Sweet Switches: Synthese von homo- und heteromultivalenten … · 2019. 11. 10. · MDC...
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Sweet Switches: Synthese von homo- und
heteromultivalenten photoschaltbaren Glycokonjugaten
und Untersuchung der photochemischen Eigenschaften
Dissertation
zur Erlangung des Doktorgrades
der Mathematisch-Naturwissenschaftlichen Fakultät
der Christian-Albrechts-Universität zu Kiel
vorgelegt von
Christian Müller
Kiel 2018
1. Gutachterin: Prof. Dr. Tisbe K. Lindhorst
2. Gutachterin: Prof. Dr. Anna McConnell
Tag der Disputation: 23. April 2018
Zum Druck genehmigt: 23. April 2018
gez. Prof. Dr. Natascha Oppelt, Dekanin
Eidesstattliche Erklärung:
Hiermit bestätige ich, Christian Müller, geb. am 05. Juli 1984 in Bad Oldesloe, an Eides statt,
dass ich diese Arbeit selbstständig angefertigt habe und keine anderen Quellen oder Hilfsmittel
als angegeben verwendet habe. Die Arbeit wurde unter Einhaltung der Regeln zur guten
wissenschaftlichen Praxis der Deutschen Forschungsgemeinschaft angefertigt. Ich habe die
Arbeit nur an dieser Stelle eingereicht. Dies ist mein erster Promotionsversuch.
Kiel,
Christian Müller
Diese Arbeit wurde in der Zeit von April 2012 bis März 2018 am Otto Diels-Institut für
Organische Chemie an der Christian-Albrechts-Universität zu Kiel in der Arbeitsgruppe von
Frau Prof. Dr. Thisbe K. Lindhorst angefertigt.
Das Teilprojekt, das hier in Kapitel 3.1 ausgeführt ist, wurde bereits während der eigenen
Diplomarbeit „Synthese trivalenter Clusterglycoside zur Untersuchung von Kohlenhydrat-
erkennung auf Oberflächen“ bearbeitet. Die hier berichteten Ergebisse knüpfen daran an.
Die in Kapitel 3.2.3 beschriebenen Synthesen wurden im Rahmen der von mir betreuten
Bachelorarbeit mit dem Titel „Synthese eines divalenten Azobenzolmannosids“ von Christoph
Bohl ausgeführt.
Während der Promotionszeit wurde folgende Publikation veröffentlicht:
C. Müller, G. Despras, T. K. Lindhorst, Organizing multivalency in carbohydrate recognition,
Chem. Soc. Rev. 2016, 45, 3275-3302.
Kurzfassung
Für die Zell-Zell-Kommunikation ist eine hochkomplexe, die Zelle umgebende Schicht aus
verzweigten Glycokonjugaten, die sogenannte Glycokalyx, von fundamentaler Bedeutung.
Dabei werden Kohlenhydrat-Epitope, die auf der Zelloberfläche in einer schwer
überschaubaren, supramolekularen Umgebung multivalent verankert sind, von spezialisierten
Proteinen, den Lektinen, erkannt und gebunden. Für die Erforschung solcher multivalenter
Kohlenhydrat-Protein-Wechselwirkungen sind synthetische Glycocluster, die bestimmte
strukturelle Aspekte der Glycokalyx mimikrieren, nützliche molekulare Werkzeuge.
Neben der Untersuchung von Multivalenzeffekten in der Kohlenhydraterkennung, wie Homo-
und Heterovalenzeffekten, eignen sich Glycocluster auch dazu, die Bedeutung von
Kohlenhydrat-Orientierung auf einer Oberfläche im Zusammenhang mit Zuckererkennung zu
untersuchen. Dies wurde erstmals 2014 in der Arbeitsgruppe Lindhorst durch die reversible
E/Z-Photoisomerisierung von Azobenzolglycosiden auf geordneten Oberflächen (SAMs, self-
assembled monolayer) gezeigt. Die Kohlenhydrat-spezifische Adhäsion von Bakterienzellen an
SAMs konnte durch photochemische Umorientierung der Zuckerepitope „geschaltet“ werden.
So ist diese Arbeit vor allem der Synthese neuer photoschaltbarer homo- und heterovalenter
Glycocluster gewidmet. Dendritisch vergrößerbare molekulare Gerüste, sogenannte Dendrone,
wurden auf dem niedermolekularen Molekül Methallyldichlorid aufgebaut und weisen so am
fokalen Punkt jeweils eine Doppelbindung auf. Diese molekulare Architektur bietet die
Möglichkeiten des modularen Aufbaus und der postsynthetischen Funktionalisierung für
diverse Anwendungen wie die Immobilisierung auf Oberflächen oder den Aufbau größerer,
komplexerer Strukturen. Als Kohlenhydrat-Liganden wurden hier photoschaltbare Azobenzol-
-D-Mannoside und Azobenzol--D-N-Acetylglucosamin-Glycoside eingesetzt und die
resultierenden „sweet switches“ bezüglich ihrer photochemischen Eigenschaften und ihrer
Eignung als Liganden für das bakterielle Adhäsin FimH untersucht.
Abstract
Glycocalyx, the complex carbohydrate-rich layer lining the outermost part of cells plays a
crucial role in cell-cell communication. The carbohydrate epitopes that are multivalently
anchored to the elusive, supramolecular environment of glycocalyx are recognized and bonded
by specialized proteins, called lectins. Synthetic glycoclusters, which are able to mimic
structural aspects of the glycocalyx, can be used as valuable molecular tools for the
investigation of such multivalent carbohydrate-protein interactions.
Glycoclusters along with assisting in the investigation of multivalency effects, like homo- and
heterovalency effects, can also act as an efficient tool to investigate the effect of carbohydrate
orientation on a surface in the context of carbohydrate recognition. This was shown first in 2014
in the Lindhorst group by reversible E/Z photoisomerisation of azobenzene glycosides on self-
assembled monolayers (SAMs). The carbohydrate-specific adhesion of bacteria cells on SAMs
could be “switched” by photochemical reorientation of sugar epitopes.
In this regard, this work focuses on the synthesis of new photoswitchable homo- as well as
heterovalent glycoclusters. Dendritic scalable scaffold molecules, so called dendrons, have
been synthesized with methallyl dichloride as scaffold molecule, which provides a double bond
at the focal point. This molecular architecture offers the advantages of modular design and
postsynthetical functionalization for multiple applications, like immobilization on different
surfaces or construction of bigger and more complex structures. Here, photoswitchable
azobenzene α-D-mannosides and azobenzene N-acetyl--D-glucosamine glycosides were
employed as carbohydrate ligands and the resulting “sweet switches” have been investigated to
explore their photochemical properties and their applicability as ligands for the bacterial lectin
FimH.
Abkürzungsverzeichnis
))) Ultraschall
9-BBN 9-Borabicyclo[3.3.1]nonan
Abb. Abbildung
abs. absolut
Ac Acetyl-
AIBN 2,2′-Azobis(2-methylpropionitril)
ber. berechnet
BMS Borandimethylsulfid-Komplex
Bn Benzyl-
Boc tert-Butyloxycarbonyl-
BP Bauhinia purpurea
Bz Benzoyl-
Cbz Benzyloxycarbonyl-
C-HEGA cyclohexylbutanoyl-N-hydroxyethyl-D-glucamide
ConA Concanavalin A
CRD carbohydrate recognition domain
Cy Cyclohexan
DBU 1,8-Diazabicyclo[5.4.0]undec-7-en
DC Dünnschichtchromatographie
DCM Dichlormethan
DIPEA N,N‘-Diisopropylethylamin
DMF Dimethylformamid
DMP 2,2-Dimethoxypropan
DMSO Dimethylsulfoxid
E. coli Escherichia coli
EE Essigsäureethylester
ELISA enzyme-linked immunosorbent assay
ELLA enzyme-linked lectin assay
ESI electrospray ionization
Fmoc 9-Fluorenylmethoxycarbonyl-
GPC Gelpermeationschromatographie
GPI Glycosylphosphatidylinositol
HATU O-(7-Azabenzotriazol-1-yl)-N,N,N′,N′-tetramethyluronium-
hexafluorphosphat
IRRAS Infrarot-Reflexions-Absorptions-Spektroskopie
ITC Isothermale Titrationskalorimetrie
KH Kohlenhydrat
KLH keyhole limpet hemocyanin
konz. konzentriert
Ley Lewisy-Antigen
MALDI matrix-assisted laser desorption/ionization
Mbp 2-Methyl-5-tert-butyl-thiophenol
MDC Methallyldichlorid (3-Chlor-2(chlormethyl)propen)
Me2O Methansulfonsäureanhydrid
MMT 4-Methoxytrityl-
MPLC medium pressure liquid chromatography
MS Molsieb
NIS N-Iodsuccinimid
OEG Oligoethylenglycol
org. organisch
PAMAM Polyamidoamin
PDB Protein Data Bank
Phth Phthalimid-
PNA peanut agglutinin
pNP para-Nitrophenyl-
PTSA para-Toluolsulfonsäure
Py Pyridin
Raumtemp. Raumtemperatur
SAM self assembled monolayer
SPR Oberflächenresonanzspektroskopie (surface plasmon resonance
spectroscopy)
STn Sialyl-α(2-6)Tn
Tab. Tabelle
TCP Tetrachlorphthalimid-
TEM transmission electron microscopy
TES Triethylsilyl
TF Thomson-Friedenreich Antigen
TFAA Trifluoressigsäureanhydrid
THF Tetrahydrofuran
TMS Trimthylsilan
TMSOTf Trifluormethansulfonsäuretrimethylsilylester
Tn tumorassoziierter α-N-Acetylgalaktosaminylrest
ToF time-of-flight
TPP Tetrakistriphenylphosphin
TRIS Tris(hydroxymethyl)aminomethan
UPEC uropathogene E. coli
wässr. wässrig
Inhaltsverzeichnis
1 Einleitung ........................................................................................................................... 1
1.1 Von der Nahrung bis zur Immunreaktion ................................................................... 1
1.2 Kohlenhydrat-Protein-Wechselwirkungen und Multivalenz ...................................... 3
1.3 Multivalenzeffekte und Glycomimetika ..................................................................... 4
1.4 Einfluss struktureller Eigenschaften auf die Kohlenhydraterkennung ....................... 7
1.5 Heteroglycocluster .................................................................................................... 14
2 Stand der Forschung und Projektidee ............................................................................... 18
2.1 Motivation ................................................................................................................ 18
2.2 Was bisher geschah… .............................................................................................. 19
2.3 Kontrolle durch äußere Reize - Photoschalter .......................................................... 21
2.4 Neue photoschaltbare Homo- und Heteroglycocluster ............................................. 25
2.5 Design TRIS-basierter Homo- und Heteroglycocluster ........................................... 35
3 Synthesen und Untersuchungen ....................................................................................... 40
3.1 Synthese TRIS-basierter Clusterglycoside ............................................................... 40
3.1.1 Synthese eines TRIS-basierten mannosylierten Glycoclusters .......................... 41
3.1.2 Synthese eines TRIS-basierten GlcNAc-funktionalisierten Glycoclusters ........ 43
3.2 Synthese eines photoschaltbaren homodivalenten Azobenzolmannosids ................ 47
3.2.1 Synthese eines monoglycosylierten Azobenzolmannosids ................................ 47
3.2.2 Synthese eines homodivalenten Azobenzolmannosids ...................................... 53
3.2.3 Synthese eines homodivalenten Azobenzolmannosids via Mills-Reaktion ....... 55
3.3 Synthese eines photoschaltbaren homodivalenten GlcNAc-Glycoclusters .............. 60
3.3.1 Synthese eines GlcNAc-Donors ......................................................................... 60
3.3.2 Synthese eines mono-GlcNAc-funktionalisierten Azobenzolglycosids ............. 61
3.3.3 Synthese eines homodivalenten GlcNAc-Glycoclusters .................................... 65
3.4 Synthese eines photoschaltbaren heterodivalenten Azobenzolglycosids ................. 65
3.5 Funktionalisierung am fokalen Punkt ...................................................................... 67
3.5.1 Funktionalisierung via Hydroborierung ............................................................. 69
3.5.2 Versuch der Herstellung eines tetravalenten Glycoazobenzol-Clusters ............ 71
3.5.3 Funktionalisierung via Thiol-En-Click-Reaktion .............................................. 73
3.6 Photochrome Eigenschaften der synthetischen Azobenzolglycocluster .................. 76
3.6.1 UV/Vis-Spektren und E-/Z-Isomerisierung ....................................................... 79
3.6.2 NMR-Spektren und E-/Z-Isomerisierung ........................................................... 82
3.7 Docking-Studien mit dem bakteriellen Lektin FimH .............................................. 88
3.7.1 Docking-Ergebnisse und IC50-Werte ................................................................. 90
4 Zusammenfassung und Ausblick ..................................................................................... 96
5 Experimenteller Teil ...................................................................................................... 100
5.1 Allgemeine Arbeitsmethoden ................................................................................ 100
5.2 Durchgeführte Synthesen ....................................................................................... 103
6 Anhang ........................................................................................................................... 145
6.1 1H-NMR- und 13C-NMR-Spektren neuer Verbindungen....................................... 145
6.2 Dockingergebnisse mit Glide (Schrödinger-Software) .......................................... 161
6.3 Inhibitionskurven aus Antiadhäsionsassays ........................................................... 177
7 Literaturverzeichnis ....................................................................................................... 178
8 Danksagung .................................................................................................................... 190
1 Einleitung 1
1 Einleitung
1.1 Von der Nahrung bis zur Immunreaktion
Eine der wichtigsten Stoffklassen unter den Naturstoffen sind die Kohlenhydrate. Häufig wird
ganz trivial von „Zucker“ gesprochen, wenn Traubenzucker, also Glucose, oder der normale
Haushaltszucker, also Saccharose, gemeint sind. Die Welt der Kohlenhydrate ist aber bei
weitem vielfältiger. Kohlenhydrate finden sich in großer struktureller Bandbreite überall in der
belebten Natur, wo sie als Monosaccharide, Di-, Oligo- und Polysaccharide vorkommen oder
sich mit Vertretern anderer Stoffklassen zu komplizierten Glycokonjugaten verbunden finden.
Dabei beeinflussen bereits kleinste strukturelle Änderungen die Eigenschaften der Zucker
entscheidend, wie das Beispiel von Glucose und Mannose zeigt. Dies erkannte schon Emil
Fischer, der bereits 1891 in der Lage war, die relative Konfiguration von D-Glucose, D-Mannose
und D-Arabinose zu bestimmen.[1, 2] Dieser Durchbruch gelang ihm trotz sehr begrenzter
analytischer Verfahren; zur Trennung von Substanzen standen ihm lediglich Kristallisation und
die Polarimetrie zur Untersuchung von optisch aktiven Substanzen zur Verfügung. Unter
anderem für diese fundamentalen Erkenntnisse in der organischen Chemie wurde Fischer 1902
mit dem Nobelpreis für Chemie ausgezeichnet. Bis heute gilt Emil Fischer, dessen Todestag
sich 2019 zum 100. Mal jährt, als der Vater der Kohlenhydrat-Chemie. Mehr als hundert Jahre
nach Fischers Erkenntnissen wissen wir, dass Kohlenhydrate nicht nur Energielieferanten sind,
sondern überall in der belebten Natur von großer Bedeutung für eine Vielzahl lebenswichtiger
biochemischer Prozesse sind. Daher trifft die Bezeichnung „polyfunktionell“ für
Kohlenhydrate gleich im doppelten Sinn zu: Ihre Struktur ist von mehreren funktionellen
Gruppen gekennzeichnet, aber auch ihre Funktionen sind außerordentlich divers.
In der Natur liegen die meisten Kohlenhydrate als Biopolymere vor, bei denen einzelne
Zuckerbausteine zu Oligo- oder Polysaccharidstrukturen verknüpft sind. Je nach Kettenlänge,
Verzweigungsgrad und der chemischen Natur der verknüpften Kohlenhydratmonomere
entstehen dabei hochkomplexe Zucker. Eines der häufigsten Polysaccharide auf der Erde ist
Cellulose, die Pflanzen als Gerüstsubstanz dient und Zellwänden Stabilität verleiht. Stärke
andererseits dient uns als wichtige pflanzliche Energiequelle, die wir in Nahrungsmitteln wie
Kartoffeln, Mais, Weizen und Reis finden. Säugetiere wiederum speichern die aufgenommene
Energie in Form von Glycogen. Glycogen kann im Körper schnell in Glucose-Monomere
gespalten werden und steht dann umgehend als Energielieferant für die Verstoffwechselung in
der Glycolyse bei kurzfristiger körperlicher Anstrengung zur Verfügung.[3]
2 1 Einleitung
Kohlenhydrate spielen auch bei anderen Zellfunktionen eine wichtige Rolle. Nahezu jeder
biochemische Prozess der Zellkommunikation wie die Zell-Zell-Erkennung, Zelladhäsion oder
Signal-Transduktion wird durch die Wechselwirkung von Kohlenhydraten untereinander oder
durch Kohlenhydrat-Protein-Wechselwirkungen vermittelt. Dabei spielen spezielle Proteine,
die sogenannten Lektine und Selektine, eine wichtige Rolle, die Kohlenhydrat-Liganden
spezifisch erkennen und binden. Einen bedeutenden Beitrag zur Bereitstellung von
Kohlenhydrat-Liganden liefert eine hochkomplexe Schicht aus Glycokonjugaten, die aus stark
verzweigten Oligosaccharidstrukturen, Glycoproteinen, Glycolipiden, Proteoglycanen und
GPI-Ankern besteht, welche teilweise in der Lipiddoppelschicht der Zellmembran verankert
sind. Diese Schicht wird als Glycokalyx bezeichnet. Sie umgibt jede eukaryontische Zelle und
kann sich bis zu 100 nm und mehr in den extrazellulären Raum hinein ausdehnen. Je nach
Zelltyp sind unterschiedliche Glycosylierungsmuster für die jeweilige Glycokalyx typisch und
auch der Grad der Glycosylierung variiert stark. Dadurch lassen sich nicht nur Rückschlüsse
auf den Zelltyp, sondern auch auf den Gesundheitszustand der Zelle oder das Zellalter ableiten.
In Abbildung 1 sind beispielhaft die Zelloberflächen aus Dünndarm-Kapillaren (Abb. 1, A) und
peritubulären Kapillargefäßen aus der Niere von Ratten (Abb. 1, B) miteinander verglichen.
Hier ist bei den Nierenzellen eine deutlich größere und unregelmäßigere Ausdehnung der
Glycokalyx in den extrazellulären Raum zu erkennen.
Abb. 1: TEM-Aufnahmen verschiedener Gefäßzellen aus Rattengewebe. Deutlich zu erkennen ist die
unterschiedlich ausgedehnte Glycokalyx in Zellen von Dünndarm-Kapillaren (A) und peritubulären Kapillaren des
Nierengewebes (B).[4]
Welchen großen Einfluss schon kleine Unterschiede im Glycosylierungsmuster der Glycokalyx
von Zellen haben können, wird besonders am Beispiel der Erythrozyten deutlich. Die roten
Blutkörperchen gehören zu den am häufigsten vorkommenden Zellen im menschlichen Körper
und dienen nicht nur dem Sauerstofftransport sondern bestimmen auch die Blutgruppe.
Erythrozyten weisen einen sehr hohen Glycosylierungsgrad auf, der aus unterschiedlichen
Glycoproteinen und Glycolipiden besteht. Sie enthalten Zuckerepitope, die eine antigene
1 Einleitung 3
Wirkung haben und als Blutgruppen-Antigene bezeichnet werden. Die Blutgruppen A und B
unterscheiden sich dabei nur minimal: Während für Blutgruppe A eine terminale N-Acetyl-
Galaktosamin-Einheit charakteristisch ist, sind die Glycokalyx-Glycolipide der Blutgruppe B
mit einem α-D-Galaktosyl-Rest glycosyliert (Abb. 2). Blutgruppe A und B unterscheiden sich
also nur durch eine N-Acetylgruppe. Ist ein Mensch Träger des Antigens der Blutgruppe A, so
bildet er automatisch Antikörper gegen das Antigen der Blutgruppe B aus und vice versa. Bei
einer Bluttransfusion mit der falschen Blutgruppe binden die eigenen Antikörper im Blutplasma
an das jeweilige Antigen. Bei Kontakt zweier Zellen kommt es zur Agglutination, was
letztendlich zum Verstopfen der Blutgefäße mit letaler Wirkung führen kann. Die
Wechselwirkung zwischen Antigen und Antikörper ist nur ein Beispiel aus einer Vielzahl von
biochemischen Erkennungsprozessen, die Kohlenhydrate involvieren. Im folgenden Kapitel
werden diese Kohlenhydrat-Protein-Wechselwirkung genauer betrachtet.
Abb. 2: Darstellung der Antigene von Blutgruppe A und B und der jeweiligen Antikörper. Antikörper von
Blutgruppe A sind spezifisch gegen die Antigene von Blutgruppe B gerichtet und vice versa.
1.2 Kohlenhydrat-Protein-Wechselwirkungen und Multivalenz
Die Glycokalyx dient als Bindeglied zwischen dem intra- und extrazellulären Raum und
determiniert damit entscheidend die Funktion der Zelle. Als solches kann sie auch als
Schnittstelle für die Kommunikation zwischen unterschiedlichen Zellen, Molekülen oder
Geweben angesehen werden. Insbesondere bei der Wechselwirkung von menschlichen Zellen
mit Bakterien oder Viren kommt dem eine große medizinische Bedeutung zu, da Mikroben
Kohlenhydrat-spezifisch an die Glycokalyx der Wirtszelle adhärieren und diese Adhäsion mit
einer Infektion im Zusammenhang stehen kann. Uropathogene E. coli Bakterien (UPEC)
4 1 Einleitung
beispielsweise verursachen Harnwegsinfektionen. UPEC-Zellen können über haarähnliche
Proteinstrukturen, den sogannten Fimbrien, an die Glycokalyx des Wirtsorganismus anhaften.
Allgemein spielen für die Interaktion zwischen unterschiedlichen Zellen Proteine eine wichtige
Rolle, welche eine Spezifität gegenüber bestimmten Zuckerepitopen der Glycokalyx aufweisen.
Hierbei unterscheidet man zwischen Kohlenhydrat-spezifischen Immunglobulinen, die einen
Teil der Immunantwort darstellen, Kohlenhydrat-bindenden Enzymen, wie zum Beispiel
Glycosyltransferasen, welche Zucker als Substrat nutzen und die Biosynthese von Glycolipiden
beziehungsweise -proteinen katalysieren und Lektinen, die Mono- und Oligosaccharide
spezifisch erkennen und binden als Teil einer biochemischen Ereigniskaskade.[5] Lektine
weisen weder enzymatische Aktivität auf, noch sind sie Immunglobuline. Sie binden
Kohlenhydrat-Liganden über Kohlenhydrat-erkennende Domänen, kurz CRDs (carbohydrate
recognition domains), welche über nicht-kovalente Wechselwirkungen Kohlenhydrate
komplexieren. Abhängig von der Anzahl dieser Domänen können Lektine gleichzeitig mehrere
Bindungen zu spezifischen Zuckerepitopen eingehen, was zu einer multivalenten Vernetzung
von Zellen untereinander, bis hin zur Agglutination führen kann (vgl. Kap. 1.1). Voraussetzung
für Multivalenz ist allerdings, dass es sich dabei sowohl um einen multivalenten Rezeptor, wie
in diesem Fall das Lektin mit mehreren CRDs, als auch einen multivalenten Zuckerliganden
handelt, beispielsweise ein multiantennäres Oligosaccharid oder einen synthetischen
Glycocluster (Abb. 3). Dabei können die CRDs auch unterschiedliche Spezifitäten aufweisen
und somit zeitgleich verschiedene Kohlenhydratstrukturen binden, was als heteromultivalente
Bindung bezeichnet wird. Haben Ligand und Rezeptor identische Bindungsstellen, so handelt
es sich um homomultivalente Wechselwirkungen.[6]
1.3 Multivalenzeffekte und Glycomimetika
Die Assoziationskonstanten für einzelne Kohlenhydrat-Lektin-Bindungen liegen im
millimolaren oder hochmikromolaren Bereich und gelten damit als schwach. Dennoch
vermitteln Kohlenhydrat-Lektin-Wechselwirkungen effektiv biologische Signale. Dabei spielt
die Multivalenz schwacher Wechselwirkungen eine entscheidende Rolle. Durch multivalente
Bindungsereignisse (Abb. 3) steigt die Avidität, also die Bindungsstärke multivalenter
Wechselwirkungen, signifikant. Dadurch kann die Signalstärke nicht nur erhöht, sondern auch
genau justiert werden, wodurch die Möglichkeiten der Kontrolle von Signaltransduktion weit
über ein einfaches An- oder Abschalten der Interaktion hinausgehen. Vielmehr können
differenzierte molekulare Befehle vermittelt und so eine Feinabstimmung von Signalen
1 Einleitung 5
ermöglicht werden. Multivalenz kann demnach als chemisches Organisations- und Wirkprinzip
verstanden werden.[6] Im Jahr 1991 untersuchten Y. C. Lee et al. die Bindungseigenschaften
verschiedener Neoglycoproteine an Mannose-bindende Lektine und beobachteten, dass ein
linearer Anstieg der Rezeptor-Ligand-Wechselwirkungen zu einem exponentiellen Anstieg der
Bindungsaffinität führte.[7] Dieses Phänomen wurde vier Jahre später von Lee und Lee als der
glycoside cluster effect bezeichnet.[8] Allerdings wurde dabei auch klar, dass an der
Zelloberfläche oder auf interzellulärer Ebene eine ganze Reihe unterschiedlicher
Multivalenzeffekte auftreten und zusammenwirken, was es unmöglich macht, diese
Komplexität durch ein einziges, grundlegendes Prinzip zu erklären. In Abbildung 3 ist eine
Auswahl multivalenter Wechselwirkungen zusammengefasst.
Abb. 3: Schematische Darstellung von Multivalenzeffekten zwischen multivalentem Kohlenhydratligand und
multivalentem Rezeptorprotein: Statistische Multivalenz (A), Chelateffekt (B), Clusterbildung (C),
heteromultivalente Bindung an einer Nebenstelle (D), Aggregation (E).[9, 10]
Trotz intensiver Forschung sind bis heute nicht alle Details der Kohlenhydrat-Erkennung
verstanden, die für die Zellkommunikation verantwortlich sind. Die Untersuchung der
Mechanismen multivalenter Bindungsereignisse in der biologischen Umgebung ist nicht immer
einfach, da bei der Isolierung von natürlichem Zellmaterial ein hohes Maß an
Mikroheterogenität auftritt. Diese entsteht aufgrund einer lückenhaften Biosynthese, kleinster
Veränderungen der Konformation oder Variation funktioneller Gruppen an spezifischen
Positionen innerhalb der Oligosaccharidstrukturen der Glycokalyx, welche eine definierte und
einheitliche Umgebung für die Untersuchung dieser Wechselwirkungen nahezu unmöglich
6 1 Einleitung
macht. Folglich wurde in der Vergangenheit eine Vielzahl unterschiedlicher Glycomimetika
synthetisiert, die als Modellsysteme für die natürliche Zelloberfläche und für die Untersuchung
von Kohlenhydrat-Erkennung dienen sollen.[11, 12, 13] Diese bieten entscheidende Vorteile
gegenüber dem natürlichen Zellmaterial. Durch die Beschränkung der Synthese auf die
funktionellen Bereiche der natürlichen Vorbildstruktur ist der synthetische Aufwand
überschaubar und kosteneffizient. Mit Hilfe von Glycomimetika können definierte Systeme
erhalten werden, welche in großen Mengen verfügbar sind. Außerdem lassen sich Mimetika
durch unterschiedlichste Gerüstarchitekturen, Linkermoleküle, Zuckerliganden und
Ligationsmethoden relativ leicht variieren und damit ideal an die Rezeptoreigenschaften des zu
testenden Proteins anpassen. In Abbildung 4 sind verschiedene Modellsysteme gezeigt. Neben
relativ kleinen, niedrigvalenten Glycoclustern (Abb. 4, A) lassen sich auch hochvalente
Glycodendrimere[12] (Abb. 4, B) darstellen. Dendrimere sind aus sich wiederholenden Einheiten
in Generationen um einen Kern aufgebaut. Die ersten Vertreter wurden 1985 von Newkome et
al. als „Arborole“,[14] beziehungsweise von Tomalia et al. als „PAMAM“[15] (Polyamidoamin)-
Dendrimere vorgestellt. Sie zeichnen sich durch einen hohen Verzweigungsgrad, eine hohe
Symmetrie und eine große Dichte an funktionellen Gruppen in der Peripherie aus, welche mit
Zuckern ausgestattet Glycodendrimere ergeben. Für Untersuchungen im supramolekularen
Kontext lassen sich auch Oligonucleotide (Abb. 4, C),[16] Nanopartikel (Abb. 4, D)[17] und
Peptide (Abb. 4, E)[18, 19] mit Zuckern funktionalisieren. Da Multivalenzeffekte in der Natur
immer in einem supramolekularen Kontext auftreten, werden außerdem größere Anordnungen
von Glycoclustern eingesetzt, die sogenannten Glycoarrays. Dazu zählen Glyco-SAMs (self-
assembled monolayer) (Abb. 4, F)[20] oder Glycomizellen (Abb. 4, G),[21, 22] mit denen sich
künstliche Oberflächen erzeugen lassen. Diese ähneln dem natürlichen Vorbild der Glycokalyx,
bieten aber ein definiertes Glycosylierungsmuster.
1 Einleitung 7
Abb. 4: Schematische Darstellung verschiedener Architekturen von Glycomimetika: Glycocluster (A),
Glycodendrimere (B), Glyco-Oligonucleotide (C), Glyconanopartikel (D), Glycopeptide (E), Glyco-SAMs (F),
Glycomizellen (G).[10, 23]
1.4 Einfluss struktureller Eigenschaften auf die Kohlenhydraterkennung
Um die Wirkungsweisen biochemischer Prozesse untersuchen zu können, stehen
Multivalenzeffekte im Fokus der aktuellen Forschung. Entscheidend für das Potential eines
guten Inhibitors sind dabei nicht nur die terminalen Zuckerliganden, die spezifisch von den
jeweiligen Lektinen erkannt und gebunden werden können. Einen wesentlichen Einfluss auf
gutes Bindungsverhalten hat die gesamte Struktur des jeweiligen Glycomimetikums. Bereits
Mitte der neunziger Jahre beschrieben Lee et al., dass der Grad der Affinitätserhöhung durch
multivalente Bindungen von Lektin zu Lektin sehr unterschiedlich ausgeprägt sei.[8] Für einen
effektiven Multivalenzeffekt wie den glycoside cluster effect muss daher ein Lektin mit
geeigneter Art und Anzahl von Bindungsstellen zur Verfügung stehen. Auf der anderen Seite
wird ein multivalenter Ligand benötigt, welcher die richtigen Zucker im geeigneten Abstand
und der richtigen Orientierung anbieten kann.
Für die Synthese multivalenter Strukturen ist eine gezielte Herangehensweise ausschlaggebend.
Abhängig von der Anzahl der Valenzen reagiert das Kernmolekül gleich mehrfach mit dem
jeweiligen Reaktionspartner und liefert ein Produkt, welches sich durch hohe Ausbeuten und
eine leichte Aufreinigung auszeichnen sollte. Insbesondere die Synthese von
heteromultivalenten Strukturen erfordert eine hohe Chemo- beziehungsweise Regioselektivität
8 1 Einleitung
in der Synthese. Außerdem ist die Wahl der Grundbausteine, wie etwa des Linkers, von
entscheidender Bedeutung. Muss dieser Teil zwischen der Kohlenhydrateinheit und dem
Kernmolekül lang oder eher kurz sein, damit flexibel oder rigide, sterisch anspruchsvoll oder
soll er eine Extrafunktion erfüllen? Auf diese Fragen gibt es keine pauschale Antwort, da diese
Parameter immer zum untersuchten Rezeptor-Protein passen müssen. Es gilt also, für jede
Anwendung ein maßgeschneidertes Modellsystem zu entwickeln, was bereits durch
Forschungsgruppen weltweit zu einer Vielzahl synthetisierter Glycomimetika geführt hat.[10, 24,
25] Einen Großteil davon nehmen relativ kleine Glycokonjugate ein, die sogenannten
Glycocluster. Ihre Eigenschaften wurden kürzlich, in Analogie zu dem, was bei Peptiden und
Proteinen üblich ist, in primäre, sekundäre und tertiäre strukturelle Eigenschaften
beziehungsweise Elemente eingeteilt, um zu einem besseren Verständnis beizutragen, wie
Multivalenz organisiert ist.[13] Als primäre Aspekte lassen sich die Basisstrukturen beschreiben,
welche aus Kernmolekül, Kohlenhydrat-Ligand und einer verbindenden Linker-Einheit
bestehen, sowie die Art der Bindungsbildung untereinander. Sekundäre Aspekte beschreiben
die Eigenschaften des Linkermoleküls wie die Länge zwischen Kern- und Kopfeinheit, aber
auch den Abstand zwischen den terminalen Zuckerliganden, die Flexibilität und die
Ausrichtung im dreidimensionalen Raum. Als Tertiärstrukturäquivalent dienen
supramolekulare Eigenschaften. Hierzu zählen der Einfluss der Moleküldichte auf einer
funktionalisierten Oberfläche, die Diversität, die durch Einsatz von heteromultivalenten
Glycoclustern erhöht werden kann oder eine Extrafunktion innerhalb des Linkers, um dessen
Orientierung und räumliche Anordnung auf einer Oberfläche verändern zu können. Zur
Veranschaulichung sind diese drei Aspekte in Abbildung 5 zusammengefasst.
1 Einleitung 9
Abb. 5: Darstellung verschiedener Strukturebenen von Glycoclustern. Zu den primären Eigenschaften (A) zählt
die Auswahl unterschiedlicher Liganden, eines Kernmoleküls, Linker mit gegebenenfalls einer Extrafunktion und
die Ligationsmethode. Sekundäre Eigenschaften (B) beschreiben die räumliche Anordnung, die Linkerlänge und
die Flexibilität des Linkers. Unter tertiären Eigenschaften (C) sind Einflüsse von Diversität bzw. Heterogenität,
Moleküldichte und Orientierung im supramolekularen Kontext zusammengefasst.[13]
Das Kernmolekül eines Glycoclusters bildet die Gerüststruktur des Moleküls. Dabei kann man
auf recht unterschiedliche aliphatische oder aromatische Moleküle mit unterschiedlicher Valenz
zurückgreifen. Auch multifunktionelle Strukturen wie die Kohlenhydrate werden als Basis für
die Glycoclustersynthese genutzt. Dies wurde erstmals von der Arbeitsgruppe Lindhorst
vorgeschlagen[26, 27, 28, 29] und beispielsweise von Bundle et al. für die Synthese eines Liganden
für das Shigatoxin verwendet.[30] Dabei können sowohl Mono- als auch Oligosaccharide und
sogar Cyclodextrine zum Einsatz kommen.[11]
Andererseits sind auch symmetrische, kleine Moleküle wie Methallyldichlorid,[31, 32] die auf
Newkome et al. basierte 4-Amino-4-(2-carboxyethyl)-heptandisäure[33, 34] oder Tris-
(hydroxymethyl)-aminomethan (TRIS)[35, 36] einfache molekulare Plattformen, um Einfluss auf
die Struktureigenschaften des resultierenden Clustermoleküls zu nehmen. Außerdem bieten sie
den Vorteil einer Funktionalität am fokalen Punkt, eine Doppelbindung beziehungsweise eine
Aminogruppe, die sich orthogonal zum Rest des Moleküls funktionalisieren lassen (Abb. 6).
10 1 Einleitung
Daraus resultiert eine Vielzahl von Möglichkeiten für die weitere regio- beziehungsweise
chemoselektive Funktionalisierung oder Oberflächen-Immobilisation von Glycoclustern. Auch
andere Gerüststrukturen lassen sich in dieser Weise weiter verzweigen und somit zu
Dendrimeren ausbauen. Zwar können auch homofunktionalisierte, aliphatische
Gerüststrukturen wie Pentaerythrit in orthogonal funktionalisierte Derivate umgewandelt
werden, jedoch ist dies mit einem erheblichen synthetischen Aufwand verbunden.[37, 38]
Aromatische Kernmoleküle können ebenfalls homofunktionalisiert sein (Abb. 5, rechts), dabei
kommt es allerdings leicht zu einer sterischen Hinderung der Liganden, da ihre Anordnung im
Raum durch die Planarität des Aromaten erheblich eingeschränkt wird.
Abb. 6: Orthogonale Funktionalisierbarkeit von MDC-, TRIS-, Newkome-Typ- und Zucker-Kernmolekül (links)
im Vergleich zu aliphatischen und aromatischen Gerüststrukturen (rechts).
Im Gegensatz dazu bietet ein Zuckermolekül als Kerneinheit die Möglichkeit abgestufte
Reaktivitäten innerhalb der Kohlenhydrat-Hydroxygruppen zu nutzen, entweder zur
Glycosylierung oder zur Funktionalisierung mit weiteren Linker-Einheiten beziehungsweise
zur Immobilisierung auf Oberflächen. Hierbei bieten sich das anomere Zentrum und die primäre
OH-Gruppe als regioselektive Reaktionspartner an. Durch eine geeignete Schutzgruppen-
strategie wird außerdem die Synthese von Heteroglycoclustern möglich, da regioselektive,
konsekutive Glycosylierungsreaktionen leichter realisiert werden können. Je größer die Vielfalt
an funktionellen Gruppen innerhalb eines Kernmoleküls, desto einfacher lassen sich, mit Hilfe
einer geeigneten Schutzgruppenstrategie, unterschiedliche Ligationsmethoden für die
1 Einleitung 11
Glycoclustersynthese anwenden. So erhöht sich die Bandbreite von unterschiedlichst
funktionalisierten Glycoclustern für die Erforschung von Kohlenhydrat-Lektin-
Wechselwirkungen.
Eine gesteigerte Avidität ist nicht allein auf die Verfügbarkeit beziehungsweise Valenz von
Liganden zurückzuführen. Eine wichtige Rolle spielt die Topologie eines Glycokonjugats.[39]
Im Fokus der sekundären Strukturmerkmale steht daher die räumliche Anordnung der
Zuckerliganden, wie diese durch die Wahl von geeigneten Kernmolekülen und Linkereinheiten
beeinflusst werden kann und wie sich diese strukturellen Eigenschaften auf die biologischen
Eigenschaften auswirken. Das Kernmolekül gibt dabei nicht nur die Anzahl der Valenzen vor,
auch der Abstand zwischen den Linkern und damit der Zuckerliganden kann so gesteuert
werden. Insbesondere Peptidsequenzen[40, 41] oder DNA-Gerüststrukturen[42] werden
verwendet, um den signifikanten Einfluss der räumlichen Darstellung auf die Bindungsaffinität
nachzuweisen. Im Falle eines Kohlenhydratgerüsts beeinflusst schon die Konfiguration des
anomeren Zentrums am Zucker-Kern die Bindungseigenschaften des resultierenden
Glycoclusters. So konnten von Köhn et al. in einem Enzyme-linked Lectin Assay (ELLA) mit
dem Lektin Concanavalin A (ConA) gezeigt werden, dass ein Mannose-funktionalisierter,
pentavalenter Cluster auf Basis von α-D-Glucose eine bessere Bindungsaffinität zeigt, als der
analoge Glycocluster, der auf dem β-Anomer der Glucose aufgebaut wurde.[43]
Die Linkereinheiten, die für die Struktur des Glycoclusters ebenfalls wichtig sind, können nach
Länge und Hydrophilie variiert werden. Ist die Kristallstruktur des Rezeptorproteins bekannt,
so kann die Länge des Linkers genau auf den Abstand der Bindungsdomänen abgestimmt
werden. Im Falle von LecA, einem Galaktose-spezifischen Lektin des Bakteriums
Pseudomonas aeruginosa, konnten Pertici et al. nachweisen, welchen entscheidenden Einfluss
kleinste Änderung in der Länge eines Linkers haben können. In einem Enzyme-linked
Immunosorbent Assay (ELISA) wurden drei divalente, rigide Glycocluster (Abb. 7) mit dem
oben genannten Lektin getestet und mit einer monovalenten Kontrollsubstanz verglichen.
Während Cluster A den Abstand zwischen zwei Bindungstaschen nicht überbrücken konnte
und damit eine geringere Bindungsstärke als die Kontrollsubstanz zeigte, erhöhten Cluster B
und C die Bindungsstärke um das 272- bzw. 3780-fache (bezogen auf eine Zuckereinheit).[44]
Eine Verlängerung des Linkers und die damit erhöhte Flexibilität führt allerdings nicht
unbedingt zu einer optimalen Chelatisierung des Rezeptorproteins.[24, 45]
12 1 Einleitung
Abb. 7: Divalente Glycocluster nach Pertici et al.. Hier entscheiden kleinste Variationen in der Länge des Clusters über
Abnahme (Cluster A) oder signifikante Zunahme (Cluster B < C) der Bindungsaffinitäten im Vergleich zur monovalenten
Kontrollsubstanz.[44]
Auch durch Variation der Hydrophilie eines Linkers wird die Bindungsaffinität des Clusters
beeinflusst. Heidecke et al. synthetisierten Thioether-vernetzte Glycodendronen, deren
Sulfidgruppen durch Einsatz von Magnesium-monoperoxyphthalat zu den entsprechenden
Sulfonylgruppen oxidiert wurden. Mittels ELISA wurde eine vierfache Verminderung der
inhibitorischen Potenz des oxidierten Produkts festgestellt.[46] Hilfreich bei der Wahl des
Linkers können auch Moleküldynamik-Simulationen[47] oder Computer-gestütze molekulare
Modellierungen[48] sein, wodurch der optimale Abstand zur Bindungstasche ermittelt werden
kann und so auch komplexere Multivalenzeffekte zwischen mehreren Bindungstaschen der
Lektine vorhergesagt werden können.
Um mehr Details über die Mechanismen von Kohlenhydrat-Lektin-Wechselwirkungen in einer
biologischen Umgebung zu erfahren, werden Glycocluster in supramolekularen Systemen
eingesetzt. Hierzu eigenen sich vor allem sogenannte Glycoarrays, wie beispielsweise Glyco-
SAMs.[49, 50, 51, 52] In diesem supramolekularen Kontext treten Eigenschaften auf, die nicht mit
den vorher diskutierten primären und sekundären strukturellen Aspekten beschrieben werden
können und werden daher als tertiäre Strukturelemente vorgeschlagen. Deren Eigenschaften
beschreiben unter anderem, wie Einfluss auf die Orientierung der Zuckerliganden genommen
werden kann, wodurch Multivalenz organisiert und kontrolliert wird.
Besonders einfach lassen sich Glycocluster mit einer orthogonalen funktionellen Gruppe am
fokalen Punkt des Kernmoleküls auf verschiedenen Oberflächen, wie Gold-, Polystyrol- oder
Glasoberflächen immobilisieren. Als einer der ersten untersuchten Kahn et al. den Einfluss von
Moleküldichte auf das Kohlenhydrat-Lektin-Bindungsverhalten. Zwei unterschiedlich
1 Einleitung 13
glycosylierte SAMs wurden mit dem Bauhinia purpurea (BP)-Lektin getestet. Während eine
größere Dichte des einen Saccharids zu erhöhter Bindung führte, konnte das andere Saccharid
bei kleinerer Dichte besser gebunden werden. Obwohl sich die beiden Saccharideinheiten nur
minimal unterschieden, konnte die Lektinbindung durch Änderung der Moleküldichte auf der
Oberfläche geschaltet werden.[53] In einem anderen Ansatz testeten Wehner et al. die bakterielle
Adhäsion von Typ-1-fimbriierten Escherichia coli (E. coli)-Bakterien an mannosylierte
Oberflächen, wobei hier die Dichte der Moleküle auf der Oberfläche über monovalente und
polyvalente Glycocluster moduliert wurde. Die beste Adhäsion konnte für monovalente
Mannoside bei hoher Konzentration und für polyvalente Glycocluster bei niedriger
Konzentration beobachtet werden.[54] Noch genauer lässt sich die Struktur der Glycokalyx
durch künstliche Lipiddoppelschichten mimikrieren, etwa durch amphiphile β-Cyclodextrine,
deren Kavitäten anschließend für die Immobilisierung von Glycomimetika genutzt werden.[55]
Auf diese Weise kann die Oberfläche beliebig in der Zusammensetzung variiert werden.
Dadurch wurde festgestellt, dass sowohl die Dichte, als auch die Verwendung von Homo- bzw.
Heteroglycoclustern einen großen Einfluss auf die Aggregation von Lektinen haben. Flitsch et
al. nutzten Dimyristoyllecithin für den Aufbau einer Lipiddoppelschicht, in welcher Pyren-
perfluoralkylglycoside verankert wurden. Es konnte gezeigt werden, dass die enzymatische
Glycosylierung von geclusterten Glycolipiden wesentlich schneller war als bei dispergierten
Glycokonjugaten.[56] Weiterhin synthetisierten Schwekendiek et al. Modellsysteme zur
Untersuchung der konformationellen Kontrolle innerhalb zellulärer Membranen. Dazu wurden
Glycothymidin-Derivate in Mizellen aus Natriumdodecylsulfat integriert und eine
Photodimerisierung durch Bestrahlung mit Licht einer Wellenlänge von 295 nm initiiert. Die
folgende [2+2]-Photocycloaddition führte zu einer Beschränkung der konformationellen
Flexibilität.[21] In der Natur durchlaufen glycosylierte Zelloberflächen einen ständigen Wechsel
von enzymatisch katalysierten Glycosylierungsreaktionen und lokalen konformationellen
Umorientierungen. Daher spielen dynamische und Orientierungs-Aspekte bei der
Charakterisierung glycosylierter Oberflächen eine wichtige Rolle. Hierzu werden schaltbare
Linkereinheiten verwendet, um die Orientierung der bindungsbeteiligten Zuckerliganden durch
einen äußeren Anreiz beeinflussen zu können. Beispielsweise konnte durch die
Funktionalisierung eines Linkers mit photoschaltbaren Azobenzolderivaten ein reversibles An-
und Abschalten bakterieller Adhäsion gemessen werden, was in Kapitel 2.3 näher erläutert
werden soll.
14 1 Einleitung
1.5 Heteroglycocluster
Seit Beginn der Entdeckung von Multivalenzeffekten wurden Glycomimetika vorranging
entwickelt um Bindungsaffinitäten zwischen Ligand und Rezeptor durch eine Erhöhung der
Anzahl von Bindungsstellen zu optimieren. Allerdings wurde dabei nicht berücksichtigt, dass
Lektine in der Natur zwar spezifisch Liganden binden, sich diese jedoch in einer sehr
heterogenen und supramolekularen Umgebung der Glycokalyx befinden. Es ist schwer
vorstellbar, dass diese Diversität keinen Einfluss auf Multivalenzeffekte bei der
Ligandenbindung hat. Daher werden zunehmend auch heterogene Glycokonjugate für die
Erforschung von Bindungsmechanismen und deren Einfluss auf Mutivalenzeffekte genutzt.[13,
57] Um zu untersuchen, wie sich die Zusammensetzung einer unterschiedlich glycosylierten
Zelloberfläche auf die Regulierung von Kohlenhydrat-Protein-Wechselwirkungen auswirkt,
synthetisierten Gómez-García et al. eine Bibliothek von 7-, 14- und 21-valenten Glycoclustern
mit unterschiedlicher Zuckerzusammensetzung und Moleküldichte (Abb. 8).[58, 59, 60]
Abb. 8: Bibliothek von Heteroglycoclustern mit unterschiedlicher Glycosylierung und Moleküldichte. Die
Untersuchung der Bindungseigenschaften ergab einen signifikanten Einfluss des nicht-spezifisch bindenden
Sekundärzuckers.
Dazu wurden tri-O-allylierte Pentaerythrit-Derivate über radikal-initiierte Thiol-En-
Clickreaktionen mit dem jeweiligen Kohlenhydrat verbunden. Als Kohlenhydrat-Donoren
wurden Thiol-funktionalisierte α-Mannoside, β-Glucoside und β-Lactoside verwendet, deren
Addition an die zur Verfügung stehenden Allylgruppen über die Anzahl der eingesetzten
1 Einleitung 15
Äquivalente gesteuert wurde. Die resultierenden Homo- und Heteroglycocluster wurden
anschließend an der fokalen Hydroxymethylgruppe NCS-funktionalisiert und auf einem
β-Cyclodextrin-Gerüst verankert. Die Bindungseigenschaften der resultierenden
Heteroglycocluster wurden mit dem α-Mannose- und α-Glucose-spezifischen Lektin ConA und
dem β-Lactose-spezifischen Lektin PNA mittels ELLA, ITC (isothermal titration calorimetry),
SPR (surface plasmon resonance spectroscopy) und Trübungsanalyse untersucht. Dabei wurde
festgestellt, dass bei großen Moleküldichten trotz Anwesenheit unspezifischer Zuckerreste die
heterovalenten Glycokonjugate bessere Bindungsaffinitäten zeigten als deren homovalente
Lektin-spezifische Analoga. Die Autoren leiteten aus diesem Befund einen „Heterocluster
Effekt“ ab.[58] Thermodynamische Messdaten legen nahe, dass dieser Effekt durch einen
Entropie-Enthalpie-Ausgleich hervorgerufen wird. Dadurch kann in Anwesenheit eines nicht-
spezifischen Zuckers ein bind-and-slide-Mechanismus ausgelöst werden, welcher zu erhöhter
Bindungsstärke führen kann, sobald das spezifische Zuckerepitop vom Lektin erkannt worden
ist. Im Kontext der heterogenen und dicht glycosylierten Zelloberfläche ist es sehr
wahrscheinlich, dass dieser Effekt auch bei anderen Lektinen auftreten kann und ist daher von
großer biologischer Relevanz.[59, 60]
Also ist es von Bedeutung, das Methodenarsenal für die Synthese von Homoglycoclustern so
zu erweitern, dass auch Heteroglycocluster in großer Bandbreite zugänglich werden. Eine
Herausforderung bei der Synthese heterovalenter Glycokonjugate ergibt sich, im Vergleich zu
homovalenten Clustern, durch die aufwendigere Schutzgruppenstrategie. Diese wird für die
orthogonale Funktionalisierung eines Kernmoleküls benötigt, wenn die Hetero-
funktionalisierung nicht über Reaktionsäquivalente gesteuert werden, sondern regioselektiv
sein soll. Im Gegensatz zu Gómez-García nutzten Katajisto et al. beispielsweise das
Pentaerythrit-Derivat 2,2-Bis(brommethyl)-1,3-propandiol als Basis für die Darstellung eines
heterovalenten Glycoclusters.[38] Durch selektive Schützung/Entschützung, Substitution und
Reduktion konnte in einer elfstufigen Synthese ein orthogonal funktionalisiertes Kernmolekül
dargestellt werden, welches drei orthogonal geschützte Aminogruppen und eine fokale
Carboxylgruppe für eine Peptidkupplungsreaktion aufweist (Abb. 9, A). So konnten in einer
Festphasensynthese nach sequenzieller Entschützung und Peptidkupplung mit drei
verschiedenen glycosylierten Aminosäuren trivalente Glycocluster erhalten werden. Durch
Umwandlung von 2,2-Bis(brommethyl)-1,3-propandiol in ein Penthaerythrittetraamin-
Derivat[61] konnte die Synthese zwar um drei Stufen verkürzt werden, im Vergleich zur
Darstellung homovalenter Glycocluster bleibt sie dennoch aufwendig.
16 1 Einleitung
Abb. 9: (A) Orthogonal geschütztes Kernmolekül für die Synthese von trivalenten Heterogylcoclustern an fester
Phase. Dabei kann jede Aminogruppe selektiv entschützt und mit einer glycosylierten Aminosäure gekuppelt
werden. (B) Heterovalenter Cluster als Kohlenhydrat-basierter Krebsimpfstoff nach Ragupathi et al.[62] Die
Gerüstpeptidsequenz trägt dabei die verschiedenen Krebs-Antigene Ley (Lewisy), Globo-H,[63] Tn
(tumorassoziierter α-N-Acetylgalaktosaminylrest), STn (Sialyl-α(2-6)Tn) und TF (Thomson Friedenreich
Antigen) und ist mit einem Trägerprotein (Schlitzschnecken-Hämocyanin, KLH) verbunden. (C) Erster gemischter
Glycocluster auf Basis eines Kohlenhydratkerns nach Patel et al.[64]
Erste heteromultivalente Glycokonjugate wurden 2001 von der Arbeitsgruppe Danishefsky als
mögliche Impfstoffe gegen Krebs entwickelt.[62, 65, 66] Dazu wurden künstliche Aminosäuren
synthetisiert, welche jeweils mit einer Mono- bzw. Oligosaccharidstruktur verschiedener
Tumor-Antigene glycosyliert sind. Je nach Peptidkupplungssequenz der einzelnen
Aminosäuren konnten unterschiedliche heteromultivalente Oligopeptide erhalten werden
(beispielsweise Abb. 9, B). Diese sollten auf einem Trägerprotein immobilisiert und für die
Anwendung in der Tumor-Immuntherapie evaluiert werden. Kurz darauf veröffentlichte die
Arbeitsgruppe Lindhorst erste Kohlenhydrat-basierte Heteroglycocluster. Patel et al. nutzten
dazu die orthogonale Funktionalisierbarkeit einer D-Galaktose-Kerneinheit, welche mit α-D-
Mannose-, α-L-Fucose- und β-D-Lactose-Derivaten mittels Peptid- bzw. Thioharnstoff-
kupplung funktionalisiert wurde (Abb. 9, C).[64]
1 Einleitung 17
Im Vergleich zur Vielfalt homomultivalenter Glycokonjugate sind heterovalente Verbindungen
in der Literatur bisher deutlich seltener zu finden. Dennoch zeigen aktuelle Beispiele, dass sich
unterschiedliche Gerüstverbindungen zur Synthese heterogener Glycomimetika eignen, wie
zum Beispiel Oligonucleotide, Cyclopeptide oder Calixarene.[67]
18 2 Stand der Forschung und Projektidee
2 Stand der Forschung und Projektidee
2.1 Motivation
Für die Synthese neuartiger Neoglycokonjugate wurden in der Vergangenheit zahlreiche
molekulare Architekturen herangezogen, bei denen unterschiedlichste Kernmoleküle mit einer
Vielzahl von Kohlenhydratepitopen kombiniert und durch Wahl beziehungsweise
Modifizierung der Linkereinheiten Einfluss auf die dreidimensionale Anordnung der
resultierenden Strukturen genommen wurde.[13, 57] Dabei haben sich Glycocluster mit relativ
kleiner molarer Masse bewährt, da sie schnell darzustellen sind, mit wenig synthetischem
Aufwand in ihrer Struktur variiert werden können und ihre Reinigung leichter gelingt, als im
Fall von Molekülen mit großer molarer Masse.[11] Außerdem sind Glycocluster je nach
Beschaffenheit des Gerüstmoleküls variabel einsetzbar, da sie zu höherverzweigten Systemen
ausgebaut oder auf unterschiedlichsten Oberflächen immobilisiert werden können. Somit lassen
sich supramolekulare Anordnungen für die Untersuchung von Kohlenhydrat-Protein-
Wechselwirkungen in einer definierten Umgebung darstellen. Um sich den
Rahmenbedingungen von natürlichen Zelloberflächen anzunähern, werden dabei Systeme
benötigt, deren Glycosylierungsmuster durch mehr als ein Zuckerepitop bestimmt ist. Die
Darstellung von Heteroglycokonjugaten führt also zu einer Diversitätserhöhung und ermöglicht
es neue Erkenntnisse über den Einfluss nicht-spezifischer Liganden auf die Kohlenhydrat-
erkennung zu gewinnen. Da Bindungsaffinitäten jedoch nicht nur vom Liganden, sondern in
hohem Maße ebenfalls von strukturellen Eigenschaften abhängen, war es außerdem Ziel dieser
Arbeit, Glycocluster zu synthetisieren, mit deren Hilfe man den Einfluss von konformationellen
Änderungen in einem supramolekularen Kontext auf die Kohlenhydraterkennung untersuchen
kann. Dazu eignen sich schaltbare Linkereinheiten, welche durch externe Stimuli in ihrer
Struktur verändert werden können, wodurch auch die räumliche Gestalt des Glycoclusters
beeinflusst wird. Um sicherzustellen, dass nur der Effekt des Schaltens beobachtet wird, muss
das Kernmolekül des Clusters rigide sein. Um eine möglichst variable Anwendbarkeit zu
gewährleisten, sollte die Verbindung außerdem othogonal funktionalisierbar und zur
Heterofunktionalisierung mit unterschiedlichen Kohlenhydratepitopen mindestens divalent
sein.
