Zur Prävalenz fakultativ pathogener Bakterien in deutschen ... fileAus dem Institut für...

Aus dem

Institut für Tierhygiene, Tierschutz und Nutztierethologie

der Tierärztlichen Hochschule Hannover

und dem

Institut für Mikrobiologie der Bundeswehr, München

Zur Prävalenz fakultativ pathogener Bakterien

in deutschen Zoos mittels

Yersinia- und Burkholderia-selektierender Nährmedien

INAUGURAL-DISSERTATION

Zur Erlangung des Grades

eines Doktors der Veterinärmedizin

(Dr. med. vet.)

durch die Tierärztliche Hochschule Hannover

Vorgelegt von

Pierre Grothmann

aus Marne/Dithmarschen

Hannover 2007

Wissenschaftliche Betreuung: Prof. Dr. med. vet. Michael Böer

1. Gutachter: Prof. Dr. med. vet. Michael Böer

2. Gutachter: Prof. Dr. med. vet. Gerald-F. Gerlach

Tag der mündlichen Prüfung: 19. November 2007

MeinMeinMeinMeinen Elternen Elternen Elternen Eltern

Inhaltsverzeichnis

1 Einleitung.......................................................................................1

2 Schrifttum ......................................................................................3

2.1 Yersinia spp. ................................................................................................. 3

2.1.1 Geschichtlicher Überblick und taxonomische Einordnung.................... 3

2.1.2 Morphologische und Biologische Eigenschaften ................................... 4

2.1.3 Klinische Bedeutung der Erreger ............................................................. 4

2.1.3.1 Yersinia pestis ........................................................................................... 5

2.1.3.2 Yersinia pseudotuberculosis ...................................................................... 6

2.1.3.3 Yersinia enterocolitica................................................................................ 7

2.1.3.4 Andere Yersinien ....................................................................................... 9

2.1.4 Vorkommen bei Tieren............................................................................... 9

2.1.4.1 Paarhufer (Artiodactyla) - Familie: Hornträger (Bovidae) ......................... 10

2.1.4.2 Paarhufer (Artiodactyla) - Familie: Hirsche (Cervidae)............................. 12

2.1.4.3 Paarhufer (Artiodactyla) - Familie: Kamele (Camelidae).......................... 13

2.1.4.4 Paarhufer (Artiodactyla) - Familie: Echte Schweine (Suidae) .................. 13

2.1.4.5 Unpaarhufer (Perissodactyla) .................................................................. 14

2.1.4.6 Raubtiere (Carnivora) .............................................................................. 15

2.1.4.7 Hasentiere (Lagomorpha) ........................................................................ 16

2.1.4.8 Nagetiere (Rodentia)................................................................................ 17

2.1.4.9 Herrentiere (Primata) ............................................................................... 19

2.1.4.10 Beuteltiere (Marsupialia) - Familie: Kängurus (Macropodidae) ................ 20

2.1.4.11 Andere Säugetiere (Mammalia) ............................................................... 20

2.1.4.12 Gänsevögel (Anseriformes) ..................................................................... 21

2.1.4.13 Papageienvögel (Psittaciformes) ............................................................. 21

2.1.4.14 Laufvögel (Struthioniformes).................................................................... 22

2.1.4.15 Andere Vögel (Aves)................................................................................ 22

2.1.4.16 Reptilien (Reptilia).................................................................................... 23

2.1.5 Nachweis von Yersinia spp. .................................................................... 24

2.1.5.1 Kultivierung .............................................................................................. 24

2.1.5.2 Biochemische Differenzierung ................................................................. 26

2.1.5.3 Molekulare Differenzierung ...................................................................... 28

2.1.5.4 Serologischer Antigennachweis............................................................... 29

2.1.5.5 Serologische Bestätigung: Antikörpernachweis ....................................... 29

2.2 Burkholderia spp. ....................................................................................... 30

2.2.1 Geschichtlicher Überblick und taxonomische Einordnung.................. 30

2.2.2 Morphologische und Biologische Eigenschaften ................................. 30

2.2.3 Vorkommen und klinische Bedeutung ................................................... 31

2.2.3.1 Burkholderia cepacia ............................................................................... 31

2.2.3.2 Burkholderia mallei .................................................................................. 32

2.2.3.3 Burkholderia pseudomallei....................................................................... 33

2.2.4 Nachweis................................................................................................... 34

2.2.4.1 Kultivierung .............................................................................................. 34


2.2.4.3 Molekulare Differenzierung ...................................................................... 35

2.2.4.4 Spezifische Antikörper zur Antigendetektion............................................ 36

2.2.4.5 Serologische Bestätigung: Antikörpernachweis ....................................... 36

2.3 Differentialdiagnostische Keime ............................................................... 37

2.3.1 Enterobacteriaceae .................................................................................. 37

2.3.2 Aeromonas spp. und Vibrio spp. ............................................................ 40

2.3.3 Nonfermenter............................................................................................ 41

2.3.4 Weeksella virosa ...................................................................................... 41

3 Eigene Untersuchungen .............................................................43

3.1 Material ........................................................................................................ 43

3.2 Herkunft des Untersuchungsmaterials und Probennahme..................... 43

3.3 Methodik ...................................................................................................... 46

3.3.1 Vorbereitung und Kälteanreicherung ..................................................... 46

3.3.2 Untersuchungen auf Yersinia spp. ......................................................... 46

3.3.2.1 Anzucht auf Yersinia-Selektivagar ........................................................... 46


3.3.2.3 PCR-Assays und Sequenzierung ............................................................ 49

3.3.3 Untersuchungen auf Burkholderia spp. ................................................. 54

3.3.3.1 Anzucht auf Burkholderia cepacia-Selektiv-Agar ..................................... 54


3.3.3.3 PCR-Assays und Sequenzierung ............................................................ 54

4 Ergebnisse...................................................................................57

4.1 Gesamtüberblick isolierter Keime............................................................. 57

4.2 Wachstum auf Selektivnährmedien........................................................... 62

4.2.1 Wachstum auf Cefsulodin-Irgasan-Novobiocin-Agar............................ 62

4.2.2 Wachstum auf Burkholderia cepacia-Selektiv-Agar.............................. 63

4.3 Weitergehende Untersuchungen zu Yersinia spp.................................... 65

4.3.1 Vergleich biochemischer und molekularer Methoden .......................... 65

4.3.2 Epizootiologie........................................................................................... 68

4.3.2.1 Yersinia-Prävalenzen in den Faeces einzelner Wirtsordnungen.............. 68

4.3.2.2 Jahreszeitliche Abhängigkeit ................................................................... 71

4.3.2.3 Regionale Verteilung................................................................................ 73

5 Diskussion ...................................................................................75

5.1 Mikrobiologische Nachweisverfahren....................................................... 75

5.1.1 Kälteanreicherung.................................................................................... 75

5.1.2 Cefsulodin-Irgasan-Novobiocin-Agar ..................................................... 75

5.1.3 Burkholderia cepacia-Selektiv-Agar ....................................................... 76

5.1.4 Biochemische Systeme API® 20 E und API® 20 NE ............................... 76

5.1.5 Oxidase-Test............................................................................................. 77

5.1.6 Biochemisches System Merlin MICRONAUT®-BW-Y............................. 77

5.1.7 Polymerasekettenreaktionen................................................................... 78

5.2 Epizootiologische Betrachtungen zu Yersinia spp.................................. 79

5.2.1 Yersinia-Prävalenz bei den verschiedenen Wirtsordnungen ............... 79

5.2.1.1 Paarhufer (Artiodactyla) ........................................................................... 79

5.2.1.2 Unpaarhufer (Perissodactyla) .................................................................. 80

5.2.1.3 Raubtiere (Carnivora) .............................................................................. 81

5.2.1.4 Hasentiere (Lagomorpha) ........................................................................ 81

5.2.1.5 Nagetiere (Rodentia)................................................................................ 82

5.2.1.6 Herrentiere (Primata) ............................................................................... 83

5.2.1.7 Kängurus (Macropodidae) ....................................................................... 84

5.2.1.8 Gänsevögel (Anseriformes) ..................................................................... 85

5.2.1.9 Laufvögel (Struthioniformes).................................................................... 85

5.2.1.10 Papageienvögel (Psittaciformes) ............................................................. 86

5.2.2 Zusammenfassung: Epizootiologische Eingruppierung der Tierarten 87

5.2.3 Jahreszeitliche Abhängigkeit .................................................................. 89

5.2.4 Regionale Unterschiede........................................................................... 89

5.2.5 Infektionswege ......................................................................................... 91

5.2.6 Zoonotisches Potential ............................................................................ 91

5.2.7 Bekämpfung der Yersiniosen in Zoologischen Gärten......................... 92

5.2.7.1 Tiergärtnerische Maßnahmen.................................................................. 92

5.2.7.2 Futter und Fütterung ................................................................................ 93

5.2.7.3 Hygienemaßnahmen................................................................................ 93

5.2.7.4 Vakzination .............................................................................................. 94

5.3 Prävalenzen anderer Bakterien.................................................................. 95

5.3.1 Burkholderia spp...................................................................................... 95

5.3.2 Differentialdiagnostische Keime............................................................. 95

6 Zusammenfassung......................................................................97

7 Summary......................................................................................99

8 Schrifttumsverzeichnis .............................................................101

9 Anhang.......................................................................................133

9.1 Material ...................................................................................................... 133

9.1.1 Nährmedien............................................................................................. 133

9.1.1.1 Yersinia-Selektivagar nach Schiemann (CIN-Agar) ............................... 133

9.1.1.2 Burkholderia cepacia-Selektiv-Agar (BCA) ............................................ 134

9.1.1.3 Standard-I-Nähragar.............................................................................. 134

9.1.1.4 Blut-Agar................................................................................................ 134

9.1.2 Material für die Biochemie..................................................................... 135

9.1.2.1 API® 20 E............................................................................................... 135

9.1.2.2 API® 20 NE ............................................................................................ 135

9.1.2.3 MICRONAUT®-BW-Y............................................................................. 136

9.1.3 Material für die PCR-Assays.................................................................. 137

9.1.3.1 Mastermix zur 16S rRNA-Gen-PCR (lang) ............................................ 137

9.1.3.2 Mastermix zur 16S rRNA-Gen-PCR (SP1/SP3-PCR)............................ 137

9.1.3.3 Mastermix zur Adhäsin-PCR.................................................................. 138

9.1.3.4 Mastermix zur V-Antigen-PCR............................................................... 138

9.1.3.5 Mastermix zur Y. enterocolitica-PCR ..................................................... 138

9.1.4 Material für die Gelelektrophorese ....................................................... 139

9.1.5 Sonstige Geräte und Gebrauchsgegenstände..................................... 140

9.2 Detailinformationen der isolierten Keime ............................................... 142

9.3 Abbildungsverzeichnis............................................................................. 150

9.4 Tabellenverzeichnis.................................................................................. 150

Verzeichnis der Abkürzungen

A Adenosin A. Aeromonas Abb. Abbildung Ak Antikörper Aqua dest. destilliertes Wasser (Aqua destillata) Aqua bidest. zweifach destilliertes Wasser (Aqua bidestillata) Art. Artikel- oder Bestellnummer B. Burkholderia BCA Burkholderia cepacia-Agar bp Basenpaare BV Biovar bzw. beziehungsweise C Cytosin C. Citrobacter Ca Calcium CDC Zellteilungszyklus (cell-division cycle) CF Cystische Fibrose Chr. Chryseomonas CIN Cefsulodin-Irgasan-Novobiocin cm Zentimeter °C Grad Celsius DD Differentialdiagnose d. h. das heißt DNA Desoxyribonukleinsäure (desoxyribonucleic acid) dNTP Desoxyribonukleosidtriphosphat DSMZ Deutsche Sammlung von Mikroorganismen und Zellkulturen GmbH, Braunschweig E. Escherichia EDTA Ethylendiamintetraacetat ELISA enzyme-linked immonosorbent assay Ent. Enterobacter Erw. Erwinia et al. und Mitarbeiter (et alteri) exkl. exklusiv f und folgende Seite f. forma (domestizierte Form der Tierart) Fa. Firma Fe Eisen

g Gramm G Guanin GB Großbritannien h Stunde H2S Schwefelwasserstoff IE Internationale Einheiten inkl. inklusiv IUB IUPAC-IUB Commission on Biochemical Nomenclature (CBN) J Japan K. Kluyvera Kap. Kapitel kbp Kilobasenpaare Kl. Klebsiella konz. konzentriert l Liter L. Leclercia LPS Lipopolysaccharid Lsg. Lösung M Molar (mol/l) M. Morganella mg Milligramm MgCl2 Magnesiumchlorid MHC Haupthistokompatibilitätskomplex (major histocompatibility complex) min Minute ml Milliliter µl Mikroliter mM Millimolar (mmol/l) mm Millimeter µm Mikrometer MMA Mastitis, Metritis und Agalaktie n Anzahl NaCl Natriumchlorid (Kochsalz) NCBI National Center for Biotechnology Information, Bethesda, Maryland, USA nm Nanometer o. ä. oder ähnlich(e) OD Optische Dichte P. Providencia Pan. Pantoea

Past. Pasteurella PCR Polymerasekettenreaktion (polymerase chain reaction) pers. Mtlg. persönliche Mitteilung pH negativ dekadischer Logarithmus der Hydroniumionen-Konzentration pM pikomolar (pmol/l) Pr. Proteus Ps. Pseudomonas R. Rahnella rRNA ribosomale Ribonukleinsäure (ribosomal ribonucleic acid) s Sekunde S. Seite S. Serratia sog. sogenannt spp. Arten (Spezies) ssp. Unterart (Subspezies) St. Stenotrophomonas SV Serovar T Thymin Tab. Tabelle TAE Tris-Acetat-EDTA-Puffer Taq Thermus aquaticus u. und u. a. unter anderem, und andere UAE Vereinigte Arabische Emirate Upm Umdrehungen pro Minute USA Vereinigte Staaten von Amerika UV Ultraviolett V Volt V. Vibrio v. a. vor allem Y. Yersinia Y. ent. Yersinia enterocolitica Y. pseudot. Yersinia pseudotuberculosis YadA Yersinia-Adhäsin A (Yersinia adhesin A) Yop Yersinia outer protein z. B. zum Beispiel Zn Zink % Prozent, prozentig

1

1 Einleitung

Drei Faktoren lassen Zoologische Gärten zu Brennpunkten für Mikrobiologen

werden. Zum einen werden viele Tiere verschiedener Arten in relativ, verglichen zum

natürlichen Habitat, kleinen Gehegen gehalten. Zum anderen hat das Personal, allen

voran Pfleger und Tierärzte, engen Kontakt zu den meisten dieser Tiere. Ein weiterer

wichtiger Aspekt sind die zahlreichen Besucher, die unkontrollierten Kontakt zu Wild-

und Haustieren haben können. Daher ist der unerwünschte Austausch von

Pathogenen als wahrscheinlich zu betrachten.

Einige Spezies der bakteriellen Gattungen Yersinia und Burkholderia sind pathogene

Erreger mit zoonotischem Potential. Seit Jahrzehnten werden immer wieder fatale

Yersinia- und Burkholderia-Ausbrüche bei Zootieren beschrieben. Die Epizootiologie

dieser Infektionen ist immer noch nicht gänzlich geklärt. Ebenso bestehen keine

zuverlässigen Schutzmaßnahmen, so daß die wertvollen Tierbestände teils

hochbedrohter Arten in Zoologischen Gärten dieser Gefährdung stets ausgesetzt

sind (SCHRÖDER 1990; FLÜGGER 1991; ALLCHURCH 2003). Zudem zeigen

weltweite Datenerhebungen einen steten Anstieg humaner Yersiniosen (OSTROFF

1995; TAUXE 1997; GOURDON et al. 1999; WARSHAUER et al. 2003).

Ziel dieser Studie war ein Screening häufig in Zoologischen Einrichtungen gehaltener

Tierarten zur Bestimmung der Prävalenz fakultativ pathogener Bakterien, mit

Hauptaugenmerk auf das Genus Yersinia. Dazu wurden moderne mikrobiologische

Methoden zur Identifizierung und Differenzierung, wie biochemische Testkits,

Polymerasekettenreaktionen und die Sequenzierungen von Amplifikaten eingesetzt.

3

2 Schrifttum

2.1 Yersinia spp.

2.1.1 Geschichtlicher Überblick und taxonomische Einordnung

Das Genus Yersinia (Y.) wurde von VAN LOGHEM (1944) eingeführt, um sie von

Pasteurellen zu trennen. Y. pseudotuberculosis wurde von MALASSEZ und VIGNAL

(1883) als erste Spezies dieser Gattung nachgewiesen und später von PFEIFFER

(1889) als Bacterium pseudotuberculosis beschrieben. Dieser Organismus wurde

aus Läsionen von Meerschweinchen und Kaninchen isoliert, die an einer

„Pseudotuberkulose“ gestorben waren.

Während der Pestepidemie in Hong Kong isolierte YERSIN (1894) den Erreger

Y. pestis aus erkrankten Patienten. Sowohl der Erreger der Pest als auch der der

Pseudotuberkulose zeigen starke Ähnlichkeiten der phänotypischen Eigenschaften

zu Pasteurella multocida und wurden damals in die gleiche Gattung eingeordnet.

Einen dritten Organismus isolierten SCHLEIFSTEIN und COLEMAN (1939) von einer

granulomatösen Hautwunde eines Menschen, welchen sie später als Bacterium

enterocoliticum beschrieben (1943). Kurzzeitig als „Pasteurella X“ bezeichnet wurde

dieser von FREDERIKSEN (1964) als dritte Art der Gattung Yersinia zugeordnet.

BERCOVIER und MOLLARET (1984) ordneten das Genus aufgrund seines

negativen Gramverhaltens, seiner morphologischen (stäbchenförmig) und seiner

metabolischen Eigenschaften der Familie der Enterobacteriaceae zu.

Zur Zeit umfaßt diese Gattung 12 Spezies: Y. pestis, Y. pseudotuberculosis,

Y. enterocolitica, Y. intermedia, Y. frederiksenii, Y. kristensenii, Y. aldovae, Y. rohdei,

Y. mollaretii, Y. bercovieri, Y. ruckeri und die neu beschriebene Spezies Y. aleksiciae

(ALEKSIC u. BOCKEMÜHL 1990; SPRAGUE u. NEUBAUER 2005).

4

2.1.2 Morphologische und Biologische Eigenschaften

Yersinien sind gramnegative kokkoide bis pleomorphe, alkalistabile Kurzstäbchen

ohne Sporenbildung. Sie haben runde Enden und gerade oder konvexe Seiten, sind

1-3 µm lang und 0,5-0,8 µm breit. Yersinien sind bei 37 °C unbeweglich, jedoch bei

22-29 °C durch mono- bis peritriche Begeißelung beweglich. Y. pestis ist obligat

amotil.

Yersinien zeigen ein aerobes bzw. fakultativ anaerobes Wachstum, ohne besondere

Ansprüche an Nährmedien zu stellen. Sie wachsen zwischen 0 und 45 °C, mit einem

speziesabhängigen Temperaturoptimum zwischen 22 und 29 °C. Das pH-Optimum

zum Wachstum liegt bei pH 7,2-7,4. Sie unterscheiden sich von allen anderen

Gattungen der Ordnung der Enterobacteriaceae durch ihr zartes Wachstum von

durchscheinenden Kolonien auf Nähragar nach 24 Stunden. Nach 48 Stunden

erreichen diese Durchmesser von 2-3 mm (BERCOVIER u. MOLLARET 1984).

Yersinien überleben in keimfreiem Erdboden bis zu 18 Monaten, in abgekochtem

Wasser über 12 Monate. Werden sie aber dem Sonnenlicht ausgesetzt, sterben die

Bakterien rasch ab.

Yersinien fermentieren Glucose ohne Gasbildung (GLU), sind Urease-positiv (URE)

und Arginindehydrolase- (ADH), Lysindecarboxylase- (LDC), Tryptophan-

desaminase- (TDA) sowie Oxidase-negativ (OX). Die meisten anderen

biochemischen Tests schwanken innerhalb des Genus und können zur

Differenzierung herangezogen werden (siehe Kap. 2.1.5.2).

2.1.3 Klinische Bedeutung der Erreger

Die Gattung umfaßt drei medizinisch relevante Spezies: Y. enterocolitica, Y. pestis

und Y. pseudotuberculosis. Die beiden letzteren werden genetisch als zwei

verschiedene Pathovare einer Spezies gesehen (BERCOVIER et al. 1980), aber

aufgrund der unterschiedlichen klinischen Bedeutung weiterhin als eigenständige Art

betrachtet.

5

Alle pathogenen Stämme dieser drei Spezies tragen ein ca. 70 kbp großes

Virulenzplasmid. Auf diesem Plasmid liegen Gene, die für verschiedene sezernierte

Proteine (Yops) und Proteine des Sekretionsapparates III von Yersinien kodieren

(BÖLIN et al. 1988; CORNELIS et al. 1989). Die Bildung von Yops erfolgt nur bei

37 °C im Ca2+-Ionen freien Milieu (PORTNOY et al. 1981; ROSQVIST et al. 1988).

Diese Proteine haben entscheidende Funktionen bei der Autoagglutination, bei der

Zelladhärenz sowie bei der Phagozytose- und der Serumresistenz. Ihnen werden

auch zytotoxische Effekte zugeschrieben. Ebenfalls plasmidkodiert und seit langem

bekannt ist das V-Antigen, das auch mit der Phagozytoseabwehr assoziiert wird

(BURROWS 1956; PERRY u. FETHERSTON 1997).

Bei der Benutzung des Begriffs „Pseudotuberkulose“ kann es zu Verwirrungen

kommen, weil dieser auch für Erkrankungen durch andere Erreger, die ebenfalls

pseudotuberkulöse Erscheinungen hervorrufen, insbesondere Corynebacterium

pseudotuberculosis, verwandt wird. Da das Wirtspektrum aber meist ein anderes ist

und der Begriff sowohl häufig in der Literatur vorliegt als auch unter Fachkollegen

bekannt ist, wird dieser dennoch in der vorliegenden Arbeit verwendet, jedoch

ausschließlich für Erkrankungen von Tieren durch Y. pseudotuberculosis. Unter dem

Begriff der Yersiniosen werden Erkrankungen sowohl des Menschen als auch der

Tiere zusammengefaßt, die entweder durch Y. enterocolitica oder durch

Y. pseudotuberculosis hervorgerufen werden.

2.1.3.1 Yersinia pestis

Y. pestis ist ein parasitäres Bakterium bei Nagetieren, von denen mindestens 200

Arten als empfänglich identifiziert wurden. Unter natürlichen Bedingungen wird der

Organismus über Flohbisse von einem Tier zum anderen übertragen und kann

bestimmte Zeit in kontaminierten Böden wie in Nagerbauen überleben. Der Mensch

und andere Nichtnagetiere (Herbi- wie Carnivoren) sind Fehlwirte und werden

ebenfalls über Flohbisse infiziert. Natürliche enzootische Gebiete sind charakterisiert

durch ländlichen Raum, dem typischen Klima sowie der Präsenz empfänglicher

Wirte, hauptsächlich Nagetieren, und deren spezifischen Flöhen als Vektoren

6

(BUTLER 1983). In über 20 Ländern, so auf Madagaskar, in Teilen Afrikas, Asiens

sowie Nord- und Südamerikas sind auch heute noch enzootische Gebiete mit

Y. pestis-Infektionen bekannt (PERRY u. FETHERSTON 1997).

Die durch die Haut eingedrungenen Erreger rufen Bläschen an der Eintrittspforte

hervor und befallen die regionären Lymphknoten. Letztere schwellen entzündlich an

und bilden dicke Knoten, sog. Bubonen (Beulen-, Bubonen- oder Drüsenpest). Die

weitere Ausbreitung erfolgt lymphogen oder hämatogen, so daß Bubonen

zweiter Ordnung entstehen. Die Bubonenpest führt bei Nichtbehandlung zum Tod

oder zum epidemiologisch bedeutenden Sekundärbefall der Lunge (Lungenpest).

Durch Tröpfcheninfektion kann der Erreger jetzt massenhaft direkt auf gesunde

Personen und Tiere übertragen werden, die dann mit hoher Wahrscheinlichkeit an

einer primären Lungenpest erkranken (MOLLARET 1982).

2.1.3.2 Yersinia pseudotuberculosis

Die Stämme von Y. pseudotuberculosis zeigen sich biochemisch homogen (THAL

1978), lassen sich aber in 14 Serotypen mit sechs Subtypen einteilen, sowie in sechs

genetische Gruppen, die verschiedene Kombinationen chromosomal-kodierter

Pathogenitätsfaktoren zeigen. Diese genetischen Gruppen rufen unterschiedliche

klinische Bilder hervor und zeigen sich in Kombination mit bestimmten Serotypen

regional beschränkt. So gibt es grobe Unterschiede zwischen den ostasiatischen

einerseits und den europäischen, amerikanischen und australasischen Stämmen

andererseits (FUKUSHIMA et al. 2001). In Europa wird der Serotyp I zu ca. 75 %,

Typ II und III zu je 12,5 % isoliert (WEBER 1988). Bei Menschen und Wildtieren in

Japan hingegen wird vorwiegend Serotyp Vb isoliert (TSUBOKURA et al. 1984;

FUKUSHIMA et al. 2001). Die gleiche Verteilung der Serotypen bei Mensch und Tier

in einer Region spricht für einen Erregeraustausch zwischen diesen (FUKUSHIMA u.

GOMYODA 1991; ALEKSIC u. BOCKEMÜHL 1996). Eine Übersicht der pathogenen

Serovare ist in Tab. 1 dargestellt.

Y. pseudotuberculosis ist ein Parasit mit einem sehr weiten Wirtsspektrum innerhalb

der Vögel und Säugetiere (siehe Kap. 2.1.4) einschließlich des Menschen. Nach

meist oraler Aufnahme penetriert Y. pseudotuberculosis die Darmschleimhaut. Die

7

Bakterien zeigen eine Affinität zu lymphatischem Gewebe wie Tonsillen und

mesenterialen Lymphknoten. Die Tiere können (per-)akut an einer Bakteriämie

sterben. Hämatogen kommt es zu Streuungen in verschiedene Organe. Das

pathomorphologische Bild kann tierartspezifisch schwanken, wird aber im

Allgemeinen von multiplen miliaren bis haselnußgroßen Granulomen bzw.

Abszessen in den Eingeweiden bestimmt. Dieses gab der Krankheit auch den

Namen „Pseudotuberkulose“.

Bei humanen Infektionen in Deutschland herrschen Symptome wie abdominaler

Schmerz, Lymphadenitis und Pseudoappendizitis vor (ALEKSIC u. BOCKEMÜHL

1996).

Tab. 1 Übersicht über die Serovare von Y. pseudotuberculosis (nach BARTLING et al. 2004 a)

Serovar Herkunft Vorkommen

IA Chinchilla Europa, USA

IB Wildtiere, Kaninchen, Affe Kanada, Europa

IIA Mensch, Katze, Schwein, Hund, Ratte

IIB Mensch, Lebensmittel

Europa, Kanada, Japan, Australien, Südamerika

IIC Mensch, Hund, Affe, Wildtiere, Milch Deutschland, Niederlande, Japan, Australien, USA, Kanada

III Mensch, Haustiere, Trinkwasser Kanada, Japan, (Italien, Niederlande)

IVa Mensch, Schwein, Hund, Katze, Ratte Europa, Japan

IVb Mensch USA

V Hase, Kaninchen, Ziervögel, Meerschweinchen Europa, Japan

VI Meerschweinchen Japan

2.1.3.3 Yersinia enterocolitica

Anhand der Antigen-Reaktivität der Saccharidketten des Zellwand-LPS läßt sich

Y. enterocolitica in über 70 Serovare einteilen, von denen sich die wenigsten als

pathogen erwiesen haben. Die Prävalenz der einzelnen Serovare unterscheidet sich

regional. In Deutschland sind vorwiegend die Serovare O:3, O:5,27 und O:9 für

Erkrankungen des Menschen verantwortlich (ALEKSIC u. BOCKEMÜHL 1996).

8

Biochemisch kann Y. enterocolitica in fünf Biovare und einen Subtypen unterteilt

werden (WAUTERS et al. 1987). Im Biovar 1A wird die große Anzahl apathogener

Umweltisolate zusammengefaßt. Die Biovare 2 - 5 enthalten die pathogenen

europäischen, das Biovar 1B die pathogenen, erstmals in Amerika isolierten Stämme

(ALEKSIC u. BOCKEMÜHL 1990). Anhand der 16S rRNA-Gen-Sequenz lassen sich

zwei Subspezies unterscheiden, denen die Biovare zugeordnet werden können.

Zu Y. enterocolitica ssp. enterocolitica gehören die amerikanischen Isolate vom

Biovar 1B, zu Y. enterocolitica ssp. palearctica die Biovare 1A, 2, 3, 4 und 5

(NEUBAUER et al. 2000 a). Eine Übersicht der pathogenen Sero/Biovar-

Kombinationen ist in Tab. 2 dargestellt.

Y. enterocolitica besetzt eine weite ökologische Nische und wurde bisher bei

zahlreichen Tierarten sowie beim Menschen nachgewiesen. Yersiniosen treten vor

allem in der kalten Jahreshälfte zwischen September und April auf (BOCKEMÜHL et

al. 1978; ALEKSIC u. BOCKEMÜHL 1996).

Die Inzidenz der Yersiniosen des Menschen, die hauptsächlich durch

Y. enterocolitica, seltener durch Y. pseudotuberculosis hervorgerufen werden, ist in

Deutschland seit Jahren konstant. Betroffen sind vorwiegend Kleinkinder.

Abnehmende Inzidenzen im Alter lassen sich mit im Kindesalter erworbener

Immunität erklären (KIESEWALTER 1992; ALEKSIC u. BOCKEMÜHL 1996;

VERHAEGEN et al. 1998). Nach einer Inkubationszeit von vier bis sieben Tagen tritt

eine akute Enteritis oder Enterocolitis auf. Die klinischen Symptome sind Durchfall

(überwiegend beim Kleinkind), kolikartiger Schmerz aufgrund akuter mesenterialer

Lymphadenitis, akute terminale Ileitis, Pseudoappendizitis, Fieber, Übelkeit, blutiger

Stuhl und Entzündungen des Halsbereiches (TAUXE et al. 1987; LARSEN 1991;

ALEKSIC u. BOCKEMÜHL 1996).

Die Epidemiologie und Klinik bei den verschiedenen Haustierarten wurde von

NEUBAUER et al. (2001 a) übersichtlich abgehandelt. Obwohl weit verbreitet

verlaufen Infektionen meist symptomlos, so daß Y. enterocolitica bei Tieren weit

seltener klinisch in Erscheinung tritt als Y. pseudotuberculosis. Erkrankungen

manifestieren sich zumeist als unspezifische Allgemeininfektionen und/oder

Erkrankungen des Darmtraktes.

9

Tab. 2 Übersicht über die pathogenen Sero- und Biovare von Y. enterocolitica (nach BARTLING et al. 2004 a)

O-Antigen Biovar Herkunft Vorkommen

1, 2a, 3 3 Chinchilla Europa, USA

2a, 2b, 3 3 Hase, Ziege, Kaninchen, Affe Europa

3 4 Mensch, Katze, Schwein, Hund, Ratte, Hühnerfleisch

Europa, Kanada, Japan, Australien, Südamerika, USA

4, 32 1B Mensch, Lebensmittel USA

5, 27 2, 3 Mensch, Hund, Affe, Wildtier, Milch

Deutschland, Niederlande, Japan, Australien, USA, Kanada

8 1B Mensch, Milch, Schwein, Trinkwasser

USA, Kanada, (Italien, Niederlande)

9 2, 3 Mensch, Schwein, Hund, Katze, Ratte Europa, Japan

13, 18, 20, 21 1B Mensch USA

2.1.3.4 Andere Yersinien

Y. ruckeri parasitisiert in Fischen und hat als Erreger der „Redmouth Disease“ bei

Forellen und Lachsen in deren Zucht eine Bedeutung (EWING et al. 1978).

Die apathogenen Yersinia-Arten (Y. frederiksenii, Y. kristensenii, Y. intermedia,

Y. rohdei, Y. aldovae, Y. mollaretii, Y. bercovieri und Y. aleksiciae) sind primär

Umweltkeime mit gelegentlicher saprophytärer oder passagerer Besiedelung warm-

und kaltblütiger Tiere. Insbesondere Y. mollaretii, Y. intermedia, Y. frederiksenii und

Y. ruckeri sind an Oberflächenwasser adaptiert (EWING et al. 1978; ALEKSIC u.

BOCKEMÜHL 1988).

2.1.4 Vorkommen bei Tieren

Das Vorkommen von Yersiniosen und die klinische Bedeutung von Y. enterocolitica

und Y. pseudotuberculosis unterscheiden sich bei den verschiedenen Tierarten, so

daß eine taxonomische Betrachtung folgt.

10

2.1.4.1 Paarhufer (Artiodactyla) - Familie: Hornträger (Bovidae)

Postmortale Untersuchungen von 2885 Paarhufern ergaben bei vier Tieren (0,14 %)

eine Y. pseudotuberculosis-Infektion als Todesursache (SCHRÖDER 1990).

Rinder

Yersinia-Infektionen verlaufen bei Rindern meist asymptomatisch. Als seltene

klinische Komplikationen traten Fälle von Diarrhöe, Fieber, Mastitis, mesenterialer

Lymphadenitis, Aborte oder Endokarditis auf (MOLLARET et al. 1979; BEHRA et al.

1984; NATTERMANN et al. 1986). Bei Y. enterocolitica scheint dafür das SV O:9

BV 2 oder 3, bei Y. pseudotuberculosis das SV III vorherrschend zu sein. Es gibt

teilweise mittel- und hochempfängliche Tiere, bei denen über längere Zeiträume

Yersinien isoliert werden konnten (GARIN-BASTUJI et al. 1999). Diese Tiere dürften

auch für die subklinische Durchseuchung eines Bestandes verantwortlich gemacht

werden können (NEUBAUER et al. 2001 a). Die Anzahl der mit Y. enterocolitica

SV O:9 infizierten Bestände nimmt in Frankreich ständig zu (GOURDON et al. 1999).

1999 wurden aufgrund der Routineuntersuchungen auf Brucellose 1123 deutsche

Milchrinder differentialdiagnostiosch auf Anti-Y. enterocolitica-Ak untersucht.

Seropositiv waren 25,3 %, davon 11 % gegen SV O:9 und 1,5 % gegen SV O:3. Alle

288 untersuchten Kälber waren seronegativ (HARTUNG 2000). Deutlich höher lag

die Prävalenz einer Studie in Bayern, bei der 65,7 % der 600 untersuchten Rinder

Anti-Yop/V-Antigen-Ak, also Antikörper gegen pathogene Yersinia spp., zeigten

(BARTLING et al. 2004 a).

Schafe und Ziegen

Y. enterocolitica wird gelegentlich bei kleinen Wiederkäuern nachgewiesen. In

Deutschland lag die Prävalenz von 515 Schafen bei knapp 1 %, die von 52 Ziegen

bei 3,9 % (HARTUNG 2000). In Niedersachsen lag die Prävalenz mit 3 % der 575

untersuchten Ziegenkotproben ähnlich hoch. Bei allen Isolaten handelte es sich um

apathogene Y. enterocolitica BV 1A-Stämme (ARNOLD et al. 2006). Der sog.

„Hasentyp“ (Bio/Serovar 5/O:2a,2b,3b,c) wurde aus dem Rektuminhalt von 3,1 % der

untersuchten, gesunden Schlachtschafe in Südengland isoliert (LUDES u. WEISS

1984). Ansonsten wird der Typ bei Haustieren selten beschrieben. Es sind

11

sporadische Infektionen. Von 1000 untersuchten Schafkörpern wurde er lediglich bei

einem Schaflamm mit hochgradigem Darmkatarrh, welches aus einem mit

Durchfällen geplagten schleswig-holsteinischen Schafstall stammte, nachgewiesen

(WUTHE u. ALEKSIC 1997). Mit einer Mortalität von knapp 20 % erkrankten

vornehmend Ziegenlämmer an katarrhalischen Enteritiden bei der Winteraufstallung

1972 in Norwegen (KROGSTAD et al. 1972; KROGSTAD 1975). Als Infektionsweg

wird die Aufnahme kontaminierten Futters angesehen. Infestationen mit

Endoparasiten (Helminthen, Kokzidien) sind begünstigende Faktoren (SLEE u.

BUTTON 1990 b; WUTHE u. ALEKSIC 1997). Diese in Europa hauptsächlich bei

kleinen Wiederkäuern vorkommende Yersinia dürfte mit infizierten Schafen auch in

alle Schafzuchtländer wie Australien und Neuseeland exportiert worden sein

(NEUBAUER et al. 2001 a). CORBEL (1990) beschrieb Infektionen tragender Schafe

mit Bio/Serovar 1A/O:6,30, welche bei Laboruntersuchungen keine

Pathogenitätsmarker aufwiesen. Dennoch wurden bei den Mutterschafen

Plazentitiden hervorgerufen, welchen Totgeburten oder Geburten lebensschwacher

Lämmer mit generalisierter Infektion nachfolgten. In einer chinesischen Studie wurde

nach der Infektion von Schafen mit Y. enterocolitica BV 3 und fraglichem Serovar

eine Mortalität von 34 % festgestellt. Betroffene Tiere entwickelten hohes Fieber,

Husten, Tachypnoe und Pusteln auf der Haut. Läsionen wurden in Lunge, Leber und

Darm gefunden (BIN-KUN et al. 1994).

