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Tierärztliche Hochschule Hannover Untersuchung zum Vorkommen und zur Kolonisationsdynamik von Methicillin- resistenten Staphylococcus aureus (MRSA) bei Schweinen in Mastbeständen in Nordwestdeutschland und Ostdeutschland INAUGURAL – DISSERTATION zur Erlangung des Grades einer Doktorin der Veterinärmedizin - Doctor medicinae veterinariae - ( Dr. med. vet. ) vorgelegt von Birgit Brockers Mönchengladbach-Rheydt Hannover 2011
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Tierärztliche Hochschule Hannover
Untersuchung zum Vorkommen und zur Kolonisationsdynamik von Methicillin-
resistenten Staphylococcus aureus (MRSA) bei Schweinen in Mastbeständen
in Nordwestdeutschland und Ostdeutschland
INAUGURAL – DISSERTATION
zur Erlangung des Grades einer Doktorin der Veterinärmedizin
- Doctor medicinae veterinariae -
( Dr. med. vet. )
vorgelegt von
Birgit Brockers
Mönchengladbach-Rheydt
Hannover 2011
Wissenschaftliche Betreuung: Univ.-Prof. Dr. Thomas Blaha
Außenstelle für Epidemiologie Bakum
1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. Thomas Blaha 2. Gutachter: Apl. Prof. Dr. Stefan Schwarz Tag der mündlichen Prüfung: 19.05.2011 Die Förderung des Vorhabens erfolgte aus Mitteln des Bundesministeriums für
Ernährung, Landwirtschaft und Verbraucherschutz (BMELV) über die Bundesanstalt
für Landwirtschaft und Ernährung (BLE).
I went to the woods because I wished to live deliberately,
to front only the essential facts of life, and see if I could not learn what it had to teach,
and not, when I came to die, discover that I had not lived.
Henry David Thoreau
meinen Eltern
Inhaltsverzeichnis
Inhaltsverzeichnis
ABKÜRZUNGSVERZEICHNIS ....................................................................................
1 EINLEITUNG ....................................................................................................... 1
2 LITERATUR ........................................................................................................ 3
2.1 Staphylococcus aureus ................................................................................. 3
2.1.1 Taxonomie und Historie .......................................................................... 4
2.1.2 Morphologie und biochemische Eigenschaften ....................................... 5
2.1.3 Pathogenität und Virulenz ....................................................................... 6
2.1.4 Resistenzen ............................................................................................ 8
2.1.4.1 Allgemein .......................................................................................... 8
2.1.4.2 Mechanismen gegen β-Lactam-Antibiotika .................................... 10
2.1.4.3 Mechanismen gegen Nicht-β-Lactam-Antibiotika ........................... 10
2.2 Methicillin-resistenter Staphylococcus aureus (MRSA) ............................... 12
2.2.1 Nachweismethoden .............................................................................. 12
2.2.1.1 Kultureller Nachweis ....................................................................... 12
2.2.1.2 Molekularbiologischer Nachweis .................................................... 13
2.3 Epidemiologie von MRSA bei Mensch und Tier .......................................... 17
2.3.1 healthcare-associated MRSA (haMRSA) .............................................. 19
2.3.2 community-associated MRSA (caMRSA) ............................................. 21
2.3.3 livestock-associated MRSA (laMRSA) .................................................. 22
2.3.3.1 Schwein .......................................................................................... 23
2.3.3.2 Geflügel .......................................................................................... 27
2.3.3.3 Wiederkäuer ................................................................................... 28
2.3.3.4 Bedeutung von laMRSA beim Menschen ....................................... 29
2.3.4 MRSA in Tierkliniken ............................................................................. 31
2.3.4.1 Pferde ............................................................................................. 32
2.3.4.2 Kleintiere ........................................................................................ 33
3 MATERIAL UND METHODEN .......................................................................... 35
3.1 Studienmodell .............................................................................................. 35
Inhaltsverzeichnis
3.2 Auswahl der Bestände für die Querschnittsstudie ....................................... 35
3.3 Auswahl der Bestände für die Longitudinalstudie ........................................ 38
3.3.1 Niedersachsen ...................................................................................... 38
3.3.2 Nordrhein-Westfalen ............................................................................. 39
3.3.3 Ostdeutschland ..................................................................................... 40
3.4 Fragebogen ................................................................................................. 41
3.5 Untersuchungsschema – Longitudinalstudie ............................................... 42
3.6 Probenentnahme und Transport .................................................................. 43
3.6.1 Nasentupferprobe ................................................................................. 43
3.6.2 Staubproben ......................................................................................... 44
3.6.3 Sockentupfer ......................................................................................... 44
3.6.4 Transport .............................................................................................. 45
3.7 Kultureller Nachweis .................................................................................... 45
3.7.1 Selektives Anreicherungsverfahren ...................................................... 46
3.7.1.1 Voranreicherung ............................................................................. 46
3.7.1.2 Selektivanreicherung ...................................................................... 47
3.7.1.3 Selektivagar .................................................................................... 48
3.7.2 Anzucht und Isolierung ......................................................................... 48
3.7.3 Biochemische Differenzierung .............................................................. 49
3.7.3.1 Katalase-Test ................................................................................. 49
3.7.3.2 Oxidase-Test .................................................................................. 49
3.7.3.3 Koagulase-Test .............................................................................. 49
3.8 Kryokonservierung....................................................................................... 50
3.9 Molekularbiologischer Nachweis ................................................................. 50
3.9.1 Bestätigung mittels PCR ....................................................................... 50
3.9.1.1 Manuelle Extraktion genomischer DNA aus Bakterienkultur .......... 50
3.9.1.2 Herstellung des Master-Mixes ........................................................ 51
3.9.1.3 PCR ................................................................................................ 52
3.9.1.4 Gelelektrophorese .......................................................................... 52
3.9.1.5 Beurteilung ..................................................................................... 54
3.9.2 Typisierung ........................................................................................... 54
Inhaltsverzeichnis
3.10 Statistische Auswertung und Formeln ...................................................... 55
3.10.1 Intraherdenprävalenzberechnung ......................................................... 55
3.10.2 Statistische Hilfsmittel und angewandte Tests ...................................... 55
4 ERGEBNISSE ................................................................................................... 57
4.1 Ergebnisse der Querschnittsstudie .............................................................. 57
4.1.1 Herdenprävalenz ................................................................................... 57
4.1.2 Intraherdenprävalenzen ........................................................................ 57
4.2 Auswahl der Bestände für die Longitudinalstudie ........................................ 59
4.3 Ergebnisse der Longitudinalstudie .............................................................. 60
4.3.1 Fragebogen........................................................................................... 60
4.3.2 Niedersachsen ...................................................................................... 62
4.3.2.1 Bestand 1 ....................................................................................... 62
4.3.2.2 Bestand 2 ....................................................................................... 63
4.3.2.3 Bestand 3 ....................................................................................... 65
4.3.2.4 Bestand 4 ....................................................................................... 67
4.3.3 Nordrhein-Westfalen ............................................................................. 68
4.3.3.1 Bestand 5 ....................................................................................... 68
4.3.3.2 Bestand 6 ....................................................................................... 70
4.3.3.3 Bestand 7 ....................................................................................... 72
4.3.3.4 Bestand 8 ....................................................................................... 73
4.3.4 Ostdeutschland ..................................................................................... 74
4.3.4.1 Bestand 9 ....................................................................................... 74
4.3.4.2 Bestand 10 ..................................................................................... 76
4.3.4.3 Bestand 11 ..................................................................................... 77
4.3.4.4 Bestand 12 ..................................................................................... 78
4.4 MRSA-Nachweishäufigkeiten bei den Umgebungsproben .......................... 80
4.4.1 Staubproben ......................................................................................... 80
4.4.2 Sockentupfer ......................................................................................... 80
4.5 MRSA-Nachweishäufigkeiten bei den Schweinen ....................................... 82
4.5.1 Nasentupfer .......................................................................................... 82
4.5.2 Verlauf erster Mastdurchgang ............................................................... 83
Inhaltsverzeichnis
4.5.3 Verlauf zweiter Mastdurchgang ............................................................. 84
4.5.4 Verlauf beider Mastdurchgänge zusammengefasst .............................. 86
4.6 Auswertung der Fragebögen auf mögliche Einflussfaktoren ....................... 87
4.6.1 Einfluss der Herkunft der Tiere auf den Nachweis von MRSA .............. 87
4.6.2 Einfluss der Bestandsgröße auf den Nachweis von MRSA .................. 87
4.6.3 Einfluss des Kontaktes der Schweine zu anderen Tierarten ................. 88
4.6.4 Einfluss von anderen Nutztierarten auf dem Bestand ........................... 89
4.7 MRSA Dynamiken innerhalb der Mastdurchgänge ...................................... 89
4.7.1 Einfluss der Umgebung auf das Tier ..................................................... 89
4.7.2 MRSA-Dynamik während der Mastdurchgänge .................................... 90
4.7.3 Einfluss einer antibiotischen Behandlung ............................................. 91
4.8 MRSA und bestandsspezifische Interventionsmaßnahmen ........................ 93
4.8.1 Einfluss der bestandsspezifischen Maßnahmen insgesamt .................. 93
4.8.2 Einsatz von pflanzlichen und ätherischen Ölen..................................... 93
4.8.3 Einsatz von Effektiven Mikroorganismen .............................................. 94
4.8.4 Verbesserte Reinigung und Desinfektion .............................................. 94
4.8.5 Neues Stallgebäude und neue Herkunft ............................................... 95
4.8.6 Keine Maßnahmen – Kontrollbestände ................................................. 96
4.9 Ergebnisse der MRSA-Typisierung ............................................................. 97
5 DISKUSSION .................................................................................................... 99
5.1 Vorkommen von MRSA beim Mastschwein ................................................. 99
5.1.1 Herdenprävalenz ................................................................................... 99
5.1.2 Intraherdenprävalenz .......................................................................... 100
5.2 MRSA-Nachweis und mögliche Einflussfaktoren ....................................... 101
5.2.1 Einfluss der Herkunft der Tiere ........................................................... 101
5.2.2 Einfluss der Bestandsgröße ................................................................ 103
5.3 Zeitpunkt und Verlauf der Besiedlung von MRSA beim Mastschwein ....... 103
5.3.1 Einfluss der Umgebung auf den MRSA-Status der Tiere .................... 103
5.3.2 MRSA-Dynamiken während der Mastdurchgänge .............................. 106
5.3.3 Einfluss einer antibiotischen Behandlung ........................................... 108
5.4 MRSA und bestandsspezifische Interventionsmaßnahmen ...................... 109
Inhaltsverzeichnis
5.5 Einordnung der ermittelten MRSA spa-Typen ........................................... 112
6 SCHLUSSFOLGERUNGEN ........................................................................... 113
7 ZUSAMMENFASSUNG .................................................................................. 115
8 SUMMARY ...................................................................................................... 117
LITERATURVERZEICHNIS ................................................................................... 119
TABELLENVERZEICHNIS .................................................................................... 142
ABBILDUNGSVERZEICHNIS ................................................................................ 144
ANHANG ................................................................................................................ 145
DANKSAGUNG ..................................................................................................... 153
ABKÜRZUNGSVERZEICHNIS
ABKÜRZUNGSVERZEICHNIS
% Prozent
< kleiner als
> größer als
°C Grad Celsius
µg Mikrogramm
µl Mikroliter
µm Mikrometer
A. bidest. Aqua bidestilata
AB Antibiotikum
BfR Bundesinstitut für Risikobewertung
BMELV Bundesministerium für Ernährung, Landwirtschaft und Verbraucherschutz
bp Basenpaare
BURP Based Upon Repeat Patterns
bzw. beziehungsweise
ca. circa
caMRSA community-associated MRSA
CC klonaler Komplex (engl. clonal complex)
cm Zentimeter
cm² Quadratzentimeter
d.h. das heißt
DNA Desoxyribonukleinsäure (engl. desoxyribonucleic acid)
EARRS European Antimicrobial Resistance Surveillance System
ggf. gegebenenfalls
EG Europäische Gemeinschaft
et al. et alii / und andere
etc. et cetera / und so weiter
EU Europäische Union
Fa. Firma
Fc Fragment crystallizable
g Schwerebeschleunigung oder Gramm
h Stunde
H2O Wasser
H2O2 Wasserstoffperoxid
haMRSA healthcare-associated MRSA
HCl Salzsäure
Hrsg. Herausgeber
IgG Immunoglobulin G
kg Kilogramm
KISS Krankenhausinfektions- Surveillance-System
l Liter
laMRSA livestock-associated MRSA
LM Lebensmittel
m2 Quadratmeter
Max. Maximum
ABKÜRZUNGSVERZEICHNIS
mg Milligramm
MHB Mueller-Hinton-Bouillon
ml Milliliter
MLST Multi Locus Sequenz- Typisierung (engl. multilocus sequence typing)
mm Millimeter
Min. Minimum
min Minute
MRSA Methicillin-resistenter Staphylococcus aureus
MSSA Methicillin-sensibler Staphylococcus aureus
n Gesamtzahl
NaCl Natriumchlorid
Nds Niedersachsen
Nr. Nummer
NRZ Nationales Referenzzentrum
NT-MRSA non-typeable MRSA
PBP Penicillin-bindendes Protein
PBP 2a Penicillin-bindendes Protein 2a
PCR Polymerase Kettenreaktion (engl. polymerase chain reaction)
PFGE Pulsfeld-Gelelektrophorese
pmol Pikromol
PVL Panton-Valentine-Leukozidin
RNA Ribonukleinsäure (engl. ribonucleic acid)
S. aureus Staphylococcus aureus
SCCmec staphylococcal cassette chromosome mec
spf spezifisch pathogen frei
spp. Spezies
ST Sequenztyp
t011 spa Typ 11
TSST-1 Toxischer Schock Syndrom Toxin 1
u.a. unter anderem
USA Vereinigte Staaten von Amerika
z.B. zum Beispiel
z.T. zum Teil
EINLEITUNG 1
1 EINLEITUNG
In den letzten Jahren hat die Bedeutung von Methicillin-resistenten Staphylococcus
aureus (MRSA) nicht nur in den humanmedizinischen Bereichen wie in
Krankenhäusern, Einrichtungen der Pflege sowie im Gesundheitswesen sondern
auch im veterinärmedizinischen Bereich und in der Landwirtschaft zugenommen.
Als Haut- und Schleimhautbesiedler gelten MRSA als fakultativ pathogene
Kommensalen von Mensch und Tier. Allerdings können MRSA insbesondere bei
immunsupprimierten Menschen aufgrund ihrer Resistenzen gegen antibiotische
Substanzen und der damit verbundenen schlechten Therapiemöglichkeit nach
Infektion zu schwerwiegenden Krankheitsbildern bis hin zum Tod führen.
Als Hospitalismuskeime sind MRSA weltweit schon seit 50 Jahren in der
Humanmedizin bekannt. Das gehäufte Vorkommen von MRSA-Infektionen in
Krankenhäusern erklärt sich somit vor allem durch die hohe Dichte von kranken,
immungeschwächten Personen gekoppelt mit dem Einsatz von Antibiotika sowie
umfangreichen Desinfektionsmaßnahmen und der hohen Tenazität des Bakteriums.
Der Nachweis von MRSA auch außerhalb des stationären Bereiches begründete die
Einteilung in Stämme, die überwiegend in der Gesellschaft erworben werden, den
community-associated (ca)MRSA, und in Stämme, die vorwiegend in
Krankenhäusern erworben werden, den healthcare-associated (ha)MRSA.
Seit den 1970er Jahren sind sporadische MRSA-Infektionen auch in der
Veterinärmedizin sowohl in Tierkliniken als auch bei landwirtschaftlichen Nutztieren
beschrieben worden. Erste systematische Studien seit 2005 zeigen nicht nur, dass
MRSA bei Haus- und Nutztieren vorkommen, sondern auch, dass die Möglichkeit
einer Übertragung auf exponierte Personen besteht.
2 EINLEITUNG
Das gehäufte Vorkommen von MRSA als nasale Besiedler im Bereich der
landwirtschaftlichen Nutztiere vor allem im Bereich der Schweineproduktion ist erst
seit einigen Jahren bekannt und prägte den Namen livestock-associated (la)MRSA.
Durch die planmäßige Untersuchung der Epidemiologie von laMRSA bietet sich die
Gelegenheit einen zoonotischen Keim zu einem frühen Zeitpunkt, pro aktiv zu
untersuchen und mögliche Interventionsmaßnahmen zu planen.
Ziel dieser Arbeit ist die Erforschung des Verlaufs der Kolonisierung sowie der
Besiedlungsdynamik von Methicillin-resistenten Staphylococcus aureus (MRSA) in
Schweinemastbeständen in Nord-West-und Ostdeutschland. Vor allem Zeitpunkt und
Verlauf der Besiedlung mit MRSA bei Mastschweinen, damit verbundene
Einflussfaktoren sowie mögliche regionale Unterschiede sollen beleuchtet werden.
Die Ergebnisse mögen ein Hilfsmittel zur wissenschaftlichen Risikobewertung der
MRSA-Besiedlung von Mastschweinen darstellen und einen Beitrag zur Verhütung
und Bekämpfung einer Zoonose leisten.
LITERATUR 3
2 LITERATUR
2.1 Staphylococcus aureus
S. aureus sind fakultativ pathogene Kommensalen von Mensch und Tier. Sie
gehören einerseits zu den asymptomatischen Besiedlern von Haut und
Schleimhäuten andererseits können sie als Infektionserreger insbesondere bei
Immunsupprimierten zu gravierenden Krankheitsbildern mit folgenschwerem
Ausgang führen (ANON. 2009a). S. aureus zählen zu den weltweit häufigsten
human- und tierpathogenen Erregern von bakteriellen Infektionen (HIRSH u.
BIBERSTEIN 2004).
In der Veterinärmedizin sind S. aureus vor allem als Verursacher von Mastitiden
beim Rind und Entzündungen des Bewegungsapparates beim Geflügel von
weitreichender Bedeutung (ANON. 2009a). Beim Schwein können sie zu
Wundinfektion, multipler Abszessbildung, Nabelentzündung, neonataler Septikämie,
Mastitis, Vaginitis und Metritis führen (TAYLOR 2006).
S. aureus sind ebenso entlang der Lebensmittelkette nachweisbar. Aufgrund ihrer
Fähigkeit Enterotoxine zu bilden, bergen sie das Potential vom Lebensmittel
ausgehende Toxin-vermittelte Erkrankungen des Menschen auszulösen (TAYLOR
2006, ANON. 2007). Des Weiteren sind S. aureus in der Humanmedizin an einer
Fülle unterschiedlicher eitriger Infektionen beteiligt (ANON. 2009a).