2 Stand der Forschung und Projektidee 19
2.2 Was bisher geschah…
Schon früher wurde Methallyldichlorid (MDC) als Kerneinheit für die Synthese multivalenter
Glycokonjugate verwendet. Seine Vorteile für die Darstellung von dendritischen Systemen
wurden bereits im Jahr 1998 von Jayaraman und Fréchet eindrucksvoll gezeigt.[32] Sie
beschäftigten sich mit dem Aufbau von hochverzweigten, kugelförmigen Dendrimeren, die in
einer konvergenten Synthese aus aliphatischen Polyethern dargestellt wurden.[68, 69] Bei der
konvergenten Synthese werden zunächst Dendrone synthetisiert, die im finalen Syntheseschritt
mit dem Kernmolekül verbunden werden und auf diese Weise zum Zieldendrimer führen. Wird
dazu Methallyldichlorid verwendet, sind zunächst die beiden Chlorsubstituenten in allylischer
Position für eine nukleophile Substitution leicht zugänglich, während der fokale Punkt durch
die Doppelbindung zunächst maskiert bleibt, dann aber zum weiteren Dendrimerwachstum
aktiviert werden kann.
Bereits 2003 entwickelten Boysen et al. neue mannosylierte Glycodendronen auf Basis von
MDC und untersuchten deren Ligand-Eigenschaften in Bezug auf das α-D-Mannose-spezifische
E. coli-Bakterium mittels ELISA. Von Fréchets Arbeiten inspiriert diente hier
Methallydichlorid als Kernmolekül und wurde in einer sich wiederholenden Williamson-
Ethersynthese mit Isopropyliden-geschützem Hydroxyethyl-mannosid umgesetzt.[70] Die
Doppelbindung am fokalen Punkt des so dargestellten divalenten Clusters wurde mittels
Ozonoylse in eine sekundäre Alkoholgruppe umgewandelt, die dann für eine weitere
Ethersynthese mit Methallyldichlorid zur Verfügung stand. Auf diese Weise konnte ein
tetravalentes, mannosyliertes Glycodendron erhalten werden. Allerdings wurde durch die
sterisch abgeschirmte Lage des Kernmoleküls nur eine mittelmäßige Ausbeute erreicht, die erst
durch Verlängerung des Linkers, Hydroxyethyl statt Hydroxy, gesteigert werden konnte. Eine
weitere Verzweigung zum oktavalenten Dendron konnte aufgrund der erheblichen sterischen
Abschirmung der Isopropyliden-geschützten Liganden nur in einer Ausbeute von 13 %,
beziehungsweise 28 % mit verlängertem Linker, realisiert werden.
Das von Boysen eingeführte Konzept wurde von Elsner et al. aufgegriffen und für die Synthese
von gemischten Polyether-verzweigten Glycodendronen weiterentwickelt.[71] Hierzu wurden
nicht nur mannosylierte Liganden eingesetzt, sondern ebenfalls D-Galaktose-Derivate über die
C6-Position der D-Galaktose an das Kernmolekül gebunden. Allerdings machten die Autoren
deutlich, dass eine C6-funktionalisierte D-Galaktose nicht mit C1-funktionalisierter
D-Galaktose zu vergleichen ist und deren Wirkung als spezifischer Glycoligand bezweifelt
werden muss. Ungeachtet dessen konnten gemischte divalente (Abb. 10, A) und tetravalente
20 2 Stand der Forschung und Projektidee
Glycocluster (Abb. 10, B und C) auf zwei unterschiedlichen Synthesewegen erhalten werden.
Divalente Homoglycocluster konnten mittels Williamson-Ethersynthese zwischen dem 1,2-
und 3,4-Isopropyliden-geschützten D-Galaktosid und Methallyldichlorid, beziehungsweise
zwischen 2,3- und 4,6-Isopropyliden-geschützem Hydroxyethylmannosid und Methallyl-
dichlorid dargestellt werden, deren Doppelbindung am fokalen Punkt anschließend durch
Ozonolyse in eine Alkohol-Funktion umgewandelt wurde. In zweiter Generation wurde dann
ein galaktosylierter Cluster mit Methallyldichlorid zur Reaktion gebracht und das einfach
substituierte Produkt mit einem mannosylierten Cluster umgesetzt, wodurch der tetravalente
Isopropyliden-geschützte Heterocluster (Abb. 10, B) mit einer Ausbeute von 59 % erhalten
werden konnte. In einem weiteren Ansatz wurden schon in der ersten Generation divalente
Heterocluster synthetisiert, welche dann in zweiter Generation wiederum mit
Methallyldichlorid zum tetravalenten Cluster erweitert wurden. Hierbei konnte eine gesteigerte
Ausbeute von 76 %, bzw. 75 % erzielt werden. Die Synthese eines oktavalenten Clusters durch
sukzessive Ozonolyse und Umsetzung mit Methallyldichlorid führte jedoch aufgrund der
wachsenden sterischen Abschirmung des Kerns nur zum Rohprodukt, woraus das Zielmolekül
nicht isoliert werden konnte.
Abb. 10: Multivalente Heteroglycocluster nach Elsner et al. Der gemischte divalente Cluster (A) dient als
Ausgangsmolekül für die Synthese der beiden tetravalenten Heterocluster (C). Der tetravalente Cluster (B) wurde
aus den jeweiligen divalenten Homoclustern dargestellt.[71]
Um die räumliche Anordnung der Liganden im dreidimensionalen Raum beeinflussen oder
sogar gezielt steuern zu können, wird eine Extrafunktion benötigt, die durch äußere Reize
2 Stand der Forschung und Projektidee 21
adressierbar ist, wobei das Molekül natürlich in Takt bleiben muss. Dazu eignet sich eine Reihe
von Molekülgruppen, die regioselektiv aktiviert werden und auch im supramolekularen Kontext
organisiert werden können. Eine Möglichkeit dazu sind die in der Literatur schon hinlänglich
bekannten photoschaltbaren Moleküle, die im folgenden Kapitel näher erläutert werden sollen.
2.3 Kontrolle durch äußere Reize - Photoschalter
In der Natur laufen biochemische Prozesse zwischen Zellen in einer sich ständig wechselnden
Umgebung ab. Ausgelöst durch äußere Einflüsse und Reize, aber auch spontan ändern
Moleküle ihre Konformation oder Einbettung in einen supramolekularen Kontext, wie den der
Glycokalyx. So wirken sich auch Strukturveränderungen und Moleküldynamik von
Glycokonjugaten unmittelbar auf biologische Prozesse und die Kohlenhydraterkennung aus.
Dabei spielt die zeitliche und räumliche Kontrolle dieser Prozesse eine wichtige Rolle. In einem
Organismus können beispielsweise Proteine während des Wachstums spezifische
Wechselwirkungen mit der Zellmembran eingehen, die in einem späteren Wachstumsstadium
oder an einer anderen Stelle derselben Membran nicht mehr spezifisch sind.
Um zu untersuchen, welche Bedeutung solche Prozesse bei der Kontrolle von Kohlenhydrat-
Protein-Wechselwirkung haben, werden molekulare Systeme benötigt, in denen sich die
Kohlenhydrat-Orientierung durch einen definierten äußeren Reiz kontrollieren lässt. In
Glycoarrays kann dieser Stimulus unter anderem durch Änderung des pH-Wertes, des
Redoxpotentials, des Magnetfeldes, der elektrischen Ladung, der Temperatur oder durch Licht
erfolgen.[72] Die Bestrahlung mit Licht löst in der belebten Natur wichtige biochemische
Prozesse wie die Photosynthese in Pflanzen oder den Sehvorgang bei Tier und Mensch aus.
Aber auch im Labor bietet die Bestrahlung mit Licht entscheidende Vorteile, da die Intensität
und Wellenlänge genau eingestellt werden können und somit eine hohe zeitliche und räumliche
Auflösung ermöglicht wird. Außerdem findet die Aktivierung mit Licht einer bestimmten
Wellenlänge orthogonal zu den meisten intrazellulären Prozessen statt, so dass eine Bestrahlung
als nicht invasiv gelten kann. Des Weiteren erzeugt Licht keine Rückstände, wodurch eine
Verunreinigung der Probe ausgeschlossen ist.[73] Voraussetzung für den Empfang von
Lichtreizen sind photosensitive Moleküle oder Molekülfragmente, welche die Energie des
induzierten Reizes aufnehmen und dadurch zum Beispiel eine konformationelle Änderung
erfahren oder vermitteln. Diese Molekülgruppen werden als Photoschalter bezeichnet und
zählen häufig zu den Chromophoren. In Abbildung 11 sind Beispiele für gängige bistabile
Photoschalter nach aufsteigender Änderung des Dipolmoments nach der Bestrahlung
22 2 Stand der Forschung und Projektidee
dargestellt. Stilbene (A) vollziehen nach Bestrahlung eine E/Z-Isomerisierung ähnlich wie der
von Azobenzolen (E), wobei Stilbene in der Z-Form zur Bildung von unerwünschten
irreversiblen Cyclisierungsreaktionen neigen. Der Ringschluss bei Diarylethenen (B) und
Thiophenfulgiden (C) erfolgt nach einer elektrozyklischen Reaktion aufgrund der konjugierten
Hexatrieneinheit in der offenkettigen Form. Diese Zyklisierung ist photochemisch reversibel
möglich, thermisch allerdings irreversibel.[74] Bei Hemithioindigos (D) erfolgt ebenfalls eine
E/Z-Isomerisierung und Spiropyrane (F) durchlaufen eine thermisch oder photochemisch
induzierte heterolytische Spaltung, die zu einem offenkettigen Zwitterion führt, welches als
Merocyaninform bezeichnet wird. Der Einfluss des Schaltens auf die Polarität ist bei
Spiropyranen am größten.
Abb. 11: Schematische Zusammenstellung photoschaltbarer Moleküle: (A) Stilbene, (B) Diarylethene, (C)
Thiophenfulgide, (D) Hemithioindigos, (E) Azobenzole, (F) Spiropyrane.[73]
Die am häufigsten eingesetzten und untersuchten Photoschalter sind Azobenzol und seine
Derivate.[75] Azobenzol kommt in zwei Isomeren vor, dem E- (oder trans-) Isomer und dem
Z- (oder cis-) Isomer, die sich reversibel ineinander überführen lassen. Die E-Konfiguration ist
thermodynamisch ca. 10 kcal mol-1 stabiler als die Z-Form und kann durch Bestrahlung mit
Licht einer Wellenlänge von 340 nm in die Z-Form überführt werden. Da diese Wellenlänge im
nahen ultravioletten Bereich liegt und zellschädigend ist, sollte in biologischen Systemen eine
möglichst kurze Bestrahlungsdauer zu einer messbaren biologischen Änderung führen. Das
E-Isomer ist planar und hat ein Dipolmoment von nahezu null (µtrans = 0.5 Debye). Nach dem
Schalten ändert sich jedoch nicht nur die räumliche Ausrichtung der Phenylringe zueinander,
sondern es kommt auch zu einer Verdrehung aus der planaren Ebene um ca. 55°. Dies hat eine
2 Stand der Forschung und Projektidee 23
Erhöhung des Dipolmoments auf 3.1 Debye und damit eine Änderung der physikalischen und
chemischen Eigenschaften zur Folge. Die Rückisomerisierung erfolgt entweder thermisch bei
ca. 40 °C oder durch Bestrahlung mit Licht einer Wellenlänge von 450 nm. Vorteile von
Azobenzolen sind die einfache Synthese, die hohen Quantenausbeuten und ein günstiges
photostationäres Gleichgewicht. Außerdem zeigen Azobenzole so gut wie keinen
Photobleaching-Effekt, also die Effektivitätsabnahme der Schaltbarkeit beziehungsweise
Ermüdungserscheinungen. Des Weiteren lassen sich Azobenzole über die ortho- und meta-
Positionen der Phenylringe derivatisieren. Je nach eingeführtem Substituenten kann die
Relaxationsgeschwindigkeit der Photoisomerisierung auf die jeweilige Anwendung
abgestimmt werden. Während die E→Z-Isomerisierung normalerweise schnell ist und in
Femtosekunden abläuft, wird die Relaxation von Z→E maßgeblich von der Struktur des
Moleküls beeinflusst. Für die Untersuchung der photochromen Eigenschaften von
glycosylierten Azobenzolderivaten müssen diese isoliert voneinander betrachtet werden
können, daher ist eine langsame Relaxation essentiell. Beim Einsatz zur
Informationsübermittlung in Echtzeit werden dagegen schnell schaltbare Systeme benötigt.[76]
Durch die Derivatisierung bieten Azobenzole außerdem die Möglichkeit den
Wellenlängenbereich, welcher für die Isomerisierung benötigt wird, weiter zu höheren
Wellenlängen zu verschieben, so dass auf den Einsatz von zellschädigender UV-Strahlung in
biologischen Anwendungen verzichtet werden kann.[77]
Erstmalig wurden Azobenzolderivate für die Synthese photoschaltbarer multivalenter
Kohlenhydratliganden und die Untersuchung derer Bindungseigenschaften von Srinivas et al.
verwendet.[78] Sie nutzten Azobenzoldicarbonylchloride für die Verknüpfung mit unter-
schiedlichen Zuckerliganden mittels Amidbindung. Kurze Zeit später konnten bis zu
oktavalente Liganden auf Basis des Azobenzollinkers dargestellt werden, deren Kohlenhydrat-
bindenden Eigenschaften mit den pflanzlichen Lektinen ConA und PNA (Peanut agglutinin)
getestet wurden.[79] Als Zucker-Liganden wurden hier α-D-Mannoside, β-D-Galaktoside und
β-D-Laktoside verwendet und es konnte gezeigt werden, dass sowohl die Valenz, als auch die
unterschiedliche räumliche Orientierung der E/Z-Isomere einen signifikanten Einfluss auf die
Bindungsaffinitäten der Azobenzolglycokonjugate haben.
Inspriert durch Arbeiten wie diese nutzten Chandrasekaran et al. in der Arbeitsgruppe Lindhorst
Azobenzolderivate für die Synthese und Charakterisierung weiterer photoschaltbarer
Glycomimetika. Dazu wurde zunächst 4,4‘-Dihydroxyazobenzol mit Propargylresten
funktionalisiert und via 1,3-dipolarer Cycloaddition mit Azidoethylmannosiden umgesetzt. Auf
24 2 Stand der Forschung und Projektidee
diese Weise konnten sowohl monovalente Strukturen, als auch di-, und trivalente glycosylierte
Azobenzolderivate dargestellt und deren photochromen Eigenschaften untersucht werden.[80]
Weiterhin folgte die Synthese von einfach substituierten Azobenzolderivaten mit Mannobiosid
als Kohlenhydratligand, welche als photoschaltbare Inhibitoren für das bakterielle Lektin FimH
in Lösung getestet wurden. Hier konnte gezeigt werden, dass sowohl das E- als auch Z-Isomer
eine in etwa gleich gute inhibitorische Potenz und eine erhöhte Bindungsaffinität im Vergleich
zum Standardinhibitor Methylmannosid aufweisen.[81] Monovalente glycosylierte
Azobenzolderivate konnten außerdem auf Goldoberflächen für die Herstellung von Glyco-
SAMs immobilisiert werden, um die Schalteigenschaften genauer charakterisieren zu können.
Dabei konnte mittels IRRA-Spektroskopie erstmals die reversible E/Z-Isomerisierung der
N=N-Doppelbindung auf Oberflächen eindeutig nachgewiesen werden, was die
Grundvoraussetzung für die Evaluation von photosensitiver Zelladhäsion in biologischen Tests
darstellt.[82] Infolgedessen wurde erneut die FimH-vermittelte bakterielle Adhäsion an
monovalente Azobenzolliganden getestet. Dazu wurden Glyco-SAMs bestehend aus einer
Monolage von einfach mannosylierten Azobenzolderivaten verwendet, welche zusätzlich an
der 4‘-Position mit einem Oligoethylethylenglycol- (OEG)-Rest funktionalisiert sind, um
unspezifische Wechselwirkungen mit der Goldoberfläche zu verhindern (Abb. 12). Den OEG-
Rest wiederum verbindet eine Alkylkette über eine Thiol-Funktion mit der Goldoberfläche,
wobei die Alkylkette eine hochgeordnete und dichtgepackte Anordnung der einzelnen
Moleküle ermöglicht, welche durch Ellipsometrie und IRRAS nachgewiesen werden konnte.
Anschließende Adhäsionstests zeigten, dass nach der Bestrahlung mit einer Wellenlänge von
365 nm und der damit einhergehenden Isomerisierung der Glycoazobenzol-Monolage in die
Z-Form die Adhäsion dramatisch verringert werden konnte. Aus diesem Ergebnis lässt sich
eindeutig ein Zusammenhang zwischen dem Einfluss der Orientierung des angebotenen
Mannoseliganden und den Adhäsionseigenschaften des Glyco-SAMs, wie in Abbildung 12
dargestellt, ableiten.[83]
2 Stand der Forschung und Projektidee 25
Abb. 12: Schematische Darstellung der bakteriellen Adhäsion von mannosylierten Azobenzolderivaten vor und
nach der photoinduzierten Isomerisierung nach Weber et al.[83]
2.4 Neue photoschaltbare Homo- und Heteroglycocluster
Die in den vorherigen Kapiteln dargestellte Forschung unterstreicht die Relevanz von
neuartigen Glycomimetika, die über die Untersuchung von Multivalenzeffekten durch
Variation der Valenz der Zuckerliganden hinausgehen. Inzwischen konzentriert sich das
Forschungsinteresse auch auf die Kontrolle der relativen Orientierung von Ligand und
Rezeptor, auch in einem heterogenen Umfeld. Hier bedarf es weiterer synthetischer Modelle,
um diese komplexen Effekte besser erforschen zu können. Dazu wurden hier photoschaltbare
Eigenschaften mit kleinen homo- und heterovalenten Glycoclustern kombiniert, die eine
orthogonal funktionalisierbare Funktion am fokalen Punkt des Moleküls tragen und so über
geeignete Ligationschemie für verschiedenste Funktionalisierung oder Immobilisierung zur
Verfügung stehen. Aufbauend auf den Ergebnissen zur Synthese und Testung photoschaltbarer
Moleküle auf Basis von Azobenzolderivaten in der Arbeitsgruppe Lindhorst liegt der Fokus in
dieser Arbeit auf der Synthese eben solcher Moleküle und der Untersuchung ihrer
photochromen Eigenschaften. Hierbei sollte das Schaltverhalten divalenter Glycocluster
untersucht werden, die sich auch zu höher verzweigten Dendronen ausbauen lassen. Um einen
tieferen Einblick in die Details der Kohlenhydrat-Erkennung zu erhalten, besteht außerdem das
Interesse die Komplexität und Diversität von Glycomimetika zu steigern und die Eigenschaften
biologischer Zelloberflächen möglichst naturnah nachbilden zu können. Da sich spezifische
Kohlenhydrat-Erkennungsprozesse in der Natur immer in Gegenwart von diversen nicht-
26 2 Stand der Forschung und Projektidee
spezifischen Liganden abspielen, sollten in diesem Projekt ebenfalls Cluster eines gemischten
Typs dargestellt werden.
Da die Arbeitsgruppe Lindhorst bereits eine langjährige Expertise in der Synthese und Testung
mannosylierter Glycokonjugate besitzt und ein großes Interesse an der Aufklärung
α-D-Mannose-spezifischer Adhäsionsprozesse, vermittelt durch das bakterielle Lektin FimH,
hat,[81, 84, 85] wurden in dieser Arbeit ebenfalls α-D-Mannose-Derivate als Zuckerliganden
verwendet. Des Weiteren wurden N-Acetylglucosamin (GlcNAc)-Derivate eingesetzt, die
ebenfalls von großer biologischer Bedeutung sind. Um die Diversität innerhalb eines Clusters
zu erhöhen und das Auftreten sekundärer Multivalenzeffekte oder Heteroclustereffekte
betrachten zu können, wurden GlcNAc-Derivate ebenfalls für die Heterofunktionalisierung der
Cluster-Kernmoleküle verwendet.
Daraus ergeben sich drei prinzipielle Zielmoleküle, die auf einem MDC-Gerüstmolekül
basieren: Ein homodivalenter mannosylierter Glycocluster 1, ein homodivalenter GlcNAc-
funktionalisierter Glycocluster 2 und ein heterodivalenter Man-GlcNAc-funktionalisierter
Glycocluster 3 (Abb. 13).
Für die Synthese der Zielmoleküle werden drei Basiselemente benötigt, bestehend aus einem
Gerüstmolekül, welches sich am fokalen Punkt orthogonal funktionalisieren lässt, einer
photoschaltbaren Einheit, die gleichzeitig als Linker zwischen Kern und Peripherie fungiert und
den Kohlenhydratliganden, die entweder gleich oder verschieden sind. Nach dem
vielversprechenden Einsatz von Methallyldichlorid für die Synthese divalenter Glycocluster
nach Boysen und Elsner wurde hier ebenfalls auf dieses Kernmolekül zurückgegriffen. Beide
allylische Chloridsubstituenten in MDC lassen sich substituieren und die fokale Doppelbindung
steht anschließend für eine orthogonale Funktionalisierung bereit. Außerdem kann durch
geeigente Reaktionsbedingungen eine Einfachsubstitution erzielt werden, die Ausgangspunkt
für die Synthese von heterovalenten Clustern ist. Alternativ kann ein Dihydroxy-Derivat des
Kernmoleküls wie 3-Hydroxy-(2-hydroxymethyl)propen eingesetzt und die Etherbrücke dann
mittels Mitsunobu-Reaktion zugänglich gemacht werden. Durch die in der Literatur
beschriebenen hervorrangenden Eigenschaften als Photoschalter bieten sich Ether-verknüpfte
Azobenzolderivate als Linkereinheit an und die Zuckerepitope wurden wie bereits beschrieben
ausgewählt. Daraus ergibt sich ein Clusterdesign wie in Abbildung 13 dargestellt ist.
2 Stand der Forschung und Projektidee 27
Abb. 13: Aufbau der Zielmoleküle 1, 2 und 3. Die Homo- und Heteroglycocluster gehen auf drei Kernelemente
zurück: Ein photoschaltbares Azobenzolderivat, die Zuckerliganden, α-D-Mannoside und β-D-N-Acetyl-
glucosamin-Glycoside und ein MDC-Derivat als divalentes Gerüstmolekül. AG = Abgangsgruppe
Bei retrosynthetischen Überlegungen für die Darstellung der divalenten Zielmoleküle ergeben
sich verschiedene Möglichkeiten. Nicht nur die glycosidische Bindung und der Ether zwischen
Azobenzol-Einheit und Kernmolekül können retrosynthetisch zerlegt werden, sondern auch die
N=N-Doppelbindung der Azobenzol-Einheit. Im Folgenden werden die denkbaren Zugänge zu
den Zielmolekülen diskutiert, die sich in der Reaktionsabfolge zur Verknüpfung einzelner
Basiskomponenten unterscheiden. Der retrosynthetische Schnitt wird dabei beispielhaft an
jeweils nur einem Arm eines zweifach mannosylierten Glycoclusters dargestellt.
28 2 Stand der Forschung und Projektidee
Abb. 14: Zwei Varianten für die Darstellung eines divalenten Glycoclusters. Hier erfolgt zunächst die Reaktion
von Gerüstmolekül mit photoschaltbarer Einheit. Anschließend folgt die Glycosylierung mit einem
Glycosyldonor. AG = Abgangsgruppe
Nach den Varianten A und B in Abbildung 14 erfolgt der retrosynthetische Schnitt an der
glycosidischen Bindung und an der Etherbrücke zwischen Gerüstmolekül und
Azobenzoleinheit. Zur Darstellung des Clusters wird, einer divergenten Synthesestrategie
folgend, ein einfach geschütztes Dihydroxyazobenzolderivat mit dem Gerüstmolekül
verbunden. Bei Verwendung von Methallyldichlorid bietet sich eine Williamson-Ethersynthese
an, bei der das Phenolat des Azobenzolderivats als Nukleophil fungiert und das
Methallyldichlorid in einer SN2-Reaktion angreift (Abb. 14, Variante A). Anstelle von
Methallyldichlorid kann hier auch 3-Hydroxy-(2-hydroxymethyl)propen als Kerneinheit
verwendet werden und mittels Mitsunobu-Reaktion die Verbindung zum Phenylether-Derivat
2 Stand der Forschung und Projektidee 29
erfolgen (Abb. 14, Variante B). Sowohl die Reaktion von Methallyldichlorid und Alkoholen
mittels Williamson-Ethersynthese[70], als auch die Reaktion von Azobenzolderivaten mittels
Mitsunobu-Reaktion[82] konnte bereits erfolgreich in der Arbeitsgruppe Lindhorst angewendet
werden. Die Synthese eines einfach Boc-geschützten Dihydroxyazobenzolderivats kann leicht
aus einer Azokupplungsreaktion[86] von O-Boc-geschütztem p-Aminophenol[87] mit Phenol
erhalten werden. Im Anschluss kann die Boc-Schutzgruppe unter sauren Bedingungen entfernt
werden und eine Glycosylierung mit einem geeigneten Glycosyldonor erfolgen. Da die
Glycosylierung hier als letzter Syntheseschritt erfolgt, eignet sich ein O-acetylgeschützter
Glycosyldonor, dessen Schutzgruppen sich nach der Glycosylierung leicht wieder abspalten
lassen. Beide Varianten haben allerdings den Nachteil, dass sich die Boc-geschützten
Hydroxygruppen des Azobenzols nicht orthogonal zueinander entschützen lassen und sich
damit nur für die Synthese von divalenten Homoglycoclustern eignen.
In einer dritten Synthesevariante (Abb. 15) erfolgt der retrosynthetische Bindungsbruch
zwischen Glycosyl-Einheit und Aglycon ebenso wie an der N=N-Doppelbindung der
Diazoeinheit des Photoschalters. Erneut einer konvergenten Synthese folgend wird zunächst
das Aminophenyl-funktionalisierte Kernmolekül (z. B. Methallyldichlorid) mit Phenol in einer
Azokupplung umgesetzt. Das Gerüstmolekül lässt sich durch Veretherung von N-Boc-
geschütztem p-Aminophenol mit Methallyldichlorid, gefolgt von einer sauren Boc-
Entschützung, leicht darstellen. Die anschließende Glycosylierung führt zum divalenten
Produkt. Auch hier können acetylierte Glycosyldonoren verwendet und nach der
Glycosylierung unter Standardbedingungen nach Zemplén[88] entschützt werden. Da auch hier
keine orthogonalen Reaktivitäten vorliegen, ist auch in diesem Fall, ebenso wie in Variante A
und B, die Synthese von heterovalenten Clustern nicht regioselektiv möglich. Variante C bietet
auch durch den Wegfall der Boc-Schützung und -Entschützung keinen Vorteil, da andererseits
die Aminogruppe des p-Aminophenols ge- und entschützt werden muss. Außerdem ist eine
erschwerte säulenchromatographische Reinigung des MDC-abgeleiteten Dianilins aufrund der
erhöhten Polarität zu erwarten.
30 2 Stand der Forschung und Projektidee
Abb. 15: Variante C zur Synthese eines divalenten Glycoclusters. Die Azokupplung erfolgt mit dem bereits
Aminophenyl-funktionalisierten MDC-Gerüstmolekül, anschließend erfolgt die Glycosylierung.
AG = Abgangsgruppe
Im Vergleich zu den Synthesevarianten A bis C erscheint eine vierte Variante D attraktiv, nach
der die Azokupplung zwischen einem Aminophenylmannosid und Phenol unter Ausbildung der
photoschaltbaren Azobenzoleinheit den ersten Schritt bildet (Abb. 16). Die anschließende
Williamson-Veretherung mit Methallyldichlorid führt zum divalenten Glycocluster. Außerdem
kann durch Wahl geeigneter Reaktionsparameter eine Einfachsubstitution des
Methallyldichlorid-Kerns erfolgen, wie bereits von Boysen et al. im Fall von Polyether-
verlinkten Dendronen gezeigt werden konnte.[70] Dadurch bietet sich die Möglichkeit einer
weiteren Veretherung mit einem verschieden glycosylierten Azobenzol-Derivat, was die
Synthese eines heterovalenten Glycoclusters ermöglicht. Ein weiterer Vorteil in dieser Variante
2 Stand der Forschung und Projektidee 31
ist die Möglichkeit des Verzichts auf Schutzgruppen an den Zucker-Hydroxygruppen.
Aminophenylmannosid kann leicht reduktiv aus käuflichem Nitrophenylmannosid erhalten
werden und ist auch selbst kommerziell erhältlich. Allerdings erscheint diese Variante nur bei
quantitativen Ausbeuten sinnvoll, da eine säulenchromatographische Reinigung des
Endprodukts durch mangelnde Löslichkeit in unpolaren Lösungsmitteln erschwert werden
könnte.
Abb. 16: Variante D zur Darstellung eines divalenten Glycoclusters mit der Option einer heterogenen
Ligandenzusammensetzung. Hier wird die Strategie einer schutzgruppenfreien Azokupplung und anschließender
Veretherung mit dem Kernmolekül verfolgt.
Eine weitere Alternative für die Synthese photoschaltbarer divalenter Homo- und
Heteroglycocluster bietet Variante E (Abb. 17). Hier erfolgt zunächst eine Glycosylierung von
32 2 Stand der Forschung und Projektidee
Dihydroxyazobenzol und die anschließende Veretherung mit dem Kernmolekül, wobei auch
hier eine Einfachveretherung möglich ist. Bei der Glycosylierung von Dihydroxyazobenzol
kann jedoch auch ein zweifach glycosyliertes Nebenprodukt erhalten werden. Um dieses
unerwünschte Produkt zu vermeiden, ist eine Maskierung von einer der beiden
Hydroxygruppen bei der Synthese des Azobenzol-Linkers notwendig, was beispielsweise durch
eine Allyl-Schutzgruppe erfolgen kann.[89]
Abb. 17: Variante E zur Synthese eines divalenten Glycoclusters. Es erfolgt zuerst die Glycosylierung der
Azobenzol-Einheit und anschließend die Veretherung mit dem Kernmolekül, wobei auch eine Einfachsubstitution
und damit die Synthese von Heteroclustern möglich ist. AG = Abgangsgruppe
Auch hier können unterschiedlich glycosylierte Azobenzolderivate mit dem Kern verbunden
werden, wodurch die Synthese von heterovalenten Glycoclustern ermöglicht wird. In dieser
2 Stand der Forschung und Projektidee 33
Arbeit wurde Variante E favorisiert, umso mehr als in vorangegangenen Arbeiten in der
Arbeitsgruppe Lindhorst die erfolgreiche Glycosylierung von Dihydroxyazobenzol-Derivaten
mit α-D-Mannosiden bereits gezeigt wurde.[82] Im Rahmen einer Bachelorarbeit wurden
außerdem die Möglichkeiten einer Kombination von Variante C und D als wenig erfolgreich
evaluiert.[90]
Die Doppelbindung am fokalen Punkt erfolgreich synthetisierter homo- wie heterodivalenter
Glycocluster bietet sich für weitere Funktionalisierungen an. Sie kann beispielsweise mittels
radikalischer Thiol-En-Reaktion mit einem Thiol umgesetzt werden. Durch die sterisch
abgeschirmte Lage des fokalen Punktes eignet sich Cysteamin als kurzer Linker mit einer
terminalen Aminofunktion, welche für eine Peptidkupplung mit einem weiteren Linkermolekül
bereitsteht (Abb. 18). Dieses System eignet sich auch für die Immobilisierung auf Oberflächen
wie Glas, Gold und Polystyrol, abhängig vom funktionalisierten Linkermolekül. Wird die
Kupplung mit einem langkettigen aliphatischen Thiol durchgeführt, eignet sich der Cluster
ebenfalls für die Bildung von photoschaltbaren Glycomizellen.
Abb. 18: Orthogonalen Funktionalisierung der fokalen Doppelbindung mittels Thiol-En-Reaktion.
34 2 Stand der Forschung und Projektidee
Durch die Immobilisierung auf Oberflächen lassen sich supramolekulare Systeme darstellen,
an denen die lichtinduzierte Konfigurationsänderung und deren Auswirkung auf die bakterielle
Adhäsion untersucht werden kann. Außerdem kann der Einfluss eines zweiten Zuckerepitops
nicht nur für die Adhäsionseigenschaften von Bedeutung sein, sondern kann sich auch auf das
Schaltverhalten der glycosylierten Oberfläche auswirken. Des Weiteren lassen sich bei
Anwesenheit unterschiedlicher Zucker-Liganden beide „Arme“ des Glycoclusters in NMR-
spektroskopischen Untersuchungen getrennt voneinander betrachten, wodurch tiefere Einblicke
in die Kinetik des Schaltvorgangs möglich sind. In Abbildung 19 ist die photoinduzierte E/Z-
Isomerisierung im supramolekularen Kontext schematisch dargestellt.
Abb. 19: Schematische Darstellung von photoinduzierter Änderung der Zuckerligand-Orientierung auf
Oberflächen.
Die Doppelbindung am fokalen Punkt der hier projektierten divalenten Glycocluster kann
außerdem für die Darstellung höhervalenter Glycokonjugate genutzt werden (vgl. Kapitel 2.2).
Dazu lässt sich die Doppelbindung beispielsweise via Hydroborierung in einen primären
Alkohol umwandeln, welcher erneut mit Methallyldichlorid zur Reaktion gebracht werden kann
(Abb. 20). Im Resultat werden tetravalente Strukturen erhalten: Dendrone der nächsten
Generation, die eine höhere Dichte photoschaltbarer Einheiten bereitstellen und sich für die
Untersuchung von Photoisomerisierungseffekten im dreiminensionalen Raum nutzen lassen.
Die photochromen Eigenschaften der divalenten und höhervalenten Homo- und
Heteroglycocluster sind für die Weiterentwicklung photoschaltbarer Glycomimetika von
großer Bedeutung und sollen nach erfolgreicher Synthese untersucht werden.
2 Stand der Forschung und Projektidee 35
Abb. 20: Schematische Darstellung des dendritischen Wachstums zu tetravalenten Glycoclustern. Dazu erfolgt
eine Hydroborierung der Doppelbindung am fokalen Punkt des divalenten Clusters. Die primäre Alkohol-Funktion
kann mittels Williamson-Ethersynthese erneut mit MDC umgesetzt werden.
2.5 Design TRIS-basierter Homo- und Heteroglycocluster
In einem weiteren Teilprojekt dieser Arbeit wurde die Synthese von trivalenten Homo- und
Heteroglycoclustern verfolgt, die auf einem rigiden Kernmolekül basieren, dessen fokaler
Punkt sich ähnlich wie bei den zuvor diskutierten divalenten Clustern leicht orthogonal
funktionalisieren lässt. Dabei sollte der Kern außerdem drei funktionelle Gruppen für eine
36 2 Stand der Forschung und Projektidee
Glycosylierung bereitstellen, welche sich für die Synthese von Heteroglycoclustern einzeln
diskriminieren lassen. Ideale Voraussetzungen für diese Anforderungen bietet Tris-
(hydroxymethyl)-aminomethan (TRIS), welches seit den späten 1970er Jahren erfolgreich für
die Darstellung trivalenter Glycocluster eingesetzt wird.[35, 91, 92] Die gegenüber Alkohol-
funktionen höhere Nukleophilie der fokalen Aminogruppe eröffnet die Möglichkeit ihrer
regioselektiven Schützung. Anschließend kann die Glycosylierung der drei Hydroxygruppen
erfolgen. TRIS lässt sich aber auch durch eine geeignete Schutzgruppenstrategie selektiv
funktionalisieren, wodurch die Glycosylierung der Hydroxygruppen mit drei unterschiedlichen
Kohlenhydrat-Liganden möglich werden sollte. Nach erfolgreicher Synthese eignen sich die
anvisierten Glycocluster für den Aufbau von Glyco-SAMs, mit deren Hilfe der Einfluss von
Gerüststruktur und hoher, konformationell rigider Dichte von Zuckerliganden auf Adhäsivität
und andere Eigenschaften untersucht werden, die im Kontext von Multivalenzeffekten
interessant sind.
Bereits im Rahmen der Diplomarbeit wurde die Synthese von rigiden trivalenten
Homoglycoclustern auf Basis von TRIS durchgeführt.[93] Um den strukturellen Einfluss von
starren und weniger rigiden Gerüstmolekülen vergleichen zu können, wurde in der
Diplomarbeit außerdem eine flexiblere Variante auf Basis des von Newkome eingeführten 4-
Amino-di-tert-butyl-4-[2-(tert-butoxycarbonyl)-ethyl]-heptan-1,7-dioat als Kernmolekül
verwendet (vgl. Kap. 1.4). Die Glycosylierung der freien Hydroxygruppen des TRIS-Kerns
erfolgte mit α-D-Mannosiden und β-GlcNAc-Derivaten als Kohlenhydrat-Liganden, wobei im
Rahmen der Diplomarbeit lediglich die Darstellung der trivalenten Clustermannoside gelang.
Zur Fortführung dieser Versuche wurde in der vorliegenden Arbeit die Synthese von GlcNAc-
funktionalisierten Homoglycoclustern weiterverfolgt. Außerdem sollte die Funktionalisierung
des fokalen Punkts mittels der Aminosäure Glycin realisiert werden. Durch die Kohlenhydrat-
Liganden in kurzer Entfernung zum fokalen Punkt des Kernmoleküls unterliegen diese einer
deutlichen sterischen Einschränkung ihrer konformationellen Flexibilität. Die Aminosäure als
Linkermolekül erleichtert die spätere Immobilisierung auf Oberflächen ohne diese durch
zusätzliche funktionelle Gruppen oder flexible Alkylketten zu beeinflussen. Zur
weiterführenden Darstellung der trivalenten Heterocluster mit zwei, beziehungsweise drei
unterschiedlichen Liganden sollte das Glycosyldonor-Repertoire um einen α-L-Fucosid-
Liganden ergänzt werden (Abb. 21). α-L-Fucoside gehören zu den wichtigsten
Monosacchariden, aus denen natürliche Glycokonjugate aufgebaut sind und kommen häufig in
der Kernregion von N-Glykanen vor (vgl. Kap 1.1, Abb. 2).[23] Sie spielen eine wichtige Rolle
2 Stand der Forschung und Projektidee 37
in zahlreichen biochemischen Prozessen wie Bluttranfusionsreaktionen, Adhäsion von
Leukozythen an das Endothel oder auch pathologischen Prozessen wie Krebserkrankungen.[94]
Aufgrund ihrer biologischen Relevanz eignen sie sich daher besonders für die
Diversitätserhöhung innerhalb eines Clustermoleküls. Durch die Kombination von
Kohlenhydratliganden in unterschiedlicher Zusammensetzung und rigidem Gerüstmolekül mit
definierter Valenz lässt sich eine Bibliothek von Glycomimetika aufbauen. Deren
Immobilisierung kann auf verschiedenen Oberflächen über einen Aminosäure-Linker erfolgen
und zur Gewinnung neuer Erkenntnisse von Heteromultivalenzeffekten, wie dem
Heteroglycocluster-Effekt,[58] genutzt werden (Abb. 15).[57, 95]
Abb. 21: Geplante Synthese von trivalenten Glycoclustern mit ein bis drei unterschiedlichen Kohlenhydrat-
Liganden. Als Kernmolekül dient TRIS, welches am fokalen Punkt eine Amino-Gruppe für die Funktionalisierung
mit einer Aminosäure bereitstellt. Die N-terminale Aminogruppe des Glycins kann anschließend für eine weitere
Funktionalisierung oder Immobilisierung auf Oberflächen genutzt werden.
Grundsätzlich bietet sich bei der Synthese von TRIS-basierten Glycoclustern die Möglichkeit
die Aminogruppe am fokalen Punkt zu maskieren, was sowohl durch eine gängige
Schutzgruppe wie Boc oder Cbz, als auch durch Umwandlung des Amins in ein Azid erfolgen
kann. Anschließend erfolgt die Glycosylierungsreaktion und nach Demaskierung des fokalen
38 2 Stand der Forschung und Projektidee
Punkts wird im finalen Schritt die Aminosäure mittels Peptidkupplung eingeführt. Andererseits
besteht die Möglichkeit die Peptidkupplung zuerst durchzuführen und anschließend die
ungeschützten Hydroxygruppen am TRIS-Kern zu glycosylieren (Abb. 22). Da in der
Diplomarbeit die dreifache Glycosylierung des Cbz-geschützten TRIS bereits nur in einer
Ausbeute von 45 % erzielt werden konnte, wurde in dieser Arbeit die Peptidkupplungsreaktion
der dreifachen Glycosylierung vorgezogen, so dass außerdem die Schützung und Entschützung
der fokalen Aminogruppe entfallen.
Abb. 22: Syntheseschema zur Reihenfolge der Funktionalisierung des fokalen Punkts am TRIS-Kernmolekül.
Durch Peptidkupplung und anschließender Glycosylierung lassen sich zwei Syntheseschritte einsparen und der
Zugang zum fokalen Punkt wird nicht durch sterisch anspruchsvolle Zucker-Liganden erschwert.
Für die Darstellung von heterovalenten Glycoclustern ist außerdem die selektive Maskierung
einzelner Hydroxygruppen des Kernmoleküls notwendig. Dazu eignet sich die
Benzylidenschutzgruppe, da sich mit ihrer Hilfe zwei der drei OH-Funktionen schützen lassen
und eine OH-Gruppe für die erste Glycosylierung bereitsteht. Anschließend kann die
Benzylidengruppe entweder komplett abgespalten werden, woraus nach der weiteren
Glycosylierung ein Heterocluster mit zwei verschiedenen Zuckerepitopen resultiert oder es
findet eine partielle Spaltung durch reduktive Eliminierung statt. In diesem Fall bleibt eine der
verbliebenen OH-Gruppen durch eine Benzylgruppe maskiert, während die freie OH-Gruppe
erneut glycosyliert werden kann. Im Anschluss kann die letzte OH-Gruppe entschützt und mit
einem dritten Kohlenhydratdonor glycosyliert werden (Abb. 23).
2 Stand der Forschung und Projektidee 39
Abb. 23: Synthesestrategie für die Darstellung trivalenter Heteroglycocluster mit zwei, beziehungsweise drei
unterschiedlichen Kohlenhydratliganden.
Die Fmoc-Schutzgruppe am N-Terminus der Aminosäure bietet eine orthogonale
Entschützungsvariante und erleichtert außerdem die säulenchromatographische Reinigung in
unpolaren Lösungsmitteln. Die geplante Syntheseroute ermöglicht außerdem bei geeigneten
Synthesebedingungen einzelne Komponenten wie etwa Schutzgruppen, Glycosyldonoren oder
Aminosäurelinker zu variieren und so maßgeschneiderte Glycomimetika anwendungsorientiert
darzustellen.
40 3 Synthesen und Untersuchungen
3 Synthesen und Untersuchungen
3.1 Synthese TRIS-basierter Clusterglycoside
Die Synthese trivalenter Clusterglycoside wurde bereits während der Diplomarbeit begonnen,
in der das trivalente Clustermannosid 7 auf Basis von TRIS (Tris(hydroxymethyl)-
aminomethan, 8) und das trivalente Clustermannosid 9 auf Basis der sterisch flexibleren
Trisäure 10 erfolgreich dargestellt werden konnten (Abb. 24).[93] Weiterhin wurden erste
GlcNAc-Donormoleküle für die Vielfachglycosylierung multivalenter Kernmoleküle
synthetisiert und anfängliche Erfahrungen mit der Optimierung entsprechender Synthesen
gesammelt, ohne dass damals bereits ein Durchbruch erzielt werden konnte. In der vorliegenden
Arbeit wurde ein trivalentes Clustermannosid mit einer Aminosäure-Funktionalisierung am
fokalen Punkt dargestellt, indem am TRIS-Baustein, anders als in der Diplomarbeit, zuerst eine
Peptidkupplung zwischen Aminogruppe und Fmoc-geschütztem Glycin erfolgte. Im Anschluss
wurde eine Dreifachglycosylierung zum trivalenten Glycocluster 11 durchgeführt (Abb. 26) aus
welchem, nach globaler Entschützung in einem Schritt, das Zielmolekül 12 erhalten werden
konnte (vgl. Kap. 3.1.1). Trivalente Clustermannoside auf Basis von TRIS wurden bereits von
Shaikh et al. hergestellt[92] und für die Immobilisierung an ein Polypeptid mit einem
Aminosäurelinker am fokalen Punkt des Glycoclusters funktionalisiert. Die Synthesesequenz
folgte dabei erst der Dreichfachglycosylierung der TRIS-OH-Gruppen mit anschließender
Peptidkupplung am fokalen Punkt mit mäßigen Ausbeuten. Auch Hartmann et al.,[96] die
demselben Reaktionsprotokoll folgten, gelang es nicht, die Ausbeute des trivalenten
Clustermannosids zu steigern, so dass die Variation der Reaktionsabfolge in dieser Arbeit
lohnend erschien.
Desweiteren konnte, derselben Synthesestrategie folgend, in dieser Arbeit erstmals der
trivalente GlcNAc-funktionalisierte Glycocluster 13 auf Basis des TRIS-Moleküls 8 erfolgreich
synthetisiert werden (vgl. Kap. 3.1.2).
3 Synthesen und Untersuchungen 41
Abb. 24: Trivalente mannosylierte Clusterglycoside, die bereits in der Diplomarbeit fertiggestellt wurden.[93]
3.1.1 Synthese eines TRIS-basierten mannosylierten Glycoclusters
Für die Darstellung des trivalenten mannosylierten Homoglycoclusters 12 mit Aminosäure-
funktionalisiertem fokalen Punkt diente ein TRIS-Molekül 8 als rigider Gerüstbaustein, der für
die Glycosylierung mit einem Mannosyl-Donor drei Hydroxygruppen zur Verfügung stellt und
eine Aminogruppe am fokalen Punkt für die weitere Funktionalisierung mit Glycin bereithält.
Dazu wurde zunächst eine HATU-katalysierte Peptidkupplung zwischen der Aminogruppe des
TRIS 8 und der Carboxylgruppe eines Fmoc-geschützten Glycins durchgeführt, da die sterische
Abschirmung am fokalen Punkt nach erfolgter Glycosylierung deutlich größer ist und eine
spätere Funktionalisierung des fokalen Punktes erheblich beeinträchtigt (Abb. 25).
Abb. 25: Orthogonale Funktionalisierung der Aminogruppe am fokalen Punkt des TRIS-Bausteins mit einem
Fmoc-geschützten Glycin-Derivat.[97]
Für die Reaktion wurde DIPEA als Base eingesetzt, welche die Carboxylgruppe der
Aminosäure deprotoniert. Anschließend wird das Peptidkupplungsreagenz von dem
resultierenden Carboxylat-Anion nukleophil angegriffen und es entsteht ein Hydroxybenzo-
triazolanion welches das ebenfalls gebildete O-Acylisoharnstoffderivat erneut nukleophil
42 3 Synthesen und Untersuchungen
angreift. Der resultierende Aktivester kann nun am aktivierten Carboxyl-Kohlenstoff von der
Aminogruppe des TRIS-Moleküls nukleophil angegriffen werden, was zur Ausbildung der
Peptidbindung und damit zum gewünschten Produkt 14 führt. Die Reinigung mittels
Säulenchromatographie war unproblematisch, so dass Verbindung 14 mit einer guten Ausbeute
von 82 % isoliert werden konnte.
Daraufhin wurde 14 für die Darstellung des trivalenten Homoglycoclusters 11 verwendet
(Abb. 26). Hierzu wurde Benzoyl-geschütztes Mannosetrichloracetimidat[98] 15 in einer
literaturbekannten[99] Bortrifluorid-katalysierten Glycosylierungsreaktion mit dem trivalenten
Kernmolekül 14 umgesetzt. Die Verwendung von Benzoylschutzgruppen verfolgte hier zum
einen die Strategie, die Reaktivität des Donors zu erhöhen und andererseits die Bildung von
unerwünschten Orthoestern zu unterbinden. Nach säulenchromatographischer Trennung konnte
der trivalente Cluster 11 mit einer Ausbeute von 49 % isoliert werden. Die anschließende
Entschützung wurde nach Zemplén[88] mit Natriummethanolat in Methanol durchgeführt. Der
entschützte Cluster 12 konnte nach Aufreinigung mittels Gelpermeationschromatographie in
einer guten Ausbeute von 81 % erhalten werden.
Abb. 26: Glycosylierung des Glycin-funktionalisierten TRIS-Kerns 14 zur Darstellung eines trivalenten
Glycoclusters 11 mit Mannosid-Liganden und anschließender Entschützung der Benzoyl-Schutzgruppen zum
Zielmolekül 12.
3 Synthesen und Untersuchungen 43
3.1.2 Synthese eines TRIS-basierten GlcNAc-funktionalisierten Glycoclusters
Im Anschluss erfolgte die Glycosylierung des Glycin-funktionalisierten TRIS-Derivats 14 mit
verschiedenen GlcNAc-Donoren, die bereits in der Diplomarbeit synthetisiert wurden
(Abb. 27). Bei diesen bietet sich die Möglichkeit, durch Variation der Abgangsgruppe und/ oder
der Schutzgruppen Einfluss auf die Reaktivität des Donors zu nehmen. Bei den GlcNAc-
Donoren 16, 17 und 18 wurden die N-Acetylgruppe nicht orthogonal zu den O-Acetylgruppen
geschützt, da die Deacetylierung der Alkoholfunktionen ohne Abspaltung der N-Acetylgruppe
möglich ist. In der Diplomarbeit wurde bereits das Horten-Chlorid 17 als GlcNAc-Donor für
die Glycosylierung eines N-Cbz-geschützten TRIS-Moleküls evaluiert, jedoch führte diese
nicht zum gewünschten Ziemolekül und wurde daher in dieser Arbeit nicht verwendet.
Stattdessen wurden jetzt das Oxazolin 16 und das Thiophenylglycosid 18 für die Synthese des
trivalenten Glycoclusters 13 eingesetzt, da sich das Oxazolin 16 bei der Glycosylierung von
einfachen Alkoholen in der Diplomarbeit bereits bewährt hatte und Thiophenylglycoside als
gute Glycosyldonoren literaturbekannt sind.[100]
Abb. 27: Synthesen der GlcNAc-Donoren 16, 17 und 18 die bereits in der Diplomarbeit durchgeführt wurden.[101]
Die Synthese von 16 geht von Glucosamin-Hydrochlorid 19 aus, welches nach vollständiger Acetylierung zu 20
das Oxazolin 16 liefert. 17 wurde aus N-Acetyl-glucosamin 21 synthetisiert, als welchem dann 18 dargestellt
wurde.
Die Umsetzung zum trivalenten Glycocluster erfolgte im Fall des Oxazolins 16 nach
Wittmann[102] mit Kupfer(II)dichlorid als Katalysator und das Thiophenylglycosid 18 wurde
nach Veeneman[100] mit N-Iodsuccinimid und Silbertriflat als Promoter umgesetzt (Abb. 28).
Das Silbertriflat aktiviert dabei das Succinimid welches zum Imin reagiert und ein Iod-Kation
freisetzt, das vom Schwefelatom des Glycosids nukleophil angegriffen wird. Thiophenyliodid
wird abgespalten und das resultierende Zucker-Oxocarbeniumion kann von den TRIS-OH-
44 3 Synthesen und Untersuchungen
Gruppen nukleophil angegriffen werden. Beide Glycosylierungsversuche, mit GlcNAc-Donor
16 und 18 führten jedoch nicht zum gewünschten Produkt (Abb. 28).
Abb. 28: Ansatz zur Synthese des TRIS-basierten GlcNAc-funktionalisierten Homoglycoclusters 22 durch
Glycosylierung mit den GlcNAc-Donoren 16 und 18.
Um die Reaktivität des GlcNAc-Donors zu erhöhen, wurde daher die Aminogruppe des
Glucosamins mit einer elektronenziehenden Schutzgruppe versehen (Abb. 29). Die Schützung
erfolgte sowohl durch die N-Phthalimid-Schutzgruppe (Phth) als auch mittels
Tetrachlorphthalimid (TCP), gefolgt von der Bromierung beider Donor-Moleküle, um
anschließend eine Glycosylierung nach der Koenigs-Knorr-Methode durchführen zu können.
Für die Maskierung mit Tetrachlorphthalimid wurde das Glycosamin-Hydrochlorid 19 im
Basischen mit Tetrachlorphthalsäureanhydrid versetzt, nach einer Reaktionszeit von 2.5 h das
Lösungsmittel entfernt und die Acetylierung nach Standardbedingungen mit
Essigsäureanhydrid und Pyridin ohne vorherige Reinigung durchgeführt. Die mäßige Ausbeute
von 40 % für 23 ist dabei auf die kurze Reaktionszeit vor der Acetylierung zurückzuführen. Die
Acetylgruppe am anomeren Zentrum wurde anschließend mittels Bromwasserstoff und
Essigsäure als Puffer substituiert und es wurde das Produkt 24 in guter Ausbeute erhalten. Die
Synthese des Phthalimid-geschützten GlcNAc-Donors 27 verlief analog zur Synthese von 24.
Sie ging jedoch vom bereits Phthalimid-geschützten Glucosamin 25 aus, welches nur noch zu
26 acetyliert und anschließend zum Glycosylbromid 27 umgesetzt wurde (Abb. 29).
3 Synthesen und Untersuchungen 45
Abb. 29: Oben: Darstellung des N-Phth-geschützten Donors 27. Mitte: Schützung der Aminofunktion von
Glucosamin 19 mittels TCP-Schutzgruppe und anschließender Bromierung am anomeren Zentrum zu 24. Unten:
Einführung einer TFA-Schutzgruppe und Synthese des TFA-Oxazolin-Donors 30.
Außerdem wurde die Reaktivität des Oxazolin-Donors 16 durch Einführung einer
Trifluoracetyl-Schutzgruppe erhöht. Diese hat durch die Fluoratome einen stark
elektronenziehenden Charakter und versprach damit einen potenten Glycosyldonor, der zudem
literaturbekannt ist.[103]
Dazu wurde Glucosamin-Hydrochlorid 19 im Basischen mit Trifluoressigsäureanhydrid
versetzt, über Nacht gerührt und direkt im Anschluss eine Acetylierung der OH-Gruppen mit
Essigsäureanhydrid in Pyridin durchgeführt. Das vollständig geschützte Produkt 28 konnte in
nahezu quantitativer Ausbeute isoliert werden. Anschließend wurde aus dem C-1-entschützten
Zucker 29 das Oxazolin 30 in sehr guter Ausbeute erhalten.
Die Synthese zum jeweiligen trivalenten GlcNAc-Cluster wurde im Anschluss mit den Donoren
24 und 27 mittels Silbertriflat-Katalyse in Anwesenheit von Molsieb in inerter Atmosphäre
durchgeführt. Jedoch konnten auch hier höchstens Spuren des erwünschten
Glycosylierungsprodukts nachgewiesen werden. Lediglich mit dem TCP-geschützten GlcNAc-
Donor 24 wurde das Zielmolekül 32 in einer Ausbeute von 10 % isoliert (Abb. 30).
46 3 Synthesen und Untersuchungen
Abb. 30: Glycosylierung des TRIS-Derivats 14 mit TCP- und Phth-geschützten GlcNAc-Donoren 24 und 27.
Schließlich erfolgte die Glycosylierung des trivalenten TRIS-Derivats 14 mittels des TFA-
Oxazolins 30 unter TMSOTf-Aktivierung zum gewünschten trivalenten GlcNAc-Cluster 13,
der nach säulenchromatographischer Reinigung in einer verhältnismäßig guten Ausbeute von
51 % sauber isoliert werden konnte (Abb. 31).
Abb. 31: Synthese des trivalenten GlcNAc-Clusters 13 via Glycosylierung des TRIS-Derivats 14 mit TFA-
Oxazolin 30. Als Promoter für die Glycosylierung wurde TMSOTf eingesetzt.
3 Synthesen und Untersuchungen 47
Aufgrund der langen Bearbeitungszeit und gleichzeitig mäßiger Erfolge wurde der Projektteil,
der sich mit der Synthese der TRIS-basierten trivalenten Glycocluster befasste, nicht
weiterverfolgt. Stattdessen wurde der Fokus der weiteren Arbeiten auf die Synthese von
divalenten photoschaltbaren Glycomimetika gerichtet, deren Untersuchung im Licht aktueller
Forschungsergebnisse besonders wichtig und vielversprechend wurde.
3.2 Synthese eines photoschaltbaren homodivalenten Azobenzolmannosids
Für die Darstellung divalenter photoschaltbarer Glycomimetika wurde Methallyldichlorid
(MDC) als Kerneinheit verwendet und auf Azobenzol als photoschaltbare Einheit
zurückgegriffen. Wie bereits in Kapitel 2.4 ausgeführt, wurde eine Synthesestrategie
favorisiert, die als Variante E bezeichnet wurde. Dabei bilden sowohl homo- als auch
heterodivalente Glycocluster die Zielmoleküle dieses Teilprojekts. Im Folgenden ist die
Synthese eines homodivalenten Azobenzolmannosids dargestellt, für dessen Darstellung
zunächst ein monoglycosyliertes Azobenzol-Derivat synthetisiert wurde.