Aus dem aus Zoos stammenden Sektionsmaterial wurde Y. pseudotuberculosis bei

einem Markhor (Capra falconeri) (STOLL 1965), einem Steinbock (Capra ibex), einer

Zwergziege (Capra aegagrus f. hircus) (JENTZSCH et al. 1969), einem

Mähnenspringer (Ammotragus lervia) und jeweils einem Mufflon (Ovis gmelini

musimon) (SCHRÖDER 1990; PARSONS 1991) nachgewiesen. Am Serotyp IA starb

in Amerika ein einjähriges Schaf (HUBBERT 1972).

In Niedersachsen zeigten 66 % der 681 untersuchten Ziegen sowie 56,1 % der 139

untersuchten Schafe Anti-Yop/V-Antigen-Ak. Nur bei zwei von 28 Betrieben waren

alle Ziegen seronegativ. In kleineren Beständen waren die Prävalenzen relativ

niedrig, stiegen aber mit zunehmenden Herdengrößen rasch an. Als Hauptursache

12

wird hierfür die fäkal-orale Übertragung innerhalb der Gruppe angenommen

(NIKOLAOU 2003; NIKOLAOU et al. 2005).

Die durch Y. pseudotuberculosis SV IA hervorgerufene Erkrankung in Kanada

wildlebender Moschusochsen (Ovibos moschatus) verlief innerhalb weniger Tage bei

über 100 Exemplaren letal und stellt somit den bedeutendsten Fall aller bisher

beschriebenen Yersiniosen wildlebender Huftiere dar (BLAKE et al. 1991).

„Antilopen“

Zu einem Teil der exotischeren, in Zoos gehaltenen Boviden liegen ebenfalls

Fallberichte vor. Yersinia-Infektionen wurden z. B. beim Kirk-Dikdik (Madoqua kirki)

und beim Bleßbock (Damaliscus pygargus) (BASKIN et al. 1977), bei der Saiga

(Saiga tatarica) (HERCEG et al. 1979), bei der Säbelantilope (Oryx dammah)

(PARSONS 1991), bei der Nilgauantilope (Boselaphus tragocamelus), beim Impala

(Aepyceros melampus) sowie bei Tieren der Unterfamilien Hippotraginae

(Pferdeböcke), Reduncinae (Riedböcke) und Antilopinae (Gazellenartige) (ZWART et

al. 1988) nachgewiesen.

Ein Einzelfall und zwei Herdenerkrankungen wurden bei der Hirschziegenantilope

(Antilope cervicapra) beschrieben (KIUPEL 1988; SCHRÖDER 1990; PLESKER et

al. 1990).

2.1.4.2 Paarhufer (Artiodactyla) - Familie: Hirsche (Cervidae)

Einige Hirscharten gelten als für Pseudotuberkulose empfänglich, so z. B. das

einheimische Reh (Capreolus capreolus), besonders aus geschlossener Haltung

(WEIDENMÜLLER 1968; SCHOON et al. 1983; ALEKSIC u. BOCKEMÜHL 1996).

Aus Australien und Neuseeland liegen viele Berichte fataler Pseudotuberkulosen von

als Farmwild gehaltenen Cerviden, insbesondere Axishirschen (Axis axis) und

Rothirschen (Cervus elaphus) vor. Als Hauptfaktor wird hier der Überbesatz genannt.

Bis zu 64 % der gestorbenen Tiere waren Kälber unter einem Jahr (HENDERSON

1983; JERRETT et al. 1990). In Japan ist u. a. 3,7 % des Sikawilds (Cervus nippon)

Träger von Y. pseudotuberculosis (FUKUSHIMA u. GOMYODA 1991).

13

Fallberichte von Pseudotuberkulosen in Zoos gibt es z. B. zum Davidshirsch

(Elaphurus davidianus) (STOLL 1965), zum Virginiahirsch (Odocoileus virginianus

virginianus) (JENTZSCH et al. 1969), zum Wasserreh (Hydropotes inermis)

(STEGER u. LACKERMEIER 1985) und zum Ren (Rangifer tarandus) (KIUPEL

1988).

2.1.4.3 Paarhufer (Artiodactyla) - Familie: Kamele (Camelidae)

Großkamele werden teils in Zusammenhang mit der Pest genannt, jedoch kaum in

Bezug auf Yersiniosen. Bei der Sektion eines Dromedars (Camelus dromedarius)

wurde eine Yersiniose festgestellt (KIUPEL 1988). Im Zoo 11 wurde zum Zeitpunkt

der Probennahme ein durch Y. pseudotuberculosis erkranktes Dromedar antibiotisch

therapiert (pers. Mtlg. von M. Tanner, Magdeburg, 15.03.2005).

2.1.4.4 Paarhufer (Artiodactyla) - Familie: Echte Schweine (Suidae)

Hausschweine (Sus scrofa f. domestica) gelten allgemein als asymptomatische

Träger und als Reservoirwirte für Yersiniosen des Menschen. Klinisch treten

Infektionen vor allem bei Jungtieren auf (NEUBAUER et al. 2001 a). Neben

katarrhalischen Enteritiden, Serositiden und Arthritiden beherrschten überwiegend

Pneumonien das Bild einer Ferkel-Bestandsinfektion mit Y. enterocolitica Bio/Serovar

4/O:3 (NATTERMANN et al. 1985). Dies führte zu Minderleistung, Mißbildungen und

Jungtierverlusten (NATTERMANN et al. 1986).

Die Prävalenzen von Y. enterocolitica und Y. pseudotuberculosis in den Tonsillen

gesunder deutscher Schlachtschweine wurden mit 9,4 % und 5,8 % (WEBER u.

KNAPP 1981 b) und im Kot mit 2,7 % bzw. 0,6 % (WEBER u. KNAPP 1981 a)

ermittelt. Im europäischen Ausland wie Schweden (HURVELL et al. 1979),

Dänemark (CHRISTENSEN 1980), Belgien und Frankreich liegen die Ergebnisse

ähnlich hoch. Während Y. pseudotuberculosis aus den Tonsillen finnischer Sauen

nicht nachgewiesen werden konnte, lag die Prävalenz in denen finnischer

Schlachtschweine bei 4 % (NISKANEN et al. 2002).

14

Da Schweine trotz hoher Nachweisraten aus Tonsillen, Zungen und

Rachenabstrichen selten erkranken, wurde Y. enterocolitica als normaler Bestandteil

der suinen Mundhöhlenflora diskutiert (WAUTERS u. JANSSENS 1976). Bei allen

feingeweblichen Untersuchungen Yersinia-positiver Tonsillen klinisch gesunder

Schweine lag eine Tonsillitis mit Mikroabszessen vor (SHIOZAWA et al. 1991).

Durch die übliche Gruppen- bis hin zur Massentierhaltung breitet sich der Erreger

rasch horizontal über einen Bestand aus, sobald sich ein ausscheidendes Individuum

darin befindet. Die Hauptinfektionsursache ist jedoch im natürlichen Verhalten der

Schweine zu sehen. Das Durchwühlen des Bodens mit ihren Rüsseln erleichtert die

orale Aufnahme der darin befindlichen Erreger. Daß die Haltungsart eine Rolle spielt,

bestätigen hohe Yersinia-Prävalenzen von 6,7 % bis 49,4 % in den Tonsillen der

Schweine aus Weidehaltung (CHRISTENSEN 1980).

In Bayern wurden bei 96,3 % der 1002 Fleischsaftproben von Schlachtschweinen

Anti-Yop-Ak nachgewiesen (HENSEL et al. 2004). In der Bundesrepublik konnte die

Prävalenz von Y. enterocolitica bei 7220 Schweinen mit 2,9 % ermittelt werden. In

Sachsen-Anhalt waren 20,3 % von 1506 Wildscheinen (Sus scrofa) seropositiv für

Y. enterocolitica, was aber aufgrund diagnostischer Unsicherheiten (DD: Brucella

spp.) mit Vorbehalt zu betrachten ist (HARTUNG 2000). In 37 % der untersuchten

japanischen Wildschweine wurden Yersinien gefunden, darunter Y. frederiksenii,

Y. aldovae und für Menschen apathogene Y. enterocolitica. Bei fünf Tieren unter

zwei Jahren (4 % aller Tiere), konnte Y. pseudotuberculosis Serotyp IVb inkl.

Virulenzplasmid nachgewiesen werden (HAYASHIDANI et al. 2002).

Als Fallbericht aus einem Zoo kann der Nachweis einer Pseudotuberkulose bei

einem Warzenschwein (Phacochoerus africanus) genannt werden (STOLL 1965).

2.1.4.5 Unpaarhufer (Perissodactyla)

Zu Unpaarhufern liegen wenige Berichte über Yersinia-Infektionen vor. Sie

beschränken sich auf Einzelbeobachtungen bei Pferden (Equus caballus). MAIR und

ZIFFO (1974) beschrieben einen akut tödlichen Verlauf einer Y. pseudotuberculosis-

Infektion bei einem Fohlen. Bei drei von neun abortierten Pferdefohlen konnten

15

NATTERMANN et al. (1986) Y. enterocolitica nachweisen. Die Y. enterocolitica-

Prävalenz bei Pferden in Deutschland lag 1999 unter 0,9 % (HARTUNG 2000).

2.1.4.6 Raubtiere (Carnivora)

Die Yersinia-Prävalenzen in Faeces von Hauskatzen und -hunden liegen meist

relativ niedrig. So lag die Y. enterocolitica-Prävalenz in Deutschland Anfang der 80er

Jahre bei 0,8 % (WEBER u. LEMBKE 1981 a), 1999 noch niedriger (HARTUNG

2000). In Japan liegen die Prävalenzen teilweise deutlich höher, z. B. beim Hund mit

19,8 % Y. enterocolitica und 6,3 % Y. pseudotuberculosis (FUKUSHIMA et al. 1984).

Epidemiologisch spielt der Kot von Kleintieren v. a. in Japan als Überträger von

Yersinia spp. auf den Menschen eine wichtige Rolle (MAIR 1973; FUKUSHIMA et al.

1984; 1989).

In Nordamerika sind einige Katzen Y. pestis-infiziert, so daß 23 humane Fälle in den

westlichen USA auf eine Infektion durch Kratzer, Bisse und anderem Kontakt zu

Katzen zurückgeführt wurden (GAGE et al. 2000).

Für klinische Yersiniosen scheinen die Feliden unter den Carnivoren am

empfänglichsten zu sein. Aus 841 sezierten Carnivoren isolierte SCHRÖDER (1990)

dreimal Y. pseudotuberculosis (0,36 %), alle bei Kleinkatzen (Felis sylvestris).

Mehrfach beschrieben sind Infektionen beim Geparden (Acinonyx jubatus) (HERCEG

et al. 1979; SCHOON et al. 1983) und beim Jaguarundi (Puma yaguarondi)

(DOLLINGER 1974; ZWART et al. 1989). SCHÜPPEL et al. (1984) zählen weiterhin

Fälle bei Löwe (Panthera leo), Tiger (P. tigris), Puma (Puma concolor), Irbis (Uncia

uncia), Karakal (Caracal caracal) und Ozelot (Leopardus pardalis) auf.

Als Infektionsquelle der Raubtiere wird die orale Aufnahme infizierter Beutetiere

(FUKUSHIMA u. GOMYODA 1991) oder bei Haushunden die Aufnahme

kontaminierten, nicht durcherhitzten (Schweine-)Fleisches angenommen

(CHRISTENSEN 1987; FREDRIKSSON-AHOMAA et al. 2001 b).

16

2.1.4.7 Hasentiere (Lagomorpha)

Die Pseudotuberkulose gilt als eine der wichtigsten Krankheiten freilebender

Feldhasenpopulationen (Lepus europaeus) Deutschlands. Einem Überbesatz wirkt

sie durch schnelle Erregerverbreitung und streßbedingte Immunsuppression der

Tiere regulierend entgegen. Zunehmend setzt sie den Tieren bei naßkalter Witterung

zu, da diese keine Baue graben, sondern sich nur in die Sasse drücken (WEBER u.

WEIDT 1986; ZWART 1993). Die ihr zuzuschreibenden Todesfälle sind regionalen,

jahreszeitlichen, witterungs- sowie Populationsdichte bedingten Schwankungen

unterlegen und liegen zwischen etwa 13 % und 34,5 % (SCHELLNER 1982; WUTHE

u. ALEKSIC 1995). Die Nachweisrate von Y. pseudotuberculosis aus dem

Rektuminhalt gesunder, erlegter Feldhasen liegt bei 1,2 % (WEBER u. WEIDT 1986).

Auch pathogene Serovarietäten von Y. enterocolitica, insbesondere Bio/Serovar

5/O:2a,2b,3b,3c werden bei Feldhasen nachgewiesen. Dieser sog. „Hasentyp“ wurde

zuerst 1953 in Großbritannien, dann gehäuft in Frankreich und auch Belgien isoliert,

sowie 1995 einmal in Schleswig-Holstein. Das pathologische Bild kann mit dem von

Y. pseudotuberculosis verwechselt werden (WUTHE u. ALEKSIC 1997). Weiterhin

konnten die Bio/Serovare 2/O:5,27, 3/O:5,27 sowie 3/O:3 bei Hasen nachgewiesen

werden (WUTHE u. ALEKSIC 1995).

Feldhasen in Nordrhein-Westfalen zeigen eine Prävalenz von Anti-Yop-Ak gegen

pathogene Yersinien von 89,6 %. Eine Infektkette vom Schwein über ausgebrachte

Gülle und der Aufnahme kontaminierter Pflanzen bzw. kontaminierten Wassers wird

hier diskutiert (BARTLING et al. 2004 b).

Auch bei amerikanischen Hasentieren wurde Y. pseudotuberculosis nachgewiesen,

z. B. beim Schneeschuhhasen (Lepus americanus), Eselhasen (Lepus californicus)

und Florida-Wildkaninchen (Sylvilagus floridanus) (HUBBERT 1972).

Berichte zum Wildkaninchen (Oryctolagus cuniculus) und den domestizierten Formen

gibt es im Vergleich zu den Feldhasen wenige (MAIR 1973). Besonders dichte

Gruppenhaltung hingegen unterstützte die Erkrankung von Hauskaninchen an

Pseudotuberkulose mit einer Prävalenz von 5,1 % (WEIDENMÜLLER 1968).

17

2.1.4.8 Nagetiere (Rodentia)

Bei Nagetieren tritt die Pseudotuberkulose besonders häufig klinisch in Erscheinung,

wodurch auch der Name „Rodentiose“ entstand. Insbesondere Meerschweinchen

(Cavia aperea porcellus) (HERCEG et al. 1979) und Große Maras (Dolichotis

patagonum) (STOLL 1965; SCHOON et al. 1983; HAGENBECK 1986; PARSONS

1991; HOLZ 1994) sind davon betroffen. ZWART et al. (1989) wiesen

Y. pseudotuberculosis bei 18 von 43 Marasektionen nach. Als bedeutender Faktor

für die hohe Mortalität unter Maras wird Streß durch hohe Bestandsdichten erörtert.

Pseudotuberkulosen sind ebenfalls bei vielen weiteren südamerikanischen

Nagerarten beschrieben, so bei Nutria (Myocastor coypus) (MAIR 1973), Paka

(Cuniculus paka) (MÜNCHAU 1986), Viscacha (Lagostomus maximus) (RÜBEL et al.

1989) und Capybara (Hydrochoerus hydrochaeris) (ISENBÜGEL u. HAUSER 1990),

bei Wieselmeerschweinchen (Galea musteloides), Goldagouti (Dasyprocta aguti),

Greifstachler (Coendou spp.) und Jamaika-Ferkelratte (Geocapromys brownii)

(ZWART et al. 1989; PARSONS 1991).

Bei den zur Pelzgewinnung gehaltenen Chinchillas (Chinchilla spp.) wurden in

Europa (Schweden, Dänemark, Deutschland, Niederlande, Belgien Frankreich,

Schweiz) und in Amerika (Kanada, USA, Mexiko) Infektionen durch Y. enterocolitica

Bio/Serovar 3/O:1,2a,3 nachgewiesen. Der Erreger scheint sich über Jahre

subklinisch in den Zuchten zu halten und wird immer wieder für Ausbrüche

verantwortlich gemacht. Häufige Todesfälle und Granulome in Leber, Milz, Lunge

und der intestinalen Mukosa gleichen dem klinischen Bild der Pseudotuberkulose

(HUBBERT 1972; WUTHE u. ALEKSIC 1992; NEUBAUER et al. 2001 a).

Auch zu Nagetieren anderer Kontinente gibt es Berichte, wenn auch in geringerer

Zahl. HUBBERT (1972) wies tödliche Y. pseudotuberculosis-Infektionen bei

wildlebenden Kanadischen Bibern (Castor canadensis) und einem Weißschwanz-

Antilopenziesel (Ammospermophilus leucurus) nach, SCHRÖDER (1990) bei einem

Ziesel (Citellus citellus). Im Zoo Zagreb fanden HERCEG et al. (1979)

Y. pseudotuberculosis bei Stachelschweinen (Hystrix spp.) und Y. enterocolitica bei

Eichhörnchen (Sciurus spp.).

18

In verschiedenen Zoologischen Gärten wurde nach Pseudotuberkulose-Ausbrüchen

unter den gehaltenen Tieren versucht, Yersinien aus gefangenen Schadnagern

nachzuweisen. FROLKA (1980) gelang es nicht, nach einer Enzootie bei 34 im

Dezember 1979 im Affenhaus gefangenen Mäusen Y. pseudotuberculosis

nachzuweisen, RÜBEL (1986) nicht bei etwa 500 Kleinnagern aus dem Zoo Zürich.

Andererseits waren drei von 83 Mäusen (Mus musculus), die 5-6 Monate nach

Ausbruch einer Epidemie in einer Totenkopfäffchen-Kolonie (Saimiri sciureus)

gefangen wurden (BUHLES et al. 1981), sowie sechs von 14 Mäusen, die im Zoo

Bristol nach einem Ausbruch in der Nähe des Vogelhauses gefangen wurden (MAIR

1973), Träger von Y. pseudotuberculosis. Nach einem fatalen Ausbruch von

Y. enterocolitica SV O:8 im Primatenbestand eines japanischen Zoos betrug die

Prävalenz bei 33 gefangenen Hausratten (Rattus rattus) 15,2 %, bei 65 getesteten,

klinisch gesunden Primaten jedoch 32,3 % (IWATA et al. 2005). Bei einer

Langzeitstudie auf einem britischen gemischten Bauernhof zeigten die Kotproben

von Hausmäusen (Mus musculus domesticus) eine Yersinia-Prävalenz von 3,2 %,

die Umweltabstriche hingegen eine von 15,8 %. Bis auf ein Y. pseudotuberculosis-

Isolat waren alle anderen apathogen (POCOCK et al. 2001).

Bei wildlebenden Nagern und anderen Kleinsäugern Skandinaviens beträgt die

Prävalenz von Y. enterocolitica bis zu 10 % (KAPPERUD 1975; 1977). In Südbayern

lag die Y. pseudotuberculosis-Prävalenz bei 25,4 % der 126 sezierten Wühl- und

Langschwanzmäuse (WEIDENMÜLLER 1968). Weiterhin wurden in Frankreich aus

1893 gefangenen, klinisch gesunden Exemplaren der Feldmaus (Microtus arvalis)

und der Kleinen Waldmaus (Apodemus sylvaticus) 163 Y. enterocolitica-Stämme

isoliert (SERVAN et al. 1979).

Unter Laborbedingungen wurden Mäuse mit verschiedenen Dosierungen der

humanpathogenen Serotypen Y. enterocolitica O:3, O:9 und O:8 infiziert. Alle

Serotypen riefen Todesfälle hervor. Serotyp O:8 zeigte Mortalitätraten bis zu 80 %.

Noch nach Tagen konnten aus den Faeces eines Teils der überlebenden Tiere die

geimpften Stämme nachgewiesen werden, O:9 sogar bis zum Untersuchungsende

135 Tage post infectionem (RICCIARDI et al. 1978).

19

2.1.4.9 Herrentiere (Primata)

Aus nahezu allen Gattungen der Primaten liegen Berichte über tödliche Yersiniosen

vor. Als Erreger wurde überwiegend Y. pseudotuberculosis, aber im Vergleich zu

anderen Tiergruppen auch relativ häufig Y. enterocolitica nachgewiesen (BAGGS et

al. 1976; POELMA et al. 1977; BRESNAHAN et al. 1984; SASAKI et al. 1989;

SCHRÖDER 1990; IWATA et al. 2005; FREDRIKSSON-AHOMAA et al. 2007). Beide

Erreger rufen bei Primaten ähnliche, typische pathologische Bilder mit

Abzedierungen in Leber und Milz, teilweise auch in den Nieren und in der Lunge,

sowie Ulzerationen und Nekrosen verschiedener Darmabschnitte mit

Darmlymphknotenschwellungen hervor.

Oft sind nicht nur Einzeltiere betroffen, sondern mehrere Exemplare einer

Sozialgruppe. Bei Y. pseudotuberculosis-Infektionen von Javaneraffen (Macaca

fascicularis) bzw. Totenkopfaffen (Saimiri sciureus) traten neben dem Tod mehrerer

Gruppenmitglieder auch temporär gehäufte Aborte der Weibchen auf (ROSENBERG

et al. 1980; BUHLES et al. 1981).

Äußerst empfänglich scheinen Meerkatzen (Cercopithecus spp.) (APPLEBY 1962;

BRACK 1967; FROLKA 1980; SCHOON et al. 1983; SCHRÖDER 1990; BRACK u.

GATESMAN 1991; PLESKER u. CLAROS 1992; RIEDMILLER 1997) sowie

Krallenaffen (Callitrichidae) (POELMA et al. 1977; TAFFS u. DUNN 1983; ZWART et

al. 1989; PARSONS 1991; ZENKER 1996; RIEDMILLER 1997; BIELLI et al. 1999;

WESCHE et al. 2002; ALLCHURCH 2003; BAKKER et al. 2007; FREDRIKSSON-

AHOMAA et al. 2007) und Totenkopfaffen (Saimiri spp.) zu sein (BUHLES et al.

1981; PARSONS 1991; BRACK u. GATESMAN 1991; PLESKER u. CLAROS 1992;

IWATA et al. 2005; MEZÖSI et al. 2006). Weiterhin liegen mehrere Berichte zu

Makaken (Macaca spp.) (BRONSON et al. 1972; ROSENBERG et al. 1980;

KAGEYAMA et al. 2002), zu Nachtaffen (Aotus spp.) (BAGGS et al. 1976; ZWART et

al. 1989; RIEDMILLER 1997) sowie zu verschiedenen Halbaffen (Prosimiae) vor

(MAIR et al. 1970; POELMA et al. 1977; CHANG et al. 1980; BRESNAHAN et al.

1984; PARSONS 1991; RIEDMILLER 1997).

Menschenaffen hingegen erkranken scheinbar selten ernsthaft an Yersiniosen. Es

liegt ein fataler Einzelfall bei einem Gibbon vor (MÜNCHAU 1986).

20

2.1.4.10 Beuteltiere (Marsupialia) - Familie: Kängurus (Macropodidae)

Klinische Erkrankungen traten bei Kängurus bisher relativ selten in Erscheinung.

SCHRÖDER (1990) beschrieb nach der Sektion von 173 Beuteltieren nur einen Fall

von Pseudotuberkulose bei einem Roten Riesenkänguru (Macropus rufus),

MORTELMANS et al. (1977) einen Fall bei einem Flinkwallaby (M. agilis). In Illinois,

USA, war Y. pseudotuberculosis Serotyp IB im Jahr 1958 die Todesursache von

sechs Westlichen Grauen Riesenkängurus (M. fuliginosus melanops) (HUBBERT

1972). Aus einer Gruppe von über 350 Bennettkängurus (M. rufogriseus) im

Whipsnade Park verstarben 1981 drei an Pseudotuberkulose. Über den gesamten

Beobachtungszeitraum ergab dies jedoch nur eine jährliche Inzidenz von 0,1 % und

damit die niedrigste aller 31 angeführten Tierarten (PARSONS 1991).

2.1.4.11 Andere Säugetiere (Mammalia)

Yersiniosen sind auch bei weiteren Säugern, die nicht den oben beschriebenen Taxa

angehören, bekannt. So starb z. B. ein Großer Ameisenbär (Myrmecophaga

tridactyla) in Washington an einer Pseudotuberkulose (BASKIN et al. 1977).

Auch die aus Afrika stammenden Schliefer (Hyracoidea) scheinen sehr empfänglich

für Y. pseudotuberculosis-Infektionen zu sein. So sind gehäufte fatale Fälle bei

Klippschliefern (Procavia capensis) bekannt (RÜBEL 1986; PARSONS 1991),

während SCHOON et al. (1983) elf Fälle nicht näher spezifizierter Arten aufführen.

Als Sektionsbefund eines Rodriguez-Flughundes (Pteropus rodricensis) fand TAGG

(1987) zuerst eine Y. pseudotuberculosis-Infektion. ALLCHURCH (2003) berichtet

von regelmäßigen letalen Infektionen bei dieser bedrohten Art im Jersey Zoo, wo

deren Erhaltungszuchtprogramm 1976 gestartet wurde. Zwischen 1987 und 2000

wurde Y. pseudotuberculosis bei 28 Sektionen isoliert. Die Todesfälle traten in einem

2-3-Jahres-Rhythmus auf. Allein im ersten Jahr starben zwölf Tiere.

21

2.1.4.12 Gänsevögel (Anseriformes)

Lediglich 0,12 % von 2456 bzw. 0,18 % von 1137 obduzierten Gänsevögeln ergaben

als Todesursache eine Y. pseudotuberculosis-Infektion. Im ersten Fall entsprach dies

der niedrigsten Rate aller untersuchten Vogelordnungen (BORST et al. 1977;

SCHRÖDER 1990).

Im Zoo Hannover konnten aus Kotproben frei fliegender Stockenten (Anas

platyrhynchos) keine Yersinien isoliert werden (FLÜGGER 1991; PFEIFFER 1991).

Eine breite Untersuchung von ziehendem Wassergeflügel führten KAWAOKA et al.

(1984) durch. In zehn von 296 Reiherenten (Aythya fuligula), in acht von 223

Pfeifschwänen (Cygnus columbianus), aber in keiner von 121 Spießenten (Anas

acuta) wiesen sie Yersinien nach. FUKUSHIMA und GOMYODA (1991) fanden zwei

Y. pseudotuberculosis- und viele andere Yersinia-Stämme in diversen Enten der

japanischen Shimane-Halbinsel. In Schweden wurde bei zehn ziehenden

Nonnengänsen (Branta leucopsis) das humanpathogene Y. enterocolitica

Bio/Serovar 3/O:3 isoliert (NISKANEN et al. 2003).

2.1.4.13 Papageienvögel (Psittaciformes)

Berichte von klinischen Yersiniosen bei Papageienvögeln sind vergleichsweise

selten. Bei umfangreichen Sektionen von 4457 bzw. 752 Psittaciformen wurden bei

0,9 % Yersinien als Todesursache beschrieben bzw. nicht nachgewiesen (BORST et

al. 1977; SCHRÖDER 1990). Bei letzteren liegt der Prozentsatz deutlich unter denen

anderer Vogelordnungen, die ebenfalls aus tropischen und subtropischen Regionen

stammen (siehe Kap. 2.1.4.14). Die meisten Fälle wurden bei den am häufigsten

gehaltenen Wellensittichen (Melopsittacus undulatus) beschrieben (DORRESTEIN et

al. 1977; HARCOURT-BROWN 1978; GILES u. CARTER 1980; CARPENTER u.

GENTZ 1997). Andere Papageien- und Sitticharten werden vereinzelt innerhalb

größerer Untersuchungen genannt (OBWOLO u. WATERMAN 1983; WEBER 1988;

PARSONS 1991).

22

2.1.4.14 Laufvögel (Struthioniformes)

Berichte über Yersinia-Infektionen bei Laufvögeln gibt es wenige. Während von

Straußen und Nandus keine klinischen Fälle bekannt sind, beschreibt MÜNCHAU

(1986) den Nachweis von Y. enterocolitica aus abgestorbenen Emu-Embryonen.

2.1.4.15 Andere Vögel (Aves)

Meist nehmen Yersiniosen bei Vögeln einen (per-)akuten Verlauf und enden letal.

Diarrhöe und Lähmung prägen das klinische Bild, katarrhalische und noduläre

Läsionen das pathologische.

Innerhalb umfangreicher Untersuchungen werden von vielen Arten nur Einzelfälle

berichtet, in denen sie infolge einer Yersiniose starben bzw. als Ausscheider dieser

Bakterien genannt werden. Den besten Gesamtüberblick über die Anfälligkeit

einzelner Ordnungen geben die Sektionsergebnisse von 18315 Vögeln (BORST et

al. 1977). Besonders die in Zoos und Privathand gehaltenen tropischen und

subtropischen Volierenvögel zeigen hohe Todesraten durch Yersinien, so die Familie

der Tukane incl. Arassaris (Ramphastidae) innerhalb der Spechtvögel (Piciformes)

mit 16,3 %, die Kuckucksvögel (Cuculiformes), insbesondere die Familie der Turakos

(Musophagidae) mit 7,3 %, die Mausvögel (Coliiformes) mit 6,7 %, die Rabenvögel

(Coraciiformes) mit 4,8 %, die große Ordnung der Finkenvögel (Passeriformes) mit

2,1 % sowie die Taubenvögel (Columbiformes) mit 1,4 %. Die Anfälligkeit einiger

dieser Gruppen, insbesondere der Tukane und der Turakos, wird durch die

Ergebnisse weiterer Autoren unterstrichen (APPLEBY 1962; ROSSI et al. 1965;

STOLL 1965; HUBBERT 1972; GUTKNECHT 1972; OBWOLO 1976; DORRESTEIN

et al. 1977; OBWOLO u. WATERMAN 1983; WEBER 1988; PARSONS 1991).

RÜBEL (1986) nahm nach dem fehlenden Nachweis von Y. pseudotuberculosis aus

500 Kleinnagern an, das der Erreger aus dem Norden in die mitteleuropäischen

Gebiete getragen wird und dort für Ausbrüche sorgt. Auch einige Untersuchungen

bei Wildvögeln ergaben keinen Yersinia-Nachweis (KINJO et al. 1983; FLÜGGER

1991). Andere ergaben geringe Yersinia-Prävalenzen bei Wildvögeln, teilweise mit

höheren bei Rabenvögeln (Corvidae) und Möwen (KAPPERUD u. OLSVIK 1982;

KAPPERUD u. ROSEF 1983; PFEIFFER 1991). Ziehende Wildvögel Schwedens

23

trugen zu 12,8 % Yersinien (NISKANEN et al. 2003). In Endemiegebieten können

aber auch 32,8 % (0,8%) der Vögel Yersinia spp. (Y. pseudotuberculosis)

ausscheiden (FUKUSHIMA u. GOMYODA 1991).

2.1.4.16 Reptilien (Reptilia)

Yersiniosen stellen bei Reptilien äußerst selten die Todesursache dar. Bei 5000

postmortalen Untersuchungen fand SCHRÖDER (1990) keine einzige Infektion. Je

einen Nachweis von Y. pseudotuberculosis bei einer Wasseragame (Physignatus

cocincinus) erbrachten STOLL (1965) und MORTELMANS et al. (1977).

GÖBEL und SCHILDGER (1990) isolierten Y. enterocolitica aus zwei Schlangen

(Serpentes) bei den Sektionen von 146 Reptilien. KWAGA und IVERSEN (1993)

konnten Y. enterocolitica Bio/Serovar 2/O:5,27 aus dem Darminhalt einer

Gewöhnlichen Strumpfbandnatter (Thamnophis sirtalis) isolieren und das

Virulenzplasmid nachweisen.

24

2.1.5 Nachweis von Yersinia spp.

In der Sektion liefert das pathomorphologische Bild schon den ersten Hinweis auf

eine vorliegende Yersiniose. Zur Bestätigung muß allerdings immer ein

Erregernachweis erbracht werden (BRONSON et al. 1972).

2.1.5.1 Kultivierung

Bei stark kontaminierten Untersuchungsmaterialien von Tieren, Lebensmitteln oder

Umweltproben (Wasser, Boden) sind zur Unterdrückung der Begleitflora in der Regel

spezifische Anreicherungsverfahren notwendig. Bewährt haben sich eine

Kälteanreicherung bei 4 °C in 0,15 M phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS,

pH 7,4) (WEBER u. LEMBKE 1981 b) sowie eine zweitägige Inkubation bei 22 °C in

modifizierter Rappaport-Bouillon (Zusatz von 2,4 mg Carbenicillin pro Liter)

(WAUTERS 1973) oder eine Irgasan-Ticarcillin-Kaliumchlorat (ITC)-Bouillon mit

Bebrütung bei 24 °C über 2-3 Tage (WAUTERS et al. 1988). Zur Differenzierung

kann auch die Alkalitoleranz von Y. enterocolitica herangezogen werden

(SCHIEMANN 1983 b).

Subkulturen der Kälteanreicherung werden nach 7, 14 oder 21 Tagen auf selektiven

Agarplatten angelegt und entsprechend bebrütet. Neben pathogenen Yersinien

reichern sich auch apathogene an. Ebenfalls können solche Kälteanreicherungen

von Pseudomonaden überwuchert werden, die durch anaerobe Subkultivierung auf

festen Nährböden unterdrückt werden können.

Erste Selektivnährböden für Enterobakterien waren MacConkey-Agar und

Salmonella-Shigella-Agar. Auf diesen wächst Y. enterocolitica gut, aber meist

langsam, so daß es zu Überwucherungen durch Begleitkeime kommen kann.

Y. pestis und Y. pseudotuberculosis hingegen wachsen nicht auf letztem und nur

schlecht auf erstem Agar. Ihr Wachstum wird gefördert durch Blut- oder Hämin-

Zugaben, besonders in Primärkulturen.

Im Vergleich zu fünf weiteren Nährmedien war der Yersinia-Selektivagar nach

WAUTERS (1973) zur Anzucht von Y. enterocolitica aus Tonsillen gesunder

25

Schweine der selektivste (WEBER u. LEMBKE 1981 b). Hingegen eignete sich

dieser Agar nicht zur Isolierung von Y. pseudotuberculosis aus Schweinekot und

-tonsillen. Hier erwies sich Natriumdesoxycholat-Citrat-Mannit-Agar als geeigneter

(WEBER u. KNAPP 1981 a; 1981 b).

SCHIEMANN (1979) entwickelte einen Yersinia-Selektivagar (CIN-Agarmedium), der

störende Begleitflora durch die Antibiotika Cefsulodin, Irgasan und Novobiocin (CIN)

sowie Kristallviolett und Gallensalze weitestgehend hemmt. Typischerweise

verstoffwechseln Yersinien im CIN-Agar enthaltenen Mannit unter Säurebildung und

wachsen nach 24-48 h aerober Inkubation mit dunkelrotem Zentrum (Farbumschlag

des Indikators Neutralrot) und klarem Rand (sogenannte „Kuhaugenform“ oder

„Bullseye“). Koloniegröße, Randbreite und Oberflächenstruktur schwanken zwischen

den Serotypen. Ähnliche Morphologien können z. B. Aeromonas-, Citrobacter-,

Enterobacter-, Klebsiella- und Proteus-Kolonien zeigen, was den Nachweis

erschwert (DEVENISH u. SCHIEMANN 1981; HARMON et al. 1983; DE BOER u.

SELDMAN 1987). In Vergleichsuntersuchungen mit anderen festen Nährböden

konnte gezeigt werden, daß der CIN-Agar der selektivste Nährboden für Yersinia-

Arten ist (SCHIEMANN 1983 a; HEAD et al. 1982; PRIMAVESI u. LORRA-EBERTS

1983; WEBER et al. 1983). Er ist derzeit der am breitesten eingeführte

Selektivnährboden, wird kommerziell angeboten und eignet sich für alle Yersinia-

Spezies und Probenmaterialien.

Zur Bestätigung CIN-verdächtiger Kolonien können diese auch auf Eisen-III-Zucker-

Schrägagar (Kligler-Agarmedium) überimpft und bei 30 °C für 24-30 h inkubiert

werden, wobei Y. enterocolitica-verdächtige Stämme Glukose-positiv sowie Laktose-

und H2S-negativ sind und keine Gasbildung zeigen. Eine positive Urease-Reaktion

wird mittels eines Teststreifens überprüft (DEVENISH u. SCHIEMANN 1981).

Speziell für virulente Isolate wurde das Virulent-Y. enterocolitica-Agarmedium (VYE)

entwickelt, welchem zusätzlich zum Cefsulodin-Irgasan noch Josamycin,

Oleandomycin sowie Äskulin zugesetzt werden. Die Inkubation erfolgt für 24-48 h

aerob bei 32 °C. Aufgrund unterschiedlicher Äskulinhydrolyse kann zwischen

pathogenen (rote Kolonien) und apathogenen Isolaten (dunkle Kolonien)

unterschieden werden (FUKUSHIMA 1987).

