergleich der Gelenke hinsichtlich ihrerHyaluronsäurekonzentration und dessen Molekulargewicht könnte hierüber Aufschlussgeben, da die Hyaluronsäure als die die Viskosität bestimmende Substanz in derGelenkflüssigkeit gilt (JOHN, 1980; MCDONALD und LEVICK, 1995; LUMSDEN etal., 1996; FRASER et al. 1997).

5.5 Einfluss des Alters

Der Verlauf der alkalischen Phosphatase entspricht der in der Literatur angegebenenErhöhung während Ab-, Um- und Zubildungsprozessen am Skelettsystem, so zumBeispiel in der Phase des Knochenwachstums und während osteoarthrotischerErkrankungen des Bewegungsapparates (BETTHÄUSER, 1957; NEUHAUS, 1981).Infolgedessen ist eine deutliche Korrelation zwischen dem Alter der Tiere und dermessbaren Aktivität der alkalischen Phosphatase zu beobachten. Dieser Zusammenhangist bei einem Signifikanzniveau von 0,001 hoch signifikant. Inwieweit die in dieserUntersuchung gewonnenen Enzymaktivitäten auf Aktivität des knochenspezifischenIsoenzyms beruhen, oder durch die anderen Isoenzyme (Leber- Intestinal-, Plazenta- undTumortyp) (ATAY, 1999) zurückzuführen sind, geht aus dieser Studie nicht hervor.

Die von einigen Autoren angegebene Aussage, dass junge Pferde ein höheresSynoviavolumen als adulte Tiere haben (VAN PELT, 1974; SCHOSSIER, 1986), konntein dieser Untersuchung weder für das absolute noch für das punktierbare Volumenbestätigt werden. Gegen eine Altersabhängigkeit der Permeabilität der Blut-Synovia-Schranke spricht, dass die Gesamtproteinkonzentration und das Albumin/Globulin-Verhältnis nicht vom Alter der Tiere beeinflusst werden.

5.6 Ergebnisse der Untersuchung des punktierbaren und des absolutenSynoviavolumens

Die Höhe des punktierbaren Volumens ist unter anderem von der Punktionsstelleabhängig, wie die Vorversuche zu dieser Untersuchung, die hier nicht aufgeführt sind,gezeigt haben. Zum Beispiel sind die Punktion des Hufgelenkes von dorsal und diePunktion des palmaren/plantaren proximalen Rezessus des Fesselgelenkes meist nicht sehrergiebig, sofern keine pathologisch vermehrte Gelenkfüllung besteht.Die Differenz zwischen punktierbarem und via Verdünnungsmethode ermitteltemSynoviavolumen beweist, dass durch einfache Punktion und Aspiration nicht das gesamteGelenkflüssigkeitsvolumen gewonnen werden kann, wie auch andere Autoren schonbeschrieben haben (EKMAN et al., 1981; SCHOSSIER, 1986).

56

Das absolute Synoviavolumen ist allgemein abhängig vom Gelenk beziehungsweise vonder Größe des punktierten Gelenkes. So haben Karpalgelenke (Articulatio mediocarpea)mit 14,90 � 4,32 ml im Durchschnitt ein größeres Synoviavolumen als Fesselgelenke(12,68 � 5,15 ml), die wiederum ein größeres Volumen als Kron- (6,61 � 2,67 ml) undHufgelenke (6,07 � 2,81 ml) besitzen. Diese Werte stimmen mit den Ergebnissen andererUntersuchungen gut überein, die für das Vorderfußwurzel-Mittelgelenk 14,8 ��6,0 ml undfür das Fesselgelenk der Vordergliedmaße 12,5 � 1,0 ml (EKMAN et al., 1981)beziehungsweise 9,8 � 1,7 ml für das Fesselgelenk der Vordergliedmaße (SCHWYZER,1981) feststellen.Hoch signifikante Unterschiede zeigen sich auch zwischen den durchschnittlichenpunktierbaren Synoviavolumina der unterschiedlichen Gelenke, wobei von den großenGelenken größere Volumina punktiert werden können, als von Kron- und Hufgelenken.

Deutliche Unterschiede hinsichtlich des Verhältnisses zwischen punktierbarem undabsolutem Volumen findet man zwischen den kleinen straffen Gelenken und denGelenken, die einen großen Bewegungsradius besitzen (Fesselgelenk: mittlererBewegungsradius 60,81° (STRAND et al., 1998)) und damit verbunden eine weiteGelenkkapsel mit ausgeprägten Rezessus haben. Nach dieser Untersuchung liegt daspunktierbare Synoviavolumen bei durchschnittlich 27,06 % des absoluten Volumens,wobei die Mittelwerte mit 9,78 und 44,96 % zwischen den unterschiedlichen Gelenkenstark variieren.Die Ergebnisse einer von COLEMAN und Mitarbeitern (1997) veröffentlichten Studiebesagen, dass beim Kaninchenkniegelenk das punktierbare Volumen etwa 50 % desabsoluten Synoviavolumen ausmacht.

Bei allen untersuchten Gelenken korreliert der Gelenkumfang signifikant mit dempunktierbaren und dem absolutem Synoviavolumen. Eine Korrelation zwischenpunktierbarem und absoluten Synoviavolumen ist jedoch lediglich bei den Fessel- und denHufgelenken nachweisbar, wobei aber aufgrund der hohen Standardabweichung der Wertedas absolute Gelenkflüssigkeitsvolumen nicht anhand des punktierbaren Volumensberechnet werden kann. Aus diesem Grund ist eine spezielle Methode notwendig, um dasgenaue Synoviavolumen zu bestimmen. Insbesondere bei den kleinen straffen Gelenken,wie Huf- und Krongelenken, ist eine Verdünnungsmethode günstig, bei der das Gelenkmit einer Flüssigkeit aufgefüllt wird, da man dann in jedem Fall ausreichende Mengen anUntersuchungsmaterial gewinnen kann, was ohne die Dilutation oftmals nicht möglich ist(DELEKRIN et al., 1992; HEILMANN et al., 1996; LUMSDEN et al., 1996).Prinzipiell ist der "Biochemische Gelenkfunktionstest nach HEILMANN" zur Ermittlungdes Synoviavolumens auch beim Pferd anwendbar, jedoch ist bei diesem Verfahren einerheblicher apparativer und zeitlicher Aufwand im Labor notwendig, so dass dieAnwendbarkeit in der Praxis in Frage gestellt werden muss.

Ferner muss man den Nutzen einer aufwendigen Synoviavolumenbestimmung kritischbetrachten, denn erstens ist eine vermehrte Gelenkfüllung zumeist schon adspektorischund palpatorisch feststellbar, zweitens ist das Volumen individuell sehr unterschiedlichund drittens unterscheidet sich beim Seitenvergleich das ermittelte Volumen zumindestbei einem Teil der Pferde um bis zu 3,79 ml voneinander. Das bedeutet, um eineGelenkfüllung beurteilen zu können, müßte man die Gelenke beider Seiten miteinandervergleichen, und erst bei einem Volumenunterschied von über 3,79 ml könnte man davonausgehen, dass in dem einen Gelenk eine pathologische Vermehrung derSynovialflüssigkeit besteht.

57

6 ZUSAMMENFASSUNG

Quantitative, biochemische, zelluläre und makroskopische Synoviaanalyse vonVorderfußwurzel-Mittelgelenk, Fessel-, Kron- und Hufgelenk des Pferdes.

Ira Marxen

Chirurgische Tierklinik der Veterinärmedizinischen Fakultät der Universität Leipzig

04/2001

(122 Seiten, 18 Abbildungen, 17 Tabellen, 180 Literaturangaben, Anhang)

Die Synoviauntersuchung ist von großer Bedeutung für die Diagnose, Verlaufskontrolleund Prognose von Gelenkerkrankungen und aufgrund des häufigen Auftretens vonGelenkproblemen beim Pferd von großer Relevanz für die Pferdepraxis und vonökonomischer Bedeutung für den Pferdebesitzer.Ein großes Problem für die Synoviadiagnostik stellt die Tatsache dar, dass in der Literatursehr uneinheitliche Normwerte angegeben werden, die zudem meist nicht für die einzelnenGelenke differenziert aufgeführt werden. Insbesondere über die Zusammensetzung derGelenkflüssigkeit der Huf- und Krongelenke ist noch sehr wenig bekannt, da es bei diesenGelenken schwierig ist, bei physiologischer Gelenkfüllung ausreichende Mengen anUntersuchungsmaterial zu gewinnen. Ein weiteres Problem stellt die Tatsache dar, dassdie Bestimmungsmethoden und die Maßeinheiten nicht einheitlich sind, und daher dieVergleichbarkeit der Werte eingeschränkt wird.

Aus diesem Grund war es Ziel dieser Arbeit, für einige der beim Pferd am häufigstenerkrankten Gelenke physiologische Befunde für einige makroskopische, biochemische undzelluläre Parameter aufzustellen, die laut Schrifttum eine gute Beurteilung des synovialenSystems erlauben. Des weiteren sollte die von HEILMANN 1984 für die Humanmedizinentwickelten Verdünnungsmethode zur Ermittlung des Synoviavolumens hinsichtlich ihrerAnwendbarkeit beim Pferd geprüft werden. Das Gelenkflüssigkeitsvolumen ist insofernvon Bedeutung, als fast alle Gelenkerkrankungen mit einer Veränderung desSynoviavolumens einher gehen und weil bei bekanntem Gelenkflüssigkeitsvolumen diegewünschte Wirkstoffkonzentration bei intraartikulärer Applikation erzielt werden kann.

Die Proben stammten von 39 Pferden und Ponys unterschiedlicher Größe (Stockmaß: 110-178 cm, Gewicht: 120-680 kg KG) und Rasse (22 Warmblutpferde, 12 Ponys undKleinpferde, 4 Kaltblüter, 1 Vollblüter), verschiedenen Alters (9 Monate-20 Jahre) undGeschlechts (16 Stuten, 15 Wallache, 8 Hengste), die aus variierenden Gründen derSchlachtung zugeführt wurden. Einzige Voraussetzung für die Probanden war, dass sie beider klinischen und anschließenden pathologischen Untersuchung keinen Hinweis auf eineGelenkerkrankung zeigen durften.Untersucht wurden Vorderfußwurzel-Mittelgelenke (n = 78), Fessel- (n = 78),Kron- (n = 77) und Hufgelenke (n = 74) jeweils beider Vordergliedmaßen. Insgesamtgingen 307 Gelenke in die Messungen ein.

58

Die Gelenkpunktate wurden adspektorisch (Farbe, Trübung, Beimengungen, Gerinnung,Fadenziehvermögen), biochemisch (Totalprotein, Albumin, Globulin, Albumin/Globulin-Verhältnis, Aktivität der alkalischen Phosphatase und der Laktatdehydrogenase, pH,Glucose, Lactat) und hinsichtlich des Differenzialzellbildes (Leukozyten,Monozyten/Makrophagen, Granulozyten, Synoviozyten) untersucht. Die Parameterwurden so zusammengestellt, dass sowohl entzündliche (einschließlich septische) als auchdegenerative Gelenkerkrankungen erkannt werden können.Zusätzlich wurde das Synoviavolumen mittels des "Biochemischen Gelenkfunktionstestsnach HEILMANN" bestimmt, wobei ein definiertes Volumen einer Markersubstanz(Hydroxyethylstärke (HES)-Lösung, 0,5 %) intraartikulär appliziert und das Synovia-HES-Gemisch nach einer Durchmischungsphase gewonnen wird. Über dieKonzentrationsabnahme der Markersubstanz lässt sich dann das Synoviavolumenbestimmen und mittels des Verdünnungsfaktors die Konzentration der gewünschtenParameter berechnen.

Die Untersuchung zeigte zum Teil deutliche Unterschiede zwischen den Mittelwerten derverschiedenen Gelenke, wobei insgesamt folgende Durchschnittswerte festgestelltwurden: Gesamtprotein: 15,30 g/l (15,08-16,03 g/l), Albumin/Globulin: 1,54 (1,46-1,60),Albumin: 60,03 % (58,43-61,28 %), Globulin: 39,97 % (38,72-41,57 %), Glukose: 6,67mmol/l (6,35-9,98 mmol/l), Laktat: 7,69 mmol/l (6,69-8,14 mmol/l), pH: 7,67 (7,60-7,79),alkalische Phosphatase: 113,00 U/l (108,29-115,95 U/l), Laktatdehydrogenase: 216,53 U/l(207,70-231,15 U/l), Monozyten/Makrophagen: 54,9 % (53,5-56,4 %), Lymphozyten:17,2 % (159-18,2 %), Granulozyten: 1,0 % (0,7-1,2 %), Synoviozyten: 27,0 %(23,8-30,2 %). Im Durchschnitt betrug das punktierbare Volumen 3,09 ml (0,58-6,21 ml)und das via Verdünnungsmethode ermittelte absolute Synoviavolumen 10,15 ml (6,07-14,90 ml). Die Mittelwertunterschiede der verschiedenen Gelenke sind für dasFadenziehvermögen, Gesamtprotein, Albumin/Globulin-Verhältnis, Albumin, Globulin,Glucose, Lactat, pH, Synoviozytenanteil, punktierbares und absolutes Synoviavolumensignifikant. Außerdem unterscheiden sich die Gelenke signifikant hinsichtlich desAuftretens von Beimengungen und Trübungen.

Die ermittelten Werte stimmen weitgehendst mit den in der Literatur zu findendenAngaben überein, sofern diese vorhanden sind und soweit trotz unterschiedlicherEinheiten und Bestimmungsmethoden überhaupt verglichen werden kann. In jedem Fallleistet diese Arbeit einen Beitrag zur Vereinheitlichung der Angaben über physiologischeSynoviabefunde und die Besonderheiten der unterschiedlichen Gelenke.Der "Biochemische Gelenkfunktionstest nach HEILMANN" ist als Verdünnungsmethodezur Bestimmung des absoluten Gelenkflüssigkeitsvolumens prinzipiell auch beim Pferdanwendbar, jedoch für die Praxis nicht unbedingt relevant, da das Synoviavolumenindividuell stark variiert und auch beim Seitenvergleich in einzelnen Fällen um bis zu3,79 ml schwankt. Diese Verdünnungsmethode ermöglicht es aber, auch aus den kleinenGelenken in jedem Fall ausreichende Mengen an Untersuchungsmaterial zu gewinnen, sodass auch diese einer Untersuchung zugänglich gemacht werden.

59

6.1 Summary

Quantitative, biochemical, cellular and macroscopical synovia-analysis of middle carpal,fetlock, proximal and distal interdigital joint in the horse.

Ira Marxen

Chirurgische Tierklinik der Veterinärmedizinischen Fakultät der Universität Leipzig

04/2001

(122 pages, 18 figures, 17 tables, 180 references, appendix )

Synovial fluid analysis is very important for the diagnosis, prognosis and monitoring theprogress of arthropathies in all species. It is especially important in the horse in whichinappropriate diagnosis and prognosis can have serious financial implications for theowner. In the horse, the interpretation of synovial fluid analyses is hampered by the lackof uniformity in both the analytical methods and the units of measurement in the publishedvalues. In addition, these reports frequently do not distinguish between different joints,and the studies on the biochemical and cellular values of the proximal and distalinterphalangeal joints are particlularly poor. There is also a paucity of information on thetotal volume of synovial fluid of different joints. Knowledge of normal joint fluid volumeswould allow concentrations of intra-articular injected medications to be determinedaccurately.

The objective of this study was to determine the normal biochemical and cellular values ofsynovial fluid collected from certain joints of the distal equine limb. A second goal was toexamine the applicability of the dilution method described by HEILMANN (1984) inhuman joints using hydroxy-ethyl starch to determine the total volume of synovial fluid ofjoints.

Samples were collected from 39 horses and Ponys of different breeds and sex (16 females,15 geldings, 8 entire males) and of varying age (9 months-20 years), height (110-178 cm),and weight (120-680 kg), that had been sent to slaughter for various reasons. All animalswere examined clinically and pathologically and no animal with evidence of joint diseasewas included in the study. Samples of synovial fluid were collected from the followingjoints: middle carpal (n = 78), fetlock (n = 78), proximal interphalangeal (n = 77) anddistal interphalangeal (n = 74). In total, samples from 307 joints were examined.

The synovial fluid was assessed for colour, cloudiness, viscosity and particulate matter.The following parameters were determined by standard methods: total protein, albumin,globulin, albumin/globulin ratio, glucose, lactate, pH, alkaline phosphatase, lactatedehydrogenase and a differential cell count. Abnormalities in these parameters areconsidered to be indicative of synovitis, infectious arthritis, degenerative joint disease andsynovial effusion. The total volume of joint fluid was determined by the HEILMANNmethod: A sample of fluid was withdrawn from each joint and the punctionable volumenoted. A known volume and concentration of hydroxy-ethyl starch was injected into thejoint; the joint was manipulated and a second sample of fluid removed. By the decrease ofthe concentration of the hydroxy-ethyl starch the synovial fluid volume can be calculated.

60

The total synovial fluid was determined by adding the initial volume of fluid removed andthe volume obtained by the dilution method.

The values varied between the different joints and the range of mean values for the fourjoints examined were: total protein 15,30 g/l (15,08-16,03 g/l); albumin 60,03 % (58,43-61,28 %); globulin 39,97 % (38,72-41,57 %); albumin/globulin ratio 1,54 (1,46-1,60);glucose 6,67 mmol/l (6,35-9,98 mmol/l); lactate 7,69 mmol/l (6,69-8,14 mmol/l);pH 7,67 (7,60-7,79); alkaline phosphatase 113,00 U/l (108,29-115,95 U/l) and lactatedehydrogenase 216,53 U/l (207,70-231,15 U/l). On cytology, the mean values were:monocytes 54,9 % (53,5-56,4 %); lymphocytes 17,2 % (15,9-18,2 %); granulocytes 1,0 %(0,7-1,2 %) and synovial cells 27,0 % (23,8-30,2 %). The mean total volume of joint fluidwas 10,15 ml and varied from 14,9 ml (middle carpal) to 6,07 ml (distal interphalangeal).Significant differences in the mean values of viscosity, total protein, albumin/globulinratio, albumin, globulin, glucose, lactate, pH, lactate dehydrogenase, punctionable volumeand the total volume of joint fluid occurred among the four joints. On cytology, only themean values of synovial cells differed significantly among joints.

As far as comparison is possible, the results of this study are in accord with publishedvalues. The study, however, does show that there are normal, physiological differences,especially in the biochemical parameters, among the four joints examined and that thevalues for one joint may not be appropriate for all joints. Furthermore, the dilution methoddeveloped by HEILMANN for human joints can be applied to the horse, although it maynot be a useful measure of synovial system dysfunction as, in some horses, the differencein volume for the same joint of both legs was up to 3,79 ml. The addition of the hydroxy-ethyl starch to the smaller joints did allow the collection of sufficient fluid for a completeexamination without interfering with the analysis.

61

7 LITERATURVERZEICHNIS

ADAMS, E. (1981): A joint identification und sensitivity analysis by use of direkt unddeferred interval methods. In: H. Spreuer, Freiburger Intervallberichte, Univ.Freiburg, Institut für Angewandte Mathematik, Caplat, Freiburg i. Br., 1-47.

AKENS, M. K. (1994): Untersuchung physikalischer und biochemischer Parameter derSynovia vor und nach arthroskopischen Eingriffen an Fessel- und Sprunggelenkendes Pferdes, sowie die Beurteilung des Einflusses von hochmolekularem Na-Hyaluronat auf den Regenerationsverlauf. Berlin, Freie Univ., Diss.

ALI, S.Y. und EVANS, L. (1973): Enzymic degradation of cartilage in osteoarthritis.Federation Proceedings 32, 1494-1498.

ATAY, M. (1999): Enzymzytochemie (Alkalische Phosphatase, Saure Phosphatase undUnspezifische Esterase) in der zytopathologischen Diagnostik desBronchialkarzinoms und Pleuramesothelioms. Hannover, Med. Hochschule, Diss.

BAGUHL, F. (1987): Alkalische Phosphatase in peripheren Lymphozyten und mitogenstimulierten Lymphoblasten. Rostock,Wilh.-Pieck-Univ., Diss.

BARR, A.R.S., DUANCE, V.C., WOTTON, S.F., WATERMAN, A.E. und HOLT, P.E.(1994): Quantitative analysis of cyanogen bromide-cleaved peptides for theassessment of Type I:Type II collagen ratios in equine articular repair tissue.Equine veterinary Journal 26 (1), 29-30.

BELLMANN, L.-U. und HUTH, F. (1976): Die Synovialmembran des Kiefergelenkes.Histologische und morphometrische Untersuchungen an 106 Kiefergelenken.Zahn-, Mund- und Kieferheilkunde 64, 827-835.

BERG, R. (1995): Schultergliedmaße, Membrum thoracicum. In: KOCH, T.; BERG, R:Angewandte und topographische Anatomie der Haustiere. Gustav Fischer, Jena,Stuttgart, 383-430.

BERG, S. (1997): Hyaluronan turnover in relation to infection und sepsis. Journal ofInternal Medicine 242 (1), 73-77.

BERTONE, A.L., MCILWRAITH, C.W., JONES, R.L., RADIN, M.L. und LEBEL, J.L.(1987): Comparison of various treatments for experimentally induced equineinfectious arthritis. American Journal of veterinary Research 48 , 519-529.

BETTHÄUSER, G. (1957): Untersuchungen über die alkalische Phosphtase immenschlichen Gelenkknorpel unter Berücksichtigung der verschiedenenAltersstufen. Hamburg, Univ., Med. Fak., Diss.

BINZUS, G. (1977): Substrate, Enzyme und Metaboliten in der Synovialflüssigkeitverschiedener Genese. In: THUMB, N.; KELLNER, G.; Klein, G.:Synovialflüssigkeit und synoviales Milieu. Symposium Baden (bei Wien), Thieme,Stuttgart, 1979, 54-62.

62

BIRD, J.L.E., PLATT, D., WELLS, T., MAY, S.A. und BAYLISS, M.T. (2000):Exersice-induced changes in proteoglycan metabolism of equine articular cartilage.Equine veterinary Journal 32 (2), 161-163.