3.2.1 Synthese eines monoglycosylierten Azobenzolmannosids
Für die Synthese eines photoschaltbaren monoglycosylierten Azobenzolmannosids wurden
zunächst die photoschaltbaren Azobenzol-Derivate synthetisiert. Dazu kann auf eine
umfangreiche Literatur zurückgegriffen werden.[67, 72, 104, 105] In den hier projektierten Synthesen
eignen sich die Azobenzoleinheiten gut als Linker zwischen dem Gerüstmolekül MDC und den
Kohlenhydrat-Liganden. Es ist praktisch, von 4,4’-Dihydroxyazobenzol (33) als einem
symmetrischen Azobenzol-Derivat auszugehen. Während eine Hydroxygruppe für die
Glycosylierung mit einem Zuckerdonor bereitsteht, kann die zweite OH-Gruppe für die
Veretherung mit dem MDC verwendet werden. 4,4‘-Dihydroxyazobenzol (33) ist ein
literaturbekanntes Azobenzol-Derivat, welches leicht und in großem Maßstab dargestellt
werden kann.
Die Synthese von 4,4‘-Dihydroxyazobenzol (33) kann auf verschiedene Weisen durchgeführt
werden. Die drei gängigsten Methoden zur Darstellung von Azobenzolen sind die
Azokupplung, die Mills-Kupplung und die Wallach-Reaktion, wobei die meisten Azobenzol-
Derivate via Azokupplung synthetisiert werden, da sich diese durch kurze Reaktionszeiten und
hohe Ausbeuten auszeichnet. Auch hier wurde 4,4‘-Dihydroxyazobenzol (33) per Azokupplung
nach einer literaturbekannten Synthese erhalten.[106] Für die Diazotierungsreaktion wurde
48 3 Synthesen und Untersuchungen
4-Aminophenol mit einer Lösung aus Natriumnitrit in Wasser und 1 N Salzsäurelösung versetzt
und anschließend eine Lösung aus Phenol und Natriumhydroxid in Methanol zugegeben
(Abb. 32).
Abb. 32: Synthese von 4,4‘-Dihydroxyazobenzol (33) mittels Azokupplungsreaktion.
Es lohnt sich an dieser Stelle den bekannten Mechanismus der Azokupplung nochmals zu
betrachten. Die Reaktion von Säure mit dem Nitrit führt zur in situ-Bildung von Salpetriger
Säure 34, aus der nach Wasserabspaltung das Nitrosium-Ion 35 resultiert (Abb. 33). Dieses
schwache Elektrophil wird anschließend von der Aminogruppe des 4-Aminophenols (36)
nukleophil angegriffen und das N-Nitroso-Derivat 37 wird erhalten, welches zum
Diazohydroxid 38 tautomerisieren kann. Nach Protonierung und Wasserabspaltung wird das
resonanzstabilisierte Diazoniumion 39 erhalten. Nach Zugabe von Phenol kommt es zu einer
aromatischen p-Substitution des aromatischen Phenolrings[107] woraus das gewünschte 4,4‘-
Dihydroxyazobenzol (33) resultiert. Die Reaktion erfolgt unter basischen Bedingungen um die
Nukleophilie des Phenols beziehungsweise Phenolats zu steigern.
4,4‘-Dihydroxyazobenzol (33) wurde mittels Umkristallisation aus Eisessig und anschließender
Säulenchromatographie gereinigt. Da die 1H-NMR-Auswertung auch ohne
Säulenchromatographie auf ein sauberes Produkt schließen lässt, ist die Farbe des erhaltenen
Feststoffes ein guter Indikator für dessen Reinheit. Wurde nach der Umkristallisation ein
schwarz-roter, kristalliner Feststoff erhalten, so änderte sich dessen Farbe nach der
säulenchromatographischen Reinigung in ein dunkles Grün. Das Produkt 33 konnte mit einer
zufriedenstellenden Aubeute von 62 % isoliert werden.
3 Synthesen und Untersuchungen 49
Abb. 33: Mechanismus der Azokupplungsreaktion zur Darstellung von 4,4‘-Dihydroxyazobenzol (33).
Für die Desymmetrisierung von 33 wurde 4-O-Allyl-4‘-hydroxyazobenzol (41) in einer
vierstufigen Synthese dargestellt (Abb. 34). Dazu wurde zunächst die Aminogruppe in
4-Aminophenol mit Boc-Anhydrid in einer Ultraschall-katalysierten Reaktion chemoselektiv
Boc-geschützt.[108] Diese Reaktion erfolgte lösungsmittelfrei und das Produkt 42 konnte ohne
weitere Aufarbeitung aus Diethylether umkristallisiert werden. Anschließend wurde mittels
Allylbromid und Kaliumcarbonat die freie Hydroxygruppe geschützt und das Produkt 43 mit
einer Ausbeute von 86 % isoliert. Die Aminogruppe konnte anschließend mit Trifluor-
essigsäure wieder zu 44 entschützt werden und durch Reaktion mit Phenol in einer
Azokupplungsreaktion das einfach Allyl-geschützte Produkt 41 in einer guten Ausbeute von
84 % erhalten werden.[89]
50 3 Synthesen und Untersuchungen
Abb. 34: Synthese von 4-O-Allyl-4‘-hydroxyazobenzol (41) aus 4-Aminophenol und Phenol.
Mit 33 und 41 stehen zwei Dihydroxyazobenzolderivate, ein symmetrisches und ein
unsymmetrisches, für die Glycosylierung mit dem literaturbekannten Mannose-Trichlor-
acetimidat 45 als Donor bereit, aus der die monoglycosylierten Azobenzolmannoside 46 und
47 hervorgehen (Abb. 35). Die Synthese des ungeschützten Azobenzolmannosids 46 wurde
bereits erfolgreich von Chandrasekaran et al. mittels eines Mannosyl-trichloracetimidat-
Donors 45 und 4,4‘-Dihydroxyazobenzol (33) durchgeführt.[76, 82] Dazu wurden das Trichlor-
acetimidat 45 sowie das Azobenzol 33 in abs. Acetonitril gelöst und anschließend bei 0 °C mit
Bortrifluorid-Etherat als Lewis-Säure versetzt, wodurch das Produkt 46 in guter Ausbeute von
41 % erhalten werden konnte.[82] Hier wurde das 4,4‘-Dihydroxyazobenzol (33) im Überschuss
eingesetzt um die Einfachsubstitution zu begünstigen. Die Zugabe der Lewis-Säure bei
Raumtemp. führte bei gleichbleibender Reaktionsdauer und eingesetzten Äquivalenten
nochmal zu einer deutlichen Steigerung der Ausbeute von 46 auf 53 %, obwohl die
unerwünschte Bildung des zweifachsubstituierten Azobenzols 48 dadurch eigentlich begünstigt
werden müsste. Durch die erhöhte Reaktionskinetik ist die Reaktion mit dem leichteren und
damit schnelleren unsubstituierten Azobenzol-Edukt wahrscheinlich bevorzugt, was zu der
gesteigerten Ausbeute führt.
3 Synthesen und Untersuchungen 51
Abb. 35: Synthese der einfach glycosylierten Azobenzolmannoside 46 und 47.
Die Synthese mit dem einseitig-maskierten Azobenzol-Edukt 41 wurde ebenfalls mit
Bortrifluorid-Etherat als Lewis-Säure durchgeführt. Das Produkt 47 konnte mittels
säulenchromatographische Aufarbeitung aufgrund der niedrigeren Polarität und ohne das
zweifach-substituierte Nebenprodukt einfacher isoliert werden. Erwartungsgemäß lag die
Ausbeute beim einseitig-geschützten Produkt 47 mit 85 % deutlich höher als beim
unmaskierten Produkt 46. Da allerdings bei der Synthese des OH-freien Derivats 46 relativ gute
Ausbeuten um die 50 % erreicht wurden und sich das zweifach substituierte Nebenprodukt 48
als photoschaltbares Substrat bei Adhäsionstest in Lösung einsetzen lässt, wurde diese
Synthesestrategie favorisiert. Außerdem lässt sich das Reaktionsgemisch gut voneinander
separieren und der Überschuss an Dihydroxyazobenzol 33 wieder aus der Reaktion
zurückgewinnen. Außerdem kann die Anzahl an Reaktionsschritten ohne die Allyl-Schützung
und –Entschützung des Dihydroxyazobenzols 41 deutlich verringert werden.
Da die anschließende Verbindung von photoschaltbarem mannosyliertem Azobenzol-
Derivat 46 und Methallyldichlorid-Kern mittels Williamson-Ethersynthese basische Reaktions-
bedingungen erfordert, wurde außerdem eine Umschützung der Zucker-Hydroxygruppen
vorgenommen. Aufgrund der Erfahrungen von Elsner[109] mit zahlreichen basenstabilen
Schutzgruppen für die Ether-Synthese mit Natriumhydrid, wurde hier eine Isopropyliden-
Schützung gewählt. Damit lassen sich selektiv 1,2-Diole schützen, im Fall von α-D-Mannose
also die 2- und 3-Position, sowie die 4- und 6-Position. Die Abspaltung erfolgt im Sauren,
52 3 Synthesen und Untersuchungen
beispielsweise mit TFA-Lösung. Das vollständig geschützte Azobenzolmannosid 47 wurde
dazu einer Umschützungs-Reaktion unterzogen, um die basenlabilen Acetylschutzgruppen zu
ersetzen (Abb. 36). Zunächst wurden die Acetylschutzgruppen in einer basenkatalysierten
Entschützung mittels Kaliumcarbonat in Methanol abgespalten. Das OH-entschützte
Produkt 49 wurde anschließend in einer säurekatalysierten Acetalbildungsreaktion mit
2,2-Dimethoxypropan umgesetzt und somit jeweils die 2- und 3-Position als auch die 4- und 6-
Position des Zuckers mittels Isopropyliden-Schutzgruppen maskiert. Die
Isopropylidenschutzgruppe bietet sich hier besonders an, da sie unter milden Bedingungen
eingeführt werden kann, im Basischen stabil ist und leicht in wässrig saurem Lösungsmittel
wieder entfernt werden kann. Für die Schützung als 1,2-Diol wurde p-Toluolsulfonsäure als
Säurekatalysator verwendet und das isopropyliden-geschützte Produkt 50 konnte in einer
Ausbeute von 72 % erhalten werden. Für die anschließende De-Allylierung wurde ein
Tetrakistriphenylphosphin-Palladiumkatalysator eingesetzt, der durch Reduktion von
Palladium(II)-chlorid mittels Hydrazin und Triphenylphosphin erhalten wurde.[110] Dieser
Katalysator wurde zur Allylentschützung zusammen mit Zinkchlorid und Triethylsilan
eingesetzt. Nach säulenchromatographischer Reinigung konnte das Allyl-entschützte
Produkt 51 allerdings nur mit einer Ausbeute von 18 % erhalten werden. Dies ist auf die hohe
Luft- und Sauerstoffempfindlichkeit des Metallkatalysators zurückzuführen. Alle Reaktions-
partner müssen daher vorher eingehend getrocknet und die Reaktionslösung mehrfach entgast
werden. Dies erfolgte durch die freeze-pump-thaw-Methode. Der Katalysator sollte außerdem
frisch hergestellt werden. Trotzdem bietet sich vor der Reaktion nicht die Möglichkeit die
Effektivität des Katalysators zu testen, wodurch ein Versagen des Katalysators nicht
ausgeschlossen werden kann. Die Optimierung dieser Reaktionen wurde nicht weiterverfolgt.
3 Synthesen und Untersuchungen 53
Abb. 36: Synthese des Isopropyliden-geschützten Azobenzolmannosids 51 mittels Umschützung derAcetyl-
Schutzgruppen von 47 in Isopropyl-Schutzgruppen und Allyl-Entschützung.
Nun stehen mit dem so erhalteten photoschaltbaren Mannosyl-funktionalisierten Molekül zwei
verschiedene Bausteine für die Synthese divalenter Glycocluster unter unterschiedlichen
Reaktionsbedingungen zur Verfügung, bei denen sich die freie Hydroxylgruppe am Azobenzol
für die Verbindung mit einem Kernmolekül anbietet. Mit Methallyldichlorid als
Reaktionspartner bietet sich die Williamson-Ethersynthese an, wie im folgenden Kapitel
ausgeführt wird. Es zeigte sich, dass unter den Bedingungen der Ethersynthese die
Acetylschutzgruppen am Zuckerring stabil waren und deshalb im Folgenden die Isopropyliden-
geschützten Bausteine keine Verwendung fanden.
3.2.2 Synthese eines homodivalenten Azobenzolmannosids
Für die Verbindung von MDC-Kernmolekül und den monoglycosylierten Azobenzol-
mannosiden wurde sowohl der OH-freie Ligand 46 als auch die Allyl-geschützte Variante 47
eingesetzt. Zur Abspaltung der Allyl-Schutzgruppe wurde Zinkchlorid, frisch hergestellter
TPP-Katalysator und Tributylzinnhydrid eingesetzt. Nach säulenchromatographischer
Reinigung konnte der OH-freie Ligand 46 in einer Ausbeute von 45 % isoliert werden.
Allerdings konnte auch sauberes Edukt zurückgewonnen werden, so dass eine auf den Umsatz
bezogene Ausbeute von 81 % erzielt werden konnte. Die Umsetzung des Azobenzol-
Derivats 46 mit MDC wurde in einer Willisamson-Ethersynthese mit Kaliumcarbonat als Base
durchgeführt. Dabei konnte durch geeignete Reaktionsbedingungen die Bildung des einfach
54 3 Synthesen und Untersuchungen
substituierten Nebenproduktes auf ein Minimum reduziert und das Zielmolekül 52 mit einer
hervorragenden Ausbeute von 95 % erhalten werden (Abb. 37). Die Aufreinigung erfolgte
mittels Säulenchromatographie, welche durch die Farbigkeit der Verbindung erleichtert war.
Abb. 37: Synthese des homodivalenten Azobenzolmannosids 52.
In Abbildung 38 sind die 1H-NMR-Spektren von 46, 52 und dem einfach substituierten
Nebenprodukt 53 im Vergleich dargestellt. Trotz ähnlicher 1H-NMR-Spektren kann man sie
deutlich unterscheiden. Wie zu erwarten, sind in allen drei Spektren drei Signale im
aromatischen Bereich vorhanden, welche auf ein unsymmetrisch substituiertes
Azobenzolderivat hinweisen. Beispielsweise wären bei einer Glycosylierung beider
Hydroxygruppen des Azobenzols von 46 nur zwei Signale im aromatischen Bereich zu
erwarten. Ebenfalls deutlich zu erkennen ist das Breite OH-Signal bei 5.65 ppm des
4‘-OH-freien Azobenzolmannosid 46 (Abb. 38, A). Beim Vergleich der Spektren des einfach
substituierten Nebenprodukts 53 und des zweifach substituierten Zielmoleküls 52 (Abb. 38, C)
fällt eindeutig ein zusätzliches hochfeldverschobenes Singulett bei 4.21 ppm bei
Verbindung 53 auf (Abb. 38, B), welches der CH2-Gruppe in Nachbarschaft zum Chloratom
zugeordnet werden kann. Außerdem findet eine Hochfeldverschiebung und Aufspaltung der
C=CH2-Protonen statt.
3 Synthesen und Untersuchungen 55
Abb. 38: Vergleich der 1H-NMR-Spektren des 4‘-OH-freien Azobenzolmannosids 46 (A), des einfach
substituierten MDC-basierten Azobenzolmannosids 53 (B) und des symmetrischen, homodivalenten Azobenzol-
mannosids 52 (C).
Durch die Synthese des divalenten mannosylierten Clusters 52 mit den in dieser Synthese
vorgenommenen Optimierungen der Reaktionsbedingungen, konnte gezeigt werden, dass die
gewählte Syntheseroute erfolgreich ist und der Syntheseaufwand für die Bereitstellung der
Vorstufen minimiert werden konnte. Somit wurde die analoge Synthese auch für die
Herstellung des projektierten divalenten GlcNAc-Homoglycoclusters und des
Heteroglycoclusters übertragen.
3.2.3 Synthese eines homodivalenten Azobenzolmannosids via Mills-Reaktion
Für die Darstellung des divalenten photoschaltbaren Clustermannosids 52 wurde außerdem eine
Synthese-Variante getestet, bei der die photoschaltbare Azobenzoleinheit via Mills-Reaktion
gebildet wird, wie bereits von Chandrasekaran et al. beschrieben.[76] Dazu werden eine
aromatische Nitroso-Komponente wie 54 und ein Anilin-Derivat wie 55 benötigt, die
unterschiedlich substituiert sein können und in einer säurekatalysierten Reaktion zum
entsprechenden Azobenzolderivat 58 reagieren. Praktischerweise wird auf diesem Syntheseweg
56 3 Synthesen und Untersuchungen
einerseits eine Anilin-Komponente eingesetzt, die bereits den Mannosylrest enthält und
andererseits ein Nitroso-Derivat, das bereits mit dem MDC-Kernmolekül derivatisiert wurde,
oder umgekehrt (Abb. 39).
Abb. 39: Mechanismus der Mills-Reaktion zur Bildung eines Azobenzolderivats 58. Exemplarisch ist hier die
Mills-Reaktion an nur einem Liganden des MDC-Kernmoleküls 55 dargestellt.
Für die Darstellung eines Aminophenyl-funktionalisierten MDC-Derivats wurde zunächst
4-Aminophenol in einer Ultraschall-katalysierten Reaktion N-Boc-geschützt und das
resultierende N-Boc-Aminophenol 59 in einer Williamson-Ethersynthese mit Methallyl-
dichlorid in DMF umgesetzt. Das Produkt 60 wurde in einer optimierten Ausbeute von 82 %
erhalten. Anschließend erfolgte die saure Boc-Entschützung mit Trifluoressigsäure in
Dichlormethan, welche das symmetrische MDC-Derivat 61 in 85 % Ausbeute lieferte
(Abb. 40).
3 Synthesen und Untersuchungen 57
Abb. 40: Synthese des zweifach Aminophenyl-funtionalisierten MDC-Gerüstmoleküls 61.
Für die Mills-Reaktion mit dem MDC-Derivat 61 wurde ein Nitroso-funktionalisiertes
Mannosid benötigt, das aus Aminophenylmannosid 54 erhalten wurde (Abb. 41). Das
Mannosid 54 wurde, ausgehend von Mannosepentaacetat 62, nach Glycosylierung von p-
Nitrophenol mit Bortrifluorid-Etherat zu 63 und nachfolgender Reduktion mit Wasserstoff und
Palladium auf Aktivkohle in einer optimierten Ausbeute von 97 % erhalten. Zwar kann 54 auch
kommerziell erworben werden, ist aber sehr teuer.
Abb. 41: Darstellung von Aminophenylmannosid 54 für die Mills-Reaktion.
Schließlich folgte die Kombination von Nitrosyl-Komponente und Anilin-Derivat. Dabei
wurde jeweils der Kohlenhydrat-Donor einmal als Nitrosyl-Donor 64 und einmal als Anilin-
Komponente 54 eingesetzt. Entsprechend dazu ebenfalls der Amino-funktionalisierte
symmetrische Methallyldichlorid-Kern 61 als Anilin-Komponente und Nitrosyl-Donor 65
(Abb. 42).
58 3 Synthesen und Untersuchungen
Abb. 42: Mills-Reaktion der Anilin-Komponenten 54 und 45 mit dem Nitrosyl-Donor 65 beziehungsweise 64 zum
homodivalenten Azobenzolmannosids 52.
Die Synthese von 52 wurde zunächst mit p-Aminophenylmanosid 54 als Nitrosyl-Donor
durchgeführt. Dazu wurde in einem Zwei-Phasen-Gemisch das Amin 54 mittels Oxon
(2KHSO5 ‧ KHSO4 ‧ K2SO4) zur Nitroso-Verbindung 64 oxidiert. Die unterschiedlichen
Polaritäten der Lösungsmittel sorgen für eine Trennung von Nitroso-Komponente und dem
zugehörigen N-Arylhydroxylamin sowie der Anilinkomponente 54 und verhindern so die
Bildung unerwünschter Nebenprodukte.[104] Da es sich hier um eine sehr reaktive Spezies
handelt, wurde die Mills-Reaktion ohne vorherige Isolierung der Zwischenstufe 64
durchgeführt und der Reaktionsverlauf lediglich per Dünnschichtchromatographie überwacht.
Die säurekatalysierte Kondensation zum Zielmolekül 52 war jedoch nicht erfolgreich. Es
3 Synthesen und Untersuchungen 59
konnte lediglich das zweifach-mannosylierte Azobenzolderivat 48 nachgewiesen werden, was
darauf schließen lässt, dass die Umsetzung zur Nitrosokomponente 64 nicht ausreichend war
und somit genug p-Aminophenylmanosid 54 zur Verfügung stand, um sich als Anilin-
Komponente 54 mit dem Nitroso-Derivat 64 umsetzen zu können. Da das Mannosid acetyliert
vorlag, war die Trennleistung des Zwei-Phasen-Gemisches außerdem nicht ausreichend. Daher
wurde weiterhin das divalente Amin 61 zunächst zur Nitroso-Komponente 65 oxidiert.
Aufgrund der erhöhten Polarität des Edukts durch zwei Aminofunktionen und dem wesentlich
unpolareren Nitroso-Zwischenprodukt sollten beide Verbindungen besser voneinander getrennt
werden. Allerdings führte auch hier die mit Eisessig katalysierte Kondensation nicht zum
gewünschten Produkt 52. Daraufhin wurde eine Reduktion von p-Nitrophenylmannosid 63
mittels Zink und Eisen(III)chlorid zum Nitrosyl-phenyl-mannosid 64 gewählt (Abb. 43),
welches mit dem divalenten Amin 61 in einer säurekatalysierten Kondensation erfolgreich zum
divalenten Cluster 52 umgesetzt werden konnte. Allerdings konnte das Produkt nur mittels
MALDI-ToF nachgewiesen werden. Eine säulenchromatographische Reinigung blieb
erfolglos.
Abb. 43: Synthesevariante der Mills-Reaktion zur Darstellung des homodivalenten Azobenzolmannosids 52.
Aufgrund der erfolgreichen Synthesen von einfach substituierten Azobenzolmannosiden wurde
die Synthese via Mills-Reaktion nicht weiter verfolgt. Außerdem eignet sich diese
Synthesestrategie für die Darstellung heterovalenter Glycocluster eher nicht.
60 3 Synthesen und Untersuchungen
3.3 Synthese eines photoschaltbaren homodivalenten GlcNAc-Glycoclusters
Um den Einfluss unterschiedlicher Zuckerliganden auf die photochromen Eigenschaften zu
testen und mit den mannosylierten Homoglycoclustern vergleichen zu können, wurde zunächst
ein divalenter Homoglycocluster mit zwei GlcNAc-Resten synthetisiert. Da sich die Methode
der Glycosylierung eines Azobenzol-Derivats aus den vorangegangenen Synthesen bewährt
hat, wurde diese Herangehensweise ebenfalls für die GlcNAc-funktionalisierten Glycocluster
gewählt. Dazu musste zunächst ein geeigneter N-Acetylglucosamin-Donor dargestellt werden,
der sich für die anomerenreine und selektive Glycosylierung des 4,4‘-
Dihydroxyazobenzols (33) ähnlich gut eignet wie das Trichloracetimidat im Falle des
Mannosyldonors 45.
3.3.1 Synthese eines GlcNAc-Donors
Für die Glycosylierung eines Azobenzollinkers mit einem GlcNAc-Derivat wurden eine Reihe
geeigneter Donormoleküle synthetisiert. Es wurden Acetyl-Schutzgruppen zur Maskierung der
Zucker-Hydroxygruppen verwendet, da sich diese schonend einführen und orthogonal zum N-
Acetylrest problemlos entschützen lassen. Die Aminogruppe des Zuckers wurde, aufgrund der
positiven Erfahrung in der Synhtese trivalenter Glycocluster (vgl. Kap. 3.1.2), mit einer
Trifluoracetyl-Schutzgruppe versehen, die eine deutliche Reaktivitätssteigerung bewirkt.
Ausgehend vom vollständig O-Acetyl- und N-Trifluoracetyl-geschützten GlcNAc-Derivat 28
wurden in einer jeweils einstufigen Synthese zwei weitere Donor-Moleküle synthetisiert
(Abb. 44). Das Thiophenylglycosid 66 wurde durch die Umsetzung des GlcNAc-Derivats 28
mit Thiophenol in Dichlormethan und Bortrifluorid-Etherat als Lewis-Säure erhalten. Das
Reaktionsgemisch ließ sich problemlos aufreinigen und der Thiophenyl-Donor 66 konnte wie
erwartet in einer guten Ausbeute von 81 % dargestellt werden.
Alternativ dazu wurde ein 2-Methyl-5-tert-butyl-thiophenylglycosid 67 synthetisiert, welches
sich durch erhöhte Reaktivität auszeichnet und zudem weniger geruchsintensiv ist. Das
GlcNAc-Derivat 28 wurde dazu mit 2-Methyl-5-tertbutylthiophenol (Mbp) und Bortrifluorid-
Etherat als Lewis-Säure umgesetzt. Nach 16 h wurde der Umsatz kontrolliert und eine geringe
Konversion festgestellt. Daher wurden nochmals 0.5 Äquivalente Trimethylsilyl-
trifluormethansulfonat hinzugefügt und weitere 24 h gerührt. Anschließend konnte ein
vollständiger Umsatz beobachtet werden und nach Aufarbeitung der Reaktionsmischung wurde
das Produkt 67 mit einer guten Ausbeute von 83 % erhalten.
3 Synthesen und Untersuchungen 61
Abb. 44: Syntheseübersicht von verschiedenen GlcNAc-Donoren für die Glycosylierung der Azobenzolderivate.
Des Weiteren wurde nach einer Deacetylierung am anomeren Zentrum von 28 ein
N-Trifluoracetyl-geschütztes Trichloracetimidat 68 synthetisiert. Dazu wurde 29 mit
Trichloracetonitril und DBU versetzt, über Nacht gerührt und das Produkt 68 nach
säulenchromatographischer Reinigung in einer Ausbeute von 61 % erhalten.
Mit dem TFA-Oxazolin 30 standen somit vier vielversprechende GlcNAc-Donoren für die
Glycosylierung der Azobenzol-Derivate bereit.
3.3.2 Synthese eines mono-GlcNAc-funktionalisierten Azobenzolglycosids
Die Glycosylierung des Azobenzol-Linkers erfolgte zunächst an 4,4‘-Dihydroxyazobenzol (33)
mit dem TFA-Oxazolin 30 als Glycosyldonor (Abb. 45), welches bereits für die Synthese des
trivalenten Glycoclusters 13 erfolgreich eingesetzt wurde. Allerdings führte die Glycosylierung
an 33 mit TMSOTf als Katalysator nicht zum gewünschten Produkt 71. Daraufhin wurde die
Glycosylierung mit dem Oxazolin 30 am 4-Hydroxyazobenzol (69) und dem Allyl-geschützten
Azobenzol-Derivat 41 durchgeführt, die trotz Variation der Reaktionszeiten, des
Lösungsmittels und der eingesetzten Äquivalente des TMSOTf-Katalysators nicht erfolgreich
62 3 Synthesen und Untersuchungen
waren, obwohl Oxazoline leicht zu aktivieren sind. Entweder ist die Reaktivität des Oxazolins
zu hoch, so dass eine Reaktion der Donormoleküle untereinander abläuft, bevor die Aktivierung
der Azobenzol-Hydroxygruppe erfolgt oder der Donor wird gar nicht erst aktiviert. Gegen
letzteres spricht allerdings, dass die dünnschichtchromatographische Analyse keinen Zucker-
Edukt-Spot mehr zeigte, so dass von unspezifischen Glycosylierungsreaktionen auszugehen ist.
Abb. 45: Syntheseversuche zur Darstellung eines einfach glycosylierten Azobenzol-Derivats.
Daraufhin wurden die Thiophyenlglycosid-Derivate 66 und 67 als GlcNAc-Donoren eingesetzt
(Abb. 46). Die Aktivierung des Donors 66 erfolgte dabei mit N-Iodsuccinimid und als Lewis-
Säure wurde Trifluormethansulfonsäure mit 0.1 Reaktionsäquivalenten eingesetzt. Bei der NIS-
katalysierten Reaktion wird zunächst das Imid am Sauerstoff protoniert, worauf eine
Umlagerung zum Imin folgt. Iod wird als Kation freigesetzt und anschließend vom Schwefel
des Thiophenyldonors nukleophil angegriffen. Thiophenyliodid spaltet sich ab und das
Oxocarbeniumion des Zuckers kann von der Hydroxygruppe des Azobenzol-Derivats
nukleophil angegriffen werden, woraufhin sich die glycosidische Bindung ausbildet. Allerdings
konnte weder mit dem Dihydroxyazobenzol 33 noch mit der Allyl-geschützten Variante 41 ein
Umsatz zum Produkt 71, beziehungsweise 72 beobachtet werden. Um die gesteigerte
Reaktivität des Mbp-Derivats 67 zu nutzen, wurden selbige Reaktionen mit dem Mbp-Derivat
67 durchgeführt. Auch hier konnten die erwarteten Produkte 71 und 72 nicht erhalten werden.
Auch die Variation der Reaktionsäquivalente, Temperatur und die Verwendung von Molsieb
zur Sicherstellung von absoluten Reaktionsbedingungen führten nicht zu einer erfolgreichen
Glycosylierungsreaktion.
3 Synthesen und Untersuchungen 63
Abb. 46: Versuch der Synthese eines einfach -GlcNAc-funktionalisierten Azobenzolglycosids mittels Glyco-
sylierung von 33 und 41 mit den GlcNAc-Donoren 66 und 67.
Schließlich wurde das TFA-geschützte Trichloracetimidat 68 als GlcNAc-Donor eingesetzt
(Abb. 47). Hier wurde anstelle des TMSOTf-Katalysators Bortrifluorid-Etherat als Lewis-Säure
eingesetzt. Es konnte sowohl mit dem Dihydroxyazobenzol 33 als auch dem Allyl-geschützten
Azobenzol-Derivat 41 ein Umsatz beobachtet werden. Interessanterweise ist die Ausbeute des
OH-freien Produkts 71 deutlich höher als die des Allyl-geschützten Azobenzolglycosids 72,
obwohl die Nebenreaktion zum zweifach GlcNAc-funktionalisierten Produkt 73 möglich ist.
64 3 Synthesen und Untersuchungen
Abb. 47: Erfolgreiche Synthese der einfach -GlcNAc-funktionalisierten Azobenzolglycoside 71 und 72 nach Ver-
wendung des GlcNAc-Trichloracetimidats 68.
Das gewünschte Zielmolekül 71 konnte in einer verhältnismäßig guten Ausbeute von 43 %
isoliert werden und lässt sich damit fast so gut wie das mannosylierte Analogon 46
synthetisieren. Durch die favorisierte Synthese des OH-freien Produkts wurde auf die weitere
Allyl-Entschützung des geschützten Produkts 72 verzichtet. Das zweifach substituierte Produkt
73 kann wie im Fall des zweifach mannosylierten Produkts ebenfalls für Adhäsionstests in
Lösung verwendet werden. Überschüssiges Azobenzol-Edukt 33 konnte aus dem
Reaktionsgemisch mittels Säulenchromatographie zurückgewonnen werden. Somit steht ein
GlcNAc-funktionalisiertes Azobenzol-Derivat sowohl für die Synthese eines homodivalenten
GlcNAc-Clusters, als auch für die Synthese eines heterodivalenten mannosylierten und
GlcNAc-funktionalisierten Glycoclusters bereit.
3 Synthesen und Untersuchungen 65
3.3.3 Synthese eines homodivalenten GlcNAc-Glycoclusters
Nach der Optimierung der Synthesestrategie zur Herstellung photoschaltbarer homodivalenter
Glycocluster am Beispiel des zweifach mannosylierten Azobenzolglycosids 52, wurde zur
Darstellung des entsprechenden homodivalenten GlcNAc-Clusters 74 ebenfalls der Weg über
eine Williamson-Ethersynthese als Kernreaktion eingeschlagen. Dazu wurde das Azobenzol-
GlcNAc-Derivat 71 eingesetzt und mit Kaliumcarbonat als Base und MDC umgesetzt
(Abb. 48). Nach beendeter Reaktion konnte das Produkt 74 mit einer Ausbeute von 68 %
isoliert werden, was zwar nicht den sehr guten Ausbeuten des mannosylierten Clusters 52
entspricht (95 % in einer analogen Reaktion), aber dennoch einen sicheren Syntheseweg zum
Zielmolekül darstellt. Mit der erfolgreichen Synthese des GlcNAc-derivatisierten,
photoschaltbaren Clusters 74 stehen nun schon zwei unterschiedliche Cluster für weitere
Umsetzungen und Untersuchungen der photochemischen Eigenschaften bereit.
Abb. 48: Erfolgreiche Synthese des divalenten GlcNAc-Homoglycoclusters 74 via Williamson-Ethersynthese.
3.4 Synthese eines photoschaltbaren heterodivalenten Azobenzolglycosids
Nachdem die beiden MDC-basierten homodivalenten Azobenzolglycoside 52 und 74 zur
Verfügung standen, war auch die Synthese des entsprechenden heterodivalenten Moleküls 75
von Interesse, welches eine photoschaltbare GlcNAc- und eine photoschaltbare Mannosyl-
Einheit enthält. Dabei kommen zwei verschiedene Azobenzolglycoside, 76 und 77 zum Einsatz
(Abb. 49), wobei das Azobenzolmannosid 76 leichter herzustellen ist als das entsprechende
GlcNAc-Derivat 77.
66 3 Synthesen und Untersuchungen
Um die Einfachsubstitution gegenüber der Zweifachsubstitution zu favorisieren, wurde MDC
in 2.5-fachem Überschuss und ein halbes Äquivalent Base eingesetzt. Auf diese Weise konnte
die Konkurrenzreaktion zum entsprechenden homodivalenten Glycocluster (52 beziehungs-
weise 74) ohne Variation der Reaktionszeit eingeschränkt werden. Im Fall der Reaktion des
Hydroxyazobenzolmannosids 46 wurde so das monosubstituierte MDC-Derivat 76 als
Hauptprodukt in einer sehr guten Ausbeute von 82 % erhalten (Abb. 49).
Im Fall der Monosubstitution von MDC mit dem Azobenzol-GlcNAc-Derivat 71 mussten die
Reaktionsbedingungen neu angepasst werden. Auch bei Verwendung eines zehnfachen MDC-
Überschusses wurde für das Monosubstitutionsprodukt 77 lediglich eine Ausbeute von 43 %
erreicht. Diese niedrige Ausbeute erinnert an die Schwierigkeiten bei der Synthese des
entsprechenden homodivalenten Glycoclusters 74, der wie in Kapitel 3.3.3 beschrieben,
ebenfalls schwieriger als das zweifach mannosylierte Produkt 46 darzustellen war. In beiden
Fällen, dem GlcNAc-Derivat 77 und 76 gelang die Trennung vom entsprechenden zweifach
substituierten Nebenprodukt leicht mittels Säulenchromatographie.
Abb. 49: Synthese des einfach mannosylierten MDC-Derivates 76 nach Optimierung der Synthesebedingungen
und des einfach GlcNAc-funktionalisierten MDC-Derivates 77.
Basierend auf diesen Ergebnissen wurde für den ersten Schritt der Reaktionsfolge, die
Einfachveretherung von MDC am besten Azobenzolmannosid 46 verwendet, welches auch
leichter hergestellt werden kann als das GlcNAc-Analogon 71. Im zweiten Schritt wurde das
einfach substituierte MDC-Derivat 76 dann mit dem GlcNAc-funktionalisierten
Hydroxyazobenzol-Derivat 71 mit 1.5 Äquivalenten Base zum divalenten Heterocluster 75
3 Synthesen und Untersuchungen 67
verethert. Die Isolierung des divalenten Produkts konnte mittels Säulenchromatographie
erreicht werden, so dass das Zielmolekül 75 mit einer guten Ausbeute von 80 % erhalten werden
konnte (Abb. 50).
Abb. 50: Darstellung des divalenten Heteroglycoclusters aus einfach mannosyliertem MDC-Derivat 59 und
Azobenzolglycosid 66.
Mit der erfolgreichen Synthese des Heteroclusters 75 stehen nun drei verschiedene divalente
Glycocluster für die Funktionalisierung der Doppelbindung am fokalen Punkt und die
Untersuchung der photochromen Eigenschaften bereit, welche in den folgenden Kapiteln
beschrieben sind.
3.5 Funktionalisierung am fokalen Punkt
Die divalenten Cluster mit unterschiedlich glycosylierten Azobenzol-Linkern können für den
Aufbau von makromolekularen Systemen wie glyco-SAMs oder als Bausteine für höhervalente
Moleküle genutzt werden. Die Doppelbindung am fokalen Punkt der MDC-basierten
Glycocluster bietet für die weitere Funktionalisierung ideale Voraussetzungen. Die
postsynthetische Funktionalisierung kann nach der Glycoclustersynthese angegangen werden.
Dazu wurden in der Arbeitsgruppe Lindhorst bereits früher verschiedene Strategien
beschrieben, auf die hier zurückgegriffen werden kann.[111]
Die Doppelbindung lässt sich nach verschiedenen Methoden funktionalisieren, die in
Abbildung 51 zusammengefasst sind. Eine Möglichkeit bietet die Ozonolyse, also die Spaltung
der C=C-Doppelbindung mittels Ozon. Der Mechanismus läuft in drei Teilschritten ab.[112, 113]
68 3 Synthesen und Untersuchungen
Dabei addiert zunächst Ozon an die C=C-Doppelbindung in einer 1,3-dipolaren Cycloaddition
und es entsteht ein 1,2,3-Trioxolan. Dieses primäre Ozonid zerfällt anschließend in eine
Carbonylverbindung und ein Carbonyloxid, wobei das Carbonyloxid in einem dritten Schritt
wiederum eine 1,3-dipolare Cycloaddition mit der entstandenen Carbonylverbindung eingeht.
Das resultierende Ozonid, welches auch als Sekundärozonid bezeichnet wird, lässt sich je nach
anschließender Aufarbeitung in verschiedene Zielmoleküle überführen. Beispielsweise liefert
die reduktive Aufarbeitung mit Natriumborhydrid primäre und sekundäre Alkohole und nach
Zugabe von Wasserstoffperoxid lassen sich oxidativ Carbonsäuren und Ketone darstellen. Für
die Reaktion mit den hier dargestellen Glycoclustern 52, 74 und 75, welche Azobenzoleinheiten
enthalten, scheidet die Ozonolyse als Funktionalisierungsmethode jedoch aus, da die
N=N-Doppelbindung des Azobenzols ebenfalls auf diese Weise gespalten werden kann, was
eine Zersetzung des Clusters zur Folge hätte. Auch die metallkatalysierte Metathese scheidet
aufgrund von unspezifischen Nebenreaktionen an der N=N-Doppelbindung als
Funktionalisierungsmethode aus.
Abb. 51: Schematische Darstellung unterschiedlicher Funktionalisierungen der fokalen C=C-Doppelbindung der
hergestellten divalenten Glycocluster 52, 74 und 75.
Vielversprechende Möglichkeiten bieten hingegen die Hydoborierung und die radikalisch
initiierte Thiol-En-Reaktion, welche in den folgenden Abschnitten diskutiert werden sollen.
3 Synthesen und Untersuchungen 69
3.5.1 Funktionalisierung via Hydroborierung
Im Gegensatz zur Ozonolyse bietet die Hydroborierung eine Möglichkeit die Alken-
Doppelbindung am fokalen Punkt zu modifizieren ohne dabei die N=N-Doppelbindung
anzugreifen. In einer regioselektiven Reaktion kann anschließend durch oxidative Aufarbeitung
das anti-Markownikow Produkt als primärer Alkohol erhalten werden. Der Mechanismus
verläuft über eine syn-Addition des eingesetzten Borans an die olefinische Doppelbindung,
wobei das Boratom fast ausschließlich an die sterisch weniger gehinderte Stelle der C=C-
Bindung gebunden wird. Da das Monoboran aufgrund des Elektronensextetts sehr reaktiv ist,
kann das Diboran als einfachstes Reagenz für die Hydroborierung eingesetzt werden. Jedoch
stehen auch andere Organoborverbindungen, in denen das Boratom komplexiert ist, wie
BH3‧THF, BH3‧SMe2 oder 9-BBN zur Verfügung. Zur Steigerung der Selektivität werden
vorzugsweise Borane verwendet, die selbst einen großen sterischen Anspruch haben und damit
kaum an die sterisch unzugänglichere Position der Doppelbindung addieren. Hierzu bietet sich
9-Borabicyclo[3.3.1]nonan (9-BBN) als Hydroborierungsreagenz an, welches auch zur
Modifizierung der Doppelbindung am fokalen Punkt der divalenten Homoglycocluster 52 und
74 eingesetzt wurde (Abb. 52 und 53). Dazu wurde der divalent mannosylierte Homocluster 52
mit einer 9-BBN-Lösung in abs. Tetrahydrofuran versetzt und 4 h bei 60 °C gerührt. Nach
anschließender oxidativer Aufarbeitung bei 0 °C konnte das Produkt 78
säulenchromatographisch isoliert werden. Hierbei wird meist Natriumhydroxid in Kombination
mit 30%iger Wasserstoffperoxidlösung verwendet. Da in diesem Fall die Kohlenhydrat-
Einheiten mit basenlabilen Acetylschutzgruppen bestückt sind, wurde 3 M Natriumacetatlösung
als weniger basisches Pufferreagenz eingesetzt.[114] Allerdings zeigte sich schon bei der
Überwachung der Reaktion mittels Dünnschichtchromatographie kein vollständiger Umsatz, so
dass der primäre Alkohol 78 nach erfolgter Oxidation nur in einer Ausbeute von 44 % erhalten
werden konnte. Die Variation von Reaktionsdauer sowohl während der Hydroborierung als
auch während der oxidativen Aufarbeitung führte zu keiner Steigerung der Ausbeute. Dies
könnte auf den erheblichen sterischen Anspruch der glycosylierten Azobenzol-Liganden am
Kernmolekül zurückzuführen sein. Da auch das Boran in diesem Fall einen gesteigerten
sterischen Anspruch besitzt, wird eine erfolgreiche und quantitative Addition des Borans an die
Doppelbindung erheblich erschwert. Außerdem wurden die eingesetzten Äquivalente des
Borans reduziert, um die Bildung einer Base durch Hydrolyse von überschüssigem 9-BBN zu
vermeiden. Jedoch führte auch dies nicht zu einer effektiveren Hydroborierung der
Doppelbindung.
70 3 Synthesen und Untersuchungen
Abb. 52: Hydroborierungsreaktion an der fokalen Doppelbindung des homodivalenten Azobenzolmannosids 52
zum Hydroborierungsprodukt 78.
Aus diesem Grund wurde in einem weiteren Ansatz der weniger sterisch anspruchsvolle
Borandimethylsulfid-Komplex (BMS) verwendet, wodurch der Zugang zum fokalen Punkt
erleichtert werden sollte. Da die Azobenzol-Liganden für eine sterische Abschirmung sorgen,
sollte auch die Regioselektivität der Addition des Borans nicht beeinträchtigt werden.
Allerdings konnte in diesem Fall kein Umsatz bei der Reaktion beobachtet werden.
Die Hydroborierung der Doppelbindung am fokalen Punkt des GlcNAc-funktionalisierten
divalenten Clusters 74 wurde sowohl mit 9-BBN als auch BMS durchgeführt. Auch hier konnte
nach der Reaktion mit 9-BBN das Produkt 79 nur eine Ausbeute von 48 % erzielt werden, was
in Anbetracht der großen sterischen Abschirmung des Kernmoleküls ein zufriedenstellendes
Ergebnis darstellt (Abb. 53).
3 Synthesen und Untersuchungen 71
Abb. 53: Hydroborierungsreaktion an der fokalen Doppelbindung des homodivalenten GlcNAc-Cluster 74 zum
Hydroborierungsprodukt 79.
Aufgrund der mäßigen Ausbeuten der Hydroborierungsreaktionen wurde auf eine
Funktionalisierung des divalenten Heteroglycoclusters 75 verzichtet. Da die hier dargestellten
Hydroborierungsprodukte für eine weitere Reaktion zum tetravalenten Dendron dienen sollten,
kann eine heterogene Zusammensetzung der Kohlenhydratliganden auch durch Kombination
jeweils eines Äquivalents der beiden Homoglycocluster 78 und 79 mit einem weiteren MDC-
Molekül erfolgen.
3.5.2 Versuch der Herstellung eines tetravalenten Glycoazobenzol-Clusters
Die divalenten Cluster 78 und 79, welche nach der Hydroborierung eine freie Hydroxygruppe
am fokalen Punkt anbieten, lassen sich durch Folgereaktionen als Bausteine für die Synthese
eines tetravalenten Dendrons der nächsten Generation verwenden. Dazu wird erneut MDC als
Verzweigungseinheit eingesetzt, um eine Veretherung mit den primären Hydroxygruppen der
divalenten Cluster zu ermöglichen. Hierbei lassen sich theoretisch auch tetravalente
Heterocluster darstellen, wenn jeweils ein mannosylierter und ein GlcNAc-funktionalisierter
Homocluster für die Williamson-Ethersynthese verwendet werden. In diesem Fall wurde
zunächst nur der mannosylierte Homocluster 78 verwendet, um Ressourcen zu schonen
(Abb. 54).
72 3 Synthesen und Untersuchungen
Abb. 54: Syntheseversuch zur Darstellung eines tetravalenten Homoclusters 80 mit MDC-Kernmolekül und zwei
Liganden bestehend aus je einem homodivalenten Azobenzolmannosid 78.
Für die Synthese tetravalenter Glycocluster wurden zwei Äquivalente des divalenten Clusters
78 mit primärer OH-Gruppe am fokalen Punkt nach den Bedingungen einer Veretherung nach
Williamson mit MDC zur Reaktion gebracht. Die Base wurde analog zu den Liganden in zwei
Äquivalenten eingetzt und das Reaktionsgemisch über Nacht bei 60 °C gerührt. Allerdings
konnte auch nach wesentlich längeren Reaktionszeiten kein Produkt nachgewiesen werden.
Dies könnte zum einen daran liegen, dass die primären OH-Funktionen durch eine
Isomerisierung der Azobenzoleinheiten sterisch so sehr abgeschirmt sind, dass eine Reaktion
nicht zustande kommt. Des Weiteren waren die Reaktionansätze aufgrund der geringen
Ausbeuten des Hydroborierungsproduktes mit 50 µmol (entspricht ca. 5 µL) des
Methallydichlorid-Kerns sehr klein gewählt, so dass eine genaue Dosierung der
Reaktionspartner schwierig, sowie die Überwachung des Reaktionsfortschrittes mittels
Dünnschichtchromatographie nicht immer eindeutig. Da die Veretherung nach Williamson in
den vorangegangen Synthesen jedoch stets problemlos funktionierte, kann davon ausgegangen
werden, dass hier noch Optimierungspotential besteht, beispielsweise durch eine Vergrößerung
des Ansatzes bei verschiedenen Konzentrationen. Außerdem ist die Verwendung des
3 Synthesen und Untersuchungen 73
basenstabilen Isopropyliden-geschützten Azobenzolmannosids 51 denkbar, so dass eine
stärkere Base wie Natriumhydrid eingesetzt werden kann. Wird die Reaktion dann noch in
DMSO durchgeführt, wird dieses durch Natriumhydrid deprotoniert und es entsteht ein Dimsyl-
Anion.[115] Dieses Schwefel-Ylid ist im Lösungsmittel löslich und kann durch eine homogene
Verteilung in der Reaktionsmischung die Reaktivität deutlich steigern, wie bereits von Boysen
et al. gezeigt wurde.[70]
3.5.3 Funktionalisierung via Thiol-En-Click-Reaktion
Eine weitere Methode, die vielseitig für die Funktionalisierung von Oberflächen
unterschiedlichster Art eingesetzt wird, ist die Click-Reaktion zwischen einem Thiol und einem
Alken, also die Thiol-En-Reaktion. Mit Hilfe dieses Reaktionstyps lassen sich Thiole entweder
radikalisch oder mittels Photoinitiierung mit Alkenen umsetzen.[116] Die Reaktion läuft
regioselektiv, ohne Nebenprodukte und mit meist sehr guten Ausbeuten ab, was besonders bei
hochmolekularen Systemen einen großen Vorteil darstellt. Häufig kann sogar auf eine
aufwendige chromatographische Reinigung verzichtet werden. Für die Funktionalisierung der
divalenten Cluster mit einer größeren Bandbreite an funktionellen Gruppen wurde ebenfalls auf
diesen Reaktionstyp zurückgegriffen. Um die Cluster für die Darstellung von Glyco-Arrays zu
nutzen, müssen diese mit einem Linker zwischen Oberfläche und Kohlenhydratligand versehen
werden.
Als funktionelle Gruppe am fokalen Punkt wurde hier die Aminogruppe gewählt, da sie sowohl
über eine Peptidkupplungsreaktion mit Carboxylgruppen als auch mit NCS-funktionalisierten
Linkern via Thio-Harnstoff-Kupplung verknüpft werden können. Eines der einfachsten
Moleküle, welches sowohl ein Thiol als auch eine Amino-Funktion enthält, ist Cysteamin 77,
welches für die folgenden Synthesen verwendet wurde. Um die nukleophile Aminogruppe
gegen unspezifische Nebenreaktionen zu schützen, wurde sie diese zuvor Boc-geschützt.
Außerdem wurde alternativ eine Cbz-Schutzgruppe eingeführt, um die effektivere Variante
einer Entschützung testen zu können (Abb. 55). Die Boc-Schützung wurde mit Boc-Anhydrid
in Tetrahydrofuran durchgeführt und das geschützte Produkt 81 konnte mit einer guten
Ausbeute von 82 % isoliert werden.[117] Die Einführung einer Cbz-Schutzgruppe erfolge
ebenfalls problemlos. Dabei erwies sich die Darstellung des Produkts 82 ausgehend vom
Cysteamin-Hydrochlorid über die Freisetzung des Amins mittels DIPEA und anschließender
Zugabe von Trimethylsilylchlorid am effektivsten (Abb. 50). Im Anschluss erfolgte durch
74 3 Synthesen und Untersuchungen
Zugabe von Benzyloxycarbonyl-Chlorid die Substitution der TMS-Gruppe und das Cbz-
geschützte Produkt 82 konnte mit einer Ausbeute von 84 % erhalten werden.
Abb. 55: Synthese der N-Boc- und N-Cbz-geschützten Cysteamin-Linker 81 und 82.
Anschließend wurde die Thiol-En-Reaktion mit dem divalenten Cluster 52 durchgeführt
(Abb. 56). Dabei wurde sowohl die photoinitiierte, als auch die radikalisch vermittelte Reaktion
getestet. Durch die Aktivierung mittels UV-Licht konnte das Zielmolekül nicht erfolgreich
synthetisiert werden. Auch durch die Zugabe des Hilfsmoleküls 2,2-Dimethoxy-2-
phenylacetophenon[118] konnte kein erfolgreicher Umsatz beobachtet werden. Anschließend
wurde die radikalische Reaktion durchgeführt, bei der AIBN als Radikalstarter eingesetzt
wurde. Die Reaktion wurde in verschiedenen Lösungsmitteln durchgeführt, jedoch konnte das
Zielmolekül nur in absolutem Dioxan erfolgreich synthetisiert werden, unabhängig davon ob
das Cysteamin Boc- oder Cbz-geschützt eingesetzt wurde. Die säulenchromatographische
Aufreinigung gestaltete sich im Fall der Boc-geschützten Variante sehr schwierig, da die
Retentionsfaktoren des Edukts und des Produkts sehr ähnlich sind. Jedoch konnte das
Zielmolekül 83 in der Boc-geschützten Variante mit einer Ausbeute von 40 % isoliert werden.
Die Isolierung des Cbz-geschützten Produkts 84 gelang aufgrund der besseren Trennbarkeit
mittels Säulenchromatographie mit einer Ausbeute von 73 %. Im Anschluss folgte die jeweilige
Entschützung der Aminogruppe. Die Boc-Entschützung wurde mittels Zugabe von
Trifluoressigsäure in Dichlormethan durchgeführt. Jedoch konnte kein entschütztes Produkt
erhalten werden. Die Entschützung der Cbz-Gruppe wurde zunächst mittels der Standard-
Entschützungsmethode durch eine Palladium-katalyiserte Hydrierung mittels Wasserstoff
durchgeführt. Allerdings wurde dabei auch die N=N-Doppelbindung des Azobenzol-Linkers
zersetzt, was an der Entfärbung des Reaktionsgemisches deutlich zu erkennen war. Daraufhin
wurde die Entschützung mit Trimethylsilyl-Iodid durchgeführt und das entschützte Produkt 85
konnte in quantitativer Ausbeute erhalten werden (Abb. 56).
3 Synthesen und Untersuchungen 75
Abb. 56: Thiol-En-Reaktion mit dem divalent mannosylierten Homoglycocluster 52 mit jeweils N-Boc- und
N-Cbz-geschütztem Cysteamin. Die Cbz-Entschützung konnte mittels TMS-I erfolgreich durchgeführt werden.
Aufgrund der Erfahrungen mit dem divalent mannosylierten Cluster 84 wurde die Thiol-En-
Reaktion am doppelt GlcNAc-funktionalisierten Cluster 74 nur noch mit dem Cbz-geschützten
Cysteamin-Derivat 82 durchgeführt. Hierzu wurde ebenfalls AIBN als Radikalstarter eingesetzt
und die Reaktion in abs. Dioxan durchgeführt. Das Produkt 86 konnte nach säulen-
chromatographischer Reinigung in einer guten Ausbeute von 74 % isoliert werden und steht für
die Entschützung der Aminogruppe bereit (Abb. 57).
76 3 Synthesen und Untersuchungen
Abb. 57: Synthese der radikalisch initiierten Thiol-En-Reaktion des GlcNAc-funktionalisierten Homoclusters 74
mit N-Cbz-geschützem Cysteamin 82.
3.6 Photochrome Eigenschaften der synthetischen Azobenzolglycocluster
Azobenzole gehören zu den photochromen Verbindungen, welche nach IUPAC als Moleküle
definiert sind, bei denen eine lichtinduzierte reversible Änderung der Farbe auftritt. Wie schon
in Kapitel 2.3 beschrieben, kommen sie in zwei isomeren Formen vor, dem thermodynamisch
stabileren E-Isomer und dem Z-Isomer, welche durch die Bestrahlung mit Licht einer geigneten
Wellenlänge reversibel in den jeweils anderen Zustand überführt werden können („Schalten“).
Bei der photochemischen E→Z-Isomerisierung findet ausschließlich eine Umlagerung der
elektronischen Struktur statt, so dass keine σ-Bindungen gebrochen werden müssen. Die Z→
E-Rückisomerisierung kann auch thermisch bewirkt werden oder tritt auch spontan in der
Dunkelheit auf.
Der externe Stimulus durch welchen die E-/Z-Isomerisierung initiiert wird, kann durch drei
verschiedene Umgebungsenergien induziert werden, nämlich durch elektrische Energie,
chemische Energie oder durch Licht. Dabei hat insbesondere die photochemische Anregung
den Vorteil schnell und ohne großen Aufwand einen effektiven Schaltvorgang auszulösen.
Dabei kann nicht nur die Energie für den Schaltvorgang induziert, sondern dieser auch
gleichzeitig gemessen und damit überwacht werden. Licht stellt außerdem eine sehr saubere
Methode dar, da es zu keiner Kontamination des Materials kommt und keine Rückstände von
Aktivierungsreagenzien oder Nebenprodukten entfernt werden müssen.
3 Synthesen und Untersuchungen 77
Bei der Untersuchung von beiden Isomeren des Azobenzols mittels UV/Vis-Spektroskopie
können zwei unterschiedliche Absorptionsspektren beobachtet werden (Abb. 58). Im
Absorptionsspektrum des E-Isomers lassen sich deutlich zwei Absorptionsbanden voneinander
separieren, eine starke Bande bei 320 nm, welche dem Symmetrie-erlaubten π→π*-Übergang
zugeordnet werden kann und eine weniger starke Bande bei 440 nm, welche zum Symmetrie-
verbotenen n→π*-Übergang gehört. Beim Z-Isomer können zwei Absorptionsbanden von
π→π*-Übergängen bei 250 nm und 280 nm beobachtet werden, die jedoch weniger stark
absorbieren als beim E-Isomer. Außerdem fällt eine stärkere Bande des Symmetrie-verbotenen
n→π*-Übergangs bei 440 nm auf.[119] Die beiden isomeren Formen unterscheiden sich jedoch
nicht nur in ihren Absorptionsspektren, sondern außerdem in ihren physikalischen und
chemischen Eigenschaften wie Redoxpotential, Fluoreszenzintensität, Säure/Base-Stärke,
Dielektrizitätskonstante, Dipolmoment und molekularer Form. Daraus erwächst ein großes
Potential für ihren Einsatz in unterschiedlichsten Anwendungen. Wurden Azobenzole früher
eher für analytische Zwecke genutzt, so finden sie heute vielfältig Anwendung, wie
beispielsweise in Signal-Transmissions-Geräten.[120] Dabei werden je nach Anwendung nicht
nur Azobenzole als photochrome Schalter eingesetzt, sondern auch andere organische
photochrome Verbindungen wie bereits in Kapitel 2.3 beschrieben wurde.
