Therapiestudie mit Kreatin bei der Glykogenose Typ V ... · (Madsen & Cori, 1958). Ein...

Aus der Neurologischen Klinik und Poliklinik der Berufsgenossenschaftlichen Kliniken Bergmannsheil – Universitätsklinik –

der Ruhr-Universität Bochum

Direktor: Prof. Dr. med. J.-P. Malin

Therapiestudie mit Kreatin bei der Glykogenose Typ V

(McArdle-Erkrankung) - eine doppelblinde, Plazebo-kontrollierte crossover-Studie -

Inaugural-Dissertation zur

Erlangung des Doktorgrades der Medizin einer

Hohen Medizinischen Fakultät der Ruhr-Universität Bochum

vorgelegt von

Rudolf Andre Kley aus Duisburg

2005

Dekan: Prof. Dr. med. G. Muhr

Referent: PD Dr. med. M. Vorgerd

Koreferent: Prof. Dr. rer. nat. M. W. J. Gerlach

Tag der mündlichen Prüfung: 18.10.2005

Meinen Eltern,

meiner Verlobten Magdalena

und meinem Neffen Lennard

in Dankbarkeit gewidmet.

Inhaltsverzeichnis

1 EINLEITUNG ............................................................................................ 10

1.1 Energiestoffwechsel der Skelettmuskulatur ..................................... 10

1.1.1 Funktion und Wirkungsweise der Muskelfasern................................. 10

1.1.2 Energiestoffwechsel unter Belastung................................................. 10

1.1.3 Glykogenstoffwechsel ........................................................................ 11

1.2 Glykogenose Typ V ............................................................................. 14

1.2.1 Klinische Beschwerden...................................................................... 14

1.2.2 Muskelbiopsie .................................................................................... 15

1.2.3 Genetik .............................................................................................. 16

1.2.4 Pathophysiologie ............................................................................... 16

1.2.5 Therapie............................................................................................. 17

1.3 Kreatin .................................................................................................. 18

1.3.1 Synthese............................................................................................ 19

1.3.2 Transport ........................................................................................... 20

1.3.3 Abbau und Ausscheidung .................................................................. 21

1.3.4 Kreatingehalt der Skelettmuskulatur .................................................. 22

1.3.4.1 Intramuskuläre Kreatinkonzentration bei Gesunden ................... 22

1.3.4.2 Intramuskuläre Kreatinkonzentration bei Myopathien ................. 22

1.3.5 Funktionen im Energiestoffwechsel der Muskulatur........................... 23

1.3.6 Studien zur Kreatin-Supplementation ................................................ 26

1.3.6.1 Pharmakokinetik ......................................................................... 26

1.3.6.2 Studien an Sportlern ................................................................... 27

1.3.6.3 Studien an Myopathie-Patienten................................................. 28

1.4 Oberflächen-Elektromyographie (S-EMG)......................................... 33

1.4.1 Grundlagen ........................................................................................ 33

1.4.2 Messparameter.................................................................................. 34

1.4.3 Veränderungen bei Muskelermüdung................................................ 35

1.4.4 S-EMG bei der Glykogenose Typ V................................................... 36

1.5 31Phosphor-Magentresonanzspektroskopie (31P-MRS).................... 37

1.5.1 Grundlagen ........................................................................................ 37

Inhaltsverzeichnis 5

1.5.2 Veränderungen bei Belastung ........................................................... 37

1.5.3 31P-MRS bei der Glykogenose Typ V ................................................ 38

1.6 Ziel der Studie...................................................................................... 39

2 METHODIK............................................................................................... 40

2.1 Probanden............................................................................................ 40

2.1.1 Patienten............................................................................................ 40

2.1.2 Kontrollgruppe ................................................................................... 42

2.2 Studiendesign...................................................................................... 42

2.3 Eingesetzte Präparate ......................................................................... 44

2.4 Randomisierung und Verblindung..................................................... 44

2.5 Untersuchungsmethoden ................................................................... 44

2.5.1 Anamnese und körperliche Untersuchung ......................................... 44

2.5.2 Tagesprotokolle ................................................................................. 44

2.5.2.1 Parameter................................................................................... 45

2.5.2.2 Auswertung................................................................................. 45

2.5.3 Klinisch-chemische Untersuchungen................................................. 46

2.5.4 S-EMG............................................................................................... 46

2.5.4.1 Versuchsaufbau.......................................................................... 46

2.5.4.2 Maximalkraft-Test ....................................................................... 48

2.5.4.3 Standard-Wadenmuskeltest ....................................................... 48

2.5.4.4 Auswertung................................................................................. 50

2.5.5 31Phosphor-Magnetresonanzspektroskopie (31P-MRS) ..................... 53

2.5.5.1 Versuchsaufbau.......................................................................... 53

2.5.5.2 Versuchsablauf ........................................................................... 54

2.5.5.3 Auswertung................................................................................. 55

2.5.5.4 Messparameter........................................................................... 56

2.6 Statistische Auswertung..................................................................... 57


2.6.2 Klinisch-chemische Untersuchungen und Körpergewicht .................. 59

2.6.3 S-EMG-Parameter ............................................................................. 59

Inhaltsverzeichnis 6

2.6.3.1 Vergleich mit Kontrollgruppe....................................................... 59

2.6.3.2 Vergleich der Studiengruppen .................................................... 60

2.6.4 31P-MRS............................................................................................. 60

3 ERGEBNISSE .......................................................................................... 61

3.1 Studienprofil ........................................................................................ 61

3.2 Untersuchungsergebnisse ................................................................. 63

3.2.1 Anamnese und körperliche Untersuchung ......................................... 63


3.2.3 Klinisch-chemische Untersuchung..................................................... 65

3.2.4 S-EMG............................................................................................... 65

3.2.4.1 Vergleich mit gesunder Kontrollgruppe....................................... 65

3.2.4.2 Vergleich der Studiengruppen .................................................... 70

3.2.5 31P-NMR-Spektroskopie..................................................................... 72

4 DISKUSSION............................................................................................ 75

4.1 Anstieg der intramuskulären Kreatinkonzentration ......................... 75

4.2 Einfluss von Kreatin auf die Maximalkraft ........................................ 78

4.3 Ergebnisse der S-EMG-Messungen................................................... 79

4.4 Ergebnisse der 31P-MRS-Messungen ................................................ 80

4.5 Einfluss von Kreatin auf die klinische Symptomatik........................ 81

4.6 Fazit ...................................................................................................... 86

5 ZUSAMMENFASSUNG............................................................................ 88

6 LITERATURVERZEICHNIS...................................................................... 90

7 ANHANG ................................................................................................ 106

8 DANKSAGUNG...................................................................................... 112

Abkürzungsverzeichnis

ACE Angiotensin-Konversions-Enzym

A/D analog/digital

ADP Adenosindiphosphat

AGAT Arginin-Glyzin-Amidinotransferase

AMP Adenosinmonophosphat

AMPK AMP-aktivierte Proteinkinase

ANT Adeninnukleotid-Translokator

Arg Arginin

ATP Adenosintriphosphat

BMD Muskeldystrophie Typ Becker

Ca2+ Kalziumionen

cAMP zyklisches AMP

cDNA komplementäre Desoxyribonukleinsäure

Cl- Chloridionen

CK Kreatinkinase

CrT Kreatinstransporter

DMD Muskeldystrophie Typ Duchenne

DNA Desoxyribonukleinsäure

EA elektrische Aktivität

EMG Elektromyogramm

FFT Fast-Fourier-Transformation

FID freier Induktionszerfall

FSHD Fazioskapulohumerale Muskeldystrophie

g Gramm

GAA Guanidinoazetat

GAMT Guanidinoazetat-Methyltransferase

GAT/NET γ-Aminobuttersäure/Noradrenalin Transporter

GLUT4 Glukosetransporter 4

GSD V Glycogen Storage Disease Type V (Glykogenose Typ V)

H+ Wasserstoffionen

HE Hämatoxylin-Eosin

Hz Hertz

Abkürzungsverzeichnis 8

HMAS Hammersmith Motor Ability Score

IGF-1 Insulin-ähnlicher Wachstumsfaktor 1

K+ Kaliumionen

kDa Kilodalton

kg Kilogramm

KG Körpergewicht

KI Konfidenzintervall

kJ Kilojoule

Km Michaelis-Konstante

l Liter

LGMD Gliedergürtel-Muskeldystrophie

µmol Mikromol

m Meter

M. Muskel

MF Mittenfrequenz

mg Milligramm

MHz Megahertz

mmHg Millimeter Quecksilber

mmol Millimol

MRC Medical Research Council Scale

mRNA messenger-RNA

MVC Maximum Voluntary Contraction (willkürliche Maximalkraft)

Na+ Natriumionen

NADH Nikotinamid-Adenin-Dinukleotid

NRS Numerische Ratingskala

NSS Neuromuscular Symptom Score

PAS Perjodsäure-Schiff-Reagenz

PCr Phosphokreatin

PDE Phosphodiester

PGYM Myophosphorylase-Gen

Pi anorganisches Phosphat

PME Phosphomonoester 31P-MRS 31Phosphor-Magnetresonanzspektroskopie

PROMM Proximale Myotone Myopathie

Abkürzungsverzeichnis 9

RCT randomisierte kontrollierte Studie

RMS Root Mean Square

RNA Ribonukleinsäure

s Sekunde

ScCKmit sarkomerische mitochondriale CK

SD Standardabweichung

SE Standardfehler

SEM Standardfehler des Mittelwertes

S-EMG Oberflächen-EMG

SERCA sarkoplasmatische Ca2+-ATPase

SNR Signal-Rausch-Verhältnis

Sp gepoolte Standardabweichung

T3 Trijodthyronin

TK Testkraft

TM Trockenmasse

U Einheiten (Units)

UbCKmit ubiquitäre mitochondriale CK

1 Einleitung

1.1 Energiestoffwechsel der Skelettmuskulatur

1.1.1 Funktion und Wirkungsweise der Muskelfasern Hauptfunktionen der quergestreiften Muskulatur sind die Lokomotion und die

Fixierung des Skeletts. Die Umwandlung chemischer Energie in mechanische

Arbeit (elektromechanische Kopplung) wird durch die Myofibrillen ermöglicht.

Bei einer Kontraktion der Muskelfaser gleiten die dünnen Aktinfilamente an den

dicken Myosinfilamenten entlang. Dadurch kommt es zu einer Verkürzung der

Sarkomere, der kleinsten Funktionseinheiten der Myofibrillen. Die nötige Ener-

gie liefert die phosphorylytische Spaltung von Adenosintriphosphat (ATP) in

Adenosindiphosphat (ADP) und Phosphat.

1.1.2 Energiestoffwechsel unter Belastung Die intrazelluläre ATP-Konzentration der Muskelfasern liegt bei ca. 8,2 mmol/l.

Der ATP-Umsatz beträgt in Ruhe etwa 0,6 mmol pro Minute. Bei maximaler

Belastung kann dieser Wert auf das Hundertfache ansteigen (Lambeth &

Kushmerick, 2002). Die vorhandene Menge an ATP wäre unter diesen

Bedingungen nach 1 bis 2 Sekunden verbraucht. Unter physiologischen Be-

dingungen bleibt die ATP-Konzentration jedoch auch bei maximaler Muskel-

arbeit weitestgehend konstant. Der Grund ist die suffiziente Rephosphorylierung

von ADP zu ATP. Abhängig vom zeitlichen Verlauf und der Intensität der Mus-

kelarbeit werden zu diesem Zwecke unterschiedliche Stoffwechselwege genutzt

bzw. aktiviert:

Während der ersten Sekunden einer Belastung erfolgt die Resynthese von ATP

vorwiegend durch die Übertragung der Phosphatgruppe von Phosphokreatin

(PCr) auf ADP. Katalysiert wird die Reaktion durch die Kreatinkinase (CK).

Intensive Muskelarbeit kann zu einem Verbrauch des PCr führen, bevor eine

Aktivierung nachhaltigerer Stoffwechselwege einsetzt. Unter diesen Bedingun-

gen gewinnt die Myokinase-Reaktion an Bedeutung, bei der eine Phosphat-

gruppe von ADP auf ein weiteres ADP-Molekül übertragen wird. Dabei entste-

hen ATP und Adenosinmonophosphat (AMP).

Mit einer Latenz von einigen Sekunden setzt die Energiegewinnung aus Glu-

kose ein. Durch die Glykogenolyse wird Glukose aus dem in der Muskelfaser

Einleitung 1.1 Energiestoffwechsel der Skelettmuskulatur 11

gespeicherten Glykogen freigesetzt. Parallel wird die Aufnahme von Glukose

aus dem Blut über membranständige Glukosetransporter, vor allem GLUT4,

gesteigert (Zorzano et al., 2000). Unter anaeroben Bedingungen wird Glukose

zu Laktat abgebaut. Dabei werden im Rahmen der anaeroben Substrat-

kettenphosphorylierung pro Mol Glukose zwei Mol ADP zu ATP phosphoryliert.

Die 16fache Menge an ATP entsteht bei der oxidativen Glykose durch die zu-

sätzlich stattfindende aerobe Substratkettenphosphorylierung und durch

Atmungskettenphosphorylierungen. Diese Reaktionen laufen in den Mito-

chondrien ab. Als Endprodukte entstehen Kohlendioxid und Wasser.

Bei anhaltender Muskelarbeit erfolgt die Gewinnung von ATP vorwiegend aus

dem aerob ablaufenden Abbau von Fettsäuren. Diese werden durch Lipasen in

den Lipozyten freigesetzt, ins Blut abgegeben und mit Hilfe spezifischer Trans-

portmoleküle von den Muskelfasern aufgenommen (Zorzano et al., 2000). Nach

Aktivierung der Fettsäuren durch die Acyl-CoA-Synthetase erfolgt der durch die

Carnitin-Palmitoyl-Transferase vermittelte Transport in die Mitochondrien. Dort

findet die β-Oxidation statt, bei der durch Substrat- und Atmungskettenphospho-

rylierung ATP gebildet wird.

Die Nutzung von Aminosäuren zur Energiegewinnung spielt unter normalen

Bedingungen eine untergeordnete Rolle, gewinnt jedoch im Hungerstoffwechsel

an Bedeutung. Die Freisetzung der Aminosäuren geschieht vorwiegend durch

den Abbau von Muskelproteinen. Neben Asparagin, Glutamat und Alanin

werden vor allem die verzweigtkettigen Aminosäuren Valin, Isoleucin und

Leucin aerob-oxidativ verstoffwechselt.

1.1.3 Glykogenstoffwechsel Im menschlichen Organismus wird Glukose in Form von Glykogen gespeichert.

Mit Ausnahme der Erythrozyten lässt es sich in allen Zellen nachweisen,

Hauptspeicherorte sind die Leber (64-115 g) und die Muskulatur (10-20 g pro kg

Muskelmasse) (Krahenbuhl et al., 2003;Selberg et al., 1994;Wise et al., 1997).

In der Leber dienen die Synthese und der Abbau von Glykogen vorwiegend der

Homöostase des Blutzuckerspiegels. Der Muskulatur hingegen fehlt das Enzym

Glukose-6-Phosphatase, welches die Dephosphorylierung von aus Glykogen

freigesetztem Glukose-6-Phosphat katalysiert und so einen Transport der Glu-

kose aus der Zelle ermöglicht. Daher ging man bis vor kurzem davon aus, dass


das in der Muskulatur gespeicherte Glykogen nur den speichernden Muskel-

fasern für die Energiegewinnung zur Verfügung steht. Ende 2003 wurde jedoch

ein zweites Enzym, die Glukose-6-Phosphatase-beta beschrieben, die auch von

Muskelfasern exprimiert wird. Zusammen mit einem Glukose-6-Phosphat-

Transporter bildet sie den Glukose-6-Phosphatase-Komplex (Shieh et al.,

2003;Shieh et al., 2004). Die Bedeutung dieses Komplexes für den Glykogen-

stoffwechsel der Muskulatur ist noch ungeklärt.

Die Synthese von Glykogen beginnt mit der durch die Phosphoglukomutase

katalysierten Überführung von Glukose-6-Phosphat in Glukose-1-Phosphat.

Letzteres wird durch die UDP-Glukose-Phosphorylase zu Uridindinphosphat-

Glukose (UDP-Glukose) aktiviert. Bei der De-novo-Synthese von Glykogen

übertragt als nächstes das Protein Glykogenin autokatalytisch bis zu 8 Glukose-

reste auf die Hydroxylgruppe eines internen Tyrosinrestes (Lomako et al.,

2004). Die Glykogensynthase bindet an dieses Primer-Glykogen und katalysiert

die 1,4-glykosidische Bindung weiterer aktivierter Glukosemoleküle an den

terminalen Glukosylrest. Bei der Verlängerung eines vorhandenen Glykogen-

moleküls bindet die Glykogensynthase direkt an das Ende einer Glykogenkette.

Nach Verlängerung der Oligosaccharidkette um mindestens 6 Glukosereste

werden durch das Branching-Enzym bevorzugt 7 1,4-glykosidisch verknüpfte

Glukosereste über eine 1,6-glykosidische Bindung auf eine benachbarte Kette

übertragen. Dadurch entstehen die für Glykogen typischen Verzweigungen.

Die Anzahl der verzweigten und unverzweigten Ketten ist ungefähr gleich. Eine

Kette setzt sich aus 11 bis 14 Glukoseresten zusammen (Illingworth & Cori,

1952). Diese Oligosaccharide bilden eine linksdrehende Helix mit 6,5 Glukose-

resten pro Windung. Die Größe des Glykogenmoleküls ist durch seine Form

selbstlimitierend, da die Packungsdichte mit jeder neuen Schicht zunimmt

(Madsen & Cori, 1958). Ein Glykogenmolekül speichert bei einem Molekular-

gewicht von etwa 10 Millionen Dalton ca. 55.000 Glukosereste.

Die Glykogenolyse beginnt mit der phosphorolytischen Spaltung der terminalen

1,4-glykolytischen Bindungen durch die Glykogen-Phosphorylase. Dadurch wird

Glukose-1-Phosphat freigesetzt, das durch die Phosphoglukomutase in

Glukose-6-Phosphat umgewandelt wird. Die Glykogen-Phosphorylase ist das

geschwindigkeitsbestimmende Enzym des Glykogenabbaus. Sie kann jedoch


die endständigen 1,4-glykolytischen Bindungen nur bis auf 4 Glukosemoleküle

vor einer Verzweigungsstelle spalten. Danach überträgt die Glykosyltransferase

eine Trisaccharideinheit auf eine andere Kette. Dadurch wird die Verbindungs-

stelle dem Debranching-Enzym zugänglich, das die 1,6-glykolytische Bindung

hydrolytisch spaltet. Im Gegensatz zur Phosphorylase-Reaktion wird bei diesem

Vorgang freie Glukose abgespalten.

Der Glykogenmetabolismus wird vornehmlich durch die Regulation der Glyko-

gensynthase und der Glykogen-Phosphorylase gesteuert. Die Aktivitäten beider

Enzyme werden sowohl durch kovalente Phosphorylierung als auch durch

allosterische Effektoren beeinflusst:

Die Glykogensynthase a kann an 9 Stellen durch verschiedene Proteinkinasen

phosphoryliert und dadurch in die inaktivere Glykogensynthase b überführt

werden. Die wichtigsten Kinasen sind hierbei die cAMP-abhängige Protein-

kinase, die calciumabhängige Phosphorylase-b-Kinase, die Glykogensynthase-

Kinasen 3 bis 5, die Casein-Kinase I und II sowie die AMP-aktivierte Protein-

kinase (AMPK) (Carling & Hardie, 1989;Cohen, 1978;Parker et al., 1982;Roach,

1981). Glykogen hemmt ebenfalls die Glykogensynthase im Sinne einer Feed-

back-Inhibition.

Auf der anderen Seite steigern Glykogen-assoziierte Phosphatasen, insbeson-

dere die Protein-Phosphatase 1, durch Dephosphorylierung die Aktivität der

Glykogensynthase (Cohen, 1978;Hubbard & Cohen, 1989). Darüber hinaus ist

Glukose-6-Phosphat ein allosterischer Aktivator (LELOIR et al., 1959). Über

welchen Mechanismus Insulin die Enzymaktivität steigert ist bislang unklar.

Vermutet wird eine indirekte Wirkung durch den Einfluss auf Phosphatasen.

Die Glykogen-Phosphorylase wird im Gegensatz zur Glykogensynthase durch

Phosphorylierung aktiviert. Die inaktivere b-Form wird durch die Phosphorylase-

b-Kinase in die aktive a-Form überführt. Die Phosphorylase-b-Kinase wird ihrer-

seits durch die cAMP-abhängige Proteinkinase und durch Calcium aktiviert

(Brostrom et al., 1971). AMP führt als allosterischer Effektor ebenfalls zu einer

Steigerung der Aktivität der Glykogen-Phosphorylase.

Die Dephosphorylierung der Glykogen-Phosphorylase a erfolgt durch die

Phosphorylase-a-Phosphatase. Des Weiteren stellen ATP, Glukose und Glu-

kose-6-Phosphat allosterische Inhibitoren der Glykogen-Phosphorylase dar. Die

Phosphorylase-a-Phosphatase wird durch die zwei hitzestabilen Proteine

Einleitung 1.2 Glykogenose Typ V 14

Inhibitor 1 und Inhibitor 2 gehemmt (Huang & Glinsmann, 1976). Der Inhibitor 1

wird durch die cAMP-abhängige Proteinkinase aktiviert. Er hemmt neben der

Phosphorylase-a-Phosphatase auch den Einfluss der Protein-Phosphatase 1

auf die Glykogensynthase b und die Phosphorylase-Kinase.

1.2 Glykogenose Typ V Synonyme: Myophosphorylase-Mangel, McArdle-Erkrankung

Der Glykogenose Typ V (glycogen storage disease V, GSD V) liegt eine stark

verminderte bis fehlende Aktivität der muskelspezifischen Glykogen-Phospho-

rylase (Myophosphorylase) zugrunde. Diese ist bedingt durch Mutationen im

Myophosphorylase-Gen auf Chromosom 11. Der Erbgang ist autosomal rezes-

siv. Nur in Einzelfällen kommt es zu einer Manifestation der Erkrankung bei

heterozygoten Merkmalsträgern. Die Inzidenz der GSD V wird auf 1-10 pro

1.000.000 Neugeborene geschätzt (DiMauro & Haller, 1999;DiMauro et al.,

1997;Haller, 2000;Manfredi et al., 1993;Schmidt et al., 1987).

Die Erkrankung manifestiert sich in der Regel vor dem 15. Lebensjahr und hat

in den meisten Fällen einen gutartigen Verlauf. In Einzelfällen wurden jedoch

kongenitale Verlaufsformen mit respiratorischer Insuffizienz und Tod im Säug-

lingsalter beschrieben (DiMauro & Hartlage, 1978;Milstein et al., 1989;Miranda

et al., 1979).

1.2.1 Klinische Beschwerden Klinisches Hauptmerkmal der Glykogenose Typ V ist die Belastungsintoleranz.

Sie macht sich in Form von Myalgien, vorzeitige Ermüdung, Steifigkeit und

Schwäche der beanspruchten Muskulatur bemerkbar. In Ruhe bildet sich die

Symptomatik in der Regel komplett zurück. Nach stärkeren Anstrengungen

treten jedoch häufig schmerzhafte Muskelkontrakturen auf, die teils mehrere

Stunden anhalten und mit einer Schwellung der Muskulatur einhergehen

können. Im Gegensatz zu Muskelkrämpfen lässt sich im EMG keine elektrische

Aktivität nachweisen. Problematisch sind vor allem intensive isometrische

Kontraktionen und anhaltende dynamische Arbeit. Moderate Belastungen

werden hingegen meist gut toleriert.

Ein weiteres Charakteristikum ist das second-wind-Phänomen: Bei den meisten

Patienten treten bereits einige Minuten nach Beginn einer Aktivität eine Ermü-


dung der Muskulatur und Myalgien auf. Wird daraufhin eine kurze Pause ein-

gelegt oder die Intensität der Belastung reduziert, so bilden sich diese

Symptome zurück und die Arbeit kann über einen längeren Zeitraum beschwer-

defrei fortgesetzt werden. Dieses Phänomen wird auf folgende Anpassungs-

reaktionen zurückgeführt:

Zum einen kommt es durch den Anstieg des Herz-Zeit-Volumens zu einer ge-

steigerten Durchblutung der Muskulatur. Die mit dem Blut transportierten freien

Fettsäuren und Glukose können von den Muskelfasern als Substrate für den

Energiestoffwechsel genutzt werden. Zudem kompensiert die Rekrutierung in-

aktiver motorischer Einheiten die abnehmende Leistungsfähigkeit der ermüde-

ten Muskelfasern (siehe 1.4) (Braakhekke et al., 1986a).

Die Störung der Zellintegrität und der Abbau von Muskelfasern führen zu einer

Erhöhung der CK-Konzentration im Serum. Bei ca. der Hälfte der Patienten

kommt es rezidivierend zu Myoglobinurien, die ein akutes Nierenversagen ver-

ursachen können. Etwa ein Drittel der Patienten entwickelt im Verlauf perma-

nente Muskelschwächen, die in der Regel mild ausgeprägt und proximal betont

sind (Martin et al., 2001b).

1.2.2 Muskelbiopsie Der Glykogengehalt der Muskelfasern ist meist leicht bis mäßig erhöht (mehr

als 2 g pro 100 g Gewebe). Histologisch lassen sich in der Regel subsarkolem-

mal gelegene Glykogenansammlungen nachweisen. Die Akkumulation von

Glykogen zwischen den Myofibrillen führt typischerweise zu vakuolären Ver-

änderungen der Muskelfasern (Abbildung 1). Ultrastrukturell zeigt sich eine

Akkumulation normalkonfigurierter, nicht membrangebundener Glykogenpartikel

unterhalb des Sarkolemms, zwischen den Myofibrillen und in geringerer Aus-

prägung auch zwischen den Myofilamenten. Durch Biochemische Untersu-

chungen lässt sich eine verminderte bis fehlende Aktivität der Glykogen-

Phosphorylase nachweisen.


Abbildung 1: Histologische Veränderungen bei der GSD V (Muskelbiopsat). A) Hämatoxylin-Eosin-Färbung (HE): vorwiegend subsarkolemmal gelegene Vakuolen in variabler Ausprägung (Pfeile). B) PAS-Färbung: Nachweis von Kohlenhydraten (Glykogen) innerhalb der Vakuolen.

1.2.3 Genetik Die kodierende Region des Myophosphorylase-Gens (PGYM) ist 2523 Basen-

paare lang und enthält 20 Exons und 19 Introns. Bisher sind 41 Mutationen im

PGYM bekannt (Deschauer et al., 2003;DiMauro et al., 2002;Hadjigeorgiou et

al., 2002a;Hadjigeorgiou et al., 2002b). Die häufigste Mutation in Europa und

Nordamerika ist die Nonsense-Mutation Arg49Stop in Exon 1. Sie führt zu

einem vorzeitigen Abbruch der Proteinsynthese. Als Folge entsteht ein trun-

kiertes, enzymatisch inaktives Protein (DiMauro et al., 2002;Vorgerd, 1999).

Ein Zusammenhang zwischen Phänotyp und PGYM-Genotyp konnte bislang

nicht nachgewiesen werden (Martin et al., 2001a;Tsujino et al., 1993). Es zeigte

sich jedoch eine Korrelation zwischen dem Angiotensin-Konversions-

Enzym(ACE)-Genotyp und dem klinischen Schweregrad der Erkrankung. Der

ACE-Polymorphismus könnte demnach einen modulierenden Einfluss auf den

Phänotyp haben (Martinuzzi et al., 2003).

1.2.4 Pathophysiologie Der Energiestoffwechsel der Muskulatur greift insbesondere bei isometrischer

und intensiver dynamischer Belastung auf Glykogen als Substrat der aeroben

und anaeroben Glykolyse zurück. Bei der Glykogenose Typ V führt die Blo-

ckade der Glykogenolyse unter diesen Bedingungen zu einem Mangel an

Pyruvat und Acetyl-CoA. Dadurch nehmen die Menge des im Krebs-Zyklus

generierten Nicotinamid-Adenin-Dinukleotid (NADH) und die über die Atmungs-

kette gewonnene Energie ab. Dies führt zu einem spektroskopisch nachweis-


baren Abfall der intramuskulären ATP-Konzentration und zu einem Anstieg von

ADP und Phosphat. Durch diese früh einsetzende metabolische Erschöpfung

lässt sich die vorzeitige Muskelermüdung erklären (De Stefano et al.,

1996;DiMauro et al., 2002;Haller et al., 1985;Sahlin et al., 1995;Vorgerd,

1999;Zange et al., 2003).

Die Pathophysiologie der Muskelkontrakturen ist hingegen bisher nur im An-

satz verstanden. Der ATP-Mangel des kontraktilen Apparates reicht zur Erklä-

rung alleine nicht aus (Edwards & Wiles, 1981;Rowland et al., 1965). Es wird

unter anderem vermutet, dass die erhöhte intrazelluläre ADP-Konzentration die

Dissoziation des Aktin-Myosin-ADP-Pi-Komplexes verzögert. Ferner werden

Veränderungen der Erregbarkeit der Muskelfasermembran durch eine redu-

zierte Aktivität der muskulären Na+Ka+-ATPase und eine Erhöhung der myo-

fibrillären Calcium-Sensitivität angenommen (DiMauro et al., 2002;Vorgerd,

1999).

1.2.5 Therapie Bisher gibt es keine offiziellen Empfehlungen zur pharmakologischen Behand-

lung der Glykogenose Typ V. 2004 erschien in der Cochrane Database ein

systematischer Review der bis dato veröffentlichten Therapiestudien an GSD-V-

Patienten (Quinlivan & Beynon, 2004). Die Autoren kamen zu der Schlussfolge-

rung, dass eine Empfehlung von speziellen medikamentösen oder diätetischen

Therapien anhand der bisherigen Datenlage nicht möglich ist.

In zwei Einzelfällen besserte sich die Leistung bei der Fahrradergometrie durch

eine eiweißreiche, kohlenhydratreduzierte Diät (Jensen et al., 1990;Slonim &

Goans, 1985). Der Effekt wurde unter anderem auf eine gesteigerte Glukoneo-

genese durch die vermehrte Zufuhr verzweigtkettiger Aminosäuren zurückge-

führt. Eine zweimonatige Diät mit Leucin, Isoleucin und Valin führte jedoch bei

drei Patienten zu keiner Verbesserung der Leistungfähigkeit (Kushner &

Berman, 1990). In einer kontrollierten Studie mit 6 Patienten verschlechterte

sich sogar die Leistung bei der Fahrradergometrie. Als Ursache wurde die Sen-

kung der Konzentration freier Fettsäuren im Blut diskutiert (MacLean et al.,

1998).