BIWKER, R.M., LINDER, K., VAN WULFEN, K.K. und SONEA, I.M. (1997):Anatomy of the distal interphalangeal joint of the mature horse: relationships withnavicular suspensory ligaments, sensory nerves und neurovascular Bandle. Equineveterinary Journal 29 (2), 126-135.

BRAMA, P.A., TEKOPPELE, J.M., BEEKMAN, B., VAN WEEREN, P.R. undBARNEVELD, A. (1998): Matrix metalloproteinase activity in equine synovialfluid: influence of age, osteoarthritis und osteochondrosis. Annals of the rheumaticdiseases 57 (11), 697-699.

BROWN, T.J., LAURENT, U.B. und FRASER, J.R. (1991): Turnover of hyaluronan insynovial joints: elimination of labelled hyaluronan from the knee joint of therabbit. Experimental Physiology 76 (1), 125-134.

BRUHN, R. (1987): Vergleichende zytologische und histologische Untersuchung derSynovia und Synovialis zum Aktivitätsgrad der Rheumatoidarthritis. Rostock,Wilh.-Pieck-Univ., Med. Fak., Diss.

CANTLEY, C.E.L., FIRTH, E.C., DELAHUNT, J.W., PFEIFFER, D.U. undTHOMPSON, K.G. (1999): Naturally occuring osteoarthritis in themetacarpophalangeal joints of wild horses. Equine veterinary Journal 31 (1),73-81.

CARVER, S.E. und HEATH, C.A. (1999): Influence of intermittent pressure, fluid flow,und mixing on the regenerative properties of articular chondrocytes.Biotechnology and bioengeneering 65 (3), 274-281.

CLAYBURNE, G., BAKER, D.G. und SCHUMACHER, H.R.J. (1992): Estimatedsynovial fluid leucocyte numbers on wet drop preparations as a potential substitutefor actual leucocyte counts. Journal of Rheumatology 19, 60-62.

CLEGG, P.D., BURKE, R.M., COUGHLAN, A.R., RIGGS, C.M. und CARTER, S.D.(1997): Characterisation of equine matrix metalloproteinase 2 und 9; undidentification of the cellular sources of these enzymes in joints. Equine veterinaryJournal 29 (5), 335-342.

CLEGG, P.D. und CARTER, S.D. (1999): Matrix metalloproteinase-2 und -9 are activatedin joint diseases. Equine veterinary Journal 31 (4), 324-330.

COLEMAN, P.J., SCOTT, D., RAY, J., MASON, R.M. und LEVICK, J.R. (1997):Hyaluronan secretion into the synovial cavity of rabbit knees und comparison withalbumin turnover. Journal of Physiology (London) 503 (3), 645-656.

CORNELISSEN, B.P., RIJKENHUIZEN, A.B., VAN DEN HOOGEN, B.M., RUTTEN,V.P. und BARNEVELD, A. (1998): Experimental model of synovitis/capsulitis inthe equine metacarpophalangeal joint. American Journal of Research 59 (8),978-985.

63

DAHL, L.B., DAHL, I.M., ENGSTRÖM-LAURENT, A. und GRANATH, K. (1985):Concentration und molecular weight of sodium hyaluronate in synovial fluid frompatients with rheumatoid arthritis und other arthropathies. Annals of the rheumaticdiseases 44 (12), 817-822.

DANGER, J. (1982): Die Abhängigkeit der Proliferation synovialer Zellen von derStruktur der Synovialmembran. Ulm, Univ., Fak. für theoret. Medizin, Diss.

DÄMMRICH, K. und BRASS, W., H. J. (1993): Krankheiten der Gelenke. In:DÄMMRICH, K., BRASS, W. und WINTZER, H.-J.: Allgemeine Chirurgie fürTierärzte und Studierende. Parey, Berlin, Hamburg, 195-22.

DELEKRIN, J., OKA, M., KUMAR, P., TAKAHASCHI, S., KOTURA, Y.,YAMAMURO, T. und DACULSI, G. (1992): Measurement of synovial fluidvolume: a new dilution method adapted to fluid permeation from the synovialcavity. Journal of Rheumatology 19 (11), 1746-1752.

DENOIX, J..M., JACOT, S., BOUSSEAU, J.B. und PERROT, P. (1996):Ultrasonographic anatomy of the dorsal und abaxial aspects of the equine fetlock.Equine veterinary Journal 28 (1), 54-62.

DIEMER, O. (1989): Neopterin- und Proteinbestimmung in Serum und Gelenkpunktatvon entzündlichen und nicht-entzündlichen Gelenkerkrankungen. Köln, Univ.,Med. Fak., Diss.

DINGERKUS, M.L. (1985): Möglichkeiten der Synoviadiagnostik zur Erfassungätiologisch und prognostisch aussagekräftiger Parameter: Eine Untersuchung anHand von posttraumatischen, postoperativen und primär chondrodegenerativbedingten Reizergüssen am Kniegelenk. München, Techn. Univ., Fak. fürMedizin, Diss.

DINGERKUS, M.L., JOCHUM, M. und BERNETT, P. (1987): Possibilities ofbiochemical differentiation of reactive effusions of the knee joint. Sportverletzung,Sportschaden: Organ der Gesellschaft für orthopädisch-traumatologischeSportmedizin 1, 86-90.

DINGLE, J.T. (1984): The Role of Cellular Interactions in Joint Erosions. Clinical oforthopaedics und relatet research 182, 24-29.

DOLL, K. (1986): Zur diagnostischen Bedeutung der Lactatkonzentration in derSynovialflüssigkeit beim Rind. München, Univ., Diss.

DYSON, S.J. (1984): Synovial fluid und equine joint disease. Equine veterinary Journal16 (2), 79-80.

EKMAN, L., NILSSON, G., PERSSON, L. und LUMSDEN, J.H. (1981): Volume of thesynovia in certain joint cavities in the horse. Acta veterinaria scandinavia 22,23-31.

ELLISON, R.S. (1988): The cytologic examination of synovial fluid. Seminars inVeterinary Medicine and Surgery (Small Animals) 3, 133-139.

64

FALBE, J. und REGITZ, M. (1998b): Chemie Band 3. Thieme, Stuttgart, New York,2329.

FALBE, J. und REGITZ, M. (1998a): Chemie Band 4. Thieme, Stuttgart, New York,3276-3277.

FASSBENDER, H. G. (1979): Reaktionsweisen des Synovialgewebes bei chronischerPolyarthritis. In: THUMB, N.; KELLNER, G.; KLEIN, G.: Synovialflüssigkeitund synoviales Mitieu. Symposium Baden (bei Wien), Thieme, Stuttgart, 1-3 .

FENTON, J.I., CHLEBEK-BROWN, K..A., PETERS, T.L., CARON, J.P. undOSBORNE, A.C. (2000): Glucosamine HCl reduces equine articular cartilagedegradation in explant culture. Osteoarthritis and Cartilage 8 (4), 258-265.

FISCHER, U. (1994): Strahlentherapeutische Beeinflussung einer aseptischen Gonarthritisbei Kaninchen. Leipzig, Univ., Vet. med. Fak., Diss.

FRASER, J.R., LAURENT, T.C. und LAURENT, U.B. (1997): Hyaluronan: its nature,distribution, functions und turnover. Journal of Internal Medicine 242 (1), 27-33.

FREAN, S.P., BRYANT, C.E., FROLING, I.L., ELLIOTT, J. und LEES, P. (1997): Nitricoxide production by equine articular cells in vitro [see comments]. Equineveterinary Journal 29 (2), 98-102.

FREEMONT, A.J. (1991): Role of cytological analysis of synovial fluid in diagnosis undresearch. Annals of the rheumatic diseases 50, 120-123.

FREEMONT, A.J. (1993): Synovial fluid analysis. The forgotten investigation. EuropeanJournal of Medicine 2, 323-326.

FREEMONT, A.J. (1996): Microscopic analysis of synovial fluid-the perfect diagnostictest? Annals of the rheumatic diseases 55, 695-697.

FRISBIE, D.D., RAY, C.S., IONESCU, M., POOLE, A.R., CHAPMAN, P.L. undMCILWRAITH, C.W. (1999): Measurement of synovial fluid und serumconcentrations of the 846 epitope of chondroitin sulfate und of carboxypropeptides of type II procollagen for diagnosis of osteochondral fragmentation inhorses. American Journal of Research 60 (3), 306-309.

FULLER, C.J., BARR, A.R., DIEPPE, P.A. und SHARIF, M. (1996): Variation of anepitope of keratan sulphate und total glycosaminoglycans in normal equine joints.Equine veterinary Journal 28 (6), 490-493.

GAY, S., MÜLLER, P.K. und LEMMEN, C. (1976): Immunhistological study oncollagen in cartilage bone metamorphosis und degenerative osteoarthrosis.Klinische Wochenschrift 54, 969-976.

GÄNGEL, H. (1980): Über die diagnostische Verwertbarkeit der Synovia beiErkrankungen der Synovialräume des Pferdes. Monatshefte für Veterinärmedizin35, 694-697.

65

GÄNGEL, H. (1985): Entzündungen und Degeneration in der Chirurgie. In: Bolz, W.,Dietz, O.: Lehrbuch der Allgemeinen Chirurgie für Tierärzte. Enke, Stuttgart,358-413.

GERLACH, K.F., KÖNIG, G. und SOHR, D. (2000): Chondroitinsulfat in derBehandlung degenerativer Gelenkerkrankungen beim Hund. Kleintier Konkret 3(2). Enke, Stuttgart, 5-8.

GHADIALLY, F. N. (1990): Fine Structure of Synovial Joints: A Text und Atlas of theUltrastructure und Pathological Articular Tissues. Butterworth, London.

GHOSH, P. (1994): The role of hyaluronic acid (hyaluronan) in health und disease:interactions with cells, cartilage und components of synovial fluid. Clinical andexperimental rheumatology 12 (1), 75-82.

GREILING, H. und KLEESIEK, K. (1978): Die klinisch-chemische Synoviaanalyse.Documenta Geigy, Folia rheumatologica, 1-16.

GREILING, H., KLEESIEK, K. und STUHLSATZ, H.W. (1977): Zur klinischenBiochemie der Synovialflüssigkeit. In: THUMB, N.; KELLNER, G.; Klein, G.:Synovialflüssigkeit und synoviales Milieu. Symposium Baden (bei Wien), Thieme,Stuttgart, 42-53 .

GRIMSHAW, J., TROCHA-GRIMSHAW, J., FISHER, Y.W., RICE, A., SMITH, S.,SPEDDING, P., DUFFY, J. und MOLLAN, R. (1996): Quantitative analysis ofhyaluronan in human synovial fluid using capillary electrophoresis.Electrophoresis 17 (2), 396-400.

HAMANN, F. (1994): Biorheologische Eigenschaften der Synovialflüssigkeit und ihreBedeutung als Diagnose- und Aktivitätsparameter entzündlich-rheumatischerErkrankungen. Leipzig, Univ., Med. Fak., Diss.

HARDY, J., BERTONE, A.L. und MUIR, W.W. (1998): Local hemodynamics,permeability, und oxygen metabolism during acute inflammation of innervated ordenervated isolated equine joints. American Journal of Research 59 (10),1307-1316.

HARRIS, E.D. und COHEN, G.L. (1969): Synovial collagenase: Its presence in culturefrom joint disease of diverse etiology. Arthritis and rheumatism 12, 92-102.

HAYNES, P.F. (1980): Disease of the metacarpophalangeal joint und metacarpus. Theveterinary clinics of North America. Large animal practice 2, 33-59.

HEES, H. und SINOWATZ, F. (1988): Allgemeine und Spezielle Pathologie. 5. Aufl.,Deutscher Ärzteverlag, Köln, 51-58.

HEES, H. (1990): Binde- und Stützgewebe. In: MOSIMANN, W. und KOHLER, T.:Zytologie, Histologie und mikroskopische Anatomie der Haussäugetiere. Parey,Berlin, Hamburg, 48-57.

HEILMANN, H.H. (1984): Investigations for the development of a biochemical jointfunction test. Acta biologica Hungarica 35 (2-4), 315-323.

66

HEILMANN, H.H., LINDENHAYN, K. und WALTHER, H.U. (1996): Das Synovia-Volumen gesunder und arthrotischer menschlicher Kniegelenke. Zeitschrift fürOrthopädie und ihre Grenzgebiete 134, 144-148.

HENDERSON, B. und PETTIPHER, E.R. (1985): The Synovial Lining Cell: Biology undPathology. Seminars in Arthritis and Rheumatism 15 (1), 1-32.

HERNANDEZ-VIDAL, G. (1997): Cellular heterogenety in Cathepsin D distribution inequine articular cartilage. Equine veterinary Journal 29 (4), 267-273.

HILSENROTH, R. (1998): Diagnostic Evaluation of Equine Subchondral Bone Disease.Equine Practice 20 (7), 21-27.

HULTEN, O. und GELLERSTEHT, N. (1940): Über Abnutzungsprodukte in Gelenkenund ihre Resorption unter dem Bilde der Synovitis detritica. Acta chirurgicaScandinavica 84, 1-29.

HUTH, F. und KLEIN, W. (1977): Punktionsdiagnostik von Gelenken, einemorphologische Dokumentation. Enke, Stuttgart.

ISRAEL, H.A., SAED-NEJAD, F. und RATCLIFFE, A. (1991): Early diagnosis ofosteoarthrosis of the temporomundibular joint: correlation between arthroscopicdiagnosis und keratan sulfate levels in the synovial fluid. Journal of oral andmaxillofacial surgery: Official journal of the American Association of Oral andMaxillofacial Surgeons 49 (7), 708-711.

IWANAGA, T., SHIKICHI, M., KITAMURA, H., YANASE, H. und NOZAWA-INOUE,K. (2000): Morphology und functional roles of synoviocytes in the joint. Archiveof histology and cytology 63 (1), 17-31.

IZUMISAWA, Y., YAMAGUCHI, M., BERTONE, A.L., TANGKAWATTANA, P.,MASTY, J., YAMASHITA, K. und KOTANI, T. (1996): Equine synovial villi:distinctive structural organization of vasculature und novel nerve endings. Journalof Veterinary Medicine Science 58 (12), 1193-1204.

JAKUBKE, H.-D. und JESCHKEIT, H. (1987a): Brockhaus Chemie Band 2/L-Z. VEBF.A. Brockhaus Verlag, Leipzig.

JAKUBKE, H.-D. und JESCHKEIT, H. (1987b): Brockhaus Chemie Band 2/L-Z. VEBF.A. Brockhaus Verlag, Leipzig.

JAKUBKE, H.-D. und KARCHER, R. (1999): Lexikon der Chemie I-III Band 3.Spektrum Akademischer Verlag GmbH, Heidelberg, Berlin.

JAMES, M.J., CLELUND, L.G., ROFE, A.M. und LESLIE, A.L. (1990): Intra-articularpressure und relationship between synovial effusion und metabolic demand.Journal of Rheumatism 17, 521-527.

JOHN, B. (1980): Rheologische Veränderungen der Gelenkflüssigkeit bei entzündlichenGelenkerkrankungen in Beziehung zur Hyaluronsäure und anderenSynoviaparametern. Hannover, Med. Hochschule, Diss.

67

JOUGLIN, M., ROBERT, C., VALETTE, J.P., GAVARD, F., QUINTIN-COLONNA, F.und DENOIX, J.M. (2000): Metalloproteinases und tumor necrosis factor-alphaactivities in synovial fluids of horses: correlation with articular cartilagealterations. Veterinary Research 31 (5), 507-515.

KANNEGIETER, N.J. und BURBRIDGE, H.M. (1990): Correlation betweenradiographic und arthroscopic findings in equine carpus. Australian VeterinaryJournal 67 (4), 132-133.

KARLSON, P.; DOENECKE, D.; KOOLMAN, J. (1994): Kurzes Lehrbuch derBiochemie für Mediziner und Naturwissenschaftler. Thieme, Stuttgart, New York,521.

KEITEL, W. und WILLE, R. (1977): Methodische Aspekte für die diagnostische Aussageder Synoviazytologie. In: THUMB, N.; KELLNER, G.; KLEIN, G.:Synovialflüssigkeit und synoviales Milieu. Symposium Baden (bei Wien), Thieme,Stuttgart, 1979, 91-93.

KELLNER, G. (1979): Zytologie und Zytochemie in der Synovialflüssigkeit. In:THUMB, N.; KELLNER, G.; KLEIN, G.: Synovialflüssigkeit und synovialesMilieu. Symposium Baden (bei Wien), Thieme, Stuttgart, 1979, 84-90.

KEY, J.A. (1928): In: WYSOKY, G.P.; BRINKHOUSE, K.M.: Scanning electronmicroscopy of synovial membranes. Archive of pathology 93, 172-177.

KLEESIEK, K. (1980): Gelenkerkrankungen. Die Medizinische Welt 31, p 1609-1617.

KLEESIEK, K. (1981): Zur Analytik und Pathobiochemie des synovialen Systems.Rhein.-Westf. Techn. Hochschule Aachen, Med. Fak., Habil. Schrift.

KLEESIEK, K., REINARDS, R., BRACKERTZ, D., NEUMANN, S., LANG, H. undGREILING, H. (1986): Granulocyte elastase as a new biochemical marker in thediagnosis of chronic joint diseases. Rheumatology international 6, 161-169.

KLEIN, G. (1977): Untersuchungsgang und Methoden der Synoviaanalyse für die Praxis.In: THUMB, N.; KELLNER, G.; KLEIN, G.: Synovialflüssigkeit und synovialesMilieu. Symposium Baden (bei Wien), Stuttgart, Thieme, 33-42 .

KOCH, T. und BERG, R. (1992): Bewegungsapparat der Haussäugetiere. In: Lehrbuchder Veterinär-Anatomie Band I: Bewegungsapparat, Gustav Fischer, Jena,Stuttgart, 30-391.

KORENEK, N.L., UNDREWS, F.M., MADDUX, J.M., SANDERS, W.L. und FAULK,D.L. (1992): Determination of total protein concentration and viscosity of synovialfluid from the tibiotarsal joints of horses. American Journal of Research 53 (5),781-784.

KRAAN, M.C., VERSENDAAL, H., JONKER, M., BRESNIHAN, B., POST, W.J.,HART, B.A., BREEDVELD, F.C. und TAK, P.P. (1998): Asymptomatic synovitisprecedes clinically manifest arthritis. Arthritis and rheumatism 41 (8),1481-1488.

68

KREISL, C. (1982): Die Rolle aktivierter Sauerstoffspezies bei derHyaluronsäuredepolimerisation. München, Techn. Univ., Fak. für Chemie,Biowissenschaften und Geowissenschaften, Diss.

KÜNZEL, E. und KNOSPE, C. (1990): Bewegungsapparat. In: MOSIMANN, W.;KOHLER, T.: Zytologie, Histologie und mikroskopische Anatomie derHaussäugetiere. Parey, Berlin, Hamburg, 255-258.

KVAM, C., GRANESE, D., FLAIBANI, A., ZANETTI, F. und PAOLETTI, S. (1993):Purification und characterisation of hyaluronan from synovial fluid. AnalyticalBiochemistry 211 (1), 44-49.

LANE, J.M. und WEISS, C. (1975): Review of articular cartilage collagen research.Arthritis and rheumatism 18, 553-562.

LANGER, H. und HUTH, F. (1960): Untersuchungen über den submikroskopischen Bauder Synovialmembran. Zeitschrift für Zellforschung 51, 545-559.

LAURENT, T.C. (1987): Biochemistry of hyaluronan. Acta Oto-laryngologica.Supplementum (Stockh.) 1987 442, 7-24.

LAURENT, T.C., LAURENT, U.B. und FRASER, J.R. (1996): Serum hyaluronan as adisease marker. Annals of medicine 28 (3), 241-253.

LAURENT, U.B., FRASER, J.R., ENGSTRÖM-LAURENT, A., REED, R.K., DAHL,L.B. und LAURENT, T.C. (1992): Catabolism of hyaluronan in the knee joint ofthe rabbit. Matrix 12 (2), 130-136.

LEACH, D.H., CALDWELL, S.J. und FERGUSON, J.G. (1988): Ultrastructural Study ofSynovial Membran from the Antebrachiocarpal Joint of Calves. Acta Anatomica133, 234-246.

LEVER, J.D. und FORD, E.H.R. (1958): Histological, histochemical andelectronmicroscopic observations on synovial membrane. The Anatomical Record132 (4), 525-534.

LIBERG, P., MAGNUSSON, L.E. und SCHOUGAARD, H. (1977): Studies on thesynovia in healthy horses with particular reference to the protein composition.Equine veterinary Journal 9, 87-91.

LILLICH, J.D., BERTONE, A.L., MALEMUD, C.J., WEISBRODE, S.E., RUGGLES,A.J. und STEVENSON, S. (1997): Biochemical, histochemical, andimmunhistochemical characterisation of distal tibial osteochondrosis in horses.American Journal of Research 58 (1), 89-98.

LINDENHAYN, K., HEILMANN, H.H., NIEDERHAUSEN, T., WALTHER, H.U. undPOHLENZ, K. (1997): Elimination of tritium-labelled hyaluronic acid fromnormal und osteoarthritic rabbit knee joints. European Journal of ClinicalChemistry and Clinical Biochemistry 35 (5), 355-363.

69

LINDHOLM, A., RONEUS, B., LINDBLAD, G. und JONES, B. (1996): Hyaluronanturnover in the synovial fluid in metacarpophalangeal and middle carpal joints inStandardbred horses. Acta veterinaria Scandinavia 37 (2), 147-151.

LINDIG, U. (1984): Histomorphologische, histochemische und immunfluoreszenz-optische Untersuchungen an der Synovialmembran bei Arthrosis deformans undMeniscusschaden zur Klassifikation der sogenannten Begleitsynovialitis. Leipzig,Univ. Bereich Medizin, Diss.

LITTMAN, M. (1985): Morphologische und biometrische Untersuchungen an derSynovialmembran bei Rheumatoid-Arthritis, Morbus Bechterew undBegleitsynovialitis als Basis einer computergestützten Diagnostik. Leipzig, Univ.Bereich Medizin, Diss.

LUKOSCHEK, J. (1985): Stratum synoviale: Untersuchung der Struktur, desGefäßsystems und der Innervation der synovialen Membran des menschlichenKniegelenkes. Köln, Univ., Med. Fak., Diss.