Abb. 58: UV/Vis-Spektren von Azobenzol im trans-Zustand (E, grüne Kurve) mit einer starken Absorptionsbande
des π →π*-Übergangs bei einer Wellenlänge von ca. 320 nm und einem schwachen n→π*-Übergang im Bereich
von 440 nm sowie im cis-Zustand (Z, blaue Kurve) mit Absorptionsbanden bei 440 nm, 280 nm und 250 nm.[105,
121]
Der genaue Mechanismus der E→Z-Isomerisierung ist bis dato nicht vollständig aufgeklärt,
jedoch werden in der Literatur vier unterschiedliche Möglichkeiten diskutiert (Abb. 59).
Demnach kommt es bei der Rotation zunächst zum Bindungsbruch der π-Bindung zwischen der
78 3 Synthesen und Untersuchungen
N=N-Doppelbindung, wodurch eine freie Rotation um die N-N-Bindung und damit die
Änderung des C-N-N-C-Diederwinkels ermöglicht wird. Bei der Inversion wird der Winkel
zwischen der Stickstoff-Doppelbindung auf 180° vergrößert, wobei der Diederwinkel
unverändert bleibt. Der Mechanismus der konzertierten Inversion folgt der Vergrößerung
beider N=N-C-Winkel auf jeweils 180°, wobei ein linearer Übergangszustand durchlaufen
wird. Bei der Inversions-unterstützen Rotation ändern sich sowohl die beiden N=N-C-Winkel,
als auch der Diederwinkel zwischen den C-N=N-C-Ebenen gleichzeitig. Dieser wird als der
wahrscheinlichste Mechanismus angenommen.[119, 122] Die vier möglichen Mechanismen sind
in Abbildung 59 zusammengefasst.
Abb. 59: Schematische Darstellung von vier möglichen Mechanismen der E→Z-Photoisomerisierung von
Azobenzol. Zwei extreme Varianten sind die Rotation um den Diederwinkel des CNNC-Zentrums und die
Inversion um den NNC-Winkel.[123] Wahrscheinlich handelt es sich um eine Kombination aus beiden
Mechanismen bzw. um einen konzertierten Inversions-Isomerisierungs-Mechanismus.[122]
Der Mechanismus der Isomerisierung kann jedoch auch von einer Reihe äußerer Faktoren
abhängen, wie beispielsweise der Natur eines organischen Lösungsmittels.[124]
3 Synthesen und Untersuchungen 79
Die Erforschung photoresponsiver Moleküle und derer photochromen Eigenschaften ist ein
wichtiger Bestandteil für die anwendungsbezogene Entwicklung und Synthese
photoschaltbarer Glycomimetika („sweet switches“). Für die Charakterisierung der
photochromen Eigenschaften eignet sich besonders die UV/Vis-Spektroskopie. Mit deren Hilfe
lassen sich die Absorptionsbanden bestimmen, mit deren korrespondierenden Wellenlängen der
Schaltvorgang beim E-, beziehungsweise Z-Isomer ausgelöst werden kann (Wellenlängen-
maxima vom E- bzw. Z-Isomer). Außerdem können die Exktinktionskoeffizienten und die
Halbwertszeiten daraus abgeleitet werden. Mittels NMR-Spektroskopie lassen sich neben der
genauen Zuordnung einzelner Signale zur genauen Struktur des Moleküls auch die Bestimmung
des E- zu Z-Verhältnisses im photostationären Gleichgewicht (PSS), die Halbwertszeit des
thermodynamisch instabileren Z-Isomers und die Stabilität der Verbindung über einen längeren
Zeitraum ermitteln. In dieser Arbeit erfolgte die Charakterisierung der photochromen
Eigenschaften der homodivalenten Man- und GlcNAc-Glycocluster 52 und 74 ebenso wie für
den heterodivalenten Man-GlcNAc-Gylcocluster 75. Dazu wurden die jeweiligen Moleküle
mittels UV/Vis-Spektroskopie und NMR-Spektroskopie untersucht.
3.6.1 UV/Vis-Spektren und E-/Z-Isomerisierung
Für die Charakterisierung mittels UV/Vis-Spektroskopie wurde eine Maßlösung mit einer
Konzentration von 100 µM von Verbindung 52 in DMSO hergestellt. Diese wurde
anschließend zu Konzentrationen von 5 µM, 10 µM, 20 µM, 40 µM, 60 µM und 80 µM
verdünnt und die Verdünnungsreihe anschließend mit dem UV/Vis-Spektrometer vermessen.
Anschließend wurde eine Probe mit der Konzentration von 100 µM in der Dunkelheit für
10 min mit Licht einer Wellenlänge von 440 nm bestrahlt und erneut ein Spektrum
aufgenommen. Anschließend wurden die Wellenlängen gegen die Extinktion aufgetragen
(Abb. 60). Aus der Auftragung kann man sehr deutlich die voneinander abgetrennten π→π*-
und n→π*-Übergänge beobachten, was auf ein sehr gutes Schaltverhalten hindeutet. Beim E-
Isomer liegt das Absorptionsmaximum bei λmax = 359 nm und beim Z-Isomer bei einer
Wellenlänge von λmax = 446 nm.
80 3 Synthesen und Untersuchungen
300 400 500 600 700
0,0
0,5
1,0
1,5
2,0
Ab
so
rption
Wellenlänge [nm]
E-Isomer 5 %
E-Isomer 10 %
E-Isomer 20 %
E-Isomer 40 %
E-Isomer 60 %
E-Isomer 80 %
E-Isomer 100 %
Z-Isomer 100 %
Abb. 60: UV/Vis-Absorptionsspektrum des homodivalenten Azobenzolmannosids 52.
Zur Bestimmung des Extinktionskoeffizienten wurden außerdem die Extinktionswerte beim
jeweiligen λmax gegen deren Konzentration aufgetragen. Der Extinktionskoeffizient ε gibt an,
wie gut eine Verbindung Licht einer bestimmten Wellenlänge absorbiert. Diese Eigenschaft ist
für effektives Schalten ausschlaggebend. Nach dem Lambert-Beerschen-Gesetz kann die
Extinktion wie folgt berechnet werden:
𝐸𝜆 = 𝜀 ∙ 𝑐 ∙ 𝑙
𝜀 = 𝐸𝜆
𝑐 ∙ 𝑙
Wobei Eλ die Extinktion beziehungsweise Absorption angibt, ε den Extinktionskoeffizienten, c
die Konzentration der Probe und l die Länge der Küvette. Trägt man also die Extinktion gegen
die Konzentration auf und legt eine Ausgleichsgerade durch die Messpunkte, so ergibt sich aus
deren Steigung der Extinktionskoeffizient. Für Verbindung 52 beträgt der
Extinktionskoeffizient ε = 20828 L‧mol-1‧cm-1.
Ebenso wurde für den GlcNAc-funktionalisierten Cluster 74 und den divalenten Heterocluster
75 verfahren. Bei beiden liegen die Absorptionsmaxima der π→π*- und n→π*-Übergänge
deutlich getrennt voneinander vor, so dass eine spezifische Anregung durch die Bestrahlung
mit der jeweiligen Wellenlänge möglich ist. Für den GlcNAc-funktionalisierten Homocluster
74 liegt das Absorptionsmaximum für das E-Isomer bei λmax = 358 nm und für das Z-Isomer
3 Synthesen und Untersuchungen 81
bei einer Wellenlänge von λmax = 445 nm (Abb. 61). Für den Extinktionskoeffizienten wurde
ein Wert von ε = 18133 L‧mol-1‧cm-1 erhalten.
300 400 500 600 700
0,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
1,2
1,4
Ab
so
rption
Wellenlänge [nm]
E-Isomer 5 %
E-Isomer 10 %
E-Isomer 20 %
E-Isomer 40 %
E-Isomer 60 %
E-Isomer 80 %
Z-Isomer 80 %
Abb. 61: UV/Vis-Absorptionsspektrum des homodivalenten Azobenbezol-GlcNAc-Glycosids 74.
Für den divalenten Heterocluster 75 weichen die Werte kaum ab. Die Absorptionsmaxima
können ebenso gut separiert werden und sind nahezu identisch mit den Werten der beiden
homovalenten Verbindungen. Hier liegt das Absorptionsmaximum für das E-Isomer bei λmax =
359 nm und für das Z-Isomer bei einer Wellenlänge von λmax = 445 nm (Abb. 62) bei einem
Extinktionskoeffizienten von ε = 21576 L‧mol-1‧cm-1. Der Extinktionskoeffizient weist auf eine
leicht verbesserte Schalteffizienz gegenüber Cluster 52 und eine signifikantere Erhöhung
gegenüber dem GlcNAc-funktionalisierten Cluster 74 hin. Die unterschiedlichen
Kohlenhydratliganden scheinen jedoch keinen Einfluss auf eine Verschiebung der
Absorptionsmaxima zu haben, was auch sinnvoll erscheint, da diese nicht in der Lage sind das
konjugierte π-Elektronensystem der aromatischen Azobenzolringe auf den Zuckerring
auszudehnen. Die wichtigen Werte zu den photochromen Eigenschaften der drei
entscheidenden Zielverbindungen dieser Arbeit 52, 74 und 75 sind zur besseren Übersicht in
Tabelle 1 zusammengefasst.
82 3 Synthesen und Untersuchungen
300 400 500 600 700
0,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
1,2
1,4
1,6
1,8
Ab
so
rption
Wellenlänge [nm]
E-Isomer 5 %
E-Isomer 10 %
E-Isomer 20 %
E-Isomer 40 %
E-Isomer 60 %
E-Isomer 80 %
Z-Isomer 80 %
Abb. 62: UV/Vis-Absorptionsspektrum des heterodivalenten Glycoclusters 75.
Tab. 1: Zusammenfassung der Absorptionsmaxima und Extinktionskoeffizienten mittels UV-Messung.
Molekül λmax (E) [nm] λmax (Z)[nm] ε [Lmol-1cm-1]
Cluster 52
(αMan/αMan)
359 446 20828
Cluster 74
(αMan/βGlcNAc)
358 445 18133
Cluster 75
(βGlcNAc/βGlcNAc)
359 445 21576
3.6.2 NMR-Spektren und E-/Z-Isomerisierung
Weiterhin wurden zur Bestimmung des photostationären Gleichgewichts 1H-NMR-Spektren
sowohl für das E- als auch für das Z-Isomer der divalenten Glycocluster aufgenommen. Das
photostationäre Gleichgewicht bezeichnet den Gleichgewichtszustand der bei einer reversiblen
photochemischen Reaktion, beispielsweise durch Bestrahlung mit Licht einer bestimmten
Wellenlänge, erreicht wird. In diesem Zustand ist die Geschwindigkeit der Bildung und des
Verschwindens der jeweils kurzlebigen molekularen Einheiten gleich. Für die Messung wurde
3 Synthesen und Untersuchungen 83
die NMR-Probe jeweils für 16 h in der Dunkelheit bei 40 °C gelagert, um sicherzustellen, dass
ausschließlich das E-Isomer in der Probe vorliegt. Anschließend erfolgte die Messung des 1H-
NMR-Spektrums. Dieselbe Probe wurde nach der Messung für 15 min mit Licht einer
Wellenlänge von 365 nm bestrahlt und die Probe erneut gemessen. Eine längere
Bestrahlungsdauer führte zu keiner Veränderung des Gleichgewichts zwischen E- und Z-
Isomer. Für die Bestimmung des photostationären Gleichgewichts wurde das H-1 Signal des E-
und Z-Isomers integriert und in Relation gesetzt. Für die Bestimmung kann jedes beliebige
Protonen-Signal verwendet werden, jedoch kann das H-1 Signal am besten separiert werden.
Im Fall des zweifach mannosylierten Glycoclusters 52 befindet sich das Signal des Protons am
anomeren Zentrum (H-1) im E-Isomer bei 5.61 ppm und im Z-Isomer bei 5.49 ppm. Die beiden
Isomere können gut voneinander unterschieden werden (Abb. 57). Nach Bestimmung der
Integrale ergibt sich daraus ein Verhältnis von E/Z-Isomer im photostationären Gleichgewicht
(PSS) von 6 : 94. Dieses PSS zeigt zwar keine vollständige Isomerisierung in den Z-Zustand
an, aber einen hohen Wert für die E→Z-Isomerisierung.
Abb. 63: Vergleich der 1H-NMR-Spektren von E- (unten) und Z-Isomer (oben) von Verbindung 52.
84 3 Synthesen und Untersuchungen
Beim Vergleich der beiden Spektren fällt auf, dass die CH2-Protonen im Z-Zustand zwei weitere
Signale bei 4.71 und 4.64 ppm aufweisen (Abb. 63, Kasten), was auf mindestens eine
Verbindung mit unsymmetrisch isomerisierten Liganden hinweist.
Des Weiteren wurde die thermische Rückisomerisierung NMR-spektroskopisch verfolgt. Dazu
wurde die Probe des Clusters 52 erneut für 16 h in der Dunkelheit bei 40 °C gelagert und ein
1H-NMR-Spektrum gemessen. Anschließend wurde die Probe 30 min mit Licht einer
Wellenlänge von 365 nm bestrahlt um eine möglichst vollständige Z-Isomerisierung zu
erhalten. Im Anschluss wurde von der Probe in der Dunkelheit alle 10 min ein 1H-NMR-
Spektrum gemessen um die spontane Z→ E-Isomerisierung zu verfolgen. In Abbildung 64 sind
die Spektren nach 5, 10, 15 und 20 h Messzeit dargestellt, wobei deutlich eine Aufspaltung der
Signale der CH2-Protonen am Kernmolekül zu erkennen ist. Diese weisen auf einen
unsymmetrisch substituierten Kern hin, der durch die unvollständige Schaltung zwischen Z-
und E-Isomer zustande kommt. Aus den NMR-Daten wurde außerdem die Halbwertszeit der
thermischen Relaxation berechnet, welche für Cluster 52 einen Wert von τ1/2 = 5 h ergibt.
Abb. 64: Thermische Relaxation von Cluster 52. Der zeitliche Abstand der gemessenen Spektren beträgt je
300 min. Das unterste Spektrum zeigt das E-Isomer.
3 Synthesen und Untersuchungen 85
Für den GlcNAc-Cluster 74 wurden ebenso das photostationäre Gleichgewicht und die
Halbwertszeit bestimmt. Auch hier kann das H-1-Proton eindeutig zugeordnet werden. Es liegt
beim E-Isomer bei 5.37 ppm und findet sich nach der Belichtung mit 365 nm leicht
hochfeldverschoben bei 5.30 ppm im Z-Isomer wieder. Das 1H-NMR-Spektrum zeigt eine fast
vollständige Z-Isomerisierung nach der Bestrahlung mit einer Wellenlänge von 365 nm, was
einem Verhältnis im PSS von 1 : 99 entspricht (Abb. 65).
Abb. 65: Vergleich der 1H-NMR-Spektren von Cluster 74 im E- (unten) und Z-Zustand (oben).
Bei der Bestimmung der Halbwertszeit fällt allerdings ein deutlicher Unterschied zum
homodivalenten Clustermannosid 52 auf. Die thermische Z→E-Rückisomerisierung verläuft
wesentlich langsamer und die Halbwertszeit konnte mit einem Wert von τ1/2 = 52 h bestimmt
werden (Abb. 66). Deutlich zu erkennen sind auch hier vier unterschiedliche Signale der
CH2-Protonen (Abb. 66, roter Kasten), die erneut eine Verbindung mit unsymmetrisch
isomerisierten Liganden anzeigt.
86 3 Synthesen und Untersuchungen
Abb. 66: Thermische Relaxation von Cluster 74. Der zeitliche Abstand der gemessenen Spektren beträgt je
450 min. Das unterste Spektrum zeigt das nahezu vollständig isomerisierte Z-Isomer.
Die Schalteigenschaften des gemischten Heteroglycoclusters 75 sehen ebenfalls
vielversprechend aus. Das H-1-Proton des Mannosyl-Liganden kann in beiden Zuständen
eindeutig zugeordnet werden und liegt beim E-Isomer wie schon beim Homocluster bei 5.61
ppm und verschiebt sich nach der Belichtung ins Hochfeld bis 5.47 ppm. Beim H-1-Proton des
GlcNAc-Liganden fällt die Verschiebung schon wesentlich geringer aus. Im Gegensatz zum
GlcNAc-funktionalisierten Homocluster 74 befindet sich das H-1-Proton des GlcNAc-
Liganden jetzt bei 5.28 ppm und nach der Belichtung kaum verschoben bei 5.29 ppm. Die
Bestimmung des PSS erfolgte anhand des anomeren Mannose-Protons und ergibt ein Verhältnis
von 2 : 98. Wie im 1H-NMR-Spektrum zu erkennen ist die E→Z-Isomerisierung fast
vollständig, so dass ein Proton zur Bestimmung des PSS ausreichend ist (Abb. 67).
Wie zu erwarten war liegt der Wert für die Halbwertszeit mit τ1/2 = 18 h zwischen denen der
homodivalenten Glycocluster 52 und 74 (vgl. Abb. 68). Allerdings kann keine Aussage darüber
getroffen werden, welcher glycosylierte Azobenzol-Ligand von beiden schneller zurückschaltet
oder ob dies gleichzeitig passiert.
3 Synthesen und Untersuchungen 87
Abb. 67: Vergleich der 1H-NMR-Spektren von Heterocluster 75 im E- (unten) und Z-Zustand (oben).
Abb. 68: Thermische Relaxation von Cluster 75. Der zeitliche Abstand der gemessenen Spektren beträgt je
300 min. Das unterste Spektrum zeigt das E-Isomer.
88 3 Synthesen und Untersuchungen
Aus den NMR-spektroskopischen Untersuchungen geht eindeutig hervor, dass der
Kohlenhydrat-Ligand einen erheblichen Einfluss auf das Schaltverhalten des resultierenden
divalenten Clusters hat, was für das Design neuer photoschaltbarer Glycomimetika interessant
ist und durch weitere Schaltexperimente untersucht werden kann.
Die Ergebnisse aus den NMR-spektroskopischen Untersuchungen sind in Tabelle 2
zusammengefasst.
Tab. 2: Zusammenfassung der chemischen Verschiebung, des PSS und der Halbwertszeiten aus den 1H-NMR-
Experimenten.
Molekül δ H-1 (E) [ppm] δ H-1 (Z) [ppm] PSS E/Z τ1/2 [h]
Cluster 52
(Man/Man)
5.61 5.49 6 : 94 5
Cluster 74
(GlcNAc/GlcNAc)
5.37 5.30 1 : 99 52
Cluster 75
(Man/GlcNAc)
5.61 (Man)
5.28 (GlcNAc)
5.47 (Man)
5.29 (GlcNAc)
2 : 98 18
3.7 Docking-Studien mit dem bakteriellen Lektin FimH
In der Arbeitsgruppe Lindhorst besteht ein großes Interesse an der Erforschung von
Kohlenhydrat-Protein-Wechselwirkungen, um die molekularen Details dieser Prozesse
verstehen zu können (vgl. Kap. 1.2). Im Fokus steht dabei die Entwicklung von potenten
Liganden für das α-D-Mannose-spezifische Lektin FimH, welche durch Synthese geeigneter
Derivate, Computer-gestützten Optimierungsberechnungen und Validierung mittels
biologischer Tests verfolgt wird. Da sich auch die in dieser Arbeit dargestellten Glycocluster
als potentielle Inhibitoren eignen, wurden die Verbindungen 1, 2 und 3 als Liganden mittels
Computersimulationen untersucht, um deren Bindungseigenschaften abschätzen zu können.
Dazu wurden Computer-gestützten Dockingstudien durchgeführt und deren Ergebnisse mit
bereits bekannten Inhibitoren, wie beispielsweise dem Standardinhibitor
p-Nitrophenylmannosid (pNPMan) verglichen. Im Falle des GlcNAc-Clusters 74 und des
heterovalenten Clusters 75 können Computersimulationen außerdem erste Hinweise auf den
Einfluss von nicht-spezifischen Liganden auf die Affinität liefern, die sich, wie in diesem Fall
die GlcNAc-Liganden, in unmittelbarer Umgebung zur Bindungstasche befinden.
3 Synthesen und Untersuchungen 89
Das Lektin FimH befindet sich in sogenannten Typ-1-Fimbrien, die auf der Oberfläche von
Gram-negativen E. coli-Bakterien exprimiert werden.[85] Zwar sind E. coli-Bakterien als
Vitamin K-Produzenten ein wichtiger Bestandteil der Darmflora, jedoch sind bestimmte
Stämme ebenfalls für Harnwegsinfektionen verantwortlich, welche zu den häufigsten
Infektionskrankheiten weltweit gehören. Fimbrien sind haarähnliche Fortsätze, die aus
Proteinstrukturen aufgebaut sind und zur Adhäsion an Wirtszellen dienen. Die Fimbrien sind
aus mehreren hundert Untereinheiten aufgebaut, welche nach dem chaperon-usher pathway
zusammengesetzt sind und deren Großteil FimA ausmacht (Abb. 69).[125]
Abb. 69: Schematische Darstellung einer aus den Proteinen FimA, FimF, FimG und FimH aufgebauten Fimbrie
mit FimH an der Spitze. FimH unterteilt sich wiederum in die Lektin-Domäne FimHL und die Pilin-Domäne FimHP
(links). Kristallstruktur von FimH mit blau gefärbtem hydrophoben Grat, welcher die Bindungstasche umgibt
(Mitte). Detailierte Darstellung des Eingangs zur Bindungstasche mit den flankierenden Tyrosin-Resten TYR48
und TYR137 (rechts).
An der Spitze befindet sich das Lektin FimH, welches wiederum aus zwei Domänen besteht:
Der N-terminalen Lektin-Domäne FimHL welche die CRD trägt und der C-terminalen Pilin-
Domäne FimHP, welche das Lektin auf der Fimbrie verankert. Die Kristallstruktur von FimH
wurde erstmals 1999 von Knight et al. aufgeklärt und es konnte gezeigt werden, dass jedes
Lektin nur eine einzelne CRD trägt, welche eine Spezifität gegenüber α-D-Mannose
beziehungsweise C-HEGA aufweist.[126] Mittels Kristallstrukturen lassen sich molekulare
Details der Wechselwirkungen zwischen Ligand und Rezeptor untersuchen, wie einzelne
Wasserstoffbrückenbindungen, den Einfluss von Ionen oder Wassermolekülen in der
Bindungstasche oder die exakten Aminosäuren, die an der Bindung beteiligt sind. Die Mannose
90 3 Synthesen und Untersuchungen
wird dabei in einer polaren Bindungstasche komplexiert und bildet zehn
Wasserstoffbrückenbindungen mit den beteiligten Aminosäuren aus. Die anomere
Hydroxygruppe, beziehungsweise das Aglycon ragt dabei aus der Bindungstasche heraus und
kann mit den umliegenden Aminosäuren interagieren. Der Rand der Bindungstasche wird von
einem hydrophoben Rand gesäumt aus dem die Seitenketten von TYR48 und TYR137
herausragen. Die beiden Reste bilden eine Eingangsregion, die auch als „Tyrosin-Tor“
bezeichnet wird. Die aromatischen Phenylringe der Tyrosine können π-π-Wechselwirkungen
mit einem aromatischen Aglycon, wie beispielsweise einer Azobenzoleinheit, ausbilden und
damit die Bindungsaffinität des Mannose-Liganden signifikant steigern. Das Tyrosin-Tor weist
außerdem eine konformationelle Flexibilität auf, so dass TYR48 und TYR137 abhängig vom
jeweiligen komplexierten Liganden entweder auseinanderstehen (Abb. 70, rechts) oder
einander zugewandt sind (Abb. 70, links). Da die auseinanderstehenden Tyrosinreste an ein
offenes Tor erinnern, wird dies auch als open gate Konformation (PDB-Code 1KLF) bezeichnet
und die einander zugewandten Reste als closed gate Konformation (PDB-Code 1UWF).
Abb. 70: Darstellung von FimH in der closed gate-Konformation (links) und in der open gate-Konformation
(rechts). Zur Darstellung wurde eine Connolly-Oberfläche[127] verwendet, die Tyrosinreste sind zur besseren
Kenntlichmachung in blau dargestellt. Dieses Bild wurde mit Maestro[128] aus dem Programmpaket der
Schrödinger-Software erstellt.
3.7.1 Docking-Ergebnisse und IC50-Werte
Zur Einschätzung des Bindungsverhaltens und der Untersuchung des Einflusses verschiedener
Wechselwirkungstypen der drei synthetisierten photoschaltbaren Glycocluster wurden mittels
Schrödinger-Software Strukturoptimierungen berechnet und die optimierten Liganden dann
jeweils in einer Computer-gestützten Docking-Studie in die Bindungstasche des Lektins FimH
gedockt. Die dreidimensionale Struktur wurde mit dem Programm Maestro[128] erstellt und
3 Synthesen und Untersuchungen 91
anschließend eine Eniergieminimierung in einem Kraftfeld mittels des Programms
MacroModel[129] durchgeführt. Im Folgenden wurde das Programm ConfGen[130] genutzt, um
verschiedene Konformere zu erstellen, welche mit dem Programm Glide[131] in die
Bindungstasche gedockt wurden. Als Ergebnis werden sogenannte Scoring-Werte erhalten,
welche mit der Bindungsaffinität zwischen Ligand und Protein korrelieren. Je negativer der
Docking-Score ist, desto stärker ist die Bindung. Die Ergebnisse aus den Berechnungen sind in
Tabelle 3 zusammengefasst.
Tab. 3: Ergebnisse der Computer-gestützten Docking-Studien mittels Schrödinger-Software im Vergleich mit den
Standardinhibitoren pNPMan und MeMan.[132] Die Ligandenstrukturen von Cluster 1, 2 und 3 sind in den
berechneten optimalen Konformationen dargestellt.
Ligandenstruktur Scoring-Wert
open gate
Scoring-Wert
closed gate
-11.62 -12.42
-11.65 -11.48
-9.89 -10.86
pNPMan[132] -9.23 -9.00
MeMan[132] -8.23 -8.50
Bei der Analyse der Ergebnisse von Cluster 1 befindet sich ein Mannosyl-Ligand wie erwartet
in beiden Konformationen in der Bindungstasche (Abb. 71). Der Scoring-Wert ist dabei
signifikant besser als für die Standardinhibitoren pNPMan und MeMan,[132] was aufgrund des
3
2
1
92 3 Synthesen und Untersuchungen
aromatischen Aglycons und der Möglichkeit zur Ausbildung von ππ-Wechselwirkungen zu
erwarten war (vgl. Tab. 3). In der open gate-Konformation sind außerdem Wechselwirkungen
mit den Aminosäuren GLY14, ASP141 und GLN143 zu erkennen, was ebenfalls zu einer
gesteigerten Affinität führen dürfte. Bei der closed gate-Konformation legt sich der zweite
Ligand quasi über den hydrophoben Grat der Bindungstasche und wechselwirkt auf der
Rückseite des Lektins mit den Aminosäuren THR51 und ASN136.
Interessanterweise gelang nicht nur das Docken mit den, zumindest teilmannosylierten,
Glycoclustern 1 und 3, sondern auch mit dem zweifach GlcNAc-funktionalisiertem Cluster 2,
der eigentlich keine Spezifität zur CRD von FimH aufweist. Trotzdem zeigen die Ergebnisse
ähnlich gute Docking-Scores für beide Konformationen des Lektins FimH, wie für Cluster 1.
In Abbildung 72 ist zu erkennen, wie jeweils ein GlcNAc-Ligand in der Bindungstasche
komplexiert wird und der zweite Ligand Wasserstoffbrückenbindungen mit den Aminosäuren
PRO49 und ASN136 in der open gate-Konformation ausbildet, während in der closed gate-
Konformation die Aminosäuren ASN136 und TYR137 des Tyrosin-Tors Wasserstoffbrücken
zum zweiten GlcNAc-Liganden von Cluster 2 ausbilden. Durch zusätzliche ππ-
Wechselwirkungen ist es vielleicht möglich, dass der Ligand in die Bindungstasche
hereingedrückt wird, was dann ebenfalls zu einer Kohlenhydraterkennung führen kann.
In Abbildung 73 ist der Heterocluster 3 dargestellt, welcher erwartungsgemäß mit dem
Mannosyl-Liganden in der Bindungstasche verankert ist. Auch hier ist zu beobachten, wie sich
die aromatischen Ringe der Azobenzolliganden um den hydrophoben Grat herumlegen und auf
der Proteinrückseite mit anderen Aminosäuren wechselwirken können. In der open gate-
Konformation sind wieder die Aminosäuren GLY14, ASP141 und GLN143 beteiligt, welche
auch in der Lage waren Wasserstoffbrückenbindungen zum Mannosyl-Liganden auszubilden.
Dies scheint auch mit einem GlcNAc-Liganden zu funktionieren. In der closed gate-
Konformation sind wieder die Aminsoäuren ASN136 und TYR137 beteiligt. Aufgrund der
Wechselwirkungen mit denselben Aminosäuren außerhalb der Bindungstasche könnte man
schon fast von einer zweiten Bindungsstelle ausserhalb der CRD sprechen, allerdings scheint
die Wahl des zweiten Zuckerliganden dabei keine Rolle zu spielen. Alle drei Cluster zeigen
ähnlich gute Docking-Scores.
In den folgenden Abbildungen 71, 72 und 73 sind aus Übersichtlichkeitsgründen die
Wasserstoffbrückenbindungen in der Bindungstasche nicht dargestellt und im Fokus steht der
Liganden außerhalb der CRD. Die Aminosäuren, die außerhalb der CRD Wasserstoff-
brückenbindungen zum Liganden ausbilden sind jeweils in gelb dargestellt.
3 Synthesen und Untersuchungen 93
Abb. 71: Docking-Ergebnisse für die open gate-Konformation (links) und closed gate-Konformation (rechts) von
FimH mit dem homodivalenten Azobenzolmannosid-Liganden 1.
Abb. 72: Docking-Ergebnisse für die open gate-Konformation (links) und closed gate-Konformation (rechts) von
FimH mit dem homodivalenten Azobenzol-GlcNAc-Glycosidliganden 2.
Abb. 73: Docking-Ergebnisse für die open gate-Konformation (links) und closed gate-Konformation (rechts) von
FimH mit dem heterodivalenten Liganden 3.
94 3 Synthesen und Untersuchungen
Zur Verifizierung der Docking-Ergebnisse wurden die Verbindungen 52, 74 und 75 deacetyliert
(Abb. 74) und als Inhibitoren für Typ-1-Fimbrien-vermittelte bakterielle Antiadhäsionsassays
auf Mannan-beschichteten 96-Well-Mikrotiterplatten getestet.
Abb. 74: Molekülstrukturen der drei divalenten Glycocluster 1, 87 und 88, welche für die Biotests verwendet
wurden.
Dabei wurde eine Verdünnungsreihe jedes Inhibitors erstellt und jeweils auf drei
unterschiedlichen Testplatten mit E. coli-Bakterien vom Stamm SAR18 PKL1162 inkubiert.
Anschließend wurden die Inhibitionskurven erstellt, aus denen jeweils die IC50-Werte
abgelesen wurden (vgl. Anhang 6.3). Der IC50-Wert gibt die Konzentration des Inhibitors an,
bei der die Inhibition der Bakterienadhäsion an die Mannanoberfläche 50 % beträgt. Als
Referenzsubstanz wurde Methylmannosid (MeMan) auf jeder Mikrotiterplatte mitgetestet. Da
die absoluten IC50-Werte von Test zu Test stark abweichen können, wurde aus den IC50-Werten
für jede Verbindung die relative inhibitorische Potenz (RIP) in Bezug auf die Referenzsubstanz
mit RIPMeMan = 1 ermittelt (Tab. 4). Damit können sie mit anderen Inhibitoren verglichen
werden, unabhängig vom verwendeten Assay. Tatsächlich zeigen alle drei divalenten Cluster
einen inhibitorischen Effekt, was die Ergebnisse der Computer-gestützten Docking-Studien zu
bestätigen scheint. Die RIP-Werte der Cluster 87 und 88 mit GlcNAc-Liganden liegen sogar
deutlich höher, als die des rein mannosylierten Clusters 1. Allerdings kann nicht ausgeschlossen
werden, dass die Substanzen bei Konzentrationen ab 1 mM eine toxische Wirkung auf die
Bakterien haben, worauf erste Toxizitätstests hinweisen. Um einen Inhibitionseffekt
3 Synthesen und Untersuchungen 95
nachweisen zu können, müssen weitere Experimente mit beispielsweise fluoreszenzmarkiertem
FimH durchgeführt werden, was zurzeit noch aussteht.
Tab. 4: Zusammenfassung der IC50- und RIP-Werte aus Antiadhäsionsassays von E. coli SAR18 PKL1162 an
Mannanoberflächen mit Verbindung 1, 2 und 3 als Inhibitoren. Die IC50- und RIP-Werte wurden aus den
Mittelwerten von drei unabhängigen Biotests bestimmt. SA = Standardabweichung
Inhibitor IC50 [mM] (SA) RIP (SA)
Cluster 1
(αMan/αMan)
0.81 (0.38) 56.09 (4.11)
Cluster 87
(βGlcNAc/βGlcNAc)
0.56 (0.05) 61.53 (8.61)
Cluster 88
(αMan/βGlcNAc)
0.24 (0.03) 112.27 (14.36)
MeMan 49.87 (18.08) 1
96 4 Zusammenfassung und Ausblick
4 Zusammenfassung und Ausblick
Die Erforschung von Kohlenhydrat-Protein-Wechselwirkungen ist ein wichtiges Thema in der
biologischen Chemie. Bis heute sind die Details der Zuckererkennung in dem supramolekularen
Kontext von Zellinteraktionen nicht abschließend verstanden. Trotz oder wegen
jahrzehntelanger Forschung werden immer neue Zusammenhänge und Fragestellungen erkannt,
die experimentell nur zu einem kleinen Teil dessen adressiert werden können, was in der Natur
in großem Maßstab abläuft. Allein die Forschung an Multivalenzeffekten und den
Mechanismen des Zusammenspiels von Zellen untereinander und mit anderen Organismen, wie
beispielsweise Bakterien, machen deutlich, wie komplex diese Zusammenhänge sind und
welcher Aufwand betrieben werden muss, um die Geheimnisse der Kohlenhydrat-Erkennung
zu entschlüsseln. Einen wichtigen Beitrag zur Untersuchung von Kohlenhydrat-Protein-
Wechselwirkungen leisten Glycomimetika, die strukturell jeweils für die Beantwortung der
neuesten Forschungsfragen angepasst werden können. Multivalente Glycomimetika wie
Glycocluster erlauben schon seit langem die Untersuchung der Steigerung der
Bindungsaffinität von neuen Inhibitoren. Inzwischen steigt aber auch das Interesse an anderen
strukturellen Einflüssen auf die Kohlenhydrat-Erkennung, wie der Orientierung der
Zuckerepitope auf glycosylierten Oberflächen. Auch für die Untersuchung solcher Parameter
eignen sich maßgeschneiderte Glycocluster vor allem, wenn sie eine photoschaltbare Einheit
enthalten. Diese Arbeit ist der Synthese solcher Glycocluster gewidmet.
Zunächst wurden mit der Darstellung trivalenter Clusterglycoside mit Mannosyl- und GlcNAc-
Liganden zwei Verbindungen bereitgestellt, die sich nach globaler Entschützung für die
Herstellung und die Untersuchung von Multivalenzeffekten auf Oberflächen eignen (Abb. 75).
Abb. 75: TRIS-basierte Clusterglycoside 12 und 13.
4 Zusammenfassung und Ausblick 97
Weiterhin wurden drei divalente photoschaltbare Glycocluster mit Mannose- beziehungsweise
GlcNAc-Epitopen synthetisiert, die einerseits als homodivalente und andererseits als
heterodivalente Glycocluster ausgeführt wurden (Abb. 76). Dabei bieten die photoschaltbaren
Azobenzol-Einheiten die Möglichkeit einer reversiblen E/Z-Isomerisierung durch Bestrahlung
mit Licht geeigneter Wellenlänge und damit die gezielte Umorientierung der im Raum
präsentierten Zuckerepitope. Die Untersuchung der photochromen Eigenschaften dieser neuen
Verbindungen hat gezeigt, dass alle drei divalenten Glycocluster gute Schalteigenschaften
aufweisen, welche interessanterweise durch die unterschiedichen Kohlenhydratepitope deutlich
beeinflusst werden. So konnte gezeigt werden, dass die Z→E-Rückisomerisierung im Falle des
GlcNAc-derivatisierten Glycoclusters 74 wesentlich langsamer abläuft als bei den teilweise
oder vollständig mannosylierten Analoga 75 und 52.
In ersten Computer-gestützten Docking-Studien erwiesen sich die hier dargestellten
Glycocluster auch als vielversprechende Liganden für die Adhäsion an das Lektin FimH. Dabei
zeigten alle drei Glycocluster unabhängig von der Zuckerzusammensetzung ähnlich gute
Scoring-Werte, obwohl das Lektin FimH eigentlich keine Spezifität für β-GlcNAc-Glycoside
aufweist. Diese Studien konnten mit ersten Biotests bestätigt werden, wobei eine eindeutige
Inhibition durch Adhäsion eines GlcNAc-Liganden in die Bindungstasche des FimH noch
nachzuweisen ist.
Abb. 76: Dargestellte divalente und photoschaltbare Cluster 52, 74 und 75.
98 4 Zusammenfassung und Ausblick
Die neuen Glycocluster können als Bausteine für die Synthese von weiterverzweigten
Glycodendrimeren eingesetzt oder direkt auf Oberflächen immobilisiert werden. Dazu stellen
die Kernmoleküle eine Doppelbindung bereit, die je nach Anwendung weiterfunktionalisierbar
ist. Dies gelang bereits einerseits durch eine Hydroborierungsreaktion zum primären Alkohol,
der sich für die konvergente Synthese von höhervalenten Dendrimeren einsetzen lässt. In ersten
Versuchen gelang die Synthese eines höhervalenten Dendrons noch nicht, jedoch ist eine
erfolgreiche Darstellung durch die Anpassung und Optimierung der Reaktionsbedingungen
sehr vielversprechend. Des Weiteren wurde der fokale Punkt mittels radikalischer Thiol-En-
Reaktion mit einem Cysteamin funktionalisiert, dessen Aminogruppe sich für eine Vielzahl von
Anwendungen eignet, wie beispielsweise der Verknüpfung mittels Peptidkupplung mit einer
Carboxyl-funktionalisierten Oberfläche. Durch die Kombination von homodivalenten
mannosylierten Glycoclustern und homodivalenten GlcNAc-Clustern sind außerdem via
Williamson-Ethersynthese heteromultivalente Glycocluster darstellbar.
Abb. 77: Dargestellte Cluster mit jeweiliger Funktionalisierung der Doppelbindung am fokalen Punkt.
4 Zusammenfassung und Ausblick 99
Die in dieser Arbeit dargestellten divalenten Glycocluster können zusätzlich als Grundlage für
die weitere Modifizierung der photochemischen Eigenschaften genutzt werden. So wurde
bereits gezeigt, dass die Einführung von Substituenten an die Benzolringe des Azobenzols eine
Wellenlängenverschiebung der Aktivierungsenergie zur Folge hat. Beispielsweise konnte an
ortho-fluorierten Azobenzolderivaten ein bathochromer Effekt beobachtet werden, der die
Verschiebung der Absorptionsmaxima auf eine Wellenlänge von 500 nm auslöst. Da die
Schaltbarkeit im UV-Bereich den Nachteil einer geringen Eindringtiefe und in biologischen
Systemen eine zellschädigende Wirkung hat, kann der Anwendungsbereich photoschaltbarer
Systeme hiermit wesentlich erweitert werden.[77, 121] Dabei wird auch eine Bestrahlung durch
die menschliche Haut ermöglicht, um photoschaltbare Wirkstoffe im Körper aktivieren zu
können.
Der modulare Aufbau der divalenten Cluster bietet nicht nur die Möglichkeit heterovalente
Cluster zu synthetisieren, sondern auch die photoschaltbaren Linker durch andere Chromophore
zu ersetzen. Damit wäre es beispielsweise möglich ein Kernmolekül mit zwei unterschiedlichen
Linkern zu funktionalisieren. Die E→Z-Isomerisierung könnte so mit verschiedenen
Wellenlängen geschaltet werden, wodurch sich ganz neue Anwendungsmöglichkeiten
ergeben.[133]
100 5 Experimenteller Teil
5 Experimenteller Teil
5.1 Allgemeine Arbeitsmethoden
Die in folgenden Synthesen verwendeten kommerziellen Reagenzien wurden, soweit nicht
anders angegeben, ohne Vorbehandlung eingesetzt. Feuchtigkeitsempfindliche Reaktionen
wurden unter Stickstoff- oder Argonatmosphäre durchgeführt und feste Edukte vor
Reaktionsbeginn mindestens 30 min. i. Vak. getrocknet. Alle Reaktionen wurden unter
Atmosphärendruck durchgeführt. Alle verwendeten Lösungsmittel wurden durch Destillation
gereinigt, absolute Lösungsmittel wurden wie folgt getrocknet:
Aceton Molekularsieb (3 Ǻ)
Acetonitril Trocknungsanlage
Dichlormethan Trocknungsanlage
Dioxan getrocknet vom Hersteller (Acros)
DMF getrocknet vom Hersteller (Fisher Scientific)
Methanol über Magnesiumspänen
THF Trocknungsanlage
Säulenchromatographie
Die präparative Säulenchromatographie wurde unter leichtem Überdruck und mit Kieselgel 60
der Firma Merck (230-400 mesh, Korngröße 0.040-0.063 mm) durchgeführt. Für die Trennung
mittels medium pressure liquid chromatography (MPLC) wurde ein Gerät der Firma Büchi
(Fraction Collector B-684, Gradient Former B-687 und Chromatographie-Pumpe B-688)
eingesetzt.
Dünnschichtchromatographie
Zur dünnschichtchromatographische Analyse wurden Kieselgel-beschichtete Aluplatten der
Firma Merck verwendet. UV-aktive Substanzen wurden mittels UV-Licht (λ = 254 nm)
detektiert. Darüberhinaus wurden zur Visualisierung verschiedene Anfärbereagenzien
verwendet:
Schwefelsäurelösung 10 proz. in Ethanol
Phosphormolybdänsäurelösung 10 proz. in Ethanol
Literaturverzeichnis 101
Ninhydrin-Reagenz 300 mg Ninhydrin gelöst in 100 mL Butanol und 3 mL
Eisessig
Vanilin-Reagenz 1 g Vanilin gelöst in 100 mL Methanol, 12 mL Eisessig
und 4 mL konz. Schwefelsäure
Kernresonanzspektroskopie
Alle NMR-Spektren wurden auf folgenden Instrumenten der Firma Bruker gemessen:
- AC-200 (Messfrequenz 200.13 MHz für 1H-Kerne und 75.47 MHz für 13C-Kerne)
- DRX-500 (Messfrequenz 500.13 MHz für 1H-Kerne und 125.77 MHz für 13C-Kerne)
- AV-600 (Messfrequenz 600.13 MHz für 1H-Kerne und 150.91 MHz für 13C-Kerne)
Die Zuordnung der Signale erfolgte durch Auswertung ein- und zweidimensionaler Methoden
(DEPT, 1H-1H-COSY, HSQC und HMBC). Die chemische Verschiebung δ ist in parts per
million (ppm) und die Kopplungskonstante in Hertz (Hz) angegeben. Die Multiplizitäten
wurden durch folgende Abkürzungen beschrieben: s (Singulett), d (Duplett), t (Triplett), q
(Quartett), quint (Quintett), sept (Septett), m (Multiplett), mc (zentriertes Multiplett). Die
Kalibrierung der Spektren erfolgte je nach Lösungsmittel durch folgende Signale:
CDCl3 1H: 7.26 ppm (s) 13C: 77.2 ppm (t)
MeOD-d4 1H: 3.31 ppm (quint) 13C: 49.0 ppm (sept)
DMSO-d6 1H: 2.50 ppm (quint) 13C: 39.5 ppm (sept)
D2O 1H: 4.65 ppm (s)
In CDCl3 gemessene Spektren wurden ausserdem durch Zugabe von TMS als internen Standard
kalibriert. Die Indizierung der 1H- bzw. 13C-Atome ist der jeweiligen Abbildung zu entnehmen.
Massenspektrometrie
EI-Massenspektren wurden am Gerät AccuTOF 4G GCV der Firma Jeol gemessen.
ESI-Massenspektren wurden am Mariner ESI-TOF 5280 Gerät der Firma Applied Biosystems
und mit einem LCQ Classic der Firma Thermofinnigan, sowie am Q Exactive Plus Ultimate
der Firma Thermo Scientific aufgenommen.
102 5 Experimenteller Teil
MALDI-TOF-Massenspektrum wurden mit einem Biflex III Gerät der Firma Bruker-Daltonics
gemessen. Als Matrix-Lösung wurden Cyanozimtsäurelösung (CCA) in Aceton und 2,5-
Dihydroxybenzoesäurelösung (DHB) in H2O verwendet.
Infrarot-Spektrometrie
IR-Spektren wurden an einem FT-IR-Spektrometer der Firma Perkin-Elmer gemessen. Zur
Detektion diente eine Golden-Gate-Diamant-ATR-Einheit mit Saphirstempel. Die Einheit der
Signale wird mit Wellenzahl (cm-1) angegeben.
UV/Vis-Spektrometrie
Zur Messung von UV/Vis-Spektren wurde das Spektrometer Lambda 14 der Firma Perkin-
Elmer verwendet. Eine konstante Temperatur wurde mittels der Temperiereinheit (25.0 ±
0.1 °C) der Firma Büchi gewährleistet. Die Messung erfolgte in Quarzglas-Küvetten (ø = 1 cm).
Drehwerte
Drehwerte wurden am Perkin-Elmer-Polarimeter 341 gemessen (Natrium-D-Linie: 589 nm,
Küvettenlänge 1 dm). Eine konstante Temperatur wurde mittels der Temperiereinheit (23.0 ±
0.1 °C) der Firma Büchi gewährleistet. Die Konzentration c ist in [10 mg mL-1] im jeweiligen
Lösungsmittel angegeben.
Schmelzpunkte
Zur Bestimmung der Schmelzpunkte wurde ein Electrothermal Schmelzpunktgerät verwendet.
Nomenklatur
Zur besseren Übersicht wurden die Azobenzolglycosid-Liganden bei Thiol-funktionalisierten
divalenten Glycoclustern als „Divalentes Glycodendron(Zucker)“ abgekürzt.
Literaturverzeichnis 103
5.2 Durchgeführte Synthesen
N-[N‘-(Fluoren-9-ylmethoxycarbonyl)-glycin]-tris[[(2,3,4,6-tetra-O-benzoyl--D-
mannopyranosyl)-oxy]methyl]-methylamin (11)
Trichloracetimidat 15 (1.50 g, 2.19 mmol) und das TRIS-Derivat 14 (108 mg, 270 mol)
wurden 5 h i.Vak. getrocknet und anschließend unter Stickstoffatmosphäre in abs.
Dichlormethan (20 mL) gelöst. Bei 0 °C wurde tropfeinweise BF3-Etherat hinzugefügt und 16 h
bei Raumtemp. gerührt. Anschließend wurde ges. Natriumhydrogencarbonat-Lösung (5 mL)
hinzugefügt und dreimal mit je 20 mL Dichlormethan extrahiert. Die vereinigten org. Phasen
wurden mit ges. Natriumchlorid-Lösung (10 mL) gewaschen, über Magnesiumsulfat
getrocknet, filtriert und das Lösungsmittel i. Vak. entfernt. Der braune Rückstand wurde
säulenchromatographisch gereinigt (Kieselgel, Korngröße 0.040-0.063 mm,
Dichlormethan/Ethylacetat, 97:3 → 9:1). Es wurde ein farbloser Feststoff erhalten.
Ausbeute: 284 mg (133 mol, 49 %, M = 2136.15 gmol-1, C123H102N2O33).
DC (Dichlormethan /Ethylacetat, 97:3): Rf = 0.12.
MALDI-MS m/z = 2159.77 [M+Na]+.
1H-NMR (500.13 MHz, 300.1 K, CDCl3, TMS): δ = 8.14 (d, 3J = 7.2 Hz, 6H, Ar-H), 7.98 (d,
3J = 7.2 Hz, 6H, Ar-H), 7.87 (d, 3J = 7.2 Hz, 6H, Ar-H), 7.76 (d, 3J = 7.2 Hz, 6H, Ar-H), 7.64
(d, 3J = 7.6 Hz, 2H, Ar-H), 7.58-7.47 (m, 8H, Ar-H), 7.38 (m, 10H, Ar-H), 7.32 (t, 3J = 7.8 Hz,
3J = 7.8 Hz, 6H, Ar-H), 7.29-7.23 (m, 5H, Ar-H), 7.18 (t, 3J = 7.8 Hz, 3J = 7.8 Hz, 6H, Ar-H),
7.07 (t, 3J = 7.8 Hz, 3J = 7.8 Hz, 7H, Ar-H), 6.23 (t, 3J3,4 = 10.1 Hz, 3J4,5 = 10.1 Hz, 3H, H-4),
5.97 (dd, 3J3,4 = 10.3 Hz, 3J2,3 = 3.1 Hz, 3H, H-3), 5.80 (dd, 3J2,3 = 3.0 Hz, 3J1,2 = 1.8 Hz, 3H,
104 5 Experimenteller Teil
H-2), 5.32 (d, 3J1,2 = 1.5 Hz, 3H, H-1), 4.84-4.78 (m, 3H, H-6a), 4.66-4.59 (m, 6H, H-5, H-6‘),
4.48 (d, 2JC(CHHO)3,C(CHHO)3 = 10.3 Hz, 3H, C(CHHO)3), 4.38 (d, 3JCH2CHFmoc,CH2CHFmoc = 7.2 Hz,
2H, CH2CHFmoc), 4.15 (d, 2JC(CHHO)3,C(CHHO)3 = 10.4 Hz, 3H, C(CHHO)3), 4.14-4.04 (m, 3H,
C=OCH2NH, CHFmoc) ppm.
N-Glycin-tris[[(-D-mannopyranosyl)-oxy]methyl]-methylamin (12)
Der benzoylierte Cluster 11 (273 mg, 128 mol) wurde unter Stickstoffatmosphäre in abs.
Methanol gelöst (5 mL) und anschließend mit einer 0.5 M Lösung von Natrium in abs. Methanol
(1 mL) versetzt. Es wurde 16 h bei Raumtemp gerührt, mit Amberlite IR 120 neutralisiert,
filtriert und das Lösungsmittel i. Vak. entfernt. Der Rückstand wurde in wenig Wasser
aufgenommen und mit Dichlormethan extrahiert. Die wässr. Phase wurde lyophilisiert und der
erhaltene Feststoff per GPC (LH-20 in Methanol) gereinigt und erneut lyophilisiert. Es wurde
ein fluffiger, gelblicher Feststoff erhalten.
Ausbeute: 69.0 mg (104 µmol, 81 %, M = 665.25 gmol-1, C24H44N2O19).
RP-DC (Methanol /Wasser, 1:1): Rf = 1.0.
IR (ATR-IR) ν = 3294, 2932, 1312, 1132, 1047, 1030 cm-1.
ESI-MS m/z = 665.25 [M]+, 687.24 [M+Na]+.
1H-NMR (600.13 MHz, 298.0 K, D2O): δ = 4.84 (s, 3H, H-1), 4.02 (d,
2JC(CHHO)3,C(CHHO)3 = 10.0 Hz, 3H, C(CHHO)3), 3.97 (dd, 3J2,3 = 3.3 Hz, 3J1,2 = 1.6 Hz, 3H, H-
2), 3.91-3.87 (m, 3H, H-6), 3.82-3.78 (m, 6H, H-3, C(CHHO)3), 3.76 (dd, 2J6,6‘ = 12.0 Hz,
3J5,6‘ = 5.4 Hz, 3H, H-6‘), 3.67-3.58 (m, 8H, H-4, H-5, NH2CH2) ppm.
Literaturverzeichnis 105
13C-NMR (150.92 MHz, 298.0 K, D2O): δ = 173.8 (NHC=O), 100.2 (3CH, C-1), 73.1 (3CH,
C-5), 70.6 (3CH, C-3), 69.9 (3CH, C-2), 66.7 (3CH, C-4), 66.0, 65.7 (3CH2, C(CH2O)3), 60.8
(3CH2, C-6), 58.8 (C(CH2O)3), 45.6 (CH2NH2) ppm.
N-[N‘-(Fluoren-9-ylmethoxycarbonyl)-glycin]-tris[[(3,4,6-tetra-O-acetyl-2-desoxy-2-
trifluoracetamido--D-glucopyranosyl)-oxy]methyl]-methylamin (13)
Das Oxazolin-Derivat 30 (255 mg, 606 mol) und das TRIS-Derivat 14 (67.0 mg, 166 mol)
wurden unter Stickstoffatmosphäre in abs. Dichlormethan (2 mL) gelöst und mit Molsieb (3 Å)
versetzt. Unter Argonatmosphäre wurde TMSOTf (3 L, 16.6 mol) hinzugegeben und 16 h
bei Raumtemp. gerührt. Die Reaktionsmischung wurde mit Dichlormethan verdünnt und
filtriert. Das Filtrat wurde mit ges. Natriumhydrogencarbonatlösung, ges. Natriumchlorid-
Lösung und Wasser gewaschen, über Magsnesiumsulfat getrocknet, filtriert und das
Lösungsmittel i. Vak. entfernt. Der Rückstand wurde säulenchromatographisch gereinigt
(Kieselgel, Korngröße 0.040-0.063 mm, Cyclohexan/Ethylacetat 1:1). Es wurde ein farbloser
Feststoff erhalten.
Ausbeute: 131 mg (84.5 mol, 51 %, M = 1549.41 gmol-1, C63H72F9N3O30).
DC (Cyclohexan /Ethylacetat, 1:1): Rf = 0.23.
Drehwert [α]D23 = -112.1 (c = 1.4, DCM).
IR (ATR-IR) ν = 3307, 1723, 1557, 1368, 1214, 1157, 1033, 763, 747 cm-1.
MALDI-MS m/z = 1572.97 [M+Na]+, 1588.93 [M+K]+.
106 5 Experimenteller Teil
1H-NMR (500.13 MHz, 299.9 K, CDCl3, TMS): δ = 7.79-7.74 (m, 2H, Ar-HFmoc), 7.65 (d, 3J
= 7.4 Hz, 2H, Ar-HFmoc), 7.61 (d, 3J2,NH = 8.5 Hz, 3H, NHTFA), 7.41 (q, 3J = 7.5 Hz, 2H, Ar-
HFmoc), 7.37-7.29 (m, 2H, Ar-HFmoc), 5.83 (t, 3JCHHNH,CH2NH = 6.4 Hz, 3JCHHNH,CH2NH = 6.4 Hz,
1H, NHCH2), 5.67 (s, 1H, C(CH2)3NH), 5.25 (dd, 3J2,3 = 10.5 Hz, 3J3,4 = 9.4 Hz, 3H, H-3), 5.03
(t, 3J4,5 = 9.6 Hz, 3J3,4 = 9.6, 3H, H-4), 4.60 (dd, 2JCHHCHFmoc,CHHCHFmoc = 10.6 Hz,
3JCHHCHFmoc,CHHCHFmoc = 6.4 Hz, 1H, CHHCHFmoc), 4.52, (d, 3J1,2 = 8.3 Hz, 3H, H-1), 4.48 (dd,
2JCHHCHFmoc,CHHCHFmoc = 10.6 Hz, 3JCHHCHFmoc,CHHCHFmoc = 2.3 Hz, 1H, CHHCHFmoc), 4.30 (t,
3JCHHCHFmoc, CHHCHFmoc = 7.3 Hz, 3JCHHCHFmoc, CHHCHFmoc = 7.3, 1H, CHFmoc), 4.24 (dd, 2J6,6‘ =
12.4 Hz, 3J5,6 = 4.5 Hz, 3H, H-6), 4.11-4.06 (m, 3H, H-6‘), 3.95 (dd, 3J2,3 = 10.5 Hz, 3J1,2 = 8.5
Hz, 3H, H-2), 3.86-3.80 (m, 6H, C(CH2O)3), 3.71 (dd, 2JCHHNH,CHHNH = 16.9 Hz, 3JCHHNH,CHHNH
= 6.6 Hz, 1H, CHHNH), 3.53 (dd, 2JCHHNH,CHHNH = 16.9 Hz, 3JCHHNH,CHHNH = 5.8 Hz, 1H,
CHHNH), 3.52-3.47 (m, 3H, H-5), 2.09, 2.02, 1.94 (je s, 27H, COCH3) ppm.
13C-NMR (125.77 MHz, 299.8 K, CDCl3, TMS): δ = 170.8, 170.7, 169.3 (9C, COCH3,
NHCOCH2), 141.3 (NHC=OOCH2), 127.8, 127.2, 125.4, 125.1, 119.9 (8CH, Ar-CFmoc), 116.9
(3C, COCF3), 100.5 (3 CH, C-1), 72.1 (3CH, C-5), 71.6 (3CH, C-3), 68.1 (3CH, C-4), 67.9
(3CH2, C(CH2)3), 67.6 (CH2CHFmoc), 61.7 (3CH2, C-6), 59.9 (C(CH2)3), 54.7 (3CH, C-2),
47.0 (CHFmoc), 44.5 (CH2NH), 20.7, 20.5, 20.4 (je s, 27H, COCH3) ppm.