26

2.1.5.2 Biochemische Differenzierung

Manche biochemische Reaktionen sind charakteristisch für Genus, Spezies und

Biovar. Früher wurden Reihen zur Bestimmung mittels klassischer Röhrchentestung

entwickelt (BISPING u. AMTSBERG 1988), welche zur endgültigen biochemischen

Identifikation von Yersinien immer noch das Mittel der Wahl sind (ALEKSIC u.

BOCKEMÜHL 1990; NEUBAUER u. SPRAGUE 2003). Zur Differenzierung der

Yersinia-Spezies veröffentlichten ALEKSIC und BOCKEMÜHL (1990) eine Tabelle,

WAUTERS et al. (1987) zur Unterscheidung der Biovare von Y. enterocolitica.

NEUBAUER et al. (1998) verglichen vier kommerzielle Testsysteme in Hinblick auf

die Identifikation und Differenzierung der Yersinia-Spezies. API® 20 E wurde

gegenüber API® Rapid 32 IDE, MICRONAUT® E und dem PCR-basierten Yersinia

enterocolitica-Amplification-Set® als System der Wahl zur Identifizierung pathogener

Yersinien, besonders in der Routinediagnostik, herausgestellt. Das biochemische

System hat eine hohe Trefferquote, ist relativ einfach anwendbar und hat das beste

Preis-Leistungsverhältnis.

Da oben genannte Systeme eine ungenügende Anzahl an Reaktionen haben, die zur

Unterscheidung von Yersinia-Spezies bzw. der Biovare von Y. enterocolitica nötig

sind, entwickelten NEUBAUER et al. (2000 e) das semiautomatisierte Yersinia-

Identification-Set MICRONAUT®-BW-Y. Die Platten mit lyophilisierten Substraten

sind bei Raumtemperatur über mindestens zwei Jahre haltbar. Während unter

Feldbedingungen Y. pestis-Isolate leicht mit dem Auge identifiziert werden können,

ermöglicht das System mittels eines speziellen Scanners und einer Software eine

Idenfikation der Yersinien-Biovare mit einer Gesamtsensitivität von 98 % im Labor.

27

Tab. 3 Biochemische Differenzierung der Yersinia-Spezies (nach ALEKSIC u. BOCKEMÜHL 1990; NEUBAUER et al. 2000 a; SPRAGUE u. NEUBAUER 2005)

Spezies M

otili

tät

bei 2

8 °C

Indo

l

Vog

es-P

rosk

auer

-R

eakt

ion

Citr

at (

Sim

mon

s)

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oxyl

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carb

oxyl

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Sac

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ose

Cel

lobi

ose

Mel

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se

Rha

mno

se

Sor

bose

Muc

at

Aut

oagg

lutin

atio

n in

V-P

-Bou

llion

Pyr

azin

amid

ase

Y. pestis - - - - - - - - - - - - NT NT

Y. pseudot. + - - - - - - - + + - - + -

Y. ent. BV 1-4 a + d d - + - + + - - d - d d Y. ent. BV 5 a + - + - d - d + - - d - + - Y. intermedia + + + + + d + + + + + d - + Y. frederiksenii + d d d + - + + - - + d - + Y. kristensenii + - - - + - - + - - + - - + Y. aleksiciae + - - - + + - + - - + - - + Y. aldovae + - + d + - - - - + + d - + Y. rohdei + - - + + - + + d - + - - + Y. mollaretii + - - - + - + + - - + + - + Y. bercovieri + - - - + - + + + - + + - + Y. ruckeri + - - - + - - - - - - - - NT

Inkubation bei 22-28 °C, 48 h +: >90 % positiv; -: <10 % positiv; d: 10-90 % positiv; NT: nicht getestet a vorgeschlagene Subspezies Y. ent. ssp. palearctica und Y. ent. ssp. enterocolitica b zur Differenzierung von Y. kristensenii und Y. aleksiciae sp. nov.

Tab. 4 Biochemische Differenzierung der Biovare von Y. enterocolitica (nach WAUTERS et al. 1987; NEUBAUER et al. 2000 a; CIEBIN et al. 2003)

Biovare Testreaktion

1A a 1B b 2 a 3 a 4 a 5 a

Lipase (Tween-Esterase) + + - - - - Äskulin + - - - - - Salicin + - - - - - Indol + + (+) - - -

Xylose + + + + - d Trehalose + + + + + -

Pyrazinamidase + - - - - - ß-Glucuronidase + - - - - -

Voges-Proskauer-Reaktion + + + + + (+) Prolinpeptidase d - - - - -

D-Arabitol + - - - - NT Inkubation bei 28 °C, 48 h (+): schwach positiv; +: >90 % positiv; -: <10 % positiv; d: 10-90 % positiv; NT: nicht getestet a vorgeschlagene Subspezies Y. ent. ssp. palearctica b vorgeschlagene Subspezies Y. ent. ssp. enterocolitica

28

2.1.5.3 Molekulare Differenzierung

Es wurden einige diagnostische PCR-Assays entwickelt, die die verschiedenen

chromosomalen Virulenzgene ail (attachment-invasion locus), inv (invasion) und yst

(Yersinia heat-stable enterotoxin) nachweisen, um eine Aussage auf die Pathogenität

des Isolates treffen zu können.

Mithilfe der auf dem Virulenzplasmid kodierten Gene wie z. B. YadA (Yersinia-

Adhäsin A), virF (Aktivator für viele Yops) oder lcrV (V-Antigen, PRICE et al. 1989)

können in der PCR weder alle Yersinien noch alle pathogenen Isolate nachgewiesen

werden, da während der Anzucht auf Nährmedien das Virulenzplasmid leicht

verloren gehen kann (NEUBAUER et al. 2000 d; 2000 c).

Zur Speziesbestimmung können vorgenannte Gene nicht herangezogen werden. Sie

sind den pathogenen Stämmen von Y. pestis, Y. pseudotuberculosis und

Y. enterocolitica gemein. Weiterhin werden die Gene nicht von allen Isolaten einer

Spezies getragen, z. B. apathogene Stämme von Y. enterocolitica. Innerhalb des

16S rRNA-Gens fanden NEUBAUER et al. (2000 c) eine Sequenz, die sowohl bei

den amerikanischen wie auch den europäischen Isolaten von Y. enterocolitica

konserviert ist, aber in keiner anderen Yersinia-Spezies. Da aber mit dem Primer Ye1

(Position 181 - 193 E. coli 16S rRNA, IUB Nomenklatur) bei einigen Serratien und

anderen Bakterien die gleichen Amplifikate erzeugt werden, ist es notwendig, das

Isolat für eine eindeutige Aussage vorher durch kommerzielle Tests der Gattung

Yersinia zuordnen zu können.

Eine variable Region des 16S rRNA-Gens an den Nukleotidpositionen 451 - 480

(E. coli 16S rRNA Numerierung, entspricht der Helix 18) ermöglicht eine

Speziesbestimmung innerhalb des Genus Yersinia durch Sequenzierung. Sie ist

auch für die beiden Subspezies von Y. enterocolitica eindeutig (NEUBAUER et al.

2000 c).

Da Y. pestis als potentielle Biowaffe betrachtet wird, ist gerade hier eine schnelle und

sichere Diagnostik wichtig. NEUBAUER et al. (2000 d) entwickelten eine

Kombination von vier PCR-Assays mit gut untersuchten chromosomalen wie

plasmidkodierten Zielgenen zur schnellen Bestimmung von Y. pestis aus Patienten

29

und Tieren inkl. Vektoren wie Flöhen. Enthalten waren Gene zur Differenzierung zu

Y. pseudotuberculosis sowie das plasmidkodierte V-Antigen, welches in den meisten

pathogenen Yersinia-Spezies als Virulenzgen nachgewiesen werden kann. CHASE

et al. (2005) beschreiben Real-time-PCR-Assays für chromosomale Gene, die auch

eine sichere Differenzierung zu Y. pseudotuberculosis erlauben.

2.1.5.4 Serologischer Antigennachweis

Die verschiedenen Serotypen werden wie bei anderen Enterobakterien auch

aufgrund Ihrer unterschiedlichen O- (LPS) Antigene bestimmt. In Deutschland

werden z. B. bei pathogenen Y. enterocolitica-Isolaten häufig die Antigene O:3,

O:5,27 und O:9 nachgewiesen, welche aber nicht spezifisch sind, sondern auch bei

apathogenen Spezies gefunden werden (ALEKSIC u. BOCKEMÜHL 1990; 1996).

Agglutinationsseren für die wichtigsten O-Antigene europäischer, pathogener Isolate

sind erhältlich.

Zur serologischen Bestätigung der Pest in Mensch und Tier ist der Nachweis des

Y. pestis-spezifischen F1-Kapsel-Antigens die Methode der Wahl (NEUBAUER et al.

2000 d)

2.1.5.5 Serologische Bestätigung: Antikörpernachweis

Früher wurden Antikörper gegen die verschiedenen O- und H- (Fimbrien) Antigene

gesucht, die jedoch eine Kreuzimmunität mit vielen anderen Bakterien haben.

Spezifischer sind die Anti-Yop-Ak, die eine vorangegangene Infektion mit

pathogenen Yersinia-Stämmen beweisen. In drei Untersuchungen, verteilt über mehr

als zehn Jahre, wurden Antikörperprävalenzen gegen Yops bei deutschen

Blutspendern bestimmt. Sie lagen konstant bei etwa 40 % (WENZEL et al. 1988;

MÄKI-IKOLA et al. 1997; NEUBAUER et al. 2000 f).

30

2.2 Burkholderia spp.

2.2.1 Geschichtlicher Überblick und taxonomische Einordnung

BURKHOLDER (1949) beschrieb erstmals den Erreger der Zwiebelfäule unter dem

Namen Pseudomonas (Ps.) cepacia. Lange Zeit ordnete man diesen Keim als

Ps. multivorans dem Genus Pseudomonas innerhalb der Familie

Pseudomonadaceae zu. PALLERONI und HOLMES (1981) führten den Namen

Ps. cepacia wieder offiziell ein.

Als Rotz (Malleus, Mürde oder Hautwurm) wird eine klassische Seuche der Equiden

bezeichnet, die bereits in den Schriften von Hippokrates und Aristoteles Erwähnung

fand. Der Erreger wurde als Ps. mallei, Loefflerella mallei, Malleomyces mallei,

Pfeifferella mallei oder Actinobacillus mallei bezeichnet (SELBITZ 2002, S. 435).

WHITMORE und KRISHNASWAMI (1912) isolierten in Rangoon, heute Myanmar,

erstmals Bacillus pseudomallei, welcher nachfolgend unter vielen verschiedenen

Namen beschrieben wurde (SPRAGUE u. NEUBAUER 2004). Aufgrund der

klinischen Ähnlichkeiten zur als „Rotz“ bezeichneten Erkrankung führten STANTON

und FLETCHER (1921) den Begriff „Melioidose“ für die von diesem Keim

hervorgerufene Krankheit ein.

YABUUCHI et al. (1992) ordneten sieben vormals als Pseudomonaden beschriebene

Bakterienspezies dem Genus Burkholderia (B.) zu, darunter auch die oben

beschriebenen Erreger: B. cepacia als Typspezies, B. pseudomallei und B. mallei. Im

Juni 2007 führte die DSMZ in Braunschweig nach Abzug der Synonyme 42 Spezies

dieser Gattung.

2.2.2 Morphologische und Biologische Eigenschaften

Burkholderien sind gramnegative, aerobe, Oxidase-positive Stäbchenbakterien, die

keine Kohlenhydrate fermentieren und keine Sporen bilden. An die Nährböden

stellen sie im allgemeinen geringe Ansprüche.

31

Im Gegensatz zu B. mallei sind B. pseudomallei und B. cepacia polar begeißelt und

motil. Die Länge beträgt zwischen 1 und 2,8 µm und der Durchmesser 0,8 µm.

Die meisten Spezies sind Saprophyten und kommen im Boden und im Wasser vor.

B. pseudomallei kann sich im Boden bei einer minimalen Feuchtigkeit von 10-15 %,

pH 4 bis 8 und Temperaturen zwischen 4 und 42 °C vermehren (TONG et al. 1996;

CHEN et al. 2003). B. cepacia hat sein Temperaturoptimum bei 30°C und ist in der

Lage, auf Oberflächen für längere Zeit zu überleben (DRABICK et al. 1996) sowie

sich in Wasser und Desinfektionsmitteln zu vermehren (LIPUMA 1998).

Die Erreger zeichnen sich durch eine hohe Resistenz gegenüber Antibiotika aus.

So wurden in B. pseudomallei sowohl ein Klasse A- als auch ein Klasse D-

ß-Laktamase-Gen nachgewiesen (SPRAGUE u. NEUBAUER 2004).

Biochemische Eigenschaften können zur Differenzierung der Spezies herangezogen

werden (siehe Kap. 2.2.4.2).

2.2.3 Vorkommen und klinische Bedeutung

2.2.3.1 Burkholderia cepacia

B. cepacia kommt ubiquitär in der Umwelt vor und ist für Mensch und Tier

normalerweise apathogen. Der erste Bericht einer Infektion eines Cystische Fibrose

(CF)-Patienten mit B. cepacia stammt aus dem Jahr 1977 (LARAYA-CUASAY et al.

1977; SCHÜRMANN u. REINHARDT 1996). Patienten mit CF besitzen einen

ererbten Defekt der Chloridkanäle. In der Lunge wird ein zähes Sekret gebildet, das

die Atemwege verlegt, zu einer gestörten „Mucociliären Clearance“ führt und den

Nährboden für bakterielle Besiedelung bildet, insbesondere durch Staphylococcus

aureus, Haemophilus influenzae, Pseudomonas aeruginosa, Stenotrophomonas

maltophilia und B. cepacia (GOVAN u. DERETIC 1996; LAMBIASE et al. 2006).

Die Besiedelung der Lunge von CF-Patienten mit B. cepacia manifestiert sich in drei

unterschiedlichen Verlaufsformen. Entweder kommt es zu einer chronischen,

asymptomatischen Besiedelung oder zu einer langsam zunehmenden

Verschlechterung des Gesundheitszustandes. Beide Verlaufsformen führen

32

unweigerlich zu der dritten, einer schnell verlaufenden fatalen Lungenentzündung,

dem sogenannten ”Cepacia-Syndrom“ (ISLES et al. 1984; GOVAN et al. 1996). In

jedem Falle ist die Prognose für den Patienten schlecht. B. cepacia schädigt die

Lunge durch freigesetzte Toxine und Enzyme. In CF-Sputum ist B. cepacia lange

überlebensfähig und stellt somit besonders im Krankenhaus eine Infektionsquelle dar

(DRABICK et al. 1996). LEDSON et al. (1998) beschrieben die Infektion einer

gesunden Person, einer Mutter von zwei CF-Patienten.

Die hohe Antibiotikaresistenz prädestiniert B. cepacia als Erreger einer wachsenden

Anzahl nosokomialer Infektionen, die durch kontaminierte Anästhetika, Detergenzien,

Desinfektionsmittel und Inhaliergeräte erfolgen können. Infektionen des

Respirationstraktes, des Harnapparates sowie Wundinfektionen und Bakteriämien

sind beschrieben (MARTONE et al. 1987; JARVIS et al. 1987; GOVAN et al. 1996).

Von TRAVERS und VAN DEN BERG (1995) wurde B. cepacia aus dem Endokard

zweier Pferde mit Endokarditis isoliert. In einem Milchschafbestand wurde B. cepacia

als Erreger subklinischer Mastitiden nachgewiesen (BERRIATUA et al. 2001).

2.2.3.2 Burkholderia mallei

Die Tierseuche und Zoonose Rotz gilt nach jahrzehntelangen strengen

Bekämpfungsmaßnahmen in Australien, Nordamerika und Europa als getilgt.

Derzeitige Berichte stammen aus der Türkei, den Vereinigten Arabischen Emiraten,

dem Irak, Iran, Indien, Pakistan, der Mongolei, China sowie Brasilien (NEUBAUER et

al. 2005).

Burkholderia mallei gilt als fakultativ intrazellulärer, obligat pathogener Parasit.

Chronisch infizierte Pferde bilden das einzig bekannte natürliche Reservoir

(NEUBAUER et al. 2005). Esel und Maultiere sind am empfänglichsten. Kamele und

Menschen stecken sich gelegentlich bei Equiden an, wie in geringerem Maße auch

kleine Wiederkäuer oder Fleischfresser, letztere z. B. über die orale Aufnahme

infizierten Pferdefleisches. Rinder, Schweine und Vögel gelten als unempfänglich

(SELBITZ 2002, S. 435). Die Infektion erfolgt oral, über die Haut oder Schleimhaut,

seltener aerogen.

33

Bei Eseln und Maultieren verläuft der Rotz meist in akuter Form. Er ist hoch

fieberhaft mit einseitigem, später beidseitigem Nasenausfluß, Schwellung der

Kehlgangslymphknoten und der Bildung von diphteroiden Belägen, Knötchen und

Geschwüren auf den Schleimhäuten der oberen Luftwege (Nasenrotz). Rotzknötchen

und -geschwüre finden sich auch in der Lunge (Lungenrotz). Bei Pferden herrscht die

chronische Form vor, die sich durch unregelmäßige Fieberschübe, Husten,

Atembeschwerden mit Dämpfigkeit und Entzündungen der Kehlgangslymphknoten

äußert. Ältere Veränderungen markieren sich als sogenannte Rotznarben.

Durch die Verfütterung infizierten Fleisches können in Zoos gehaltene Großkatzen

tödlich infiziert werden. Erkrankte Tiere zeigen schweren Durchfall, Augen- und

Nasenausfluß und Schwellungen im Nasenbereich mit Bildung typischer Geschwüre

und Knötchen. Der Tod tritt nach 1-2 Wochen ein (ALIBASOGLU et al. 1986).

2.2.3.3 Burkholderia pseudomallei

Melioidose ist eine Saprozoonose und erscheint in tropischen Gebieten zwischen

den Breitengraden 20 °N und 20 °S, ist endemisch in Südostasien und Australien.

SPRAGUE und NEUBAUER (2004) geben eine Übersicht der bei Tieren

beschriebenen Fälle des letzten Jahrhunderts wieder. Demnach sind unter den

Säugern Equiden, verschiedene Wiederkäuer, Schweine, diverse Fleischfresser,

Nagetiere, Primaten, Beuteltiere und Meeressäuger empfänglich. Als Vögel werden

Psittacidae, Bucerotidae, Struthionidae sowie Pinguine und als Reptilien

Crocodylidae, Testudinidae und Trionychidae gelistet. Geografisch reichen die

Beschreibungen von Australien über Ozeanien, Japan, China, ganz Südasien und

Arabien bis in verschiedene Regionen Afrikas.

Ein Ausbruch im Pariser Zoo 1975 breitete sich über weitere Zoos und Reitclubs aus

und forderte mindestens zwei Menschenleben (DODIN u. GALIMAND 1986). In den

USA und Großbritannien nachgewiesene Infektionen bei aus Südostasien

importierten Primaten zeigen die epidemiologische Bedeutung des weltweiten

Tierhandels.

Ebenso wird in nichtendemischen Ländern regelmäßig von infizierten Touristen aus

endemischen Gebieten berichtet. Die Erkrankung verläuft bei durch Diabetes,

34

Nierenschäden oder Wunden prädisponierten Menschen häufig fatal (ZYSK et al.

2000).

Die Infektion erfolgt in der Regel über Inhalation, Ingestion oder über Hautwunden,

seltener über Insekten. Das klinische Bild variiert sehr stark, auch in Abhängigkeit

von der Tierart, von (per-)akuten Septikämien über einfache Lokalinfektionen und

Abszeß-Bildungen bis zu chronischen oder subklinischen Erkrankungen, wobei meist

die Lunge beteiligt ist, aber auch fast alle anderen Organsysteme betroffen sein

können. Die Mortalität bei akuten Infektionen ist besonders bei Jungtieren hoch

(SPRAGUE u. NEUBAUER 2004).

Derzeit gibt es keine genehmigte Vakzine, aber verschiedene Entwicklungsansätze.

Ein Maus-attenuierter Stamm ist nur im Tierversuch schützend (ATKINS et al. 2002).

2.2.4 Nachweis

2.2.4.1 Kultivierung

Die klassische Bakteriologie mit der Anzucht auf verschiedenen Nährbodenplatten,

an die Burkholderien als Nonfermenter geringe Ansprüche stellen, und der

mikroskopischen Beurteilung von gefärbten Ausstrichen ist nach wie vor die

Grundlage der weiterführenden Diagnostik.

Der Nachweis von B. cepacia aus Sputumproben ist schwierig, da die Kultur häufig

von Ps. aeruginosa überwuchert wird (STABLEFORTH u. SMITH 1994). Daher

wurden verschiedene Selektivnährböden entwickelt, die das Wachstum anderer

Keime durch gezielte Antibiotika-Zusätze unterdrücken. ASHDOWNs Agar (1979) ist

selektiver gegenüber B. pseudomallei als der vorher in der Routine eingesetzte

MacConkey-Agar. Da aber ähnliche Keime wie B. cepacia und Ps. aeruginosa darauf

wachsen, entwickelten HOWARD und INGLIS (2003) einen

B. pseudomallei-Selektiv-Agar (BPSA), der die Diagnostik auch aufgrund typischer

Koloniemorphologie vereinfachen soll.

HENRY et al. (1997) beschreiben den B. cepacia-Selektiv-Agar (BCSA oder BCA),

der diesen Keim sehr schnell, durch den Zusatz von Polymyxin, Gentamicin und

35

Vancomycin jedoch nur 3,7% der teils nah verwandten Testkeime wachsen läßt.

Dieser ist derzeit kommerziell erhältlich und daher gut zur Isolierung von B. cepacia,

wie auch B. pseudomallei aus klinischem Material geeignet.


Die drei pathogenen Arten lassen sich biochemisch trennen. Im Gegensatz zu

B. cepacia reduziert B. pseudomallei Nitrat zu Nitrit und produziert

Arginindihydrolase. B. cepacia ist dafür Lysindecarboxylase (LDC) und

Ortho-Nitrophenyl-γ-D-Galactopyranosidase (ONPG) positiv (ASHDOWN u. CLARKE

1992). Der verwandte apathogene Keim B. thailandensis kann von B. pseudomallei

durch seine Fähigkeit, L-Arabinose zu assimilieren, abgegrenzt werden (SMITH et al.

1997).

Häufiger wurden verschiedene kommerzielle Testsysteme in Versuchsreihen

überprüft. Aktualisierungen der Datenbanken verbesserten die anfänglich schlechten

Resultate. Für B. pseudomallei liegen die Ergebnisse für den API® 20 NE bei 98 %

und für den API® 20 E bei 99 %, sowie bei den automatisierten Systemen Vitek® 1

und Vitek® 2 bei 99 % und 19 % (LOWE et al. 2002). Auch für B. cepacia werden die

Systeme in der Routinediagnostik eingesetzt.

2.2.4.3 Molekulare Differenzierung

Nachweise auf der Grundlage der genetischen Information, insbesondere des

16S rRNA-Gens, ermöglichen eine spezifische Diagnosestellung. Es wurden

verschiedene PCR-Nachweise auf der Grundlage des 16S rRNA-Gens etabliert.

LIPUMA et al. (1999) verglichen verschiedene Primerpaare auf ihre Eigenschaft, die

Spezies das B. cepacia-Komplexes zu identifizieren (O'CALLAGHAN et al. 1994;

CAMPBELL et al. 1995; KARPATI u. JONASSON 1996; LIPUMA 1998; WHITBY et

al. 1998; LIPUMA et al. 1999; BAUERNFEIND et al. 1999). Eine weitere Möglichkeit

der molekularbiologischen Diagnostik besteht in der Anwendung der

Restriktionsfragment-Längenmorphismustechnik, bei der nach Verdau mit

Restriktionsenzymen spezifische Wanderungsmuster der entstandenen

36

Schnittprodukte nach Gelelektrophorese verglichen werden (VAN PELT et al. 1999;

SEGONDS et al. 1999).

B. pseudomallei und B. mallei werden als Pathovare einer Spezies aufgefaßt, die in

den Standardmethoden wie z. B. der 16S rRNA-Gen-PCR identische Ergebnisse

liefern. Zum schnelleren und kosteneffektiveren Nachweis beider wurden Real-time-

PCRs entwickelt (TOMASO et al. 2004). Eine neu entwickelte PCR, basierend auf

dem Flagellin P-Gen (fliP), vermag beide Keime zu unterscheiden. Sie ist spezifisch

für B. mallei und wurde anhand von Proben aus einem Ausbruch generalisierter

equiner Infektionen in Dubai, UAE, etabliert (SCHOLZ et al. 2006; TOMASO et al.

2006).

2.2.4.4 Spezifische Antikörper zur Antigendetektion

Heute kommen verschiedene ELISA, welche aus Mäusen gewonnene monoklonale

Antikörper gegen verschiedene Antigene verwenden, zum Einsatz (ZYSK et al.

2000). Antikörper gegen Lipopolysaccharide sind kreuzreagent zwischen B. mallei,

B. pseudomallei und B. thailandensis (SPRAGUE u. NEUBAUER 2004). Ein

kommerziell verfügbarer monoklonaler Anti-Lipopolysaccharid-Antikörper (Anti-LPS-

mAk) ist für B. mallei beschrieben worden, liegt jedoch noch nicht in konfektionierter

Form vor. Das für B. pseudomallei als speziesspezifisch erachtete Kapselantigen

Exopolysaccharid (EPS) wurde von CESCUTTI et al. (2003) auch bei B. cepacia

nachgewiesen. Referenzlabore benutzen meist einen hauseigenen ELISA, während

diverse andere kommerziell angeboten werden (SPRAGUE u. NEUBAUER 2004).

2.2.4.5 Serologische Bestätigung: Antikörpernachweis

Für die Eradikation des Rotzes in der westlichen Welt wurde die

Komplementbindungsreaktion eingesetzt (NEUBAUER et al. 2005). Auch andere

Tests wie der indirekte Hämagglutination-Test wurden entwickelt.

37

2.3 Differentialdiagnostische Keime

2.3.1 Enterobacteriaceae

Bakterien dieser derzeit 43 Gattungen umfassenden Ordnung sind gramnegativ,

stäbchenförmig und gewöhnlich 1 bis 6 µm lang. Durch das Fehlen von Oxidase

können sie von ähnlichen Bakterien unterschieden werden. Ihr Stoffwechsel ist

fakultativ anaerob, weshalb sie über Oxidation Stoffe abbauen, als auch unter

anaeroben Bedingungen fermentieren können. Die meisten Gattungen wie z. B.

Citrobacter (C.), Enterobacter (Ent.) und Serratia (S.) sind peritrich begeißelt und

beweglich. Es gibt jedoch auch unbewegliche Gattungen wie Klebsiella (Kl.).

Vorkommen

Viele der Enterobakterien sind weltweit verbreitet und gehören zur intestinalen

Normalflora des Menschen oder verschiedener Wirbeltiere, darunter die Gattungen

Enterobacter, Klebsiella und Proteus sowie Escherichia (E.) coli (ARUJI et al. 2004)

und Morganella morganii (MILLER et al. 2007). Die meisten Spezies der Gattung

Buttiauxella hingegen wurden aus Mollusken, insbesondere Schnecken, aus aller

Welt isoliert (MÜLLER et al. 1996). Andere Enterobakterien wie Kl. planticola

kommen bei Pflanzen vor (SELBITZ 2002, S. 481). Die meisten Pantoea (Pan.)-

Spezies leben epiphytisch, während Erwinien Pflanzenreste abbauen. Erwinia (Erw.)

carotovora, Erw. amylovora oder Erw. rhapontici sind aber auch an der Entstehung

von Pflanzenkrankheiten beteiligt oder gelten als Vorratsschädlinge (ROBERTS

1974). S. ficaria gehört zum Ökosystem des Feigenbaums und Rahnella aquatilis

lebt im Wasser sowie in der Rhizosphäre symbiotisch mit Baumwurzeln. Einige

Citrobacter-Spezies, Kl. terrigena u. a. kommen im Boden und im Wasser vor,

während Proteus (Pr.)-Arten als Fäulniskeime weit verbreitet sind.

Medizinisch sind einige pathogene Stämme von E. coli, Salmonella enterica und

Shigella spp. von Bedeutung. Aufgrund der großen Artenzahl der Enterobakterien

wird nachfolgend ein kurzer Überblick mit Beispielen von Spezies, die auch in dieser

Arbeit isoliert wurden, gegeben.

38

Hospitalismus

Viele Spezies sind opportunistische Erreger, die klinisch nur bei längeren

Krankenhausaufenthalten, Primärschädigung, antibiotischer Therapie oder

Immunsuppression des Patienten in Erscheinung treten (OH u. TAY 1995; FRASER

et al. 2007). E. vulneris wurde hauptsächlich aus humanen Wunden isoliert, was ihm

zu seinem Namen verhalf (BRENNER et al. 1982). Stichverletzungen durch Dornen

oder Holzsplitter führen selten zu Pan. agglomerans-Infektionen mit Arthritiden und

Septikämien (DE CHAMPS et al. 2000). Die erstbeschriebene S. fonticola-Infektion

stammt aus einem Abszeß eines Unfallopfers (BOLLET et al. 1991).

Harnwegsinfektionen rufen besonders die beweglichen Spezies wie Pr. mirabilis

hervor. Infektionen durch Providencia (P.) stuartii, P. rettgeri und Morganella

morganii treten vor allem bei Langzeit-Kathetern in Erscheinung (WARREN 1986;

WOODS u. WATANAKUNAKORN 1996; LAUTENBACH u. GASINK 2006; MILLER

et al. 2007), solche durch Kluyvera ascorbata hingegen selten bei geschwächten

Patienten (TORRE et al. 2005; NARCHI 2005).

Kl. pneumoniae ssp. pneumoniae verursacht beim Menschen schwere Pneumonien,

ist aber auch an Infektionen anderer Organe incl. Septikämien beteiligt. Andere wie

S. odorifera rufen nur vereinzelt Pneumonien hervor (LEE et al. 2006).

Bakteriämien und teils nachfolgende Entzündungen wie Pneumonien, Meningitiden

und Endokarditiden verursachen teils höhere Mortalitätsraten, so durch Spezies der

Gattungen Enterobacter, Serratia und Providencia (TUNKEL et al. 1992;

LAUTENBACH u. GASINK 2006; ANÍA 2007; FRASER et al. 2007). Pathophysio-

logisch spielen oftmals Endotoxine eine große Rolle.

Zu Infektionen immunkompetenter Personen kann es iatrogen über kontaminierte

Infusionslösungen, Venenkatheter (CARRERO et al. 1995; SPAULDING u.

ROTHMAN 1996; CHANG et al. 1999) oder auch durch die Verwendung von

Dialysegeräten kommen, z. B. mit S. liquefaciens (GROHSKOPF et al. 2001). Über

10 % der nosokomialen Infektionen werden durch Klebsiellen verursacht. Nach

D’AGATA (2004) steigt der Anteil multiresistenter Stämme besonders bei Klebsiella,

Enterobacter und Proteus. Kluyvera spp. zeigt eine breite Resistenz gegenüber

ß-Laktam-Antibiotika (SARRIA et al. 2001).

39

Pädiatrie

Auch in der Pädiatrie treten Infektionen durch Enterobakterien auf. Das Spektrum

umfaßt zum einen Peritonitiden, z. B. durch Leclercia adecarboxylata (FATTAL u.

DEVILLE 2000), sowie solch fatale und Enteritiden durch Kluyvera spp. (BROOKS u.

FELDMAN 2003). Providencia alcalifaciens ruft bei Kleinkindern durch Invasion von

Zellen eine entzündliche Reaktion im Ileum mit der Folge einer Diarrhöe hervor

(ALBERT et al. 1998; LAUTENBACH u. GASINK 2006). Zum anderen kann es auf

Säuglingsstationen zu Septikämien kommen, z. B. hervorgerufen durch Ent. cloacae

(TALON et al. 2004), Ent. sakazakii oder Pan. agglomerans. Meningitiden,

Hirnabszesse und daraus resultierende schwerwiegende Hirnschädigungen sowie

der Tod können Folgen sein, so z. B. bei Citrobacter-Infektionen (AGRAWAL u.

MAHAPATRA 2005). Perinatal werden Morganella morganii-Infektionen sowohl der

Neugeborenen als auch der Mütter beschrieben (CASANOVA-ROMAN et al. 2002;

DUTTA u. NARANG 2004).

Veterinärmedizin

Enterobakterien werden regelmäßig aus verschiedenen Tieren isoliert, so z. B.

Providencia rettgeri aus Vögeln und Reptilien. Diese Art ist möglicherweise pathogen

für Tiere und wurde als Ursache einer Meningitis bei Leistenkrokodilen (Crocodylus

porosus) beschrieben (LADDS et al. 1996).

Kl. pneumoniae ssp. pneumoniae wird am häufigsten beim Pferd nachgewiesen.

Genitalinfektionen verursachen in Gestüten ernsthafte wirtschaftliche Schäden. Bei

Stuten werden Umrossen, Endometritis, Cervicitis, Vaginitis und auch Aborte

diagnostiziert (HONG et al. 1993; MADSEN u. CHRISTENSEN 1995). Bei 23 % der

untersuchten, an einer Septikämie erkrankten, jungen Fohlen wurde im Blut oder im

Sektionsmaterial Kl. pneumoniae nachgewiesen (WILSON u. MADIGAN 1989). Bei

Schweinen ist Kl. pneumoniae am MMA-Komplex sowie gelegentlich an Durchfällen

und sekundären Atemwegsinfektionen beteiligt. Bei Hunden verursachen Klebsiellen

Harnwegsinfektionen, bei Rindern Mastitiden (KIKUCHI et al. 1995) und seltener

Diarrhöen bei Kälbern (SELBITZ 2002, S. 482).

40

2.3.2 Aeromonas spp. und Vibrio spp.

Bakterien der Gattungen Vibrio (V.) und Aeromonas (A.) sind gram-negative, an

Wasser adaptierte, durch polare Begeißelung bewegliche Stäbchenbakterien. Die

Oxidase-Reaktion fällt meistens positiv aus.

Aeromonaden kommen nur im Süßwasser vor. Psychrophile und mesophile Arten

sind zu unterscheiden. Zu den wichtigsten Aeromonaden zählen A. hydrophila,

A. salmonicida und A. caviae, vormals A. punctata. Viele Stämme produzieren

Cytotoxine und sind potentiell humanpathogen. Das cytotoxische Enterotoxin von

A. hydrophila z. B. induziert die Apoptose von murinen Makrophagen sowie humanen

Darmepithelzellen (GALINDO et al. 2004). Aeromonas spp. kann sich bei

Kühlschranktemperaturen vermehren (BEUCHAT 1991) und birgt insofern ein

Gesundheitsrisiko für den Menschen, daß gewöhnlich Fleischwaren und

verschiedene Meeresfrüchte kontaminiert sind (ULLMANN et al. 2005).

In der Veterinärmedizin ist A. salmonicida ssp. salmonicida als Erreger der

Furunkulose der Salmoniden bekannt. A. hydrophila hingegen rief

Hautveränderungen und Septikämie in einem Nilkrokodil (Crocodylus niloticus)

hervor (TURUTOGLU et al. 2005). Auch einige halophile Vibrionen, die im Meer- und

Brackwasser von Küstenbereichen und Flußmündungen vorkommen, verursachen

wirtschaftlich bedeutende Erkrankungen bei Fischen, so z. B. V. salmonicida die

Kaltwasservibriose bei Lachsen oder V. anguillarum die Salzwasseraalseuche.

Beim Menschen verursacht V. vulnificus nach oraler Aufnahme mit Lebensmitteln

Septikämien, während V. parahaemolyticus vor allem in Japan als Erreger von

Gastroenteritiden nach dem Verzehr von rohen Fischen und Meeresfrüchten auftritt

(SELBITZ 2002, S. 484). V. fluvialis wird seltener bei an akuter Diarrhöe erkrankten

Menschen nachgewiesen (MAGALHAES et al. 1992; LESMANA et al. 2002). LAI et

al. (2005) berichten vom ersten Fall einer Diarrhöe mit Septikämie. Eine

Lebensmittelvergiftung einer Hochzeitsgesellschaft durch V. fluvialis beschreiben

THEKDI et al. (1990). Auch V. cholerae, der Erreger der bedeutenden Cholera,

gelangt über kontaminiertes Trinkwasser in den menschlichen Körper und vermehrt

sich im Dünndarm. Hervorgerufen durch das Cholera-Enterotoxin kommt es nach

kurzer Inkubationszeit zu reiswasserartigen Durchfällen (SELBITZ 2002, S. 484).

41

2.3.3 Nonfermenter

Nonfermenter, zu denen neben Pseudomonas (Ps.) die ihr früher zugerechneten

Gattungen Burkholderia, Chryseomonas (Chr.), Acinetobacter, Stenotrophomonas

(St.) und Shewanella gehören, sind gramnegative Stäbchenbakterien, die

Kohlenhydrate nicht fermentativ abzubauen vermögen. Die meisten Arten leben als

Saprophyten im Boden, in Süß- oder Salzwasser, sind aerob, psychrotolerant und

spielen eine wichtige Rolle bei der Mineralisierung organischer Substanzen. Sie sind

daher sehr anspruchslos an Nährmedien (SELBITZ 2002, S. 434-435).