LUMSDEN, J.M., CARON, J.P., STEFFE, J.F., BRIGGS, J.L. und ARNOCZKY, S.P.(1996): Apparent viscosity of the synovial fluid from mid-carpal, tibiotarsal, unddistal interphalangeal joints of horses. American Journal of Research 57 (6),879-883.

MACDONALD, M.H. und BENTON, H.P. (1996): Effect of activated equine neutrophilson sulfated proteoglycan metabolism in equine cartilage explant cultures.American Journal of Research 57 (12), 1738-1747.

MADISON, J.B., SOMMER, M. und SPENCER, P.A. (1991): Relations among synovialmembrane histologic findings, und bacterial culture results in horses withsuspected infectious arthritis: 64 cases (1979-1987). The Journal of the AmericanVeterinary Medical Association 198 (9), 1655-1661.

MALOWSKY, J. (1985): Morphologische Untersuchungen an der Gelenkbinnenhaut beiexperimentell erzeugter Gonarthrose beim Hund. Greifswald, Univ.-Wissenschaftl.Rat, Diss.

MARTENS, H. (1994): Ultrastrukturelle Untersuchungen an der Synovialmembran undGelenkknorpel am Kniegelenk der Ratte nach chronischer Behandlung mitChloroquin und Tiloron. Kiel, Univ., Diss.

MCDONALD, J.N. und LEVICK, J.R. (1995): Effect of intra-articular hyaluronan onpressure-flow relation across synovium in anesthetized rabbits.Journal of Physiology (Lond.) 485 (1), 179-193.

MCILWRAITH, C.W. (1989): Erkrankungen der Gelenke, Sehnen, Bänder sowie derenHilfseinrichtungen. In: STASHAK, T. S.: Adam`s Lahmheit bei Pferden. Schaper,Alfeld, Hannover, 339-437.

MCILWRAITH, C.W. und TROTTER, G.W. (1996): Clinical features und diagnosis ofequine joint disease. In: Joint Disease in the horse. W.B. Saunders Company,Philadelphia, Pennsylvania, 120-145.

70

MILLER, S.M., STOVER, S.M., TAYLOR, K.T. und ZARUCCO, L.A. (1996):Palmaroproximal approach for arthrocentesis of the proximal interphalangeal jointin horses. Equine veterinary Journal 28 (5), 376-380.

MOTOHASHI, N., NAKAMICHI, Y., MORI, I., NISHIKAWA, H. und UMEMOTO, J.(1990): Concentration und degradation of hyaluronic acid in knee synovial fluidfrom carrageenin-induced rabbit arthritis. Chemical & pharmaceutical bulletin(Tokyo) 38 (7), 1953-1956.

MYERS, S.L. und BRANDT, K.D. (1995): Effects of synovial fluid hyaluronanconcentration und molecular size on clearance of protein from the canine knee.Journal of Rheumatology 22 (9), 1732-1739.

NEUHAUS, H.-J. (1981): Langzeituntersuchungen zur dosisabhängigen Wirkung eineskonzentrierten Vitamin-D3-Präparates auf einige Parameter desMineralstoffwechsels (Kalzium, anorganische Phosphat-Konzentration, alkalischePhosphatase-Aktivität im Plasma, Mineralmasse/Fettfreie Trockensubstanz,Mineralmasse/Volumen Skelett-Bioptat) des Rindes und Schweines. Leipzig, Karl-Marx-Univ., Diss.

NICKEL, R., SCHUMMER, A., und SEIFERLE, E. (1982): Lehrbuch der Anatomie derHaustiere, Band 1 Bewegungsapparat. Parey, Berlin, Hamburg.

NIXON, A.J., FORTIER, L.A., WILLIAMS, J. und MOHAMMED, H. (1999): Enhancedrepair of extensive articular defects by insulin-like growth factor-I-laden fibrincomposites. Journal of Orthopaedic Research 17 (4), 475-487.

NOTNI, A. (1993): Der Einfluss von Laufbelastungen auf die Synovialflüssigkeit und dieUltrastruktur von Chondrozyten des Meerschweinchen-Kniegelenkes. Berlin,Humboldt-Univ., Diss.

OTTE, P. (1977): Synovia und synoviales Milieu im Konzept der aktivierten Arthrose. In:THUMB, N.; KELLNER, G.; KLEIN, G.: Synovialflüssigkeit und synovialesMilieu. Symposium Baden (bei Wien), Thieme, Stuttgart, 3-21.

OTTERNESS, I.G., ESKRA, J.D., BLIVEN, M.L., SHAY, A.K., PELLETIER, J.-P., undMILICI, A.J. (1998): Exercise protects against articular cartilage degeneration inthe hamster. Arthritis and rheumatism 41 (11), 2068-2076.

PALMER, J.L. und BERTONE, A.L. (1994): Joint structure, biochemistry undbiomechanical disequilibrium in synovitis und equine joint disease. Equineveterinary Journal 26 (4), 263-277.

PASCUAL-GOMEZ, E. (1989): Joint size influence on the leucocyte count ofinflammatory synovial fluids. British Journal of Rheumatology 28 (1), 28-30.

PERSSON, L. (1971): On the synovia in horses: A clinical and experimental study. Actaveterinaria Scandinavia 35, 1-77.

71

PIETSCHMANN, H. und THUMB, N. (1977): Enzymzytochemische Befunde an Zellender Synovialflüssigkeit. In: THUMB, N.; KELLNER, G.; KLEIN, G.:Synovialflüssigkeit und synoviales Milieu. Symposium Baden (bei Wien), Thieme,Stuttgart, 1979, 102-104 .

PLATT, D., BIRD, J.L.E. und BAYLISS, M.T. (1998): Ageing of equine articularcartilage: structure und composition of aggrecan und decorin. Equine veterinaryJournal 30 (1), 43-52.

PONCET, P.A., GERBER, H., TSCHUDI, P. und DIEHL, M. (1978): Normal cellularvalues of the synovial fluid in the horse. Schweizer Archiv für Tierheilkunde 120(11), 579-589.

POOLE, A.R., IONESCU, M., SWAN, A. und DIEPPE, P.A. (1994): Changes in cartilagemetabolism in arthritis are reflected by altered serum und synovial fluid levels ofthe cartilage proteoglycan aggrecan. Implications for pathogenesis. Journal ofclinical Investigation 94 (1), 25-33.

PRAEST, B.M., GREILING, H. und KOCK, R. (1997): Assay of synovial fluidparameters: hyaluronan concentration as a potential marker for joint diseases.Clinical chemistry 31 (266), 117-128.

PROTZ, H. (1988): Die Synovialflüssigkeitsanalyse bei Patienten mit rheumatoiderArthritis. Wertigkeit für die Diagnose und die Beurteilung der entzündlichenAktivität. Marburg, Univ., Fachbereich Humanmed., Diss.

RADIN, M.L., BURR, D.B., FYHRIE, D., BROWN, T.D. und BOYD, R.D. (1990):Characteristics of joint loading as it applies to osteoarthrosis. In: MOW, V.C.,WOO, S.Y.-L.; RATCLIFF, T.: Symposium on Biomechanics of DiarthrodialJoints. II. Springer-Verlag, New York, 369-384.

RATCLIFFE, A., BEAUVAIS, P.J., SAED-NEJAD, F., SHURETY, W. undCATERSON, B. (1993): Synovial fluid analyses detect und differentiateproteoglycan metabolism in canine experimental models of osteoarthritis anddisuse atrophy. Agents and actions supplements 39, 63-67.

RATCLIFFE, A., FLATOW, E.L., ROTH, N., SAED-NEJAD, F. und BIGLIANI, L.U.(1996): Biochemical markers in synovial fluid identify early osteoarthritis of theglenohumeral joint. Clinical of orthopaedics and related articles (330), 45-53.

REICHLING, T. (1986): Zur Morphologie des Stratum synoviale, einelichtmikroskopische, transmissions-elektronenmikroskopische undrasterelektronenmikroskopische Untersuchung der Synovialzellen des Menschen.Mainz, Univ., Fachbereich Med., Diss.

RONEUS, B., LINDBLAD, A., LINDHOLM, A. und JONES, B. (1993): Effects ofintraarticular corticosteroid and sodium hyaluronate injections on synovial fluidproduction and synovial fluid content of sodium hyaluronate and proteoglycans innormal equine joints. Zentralblatt der Veterinärmedizin 40, 10-16.

RUCKES, J. (1961): Experimentelle Untersuchungen über die Resorptionsfähigkeit desStratum synoviale. Zeitschrift für Zellforschung 55, 313-369.

72

SAARI, H. und KONTTINEN, Y.T. (1989): Determination of synovial fluid hyaluronateconcentration und polymerisation by high performance liquid chromatography.Annals of the rheumatic diseases 48 (7), 565-570.

SANDER, T. (1990): Synoviauntersuchungen - im Besonderen die Bestimmung derHyaluronsäure bei an Corpora libera im Talokruralgelenk erkrankten undarthroskopisch behandelten Pferden. Hannover, Tierärztliche Hochschule, Diss.

SCHENCK, M. und KOLB, E. (1990): Enzyme. In: SCHENK, M., KOLB, E.: Grundrissder physiologischen Chemie. Gustav Fischer, Jena, 101-131.

SCHILLING, F. (1981): Gelenkpunktate: Synovia-Analyse in der Praxis. Diagnostik 18(31), 28-35.

SCHIRLE, S. (1995): Vergleichende Polyakrylamidgel-Elektrophorese. Untersuchung derSynovia des Kaninchenkniegelenkes nach experimenteller IgG-Arthritis. Mainz,Univ., Fachbereich Med., Diss.

SCHOSSER-HOPPSTOCK, E. (1989): Hemmstoffe der Hyaluronatsynthase-Identifizierung, Isolierung und Charakterisierung und ihre Wirkung aufZellfunktionen. München, Univ., Diss.

SCHOSSIER, N. (1986): Arthrotische Veränderungen im Fesselgelenk des Pferdes undihre Beziehung zu mikroskopisch nachweisbarem Knorpelabrieb in derSynovialflüssigkeit. Hannover, Tierärztl. Hochschule, Diss.

SCHUBA, S. (1993): Gelenkkapselverhältnisse an gesunden Zehengelenken der Vorder-und Hintergliedmaßen des Pferdes. Hannover, Tierärztliche Hochschule, Diss.

SCHULZ, L.C. und DÄMMRICH, K. (1991): Gelenke. In: SCHULZ, L.C.: Pathologieder Haustiere Teil 1, Gustav Fischer, Jena, 727-756.

SCHWYZER, A. (1981): Einfluss der Bewegung im Schritt auf die Synovia der vorderenFesselgelenke beim Pferd. Zürich, Univ., Veterinärmed. Fak., Diss.

SEYFARTH, H. (1956): Gelenkergüsse und Gelenkresorption. J. A. Barth, Leipzig.

SIOZOS, C. (1980): Alkalische Phosphatase und Gamma-Glutamyl-Transpeptidase beider chronischen Polyarthritis. Hannover, Med. Hochschule, Diss.

SMITH, G.N., HASTY, K.A., YU, L.P., LAMBERSON, K.S., MICKLER, E.A. undBRUNDT, K.D. (1991): Cleavage of Type XI collagen fibers by extracts ofosteoarthritic canine cartilage. Matrix 11, 36-42.

SOWA, G.E. (1992): Experimentelle Untersuchungen zur Pathobiochemie undChemielumineszenz von Synovialflüssigkeit bei verschiedenenGelenkerkrankungen. München, Techn. Univ., Diss.

SPIERS, S., MAY, S.A., BENNETT, D. und EDWARDS, G.B. (1994): Cellular sourcesof proteolytic enzymes in equine joints. Equine veterinary Journal 26 (1), 43-47.

73

STAUDENMAYER, H. (1988): Semiquantitative histologische Untersuchungen dersynovialen Kapsel nach tierexperimenteller mikrotraumatischer Gelenkbelastung.Dresden, Med. Akad. Wissenschaftl. Rat, Diss.

STRAND, E., MARTIN, G.S., CRAWFORD, M.P., KAMERLING, S.G. und BURBA,D.J. (1998): Intra-articular pressure, elastance and range of motion in healthy andinjured racehorse metacarpophalangeal joints. Equine veterinary Journal 30 (6),520-527.

STROM, H., ALEXUNDERSEN, S., POULSEN, O.M. und HAU, J. (1989): Synovialfluid proteins in degenerative joint disease in dogs. Veterinary immunology andimmunopathology 22 (2), 187-196.

TRZENSCHIK, K. (1986): Der Einfluss des pH-Wertes der Synovialflüssigkeit auf denGelenkknorpel im Tierexperiment unter besonderer Berücksichtigungrasterelektronenmikroskopischer Untersuchungen. Berlin, Humboldt-Univ., Diss.

TSCHAIKOWSKY, K.O. (1985): Synthese und Sekretion von lysosomalen Enzymen undvon Komplementfaktoren durch stimulierte und nicht stimuliertePeritonealmakrophagen des Meerschweinchens. Erlangen-Nürnberg, Friedrich-Alexander-Univ., Med. Fak., Diss.

TSCHUDI, S. (1993): Labordiagnostik in der Chirurgie. In: DÄMMRICH, K., BRASS,W. und WINTZER, H.J.: Allgemeine Chirurgie für Tierärzte und Studierende. 2.Aufl., Parey, Berlin, Hamburg, 358-368.

TULAMO, R.-M., BRAMLAGE, L.R., GABEL, A.A. (1989): Sequential clinical andsynovial fluid changes associated with infectious arthritis in the horse. Equineveterinary Journal 21 (5), 325-331.

TULAMO, R.-M., HEISKANEN, T. und SALONEN, M. (1994): Concentration andmolecular weight distribution of hyaluronate in synovial fluid from clinicallynormal horses und horses with diseased joints. American Journal of Research 55(5), 710-715.

UHLHORN, H. und CARLSTEN, J. (1999): Retrospective study of subchondral sclerosisand lucency in the third carpal bone of Standardbred trotters. Equine veterinaryJournal 31 (6), 500-505.

VAN DEN HOOGEN, B.M., VAN DE LEST, C.H., VAN WEEREN, P.R., LAFEBER,F.P., LOPES-CARDOZO, M., VAN GOLDE, L.M. und BARNEVELD, A.(1998): Loading-induced changes in synovial fluid affect cartilage metabolism.British Journal of Rheumatology 37 (6), 671-676.

VAN DER HEIJDEN, I.M., WILBRINK, B., VIJE, A.E., SCHOULS, L.M.,BREEDVELD, F.C. und TAK, P.P. (1999): Detection of bacterial DNA in serialsynovial samples obtained during antibiotic treatment from patients with septicarthritis. Arthritis and rheumatism 42 (10), 198-203.

VAN PELT, R.W. (1974): Interpretation of Synovial Fluid Findings in the Horse. TheJournal of the American Veterinary Medical Association 164 (1), 91-95.

74

VAN WEEREN, P.R., BRAMA, P.A.J., BEEKMANN, B. und KOPPELE, J.M. (1998):Matrix Metalloproteinase Activity in Synovial Fluid from normal, osteoarthriticund osteochondritic Equine Joints. Seventh annual scientific meeting, EuropeanCollege of Verterinary Surgeons, Seeburg, Pörtschach, Austria, 159-161.

VICKERS, K.L. und ROSS, M.W. (1996): Atypical villonodular synovitis in a horse. TheJournal of the American Veterinary Medical Association 209 (9), 1602-1603.

VOJTISEK, O. und SUSTA, A. (1985): Zytologie des Gelenkpunktates bei rheumatischenKrankheiten. Schwarzeck-Verlag, München.

VON RECHENBERG, B., MCILWRAITH, C.W., AKENS, M.K., FRISBIE, D.D. undLEUTENEGGER, C. (2000): Spontaneous production of nitric oxide (NO),prostaglandin und neutral metalloproteinases (NMPs) in media of explant ofequine synovial membrane and articular cartilage from normal and osteoarthriticjoints. Equine veterinary Journal 32 (2), 140-150.

WEH, L., BINZUS, G., DAHMEN, G. und JANN, A. (1984): Über den Einfluss vonAchsenfehlstellungen auf die LDH-Isoenzyme in Knorpel und Synovialis beiGonarthrose. Zeitschrift für Orthopädie und ihre Grenzgebiete 31, 406-409.

WELLS, A.F., KLARESKOG, L., LINDBLAD, S. und LAURENT, T.C. (1992):Correlation between increased hyaluronan localized in arthritic synovium and thepresence of proliferating cells. A role for macrophage-derived factors. Arthritis andrheumatism 35 (4), 391-396.

WILBRINK, B., VAN DER HEIJDEN, I.M., SCHOULS, L.M., VAN EMBDEN, J.D.,HAZES, J.M., BREEDVELD, F.C. und TAK, P.P. (1998): Detection of bacterialDNA in joint samples from patients with undifferentiated arthritis and reactivearthritis, using polymerase chain reaction with universal 16S ribosomal RNAprimers. Arthritis and rheumatism 41 (3), 535-543.

WISSDORF, H., OTTO, B., HERTSCH, B., STADTBÄUMER, G. und HUSKAMP, B.(1998): Schultergliedmaße. In: H. WISSDORF, H. GERHARDS und HUSKAMP,B.: Praxisorientierte Anatomie des Pferdes. Schaper, Alfeld, Hannover, 279-393.

WRIGHT, I.M., PHILLIPS, T.J. und WALMSLEY, J.P. (1999): Endoscopy of thenavicular bursa: A new technique for the treatment of contaminated and septicbursae. Equine veterinary Journal 31 (1), 5-11.

YOUSSEF, P.P., KRAAN, M.C., BREEDVELD, F.C., BRESNIHAN, B., CASSIDY, N.,CUNNANE, G., EMERY, P., FITZGERALD, O., KANE, D., LINDBLAD, S.,REECE, R., VEALE, D. und TAK, P.P. (1998): Quantitative microscopic analysisof inflammation in rheumatoid arthritis synovial membrane samples selected atarthroscopy compared with samples obtained blindly by needle biopsy. Arthritisand rheumatism 41 (4), 663-669.

ZEHNER, H. (1998): Vergleich der synovialen Reaktionen nach konventionellen undlaserchirurgischen Knorpelalterationen an Kniegelenken von Schweinen. Medizinund Technik Band 6/98.

75

ZEIDLER, H., WEITZEL, O. und VON WILMOWSKY, H. (1980): Synoviaanalyse beientzündlichen und nichtentzündlichen Gelenkerkrankungen. Acta rheumatologicaScandinavica 5, 329-332.

76

8 ANHANG

Tabelle 12: Probandendatei

Pferd Rasse Rassegruppe Geschlecht Alter �Jahre� Gewicht �kg� Stockmaß �cm�

1 Vollblut Vollblut Hengst 20 480 1702 Warmblut Warmblut Wallach 16 650 1753 Haflinger Pony+Kleinpfd Hengst 2 380 1354 Holsteiner Warmblut Stute 11 600 1685 Warmblut Warmblut Wallach 17 540 1706 Pony Pony+Kleinpfd Wallach 20 230 1257 Warmblut Warmblut Wallach 19 520 1558 Fjordpferd Pony+Kleinpfd Stute 18 370 1409 Trakehner Warmblut Stute 18 490 17010 Warmblut Warmblut Stute 18 400 15511 Warmblut Warmblut Wallach 12 510 16512 Hannoveraner Warmblut Wallach 5 650 17513 Kaltblut Kaltblut Hengst 2 600 15014 Haflinger Pony+Kleinpfd Wallach 12 400 14015 Hannoveraner Warmblut Wallach 2 450 15616 Warmblut Warmblut Stute 7 480 15017 Warmblut Warmblut Wallach 2 520 16618 Norweger Pony+Kleinpfd Stute 13 300 13819 Haflinger Pony+Kleinpfd Hengst 0,8 220 13020 Haflinger Pony+Kleinpfd Hengst 1,5 300 13521 Trakehner Warmblut Stute 8 600 17322 Pony Pony+Kleinpfd Stute 2 350 14023 Warmblut Warmblut Stute 12 530 16824 Warmblut Warmblut Wallach 2,5 500 16025 Haflinger Pony+Kleinpfd Wallach 4 380 14026 Haflinger Pony+Kleinpfd Hengst 0,8 140 11527 Haflinger Pony+Kleinpfd Hengst 0,8 120 11028 Haflinger Pony+Kleinpfd Hengst 0,8 130 11529 Schweres Warmblut Warmblut Stute 3 560 15730 Kaltblut Kaltblut Wallach 5 720 16531 Kaltblut Kaltblut Stute 5 700 15832 Kaltblut Kaltblut Stute 10 680 16333 Hannoveraner Warmblut Stute 3 560 17634 Schweres Warmblut Warmblut Stute 11 650 16235 Warmblut Warmblut Wallach 7 580 17236 Warmblut Warmblut Stute 14 550 16237 Hannoveraner Warmblut Stute 15 560 17438 Warmblut Warmblut Wallach 9 510 16339 Warmblut Warmblut Wallach 7 600 170

77

Tabelle 13: Probanden - Daten

Pferd Gelenk Seite Umfang�cm�

Farbe Trübung Faden�cm�

Beimengung pH TP�g/l�

1 VFW-M links 32,5 zitronengelb geringgr. 6,5 Flocken 7,5 18,31 VFW-M rechts 37 orange geringgr. 4 Flocken 7,7 20,091 Fessel links 27 hellgelb geringgr. 6,5 keine 7,4 14,51 Fessel rechts 27,5 zitronengelb geringgr. 6 keine 7,5 13,08

