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Anwendungspotential von Mikrogrünalgen zur Spurenstoffelimination in der Abwasserreinigung Zur Erlangung des akademischen Grades eines DOKTORS DER INGENIEURWISSENSCHAFTEN (Dr.-Ing.) Von der Fakultät für Ingenieurwissenschaften Abteilung Bauwissenschaften Institut für Siedlungswasser- und Abfallwirtschaft Dissertation Vorgelegt von: Sarah Zydorczyk, M.Sc. aus Duisburg 1.Gutachter: Herr Prof. Dr.-Ing. R. Widmann 2. Gutachter: Frau PD Dr. rer. nat. U. Telgheder Tag der Einreichung: 28.05.2018 Tag der mündlichen Prüfung: 07.09.2018
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Anwendungspotential von
Mikrogrünalgen zur
Spurenstoffelimination in der
Abwasserreinigung
Zur Erlangung des akademischen Grades eines DOKTORS DER
INGENIEURWISSENSCHAFTEN (Dr.-Ing.)
Von der Fakultät für Ingenieurwissenschaften
Abteilung Bauwissenschaften
Institut für Siedlungswasser- und Abfallwirtschaft
Dissertation
Vorgelegt von:
Sarah Zydorczyk, M.Sc.
aus Duisburg
1.Gutachter: Herr Prof. Dr.-Ing. R. Widmann
2. Gutachter: Frau PD Dr. rer. nat. U. Telgheder
Tag der Einreichung: 28.05.2018
Tag der mündlichen Prüfung: 07.09.2018
DOI: 10.17185/duepublico/47061
ISBN: 978-3-940402-18-9
Verlag: Universitätsbibliothek Duisburg-Essen
Verlagsort: Essen
Lizenz:
Dieses Werk kann unter einer Creative Commons Namensnennung - Nicht kommerziell - KeineBearbeitungen 4.0 International Lizenz genutzt werden.
I
Danksagung
Die vorliegende Arbeit entstand während meiner Tätigkeit am Fachgebiet fur Siedlungswasser-
und Abfallwirtschaft der Universität Duisburg-Essen.
Zunächst möchte ich mich besonders bei Herrn Prof. Dr.-Ing. Renatus Widmann bedanken, der
mir die Möglichkeit gegeben hat die Arbeit in seinem Fachgebiet durchzuführen. Durch das
mir entgegengebrachte Vertrauen wurden Freiräume eröffnet, die es mir ermöglichten eigene
Ideen zu verfolgen und weiterzuentwickeln. Zugleich hat die wissenschaftliche Diskussion die
notwendige Orientierung gegeben um einen produktiven Weg zu verfolgen. Dafür möchte ich
mich herzlich bedanken.
Bei Frau PD Dr. rer. nat. Ursula Telgheder möchte ich mich sowohl fur die freundliche
Übernahme des Zweitgutachtens bedanken als auch fur die produktive Zusammenarbeit im
Rahmen der Dissertation.
Großen Dank schulde ich Herrn Dr. rer. nat. Klaus Kerpen und Herrn Robert Marks für die
Unterstützung der LC-MS Messungen am Institut fur Instrumentelle analytische Chemie und
den erstklassigen Diskussionen hinsichtlich der Entwicklung chemischer Methoden und fur das
Korrekturlesen. Zudem für die angenehme Abwechslung und dazu einen Blick über den
Tellerrand in die Chemie.
Frau Dr. Beate Krok danke ich für die Möglichkeit in der aquatischen Mikrobiologie Analysen
durchzuführen. Bei Frau Dr. Christina Bock möchte ich mich hinsichtlich Ihrer Geduld zu
Fragen in Bezug auf Mikrogrünalgen bedanken.
Dr.-Ing. Thorsten Mietzel und Dr.-Ing. Sebastian Schmuck danke ich herzlichst fur die
freundschaftliche Zusammenarbeit, die nicht nur produktiv, sondern auch immer eine
angenehme Abwechslung war.
Darüber hinaus möchte ich allen Kollegen danken, die mir ein angenehmes Arbeitsumfeld
geschaffen haben. Besonders freue ich mich über die Freundschaften, die sich entwickelt haben
und hoffentlich nicht unter der räumlichen Trennung der Lebenswege leiden werden.
Ein ganz herzlicher Dank gilt auch meinen Studenten, ohne deren fleißige Mitarbeit nicht alle
aufwändigen Versuche hätten durchgeführt werden können, welche die Grundlage dieser
Arbeit bilden. Im Rahmen ihrer Abschlussarbeiten und ihrer Arbeit am Fachgebiet haben sie
wesentlich zum Gelingen dieses Vorhabens beigetragen.
Zuletzt und in höchstem Maße bedanke ich mich bei meiner gesamten Familie und Max fur die
Unterstützung, insbesondere bei meinen Eltern, die den Erwerb von Bildung stets gefördert und
mich bei allen Entscheidungen mit viel Geduld unterstützt haben.
III
Inhaltsverzeichnis
Abbildungsverzeichnis ......................................................................................................... VII
Tabellenverzeichnis ................................................................................................................ XI
Formelverzeichnis .............................................................................................................. XIII
Abkürzungsverzeichnis ........................................................................................................ XV
Abstrakt .............................................................................................................................. XVII
Abstract ................................................................................................................................ XIX
1. Motivation und Zielsetzung der Arbeit .............................................................................. 1
2. Grundlagen - Stand des Wissens und der Technik ........................................................... 3
2.1 Rechtsgrundlage der Abwasserreinigung ................................................................................. 3
2.2 Eintrag und Definition von Spurenstoffen ................................................................................ 4
2.3 Belastungssituation von pharmazeutischen Produkten ........................................................... 6
2.4 Substanzcharakterisierung ........................................................................................................ 9
2.4.1 Substanzcharakterisierung: Diclofenac ............................................................................... 11
2.4.2 Substanzcharakterisierung: Carbamazepin .......................................................................... 11
2.4.3 Substanzcharakterisierung: Sulfamethoxazol ...................................................................... 12
2.5 Bisherige Methoden zur Spurenstoffelimination ................................................................... 13
2.6 Spurenstoffelimination mittels Mikrogrünalgen .................................................................... 17
2.7 Mikroalgen ................................................................................................................................. 19
2.7.1 Grünalgen ............................................................................................................................ 20
2.7.1.1 Chlorella vulgaris ......................................................................................................... 20
2.7.2 Algenwachstum ................................................................................................................... 21
2.7.2.1 Bedeutung der Nährstoffe für das Algenwachstum ...................................................... 26
2.7.2.2 Einfluss des Lichtdargebots.......................................................................................... 28
2.7.3 Abtrennungsverfahren von Mikroalgen ............................................................................... 29
2.7.3.1 Flotation ....................................................................................................................... 29
2.7.3.2 Filtration ....................................................................................................................... 29
2.7.3.3 Sedimentation ............................................................................................................... 30
2.7.3.4 Flokkulation ................................................................................................................. 30
2.7.3.5 Zentrifugation ............................................................................................................... 31
IV
3. Material und Methoden ..................................................................................................... 33
3.1 Algenstamm und Kultivierungsbedingungen ......................................................................... 33
3.2 Hersteller der ausgewählte Substanzparameter .................................................................... 35
3.3 pH-Wert und Temperatur ........................................................................................................ 35
3.4 Nährstoffbestimmung ............................................................................................................... 35
3.5 Abfiltrierbare Stoffe ................................................................................................................. 36
3.6 Chlorophyll-a Analyse .............................................................................................................. 36
3.7 Zellzählung ................................................................................................................................ 37
3.8 Optische Dichte ......................................................................................................................... 39
3.9 Prozentuale Wachstumsrate .................................................................................................... 39
3.10 Flüssigkeitschromatographie in Kombination mit einem Massenspektrometer ............... 40
3.11 Normierung der Abbaurate ................................................................................................... 41
3.12 Prozentuale Eliminationsrate ................................................................................................. 42
3.13 Nachweis zum Verbleib des gemessenen Spurenstoffparameters bei Mikrogrünalgen ... 42
3.13.1 Auswaschen der Algenzellen ............................................................................................. 43
3.13.2 Zellaufschluss mittels Gefriertrocknen mit flüssigem Stickstoff .................................. 43
3.13.3 Zellaufschluss unter Verwendung einer Ultraschall-Lyse............................................. 43
4. Laboruntersuchungen ........................................................................................................ 45
4.1 Wachstumsscreening in unterschiedlichen Kulturmedien und im Nachklärwasser aus drei
Kläranlagen ..................................................................................................................................... 45
4.1.1 Ergebnisse des Wachstumsscreenings ................................................................................. 47
4.1.1.1 Ergebnisse der Nährstoffbestimmung .......................................................................... 48
4.1.1.2 Ergebnisse der AFS Analyse ........................................................................................ 50
4.1.1.3 Ergebnisse der Chlorophyll-a Analyse ......................................................................... 53
4.1.1.4 Ergebnisse der Zellzählung .......................................................................................... 56
4.1.2 Schlussfolgerung des Wachstumsscreenings ....................................................................... 59
V
4.2 Abbauverhalten des Einzelstoffs Diclofenac ............................................................................... 62
4.2.1 Methodenbeschreibung und Kalibrierung von Diclofenac .................................................. 63
4.2.2 Ergebnisse des Spurenstoffparameters Diclofenac .............................................................. 67
4.2.2.1 Nährstoffbestimmung von Diclofenac ......................................................................... 67
4.2.2.2 Ergebnisse der Chlorophyll-a Analyse von Diclofenac ............................................... 69
4.2.2.3 Ergebnisse der Zellzählung von Diclofenac ................................................................. 71
4.2.2.4 Abbauverhalten von Diclofenac ................................................................................... 72
4.2.2.5 Nachweis zum Verbleib des Spurenstoffparameters Diclofenac ................................. 76
4.2.3 Schlussfolgerungen aus den Versuchen zum Abbauverhalten von Diclofenac ................... 77
4.3 Abbauverhalten der Einzelstoffe Carbamazepin und Sulfamethoxazol .............................. 81
4.3.1 Methodenbeschreibung und Kalibration der Spurenstoffparameter Carbamazepin und
Sulfamethoxazol ........................................................................................................................... 82
4.3.2 Ergebnisse der Spurenstoffparameter Carbamazepin und Sulfamethoxazol ....................... 85
4.3.2.1 Nährstoffbestimmung von Carbamazepin und Sulfamethoxazol ................................. 85
4.3.2.2 Ergebnisse der Chlorophyll-a Analyse von Carbamazepin und Sulfamethoxazol ....... 86
4.3.2.3 Ergebnisse der Zellzählung von Carbamazepin und Sulfamethoxazol ........................ 87
4.3.2.4 Abbauverhalten von Carbamazepin und Sulfamethoxazol .......................................... 88
4.3.2.5 Nachweis zum Verbleib der Spurenstoffparameter Carbamazepin und Sulfamethoxazol
.................................................................................................................................................. 89
4.3.3 Schlussfolgerungen aus den Versuchen zum Abbauverhalten von Carbamazepin und
Sulfamethoxazol ........................................................................................................................... 90
4.4 Abbauverhalten von Diclofenac, Carbamazepin und Sulfamethoxazol im Gemisch ......... 93
4.4.1 Methodenbeschreibung und Kalibration des Spurenstoffgemischs ..................................... 95
4.4.2 Ergebnisse des Spurenstoffgemischs ................................................................................... 96
4.4.2.1 Nährstoffbestimmung des Spurenstoffgemischs .......................................................... 96
4.4.2.2 Ergebnisse der Chlorophyll-a Analyse des Spurenstoffgemischs ................................ 97
4.4.2.3 Ergebnisse der Zellzählung des Spurenstoffgemischs ................................................. 98
4.4.2.4 Ergebnisse der LC-MS Analyse des Spurenstoffgemischs ........................................ 101
4.4.2.5 Nachweis zum Verbleib des Spurenstoffgemischs ..................................................... 107
4.4.3 Schlussfolgerungen aus den Versuchen zum Abbauverhalten des Spurenstoffgemischs .. 108
4.5 Vergleich von Abtrennungsverfahren mit unterschiedlichen Flockungsmitteln mit der
Sedimentation und Zentrifugation .............................................................................................. 112
4.5.1 Ergebnisse der Batchversuche zur Abtrennung von Mikrogrünalgen ............................... 113
VI
5. Verfahrenstechnische Umsetzungsmöglichkeiten des Einsatzes von Mikrogrünalgen in der weiterführenden Abwasserreinigung ...................................................................... 119
5.1 Szenario A – dezentrale Spurenstoffelimination unter Anwendung von Mikrogrünalgen
........................................................................................................................................................ 120
5.2 Szenario B – zentral vorgeschaltete Spurenstoffelimination unter Anwendung von
Mikrogrünalgen ............................................................................................................................ 121
5.3 Szenario C – zentral nachgeschaltete Spurenstoffelimination unter Anwendung von
Mikrogrünalgen ............................................................................................................................ 121
5.4 Szenario D – Implementierung der Spurenstoffelimination unter alleiniger Anwendung von
Mikrogrünalgen in einen Schönungsteich .................................................................................. 122
5.5 Bewertung der Szenarien ....................................................................................................... 123
6. Zusammenfassung und Ausblick .................................................................................... 125
7. Quellenverzeichnis ........................................................................................................... 129
VII
Abbildungsverzeichnis
Abbildung 1- Eintragspfade von pharmazeutischen Produkten in den Wasserkreislauf [nach
Ternes, 1998; DWA, 2008] ................................................................................................ 5
Abbildung 2- Wachstumsphasen einer Mikroalge [nach Moazami et al., 2012] ..................... 21
Abbildung 3- Beispielhafte c-Feld Auswahl bei der Zellbestimmung unterm Mikroskop ...... 37
Abbildung 4- Darstellung der untersuchten Mikrogrünalge (100fach vergrößert) .................. 38
Abbildung 5- Absorptionsspektrum des Chlorophyll-a Gehalts einer Mikrogrünalge ............ 39
Abbildung 6- Schematische Darstellung des Flüssigkeitschromatographie in Kombination mit
einem Massenspektrometer (LC-MS) .............................................................................. 40
Abbildung 7- Versuchsbedingungen des Wachstumsscreenings in unterschiedlichen
Kulturmedien und im Nachklärwasser aus drei Kläranlagen ........................................... 47
Abbildung 8- Ergebnisse der AFS-Analyse des Wachstumsscreenings in normierter
Darstellung der phototrophen Versuchsreihen 1 und 2 .................................................... 50
Abbildung 9- Ergebnisse der AFS-Analyse des Wachstumsscreenings in normierter
Darstellung der heterotrophen Versuchsreihen 3 und 4 ................................................... 51
Abbildung 10- Ergebnisse der Chlorophyll-a Analyse des Wachstumsscreenings in normierter
Darstellung der phototrophen Versuchsreihen 1 und 2 .................................................... 54
Abbildung 11- Ergebnisse der Chlorophyll-a Analyse des Wachstumsscreenings in normierter
Darstellung der heterotrophen Versuchsreihen 3 und 4 ................................................... 55
Abbildung 12- Ergebnisse der Zellzählung des Wachstumsscreenings in normierter
Darstellung der phototrophen Versuchsreihen 1 und 2 .................................................... 57
Abbildung 13- Ergebnisse der Zellzählung des Wachstumsscreenings in normierter
Darstellung der heterotrophen Versuchsreihen 3 und 4 ................................................... 58
Abbildung 14- Korrelation zwischen den abfiltrierbaren Stoffen (AFS) und den Zellen der
Mikrogrünalge .................................................................................................................. 61
Abbildung 15- Elektrospray Ionisation (ESI) Massenspektrum (MS) einer Diclofenac-
Standardlösung (ESI-Spannung -3.2kV) .......................................................................... 64
Abbildung 16- Beispielhafte Darstellung der Kalibrationskurve für Diclofenac der
Versuchsreihe 4 (V4) mit einer relativen Verfahrensstandardabweichung (Rel_VerStd)
von ± 1,0 Prozent ............................................................................................................. 65
Abbildung 17- Beispielhafte Darstellung der neun Einzelmessungen je Messpunkt (EW;
n=63) und der daraus resultierenden mittlere Eliminationsrate (MW; n=9) von
Diclofenac für die Probe 1.1 der Versuchsreihe 4 ........................................................... 72
VIII
Abbildung 18- Beispielhafte Darstellung der Abbaukurven und der
Geschwindigkeitskonstante k des Spurenstoffparameters Diclofenac für Versuchsreihe 4
(n=9 aus 63EW) ............................................................................................................... 74
Abbildung 19- Zusammenhang zwischen Algenbiomasse und spezifische Eliminationsrate der
Mikrogrünalge des Spurenstoffparameters Diclofenac .................................................... 75
Abbildung 20- Schematische Darstellung der Abbauprozesse beim Spurenstoffparameter
Diclofenac ........................................................................................................................ 76
Abbildung 21- Elektrospray Ionisation (ESI) Massenspektrum (MS) einer Carbamazepin-
Standardlösung (a) und einer Sulfamethoxazol-Standardlösung (b) (ESI-Spannung -
3.2kV) ............................................................................................................................... 83
Abbildung 22- Vergleich der Abbaukurven und der Geschwindigkeitskonstante k der
einzelnen Spurenstoffparameter im Spurenstoffgemisch für das Algengemisch mit der
spezifischen Elimination der Mikrogrünalge für Versuchsreihe 3 (n = 10 aus 70 EW; auf
die Darstellung der Standardabweichung (Std.AW) wird aus Übersichtsgründen
verzichtet; Std.AW= 1 bis 5%) ...................................................................................... 103
Abbildung 23- Zusammenhang zwischen Chlorophyll-a Gehalt und spezifischer
Eliminationsrate der Mikrogrünalge im Spurenstoffgemisch und beim
Spurenstoffparameter DCF ............................................................................................ 104
Abbildung 24- Zusammenhang zwischen Algenzellen und spezifischer Eliminationsrate der
Mikrogrünalge im Spurenstoffgemisch und beim Spurenstoffparameter DCF ............. 105
Abbildung 25- Spezifische Abbaukurven und Geschwindigkeitskonstante k der einzelnen
Spurenstoffparameter im Spurenstoffgemisch der Mikrogrünalge für Versuchsreihe 4 mit
a) erster Versuchsperiode (Adaptionsphase; n= 9 aus 63 EW) und b) zweiter
Versuchsperiode nach wiederholter Zugabe des Spurenstoffgemischs derselben
Algenkultur (n=10 aus 70EW) ....................................................................................... 106
Abbildung 26- Ergebnisse der Flockungsversuche mit Aluminiumsulfat (a) und
Aluminiumchlorid (b) .................................................................................................... 114
Abbildung 27- Ergebnisse der Flockungsversuche mit Eisen(II)-sulfat (a) und Eisen(II)-
chlorid (b) ....................................................................................................................... 115
Abbildung 28- Ergebnisse der Flockungsversuche mit Eisen(III)-sulfat (a) und Eisen(III)-
chlorid (b) ....................................................................................................................... 116
Abbildung 29- Ergebnisse der Flockungsversuche ohne Hilfsstoffe – Zentrifugation (a) und
Sedimentation (b) ........................................................................................................... 117
Abbildung 30- Nutzungs-Schema von Mikrogrünalgen in der Abwasserreinigung .............. 119
IX
Abbildung 31- Szenario A - dezentrale Spurenstoffelimination unter Anwendung von
Mikrogrünalgen .............................................................................................................. 120
Abbildung 32- Szenario B – zentral vorgeschaltete Spurenstoffelimination unter Anwendung
von Mikrogrünalgen ....................................................................................................... 121
Abbildung 33- Szenario C - zentral nachgeschaltete Spurenstoffelimination unter Anwendung
von Mikrogrünalgen ....................................................................................................... 121
Abbildung 34- Szenario D - Implementierung der Spurenstoffelimination unter alleiniger
Anwendung von Mikrogrünalgen in einen Schönungsteich .......................................... 122
X
XI
Tabellenverzeichnis
Tabelle 1- Maximale Oberflächenkonzentrationen im Oberflächengewässer [nach BLAC,
2003] ................................................................................................................................... 7
Tabelle 2- Schädliche Auswirkungen unterschiedlicher Pharmaka auf die Umwelt ................. 8
Tabelle 3- Substanzcharakterisierung ausgewählter Pharmaka [nach LANUV, 2007] ........... 10
Tabelle 4- Verfahrensansätze zur weiterführenden Elimination von Spurenstoffen [nach
Biebersdorf & Kaub, 2013; Mikroschadstoffe NRW, 2018] ........................................... 14
Tabelle 5- Prozentuale Spurenstoffeliminationsraten innerhalb der Belebungsanlage und
durch weiterführende Reinigungsmaßnahmen [nach LANUV, 2008] ............................. 15
Tabelle 6- Literaturübersicht über den Einsatz von Mikroalgen in der Forschung ................. 23
Tabelle 7 Nährstoffbedarf einer Mikroalge [nach Richter, 1997] ............................................ 26
Tabelle 8- Zusammenfassung von Abtrennungsverfahren bei Mikroalgen ............................. 32
Tabelle 9- Bestandteile des BG-11 Mediums [nach Pozza, 2014] ........................................... 33
Tabelle 10- Hersteller der Substanzparameter ......................................................................... 35
Tabelle 11- Eingesetzte HACH-Lange Küvetten-Tests ........................................................... 35
Tabelle 12- Ergebnisse der Nährstoffbestimmung im Wachstumsscreening ........................... 49
Tabelle 13- Legende der Versuchsreihen zum Spurenstoffparameter Diclofenac ................... 62
Tabelle 14- Wasser-Methanol-Verhältnis bei der Methode des Spurenstoffparameters
Diclofenac ........................................................................................................................ 63
Tabelle 15- Auswertung zur Güte der Kalibration nach Molt [2014] von Diclofenac im BG-11
Medium ............................................................................................................................ 66
Tabelle 16- Vergleich des pH-Wertes und der Temperaturergebnisse der Untersuchungen zum
Spurenstoffparameter Diclofenac ..................................................................................... 67
Tabelle 17- Ergebnisse der Nährstoffbestimmung beim Spurenstoffparameter Diclofenac .... 68
Tabelle 18- Ergebnisse der Chlorophyll-a Analyse in normierter Darstellung beim
Spurenstoffparameter Diclofenac ..................................................................................... 69
Tabelle 19- Ergebnisse der Zellzählung in normierter Darstellung beim Spurenstoffparameter
Diclofenac ........................................................................................................................ 71
Tabelle 20- Prozentuale Eliminationsrate und Geschwindigkeitskonstante k des
Spurenstoffparameters Diclofenac ................................................................................... 73
Tabelle 21- Vergleich der Eliminationsrate des Spurenstoffparameters Diclofenac mit der
Literatur ............................................................................................................................ 80
XII
Tabelle 22- Legende der Versuchsreihen zum Spurenstoffparameter Carbamazepin und
Sulfamethoxazol ............................................................................................................... 81
Tabelle 23- Auswertung zur Güte der Kalibration nach Molt [2014] von Carbamazepin und
Sulfamethoxazol im BG-11 Medium ............................................................................... 84
Tabelle 24- Ergebnisse der Nährstoffbestimmung bei den Spurenstoffparametern
Carbamazepin und Sulfamethoxazol ................................................................................ 85
Tabelle 25- Ergebnisse der Chlorophyll-a Analyse in normierter Darstellung bei den
Spurenstoffparametern Carbamazepin und Sulfamethoxazol .......................................... 86
Tabelle 26- Ergebnisse der Zellzählung in normierter Darstellung bei den
Spurenstoffparametern Carbamazepin und Sulfamethoxazol .......................................... 87
Tabelle 27- Prozentuale Eliminationsrate und Geschwindigkeitskonstante k der
Spurenstoffparameter Carbamazepin und Sulfamethoxazol ............................................ 88
Tabelle 28- Nachweis zum Verbleib der Spurenstoffparameter Carbamazepin und
Sulfamethoxazol ............................................................................................................... 89
Tabelle 29- Vergleich der Eliminationsraten der Spurenstoffparameter Carbamazepin und
Sulfamethoxazol mit der Literatur ................................................................................... 92
Tabelle 30- Legende der Versuchsreihen im Spurenstoffgemisch ........................................... 94
Tabelle 31- Auswertung zur Güte der Kalibration nach Molt [2014] des Spurenstoffgemischs
im BG-11 Medium ........................................................................................................... 95
Tabelle 32- Vergleich des pH-Wertes und der Temperaturergebnisse der Untersuchungen im
Spurenstoffgemisch .......................................................................................................... 96
Tabelle 33- Ergebnisse der Nährstoffbestimmung im Spurenstoffgemisch ............................. 97
Tabelle 34- Ergebnisse der Chlorophyll-a Analyse in normierte Darstellung im
Spurenstoffgemisch .......................................................................................................... 98
Tabelle 35- Ergebnisse der Zellzählung in normierte Darstellung im Spurenstoffgemisch .. 100
Tabelle 36- Prozentuale Eliminationsraten und Geschwindigkeitskonstante k des
Spurenstoffgemischs ...................................................................................................... 102
Tabelle 37- Nachweis zum Verbleib der Spurenstoffparameter im Spurenstoffgemisch ...... 107
Tabelle 38- Vergleich der Eliminationsraten der Spurenstoffparameter im Spurenstoffgemisch
mit der Literatur ............................................................................................................. 111
Tabelle 39- Stoffmengenkonzentrationen und Kosten der untersuchten Flockungsmittel .... 118
Tabelle 40- Vergleich der Eliminationsraten der drei untersuchten Spurenstoffparametern
nach LANUV [2008] und der eigens durchgeführten Laborstudien .............................. 122
Tabelle 41- Bewertungsmatrix der vier möglichen Umsetzungsszenarien ............................ 123
XIII
Formelverzeichnis
Formel 1- Photosynthese [Richter, 1997] ................................................................................ 28
Formel 2- Chlorophyll-a Analyse [Becker, 1994] ................................................................... 36
Formel 3- Zellzählung [Marienfeld, 2010] .............................................................................. 37
Formel 4- Prozentuale Wachstumsrate .................................................................................... 39
Formel 5- Reaktion erster Ordnung [Atkins & de Paula, 2006] .............................................. 41
Formel 6- Prozentuale Eliminationsrate ................................................................................... 42
XIV
XV
Abkürzungsverzeichnis
AFS abfiltrierbare Stoffe
AMG Arzneimittelgesetzes
AOP Advanced Oxidation Process
b. neue Beimpfung
BG Bestimmungsgrenze
bzw. beziehungsweise
ca. circa
CMZ Carbamazepin
DAF dissolved air flotation
DCF Diclofenac
DIN Deutsche Industrie Norm
DWA Deutschen Vereinigung für Wasserwirtschaft, Abwasser und Abfall
EG Europäische Gemeinschaft
etc. et cetera
EU-WRRL europäische Wasserrahmenrichtlinie
GAK Granulierte Aktivkohle
IAWR Internationale Arbeitsgemeinschaft der Wasserwerke im Rheineinzugsgebiet
IST internal transcribed spacer
KA Kläranlage
k.A. keine Angaben
LANUV Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen
LC-MS Liquid chromatography–mass spectrometry
Nr. Nummer
NRW Nordrhein -Westfalen
n.v. nicht verwertbar
OD optische Dichte
PAK Pulver-Aktivkohle
PAR Photosynthetically Active Radiation
rel. VerfStd. Relative Verfahrensstandardabweichung
rRNA ribosomale Ribonukleinsäure
XVI
SAG Sammlung von Algenkulturen der Universität Göttingen
SMX Sulfamethoxazol
spez. spezifisch
SRU Sachverständigenrat für Umweltfragen
UBA Umweltbundesamt
UQN Umweltqualitätsnorm
UV Ultraviolett
vgl. vergleiche
spez. spezifisch
XVII
Abstrakt
Spurenstoffe werden auf die unterschiedlichsten Arten in die Umwelt eingetragen. Ein
Eintragungspfad ist unter anderem das häusliche Abwasser, mit dem die Spurenstoffe in die
Kläranlagen eingebracht werden. Die bestehende mechanisch-biologische Reinigung auf
konventionellen Kläranlagen reicht jedoch nicht aus, um diese aus dem Abwasser zu entfernen,
so dass in den Abläufen der Kläranlagen enthaltene Spurenstoffe ins Oberflächengewässer
überführt werden.
Aus den Literaturdaten zum Stand der Technik resultiert, dass die Ozonung und das
Aktivkohleverfahren Spurenstoffe weitestgehend eliminieren können. Um eine ökologische
Alternative darzustellen, wird das Anwendungspotential von Mikrogrünalgen in der
Spurenstoffelimination mit der vorliegenden Arbeit untersucht.
Vor dem Hintergrund optimaler Betriebsbedingungen für das Wachstum der Mikrogrünalge,
wird ein Wachstumsscreening mit drei unterschiedlichen Kulturmedien mit drei Abläufen von
drei Kläranlagen evaluiert. Basierend auf den erzielten Labordaten, werden zur Abschätzung
des Anwendungspotentials von Mikrogrünalgen in der Spurenstoffelimination Laborversuche
zum Abbauverhalten der Indikatorsubstanzen Diclofenac, Carbamazepin und Sulfamethoxazol
als Einzelstoffe und im Spurenstoffgemisch im Kulturmedium mit optimalen Betriebs-
bedingungen durchgeführt. Hier zeigt sich, dass Mikrogrünalgen unter der Prämisse das leichter
verfügbare Kohlenstoffquellen ausgeschlossen werden, das Potential besitzen Spurenstoffe im
Kulturmedium zu eliminieren. Um dieses Abbaupotential einzuordnen, werden
unterschiedliche Einflussparameter sowie Optimierungsvarianten analysiert und bewertet. Im
Weiteren werden Abtrennungsversuche sowie mögliche Umsetzungsszenarien in der
vorliegenden Arbeit erläutert. Auf Grundlage der neugewonnen wissenschaftlichen
Erkenntnisse, wird die Idee der Nutzung von Mikrogrünalgen zur Elimination von
Spurenstoffen vorangetrieben.
XVIII
XIX
Abstract
Micro pollutants are introduced into the environment in many different ways. One path way is
the domestic waste water, which introduce the micro pollutants into the treatment plants. The
existing mechanical-biological purification on conventional wastewater treatment plants is not
sufficient to remove the micro pollutants from the wastewater, so that micro pollutants can be
transferred into surface waters.
Based on the literature ozonization and the activated carbon processes can eliminate as far as
possible micro pollutants. In order to present an ecological alternative, the application potential
of microgreen algae in the micro pollutants elimination is investigated in the present work.
Against the background of optimal operating conditions for the growth of the microgreen algae,
a growth screening with three different culture media with the effluents from three different
wastewater treatment plants is being evaluated. Based on the laboratory data, laboratory tests
for the degradation behavior of the indicator substances diclofenac, carbamazepine and
sulfamethoxazole, as individual substances and mixture in the culture medium with optimal
operating conditions, are carried out. The results show that microgreen algae are able to
eliminate micro pollutants if micro pollutants are the only carbon source in the media.
Furthermore, different influencing parameters as well as optimization variants are analyzed and
evaluated.
In addition, separation studies as well as possible implementation scenarios are explained in the
present work. Based on the newly gained scientific knowledge, the idea of the use of microgreen
algae for the elimination of trace substances is promoted.
XX
1
1. Motivation und Zielsetzung der Arbeit
Trotz einer stetigen Verbesserung der Reinigungsleistung auf kommunalen Kläranlagen ist
diese, bedingt durch die hohen Anforderungen an den Wohlstand der Gesellschaft, mit
organischen Mikroschadstoffen belastet. Von den Mikroschadstoffen sind vor allem
verschiedene Verbindungen aus der Pharmazie, wie beispielsweise das Analgetikum
Diclofenac [UBA, 2014d], vermehrt in das öffentliche Interesse gerückt, da diese sowohl in
Oberflächengewässern, als auch im Grundwasser, sowie teilweise im Trinkwasser analysiert
worden sind [UBA, 2015a, 2014d; LANUV 2007, 2011; Kosma et al., 2014]. Für die ubiquitäre
Verbreitung von nachgewiesenen Arzneimittelrückständen, können Kläranlagenabläufe als ein
bedeutsamer Eintragspfad benannt werden [Stumpf et al., 1996; Spengler et al., 1999; Ternes,
2001; Heberer, 2002]. Die nachgewiesenen Konzentrationen liegen deutlich unterhalb der
medizinisch wirksamen Dosen, dennoch werden in vielen Studien die Gefahren und Folgen auf
die aquatische Umwelt beschrieben (vgl. Tabelle 2). Damit die Beeinträchtigungen für die
Natur begrenzt werden kann, müssen die Reinigungsverfahren für das Abwasser laufend
weiterentwickelt werden.
Die europäische Wasserrahmenrichtlinie (EU-WRRL) definiert zum Schutz der Gewässer
strenge Regelungen. Ziel der Richtlinie ist die Qualität der Oberflächengewässer und des
Grundwassers europaweit deutlich zu verbessern. Voraussetzungen für einen in der Richtlinie
definierten „guten Zustand“ sind eine leistungsfähige kommunale Kläranlage, sowie eine
nachhaltige Wasserwirtschaft, damit Mikroverunreinigungen nicht in die Gewässer gelangen.
Hierzu werden bereits oxidative und adsorptive Verfahren angewandt (vgl. Kapitel 2.5).
Eine vielversprechende Alternative zum aktuellen Stand der Forschung in der
Spurenstoffelimination ist durch den Einsatz von Mikroalgen gegeben [Munoz & Guieysse,
2006; Subashchandrabose et al., 2013]. Algen werden bei der Reinigung des Abwassers bislang
für den Abbau von Nährstoffen verwendet. Im Rahmen der vorliegenden Dissertation soll
dahingegen das Anwendungspotential von Mikrogrünalgen zum Spurenstoffabbau untersucht
werden.
Vereinzelte Untersuchungen [Munoz & Guieysse, 2006; Subashchandrabose et al., 2013; Zhou
et al., 2014; Escapa et al., 2016; Matamoros et al., 2016] haben gezeigt, dass Mikroalgen
grundsätzlich in der Lage sind unterschiedliche Mikroschadstoffe zu reduzieren. Allerdings
wurde bisher in keiner Studie die Möglichkeit in Betracht gezogen, Mikroalgen in der
weiterführenden Reinigungsstufe innerhalb der Kläranlage einzusetzen und so gegebenenfalls
eine Vielzahl von Mikroschadstoffen zu reduzieren. Der Vorteil bei der Anwendung von
2
Mikroalgen ist die Nutzung von CO2 für das Wachstum und die Vermeidung von zusätzlichen
Betriebsstoffen, sowie der Abbau der Nährstoffe Stickstoff und Phosphor [Pozza, 2014].
Innerhalb der Untersuchungen sollen die drei Indikatorsubstanzen Diclofenac, Carbamazepin
und Sulfamethoxazol in Batchversuchen, im Einzelnen und im Gemisch hinsichtlich ihres
Abbaus mit Hilfe von Mikrogrünalgen im Nährmedium untersucht werden (vgl. Kapitel 4).
Zum Abschluss der Arbeit wird die Implementierung von Mikrogrünalgen in den
Verfahrensablauf einer Kläranlage erläutert (vgl. Kapitel 5).
3
2. Grundlagen - Stand des Wissens und der Technik
In diesem Kapitel erfolgt zunächst eine kurze Erläuterung der Rechtsgrundlage für den Bereich
der Abwasserreinigung. Im Anschluss wird der Begriff „Spurenstoffe“ erläutert und deren
Eintragspfade in die Umwelt beschrieben. Neben der generellen Belastungssituation von
Pharmaka, einer Hauptgruppe der Spurenstoffe, werden die zu untersuchenden
Substanzparameter Diclofenac, Carbamazepin und Sulfamethoxazol eingehender erörtert. Im
Weiteren wird ein Überblick über den derzeitigen Stand der Forschung im Bereich der
Spurenstoffelimination in Bezug auf den Bilanzraum Kläranlage dargestellt und die Idee des
Anwendungspotential „Grünalgen in der Spurenstoffelimination“ beschrieben.