Die Ausstattung von S. aureus mit Pathogenitätsfaktoren (Panton-Valentine-
Leukozidin, Enterotoxine, etc. siehe Kapitel 2.1.3) ist vielfältig und variabel
(TENHAGEN et al. 2008). Darüber hinaus haben einige S. aureus-Stämme
Resistenzen gegen verschiedene Antibiotika wie beispielsweise die Methicillin-
Resistenz ausgebildet. Eine Besiedlung mit diesen Methicillin-resistenten Stämmen
führt zu einer Erhöhung der Wahrscheinlichkeit des Auftretens einer Infektion
(KLUYTMANS et al. 1997). Zudem verfügen S. aureus über eine hohe Tenazität in
ihrer Umwelt und besitzen die Fähigkeit auf den unterschiedlichsten Flächen zu
haften (ANON. 2000; FOSTER 2002).
4 LITERATUR
2.1.1 Taxonomie und Historie
Seit nunmehr 130 Jahren ist die Gattung Staphylococcus, vor allem aber die Spezies
S. aureus bekannt. Staphylokokken gehören zu der Familie der Staphylococcaceae
(ehemals Micrococcaceae). Einschließlich S. aureus sind augenblicklich insgesamt
45 Staphylokokken-Spezies und 24 Subspezies (EUZÉBY 2011) bekannt, deren
Differenzierung anhand von physiologischen, biochemischen und molekularen
Eigenschaften erfolgt (QUINN et al. 2002; SELBITZ 2007; BECKER u. PETERS
2009).
Schon 1874 berichtete der deutsch-österreichische Chirurg Theodor Billroth in
seinem Buch über „Coccobacteria septica“ von kugelförmigen Mikroorganismen, die
er in Eitermaterial gefunden hatte. Während er zunächst noch die Auffassung vertrat,
dass diese Gebilde aus der Folge einer Wundinfektion entstanden waren, konnte
1878 Robert Koch die Erregernatur der „Staphylokokken“ nachweisen (GRADMANN,
2005). Nur zwei Jahre später, 1880, gelang Louis Pasteur die Anzüchtung des
Erregers aus klinischem Material. Noch im gleichen Jahr beschrieb der schottische
Chirurg Alexander Ogston die klinische Bedeutung des Erregers und gab ihm den bis
heute gültigen Namen Staphylococcus. Der Göttinger Chirurg Friedrich Julius
Rosenbach unternahm 1884 die erste taxonomische Klassifizierung anhand der
Koloniefarbe der Staphylokokken, in dem er Staphylococcus pyogenes aureus und
Staphylococcus pyogenes albus unterschied. Erst 40 Jahre später, 1926, erkannte
Johann von Darányi den Zusammenhang zwischen Koagulaseaktivität und
pathogener Bedeutung (BECKERS u. PETERS 2009). CHAPMAN entwickelte 1934
den Plasmakoagulasetest und schuf so die erste Differenzierungsgrundlage von
pathogenen und nicht-pathogenen Staphylokokken-Stämmen (CHAPMAN 1934).
KURODA et al. publizierte 2001 die erste vollständige Gensequenz von S. aureus
(KURODA et al. 2001).
Gegenwärtig eröffnen molekularbiologische Verfahren wie die spa-Typisierung, die
SCCmec-Typisierung, die MLST-Typisierung und die Pulsfeld-Gelelektrophorese
(PFGE) neue Differenzierungswege (ANON. 2009a).
LITERATUR 5
2.1.2 Morphologie und biochemische Eigenschaften
Der Name Staphylococcus aureus besteht aus dem latinisierten Singular der zwei
altgriechischen Wörter σταφυλή staphylé ‚ die Weintraube, und κόκκος kókkos‚ der
Kern oder das Korn, und dem lateinischen Wort aureus, golden, und umschreibt auf
diese Weise einprägsam zwei phänotypische Charakteristika nämlich zum einen das
Bild traubenförmig zusammengelagerter Kokken unter dem Mikroskop und zum
anderen die Farbe der „Gold“-gelben Kolonien in der Kultur (SELBITZ 2007).
S. aureus sind unbewegliche, kugelförmige, Gram-positive Bakterien mit einem
Durchmesser von 0,5 - 1,5 µm, die sich traubenförmig, aber auch einzeln, paarweise
oder unregelmäßig gelagert anordnen. Obwohl sie weder Sporen noch andere
Dauerformen bilden, zeichnen sie sich durch eine hohe Tenazität aus. Sie sind
ubiquitär vorkommende, fakultative Anaerobier und können noch bei
Kochsalzgehalten von bis zu 10% wachsen (SELBITZ 2007). Auf Blutagar bilden S.
aureus nach einer Inkubationszeit von 18 bis 24 Stunden bei 37°C weiß-gelbe,
mittelgroße, feuchte Kolonien mit einer Hämolyse, die in unterschiedlicher Intensivität
und mehrphasig auftreten kann (SELBITZ 2007; BECKER u. PETERS 2009).
Staphylokokken besitzen im Gegensatz zu Streptokokken und Enterokokken die
Fähigkeit das eisenhaltige Enzym Katalase zu bilden, welches sie vor
Sauerstoffradikalen schützt. S. aureus bilden zudem das Enzym Koagulase. Dies
ermöglicht eine Abgrenzung von den Koagulase-negativen Staphylokokken wie
beispielsweise Staphylococcus epidermidis (BECKER u. PETERS 2009). Die
Koagulase fungiert als Fibrinogenaktivator und führt zur Bildung von Fibrin, welches
S. aureus zur Oberflächenanheftung nutzt (FOSTER 2002).
In biochemischen Testverfahren wird die Anwesenheit beider Enzyme getestet und
zur Spezies-Diagnose verwendet (KNIEHL 2006).
6 LITERATUR
2.1.3 Pathogenität und Virulenz
Das pathogene Potential von S. aureus beruht auf der Produktion einer Vielzahl von
Virulenz-assoziierten Toxinen und Enzymen, der Fähigkeit der Adhärenz an
Epithelzellen, den antiphagozytären Eigenschaften und der Ausbildung von
Resistenzen (HARTMANN 1978; FOSTER 2002; BECKERS u. PETERS 2009).
Nahezu alle Stämme produzieren Hämolysine (α, β, γ und δ), Nukleasen, Proteasen,
Lipasen, Hyaluronidase und Kollagenase. Die Hauptaufgabe dieser Proteine besteht
aus dem Abbau von Wirtsgewebe und dessen Umwandlung in Nährstoffe für das
bakterielle Wachstum. Einige Stämme produzieren zusätzlich Exoproteine, wie z.B.
das Toxischer Schock Syndrom Toxin 1 (TSST-1), sowie Enterotoxine (SEA, SEB,
SECn, SED, SEE, SEG, SEH, und SEI), exfoliative Toxine (ETA und ETB) und
Leukozidine, welche alle hauptsächlich dazu dienen, die Immunantwort des Wirtes
zu hemmen (DINGES et al. 2000). Beim Menschen können infolgedessen schlecht
heilende Wundinfektionen, eitrige Prozesse, Pneumonie, Dermatitis, Osteomyelitis,
Endokarditis bis hin zur Septikämie entstehen (ANON. 2000; GILLET et al. 2002;
MONGKOLRATTANOTHAI et al. 2003; MORAN et al. 2006, BOUCHER et al. 2010)
Beim Tier können gleichermaßen eine Fülle von pyogenen und invasiven Infektionen
z.B. Mastitiden oder Arthritiden beobachtet werden (ANON. 2009a).
Prädispositionierend für eine Infektion mit S. aureus wirken vor allem eine
Immunsuppression jeglicher Art (z.B. durch vorherige Virusinfektion), das
Vorhandensein von Fremdkörpern (z.B. Katheter oder metalllegierte Implantate),
Verletzungen der Haut und Hygienemängel (ANON. 2000).
Zudem kann die Aufnahme von Nahrungsmitteln, welche hochgradig mit Toxin
bildenden S. aureus (Enterotoxine) kontaminiert sind, zu schweren Lebensmittel-
vergiftungen führen (ROSEC et al. 1997; ANON. 2000).
Weitere Eigenschaften wie die hohe Tenazität gegen Trockenheit und Wärme
(FOSTER 2002), die Fähigkeit Biofilme auszubilden (CRAMTON et al. 1999) und an
verschiedensten Materialien insbesondere auch an hydrophoben Oberflächen wie
z.B. Plastik und Edelstahl zu haften (NEELY u. MALEY 2000, EXNER u. GEBEL
2009), unterstreichen die Pathogenität des Keimes.
LITERATUR 7
Tabelle 1 dient als Überblick über die wichtigsten Virulenzfaktoren von S. aureus und
deren Lokalisation, Angriffspunkt und Wirkung.
Tabelle 1: Wichtige Virulenzmerkmale von S. aureus nach FOSTER 2002
Virulenzmerkmal Lokalisation Angriffspunkt Wirkung
Protein A Zellwandassoziiertes Protein Fc-Stück von Immunglobulin G (IgG)
Hemmung phagozytierender Zellen, Opsonierung behindert
Fibronectin-bindendes Protein Zellwandassoziiertes Protein
Multiadhäsionsproteine in der extrazellulären Matrix
Ermöglicht die Anheftung und Kolonisierung an vielen Orten (z.B. an verletztem Gewebe, Koagula, Thromben)
Kollagen-bindendes Protein Zellwandassoziiertes Protein Direkte Bindung an Kollagen Häufigste Ursache bakterieller Arthritis und Osteomyelitis
Fibrinogen-bindendes Protein (Clumping Faktor A + B)
Zellwandassoziiertes Protein Bindung und Aktivierung von Fibrinogen
Aktivierung von Thrombozyten; Aktivierung der Gerinnungskaskade
Koagulase Oberflächenassoziiertes Exotoxin
Bindet an Prothrombin, bildet Staphylothrombin-Komplexe
Fibrinogenaktivierung, unterstützt Oberflächenhaftung
Elastin-bindendes Protein Oberflächennahes Exotoxin
Bindet an Bestandteile der extrazellulären Matrix (Elastin) von elastischem Gewebe
Beteiligt an Gewebshaftung
Staphylokinase Extrazelluläres Protein Aktiviert eine Serin-Protease mit breitem Spektrum
Fibrinolyse, erhöht das invasive Potential
α-Toxin Sekretorisches Protein
Porenbildung an der Membran von Körperzellen, Aktivierung von Zytokinen, Koagulation
Endothelzellschädigung, dermatonekrotische Wirkung, intravasale Koagulation
β-Toxin Sekretorisches Protein Sphingomyelinase, zerstört Erythrozyten, Monozyten
Hämolyse, hämorrhagische Organveränderungen, sclerale Ödeme
Leukozidin und γ-Toxin (Panton-Valentine-Leukozidin)
Sekretorisches Protein (2 Komponenten)
Stimuliert und zerstört polymorphkernige Leukozyten, zytotoxisch
Dermatonekrose
Exfoliative Toxine Sekretorisches Protein Bindung an keratohyaline Granula im Stratum granulosum
Exfoliative Dermatitis
Toxische Schock Syndrom Toxin 1 und Enterotoxine Sekretorisches Protein
Superantigene Wirkung, Bindung an MHC II, danach starke T-Zell-Aktivierung
Immunosuppression, Fieber, endotoxischer Schock, Emesis, Lebensmittelvergiftung
DNAse Sekretorisches Protein Nukleinsäuren Zerstörung des Erbguts
Kapsel Oberflächengebundene Schleimkapsel Abwehrzellen, Gefäße Schutz der Zelle vor Abwehr,
Beteiligung an Biofilmen
Katalase Sekretorisches Protein Sauerstoffradikale Hemmung der Wirkung von Sauerstoffradikalen
8 LITERATUR
2.1.4 Resistenzen
2.1.4.1 Allgemein
Mit der Entdeckung und Einführung des Penicillins 1928 wurde ein Meilenstein in der
Bekämpfung bakterieller Infektionen (Pest, Cholera, Fleckfieber) gesetzt. Doch
bereits kurz nach dessen Einsatz wurde bei verschiedenen Bakterien eine
Unempfindlichkeit gegen dieses Antibiotikum beobachtet. Diese Bakterien bildeten
das Penicillin-abbauende Enzym Penicillinase und waren so gegen Penicillin
resistent geworden. Bei jeder Einführung eines neuen Antibiotikums ist auch immer
das Phänomen der Bildung von bakteriellen Resistenzen zu finden (KAYSER 1998).
Dabei versteht man unter Resistenz die Widerstandskraft eines Organismus gegen
äußere meist lebensbedrohliche Umstände. Sie ist keine direkte Reaktion auf einen
Einfluss, sondern entsteht durch Selektion derer, die dem äußeren Umstand zu
widerstehen vermögen (KAYSER 1998).
Bakterien wie S. aureus haben zudem eine sehr kurze Generationszeit und können
daher einen einmal gewonnenen genetischen Vorteil sehr schnell nutzen. Die
Resistenzen von Staphylokokken entstehen meist durch Mutationen oder den Erwerb
von Resistenzgenen (ANON. 2000). Hospitalismuskeime, zu denen auch S. aureus
gehören, unterliegen aufgrund des regelmäßigen Einsatzes von Antibiotika und
Desinfektionsmitteln in Krankenhäusern, Altenheimen und anderen
Pflegeeinrichtungen einem besonders hohen Selektionsdruck, der die Bildung von
sogenannten „Multi-resistenten Keimen“ fördert (ANON. 2000).
Methicillin-resistente S. aureus (MRSA) gehören zu den wichtigsten Vertretern dieser
nosokomialen Multi-resistenten Keime (LINDE und LEHN 2006). Seit den frühen
1960er Jahren werden MRSA beim Menschen beschrieben. Sie tragen neben der
Resistenz gegen β-Lactam-Antibiotika eine große Anzahl weiterer Resistenzen. Das
Resistenzspektrum ist dennoch nicht starr (ANON. 2009a). So konnte das Nationale
Referenzzentrum für Staphylokokken anhand der untersuchten MRSA der letzten
Jahre zeigen, dass Stämme die Resistenzen gegen Oxytetrazyklin, Gentamicin und
Trimetoprim/Sulfonamid trugen, seit 1994 rückläufig waren. Der Anteil an Isolaten mit
LITERATUR 9
Resistenzen gegen Erythromycin, Clindamycin und Ciprofloxacin blieb hingegen
gleich hoch (ANON. 2007).
Die eingesendeten MRSA-Isolate reagierten gegenüber Vancomycin stets sensibel.
Vancomycin wird aus diesem Grunde bei der Therapie von MRSA-Infektionen
eingesetzt. Die Tatsache, dass indes sowohl Vancomycin-intermediäre MRSA
(HIRAMATSU et al. 1997) als auch Vancomycin-resistente MRSA (HIRAMATSU
2001) isoliert werden, verdeutlicht wie anpassungsfähig dieser Keim ist.
Nachfolgende leicht modifizierte Tabelle 2 des Robert-Koch-Institutes (2009) soll
verdeutlichen welche Resistenzen gehäuft auftreten.
Tabelle 2: Häufigkeiten der Resistenzen bei haMRSA nach ANON. 2009b
Häufigkeit der Resistenz gegenüber weiteren Antibiotika bei
haMRSA in Deutschland, basierend auf Einsendungen an das
NRZ 2006–2008
Antibiotika 2006 2007 2008
% % %
Oxacillin 100 100 100
Ciprofloxacin 93,8 95,8 91
Moxifloxacin - 94,4 89,6
Erythromycin 72,5 75 80,7
Clindamycin 65,4 72 73,4
Gentamicin 13,3 9,8 10,5
Oxytetrazyklin 7,4 6,8 7,3
Rifampicin 2,5 1,07 0,4
Cotrimoxazol 3,1 2 10,8
Fusidinsäure-Natrium 6,4 3,8 2
Fosfomycin 3,3 0,56 1,1
Linezolid 0,04 0,11 0,1
Tigezyklin - - 0
Daptomycin - - 0,65
Mupirocin 2,6 3,3 5,3
Vancomycin 0 0 0
Teicoplanin 0 0 0
10 LITERATUR
2.1.4.2 Mechanismen gegen β-Lactam-Antibiotika
Zu den β-Lactam-Antibiotika zählen Penicilline, Cephalosporine und Carbapeneme.
Ihre bakterizide Wirkung beruht auf der kovalenten Bindung von Penicillin-bindenden
Proteinen (PBP) an der Zelloberfläche des Bakteriums, wodurch sowohl die
Zellwandstabilität geschädigt wird als auch eine direkte Lysis der Bakterienzelle
möglich ist (FREY u. LÖSCHER 2002).
S. aureus stehen zwei verschiedene Resistenzmechanismen gegen β-Lactam-
Antibiotika zur Verfügung. Zum einen bilden sie β-Lactamasen und können somit
durch Spaltung des β-Lactam-Ringes Penicilline, Aminopenicilline und
Ureidopenicilline inaktivieren.
Zum anderen haben einige S. aureus-Stämme die Eigenschaft der „Methicillin-
Resistenz“ durch die Aufnahme einer Kassette (Staphylococcal Cassette
Chromosome mec, SCCmec) in ihre chromosomale DNA erworben. Diese Kassette
enthält das mecA Gen, welches für die Bildung des Penicillin-bindenden Proteins 2a
(PBP2a) kodiert. Während andere PBPs an β-Laktam-Antibiotika binden, hat PBP2a
eine viel geringere Bindungsaffinität und hebt somit die Wirkung der β-Lactame
einschließlich der Penicillinase-festen β-Lactame wie Methicillin, Oxacillin,
Cephalosporine und Carbapeneme auf (HARTMANN u. TOMASZ 1984; PINHO et al.
2001; ANON. 2009a).
2.1.4.3 Mechanismen gegen Nicht-β-Lactam-Antibiotika
Zu den Nicht-β-Lactam-Antibiotika zählen Aminoglycoside, Tetracycline, Makrolide,
Lincosamide, Chinolone, Glykopeptide, Sulfonamide und Trimethoprim.
S. aureus verfügen über eine beachtliche Anzahl von Resistenzmechanismen gegen
Nicht-β-Lactam-Antibiotika (LYON u. SKURRAY 1987). Dennoch ist das Auftreten
dieser Resistenzen ständig im Wandel. So können Stämme mit einem breiten
Resistenzspektrum aber auch Stämme mit nur wenigen Resistenzen gefunden
werden (ANON. 2009a).
Die nachfolgende Tabelle 3 soll einen Überblick über Wirkweisen einer Auswahl von
Nicht-β-Lactam-Antibiotika und der dazugehörigen Resistenzmechanismen von S.
aureus geben.