1 Krone links 26,6 zitronengelb geringgr. 5,5 keine 7,5 16,681 Krone rechts 26,9 zitronengelb geringgr. 6,5 Flocken 7,5 16,921 Huf links 32,5 zitronengelb geringgr. 1,5 keine 8,3 16,641 Huf rechts 37 zitronengelb geringgr. 1,5 keine 8 16,212 VFW-M. links 34 orange geringgr. 15 Blut 8 19,092 VFW-M. rechts 34,5 zitronengelb keine 7,5 keine 8 14,72 Fessel links 30,5 bernsteinfarben geringgr. 5 Flocken 7,5 19,532 Fessel rechts 31 bernsteinfarben geringgr. 20 Flocken 7,5 16,772 Krone links 30,1 zitronengelb keine 7,5 keine 7,8 15,622 Krone rechts 30,4 zitronengelb keine 8,5 keine 7,5 15,332 Huf links 40,5 orange geringgr. 3 keine 8 17,72 Huf rechts 40,5 orange geringgr. 5 keine 8,2 17,033 VFW-M. links 31,5 hellgelb keine 4,5 Flocken 7,5 14,873 VFW-M. rechts 31,5 hellgelb keine 5 Flocken 7,5 14,753 Fessel links 29,5 orange geringgr. 20 Pkt. Blut 8 18,633 Fessel rechts 30 blassgelb keine 20 keine 7,5 12,483 Krone links 38,2 blassgelb keine 8 keine 7,5 13,263 Krone rechts 38 blassgelb keine 8 keine 7,5 12,983 Huf links 39 gelb keine 3,5 keine 8 15,213 Huf rechts 39,5 gelb keine 4,5 keine 8 14,834 VFW-M. links 32,5 bernsteinfarben keine 5,5 keine 7,5 16,264 VFW-M. rechts 32,5 hellgelb keine 4 keine 7,5 15,14 Fessel links 27 blassgelb keine 5 keine 7,3 10,924 Fessel rechts 27 blassgelb keine 5 keine 7,5 11,034 Krone links 26,5 blassgelb keine 3 keine 7,7 14,024 Krone rechts 26,7 blassgelb keine 4 keine 8 15,54

78

Fortsetzung Tabelle 13:

Pferd Gelenk Seite Umfang�cm�

Farbe Trübung Faden�cm�

Beimengung pH TP�g/l�

4 Huf links 39 gelb keine 4 keine 7,8 15,414 Huf rechts 39,5 hellgelb keine 3,5 keine 7,7 15,75 VFW-M. links 30 hellgelb keine 8 keine 8,5 14,785 VFW-M. rechts 30,5 hellgelb keine 8,5 keine 8,5 14,95 Fessel links 26,5 hellgelb keine 7,5 keine 8,5 11,815 Fessel rechts 26 blassgelb keine 7 keine 8,5 12,325 Krone links 24,6 blassgelb keine 4 keine 7,5 14,965 Krone rechts 24,9 blassgelb keine 3,5 keine 7,5 14,945 Huf links 36 gelb keine 4,5 keine 7,6 16,25 Huf rechts 36 hellgelb keine 4 keine 7,6 14,826 VFW-M. links 23 hellgelb geringgr. 7,5 Flocken 7,5 16,976 VFW-M. rechts 23 bernsteinfarben keine 12 keine 8 176 Fessel links 23 bernsteinfarben keine 17 Flocken 8 18,056 Fessel rechts 23,5 bernsteinfarben geringgr. 8,5 keine 7,5 18,626 Krone links 19,8 blassgelb keine 3 keine 7,5 14,646 Krone rechts 20,2 blassgelb keine 2,5 keine 7,5 14,026 Huf links 31,5 gelb keine 2,5 keine 7,7 14,526 Huf rechts 31 gelb geringgr. 2,5 keine 8 16,697 VFW-M. links 31 hellgelb keine 9 keine 8 15,717 VFW-M. rechts 31 hellgelb geringgr. 15 Pkt. Blut 8 17,817 Fessel links 29 blassgelb keine 5 keine 8 12,57 Fessel rechts 29 hellgelb geringgr. 12 keine 8 15,057 Krone links 27,7 hellgelb keine 4 keine 7,7 14,587 Krone rechts 28 hellgelb keine 3,5 keine 7,5 15,17 Huf links 38 hellgelb keine 4,5 keine 8 15,267 Huf rechts 38 gelb keine 4,5 Flocken 7,7 15,368 VFW-M. links 28,5 blassgelb geringgr. 12 keine 8 15,738 VFW-M. rechts 28,5 blassgelb geringgr. 12 Flocken 8 16,78 Fessel links 27,5 hellgelb keine 6,5 keine 7,6 15,38 Fessel rechts 27,5 blassgelb keine 7 keine 7,7 13,9

79

Fortsetzung Tabelle 13:

Pferd Gelenk Seite Umfang�cm�

Farbe Trübung Faden�cm�

Beimengung pH TP�g/l�

8 Krone links 26,4 gelb keine 4,5 keine 7,6 13,848 Krone rechts 26 hellgelb keine 3,5 keine 7,6 14,88 Huf links 38,5 gelb keine 4 keine 7,8 15,018 Huf rechts 38,8 zitronengelb keine 4 keine 7,8 15,369 VFW-M. links 32,5 gelb geringgr. 4,5 Flocken 8 20,269 VFW-M. rechts 32,5 blassgelb keine 3,5 keine 7,5 14,759 Fessel links 29 blassgelb keine 4 Flocken 7,5 15,049 Fessel rechts 28,5 blassgelb keine 3 keine 7,5 13,719 Krone links 28,1 hellgelb keine 5 keine 7,5 16,179 Krone rechts 27,6 hellgelb keine 4,5 keine 7,5 15,479 Huf links9 Huf rechts 38,5 hellgelb keine 4,5 keine 7,6 14,910 VFW-M. links 28 zitronengelb keine 14 keine 7,5 14,4210 VFW-M. rechts 27,5 gelb keine 10 keine 7,5 13,910 Fessel links 27 zitronengelb keine 13 keine 7,5 12,9510 Fessel rechts 27 gelb keine 10 keine 7,5 14,1210 Krone links 26 hellgelb keine 5,5 keine 7,6 13,9110 Krone rechts 26,6 hellgelb keine 4 keine 7,7 13,7710 Huf links 35 zitronengelb keine 15 keine 8 14,4310 Huf rechts 34,5 orange keine 16 keine 8 18,6711 VFW-M. links 32 gelb geringgr. 6 keine 7,5 17,5211 VFW-M. rechts 31,7 gelb keine 15 keine 7,5 14,2711 Fessel links 30 blassgelb keine 11 keine 7,6 11,911 Fessel rechts 29,3 blassgelb keine 20 keine 7,5 12,2611 Krone links 29 blassgelb keine 6 keine 7,5 14,511 Krone rechts 18,8 blassgelb keine 5 keine 7,6 15,4111 Huf links 38,3 blassgelb keine 1 Pkt. Blut 8,5 16,8311 Huf rechts 38,4 hellgelb keine 5,5 keine 7,8 14,7512 VFW-M. links 33,5 gelb keine 15 keine 8 13,46

80

Fortsetzung Tabelle 13:

Pferd Gelenk Seite Umfang�cm�

Farbe Trübung Faden�cm�

Beimengung pH TP�g/l�

12 VFW-M. rechts 34 gelb geringgr. 14 keine 7,5 17,6912 Fessel links 29,5 gelb mittelgr. 10 Pkt. Blut 7,5 21,212 Fessel rechts 30 gelb keine 15 keine 7,5 14,5412 Krone links 28,9 hellgelb geringgr. 2,5 keine 8 12,3512 Krone rechts 28,2 hellgelb geringgr. 2,5 keine 7,6 13,2312 Huf links 39,5 hellgelb geringgr. 2,5 Schlieren 8 16,5812 Huf rechts 39 hellgelb geringgr. 3 Schlieren 8 16,4813 VFW-M. links 37 gelb geringgr. 5 keine 8,5 15,713 VFW-M. rechts 37,5 orange mittelgr. 12 Pkt. Blut 7,5 20,3613 Fessel links 41,8 orange mittelgr. 16 Pkt. Blut 7,4 20,713 Fessel rechts 41,5 orange mittelgr. 3,5 Blut 8,5 23,1313 Krone links 39,1 gelb geringgr. 2,5 Flocken 7,3 17,8513 Krone rechts 39,6 gelb geringgr. 3 Schlieren 7,5 18,6613 Huf links 51 orange geringgr. 7 keine 7 17,8213 Huf rechts 52,5 hellgelb keine 4 keine 7,5 15,3614 VFW-M. links 31 bernsteinfarben geringgr. 12 Flocken 7,5 17,5114 VFW-M. rechts 30,5 bernsteinfarben geringgr. 13 keine 7,5 17,4714 Fessel links 30,5 blassgelb keine 13 keine 7,7 12,814 Fessel rechts 31 blassgelb keine 12 keine 7,5 13,3814 Krone links 27,9 blassgelb keine 6,5 keine 7,7 14,4114 Krone rechts14 Huf links14 Huf rechts 40,3 blassgelb keine 3 keine 8,5 14,8115 VFW-M. links 33,5 orange geringgr. 13,5 keine 8 19,6315 VFW-M. rechts 33 zitronengelb keine 17 keine 7,5 15,4815 Fessel links 31 hellgelb keine 13 keine 7,6 13,9115 Fessel rechts 31 hellgelb geringgr. 13 Flocken 7,5 16,6915 Krone links 29 blassgelb keine 6 keine 7,6 15,8615 Krone rechts 28,5 blassgelb keine 5 keine 8 14,71

81

Fortsetzung Tabelle 13:

Pferd Gelenk Seite Umfang�cm�

Farbe Trübung Faden�cm�

Beimengung pH TP�g/l�

15 Huf links 39,5 blassgelb keine 8 keine 7,8 15,7615 Huf rechts 40 blassgelb geringgr. 9 Pkt. Blut 8 16,2216 VFW-M. links 29 gelb mittelgr. 4,5 Flocken 7,5 18,9416 VFW-M. rechts 28,5 gelb keine 7 keine 7,5 13,0316 Fessel links 26 blassgelb geringgr. 10 keine 7,5 16,416 Fessel rechts 25,7 blassgelb keine 16,5 keine 7,5 15,2116 Krone links 24,8 hellgelb keine 4 keine 7,6 15,6116 Krone rechts 25 blassgelb keine 5,5 keine 7,6 13,8516 Huf links 33,5 blassgelb keine 6,5 keine 7,9 14,9316 Huf rechts 33,5 hellgelb keine 1,3 keine 7,5 14,517 VFW-M. links 32,5 hellgelb keine 14 Pkt. Blut 7,5 17,1417 VFW-M. rechts 32,8 orange mittelgr. 8,5 Pkt. Blut 7,5 18,3917 Fessel links 30 gelb geringgr. 5,5 Pkt. Blut 7 18,417 Fessel rechts 29,5 blassgelb keine 9,5 keine 7,5 13,6117 Krone links 28 blassgelb keine 2 keine 8 15,2217 Krone rechts 28,2 gelb keine 4,5 keine 7,7 13,7617 Huf links17 Huf rechts18 VFW-M. links 27,5 zitronengelb keine 19 Flocken 7,6 14,8118 VFW-M. rechts 27 gelb geringgr. 20,5 keine 7,5 15,4718 Fessel links 28 hellgelb keine 16 keine 7,6 11,8718 Fessel rechts 27,5 gelb keine 15,5 keine 7,5 12,1518 Krone links 26 blassgelb keine 11 keine 7,5 15,3718 Krone rechts 26,3 hellgelb keine 9,5 keine 7,5 15,0918 Huf links 36 hellgelb keine 9 keine 7,3 1518 Huf rechts 36,5 gelb keine 3,5 keine 7,6 14,5719 VFW-M. links 25,7 hellgelb geringgr. 14 keine 7,5 15,5619 VFW-M. rechts 26 gelb geringgr. 11 keine 7,5 15,7319 Fessel links 25 orange keine 15 keine 7,5 18,6

82

Fortsetzung Tabelle 13:

Pferd Gelenk Seite Umfang�cm�

Farbe Trübung Faden�cm�

Beimengung pH TP�g/l�

19 Fessel rechts 24,7 blassgelb keine 14,5 keine 7,5 15,5319 Krone links 23,2 blassgelb keine 3,5 keine 7,5 14,8419 Krone rechts 23,6 blassgelb keine 1,5 keine 7,5 15,3819 Huf links 31 hellgelb keine 1,5 keine 6,5 15,2819 Huf rechts 30,5 gelb keine 3 keine 6,5 14,8520 VFW-M. links 27 zitronengelb keine 16 keine 7,5 15,2820 VFW-M. rechts 26,5 gelb keine 15 keine 7,5 14,5720 Fessel links 26,5 blassgelb keine 15,5 keine 7,7 12,920 Fessel rechts 26 orange geringgr. 10,5 keine 7,5 15,7220 Krone links 25 blassgelb keine 5 keine 7,5 15,4820 Krone rechts 25,3 blassgelb keine 4,5 keine 7,5 15,5220 Huf links 32,7 hellgelb keine 2,5 keine 8 15,120 Huf rechts 33,6 blassgelb geringgr. 4,5 keine 8 17,121 VFW-M. links 31,5 gelb keine 17 keine 7,6 14,2321 VFW-M. rechts 31 hellgelb keine 12,7 keine 8 13,8921 Fessel links 26,5 hellgelb keine 16 keine 7,5 13,421 Fessel rechts 27,5 hellgelb geringgr. 13,5 keine 7,5 15,8721 Krone links 25,8 hellgelb geringgr. 4,5 keine 7,5 17,3221 Krone rechts 25,5 hellgelb keine 5,5 keine 7,6 13,9621 Huf links 35,5 gelb keine 6,5 Flocken 7,7 15,5721 Huf rechts 36 gelb keine 13,5 keine 7,5 14,0122 VFW-M. links 25,2 hellgelb keine 13,5 keine 7,5 12,6822 VFW-M. rechts 25 hellgelb keine 13,5 Pkt. Blut 7,7 16,0222 Fessel links 24 blassgelb keine 9 keine 7,5 12,622 Fessel rechts 24 blassgelb keine 17 keine 7,5 13,9722 Krone links 22,7 blassgelb keine 5,5 keine 7,5 14,8222 Krone rechts 22,9 blassgelb keine 5 keine 7,5 14,6922 Huf links 30,8 bernsteinfarben keine 4 keine 8 16,6822 Huf rechts 30,5 hellgelb geringgr. 5,5 Pkt. Blut 8 16,22

83

Fortsetzung Tabelle 13:

Pferd Gelenk Seite Umfang�cm�

Farbe Trübung Faden�cm�

Beimengung pH TP�g/l�

23 VFW-M. links 26,7 zitronengelb keine 13 keine 7,7 12,6423 VFW-M. rechts 27 orange geringgr. 14 keine 7,5 18,0323 Fessel links 25 zitronengelb keine 12,5 keine 8 11,7323 Fessel rechts 25,5 gelb keine 13 keine 7,5 14,0523 Krone links 24 blassgelb keine 5 keine 7,6 13,723 Krone rechts 23,7 hellgelb keine 6 keine 7,6 14,7723 Huf links 39,5 gelb keine 3,5 keine 7,7 14,3123 Huf rechts 40 zitronengelb keine 13,5 keine 7,8 13,2924 VFW-M. links 28,2 blassgelb keine 2 keine 7,5 16,1224 VFW-M. rechts 32,2 blassgelb keine 3,5 keine 7 14,2624 Fessel links 29 blassgelb geringgr. 4,5 Flocken 7,5 16,4924 Fessel rechts 28 blassgelb keine 1,5 keine 8 13,8924 Krone links 27,6 blassgelb geringgr. 2 keine 8 17,2324 Krone rechts 27,3 blassgelb keine 0,5 keine 8 15,4524 Huf links 35,3 blassgelb keine 3,5 keine 8 15,0924 Huf rechts 34,2 blassgelb keine 1,5 keine 8 15,6825 VFW-M. links 28,5 bernsteinfarben geringgr. 11 Flocken 7,5 18,225 VFW-M. rechts 29 bernsteinfarben geringgr. 11 Schlieren 7,5 18,6725 Fessel links 25,5 hellgelb geringgr. 9,5 keine 7,5 16,525 Fessel rechts 25,8 hellgelb geringgr. 11,5 keine 7,5 16,1225 Krone links 24,9 hellgelb geringgr. 3 keine 7,5 16,0525 Krone rechts 24,4 hellgelb keine 5,5 keine 7,7 14,8125 Huf links 33,5 zitronengelb keine 5,5 keine 7,5 15,2625 Huf rechts 33,8 bernsteinfarben keine 3 keine 7,5 15,9526 VFW-M. links 28 hellgelb geringgr. 9 keine 7,6 17,9426 VFW-M. rechts 28,3 hellgelb geringgr. 7,5 Schlieren 7,7 18,5626 Fessel links 24 zitronengelb keine 10,5 keine 7,8 10,926 Fessel rechts 23,5 zitronengelb keine 10,5 keine 8 11,9326 Krone links 23 hellgelb keine 4,5 keine 7,6 15,86

84

Fortsetzung Tabelle 13:

Pferd Gelenk Seite Umfang�cm�

Farbe Trübung Faden�cm�

Beimengung pH TP�g/l�

26 Krone rechts 22,7 blassgelb keine 6,5 keine 7,7 15,1326 Huf links 38,8 zitronengelb keine 3,5 keine 7,4 16,4226 Huf rechts 28,5 zitronengelb keine 2,5 keine 8 15,927 VFW-M. links 27 hellgelb keine 7,5 keine 7,6 12,5327 VFW-M. rechts 27,3 blassgelb keine 9 keine 7,5 13,327 Fessel links 24 blassgelb keine 11 Pkt. Blut 7 18,1427 Fessel rechts 24,5 zitronengelb keine 8,5 keine 7 13,9927 Krone links 23,1 blassgelb keine 5 keine 7,7 13,9827 Krone rechts 23,5 blassgelb keine 6 keine 7,5 14,1427 Huf links 29 blassgelb keine 5 keine 7,8 14,9927 Huf rechts 28,5 blassgelb keine 5,5 keine 8 15,1828 VFW-M. links 25 hellgelb geringgr. 8,5 keine 7,5 16,0128 VFW-M. rechts 26,2 gelb keine 7 keine 7,4 14,8228 Fessel links 23,5 blassgelb keine 4,5 Pkt. Blut 7,5 17,9228 Fessel rechts 23,5 zitronengelb keine 8 keine 7,9 14,6628 Krone links 22,8 gelb keine 1 keine 8 14,3628 Krone rechts 23 hellgelb keine 6 keine 7,6 16,9628 Huf links 28,6 hellgelb keine 1,5 keine 7,6 13,3428 Huf rechts 28,4 zitronengelb keine 2 Flocken 7,7 13,1729 VFW-M. links 29 zitronengelb keine 14 keine 7,5 13,6929 VFW-M. rechts 29,3 zitronengelb keine 13,5 keine 7,5 13,7829 Fessel links 28,5 blassgelb keine 10,5 keine 7,6 11,829 Fessel rechts 28,5 blassgelb geringgr. 11 keine 7,5 13,4529 Krone links 28,2 hellgelb keine 4,5 keine 7,6 13,9329 Krone rechts 28,6 hellgelb keine 4 keine 7,7 14,7329 Huf links 34,4 hellgelb keine 3,5 keine 8 14,5329 Huf rechts 34 hellgelb keine 3 Pkt. Blut 8 14,8730 VFW-M. links 30,5 zitronengelb geringgr. 11,5 keine 7,5 15,37

85

Fortsetzung Tabelle 13:

Pferd Gelenk Seite Umfang�cm�

Farbe Trübung Faden�cm�

Beimengung pH TP�g/l�

30 VFW-M. rechts 31 zitronengelb keine 12,5 Pkt. Blut 7,6 17,6330 Fessel links 39,2 blassgelb geringgr. 7,5 keine 7,6 16,3430 Fessel rechts 39,4 blassgelb geringgr. 6,5 keine 7,4 16,7430 Krone links 39 hellgelb keine 4 keine 7,7 15,330 Krone rechts 39,2 hellgelb keine 4,5 keine 7,5 15,4930 Huf links 48,5 gelb keine 4 keine 7,8 14,2930 Huf rechts 49,2 gelb keine 3,5 keine 7,7 14,6,031 VFW-M. links 35,5 zitronengelb keine 10,5 keine 7,6 13,9531 VFW-M. rechts 35,5 bernsteinfarben geringgr. 10 Flocken 7,5 18,7231 Fessel links 35,5 hellgelb keine 8 keine 7,7 13,231 Fessel rechts 35,7 hellgelb keine 7,5 keine 7,6 14,6831 Krone links 34,3 hellgelb keine 5,5 keine 7,6 14,5231 Krone rechts 34 blassgelb keine 3 keine 7,8 14,8131 Huf links 46,1 hellgelb keine 4 keine 7,5 13,9531 Huf rechts 46,4 hellgelb keine 4,5 keine 7,5 13,6232 VFW-M. links 33,9 bernsteinfarben mittelgr. 12,5 Pkt. Blut 8 19,7432 VFW-M. rechts 34,1 bernsteinfarben mittelgr. 10,5 Pkt. Blut 7,4 19,3832 Fessel links 33 blassgelb keine 17 keine 7,5 12,632 Fessel rechts 32,2 hellgelb geringgr. 12,5 keine 7,5 17,1232 Krone links 33 blassgelb keine 7 keine 7,5 14,9132 Krone rechts 33,5 hellgelb keine 15,5 keine 7,5 15,3332 Huf links 45,2 hellgelb keine 6,5 keine 8 15,5232 Huf rechts 45,5 blassgelb keine 9,5 keine 7,6 14,6733 VFW-M. links 35,5 orange mittelgr. 7 Pkt. Blut 7,4 20,3133 VFW-M. rechts 35,3 zitronengelb keine 9 keine 7,5 14,8333 Fessel links 30 zitronengelb keine 11,5 keine 7,6 13,2733 Fessel rechts 30,5 hellgelb keine 13 keine 8 14,0933 Krone links 28,1 hellgelb geringgr. 6,5 Flocken 7 17,6233 Krone rechts 28,8 blassgelb keine 7,5 keine 7,6 16,56

86

Fortsetzung Tabelle 13:

Pferd Gelenk Seite Umfang�cm�

Farbe Trübung Faden�cm�

Beimengung pH TP�g/l�

33 Huf links 39,5 zitronengelb keine 6,5 keine 7,3 15,6833 Huf rechts 39,8 zitronengelb keine 10,5 keine 8 15,3934 VFW-M. links 33,5 zitronengelb keine 6 keine 8 14,6534 VFW-M. rechts 34 orange geringgr. 8 Pkt. Blut 7,3 19,5734 Fessel links 32 zitronengelb keine 13,5 keine 7,5 13,634 Fessel rechts 32 zitronengelb geringgr. 7,5 keine 7,4 15,8334 Krone links 42,7 zitronengelb keine 5 keine 7,6 14,2934 Krone rechts 42,6 zitronengelb keine 5 keine 8 14,6,034 Huf links 44,6 hellgelb keine 4,5 keine 8 14,1634 Huf rechts 44,3 hellgelb geringgr. 4 Pkt. Blut 7,5 16,9635 VFW-M. links 35 zitronengelb keine 10,5 keine 8 13,9735 VFW-M. rechts 34,3 zitronengelb keine 12,5 Pkt. Blut 8 16,135 Fessel links 30,1 blassgelb keine 9 keine 7,5 13,435 Fessel rechts 29,9 blassgelb keine 13 keine 8 14,3435 Krone links 29,1 hellgelb keine 6 keine 8 13,9735 Krone rechts 29,3 gelb keine 6,5 keine 7,6 15,4235 Huf links 40 zitronengelb keine 4 Pkt. Blut 8 16,7235 Huf rechts 40,5 zitronengelb keine 3 keine 8 15,5336 VFW-M. links 30,6 hellgelb keine 4 keine 7,9 12,5736 VFW-M. rechts 30,6 bernsteinfarben keine 1,5 keine 7,5 12,736 Fessel links 29,5 hellgelb keine 4 Flocken 7,4 13,236 Fessel rechts 29 hellgelb geringgr. 4 Flocken 7,3 15,8536 Krone links 28 hellgelb keine 6 keine 7,7 15,9636 Krone rechts 28,3 hellgelb keine 4,5 keine 7,5 15,2836 Huf links 40,7 hellgelb keine 3 keine 7,8 14,8336 Huf rechts 40 hellgelb keine 3,5 keine 7,7 12,3537 VFW-M. links 34,5 hellgelb keine 4,5 keine 7,7 14,4937 VFW-M. rechts 34,4 gelb keine 3,5 keine 8 13,8537 Fessel links 28,5 bernsteinfarben geringgr. 8,5 keine 7,5 16,96

87

Fortsetzung Tabelle 13:

Pferd Gelenk Seite Umfang�cm�

Farbe Trübung Faden�cm�

Beimengung pH TP�g/l�

37 Fessel rechts 28,7 hellgelb keine 6 keine 7,5 15,0237 Krone links 27 hellgelb keine 1,5 keine 8,1 14,9437 Krone rechts 27,4 bernsteinfarben keine 0,5 keine 8 15,6737 Huf links 40,6 zitronengelb keine 2 keine 8 15,2137 Huf rechts 41 zitronengelb keine 1,5 Pkt. Blut 8 16,138 VFW-M. links 33,3 hellgelb keine 5 keine 7,5 15,3638 VFW-M. rechts 33,2 hellgelb keine 4,5 keine 7,5 14,9538 Fessel links 28 blassgelb keine 7,5 keine 7,7 12,838 Fessel rechts 28 blassgelb keine 7 keine 7,8 12,4238 Krone links 27,4 blassgelb keine 3 keine 7,5 15,6538 Krone rechts 27,2 blassgelb keine 2 Pkt. Blut 8 17,7238 Huf links 41 blassgelb geringgr. 1 Pkt. Blut 7,5 16,338 Huf rechts 41,2 blassgelb keine 0,5 keine 8,5 16,8139 VFW-M. links 33 bernsteinfarben geringgr. 8,5 keine 7,7 17,9239 VFW-M. rechts 33 zitronengelb keine 5 keine 7,5 14,4939 Fessel links 27,6 zitronengelb keine 8,5 keine 7,5 13,939 Fessel rechts 27,7 zitronengelb keine 8,5 keine 7,5 13,9439 Krone links 26,4 hellgelb keine 3,5 keine 7,7 13,7239 Krone rechts 26,7 hellgelb keine 3,5 keine 7,5 14,3539 Huf links 32,8 gelb keine 2,5 keine 7,8 14,9939 Huf rechts 32,7 blassgelb keine 3,5 keine 8,2 14,38

88

Tabelle 14: Probanden - Daten

Pferd Gelenk Seite Albumin/Globulin

Albumin�%�

Globulin�%�

Glucose�mmol/l�

Lactat�mmol/l�

AP�U/l�

LDH�U/l�

1 VFW-M. links 1,59 61,43 38,57 6,2 4,8 145,5 2761 VFW-M. rechts 1,5 59,93 40,07 5,8 5,3 105 301,81 Fessel links 1,72 63,29 36,71 5,5 5,2 144,5 268,71 Fessel rechts 1,54 60,57 39,43 5,7 6 149,5 2861 Krone links 1,49 59,83 40,17 4,8 7 79,2 261,61 Krone rechts 1,5 60,06 39,94 7,1 8,6 136,2 273,41 Huf links 1,45 59,13 40,87 5,5 6,8 176,7 269,21 Huf rechts 1,62 61,86 38,14 5,2 8,4 173,9 277,12 VFW-M. links 1,65 62,33 37,67 7,5 7,4 98,3 283,52 VFW-M. rechts 1,33 57,16 42,84 5,9 6,1 88,3 245,92 Fessel links 1,97 66,29 33,71 5,7 7 120,9 293,12 Fessel rechts 1,96 66,24 33,76 5,3 3,8 79,8 292,82 Krone links 1,51 60,2 39,8 5,6 11,4 68,4 248,32 Krone rechts 1,61 61,7 38,3 7,2 9,5 55,8 225,32 Huf links 1,48 59,63 40,37 5,4 5,9 73,5 310,42 Huf rechts 1,59 61,41 38,59 5,1 6,8 62,5 293,73 VFW-M. links 1,31 56,69 43,31 5,3 5,2 155,6 236,73 VFW-M. rechts 1,82 64,58 35,42 5,7 8,4 178,2 248,23 Fessel links 1,66 62,47 37,53 5,6 10,3 179,6 277,63 Fessel rechts 1,61 61,71 38,29 5,8 9,5 138,6 275,13 Krone links 1,59 61,36 38,64 5,2 7,2 162 183,43 Krone rechts 1,63 61,91 38,09 5,4 12,3 140,6 162,53 Huf links 1,71 63,05 36,95 5,2 11,7 175,9 194,53 Huf rechts 1,64 62,09 37,91 5,3 7,7 181,3 201,94 VFW-M. links 1,57 61,05 38,95 6,4 7 84 274,84 VFW-M. rechts 1,72 63,2 36,8 7,3 8 64,4 246,74 Fessel links 1,39 58,25 41,75 7 6,4 58,4 148,34 Fessel rechts 1,81 64,43 35,57 6,7 7,4 63,4 169,24 Krone links 1,67 62,53 37,47 6,8 8,7 52,3 205,8

89

Fortsetzung Tabelle 14:

Pferd Gelenk Seite Albumin/Globulin

Albumin�%�

Globulin�%�

Glucose�mmol/l�

Lactat�mmol/l�

AP�U/l�

LDH�U/l�

4 Krone rechts 1,6 61,56 38,44 6,4 6,7 73,5 226,94 Huf links 1,79 64,12 35,88 6,7 8,9 57,3 241,84 Huf rechts 1,35 57,51 42,49 6,2 9,4 63,3 199,85 VFW-M. links 1,53 60,43 39,57 6,5 4 82,5 202,85 VFW-M. rechts 1,45 59,21 40,79 5,4 6,1 132,9 225,75 Fessel links 1,56 60,88 39,12 5,6 6,7 78,3 193,55 Fessel rechts 1,58 61,3 38,7 5,9 5,5 100,2 155,45 Krone links 1,82 64,55 35,45 5,3 5,8 127,8 141,35 Krone rechts 1,66 62,38 37,62 4,8 6,4 75,2 113,45 Huf links 1,57 61,15 38,85 5,2 7,1 124,8 215,35 Huf rechts 1,43 58,78 41,22 5 7 87,5 245,26 VFW-M. links 1,5 60,06 39,94 7,8 3,2 69,3 287,56 VFW-M. rechts 1,19 54,31 45,69 6,2 5,8 132,8 282,36 Fessel links 1,74 63,47 36,53 6,3 4 110,2 187,46 Fessel rechts 1,68 62,64 37,36 5,9 6,1 157,8 2636 Krone links 1,55 60,74 39,26 4,8 3,1 134,7 68,96 Krone rechts 2,05 67,25 32,75 5,6 5,9 114,3 89,76 Huf links 1,72 63,28 36,72 4,9 3,2 150,6 93,66 Huf rechts 1,49 59,89 40,11 5,1 11,3 179,5 210,47 VFW-M. links 0,93 48,3 51,7 6,4 5,1 156 232,17 VFW-M. rechts 1,6 61,49 38,51 6,7 5,3 152,8 274,57 Fessel links 1,05 51,32 48,68 6,5 2,7 165 188,47 Fessel rechts 1,62 61,82 38,18 6,7 7,7 117,1 129,87 Krone links 1,64 62,05 37,95 5,6 8,6 126,9 253,77 Krone rechts 1,81 64,35 35,65 5,5 7,3 159,1 237,17 Huf links 1,46 59,28 40,72 5,1 10,2 162,1 247,97 Huf rechts 1,77 63,89 36,11 5,3 12,2 187,8 259,38 VFW-M. links 1,44 59 41 5,9 4,9 102 297,18 VFW-M. rechts 1,47 59,52 40,48 6,5 7,6 36,8 298,4

90

Fortsetzung Tabelle 14:

Pferd Gelenk Seite Albumin/Globulin

Albumin�%�

Globulin�%�

Glucose�mmol/l�

Lactat�mmol/l�

AP�U/l�

LDH�U/l�

8 Fessel links 1,17 54 46 7,2 8,4 49,6 241,98 Fessel rechts 1,86 65,03 34,97 7,9 8,7 89,7 236,38 Krone links 1,58 61,25 38,75 4,9 8,6 144,2 232,18 Krone rechts 1,49 59,81 40,19 4,9 6,8 159 242,88 Huf links 1,42 58,72 41,28 5,2 7,9 181,6 228,18 Huf rechts 1,69 62,83 37,17 4,8 9,4 159,1 193,69 VFW-M. links 1,55 60,76 39,24 5,6 5,1 143 278,49 VFW-M. rechts 1,16 53,75 46,25 6,6 6,1 78,3 237,69 Fessel links 1,63 61,93 38,07 6,4 3,7 147,6 187,29 Fessel rechts 1,44 58,95 41,05 6,5 4,9 128 187,29 Krone links 2,2 68,7 31,3 6,6 5,3 117 246,89 Krone rechts 1,9 65,53 34,47 6,6 10,1 127,8 256,99 Huf links9 Huf rechts 1,66 62,36 37,64 5,9 7,5 195,2 18710 VFW-M. links 0,98 49,42 50,58 5,7 3,5 68,4 213,310 VFW-M. rechts 1,23 55,06 44,94 5,6 3,7 155,1 221,910 Fessel links 1,11 52,53 47,47 5,4 4,3 103,4 240,610 Fessel rechts 1,59 61,43 38,57 5,1 5,3 96,7 210,410 Krone links 1,56 60,98 39,02 5,4 4,9 159,7 197,210 Krone rechts 1,56 60,91 39,09 5,5 4,4 139,5 236,410 Huf links 1,52 60,38 39,63 6,3 6,1 139,5 24910 Huf rechts 1,71 63,11 36,89 5,9 8,6 51 167,511 VFW-M. links 1,42 58,73 41,27 7,5 7 65,7 254,311 VFW-M. rechts 1,11 52,64 47,36 5,8 5 46,8 190,511 Fessel links 1,38 58 42 5,5 6,1 56,1 228,511 Fessel rechts 1,76 63,76 36,24 5,6 7,2 67,3 250,911 Krone links 1,59 61,44 38,56 5,7 6,1 53,5 249,511 Krone rechts 1,72 63,17 36,83 5,7 5 58,7 217,611 Huf links 1,44 59,01 40,99 5,7 5,5 87,7 236,2

91

Fortsetzung Tabelle 14:

Pferd Gelenk Seite Albumin/Globulin

Albumin�%�

Globulin�%�

Glucose�mmol/l�

Lactat�mmol/l�

AP�U/l�

LDH�U/l�

11 Huf rechts 1,37 57,82 42,18 5,9 4,4 34,4 111,912 VFW-M. links 1,48 59,63 40,37 7,8 4,9 32,5 167,612 VFW-M. rechts 1,6 61,48 38,52 5,6 4,9 105,2 268,412 Fessel links 1,98 66,42 33,58 5,6 7,3 87,2 296,312 Fessel rechts 1,09 52,12 47,88 7 7 81,5 246,112 Krone links 1,83 64,73 35,27 6 6,4 59,4 27412 Krone rechts 1,78 63,98 36,02 6,1 5 126,1 293,112 Huf links 1,44 58,94 41,06 6,2 12,7 84,1 210,512 Huf rechts 1,56 60,95 39,05 6,3 6,3 95,8 290,313 VFW-M. links 1,3 56,55 43,45 8 6,5 98,1 264,713 VFW-M. rechts 2,3 69,7 30,3 7,4 8,8 103 283,113 Fessel links 1,93 65,92 34,08 7,6 7,1 169,5 320,213 Fessel rechts 2,18 68,54 31,46 8 7,7 178,8 340,813 Krone links 1,97 66,37 33,63 6 10,4 117,1 289,313 Krone rechts 1,89 65,4 34,6 6,7 9,2 102,9 276,513 Huf links 1,48 59,73 40,27 5,4 8,1 122,6 285,613 Huf rechts 1,46 59,4 40,6 6,3 6,8 66,7 163,514 VFW-M. links 1,26 55,77 44,23 8,4 6,6 83,9 286,214 VFW-M. rechts 1,29 56,34 43,66 7,9 5,7 101,3 264,414 Fessel links 0,61 37,88 62,12 8,3 10,8 93,8 186,114 Fessel rechts 0,82 45,16 54,84 7,8 10,9 75,7 162,714 Krone links 1,55 60,72 39,28 8,2 7,9 70,8 182,114 Krone rechts14 Huf links14 Huf rechts 1,86 65,1 34,9 8,3 8,9 81,7 176,915 VFW-M. links 1,16 53,81 46,19 8,4 6,8 123,5 277,215 VFW-M. rechts 1 50,07 49,93 8,2 6,8 141,5 135,715 Fessel links 1,26 55,82 44,18 8,4 8,6 138,2 199,715 Fessel rechts 1,79 64,19 35,81 8,8 7,3 181,7 258,6

92

Fortsetzung Tabelle 14:

Pferd Gelenk Seite Albumin/Globulin

Albumin�%�

Globulin�%�

Glucose�mmol/l�

Lactat�mmol/l�

AP�U/l�

LDH�U/l�

15 Krone links 1,55 60,85 39,15 6,3 7,7 138,2 69,815 Krone rechts 1,44 58,95 41,05 5,4 10,8 145,7 159,715 Huf links 1,63 62,02 37,98 4,5 8,3 146,3 14715 Huf rechts 1,58 61,3 38,7 5,8 10,2 140,9 264,716 VFW-M. links 1,4 58,39 41,61 7,9 11,3 64,9 291,516 VFW-M. rechts 1,17 53,99 46,01 8,4 9,8 77,3 174,416 Fessel links 1,46 59,4 40,6 8,6 9,9 57,4 273,416 Fessel rechts 1,44 58,99 41,01 8 11,1 68,6 168,516 Krone links 1,59 61,32 38,68 3,9 6,9 46,8 239,416 Krone rechts 1,12 52,82 47,18 6,9 6,6 122,8 200,416 Huf links 1,48 59,73 40,27 5,1 12 70,2 69,916 Huf rechts 1,42 58,7 41,3 7,2 8,3 85,5 248,217 VFW-M. links 1,72 63,19 36,81 7,5 6,1 157,3 217,917 VFW-M. rechts 1,72 63,28 36,72 8,2 9 159,6 299,817 Fessel links 1,67 62,53 37,47 8,3 8,4 142,4 175,117 Fessel rechts 1,39 58,15 41,85 8,5 9,9 182,2 133,417 Krone links 1,4 58,37 41,63 4,4 11,2 138,7 193,817 Krone rechts 1,35 57,52 42,48 8,4 12,3 158,3 210,217 Huf links17 Huf rechts18 VFW-M. links 1,55 60,75 39,25 7,6 6,6 23,4 89,318 VFW-M. rechts 1,54 60,58 39,42 8,2 6,4 34,4 287,918 Fessel links 0,8 44,34 55,66 7,9 11 43,6 164,818 Fessel rechts 1,11 52,63 47,37 7,8 6,4 47,4 184,218 Krone links 1,53 60,42 39,58 5 10,6 239,5 193,418 Krone rechts 1,52 60,3 39,7 8,3 12,8 47,7 238,318 Huf links 1,72 63,17 36,83 6 12,2 39,4 211,718 Huf rechts 1,72 63,21 36,79 6,8 12,2 92,1 251,819 VFW-M. links 1,59 61,36 38,64 7 7 274,6 261,8

93

Fortsetzung Tabelle 14:

Pferd Gelenk Seite Albumin/Globulin

Albumin�%�

Globulin�%�

Glucose�mmol/l�

Lactat�mmol/l�

AP�U/l�

LDH�U/l�

19 VFW-M. rechts 1,6 61,51 38,49 7,5 8 257,9 274,819 Fessel links 1,36 57,62 42,38 7,8 7,6 242,9 172,419 Fessel rechts 1,1 52,31 47,69 8,2 7,5 261,9 18719 Krone links 1,23 55,25 44,75 4,5 12,5 240,9 236,219 Krone rechts 1,11 52,68 47,32 7,2 12,7 256,1 227,419 Huf links 1,71 63,06 36,94 5,3 8,4 218,4 254,119 Huf rechts 1,78 64,03 35,97 5,6 7,5 238 237,620 VFW-M. links 1,1 52,47 47,53 6,6 4,1 233,1 160,920 VFW-M. rechts 1,25 55,47 44,53 7,2 8,3 261,1 134,220 Fessel links 1,27 55,86 44,14 7,4 8,7 249,5 192,320 Fessel rechts 1,56 60,93 39,07 7,2 11,7 253,3 29720 Krone links 1,47 59,6 40,4 5,7 12,8 240,8 187,620 Krone rechts 1,4 58,41 41,59 8,2 6,8 267 22520 Huf links 1,75 63,59 36,41 6 8,5 249 231,820 Huf rechts 1,9 65,49 34,51 6,7 8,5 243,2 25921 VFW-M. links 1,71 63,08 36,92 7,1 7,1 83,7 231,621 VFW-M. rechts 1,53 60,4 39,6 7,6 5,1 35,2 151,621 Fessel links 0,99 49,68 50,32 7,3 5,1 94,2 175,521 Fessel rechts 1,11 52,65 47,35 7,6 11,7 102,1 159,121 Krone links 1,45 59,18 40,82 7,2 10,8 77,6 279,321 Krone rechts 1,19 54,43 45,57 6,4 7,5 112,4 198,121 Huf links 1,82 64,59 35,41 5,6 8,3 107,8 189,621 Huf rechts 1,73 63,38 36,62 8,1 8 90,4 231,122 VFW-M. links 1,45 59,17 40,83 8 4,4 110 174,522 VFW-M. rechts 2,09 67,59 32,41 6,5 3,7 132,1 16322 Fessel links 1,78 64,06 35,94 6,8 4,2 150 245,522 Fessel rechts 2,13 68,01 31,99 6,4 5,7 164 225,822 Krone links 1,82 64,49 35,51 6,3 4 164 219,722 Krone rechts 1,93 65,85 34,15 6,9 4,8 163 249,7

94

Fortsetzung Tabelle 14:

Pferd Gelenk Seite Albumin/Globulin

Albumin�%�

Globulin�%�

Glucose�mmol/l�

Lactat�mmol/l�

AP�U/l�

LDH�U/l�

22 Huf links 1,71 63,15 36,85 5,5 3,7 166,9 235,522 Huf rechts 1,8 64,28 35,72 8 5,4 168,6 244,723 VFW-M. links 1,66 62,36 37,64 7,2 6,6 53,8 200,823 VFW-M. rechts 1,25 55,49 44,51 7,5 7,2 73,9 294,123 Fessel links 0,97 49,35 50,65 7,4 4,6 29,3 239,623 Fessel rechts 0,76 43,2 56,8 7,6 6,5 22,7 158,323 Krone links 1,66 62,38 37,62 6 6 48,1 248,523 Krone rechts 1,83 64,73 35,27 6,2 3,1 30,5 238,623 Huf links 1,84 64,83 35,17 7,1 10,8 33,8 217,323 Huf rechts 1,98 66,45 33,55 6,3 10,1 17,3 207,224 VFW-M. links 1,35 57,44 42,56 7,6 7,6 101,4 247,924 VFW-M. rechts 1,62 61,84 38,16 6,9 6,6 77,4 174,524 Fessel links 1,73 63,39 36,61 8,4 8,3 93,1 247,324 Fessel rechts 1,33 56,99 43,01 8 7,5 89,2 230,324 Krone links 1,61 61,69 38,31 6,4 7,7 112,3 278,524 Krone rechts 1,18 54,04 45,96 7,7 9,1 94,8 221,524 Huf links 1,66 62,42 37,58 8,3 6,8 62,3 238,824 Huf rechts 1,55 60,78 39,22 7,9 5,1 84,2 218,525 VFW-M. links 1,52 60,31 39,69 7,1 5,3 91 278,425 VFW-M. rechts 2,64 72,53 27,47 6,8 8,3 97,7 36025 Fessel links 1,41 58,47 41,53 6,8 8,7 105,3 153,825 Fessel rechts 1,56 61 39 6,9 5,6 90,4 141,225 Krone links 1,36 57,54 42,46 8,8 5,9 81,8 285,925 Krone rechts 1,05 51,24 48,76 6,7 4,8 97,7 249,125 Huf links 1,63 61,96 38,04 6,5 5,2 99,7 132,925 Huf rechts 1,6 61,56 38,44 6,4 9,8 105 249,326 VFW-M. links 1,42 58,61 41,39 8,4 4,8 269,5 248,726 VFW-M. rechts 2,47 71,19 28,81 7,4 9,7 264,8 268,926 Fessel links 1,07 51,6 48,4 7,5 10,4 258,9 239

95

Fortsetzung Tabelle 14:

Pferd Gelenk Seite Albumin/Globulin

Albumin�%�

Globulin�%�

Glucose�mmol/l�

Lactat�mmol/l�

AP�U/l�

LDH�U/l�

26 Fessel rechts 1,23 55,14 44,86 7,8 10,8 273,3 219,426 Krone links 1,5 59,94 40,06 7,1 11 237,5 24726 Krone rechts 1,65 62,23 37,77 8,5 12,6 253,6 245,626 Huf links 1,57 61,1 38,9 11,9 12,3 171,8 236,426 Huf rechts 1,54 60,62 39,38 7,6 11,7 239,9 227,127 VFW-M. links 1,68 62,64 37,36 7,8 4,1 246,7 164,127 VFW-M. rechts 1,65 62,31 37,69 7,6 9,4 241,9 232,827 Fessel links 2,03 67,04 32,96 7,8 3,1 261,8 211,227 Fessel rechts 1,66 62,36 37,64 8,2 5,8 178,8 221,627 Krone links 1,32 56,97 43,03 6,7 10,8 259,3 185,627 Krone rechts 1,25 55,47 44,53 6,6 10,4 251,3 23927 Huf links 1,74 63,51 36,49 5,8 5,2 257,2 18627 Huf rechts 1,48 59,72 40,28 5,5 13 234 199,428 VFW-M. links 1,38 58,01 41,99 7 6,4 232 219,228 VFW-M. rechts 1,48 59,66 40,34 8,6 4,6 212,4 186,728 Fessel links 1,46 59,43 40,57 8,7 11,9 227,1 163,728 Fessel rechts 1,51 60,16 39,84 8,8 10,8 138,1 125,328 Krone links 1,77 63,84 36,16 7,3 12,6 170,8 102,128 Krone rechts 1,24 55,31 44,69 7,4 11,7 233,4 142,728 Huf links 1,56 60,99 39,01 6,4 7,8 214,6 97,728 Huf rechts 1,13 53,15 46,85 7,9 12,4 201,5 130,929 VFW-M. links 1,6 61,56 38,44 6,5 9 90,6 14529 VFW-M. rechts 1,08 51,95 48,05 7,5 7,6 98,9 173,529 Fessel links 1,24 55,42 44,58 8 10,8 179,4 245,929 Fessel rechts 1,65 62,32 37,68 7,8 10,1 117 196,329 Krone links 1,56 60,99 39,01 6,4 9,4 126,2 234,729 Krone rechts 1,45 59,17 40,83 6,4 9,5 119,6 246,229 Huf links 1,18 54,07 45,93 6 6,5 114,5 145,229 Huf rechts 1,56 60,91 39,09 7,2 9,7 113,4 210,8

96

Fortsetzung Tabelle 14:

Pferd Gelenk Seite Albumin/Globulin

Albumin�%�

Globulin�%�

Glucose�mmol/l�

Lactat�mmol/l�

AP�U/l�

LDH�U/l�

30 VFW-M. links 1,43 58,88 41,12 6,7 10,1 56,2 260,930 VFW-M. rechts 1,96 66,27 33,73 7 11,1 63,2 197,430 Fessel links 1,3 56,57 43,43 6,4 7,2 56 298,130 Fessel rechts 1,28 56,22 43,78 6 6,2 33,6 276,730 Krone links 1,53 60,49 39,51 5,9 7,8 55 198,330 Krone rechts 1,7 63,02 36,98 6,4 8,7 42,9 162,430 Huf links 1,88 65,22 34,78 7 7,2 56,3 199,330 Huf rechts 1,56 60,88 39,12 6,1 7,3 31,3 235,831 VFW-M. links 1,26 55,71 44,29 6,5 9,7 47,7 89,131 VFW-M. rechts 1,63 62,04 37,96 6,9 11,6 32,6 301,331 Fessel links 1,39 58,23 41,77 6,6 5,3 29,5 200,831 Fessel rechts 1,61 61,68 38,32 6,5 5,9 42,9 13731 Krone links 1,72 63,26 36,74 5,9 6,3 38,4 238,131 Krone rechts 2,03 66,96 33,04 7,1 6,8 44,8 22731 Huf links 1,4 58,37 41,63 6,6 7 79,6 202,431 Huf rechts 1,54 60,59 39,41 6,7 7 73 212,632 VFW-M. links 1,94 65,95 34,05 5,6 11 86,7 279,232 VFW-M. rechts 1,75 63,65 36,35 6,4 7,3 112,3 288,232 Fessel links 1,1 52,36 47,64 6,3 11 88,7 234,332 Fessel rechts 2,28 69,49 30,51 6,6 12,2 65,1 258,832 Krone links 1,09 52,2 47,8 7,5 8,8 60,5 246,632 Krone rechts 1,25 55,52 44,48 6,9 5,8 73,1 239,532 Huf links 1,23 55,12 44,88 6,6 5,9 62,1 25332 Huf rechts 1,61 61,66 38,34 6,4 10,9 57,2 228,733 VFW-M. links 2,44 70,94 29,06 6,8 8 77,9 29233 VFW-M. rechts 0,6 37,37 62,63 6 5,9 69,5 156,333 Fessel links 2,14 68,13 31,87 6,3 10,5 61,9 222,933 Fessel rechts 2,06 67,33 32,67 5,9 13,5 88,2 183,233 Krone links 2,13 68 32 6,7 6,8 61,3 235,2

97

Fortsetzung Tabelle 14:

Pferd Gelenk Seite Albumin/Globulin

Albumin�%�

Globulin�%�

Glucose�mmol/l�

Lactat�mmol/l�

AP�U/l�

LDH�U/l�

33 Krone rechts 2,27 69,43 30,57 6,8 7 79,2 198,833 Huf links 1,77 63,84 36,16 6,4 7,3 70,4 220,833 Huf rechts 2,24 69,11 30,89 7,3 8,2 75,3 217,234 VFW-M. links 1,47 59,44 40,56 7,5 8,5 19,6 156,834 VFW-M. rechts 1,82 64,53 35,47 5,2 8,4 34,7 261,434 Fessel links 1,47 59,45 40,55 5 9,7 26,8 167,834 Fessel rechts 1,07 51,69 48,31 5,3 10,1 37,3 241,534 Krone links 1,65 62,3 37,7 8,8 12,4 53,9 176,234 Krone rechts 1,33 57,12 42,88 6,6 10,2 68,3 193,934 Huf links 1,38 57,96 42,04 6,9 12,7 38,9 194,534 Huf rechts 1,74 63,52 36,48 8,8 5,6 54,9 262,935 VFW-M. links 1,56 60,95 39,05 7,6 11 24,5 175,335 VFW-M. rechts 1,88 65,27 34,73 6,6 7,1 29 132,735 Fessel links 1,6 61,5 38,5 6,9 9,3 45,2 206,535 Fessel rechts 1,9 65,52 34,48 7,1 8,9 38,7 231,135 Krone links 1,74 63,45 36,55 7,4 12,5 19,6 240,535 Krone rechts 1,69 62,78 37,22 5,5 8,6 30,7 137,235 Huf links 1,99 66,6 33,4 7,3 12,1 32,7 176,135 Huf rechts 1,31 56,71 43,29 6,4 7,3 20 248,536 VFW-M. links 1,63 61,93 38,07 7,6 11,9 61,8 161,436 VFW-M. rechts 1,73 63,43 36,57 7,1 4,3 75,3 296,436 Fessel links 1,4 58,34 41,66 6,9 11,7 58,3 131,636 Fessel rechts 1,64 62,14 37,86 6,6 11,1 69,1 253,236 Krone links 1,48 59,73 40,27 7,8 11,8 73,7 123,736 Krone rechts 1,41 58,46 41,54 4,8 5,4 55 149,736 Huf links 1,62 61,79 38,21 7,1 6,9 157,5 169,636 Huf rechts 1,69 62,85 37,15 7,5 6,6 52,7 188,637 VFW-M. links 1,49 59,84 40,16 7,3 3,2 26,9 156,337 VFW-M. rechts 1,59 61,34 38,66 7,3 4,8 122,8 197,5

98

Fortsetzung Tabelle 14:

Pferd Gelenk Seite Albumin/Globulin

Albumin�%�

Globulin�%�

Glucose�mmol/l�

Lactat�mmol/l�

AP�U/l�

LDH�U/l�

37 Fessel links 1,26 55,75 44,25 7,5 6,6 120,6 295,137 Fessel rechts 1,46 59,4 40,6 7,9 6,8 88,6 235,437 Krone links 1,34 57,26 42,74 6,3 5,5 123,9 62,137 Krone rechts 1,24 55,41 44,59 4,7 4,6 118,4 82,637 Huf links 1,34 57,32 42,68 5,4 7,3 103,8 173,937 Huf rechts 1,63 61,93 38,07 8,3 8,1 142 13638 VFW-M. links 1,31 56,78 43,22 6 6,6 88,3 23138 VFW-M. rechts 1,31 56,8 43,2 7,3 4,2 71,6 227,438 Fessel links 0,85 45,98 54,02 5,2 7 84,4 141,838 Fessel rechts 1,39 58,21 41,79 6,1 6,7 72,6 191,638 Krone links 1,44 58,98 41,02 7 4,2 82 14038 Krone rechts 2,02 66,84 33,16 5,4 3,7 94,5 175,338 Huf links 1,77 63,95 36,05 6,6 3,8 89 175,338 Huf rechts 1,7 62,97 37,03 4,6 3,7 83 196,439 VFW-M. links 1,91 65,65 34,35 6,4 3,7 122,1 274,639 VFW-M. rechts 1,62 61,88 38,12 7,5 3,7 36,9 22939 Fessel links 0,84 45,79 54,21 7,8 4,6 60,3 17139 Fessel rechts 0,81 44,64 55,36 8,2 7,2 49,5 247,439 Krone links 1,36 57,59 42,41 7,8 8,3 70,5 191,839 Krone rechts 1,53 60,52 39,48 6,3 7,7 64,1 195,439 Huf links 1,29 56,34 43,66 7,8 4,8 55,4 195,439 Huf rechts 1,13 53,05 46,95 6,3 5,8 57,9 235,11 VFW-M. links 1,59 61,43 38,57 6,2 4,8 145,5 2761 VFW-M. rechts 1,5 59,93 40,07 5,8 5,3 105 301,81 Fessel links 1,72 63,29 36,71 5,5 5,2 144,5 268,71 Fessel rechts 1,54 60,57 39,43 5,7 6 149,5 2861 Krone links 1,49 59,83 40,17 4,8 7 79,2 261,61 Krone rechts 1,5 60,06 39,94 7,1 8,6 136,2 273,41 Huf links 1,45 59,13 40,87 5,5 6,8 176,7 269,2

99

Fortsetzung Tabelle 14:

Pferd Gelenk Seite Albumin/Globulin

Albumin�%�

Globulin�%�

Glucose�mmol/l�

Lactat�mmol/l�

AP�U/l�

LDH�U/l�

1 Huf rechts 1,62 61,86 38,14 5,2 8,4 173,9 277,12 VFW-M. links 1,65 62,33 37,67 7,5 7,4 98,3 283,52 VFW-M. rechts 1,33 57,16 42,84 5,9 6,1 88,3 245,92 Fessel links 1,97 66,29 33,71 5,7 7 120,9 293,12 Fessel rechts 1,96 66,24 33,76 5,3 3,8 79,8 292,82 Krone links 1,51 60,2 39,8 5,6 11,4 68,4 248,32 Krone rechts 1,61 61,7 38,3 7,2 9,5 55,8 225,32 Huf links 1,48 59,63 40,37 5,4 5,9 73,5 310,42 Huf rechts 1,59 61,41 38,59 5,1 6,8 62,5 293,73 VFW-M. links 1,31 56,69 43,31 5,3 5,2 155,6 236,73 VFW-M. rechts 1,82 64,58 35,42 5,7 8,4 178,2 248,23 Fessel links 1,66 62,47 37,53 5,6 10,3 179,6 277,63 Fessel rechts 1,61 61,71 38,29 5,8 9,5 138,6 275,13 Krone links 1,59 61,36 38,64 5,2 7,2 162 183,43 Krone rechts 1,63 61,91 38,09 5,4 12,3 140,6 162,53 Huf links 1,71 63,05 36,95 5,2 11,7 175,9 194,53 Huf rechts 1,64 62,09 37,91 5,3 7,7 181,3 201,94 VFW-M. links 1,57 61,05 38,95 6,4 7 84 274,84 VFW-M. rechts 1,72 63,2 36,8 7,3 8 64,4 246,74 Fessel links 1,39 58,25 41,75 7 6,4 58,4 148,34 Fessel rechts 1,81 64,43 35,57 6,7 7,4 63,4 169,24 Krone links 1,67 62,53 37,47 6,8 8,7 52,3 205,84 Krone rechts 1,6 61,56 38,44 6,4 6,7 73,5 226,94 Huf links 1,79 64,12 35,88 6,7 8,9 57,3 241,84 Huf rechts 1,35 57,51 42,49 6,2 9,4 63,3 199,85 VFW-M. links 1,53 60,43 39,57 6,5 4 82,5 202,85 VFW-M. rechts 1,45 59,21 40,79 5,4 6,1 132,9 225,75 Fessel links 1,56 60,88 39,12 5,6 6,7 78,3 193,55 Fessel rechts 1,58 61,3 38,7 5,9 5,5 100,2 155,4

100

Fortsetzung Tabelle 14:

Pferd Gelenk Seite Albumin/Globulin

Albumin�%�

Globulin�%�

Glucose�mmol/l�

Lactat�mmol/l�

AP�U/l�

LDH�U/l�

5 Krone links 1,82 64,55 35,45 5,3 5,8 127,8 141,35 Krone rechts 1,66 62,38 37,62 4,8 6,4 75,2 113,45 Huf links 1,57 61,15 38,85 5,2 7,1 124,8 215,35 Huf rechts 1,43 58,78 41,22 5 7 87,5 245,26 VFW-M. links 1,5 60,06 39,94 7,8 3,2 69,3 287,56 VFW-M. rechts 1,19 54,31 45,69 6,2 5,8 132,8 282,36 Fessel links 1,74 63,47 36,53 6,3 4 110,2 187,46 Fessel rechts 1,68 62,64 37,36 5,9 6,1 157,8 2636 Krone links 1,55 60,74 39,26 4,8 3,1 134,7 68,96 Krone rechts 2,05 67,25 32,75 5,6 5,9 114,3 89,76 Huf links 1,72 63,28 36,72 4,9 3,2 150,6 93,66 Huf rechts 1,49 59,89 40,11 5,1 11,3 179,5 210,47 VFW-M. links 0,93 48,3 51,7 6,4 5,1 156 232,17 VFW-M. rechts 1,6 61,49 38,51 6,7 5,3 152,8 274,57 Fessel links 1,05 51,32 48,68 6,5 2,7 165 188,47 Fessel rechts 1,62 61,82 38,18 6,7 7,7 117,1 129,87 Krone links 1,64 62,05 37,95 5,6 8,6 126,9 253,77 Krone rechts 1,81 64,35 35,65 5,5 7,3 159,1 237,17 Huf links 1,46 59,28 40,72 5,1 10,2 162,1 247,97 Huf rechts 1,77 63,89 36,11 5,3 12,2 187,8 259,38 VFW-M. links 1,44 59 41 5,9 4,9 102 297,18 VFW-M. rechts 1,47 59,52 40,48 6,5 7,6 36,8 298,48 Fessel links 1,17 54 46 7,2 8,4 49,6 241,98 Fessel rechts 1,86 65,03 34,97 7,9 8,7 89,7 236,38 Krone links 1,58 61,25 38,75 4,9 8,6 144,2 232,18 Krone rechts 1,49 59,81 40,19 4,9 6,8 159 242,88 Huf links 1,42 58,72 41,28 5,2 7,9 181,6 228,18 Huf rechts 1,69 62,83 37,17 4,8 9,4 159,1 193,69 VFW-M. links 1,55 60,76 39,24 5,6 5,1 143 278,4

101

Fortsetzung Tabelle 14:

Pferd Gelenk Seite Albumin/Globulin

Albumin�%�

Globulin�%�

Glucose�mmol/l�

Lactat�mmol/l�

AP�U/l�

LDH�U/l�

9 VFW-M. rechts 1,16 53,75 46,25 6,6 6,1 78,3 237,69 Fessel links 1,63 61,93 38,07 6,4 3,7 147,6 187,29 Fessel rechts 1,44 58,95 41,05 6,5 4,9 128 187,29 Krone links 2,2 68,7 31,3 6,6 5,3 117 246,89 Krone rechts 1,9 65,53 34,47 6,6 10,1 127,8 256,99 Huf links9 Huf rechts 1,66 62,36 37,64 5,9 7,5 195,2 18710 VFW-M. links 0,98 49,42 50,58 5,7 3,5 68,4 213,310 VFW-M. rechts 1,23 55,06 44,94 5,6 3,7 155,1 221,910 Fessel links 1,11 52,53 47,47 5,4 4,3 103,4 240,610 Fessel rechts 1,59 61,43 38,57 5,1 5,3 96,7 210,410 Krone links 1,56 60,98 39,02 5,4 4,9 159,7 197,210 Krone rechts 1,56 60,91 39,09 5,5 4,4 139,5 236,410 Huf links 1,52 60,38 39,63 6,3 6,1 139,5 24910 Huf rechts 1,71 63,11 36,89 5,9 8,6 51 167,511 VFW-M. links 1,42 58,73 41,27 7,5 7 65,7 254,311 VFW-M. rechts 1,11 52,64 47,36 5,8 5 46,8 190,511 Fessel links 1,38 58 42 5,5 6,1 56,1 228,511 Fessel rechts 1,76 63,76 36,24 5,6 7,2 67,3 250,911 Krone links 1,59 61,44 38,56 5,7 6,1 53,5 249,511 Krone rechts 1,72 63,17 36,83 5,7 5 58,7 217,611 Huf links 1,44 59,01 40,99 5,7 5,5 87,7 236,211 Huf rechts 1,37 57,82 42,18 5,9 4,4 34,4 111,912 VFW-M. links 1,48 59,63 40,37 7,8 4,9 32,5 167,612 VFW-M. rechts 1,6 61,48 38,52 5,6 4,9 105,2 268,412 Fessel links 1,98 66,42 33,58 5,6 7,3 87,2 296,312 Fessel rechts 1,09 52,12 47,88 7 7 81,5 246,112 Krone links 1,83 64,73 35,27 6 6,4 59,4 27412 Krone rechts 1,78 63,98 36,02 6,1 5 126,1 293,1

102

Fortsetzung Tabelle 14:

Pferd Gelenk Seite Albumin/Globulin

Albumin�%�

Globulin�%�

Glucose�mmol/l�

Lactat�mmol/l�

AP�U/l�

LDH�U/l�

12 Huf links 1,44 58,94 41,06 6,2 12,7 84,1 210,512 Huf rechts 1,56 60,95 39,05 6,3 6,3 95,8 290,313 VFW-M. links 1,3 56,55 43,45 8 6,5 98,1 264,713 VFW-M. rechts 2,3 69,7 30,3 7,4 8,8 103 283,113 Fessel links 1,93 65,92 34,08 7,6 7,1 169,5 320,213 Fessel rechts 2,18 68,54 31,46 8 7,7 178,8 340,813 Krone links 1,97 66,37 33,63 6 10,4 117,1 289,313 Krone rechts 1,89 65,4 34,6 6,7 9,2 102,9 276,513 Huf links 1,48 59,73 40,27 5,4 8,1 122,6 285,613 Huf rechts 1,46 59,4 40,6 6,3 6,8 66,7 163,514 VFW-M. links 1,26 55,77 44,23 8,4 6,6 83,9 286,214 VFW-M. rechts 1,29 56,34 43,66 7,9 5,7 101,3 264,414 Fessel links 0,61 37,88 62,12 8,3 10,8 93,8 186,114 Fessel rechts 0,82 45,16 54,84 7,8 10,9 75,7 162,714 Krone links 1,55 60,72 39,28 8,2 7,9 70,8 182,114 Krone rechts14 Huf links14 Huf rechts 1,86 65,1 34,9 8,3 8,9 81,7 176,915 VFW-M. links 1,16 53,81 46,19 8,4 6,8 123,5 277,215 VFW-M. rechts 1 50,07 49,93 8,2 6,8 141,5 135,715 Fessel links 1,26 55,82 44,18 8,4 8,6 138,2 199,715 Fessel rechts 1,79 64,19 35,81 8,8 7,3 181,7 258,615 Krone links 1,55 60,85 39,15 6,3 7,7 138,2 69,815 Krone rechts 1,44 58,95 41,05 5,4 10,8 145,7 159,715 Huf links 1,63 62,02 37,98 4,5 8,3 146,3 14715 Huf rechts 1,58 61,3 38,7 5,8 10,2 140,9 264,716 VFW-M. links 1,4 58,39 41,61 7,9 11,3 64,9 291,516 VFW-M. rechts 1,17 53,99 46,01 8,4 9,8 77,3 174,416 Fessel links 1,46 59,4 40,6 8,6 9,9 57,4 273,4

103

Fortsetzung Tabelle 14:

Pferd Gelenk Seite Albumin/Globulin

Albumin�%�

Globulin�%�

Glucose�mmol/l�

Lactat�mmol/l�

AP�U/l�

LDH�U/l�

16 Fessel rechts 1,44 58,99 41,01 8 11,1 68,6 168,516 Krone links 1,59 61,32 38,68 3,9 6,9 46,8 239,416 Krone rechts 1,12 52,82 47,18 6,9 6,6 122,8 200,416 Huf links 1,48 59,73 40,27 5,1 12 70,2 69,916 Huf rechts 1,42 58,7 41,3 7,2 8,3 85,5 248,217 VFW-M. links 1,72 63,19 36,81 7,5 6,1 157,3 217,917 VFW-M. rechts 1,72 63,28 36,72 8,2 9 159,6 299,817 Fessel links 1,67 62,53 37,47 8,3 8,4 142,4 175,117 Fessel rechts 1,39 58,15 41,85 8,5 9,9 182,2 133,417 Krone links 1,4 58,37 41,63 4,4 11,2 138,7 193,817 Krone rechts 1,35 57,52 42,48 8,4 12,3 158,3 210,217 Huf links17 Huf rechts18 VFW-M. links 1,55 60,75 39,25 7,6 6,6 23,4 89,318 VFW-M. rechts 1,54 60,58 39,42 8,2 6,4 34,4 287,918 Fessel links 0,8 44,34 55,66 7,9 11 43,6 164,818 Fessel rechts 1,11 52,63 47,37 7,8 6,4 47,4 184,218 Krone links 1,53 60,42 39,58 5 10,6 239,5 193,418 Krone rechts 1,52 60,3 39,7 8,3 12,8 47,7 238,318 Huf links 1,72 63,17 36,83 6 12,2 39,4 211,718 Huf rechts 1,72 63,21 36,79 6,8 12,2 92,1 251,819 VFW-M. links 1,59 61,36 38,64 7 7 274,6 261,819 VFW-M. rechts 1,6 61,51 38,49 7,5 8 257,9 274,819 Fessel links 1,36 57,62 42,38 7,8 7,6 242,9 172,419 Fessel rechts 1,1 52,31 47,69 8,2 7,5 261,9 18719 Krone links 1,23 55,25 44,75 4,5 12,5 240,9 236,219 Krone rechts 1,11 52,68 47,32 7,2 12,7 256,1 227,419 Huf links 1,71 63,06 36,94 5,3 8,4 218,4 254,119 Huf rechts 1,78 64,03 35,97 5,6 7,5 238 237,6