Fettreiche Diät führte bei einem Patienten zu einer verbesserten Belastungs-

toleranz. Dieser Effekt wurde auf den Anstieg der freien Fettsäuren im Blut zu-

rückgeführt (Viskoper et al., 1975). Die orale Gabe von Vitamin B6 (Pyridoxin)

Einleitung 1.3 Kreatin 18

hatte eine vergleichbare Wirkung (Phoenix et al., 1998). Der Kalziumantagonist

Verapamil und das zentral wirksame Muskelrelaxans Dantrolen erwiesen sich in

doppelblinden, plazebo-kontrollierten crossover-Studien mit 3 bzw. 5 Patienten

hingegen als klinisch unwirksam (Lane et al., 1986;Poels et al., 1990).

Die einmalige orale Gabe von D-Ribose führte bei einem Patienten zu einer

besseren Leistung bei der Fahrradergometrie (Wagner & Zollner, 1991). Der

Effekt ließ sich in einer doppelblinden, plazebo-kontrollierten Studie jedoch nicht

reproduzieren (Steele et al., 1996). Glukoseinfusionen bewirkten eine Steige-

rung der maximalen Sauerstoffaufnahme bei der Ergometrie und eine verbes-

serte Leistung bei repetitiver maximaler Belastung (Haller & Vissing,

2002;Lewis et al., 1985). Die Wirkung von oral zugeführter Saccharose wurde in

einer randomisierten, plazebo-kontrollierten crossover-Studie mit 12 Patienten

untersucht. Die Einnahme von 75 g Saccharose führte bei der 30 Minuten spä-

ter durchgeführten Fahrradergometrie zu einer Verbesserung der objektiven

und subjektiven Belastungstoleranz (Vissing & Haller, 2003). Die Nachteile

dieser Therapie sind die kurze Wirkdauer und die Gefahr einer Gewichts-

zunahme durch die gesteigerte Kalorienzufuhr.

Kausale Therapieansätze befinden sich derzeit noch in der Entwicklungsphase.

Der Transfer humaner Myophosphorylase-cDNA in humane Muskelzellen führte

in vitro zu einer gesteigerten Enzymaktivität in Myoblasten und zusätzlich zu

einer gesteigerten Genexpression in Myotuben (Baque et al., 1994). In primä-

ren, Myophosphorylase-defizienten Myoblastenkulturen aus humaner und

Schafmuskulatur kam es nach der Transduktion zu einem Wiedereinsetzen der

Myophosphorylase-Aktivität (Pari et al., 1999). Als Vektor wurde jeweils ein

Adenovirus eingesetzt. Untersuchungen in vivo fanden bisher nicht statt.

1.3 Kreatin Kreatin (a-Methylguanidoessigsäure) ist eine natürlich vorkommende Guanidin-

verbindung, die 1832 von dem französischen Wissenschaftler Chevreul ent-

deckt wurde. Der Name leitet sich vom griechischen Wort für Fleisch (kreas) ab

(Balsom et al., 1994;Wyss & Kaddurah-Daouk, 2000). In der Muskulatur und im

Gehirn von Wirbeltieren ist Kreatin eine essentielle Komponente des Energie-

stoffwechsels (Guerrero-Ontiveros & Wallimann, 1998;Wyss & Kaddurah-

Daouk, 2000).


Der menschliche Körper enthält im Durchschnitt etwa 120 g Gesamtkreatin (2/3

Phosphokreatin – 1/3 freies Kreatin). 95 % dieser Menge befinden sich in der

Skelettmuskulatur. Der Rest verteilt sich vorwiegend auf Herz, Gehirn und

Hoden (Kreider et al., 2003;Persky & Brazeau, 2001). Täglich werden ca. 2 g

Kreatin in Form von Kreatinin über die Nieren ausgeschieden. Der Verlust wird

zu etwa gleichen Teilen durch die exogene Zufuhr von Kreatin, insbesondere

durch den Verzehr von Fisch und Fleisch, und durch die endogene Kreatin-

synthese ausgeglichen (Persky & Brazeau, 2001).

1.3.1 Synthese Die Biosynthese von Kreatin geht von den Aminosäuren Arginin, Glyzin und

Methionin aus und läuft in zwei Schritten ab. In der Niere katalysiert das Enzym

Arginin-Glyzin-Amidinotransferase (AGAT), eine Transaminidase, die Übertra-

gung der Guanidinogruppe von Arginin auf Glyzin. Das Intermediärprodukt

Guanidinoazetat (GAA) wird über das Blut in die Leber transportiert und dort zu

Kreatin methyliert. Donor der Methylgruppe ist Methionin bzw. S-Adenosyl-

methionin. Die Reaktion wird durch die Guanidinoazetat-Methyltransferase

(GAMT), eine Transmethylase, katalysiert (Persky & Brazeau, 2001;Walker,

1979). Synthese und Abbau des Kreatins sind vereinfacht in Abbildung 2 darge-

stellt.

Die Bildung von Guanidinoazetat durch die Arginin-Glyzin-Amidinotransferase

ist der geschwindigkeitslimitierende Schritt bei der Synthese von Kreatin.

Kreatin hemmt möglicherweise die Expression von AGAT auf prätranslationaler

Ebene im Sinne einer Feedback-Inhibition. Weitere regulierende Faktoren sind

Schilddrüsen- und Wachstumshormone, Testosteron, Ornithin und Fasten

(Walker, 1979;Wyss & Kaddurah-Daouk, 2000).


OHNH2 C

H CO

CH2 CH2

CH2 NHC

NHNH2

OH

NH2

CH2

CO

OH

NH2 CHC O

CH2

CH2

CH2

NH2

OH

CNH

NH2NHCH2

CO

OH

OH OH

OOHC

CH CHCH C

H

NCH

N

N

CHN

NH2 OH

NH2CHCO

CH2CH2

SHCH3

CH3

OH

CNH

NH2NCH2

CO

CH3

OH

CNH

NH

NCH2

CO

P OOH

OH

CH3

CNH NH

N CH2

C O

+ +

L-Arginin L-Glycin

AGAT

Ornithin Guanidinoacetat

GAMT

Phosphokreatin Kreatin

Kreatinin

S-Adenosylmethionin

ADP ATP

ADP ATP

Kreatinkinase (CK)

Pi + H2O H2O

Abbildung 2: Kreatinstoffwechsel. AGAT: Arginin-Glyzin-Amidinotransferase; GAMT: Guanidinoacetat-Methyltransferase; ADP: Adenosindiphosphat, ATP: Adenosintriphosphat, Pi: Phosphat.

1.3.2 Transport Kreatin gelangt über das Blut von den Syntheseorten zu den Zielgeweben. Die

Plasmakonzentration liegt unter physiologischen Bedingungen zwischen 25 und

100 µmol/l (Harris et al., 1992;Marescau et al., 1986;Wyss & Kaddurah-Daouk,

2000). Die intrazelluläre Konzentration liegt Im Vergleich dazu gewebeabhängig

bis zu tausendfach höher (Walzel et al., 2002a).

Der Transport von Kreatin in die Zelle erfolgt aktiv mittels eines spezifischen,


hochaffinen Kreatin-Transporters (CrT). Durch ihn kann Kreatin, nicht jedoch

PCr, im Kotransport mit Na+- und Cl--Ionen die Zellmembran passieren (Walzel

et al., 2002a). Die Energie liefert das Membranpotential und der transmembra-

nöse Na+-Gradient, der durch die plasmalemmale Na+-K+-ATPase aufrechter-

halten wird (Guerrero-Ontiveros & Wallimann, 1998). Untersuchungen an Glia-

zellen ergaben einen Symport von 2 Na+-Ionen pro Kreatinmolekül (Moller &

Hamprecht, 1989). Die Michaelis-Menten Konstante (Km) für den CrT variiert

spezies- und zelltypabhängig zwischen 20 und 160 µmol/l (Guimbal & Kilimann,

1993;Ku & Passow, 1980;Loike et al., 1986;Moller & Hamprecht, 1989;Schloss

et al., 1994a;Sora et al., 1994;Walzel et al., 2002a;Willott et al., 1999).

Der CrT gehört zur Genfamilie der γ-Aminobuttersäure/Noradrenalin Transpor-

ter (GAT/NET), die für die Aufnahme verschiedener Neurotransmitter und

Aminosäuren verantwortlich sind (Guimbal & Kilimann, 1993;Nash et al.,

1994;Schloss et al., 1994b;Schloss et al., 1994a). Derzeit sind drei Isoformen

des CrT bekannt, die wahrscheinlich durch alternatives Spleißen entstehen.

Eine Isoform mit einer Molekülmasse von ~58 kDa ist in der Plasmamembran

lokalisiert, die anderen 55 bzw. 70 kDa großen Proteine kommen in der inneren

Mitochondrienmembran vor (Walzel et al., 2002a;Walzel et al., 2002b). RNA-

Analysen (Northern-Blot) ergaben eine hohe Expression von CrT-mRNA in

Skelettmuskulatur, Herz, Gehirn, Nieren, Hoden und Kolon (Guimbal &

Kilimann, 1993;Nash et al., 1994;Saltarelli et al., 1996;Sora et al., 1994). Damit

ist das Expressionsmuster des CrT vergleichbar mit dem der CK (Guerrero-

Ontiveros & Wallimann, 1998;Wallimann & Hemmer, 1994).

Katecholamine, der Insulin-ähnliche Wachstumsfaktor 1 (IGF-1), Trijodthyronin

(T3), Nahrungsaufnahme und körperliches Training steigern die Aufnahme von

Kreatin in die Zelle (Odoom et al., 1996;Persky & Brazeau, 2001;Walzel et al.,

2002a). Insulin fördert ebenfalls die intrazelluläre Akkumulation von Kreatin,

allerdings nur in hohen, unphysiologischen Konzentrationen (Steenge et al.,

1998).

1.3.3 Abbau und Ausscheidung Endprodukt des Kreatinstoffwechels ist Kreatinin, das spontan (nicht-enzyma-

tisch) durch Wasserabspaltung und Ringschluss aus Kreatin bzw. PCr entsteht

(Abbildung 2). Im Gegensatz zu in vitro Studien ist dieser Prozess in vivo


irreversibel (Wyss & Kaddurah-Daouk, 2000). Täglich konvertieren etwa 2,6 %

des PCr und 1,1 % des freien Kreatins zu Kreatinin (Walker, 1979). In Ab-

hängigkeit von der Muskelmasse entstehen auf diese Weise im Durchschnitt ca.

2 g Kreatinin pro Tag (Terjung et al., 2000).

Kreatinin ist ein ungeladenes Molekül und frei membrangängig. Es diffundiert

aus dem Gewebe in den Blutkreislauf und wird durch glomeruläre Filtration

über die Nieren ausgeschieden (Persky & Brazeau, 2001;Wyss & Kaddurah-

Daouk, 2000).

1.3.4 Kreatingehalt der Skelettmuskulatur

1.3.4.1 Intramuskuläre Kreatinkonzentration bei Gesunden Die Kreatinkonzentration in humaner Skelettmuskulatur ist vom Fasertyp ab-

hängig. Muskelfasern vom histochemischen Typ 2 weisen einen höheren Ge-

halt an Kreatin und PCr auf als Typ-1-Fasern (Casey et al., 1996;Kushmerick et

al., 1992;Meyer et al., 1985). Die Konzentration des Gesamtkreatins liegt bei

etwa 125 mmol pro Kilogramm Trockenmasse (TM) (Spannweite 110-160

mmol/kg). Der Anteil des PCr liegt bei ca. 60% (Balsom et al., 1995;Casey et

al., 1996;Harris et al., 1974;Harris et al., 1992;Hultman et al., 1996).

1.3.4.2 Intramuskuläre Kreatinkonzentration bei Myopathien Tarnopolsky et al. untersuchten 81 Muskelbiopsate von Patienten mit verschie-

denen Muskelerkrankungen und von Kontrollpersonen. Ein reduzierter PCr-

Gehalt ließ sich in Biopsaten von Patienten mit Muskeldystrophien (53 mmol/kg

Trockenmasse (TM)), entzündlichen Myopathien (55,6 mmol/kg TM) und Mito-

chondriopathien (41,8 mmol/kg TM) nachweisen (Tarnopolsky & Parise, 1999). 31P-MRS-Messungen an Patienten mit Mitochondriopathien und entzündlichen

Myopathien ergaben ebenfalls eine verminderte intramuskuläre PCr-Konzentra-

tion (Arnold et al., 1985;Matthews et al., 1991;Park et al., 1994;Park et al.,

2000).

Bei Mitochondriopathien wird als Ursache der erniedrigten PCr-Konzentration

eine gesteigerte Resynthese von ATP durch PCr infolge der Störung der Mito-

chondrienfunktion vermutet (Tarnopolsky & Parise, 1999). Des Weiteren fand

sich im Western-Blot an Muskelhomogenaten eine verminderte Expression des

Kreatintransporters bei Mitochondriopathien, kongenitalen Myopathien, Muskel-

dystrophien und entzündlichen Myopathien (Tarnopolsky et al., 2001). Die Auf-


nahme von Kreatin in die Muskelfaser könnte demnach gestört sein. Ein

weiterer Aspekt ist die körperliche Aktivität. Diese steigert die Aufnahme von

Kreatin in die Zelle (Persky & Brazeau, 2001;Robinson et al., 1999). Patienten

mit Myopathien sind jedoch durch Paresen, Myalgien und die insbesondere bei

metabolischen Myopathien auftretende Belastungsintoleranz in ihrer physischen

Leistungsfähigkeit eingeschränkt.

1.3.5 Funktionen im Energiestoffwechsel der Muskulatur ATP zählt zu den energiereichen Phosphaten und ist der wichtigste Energie-

überträger im Intermediärstoffwechsel. Durch Hydrolyse der γ-Anhydridbindung

wird ein Energiebetrag von ca. 30 kJ/mol frei. ATPasen nutzen diese Energie,

um endergonische biochemische Reaktionen ablaufen zu lassen. Sie ermögli-

chen unter anderem die Muskelkontraktion, den Ionentransport durch Membra-

nen und die Proteinsynthese.

Kreatin ist über das Kreatin/PCr/CK-System mit dem ATP-Metabolismus ver-

bunden. Die CK kommt in Geweben vor, deren Energiebedarf starken Schwan-

kungen unterworfen ist (z.B. Muskulatur, Gehirn). Sie katalysiert den reversiblen

Transfer der γ-Phosphatgruppe von ATP auf die Guanidinogruppe von Kreatin.

Bei der Reaktion wird ein H+-Ion freigesetzt (Abbildung 3) (Wyss & Kaddurah-

Daouk, 2000).


CH3

O

CNH2

+

NH2NCH2

CO

CH3

O

CNH2

+

NH

NCH2

CO

P O

O

O

O P O

O

O

O P

O

O

O P

O

O

OHOH

OC

N N

N N

NH2

O P O

O

O

O P

O

O

OHOH

OC

N N

N N

NH2

H+

Phosphokreatin

Kreatin

Kreatinkinase (CK)

+

+ +

ATP

ADP

Abbildung 3: Kreatinkinase-Reaktion. ATP: Adenosintriphosphat, ADP: Adenosindiphosphat.

Fünf verschiedene Isoformen der CK sind derzeit bekannt. Ihre Expression ist

gewebeabhängig:

CK-MM, CK-MB und CK-BB sind Dimere aus zwei Untereinheiten und kommen

im Zytosol vor. Die Bezeichnung der Untereinheiten richtet sich nach den

Geweben, in denen sie überwiegend vorkommen (M steht für muscle und B für

brain) (Kay et al., 2000;Wyss & Kaddurah-Daouk, 2000). Adulte Skelettmuskel-

fasern exprimieren nahezu ausschließlich CK-MM, Herzmuskelzellen auch

geringe Mengen CK-MB und CK-BB (Kay et al., 2000). In der Skelettmuskulatur

befinden sich die zytosolischen Isoformen der CK vorwiegend im Bereich des

sarkoplasmatischen Retikulums, des Sarkolemms sowie der A- und I-Banden.

Die Lokalisation ist wichtig im Hinblick auf die Resynthese adäquater Mengen

an ATP zur Aufrechterhaltung physiologischer Zellfunktionen, z.B. für die

Myosin-ATPase (Muskelkontraktion), die sarkoplasmatische Ca2+-ATPase

(SERCA, intrazelluläre Ca2+-Homöostase) und die sarkolemmale Na+-K+-

ATPase (Membranpotential der Muskelzelle) (Dahlstedt et al., 2000;de Groof et

al., 2002).


An der Außenseite der inneren Mitochondrienmembran bzw. im mitochondrialen

Intermembranraum sind zwei weitere Isoformen lokalisiert. Sie bilden entweder

Homodimere (inaktive Form) oder Homooktamere (aktive Form). Ihre Expres-

sion ist ebenfalls gewebeabhängig. ScCKmit kommt in Skelett- und Herz-

muskulatur, UbCKmit in nicht-muskulären Geweben vor (de Groof et al.,

2002;Spindler et al., 2002). Sie spielen zusammen mit spannungsabhängigen

Anionen-Kanälen und dem Adeninnukleotid-Translokator (ANT) eine wichtige

Rolle bei der Regulation des intramitochondrialen ATP/ADP-Verhältnisses (de

Groof et al., 2002).

Der Anteil der ScCKmit-Aktivität an der gesamten CK-Aktivität hängt vom Meta-

bolismus der Zelle ab. Bei oxidativen Muskelfasern (Typ I-Muskelfasern und

Herz) ist er relativ hoch, bei Typ II-Fasern mit überwiegend glykolytischem

Stoffwechsel niedrig (Kay et al., 2000).

Es wird angenommen, dass die verschiedenen Isoformen der CK in der Mus-

kulatur funktionell und strukturell mit dem Energieverbrauch (zelluläre ATPasen)

bzw. der Energieproduktion (Glykolyse, Mitochondrien) verbunden sind, um den

Energietransport innerhalb der Muskelfaser zu erleichtern. Kreatin und PCr

dienen dabei als lösliche Zwischenprodukte und temporäre Energiepuffer. Dem

Model nach wird das vornehmlich durch die Aktivität der Myofibrillen entste-

hende ADP umgehend mit Hilfe der zytosolischen CK und der Phosphatgruppe

des PCr zu ATP rephosphoryliert. Kreatin diffundiert zurück in die Mito-

chondrien, wird dort durch die ScCKmit zu PCr rephosphoryliert und steht dann

als energiereiche Phosphatverbindung wieder dem Energiestoffwechsel zur

Verfügung (Dahlstedt et al., 2000;Kay et al., 2000).

Die CK-Reaktion scheint besonders bei der Vermeidung bzw. Verzögerung der

Muskelermüdung unter starker körperlicher Belastung eine wichtige Rolle zu

spielen (Dahlstedt et al., 2000). Unterstützt wird diese Annahme durch Ergeb-

nisse aus Tierversuchen. Die Muskulatur von Mäusen mit komplettem CK-Man-

gel (CK-/--Maus) weist im Vergleich zur Muskulatur von Wildtyp-Mäusen einen

merklich schnelleren Kraftverlust unter intensiver elektrischer Stimulation auf

(LaBella et al., 1998;Steeghs et al., 1997;Watchko et al., 1997).

Unter anaerober Belastung kommt es durch Bildung von Laktat zur Absenkung

des pH-Wertes. Die CK-Reaktion wird dadurch in Richtung ATP-Resynthese

verschoben, bei der ein H+-Ion gebunden wird. Während der Erholung findet die


ATP-Produktion dagegen vorwiegend über den aeroben Stoffwechsel statt. Die

CK-Reaktion verschiebt sich nach rechts (Abbildung 3) und die Konzentration

von PCr steigt an (Persky & Brazeau, 2001;Walter et al., 2000). Das Kreatin-

system wirkt somit als Energie- und pH-Puffer.

1.3.6 Studien zur Kreatin-Supplementation

1.3.6.1 Pharmakokinetik Bei Sportlern wird während der ersten 5-7 Tage meist eine Tagesdosis von 20-

30 g Kreatin eingesetzt (loading-Phase) (Persky & Brazeau, 2001;Wyss &

Kaddurah-Daouk, 2000). Bei dieser Dosierung wird nach etwa 2 Tagen die

maximale Akkumulation von Kreatin in der Muskulatur erreicht (Terjung et al.,

2000). Der gleiche Effekt wird durch die Einnahme von 3 g Kreatin pro Tag über

vier Wochen erzielt (Hultman et al., 1996). Danach steigt bei anhaltender Ein-

nahme die renale Ausscheidung von Kreatin stark an (Bermon et al.,

1998;Harris et al., 1992;Maganaris & Maughan, 1998;Vandenberghe et al.,

1997). Nach der Ladephase wird die Kreatindosis in der Regel auf 3-5 g pro

Tag reduziert (Erhaltungsdosis) (Persky & Brazeau, 2001).

Durch die Kreatineinnahme nimmt die Konzentration des intramuskulären

Gesamtkreatins im Durchschnitt um etwa 20 % zu. Die Höhe des relativen

Anstiegs ist abhängig von dem initialen intramuskulären Kreatingehalt. Bei

niedrigen Ausgangswerten kann die Zunahme bis zu 50 % betragen. Bei

Ausgangskonzentrationen im oberen Normbereich hingegen fällt der Anstieg

geringer aus oder kann sogar fehlen (Gordon et al., 1995;Harris et al., 1992).

Die maximal erreichbare intramuskuläre Kreatin-Konzentration liegt bei ca. 160

mmol/l. Der Anteil des PCr an dieser Zunahme beträgt etwa 20 % (Balsom et

al., 1995;Casey et al., 1996;Febbraio et al., 1995;Gordon et al., 1995;Greenhaff

et al., 1994;Harris et al., 1992;Hultman et al., 1996;Vandenberghe et al.,

1997;Vandenberghe et al., 1999).

Nach Beendigung der Supplementation sinken die intramuskulären Kreatin-

und PCr-Konzentrationen und erreichen innerhalb von 4 Wochen das Aus-

gangsniveau (Febbraio et al., 1995;Hultman et al., 1996;Vandenberghe et al.,

1997).

Kreatin hat eine mit basischen Aminosäuren vergleichbare Struktur. Es passiert

wahrscheinlich über Aminosäure- und Peptid-Transporter die Darmmukosa.


Kreatin hat ein Molekulargewicht von 131, ist positiv geladen und hat einen

Verteilungskoeffizienten von -2,7. Es könnte daher auch parazellulär in den

Blutkreislauf gelangen. Dieser Transportweg scheint jedoch von untergeord-

neter Bedeutung zu sein (Persky & Brazeau, 2001).

Bei Einnahme von bis zu 10 g Kreatin wird der Zeitpunkt der maximalen

Plasmakonzentration (Tmax) nach weniger als 2 Stunden erreicht (Green et al.,

1996;Harris et al., 1992;Schedel et al., 1999). Bei höheren Dosen steigt Tmax

auf >3 Stunden an (Schedel et al., 1999). Über das Blut gelangt Kreatin in die

roten und weißen Blutkörperchen, in die Herz- und Skelettmuskulatur, ins

Gehirn, in die Spermatozoen und in die Retina (Wyss & Kaddurah-Daouk,

2000).

Die Elimination von Kreatin aus dem Blut geschieht zum einen durch Aufnahme

in die verschiedenen Organe und zum anderen durch die renale Ausscheidung.

Insulin, Katecholamine und IGF-1 beeinflussen die Aufnahme von Kreatin in die

Zellen (siehe 1.3.2). Die Clearance ist ferner von dem Kreatingehalt der Musku-

latur, Hormonen, der Muskelmasse und der glomerulären Filtrationsrate ab-

hängig. Unter physiologischen Bedingungen wird Kreatin weitestgehend aus

dem Urin reabsorbiert. Bei einer Supplementation hingegen steigt die renale

Elimination mit zunehmender Dosis, da die in der Niere exprimierten CrT für

eine vollständige Reabsorption nicht mehr ausreichen (Persky & Brazeau,

2001).

1.3.6.2 Studien an Sportlern Die anabole Wirkung von Kreatin bzw. Kreatin-Monohydrat (Begriffe werden im

Folgenden synonym verwendet) ist bereits seit den 20er Jahren des letzten

Jahrhunderts bekannt (Chanutin, 1926). Seit Anfang der 1990er Jahre nutzen

immer mehr Sportler Kreatin als Nahrungsergänzungsmittel zur Steigerung ihrer

Leistungsfähigkeit. Allein in den USA stieg der jährliche Umsatz von Kreatin

zwischen 1996 und 2001 von 50 auf 400 Millionen US-Dollar (Metzl et al.,

2001).

Bislang sind mehr als 500 Studien über den Einfluss von Kreatin auf die

Muskelphysiologie und die körperliche Leistungsfähigkeit veröffentlicht worden.

Eine Metaanalyse von ca. 300 Kreatinstudien ergab eine 5 bis 15 prozentige

Steigerung der Maximalkraft, der Sprintleistung und der Kraft bei repetitiver


maximaler Muskelkontraktion nach kurzzeitiger (mehrere Tage bis Wochen)

Kreatineinnahme (Kreider, 2003). Es konnte gezeigt werden, dass die Proban-

den mit dem stärksten Anstieg der intramuskulären Kreatinkonzentration unter

der Kreatineinnahme auch die höchste Zunahme der Muskelleistung erzielten

(Casey et al., 1996;Snow et al., 1998;Vandenberghe et al., 1999).

Typische Nebenwirkungen der Kreatin-Supplementation sind eine Gewichtszu-

nahme von 1 bis 2 kg und ein leichter Anstieg des Plasmakreatinins, der keinen

Einfluss auf die Nierenfunktion hat (Francaux & Poortmans, 1999;Persky &

Brazeau, 2001;Poortmans et al., 1997). Weitere unerwünschte Wirkungen

wurden bisher nur in Einzelfällen beschrieben (Persky & Brazeau, 2001;Terjung

et al., 2000).

Die leistungssteigernde Wirkung der Kreatineinnahme wird durch Effekte auf

den muskulären Energiestoffwechsel und auf die Proteinsynthese der Muskel-

fasern erklärt:

ATP ist essentiell für viele Stoffwechselvorgänge. Eine erhöhte intramuskuläre

Kreatin- bzw. PCr-Konzentration wirkt sich positiv auf die ATP-Resynthese aus,

insbesondere während der ersten Sekunden einer intensiven, anaeroben Be-

lastung. Ein weiterer Aspekt ist die oben beschriebene Funktion des Kreatin-

systems als pH-Puffer. Sie wirkt dem bei anaerober Belastung durch die Bil-

dung von Laktat bedingten pH-Abfall entgegen.

Des Weiteren führt Kreatin bei Sportlern zu einer Steigerung der Muskelfaser-

Hypertrophie und zu einer Zunahme der fettfreien Masse (Volek et al., 1999).

Der Anstieg der Muskelmasse kann bedingt sein durch eine Steigerung der

Proteinsynthese oder durch einen reduzierten Proteinabbau. Experimente mit

Zellkulturen zeigten eine gesteigerte Synthese von Aktin und Myosin (Ingwall et

al., 1972;Ingwall et al., 1974;Ingwall, 1976), die Ergebnisse ließen sich jedoch

in einer später durchgeführten Studie nicht reproduzieren (Fry & Morales,

1980). Untersuchungen an Menschen konnten ebenfalls keine gesteigerte

Proteinsynthese nachweisen. Es fanden sich allerdings Hinweise für einen ver-

minderten Proteinkatabolismus (Parise et al., 2000).

1.3.6.3 Studien an Myopathie-Patienten Die größte Studie über den Einsatz von Kreatin bei neuromuskuären

Erkrankungen wurde 1999 von Tarnopolsky et al. veröffentlicht. In der offenen

Studie erhielten 81 Patienten mit verschiedenen neuromuskulären Erkran-


kungen zunächst fünf Tage 10 g und danach fünf Tage 5 g Kreatin pro Tag.

Nach dieser Pilotstudie wurden 21 weitere Patienten in einer einfach-

verblindeten Studie mit dem gleichen Dosierungsschema behandelt. In beiden

Studien wurde nach Kreatineinnahme eine Steigerung der Kraft unter ver-

schiedenen Belastungen beobachtet. Des Weiteren kam es zu einem Anstieg

des Körpergewichtes, der auf eine Zunahme der fettfreien Masse zurückgeführt

wurde (Tarnopolsky & Martin, 1999).

In den letzten Jahren wurden zudem mehrere randomisierte und kontrollierte

Studien (randomized controlled trial, RCT) über die Anwendung von Kreatin bei

Myopathien veröffentlicht (Tabelle 1).

Tabelle 1: Klinische Kreatinstudien bei Myopathien (nur RCT´s). Author Erkrankung N Design Tagesdosis Kreatin (Dauer)

Tarnopolsky et al. (1997) Mitochondriopathien 7 RCT; crossover 10 g (2 Wochen)4 g (1 Woche)

Walter et al. (2000) Muskeldystrophien (BMD, DMD, FSHD, LGMD) 36 RCT; crossover Erwachsene: 10 g (8 Wochen)

Kinder: 5 g (8 Wochen)

Vorgerd et al. (2000) Glykogenose Typ V(McArdle) 9 RCT; crossover 150 mg/kgKG (1 Woche)

60 mg/kgKG (4 Wochen)

Klopstock et al. (2000) Mitochondriopathien 16 RCT; crossover 20 g (4 Wochen)

Walter et al. (2002) Myotone Dystrophie Typ 1(Curschmann-Steinert) 34 RCT; crossover 10,6 g (10 Tage)

5,3 g (46 Tage)

Schneider-Gold et al. (2003)

Myotone Dystrophie Typ 2(PROMM) 20 RCT 10 g daily (12 Wochen)

Louis et al. (2003) Muskeldystrophien (BMD, DMD) 15 RCT; crossover 3 g daily (3 Monate)

Tarnopolsky et al. (2004) Muskeldystrophie(DMD) 30 RCT; crossover 100 mg/kgKG (4 Monate)

BMD: Muskeldystrophie Typ Becker; DMD: Muskeldystrophie Typ Duchenne; FSHD: Fazio-Scapulo-Humerale Muskeldystrophie; LGMD: Limb Girdle Muscle Dystrophy (Gliedergürtel-Muskeldystrophie); PROMM: Proximale Myotone Myopathie.

Bei sieben von acht Studien wurde ein crossover-Design gewählt. Die einge-

setzte Kreatin-Tagesdosis lag zwischen 3 g (Louis et al., 2003) und 20 g (Klop-

stock et al., 2000). Bei Gesunden konnte mit diesen Dosierungen ein Anstieg

der intramuskulären Kreatinkonzentration um durchschnittlich 20 % erreicht

werden (Hultman et al., 1996;Persky & Brazeau, 2001).