2.1 Rechtsgrundlage der Abwasserreinigung
Das anfallende Schmutzwasser aus Haushalten, Industrien und Gewerbe, sowie das
Niederschlagswasser aus der Mischkanalisation gelangt über das Abwassernetz zur Reinigung
in die Kläranlage. Abwasserreinigungsanlagen sind nach den allgemeinen anerkannten Regeln
der Abwassertechnik zu errichten, zu betreiben und zu bewirtschaften. Die Zielsetzung dieser
Anlagen ist es, die Abwasserinhaltsstoffe, welche schädliche Auswirkungen für die aquatische
Umwelt aufweisen und somit das Wohl der Allgemeinheit gefährden, zu entfernen [Wienecke,
2011].
Die EG-Wasserrahmenrichtlinie [2000/30/EG] vom 23. Oktober 2000 bildet die heutige
gesetzliche Grundlage in Bezug auf die Gewässerqualität auf europäischer Ebene. Der
Richtlinie sind Bewirtschaftungspläne mit dem Ziel der Erreichung einer guten Wasserqualität
zu Grunde gelegt. Nach Anhang II bestehen die ersten Schritte im Rahmen der Umsetzung der
Richtlinie in der Bestandsaufnahme der Oberflächengewässer und des Grundwassers. Die
Ermittlung signifikanter anthropogener Belastungen und die Einschätzung der Auswirkungen
auf den ökologischen Zustand des Gewässers erlangen hierbei zentrale Bedeutung.
Über die Richtlinie 2008/105/EG Umweltqualitätsnorm (UQN) wurden im Jahr 2008 bereits
33 prioritäre Stoffe bzw. Stoffgruppen aufgelistet, die ein hohes Gefährdungspotential für die
Umwelt darstellen. Im Jahr 2013 wurden über die Richtlinie 2013/39/EG zwölf weitere Stoffe
in die Liste aufgenommen, die UQN verschärft und ein System zur kontinuierlichen
Weiterentwicklung der Stoffliste eingeführt. In die dazu vorgesehene Beobachtungsliste
wurden unter anderem Pharmazeutika, wie beispielsweise Diclofenac oder 17-alpha-
Ethinylöstradiol (EE2), aufgenommen [UBA, 2014d], welche in Kläranlagenabläufen
gemessen wurden.
4
2.2 Eintrag und Definition von Spurenstoffen
Bei der Einleitung vom Kläranlagenablauf in die nahegelegenen Gewässer werden zwei
Belastungsarten unterschieden: Grundbelastung und Stoßbelastung. Die heutigen
Abwassereinigungsanlagen, auch wenn diese optimal betrieben werden, erzeugen eine
Grundbelastung. Hierunter sind unter anderem leicht abbaubare und sedimentierende
Inhaltsstoffe, wie beispielsweise Stickstoffverbindungen oder schwerlösliche Phosphate, sowie
Spurenstoffe, die eine negative Auswirkung auf Flora und Fauna aufweisen, zu verstehen
[Görner & Hübner 2002]. Ferner kommt es zu diffusen Stoßbelastungen, welche durch
Abschwemmungen von Ablagerungen oder durch Schadensfälle oder unsachgemäße
Einleitungen im Industriebereich verursacht werden können [Görner & Hübner 2002]. Weitere
diffuse Eintragspfade von Spurenstoffen aus der Siedlungsentwässerung sind undichte
Abwasserkanäle. Die hierbei resultierende Fragestellung ergibt sich zu der genauen
Charakterisierung der sogenannten Spurenstoffe im Einzelnen.
Für den Begriff Spurenstoffe, auch Mikroverunreinigungen oder Mikroschadstoffe genannt,
liegt keine genormte Definition vor. Dennoch lassen sich darunter Schadstoffe verstehen, die
in Mikro- und Nanobereichen in Gewässern gemessen [Halling-Sørensen et al., 1998; Abegglen
& Siegrist, 2012] und langfristig die aquatische Umwelt belasten oder beeinflussen werden.
Nach dem Umweltbundesamt (UBA) veranschaulicht die Definition an Hand eines Mengen-
kriteriums anstatt, wie traditionell im allgemeinen Gewässerschutz über Eigenschaften wie
Toxizität oder Persistenz, die Vielfalt der Substanzen [UBA, 2015b]. Zu den Hauptgruppen
gehören nach der Deutschen Vereinigung für Wasserwirtschaft, Abwasser und Abfall (DWA)
[2010]:
- Pharmazeutika
- Pflanzenschutz- und Schädlingsbekämpfungsmittel
- Körperpflegemittel, Duftstoffe, Desinfektionsmittel
- Schwermetalle
- Flammschutzmittel
- Industrie- und Haushaltschemikalien
Über unterschiedliche Eintragspfade gelangen die oben aufgeführten Gruppen in die Umwelt.
Humanpharmaka stehen stellvertretend für die Vielfalt der Spurenstoffe im Mittelpunkt der
Betrachtung der vorliegenden Arbeit.
5
Diese Stoffgruppe gelangt über die natürlichen Ausscheidungen des Menschen wie Urin und
Fäzes in unveränderter Form oder als Metabolit (Transformationsprodukt) in das
Abwassersystem. Einige Pharmaka werden als Inhaltsstoffe von Salben zur äußerlichen
Anwendung eingesetzt und gelangen durch das Waschen und Duschen direkt ins Abwasser.
Zudem werden Arzneimittel häufig durch unsachgemäße Entsorgung über die Toilette in das
Abwasser eingetragen. Zusätzliche Belastungen der Abwasserströme können punktuell durch
die pharmazeutische Industrie auftreten. In Deutschland wird das über mehrere Stufen
gereinigte Abwasser überwiegend in einen Vorfluter abgegeben [DWA, 2008]. Da auf
konventionellen Kläranlagen pharmazeutische Produkte, sowie alle weiteren Spurenstoffe,
teilweise nur unzureichend eliminiert werden können, werden diese ins Gewässer überführt
[Ternes, 1998; Kümmerer, 2001; Heberer et al., 2002a, b; LANUV, 2007; UBA, 2014b, d,
2015a] (vgl. Tabelle 1 und Abbildung 1) und stellen ggf. ein Risiko für die aquatische Umwelt
dar. Abbildung 1 veranschaulicht die Eintragspfade von Arzneimitteln in den beschriebenen
Wasserkreislauf [nach Ternes, 1998; DWA, 2008].
Abbildung 1- Eintragspfade von pharmazeutischen Produkten in den Wasserkreislauf [nach Ternes, 1998; DWA, 2008]
6
2.3 Belastungssituation von pharmazeutischen Produkten
Arzneimittel sind ein unerlässlicher Bestandteil zur Behandlung von jeglichen
Krankheitsbildern und aus diesem Grund für unseren heutigen Lebensstandard unerlässlich.
Nach §2 des Arzneimittelgesetzes (AMG) werden Arzneimittel definiert als „...Stoffe oder
Zubereitungen aus Stoffen, die zur Anwendung im oder am menschlichen oder tierischen
Körper bestimmt sind und als Mittel mit Eigenschaft zur Heilung oder Linderung oder zur
Verhütung menschlicher oder tierischer Krankheiten oder krankhaften Beschwerden bestimmt
sind.“ Diese sollen dazu dienen „...physiologische Funktionen durch pharmakologische,
immunologische oder metabolische Wirkung wiederherzustellen, zu korrigieren oder zu
beeinflussen oder eine medizinische Diagnose zu erstellen.“
Viele Jahre wurden die Wirkungen von Arzneimitteln bezogen auf die Umwelteinflüsse nicht
kritisch hinterfragt. Eventuelle Nebenwirkungen, die der einzunehmende Körper befürchten
muss, waren die einzigen Bewertungskriterien für die Zulassung von Pharmazeutika. Die
Auswirkungen auf die aquatische Umwelt wurden weitestgehend außer Acht gelassen [UBA,
2014b]. Jedoch wurden zahlreiche Verbindungen aus der medizinischen Therapie, durch die
Aufnahme in den menschlichen Körper, in dem die Wirkstoffe teilweise zu Metaboliten
umgewandelt und anschließend über Exkremente ausgeschieden werden [UBA, 2014c], im
Oberflächengewässer, im Grundwasser und sogar im Trinkwasser nachgewiesen (vgl. Kapitel
2.2). Nicht nur über die natürliche Ausscheidung des Menschen, sondern auch durch die
unsachgemäße Entsorgung von Medikamenten über die Toilette gelangen Wirkstoffe in das
kommunale Abwassernetz und somit in die Kläranlagen (vgl. Abbildung 1). Rund 38 Prozent
der Deutschen müssen täglich oder fast täglich Medikamente zu sich nehmen. Jedoch wird nach
dem Deutschen Apothekenverband nur die Hälfte der Medikamente auch tatsächlich
eingenommen [Wienecke, 2011]. Darüber hinaus werden Arzneimittel oftmals nur für den
Notfall angeschafft, so dass diese mehr oder minder unsachgemäß entsorgt werden [Rönnefahrt
et al., 2002; Wienecke, 2011]. Nach dem Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz
Nordrhein-Westfalen (LANUV) [2007] werden rund ein Drittel der Medikamente unbenutzt
über die Toilette entsorgt. Die derzeitigen Kläranlagen sind in der Regel nicht darauf ausgelegt
biologisch schwer abbaubare Arzneimittelrückstände gänzlich zu eliminieren [Berthold et al.,
1998; LANUV, 2007; UBA, 2014b] und überführen die Spurenstoffe in die nahegelegenen
Oberflächengewässer.
Erste Ergebnisse aus Untersuchungen zum Eintrag von Arzneimittelwirkstoffen in die Umwelt
wurden in den 1970er Jahren veröffentlicht [Bergmann et al., 2008]. Jedoch wurden erst 1994
7
mit dem Nachweis der Clofibrinsäure (Lipidsenker) in Berliner Oberflächengewässer die
Forschungsaktivitäten intensiviert [SRU, 2007; Stan et al., 1994].
Die am häufigsten verschriebenen Wirkstoffe wie beispielsweise, Entzundungshemmer,
Asthmamittel, Röntgenkontrastmittel sowie Psychotherapeutika [UBA, 2014a, b], sind auch
die meistvorkommenden Wirkstoffe in Oberflächengewässern. Viele der oben genannten
Wirkstoffe weisen eine geringe Konzentration (0,1 µg/L bis 0,5 µg/L) in Oberflächengewässern
auf, einige wenige jedoch eine deutlich höhere (über 1,0 µg/L) [UBA, 2014a; BLAC, 2003].
Ab welcher Konzentration ein negativer Effekt auf die Umwelt ausgeübt wird, ist bisher noch
nicht ausreichend untersucht und gesetzlich nicht geregelt. Jedoch hat die Internationale
Arbeitsgemeinschaft der Wasserwerke im Rheineinzugsgebiet (IAWR) 2013 in ihrem
Memorandum festgelegt, dass Pharmaka je Einzelstoff lediglich zu 0,1 µg/L in die aquatische
Umwelt überführt werden dürfen [IAWR, 2013].
In den letzten Jahren wurden zahlreiche Studien zur Erfassung von Umweltkonzentrationen
von Arzneimitteln durchgeführt. Eine umfangreiche Studie zum Vorkommen von
Arzneimitteln in der Umwelt wurde vom Bund/Länderausschuss für Chemikaliensicherheit
(BLAC) in Deutschland von 2000 bis 2003 durchgeführt. Ein Überblick über einige in
Nordrhein-Westfalen umweltrelevante Wirkstoffe [LANUV, 2007], die Konzentrationen im
Oberflächengewässer aufweisen, können der Tabelle 1 entnommen werden.
Tabelle 1- Maximale Oberflächenkonzentrationen im Oberflächengewässer [nach BLAC, 2003]
Substanzgruppe Wirkstoff
max. Konzentration
Oberflächengewässer
[µg/L]
Analgetikum Diclofenac 0,47
Antiepileptikum Carbamazepin 1,81
Röntgenkontrastmittel
Iopromid 0,45
Iomeprol 0,53
Iopamidol 1
Antibiotika
Sulfamethoxazol 0,377
Clarithromycin 0,95
Beta-Blocker
Sotalol 0,95
Metoprolol 1,8
Atenolol 0,07
>0,1 µg/L
8
Weitestgehend unerforscht sind die oko- und humantoxikologischen Konsequenzen von
Mikroschadstoffen. Durch das Trinkwasser aufgenommene Dosen liegen überwiegend
unterhalb der therapeutischen und den maximal zulässigen Rückstandsmengen in
Nahrungsmitteln für den humanen Gebrauch, allerdings bringen auch geringe Konzentrationen
gewisse Gefahren mit sich [Rönnefahrt et al., 2002]. Ein sehr bekanntes Beispiel hierfür ist das
in der Anti-Baby-Pille enthaltene Hormon 17-alpha-Ethinylöstradiol (EE2), welches von der
Frau unverändert ausgeschieden und durch ungenügende Reinigung ins Gewässer überführt
wird. Dieser Eintrag hat die Verweiblichung der männlichen Fische als auch eine
Populationsänderung bzw. -einbruch zur Folge [Kern, 2004; BLAC, 2003].
In der nachstehenden Tabelle 2 werden einige Substanzgruppen und bedeutende Wirkstoffe
bezüglich ihrer schädlichen Auswirkungen auf die Umwelt zusammenfassend dargestellt.
Tabelle 2- Schädliche Auswirkungen unterschiedlicher Pharmaka auf die Umwelt
Substanz- Wirkstoff
Umweltauswirkungen Quelle
gruppe Organismus Effekt
Analgetikum Diclofenac
Geier Populationszusammenbruch Oaks et al.,
2004
Regenbogen-
forellen
Schädigung der inneren
Organe
Triebskorn et
al., 2007
Wirbellose /
Fische akute toxische Wirkung
Ferrari et al.,
2003
Antiepileptikum Carbamazepin Karpfen
Missbildungen in der Leber,
Erhöhung der
Membranmaterialmenge im
Zytoplasma
Triebskorn et
al., 2007
Röntgenkontrast-
mittel
Iopromid k.A. k.A.
Iomeprol k.A. k.A.
Iopamidol
Fische erhöhte Mortalität
Steger-
Hartmann et
al., 1999
Bakterien Wachstumshemmung
Steger-
Hartmann et
al., 1999
Antibiotika Sulfamethoxazol Wirbellose Wachstumsveränderungen LANUV, 2007
Clarithromycin Fische Toxizität LANUV, 2007
Beta-Blocker
Sotalol
keine Literaturdaten zur
ökotoxikologischen
Wirkung
LANUV, 2007
Metoprolol Forellen Missbildungen Triebskorn et
al., 2007
Atenolol
keine Literaturdaten zur
ökotoxikologischen
Wirkung
LANUV, 2007
k.A. = keine Angaben
9
Nach dem Sachverständigenrat für Umweltfragen (SRU) [2007] wird infolge des
demografischen Wandels, der steigenden individuellen Lebenserwartung und der damit
verknüpfende steigende Arzneimittelkonsum, die Anzahl der Mikroschadstoffe, die über das
kommunale Abwassernetz in die Umwelt eingebracht werden, ansteigen. Da etwaige
Auswirkungen nicht ausgeschlossen werden können und wie oben beschrieben davon
auszugehen ist, dass Arzneimittel auf Grund ihrer spezifischen Wirkungen ein Risiko für die
Umwelt darstellen können, besteht auch vor dem Hintergrund der EG-WRRL und der Zielwerte
der IAWR für die Elimination der Spurenstoffe großer Handlungsbedarf. Ferner sind die
toxikologischen Bewertungen bislang auf Einzelstoffe beschränkt. Eine Betrachtung von
Stoffgemischen ist bisher nicht erfolgt [DWA, 2010]. Die DWA [2010] besagt, dass
Spurenstoffe nicht grundsätzlich schädlich sind. Das Risiko ist abhängig von der Stoffwirkung
in Verbindung mit der Konzentration des Stoffes im Gewässer und dem betrachteten
Organismus [DWA, 2010].
2.4 Substanzcharakterisierung
Tabelle 3 veranschaulicht die Substanzcharakterisierung im Allgemeinen für ausgewählte
Wirkstoffe. Diclofenac, Carbamazepin und Sulfamethoxazol, welche in vielen Projekten zur
weitergehenden Abwasserreinigung eine Leitparameterfunktion zugesprochen bekommen
[Jekel et al., 2013] und nach LANUV [2007] als umweltrelevante Stoffe eingestuft werden,
werden in der vorliegenden Arbeit als untersuchende Substanzparameter eingesetzt und
detailliert beschrieben.
10
Tabelle 3- Substanzcharakterisierung ausgewählter Pharmaka [nach LANUV, 2007]
Substanz-
gruppe Wirkstoff
Summen-
formel CAS-Nr.
Molare
Masse
[g/mol]
Strukturformel
Analgetikum Diclofenac C14H11Cl2NO2 15307-86-5 296,15
Antiepi-
leptikum Carbamazepin C15H12N2O 298-46-4 236,27
Röntgen-
kontrastmittel
Iopromid C18H24I3N3O8 73334-07-3 791,11
Iomeprol C17H22I3N3O8 78649-41-9 777,09
Iopamidol C17H22I3N3O8 60166-93-0 777,08
Antibiotika
Sulfamethoxazol C10H11N3O3S 723-46-6 253,28
Clarithromycin C38H69NO13 81103-11-9 747,95
Beta-Blocker
Sotalol C12H20N2O3S 3930-20-9 272,36
Metoprolol C15H25NO3 37350-58-6 267,36
Atenolol C14H22N2O3 29122-68-7 266,34
11
2.4.1 Substanzcharakterisierung: Diclofenac
Das Pharmazeutikum Diclofenac gehört zur Gruppe der Analgetika (vgl. Tabelle 3) und dient
zur Behandlung von Schmerzerkrankungen [Fahlenkamp et al., 2006]. Analgetika gehören zu
den am meisten eingesetzten Arzneimitteln in der Humanmedizin [Sattelberger, 1999].
Der Wirkstoff Diclofenac wurde bisher in Gewässern von insgesamt 50 verschiedenen Ländern
gemessen [UBA, 2014c]. In 70 Prozent dieser Länder überstiegen die Messwerte die
Gewässerkonzentration von 0,1 µg/L. Ein Wert, bei dem erste Schädigungen an
Fischpopulationen beobachtet werden konnte [UBA, 2014c]. In Deutschland liegt die hohe
Konzentrationsmenge in den Gewässern (vgl. Tabelle 4) vor allem an dem bundesweiten
Jahresumsatz von Medikamenten, der innerhalb Deutschlands bei rund 86 Tonnen allein bei
dem Arzneiwirkstoff Diclofenac liegt [Willems, 2010]. Hierbei sind nicht die Diclofenac-
haltigen Medikamente enthalten, die ohne Rezept direkt im Handel erhältlich sind.
Diclofenac zeichnet sich durch seine Persistenz und unzureichende Abbauraten auf
konventionellen Kläranlagen aus (vgl. Tabelle 5). Nach BLAC [2003] werden im Ablauf einer
Kläranlage Diclofenac von bis zu 5,5 µg/L erreicht (vgl. Tabelle 4). Diese hohe Konzentration
im Ablauf einer Kläranlage spiegelt sich nachweislich im Oberflächengewässer wieder (vgl.
Tabelle 1). Negative Umwelteffekte von Diclofenac sind beispielsweise Schädigungen innerer
Organe von Regenbogenforellen oder andere akute toxische Wirkungen (vgl. Tabelle 2).
2.4.2 Substanzcharakterisierung: Carbamazepin
Carbamazepin (vgl. Tabelle 3) gehört zu der Gruppe der Antiepileptika [UBA, 2007] und wird
nahezu vollständig in metabolisierter Form ausgeschieden [LANUV, 2007]. Der Wirkstoff ist
ein sehr persistenter Spurenstoff [LANUV, 2007; Clara et al., 2004], der Eliminationsraten nach
den Zu- und Ablaufwerten in kommunalen Kläranlagen nach BLAC [2003] von bis zu 8
Prozent erreichen kann. Ergebnisse aus der Labor-Messkampagne des LANUV [2008]
ermittelten Eliminationsraten von Carbamazepin zu 25 Prozent (vgl. Tabelle 5). Die Diskrepanz
der Eliminationsraten kann bedingt durch äußere Einflüsse auf den Kläranlagen erklärt werden
[Tixier et al., 2003].
Die geringe Eliminationsleistung innerhalb der konventionellen Kläranlagen spiegeln sich mit
einer Wirkstoffkonzentrationen von bis zu 1,81 µg/L im Oberflächengewässer wieder (vgl.
Tabelle 1). Negative Umwelteffekte von Carbamazepin wurden bei Karpfen mit Missbildungen
in der Leber und Erhöhung der Membranmaterialmenge im Zytoplasma beobachtet (vgl.
Tabelle 2). Obwohl lediglich rund 2 bis 3 Prozent unverändert ausgeschieden werden
12
[Sattelberger, 1999], werden mehrere hundert Nanogramm als Konzentration in
unterschiedlichen Gewässern detektiert [Ternes, 2001].
2.4.3 Substanzcharakterisierung: Sulfamethoxazol
Der Wirkstoff Sulfamethoxazol gehört zu den Antibiotika (vgl. Tabelle 3) und hier zu der
Gruppe der Sulfonamide [LANUV, 2007]. Nach Wiegel et al. [2003] ist das Sulfamethoxazol
neben dem Amoxicillin eines der meist verkauften Antibiotika in der Humanmedizin. Jährlich
werden in Deutschland rund 54 Tonnen des Wirkstoffs verbraucht, dabei werden rund 20
Prozent des Wirkstoffs innerhalb von 24 Stunden unverändert ausgeschieden [Clara et al.,
2010].
In Abwässern und Kläranlagenabläufen werden Werte des Wirkstoff Sulfamethoxazol
regelmäßig über 0,1 µg/L nachgewiesen. Dies liegt an der ungenügenden Elimination innerhalb
der konventionellen Kläranlagen (vgl. Tabelle 5). Das LANUV [2008] konnte Eliminations-
raten von Sulfamethoxazol für konventionelle Kläranlagen bis zu 25 Prozent ermitteln. Die
daraus resultierenden negativen Umwelteffekte des Sulfamethoxazols sind unter anderem
Wachstumsveränderungen bei Wirbellosen (vgl. Tabelle 2).
Neben Konzentrationen über 0,1 µg/L in Oberflächengewässern, liegen bei den Substanzen
Diclofenac, Carbamazepin und Sulfamethoxazol sehr hohe Verbrauchsmengen vor [SRU,
2007]. Ferner konnten ökotoxische Wirkungen auf Organismen festgestellt werden [BLAC,
2003]. Aus diesem Grund wurden die drei Arzneimittel vom LANUV [2007] als
umweltrelevant klassifiziert und in der vorliegenden Arbeit als zu untersuchende
Substanzparameter ausgewählt.
13
2.5 Bisherige Methoden zur Spurenstoffelimination
Kläranlagen gelten als Haupteintragsquelle von Spurenstoffrückständen in die Umwelt [Stumpf
et al., 1996; Spengler et al., 1999; Ternes, 2001; Heberer, 2002]. Konventionelle Kläranlagen,
die dem heutigen Stand der Technik entsprechen, eliminieren anorganische und organische
Spurenstoffe aus den Abwässern auf unterschiedliche Weisen. Durch Sorption können
Mikroschadstoffe an Partikeln des Klärschlammes und/oder im Fall organischer Stoffe durch
biologischen Abbau aus den Abwässern entfernt bzw. in andere Stoffe transformiert werden
[LANUV 2007]. Margot et al. [2011] haben gezeigt, dass bereits die Einführung der
Nitrifikation die Eliminationsrate auf einer Kläranlage von ca. 20 Prozent auf ca. 40 Prozent
steigen lässt. Das Spektrum der im Klärprozess zu eliminierenden Spurenstoffe umfasst eine
große Anzahl von Verbindungen, die hinsichtlich ihrer physikalisch-chemischen Eigenschaften
unterschiedlich sind [Metzger et al., 2003]. Die jeweilige Spezifikation und Konzentrationen
der Substanzen bestimmen die Elimination während des Klärprozesses [Metzger et al., 2003].
Im Allgemeinen bestehen sehr große Unterschiede zwischen leicht und schwer abbaubaren
Stoffen [Abegglen & Siegrist, 2012; Margot et al., 2011]. So lassen sich beispielsweise
lipophile Verbindungen stärker an Klärschlämme sorbieren als wasserlösliche Verbindungen
[LANUV, 2007]. Folglich kann die Elimination einzelner Verbindungen in den jeweiligen
Reinigungsstufen stark variieren [Tixier et al., 2003]. Zudem beeinflussen äußere Bedingungen
wie Temperatur, Verweilzeit in der Anlage, die jeweilige angewandte Technologie und
Niederschlagsereignisse die Eliminierungsleistung in den konventionellen Kläranlagen [Tixier
et al., 2003].
Schwer abbaubare Schadstoffe wie Pharmaka, ihre Metabolite, sowie endokrin wirksame Stoffe
oder Industriechemikalien, können mit den heutigen Verfahrenstechniken kommunaler
Kläranlagen nur unzureichend aus dem kommunalen Abwasser entfernt werden [Ternes, 1998;
Kümmerer, 2001; Heberer et al., 2002a, b; LANUV, 2007; UBA, 2014b, d, 2015a]. Wie die
Untersuchungen in Gewässern zeigen, können konventionelle Kläranlagen mit mechanischer
und biologischer Reinigungsstufe nicht alle Mikroschadstoffe vollständig aus dem Abwasser
entfernen [UBA, 2014d; LANUV, 2011, 2007]. Tabelle 1 veranschaulicht, dass konventionelle
Kläranlagen bedingt durch ihre unzureichende Eliminationsleistung bereits Konzentrationen
über 0,1 µg/L in die nahegelegenen Oberflächengewässer überführen. Dies hat schädliche
Auswirkungen auf die aquatische Umwelt (vgl. Tabelle 2). Aus diesem Grund kommt eine
zusätzliche Reinigung auf einer kommunalen Kläranlage in Frage, die zweckmäßig als
Nachbehandlungsschritt nach der biologischen Abwasserreinigung eingesetzt wird.
14
Grundsätzlich kommen zur Elimination von Mikroverunreinigungen oxidative, adsorptive und
physikalische Verfahren in Frage [Biebersdorf und Kaub, 2013; Mikroschadstoffe NRW, 2018]
(vgl. Tabelle 4). Jedoch unterscheiden sich die Eliminationsleistung, Betriebssicherheit,
Wartungsaufwand, Kosten und sonstige Umweltwirkungen dieser Verfahren und müssen im
Einzelfall vor Ort (über Machbarkeitsstudien) ermittelt und erörtert werden. Kombinationen
von den in Tabelle 4 dargestellten Verfahren sind grundsätzlich möglich, jedoch sind viele in
der Praxis noch nicht erprobt. Hierzu sind weiterführende Untersuchungen notwendig.
Tabelle 4- Verfahrensansätze zur weiterführenden Elimination von Spurenstoffen [nach Biebersdorf &
Kaub, 2013; Mikroschadstoffe NRW, 2018]
Verfahren Betriebsmittel Anwendungsform Nachbehandlung
oxidativ
Ozon
nachgeschalteter Reaktor
Sandfiltration,
Wirbelbett,
Festbett etc.
Ozon/UV-
Bestrahlung
AOP
Ozon + H2O2
H2O2 + UV-
Bestrahlung
Titandioxid + UV-
Bestrahlung
Eisen-II + H2O2
adsorptiv
Granulierte Aktivkohle
(GAK)
nachgeschalteter Aktivkohlefilter Regeneration
extern
durchgeführt einem Filter nachgeschaltet
Pulver-Aktivkohle (PAK)
simultan Abtrennung der
PAK:
Tiefenfiltration,
Flächenfiltration
nachgeschaltet
mit Führung im
Gegenstrom-
prinzip
Dosierung in
separater
Adsorptionsstufe
Dosierung vor
einem Filter
physikalisch Nanofiltration Zentral-
behandlung Umkehrosmose
Aus der Vielzahl der in Deutschland durchgeführten Pilotprojekte und in der Schweiz bereits
umgesetzten Projekte erweisen sich sowohl die Anwendung von Ozon als auch der Einsatz von
Aktivkohle als praxistaugliche Verfahren zur gezielten Mikroschadstoffelimination [UBA,
2015a, 2014d]. Mit beiden Verfahrenstechniken kann ein breites Spektrum an
Mikroschadstoffen aus dem Abwasser entfernt werden [UBA, 2014d; Schröder, 2003].
Das LANUV [2008] hat Proben aus dem Ablauf des Nachklärbeckens des Großklärwerks Köln-
Stammheim entnommen und mit Ozon bzw. Aktivkohle behandelt. Für die in Tabelle 5
aufgelisteten Wirkstoffe lag die analytische Bestimmungsgrenze (BG) bei 0,01 μg/L. Die
adsorptiv behandelten Proben wurden mit einer Aktivkohlenkonzentration von 10 mg/L erzielt.
15
Die durch die oxidative Abwasserbehandlung erlangten Abbaueliminationen wurden durch
eine maximal 20- minutige Begasung eines 9,75 L fassenden Batchblasensäulenreaktors mit
einem Gasvolumenstrom von 35 L/h oder bei einer Ozonkonzentration im Gas von 25 g/Nm³
erreicht.
An Hand der ermittelten Ergebnisse durch das LANUV [2008] zeigt sich, dass eine
weiterführende Reinigungsstufe wie oben beschrieben ein breites Spektrum an
Mikroverunreinigungen entfernen kann (vgl. Tabelle 5). Das Ergebnis der Labor-
Messkampagne zur Ozonbehandlung von Abwasser veranschaulicht, dass eine Reduzierung der
Kläranlagenablaufkonzentrationen bis unter die Bestimmungsgrenze oder zu mehr als 85
Prozent erfolgt. Durch das Anwendungsverfahren der Aktivkohle konnten ebenfalls die meisten
pharmazeutischen Wirkstoffe über 85 Prozent entfernt werden. Ausnahmen stellen hier das
Diclofenac (> 60 Prozent) und die untersuchten Röntgenkontrastmittel dar, hier lag die
eingesetzte Aktivkohlekonzentration bei 100 mg/L, um die Mikroschadstoffe weitestgehend
aus dem Abwasser entfernen zu können. Beim Antibiotika Sulfamethoxazol war keine
Adsorption messbar. Bei der Bewertung der Ergebnisse ist jedoch zu berücksichtigen, dass es
sich lediglich um Batchversuche im Labormaßstab handelt.
Tabelle 5- Prozentuale Spurenstoffeliminationsraten innerhalb der Belebungsanlage und durch
weiterführende Reinigungsmaßnahmen [nach LANUV, 2008]
Substanzgruppe Wirkstoff
Spurenstoffeliminationsrate [%]
Belebungsanlage Ozon Adsorption
bezogen auf
Zulauf KA
bezogen auf
Ablauf KA
bezogen auf
Ablauf KA
Analgetikum Diclofenac 60 BG 64
Antiepileptikum Carbamazepin 25 BG 87
Röntgenkontrastmittel
Iopromid >90 88 97*
Iomeprol 85 90 99*
Iopamidol 40 87 99*
Antibiotika Sulfamethoxazol 25 BG o
Clarithromycin 70 BG BG
Beta-Blocker
Sotalol 40 BG 79
Metoprolol 35 BG 95
Atenolol 75 BG BG
o = Elimination konnte nicht ermittelt werden
16
* = 100mg/L Aktivkohle
BG = Abbau bis unter die Bestimmungsgrenze
Bei beiden weiterführenden Verfahrenstechniken ist nach der Mikroschadstoffbeseitigung eine
weitere Stufe zur Nachbehandlung des Abwassers nachzuschalten, damit beispielsweise feinste
Pulveraktivkohlepartikel, die mit Spurenstoffen beladen sind, bzw. um beim Betrieb einer
Ozonung die entstehenden Abbau- /Umbauprodukte (Transformationsprodukte) weitestgehend
zurückzuhalten [UBA, 2014d]. Aus den Pilotprojekten geht hervor, dass die Eliminationsrate
einzelner Substanzen im Wesentlichen von der Dosiermenge des eingesetzten Hilfsstoffs, der
Stoffeigenschaft sowie der gelösten Restorganik des Abwassers abhängig ist. Daraus lässt sich
nach dem UBA [2015a] schließen, dass mit steigender Hilfsstoffdosierung eine höhere
Eliminationsrate erzielt werden kann.
17
2.6 Spurenstoffelimination mittels Mikrogrünalgen
Eine vielversprechende Alternative zum aktuellen Stand der Forschung ist der Einsatz von
Mikroalgen in der weiterführenden Reinigungsstufe einer Kläranlage zur Eliminierung von
organischen Schadstoffen [Munoz & Guieysse, 2006; Subashchandrabose et al., 2013].
Im Rahmen der Dissertation von Pozza [2014] wurde gezeigt, dass mit Hilfe von Mikroalgen
der Gattung Chlorella spezies und Scenedesmus spezies die Stickstoff- und
Phosphorkonzentrationen im Presswasser aus der Schlammentwässerung einer Kläranlage
deutlich reduziert werden konnten. Mikroalgen, die aus dem Presswasser extrahiert wurden
oder solche, die in hochbelasteten Abwässern gezüchtet wurden, zeigten dabei höhere
Abbauraten als im künstlichen Abwasser.
Gao et al. [2011] konnten mit den Mikroalgen Chlorella spezies zeigen, dass das
Stoffwechselprodukt Nonylphenol aus dem mikrobiellen Abbau von nichtionischen Tensiden
aus der Gruppe der Nonylphenolethoxylaten innerhalb von 24 Stunden nahezu vollständig
abgebaut werden kann. Hierbei ist die Adsorption der Schadstoffe der dominierende Prozess
und nur ein Teil der Nonylphenolmenge wird abgebaut.
Die Toxizität und den Abbau von Cyanid, Phenol und Salicylat auf bzw. durch die Bakterien
Pseudomonas MT1 und die Mikroalgen Chlorella vulgaris MM1 wurde von Essam et al. [2014]
untersucht und mit chromatographischen Verfahren analysiert. Die Toxizität konnte durch eine
photokatalytische Vorbehandlung vermindert werden und die noch verbliebenen Schadstoffe
wurden durch die Bakterien und die Algen weiter abgebaut.
Matamoros et al. [2016] untersuchten in ihrer Studie das biologische Abbauverhalten unter
anderem von den pharmazeutischen Produkten Ibuprofen und Carbamazepin im synthetischen
und kommunalen Abwasser. Als Gemisch wurden die Grünalgen Chlorella spezies und
Scenedesmus spezies eingesetzt. Innerhalb der Versuchszeit von 10 Tagen wurde eine
spezifische Wachstumsrate von 0,25 d-1 und ein vollständiger Abbau von Ammonium
beobachtet. Die Ergebnisse verweisen auf einen Abbau von Ibruprofen zu 95 Prozent mittels
Air-Stripping. Das Antiepileptikum Carbamazepin dahingegen konnte mittels der Grünalge
nicht abgebaut werden.
Zhou et al. [2014] untersuchten das Abbauverhalten von anorganischen und organischen
Verbindungen bei vier unterschiedlichen Grünalgen als Reinkultur (Chlamydomonas
reinhardtii, Scenedesmus obliquus, Chlorella pyrenoidosa und Chlorella vulgaris) im realen
Abwasser. Es konnte festgestellt werden, dass von 50 getesteten Verbindungen 32
Verbindungen gut abgebaut werden konnten, hierunter waren beispielsweise die Spurenstoffe
18
Ibuprofen, Clarithromycin und Paracetamol. Der Spurenstoff Carbamazepin konnte
geringfügig abgebaut werden, während Diclofenac und Sulfamethoxazol keinen Abbau
aufzeigen konnten.