N-[N‘-(Fluoren-9-ylmethoxycarbonyl)-glycin]-tris(hydroxymethyl)-aminomethan (14)
N-(Fluoren-9-ylmethoxycarbonyl)-glycin (1.00 g, 3.37 mmol) wurde mit Tris-(hydroxy-
methyl)-aminomethan (8, 489 mg, 4.04 mmol) und HATU (1.92 g, 5.06 mmol) 1 h
i. Vak. getrocknet und anschließend unter Stickstoffatmosphäre in abs. DMF (40 mL) gelöst.
Bei 0 °C wurde tropfenweise DIPEA (1.2 mL, 10.1 mmol) und die Reaktionsmischung 16 h bei
Raumtemp. gerührt. Anschließend wurde das Lösungsmittel i. Vak. entfernt und der gelbe
Rückstand säulenchromatographisch gereinigt (Kieselgel, Korngröße 0.040-0.063 mm,
Dichlormethan/Methanol, 9:1). Es wurde ein farbloser, fester Schaum erhalten.
Ausbeute: 1.10 g (2.75 mmol, 82 %, M = 400.43 gmol-1, C21H24N2O6) (Lit.[97]: 40 %).
DC (Dichlormethan/Methanol, 9:1): Rf = 0.38.
Literaturverzeichnis 107
IR (ATR-IR) ν = 3297, 3063, 2943, 1697, 1659, 1522, 1448, 1249, 1047, 1019, 842, 739 cm-1.
1H-NMR (500.13 MHz, 300.1 K, DMSO-d6, TMS): δ = 7.89 (d, 3J = 7.5 Hz, 2H, Ar-HFmoc),
7.71 (d, 3J = 7.5 Hz, 2H, Ar-HFmoc), 7.52 (s, 1H, NHC(CH2)3), 7.42 (t, 3J = 7.5 Hz, 3J = 7.5 Hz,
2H, Ar-HFmoc), 7.33 (t, 3J = 7.5 Hz, 3J = 7.5 Hz, 2H, Ar-HFmoc), 7.15 (s, 1H, NHCH2), 4.29 (d,
3JOCH2, OCH2CH = 7.0 Hz, 2H, OCH2), 4.23 (t, 3JOCHH‘, OCH2CH = 7.0 Hz, 3JOCHH‘, OCH2CH = 7.0, 1H,
OCH2CH), 3.65 (d, 3JNH, NHCH2 = 6.0 Hz, 2H, NHCH2), 3.52 (d, 3JOH, OHCH2 = 4.7 Hz, 6H,
OHCH2) ppm.
13C-NMR (125.77 MHz, 300.1 K, DMSO-d6, TMS): δ = 170.4 (HNC=OCH2), 156.9
(HNC=OOCH2), 144.3 (2C, Ar-C), 141.2 (2C, Ar-C), 128.1 (2CH, Ar-C), 127.6 (2CH, Ar-C),
126.7 (2CH, Ar-C), 120.6 (2CH, Ar-C), (4CH, Ar-C), 66.2 (OCH2CH), 62.6 (C(CH2)3), 60.8
(C(CH2)3), 47.1 (CH2CH), 44.3 (NHC=OCH2) ppm.
1,3,4,6-Tetra-O-acetyl-2-desoxy-2-(3,4,5,6-tetrachlorphthalimido)-/-D-
glucopyranosid (23)
Glucosamin-hydrochlorid (19, 2.00 g, 9.28 mmol) wurde in eine 1 M Natriummethanolat-
Lösung (10 mL) gegeben, nach 20 min Rühren bei Raumtemp. mit
Tetrachlorphthalsäureanhydrid (1.33 g, 4.65 mmol) versetzt und 30 min. bei Raumtemp.
gerührt. Anschließend wurde Triethylamin (1.3 mL, 9.28 mmol) und
Tetrachlorphthalsäureanhydrid (1.33 g, 4.65 mmol) hinzugefügt und 2 h bei 50 °C gerührt. Das
Lösungsmittel wurde i. Vak. entfernt und der Rückstand mit Essigsäureanhydrid (20 mL) und
Pyridin (20 mL) 16 h bei Raumtemp gerührt. Das Reaktionsgemisch wurde auf Eiswasser
gegeben und dreimal mit je 100 mL Chloroform extrahiert. Die vereinigten org. Phasen wurden
mit je 50 mL dest. Wasser, 1 N Salzsäurelösung, ges. Natriumhydrogencarbonat-Lösung und
dest. Wasser gewaschen, über Magnesiumsulfat getrocknet, filtriert und das Lösungsmittel
i. Vak. entfernt. Der Rückstand wurde säulenchromatographisch gereinigt (Kieselgel,
Korngröße 0.040-0.063 mm, Toluol/Ethylacetat, 5:1). Es wurde ein farbloser Feststoff erhalten.
108 5 Experimenteller Teil
Ausbeute: 2.29 g (3.72 mmol, 40 %, Verhältnis α/β = 1:0.4, M = 615.20 gmol-1,
C22H19Cl4NO11) (Lit.[134]: 44 %).
DC (Toluol/Ethylacetat, 5:1): Rf = 0.33/0.41 (/-Gemisch).
ESI-MS m/z = 638.9 [M+Na]+.
1H-NMR (500.13 MHz, 300.1 K, CDCl3, TMS): δ = 6.48 (dd, 3J2,3 = 11.8 Hz, 3J3,4 = 9.0 Hz,
1H, H-3α), 6.47 (d, 3J1,2 = 8.8 Hz, 1H, H-1β), 6.26 (d, 3J1,2 = 3.4 Hz, 1H, H-1α), 5.80 (dd, 3J2,3
= 10.4 Hz, 3J3,4 = 9.0 Hz, 1H, H-3β), 5.23 (dd, 3J4,5 = 10.2 Hz, 3J3,4 = 9.0 Hz, 1H, H-4β), 5.17
(dd, 3J4,5 = 10.1 Hz, 3J3,4 = 9.0 Hz, 1H, H-4α), 4.71 (dd, 3J2,3 = 11.5 Hz, 3J1,2 = 3.4 Hz, 1H, H-
2α), 4.45 (dd, 3J2,3 = 10.4 Hz, 3J1,2 = 8.8 Hz, 1H, H-2β), 4.39-4.30 (m, 3H, H-5α, H-6α, H-6β),
4.18-4.10 (m, 2H, H-6‘α, H-6’β), 3.98 (ddd, 3J4,5 = 10.2 Hz, 3J5,6 = 4.5 Hz, 3J5,6‘ = 2.2 Hz, 1H,
H-5β), 2.12, 2.12, 2.09, 2.06, 2.04, 2.04, 1.91, 1.91 (je s, 24H, COCH3) ppm.
13C-NMR (125.77 MHz, 300.1 K, CDCl3, TMS): δ = 170.6 (4C, NC=O), 170.6, 170.5, 169.7,
169.6, 169.5, 169.4, 169.3, 168.6 (8C, COCH3), 140.8, 130.2, 129.0, 128.2, 126.7, 125.5 (12C,
Ar-C), 90.5 (CH, C-1α), 89.6 (CH, C-1β), 72.6, (CH, C-5β), 70.7 (CH, C-3β), 70.3 (CH, C-5α),
69.2 (CH, C-4α), 67.9, (CH, C-4β), 67.0 (CH, C-3α), 61.4 (2CH2, C-6α, C-6β), 54.3 (CH, C-
2β), 53.4 (CH, C-2α), 20.9, 20.8, 20.7, 20.6, 20.4 (8CH3, COCH3) ppm.
3,4,6-Tri-O-acetyl-2-desoxy-2-(3,4,5,6-tetrachlorphthalimido)--D-glucopyranosyl-
bromid (24)
Das GlcNAc-Derivat (23, 2.13 g, 3.46 mmol) wurde unter starkem Rühren in Eisessig (8 mL)
suspendiert und mit 33proz. Bromwasserstoff-Lösung in Essigsäure (8 mL) versetzt. Es wurde
16 h unter Feuchtigkeitsausschluss bei Raumtemp. gerührt. Das Lösungsmittel wurde i. Vak.
entfernt. und der Rückstand viermal mit Toluol kodestilliert. Der gelbe, schaumige Rückstand
wurde säulenchromatographisch gereinigt (Kieselgel, Korngröße 0.040-0.063 mm,
Toluol/Ethylacetat, 5:1). Es wurde ein farbloser, fester Schaum erhalten.
Ausbeute: 1.78 g (2.80 mmol, 81 %, M = 632.88 gmol-1, C20H16BrCl4NO9) (Lit.[135]: quant.).
Literaturverzeichnis 109
DC (Toluol/Ethylacetat, 5:1): Rf = 0.40.
Drehwert [α]D23 = +67.6 (c = 2.4, DCM).
IR (ATR-IR) ν = 2957, 1751, 1724, 1367, 1351, 1237, 1209, 1102, 1040, 738 cm-1.
ESI-MS m/z = 632.0 [M]+, 655.9 [M+Na]+.
1H-NMR (500.13 MHz, 300.1 K, CDCl3, TMS): δ = 6.36 (d, 3J1,2 = 9.6 Hz, 1H, H-1), 5.68 (dd,
3J2,3 = 10.0 Hz, 3J3,4 = 9.4 Hz, 1H, H-3), 5.28 (t, 3J4,5 = 9.6 Hz, 3J3,4 = 9.6 Hz, 1H, H-4), 4.62 (t,
3J2,3 = 9.6 Hz, 3J1,2 = 9.6 Hz, 1H, H-2), 4.33 (dd, 2J6,6‘ = 12.5 Hz, 3J5,6 = 4.7 Hz, 1H, H-6), 4.22-
4.15 (m, 1H, H-6’), 3.92 (ddd, 3J4,5 = 10.3 Hz, 3J5,6 = 4.7 Hz, 3J5,6‘ = 2.1 Hz, 1H, H-5), 2.08,
2.04, 1.91 (je s, 9H, COCH3) ppm.
13C-NMR (125.77 MHz, 300.1 K, CDCl3, TMS): δ = 170.6 (2C, NC=O), 170.6, 170.0, 169.2
(3C, COCH3), 141.0, 129.0, 126.8 (6C, Ar-C), 86.4 (CH, C-1), 72.5 (CH, C-5), 70.7 (CH, C-
3), 67.5 (CH, C-4), 61.6 (CH2, C-6β), 58.9 (CH, C-2), 20.8, 20.6, 20.4 (3CH3, COCH3) ppm.
1,3,4,6-Tetra-O-acetyl-2-desoxy-2-phthalimido--D-glucopyranosid (26)
2-Desoxy-2-phthalimido-D-glucopyranose (25, 504 mg, 1.63 mmol) wurde mit
Essigsäureanhydrid (5.0 mL, 52.9 mmol) und Pyridin (5 mL) 16 h bei Raumtemp. gerührt. Das
Lösungsmittel wurde i. Vak. entfernt, dreimal mit je 30 mL Toluol kodestilliert und das
Lösungsmittel i. Vak. entfernt. Der bräunliche Rückstand wurde säulenchromatographisch
gereinigt (Kieselgel, Korngröße 0.040-0.063 mm, Cyclohexan/Ethylacetat 9:1 → 1:9). Es
wurde ein farbloser, fester Schaum erhalten.
Ausbeute: 619 mg (1.30 mmol, 80 %, Verhältnis α/β = 1:0.4, M = 477.42 gmol-1, C22H23NO11)
(Lit.[136]: 40 %).
DC (Cyclohexan/Ethylacetat, 1:1): Rf = 0.33/0.22 (/-Gemisch).
Drehwert [α]D23 = +124.8 ° (c = 0.7, DCM) (Lit.[137]: +116.1 °, c = 1.8, CHCl3).
IR (ATR-IR) ν = 1745, 1717, 1368, 1213, 1031, 1011, 920, 723 cm-1.
110 5 Experimenteller Teil
1H-NMR (200.13 MHz, 300.1 K, CDCl3, TMS, α-Anomer): δ = 7.98-7.69 (m, 4H, Ar-H), 6.56
(dd, 3J2,3 = 11.7 Hz, 3J3,4 = 9.1 Hz, 1H, H-3α), 6.29 (d, 3J1,2 = 3.3 Hz, 1H, H-1α), 5.17 (dd, 3J4,5
= 10.2 Hz, 3J3,4 = 9.2 Hz, 1H, H-4α), 4.72 (dd, 3J2,3 = 11.6 Hz, 3J1,2 = 3.3 Hz, 1H, H-2α), 4.43-
4.24 (m, 2H, H-5α, H-6α), 4.14 (dd, 2J6,6‘ = 11.9 Hz, 3J5,6‘ = 1.8 Hz, 1H, H-6‘α), 2.12, 2.09,
2.06, 1.87 (je s, 12H, COCH3) ppm.
13C-NMR (125.77 MHz, 300.1 K, CDCl3, TMS, α-Anomer): δ = 170.7 (2C, NC=O), 169.7,
169.7, 169.5, 169.3, (4C, COCH3), 134.5 (CH, Ar-C), 123.7 (2CH, Ar-C), 90.5 (CH, C-1), 70.2
(CH, C-5), 69.4 (CH, C-4), 67.0 (CH, C-3), 61.5 (CH2, C-6), 52.8 (CH, C-2), 21.0, 20.7, 20.6,
20.6 (4CH3, COCH3) ppm.
3,4,6-Tri-O-acetyl-2-desoxy-2-phthalimido--D-glucopyranosyl-bromid (27)
Das Glucosamin-Derivat 26 (280 mg, 586 µmol) wurde mit Eisessig (1.0 mL) und 33proz.
Bromwasserstofflösung in Eisessig (1.0 mL) 16 h unter Feuchtigkeitsausschluss bei
Raumtemp. gerührt. Das Lösungsmittel wurde i. Vak. entfernt und der Rückstand viermal mit
je 10 mL Toluol kodestilliert. Das Lösungsmittel wurde i. Vak. entfernt und der bräunliche
Rückstand wurde säulenchromatographisch gereinigt (Kieselgel, Korngröße 0.040-0.063 mm,
Cyclohexan/Ethylacetat 1:1). Es wurde ein leicht gelbliches, hochviskoses Öl erhalten.
Ausbeute: 102 mg (205 µmol, 35 %, M = 498.28 gmol-1, C20H20BrNO9) (Lit.[138]: 89 %).
DC (Cyclohexan/Ethylacetat, 1:1): Rf = 0.21.
Drehwert [α]D23 = -62.6 ° (c = 2.6, DCM) (Lit.[137]: 51.0 °, c = 1.5, CHCl3).
IR (ATR-IR) ν = 1716, 1368, 1353, 1026, 738 cm-1.
1H-NMR (500.13 MHz, 299.9 K, CDCl3, TMS): δ = 7.91-7.85 (m, 4H, Ar-H), 7.80-7.74 (m,
4H, Ar-H), 6.65 (dd, 3J2,3 = 11.4 Hz, 3J3,4 = 9.1 Hz, 1H, H-3α), 6.56 (d, 3J1,2 = 3.7 Hz, 1H, H-
1α), 6.40 (d, 3J1,2 = 9.6 Hz, 1H, H-1β), 5.75 (dd, 3J2,3 = 10.4 Hz, 3J3,4 = 9.2 Hz, 1H, H-3β), 5.25
(dd, 3J4,5 = 10.2 Hz, 3J3,4 = 9.2 Hz, 1H, H-4β), 5.15 (t, 3J4,5 = 9.5 Hz, 3J3,4 = 9.5 Hz, 1H, H-4α),
4.68 (dd, 3J2,3 = 11.4 Hz, 3J1,2 = 3.7 Hz, 1H, H-2α), 4.62 (dd, 3J2,3 = 10.3 Hz, 3J1,2 = 9.6 Hz, 1H,
Literaturverzeichnis 111
H-2β), 4.47-4.41 (m, 2H, H-5α, H-6α), 4.32 (dd, 2J6,6‘ = 12.5 Hz, 3J5,6 = 4.7 Hz, 1H, H-6β),
4.22-4.15 (m, 2H, H-6‘α, H-6’β), 3.96 (ddd, 3J4,5 = 10.3 Hz, 3J5,6 = 4.7 Hz, 3J5,6‘ = 2.2 Hz, 1H,
H-5β), 2.12, 2.10, 2.07, 2.03, 1.89, 1.86 (je s, 18H, COCH3) ppm.
2-Desoxy-2[(2,2,2-trifluoracetyl)amino]-1,3,4,6-tetra-O-acetyl-α/β-D-glucopyranosid (28)
Glucosamin-hydrochlorid (19, 3.50 g, 16.2 mmol) wurde unter Stickstoffatmosphäre in abs.
Methanol (50 mL) gelöst und mit aktiviertem MS (3 Å) versetzt. Anschließend wurden 10 eq.
Triethylamin (16.4 g, 162 mmol, 22.5 mL) hinzugefügt und 10 min bei Raumtemp. gerührt. Bei
0 °C wurde TFAA (10.2 g, 48.0 mmol, 4.9 mL) zugetropft und 16 h bei Raumtemp. gerührt.
Das Lösungsmittel wurde anschließend i. Vak. entfernt, der Rückstand in heißem Etyhlacetat
aufgenommen, der entstandene Feststoff abgesaugt und ausgiebig mit heißem Ethylacetat
gewaschen. Das Lösungsmittel aus dem Filtrat wurde i. Vak. entfernt und das Rohprodukt mit
Essigsäureanhydrid (8.27 g, 81.0 mmol, 7.7 mL) versetzt. Anschließend wurde bei 0 °C Pyridin
(30 mL) hinzugegeben und 16 h gerührt (0 °C → Raumtemp.). Nach beendeter Reaktion wurde
das Lösungsmittel i. Vak. entfernt, dreimal mit Toluol kodestilliert und über eine kurze
Filtersäule gereinigt (Kieselgel, Korngröße 0.040-0.063 mm, Cyclohexan/Ethylacetat, 1:1). Es
wurde ein farbloser, fester Schaum mit leichtem Gelbstich erhalten.
Ausbeute: 7.03 mg (15.9 mmol, 98 %, Verhältnis α/β = 1.6:1, M = 443.10 gmol-1,
C16H20F3NO10) (Lit.[139]: 100 %).
DC (Cyclohexan/Ethylacetat, 1:1): Rf = 0.55 (α-Anomer), Rf = 0.49 (β-Anomer).
Drehwert [α]D23 = + 65.0 ° (c = 2.2, DCM).
IR (ATR-IR) ν = 3308, 1714, 1211, 1150, 1010, 936 cm-1.
1H-NMR (500.13 MHz, 299.8 K, CDCl3, TMS): δ = 6.84 (s, 1H, NHβ), 6.52 (s, 1H, NHα), 6.26
(d, 3J1,2 = 3.7 Hz, 1H, H-1α), 5.75 (d, 3J1,2 = 8.7 Hz, 1H, H-1β), 5.31 (dd, 3J2,3 = 10.7 Hz, 3J3,4 =
9.6 Hz, 1H, H-3α), 5.25 (dd, 3J2,3 = 10.6 Hz, 3J3,4 = 9.6 Hz, 1H, H-3β), 5.24 (t, 3J3,4 = 9.7 Hz, 3J4,5
= 9.7 Hz, 1H, H-4α), 5.15 (t, 3J3,4 = 9.6 Hz, 3J4,5 = 9.6 Hz, 1H, H-4β), 4.43 (ddd, 3J2,3 = 10.7 Hz,
3J2,NH = 8.6 Hz, 3J1,2 = 3.7 Hz, 1H, H-2α), 4.36-4.31 (m, 1H, H-2β), 4.28 (dd, 2J6,6‘ = 12.5 Hz,
3J5,6 = 4.3 Hz, 2H, H-6α, H-6β), 4.15 (dd, 2J6,6‘ = 12.5 Hz, 3J5,6‘ = 2.3 Hz, 1H, H-6’β), 4.08 (dd,
2J6,6‘ = 12.5 Hz, 3J6,6‘ = 2.4 Hz, 1H, H-6’α), 4.03 (ddd, 3J4,5 = 10.0 Hz, 3J5,6 = 4.3 Hz, 3J5,6‘ = 2.4
112 5 Experimenteller Teil
Hz, 1H, H-5α), 3.85 (ddd, 3J4,5 = 9.9 Hz, 3J5,6 = 4.3 Hz, 3J6,6‘ = 2.3 Hz, 1H, H-5β), 2.21 (s, 3H,
COCH3α), 2.12 (s, 3H, COCH3β), 2.10, 2.10 (je s, 6H, COCH3α, COCH3β), 2.06, 2.06, 2.06 (je
s, 9H, 2 COCH3α, COCH3β), 2.05 (s, 3H, COCH3β) ppm.
13C-NMR (125.77 MHz, 299.9 K, CDCl3, TMS): δ = 171.9, 171.3, 170.6, 170.6, 169.3, 169.2,
169.0, 168.3 (8C, COCH3), 157.4 (2C, COCF3), 91.89 (C-1β), 89.6 (C-1α), 73.1 (C-5β), 71.9 (C-
5α), 70.2 (C-4β), 69.8 (C-4α), 67.6 (C-3β), 67.0 (C-3α), 61.5 (C-6 β), 61.3 (C-6 α), 53.5 (C-2β),
51.9 (C-2α), 20.8, 20.7, 20.7, 20.6, 20.5, 20.5, 20.5, 20.3 (8CH, COCH3) ppm.
2-Desoxy-2[(2,2,2-trifluoracetyl)amino]-3,4,6-tri-O-acetyl-α-D-glucopyranose (29)
Das GlcNAc-Derivat 28 (1.10 g, 2.48 mmol) wurde unter Stickstoffatmosphäre in abs.
Tetrahydrofuran (10 mL) gelöst und mit Benzylamin (399 mg, 3.72 mmol, 410 µL) versetzt. Es
wurde 16 h bei Raumtemp. gerührt und das Lösungsmittel i. Vak. entfernt. Der Rückstand
wurde in Dichlormethan (20 mL) aufgenommen und mit 1 N Salzsäure-Lösung (20 mL)
gewaschen. Die Phasen wurden separiert, die org. Phase mit je 20 mL ges.
Natriumhydrogencarbonat-Lösung und ges. Natriumchlorid-Lösung gewaschen, über
Magnesiumsulfat getrocknet, filtriert und das Lösungsmittel i. Vak. entfernt. Die Reinigung
erfolgte säulenchromatographisch (Kieselgel, Korngröße 0.040-0.063 mm,
Cyclohexan/Ethylacetat, 1:1). Es wurde ein farbloser, amorpher Feststoff mit leichtem
Gelbstich erhalten.
Ausbeute: 733 mg (1.83 mmol, 74 %, M = 401.09 gmol-1, C14H18F3NO9) (Lit.[140]: 57 %).
DC (Cyclohexan/Ethylacetat, 1:1): Rf = 0.47.
Drehwert [α]D23 = + 30.3 ° (c = 1.5, DCM).
IR (ATR-IR) ν = 3404, 3286, 2955, 1741, 1713, 1560, 1380, 1279, 1225, 1169, 1042 cm-1.
ESI-MS m/z = 424.09 [M+Na]+.
1H-NMR (500.13 MHz, 299.8 K, CDCl3, TMS): δ = 6.64 (d, 3J2,NH = 9.1 Hz, 1H, NH), 5.37
(dd, 3J2,3 = 10.7 Hz, 3J3,4 = 9.7 Hz, 1H, H-3), 5.37 (d, 3J1,2 = 3.7 Hz, 1H, H-1), 5.17 (t, 3J3,4 = 9.7
Hz, 3J4,5 = 9.7 Hz, 1H, H-4), 4.36-4.30 (m, 1H, H-2), 4.27-4.22 (m, 2H, H-5, H-6), 4.15 (dd,
2J6,6‘ = 13.6 Hz, 3J5,6‘ = 3.6 Hz, 1H, H-6‘), 2.12, 2.06, 2.03 (je s, 9H, COCH3) ppm.
Literaturverzeichnis 113
13C-NMR (125.76 MHz, 300.1 K, CDCl3, TMS): δ = 171.3, 170.7, 169.3 (3 COCH3), 91.0 (C-
1), 70.4 (C-5), 68.0 (C-3), 67.7 (C-4), 61.8 (C-6), 52.7 (C-2), 20.7, 20.6, 20.4 (3 COCH3) ppm.
2-(2,2,2-Trifluor)-methyl-(3,4,6-tri-O-acetyl)-1,2-didesoxy-α-D-glucopyrano-[2,1-d]-2-
oxazolin (30)
Das GlcNAc-Derivat 29 (445 mg, 1.11 mmol) wurde unter Stickstoffatmosphäre in abs.
Acetonitril (10 mL) gelöst und mit Methansulfonsäureanhydrid (430 µL, 3.33 mmol) versetzt.
Es wurde 30 min. gerührt, Triethylamin (3.1 mL, 22.2 mmol) hinzugegeben und es wurde 16 h
bei Raumtemp. gerührt. Anschließend wurde mit Dichlormethan (10 mL) verdünnt, mit ges.
Natriumhydrogencarbonat-Lösung gewaschen, die wässr. Phase erneut mit Dichlormethan
extrahiert, die vereinigten org. Phasen mit ges. Natriumchlorid-Lösung gewaschen, über
Magnesiumsulfat getrocknet, filtriert und das Lösungsmittel i. Vak. entfernt. Der Rückstand
wurde säulenchromatographisch gereinigt (Kieselgel, Korngröße 0.040-0.063 mm,
Cyclohexan/Ethylacetat, 1:1). Es wurde ein gelbes, viskoses Öl erhalten.
Ausbeute: 412 mg (1.08 mmol, 97 %, M = 384.08 gmol-1, C14H16F3NO8) (Lit.[141]: 40 %).
DC (Cyclohexan/Ethylacetat, 1:1): Rf = 0.60.
Drehwert [α]D23 = + 6.6 ° (c = 1.2 in DCM) (Lit.[140]: +3.6 ° (c = 2.2, CHCl3)).
IR (ATR-IR) ν = 1740, 1689, 1368, 1207, 1157, 1036, 922 cm-1.
ESI-MS m/z = 384.08 [M]+.
1H-NMR (600.13 MHz, 300.0 K, CDCl3, TMS): δ = 6.29 (d, 3J1,2 = 7.6 Hz, 1H, H-1), 5.33 (t,
3J2,3 = 2.4 Hz, 3J3,4 = 2.4 Hz, 1H, H-3), 4.95 (d, 3J4,5 = 8.2 Hz, 1H, H-4), 4.38 (d, 3J1,2 = 7.0 Hz,
2H, H-2), 4.24 (dd, 2J6,6‘ = 12.2 Hz, 3J5,6 = 3.1 Hz, 1H, H-6), 4.20 (dd, 2J6,6‘ = 12.2 Hz, 3J5,6‘ =
5.8 Hz, 1H, H-6‘), 3.68-3.62 (m, 1H, H-5), 2.14, 2.10, 2.08 (je s, 9H, COCH3) ppm.
13C-NMR (150.91 MHz, 300.0 K, CDCl3, TMS): δ = 170.4, 169.4, 169.0 (3C, COCH3), 156.4
(COCF3), 116.9 (CF3), 102.2 (CH, C-1), 68.8 (CH, C-5), 68.6 (CH, C-3), 67.5 (CH, C-4), 64.0
(CH, C-2), 63.2 (CH2, C-6), 21.0, 20.8, 20.7 (3 COCH3) ppm.
114 5 Experimenteller Teil
N-[N’-(Fluoren-9-ylmethoxycarbonyl)-glycin]-tris[[[3,4,6-tetra-O-acetyl-2-desoxy-2-
(3,4,5,6-tetrachlorphthalimido)--D-glucopyranosyl]-oxy]methyl]-methylamin (32)
Es wurden das TRIS-Derivat 14 (10.0 mg, 25.0 mol) zusammen mit dem Glycosyldonor 24
(111 mg, 175 mol) unter Stickstoffatmosphäre mit Molsieb (3 Å) versetzt und in abs.
Dichlormethan (3 mL) gelöst. Bei -50 °C wurde AgOTf (39.0 mg, 150 mol) tropfenweise
hinzugegeben 3 h bei -50 °C und 16 h bei Raumtemp. gerührt. Die Reaktionsmischung wurde
mit wenig Chloroform verdünnt, über Celite filtriert und das Filtrat mit ges.
Natriumhydrogencarbonatlösung, ges. Natriumchlorid-Lösung und Wasser gewaschen. Die
org. Phase wurde über Magnesiumsulfat getrocknet, filtriert und das Lösungsmittel i. Vak.
entfernt. Der Rückstand wurde säulenchromatographisch gereinigt (Kieselgel, Korngröße
0.040-0.063 mm, Dichlormethan → Dichlormethan/Ethylacetat 5:1). Es wurde ein farbloser
Feststoff erhalten.
Ausbeute: 5.0 mg (2.42 mol, 10 %, M = 2065.86 gmol-1, C81H69Cl12N5O33).
DC (Dichlormethan /Ethylacetat, 9:1): Rf = 0.07.
Drehwert [α]D23 = +37.0 ° (c = 2.0, DCM).
IR (ATR-IR) ν = 1721, 1369, 1221, 1040, 908, 750, 739 cm-1.
MALDI-MS m/z = 2088.54 [M+Na]+.
1H-NMR (500.13 MHz, 299.0 K, CDCl3, TMS): δ = 7.77 (d, 3J = 7.5 Hz, 2H, Ar-HFmoc), 7.65
(m, 2H, Ar-HFmoc), 7.346-7.27 (m, 8H, Ar-HFmoc), 5.55 (dd, 3J2,3 = 10.2 Hz, 3J3,4 = 9.4 Hz, 3H,
H-3), 5.14 (dd, 3J4,5 = 9.8 Hz, 3J3,4 = 9.4, 3H, H-4), 5.09 (d, 3J1,2 = 8.3 Hz, 3H, H-1), 4.38 (mc,
2H, CH2CHFmoc), 4.38 (dd, 2J6,6‘ = 12.3 Hz, 3J5,6 = 4.2, 3H, H-6), 4.25 (t, 3JCHHCHFmoc, CHHCHFmoc
= 7.4 Hz, 3JCHHCHFmoc, CHHCHFmoc = 7.4, 1H, CHFmoc), 4.18 (dd, 3J2,3 = 10.5 Hz, 3J1,2 = 8.3, 3H,
Literaturverzeichnis 115
H-2), 4.15-4.04 (m, 3H, H-6‘), 3.87-3.77 (m, 6H, H-5, C(CH2O)3), 3.59-3.50 (m, 5H,
C(CH2O)3, C=OCH2NH), 2.11, 2.04, 1.84 (je s, 27H, COCH3) ppm.
4,4‘-Dihydroxyazobenzol (33)
4-Aminophenol (10.7 g, 98.0 mmol) wurde in einer 1 N Salzsäure-Lösung gelöst und bei 0 °C
tropfenweise mit Natriumnitrit (9.18 g, 133 mmol), gelöst in 34 mL Wasser, versetzt.
Anschließend wurde gekühltes Methanol (340 mL) hinzugegeben und mit einer Lösung aus
Phenol (9.22 g, 98.0 mmol) und Natriumhydroxid (7.40 g, 185 mmol) in Methanol (50 mL)
tropfenweise versetzt. Es wurde 24 h bei Raumtemp. gerührt und anschließend das Produkt mit
1 N Salzsäure-Lösung (2 L) ausgefällt. Der schwarz-rote Niederschlag wurde abgesaugt und
säulenchromatographisch gereinigt (Kieselgel, Korngröße 0.040-0.063 mm,
Cyclohexan/Ethylacetat, 1:1). Es wurde ein grün-oranger Feststoff erhalten.
Ausbeute: 13.0 g (60.7 mmol, 62 %, M = 214.07 gmol-1, C12H10N2O2) (Lit.[106]: 43 %).
DC (Cyclohexan/Ethylacetat, 1:1): Rf = 0.52.
Schmelzpunkt: 117 °C (Lit.[142]: 218 °C).
IR (ATR-IR) ν = 3307, 1579, 1473, 1257, 1211, 1152, 833, 768 cm-1.
EI-MS m/z = 214.07 [M]+.
1H-NMR (500.13 MHz, 299.9 K, DMSO-d6): δ = 10.12 (s, 2H, OH), 7.74-7.64 (m, 4H, Ar-
Hortho, Ar-Hortho‘), 6.94-6.84 (m, 4H, Ar-Hmeta, Ar-Hmeta‘) ppm.
13C-NMR (125.77 MHz, 299.9 K, DMSO-d6): δ = 160.4 (Ar-Cpara, Ar-Cpara‘), 145.7 (Ar-Cipso,
Ar-Cipso‘), 124.6 (Ar-Cortho, Ar-Cortho‘), 116.3 (Ar-Cmeta, Ar-Cmeta‘) ppm.
116 5 Experimenteller Teil
4,4‘-O-Allyl-dihydroxyazobenzol (41)
O-Allyl-4-aminophenol (44, 4.76 g, 18.0 mmol) wurde in Wasser (70 mL) gelöst und mit konz.
Salzsäure (1.5 mL) versetzt. Anschließend wurde bei 0 °C eine Natriumnitritlösung (1.25 g,
18.0 mmol, gelöst in 70 mL Wasser) tropfenweise hinzugegeben und 2 h bei 0-10 °C gerührt.
Anschließend wurde das Reaktionsgemisch bei 0 °C zu einer Lösung aus Phenol (1.70 g,
18.0 mmol), Natriumhydroxid (724 mg, 18.0 mmol) und Natriumcarbonat (1.92 g, 18.0 mmol)
gelöst in dest. Wasser (70 mL) hinzugegeben. Es wurde 1 h gerührt und anschließend der
ausgefallene orange-braune Feststoff abgesaugt. Der Filterkuchen wurde mit dest. Wasser
gewaschen und säulenchromatgraphisch gereinigt (Kieselgel, Korngröße 0.040-0.063 mm,
Cyclohexan/Ethylacetat, 4:1). Es wurde ein orange-roter, amorpher Feststoff erhalten.
Ausbeute: 3.85 g (15.2 mmol, 84 %, M = 254.11 gmol-1, C14H15N2O2) (Lit.[89]: 86 %).
DC (Cyclohexan/Ethylacetat, 4:1): Rf = 0.31.
Schmelzpunkt: 108 °C (Lit.[89]: 107 °C).
IR (ATR-IR): ν = 3182, 1594, 1580, 1493, 1426, 1233, 1148, 1015, 839, 823 cm-1.
HREI-MS: m/z = 254.1051 [M]+ (M = 254.1055 gmol-1, ber. für C14H15N2O2).
1H-NMR (500.13 MHz, 299.9 K, CDCl3): δ = 7.90-7.80 (m, 4H, Ar-Hortho, Ar-Hortho‘), 7.05-
6.98 (m, 2H, Ar-Hmeta), 6.95-6.90 (m, 2H, Ar-Hmeta‘), 6.08 (ddt, 3JHC=CHH, HC=CHH = 17.3 Hz,
3JHC=CHH, HC=CHH = 10.5 Hz, 3JOCHH, HC=CH2 = 5.3 Hz, 1H, HC=CH2), 5.45 (dq, 3JHC=CHH, HC=CHH
= 17.3 Hz, 2JHC=CHH, HC=CHH = 1.5 Hz, 1H, HC=CHH), 5.33 (dd, 3JHC=CHH, HC=CHH = 10.5 Hz,
2JHC=CHH, HC=CHH = 1.5 Hz, 1H, HC=CHH), 5.33 (s, 1H, OH), 4.62 (dt, 3JOCHHCH, OCHHCH = 5.2
Hz, 2J OCHH, OCHH = 1.5 Hz, 2J OCHH, OCHH = 1.5 Hz, 2H, OCH2) ppm.
13C-NMR (125.77 MHz, 299.8 K, CDCl3): δ = 160.6 (Ar-Cpara), 157.7 (Ar-Cpara‘), 147.2 (Ar-
Cipso), 147.1 (Ar-Cipso‘), 132.8 (HC=CH2), 124.6 (Ar-Cmeta), 124.3 (Ar-Cmeta‘), 118.0 (HC=CH2),
115.8 (Ar-Cortho), 115.0 (Ar-Cortho‘), 69.0 (OCH2) ppm.
Literaturverzeichnis 117
N-Boc-O-allyl-4-aminophenol (43)
N-Boc-4-aminophenol (42, 5.46 g, 26.1 mmol) wurde mit Kaliumcarbonat (4.86 g, 35.2 mmol)
in Acetonitril (240 mL) suspendiert und mit Allylbromid (3.0 mL, 35.2 mmol) versetzt. Es
wurde 17 h bei Raumtemp. gerührt und anschließend mit Ethylacetat (240 mL) und Wasser
(200 mL) versetzt. Die Phasen wurden separiert und die org. Phase zweimal mit je 250 mL
Wasser und 250 mL ges. Natriumchloridlösung gewaschen. Die org. Phase wurde über
Magnesiumsulfat getrocknet, filtriert und das Lösungsmittel i. Vak. entfernt. Der rötliche
Rückstand wurde säulenchromatographisch gereinigt (Kieselgel, Korngröße 0.040-0.063 mm,
Cyclohexan/Ethylacetat, 4:1). Es wurde ein farbloser Feststoff erhalten.
Ausbeute: 5.57 g (22.4 mmol, 86 %, M = 249.14 gmol-1, C14H19NO3) (Lit.[89]: 87 %).
DC (Cyclohexan/Ethylacetat, 4:1): Rf = 0.56.
Schmelzpunkt: 75 °C (Lit.[89]: 76 °C).
IR (ATR-IR) ν = 3357, 2979, 1697, 1518, 1409, 1229, 1055, 915, 821cm-1.
EI-MS m/z = 249.14 [M]+.
1H-NMR (600.13 MHz, 300.0 K, CDCl3): δ = 7.25 (d, 3JAr-H-ortho, Ar-H-meta = 8.8 Hz, 2H, Ar-
Hmeta), 6.87-6.83 (m, 2H, Ar-Hortho), 6.34 (s, 1H, NH), 6.04 (ddt, 3JHC=CHH, HC=CHH = 17.3 Hz,
3JHC=CHH, HC=CHH = 10.5 Hz, 3JOCHH, HC=CH2 = 5.3 Hz, 1H, HC=CH2), 5.39 (dd, 3JHC=CHH, HC=CHH
= 17.3 Hz, 2JHC=CHH, HC=CHH = 1.5 Hz, 1H, HC=CHH), 5.27 (dd, 3JHC=CHH, HC=CHH = 10.5 Hz,
2JHC=CHH, HC=CHH = 1.5 Hz, 1H, HC=CHH), 4.50 (dt, 3JOCHHCH, OCHHCH = 5.3 Hz, 2J OCHH, OCHH =
1.4 Hz, 2J OCHH, OCHH = 1.4 Hz, 2H, OCH2), 1.51 (s, 9H, C(CH3)3) ppm.
13C-NMR (150.90 MHz, 300.0 K, CDCl3): δ = 154.7 (Ar-Cipso), 153.1 (C=O), 133.4 (HC=CH2),
131.6 (Ar-Cpara), 120.5 (Ar-Cmeta), 117.6 (HC=CH2), 115.2 (Ar-Cortho), 80.3 (C(CH3)3), 69.2
(OCH2), 28.4 (C(CH3)3) ppm.
118 5 Experimenteller Teil
O-Allyl-4-aminophenol‧TFA (44)
N-Boc-O-allyl-4-aminophenol (43, 4.52 g, 18.1 mmol) wurde in Dichlormethan (181 mL)
gelöst und unter Rühren mit Trifluoressigsäure (31 mL) versetzt. Es wurde 30 min bei
Raumtemp. gerührt und anschließend das Lösungsmittel i. Vak. entfernt. Der Rückstand wurde
zweimal mit je 20 mL Toluol und Dichlormethan kodestilliert. Es wurde ein violetter Feststoff
mit farblosen Kristallen erhalten, welcher ohne weitere Aufreinigung weiter umgesetzt wurde.
Ausbeute: 4.76 g (17.9 mmol, quant., M = 246.07 gmol-1, C11H11F3NO2) (Lit.[89]: quant.).
DC (Dichlormethan/Methanol, 10:1): Rf = 0.29.
1H-NMR (500.13 MHz, 299.9 K, MeOD): δ = 7.36-7.26 (m, 2H, Ar-Hmeta), 7.09-7.00 (m, 2H,
Ar-Hortho), 6.05 (ddt, 3JHC=CHH, HC=CHH = 17.3 Hz, 3JHC=CHH, HC=CHH = 10.5 Hz, 3JOCHH, HC=CH2 =
5.2 Hz, 1H, HC=CH2), 5.40 (dd, 3JHC=CHH, HC=CHH = 17.3 Hz, 2JHC=CHH, HC=CHH = 1.5 Hz, 1H,
HC=CHH), 5.30 (dd, 3JHC=CHH, HC=CHH = 10.5 Hz, 2JHC=CHH, HC=CHH = 1.5 Hz, 1H, HC=CHH),
4.59 (dt, 3JOCHHCH, OCHHCH = 5.2 Hz, 2J OCHH, OCHH = 1.5 Hz, 2J OCHH, OCHH = 1.5 Hz, 2H, OCH2)
ppm.
13C-NMR (125.76 MHz, 300.1 K, MeOD): δ = 160.4 (Ar-Cipso), 134.3 (HC=CH2), 125.2 (Ar-
Cmeta), 124.4 (Ar-Cpara), 117.1 (HC=CH2), 116.5 (Ar-Cortho), 70.1 (OCH2) ppm.
(2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-α-D-mannopyranosyl)-trichloracetimidat (45)
2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-α-D-mannopyranose (10.8 g, 30.9 mmol) wurde unter Stickstoff-
atmosphäre in abs. Dichlormethan (50 mL) gelöst, mit Trichloracetonitril (44.6 g, 309 mmol,
31.0 mL) versetzt und bei 0 °C tropfenweise DBU (1.41 g, 9.27 mmol, 1.38 mL) hinzugegeben.
Anschließend wurde 15 min. bei 0 °C und weitere 2.5 h bei Raumtemp. gerührt. Nach
Entfernung des Lösungsmittels i. Vak. wurde säulenchromatographisch gereinigt (Kieselgel,
Literaturverzeichnis 119
Korngröße 0.040-0.063 mm, Cyclohexan/Ethylacetat, 1:1). Es wurde ein leicht gelblicher,
fester Schaum erhalten.
Ausbeute: 13.3 g (27.1 mmol, 88 %, M = 491.01 gmol-1, C16H20Cl3NO10) (Lit.[143]: 88 %).
DC (Cyclohexan/Ethylacetat, 1:1): Rf = 0.56.
Drehwert [α]D23 = + 47.1 ° (c = 6.0, DCM).
IR (ATR-IR) ν = 3318, 2959, 1743, 1677, 1210, 794 cm-1.
ESI-MS m/z = 514.00 [M+Na]+.
1H-NMR (500.13 MHz, 300.1 K, CDCl3, TMS): δ = 8.78 (s, 1H, NH), 6.28 (d, 3J1,2 = 1.9 Hz,
1H, H-1), 5.47 (dd, 3J2,3 = 3.0 Hz, 3J1,2 = 1.9 Hz, 1H, H-2), 5.43-5.37 (m, 2H, H-3, H-4), 4.28
(dd, 2J6,6‘ = 12.0 Hz, 3J5,6 = 4.8 Hz, 1H, H-6), 4.21-4.18 (m, 1H, H-5), 4.16 (dd, 2J6,6‘ = 12.0 Hz,
3J5,6‘ = 2.3 Hz, 1H, H-6‘), 2.20, 2.08, 2.07, 2.01 (je s, 12H, COCH3) ppm.
13C-NMR (125.77 MHz, 300.0 K, CDCl3, TMS): δ = 170.53, 169.77, 169.69, 169.59 (4
COCH3), 159.76 (C=N), 94.52 (CH, C-1), 90.54 (CCl3) 71.20 (CH, C-5), 68.78 (CH, C-3),
67.86 (CH, C-2), 65.40 (CH, C-4), 62.04 (CH2, C-6), 20.74, 20.66, 20.66, 20.58 (4 COCH3)
ppm.
E-4-(4’-Hydroxyphenylazo)phenyl-(2,3,4,6-tetra-O-acetyl)-α-D-mannopyranosid (46)
Trichloracetimidat 45 (100 mg, 203 µmol) und 4,4‘-Dihydroxyazobenzol (33, 65.0 mg,
304 µmol) wurden unter Stickstoffatmosphäre in abs. Acetonitril (3 mL) gelöst und bei
Raumtemp. tropfenweise mit Bortrifluorid-Etherat (25 µL, 203 µmol) versetzt. Anschließend
wurde 16 h bei Raumtemp. gerührt und die Reaktion durch Zugabe von ges.
Natriumhydrogencarbonat-Lösung (5 mL) abgebrochen. Es wurde mit Ethylacetat (10 mL)
verdünnt und die Phasen separiert. Die org. Phase wurde mit Wasser (5 mL) gewaschen, über
Magnesiumsulfat getrocknet, filtriert und das Lösungsmittel i. Vak. entfernt. Die Aufreinigung
120 5 Experimenteller Teil
erfolgte säulenchromatographisch (Kieselgel, Korngröße 0.040-0.063 mm,
Cyclohexan/Ethylacetat, 3:2). Es wurde ein gelb-roter Schaum erhalten.
Ausbeute: 59 mg (108 µmol, 53 %, M = 544.17 gmol-1, C26H28N2O11) (Lit.[82]: 41 %).
DC (Cyclohexan/Ethylacetat, 3:2): Rf = 0.27.
Drehwert [α]D23 = + 64.1 ° (c = 1.3, DCM).
IR (ATR-IR) ν = 3384, 1745, 1587, 1210, 1031, 842 cm-1.
ESI-MS m/z = 544.17 [M]+, 567.16 [M+Na]+, 583.13 [M+K]+.
1H-NMR (500.13 MHz, 300.1 K, CDCl3, TMS): δ = 7.88-7.80 (m, 4H, Ar-Hortho, Ar-Hortho‘),
7.21-7.16 (m, 2H, Ar-Hmeta), 6.96-6.92 (m, 2H, Ar-Hmeta‘), 5.65 (s, br, 1H, OH), 5.61 (d, 3J1,2 =
1.8 Hz, 1H, H-1), 5.58 (dd, 3J3,4 = 10.0 Hz, 3J2,3 = 3.5 Hz, 1H, H-3), 5.48 (dd, 3J2,3 = 3.5 Hz,
3J1,2 = 1.8 Hz, 1H, H-2), 5.39 (t, 3J3,4 = 10.0 Hz, 3J4,5 = 10.0 Hz, 1H, H-4), 4.30 (dd, 2J6,6‘ = 12.5
Hz, 3J5,6 = 5.7 Hz, 1H, H-6), 4.12-4.07 (m, 2H, H-5, H-6‘), 2.22, 2.06, 2.05, 2.03 (s, je 3H,
COCH3) ppm.
13C-NMR (125.77 MHz, 300.0 K, CDCl3, TMS): δ = 170.6, 170.0, 170.0, 169.7 (4C, COCH3),
158.3 (Ar-Cpara‘), 157.15 (Ar-Cpara), 148.3 (Ar-Cipso‘), 147.0 (Ar-Cipso), 124.8 (Ar-Cortho‘), 124.3
(Ar-Cortho), 116.7 (Ar-Cmeta), 115.8 (Ar-Cmeta‘), 95.7 (C-1), 69.4 (C-5), 69.3 (C-2), 68.8 (C-3),
65.9 (C-4), 62.1 (C-6), 20.8, 20.7, 20.7, 20.7 (4CH3, COCH3) ppm.
E-4-(4’-Allyloxyphenylazo)phenyl-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-mannopyranosid (47)
Das Trichloracetimidat 45 (2.37 g, 4.81 mmol) wurde mit dem Azobenzol-Derivat 41 (1.22 g,
4.81 mmol) unter Stickstoffatmosphäre in abs. Acetonitril (50 mL) gelöst. Bei 0 °C wurde
tropfenweise Bortrifluorid-Etherat (890 µL, 7.22 mmol) hinzugegeben und 16 h gerührt
(0 °C → Raumtemp.). Die Reaktionslösung wurde anschließend mit Dichlormethan (100 mL)
verdünnt und mit ges. Natriumhydrogencarbonat-Lösung (100 mL) gewaschen. Die wässr.
Literaturverzeichnis 121
Phase wurde bis zur vollständigen Entfärbung mit Dichlormethan extrahiert, die vereinigten
org. Phasen über Magnesiumsulfat getrocknet, filtriert und das Lösungsmittel i. Vak. entfernt.
Der dunkelbraune Rückstand wurde säulenchromatographisch gereinigt (Kieselgel, Korngröße
0.040-0.063 mm, Cyclohexan/Ethylacetat, 3:1 → 2:1). Es wurde ein gelb-braunes,
hochviskoses Öl erhalten.
Ausbeute: 2.40 g (4.11 mmol, 85 %, M = 584.20 gmol-1, C29H32N2O11) (Lit.[89]: 79 %).
DC (Cyclohexan/Ethylacetat, 2:1): Rf = 0.30.
Drehwert [α]D23 = + 77 ° (c = 3.0, DCM) (Lit.[89]: + 72.3 (c = 0.3, DCM)).
IR (ATR-IR) ν = 2945, 1743, 1692, 1597, 1496, 1364, 1212, 1027, 975, 843 cm-1.
ESI-MS m/z = 584.24 [M]+.
1H-NMR (500.13 MHz, 300.1 K, CDCl3): δ = 7.91-7.85 (m, 4H, Ar-Hortho, Ar-Hortho‘), 7.22-
7.18 (m, 2H, Ar-Hmeta), 7.04-7.00 (m, 2H, Ar-Hmeta‘), 6.08 (ddt, 3JHC=CH2,HC=CHH‘ = 17.3 Hz,
3JHC=CH2,HC=CHH‘ = 10.5 Hz, 3JOCH2,HC=CH2 = 5.3, 1H, HC=CH2), 5.61 (d, 3J1,2 = 1.8 Hz, 1H, H-
1), 5.58 (dd, 3J3,4 = 10.0 Hz, 3J2,3 = 3.5 Hz, 1H, H-3), 5.48 (dd, 3J2,3 = 3.5 Hz, 3J1,2 = 1.8 Hz, 1H,
H-2), 5.45 (dq, 3JHC=CH2,HC=CHH‘ = 17.3 Hz, 2J HC=CHH‘, HC=CHH‘ = 1.6 Hz, 1H, HC=CHH‘), 5.38
(t, 3J3,4 = 10.0 Hz, 3J4,5 = 10.0 Hz, 1H, H-4), 5.33 (dq, 3JHC=CH2,HC=CHH‘ = 10.5 Hz,
2JHC=CHH‘,HC=CHH‘ = 1.4 Hz, 1H, HC=CHH‘), 4.62, (dt, 3JOCH2,HC=CH2 = 5.3 Hz, 2JOCHH‘,OCHH‘ =
1.5 Hz, 2H, OCH2), 4.29 (dd, 2J6,6‘ = 12.4 Hz, 3J5,6 = 5.7 Hz, 1H, H-6), 4.12-4.06 (m, 1H, H-5),
4.09 (dd, 2J6,6‘ = 12.4 Hz, 3J5,6‘ = 2.0 Hz, 1H, H-6‘), 2.21, 2.06, 2.05, 2.03 (je s, 12 H, COCH3)
ppm.
13C-NMR (125.77 MHz, 300.1 K, CDCl3): δ = 170.5, 170.0, 169.9, 169.7 (4C, COCH3), 160.9
(Ar-Cpara‘), 157.1 (Ar-Cpara), 148.5 (Ar-Cipso‘), 147.0 (Ar-Cipso), 132.8 (CH=CH2), 124.5 (Ar-
Cortho‘), 124.2 (Ar-Cortho), 118.0 (C=CH2), 116.7 (Ar-Cmeta), 115.0 (Ar-Cmeta‘), 95.7 (C-1), 69.4
(C-5), 69.3 (C-2), 69.0 (CH2CH=CH2), 68.8 (C-3), 65.9 (C-4), 62.1 (C-6), 20.8, 20.7 (4CH3,
COCH3) ppm.
122 5 Experimenteller Teil
E-4-(4’-Allyloxyphenylazo)phenyl-α-D-mannopyranosid (49)
Das Azobenzomannosid 47 (1.33 g, 2.28 mmol) wurde in Methanol (45 mL) gelöst und
anschließend mit Kaliumcarbonat (63.1 g, 457 µmol) versetzt. Es wurde 16 h bei Raumtemp.
gerührt und das Lösungsmittel dann i. Vak. entfernt. Das gelbe Rohprodukt wurde
säulenchromatographisch gereinigt (Kieselgel, Korngröße 0.040-0.063 mm,
Dichlormethan/Methanol, 10:1 → 4:1). Es wurde ein rot-oranger Feststoff erhalten.
Ausbeute: 906 mg (2.18 mmol, 95 %, M = 416.43 gmol-1, C21H24N2O7) (Lit.[89]: 95 %).
DC (Dichlormethan/Methanol, 10:1): Rf = 0.19.
Drehwert [α]D23 = +63.2 ° (c = 1.2, MeOH) (Lit.[89]: +134.0 (c = 0.2, DMSO)).
IR (ATR-IR) ν = 3389, 2928, 1596, 1493, 1248, 1223, 1114, 1008, 972, 837 cm-1.
ESI-MS m/z = 417.0 [M]+, 439.2 [M+Na]+.
1H-NMR (500.13 MHz, 299.9 K, DMSO-d6): δ = 7.87-7.79 (m, 4H, Ar-Hortho, Ar-Hortho‘), 7.28-
7.22 (m, 2H, Ar-Hmeta), 7.16-7.09 (m, 2H, Ar-Hmeta‘), 6.07 (ddt, 3JHC=CH2,HC=CHH‘ = 17.3 Hz,
3JHC=CH2,HC=CHH‘ = 10.5 Hz, 3JOCH2,HC=CH2 = 5.2, 1H, HC=CH2), 5.51 (d, 3J1,2 = 1.8 Hz, 1H, H-
1), 5.43 (dq, 3JHC=CH2, HC=CHH‘ = 17.3 Hz, 2JHC=CHH‘,HC=CHH‘ = 1.7 Hz, 1H, HC=CHH), 5.30 (dq,
3JHC=CH2,HC=CHH‘ = 10.5 Hz, 2JHC=CHH‘,HC=CHH‘ = 1.4 Hz, 1H, HC=CHH‘), 5.09, 4.86, 4.78 (je s,
3H, OH) 4.68 (dt, 3JOCH2,HC=CH2 = 5.2 Hz, 2JOCHH‘,OCHH‘ = 1.5 Hz, 2H, OCH2), 4.47 (s, 1H, OH),
3.86 (dd, 3J2,3 = 2.9 Hz, 3J1,2 = 1.8 Hz, 1H, H-2), 3.72-3.68 (m, 1H, H-3), 3.64-3.56 (m, 1H, H-
6), 3.56-3.44 (m, 2H, H-4, H-6‘), 3.42-3.39 (m, 1H, H-5) ppm.
13C-NMR (125.77 MHz, 299.9 K, DMSO-d6): δ = 161.0 (Ar-Cpara‘), 158.9 (Ar-Cpara), 147.4
(Ar-Cipso‘), 146.7 (Ar-Cipso), 133.8 (HC=CH2), 124.7 (Ar-Cortho), 124.4 (Ar-Cortho‘), 118.3
(HC=CH2), 117.6 (Ar-Cmeta), 115.7 (Ar-Cmeta‘), 99.2 (C-1), 75.7 (C-5), 71.09 (C-3), 70.4 (C-2),
69.0 (OCH2), 67.1 (C-4), 61.5 (C-6) ppm.
Literaturverzeichnis 123
E-4-(4’-Allyloxyphenylazo)phenyl-2,3:4,6-bis-O-isopropyliden-α-D-mannopyranosid (50)
Das Azobenzolmannosid 49 (100 mg, 240 µmol) wurde in Aceton (5 mL) suspendiert, mit
DMP (120 µL, 961 µmol) und einer Spatelspitze PTSA versetzt. Es wurde 36 h bei Raumtemp.
gerührt und anschließend mit Dichlormethan (50 mL) verdünnt. Das Reaktionsgemisch wurde
mit ges. Natriumhydrogencarbonat-Lösung (30 mL) gewaschen und die wässr. Phase dreimal
mit je 30 mL Dichlormethan extrahiert. Die vereinigten org. Phasen wurden mit ges.
Natriumchlorid-Lösung (20 mL) gewaschen und anschließend über Magnesiumsulfat
getrocknet, filtriert und das Lösungsmittel i. Vak. entfernt. Es wurde ein gelber, viskoser
Rückstand erhalten welcher säulenchromatographisch gereinigt wurde (Kieselgel, Korngröße
0.040-0.063 mm, Cyclohexan/Ethylacetat, 3:1). Es wurde ein farbloser Feststoff mit leichtem
Gelbstich erhalten.
Ausbeute: 83.0 mg (167 µmol, 72 %, M = 496.56 gmol-1, C27H32N2O7).