Von medizinisch großem Interesse ist nur Ps. aeruginosa, dessen Resistenz gegen

viele Antibiotika und Desinfektionsmittel es zu einem der gefährlichsten Erreger

nosokomialer Infektionen werden läßt. Klinisch tritt es bei Entzündungen

verschiedenster Organe in Erscheinung, wobei das Wirtsspektrum fast alle

Säugetiere abdeckt. Die blau-grüne Färbung des Eiters gab Ps. aeruginosa den

Namen. Aufgrund von Transfusionen bzw. Katheterisierungen führten auch

Ps. fluorescens und Ps. putida zu Infektionen (VOGT et al. 1999).

St. maltophilia ist gering pathogen (DIGNANI et al. 2003) und besiedelt in der Klinik

gebräuchliche Flüssigkeiten (z. B. zur Irrigation oder Infusion) sowie Sekrete der

Patienten wie die des Respirationstraktes, dem Urin oder die Wundexsudate. Es tritt

ferner bei der cystischen Fibrose auf (BURDGE et al. 1995; LAMBIASE et al. 2006).

Chr. luteola tritt in Krankenhäusern selten als Erreger von Septikämie, Meningitis,

Endokarditis, Hepatitis oder Peritonitis in Erscheinung (RASTOGI u. SPERBER

1998; CHIHAB et al. 2004).

2.3.4 Weeksella virosa

Weeksella virosa ist ein nicht saccharolytisches, Oxidase- und Katalase-positives,

gramnegatives Stäbchen, das vormals als Flavobacterium CDC Gruppe IIf

bezeichnet wurde. Es wird gelegentlich aus dem Urogenitaltrakt gesunder Frauen

(REINA et al. 1990) sowie selten bei Peritonitiden isoliert (FABER et al. 1991;

BOIXEDA et al. 1998).

43

3 Eigene Untersuchungen

3.1 Material

Die verwendeten Materialien und Rezepturen sind im Anhang (Kap. 9.1, ab S. 133)

aufgeführt.

3.2 Herkunft des Untersuchungsmaterials und Probennahme

In 20 zoologischen Einrichtungen Deutschlands wurden im Zeitraum von August

2004 bis September 2005 232 Kotproben und 177 Bodenproben gesammelt.

Abhängig vom Tierbestand der jeweiligen Einrichtungen hinsichtlich der gehaltenen

Arten wurden nach Möglichkeit je eine frische Kotprobe einer Art folgender

zoologischer Ordnungen/Familien gesammelt: Paarhufer (Artiodactyla), Unpaarhufer

(Perissodactyla), Raubtiere (Carnivora), Hasentiere (Lagomorpha), Nagetiere

(Rodentia), Affen (Primata exkl. Callitrichidae), Krallenaffen (Primata/Callitrichidae),

Kängurus (Diprotodonta/Macropodidae), Gänsevögel (Anseriformes), Laufvögel

(Struthioniformes) sowie Papageienvögel (Psittaciformes).

Aus den Gehegen wurde, soweit ein Substrat wie Erde, Sand, Mulch o. ä. vorhanden

war, eine Bodenprobe gesammelt. Bei Gesellschaftshaltung mehrerer Arten wurde

jeweils nur eine Probe pro Gehege entnommen. Es wurden bevorzugt Stellen zur

Probennahme gesucht, die feucht und schattig gelegen waren und an denen sich

auch die Tiere oft aufhielten. Die Probennahmestellen sowie epizootiologische Daten

wurden gehegeweise auf einem Bogen erfaßt.

Weiterhin kamen Kot- und Bodenproben von Arten zur Untersuchung, in deren

Gruppe innerhalb der vorangegangenen 24 Monate durch Yersinia spp. verursachte

Todesfälle aufgetreten waren.

Die Proben wurden mit einem vorher desinfizierten Löffel genommen und in ein 2 ml

Probenröhrchen gefüllt.

44

Abb. 1 Geographische Verteilung der beprobten zoologischen Einrichtungen

45

Tab. 5 Übersicht der untersuchten Proben, geordnet nach Ordnungen und geographischer Lage der beprobten Zoos

K=Kotprobe, B=Bodenprobe, S-H=Schleswig-Holstein, Nds=Niedersachsen, S-A=Sachsen-Anhalt, NRW=Nordrhein-Westfalen a-d: Gemeinschaftsgehege (wurde in der Spalte mitgezählt, in der die 1 davor steht), 1x: Vergesellschaftung innerhalb der Ordnung

Ord

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w. F

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Ges

amt

Zoo Bundesland K B K B K B K B K B K B K B K B K B K B K B K B K B

1 S-H 2 1,1a 1 1 1 1 1 2 1,a 8 4

2 S-H 2 2 1 1x 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 10 10

3 Hamburg 2 1,c 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1a 2 a,b 1 1c 1 1b 13 10

4 Nds 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 2 2 10 8

5 Nds 1 c 1 1 1 1 1 a 2 1a,b, 1c 2 1,1b 1 1 1 1 1 c 1 1 12 9

6 Nds 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 2 1 1 1 12 10

7 Nds 1 1 1 1 2 1 1 1 1 1 1 1 8 5

8 Nds 1 1,a 1 1 1 1 1 2 1a,b 1 1b 1 1 1 c 1 1x 1 1c,a 1 1 12 9

9 Nds 1 1 1 1 3 2 1 a 1 1a 1 1 1 1 2 2 11 9

10 Nds 2 2 2 1,1c 1 1 1 a 3 2,1a 2 1 1 b 1 1 2 1b,c 15 11

11 S-A 3 2 1 1 1 1 1 a 1 1a 2 2 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 14 12

12 NRW 1 b 1 1 1 1 1 1 1 1b 2 2 1 a 1 1 1 1a 1 1 11 9

13 NRW 1 1 1 1 1 1 1 1 1 2 2 1 1 1 1 1 1 1 11 9

14 NRW 1 1 1 1x 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 11 11

15 NRW 1 1 1 1 1 1 1 a 1 1a 1 1 1 1 1 1 1 9 7

16 NRW 1 b,d 1 1d 1 1 1 1 1 1b,c 1 1 1 1c 1 a 1 1 1 1a,b 1 1 11 9

17 NRW 2 1x,b 1 1 1 1 1 1 1b 1 1 1 1 2 a 1 1 2 1a,b 1 1 2 16 9

18 NRW 2 2 1 1 2 2 1 1 1 1 1 2 2 1 1 1 1 1 1 14 11

19 NRW 1 a 1 1 2 2 1 1 1 1a 1 1 1 1 1 1 a 1 a 1 1 1 1 13 9

20 Bayern 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 a 1 1 1a 1 1 11 6

Summe 28 20 19 19 22 20 20 7 25 18 22 17 13 13 17 10 22 17 19 14 18 17 7 5 232 177

46

3.3 Methodik

3.3.1 Vorbereitung und Kälteanreicherung

In der Regel erreichten die Proben das Institut für Mikrobiologie der Bundeswehr

3-4 Tage nach Probennahme auf dem Postwege. Sodann erfolgte eine

Kälteanreicherung.

Etwa 1 ml jeder Probe wird in ein steriles 15 ml Falconröhrchen vorgelegt und mit

9 ml steriler 0,9 % NaCl-Lösung in Lösung versetzt. Nach dem Verschließen werden

die Ansätze kräftig geschüttelt und mit einem Vortex möglichst gut homogenisiert.

3-4 Wochen lagern die Ansätze bei 4 °C im Kühlschrank und werden in dieser Zeit

einmal wöchentlich aufgeschüttelt.

3.3.2 Untersuchungen auf Yersinia spp.

3.3.2.1 Anzucht auf Yersinia-Selektivagar

Mit einer Einwegöse werden 10 µl jeder Lösung auf Yersinia-Selektivagar

ausgestrichen und für 24 h bei 28 °C inkubiert.

Am Folgetag erfolgt eine koloniemorphologische Selektion. In die weitere

Untersuchung gelangen nur Yersinia-verdächtige Bakterien, d. h. Kolonien mit einem

kräftig roten Zentrum und klarem Hof. Struktur und Größe der Kolonien sowie

Hofbreite haben keinen Einfluß auf die Selektion. Vereinzelte Yersinia-verdächtige

Kolonien werden auf Standard-I-Nähragar überimpft und für 24 h bei 28 °C inkubiert.

Mischkulturen werden erneut auf CIN-Agar ausgestrichen und am Folgetag neu

selektiert.

47


Oxidase-Test

Ein Oxidase-Test entscheidet in welchem API®-System der auf Standard-I-Nähragar

isolierte Keim differenziert wird. Hierzu wird in einer Petrischale ein Tropfen Oxidase-

Reagent® auf ein Filterpapier gegeben und Koloniematerial an der feuchten Stelle mit

der Einwegöse verrieben. Die Differenzierung Oxidase-positiver Bakterien

(Umfärbung des Filterpapiers nach blau) erfolgt mittels API® 20 NE, die Oxidase-

negativer (keine Umfärbung) mittels API® 20 E.

API® 20 E

Zur Herstellung des Inokulums werden in ein steriles Falconröhrchen ca. 5 ml 0,9 %

NaCl-Lösung vorgelegt. Etwas Koloniematerial wird mittels einer 1 µl-Einwegöse

eingerieben und homogenisiert.

Die Inkubationswanne wird am Rand beschriftet und mit ca. 5 ml Aqua dest. benäßt.

Ein API® 20 E-Teststreifen wird hineingelegt und dessen einzelne Röhrchen und

Becher gemäß der Anleitung beimpft, wozu noch Paraffinöl benötigt wird. Die

Inkubationswanne wird abgedeckt und für 24 h bei 37 °C inkubiert.

Nach der Inkubation wird der Streifen mit Hilfe der Ablesetabelle ausgewertet und

der Keim anhand des numerischen Profils und der Software identifiziert.

API® 20 NE

Zur Herstellung des Inokulums werden in ein steriles Falconröhrchen ca. 5 ml 0,9 %

NaCl-Lösung vorgelegt und Koloniematerial wird mit einer 1 µl-Einwegöse

eingerieben. Das Inokulum wird mittels eines Photometers bei einer Wellenlänge von

600 nm auf eine OD von 0,1 (entspricht dem Trübungsstandard 0,5 McFarland)

eingestellt.

Die Inkubationswanne wird am Rand beschriftet und mit ca. 5 ml Aqua dest. benäßt.

Ein API® 20 NE-Teststreifen wird hineingelegt und dessen einzelne Röhrchen und

Becher gemäß der Anleitung beimpft, wozu noch das API® AUX Medium und

Paraffinöl benötigt werden. Die Inkubationswanne wird abgedeckt und für 48 h bei

28 °C inkubiert.

48

Nach 24 h und 48 h wird der Streifen mit Hilfe der Ablesetabelle ausgewertet und der

Keim anhand des numerischen Profils und der Software identifiziert.

Kontrolle

Parallel zu jedem Ansatz eines API®-Tests werden 10 µl Inokulum mit einer sterilen

Einwegöse auf einer Blutagar-Platte ausgestrichen und für 24 h bei 28 °C inkubiert.

Sollte die Kultur nicht rein sein, wird der API® 20 E bzw. API® 20 NE wiederholt.

Anlegen einer Microbank®

In ein Microbank®-Röhrchen wird mit einer sterilen Einwegöse Koloniematerial einer

reinen Übernachtkultur inokuliert, bis ein Trübungsstandard von etwa 3-4 McFarland

erreicht ist. Durch 4-5 Schwenkbewegungen emulgiert das Zellmaterial im flüssigen

Medium und die Bakterien haften an den porösen Kügelchen. Nach vollständigem

Abpipettieren des flüssigen Mediums wird das verschlossene und beschriftete

Röhrchen bei -70 °C eingefroren.

MICRONAUT®-BW-Y

Bakterien, die mit dem API® 20 E als Yersinia spp. identifiziert worden sind, werden

anschließend mittels MICRONAUT®-BW-Y fein differenziert. Hierzu wird unter

sterilen Bedingungen je ein Kügelchen aus den entsprechenden Microbank®

Röhrchen entnommen, auf einer Standard-I-Nähragar-Platte ausgestrichen und bei

28 °C inkubiert. Am Folgetag wird Koloniematerial unter sterilen Bedingungen auf

eine Blutagar-Platte überimpft und erneut für 24 h bei 28 °C bebrütet.

In einem Falconröhrchen werden 8 ml 0,9 % NaCl-Lösung vorgelegt und mit einer

Einwegöse wird eine Kolonie von etwa 1 mm Durchmesser inokuliert. Die

Suspension wird homogenisiert und mit Hilfe eines Photometers auf eine OD von 0,1

bei 560 nm (entspricht 0,5 McFarland) eingestellt.

Die Platte für zwei Ansätze wird aus der Folie entnommen und die Plattenhälfte mit

der Probennummer beschriftet. In jeden der beiden Wannen des 2-Kanal-Reservoirs

wird eine vorbereitete Suspension geschüttet und mit einer 8-Kanal-Multipipette

(1250 µl) werden pro Suspension vier Bahnen á 12 Wells (obere Plattenhälfte die

Bahnen A-D, untere E-H) mit jeweils 100 µl beimpft. Die Vertiefungen C4, C5, G4

und G5 werden je mit zwei Tropfen Paraffinöl beschichtet und die Platte mit der

49

perforierten selbstklebenden Folie so bedeckt, daß über jedem Well eine Perforation

liegt. Nachdem die Perforationen D7 und H7 zusätzlich mit Folie verschlossen

worden sind, wird die Platte für 24 h bei 28 °C inkubiert.

Nach Entfernen der Folie werden zwei Tropfen (50 µl) Ammonium-Fe-II-Sulfat-

Lösung in die Vertiefungen D9, D10, H9 und H10 gegeben, sowie zwei Tropfen (50

µl) Peptidase-Reagenz in A11, B11, C11, D11, E11, F11, G11 und H11, 2 Tropfen

(50 µl) TDA-Reagenz in C9 und G9 und 2 Tropfen (50 µl) Indol-Reagenz in D7 und

H7. Die Wartezeit bis zur Farbentwicklung muß mindestens 2 min und darf

höchstens 30 min betragen. Die Auswertung erfolgt am Computer mittels eines

speziellen MICRONAUT®-Scanners und der MICRONAUT®-AIP-Software.

3.3.2.3 PCR-Assays und Sequenzierung

Alle Yersinia-verdächtigen Isolate, für die auch der MICRONAUT®-BW-Y

durchgeführt wird, werden vier PCR-Assays (Adhäsin-, V-Antigen-, Y. enterocolitica-

und SP1/SP3-PCR) unterzogen.

Eine Auswahl an nicht-Yersinia-Isolaten wird mittels eines 16S rRNA-Gen-PCR-

Assays und anschließender Sequenzierung identifiziert. Zur Auswahl gehören

sowohl alle Isolate, die nach dem Ergebnis der API®-Systeme einem der Genera

Klebsiella, Shigella, Burkholderia, Pasteurella, Stenotrophomas oder Vibrio

angehören, als auch diejenigen, die schlechte Ergebnisse im API®-System hatten

und deren Proben von Primaten stammen.

Lyse der Zellen

In ein 1,5 ml Reaktionsgefäß werden 200 µl Lysis-Puffer vorgelegt. Unter sterilen

Bedingungen wird Koloniematerial einer Blutagarkultur (Reinkultur des API®-

Ansatzes oder Übernachtkultur eines Ausstrichs eines Microbank®-Kügelchens) mit

einer 1 µl-Einwegöse inokuliert. Die Reaktionsgefäße werden zur Zelllyse für 60 min

in einen Thermomixer bei 56 °C und 400 Upm gestellt. Nach kurzem Vortexen

verbleiben sie in einem zweiten Schritt zur Inaktivierung der Proteinase K für 15 min

bei 96 °C und 400 Upm im Thermomixer. Wird die DNA nicht direkt im Anschluß

gewonnen, so werden die Reaktionsgefäße bei -20 °C aufbewahrt.

50

Ansetzen des Mastermixes

Die Mischung des Mastermixes erfolgt in einem Raum, in dem nicht mit

Nukleinsäuren gearbeitet wird und der zuvor mit UV-Licht von DNA dekontaminiert

worden ist.

Der Probenzahl entsprechend wird in einem Arbeitsschritt der benötigte Mastermix

zusammengestellt. Je nach PCR-Assay werden pro Template und für die

Negativkontrolle zwischen 47-49 µl Mastermix einer speziellen Rezeptur (S. 137 f)

mit spezifischen Primern gebraucht. An einem DNA-Arbeitsplatz werden

nacheinander die entsprechend vielfachen Mengen des PCR-Wassers, des

Eppendorf®-Mixes (bzw. des Reaktionspuffers, der dNTP, der MgCl2-Lsg. und der

Taq-DNA-Polymerase) und der jeweiligen Oligonukleotide (Primer) in ein 1,5 ml

Reaktionsgefäß pipettiert.

Tab. 6 Liste der verwendeten Primer

PCR Primer Sequenz Zielgen Amplifikat [bp] Referenz

Adhes2 5’-CAGGCGTTAATTCTGTTG-3’

Adhäsin- Adhes3 5’-GTGTCCAATGGCAACAGAG-3’

YadA 191

BLAIS u. PHILLIPPE (1995), NEUBAUER et al. (2000 b)

V1 5’-CCTACGAACAAAACCCACAA-3’ V-Antigen-

V2 5’-GGATTTATCATGGATATTTATGG-3’ lcrV 524

PRICE et al. (1989), NEUBAUER et al. (2000 d)

Ye1 5’-AATACCGCATAACGTCTTCG-3’ Y. ent.-

Ye2 5’-CTTCTTCTGCGAGTAACGTC-3’

16S rRNA 330

IBRAHIM et al. (1993), NEUBAUER et al. (2000 c)

SP1 5’-GAATATTGCACAATGGGCGCA-3’ 16S rRNA- (SP1/SP3) SP3 5’-AACAAACCGCCTGCGTGCGC-3’

16S rRNA 233 NEUBAUER et al.

(1999)

1492rev 5’-TACGGYTACCTTGTTACGT-3’ 16S rRNA- (lang) 27f 5’-AGAGTTTGATCMTGGCTCAG-3’

16S rRNA ~1460 Nicht publiziert

341F 5’-CCTACGGGAGGLAGCAG-3’ 630

518R 5’-ATTACCGCGGCTGCTGG-3’ ~480 16S rRNA Teilsequen-zierungen

926F 5’-AAACTYAAAKGAATTGACGG-3’

16S rRNA

~560

Nicht publiziert

51

DNA-Amplifikation

Anschließend werden in ein PCR-Tube dem PCR-Assay entsprechend 47-49 µl des

Mastermixes vorgelegt und 1 µl des Templates hinzu pipettiert. Bis zu 96

Probenansätze einschließlich einer Negativkontrolle (Mastermix ohne Template)

durchlaufen im Thermocycler ein PCR-spezifisches Programm.

Zuerst wird 5-10 min bei hoher Temperatur inkubiert, um Verunreinigungen wie

Proteasen zu inaktivieren. Dann folgen variable Zyklen von Temperatur/Zeit-

Kombinationen zur Trennung der DNA-Doppelstränge (thermische Denaturierung),

Temperaturabsenkung zur Anlagerung der Primer an die DNA-Einzelstränge

(Annealing) und dann zur Anlagerung der Desoxyribonukleosidtriphosphate (dNTP)

durch die Taq-DNA-Polymerase (Elongation). Um das Fertigstellen von Amplifikaten

und das Vervollständigen von einzelsträngigen Komplementärprodukten zu

ermöglichen, wird abschließend für 5-10 min bei 72 °C inkubiert (ROLFS et al. 1992).

Der Thermocycler wird dem jeweiligen PCR-Assay entsprechend programmiert

(Tabellen 7 bis 10) und durchläuft das Programm anschließend automatisch. Nach

Beendigung kühlt der Thermocycler die Proben zur weiteren Verarbeitung auf 4 °C

ab. Zur Stabilisierung werden jedem Ansatz 2,5 µl EDTA-Lsg. (100 mM) zugefügt.

Tab. 7 Thermocyclerprogramm zum 16S rRNA-Gen-PCR-Assay (SP1/SP3) 94 °C 94 °C 58 °C 72 °C 72 °C

30 s 30 s 30 s 5 min

29 Zyklen 5 min

Tab. 8 Thermocyclerprogramm zum Adhäsin- und V-Antigen-PCR-Assay 94 °C 94 °C 58 °C 72 °C 72 °C

30 s 30 s 30 s 10 min

35 Zyklen 10 min

52

Tab. 9 Thermocyclerprogramm zum Y. enterocolitica-PCR-Assay 94 °C 94 °C 66 °C 72 °C 72 °C

1 min 25 s 30 s 10 min

30 Zyklen 10 min

Tab. 10 Thermocyclerprogramm zum 16S rRNA-Gen-PCR-Assay (27f/1492rev) 94 °C 94 °C 56 °C 72 °C 72 °C

40 s 30 s 1 min 20 s 10 min

29 Zyklen 10 min

Agarose-Gelelektrophorese

Zur Untersuchung der PCR-Produkte werden 20 ml eines in der Mikrowelle bis zum

Verlust der Schlieren erhitzten TAE-Agarosegels ohne Luftblasen in die Gelkammer

mit bereits eingesetztem Kamm pipettiert. Nach Erstarren des Gels (etwa 15 min bei

geschlossenem Deckel und Raumtemperatur) wird der Kamm entfernt und das Gel

mit 150 ml TAE-Puffer bedeckt. Auf Parafilm werden je 1 µl Ladepuffer pipettiert und

mit je 5 µl des PCR-Amplifikats bzw. 5 µl der Negativkontrolle vermischt. Diese

Gemische sowie 3 µl des Längenstandards AmpliSize® werden in jeweils eine

Tasche des Gels überführt und 70 min bei einer Feldstärke von 70 V (6 V/cm)

aufgetrennt.

Das aus der Kammer genommene Gel wird 15-20 min in 2 % Ethidiumbromidlösung

gefärbt und 10 min in Aqua bidest. gewässert. Anschließend wird das Gel in den UV-

Illuminator gelegt, um die DNA-Fragmente mittels UV-Licht der Wellenlänge 254 nm

sichtbar zu machen und digital zu fotografieren.

53

DNA-Aufreinigung mittels Silikasäulen (QIAquick® PCR Purification Kit)

Wird von einem 16S rRNA-PCR-Assay das erwartete Amplifikat in der

Gelelektrophorese nachgewiesen, erfolgt eine DNA Aufreinigung des restlichen

PCR-Produktes im Tube unter Verwendung des QIAquick® PCR Purification Kits.

Entsprechend der Anleitung werden 250 µl des Puffers PB zu den etwa 50 µl

Restvolumen des PCR-Produktes pipettiert. Eine QIAquick®-Silikasäule wird in ein

2 ml Collection Tube gestellt. Zur DNA-Bindung wird die gesamte Lösung (ca. 300 µl)

auf die Säule gegeben und 1 min bei 13000 Upm zentrifugiert. Nachdem das

Zentrifugat verworfen und die Säule zurück ins Tube gestellt worden ist, werden zum

Waschen 0,75 ml des nach Anleitung mit Ethanol angesetzten Puffers PE auf die

Säule gegeben und erneut für 1 min bei 13000 Upm zentrifugiert. Nochmals wird das

Zentrifugat verworfen und die ins Tube zurückgestellte Silikasäule ein drittes Mal für

1 min bei 13000 Upm zentrifugiert.

Die Säule wird zur Elution in ein sauberes 1,5 ml Tube gestellt und die Membran mit

50 µl Puffer EB benetzt. Das Elutionsvolumen nach abschließender Zenrifugation für

1 min bei 13000 Upm beträgt etwa 48 µl.

Sequenzierung und Alignment-Untersuchung

Die gereinigten Amplifikate beider 16S rRNA-PCR-Assays werden zur

Sequenzierung bei der Fa. Medigenomix, Martinsried, eingesandt. Alle bestimmten

DNA-Sequenzen werden als Datei zurückgesandt und online mit denen der NCBI-

Datenbank verglichen. Zusätzlich werden zur Identifizierung der Yersinia-Spezies die

Positionen 451-480 (E. coli 16S rRNA Numerierung) der Sequenzen aus dem

SP1/SP3-PCR-Assay mit denen nach NEUBAUER et al. (1999, Tab. 3) verglichen.

Dieser Vergleich erfolgt entweder manuell oder durch Nutzung spezieller Alignment-

Webseiten wie z. B. http://www.ebi.ac.uk/clustalw/.

54

3.3.3 Untersuchungen auf Burkholderia spp.

3.3.3.1 Anzucht auf Burkholderia cepacia-Selektiv-Agar

Parallel zur Anzucht auf Yersinia-Selektivagar erfolgt die auf BCA-Agar. Mit sterilen

10 µl-Einwegösen werden je 10 µl Lösung unter dem Abzug ausgestrichen und für

24 h bei 28 °C inkubiert.

Am Folgetag werden die Agarplatten selektiert. Nicht oder mit Pilzkulturen

bewachsene Platten werden verworfen. Von klaren Kolonien wird ein Nativausstrich

angefertigt, um sicherzustellen, daß Bakterien in den weiteren Untersuchungsgang

geraten. Selektierte Kolonien werden auf Standard-I-Nähragar überimpft und für 24 h

bei 28 °C inkubiert.


Entsprechend Kap. 3.3.2.2 wird ein Oxidase-Test durchgeführt und ungeachtet des

Ergebnisses werden alle Bakterien mittels API® 20 NE differenziert.

Ebenso werden Kontrollen auf Blutagar-Platten ausgestrichen und von den

Reinkulturen jeweils eine Microbank® angelegt sowie die DNA präpariert.

3.3.3.3 PCR-Assays und Sequenzierung

Die Isolate, welche im biochemischen Profil vom API® 20 NE Burkholderia spp.,

Ochrobacter spp. oder Vibrio spp. entsprechen oder bei zweifelhaften Profilen die

Möglichkeit zu diesen angeben, durchlaufen einen 16S rRNA-Gen-PCR-Assay, in

dessen Anschluß eine Sequenzierung zur Identifikation stattfindet. Zweifelhafte

Profile der Proben von Primaten durchlaufen ebenfalls den PCR-Assay. Die

Durchführung erfolgt analog zu Kap. 3.3.2.3.

55

Abb. 2 Untersuchungsschema

Fortsetzung auf der nächsten Seite: A, 1 und 2 dienen der Verknüpfung zu folgenden Schritten

Probennahme in 20 Zoos

Kot & Boden von 11 Arten

1 ml Probe in 9 ml 0,9% NaCl-Lösung Kälteanreicherung 3-4 Wo, 4 °C

Ausstrich auf BCA-Agar, 10 µl

Inkubation 24 h, 28 °C

Ausstrich auf CIN-Agar, 10 µl


kein Wachstum bzw. Kolonie

unverdächtig

Kolonie morphologisch Yersinia-verdächtig

(dunkelrot mit klarem Hof)

Selektion Selektion

Kolonie morphologisch Burkholderia-verdächtig

(klar)

Überimpfen auf Standard-I-Nähragar


Überimpfen auf Standard-I-Nähragar


Oxidase-Test

Ansetzen von API® 20 E Inkubation 24 h, 37 °C

Ansetzen von API® 20 NE Inkubation 48 h, 28 °C

Nativ-Präparat positiv negativ

Analyse 24 h

Analyse 24/48 h

Profil von Yersinia spp.

Herstellen Inokulum (OD 0,1 bei 600 nm) Herstellen Inokulum

Reinkultur-Test auf Blutagar,

24 h, 28 °C

Oxidase-Test

A 2 1 2

Profil gemäß der Auswahl in Kap. 3.3.2.3,

S. 49

Profil eines anderen Keimes

Profil von Burkholderia spp., Ochrobacter spp. oder Vibrio spp.

56

Abb. 2A Untersuchungsschema

Überimpfen auf Blutagar


Sequenzieren durch Medigenomix,

Martinsried

Ansetzen von MICRONAUT®-BW-Y

(96er-Platte, 2 Proben) Inkubation 24 h, 28 °C

3 PCR-Assays (Adhäsin-, V-Antigen-

und Y. ent.-PCR)

Differenzierung von Yersinia spp.

16S rRNA- Gen-PCR

Identifizierung schwer

differenzierbarer Keime

Herstellen Inokulum (OD 0,1 bei 560 nm)

Anlegen einer Microbank®

Aufbewahrung -70 °C DNA-Präparation

Aufbewahrung -20 °C

2 1

A A

Isolieren der Amplifikate

Sequenzieren durch Medigenomix,

Martinsried

Isolieren der Amplifikate

16S rRNA-Gen-PCR (SP1/SP3)

Aligment über NCBI Blast

Aligment über NCBI Blast

Analyse mit MICRONAUT®-

Scanner und Software

Agarose-Gelelektro-

phorese Agarose-Gelelektrophorese

Agarose-Gelelektro-

phorese

57

4 Ergebnisse

4.1 Gesamtüberblick isolierter Keime

Einen Überblick aller isolierten Keime in Bezug zu den untersuchten Wirtstier-

ordnungen gibt die Tab. 11. Diese Ordnungen wurden zur Darstellung

unterschiedlicher Tendenzen teilweise untergliedert, z. B. bei den Laufvögeln.

Für jede Wirtsgruppierung ist die Anzahl der beprobten Zoos und die Anzahl der Kot-

und Bodenproben angegeben. Von mehreren kultivierten Platten, insbesondere von

den auf CIN ausgestrichenen Kotproben, wurde mehr als ein Stamm isoliert, da das

Selektionsmerkmal „Bullseye“ sehr weitfassend ausgelegt wurde, um auch jeden

potentiellen Yersinia-Stamm zu isolieren.

Die Proben der ersten vier getesteten Zoos wurden ebenfalls auf 1:10 verdünntem

CIN-Agar angezüchtet. Hiervon isolierte Stämme deckten sich größtenteils mit den

Isolaten von unverdünnten CIN-Agar-Platten und wurden bis auf Einzelisolate aus

den Ergebnissen gestrichen.

Bei der Kultivierung auf CIN-Agar sind bei 53 Kot- und 52 Bodenproben (22,9 % bzw.

29,4 %) keine sowie bei 59 Kot- und 47 Bodenproben (25,4 % bzw. 26,6 %) keine

Yersinia-verdächtigen Kolonien gewachsen. Bei zwei Kot- und einer Bodenprobe

(0,9 % bzw. 0,6 %) wuchsen Pilzverunreinigungen. Von 118 Kotproben (50,9 %)

wurden 147 verdächtige Stämme isoliert, von 77 Bodenproben (43,5 %) 84 Stämme.

Auf BCA war von 159 Kot- und 166 Bodenproben (70,7 % bzw. 96,5 %) kein

Wachstum festzustellen. Bei 31 Kot- und drei Bodenproben (13,8 % bzw. 1,7 %)

waren die Platten von Pilzen bewachsen. Von 35 Kot- bzw. drei Bodenproben

(15,6 % bzw. 1,7 %) wurden 38 bzw. drei Stämme isoliert. Die sieben Kot- und fünf

Bodenproben aus dem September 2005 kamen nicht zur Kultivierung auf BCA.

Zeichenerklärung zu Tab. 11 lfd. laufende Nummern der Isolate gemäß Anhang (9.2, S. 142 f) x-y x Kot- und y Bodenproben bzw. x Isolate aus Kot- und y Isolate aus Bodenproben kW kein Wachstum kWY kein Yersinia-verdächtiges Wachstum (kein Bullseye) W Yersinia-verdächtiges Wachstum (CIN) bzw. Wachstum (BCA) Pilz von Pilzkulturen überwachsene Platte nk nicht kultivierte Probe k Id keine Identifikation des isolierten Stammes

58

Tab. 11 Übersicht der isolierten Keime, gegliedert nach Wirtsordnungen Ordnung Proben Tierarten

(Nummern der beprobten Zoos) Ergebnisse

CIN mittels CIN-Agar isolierte Keime

(lfd. Nummern) Ergebnisse

BCA mittels BCA isolierte Keime

(lfd. Nummern)

Capra spp. 10 Zoos 11-11 Proben 11-11 Ziege (1-4, 7-10, 13-14)

3-3 kW 2-0 kWY 6-8 W

2-3 A. hydrophila (72, 90- 17, 91, 140) 0-2 A. sobria (33), spp. (143) 1-0 Chr. luteola (1) 0-1 K. intermedia (18) 2-0 Ps. putida (32), spp. (266) 0-1 S. spp. (159) 1-0 St. maltophilia (53) 4-2 k Id (2, 31, 54, 141- 34, 73)

8-10 kW 2-0 Pilz 1-1 W 1-1 k Id (142- 187)

Ovis spp. 2 Zoos 2-1 Proben

1-1 Mufflon (2) 1-0 Skudde (20)

1-0 kW 0-1 kWY 1-0 W 1-0 Y. enterocolitica BV 1A (160) 2-1 kW

Camelidae 11 Zoos 13-6 Proben

6-2 Alpaka (3, 5, 10, 12, 17-18) 1-1 Lama (15) 2-0 Guanako (16, 19) 3-2 Dromedar (6, 11) 1-1 Trampeltier (11)

1-3 kW 7-2 kWY 5-1 W

3-0 A. hydrophila (174, 203, 250) 1-0 A. sobria (228) 1-0 Y. kristensenii (133) 0-1 St. maltophilia (229)

11-5 kW 1-1 nk 1-0 W 1-0 M. morganii (204)

Paa

rhuf

er

Art

iodacty

la

Suidae 2 Zoos 2-2 Proben 2-2 Pinselohrschwein (17-18)

2-0 kWY 0-2 W

0-1 A. hydrophila (202) 0-1 Ps. putida (230)

0-2 kW 2-0 Pilz

Equidae 17 Zoos 18-18 Proben

4-4 Pony (2, 9-10, 13) 2-2 Esel (1, 6) 1-1 Onager (20) 1-1 Hartmann-Bergzebra (5) 10-10 Steppenzebra (8, 10-12, 14-19)

1-5 kW 10-5 kWY 7-8 W

3-5 A. hydrophila (15, 184, 261- 16, 30, 105, 249, 263) 0-1 Ent. spp. (201) 0-1 Pan. spp. (223) 1-0 R. aquatilis (171) 2-0 S. fonticola (132), spp. (121) 1-0 St. maltophilia (242) 1-0 Y. rohdei (122) 0-1 k Id (89)

14-17 kW 2-0 Pilz 1-1 nk 1-0 W 1-0 Pr. vulgaris (262) U

npaa

rhuf

er

Perissodacty

la

1 Zoo 1-1 Proben 1-1 Flachlandtapir (3)

0-1 kW 1-0 kWY

0-1 kW 1-0 W 1-0 Ps. spp. (158)

Procyonidae 12 Zoos 13-13 Proben

8-8 Nasenbär (3, 8-9, 12, 14, 16-17, 20) 5-5 Waschbär (2, 6, 9, 10, 15)

4-4 kW 2-4 kWY 7-5 W

1-4 A. hydrophila (106- 92, 189, 244), spp. (81) 1-0 C. freundii (3) 3-0 P. rettgeri (205, 243), rustigianii (267) 2-1 S. ficaria (107), spp. (188- 19) 1-0 Y. kristensenii (147)

10-12 kW 2-0 Pilz 1-1 nk

Felidae 5 Zoos 6-6 Proben

1-1 Löwe (13) 1-1 Jaguar (18) 2-2 Leopard (5, 11) 2-2 Schwarzfußkatze (19)

4-2 kW 2-3 kWY 0-1 W 0-1 C. freundii (54)

5-6 kW 1-0 Pilz

Rau

btie

re

Carn

ivora

sonstige 3 Zoos 3-1 Proben

2-0 Streifenskunk (1, 9) 1-1 Zebramanguste (18)

1-1 kWY 2-0 W

1-0 Buttiauxella agrestis (5) 1-0 P. rettgeri (231) 1-0 Pan. spp. (4)

2-1 kW 1-0 W 1-0 A. hydrophila (232)

59

Tab. 11A Übersicht der isolierten Keime, gegliedert nach Wirtsordnungen Ordnung Proben Tierarten





(lfd. Nummern)

Has

entie

re

Lagom

orp

ha

20 Zoos 20-7 Proben

1-1 Feldhase (7) 19-6 Hauskaninchen (1-6, 8-20)

5-3 kW 5-0 kWY 10-4 W

3-0 A. hydrophila (10, 119, 264) 1-0 Ent. amnigenus (177), 1-0 K. intermedia (61) 0-1 Leclercia adecarboxylata (62) 2-3 Pan. spp. (22, 59- 64, 152, 178) 1-2 Ps. putida (60- 63), spp. (65) 2-0 R. aquatilis (127, 196) 1-1 S. spp. (163- 165) 1-0 Y. enterocolitica BV 1A (213)

15-6 kW 4-1 Pilz 1-0 W 1-0 A. hydrophila (164)

Caviidae 17 Zoos 21-16 Proben

8-8 Großer Mara (5, 8, 10, 12, 16-17, 19) 1-0 Agouti (8) 1-1 Wildmeerschweinchen (13) 11-7 Hausmeerschweinchen (1, 3-5, 9-11, 14-15, 18, 20)

8-3 kW 1-0 Pilz 6-6 kWY 6-7 W

0-4 A. hydrophila (23, 28, 251), spp. (78) 1-0 Kl. ornithinolytica (102) 3-0 P. rettgeri (26), spp. (27, 103) 1-1 Pan. spp. (153- 183) 2-0 Ps. fluorescens (44), spp. (45) 1-1 R. aquatilis (138- 154) 0-1 S. spp. (271)