LITERATUR 11
Tabelle 3: Resistenzmechanismen von S.aureus – Nicht-β-Lactam-Antibiotika
Antibiotikum Wirkung Wirkweise Resistenzmechanismus S. aureus Literatur
Aminoglycoside Gentamicin
Streptomycin Kanamycin Neomycin
bakterizid
Bindung an 30-S Untereinheit bakterieller Ribosome
↓ Fehlerhafte Proteinsynthese
↓ Bildung von "Nonsense"-
Proteinen
1. Mutation → Strukturveränderung der Ribosomen verhindert die Bindung an Aminoglycosid 2. Enzymatische Veränderung des Aminoglykosids im periplasmatischen Raum →Verhinderung des Transports in die Bakterienzelle 3. Punktmutation → Veränderung der Porine der Zellwand → Inhibition der Aufnahme des Antibiotikums
LYON u. SKURRAY 1987 FREY u. LÖSCHER 2002
Tetracycline Doxycyclin
Oxytetracyclin u.a.
bakterio- statisch
Bindung an 30-S-Untereinheit bakterieller Ribosomen
↓ Hemmung der Aminoacyl-t-RNA
Bindung an die ribosomale Akzeptorstelle
↓ Hemmung der bakteriellen
Proteinsynthese
Plasmidübertragen 1. tet(K) , tet(L) und tet(M) kodieren für ein Efflux-Pumpen-System → Beförderung des AB's aus der Bakterienzelle oder: 2. für eine Strukturänderung der ribosomalen Bindungsstelle → deutlich geringerer Tetrazyklinaffinität
LYON u. SKURRAY 1987 FREY u. LÖSCHER 2002 KADLEC u. SCHWARZ 2010
Makrolide Erythromycin
Tylosin Tilmicosin
u.a.
&
Lincosamide Lincomycin Clindamycin
bakterio- statisch
Bindung an 50s-Untereinheit bakterieller Ribosome am
Peptidyltransferase-zentrum ↓
Behinderung der Proteinsynthese ↓
Gestörte Translokation der Peptidyl-t-RNA
↓ Arretierung der Proteinsynthese
1. Methylierung einer einzigen Base (meist A2058) der 23S rRNA → Bindungsintensität des ABs stark abgeschwächt bzw. aufgehoben 2. Efflux-Pumpen-System → Beförderung des AB's aus der Bakterienzelle 3. Enzymatische Inaktivierung des Antibiotikums MRSA: Resistenz durch Gene: erm(A), erm(B), erm(C), erm(F), erm(G), erm(Q), erm(Y), erm(33) und erm(B) kodiert & durch Transposons übertragen, Resistenz erm(T) plasmidassoziiert MSSA: Resistenz durch Gene der erm(C)-Klasse dominierend & plasmidassoziiert
FREY u. LÖSCHER 2002 BERISIO et al. 2003 GEISS et al. 2003 KADLEC u. SCHWARZ 2010
Glykopeptide Vancomycin
(Reserve-AB) (Einsatz bei
MRSA-Infektionen)
bakterizid
hochaffine Bindung an die Acetyl-D-Alanin-D-Alanin-Endungen der
Quervernetzung der Peptidoglycanmatrix der
bakteriellen Zellwand ↓
Störung des Aufbau der Zellwand
Vermutung: Übertragung der vanA-Determinante von Vancomycin-resistenten-Enterokokken (VRE) auf S. aureus Folge: → Veränderung der Quervernetzung, statt Acetyl-D-Alanin-D-Alanin-Pentapeptids wird D-Alanin-D-Lactat-Depsipeptid gebildet → Zellwandverdickung und Reduzierung der Affinität zu Vancomycin um den Faktor 1000
HIRAMATSU et al. 2001 SIEVERT et al. 2008
Gyrasehemmer (Fluorchinolone)
Enrofloxacin
Marbofloxacin Ciprofloxacin
bakterizid
Hemmung des Enzyms DNA-Gyrase (Toposisomerase II) und
der Topoisomerase IV ↓
Hemmung der bakteriellen Transkription und Replikation
1. Chromosomale Resistenzgene gyrA, gyrB und parC → Veränderung der Aminosäurenstruktur der Topoisomerasen → Komplexbildung mit dem AB verhindert 2. Effluxpumpensystem → Beförderung des ABs aus der Bakterienzelle (S. aureus Gen norA)
NG et al. 1994 HOOPER 2002
Sulfonamide
&
Trimethoprim
bakterizid
Sulfonamide Kompetitive Verdrängung der p-
Aminobenzoesöure führt zu Substratmangel für die
Dihydropteroinsäure-Synthetase Trimethoprim Hemmung der
Dihydrofolsäurereduktase (Affinität 1000fach höher als beim
Substrat) beide
Bildung von Folsäure verhindert → Hemmung der bakteriellen
Folsäuresynthese
Sulfonamid-Resistenz: Mutation des chromosomalen dhps(folP)-Gens → p-Aminobenzoesäure Überproduktion Trimethoprim-Resistenz: Mutation des dfrA-Gen auf Transposon Tn4003 kodiert, dfrK-Gen: plasmidassozierte Resistenz → Reduktion der Affinität von Trimetoprim
GILBERT et al. 2001
KADLEC u. SCHWARZ
2010
12 LITERATUR
2.2 Methicillin-resistenter Staphylococcus aureus (MRSA)
MRSA gehören zu den S. aureus-Stämmen, die eine Resistenz gegen alle β-Lactam-
Antibiotika erworben haben. Durch die Aufnahme einer mobilen Kassette (SCCmec)
in ihr Genom, besitzen MRSA das mecA Gen, welches für ein besonderes Penicillin-
bindendes Protein (PBP2a) kodiert. Die β-Lactame können an dieses Protein und
somit an die bakterielle Zellwand nicht mehr binden. Die bakterizide Wirkung ist
dadurch aufgehoben (BERGER-BÄCHI 1999; BERGER-BÄCHI u. ROHRER 2002).
MRSA unterscheiden sich hinsichtlich ihrer Virulenz nicht wesentlich von Methicillin-
sensiblen S. aureus Stämmen (KLUYTMANS et al.1997). Vielmehr ist es die große
Anzahl an Resistenzen kombiniert mit den Vertretern der aggressiveren S. aureus-
Stämme, die das Gefahrenpotential steigern.
Der Nachweis von MRSA erfolgt kulturell und molekularbiologisch und soll im
Folgenden näher beschrieben werden.
2.2.1 Nachweismethoden
2.2.1.1 Kultureller Nachweis
Für den direkten kulturellen Nachweis von Methicillin-resistenten S. aureus stehen
verschiedene kulturelle Systeme zur Verfügung. Sie beruhen auf dem Einsatz von
Selektivmedien, die Substanzen zur Unterdrückung der Begleitflora und zur gezielten
Selektion Methicillin-resistenter Keime enthalten sowie mit einem Indikatorsystem
ausgestattet sind. Untersuchungsmaterial kann dabei direkt auf ein Selektivmedium
überführt werden oder aber zunächst zur Voranreicherung in eine selektive
Flüssigbouillon gegeben werden und dann auf einem Selektivmedium subkultiviert
werden (KNIEHL 2006).
Zur weiteren phänotypischen und biochemischen Differenzierung werden MRSA-
verdächtige Kolonien traditionell auf Schafblutagar kultiviert. Nach einer 18 bis
24 stündigen Inkubationszeit bei 36°C ist die Kulturmorphologie von S. aureus auf
Schafblutagar durch weiß bis gelb pigmentierte, mittelgroße, feuchte Kolonien mit
einer Hämolyse, die in unterschiedlicher Intensivität und mehreren Phasen auftreten
kann, gekennzeichnet. Eine Unterscheidung zwischen MRSA- und den übrigen
LITERATUR 13
S. aureus-Kolonien ist hierbei nur über eine biochemische Testung möglich
(BECKER und PETERS, 2009).
2.2.1.2 Molekularbiologischer Nachweis
Der molekularbiologische Nachweis dient nicht nur der schnellen Identifizierung von
MRSA sondern ermöglicht zudem Untersuchungen zu epidemiologischen
Zusammenhängen wie z.B. Populationsdynamiken und Ausbreitungsmuster mittels
Typisierung (FETSCH 2009).
PCR-Methoden nach POULSEN et al. (2003) und nach HULETSKY et al. (2004)
stehen für den schnellen molekularbiologischen Nachweis von MRSA (bzw. den
Nachweis des mecA Gens) zur Verfügung. Um wirksame Strategien zur Kontrolle
von MRSA entwickeln zu können, sind Kenntnisse über die Epidemiologie und die
molekulare Evolution erforderlich. Daher sind in den letzten Jahrzehnten einige
molekularbiologische Typisierungsmethoden entwickelt worden (DEURENBERG u.
STOBBERINGH 2008). Als die bedeutendsten molekularen Typisierungsmethoden
sind die Multi Locus Sequenztypisierung (MLST), die spa-Typisierung, die SCCmec-
Typisierung sowie die Pulsfeld-Gelelektrophorese (PFGE) zu nennen (TENHAGEN
et al. 2008).
2.2.1.2.1. Genotypische Identifizierung - Nachweis des mecA Gens
Zur genotypischen Identifizierung von MRSA steht eine Multiplex-PCR Methode zur
Verfügung. Sie beruht auf der Detektion des 16S rDNA Gens der Staphylokokken,
des für die Methicillin-Resistenz codierenden mecA Gens und des S. aureus
spezifischen Nukleasegens nuc. Je nach positiv detektiertem Gen kann eine
Bestätigung von MRSA (16 S, nuc, und mecA positiv), MSSA (16S und nuc positiv)
und Staphylococcus spp. (nur 16S positiv) erfolgen (POULSEN et al. 2003).
Eine weitere Möglichkeit der genotypischen MRSA Identifizierung bietet eine
real-time PCR. Hierbei wird der Nachweis des mecA Gens direkt mit dem Nachweis
des für S. aureus spezifischen orfX Gens verknüpft. Ein positives PCR Ergebnis
bestätigt die Anwesenheit des mecA Gens (Methicillin-Resistenz) und die der
Spezies S. aureus (HULETZKY et al. 2004).
14 LITERATUR
2.2.1.2.2. Multi Locus Sequenztypisierung (MLST)
Die MLST ist ein Verfahren zur genomischen Typisierung und basiert auf der
Sequenzanalyse von sieben Gensequenzen. Dabei werden die sieben polymorphen
Housekeeping Gene arcC, aroE, glpF, gmk, pta, tpi und yqiL eines S. aureus-Isolates
jeweils einzeln in getrennten Ansätzen mittels PCR amplifiziert und sequenziert
(ENRIGHT et al. 2000). Die Sequenzierung beruht auf der Aufschlüsselung der
verschiedenen Allele der sieben Genloci. Jedes Isolat kann mittels seines
Allelmusters einem bestimmten Sequenztyp (ST) zu geordnet werden.
Beispielsweise hat der epidemische MRSA-16 Klon das MLST-Profil 2-2-2-2-3-3-2
und wird somit als ST36 definiert. Eine Internetplattform ermöglicht heutzutage einen
internationalen Vergleich der Typen (www.mlst.net). Des Weiteren werden Isolate
verwandten Sequenztyps mittels eines Algorithmus in klonale Gruppen (Clonal
Complexes, CCs) eingeordnet (www.eburst.mlst.net). Sie gewähren einen Einblick in
die Verbreitung und die molekularen Veränderungen von MRSA.
Die MLST eignet sich daher vor allem bei phylogenetischen Fragestellungen. Sie ist
gut reproduzierbar und besitzt ein hohes Maß an Vergleichbarkeit. Allerdings ist sie
kosten-, zeit- und personalaufwändig (DEURENBERG u. STOBBERINGH 2008).
2.2.1.2.3. spa-Typisierung
Die spa-Typisierung ist ein von FRENAY et al. (1996) entwickeltes Verfahren zur
molekularbiologischen Typisierung von MRSA mittels nur einer Gensequenz,
demgemäß eine Single Locus Sequenztypisierung. Das spa Gen, welches für das
zellwandständige S. aureus Protein A kodiert, enthält an seinem 3‘ Ende die
polymorphe Region X. Diese wird auch Repeat-Region genannt, da sie eine sich
wiederholende Abfolge von 24 bp beinhaltet. Die Region X wird mittels PCR
amplifiziert, anschließend anhand ihrer Basenabfolge sequenziert und zu einem spa-
Typ zu geordnet. Die Variationsbreite des spa Gens ist auf Veränderungen der
Repeat-Region durch Punktmutation, Deletion, und Duplikation zurückzuführen
(SHOPSIN et al. 1999; KAHL et al. 2005; DEURENBERG u. STOBBERINGH 2008).
Aktuell besteht die Möglichkeit die Software StaphType (Ridom GmbH, Würzburg,
Germany) zur Analyse der Sequenzierungsergebnisse zu nutzen und in den spa-
LITERATUR 15
Server (www.spaserver.ridom.de), der gegenwärtig als Internetplattform einen
internationalen Vergleich der spa-Typen erlaubt, einzupflegen. Ebenso wie bei der
MLST steht ein Algorithmus zur Verfügung, mit dem verwandtschaftliche
Beziehungen errechnet werden können. Der Vergleich von publizierten spa-Typen
war in der Vergangenheit nur bedingt möglich. Der Grund dafür lag in einer
uneinheitlichen Nomenklatur. Zur Einordnung der Sequenzierungsergebnisse wurden
sowohl das von KOREEN et al. (2004) als auch das von HARMSEN et al. (2003)
beschriebene Nomenklatur-System genutzt. Um dieser Diskrepanz entgegen zu
wirken, bildete sich die SeqNet.org Initiative (www.seqnet.org). Sie verwaltet und
synchronisiert die Daten des spa-Servers (FRIEDRICH et al. 2006; DEURENBERG
u. STOBBERINGH 2008).
Die spa-Typisierung hat im Vergleich zur MLST einen höheren Differenzierungsgrad.
Beispielsweise lassen sich die spa-Typen t011, t034, und t108 dem MLST 398
zuordnen. Zudem ist sie kostengünstiger und weniger personen- und zeitaufwändig
als die MLST (DEURENBERG u. STOBBERINGH 2008).
MELLMANN et al. (2008) zeigten, dass über den Algorithmus BURP (based upon
repeat pattern) gebildete spa-Typ-Gruppen mit denen der MLST (96,5%) und denen
der Pulsfeld-Gelelektrophorese (94,9%) hoch übereinstimmend waren (MELLMANN
et al. 2008).
2.2.1.2.4. SCCmec-Typisierung
Die SCCmec-Typisierung stellt eine weitere Typisierungsmethode von MRSA dar.
Dabei wird die Struktur der mobilen SCCmec (Staphylococcal Cassette Chromosom
mec) Kassette, die Träger des Methicillin-Resistenz vermittelnden mecA Gens ist,
mittels einiger PCR-Methoden aufgeschlüsselt und einem der verschiedenen
SCCmec-Typen zugeordnet. ITO et al. (2001), OLIVEIRA u. LENCASTRE (2002),
MILHEIRICO et al. (2007) sowie ZANG et al. (2005) und BOYE et al. (2007)
beschreiben jeweils alle mehr oder minder verschiedene Methoden zur SCCmec-
Typisierung. Ein Nachteil dieser großen Anzahl an unterschiedlichen Methoden ist
die nur bedingte Vergleichbarkeit der Ergebnisse, da es zu unterschiedlichen
Einordnungen in die SCCmec-Typen kommt (DEURENBERG u. STOBBERINGH
16 LITERATUR
2008; JANSEN et al. 2009; HUIJSDENS et al. 2009). Dennoch ist erkennbar, dass
einige der unterschiedlichen SCCmec-Typen bestimmten MRSA-Gruppen zu
geordnet werden können:
SCCmec I bis III → Healthcare-associated MRSA (COHN et al. 2010)
SCCmec IV und V → Community-associated MRSA (COHN et al. 2010)
SCCmec III, IVa und V → Livestock-associated MRSA (DE NEELING et al. 2007)
2.2.1.2.5. PFGE – Pulsfeld-Gelelektrophorese
Die Pulsfeld-Gelelektrophorese ist ein Verfahren zur Typisierung von MRSA, bei der
die bakterielle, chromosomale DNA durch einen Verdauungsvorgang mittels des
Restriktionsenzyms SmaI zunächst in Segmente geschnitten wird und anschließend
gelelektrophoretisch aufgetrennt wird. Im Folgenden entsteht für jedes MRSA-Isolat
ein spezifisches Bandenmuster. Aufgrund der hohen Diskriminationsfähigkeit und
des damit verbundenen hohen Aufklärungswertes in Bezug auf epidemiologische
Zusammenhänge wird die PFGE mit SmaI als ‚Goldstandard‘ der S. aureus-
Typisierung angesehen. Leider ist sie jedoch personal-, zeit- und kostenaufwändig
(FETSCH et al. 2009).
Die chromosomale DNA des nutztierassoziierten MRSA ST398 lässt sich hingegen
nicht mit dem Restriktionsenzym SmaI fragmentieren. Der ST398 besitzt ein
Restriktionsmodifikationsenzym, welches die Zielsequenz des Enzyms SmaI
methyliert. SmaI kann somit die Zielsequenz nicht mehr erkennen und infolge dessen
die DNA nicht schneiden. Eine Typisierung des ST398 mittels PFGE mit SmaI ist
deshalb nicht möglich. MRSA ST398 werden daher auch als NT-(non-typeable)
MRSA bezeichnet (BENS et al. 2006).
Inzwischen ist diese Bezeichnung nur noch bedingt gültig, da eine Typisierung des
MRSA ST398 mittels PFGE unter Verwendung anderer Enzyme z.B. ApaI und Cfr9I
realisierbar ist (KADLEC et al. 2009; RASSCHAERT et al. 2009). Das Enzym Cfr9I
beispielsweise ist ein Neoschizomer von SmaI. Cfr9I nutzt die gleiche Zielsequenz
wie SmaI, aber schneidet sie an einer anderen Position (ARGUDÍN et al. 2010a).
Studien von ARGUDÍN et al. (2010) und BOSCH et al. (2010) zeigen, dass die
Typisierung von MRSA ST398 mittels einer PFGE mit dem Enzym Cfr9I erfolgreich
LITERATUR 17
und hinsichtlich des epidemiologischen Wertes sehr vielversprechend ist (ARGUDÍN
et al. 2010b; BOSCH et al. 2010). Ebenso konnte in Studien von KADLEC et al.
(2009) und FEßLER et al. (2010) veranschaulicht werden, dass MRSA ST398 auch
mittels einer PFGE mit dem Enzym ApaI typisierbar sind.
2.3 Epidemiologie von MRSA bei Mensch und Tier
Methicillin-resistente S. aureus konnten erstmals 1961 in Großbritannien
nachgewiesen werden (JEVONS 1961; BARBER 1964). Bereits in den 70er Jahren
wurden MRSA auf den verschiedenen Kontinenten z.B. in Australien, Japan, USA
und Europa nachgewiesen (DEURENBERG u. STOBBERINGH 2008). Inzwischen
gehören MRSA zu den weltweit meist gefürchteten Erregern nosokomialer
Infektionen (GRUNDMANN et al. 2006). Bis Anfang der 90er Jahre wurden MRSA
ausschließlich mit Krankenhäusern assoziiert.