DC (Cyclohexan/Ethylacetat, 3:1): Rf = 0.53.
Drehwert [α]D20 = 138.0 (c = 1.4, DCM).
IR (ATR-IR) ν = 2989, 1598, 1582, 1497, 1456, 1382, 1217, 1132, 1086, 1000, 927, 841 cm-1.
ESI-MS m/z = 497.0 [M]+.
1H-NMR (500.13 MHz, 300.1 K, CDCl3, TMS): δ = 7.90-7.84 (m, 4H, Ar-Hortho, Ar-Hortho‘),
7.15-7.11 (m, 2H, Ar-Hmeta), 7.04-6.99 (m, 2H, Ar-Hmeta‘), 6.09 (ddt, 3JHC=CH2,HC=CHH‘ = 17.3
Hz, 3JHC=CH2,HC=CHH‘ = 10.5 Hz, 3JOCH2,HC=CH2 = 5.3, 1H, HC=CH2), 5.86 (s, 1H, H-1), 5.46 (dq,
3JHC=CH2, HC=CHH‘ = 17.3 Hz, 2JHC=CHH‘,HC=CHH‘ = 1.6 Hz, 1H, HC=CHH), 5.33 (dq,
3JHC=CH2,HC=CHH‘ = 10.5 Hz, 2JHC=CHH‘,HC=CHH‘ = 1.4 Hz, 1H, HC=CHH‘), 4.63 (dt, 3JOCH2,HC=CH2
= 5.3 Hz, 2JOCHH‘,OCHH‘ = 1.5 Hz, 2H, OCH2), 4.45 (d, 3J2,3 = 5.7 Hz, 1H, H-2), 4.35 (dd, 3J3,4 =
8.0 Hz, 3J2,3 = 5.7 Hz, 1H, H-3), 3.85 (dd, 3J4,5 = 9.7 Hz, 3J3,4 = 8.0 Hz, 1H, H-4), 3.82-3.69 (m,
3H, H-5, H-6, H-6‘), 1.61, 1.54, 1.44, 1.42 (je s, 12 H, CCH3) ppm.
13C-NMR (125.77 MHz, 299.8 K, CDCl3, TMS): δ = 160.8 (Ar-Cpara‘), 157.6 (Ar-Cpara), 148.2
(Ar-Cipso‘), 147.1 (Ar-Cipso), 132.8 (HC=CH2), 124.5 (Ar-Cortho), 124.2 (Ar-Cortho‘), 118.0
124 5 Experimenteller Teil
(HC=CH2), 116.6 (Ar-Cmeta), 115.0 (Ar-Cmeta‘), 109.9 (CCH3), 99.8 (CCH3), 96.0 (C-1), 75.9
(C-2), 74.9 (C-3), 72.5 (C-4), 69.0 (OCH2), 62.5 (C-5), 61.9 (C-6), 29.0, 28.2, 26.2, 18.8 (4C,
CCH3) ppm.
E-4-(4’-Hydroxyphenylazo)phenyl-2,3:4,6-bis-O-isopropyliden-α-D-mannopyranosid
(51)
Das Azobenzolmannosid 50 (54.0 mg, 109 µmol) wurde unter Stickstoffatmosphäre in abs.
THF (2 mL) gelöst und dreimal entgast. Anschließend wurde getrocknetes Zinkchlorid
(37.1 mg, 272 µmol) hinzugefügt und 30 min. bei Raumtemp. gerührt. Es wurde TPP-Pd-
Katalysator (31.5 mg, 27.3 µmol) hinzugefügt, nochmals entgast und 30 min. bei Raumtemp.
gerührt. Anschließend wurde tropfenweise Triethylsilan (70 µL, 436 µmol) hinzugegeben und
17 h bei Raumtemp. gerührt. Die Reaktionsmischung wurde in wenig Ethylacetat
aufgenommen, dreimal mit je 10 mL 2 N Salzsäurelösung gewasche, die vereinigten org.
Phasen über Magnesiumsulfat getrocknet, filtriert und das Lösungsmittel i. Vak. entfernt. Der
schwarz-gelbe Rückstand wurde säulenchromatographisch gereinigt (Kieselgel, Korngröße
0.040-0.063 mm, Cyclohexan/Ethylacetat, 3:1). Es wurde ein gelbes, hochviskoses Öl erhalten.
Ausbeute: 9.0 mg (19.7 µmol, 18 %, M = 456.19 gmol-1, C24H28N2O7).
DC (Cyclohexan/Ethylacetat, 3:1): Rf = 0.25.
1H-NMR (500.13 MHz, 300.1 K, CDCl3, TMS): δ = 7.86 (t, 3J = 9.0 Hz, 3J = 9.0 Hz, 4H, Ar-
Hortho, Ar-Hortho‘), 7.17 (d, 3J = 9.0 Hz, 2H, Ar-Hmeta), 6.95 (d, 3J = 9.0 Hz, 2H, Ar-Hmeta‘), 5.86
(s, 1H, H-1), 4.44 (d, 3J2,3 = 5.7 Hz, 1H, H-2), 4.35 (dd, 3J3,4 = 8.0 Hz, 3J2,3 = 5.7 Hz, 1H, H-3),
3.85 (dd, 3J4,5 = 9.7 Hz, 3J3,4 = 8.0 Hz, 1H, H-4), 3.82-3.69 (m, 3H, H-5, H-6, H-6‘), 1.61, 1.54,
1.43, 1.42 (je s, 12 H, CCH3) ppm.
Literaturverzeichnis 125
3-[E-4’-((2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-mannopyranosyl)phenylazo)phenyl]-2-[E-4’-
(((2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-mannopyranosyl)-phenylazo)phenyl)-methyl]-propen (52)
Es wurde E-4-(4’-Hydroxyphenylazo)phenyl-(2,3,4,6-tetra-O-acetyl)-α-D-mannopyranosid
(46, 1.00 g, 1.84 mmol) unter Stickstoffatmosphäre in abs. Dimethylformamid (20 mL) gelöst
und mit Kaliumcarbonat (254 mg, 1.84 mmol) versetzt. Es wurde 5 min bei Raumtemp. gerührt,
anschließend Methallyldichlorid (91.9 mg, 735 µmol, 85 µL) hinzugegeben und 16 h bei 60 °C
gerührt. Anschließend wurde mit Dichlormethan (200 mL) verdünnt, mit dest. Wasser
(100 mL) gewaschen und die Phasen separiert. Die wässr. Phase wurde dreimal mit je 50 mL
Dichlormethan extrahiert, die vereinigten org. Phasen über Magnesiumsulfat getrocknet,
filtriert und das Lösungsmittel i. Vak. entfernt. Das orange Rohprodukt wurde
säulenchromatographisch gereinigt (Kieselgel, Korngröße 0.040-0.063 mm,
Cyclohexan/Ethylacetat, 3:2). Es wurde ein fester, oranger Schaum erhalten.
Ausbeute: 796 mg (698 µmol, 95 %, M = 1141.37 gmol-1, C56H60N4O22).
DC (Cyclohexan/Ethylacetat, 1:1): Rf = 0.30.
Drehwert [α]D23 = + 86.5 ° (c = 1.8, DCM).
IR (ATR-IR) ν = 1744, 1597, 1496, 1209, 1128, 1029, 840 cm-1.
HRESI-MS m/z = 1141.3751 [M]+ (M = 1141.3733, ber. für C56H60N4O22).
1H-NMR (500.13 MHz, 300.1 K, CDCl3, TMS): δ = 7.91-7.85 (m, 8H, Ar-Hortho, Ar-Hortho‘),
7.23-7.19 (m, 4H, Ar-Hmeta‘), 7.08-7.04 (m, 4H, Ar-Hmeta), 5.61 (d, 3J1,2 = 1.8 Hz, 2H, H-1),
5.58 (dd, 3J3,4 = 10.0 Hz, 3J2,3 =3.5 Hz, 2H, H-3), 5.49 (s, 2H, C=CH2), 5.48 (dd, 3J2,3 = 3.5 Hz,
3J1,2 = 1.8 Hz, 2H, H-2), 5.38 (t, 3J3,4 = 10.0 Hz, 3J4,5 = 10.0 Hz, 2H, H-4), 4.75 (s, 4H,
CH2C=CH2), 4.29 (dd, 2J6,6‘ = 12.4 Hz, 3J5,6 = 5.6 Hz, 2H, H-6), 4.13-4.06 (m, 4H, H-5, H-6‘),
2.21, 2.06, 2.05, 2.03 (je s, COCH3) ppm.
13C-NMR (150.92 MHz, 300.0 K, CDCl3, TMS): δ = 170.5, 170.0, 170.0, 169.7 (8C, COCH3),
160.8 (2C, Ar-Cpara‘), 157.2 (2C, Ar-Cpara), 148.5 (2C, Ar-Cipso‘), 147.2 (2C, Ar-Cipso), 139.6
(C=CH2), 124.6 (4CH, Ar-Cortho‘), 124.3 (4CH, Ar-Cortho), 116.8 (4CH, Ar-Cmeta), 116.6
126 5 Experimenteller Teil
(C=CH2) 115.0 (4CH, Ar-Cmeta‘), 95.7 (2CH, C-1), 69.4 (2CH, C-5), 69.3 (2CH, C-2), 68.8
(2CH, C-3), 68.8 (CH2C=CH2), 65.9 (2CH, C-4), 62.1 (2CH2, C-6), 20.9, 20.7 (8CH3, COCH3)
ppm.
2-Desoxy-2[(2,2,2-trifluoracetyl)amino]-1-thiophenyl-3,4,6-tri-O-acetyl-D-
glucopyranosid (66)
Das GlcNAc-Derivat 28 (1.00 g, 2.26 mmol) wurde unter Stickstoffatmosphäre in abs.
Dichlormethan (10 mL) gelöst und mit Thiophenol (350 µL, 3.44 µmol) versetzt. Anschließend
wurde tropfenweise Bortrifluorid-Etherat (840 µL, 6.78 mmol) hinzugegeben und 3 d bei
Raumtemp. gerührt. Die Reaktionsmischung wurde anschließend mit je 20 mL ges.
Natriumhydrogencarbonat-Lösung und ges. Natriumcarbonat-Lösung gewaschen, über
Magnesiumsulfat getrocknet. Der Rückstandt wurde mit heißem Cyclohexan gewaschen,
filtriert, mit kaltem Cyclohexan gewaschen und i. Vak. getrocknet. Es wurde ein farbloser
Feststoff erhalten.
Ausbeute: 897 mg (1.82 mmol, 81 %, M = 493.10 gmol-1, C16H20F3NO10) (Lit.[139]: 92 %).
DC (Cyclohexan/Ethylacetat, 1:1): Rf = 0.60.
Schmelzpunkt: 193 °C.
Drehwert [α]D23 = - 11.9 ° (c = 10.3 in DCM).
IR (ATR-IR) ν = 3290, 1746, 1702, 1560, 1231, 1215, 1037, 689 cm-1.
1H-NMR (500.13 MHz, 300.1 K, CDCl3, TMS): δ = 7.53-7.48 (m, 2H, Ar-H), 7.73-7.29 (m,
3H, Ar-H), 6.61 (d, 3J2,NH = 9.2 Hz. 1H, NH), 5.25 (dd, 3J2,3 = 10.2 Hz, 3J3,4 = 9.5 Hz, 1H, H-3),
5.06 (t, 3J3,4 = 9.7 Hz, 3J4,5 = 9.7 Hz, 1H, H-4), 4.80 (d, 3J1,2 = 10.4 Hz, 1H, H-1), 4.24 (dd, 2J6,6‘
= 12.3 Hz, 3J5,6 = 5.2 Hz, 1H, H-6), 4.19 (dd, 2J6,6‘ = 12.3 Hz, 3J5,6‘ = 2.6 Hz, 1H, H-6’), 4.04
(dd, 3J1,2 = 10.1 Hz, 3J2,3 = 19.4 Hz, 1H, H-2), 3.75 (ddd, 3J4,5 = 10.0 Hz, 3J5,6 = 5.3 Hz, 3J5,6‘ =
2.6 Hz, 1H, H-5), 2.09, 2.01, 1.98 (je s, 9H, COCH3) ppm.
Literaturverzeichnis 127
(5-tert-Butyl-2-methylphenyl)-3,4,6-tri-O-acetyl-2-desoxy-2-[(2,2,2-trifluoracetyl)amino]-
1-thio-β-D-glucosid (67)
Das GlcNAc-Derivat 28 (1.00 g, 2.26 mmol) wurde unter Stickstoffatmosphäre in abs.
Dichlormethan (10 mL) gelöst und mit 2-Methyl-5-tert-butylthiophenol (620 µL, 3.62 mmol)
versetzt. Anschließend wurde tropfenweise Bortrifluorid-Etherat (450 µL, 3.62 mmol)
hinzugegeben und 16 h bei Raumtemp. gerührt. Nach einer DC-Kontrolle wurde nochmals
TMSOTf (200 µL, 1.12 mmol) hinzugefügt und weitere 19 h bei Raumtemp. gerührt. Nach
beendeter Reaktion wurde mit Dichlormethan (10 mL) verdünnt, mit ges.
Natriumhydrogencarbonat-Lösung (10 mL) gewaschen und die wässr. Phase nochmal mit
Dichlormethan extrahiert. Die vereinigten org. Phasen wurden über Magnesiumsulfat
getrocknet, filtriert und das Lösungsmittel i. Vak. entfernt. Der ölige Rückstand wurde
säulenchromatographisch gereinigt (Kieselgel, Korngröße 0.040-0.063 mm,
Cyclohexan/Ethylacetat, 3:2). Es wurde ein farbloser Feststoff erhalten.
Ausbeute: 1.06 g (18.8 mmol, 83 %, M = 564.18 gmol-1, C25H32F3NO8S) (Lit.[144]: 93 %).
DC (Cyclohexan/Ethylacetat, 3:2): Rf = 0.54.
Drehwert [α]D23 = -8.7 ° (c = 3.8, DCM) (Lit.[144]: -13.2 ° (c = 0.5, CHCl3)).
IR (ATR-IR) ν = 3307, 2962, 1746, 1706, 1557, 1369, 1208, 1174, 1079, 1033, 912, 821 cm-1.
ESI-MS m/z = 564.18 [M]+ .
1H-NMR (500.13 MHz, 300.0 K, CDCl3, TMS): δ = 7.56 (d, 3J = 2.1 Hz, 1H, Ar-H), 7.26 (dd,
3J = 8.0 Hz, 3J = 2.1 Hz, 1H, Ar-H), 7.14 (d, 3J = 2.1 Hz, 1H, Ar-H), 6.74 (d, 3J2,NH = 9.2 Hz,
1H, NH), 5.26 (dd, 3J2,3 = 10.2 Hz, 3J3,4 = 9.5 Hz, 1H, H-3), 5.09 (t, 3J3,4 = 9.7 Hz, 3J4,5 = 9.7 Hz,
1H, H-4), 4.75 (d, 3J1,2 = 10.5 Hz, 1H, H-1), 4.27 (dd, 2J6,6‘ = 12.4 Hz, 3J5,6 = 5.0 Hz, 1H, H-6),
4.17-4.09 (m, 2H, H-2, H-6‘), 3.71 (ddd, 3J4,5 = 10.0 Hz, 3J5,6 = 5.0 Hz, 3J5,6‘ = 2.4 Hz, 1H, H-
5), 2.07, 2.04, 2.03 (je s, 9H, COCH3), 1.92 (s, 3H, Ar-CH3), 1.30 (s, 9H, C(CH3)3) ppm.
13C-NMR (125.77 MHz, 300.0 K, CDCl3, TMS): δ = 171.2, 170.6, 169.2 (3C, COCH3), 156.9
(COCF3), 149.8 (Ar-CC(CH3)3), 137.7 (Ar-CCH3), 130.9, 130.2, 126.0 (3CH, Ar-C), 116.7
(CF3), 87.2 (CH, C-1), 76.0 (CH, C-5), 73.3 (CH, C-3), 68.3 (CH, C-4), 62.3 (CH2, C-6), 53.7
128 5 Experimenteller Teil
(CH, C-2), 34.4 (C(CH3)3), 31.3 (3CH3, C(CH3)3), 31.2 (CH3, Ar-CH3), 20.7, 20.4, 20.2 (3
COCH3) ppm.
2-Desoxy-2-[(2,2,2-trifluoracetyl)amino]-3,4,6-tri-O-acetyl-β-D-glucoopyranosyl-
trichloracetimidat 68
Das GlcNAc-Derivat 29 (3.25 g, 8.10 mmol) wurde unter Stickstoffatmosphäre in abs.
Dichlormethan (60 mL) gelöst und mit Trichloracetonitril (11.7 g, 81.0 mmol, 8.1 mL) versetzt.
Nach tropfenweiser Zugabe von DBU (370 mg, 2.43 mmol, 360 µL) bei 0 °C, wurde 16 h
gerührt (0 °C → Raumtemp.). Anschließend wurde das Lösungsmittel i. Vak. entfernt und
säulenchromatographisch gereinigt (Kieselgel, Korngröße 0.040-0.063 mm,
Cyclohexan/Ethylacetat, 1:1). Es wurde ein fester, bräunlicher Schaum erhalten.
Ausbeute: 2.68 g (4.93 mmol, 61 %, M = 544.00 gmol-1, C16H18Cl3F3N2O9) (Lit.[145]: 71 %).
DC (Cyclohexan/Ethylacetat, 1:1): Rf = 0.63.
Drehwert [α]D23 = + 72.0 ° (c = 1.0, DCM).
IR (ATR-IR) ν = 3309, 1721, 1212, 1150, 1016, 798, 753, 550 cm-1.
ESI-MS m/z = 566.99 [M+Na]+.
1H-NMR (500.13 MHz, 300.1 K, CDCl3, TMS): δ = 8.86 (s, 1H, NHCCCl3), 6.64 (d, 3J2,NH =
8.4 Hz, 1H, NHCCF3), 6.45 (d, 3J1,2 = 3.6 Hz, 1H, H-1), 5.38 (dd, 3J2,3 = 10.6 Hz, 3J3,4 = 9.9
Hz, 1H, H-3), 5.29 (t, 3J3,4 = 9.9 Hz, 3J4,5 = 9.9 Hz, 1H, H-4), 4.51 (ddd, 3J2,3 = 10.8 Hz,
3J2,NHCCF3 = 8.6 Hz, 3J1,2 = 3.6 Hz, 1H, H-2), 4.29 (dd, 2J6,6‘ = 12.4 Hz, 3J5,6 = 4.0 Hz, 1H, H-6),
4.17 – 4.11 (m, 2H, H-5, H-6‘), 2.09, 2.07, 2.07 (je s, 9H, COCH3) ppm.
13C-NMR (125.76 MHz, 299.9 K, CDCl3, TMS): δ = 171.6, 170.5, 169.1 (COCH3), 160.0
(C=N), 157.2 (d, J = 38.0 Hz, 1C, COCF3), 115.3 (d, J = 288.1 Hz, 1C, COCF3), 93.7 (C-1),
90.4 (CCl3), 70.4 (C-5), 70.3 (C-3), 66.8 (C-4), 61.2 (C-6), 52.6 (C-2), 20.6, 20.5, 20.5 (je
COCH3) ppm.
Literaturverzeichnis 129
E-4-(4’-Hydroxyphenylazo)phenyl-(2-desoxy-2-[(2,2,2-trifluoracetyl)amino]-3,4,6-tri-O-
acetyl-β-D-glucopyranosid (71)
Trichloracetimidat 68 (2.00 g, 3.68 mmol) wurde zusammen mit 4,4‘-Dihydroxyazobenzol (33,
1.19 g, 5.52 mmol) in abs. Acetonitril (30 mL) unter Stickstoffatmosphäre gelöst und bei
Raumtemp. tropfenweise mit Bortrifluorid-Etherat (450 µL, 3.68 mmol) versetzt. Nach 16 h
Rühren wurde mit Ethylacetat (200 mL) verdünnt und mit je 50 mL ges.
Natriumhydrogencarbonat-Lösung und Wasser gewaschen. Die org. Phase wurde über
Magnesiumsulfat getrockent, filtriert, das Lösungsmittel i. Vak. entfernt und
säulenchromatographisch gereinigt (Kieselgel, Korngröße 0.040-0.063 mm,
Cyclohexan/Ethylacetat, 1:1). Es wurde ein amorpher, rot-oranger Feststoff erhalten.
Ausbeute: 953 mg (1.60 mmol, 43 %, M = 597.16 gmol-1, C26H26F3N3O10).
DC (Cyclohexan/Ethylacetat, 1:1): Rf = 0.28.
Drehwert [α]D23 = + 12.9 ° (c = 4.5, DCM).
IR (ATR-IR) ν = 3307, 1750, 1707, 1597, 1500, 1376, 1213, 1182, 1077, 1032, 844 cm-1.
ESI-MS m/z = 620.3 [M+Na]+.
1H-NMR (500.13 MHz, 300.1 K, CDCl3, TMS): δ = 7.85-7.81 (m, 4H, Ar-Hortho, Ar-Hortho‘),
7.09-7.04 (m, 2H, Ar-Hmeta), 6.96-6.91 (m, 2H, Ar-Hmeta‘), 6.81 (d, 3J2,NH = 9.0 Hz, 1H, NH),
5.39 (dd, 3J2,3 = 10.6 Hz, 3J3,4 = 9.5 Hz, 1H, H-3), 5.27 (d, 3J1,2 = 8.2 Hz, 1H, H-1), 5.18 (t, 3J3,4
= 9.5 Hz, 3J4,5 = 9.5 Hz, 1H, H-4), 4.37-4.29 (m, 2H, H-2, H-6), 4.21 (dd, 2J6,6‘ = 12.3 Hz, 3J5,6‘
= 2.5 Hz, 1H, H-6‘), 3.94 (ddd, 3J4,5 = 9.5 Hz, 3J5,6 = 5.6 Hz, 3J5,6‘ = 2.5 Hz, 1H, H-5), 2.10,
2.07, 2.06 (je s, 9H, COCH3) ppm.
13C-NMR (125.77 MHz, 300.0 K, CDCl3): δ = 170.6, 170.3, 169.4 (3C, COCH3), 160.3 (Ar-
Cpara‘), 158.5 (Ar-Cpara), 148.7 (Ar-Cipso‘), 146.1 (Ar-Cipso), 124.7 (2CH, Ar-Cortho‘), 123.9
(2CH, Ar-Cortho), 117.1 (2CH, Ar-Cmeta), 115.9 (2CH, Ar-Cmeta‘), 98.6 (C-1), 72.1 (C-3), 72.0
(C-5), 68.6 (C-4), 62.1 (C-6), 54.0 (C-2), 20.7, 20.6, 20.4 (3CH3, COCH3) ppm.
130 5 Experimenteller Teil
E-4-(4’-Allyloxyphenylazo)phenyl-(2-desoxy-2[(2,2,2-trifluoracetyl)amino]-3,4,6-tri-O-
acetyl)-β-D-glucopyranosid (72)
Trichloracetimidat 68 (128 mg, 236 µmol) und Azobenzolderivat 41 (20 mg, 78.7 µmol)
wurden unter Stickstoffatmosphäre in abs. Dichlormethan (4 mL) gelöst und bei 0 °C
tropfenweise mit Bortrifluorid-Etherat (29 µL, 236 µmol) versetzt. Es wurde 16 h bei
Raumtemp. gerührt, mit Dichlormethan (20 mL) verdünnt, mit ges. Natriumhydrogen-
carbonatlösung (20 mL) entsäuert und die Phasen separiert. Die wässr. Phase wurde dreimal
mit je 20 mL Dichlormethan extrahiert, die vereinigten org. Phasen über Magnesiumsulfat
getrocknet, filtriert und das Lösungsmittel i. Vak. entfernt. der gelbe Rückstand wurde
säulenchromatographisch gereinigt (Kieselgel, Korngröße 0.040-0.063 mm,
Cyclohexan/Ethylacetat, 2:1). Es wurde ein gelber Feststoff erhalten.
Ausbeute: 15 mg (23.5 µmol, 30 %, M = 637.19 gmol-1, C29H30F3N3O10).
DC (Cyclohexan/Ethylacetat, 1:1): Rf = 0.43.
1H-NMR (500.13 MHz, 299.9 K, CDCl3, TMS): δ = 7.83-7.75 (m, 4H, Ar-Hortho, Ar-Hortho‘),
7.04-7.00 (m, 2H, Ar-Hmeta), 6.97-6.93 (m, 2H, Ar-Hmeta‘), 6.75 (d, 3J2,NH = 9.1 Hz, 1H, NH),
6.01 (ddt, 3JHC=CH2,HC=CHH‘ = 17.2 Hz, 3JHC=CH2,HC=CHH‘ = 10.5 Hz, 3JOCH2,HC=CH2 = 5.3, 1H,
HC=CH2), 5.38 (dq, 3JHC=CH2,HC=CHH‘ = 17.3 Hz, 2J HC=CHH‘, HC=CHH‘ = 1.6 Hz, 1H, HC=CHH‘),
5.31 (dd, 3J2,3 = 10.6 Hz, 3J3,4 = 9.2 Hz, 1H, H-3), 5.26 (dq, 3JHC=CH2,HC=CHH‘ = 10.5 Hz,
2JHC=CHH‘,HC=CHH‘ = 1.4 Hz, 1H, HC=CHH‘), 5.21 (d, 3J1,2 = 8.2 Hz, 1H, H-1), 5.12 (t, 3J3,4 = 9.5
Hz, 3J4,5 = 9.5 Hz, 1H, H-4), 4.55 (dt, 3JOCH2,HC=CH2 = 5.3 Hz, 2JOCHH‘,OCHH‘ = 1.5 Hz, 2H, OCH2),
4.31-4.26 (m, 1H, H-2), 4.25 (dd, 2J6,6‘ = 12.3 Hz, 3J5,6‘ = 5.5 Hz, 1H, H-6), 4.14 (dd, 2J6,6‘ =
12.3 Hz, 3J5,6‘ = 2.5 Hz, 1H, H-6‘), 3.88 (ddd, 3J4,5 = 9.8 Hz, 3J5,6 = 5.6 Hz, 3J5,6‘ = 2.5 Hz, 1H,
H-5), 2.03, 2.01, 2.00 (je s, 9H, COCH3) ppm.
13C-NMR (125.77 MHz, 299.9 K, CDCl3): δ = 170.6, 170.6, 169.3 (3C, COCH3), 160.3 (Ar-
Cpara‘), 158.2 (Ar-Cpara), 148.9 (Ar-Cipso‘), 147.0 (Ar-Cipso), 132.8 (CH=CH2), 124.6 (2CH, Ar-
Cortho‘), 124.2 (2CH, Ar-Cortho), 118.1 (C=CH2), 117.2 (2CH, Ar-Cmeta), 115.0 (2CH, Ar-Cmeta‘),
98.6 (C-1), 72.4 (C-5), 71.4 (C-3), 69.0 (CH2CH=CH2), 68.1 (C-4), 62.0 (C-6), 54.7 (C-2), 20.7,
20.6, 20.4 (3CH3, COCH3) ppm.
Literaturverzeichnis 131
3-[E-4’-((2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-mannopyranosyl)phenylazo)phenyl]-2-[E-4’-(((2-
desoxy-2[(2,2,2-trifluoracetyl)amino]-3,4,6-tri-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl)-
phenylazo)phenyl)-methyl]-propen (74)
Das Azobenzolglycosid 71 (500 mg, 837 µmol) wurde unter Stickstoffatmosphäre in abs.
Dimethylformamid (10 mL) gelöst und mit Kaliumcarbonat (116 mg, 837 µmol) versetzt. Es
wurde 5 min bei Raumtemp. gerührt und anschließend Methallyldichlorid (41.9 mg, 335 µmol,
39 µL) hinzugefügt. Die Reaktionsmischung wurde 16 h bei 60 °C gerührt und das
Lösungsmittel i. Vak. entfernt. Der Rückstand wurde in Dichlormethan aufgenommen und mit
dest. Wasser gewaschen. Die wässr. Phase wurde bis zur Entfärbung mit Dichlormethan
gewaschen und die verinigten org. Phasen über Magnesiumsulfat getrocknet. Nach Filtration
wurde das Lösungsmittel i. Vak. aus dem Filtrat entfernt und das Rohprodukt
säulenchromatographisch gereinigt (Kieselgel, Korngröße 0.040-0.063 mm,
Cyclohexan/Ethylacetat, 1:1). Es wurde ein hochviskoses, gelbes Öl erhalten.
Ausbeute: 276 mg (221 µmol, 68 %, M = 1247.34 gmol-1, C56H56F6N6O20).
DC (Cyclohexan/Ethylacetat, 1:1): Rf = 0.16.
Drehwert [α]D23 = - 17.8 ° (c = 2.7, DCM).
IR (ATR-IR) ν = 3315, 1745, 1705, 1597, 1496, 1211, 1179, 1033, 840 cm-1.
HRESI-MS m/z = 1247.3502 [M]+ (M = 1247.3487, ber. für C56H56F6N6O20).
1H-NMR (500.13 MHz, 300.1 K, CDCl3+DMSO-d6, TMS): δ = 8.86 (d, 3JNH,2 = 9.2 Hz, 2H,
NH), 7.91-7.80 (m, 8H, Ar-Hortho, Ar-Hortho‘), 7.13-7.07 (m, 4H, Ar-Hmeta‘), 7.07-7.00 (m, 4H,
Ar-Hmeta), 5.49 (s, 2H, C=CH2), 5.42 (dd, 3J3,4 = 10.4 Hz, 3J2,3 = 9.4 Hz, 2H, H-3), 5.37 (d, 3J1,2
= 8.3 Hz, 2H, H-1), 5.14 (t, 3J3,4 = 9.7 Hz, 3J4,5 = 9.7 Hz, 2H, H-4), 4.75 (s, 4H, CH2C=CH2),
4.44-4.37 (m, 2H, H-2), 4.31 (dd, 2J6,6‘ = 12.4 Hz, 3J5,6 = 5.6 Hz, 2H, H-6), 4.19 (dd, 2J6,6‘ =
12.4 Hz, 3J5,6‘ = 2.4 Hz, 2H, H-6‘), 3.93 (ddd, 3J4,5 = 10.0 Hz, 3J5,6 = 5.6 Hz, 3J5,6‘ = 2.4 Hz, 2H,
H-5), 2.10, 2.06, 2.03 (je s, 18H, COCH3) ppm.
13C-NMR (125.77 MHz, 300.1 K, CDCl3+DMSO-d6, TMS): δ = 170.6, 170.4, 169.4 (6C,
COCH3), 160.7 (2C, Ar-Cpara‘), 158.7 (2C, Ar-Cpara), 148.6 (2C, Ar-Cipso‘), 147.1 (2C, Ar-Cipso),
132 5 Experimenteller Teil
139.5 (C=CH2), 124.5 (4CH, Ar-Cortho‘), 123.8 (4CH, Ar-Cortho), 117.2 (4CH, Ar-Cmeta), 115.0
(4CH, Ar-Cmeta‘), 98.5 (2CH, C-1), 72.0 (2CH, C-3), 72.0 (2CH, C-5), 68.7 (4CH, CH2C=CH2),
68.6 (2CH, C-4), 62.1 (2CH, C-6), 54.1 (2CH, C-2), 20.7, 20.6, 20.4 (6CH3, COCH3) ppm.
3-[E-4’-((2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-mannopyranosyl)phenylazo)phenyl]-2-[E-4’-(((2-
desoxy-2[(2,2,2-trifluoracetyl)amino]-3,4,6-tri-O-acetyl-β-D-glucopyranosyl)-phenyl-
azo)phenyl)-methyl]-propen (75)
Das Azobenzolglycosid 71 (260 mg, 436 µmol) wurde unter Stickstoffatmosphäre in abs.
Dimethylformamid (10 mL) gelöst, mit Kaliumcarbonat (67.0 mg, 484 µmol) versetzt und 15
min bei Raumtemp. gerührt. Anschließend wurde das einfach substituierte MDC-Derivat 76
(276 mg, 436 µmol) gelöst in 7.5 mL abs. Dimethylformamid hinzugegeben und 16 h bei 60 °C
gerührt. Nach Erkalten der Lösung wurde mit Dichlormethan (50 mL) verdünnt, mit Wasser
(20 mL) gewaschen, die Phasen separiert und die wässr. Phase mit Dichlormethan extrahiert.
Die vereinigten org. Phasen wurde über Magnesiumsulfat getrocknet, filtriert und das
Lösungsmittel i. Vak. entfernt. Das Rohprodukt wurde säulenchromatographisch gereinigt
(Kieselgel, Korngröße 0.040-0.063 mm, Cyclohexan/Ethylacetat, 3:2 → 1:1). Es wurde ein
gelb-oranger Feststoff erhalten.
Ausbeute: 416 mg (349 µmol, 80 %, M = 1194.3610 gmol-1, C56H58F6N5O21).
DC (Cyclohexan/Ethylacetat, 1:1): Rf = 0.27.
Drehwert [α]D23 = + 29.8 ° (c = 3.8, DCM).
IR (ATR-IR) ν = 1744, 1597, 1496, 1367, 1209, 1147, 1033, 839 cm-1.
HRESI-MS m/z = 1194.3626 [M]+ (M = 1194.3610, ber. für C56H58F6N5O21).
1H-NMR (500.13 MHz, 300.1 K, CDCl3, TMS): δ = 7.91-7.82 (m, 8H, Ar-H), 7.22-7.17 (m,
2H, Ar-H), 7.10-7.06 (m, 2H, Ar-H), 7.06-7.02 (m, 4H, Ar-H), 6.71 (d, 3J2,NH = 9.0 Hz, 1H,
Literaturverzeichnis 133
NH), 5.60 (d, 3J1‘,2‘ = 1.7 Hz, 1H, H-1‘), 5.58 (dd, 3J3‘,4‘ = 10.0 Hz, 3J2‘,3‘ = 3.5 Hz, 1H, H-3‘),
5.50-5.47 (m, 3H, H-2‘, C=CH2), 5.41-5.36 (m, 2H, H-3, H-4‘), 5.29 (d, 3J1,2 = 8.2 Hz, 1H, H-
1), 5.19 (t, 3J3,4 = 9.5 Hz, 3J4,5 = 9.5 Hz, 1H, H-4), 4.75, 4.74 (je s, 4H, OCH2C=CH2), 4.36-
4.26 (m, 3H, H-2, H-6a, H-6a‘), 4.21 (dd, 2J6a‘,6b‘ = 12.3 Hz , 3J5‘,6b‘ = 2.5 Hz, 1H, H-6b‘), 4.12-
4.04 (m, 2H, H-5‘, H-6b), 3.94 (ddd, 3J4,5 = 9.5 Hz, 3J5,6a = 5.6 Hz, 3J5,6b = 2.6 Hz, 1H, H-5),
2.22, 2.10, 2.07, 2.07, 2.06, 2.04, 2.02 (je s, 21H, COCH3) ppm.
13C-NMR (150.92 MHz, 300.0 K, CDCl3, TMS): δ = 171.0, 170.6, 170.0, 169.7, 169.2 (7C,
COCH3), 160.8, 160.7 (2C, Ar-Cpara‘), 158.3, 158.2 (2C, Ar-Cpara), 157.2 (COCF3), 148.8,
148.5 (2C, Ar-Cipso‘), 147.2, 147.1 (2C, Ar-Cipso), 139.6 (C=CH2), 124.9, 124.6 (4CH, Ar-
Cortho‘), 124.6, 124.3 (4CH, Ar-Cortho), 117.2, 116.7 (4CH, Ar-Cmeta), 116.6 (C=CH2), 115.8
(CF3), 115.1, 115.0 (4CH, Ar-Cmeta‘), 98.5 (CH, C-1), 95.7 (CH, C-1‘), 72.4 (CH, C-5), 71.3
(CH, C-3), 69.4 (CH, C-5‘), 69.3 (CH, C-2‘), 68.9 (CH, C-3‘), 68.8 (2CH2, C(CH2)2), 68.1 (CH,
C-4), 65.9 (CH, C-4‘), 62.1, 62.0 (2CH2, C-6, C-6‘), 54.8 (CH, C-2), 21.1, 20.9, 20.7, 20.6,
20.4 (7CH3, COCH3) ppm.
3-[E-4’-((2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-mannopyranosyl)phenylazo)phenyl]-2-chlormethyl-
propen (76)
Azobenzolmannosid 46 (100 mg, 184 µmol) wurde unter Stickstoffatmosphäre in abs.
Dimethylformamid (10 mL) gelöst und bei Raumtemp. mit Kaliumcarbonat (13.0 mg,
92.0 µmol) versetzt. Nach 5 min. Rühren wurde Methallyldichlorid (110 µL, 919 µmol)
hinzugefügt und 15 h bei 60 °C gerührt. Anschließend wurde das Lösungsmittel i. Vak.
entfernt, der Rückstand in Dichlormethan aufgenommen und mit Wasser gewaschen. Die
wässr. Phase wurde dreimal mit je 30 mL Dichlormethan extrahiert, die vereinigten org. Phasen
über Magnesiumsulfat getrocknet, filtriert und säulenchromatographisch gereinigt (Kieselgel,
Korngröße 0.040-0.063 mm, Cyclohexan/Ethylacetat, 3:2). Es wurde ein oranges,
hochviskoses Öl erhalten.
134 5 Experimenteller Teil
Ausbeute: 95.0 mg (150 µmol, 82 %, M = 633.18 gmol-1, C30H33ClN2O11).
DC (Cyclohexan/Ethylacetat, 1:1): Rf = 0.58.
Drehwert [α]D23 = + 75.7 ° (c = 2.4, DCM).
IR (ATR-IR) ν = 1744, 1597, 1496, 1367, 1209, 1126, 1028, 979, 840 cm-1.
MALDI-MS m/z = 633.3 [M]+, 655.3 [M+Na]+, 671.3 [M+K]+.
1H-NMR (500.13 MHz, 300.1 K, CDCl3, TMS): δ = 7.91-7.85 (m, 4H, Ar-Hortho, Ar-Hortho‘),
7.23-7.18 (m, 2H, Ar-Hmeta), 7.06-7.02 (m, 2H, Ar-Hmeta‘), 5.61 (d, 3J1,2 = 1.8 Hz, 1H, H-1),
5.58 (dd, 3J3,4 = 10.0 Hz, 3J2,3 = 3.6 Hz, 1H, H-3), 5.48 (dd, 3J2,3 = 3.6 Hz, 3J1,2 = 1.8 Hz, 1H,
H-2), 5.43-5.36 (m, 3H, H-4, C=CH2), 4.72 (s, 2H, OCH2C=CH2), 4.29 (dd, 2J6,6‘ = 12.4 Hz,
3J5,6 = 5.6 Hz, 1H, H-6), 4.21 (s, 2H, CH2Cl), 4.15-4.05 (m, 2H, H-5, H-6‘), 2.21, 2.06, 2.04,
2.03 (je s, 12H, COCH3) ppm.
13C-NMR (125.76 MHz, 299.8 K, CDCl3, TMS): δ = 169.5, 168.9, 168.9, 168.7 (4 COCH3),
159.6 (Ar-Cpara‘), 156.2 (Ar-Cpara), 147.5 (Ar-Cipso‘), 146.2 (Ar-Cipso), 139.4 (C=CH2), 123.6
(Ar-Cortho‘), 123.3 (Ar-Cortho), 116.8 (C=CH2), 115.7 (Ar-Cmeta), 114.0 (Ar-Cmeta‘), 94.7 (C-1),
68.4 (C-5), 68.3 (C-3), 67.8 (C-2), 67.2 (C-6), 64.9 (C-4), 61.1 (OCH2C=CH2), 44.0 (CH2Cl),
20.0, 19.9, 19.7, 19.7 (4 COCH3) ppm.
3-[E-4’-((2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-mannopyranosyl)phenylazo)phenyl]-2-(chlor-
methyl]-propen (77)
Das Azobenzolglycosid 71 (100 mg, 167 µmol) wurde unter Stickstoffatmosphäre in abs.
Dimethylformamid (3 mL) gelöst und mit Kaliumcarbonat (23.0 mg, 167 µmol) versetzt. Nach
5 min. Rühren bei Raumtemp. wurde Methallyldichlorid (209 mg, 1.67 mmol, 200 µL)
zugetropft und 16 h bei 50 °C gerührt. Anschließend wurde das Lösungsmittel i. Vak. entfernt
und das Rohprodukt in Dichlormethan aufgenommen und mit dest. Wasser gewaschen. Die
Phasen wurden separiert und die wässr. Phase dreimal mit je 20 mL Dichlormethan extrahiert.
Die vereinigten org. Phasen wurden über Magnesiumsulfat getrocknet, filtriert und das
Literaturverzeichnis 135
Lösungsmittel i. Vak. entfernt. Anschließend wurde säulenchromatographisch gereinigt
(Kieselgel, Korngröße 0.040-0.063 mm, Cyclohexan/Ethylacetat, 1:1). Es wurde ein hellgelber,
amorpher Feststoff erhalten.
Ausbeute: 96.0 mg (140 µmol, 43 %, M = 685.17 gmol-1, C30H31F3N3O10).
DC (Cyclohexan/Ethylacetat, 1:1): Rf = 0.48.
Drehwert [α]D23 = +16.7 ° (c = 4.1, DCM).
IR (ATR-IR) ν = 3302, 1743, 1707, 1597, 1498, 1368, 1210, 1177, 1075, 1031, 842 cm-1.
1H-NMR (500.13 MHz, 300.1 K, CDCl3, TMS): δ = 7.91-7.83 (m, 4H, Ar-Hortho, Ar-Hortho‘),
7.11-7.00 (m, 4H, Ar-Hmeta, Ar-Hmeta‘), 6.64 (d, 3J2,NH = 8.9 Hz, 1H, NH), 5.42 (d, 2JC=CHH,C=CHH
= 13.8 Hz, 1H, C=CH2), 5.38 (dd, 3J3,4 = 10.6 Hz, 3J2,3 = 9.5 Hz, 1H, H-3), 5.28 (d, 3J1,2 = 8.2
Hz, 1H, H-1), 5.19 (t, 3J2,3 = 9.5 Hz, 3J3,4 = 9.5 Hz, 1H, H-4), 4.72 (s, 2H, OCH2C=CH2), 4.36-
4.29 (m, 2H, H-2, H-6), 4.22 (s, 2H, CH2Cl), 4.22 (dd, 2J6,6‘ = 12.3 Hz, 3J5,6‘ = 2.5 Hz, 1H, H-
6‘), 3.94 (ddd, 3J4,5 = 9.5 Hz, 3J5,6 = 5.6 Hz, 3J5,6‘ = 2.5 Hz, 1H, H-5), 2.10, 2.08, 2.07 (je s, 9H,
COCH3) ppm.
3-[E-4’-((2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-mannopyranosyl)phenylazo)phenyl]-2-[E-4’-
((2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-mannopyranosyl)-phenylazo)phenyl)-methyl]-propan-1-ol
(78)
Homodivalentes Azobenzolmannosid 52 (500 mg, 438 µmol) in abs. Tetrahydrofuran (15 mL)
gelöst und bei Raumtemp. mit einer 0.5 M 9-BBN-Lösung in Tetrahydrofuran (1.75 mL,
877 µmol) versetzt. Es wurde 4 h bei 60 °C gerührt und anschließend bei 0 °C
3 M Natriumacetat-Lösung in Wasser (1.75 mL), sowie 30proz. Wasserstoffperoxid-Lösung
(1.75 mL) hinzugefügt. Es wurde 16 h gerührt (0 °C → Raumtemp.) und anschließend die
wässr. Phase mit Kaliumcarbonat ausgesalzen. Die Phasen wurden getrennt und die wässr.
Phase wurde dreimal mit Ethylacetat extrahiert. Die vereinigten org. Phasen wurden über
136 5 Experimenteller Teil
Magnesiumsulfat getrocknet, filtriert und das Lösungsmittel i. Vak. entfernt. Das Rohprodukt
wurde säulenchromatographisch gereinigt (Kieselgel, Korngröße 0.040-0.063 mm,
Cyclohexan/Ethylacetat, 1:2) und es wurde ein fester, oranger Schaum erhalten.
Ausbeute: 221 mg (191 µmol, 44 %, M = 1159.11 gmol-1, C56H62N4O23).
DC (Cyclohexan/Ethylacetat, 1:2): Rf = 0.38.
Drehwert [α]D23 = + 83.4 ° (c = 1.5, DCM).
IR (ATR-IR) ν = 1744, 1596, 1497, 1367, 1213, 1127, 1030, 980, 841 cm-1.
ESI-MS: m/z = 1159.2 [M]+.
1H-NMR (500.13 MHz, 300.1 K, CDCl3, TMS): δ = 7.91-7.84 (m, 8H, Ar-Hortho, Ar-Hortho‘),
7.22-7.18 (m, 4H, Ar-Hmeta‘), 7.08-7.02 (m, 4H, Ar-Hmeta), 5.61 (d, 3J1,2 = 1.8 Hz, 2H, H-1),
5.58 (dd, 3J3,4 = 10.0 Hz, 3J2,3 = 3.5 Hz, 2H, H-3), 5.48 (dd, 3J2,3 = 3.5 Hz, 3J1,2 = 1.8 Hz, 2H,
H-2), 5.38 (t, 3J3,4 = 10.0 Hz, 3J4,5 = 10.0 Hz, 2H, H-4), 4.30 (d, 3JArOCH2,CH(CH2)3 = 5.8 Hz, 4H,
ArOCH2), 4.29 (dd, 2J6,6‘ = 11.4 Hz, 3J5,6 = 5.7 Hz, 2H, H-6), 4.13-4.06 (m, 4H, H-5, H-6‘),
4.02 (d, 3JCH(CH2)3,CH2OH = 5.3 Hz, 2H, CH2OH), 2.62 (dt, 3JArOCHH,CH(CH2)3 = 11.2 Hz,
3JArOCHH,CH(CH2)3 = 5.6 Hz, 1H, CH(CH2)3), 2.21, 2.06, 2.05, 2.03 (je s, 24H, COCH3) ppm.
13C-NMR (125.77 MHz, 300.1 K, CDCl3, TMS): δ = 170.5, 170.0, 169.9, 169.7 (8C, COCH3),
160.9 (2C, Ar-Cpara‘), 157.2 (2C, Ar- Cpara), 148.5 (2C, Ar- Cipso‘), 147.2 (2C, Ar- Cipso), 124.6
(2C, Ar- Cortho‘), 124.3 (2C, Ar- Cortho), 116.7 (2C, Ar- Cmeta‘), 114.8 (2C, Ar-Cmeta), 95.7 (2C,
C-1), 69.4 (2C, C-5), 69.3 (2C, C-2), 68.8 (2C, C-3), 66.6 (2C, ArOCH2), 65.9 (2C, C-4), 62.1
(2C, C-6), 61.6 (CH2OH), 41.2 (CH(CH2)3), 20.9, 20.7, 20.7, 20.7 (8C, COCH3) ppm.
Literaturverzeichnis 137
3-[E-4’-((2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-mannopyranosyl)phenylazo)phenyl]-2-[E-4’-(((2-
desoxy-2[(2,2,2-trifluoracetyl)amino]-3,4,6-tri-O-acetyl-α-D-glucopyranosyl)-phenyl-
azo)phenyl)-methyl]-propan-1-ol (79)
Der homodivalente GlcNAc-Cluster 74 (227 mg, 182 µmol) wurde unter Stickstoffatmosphäre
in abs. Tetrahydrofuran (8 mL) gelöst und bei Raumtemp. tropfenweise mit einer 0.5 M 9-BBN-
Lösung in Tetrahydrofuran (730 µL, 364 µmol) versetzt und 4 h bei 60 °C gerührt.
Anschließend wurde mit einer 3 M Natriumacetat-Lösung in H2O (730 µL) versetzt, 30proz.
Wasserstoffperoxid-Lösung (730 µL) hinzugefügt und 16 h gerührt (0 °C → Raumtemp.).
Nach beendeter Reaktion wurde das Reaktionsgemisch mit Kaliumcarbonat ausgesalzen, die
Phasen separiert und die wässr. Phase dreimal mit Ethylacetat extrahiert. Die vereinigten org.
Phasen wurden über Magnesiumsulfat getrocknet, filtriert und das Lösungsmittel i. Vak.
entfernt. Die Aufreinigung erfolgte säulenchromatographisch (Kieselgel, Korngröße 0.040-
0.063 mm, Cyclohexan/Ethylacetat, 1:2 → 1:3) Es wurde ein oranger, amorpher Feststoff
erhalten.
Ausbeute: 111 mg (87.8 µmol, 48 %, M = 1265.35 gmol-1, C56H58F6N6O21).
DC (Cyclohexan/Ethylacetat, 1:2): Rf = 0.21.
Drehwert [α]D23 = - 18.0 ° (c = 3.0, DCM).
IR (ATR-IR) ν = 2165, 1745, 1597, 1497, 1369, 1212, 1033, 840 cm-1.
HRESI-MS m/z = 1265.3611 [M]+ (M = 1265.3593, ber. für C56H58F6N6O21).
1H-NMR (500.13 MHz, 299.8 K, DMSO-d6): δ = 9.80 (d, 3J2,NH = 9.0 Hz, 2H, NH), 7.89-7.82
(m, 8H, Ar-Hortho, Ar-Hortho‘), 7.24-7.11 (m, 8H, Ar-Hmeta, Ar-Hmeta‘), 5.53 (d, 3J1,2 = 8.4 Hz, 2H,
H-1), 5.31 (dd, 3J2,3 = 10.3 Hz, 3J3,4 = 9.6 Hz, 2H, H-3), 5.04 (t, 3J3,4 = 9.6 Hz, 3J4,5 = 9.6 Hz,
2H, H-4), 4.85 (t, 3JCH2OH,OH = 5.3 Hz, 3JCH‘2OH,OH = 5.3 Hz, 1H, OH), 4.29-4.08 (m, 12H, H-2,
H-5, H-6, H-6‘, CH2CHCH2OH), 3.70 (t, 3JCH2OH,OH = 5.3 Hz, 3JCH‘2OH,OH = 5.3 Hz, 2H,
CH2OH), 2.45 (mc, 1H, CHCH2OH), 2.03, 2.02, 1.96 (je s, 18H, COCH3) ppm.
138 5 Experimenteller Teil
13C-NMR (125.77 MHz, 299.8 K, DMSO-d6): δ = 170.5, 170.1, 169.8 (6 COCH3), 161.6 (Ar-
Cpara‘), 158.7 (Ar-Cpara), 148.1 (Ar-Cipso), 146.6 (Ar-Cipso‘), 124.9 (Ar-Cortho), 124.5 (Ar-Cortho‘),
117.4 (Ar-Cmeta‘), 115.6 (Ar-Cmeta), 97.4 (C-1), 72.2 (C-3), 71.7 (C-5), 68.5 (C-4), 66.5 (OCH2),
62.0 (C-6), 58.9 (CH2OH), 54.2 (C-2), 41.7 (CHCH2OH), 21.0, 20.9, 20.6 (6 COCH3) ppm.
N-tert-Butoxycarbonyl-cysteamin (81)
Cysteamin (1.00 g, 13.0 mmol) wurde 30 min. i. Vak. getrocknet und unter Stickstoff-
atmosphäre in abs. THF (13 mL) gelöst. Bei 0 °C wurde anschließend Di-tert-Butyldicarbonat
(2.8 mL, 13.0 mmol) hinzugegeben und 1 h bei Raumtemp. Das Reaktionsgemisch wurde
anschließend mit ges. Natriumhydrogencarbonat-Lösung (50 mL) und Ethylacetat (50 mL)
versetzt und die Phasen separiert. Die wässr. Phase wurde mit 50 mL Etylacetat extrahiert, die
vereinigten org. Phasen über Magnesiumsulfat getrocknet, filtriert und säulenchro-
matographisch gereinigt (Kieselgel, Korngröße 0.040-0.063 mm, Cyclohexan/Ethylacetat,
3:1). Es wurde eine farblose Flüssigkeit erhalten.
Ausbeute: 1.89 g (10.7 mmol, 82 %, M = 177.08 gmol-1, C7H15NO2S) (Lit.[117]: 91 %).
DC (Cyclohexan/Ethylacetat, 3:1): Rf = 0.51.
IR (ATR-IR) ν = 3353, 2977, 2932, 1686, 1510, 1365, 1250, 1161 cm-1.
EI-MS m/z = 193.07 [M+Na]+.
1H-NMR (500.13 MHz, 299.9 K, CDCl3): δ = 4.91 (s, 1H, NH), 3.30 (d, 3JHNCH2,HSCH2 = 6.0
Hz, 2H, HNCH2), 2.64 (dd, 2JHSCHH‘,HNCHH‘ = 14. Hz, 3JHNCH2,HSCH2 = 6.5 Hz, 2H, HSCH2), 1.34
(t, 3JHSCHH‘,SH = 8.5 Hz, 3J HSCHH‘,SH = 8.5 Hz, 1H, SH) ppm.
13C-NMR (125.77 MHz, 300.1 K, CDCl3, TMS): δ = 155.7 (HNC=O), 79.6 (C(CH3)3), 43.6
(HNCH2), 28.4 (3 CH3), 25.1 (HSCH2) ppm.
Literaturverzeichnis 139
N-Benzyloxycarbonyl-cysteamin (82)
Cysteamin-Hydrochlorid (3.00 g, 26.4 mmol) wurde unter Stickstoffatmosphäre in abs
Acetonitril (24 mL) gelöst und bei 0 °C mit DIPEA (10.3 mL, 60.7 mmol) versetzt. Nach 5 min.
Rühren bei 0 °C wurde Trimetyhlsilylchlorid (4.37 mL, 34.3 mmol) hinzugefügt und weiter
10 min bei 0 °C gerührt. Anschließend wurde das Reaktionsgemisch mit Carboxybenzoyl-
Chlorid (3.77 mL, 26.4 mmol), gelöst in 9 mL abs. Acetonitril, versetzt, DIPEA (2.00 mL,
11.8 mmol) hinzugefügt, 30 min bei 0 °C und 1.5 h bei Raumtemp. gerührt. Es wurde Eiswasser
(200 mL) hinzugegeben und dreimal mit je 100 mL Dichlormethan extrahiert. Die vereinigten
org. Phasen wurden mit je 50 mL dest. Wasser, 2 N Salzsäure-Lösung, ges. Natriumhydrogen-
carbonat-Lösung, ges. Natriumchlorid-Lösung gewaschen, über Magnesiumsulfat getrocknet
und filtriert. Das Lösungsmittel wurde i. Vak. entfernt und das farblose Rohprodukt
säulenchromatopgraphisch gereinigt (Kieselgel, Korngröße 0.040-0.063 mm,
Cyclohexan/Ethylacetat, 3:2). Es wurde eine farblose Flüssigkeit erhalten, die bei Raumtemp.
zu einem farblosen Feststoff auskristallisierte.
Ausbeute: 4.68 g (22.2 mmol, 84 %, M = 211.07 gmol-1, C10H13NO2S) (Lit.[146]: 53 %).
DC (Cyclohexan/Ethylacetat, 3:2): Rf = 0.50.
Schmelzpunkt: 44 °C (Lit.[146]: 44 °C).
IR (ATR-IR) ν = 3309, 3061, 2940, 2548, 1684, 1534, 1453, 1266, 1235, 1137, 984, 744, 694
cm-1.
EI-MS m/z = 211.07 [M]+.
1H-NMR (500.13 MHz, 299.9 K, CDCl3, TMS): δ = 7.41-7.28 (m, 5H, Ar-H), 5.14 (s, 1H,
NH), 5.11 (s, 2H, OCH2), 3.28 (dd, 2JHNCHH‘,HNCHH‘ = 12.5 Hz, 3JHNCH2,HSCH2 = 6.2 Hz, 2H,
HNCH2), 2.67 (dd, 2JHSCHH‘,HNCHH‘ = 14.4 Hz, 3JHNCH2,HSCH2 = 6.6 Hz, 2H, HSCH2), 1.35 (t,
3JHSCHH‘,SH = 8.5 Hz, 3J HSCHH‘,SH = 8.5 Hz, 1H, SH) ppm.
13C-NMR (125.77 MHz, 300.1 K, CDCl3, TMS): δ = 156.2 (NHC=O), 136.4 (Ar-Cipso), 128.6,
128.2, 128.1 (3 Ar-Cortho, Ar-Cmeta, Ar-Cpara), 66.9 (OCH2), 44.0 (HNCH2), 25.0 (HSCH2) ppm.
140 5 Experimenteller Teil
Divalentes Glycodendron(2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-mannopyranosyl)-S-(N-tert-butyl-
oxycarbonyl)-ethylamin 83
Der divalente Cluster 52 (108 mg, 94.3 µmol) wurde mit dem Cysteamin-Derivat 81 (167 mg,
943 µmol) unter Stickstoffatmosphäre in abs. Dioxan (5 mL) gelöst und die Lösung 1 h mit
Stickstoff entgast. Anschließend wurde auf 60 °C erwärmt und eine Spatelspitze AIBN
hinzugefügt. Es wurde 16 h bei 60 °C gerührt, erneut eine Spatelspitze AIBN hinzugegeben
und 24 h bei 60 °C gerührt. Nach dem Abkühlen wurde i. Vak. eingeengt und der Rückstand
säulenchromatographisch gereinigt (Kieselgel, Korngröße 0.040-0.063 mm,
Cyclohexan/Ethylacetat, 1:1). Es wurde ein fester, oranger Schaum erhalten.