In zwei Studien wurde Kreatin zur Behandlung von Patienten mit Mitochondrio-

pathien eingesetzt:


An der ersten Studie nahmen sieben Patienten teil. In der Kreatinphase kam zu

einer signifikanten Zunahme der Kraft bei intensiver aerober und anaerober

Muskelbelastung. Die Kreatineinnahme hatte hingegen keinen Effekt auf die

Maximalkraft, die erfassten Parameter der Fahrradergometrie, einen zweiminü-

tigen Gehtest oder auf die Beeinträchtigung verschiedener Alltagsaktivitäten.

Die Gewichtszunahme war ebenfalls nicht signifikant. Die Kreatineinnahme

wurde gut vertragen, Nebenwirkungen traten nicht auf (Tarnopolsky et al.,

1997).

Eine zweite Studie mit 16 Patienten wurde drei Jahre später veröffentlicht.

Gemessen wurde die Maximalkraft bei isometrischer Armbeugung und Knie-

streckung. Die repetitive aerobe Belastung der gleichen Muskelgruppen fand

mit 15 % der Maximalkraft unter isokinetischen Bedingungen statt. Außerdem

wurden diverse klinische Scores erhoben (u.a. Medical Research Council Scale

(MRC), Hammersmith Motor Ability Score (HMAS) und Neuromuscular

Symptom Score (NSS)). Auf einer visuellen Analogskala gaben die Patienten

die subjektiv empfundene Muskelschwäche und ihre generelle Aktivität an. Das

Körpergewicht wurde nicht bestimmt. Trotz der höheren Probandenzahl fanden

sich keine signifikanten Unterschiede zwischen Verum- und Plazebophase.

Allerdings fand im Gegensatz zur vorgenannten Studie auch keine repetitive,

intensive Muskelbelastung statt. An Nebenwirkungen gaben zwei Patienten

Muskelkrämpfe während der Kreatinphase an (Klopstock et al., 2000).

Die Wirkung von Kreatin bei Patienten mit Muskeldystrophien wurde in fünf

Studien untersucht:

Walter et al. setzten in einer im Jahr 2000 veröffentlichten Studie Kreatin bei der

Behandlung von 36 Patienten (25 Erwachsene, 11 Kinder) mit verschiedenen

Formen von Muskeldystrophien ein (Walter et al., 2000). Untersuchungen fan-

den jeweils zu Beginn und am Ende der Studienphasen statt. Zur Beurteilung

der Muskelkraft wurde die MRC-Skala eingesetzt. Ein Wert von 150 entsprach

einer vollen Kraft aller untersuchten Muskeln. Durch den NSS wurde die Beein-

trächtigung von 14 Alltagsaktivitäten erfasst. Am Ende jeder Phase bewerteten

die Patienten ihr Ansprechen auf die Therapie.

Aufgrund von Carry-over-Effekten gingen in die Endauswertung nur die Ergeb-

nisse derjenigen Patienten ein, die zuerst Plazebo erhalten hatten. Die Dauer

der Washout-Phase war mit 3 Wochen offensichtlich zu kurz gewählt worden.


Pharmakokinetische Studien haben gezeigt, dass bis zu 28 Tage nach Kreatin-

Supplementation eine Erhöhung des Gesamtkreatins in der Muskulatur nach-

gewiesen werden kann (Persky & Brazeau, 2001). Bei den anderen hier vorge-

stellten Studien dauerte die Washout-Phase mit Ausnahme von 2 Patienten

(Klopstock et al., 2000) mindestens 4 Wochen.

Beim Vergleich der Messungen zu Beginn und am Ende der Kreatinphase

zeigte sich ein signifikanter Anstieg des MRC-Summenscores um 3 %, wobei

die Kinder tendenziell besser abschnitten. Der NSS verbesserte sich um etwa

10 %. Während der Placebophase kam es zu einer leichten Verschlechterung

beider Werte. 60 % der Patienten gaben eine Verbesserung der Beschwerden

während der Verumphase an, 9 % fühlten sich in der Plazebophase besser. Der

Rest bemerkte keinen wesentlichen Unterschied. Nebenwirkungen traten nicht

auf.

Insgesamt waren die erzielten Werte beim MRC während der Kreatinphase

schlechter als während der Plazebophase. Der Grund ist am ehesten die

rasche Progredienz der Muskeldystrophien. Diese kann zu Periodeneffekten

führen, die bei der statistischen Auswertung bzw. bei der Wahl des Studien-

designs berücksichtigt werden müssen.

An einer weiteren Studie von Walter et al. nahmen 34 Patienten mit myotoner

Dystrophie Typ 1 (Curschmann-Steinert) teil (Walter et al., 2002). Es zeigte sich

kein signifikanter Einfluss von Kreatin auf die isometrische Maximalkraft der

Musculi biceps brachii und quadriceps femoris, die Ergebnisse des MRC und

NSS, das Körpergewicht oder die fettfreie Masse. Periodeneffekte fanden sich

beim MRC und bei der quantitativen Messung der Kraft des M. quadriceps

femoris. Klinisch relevante Nebenwirkungen traten nicht auf.

Schneider-Gold et al. untersuchten in ihrer Kreatinstudie 20 Patienten mit myo-

toner Dystrophie Typ 2 (proximale myotone Myopathie, PROMM) (Schneider-

Gold et al., 2003). Es wurde eine kontrollierte Studie mit jeweils zehn Patienten

pro Gruppe (kein crossover) durchgeführt. Beim Vergleich der Kreatin- mit der

Plazebogruppe zeigte sich kein signifikanter Unterschied bei der Änderung der

Maximalkraft oder der Punktwerte auf der MRC und NSS. Die Aktivität im Alltag

wurde zu Beginn und am Ende der Studie durch eine visuelle Analogskala er-

fasst. Die Steigerung fiel in der Kreatingruppe signifikant besser aus. Des

Weiteren gaben in der Kreatingruppe sieben von zehn Patienten eine subjektive


Besserung der Muskelkraft an. In der Plazebogruppe war es nur ein Patient. An

Nebenwirkungen traten in der Kreatingruppe bei zwei Patienten Myalgien in den

Beinen und bei einem Schmerzen in der Brust auf.

Louis et al. führten eine Studie an 15 Jungen mit X-chromosomal vererbten

Dystrophinopathien durch (Louis et al., 2003). Unter der Einnahme von Kreatin

kam es zu einer Steigerung der Maximalkraft bei isometrischer Unterarmflexion

um 15 %. Des Weiteren nahm die Zeit bis zur Erschöpfung bei einer Belastung

von 75 % der Maximalkraft zu. Die Veränderungen des Körpergewichts waren

unter Kreatin und Plazebo gleich. Der Anstieg des PCr/β-ATP-Verhältnisses bei

der 31P-MRS während der Kreatinphase war ebenfalls nicht signifikant. Aller-

dings konnten auch nur 6 Patienten an den Messungen teilnehmen. Die übrigen

konnten aus anatomischen Gründen spektroskopisch nicht untersucht werden.

Nebenwirkungen traten nicht auf.

Die jüngste Studie wurde an 30 Kindern mit Muskeldystrophie Typ Duchenne

durchgeführt (Tarnopolsky et al., 2004). Kreatin führte zu einer Steigerung der

Maximalkraft beim isometrischen Handgriff auf der dominanten Seite. Keine

signifikanten Unterschiede gab es bei funktionellen Skalen, manueller Testung

der Muskelkraft und Skalen zur Bewertung der Alltagsaktivitäten. Die fettfreie

Masse nahm um durchschnittlich 0,7 kg zu, während die Fettmasse konstant

blieb. Kein Patient gab Nebenwirkungen an.

In einer 1998 durchgeführten Pilotstudie wurde Kreatin erstmals zur Behand-

lung von Patienten mit Glykogenose Typ V eingesetzt. An der doppelblinden,

Plazebo-kontrollierten crossover-Studie nahmen neun Patienten teil. Die Krea-

tindosis lag während der ersten Woche bei 150 mg pro Kilogramm Körper-

gewicht (KG) und wurde In der anschließenden vierwöchigen Erhaltungsphase

auf 60 mg/kg KG reduziert. Am Ende der Supplementationsphasen wurden

klinische Scores erhoben, die Konzentrationen von Kreatin und CK im Serum

bestimmt und eine Fahrradergometrie durchgeführt. Zudem fanden spektrosko-

pische und elektromyographische Messungen bei isometrischer Plantarflexion

statt. Hierbei mussten 30 % der willkürlichen Maximalkraft über jeweils

zweieinhalb Minuten unter aeroben und anaeroben Bedingungen gehalten

werden.

In der Kreatinphase kam es zu einem Anstieg der Kreatin-Konzentration im

Serum. Eine Steigerung der intramuskulären PCr-Konzentration konnte jedoch

Einleitung 1.4 Oberflächen-Elektromyographie (S-EMG) 33

spektroskopisch nicht nachgewiesen werden. Fünf der neun Patienten gaben

eine Besserung der Muskelschmerzen durch die Kreatineinnahme an. Des

Weiteren kam es zu einem Anstieg des Kraft-Zeit-Integrals unter ischämischer

Belastung. In der Spektroskopie zeigte sich während der Belastungsintervalle

ein höherer Verbrauch von PCr und im S-EMG ein stärkerer Abfall der Mitten-

frequenz (Vorgerd et al., 2000).

1.4 Oberflächen-Elektromyographie (S-EMG)

1.4.1 Grundlagen Die Elektromyographie befasst sich mit der Entstehung, Aufzeichnung und

Analyse von myoelektrischen Signalen. Diese entstehen durch Spannungs-

änderungen an der Muskelfasermembran (Sarkolemm). Die Ausschüttung von

Acetylcholin aus der präsynaptischen Endigung des α-Motoneurons führt zu

einer Depolarisation des Sarkolemms im Bereich der motorischen Endplatte.

Von dort breitet sich die Erregung mit einer Geschwindigkeit von 2-6 m/s über

die Muskelfasermembran aus. Die Zone der De- und Repolarisationsvorgänge

erstreckt sich über eine Fläche von etwa 1-3 mm² (Fuglevand et al., 1993).

Beim S-EMG erfolgt die Ableitung der myoelektrischen Signale durch spezielle

Elektroden, die auf der Haut befestigt werden (Abbildung 4). Die von den

Elektroden registrierten Potentialschwankungen werden mit einer Referenz-

elektrode verglichen, die an einer Stelle mit möglichst geringer muskulärer

Aktivität positioniert wird.


Abbildung 4: Schematische Darstellung der S-EMG-Ableitung. Die durch die Ausbreitung von Aktionspotentialen über das Sarkolemm entstehenden Potentialschwankungen werden durch auf der Haut befestigte Elektroden registriert. Modifiziert nach Luttmann (Luttmann, 1996).

Das von den Elektroden erfasste Summenpotential entsteht durch die Aktivität

vieler Muskelfasern aus mehreren motorischen Einheiten. Die Signale der ein-

zelnen Fasern überlagern sich und bilden ein komplexes Interferenz-Muster.

Die Darstellung einzelner Potentiale motorischer Einheiten ist im Gegensatz zur

invasiven EMG-Ableitung mittels Nadelelektroden mit der Oberflächen-Elektro-

myographie nicht möglich.

1.4.2 Messparameter Das im S-EMG-Signal enthaltene Interferenz-Muster stellt eine kontinuierliche

Zeitfunktion dar. Spezielle Analyseverfahren ermöglichen eine Quantifizierung

des Signalgehalts (Zeitdomäne) sowie eine Untersuchung des Frequenz-

inhaltes (Frequenzdomäne):

Das Roh-EMG ist ein bipolares Signal mit stochastischen Eigenschaften. Die

Ausschläge haben entweder positive oder negative Vorzeichen. Eine Auf-


summierung aller Einzelwerte eines ausreichend langen Zeitintervalls ergibt den

Wert 0. Gleichrichtung ist ein häufig eingesetztes Verfahren, um das bipolare

Signal in ein unipolares zu überführen. Erreicht wird die Umwandlung entweder

durch Elimination der negativen Werte (half-wave-rectification) oder durch

dessen Invertierung (full-wave-rectification). Die mittlere Amplitude dieses

gleichgerichteten Signals ist abhängig von der Muskelaktivität und steigt in der

Regel linear zur eingesetzten Kraft an (Lawrence & De Luca, 1983).

Das gleichgerichtete EMG-Signal bildet die Basis für die Berechnung von Para-

metern, die zur quantitativen Beurteilung des elektrophysiologischen Signals

eingesetzt werden. Die elektrische Aktivität (EA) wird durch die Bildung des

Integrals berechnet. Bei der Berechnung der Root Mean Square (RMS) werden

die EMG-Amplituden vor der Bildung des Integrals quadriert.

Das Interferenzmuster des S-EMG setzt sich aus zeitlichen und räumlichen

Überlagerungen von Erregungspotentialen zahlreicher motorischer Einheiten

zusammen. Durch Anwendung der Fast-Fourier-Transformation (FFT)

(Brigham, 1974) kann der Frequenzgehalt des Roh-EMGs abgeschätzt werden.

Das Leistungsdichte-Spektrum (power density spectrum) gibt Aufschluss über

die Verteilung der Leistung in den einzelnen Frequenzbereichen (De Luca &

van Dyk, 1975). Es wird durch die Mittenfrequenz (MF) in zwei Hälften gleicher

Energie geteilt.

1.4.3 Veränderungen bei Muskelermüdung Anhaltende oder repetitive Muskelbelastung führt zu einer Erhöhung der intra-

muskulären Laktatkonzentration und zu einer Akkumulation von Kalium im

Interstitium (Vollestad & Sejersted, 1988). Dadurch sinkt die Leitgeschwindigkeit

der Muskelfasermembran und Aktionspotentiale breiten sich langsamer aus.

Zudem wird eine Synchronisation bzw. Gruppierung der Innervation motorischer

Einheiten beobachtet. Beide Effekte führen zu einem Anstieg der nieder-

frequenten und zu einer Reduktion der höherfrequenten EMG-Anteile (De Luca,

1984). Die Mittenfrequenz verschiebt sich daher bei Muskelermüdung in einen

niedrigeren Frequenzbereich.

Das Muskelgewebe wirkt wie ein Tiefpassfilter und leitet niederfrequente Sig-

nale besser als hochfrequente. Die Spektralverschiebung führt daher zu einem

Anstieg der EMG-Amplitude (De Luca, 1979). Des Weiteren sinkt im Rahmen


der Muskelermüdung die durchschnittlich pro Aktionspotential produzierte Kraft.

Zum Ausgleich werden inaktive motorische Einheiten rekrutiert und die Fre-

quenz der Aktionspotentiale gesteigert. Elektrische Aktivität und Root Mean

Square steigen daher bei Muskelermüdung an (Abbildung 5) (Luttmann, 1996).

Abbildung 5: Veränderung der EMG-Amplitude unter Belastung. Die elektrische Aktivität nimmt bei Belastung durch einen Anstieg der EMG-Amplitude zu. Modifiziert nach Luttmann (Luttmann, 1996).

1.4.4 S-EMG bei der Glykogenose Typ V Die Mittenfrequenz verschiebt sich bei GSD-V-Patienten wie bei Gesunden

unter Belastung in einen niedrigeren Frequenzbereich. Die Geschwindigkeit der

Erregungsausbreitung bleibt hingegen unverändert. Linssen et al. führten

dieses Phänomen auf die fehlende Laktatbildung durch die Hemmung der Gly-

kogenolyse zurück (Linssen et al., 1990). Es wird jedoch auch eine vermehrte

Rekrutierung schneller leitender Typ-II-Fasern diskutiert (Zange et al., 2003).

Das Absinken der Mittenfrequenz bei gleich bleibender Leitungsgeschwindigkeit

erklärt sich durch die Rekrutierung zusätzlicher motorischer Einheiten und die

Synchronisation der Innervation.

Der gestörte Glykogenabbau führt im Verlauf einer Muskelbelastung zu einer

verminderten Effizienz der elektromechanischen Kopplung. Zum Ausgleich

werden vermehrt motorische Einheiten rekrutiert. Die EMG-Amplitude steigt

daher bei den Patienten stärker an als bei Gesunden (Braakhekke et al.,

1986b;Braakhekke et al., 1986a;Linssen et al., 1990;Zange et al., 2003).

Einleitung 1.5 31Phosphor-Magnetresonanzspektroskopie 37

1.5 31Phosphor-Magentresonanzspektroskopie (31P-MRS)

1.5.1 Grundlagen Die 31Phosphor-Magnetresonanzspektroskopie ermöglicht die in-vivo-Messung

von Phosphormetaboliten. Die Auftrennung der verschiedenen Phosphorsignale

(Peaks) basiert auf Unterschieden in der Resonanzfrequenz der einzelnen

Phosphoratome, die durch die spezifische chemische Umgebung bedingt sind.

Voraussetzungen für die Detektion sind eine freie Beweglichkeit und eine aus-

reichende Konzentration der Phosphoratome. Die Fläche der Peaks ist propor-

tional zur Konzentration der einzelnen Metabolite. Da die ATP-Konzentration in

der Muskulatur auch unter Belastung weitestgehend konstant bleibt (~8 mmol/l)

werden die Signale der übrigen Metabolite in ein relatives Verhältnis zum ATP-

Signal gesetzt.

Für Untersuchungen des Energiestoffwechsels sind besonders die Erfassung

des inorganischen Phosphats (Pi), des Phosphokreatins (PCr) und der α-, β-

und γ-Phosphate des ATP relevant. Im Vergleich zu anderen Organen liegen

diese Phosphate in der Skelettmuskulatur in verhältnismäßig hohen Konzentra-

tionen vor. Darüber hinaus können die Konzentrationen der Phosphomonoester

(PME, u.a. phosphorylierte Zwischenprodukte der Glykolyse) und Phospho-

diester (PDE, Phospholipide der Zellmembran) bestimmt werden. Die direkte

Messung der relativen Verhältnisse von ATP, Pi und PCr ermöglicht die indi-

rekte Bestimmung des intrazellulären pH-Wertes und des freien zytosolischen

ADP (Arnold et al., 1984;Kemp & Radda, 1994). 31P-MRS-Spektren können mit hoher zeitlicher Auflösung registriert werden.

Dadurch können Veränderungen des Muskelstoffwechsels vor, während und

nach Belastung gemessen werden.

1.5.2 Veränderungen bei Belastung Während einer isometrischen Muskelkontraktion führt der gesteigerte ATP-

Verbrauch initial zu einem rapiden Abfall der intramuskulären PCr-Konzentra-

tion. Durch Aktivierung der Glykolyse und der oxidativen Phosphorylierung

nimmt der PCr-Verbrauch im Verlauf ab (Kemp & Radda, 1994;Wackerhage et

al., 1996). Gleichzeitig steigt die Konzentration der Phosphomonoester leicht

an. Die intramuskuläre ATP-Konzentration bleibt hingegen auch bei starker

Belastung nahezu konstant. Des Weiteren kommt es durch die Bildung von

Einleitung 1.5 31Phosphor-Magnetresonanzspektroskopie 38

Laktat, insbesondere unter anaeroben Bedingungen, zu einem Abfall des intra-

zellulären pH-Wertes (Zange et al., 2003).

1.5.3 31P-MRS bei der Glykogenose Typ V Bei GSD-V-Patienten fällt die PCr-Konzentration während einer Muskel-

kontraktion stärker ab als bei Gesunden. Die PCr-Erholung nach Belastung ist

ebenfalls verzögert. Zudem sinkt im Verlauf einer isometrischen Kontraktion die

Konzentration von ATP, insbesondere unter anaeroben Bedingungen

(Abbildung 6). Die Konzentration der Phosphomonoester steigt hingegen durch

die Bildung von Inosinmonophosphat (IMP) an (Zange et al., 2003).

Abbildung 6: PCr-Abfall beim Standard-Wadenmuskeltest. Die PCr-Konzentration fällt bei GSD-V-Patienten (●) bei aerober und anaerober Belastung stärker ab als bei Gesunden (○). Zudem ist die PCr-Erholungszeit verlängert.

Im Gegensatz zu Gesunden kommt es während einer Muskelbelastung nicht zu

einem Abfall sondern zu einem Anstieg des intrazellulären pH-Wertes

(Abbildung 7) (Bendahan et al., 1992;Zange et al., 2003). Ursache ist neben der

fehlenden Laktatbildung die hohe Aktivität der Myokinase und der Myoadenylat-

Deaminase. Letztere katalysiert den Abbau von AMP zu IMP unter Abspaltung

von Ammoniak.

Einleitung 1.6 Ziel der Studie 39

Abbildung 7: Intramuskulärer pH-Wert bei Belastung. Bei Gesunden fällt der pH-Wert unter aerober und anaerober Belastung ab. Bei GSD-V-Patienten steigt er hingegen an, insbeson-dere unter aneroben Bedingungen.

1.6 Ziel der Studie In der Pilotstudie zeigten sich Hinweise für eine Besserung der Muskelleistung

und eine Reduktion der klinischen Beschwerden von GSD-V-Patienten durch

die Einnahme von Kreatin (Vorgerd et al, 2000). Ziel dieser Arbeit war es, die

Ergebnisse der Vorläuferstudie an einem größeren Patientenkollektiv mit einer

höheren Kreatindosis und einer umfangreicheren Methodik zu überprüfen. Dazu

wurden in einer Plazebo-kontrollierten crossover-Studie 19 Patienten mit gene-

tisch gesicherter Glykogenose Typ V untersucht. Über einen Zeitraum von fünf

Wochen wurde entweder Plazebo oder Kreatin in einer Dosis von 150 mg pro

Kilogramm Körpergewicht verabreicht. Die Therapieeffekte wurden mit Tages-

protokollen zur Erfassung der klinischen Belastungsintoleranz sowie mit der 31P-MRS und dem S-EMG überprüft.

2 Methodik

2.1 Probanden

2.1.1 Patienten Die Rekrutierung der Patienten erfolgte aus dem Patientengut des Muskel-

zentrums Ruhrgebiet an der Neurologischen Universitätsklinik der Berufs-

genossenschaftlichen Kliniken Bergmannsheil Bochum.

Voraussetzung für die Teilnahme an der Studie war die Erfüllung der folgenden

Einschlusskriterien:

1. Genetisch gesicherte Glykogenose Typ V

2. Gehfähigkeit

3. Einverständniserklärung nach ausführlichem Aufklärungsgespräch

Zudem wurden folgende Ausschlusskriterien festgelegt:

1. Einnahme folgender Medikamente:

ß-Agonisten, ß-Blocker, Baclofen, Carbamazepin, Chinin, Clofibrate,

Cortison, Digitalis, Magnesium, Nifedipin, Penicillamin, Verapamil,

Vitamin E

2. periphere AVK, postthrombotisches Syndrom

3. Diabetes mellitus, Hypothyreose

4. Leberzirrhose, Niereninsuffizienz

5. Erkrankungen des zentralen und peripheren Nervensystems

6. Tumorerkrankungen

7. Frakturen der langen Röhrenknochen

8. Tragen von Herzschrittmachern, Metallimplantate

Von 20 registrierten Patienten konnten 19 in die Studie eingeschlossen und

randomisiert werden (8 Frauen, 11 Männer; Durchschnittsalter 33,7 Jahre;

Methodik 2.1 Probanden 41

Spannweite 11-59 Jahre). Ein Patient nahm aus persönlichen Gründen von der

Teilnahme an der Studie Abstand. Tabelle 2 fasst einige klinische Merkmale der

Patienten zusammen.

Tabelle 2: Patientencharakteristika.

Gesch

lecht

Alter b

ei Studien

beginn

Alter b

ei Kran

kheit

sbeg

inn

vorze

itige M

uskele

rmüdung

belastu

ngsabhän

gige Mya

lgien

seco

nd-wind-P

hänomen

Myoglobinurie

Parese

n

ProbandG 01 ♂ 11 4 + + - - -G 02 ♀ 32 5 + + + - -G 03 ♀ 29 8 + + + + -G 04 ♀ 37 8 + + + - -G 05 ♂ 34 7 + + + + -G 06 ♀ 13 10 + + - + -G 07 ♂ 39 7 + + + + -G 08 ♂ 59 6 + + + + -G 09 ♂ 30 7 + + + + -G 10 ♀ 38 6 + + - + -G 11 ♂ 32 7 + + + - -G 12 ♀ 20 4 + + - - -G 13 ♂ 28 4 + + + + -G 14 ♀ 46 4 + + + + -G 15 ♀ 43 5 + + + + -G 16 ♂ 38 6 + + - + -G 17 ♂ 45 5 + + - + -G 18 ♂ 27 7 - + + + -G 20 ♂ 40 5 + + - + -

♀: weiblich, ♂: männlich; +: Symptom vorhanden, -: Symptom nicht vorhanden.

Methodik 2.2 Studiendesign 42

2.1.2 Kontrollgruppe Die Kontrollgruppe für die S-EMG-Messungen bestand aus 20 gesunden Pro-

banden (5 Frauen, 15 Männer; Durchschnittsalter 27,1 Jahre; Spannweite 9-53

Jahre; siehe Tabelle 3). Ausschlusskriterien waren: akute oder chronische

Erkrankungen, Leistungssport und die regelmäßige Einnahme von Medika-

menten (mit Ausnahme oraler Kontrazeptiva).

Tabelle 3: Kontrollgruppe.

N 01 ♂ 22 N 11 ♂ 32N 02 ♂ 33 N 12 ♂ 29N 03 ♂ 27 N 13 ♂ 22N 04 ♂ 24 N 14 ♂ 26N 05 ♂ 15 N 15 ♀ 27N 06 ♂ 9 N 16 ♂ 27N 07 ♂ 26 N 17 ♀ 22N 08 ♀ 51 N 18 ♂ 24N 09 ♂ 53 N 19 ♀ 25N 10 ♂ 24 N 20 ♀ 23

Geschlecht Alter ProbandProband Geschlecht Alter

♀: weiblich, ♂: männlich.

2.2 Studiendesign Durchgeführt wurde eine doppelblinde, Plazebo-kontrollierte crossover-Studie.

Die Teilnahme war freiwillig und erfolgte nach ausführlicher Aufklärung der

Patienten mit deren schriftlichem Einverständnis. Ein vorzeitiger Abbruch

während der laufenden Studienphasen hatte für die Probanden keine negativen

Konsequenzen. Das Studienprotokoll wurde durch die Ethikkommision der

Medizinischen Fakultät der Ruhr-Universität Bochum geprüft und genehmigt

(Registriernummer 964).

Der Ablauf gliederte sich in drei Phasen (Abbildung 8).

Methodik 2.2 Studiendesign 43

Placebo

Studientag

Termin

Studienphase

Kreatin

0 35 63 98

Supplementationsphase A Supplementationsphase B

I

Washout-Phase

II III IV

Gruppe 1 Gruppe 2

Gruppe 1Gruppe 2

Abbildung 8: Studiendesign.

In der fünfwöchigen Supplementationsphase A nahmen die Patienten entweder

Kreatin (Gruppe 1) oder Plazebo (Gruppe 2) in Kapseln ein. Die anschließende

Auswaschphase dauerte vier Wochen und war gefolgt von der fünfwöchigen

Supplementationsphase B, in der die Präparate getauscht wurden.

Untersuchungen fanden jeweils am ersten und am letzten Tag der Supplemen-

tationsphasen statt (Tabelle 4).

Tabelle 4: Untersuchungsplan.

(Tag 0) (Tag 35) (Tag 63) (Tag 98)

Patientenaufklärung

Überprüfung der Ein-/Ausschlusskriterien

Anamnese / Klinische Untersuchung

Blutuntersuchungen (CK, Kreatin)

Medikamentenübergabe

Maximalkraftbestimmung

S-EMG31P-MRS

Phase A Phase B

I II III IV

I, II, III, IV: Untersuchungstermine; CK: Kreatinkinase; S-EMG: Oberflächen-Elektromyogramm; 31P-MRS: 31Phosphor-Magnetresonanzspektroskopie.

Am Untersuchungstermin I wurde die Maximalkraft bestimmt und das S-EMG

unter definierter Belastung abgeleitet. Die Ergebnisse dieser Messungen wur-

den später mit den Werten der Kontrollgruppe verglichen. Am jeweils letzten

Methodik 2.5 Untersuchungsmethoden 44

Tag der Supplementationsphasen A und B fanden nach den S-EMG-Unter-

suchungen zusätzlich 31P-MRS-Messungen statt. Des Weiteren erfolgten Blut-

abnahmen zur Bestimmung der Kreatinkinase und des Kreatins im Serum.

Während beider Supplementationsphasen führten die Patienten ein Tagebuch

über ihre muskulären Beschwerden.

2.3 Eingesetzte Präparate Die eingesetzten Kapseln stammten von der Firma ViaNova (Waltershofen,

Allgäu). Eine Kapsel enthielt jeweils 750 mg weißes Pulver. In der Verumphase

handelte es sich um Kreatin-Monohydrat, während der Plazebophase um Mais-

stärke. Äußerlich und geschmacklich waren die Präparate nicht zu unterschei-

den.

Die Tagesdosis betrug jeweils 150 mg pro Kilogramm Körpergewicht. Sie wurde

gleichmäßig auf drei Einzelgaben verteilt, die zu den Mahlzeiten eingenommen

wurden.

2.4 Randomisierung und Verblindung Die Randomisierung erfolgte durch die klinikinterne Apotheke nach dem

Zufallsprinzip. Die Entblindung fand erst nach Auswertung aller Untersuchungs-

ergebnisse statt.

2.5 Untersuchungsmethoden

2.5.1 Anamnese und körperliche Untersuchung Am ersten Untersuchungstag wurde eine ausführliche Anamnese erhoben. An

den folgenden Terminen wurden Veränderungen während der vorangegange-

nen Studienphase erfragt, die Ausschlusskriterien überprüft und Neben-

wirkungen erfasst. Der Schwerpunkt der klinisch-neurologischen Untersuchung

lag bei der Beurteilung motorischer Funktionen.

Das Körpergewicht wurde vor Beginn der Studie sowie am Ende der Supple-

mentationsphasen bestimmt.

2.5.2 Tagesprotokolle Die Patienten führten während beider Supplementationsphasen Tagebuch über

ihre muskulären Beschwerden.