Escapa et al. [2016] untersuchten in ihrer Studie das Abbauverhalten des Analgetikums
Diclofenac im Kulturmedium. Hierzu wurden drei unterschiedliche Mikroalgenstämme
(Chlorella sorokiniana, Chlorella vulgaris und Scenedesmus obliquus) für die Studie
miteinander verglichen. Die Wachstumsrate innerhalb der Versuchszeit erhöhte sich unter
Zugabe des Spurenstoffparameters. Die Chlorella sorokiniana konnte hierbei die höchste
Wachstumszunahme aufzeigen. Im Vergleich dazu wurde bei der Grünalge Scenedesmus
obliquus die höchste Abbaurate von Diclofenac mit rund 72 Prozent gemessen.
Vor dem Hintergrund des Austrags von Mikroverunreinigungen aus dem Abwasser in die
aquatische Umwelt und der zusätzlich einzusetzenden Betriebsmittel bei weiterführenden
Reinigungsverfahren (vgl. Tabelle 4), ist eine umweltschonendere Alternative im Vergleich
zum Stand der Technik wünschenswert. Im Rahmen der vorliegenden Arbeit soll das
Anwendungspotential von Mikroalgen in der Spurenstoffelimination als solche Alternative
erforscht werden. Neben den allgemeinen Abbauraten der zu untersuchenden Spurenstoffe, soll
auch die Frage der Abbauprozess diskutiert werden.
19
2.7 Mikroalgen
Nach Huber & Ziegler [2002] stammt der Begriff „alga“ ursprünglich aus dem Lateinischen
und kann mit Seegras bzw. Tang übersetzt werden. Zunächst wurden lediglich makroskopische
Meerespflanzen unter dem Begriff zusammengefasst. Mit der Zeit zählten die mikroskopischen,
im Wasser lebenden Organismen, die in der Lage sind Photosynthese zu betreiben, dazu.
Höhere Pflanzen, die einen entwickelten Keim aus der befruchteten Eizelle der Mutterpflanze,
einen sogenannten “Embryo“, haben, wurden ausgeschlossen. Infolgedessen ist der Begriff alga
ein Sammelbegriff und kennzeichnet nach Linne von Berg et al. [2004] alle Lebensformen, die
„eine permanente, oxygene (...) Photosynthese betreiben und keinen Embryo (...) bilden“.
Mikroskopische Vertreter der Algen werden als Mikroalgen bezeichnet. In den letzten
Jahrzehnten wurden große Stammsammlungen angelegt und Forscher weltweit beschäftigen
sich mit der Forschung an und mit Mikroalgen (vgl. Tabelle 6). Beispiele für
Stammsammlungen sind die Sammlung der Universität von Coimbra (Portugal) oder die
Sammlung der Universität Göttingen (Deutschland). Nach Sastre & Posten [2010] wurden bis
jetzt 40.000 bis 60.000 Mikroalgenarten ermittelt. Im Allgemeinen sind Mikroalgen durch ihre
physiologische und morphologische Diversität auf der Erde allgegenwertig. Zu ihren
Hauptlebensräumen gehören zum Beispiel Meere und Oberflächengewässer sowie das Erdreich
und Bäume [Linne von Berg et al., 2004]. Mikroalgen sind phototrophe Mikroorganismen mit
einer sehr hohen Photosynthese Leistung, welche bis zu fünfmal so hoch wie die von höheren
Pflanzen ist [Pulz, 2009]. Bei der Photosynthese wird in den Chloroplasten Lichtenergie zu
chemischer Energie umgewandelt [Sastre & Posten, 2010]. Bei diesem Vorgang wird
anorganischer Kohlenstoff (C) als Zucker oder als anderes organisches Molekül gespeichert
[Sastre & Posten, 2010]. Im Allgemeinen werden Mikroalgen in den folgenden Hauptarten
unterschieden [Barsanti & Gualtieri, 2006; Cannel, 1990]:
• Grünalgen (Chlorophyceae)
• Rotalgen (Rhodophyta)
• Cyanobakterien (Cyanophyceae)
• Braunalgen (Phaeophyta)
• Kieselalgen (Bacillariophyceae)
In der vorliegenden Arbeit wurde mit den Grünalgen der Gruppe Chlorophyta gearbeitet;
insbesondere mit der Grünalge Chlorella vulgaris.
20
2.7.1 Grünalgen
Nach Linne von Berg [2004] sind Grünalgen ein- bis vielzellige Organismen mit stets durch
Chlorophyllgehalt grün gefärbten Chloroplasten. Grünalgen kommen in nährstoffreichen Seen,
Teichen oder Tümpeln sowie in fließenden Gewässern oder auf Böden und festen Oberflächen
vor. Chlorella spezies lassen sich leicht in mineralischen Kulturmedien kultivieren [Palmer,
1969; Wang L. et al., 2010]. Aus diesem Grund werden diese Gattungen besonders häufig für
Forschungsstudien genutzt. Auch in der Abwasserwirtschaft haben sich unter den zahlreichen
Spezies besonders die Grünalge Chlorella und Scenedesmus für einen Einsatz durchgesetzt
[Palmer, 1969; Wang L. et al., 2010]. Diverse Studien, die sowohl in Abwasser als auch im
Kulturmedium mit Grünalgen durchgeführt worden sind, sind in Tabelle 6 aufgeführt.
2.7.1.1 Chlorella vulgaris
Mikroalgen der Gattung Chlorella gehören der Gruppe der Chlorophyta an und werden in zehn
Arten unterschieden, von denen die meisten genetisch stark voneinander abweichen. Nach
Liepke [1998] zählt die Chlorella vulgaris zu den bekanntesten Vertretern. Das morphologische
Erscheinungsbild weist nach Linne von Berg [2004] eine kugelige bis elliptische Form mit
Zellwand und den grün gefärbten Chloroplasten bis 17 µm auf. Die Grünalge besteht zu 51 bis
58 Prozent aus Proteinen, 14 bis 22 Prozent Kohlenhydraten und zu 12 bis 17 Prozent aus Fetten
[Pulz, 2009]. An Hand, der in Tabelle 7 dargestellten Studienergebnisse zeigt sich, dass die
Grünalge Chlorella vulgaris bei einem pH-Wert von rund 7 ± 0,5 und einer räumlichen
Temperatur von rund 25 °C optimale Laborbedingungen vorweist. Die Gattung der Chlorella
hat einen sehr hohen Reproduktionsgrad, die Teilung einer einzelnen Mutterzelle, in vier bis 16
Tochterzellen, kann nach Bischof [2012] innerhalb von 12 bis 16 Stunden stattfinden. In
Kombination mit der stabilen Zellwand wird die Chlorella vulgaris auch als sehr robust
gegenüber äußeren Einflüssen angesehen, so dass diese sich Temperatur- und pH-
Schwankungen sowie diversen Nährstoffverfügbarkeiten anpassen können. Darüber hinaus gilt
die Grünalge als leicht kultivierbar und dominant gegenüber Fremdorganismen [Falkowski &
Raven, 1997].
21
2.7.2 Algenwachstum
Mikroalgen zeichnen sich durch eine hohe Produktivität im Vergleich zu anderen Pflanzen aus
[Pulz, 2009]. Darüber hinaus besitzen Algen keine photosynthetisch inaktiven Teile wie Wurzel
oder Stämme, was diese zu einem beliebten Forschungsobjekt bezüglich einer
gewinnbringenden Biomasseerzeugung werden lässt (vgl. Tabelle 6). Das Wachstum von
Mikroorganismen und von Mikroalgen lässt sich nach Kohl & Nicklisch [1988] in vier Phasen
unterteilen (Abbildung 2):
1) lag-Phase (Verzögerungsphase)
2) log-Phase (exponentielles Wachstum)
3) Plateau-Phase (Stationäre Phase)
4) Absterbe-Phase
Abbildung 2- Wachstumsphasen einer Mikroalge [nach Moazami et al., 2012]
Charakteristisch für die lag-Phase ist, dass keine Reproduktion stattfindet, da das Überführen
der Mikroalgen in ein neues Kulturmedium drastische Milieuänderung mit sich führt und die
Mikroalgen Zeit benötigen sich der Umgebung anzupassen [Kohl & Nicklisch, 1988].
In der exponentiellen Phase beginnt ein exponentielles Wachstum der Zellen. Diese Phase tritt
nur auf, wenn alle Ressourcen im Sättigungsbereich liegen oder keine limitierenden Faktoren
vorliegen, sondern die benötigten Nährstoffe (vgl. Kapitel 2.8.2.1) vorhanden sind [Kohl &
Nicklisch, 1988].
22
Nach Kohl & Nicklisch [1988] zeigt ein Abfall der spezifischen Wachstumsrate den Übergang
zur stationären Phase. Ursachen für den Übergang können Zunahme der Zellendichte und die
damit verbundene Lichtlimitierung durch Verschattung, sowie eine begrenzte CO2
Verfügbarkeit oder Limitierung eines anderen Nährstoffes, sein. Wenn das Wachstum zum
Erliegen kommt, dann ist die stationäre Phase erreicht und die Population geht über in eine
Sterbephase. Nach Kohl & Nicklisch [1988] ist es jedoch möglich, dass bereits vor dem
Wachstumsstillstand einzelne Algenzellen absterben und demnach die stationäre Phase
dynamisch ist.
23
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2.7.2.1 Bedeutung der Nährstoffe für das Algenwachstum
Nach Grobbelaar [2013] können Algen alle benötigten Elemente, die für das Wachstum
erforderlich sind, in anorganischer Form verwerten, indem diese reduziert und in organische
Verbindungen überführt werden [Luttge & Kluge, 2012]. Die Elemente werden zwischen
Makro-, Mikro- und Spurenelementen unterschieden. Eine Auflistung der benötigten Elemente
ist Tabelle 7 zu entnehmen.
Tabelle 7 Nährstoffbedarf einer Mikroalge [nach Richter, 1997]
Elementgruppe Verbindungen
Makroelemente
Kohlenstoff C
Wasserstoff H
Sauerstoff O
Stickstoff N
Phosphor P
Schwefel S
Mikroelementen
Kalium K
Calcium Ca
Eisen Fe
Magnesium Mg
Spurenelemente
Bor B
Kobalt Co
Kupfer Cu
Mangan Mn
Molybdän Mo
Nickel Ni
Vanadium V
Zink Zn
Die drei wichtigsten Makroelemente für die Wachstumsanreicherung von Mikroalgen sind nach
Grobbelaar [2013]: Kohlenstoff (C), Stickstoff (N) und Phosphor (P) und werden im
Nachstehenden näher erläutert.
27
Kohlenstoff
Nach Kohl & Nicklisch [1988] ist der Kohlenstoff mengenmäßig die wichtigste Ressource, die
für die Biomassenbildung der Algen aufgenommen und assimiliert werden muss.
Kohlenstoffquellen liegen in Gewässern als gelösteste Kohlensäure (H2CO3),
Hydrogencarbonat (HCO3-) und weiteren Carbonaten vor [Kohl & Nicklisch, 1988]. Der zur
Verfügung stehende Kohlenstoff wird durch die Anwendung der Photosynthese fixiert.
Stickstoff
Stickstoffquellen für Mikroalgen sind Ammonium (NH4+), Nitrat (NO3
-), Nitrit (NO2-),
Harnstoff (CH4N2O) und Aminosäuren [Kohl & Nicklisch, 1988]. Harnstoff und Aminosäuren
können nicht sofort verwendet werden, sondern müssen für die Aufnahme erst zu Ammoniak
(NH3) zersetzt werden [Jin & Qiang 2013]. Aus diesem Grund sind Ammonium und Nitrat die
vorherrschenden Stickstoffquellen für Mikroalgen. Jedoch bevorzugen Mikroalgen
Ammonium als Stickstoffquelle, da die Ammonium-Assimilation weniger Energie als die
Nitrat-Assimilation benötigt [Hoffmann, 2010]. Aus diesem Grund wird Nitrat erst dann als
Stickstoffquelle verwendet, wenn Ammonium im Kulturmedium vollständig aufgebraucht ist
[Richmond, 1986]. Somit stellt Nitrat einen limitierenden Faktor für das Mikroalgen-Wachstum
dar.
Je nachdem welche Stickstoffquelle der Mikroalge zur Verfügung steht, kommt es zu
Schwankungen beim pH-Wert. Steht hauptsächlich Ammonium zur Verfügung, sinkt der pH-
Wert [Richmond, 1986], bei der Verfügbarkeit von Nitrat wird der pH- Wert erhöht [Kohl &
Nicklisch, 1988]. Die Stickstoffaufnahme ist indirekt mit der Photosynthese verbunden, da die
Energie, die für die Stickstoffaufnahme benötigt wird, aus der Photosynthese resultiert [Round,
1969].
Phosphor
Phosphor hat einen erheblichen Einfluss auf das Algenwachstum. Nach Kohl & Nicklisch
[1988] kann eine Mikroalge nur optimal wachsen, wenn Phosphor in ausreichender Form
vorhanden ist. Das Makroelement wird von der Mikroalgenart Chlorella grundlegend als
Dihydrogenphosphat (H2PO4-) und Hydrogenphosphat (HPO4
2-) aufgenommen [Jin & Qiang
2013]. Im Allgemeinen nehmen Algen mehr Phosphor auf als für das direkte Wachstum
benötiget wird, da der Überschuss gespeichert werden kann. Dieser kommt dann zum Tragen,
wenn die Verfügbarkeit von Phosphor im Umgebungsmedium vermindert vorliegt [Richter,
1997].
28
Kohlenstoffe, Nitrate und Phosphate sind häufig nur limitierend vorhanden, jedoch ist eine
Überversorgung der Nährstoffe keine Lösung, da dies eine Stresssituation auslösen und zu
einem Absterben der Algenzellen führen würde [Grobbelaar, 2013].
2.7.2.2 Einfluss des Lichtdargebots
Die grünen Chlorophylle sind die zentralen photosyntethisch wirksamen Pigmente aller
Phototrophen. Chlorophyll-a ist der Hauptbestandteil der photosynthetischen Reaktionszentren
[Kohl & Nicklisch, 1988]. Grünalgen, wie die Chlorella vulgaris, können an Hand des
lichtabsorbierenden Pigments, Chlorophyll-a, Lichtenergie zu chemischer Energie umwandeln.
Dieser beschriebene Prozess wird als Photosynthese bezeichnet. Hierbei werden
Kohlenstoffdioxid (CO2), Wasser (H2O) sowie anorganische Salze unter der Freisetzung von
Sauerstoff (O2) zu benötigten organischen Substraten (C6H12O6, Glucose) umgeformt [Richter,
1997]. Die nachstehende Formel 1 repräsentiert die Photosynthese:
Formel 1- Photosynthese [Richter, 1997]
CO + H O +L c tener e→ C H O + H O + O
In der Ruhephase (Dunkelreaktion) ist keine Photosynthese möglich [Richter, 1997], aus
diesem Grund zählt Licht zu den wichtigsten limitierenden Faktoren für das photoautotrophe
Algenwachstum.
Die Wellenlängen, die auf die Erdoberfläche auftreffen, werden in ultraviolette Strahlung (UV:
300 bis 380 nm), sichtbares Licht (VIS: 380 bis 750 nm) und infrarote Strahlung (IR: 750 bis
3000 nm) unterteilt [Kohl & Nicklisch, 1988]. Die photosynthetisch benötigte Strahlung ist
etwa mit dem sichtbaren Licht identisch. Der Wellenlängenbereich, der für phototrophe
Organismen von Bedeutung ist, befindet sich im Bereich von 400 bis 700 nm und wird
photosynthetisch aktive Strahlung (PAR –Photosynthetically Active Radiation) genannt [Kohl
& Nicklisch, 1988]. Grünalgen absorbieren Lichtenergie durch ihre Chlorophyllpigmente im
Bereich von 450 bis 475 nm (rot) und 630 bis 675 nm (blau) [Forest Blair et al., 2013], welche
das Wachstum von Mikroalgen stimulieren [Kohl & Nicklisch, 1988]. Ist ein Überfluss an
Lichtenergie vorhanden, so wird die überschüssige Energie über Fluoreszenz abgestrahlt, um
eine mögliche Schädigung der Pigmente zu verhindern [Kohl & Nicklisch, 1988]. Steht nur
wenig Lichtenergie zur Verfügung, wird die Photosynthese verlangsamt [Richter, 1997].
29
2.7.3 Abtrennungsverfahren von Mikroalgen
Für die Abtrennung von Mikroalgen aus einem gegebenen System, gibt es zahlreiche
chemische, mechanische und biologische Methoden. In der vorliegenden Arbeit wurden
unterschiedliche Methoden zum Abtrennungsverfahren mit Hilfe von Literaturdaten
hinsichtlich ihrer Effektivität und deren Energieverbrauch studiert.
2.7.3.1 Flotation
Die Flotation ist ein Verfahren, dass mit Hilfe von Gasblasen in der Flüssigkeit dispergierte
Partikelaggregate bildet, die dann auf Grund der geringeren Dichte gegenüber dem
umgebenden Medium zur Oberfläche der Flüssigkeit aufsteigen und eine abtrennbare
Schaumschicht bilden [Pozza, 2014]. Pozza [2014] konnte bereits in seiner Dissertation zeigen,
dass das Verfahren der Mikroflotation eine erfolgreiche Methode zur Abtrennung von
Mikroalgen darstellt (Effektivität 68 Prozent). Das Verfahren ist sehr schnell, energiesparend
und hat bedingt durch den Verzicht von zusätzlichen Chemikalien eine geringe
Umweltbelastung sowie moderate Kosten [Henderson et al., 2008]. Eine gesonderte Form der
Flotation bietet die Druckentspannungsflotation (dissolved air flotation, DAF). Hierbei wird
Gas unter Druck im Wasser gelöst und gast bei Druckminderung aus, so dass Feststoffpartikel
beim Aufstieg des Gases sich anlagern können und deren Flotation möglich ist.
2.7.3.2 Filtration
Die Filtration gehört zu den mechanischen Trennverfahren und kann in statische und
dynamische Filtrationsverfahren unterteilt werden. Zu den statischen Verfahren zählen die
Druck- und Vakuumfiltration. Die Membranfiltration, welche nochmals unterteilt werden kann
in Mikro-, Ultra-, Nanofiltration und Umkehrosmose zählt zu den dynamischen
Filtrationsverfahren [Harun et al., 2010]. Im Allgemeinen beinhaltet das Verfahren das Filtern
der Algensuspension durch ausgewählte Filter, auf denen sich die Algen ablagern [Danquah et
al., 2009]. Es bleibt festzuhalten, dass nicht alle Algenarten, bedingt durch ihre jeweiligen
Eigenschaften, für das Trennverfahren der Filtration geeignet sind [Harun et al., 2010]. Nach
Harun et al. [2010] stellen Filtrationsverfahren im Allgemeinen ein attraktives
Abtrennungsverfahren dar. Die Energiekosten belaufen sich nach Molina Grima et al. [2003]
auf 0,3 bis 2,06 kW/m3.
Ein spezielles Trennverfahren stellt die Kammerfilter- bzw. die Bandfilterpresse dar. Hierbei
wird die zu trennende Suspension durch Filtertücher unter hohem Druck gepresst. Es entsteht
30
ein Filterkuchen, der entweder manuell oder automatisch entfernt wird. Sandip et al. [2015]
konnten mit ihrer Studie zeigen, dass Bandfilterpressen bei Mikroalgen ein effektives
Trennverfahren darstellen, welches geringe Betriebskosten aufweist [Spellmann, 1997] und
leicht hochzuskalieren ist [Sandip et al., 2015].
2.7.3.3 Sedimentation
Für das Verfahren der Sedimentation wird sich die Schwerkraft zu Nutze gemacht, indem die
Algen sich von ihrem flüssigen Medium auf Grund von unterschiedlicher Dichte trennen.
Dieses Verfahren verläuft sehr langsam, insbesondere dann, wenn der Dichteunterschied oder
die Algengröße sehr gering ist [Greenwell et al., 2010]. So konnten beispielsweise Choi et al.
[2006] zitiert in Greenwell et al. [2010] in ihrer Studie feststellen, dass Absetzraten von 0,1 bis
2,6 cm/h beobachtet werden.
Obwohl die Sedimentation ein sehr kosteneffektives Verfahren darstellt, wird es oft auf Grund
der Zeitintensivität nicht als alleinstehendes Verfahren angewandt. Oftmals wird die
Sedimentation in Kombination zur Flokkulation eingesetzt. Hierbei wird die Sedimentation der
Flokkulation nachgeschaltet [Granados et al., 2012].
2.7.3.4 Flokkulation
Bei der Flokkulation wird die Alge durch Zugabe eines kationischen Flockungsmittels, bei dem
es sich meist um Aluminium- oder Eisensalze handelt, ausgeflockt. Anschließend sedimentiert
die Algenflocke, so dass eine Fest-Flüssig-Trennung entsteht und die Alge abgetrennt werden
kann. Diese kationischen Chemikalien neutralisieren die negative Ladung der Algenzellen und
begünstigen das Sedimentieren, ohne die Zusammensetzung und die Toxizität der Alge zu
beeinflussen [Harun et al., 2010].
Dass das chemische Verfahren, wie die Flokkulation, funktionierende Technologien sind,
konnten diverse Studien zeigen. So hat Knuckey et al. [2006] Fe3+-Flocken mit induziertem
pH-Wert verwendet, um verschiedene Arten von Algen abzutrennen und erreichten eine
Abtrennungseffizienz von rund 80 Prozent. Henderson et al. [2008] konnten in deren Studie
unter Verwendung von Aluminiumsulfat, Eisenchlorid und Eisen(II)-sulfat eine
Abtrennungseffizienz von 70 bis 95 Prozent erzielen. Ferner analysierten Chatsungnoen &
Christi [2016] rund 95 Prozent Abtrennungseffizienz bei Aluminiumsulfat und Eisenchlorid bei
diversen Mikroalgen. Die Wirksamkeit ist abhängig vom Flockungsmittel, der Dosierung und
der Algengattung [Harun et al., 2010].
31
Als weitere Alternative werden Polyelektrolyte als Flockungsmittel verwendet [Grandados et
al., 2012], hierbei handelt es sich um kationische Polymere. Chitosan ist hierbei ein
kommerzielles Produkt. Es ist jedoch zu kostenintensiv, um für eine wirtschaftliche
Algenentwässerung verwendet zu werden [Harun et al., 2009]. Divakaran & Pillai [2002]
untersuchten die Flockung von den Algenarten Spirulina, Oscillatoria, Chlorella und
Synechocystis unter Anwendung von Chitosan. Die Ergebnisse zeigen, dass eine höhere
Konzentration von Chitosan (15 mg/L) zu einer schnelleren Absetzgeschwindigkeit von den
untersuchten Algen führt. Zusätzlich konnte gezeigt werden, dass für verschiedene Algenarten
variable Mengen an Chitosan erforderlich sind. Dies führt zu unterschiedlichen
Flockungswirkungsgraden.
Eine Unterbrechung der CO2-Versorgung des Algensystems, sowie eine gesteuerte pH-
Änderung oder Regulation des Lichteinflusses, kann dazu führen, dass Algen selbst ausflocken.
Diese Flockung wird als Autoflokkulation bezeichnet [Sukenik & Shelef, 1984]. Hierbei ist
eine Abtrennungseffizienz von bis zu 99 Prozent möglich [Sukenik & Shelef, 1984].
Neben den etablierten chemischen Flokkulatarten, kann auch ein biologisches Flokkulat wie
beispielsweise in Lei et al. [2015] beschrieben eingesetzt werden. Hier wird die Ausflockung
der Grünalge Chlorella vulgaris mittels des Bakteriums Cobetia marina LO3 analysiert.
2.7.3.5 Zentrifugation
Die Zentrifugation ist eine sehr effektive Methode zur Abtrennung von Mikroalgen [Knuckey
et al., 2006]. Diese beinhaltet die Trennung des Umgebungsmediums und der Alge, in Bereiche
mit höherer und geringerer Dichte durch Zentripetalbeschleunigung unter der Anwendung einer
Zentrifuge. Nach der Dichtentrennung können die Algen durch Entleeren des überschüssigen
Mediums entfernt werden. Während der Zentrifugation können auch Filter implementiert
werden, um den Überstand vom Medium zu trennen [Harun et al., 2009].
Heasman et al. [2000] berichteten von 88 bis 100 Prozent Zelllebensfähigkeit und etwa 95 bis
100 Prozent Abtrennungseffizienz. Obwohl die Zentrifugation ein plausibles Verfahren zur
Abtrennung von Mikroalgen darstellt, können hohe Gravitations- und Scherkräfte während des
Zentrifugationsprozesses die Zellstruktur beeinträchtigen. Darüber hinaus ist es aufgrund des
hohen Energieverbrauchs, insbesondere bei Betrachtung großer Volumina, nicht kosteneffektiv
[Harun et al., 2010; Knuckey et al., 2006].
32
Die oben beschriebenen Literaturdaten sind in der Tabelle 8 vergleichend zusammengefasst.
Tabelle 8- Zusammenfassung von Abtrennungsverfahren bei Mikroalgen
Methode Flokkulat Effektivität
[%]
Energie-
verbrauch
[kWh/m3]
Quelle
Flotation /
DAF 68 - 99,8
Pozza, 2014; Henderson et
al., 2008
Filtration > 99 0,3 - 3,0
Danquah et al., 2009;
Molina Grima et al., 2003;
Greenwell et al., 2010
Flokkulation
Al2(SO4)3, FeCl3, Fe2SO4,
Polyelektrolyte,
Chitosan, zetag 7650 mit
Al2(SO4)3, Cl, PO43-,
Cobetia marina LO3
70 - 97
Chatsungnoen und Christi,
2016; Lei et al., 2015;
Grandados et al., 2012;
Danquah et al., 2009;
Henderson et al., 2008;
Knuckey et al., 2006;
Divakaran & Pillai 2002;
Sukenik & Shelef, 1984
Zentrifugation 95 - 100 0,8 - 2,5 Molina Grima et al., 2003;
Heasman et al., 2000
33
3. Material und Methoden
Im folgenden Kapitel werden die angewandten Methoden und das eingesetzte Material
beschrieben. Darüber hinaus werden der eingesetzte Algenstamm und die
Kultivierungsbedingungen erläutert.
3.1 Algenstamm und Kultivierungsbedingungen
Die Grünalge Chlorella vulgaris (Stamm 211-12) wurde aus der Sammlung von Algenkulturen
der Universität Göttingen (SAG) erworben und im Kulturmedium BG-11 (=Blue-Green
Medium) kultiviert. Die Tabelle 9 veranschaulicht die Zusammensetzung des Medium mit
Natriumhydrogencarbonat. Wenn auf weitere Kohlenstoffquellen verzichtet wird, so wird das
Natriumhydrogencarbonat aus der Zusammensetzung ausgeschlossen und 10 mL mehr an
destilliertem Wasser hinzugegeben.
Tabelle 9- Bestandteile des BG-11 Mediums [nach Pozza, 2014]
Verbindungen g/100mL mL
Natriumnitrat NaNO3 0,15 10
DiKaliumhydrogenphosphat K2 HPO4 0,04 10
Magnesiumsulfat Mg SO4 * 7H2O 0,075 10
Calciumchlorid CaCl2 *4H2O 0,0536 10
Natriumhydrogencarbonat NaHCO3 0,02 10
Zitronensäure Citric acid 0,006 10
Kalium-Dihydrogenphosphat KH2PO4 0,2 10
Nährstoffe 1
destilliertes Wasser 929
EDTA 1g
Nährstoffe in 1.000 mL destilliertem Wasser mg
Borsäure H3BO3 2,86
Mangan(II)chlorid MnCl2 *4H2O 1,81
Zinknitrat Zn(NO3)2 *6H2O 0,23
Ammoniumheptamolybdat (NH4)6Mo7O24 2,201
Kupfersulfat CuSO4 *5H2O 0,079
34
Im durchgeführten Versuchszeitraum der vorliegenden Arbeit konnten im genutzten
Kulturansatz, in Bezug auf das morphologische Erscheinungsbild der Mikroalge Chlorella
vulgaris, weitere Mikroalgen beobachtet werden, so dass eine Sequenzierung am Lehrstuhl für
Biodiversität der Fakultät für Biologie an der Universität Duisburg Essen durchgeführt wurde.
Mittels der ribosomalen rRNA als Abfolge 18S, ITS1, 5.8S und ITS2, typische Markerregionen
für Grünalgen, wurde eine Algenprobe sequenziert. Die Sequenz wurde gegen die NCBI
Datenbank für Nukleotide geblastet, um herauszufinden welcher Algenstamm dominant in der
Probe vorliegt. Hierbei konnte herausgestellt werden, dass der Algenstamm 211-12 in seinem
Ursprung nicht mehr als dominante Alge in der Probe vorliegt. Es konnten Scenedesmus- und
Chlamydomonas-Sequenzen als nächstliegende verwandte Mikroalgen in der Datenbank
ermittelt werden. Aus diesem Grund wird im Nachfolgenden nicht von der Mikroalge Chlorella
vulgaris im Speziellen, sondern von Mikrogrünalgen im Allgemeinen geschrieben. Es bleibt
anzumerken, dass eine Reinkultur der Mikroalge Chlorella vulgaris nicht angestrebt wurde, so
dass eine „Verunreinigung“ bzw. eine Weiterentwicklung zu erwarten war.
Die Kultvierung der Mikrogrünalge erfolgte in Laborglasflaschen (Schottflaschen, DURAN,
500 mL / 1.000 mL). In der Kultivierungsphase wurde die Mikrogrünalge in einem 20:4
hell/dunkel Zyklus unter Verwendung von fluoreszierenden Leuchtstoffröhren (Flora Sun, Max
Plant Growth, Zoo Med Aquatic 42“ 1.076 mm, weiß-klar, 50 bis 80 µmol/m2/s, 5.000 K)
beleuchtet und einmal zu Beginn der Dunkelphase für 15 Minuten mittels einer
Membranpumpe (Precision SR-2500) und einem Sterilfilter (millexvv) belüftet. Der
Sterilfilter dient zur Vermeidung des Eintrags von Bakterien über die Sauerstoffzufuhr. Ferner
wurde die Aufzucht zur Bakterienreduzierung mit dem Antibiotika Ampicillin (100 mg/L;
Sigma-Aldrich A9518-5G) zu Beginn der Kultvierung beimpft. In der vorliegenden
Dissertation wurde für die Untersuchungen an den Mikrogrünalgen Weißlicht gewählt, da sich
nach Forest Blair et al. [2013] Weiß- bzw. Klarlicht, neben blauem Licht, für die Grünalgenart
Chlorella vulgaris am ehesten eignet, da die Wachstumsrate am schnellsten die exponentielle
Phase erreicht. Die Ergebnisse der Mikroalge Chlorella vulgaris wurden für die vorliegenden
Mikrogrünalgen adaptiert. Der Abstand der Algenprobe zum Leuchtmittel beläuft sich auf rund
10 cm, so dass ein Einfluss der entstehenden Wärme des Leuchtmittels nicht auf die Proben
übertragen werden kann. Um eine optimale Beleuchtung für jede einzelne Mikroalge innerhalb
der Algensuspension zu gewährleisten (vgl. Kapitel 2.8.2.2) und eine Selbstverschattung sowie
eine Ausflockung der Alge zu vermeiden, wurden die Proben kontinuierlich unter Rotation
35
versetzt (LLG-Labware, LLGuni-STIRRER2). Die Kultivierung der Mikrogrünalgen ist für
alle Versuchsreihen, wenn nicht anders angegeben, gleich durchgeführt worden.
3.2 Hersteller der ausgewählte Substanzparameter
In Kapitel 2.4 werden die ausgewählten Substanzparameter eingehend erläutert. Für die
Auflistung der herstellenden Firma dient die nachstehende Tabelle 10.
Tabelle 10- Hersteller der Substanzparameter
Chemikalie Reinheit Firma CAS-Nr.
Diclofenac-Natriumsalz Sigma-Aldrich 15307-79-6
Sulfamethoxazol <=100 % Sigma-Aldrich 723-46-6
Carbamazepin <=100 % Sigma-Aldrich 298-46-4
3.3 pH-Wert und Temperatur
Die Temperatur und der pH-Wert wurden täglich gemessen (pH 315i/SET (WTW)). Der pH-
Wert wurde mit Kaliumhydroxid (KOH) in der instrumentellen analytischen Chemie auf einen
pH-Wert von 7,5 eingestellt, so dass die pH-Bedingungen für alle Versuchsproben identisch
waren.
3.4 Nährstoffbestimmung
Die Bestimmung der Bestandteile von Stickstoff (N) und Phosphor (P) können Aussagen über
die Wachstumsrate der Mikrogrünalgen liefern (vgl. Kapitel 2.8.2.1). Sowohl die
Stickstoffaufnahme, sowie das Vorliegen von Phosphor in ausreichender Form haben einen
Einfluss auf das Wachstum. Zur Bestimmung wurden die Küvettentests der Firma HACH
Lange GmbH angewandt. Um einer Verfälschung der Ergebnisse vorzubeugen, sind die Proben
von Schwebstoffen und Partikeln zu befreien. Die nachstehende Tabelle 11 listet die
untersuchten Parameter auf.
Tabelle 11- Eingesetzte HACH-Lange Küvetten-Tests
Parameter Hach-Lange Test
NO3-N LCK 339 0.23 - 13.5 [mg/L] NO3-N
TP LCK 348 0.5 - 5 [mg/L] PO4-P
36
3.5 Abfiltrierbare Stoffe
Die Bestimmung der abfiltrierbaren Stoffe (AFS) erfolgt gemäß DIN 38409 Teil 2. Dazu
wurden die Cellulose-Acetatfilter (Sartorius AG) über einen definierten Mindestzeitraum von
8 Stunden im Trockenofen (Memmert GmbH + Co. KG) bei 105 °C getrocknet und im
Anschluss das Trockengewicht der Papierfilter mit der Mikrowaage (AX 224, Sartorius AG)
bestimmt. Nach dem Filtrieren der Proben wurden die Papierfilter nochmals für einen
Mindestzeitraum von 8 Stunden im Trockenofen getrocknet und im Anschluss ausgewogen.
Die abfiltrierbare Menge bestimmt sich aus dem Verhältnis der eingewogenen filtrierten Probe
vor und nach dem Trocknen.
3.6 Chlorophyll-a Analyse
Das Chlorophyll absorbiert die Lichtenergie des Sonnenlichts und wandelt diese in chemisch
nutzbare Energie für den Stoffwechsel der Alge um [Madigan et al., 2013]. Aus diesem Grund
sind Rückschlüsse vom Chlorophyll-a Gehalt der Alge auf die Photosynthese und somit auf die
Wachstumsrate der Alge möglich.
Zur Bestimmung des Chlorophyll-a Gehalts wurden nach Pozza [2014] täglich 10 mL mit 4.000
rpm für 10 Minuten bei 5 °C zentrifugiert (Eppendorf 5810R). Der Überstand dient zur
Bestimmung der Intensität des jeweiligen Spurenstoffs (vgl. Kapitel 3.7). Das Pellet wurde mit
3 mL Methanol aufgefüllt und anschließend im Wasserbad (60 bis 70 °C) für 10 Minuten
erhitzt. Nach Abkühlen der Probe auf Zimmertemperatur, wurde das Volumen mit destilliertem
Wasser auf 5 mL aufgefüllt und die Chlorophyll-a Konzentration mit einem Spektralphotometer
(Hach Lange, DR3800) in den optischen Dichten (OD) 665 nm und 650 nm gegen Methanol
gemessen. Zur Berechnung der Chlorophyll-a Konzentration dient nachstehende Formel 2 nach
Becker [1994].
Formel 2- Chlorophyll-a Analyse [Becker, 1994]
Chlorophyll − a [mgL ] = , ∗ OD − 8, ∗ OD
37
3.7 Zellzählung
Das morphologische Erscheinungsbild und die damit einhergehende Wachstumsrate wurden an
Hand der Algen-Zellzählung bestimmt. Hierzu wurden 3 mL Probenflüssigkeit mit 60 µL Lugol
fixiert und unter dem Lichtmikroskop (Axio Imager.M2, Carl Zeiss Microscopy GmbH) in
Thoma-Kammern (Marienfeld) ausgezählt. Die Thoma-Zählkammer besteht aus zwei
Kammern, in welche mit hoher Präzision zwei feine, quadratische Liniennetze eingraviert sind.