Ausbeute: 50.0 mg (38.0 µmol, 40 %, M = 1318.45 g/mol, C63H75N5O24S).
DC (Cyclohexan/Ethylacetat, 1:1): Rf = 0.22.
Drehwert [α]D23 = + 81.7 ° (c = 1.9, DCM).
IR (ATR-IR) ν = 2951, 1744, 1597, 1582, 1496, 1366, 1209, 1029, 840 cm-1.
MALDI-MS m/z = 1357.50 [M+K]+.
HRESI-MS m/z = 1318.4574 [M]+ (M = 1318.4556, ber. für C66H73N5O24S).
1H-NMR (500.13 MHz, 299.1 K, CDCl3): δ = 7.90-7.85 (m, 8H, Ar-Hortho, Ar-Hortho‘), 7.23-
7.19 (m, 4H, Ar-Hmeta‘), 7.06-7.02 (m, 4H, Ar-Hmeta), 5.61 (d, 3J1,2 = 1.7 Hz, 2H, H-1), 5.58 (dd,
3J3,4 = 10.0 Hz, 3J2,3 =3.6 Hz, 2H, H-3), 5.48 (dd, 3J2,3 = 3.6 Hz, 3J1,2 = 1.8 Hz, 2H, H-2), 5.38
(t, 3J3,4 = 10.0 Hz, 3J4,5 = 10.0 Hz, 2H, H-4), 4.74 (s, 2H, OCHHCH), 4.32-4.23 (4H, OCHHCH,
H-6), 4.12-4.06 (m, 4H, H-5, H-6‘), 3.35 (d, 3JCHCH2S,CHCH2S = 5.7 Hz, 2H, CHCH2S), 2.89 (d,
3JSCH2CH2,SCH2CH2 = 6.5 Hz, 2H, SCH2CH2), 2.69 (d, 3JSCH2CH2,SCH2CH2 = 6.8 Hz, 2H, SCHCH2),
2.61-255 (m, 1H, OCH2CH), 2.21, 2.06, 2.04, 2.03 (je s, COCH3), 1.44 (s, 9H, C(CH3)3) ppm.
Literaturverzeichnis 141
13C-NMR (125.76 MHz, 299.9 K, CDCl3, TMS): δ = 170.5, 169.9, 169.7 (8C, COCH3), 160.9
(2C, Ar-Cpara‘), 157.2 (2C, Ar-Cpara), 155.7 (COC(CH3)3) 148.5 (2C, Ar-Cipso‘), 147.2 (2C, Ar-
Cipso), 124.6 (4CH, Ar-Cortho‘), 124.2 (4CH, Ar-Cortho), 116.7 (4CH, Ar-Cmeta), 114.8 (4CH, Ar-
Cmeta‘), 95.7 (2CH, C-1), 69.4 (2CH, C-5), 69.3 (2CH, C-2), 68.8 (2CH, C-3), 68.7 (2CH2,
ArOCH2) 67.2 (2CH2, ArOCH2), 65.9 (2CH, C-4), 62.1 (2CH2, C-6), 39.8 (CH, CHCH2S), 39.3
(CH, CH(CH2)2) 33.0 (CH2, SCH2CH2), 30.5 (CH2, SCH2CH2), 28.4 (CH(CH3)3), 20.9, 20.7
(8CH3, COCH3) ppm.
Divalentes Glycodendron(2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-mannopyranosyl)-S-(N-benzyloxy-
carbonyl)-ethylamin 84
Azobenzolmannosid 52 (406 mg, 356 µmol) wurde mit dem Cysteamin-Derivat 82 (751 mg,
3.56 mmol) unter Stickstoffatmosphäre in abs. Dioxan (11 mL) gelöst und die Lösung 30 min.
mit Stickstoff entgast. Anschließend wurde auf 60 °C erwärmt und eine Spatelspitze AIBN
hinzugefügt. Es wurde 16 h bei 60 °C gerührt, nach dem Abkühlen i. Vak. eingeengt und
säulenchromatographisch gereinigt (Kieselgel, Korngröße 0.040-0.063 mm,
Cyclohexan/Ethylacetat, 1:1). Es wurde ein fester, oranger Schaum erhalten.
Ausbeute: 353 mg (261 µmol, 73 %, M = 1352.44 g/mol, C66H73N5O24S).
DC (Cyclohexan/Ethylacetat, 1:1): Rf = 0.19.
Drehwert [α]D23 = + 72.7 ° (c = 4.0, DCM).
IR (ATR-IR) ν = 1745, 1597, 1497, 1367, 1213, 1127, 1029, 979, 841 cm-1.
HRESI-MS m/z = 1352.4421 [M]+ (M = 1352.4400, ber. für C66H73N5O24S).
1H-NMR (500.13 MHz, 299.1 K, CDCl3, TMS): δ = 7.90-7.85 (m, 8H, Ar-Hortho, Ar-Hortho‘),
7.37-7.28 (m, 5H, Ar-HCbz), 7.23-7.18 (m, 4H, Ar-Hmeta‘), 7.05-7.00 (m, 4H, Ar-Hmeta), 5.61 (d,
142 5 Experimenteller Teil
3J1,2 = 1.7 Hz, 2H, H-1), 5.58 (dd, 3J3,4 = 10.0 Hz, 3J2,3 =3.5 Hz, 2H, H-3), 5.48 (dd, 3J2,3 = 3.5
Hz, 3J1,2 = 1.8 Hz, 2H, H-2), 5.38 (t, 3J3,4 = 10.0 Hz, 3J4,5 = 10.0 Hz, 2H, H-4), 5.10 (s, 2H,
CH2ArCbz), 4.29 (dd, 2J6,6‘ = 12.4 Hz, 3J5,6 = 5.6 Hz, 2H, H-6), 4.27-4.21 (m, 4H, ArOCH2CH),
4.14-4.06 (m, 4H, H-5, H-6‘), 3.43 (dd, 2JCHHNH,CHHNH = 12.1 Hz, 3JSCH2CH2,CH2NH = 6.4 Hz, 2H,
CH2NH), 2.89 (d, 3JCHCH2S,CHCH2S = 6.7 Hz, 2H, CHCH2S), 2.72 (t, 3JSCH2,CHHNH = 6.2 Hz,
3JSCH2,CHHNH = 6.2 Hz, 2H, SCH2CH2), 2.59-2.55 (m, 1H, ArOCH2CH), 2.21, 2.06, 2.05, 2.03
(je s, COCH3) ppm.
13C-NMR (125.76 MHz, 299.9 K, CDCl3, TMS): δ = 170.5, 170.0, 169.9, 169.7 (8C, COCH3),
160.9 (2C, Ar-Cpara‘), 157.2 (2C, Ar-Cpara), 148.5 (2C, Ar-Cipso‘), 147.2 (2C, Ar-Cipso), 136.4
(Ar-Cipso-Cbz), 128.5 (2CH, Ar-Cmeta-Cbz), 128.2 (Ar-Cpara-Cbz), 128.1 (2CH, Ar-Cotho-Cbz), 124.6
(4CH, Ar-Cortho‘), 124.3 (4CH, Ar-Cortho), 116.7 (4CH, Ar-Cmeta), 114.8 (4CH, Ar-Cmeta‘), 95.7
(2CH, C-1), 69.4 (2CH, C-5), 69.3 (2CH, C-2), 68.8 (2CH, C-3), 67.2 (2CH2, ArOCH2), 66.8
(CH2ArCbz) 65.9 (2CH, C-4), 62.1 (2CH2, C-6), 40.1 (CH2NH), 39.3 (CH(CH2)3),32.9
(SCH2CH2), 30.4 (CHCH2S) 20.9, 20.7 (8CH3, COCH3) ppm.
Divalentes Glycodendron(2,3,4,6-tetra-O-acetyl-α-D-mannopyranosyl)-S-ethylamin 85
Die divalente Verbindung 84 (100 mg, 74.0 µmol) wurde in abs. Acetonitril (5 mL) gelöst und
unter Stickstoffatmosphäre bei -5 °C mit Chlortrimethylsilan (14 µL, 96.2 µmol) versetzt. Es
wurde 45 min. gerührt und erneut Chlortrimethylsilan (14 µL, 96.2 µmol) hinzugefügt. Es
wurde 30 min. bei -5 °C gerührt und mit Methanol (5 mL) verdünnt. Es wurde 15 min. bei
Raumtemp. gerührt und anschließend das Lösungsmittel i. Vak. entfernt. Der Rückstand wurde
säulenchromatographisch gereinigt (Kieselgel, Korngröße 0.040-0.063 mm,
Ethylacetat/Methanol, 5:1). Es wurde ein tiefroter Feststoff erhalten.
Ausbeute: 90.0 mg (73.9 µmol, quant., M = 1218.40 g/mol, C58H67N5O22S).
DC (Ethylacetat/Methanol, 1:1): Rf = 0.43.
Literaturverzeichnis 143
Drehwert [α]D23 = - 11.0 ° (c = 1.6, DCM).
IR (ATR-IR) ν = 3472, 2930, 1742, 1597, 1496, 1367, 1212, 1127, 1029, 840 cm-1.
ESI-MS m/z = 1218.64 [M]+.
1H-NMR (600.13 MHz, 300.0 K, MeOD, TMS): δ = 7.87 (d, 3JAr-ortho,Ar-meta = 9.0 Hz, 8H, Ar-
Hortho, Ar-Hortho‘), 7.28 (d, 3JAr-ortho,Ar-meta = 9.0 Hz, 4H, Ar-Hmeta‘), 7.13 (d, 3JAr-ortho,Ar-meta = 9.0
Hz, 4H, Ar-Hmeta), 5.74 (s, 2H, H-1), 5.53-5.46 (m, 4H, H-2, H-3), 5.33 (t, 3J3,4 = 9.7 Hz, 3J4,5
= 9.7 Hz, 2H, H-4), 4.34 (ddd, 2J = 20.6 Hz, 3J = 9.6 Hz, 3J = 5.6 Hz, 4H, ArOCH2CH), 4.24
(dd, 2J6,6‘ = 12.0 Hz, 3J5,6 = 5.2 Hz, 2H, H-6), 4.13-4.06 (m, 4H, H-5, H-6‘), 3.20 (t,
3JSCHHCH2,SCH2CHH = 6.7 Hz, 3JSCHHCH2,SCH2CHH = 6.7 Hz, 2H, SCH2CH2), 2.98 (d, 3JCHCH2S,CHCH2S
= 6.8 Hz, 2H, CHCH2S), 2.89 (t, 3JSCHHCH2,SCH2CHH = 6.7 Hz, 3JSCHHCH2,SCH2CHH = 6.7 Hz, 2H,
SCH2CH2), 2.66-2.58 (m, 1H, ArOCH2CH), 2.19, 2.06, 2.01, 1.96 (je s, COCH3) ppm.
13C-NMR (150.92 MHz, 300.0 K, MeOD, TMS): δ = 172.3, 171.6, 171.5 (8C, COCH3), 162.7
(2C, Ar-Cpara‘), 158.8 (2C, Ar-Cpara), 149.8 (2C, Ar-Cipso‘), 148.5 (2C, Ar-Cipso), 125.6 (4CH,
Ar-Cortho‘), 125.3 (4CH, Ar-Cortho), 118.2 (4CH, Ar-Cmeta), 116.1 (4CH, Ar-Cmeta‘), 97.1 (2CH,
C-1), 70.9 (2CH, C-5), 70.6 (2CH, C-2), 70.4 (2CH, C-3), 68.5 (2CH2, ArOCH2), 67.1 (2CH,
C-4), 63.4 (2CH2, C-6), 40.6 (CH(CH2)2), 39.9 (CH2, SCH2CH2), 31.3 (CH2, CHCH2S), 30.7
(CH2, SCH2CH2) 20.9, 20.7, 20.6 (8CH3, COCH3) ppm.
Divalentes Glycodendron(2-desoxy-2[(2,2,2-trifluoracetyl)amino]-3,4,6-tri-O-acetyl-α-D-
glucopyranosyl)-S-(N-benzyloxycarbonyl)-ethylamin 86
Das homodivalente Azobenzolglycosid 74 (96.0 mg, 77.0 µmol) wurde mit dem Cysteamin-
Derivat 82 (168 mg, 770 µmol) unter Stickstoffatmosphäre in abs. Dioxan (3 mL) gelöst und
das Reaktionsgemisch 1 h entgast. Anschließend wurde bei 60 °C eine Spatelspitze AIBN
hinzugefügt und 64 h bei 60 °C gerührt. Das Lösungsmittel wurde i. Vak. entfernt und der
Rückstand säulenchromatographisch gereinigt (Kieselgel, Korngröße 0.040-0.063 mm,
Cyclohexan/Ethylacetat, 2:3). Es wurde ein oranger, amorpher Feststoff erhalten.
144 5 Experimenteller Teil
Ausbeute: 83.0 mg (570 µmol, 74 %, M = 1457.41 gmol-1, C66H69F6N7O22S).
DC (Cyclohexan/Ethylacetat, 2:3): Rf = 0.31.
Drehwert [α]D23 = - 37.0 ° (c = 0.01, DCM).
IR (ATR-IR) ν = 1743, 1708, 1597, 1497, 1368, 1212, 1075, 1032, 841 cm-1.
HRESI-MS m/z = 1458.4171 [M]+ (M = 1458.4154, ber. C66H69F6N7O22S).
1H-NMR (500.13 MHz, 300.2 K, CDCl3+DMSO-d6): δ = 8.69 (d, 3J2,NHTFA = 9.2 Hz, 2H,
NHTFA), 7.89-7.76 (m, 8H, Ar-Hortho, Ar-Hortho‘),7.35-7.27 (m, 5H, Ar-HCbz), 7.11-7.04 (m,
4H, Ar-Hmeta), 7.00 (d, 3JAr-H-meta‘,Ar-H-ortho‘ = 9.0 Hz, 4H, Ar-Hmeta‘), 5.39 (dd, 3J2,3 = 10.5 Hz,
3J3,4 = 9.2 Hz, 2H, H-3), 5.34 (d, 3J1,2 = 8.3 Hz, 2H, H-1), 5.12 (t, 3J3,4 = 9.7 Hz, 3J4,5 = 9.7 Hz,
2H, H-4), 5.07 (s, 2H, CH2ArCbz), 4.38 (dd, 3J1,2 = 19.0 Hz, 3J2,NHTFA = 9.0 Hz, 2H, H-2), 4.29
(dd, 2J6,6‘ = 12.4 Hz, 3J5,6 = 5.6 Hz, 2H, H-6), 4.25-4.20 (m, 4H, CH(CH2)2), 4.17 (dd, 2J6,6‘ =
12.4 Hz, 3J5,6 = 2.4 Hz, 2H, H-6‘), 3.91 (ddd, 3J4,5 = 10.0 Hz, 3J5,6 = 5.6 Hz, 3J5,6‘ = 2.4 Hz, 2H,
H-5), 3.43-3.37 (m, 2H, CH2NH), 2.86 (d, 3JCHCH2S,CHCH2S = 6.9 Hz, 2H, CHCH2S), 2.69 (t,
3JSCH2,CHHNH = 6.6 Hz, 3JSCH2,CHHNH = 6.6 Hz, 2H, SCH2CH2), 2.57-2.52 (m, 1H, CH(CH2)2),
2.08, 2.03, 2.02 (je s, 18H, COCH3) ppm.
13C-NMR (125.77 MHz, 300.2 K, CDCl3+DMSO-d6): δ = 170.6, 170.5, 169.4 (6C, COCH3),
160.9 (2C, Ar-Cpara‘), 158.7 (2C, Ar-Cpara), 148.6 (2C, Ar-Cipso), 147.1 (2C, Ar-Cipso‘), 128.5
(2CH, Ar-Cmeta-Cbz), 128.2 (Ar-Cpara-Cbz), 128.1 (2CH, Ar-Cortho-Cbz), 124.6 (Ar-Cortho), 124.1
(Ar-Cortho‘), 117.2 (Ar-Cmeta‘), 114.8 (Ar-Cmeta), 98.6 (2CH, C-1), 72.2 (2CH, C-3), 72.1 (2CH,
C-5), 68.6 (2CH, C-4), 67.1 (2CH2, CH(CH2)2), 66.7 (CH2ArCbz), 62.1 (2CH2, C-6), 54.1 (2CH,
C-2), 40.1 (CH2NH), 39.3 (CH(CH2)3), 32.8 (SCH2CH2), 30.4 (CHCH2S), 20.7, 20.6, 20.4
(6CH3, COCH3) ppm.
Literaturverzeichnis 145
6 Anhang
6.1 1H-NMR- und 13C-NMR-Spektren neuer Verbindungen
Abb. 78: 1H-NMR-Spektrum von Verbindung 11 (500 MHz, CDCl3, 300 K).
146 6 Anhang
Abb. 79: 1H-NMR-Spektrum von Verbindung 12 (600 MHz, D2O, 300 K).
Abb. 80: 1H-NMR-Spektrum von Verbindung 12 (600 MHz, D2O, 300 K).
Literaturverzeichnis 147
Abb. 81: 1H-NMR-Spektrum von Verbindung 13 (500 MHz, CDCl3, 300 K).
Abb. 82: 13C-NMR-Spektrum von Verbindung 13 (500 MHz, CDCl3, 300 K).
148 6 Anhang
Abb. 83: 1H-NMR-Spektrum von Verbindung 50 (500 MHz, CDCl3, 300 K).
Abb. 84: 13C-NMR-Spektrum von Verbindung 50 (500 MHz, CDCl3, 300 K).
Literaturverzeichnis 149
Abb. 85: 1H-NMR-Spektrum von Verbindung 51 (500 MHz, CDCl3, 300 K).
Abb. 86: 1H-NMR-Spektrum von Verbindung 52 (600 MHz, CDCl3, 300 K).
150 6 Anhang
Abb. 87: 13C-NMR-Spektrum von Verbindung 52 (600 MHz, CDCl3, 300 K).
Abb. 88: 1H-NMR-Spektrum von Verbindung 71 (500 MHz, CDCl3, DMSO-d6, 300 K).
Literaturverzeichnis 151
Abb. 89: 13C-NMR-Spektrum von Verbindung 71 (500 MHz, CDCl3, DMSO-d6, 300 K).
Abb. 90: 1H-NMR-Spektrum von Verbindung 72 (500 MHz, CDCl3, 300 K).
152 6 Anhang
Abb. 91: 1H-NMR-Spektrum von Verbindung 74 (500 MHz, CDCl3, DMSO-d6, 300 K).
Abb. 92: 13C-NMR-Spektrum von Verbindung 74 (500 MHz, CDCl3, DMSO-d6, 300 K).
Literaturverzeichnis 153
Abb. 93: 1H-NMR-Spektrum von Verbindung 75 (600 MHz, CDCl3, 300 K).
Abb. 94: 13C-NMR-Spektrum von Verbindung 75 (600 MHz, CDCl3, 300 K).
154 6 Anhang
Abb. 95: 1H-NMR-Spektrum von Verbindung 76 (500 MHz, CDCl3, 300 K).
Abb. 96: 13C-NMR-Spektrum von Verbindung 76 (500 MHz, CDCl3, 300 K).
Literaturverzeichnis 155
Abb. 97: 1H-NMR-Spektrum von Verbindung 77 (500 MHz, CDCl3, 300 K).
Abb. 98: 1H-NMR-Spektrum von Verbindung 78 (500 MHz, CDCl3, 300 K).
156 6 Anhang
Abb. 99: 13C-NMR-Spektrum von Verbindung 78 (500 MHz, CDCl3, 300 K).
Abb. 100: 1H-NMR-Spektrum von Verbindung 79 (500 MHz, DMSO-d6, 300 K).
Literaturverzeichnis 157
Abb. 101: 13C-NMR-Spektrum von Verbindung 79 (500 MHz, DMSO-d6, 300 K).
Abb. 102: 1H-NMR-Spektrum von Verbindung 83 (500 MHz, CDCl3, 300 K).
158 6 Anhang
Abb. 103: 13C-NMR-Spektrum von Verbindung 83 (500 MHz, CDCl3, 300 K).
Abb. 104: 1H-NMR-Spektrum von Verbindung 84 (500 MHz, CDCl3, 300 K).
Literaturverzeichnis 159
Abb. 105: 13C-NMR-Spektrum von Verbindung 84 (500 MHz, CDCl3, 300 K).
Abb. 106: 1H-NMR-Spektrum von Verbindung 85 (600 MHz, MeOD, 300 K).
160 6 Anhang
Abb. 107: 1H-NMR-Spektrum von Verbindung 86 (500 MHz, CDCl3, 300 K).
Abb. 108: 13C-NMR-Spektrum von Verbindung 86 (500 MHz, CDCl3, 300 K).
Literaturverzeichnis 161
6.2 Dockingergebnisse mit Glide (Schrödinger-Software)
Tab. 5: Docking-Ergebnis für Ligand 1 in der open gate-Konformation (1KLF) von FimH.
docking
score
XP
GScore
glide
gscore
glide
evdw
glide
ecoul
glide
energy
glide
einternal
glide
emodel
XP
HBond
glide
ligand
efficiency
1 -11.622 -11.622 -11.622 -27.567 -44.386 -71.953 0.000 -112.551 -9.074 -0.200
2 -11.581 -11.581 -11.581 -25.028 -39.811 -64.838 6.332 -100.066 -8.634 -0.200
3 -11.226 -11.226 -11.226 -28.736 -40.403 -69.140 7.970 -111.954 -9.106 -0.194
4 -11.078 -11.078 -11.078 -26.999 -37.094 -64.093 6.027 -97.745 -7.687 -0.191
5 -11.027 -11.027 -11.027 -29.541 -37.012 -66.553 11.400 -96.033 -7.223 -0.190
6 -10.963 -10.963 -10.963 -18.982 -45.479 -64.461 7.689 -109.412 -7.498 -0.189
7 -10.963 -10.963 -10.963 -31.428 -38.565 -69.993 6.266 -98.139 -5.683 -0.189
8 -10.948 -10.948 -10.948 -31.576 -39.314 -70.889 0.000 -111.668 -6.608 -0.189
9 -10.944 -10.944 -10.944 -33.539 -35.852 -69.390 17.774 -93.049 -7.521 -0.189
10 -10.941 -10.941 -10.941 -30.031 -40.293 -70.324 8.585 -107.154 -7.487 -0.189
11 -10.938 -10.938 -10.938 -25.483 -40.899 -66.382 0.000 -104.146 -7.929 -0.189
12 -10.885 -10.885 -10.885 -34.069 -38.757 -72.827 12.042 -101.767 -6.804 -0.188
13 -10.872 -10.872 -10.872 -34.189 -34.020 -68.209 0.000 -104.738 -6.261 -0.187
14 -10.870 -10.870 -10.870 -20.391 -43.884 -64.274 9.335 -96.108 -7.785 -0.187
15 -10.843 -10.843 -10.843 -33.236 -37.677 -70.913 0.000 -107.095 -6.791 -0.187
16 -10.841 -10.841 -10.841 -34.534 -37.405 -71.939 8.664 -95.601 -6.770 -0.187
17 -10.813 -10.813 -10.813 -33.546 -38.411 -71.957 10.869 -97.052 -5.256 -0.186
18 -10.811 -10.811 -10.811 -33.877 -36.125 -70.002 5.942 -94.961 -6.729 -0.186
19 -10.775 -10.775 -10.775 -32.981 -38.673 -71.653 7.597 -96.638 -6.114 -0.186
20 -10.761 -10.761 -10.761 -29.638 -40.856 -70.493 16.619 -100.419 -7.590 -0.186
21 -10.759 -10.759 -10.759 -26.472 -41.613 -68.085 12.969 -94.907 -7.663 -0.186
22 -10.749 -10.749 -10.749 -21.411 -39.654 -61.065 9.444 -89.855 -7.241 -0.185
23 -10.694 -10.694 -10.694 -33.042 -39.153 -72.195 8.791 -100.587 -6.671 -0.184
24 -10.694 -10.694 -10.694 -34.577 -39.007 -73.584 9.754 -93.748 -7.306 -0.184
25 -10.694 -10.694 -10.694 -32.236 -38.819 -71.055 9.975 -93.315 -6.001 -0.184
26 -10.692 -10.692 -10.692 -32.121 -37.925 -70.046 8.647 -104.444 -7.458 -0.184
27 -10.692 -10.692 -10.692 -23.644 -38.198 -61.842 8.388 -100.809 -6.397 -0.184
28 -10.692 -10.692 -10.692 -28.610 -39.045 -67.656 4.922 -105.167 -8.021 -0.184
29 -10.673 -10.673 -10.673 -31.034 -38.266 -69.300 4.152 -100.282 -6.743 -0.184
30 -10.670 -10.670 -10.670 -28.732 -41.574 -70.306 10.079 -110.032 -6.004 -0.184
31 -10.666 -10.666 -10.666 -30.491 -38.365 -68.855 13.686 -96.923 -6.489 -0.184
32 -10.654 -10.654 -10.654 -31.589 -38.884 -70.473 12.133 -98.844 -5.774 -0.184
33 -10.651 -10.651 -10.651 -26.003 -43.346 -69.348 13.126 -101.924 -6.784 -0.184
34 -10.648 -10.648 -10.648 -22.139 -40.392 -62.531 10.388 -94.910 -6.280 -0.184
35 -10.632 -10.632 -10.632 -32.832 -38.192 -71.025 16.713 -94.697 -6.158 -0.183
36 -10.627 -10.627 -10.627 -30.882 -37.648 -68.530 8.506 -98.073 -7.871 -0.183
37 -10.601 -10.601 -10.601 -30.047 -39.601 -69.648 0.000 -105.007 -7.212 -0.183
38 -10.587 -10.587 -10.587 -25.428 -42.131 -67.559 11.443 -99.262 -7.292 -0.183
39 -10.571 -10.571 -10.571 -34.225 -37.462 -71.688 0.000 -108.363 -6.800 -0.182
40 -10.549 -10.549 -10.549 -32.010 -36.872 -68.882 10.970 -89.783 -7.267 -0.182
41 -10.544 -10.544 -10.544 -20.839 -40.853 -61.691 15.625 -103.042 -7.747 -0.182
162 6 Anhang
42 -10.525 -10.525 -10.525 -29.951 -39.114 -69.065 14.162 -98.377 -7.049 -0.181
43 -10.520 -10.520 -10.520 -33.787 -37.046 -70.833 18.833 -93.855 -5.274 -0.181
44 -10.512 -10.512 -10.512 -29.240 -39.247 -68.487 9.473 -94.580 -6.668 -0.181
45 -10.511 -10.511 -10.511 -25.051 -41.931 -66.982 7.168 -102.605 -6.752 -0.181
46 -10.509 -10.509 -10.509 -28.777 -42.859 -71.635 8.803 -105.802 -5.167 -0.181
47 -10.467 -10.467 -10.467 -29.561 -40.911 -70.472 5.822 -100.865 -7.192 -0.180
48 -10.460 -10.460 -10.460 -34.123 -38.470 -72.593 11.163 -102.940 -7.427 -0.180
49 -10.438 -10.438 -10.438 -29.083 -38.208 -67.292 9.400 -93.045 -6.297 -0.180
50 -10.432 -10.432 -10.432 -35.287 -36.616 -71.903 9.560 -103.158 -6.552 -0.180
51 -10.427 -10.427 -10.427 -31.050 -36.379 -67.428 15.066 -94.911 -7.257 -0.180
52 -10.421 -10.421 -10.421 -22.352 -39.197 -61.550 10.633 -100.529 -7.631 -0.180
53 -10.365 -10.365 -10.365 -22.930 -41.753 -64.683 0.000 -95.699 -7.204 -0.179
54 -10.349 -10.349 -10.349 -28.904 -36.640 -65.544 0.000 -96.111 -7.404 -0.178
55 -10.325 -10.325 -10.325 -21.086 -39.782 -60.868 8.644 -98.965 -5.702 -0.178
56 -10.321 -10.321 -10.321 -29.310 -36.687 -65.997 11.706 -99.404 -7.075 -0.178
57 -10.317 -10.317 -10.317 -30.065 -38.799 -68.863 16.036 -99.660 -5.750 -0.178
58 -10.260 -10.260 -10.260 -24.447 -39.787 -64.233 7.490 -94.565 -4.336 -0.177
59 -10.249 -10.249 -10.249 -28.563 -40.135 -68.697 8.185 -99.051 -6.347 -0.177
60 -10.242 -10.242 -10.242 -34.817 -37.882 -72.699 12.240 -106.756 -6.821 -0.177
61 -10.239 -10.239 -10.239 -32.679 -40.064 -72.743 13.190 -102.176 -6.688 -0.177
62 -10.221 -10.221 -10.221 -28.122 -39.487 -67.610 13.229 -92.942 -6.315 -0.176
63 -10.198 -10.198 -10.198 -34.102 -37.477 -71.578 12.002 -96.402 -6.473 -0.176
64 -10.190 -10.190 -10.190 -23.693 -39.285 -62.978 0.000 -96.280 -7.225 -0.176
65 -10.186 -10.186 -10.186 -30.426 -37.125 -67.551 0.000 -102.850 -7.474 -0.176
66 -10.171 -10.171 -10.171 -23.364 -37.044 -60.408 7.529 -93.236 -6.835 -0.175
67 -10.170 -10.170 -10.170 -30.797 -35.390 -66.187 9.935 -91.573 -7.022 -0.175
68 -10.168 -10.168 -10.168 -22.270 -39.260 -61.530 0.000 -99.687 -7.330 -0.175
69 -10.147 -10.147 -10.147 -32.535 -38.910 -71.445 5.733 -100.973 -5.680 -0.175
70 -10.142 -10.142 -10.142 -32.229 -36.696 -68.926 13.677 -88.031 -6.743 -0.175
71 -10.142 -10.142 -10.142 -27.301 -38.124 -65.425 8.048 -101.170 -5.876 -0.175
72 -10.129 -10.129 -10.129 -29.688 -38.195 -67.883 4.896 -98.640 -6.421 -0.175
73 -10.109 -10.109 -10.109 -24.955 -41.389 -66.345 10.105 -89.004 -6.721 -0.174
74 -10.095 -10.095 -10.095 -28.600 -37.879 -66.480 12.740 -89.392 -6.320 -0.174
75 -10.070 -10.070 -10.070 -26.188 -39.916 -66.104 14.919 -91.868 -6.382 -0.174
76 -10.058 -10.058 -10.058 -21.069 -40.700 -61.768 11.031 -99.660 -6.766 -0.173
77 -10.056 -10.056 -10.056 -26.439 -37.041 -63.480 12.754 -89.362 -7.152 -0.173
78 -10.039 -10.039 -10.039 -30.711 -37.043 -67.753 7.790 -99.121 -7.223 -0.173
79 -10.039 -10.039 -10.039 -32.610 -38.830 -71.439 15.293 -101.888 -6.348 -0.173
80 -10.037 -10.037 -10.037 -32.437 -39.092 -71.530 7.269 -102.765 -6.732 -0.173
81 -10.028 -10.028 -10.028 -35.019 -37.430 -72.449 13.657 -98.313 -7.064 -0.173
82 -10.006 -10.006 -10.006 -30.905 -40.041 -70.946 13.195 -100.353 -6.211 -0.173
83 -9.985 -9.985 -9.985 -30.756 -36.603 -67.359 7.613 -101.179 -6.836 -0.172
84 -9.983 -9.983 -9.983 -34.327 -36.448 -70.775 6.289 -100.501 -6.843 -0.172
85 -9.969 -9.969 -9.969 -30.397 -38.174 -68.571 4.844 -95.268 -6.804 -0.172
86 -9.965 -9.965 -9.965 -26.600 -42.723 -69.322 9.785 -106.877 -7.763 -0.172
87 -9.962 -9.962 -9.962 -29.730 -36.868 -66.599 0.000 -99.670 -6.094 -0.172
Literaturverzeichnis 163
88 -9.938 -9.938 -9.938 -30.702 -37.625 -68.326 8.634 -100.916 -6.763 -0.171
89 -9.927 -9.927 -9.927 -29.130 -38.997 -68.127 8.285 -94.704 -6.246 -0.171
90 -9.922 -9.922 -9.922 -24.231 -40.497 -64.728 0.000 -100.408 -6.902 -0.171
91 -9.918 -9.918 -9.918 -32.963 -36.855 -69.818 6.110 -99.155 -6.826 -0.171
92 -9.908 -9.908 -9.908 -26.108 -38.405 -64.513 11.204 -91.659 -5.854 -0.171
93 -9.884 -9.884 -9.884 -27.950 -36.219 -64.169 5.952 -89.564 -6.662 -0.170
94 -9.862 -9.862 -9.862 -32.333 -31.453 -63.786 0.000 -97.414 -5.608 -0.170
95 -9.848 -9.848 -9.848 -32.099 -38.132 -70.231 5.508 -104.381 -6.727 -0.170
96 -9.813 -9.813 -9.813 -27.294 -37.034 -64.328 7.282 -95.418 -6.570 -0.169
97 -9.791 -9.791 -9.791 -35.085 -39.901 -74.987 8.626 -101.000 -6.311 -0.169
98 -9.781 -9.781 -9.781 -27.633 -42.446 -70.079 15.315 -97.617 -6.866 -0.169
99 -9.755 -9.755 -9.755 -28.315 -39.998 -68.313 8.911 -103.983 -6.682 -0.168
100 -9.751 -9.751 -9.751 -29.973 -37.483 -67.456 9.596 -107.282 -6.604 -0.168
101 -9.737 -9.737 -9.737 -24.819 -40.499 -65.318 6.410 -98.600 -5.928 -0.168
102 -9.727 -9.727 -9.727 -32.730 -39.923 -72.653 10.885 -101.684 -5.849 -0.168
103 -9.726 -9.726 -9.726 -34.050 -39.672 -73.722 12.888 -100.515 -7.746 -0.168
104 -9.724 -9.724 -9.724 -25.219 -40.130 -65.349 11.507 -99.528 -6.279 -0.168
105 -9.716 -9.716 -9.716 -29.813 -35.623 -65.437 6.836 -96.421 -6.326 -0.168
106 -9.715 -9.715 -9.715 -15.371 -36.660 -52.031 7.312 -99.611 -5.759 -0.168
107 -9.700 -9.700 -9.700 -27.250 -39.287 -66.537 7.159 -92.872 -5.467 -0.167
108 -9.694 -9.694 -9.694 -28.753 -36.144 -64.897 7.488 -96.024 -6.338 -0.167
109 -9.694 -9.694 -9.694 -32.693 -35.767 -68.460 8.541 -99.221 -6.974 -0.167
110 -9.657 -9.657 -9.657 -31.225 -40.854 -72.079 7.261 -102.460 -6.329 -0.166
111 -9.655 -9.655 -9.655 -28.786 -37.381 -66.167 8.483 -90.775 -5.813 -0.166
112 -9.597 -9.597 -9.597 -30.180 -39.210 -69.390 6.852 -109.444 -6.263 -0.165
113 -9.567 -9.567 -9.567 -22.859 -40.561 -63.420 11.720 -92.748 -6.227 -0.165
114 -9.558 -9.558 -9.558 -27.376 -42.795 -70.171 8.126 -101.662 -5.253 -0.165
115 -9.555 -9.555 -9.555 -32.422 -35.160 -67.582 11.081 -97.122 -5.852 -0.165
116 -9.552 -9.552 -9.552 -24.994 -35.950 -60.943 9.563 -88.560 -6.398 -0.165
117 -9.509 -9.509 -9.509 -32.298 -36.077 -68.376 7.006 -103.494 -6.277 -0.164
118 -9.489 -9.489 -9.489 -29.747 -35.959 -65.705 6.389 -88.105 -5.082 -0.164
119 -9.489 -9.489 -9.489 -31.221 -38.983 -70.204 7.115 -109.768 -6.681 -0.164
120 -9.425 -9.425 -9.425 -29.820 -41.936 -71.756 9.824 -100.156 -5.338 -0.163
121 -9.416 -9.416 -9.416 -31.261 -37.560 -68.821 0.000 -105.931 -6.053 -0.162
122 -9.404 -9.404 -9.404 -28.228 -37.444 -65.673 0.000 -97.497 -6.751 -0.162
123 -9.401 -9.401 -9.401 -30.041 -41.524 -71.565 9.845 -102.040 -6.158 -0.162
124 -9.395 -9.395 -9.395 -29.489 -36.001 -65.490 6.065 -100.551 -6.609 -0.162
125 -9.386 -9.386 -9.386 -30.241 -36.376 -66.618 8.562 -98.030 -6.162 -0.162
126 -9.384 -9.384 -9.384 -27.865 -41.902 -69.768 5.478 -106.540 -6.743 -0.162
127 -9.356 -9.356 -9.356 -26.249 -41.557 -67.805 5.723 -92.664 -5.961 -0.161
128 -9.349 -9.349 -9.349 -31.418 -32.694 -64.112 7.406 -96.064 -5.679 -0.161
129 -9.347 -9.347 -9.347 -31.278 -35.244 -66.522 0.000 -102.009 -6.283 -0.161
130 -9.327 -9.327 -9.327 -27.322 -43.115 -70.437 6.819 -100.686 -7.025 -0.161
131 -9.325 -9.325 -9.325 -32.074 -38.185 -70.258 0.000 -106.694 -7.250 -0.161
132 -9.302 -9.302 -9.302 -32.924 -35.325 -68.248 13.068 -95.695 -5.782 -0.160
133 -9.300 -9.300 -9.300 -26.891 -36.896 -63.786 8.223 -104.093 -5.812 -0.160
164 6 Anhang
134 -9.299 -9.299 -9.299 -29.790 -36.755 -66.545 5.464 -102.787 -7.322 -0.160
135 -9.292 -9.292 -9.292 -32.115 -38.190 -70.305 5.639 -103.444 -5.123 -0.160
136 -9.217 -9.217 -9.217 -29.696 -38.841 -68.537 6.222 -99.521 -6.509 -0.159
137 -9.202 -9.202 -9.202 -35.250 -33.546 -68.796 14.063 -103.610 -6.207 -0.159
138 -9.174 -9.174 -9.174 -20.997 -33.641 -54.639 5.947 -92.975 -6.326 -0.158
139 -9.164 -9.164 -9.164 -24.134 -38.471 -62.606 4.370 -98.041 -6.336 -0.158
140 -9.154 -9.154 -9.154 -26.214 -38.584 -64.798 8.526 -92.489 -6.431 -0.158
141 -9.135 -9.135 -9.135 -30.417 -36.212 -66.629 8.981 -102.705 -6.014 -0.158
142 -9.084 -9.084 -9.084 -23.591 -38.089 -61.680 7.438 -101.388 -4.577 -0.157
143 -9.053 -9.053 -9.053 -32.218 -38.047 -70.265 8.701 -103.658 -5.745 -0.156
144 -9.029 -9.029 -9.029 -24.293 -39.443 -63.735 12.079 -86.461 -5.195 -0.156
145 -8.970 -8.970 -8.970 -31.784 -37.851 -69.636 0.000 -102.223 -5.810 -0.155
146 -8.946 -8.946 -8.946 -23.656 -41.796 -65.452 7.351 -103.294 -5.752 -0.154
147 -8.646 -8.646 -8.646 -28.761 -36.961 -65.722 8.239 -101.226 -6.174 -0.149
148 -7.644 -7.644 -7.644 -32.071 -37.278 -69.349 10.099 -110.121 -6.162 -0.132
Tab. 6: Docking-Ergebnis für Ligand 1 in der closed gate-Konformation (1UWF) von FimH.
docking
score
XP
GScore
glide
gscore
glide
evdw
glide
ecoul
glide
energy
glide
einternal
glide
emodel
XP
HBond
glide
ligand
efficiency
1 -12.419 -12.419 -12.419 -36.409 -37.692 -74.101 4.327 -123.045 -6.218 -0.214
2 -12.343 -12.343 -12.343 -33.753 -37.970 -71.724 3.345 -122.749 -5.800 -0.213
3 -12.333 -12.333 -12.333 -35.346 -40.926 -76.272 5.165 -126.652 -6.049 -0.213
4 -12.213 -12.213 -12.213 -36.451 -37.566 -74.016 12.444 -125.546 -6.641 -0.211
5 -12.129 -12.129 -12.129 -35.395 -41.590 -76.985 8.837 -129.959 -5.516 -0.209
6 -12.102 -12.102 -12.102 -34.026 -41.905 -75.931 13.646 -125.355 -5.786 -0.209
7 -12.085 -12.085 -12.085 -34.790 -38.029 -72.819 3.054 -135.302 -8.517 -0.208
8 -12.072 -12.072 -12.072 -37.220 -37.714 -74.934 5.924 -120.800 -5.343 -0.208
9 -12.053 -12.053 -12.053 -34.842 -38.896 -73.738 8.785 -122.120 -7.029 -0.208
10 -11.952 -11.952 -11.952 -34.827 -41.175 -76.002 6.849 -134.517 -6.030 -0.206
11 -11.885 -11.885 -11.885 -35.988 -39.636 -75.625 14.746 -121.190 -5.890 -0.205
12 -11.880 -11.880 -11.880 -36.846 -38.906 -75.752 5.803 -133.659 -8.179 -0.205
13 -11.800 -11.800 -11.800 -35.111 -40.549 -75.660 6.589 -125.167 -5.762 -0.203
14 -11.798 -11.798 -11.798 -35.045 -38.674 -73.719 13.025 -119.799 -5.203 -0.203
15 -11.779 -11.779 -11.779 -28.996 -44.893 -73.888 7.193 -132.337 -5.229 -0.203
16 -11.776 -11.776 -11.776 -31.834 -37.271 -69.105 12.783 -128.262 -6.272 -0.203
17 -11.742 -11.742 -11.742 -35.819 -40.818 -76.637 8.156 -127.213 -5.568 -0.202
18 -11.726 -11.726 -11.726 -35.271 -39.439 -74.710 10.471 -131.186 -5.297 -0.202
19 -11.693 -11.693 -11.693 -36.647 -38.676 -75.323 10.371 -122.648 -5.378 -0.202
20 -11.680 -11.680 -11.680 -35.264 -36.261 -71.525 11.727 -124.032 -5.824 -0.201
21 -11.638 -11.638 -11.638 -37.068 -37.805 -74.874 14.665 -124.569 -5.810 -0.201
22 -11.573 -11.573 -11.573 -33.085 -38.587 -71.671 12.765 -123.493 -5.355 -0.200
23 -11.542 -11.542 -11.542 -36.061 -39.954 -76.015 9.770 -133.198 -5.348 -0.199
24 -11.465 -11.465 -11.465 -33.376 -37.486 -70.862 0.000 -124.486 -6.707 -0.198
25 -11.452 -11.452 -11.452 -37.034 -38.003 -75.037 7.374 -124.451 -5.196 -0.197
26 -11.445 -11.445 -11.445 -34.511 -38.730 -73.241 15.645 -118.923 -5.319 -0.197
Literaturverzeichnis 165
27 -11.423 -11.423 -11.423 -35.488 -32.694 -68.182 7.828 -119.448 -5.838 -0.197
28 -11.402 -11.402 -11.402 -35.808 -39.740 -75.547 7.166 -131.240 -5.302 -0.197
29 -11.389 -11.389 -11.389 -36.341 -38.191 -74.532 8.916 -123.597 -5.091 -0.196
30 -11.380 -11.380 -11.380 -36.967 -43.000 -79.968 10.688 -125.196 -6.824 -0.196
31 -11.355 -11.355 -11.355 -35.049 -37.187 -72.236 11.306 -125.533 -5.728 -0.196
32 -11.352 -11.352 -11.352 -35.556 -38.595 -74.151 2.978 -121.077 -7.717 -0.196
33 -11.348 -11.348 -11.348 -34.330 -39.820 -74.150 7.708 -125.731 -5.941 -0.196
34 -11.322 -11.322 -11.322 -38.265 -35.362 -73.627 12.207 -125.138 -5.332 -0.195
35 -11.306 -11.306 -11.306 -35.657 -37.466 -73.122 11.390 -122.575 -7.025 -0.195
36 -11.297 -11.297 -11.297 -32.936 -42.486 -75.422 9.387 -133.162 -7.544 -0.195
37 -11.277 -11.277 -11.277 -31.491 -36.839 -68.331 0.000 -131.151 -5.745 -0.194
38 -11.263 -11.263 -11.263 -34.956 -38.285 -73.241 13.218 -123.258 -6.753 -0.194
39 -11.259 -11.259 -11.259 -36.026 -39.966 -75.992 9.098 -119.934 -5.826 -0.194
40 -11.235 -11.235 -11.235 -37.779 -35.675 -73.454 8.288 -119.562 -5.901 -0.194
41 -11.125 -11.125 -11.125 -36.452 -39.543 -75.995 8.880 -126.549 -6.084 -0.192
42 -11.099 -11.099 -11.099 -37.382 -37.954 -75.336 6.455 -126.169 -5.271 -0.191
43 -11.053 -11.053 -11.053 -35.868 -36.677 -72.545 19.654 -120.428 -6.286 -0.191
44 -11.040 -11.040 -11.040 -36.533 -39.804 -76.338 0.000 -125.265 -7.295 -0.190
45 -11.025 -11.025 -11.025 -37.560 -38.083 -75.643 20.024 -116.355 -5.898 -0.190
46 -11.003 -11.003 -11.003 -41.432 -36.066 -77.498 7.384 -127.366 -5.683 -0.190
47 -10.972 -10.972 -10.972 -36.668 -38.976 -75.644 11.435 -118.431 -6.836 -0.189
48 -10.970 -10.970 -10.970 -39.439 -37.105 -76.544 7.060 -130.276 -6.254 -0.189
49 -10.948 -10.948 -10.948 -34.964 -36.047 -71.011 13.046 -122.793 -8.356 -0.189
50 -10.938 -10.938 -10.938 -40.353 -40.851 -81.204 11.411 -132.206 -6.972 -0.189
51 -10.921 -10.921 -10.921 -34.112 -42.708 -76.820 9.596 -126.240 -5.314 -0.188
52 -10.867 -10.867 -10.867 -36.211 -39.521 -75.732 0.000 -128.156 -6.073 -0.187
53 -10.856 -10.856 -10.856 -41.272 -35.187 -76.460 9.520 -123.882 -6.070 -0.187
54 -10.828 -10.828 -10.828 -39.733 -39.978 -79.711 10.211 -122.003 -5.801 -0.187
55 -10.821 -10.821 -10.821 -34.190 -34.335 -68.525 10.205 -119.058 -6.201 -0.187
56 -10.788 -10.788 -10.788 -33.698 -39.912 -73.610 4.388 -121.359 -7.571 -0.186
57 -10.721 -10.721 -10.721 -42.596 -35.452 -78.048 9.350 -127.725 -6.141 -0.185
58 -10.705 -10.705 -10.705 -35.545 -41.960 -77.506 8.900 -136.403 -7.213 -0.185
59 -10.673 -10.673 -10.673 -40.969 -35.218 -76.187 8.054 -130.312 -5.944 -0.184
60 -10.658 -10.658 -10.658 -41.437 -33.973 -75.410 4.949 -126.181 -5.712 -0.184
61 -10.653 -10.653 -10.653 -34.933 -34.461 -69.395 6.453 -124.236 -6.915 -0.184
62 -10.650 -10.650 -10.650 -41.884 -34.550 -76.434 6.304 -123.631 -5.781 -0.184
63 -10.620 -10.620 -10.620 -34.538 -37.487 -72.025 13.536 -122.772 -6.669 -0.183
64 -10.615 -10.615 -10.615 -41.397 -39.208 -80.605 9.735 -127.514 -5.113 -0.183
65 -10.572 -10.572 -10.572 -39.190 -33.513 -72.702 6.554 -129.817 -6.322 -0.182
66 -10.564 -10.564 -10.564 -36.799 -37.472 -74.271 9.660 -124.551 -6.157 -0.182
67 -10.534 -10.534 -10.534 -31.317 -36.765 -68.082 11.478 -119.940 -5.806 -0.182
68 -10.529 -10.529 -10.529 -37.436 -33.244 -70.680 7.608 -125.437 -5.319 -0.182
69 -10.527 -10.527 -10.527 -38.017 -36.309 -74.326 7.988 -122.131 -5.744 -0.181
70 -10.495 -10.495 -10.495 -33.164 -38.980 -72.143 4.078 -130.984 -5.823 -0.181
71 -10.483 -10.483 -10.483 -41.590 -35.739 -77.329 9.674 -126.802 -6.263 -0.181
72 -10.482 -10.482 -10.482 -34.189 -34.404 -68.593 6.657 -122.410 -6.276 -0.181
166 6 Anhang
73 -10.471 -10.471 -10.471 -42.792 -34.606 -77.398 10.142 -126.066 -5.215 -0.181
74 -10.460 -10.460 -10.460 -40.045 -35.293 -75.338 0.000 -129.985 -5.302 -0.180
75 -10.451 -10.451 -10.451 -38.307 -37.445 -75.751 9.835 -127.396 -6.776 -0.180
76 -10.445 -10.445 -10.445 -32.986 -39.566 -72.552 0.000 -128.999 -5.698 -0.180
77 -10.441 -10.441 -10.441 -35.489 -37.398 -72.887 12.388 -122.387 -6.327 -0.180
78 -10.438 -10.438 -10.438 -37.308 -38.363 -75.671 6.655 -127.280 -6.280 -0.180
79 -10.415 -10.415 -10.415 -33.958 -35.882 -69.839 0.000 -126.348 -5.305 -0.180
80 -10.387 -10.387 -10.387 -41.837 -35.201 -77.038 10.452 -126.738 -6.174 -0.179
81 -10.379 -10.379 -10.379 -40.521 -38.122 -78.643 6.956 -121.625 -5.238 -0.179
82 -10.371 -10.371 -10.371 -40.830 -37.606 -78.437 12.148 -127.659 -5.531 -0.179
83 -10.365 -10.365 -10.365 -32.824 -38.930 -71.754 0.000 -134.222 -5.533 -0.179
84 -10.359 -10.359 -10.359 -37.483 -39.216 -76.698 10.550 -127.079 -6.852 -0.179
85 -10.350 -10.350 -10.350 -35.131 -36.918 -72.049 7.248 -123.269 -5.804 -0.178
86 -10.348 -10.348 -10.348 -35.576 -39.972 -75.548 0.000 -141.176 -6.325 -0.178
87 -10.348 -10.348 -10.348 -33.530 -40.109 -73.638 10.639 -122.049 -5.163 -0.178
88 -10.346 -10.346 -10.346 -34.975 -37.015 -71.990 0.000 -125.295 -5.370 -0.178
89 -10.336 -10.336 -10.336 -41.276 -35.471 -76.746 3.906 -128.254 -5.783 -0.178
90 -10.323 -10.323 -10.323 -37.984 -38.359 -76.342 4.666 -124.682 -5.464 -0.178
91 -10.308 -10.308 -10.308 -40.990 -33.735 -74.725 10.269 -126.393 -5.729 -0.178
92 -10.301 -10.301 -10.301 -41.182 -34.359 -75.541 8.555 -125.481 -5.930 -0.178
93 -10.287 -10.287 -10.287 -40.688 -34.458 -75.147 0.000 -130.033 -6.200 -0.177
94 -10.270 -10.270 -10.270 -36.848 -34.714 -71.562 15.284 -126.278 -5.389 -0.177
95 -10.257 -10.257 -10.257 -38.543 -37.981 -76.525 6.495 -130.976 -5.751 -0.177
96 -10.246 -10.246 -10.246 -34.574 -35.634 -70.208 10.039 -124.191 -6.282 -0.177
97 -10.237 -10.237 -10.237 -38.299 -39.382 -77.681 4.436 -133.086 -6.776 -0.177
98 -10.235 -10.235 -10.235 -31.699 -39.975 -71.674 11.212 -120.844 -6.759 -0.176
99 -10.233 -10.233 -10.233 -40.449 -33.553 -74.001 6.061 -132.068 -6.179 -0.176
100 -10.232 -10.232 -10.232 -36.495 -36.696 -73.190 7.898 -123.385 -6.789 -0.176
101 -10.227 -10.227 -10.227 -34.228 -37.476 -71.704 0.000 -129.859 -6.661 -0.176
102 -10.225 -10.225 -10.225 -41.158 -33.507 -74.665 11.435 -122.591 -5.657 -0.176
103 -10.217 -10.217 -10.217 -39.681 -32.259 -71.939 9.025 -127.436 -5.004 -0.176
104 -10.195 -10.195 -10.195 -34.389 -35.050 -69.438 7.087 -117.664 -5.096 -0.176
105 -10.171 -10.171 -10.171 -41.722 -32.909 -74.631 8.962 -127.907 -5.903 -0.175
106 -10.159 -10.159 -10.159 -31.307 -37.638 -68.945 11.924 -124.209 -5.707 -0.175
107 -10.103 -10.103 -10.103 -40.550 -33.611 -74.161 7.358 -122.957 -5.140 -0.174
108 -10.068 -10.068 -10.068 -38.775 -35.677 -74.452 4.773 -131.610 -5.967 -0.174
109 -10.047 -10.047 -10.047 -35.695 -37.187 -72.882 12.038 -123.770 -5.643 -0.173
110 -10.046 -10.046 -10.046 -36.128 -36.067 -72.195 7.505 -132.212 -5.786 -0.173
111 -10.032 -10.032 -10.032 -41.833 -34.164 -75.998 11.897 -132.400 -6.082 -0.173
112 -10.030 -10.030 -10.030 -39.714 -35.293 -75.007 0.000 -133.597 -5.649 -0.173
113 -9.981 -9.981 -9.981 -37.167 -36.027 -73.195 6.130 -125.135 -5.779 -0.172
114 -9.944 -9.944 -9.944 -40.070 -34.707 -74.777 10.670 -123.441 -5.582 -0.171
115 -9.913 -9.913 -9.913 -34.968 -38.234 -73.203 13.134 -120.462 -5.704 -0.171
116 -9.898 -9.898 -9.898 -34.361 -37.625 -71.986 4.994 -124.547 -6.333 -0.171
117 -9.888 -9.888 -9.888 -41.316 -32.664 -73.979 11.585 -119.376 -5.783 -0.170
118 -9.884 -9.884 -9.884 -38.787 -37.981 -76.767 7.120 -123.166 -6.424 -0.170
Literaturverzeichnis 167
119 -9.852 -9.852 -9.852 -36.175 -36.274 -72.449 3.069 -125.032 -5.824 -0.170
120 -9.846 -9.846 -9.846 -40.748 -34.142 -74.890 5.779 -127.640 -5.977 -0.170
121 -9.809 -9.809 -9.809 -40.131 -35.635 -75.765 8.949 -123.545 -5.857 -0.169
122 -9.805 -9.805 -9.805 -38.166 -34.970 -73.136 13.914 -127.960 -5.281 -0.169
123 -9.805 -9.805 -9.805 -27.733 -39.381 -67.114 9.810 -122.283 -5.939 -0.169
124 -9.786 -9.786 -9.786 -40.249 -31.504 -71.754 0.000 -126.347 -5.816 -0.169
125 -9.761 -9.761 -9.761 -38.679 -37.594 -76.274 11.125 -125.884 -5.819 -0.168
126 -9.755 -9.755 -9.755 -33.445 -37.734 -71.179 0.000 -127.027 -5.801 -0.168
127 -9.726 -9.726 -9.726 -39.872 -34.983 -74.855 5.144 -127.277 -5.912 -0.168
128 -9.724 -9.724 -9.724 -41.128 -33.811 -74.939 4.756 -124.813 -6.739 -0.168
129 -9.716 -9.716 -9.716 -29.329 -39.505 -68.834 8.381 -118.498 -5.931 -0.168
130 -9.705 -9.705 -9.705 -36.339 -38.118 -74.457 10.477 -122.414 -6.862 -0.167
131 -9.699 -9.699 -9.699 -37.146 -34.685 -71.831 7.644 -127.928 -5.628 -0.167
132 -9.695 -9.695 -9.695 -34.527 -38.089 -72.616 0.000 -127.101 -5.790 -0.167
133 -9.669 -9.669 -9.669 -38.262 -35.621 -73.883 5.680 -122.860 -6.308 -0.167
134 -9.666 -9.666 -9.666 -36.160 -34.822 -70.981 10.973 -127.455 -5.940 -0.167
135 -9.631 -9.631 -9.631 -34.717 -34.972 -69.689 8.491 -125.089 -5.335 -0.166
136 -9.629 -9.629 -9.629 -33.402 -35.121 -68.524 0.000 -125.786 -5.985 -0.166
137 -9.609 -9.609 -9.609 -38.796 -34.183 -72.980 6.261 -128.015 -6.212 -0.166
138 -9.596 -9.596 -9.596 -39.415 -34.663 -74.079 0.000 -124.305 -5.859 -0.165
139 -9.593 -9.593 -9.593 -38.288 -36.596 -74.884 5.418 -127.539 -5.919 -0.165
140 -9.590 -9.590 -9.590 -28.511 -37.378 -65.889 10.598 -122.669 -6.620 -0.165
141 -9.544 -9.544 -9.544 -40.098 -35.594 -75.692 3.590 -134.323 -5.561 -0.165
142 -9.442 -9.442 -9.442 -39.789 -33.416 -73.204 7.966 -125.361 -5.679 -0.163
143 -9.427 -9.427 -9.427 -38.949 -36.784 -75.733 10.956 -123.430 -6.729 -0.163
144 -9.412 -9.412 -9.412 -37.057 -33.292 -70.348 0.000 -126.523 -6.090 -0.162
145 -9.337 -9.337 -9.337 -40.519 -35.613 -76.132 7.309 -127.920 -5.314 -0.161
146 -9.327 -9.327 -9.327 -38.315 -37.526 -75.841 6.660 -128.119 -4.859 -0.161
147 -9.309 -9.309 -9.309 -32.660 -38.261 -70.921 7.007 -126.156 -5.808 -0.161
148 -9.121 -9.121 -9.121 -32.391 -37.011 -69.403 8.267 -124.089 -5.810 -0.157
Tab. 7: Docking-Ergebnis für Ligand 2 in der open gate-Konformation (1KLF) von FimH.