2.5.2.1 Parameter Folgende Parameter wurden erfasst:

1. Anzahl der Schmerzenepisoden

2. Intensität der Schmerzepisoden anhand einer numerischen Ratingskala

(NRS) (1=keine Schmerzen bis 10=stärkster vorstellbarer Schmerz)

3. Dauer der Myalgien:

1 sehr kurz (<1 Minute)

2 kurz (1-5 Minuten)

3 mittellang (5-10 Minuten)

4 lang (10-60 Minuten)

5 sehr lang (>60 Minuten)

4. Vorzeitige körperliche Ermüdung auf einer Skala von 1 (trifft nicht zu) bis 10

(sehr früh und stark ausgeprägt)

5. Beeinträchtigung alltäglicher Aktivitäten durch Muskelbeschwerden auf einer

Skala von 1 (keine Beeinträchtigung) bis 10 (starke Beeinträchtigung)

Am Ende der Supplementationsphase B gaben die Patienten an, während

welcher Studienphase sie sich subjektiv besser fühlten.

2.5.2.2 Auswertung

Die mittlere tägliche Anzahl der Schmerzepisoden SzE während der jeweiligen

Supplementationsphase (mit n Protokolltagen) wurde nach der Formel

∑=

=n

iiSzE

nSzE

1

1 (1)

berechnet. Die mittlere Schmerzintensität SzI der Episoden ergab sich aus

(∑=

⋅=10

1

1i

iiG

SzESzISzE

SzI ), (2)

wobei für die Gesamtzahl der Schmerzepisoden in der jeweiligen Studien-

phase steht. Für die 5 Klassen der Episodendauer wurde der prozentuale

Anteil an allen Schmerzepisoden berechnet:

GSzE

SzD

GSzE

∑=

−− =−n

ii

G

SzDSzE

SzDAnteil1

)51(51100% . (3)


Des Weiteren wurde aus der Anzahl, der Intensität und der Dauer der

Schmerzepisoden der Schmerzfaktor berechnet. Hierzu wurde der Dauer

der Schmerzepisoden der numerische Wert der jeweiligen Klasse zugewiesen

(Dauer < 1 Minute = 1, 1 – 5 Minuten = 2…, > 60 Minuten = 5). Der mittlere täg-

liche Schmerzfaktor

SzF

SzF ergab sich aus

(∑=

⋅⋅=n

iiii SzDSZISzE

nSzF

1

1 ). (4)

Für die Parameter vorzeitige körperliche Ermüdung und Beeinträchtigung von

Alltagsaktivitäten wurden die Mittelwerte der Angaben auf der NRS berechnet.

Die Antworten auf die Frage, in welcher Studienphasen sich der Patient besser

fühlte, wurden in numerische Werte umgewandelt („Kreatinphase besser“=2,

„weiß nicht“=1, „Plazebophase besser“=0).

2.5.3 Klinisch-chemische Untersuchungen Aus oberflächlichen Armvenen wurden 5 ml Blut abgenommen. Die Bestim-

mung der CK-Konzentrationen im Serum erfolgte photometrisch bei einer

Reaktionstemperatur von 25° Celsius durch das Institut für Klinische Chemie

der BG-Kliniken Bergmannsheil. Der Normalbereich umfasste Werte bis 80 U/l.

Die Kreatinkonzentrationen im Serum wurden kolorimetrisch nach dem Mess-

protokoll nach Oversteegen bestimmt (Oversteegen et al., 1987). Die Analysen

wurden von Dr. K. Fabian vom Sportmedizinischen Institut der Universität

Dresden durchgeführt.

2.5.4 S-EMG

2.5.4.1 Versuchsaufbau Über dem medialen und lateralen Bauch des rechten M. gastrocnemius wurde

jeweils ein Elektrodenpaar aufgeklebt. Die entsprechenden Hautareale wurden

zuvor rasiert und mittels Schmirgelpaste gereinigt und entfettet. Die Bestim-

mung der Ableitpunkte erfolgte palpatorisch:

Am stehenden Probanden wurde bei angespannter Wadenmuskulatur die Mitte

des betreffenden Muskelbauches lokalisiert. Die mit Leitpaste versehenen Elek-

troden wurden kranial und kaudal dieser Linie in Richtung des Faserverlaufs

aufgeklebt. Der Elektrodenabstand (Mittelpunkt zu Mittelpunkt) ergab sich aus


dem Durchmesser der verwendeten Kleberinge und betrug 30 mm. Die Refe-

renzelektrode wurde über der Tibiakante angebracht.

Die Elektrodenpositionen wurden notiert. Als Referenzpunkte dienten der Knie-

gelenksspalt und die Tibiakante. Zudem wurden die Stellen mit einem Haut-

marker gekennzeichnet.

Abbildung 9 zeigt den Versuchsaufbau.

Abbildung 9: Versuchsaufbau für die S-EMG-Ableitungen. Erläuterungen im Text.

Der rechte Unterschenkel wurde auf den in Längsrichtung schwenkbaren, ergo-

nomisch geformten Wadenhalter platziert. Eine Aussparung für die Elektroden-

paare verhinderte deren Verschieben während des Versuchsablaufs. Das Pedal

war für eine Kraftmessung bei isometrischer Plantarflexion ausgelegt. Seine

Position wurde der Beinlänge des Probanden angepasst. Der Winkel zwischen

Trittfläche und Bodenplatte betrug 70°. Wadenhalter und Pedal waren baugleich

mit dem bei der Spektroskopie eingesetzten Modellen (Eigenbau Deutsches

Zentrum für Luft- und Raumfahrt, DLR Köln-Porz).

Die Fixierung des Beines in der Haltevorrichtung erfolgte durch Zuggurte, eine

Sprunggelenk-/Unterschenkelschiene und Schaumstoffstreifen. Proximal des

Kniegelenkes wurde eine Okklusionsmanschette angelegt. Ferner wurde der

Oberkörper der Probanden durch einen Schaumstoffkeil um 25° von der Hori-

zontalen aufgerichtet.


Das durch Druck gegen das Pedal erzeugte Drehmoment führte im Kraftauf-

nehmer zu Spannungsänderungen. Diese wurden durch eine Kraftmessdose

(Eigenbau des Instituts für Arbeitsphysiologie an der Universität Dortmund,

IfADo) erfasst und weiterverarbeitet. Eine Kontrolle der Testkraft wurde durch

eine Kraftanzeige ermöglicht, die sich im Sichtfeld der Probanden befand. Die

Registrierung des Signals erfolgte parallel zum Oberflächen-EMG auf Magnet-

band.

Das S-EMG wurde mittels bipolarer Ag/Ag-Cl-Napfelektroden mit einem Innen-

durchmesser von 8mm abgeleitet. Die Spannungsdifferenzen wurden um den

Faktor 100 verstärkt und in einem Bereich zwischen 2 Hz (untere Grenz-

frequenz) und 500 Hz (obere Grenzfrequenz) gefiltert. Des Weiteren wurde das

Netzbrummen durch eine Gleichtaktunterdrückung (50 Hz) minimiert. Elektro-

den, Differenzverstärker und Filter waren Eigenbau der Abteilung für Biophysi-

kalische Messtechnik des Helmholtz-Instituts für Biomedizinische Technik der

RWTH Aachen.

S-EMG, Kraft und Zeit (elektronische Uhr der Fa. Systron Donner, Concord,

Kanada) wurden auf Magnetbändern aufgezeichnet (Bandgerät TEAC XR50,

TEAC Europe GmbH, Wiesbaden). Ein Oszilloskop (Tektronix GmbH, Köln)

wurde zur optischen Kontrolle mit den Ausgängen des Bandgerätes verbunden.

Vor Versuchsbeginn wurden die Probanden in die Technik der Muskelbelastung

eingewiesen. Es galt, den Fuß unter Anspannung der Wadenmuskulatur um

das Sprunggelenk drehend zu strecken. Dazu sollte mit dem Fußballen (nicht

mit den Zehen oder der Hacke) gegen das starre Pedal gedrückt werden.

2.5.4.2 Maximalkraft-Test Zu Beginn der Messung erfolgte die Bestimmung der Maximalkraft (maximum

voluntary contraction, MVC). Dazu wurden die Probanden aufgefordert, fünf

Sekunden lang mit der größtmöglichen Kraft gegen das Pedal zu drücken. Die

Übung wurde im Abstand von jeweils einer Minute zweimal wiederholt.

2.5.4.3 Standard-Wadenmuskeltest Der Standard-Wadenmuskeltest setzte sich aus mehreren Abschnitten zusam-

men (Tabelle 5). Die Testkraft (TK), die während der Belastungsintervalle erzielt

werden musste, lag bei 30 % der am Untersuchungstermin I gemessenen


Maximalkraft. Der berechnete Wert wurde für alle weiteren S-EMG- und 31P-

MRS-Messungen übernommen, unabhängig von Veränderungen der MVC im

Studienverlauf.

Während der Kontraktionsphase 1 musste die Testkraft über drei Minuten

gehalten werden. Dadurch kam es zu einer isometrischen Belastung der

Wadenmuskulatur unter aeroben Stoffwechselbedingungen. Nach einer Pause

von einer Minute wurde die Belastung sechs Minuten lang auf die ersten zehn

Sekunden jeder angefangen Minute beschränkt, um eine ausreichende Erho-

lung zu gewährleisten.

Im Anschluss wurde zur Unterbindung der arteriellen Blutzufuhr die Okklusi-

onsmanschette auf 280-300 mmHg aufgepumpt und drei Minuten lang der

Verbrauch des im Gewebe befindlichen Sauerstoffes abgewartet. Unter Ischä-

mie musste während der Kontraktionsphase 2 die Testkraft erneut drei Minuten

lang gehalten werden. Dies führte zu einer isometrischen Belastung der

Wadenmuskulatur unter anaeroben Stoffwechselbedingungen. Anschließend

wurde die Manschette entfernt und die Erholung über 10 Minuten durch 10-

Sekunden-Messungen untersucht.


Tabelle 5: Standard-Wadenmuskeltest. Phase Zeit (Minuten) Kraft (%MVC) Ischämie

0:001:002:003:00 Entspannung4:00 für 10s 30%5:00 für 10s 30%6:00 für 10s 30%7:00 für 10s 30%8:00 für 10s 30%9:00 für 10s 30%

10:0011:0012:0013:0014:0015:0016:00 Entspannung17:00 für 10s 30%18:00 für 10s 30%19:00 für 10s 30%20:00 für 10s 30%21:00 für 10s 30%22:00 für 10s 30%23:00 für 10s 30%24:00 für 10s 30%25:00 für 10s 30%

Erholung 2

30%

Entspannung

Kontraktion 1(aerobe Belastung)

Erholung 1

Pause

Kontraktion 2(anaerobe Belastung) 30%

ja

nein

nein

MVC: maximum voluntary contraction; s: Sekunden.

Der Standard-Wadenmuskeltest fand am ersten Untersuchungstag in voller

Länge statt. An den Terminen II und IV wurde auf die ischämische Kontrak-

tionsphase verzichtet. Dadurch sollte einer Überanstrengung vorgebeugt

werden, um die Ergebnisse nachfolgender spektroskopischer Untersuchungen

nicht zu beeinträchtigen.

2.5.4.4 Auswertung Filterung, Verstärkung, Digitalisierung: Die Wiedergabe der Magnetbänder erfolgte wie bei der Aufzeichnung mit einem

TEAC-Bandgerät. Die Signale der S-EMG-Ableitungen wurden zehnfach ver-


stärkt (Differenzverstäker Eigenbau der IfADo, Dortmund) und die relevanten

Frequenzen zwischen 5 Hz und 500 Hz herausgefiltert (Filter der Fa. Kemo-

Electronic, Langen). Zur optischen Kontrolle wurden ein Oszilliskop (Tektronix

GmbH, Köln) und ein Mehrkanalschreiber (Gould Instruments, Cleveland/Ohio,

USA) an die Hinterbandkontrolle des Magnetbandgeräts angeschlossen

(Abbildung 10:).

Abbildung 10: S-EMG und Kraft während aerober Belastung. Ausdruck des Mehrkanal-schreibers. Dargestellt sind die Signale des Oberflächen-Elektromyogramms (S-EMG) und des Kraftaufnehmers. s=Sekunden.

Die aufbereiteten analogen Signale wurden mit einer Abtast-Frequenz von 1024

Hz digitalisiert (A/D-Wandler von transtec AG, Tübingen) und im Anschluss zu-

geschnitten.

Parameter für statistische Auswertung:

Die einzelnen Amplitudenwerte wurden quadriert und für sich überlappende

Zeitintervalle (T) das Integral berechnet. Multiplikation mit dem Kehrwert der

Intervalldauer und anschließendes Ziehen der Quadratwurzel ergab die Root

Mean Square (RMS) als Kennwert der myoelektrischen Aktivität:

( ){ } ( )∫+

=Tt

t

dttEMGT

tEMGRMS 21) . (5)


Die Frequenzanalyse erfolgte durch Anwendung der Fast-Fourier-Transforma-

tion (FFT) (Brigham, 1974). Die Mittenfrequenz des Leistungsdichte-Spektrums

wurde nach der Formel

[ ]∫=Hz

Hz

dffAMF500

5

2)(21

(6)

berechnet (A(f)=Amplitude der jeweiligen Frequenz).

Die für die Verarbeitung und Berechnungen eingesetzte Software (DITAL2,

AUSSTAC, 4SPEC, 4in1) war eine Eigenentwicklung des IfADo.

Bei der Auswertung der Kontraktionsphasen wurden im Abstand von 5 Sekun-

den die Mittelwerte der RMS und MF für ein Intervall von jeweils 10 Sekunden

Dauer berechnet. Die ersten und letzten 10 Sekunden der Kontraktionsphasen

wurden nicht ausgewertet, um die Ergebnisse nicht durch Kraftschwankungen

beim Einpendeln auf den Sollwert und bei zunehmender Erschöpfung am Ende

der Belastung zu verzerren (Abbildung 11).

Zeitverlauf der Kontraktionsphase

Auswerte-Intervalle

V VII

0'' 180''170''10'' 60'' 120''

XXVII XXIX XXXIXVII XIX XXI XXIIIII IV VI

XXVIX XI XIII XVI IIIXX XXIIVIII X XII XIV XXIV XXVI XXVIII XXXXVI XVIII

Abbildung 11: Auswertung S-EMG I. I-XXXI: Nummerierung der Intervalle.

Die Ergebnisse wurden über die Zeit aufgetragen und die Regressionsgerade

errechnet (Abbildung 12).


Abbildung 12: Auswertung S-EMG II. Dargestellt sind für jedes Auswerte-Intervall die Mittel-werte der Mittenfrequenz (MF) und der Root Mean Square (RMS) (Kreuze) sowie die ent-sprechenden Regressiongeraden (Punkte).

Die Messdaten der Belastung während der Erholungsphasen wurden ebenfalls

in sich überschneidende Intervalle aufgeteilt. Der Intervallabstand betrug 500

ms, die Intervalldauer 1 Sekunde. Die Daten der ersten beiden und der letzen

Sekunde der zehnsekündigen Muskelbelastung wurden verworfen. Die Ergeb-

nisse für die MF und die RMS wurden gemittelt und mit der Mittelwert der ersten

drei Intervalle der vorangegangenen Kontraktionsphase verglichen.

2.5.5 31Phosphor-Magnetresonanzspektroskopie (31P-MRS) Die 31P-MRS-Messungen fanden am Deutschen Zentrum für Luft- und Raum-

fahrttechnik (DLR) in Köln-Porz statt. Die MR-Anlage vom Typ Bruker-Biospec

47/40 hatte einen Magneten mit einer Feldstärke von 4,7 Tesla und eine hori-

zontale Bohrung mit einem Durchmesser von 40 cm.

2.5.5.1 Versuchsaufbau Wadenhalter und Pedal wurden auf eine verschiebbare Liege montiert. Die

rechte Wade des Patienten wurde an ihrer dicksten Stelle auf die in den

Wadenhalter integrierte Messspule gelegt. Der Abstand zwischen Wadenhalter

und Pedal wurde der Beinlänge des Probanden angepasst. Die Lagerung des

Patienten und die Beinfixierung erfolgten analog zu den S-EMG-Messungen.


Die Okklusionsmanschette wurde oberhalb des Kniegelenks angelegt und

durch zwei Schläuche mit einem Manometer und einer Pressluftflasche verbun-

den.

Für die Untersuchung wurde der Patient mit den Füßen voran in die MR-Anlage

gefahren, bis sich die Messspule im Zentrum des Magneten befand. Die Kraft

der isometrischen Plantarflexion wurde kontinuierlich durch einen Kraftauf-

nehmer und eine Messbrücke erfasst. Die digitale Kraftanzeige befand sich im

Sichtfeld des Probanden.

Abbildung 13: Versuchsaufbau 31P-MRS. 1: Magnetröhre, 2: Wadenhalter mit integrierter Sendespule, 3: Pedal, 4: Kraftanzeige, 5: Okklussions-manschette, 6: Druckflasche, 7: Liege.

2.5.5.2 Versuchsablauf Das Versuchprotokoll unterschied sich in zwei Punkten von dem in Kapitel

2.5.4.3 beschriebenen Standard-Wadenmuskeltest. Zum einen wurde vor der

Kontraktionsphase 1 der Energiestoffwechsel eine Minute lang ohne Belastung

gemessen, um Ruhewerte zu erhalten. Des Weiteren waren aufgrund des

Messprinzips während der Erholungsphasen keine intermittierenden Belas-

tungen erforderlich. Die Okklusionmanschette wurde während der Ischämie-

phasen auf etwa 300 mmHg aufgepumpt. Der Druck konnte durch Abziehen der

Schläuche innerhalb von einer Sekunde abgelassen werden.


2.5.5.3 Auswertung Eingesetzt wurde eine kombinierte Sende- und Empfangsspule mit einem

Durchmesser von 5 cm (Fa. Bruker, Karlsruhe, Deutschland). Die Resonanz-

frequenzen lagen bei 81 MHz für 31P und 200 MHz für 1H. Im Messvolumen

befanden sich neben Haut und subkutanem Fettgewebe der rechte M. gastroc-

nemius und der M. soleus. Die durch den Probanden bedingten Inhomogeni-

täten des in der Magnetröhre erzeugten Magnetfeldes wurden durch zusätzliche

Magnetfelder ausgeglichen (Shimmen). Die Überprüfung der Homogenisierung

erfolgt durch 1H-MR-Spektren.

Nach jedem Sendeimpuls wurde der freie Induktionszerfall (FID) gemessen. Die

Dauer des Aufnahmeintervalls betrug 100 ms. Bei der Digitalisierung entstan-

den 4096 Datenpunkte pro FID. Die zeitliche Auflösung der Messung lag bei 10

Sekunden pro Summen-FID bzw. Spektrum.

Der durch die Fourier-Transformation entstandene Phasenfehler wurde durch

eine interne Programmfunktion korrigiert. Die anschließende Basislinien-

korrektur erfolgte ebenfalls mittels der eingesetzten Software. Die Abzisse

wurde auf das Maximum der PCr-Resonanz kalibriert (0 ppm). Für jedes

Spektrum wurden die Integrale des PME-, Pi-, PCr- und ß-ATP-Signals berech-

net. Da das Resonanzsignal des β-ATPs zu 95 % durch ATP und nur zu 5 %

durch andere Phosphormetabolite erzeugt wird, wurde es zur Erfassung von

Veränderungen der ATP-Konzentration eingesetzt.


Abbildung 14: Signale der Phosphor-Metabolite. Dargestellt sind zwei typische Spektren aus 31P-MRS-Messungen der Wadenmuskulatur eines gesunden Probanden während Ruhe und unter Belastung (Arbeit). Die Spektren sind zur besseren Übersicht vertikal versetzt angeordnet. Die Abzisse wurde auf das Maximum der PCr-Resonanz kalibriert (0 ppm). Oben rechts sind die Bandbreiten der einzelnen Signale aufgeführt (PME: Phosphomonoester, Pi: Phosphat, PCr: Phosphokreatin, ATP: Adenosintriphosphat (α, β und γ stehen für die verschiedenen Phosphat-gruppen des ATP)).

2.5.5.4 Messparameter Das Ergebnis der Maximalkraftmessung wurde in Newton notiert. Des Weiteren

wurde das Kraft-Zeit-Integral während der Belastungsphasen errechnet.

Zur Berechnung der relativen Konzentrationen der Phosphor-Metabolite wurde

die mittlere initiale Ruhekonzentration von PCr ([PCr]i) auf 100 % gesetzt. Im

Anschluss wurde das relative Verhältnis der Konzentrationen von PCr, ATP,

PME und Pi berechnet und in %[PCr]i angegeben.

Zur Abschätzung der absoluten Konzentrationen der Phosphor-Metabolite

wurde eine mittlere ATP-Ruhekonzentration von 8,2 mmol/l im Zytosol der Mus-

kelfasern angenommen (Arnold et al., 1984). Der sich daraus ergebende

Umrechnungsfaktor für die ATP-Konzentration wurde für die Berechnung der

absoluten Konzentration von PCr, PME und Pi in mmol/L verwendet.

Methodik 2.6 Statistische Auswertung 57

2.6 Statistische Auswertung

2.6.1 Tagesprotokolle Die statistische Auswertung erfolgte mit Excel 2002 (Microsoft Corporation,

Redmond, Washington, USA) und dem Add-In WinSTAT Version 2003.1 (R.

Fitch Software, Staufen, Deutschland).

Die statistische Analyse der Antworten auf die Frage, in welcher Studienphase

die Patienten sich besser fühlten, erfolgte durch den Einstichproben-t-Test zum

Signifikanzniveau α=0,05 mit dem Erwartungswert µ0=1. Die Nullhypothese

wurde formuliert als

00 : µµ =H (7)

mit der Alternative

01 : µµ ≠H . (8)

Die Teststatistik berechnete sich nach der Formel

SEMX

T 0µ−= mit ( ) ( )∑=

−−

==n

ii XX

nnnSSEM

1

2

11 und ∑

=

=n

iiX

nX

1

1 , (9)

wobei für den Standardfehler des Mittelwertes und für die empirische

Standabweichung steht. Voraussetzung für das Ablehnen der Nullhypothese

zugunsten der Alternative war ein p-Wert kleiner 0,05.

SEM S

Für die weiteren Parameter wurden unabhängig von der Gruppe die Differenzen

der Werte aus Phase A minus der Werte aus Phase B gebildet. Die Verteilung

der Ergebnisse wurde für jede Gruppe einzeln durch den Kolmogorov-Smirnow-

Test zum Testniveau α=0,05 auf signifikante Abweichungen von der Normal-

verteilung hin überprüft. Unterschiede der Varianzen zwischen beiden Gruppen

wurden durch den F-Test gemessen und bei einem p-Wert < 0,05 als signifikant

angesehen.

Die Mittelwerte der Differenzen von Gruppe 1 )( 1GD und Gruppe 2 )( 2GD

wurden durch den zweiseitigen t-Test für unverbundene Stichproben zum Sig-

nifikanzniveau α=0,05 miteinander verglichen. Die Nullhypothese


210 : GGH µµ = (10)

wurde bei einem p-Wert < 0,05 zugunsten der Alternative

211 : GGH µµ ≠ (11)

abgelehnt. Im Falle gleicher Varianzen der beiden Gruppen berechnete sich die

Teststatistik nach der Formel

( ) ( )2

1111

21

222

211

2

21

−+⋅−+⋅−

⎟⎟⎠

⎞⎜⎜⎝

⎛+

−=

nnSnSn

nn

DDTGG

n

GG , (12)

andernfalls nach

2

22

1

21

21

nS

nS

DDTGG

GG

+

−= . (13)

Bei ungleichen Varianzen wurde die Anzahl der Freiheitsgrade durch die

Welch-Satterthwaite-Approximation

df

2

2

22

2

2

1

21

1

2

2

22

1

21

11

11

⎟⎟⎠

⎞⎜⎜⎝

⎛−

+⎟⎟⎠

⎞⎜⎜⎝

⎛−

⎟⎟⎠

⎞⎜⎜⎝

⎛+

=

G

G

GG

G

G

G

G

G

G

nS

nnS

n

nS

nS

df (14)

geschätzt.

Der geschätzte Behandlungseffekt BE ergab sich durch

( )2

21 GG DDBE −= , (15)

das dazugehörige 95 % Konfidenzintervall bei gleichen Varianzen nach

der Formel

%95KI

⎥⎦⎤

⎢⎣⎡ ⋅+⋅−= −−+−−+ 2

,2 2/1;22/1;2%95 2121

SEtBESEtBEKIGGGG nnnn αα , (16)


wobei bei der Berechnung des Standardfehlers die gepoolte Standardab-

weichung berücksichtigt wurde:

SE

PS

( ) ( )( ) 21

21

21

222

211

21

21

211

GG

GG

GG

GGGG

GG

GGP nn

nnnn

SnSnnnnn

SSE⋅+

⋅−+

⋅−+⋅−=

⋅+

⋅= . (17)

Bei ungleichen Varianzen richtete sich der Freiheitsgrad des 1-α/2-Quantils

nach dem Ergebnis der Welch-Satterthwaite-Approximation (Rundung auf

nächst kleinere ganze Zahl). berechnete sich nach der Formel SE

2

22

1

21

G

G

G

G

nS

nS

SE += . (18)

Zur Testung auf Carry-over-Effekte wurden die Werte aus Phase A und Phase

B addiert und die Ergebnisse der beiden Gruppen mittels zweiseitigem t-Test

für unverbundene Stichproben zum Signifikanzniveau α=0,05 verglichen. Für

die Überprüfung auf Periodeneffekte erfolgte der Vergleich der Differenzen aus

Kreatinphase minus Placebophase mit dem gleichen Testverfahren.

2.6.2 Klinisch-chemische Untersuchungen und Körpergewicht Die statistische Auswertung der klinisch-chemischen Untersuchungen sowie der

S-EMG- und 31P-MRS-Parameter erfolgte mit dem Programm SPSS für

Windows Version 11.5.1 (SPSS Inc., Chicago, USA).

Die Testung auf Varianzgleichheit erfolgte mit dem Levene-Test. Bei der Über-

prüfung auf Carry-over- und Periodeneffekte wurde beim Körpergewicht der

Wert vor Studienbeginn von den Werten am Ende der Supplementationsphasen

abgezogen. Ansonsten entsprachen die Testverfahren den unter 2.6.1

beschriebenen. Verglichen wurden die Differenzen des Körpergewichtes sowie

der Serumkonzentrationen von Kreatin und CK am Ende der beiden Supple-

mentationsphasen.

2.6.3 S-EMG-Parameter

2.6.3.1 Vergleich mit Kontrollgruppe Verglichen wurden die Steigungen der Regressionsgeraden der Mittenfrequenz

und der Root Mean Square unter aerober und anaerober Belastung. Bei der


Auswertung der Erholungsphasen wurde das prozentuale Verhältnis der

mittleren MF und RMS zu den Ausgangswerten der vorangegangenen Kontrak-

tionsphase errechnet.

2.6.3.2 Vergleich der Studiengruppen Die untersuchten Parameter waren die gleichen wie beim Vergleich der GSD-V-

Patienten mit der Kontrollgruppe. Analog zur Auswertung der Tagesprotokolle

wurden für die Gruppen 1 und 2 jeweils die Differenzen der Werte aus Phase A

minus der Werte aus Phase B gebildet. Getestet wurde auf signifikante Unter-

schiede der Ergebnisse zwischen den beiden Gruppen.

2.6.4 31P-MRS Verglichen wurden Veränderungen der vor Beginn des Standard-Waden-

muskeltests bestimmten Maximalkraft und der Kraft-Zeit-Integrale während

aerober und anaerober Belastung.

Für die weiteren im Kapitel 2.5.5.3 aufgeführten Parameter gingen jeweils die

Werte am Ende der initialen Ruhephase sowie am Ende der Belastungs- und

der Erholungsphasen in die statistische Auswertung ein. Ausnahmen bildeten

die prozentuale PCr-Konzentration und die absolute ATP-Konzentration

während der initialen Ruhephase. Die Werte wurden nicht berücksichtigt, da sie

per definitionem bei 100 % bzw. 8,2 mmol/l lagen.

3 Ergebnisse

3.1 Studienprofil Das Flussdiagramm in Abbildung 15 informiert über den Studienablauf:

20 Patienten registriert

19 Patienten randomisiert

9 Patienten in Gruppe 2 Phase A: PlazeboPhase B: Kreatin

10 Patienten in Gruppe 1Phase A: KreatinPhase B: Plazebo

10 Patienten beendeten Studie

2 Dropouts (Noncompliance)

Qualifiziert für Datenanalyse: 10 Patienten für klinische Parameter 8 Patienten für 31P-MRS-Messungen 9 Patienten für S-EMG-Messungen

7 Patienten beendeten Studie

Qualifiziert für Datenanalyse: 7 Patienten für klinische Parameter 6 Patienten für 31P-MRS-Messungen 5 Patienten für S-EMG-Messungen

Abbildung 15: Studienprofil. S-EMG: Oberflächen-Elektromyographie; 31P-MRS: 31Phosphor-Magnetresonanzspektroskopie. Von 20 registrierten Patienten konnten 19 in die Studie eingeschlossen und

randomisiert werden. Ein Patient nahm aus persönlichen Gründen nicht an der

Studie teil.

In Gruppe 1 beendeten alle 10 Patienten (2 Frauen, 8 Männer, Durchschnitts-

alter 34,6 ± 12,6 Jahre) die Studie ordnungsgemäß. In Gruppe 2 (6 Frauen, 3

Männer, Durchschnittsalter 32,8 ± 9,3 Jahre) wurden die Patientin G10 von der

Studie ausgeschlossen, da sie in der Plazebophase die Tagesdosis reduzierte.

Als Grund wurde die hohe Anzahl der einzunehmenden Kapseln angegeben.

Das Auftreten unerwünschter Wirkungen wurde auf Nachfrage hin verneint.

Patient G09 brach sich während der Phase B den rechten Femur und konnte

dadurch nicht an den S-EMG und 31P-MRS-Messungen teilnehmen. Seine

Tagesprotokolle wurden aufgrund der frakturbedingten Inaktivität nicht bei der

Ergebnisse 3.1 Studienprofil 62

statistischen Auswertung berücksichtigt. Insgesamt wurde die Kapseleinnahme

von allen Patienten ohne Nebenwirkungen vertragen.

Die Daten der Tagesprotokolle des Patienten G01 (der mit 11 Jahren jüngste

Studienteilnehmer) wurden bei der statistischen Auswertung nicht berücksich-

tigt, da der Anstieg der Schmerzepisoden während der Kreatinphase mehr als 3

Standardabweichungen vom Mittelwert abwich. Zudem gab der Patient am

Ende der Studienphase A an, davon auszugehen, in der zweiten Studienphase

Kreatin zu erhalten, da er während der vorangegangenen Wochen keine Ver-

besserung verspürt habe (eine Verschlechterung wurde nicht erwähnt). Nach

der Entblindung stellte sich heraus, dass der Patient in Phase A Kreatin erhal-

ten hatte. Die Erwartungshaltung des Patienten könnte dazu geführt haben,

dass die Schmerzepisoden in Phase B zu niedrig angegeben wurden.