Willkürlich wurden 6 mal 3 diagonal liegende c-Felder pro Kammer ausgewertet. Aus den
gezählten Zellen (18 c-Felder) wurde der Mittelwert gebildet, das Lugol herausgerechnet und
die Anzahl der Algenzellen auf 1 mL hochgerechnet. Somit konnte die Anzahl der Algenzellen
auf das jeweilige Probenvolumen umgerechnet werden. Die nachstehende Formel 3
veranschaulicht die Berechnung der Zellzählung [Marienfeld, 2010].
Formel 3- Zellzählung [Marienfeld, 2010]
Anzahl [ZellenmL ] = ab ∗ c ∗ d ∗
Wobei a die Anzahl der ausgezählten Algenzellen darstellt, b die ausgezählte Fläche [mm2], c
die Tiefe [mm] der Thoma-Zählkammer und d die Verdünnung der Probe. In der folgenden
Abbildung 3 ist beispielhaft die c-Feld Auswahl für eine Thoma-Kammer dargestellt:
Abbildung 3- Beispielhafte c-Feld Auswahl bei der Zellbestimmung unterm Mikroskop
38
Um potenzielle Bakterien innerhalb der Probe von Algenzellen zu unterscheiden, sind in der
nachstehenden Abbildung 4 Algenzellen der vorhandenen Mikrogrünalgen dargestellt. Für die
Wachstumsrate der Mikrogrünalgen, wurde die Veränderung der Zellanzahl innerhalb der
Probentage ausgezählt und ausgewertet. Für das prozentuale Verhältnis von Bakterie und Alge,
wurden zudem die Anzahl der Bakterien analysiert.
Abbildung 4- Darstellung der untersuchten Mikrogrünalge (100fach vergrößert)
10µm
39
3.8 Optische Dichte
Abbildung 5 veranschaulicht das Absorptionsspektrum der vorhandenen Mikrogrünalgen. Das
Absorptionsspektrum zeigt, dass die Mikrogrünalgen ihr Absorptionsmaximum bei einer
Wellenlänge von 680 nm aufzeigen. Für die Untersuchungen der optischen Dichte wird aus
diesem Grund die optische Dichte bei einer Wellenlänge von 680 nm (OD680) im Spektrometer
(Hach Lange, DR3800) gemessen.
Abbildung 5- Absorptionsspektrum des Chlorophyll-a Gehalts einer Mikrogrünalge
3.9 Prozentuale Wachstumsrate
Die Wachstumsrate ist in der vorliegenden Arbeit definiert, als relative Wachstums-
geschwindigkeit von Mikrogrünalgen in der untersuchten Versuchsdurchführung.
Nachstehende Formel verdeutlicht die prozentuale Wachstumsrate, wobei CA die
Anfangskonzentration und CE die Endkonzentration der Algenbiomasse darstellt.
Formel 4- Prozentuale Wachstumsrate
Wachstumsrate [%] = 𝐶𝐴 − 𝐶𝐸𝐶𝐴 ∗
0,85
0,90
0,95
1,00
1,05
1,10
1,15
1,20
550 600 650 700 750 800
Ab
sorb
anz
Wellenlängen[nm]
680
40
3.10 Flüssigkeitschromatographie in Kombination mit einem
Massenspektrometer
Die Bestimmung der Abbauraten von Spurenstoffen erfolgte mit der
Flüssigkeitschromatographie in Kombination mit einem Massenspektrometer (Liquid
chromatography–mass spectrometry = LC-MS). Hierbei dient die Flüssigchromatographie zur
Auftrennung von Molekülen in einem Gemisch und die Massenspektrometrie zur
Identifizierung der Substanzen (Spurenstoffe) (vgl. Abbildung 6). Für die Analyse wurden die
Proben, wie nachfolgend beschrieben, vorbereitet: Nach der Probenentnahme von 10 mL,
wurde die Suspension bei 4000 rpm für 10 Minuten bei 5 °C zentrifugiert (Eppendorf 5810R).
1,8 mL des entstandenen Überstands der Proben wurde mit 200 µL Armeisensäure (CH2O2)
angesäuert, bei 14.000 rpm für 2 Minuten zentrifugiert (Eppendorf Mini Spin Plus) und im
Labor des Fachgebietes Instrumentelle Analytische Chemie der Universität Duisburg-Essen im
Anschluss in Dreifachbestimmung mit der LC-MS Technik (Agilent 1100 und Agilent 6120B,
Agilent Technologies, Inc.) analysiert. Durch das Ansäuern mit der Armeisensäure sollen die
organischen Bestandteile, wie beispielsweise Proteine oder Peptide, des Kulturmediums
ausgefällt werden.
Abbildung 6- Schematische Darstellung des Flüssigkeitschromatographie in Kombination mit einem
Massenspektrometer (LC-MS)
41
3.11 Normierung der Abbaurate
Mit Hilfe des LC-MS werden die Konzentrationen der untersuchten Spurenstoffe bestimmt.
Um die Ergebnisse der einzelnen Versuchsreihen vergleichen zu können, werden die
Konzentrationen normiert dargestellt. Hierzu erfolgt die Bestimmung der Eliminationsraten
nach dem Geschwindigkeitsgesetz für eine Reaktion pseudo erster Ordnung analog zur
physikalischen Chemie [Atkins & de Paula, 2006].
Formel 5- Reaktion erster Ordnung [Atkins & de Paula, 2006]
Kinetische Gleichung dc𝑡 = −kc Die Startkonzentration c0 ist bekannt, dadurch ergibt sich die Anfangsbedingung c t = = c
Trennung der Variablen unter Berücksichtigung der Integration der Differentialgleichung mit
den gegebenen Anfangsbedingungen
∫𝐶𝑐0 −∫ 𝑘 𝑡𝑡𝑡0
Die Konstante c wird durch die Anfangsbedingung bestimmt durch ln = c𝑡 Daraus resultiert die Lösung mit ln 𝑡 = ln c − 𝑘𝑡 Nach dem Delogarithmieren ergibt sich die Formel
𝑡 = ∗ −𝑘𝑡 Wobei c0 die Anfangskonzentration des untersuchten Spurenstoffs darstellt und ct die
Konzentrationsänderung mit der Zeit. Durch eine exponentielle Kurvenanpassung mit der
Software Excel (Microsoft Excel 2010) wird die Geschwindigkeitskonstante k, bzw. die
Abbaurate bestimmt.
Die Ergebnisse der Wachstumsanalysen werden zum qualitativen Vergleich in Bezug auf die
Eliminationsrate ebenfalls normiert dargestellt.
42
3.12 Prozentuale Eliminationsrate
Die Eliminationsrate wird in der vorliegenden Arbeit als relative Abbaugeschwindigkeit des zu
untersuchenden Spurenstoffparameters innerhalb der Versuchsdurchführung definiert.
Nachstehende Formel veranschaulicht die prozentuale Eliminationsrate, wobei CA die
Anfangskonzentration und CE die Endkonzentration des zu untersuchenden Spurenstoffs
darstellt.
Formel 6- Prozentuale Eliminationsrate
Eliminationsrate [%] = 𝐶𝐴 − 𝐶𝐸𝐶𝐴 ∗
3.13 Nachweis zum Verbleib des gemessenen Spurenstoffparameters bei
Mikrogrünalgen
Mit der zuvor beschriebenen LC-MS Analyse (vgl. Kapitel 3.6) können spezifische
Spurenstoffsubstanzen identifiziert werden. Damit nachgewiesen werden kann, wie der
untersuchte Spurenstoffparameter abgebaut wird, muss zuvor geklärt werden, auf welche Art
und Weise der Spurenstoffparameter eliminiert werden kann. Hierzu soll in der vorliegenden
Dissertation die Adsorption bzw. die Absorption eingehender untersucht werden.
Ob die Alge den jeweiligen Spurenstoff nur adsorbiert hat, wird mit dem Auswaschen der
Algenzellen nachgewiesen. Für den Zellaufschluss (Absorption) gibt es zahlreiche Methoden
aus der Lipidextraktion, die auf die mögliche Wiederfreisetzung der untersuchten Spurenstoffe
adaptiert werden können. Hierzu zählen Methoden wie beispielsweise das Gefriertrocknen und
Zerreiben mit Quarzsand im Mörser, die Verwendung einer Ultraschall-Lyse, mehrfaches
Gefriertrocknen mit flüssigem Stickstoff, die French-press Methode, der Einsatz von einem
Glashomogenisator oder Vibrationszellmühlen. Allgemein werden diese Methoden zum
Zellaufschluss bei der Herstellung von Biodiesel aus Algen oder bei der Lipidextraktion
angewandt. In der vorliegenden Arbeit wurden zwei Methoden zum Zellaufschluss für den
Nachweis der Adsorption adaptiert: mehrfaches Gefriertrocknen mit flüssigen Stickstoff und
die Verwendung der Ultraschall-Lyse. Bei beiden Analysen wird mittels des Verfahrens die
Zellwand der Mikrogrünalgen aufgebrochen und der absorbierte Spurenstoffparameter wieder
in Lösung gebracht.
43
3.13.1 Auswaschen der Algenzellen
10 mL Algensuspension wurden zum Ende einer Versuchsreihe mit 4000 rpm für 10 Minuten
bei 5 °C zentrifugiert (Eppendorf 5810R). Das Pellet wurde mit „reinem“ BG-11 Medium (10
mL) gewaschen, nochmals mit 4.000 rpm für 10 Minuten bei 5 °C zentrifugiert (Eppendorf
5810R). Im Anschluss wird der Überstand der Probe wie bei der LC-MS Analyse vorbereitet
und im Labor des Fachgebietes Instrumentelle Analytische Chemie der Universität Duisburg-
Essen analysiert. Mit Hilfe der Analyse soll herausgefunden werden, ob der gemessene
Parameter lediglich an der Alge adsorbiert wurde.
3.13.2 Zellaufschluss mittels Gefriertrocknen mit flüssigem Stickstoff
Die Methode des Gefriertrocknens mittels flüssigem Stickstoff wurde nach Byreddy et al.
[2015] für den Nachweis der Absorption der Spurenstoffparameter adaptiert. Hierzu wurden
zum Ende einer Versuchsreihe 10 mL Algensuspension mit 4.000 rpm für 10 Minuten bei 5 °C
zentrifugiert (Eppendorf 5810R). Das Pellet wird mit 10 mL „reinem“ BG-11 aufgefüllt und im
Wechsel mit Hilfe von flüssigem Stickstoff (-196 °C) eingefroren und anschließend wieder
aufgetaut. Dieser Vorgang wurde zwei Mal wiederholt, so dass durch die Wasserkristalle, die
beim Einfrieren entstehen, die Zellwände aufgebrochen wurden. Im Anschluss wird 1,8 mL der
Probe mit 200 µL Armeisensäure (CH2O2) angesäuert, bei 14.000 rpm für 2 Minuten
zentrifugiert (Eppendorf Mini Spin Plus) und anschließend in Dreifachbestimmung mit der LC-
MS Technik (Agilent 1100 und Agilent 6120B, Agilent Technologies, Inc.) analysiert.
3.13.3 Zellaufschluss unter Verwendung einer Ultraschall-Lyse
Für die Verwendung einer Ultraschall-Lyse zum Zellaufschluss wurde die Methode nach
Byreddy et al. [2015] für den Nachweis der Absorption adaptiert. Hierzu wurde zum Ende der
Versuchsreihe 10 mL Algensuspension mit 4.000 rpm für 10 Minuten bei 5 °C zentrifugiert
(Eppendorf 5810R). Das Algen-Pellet wird mit BG-11 Medium (10 mL) homogenisiert. Die im
Eisbad platzierte Probe wurde mit dem Ultraschall-Homogenisator im Puls-Modus mit 50 kHz
(Branson Sonifier 250; G. Heinemann Ultraschall- und Labortechnik) für ca. 60 bis 90
Sekunden beschallt. Während der Beschallung platzen die Zellwände der Mikroalge, so dass
anschließend die Probe nochmals zentrifugiert werden muss. Der Überstand der Probe wird
dann für die LC-MS Analyse vorbreitet und analysiert.
44
45
4. Laboruntersuchungen
Im folgenden Kapitel werden die durchgeführten Laborversuche vorgestellt und diskutiert.
Zunächst erfolgt ein Wachstumsscreening in unterschiedlichen Kulturmedien und im
Nachklärwasser aus drei Kläranlagen (vgl. Kapitel 4.1). Basierend auf den erzielten
Ergebnissen, werden Batchversuche zum Abbauverhalten der Spurenstoffparameter
Diclofenac, Carbamazepin und Sulfamethoxazol im Einzelnen und im Gemisch ermittelt.
Ferner werden in den einzelnen Batchversuchen das Wachstumsverhalten, die
Nährstoffabnahme von Nitrat und Phosphor, sowie der Verbleib der Spurenstoffparameter
ermittelt und diskutiert.
4.1 Wachstumsscreening in unterschiedlichen Kulturmedien und im
Nachklärwasser aus drei Kläranlagen
In der vorliegenden Untersuchungsreihe wurde das Wachstum der Mikrogrünalgen in drei
unterschiedlichen Kulturmedien und im Nachklärwasser aus drei Kläranlagen bestimmt. Das
Ziel der Untersuchung war ein Wachstumsscreening mit derselben Mikrogrünalge bei
unterschiedlichen Betriebsbedingungen (phototroph/ heterotroph sowie belüftet/ unbelüftet) zu
beobachten und miteinander zu vergleichen.
Nachstehend werden die Zusammensetzungen der drei Kulturmedien, die nach Wang W. et al.
[2014] gute Wachstumsraten bei der Algengattung Chlorella aufweisen, beschrieben:
BG-11 Medium: NaNO3 1.500 mg L-1, K2HPO4 40 mg L-1, MgSO4*7H2O 75 mg L-1,
CaCl2*4H2O 53,6 mg L-1, NaHCO3 20 mg L-1, Zitronensäure 6 mg L-1, EDTA 1 mg L-1, H3BO3
2,86 mg L-1, MnCl2*4H2O 1,81 mg L-1, Zn(NO3)2*6H2O 0,23 mg L-1, (NH4)6Mo7O24 2,201 mg
L-1, CuSO4*5H2O 0,079 mg L-1
Modifiziertes F-Si Medium [Guillard & Ryther, 1962, jedoch mit destilliertem Wasser]: NaNO3
500 mg L-1, NaH2PO4*H2O 8,8 mg L-1, Nährstoffe 1 ml L-1
(Nährstoffe: FeCl3*6H2O 3,9 g L-1, EDTA 4.350 mg L-1, MnCl2*4H2O 180mg L-1,
ZnSO4*7H2O 23 mg L-1, CoCl2*6H20 10 mg L-1, Na2MoO4*2H2O 7 mg L-1, Co(NO3)2*6H2O
494 mg L-1, CuSO4*5H2O 10 mg L-1)
46
Bold’s Basal Medium [Bischoff & Bold, 1963 und modifiziert nach Starr & Zeikus 1993]: 940
mL destilliertes Wasser, 10 mL NaNO3 10.000 mg 400 mL-1, 10 mL CaCl2*2H2O 1.000 mg
400 mL-1, 10 mL MgSO4*7H2O 3.000 mg 400 mL-1, 10 mL K2HPO4 3.000 mg 400 mL-1, 10
mL NaCl 1.000 mg 400 mL-1, 10 mL KH2PO4 7.000 mg 400 mL-1, 1 mL Thiamin 1.000 mg L-
1, 1mL Biotin 0,25 mg L-1, 1 mL Vitamin B12 0,15 mg L-1, 6 mL Nährstoffe
(Nährstoffe: FeCl3*6H2O 97 mg L-1, EDTA 750 mg L-1, MnCl2*4H2O 41 mg L-1, ZnCl 5 mg
L-1, CoCl2*6H2O 2 mg L-1, Na2MoO4*2H2O 4 mg L-1).
Die zu untersuchenden Kulturmedien weisen alle die Makrostoffe Kohlenstoff, Stickstoff und
Phosphor auf. Neben diesen sind die unterschiedlichsten Mirko- und Spurenelemente, wie in
Kapitel 2.8.2.1 beschrieben enthalten. Das Bold’s Basal Medium (BB) beinhaltet im Vergleich
zu dem BG-11 und dem F-Si Medium die Vitamine Biotin, Thiamin und Vitamin B-12.
Die Zusammensetzung im Abwasser ähnelt der Matrix der Kulturmedien [Acién et al., 2016].
Die Verwertung der Abwassermatrix von Mikroalgen zum Wachstumsaufbau wurde erstmals
von Oswald & Golueke [1960] dokumentiert. Nachklärwasser beinhaltet im Vergleich zu
ungereinigtem Abwasser sehr geringe Anteile der wichtigsten Makroelemente (vgl. Kapitel
2.8.2.1). Damit Aufschluss darüber gegeben werden kann, ob Nachklärwasser für das
Wachstum der Mikrogrünalgen geeignet ist, wurden von der Kläranlage Duisburg-Kaßlerfeld
(Größenklasse 5, keine weiterführende Reinigungsstufe), Kläranlage Bottrop (Größenklasse 5,
keine weiterführende Reinigungsstufe) und Kläranlage Dülmen (Größenklasse 2, integrierte
Adsorptionsstufe), Proben aus dem Ablauf der Nachklärung analysiert. Die Proben der
Kläranlagen wurden vor der Versuchsdurchführung von groben Schwebstoffen befreit.
Die komplette Versuchsreihe umfasste 24 Probenflaschen (500 mL Probenvolumen) und belief
sich auf eine Dauer von 264 Stunden. Zwölf Proben wurden unter phototrophen (Reihe 1 und
Reihe 2) und zwölf unter heterotrophen (Reihe 3 und Reihe 4) Bedingungen untersucht. Von
den zwölf phototrophen/ heterotrophen Proben, wurde jeweils die Hälfte belüftet und die andere
Hälfte unbelüftet untersucht. Während die phototrophen Probenflaschen wie in der Aufzucht
mit fluoreszierenden Leuchtstoffröhren (weiß-klar, 50 bis 80 µmol/m2s) in einem 20:4
Tag:Nacht Zyklus beleuchtet wurden, wurden die heterotrophen Probenflaschen für 24 Stunden
im Dunklen aufbewahrt. Die belüfteten Proben, wurden einmal pro Stunde für 15 Minuten über
eine Membranpumpe (Precision SR-2500) mit Raumluft belüftet. Alle Proben wurden
kontinuierlich rotiert um eine homogene Verteilung der Mikrogrünalgen zu gewährleisten und
47
eine Selbstverschattung zu vermeiden. Die nachstehende Abbildung 7 veranschaulicht die
Versuchsbedingungen.
Abbildung 7- Versuchsbedingungen des Wachstumsscreenings in unterschiedlichen Kulturmedien und
im Nachklärwasser aus drei Kläranlagen
4.1.1 Ergebnisse des Wachstumsscreenings
Um mögliche Schwankungen des pH-Wertes und der Temperatur hinsichtlich der
Beleuchtungszyklen festzustellen, wurden diese Parameter täglich gemessen. Innerhalb der
phototrophen Proben (1.X und 2.X) konnte beim BG-11 und F-Si Medium eine Erhöhung des
pH-Wertes zum basischen Bereich beobachtet werden (bis pH-10). Der pH-Wert beim BB
Medium lag während des kompletten Versuchszeitraums im neutralen Bereich. Bei den Proben
des Ablaufs konnte im Allgemeinen ein basischer pH-Wert (zwischen 10 und 11) gemessen
werden. Hier fielen die pH-Schwankungen sehr gering aus. Bei den heterotrophen Proben (3.X
und 4.X) konnte ein annähernd stabiler pH-Wert in allen Probenflaschen im neutralen Bereich
gemessen werden.
Im Allgemeinen lässt sich an Hand der Ergebnisse bezogen auf den pH-Wert feststellen, dass
die vorhandenen Mikrogrünalgen den basischen, im Vergleich zu dem sauren Bereich
bevorzugen (vgl. Tabelle 6). Hinsichtlich der Temperatur waren keine Schwankungen während
der Versuchsdauer festzustellen (22 ± 1 °C).
Legende zur
Wachstumsbestimmung
X.0 BG-11 Medium
X.1 F-Si Medium
X.2 BB Medium
X.3 KA DU
X.4 KA BOT
X.5 KA DÜ
48
4.1.1.1 Ergebnisse der Nährstoffbestimmung
In Bezug auf den Nährstoffgehalt der einzelnen Proben wurden exemplarisch die Parameter
Nitrat (NO3-N) und Phosphor (TP), wie in Kapitel 3.4 beschrieben, analysiert. Tabelle 12
veranschaulicht die Start- und Endkonzentrationen der beiden analysierten Nährstoffe, sowie
die prozentuale Abbaurate. In den phototrophen Probenreihen (vgl. Tabelle 12; 1.X und 2.X)
wurde in allen Probenflaschen ein Nitrat-Abbau und unter Ausschluss des BB-Mediums ein
Phosphor-Abbau beobachtet. Im Durchschnitt konnten mit zusätzlicher Belüftung mehr
Nährstoffe abgebaut werden als ohne Sauerstoffzugabe. Da die Mikrogrünalgen mittels
Membranpumpen über Raumluft belüftet wurden, wurde ein Eintrag von Stickstoff und
Kohlenstoffdioxid ermöglicht, welche das Wachstum und somit auch die Nährstoffaufnahme
begünstigen.
Algen nehmen Nährstoffe über ihre Membranen auf. Das Diffundieren der Nährstoffe hält so
lange an, bis die Konzentration mit der Umgebung übereinstimmt. Aus diesem Grund können
in den Abläufen der Kläranlagen bedingt durch die Aufzucht der Mikrogrünalgen erhöhte
Nitrat- und Phosphor Werte möglich sein.
Im Allgemeinen zeichnet sich ab, dass in den heterotrophen Proben im Vergleich zu den
phototrophen Proben ein geringerer Nitrat-Abbau beobachtet werden kann. Dies kann mit dem
Zusammenhang zwischen Photosynthese und Stickstoffaufnahme erklärt werden (vgl. Kapitel
2.8.2.1). Mikroalgen sind vor allem dann in der Lage Stickstoff aufzunehmen, wenn die dazu
benötigte Energie aus der Photosynthese stammt [Round,1969].
49
Tabelle 12- Ergebnisse der Nährstoffbestimmung im Wachstumsscreening
Probe CAnfang NO3-N
[mg/L]
CEnde NO3-N
[mg/L]
CAnfang TP
[mg/L]
CEnde TP
[mg/L]
Abbaurate [%]
NO3-N TP
1.0 BG-11 13,60 0,86 2,01 0,29 94 86
1.1 F-Si 76,00 70,80 4,39 2,11 7 52
1.2 BB 35,20 28,20 46,80 49,00 20 -5
1.3 KA DU 6,42 0,16 2,96 0,14 98 95
1.4 KA BOT 20,6 12,0 2,24 0,14 42 94
1.5 KA DÜ 10,4 10,2 1,59 0,18 2 89
2.0 BG-11 45,60 6,05 3,08 0,19 87 94
2.1 F-Si 105,80 60,00 4,90 0,70 43 86
2.2 BB 49,80 4,44 48,00 43,20 91 10
2.3 KA DU 4,86 0,23 2,10 0,20 95 90
2.4 KA BOT 21,8 6,57 2,21 0,15 70 93
2.5 KA DÜ 10,5 5,38 1,66 0,11 49 93
3.0 BG-11 44,85 28,95 2,86 2,06 35 28
3.1 F-Si 69,60 84,00 4,56 4,16 -21 9
3.2 BB 33,20 35,80 48,80 51,60 -8 -6
3.3 KA DU 4,79 2,01 1,98 4,86 58 >-100
3.4 KA BOT 22,9 20,10 2,26 2,01 12 11
3.5 KA DÜ 11,70 35,60 3,43 9,75 >-100 >-100
4.0 BG-11 15,00 13,45 2,08 1,93 10 7
4.1 F-Si 104,80 89,80 4,50 4,80 14 -7
4.2 BB 50,40 35,40 62,20 52,60 30 15
4.3 KA DU 4,70 0,94 1,73 1,79 80 -3
4.4 KA BOT 21,20 28,20 1,94 2,21 -33 -14
4.5 KA DÜ 11,30 27,60 2,27 2,84 >-100 -25
50
4.1.1.2 Ergebnisse der AFS Analyse
Abbildung 8- Ergebnisse der AFS-Analyse des Wachstumsscreenings in normierter Darstellung der
phototrophen Versuchsreihen 1 und 2
0,0
1,0
2,0
3,0
4,0
5,0
6,0
7,0
0 50 100 150 200 250
AF
S(t
)/A
FS
(0)
Aufenthaltszeit [Std]
Reihe 1
1.0
1.1
1.2
1.3
1.4
1.5
0,0
1,0
2,0
3,0
4,0
5,0
6,0
7,0
0 50 100 150 200 250
AF
S(t
)/A
FS
(0)
Aufenthaltszeit [Std]
Reihe 2
2.0
2.1
2.2
2.3
2.4
2.5
UN
BE
LÜ
FT
ET
B
EL
ÜF
TE
T
PHOTOTROPH
51
Abbildung 9- Ergebnisse der AFS-Analyse des Wachstumsscreenings in normierter Darstellung der
heterotrophen Versuchsreihen 3 und 4
0,0
1,0
2,0
3,0
4,0
5,0
6,0
7,0
0 50 100 150 200 250
AF
S(t
)/A
FS
(0)
Aufenthaltszeit [Std]
Reihe 4
4.0
4.1
4.2
4.3
4.4
4.5
0,0
1,0
2,0
3,0
4,0
5,0
6,0
7,0
0 50 100 150 200 250
AF
S(t
)/A
FS
(0)
Aufenthaltszeit [Std]
Reihe 3
3.0
3.1
3.2
3.3
3.4
3.5
UN
BE
LÜ
FT
ET
B
EL
ÜF
TE
T
HETEROTROPH
52
Abbildung 8 und Abbildung 9 stellen nach Kapitel 3.5 die normierten Wachstumsraten unter
Anwendung der AFS-Methode graphisch dar. Ein Zusammenhang zwischen Lichtangebot und
Wachstumsrate ist erkennbar, da die phototrophen Proben (vgl. Abbildung 8; Reihe 1 und Reihe
2) eine höhere Wachstumssteigerung aufweisen, als die heterotrophen Proben (vgl. Abbildung
9; Reihe 3 und Reihe 4). Die niedrigere AFS-Steigerung in den heterotrophen Proben kann mit
dem fehlenden Licht begründet werden, da lediglich unter Lichtzufuhr Photosynthese betrieben
werden kann (vgl. Kapitel 2.8.2.2).
Werden die phototrophen Versuchsreihen (vgl. Abbildung 8; Reihe 1 und Reihe 2)
untereinander verglichen, so kann beobachtet werden, dass die zusätzlich belüfteten Proben
(vgl. Abbildung 8; Reihe 2, vgl. Abbildung 9; Reihe 3) die höchsten AFS-Raten verzeichnen.
Dies kann mit dem Gasaustausch, der mit der Sauerstoffzufuhr einhergeht, begründet werden.
Auf Grund dessen, dass bei den Randbedingungen der Versuchsreihe 2 die höchsten AFS-Raten
erreicht wurden, werden diese nachstehend im Detail betrachtet.
Der Wachstumsanstieg im BB Medium (vgl. Abbildung 8; Probe 2.2) erwies sich in der AFS-
Methode innerhalb der Kulturmedien am effektivsten. Beim F-Si- Medium (vgl. Abbildung 8;
Probe 2.1) stieg die Algenmasse, die auf den Filter gewogen werden konnte zunächst stetig an.
Ab dem sechsten Tag (192 Std.) konnte ein Einbruch in der Wachstumskurve unter Anwendung
der AFS-Methode beobachtet werden. Bei den Proben der Nachklärung konnte aus allen
Kläranalgen ein Wachstumsanstieg analysiert werden (vgl. Abbildung 8; Proben 2.4 bis 2.5).
Der höchste Wachstumsanstieg mittels der AFS-Methode konnte bei der Probe der Kläranlage
Duisburg-Kaßlerfeld ermittelt werden. Werden die Wachstumskurven des BB Mediums und
der Probe aus dem Ablauf der Kläranlage Duisburg-Kaßlerfeld untereinander verglichen, so
bleibt festzuhalten, dass das Wachstum der Mikrogrünalge, gemessen an der AFS-Methode, in
der Probe des Nachklärwassers (vgl. Abbildung 8; Probe 2.4) am stärksten ist. Es bleibt
anzumerken, dass partikuläre Stoffe 0,45 µm ebenfalls auf den eingesetzten Filtern liegen
bleiben und der ermittelte Wachstumsanstieg dadurch beeinflusst werden kann.
53
4.1.1.3 Ergebnisse der Chlorophyll-a Analyse
Die normierten Ergebnisse der Chlorophyll-a Analyse nach Kapitel 3.6 (vgl. Abbildung 10 und
Abbildung 11) veranschaulichen, wie bedeutsam das Lichtdargebot für den Aufbau der
Algenkultur ist. Die Proben, die Photosynthese betreiben konnten (vgl. Abbildung 10; Reihe 1
und Reihe 2), weisen einen wesentlich höheren Zuwachs des Chlorophyll-a Gehalts auf, als die
heterotrophen Proben.
Wie schon in der AFS-Methode, konnte der höchste Wachstumsanstieg unter phototrophen und
belüfteten Bedingungen (vgl. Abbildung 10; Reihe 2) erzielt werden, so dass diese im weiteren
Verlauf näher betrachtet wird.
Unter Anwendung der Chlorophyll-a Analyse wurde lediglich eine Regression im F-Si-
Medium beobachtet. Werden die Kulturmedien untereinander verglichen, kann festgestellt
werden, dass im BG-11 Medium (vgl. Abbildung 10; Probe 2.0) der höchste Chlorophyll-a
Anstieg innerhalb des Untersuchungszeitraumes gemessen werden konnte. In den Proben der
Nachklärung konnte kein Anstieg des Chlorophyll-a Gehalts im Ablauf der Kläranlage
Duisburg-Kaßlerfeld, jedoch bei den Abläufen der Kläranlage Bottrop und Dülmen analysiert
werden. Insgesamt konnte im Nachklärwasser der Kläranlage Dülmen der höchste
Wachstumsanstieg unter Anwendung der Chlorophyll-a Analyse ermittelt werden.
54
Abbildung 10- Ergebnisse der Chlorophyll-a Analyse des Wachstumsscreenings in normierter
Darstellung der phototrophen Versuchsreihen 1 und 2
0,0
1,0
2,0
3,0
4,0
5,0
6,0
7,0
0 50 100 150 200 250
Chlo
rop
hyll
-a(t
)/C
hlo
rop
hyll
-a(0
)
Aufenthaltszeit [Std]
Reihe 1
1.0
1.1
1.2
1.3
1.4
1.5
0,0
1,0
2,0
3,0
4,0
5,0
6,0
7,0
0 50 100 150 200 250
Chlo
rop
hyll
-a(t
)/C
hlo
rop
hyll
-a(0
)
Aufenthaltszeit [Std]
Reihe 2
2.0
2.1
2.2
2.3
2.4
2.5
UN
BE
LÜ
FT
ET
B
EL
ÜF
TE
T
PHOTOTROPH
55
Abbildung 11- Ergebnisse der Chlorophyll-a Analyse des Wachstumsscreenings in normierter
Darstellung der heterotrophen Versuchsreihen 3 und 4
0,0
1,0
2,0
3,0
4,0
5,0
6,0
7,0
0 50 100 150 200 250
Chlo
rop
hyll
-a(t
)/C
hlo
rop
hyll
-a(0
)
Aufenthaltszeit [Std]
Reihe 4
4.0
4.1
4.2
4.3
4.4
4.5
0,0
1,0
2,0
3,0
4,0
5,0
6,0
7,0
0 50 100 150 200 250
Chlo
rop
hyll
-a(t
)/C
hlo
rop
hyll
-a(0
)
Aufenthaltszeit [Std]
Reihe 3
3.0
3.1
3.2
3.3
3.4
3.5
UN
BE
LÜ
FT
ET
B
EL
ÜF
TE
T
HETEROTROPH
56
4.1.1.4 Ergebnisse der Zellzählung
Die Auswertung der Zellzählung nach Kapitel 3.7 (vgl. Abbildung 12 und Abbildung 13)
verifiziert, die Ergebnisse der AFS-Methode und der Chlorophyll-a Analyse, da die
phototrophen Proben eine deutlich höhere Zellsteigerung als die heterotrophen Proben
aufweisen. Insgesamt kann beobachtet werden, dass bei den belüfteten und phototrophen
Proben (vgl. Abbildung 12; Reihe 2) das höchste Zellenwachstum gemessen worden ist. Aus
diesem Grund werden die Ergebnisse der Reihe 2 eingehender erläutert.
Für die Kulturmedien innerhalb der Zellzählung erwies sich das BG-11 Medium (vgl.
Abbildung 12; Probe 2.0) am effektivsten für den Zellaufbau der vorhandenen Mikrogrünalgen.
Bei Abläufen der Kläranlagen konnte ein Zellanstieg in allen Proben analysiert werden (vgl.
Abbildung 12; Probe 2.4). Der Zellaufbau innerhalb des Kulturmediums BG-11 war im
Vergleich zu den Proben der untersuchten Kläranlagen unter Einbezug der mikroskopischen
Zellzählung höher.
57
Abbildung 12- Ergebnisse der Zellzählung des Wachstumsscreenings in normierter Darstellung der
phototrophen Versuchsreihen 1 und 2
0,0
1,0
2,0
3,0
4,0
5,0
6,0
7,0
0 50 100 150 200 250
Alg
enze
llen
(t) /
Alg
enze
llen
(0)
Aufenthaltszeit [Std]
Reihe 1
1.0
1.1
1.2
1.3
1.4
1.5
0,0
1,0
2,0
3,0
4,0
5,0
6,0
7,0
0 50 100 150 200 250
Alg
enze
llen
(t)
/ A
lgen
zell
en(0
)
Aufenthaltszeit [Std]
Reihe 2
2.0
2.1
2.2
2.3
2.4
2.5
UN
BE
LÜ
FT
ET
B
EL
ÜF
TE
T
PHOTOTROPH
58
Abbildung 13- Ergebnisse der Zellzählung des Wachstumsscreenings in normierter Darstellung der
heterotrophen Versuchsreihen 3 und 4
0,0
1,0
2,0
3,0
4,0
5,0
6,0
7,0
0 50 100 150 200 250
Alg
enze
llen
(t)
/ A
lgen
zell
en(0
)
Aufenthaltszeit [Std]
Reihe 4
4.0
4.1
4.2
4.3
4.4
4.5
0,0
1,0
2,0
3,0
4,0
5,0
6,0
7,0
0 50 100 150 200 250
Alg
enze
llen
(t)
/ A
lgen
zell
en(0
)
Aufenthaltszeit [Std]
Reihe 3
3.0
3.1
3.2
3.3
3.4
3.5
UN
BE
LÜ
FT
ET
B
EL
ÜF
TE
T
HETEROTROPH
59
4.1.2 Schlussfolgerung des Wachstumsscreenings
Während sich Literaturstudien [Wang W. et al., 2014; Wang L. et al., 2010] ausschließlich auf
den Vergleich von unterschiedlichen Kulturmedien oder nur Abwasserproben (bzw.
Ablaufproben) beschränken, wurden im Rahmen dieser Arbeit unterschiedliche Kulturmedien
und Proben aus dem Ablauf der Nachklärung verschiedener Kläranlagen miteinander
verglichen.