Im Jahr 1993 jedoch wurde erstmals aus Westaustralien von MRSA-Isolaten
berichtet, die von Patienten, die keinen Kontakt zu einem Krankenhaus hatten,
isoliert wurden. Zudem unterschieden sich diese Isolate von denen, die gewöhnlich
im Krankenhaus gefunden wurden. Des Weiteren konnte eine Ausbreitung dieser
Isolate beobachtet werden (UDO et al. 1993). MRSA wurden daraufhin in die
Gruppen healthcare-associated MRSA (haMRSA) und community-associated MRSA
(caMRSA) eingeordnet. Innerhalb der letzten zehn Jahre haben sich caMRSA nicht
nur in der Gesellschaft sondern auch im Gesundheitswesen weltweit verbreitet.
Aufgrund ihrer Virulenzfaktoren sind sie im Vergleich zu haMRSA meist virulenter
(CHAMBERS 2001; ETIENNE 2005; DEURENBERG u. STOBBERINGH 2008).
Ebenso konnten MRSA in den letzten Jahren bei vielen Tierarten wie z.B. Pferden
(WEESE et al. 2005, 2006; CUNY et al. 2006), Hunden und Katzen (BAPTISTE et al.
2005), und verschiedenen Heimtieren (WALTER et al 2008) nachgewiesen werden.
In den meisten Fällen waren es jedoch Isolate, die vom Menschen auf das Tier
übertragen worden waren (SMITH u. PEARSON 2010).
18 LITERATUR
Eine weitere Gruppe stellen die livestock-associated MRSA (laMRSA) dar (WULF u.
VOSS 2008). Diese Gruppe umfasst MRSA, die bei landwirtschaftlichen Nutztieren
gefunden werden. Überwiegend findet man hier MRSA ST398, der gehäuft als
nasaler Besiedler bei Schweinen vorkommt (LINDE u. LEHN 2006; DE NEELING et
al. 2007; MEEMKEN et al. 2008). S. aureus sind bekannt als Verursacher von
Mastitiden beim Rind, die mit hohen wirtschaftlichen Verlusten einhergehen
(NICKERSON 2009). Der erste Fall von laMRSA beim Rind wurde Mitte der 70er
Jahre beschrieben (DEVRIESE u. HOMMEZ 1975). NEMATI et al. und DULLWEBER
berichten zudem über das Vorkommen von MRSA beim Geflügel (NEMATI et al
2008; DULLWEBER 2010).
Healthcare-associated MRSA, community-associated MRSA und livestock-
associated MRSA lassen sich anhand ihrer Epidemiologie, im Speziellen mittels ihres
genetischen und klinischen Bildes, unterscheiden (DAUM et al. 2002; DE NEELING
2007). In Bezug auf die Gefährdung des Menschen stellt jede Gruppe für sich einen
eigenen Problemkreis dar (ANON. 2009a). Die folgende Abbildung 1 zeigt die
MRSA-Komplexe, deren Größe eine Schätzung des Anteils am Gesamtvorkommen
ist (MEEMKEN et al. 2009). Hierbei kann allerdings kein Zusammenhang zwischen
Anteilsgröße am Gesamtvorkommen und der Gefährdung des Menschen gezogen
werden. Der Schluss ‚je größer der Anteil desto problematischer‘ ist nicht zu lässig.
Abbildung 1: MRSA-Komplexe und deren geschätzte Anteilsgröße am Gesamtvolumen nach
MEEMKEN et al. (2009)
LITERATUR 19
2.3.1 healthcare-associated MRSA (haMRSA)
MRSA-Infektionen beim Menschen werden nun schon seit 50 Jahren beschrieben
(JEVONS 1961). Dennoch hat die Bedeutung nicht etwa abgenommen, sondern
zugenommen. Gerade in den letzten Jahrzehnten ist die Zahl der nosokomialen
Infektionen verursacht durch MRSA in den Krankenhäusern gestiegen (KIPP et al.
2004; KLEIN et al. 2007). Datenanalysen des deutschen Krankenhausinfektions-
Surveillance-System (KISS), speziell des MRSA-KISS, zeigen ebenfalls eine starke
Zunahme der Gesamtinzidenz der MRSA-Fälle in den teilnehmenden
Krankenhäusern über die Jahre 2004 bis 2009 (ANON. 2011).
Healthcare-associated MRSA bilden die Gruppe der MRSA, die in Krankenhäusern
und in den letzten Jahren hinzukommend im Bereich anderer Pflegeeinrichtungen
durch Patienten erworben werden. Basierend auf folgenden Faktoren wie
beispielsweise Venen- oder Harnröhrenverweilkatheter, Wunden, Antibiotikatherapie,
lange Liegezeiten, mehrmalige Hospitalisierung, hohes Alter, Diabetes oder andere
chronische Krankheiten, unterliegen diese Patienten einem erhöhten Risiko von
MRSA besiedelt und infiziert zu werden (BAUER 2007; FRIEDRICH 2009). Zudem
erhöht eine vorherige Besiedlung mit MRSA das Infektionsrisiko um den Faktor fünf
bis zwanzig (KLUYTMANS et al. 1997). Patienten auf Intensivstationen gelten als
besonders gefährdet an MRSA infiziert zu werden (COELLO et al. 1997).
Nasenvorhof, Rachen, Achselhöhle, Perineum und Stirn-Haar-Grenze sind beliebte
Kolonisationsorte von haMRSA (ANON. 2000). Dabei stammen die häufigsten Isolate
vom Nasen-Rachen-Raum und von Wunden (LOWY 1998; KENNER et al. 2003).
Das klinische Bild von haMRSA-Infektionen wird angeführt von den Wundinfektionen
gefolgt von Pneumonien, Bakteriämie/Sepsis und Harnwegsinfektionen (ANON.
2009b). Dabei wird bei Patienten mit einer MRSA-Bakteriämie eine Mortalität von bis
zu 35% angenommen (WYLLIE et al. 2006; GUILARDE et al. 2006; SHURLAND et
al. 2007).
Das Hauptreservoir für haMRSA sind meist besiedelte oder gar infizierte Patienten
(HADDADIN et al. 2000). Aber auch Pflegepersonal, Ärzte und Besucher können als
Reservoir und als Überträger fungieren. Hierbei spielen häufig die Hände eine
20 LITERATUR
herausragende Rolle bei der Übertragung. Inkonsequenzen im Hygienemanagement
führen ebenfalls zur Verbreitung der Keime beispielsweise über nicht gründlich
gereinigte und nicht desinfizierte unbelebte Gegenstände (ANON. 2000).
In den letzten Jahren wurden einige klonale Linien der haMRSA sehr häufig und
verbreitet nachgewiesen. Man bezeichnet sie auch als Epidemiestämme. In den
Jahren 2005 bis 2008 waren dies am häufigsten Isolate des ST22 (‚Barnim‘-
Epidemiestamm), des ST225 (‚Rhein-Hessen‘-Epidemiestamm) und des ST45
(‚Berliner‘-Epidemiestamm) (ANON. 2009b). Zudem gehören healthcare-acquired
MRSA meist zu den SCCmec Typen I bis III (COHN et al.2010). Diese sind mit einer
Vielzahl von unterschiedlichen Resistenzgenen ausgestattet und lassen haMRSA zu
Multi-resistenten Keimen werden (MORGAN 2008).
TIEMERSMA et al. konnten mithilfe des European Antimicrobial Resistance
Surveillance Systems (EARRS) zeigen, dass die MRSA-Prävalenzen von
Krankenhaus zu Krankenhaus und von Land zu Land verschieden sein können. So
gibt es ein deutliches Nord-Süd-Gefälle. Während die skandinavischen Länder
MRSA-Anteile von < 1% aller S. aureus Isolate aufwiesen, konnten im Westen und
Süden Europas Werte von >40% ermittelt werden (TIEMERSMA et al. 2004).
Deutschland liegt mit einem mehr oder weniger konstanten MRSA-Anteil von 20%
(+/-5) aller gefundenen S. aureus Isolate in den letzten Jahren in einem mittleren
Bereich. Im Gegensatz dazu waren es 1999 nur 8% in Deutschland
(http://www.rivm.nl/earss/database/).
Mit einem adäquaten, systematischen Hygienemanagement, prophylaktischen
Screening- und Monitoring-Methoden, konsequenter Isolation MRSA-kolonisierter
bzw. -infizierter Patienten sowie umfassender Information und Schulung des
Personals ist eine Reduzierung der MRSA-Belastung in den Krankenhäusern
möglich (ANON. 2000).
LITERATUR 21
2.3.2 community-associated MRSA (caMRSA)
Eine weitere Gruppe stellen die community-associated MRSA dar. Im Gegensatz zu
haMRSA erwerben Menschen caMRSA in ihrer ‚normalen‘ Umgebung. Zudem
unterliegen diese Personen keinen besonderen nosokomialen Risikofaktoren
(VANDENESCH et al. 2003). Dennoch begünstigen eine eher geringe
Körperhygiene, die gemeinsame Nutzung von persönlichen Dingen sowie sportliche
Aktivitäten mit Körperkontakt eine Besiedlung bzw. Infektion mit caMRSA (KÖCK
2010).
Community-associated MRSA wurden in den letzten 10 Jahren mit steter Zunahme
nachgewiesen und sind weltweit verbreitet (SPRINGER et al. 2009). Während
haMRSA-Infektionen eher bei älteren Menschen anzutreffen sind, werden caMRSA
vermehrt bei Kindern und jungen gesunden Erwachsenen isoliert (CRUM 2005). Das
klinische Bild einer caMRSA-Infektion wird dominiert von Haut- und
Weichteilinfektionen wie Furunkel bis hin zu nekrotisierender Fasciitis. Weniger
häufig werden schwerwiegende nekrotisierende Pneumonien mit einer Mortalität von
bis zu 75% beobachtet (GILLET et al.2002; LINDE u. LEHN 2008).
Dabei spielt Panton-Valentin-Leukozidin als Mitverursacher dieser pathologischen
Veränderungen eine große Rolle. Community-acquired MRSA besitzen meist den
Genlocus lukS-lukF, der für das Exotoxin Panton-Valentin-Leukozidin (PVL) kodiert
(DUFOUR et al. 2002; WITTE et al. 2007). Durch das PVL sind caMRSA potentiell
virulenter als haMRSA (CHAMBERS 2001; ETIENNE 2005). NAIMI et al. gehen von
77% PVL-bildenden caMRSA aus (NAIMI et al. 2003).
Bei caMRSA findet man vor allem die SCCmec Typen IV und V. Beide SCCmec
Elemente IV und V sind kleiner als SCCmec I, II und III der haMRSA. Es wird
vermutet, dass das kürzere SCCmec Element ein Grund für das schnellere
Wachstum von caMRSA im Vergleich zu haMRSA ist. Die SCCmec Elemente IV und
V beinhalten ebenso das mecA Gen, welches für die Methicillin-Resistenz kodiert,
aber sie besitzen deutlich weniger Resistenzgene. Neben der Resistenz gegen alle
β-Laktame und Erythromycin besitzen caMRSA deutlich weniger Resistenzen
gegenüber Antibiotika. Infektionen sind daher leichter therapierbar (ANON. 2009b;
SPRINGER et al. 2009).
22 LITERATUR
In den letzten Jahren konnten in den USA caMRSA mit dem PFGE-Profil USA300
(MLST8, SCCmec IV, PVL+) vermehrt bei Infektionen nachgewiesen werden. Dabei
konnte eine sehr erfolgreiche Ausbreitung dieser klonalen Linie nachvollzogen
werden (TENOVER u. GOERING 2009). Auch in Europa konnten Infektionen mit
dem USA300 bzw. ST8 nachgewiesen werden. Allerdings überwiegen in Europa
caMRSA ST80 (SCCmec IV, PVL+). Ein weiteres Phänomen stellt das gehäufte
Auftreten von caMRSA in den skandinavischen Ländern und den Niederlanden dar,
deren im Gegensatz dazu stehenden haMRSA Prävalenzen äußerst niedrig sind
(WITTE et al. 2007; BARTELS et al. 2007; LARSEN et al.2007).
In Deutschland wird zurzeit davon ausgegangen, dass von allen in den Laboren
isolierten MRSA etwa 10% caMRSA sind. Dominierend sind hierbei ST8 und ST80
(OTTER u. FRENCH 2010).
2.3.3 livestock-associated MRSA (laMRSA)
Livestock-associated MRSA bilden die Gruppe der MRSA die vorrangig bei
Nutztieren vorkommen. Der erste Nachweis gelang 1972 bei der Mastitis einer Kuh
(DEVRIESE et al. 1972). Rinder, Schweine und Wirtschaftsgeflügel gelten
mittlerweile als Reservoir für laMRSA. Eine klonale Linie, der MRSA MLST398 (kurz:
ST398), konnte in den letzten Jahren weltweit bei Nutztieren nachgewiesen werden
(DE NEELING et al. 2007; MEEMKEN et al. 2008; VAN DUIJKEREN et al. 2008;
WAGENAAR et al. 2009; KHANNA et al. 2008; PERSOONS et al. 2009;
DULLWEBER 2010).
Der ST398 kann mittels PFGE mit SmaI nicht typisiert werden. Er wurde daher in der
Vergangenheit auch als non-typeable MRSA bezeichnet (BENS et al. 2006). Die spa-
Typen t011, t034, t108, t567, t899 und t989 u.a. sind mit dem ST398 assoziiert. Meist
werden die SCCmec Elemente III, IV, IVa oder V gefunden. Während beispielsweise
beim spa-Typ t011 die SCCmec Elemente IV und IVa gehäuft auftreten, wird beim
t108 eher SCCmec V nachgewiesen (MORGAN 2008). ST398 tritt häufig als nasaler
Besiedler von Schweinen auf. Auch eine Transmission auf den Menschen gelingt
(VAN LOO et al. 2007; MEEMKEN et al. 2008). Beim Menschen findet ebenfalls
LITERATUR 23
meist nur eine Besiedlung statt. Infektionen wurden bislang nur in Einzelfällen
beschrieben (HUIYSDENS et al. 2006; EKKELENKAMP et al 2006, WITTE et al.
2007; ANON. 2009a). Die Erkenntnis, dass auch MRSA ST398 Isolate mit der
Fähigkeit das Exotoxin Panton-Valentin-Leukozidin zu bilden, gefunden wurden,
zeigt, dass dieser Stamm das Potential hat virulenter, zu werden (VAN LOO et al.
2007).
Während die Mehrzahl der Wissenschaftler ST398 bei Nutztieren isolierten, konnten
WAGENAAR et al. (2009) den spa-Typ t899, der mit dem MRSA MLST9 (kurz: ST9)
assoziiert wird, in Umgebungsstaubproben chinesischer Schweinebestände
nachweisen. Sie implizierten daher, dass laMRSA nicht nur auf die klonale Linie des
ST398 und dessen verschiedenen spa-Typen beschränkt sind (WAGENAAR et al.
2009).
Im Folgenden wird auf die drei Nutztierarten Schwein, Geflügel und Wiederkäuer
sowie auf die Bedeutung von laMRSA beim Menschen näher eingegangen.
2.3.3.1 Schwein
VOSS et al. beschrieben 2005, dass der Kontakt zu Schweinen ein Risikofaktor für
eine Besiedlung mit MRSA darstellt. Vorangegangen war der MRSA-Nachweis bei
einem sechs Monate alten Mädchen während eines präoperativen Routine-
Screenings. Es konnte ein direkter Bezug zu den Eltern und zu den Schweinen des
elterlichen Schweinebetriebs hergestellt werden. Die isolierten MRSA waren alle vom
spa-Typ t108, also ST398 (VOSS et al. 2005).
Weitere Nachforschungen hinsichtlich des MRSA-Vorkommen bei Schweinen
wurden begonnen und seitdem weltweit weitergeführt und publiziert (VOSS et al.
2005; HUIJSDENS et al. 2006; DE NEELING et al. 2007; DENIS et al. 2007;
SERGIO et al. 2007; KHANNA et al 2007; GUARDABASSI et al. 2007; LEWIS et al.
2008; EFSA 2008; VAN DUIKEREN et al. 2008; MEEMKEN et al. 2008; SMITH et al.
2009; BATTISTI et al. 2009; WAGENAAR et al. 2009; KÖCK et al. 2009;
TENHAGEN et al. 2009; NATHAUS et al. 2010; FRICK 2010; u.a.). MRSA wurden
inzwischen bei Schweinen aller Produktionsstufen nachgewiesen (DENIS et al.
2007). Folgende
24 LITERATUR
Tabelle 4 soll einen kurzen Überblick über einige Studien mit den jeweiligen sich
ergebenen Prävalenzen geben. Es wurden jeweils Schweine mittels Nasentupfer
beprobt. Auffällig ist, dass die Spanne der Angaben sehr groß ist. Sie reicht von 1%
bis 80% bei den Prävalenzen auf Einzeltierbasis und von 18% bis 81% auf
Herdenbasis. Dennoch zeigen alle Studien zusammen, dass das Vorkommen von
MRSA beim Schwein kein Einzelfall ist, sondern ein weltweites Phänomen darstellt.
Tabelle 4: Untersuchungen einiger Autoren zum MRSA-Vorkommen beim Schwein
mit den daraus resultierenden Prävalenzen
Autor Land Prävalenz (Einzeltier)
Prävalenz (Herde)
HUIJSDENS et al. 2006 Niederlande 80% / DE NEELING et al. 2007 Niederlande 39% 81%
DENIS et al. 2007 Belgien 44% 68% GUARDABASSI et al. 2007 Dänemark 1% /
VAN DUIJKEREN et al. 2008 Niederlande 11% 23% MEEMKEN et al. 2008 Deutschland 13% 18%
LEWIS et al. 2008 Dänemark 46% 80% SMITH et al. 2009 USA 70% /
BATTISTI et al. 2009 Italien / 38% KÖCK et al. 2009 Deutschland / 70%
TENHAGEN et al. 2009 Deutschland 60% /
Ein Vergleich der Prävalenzen ist aufgrund der unterschiedlichen Probenanzahlen
und der verschiedenen Designs der Studien jedoch nur bedingt möglich. So nahmen
HUIJSDENS et al. 2006 in den Niederlanden von zehn Mastschweinen Nasentupfer
aber auch Rachen- und Perianaltupfer. Bei acht von zehn Schweinen konnte MRSA
isoliert werden. Die Studie wurde initiiert, da die Tochter und die Ehefrau des
Landwirts zuvor MRSA-positiv getestet worden waren. Die Isolate waren vom spa-
Typ t108 und somit ST398 (HUIJSDENS et al. 2006).
