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G BetBetääubungsmaubungsmaßßnahmen und nahmen und

Blutentnahmetechniken bei FischenBlutentnahmetechniken bei Fischen

Ralf PundRalf Pund

Fachgruppe Referenzmaterial und ZertifizierungFachgruppe Referenzmaterial und Zertifizierung

BfRBfR, Berlin, Berlin

I. Betäubungsmaßnahmen bei Fischen

Indikationen, Applikationsverfahren, Wirkstoffe

II. Blutentnahmetechniken

Gefäße, Verfahren, Vor- und Nachteile, Risiken

III. Arzneimittelrechtliche Situation

VO (EWG) 2377/90, AMG

BetBetääubungsmaubungsmaßßnahmen nahmen -- IndikationenIndikationen

• Blutentnahme

• Abstreifen von Milch und Rogen zur künstlichen Vermehrung

• Diagnostische und chirurgische Maßnahmen, wie Haut- oder Kiemenabstriche, Biopsien, Blutabnahme, Röntgen, Ultraschall

• Herausfangen und Umsetzen

• Markierung („tagging“) zur späteren Identifikation

• Schlachtung oder Euthanasie

• Bestandsanalysen von Wildbeständen (Artendiversität) in Gewässern

• Experimentelle Untersuchungen in der Forschung

BetBetääubungsubungs-- und Applikationsverfahrenund Applikationsverfahren

Chemisch

Hypothermie

*Kopfschlag

*Elektrische Durchströmung(Elektroanästhesie)

Oral

Parenteral: i.a., s.c., i.v., i.m.

Über das Wasser: Narkosebad, Spray (Immersionsbetäubung)

Physikalisch

* TSchSchlacht-VO (§ 13, Anlage 3): Kopfschlag und elektrische Durchströmung bei LML-Fischen zugelassen und vor Schlachtung gesetzlich vorgeschrieben.

Ausnahmen: Ohne Betäubung dürfen Plattfische durch einen Kehl-und WS-Schnitt und Aale durch einen WS-Schnitt getötet werden (30 Stück maximal am Tag)

BetBetääubungsubungs-- und Applikationsverfahren und Applikationsverfahren -- VorVor-- und Nachteileund Nachteile

Kreislaufsysteme: Wirkung auf die Biologie im Aquarium

nicht invasiv (geringes

Verletzungsrisiko), Fisch muss nicht

fixiert sein,

rascher Wirkungseintritt

viele Tiere können direkt im

Haltungseinheit betäubt werden

gewünschte Anästhesietiefe kann

variiert werden

Immersion

(Badnarkose)

Hoher Arbeitsaufwand. Nur für große Einzelfische geeignet (Zoos)Verletzungsrisiko relativ hoch (Perforation des Darms mit Ausscheidung des Narkotikums), Nekrosen an der Injektionsstelle, teilweises Herauspressen des Narkotikums durch Schwimmbe-wegungen. Fixation bzw. Einfangen des Fisches bedingt sowieso vorhergehende Sedierung/Betäubung

Schneller Wirkeintritt (schnelle Anflutung)

Parenteral(sc, im, iv,

ia)

Hoher technischer AufwandNarkotikum löst sich in das umgebende Wasser, ungenauen Dosierung (nicht alle Fische werden erreicht), verzögerter Wirkeintritt, Akzeptanz.

Geringer StressOrale Gabe

NachteileVorteile

Temperatur

Salzgehalt bzw.

Gesamthärte (Ca, Mg)

Licht

pH-Wert

Karbonathärte

Sauerstoffgehalt

Dauer des Luftaufenthaltes

Welche Faktoren beeinflussen Narkose ?Welche Faktoren beeinflussen Narkose ?

AbiotischPhysikalisch-chemische Umwelteigenschaften

BiotischBiologische Charakteristika

der Organismen

Fischart

Größe bzw. Gewicht

Alter

Fettgehalt

Stressoren

Krankheiten

Wirkstoff

T↑ → Ind ↓

GH ↑ → Ca++↑ → WV Barbiturate

Tricain → toxisch ↑ (Licht, Salzwasser)

Tricain → neutraler pH → Ind ↓, D ↓

O2↓ → Ind ↓

Wirkstoffeigenschaften

Art des Wirkstoffs

Dosierung

Dauer

Dos ↑ → Ind ↓

Fett ↑ (Bc,Tc) → Dauer Narkose ↑ (alte, fette Fische)

Junge Fi → Stoffw ↑→ Ind ↓, Aufw ↓

Beurteilung der Narkosetiefe Beurteilung der Narkosetiefe –– Theorie und PraxisTheorie und Praxis

Opercularbewegung sistiert, Herzstillstand (irreversibler Kreislauf- und Atemstillstand)