14-15 kW 6-0 Pilz 1-1 nk

Nag

etie

re

Rodentia

sonstige 3 Zoos 4-2 Proben

2-0 Farbratte (7) 1-1 Stachelschwein (2) 1-1 Wasserschwein (6)

2-0 kW 2-2 W

0-1 Chr. luteola (170) 1-0 Pan. spp. (86) 1-0 R. aquatilis (168) 0-1 k Id (87)

3-2 kW 1-0 W 1-0 Ps. putida (169)

Lemuridae 1 Zoo 1-1 Proben 1-1 Rotstirnmaki (8)

0-1 kWY 1-0 W 1-0 Y. enterocolitica BV 2 (97) 1-1 Pilz

Hominidae 5 Zoos 5-2 Proben

4-1 Schimpanse (5, 15, 18, 19) 1-1 Sumatra-Orang-Utan (16)

1-0 kWY 4-2 W

1-0 C. spp. (175) 1-0 Ps. fluorescens (236) 0-1 S. ficaria (126) 1-1 St. maltophilia (254- 255) 1-0 Y. enterocolitica BV 1A (124)

4-2 kW 1-0 W 1-0 Kl. spp. (176)

Cerco-pithecidae 10 Zoos 11-9 Proben

1-1 Grüne Meerkatze (11) 3-1 Berberaffe (2, 7, 10) 1-1 Schweinsaffe (14) 2-2 Dschelada (12, 17) 3-3 Mandrill (3, 13, 20) 1-1 Mantelpavian (10)

2-1 kW 3-4 kWY 6-4 W

1-2 A. hydrophila (209- 195, 210) 1-0 C. spp. (58) 1-0 M. morganii (193) 1-0 P. spp. (57), 1-0 Pan. spp. (110) 1-1 R. spp. (270) - aquatilis (118) 0-1 S. spp. (111) 1-0 Y. enterocolitica BV 1A (166)

7-9 kW 1-0 Pilz 1-0 nk 2-0 W

1-0 Ps. putida (167) 1-0 k Id (194)

Cebidae 5 Zoos 5-5 Proben

1-1 Gelbbrustkapuziner (11) 1-1 Gehaupter Kapuziner (13) 3-3 Totenkopfaffe (5-6, 12)

4-0 kW 1-2 kWY 0-3 W

0-2 A. hydrophila (76, 125) 0-1 S. fonticola (135) 5-5 kW

Her

rent

iere

/ A

ffen

Prim

ata

Callitrichidae 13 Zoos 13-13 Proben

1-1 Goldgelbes Löwenkopfäffchen (11) 1-1 Goldkopflöwenäffchen (19) 1-1 Rotsteißlöwenäffchen (18) 2-2 Lisztäffchen (4, 8) 3-3 Kaiserschnurrbarttamarin (3, 6, 16) 4-4 Weißbüscheläffchen (2, 9, 14, 17) 1-1 Zwergseidenäffchen (20)

5-5 kW 4-3 kWY 4-5 W

2-1 A. hydrophila (9), spp. (211- 84) 0-2 Pan. spp. (109, 151) 2-1 R. aquatilis (108, 150- 192) 0-1 St. maltophilia (235) 1-0 k Id (8)

9-12 kW 2-0 Pilz 2-1 W

1-0 Chr. luteola (96) 1-0 M. morganii (212) 0-1 Ps. fluorescens (253)

60

Tab. 11B Übersicht der isolierten Keime, gegliedert nach Wirtsordnungen Ordnung Proben Tierarten





(lfd. Nummern)

Kän

guru

s M

acro

podid

ae

15 Zoos 17-10 Proben

10-6 Bennettkänguru (5-6, 10-14, 17, 19-20) 1-1 Graues Riesenkänguru (18) 3-1 Rotes Riesenkänguru (3, 8, 16) 2-2 Goodfellow-Baumkänguru (4, 18) 1-0 Madschie-Baumkänguru (17)

3-4 kW 1-1 Pilz 3-2 kWY 10-3 W

0-2 A. hydrophila (238), spp. (77) 2-0 C. freundii (39), spp. (40) 1-0 Ent. amnigenus (256) 1-0 K. spp. (38) 1-0 M. morganii (224) 3-0 S. fonticola (214), spp. (24, 112) 1-0 Y. aldovae (136) 3-0 Y. enterocolitica BV 1A (120, 128, 179) 1-0 Y. intermedia (98) 0-1 k Id (180)

9-9 kW 2-1 Pilz 6-0 W

2-0 A. hydrophila (215, 226) 1-0 M. morganii (257) 1-0 Ps. fluorescens (237) 2-0 Ps. putida (216, 227) 1-0 S. fonticola (25) 1-0 Weeksella virosa (225) 1-0 k Id (99)

Ent

envö

gel

Anserifo

rmes

20 Zoos 22-17 Proben 22-17 Enten, divers (1-20)

4-8 kW 2-2 kWY 16-7 W

3-3 A. hydrophila (37, 93, 207- 75, 145, 191) 0-1 A. spp. (208) 2-0 K. intermedia (35), spp. (190) 1-1 Pan. spp. (186- 83) 4-0 P. rettgeri (233), stuartii (252), spp. (21, 36) 1-0 Ps. spp. (56) 3-0 S. liquefaciens (20), spp. (55, 161) 3-2 Y. enterocolitica BV 1A (6, 123, 134- 95, 117) 2-0 Y. intermedia (116, 149) 2-0 k Id (7, 82)

15-17 kW 2-0 Pilz 5-0 W

1-0 A. hydrophila (144) 1-0 A. sobria (148) 1-0 Chr. luteola (94) 1-0 M. morganii (234) 1-0 k Id (162)

Struthionidae 6 Zoos 6-4 Proben 6-4 Strauß (5-6, 10-11, 15, 18)

1-2 kW 1-1 kWY 4-1 W

2-1 A. media/veronii (131), hydrophila (240- 88) 1-0 M. morganii (272) 1-0 Ps. putida (248)

4-4 kW 1-0 nk 1-0 W 1-0 M. morganii (241)

Rheidae 3 Zoos 3-1 Proben

2-0 Nandu (17, 19) 1-1 Darwin-Nandu (3)

1-0 kW 2-1 W

2-0 A. hydrophila (181, 222) 0-1 Pan. spp. (156)

1-0 kW 2-1 W

1-0 M. morganii (182) 1-1 Ps. fluorescens (155- 157)

Lauf

vöge

l S

truth

ioniform

es

Dromaiidae 10 Zoos 10-9 Proben 10-9 Emu (4, 6, 8, 10, 12-14, 16-17, 20)

1-3 kW 2-4 kWY 7-2 W

1-2 A. hydrophila (29- 200), spp. (80) 1-0 K. intermedia (46) 1-0 Ps. putida (48) 1-0 R. aquatilis (115) 3-0 Y. enterocolitica BV 1A (79, 139, 259) 1-0 Y. enterocolitica BV 2 (104) 1-0 k Id (47)

7-9 kW 2-0 Pilz 1-0 W 1-0 M. morganii (260)

Pap

agei

envö

gel

Psitta

ciform

es

17 Zoos 18-17 Proben

4-4 Blaustirnamazone (4, 7-9) 1-1 Venezuelaamazone (15) 3-3 Dunkelroter Ara (3, 9, 12) 1-0 Hellroter Ara (13) 4-4 Hyazinthara (11, 16, 18, 20) 2-2 Graupapagei (14, 17) 1-1 Kea (6) 1-1 Edelpapagei (19) 1-1 Wellensittich (5)

3-2 kW 3-4 kWY 12-11 W

1-4 A. hydrophila (219- 13, 85, 199), media/veronii (258) 1-0 C. freundii (12) 0-1 E. vulneris (114), 1-0 Erwinia rhapontici (100) 0-1 Kl. spp. (221), 1-0 P. rettgeri (245) 3-2 Pan. spp. (11, 129, 265- 67, 130) 2-0 Ps. fluorescens (113), spp. (42) 2-0 R. aquatilis (239), spp. (268) 3-0 S. fonticola (41, 197), spp. (66) 0-1 St. maltophilia (247) 1-0 Y. intermedia (137) 0-2 k Id (14, 269)

9-16 kW 2-0 Pilz 1-1 nk 6-0 W

1-0 A. hydrophila (173) 1-0 Kl. pneumoniae (220) 1-0 Kl. trevisanii (198) 1-0 M. morganii (246) 1-0 Ps. fluorescens (101) 1-0 Ps. spp. (43)

61

Tab. 11C Übersicht der isolierten Keime, gegliedert nach Wirtsordnungen Ordnung Proben Tierarten





(lfd. Nummern)

2 Zoos 2-2 Proben 2-2 Mäusebussard (2, 7)

0-1 kW 1-0 kWY 1-1 W

1-1 A. hydrophila (69- 70) 1-0 Ps. spp. (68) 0-1 k Id (71)

1-2 kW 1-0 W 1-0 k Id (172)

1 Zoo 1-1 Proben 1-1 Tukan (4)

0-1 kW 1-0 W 2-0 R. spp. (49, 50) 1-1 kW

1 Zoo 1-1 Proben 1-1 Doppelhornvogel (4)

0-1 kW 1-0 W

1-0 K. intermedia (51) 1-0 Ps. fluorescens (52) 1-1 kW

1 Zoo 1-1 Proben 1-1 Kurzohrrüsselspringer (19)

0-1 kWY 1-0 W 1-0 C. freundii (185) 1-1 kW

1-0 Probe 1-0 Großer Tümmler (17) 1-0 W 1-0 k Id (206) 1-0 kW

Son

stig

e

1-0 Probe 1-0 Koala (17) 1-0 W 1-0 K. spp. (217) 1-0 W 1-0 A. spp. (218)

Ges

amt

20 Zoos 232-177 Proben 76 beprobte Tierarten

53-52 kW 2-1 Pilz 59-47 kWY 118-77 W 147-84 Isolate

23-29 A. hydrophila, 1-1 A. media/veronii, 1-1 A. sobria 1-7 A. spp. 1-0 Buttiauxella agrestis 4-1 C. freundii, 3-0 C. spp. 1-1 Chr. luteola 0-1 E. vulneris 2-0 Ent. amnigenus, 0-1 Ent. spp. 1-0 Erwinia rhapontici 4-1 K. intermedia, 3-0 K. spp. 1-0 Kl. ornithinolytica, 0-1 Kl. spp. 0-1 Leclercia adecarboxylata 3-0 M. morganii 6-0 P. rettgeri, 1-0 P. rustigianii, 1-0 P. stuartii 5-0 P. spp. 10-12 Pan. spp. 4-0 Ps. fluorescens, 4-2 Ps. putida, 5-1 Ps. spp. 9-3 R. aquatilis, 4-0 R. spp. 1-1 S. ficaria, 4-1 S. fonticola, 1-0 S. liquefaciens 8-5 S. spp. 3-4 St. maltophilia 1-0 Y. aldovae 13-2 Y. enterocolitica BV 1A 2-0 Y. enterocolitica BV 2 4-0 Y. intermedia 2-0 Y. kristensenii 1-0 Y. rohdei 9-8 k Id

159-166 kW 31-3 Pilz 7-5 nk 35-3 W 38-3 Isolate

6-0 A. hydrophila 1-0 A. sobria 1-0 A. spp. 2-0 Chr. luteola 1-0 Kl. pneumoniae 1-0 Kl. trevisanii 1-0 Kl. spp. 8-0 M. morganii 1-0 Pr. vulgaris 3-2 Ps. fluorescens 4-0 Ps. putida 2-0 Ps. spp. 1-0 S. fonticola 1-0 Weeksella virosa 5-1 k Id

62

4.2 Wachstum auf Selektivnährmedien

4.2.1 Wachstum auf Cefsulodin-Irgasan-Novobiocin-Agar

Von den 409 Proben bleiben 105 CIN-Platten (25,9 %) unbewachsen. Auf 301

Platten (74,1 %) wuchsen Bakterien, wobei sich lediglich bei 25 Ausstrichen (6,6 %)

auch Yersinien darunter befanden. Bei 276 (67,5 %) wuchsen andere Bakterien.

In Form einer „Bullseye“-Kolonie wuchsen insgesamt 231 Stämme, darunter 147 von

Kot- und 84 von Bodenproben. Diese wurden als Yersinia-verdächtig isoliert und

nach dem Differenzierungsschema (S. 55 f) untersucht. Eine Übersicht über die

nachgewiesenen Genera [%] zeigt die Abb. 3.

Abb. 3 Auf Cefsulodin-Irgasan-Novobiocin-Agar (CIN) in „Kuhaugenform“ gewachsene Bakterien-Genera

andere Enterobakterien

2,6%

nicht identifiziert

7,4%

Chryseomonas

luteola 0,9%

nicht Enterobakterien

45,9%Steno-

trophomonas

maltophilia

3,0%

Aeromonas

spp. 27,7%

Pseudomonas

spp. 6,9%

Enterobacter

spp. 1,3%

Morganella

morganii 1,3%Citrobacter

spp. 3,5%

Kluyvera

spp. 3,5%

Providencia

spp. 5,6%

Rahnella

spp. 6,9%

Serratia

spp. 9, 1%

Pantoea

spp. 9,5%

Yersinia

spp. 10,8%

63

Bei 54,1 % der Isolate handelte es sich um Enterobakterien. Die gesuchten

Yersinia spp. hatten mit 10,8 % unter diesen den größten Anteil. Weitere Gattungen

der Enterobacteriaceae mit jeweils über 5 % Anteil waren Pantoea, Serratia,

Rahnella und Providencia.

Aeromonas spp. (27,7 %), Pseudomonas spp. (6,9 %) und Stenotrophomonas

maltophilia (3 %) zeigten kulturmorphologisch ebenfalls ein Bullseye.

Nicht identifiziert werden konnten 7,4 % der vorselektierten Kolonien.

4.2.2 Wachstum auf Burkholderia cepacia-Selektiv-Agar

Vom Burkholderia cepacia-Selektiv-Agar (BCA) konnten 41 Stämme, 38 aus Kot-

und drei aus Bodenproben, isoliert werden. Abb. 4 zeigt das Verhältnis der auf BCA

gewachsenen Bakteriengattungen.

64

Abb. 4 Auf Burkholderia cepacia-Selektiv-Agar (BCA) gewachsene Bakterien-Genera

Die meisten Isolate gehören mit 26,8 % zum Genus Pseudomonas, gefolgt von

Aeromonas spp. (19,5 %). Zweimal wurde Chryseomonas luteola (4,9 %) und einmal

Weeksella virosa (2,4 %) nachgewiesen.

Fast ein Drittel der nachgewiesenen Bakterien konnte als Enterobakterium

identifiziert werden. Zum größten Teil handelte es sich um Morganella morganii

(19,5 %), des weiteren um drei Klebsiella-Stämme (7,3 %) und jeweils einmal (2,4 %)

um Serratia fonticola bzw. um Proteus vulgaris.

Nicht identifiziert werden konnten sechs Isolate (14,6 %).

Morganella

morganii

19,5%

Klebsiella

spp. 7,3%

Serratia

fonticola

2,4%

nicht identifiziert 14,6%

Aeromonas

spp. 19,5%

Chryseomonas

luteola 4,9%

Proteus

vulgaris

2,4%

Pseudomonas

spp. 26,8%

Weeksella

virosa 2,4%

Enterobakterien 31,7%

65

4.3 Weitergehende Untersuchungen zu Yersinia spp.

4.3.1 Vergleich biochemischer und molekularer Methoden

Die Tab. 12 (S. 67) veranschaulicht die biochemischen und molekularen Ergebnisse

der Feindifferenzierung der Yersinia-Isolate.

Für die biochemischen Systeme API® 20 E und MICRONAUT®-BW-Y sind jeweils die

ersten beiden bzw. drei Identifizierungen in der Reihenfolge ihrer Wahrscheinlichkeit

angegeben. Grau unterlegte Felder verdeutlichen übereinstimmende Ergebnisse der

einzelnen Testverfahren mit der endgültigen Diagnose eines Isolates.

Von den 231 vorselektierten Isolaten identifizierte das API® 20 E-System 28 (12,1 %)

als Yersinien. Ein Y. kristensenii-Isolat sowie alle 17 Y. enterocolitica-Isolate wurden

mittels API® 20 E auf Spezies-Ebene identifiziert, was einer Spezifität von 64,3 %

entspricht. Sieben Yersinia-Isolate (25 %) wurden der falschen Spezies zugeordnet.

Bei drei Isolaten (10,7 %) handelte es sich um ein anderes Genus als Yersinia.

Molekulare Speziesbestimmungen erfolgten bei allen 28 Stämmen mittels des

SP1/SP3-PCR-Assays amplifizierten und sequenzierten 16S rRNA-Gen-Segmenten.

Die beiden angewandten molekularen Methoden, zum einen der Sequenzvergleich

mittels entsprechender Internetseiten der NCBI, zum anderen der manuelle Vergleich

mit den von NEUBAUER et al. (2000 c, S. 60) dargestellten Sequenzabschnitten

(E. coli-Positionen 451-480), widersprachen sich in keinem Fall.

25 Isolate wurden als Yersinien identifiziert, von denen 17 (68 %) in Anlehnung an

NEUBAUER et al. (2000 c) als Y. enterocolitica ssp. palearctica bestimmt wurden.

Die Biotypisierung dieser 17 Stämme erfolgte unter Berücksichtigung der Ergebnisse

aus dem MICRONAUT®-BW-Y. Von 15 Y. enterocolitica BV 1A-Isolaten gab das

BW-Y-System 10 (66,7 %) mit der ersten Wahrscheinlichkeit richtig an, sowie jeweils

zwei (13,3 %) mit der zweiten bzw. dritten Wahrscheinlichkeit. Ebenso wurden beide

Y. enterocolitica BV 2-Isolate durch die zweite Wahrscheinlichkeit identifiziert.

66

Das MICRONAUT®-BW-Y-System konnte insgesamt fünf Yersinia-Isolate (20 %)

nicht angemessen identifizieren, da diese mit keiner der ersten drei

Wahrscheinlichkeiten angegeben wurden. Es handelte sich je einmal um

Y. enterocolitica, Y. intermedia, Y. kristensenii, Y. aldovae und Y. rohdei.

Bei keinem der 28 getesteten Yersinia-Isolate konnten Virulenzfaktoren

nachgewiesen werden. Alle zeigten sowohl bei dem Adhäsin- als auch bei dem

V-Antigen-PCR-Assay negative Ergebnisse.

Drei Isolate stellten sich genetisch als Serratia spp. heraus, welche alle ein positives

Ergebnis in der Y. enterocolitica-PCR lieferten. Zwei Stämme davon zeigten

biochemische Profile, die auch vom BW-Y-System Yersinien zugeordnet wurden, je

einmal Y. intermedia bzw. Y. frederiksenii.

Zeichenerklärung zu Tab. 12 Yersinia-Spezies: al.=aleksiciae, ald.=aldovae, ent.=enterocolitca, fr.=frederiksenii, int.=intermedia, kr.=kristensenii, mol.=mollaretii, pes.=pestis, roh.=rohdei BV 1A Y. enterocolitica BV 1A BV 1B Y. enterocolitica BV 1B BV 2 Y. enterocolitica BV 2 BV 3 Y. enterocolitica BV 3 Past. pn. Pasteurella pneumotropica S. spp. Serratia spp. k Id keine Identifikation des Isolates NB* Sequenzen nach NEUBAUER et al. (2000 c, S. 60): pal Sequenz Y. enterocolitica ssp. palearctica, int1/kr2 1. Sequenz von Y. intermedia kr1 1. Sequenz von Y. kristensenii ald3 3. Sequenz von Y. aldovae roh1 1. Sequenz von Y. rohdei

67

Tab. 12 Feindifferenzierung der Yersinia-Isolate

API® 20 E MICRONAUT®-BW-Y PCR Sequenzierung / Alignment Is

olat

Nr.

Profil 1. Wahl 2. Wahl 1. Wahl 2. Wahl 3. Wahl

Adh

äsin

-

V-A

ntig

en-

Y. e

nt.-

SP

1/S

P3-

NCBI Blast

Sequenz (Positionen 451 - 480 entsprechend der E. coli numbering) NB*

Diagnose

117 0054523 Y. ent. - Y. int. Y. fr. BV 1A - - + + Y. ent. AAGGCATAAA GGTTAATAAC CTTTGTGATT pal Y. enterocolitica BV 1A

123 0154723 Y. ent. - BV 1A Y. fr. Y. int. - - + + Y. ent. AAGGCATAAA GGTTAATAAC CTTTGTGATT pal Y. enterocolitica BV 1A

128 0154723 Y. ent. - Y. fr. BV 1A - - - + + Y. ent. AAGGCATAAA GGTTAATAAC CTTTGTGATT pal Y. enterocolitica BV 1A

139 0154723 Y. ent. - BV 1A Y. fr. Y. int. - - + + Y. ent. AAGGCATAAA GGTTAATAAC CTTTGTGATT pal Y. enterocolitica BV 1A 179 0154723 Y. ent. - BV 1A BV 1B Y. fr. - - + + Y. ent. AAGGCATAAA GGTTAATAAC CTTTGTGATT pal Y. enterocolitica BV 1A

95 0155723 Y. ent. - Y. fr. Y. int. BV 1A - - + + Y. ent. AAGGCATAAA GGTTAATAAC CTTTGTGATT pal Y. enterocolitica BV 1A

124 0155723 Y. ent. - Y. int. - - - - + + Y. ent. AAGGCATAAA GGTTAATAAC CTTTGTGATT pal Y. enterocolitica BV 1A


213 0155723 Y. ent. - BV 1A Y. int. Y. fr. - - + + Y. ent. AAGGCATAAA GGTTAATAAC CTTTGTGATT pal Y. enterocolitica BV 1A

79 0354723 Y. ent. Y. fr./int. Y. fr. BV 1A - - - + + Y. ent. AAGGCATAAA GGTTAATAAC CTTTGTGATT pal Y. enterocolitica BV 1A

120 0354723 Y. ent. Y. fr./int. BV 1A Y. int. Y. fr. - - + + Y. ent. AAGGCATAAA GGTTAATAAC CTTTGTGATT pal Y. enterocolitica BV 1A

6 1154723 Y. ent. Y. fr./int. BV 1A Y. fr. Y. int. - - + + Y. ent. AAGGCATAAA GGTTAATAAC CTTTGTGATT pal Y. enterocolitica BV 1A




97 0055522 Y. ent. - BV 1B BV 2 BV 3 - - + + Y. ent. AAGGCATAAA GGTTAATAAC CTTTGTGATT pal Y. enterocolitica BV 2 104 0055522 Y. ent. - BV 1B BV 2 - - - + + Y. ent. AAGGCATAAA GGTTAATAAC CTTTGTGATT pal Y. enterocolitica BV 2

98 1055523 Y. ent. Y. fr. BV 1A Y. fr. Y. int. - - - + Y. al./int./kr. AAGGCAGTCG TGTTAATAGC ACGATTGATT int1/kr2 Y. intermedia

116 0055523 Y. ent. - Y. int. - - - - - + Y. al./int. AAGGCAGTCG TGTTAATAGC ACGATTGATT int1/kr2 Y. intermedia

137 0155723 Y. ent. - Y. int. - - - - - + Y. al./int. AAGGCAGTCG TGTTAATAGC ACGATTGATT int1/kr2 Y. intermedia 149 1055723 Y. ent. - BV 1A BV 2 - - - - + Y. al./int./kr. AAGGCAGTCG TGTTAATAGC ACGATTGATT int1/kr2 Y. intermedia

133 0054503 Y. kr. - BV 1B Y. kr. BV 2 - - - + Y. al./int./kr. AAGGCAGTCG TGTTAATAGC ACGATTGATT int1/kr2 Y. kristensenii

147 1054723 Y. ent. Y. fr./int. Y. fr. BV 1A Y. int. - - - + Y. kr./ald. AAGGCAATCG TGTTAATAGC ACGGTTGATT kr1 Y. kristensenii

136 0014523 Y. ent. - BV 3 Y. mol. BV 2 - - - + Y. ald. AAGGCAGTCG TGTTAATAGC ACGGTTGATT ald3 Y. aldovae

122 0014503 Y. kr. - BV 3 - - - - - + Y. roh. AAGGCCAATA GCTTAATACG CTGTTGGATT roh1 Y. rohdei

163 0354723 Y. ent. Y. fr./int. Y. int. - - - - + + S. spp. AAGGGTTCAG TGTTAATAGC ACTGTGCATT - S. spp. 161 1054723 Y. ent. Y. fr./int. Y. fr. Y. int. - - - + + S. spp. AAGGGTTCAG TGTTAATAGC ACTGTTCATT - S. spp.

24 1004001 Y. pes. Past. pn. k Id - - - - + + S. spp. AAGGGTTCAG TGTTAATAGC ACTGTTCATT - S. spp.

68

4.3.2 Epizootiologie

4.3.2.1 Yersinia-Prävalenzen in den Faeces einzelner Wirtsordnungen

Die Prävalenz von Yersinia spp. beträgt für alle 232 Kotproben 9,9 %, die von

Y. enterocolitica 6,5%. Die Ergebnisse für die einzelnen Wirtsordnungen und

-familien werden in Tab. 13 dargestellt.

Vergleichend werden ihnen Literaturangaben gegenüber gestellt. Um eine

Vergleichbarkeit zu gewährleisten, wurden nur Ergebnisse verwendet, die von

Faeces klinisch gesund erscheinender Probanden stammten und vornehmlich in

Europa erhoben wurden. Unberücksichtigt blieben Angaben zu den jahreszeitlichen

Probennahmen. Die gefundene Literatur beschränkt sich hauptsächlich auf

gehaltene Haustiere und einheimische Wildtiere (Hasen, Wildschweine, Hirsche,

diverse Mäuseverwandte sowie Wild- und Zugvögel).

Zeichenerklärung zu Tab. 13 Y. spp. Gesamt-Yersinia-Prävalenz Y. ent. Y. enterocolitica-Prävalenz Y. ps. Y. pseudotuberculosis-Prävalenz Schimp. Schimpanse 1 umfaßt sowohl serologische Proben als auch verschiedene Nachweismethoden 2 in Farmen gehaltene Rot-, Wapiti- und Damhirsche sowie frei lebende Rot- und Weißwedelhirsche 3 innerhalb eines Yersinia-Ausbruchs in der Kolonie 4 Y. pseudotuberculosis-Prävalenz aus verschiedenen Organen und den Faeces der Tiere 5 nur Y. enterocolitica SV O:8

69

Tab. 13 Vergleich der Untersuchungsergebnisse mit in der Literatur angegebenen Yersinia-Prävalenzen in den Faeces einzelner Wirtsordnungen

Untersuchungsergebnisse Literaturangaben

Y. spp. Y. ent. Ordnung

Familie

(willkürlich ausgesucht)

Proben* n n [%] n [%]

Proben n

Y. spp. [%]

Y. ent. [%]

Y. ps. [%]

beprobte Tierart(en)

Referenz

Kleine Wiederkäuer Caprinae

13 1 7,7 1 7,7

293 515 52

575

3,1 1,0 3,9 3,0

Schlachtschaf Schaf 1

Ziege 1

Ziege

LUDES u. WEISS (1984) HARTUNG (2000) HARTUNG (2000) ARNOLD et al. (2006)

Cervidae 0 922 215

29,9

19,1

0,8 3,7

Hirsch, divers 2

Sikawild, J HENDERSON (1984) FUKUSHIMA u. GOMYODA (1991)

Camelidae 13 1 7,7 0

Suidae 2 0 0

1206 7220 1506 107 51

2,7 2,9

20,3 0,9

0,6

0

Schlachtschwein Hausschwein 1

Wildschwein 1

Laborschwein Wildschwein, J

WEBER u. KNAPP (1981 a) HARTUNG (2000) HARTUNG (2000) WOOLEY et al. (1980) FUKUSHIMA u. GOMYODA (1991)

Paarhufer (Artiodactyla)

Gesamt 28 2 7,1 1 3,6

Equidae 18 1 5,6 0 339 101

1,0

0,9

Pferd 1

Laborpferd, USA HARTUNG (2000) WOOLEY et al. (1980)

Unpaarhufer (Perissodactyla) Gesamt 19 1 5,3 0

Procyonidae 13 1 7,7 0

Canidae 0

200 1073 252 202 164

27,0

1,0 0,6

19,8 1,0

6,3

14,0

Hund Hund 1

Hund, J Laborhund, USA Marderhund, J

JENTZEN u. HELLMANN (1980) HARTUNG (2000) FUKUSHIMA et al. (1984) WOOLEY et al. (1980) FUKUSHIMA u. GOMYODA (1991)

Felidae 6 0 0

252 738 110 294 18

27,8 4

0,8 0 0

2,0

5,6

Hauskatze Hauskatze Laborkatze, USA Katze, J Verwilderte Katze

WEBER u. LEMBKE (1981 a) HARTUNG (2000) WOOLEY et al. (1980) YANAGAWA et al. (1978) MACKINTOSH u. HENDERSON (1984)

Raubtiere (Carnivora)

Gesamt 22 1 4,5 0

Kaninchen 19 1 5,3 1 5,3 213 1,9 4 0,5 Wildkaninchen MACKINTOSH u. HENDERSON (1984) Hasentiere (Lagomorpha) Gesamt 20 1 5,0 1 5,0

139 52

325

3,8 4

1,4 1,9 1,2

Japanischer Hase Hase Feldhase

FUKUSHIMA u. GOMYODA (1991) MACKINTOSH u. HENDERSON (1984) WEBER u. WEIDT (1986)

70

Tab. 13A Vergleich der Untersuchungsergebnisse mit in der Literatur angegebenen Yersinia-Prävalenzen in den Faeces einzelner Wirtsordnungen

Untersuchungsergebnisse Literaturangaben

Y. spp. Y. ent. Ordnung

Familie

(willkürlich ausgesucht)

Proben* n n [%] n [%]

Proben n

Y. spp. [%]

Y. ent. [%]

Y. ps. [%]

beprobte Tierart(en)

Referenz

Langschwanz-mäuse Muridae

2 0 0

1893 222 75 83 55 35

3,2 9,3

5,5 4 8,6 4

8,6

0,5

3,6 3,6

0

Wald-/Feldmaus Hausmaus Hausmaus Haus-/Hirschmaus Maus Wanderratte

SERVAN et al. (1979) POCOCK et al. (2001) POCOCK et al. (2001) BUHLES et al. 1(1981) MACKINTOSH u. HENDERSON (1984) MACKINTOSH u. HENDERSON (1984)

Caviidae 21 0 0

Nagetiere (Rodentia)

Gesamt 25 0 0 551 305

~500

4,4

10,2

1,0

0

Kleine Nager Kleine Nager Kleine Nager

KAPPERUD (1975) KAPPERUD (1977) RÜBEL (1986)

Lemuridae 1 1 100 1 100 2 50,0 Katta MÜNCHAU (1986)

Hominidae 5 1 20,0 1 20,0 ? n=2 Schimp./Gibbon SZITA et al. (1980)

Cercopithecidae 11 1 9,1 1 9,1 61 0 0 Rhesusaffe, Labor VORE et al. (2001)

Cebidae 5 0 0 ? 0 Totenkopfaffe MEZÖSI et al. (2006)

Callitrichidae 13 0 0 ? ?

n=2

0

Weißbüschelaffe 3

Callitrichiden BAKKER et al. (2007) WESCHE et al. (2002)

Herrentiere (Primata)

Gesamt 35 3 8,6 3 8,6 65 32,8 5 Totenkopf- u. a. IWATA et al. (2005)

Kängurus (Macropodidae)

Gesamt 17 5 29,4 3 17,6

Entenvögel (Anseriformes)

Gesamt 22 5 22,7 3 13,6

40 8

105 12

296 223 121 75

204

0 0

40,0 0

3,4 3,6

0 5,3 4

32,8?

0 0

18,1 0

0 0 0 0

0 1,0

Stockente, Zoo 8 Stockente, Zoo 8 Nonnengans andere Gänse Reiherente Pfeifschwan Spießente Stockente Enten, divers

FLÜGGER (1991) PFEIFFER (1991) NISKANEN et al. (2003) NISKANEN et al. (2003) KAWAOKA et al. (1984) KAWAOKA et al. (1984) KAWAOKA et al. (1984) MACKINTOSH u. HENDERSON (1984) FUKUSHIMA u. GOMYODA (1991)

Struthionidae 6 0 0 Rheidae 3 0 0 Dromaiidae 10 4 40,0 4 40,0

Laufvögel (Struthioniformes)

Gesamt 19 4 21,1 4 21,1

Papageienvögel (Psittaciformes)

Gesamt 18 1 5,6 0

Gesamt-Ø 232 23 9,9 15 6,5

71

4.3.2.2 Jahreszeitliche Abhängigkeit

Tab. 14 Jahreszeitliche Verteilung der Yersinia-Isolate Kotproben Bodenproben

Monat beprobte Zoos n n Yersinia-Isolate n n Yersinia-Isolate

August 2004 9, 10 a 19 1 Y. enterocolitica BV 1A 15 -

Oktober 2004 4, 7, 13 29 1 Y. enterocolitica BV 1A 22 -

November 2004 6 12 - 10 -

Januar 2005 8 12 2 Y. enterocolitica BV 2 1 Y. intermedia 9 1 Y. enterocolitica BV 1A

Februar 2005 20 b 11 - 6 -

März 2005 5, 11, 12 37

6 Y. enterocolitica BV 1A 2 Y. intermedia 1 Y. kristensenii 1 Y. aldovae 1 Y. rohdei

30 1 Y. enterocolitica BV 1A

Mai 2005 1, 2, 3 31 2 Y. enterocolitica BV 1A 1 Y. intermedia 1 Y. kristensenii

24 -

Juni 2005 14, 17, 19 40 2 Y. enterocolitica BV 1A 29 -

August 2005 15, 16, 18 34 1 Y. enterocolitica BV 1A 27 -

September 2005 9, 10 a 7 - 5 - a die beiden Zoos wurden zweimal beprobt, aber jeweils andere Gehege b am Tag der Probennahme war Bodenfrost

Tab. 14 zeigt die Zuordnung der isolierten Yersinien zu den Monaten des

Untersuchungszeitraumes.

Sieht man von Monaten ab, in denen keine oder nur wenige Proben genommen

wurden, konnte Y. enterocolitica, meist BV 1A, nahezu über den gesamten Zeitraum

nachgewiesen werden. Andere Yersinia-Spezies hingegen konnten nur im Frühjahr

2005, in den Monaten Januar, März und Mai isoliert werden.

Potentiell pathogene Stämme wurden nur im Januar nachgewiesen. Beide

Y. enterocolitica BV 2-Isolate stammen aus Zoo 8.

72

0%

5%

10%

15%

20%

25%

30%

35%

Aug04

Sep04

Okt04

Nov04

Dez04

Jan05

Feb05

Mrz05

Apr05

Mai05

Jun05

Jul05

Aug05

Sep05

Monat

Yers

inia

-po

sitiv

e P

robe

n

Kotproben

Bodenproben

Abb. 5 Jahreszeitabhängige Isolierung von Yersinia spp.

Yersinia-Prävalenzen in Kotproben von über 12 % ergeben sich nur in den

Frühjahrsmonaten Januar, März und Mai 2005. In der wärmeren Jahreszeit, den

Monaten August und Oktober 2004 sowie Juni und August 2005, liegen die

Prävalenzen im Bereich von 3-5 %. Im November 2004 sowie im Februar und

September 2005 konnten aus einer geringen Zahl von Kotproben keine Yersinien

isoliert werden.

In den Bodenproben wurde nur Y. enterocolitica BV 1 A, jeweils einmal im Januar

und im März 2005, gefunden.

Im September und Dezember 2004 sowie im April und Juli 2005 wurden keine

Proben genommen.

73

4.3.2.3 Regionale Verteilung

Abb. 6 Geographische Übersicht der Yersinia-Prävalenzen in den einzelnen Zoos

Yersinia-Prävalenzen in den Kotproben (weiße Kreise) und Bodenproben (graue Kreise) der einzelnen zoologischen Einrichtungen. Der Durchmesser ist linear zum Prozentwert (hier 6,3 % bis 45,5 %).

74

Yersinia-Prävalenzen in den Kotproben

In neun Zoos (Zoo 1, 4, 6, 7, 10, 14, 15, 18 und 20) konnten keine Yersinien

nachgewiesen werden, in fünf Zoos (9, 13, 16, 17 und 19) jeweils nur ein Isolat aus

den Kotproben. Südlich von Magdeburg (Zoos 13 - 20) wurde keine Yersinia-

Prävalenz über 10 % ermittelt. Alle sechs Zoos, in denen zwei oder mehr Yersinia-

Isolate in den Kotproben gefunden wurden, liegen nördlicher bzw. auf der Höhe

Magdeburgs. Mit 45,5 % zeigt Zoo 12 die höchste Yersinia-Prävalenz. Es folgen Zoo

5 und 8 mit jeweils 25 %, Zoo 11 mit 21,4 %, Zoo 2 mit 20 % und Zoo 3 mit 15,4 %.

Beide Isolate des potentiell pathogenen Y. enterocolitica BV 2 stammen aus Zoo 8.

Yersinia-Prävalenzen in den Bodenproben

Nur in den Zoos 8 und 11 konnte jeweils einmal Y. enterocolitica BV 1A (8,1 % bzw.

9,3 %) aus den Bodenproben isoliert werden. Bei den anderen 18 Zoos ist die

ermittelte Yersinia-Prävalenz der Bodenproben gleich null.