DE NEELING et al. (2007) hingegen führten eine größere Studie auf neun
niederländischen Schlachthöfen durch. Sie untersuchten jeweils zehn Mastschweine
von 54 Betrieben. Von den 540 Mastschweinen waren 209 MRSA-positiv. Auf
Herdenebene betrachtet, hatten 44 von 54 Betrieben MRSA-positiv getestete
Schweine. Dementsprechend ermittelten die Autoren eine Prävalenz auf
Einzeltierbasis von 39% und auf Herdenbasis von 81% (DE NEELING et al. 2007).
Im direkten Vergleich dazu konnten GUARDABASSI et al. (2007) in Dänemark bei
LITERATUR 25
100 Schlachtschweinen von drei Betrieben nur ein einziges MRSA-positives Schwein
identifizieren. Die Prävalenz lag somit bei 1% (GUARDABASSI et al. 2007).
VAN DUIJKEREN et al. (2008) wiederum beprobten jeweils zehn Schweine in 31
Betrieben mit unterschiedlichen Produktionsstufen. Auf Einzeltierebene berechneten
sie eine Prävalenz von 11% (35/310 MRSA-positiv) und auf Herdenebene von 23%
(7/31 MRSA-positiv). Die sieben MRSA-positiven Betriebe setzten sich aus drei
Mastbeständen, drei Zuchtbeständen und einem geschlossenen System zusammen.
Daraufhin wurden ebenfalls sechs Zuliefererbetriebe der positiven Mastbestände
beprobt. Fünf von ihnen hatten ebenfalls MRSA-positive Schweine. Anhand der spa-
Typen konnte ein Zusammenhang vermutet werden. VAN DUIJKEREN et al.
schlossen daraus, dass MRSA auch innerhalb der Produktionskette übertragen
werden können (VAN DUIJKEREN et al. 2008).
Eine große Studie in Belgien von DENIS et al. (2007) zeigte, dass es Unterschiede in
den Prävalenzen der Schweine verschiedenen Alters und ebenfalls hinsichtlich der
verschiedenen Betriebstypen gibt. Insgesamt untersuchten sie 1500 Schweine,
darunter Sauen, Absetzferkel und Mastschweine, in 50 Betrieben. Davon waren 663
(44%) Schweine und 34 (68%) Betriebe MRSA-positiv. Sauen (26%) waren weniger
MRSA-positiv als Absetzferkel (41%) und Mastschweine in geschlossenen
Systemen (26%) waren seltener betroffen als in reinen Mastbetrieben (71%) (DENIS
et al. 2007). In Kanada (Ontario) untersuchten KHANNA et al. (2007) 285 Schweine
in 20 Betrieben. Die Prävalenz der Einzeltiere lag bei 25% und die der Herden bei
45%. Die Autoren konnten im Gegenteil zu DENIS et al. keine eindeutigen
Prävalenzunterschiede bei den verschiedenen Altersklassen feststellen. In einer
weiteren Studie von SMITH et al. (2009) aus den USA konnte wiederum ein
Zusammenhang zwischen Alter und Besiedlung der Tiere erkannt werden. Allerdings
waren es hier die Absetzferkel die MRSA-positiver waren als die Endmastschweine
eines Betriebes (SMITH et al. 2009). Zwei neuere Studien von NATHAUS et al.
(2010) und MOODLEY et al. (2010) veranschaulichen, dass von MRSA-positiven
Sauen eine direkte vertikale Übertragung auf das Ferkel möglich und wahrscheinlich
ist. Während NATHAUS et al. in ihrer Intraherdenprävalenzstudie in zwei
26 LITERATUR
Zuchtbetrieben den Einfluss der MRSA-positiven Sau auf das Ferkel kurz nach
Geburt untersuchten, führten MOODLEY et al. hingegen eine experimentelle
vaginale Kolonisation mit ST398 und ST9 bei hochtragenden Sauen durch und
konnten die Ergebnisse von NATHAUS et al. bestätigen (MOODLEY et al. 2010;
NATHAUS et al. 2010).
Des Weiteren wurden auch retrospektive Studien anhand von porcinen, klinischen
MRSA-Isolaten angefertigt. In Bayern konnten beispielsweise 20 % von 100
isolierten S. aureus Isolaten aus klinischem Untersuchungsmaterial vom Schwein als
MRSA identifiziert werden (ANON. 2009a). In Niedersachsen konnten MEEMKEN et
al. (2010) von 138 S.aureus Isolaten, die in den Jahren 2004 bis 2007 von
veränderten Geweben bei Schweinen aus pathologisch-anatomischen
Untersuchungen isoliert worden waren, je nach Jahr 30% bis 55% als MRSA
identifizieren. Es konnte gezeigt werden, dass auch schon im Jahre 2004 Isolate des
ST398 beim Schwein vorkamen (MEEMKEN et al. 2010).
Nur wenige Studien berichten von einer Infektion mit MRSA beim Schwein. In einem
Fall wurden MRSA bei einer exsudativen Dermatitis bei Ferkeln (Ferkelruß) isoliert.
Da der typische Erreger Staphylococcus hyicus fehlte, schlussfolgerten die Autoren,
dass eine Infektion mit MRSA ursächlich war (VAN DUIJKEREN et al. 2007). Zudem
wurden Infektionen des Urogenitaltraktes, des Uterus und des Gesäuges mit dem
Nachweis von MRSA in Verbindung gebracht (SCHWARZ et al. 2008). KADLEC et
al. (2009) untersuchten 54 MRSA-Isolate, die von akut kranken Schweinen isoliert
wurden. Die Autoren vermuten bei 17 der 54 MRSA-Isolate einen direkten kausalen
Zusammenhang zwischen MRSA-Nachweis und der akuten Erkrankung der
Schweine. Diese 17 MRSA-Isolate wurden bei folgenden klinischen Bildern isoliert:
Hautinfektionen (n=8), Urogenitaltraktinfektionen (n=5), Septikämien (n=2),
Polyserositis (n=1) und Nekrotisierende Enteritis (n=1). Die restlichen 37 MRSA-
Isolate stammten von Schweinen mit respiratorischen Erkrankungen, die die Autoren
als nasale Besiedler der Tiere und nicht als Krankheitsgrund ansahen.
Alle untersuchten Isolate unterschieden sich nicht wesentlich hinsichtlich ihrer
Genetik und ihrer Virulenz- und Resistenzmuster (KADLEC et al. 2009).
LITERATUR 27
2.3.3.2 Geflügel
Bisher wurden nur wenige Studien zum Vorkommen von MRSA beim Geflügel
publiziert. Das meiste Wissen über MRSA beim Geflügel stammt von
Untersuchungen von Geflügelfleisch beispielsweise von DE BROER et al. (2009) und
FETSCH et al. (2009) beschrieben.
LEE et al. (2003) konnten in Korea MRSA aus Gelenksflüssigkeit von Geflügel mit
Gelenksentzündungen isolieren. NEMATI et al. (2008) zeigten erstmals in Belgien
anhand von klinischen S. aureus-Isolaten, dass laMRSA ST398 auch beim Geflügel
vorkommen. Es wurden klinische S. aureus-Isolate, die 1971 und 1972 sowie 2006
von pathologischen Veränderungen und bei klinisch gesunden Masthähnchen aus
der Kloake und der Nasenhöhle isoliert wurden, retrospektiv auf ihre Resistenzen
gegen Antibiotika untersucht. Dabei fanden sie vor allem die spa-Typen t011 und
t567 (NEMATI et al 2008). In einer weiteren Studie aus Belgien konnten in zwei von
vierzehn Betrieben MRSA identifiziert werden, welche dem spa-Typ t1456 und
ebenso dem MLST398 angehörten (PERSOONS et al. 2009). MULDERS et al.
(2010) untersuchten in den Niederlanden 405 Hähnchen aus 40 Betrieben bei
Ankunft in Schlachthöfen. Von allen Tieren konnten ca. 7% als MRSA-positiv
identifiziert werden. Die Herdenprävalenz betrug 35%. Überraschend war die
Tatsache, dass zwei verschiedene Multi Locus Sequenztypen ermittelt werden
konnten. Dies war zum einen ST398 und zum anderen mit rund 30 % ST9 mit dem
spa-Typ t1430. Die Autoren schlussfolgerten daraus, dass eine generelle Assoziation
zwischen MRSA vom spa-Typ t1430 und Geflügel besteht (MULDERS et al. 2010).
Eine neuere Studie von DULLWEBER (2010) bei Mastgeflügel zeigte in der
Voruntersuchung von 20 Mastgeflügel-Betrieben mittels einer Umgebungspoolprobe,
dass bei 8 von 20 Betrieben MRSA isoliert werden konnten. Die weitere
Untersuchung der acht MRSA-positiv-getesteten Betriebe anhand von verschiedenen
Proben der Umgebung und der Tiere (Trachealtupfer) veranschaulichte, dass die
MRSA-Nachweishäufigkeit von Betrieb zu Betrieb stark schwanken kann
(DULLWEBER 2010).
28 LITERATUR
2.3.3.3 Wiederkäuer
Der erste MRSA Nachweis beim Nutztier gelang 1972 bei einer Milchkuh mit Mastitis
(DEVRIESE et al. 1972). Nachweise dieser Art blieben bis in die letzten Jahre
sporadisch. S. aureus sind bekannt als Erreger von Mastitiden beim Rind. Daher
werden in Deutschland Milchproben von Rindern routinemäßige auf diese Bakterien
untersucht. Bei den meisten dieser Untersuchungen waren jedoch mittels
phänotypischer Resistenztestung keine Oxacillin-resistenten Staphylococcus aureus
zu finden (TENHAGEN et al. 2006; WALLMANN 2006; ANON. 2009a). Auch in
England konnten bei der Untersuchung von 1043 Milch- und Euterproben aus
Rinderbetrieben kein MRSA Nachweis erbracht werden (MORGAN 2008). In Korea
wiesen LEE et al. (2003) hingegen bei neun von zwölf Proben aus Mastitisgemelk
MRSA nach. Im Jahr 2007 konnten in Ungarn ebenso MRSA (28/595 positiv) aus
Milchproben subklinischer Mastitiden aus einem großen Milchviehbetrieb
nachgewiesen werden. Auch ein Mitarbeiter wurde MRSA-positiv getestet. Da alle
MRSA Isolate dem spa-Typ t127, der mit dem ST1 assoziiert ist, angehörten,
schlossen die Autoren auf die Möglichkeit einer direkten Übertragung zwischen
Rindern und Menschen (JUHÁSZ-KASZANYITZKY et al. 2007).
In einer belgischen Studie von VICCA et al. wurden 2008 einige Betriebe untersucht,
deren Tankmilchproben zuvor einen MRSA Nachweis erbrachten. Dabei waren bis
zu 15% der untersuchten Tiere in den Betrieben MRSA-positiv (VICCA et al. 2008).
Ebenfalls in Belgien konnten VANDERHAEGEN et al. (2010) anhand von
Milchproben aus 118 Kuhherden, die regelmäßig Probleme mit Mastitiden hatten,
von allen isolierten S. aureus 9,3% MRSA nachweisen. Die Intraherdenprävalenzen
hingegen betrugen bis zu 7,4%. Alle Isolate konnten dem ST398 zu geordnet werden
(VANDERHAEGEN et al. 2010).
In einer Studie von FEßLER et al. (2010) wurden 25 MRSA-Isolate von Rindern mit
Mastitiden und zwei MRSA-Isolate von Farmarbeitern untersucht. Die Isolate konnten
alle dem MLST 398 zugeordnet werden. Es wurden überwiegend die spa-Typ t011
und t034 gefunden. Die Autoren stellten eine Vergleichbarkeit zu den bei Schweinen
isolierten MRSA hinsichtlich ihrer Virulenz fest (FEßLER et al. 2010).
LITERATUR 29
In den Niederlanden untersuchten GRAVELAND et al. (2010) das MRSA
Vorkommen bei Mastkälbern. Dabei wurden insgesamt 2151 Kälber aus 102
Betrieben untersucht. Es wurden 458 Kälber und 90 Betriebe als MRSA-positiv
(ST398, t011 und t034) identifiziert. Dementsprechend konnte eine Prävalenz auf
Einzeltierebene von 28% und auf Herdenebene von 88% ermittelt werden. Des
Weiteren wurde ein Anstieg der Prävalenzen nach antibiotischer Behandlung der
Tiere beobachtet. Ein gutes Hygienemanagement wurde mit niedrigeren Prävalenzen
assoziiert. Aufgrund der ermittelten, hohen MRSA Häufigkeiten wird vermutet, dass
Kälbermastbestände generell ein hohes MRSA Vorkommen aufweisen. Die Autoren
untersuchten ebenso die Landwirte und Familienmitglieder der Betriebe und konnten
33% der Landwirte und 8% der Familienmitglieder MRSA-positiv testen. Die Isolate
von Mensch und Tier waren genetisch identisch (GRAVELAND et al. 2010).
2.3.3.4 Bedeutung von laMRSA beim Menschen
Seit dem ersten Nachweis eines MRSA ST398 bei einem Menschen in einem
niederländischen Krankenhaus im Jahre 2003 wurden zahlreiche Belege für eine
Übertragung zwischen Mensch und Nutztier erbracht (VOSS et al. 2005; ARMAND-
LEVFEVRE et al 2005; VAN DUIJKEREN et al. 2008; VAN LOO et al. 2007).
VAN LOO et al. (2007) zeigten, dass die Prävalenz des ST398 in der
niederländischen Bevölkerung ab 2002 bis 2006 von 0% auf >20% anstieg und die
geographische Verteilung sowie Häufung der Nachweise des ST398 beim Menschen
mit denen der schweinedichteren Regionen korrespondierten. Die Autoren
vermuteten, dass entsprechende Ergebnisse auch in anderen Ländern erzielt werden
könnten (VAN LOO et al. 2007). KÖCK et al. konnten ebenfalls einen Anstieg der
Nachweise von laMRSA von 13% in 2005 auf 22,4% in 2008 an einem deutschen
Krankenhaus feststellen (KÖCK et al. 2009).
Basierend auf dem Nachweis eines ST398 bei einem Kind konnten VOSS et al. 2005
den direkten Bezug zu MRSA-positiven Schweinen des elterlichen Betriebes
aufzeigen und stuften den Kontakt zu Schweinen erstmals als einen Risikofaktor für
30 LITERATUR
eine Besiedlung mit MRSA ein. Einige Zeit später konnten die Autoren bei dem Sohn
eines Schweinetierarztes und seiner betreuenden Krankenschwester sowie
anschließend bei dem Tierarzt selbst ebenfalls MRSA ST398 (t108) nachweisen.
Den Autoren gelang damit die Übertragungskette und einen direkten Eintrag von
laMRSA in den Krankenhausbereich zu veranschaulichen (VOSS et al. 2005).
ARMAND-LEVFEVRE et al. (2005) können in Frankreich bei 57% der untersuchten
Landwirte MRSA Stämme finden, die ebenfalls bei Schweinen nachgewiesen
wurden. VAN DUIJKEREN et al. (2008) berichten in den Niederlanden ebenfalls über
das gehäufte Vorkommen von MRSA ST398 bei Schweine haltenden Landwirten und
deren Familien sowie den Schweinen. Die Autoren HUIJSDENS et al. (2006),
SCHWARZ et al. (2008) sowie SMITH et al. (2008) konnten ähnliche Erkenntnisse
gewinnen. WULF et al. (2007) führten eine Studie bei Tierärzten im Rahmen eines
internationalen veterinärmedizinischen Kongresses durch und konnten bei 39
Personen, die aus neun Ländern stammten, laMRSA nachweisen. MEEMKEN et al.
(2008) untersuchten in wie weit eine berufliche Exposition mit MRSA ST398 durch
den Kontakt zu Schweinen gegeben ist. Die Autoren konnten insgesamt eine mittlere
bis hohe berufliche Exposition bei Schweinetierärzten und Personen der amtlichen
Fleischkontrolle feststellen (MEEMKEN et al. 2008). VAN CLEEF et al. (2010)
wiesen in einer Studie, die in niederländischen Gemeinden mit hoher Schweinedichte
durchgeführt wurde, bei 534 Personen ohne Kontakt zu Nutztieren eine laMRSA
Prävalenz von 0,2 % und bei 49 Personen mit Kontakt zu Nutztieren eine von 26,5%
nach. GRAVELAND et al. konnten ebenso bei Landwirten und deren
Familienmitgliedern von Kälber haltenden Betrieben eine erhöhte laMRSA Prävalenz
ermitteln (GRAVELAND et al. 2010).
Insgesamt kann also von einem erhöhten Vorkommen von laMRSA bei beruflich
exponierten Personen wie Landwirten, Tierärzten und anderen Personen, die im
direkten Kontakt zu Nutztieren im Besonderen zu Schweinen stehen, ausgegangen
werden. In der Vergangenheit wurden laMRSA beim Menschen meist als nasale
Besiedler gefunden. Dennoch gibt es eine Reihe von Berichten, bei denen sie bei
LITERATUR 31
Infektionen nachgewiesen werden konnten. So berichteten WULF et al. (2007) von
einem diabetischen Ulcus am Fuß eines Patienten, bei dem laMRSA isoliert wurden.
SCHLIJFFELEN et al. (2010) konnten laMRSA bei einer Endokarditis nachweisen.
Ebenso wie LEWIS et al. (2008) sie bei einer Sinusitis mit Bakteriämie und Multi-
Organ-Versagen finden konnten. WULF et al. (2008) berichteten von einem ersten
nosokomialen Ausbruch von laMRSA in einem niederländischen Krankenhaus.
Livestock-associated MRSA gelten bisher als wenig virulent. Doch der vereinzelte
Nachweis des Virulenzfaktors Panton-Valentine Leukozidin bei MRSA ST398
Isolaten, zeigt dass auch dieser Stamm sich hinsichtlich seiner Virulenz zum Nachteil
des Menschen verändern kann (VAN LOO et al. 2007). Daher ist eine weitere
Erforschung und Beobachtung dieses MRSA-Komplexes auch in Zukunft wichtig.
2.3.4 MRSA in Tierkliniken
Der erste Nachweis von MRSA bei Haustieren erfolgte 1972 von OJO bei zwei von
109 gesunden Hunden in Nigeria (OJO 1972). Es handelte sich um human-
assoziierte MRSA Isolate. Im Gegensatz zu den Nutztieren, bei denen hauptsächlich
MRSA ST398 als Besiedler der Schleimhäute vorkommen, werden in den
Tierkliniken und Tierarztpraxen meist humane MRSA (in Deutschland meist ST22,
aber auch ST1, ST8, ST80, ST254, ST239) überwiegend im Zusammenhang mit
Infektionsgeschehen von Haustieren aber auch als Besiedler nachgewiesen
(LOEFFLER u. LLOYD 2010).