docking
score
XP
GScore
glide
gscore
glide
evdw
glide
ecoul
glide
energy
glide
einternal
glide
emodel
XP
HBond
glide
ligand
efficiency
1 -9.891 -9.891 -9.891 -38.936 -35.018 -73.955 8.583 -101.906 -5.379 -0.155
2 -9.891 -9.891 -9.891 -30.619 -38.402 -69.022 13.060 -90.774 -4.667 -0.155
3 -9.863 -9.863 -9.863 -36.111 -36.968 -73.079 0.000 -94.603 -4.275 -0.154
4 -9.860 -9.860 -9.860 -35.171 -36.847 -72.018 13.006 -90.079 -5.547 -0.154
5 -9.750 -9.750 -9.750 -37.322 -32.802 -70.125 6.763 -89.035 -5.798 -0.152
6 -9.541 -9.541 -9.541 -28.248 -37.704 -65.953 10.015 -80.876 -4.723 -0.149
7 -9.430 -9.430 -9.430 -35.818 -36.114 -71.932 8.743 -85.816 -5.347 -0.147
8 -9.403 -9.403 -9.403 -36.086 -35.636 -71.721 22.335 -90.182 -4.606 -0.147
9 -9.362 -9.362 -9.362 -31.646 -37.603 -69.249 8.063 -91.967 -6.072 -0.146
10 -9.243 -9.243 -9.243 -33.323 -36.574 -69.897 20.337 -86.767 -3.949 -0.144
11 -9.186 -9.186 -9.186 -26.925 -31.592 -58.517 11.813 -77.164 -6.162 -0.144
168 6 Anhang
12 -9.165 -9.165 -9.165 -34.629 -33.491 -68.120 9.529 -79.507 -5.147 -0.143
13 -9.163 -9.163 -9.163 -31.240 -31.853 -63.093 0.000 -94.768 -5.854 -0.143
14 -9.158 -9.158 -9.158 -33.932 -36.163 -70.095 21.139 -94.756 -4.325 -0.143
15 -9.122 -9.122 -9.122 -34.440 -35.276 -69.716 6.044 -83.597 -4.672 -0.143
16 -9.039 -9.039 -9.039 -25.422 -35.856 -61.278 0.000 -88.873 -4.690 -0.141
17 -9.031 -9.031 -9.031 -36.584 -34.601 -71.185 6.975 -91.285 -5.948 -0.141
18 -8.991 -8.991 -8.991 -33.997 -35.711 -69.708 11.612 -86.439 -5.773 -0.140
19 -8.990 -8.990 -8.990 -28.832 -37.453 -66.286 19.953 -87.159 -3.695 -0.140
20 -8.987 -8.987 -8.987 -36.123 -34.123 -70.246 7.703 -85.206 -4.223 -0.140
21 -8.971 -8.971 -8.971 -34.217 -37.329 -71.546 13.096 -94.029 -5.369 -0.140
22 -8.955 -8.955 -8.955 -29.289 -39.665 -68.954 19.661 -91.037 -4.387 -0.140
23 -8.953 -8.953 -8.953 -36.958 -32.407 -69.365 18.695 -81.443 -5.528 -0.140
24 -8.944 -8.944 -8.944 -41.017 -32.807 -73.824 22.121 -96.350 -5.194 -0.140
25 -8.943 -8.943 -8.943 -26.992 -35.931 -62.923 6.163 -77.866 -4.383 -0.140
26 -8.881 -8.881 -8.881 -29.709 -36.663 -66.371 13.283 -87.779 -6.271 -0.139
27 -8.864 -8.864 -8.864 -25.272 -40.669 -65.941 19.202 -88.972 -5.310 -0.138
28 -8.819 -8.819 -8.819 -32.918 -33.819 -66.737 7.338 -82.028 -3.538 -0.138
29 -8.803 -8.803 -8.803 -37.638 -31.170 -68.808 15.803 -86.515 -4.994 -0.138
30 -8.786 -8.786 -8.786 -31.401 -34.503 -65.904 8.336 -85.613 -4.494 -0.137
31 -8.768 -8.768 -8.768 -32.717 -34.833 -67.550 14.622 -94.024 -5.757 -0.137
32 -8.761 -8.761 -8.761 -33.432 -34.708 -68.140 11.399 -90.263 -4.656 -0.137
33 -8.733 -8.733 -8.733 -20.997 -37.841 -58.838 5.708 -84.103 -4.552 -0.136
34 -8.716 -8.716 -8.716 -28.712 -38.628 -67.340 9.178 -102.142 -4.422 -0.136
35 -8.684 -8.684 -8.684 -26.897 -36.580 -63.477 8.200 -85.638 -4.061 -0.136
36 -8.683 -8.683 -8.683 -33.355 -35.665 -69.020 9.989 -85.673 -4.505 -0.136
37 -8.678 -8.678 -8.678 -33.358 -35.027 -68.384 7.071 -83.197 -4.664 -0.136
38 -8.658 -8.658 -8.658 -30.549 -35.415 -65.964 13.380 -92.728 -4.867 -0.135
39 -8.647 -8.647 -8.647 -33.220 -34.024 -67.244 5.304 -83.944 -4.309 -0.135
40 -8.638 -8.638 -8.638 -36.222 -32.203 -68.426 10.608 -89.100 -4.333 -0.135
41 -8.598 -8.598 -8.598 -26.183 -36.377 -62.560 15.425 -89.863 -3.515 -0.134
42 -8.577 -8.577 -8.577 -35.824 -29.721 -65.545 14.175 -75.149 -2.140 -0.134
43 -8.574 -8.574 -8.574 -30.131 -34.442 -64.573 7.909 -80.399 -4.202 -0.134
44 -8.523 -8.523 -8.523 -29.146 -38.649 -67.794 16.531 -96.373 -4.715 -0.133
45 -8.512 -8.512 -8.512 -26.716 -35.511 -62.227 9.602 -81.446 -3.486 -0.133
46 -8.510 -8.510 -8.510 -27.342 -36.815 -64.157 11.779 -82.753 -5.696 -0.133
47 -8.484 -8.484 -8.484 -29.211 -34.052 -63.262 5.857 -83.001 -5.432 -0.133
48 -8.467 -8.467 -8.467 -33.961 -33.761 -67.722 10.276 -79.992 -3.884 -0.132
49 -8.444 -8.444 -8.444 -23.653 -37.779 -61.432 7.011 -71.388 -5.309 -0.132
50 -8.425 -8.425 -8.425 -31.527 -39.126 -70.653 27.027 -91.951 -4.927 -0.132
51 -8.375 -8.375 -8.375 -22.748 -41.776 -64.523 6.162 -97.612 -5.111 -0.131
52 -8.357 -8.357 -8.357 -36.700 -30.887 -67.587 12.989 -84.120 -4.524 -0.131
53 -8.343 -8.343 -8.343 -29.831 -31.789 -61.620 11.208 -73.503 -5.114 -0.130
54 -8.342 -8.342 -8.342 -30.021 -34.957 -64.978 10.724 -78.936 -4.057 -0.130
55 -8.337 -8.337 -8.337 -34.158 -35.772 -69.930 0.000 -90.638 -3.573 -0.130
56 -8.327 -8.327 -8.327 -34.054 -36.093 -70.147 18.808 -92.588 -5.061 -0.130
57 -8.319 -8.319 -8.319 -36.226 -36.227 -72.454 7.055 -92.787 -4.321 -0.130
Literaturverzeichnis 169
58 -8.295 -8.295 -8.295 -29.451 -35.682 -65.133 8.332 -79.477 -4.152 -0.130
59 -8.293 -8.293 -8.293 -27.095 -34.932 -62.027 5.469 -77.780 -2.140 -0.130
60 -8.290 -8.290 -8.290 -34.470 -31.890 -66.360 15.400 -81.478 -5.199 -0.130
61 -8.290 -8.290 -8.290 -33.995 -32.113 -66.108 0.000 -89.796 -5.277 -0.130
62 -8.290 -8.290 -8.290 -30.644 -34.429 -65.073 7.348 -84.749 -4.848 -0.130
63 -8.247 -8.247 -8.247 -31.722 -31.492 -63.214 5.548 -88.188 -4.709 -0.129
64 -8.246 -8.246 -8.246 -23.103 -37.031 -60.135 8.590 -85.567 -4.122 -0.129
65 -8.240 -8.240 -8.240 -26.256 -26.771 -53.027 0.000 -77.711 -4.539 -0.129
66 -8.234 -8.234 -8.234 -30.261 -33.013 -63.273 11.719 -81.406 -4.993 -0.129
67 -8.208 -8.208 -8.208 -30.985 -37.501 -68.486 10.060 -77.581 -4.855 -0.128
68 -8.192 -8.192 -8.192 -34.286 -29.285 -63.571 9.963 -77.801 -3.997 -0.128
69 -8.183 -8.183 -8.183 -32.651 -35.255 -67.907 14.759 -89.731 -4.542 -0.128
70 -8.153 -8.153 -8.153 -27.897 -31.441 -59.337 0.000 -78.373 -4.965 -0.127
71 -8.097 -8.097 -8.097 -29.460 -32.634 -62.095 9.224 -71.657 -3.301 -0.127
72 -8.079 -8.079 -8.079 -27.179 -34.509 -61.688 13.129 -80.109 -4.402 -0.126
73 -8.051 -8.051 -8.051 -29.571 -33.852 -63.423 15.195 -81.435 -4.623 -0.126
74 -8.017 -8.017 -8.017 -32.057 -34.105 -66.162 10.483 -91.199 -4.503 -0.125
75 -7.999 -7.999 -7.999 -28.317 -33.082 -61.399 9.411 -83.824 -4.661 -0.125
76 -7.975 -7.975 -7.975 -30.640 -33.912 -64.552 21.490 -79.230 -4.087 -0.125
77 -7.971 -7.971 -7.971 -28.308 -35.812 -64.119 0.000 -87.873 -4.331 -0.125
78 -7.968 -7.968 -7.968 -33.207 -33.055 -66.261 10.958 -80.551 -3.901 -0.124
79 -7.962 -7.962 -7.962 -21.959 -38.008 -59.968 10.119 -84.188 -4.330 -0.124
80 -7.948 -7.948 -7.948 -29.866 -34.088 -63.954 4.880 -83.306 -4.710 -0.124
81 -7.946 -7.946 -7.946 -27.142 -36.459 -63.601 14.784 -87.849 -4.929 -0.124
82 -7.927 -7.927 -7.927 -26.687 -36.417 -63.103 13.790 -79.168 -4.113 -0.124
83 -7.914 -7.914 -7.914 -34.706 -33.941 -68.647 14.138 -89.353 -4.111 -0.124
84 -7.828 -7.828 -7.828 -25.169 -35.336 -60.505 9.558 -83.104 -3.828 -0.122
85 -7.824 -7.824 -7.824 -28.616 -34.864 -63.479 6.406 -94.108 -4.534 -0.122
86 -7.813 -7.813 -7.813 -24.754 -41.360 -66.114 12.110 -89.406 -4.241 -0.122
87 -7.800 -7.800 -7.800 -32.676 -32.944 -65.621 5.868 -78.012 -3.578 -0.122
88 -7.762 -7.762 -7.762 -34.566 -31.899 -66.465 0.000 -91.550 -4.704 -0.121
89 -7.748 -7.748 -7.748 -28.606 -38.010 -66.616 11.991 -91.012 -4.254 -0.121
90 -7.682 -7.682 -7.682 -29.152 -31.648 -60.800 5.762 -80.960 -4.349 -0.120
91 -7.635 -7.635 -7.635 -28.803 -29.136 -57.939 18.713 -65.700 -4.017 -0.119
92 -7.632 -7.632 -7.632 -32.577 -28.382 -60.959 0.000 -77.822 -4.368 -0.119
93 -7.627 -7.627 -7.627 -29.976 -32.520 -62.496 15.631 -77.022 -2.547 -0.119
94 -7.621 -7.621 -7.621 -16.469 -31.706 -48.175 11.639 -81.303 -4.375 -0.119
95 -7.563 -7.563 -7.563 -26.981 -37.253 -64.235 6.174 -94.567 -4.724 -0.118
96 -7.470 -7.470 -7.470 -30.195 -37.972 -68.166 13.823 -77.008 -4.382 -0.117
97 -7.458 -7.458 -7.458 -20.601 -42.827 -63.427 6.811 -89.975 -4.661 -0.117
98 -7.386 -7.386 -7.386 -32.044 -32.642 -64.686 4.937 -83.471 -3.713 -0.115
99 -7.274 -7.274 -7.274 -24.847 -32.673 -57.521 18.305 -68.998 -1.772 -0.114
100 -7.268 -7.268 -7.268 -23.739 -43.941 -67.681 11.629 -97.553 -4.208 -0.114
101 -6.893 -6.893 -6.893 -33.981 -27.011 -60.992 6.548 -82.986 -3.626 -0.108
102 -6.787 -6.787 -6.787 -24.740 -33.807 -58.547 18.556 -80.625 -3.732 -0.106
103 -6.631 -6.631 -6.631 -20.886 -34.668 -55.554 24.678 -64.825 -3.846 -0.104
170 6 Anhang
104 -6.594 -6.594 -6.594 -33.650 -29.208 -62.858 11.369 -73.075 -3.866 -0.103
105 -6.591 -6.591 -6.591 -28.183 -21.625 -49.808 6.252 -62.384 -2.077 -0.103
106 -5.687 -5.687 -5.687 -32.182 -21.216 -53.398 4.995 -67.255 -3.440 -0.089
107 -5.526 -5.526 -5.526 -34.201 -22.955 -57.156 0.000 -75.487 -1.440 -0.086
108 -5.142 -5.142 -5.142 -36.048 -14.351 -50.399 7.593 -66.455 -2.513 -0.080
109 -5.048 -5.048 -5.048 -32.082 -18.568 -50.650 0.000 -69.512 -2.438 -0.079
110 -5.017 -5.017 -5.017 -33.439 -12.856 -46.295 5.921 -66.302 -2.135 -0.078
111 -4.809 -4.809 -4.809 -33.890 -23.076 -56.966 5.605 -71.962 -3.342 -0.075
112 -4.706 -4.706 -4.706 -37.203 -15.182 -52.384 0.000 -70.230 -1.670 -0.074
113 -4.661 -4.661 -4.661 -37.437 -13.421 -50.857 4.224 -76.180 -0.971 -0.073
114 -4.632 -4.632 -4.632 -34.268 -13.798 -48.067 0.000 -70.926 -1.920 -0.072
115 -4.299 -4.299 -4.299 -33.738 -15.982 -49.720 7.268 -66.793 -1.820 -0.067
116 -4.296 -4.296 -4.296 -32.211 -19.271 -51.482 11.731 -64.672 -1.231 -0.067
117 -4.209 -4.209 -4.209 -38.530 -13.870 -52.400 0.000 -68.058 -3.079 -0.066
118 -3.979 -3.979 -3.979 -32.387 -13.230 -45.617 0.000 -67.502 -2.070 -0.062
Tab. 8: Docking-Ergebnis für Ligand 2 in der closed gate-Konformation (1UWF) von FimH.
docking
score
XP
GScore
glide
gscore
glide
evdw
glide
ecoul
glide
energy
glide
einternal
glide
emodel
XP
HBond
glide
ligand
efficiency
1 -10.859 -10.859 -10.859 -36.865 -37.959 -74.824 8.648 -120.988 -5.404 -0.170
2 -10.858 -10.858 -10.858 -36.519 -38.031 -74.550 15.707 -111.178 -4.419 -0.170
3 -10.838 -10.838 -10.838 -37.421 -34.139 -71.561 8.603 -116.682 -5.585 -0.169
4 -10.776 -10.776 -10.776 -35.999 -38.608 -74.607 8.405 -116.913 -5.160 -0.168
5 -10.550 -10.550 -10.550 -39.923 -35.960 -75.883 0.000 -119.643 -5.291 -0.165
6 -10.539 -10.539 -10.539 -41.323 -33.390 -74.713 10.668 -110.927 -5.483 -0.165
7 -10.532 -10.532 -10.532 -38.784 -33.839 -72.624 0.000 -118.508 -4.710 -0.165
8 -10.466 -10.466 -10.466 -40.680 -32.129 -72.809 10.374 -109.610 -5.258 -0.164
9 -10.464 -10.464 -10.464 -44.267 -35.629 -79.896 8.439 -121.904 -4.887 -0.164
10 -10.290 -10.290 -10.290 -44.462 -34.657 -79.119 10.551 -113.758 -5.654 -0.161
11 -10.282 -10.282 -10.282 -45.174 -35.009 -80.182 14.321 -119.636 -5.728 -0.161
12 -10.256 -10.256 -10.256 -38.062 -34.859 -72.921 4.936 -114.404 -5.283 -0.160
13 -10.248 -10.248 -10.248 -37.684 -37.802 -75.486 16.279 -114.696 -5.298 -0.160
14 -10.245 -10.245 -10.245 -37.151 -35.959 -73.110 8.767 -111.518 -5.462 -0.160
15 -10.238 -10.238 -10.238 -35.303 -36.871 -72.174 5.839 -109.786 -4.457 -0.160
16 -10.210 -10.210 -10.210 -44.364 -38.354 -82.719 9.478 -131.643 -5.712 -0.160
17 -10.168 -10.168 -10.168 -41.376 -35.420 -76.796 15.977 -117.544 -6.006 -0.159
18 -10.147 -10.147 -10.147 -39.966 -36.035 -76.000 18.801 -108.875 -5.414 -0.159
19 -10.145 -10.145 -10.145 -37.658 -34.896 -72.554 8.772 -110.997 -5.212 -0.159
20 -10.130 -10.130 -10.130 -41.069 -35.099 -76.168 6.894 -122.262 -5.842 -0.158
21 -10.088 -10.088 -10.088 -38.366 -30.199 -68.565 0.000 -114.574 -5.531 -0.158
22 -10.084 -10.084 -10.084 -39.814 -40.246 -80.060 11.183 -124.161 -5.358 -0.158
23 -10.038 -10.038 -10.038 -39.625 -33.873 -73.498 18.124 -110.148 -4.921 -0.157
24 -10.037 -10.037 -10.037 -40.199 -35.210 -75.410 8.790 -114.309 -4.793 -0.157
25 -10.035 -10.035 -10.035 -41.129 -33.236 -74.365 8.993 -115.489 -5.912 -0.157
26 -9.988 -9.988 -9.988 -40.622 -36.466 -77.089 12.988 -119.917 -6.121 -0.156
Literaturverzeichnis 171
27 -9.958 -9.958 -9.958 -40.248 -36.597 -76.845 9.750 -122.311 -5.969 -0.156
28 -9.958 -9.958 -9.958 -36.048 -41.147 -77.194 0.000 -128.239 -6.767 -0.156
29 -9.956 -9.956 -9.956 -38.813 -33.898 -72.710 9.835 -117.877 -5.502 -0.156
30 -9.923 -9.923 -9.923 -40.673 -37.398 -78.071 5.180 -124.234 -6.250 -0.155
31 -9.912 -9.912 -9.912 -45.802 -32.491 -78.293 4.616 -124.781 -4.836 -0.155
32 -9.904 -9.904 -9.904 -38.044 -37.678 -75.722 8.784 -121.644 -4.465 -0.155
33 -9.901 -9.901 -9.901 -38.767 -40.222 -78.989 5.981 -119.939 -5.854 -0.155
34 -9.874 -9.874 -9.874 -43.119 -35.574 -78.693 14.724 -124.074 -5.296 -0.154
35 -9.845 -9.845 -9.845 -37.175 -35.735 -72.910 6.338 -124.138 -6.240 -0.154
36 -9.833 -9.833 -9.833 -41.233 -31.254 -72.486 7.558 -114.445 -6.079 -0.154
37 -9.791 -9.791 -9.791 -36.268 -36.179 -72.447 7.997 -115.784 -5.062 -0.153
38 -9.777 -9.777 -9.777 -40.338 -39.101 -79.439 0.000 -131.948 -6.080 -0.153
39 -9.766 -9.766 -9.766 -34.799 -36.171 -70.970 5.465 -114.004 -5.339 -0.153
40 -9.761 -9.761 -9.761 -38.014 -37.238 -75.251 8.375 -121.687 -6.033 -0.153
41 -9.735 -9.735 -9.735 -43.046 -39.017 -82.062 5.552 -112.760 -4.028 -0.152
42 -9.730 -9.730 -9.730 -41.690 -40.334 -82.024 0.000 -127.802 -6.033 -0.152
43 -9.728 -9.728 -9.728 -37.354 -35.017 -72.371 0.000 -122.375 -5.470 -0.152
44 -9.706 -9.706 -9.706 -44.399 -30.603 -75.002 8.485 -113.772 -5.748 -0.152
45 -9.700 -9.700 -9.700 -41.810 -35.447 -77.257 11.828 -129.397 -6.072 -0.152
46 -9.691 -9.691 -9.691 -41.914 -37.303 -79.217 10.417 -123.641 -5.376 -0.151
47 -9.672 -9.672 -9.672 -38.878 -35.189 -74.068 13.090 -117.002 -5.706 -0.151
48 -9.670 -9.670 -9.670 -36.147 -34.398 -70.545 7.528 -117.600 -5.617 -0.151
49 -9.659 -9.659 -9.659 -40.554 -38.895 -79.449 5.649 -117.919 -4.838 -0.151
50 -9.656 -9.656 -9.656 -42.142 -35.354 -77.496 8.778 -128.300 -5.893 -0.151
51 -9.654 -9.654 -9.654 -38.513 -32.228 -70.741 5.020 -113.120 -4.702 -0.151
52 -9.653 -9.653 -9.653 -39.003 -41.194 -80.197 5.021 -126.466 -5.794 -0.151
53 -9.633 -9.633 -9.633 -40.645 -34.959 -75.603 12.535 -113.265 -5.129 -0.151
54 -9.619 -9.619 -9.619 -40.807 -38.261 -79.068 11.600 -123.591 -6.047 -0.150
55 -9.584 -9.584 -9.584 -38.293 -39.209 -77.502 18.575 -113.255 -4.608 -0.150
56 -9.557 -9.557 -9.557 -42.224 -34.169 -76.394 19.605 -117.539 -5.852 -0.149
57 -9.542 -9.542 -9.542 -37.982 -37.176 -75.159 5.840 -123.860 -5.472 -0.149
58 -9.526 -9.526 -9.526 -40.539 -31.460 -71.999 10.026 -118.280 -5.484 -0.149
59 -9.500 -9.500 -9.500 -39.666 -33.759 -73.425 0.000 -118.865 -5.442 -0.148
60 -9.496 -9.496 -9.496 -39.216 -37.112 -76.328 0.000 -122.817 -4.183 -0.148
61 -9.492 -9.492 -9.492 -43.043 -37.471 -80.515 5.948 -127.155 -6.105 -0.148
62 -9.488 -9.488 -9.488 -41.970 -33.765 -75.735 8.070 -122.176 -5.416 -0.148
63 -9.476 -9.476 -9.476 -39.098 -39.210 -78.308 13.712 -120.804 -5.618 -0.148
64 -9.472 -9.472 -9.472 -37.469 -38.958 -76.426 4.919 -122.943 -5.509 -0.148
65 -9.472 -9.472 -9.472 -42.425 -29.106 -71.531 5.991 -116.067 -4.496 -0.148
66 -9.463 -9.463 -9.463 -33.263 -38.135 -71.398 7.240 -109.343 -6.388 -0.148
67 -9.448 -9.448 -9.448 -38.357 -34.453 -72.810 8.845 -116.737 -5.846 -0.148
68 -9.426 -9.426 -9.426 -41.684 -34.605 -76.289 7.215 -125.511 -4.810 -0.147
69 -9.426 -9.426 -9.426 -41.001 -39.692 -80.693 11.929 -126.048 -5.940 -0.147
70 -9.423 -9.423 -9.423 -39.376 -29.768 -69.144 0.000 -110.363 -5.759 -0.147
71 -9.395 -9.395 -9.395 -44.635 -36.701 -81.336 0.000 -126.843 -4.932 -0.147
72 -9.371 -9.371 -9.371 -41.629 -38.270 -79.899 12.895 -129.147 -5.677 -0.146
172 6 Anhang
73 -9.363 -9.363 -9.363 -36.425 -36.021 -72.446 10.229 -113.049 -6.083 -0.146
74 -9.356 -9.356 -9.356 -40.175 -34.769 -74.944 10.964 -115.501 -5.631 -0.146
75 -9.344 -9.344 -9.344 -40.961 -34.133 -75.094 5.579 -121.846 -4.659 -0.146
76 -9.342 -9.342 -9.342 -37.816 -36.717 -74.533 18.263 -110.776 -5.458 -0.146
77 -9.339 -9.339 -9.339 -40.422 -38.412 -78.834 13.432 -118.802 -5.322 -0.146
78 -9.323 -9.323 -9.323 -37.350 -32.856 -70.206 6.766 -113.569 -4.754 -0.146
79 -9.267 -9.267 -9.267 -37.893 -36.586 -74.480 14.471 -117.153 -5.424 -0.145
80 -9.266 -9.266 -9.266 -41.196 -31.753 -72.949 12.524 -119.439 -5.549 -0.145
81 -9.255 -9.255 -9.255 -38.286 -34.082 -72.368 7.102 -113.627 -4.770 -0.145
82 -9.224 -9.224 -9.224 -44.041 -33.009 -77.051 4.680 -123.564 -5.394 -0.144
83 -9.205 -9.205 -9.205 -38.889 -33.621 -72.511 11.834 -113.386 -4.737 -0.144
84 -9.192 -9.192 -9.192 -41.353 -38.458 -79.811 12.306 -123.370 -5.279 -0.144
85 -9.155 -9.155 -9.155 -44.964 -31.123 -76.087 4.758 -122.309 -4.828 -0.143
86 -9.151 -9.151 -9.151 -45.219 -31.526 -76.745 6.251 -117.752 -4.903 -0.143
87 -9.147 -9.147 -9.147 -40.736 -31.967 -72.703 0.000 -122.024 -5.917 -0.143
88 -9.145 -9.145 -9.145 -35.525 -35.170 -70.695 8.868 -117.708 -5.806 -0.143
89 -9.143 -9.143 -9.143 -42.303 -34.774 -77.077 17.200 -110.406 -4.468 -0.143
90 -9.139 -9.139 -9.139 -37.207 -35.834 -73.041 12.971 -118.286 -4.695 -0.143
91 -9.107 -9.107 -9.107 -38.895 -34.954 -73.849 11.229 -115.813 -5.582 -0.142
92 -9.069 -9.069 -9.069 -39.616 -32.860 -72.475 7.009 -119.732 -5.490 -0.142
93 -9.059 -9.059 -9.059 -36.044 -35.428 -71.472 0.000 -116.745 -5.669 -0.142
94 -9.052 -9.052 -9.052 -43.418 -33.014 -76.433 9.342 -125.599 -5.042 -0.141
95 -9.051 -9.051 -9.051 -29.351 -35.859 -65.211 6.734 -117.553 -4.943 -0.141
96 -9.040 -9.040 -9.040 -39.823 -34.403 -74.226 18.486 -113.516 -5.367 -0.141
97 -9.033 -9.033 -9.033 -42.703 -32.055 -74.758 6.857 -119.794 -5.388 -0.141
98 -9.002 -9.002 -9.002 -39.896 -34.761 -74.658 8.329 -117.034 -5.469 -0.141
99 -8.992 -8.992 -8.992 -37.757 -35.118 -72.875 5.442 -118.957 -5.559 -0.140
100 -8.990 -8.990 -8.990 -44.157 -32.198 -76.354 6.661 -118.706 -5.204 -0.140
101 -8.980 -8.980 -8.980 -40.302 -32.983 -73.285 11.451 -121.356 -4.981 -0.140
102 -8.966 -8.966 -8.966 -40.099 -32.520 -72.619 0.000 -114.451 -4.955 -0.140
103 -8.958 -8.958 -8.958 -44.037 -28.471 -72.508 8.886 -122.179 -4.547 -0.140
104 -8.945 -8.945 -8.945 -41.948 -34.013 -75.961 6.010 -118.132 -4.504 -0.140
105 -8.934 -8.934 -8.934 -43.215 -31.798 -75.013 11.565 -115.196 -2.874 -0.140
106 -8.924 -8.924 -8.924 -40.591 -33.148 -73.739 8.838 -119.644 -5.286 -0.139
107 -8.861 -8.861 -8.861 -42.887 -33.288 -76.176 8.184 -119.315 -4.863 -0.138
108 -8.848 -8.848 -8.848 -42.501 -31.969 -74.471 8.657 -114.818 -4.508 -0.138
109 -8.802 -8.802 -8.802 -41.745 -34.863 -76.608 12.965 -118.631 -4.595 -0.138
110 -8.794 -8.794 -8.794 -44.255 -29.399 -73.654 7.403 -113.102 -5.491 -0.137
111 -8.775 -8.775 -8.775 -43.613 -33.669 -77.282 10.700 -117.038 -4.305 -0.137
112 -8.761 -8.761 -8.761 -35.887 -32.969 -68.856 9.555 -111.648 -5.084 -0.137
113 -8.687 -8.687 -8.687 -41.691 -30.491 -72.182 5.593 -120.747 -4.958 -0.136
114 -8.589 -8.589 -8.589 -37.324 -34.667 -71.991 7.410 -113.679 -5.327 -0.134
115 -8.576 -8.576 -8.576 -43.506 -31.437 -74.943 6.469 -120.052 -4.469 -0.134
116 -8.498 -8.498 -8.498 -43.724 -32.480 -76.205 13.660 -114.745 -4.604 -0.133
117 -8.492 -8.492 -8.492 -35.797 -34.643 -70.440 9.336 -108.934 -5.204 -0.133
118 -8.218 -8.218 -8.218 -43.273 -29.999 -73.272 8.314 -122.062 -4.514 -0.128
Literaturverzeichnis 173
Tab. 9: Docking-Ergebnis für Ligand 3 in der open gate-Konformation (1KLF) von FimH.
docking
score
XP
GScore
glide
gscore
glide
evdw
glide
ecoul
glide
energy
glide
einternal
glide
emodel
XP
HBond
glide
ligand
efficienc
y
1 -11.645 -11.645 -11.645 -36.535 -36.511 -73.046 0.000 -102.008 -5.861 -0.191
2 -11.518 -11.518 -11.518 -31.182 -41.741 -72.923 9.053 -102.632 -7.147 -0.189
3 -11.466 -11.466 -11.466 -28.557 -45.133 -73.690 7.914 -111.241 -6.303 -0.188
4 -11.049 -11.049 -11.049 -33.795 -38.836 -72.631 0.000 -105.146 -7.692 -0.181
5 -10.935 -10.935 -10.935 -36.541 -40.287 -76.828 21.971 -112.766 -6.538 -0.179
6 -10.884 -10.884 -10.884 -26.339 -44.654 -70.993 10.351 -109.603 -6.492 -0.178
7 -10.872 -10.872 -10.872 -36.065 -37.584 -73.649 7.447 -103.474 -6.616 -0.178
8 -10.855 -10.855 -10.855 -28.443 -42.746 -71.189 0.000 -105.362 -7.206 -0.178
9 -10.841 -10.841 -10.841 -27.683 -43.703 -71.386 7.867 -102.699 -7.973 -0.178
10 -10.790 -10.790 -10.790 -38.162 -41.531 -79.693 11.775 -113.044 -6.721 -0.177
11 -10.732 -10.732 -10.732 -33.290 -36.841 -70.132 8.922 -94.789 -5.883 -0.176
12 -10.731 -10.731 -10.731 -30.845 -37.478 -68.323 8.551 -101.319 -6.465 -0.176
13 -10.687 -10.687 -10.687 -32.949 -38.270 -71.218 7.276 -103.646 -7.301 -0.175
14 -10.679 -10.679 -10.679 -28.100 -43.584 -71.684 8.521 -102.789 -6.396 -0.175
15 -10.679 -10.679 -10.679 -32.836 -39.339 -72.175 7.348 -97.057 -7.423 -0.175
16 -10.561 -10.561 -10.561 -35.552 -40.051 -75.603 9.282 -101.507 -7.297 -0.173
17 -10.555 -10.555 -10.555 -33.940 -40.228 -74.169 15.610 -106.734 -5.653 -0.173
18 -10.535 -10.535 -10.535 -34.724 -39.500 -74.224 13.604 -106.974 -6.279 -0.173
19 -10.486 -10.486 -10.486 -37.069 -34.835 -71.904 19.727 -105.330 -7.092 -0.172
20 -10.472 -10.472 -10.472 -30.758 -40.536 -71.294 5.354 -98.285 -5.701 -0.172
21 -10.470 -10.470 -10.470 -31.624 -40.315 -71.939 12.561 -93.083 -6.049 -0.172
22 -10.469 -10.469 -10.469 -34.537 -39.714 -74.251 18.019 -107.226 -6.565 -0.172
23 -10.407 -10.407 -10.407 -24.374 -41.715 -66.089 0.000 -104.280 -5.639 -0.171
24 -10.400 -10.400 -10.400 -35.606 -36.054 -71.660 12.442 -96.435 -6.456 -0.170
25 -10.393 -10.393 -10.393 -31.513 -40.573 -72.086 0.000 -107.105 -6.576 -0.170
26 -10.390 -10.390 -10.390 -27.585 -45.218 -72.803 10.290 -109.934 -7.817 -0.170
27 -10.340 -10.340 -10.340 -32.870 -39.407 -72.277 0.000 -93.077 -5.908 -0.170
28 -10.311 -10.311 -10.311 -32.308 -39.918 -72.227 14.016 -105.990 -6.543 -0.169
29 -10.308 -10.308 -10.308 -26.166 -45.196 -71.362 10.152 -106.608 -5.690 -0.169
30 -10.299 -10.299 -10.299 -35.632 -39.198 -74.830 0.000 -103.781 -6.463 -0.169
31 -10.284 -10.284 -10.284 -29.033 -38.084 -67.117 12.615 -99.172 -7.572 -0.169
32 -10.266 -10.266 -10.266 -27.759 -39.462 -67.221 15.687 -96.524 -5.433 -0.168
33 -10.265 -10.265 -10.265 -26.728 -42.058 -68.787 5.112 -96.685 -6.915 -0.168
34 -10.251 -10.251 -10.251 -23.196 -41.323 -64.519 10.247 -100.243 -7.637 -0.168
35 -10.245 -10.245 -10.245 -29.209 -43.016 -72.225 8.236 -100.545 -7.405 -0.168
36 -10.240 -10.240 -10.240 -32.572 -36.067 -68.640 11.007 -98.508 -5.706 -0.168
37 -10.231 -10.231 -10.231 -30.431 -37.263 -67.694 5.974 -95.088 -7.468 -0.168
38 -10.226 -10.226 -10.226 -33.195 -39.912 -73.107 14.129 -102.153 -5.526 -0.168
39 -10.220 -10.220 -10.220 -30.569 -39.415 -69.985 9.341 -100.819 -7.092 -0.168
40 -10.205 -10.205 -10.205 -30.103 -40.061 -70.165 6.904 -115.443 -8.039 -0.167
41 -10.201 -10.201 -10.201 -30.513 -38.287 -68.800 7.623 -98.004 -6.194 -0.167
42 -10.142 -10.142 -10.142 -28.501 -39.809 -68.309 8.986 -100.956 -7.577 -0.166
174 6 Anhang
43 -10.131 -10.131 -10.131 -30.998 -38.402 -69.399 11.737 -91.199 -6.361 -0.166
44 -10.120 -10.120 -10.120 -30.228 -38.772 -69.000 11.878 -102.894 -5.869 -0.166
45 -10.117 -10.117 -10.117 -36.001 -38.042 -74.043 8.727 -104.409 -8.005 -0.166
46 -10.095 -10.095 -10.095 -30.281 -41.192 -71.473 10.539 -95.664 -5.993 -0.165
47 -10.079 -10.079 -10.079 -32.239 -37.203 -69.441 0.000 -95.945 -5.643 -0.165
48 -10.070 -10.070 -10.070 -34.310 -36.411 -70.721 8.926 -98.390 -6.736 -0.165
49 -10.044 -10.044 -10.044 -23.011 -46.634 -69.644 8.189 -98.542 -6.729 -0.165
50 -10.034 -10.034 -10.034 -29.381 -39.451 -68.832 8.690 -108.047 -7.650 -0.164
51 -10.033 -10.033 -10.033 -29.268 -40.121 -69.390 6.124 -99.511 -5.797 -0.164
52 -10.029 -10.029 -10.029 -30.399 -39.989 -70.387 9.869 -102.234 -6.547 -0.164
53 -9.942 -9.942 -9.942 -34.297 -35.976 -70.272 7.303 -108.551 -6.742 -0.163
54 -9.890 -9.890 -9.890 -38.861 -35.131 -73.992 0.000 -107.065 -7.197 -0.162
55 -9.850 -9.850 -9.850 -36.514 -38.938 -75.452 15.675 -109.819 -5.666 -0.161
56 -9.840 -9.840 -9.840 -33.709 -37.079 -70.788 13.320 -94.508 -5.759 -0.161
57 -9.828 -9.828 -9.828 -36.856 -37.412 -74.268 15.441 -97.141 -5.482 -0.161
58 -9.800 -9.800 -9.800 -34.985 -38.513 -73.498 0.000 -104.657 -6.212 -0.161
59 -9.771 -9.771 -9.771 -35.280 -38.227 -73.507 6.950 -106.045 -6.066 -0.160
60 -9.754 -9.754 -9.754 -32.040 -36.887 -68.927 6.946 -94.506 -6.723 -0.160
61 -9.723 -9.723 -9.723 -27.914 -42.413 -70.327 9.762 -89.098 -5.475 -0.159
62 -9.645 -9.645 -9.645 -32.681 -37.125 -69.806 11.776 -103.864 -6.187 -0.158
63 -9.642 -9.642 -9.642 -37.238 -37.925 -75.163 7.423 -105.097 -5.698 -0.158
64 -9.608 -9.608 -9.608 -32.931 -37.264 -70.196 11.355 -99.966 -5.875 -0.158
65 -9.608 -9.608 -9.608 -34.177 -37.101 -71.278 0.000 -107.299 -6.370 -0.158
66 -9.585 -9.585 -9.585 -30.796 -38.374 -69.170 9.235 -100.467 -6.125 -0.157
67 -9.550 -9.550 -9.550 -33.720 -33.538 -67.257 10.437 -95.422 -4.073 -0.157
68 -9.525 -9.525 -9.525 -35.489 -35.143 -70.633 15.410 -98.413 -5.637 -0.156
69 -9.514 -9.514 -9.514 -32.659 -33.567 -66.225 10.252 -86.778 -6.236 -0.156
70 -9.496 -9.496 -9.496 -28.677 -36.219 -64.896 7.437 -92.666 -6.396 -0.156
71 -9.491 -9.491 -9.491 -34.581 -37.419 -72.000 0.000 -104.996 -6.119 -0.156
72 -9.441 -9.441 -9.441 -30.938 -38.430 -69.368 0.000 -99.868 -5.938 -0.155
73 -9.423 -9.423 -9.423 -35.710 -32.241 -67.951 10.979 -92.220 -5.822 -0.154
74 -9.410 -9.410 -9.410 -27.352 -43.044 -70.396 11.173 -100.218 -7.330 -0.154
75 -9.390 -9.390 -9.390 -33.395 -38.383 -71.777 12.966 -94.458 -6.093 -0.154
76 -9.351 -9.351 -9.351 -25.851 -38.118 -63.969 8.419 -96.359 -5.928 -0.153
77 -9.349 -9.349 -9.349 -31.187 -38.921 -70.109 4.597 -98.601 -6.159 -0.153
78 -9.348 -9.348 -9.348 -27.738 -38.504 -66.241 3.727 -97.341 -6.437 -0.153
79 -9.339 -9.339 -9.339 -17.395 -37.415 -54.811 9.763 -97.779 -4.925 -0.153
80 -9.321 -9.321 -9.321 -29.225 -37.999 -67.225 0.000 -92.691 -6.341 -0.153
81 -9.139 -9.139 -9.139 -23.276 -39.680 -62.956 10.542 -89.660 -5.491 -0.150
82 -9.133 -9.133 -9.133 -32.323 -38.210 -70.533 5.938 -102.222 -6.196 -0.150
83 -9.123 -9.123 -9.123 -30.104 -37.651 -67.755 9.435 -93.690 -5.699 -0.150
84 -9.121 -9.121 -9.121 -34.655 -36.226 -70.881 6.528 -100.667 -6.557 -0.150
85 -9.064 -9.064 -9.064 -34.115 -34.749 -68.864 0.000 -104.946 -6.568 -0.149
86 -8.822 -8.822 -8.822 -32.274 -36.743 -69.016 8.377 -99.534 -5.755 -0.145
87 -8.662 -8.662 -8.662 -30.260 -40.153 -70.412 12.206 -118.857 -6.854 -0.142
88 -8.461 -8.461 -8.461 -40.597 -35.964 -76.561 8.239 -119.492 -5.977 -0.139
Literaturverzeichnis 175
89 -7.982 -7.982 -7.982 -23.031 -39.102 -62.133 8.676 -92.880 -3.925 -0.131
Tab. 10: Docking-Ergebnis für Ligand 3 in der closed gate-Konformation (1UWF) von FimH.
docking
score
XP
GScore
glide
gscore
glide
evdw
glide
ecoul
glide
energy
glide
einternal
glide
emodel
XP
HBond
glide
ligand
efficiency
1 -11.481 -11.481 -11.481 -36.934 -37.478 -74.411 8.963 -124.659 -6.818 -0.188
2 -11.480 -11.480 -11.480 -38.867 -37.612 -76.479 9.291 -127.447 -4.907 -0.188
3 -11.366 -11.366 -11.366 -39.258 -34.629 -73.887 5.247 -122.319 -6.516 -0.186
4 -11.340 -11.340 -11.340 -35.089 -45.000 -80.089 7.215 -134.424 -7.950 -0.186
5 -11.329 -11.329 -11.329 -33.483 -38.166 -71.648 13.158 -118.363 -4.848 -0.186
6 -11.284 -11.284 -11.284 -38.372 -37.911 -76.283 7.640 -128.075 -5.824 -0.185
7 -11.153 -11.153 -11.153 -31.563 -41.946 -73.508 10.855 -131.703 -7.650 -0.183
8 -11.127 -11.127 -11.127 -36.950 -40.546 -77.496 10.190 -132.029 -6.482 -0.182
9 -11.027 -11.027 -11.027 -38.423 -35.277 -73.700 4.858 -123.770 -5.226 -0.181
10 -10.927 -10.927 -10.927 -35.191 -39.418 -74.609 8.942 -127.640 -6.837 -0.179
11 -10.909 -10.909 -10.909 -36.616 -36.348 -72.963 5.942 -130.048 -5.501 -0.179
12 -10.907 -10.907 -10.907 -43.066 -34.249 -77.315 10.843 -122.793 -6.667 -0.179
13 -10.905 -10.905 -10.905 -39.103 -35.059 -74.162 6.190 -122.968 -7.119 -0.179
14 -10.773 -10.773 -10.773 -37.754 -37.735 -75.489 6.159 -126.645 -5.899 -0.177
15 -10.763 -10.763 -10.763 -33.789 -43.891 -77.679 7.494 -130.743 -5.667 -0.176
16 -10.762 -10.762 -10.762 -41.483 -39.301 -80.784 18.334 -129.803 -5.789 -0.176
17 -10.757 -10.757 -10.757 -34.026 -37.848 -71.874 19.603 -121.880 -5.636 -0.176
18 -10.743 -10.743 -10.743 -35.722 -41.703 -77.426 12.819 -122.747 -5.225 -0.176
19 -10.682 -10.682 -10.682 -35.857 -37.746 -73.604 4.971 -128.605 -6.289 -0.175
20 -10.675 -10.675 -10.675 -38.667 -35.498 -74.165 6.749 -122.847 -5.684 -0.175
21 -10.670 -10.670 -10.670 -29.908 -41.786 -71.694 7.520 -128.629 -6.787 -0.175
22 -10.656 -10.656 -10.656 -38.517 -31.526 -70.043 0.000 -121.283 -6.707 -0.175
23 -10.643 -10.643 -10.643 -37.744 -35.192 -72.937 10.004 -122.777 -6.443 -0.174
24 -10.605 -10.605 -10.605 -38.016 -35.194 -73.210 7.422 -123.166 -5.313 -0.174
25 -10.549 -10.549 -10.549 -45.145 -34.315 -79.460 6.391 -133.864 -6.746 -0.173
26 -10.542 -10.542 -10.542 -43.873 -31.268 -75.140 9.656 -125.697 -5.883 -0.173
27 -10.535 -10.535 -10.535 -32.165 -40.880 -73.045 13.299 -122.483 -4.861 -0.173
28 -10.492 -10.492 -10.492 -42.143 -35.501 -77.644 9.114 -129.642 -6.162 -0.172
29 -10.484 -10.484 -10.484 -35.272 -38.675 -73.946 0.000 -124.026 -6.201 -0.172
30 -10.477 -10.477 -10.477 -32.384 -42.830 -75.214 13.532 -124.124 -6.633 -0.172
31 -10.469 -10.469 -10.469 -25.997 -39.646 -65.643 8.711 -125.671 -5.697 -0.172
32 -10.466 -10.466 -10.466 -35.411 -37.837 -73.249 5.659 -124.014 -6.259 -0.172
33 -10.414 -10.414 -10.414 -34.453 -37.335 -71.788 8.221 -125.606 -5.969 -0.171
34 -10.403 -10.403 -10.403 -39.247 -37.401 -76.647 11.057 -125.592 -5.876 -0.171
35 -10.377 -10.377 -10.377 -40.755 -36.693 -77.448 17.246 -124.058 -5.785 -0.170
36 -10.368 -10.368 -10.368 -41.851 -33.431 -75.282 7.319 -122.423 -5.400 -0.170
37 -10.353 -10.353 -10.353 -38.276 -37.689 -75.965 4.942 -139.978 -6.658 -0.170
38 -10.326 -10.326 -10.326 -38.908 -37.679 -76.587 12.718 -128.032 -5.873 -0.169
39 -10.319 -10.319 -10.319 -43.851 -34.632 -78.482 0.000 -127.098 -5.837 -0.169
40 -10.305 -10.305 -10.305 -44.965 -34.374 -79.339 5.081 -126.524 -6.086 -0.169
176 6 Anhang
41 -10.288 -10.288 -10.288 -35.870 -39.389 -75.259 9.084 -127.405 -6.309 -0.169
42 -10.269 -10.269 -10.269 -35.139 -40.809 -75.948 18.766 -127.088 -6.894 -0.168
43 -10.256 -10.256 -10.256 -42.118 -33.223 -75.341 9.778 -123.245 -5.500 -0.168
44 -10.246 -10.246 -10.246 -37.262 -38.616 -75.878 12.333 -127.569 -6.596 -0.168
45 -10.245 -10.245 -10.245 -35.329 -37.710 -73.039 5.236 -128.696 -6.700 -0.168
46 -10.229 -10.229 -10.229 -39.972 -39.984 -79.956 11.844 -127.450 -5.937 -0.168
47 -10.206 -10.206 -10.206 -39.477 -41.073 -80.550 10.750 -133.090 -6.419 -0.167
48 -10.187 -10.187 -10.187 -34.027 -39.297 -73.324 0.000 -116.618 -7.576 -0.167
49 -10.182 -10.182 -10.182 -37.079 -37.253 -74.331 10.089 -128.176 -5.970 -0.167
50 -10.157 -10.157 -10.157 -34.455 -39.343 -73.798 0.000 -128.384 -5.966 -0.167
51 -10.113 -10.113 -10.113 -37.066 -37.037 -74.104 6.277 -121.882 -6.558 -0.166
52 -10.097 -10.097 -10.097 -30.180 -39.491 -69.672 13.506 -120.168 -6.839 -0.166
53 -10.082 -10.082 -10.082 -35.193 -37.024 -72.217 3.823 -123.736 -5.897 -0.165
54 -10.078 -10.078 -10.078 -46.847 -33.100 -79.947 7.755 -134.460 -6.858 -0.165
55 -10.056 -10.056 -10.056 -44.137 -34.126 -78.263 9.617 -127.581 -5.799 -0.165
56 -10.041 -10.041 -10.041 -39.064 -37.542 -76.606 11.034 -121.952 -5.733 -0.165
57 -10.039 -10.039 -10.039 -36.568 -36.434 -73.002 11.889 -132.343 -6.038 -0.165
58 -10.015 -10.015 -10.015 -34.834 -40.934 -75.768 14.338 -133.696 -5.775 -0.164
59 -10.012 -10.012 -10.012 -31.194 -41.450 -72.644 8.429 -124.304 -6.028 -0.164
60 -10.000 -10.000 -10.000 -39.898 -40.764 -80.662 4.515 -135.747 -6.437 -0.164
61 -9.987 -9.987 -9.987 -31.697 -38.809 -70.506 12.986 -123.726 -5.994 -0.164
62 -9.959 -9.959 -9.959 -40.177 -36.125 -76.301 12.712 -129.296 -5.305 -0.163
63 -9.948 -9.948 -9.948 -41.716 -33.699 -75.415 6.575 -121.025 -5.300 -0.163
64 -9.945 -9.945 -9.945 -37.997 -39.433 -77.431 16.028 -119.468 -4.815 -0.163
65 -9.942 -9.942 -9.942 -40.363 -40.637 -81.000 8.789 -133.158 -6.428 -0.163
66 -9.934 -9.934 -9.934 -39.284 -34.061 -73.345 5.913 -126.964 -4.826 -0.163
67 -9.920 -9.920 -9.920 -45.947 -33.526 -79.473 12.198 -131.076 -5.868 -0.163
68 -9.919 -9.919 -9.919 -36.924 -36.849 -73.773 9.384 -124.302 -5.975 -0.163
69 -9.919 -9.919 -9.919 -42.465 -31.288 -73.753 9.805 -121.153 -6.442 -0.163
70 -9.910 -9.910 -9.910 -44.889 -30.999 -75.888 6.768 -130.068 -5.756 -0.162
71 -9.905 -9.905 -9.905 -37.303 -41.615 -78.918 4.993 -128.577 -6.027 -0.162
72 -9.890 -9.890 -9.890 -45.548 -34.480 -80.028 7.617 -128.732 -5.858 -0.162
73 -9.876 -9.876 -9.876 -46.242 -34.360 -80.602 10.699 -126.024 -5.564 -0.162
74 -9.873 -9.873 -9.873 -40.017 -42.235 -82.253 6.102 -138.776 -6.337 -0.162
75 -9.825 -9.825 -9.825 -40.060 -38.931 -78.991 12.411 -127.048 -5.994 -0.161
76 -9.814 -9.814 -9.814 -39.968 -36.730 -76.698 9.972 -126.382 -5.956 -0.161
77 -9.803 -9.803 -9.803 -38.631 -37.601 -76.232 4.935 -127.809 -5.238 -0.161
78 -9.797 -9.797 -9.797 -44.243 -32.864 -77.107 11.683 -125.915 -5.627 -0.161
79 -9.792 -9.792 -9.792 -34.822 -36.592 -71.414 14.884 -121.670 -6.092 -0.161
80 -9.780 -9.780 -9.780 -35.870 -43.328 -79.198 8.699 -136.032 -6.587 -0.160
81 -9.714 -9.714 -9.714 -38.853 -36.007 -74.860 8.655 -128.712 -5.873 -0.159
82 -9.689 -9.689 -9.689 -37.730 -34.735 -72.464 5.718 -125.654 -5.812 -0.159
83 -9.668 -9.668 -9.668 -37.307 -36.939 -74.246 8.234 -130.057 -5.887 -0.158
84 -9.664 -9.664 -9.664 -43.252 -31.732 -74.984 10.256 -120.787 -5.851 -0.158
85 -9.642 -9.642 -9.642 -37.028 -40.005 -77.033 7.751 -119.002 -6.208 -0.158
86 -9.519 -9.519 -9.519 -38.804 -39.762 -78.566 5.393 -125.624 -6.117 -0.156
Literaturverzeichnis 177
87 -9.478 -9.478 -9.478 -38.790 -40.724 -79.514 8.008 -129.890 -5.999 -0.155
88 -9.419 -9.419 -9.419 -40.234 -30.711 -70.945 6.348 -123.634 -4.833 -0.154
89 -9.390 -9.390 -9.390 -40.910 -36.141 -77.051 4.839 -129.387 -5.660 -0.154
6.3 Inhibitionskurven aus Antiadhäsionsassays
Abb. 109: Inhibitionskurven zur Bestimmung der IC50-Werte aus Antiadhäsionsassays von E. coli SAR18
PKL1162 an Mannanoberflächen mit Verbindung 1, 87 und 88 als Inhibitoren, sowie MeMan als Referenzsubstanz
mit einem RIP-Wert von 1.
178 7 Literaturverzeichnis
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190 8 Danksagung
8 Danksagung
Ich möchte ich mich ganz herzlich bedanken bei Frau Prof. Dr. Thisbe K. Lindhorst für die
Aufnahme in die Arbeitsgruppe, die interessante Themenstellung, ihre offene und ehrliche Art
und die Unterstützung, auch in schwierigen Zeiten. Vielen Dank für Ihre Geduld und dass Sie
mir das Vertrauen für diese Arbeit entgegengebracht haben.
Ich danke außerdem allen Mitarbeitern des Instituts für die Hilfsbereitschaft und die sehr
freundliche Zusammenarbeit. Insbesondere danke ich den Mitarbeitern der spektroskopischen
Abteilung Gitta Kohlmeyer-Yilmaz, Marion Höftmann, Holger Franzen, Silke Rühl, Rolf
Schmied, Dirk Meyer und Prof. Dr. Sönnichsen für die schnelle Hilfe bei diversen
Problemstellungen und die ein oder andere Last Minute Messung. Außerdem danke ich Marc
Andreas Wilms für die unkonventionelle Hilfe bei tausend Kleinigkeiten und Rüdiger Kargoll
für schnelle Reparaturen.
Herzlich bedanken möchte ich mich bei Christine Haug für die nette Zusammenarbeit, die
zuverlässige Hilfe bei allen organisatorischen Fragen und den Doppelpavillon fürs Festival!
Außerdem danke Elwira Klima-Bartczak, die als gute Seele der Arbeitsgruppe immer für einen
da ist und durch ihre herzliche Art immer für eine freundliche Atmosphäre sorgt.
Ich danke der ganzen Arbeitsgruppe Lindhorst in unterschiedlichster Zusammensetzung für die
schöne Zeit, zahlreiche Festivitäten, diverse Feierabendbiere und die gute Zusammenarbeit.
Carina Spormann danke ich für die Biotests und Vivek Poonthiyil für das Korrekturlesen dieser
Arbeit. Sven Ole Jaeschke danke ich für seine Hilfsbereitschaft und das Korrekturlesen. Ellen
Fast danke ich für die gute Arbeitsatmosphäre im Labor, Bärenjäger und ihre DJane-Qualitäten.
Ich werde immer deiner Playlist folgen.
Ganz besonders möchte ich mich bedanken bei Femke Beiroth, ohne die ich wahrscheinlich
nicht so lange durchgehalten hätte. Vielen Dank für deine Freundschaft, Chaosabende, deine
Hilfe in allen Lebenslagen und das Korrekturlesen dieser Arbeit!
Ich danke Vijayanand Chandrasekaran für die beste Zeit im Labor, deine Gastfreundschaft und
deinen Rat bei allen chemischen Fragen.
Literaturverzeichnis 191
Vielen Dank auch an meine Bachelorstudenten Jana Brehmer, Lars Hildebrandt und Christoph
Bohl, von denen insbesondere Christoph maßgeblich zum Gelingen dieser Arbeit beigetragen
hat!
Außerdem danke ich meinen Freunden für die Ablenkungen vom Laboralltag, insbesondere
Britta Hesseler, auch für das Korrekturlesen dieser Arbeit.
Ein dickes Dankeschön geht raus an meine Eltern Astrid und Wilfried Müller, die immer für
mich da sind und ohne deren Unterstützung diese Arbeit nicht zustande gekommen wäre.
Danke!