75

5 Diskussion

5.1 Mikrobiologische Nachweisverfahren

5.1.1 Kälteanreicherung

In dieser Studie lieferte die allgemein übliche, dreiwöchige Kälteanreicherung gute

Ergebnisse. Ein zusätzliches Ausstreichen nach einer und/oder zwei Wochen hätte

evtl. wenige weitere Yersinia-Isolate liefern können. Einem doppelten oder

dreifachen Laboraufwand, auch im Hinblick auf die nachfolgenden biochemischen

Tests, wären diese aber nicht gerecht geworden. Mit der Kälteanreicherung hatten

auch NISKANEN et al. (2002) zuletzt die besten Ergebnisse bei der Anzucht von

Y. pseudotuberculosis aus Schweinetonsillen.

Da keine Burkholderien nachgewiesen wurden, bleibt die Frage offen, ob die

Kälteanreicherung, die für Burkholderien nicht üblich ist, oder ein anderer

Untersuchungsschritt einen negativen Einfluß auf deren Wachstum gehabt haben

könnte.

5.1.2 Cefsulodin-Irgasan-Novobiocin-Agar

Das CIN-Agarmedium bestätigt sich als sensitives Nährmedium für Yersinien,

zumindest für Y. enterocolitica und die apathogenen Spezies. Die reduzierte

Sensitivität für Y. pseudotuberculosis ist bekannt. So könnten geringe Keimzahlen in

den Proben oder besondere Anfälligkeit der Y. pseudotuberculosis-Stämme von

Zootieren zu einem negativen Anzucht-Ergebnis geführt haben.

Der Einfluß auf das Wachstum der Begleitflora ist kritisch zu bewerten. Als Yersinia-

verdächtig wurden 231 Kolonien bewertet, von denen sich lediglich 25 (10,8 %) als

Yersinia spp., hingegen aber 206 (89,2 %) als Keime anderer Genera herausstellten.

Dies bestätigt die Aussage anderer Autoren, daß eine ähnliche Kolonie-Morphologie

den Yersinia-Nachweis erschweren kann. Auch in diesen Untersuchungen handelte

es sich oft um Aeromonas-, Citrobacter- und Enterobacter-Kolonien (DEVENISH u.

SCHIEMANN 1981; HARMON et al. 1983; DE BOER u. SELDMAN 1987). Weiterhin

76

wurden viele verdächtige Kolonien als Pantoea spp., Serratia spp., Rahnella spp.,

Providencia spp., Kluyvera spp. oder als Pseudomonas spp. identifiziert (siehe

Abb. 3, S. 62).

5.1.3 Burkholderia cepacia-Selektiv-Agar

Der B. cepacia-Selektiv-Agar erwies sich als sehr selektiv. Von 397 angesetzten

Proben sind nur auf 38 Platten (9,6 %) Bakterienkolonien gewachsen, oft sogar nur

eine einzelne Kolonie. Das Wachstum vieler anderer Bakterien, insbesondere der

Enterobakterien (13 Isolate, 3,3 % der Proben) wurde gut unterdrückt. Als Gattung

mit den meisten Isolaten erwies sich Pseudomonas (elf Isolate, 2,8 %), welche den

Burkholderien ähnliche Stoffwechseleigenschaften aufweist.

Als problematisch erwies sich hingegen das Pilzwachstum bei 34 Proben (8,6 %).

5.1.4 Biochemische Systeme API® 20 E und API® 20 NE

Der API® 20 E erwies sich für ein Vorscreening auf Yersinia spp. als sehr brauchbar.

Bei einem Großteil (89,3 %) der als solche identifizierten handelte es sich tatsächlich

um Yersinien. Die Brauchbarkeit beschränkt sich jedoch nur auf Genusebene. Für

die Spezies- und Biovardifferenzierungen sind die weiter eingeleiteten

Untersuchungen notwendig (NEUBAUER et al. 2000 e; 2000 c). Die API® 20 E-

Profile der ermittelten Yersinien zeigen auch innerhalb der einzelnen Spezies eine

Variabilität (Tab. 12, S. 67), was die Schwierigkeit der Identifizierung teilweise erklärt.

Auch bei den anderen isolierten Bakteriengattungen war die Speziesidentifikation oft

schwierig (9.2, S. 142).

Der API® 20 NE erwies sich nur als teilweise für unsere Fragestellung einsetzbar.

Von den 41 Diagnosen wurden sechs (14,6 %) als ausgezeichnet, sieben (17,1 %)

als sehr gut, fünf (12,2 %) als gut, zwei (4,9 %) als gering selektiv und jeweils eines

(2,4 %) als akzeptabel, als ausgezeichnet im Genus bzw. als sehr gut im Genus

typisiert. Gut identifiziert werden konnten Pseudomonas spp. (26,8 %), Aeromonas

spp. (19,5 %) und Chryseomonas luteola (4,9 %).

77

18 Proben (43,9 %) zeigten ein inakzeptables Profil. Probleme bereiteten die

Enterobakterien, insbesondere M. morganii (19,5 %), Klebsiella (7,3 %), Serratia und

Proteus (je einmal, 2,4 %). Dies ist dadurch zu erklären, daß der API® 20 NE samt

seiner Datenbank nicht für Enterobakterien evaluiert ist. Für die Differenzierung

dieser wurde von bioMérieux der API® 20 E entwickelt.

5.1.5 Oxidase-Test

Oftmals sind Enterobakterien in den API® 20 NE geraten sowie nicht

Enterobacteriaceaen (z. B. Aeromonaden) in den API® 20 E. Das Resultat waren

stets schlechte Identifizierungen, da die Testsysteme in der Zusammenstellung der

biochemischen Reaktionen nicht für die entsprechenden Bakteriengattungen

ausgelegt sind und/oder weil die Keime nicht in der Datenbank des jeweils anderen

Systems geführt werden.

Von den 41 auf BCA gewachsenen Bakterien sind 13 Isolate (31,7 %) nachweislich

Enterobakterien, evtl. auch noch einige der sechs (14,6 %) nicht identifizierten

Keime. Ein Wachstum von Enterobakterien auf dem Selektivagar wurde in diesem

Umfang nicht erwartet. Dem biochemischen Testverfahren vorgelagerte Oxidase-

Tests könnten in Analogie zur Anzucht auf CIN genutzt werden, so daß die Oxidase-

negativen (Enterobakterien) im API® 20 E statt im API® 20 NE getestet würden.

5.1.6 Biochemisches System Merlin MICRONAUT®-BW-Y

Das MICRONAUT®-BW-Y-System zeigte in diesen Untersuchungen eine weit

schlechtere Gesamt-Sensitivität (siehe Tab. 12, S. 67) als die während der

Evaluierung ermittelten 98 % (NEUBAUER et al. 2000 e). Die hier gefundenen

Isolate scheinen im Vergleich zu den bei der Evaluierung benutzten Stämmen

abweichende biochemische Reaktionsprofile zu haben. Dennoch erwiesen sich die

Profile in Kombination mit den Gensequenzen zur Speziesbestimmung als brauchbar

und sogar als notwendig, wenn Sequenzen nachgewiesen wurden, die zwei oder

mehreren Spezies gemein waren.

78

5.1.7 Polymerasekettenreaktionen

Adhäsin- und V-Antigen-PCR

Die beiden PCR-Assays zum Nachweis plasmidkodierter Virulenzfaktoren verliefen

für alle Stämme negativ. Bei den drei Serratia-Stämmen, den 15 Y. enterocolitica

BV 1A-Isolaten sowie den Isolaten anderer Yersinia-Spezies war dieses Ergebnis zu

erwarten, da bei diesen Spezies bzw. diesem Serovar bisher noch keine

entsprechenden Gene nachgewiesen werden konnten. Die beiden Y. enterocolitica

BV 2-Isolate hingegen müssen als potentiell pathogen betrachtet werden. Ob diese

Stämme bereits im Wirt kein Virulenzplasmid getragen haben oder dieses bei der

Anzucht verloren ging, bleibt ungewiß.

Yersinia enterocolitica-PCR

Die Y. enterocolitica-PCR lieferte ein der Autorenbeschreibung entsprechend

zuverlässiges Ergebnis (NEUBAUER et al. 2000 c). Alle 17 Y. enterocolitica-Stämme

wurden identifiziert, jedoch keine der anderen acht Yersinia-Isolate. Ebenfalls wird

bestätigt, daß die Isolate vorher durch andere Methoden eindeutig als Yersinia spp.

identifiziert werden müssen, um falsch-positive Ergebnisse zu erkennen. Denn alle

drei Serratia-Stämme lieferten ebenfalls ein positives Ergebnis.

16S rRNA-PCR, Sequenzierung und Alignment

Diese molekularen Untersuchungen waren immer dann nötig, wenn vorangegangene

Untersuchungen kein klares Ergebnis lieferten. Gerade für die Feindifferenzierung

der Yersinien waren die Ergebnisse des SP1/SP3-PCR-Assays (incl. Sequenzierung

und Alignment) oft ausschlaggebend, um die biochemischen Ergebnisse

abschließend bewerten zu können.

79

5.2 Epizootiologische Betrachtungen zu Yersinia spp.

5.2.1 Yersinia-Prävalenz bei den verschiedenen Wirtsordnungen

5.2.1.1 Paarhufer (Artiodactyla)

Familie Hornträger (Bovidae)

Die hier hauptsächlich von Streichelziegen erhobenen Daten bestätigen die

niedrigen, in der Literatur angegebenen Y. enterocolitica-Prävalenzen im Kot kleiner

Wiederkäuer (LUDES u. WEISS 1984; HARTUNG 2000; ARNOLD et al. 2006). In

Anbetracht ihrer Bestandsdichten liegen zu den Hauswiederkäuern insgesamt wenig

beschriebene Yersiniosen vor. Die erbrachten Nachweise hoher Anti-Yop-Ak-

Prävalenzen dagegen lassen auf eine flächenhafte Durchseuchung der Bestände

schließen (NIKOLAOU 2003; BARTLING et al. 2004 a; NIKOLAOU et al. 2005). Trotz

teils eng aufgestallter Haltungsformen scheinen domestizierte Boviden eine gute

Immunkompetenz gegenüber pathogenen Yersinia spp. zu besitzen und diese in der

Regel aus dem Körper eliminieren zu können. Sozialer Streß und Crowding setzen

ihnen als Faktoren offenbar weniger zu als den empfänglicheren Hirschziegen-

antilopen und Cerviden (siehe Kap. 2.1.4.2). Letztere fallen Yersiniosen als Farmwild

nicht nur öfter zum Opfer, sondern sind teilweise nicht in der Lage die Erreger zu

eliminieren, welches sich in hohen Prävalenzen in den Faeces äußern kann

(HENDERSON 1984).

Zusammenfassend betrachtet bereitet die verbreitete Streichelzoohaltung mit engen

Kontakten zwischen den Artgenossen, aber auch zu Menschen, den Tieren selbst

scheinbar wenig Streß. Obwohl Streichelziegengehege als potentielle

Infektionsquelle des Menschen mit Yersinia spp. betrachtet werden müssen, kann

das Risiko nach dieser Studie als gering eingeschätzt werden.

80

Familie: Kamele (Camelidae)

Eine ebenfalls niedrige Yersinia-Prävalenz zeigen die Kameliden, von denen die

meisten hier untersuchten Arten domestiziert sind. Bezüglich des Immunstatusses

und der Erregerausscheidung sind den Hauswiederkäuern entsprechende Aussagen

zu treffen, wenn auch die zugrunde liegende Literatur äußerst dürftig ist.

Familie: Schweine (Suidae)

Die beiden in dieser Studie untersuchten Negativ-Proben der Pinselohrschweine

lassen keine fundierten Schlüsse zu. Hausschweine gelten heute als Reservoirwirt

für Yersiniosen des Menschen (NEUBAUER et al. 2001 a) und beherbergen hohe

Yersinia-Prävalenzen in den Tonsillen (WEBER u. KNAPP 1981 b). Ob die

verschiedenen in Zoos gehaltenen Schweinearten (z. B. Bart-, Warzen- und

Pinselohrschweine, Hirscheber sowie Pekaris) und deren Tonsillen auch als

Yersinia-Reservoir dienen, wären interessante Fragestellungen zukünftiger

Untersuchungen.

5.2.1.2 Unpaarhufer (Perissodactyla)

Die Yersinia-Prävalenz von 5,6 % (einmal Y. rohdei) unter Zoo-Equiden sollte als

gering eingeschätzt werden und liegt damit vergleichbar niedrig zu den bei Pferden

erhobenen Daten (WOOLEY et al. 1980; HARTUNG 2000). Fallberichte zu

Yersiniosen bei Zoo-Equiden liegen nicht vor und auch bei Pferden beschränken sie

sich auf sehr wenige Beobachtungen (MAIR u. ZIFFO 1974; NATTERMANN et al.

1986). Insgesamt scheinen Equiden sowohl in der Klinik als auch in der

Epizootiologie eine untergeordnete Rolle zu spielen.

Für Tapire und Nashörner läßt sich ähnliches vermuten, da auch zu Ihnen klinische

Berichte fehlen. Allerdings werden diese Tiere weitaus seltener gehalten und es gibt

für weitere Aussagen keine gesicherten Datenerhebungen.

81

5.2.1.3 Raubtiere (Carnivora)

Die erhobene Yersinia-Prävalenz von 4,5 % bei den beprobten Zooraubtieren (0 %

bei den Feliden) deckt sich mit geringen Prävalenzen der in Europa gehaltenen

Hauskatzen und -hunde (WEBER u. LEMBKE 1981 a; JENTZEN u. HELLMANN

1980; HARTUNG 2000).

Die Aufnahme über die Nahrung ist bei Carnivoren wohl als regulärer Infektionsweg

zu betrachten, so bei wildlebenden durch die Predation infizierter Beutetiere und der

Aufnahme von Aas (FUKUSHIMA u. GOMYODA 1991) und bei in Menschenhand

gehaltenen Haus- und Zootieren durch die Aufnahme kontaminierten Fleisches

(CHRISTENSEN 1987; FREDRIKSSON-AHOMAA et al. 2001 b).

Denkt man daran, daß in der Wildbahn lebende Carnivoren vorwiegend geschwächte

Tiere erlegen oder auch Aas fressen, so ist es sehr wahrscheinlich, daß sich

darunter regelmäßig infizierte Beutetiere befinden. Auch bei der in vielen Zoos

praktizierten Ganzkörperfütterung ist anzunehmen, daß den Carnivoren regelmäßig

infizierte Futtertiere gereicht werden. Niedrige Yersinia-Prävalenzen bei vermeintlich

höherem Infektionsdruck lassen auf eine erhöhte natürliche Resistenz mit schneller

Erregerausscheidung schließen, welche bei Beutegreifern auch erwartet werden

sollte.

Die bei manchen Arten regional begrenzt hohen Y. pseudotuberculosis-Prävalenzen,

so bei Marderhunden in Japan und bei streunenden Katzen in Neuseeland

(MACKINTOSH u. HENDERSON 1984; FUKUSHIMA u. GOMYODA 1991) wären

durch höhere Prävalenzen in Beutetieren und in der Umwelt erklärbar, welche

möglicherweise höhere (Re-)Infektionsraten bedingten.

5.2.1.4 Hasentiere (Lagomorpha)

Berichte zu Yersiniosen bei Wildkaninchen (Oryctolagus cuniculus) und deren

domestizierten Formen gibt es im Vergleich zu Feldhasen wenige. Wildkaninchen

scheinen deutlich weniger anfällig als Hasen zu sein. Die Haltungsbedingungen der

Hauskaninchen, ob allein im Stall oder in Gruppen im Auslauf, scheinen diese

Resistenz nicht weiter zu beeinflussen, welches durch die in dieser Arbeit erhobene

niedrige Prävalenz in den Faeces bestätigt werden kann. Da die streßempfindlichen

82

Feldhasen schwierig zu halten sind, werden sie selten in Zoos gezeigt und konnten

bis auf einen Junghasen in Handaufzucht nicht beprobt werden, so daß hier kein

Vergleich zur Literatur gezogen werden kann.

5.2.1.5 Nagetiere (Rodentia)

Diese Studie brachte trotz relativ hoher Probenzahl (25 Kot- und 8 Bodenproben)

keinen Nachweis von Yersinien bei Nagetieren. Die meisten Proben (21 Kotproben)

stammen von den empfänglichen Arten Meerschweinchen und Großer Mara. Sollte

sich dieses Ergebnis bei umfangreicheren Untersuchungen bestätigen, ließe sich

daraus mutmaßen, daß Caviidae selten Träger von Yersinien seien und bei

Infektionen meist daran erkranken. Bei ihnen sind naßkalte Witterung und

Sozialstreß sicherlich wichtige Faktoren (ZWART et al. 1989). Crowding und

insbesondere die dichte Haltung männlicher Tiere sorgen für Streß der gehaltenen

Tiere. Das territoriale Verhalten der männlichen Maras zur Bewachung der Partnerin

(HEISE et al. 2005) läßt in einer zusammengesperrten Gruppe keine Ruhe

einkehren.

Die Prävalenzen bei den europäischen Haus- und wildlebenden Mäusen gehen weit

auseinander (WEIDENMÜLLER 1968; KAPPERUD 1975; 1977; SERVAN et al.

1979; RÜBEL 1986; POCOCK et al. 2001). Ihre früher von MAIR (1973), FROLKA

(1980) und anderen Autoren alleinige Zuschreibung der Erregerübertragung muß in

Frage gestellt werden. Wie diese und andere Studien zeigen, liegen die Prävalenzen

bei anderen Tierarten teilweise deutlich höher (siehe Tab. 13). Nagetiere stellen also

nicht das einzige Reservoir dar (POCOCK et al. 2001), müssen aber als wichtiges

betrachtet werden, da sie nach Infektion lange Zeit Erregerausscheider bleiben

können. Eine wichtige Rolle für die lange Erregerausscheidung kann die den Nagern

eigene Koprophagie spielen (RICCIARDI et al. 1978). Die von BUHLES et al. (1981)

und MAIR (1973) in den Faeces von Mäusen nachgewiesenen Yersinien müssen

nicht zwangsweise darauf schließen lassen, daß diese für die Ausbrüche in den Zoos

verantwortlich waren. Ein umgekehrter Infektionsweg aus dem Gehege bzw. eine

Infektion an der gleichen (Futter-)Quelle wäre auch denkbar. Dennoch ist die

Vorstellung am schlüssigsten, daß Nager bei einem erhöhten Eintrag in die Umwelt

83

die Erreger aufnehmen und als Vektor verbreiten. Durch ihre Lebensweise und

ständige Anwesenheit in der Nähe von Tierhaltungen und Futterlagern können sie

sowohl Keime von außerhalb in den Zoo eintragen als auch für einen Erreger-

Austausch innerhalb des Betriebes, z. B. zwischen nahegelegenen Gehegen,

sorgen.

5.2.1.6 Herrentiere (Primata)

Trotz relativ großer Probenzahl wurden nur aus drei Kotproben Yersinien isoliert. Je

einmal Y. enterocolitica BV 1A aus dem Kot eines Schimpansen (Pan troglodytes,

bei fünf Kotproben von Menschenaffen) und eines Berberaffen (Macaca sylvana, bei

elf Proben von Hundsaffen) sowie Y. enterocolitica BV 2 aus dem Kot eines

Rotstirnmakis (Eulemur fulvus rufus), der einzigen Probe eines Lemuren. Bei non-

humanen Primaten dürfte die Infektion ebenfalls oral erfolgen, durch die Aufnahme

infizierten Trinkwassers, Obstes oder Gemüses, bei einigen Arten vielleicht auch

durch Fleisch (TAFFS u. DUNN 1983; BIELLI et al. 1999). Primaten werden

artgerecht in Paaren oder in Gruppen gehalten. Durch die stark ausgeprägte

Individualität dieser Tiere und durch unpassende Zusammensetzungen kann es zu

Auseinandersetzungen innerhalb der Gruppe kommen. Gerade bei länger dauernder

Innenhaltung im Winter dürfte der Streßfaktor besonders rangniederer, aber auch der

anderen Tiere enorm und somit auch die Immunsuppression erhöht sein, was einen

Yersinia-Ausbruch erleichtert (WESCHE et al. 2002).

Auffällig ist, daß aus den Faeces klinisch gesunder Tiere der besonders

empfänglichen Arten (Meerkatzen und Callitrichiden) Yersinien nicht isoliert werden

(WESCHE et al. 2002; MEZÖSI et al. 2006). BAKKER et al. (2007) hingegen

beschreiben zwei (1 %) Yersinia spp. positive Kotproben von klinisch gesunden

Weißbüschelaffen zum Zeitpunkt eines Yersinia-Ausbruchs in der 208 Tiere

umfassenden Population. Nach einer Antibiotikatherapie waren weitere Proben der

Tiere negativ.

Bei Callitrichiden spielt weiterhin das Sonnenlicht eine wichtige Rolle, zumindest ist

UV-B-Licht für die Vitamin-D-Produktion erforderlich. Eine Tageslicht- bzw. UV-Licht-

ausschließende Innenhaltung in der kalten Jahreszeit könnte somit ebenfalls zur

84

jahreszeitlichen Häufung der Yersiniosen im Frühjahr beitragen. Auffallend ist, daß

die Primaten des südamerikanischen und afrikanischen Regenwaldes am

empfänglichsten für Yersiniosen sind. Bei Weißbüschelaffen wird auch eine

beschränkte MHC Klasse II-Variabilität beschrieben, die als ursächlich für die

Empfänglichkeit bestimmter bakterieller Erkrankungen inkl. Yersiniosen diskutiert

wird (ANTUNES et al. 1998; DOXIADES et al. 2006).

5.2.1.7 Kängurus (Macropodidae)

Die hier erhobenen Prävalenzen von 17,6 % für Y. enterocolitica bzw. von 29,4 % für

Yersinia spp. sprechen für eine häufige Besiedelung des Intestinaltraktes von

Kängurus der Gattung Macropus. Hingegen gibt es nur verhältnismäßig wenige

fatale Erkrankungsberichte (HUBBERT 1972; MORTELMANS et al. 1977;

SCHRÖDER 1990). Die jährliche Inzidenz in der großen Herde von Whipsnade liegt

mit 0,1 % sehr niedrig (PARSONS 1991). Kängurus scheinen Yersinien zwar nicht

nach der Infektion eliminieren zu können, aber doch eine gewisse natürliche

Resistenz gegen die Erkrankung zu haben. Letzteres ist insofern interessant, als daß

gerade Kängurus wegen ihrer Anfälligkeit für andere faktoren- und streßbedingte

Krankheiten wie Myopathien oder die sog. „Lumpy Jaw“-Erkrankung bekannt sind.

Offensichtliche Erklärungen für die Resistenz gibt es nicht. Vielleicht könnte aber ihre

etwas geringere Körpertemperatur, die laut DAWSON et al. (2000) bei Grauen und

Roten Riesenkängurus in der Ruhephase bei 36,3 °C liegen, dahingehend eine Rolle

spielen, daß die Expression für die Pathogenese wichtiger Proteine geringer als in

Plazentatieren (Eutheria) ist.

Aufgrund der hohen Prävalenz sollten auch Kängurus als Yersinia-Reservoir

innerhalb Zoologischer Gärten in Betracht gezogen werden. Eine gegenseitige (Re-)

Infektion mit den häufig gemeinsam gehaltenen Emus, die noch höhere Prävalenzen

zeigen (siehe Kap. 5.2.1.9), ist auch denkbar. Aufgrund fehlender Vergleiche wären

weitere Untersuchungen von Kängurufaeces mit den Fragestellungen, ob sich die

hohe Prävalenz auf breiter Basis bestätigen ließe, ob sich auch pathogene Yersinien

isolieren ließen und über welchen Zeitraum sich Yersinien bei den Einzeltieren

nachweisen ließen, nötig.

85

5.2.1.8 Gänsevögel (Anseriformes)

Die Rolle von Anseriformen und anderen Wildvögeln als Überträger von Yersinien

sollte etwas differenzierter betrachtet werden. Solitär oder in kleinen Gruppen

lebende Gänsevögel scheinen Yersinien schnell eliminieren zu können. Jedenfalls

sind sie kaum anfällig für Yersiniosen (BORST et al. 1977) und zeigen in einem Teil

der vorliegenden Literatur mit 0 % - 3,6 % recht geringe Yersinia-Prävalenzen im Kot

(KAWAOKA et al. 1984; FLÜGGER 1991; PFEIFFER 1991; NISKANEN et al. 2003).

Bei veränderter Umwelt ergibt sich jedoch ein anderes Bild. Enten auf Teichen in

zoologischen Gärten haben meist eine hohe Populationsdichte, genau wie die in

Kolonien an den Küsten lebenden Nonnengänse (NISKANEN et al. 2003).

Kotbedeckte Ufer, die bei naßkalter Jahreszeit sehr schlammig werden, sorgen

selbst bei reinen Gastrointestinalpassagen für hohe Reinfektionsraten innerhalb der

Population. So zeigt diese Untersuchung eine Prävalenz von 22,3 % an

Ententeichen, an denen auch die beiden einzigen positiven Bodenproben genommen

wurden. In Endemiegebieten, in denen die Prävalenzen bei anderen Tierarten hoch

liegen, zeigen sich diese ebenso bei den Entenvögeln, die die Erreger wohl aus der

Umwelt aufnehmen. Hier wird dann auch Y. pseudotuberculosis nachgewiesen

(MACKINTOSH u. HENDERSON 1984; FUKUSHIMA u. GOMYODA 1991).

Wassergeflügel ist demnach per se nicht das Reservoir. Dennoch kann es aufgrund

der gegebenen Haltungsweise in der Epizootiologie der Yersiniosen im Zoo eine

nicht unerhebliche Rolle spielen. Ein Eintrag von Yersinien an den Ententeichen

kann dort potenziert werden und über die Gewässersysteme eines Zoos oder über

Vergesellschaftungen in andere Gehege gelangen.

5.2.1.9 Laufvögel (Struthioniformes)

Die Ergebnisse bei den Laufvögeln waren sehr divergent. Aus dem Kot von Straußen

und Nandus konnten keine Yersinien isoliert werden. Diese dünne Datenlage und

das Fehlen klinischer Berichte lassen vermuten, daß diese Laufvögel für die

Epizootiologie keine Rolle spielen.

Hingegen sollten Emus mit der hier erhobenen Y. enterocolitica-Prävalenz von 40 %

als mögliche Reservoirtiere betrachtet werden. Da die Haltung mit denen der

86

anderen Straußenvögel ähnlich ist (Paar- oder Haremshaltung auf Naturboden, meist

sandig oder grasbewachsen), kann der entscheidende Grund im Badeverhalten des

Emus gesucht werden. Im Gegensatz zu den anderen Arten ist Emus schon aus

tierschützerischer Sicht der Zugang zu einem Badebecken zu ermöglichen

(SACHVERSTÄNDIGENGRUPPE 1996). Im Verlauf ausgiebiger Bäder könnten sie

höheren Erregerzahlen ausgesetzt sein, welche sich im Teichwasser und -schlamm

befinden. Einträge durch z. B. Entenkot und Artgenossen erleichtern eine horizontale

Ausbreitung innerhalb der Emugruppe. Der einzige bekannte klinische Bericht ist der

Nachweis von Y. enterocolitica in abgestorbenen Emu-Embryonen (MÜNCHAU

1986). Somit scheint auch eine vertikale Ausbreitung über Eier, welche

wahrscheinlich im Legedarm infiziert werden, möglich. Dieser Infektionsweg wurde

auch schon bei Puten angenommen (HUBBERT 1972). Weiterhin kann

angenommen werden, daß von Emus auch pathogene Stämme beherbergt werden.

Zwischen Emus und den häufig mit Ihnen gemeinsam gehaltenen Kängurus ist ein

Erregeraustausch zu vermuten. Eine der Y. enterocolitica-positiven Emugruppen

wurde alleine, die anderen drei wurden zusammen mit Kängurus gehalten. Jedoch

konnte bei keiner der drei entsprechenden Kängurugruppen Y. enterocolitica

nachgewiesen werden, allerdings je einmal Y. aldovae und Y. intermedia (siehe Kap.

5.2.1.7). Für gesicherte Aussagen wären Untersuchungen bei Emus und Kängurus

auf breiterer Basis notwendig.

5.2.1.10 Papageienvögel (Psittaciformes)

Betrachtet man die Häufigkeit der gehaltenen Papageien und Sittiche und die der

beschriebenen klinischen Fälle, so scheint es eine gewisse, aber eher geringe

Anfälligkeit für Yersiniosen zu geben (BORST et al. 1977; SCHRÖDER 1990). Die in

dieser Studie gefundene Prävalenz von 5,6 % im Kot gibt auch keinen Anlaß,

Psittaciden als wichtige Träger in Betracht zu ziehen. Vergleichswerte aus der

Literatur liegen leider nicht vor.

Für Probleme in unsachgemäßer Privathaltung sorgen immer wieder

infektionsbegünstigende Faktoren wie z. B. Einzelhaltung oder Overcrowding,

fehlgeprägte Handaufzuchten, Beschäftigungsmangel, Verhaltensstörungen wie

87

Federrupfen, fehlende(r) Bewegung/Freiflug, Verfettung, falsche Fütterung, Staub

und Luftsackinfektionen wie z. B. Aspergillose. Auch in Tiergärten ist die Haltung

oftmals suboptimal. Overcrowding, disharmonierende Gruppen, Unruhe und

Aggressivität während der Brutzeit, zu kleine Volieren, falsche Beleuchtung, zu

geringe Luftfeuchtigkeit u. ä. sind auch hier nicht selten. Insgesamt bereitet die

Haltung vielen dieser Vögel Dauerstreß und begünstigt somit faktorenbedingte

Infektionskrankheiten. Zudem kommen Papageien im zeitigen Frühjahr in

Brutstimmung, was auch in sonst harmonischen Gruppen besonderen Streß auslöst.

5.2.2 Zusammenfassung: Epizootiologische Eingruppierung der Tierarten

Um das weite Spektrum in Zoologischen Gärten gehaltener Tierarten nach

epizootiologischen Gesichtspunkten zusammenzufassen, wird der Versuch einer

Einteilung in drei Gruppen unternommen. Natürlich sind die Übergänge zwischen

den Gruppen fließend, was die Einordnung einiger Tierarten erschwert.

Epizootiologisch unbedeutende Tierarten

Bei diesen Tierarten wurden Yersiniosen nicht oder nur sporadisch beschrieben. Die

Erregerprävalenz aus den Faeces ist gering, so daß sie für die Übertragung

wahrscheinlich keine Rolle spielen. Passende Vertreter sind die Unpaarhufer,

Strauße und Nandus.

Reservoirarten

In die zweite Gruppe fallen Arten, welche selten an Yersiniosen erkranken, aber

entweder eine hohe Yersinia-Prävalenz im Kot zeigen oder Yersinien nicht/schlecht

eliminieren können und somit über längere Zeit ausscheiden können. Sie stellen

somit ein Erregerreservoir dar, von dem aus sich die Tiere der empfänglichen

Gruppe immer wieder anstecken können. Hierunter fallen z. B. Schadnager. Im

landwirtschaftlichen Bereich werden immer wieder die Mastschweine, aber auch

andere Paarhufer, genannt (siehe Kap. 5.2.1.1). Nach den hier erhobenen

Ergebnissen sind im tiergärtnerischen Bereich die eng auf Teichen gehaltenen

Gänsevögel sowie Emus und Kängurus als Reservoir in Betracht zu ziehen.

88

Für Yersiniosen empfängliche Tierarten

Folgend gelistete Tiere müssen aufgrund der Literatur als höchstempfänglich

betrachtet werden: Großer Mara, Feldhase, Rodriguez-Flughund, Krallen-,

Totenkopf- und Nachtaffen, Meerkatzen, Galagos, Klippschliefer, Tukane, Turakos.

Etwas abgestuft davon folgen andere Meerschweinverwandte, einige Hirsche,

Lemuren, Makaken, Geparden, Kanarien, Wellen- und andere Sittiche.

Auffallend ist, daß es sich meist um Tiere tropischer oder wärmerer Regionen

handelt. Die verschiedensten Faktoren der Winteraufstallung (wenig Licht, wenig/kein

UV-Licht, Kälte, evtl. Zugluft oder schlechte Belüftung, längerfristige Innenunterkunft,

Enge, weniger Bewegung und Beschäftigung, Crowding, Sozialstreß, weniger

Saftfutter) ziehen diese Tiere wahrscheinlich stärker in Mitleidenschaft, was sich

durch eine erhöhte Immunsuppression äußert.

Es ist bemerkenswert, daß ein großer Teil der erwähnten Arten vom

südamerikanischen Kontinent, ein weiterer Teil aus dem afrikanischen Raum südlich

der Sahara stammt. Folgt man der Annahme, daß diese Regionen vor der

Besiedelung durch die Europäer frei von Yersinien gewesen wären und daß das

dortige Klima (Wärme und UV-Licht) aus Europa eingeschleppte Yersinien schnell

inaktivieren würde, kommt man zum Schluß, daß oben genannte Arten evolutionär

keinem Selektionsdruck bezüglich einer natürlichen Yersinia-Resistenz ausgesetzt

gewesen sind. So scheint es, daß diese Arten erst in europäischen Zoos und

Instituten infiziert werden (BRACK u. GATESMAN 1991) und dann meist erkranken.

Klinisch gesunde Ausscheider der empfänglichen Arten konnten in dieser Studie

nicht gefunden werden. Diese Erfahrung wurde ebenfalls während einiger

Yersiniose-Ausbrüche geteilt (WESCHE et al. 2002; MEZÖSI et al. 2006).

Um die Einteilung in drei Gruppen mit weiteren Daten zu belegen, wären

Untersuchungen interessant, die innerhalb der Gruppen den Durchseuchungsgrad

mit pathogenen Yersinien bestimmen. Vermeintliche Reservoirtiere müßten dann

z. B. hohe Anti-Yop-Ak-Seroprävalenzen zeigen. Bei den empfänglichen Tierarten

hingegen wären sehr niedrige Seroprävalenzen zu erwarten.

89

5.2.3 Jahreszeitliche Abhängigkeit

Die jahreszeitliche Abhängigkeit des Yersinia-Nachweises wird immer wieder

beschrieben. Klinische Fälle treten gehäuft in der kalten Jahreszeit (November bis

Juni) mit einem signifikanten Peak im März auf (BIELLI et al. 1999), ebenso ist die

Prävalenz im Kot im Winter höher (WEBER u. KNAPP 1981 a; 1981 b). Diese Studie

unterstreicht die saisonalen Schwankungen mit hohen Prävalenzen von 25 % bzw.

29,7 % in den Monaten Januar und März nochmals (Kap. 4.3.2.2).

Diese Saisonalität kann durch die Eigenschaften der Yersinien erklärt werden. Sie

sind bei kühlen Temperaturen überlebens- und über +4 °C sogar vermehrungsfähig.

Im Sommer hingegen können sie durch Wärme und vermehrte UV-Strahlung schnell

inaktiviert werden.

5.2.4 Regionale Unterschiede

Die Karte (S. 73) läßt ein Nord-Süd-Gefälle der Yersinia-Prävalenzen in den Zoos

vermuten. Eine Linie auf Höhe Rheine - Magdeburg teilt die nördlicher gelegenen

Zoos mit teilweise höheren Prävalenzen in den Kotproben von den südlicheren Zoos,

in denen keine Prävalenz über 10 % liegt.

Bei dieser Betrachtung muß jedoch berücksichtigt werden, daß die Probennahme in

den verschiedenen Zoos zu unterschiedlichen Jahreszeiten stattfand. Die meisten

nordrhein-westfälischen Zoos (Nr. 14 - 19) wurden in den Monaten Juni und August.

beprobt, viele nördlicher gelegene hingegen im Frühjahr. Es ist anzunehmen, daß die

regionale Verteilung zu den in Abb. 6 dargestellten Ergebnissen eine der Jahreszeit

(siehe vorherigen Abschnitt) untergeordnete Rolle spielt.

Bemerkenswert ist, daß beide Y. enterocolitica BV 2-Isolate aus Zoo 8 stammen.

Dies kann als Indiz dafür betrachtet werden, daß bestimmte Stämme endemisch,

evtl. sogar nur auf einen Zoo begrenzt, vorkommen können (BIELLI et al. 1999).

90

Landwirtschafliche Nutztiere

Abb. 7 Mögliche Yersinia-Infektionsketten in Tiergärten

(nach GROTHMANN et al. 2006)

Zootiere (v. a. Reservoirwirte)

Personal (v. a. Pfleger u. Tierärzte)

tierische Futtermittel (Fleisch, Milchprodukte)

Zootiere (v. a. empfängliche Arten)

pflanzliche Futtermittel (Obst, Gemüse, Getreide)

Umwelt (Gewässer, Boden)

Nagetiere, Wildvögel

91

5.2.5 Infektionswege

Abb. 7 gibt eine Übersicht möglicher Yersinia-Infektionsketten innerhalb Zoologischer

Gärten wieder. Berücksichtigt sind sowohl kleine Nager und Wildvögel als auch

größere Reservoirarten, die als Ausscheider Umwelt/Gehege oder Futtermittel

kontaminieren können. Ferner können kontaminierte Futtermittel von außen, z. B.

aus der Landwirtschaft, in den Betrieb gebracht werden. Umwelt und Futtermittel

bilden dann den Infektionsherd für die gehaltenen Tiere, die je nach tierartlicher

Empfänglichkeit und individueller Verfassung klinisch auffallen oder wiederum stiller

Überträger sein können.