Während in den 80ger Jahren bereits sporadische Berichte von MRSA Nachweisen
beim Haustier hauptsächlich in humanmedizinischen Zeitschriften publiziert wurden,
wurde die Veterinärmedizin erst gegen Ende der 90ger Jahre nach einer Reihe von
MRSA Infektionen bei Hunden und Pferden in Großbritannien, USA und Asien
aufmerksam (ANZAI et al. 1997; HARTMANN et al. 1997; TOMLIN et al. 1999;
LOEFFLER u. LLOYD 2010). Seitdem konnten bei einer Vielzahl von Tierarten
32 LITERATUR
MRSA nachgewiesen werden (LOEFFLER u. LLOYD 2010). Im Folgenden soll das
MRSA Vorkommen von Pferden und Kleintieren näher beleuchtet werden.
2.3.4.1 Pferde
Die ersten Nachweise von Methicillin-resistenten S. aureus bei Pferden wurden Ende
der 1990er Jahre erbracht. Neben einer symptomlosen, nasalen Besiedlung werden
MRSA beim Pferd immer wieder in Zusammenhang mit postoperativen
Wundinfektionen, aber auch mit MRSA-assoziierten Erkrankungen wie
Pleuropneumonien, chronischer septischer Arthritis und Dermatitis nachgewiesen
(ANZAI et al. 1996; HARTMANN et al. 1997; SEGUIN et al. 1999, O’MAHONY et al.
2005; CUNY et al. 2006; VAN DUIJKEREN et al. 2010). Der Großteil der isolierten
MRSA sind dabei human-assoziierten Stämmen (z.B. ST254) zu zuordnen. Ebenso
wurden bei Stallpersonal, Personal in Pferdekliniken und Pferdebesitzern und den
jeweiligen Pferden MRSA der gleichen klonalen Linien gefunden, so dass man von
einer Übertragung zwischen Pferd und Mensch ausgehen kann (SEGUIN et al. 1999;
WEESE et al. 2005; O’MAHONY et al. 2005).
WEESE et al. (2005) untersuchten in ihrer Studie 922 Pferde und 194 Personen aus
verschiedenen Tierkliniken und Zuchtbetrieben. Bei 79 Pferden und 27 Menschen
konnten sie MRSA aus der Nase isolieren. Des Weiteren konnten sie bei 16% der
MRSA-positiven Pferde und bei 4% der positiv getesteten Menschen klinische
Symptome beobachten. Dabei wurden hauptsächlich MRSA mit dem spa-Typ 7
isoliert (WEESE et al. 2005). In der Pferdeklinik der Universität Wien wurden in den
Jahren 2003 bis 2005 aus Wundmaterial und Gelenkpunktaten 24 MRSA isoliert.
Eine nasale Untersuchung der 43 Mitarbeiter und der 24 zum Zeitpunkt eingestallten
Pferde ergab eine Besiedlung mit MRSA von zwei Tierärzten und einem Pferd. Die
drei Isolate wurden als human-assoziierter MRSA ST254 identifiziert. Da die Autoren
jedoch andere SCCmec Elemente fanden, als die von ST254 üblichen, schlossen sie
auf eine Ausbreitung in der Pferdepopulation ohne Einfluss des Menschen (CUNY et
al. 2006).
LITERATUR 33
VAN DUIJKEREN et al. (2010) untersuchten an der Pferdeklinik der Universität
Utrecht in einer großangelegten Studie 259 Pferde vor Einweisung in die Klinik und
während des Klinikaufenthaltes. Sie konnten zeigen, dass die Prävalenz vor
Einweisung bei 9% und die der zweiten Beprobung bei 42% lag. Dies spricht für eine
Übertragung von MRSA innerhalb der Klinik. Des Weiteren wurden bei 52% der
zusätzlich untersuchten Umgebungsproben von Behandlungsräumen und Stallungen
ebenfalls MRSA nachgewiesen. Die Isolate gehörten zunehmend dem spa-Typ t011
und somit dem ST398 an. Die Haltung von Pferden mit Schweinen und Kälbern auf
einem Hof könnte ein Grund für die erhöhte Prävalenz des Nutztier-assoziierten
MRSA ST398 sein (VAN DUIJKEREN et al. 2010).
LOEFFLER et al. (2010) untersuchten 448 Pferde davon 296 „Gesunde in natürlicher
Umgebung“ und 152 „Kranke bei Vorstellung zur Behandlung“. Es konnten lediglich
bei den „Kranken“ drei (2%) Pferde MRSA-positiv getestet werden. In der gleichen
Studie wurde ebenfalls eine höhere Prävalenz von MRSA bei kranken Hunden und
kranken Katzen festgestellt. „Kranke Tiere“, die im Zusammenhang mit einer
veterinärmedizinischen Behandlung standen, erwiesen sich demnach öfter positiv zu
sein als „Gesunde“ (LOEFFLER et al. 2010).
2.3.4.2 Kleintiere
Eine Reihe von Untersuchungen belegt das weltweite Vorkommen von MRSA beim
Kleintier. Eine Auswahl dieser soll verdeutlichen, bei welchen Tierarten und welche
MRSA Typen vorkommen.
O´MAHONY et al. (2005) konnten bei Hund, Katze, Kaninchen und Seehund MRSA
nachweisen. Des Weiteren schlossen die Autoren, dass eine direkte Übertragung
zwischen tierbetreuenden Personen und ihren Tieren möglich ist, da bei beiden der
gleiche MRSA Typ (ST22) gefunden wurde (O´MAHONY et al. 2005).
WALTER et al. (2008) untersuchten in einer Studie in der Kleintierklinik der Freien
Universität Berlin 869 Proben, die größtenteils von Wunden von verschiedenen
Tierarten stammten. Dabei konnten sie bei Hunden (8%), Katzen (10%), Ziervögel
34 LITERATUR
(2%), Kaninchen, Meerschweinchen, einem Papagei, einer Schildkröte und einer
Fledermaus MRSA isolieren. Es wurden vorrangig MRSA ST22 nachgewiesen
(WALTER et al. 2008). LOEFFLER et al. (2010) sehen Haustiere eher als
kontaminierte Vektoren und nicht als ein wirkliches Reservoir für MRSA. Sie
untersuchten insgesamt 704 Hunde und 540 Katzen. Davon waren 15 Hunde und
acht Katzen MRSA-positiv (überwiegend ST22). Die Risikofaktoren „Chronische
Erkrankungen, Antibiotikatherapie, mehrmalige Hospitalisierung und das
Vorhandensein von anderen Koagulase-positiven Staphylokokken“ konnten mit
einem positiven MRSA-Status signifikant assoziiert werden, doch die Autoren gaben
zu bedenken, dass aufgrund der geringen Anzahl MRSA-positiver Tiere die
statistische Auswertung nur eine geringe Aussagekraft besitzt. Sie schlussfolgern,
dass Tiere keinen besonderen nosokomialen Risikofaktoren unterliegen. Dennoch
können sie bestätigen, dass Tiere, die in den veterinärmedizinischen Einrichtungen
vorstellig wurden, tendenziell eine höhere MRSA Nachweisrate haben als gesunde
Tiere in gewohnter Umgebung (LOEFFLER et al. 2010).
Zahlreiche Studien belegen, dass eine Übertragung zwischen Haustier und seinem
Menschen gelingt. Ein weiterer Hinweis dafür ist die Tatsache, dass der MRSA
ST22, der zu den healthcare-acquired MRSA gehört, ebenso bei Haustieren, die
meist in engem Kontakt zu ihren Menschen stehen, gefunden werden (O´MAHONY
et al. 2005; BOOST et al. 2007; SING et al. 2008; LOEFFLER et al. 2010).
MATERIAL UND METHODEN 35
3 MATERIAL UND METHODEN
3.1 Studienmodell
Das Verbundprojekt „MRSA-Problematik bei Nutztieren“ ist ein vom
Bundesministerium für Landwirtschaft, Ernährung und Verbraucherschutz
gefördertes Projekt. Eingebettet in dieses Projekt beschäftigen sich zwei Teilprojekte
mit dem Vorkommen von MRSA in Schweinebeständen. Diese Arbeit wurde auf der
Grundlage des Teilprojektes „MRSA Vorkommen bei Mastschweinen“ angefertigt.
Projekt-übergreifend wurde ein zweistufiges Studienmodell gewählt, das aus einer
Querschnittsstudie und der sich anschließenden Longitudinalstudie besteht. Diese
sind ebenfalls in zwei Unterstufen unterteilt. Nachfolgende Abbildung 2 zeigt das
zweistufige Studienmodell dieser Arbeit.
Abbildung 2: Studienmodell des Teilprojektes „MRSA bei Mastschweinen“
3.2 Auswahl der Bestände für die Querschnittsstudie
Zur Ermittlung der Herdenprävalenz und einer groben Schätzung der
Intraherdenprävalenz von MRSA in Schweinemastbeständen wurde eine
Querschnittsstudie durchgeführt.
2. Longitudinalstudie
1.1. Umgebungsstaubprobenentnahme
1.2. Nasentupferprobenentnahme
2.1. Beprobungen Mastdurchgang I
2.2. Beprobungen Mastdurchgang II
Gesamtstudie
1. Querschnittsstudie
36 MATERIAL UND METHODEN
Es wurden Mastbestände in den Regionen Niedersachsen, Nordrhein-Westfalen und
Ostdeutschland gesucht. Die regionale Einteilung erfolgte aufgrund von
landwirtschaftlich strukturellen Unterschieden. So unterscheidet sich Niedersachsen
als schweinedichte Region im Raum Weser-Ems beispielsweise von den östlichen
Bundesländern. Die östlichen Bundesländer hingegen wurden als ostdeutsche
Region zusammengefasst, da die dortige Schweineproduktion eher durch einzeln
und weit voneinander entfernt liegende Bestände mit größeren Tierzahlen
gekennzeichnet ist. Der Norden Nordrhein-Westfalens weist ebenfalls
schweinedichte Bezirke auf. Aber auch die schweinedichten Regionen
Niedersachsens und Nordrhein-Westfalens unterscheiden sich in ihrer Struktur. So
weisen die niedersächsischen schweinedichten Bezirke tendenziell eher
Mastbestände auf, während in Nordrhein-Westfalen eher Zuchtbestände zu finden
sind. Die folgenden Abbildungen (Abbildung 3 und Abbildung 4) zeigen jeweils eine
Deutschlandkarte: die linke Abbildung (nach H. Bäurle 2006) stellt die
deutschlandweite Schweinedichte dar. Demgegenüber soll die rechte Abbildung
(modifiziert, www.landkarte - direkt.de), die geographische Lage von zwölf
Studienbeständen, die für eine Intraherdenprävalenzschätzung in den Regionen
ausgewählt wurden veranschaulichen.
Abbildung 3: Schweinedichte Deutschlands nach Bäurle (2006)
Abbildung 4: Ausgewählte Mastbestände
MATERIAL UND METHODEN 37
Untersuchungsschritte der Querschnittsstudie:
Im ersten Schritt wurden Mastbestände innerhalb der Regionen mit Hilfe der
Außenstelle für Epidemiologie Bakum der Stiftung Tierärztliche Hochschule
Hannover ausfindig gemacht und jeweils mittels einer Umgebungsstaubprobe
beprobt, welche im selektiven Anreicherungsverfahren auf MRSA untersucht wurde.
Dies erlaubte eine erste Einteilung der Bestände in die Gruppen MRSA-positiv und
MRSA-negativ definiert bezogen auf die Staubprobe.
Im zweiten Schritt wurden aus diesem geschaffenen Bestandspool vier Bestände
pro Region mit möglichst unterschiedlichen Organisationsformen ausgewählt und
mittels Nasentupferproben von 60 Schweinen beprobt. Des Weiteren wurde
angestrebt pro Region ein Bestand mit Ferkeln aus eigener Aufzucht, ein Bestand
mit Ferkeln aus nur einer Herkunft, ein Bestand mit Ferkeln mehrerer Herkünfte aber
getrennter Haltung und ein Bestand mit völliger Durchmischung von Ferkeln aus
vielen Herkünften in einem Abteil auszuwählen.
Die 60 Nasenabstriche wurden nach dem Zufallsprinzip von eingestallten Tieren
eines unbestimmten, laufenden Mastdurchganges entnommen und auf MRSA in
einem zweistufigen Verfahren wie folgt untersucht:
1. Untersuchung von zwölf Nasenabstrichen auf MRSA im Einzelansatz im
Anreicherungsverfahren
2. Untersuchungen der restlichen 48 Nasenabstriche in insgesamt zwölf Pools à
vier Tupfer auf MRSA im Anreicherungsverfahren
Dieses zweistufige Verfahren wurde ausgewählt, da es zum einen die Schätzung der
Intraherdenprävalenz eines Bestandes durch die im Einzelansatz untersuchten zwölf
Nasenabstriche zulässt und zum anderen die Einordnung eines Bestandes in einen
MRSA-negativ definierten Status durch das Untersuchen der übrigen 48 Tupfer in
zwölf Poolproben ermöglicht.
38 MATERIAL UND METHODEN
Ein Bestand wurde als MRSA-negativ definiert, wenn die Staubprobe und die
insgesamt 60 untersuchten Nasenabstriche ein MRSA-negatives Ergebnis
aufwiesen.
Alle zwölf im zweiten Schritt der Querschnittsstudie untersuchten Bestände wurden
für eine weitere Untersuchung in der sich anschließenden Longitudinalstudie
ausgewählt.
3.3 Auswahl der Bestände für die Longitudinalstudie
Für die Longitudinalstudie wurden zwölf Mastbestände (Abbildung 4), je vier
Bestände pro Region, ausgewählt, die im Folgenden näher beschrieben werden.
3.3.1 Niedersachsen
Bestand 1:
Der Mastbestand 1 liegt im süd-westlichen Niedersachsen im Landkreis Emsland.
Der Landwirt bezieht seine Mastläufer aus einer Herkunft. Auf dem Hof sind zwei
Mastställe vorhanden. Der größere Maststall stand für die Longitudinalstudie zur
Verfügung. Die Gesamtkapazität liegt bei 856 Mastplätzen. Des Weiteren betreibt der
Landwirt in etwa 500 m Luftlinie zu den Schweineställen entfernt drei
Masthähnchenställe.
Bestand 2:
Der Mastbestand 2 liegt im oldenburgischen Münsterland im Landkreis Vechta. Es
handelt sich hierbei um ein geschlossenes System. Die Mastläufer stammen aus der
eigenen Sauenanlage, die jedoch außerhalb der Hofanlage liegt. Der Bestand ist im
Laufe der Jahre gewachsen und weist daher unterschiedliche Stallungen auf. Die
Gesamtkapazität aller Mastställe auf der Hofanlage liegt bei 680 Mastplätzen.
MATERIAL UND METHODEN 39
Bestand 3:
Der Mastbestand 3 liegt im süd-westlichen Niedersachsen im Landkreis Emsland an
der Grenze zur Grafschaft Bentheim. Der Landwirt bezieht seine Mastläufer aus zwei
Herkünften. Die Läufer werden durchmischt eingestallt. Die Gesamtkapazität liegt bei
650 Mastplätzen. Zudem werden auf der Hofanlage Mastbullen gehalten. Ebenfalls
zum Hof gehörig sind die zwei in ca. 600 m Luftlinie liegenden Masthähnchenställe.
Bestand 4:
Der Mastbestand 4 liegt im nord-westlichen Niedersachsen in der Gemeinde
Saterland. Der Mäster bezieht seine Mastläufer von verschiedenen Herkünften. Die
Läufer werden getrennt eingestallt. Die Gesamtkapazität des Stalles liegt bei 1033
Mastplätzen. Auf dem Hof werden auch Rinder gehalten.
3.3.2 Nordrhein-Westfalen
Bestand 5:
Der Mastbestand 5 liegt im mittleren-östlichen Nordrhein-Westfalen im Kreis Soest in
der Gemeinde Anröchte. Der Landwirt bezieht seine Mastläufer aus drei Herkünften.
Die Gesamtkapazität liegt bei 1900 Mastplätzen. Die Hofanlage befindet sich in
Alleinlage und ist von Feldern umringt. Das Trinkwassersystem der Mastschweine
beinhaltet ein Bioresonanzsystem, welches nach dem Prinzip der Vertreibung von
Bakterien mittels Schwingungserzeugung arbeitet.
Bestand 6:
Der Mastbestand 6 liegt im östlichen Teil von Nordrhein-Westfalen im Kreis Höxter.
Der Landwirt bezieht seine Mastläufer aus einer Herkunft mit spf-System und nimmt
am Westfalen-Pass einem Gesundheitszertifikatssystem teil. Der freistehende
(r= 500 m) alte Gutshof umfasst ältere Schweineställe sowie einen 2010
neugebauten Stall. Insgesamt umfasst der Hof eine Gesamtkapazität von 840
Mastplätzen. Die Erstbelegung des neuen Stalles wurde in die Longitudinalstudie
miteinbezogen.
40 MATERIAL UND METHODEN
Bestand 7:
Der Mastbestand 7 liegt im westlichen Teil von Nordrhein-Westfalen am Rande des
Ruhrgebiets im Kreis Wesel. Der Landwirt bezieht die Mastläufer aus eigener
Herkunft. Der Abferkelstall liegt auf dem ursprünglichen Hofgelände. Maststall,
Wartestall, Deckzentrum und Ferkelaufzucht des geschlossenen Systems liegen
zusammen auf einem anderen Areal. Die Gesamtkapazität umfasst 450 Mastplätze.
Bestand 8:
Der Mastbestand 8 liegt im mittleren-östlichen Nordrhein-Westfalen im Kreis Soest
nahe der Stadt Werl. Der Landwirt bezieht seine Mastläufer aus einem
Ferkelaufzuchtstall, der von drei verschiedenen Landwirten zeitgleich beliefert wird.
Eine Besonderheit stellt die Vormast der Läufer für vier Wochen in einem 20 bis 30
Jahre alten Stall mit Holzbalkendecke dar. Anschließend erfolgt die Umstallung der
Tiere in den „eigentlichen“ Maststall. Während der gesamten Mastphase werden nur
Einzeltierbehandlungen vorgenommen. Ein Medikamenteneinsatz, der die gesamte
Tiergruppe umfasst, findet in der Regel nicht statt. Insgesamt umfasst die Hofanlage
1300 Schweinemastplätze. Des Weiteren wird auf dem Familienbetrieb eine
Bullenmast betrieben.