Die vorliegende Studie sollte die besten Konditionen für ein optimales Wachstum der
vorhandenen Mikrogrünalgen in unterschiedlichen Kulturmedien und Abläufen aus der
Nachklärung bestimmen. Hierbei konnte herausgestellt werden, dass die Mikrogrünalgen die
höchsten Wachstumsraten unter phototrophen und belüfteten Bedingungen verzeichnen. Der
wesentliche Einfluss des Lichtdargebots auf die Photosyntheseleistung und die damit
einhergehende Wachstumssteigerung der Mikrogrünalgen, konnte mit der vorliegenden
Untersuchungsreihe belegt werden (vgl. Kapitel 2.8.2.2). Der geringe Wachstumsanstieg in den
heterotrophen Proben kann zudem damit begründet werden, dass den Mikrogrünalgen keine
alternative Versorgungsquelle zur Lichtquelle angeboten wurde. Während die Photosynthese
unter phototrophen Bedingungen den Kohlenstoff-Bedarf der Organismen über CO2 und die
Energie aus Licht bezieht, muss in der heterotrophen Kultivierung eine andere
Kohlenstoffquelle (beispielsweise organisch) zugeführt werden. Dies wird für weitere
Versuchsreihen in der heterotrophen Kultivierung empfohlen.
Das BG-11 Medium konnte ein optimales Verhältnis von Mikro- und Makroelementen
aufweisen und auf Grund dessen, dass in diesem Medium die Mikrogrünalgen die höchsten
Wachstumsraten unter den oben genannten Bedingungen erzielen konnten, werden zukünftige
Untersuchungen mit der Mikrogrünalge im BG-11 Medium empfohlen.
Werden die Ergebnisse der Kulturmedien mit der Studie von Wang W. et al. [2014] verglichen,
lässt sich feststellen, dass das BG-11 Medium in der vorliegenden Untersuchung bessere
Ergebnisse erzielen konnte. Dies kann damit begründet werden, dass die Forschungsgruppe die
Grünalge Chlorella pyrenoidosa als Reinkultur analysiert hat oder dass in der vorliegenden
Studie das F-Si Medium mit destillierten Wasser modifiziert wurde. Ob eine Abhängigkeit
zwischen Kulturmedien und Grünalge innerhalb einer Spezies besteht oder die Modifizierung
einen wesentlichen Einfluss auf die Zusammensetzung des F-Si Mediums hatte, müsste in
einem anderen Rahmen außerhalb der vorliegenden Dissertation untersucht werden.
Das Wachstumsscreening, mit dem direkten Vergleich von Kulturmedien und Proben aus der
Nachklärung, konnte aufzeigen, dass die Matrix des Ablaufs einer Kläranlage eine
60
vergleichbare Zusammensetzung an Mikro- und Makroelementen enthalten muss, da in allen
Probenflaschen unter den oben charakterisierten optimalen Betriebsbedingungen ein Wachstum
analysiert werden konnte.
Die mikroskopischen Bilder der Zellzählung konnten in den einzelnen Proben die Anwesenheit
von Bakterien aufzeigen. Aus diesem Grund stellt die Zellzählung und die Chlorophyll-a
Analyse einen Indikator fur das „reine“ Algenwachstum dar und soll fur weitere
Untersuchungen ausschlaggebend sein. Wird jedoch die mikroskopische Auswertung
hinsichtlich einer verfahrenstechnischen Umsetzung eingehender betrachtet, so stellt diese
einen hohen Zeitaufwand dar.
Aus diesem Grund wurde in Abbildung 14 die Algenzellenanzahl mit der abfiltrierbare
Biomasse an Algen für die Abläufe der drei untersuchten Kläranlagen und das optimale
Kulturmedium BG-11 korreliert. Die Bestimmtheitsmaße R2 liegen bei den Kläranlagen-
abläufen mit 0,75 und 0,79 nah beieinander, wobei die Ergebnisse der Korrelation nicht
zusammengefügt werden können, da jede Kläranlage bedingt durch die Abwassermatrix
individuell betrachtet werden muss. Dies müsste bei einer Implementierung von Algen auf einer
Kläranlage berücksichtigt werden.
Beim Kulturmedium BG-11 konnte ein Bestimmtheitsmaß R2 mit 0,89 ermittelt werden, so
dass ein starker linearer Zusammenhang zwischen der Anzahl der Algenzellen und der
abfiltrierbaren Biomasse an Algen besteht.
61
A
bb
ildu
ng 1
4-
Korr
elat
ion z
wis
chen
den
abfi
ltri
erbar
en S
toff
en (
AF
S)
und d
en Z
elle
n d
er M
ikro
grü
nal
ge
62
4.2 Abbauverhalten des Einzelstoffs Diclofenac
Infolgedessen, dass in Kapitel 4.1 gezeigt wurde, dass die vorhandenen Mikrogrünalgen im
Kulturmedium BG-11 unter rotierenden und phototrophen Bedingungen die höchsten
Wachstumsraten aufzeigen, wurden diese Bedingungen für die vorliegende Versuchsreihe
angewandt. Innerhalb des vorliegenden Kapitels wird das Abbauverhalten des
Spurenstoffparameters Diclofenac (vgl. Kapitel 2.4.1) untersucht.
Das Ziel der Untersuchung war das Abbauverhalten des Spurenstoffparameters im Einzelnen,
sowie das Wachstumsverhalten unter gleichen Bedingungen mit derselben Mikrogrünalge zu
beobachten und miteinander zu vergleichen. Die Konzentrationen (500 / 100 µg/L), des
Diclofenac (DCF) innerhalb der Untersuchungsreihen sind im Vergleich zu den realen
Maximalwerten, die im Oberflächengewässer gemessen werden (vgl. Tabelle 1), erhöht, um
einen Abbaueffekt mit den gegebenen Analysegeräten der instrumentellen analytischen Chemie
aufzeigen zu können. Neben dem Abbau- und Wachstumsverhalten wurden die Nährstoffe
Nitrat und Phosphor eingehender betrachtet.
Die ersten drei Versuchsreihen (V1 bis V3) umfassten sechs und die letzten drei Versuchsreihen
(V4 bis V6) acht Probenflaschen mit einem Probenvolumen von jeweils 500 mL. Jeweils die
Hälfte der Probenflaschen dienten hierbei als Referenzproben, in denen keine Mikrogrünalgen
injiziert wurden. Die DCF injizierten Proben sind für die Ergebnisdarstellung gemittelt und zu
Probe 1.1 und Probe 2.1 zusammengefasst worden (vgl. Tabelle 13). Die untersuchenden
Probenflaschen wurden wie in der Anzucht im 20:4 Tag:Nacht Zyklus beleuchtet und für 103
Stunden beobachtet und analysiert. Während in der ersten Versuchsreihe (V1 bis V3) die
Proben über eine Membranpumpe (Precision SR-2500) mit Raumluft belüftet wurden, wurden
die Proben in den Versuchsreihen V2 bis V6 lediglich zu Beginn der Dunkelphase für 15
Minuten mit synthetischer Luft (20,5 ± 0,5 O2 in N2, Air Liquide) belüftet, damit entstandenes
CO2 ausgegast und keine Kohlenstoffeinträge über die Raumluft eingetragen werden konnten.
Durch die kontinuierliche Rotation wurde eine homogene Verteilung der Mikrogrünalgen und
des Spurenstoffparameters vorausgesetzt. Zur Verdeutlichung des Aufbaus ist in Tabelle 13 die
Legende der einzelnen Versuchsreihen aufgelistet.
Tabelle 13- Legende der Versuchsreihen zum Spurenstoffparameter Diclofenac
1.0 BG-11 + Mikrogrünalgen 2.0 BG-11
1.1 BG-11 + Mikrogrünalgen + DCF 2.1 BG-11 + DCF
63
Die erste Versuchsreihe (V1) zum Abbauverhalten von DCF wurde mit dem BG-11 Medium,
so wie in Kapitel 3.1 beschrieben untersucht. Die darauffolgende Untersuchung (V2) wurde
lediglich mit dem Analgetikum DCF als Kohlenstoffquelle durchgeführt, damit zwischen dem
leichtverfügbaren Kohlenstoff Natriumhydrogencarbonat (NaHCO3) und DCF als weniger
leichtverfügbaren Kohlenstoff verglichen werden konnte. Basierend auf den Ergebnissen von
V2 wurde in V3 bis V6 ebenfalls auf weitere Kohlenstoffquellen verzichtet. Zudem wurde hier
der pH-Wert des BG-11 Mediums mit Kaliumhydroxid auf 7,5 angepasst.
Die Unterscheidung in V3 und V4 liegt in der Startkonzentration von DCF. Während die
Ausgangskonzentration in V3 bei 500 µg/L liegt, wird der Versuch V4 mit einer Konzentration
von 100 µg/L durchgeführt. Die Versuche V4 bis V6 wurden mit derselben Startkonzentration
(DCF 100 µg/L), aber mit unterschiedlichen Algenkonzentrationen untersucht, um einen
Zusammenhang zwischen Abbaurate und Algenbiomasse zu spezifizieren.
4.2.1 Methodenbeschreibung und Kalibrierung von Diclofenac
Die Methodenentwicklung für den Spurenstoffparameter DCF wurde am LC-MS des
Fachgebietes Instrumentelle Analytische Chemie der Universität Duisburg-Essen (Agilent
1100 und Agilent 6120B, Agilent Technologies, Inc.) mit einer Flussrate von 0,4 mL/min, einer
Säulentemperatur von 300 °C und der Trennsäule Coulmn RP Kinetex C18 (5 µm 100A, 15 cm
x 3 cm) unter Anwendung der Elektrospray Ionisation (ESI, positiv) durchgeführt. Als
Lösungsmittel dienen Wasser und Methanol, welche mit 1 prozentiger Armeisensäure
angesäuert wurden. Den Gradienten für das Wasser-Methanol-Verhältnis wird in der
nachstehenden Tabelle 14 aufgezeigt. Die gesamte Retentionszeit betrug 15 Minuten.
Tabelle 14- Wasser-Methanol-Verhältnis bei der Methode des Spurenstoffparameters Diclofenac
Zeit
[min]
H2O
[%]
MeOH
[%]
Flussrate
[mL/min]
Druck
[bar]
2 80 20
0,4 400 4 20 80
10 80 20
In den registrierten Massenspektren wurde ein Signal mit der Masse zum Ladungsverhältnis
(m/z) von 296 beobachtet (vgl. Abbildung 15). Dieses Signal wird dem Wirkstoff DCF
(C14H11Cl2NO2) zugeschrieben. Für die Scan-Methode wurde im Massenspektrometers ein
64
Massenbereich von 100 bis 300 m/z eingestellt. Mit der SIM-Methode wurden die Peakflächen
der Fragmente 250 bis 254 und 294 bis 298 integriert.
Abbildung 15- Elektrospray Ionisation (ESI) Massenspektrum (MS) einer Diclofenac-Standardlösung
(ESI-Spannung -3.2kV)
Die Kalibration des Analgetikums wurde anhand der DIN 32645 2008-11 durchgeführt. Hierzu
wurden Standardlösungen von DCF im Nährmedium (BG-11 mit und ohne NaHCO3) in einem
Konzentrationsbereich von 0,01 bis 0,75 mg/L angesetzt und mittels LC-MS analysiert. Die
Güte der Kalibrationskurve wurde mit dem R-Programm (Version 3.4.2, 2017, The R
Foundation for Statistical Computing) ermittelt. Dazu wurde ein oberes und unteres
Vertrauensband berechnet [Telgheder, 2017], um die ermittelten Werte beurteilen zu können
(vgl. Abbildung 15). Zur Berechnung der Kalibration wurde aus Einzelmessungen jeweils der
höchste und niedrigste Wert entfernt und aus den verbliebenen Messungen der Mittelwert
gebildet und dieser ausgewertet. Eine beispielhafte Kalibrationskurve ist in Abbildung 16
dargestellt.
65
Abbildung 16- Beispielhafte Darstellung der Kalibrationskurve für Diclofenac der Versuchsreihe 4 (V4)
mit einer relativen Verfahrensstandardabweichung (Rel_VerStd) von ± 1,0 Prozent
Tabelle 15 veranschaulicht die Auswertung zur Güte der Kalibration von DCF im BG-11
Medium der sechs Versuchsreihen. Im Rahmen der Kalibration wurden die Leistungsmerkmale
Nachweis-, Erfassungs-, und Bestimmungsgrenze ermittelt. Die Nachweisgrenze beschreibt
den Wert bis zu dem die Konzentration des gemessenen Spurenstoffs nachgewiesen werden
kann. Die Erfassungsgrenze dahingegen beschreibt den kleinsten Wert, der mit einem
Fehlerquotienten von ± 5 Prozent mit den vorhandenen Analysegeräten gemessen werden kann.
Der kleinste Wert, bei der die nach DIN 32645 2008-11 vorgegebene statistische Sicherheit und
maximal zugelassene relative Abweichung quantitativ bestimmbar ist, wird als
Bestimmungsgrenze definiert. Werden die Leistungsmerkmale, sowie das Offset
(Untergrundrauschen der Matrix) und die Steigung der sechs Versuchsreihen eingehender
betrachtet, lässt sich eine gewisse Varianz feststellen, so dass die Relevanz der Kalibration pro
Versuchsreihe an Bedeutung erlangt. Der Korrelationskoeffizient (R2) beschreibt, wie stark der
empirisch gefundene Zusammenhang zwischen der integrierten Peakfläche zur Konzentration
ist. In allen untersuchten Kalibrationen konnte ein sehr starker Zusammenhang festgestellt
werden (R2 ~1). Basierend auf den ermittelten Werten des Offsets (a) und der Steigung (b)
wurde die Konzentrationsgleichung y=b*x+a bestimmt. Hierbei stellt y die integrierte
Peakfläche und x die Konzentration von DCF dar.
0
40000
80000
120000
160000
200000
0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,6 0,7 0,8
Pea
kfl
äche
[co
unts
]
DCF-Konzentration [mg/L]
R2= 0,9999
66
Es bleibt anzumerken, dass die erstellten Kalibrationen für den Spurenstoffparameter DCF
außerhalb der Versuchsreihe erstellt wurden, so dass geringe Varianzen in den ermittelten
Ergebnissen möglich sind. Ferner muss berücksichtigt werden, dass die Mikrogrünalgen die
Matrix des BG-11 Mediums, aus welcher die Kalibration erstellt wurde, während der
Versuchsreihe fortlaufend verändern, da die Mikrogrünalgen vorhandene Nährstoffe für deren
Wachstum assimilieren. Für V6 konnten die ermittelten Werte zu den Leistungsmerkmalen
nicht verwertet werden.
Tabelle 15- Auswertung zur Güte der Kalibration nach Molt [2014] von Diclofenac im BG-11 Medium
V1 V2 V3 V4 V5 V6
Anzahl der Proben [n] 7 8 9 7 7 10
Anzahl der Messungen 3 3 3 3 3 3
Offset (a) 3.167,58 2.205,67 5.922,48 -1.734,39 -1.734,39 -48,47
Steigung (b) 3.793,56 136.658,47 398.258,5 247.646,88 247.646,88 42.679,51
Korrelationskoeffizient
[R2] 0,9961 0,9981 0,9971 0,9999 0,9999 0,9999
VerfStd 0,026 0,017 0,022 0,003 0,003 n.v.
Rel_VerfStd [%] 6,9 4,9 6,5 1,0 1,0 n.v.
Nachweisgrenze
[mg/L] 0,102 0,059 0,071 0,01 0,01 n.v.
Erfassungsgrenze
[mg/L] 0,198 0,115 0,141 0,021 0,021 n.v.
Bestimmungsgrenze
[mg/L] 0,342 0,198 0,24 0,036 0,036 n.v.
Konzentrations-
gleichung y=b*x+a
n.v. = nicht verwertbar
67
4.2.2 Ergebnisse des Spurenstoffparameters Diclofenac
Nach der Kultivierung der Mikrogrünalge wurden alle Probenflaschen am selben Tag beimpft
und über einen Zeitraum von 103 Stunden beobachtet und analysiert. Der pH-Wert und die
Temperatur der Proben wurde in den Untersuchungstagen in jeder Versuchsreihe kontinuierlich
gemessen und ausgewertet. Tabelle 16 fasst die Ergebnisse des pH-Wertes und der
Temperaturwerte innerhalb der Versuchsreihen zusammen.
Tabelle 16- Vergleich des pH-Wertes und der Temperaturergebnisse der Untersuchungen zum
Spurenstoffparameter Diclofenac
V1 V2 V3 V4 V5 V6
pH- Wert 8 ± 1,0 4 ± 0,5 7,5 ± 0,2 7,5 ± 0,2 7,5 ± 0,3 7,5 ± 0,1
Temperatur 23 ± 0,5 23 ± 0,6 23 ± 0,4 23 ± 0,5 23 ± 0,5 23 ± 0,6
In Versuchsreihe 2 wurde im Vergleich zur ersten Versuchsreihe das
Natriumhydrogencarbonat aus dem BG-11 Medium entfernt, so dass der pH-Wert insgesamt
in der Versuchsreihe auf rund 4 gesunken ist. Ein pH-Wert, der als nicht optimal für
Mikrogrünalgen bezeichnet werden kann (vgl. Tabelle 6). Aus diesem Grund wurde in den
darauffolgenden Versuchsreihen der pH-Wert mittels Kaliumhydroxid auf rund 7,5
eingestellt. Ein pH-Wert der nach
im optimalen Bereich liegt. Die Temperatur der Proben belief sich bei allen Versuchsreihen
auf rund 23°C.
im optimalen Bereich liegt. Die Temperatur der Proben belief sich bei allen Versuchsreihen
auf rund 23°C.
4.2.2.1 Nährstoffbestimmung von Diclofenac
Im Allgemeinen sind Mikrogrünalgen in der Lage Nährstoffe zu assimilieren und diese
abzubauen [Pozza, 2014]. Tabelle 17 veranschaulicht die Ergebnisse der Nährstoffbestimmung.
In V1 konnte sowohl ein Nitrat- als auch ein Phosphorabbau analysiert werden. Dies kann unter
anderem am optimalen Umgebungsmilieu mit der leichtverfügbaren Kohlenstoffquelle
Natriumhydrogencarbonat und dem pH-Wert 8 ± 1,0 liegen. V2 weist, bedingt durch den
niedrigen pH-Wert, keinen Nitratabbau und lediglich bei den DCF-versetzen Mikrogrünalgen
einen geringen Phosphorabbau auf.
68
V3 bis V6 wurden mit Kaliumhydroxid auf einen pH-7,5 eingestellt (vgl. Kapitel 4.2.2). Hier
kann lediglich bei V5 und V6 sowohl ein Nitrat- als auch ein Phosphorabbau beobachtet
werden. Da Nitrat einen limitierenden Faktor beim Mikrogrünalgenwachstum darstellt, können
geringe Abbauraten von Nitrat auftreten (vgl. Kapitel 2.8.2.1). Dies würde bedeuten, dass
weitere Stickstoffquellen wie beispielsweise das Ammoniumheptamolybdat noch nicht
vollständig assimiliert wurden.
Eine Akkumulation von Phosphor wie beispielsweise in V4 liegt vor, wenn Phosphor bedingt
durch eine Regression der Wachstumsrate dem Umgebungsmilieu zurückgegeben wird.
Der allgemein mittelmäßige Nährstoffabbau kann mit der geringen bzw. leicht regressiven
Wachstumsrate begründet werden, da die Nährstoffe Nitrat und Phosphor für das Wachstum
assimiliert werden müssen. Die hohen Schwankungen von V1 bis V3 im Vergleich zu V4 bis
V6 in der Startkonzentration des Nitrats sind mit der Startkonzentration von DCF zu begründen
(DCF500 > DCF100), da das DCF als Natriumsalz eingesetzt wurde (vgl. Kapitel 3.2).
Tabelle 17- Ergebnisse der Nährstoffbestimmung beim Spurenstoffparameter Diclofenac
Probe CStart NO3-N
[mg/L]
CEnde NO3-N
[mg/L]
CStart TP
[mg/L]
CEnde TP
[mg/L]
Abbaurate [%]
NO3-N TP
V1_1.0 228,00 212,00 13,00 9,87 7 24
V1_1.1 185,90 182,30 12,30 5,38 2 56
V2_1.0 151,40 212,00 12,40 13,40 -40 -8
V2_1.1 132,10 242,00 13,55 11,80 -83 13
V3_1.0 224,00 216,00 23,30 32,50 4 -39
V3_1.1 189,90 187,60 13,90 17,70 1 -27
V4_1.0 4,52 4,73 7,01 8,17 -5 -17
V4_1.1 4,48 6,14 6,98 8,33 -37 -19
V5_1.0 12,16 6,45 8,09 6,98 47 14
V5_1.1 14,56 6,58 8,64 6,45 55 25
V6_1.0 12,56 8,33 7,17 6,42 34 10
V6_1.1 12,95 7,76 8,16 6,9 40 15
69
4.2.2.2 Ergebnisse der Chlorophyll-a Analyse von Diclofenac
Um einen detaillierten Bezug der Wachstumsraten unter Anwendung der Chlorophyll-a
Analyse herstellen zu können, wurden die Ergebnisse der einzelnen Versuchsreihen nach
Kapitel 3.6 normiert in Tabelle 18 dargestellt. Während in den ersten drei Versuchen lediglich
einmal am Tag die Wachstumsbestimmung mittels der Chlorophyll-a Analyse durchgeführt
wurde, wurden in V4 bis V6 zwei Mal die Proben am Tag analysiert. Zur Vereinfachung der
Ergebnisdarstellung, sind die Ergebnisse aus dem Umgebungsmilieu ebenfalls wie in den ersten
drei Versuchsreihen einmal am Tag aufgetragen und die prozentuale Wachstumsrate bestimmt.
Tabelle 18- Ergebnisse der Chlorophyll-a Analyse in normierter Darstellung beim
Spurenstoffparameter Diclofenac
Aufenthaltszeit [h] 0 24 48 72 96 Wachstum [%]
V1 1.0 1,00 0,99 1,16 1,49 1,45 45,04
1.1 1,00 1,18 1,27 1,50 1,67 67,12
V2 1.0 1,00 0,98 1,14 0,95 1,52 52,16
1.1 1,00 1,02 1,07 1,09 0,99 -0,74
V3 1.0 1,00 0,92 1,22 1,00 1,10 10,15
1.1 1,00 1,19 1,06 0,96 1,00 -0,39
V4 1.0 1,00 0,82 0,82 0,88 0,79 -20,99
1.1 1,00 0,84 0,79 0,90 0,98 -1,89
V5 1.0 1,00 0,96 0,92 0,88 0,85 -15,05
1.1 1,00 0,99 0,93 0,88 0,87 -13,49
V6 1.0 1,00 0,98 0,80 0,79 0,81 -19,17
1.1 1,00 0,91 0,89 0,87 0,84 -15,93
Ein eindeutiger Wachstumstrend lässt sich unter Anwendung des Kulturmediums BG-11 mit
der leichtverfügbaren Kohlenstoffquelle Natriumhydrogencarbonat (vgl. Tabelle 18; V1)
feststellen. Hier ist zudem erkennbar, dass mit DCF als weitere Kohlenstoffquelle das
Wachstum der Mikrogrünalgen zusätzlich begünstigt wird (vgl. Tabelle 18; V1_1.1).
Bei den Versuchen, in denen der Mikrogrünalgen das Analgetikum als alleinige
Kohlenstoffquelle zur Verfügung gestellt wird, konnte bei V2 trotz des niedrigen pH-Wertes in
V2_1.0 ein Anstieg des Chlorophyll-a Gehalts gemessen werden, während sich bei den DCF-
versetzten Mikrogrünalgen eine gleichbleibende Algenkultur vermuten lässt. Die Ergebnisse
von V3 deuten ebenfalls auf eine gleichbleibende Algenkultur mit ausgeglichener Wachstums-
und Sterberate hin.
70
V4 bis V6 wurden mit jeweils 100 µg/L DCF injiziert, jedoch mit unterschiedlichen
Algenkonzentrationen (V4 = 7mg/L; V5 = 5mg/L; V6 = 3mg/L) untersucht. Die Regression der
Wachstumsrate wird mit einem geringer werdenden Chlorophyll-a Gehalt größer, so dass das
Analgetikum die Mikrogrünalge bei geringer Biomasse dezimiert. Hier deutet sich ein
Paradoxon an, da beim Vorliegen beider Kohlenstoffquellen (Natriumhydrogencarbonat und
DCF) das Wachstum der Mikrogrünalge begünstigt wird und bei den Versuchen V2-V4
lediglich eine geringfügige Regression analysiert werden kann. Hieraus ergibt sich die
Hypothese, dass sich DCF ab einer unbekannten geringen Algenbiomasse negativ auf das
Wachstum der Mikrogrünalge auswirkt, welche mit der Auswertung der Zellzählung verifiziert
werden muss.
Im Allgemeinen bestätigen die Ergebnisse die Aussage, dass Natriumhydrogencarbonat
(NaHCO3) als Kohlenstoffquelle leichter verfügbar ist als DCF (C14H11Cl2NO2). Dass sich DCF
für die Mikrogrünalgen schwerer zur Biomassenbildung fixieren lässt, liegt unter anderem an
der Struktur des DCF-Moleküls im Vergleich zum Natriumhydrogencarbonat. DCF ist im
Gegensatz zum Natriumhydrogencarbonat eine organische und aromatische Verbindung (vgl.
Tabelle 3). Bedingt durch das besondere Bindungssystem sind die Moleküle reaktionsträge und
stabil, so dass ein Angriff der Kohlenstoffatome erschwert wird.
71
4.2.2.3 Ergebnisse der Zellzählung von Diclofenac
Zur Bestimmung der Wachstumsbildung der Mikrogrünalgen wurde neben der Chlorophyll-a
Analyse die Zellzählung nach Kapitel 3.7 durchgeführt. Tabelle 19 veranschaulicht eine
Zusammenfassung der normierten Ergebnisse zur Zellzählung.
Tabelle 19- Ergebnisse der Zellzählung in normierter Darstellung beim Spurenstoffparameter
Diclofenac
Aufenthaltszeit [h] 0 24 48 72 96 Wachstum [%]
V1 1.0 1,00 1,34 1,58 1,86 1,83 83,02
1.1 1,00 1,58 1,74 1,97 2,21 120,99
V2 1.0 1,00 0,73 0,78 0,81 0,86 -14,00
1.1 1,00 0,83 0,92 0,94 0,99 -0,58
V3 1.0 1,00 0,89 0,86 0,91 0,94 -5,71
1.1 1,00 0,81 0,81 0,85 0,88 -12,33
V4 1.0 1,00 1,07 1,20 1,27 1,07 6,67
1.1 1,00 1,02 1,10 1,16 1,10 10,20
V5 1.0 1,00 1,00 0,93 0,86 1,07 7,14
1.1 1,00 1,20 0,80 1,05 1,05 4,88
V6 1.0 1,00 1,11 1,44 1,00 1,11 11,11
1.1 1,00 0,89 1,00 0,79 1,08 7,89
In V1 kann ein Anstieg der Algenzellen beobachtet werden. Wie schon bei der Chlorophyll-a
Analyse begünstigt die Zugabe von DCF die Biomassenbildung (vgl. Tabelle 19; V1_1.1). Im
Hinblick der Theorie, dass in V2 bis V4 gleichviele Algenzellen gebildet werden, wie absterben
(vgl. Kapitel 4.2.2.2), kann festgehalten werden, dass die Auswertung der Zellzählung im
Rahmen des Fehlers die Theorie belegen kann (vgl. Tabelle 19).
Die Hypothese, dass DCF bei geringer Algenbiomasse einen negativen Einfluss ausübt, kann
bei der mikroskopischen Zellzählung nicht verifiziert werden, da eine mäßige
Biomassenbildung analysiert werden konnte. Aus diesem Grund kann eine negative bzw.
toxische Wirkung des Analgetikums auf die untersuchente Mikrogrünalge nicht bestätigt
werden.
72
4.2.2.4 Abbauverhalten von Diclofenac
Um Aufschluss über das Abbauverhalten von DCF unter Anwendung von Mikrogrünalgen zu
erhalten, wurde die Flüssigkeitschromatographie in Kombination mit einem Massen-
spektrometer (vgl. Kapitel 3.10) angewandt. Zur Berechnung der Ergebnisse wurden alle
Proben in dreifach Bestimmung analysiert. Aus sechs Einzelmessungen bei den ersten drei
Versuchen und bei den letzten drei Versuchsreihen aus neun Einzelmessungen, wurde der
höchste und niedrigste Wert entfernt und die mittlere DCF-Eliminationsrate ermittelt (vgl.
Abbildung 17).
Abbildung 17- Beispielhafte Darstellung der neun Einzelmessungen je Messpunkt (EW; n=63) und der
daraus resultierenden mittlere Eliminationsrate (MW; n=9) von Diclofenac für die Probe 1.1 der
Versuchsreihe 4
Im Hinblick auf eine Elimination im reinen Medium wurden bei der Zellzählung neben den
Algenzellen auch die Bakterienzellen ausgewertet. Hierbei konnte festgestellt werden, dass im
Durchschnitt 4 Prozent Bakterien in den Proben der Mikrogrünalgen enthalten waren und im
selben Verhältnis (± 15 Prozent) auch die Bakterienanzahl in den Vergleichsproben beobachtet
werden konnte. Obwohl die einzelnen Materialien autoklaviert wurden, konnte keine sterile
Umgebung geschaffen werden. Es bleibt anzumerken, dass dies auch nicht das Ziel der
Untersuchung war, so dass trotz der Präsenz von Bakterien in den Proben von einem Abbau der
vorhandenen Mikrogrünalgen gesprochen werden kann, da diese mit 96 Prozent im
R² = 0,9915
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0,9
1,0
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100
Ct/C
0
Aufenthlatszeit [Std]
EW_V4_1.1
MW_V4_1.1
73
Überschuss in den einzelnen Proben vorhanden waren. Vor diesem Hintergrund wurde die
Abbaueffizienz des Referenzmedium (vgl. Tabelle 20; Probe 2.1) von der des Algengemischs
(=Mikrogrünalgen inkl. Bakterien) (vgl. Tabelle 20; Probe 1.1) subtrahiert und daraus
resultierend für die Alge eine spezifische Abbaueffizienz errechnet (vgl. Tabelle 20). Dieses
Ergebnis ist in Tabelle 20 dargestellt.
Tabelle 20- Prozentuale Eliminationsrate und Geschwindigkeitskonstante k des Spurenstoffparameters
Diclofenac
prozentuale Abbaurate Geschwindigkeitskonstante
1.1
[%]
2.1
[%]
Alge spez.
[%]
1.1
[s-1]
2.1
[s-1]
Alge spez.
[ s-1]
V1 0,00 ± 5 -0,32 ± 2 0,00 ± 5 - - -
V2 -18,58 ± 6 -23,44 ± 5 0,00 ± 6 - - -
V3 -65,70 ± 5 -39,03 ± 5 -26,67 ± 5 0,0120 0,0060 0,0030
V4 -49,12 ± 5 -26,52 ± 4 -22,60 ± 5 0,0070 0,0030 0,0020
V5 -13,89 ± 4 -4,39 ± 5 -9,50 ± 5 0,0010 0,0004 0,0009
V6 -20,61 ± 4 -13,64 ± 4 -6,97 ± 4 0,0020 0,0015 0,0007
Neben den Eliminationsraten ist in Tabelle 20 auch die Geschwindigkeitskonstante k nach dem
Geschwindigkeitsgesetz zur Reaktion pseudo erster Ordnung analog zu Kapitel 3.11 aufgeführt.
Hierbei ist zu erkennen, dass die Abbaugeschwindigkeit im Algengemisch höher ist, als die im
Referenzmedium, was auf eine symbiotische Wirkung verweist.
Dass der Abbau des Analgetikums exponentiell nach Reaktion pseudo erster Ordnung (vgl.
Kapitel 3.11) verläuft, kann der beispielhaften Darstellung der Abbaukurven von V4 in
Abbildung 18 entnommen werden.
74
Abbildung 18- Beispielhafte Darstellung der Abbaukurven und der Geschwindigkeitskonstante k des
Spurenstoffparameters Diclofenac für Versuchsreihe 4 (n=9 aus 63EW)
DCF konnte lediglich unter der Prämisse eliminiert werden, wenn der Spurenstoffparameter als
alleinige Kohlenstoffquelle im Kulturmedium der Mikrogrünalgen vorlag (vgl. Tabelle 20).
Obwohl bei den Wachstumsmethoden ausschließlich in V1 ein enormer Anstieg der
Biomassenbildung zu beobachten war (vgl. Tabelle 18 und Tabelle 19), ist hierbei keine
Elimination des Spurenstoffparameters zu erkennen. Dass der pH-Wert einen Einfluss auf das
Abbauverhalten zeigt, lässt sich mit V2 (pH-Wert 4 ± 0,5) im Vergleich zu V3 (pH-Wert 7,5 ±
0,2) belegen (vgl. Tabelle 20). Im bevorzugten basischen Umgebungsmilieu konnte im
Vergleich zum sauren Milieu eine Elimination des Spurenstoffparameters DCF von rund 27
Prozent der Mikrogrünalgen zugeschrieben werden. Obwohl in V3 im Vergleich zu V4 eine
höhere DCF-Konzentration (500µg/L > 100µg/L) untersucht wurde, konnte eine nahezu gleich
hohe Eliminationsrate mit den vorhandenen Mikrogrünalgen analysiert werden (vgl. Tabelle
20). Daraus lässt sich schließen, dass die Elimination von DCF konzentrationsunabhängig, aber
von der Anzahl der Algenzellenabhängig ist. Diese Theorie wurde mittels V4 bis V6, in denen
mit unterschiedlicher Algenkonzentration die gleichbleibende Startkonzentration von DCF
(100µg/L) eliminiert wurde, bestätigt (vgl. Tabelle 20). Abbildung 19 veranschaulicht den
Zusammenhang der spezifischen Eliminationsrate der Mikrogrünalge bezogen auf die
ansteigende Algenbiomasse. Die Ergebnisse lassen darauf schließen, dass durch eine
Optimierung der Algenzellenanzahl die Eliminationsrate des Spurenstoffparameters DCF
k1.1 = 0,007
k2.1 = 0,003
kAlge = 0,003
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0,9
1,0
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100
Ct/C
0
Aufenthaltszeit [Std]
ct= c0*e-kt
V4_1.1
V4_2.1
V4_Alge
75
verbessert werden kann. Diese Hypothese muss in weiteren Forschungsvorhaben verifiziert
werden, so dass eine Optimierung der Eliminationsraten realisiert werden kann.
Abbildung 19- Zusammenhang zwischen Algenbiomasse und spezifische Eliminationsrate der
Mikrogrünalge des Spurenstoffparameters Diclofenac
R² = 0,9689
R² = 0,9867
0,0
1,0
2,0
3,0
4,0
5,0
6,0
7,0
8,0
9,0
10,0
0,0
5,0
10,0
15,0
20,0
25,0
30,0
35,0
40,0
45,0
50,0
0 10 20 30 40 50 60
Chlo
rop
hyll
-a G
ehal
t [
mg/L
]
Eliminationsrate [%]
Chlorophyll-a
Algenzellen
76
4.2.2.5 Nachweis zum Verbleib des Spurenstoffparameters Diclofenac
Mit der LC-MS Analyse konnte eine Elimination von DCF unter Anwendung von
Mikrogrünalgen ermittelt werden, aus diesem Grund ist der Nachweis zum Verbleib des
untersuchten Substanzparameters von wesentlicher Bedeutung. Hierzu wurden für V4 bis V6
Analysen zur Adsorption bzw. zur Absorption durchgeführt (vgl. Kapitel 3.13).
Für die Auswertung der Ergebnisse bleibt anzumerken, dass der Anteil des Auswaschens (A)
in den Ergebnissen des Tiefengefrierens (T) und in der Ultraschall-Lyse (U) herausgerechnet
werden muss. Die nachstehende Abbildung 20 listet die Ergebnisse zur Verdeutlichung auf.