Bei den Auswertungen der S-EMG-Messungen wurden die Daten von 3

Patienten (einer aus Gruppe 1, zwei aus Gruppe 2) ausgenommen. Grund war

eine zu große bzw. zu lange Abnahme der Kraft während der 3-minütigen Kon-

traktionsphasen. Die Ergebnisse der spektroskopischen Messungen waren bei

vier Patienten (drei aus Gruppe 1, einer aus Gruppe 2) aufgrund eines ungüns-

tigen Signal-Rausch-Verhältnisses (signal to noise ratio, SNR) technisch nicht

verwertbar und wurden bei den statistischen Analysen nicht berücksichtigt.

In Tabelle 6 finden sich Informationen zur Gruppeneinteilung und den bei der

statistischen Auswertung nicht berücksichtigten Messungen.

Ergebnisse 3.2 Untersuchungsergebnisse 63

Tabelle 6: Gruppeneinteilung.

G01 Tagesprotokolle, 31P-MRS-Messungen G03G02 31P-MRS-Messungen G04G05 G06G07 G09 alle (Dropout)G08 31P-MRS-Messungen G10 alle (Dropout)G12 S-EMG-Messungen G11G13 G14 31P-MRS-Messungen G16 S-EMG-Messungen G17 G15 S-EMG-Messungen G20 G18

Gruppe 1 Gruppe 2Patient ausgenommene Untersuchungen Patient ausgenommene Untersuchungen

31PMRS: 31P-Magnetresonanz-Spektroskopie; S-EMG: Oberflächen-Elektromyographie.

3.2 Untersuchungsergebnisse Die Ergebnisse der Testungen auf Abweichung von der Normalverteilung, Peri-

oden- und Carry-over-Effekte sind im Anhang detailliert aufgeführt.

3.2.1 Anamnese und körperliche Untersuchung Die Überprüfung der Ein- und Ausschlusskriterien führte lediglich bei Patient

G09 zu einem Studienausschluss (siehe 3.1). Wesentliche Änderungen des

Befundes der klinisch-neurologischen Untersuchung wurden bei keinem

Patienten beobachtet.

Das Körpergewicht nahm unter Kreatin im Durchschnitt um 1,0 kg zu (p=0,02;

95 % Konfidenzintervall 0,20 – 1,80).

3.2.2 Tagesprotokolle Tabelle 7 fasst die Ergebnisse der Auswertung der Tagesprotokolle zusammen.


Tabelle 7: Auswertung der Tagesprotokolle.

Klinische Parameter p-Wert

Schmerzepisoden

Mittlere tägliche Anzahl 1,4 ±2,0 0,9 ±1,4 0,9 ±0,8 1,2 ±0,9 0,38 [0,04 - 0,72] 0,033

Mittlere Intensität [1-10] 4,1 ±1,2 3,6 ±1,1 3,7 ±1,0 4,6 ±2,7 0,72 [-0,38 - 1,83] 0,154

Dauer [% der Episoden]

< 1 Minute 17,9 ±25,7 21,3 ±32,5 37,9 ±28,0 18,3 ±21,9 -11,48 [-24,66 - 1,69] 0,083

1 - 5 Minuten 38,3 ±32,8 34,5 ±37,0 31,3 ±16,6 45,8 ±33,7 9,11 [-5,18 - 23,40] 0,193

5 - 10 Minuten 10,3 ±14,3 8,8 ±12,3 16,5 ±13,7 7,4 ±9,1 -3,81 [-10,86 - 3,25] 0,267

10 - 60 Minuten 7,8 ±10,9 4,4 ±8,3 9,8 ±10,5 6,6 ±13,4 0,11 [-5,72 - 5,94] 0,969

> 60 Minuten 25,5 ±34,8 31,1 ±40,5 4,4 ±9,9 21,8 ±36,7 5,91 [-10,46 - 22,28] 0,451

Schmerzfaktor 15,3 ±23,3 7,5 ±9,7 9,4 ±14,6 13,0 ±18,8 5,73 [0,04 - 11,42] 0,049

Vorzeitige körperlicheErmüdung [1-10] 3,1 ±2,0 2,4 ±1,3 3,7 ±1,9 3,4 ±2,1 0,19 [-0,41 - 0,78] 0,516

Beeinträchtigung vonAlltagsaktivitäten [1-10] 3,4 ±2,0 2,5 ±1,3 3,1 ±2,0 3,3 ±2,1 0,54 [0,14 - 0,93] 0,012

Phase B (Plazebo)

Phase A(Plazebo)

Mittelwerte ± StandardabweichungGruppe 1 Gruppe 2

Phase B(Kreatin)

Behandlungseffekt[95% Konf.-Intervall]

Phase A(Kreatin)

Die Einnahme von Kreatin führte bei den Patienten zu einem signifikanten An-

stieg der täglichen Schmerzepisoden, des Schmerzfaktors und des auf der NRS

angegeben Wertes für die Beeinträchtigung von Alltagsaktivitäten. Die Verän-

derungen der Schmerzintensität, Episodendauer und der angegebenen vorzei-

tigen körperlichen Ermüdung waren nicht signifikant.

11 der 17 Patienten gaben am Studienende an, während der Plazebophase

weniger muskuläre Beschwerden als in der Kreatinphase gehabt zu haben. 3

Patienten aus Gruppe 1 ging es während der Kreatinphase besser, 3 Patienten

aus Gruppe 2 konnten sich auf keine Studienphase festlegen (Tabelle 8). Die

Bevorzugung der Plazebophase war signifikant (p=0,03).


Tabelle 8: Subjektive Beurteilung der Studienphasen.

Kreatinphase Plazebophase weiß nichtGruppe 1

G01G02G05G07G08G12G13G16G17G20

Gruppe 2G03G04G06G11G14G15G18

3 11 3

Patient fühlte sich besser in

Summe

3.2.3 Klinisch-chemische Untersuchung Die Kreatineinnahme führte zu einem signifikanten Anstieg der Kreatin-

Konzentration im Serum. Der Anstieg der Kreatinkinase-Konzentration im

Serum war hingegen nicht signifikant (Tabelle 9).

Tabelle 9: Ergebnisse der klinisch-chemischen Untersuchungen.

Laborparameter p-Wert

Kreatin im Serum [µmol/L] 521 ±300,0 44 ±23,5 35 ±8,3 694 ±449,5 567,4 [373,5 - 761,4] <0,001

Kreatinkinase um Serum [U/L] 1287 ±1941 920 ±466 606 ±666 1268 ±1463 515 [-304 - 1334] 0,20

Mittelwerte ± Standardabweichung

Gruppe 1 Gruppe 2Phase B(Kreatin)


Phase A(Kreatin)

Phase B (Plazebo)

Phase A(Plazebo)

3.2.4 S-EMG

3.2.4.1 Vergleich mit gesunder Kontrollgruppe Sowohl in der Glykogenose- als auch in der Kontrollgruppe kam es während der

Kontraktionsphasen zu einem Abfall der Mittenfrequenz. Dieser war unter an-

aerober Belastung stärker ausgeprägt als unter aerober. Der Unterschied

zwischen den beiden Gruppen war nicht signifikant.


In den Ableitungen über dem M. gastrocnemius medialis erreichten die GSD-V-

Patienten während der ersten beiden Minuten der Entspannungsphase nach

aerober Belastung höhere relative Mittenfrequenzen im Vergleich zur Kontroll-

gruppe (p=0,01 bzw. 0,02) (Tabelle 10).


Tabelle 10: Ergebnisse S-EMG - Vergleich mit Konrollgruppe Teil I.

Mittenfrequenz p-WertM. gastrocnemius lateralis

aerobe Belastung [Hz/Min]

Steigung während Belastung [Hz/Min] -4,7 ± 5,35 -2,1 ± 3,95 -2,68 [-6,12 - 0,76] 0,12 Entspannungsphase [%Ausgangswert]

nach 1 Minute 100,5 ± 7,79 103,5 ± 7,85 -3,02 [-8,77 - 2,73] 0,29 nach 2 Minuten 101,7 ± 8,20 101,9 ± 13,77 -0,16 [-8,56 - 8,23] 0,97 nach 3 Minuten 103,6 ± 6,18 103,0 ± 4,03 0,59 [-3,22 - 4,40] 0,75 nach 4 Minuten 104,2 ± 7,18 103,0 ± 6,67 1,12 [-3,97 - 6,20] 0,66 nach 5 Minuten 102,5 ± 9,21 100,8 ± 9,16 1,67 [-5,09 - 8,42] 0,62 nach 6 Minuten 104,1 ± 6,59 103,8 ± 10,04 0,24 [-6,04 - 6,53] 0,94 anaerobe Belastung [Hz/Min]


nach 1 Minute 101,8 ± 9,88 99,3 ± 6,99 2,49 [-3,77 - 8,74] 0,42 nach 2 Minuten 103,6 ± 10,06 101,8 ± 8,68 1,75 [-5,13 - 8,64] 0,61 nach 3 Minuten 103,6 ± 5,50 102,7 ± 6,53 0,90 [-3,55 - 5,35] 0,68 nach 4 Minuten 103,7 ± 7,61 102,3 ± 6,39 1,43 [-3,72 - 6,58] 0,57 nach 5 Minuten 104,6 ± 8,75 102,0 ± 8,28 2,55 [-3,70 - 8,80] 0,41 nach 6 Minuten 102,7 ± 9,91 103,0 ± 6,27 -0,28 [-6,33 - 5,77] 0,92 nach 7 Minuten 104,7 ± 6,97 101,9 ± 7,98 2,77 [-2,75 - 8,29] 0,31 nach 8 Minuten 103,6 ± 11,15 104,2 ± 6,12 -0,61 [-7,17 - 5,94] 0,85 nach 9 Minuten 103,1 ± 7,96 100,7 ± 10,05 2,45 [-4,24 - 9,14] 0,46M. gastrocnemius medialis

aerobe Belastung [Hz/Min]


nach 1 Minute 106,2 ± 9,85 98,6 ± 5,34 7,65 [1,68 - 13,62] 0,01 nach 2 Minuten 104,4 ± 6,46 98,1 ± 7,88 6,23 [0,92 - 11,55] 0,02 nach 3 Minuten 105,2 ± 8,56 100,7 ± 8,95 4,53 [-1,92 - 10,97] 0,16 nach 4 Minuten 104,1 ± 10,00 100,9 ± 8,81 3,21 [-3,70 - 10,12] 0,35 nach 5 Minuten 104,5 ± 8,67 102,3 ± 7,85 2,22 [-3,85 - 8,29] 0,46 nach 6 Minuten 106,0 ± 6,97 102,3 ± 7,72 3,64 [-1,77 - 9,06] 0,18 anaerobe Belastung [Hz/Min]


nach 1 Minute 100,0 ± 10,43 99,1 ± 8,02 0,89 [-5,92 - 7,70] 0,79 nach 2 Minuten 101,8 ± 13,45 102,3 ± 12,31 -0,50 [-9,97 - 8,96] 0,91 nach 3 Minuten 102,9 ± 9,69 102,8 ± 12,25 0,06 [-8,09 - 8,22] 0,99 nach 4 Minuten 103,1 ± 10,01 104,0 ± 11,78 -0,90 [-8,96 - 7,16] 0,82 nach 5 Minuten 104,4 ± 9,37 105,4 ± 14,10 -1,00 [-9,86 - 7,85] 0,82 nach 6 Minuten 102,2 ± 8,76 103,0 ± 12,06 -0,72 [-8,51 - 7,07] 0,85 nach 7 Minuten 103,0 ± 9,38 105,1 ± 11,81 -2,11 [-9,98 - 5,76] 0,59 nach 8 Minuten 102,3 ± 11,46 103,9 ± 12,99 -1,59 [-10,61 - 7,44] 0,72 nach 9 Minuten 103,1 ± 10,89 101,8 ± 16,16 1,30 [-8,89 - 11,49] 0,80


GSD V KontrollgruppeMittlere Differenz

[95% Konf.-Intervall]


In beiden Gruppen stieg die Root Mean Square unter aerober und anaerober

Belastung an.

Während der aeroben Kontraktionsphase stieg die RMS in der Glykogeno-

segruppe signifikant stärker an als in der Kontrollgruppe (Ableitungen über M.

gastrocnemius lateralis; p=0,02). Die relativen RMS-Werte eine Minute (M.

gastrocnemius medialis) bzw. drei Minuten (M. gastrocnemius lateralis) nach

der aeroben Belastung fielen bei den Glykogenose-Patienten ebenfalls höher

aus (p=0,01 bzw. 0,02) (Tabelle 11).


Tabelle 11: Ergebnisse S-EMG - Vergleich mit Kontrollgruppe Teil II.

Root Mean Square p-Wert

s M. gastrocnemius lateralis

aerobe Belastung

Steigung während Belastung [%/Min] 368,5 ±391,6 91,8 ±172,6 276,7 [56,9 - 496,5] 0,02 Entspannunsphase [%Ausgangswert]

nach 1 Minute 122,0 ±57,07 95,3 ±28,09 26,69 [-6,02 - 59,40] 0,11

nach 2 Minuten 111,1 ±40,60 90,0 ±34,61 21,08 [-6,57 - 48,73] 0,13

nach 3 Minuten 105,9 ±25,53 84,3 ±21,26 21,68 [4,47 - 38,89] 0,02 nach 4 Minuten 102,7 ±32,85 96,6 ±24,73 6,17 [-15,10 - 27,44] 0,56

nach 5 Minuten 109,2 ±44,51 96,6 ±30,54 12,56 [-15,33 - 40,44] 0,36

nach 6 Minuten 101,2 ±24,71 97,8 ±50,91 3,42 [-26,31 - 33,14] 0,82

anaerobe Belastung

Steigung während Belastung [%/Min] 515,9 ±524,7 279,5 ±436,3 236,4 [-117,2 - 589,9] 0,18

Entspannunsphase [%Ausgangswert]

nach 1 Minute 122,4 ±56,37 89,9 ±28,83 32,53 [-0,04 - 65,10] 0,05

nach 2 Minuten 113,8 ±35,43 86,9 ±37,80 26,97 [0,02 - 53,93] 0,05

nach 3 Minuten 113,8 ±48,23 86,3 ±27,05 27,44 [-1,04 - 55,92] 0,06

nach 4 Minuten 115,7 ±50,50 95,9 ±28,22 19,84 [-9,95 - 49,64] 0,18

nach 5 Minuten 113,2 ±45,13 104,5 ±30,83 8,73 [-19,50 - 36,96] 0,53

nach 6 Minuten 110,9 ±45,37 94,7 ±27,50 16,20 [-11,16 - 43,55] 0,24

nach 7 Minuten 110,4 ±38,33 102,1 ±37,83 8,27 [-19,71 - 36,25] 0,55

nach 8 Minuten 108,5 ±40,65 101,8 ±32,42 6,68 [-20,24 - 33,60] 0,62

nach 9 Minuten 106,3 ±43,57 111,6 ±52,35 -5,23 [-40,75 - 30,28] 0,77

M. gastrocnemius medialis

aerobe Belastung

Steigung während Belastung [%/Min] 260,8 ±344,7 158,0 ±176,6 102,7 [-96,55 - 302,01] 0,30

Entspannunsphase [%Ausgangswert]

nach 1 Minute 121,5 ±45,51 86,6 ±26,02 34,93 [7,92 - 61,94] 0,01 nach 2 Minuten 103,2 ±30,75 90,7 ±38,69 12,46 [-13,33 - 38,25] 0,33

nach 3 Minuten 105,4 ±25,09 88,7 ±36,70 16,74 [-6,51 - 39,98] 0,15

nach 4 Minuten 104,6 ±21,71 92,9 ±36,85 11,68 [-10,73 - 34,10] 0,30

nach 5 Minuten 104,2 ±18,48 92,3 ±34,20 11,89 [-8,50 - 32,29] 0,24

nach 6 Minuten 104,1 ±25,61 93,8 ±32,69 10,29 [-11,39 - 31,96] 0,34

anaerobe Belastung

Steigung während Belastung [%/Min] 502,5 ±459,0 169,9 ±252,9 332,7 [62,80 - 602,57] 0,02 Entspannunsphase [%Ausgangswert]

Mittelwerte ± SD

GSD V KontrollgruppeMittlere Differenz

[95% Konf.-Intervall]


3.2.4.2 Vergleich der Studiengruppen Bezüglich der Veränderungen der Mittenfrequenz unter aerober Belastung fand

sich kein signifikanter Behandlungseffekt. Unter Kreatin waren jedoch 2 Minuten

nach der Kontraktionsphase bei den Ableitungen über den M. gastrocnemius

lateralis die relativen Mittenfrequenzen signifikant niedriger (p=0,02).

In den S-EMG-Ableitungen über dem M. gastrocnemius lateralis zeigte sich im

Hinblick auf die RMS weder während der Kontraktionsphase noch in der an-

schließenden Entspannungsphase ein signifikanter Behandlungseffekt. Bei den

Ableitungen über dem medialen Muskelbauch hingegen waren sowohl der An-

stieg der RMS unter aerober Belastung (p=0,04) als auch die relativen RMS-

Werte in den ersten beiden Minuten der Entspannungsphase (p=0,049 bzw.

0,03) signifikant niedriger (Tabelle 12).


Tabelle 12: Ergebnisse S-EMG – Vergleich der Studiengruppen.

S-EMG-Parameter p-Wert

Mittenfrequenz (MF)

M. gastrocnemius lateralis

aerobe Belastung [%/Min] -3,4 ±4,5 -4,5 ±2,9 -3,2 ±2,6 -5,3 ±5,0 -0,46 [-2,52 - 1,59] 0,63

Entspannung [% initiale Bel.]

nach 1 Minute 102,0 ±3,5 101,5 ±12,0 102,6 ±2,7 101,2 ±8,5 -0,47 [-7,61 - 6,67] 0,89

nach 2 Minuten 104,7 ±4,1 103,4 ±6,4 107,4 ±2,2 101,3 ±4,4 -2,39 [-6,86 - 2,08] 0,27

nach 3 Minuten 105,7 ±8,4 104,9 ±10,5 103,2 ±2,8 102,0 ±5,9 -0,14 [-7,30 - 7,01] 0,97

nach 4 Minuten 106,2 ±6,6 102,4 ±10,2 106,7 ±3,2 100,5 ±6,0 -1,21 [-8,46 - 6,05] 0,72

nach 5 Minuten 105,3 ±5,1 101,5 ±10,5 105,6 ±4,8 103,8 ±6,0 1,02 [-4,11 - 6,16-9 0,67

nach 6 Minuten 102,8 ±2,4 98,9 ±11,5 107,8 ±3,0 98,5 ±9,9 -2,67 [-8,77 - 3,43] 0,36


aerobe Belastung [%/Min] -6,1 ±6,5 -0,9 ±5,4 -2,5 ±3,4 -2,3 ±4,9 -2,50 [-5,52 - 0,51] 0,10


nach 1 Minute 100,1 ±4,0 97,4 ±5,4 103,0 ±5,2 101,3 ±8,0 0,52 [-4,66 - 5,70] 0,83

nach 2 Minuten 100,5 ±3,2 101,8 ±3,9 108,3 ±6,4 100,5 ±7,0 -4,57 [-8,33 - -0,82] 0,02

nach 3 Minuten 101,3 ±4,7 102,8 ±3,1 102,7 ±5,2 99,0 ±10,7 -2,63 [-9,86 - 4,59] 0,38

nach 4 Minuten 100,1 ±5,0 104,6 ±12,7 106,5 ±10,8 96,9 ±9,9 -6,99 [-15,6 - 1,66] 0,10

nach 5 Minuten 103,7 ±5,7 105,0 ±11,6 105,4 ±6,8 98,9 ±11,6 -3,87 [-11,1 - 3,39] 0,27

nach 6 Minuten 101,2 ±4,4 104,3 ±13,2 106,8 ±6,0 97,0 ±13,1 -6,46 [-14,2 - 1,27] 0,09

Root Mean Square (RMS)


aerobe Belastung [%/Min] 269,1 ±384,8 209,9 ±332,4 66,6 ±84,1 70,0 ±61,2 31,3 [-80,1 - 142,6] 0,55


nach 1 Minute 118,2 ±16,5 100,5 ±31,2 121,8 ±26,0 111,9 ±11,7 3,87 [-15,31 - 23,05] 0,67

nach 2 Minuten 106,4 ±27,6 101,8 ±14,4 104,7 ±2,6 105,7 ±25,8 2,78 [-15,81 - 21,37] 0,75

nach 3 Minuten 107,4 ±41,6 102,1 ±26,8 98,5 ±7,3 99,8 ±19,0 3,30 [-26,07 - 32,67] 0,81

nach 4 Minuten 114,3 ±52,2 106,7 ±23,7 100,6 ±11,8 102,6 ±26,2 4,81 [-28,78 - 38,40] 0,76

nach 5 Minuten 106,0 ±28,8 109,0 ±34,1 103,5 ±10,8 108,6 ±34,8 1,07 [-27,38 - 29,52] 0,94

nach 6 Minuten 114,4 ±29,3 107,0 ±32,4 101,9 ±10,3 105,4 ±16,2 5,41 [-19,53 - 30,35] 0,64


aerobe Belastung [%/Min] 123,2 ±207,8 253,3 ±418,3 143,7 ±114,9 46,4 ±93,4 -113,7 [-219,1 - -8,3] 0,04


nach 1 Minute 97,2 ±37,6 111,9 ±33,8 106,5 ±18,8 78,2 ±10,4 -21,50 [-42,97 - 0,03] 0,0497

nach 2 Minuten 92,0 ±26,9 114,6 ±33,8 90,7 ±8,9 77,5 ±12,3 -17,86 [-33,15 - 2,57] 0,03

nach 3 Minuten 100,5 ±26,2 110,8 ±23,4 90,6 ±14,7 90,3 ±9,8 -5,35 [-18,77 - 8,07] 0,40

nach 4 Minuten 103,5 ±20,6 130,1 ±72,6 91,9 ±16,6 101,4 ±17,9 -8,54 [-51,15 - 34,06] 0,67

nach 5 Minuten 109,3 ±20,6 128,7 ±76,6 93,8 ±18,2 98,0 ±22,6 -7,58 [-45,04 - 29,89] 0,67

nach 6 Minuten 107,6 ±15,6 135,7 ±104,8 91,6 ±12,6 100,9 ±28,3 -9,40 [-62,52 - 43,72] 0,71


Gruppe 1 Gruppe 2Phase B(Kreatin)


Phase A(Kreatin)

Phase B (Plazebo)

Phase A(Plazebo)


3.2.5 31P-NMR-Spektroskopie Kreatin führte zu keiner signifikanten Änderung der Maximalkraft. Die Unter-

schiede in den Kraft-Zeit-Integralen während der Belastungsphasen waren

ebenfalls nicht signifikant.

Die absoluten und relativen PCr-Konzentrationen am Ende der Erholungsphase

2 lagen unter Kreatin signifikant höher als in der Plazebophase (p=0,02 bzw.

0,01). Die Zeit der PCr-Erholung blieb unverändert. Ebenso wurden keine signi-

fikanten Veränderungen der ATP-Konzentrationen oder des PCr/ATP-Verhält-

nisses während des Versuchsablaufes beobachtet (Tabelle 13).


Tabelle 13: Ergebnisse der 31P-MRS TeiI I.

31P-MRS Parameter p-Wert

Maximalkraft [N] 1022 ±213 1048 ±250 800 ±248 798 ±170 -14,10 [-66,17 - 37,97] 0,57

KZI [N/min]

aerobe Belastung 1005 ±252 981 ±267 652 ±168 650 ±154 11,08 [-2,22 - 24,39] 0,09

anaerobe Belastung 905 ±246 942 ±274 640 ±165 647 ±163 -14,98 [-62,35 - 32,39] 0,48

PCr [mmol/L]

Ruhe 33,3 ±3,7 31,3 ±3,6 30,8 ±4,6 32,8 ±6,9 2,06 [-0,18 - 4,31] 0,07

aerobe Belastung 22,0 ±9,0 20,5 ±6,0 25,0 ±6,6 27,7 ±4,6 2,21 [-1,13 - 5,55] 0,18

Erholungsph. 1 33,3 ±2,4 31,4 ±3,2 30,8 ±4,7 32,8 ±7,0 2,04 [-0,38 - 4,46] 0,09

anaerobe Belastung 18,3 ±7,3 15,6 ±6,9 21,3 ±6,2 22,2 ±5,5 1,79 [-1,48 - 5,06] 0,26

Erholungsph. 2 34,0 ±2,9 31,1 ±3,8 30,7 ±5,0 34,0 ±7,7 3,17 [0,69 - 5,65] 0,02

PCr [%PCri]


Erholungsph. 1 101,6 ±5,0 101,3 ±4,5 99,3 ±3,2 100,0 ±1,7 0,60 [-1,81 - 3,02] 0,60


Erholungsph. 2 104,0 ±7,6 100,4 ±3,7 99,5 ±2,6 103,8 ±1,8 3,90 [0,97 - 6,82] 0,01

ATP [mmol/L]


Erholungsph. 1 7,9 ±0,5 7,9 ±0,5 7,9 ±0,5 8,2 ±0,3 0,17 [-0,19 - 0,53] 0,33


Erholungsph. 2 7,5 ±0,5 7,9 ±0,4 7,6 ±0,4 8,2 ±0,5 0,16 [-0,18 - 0,51] 0,33

ATP [%PCri]

Ruhe 25,3 ±3,4 26,8 ±3,1 27,2 ±3,7 25,8 ±4,5 -1,33 [-3,25 - 0,58] 0,15

aerobe Belastung 24,0 ±4,0 24,8 ±2,7 25,3 ±4,7 24,2 ±4,8 -1,08 [-3,18 - 1,02] 0,28

Erholungsph. 1 24,3 ±3,0 25,5 ±3,4 26,0 ±2,7 25,8 ±3,5 -0,83 [-2,16 - 0,49] 0,20

anaerobe Belastung 21,8 ±2,3 23,8 ±2,5 23,7 ±3,3 23,8 ±3,8 -0,83 [-2,74 - 1,07] 0,36

Erholungsph. 2 22,9 ±2,4 25,4 ±1,9 24,8 ±3,7 25,5 ±3,3 -0,98 [-2,43 - 0,47] 0,17

PCr/ATP

Ruhe 4,0 ±0,4 3,8 ±0,4 3,8 ±0,6 4,0 ±0,8 0,22 [-0,06 - 0,50] 0,11


Erholungsph. 1 4,2 ±0,5 4,0 ±0,6 3,9 ±0,5 4,0 ±0,7 0,13 [-0,09 - 0,34] 0,22


Erholungsph. 2 4,4 ±0,4 4,0 ±0,4 4,1 ±0,8 4,0 ±0,6 0,13 [-0,15 - 0,40] 0,34

PCr-Erholung [s]

Erholungsph. 1 87,3 ±57,8 67,8 ±37,2 134,8 ±126,4 66,8 ±47,3 -24,06 [-70,00 - 21,88] 0,27

Erholungsph. 2 87,1 ±62,9 78,4 ±32,3 115,7 ±60,9 68,3 ±37,6 -19,25 [-52,24 - 13,74] 0,23


Phase A(Kreatin)

Phase B (Plazebo)

Phase A(Plazebo)


Phase B(Kreatin)

Es fand sich kein Behandlungseffekt im Hinblick auf die absoluten und relativen

Phosphat- und Phosphomonoester-Konzentrationen im Testverlauf (Tabelle

14).


Tabelle 14: Ergebnisse der 31P-MRS Teil II.

31P-MRS Parameter p-Wert

Pi [mmol/L]

Ruhe 3,0 ±1,4 2,9 ±0,6 3,2 ±1,1 3,2 ±1,2 0,11 [-0,60 - 0,81] 0,75


Erholungsph. 1 2,8 ±0,6 2,9 ±0,5 3,5 ±1,0 3,5 ±1,1 -0,09 [-0,55 - 0,38] 0,68


Erholungsph. 2 2,3 ±0,5 2,6 ±1,0 3,2 ±0,7 2,9 ±0,8 -0,34 [-0,75 - 0,07] 0,09

Pi [%PCri]

Ruhe 9,6 ±6,3 9,4 ±1,5 10,5 ±4,7 9,8 ±2,9 -0,08 [-2,99 - 2,83] 0,95


Erholungsph. 1 8,8 ±3,0 9,4 ±1,3 11,7 ±4,4 10,3 ±2,7 -0,98 [-2,67 - 0,71] 0,23


Erholungsph. 2 6,9 ±1,4 8,3 ±2,4 10,7 ±2,7 9,0 ±2,9 -1,44 [-3,04 - 0,17] 0,07

PME [mmol/L]

Ruhe 1,2 ±0,5 1,2 ±0,3 0,9 ±0,9 1,0 ±0,4 0,04 [-0,37 - 0,46] 0,83


Erholungsph. 1 1,2 ±0,6 1,6 ±0,8 0,8 ±0,7 1,2 ±0,6 0,05 [-0,48 - 0,58] 0,85


Erholungsph. 2 1,4 ±0,9 1,7 ±0,8 0,9 ±0,6 1,4 ±0,6 0,10 [-0,54 - 0,74] 0,75

PME [%PCri]

Ruhe 4,0 ±1,9 4,0 ±0,5 3,2 ±3,3 2,8 ±1,0 -0,23 [-1,69 - 1,23] 0,74


Erholungsph. 1 3,4 ±1,5 5,0 ±1,9 2,5 ±2,1 4,0 ±1,7 -0,17 [-1,73 - 1,40] 0,82

anaerobe Belastung 7,8 ±5,9 7,1 ±4,7 9,5 ±7,1 7,3 ±6,8 -0,73 [-5,15 - 3.69] 0,73

Erholungsph. 2 4,1 ±2,5 5,3 ±2,2 3,2 ±2,1 4,5 ±2,7 -0,04 [-2,01 - 1,93] 0,96


Phase A(Kreatin)

Phase B (Placebo)

Phase A(Placebo)


Phase B(Kreatin)

4 Diskussion

In dieser Arbeit wurde die Wirkung einer Kreatin-Supplementation bei Patienten

mit Glykogenose Typ V untersucht. Es wurde ein Anstieg der intramuskulären

PCr- Konzentration und eine dadurch bedingte Besserung der Belastungs-

intoleranz erwartet. Die Therapieeffekte wurden mit klinischen Tagebüchern,

der 31P-MRS und dem S-EMG überprüft.