Für das Personal besteht das Risiko einer Schmierinfektion beim Handling der Tiere

oder durch deren Koteintrag in die Gehege und Gewässer.

5.2.6 Zoonotisches Potential

In dieser Studie konnten keine hochpathogenen Yersinia-Stämme isoliert werden.

Bei den anderen isolierten Bakterien handelt es sich um Erreger, die in die

Gefährdungsstufen 1 oder 2 fallen, d. h. das ihre Pathogenität gering eingestuft wird.

Dennoch sind die meisten als Infektionserreger bei Tier und Mensch beschrieben

worden (siehe Kap. 2.3), so daß ein potentielles zoonotisches Risiko für Personen im

Zoo, insbesondere für Pfleger und Tierärzte, besteht. Allerdings wird ein solches

Risiko bei Tier-Mensch-Kontakten nie auszuschließen sein. Durch allgemeine

Hygiene- sowie Erreger-spezifische Maßnahmen (z. B. Vakzination) lassen sich die

Risiken minimieren (siehe folgendes Kap.).

Eine Abschätzung, ob das mit Tieren arbeitende Personal wirklich einem erhöhten

Yersinia-Infektionsrisiko ausgesetzt ist, könnte eine Untersuchung des Personals auf

Anti-Yop-Ak zeigen. Eine erhöhte Seroprävalenz bei Tierpflegern und Tierärzten im

Vergleich zur Normalbevölkerung würde diese Aussage bekräftigen.

92

5.2.7 Bekämpfung der Yersiniosen in Zoologischen Gärten

Aufgrund der weiten Verbreitung von Y. enterocolitica und Y. pseudotuberculosis in

der Umwelt sowie in Tieren, egal ob freilebend, landwirtschaftlich, privat oder in

Tiergärten gehalten, und auch in der Bevölkerung ist die Eradikation der Erreger

derzeit unmöglich (CHRISTENSEN 1987). Alle durchführbaren Bekämpfungsmaß-

nahmen beschränken sich auf die Prävention gegen Erregerausbreitung und

Erkrankung der gehaltenen Tiere und des Personals.

5.2.7.1 Tiergärtnerische Maßnahmen

Aufgrund der gezeigten epizootiologischen Unterschiede der Tierarten wäre das

Risiko von Infektionen empfänglicher Tierarten durch tiergärtnerische Planungen

minimierbar. Auf Vergesellschaftungen oder direkte Benachbarungen zweier Arten,

von denen die eine als empfänglich und die andere als Reservoir gilt (z. B. die von

HOLZ (1994) genannte Vergesellschaftung von Maras und Kängurus in Whipsnade),

sollte verzichtet werden. Weiterhin stellen an Gehegen empfänglicher Tiere

gelegene, offene Gewässer, obgleich landschaftsplanerisch interessant und meist

auch sehr besucherattraktiv, ein ständiges Infektionsrisiko dar. Wenn nicht, wie weit

verbreitet, Entenvögel darauf gehalten werden, sind dort oft freifliegende Vögel

anzutreffen.

Bei einem Umsetzen von Tieren innerhalb des Betriebes sollte darauf geachtet

werden, daß ein vorher durch Reservoirarten kontaminiertes Gehege nicht direkt

danach mit hochempfänglichen Tierarten besetzt wird. Für Innengehege eignen sich

Desinfektionsmaßnahmen. Im Außenbereich wären Zwischenperioden intensiver

Sonneneinstrahlung nützlich.

Das Vermeiden von Overcrowding und sozialem Streß in disharmonierenden

Gruppen empfänglicher Arten wie z. B. Maras, Meerschweinchen, Wellensittichen,

Kanarien, Hirschen und vielen Primaten könnte einen Ausbruch verhindern oder im

Falle dessen die Verlustraten der Tiere verringern.

93

5.2.7.2 Futter und Fütterung

Eine Vermeidung der Verfütterung der Ganzkörper von Reservoirarten und von

rohem Schweinefleisch an Carnivoren kann deren Infektionsrisiko an pathogenen

Yersinia-Stämmen minimieren.

Da sich Yersinien auch bei Kühlraumtemperaturen vermehren, müssen alle dort

offen gelagerten Futtermittel als potentielle Infektionsquellen betrachtet werden.

Kühlwaren wie Milch- oder Geflügelprodukte, aber auch Obst und Gemüse können

durch Y. enterocolitica sekundär kontaminiert worden sein. Solche Infektionswege

werden sowohl für den Menschen als auch für Affenkolonien einiger Laboratorien

angenommen (TAFFS u. DUNN 1983; NEUBAUER et al. 2001 b). Ebenfalls sollte

der Hygienestatus des Tränkwassers nicht außer acht gelassen werden, da fäkal

verunreinigtes Wasser Infektionsquelle eines Menschen mit Y. pseudotuberculosis

war (FUKUSHIMA et al. 1989).

5.2.7.3 Hygienemaßnahmen

Für die Bekämpfung von Y. enterocolitica in der Tierproduktion stehen viele

Vorschläge im Raum. Konsequente Einhaltung der Stallhygiene (Rein-

Rausverfahren, vertikale Produktionssysteme) stellen deshalb zur Eindämmung die

zentralen Maßnahmen (NEUBAUER et al. 2001 b).

Aufgrund der unterschiedlichen Tierhaltung sind diese Systeme nicht auf einen Zoo

übertragbar. Allerdings sollten hier ebenso Hygienemaßnahmen eingehalten werden.

Neuzugänge sind im Idealfall einer Quarantäne zu unterziehen. Vor der Aufstallung

neuer Tiere ist eine Desinfektion des Stalls angezeigt, ebenso bei Auftreten

klinischer Fälle. Je nach räumlicher Lage sind dann auch weitere Teile des Reviers

mit einzubeziehen, wie auch der Verkehr von Personal und Besuchern. Der Einsatz

von Desinfektionsmatten und -wannen sowie von Schutzkleidung und Waschbecken

zur persönlichen Hygiene wäre hier denkbar. Besucher können durch Absperrungen

und Umgehungen auch gänzlich an Infektionsherden vorbei geleitet werden.

94

5.2.7.4 Vakzination

Einen auf dem Markt zugelassenen Impfstoff gegen Yersiniosen gibt es nicht. Für die

Prophylaxe in Zoos und Instituten steht dennoch Pseudovac® (Veterinärpathologie,

Universität Utrecht, Niederlande) zur Verfügung. Die polyvalente, mit Formaldehyd

inaktivierte Vakzine beinhaltet pathogene Yersinia-Stämme älterer und neuerer

Ausbrüche. Erste Einsätze schienen bei Primaten, Vögeln, Nagern und

Wiederkäuern zum Impfschutz zu führen (POELMA u. DE VOOGD 1969; ZWART et

al. 1981; RIETSCHEL u. WIESNER 1983). Neuere Einsätze waren besonders bei

Krallenaffen erfolgreich. Ein strenges Impfregime mit Booster- und

Wiederholungsimpfungen senkt die jährlichen Verluste in Endemiegebieten enorm

bzw. kann sie sogar verhindern (BIELLI et al. 1999; WESCHE et al. 2002; BAKKER

et al. 2007). MEZÖSI et al. (2006) hingegen verloren Totenkopfaffen durch Streß und

Schock. Im Falle einzelner Yersiniose-Ausbrüche wurden zum Schutz der

Restpopulationen ebenfalls erfolgreich stallspezifische Vakzine eingesetzt, die

ähnlich der Utrechter hergestellt wurden (HAGENBECK 1986; BRACK u.

GATESMAN 1991; WESCHE et al. 2002).

Für 2006 waren an der Veterinärmedizinischen Fakultät in Nantes, Frankreich,

vergleichende Untersuchungen zwischen Pseudovac® und einer zukünftigen Pest-

Vakzine des Pasteur-Institutes Paris mit Y. pseudotuberculosis-Klonen an

Meerschweinchen vorgesehen. Über die Durchführung und Ergebnisse ist derzeit

nichts bekannt.

Während alle anderen prophylaktischen Maßnahmen nur das Risiko senken und

flankierend wirken, scheint die Vakzination doch aufgrund der Erfahrungen etlicher

Kollegen das Mittel der Wahl bei empfänglichen Arten wie Krallenaffen zu sein

(BIELLI et al. 1999). Sowohl stallspezifische Vakzine als auch Pseudovac® wurden

stets als verträglich beschrieben. Dennoch sollte an der Fort- bzw. Neuentwicklung

eines wirksamen Impfstoffs für ein breiteres Artenspektrum Interesse bestehen.

95

5.3 Prävalenzen anderer Bakterien

5.3.1 Burkholderia spp.

Im Rahmen dieser Studie waren ein Nachweis von B. mallei oder B. pseudomallei

nicht zu erwarten. Erster gilt in Deutschland als getilgt; zweiter ist ein Erreger

subtropischer und tropischer Regionen.

B. cepacia hingegen kommt in Deutschland vor. Im Zoo 17 konnte dieser Erreger

zuvor aus dem Beckenwasser des beprobten Großen Tümmlers (Tursiops truncatus)

isoliert werden (pers. Mtlg. von M. G. Hartmann, Duisburg, 28.06.2005).

In diesen Untersuchungen konnten keine Burkholderien nachgewiesen werden, so

daß respektive der Methode keine weitere Aussage hinsichtlich der Prävalenz bei

Zootieren getroffen werden sollte.

5.3.2 Differentialdiagnostische Keime

Der Großteil der hier isolierten Bakterien ist in der Veterinärmedizin unbedeutend.

Klinisch treten sie meist in Krankenhäusern auf. Durch den hohen Einsatz von

Antibiotika entstehen dort resistente bis multiresistente Stämme, die bei schweren

Grundleiden der Patienten als Opportunisten auftreten und zu Infektionen führen

können. Als Beispiele seien hier Morganella morganii (MILLER et al. 2007), Serratia

spp. (ANÍA 2007), Enterobacter spp, Klebsiella spp. und Proteus spp. (D'AGATA

2004) angeführt.

Mangelnde Hygiene bei In- und Transfusionen können zu Bakteriämien führen

(SPAULDING u. ROTHMAN 1996; VOGT et al. 1999; BROOKS u. FELDMAN 2003).

Die hier nachgewiesenen Bakterien überleben Kälte von +4 °C bzw. dürften teilweise

auch fähig sein, sich in gekühlten Flüssigkeiten wie Blutkonserven oder Infusions-

lösungen zu vermehren. Viele gramnegative Bakterien (z. B. Ps. putida) können

hohe LPS-Konzentrationen in den infundierten Flüssigkeiten bedingen und dann evtl.

im Patienten einen Endotoxinschock auslösen.

97

6 Zusammenfassung

Zur Prävalenz fakultativ pathogener Bakterien in deutschen Zoos mittels Yersinia-

und Burkholderia-selektierender Nährmedien

Pierre Grothmann

Fachgebiet Tiergartenbiologie und Zootiermedizin, Tierärztliche Hochschule

Hannover

Institut für Mikrobiologie der Bundeswehr, München

Dezember 2007

151 Seiten, 7 Abbildungen, 15 Tabellen, 298 Literaturstellen

232 Kot- und 177 Bodenproben wurden in 20 deutschen Zoos von einem breiten

Artenspektrum gehaltener Tiere genommen und nach 3-wöchiger Kälteanreicherung

auf Cefsulodin-Irgasan-Novobiocin-Agar (CIN) und Burkholderia cepacia-Agar (BCA)

kultiviert.

25 Yersinia-, aber keine Burkholderia-Stämme konnten isoliert werden. Eine

Feindifferenzierung der Yersinien mittels moderner biochemischer und molekularer

Methoden ergab 15 Y. enterocolitica BV 1A, 2 Y. enterocolitica BV 2, 4 Y. intermedia,

2 Y. frederiksenii, 1 Y. aldovae und 1 Y. rohdei. Die Pathogenitätsfaktoren V-Antigen

und Yersinia-Adhäsin A (YadA) konnten in keinem Isolat nachgewiesen werden.

Ferner wurden 247 bakterielle Stämme (206 von CIN und 41 von BCA) der Genera

Buttiauxella, Citrobacter, Escherichia, Enterobacter, Erwinia, Klebsiella, Kluyvera,

Leclercia, Morganella, Proteus, Providencia, Pantoea, Rahnella, Serratia,

Aeromonas, Pseudomonas, Chryseomonas, Stenotrophomonas und Weeksella

isoliert.

98

Die möglichen Yersinia-Infektionsketten innerhalb Zoologischer Gärten sind vielfältig.

Neben bekannten Vektoren wie Schadnagern und Wildvögeln sollten auch Kängurus

(Macropus spp.), Emus (Dromaius novaehollandiae) und Gänsevögel (Anseriformes)

als potentielle Yersinia-Reservoire in Betracht gezogen werden.

Schlüsselworte: Yersinia, Burkholderia, Buttiauxella, Citrobacter, Escherichia,

Enterobacter, Erwinia, Klebsiella, Kluyvera, Leclercia, Morganella, Proteus,

Providencia, Pantoea, Rahnella, Serratia, Aeromonas, Pseudomonas,

Chryseomonas, Stenotrophomonas, Weeksella, Pseudotuberkulose, Yersiniose,

CIN, BCA, API 20 E, API 20 NE, MICRONAUT-BW-Y, 16S rRNA-Gen-PCR, Zoo,

Känguru, Emu, Gans, Ente, Nagetier, Primat, Affe

99

7 Summary

Prevalence of facultative pathogenic bacteria in German zoos using Yersinia- and

Burkholderia-selective culture media

Pierre Grothmann

Unit of Zoo Biology and Zoo Medicine, University of Veterinary Medicine Hanover

Institute of Microbiology, Federal Armed Forces, Munich

December 2007

151 Pages, 7 Figures, 15 Tables, 298 References

232 faecal and 177 environmental samples were taken from a variety of animal

species kept in 20 German zoos. After 3 weeks of cold enrichment they were

cultivated on Cefsulodin-Irgasan-Novobiocin-agar (CIN) and Burkholderia cepacia-

selective-agar (BCA).

25 Yersinia-strains could be isolated, but no Burkholderia-isolates. Using modern

biochemical kits and molecular methods the Yersinia-isolates were differentiated in

15 Y. enterocolitica BV 1A, 2 Y. enterocolitica BV 2, 4 Y. intermedia,

2 Y. frederiksenii, 1 Y. aldovae und 1 Y. rohdei. No strain showed pathogenic factors

like V-antigen or Yersinia-adhesin A (YadA).

Further, 247 bacterial strains (206 from CIN and 41 from BCA) of following genera

were isolated: Buttiauxella, Citrobacter, Escherichia, Enterobacter, Erwinia,

Klebsiella, Kluyvera, Leclercia, Morganella, Proteus, Providencia, Pantoea, Rahnella,

Serratia, Aeromonas, Pseudomonas, Chryseomonas, Stenotrophomonas and

Weeksella.

100

Within Zoological Gardens many routes of Yersinia-infection are possible.

Furthermore, besides already known vectors such as rodents and free living birds,

also macropodids, especially the genus Macropus, emus (Dromaius

novaehollandiae) and waterfowl (Anseriformes) should be assumed as potential

Yersinia-reservoir hosts.

Keywords: Yersinia, Burkholderia, Buttiauxella, Citrobacter, Escherichia,

Enterobacter, Erwinia, Klebsiella, Kluyvera, Leclercia, Morganella, Proteus,

Providencia, Pantoea, Rahnella, Serratia, Aeromonas, Pseudomonas,

Chryseomonas, Stenotrophomonas, Weeksella, Pseudotuberculosis, Yersiniosis,

CIN, BCA, API 20 E, API 20 NE, MICRONAUT-BW-Y, 16S rRNA-Gene-PCR, Zoo,

Kangaroo, Emu, Waterfowl, Rodent, Primate, Monkey

101

8 Schrifttumsverzeichnis

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9 Anhang

9.1 Material

Soweit nicht gesondert vermerkt, wurden die Chemikalien von der Fa. MERCK, Darmstadt bezogen.

9.1.1 Nährmedien

NaCl-Lösung (0,9 %) NaCl 9 g Aqua bidest. ad 1000 ml steril Ethanol (70 %) Ethanol (absolut) 70 ml Aqua dest. ad 100 ml

9.1.1.1 Yersinia-Selektivagar nach Schiemann (CIN-Agar)

Vorbereitung: Yersinia-Selektiv-Supplement® (CIN) 1 1 Fläschchen Ethanol (70 %) 1 ml Aqua dest. 1 ml Yersinia-Selektiv-Agar® 2 29,25 g Aqua dest. 500 ml 1. Aqua dest. bis zum vollständigen Lösen des Yersinia-Selektiv-Agars erhitzen. 2. 15 min bei 121 °C autoklavieren. 3. Im Wasserbad auf 50 °C runterkühlen. 4. Inhalt des vorbereiteten Fläschchens steril einmischen. 5. In Petrischalen Platten von 5 mm Schichtdicke gießen. Die gebrauchsfertigen Nährböden sind klar und rot. 1 MERCK, Darmstadt, Art. 1.16466.0001 2 MERCK, Darmstadt, Art. 1.16434.0500

134

9.1.1.2 Burkholderia cepacia-Selektiv-Agar (BCA)

Burkholderia cepacia Medium® 3 18 g Aqua dest. 500 ml 1. Bis zum vollständigen Lösen erhitzen. 2. 15 min bei 121 °C autoklavieren. 3. Im Wasserbad auf 50 °C runterkühlen. 4. 5 Tabletten Burkholderia cepacia Supplement® 4 zugeben. 5. In Petrischalen Platten von 5 mm Schichtdicke gießen. Die gebrauchsfertigen Nährböden sind klar und gelblich.

9.1.1.3 Standard-I-Nähragar

Standard-I-Nähragar® 5 18,5 g Aqua dest. 500 ml 1. Bis zum vollständigen Lösen erhitzen. 2. 15 min bei 121 °C autoklavieren. 3. Im Wasserbad auf 58 °C runterkühlen. 4. In Petrischalen Platten von 5 mm Schichtdicke gießen. Die gebrauchsfertigen Nährböden sind klar und gelblich.

9.1.1.4 Blut-Agar

Blut-Agar (Basis) 6 20 g Aqua dest. 500 ml 1. Bis zum vollständigen Lösen erhitzen. 2. 15 min bei 121 °C autoklavieren. 3. Im Wasserbad auf 50 °C runterkühlen. 4. Homogen zusetzen: Schafblut, defibriniert 25 ml 5. In Petrischalen Platten von 5 mm Schichtdicke gießen. Die gebrauchsfertigen Nährböden sind dunkelrot. 3 Mast Diagnostics, Art. 122539

4 Mast Diagnostics, Art. 210220 5 MERCK, Darmstadt, Art. 1.07881.0500 6 MERCK, Darmstadt, Art. 1.10886.0500

135

9.1.2 Material für die Biochemie

Oxidase-Reagent® 7 Ammonium-Fe-II-Sulfat-Lösung (1 %) Ammonium-Fe-II-Sulfat 50 mg Aqua bidest. ad 5 ml

9.1.2.1 API® 20 E

API® 20 E 8 ist ein standardisiertes System zur Identifizierung von Enterobacteriaceae und anderen gramnegativen, nicht anspruchsvollen Stäbchen anhand von 21 miniaturisierten biochemischen Reaktionen und einer Datenbank. Bestandteile: 1 Arbeitsanleitung und 1 Verschlußleiste 25 API® 20 E Streifen (bestehend aus 20 Mikroröhrchen) 25 Inkubationswannen und Deckel 25 Ergebnisblätter Zusätzlich erforderlich sind: NaCl-Lsg. (0,9 %) Paraffinöl 9 TDA Reagenz 10 JAMES Reagenz 11 VP 1 und VP 2 Reagenz 12 APILAB Plus®-Software V 3.2.2 13

9.1.2.2 API® 20 NE

API® 20 NE 14 ist ein standardisiertes System zur Identifizierung nicht anspruchsvoller, gramnegativer Stäbchen, die nicht zur Familie der Enterobacteriaceae gehören, anhand von 8 konventionellen Reaktionen, 12 Assimilationsreaktionen und einer Datenbank. Bestandteile: 1 Arbeitsanleitung 25 API® 20 NE Streifen (bestehend aus 20 Mikroröhrchen) 25 Inkubationswannen und Deckel 25 Ampullen API® AUX Medium 25 Ergebnisblätter

136

Zusätzlich erforderlich sind: NaCl-Lsg. (0,9 %) Paraffinöl 9

JAMES Reagenz 11 NIT 1 und NIT 2 Reagenz 15

Zn 16

APILAB Plus®-Software V 3.2.2 13

9.1.2.3 MICRONAUT®-BW-Y

Das MICRONAUT®-BW-Y ist ein spezielles System zur Differenzierung von Yersinien anhand derer Stoffwechsel-Aktivitäten. Diese erfolgt durch Beimpfen einer 96-Platte

(8 Bahnen á 12 Vertiefungen für 2 Ansätze) 17. Pro Probenansatz dienen 38 Testreaktionen und 6 Kontrollen zur Identifizierung. Nach Zugabe entsprechender Reagenzien in bestimmte Vertiefungen erfolgt die Auswertung mit Hilfe eines Scanners (MICRONAUT® Skan 18), der die optische Dichte der Vertiefungen mißt und die Meßwerte einer speziellen Software (MICRONAUT®-AIP-SOFTWARE 19) liefert. Zusätzlich erforderlich sind: NaCl-Lsg. (0,9 %) 2-Kanal-Reservoir 20

8-Kanal-Multipipette: IMPACT EQUALIZER® 8 Channel Pipettor, 1250 µl 21

Paraffinöl 9

Ammonium-Fe-II-Sulfat-Lsg. (1 %), frisch Peptidase-Reagenz 22

TDA-Reagenz 23

Indol-Reagenz 24 7 bioMérieux sa, Marcy l’Etoile, Frankreich, Art. 55 635 8 bioMérieux sa, Marcy l’Etoile, Frankreich, Art. 20 100 / 20 160 9 bioMérieux sa, Marcy l’Etoile, Frankreich, Art. 70 100 10 bioMérieux sa, Marcy l’Etoile, Frankreich, Art. 70 402 11 bioMérieux sa, Marcy l’Etoile, Frankreich, Art. 70 542 12 bioMérieux sa, Marcy l’Etoile, Frankreich, Art. 70 422 13 bioMérieux sa, Marcy l’Etoile, Frankreich, Art. 34 000 14 bioMérieux sa, Marcy l’Etoile, Frankreich, Art. 20 050 15 bioMérieux sa, Marcy l’Etoile, Frankreich, Art. 70 442 16 bioMérieux sa, Marcy l’Etoile, Frankreich, Art. 70 380 17 Merlin, Bornheim-Hersel, Art. EF-107-200 18 Merlin, Bornheim-Hersel, Art. L5-120-001 =Labsystems Multiskan MS, Thermo Labsystems, Finnland, Art. 5111 8120 19 Bakteriologisches Identifizierungsprogramm V. 4.00, DEMOS Computer GmbH, Merlin, Bornheim-Hersel, Art. U8-301-001 20 Merlin, Bornheim-Hersel, Art. R4-508-350 21 Matrix, Wehrheim, Art. 6139 22 Merlin, Bornheim-Hersel, Art. E2-310-001 23 Merlin, Bornheim-Hersel, Art. E2-302-001 24 Merlin, Bornheim-Hersel, Art. E2-301-001

137

9.1.3 Material für die PCR-Assays

Lysis-Puffer 10x Reaktionspuffer S 25 1000 µl MgCl2-Lsg. (25 mM) 600 µl Proteinase K (20 mg/ml) 26 100 µl Tween 20® 27 50 µl PCR-Wasser 28 ad 10 ml 1. Lysis-Puffer ohne Proteinase K herstellen, aliquotieren und bei -20 °C lagern. 2. In PCR-Wasser gelöste Proteinase K portionieren und bei -20 °C lagern. 3. Fertigen Lysis-Puffer nach Bedarf ansetzen.

9.1.3.1 Mastermix zur 16S rRNA-Gen-PCR (lang)

PCR-Wasser 28 27 µl Eppendorf® MasterMix (2.5x) 29 20 µl Primer 1 (27f 30, 20 pM) 1 µl Primer 2 (1492 31, 20 pM) 1 µl pro Probenansatz 49 µl

9.1.3.2 Mastermix zur 16S rRNA-Gen-PCR (SP1/SP3-PCR)

PCR-Wasser 28 26 µl Eppendorf® MasterMix (2.5x) 29 20 µl Primer 1 (SP1 32, ~30 pM) 0,6 µl Primer 2 (SP3 33, ~30 pM) 0,6 µl pro Probenansatz ~ 47 µl 25 peqlab Biotechnologie, Erlangen 26 Roche Diagnostics, Mannheim, Art. 03 115 828 001 27 Roche Diagnostics, Mannheim, Art. 11 332 465 001 28 Fluka Chemie, Buchs, Schweiz, Art. 95284 29 Eppendorf, Hamburg, Art. 0032 002.250 30 MWG Biotech, Ebersberg 31 MWG Biotech, Ebersberg 32 MWG Biotech, Ebersberg 33 MWG Biotech, Ebersberg

138

9.1.3.3 Mastermix zur Adhäsin-PCR

PCR-Wasser 28 31 µl 10x Reaktionspuffer S 25 5 µl MgCl2-Lsg. (25 mM) 4 µl 10 mM dNTP-Mix 34 5 µl Primer 1 (Adhesin2 36, 20 pM) 1 µl Primer 2 (Adhesin3 37, 20 pM) 1 µl SAWADY® Taq-DNA-Polymerase 35 0,1 µl pro Probenansatz ~ 47 µl

9.1.3.4 Mastermix zur V-Antigen-PCR

PCR-Wasser 28 31 µl 10x Reaktionspuffer S 25 5 µl MgCl2-Lsg. (25 mM) 4 µl 10 mM dNTP-Mix 34 5 µl Primer 1 (V1 38, 20 pM) 1 µl Primer 2 (V2 39, 20 pM) 1 µl SAWADY® Taq-DNA-Polymerase 35 0,1 µl pro Probenansatz ~ 47 µl

9.1.3.5 Mastermix zur Y. enterocolitica-PCR

PCR-Wasser 28 30 µl 10x Reaktionspuffer S 25 5 µl MgCl2-Lsg. (25 mM) 4 µl 10 mM dNTP-Mix 34 5 µl Primer 1 (Ye1 40, 20 pM) 1,5 µl Primer 2 (fd1’ 41, 20 pM) 1,5 µl SAWADY® Taq-DNA-Polymerase 35 0,15 µl pro Probenansatz ~ 47 µl 25 peqlab Biotechnologie, Erlangen 28 Fluka Chemie, Buchs, Schweiz, Art. 95284 34 Invitrogen, Karlsruhe, Art. 18427-088 35 peqlab Biotechnologie, Erlangen, Art. 01-1030 36 MWG Biotech, Ebersberg 37 MWG Biotech, Ebersberg 38 MWG Biotech, Ebersberg 39 MWG Biotech, Ebersberg 40 MWG Biotech, Ebersberg 41 MWG Biotech, Ebersberg

139

9.1.4 Material für die Gelelektrophorese

QIAquick® PCR Purification Kit 42 Bestandteile: Handbuch QIAquick® Spin Colums (Zentrifugen-Silikasäulen) Collection Tubes (2 ml) Puffer (Buffer PB, Buffer PE, Buffer EB) Zusätzlich erforderlich sind: Ethanol (100 %, reinst) zum Ansatz des Puffers PE (nach Anleitung) Zentrifuge TAE-Puffer (pH 8,0) Tris 43 4,84 g (40 mM) Na-Acetat 1,64 g (20 mM) Na2EDTAx2H2O (Titriplex III) 44 0,58 g (2 mM) Aqua bidest. ad 500 ml 1. Lösung ansetzen. 2. Mit konz. Essigsäure auf pH 8,0 einstellen. 3. Aqua bidest. ad 1000 ml TAE-Agarosegel (2 %) Agarose (peqGOLD® Universal Agarose) 45 4 g TAE-Puffer (pH 8,0) ad 200 ml Ladepuffer Novex® TBE Sample Buffer (5x) 46 Längenstandard AmpliSize® Molecular Ruler, 50-2.000 bp Ladder 47 Ethidiumbromidlösung (2 %) Ethidiumbromid 20 g TAE-Puffer ad 1000 ml 42 QIAGEN, Hilden, Art. 28104 bzw. 28106 43 MERCK, Darmstadt, Art. 1.08382 44 MERCK, Darmstadt, Art. 1.08418 45 peqlab Biotechnologie, Erlangen, Art. 35-1020 46 Invitrogen, Karlsruhe, Art. LC 6678 47 Bio-Rad Laboratories, München, Art. 170-8200

140

9.1.5 Sonstige Geräte und Gebrauchsgegenstände

Abzug Tecnoflow® 2F120-IIGS Integra Biosciences, Fernwald Autoklav Tecnoclav®

50 Integra Biosciences, Fernwald Brutschränke Memmert, Schwabach DNA-Werkbank DNA-Workstation® UniEquip, Martinsried Einmalösen 1 µl und 10 µl Elkay, Shrewsbury, USA Einmalpipetten (Pasteur) Fine Tip Maxi Pastette, steril 1s Alpha Laboratories Ltd., Eastleigh, GB, Art. LW4235 Falconröhrchen (PP-Test Tubes) 15 ml Greiner Bio-One, Frickenhausen, Art. 188271 50 ml Greiner Bio-One, Frickenhausen, Art. 210261 Gelkammer Horizon® 58 Mini-Gelkammer GibcoBRL, Eggenstein, Art. 41060 Microbank® Pro-Lab Diagnostics, Austin, Texas, USA, Art. PL.160/G Mikroskop Dialux® 20 Leitz, Wetzlar Mikrowelle Panasonic, Hamburg Netzgerät / Spannugsquelle PowerPac® 300 Bio-Rad Laboratories, München Parafilm® „M“4In.x125Ft. Pechiney Plastic Packaging, Menasha, USA, Art. PM-996 Petrischalen Greiner Bio-One, Frickenhausen, Art. 633181 Pipetten 10 µl, 20 µl, 100 µl und 1000 µl Eppendorf, Hamburg

141

Pipettenspitzen 10 µl, 20 µl, 100 µl und 1000 µl Eppendorf, Hamburg 1250 µl, gestopft Matrix, Wehrheim, Art. 8045 Pipettierhilfe Pipetboy acu® Integra Biosciences, Fernwald, Art. 155 000 Photometer BioPhotometer® Eppendorf, Hamburg, Art. 6131 Einmal-Küvetten 1,5 ml halbmikro Brand, Art. 7590 15 Probenröhrchen NALGENE® Cryogenic Vials 2ml Nalge Nunc International, NY, USA, Art. 0050000020 Reaktionsgefäße Safe Lock Tubes 2 ml Eppendorf, Hamburg, Art. 0030 120.094 Safe Lock Tubes 1,5 ml Eppendorf, Hamburg, Art. 0030 120.086 Verschlüsse zu Safe Lock Tubes Carl Roth, Karlsruhe, Art. T.600.1 PCR-Tubes 0,5 ml Eppendorf, Hamburg, Art. 0030 124.502 PCR-Tubes 0,2 ml Eppendorf, Hamburg, Art. 0030 124.332 Thermocycler Personal Cycler® Biometra, Göttingen Thermomixer Thermomixer comfort® Eppendorf, Hamburg, Art. 5355 UV-Transilluminator Mitsubishi® P91 Mitsubishi, Japan Thermopapier K65HM-ce Mitsubishi, Japan Vortex MS1 Minishaker® IKA Works, Wilmington, NC, USA, Art. 03.120 859 Waagen Modell MC5® Sartorius, Göttingen Modell 1801® Sartorius, Göttingen Wasserbad LAUDA® R400 LAUDA, Lauda-Könighofen Zentrifugen Tischzentrifuge Qualitron® Qualitron, Korea Avanti® 30 Centrifuge Beckman, München

142

9.2 Detailinformationen der isolierten Keime

Zeichenerklärung zu Tab. 15 API® Profile A. salm. salm. Aeromonas salmonicida ssp. salmonicida ausg / ausg G ausgezeichnet (auf Genusebene) Kl. pn. pn. Klebsiella pneumoniae ssp. pneumoniae (bzw. ozaenae) sg / sg G sehr gut (auf Genusebene) Y. al./kr./int./mol./berc. Y. aleksiciae, kristensenii, intermedia, mollaretii oder bercovieri g / g G gut (auf Genusebene) CIN* CIN 1:10 verdünnt ger Sel geringe Selektivität k Id keine Identifikation akz akzeptierbar unkult. K. unkultivierter Keim zw P zweifelhaftes Profil MK Mischkultur unzuv unzuverlässig unak P unakzeptierbares Profil Tab. 15 Detailinformationen der isolierten Keime Keim Nr. Zoo

Proben-nahme am Tierart Material Agar

API®

20 E

API®

20 NE API

® ID Ergebnis API

® Ergebnis Alignment Diagnose

1 9 23.08.2004 Ziege Kot CIN 1567757 ger Sel 66% Chr. luteola, B. cepacia Chr. luteola

2 9 23.08.2004 Ziege Kot CIN 3500552 ger Sel 85,3% Salmonella arizonae, C. braakii k Id k Id

3 9 23.08.2004 Waschbär Kot CIN 1004572 akz 82,7% C. freundii C. freundii

4 9 23.08.2004 Streifenskunk Kot CIN 1004573 unzuv 52,8% Pan. spp., C. freundii Pan. spp.

5 9 23.08.2004 Streifenskunk Kot CIN 1104153 ger Sel 88% But. agrestis, K. intermedia But. agrestis

6 9 23.08.2004 Ente (divers) Kot CIN 1154723 sg G 92,5% Y. enterocolitica, Y. fred./int. Y. enterocolitica Y. enterocolitica BV 1A

7 9 23.08.2004 Ente (divers) Kot CIN 1104033 zw P 44,6% E. hermannii, Ent. amnigenus, K. intermedia k Id

8 9 23.08.2004 Weißbüschelaffe Kot CIN 1004073 ger Sel 52,7% Pan. spp, S. plymuthica, Kl. pn. ozaenae unkult. K. / But. k Id

9 9 23.08.2004 Weißbüschelaffe Kot CIN 5577747 sg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

10 9 23.08.2004 Kaninchen Kot CIN* 7577755 sg 99,3% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

11 9 23.08.2004 Blaustirnamazone Kot CIN 1006320 g 93,4% Pan. spp. Pan. spp.

12 9 23.08.2004 Blaustirnamazone Kot CIN 3444572 sg 99,9% C. freundii C. freundii

13 9 23.08.2004 Blaustirnamazone Boden CIN 5567757 ger Sel 87,8% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

14 9 23.08.2004 Blaustirnamazone Boden CIN 1104033 zw P 44,6% E. hermannii, Ent. amnigenus, K. intermedia k Id

15 9 23.08.2004 Pony / Esel Kot CIN* 1046125 akz 89,5% A. hydrophila A. hydrophila

16 9 23.08.2004 Pony / Esel Boden CIN 7577757 sg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

17 10 23.08.2004 Ziege Boden CIN 7577757 sg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

18 10 23.08.2004 Ziege Boden CIN 1104553 g 93,5% K. intermedia K. intermedia

19 10 23.08.2004 Waschbär Boden CIN 1006323 ger Sel 71,2% S. plymuthica, S. rubidaea S. spp.

20 10 23.08.2004 Ente (divers) Kot CIN 1106322 akz 93,4% S. liquefaciens S. liquefaciens

21 10 23.08.2004 Ente (divers) Kot CIN 0264000 ausg G 89% P. alcalifaciens / rustigianii /stuartii P. spp.

143

Keim Nr. Zoo


API®

20 E

API®

20 NE API

® ID Ergebnis API


22 10 23.08.2004 Kaninchen Kot CIN 1004163 unzuv 77,2% Pan. spp. Pan. spp.

23 10 23.08.2004 Meerschweinchen / Kaninchen Boden CIN 7577757 sg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

24 10 23.08.2004 Bennettkänguru Kot CIN 1004001 unzuv 58,5% Y. pestis, Past. pneumotropica S. spp. S. spp.

25 10 23.08.2004 Bennettkänguru Kot BCA 1577757 ger Sel 41,6% B. cepacia, A. hydrophila, Chr. luteola S. fonticola S. fonticola

26 10 23.08.2004 Mara Kot CIN 0274201 g 98,8% P. rettgeri P. rettgeri

27 10 23.08.2004 Mara Kot CIN 0064001 zw P 65,3% P. alcalifaciens / rustigianii, Pr. vulgaris P. spp.

28 10 23.08.2004 Mara Boden CIN * 7577757 sg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

29 10 23.08.2004 Emu Kot CIN 7577757 sg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

30 10 23.08.2004 Pony / Esel Boden CIN 1046127 7577754 ausg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

31 4 12.10.2004 Ziege Kot CIN 3572457 unak P (A. hydrophila) k Id

32 4 12.10.2004 Ziege Kot CIN * 0142457 sg 99,7% Ps. putida Ps. putida

33 4 12.10.2004 Ziege Boden CIN * 7177755 g G 82,2% A. sobria, A. hydrophila A. sobria

34 4 12.10.2004 Ziege Boden CIN * 3550455 unak P (Ps. aeruginosa) k Id 35 4 12.10.2004 Ente (divers) Kot CIN 1104553 g 93,5% K. intermedia K. intermedia

36 4 12.10.2004 Ente (divers) Kot CIN 0064000 sg G 91,6% P. spp. P. spp.