MedullärerKollaps,

Asphyxiestadium

IV

Keine Reaktionen auf externe Reize (=Bewußtlosigkeit), Atembewegung schwach und unregelmäßig. Verlust aller Reflexe (Augendrehreflex,

Positionskorrektur). Herzfrequenz stark herabgesetzt. Längere chirurgische Eingriffe möglich. Gleichgewicht -, Muskeltonus -

chirurgische Anästhesie

IIIToleranz

Vollkommener Verlust des Muskeltonus und des Gleichgewichtes, nur noch geringe Reaktionen auf Druckreize. Herabgesetzte, jedoch

regelmäßige Atembewegungen, keinePositionskorrektur

tiefere Anästhesie

2

Teilweiser Verlust des Gleichgewichtes, Muskeltonus weiter abnehmend, Zunahme der Atembewegung, Exzitationen (oftmals ruckartiges, schnelles Hin- und Herschießen), ev. kurze Seitenlage, geringe Reaktionen auf Vibrationen oder taktile Reize, Dunkelfärbung

leichte Anästhesie

1II

Kompletter Verlust der Reaktionen auf externe Reize (außer Druckreize), Abnahme der Atembewegung, Gleichgewichtssinn

physiologisch, Muskeltonus abnehmend, aktives Schwimmen sistiert

tiefe Sedation2

Muskeltonus und Gleichgewicht physiologisch, geringer Verlust der Reaktionen auf visuelle und taktile Reize, Atembewegungen und Bewegung geringgradig abgeschwächt, Veränderung der Farbe

leichte Sedation

1I

aktives Schwimmen, Schwimmaktivität, Muskeltonus, Atem(Opercular)-Bewegungen, Gleichgewicht und Reaktionen auf externe Reize

physiologisch

Normal0

Physiologische Anzeichen undVerhaltensäußerungen des Fisches

BezeichnungEbeneNarkose-stadium

Nach Geiger 2007, verändert

Beurteilung der Narkosetiefe Beurteilung der Narkosetiefe –– Theorie und PraxisTheorie und Praxis

Bereits durch genaue Beobachtung der Schwimmbewegungen, des Verhaltens,

der Einhaltung des Gleichgewichts sowie der Frequenz und Amplitude der

Kiemendeckelbewegung in Verbindung mit der Reaktion auf von außen auf das

Tier einwirkende Berührungsreize lässt sich der Narkosezustand eines Fisches

zuverlässig beurteilen. Folgende Kriterien können bei der Beurteilung der

Narkosetiefe sicher herangezogen werden:

• Opercularbewegung (Atembewegungen)

• Schwimmfähigkeit / Schwimmaktivität

• Gleichgewicht(sverlust): Seitenlage / Rückenlage

• Reaktionen auf externe Reize: Antwort auf Berührungsreize

• Augendrehreflex (Bulbi liegen im Toleranzstadium plan)

Beurteilung der Narkosetiefe Beurteilung der Narkosetiefe –– Theorie und PraxisTheorie und Praxis

Wie bei „tief“, jedoch Sistieren der Spontanatmung, Atembewegungen setzen erst nach Hilfsmaßnahmen im

Aufwachbecken wieder ein

Zu tief, ungeeignet

Keine Bewegungen mehr, GG-Verlust (Bauch oben, Seitenlage), Atembewegungen eingeschränkt (flach, mit Pausen, stark verlangsamt). Augendrehreflex nicht mehr vorhanden

Geeignet(chirurgische Anaesthesie)

Atembewegung regelmäßig, abgeflacht. Flossenbewegung eingeschränkt, teilweiser bis vollständiger GG-Verlust, bei starkem Druck oder starker Erschütterung noch heftige

Spontanbewegungen möglich (Bf, Rf).

Ausreichend

Häufigere, abrupte Bewegungen möglich, Handhabung mit Schwierigkeiten verbunden, Teilweiser GG-Verlust

Unzureichend

Heftige Bewegungen im Narkosebecken und außerhalb, nicht zu handhaben

Unzureichend

VerhaltenKategorie bei Fischen

Quelle: Geiger 2007

Anforderung an ein ideales BetAnforderung an ein ideales Betääubungsmittel (Badnarkose)ubungsmittel (Badnarkose)

• schnelle Wirkung, untoxisch, einfach anzuwenden, gute Wasserlöslichkeit

• Kurze Einleitungsphase (3 min), gute Immobilisation und Muskelrelaxation,

schnelle, vorhersagbare und unkomplizierte Aufwachphase (10 min)

• Gut steuerbar

• geringe depressive Wirkung auf das respiratorische und kardiovaskuläreSystem

• große therapeutische Breite

• schnelle und vollständige Ausscheidung (geringe Geweberückstände und damit kurze Wartezeiten)