Die orale Gabe von 150 mg Kreatin pro kg Körpergewicht über fünf Wochen

führte zu

1. einer Erhöhung der Kreatinkonzentration im Serum,

2. einem Anstieg der intramuskulären PCr-Konzentration,

3. einer Zunahme des Körpergewichts,

4. keiner signifikanten Änderung der Maximalkraft,

5. einer höheren Schmerzbelastung durch Zunahme der Schmerzepisoden,

6. einer subjektiv stärkeren Beeinträchtigung von Alltagsaktivitäten und

7. zu einem geringen Anstieg der EMG-Amplitude unter submaximaler

isometrischer Belastung.

4.1 Anstieg der intramuskulären Kreatinkonzentration Bei der Studienplanung wurde angenommen, dass die orale Zufuhr von Kreatin

zu einer Erhöhung der intramuskulären Kreatinkonzentration führt. Bei Gesun-

den konnte dieser Effekt bereits bei Kreatindosen, die unterhalb der hier einge-

setzten Dosierung lagen, durch Untersuchungen an Muskelbiopsaten belegt

werden (Casey et al., 1996;Harris et al., 1992;Hultman et al., 1996;Robinson et

al., 1999). Auf eine solche Überprüfung und die damit zwingend einhergehende

Durchführung von Muskelbiopsien wurde in dieser Arbeit verzichtet, da ethische

Bedenken aufgrund des invasiven Charakters dieses Verfahrens bestanden. Es

fanden sich jedoch indirekte Hinweise auf eine Erhöhung der intramuskulären

Kreatinkonzentration während der Kreatinphase:

Diskussion 4.1 Anstieg der intramuskulären Kreatinkonzentration 76

1.) Die Kreatinkonzentration im Serum stieg bei allen Patienten in der Kreatin-

phase an. Die Höhe des Serumspiegels lässt jedoch keinen direkten Rück-

schluss auf die intramuskuläre Kreatinkonzentration zu. Der Kreatingehalt der

Muskelfasern lässt sich durch eine erhöhte Kreatinzufuhr nur bis zu einer

oberen Grenze von ca. 160 mmol/l steigern (Persky & Brazeau, 2001). Die Auf-

nahme von Kreatin aus dem Serum ist demzufolge limitiert und nicht propor-

tional zur Serumkonzentration, sondern vielmehr abhängig vom intramusku-

lären Kreatingehalt. Die Erhöhung des Serumspiegels zeigt jedoch, dass das

oral zugeführte Kreatin über den Gastrointestinaltrakt aufgenommen wurde und

somit den Organsystemen zur Verfügung stand.

Über welche Regulationsmechanismen die Muskelfasern die intrazelluläre

Kreatinkonzentration kontrollieren ist bisher nicht abschließend geklärt. Es wird

unter anderem eine Anpassung der Expression des Kreatintransporters disku-

tiert:

Bei Ratten wurde nach mehrmonatiger Kreatin-Supplementation eine Down-

Regulation des CrT beobachtet (Guerrero-Ontiveros & Wallimann, 1998). Die

Kreatindosen lagen mit 1-2 g pro Kilogramm Körpergewicht jedoch deutlich

über den bei Menschen üblicherweise eingesetzten Dosierungen. Die Ein-

nahme von 125 mg Kreatin pro kg Körpergewicht über 2 Monate und die

Supplementation von 75 mg/kg KG über 4 Monate führte bei Menschen zu

keiner Änderung der CrT-Expression (Tarnopolsky et al., 2003).

Ein weiterer Aspekt ist die Aktivität des CrT. Sie ist unter anderem abhängig

von der Anzahl der phosphorylierten Serinreste, dem transmembranösen

Natrium-Gradienten und der Substratkonzentration (Snow & Murphy, 2001). Der

Einfluss einer Kreatin-Supplementation auf die Transporter-Aktivität wurde

jedoch bisher nicht untersucht.

2.) Ein weiteres Indiz für den Anstieg der intramuskulären Kreatinkonzentration

ist die Zunahme des Körpergewichtes während der Kreatinphase. Dieser Effekt

zeigte sich in vergleichbarer Ausprägung auch in vielen Studien an Gesunden

(Persky & Brazeau, 2001;van Loon et al., 2003;Wyss & Kaddurah-Daouk,

2000). Die Gewichtszunahme kommt vorwiegend durch einen Anstieg der fett-

freien Masse zustande (Becque et al., 2000;Kreider et al., 1998;Mihic et al.,

2000;Vandenberghe et al., 1997;Volek et al., 1999). Auch bei Kindern mit Mus-

keldystrophie Typ Duchenne wurde unter Kreatin eine Zunahme der fettfreien

Diskussion 4.1 Anstieg der intramuskulären Kreatinkonzentration 77

Masse bei konstanter Fettmasse beobachtet (Tarnopolsky et al., 2004). Der

Anstieg der fettfreien Masse wird in erster Linie auf eine Retention von Wasser

in der Skelettmuskulatur zurückgeführt und beruht auf einer erhöhten Zell-

osmolarität aufgrund des Anstiegs der intramuskulären Kreatinkonzentration

(Balsom et al., 1993;Hultman et al., 1996;Juhn & Tarnopolsky, 1998;Terjung et

al., 2000). Eine Steigerung der Proteinsynthese ließ sich beim Menschen bisher

nicht nachweisen. Es fanden sich allerdings Hinweise für einen reduzierten

Proteinabbau (Parise et al., 2000).

3.) In dieser Arbeit zeigte sich zudem in der 31P-MRS unter Kreatineinnahme

eine höhere PCr-Konzentration am Ende der Erholungsphase nach anaerober

Belastung. Während der übrigen Testphasen lagen die mittleren PCr-

Konzentrationen ebenfalls höher, die Unterschiede waren jedoch nicht signifi-

kant. Das Signifikanzniveau wurde allerdings zum Teil nur knapp verfehlt.

Möglicherweise war die Teststärke aufgrund der geringen Probandenzahl unzu-

reichend. Außerdem stellt die Berechnung der absoluten Konzentrationen der

Phosphormetabolite anhand der 31P-MRS-Spektren eine potentielle Fehler-

quelle dar:

Diese Berechnungen setzen eine in Ruhe konstante intrazelluläre ATP-Kon-

zentration voraus. Bei den GSD-V-Patienten wurde die gleiche ATP-Konzentra-

tion wie bei Gesunden angenommen. Tarnopolsky et al. konnten jedoch zeigen,

dass der intramuskuläre ATP-Gehalt bei einigen Myopathien erniedrigt ist

(Tarnopolsky & Parise, 1999).

Bei Gesunden führt eine Kreatin-Supplementation zu keiner Veränderung des

ATP-Gehalts der Muskelfasern (Wyss & Kaddurah-Daouk, 2000). Sie hat daher

keine Auswirkung auf die Auswertung der 31P-MRS-Messungen. Unklar ist hin-

gegen, ob sich die ATP-Konzentration in Ruhe bei Myopathien mit erniedrigtem

intramuskulärem ATP-Gehalt durch die Einnahme von Kreatin erhöht. Dies

würde unter oben genannten Voraussetzungen zu einer fälschlicherweise zu

niedrig berechneten absoluten PCr-Konzentration führen.

Bisher wurde nur in einer Studie die intramuskuläre ATP-Konzentration bei

GSD-V-Patienten direkt gemessen (Lofberg et al., 2001). Es fand sich kein sig-

nifikanter Unterschied im Vergleich zur gesunden Kontrollgruppe. Die Aussage-

kraft dieser Studie ist jedoch eingeschränkt, da nur vier Muskelbiopsate von

GSD-V-Patienten untersucht wurden. Die ATP-Konzentration unter Kreatin-

Diskussion 4.2 Einfluss von Kreatin auf die Maximalkraft 78

Supplementation wurde bisher nicht bestimmt. Es ist daher nicht auszu-

schließen, dass die Einnahme von Kreatin bei der Glykogenose Typ V zu einer

Veränderung der intramuskulären ATP-Konzentration führt. Dieser Frage sollte

in weiteren Studien nachgegangen werden.

Insgesamt deuten der Anstieg des Kreatin-Serumspiegels, die Ergebnisse der

Spektroskopie und die Gewichtszunahme auf eine Erhöhung des Kreatingehalts

der Skelettmuskulatur während der Kreatinphase hin, ohne dass dieser Effekt

direkt am Skelettmuskel nachgewiesen wurde.

4.2 Einfluss von Kreatin auf die Maximalkraft Kreatin führte bei den hier behandelten GSD-V-Patienten zu keiner signifikan-

ten Änderung der maximalen willkürlichen Kraft. In einigen Studien an Gesun-

den hatte die Kreatineinnahme ebenfalls keinen Effekt auf die Maximalkraft

(Bermon et al., 1998;Kreider, 2003;Terjung et al., 2000), meist zeigte sich

jedoch ein Steigerung derselben um durchschnittlich etwa 10 % (Kreider,

2003;Terjung et al., 2000;Wyss & Kaddurah-Daouk, 2000). Es muss allerdings

berücksichtigt werden, dass in der Regel die maximale Kraft bei dynamischer

Belastung gemessen wurde. In dieser Arbeit wurde hingegen die Maximalkraft

bei isometrischer Kontraktion bestimmt. Des Weiteren wurden die meisten Stu-

dien an Gesunden mit Sportlern durchgeführt und beinhalteten ein körperliches

Trainingsprogramm. Die Wirkung physischer Aktivität auf den Kreatinstoff-

wechsel wurde bereits erläutert (siehe 1.3). In dieser Arbeit wurde aufgrund des

Studiendesigns bewusst auf ein körperliches Training verzichtet, um Perioden-

effekte zu vermeiden. Die Vergleichbarkeit dieser Arbeit mit Studien an Gesun-

den ist insgesamt aus vorgenannten Gründen eingeschränkt.

Bei Myopathien führte Kreatin nur in zwei von acht randomisierten und kontrol-

lierten Studien zu einer Steigerung der Maximalkraft. Beide Studien wurden an

Jungen mit X-chromosomal vererbten Dystrophinopathien durchgeführt (Louis

et al., 2003;Tarnopolsky et al., 2004). Zu beachten ist, dass sich die

Ausschüttung von Wachstumsfaktoren und Hormonen bei Kindern von der-

jenigen bei Erwachsenen unterscheidet. Für einige dieser Hormone (Testos-

teron, Schilddrüsen- und Wachstumshormone) konnte ein regulierender Ein-

fluss auf den Kreatinstoffwechsel nachgewiesen werden (Walker, 1979;Wyss &

Diskussion 4.3 Ergebnisse der S-EMG-Messungen 79

Kaddurah-Daouk, 2000). Ein weiterer Aspekt ist die Begleitmedikation, da Kin-

der mit Dystrophinopathien in der Regel symptomatisch mit niedrig-dosierten

Kortikosteroiden behandelt werden. In vier Studien mit erwachsenen Myo-

pathie-Patienten zeigte sich mittels quantitativer Kraftmessungen keine Ände-

rung der Maximalkraft unter Kreatineinnahme (Klopstock et al., 2000;Schneider-

Gold et al., 2003;Tarnopolsky et al., 1997;Walter et al., 2002). An der hier

vorgestellten Studie nahmen nur ein Kind und eine Jugendliche teil, die übrigen

Patienten waren erwachsen. Die gleich bleibende Maximalkraft stimmt mit ent-

sprechenden Kreatinstudien bei anderen Myopathien überein.

4.3 Ergebnisse der S-EMG-Messungen Die vor Therapiebeginn zur Kontrolle durchgeführten S-EMG-Messungen

zeigten bei den GSD-V-Patienten einen im Vergleich zu Gesunden stärkeren

Anstieg der EMG-Amplitude sowohl unter aerober als auch unter anaerober

Belastung. Dieser Effekt ist vorwiegend auf die vermehrte Rekrutierung zusätz-

licher motorischer Einheiten zurückzuführen. Diese ist erforderlich, um den

durch den metabolischen Defekt bedingten stärkeren Abfall der durchschnitt-

lichen Kraft pro Aktionspotential auszugleichen (Zange et al., 2003).

Das EMG-Spektrum verschob sich wie bei Gesunden in einen niedrigeren

Frequenzbereich. Linssen et al. konnten zeigen, dass sich die Geschwindigkeit

der Erregungsausbreitung über das Sarkolemm bei Patienten mit Glykogenose

Typ V im Gegensatz zu Gesunden unter Belastung nicht ändert. Dieses Phä-

nomen wurde zum einen auf die fehlende Laktatbildung zurückgeführt (Linssen

et al., 1990). Als weitere Ursache wurde die vermehrte Rekrutierung schneller

leitender Typ-II-Fasern diskutiert (Zange et al., 2003). Bei gleich bleibender

Leitgeschwindigkeit erklärt sich die belastungsinduzierte Verschiebung des

EMG-Spektrums in einen niedrigeren Frequenzbereich durch die Synchroni-

sation bzw. Gruppierung motorischer Einheiten (siehe 1.4).

In vorangegangen S-EMG-Studien an GSD-V-Patienten wurden vergleichbare

Ergebnisse wie in der hiesigen Arbeit gezeigt (Braakhekke et al.,

1986b;Braakhekke et al., 1986a;Dyken et al., 1967;Linssen et al.,

1990;Vestergaard-Poulsen et al., 1995;Zange et al., 2003). Die hier ange-

wandte S-EMG-Methode ist daher als robust und zuverlässig anzusehen. Sie

ermöglicht die objektive Beurteilung von Therapieeffekten.

Diskussion 4.4 Ergebnisse der 31P-MRS-Messungen 80

In dieser Arbeit zeigte sich unter Kreatineinfluss ein signifikant geringerer

Anstieg der EMG-Amplitude bei isometrischer Belastung. Zur Aufrechterhaltung

der Kraft war demnach eine geringere Zunahme der elektrischen Aktivität erfor-

derlich. Dies deutet auf eine effizientere elektromechanische Kopplung und in-

direkt auf eine geringere Rekrutierung motorischer Einheiten hin. Eine mögliche

Erklärung für diesen Effekt ist der Anstieg der intramuskulären PCr-Konzentra-

tion. Hierdurch stehen dem Energiestoffwechsel der Muskulatur, insbesondere

in der Anfangsphase einer Belastung, mehr energiereiche Phosphatverbin-

dungen zur Rephosphorylierung von ATP zur Verfügung. Die Ermüdung der

innervierten Muskelfasern setzt demzufolge später ein. Dadurch müssen zur

Aufrechterhaltung der Kraft weniger motorische Einheiten rekrutiert werden.

Ein reduzierter Amplitudenanstieg könnte ferner durch eine geringere Verschie-

bung des EMG-Spektrums in einen niedrigeren Frequenzbereich bedingt sein.

Hierfür fanden sich in dieser Arbeit jedoch keine Hinweise, da der Abfall der

Mittenfrequenz durch die Kreatineinnahme nicht beeinflusst wurde.

4.4 Ergebnisse der 31P-MRS-Messungen Der Myophosphorylase-Mangel bei der Glykogenose Typ V führt zu einer Be-

einträchtigung des oxidativen und anaeroben Stoffwechsels, die sich spektro-

skopisch erfassen lässt. Beim Standard-Wadenmuskeltest zeigt sich sowohl

unter aerober als auch unter anaerober Belastung ein im Vergleich zu Gesun-

den stärkerer Abfall des PCr. Zudem ist die PCr-Erholungszeit nach Belastung

verlängert. Außerdem fällt die ATP-Konzentration während der Kontraktions-

phasen signifikant ab, insbesondere unter ischämischen Bedingungen. Auf der

anderen Seite steigt die Konzentration der Phosphomonoester durch die

Deamination von AMP zu Inosinmonophosphat an. Bei Gesunden hingegen

bleibt der intramuskuläre ATP-Gehalt während der Belastungsphasen nahezu

konstant (Zange et al., 2003).

Bei der Planung dieser Arbeit wurde ein Anstieg der intramuskulären PCr-

Konzentration unter der Kreatineinnahme erwartet. Hierfür fanden sich in der 31P-MRS Hinweise, auf die bereits eingegangen wurde. Ferner wurde ange-

nommen, dass es durch den Anstieg der PCr-Konzentration und der dadurch

bedingten Bereitstellung energiereicher Phosphatverbindungen zu einem gerin-

geren Abfall der ATP-Konzentration unter Belastung kommt. Der geringere

Diskussion 4.5 Einfluss von Kreatin auf die klinische Symptomatik 81

ATP-Abfall in der Kreatinphase war in dieser Arbeit jedoch statistisch nicht sig-

nifikant. Eine Veränderung der Konzentrationen von PME und Phosphat ließ

sich ebenfalls nicht nachweisen.

Hierbei ist zu berücksichtigen, dass durch die 31P-MRS die Konzentration von

Phosphormetaboliten in dem gesamten Gewebeausschnitt, der sich im Mess-

bereich der Spule befand, bestimmt wurde. Die Veränderungen während der

Belastungsphasen sind allerdings vorwiegend auf den gesteigerten Stoff-

wechsel der kontrahierenden Muskelfasern zurückzuführen. Diese machten nur

einen Teil der mit der Spektroskopie erfassten Muskelfasern aus, da es sich

lediglich um eine submaximale Belastung mit 30 % der Maximalkraft handelte.

Die Ergebnisse des S-EMG sprechen dafür, dass unter Kreatineinfluss während

der Belastungsphasen weniger motorische Einheiten aktiviert wurden als unter

Plazebo. Gleichzeitig zeigte sich in der Spektroskopie während der Kreatin-

phase ein unveränderter Abfall der Gesamtkonzentration von ATP in dem ge-

messenen Muskelbereich, der sowohl ruhende als auch kontrahierende Mus-

kelfasern enthielt. Dies könnte darauf hindeuten, dass der ATP-Gehalt in dem

Kompartiment der kontrahierenden Muskelfasern während der Belastung stär-

ker abfiel und dieser Effekt dem spektroskopischen Nachweis entgeht.

4.5 Einfluss von Kreatin auf die klinische Symptomatik Belastungsabhängige Myalgien, Muskelkrämpfe und Muskelkontrakturen zählen

zu den typischen klinischen Symptomen der Glykogenose Typ V und führen

neben der vorzeitigen Muskelermüdung zu einer Belastungintoleranz.

In dieser Arbeit nahm überraschenderweise die Beeinträchtigung von Alltags-

aktivitäten unter der Einnahme von Kreatin zu. Außerdem kam es zu einer sig-

nifikanten Zunahme der Muskelschmerzen. Letzterer Effekt war bedingt durch

häufigere Schmerzepisoden, Dauer und Intensität der Myalgien veränderten

sich hingegen nicht.

Diese Effekte wurden bei anderen Myopathien bislang nicht beobachtet. In fünf

Studien, an denen Patienten mit Mitochondriopathien (Klopstock et al.,

2000;Tarnopolsky et al., 1997), Myotoner Dystrophie Typ 1 (Walter et al., 2002),

Proximaler Myotoner Myopathie (Schneider-Gold et al., 2003) und Muskel-

dystrophie Typ Duchenne (Tarnopolsky et al., 2004) teilnahmen, hatte Kreatin

keinen negativen Einfluss auf die erfassten Alltagsaktivitäten. In einer Studie mit


Muskeldystrophie-Patienten zeigte sich sogar eine Verbesserung unter Kreatin

(Walter et al., 2000). Bei der Interpretation dieser Ergebnisse müssen die

genauen Ursachen für die Einschränkungen im Alltag bei den verschiedenen

Myopathien berücksichtigt werden. Bei den Muskeldystrophien stehen die pro-

gredienten Paresen im Vordergrund. Der positive Effekt von Kreatin auf die

Alltagsaktivitäten in der Studie von Walter et al. lässt sich daher am ehesten auf

die ebenfalls beobachtete Steigerung der Muskelkraft zurückführen (Walter et

al., 2000).

Von den GSD-V-Patienten, die an der hier vorgestellten Studie teilnahmen,

hatte dagegen keiner permante Paresen. Es ist daher davon auszugehen, dass

die Beeinträchtigung des Alltags durch Symptome der Belastungsintoleranz

hervorgerufen wurde. Da die vorzeitige körperliche Ermüdung durch Kreatin

nicht messbar beeinflusst wurde ist die negative Wirkung von Kreatin am

ehesten auf die Zunahme der Myalgien zurückzuführen.

Bei Gesunden wurde nur in Einzelfällen von Muskelkrämpfen unter Kreatinein-

nahme berichtet. Als mögliche Ursachen wurden die intrazelluläre Retention

von Flüssigkeit und Elektrolytverschiebungen diskutiert (Greenwood et al.,

2000;Greenwood et al., 2003;LaBotz & Smith, 1999;Terjung et al., 2000).

Greenwood et al. untersuchten in einer 2003 veröffentlichten offenen Studie

den Einfluss von Kreatin auf die Häufigkeit von Muskelkrämpfen bei 72 Foot-

ball-Spielern. Es zeigte sich, dass bei den Sportlern in der Kreatingruppe wäh-

rend der mehrmonatigen Supplementationszeit signifikant weniger Muskel-

krämpfe auftraten als bei den Probanden der Kontrollgruppe (Greenwood et al.,

2003). Auch bei verschiedenen Muskelerkrankungen traten unter Kreatin nur in

Einzelfällen Myalgien und Muskelkrämpfe auf (Klopstock et al., 2000;Schneider-

Gold et al., 2003;Tarnopolsky & Martin, 1999).

Zusammengefasst sind Muskelschmerzen und Muskelkrämpfe nur selten auf-

tretende Nebenwirkungen einer Kreatin-Supplementation. Der zugrunde liegen-

de Pathomechanismus sowie prädisponierende Faktoren sind bisher nicht aus-

reichend geklärt (Greenwood et al., 2003). Das häufigere Auftreten von

Myalgien bei Patienten mit Glykogenose Typ V deutet darauf hin, dass ein

Zusammenhang zwischen der Zunahme der Schmerzsymptomatik und der

Pathophysiologie der Erkrankung besteht.


Muskelschmerzen treten bei Patienten mit Glykogenose Typ V in zeitlichem

Zusammenhang mit isometrischer und intensiver dynamischer Belastung auf.

Bei Gesunden greift die Muskulatur unter diesen Bedingungen auf Glykogen als

Substrat des anaeroben und oxidativen Energiestoffwechsels zurück. Bei der

GSD V hingegen ist der Glykogenabbau durch die fehlende bzw. reduzierte

Aktivität der Myophosphorylase gehemmt. Der dadurch bedingte Substrat-

mangel kann durch andere Stoffwechselwege nicht vollständig kompensiert

werden. Es kommt daher zu einem Abfall der ATP-Konzentration und zu einem

Anstieg von ADP und Phosphat. Diese Effekte lassen sich spektroskopisch

nachweisen (DiMauro et al., 2002;Zange et al., 2003). Eine unzureichende

Bereitstellung von ATP für den kontraktilen Apparat reicht jedoch zur Erklärung

der Belastungsintoleranz alleine nicht aus (Edwards & Wiles, 1981;Rowland et

al., 1965). Es werden vielmehr zusätzliche komplexe Störungen kontraktiler

Proteine, der intrazellulären Ca2+-Homöostase, sowie eine Dysbalance

zwischen Energiebereitstellung und ATP-verbrauchenden Prozessen der

Skelettmuskulatur vermutet (DiMauro et al., 2002;Vorgerd, 1999).

Neben den biochemischen Auswirkungen des Stoffwechseldefektes werden bei

der GSD V auch Veränderungen der Schmerzenstehung auf nozizeptiver

Ebene und Störungen der Schmerzverarbeitung angenommen. Über welche

Mechanismen es bei der Glykogenose Typ V zu einer Aktivierung der in der

Muskulatur und den Sehnen lokalisierten nozizeptiven Nervenfasern kommt

wurde bisher nicht systematisch untersucht. Nozizeptoren werden durch

mechanische und chemische Stimuli erregt. Die erhöhte CK-Konzentration im

Serum bei Patienten mit GSD V deutet auf eine strukturelle Schädigung von

Muskelfasern bzw. eine (temporäre) Störung der Integrität des Sarkolemms hin.

Wahrscheinlich kommt es dadurch zu einer Freisetzung verschiedener Nozi-

zeptoren-erregender Substanzen aus dem Zellinneren in das Interstitium. Eine

weitere mögliche Ursache ist die Ausschüttung von analgetisch wirksamen

Zytokinen, Kininen, Prostaglandinen, Leukotrienen und schmerzverstärkenden

Mediatoren aus Myozyten und Immunzellen (Hedenberg-Agnusson et al.,

2001;Le Bars & Adam, 2002;Tomiya et al., 2004). Bei Muskelkontrakturen ist

ferner eine mechanische Erregung der Nozizeptoren durch Verkürzung und

Schwellung der Muskulatur sowie durch Dehnung der Sehnen anzunehmen.


In dieser Arbeit zeigte sich anhand der Tagebucheintragungen der Patienten

eine deutliche Verschlechterung der Belastungsintoleranz unter der Kreatinein-

nahme. Die elektromyographischen Messungen ergaben hingegen eine Ver-

besserung der elektromechanischen Kopplung, die am ehesten auf eine ver-

minderte Rekrutierung motorischer Einheiten zurückzuführen ist. Daher besteht

scheinbar ein Widerspruch zwischen der Zunahme der klinischen Beschwerden

und den Ergebnissen des S-EMG. Dieser lässt sich auflösen, wenn eine Beein-

trächtigung von metabolischen Kompensationsmechanismen in Betracht gezo-

gen wird, die zu einem gesteigerten Verbrauch der Energiereserven der kontra-

hierenden Muskelfasern führt. Dadurch würde auch erklärt, warum sich unter

Belastung trotz einer geringeren Anzahl von aktivierten motorischen Einheiten

spektroskopisch die gleichen Veränderungen wie unter Plazebo zeigten. Zange

et al. vermuteten bereits aufgrund von spektroskopischen und elektro-

myographischen Studien, dass bei der GSD V die metabolische Erschöpfung

einzelner Muskelfasern zu einer Beeinträchtigung der Kontraktion des gesam-

ten Muskels führt. Sie sahen darin die Ursache für die vorzeitige Muskel-

ermüdung und das Auftreten von schmerzhaften Muskelkontrakturen (Zange et

al., 2003). Die Verstärkung dieses Effektes durch die hochdosierte Einnahme

von Kreatin ist eine mögliche Erklärung für die Zunahme der Belastungs-

intoleranz.

Zu den Kompensationsmechanismen, die bei der Glykogenose Typ V einer

metabolischen Erschöpfung entgegenwirken, zählt unter anderem die Aktivie-

rung der AMP-aktivierten Proteinkinase (AMPK). Die AMPK-Kaskade wird

durch einen Abfall des intrazellulären ATP/AMP-Verhältnisses aktiviert. Sie

wirkt durch eine Regulation von anabolen und katabolen Stoffwechselwegen

einem weiteren ATP-Abfall entgegen (Hardie et al., 1999;Hardie et al., 2003).

Bei der Glykogenose Typ V steigt die Aktivität der intramuskulären AMPK unter

Belastung stärker an als bei Gesunden (Nielsen et al., 2002). Eine Beeinträchti-

gung dieser Anpassungsreaktion durch die Supplementation von Kreatin ist

durch Interaktionen zwischen dem Kreatin/PCr/CK-System und der AMPK

möglich:

PCr ist ein allosterischer Inhibitor der AMPK (Winder, 2001). Kreatin hat keinen

direkten Einfluss auf die Aktivität der AMPK, verhindert jedoch die Hemmung

der AMPK-Aktivität durch PCr. Dieser Effekt ist allerdings pH-abhängig. Bei


Gesunden führt der Abfall des intrazellulären pH-Wertes bei Belastung dazu,

dass die PCr-bedingte Hemmung der AMPK-Aktivität nahezu vollständig durch

Kreatin aufgehoben wird. Bei der Glykogenose Typ V hingegen nimmt die Inhi-

bition der AMPK durch PCr aufgrund des Anstiegs des pH-Wertes zu (Ponticos

et al., 1998).

Der Effekt einer Kreatin-Supplementation auf die Aktivität der AMPK wurde bei

der GSD V bisher nicht untersucht. Es ist anzunehmen, dass ein Anstieg der

intramuskulären PCr-Konzentration zu einer stärkeren Inhibition der AMPK

unter Belastung führt. Dies könnte indirekt zu einem stärkeren Abfall der intra-

zellulären ATP-Konzentration beitragen und dadurch die Belastungsintoleranz

verstärken. Zur Überprüfung dieser Theorie sind jedoch weitere Studien erfor-

derlich.

Neben einer Beeiträchtigung des muskulären Energiemetabolismus ist auch der

Einfluss von Kreatin auf den Fettstoffwechsel als Ursache der Beschwerde-

zunahme in Betracht zu ziehen. Die Muskulatur von GSD-V-Patienten greift

insbesondere bei länger anhaltender Belastung vermehrt auf Triglyceride aus

dem Serum zurück, um die Hemmung der Glykogenolyse zu kompensieren.

Diese Form der Belastung wurde im Rahmen dieser Arbeit nicht näher unter-

sucht.

In einer vorangegangen Studie zeigte sich bei einem GSD-V-Patienten eine

Steigerung der Muskelleistung durch eine fettreiche Diät. Dieser Effekt wurde

auf einen Anstieg der freien Fettsäuren im Serum zurückgeführt (Viskoper et al.,

1975). Andererseits wurde die Verschlechterung der Ausdauerleistung nach

Einnahme verzweigtkettiger Aminosäuren durch eine Senkung der Serum-

konzentration der Triglyceride erklärt (MacLean et al., 1998).

In dieser Arbeit wurden die freien Fettsäuren im Serum nicht bestimmt. Kreatin

führte jedoch bei Patienten mit Hypercholesterinämie zu einer Senkung des

Triglycerid-Spiegels im Serum um etwa 25 % (Earnest et al., 1996). Es gibt

somit Hinweise dafür, dass Kreatin direkt oder indirekt den Fettstoffwechsel

beeinflusst. Dies könnte bei Patienten mit Glykogenose Typ V den Mangel an

Substraten für den Energiestoffwechsel verstärken und zur Verschlechterung

der Belastungsintoleranz beitragen.

Diskussion 4.6 Fazit 86

In der Pilotstudie erhielten die GSD-V-Patienten Kreatin in einer niedrigeren

Dosierung (Vorgerd et al., 2000). Hierunter gab nur einer von neun Patienten

auf der Muscle Cramp Scale (MCS) häufigere Muskelkrämpfe im Vergleich zur

Plazebophase an. Die Skala der MCS unterschied allerdings nur zwischen:

keine Krämpfe, weniger als ein Krampf pro Woche, zwei bis sieben Krämpfe pro

Woche und mehr als sieben Krämpfe pro Woche. Die Sensitivität des MCS ist

daher nicht mit den in dieser Arbeit eingesetzten Tagesprotokollen zu

vergleichen. Zudem fand die Befragung retrospektiv am Ende der Studien-

phasen statt.