3.3.3 Ostdeutschland
Bestand 9:
Der Mastbestand 9 liegt im nördlichen Mecklenburg-Vorpommern im Landkreis
Güstrow. Der Landwirt bezieht seine Mastläufer aus einer Herkunft. Die
Gesamtkapazität liegt bei 4000 Mastplätzen. Neben den zwei Schweineställen, die
2007 und 2010 neugebaut wurden sind, umfasst die Hofanlage ebenso eine
Biogasanlage, die in direkter Nachbarschaft zu den Schweineställen liegt, sowie zwei
Hähnchenmastställe und zwei Putenmastställe.
Im Umkreis von 10 km befinden sich keine weiteren Stallanlagen, so dass man von
einer Alleinlage sprechen kann.
MATERIAL UND METHODEN 41
Bestand 10:
Der Mastbestand 10 liegt im nördlichen Brandenburg im Kreis Ost-Prignitz-Ruppin.
Der Landwirt bezieht seine Mastläufer aus eigener Herkunft. Die Sauenanlage liegt
jedoch an einem anderen Standort. Die Gesamtkapazität liegt bei 4300 Mastplätzen.
Der Hof liegt in Alleinlage von Feldern umringt. Im Umkreis von ca. 1 km gibt es eine
Kläranlage.
Bestand 11:
Der Mastbestand 11 liegt im südlichen Mecklenburg-Vorpommern im Landkreis
Müritz. Die Landwirtin bezieht ihre Mastläufer aus der eigenen Sauenanlage, die
jedoch an einem anderen Standort 3 km entfernt gelegen ist. Die Gesamtkapazität
liegt bei 1800 Mastplätzen. Im Umkreis von 1 km werden Rinder, Schweine und
Pferde gehalten.
Bestand 12:
Der Mastbestand 12 liegt im nördlichen Brandenburg im Landkreis Prignitz. Der
Landwirt bezieht seine Mastläufer aus eigener Herkunft. Es handelt sich um ein
geschlossenes System, in dem Zuchteber und Jungsauen vermehrt und aufgezogen
werden. Schweine, die für die Aufzucht nicht geeignet sind, werden in den
hofeigenen Mastställen gemästet. Die Gesamtkapazität liegt bei 2500 Mastplätzen.
Auf dem Hofgelände wird ebenfalls eine Biogasanlage betrieben. Der Hof befindet
sich in Ortsrandlage und ist von Wald umgeben.
3.4 Fragebogen
Es wurde ein umfangreicher Fragebogen (modifiziert nach Vonnahme 2005) erstellt,
der alle wichtigen bestandspezifischen Charakteristika wie z.B. Stalleinrichtungen,
Reinigung, Fütterung sowie die sich wiederholenden, routinemäßig durchgeführten
Behandlungen wie z.B. Impfungen abfragt.
Ein Musterfragebogen ist im Anhang zu finden. Dieser wurde Projekt-übergreifend
genutzt und enthält daher auch die Fragenoptionen für Zuchtbetriebe.
42 MATERIAL UND METHODEN
3.5 Untersuchungsschema – Longitudinalstudie
Das Untersuchungsschema der Longitudinalstudie ist zweistufig aufgebaut.
Innerhalb eines Mastdurchganges wurden zwölf Schweine an vier
Beprobungsterminen (Tabelle 5) nasal beprobt. Dazu wurden in den ausgewählten
Beständen bei der Anlieferung der Mastläufer eines neuen Mastdurchganges zwölf
Läufer nach dem Zufallsprinzip ausgewählt und mit fortlaufend nummerierten
Ohrmarken (Primaflex Ohrmarken (Größe 0), 006-002, Caisley International GmbH,
Bocholt) markiert. Im Anschluss daran wurden die Tiere jeweils mittels eines
Nasentupfer (Transporttupfer in Amies Agar Gel, Nr. TS 0001 A, steril, Fa. Oxoid,
Wesel) beprobt. Diese nasale Beprobung wurde nach zwei Wochen, nach sechs
Wochen und am Ende der Mast wiederholt. Des Weiteren wurden ein Sockentupfer
an allen vier Beprobungsterminen und eine Umgebungsstaubprobe vor der
Einstallung im gereinigten und desinfizierten Stall und am Ende der Mast im belegten
Stall entnommen und auf MRSA untersucht.
Gegen Ende des ersten beprobten Mastdurchganges wurde in Anlehnung an die
Bestands- und Managementspezifika und der zuvor gewonnen Ergebnisse im ersten
Mastdurchgang ein bestandsspezifischer Maßnahmenkatalog erarbeitet. Dieser für
jeden Bestand individuelle Maßnahmenkatalog wurde mit den Landwirten und dem
tierbetreuenden Personal besprochen und die tatsächliche Erfüllung der Maßnahmen
soweit möglich kontrolliert. Es folgte die Untersuchung des zweiten
Mastdurchganges nach gleichem Beprobungsprinzip (Tabelle 5).
Tabelle 5: Beprobungstermine innerhalb beider Mastdurchgänge
Nasentupfer Umgebungsstaub Sockentupfer
Bei der Einstallung X X X
Nach 2 Wochen X - X
Nach 6 Wochen X - X
Ende der Mast X X X
Erster Mastdurchgang Zweiter Mastdurchgang Maßnahmen
Abbildung 5: Untersuchungsmodell
MATERIAL UND METHODEN 43
3.6 Probenentnahme und Transport
Die Probenentnahme von Nasentupfer-, Staub- und Sockentupferproben und deren
Verbleib bis zur Untersuchung im Labor sollen im Folgenden beschrieben werden.
3.6.1 Nasentupferprobe
Je nach Verhalten der zu beprobenden Schweine, sehr neugierig bis sehr ängstlich,
war zunächst eine Fixation der Tiere notwendig. Diese erfolgte entweder durch
Festhalten der Tiere oder durch Raumbegrenzung mittels eines bestandseigenen
Treibbrettes. Bei sehr zutraulichen Tieren wurde keine Fixation angewandt.
Bei der Tupferprobenentnahme wurden Einmalhandschuhe (NOBA Verbandsmittel
Danz GmbH & Co KG, Wetter) getragen. Die Beprobung der Schweine wurde mit
trockenen Tupfern (Transporttupfer in Amies Agar Gel, Nr. TS 0001 A, steril, Oxoid,
Wesel) durchgeführt. Dazu wurde der Tupfer ca. 2 cm tief in ein Nasenloch
eingeführt und eine komplette Runde abgestrichen. Bei anderweitigem Kontakt des
Tupfers zu z.B. Rüsselscheibe, Haut, Maul etc. wurde der Tupfer verworfen und eine
neue Beprobung angeschlossen. Nach Entnahme eines Nasenabstriches wurde der
Tupfer in das Transportmedium verbracht. Die Tupfer, die im Zuge der
Longitudinalstudie entnommen wurden, wurden mit der jeweiligen
Ohrmarkennummer des Tieres beschriftet.
Die nachfolgenden Abbildungen (Abbildung 6 und Abbildung 7) zeigen jeweils eine
Nasentupferprobenentnahme ohne Fixation des Tieres.
Abbildung 6: Nasentupferprobenentnahme ohne Fixation des Tieres
Abbildung 7: Nasentupferprobenentnahme seitlich ohne Fixation des Tieres
44 MATERIAL UND METHODEN
3.6.2 Staubproben
Die Staubprobenentnahme erfolgte in Anlehnung an die
Entscheidung der Europäischen Kommission 2008/55/EG. Bei
der Entnahme wurden Einmalhandschuhe (NOBA
Verbandsmittel Danz GmbH & Co KG, Wetter) getragen.
Es wurde auf einer Fläche von 500 cm² mit Hilfe eines
autoklavierten Pinsels (GO/ON Lasurpinsel, 9682205,
Handelsgesellschaft für Baustoffe GmbH & co. KG, Lohne) an
fünf verschiedenen Lokalisationen im Stall Staub in ein steriles
Kotröhrchen (Universalprobengefäß mit Löffel, PP 12ml,
braun, steril, Nr. 080026004, nerbe plus GmbH, Winsen-Luhe) gesammelt. Zudem
wurde darauf geachtet, mindestens die Hälfte des Röhrchens mit Staub zu füllen.
Dabei galt es Staub aus der tiernahen Umgebung beispielsweise von den
Buchtenwänden zu gewinnen. Wenn nicht genug Staub vorhanden war, welches vor
allem vor der Einstallung der Tiere im gereinigten und desinfizierten Stall die Regel
war, wurde auch Staub von Lüftungen, Leitungen und sonstigen Flächen gewonnen.
Bei diesen Ausnahmen konnte nicht immer die Anforderung an die zu sammelnde
Staubmenge eingehalten werden.
3.6.3 Sockentupfer
Für die Sockentupferprobenentnahme wurden trockene
Sockentupfer (PP - 16 - Schuhschutz, weiß, aus PP –
Fließstoff, finnimport GmbH, Hamburg) benutzt, die zuvor im
Labor einzeln in Plastiktüten verbracht und im Anschluss
sterilisiert wurden. Während des gesamten Vorganges wurden
Einmalhandschuhe (NOBA Verbandsmittel Danz GmbH & Co
KG, Wetter) getragen. Die trockenen Sockentupfer wurden im
Eingangsbereich des zu beprobenden Stallabteils über einen
zuvor angelegten Einwegstiefelüberzieher (PE Stiefelüberzug, HELE GmbH,
Heilbronn) gezogen. So präpariert (Abbildung 9) wurde der gesamte Stallgang
Abbildung 8: Staubproben-
entnahme
Abbildung 9: Sockentupferproben-
entnahme
MATERIAL UND METHODEN 45
vollständig hin und zurück bis zum Ausgangspunkt abgeschritten. Am Endpunkt
wurde der Sockentupfer über links ausgezogen und in einen Stomacherbeutel
(Stomacher lab system, BA 6041/CLR closure bags, Seward Ltd., West Sussex)
überführt. Dieser wurde mit dem Probenschlüssel (Bestandsnummer, Kürzel M für
Mast, Beprobungsnummer und dem Kürzel ST für Sockentupfer) und dem
Probenahmedatum beschriftet.
3.6.4 Transport
Die Aufbewahrung der Proben während des Transportes zum Labor erfolgte bei
trockenen Proben wie Staubproben und Sockentupfer ungekühlt und bei feuchten
Proben wie den Nasentupfern gekühlt. Die Aufbewahrungsdauer bis zur
Untersuchung der Proben wurde wie folgt festgelegt:
• trockene Proben (Staub- und Sockentupferproben) maximal 10 Tage
• feuchte Proben (Nasentupferproben) maximal 72 Stunden bei +4°C
In Praxi wurde auch mit der Untersuchung der Staubproben innerhalb von 72
Stunden begonnen. Die Sockentupfer wurden ohne Verzug ungekühlt nach den
Vorschriften für Gefahrgutversand UN 3373 zur Untersuchung zum Chemischen und
Veterinäruntersuchungsamt Ostwestfalen-Lippe – CVUA nach Detmold versendet.
3.7 Kultureller Nachweis
In Abstimmung mit dem Bundesinstitut für Risikobewertung in Berlin und präziser
dem Nationalen Referenzlabor für Koagulase-positive Staphylokokken inklusive S.
aureus wurden die folgenden Nachweismethoden in Anlehnung an die EU-
Grundlagenstudie (Entscheidung 2008/55/EG Anhang 1, Teil C Nr. 2.3) zur
Untersuchung der Proben auf MRSA ausgewählt. Hierbei galt es ein Verfahren
auszuwählen, dass die meist hochgradig vorhandene, vielfältige Keimflora in Staub
und Nase berücksichtigt und gleichzeitig einen adäquaten Nachweis von MRSA
ermöglicht. Dieses wurde mit einem selektiven Anreicherungsverfahren mit Anzucht,
Isolierung und biochemischer Differenzierung von MRSA erzielt.
46 MATERIAL UND METHODEN
3.7.1 Selektives Anreicherungsverfahren
Das selektive Anreicherungsverfahren umfasst zwei Flüssiganreicherungskulturen
und eine Nährbodenkultur.
Flüssiganreicherungskulturen:
• Müller-Hinton-Bouillon (Oxoid, Wesel) mit einer Kochsalzkonzentration von
6,5% NaCl (Merck, Darmstadt)
• Trypton-Soja-Bouillon (CASO-Bouillon, Merck, Darmstadt) mit Zusatz von
3,5 mg/l Cefoxitin (Sigma, Taufkirchen) und 75 mg/l Aztreonam (Sigma,
Taufkirchen)
Nährbodenkultur:
• Selektivagarplatte mit Indikatorsystem, die CHROMagarTM MRSA Fertigplatte
(Mast Diagnostika, Reinfeld)
3.7.1.1 Voranreicherung
In der ersten Stufe des selektiven
Anreicherungsverfahrens wurden die Proben in
eine Müller-Hinton-Bouillon mit einer
Kochsalzkonzentration von 6,5% NaCl verbracht
und über 24 Stunden bei 37°C aerob inkubiert. Die
jeweiligen Probengefäße wurden mit der
entsprechenden Probennummer versehen.
Nasentupfer
Dazu wurden die Nasentupfer jeweils in ein Reagenzröhrchen mit 10 ml Müller-
Hinton-Bouillon (+ 6,5% NaCl) überführt. Der Tupfergriff wurde über die Kante des
Reagenzglases gebogen und abgetrennt. Anschließend wurde das Reagenzglas mit
einer Verschlusskappe versehen (Abbildung 10)
Staubproben
Staubproben wurden zunächst mittels einer Pufferlösung aufbereitet. Hierzu wurden
0,1 g Staub abgewogen, in ein Röhrchen (Universalprobengefäß, nerbe plus GmbH,
Abbildung 10: Probenansatz Müller-Hinton-Bouillon
MATERIAL UND METHODEN 47
Winsen-Luhe) mit 10 ml PBS-TWEEN 20® (eigene Herstellung, siehe Anhang)
überführt. Das geschlossene Röhrchen wurde nun 30 Minuten bei Zimmertemperatur
auf den Rollenmischer gelegt und anschließend 4 Minuten kräftig vorgetextet
(Vortexter, VWR International, Darmstadt). Von einer so präparierten Probe wurde
nun 1 ml in ein Reagenzglas mit 9 ml Müller-Hinton-Bouillon (+ 6,5% NaCl) mit einer
Einkanalpipette (Eppendorf Research variabel, Hamburg) pipettiert. Das
Reagenzglas wurde daraufhin mit einer Verschlusskappe verschlossen. Das
Pipettieren erfolgte unter einer Lamina Flow Werkbank.
Sockentupfer
Die Untersuchung der Sockentupfer auf MRSA erfolgte im CVUA Detmold.
Für den ersten Schritt der Anreicherung der Sockentupferprobe wurden 25 ml Müller-
Hinton-Bouillon (+ 6,5% NaCl) in den Stomacherbeutel, in dem sich der Sockentupfer
seit Entnahme befand, gegossen und im Anschluss bei hoher Geschwindigkeit für
zwei Minuten gestomachert.
3.7.1.2 Selektivanreicherung
In der zweiten Stufe des selektiven
Anreicherungsverfahrens wird „ein Teil“ der
Voranreicherung in eine Trypton-Soja-Bouillon, die
mit 75mg/l Aztreonam und 3,5mg/l Cefoxitin
supplementiert wurde, überführt und daraufhin 17
Stunden bei 37°C aerob inkubiert (Abbildung 11).
Staub- und Nasentupferproben
Von der Voranreicherung der Staub- und Nasentupferproben wurden je 1 ml des
Probenansatzes zu 9 ml Trypton-Soja-Bouillon (+ Aztreonam, Cefoxitin) pipettiert.
Sockentupfer
Von der Voranreicherung der Sockentupfer wurden 2,5 ml des Probenansatzes zu
22,5 ml Trypton-Soja-Bouillon (+Aztreonam, Cefoxitin) pipettiert.
Abbildung 11: Probenansatz Trypton-Soja-Bouillon
48 MATERIAL UND METHODEN
Abbildung 12: Malvenfarbene MRSA Kolonien auf Selektivchromagar
3.7.1.3 Selektivagar
In der dritten Stufe des selektiven Anreicherungsverfahrens wurde jeweils eine Öse
der Selektivanreicherung auf einem Selektivnährboden, einer CHROMagarTM MRSA
Fertigplatte (Mast Diagnostika, Reinfeld), im Drei-Ösen-Ausstrich ausgestrichen. Dies
erfolgte bei Staub-, Nasen- und Sockentupferprobe gleichermaßen.
Die Inkubation erfolgte unter aeroben Bedingungen für 24 Stunden bei 37 °C.
3.7.2 Anzucht und Isolierung
Nach einer Inkubationszeit von 24 Stunden wurde der
Selektivchromagar abgelesen. MRSA-verdächtige
Kolonien zeigen sich, wie in der nachfolgenden Abbildung
12 zu sehen, als malvenfarbene Kolonien.
Es wurden fünf MRSA-verdächtige, malvenfarbene
Kolonien pro Selektivchromagar ausgewählt und jeweils
auf einer Blutagarplatte (Heipha, Eppelheim) im Drei-
Ösen-Ausstrich isoliert. Die Inkubation der Blutagarplatte
erfolgte aerob im Brutschrank für 24 Stunden bei 37 °C.
Die Kulturmorphologie von S. aureus auf Blutagar ist
durch weiß-gelbe, mittelgroße, feuchte Kolonien
(Abbildung 13) mit einer Hämolyse, die in
unterschiedlicher Intensivität auftreten kann,
gekennzeichnet. Wurden bei der Auswertung einer
Blutagarplatte dementsprechende verdächtige Kolonien
identifiziert, so schloss sich eine weitere biochemische
Differenzierung an.
Abbildung 13: Weiß-gelbe MRSA Kolonien auf Blutagar
MATERIAL UND METHODEN 49
3.7.3 Biochemische Differenzierung
Zur weiteren Bestätigung der verdächtigen Kolonien wurde jedes Isolat mittels
Katalase-, Oxidase- und Koagulase-Test biochemisch differenziert.
3.7.3.1 Katalase-Test
Der Katalase-Test ermöglicht eine Differenzierung zwischen Katalase-positiven
Staphylokokken und Katalase-negativen Streptokokken.
Eine MRSA-verdächtige Kolonie wurde hierzu mittels einer Öse in einen Tropfen
3%iger Wasserstoffperoxidlösung (Merck, Darmstadt), der zuvor auf einen
Objektträger gegeben wurde, kurz eingetaucht. Bei positiver Reaktion waren direktes
Sprudeln und Blasenbildung zu beobachten. Setzte kein Sprudeln ein, war die
Reaktion als negativ zu bewerten.
3.7.3.2 Oxidase-Test
Der Oxidase-Test ist ein schnelles biochemisches Verfahren zum Nachweis des
Enzyms Cytochrom C Oxidase. S. aureus sind Oxidase-negativ.