• stabil und lagerfähig, umweltfreundlich zu entsorgen

• sicher und ungefährlich in der Handhabung (für den Anwender)

• günstig in der Anschaffung

Wirkstoffe fWirkstoffe füür die r die ImmersionsbetImmersionsbetääubungubung bei Fischen (Beispiele)bei Fischen (Beispiele)

Tricain (Lokalanaesthetikum)

Benzocain (Lokalanaesthetikum)

Metomidat / Etomidat

Chloralhydrat

Quinaldinsulfat

2-Phenoxyethanol

Eugenol

Ketamin-HCl

Xylazin-HCl

Kombination Ketamin/Xylazin (Hellabrunner Mischung)

Tricain (Tricainmesilat, Metacain)NH2

C

O

O C2H5 x CH3SO3H

Ethyl-m-aminobenzoat-methansulfonat, Metacain, Tricainmethansulfonat, Finquel®, MS 222®

50 – 150 mg/L Wasser chirurgische

Anästhesietiefe, sedative Konzentration

zwischen 20 und 25 mg/L. Probebetäubung

angezeigt.

Rasche Aufnahme durch Diffusion über

Kiemen. Rasche Ausscheidung innerhalb

von 24 h in der acetylierten Form über Niere

(Rf).

Höhere Konzentrationen werden in kaltem

Wasser benötigt.

Steigerung der Toxizität bei erhöhten

Temperaturen, Licht und steigender

Wasserhärte (Meerwasser !)

Hohe therapeutische Breite; Vorsicht bei

juvenilen und aktive Fischarten (lachse,

Forellen). Therapeutische Breite ist hier

eng: 60 mg/l bedingt eine Narkose, 80 mg/l

jedoch tötet in 15 Minuten 80 % der Fische.

Feines weißes, geruchloses Pulver, gut wasserlöslich (saure Reaktion durch Bildung von Sulfonsäure)

Freie Base lipophil.

Stammlösung lichtgeschützt aufbewahren, bei Ansetzten Handschuhe und Mundschutz.

10 g/L; 50 - 100 ml zu 10 Liter Wasser (Probebetäubung !)

Benzocain

CO O C2H5

NH2

4 – Aminobenzoesäure-EthylesterEthyl-p-Aminobenzoat

Austestung der Konzentration für die chirurgische Anästhesietiefe (25 – 100 mg/L !). Für Bf 50 mg/L (hartes Wasser, 12 – 15°C).

Sedative Konzentration zwischen 15 und 30 mg/L

Pharmakokinetik, Wirkweise, Nebenwirkungen und Pharmakodynamikähnlich Tricain.

Geringere therapeutische Breite als Tricain Kristallines Pulver, unlöslich in Wasser, jedoch

löslich in Ethanol, Aceton oder Methanol

Lokalanästhetikum vom Ester-Typ (Oberflächenbetäubung mit schnellem Wirkungseintritt in der HM). Lipophil.

500 mg in 5 ml Azeton lösen, zu 10 Liter Wasser

Handschuhe, Mundschutz.

Was ist zu tun bei einer Überdosierung ?

Atembewegung sehr schwach oder vollständig verschwunden

1. Fische sofort in ein gut belüftetes Aufwachbad zu geben

2. Fisch mehrmals im Aufwachbad in Schwimmrichtung bewegen, um ein lang andauerndes Verbleiben des Tieres in unbeweglicher Seitenlage auf dem Boden des Behälters zu vermeiden.

3. „Wasserhahnmethode“ bei größeren Tieren: Maul unter einen laufenden Wasserhahn (am günstigsten mit Percollator) halten, bis die Schnappatmung sichtbar bzw. spürbar ist. Mit dieser Methode ist eine optimale Wasserumspülung der Kiemen gewährleistet.

Beste sichtbare Indikatoren für eine erfolgreiche Reanimation: Einsetzende Schnappatmung und beginnende Opercularbewegung.

• Wasserparameter im Betäubungsbad beachten (T°C, pH, GH°, KH°)

• Wirkstoff nicht bekannt: allmählich steigende Konzentration,Probeanwendung

• Anzahl Fische beachten

• Fütterung vor Betäubung vermeiden

• Abdecken des Betäubungsbades (Exzitationen), Belüftung

• Geschwächte Tiere und kranke Tiere beachten (Dosisreduktion)

• Stressoren vermeiden (direktes Sonnenlicht)

Beobachtung der Atmemfrequenz (langsam, gleichmäßig), keine Druckempfindlichkeit (Schwanzstiel), Augendrehreflex nicht mehr vorhanden

Allgemeine Regeln bei der Allgemeine Regeln bei der ImmersionsbetImmersionsbetääubungubung