Die Probanden der Pilotstudie wurden jedoch zusätzlich nach ihrem subjektiven

Empfinden befragt. Die Angaben erfolgten wie bei der MCS retrospektiv.

Hierbei gaben fünf von neun Patienten einen Rückgang der Schmerzintensität

und vier Patienten eine geringere Schmerzfrequenz unter Kreatin an. In der

Plazebophase hatten nur zwei Patienten subjektiv mildere und ein Patient

seltener Muskelschmerzen. Die Aussagekraft dieser Ergebnisse ist aufgrund

der Methodik und der geringen Probandenzahl eingeschränkt. Es lässt sich

allerdings nicht ausschließen, dass Kreatin in niedriger Dosierung zu einer

Besserung der Myalgien führt. Eine endgültige Stellungnahme zum Einsatz von

Kreatin bei der Glykogenose Typ V ist daher erst nach Überprüfung dieser

Ergebnisse bzw. nach Durchführung einer Dosisfindungsstudie möglich.

4.6 Fazit Die Glykogenose Typ V ist eine seltene, erbliche Stoffwechselerkrankung der

Skelettmuskulatur, für die bislang keine kausale Therapie existiert. Im Vorder-

grund der klinischen Symptomatik stehen Zeichen der Belastungsintoleranz in

Form von Schmerzen, Verkrampfungen, Steifigkeit und vorzeitiger Ermüdung

der beanspruchten Muskulatur. Eine Therapie sollte daher eine Besserung

dieser Beschwerden bewirken.

Kreatin führte in einer Dosierung von 150 mg pro Kilogramm Körpergewicht bei

den Patienten zu einem Anstieg der Kreatinkonzentration im Serum. Ferner

fanden sich Hinweise auf eine Erhöhung des Kreatingehalts der Muskulatur.

Elektromyographisch zeigte sich unter isometrischer Belastung eine effizientere

elektromechanische Kopplung. Ein Einfluss auf belastungsinduzierte Verände-

rungen des Energiestoffwechsels ließ sich spektroskopisch nicht nachweisen.

Diskussion 4.6 Fazit 87

Andererseits bewirkte Kreatin eine Verschlechterung der klinischen Beschwer-

desymptomatik. Diese war bedingt durch eine Zunahme der Myalgien und eine

stärkere Beeinträchtigung von Alltagsaktivitäten. Möglicherweise führt die

Kreatineinnahme zu einer Störung von metabolischen Kompensations-

mechanismen, die dem Ausgleich der gehemmten Glykogenolyse dienen. Zur

Aufklärung der zugrunde liegenden Pathomechanismen sind weitere Studien

erforderlich.

Aufgrund der negativen Wirkung auf klinische Parameter kann eine Therapie

der Glykogenose Typ V mit Kreatin in der eingesetzten Dosierung nicht

empfohlen werden.

5 Zusammenfassung

Die Glykogenose Typ V ist eine seltene metabolische Myopathie, bei der Muta-

tionen im Myophosphorylase-Gen zu einer Hemmung des Glykogenabbaus in

der Skelettmuskulatur führen. Die Klinik ist geprägt durch Zeichen der Belas-

tungsintoleranz in Form von Myalgien, vorzeitiger Ermüdung, Steifigkeit und

Schwäche der beanspruchten Muskulatur. Eine kausale Therapie ist bislang

nicht möglich.

Die Einnahme von Kreatin führt bei Gesunden zu einer Steigerung der Muskel-

leistung. Diese wird auf eine Bereitstellung energiereicher Phosphat-verbin-

dungen für den intramuskulären Energiemetabolismus und auf eine Erhöhung

der fettfreien Masse zurückgeführt.

In einer Pilotstudie wurde erstmals die Wirkung von Kreatin bei der Glykoge-

nose Typ V untersucht. Neun Patienten erhielten während der Verumphase in

der ersten Woche täglich 150 mg und im Anschluss über vier Wochen täglich

60 mg Kreatin pro Kilogramm Körpergewicht. Hierunter zeigten sich eine

Steigerung der Muskelleistung und eine Besserung der klinischen Beschwer-

den.

In dieser Arbeit wurden im Rahmen einer doppelblinden, Plazebo-kontrollierten

crossover-Studie die Ergebnisse der Pilotstudie an einem größeren Patienten-

kollektiv überprüft. 19 Patienten mit genetisch gesicherter GSD V erhielten in

der Verumphase fünf Wochen lang 150 mg Kreatin pro Kilogramm Körper-

gewicht. Während der Supplementationsphasen führten die Patienten ein

Tagebuch über Muskelschmerzen, Beeinträchtigungen im Alltag und vorzeitige

Muskelermüdung. Am Ende der jeweiligen Studienphasen fanden elektro-

myographische und spektroskopische Messungen bei aerober und anaerober

isometrischer, submaximaler Belastung statt.

Unter der Kreatineinnahme kam es zu einem Anstieg der Kreatinkonzentration

im Serum. Die Gewichtszunahme unter Kreatin und der spektroskopsch mess-

bare Anstieg der PCr-Konzentration in der Erholungsphase nach stattgehabter

Belastung deuten auf eine Erhöhung des intramuskulären Kreatingehalts hin.

Im S-EMG zeigte sich unter isometrischer Belastung ein geringerer Anstieg der

EMG-Amplitude als Hinweis für eine effizientere elektromechanische Kopplung.

Zusammenfassung 89

Die Kreatineinnahme hatte keinen Einfluss auf den Abfall der ATP- und PCr-

Konzentration während der jeweiligen Belastungsphasen. Der Anstieg von PME

und anorganischem Phosphat blieb ebenfalls unverändert. Anhand der Tage-

bucheinträge konnte eine Zunahme der Muskelschmerzen und eine stärkere

Beeinträchtigung von Alltagsaktivitäten nachgewiesen werden. Möglicherweise

führt die Kreatineinnahme zu einer Störung von metabolischen Kompensati-

onsmechanismen, die dem Ausgleich der gehemmten Glykogenolyse dienen.

Die Aufklärung der zugrunde liegenden Pathomechanismen erfordert weitere

Studien.

Aufgrund der negativen Wirkung auf klinische Parameter kann eine Therapie

der Glykogenose Typ V mit Kreatin in der eingesetzten hohen Dosierung nicht

empfohlen werden.

6 Literaturverzeichnis

Arnold, D. L., Matthews, P. M., & Radda, G. K. (1984). Metabolic recovery after exercise and the assessment of mitochondrial function in vivo in human skeletal muscle by means of 31P NMR. Magn Reson.Med. 1, 307-315.

Arnold, D. L., Taylor, D. J., & Radda, G. K. (1985). Investigation of human mitochondrial myopathies by phosphorus magnetic resonance spectroscopy. Ann.Neurol. 18, 189-196.

Balsom, P. D., Harridge, S. D., Soderlund, K., Sjodin, B., & Ekblom, B. (1993). Creatine supplementation per se does not enhance endurance exercise performance. Acta Physiol Scand. 149, 521-523.

Balsom, P. D., Soderlund, K., & Ekblom, B. (1994). Creatine in humans with special reference to creatine supplementation. Sports Med. 18, 268-280.

Balsom, P. D., Soderlund, K., Sjodin, B., & Ekblom, B. (1995). Skeletal muscle metabolism during short duration high-intensity exercise: influence of creatine supplementation. Acta Physiol Scand. 154, 303-310.

Baque, S., Newgard, C. B., Gerard, R. D., Guinovart, J. J., & Gomez-Foix, A. M. (1994). Adenovirus-mediated delivery into myocytes of muscle glycogen phosphorylase, the enzyme deficient in patients with glycogen-storage disease type V. Biochem.J. 304 ( Pt 3), 1009-1014.

Becque, M. D., Lochmann, J. D., & Melrose, D. R. (2000). Effects of oral creatine supplementation on muscular strength and body composition. Med.Sci.Sports Exerc. 32, 654-658.

Bendahan, D., Confort-Gouny, S., Kozak-Ribbens, G., & Cozzone, P. J. (1992). 31-P NMR characterization of the metabolic anomalies associated with the lack of glycogen phosphorylase activity in human forearm muscle. Biochem.Biophys.Res.Commun. 185, 16-21.

Bermon, S., Venembre, P., Sachet, C., Valour, S., & Dolisi, C. (1998). Effects of creatine monohydrate ingestion in sedentary and weight-trained older adults. Acta Physiol Scand. 164, 147-155.

Braakhekke, J. P., de Bruin, M. I., Stegeman, D. F., Wevers, R. A., Binkhorst, R. A., & Joosten, E. M. (1986a). The second wind phenomenon in McArdle's disease. Brain 109 ( Pt 6), 1087-1101.

Literaturverzeichnis 91

Braakhekke, J. P., Joosten, E. M., & Stegeman, D. F. (1986b). Surface EMG, McArdle's disease and exercise intolerance. Muscle Nerve 9, 669-670.

Brigham, E. O. (1974). The Fast Fourier Transform Prentice Hall, Englewood Cliffs,NJ.

Brostrom, C. O., Hunkeler, F. L., & Krebs, E. G. (1971). The relation of skeletal muscle phosphorylase kinase by Ca2+. J.Biol.Chem. 246, 1961-1967.

Carling, D. & Hardie, D. G. (1989). The substrate and sequence specificity of the AMP-activated protein kinase. Phosphorylation of glycogen synthase and phosphorylase kinase. Biochim.Biophys.Acta 1012, 81-86.

Casey, A., Constantin-Teodosiu, D., Howell, S., Hultman, E., & Greenhaff, P. L. (1996). Creatine ingestion favorably affects performance and muscle metabolism during maximal exercise in humans. Am.J.Physiol 271, E31-E37.

Chanutin, A. (1926). The fate of creatine when administered to man. J.Biol.Chem. 67, 29-41.

Cohen, P. (1978). The role of cyclic-AMP-dependent protein kinase in the regulation of glycogen metabolism in mammalian skeletal muscle. Curr.Top.Cell Regul. 14, 117-196.

Dahlstedt, A. J., Katz, A., Wieringa, B., & Westerblad, H. (2000). Is creatine kinase responsible for fatigue? Studies of isolated skeletal muscle deficient in creatine kinase. FASEB J. 14, 982-990.

de Groof, A. J., Fransen, J. A., Errington, R. J., Willems, P. H., Wieringa, B., & Koopman, W. J. (2002). The creatine kinase system is essential for optimal refill of the sarcoplasmic reticulum Ca2+ store in skeletal muscle. J.Biol.Chem. 277, 5275-5284.

De Luca, C. J. (1979). Physiology and mathematics of myoelectric signals. IEEE Trans.Biomed.Eng 26, 313-325.

De Luca, C. J. (1984). Myoelectrical manifestations of localized muscular fatigue in humans. Crit Rev.Biomed.Eng 11, 251-279.

De Luca, C. J. & van Dyk, E. J. (1975). Derivation of some parameters of myoelectric signals recorded during sustained constant force isometric contractions. Biophys.J. 15, 1167-1180.


De Stefano, N., Argov, Z., Matthews, P. M., Karpati, G., & Arnold, D. L. (1996). Impairment of muscle mitochondrial oxidative metabolism in McArdles's disease. Muscle Nerve 19, 764-769.

Deschauer, M., Hertel, K., & Zierz, S. (2003). Two novel mutations in the myophosphorylase gene in a patient with McArdle disease. Muscle Nerve 27, 105-107.

DiMauro, S. & Haller, R. G. (1999). Metabolic Myopathies. Substrate use defects. In Blue Books of Practical Neurology. Muscle Diseases., eds. Shapira, A. H. V. & Griggs, R. C., pp. 225-250. Butterworth-Heinemann, Boston.

DiMauro, S., Andreu, A. L., Bruno, C., & Hadjigeorgiou, G. M. (2002). Myophosphorylase deficiency (glycogenosis type V; McArdle disease). Curr.Mol.Med. 2, 189-196.

DiMauro, S. & Hartlage, P. L. (1978). Fatal infantile form of muscle phosphorylase deficiency. Neurology 28, 1124-1129.

DiMauro, S., Servei, S., & Tsujino, S. (1997). Disorders of carbohydrate metabolism: glycogen storage diseases. In The molecular and genetic basis of neurological disease., eds. Rosenberg, R. N., Prusinger, S. B., DiMauro, S., & Barchi, R. L., pp. 1067-1097. Butterworth-Heinemann, Boston.

Dyken, M. L., Smith, D. M., & Peake, R. L. (1967). An electromyographic diagnostic screening test in McArdle's disease and a case report. Neurology 17, 45-50.

Earnest, C. P., Almada, A. L., & Mitchell, T. L. (1996). High-performance capillary electrophoresis-pure creatine monohydrate reduces blood lipids in men and women. Clin.Sci.(Lond) 91, 113-118.

Edwards, R. H. & Wiles, C. M. (1981). Energy exchange in human skeletal muscle during isometric contraction. Circ.Res. 48, I11-I17.

Febbraio, M. A., Flanagan, T. R., Snow, R. J., Zhao, S., & Carey, M. F. (1995). Effect of creatine supplementation on intramuscular TCr, metabolism and performance during intermittent, supramaximal exercise in humans. Acta Physiol Scand. 155, 387-395.

Francaux, M. & Poortmans, J. R. (1999). Effects of training and creatine supplement on muscle strength and body mass. Eur.J.Appl.Physiol Occup.Physiol 80, 165-168.


Fry, D. M. & Morales, M. F. (1980). A reexamination of the effects of creatine on muscle protein synthesis in tissue culture. J.Cell Biol. 84, 294-297.

Fuglevand, A. J., Winter, D. A., & Patla, A. E. (1993). Models of recruitment and rate coding organization in motor-unit pools. J.Neurophysiol. 70, 2470-2488.

Gordon, A., Hultman, E., Kaijser, L., Kristjansson, S., Rolf, C. J., Nyquist, O., & Sylven, C. (1995). Creatine supplementation in chronic heart failure increases skeletal muscle creatine phosphate and muscle performance. Cardiovasc.Res. 30, 413-418.

Green, A. L., Simpson, E. J., Littlewood, J. J., Macdonald, I. A., & Greenhaff, P. L. (1996). Carbohydrate ingestion augments creatine retention during creatine feeding in humans. Acta Physiol Scand. 158, 195-202.

Greenhaff, P. L., Bodin, K., Soderlund, K., & Hultman, E. (1994). Effect of oral creatine supplementation on skeletal muscle phosphocreatine resynthesis. Am.J.Physiol 266, E725-E730.

Greenwood, M., Farris, J., Kreider, R., Greenwood, L., & Byars, A. (2000). Creatine supplementation patterns and perceived effects in select division I collegiate athletes. Clin.J.Sport Med. 10, 191-194.

Greenwood, M., Kreider, R. B., Greenwood, L., & Byars, A. (2003). Cramping and Injury Incidence in Collegiate Football Players Are Reduced by Creatine Supplementation. J.Athl.Train. 38, 216-219.

Guerrero-Ontiveros, M. L. & Wallimann, T. (1998). Creatine supplementation in health and disease. Effects of chronic creatine ingestion in vivo: down-regulation of the expression of creatine transporter isoforms in skeletal muscle. Mol.Cell Biochem. 184, 427-437.

Guimbal, C. & Kilimann, M. W. (1993). A Na(+)-dependent creatine transporter in rabbit brain, muscle, heart, and kidney. cDNA cloning and functional expression. J.Biol.Chem. 268, 8418-8421.

Hadjigeorgiou, G. M., Papadimitriou, A., Musumeci, O., Paterakis, K., Flabouriari, K., Shanske, S., & DiMauro, S. (2002a). A new stop codon mutation (Y52X) in the myophosphorylase gene in a Greek patient with McArdle's disease. J.Neurol.Sci. 194, 83-86.

Hadjigeorgiou, G. M., Sadeh, M., Musumeci, O., Dabby, R., De Girolami, L., Naini, A., Papadimitriou, A., Shanske, S., & DiMauro, S. (2002b). Molecular


genetic study of myophosphorylase deficiency (McArdle's disease) in two Yemenite-Jewish families. Neuromuscul.Disord. 12, 824-827.

Haller, R. G. (2000). Treatment of McArdle disease. Arch.Neurol. 57, 923-924.

Haller, R. G., Lewis, S. F., Cook, J. D., & Blomqvist, C. G. (1985). Myophosphorylase deficiency impairs muscle oxidative metabolism. Ann.Neurol. 17, 196-199.

Haller, R. G. & Vissing, J. (2002). Spontaneous "second wind" and glucose-induced second "second wind" in McArdle disease: oxidative mechanisms. Arch.Neurol. 59, 1395-1402.

Hardie, D. G., Salt, I. P., Hawley, S. A., & Davies, S. P. (1999). AMP-activated protein kinase: an ultrasensitive system for monitoring cellular energy charge. Biochem.J. 338 ( Pt 3), 717-722.

Hardie, D. G., Scott, J. W., Pan, D. A., & Hudson, E. R. (2003). Management of cellular energy by the AMP-activated protein kinase system. FEBS Lett. 546, 113-120.

Harris, R. C., Hultman, E., & Nordesjo, L. O. (1974). Glycogen, glycolytic intermediates and high-energy phosphates determined in biopsy samples of musculus quadriceps femoris of man at rest. Methods and variance of values. Scand.J.Clin.Lab Invest 33, 109-120.

Harris, R. C., Soderlund, K., & Hultman, E. (1992). Elevation of creatine in resting and exercised muscle of normal subjects by creatine supplementation. Clin.Sci.(Lond) 83, 367-374.

Hedenberg-Agnusson, B., Ernberg, M., Alstergren, P., & Kopp, S. (2001). Pain mediation by prostaglandin E2 and leukotriene B4 in the human masseter muscle. Acta Odontol.Scand. 59, 348-355.

Huang, F. L. & Glinsmann, W. H. (1976). Separation and characterization of two phosphorylase phosphatase inhibitors from rabbit skeletal muscle. Eur.J.Biochem. 70, 419-426.

Hubbard, M. J. & Cohen, P. (1989). The glycogen-binding subunit of protein phosphatase-1G from rabbit skeletal muscle. Further characterisation of its structure and glycogen-binding properties. Eur.J.Biochem. 180, 457-465.


Hultman, E., Soderlund, K., Timmons, J. A., Cederblad, G., & Greenhaff, P. L. (1996). Muscle creatine loading in men. J.Appl.Physiol 81, 232-237.

Illingworth, B. & Cori, G. T. (1952). Structure of glycogens and amylopectins. III. Normal and abnormal human glycogen. J.Biol.Chem. 199, 653-660.

Ingwall, J. S. (1976). Creatine and the control of muscle-specific protein synthesis in cardiac and skeletal muscle. Circ.Res. 38, I115-I123.

Ingwall, J. S., Morales, M. F., & Stockdale, F. E. (1972). Creatine and the control of myosin synthesis in differentiating skeletal muscle. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A 69, 2250-2253.

Ingwall, J. S., Weiner, C. D., Morales, M. F., Davis, E., & Stockdale, F. E. (1974). Specificity of creatine in the control of muscle protein synthesis. J.Cell Biol. 62, 145-151.

Jensen, K. E., Jakobsen, J., Thomsen, C., & Henriksen, O. (1990). Improved energy kinetics following high protein diet in McArdle's syndrome. A 31P magnetic resonance spectroscopy study. Acta Neurol.Scand. 81, 499-503.

Juhn, M. S. & Tarnopolsky, M. (1998). Potential side effects of oral creatine supplementation: a critical review. Clin.J.Sport Med. 8, 298-304.

Kay, L., Nicolay, K., Wieringa, B., Saks, V., & Wallimann, T. (2000). Direct evidence for the control of mitochondrial respiration by mitochondrial creatine kinase in oxidative muscle cells in situ. J.Biol.Chem. 275, 6937-6944.

Kemp, G. J. & Radda, G. K. (1994). Quantitative interpretation of bioenergetic data from 31P and 1H magnetic resonance spectroscopic studies of skeletal muscle: an analytical review. Magn Reson.Q. 10, 43-63.

Klopstock, T., Querner, V., Schmidt, F., Gekeler, F., Walter, M., Hartard, M., Henning, M., Gasser, T., Pongratz, D., Straube, A., Dieterich, M., & Muller-Felber, W. (2000). A placebo-controlled crossover trial of creatine in mitochondrial diseases. Neurology 55, 1748-1751.

Krahenbuhl, L., Lang, C., Ludes, S., Seiler, C., Schafer, M., Zimmermann, A., & Krahenbuhl, S. (2003). Reduced hepatic glycogen stores in patients with liver cirrhosis. Liver Int. 23, 101-109.

Kreider, R. B. (2003). Effects of creatine supplementation on performance and training adaptations. Mol.Cell Biochem. 244, 89-94.


Kreider, R. B., Ferreira, M., Wilson, M., Grindstaff, P., Plisk, S., Reinardy, J., Cantler, E., & Almada, A. L. (1998). Effects of creatine supplementation on body composition, strength, and sprint performance. Med.Sci.Sports Exerc. 30, 73-82.

Kreider, R. B., Melton, C., Rasmussen, C. J., Greenwood, M., Lancaster, S., Cantler, E. C., Milnor, P., & Almada, A. L. (2003). Long-term creatine supplementation does not significantly affect clinical markers of health in athletes. Mol.Cell Biochem. 244, 95-104.

Ku, C. P. & Passow, H. (1980). Creatine and creatinine transport in old and young human red blood cells. Biochim.Biophys.Acta 600, 212-227.

Kushmerick, M. J., Moerland, T. S., & Wiseman, R. W. (1992). Mammalian skeletal muscle fibers distinguished by contents of phosphocreatine, ATP, and Pi. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A 89, 7521-7525.

Kushner, R. F. & Berman, S. A. (1990). Are high-protein diets effective in McArdle's disease? Arch.Neurol. 47, 383-384.

LaBella, J. J., Daood, M. J., Koretsky, A. P., Roman, B. B., Sieck, G. C., Wieringa, B., & Watchko, J. F. (1998). Absence of myofibrillar creatine kinase and diaphragm isometric function during repetitive activation. J.Appl.Physiol 84, 1166-1173.

LaBotz, M. & Smith, B. W. (1999). Creatine supplement use in an NCAA Division I athletic program. Clin.J.Sport Med. 9, 167-169.

Lambeth, M. J. & Kushmerick, M. J. (2002). A computational model for glycogenolysis in skeletal muscle. Ann.Biomed.Eng 30, 808-827.

Lane, R. J., Turnbull, D. M., Welch, J. L., & Walton, J. (1986). A double-blind, placebo-controlled, crossover study of verapamil in exertional muscle pain. Muscle Nerve 9, 635-641.

Lawrence, J. H. & De Luca, C. J. (1983). Myoelectric signal versus force relationship in different human muscles. J.Appl.Physiol 54, 1653-1659.

Le Bars, D. & Adam, F. (2002). [Nociceptors and mediators in acute inflammatory pain]. Ann.Fr.Anesth.Reanim. 21, 315-335.


Leloir, L. F., Olavarria, J. M., Goldemberg, S. H., & Carminatti, H. (1959). Biosynthesis of glycogen from uridine diphosphate glucose. Arch.Biochem.Biophys. 81, 508-520.

Lewis, S. F., Haller, R. G., Cook, J. D., & Nunnally, R. L. (1985). Muscle fatigue in McArdle's disease studied by 31P-NMR: effect of glucose infusion. J.Appl.Physiol 59, 1991-1994.

Linssen, W. H., Jacobs, M., Stegeman, D. F., Joosten, E. M., & Moleman, J. (1990). Muscle fatigue in McArdle's disease. Muscle fibre conduction velocity and surface EMG frequency spectrum during ischaemic exercise. Brain 113 ( Pt 6), 1779-1793.

Lofberg, M., Lindholm, H., Naveri, H., Majander, A., Suomalainen, A., Paetau, A., Sovijarvi, A., Harkonen, M., & Somer, H. (2001). ATP, phosphocreatine and lactate in exercising muscle in mitochondrial disease and McArdle's disease. Neuromuscul.Disord. 11, 370-375.

Loike, J. D., Somes, M., & Silverstein, S. C. (1986). Creatine uptake, metabolism, and efflux in human monocytes and macrophages. Am.J.Physiol 251, C128-C135.

Lomako, J., Lomako, W. M., & Whelan, W. J. (2004). Glycogenin: the primer for mammalian and yeast glycogen synthesis. Biochim.Biophys.Acta 1673, 45-55.

Louis, M., Lebacq, J., Poortmans, J. R., Belpaire-Dethiou, M. C., Devogelaer, J. P., Van Hecke, P., Goubel, F., & Francaux, M. (2003). Beneficial effects of creatine supplementation in dystrophic patients. Muscle Nerve 27, 604-610.

Luttmann, A. (1996). Physiological basis and concepts of electromyography. In Electromyography in Ergonomics, eds. Kumar, S. & Mital, A., pp. 51-95. Taylor & Francis.

MacLean, D., Vissing, J., Vissing, S. F., & Haller, R. G. (1998). Oral branched-chain amino acids do not improve exercise capacity in McArdle disease. Neurology 51, 1456-1459.

Madsen, N. B. & Cori, C. F. (1958). The binding of glycogen and phosphorylase. J.Biol.Chem. 233, 1251-1256.

Maganaris, C. N. & Maughan, R. J. (1998). Creatine supplementation enhances maximum voluntary isometric force and endurance capacity in resistance trained men. Acta Physiol Scand. 163, 279-287.


Manfredi, G., Silvestri, G., Servidei, S., Ricci, E., Mirabella, M., Bertini, E., Papacci, M., Rana, M., & Tonali, P. (1993). Manifesting heterozygotes in McArdle's disease: clinical, morphological and biochemical studies in a family. J.Neurol.Sci. 115, 91-94.

Marescau, B., De Deyn, P., Wiechert, P., Van Gorp, L., & Lowenthal, A. (1986). Comparative study of guanidino compounds in serum and brain of mouse, rat, rabbit, and man. J.Neurochem. 46, 717-720.

Martin, M. A., Rubio, J. C., Buchbinder, J., Fernandez-Hojas, R., del Hoyo, P., Teijeira, S., Gamez, J., Navarro, C., Fernandez, J. M., Cabello, A., Campos, Y., Cervera, C., Culebras, J. M., Andreu, A. L., Fletterick, R., & Arenas, J. (2001a). Molecular heterogeneity of myophosphorylase deficiency (McArdle's disease): a genotype-phenotype correlation study. Ann.Neurol. 50, 574-581.

Martin, M. A., Rubio, J. C., Buchbinder, J., Fernandez-Hojas, R., del Hoyo, P., Teijeira, S., Gamez, J., Navarro, C., Fernandez, J. M., Cabello, A., Campos, Y., Cervera, C., Culebras, J. M., Andreu, A. L., Fletterick, R., & Arenas, J. (2001b). Molecular heterogeneity of myophosphorylase deficiency (McArdle's disease): a genotype-phenotype correlation study. Ann.Neurol. 50, 574-581.

Martinuzzi, A., Sartori, E., Fanin, M., Nascimbeni, A., Valente, L., Angelini, C., Siciliano, G., Mongini, T., Tonin, P., Tomelleri, G., Toscano, A., Merlini, L., Bindoff, L. A., & Bertelli, S. (2003). Phenotype modulators in myophosphorylase deficiency. Ann.Neurol. 53, 497-502.

Matthews, P. M., Allaire, C., Shoubridge, E. A., Karpati, G., Carpenter, S., & Arnold, D. L. (1991). In vivo muscle magnetic resonance spectroscopy in the clinical investigation of mitochondrial disease. Neurology 41, 114-120.

Metzl, J. D., Small, E., Levine, S. R., & Gershel, J. C. (2001). Creatine use among young athletes. Pediatrics 108, 421-425.

Meyer, R. A., Brown, T. R., & Kushmerick, M. J. (1985). Phosphorus nuclear magnetic resonance of fast- and slow-twitch muscle. Am.J.Physiol 248, C279-C287.

Mihic, S., MacDonald, J. R., McKenzie, S., & Tarnopolsky, M. A. (2000). Acute creatine loading increases fat-free mass, but does not affect blood pressure, plasma creatinine, or CK activity in men and women. Med.Sci.Sports Exerc. 32, 291-296.

Milstein, J. M., Herron, T. M., & Haas, J. E. (1989). Fatal infantile muscle phosphorylase deficiency. J.Child Neurol. 4, 186-188.


Miranda, A. F., Nette, E. G., Hartlage, P. L., & DiMauro, S. (1979). Phosphorylase isoenzymes in normal and myophosphorylase-deficient human heart. Neurology 29, 1538-1541.

Moller, A. & Hamprecht, B. (1989). Creatine transport in cultured cells of rat and mouse brain. J.Neurochem. 52, 544-550.

Nash, S. R., Giros, B., Kingsmore, S. F., Rochelle, J. M., Suter, S. T., Gregor, P., Seldin, M. F., & Caron, M. G. (1994). Cloning, pharmacological characterization, and genomic localization of the human creatine transporter. Receptors.Channels 2, 165-174.

Nielsen, J. N., Wojtaszewski, J. F., Haller, R. G., Hardie, D. G., Kemp, B. E., Richter, E. A., & Vissing, J. (2002). Role of 5'AMP-activated protein kinase in glycogen synthase activity and glucose utilization: insights from patients with McArdle's disease. J.Physiol 541, 979-989.

Odoom, J. E., Kemp, G. J., & Radda, G. K. (1996). The regulation of total creatine content in a myoblast cell line. Mol.Cell Biochem. 158, 179-188.

Oversteegen, H. J., de Boer, J., Bakker, A. J., & van Leeuwen, C. (1987). A simpler enzymatic determination of creatine in serum with a commercial creatinine kit. Clin.Chem. 33, 720.

Pari, G., Crerar, M. M., Nalbantoglu, J., Shoubridge, E., Jani, A., Tsujino, S., Shanske, S., DiMauro, S., Howell, J. M., & Karpati, G. (1999). Myophosphorylase gene transfer in McArdle's disease myoblasts in vitro. Neurology 53, 1352-1354.

Parise, G., Mihic, S., MacLellan, D., Yarasheski, K., & Tarnopolsky, M. Creatine monohydrate supplementation does not increase whole body or mixed muscle fractional protein synthetic rates in males and females. Med.Sci.Sports Exerc. 32, S289. 2000. Ref Type: Abstract

Park, J. H., Niermann, K. J., Ryder, N. M., Nelson, A. E., Das, A., Lawton, A. R., Hernanz-Schulman, M., & Olsen, N. J. (2000). Muscle abnormalities in juvenile dermatomyositis patients: P-31 magnetic resonance spectroscopy studies. Arthritis Rheum. 43, 2359-2367.