Abbildung 20- Schematische Darstellung der Abbauprozesse beim Spurenstoffparameter Diclofenac
77
Die Auswertungen zum Verbleib des Spurenstoffparameters DCF verdeutlicht, dass der größte
Anteil von DCF unter Anwendung der Methode des Auswaschens nachgewiesen werden
konnte. Trotz allem ist dieser Anteil sehr gering, so dass an Hand der Beobachtungen
festgehalten werden kann, dass DCF zu ≥ 95 Prozent nicht mehr in seiner Ursprungsform
vorliegt. Ob eine Verstoffwechselung oder eine Transformation des Spurenstoffparameters
vorliegt, muss in weiteren Untersuchungsaktivitäten außerhalb der vorliegenden Dissertation
eingehender untersucht werden.
4.2.3 Schlussfolgerungen aus den Versuchen zum Abbauverhalten von Diclofenac
DCF ist wegen seiner schädlichen Auswirkung bezogen auf Flora und Fauna, als
umweltrelevanter Stoff eingestuft (vgl. Kapitel 2.4). Oberflächengewässer weisen
Konzentrationen über 0,1µg/L auf, ein Wert der nach IAWR [2013] nicht überschritten werden
sollte (vgl. Kapitel 2.3). Aus diesem Grund wurde der Substanzparameter für die vorliegende
Laborstudie gewählt und untersucht. Ziel innerhalb der vorliegenden Laborstudien war das
Abbauverhalten von DCF unter Anwendung von Mikrogrünalgen zu ermitteln und das
gleichzeitig einhergehende Wachstumsverhalten zu analysieren. Ferner wurden die Nährstoffe
Nitrat und Phosphor eingehender analysiert und ausgewertet.
Mit sechs unterschiedlichen Untersuchungsreihen sollte aufgezeigt werden, ob eine
Anwendung von Mikrogrünalgen den Spurenstoffparameter DCF eliminieren kann. Hierbei
konnte erarbeitet werden, dass Mikrogrünalgen DCF unter der Prämisse eliminieren konnten,
wenn der Spurenstoffparameter als alleinige Kohlenstoffquelle im Kulturmedium vorlag. Sind
leichter verfügbarere Kohlenstoffquellen wie das Natriumhydrogencarbonat mit im Medium
enthalten, so konnte keine Elimination von DCF beobachtet werden. Daraus geht hervor, dass
Mikrogrünalgen lediglich unter Stress das schwerer abzubauende DCF eliminieren.
Dass die Elimination von DCF vom pH-Wert abhängig ist, konnten die Versuche V2 und V3
aufzeigen, da hier eine Elimination leidglich bei einem pH-Wert von ~7,5 analysiert werden
konnte. Dies kann dadurch begründet werden, dass der optimale pH-Wert der vorhandenen
Mikrogrünalgen sich im basischen/alkalischen Milieu befindet.
Neben den Randbedingungen des pH-Wertes und der vorliegenden Kohlenstoffquellen, wurden
in V3 und V4 unterschiedliche Anfangskonzentrationen an DCF untersucht. Hier konnte eine
ähnlich hohe Eliminationsrate (vgl. Tabelle 20) erzielt werden, so dass die Elimination der
Mikrogrünalgen konzentrationsunabhängig ist. Erwartungsgemäß konnte jedoch mit V4 bis V6
ein Zusammenhang zwischen Algenbiomasse und der Eliminationsrate ermittelt werden, so
78
dass die Eliminationsrate mit der Erhöhung der Algenbiomasse optimiert werden kann. Ob eine
vollständige Elimination des Spurenstoffparameters DCF erreicht werden kann oder ob eine
Eliminationssättigung eintritt, kann zu diesem Zeitpunkt nicht beantwortet werden.
Zudem konnte ein symbiotischer Effekt zwischen den Bakterien und Mikrogrünalgen
herausgestellt werden. Im Referenzmedium als auch im Algengemisch konnten trotz möglichst
steriler Bedingungen Bakterien unter dem Mikroskop gezählt werden. Liegen Algen, wie in der
vorliegenden Studie, im Überschuss ( 96 Prozent) vor, so kann der Alge nicht nur ein
Abbaueffekt, sondern auch ein symbiotischer Effekt zugeschrieben werden. Dies zeigt sich
dahingehend, dass unter Zugabe von Mikrogrünalgen die Eliminationsraten deutlich erhöht
sind (vgl. Tabelle 20).
Neben der Ermittlung des Abbauverhaltens wurde auch der Nachweis erbracht, wie DCF von
der Alge eliminiert wird. Hierbei wurde in V4 bis V6 mit Adsorptions- und
Absorptionsversuchen herausgestellt, dass DCF nicht mehr in seiner Ursprungsform
vorzuliegen scheint, so dass mögliche Transformationsprodukte oder eine Verstoffwechselung
in Frage kommt. Diese Hypothese muss in weiteren Untersuchungsaktivitäten außerhalb der
vorliegenden Dissertation eingehender untersucht werden.
Das Wachstumsverhalten wurde mit Hilfe der Chlorophyll-a Analyse und der Zellzählung
ermittelt. Hier kann festgehalten werden, dass der Spurenstoffparameter DCF im Allgemeinen
keinen negativen Einfluss auf das Wachstumsverhalten hat, da dieser beim Vorliegen von
beiden Kohlenstoffquellen in der Tendenz höher ansteigt und bei alleiniger Anwesenheit von
DCF kein prägnanter Rückgang zu erkennen ist. Die Wachstumssteigung in V1 bestätigt die
Theorie, dass Natriumhydrogencarbonat als Kohlenstoffquelle leichter verfügbar ist als DCF.
Dies zeigt sich vor allem daran, dass die Biomassenbildung bei V3 bis V6 langsamer bzw.
konstant verläuft. Dass sich DCF für die Mikrogrünalgen schwerer zur Biomassenbildung
fixieren lässt, kann an Hand der organischen und aromatischen Verbindung des Moleküls
erörtert werden.
Bei der Bestimmung des Nährstoffabbaus konnte lediglich ein mittelmäßiger Abbau innerhalb
der durchgeführten Untersuchungsreihen festgestellt werden, welcher sich mit den geringen
bzw. leicht regressiven Wachstumsraten begründet lässt.
Basierend auf den ermittelten Ergebnissen kann festgehalten werden, dass die vorhandenen
Mikrogrünalgen im Stande sind den Spurenstoffparameter DCF zu eliminieren, wenn dieser als
alleinige Kohlenstoffquelle im Kulturmedium vorliegt. Ein Zuwachs der Biomasse ist nicht
prägnant, aber soweit konstant, dass ein negativer Einfluss des Spurenstoffparameters
ausgeschlossen werden kann. Inwieweit geringere DCF-Konzentrationen, die den realen
79
Maximalwerten gleichen den Abbauprozess beschleunigen, müsste in weiteren
Forschungsaktivitäten untersucht werden, so dass ein direkter Vergleich zu den bislang
weiterführenden Reinigungsstufen durchgeführt werden kann.
Nachstehende Tabelle 21 soll die erzielten Ergebnisse mit den Studien Zhou et al. [2014] und
Escapa et al. [2016] vergleichen. Zum Vergleich wurden die Eliminationsraten im
Algengemisch gewählt, da in den Literaturdaten keine Angaben zu Bakterien gemacht wurden
und davon auszugehen ist, dass wenn die Studien nicht im Reinstlabor durchgeführt worden
sind, Bakterien vorliegen. Vor allem bei den Proben der Studie von Zhou et al. [2014], wo
Abwasser als Untersuchungsmedium eingesetzt wurde. Werden die Abbauraten miteinander
verglichen, so kann festgestellt werden, dass im realen Abwasser [Zhou et al., 2014] der
Spurenstoffparameter DCF nicht abgebaut werden konnte. Dies kann an den leichter
verfügbaren Kohlenstoffquellen bzw. an leichter verfügbaren Spurenstoffparametern innerhalb
der Abwassermatrix liegen oder an den gewählten Grünalgenarten in Reinkultur. Es bleibt
anzumerken, dass bei der Studie von Zhou et al. [2014] die Eliminationsraten im realen
Abwasser und somit in einem Spurenstoffgemisch analysiert wurden. In der Arbeit von Escapa
et al. [2016] in einem Standard Medium nach Mann und Myers [zitiert in Escapa et al., 2016]
konnte bei allen drei eingesetzten Grünalgen, trotz einer Startkonzentration von 25 mg/L, ein
Abbau von DCF analysiert werden. Die höchste Abbaurate konnte mit der Grünalge
Scenedesmus obliquus ermittelt werden. Der Vergleich der erzielten Ergebnisse mit den
Literaturdaten verdeutlicht, das noch Optimierungsbedarf in der Anwendung und Auswahl der
Mikroalgen besteht, ehe eine verfahrenstechnische Umsetzung erfolgen kann.
Wird die spezifische Abbaueffizienz der vorhandenen Mikrogrünalgen mit den Ergebnissen aus
der Literatur für konventionelle Kläranlagen und weiterführende Reinigungsverfahren
verglichen (vgl. Tabelle 5), so kann festgestellt werden, dass die Mikrogrünalge bislang keine
alleinstehende Alternative zu den weiterführenden Reinigungsverfahren darstellt. Werden
jedoch die Eliminationsraten des Algengemisches (=Mikrogrünalgen inkl. Bakterien) mit den
Literaturdaten verglichen, so können vergleichbar hohe Eliminationsraten, je nach
Algenbiomasse, ähnlich denen in der Belebungsanlage einer konventionellen Kläranlage oder
bei einem adsorptiven Reinigungsverfahren erzielt werden (vgl. Tabelle 5).
80
Tabelle 21- V
ergleich der Elim
inationsrate des Spurenstoffparameters D
iclofenac mit der L
iteratur
Qu
elle Z
ho
u et al., 2
014
Escap
a et al., 201
6
eigen
e Erg
ebnisse
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er Mik
roalg
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.
renhardtii
S.
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C.
pyrenoidosa
C.
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C.
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C.
vulgaris
S.
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Mik
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engem
isch
V3
V4
V5
V6
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[mL
] 1.0
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250
500
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du
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] 7
9
5
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-Wert
7,5
± 0
,5
7,5
± 0
,3
Tem
peratu
r [°C]
25
± 1
25 ±
1
23 ±
0,6
Tag
:Nach
t Zyklu
s [Std
] 12:1
2
12
:12
20
:04
Alg
enko
nzen
tration
[Alg
enzellen
/mL
]
3*10
6 4
,3*
10
6 1
,9*
10
6 1
,68
*10
6 1
,52
*1
06
Alg
enko
nzen
tration
[mg/L
] 0
,05
1
2
6,9
6
4,4
4
3,0
4
Startk
on
zentratio
n D
CF
[µg/L
] 0,1
38 ±
0,0
27
4
25.0
00
50
0
100
Elim
inatio
nsrate D
CF
[%]
0
65
69
98
66 ±
5*
49 ±
5*
14 ±
4*
21 ±
4*
*A
bb
auraten
Alg
engem
isch
81
4.3 Abbauverhalten der Einzelstoffe Carbamazepin und Sulfamethoxazol
In diesem Kapitel wird das Abbauverhalten des Antiepileptikums Carbamazepin (CMZ) und
des Antibiotika Sulfamethoxazol (SMX) untersucht. Basierend auf dem Abbauverhalten von
DCF unter Anwendung von Mikrogrünalgen (vgl. Kapitel 4.2) wurde in den vorliegenden
Versuchsreihen die leichter verfügbare Kohlenstoffquelle NaHCO3 aus dem BG-11 Medium
ausgeschlossen. Die Versuchsreihen umfassten jeweils sechzehn Probenflaschen mit einem
Probenvolumen von 500 mL. Acht dieser Proben dienen hierbei als Referenzprobe, in denen
keine Mikrogrünalgen injiziert wurden. In jeweils sechs der acht Proben wurde der zu
untersuchende Spurenstoffparameter mit einer Startkonzentration von 100 µg/L injiziert, die
für die Auswertung zu Probe 1.1 und Probe 2.1 zusammengefasst wurden (vgl. Tabelle 22). Die
beiden letzten Probe beinhaltet lediglich das Kulturmedium BG-11 einmal mit (Probe 1.0) und
einmal ohne injizierte Mikrogrünalgen (Probe 2.0) (vgl. Tabelle 22).
Der pH-Wert des BG-11 Mediums wurde auf Grund der Ergebnisse in Kapitel 4.2 mit
Kaliumhydroxid auf einen Wert von 7,5 angepasst. Die untersuchten Proben wurden im 20:4
Tag:Nacht Zyklus beleuchtet, für eine homogene Verteilung kontinuierlich unter Rotation
versetzt und für 103 Stunden analysiert. Zu Beginn der jeweiligen Dunkelphase wurde für 15
Minuten mit synthetischer Luft (20,5 ± 0,5 O2 in N2, Air Liquide) belüftet und damit
entstandenes CO2 ausgegast. Zur Verdeutlichung des Aufbaus ist in Tabelle 22 die Legende der
Versuchsreihe aufgelistet.
Tabelle 22- Legende der Versuchsreihen zum Spurenstoffparameter Carbamazepin und
Sulfamethoxazol
1.0 BG-11 + Mikrogrünalgen 2.0 BG-11
1.1 BG-11 + Mikrogrünalgen + Spurenstoff 2.1 BG-11 + Spurenstoff
82
4.3.1 Methodenbeschreibung und Kalibration der Spurenstoffparameter
Carbamazepin und Sulfamethoxazol
Die Methode für die Spurenstoffparameter CMZ und SMX wurde analog zu DCF mit einer
Flussrate von 0,4 mL/min, einer Säulentemperatur von 300 °C und der Trennsäule Coulmn RP
Kinetex C18 (5 µm 100A, 15 cm x 3 cm) unter Anwendung der Elektrospray Ionisation (ESI,
positiv) am LC-MS des Fachgebietes Instrumentelle Analytische Chemie der Universität
Duisburg-Essen (Agilent 1100 und Agilent 6120B, Agilent Technologies, Inc.) entwickelt. Die
Lösungsmittel Wasser und Methanol wurden analog wie beim Spurenstoffparameter DCF
angewandt (vgl. Tabelle 14). Das Massenspektrum von Carbamazepin (C15H12N2O), wurde mit
der Masse zum Ladungsverhältnis (m/z) von 237 analysiert (vgl. Abbildung 21). Das
Antibiotikum wurde in den registrierten Massenspektren mit der Masse zum Ladungsverhältnis
(m/z) bei 254 beobachtet (vgl. Abbildung 21). Dieses Spektrum kann dem Wirkstoff
Sulfamethoxazol (C10H11N3O3S) zugeordnet werden. Der Scanbereich innerhalb des
Massenspektrometers belief sich bei beiden Spurenstoffparametern auf 100 bis 300 m/z. Mit
der SIM-Methode wurden in der Integration die Fragmente 237, 238, 259, 260 für CMZ und
die Fragmente 254, 255, 276 und 277 für SMX ausgewertet.
83
Abbildung 21- Elektrospray Ionisation (ESI) Massenspektrum (MS) einer Carbamazepin-
Standardlösung (a) und einer Sulfamethoxazol-Standardlösung (b) (ESI-Spannung -3.2kV)
Die Kalibrierung ist die Grundlage jeder quantitativen chromatographischen Bestimmung, so
dass zu Beginn der Versuchsreihen eine Kalibration einer Standardlösung von Carbamazepin
und Sulfamethoxazol im Nährmedium (BG-11 ohne NaHCO3) in einem Konzentrationsbereich
von 0,005 bis 1 mg/L angesetzt und analysiert wurde. Die Ermittlung der beiden Kalibrationen
b)
a)
84
und die Kalibrationsgleichungen wurden analog zum Spurenstoff DCF (vgl. Kapitel 4.2.1) nach
DIN 32645 2008-11 durchgeführt. Tabelle 23 veranschaulicht die Güte der Kalibration des
Spurenstoffparameters CMZ und SMX. Bei der Güte der Kalibration konnte ein starker linearer
Zusammenhang (R2 ~1) zwischen der integrierten Peakfläche zur Konzentration aufgezeigt
werden (vgl. Tabelle 23).
Tabelle 23- Auswertung zur Güte der Kalibration nach Molt [2014] von Carbamazepin und
Sulfamethoxazol im BG-11 Medium
V1_CMZ V1_SMX
Anzahl der Proben [n] 9 7
Anzahl der Messungen 3 3
Offset (a) 17.618,21 -33.359,38
Steigung (b) 1.297.564,38 2.330.659,23
Korrelationskoeffizient [R2] 0,9977 0,983
VerfStd 0,017 0,026
Rel_VerfStd [%] 4,9 14,4
Nachweisgrenze [mg/L] 0,027 0,044
Erfassungsgrenze [mg/L] 0,054 0,086
Bestimmungsgrenze [mg/L] 0,106 0,169
Konzentrationsgleichung y=a*x+b
Durch die Erstellung der Kalibrationen außerhalb der Versuchsreihe, sind geringe
Abweichungen in den Ergebnissen möglich. Ferner bleibt anzumerken, dass die
Mikrogrünalgen die Matrix des BG-11 Mediums während der Versuchsreihe fortlaufend
ändern, da die Mikrogrünalgen vorhandene Nährstoffe für deren Wachstum assimilieren.
85
4.3.2 Ergebnisse der Spurenstoffparameter Carbamazepin und Sulfamethoxazol
Der pH-Wert lag bei beiden Versuchsdurchführungen im neutralen Milieu 7,5 ± 0,2. Die
Temperatur der Proben belief sich im gesamten Zeitraum auf 23 ± 0,5 °C.
4.3.2.1 Nährstoffbestimmung von Carbamazepin und Sulfamethoxazol
Die Makroelemente Stickstoff und Phosphor sind essentiell für das Wachstum von
Mikrogrünalgen. Aus diesem Grund wurde die limitierende Stickstoffquelle Nitrat und
Phosphor nach Kapitel 3.4 analysiert. Die Ergebnisse der Nährstoffbestimmung der beiden
durchgeführten Versuchsreihen kann der Tabelle 24 entnommen werden.
Tabelle 24- Ergebnisse der Nährstoffbestimmung bei den Spurenstoffparametern Carbamazepin und
Sulfamethoxazol
Probe CStart NO3-N
[mg/L]
CEnde NO3-N
[mg/L]
CStart TP
[mg/L]
CEnde TP
[mg/L]
Abbaurate [%]
NO3-N TP
V1_1.0 6,08 2,95 5,48 6,21 52 -13
CMZ_V1_1.1 6,77 3,33 5,53 6,15 51 -11
V1_1.0 4,34 5,68 13,60 19,50 -31 -43
SMX_V1_1.1 6,39 4,99 12,49 14,33 22 -15
Bei der Versuchsreihe des CMZ konnte lediglich ein Nitratabbau beobachtet werden, während
sich der Phosphorgehalt akkumuliert hat. In der Referenzprobe der Versuchsreihe konnte
ebenfalls nur ein Nitratabbau ermittelt werden.
Bei den mit SMX injizierten Proben konnte gleichermaßen lediglich Nitrat abgebaut werden,
wobei innerhalb der Referenzproben kein Nährstoffabbau festgestellt werden konnte.
Die Akkumulation von Phosphor kann im Allgemeinen mit der geringen
Algenbiomassenbildung einhergehen (vgl. Kapitel 4.3.2.2 und Kapitel 4.3.2.3). Da bei
regressiver Wachstumsrate Phosphor wieder an das Umgebungsmedium abgegeben werden
kann.
86
4.3.2.2 Ergebnisse der Chlorophyll-a Analyse von Carbamazepin und Sulfamethoxazol
Zur Bestimmung der Wachstumsrate wurde die Chlorophyll- a Analyse nach Kapitel 3.6 für
beide Versuchsreihen durchgeführt.
Einen Überblick über die normierten Ergebnisse der Chlorophyll-a Analyse liefert die
nachstehende Tabelle 25. Sowohl bei CMZ, als auch bei der Versuchsreihe von SMX konnte
eine leicht regressive Wachstumsbildung analysiert werden.
Die Regression in den Referenzproben, der beiden durchgeführten Versuchsreihen, war zu
erwarten, da den Mikrogrünalgen keine Kohlenstoffquelle zur Verfügung stand. Die leicht
regressive Wachstumsbildung in den Spurenstoff injizierten Proben, war auf Grund der
organischen Spurenstoffe, welche als Kohlenstoffquelle dienen sollten, nicht zu erwarten, so
dass die Ergebnisse auf eine negative Wirkung der Spurenstoffe hinweisen. Diese Hypothese
muss mit Hilfe der Zellzählung verifiziert werden.
Tabelle 25- Ergebnisse der Chlorophyll-a Analyse in normierter Darstellung bei den
Spurenstoffparametern Carbamazepin und Sulfamethoxazol
Aufenthalts-
zeit [h] 0 7 24 31 48 55 72 79 96 103
Wachstum
[%]
CMZ 1.0 1,00 0,99 0,96 0,93 0,92 0,93 0,96 0,93 0,96 0,87 -13,06
1.1 1,00 0,96 0,93 0,93 0,90 0,91 0,92 0,92 0,90 0,88 -12,17
SMX 1.0 1,00 1,08 0,96 1,00 1,02 0,90 0,90 0,90 0,89 0,88 -11,78
1.1 1,00 1,01 1,00 0,95 0,93 0,93 0,92 0,91 0,91 0,90 -9,87
87
4.3.2.3 Ergebnisse der Zellzählung von Carbamazepin und Sulfamethoxazol
Tabelle 26 veranschaulicht die Ergebnisse der Zellzählung der durchgeführten Versuchsreihen.
Bei der Versuchsreihe des Antieplieptikums wurde sowohl in der Referenzprobe als auch in der
CMZ injizierten Probe eine geringe Algenbiomassenbildung ermittelt.
Innerhalb der Versuchsreihe von SMX konnte in der SMX injizierten Probe ein stationäres
Wachstumsverhalten beobachtet werden, während in der Referenzprobe erwartungsgemäß eine
Regression analysiert wurde.
Tabelle 26- Ergebnisse der Zellzählung in normierter Darstellung bei den Spurenstoffparametern
Carbamazepin und Sulfamethoxazol
Aufenthalts-
zeit [h] 0 7 24 31 48 55 72 79 96 103
Wachstum
[%]
CMZ 1.0 1,00 1,00 1,06 1,01 1,09 0,97 0,86 0,94 0,74 1,06 5,71
1.1 1,00 1,11 1,01 0,93 0,89 0,98 0,92 0,93 1,02 1,06 6,47
SMX 1.0 1,00 0,98 0,96 1,01 0,95 0,94 1,00 0,93 0,90 0,90 -10,00
1.1 1,00 0,96 1,01 0,92 0,93 0,93 0,89 1,03 0,98 1,02 1,95
Die Ergebnisse der Zellzählung verweisen im Allgemeinen bei den Proben mit injizierten
Spurenstoff auf ein stationäres bis leicht steigendes Wachstumsverhalten hin, so dass eine
toxische Wirkung der Pharmaka auf die Mikrogrünalge ausgeschlossen werden kann. Dass die
Kohlenstofffixierung aus den organischen Spurenstoffen schwerer ist als bei leichter
verfügbaren Kohlenstoffquellen, konnte V1 im Vergleich zu V2 beim Abbauverhalten von
DCF aufzeigen (vgl. Kapitel 4.2).
Da die ermittelte Regression bei der Chlorophyll-a Analyse geringfügig ausfällt und ein
stationäres Wachstum unter der Zellzählung beobachtet werden konnte, wird im Allgemeinen
ein negativer bis toxischer Einfluss der Spurenstoffe auf die Mikrogrünalge ausgeschlossen.
88
4.3.2.4 Abbauverhalten von Carbamazepin und Sulfamethoxazol
Zur Bestimmung der Abbauraten von CMZ und SMX, wurde nach Kapitel 3.10 die
Flüssigkeitschromatographie in Kombination mit einem Massenspektrometer angewandt.
Hierbei wurden alle Proben der beiden Untersuchungsreihen in dreifach Bestimmung
analysiert. Aus achtzehn Einzelmessungen wurde der höchste und niedrigste Wert entfernt und
die mittlere Eliminationsrate der untersuchten Spurenstoffparameter ermittelt.
Wie bereits beim Spurenstoffparameter DCF (vgl. Kapitel 4.2) wurden bei der Zellzählung
neben den Algenzellen auch die Bakterienzellen ausgewertet, um ein spezifisches
Abbauverhalten der Mikrogrünalge herauszustellen. Im Durchschnitt konnten bei den Proben
des Antiepileptikums CMZ 3 Prozent und bei dem Antibiotika SMX 5 Prozent Bakterien,
in den Proben in denen Mikrogrünalgen enthalten waren, ermittelt werden. Die Bakterienanzahl
konnte im selben Verhältnis (± 4 Prozent) wie in den Referenzproben ermittelt werden, so dass
eine spezifische Eliminationsrate der Mikrogrünalge zugeschrieben werden konnte.
Wie bereits beim Spurenstoffparameter DCF wurde die Abbaueffizienz des Referenzmedium
von der des Algengemisches subtrahiert und an Hand dessen die spezifische Abbaueffizienz
der Mikrogrünalge errechnet. Die Eliminationsrate und die Geschwindigkeitskonstante k der
Spurenstoffparameter CMZ und SMX, welche nach dem Geschwindigkeitsgesetz zur Reaktion
pseudo erster Ordnung analog zu Kapitel 3.11 berechnet wurde, wird in Tabelle 27 dargestellt.
Tabelle 27- Prozentuale Eliminationsrate und Geschwindigkeitskonstante k der Spurenstoffparameter
Carbamazepin und Sulfamethoxazol
Eliminationsrate Geschwindigkeitskonstante
1.1
[%]
2.1
[%]
Alge spez.
[%]
1.1
[s-1]
2.1
[s-1]
Alge spez.
[s-1]
CMZ -16,06 ± 6 -8,50 ± 5 -6,79 ± 6 0,002 0,001 0,0007
SMX -31,20 ± 5 -16,25 ± 5 -14,96 ± 5 0,004 0,002 0,002
Aus Tabelle 27 wird ersichtlich, dass die Eliminationsraten, sowie die Abbaugeschwindigkeit
im Algengemisch größer ist als die im Referenzmedium, ist auf eine symbiotische Wirkung
zwischen Algen und Bakterien zurückzuführen.
Im Allgemeinen konnte durch die Nutzung von Mikrogrünalgen eine Elimination, trotz
regressivem bis stationärem Wachstumsanstieg, analysiert werden. Werden die Abbauraten der
beiden Spurenstoffparameter untereinander verglichen, so ist festzuhalten, dass SMX besser
eliminiert wird als CMZ. Wie bereits bei der Spurenstoffelimination auf konventionellen
89
Kläranlagen beschrieben (vgl. Kapitel 2.5) ist die Elimination neben der Aufenthaltszeit
abhängig von der jeweiligen Kinetik der Spurenstoffparameter. Die Kinetik von SMX ist im
Gegensatz zur Kinetik von CMZ vom Bindungssystem her schwächer (vgl. Tabelle 3).
Ebenfalls spielt die Polarität der organischen Spurenstoffe eine wichtige Rolle. Neben dem
bindungsschwächeren System ist SMX im Vergleich zu CMZ polarer und somit leichter für die
Mikrogrünalge zu fixieren.
4.3.2.5 Nachweis zum Verbleib der Spurenstoffparameter Carbamazepin und
Sulfamethoxazol
Mit der LC-MS Analyse konnte eine Elimination der beiden Spurenstoffparameter CMZ und
SMX unter Anwendung von Mikrogrünalgen ermittelt werden. Demzufolge wurden in
Analogie zum Spurenstoffparameter DCF (vgl. Abbildung 20), die Analysen zur Adsorption
bzw. zur Absorption durchgeführt (vgl. Kapitel 3.13). In der nachstehenden Tabelle 28 sind die
Ergebnisse der Analysen aufgelistet.
Tabelle 28- Nachweis zum Verbleib der Spurenstoffparameter Carbamazepin und Sulfamethoxazol
Adsorption [%] Absorption [%]
CMZ ~1 0,6 bis 0,7
SMX ~0,88 0 bis 0,68
Bei beiden Versuchsreihen zeigt sich, dass lediglich ein geringer Anteil an der Oberfläche der
Algenzelle adsorbiert wurde. Innerhalb der Algenzelle konnten die organischen Spurenstoffe
in geringfügiger Konzentration wiedergefunden werden. Daraus lässt sich schließen, dass die
Ergebnisse zum Verbleib des Spurenstoffparameters DCF verifiziert wurden und dass die
untersuchten Substanzparameter nicht mehr in ihrer Ursprungsform vorliegen. Ob eine
Verstoffwechselung oder eine Transformation der Spurenstoffparameter vorliegt, muss in
weiteren Untersuchungsaktivitäten außerhalb der vorliegenden Dissertation eingehender
untersucht werden.
90
4.3.3 Schlussfolgerungen aus den Versuchen zum Abbauverhalten von
Carbamazepin und Sulfamethoxazol
Die organischen Spurenstoffe CMZ und SMX sind bedingt durch hohe Verbrauchsmengen,
ihren ökotoxischen Wirkungen auf Organismen und ihr Vorkommen im Oberflächengewässer
als umweltrelevante Wirkstoffe klassifiziert. Vor diesem Hintergrund wurden die beiden
Spurenstoffparameter für die vorliegende Arbeit ausgewählt und untersucht.
Ziel der Betrachtung war das Abbauverhalten der Spurenstoffparameter CMZ und SMX unter
Anwendung der vorhandenen Mikrogrünalgen zu analysieren. Ferner wurde das
Wachstumsverhalten und das Verhalten der Nährstoffe Nitrat und Phosphor während der
Versuchsreihe untersucht.
Obwohl eine regressive bis stationäre Biomassenbildung in beiden Versuchsreihen ermittelt
wurde, konnte eine Elimination von CMZ und SMX unter Anwendung von Mikrogrünalgen
beobachtet werden. Im sogenannten Algengemisch, in welchem im Durchschnitt 4 Prozent
Bakterienzellen ermittelt werden konnte, ist eine Elimination von rund 16 Prozent bei CMZ
und zu 36 Prozent bei SMX analysiert worden. Die spezifischen Eliminationsraten der
Mikrogrünalgen belaufen sich bei CMZ auf rund 7 Prozent und bei SMX auf rund 11 Prozent
bei einer Startkonzentration der Spurenstoffe von je 100 µg/L. Der Einfluss der kinetischen
Zusammensetzung, sowie die Polarität der Spurenstoffe lassen sich an Hand des Vergleichs der
Abbauraten der beiden Spurenstoffparameter als äußerst wichtig erachten.
Da die Spurenstoffe CMZ und SMX eliminiert werden, wurde der Abbauprozess eingehender
betrachtet. Hierbei konnte mittels Absorption- und Adsorptions-Analysen herausgestellt
werden, dass die Spurenstoffe nicht mehr in ihrer Ursprungsform vorliegen, so dass eine
Transformation oder eine Verstoffwechselung in Frage kommt.
Innerhalb der Nährstoffbestimmung der Makroelemente Nitrat und Phosphor konnte lediglich
in den spurenstoffversetzten Proben ein Nitratabbau ermittelt werden. Phosphor akkumulierte
in beiden Versuchsreihen. Die Akkumulation kann mit der mäßigen Algenbiomassenbildung
begründet werden.
Die Aussagen, die an Hand der ermittelten Ergebnisse festgehalten werden können sind, dass
die vorhandenen Mikrogrünalgen im Stande sind die Substanzparameter CMZ und SMX zu
eliminieren. In welchem Maß reale Maximalwerte der Spurenstoffkonzentrationen den
Abbauprozess beschleunigen, müsste in weiteren Forschungsaktivitäten untersucht werden.
Nachstehende Tabelle 28 vergleicht die erzielten Ergebnisse mit der Studie von Zhou et al.
[2014]. Zum Vergleich wurden, wie bereits in Kapitel 4.2.3, die Eliminationsraten des
91
Algengemisches gewählt. Werden die Eliminationsraten miteinander verglichen, so kann
festgestellt werden, dass der Spurenstoffparameter CMZ im realen Abwasser [Zhou et al., 2014]
bei allen untersuchten Mikroalgen weniger als 25 Prozent abgebaut wurde. Beim Antibiotika
SMX konnte lediglich ein Abbau mit der Mikrogrünalge Chlamydomonas reinhardtii ermittelt
werden. Die erzielten Ergebnisse aus den Laborstudien zum Abbauverhalten von CMZ und
SMX (vgl. Tabelle 29) werden mit den Abbauraten der im Abwasser untersuchten
Mikrogrünalgen von Zhou et al. [2014] verifiziert. Es bleibt anzumerken, dass die
Eliminationsraten von Zhou et al. [2014] im realen Abwasser und somit in einem
Spurenstoffgemisch durchgeführt wurden.
Für einen Vergleich mit den Eliminationsraten einer Belebungsanlage einer konventionellen
Kläranlage und weiterführenden Reinigungsstufen (vgl. Tabelle 5), kann festgehalten werden,
dass die Eliminationsraten im Algengemisch den Eliminationsraten der Belebungsanlage
ähneln. Eine Alternative zur Ozonung und zur Adsorption stellen die eigens erstellten
Ergebnisse weder bei den spezifischen Eliminationsraten der Mikrogrünalgen, noch im
Algengemisch dar. Kombinationen von Verfahren sind denkbar und werden in Kapitel 5
eingehender erörtert.
92
Tabelle 29- Vergleich der Eliminationsraten der Spurenstoffparameter Carbamazepin und
Sulfamethoxazol mit der Literatur
Quelle Zhou et al., 2014 eigene Ergebnisse
Art der Mikroalge C.
renhardtii
S.
obliquus
C.
pyrenoidosa
C.
vulgaris Mikrogrünalgengemisch
Abwasserart reales Abwasser (Zulauf)
Medium BG-11 Medium ohne
NaHCO3
Reaktorvolumen [mL] 1.000 500
Länge der Versuchs-
durchführung [d] 7 5
pH-Wert 7,5 ± 0,2
Temperatur [°C] 25 ± 1 23 ± 0,5
Tag:Nacht Zyklus [Std] 12:12 20:04
Algenkonzentration
[Algenzellen/mL] 6,2*106 3,4*106
Algenkonzentration
[mg/L] 0,05 12,8 13,7
Startkonzentration CMZ
[µg/L] 0,13 ± 0,0055 100
Eliminationsrate CMZ
[%] < 25 16 ± 6*
Startkonzentration SMX
[µg/L] 0,138 ± 0,0274 100
Eliminationsrate SMX
[%] < 25 0 36 ± 5*
*Abbauraten Algengemisch
93
4.4 Abbauverhalten von Diclofenac, Carbamazepin und Sulfamethoxazol im
Gemisch
Nachdem in den vorherigen Kapiteln die Spurenstoffparameter Diclofenac, Carbamazepin und
Sulfamethoxazol als Einzelstoff im BG-11 Medium betrachtet worden sind, beschäftigt sich die
vorliegende Versuchsreihe mit dem Gemisch der drei Spurenstoffe.
Mit der Versuchsreihe soll analysiert werden, wie sich das Abbauverhalten der einzelnen
Spurenstoffe im Gemisch verhält. Hierzu wurden unterschiedliche Versuchsreihen untersucht.
Versuchsreihe 1 (V1) untersucht das Abbauverhalten des Spurenstoffgemischs mit unter-
schiedlichen Konzentrationen. Hierzu wurde für SMX 1810 µg/L, für DCF 470 µg/L und CMZ
370 µg/L ausgewählt. Die Konzentrationen wurden so gewählt, dass SMX im Vergleich zu den
beiden anderen Spurenstoffen im Überschuss vorhanden ist, um herauszufinden, ob der
Spurenstoff, der in den Einzeluntersuchungen als zweit Bestes abgebaut wurde, von der Alge
bevorzugt wird. CMZ wurde geringfügiger abgebaut und ist daher mit einer geringeren
Konzentration im Gemisch vorhanden. Im Vergleich zu realen Verhältnissen, wie die
Spurenstoffparameter im Oberflächengewässer nachgewiesen werden, sind die
Konzentrationen erhöht, um ein Abbaueffekt mit den gegebenen Analysegeräten der
instrumentellen analytischen Chemie aufzeigen zu können.