104

Fortsetzung Tabelle 14:

Pferd Gelenk Seite Albumin/Globulin

Albumin�%�

Globulin�%�

Glucose�mmol/l�

Lactat�mmol/l�

AP�U/l�

LDH�U/l�

20 VFW-M. links 1,1 52,47 47,53 6,6 4,1 233,1 160,920 VFW-M. rechts 1,25 55,47 44,53 7,2 8,3 261,1 134,220 Fessel links 1,27 55,86 44,14 7,4 8,7 249,5 192,320 Fessel rechts 1,56 60,93 39,07 7,2 11,7 253,3 29720 Krone links 1,47 59,6 40,4 5,7 12,8 240,8 187,620 Krone rechts 1,4 58,41 41,59 8,2 6,8 267 22520 Huf links 1,75 63,59 36,41 6 8,5 249 231,820 Huf rechts 1,9 65,49 34,51 6,7 8,5 243,2 25921 VFW-M. links 1,71 63,08 36,92 7,1 7,1 83,7 231,621 VFW-M. rechts 1,53 60,4 39,6 7,6 5,1 35,2 151,621 Fessel links 0,99 49,68 50,32 7,3 5,1 94,2 175,521 Fessel rechts 1,11 52,65 47,35 7,6 11,7 102,1 159,121 Krone links 1,45 59,18 40,82 7,2 10,8 77,6 279,321 Krone rechts 1,19 54,43 45,57 6,4 7,5 112,4 198,121 Huf links 1,82 64,59 35,41 5,6 8,3 107,8 189,621 Huf rechts 1,73 63,38 36,62 8,1 8 90,4 231,122 VFW-M. links 1,45 59,17 40,83 8 4,4 110 174,522 VFW-M. rechts 2,09 67,59 32,41 6,5 3,7 132,1 16322 Fessel links 1,78 64,06 35,94 6,8 4,2 150 245,522 Fessel rechts 2,13 68,01 31,99 6,4 5,7 164 225,822 Krone links 1,82 64,49 35,51 6,3 4 164 219,722 Krone rechts 1,93 65,85 34,15 6,9 4,8 163 249,722 Huf links 1,71 63,15 36,85 5,5 3,7 166,9 235,522 Huf rechts 1,8 64,28 35,72 8 5,4 168,6 244,723 VFW-M. links 1,66 62,36 37,64 7,2 6,6 53,8 200,823 VFW-M. rechts 1,25 55,49 44,51 7,5 7,2 73,9 294,123 Fessel links 0,97 49,35 50,65 7,4 4,6 29,3 239,623 Fessel rechts 0,76 43,2 56,8 7,6 6,5 22,7 158,323 Krone links 1,66 62,38 37,62 6 6 48,1 248,5

105

Fortsetzung Tabelle 14:

Pferd Gelenk Seite Albumin/Globulin

Albumin�%�

Globulin�%�

Glucose�mmol/l�

Lactat�mmol/l�

AP�U/l�

LDH�U/l�

23 Krone rechts 1,83 64,73 35,27 6,2 3,1 30,5 238,623 Huf links 1,84 64,83 35,17 7,1 10,8 33,8 217,323 Huf rechts 1,98 66,45 33,55 6,3 10,1 17,3 207,224 VFW-M. links 1,35 57,44 42,56 7,6 7,6 101,4 247,924 VFW-M. rechts 1,62 61,84 38,16 6,9 6,6 77,4 174,524 Fessel links 1,73 63,39 36,61 8,4 8,3 93,1 247,324 Fessel rechts 1,33 56,99 43,01 8 7,5 89,2 230,324 Krone links 1,61 61,69 38,31 6,4 7,7 112,3 278,524 Krone rechts 1,18 54,04 45,96 7,7 9,1 94,8 221,524 Huf links 1,66 62,42 37,58 8,3 6,8 62,3 238,824 Huf rechts 1,55 60,78 39,22 7,9 5,1 84,2 218,525 VFW-M. links 1,52 60,31 39,69 7,1 5,3 91 278,425 VFW-M. rechts 2,64 72,53 27,47 6,8 8,3 97,7 36025 Fessel links 1,41 58,47 41,53 6,8 8,7 105,3 153,825 Fessel rechts 1,56 61 39 6,9 5,6 90,4 141,225 Krone links 1,36 57,54 42,46 8,8 5,9 81,8 285,925 Krone rechts 1,05 51,24 48,76 6,7 4,8 97,7 249,125 Huf links 1,63 61,96 38,04 6,5 5,2 99,7 132,925 Huf rechts 1,6 61,56 38,44 6,4 9,8 105 249,326 VFW-M. links 1,42 58,61 41,39 8,4 4,8 269,5 248,726 VFW-M. rechts 2,47 71,19 28,81 7,4 9,7 264,8 268,926 Fessel links 1,07 51,6 48,4 7,5 10,4 258,9 23926 Fessel rechts 1,23 55,14 44,86 7,8 10,8 273,3 219,426 Krone links 1,5 59,94 40,06 7,1 11 237,5 24726 Krone rechts 1,65 62,23 37,77 8,5 12,6 253,6 245,626 Huf links 1,57 61,1 38,9 11,9 12,3 171,8 236,426 Huf rechts 1,54 60,62 39,38 7,6 11,7 239,9 227,127 VFW-M. links 1,68 62,64 37,36 7,8 4,1 246,7 164,127 VFW-M. rechts 1,65 62,31 37,69 7,6 9,4 241,9 232,8

106

Fortsetzung Tabelle 14:

Pferd Gelenk Seite Albumin/Globulin

Albumin�%�

Globulin�%�

Glucose�mmol/l�

Lactat�mmol/l�

AP�U/l�

LDH�U/l�

27 Fessel links 2,03 67,04 32,96 7,8 3,1 261,8 211,227 Fessel rechts 1,66 62,36 37,64 8,2 5,8 178,8 221,627 Krone links 1,32 56,97 43,03 6,7 10,8 259,3 185,627 Krone rechts 1,25 55,47 44,53 6,6 10,4 251,3 23927 Huf links 1,74 63,51 36,49 5,8 5,2 257,2 18627 Huf rechts 1,48 59,72 40,28 5,5 13 234 199,428 VFW-M. links 1,38 58,01 41,99 7 6,4 232 219,228 VFW-M. rechts 1,48 59,66 40,34 8,6 4,6 212,4 186,728 Fessel links 1,46 59,43 40,57 8,7 11,9 227,1 163,728 Fessel rechts 1,51 60,16 39,84 8,8 10,8 138,1 125,328 Krone links 1,77 63,84 36,16 7,3 12,6 170,8 102,128 Krone rechts 1,24 55,31 44,69 7,4 11,7 233,4 142,728 Huf links 1,56 60,99 39,01 6,4 7,8 214,6 97,728 Huf rechts 1,13 53,15 46,85 7,9 12,4 201,5 130,929 VFW-M. links 1,6 61,56 38,44 6,5 9 90,6 14529 VFW-M. rechts 1,08 51,95 48,05 7,5 7,6 98,9 173,529 Fessel links 1,24 55,42 44,58 8 10,8 179,4 245,929 Fessel rechts 1,65 62,32 37,68 7,8 10,1 117 196,329 Krone links 1,56 60,99 39,01 6,4 9,4 126,2 234,729 Krone rechts 1,45 59,17 40,83 6,4 9,5 119,6 246,229 Huf links 1,18 54,07 45,93 6 6,5 114,5 145,229 Huf rechts 1,56 60,91 39,09 7,2 9,7 113,4 210,830 VFW-M. links 1,43 58,88 41,12 6,7 10,1 56,2 260,930 VFW-M. rechts 1,96 66,27 33,73 7 11,1 63,2 197,430 Fessel links 1,3 56,57 43,43 6,4 7,2 56 298,130 Fessel rechts 1,28 56,22 43,78 6 6,2 33,6 276,730 Krone links 1,53 60,49 39,51 5,9 7,8 55 198,330 Krone rechts 1,7 63,02 36,98 6,4 8,7 42,9 162,430 Huf links 1,88 65,22 34,78 7 7,2 56,3 199,3

107

Fortsetzung Tabelle 14:

Pferd Gelenk Seite Albumin/Globulin

Albumin�%�

Globulin�%�

Glucose�mmol/l�

Lactat�mmol/l�

AP�U/l�

LDH�U/l�

30 Huf rechts 1,56 60,88 39,12 6,1 7,3 31,3 235,831 VFW-M. links 1,26 55,71 44,29 6,5 9,7 47,7 89,131 VFW-M. rechts 1,63 62,04 37,96 6,9 11,6 32,6 301,331 Fessel links 1,39 58,23 41,77 6,6 5,3 29,5 200,831 Fessel rechts 1,61 61,68 38,32 6,5 5,9 42,9 13731 Krone links 1,72 63,26 36,74 5,9 6,3 38,4 238,131 Krone rechts 2,03 66,96 33,04 7,1 6,8 44,8 22731 Huf links 1,4 58,37 41,63 6,6 7 79,6 202,431 Huf rechts 1,54 60,59 39,41 6,7 7 73 212,632 VFW-M. links 1,94 65,95 34,05 5,6 11 86,7 279,232 VFW-M. rechts 1,75 63,65 36,35 6,4 7,3 112,3 288,232 Fessel links 1,1 52,36 47,64 6,3 11 88,7 234,332 Fessel rechts 2,28 69,49 30,51 6,6 12,2 65,1 258,832 Krone links 1,09 52,2 47,8 7,5 8,8 60,5 246,632 Krone rechts 1,25 55,52 44,48 6,9 5,8 73,1 239,532 Huf links 1,23 55,12 44,88 6,6 5,9 62,1 25332 Huf rechts 1,61 61,66 38,34 6,4 10,9 57,2 228,733 VFW-M. links 2,44 70,94 29,06 6,8 8 77,9 29233 VFW-M. rechts 0,6 37,37 62,63 6 5,9 69,5 156,333 Fessel links 2,14 68,13 31,87 6,3 10,5 61,9 222,933 Fessel rechts 2,06 67,33 32,67 5,9 13,5 88,2 183,233 Krone links 2,13 68 32 6,7 6,8 61,3 235,233 Krone rechts 2,27 69,43 30,57 6,8 7 79,2 198,833 Huf links 1,77 63,84 36,16 6,4 7,3 70,4 220,833 Huf rechts 2,24 69,11 30,89 7,3 8,2 75,3 217,234 VFW-M. links 1,47 59,44 40,56 7,5 8,5 19,6 156,834 VFW-M. rechts 1,82 64,53 35,47 5,2 8,4 34,7 261,434 Fessel links 1,47 59,45 40,55 5 9,7 26,8 167,834 Fessel rechts 1,07 51,69 48,31 5,3 10,1 37,3 241,5

108

Fortsetzung Tabelle 14:

Pferd Gelenk Seite Albumin/Globulin

Albumin�%�

Globulin�%�

Glucose�mmol/l�

Lactat�mmol/l�

AP�U/l�

LDH�U/l�

34 Krone links 1,65 62,3 37,7 8,8 12,4 53,9 176,234 Krone rechts 1,33 57,12 42,88 6,6 10,2 68,3 193,934 Huf links 1,38 57,96 42,04 6,9 12,7 38,9 194,534 Huf rechts 1,74 63,52 36,48 8,8 5,6 54,9 262,935 VFW-M. links 1,56 60,95 39,05 7,6 11 24,5 175,335 VFW-M. rechts 1,88 65,27 34,73 6,6 7,1 29 132,735 Fessel links 1,6 61,5 38,5 6,9 9,3 45,2 206,535 Fessel rechts 1,9 65,52 34,48 7,1 8,9 38,7 231,135 Krone links 1,74 63,45 36,55 7,4 12,5 19,6 240,535 Krone rechts 1,69 62,78 37,22 5,5 8,6 30,7 137,235 Huf links 1,99 66,6 33,4 7,3 12,1 32,7 176,135 Huf rechts 1,31 56,71 43,29 6,4 7,3 20 248,536 VFW-M. links 1,63 61,93 38,07 7,6 11,9 61,8 161,436 VFW-M. rechts 1,73 63,43 36,57 7,1 4,3 75,3 296,436 Fessel links 1,4 58,34 41,66 6,9 11,7 58,3 131,636 Fessel rechts 1,64 62,14 37,86 6,6 11,1 69,1 253,236 Krone links 1,48 59,73 40,27 7,8 11,8 73,7 123,736 Krone rechts 1,41 58,46 41,54 4,8 5,4 55 149,736 Huf links 1,62 61,79 38,21 7,1 6,9 157,5 169,636 Huf rechts 1,69 62,85 37,15 7,5 6,6 52,7 188,637 VFW-M. links 1,49 59,84 40,16 7,3 3,2 26,9 156,337 VFW-M. rechts 1,59 61,34 38,66 7,3 4,8 122,8 197,537 Fessel links 1,26 55,75 44,25 7,5 6,6 120,6 295,137 Fessel rechts 1,46 59,4 40,6 7,9 6,8 88,6 235,437 Krone links 1,34 57,26 42,74 6,3 5,5 123,9 62,137 Krone rechts 1,24 55,41 44,59 4,7 4,6 118,4 82,637 Huf links 1,34 57,32 42,68 5,4 7,3 103,8 173,937 Huf rechts 1,63 61,93 38,07 8,3 8,1 142 13638 VFW-M. links 1,31 56,78 43,22 6 6,6 88,3 231

109

Fortsetzung Tabelle 14:

Pferd Gelenk Seite Albumin/Globulin

Albumin�%�

Globulin�%�

Glucose�mmol/l�

Lactat�mmol/l�

AP�U/l�

LDH�U/l�

38 VFW-M. rechts 1,31 56,8 43,2 7,3 4,2 71,6 227,438 Fessel links 0,85 45,98 54,02 5,2 7 84,4 141,838 Fessel rechts 1,39 58,21 41,79 6,1 6,7 72,6 191,638 Krone links 1,44 58,98 41,02 7 4,2 82 14038 Krone rechts 2,02 66,84 33,16 5,4 3,7 94,5 175,338 Huf links 1,77 63,95 36,05 6,6 3,8 89 175,338 Huf rechts 1,7 62,97 37,03 4,6 3,7 83 196,439 VFW-M. links 1,91 65,65 34,35 6,4 3,7 122,1 274,639 VFW-M. rechts 1,62 61,88 38,12 7,5 3,7 36,9 22939 Fessel links 0,84 45,79 54,21 7,8 4,6 60,3 17139 Fessel rechts 0,81 44,64 55,36 8,2 7,2 49,5 247,439 Krone links 1,36 57,59 42,41 7,8 8,3 70,5 191,839 Krone rechts 1,53 60,52 39,48 6,3 7,7 64,1 195,439 Huf links 1,29 56,34 43,66 7,8 4,8 55,4 195,439 Huf rechts 1,13 53,05 46,95 6,3 5,8 57,9 235,1

110

Tabelle 15: Probanden - Daten

Pferd Gelenk Seite Monozyten/Makrophagen

Lymphozyten�%�

Granulozyten�%�

Synoviozyten�%�

PKT�ml�

VOL�ml�

PKT/VOL�%�

1 VFW-M. links 77 8 2 13 6 14,05 42,71 VFW-M. rechts 65 4 0 31 6 15,52 38,661 Fessel links 72 10 1 17 4,5 5,18 86,871 Fessel rechts 34 33 1 32 3 6,38 47,021 Krone links 61 16 3 20 0,8 2,57 31,131 Krone rechts 49 22 0 29 0,5 2,06 24,271 Huf links 64 21 3 12 2 6,33 31,61 Huf rechts 53 25 1 21 1,5 3,55 42,252 VFW-M. links 58 22 1 19 9 13,08 74,52 VFW-M. rechts 53 16 1 30 12 16,47 72,862 Fessel links 53 16 1 30 11 19,35 56,852 Fessel rechts 53 16 0 31 12 18,09 66,332 Krone links 53 17 1 29 1,2 8,26 14,532 Krone rechts 65 14 0 21 1 10,41 9,612 Huf links 39 17 0 44 0,5 6,79 7,362 Huf rechts 48 23 0 29 0,7 6,99 10,013 VFW-M. links 52 27 0 21 7 15,74 44,473 VFW-M. rechts 49 23 0 28 6,8 15,91 42,743 Fessel links 38 27 3 32 1 7,93 12,613 Fessel rechts 47 15 0 38 4 8,87 45,13 Krone links 54 29 0 17 2 3,83 52,223 Krone rechts 50 23 0 27 1,7 5,85 29,063 Huf links 54 23 0 23 0,3 8,23 3,653 Huf rechts 70 15 1 25 0,1 10,37 0,884 VFW-M. links 51 18 0 31 7 14,93 46,894 VFW-M. rechts 56 15 3 22 7,5 14,49 51,764 Fessel links 42 16 1 41 5 14,16 35,314 Fessel rechts 49 17 0 34 1,5 14,46 10,374 Krone links 62 21 0 17 1,1 7,94 13,85

111

Fortsetzung Tabelle 15:

Pferd Gelenk Seite Monozyten/Makrophagen

Lymphozyten�%�

Granulozyten�%�

Synoviozyten�%�

PKT�ml�

VOL�ml�

PKT/VOL�%�

4 Krone rechts 54 26 1 19 0,9 7,85 11,464 Huf links 51 18 0 31 0,1 5,64 1,774 Huf rechts 62 15 0 23 0 5,915 VFW-M. links 62 22 3 13 5 14,51 34,465 VFW-M. rechts 48 17 1 34 6 14,02 42,85 Fessel links 48 21 0 31 0,5 15,96 2,645 Fessel rechts 52 11 0 37 0,5 13,3 3,765 Krone links 63 15 0 22 1,3 11,93 10,055 Krone rechts 52 17 1 30 1,4 9,65 15,475 Huf links 65 21 1 13 0,3 4,72 6,365 Huf rechts 60 12 0 28 0,1 5,03 1,996 VFW-M. links 56 11 0 33 5,5 10,67 51,556 VFW-M. rechts 38 11 0 51 1,5 10,95 13,76 Fessel links 63 13 1 23 2,9 5,22 55,566 Fessel rechts 55 15 1 29 3,6 6,79 53,026 Krone links 50 16 0 34 0,2 4,19 4,776 Krone rechts 63 15 0 22 0,1 4,19 2,396 Huf links 38 20 1 41 0,2 5,85 3,426 Huf rechts 46 19 2 33 0,2 5,48 3,657 VFW-M. links 55 14 3 28 4 27,32 14,647 VFW-M. rechts 63 14 0 23 3,5 25,2 13,897 Fessel links 57 10 0 33 3,5 26,21 13,357 Fessel rechts 52 12 0 36 4,8 26,21 18,317 Krone links 49 21 0 30 1,5 12 12,57 Krone rechts 71 13 2 14 1,7 14,63 11,627 Huf links 47 19 2 32 1,1 13,38 8,227 Huf rechts 51 17 3 29 1,5 13,84 10,848 VFW-M. links 57 11 0 32 6 10,26 58,488 VFW-M. rechts 64 17 2 17 5 9,74 51,33

112

Fortsetzung Tabelle 15:

Pferd Gelenk Seite Monozyten/Makrophagen

Lymphozyten�%�

Granulozyten�%�

Synoviozyten�%�

PKT�ml�

VOL�ml�

PKT/VOL�%�

8 Fessel links 49 21 1 29 4 10,35 38,658 Fessel rechts 39 18 0 43 3,5 11,06 31,658 Krone links 67 13 1 19 0,4 5,05 7,928 Krone rechts 68 12 1 19 0,7 5,9 11,868 Huf links 53 14 0 33 0 3,698 Huf rechts 53 24 0 23 0,1 4,33 2,319 VFW-M. links 47 24 0 29 5 21,73 23,019 VFW-M. rechts 40 34 0 26 9 22,29 40,389 Fessel links 43 18 0 39 6 11,62 51,649 Fessel rechts 48 12 1 39 4 12,84 31,159 Krone links 61 16 1 22 1 7,53 13,289 Krone rechts 54 17 0 29 1,4 5,24 26,729 Huf links9 Huf rechts 64 22 2 12 0,1 2,12 4,7210 VFW-M. links 47 23 4 26 7 26,42 26,510 VFW-M. rechts 62 18 1 19 6 9,83 61,0410 Fessel links 44 20 0 36 5 17 29,4110 Fessel rechts 62 8 2 28 2,3 15,27 14,7310 Krone links 49 27 0 24 1 9,63 6,8410 Krone rechts 52 19 0 29 0,2 7,58 2,6410 Huf links 53 22 0 25 0,8 7,23 11,0710 Huf rechts 57 15 0 28 3 4,72 63,5611 VFW-M. links 53 39 1 7 5,5 13,73 40,0611 VFW-M. rechts 67 17 1 15 4,5 14,69 30,6311 Fessel links 61 19 0 20 5,5 15,07 36,511 Fessel rechts 46 8 1 45 6 15,59 38,4911 Krone links 59 15 0 26 0,5 8,75 5,7111 Krone rechts 68 18 0 14 0 5,9211 Huf links 56 28 0 16 0,4 4,47 8,95

113

Fortsetzung Tabelle 15:

Pferd Gelenk Seite Monozyten/Makrophagen

Lymphozyten�%�

Granulozyten�%�

Synoviozyten�%�

PKT�ml�

VOL�ml�

PKT/VOL�%�

11 Huf rechts 51 32 0 17 0 2,3912 VFW-M. links 79 18 0 7 3 24,03 12,4812 VFW-M. rechts 63 13 0 24 4 20,24 19,7612 Fessel links 61 13 0 26 3 11,46 26,1812 Fessel rechts 65 19 1 15 2 11,71 17,0812 Krone links 48 31 1 20 0,9 8,57 10,512 Krone rechts 51 30 0 19 0,2 7,23 2,7712 Huf links 56 17 1 26 1,8 4,79 37,5812 Huf rechts 54 17 1 22 1,5 4,72 31,7813 VFW-M. links 37 6 3 54 4,5 13,72 32,813 VFW-M. rechts 61 3 4 32 7 15,51 45,1313 Fessel links 33 3 5 59 14 20,83 67,2113 Fessel rechts 34 12 2 52 17 19,48 87,2713 Krone links 52 16 0 32 2,1 8,23 25,5213 Krone rechts 43 28 2 27 2 5,85 34,1913 Huf links 63 12 1 24 5,5 10,62 51,7913 Huf rechts 33 8 1 58 5 12,04 41,5314 VFW-M. links 46 26 0 28 4,3 14,93 28,814 VFW-M. rechts 63 15 0 22 2 15,58 12,8414 Fessel links 64 17 1 19 2 7,41 26,9914 Fessel rechts 61 27 1 11 3,3 7,47 43,5114 Krone links 48 25 1 26 0,1 4,72 2,1214 Krone rechts14 Huf links14 Huf rechts 54 16 1 29 1,5 4,75 31,5815 VFW-M. links 66 7 5 22 4 20,16 19,8415 VFW-M. rechts 32 17 4 47 4,5 16,97 26,5215 Fessel links 31 21 5 43 3 16,68 17,9915 Fessel rechts 56 11 0 33 6 18,09 33,17

114

Fortsetzung Tabelle 15:

Pferd Gelenk Seite Monozyten/Makrophagen

Lymphozyten�%�

Granulozyten�%�

Synoviozyten�%�

PKT�ml�

VOL�ml�

PKT/VOL�%�

15 Krone links 43 24 3 30 0 4,7515 Krone rechts 41 4 0 55 1,5 6,2 24,1915 Huf links 61 17 0 22 0,5 4,3 11,6315 Huf rechts 30 7 1 62 1 4,01 24,9416 VFW-M. links 57 32 0 11 5 16,82 29,7316 VFW-M. rechts 53 13 1 32 4,5 15,28 29,4516 Fessel links 54 17 0 31 4 8,52 46,9516 Fessel rechts 51 23 1 25 2,5 10,34 24,1816 Krone links 73 8 0 19 0,5 4,83 10,3516 Krone rechts 55 20 0 25 0 4,5216 Huf links 64 18 1 17 0,2 3,61 5,5416 Huf rechts 64 14 1 21 2 3,89 51,4117 VFW-M. links 48 25 0 27 8 9,74 82,1417 VFW-M. rechts 31 10 0 54 8 13,12 60,9817 Fessel links 50 19 0 31 8 11,79 67,8517 Fessel rechts 54 17 0 29 6 10,18 58,9417 Krone links 47 17 1 35 0,6 3,04 19,7417 Krone rechts 39 23 0 38 0 3,117 Huf links17 Huf rechts18 VFW-M. links 66 18 6 10 7 18,73 37,3718 VFW-M. rechts 71 21 2 6 7 15,62 44,8118 Fessel links 70 25 0 5 6,5 7,73 84,0918 Fessel rechts 72 20 0 8 5 8,92 56,0518 Krone links 68 16 4 12 0,2 4,02 4,9818 Krone rechts 51 16 1 33 0,1 4,47 2,2418 Huf links 56 13 3 28 1 4,5 22,2218 Huf rechts 58 16 1 25 0 4,2219 VFW-M. links 65 18 0 15 5,5 8,46 65,01

115

Fortsetzung Tabelle 15:

Pferd Gelenk Seite Monozyten/Makrophagen

Lymphozyten�%�

Granulozyten�%�

Synoviozyten�%�

PKT�ml�

VOL�ml�

PKT/VOL�%�

19 VFW-M. rechts 83 12 0 5 4,5 8,79 51,1919 Fessel links 73 3 0 24 2,5 6,79 36,8219 Fessel rechts 35 12 0 53 1,5 7,16 20,9519 Krone links 68 11 0 21 1 2,93 34,1319 Krone rechts 71 27 0 2 1 3,31 30,2119 Huf links 52 16 0 32 0,5 3,94 12,6919 Huf rechts 54 18 3 25 1 3,98 25,1320 VFW-M. links 46 4 1 49 4,5 14,31 29,3920 VFW-M. rechts 31 6 3 60 5 12,02 49,920 Fessel links 77 18 1 4 3 6,32 47,4720 Fessel rechts 54 29 0 37 2 7,6 26,3220 Krone links 69 14 0 17 0,1 5,9 1,6920 Krone rechts 50 17 1 32 0,1 3,1 3,2320 Huf links 54 18 2 26 0 6,5620 Huf rechts 55 14 2 29 0,8 4,71 16,9921 VFW-M. links 74 13 1 12 4 10,19 39,2521 VFW-M. rechts 62 36 0 2 4,6 13,57 27,7621 Fessel links 51 18 0 31 4 12,66 31,621 Fessel rechts 57 15 1 27 3 11,79 25,4521 Krone links 67 13 1 19 0,4 4,68 8,5521 Krone rechts 54 18 0 28 0,1 4,64 2,1621 Huf links 42 19 1 38 0,1 4,01 2,4921 Huf rechts 48 18 0 34 0,1 4,9 2,0422 VFW-M. links 71 24 0 5 6 10,01 59,9422 VFW-M. rechts 69 24 1 6 4,7 10,65 44,1322 Fessel links 52 15 1 32 1,5 7,58 19,7922 Fessel rechts 50 18 2 30 2 6,91 28,9422 Krone links 54 18 0 28 0,5 3,58 13,9722 Krone rechts 67 16 0 17 0,7 5,13 13,65

116

Fortsetzung Tabelle 15:

Pferd Gelenk Seite Monozyten/Makrophagen

Lymphozyten�%�

Granulozyten�%�

Synoviozyten�%�

PKT�ml�

VOL�ml�

PKT/VOL�%�

22 Huf links 74 11 1 14 1 4,94 20,2422 Huf rechts 57 16 1 26 0,5 7,9 6,3323 VFW-M. links 55 34 1 5 6 9,22 65,0823 VFW-M. rechts 55 40 0 5 5 11,59 43,1423 Fessel links 70 22 0 8 2 9,66 20,723 Fessel rechts 52 17 0 31 3 10,03 29,9123 Krone links 57 16 0 27 0,3 7,61 3,9423 Krone rechts 70 13 1 16 0 7,8223 Huf links 69 13 0 18 0 2,2623 Huf rechts 61 38 0 1 0,5 4,22 11,8524 VFW-M. links 60 32 2 6 9,3 17,51 64,9924 VFW-M. rechts 53 25 0 22 6,2 13,20 51,5824 Fessel links 67 19 0 14 6 15,8 37,9724 Fessel rechts 59 24 3 14 5 14,26 35,0624 Krone links 59 7 5 29 2 5,36 37,3124 Krone rechts 44 21 6 29 1,5 4,83 31,0624 Huf links 54 17 0 29 2 4,09 48,924 Huf rechts 52 22 0 26 3,5 6,07 57,6625 VFW-M. links 63 20 5 12 5,5 11,4 48,2525 VFW-M. rechts 62 13 3 22 8,5 13,41 63,3925 Fessel links 58 12 1 24 3,5 12,05 29,0525 Fessel rechts 54 18 0 28 2,5 9,01 27,7525 Krone links 48 20 0 32 0,3 6,74 4,4525 Krone rechts 49 22 2 27 0,1 6,74 1,4825 Huf links 52 18 0 30 0,3 2,12 14,1525 Huf rechts 21 20 3 56 0,5 4,06 12,3226 VFW-M. links 58 21 3 18 7 15,72 44,5326 VFW-M. rechts 48 25 1 26 5,5 15,26 36,0426 Fessel links 53 16 2 43 0,5 9,29 5,38

117

Fortsetzung Tabelle 15:

Pferd Gelenk Seite Monozyten/Makrophagen

Lymphozyten�%�

Granulozyten�%�

Synoviozyten�%�

PKT�ml�

VOL�ml�

PKT/VOL�%�

26 Fessel rechts 39 5 2 54 1 7,92 12,6326 Krone links 51 19 3 27 0,2 3,89 5,1426 Krone rechts 52 19 0 29 0 4,1626 Huf links 43 16 1 40 0,5 4,75 10,5326 Huf rechts 59 19 1 21 0,5 4,59 10,8927 VFW-M. links 53 39 0 8 4 17,64 22,6827 VFW-M. rechts 45 18 0 37 4 15,6 25,6427 Fessel links 47 11 1 41 2 11,4 14,9327 Fessel rechts 42 5 4 49 2 7,83 29,2827 Krone links 58 15 1 26 0,1 7,13 1,427 Krone rechts 56 16 3 25 0 6,7927 Huf links 55 20 3 22 0,3 6,62 4,5327 Huf rechts 63 22 0 15 0,5 5,9 8,4728 VFW-M. links 72 10 0 18 6 13,9 43,1728 VFW-M. rechts 63 7 1 31 4 13,1 30,5328 Fessel links 53 21 0 26 1,7 7,41 22,9428 Fessel rechts 66 19 0 15 1,1 10,65 10,3328 Krone links 77 10 0 13 0,1 5,54 2,228 Krone rechts 63 15 3 19 0 8,1128 Huf links 50 10 1 39 0,5 4,83 10,3528 Huf rechts 55 11 2 32 1 4,07 24,5729 VFW-M. links 71 17 1 11 6,5 8,05 80,7529 VFW-M. rechts 56 26 0 18 6,5 9,05 71,8229 Fessel links 63 18 1 18 3 7,49 46,2229 Fessel rechts 46 3 0 51 2 9,65 18,7829 Krone links 53 16 0 31 0,2 5,28 3,7929 Krone rechts 55 20 1 24 0,3 5,17 5,829 Huf links 27 3 0 70 2 4,79 41,7529 Huf rechts 67 6 1 31 1 5,14 19,46

118

Fortsetzung Tabelle 15:

Pferd Gelenk Seite Monozyten/Makrophagen

Lymphozyten�%�

Granulozyten�%�

Synoviozyten�%�

PKT�ml�

VOL�ml�

PKT/VOL�%�

30 VFW-M. links 55 31 1 13 8 13,73 58,2730 VFW-M. rechts 64 13 4 19 13 14,38 90,430 Fessel links 54 25 0 21 6,5 20,36 31,9330 Fessel rechts 51 33 0 16 7,1 20,92 33,9430 Krone links 63 15 1 21 0,4 9,1 4,430 Krone rechts 60 18 0 22 0,5 9,63 5,1930 Huf links 47 17 1 35 1,5 8,84 16,9730 Huf rechts 64 17 0 19 1,6 9,49 16,8631 VFW-M. links 37 22 4 37 10,5 13,59 77,2631 VFW-M. rechts 67 6 0 27 10 14,21 70,3731 Fessel links 55 17 1 27 5,3 19,74 26,8531 Fessel rechts 53 19 1 27 6 20,58 29,1531 Krone links 52 17 0 31 0,2 7,83 2,5531 Krone rechts 64 17 1 18 0,1 8,27 1,2131 Huf links 53 21 0 26 1,4 10,51 13,3231 Huf rechts 51 21 1 27 1,2 9,86 12,1732 VFW-M. links 72 17 1 10 6,5 14,68 44,2832 VFW-M. rechts 85 10 0 5 7,5 13,59 55,1932 Fessel links 52 9 0 39 5,5 20,55 26,7632 Fessel rechts 50 10 0 40 6,5 19,87 32,7132 Krone links 65 13 0 22 0,4 8,34 4,832 Krone rechts 45 24 1 30 0,3 8,12 3,6932 Huf links 67 18 2 13 1 6,07 16,4732 Huf rechts 57 14 0 26 2 9,35 21,3933 VFW-M. links 67 3 0 30 5,5 14,05 39,1533 VFW-M. rechts 52 9 0 39 8 14,86 53,8433 Fessel links 23 2 0 75 6,5 20,14 32,2733 Fessel rechts 60 4 0 36 8 22,13 36,1533 Krone links 49 24 2 25 0,4 9,29 4,31

119

Fortsetzung Tabelle 15:

Pferd Gelenk Seite Monozyten/Makrophagen

Lymphozyten�%�

Granulozyten�%�

Synoviozyten�%�

PKT�ml�

VOL�ml�

PKT/VOL�%�

33 Krone rechts 68 14 0 18 0 13,0133 Huf links 74 22 0 4 3,5 9,74 35,9333 Huf rechts 39 10 6 45 1,7 12,47 10,9934 VFW-M. links 44 9 4 43 4,5 14,74 30,5334 VFW-M. rechts 54 16 0 30 5,5 14,82 37,1134 Fessel links 62 11 0 27 3 13,03 23,0234 Fessel rechts 68 19 0 13 5,5 11,63 47,2934 Krone links 54 22 0 24 0,2 7,11 2,234 Krone rechts 53 19 2 26 0,3 4,55 6,6134 Huf links 65 16 0 19 0,2 3,6 5,5634 Huf rechts 55 19 0 26 0,1 2,86 3,535 VFW-M. links 40 7 3 50 6 11,81 76,8235 VFW-M. rechts 53 15 0 32 6 14,53 41,2935 Fessel links 77 9 0 14 3 12,49 24,0235 Fessel rechts 83 12 0 5 1,5 10,41 14,4135 Krone links 64 15 0 21 0 5,6835 Krone rechts 50 18 0 32 0 6,5135 Huf links 61 18 2 21 0,5 6,93 7,2235 Huf rechts 58 16 1 25 0,5 8,92 5,6136 VFW-M. links 36 15 0 49 9,5 16,29 58,3236 VFW-M. rechts 53 18 0 29 7 15,47 45,2536 Fessel links 22 0 1 78 7,6 9,21 82,5236 Fessel rechts 28 3 0 59 6,5 10,42 62,3836 Krone links 52 18 1 29 0,5 6,11 8,1836 Krone rechts 49 14 1 36 0,4 7,79 5,1336 Huf links 52 16 0 32 0,5 9,48 5,2736 Huf rechts 58 15 0 27 0,4 6,24 6,4137 VFW-M. links 59 5 2 14 4 13,07 17,3437 VFW-M. rechts 54 28 1 17 8,5 13,2 64,39

120

Fortsetzung Tabelle 15:

Pferd Gelenk Seite Monozyten/Makrophagen

Lymphozyten�%�

Granulozyten�%�

Synoviozyten�%�

PKT�ml�

VOL�ml�

PKT/VOL�%�

37 Fessel links 59 18 0 23 4 11,79 33,9337 Fessel rechts 53 26 0 21 5 9,22 54,2337 Krone links 23 4 9 66 1,5 6,02 24,9237 Krone rechts 29 5 7 59 0,5 5,89 8,4937 Huf links 54 15 1 30 2,2 4,83 45,5537 Huf rechts 47 16 7 30 3 5,09 58,9438 VFW-M. links 43 15 3 39 8,5 14,72 57,7438 VFW-M. rechts 33 18 1 48 9 15,39 58,4838 Fessel links 54 15 0 31 4,9 10,52 46,5838 Fessel rechts 57 15 1 27 5,2 10,79 48,1938 Krone links 62 14 0 24 0,4 8,48 4,7238 Krone rechts 37 16 0 47 0,5 7,05 7,0938 Huf links 32 6 8 54 2,2 5,62 39,1538 Huf rechts 62 22 1 15 1 6,13 16,3139 VFW-M. links 59 39 1 1 10 13,3 75,1939 VFW-M. rechts 62 32 0 6 6 18,21 32,9539 Fessel links 70 17 1 12 4 15,61 18,5139 Fessel rechts 61 36 0 3 4 12,84 31,1539 Krone links 54 17 0 29 0 5,3239 Krone rechts 48 23 0 29 0 7,4839 Huf links 55 15 0 30 0 6,1139 Huf rechts 59 17 0 24 0,1 6,37 1,57

121

Tabelle 16: Mittelwerte der unterschiedlichen Gelenke:

Parameter Mittelwert (n = 307)

Standardabweichung Karpalgelenk(n = 78)

Fesselgelenk(n = 78)

Krongelenk(n = 77)

Hufgelenk(n = 74)

Alter �Jahre� 8,62 6,37

Groesse �cm� 154,13 18,13

Gewicht �kg� 474,62 157,16

Umfang �cm� 31,29 5,89 30,81 28,65 27,91 37,78

Faden �cm� 7,44 4,64 9,93 10,33 4,79 4,54pH 7,67 0,29 7,66 7,6 7,63 7,79

TP �g/l� 15,30 1,91 16,03 15,72 15,08 15,38

Album/Glob �%� 1,54 0,3 1,53 1,46 1,57 1,6

Albumin �%� 60,03 5,07 59,72 58,43 60,76 61,28

Globulin �%� 39,97 5,07 40,28 41,57 39,24 38,72

Glucose �mmol/l� 6,67 1,1 6,98 6,97 6,35 6,36

Lactat �mmol/l� 7,69 2,54 6,69 7,81 8,14 8,13

AP �U/l� 113,00 64,72 108,29 112,17 110,95 120,61

LDH �U/l� 216,53 53,49 231,15 215,31 207,7 211,57Monozyten �%� 54,85 11,15 56,37 53,5 55,4 54,08Lymphozyten �%� 17,21 7,13 18,22 15,5 55,4 54,8Granulozyten �%� 1,00 1,49 1,23 0,69 0,99 1,08Synoviozyten �%� 26,96 13,06 23,78 30,23 26,1 27,76

PKT �ml� 3,09 3,05 6,21 4,37 0,58 1,04

VOL �ml� 10,15 5,44 14,9 12,67 6,61 6,07

PKT/VOL �%� 27,05 21,75 44,92 35,27 9,78 (n = 63) 17,03 (n = 67)

122

Tabelle 17: Mittelwerte der verschiedenen Altersgruppen:

Altersgruppe 0-5 Jahre(n = 134)

Altersgruppe 5-10Jahre(n = 48)

Altersgruppe 10-15 Jahre(n = 62)

Altersgruppe 15-20 Jahre(n = 63)

Parameter

Mittelwert Standard-abweichung

Mittelwert Standard-abweichung

Mittelwert Standard-abweichung

Mittelwert Standard-abweichung

Faden �cm� 7,48 4,5 7,79 4,58 7,41 5,0 6,98 4,24pH 7,62 0,3 7,69 0,25 7,67 0,26 7,77 0,30TP �g/l� 15,52 2,02 15,19 1,69 14,63 1,74 15,59 1,84Albumin/Globulin �%� 1,59 0,32 1,48 0,33 1,47 0,29 1,55 0,24Albumin �%� 60,74 4,94 58,86 5,73 58,96 5,60 60,47 3,89Globulin �%� 39,26 4,94 41,14 5,73 41,04 5,60 39,53 3,89Glucose �mmol/l� 6,91 1,1 6,8 1,0 6,89 1,06 5,85 0,76Lactat �mmol/l� 8,15 2,47 7,8 2,7 7,85 2,58 6,45 2,16AP �U/l� 146,14 72,16 69,27 26,55 67,03 37,63 120,88 39,16LDH �U/l� 218,65 53,54 209,92 47,492 203,31 54,04 230,04 54,65Monozyten/Makrophagen �%� 54,05 11,92 57,35 11,52 54,97 11,01 54,51 9,1Lymphozyten �%� 16,65 7,33 17,44 7,28 18,27 8,01 17,16 5,53Granulozyten �%� 1,14 1,5 0,71 1,32 1,08 1,91 0,83 1,02Synoviozyten �%� 28,44 13,92 24,5 12,85 25,13 14,95 27,51 8,24PKT �ml� 3,18 3,22 2,86 2,83 2,95 2,77 3,08 3,04VOL �ml� 9,97 5,32 10,08 4,8 9,51 4,7 11,19 6,65PKT/VOL �%� 28,18 21,48 23,83 21,22 27,21 22,6 26,97 22,2

DANKSAGUNG

Mein Dank gilt Herrn Prof. Dr. J. Schneider für die Bereitstellung des Themas und diegeduldige Betreuung dieser Dissertation.Ferner danke ich Herrn Prof. Dr. J. Ferguson, der als Direktor der Chirurgischen Tierklinikfinanzielle und apparative Hilfe beigesteuert hat.Herrn Prof. Dr. Heilmann, Dr. Lindenhayn, Frau Mennicke und Frau Dr. Kirbach möchte ichganz herzlich für ihre Unterstützung danken. Ohne ihre Hilfe wäre diese Arbeit niemalsmöglich gewesen.Meinen Eltern möchte ich für die finanzielle Unterstützung und für das nur sporadischeNachfragen danken.Regina möchte ich vor allem für die gute Zusammenarbeit und die tatkräftige Hilfe bei derProbensammlung danken. Ich hoffe, dass ihr Anteil an diesem Thema auch noch zu einemerfolgreichen Ende kommt.Bei Thomas möchte ich mich für die Hilfe bei "technischen Schwierigkeiten" und für dasKorrekturlesen bedanken.Ein ganz besonderer Dank gilt Herrn Poggensee und seinem Gehilfen und den Schlachternaus Lübeck für ihre großartige Hilfsbereitschaft.Für die Beratung in Sachen Statistik möchte ich Herrn Dr. Richter herzlich danken, derSystem in das Zahlenchaos gebracht hat.Weiterhin danke ich meinen Kolleginnen für ihre Unterstützung und insbesondere Kerstin undUlli für die Hilfe bei den Dias und den Diagrammen und Herrn Lyall Petrie danke ich für dasFeilen an der Summary.Bei Schnute und Tassi möchte ich mich für ihre Rücksichtnahme in Krisenzeiten bedanken.Schließlich danke ich noch Jürgen-er weiß schon wofür....