Park, J. H., Vital, T. L., Ryder, N. M., Hernanz-Schulman, M., Partain, C. L., Price, R. R., & Olsen, N. J. (1994). Magnetic resonance imaging and P-31 magnetic resonance spectroscopy provide unique quantitative data useful in the


longitudinal management of patients with dermatomyositis. Arthritis Rheum. 37, 736-746.

Parker, P. J., Embi, N., Caudwell, F. B., & Cohen, P. (1982). Glycogen synthase from rabbit skeletal muscle. State of phosphorylation of the seven phosphoserine residues in vivo in the presence and absence of adrenaline. Eur.J.Biochem. 124, 47-55.

Persky, A. M. & Brazeau, G. A. (2001). Clinical pharmacology of the dietary supplement creatine monohydrate. Pharmacol.Rev. 53, 161-176.

Phoenix, J., Hopkins, P., Bartram, C., Beynon, R. J., Quinlivan, R. C., & Edwards, R. H. (1998). Effect of vitamin B6 supplementation in McArdle's disease: a strategic case study. Neuromuscul.Disord. 8, 210-212.

Poels, P. J., Braakhekke, J. P., Joosten, E. M., & Stegeman, D. F. (1990). Dantrolene sodium does influence the second-wind phenomenon in McArdle's disease. Electrophysiological evidence during exercise in a double-blind placebo-controlled, cross-over study in 5 patients. J.Neurol.Sci. 100, 108-112.

Ponticos, M., Lu, Q. L., Morgan, J. E., Hardie, D. G., Partridge, T. A., & Carling, D. (1998). Dual regulation of the AMP-activated protein kinase provides a novel mechanism for the control of creatine kinase in skeletal muscle. EMBO J. 17, 1688-1699.

Poortmans, J. R., Auquier, H., Renaut, V., Durussel, A., Saugy, M., & Brisson, G. R. (1997). Effect of short-term creatine supplementation on renal responses in men. Eur.J.Appl.Physiol Occup.Physiol 76, 566-567.

Quinlivan, R. & Beynon, R. J. (2004). Pharmacological and nutritional treatment for McArdle's disease (Glycogen Storage Disease type V). Cochrane.Database.Syst.Rev. CD003458.

Roach, P. J. (1981). Glycogen synthase and glycogen synthase kinases. Curr.Top.Cell Regul. 20, 45-105.

Robinson, T. M., Sewell, D. A., Hultman, E., & Greenhaff, P. L. (1999). Role of submaximal exercise in promoting creatine and glycogen accumulation in human skeletal muscle. J.Appl.Physiol 87, 598-604.

Rowland, L. P., Araki, S., & Carmel, P. (1965). Contracture in McArdle's disease. Stability of adenosine triphosphate during contracture in phosphorylase-deficient human muscle. Arch.Neurol. 13, 541-544.


Sahlin, K., Jorfeldt, L., Henriksson, K. G., Lewis, S. F., & Haller, R. G. (1995). Tricarboxylic acid cycle intermediates during incremental exercise in healthy subjects and in patients with McArdle's disease. Clin.Sci.(Lond) 88, 687-693.

Saltarelli, M. D., Bauman, A. L., Moore, K. R., Bradley, C. C., & Blakely, R. D. (1996). Expression of the rat brain creatine transporter in situ and in transfected HeLa cells. Dev.Neurosci. 18, 524-534.

Schedel, J. M., Tanaka, H., Kiyonaga, A., Shindo, M., & Schutz, Y. (1999). Acute creatine ingestion in human: consequences on serum creatine and creatinine concentrations. Life Sci. 65, 2463-2470.

Schloss, P., Mayser, W., & Betz, H. (1994a). The putative rat choline transporter CHOT1 transports creatine and is highly expressed in neural and muscle-rich tissues. Biochem.Biophys.Res.Commun. 198, 637-645.

Schloss, P., Puschel, A. W., & Betz, H. (1994b). Neurotransmitter transporters: new members of known families. Curr.Opin.Cell Biol. 6, 595-599.

Schmidt, B., Servidei, S., Gabbai, A. A., Silva, A. C., de Sousa Bulle de Oliveira, & DiMauro, S. (1987). McArdle's disease in two generations: autosomal recessive transmission with manifesting heterozygote. Neurology 37, 1558-1561.

Schneider-Gold, C., Beck, M., Wessig, C., George, A., Kele, H., Reiners, K., & Toyka, K. V. (2003). Creatine monohydrate in DM2/PROMM: a double-blind placebo-controlled clinical study. Proximal myotonic myopathy. Neurology 60, 500-502.

Selberg, O., Radoch, E., Walter, G. F., & Muller, M. J. (1994). Skeletal muscle glycogen content in patients with cirrhosis. Hepatology 20, 135-141.

Shieh, J. J., Pan, C. J., Mansfield, B. C., & Chou, J. Y. (2003). A glucose-6-phosphate hydrolase, widely expressed outside the liver, can explain age-dependent resolution of hypoglycemia in glycogen storage disease type Ia. J.Biol.Chem. 278, 47098-47103.

Shieh, J. J., Pan, C. J., Mansfield, B. C., & Chou, J. Y. (2004). A potential new role for muscle in blood glucose homeostasis. J.Biol.Chem. 279, 26215-26219.

Slonim, A. E. & Goans, P. J. (1985). Myopathy in McArdle's syndrome. Improvement with a high-protein diet. N.Engl.J.Med. 312, 355-359.


Snow, R. J., McKenna, M. J., Selig, S. E., Kemp, J., Stathis, C. G., & Zhao, S. (1998). Effect of creatine supplementation on sprint exercise performance and muscle metabolism. J.Appl.Physiol 84, 1667-1673.

Snow, R. J. & Murphy, R. M. (2001). Creatine and the creatine transporter: a review. Mol.Cell Biochem. 224, 169-181.

Sora, I., Richman, J., Santoro, G., Wei, H., Wang, Y., Vanderah, T., Horvath, R., Nguyen, M., Waite, S., Roeske, W. R., & . (1994). The cloning and expression of a human creatine transporter. Biochem.Biophys.Res.Commun. 204, 419-427.

Spindler, M., Niebler, R., Remkes, H., Horn, M., Lanz, T., & Neubauer, S. (2002). Mitochondrial creatine kinase is critically necessary for normal myocardial high-energy phosphate metabolism. Am.J.Physiol Heart Circ.Physiol 283, H680-H687.

Steeghs, K., Benders, A., Oerlemans, F., de Haan, A., Heerschap, A., Ruitenbeek, W., Jost, C., van Deursen, J., Perryman, B., Pette, D., Bruckwilder, M., Koudijs, J., Jap, P., Veerkamp, J., & Wieringa, B. (1997). Altered Ca2+ responses in muscles with combined mitochondrial and cytosolic creatine kinase deficiencies. Cell 89, 93-103.

Steele, I. C., Patterson, V. H., & Nicholls, D. P. (1996). A double blind, placebo controlled, crossover trial of D-ribose in McArdle's disease. J.Neurol.Sci. 136, 174-177.

Steenge, G. R., Lambourne, J., Casey, A., Macdonald, I. A., & Greenhaff, P. L. (1998). Stimulatory effect of insulin on creatine accumulation in human skeletal muscle. Am.J.Physiol 275, E974-E979.

Tarnopolsky, M. & Martin, J. (1999). Creatine monohydrate increases strength in patients with neuromuscular disease. Neurology 52, 854-857.

Tarnopolsky, M., Parise, G., Fu, M. H., Brose, A., Parshad, A., Speer, O., & Wallimann, T. (2003). Acute and moderate-term creatine monohydrate supplementation does not affect creatine transporter mRNA or protein content in either young or elderly humans. Mol.Cell Biochem. 244, 159-166.

Tarnopolsky, M. A., Mahoney, D. J., Vajsar, J., Rodriguez, C., Doherty, T. J., Roy, B. D., & Biggar, D. (2004). Creatine monohydrate enhances strength and body composition in Duchenne muscular dystrophy. Neurology 62, 1771-1777.


Tarnopolsky, M. A. & Parise, G. (1999). Direct measurement of high-energy phosphate compounds in patients with neuromuscular disease. Muscle Nerve 22, 1228-1233.

Tarnopolsky, M. A., Parshad, A., Walzel, B., Schlattner, U., & Wallimann, T. (2001). Creatine transporter and mitochondrial creatine kinase protein content in myopathies. Muscle Nerve 24, 682-688.

Tarnopolsky, M. A., Roy, B. D., & MacDonald, J. R. (1997). A randomized, controlled trial of creatine monohydrate in patients with mitochondrial cytopathies. Muscle Nerve 20, 1502-1509.

Terjung, R. L., Clarkson, P., Eichner, E. R., Greenhaff, P. L., Hespel, P. J., Israel, R. G., Kraemer, W. J., Meyer, R. A., Spriet, L. L., Tarnopolsky, M. A., Wagenmakers, A. J., & Williams, M. H. (2000). American College of Sports Medicine roundtable. The physiological and health effects of oral creatine supplementation. Med.Sci.Sports Exerc. 32, 706-717.

Tomiya, A., Aizawa, T., Nagatomi, R., Sensui, H., & Kokubun, S. (2004). Myofibers express IL-6 after eccentric exercise. Am.J.Sports Med. 32, 503-508.

Tsujino, S., Shanske, S., & DiMauro, S. (1993). Molecular genetic heterogeneity of myophosphorylase deficiency (McArdle's disease). N.Engl.J.Med. 329, 241-245.

van Loon, L. J., Oosterlaar, A. M., Hartgens, F., Hesselink, M. K., Snow, R. J., & Wagenmakers, A. J. (2003). Effects of creatine loading and prolonged creatine supplementation on body composition, fuel selection, sprint and endurance performance in humans. Clin.Sci.(Lond) 104, 153-162.

Vandenberghe, K., Goris, M., Van Hecke, P., van Leemputte, M., Vangerven, L., & Hespel, P. (1997). Long-term creatine intake is beneficial to muscle performance during resistance training. J.Appl.Physiol 83, 2055-2063.

Vandenberghe, K., Van Hecke, P., van Leemputte, M., Vanstapel, F., & Hespel, P. (1999). Phosphocreatine resynthesis is not affected by creatine loading. Med.Sci.Sports Exerc. 31, 236-242.

Vestergaard-Poulsen, P., Thomsen, C., Sinkjaer, T., & Henriksen, O. (1995). Simultaneous 31P-NMR spectroscopy and EMG in exercising and recovering human skeletal muscle: a correlation study. J.Appl.Physiol 79, 1469-1478.

Viskoper, R. J., Wolf, E., Chaco, J., Katz, R., & Chowers, I. (1975). McArdle's syndrome: the reaction to a fat-rich diet. Am.J.Med.Sci. 269, 217-221.


Vissing, J. & Haller, R. G. (2003). The effect of oral sucrose on exercise tolerance in patients with McArdle's disease. N.Engl.J.Med. 349, 2503-2509.

Volek, J. S., Duncan, N. D., Mazzetti, S. A., Staron, R. S., Putukian, M., Gomez, A. L., Pearson, D. R., Fink, W. J., & Kraemer, W. J. (1999). Performance and muscle fiber adaptations to creatine supplementation and heavy resistance training. Med.Sci.Sports Exerc. 31, 1147-1156.

Vollestad, N. K. & Sejersted, O. M. (1988). Biochemical correlates of fatigue. A brief review. Eur.J.Appl.Physiol Occup.Physiol 57, 336-347.

Vorgerd, M. Neue diagnostische Verfahren und Therapiestudie bei Muskelglykogenosen. 1999. Ref Type: Thesis/Dissertation

Vorgerd, M., Grehl, T., Jager, M., Muller, K., Freitag, G., Patzold, T., Bruns, N., Fabian, K., Tegenthoff, M., Mortier, W., Luttmann, A., Zange, J., & Malin, J. P. (2000). Creatine therapy in myophosphorylase deficiency (McArdle disease): a placebo-controlled crossover trial. Arch.Neurol. 57, 956-963.

Wackerhage, H., Mueller, K., Hoffmann, U., Leyk, D., Essfeld, D., & Zange, J. (1996). Glycolytic ATP production estimated from 31P magnetic resonance spectroscopy measurements during ischemic exercise in vivo. MAGMA. 4, 151-155.

Wagner, D. R. & Zollner, N. (1991). McArdle's disease: successful symptomatic therapy by high dose oral administration of ribose. Klin.Wochenschr. 69, 92.

Walker, J. B. (1979). Creatine: biosynthesis, regulation, and function. Adv.Enzymol.Relat Areas Mol.Biol. 50, 177-242.

Wallimann, T. & Hemmer, W. (1994). Creatine kinase in non-muscle tissues and cells. Mol.Cell Biochem. 133-134, 193-220.

Walter, M. C., Lochmuller, H., Reilich, P., Klopstock, T., Huber, R., Hartard, M., Hennig, M., Pongratz, D., & Muller-Felber, W. (2000). Creatine monohydrate in muscular dystrophies: A double-blind, placebo-controlled clinical study. Neurology 54, 1848-1850.

Walter, M. C., Reilich, P., Lochmuller, H., Kohnen, R., Schlotter, B., Hautmann, H., Dunkl, E., Pongratz, D., & Muller-Felber, W. (2002). Creatine monohydrate in myotonic dystrophy: a double-blind, placebo-controlled clinical study. J.Neurol. 249, 1717-1722.


Walzel, B., Speer, O., Boehm, E., Kristiansen, S., Chan, S., Clarke, K., Magyar, J. P., Richter, E. A., & Wallimann, T. (2002a). New creatine transporter assay and identification of distinct creatine transporter isoforms in muscle. Am.J.Physiol Endocrinol.Metab 283, E390-E401.

Walzel, B., Speer, O., Zanolla, E., Eriksson, O., Bernardi, P., & Wallimann, T. (2002b). Novel mitochondrial creatine transport activity. Implications for intracellular creatine compartments and bioenergetics. J.Biol.Chem. 277, 37503-37511.

Watchko, J. F., Daood, M. J., Sieck, G. C., LaBella, J. J., Ameredes, B. T., Koretsky, A. P., & Wieringa, B. (1997). Combined myofibrillar and mitochondrial creatine kinase deficiency impairs mouse diaphragm isotonic function. J.Appl.Physiol 82, 1416-1423.

Willott, C. A., Young, M. E., Leighton, B., Kemp, G. J., Boehm, E. A., Radda, G. K., & Clarke, K. (1999). Creatine uptake in isolated soleus muscle: kinetics and dependence on sodium, but not on insulin. Acta Physiol Scand. 166, 99-104.

Winder, W. W. (2001). Energy-sensing and signaling by AMP-activated protein kinase in skeletal muscle. J.Appl.Physiol 91, 1017-1028.

Wise, S., Nielsen, M., & Rizza, R. (1997). Effects of hepatic glycogen content on hepatic insulin action in humans: alteration in the relative contributions of glycogenolysis and gluconeogenesis to endogenous glucose production. J.Clin.Endocrinol.Metab 82, 1828-1833.

Wyss, M. & Kaddurah-Daouk, R. (2000). Creatine and creatinine metabolism. Physiol Rev. 80, 1107-1213.

Zange, J., Grehl, T., Disselhorst-Klug, C., Rau, G., Muller, K., Schroder, R., Tegenthoff, M., Malin, J. P., & Vorgerd, M. (2003). Breakdown of adenine nucleotide pool in fatiguing skeletal muscle in McArdle's disease: a noninvasive 31P-MRS and EMG study. Muscle Nerve 27, 728-736.

Zorzano, A., Fandos, C., & Palacin, M. (2000). Role of plasma membrane transporters in muscle metabolism. Biochem.J. 349 Pt 3, 667-688.

7 Anhang

Tagebucheintragungen und Laborergebnisse der Patienten (G1-20):

Phase A Phase B Phase A Phase B Phase A Phase B

G01 8,4 1,4 6,2 4,4 83,3 7,7G02 0,3 0,3 4,5 4,0 4,9 6,3G05 0,2 0,1 5,0 4,0 4,2 1,6G07 1,7 0,1 2,8 2,8 12,0 0,8G08 6,6 4,5 5,3 3,7 76,7 31,6G12 0,2 0,1 2,7 3,0 1,5 0,4G13 1,1 0,9 3,9 3,9 11,1 8,3G16 0,4 0,4 6,1 5,8 12,5 10,9G17 1,1 1,0 3,3 2,8 7,0 2,9G20 1,1 1,1 3,3 2,1 7,7 4,4

G03 0,3 0,7 3,9 4,2 2,2 5,3G04 2,2 2,4 5,1 5,5 42,2 54,7G06 1,4 2,3 2,6 2,5 6,1 11,5G11 1,5 1,7 2,6 2,0 6,4 5,3G14 0,5 1,0 4,8 4,9 5,6 10,8G15 0,3 0,0 3,9 10,0 1,5 1,5G18 0,2 0,2 3,3 3,4 1,8 2,2

Gruppe 1

Schmerzepisoden (Myalgien)

Gruppe 2

Anzahl pro Tag Intensität [NRS, 1-10] Schmerzfaktor

NRS: numerische Ratingskala; Phase A, Phase B: Studienphasen.

Ph. A Ph. B Ph. A Ph. B Ph. A Ph. B Ph. A Ph. B Ph. A Ph. B

G01 44 78 52 17 4 2 1 2 0 0G02 0 0 36 0 36 10 0 0 27 90G05 0 0 0 0 0 33 33 0 67 67G07 17 0 57 75 7 0 14 25 5 0G08 21 36 45 42 27 23 6 0 0 0G12 29 0 57 100 0 0 0 0 14 0G13 11 23 54 55 22 13 11 6 3 3G16 0 0 0 0 0 0 0 8 100 92G17 81 97 0 3 0 0 6 0 11 0G20 3 36 95 36 0 0 0 0 3 28

G03 33 33 44 63 22 4 0 0 0 0G04 0 0 11 2 33 26 29 37 27 35G06 66 25 28 66 0 4 2 4 4 1G11 48 58 44 39 8 0 0 0 0 4G14 12 0 53 88 24 6 12 6 0 0G15 78 0 11 0 0 0 11 0 0 100G18 29 13 29 63 29 13 14 0 0 13

Gruppe 1

5-10 Minuten 10-60 Minuten > 60 MinutenKrampfdauer [% der Schmerzepisoden]

Gruppe 2

< 1 Minute 1-5 Minuten

Ph. A: Studienphase A; Ph. B: Studienphase B


Phase A Phase B Phase A Phase B

G01 4,9 3,3 5,2 3,2G02 1,3 2,1 1,5 1,7G05 3,3 3,4 3,7 2,8G07 2,2 1,0 2,9 1,1G08 8,0 5,1 8,1 5,1G12 1,3 1,2 1,4 1,2G13 2,1 2,2 3,3 2,9G16 3,1 2,3 3,2 2,9G17 3,9 2,9 4,1 3,0G20 2,6 1,6 2,1 1,5

G03 4,9 2,7 2,3 2,1G04 5,1 5,9 5,4 5,9G06 1,2 1,0 1,2 1,1G11 2,9 1,4 1,2 1,2G14 5,6 5,7 5,1 5,2G15 5,2 5,3 5,0 5,1G18 1,3 2,2 1,3 2,2

Gruppe 2

Gruppe 1

Vorzeitige körperlicheErmüdung [NRS, 1-10]

Beeinträchtigung vonAlltagsaktivitäten [NRS, 1-10]

NRS: numerische Ratingskala; Phase A, Phase B: Studienphasen.

Phase A Phase B Phase A Phase B

G01 146,6 45,3 927 1588G02 705,5 42,2 547 1319G05 333,7 30,0 476 1187G07 1118,5 50,6 918 511G08 761,7 18,0 1119 132G12 503,6 23,6 257 1054G13 296,4 44,1 6720 1412G16 344,1 57,7 419 590G17 272,3 101,3 248 815G20 725,8 30,8 1243 589

G03 40,8 1649,0 868 584G04 29,9 633,8 213 197G06 33,6 425,0 253 453G11 49,7 838,2 563 770G14 28,6 447,8 262 865G15 39,0 381,2 91 1570G18 26,2 481,6 1994 4440

Kreatinkonzentration im Serum [µmol/L]

Kreatinkinasekonzentration im Serum [U/L]

Gruppe 2

Gruppe 1

Phase A, Phase B: Studienphasen.


Testung auf Normalverteilung, Carry-over- und Periodeneffekte:

Klinische ParameterGruppe 1Diff. A-B

Gruppe 2Diff. A-B

Carry-over-EffektAG1+BG1:AG2+BG2

PeriodeneffektAG1-BG1:BG2-AG2

Schmerzepisoden

Mittlere tägliche Anzahl 0,08 0,99 0,86 0,59

Mittlere Intensität [1-10] 0,86 0,13 0,60 0,69

Dauer [% der Episoden]

< 1 Minute 0,84 0,73 0,50 0,21

1 - 5 Minuten 0,49 0,81 0,88 0,44

5 - 10 Minuten 0,22 0,90 0,66 0,13

10 - 60 Minuten 0,40 0,84 0,65 0,25

> 60 Minuten 0,19 0,19 0,33 0,15

Schmerzfaktor 0,15 0,92 0,99 0,43

Vorzeitige körperlicheErmüdung [1-10] 0,86 0,76 0,36 0,11

Beeinträchtigung vonAlltagsaktivitäten [1-10] 0,84 0,73 0,78 0,08

Kolm.-Smir.-Test (p-Werte) p-Werte

Kolm.-Smir.-Test: Kolmogorov-Smirnow-Test; A, B: Studienphasen; G1, G2: Patientengruppen.

LaborparameterGruppe 1Diff. A-B

Gruppe 2Diff. A-B



Kreatinkonzentration im Serum [µmol/L] 0,76 0,72 0,38 0,33Kreatinkinasekonzentration im Serum [U/L] 0,46 0,76 0,75 0,71

Kolm.-Smir.-Test (p-Werte) p-Werte

Kolm.-Smir.-Test: Kolmogorov-Smirnow-Test; A,B: Studienphasen; G1, G2: Patientengruppen.


S-EMG-ParameterMittenfrequenz (MF)


aerobe Belastung [%/Min] 0,68 0,97 0,89 0,60


nach 1 Minute 0,94 0,59 0,97 0,76

nach 2 Minuten 0,77 0,99 0,86 0,09

nach 3 Minuten 1,00 1,00 0,35 0,69

nach 4 Minuten 0,93 1,00 0,74 0,11

nach 5 Minuten 0,97 1,00 0,65 0,25

nach 6 Minuten 0,97 0,78 0,52 0,25


aerobe Belastung [%/Min] 0,99 0,79 0,68 0,07 Entspannung [% initiale Bel.]

nach 1 Minute 1,00 1,00 0,11 0,48

nach 2 Minuten 0,81 1,00 0,14 0,15

nach 3 Minuten 0,72 0,99 0,69 0,62

nach 4 Minuten 0,56 0,90 0,86 0,58

nach 5 Minuten 0,59 0,62 0,55 0,52

nach 6 Minuten 0,21 0,78 0,84 0,42

Root Mean Square (RMS)




nach 1 Minute 0,77 0,62 0,46 0,12

nach 2 Minuten 0,34 0,93 0,89 0,83

nach 3 Minuten 0,95 0,97 0,51 0,85

nach 4 Minuten 0,60 0,95 0,36 0,83

nach 5 Minuten 0,93 1,00 0,88 0,75

nach 6 Minuten 1,00 0,98 0,46 0,84




nach 1 Minute 0,96 1,00 0,30 0,41

nach 2 Minuten 0,82 0,82 0,06 0,61

nach 3 Minuten 0,90 0,98 0,09 0,41

nach 4 Minuten 0,59 0,94 0,14 0,25

nach 5 Minuten 0,55 0,86 0,18 0,39

nach 6 Minuten 0,18 0,97 0,23 0,33


p-Werte


Gruppe 1Diff. A-B

Kolm.-Smir.-Test (p-Werte)Gruppe 2Diff. A-B


S-EMG: Oberflächen-Elektromyographie; Kolm.-Smir.-Test: Kolmogorov-Smirnow-Test; A, B: Studienphasen; G1, G2: Patientengruppen.


31P-MRS ParameterMaximalkraft 1,00 0,66 0,25 0,60KZI [N/min]

aerobe Belastung 0,97 0,89 0,77 0,06 anaerobe Belastung 1,00 0,43 0,16 0,31PCr [mmol/L]

Ruhe 1,00 0,79 0,86 1,00 aerobe Belastung 0,97 0,94 0,16 0,72 Erholungsph. 1 0,82 0,93 0,82 0,96 anaerobe Belastung 0,78 0,99 0,17 0,55 Erholungsph. 2 0,99 0,75 0,93 0,84PCr [%PCri]

aerobe Belastung 1,00 0,81 0,12 0,52 Erholungsph. 1 0,84 0,65 0,36 0,89 anaerobe Belastung 0,49 0,97 0,11 0,63 Erholungsph. 2 0,76 0,82 0,79 0,80ATP [mmol/L]

aerobe Belastung 0,94 0,95 0,83 0,71 Erholungsph. 1 0,77 0,98 0,34 0,40 anaerobe Belastung 0,99 0,84 0,47 0,23 Erholungsph. 2 0,89 0,63 0,33 0,14ATP [%PCri]

Ruhe 0,98 0,98 0,78 0,93 aerobe Belastung 0,79 0,98 0,85 0,83 Erholungsph. 1 0,33 0,97 0,53 0,36 anaerobe Belastung 0,96 1,00 0,46 0,25 Erholungsph. 2 0,94 0,91 0,46 0,31PCr/ATP

Ruhe 0,96 0,80 0,90 0,94 aerobe Belastung 0,92 0,98 0,98 0,79 Erholungsph. 1 0,69 0,89 0,61 0,55 anaerobe Belastung 0,99 0,95 0,54 0,09 Erholungsph. 2 0,98 0,90 0,64 0,05PCr-Erholung [s]

Erholungsph. 1 0,99 0,55 0,52 0,06 Erholungsph. 2 0,53 0,79 0,69 0,09

p-WerteMittelwerte ± Standardabweichung

Kolm.-Smir.-Test (p-Werte)Gruppe 2Diff. A-B

Gruppe 1Diff. A-B



31P-MRS: 31Phosphor-Magnetresonanzspektroskopie; Kolm.-Smir.-Test: Kolmogorov-Smirnow-Test; A,B: Studienphasen; G1, G2: Patientengruppen; KZI: Kraft-Zeit-Integral; PCr: Phophokreatin; ATP: Adenosintriphosphat.


31P-MRS ParameterPi [mmol/L]

Ruhe 0,73 0,99 0,63 0,96 aerobe Belastung 0,97 0,99 0,18 0,26 Erholungsph. 1 0,78 0,85 0,12 0,86 anaerobe Belastung 0,95 0,53 0,31 0,30 Erholungsph. 2 0,84 0,39 0,15 1,00Pi [%PCri]

Ruhe 0,31 0,77 0,73 0,74 aerobe Belastung 0,39 0,75 0,15 0,26 Erholungsph. 1 0,92 0,77 0,19 0,65 anaerobe Belastung 1,00 0,94 0,24 0,38 Erholungsph. 2 0,69 0,75 0,06 0,85PME [mmol/L]

Ruhe 1,00 0,87 0,23 0,96 aerobe Belastung 0,96 0,44 1,00 0,54 Erholungsph. 1 0,92 0,96 0,19 0,11 anaerobe Belastung 0,99 0,96 0,62 0,70 Erholungsph. 2 0,98 0,92 0,15 0,26PME [%PCri]

Ruhe 0,98 0,73 0,22 0,81 aerobe Belastung 0,98 0,29 1,00 0,35 Erholungsph. 1 0,85 1,00 0,21 0,06 anaerobe Belastung 1,00 0,72 0,74 0,50 Erholungsph. 2 0,98 0,85 0,35 0,23

Mittelwerte ± StandardabweichungKolm.-Smir.-Test (p-Werte) p-WerteGruppe 1Diff. A-B

Gruppe 2Diff. A-B



31P-MRS: 31Phosphor-Magnetresonanzspektroskopie; Kolm.-Smir.-Test: Kolmogorov-Smirnow-Test; A,B: Studienphasen; G1, G2: Patientengruppen; Pi: anorganisches Phosphat; PME: Phosphomonoester.

8 Danksagung

Ich bedanke mich bei allen, die mich bei der Fertigstellung der Dissertation

unterstützt haben, insbesondere bei

meinem Doktorvater Herrn PD Dr. M. Vorgerd, Oberarzt der Neurologischen

Universitätsklinik, BG-Kliniken Bergmannsheil, für die Überlassung des

Themas, die hervorragende Betreuung meiner Doktorarbeit und die Unter-

stützung meiner weiteren wissenschaftlichen Arbeiten,

Herrn Prof. Dr. A. Luttmann, Herrn PD Dr.-Ing. M. Jäger und Herrn J. Voß,

Institut für Arbeitsphysiologie an der Universität Dortmund, für die Unterstützung

bei der Auswertung und Diskussion der S-EMG-Messungen,

Herrn Dr. J. Zange und Herrn Dr. K. Müller, Deutsches Zentrum für Luft- und

Raumfahrttechnik e.V., für die gute Zusammenarbeit bei der Durchführung,

Analyse und Diskussion der 31P-MRS-Messungen

und den GSD-V-Patienten, die an der Studie teilnahmen.

Lebenslauf

Persönliche Daten Name: Rudolf Andre Kley geboren am: 01.04.1975 Wohnort: Scharpenseelstr. 205, 44879 Bochum Telefon: 0234-9719220 (privat), 0234-3023613 (dienstlich) Geburtsort: Duisburg Familienstand: ledig Nationalität: Deutsch

Schulausbildung 08/1981 – 06/1985 GGS Heinrich-Bongers-Straße, Duisburg

08/1985 – 06/1994 Max-Planck-Gymnasium, Duisburg

Zivildienst 08/1994 – 10/1995 MSHD, DRK Duisburg

Studium 10/1995 Beginn des Studiums der Humanmedizin an der

Ruhr-Universität Bochum

08/1997 Ärztliche Vorprüfung

08/1998 1. Abschnitt der Ärztlichen Prüfung



Beruf 11/2002 – 04/2004 Arzt im Praktikum in der Neurologischen Universitätsklinik

der BG-Kliniken Bergmannsheil Bochum

seit 05/2004 Assistenzarzt in der Neurologischen Universitätsklinik der

BG-Kliniken Bergmannsheil Bochum

Therapiestudie mit Kreatin bei der Glykogenose Typ V ... · (Madsen & Cori, 1958). Ein...

Documents

Transcript of Therapiestudie mit Kreatin bei der Glykogenose Typ V ... · (Madsen & Cori, 1958). Ein...