Versuchsreihe 2 (V2) analysiert das Abbauverhalten des Spurenstoffgemischs bei gleichhohen
Startkonzentrationen (je 100 µg/L). Hierbei soll untersucht werden, welcher Spurenstoff-
parameter von den vorhandenen Mikrogrünalgen bei gleichhohen Startkonzentrationen
bevorzugt abgebaut wird.
In Versuchsreihe 3 (V3) wird der Versuch mit gleichhohen Startkonzentrationen der drei
Spurenstoffparameter wiederholt, jedoch wird hier im Vergleich zu V2 eine höhere
Algenkonzentration zu Beginn injiziert, um herauszufinden, ob die Abbaueffizienz an Hand der
Algenkonzentration zu beeinflussen ist.
Um eine mögliche Adaption der Mikrogrünalge auf das Spurenstoffgemisch und eine
einhergehende Abbaurate zu beobachten, wird im Versuchsaufbau 4 (V4) das Abbauverhalten
unter wiederholter Zugabe des Spurenstoffgemischs (je 100 µg/L) mit derselben Algenkultur
untersucht. So dass zwei Abbauperioden miteinander verglichen werden können.
In Kapitel 2.8.2.2 wird auf die Bedeutsamkeit von Licht Bezug genommen. Obwohl
Photosynthese lediglich mit Lichtenergie durchgeführt werden kann und somit das Wachstum
der Alge gefördert wird, besteht eine weitere Möglichkeit die Alge wachsen zu lassen. Dies
stellt das heterotrophe Wachstum dar. Nach Droop [1974] wird die Verwendung von
94
organischen Verbindungen für das Wachstum als heterotroph bezeichnet. In der Versuchsreihe
„Dunkel“ soll untersucht werden, inwieweit das Abbauverhalten der Grunalge im
Zusammenhang mit der Photosynthese steht, so dass ein heterotropher Aufbau mit
gleichbleibenden Startkonzentrationen der Spurenstoffparameter (je 100 µg/L) vorbereitet und
analysiert wird.
Jede Versuchsreihe umfasste acht Schottflaschen, ein Probenvolumen von 500 mL und wurde
wie in der Anzucht im 20:4 Tag: Nacht Zyklus beleuchtet und kontinuierlich unter Rotation
versetzt. Die Hälfte der gesamten Probenflaschen dienen hierbei als Referenzproben. In drei
der vier Probenflaschen wurde das jeweilige Spurenstoffgemisch injiziert. Für die Auswertung
wurde der Dreifachansatz zu Probe 1.1 und Probe 2.1 zusammengefasst (vgl. Tabelle 30).
Versuchsreihe 1 bis 3, sowie die heterotrophe Versuchsreihe wurden 103 Stunden und
Versuchsreihe 4 mit zwei Abbauperioden nach 103 und nach 199 Stunden untersucht. Zu
Beginn der Nachtphase wurden die Proben jeder Versuchsreihe für 15 Minuten mit
synthetischer Luft belüftet. Der pH-Wert des BG-11 Mediums wurde auf Grund der Ergebnisse
in Kapitel 4.2 mit Kaliumhydroxid auf 7,5 angepasst. Neben dem Abbauverhalten wurden in
allen Versuchsreihen das Wachstumsverhalten und der Nährstoffabbau von Nitrat und
Phosphor analysiert.
Die nachstehende Tabelle 30 veranschaulicht die Versuchsbedingung.
Tabelle 30- Legende der Versuchsreihen im Spurenstoffgemisch
1.0 BG-11 + Mikrogrünalgen 2.0 BG-11
1.1 BG-11 + Mikrogrünalgen + Gemisch 2.1 BG-11 + Gemisch
95
4.4.1 Methodenbeschreibung und Kalibration des Spurenstoffgemischs
Die Entwicklung der Methode für das Spurenstoffgemisch wurde am LC-MS des Fachgebietes
Instrumentelle Analytische Chemie der Universität Duisburg-Essen (Agilent 1100 und Agilent
6120B, Agilent Technologies, Inc.) in Analogie zu den Einzelstoffen mit einer Flussrate von
0,4 mL/min, einer Säulentemperatur von 300°C und der Trennsäule Coulmn RP Kinetex C18
(5µm 100A, 15cm x 3cm) unter Anwendung der Elektrospray Ionisation (ESI, positiv)
durchgeführt. Die Lösungsmittel Wasser und Methanol wurden wie in Tabelle 14 angewandt
(Vgl. Kapitel 4.2.1). Der Scanbereich innerhalb des Massenspektrometers belief sich auf 100
bis 300 m/z. Mit der SIM-Methode wurden in der Integration die Fragmente der Einzelstoffe
ausgewertet (Vgl. Kapitel 4.2.1 und Kapitel 4.3.1).
Tabelle 31- Auswertung zur Güte der Kalibration nach Molt [2014] des Spurenstoffgemischs im BG-11
Medium
DCF SMX CMZ
Anzahl der Proben [n] 5 5 9
Anzahl der Messungen 3 3 3
Offset (a) 1.970,45 181.301,97 9.411,96
Steigung (b) 16.193,02 40.984,49 1.448.580,60
Korrelationskoeffizient [R2] 0,9937 0,9966 0,9996
VerfStd 0,04 0,028 0,008
Rel_VerfStd [%] 8,7 6,3 2,3
Nachweisgrenze [mg/L] 0,079 0,056 0,012
Erfassungsgrenze [mg/L] 0,154 0,109 0,024
Bestimmungsgrenze [mg/L] 0,311 0,221 0,047
Konzentrationsgleichung y=b*x+a
Die Kalibration für die vorliegenden Versuchsreihen wurde mit einer Standardlösung des
Spurenstoffgemischs im Nährmedium (BG-11 ohne NaHCO3) in einem Konzentrationsbereich
von 0,05 bis 1 mg/L angesetzt und analysiert. Die Ermittlung der Kalibration und die
Kalibrationsgleichung wurde analog zum Spurenstoff DCF (vgl. Kapitel 4.2.1) nach DIN 32645
2008-11 durchgeführt. Tabelle 31 veranschaulicht die Güte der Kalibration des
Spurenstoffgemischs. Neben der Nachweis-, Erfassungs- und Bestimmungsgrenze wurde der
Korrelationskoeffizient R2 bestimmt. Dieser konnte einen starken linearen Zusammenhang (R2
~1) zwischen der integrierten Peakfläche zur Konzentration aufzeigen.
96
Im Gegensatz zu den Einzelstoffen wurde leidglich eine Kalibration für die Versuchsreihen des
Gemischs ausgewertet.
Durch die Erstellung der externen Kalibrationen sind geringe Abweichungen in den
Ergebnissen möglich. Dies ist vor allem dadurch bedingt, dass die Mikrogrünalgen die Matrix
des BG-11 Mediums während der Versuchsreihe fortlaufen ändern, da die Mikrogrünalgen
vorhandene Nährstoffe für deren Wachstum assimilieren.
4.4.2 Ergebnisse des Spurenstoffgemischs
Jede Versuchsreihe wurde am selben Tag mit der untersuchten Mikrogrünalge beimpft und
analysiert. Der pH-Wert wurde zu Beginn der Versuchsreihen auf 7,5 mit Kaliumhydroxid
eingestellt und verlief während der gesamten Versuchslaufzeit konstant. Neben dem pH-Wert
wurde die Temperatur der Proben während der Versuchsdurchführung kontinuierlich gemessen
und ausgewertet. Tabelle 32 fasst die Ergebnisse des pH-Wertes und der Temperaturwerte
innerhalb der Versuchsreihen zusammen.
Tabelle 32- Vergleich des pH-Wertes und der Temperaturergebnisse der Untersuchungen im
Spurenstoffgemisch
V1 V2 V3 V4 V4_WDH Dunkel
pH- Wert 7,5 ± 0,1 7,5 ± 0,2 7,5 ± 0,1 7,5 ± 0,2 7,5 ± 0,1 7,5 ± 0,4
Temperatur 23 ± 0,3 23 ± 0,2 23 ± 0,4 23 ± 0,2 23 ± 0,3 24 ± 0,5
4.4.2.1 Nährstoffbestimmung des Spurenstoffgemischs
Einen Überblick über die Nährstoffbestimmung der Versuchsdurchführungen zum
Abbauverhalten von einem Spurenstoffgemisch liefert Tabelle 33. Die beiden untersuchten
Nährstoffe Nitrat und Phosphor konnten, trotz regressiver Wachstumsrate, in nahezu allen
durchgeführten Versuchsreihen assimiliert werden.
Mit einer höheren Anfangskonzentration von Algenzellen konnte kein höherer Nährstoffabbau
beobachtet werden. Ebenfalls konnte bei der wiederholten Zugabe der Spurenstoffe mit
derselben Algenkultur keine erhöhte Nährstoffaufnahme ermittelt werden. Im Rahmen der
Nährstoffbestimmung im Dunkelversuch, konnte ebenfalls eine Aufnahme von Nitrat und
Phosphor analysiert werden.
97
Tabelle 33- Ergebnisse der Nährstoffbestimmung im Spurenstoffgemisch
Probe CStart NO3-N
[mg/L]
CEndeNO3-N
[mg/L]
CStart TP
[mg/L]
CEnde TP
[mg/L]
Abbaurate [%]
NO3 TP
V1_1.0 4,36 3,41 7,22 6,83 22 5
V1_1.1 5,95 5,37 6,92 6,89 10 0
V2_1.0 6,04 2,29 7,09 6,65 62 6
V2_1.1 9,06 2,38 7,64 5,61 74 27
V3_1.0 13,10 5,55 10,10 7,89 58 22
V3_1.1 9,91 3,16 13,54 10,10 68 25
V4_1.0 6,98 2,03 8,78 9,95 71 -13
V4_1.1 7,33 1,61 9,47 9,22 78 3
V4_1.0_Adaption 6,40 2,30 5,63 4,94 64 12
V4_1.1_Adaption 7,26 2,10 5,88 5,10 71 13
Dunkel_1.0 6,38 5,27 7,29 5,57 17 24
Dunkel_1.1 5,90 4,18 7,42 6,45 29 13
4.4.2.2 Ergebnisse der Chlorophyll-a Analyse des Spurenstoffgemischs
Wie Tabelle 34 entnommen werden kann, ist die leicht regressive Wachstumsbildung in den
untersuchten Versuchsreihen nahezu identisch. Obwohl V1 im Vergleich zu den anderen
Versuchsreihen mit unterschiedlichen Startkonzentrationen der drei untersuchten Spurenstoffe
durchgeführt wurde, ist kein gravierender Unterschied analysiert worden.
Auffallend ist, dass der Einbruch der Mikrogrünalgenkultur in den Proben ohne injiziertes
Spurenstoffgemisch, ausgenommen von dem Dunkelversuch, stärker ausfallen. Dies kann mit
der fehlenden Kohlenstoffquelle in den 1.0 Proben jeder Versuchsreihe begründet werden. In
den Proben, in denen das Spurenstoffgemisch injiziert wurde, dienen die organischen
Spurenstoffe als Kohlenstoffquelle. Für den starken Einbruch des Chlorophyll-a Gehalts beim
Dunkel-Versuch ist die fehlende Photosyntheseleistung bedingt durch die heterotrophe
Durchführung der Versuchsreihe (24 Std. Dunkelheit) verantwortlich. Die regressiven
Wachstumsraten von V4 und V4_WDH verlaufen annähernd identisch. Hier war eine Adaption
der Mikrogrünalgen im Sinne einer Optimierung der Wachstumsbildung zu erwarten.
Im Allgemeinen scheint das Spurenstoffgemisch leidglich einen minimalen negativen Einfluss
auf die Mikrogrünalgen auszuüben. Diese Hypothese muss im Weiteren mit der Zellzählung
verifiziert werden.
98
4.4.2.3 Ergebnisse der Zellzählung des Spurenstoffgemischs Tabelle 34- E
rgebnisse der Chlorophyll-a A
nalyse in normierte D
arstellung im Spurenstoffgem
isch
Aufen
thaltszeit [h
] 0
7
24
31
48
55
72
79
96
103
Wach
stum
[%]
V1
1.0
1
,00
1,0
0
0,9
4
0,9
1
0,8
9
0,8
7
0,8
5
0,8
3
0,8
3
0,8
3
-17,0
9
1.1
1
,00
1,0
0
0,9
6
0,9
6
0,9
3
0,9
1
0,9
0
0,8
8
0,8
7
0,8
6
-13,8
7
V2
1.0
1
,00
1,0
3
0,9
9
0,9
3
0,9
0
0,9
5
0,8
7
0,7
6
0,8
4
0,8
4
-15,8
8
1.1
1
,00
1,0
0
1,0
0
0,9
4
0,9
0
0,8
8
0,8
8
0,8
8
0,8
7
0,8
6
-13,5
1
V3
1.0
1
,00
1,0
8
0,8
6
0,7
1
0,9
4
0,9
4
0,9
2
0,9
0
0,8
5
0,9
1
-9,2
8
1.1
1
,00
0,9
6
0,8
4
0,9
8
0,7
6
0,8
2
0,8
6
0,8
9
1,0
0
1,0
3
3,1
8
V4
1.0
1
,00
0,9
9
1,0
2
1,0
2
0,9
9
0,9
4
0,9
2
0,8
9
0,8
8
b.
-12,0
2
1.1
1
,00
1,0
6
1,0
1
1,0
2
1,0
1
0,9
5
0,9
7
0,9
6
0,9
4
b.
-6,0
8
1.0
_A
dap
tion
1,0
0
0,9
9
1,0
0
1,0
2
1,0
3
0,9
8
0,8
8
0,8
6
0,8
7
0,8
4
-15,9
9
1.1
_A
dap
tion
1,0
0
1,0
0
0,9
8
0,9
4
0,9
4
0,9
7
0,9
4
0,9
3
0,9
2
0,9
2
-8,4
9
Du
nkel
1.0
1
,00
0,9
8
1,0
4
1,0
4
1,0
1
0,9
3
0,9
4
0,8
8
0,8
6
0,8
0
-19,8
2
1.1
1
,00
1,0
6
0,9
3
1,0
1
0,8
5
0,8
1
0,7
9
0,7
8
0,7
5
0,7
4
-26,4
5
b. =
neu
e Beim
pfu
ng
99
Die Zellzählung zur Bestimmung der Wachstumsbildung der untersuchten Mikrogrünalge
wurde nach Kapitel 3.7 durchgeführt. Die Zusammenfassung der normierten Ergebnisse zur
Zellzählung ist Tabelle 35 zu entnehmen.
In den phototrophen Versuchsreihen (V1 bis V4) konnten in dem Spurenstoffgemisch
injizierten Proben ein Anstieg der Biomasse analysiert werden. In den Proben in denen die
Mikrogrünalge ohne Kohlenstoffquelle (ohne organisches Spurenstoffgemisch) vorlag, wurde
ein leicht regressives Wachstumsverhalten beobachtet.
Die regressive Biomassenbildung der Mikrogrünalgenkultur im Dunkelversuch, kann mit der
fehlenden Lichtenergie und der damit verbundenen mangelnden Photosyntheseleistung erklärt
werden. Im Wiederholungsversuch V4, in dem in dieselbe Algenkultur erneut ein
Spurenstoffgemisch (je 100 µg/L) zugeführt wurde, konnte eine Adaption an das
Umgebungsmedium und somit an das Spurenstoffgemisch beobachtet werden, so dass in der
zweiten Periode der Versuchsreihe eine Optimierung der Biomassenbildung im Vergleich zur
ersten Periode der Versuchsreihe ermittelt werden konnte.
Dies Hypothese, dass das Spurenstoffgemisch einen leicht negativen Einfluss auf das
Wachstumsverhalten der Mikrogrünalge ausübt, kann mit den Ergebnissen der Zellzählung
nicht bestätigt werden. Im Gegenteil, in der Zellzählung konnte eine Wachstumsbildung
analysiert werden.
100
Tabelle 35- E
rgebnisse der Zellzählung in norm
ierte Darstellung im
Spurenstoffgemisch
Au
fenth
altszeit [h]
0
7
24
31
48
55
72
79
9
6
10
3
Wach
stum
[%]
V1
1.0
1
,00
1,0
0
0,8
9
1,0
4
0,8
7
0,9
1
0,8
2
0,8
7
0,8
2
0,8
9
-11,1
1
1.1
1
,00
1,0
1
1,0
4
0,9
6
0,8
7
0,9
3
0,8
9
0,9
7
0,9
0
1,0
5
4,9
2
V2
1.0
1
,00
1,2
6
1,1
6
1,0
0
1,0
5
1,0
5
1,0
5
0,9
5
1,1
1
0,9
5
-5,2
6
1.1
1
,00
1,1
0
1,0
2
1,0
3
1,0
3
1,1
3
1,0
2
1,0
5
1,0
0
1,0
3
3,1
7
V3
1.0
1
,00
0,9
6
0,7
9
0,9
4
0,8
2
0,9
1
0,7
2
0,9
6
0,9
9
0,9
3
-7,3
5
1.1
1,0
0
1,0
2
0,9
5
0,9
6
1,0
0
0,9
4
0,9
9
1,0
6
1,0
8
1,0
1
0,9
2
V4
1.0
1
,00
1,2
1
1,0
4
1,1
4
0,8
9
1,0
7
1,0
4
1,0
4
0,9
6
b.
-3,5
7
1.1
1
,00
1,1
6
1,1
4
1,1
6
1,0
9
1,1
1
1,0
4
1,0
4
1,0
4
b.
4,2
6
1.0
_A
dap
tion
1,0
0
1,0
6
0,9
4
0,9
4
0,9
4
0,8
1
1,1
3
1,0
6
1,0
0
1,0
0
0,0
0
1.1
_A
dap
tion
1,0
0
0,9
1
0,9
4
0,7
9
0,9
1
1,0
4
1,0
4
1,0
2
1,0
2
1,0
9
8,5
1
Du
nkel
1.0
1
,00
0,9
5
0,8
9
0,7
9
0,8
9
0,8
4
0,8
4
0,8
4
0,7
9
0,7
4
-26,3
2
1.1
1
,00
0,8
3
0,8
5
0,7
8
0,7
8
0,8
5
0,8
0
0,7
8
0,7
8
0,7
8
-22,0
3
b. =
neu
e Beim
pfu
ng
101
4.4.2.4 Ergebnisse der LC-MS Analyse des Spurenstoffgemischs
Zur Ermittlung des Abbauverhaltens von einem Spurenstoffgemisch unter Anwendung von
Mikrogrünalgen, wurde nach Kapitel 3.10 die Flüssigkeitschromatographie in Kombination mit
einem Massenspektrometer angewandt. Für eine qualitative Auswertung der Ergebnisse
wurden alle Proben, wie bei den Einzelstoffen, in dreifach Bestimmung analysiert. Aus den
daraus resultierenden neun Einzelmessungen, wurde der höchste und niedrigste Wert entfernt
und die mittlere Abbaurate der untersuchten Spurenstoffe ermittelt.
Wie schon bei den Einzelstoffen wurde im Hinblick auf eine algenspezifische Elimination im
reinen Kulturmedium das Verhältnis zwischen Algenzellen und Bakterien ausgewertet. Hierbei
konnten im Durchschnitt 4 Prozent Bakterien im Algengemisch bei den phototrophen
Versuchsreihen beobachtet werden. Die Anzahl der Bakterien belief sich im Referenzmedium
auf dieselbe Bakterienanzahl (± 8 Prozent), so dass die Abbaueffizienz des Referenzmediums
(vgl. Tabelle 36; Probe 2.1) von der des Algengemischs (=Mikrogrünalgen inkl. Bakterien)
(vgl. Tabelle 36; Probe 1.1) subtrahiert und die daraus resultierende spezifische Abbaueffizienz
der Mikrogrünalge errechnet werden konnte (vgl. Tabelle 36). Im Gegensatz dazu hat sich die
Bakterienanzahl beim heterotrophen Versuch, in denen die Probenflaschen während der
kompletten Versuchsdauer in einer abgedichteten Kiste standen, verdreifacht, so dass sich im
Durchschnitt 9,5 Prozent Bakterien im Algengemisch befanden. Die Eliminationsrate der
untersuchten organischen Spurenstoffe, sowie deren Geschwindigkeitskonstanten k, welche
analog zum Geschwindigkeitsgesetz zur Reaktion pseudo erster Ordnung nach Kapitel 3.11
ermittelt wurden, wird in der nachstehenden Tabelle 36 dargestellt.
102
Tabelle 36- Prozentuale Eliminationsraten und Geschwindigkeitskonstante k des Spurenstoffgemischs
Probe Eliminationsrate Geschwindigkeitskonstante
1.1
[%]
2.1
[%]
Alge spez.
[%]
1.1
[s-1]
2.1
[s-1]
Alge spez.
[s-1]
DCF
V1 -51,98 ± 4 -21,14 ± 3 -30,84 ± 4 0,00600 0,00200 0,00300
V2 -54,59 ± 5 -22,46 ± 5 -32,13 ± 5 0,00600 0,00200 0,00300
V3 -55,67 ± 5 -22,13 ± 2 -33,54 ± 5 0,00700 0,00200 0,00400
V4 -53,00 ± 6 -20,28 ± 5 -32,72 ± 6 0,00700 0,00200 0,00400
V4_Adaption -60,81 ± 4 -20,53 ± 5 -40,28 ± 5 0,01000 0,00200 0,00700
Dunkel -55,00 ± 5 -51,99 ± 5 -3,02 ± 5 0,00800 0,00700 0,00050
SMX
V1 -21,66 ± 3 -11,03 ± 1 -10,63 ± 3 0,00200 0,00100 0,00100
V2 -21,81 ± 2 -9,95 ± 2 -11,86 ± 2 0,00200 0,00090 0,00100
V3 -17,35 ± 1 -3,90 ± 1 -13,45 ± 1 0,00200 0,00040 0,00100
V4 -13,71 ± 2 -0,62 ± 1 -13,09 ± 2 0,00100 0,00003 0,00100
V4_Adaption -24,19 ± 2 -7,17 ± 1 -17,02 ± 2 0,00300 0,00050 0,00200
Dunkel -24,55 ± 2 -21,06 ± 2 -3,49 ± 2 0,00200 0,00200 0,00020
CMZ
V1 -7,39 ± 1 -1,40 ± 1 -5,99 ± 1 0,00070 0,00004 0,00050
V2 -7,82 ± 5 0,00 ± 2 -7,82 ± 5 0,00090 0,00000 0,00090
V3 -10,01 ± 2 -0,62 ± 2 -9,39 ± 2 0,00090 0,00005 0,00080
V4 -14,52 ± 3 -5,91 ± 5 -8,61 ± 5 0,00200 0,00070 0,00100
V4_Adaption -20,78 ± 2 -9,92 ± 2 -10,87 ± 2 0,00300 0,00100 0,00100
Dunkel 1,34 ± 3 3,64 ± 3 0,00 ± 3 - - -
Bei Versuchsreihe 1 wurden im Gegensatz zu den darauffolgenden Untersuchungsreihen
unterschiedlich hohe Anfangskonzentrationen der Spurenstoffe zugeführt (DCF = 470 µg/L;
SMX = 1.810 µg/L und CMZ 370 µg/L). Trotz des Überschusses an SMX Molekülen wurde
DCF schneller und effektiver eliminiert (vgl. Tabelle 36). Zudem lässt sich im Vergleich zu
den weiteren phototrophen Versuchsreihen (V2 bis V4) keine starke Varianz in den
Eliminationsraten erkennen, somit lässt sich die Hypothese in Kapitel 4.2, dass die
Eliminationsleistung der Mikrogrünalgen konzentrationsunabhängig ist, bestätigen.
In allen Versuchsdurchführungen konnte eine Elimination der drei Pharmazeutika DCF, SMX
und CMZ ermittelt werden. Die Eliminationsraten im Algengemisch sind wie bereits bei den
Einzelversuchen (vgl. Kapitel 4.2.2.4 und Kapitel 4.3.2.4) höher als die spezifische
Eliminationsraten der Mikrogrünalgen. Diese Differenz liegt an den bereist zuvor erwähnten
vorliegenden Bakterien im Algengemisch, die mit den Mikrogrünalgen eine Symbiose
103
eingehen. Diese Symbiose ist für die verfahrenstechnische Umsetzung sehr bedeutsam und wird
in Kapitel 5 nochmals aufgegriffen.
Abbildung 22 veranschaulicht beispielhaft für Versuchsreihe 3 die symbiotische Wirkung
bezogen auf die Eliminationsleistung der einzelnen pharmazeutischen Wirkstoffe im
Spurenstoffgemisch.
Abbildung 22- Vergleich der Abbaukurven und der Geschwindigkeitskonstante k der einzelnen
Spurenstoffparameter im Spurenstoffgemisch für das Algengemisch mit der spezifischen Elimination der
Mikrogrünalge für Versuchsreihe 3 (n = 10 aus 70 EW; auf die Darstellung der Standardabweichung
(Std.AW) wird aus Übersichtsgründen verzichtet; Std.AW= 1 bis 5%)
Darüber hinaus zeigt Abbildung 22, dass DCF im Verhältnis zu CMZ und SMX wesentlich
schneller eliminiert werden kann (vgl. zudem Tabelle 36). Dies liegt an der chemischen
Zusammensetzung der Wirkstoffe (vgl. Tabelle 3). DCF weist gegenüber CMZ und SMX eine
Carboxylgruppe (COOH) auf, die sich leichter als Kohlenstoffquelle fixieren lässt. SMX
dahingegen hat neben dem aromatischen Ring ein Isoxazol-Ring. Dieser ist wiederum leichter
aufzubrechen als das stabile Bindungssystem der aromatischen Ringe von CMZ.
Zudem ist DCF polarer als das Antibiotika SMX und SMX wiederum polarer als das
Antiepileptikum CMZ. An Hand der Stoffeigenschaft der organischen Spurenstoffe lässt sich
schließen, dass mit steigender Instabilität und Polarität die Eliminationsleistung der
0,40
0,50
0,60
0,70
0,80
0,90
1,00
0 20 40 60 80 100
Ct/C
0
Aufenthaltszeit [Std]
ct= c0*e-kt
DCF_Algen spez
DCF_Algengemisch
SMX_Algen spez
SMX_Algengemisch
CMZ_Algen spez
CMZ_Algengemisch
104
Mikrogrünalge steigt. Diese Hypothese müsste im Rahmen von weiteren Forschungsvorhaben
bezogen auf die Vielfalt von Spurenstoffen verifiziert werden.
Neben der Bedeutung der Stoffeigenschaft liefern die durchgeführten Versuche die Erkenntnis,
dass die Lichtzufuhr und die damit einhergehende Photosyntheseleistung einen wesentlichen
Einfluss auf die Eliminationsrate der Mikrogrünalge hat. Der heterotrophe Versuch („Dunkel“)
zeigt, dass die Mikrogrünalge trotz vorliegender organischer Kohlenstoffquellen, gegeben
durch die pharmazeutischen Spurenstoffe, lediglich zu einem geringfügigen kleinen Anteil
eliminieren kann.
Die Einzelversuche des Spurenstoffparameters DCF (vgl. Kapitel 4.2) zeigten, dass eine
Optimierung der Eliminationsleistung mit steigender Algenkonzentration möglich ist. Um diese
Optimierungsmöglichkeit im Spurenstoffgemisch abzubilden, wurde die Algenkonzentration
von V2 zu V3 um das Vierfache erhöht (V2 = ~13 mg/L; V3 = ~48 mg/L). Tabelle 36
veranschaulicht, dass die Eliminationsleistung in Bezug auf die Steigung der
Algenkonzentration keinen wesentlichen Optimierungseffekt aufzeigt. Die Abbildungen 23
und 24 veranschaulicht den schwachen Optimierungsprozess im Spurenstoffgemisch nochmals
im Verhältnis zu den Einzelversuchen des Spurenstoffparameters DCF. Hier wurden die
Versuche V2 bis V4 (V4 lediglich die erste Versuchsperiode) für das Spurenstoffgemisch und
die Versuche V4 bis V6 aus den Einzelversuchen von DCF (vgl. Kapitel 4.2) aufgetragen.
Abbildung 23- Zusammenhang zwischen Chlorophyll-a Gehalt und spezifischer Eliminationsrate der
Mikrogrünalge im Spurenstoffgemisch und beim Spurenstoffparameter DCF
R² = 0,9682
R² = 0,7005
R² = 0,9388
R² = 0,96890,0
5,0
10,0
15,0
20,0
25,0
30,0
35,0
40,0
45,0
50,0
0 10 20 30 40 50 60
Chlo
rop
hyll
-a G
ehal
t m
g/L
]
Eliminarionsrate [%]
DCF
SMX
CMZ
DCF_Einzelversuche
105
Abbildung 24- Zusammenhang zwischen Algenzellen und spezifischer Eliminationsrate der
Mikrogrünalge im Spurenstoffgemisch und beim Spurenstoffparameter DCF
Bedingt durch die geringe Optimierungsmöglichkeit bezogen auf die Algenkonzentration
wurde in V4 derselben Algenkultur wiederholt das Spurenstoffgemisch als Kohlenstoffquelle
zur Verfügung gestellt. Hierzu wurden die Mikrogrünalgen am Ende der ersten
Versuchsperiode von V4 zentrifugiert und dem frischen Kulturmedium mit dem
Spurenstoffgemisch (je 100 µg/L) zugegeben. Nach der zweiten Versuchsperiode ließen sich
höhere spezifische Eliminationsraten als auch Eliminationsraten im Algengemisch bei allen
drei Spurenstoffparametern feststellen (vgl. Tabelle 36 und Abbildung 25). An Hand der
Ergebnisse lässt sich schließen, dass sich die vorherrschenden Mikrogrünalgen an das
organische Spurenstoffgemisch adaptieren lassen.
R² = 0,9443R² = 0,6452
R² = 0,9075
R² = 0,9867
0,0
1,0
2,0
3,0
4,0
5,0
6,0
7,0
8,0
9,0
10,0
0 10 20 30 40 50 60
Alg
enze
llen
[M
io.Z
elle
n/m
L]
Eliminationsrate [%]
DCF
SMX
CMZ
DCF_Einzelversuche
106
Abbildung 25- Spezifische Abbaukurven und Geschwindigkeitskonstante k der einzelnen Spurenstoffparameter im Spurenstoffgemisch der Mikrogrünalge für Versuchsreihe 4 mit a) erster Versuchsperiode (Adaptionsphase; n= 9 aus 63 EW) und b) zweiter Versuchsperiode nach wiederholter Zugabe des Spurenstoffgemischs derselben Algenkultur (n=10 aus 70EW)
kDCF = 0,004
kSMX = 0,001
kCMZ = 0,001
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0,9
1,0
0 20 40 60 80 100
Ct/C
0
Aufenthlatszeit [Std]
ct= c0*e-kt
DCF
SMX
CMZ
kDCF = 0,01
kSMX = 0,003
kCMZ = 0,003
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0,9
1,0
0 20 40 60 80 100
Ct/C
0
Aufenthlatszeit [Std]
ct= c0*e-kt
DCF
SMX
CMZ
a)
b)
107
4.4.2.5 Nachweis zum Verbleib des Spurenstoffgemischs
Die Ergebnisse der LC-MS Analyse konnten eine Elimination des Spurenstoffgemischs
aufzeigen. Infolgedessen wurde der Verbleib des Spurenstoffgemischs mit den Analysen zur
Adsorption und Absorption nach Kapitel 3.13 durchgeführt (vgl. Abbildung 20).
Tabelle 37- Nachweis zum Verbleib der Spurenstoffparameter im Spurenstoffgemisch
Probe Adsorption [%] Absorption [%]
DCF
V1 0,89 0,00
V2 0,43 0 bis 0,02
V3 0,39 0,00
V4 - -
V4_Adaption 0,42 0,04 bis 0,07
Dunkel 1,17 0,00
SMX
V1 0,30 0,02
V2 3,51 0,00
V3 3,58 0,00
V4 - -
V4_Adaption 2,19 0,00
Dunkel 3,79 0,02 bis 0,18
CMZ
V1 0,88 0,00
V2 0,34 0 bis 0,08
V3 0,11 0,00
V4 - -
V4_Adaption 0,49 0,09 bis 1,1
Dunkel 0,43 0,02 bis 0,03
Tabelle 37 zeigt die prozentuale Wiederfindung der Spurenstoffparameter in den einzelnen
Versuchsreihen. In allen Versuchsreihen zeichnet sich ab, dass lediglich ein geringer Anteil der
Spurenstoffe mittels der Analysen der Adsorption und Absorption wiederzufinden war.
Folglich liegen die Einzelstoffe des Spurenstoffgemischs nicht mehr in ihrer Ursprungsform
vor. Ob eine Verstoffwechselung oder eine Transformation der organischen Spurenstoffe
vorliegt, muss in Forschungsvorhaben außerhalb der vorliegenden Dissertation eingehender
untersucht werden.
108
4.4.3 Schlussfolgerungen aus den Versuchen zum Abbauverhalten des
Spurenstoffgemischs
Die organischen Spurenstoffparameter DCF, CMZ und SMX wurden bedingt durch ihre hohen
Verbrauchsmengen, ökotoxischen Wirkungen auf Organsimen und auf Grund ihres
Vorkommens im Oberflächengewässer mit Konzentrationen über 0,1 µg/L in den vorliegenden
Laborstudien als Gemisch untersucht (vgl. Kapitel 2.4). Ziel innerhalb der vorliegenden
Laborstudien war das Abbauverhalten der Einzelstoffe im Spurenstoffgemisch unter
Anwendung der vorliegenden Mikrogrünalgen zu untersuchen. Ferner wurde der Einfluss des
Spurenstoffgemischs auf das Wachstumsverhalten, sowie die Nährstoffabnahme von Nitrat und
Phosphor analysiert und ausgewertet.
Mit vier phototrophen Versuchsreihen sollte das Anwendungspotential von Mikrogrünalgen
bezogen auf das Abbauverhalten des Spurenstoffgemischs ermittelt werden. Die Ergebnisse
konnten zeigen, dass Spurenstoffe, ähnlich wie bei den weiterführenden Reinigungsverfahren,
unterschiedlich gut eliminiert werden. So konnte herausgestellt werden, dass die
Eliminationsrate der Mikrogrünalge für einen Spurenstoff mit steigender Instabilität, bezogen
auf das Bindungssystem der Molekülstruktur, und steigender Polarität steigt. Demzufolge
wurde DCF effektiver eliminiert als die beiden anderen Spurenstoffparameter SMX und CMZ
und SMX effektiver als CMZ.
Um herauszufinden, ob die Photosynthese einen Einfluss auf die spezifische
Eliminationsleistung der Mikrogrünalge hat, wurde die fünfte Versuchsreihe unter
heterotrophen Bedingungen (24 Std. Nacht) durchgeführt. Trotz der organischen Spurenstoffe,
welche der Mikrogrünalge als Kohlenstoffquelle zur Verwendung vorlagen, konnte lediglich
ein geringfügiger Anteil der Einzelstoffe im Spurenstoffgemisch eliminiert werden. Daraus
lässt sich schließen, dass Lichtzufuhr einen wesentlichen Betriebsparameter bei der
Spurenstoffelimination unter Anwendung von Mikrogrünalgen darstellt.
Versuchsreihe 1 wurde mit unterschiedlichen Konzentrationen innerhalb der Einzelstoffe in
Spurenstoffgemisch durchgeführt (DCF = 470 µg/L; SMX = 1.810 µg/L und CMZ 370 µg/L).
Bedingt durch annährungsweise ähnliche Eliminationsraten im Vergleich zu den phototrophen
Versuchsreihen V2 bis V4, wurde auf eine Konzentrationsunabhängigkeit bei den
Eliminationsraten geschlossen.