Blutentnahme bei Fischen

I. Gefäße, die für die kontinuierliche Blutentnahme (Kathederisierung der Gefäße) geeignet sind

• Dorsale Aorta

• Ventrale Aorta

• Sinus venosus

• Schwanzgefäße (nur bei Plattfischen)

• Kiemengefäße

II. Gefäße, die für die routinemäßige und einmalige Blutentnahme geeignet sind

• Blutentnahme aus den Schwanzgefäßen (Mischblut)

• Blutentnahme aus dem Herzen

• Blutentnahme aus dem Cuvier´schen Gang (Ductus Cuvieri)

• (Blutentnahme aus den Kiemengefäßen)

• Blutentnahme aus der dorsalen / ventralen Aorta

Geeignete GefGeeignete Gefäßäße fe füür die Blutentnahmer die Blutentnahme

Blutentnahmetechniken bei Fischen: Das Kreislaufsystem der FischBlutentnahmetechniken bei Fischen: Das Kreislaufsystem der Fischee

Herz

V. cardinalis caudalisV. cardinalis cranialis

Cuvier´scher Gang

Aorta ventralis

A. branchialisafferens

Aorta dorsalis

A.V. caudalis (Schwanzarterie bzw. Schwanzvene)

Körperniere

A. mesentericaV. portae hepatis

Leber

Darm

A. branchialisefferens

Herz

Cuvier´scher Gang

Bauchaorta (Aorta ventralis)

Kiemengefäße

Dorsalaorta (Aorta dorsalis)

Schwanzarterie bzw. Schwanzvene

Geeignete GefGeeignete Gefäßäße fe füür die Blutentnahmer die Blutentnahme

Blutentnahmetechniken bei Fischen: BE aus dem Blutentnahmetechniken bei Fischen: BE aus dem DuctusDuctus CuvieriCuvieri

1. -4. Kiemenbogen

Brustflossen

Kiemendeckel

5. Kiemenbogen

Kiemenseptum, Dc schimmert durch1. Entnahmestelle

Branchiostegalmembran

Blutentnahmetechniken bei Fischen: BE aus dem HerzenBlutentnahmetechniken bei Fischen: BE aus dem Herzen

Ventrikel

Sinus venosus

Atrium

Conus arteriosusBulbus arteriosus

Aorta ventralisKiemendeckel

Brustflossen

Pflugscharbein (Vomer)

Palatinum

Zunge

Blutentnahmetechniken bei Fischen: BE aus der dorsalen AortaBlutentnahmetechniken bei Fischen: BE aus der dorsalen Aorta

Maxillare

Dentale

Afterflosse

Schwanzflosse

Neuralbogen mit Fortsatz

Hämalbögen

Schwanzgefäße

Rückenmark

Seitenlinie

Blutentnahmetechniken bei Fischen: BE aus den SchwanzgefBlutentnahmetechniken bei Fischen: BE aus den Schwanzgefäßäßenen

Â.V. caudales

Fettflosse

Afterflosse

Schwanzflosse

Blutentnahmetechniken bei Fischen: BE aus den SchwanzgefBlutentnahmetechniken bei Fischen: BE aus den Schwanzgefäßäßen (lateral)en (lateral)

Schwanzstiel

Seitenlinie

Blutentnahmetechniken bei Fischen: BE aus den SchwanzgefBlutentnahmetechniken bei Fischen: BE aus den Schwanzgefäßäßen (median)en (median)

Fettflosse

Schwanzflosse

Afterflosse

stark aktivierte Blutgerinnung durch Gewebsverletzung, starker Verdünnungseffekt durch Gewebsflüssigkeit, Fisch muss getötet werden

bei kleinen Fischen anwendbar

Abtrennen des Schwanzstiels

Bei Erbrechen (nach Betäubung) keine sterile BE, Zerreißung der Gefäße (selten)

Größere Mengen Blut,geringes VerletzungsrisikoAuch bei kleinen Fischen (Fingerlinge) anwendbar

Ductus Cuvieri

Herztamponade, Anstechen des Atriums mit Zerreißung, Verblutungsgefahr (selten)

Größere Mengen BlutHerzpunktion

selten Verletzungen (Gewebsnekrosen) mit nachfolgender Infektion (Verpilzungen) bei Fingerlingen

Größere Mengen Blut, einfach durchzuführen

Punktion der Schwanzvene

NachteilVorteilBlutentnahmeort

Blutentnahmetechniken bei Fischen: VorBlutentnahmetechniken bei Fischen: Vor-- und Nachteileund Nachteile

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GDANKE FÜR IHRE AUFMERKSAMKEIT

Ralf Pund

Bundesinstitut für Risikobewertung

Thielallee 88-92 � D-14195 Berlin

Tel. 0 30 - 84 12 - 0 � Fax 0 30 - 84 12 - 47 41

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