37 4 12.10.2004 Ente (divers) Kot CIN * 7577754 ausg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

38 4 12.10.2004 Goodfellow-Baumkänguru Kot CIN 5344173 ausg 99,9% K. spp. K. spp.

39 4 12.10.2004 Goodfellow-Baumkänguru Kot CIN * 1744773 unzuv 40,8% C. koseri, Kl. ornithinolytica C. freundii C. freundii

40 4 12.10.2004 Goodfellow-Baumkänguru Kot CIN * 1544573 zw P 87,2% C. koseri / formeri C. spp.

41 4 12.10.2004 Blaustirnamazone Kot CIN 1704773 zw P 52,5% S. fonticola, C. freundii, C. braakii S. fonticola

42 4 12.10.2004 Blaustirnamazone Kot CIN 3156557 zw P 87,5% B. pseudomallei, Ps. fluorescens Ps. fluorescens Ps. spp.

43 4 12.10.2004 Blaustirnamazone Kot BCA 1577757 ger Sel 41,6% B. cepacia, A. hydrophila, Chr. luteola Ps. spp. Ps. spp.

44 4 12.10.2004 Meerschweinchen Kot CIN 0157555 ausg 99,9% Ps. fluorescens Ps. fluorescens

45 4 12.10.2004 Meerschweinchen Kot CIN * 0772345 unak P (St. maltophilia) Ps. spp. Ps. spp.

46 4 12.10.2004 Emu Kot CIN 1104553 g 93,5% K. intermedia K. intermedia

47 4 12.10.2004 Emu Kot CIN 3576575 unak P (A. hydrophila) k Id

48 4 12.10.2004 Emu Kot CIN * 0340455 g 93,7% Ps. putida Ps. putida

49 4 12.10.2004 Tukan Kot CIN 1000000 ger Sel 56,9% Past. pneumotropica R. spp. R. spp.

50 4 12.10.2004 Tukan Kot CIN * 1204540 ger Sel 59% Kl. pn. ozaenae R. spp. R. spp.

51 4 12.10.2004 Doppelhornvogel Kot CIN 1104573 g 92,1% K. intermedia K. intermedia

52 4 12.10.2004 Doppelhornvogel Kot CIN 1157555 ausg 99,9% Ps. fluorescens Ps. fluorescens

53 7 12.10.2004 Ziege Kot CIN 0406000 unzuv 39,9% Shewanella putrefaciens, Pr. mirabilis, St. maltophilia St. spp. St. maltophilia

54 7 12.10.2004 Ziege Kot CIN * 3006173 zw P 73,5% Ent. sakazakii, Pan. spp. k Id

55 7 12.10.2004 Ente (divers) Kot CIN 1004742 g 97,9% Kl. pn. ozaenae S. spp. S. spp.

56 7 12.10.2004 Ente (divers) Kot CIN * 3140457 zw P 65% Ps. putida, Ps. menocina Ps. spp.

144

Keim Nr. Zoo


API®

20 E

API®

20 NE API

® ID Ergebnis API


57 7 12.10.2004 Berberaffe Kot CIN 0064000 sg G 91,6% P. spp. P. spp.

58 7 12.10.2004 Berberaffe Kot CIN * 1404553 g G 57,5% C. braakii, C. freundii C. spp.

59 7 12.10.2004 Feldhase Kot CIN 1044553 ger Sel 76% Pan. spp., L. adecarboxylata Pan. spp.

60 7 12.10.2004 Feldhase Kot CIN 0142457 sg 99,7% Ps. putida Ps. putida

61 7 12.10.2004 Feldhase Kot CIN * 1104573 g 92,1% K. intermedia K. intermedia

62 7 12.10.2004 Feldhase Boden CIN 1044153 ger Sel 85,5% L. adecarboxylata, Pan. spp. L. adecarboxylata

63 7 12.10.2004 Feldhase Boden CIN 0140457 sg 99,6% Ps. putida Ps. putida

64 7 12.10.2004 Feldhase Boden CIN * 1044553 ger Sel 76% Pan. spp., L. adecarboxylata Pan. spp.

65 7 12.10.2004 Feldhase Boden CIN * 0557777 g 99% B. cepacia Ps. spp. Ps. spp.

66 7 12.10.2004 Blaustirnamazone Kot CIN 4304763 ger Sel 87,9% S. liquefaciens, S. marcescens S. spp.

67 7 12.10.2004 Blaustirnamazone Boden CIN * 0004123 g 98% Pan. spp. Pan. spp.

68 7 12.10.2004 Mäusebussard Kot CIN 0064000 sg G 91,6% P. spp. Ps. spp. Ps. spp.

69 7 12.10.2004 Mäusebussard Kot CIN * 5577755 g 98,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

70 7 12.10.2004 Mäusebussard Boden CIN * 7577754 ausg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

71 7 12.10.2004 Mäusebussard Boden CIN * 1152557 zw P 64,6% Ps. fluorescens, B. pseudomallei MK mit Ps. spp. k Id

72 13 26.10.2004 Ziege Kot CIN 3047123 g 98% A. hydrophila A. hydrophila

73 13 26.10.2004 Ziege Boden CIN 1047523 zw P 37,9% S. plymuthica, Pan. spp., A. hydrophila k Id

74 13 26.10.2004 Löwe Boden CIN 1444773 g 92,6% C. freundii C. freundii

75 13 26.10.2004 Pfeifgans Boden CIN 7577757 sg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

76 13 26.10.2004 Gehaupter Kapuziner Boden CIN 2047127 g 98,7% A. hydrophila A. hydrophila

77 13 26.10.2004 Bennettkänguru Boden CIN 0044000 akz 82,5% Shigella spp. A. spp. A. spp.

78 13 26.10.2004 Wildmeerschweinchen Boden CIN 0046100 zw P 66% Shigella spp., E. coli A. spp. A. spp.

79 13 26.10.2004 Emu Kot CIN 0354723 zw P 93,1% Y. enterocolitica, Y. fred./int. Y. enterocolitica Y. enterocolitica BV 1A

80 13 26.10.2004 Emu Boden CIN 1007020 unzuv 71,9% Past. pneumotropica, B. cepacia A. spp./ V. parahaemolyticus A. spp.

81 6 09.11.2004 Waschbär Boden CIN 2046123 zw P 50% V. fluvialis A. spp. A. spp.

82 6 09.11.2004 Ente (divers) Kot CIN 2046123 zw P 50% V. fluvialis k Id

83 6 09.11.2004 Ente (divers) Boden CIN 0046133 akz 88,8% Pan. spp. Pan. spp.

84 6 09.11.2004 Kaiserschnurrbarttamarin Boden CIN 2046322 unak P (A. hydrophila / V. fluvialis) A. spp.

85 6 09.11.2004 Kea Boden CIN 0006100 unzuv 74,9% A. salm. salm., Shigella spp. A. hydrophila

86 6 09.11.2004 Wasserschwein Kot CIN 1007320 ger Sel 74% Pan. spp. Pan. spp. 87 6 09.11.2004 Wasserschwein Boden CIN 0047522 unak P (Pan. spp.) k Id

88 6 09.11.2004 Strauß Boden CIN 7577754 ausg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

89 6 09.11.2004 Esel Boden CIN 2046123 zw P 50% V. fluvialis k Id

90 8 18.01.2005 Ziege Kot CIN 7477755 sg 99,5% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

91 8 18.01.2005 Ziege Boden CIN 7577755 sg 99,3% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

92 8 18.01.2005 Nasenbär Boden CIN 7577754 ausg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

93 8 18.01.2005 Ente (divers) Kot CIN 7577754 ausg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

145

Keim Nr. Zoo


API®

20 E

API®

20 NE API

® ID Ergebnis API


94 8 18.01.2005 Ente (divers) Kot BCA 5467743 g 98,2% Chr. luteola Chr. luteola

95 8 18.01.2005 Ente (divers) / Marabu Boden CIN 0155723 sg 99,8% Y. enterocolitica Y. enterocolitica Y. enterocolitica BV 1A

96 8 18.01.2005 Lisztaffe Kot BCA 1767755 g 95,4% Chr. luteola Chr. luteola

97 8 18.01.2005 Rotstirnmaki Kot CIN 0055522 g 99,8% Y. enterocolitica Y. enterocolitica Y. enterocolitica BV 2

98 8 18.01.2005 Rotes Riesenkänguru Kot CIN 1055523 g G 95,4% Y. enterocolitica, Y. frederiksenii Y. al./kr./int. Y. intermedia

99 8 18.01.2005 Rotes Riesenkänguru Kot BCA 1677773 g 99,4% B. cepacia k Id k Id

100 8 18.01.2005 Blaustirnamazone Kot CIN 1001020 sg 99% Past. pneumotropica / haemolytica Erw. rhapontici Erw. rhapontici

101 8 18.01.2005 Blaustirnamazone Kot BCA 0747555 g 99,9% Ps. fluorescens Ps. fluorescens

102 8 18.01.2005 Mara Kot CIN 5355773 ausg 99,9% Kl. ornithinolytica Kl. ornithinolytica

103 8 18.01.2005 Agouti Kot CIN 5204773 akz 82,8% Kl. terrigenea, Kl. pn. pn. P. spp. P. spp.

104 8 18.01.2005 Emu Kot CIN 0055522 g 99,8% Y. enterocolitica Y. enterocolitica Y. enterocolitica BV 2

105 8 18.01.2005 Steppenzebra Boden CIN 7577754 ausg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

106 20 10.02.2005 Nasenbär Kot CIN 7577757 sg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

107 20 10.02.2005 Nasenbär Kot CIN 1207573 g 96,1% S. ficaria S. ficaria

108 20 10.02.2005 Zwergseidenäffchen Kot CIN 1201573 zw P 77,4% R. aquatilis, Pan. spp., S. ficaria R. aquatilis R. aquatilis

109 20 10.02.2005 Zwergseidenäffchen Boden CIN 1005333 sg 99,8% Pan. spp. Pan. spp. 110 20 10.02.2005 Mandrill Kot CIN 1005120 g 94,5% Pan. spp. Pan. spp.

111 20 10.02.2005 Mandrill Boden CIN 1005363 ger Sel 73,3% S. plymuthica, S. rubidaea, Pan. spp. S. spp.

112 20 10.02.2005 Bennettkänguru Kot CIN 5305763 ger Sel 74,6% S. liquefaciens, Ent. aerogenes, S. marcescens S. spp.

113 20 10.02.2005 Hyazinthara Kot CIN 1547457 g 97,2% Ps. fluorescens Ps. fluorescens

114 20 10.02.2005 Hyazinthara Boden CIN 1004153 ger Sel 61,5% E. vulneris, Pan. spp. E. vulneris

115 20 10.02.2005 Emu Kot CIN 1205573 ger Sel 78,4% R. aquatilis, Pan. spp., S. ficaria R. aquatilis

116 11 15.03.2005 Ente (divers) Kot CIN 0055523 sg 99,5% Y. enterocolitica Y. al./int./mol. Y. intermedia

117 11 15.03.2005 Ente (divers) Boden CIN 0054523 g 97,4% Y. enterocolitica Y. enterocolitica Y. enterocolitica BV 1A

118 11 15.03.2005 Grüne Meerkatze Boden CIN 1205773 ger Sel 42,2% Pan. spp., Kl. pn. pn. R. aquatilis R. aquatilis

119 11 15.03.2005 Kaninchen Kot CIN 5467745 ger Sel 74,5% A. hydrophila / caviae, Chr. luteola A. hydrophila

120 11 15.03.2005 Bennettkänguru Kot CIN 0354723 zw P 93,1% Y. enterocolitica, Y. fred./int. Y. enterocolitica Y. enterocolitica BV 1A

121 11 15.03.2005 Steppenzebra Kot CIN 5467757 unak P (B. cepacia / A. hydrophila) S. spp. S. spp.

122 11 15.03.2005 Steppenzebra Kot CIN 0014503 g 93% Y. kristensenii Y. rohdei Y. rohdei

123 5 29.03.2005 Ente (divers) Kot CIN 0154723 sg 99,2% Y. enterocolitica Y. enterocolitica Y. enterocolitica BV 1A

124 5 29.03.2005 Schimpanse Kot CIN 0155723 sg 99,8% Y. enterocolitica Y. enterocolitica Y. enterocolitica BV 1A

125 5 29.03.2005 Totenkopfaffe / Agouti Boden CIN akz 88,3% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

126 5 29.03.2005 Schimpanse Boden CIN 1206573 g 98,4% S. ficaria S. ficaria

127 5 29.03.2005 Kaninchen Kot CIN 1205572 zw P 64,8% R. aquatilis, Pan. spp. R. aquatilis

128 5 29.03.2005 Bennettkänguru Kot CIN 0154723 sg 99,2% Y. enterocolitica Y. enterocolitica Y. enterocolitica BV 1A

129 5 29.03.2005 Wellensittich Kot CIN 1255523 g 95,2% Pan. spp. Pan. spp.

130 5 29.03.2005 Wellensittich Boden CIN 1004120 g 97,9% Pan. spp. Pan. spp.

146

Keim Nr. Zoo


API®

20 E

API®

20 NE API

® ID Ergebnis API


131 5 29.03.2005 Strauß Kot CIN 3044126 ger Sel 87,8% V. fluvialis, A. hydrophila A. media / veronii A. media / veronii

132 5 29.03.2005 Hartmann-Bergzebra Kot CIN 5304773 ger Sel 55,1% S. fonticola, Ent. aerogenes S. fonticola

133 12 29.03.2005 Alpaka Kot CIN 0054503 sg 99,7% Y. kristensenii Y. al./int./berc./mol. Y. kristensenii

134 12 29.03.2005 Hawaii-Gans Kot CIN 0155723 sg 99,8% Y. enterocolitica Y. enterocolitica Y. enterocolitica BV 1A

135 12 29.03.2005 Totenkopfaffe Boden CIN 1104753 g 97,4% S. fonticola S. fonticola

136 12 29.03.2005 Bennettkänguru Kot CIN 0014523 g 98% Y. enterocolitica Y. aldovae Y. aldovae

137 12 29.03.2005 Dunkelroter Ara Kot CIN 0155723 sg 99,8% Y. enterocolitica Y. aleksiciae Y. intermedia

138 12 29.03.2005 Mara Kot CIN 1005573 g 98,9% R. aquatilis R. aquatilis

139 12 29.03.2005 Emu Kot CIN 0154723 sg 99,2% Y. enterocolitica Y. enterocolitica Y. enterocolitica BV 1A

140 1 14.05.2005 Ziege Boden CIN 7577754 ausg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

141 1 14.05.2005 Ziege (Ovambo-) Kot CIN 7355723 unak P (Kl. ornithinolytica / S. spp.) k Id

142 1 14.05.2005 Ziege (Ovambo-) Kot BCA 4353455 unak P (Ps. fluorescens, Ps. putida) k Id

143 1 14.05.2005 Ziege (Ovambo-) / Alpaka Boden CIN 2046127 ger Sel 50,1% V. fluvialis, A. hydrophila A. spp. A. spp.

144 1 14.05.2005 Ente (divers) Kot BCA 7577754 ausg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

145 1 14.05.2005 Ente (divers) Boden CIN 3046167 g 95,6% A. hydrophila A. hydrophila

146 3 17.05.2005 Ziege Boden CIN 1005312 sg 99,9% Pan. spp. Pan. spp. 147 3 17.05.2005 Nasenbär Kot CIN 1054723 sg G 81,5% Y. enterocolitica, Y. fred./int. Y. kr./aldovae Y. kristensenii

148 3 17.05.2005 Ente (divers) Kot BCA 7176755 sg 99,2% A. sobria A. sobria

149 3 17.05.2005 Ente (divers) Kot CIN 1055723 g 94,4% Y. enterocolitica Y. al./int./berc./mol. Y. intermedia

150 3 17.05.2005 Kaiserschnurrbarttamarin Kot CIN 1005173 ger Sel 68% Pan. spp., R. aquatilis, Ent. amnigenes R. aquatilis R. aquatilis

151 3 17.05.2005 Kaiserschnurrbarttamarin Boden CIN 1005312 sg 99,9% Pan. spp. Pan. spp.

152 3 17.05.2005 Kaninchen Boden CIN 1004162 g 97,7% Pan. spp. Pan. spp.

153 3 17.05.2005 Meerschweinchen Kot CIN 1004123 g 97,3% Pan. spp. Pan. spp. 154 3 17.05.2005 Meerschweinchen Boden CIN 1005573 g 98,9% R. aquatilis R. aquatilis

155 3 17.05.2005 Darwin-Nandu Kot BCA 0357555 sg 99,9% Ps. fluorescens Ps. fluorescens

156 3 17.05.2005 Darwin-Nandu/Alpaka Boden CIN 1005162 ger Sel 69% Pan. spp., S. plymuthica Pan. spp.

157 3 17.05.2005 Darwin-Nandu/Alpaka Boden BCA 0157555 ausg 99,9% Ps. fluorescens Ps. fluorescens

158 3 17.05.2005 Flachlandtapir Kot BCA 5467757 unak P (B. cepacia / A. hydrophila) Ps. spp. Ps. spp.

159 2 17.05.2005 Ziege (Afrik. Zwerg-) Boden CIN 5307322 g G 64,8% S. liquefaciens, S. marcescens S. spp.

160 2 17.05.2005 Mufflon Kot CIN 1154723 sg G 92,5% Y. enterocolitica, Y. fred./int. Y. enterocolitica Y. enterocolitica BV 1A

161 2 17.05.2005 Ente (divers) Kot CIN 1054723 sg G 81,5% Y. enterocolitica, Y. fred/int. S. spp. S. spp.

162 2 17.05.2005 Ente (divers) Kot BCA 5667743 unak P (Chr. luteola) k Id

163 2 17.05.2005 Kaninchen Kot CIN 0354723 zw P 93,1% Y. enterocolitica, Y. fred./int. S. spp. S. spp.

164 2 17.05.2005 Kaninchen Kot BCA 7577754 ausg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

165 2 17.05.2005 Kaninchen Boden CIN 5307723 ausg G 64,9% S. liquefaciens, S. marcescens S. spp. 166 2 17.05.2005 Berberaffe Kot CIN 1154723 sg G 92,5% Y. enterocolitica, Y. fred./int. Y. enterocolitica Y. enterocolitica BV 1A

167 2 17.05.2005 Berberaffe Kot BCA 0343455 sg G 96,6% Ps. putida, Ps. fluorescens Ps. putida

147

Keim Nr. Zoo


API®

20 E

API®

20 NE API

® ID Ergebnis API


168 2 17.05.2005 Stachelschwein Kot CIN 1005573 g 98,9% R. aquatilis R. aquatilis

169 2 17.05.2005 Stachelschwein Kot BCA 0143455 ausg G 96,7% Ps. putida, Ps. fluorescens Ps. putida

170 2 17.05.2005 Stachelschwein Boden CIN 1005002 g 96,7% Chr. luteola Chr. luteola

171 2 17.05.2005 Pony / Esel Kot CIN 1205573 ger Sel 78,4% R. aquatilis, Pan. spp., S. ficaria R. aquatilis

172 2 17.05.2005 Mäusebussard Kot BCA 5777777 unak P (B. spp./ A. hydrophila) k Id

173 5 29.03.2005 Wellensittich Kot BCA 7577774 sg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

174 19 27.06.2005 Guanako Kot CIN 7577754 ausg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

175 19 27.06.2005 Schimpanse Kot CIN 3304553 ger Sel 83,3% Ent. amnigenes, C. braakii C. spp. C. spp.

176 19 27.06.2005 Schimpanse Kot BCA 5667743 unak P (Chr. luteola) Kl. spp. Kl. spp.

177 19 27.06.2005 Kaninchen Kot CIN 1105153 g G 69,2% Ent. amnigenus, K. intermedia Ent. amnigenus

178 19 27.06.2005 Kaninchen Boden CIN 1005373 g 94,9% Pan. spp. Pan. spp.

179 19 27.06.2005 Bennettkänguru Kot CIN 0154723 sg 99,2% Y. enterocolitica Y. enterocolitica Y. enterocolitica BV 1A

180 19 27.06.2005 Bennettkänguru Boden CIN 1004533 ger Sel 46,1% Pan. spp., Kl. pn. pn., C. freundii unkult. Keim / S. spp. k Id

181 19 27.06.2005 Nandu Kot CIN 7577755 sg 99,3% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

182 19 27.06.2005 Nandu Kot BCA 3242540 unak P (Ochrobactrum anthropi / V. hollisae) M. spp. M. morganii

183 19 27.06.2005 Mara / Guanako / Nandu Boden CIN 1005173 ger Sel 68% Pan. spp., R. aquatilis, Ent. amnigenes Pan. spp.

184 19 27.06.2005 Steppenzebra (Böhm) Kot CIN 5467745 ger Sel 74,5% A. hydrophila/caviae, Chr. luteola A. hydrophila

185 19 27.06.2005 Kurzohrrüsselspringer Kot CIN 1604772 ausg 99,9% C. freundii C. freundii

186 19 27.06.2005 Ente (divers) Kot CIN 1044553 ger Sel 76% Pan. spp., L. adecarboxylata Pan. spp.

187 14 27.06.2005 Ziege (Zwerg-) Boden BCA 5667747 unak P (Chr. luteola) k Id

188 14 27.06.2005 Nasenbär Kot CIN 7355723 unak P (Kl. ornithinolytica / S. spp.) S. spp. / R. spp. S. spp.

189 14 27.06.2005 Nasenbär Boden CIN 7577754 ausg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

190 14 27.06.2005 Ente (divers) Kot CIN 5344173 ausg 99,9% K. spp. K. spp.

191 14 27.06.2005 Ente (divers) Boden CIN 7577754 ausg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

192 14 27.06.2005 Weißbüschelaffe Boden CIN 1205573 ger Sel 78,4% R. aquatilis, Pan. spp., S. ficaria R. aquatilis R. aquatilis

193 14 27.06.2005 Schweinsaffe Kot CIN 5375310 unak P (P. rettgerii) M. spp. M. morganii

194 14 27.06.2005 Schweinsaffe Kot BCA 3242540 unak P (Ochrobactrum anthropi / V. hollisae) k Id

195 14 27.06.2005 Schweinsaffe Boden CIN 7577754 ausg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

196 14 27.06.2005 Kaninchen Kot CIN 1005573 g 98,9% R. aquatilis R. aquatilis

197 14 27.06.2005 Graupapagei Kot CIN 5304753 sg 99,3% S. fonticola S. fonticola

198 14 27.06.2005 Graupapagei Kot BCA 5467773 g 99,8% B. cepacia Kl. trevisanii Kl. trevisanii

199 14 27.06.2005 Graupapagei Boden CIN 3046127 ger Sel 67% A. hydrophila, V. fluvialis A. spp. A. hydrophila

200 14 27.06.2005 Emu Boden CIN 7344127 g G 94,7% A. hydrophila A. hydrophila

201 14 27.06.2005 Steppenzebra / Nashorn Boden CIN 1105573 g G 43,4% Ent. cloacae, K. interm., Ent. amnigenus Ent. spp.

202 17 28.06.2005 Pinselohrschwein / Rind Boden CIN 3046127 ger Sel 67% A. hydrophila, V. fluvialis A. spp. A. hydrophila

203 17 28.06.2005 Alpaka Kot CIN 1046127 ger Sel 92,4% A. hydrophila, V. fluvialis A. spp. A. hydrophila

148

Keim Nr. Zoo


API®

20 E

API®

20 NE API

® ID Ergebnis API


204 17 28.06.2005 Alpaka Kot BCA 7242540 unak P (V. spp. / Past. spp.) M. morganii M. morganii

205 17 28.06.2005 Nasenbär Kot CIN 0274301 ausg 99,9% P. rettgeri P. rettgeri

206 17 28.06.2005 Großer Tümmler "Ivo" Kot CIN 3205732 unzuv 58,9% Ent. cloacae, Pan. spp. k Id

207 17 28.06.2005 Ente (divers) Kot CIN 7576754 sg 97,3% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

208 17 28.06.2005 Ente (divers) Boden CIN 3044127 ger Sel 58% V. fluvialis, A. hydrophila A. spp. A. spp.

209 17 28.06.2005 Dschelada Kot CIN 3046127 ger Sel 67% A. hydrophila, V. fluvialis A. hydrophila

210 17 28.06.2005 Dschelada Boden CIN 3046127 ger Sel 67% A. hydrophila, V. fluvialis A. spp. A. hydrophila

211 17 28.06.2005 Weißbüschelaffe Kot CIN 3046126 ger Sel 71,7% V. fluvialis, A. hydrophila A. spp. A. spp.

212 17 28.06.2005 Weißbüschelaffe Kot BCA 3242540 unak P (Ochrobactrum anthropi / V. hollisae) M. morganii / gamma M. morganii

213 17 28.06.2005 Kaninchen Kot CIN 0155723 sg 99,8% Y. enterocolitica Y. enterocolitica Y. enterocolitica BV 1A

214 17 28.06.2005 Bennettkänguru Kot CIN 5304553 g 93,7% S. fonticola S. fonticola

215 17 28.06.2005 Bennettkänguru Kot BCA 7577757 sg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

216 17 28.06.2005 Madschie-Baumkänguru Kot BCA 0142453 sg 99,7% Ps. putida Ps. putida

217 17 28.06.2005 Koala Kot CIN 5467747 unak P (B. cepacia / A. spp. / Chr. luteola) K. spp. K. spp.

218 17 28.06.2005 Koala Kot BCA 7267753 unak P (A. hydrophila) A. spp.

219 17 28.06.2005 Graupapagei Kot CIN 5467747 ger Sel 74,5% A. hydrophila / caviae, Chr. luteola A. hydrophila

220 17 28.06.2005 Graupapagei Kot BCA 5667753 unak P (Chr. luteola / B. cepacia) Kl. pneumoniae Kl. pneumoniae

221 17 28.06.2005 Graupapagei Boden CIN 1005773 akz G 48,1% Kl. pn. pn., Kl. terrigenea Kl. spp.

222 17 28.06.2005 Nandu Kot CIN 7577754 ausg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

223 17 28.06.2005 Steppenzebra (Damara) Boden CIN 1205713 akz 81,9% Pan. spp. Pan. spp.

224 17 28.06.2005 Bennettkänguru Kot CIN 0175000 zw P 99,6% M. morganii M. morganii

225 17 28.06.2005 Bennettkänguru Kot BCA 0010004 akz 80,3% Weeksella virosa, Empedobacter brevis Weeksella virosa

226 17 28.06.2005 Bennettkänguru Kot BCA 7577354 ausg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

227 17 28.06.2005 Madschie-Baumkänguru Kot BCA 4143457 sg 99,9% Ps. putida Ps. putida

228 18 08.08.2005 Alpaka Kot CIN 7077755 sg G 73% A. sobria, A. hydrophila / caviae A. sobria

229 18 08.08.2005 Alpaka Boden CIN 0002000 unzuv 65,6% St. maltophilia, Non-fermenter spp. St. spp. St. maltophilia

230 18 08.08.2005 Pinselohrschwein Boden CIN 0140455 sg 99,6% Ps. putida Ps. putida

231 18 08.08.2005 Zebramanguste Kot CIN 0275301 zw P 99,9% P. rettgeri P. rettgeri

232 18 08.08.2005 Zebramanguste Kot BCA 7577754 ausg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

233 18 08.08.2005 Ente (divers) Kot CIN 0374310 zw P 99,9% P. rettgeri P. rettgeri

234 18 08.08.2005 Ente (divers) Kot BCA 7242540 unak P (V. spp. / Past. spp.) M. morganii / gamma M. morganii

235 18 08.08.2005 Rotsteiß-Löwenäffchen Boden CIN 4002000 sg 99,3% St. maltophilia St. spp. / unkult. K. St. maltophilia

236 18 08.08.2005 Schimpanse Kot CIN 1147555 ausg 99,9% Ps. fluorescens Ps. fluorescens

237 18 08.08.2005 Graues Riesenkänguru Kot BCA 0147555 ausg 99,9% Ps. fluorescens Ps. fluorescens

238 18 08.08.2005 Goodfellow-Baumkänguru Boden CIN 7577754 ausg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

239 18 08.08.2005 Hyazinthara Kot CIN 1205573 ger Sel 78,4% R. aquatilis, Pan. spp., S. ficaria R. aquatilis

149

Keim Nr. Zoo


API®

20 E

API®

20 NE API

® ID Ergebnis API


240 18 08.08.2005 Strauß Kot CIN 7577754 ausg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

241 18 08.08.2005 Strauß Kot BCA 7242540 unak P (V. spp. / Past. spp.) M. morganii / gamma M. morganii

242 18 08.08.2005 Steppenzebra (Damara) Kot CIN 4002000 sg 99,3% St. maltophilia St. spp. St. maltophilia

243 15 08.08.2005 Waschbär Kot CIN 0274301 ausg 99,9% P. rettgeri P. rettgeri

244 15 08.08.2005 Waschbär Boden CIN 7577754 ausg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

245 15 08.08.2005 Venezuelaamazone Kot CIN 0275311 zw P 99,9% P. rettgeri P. rettgeri

246 15 08.08.2005 Venezuelaamazone Kot BCA 7242540 unak P (V. spp. / Past. spp.) M. morganii / gamma M. morganii

247 15 08.08.2005 Venezuelaamazone Boden CIN 0002000 unzuv 65,6% St. maltophilia, Non-fermenter spp. St. spp. St. maltophilia

248 15 08.08.2005 Strauß Kot CIN 1140455 sg 99,6% Ps. putida Ps. putida

249 15 08.08.2005 Steppenzebra (Grant) Boden CIN 7577754 ausg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

250 16 09.08.2005 Guanako Kot CIN 7577755 sg 99,3% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

251 16 09.08.2005 Mara / Guanako / Nandu Boden CIN 7577754 ausg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

252 16 09.08.2005 Ente (divers) Kot CIN 0064200 g 96,6% P. stuartii P. stuartii

253 16 09.08.2005 Kaiserschnurrbarttamarin / Zwergagouti Boden BCA 0156555 sg 99,8% Ps. fluorescens Ps. fluorescens

254 16 09.08.2005 Sumatra-Orang-Utan Kot CIN 4202000 sg 99,3% St. maltophilia St. maltophilia

255 16 09.08.2005 Sumatra-Orang-Utan Boden CIN 4002000 sg 99,3% St. maltophilia St. maltophilia St. maltophilia

256 16 09.08.2005 Rotes Riesenkänguru Kot CIN 1505173 zw P 98,4% Ent. amnigenus Ent. amnigenus

257 16 09.08.2005 Rotes Riesenkänguru Kot BCA 3242541 unak P (Ochrobactrum anthropi) M. spp. M. morganii

258 16 09.08.2005 Hyazinthara Boden CIN 2044122 zw P 59,2% V. fluvialis, E. coli A. media / veronii A. media / veronii

259 16 09.08.2005 Emu Kot CIN 1155723 g 98,3% Y. enterocolitica Y. enterocolitica Y. enterocolitica BV 1A

260 16 09.08.2005 Emu Kot BCA 7242540 unak P (V. spp. / Past. spp.) M. spp. M. morganii

261 16 09.08.2005 Steppenzebra (Grant) Kot CIN 7577754 ausg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

262 16 09.08.2005 Steppenzebra (Grant) Kot BCA 5250540 unak P (Chromobacterium violaceum / V. alginolyticus) Pr. vulgaris Pr. vulgaris

263 16 09.08.2005 Steppenzebra (Grant) / Elenantilope Boden CIN 7577755 sg 99,3% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

264 15 08.08.2005 Kaninchen (Bart-) Kot CIN 7577754 ausg 99,9% A. hydrophila / caviae A. hydrophila

265 9 23.08.2004 Blaustirnamazone Kot CIN 0006020 g 94,2% Pan. spp. Pan. spp.

266 9 23.08.2004 Ziege Kot CIN 2000004 ger Sel 54% Ps. fluorescens / putida, A. salm. salm. Ps. spp.

267 9 04.09.2005 Weißrüssel-Nasenbär Kot CIN 1255773 sg 99% Kl. oxytoca P. rustigianii P. rustigianii

268 9 04.09.2005 Dunkelroter Ara Kot CIN 1051000 sg 99,3% Past. pneumotropica / haemolytica R. spp. R. spp.

269 9 04.09.2005 Dunkelroter Ara / Venezuelaamazone Boden CIN 5103651 unak P (S. marcescens / liquefaciens / odorifera) k Id

270 10 03.09.2005 Berberaffe Kot CIN 1100020 g 96,6% Past. pneumotropica / haemolytica R. spp. / S. spp. R. spp.

271 10 03.09.2005 Mara Boden CIN 1100020 g 96,6% Past. pneumotropica / haemolytica S. spp. S. spp.

272 10 03.09.2005 Strauß Kot CIN 0370773 unak P (Kl. ornithinolytica) M. morganii / gamma M. morganii

150

9.3 Abbildungsverzeichnis

Abb. 1 Geographische Verteilung der beprobten zoologischen Einrichtungen 44

Abb. 2 Untersuchungsschema 55

Abb. 3 Auf Cefsulodin-Irgasan-Novobiocin-Agar (CIN) in „Kuhaugenform“

gewachsene Bakterien-Genera 62

Abb. 4 Auf Burkholderia cepacia-Selektiv-Agar (BCA) gewachsene Bakterien-Genera 64

Abb. 5 Jahreszeitabhängige Isolierung von Yersinia spp. 72

Abb. 6 Geographische Übersicht der Yersinia-Prävalenzen in den einzelnen Zoos 73

Abb. 7 Mögliche Yersinia-Infektionsketten in Tiergärten 90

9.4 Tabellenverzeichnis

Tab. 1 Übersicht über die Serovare von Y. pseudotuberculosis 7

Tab. 2 Übersicht über die pathogenen Sero- und Biovare von Y. enterocolitica 9

Tab. 3 Biochemische Differenzierung der Yersinia-Spezies 27

Tab. 4 Biochemische Differenzierung der Biovare von Y. enterocolitica 27

Tab. 5 Übersicht der untersuchten Proben, geordnet nach Ordnungen und

geographischer Lage der beprobten Zoos 45

Tab. 6 Liste der verwendeten Primer 50

Tab. 7 Thermocyclerprogramm zum 16S rRNA-Gen-PCR-Assay (SP1/SP3) 51

Tab. 8 Thermocyclerprogramm zum Adhäsin- und V-Antigen-PCR-Assay 51

Tab. 9 Thermocyclerprogramm zum Y. enterocolitica-PCR-Assay 52

Tab. 10 Thermocyclerprogramm zum 16S rRNA-Gen-PCR-Assay (27f/1492rev) 52

Tab. 11 Übersicht der isolierten Keime, gegliedert nach Wirtsordnungen 58

Tab. 12 Feindifferenzierung der Yersinia-Isolate 67

Tab. 13 Vergleich der Untersuchungsergebnisse mit in der Literatur angegebenen

Yersinia-Prävalenzen in den Faeces einzelner Wirtsordnungen 69

Tab. 14 Jahreszeitliche Verteilung der Yersinia-Isolate 71

Tab. 15 Detailinformationen der isolierten Keime 142

151

Danksagung

Bei Herrn Prof. Dr. M. Böer bedanke ich mich für die freundliche Überlassung des

Themas und die Betreuung dieser Dissertation.

Herrn PD Dr. H. Neubauer gilt mein ganz besonderer Dank für eine engagierte und

äußerst gewissenhafte Betreuung. Dank seiner fachlichen Unterstützung und seiner

richtungsweisenden Hilfestellung wurde aus meiner anfänglichen Idee diese Arbeit.

Allen Mitarbeitern des Institutes für Mikrobiologie der Bundeswehr gilt mein

herzlicher Dank für einen reibungslosen Ablauf im Labor sowie für fachliche

Ratschläge. Bei Herrn Dr. Finke bedanke ich mich für die Bereitstellung eines

Arbeitsplatzes. Ich bedanke mich bei Herrn Dr. Hagen, Herrn Dr. Köhler und Herrn

Derschum für die organisatorische Unterstützung und die Einführung in die

Diagnostik. Herrn Knoche, Frau Clemens, Frau Gramsamer, Herrn Schneider und

insbesondere Frau Grumbach und Frau Lodri gilt mein Dank für die Hilfe bei der

Bewältigung des Probenmaterials.

Mein Dank gilt weiterhin allen Mitarbeitern der 20 zoologischen Einrichtungen, den

Leitern dieser für die Erlaubnis der Probennahme, den Kollegen für die

Unterstützung und den zahlreichen Tierpflegern für die bereitwillige Auskunft zu

Tieren und Gehegen.

Meinem Kollegen Dr. M. Straube gilt ein besonderer Dank. Ein Gespräch mit ihm

gab den initialen Anstoß, dieses Thema in einer Dissertation zu bearbeiten.

Bei meinen ehemaligen Arbeitgebern E. und U. Wilhelm bedanke ich mich für die

freizügige Einteilung meiner Arbeitszeit, was die Anfertigung dieser Arbeit neben

dem Beruf wesentlich erleichterte.

Vielen Freunden sei für Geduld, Pension und Korrekturlesungen gedankt.

Meinen Eltern danke ich für die immer gewährte Hilfe und Unterstützung.

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