Um eine mögliche Abhängigkeit zwischen Algenbiomasse und Eliminationsrate zu bestimmen,
wurde V2 mit V3 unter Gesichtspunkten der unterschiedlichen Algenkonzentrationen und den
resultierenden Abbauverhalten verglichen. Hierbei konnte im Verhältnis zu der Optimierung
109
der Eliminationsleistung, bezogen auf die Algenkonzentration beim Einzelstoff DCF (vgl.
Kapitel 4.2), ein geringes Optimierungspotential beobachtet werden.
Aus diesem Grund wurde in V4 derselben Algenkultur wiederholt das Spurenstoffgemisch
vorgelegt, um eine mögliche Adaption der Mikrogrünalgen an das organische
Spurenstoffgemisch zu ermitteln. Hierbei konnte eine verbesserte Eliminationsleistung nach
der zweiten Versuchsperiode bei allen Spurenstoffparametern im Gemisch analysiert werden,
so dass eine Adaption stattgefunden hat. Das Ergebnis lässt darauf schließen, dass
Mikrogrünalgen bei einem kontinuierlichen Versuchsaufbau Spurenstoffe mit zunehmender
Aufenthaltszeit besser eliminieren können.
Neben der Ermittlung des Abbauverhaltens wurde der Verbleib der eliminierten
Spurenstoffparameter ermittelt. Hierbei wurde mit Adsorptions- und Absorptionsversuchen
herausgestellt, dass die Spurenstoffparameter nicht mehr in ihrer Ursprungsform vorzuliegen
scheinen, so dass mögliche Transformationsprodukte oder eine Verstoffwechselung in Frage
kommen. Diese Hypothesen müssen in weiteren Untersuchungsaktivitäten außerhalb der
vorliegenden Dissertation eingehender untersucht werden.
Zugleich wurde das Wachstumsverhalten unter Anwendung der Chlorophyll-a Analyse und der
Zellzählung ermittelt. Die Ergebnisse verweisen im Allgemeinen auf ein leicht regressives bis
stationäres Wachstumsverhalten, so dass eine akute negative Auswirkung der
Spurenstoffparameter auf die Mikrogrünalgen ausgeschlossen werden kann.
Bei der Bestimmung der Nährstoffe konnte in allen durchgeführten Versuchsreihen ein
Nährstoffabbau von Nitrat und Phosphor trotz geringfügiger Biomassenbildung analysiert
werden.
Schlussfolgernd kann festgehalten werden, dass Mikrogrünalgen das Potential besitzen
organische Spurenstoffe trotz stationärer bis leicht regressiver Wachstumsbildung zu
eliminieren.
Nachstehende Tabelle 38 soll die erzielten Ergebnisse mit den Studien Zhou et al. [2014]
vergleichen. Zum Vergleich wurden die Abbauraten wie bereits in Kapitel 4.2.3 und Kapitel
4.3.3 im Algengemisch gewählt. Werden die Abbauraten mit den Literaturdaten verglichen, so
kann festgestellt werden, dass im realen Abwasser [Zhou et al., 2014] der Spurenstoffparameter
DCF bei den eingesetzten Reinkulturen nicht eliminiert werden konnte. Das Antiepileptikum
CMZ wurde bis zu 25 Prozent und SMX lediglich bei der Mikrogrünalge Chlamydomonas
reinhardtii eliminiert.
Die Abweichungen zu den Ergebnissen aus den eigens durchgeführten Laborstudien lassen sich
bedingt durch das eingesetzte Kulturmedium im Gegensatz zum realen Abwasser, aber auch
110
mit den Reinkulturen der Mikrogrünalge oder den im Abwasser leichter verfügbaren
Kohlenstoffquellen erläutern. Bei Zhou et al. [2014] sind im Gegensatz zu den eigens
durchgeführten Laborstudien weitere Spurenstoffe im Gemisch enthalten, so dass der Einfluss
der zusätzlichen Spurenstoffparameter nicht berücksichtigt wurde.
Werden die spezifischen Eliminationsraten der vorhandenen Mikrogrünalgen mit den
Ergebnissen aus der Literatur für eine Belebungsanlage einer konventionellen Kläranlage und
der weiterführenden Reinigungsverfahren verglichen (vgl. Tabelle 5), so kann festgestellt
werden, dass die Mikrogrünalge bislang keine alleinstehende Alternative zu den
weiterführenden Reinigungsverfahren darstellen kann. Werden die Abbauraten des
Algengemisches (=Mikrogrünalgen inkl. Bakterien) mit den Literaturdaten der Tabelle 5
verglichen, so können vergleichbar hohe Abbauraten, je nach Algenbiomasse, ähnlich derer in
der Belebungsanlage oder bei einem adsorptiven Reinigungsverfahren erzielt werden.
111
Tab
elle
38-
Ver
glei
ch d
er E
lim
inat
ions
rate
n de
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uren
stof
fpar
amet
er i
m S
pure
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Quel
le
Zhou e
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., 2
014
eigen
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C.
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C.
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C.
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gen
gem
isch
V1
V2
V3
V4
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asse
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7
5
pH
-Wer
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7,5
± 0
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[°C
] 25 ±
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23
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Tag
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12:1
2
20
:4
Alg
enkonze
ntr
atio
n
[Alg
enze
llen
/mL
]
4,8
*10
6
2,5
*1
06
8,6
*1
06
3,7
*1
06
1,8
*1
06
Alg
enkonze
ntr
atio
n [
mg/L
] 0,0
5
10,4
3
12,7
9
48
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21
,9
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Sta
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atio
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CF
[µ
g/L
]
470
10
0
Abbau
rate
DC
F [
%]
51,9
8*
55,1
6*
56
,89
*
54
,19
*
60
,81
*
Sta
rtkonze
ntr
atio
n C
MZ
[µ
g/L
] 0,1
3 ±
0,0
055
370
10
0
Abbau
rate
CM
Z [
%]
< 2
5
7,3
9*
7,7
7*
10
,01
*
14
,52
*
24
,19
*
Sta
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ntr
atio
n S
MX
[µ
g/L
] 0,1
38 ±
0,0
274
1.8
10
10
0
Abbau
rate
SM
X [
%]
< 2
5
0
21,6
6*
21,8
1*
17
,35
*
13
,71
*
20
,78
*
*A
bb
aura
ten
Alg
engem
isch
112
4.5 Vergleich von Abtrennungsverfahren mit unterschiedlichen
Flockungsmitteln mit der Sedimentation und Zentrifugation
Wie in Kapitel 2.8.2.3 beschrieben kann die Abtrennung der Mikroalge durch unterschiedliche
Verfahren erfolgen. Im vorliegenden Kapitel wurde mit Batchversuchen ein Vergleich
zwischen Sedimentation, Flokkulation und Zentrifugation durchgeführt. Ferner soll sowohl die
optimale Dosierung, als auch das optimale Flockungsmittel für die vorhandenen
Mikrogrünalgen bei einem pH-Wert von ~7,5 identifiziert werden.
Die Versuchsreihe umfasst pro Durchgang drei Bechergläser (SIMAX, 1000 mL) mit einem
Probenvolumen von 250 mL, die am Ende gemittelt werden. Die zu untersuchenden
Mikrogrünalgen wurden aus der Aufzucht (Kultivierung) entnommen und die
Startkonzentration mittels der optischen Dichte (vgl. Kapitel 3.8) ermittelt. Die komplette
Versuchsdurchführung betrug je Batchversuch 120 Minuten. In den ersten 60 Minuten wurde
alle 10 Minuten und im Anschluss alle 30 Minuten die optische Dichte (OD680) an der
Oberfläche der Probe analysiert, ausgewertet und verglichen.
Damit das zu untersuchende Flokkulat sich in der Algensuspension homogen verteilen kann,
wurde dieses in zwei Schritten eingerührt. Nach Zugabe des Flokkulats wurde die Probe für 2
Minuten mit 150 rpm (Schnellrührphase) und im Anschluss nochmal für 5 Minuten mit 50 rpm
(Langsamrührphase) gerührt. Nach den Rührphasen erfolgte eine Ruhephase von 120 Minuten,
in der die Probe, wie oben beschrieben analysiert wurde.
Für die Untersuchungen der Abtrennungsvariante mit Hilfe der Zentrifugation wurde eine
Laborzentrifuge der Firma Eppendorf bei 4.000 rpm angewandt. Hier wurde wie bei den
Flokkulationsversuchen in insgesamt 120 Minuten nach jeder Zentrifugationsphase, in den
ersten 60 Minuten alle 10 Minuten und im Anschluss alle 30 Minuten, die optische Dichte
(OD680) an der Oberfläche der zentrifugierten Probe ermittelt.
Beim Verfahren der Sedimentation wurde die optische Dichte (OD680) bei den Proben im
Dreifachansatz, wie beschrieben innerhalb der Zeitintervalle analysiert.
Eigenschaften wie die Zellgröße, pH-Wert des Umgebungsmediums, Dosierrate des
Flockungsmittels, sowie die Konzentration der zu flockenden Algenzellen beeinflussen die
Flockungseffizienz [Lee et al., 1998; Bilanovic et al., 1998; Papazi et al., 2010]. Aus diesem
Grund werden alle zu untersuchende Flockungsmittel (Aluminiumsulfat/ Aluminiumchlorid/
Eisen(II)-sulfat/ Eisen(II)-chlorid/ Eisen(III)-sulfat/ Eisen(III)-chlorid) im Kulturmedium BG-
11 bei einem pH-Wert von rund 7,5 mit derselben Algenkonzentration (9,5 µg/L) in den
Dosierraten 5/10/50/100/500 mg/L und 1.000 mg/L untersucht und miteinander verglichen.
113
4.5.1 Ergebnisse der Batchversuche zur Abtrennung von Mikrogrünalgen
Bei der Auswertung der unterschiedlichen Methoden zur Abtrennung (vgl. Abbildung 25 bis
Abbildung 28) der Mikrogrünalgen kann festgestellt werden, dass bei der reinen Sedimentation
die Mikrogrünalge eine geringe Abtrennungseffizienz ausübt. Dies liegt unter anderem an der
negativen Ladung der Algenzellen, die durch die Ionisierung an der Zellwand hervorgerufen
wird [Chatsungnoen & Christi, 2016]. Elektrostatische Abstoßungen verhindern bzw.
verlangsamen den Sedimentationsprozess.
Allgemein verdeutlichen die Ergebnisse, dass ein Flockungsmittel einen positiven Effekt auf
die Sedimentationsleistung aufzeigt. Während das konventionelle Sedimentationsverfahren
eine Abtrennungseffizienz von rund 16 Prozent erzielt, können unter Anwendung von
Flockungsmitteln Ergebnisse zwischen 19 bis 93 Prozent je nach Dosierrate und
Flockungsmittel erreicht werden. Dass die Flokkulationseffizienz abhängig von der Dosierung
des jeweiligen Flockungsmittels ist, wurde bereits in Harun et al. [2010] aufgezeigt und konnte
mit der vorliegenden Untersuchung bestätigt werden. Ein Artefakt spiegelt das FeSO4 wieder,
da hier die Abtrennungseffizienz bei einer Dosierrate von 500 / 1.000 mg/L wieder sinkt. Dieses
Ergebnis kann mit einem möglichen Überschuss an Fe2+-Ionen im Medium zusammenhängen,
die einen Einfluss auf die Extinktionsmessung haben. Die Laborzentrifuge konnte zwar eine
sehr hohe Abtrennungseffizienz erreichen ohne zusätzliche Flockungsmittel, jedoch sind die
Kosten in der verfahrenstechnischen Umsetzung zu hoch [Harun et al., 2010].
Die nachstehenden Abbildungen 26 bis 29 veranschaulichen die Ergebnisse der
Flockungsmittel im Einzelnen, Tabelle 39 zeigt die Stoffmengenkonzentration und die Kosten
der Flockungsmittel nach Angaben der Firma Brenntag.
114
Abbildung 26- Ergebnisse der Flockungsversuche mit Aluminiumsulfat (a) und Aluminiumchlorid (b)
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 20 40 60 80 100 120
Alg
ensu
spen
sio
n [
%]
Durchführungszeit [Min]
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 20 40 60 80 100 120
Alg
ensu
spen
sio
n [
%]
Durchführungszeit [Min]
a)
b)
115
Abbildung 27- Ergebnisse der Flockungsversuche mit Eisen(II)-sulfat (a) und Eisen(II)-chlorid (b)
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 20 40 60 80 100 120
Alg
ensu
spen
sio
n [
%]
Durchführungszeit [Min]
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 20 40 60 80 100 120
Alg
ensu
spen
sio
n [
%]
Durchführungszeit [Min]
a)
b)
116
Abbildung 28- Ergebnisse der Flockungsversuche mit Eisen(III)-sulfat (a) und Eisen(III)-chlorid (b)
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 20 40 60 80 100 120
Alg
ensu
spen
sio
n [
%]
Durchführungszeit [Min]
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 20 40 60 80 100 120
Alg
ensu
spen
sio
n [
%]
Durchführungszeit [Min]
a)
b)
117
Abbildung 29- Ergebnisse der Flockungsversuche ohne Hilfsstoffe – Zentrifugation (a) und
Sedimentation (b)
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 20 40 60 80 100 120
Alg
ensu
spen
sio
n [
%]
Zeit [Min]
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 20 40 60 80 100 120
Alg
ensu
spen
sio
n [
%]
Zeit [Min]
a)
b)
118
Tabelle 39- Stoffmengenkonzentrationen und Kosten der untersuchten Flockungsmittel
Flockungsmittel Al2(SO4)3 AlCl3 FeSO4 FeCl2 Fe2(SO4)3 FeCl3
Mikroalgenart Grünalgen
Algenkonzentration [mg/L] ~ 9,5
pH-Wert ~ 7,5
Stoffmengenkonzentration
in[mmol] bei den
Dosierraten des Flokkulats
[mg/L]
5 0,015 0,037 0,033 0,039 0,013 0,031
10 0,029 0,075 0,066 0,079 0,025 0,062
50 0,146 0,375 0,329 0,394 0,125 0,308
100 0,292 0,750 0,658 0,789 0,250 0,616
500 1,461 3,750 3,291 3,945 1,250 3,082
1000 2,923 7,500 6,583 7,890 2,501 6,165
Kosten [€/100kg]
(Firma Brenntag Stand: 21.08.2017) 65 680 55,5 k.A. 49,5 51,5
Die Ergebnisse lassen darauf schließen, dass das Flockungsmittel Eisen(II)-sulfat für ein pH-
Wert von ~7,5, einer Algenkonzentration ~9,5 µg/L und der vorhandenen Mikrogrünalgen als
das Flockungsmittel mit der höchsten Abtrennungseffizienz und mit dem geringsten
Materialeinsatz beschrieben werden kann. Obwohl hier ein Artefakt bei den höheren
Dosierraten zu beobachten ist, erzielt das Flockungsmittel mit geringer Dosierrate hohe
Abtrennungsraten und im Verhältnis zu den anderen Flockungsmitteln enthält das
Eisen(II)sulfat eine geringe Stoffmengenkonzentration. Im Kostenvergleich belaufen sich die
Kosten auf 55,50 €/100kg (Firma Brenntag, Stand: 21.08.2017). Dies liegt im mittleren
Kostenbereich im Vergleich zu den weiteren eingesetzten Flockungsmitteln (vgl. Tabelle 39).
119
5. Verfahrenstechnische Umsetzungsmöglichkeiten des Einsatzes
von Mikrogrünalgen in der weiterführenden Abwasserreinigung
Nachdem in Kapitel 4 mit den durchgeführten Laborstudien der Einsatz von Mikrogrünalgen
in der weiterführenden Spurenstoffelimination untersucht wurde und als Ergebnis die
untersuchten Spurenstoffe eliminiert werden konnten, wird in Kapitel 5 die
verfahrenstechnische Umsetzung erörtert.
In den Laboruntersuchungen war das Ziel nachzuweisen, dass Algen Spurenstoffe eliminieren
können, dazu wurde beachtet, dass das eliminieren Algen-Bakterien-Verhältnis sich so verhält,
dass die Algen im Überschuss vorliegen und die Bakterienanzahl zwischen Algengemisch und
Referenzprobe sich annähernd gleich verhält. Bei einer verfahrenstechnischen Umsetzung muss
davon ausgegangen werden, dass sich Bakterien im Allgemeinen nicht vermeiden lassen. Wie
bereits in den voran gegangenen Kapiteln (vgl. Kapitel 4.2 bis 4.4) stellt dies kein Hindernis
dar, da Bakterien und Mikrogrünalgen in Symbiose leben können. Bakterien profitieren von
der Sauerstoffproduktion der Mikrogrünalgen und diese wiederum von der
Kohlenstoffproduktion der Bakterien [Munoz & Guieysse, 2006] (vgl. Abbildung 30).
Für eine verfahrenstechnische Umsetzung sind mehrere Szenarien möglich. Diese sollen im
vorliegenden Kapitel beschrieben und diskutiert werden. Eine weitere wesentliche
Fragestellung bei der verfahrenstechnischen Umsetzung ist, wie die Algen aus dem gegebenen
System abgetrennt werden können, so dass diese nicht in die aquatische Umwelt überführt
werden (vgl. Abbildung 30). Dies wurde mit Hilfe von Literaturdaten (vgl. Kapitel 2.8.2.3) und
mit einem eigens durchgeführten Vergleich von Flockungsmitteln in Kapitel 4.5 verdeutlicht.
Die thermische Verwertung auf einer Kläranlage stellt die mögliche Verwendung der
Algenbiomasse nach der Abtrennung dar. Ferner könnte Klärschlamm unbedenklich als
Düngemittel eingesetzt werden, wenn die Hypothese der Verstoffwechselung der Spurenstoffe
unter Anwendung von Mikrogrünalgen verifiziert wird (vgl. Kapitel 4). Hierauf wird in der
vorliegenden Arbeit nicht weiter ins Detail eingegangen.
Abbildung 30- Nutzungs-Schema von Mikrogrünalgen in der Abwasserreinigung
120
Für die Implementierung der Spurenstoffelimination unter Anwendung von Mikrogrünalgen
können unterschiedliche Szenarien in Betracht gezogen werden. Wie das Beckendesign der
Mikrogrünalgen im Einzelnen technisch aussehen könnte, wird nachstehend nicht betrachtet.
Lediglich die Reihenfolge der Implementierung wird erörtert, da im Einzelfall vor Ort die
Spurenstoffelimination unter Anwendung von Mikrogrünalgen auf Effektivität,
Betriebssicherheit, Wartungsaufwand und Kosten überprüft werden muss.
5.1 Szenario A – dezentrale Spurenstoffelimination unter Anwendung von
Mikrogrünalgen
Eine mögliche Umsetzung der Spurenstoffelimination durch Anwendung von Mikrogrünalgen
stellt die dezentrale Elimination der Mikrogrünalgen dar (vgl. Abbildung 31).
Abbildung 31- Szenario A - dezentrale Spurenstoffelimination unter Anwendung von Mikrogrünalgen
Unter der dezentralen Umsetzung könnte der Einsatz von Mikrogrünalgen an Einrichtungen
mit einem hohen Spurenstoffeintrag, wie beispielsweise Industriebetriebe, Pflege-
einrichtungen oder Krankenhäuser, verstanden werden. Durch eine dezentrale Elimination
würden die Zulaufkonzentrationen der Spurenstoffe zur Kläranlage reduziert werden, so dass
die Dosiermenge der eingesetzten Hilfsstoffe (Ozon oder Aktivkohle) eingespart werden
könnten. Die damit einhergehenden Jahreskosten der weiterführenden Reinigungsverfahren
könnten dadurch gesenkt werden. Jedoch müsste die Einsparung den Investitionskosten einer
dezentralen Spurenstoffelimination mit Mikrogrünalgen gegenübergestellt werden. Das
Umweltbundesamt [UBA, 2014d] setzt bei der Thematik der Spurenstoffelimination auf einen
ganzheitlichen Ansatz, so dass Spurenstoffe, wenn möglich an der Quelle eliminiert werden
sollen. Eine dezentrale Umsetzung würde der Zielsetzung entgegenkommen. Vor allem bei
Entlastungsbauwerke, welche Mischwasser in das Oberflächengewässer entlasten, würde eine
dezentrale Reinigung sich positiv, auf die Flora und Fauna, auswirken.
121
5.2 Szenario B – zentral vorgeschaltete Spurenstoffelimination unter
Anwendung von Mikrogrünalgen
Einem weiterführenden Reinigungsverfahren eine Spurenstoffelimination mit Mikrogrünalgen
vorzuschalten, stellt eine weitere Umsetzung dar (vgl. Abbildung 32). Hierzu könnten
ungenutzte Becken auf Kläranlagen genutzt werden, um die Investitionskosten zu minimieren.
Wie bei dem dezentralen Szenario würden einzusetzende Betriebsmittel der weiterführenden
Reinigungsstufen reduziert werden können.
Abbildung 32- Szenario B – zentral vorgeschaltete Spurenstoffelimination unter Anwendung von
Mikrogrünalgen
5.3 Szenario C – zentral nachgeschaltete Spurenstoffelimination unter
Anwendung von Mikrogrünalgen
Eine nachgeschaltete Spurenstoffelimination unter Anwendung von Mikrogrünalgen (vgl.
Abbildung 33) ist lediglich dann effizient, wenn der Einsatz der weiterführenden
Reinigungsstufen nicht ausreichend effektiv ist. Die physikalischen Reinigungsverfahren
werden bedingt durch die Minderzahl an durchgeführten Pilotprojekten in Deutschland außer
Acht gelassen.
Abbildung 33- Szenario C - zentral nachgeschaltete Spurenstoffelimination unter Anwendung von
Mikrogrünalgen
122
Nachstehende Tabelle 40 veranschaulicht die Eliminationsraten der weiterführenden
Reinigungsmaßnahmen nach LANUV [2008] und die durchschnittlichen Eliminationsraten der
eigens durchgeführten Laborstudien im Algengemisch für die drei untersuchten Spurenstoff-
parameter.
Tabelle 40- Vergleich der Eliminationsraten der drei untersuchten Spurenstoffparametern nach LANUV
[2008] und der eigens durchgeführten Laborstudien
Eliminationsrate [%]
Ozon Adsorption Mikrogrünalge
DCF BG 64 55
SMX BG 87 10
CMZ BG o 18
o = Elimination konnte nicht ermittelt werden
BG = Abbau bis unter die Bestimmungsgrenze
Der Einsatz von Mikrogrünalgen ist lediglich nach der Adsorption sinnvoll, um den Eintrag der
Spurenstoffe ins Gewässer zu reduzieren, da die Konzentrationen der drei Spurenstoff-
parameter nach der Ozonung unterhalb der Bestimmungsgrenze liegen.
5.4 Szenario D – Implementierung der Spurenstoffelimination unter alleiniger
Anwendung von Mikrogrünalgen in einen Schönungsteich
Eine weitere Möglichkeit der Umsetzung stellt die Implementierung der Spurenstoffelimination
in einem Schönungsteich dar (vgl. Abbildung 34). Dieses Szenario bietet vor allem bei bereits
bestehenden Schönungsteichen und bei Kläranlagen unterhalb der Größenklasse 4, eine
Möglichkeit den Spurenstoffeintrag in das Oberflächengewässer zu reduzieren.
Abbildung 34- Szenario D - Implementierung der Spurenstoffelimination unter alleiniger Anwendung
von Mikrogrünalgen in einen Schönungsteich
123
5.5 Bewertung der Szenarien
Im Gesamtkontext der Kombination von weiterführenden Reinigungsmaßnahmen mit einer
Algenreinigung gilt zu prüfen, inwieweit sich die gesamte Leistungsfähigkeit der Verfahren
optimieren und im Hinblick auf die Betriebskosten reduzieren lässt. Diese Fragestellungen gilt
es in einem weiteren Forschungsvorhaben zu beantworten. In der nachstehenden Tabelle 41
wurden die Parameter Kosten, Praktikabilität, Aufwand, Betrieb und Technik, sowie die
mögliche Eliminationsleistung für die drei unterschiedlichen Szenarien zusammenfassend
bewertet. An Hand der Tabelle 41 lässt sich schließen, dass eine Implementierung der
Mikrogrünalgen in einem Schönungsteich die effektivste Methode darstellt.
Tabelle 41- Bewertungsmatrix der vier möglichen Umsetzungsszenarien
Kosten Praktikabilität
Aufwand, Betrieb,
Technik
Spurenstoff-
elimination
A - o -/o +
B -/o - - ++
C Ozon - - - ++
Adsorption - - - ++
D ++ ++ o +
- = ungenügend o = neutral + = gut ++ = sehr gut
124
125
6. Zusammenfassung und Ausblick
Spurenstoffe werden auf die unterschiedlichsten Arten in die Umwelt eingetragen. Ein
Eintragungspfad ist unter anderem das häusliche Abwasser, welches dafür Sorge trägt, dass die
Spurenstoffe in die Kläranlagen eingetragen werden. Die bestehende mechanisch-biologische
Reinigung auf konventionellen Kläranlagen reicht jedoch nicht aus, um diese aus dem
Abwasser zu entfernen, so dass in den Abläufen der Kläranlagen enthaltene Spurenstoffe ins
Oberflächengewässer überführt werden. Die Auswirkungen auf die aquatische Umwelt wurden
in der vorliegenden Arbeit betrachtet.
Aus den Literaturdaten zum Stand der Technik resultiert, dass die Ozonung und das
Aktivkohleverfahren Spurenstoffe weitestgehend eliminieren können. Um eine ökologische
Alternative darzustellen, wurde das Anwendungspotential von Mikrogrünalgen in der
Spurenstoffelimination mit der vorliegenden Arbeit untersucht.
Der Einsatz von Mikrogrünlagen in der Abwasserreinigung zeigt, dass Mikrogrünalgen mit den
vorliegenden aeroben Bakterien eine Symbiose eingehen können, so dass der Sauerstoffbedarf
für die Bakterien durch die Photosynthese der Mikrogrünalgen gewährleistet wird. Ferner
können restliche Inhaltsstoffe für das Wachstum der Mikrogrünalge assimiliert werden, so dass
eine Nährstoffabnahme erfolgt.
Beim Wachstumsscreening von drei unterschiedlicher Kulturmedien mit den Abläufen von drei
Kläranlagen, konnte die höchste Wachstumsrate in den Kulturmedien beobachtet werden. Hier
insbesondere im BG-11 Medium unter phototrophen und belüftete Bedingungen, so dass die
darauffolgenden Laborversuche mit den optimalen Bedingungen und dem optimalen
Kulturmedium durchgeführt wurden. Bei den Kläranlagenabläufen konnte herausgestellt
werden, dass die Matrix der Kläranlagenabläufe den Kulturmedien hinsichtlich Mikro- und
Makroelementen ähnelt. Ferner konnte mit Hilfe des Screenings herausgearbeitet werden, dass
zwischen AFS und der Zellzählung ein linearer Zusammenhang besteht, welcher bedingt durch
die individuelle Abwassermatrix auf den Kläranlagen unterschiedlich ausfallen kann.
Die Charakterisierung der Indikatorsubstanzen (Kapitel 2.4), ein Querschnitt durch die
umfangreiche Gruppe der pharmazeutischen Spurenstoffe, welche die unterschiedlichen
chemischen und physikalischen Eigenschaften repräsentieren, ermöglichte die Untersuchung
der Eliminationsfähigkeit unter Anwendung von Mikrogrünalgen.
Innerhalb der Arbeit wurden sowohl Laborversuche zum Abbauverhalten von Einzelstoffen als
auch in einem Spurenstoffgemisch durchgeführt. Hier konnte analysiert werden, dass der
126
Spurenstoffparameter Diclofenac lediglich unter der Prämisse eliminiert werden kann, wenn
keine leichter verfügbare Kohlenstoffquelle im Umgebungsmedium vorliegt.
Im Allgemeinen lässt sich festhalten, dass die Spurenstoffkonzentration einen untergeordneten
Einfluss hat. Für die hier gewählten Konzentrationen der Spurenstoffe, konnte keine
Abhängigkeit des Abbauverhaltens der Konzentration festgestellt werden. Die Reduktion der
Spurenstoffelimination, sodass diese den realen Abwasserkonzentrationen entsprechen, konnte
mit der vorliegenden Arbeit nicht abgeschätzt werden. Entsprechend ist lediglich eine Aussage
zur Wirkung der Spurenstoffkonzentrationen hinsichtlich der überhöhten Konzentrationen
möglich.
Obwohl beim Einzelstoff Diclofenac (DCF) eine Optimierung über die Algenbiomasse möglich
war, wurde beim Spurenstoffgemisch leidglich eine mäßige Optimierung beobachtet.
Gleichzeitig wurde festgestellt, dass die Eliminationsleistung durch die Aufenthaltszeit bzw.
durch Adaption verbessert werden konnte. Als weiterer Parameter wurde der Einfluss der
Lichtzufuhr auf das Abbauverhalten des untersuchten Spurenstoffgemischs evaluiert. Hier
zeigte sich, dass die Photosynthese einen wesentlichen Einfluss auf die Eliminationsleistung
der Mikrogrünalge hat. Eine heterotrophe Elimination konnte lediglich geringfügig festgestellt
werden. Die untersuchten Indikatorsubstanzen konnten aufzeigen, dass die Stoffeigenschaft
einen wesentlichen Einfluss auf die Eliminationsleistung aufzeigt. So konnte Diclofenac im
Spurenstoffgemisch effektiver abgebaut werden als die beiden anderen Spurenstoffparameter.
Beim Vergleich der Spurenstoffelimination unter Anwendung von Mikrogrünalgen mit dem
aktuellen Stand der Technik, konnte festgestellt werden, dass die Mikrogrünalgen keine
alleinstehende Alternative darstellen können. Zumindest nicht auf der Kläranlage ab einer
Größenklasse 4. Mittels einer Szenario-Analyse konnte jedoch herausgestellt werden, dass die
Implementierung der Mikrogrünalgen in einen Schönungsteich eine mögliche Umsetzungs-
strategie darstellt, die vor allem auf kleineren Kläranlagen den Eintrag von Spurenstoffen
verringern kann.
Der Abbauprozess wurde ebenfalls in der vorliegenden Arbeit untersucht. Hier dienten
Absorptions- und Adsorptionsversuche zur Aufklärung, wie die Mikrogrünalge die
Spurenstoffparameter eliminiert. Bei den Untersuchungen konnte lediglich ein geringfügiger
Anteil der Ursprungsform mit Hilfe der LC-MS Analyse detektiert werden, so dass eine
Transformation oder eine Verstoffwechselung möglich erscheint.
Bei der Ozonung sind bereits einige Transformationsprodukte (Metabolite) bekannt, ob diese
sich auch innerhalb des Mikroschadstoffabbaus mittels Grünalgen bilden, ist derzeit noch nicht
untersucht worden und kann aus diesem Grund nicht ausgeschlossen werden. Hierzu könnte
127
eine LC-MS-MS Analyse zur Identifizierung bereits bekannter Metabolite oder eine Non-
Target-Analyse für noch nicht bekannte Metabolite herangezogen werden.
Mögliche Abtrennungsverfahren, die bei einer verfahrenstechnischen Umsetzung in Frage
kommen, wurden in der vorliegenden Arbeit betrachtet. Mit Hilfe von Batchversuchen wurden
unterschiedliche Flockungsmittel mit der Sedimentation und der Zentrifugation verglichen.
Hier konnte aufgezeigt werden, dass die eingesetzte Laborzentrifuge nach 10 Minuten die
optische Dichte der Algensuspension um 70 Prozent reduziert werden konnte. Beim Vergleich
der eingesetzten Flockungsmittel, in Bezug auf Kosten und Nutzen stellte sich das Eisen(II)-
sulfat als effektivstes Flockungsmittel heraus.
Die Idee der Nutzung von Mikrogrünalgen zur Elimination von Spurenstoffen und
insbesondere von Pharmazeutika konnte mit Hilfe der vorliegenden Arbeit vorangetrieben
werden. Die unterschiedlichen Versuchsreihen konnten aufzeigen, dass Mikrogrünalgen im
Stande sind, die Spurenstoffparameter Diclofenac (DCF), Carbamazepin (CMZ) und
Sulfamethoxazol (SMX) im Einzelnen und als Gemisch im Kulturmedium BG-11 zu
eliminieren. Dennoch sind die derzeit beschriebenen Erkenntnisse nicht ausreichend, um eine
allgemeingültige Aussage zu treffen. Aus diesem Grund müssen in Zukunft weitere
Untersuchungen mit weiteren Spurenstoffen durchgeführt werden. Ferner gilt es zu überprüfen,
ob auch weitere Mikrogrünalgen im Stande sind, Spurenstoffe als Kohlenstoffquelle zu nutzen.
Hierzu könnte die Chlorophyll-Fluoreszenz ein geeignetes Analyseverfahren darstellen, um
über die Photosyntheseaktivität der Mikrogrünalge Aussagen über die optimale Algenart zu
treffen. Während die vorliegende Arbeit lediglich Grundlagenforschung zur Anwendung von
Mikrogrünalgen in der weitergehenden Abwasserreinigung darstellt, müssten in zukünftigen
Untersuchungen kontinuierliche Versuche, Großstudien und Pilotanlagen betrieben werden.
Hinsichtlich des Analyseverfahrens könnte die Methode weiterentwickelt werden, so dass die
Abtrennung der störenden Matrix beispielsweise durch Probenvorbereitung, Verdünnung der
Probe oder durch den Einsatz von isotopenmarkierten internen Standards verbessert wird.
Ferner wäre eine Optimierung hinsichtlich der Konzentrationssenkung in den einzelnen
Analyseverfahren erstrebenswert.
128
129
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Science: Processes Impacts, 2014, 16, 2018-2027
Teile der Arbeit wurden in folgenden Publikationen und auf Konferenzen veröffentlicht 2018: Boenig, J.; Zydorczyk, S.; Mietzel, T. (2018): Spannende Alleskönner, UNIKATE Universität Duisburg-Essen, Heft
51: Herausforderung, Wasserforschung, S. 70-85
2017: Zydorczyk, S.; Schmuck, S.; Kerpen, K.; Telgheder, U.; Mietzel, T.: Degradation of pharmaceutical products by
Chlorella vulgaris, IWA, Micropol & Ecohazard Conference, Wien, Östereich 17.09.-21.09.2017
Zydorczyk, S.; Schmuck, S.; Kerpen, K., Telgheder, U; Mietzel, T.: Degradation of the anti-inflammatory drug
"diclofenac" by Chlorella vulgaris, poster, 1st IWA Conference on Algal Technologies for Wastewater Treatment
and Resource Recovery, Delft, Niederlande, 16.03.-17.03.2017
2016: Zydorczyk, S.; Schmuck, S.; Mietzel, T.: Analysis of growth rates of the micro algae Chlorella vulgaris in different
culture media and waste water, 8th Eastern European Young Water Professionals Conference, Danzig, Polen 11.05.-
14.05.2016, ISBN 978-83-7493-936-2, S. 295-297
Zydorczyk, S.; Schmuck, S.; Kerpen, K., Mietzel, T.: Removal of diclofenac by Chlorella vulgaris, IWA World Water
Congress & Exhibition 2016, Brisbane, Australien, 09.10.-14.10.2016
2015: Zydorczyk, S.; Schmuck, S.; Kerpen, K.; Mietzel, T.: Removal of micro pollutants by using green algae, 7th Eastern
European Young Water Professionals Conference, Belgrad, Serbien, 17.09.-19.09.2015
![151117 Abschlussbericht FilterAK+ rev10 · TOC (engl.: total organic carbon); Gesamter organischer Kohlenstoff [mg/l] TW Trockenwetter . 1. Projektübersicht 2 FilterAK+ „Spurenstoffelimination](https://static.fdokument.com/doc/165x107/5d5e423688c993e2458bb269/151117-abschlussbericht-filterak-rev10-toc-engl-total-organic-carbon-gesamter.jpg)