Eine MRSA-verdächtige Kolonie wurde mittels Öse auf ein Oxidase-Reagenz (eigene
Herstellung, siehe Anhang) getränktes Filterpapier, welches zuvor auf einen
Objektträger gelegt wurde, gerieben. Bei positiver Reaktion färbte sich das zuvor
farblose Reagenz im Filterpapier intensiv blau. Als negativ wurde die Reaktion
angesehen, wenn kein Farbumschlag zu beobachten war.
3.7.3.3 Koagulase-Test
Die Koagulase-Reaktion erlaubt eine Differenzierung zwischen den Koagulase-
positiven S. aureus und Koagulase-negativen Staphylokokken wie beispielsweise
Staphylococcus epidermidis.
Zwei bis drei MRSA-verdächtige Kolonien wurden in ein mit 300 µl Kaninchenplasma
(BBL Coagulase Plasma, Becton Dickinson GmbH, Heidelberg) gefülltes
Reaktionsgefäß (1,5 ml Eppendorf, Hamburg) mittels einer Öse überführt und
vermischt. Anschließend folgte eine Inkubation im Brutschrank bei 37°C für vier
Stunden. Bei positiver Reaktion koagulierte das Kaninchenplasma. Konnte nach
50 MATERIAL UND METHODEN
einer weiteren Inkubation von vier Stunden bei 37°C keine Koagulierung des
Kaninchenplasmas festgestellt werden, galt die Probe als Koagulase-negativ zu
bewerten. Bei zweifelhaften Fällen wurde der Test wiederholt.
3.8 Kryokonservierung
Alle ermittelten MRSA-Stämme wurden kryokonserviert. Hierzu wurden die
Reinkulturen mittels Öse in die Cryobank-Röhrchen (Mast Diagnostika, Reinfeld)
überführt und bei -70°C aufbewahrt.
3.9 Molekularbiologischer Nachweis
Der genotypische Nachweis von Stämmen bietet nicht nur eine weitere Möglichkeit
zur Identifizierung und Bestätigung von Bakterienspezies, sondern fungiert speziell
auch im Falle von MRSA als ein weiteres Werkzeug der epidemiologischen
Forschung.
3.9.1 Bestätigung mittels PCR
Die molekularbiologische Bestätigung der isolierten MRSA-Stämme erfolgte in der
Außenstelle für Epidemiologie Bakum der Stiftung Tierärztliche Hochschule
Hannover mittels Multiplex-PCR.
Die Methode nach POULSEN et al. (2003) diente als Grundlage der MRSA-
Bestätigungs-PCR. Zielgene sind das nuc Gen (spezifisch für S. aureus) sowie das
mecA Gen (spezifisch für Methicillin-Resistenz).
3.9.1.1 Manuelle Extraktion genomischer DNA aus Bakterienkultur
Drei Kolonien eines zu bestätigenden MRSA-Isolates wurden zunächst in ein
Reaktionsgefäß (1,5 ml; Eppendorf, Hamburg) mit 1 ml Tris-EDTA-Puffer (eigene
Herstellung, siehe Anhang) überführt, kurz gevortext und für 10 Minuten bei 20.000 g
zentrifugiert. Der Überstand wurde verworfen. Die Resuspendierung des Pellets
erfolgte durch Zugabe von 500 µl Lysispuffer Tris-HCL pH 8,5 (eigene Herstellung,
MATERIAL UND METHODEN 51
Pipettierschema der Lösungsmengen pro Probe
12,50 µl Ready MixTMTaq PCR (Sigma,Taufkirchen)
7,50 µl Primer-Mix
2,50 µl H2O
22,50 µl Master-Mix
2,50 µl Template DNA
25,00 µl Reaktionsvolumen
siehe Anhang). Die jeweils so vorbereiteten Proben wurden mit dem Vortexter (VWR
International, Darmstadt) geschüttelt und anschließend auf dem Thermomixer
(Eppendorf, Hamburg) eine Stunde bei 60°C und 15 min bei 95°C inkubiert.
Der auf diese Weise gewonnene DNA-Extrakt (Template-DNA) wurde sofort
weiterverarbeitet.
Eine Positiv- und eine Negativkontrolle wurden ebenfalls mitgeführt
3.9.1.2 Herstellung des Master-Mixes
Zur Amplifikation der spezifischen DNA Teilstücke wurden folgende Primer (metabion
International AG, Planneg-Martinsried) ausgewählt:
Primer mecA Zielgen (Amplikongröße 527 bp)
mec up1 5`-GGG ATC ATA GCG TCA TTA TTC-3`
mec up2 5`-AAC GAT TGT GAC ACG ATA GCC-3`
Primer nuc Zielgen (Amplikongröße 255 bp)
nuc PCR1 5`-TCA GCA AAT GCA TCA CAA ACA G-3`
nuc PCR2 5`-CGT AAA TGC ACT TGC TTC AGG-3`
Die Primer wurden laut Synthesereport auf je 100 pmol/µl Stammlösung gelöst und
auf folgende Arbeitslösungskonzentrationen verdünnt:
mec up 1 und mec up 2 je 25 pmol/µl
nuc PCR 1 und nuc PCR 2 je 20 pmol/µl.
Der Primer-Mix wurde zu gleichen Teilen der Arbeitslösungen eines jeden Primers
und zwei Teilen LiChrosolv-Wasser (Merck, Darmstadt) hergestellt.
Nach folgendem Pipettierschema (Abbildung 14) wurde der Mastermix errechnet und
zusammenpipettiert:
Abbildung 14: Pipettierschema des Reaktionsvolumens
52 MATERIAL UND METHODEN
Dabei wurde die Anzahl der zu untersuchenden Proben (inklusive der Positiv- und
Negativkontrolle) n + 1 als Grundlage zur Berechnung gewählt. Der Mastermix wurde
jeweils mit einer Menge von 22,5 µl in Eppendorf Cups, Safelock 0,2 ml pipettiert. Im
nächsten Schritt wurden 2,5 µl Template-DNA in die entsprechend beschrifteten
Cups mit Master-Mix hinzupipettiert und der somit fertiggestellte Reaktionsansatz für
15 Sekunden bei 5000 g zentrifugiert.
3.9.1.3 PCR
Die Proben wurden nun in den Thermocycler (Mastercycler ep Gradient S, Eppendorf
AG, Hamburg) eingesetzt und die PCR wurde unter folgendem
Amplifikationsprotokoll (Tabelle 6) gestartet.
Tabelle 6: Amplifikationsprotokoll
Temperatur (°C) Zeit (Minuten) First denaturation 94 05:00 denaturation 94 00:30
30 Zyklen annealing 55 00:30 extension 72 00:45 Final extension 72 05:00
3.9.1.4 Gelelektrophorese
Nach Ablauf der Amplifikation erfolgte die gelelektrophoretische Auftrennung der
PCR-Produkte.
Eine Elektrophoresekammer (Sub Cell Modell 96, Bio-Rad Laboratories GmbH,
München) wurde mit 500 ml Laufpuffer befüllt und mit einem vorbereiteten 1,5%
Agarosegel (eigene Herstellung, siehe Anhang) bestückt. Als Laufpuffer wurde 1:10
verdünnter TAE-Puffer (Merck, Darmstadt) benutzt.
In einer Mikrotiterplatte (Immulon 1b; VWR International, Darmstadt) wurden nun die
Amplifikate und der DNA-Ladder vorbereitet. Pro Probe wurden 10 µl Amplifikat und
4 µl Gel loading Puffer (eigene Herstellung) in ein well pipettiert und durch
mehrmaliges vorsichtiges Aufziehen in die Pipettenspitze vermischt. Als DNA-Marker
wurde ein 100-bp DNA-Ladder (Roche Diagnostika, Mannheim) verwandt. Die
MATERIAL UND METHODEN 53
Menge von 1,5 µl des DNA-Ladder und 8,5 µl LiChrosolv (Merck, Darmstadt) wurden
in ein well pipettiert und ebenso vermischt.
Anschließend wurden aus jedem well 10 µl nach Schema (Abbildung 15) in eine Geltasche pipettiert.
Proben 1-20
NC2 PC2 20 19 18 17 16 15 14 13 12 11 M2 NC1 PC1 10 9 8 7 6 5 4 3 2 1 M1 links rechts
M1 und M2 = DNA-Ladder
PC1 und PC2 = Positivkontrollen
NC1 und NC2 = Negativkontrollen
Abbildung 15: Pipettierschema des Agarose-Gel
An die Elektrophoresekammer wurde für eine Stunde eine Spannung von 170 V
gelegt. Nach Ablauf der Elektrophorese wurde das Gel zur Färbung der DNA in eine
Aluminiumschale mit einer Lösung aus 50 ml TAE-Puffer, 450 ml destilliertem
Wasser und 100 µl Ethidiumbromid 1%ige Lösung in Wasser (Merck, Darmstadt)
überführt. Zum Schutz vor UV-Strahlen wurde die Aluminiumschale mit einem
Aluminiumdeckel abgedeckt. Nach einer Färbezeit von 30 Minuten schloss sich ein
fünfminütiges Bad des Gels in destilliertem Wasser in einer weiteren Schale an.
Das gewaschene Gel wurde auf einer Kunststofffolie liegend in der Mitte der
Fotokammer (Biotec-Fischer GmbH, Reiskirchen) platziert und nach Verschluss der
Kammer mit UV-Licht bestrahlt und digital fotografiert (Software: Alpha-Imager,
Biotec-Fischer GmbH, Reiskirchen) (Abbildung 16).
DNA-Ladder
Positivkontrolle Negativkontrolle Proben
mec-A
nuc
Geltaschen
Abbildung 16: Digitale Darstellung des Agarose-Gels
54 MATERIAL UND METHODEN
3.9.1.5 Beurteilung
Eine Beurteilung der Proben war nur zulässig, wenn die Positivkontrolle zwei
spezifische Banden, die für das mec A gen spezifische Bande im Bereich von 527 bp
und die für das nuc gen spezifische Bande im Bereich von 255 bp, aufwies und die
Negativkontrolle keine Banden besaß.
Eine Probe wurde als MRSA-positiv bewertet, wenn beide spezifischen Banden im
Vergleich zur Positivkontrolle präsent waren.
3.9.2 Typisierung
Die molekularbiologische Typisierung von MRSA ermöglicht Untersuchungen zu
epidemiologischen Zusammenhängen. Aus diesem Grunde wurde eine Auswahl von
MRSA-Isolaten pro Bestand zur Typisierung an das BfR nach Berlin versendet.
Es wurde eine spa-Typisierung und eine SCCmec-Typisierung durchgeführt. Die
spa-Typisierung erfolgte anhand einer Single PCR nach SHOPSIN et al. (1999) und
die SCCmec-Typisierung erfolgte mittels Multiplex PCR nach ZHANG et al. (2005).
Die Zuordnung zu den unterschiedlichen MLST-Typen erfolgte anhand der mit ihnen
assoziierten spa-Typen. Eine MLST-Typisierung wurde nur durchgeführt, wenn
seitens des zuvor ermittelten spa-Typen keine Assoziation zu einem MLST-Typ
möglich war. Die MLST-Typisierung erfolgte dann nach der Methode von ENRIGHT
et al. (2000).
MATERIAL UND METHODEN 55
3.10 Statistische Auswertung und Formeln
3.10.1 Intraherdenprävalenzberechnung
Berechnungsgrundlage - Intraherdenprävalenz (p)
Die Formeln beruhen auf der Basis des Pascal`schen Dreiecks.
Die Schätzung der Intraherdenprävalenz der Einzeltupfer erfolgte über die Formel:
������������ � �����������������������������������������������������
Die Schätzung der Intraherdenprävalenz der Pools erfolgte über die Formel:
������� � 1 � ���������������������������������������������
Um beide Größen in einen Zusammenhang zu bringen erfolgte eine ungewichtete
Ermittlung des Mittelwertes:
������� � ������������ � ������� 2
3.10.2 Statistische Hilfsmittel und angewandte Tests
Die Auswertung der Statistik erfolgte mit SPSS für Windows in der Version 11.5.1
(SPSS Inc ®).
Für die Berechnungen wurde neben dem Fischer-Exakt-Test (bei geringer
Probenanzahl) und dem McNemar-Test (bei verbundenen Stichproben)
hauptsächlich der Chi-Quadrat-Test nach Pearson (Vierfeldertafel) angewandt.
Die Untersuchungsergebnisse der Mastschweine und der Umgebung sowie der
gesammelten Bestandsdaten wurden anhand eines Signifikanzniveaus von 0.05
statistisch bewertet.
ERGEBNISSE 57
4 ERGEBNISSE
Im Rahmen dieser Arbeit konnten im Zeitraum von Juni 2009 bis November 2010 in
39 von 48 Beständen (81%), 63 von 96 Staubproben (66%), 74 von 95 Sockentupfer
(78%), 89 von 144 Pools á 4 Nasentupfer (63%) und 812 von 1274 Nasentupfern
(64%) als MRSA-positiv identifiziert werden. Die Ergebnisse der kulturellen
Untersuchungen und der molekularbiologischen Bestätigung waren zu 100%
übereinstimmend, daher wird auf die gesonderte Darstellung verzichtet. Die
Ergebnisse lassen sich wie folgt einordnen:
4.1 Ergebnisse der Querschnittsstudie
4.1.1 Herdenprävalenz
Die Bestandsauswahl wurde im Rahmen einer Querschnittsstudie durchgeführt.
Hierzu wurde je eine Umgebungsstaubprobe in 48 Schweinemastbeständen
gesammelt und auf MRSA untersucht. In 39 Beständen konnten MRSA identifiziert
werden. Dies entspricht einem Anteil von 81% der beprobten Bestände. Die folgende
Tabelle 7 veranschaulicht die Ergebnisse der Staubuntersuchungen differenziert
nach Regionen.
Tabelle 7: Ergebnisse der Staubuntersuchungen - Querschnittsstudie
Region Anzahl Bestände Staub:
Anzahl Bestände MRSA-positiv/ Anzahl untersuchte Bestände
Niedersachsen 19 16/19 (84%)
NRW 25 21/25 (84%)
Ostdeutschland 4 2/4 (50%)
Insgesamt 48 39/48 (81%)
4.1.2 Intraherdenprävalenzen
Aus diesem Bestandspool wurden insgesamt zwölf Bestände, jeweils vier Bestände
pro Region, zur weiteren Untersuchung ausgesucht. Um auf Tierebene ebenfalls
eine Einschätzung des Vorkommens von MRSA zu gewährleisten, erfolgte in einem
58 ERGEBNISSE
zweiten Schritt der Querschnittsstudie die Untersuchung der Intraherdenprävalenz
mittels Nasentupfer, deren Ergebnisse in Tabelle 8 dargestellt werden. Aufgrund der
Kombination von Einzel- und Pooltupfern zur Berechnung der Intraherdenprävalenz
(siehe Kapitel 3.10.1) erscheint die Angabe einer Spanne sinnvoller und findet im
folgenden Anwendung.
Es konnte eine durchschnittliche Intraherdenprävalenzspanne von 46% bis 52%
(49%) ermittelt werden. Dabei wurden sowohl zwei hochprävalente (>95%) als auch
drei niedrigprävalente Bestände (<5%) Bestände miteinbezogen. Alle zwölf Bestände
wurden für die Longitudinalstudie ausgewählt.
Tabelle 8: Ergebnisse der Nasentupferuntersuchungen - Querschnittsstudie
Bestände MRSA-positive
Einzeltupfer /Gesamt
Prävalenz Einzeltupfer
MRSA-positive Pooltupfer/
Gesamt
Prävalenz Pooltupfer
Intraherdenprävalenz geschätzt
1
Nds
12/12 100% 12/12 100% >95% (100%)
2 12/12 100% 11/12 92% 68%-78% (73%)
3 11/12 92% 12/12 100% 73%-83% (77%)
4 12/12 100% 12/12 100% >95% (100%)
5
NRW
1/12 8% 3/12 25% 2%-12% (7%)
6 0/12 0% 0/12 0% <5% (0%)
7 3/12 25% 3/12 25% 11%-21% (16%)
8 10/12 83% 10/12 83% 55%-65% (60%)
9
Ost
0/12 0% 2/12 17% <5% (2%)
10 11/12 92% 12/12 100% 73%-83% (77%)
11 0/12 0% 0/12 0% <5% (0%)
12 10/12 83% 12/12 100% 68%-78% (73%)
Insgesamt 82/144 57% 89/144 62% 46%-52% (49%)
Das nachfolgende Diagramm (Abbildung 17) zeigt die berechneten
Intraherdenprävalenzen (in %) vergleichend für alle zwölf Bestände. Hierbei wurden
nicht die Spanne, sondern der errechnete Wert genutzt.
ERGEBNISSE 59
Auffällig ist, dass die Bestände entweder sehr hohe Prävalenzen oder sehr niedrige
bis hinzu Null-Prävalenzen aufweisen. Die rote Linie kennzeichnet die
durchschnittliche Intraherdenprävalenz von 49% errechnet auf der Basis aller
Bestände.
Abbildung 17: Vergleich der Intraherdenprävalenzen der Bestände
4.2 Auswahl der Bestände für die Longitudinalstudie
Gemäß der in Material und Methode erläuterten Auswahlkriterien wurden zwölf
Bestände ausgesucht.
Die Abbildung 4 (Kapitel 3.2) gibt einen Überblick über die geographische Lage der
ausgewählten Bestände in den Regionen.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
Intr
ah
erd
en
prä
va
len
z in
%
Vergleich der Intraherdenprävalenzen der
Bestände
Bestände
60 ERGEBNISSE
4.3 Ergebnisse der Longitudinalstudie
4.3.1 Fragebogen
Die nachfolgenden Tabellen 9 und 10 bieten einen Überblick über die
Bestandscharakteristika der zwölf Bestände, welche mittels eines im Projekt
spezifisch auf MRSA erarbeiteten Fragebogens einheitlich erfasst wurden.
Tabelle 9: Bestandscharakteristika der Bestände 1 bis 6 Bestandsnummer 1 2 3 4 5 6
Herkünfte
nur eine eigene mehrere Herkünfte durchmischt
mehrere Herkünfte getrennte Haltung
mehrere Herkünfte durchmischt
nur eine
Baujahr 2000 1990 2008 2008 1998 2006
Tierplätze insgesamt 856 680 650 1033 1900 840
Tiere/Bucht 40 12 bis 14 15 16 12 70
Belegungsart Rein-Raus Rein-Raus Rein-Raus Rein-Raus Rein-Raus Rein-Raus
Boden Vollspalten Vollspalten Vollspalten Vollspalten Vollspalten Vollspalten
Bodenart Beton Beton Beton Beton Beton Beton
Lüftung Art Unterdruck Unterdruck Unterdruck Unterdruck Unterdruck Unterdruck
Lüftung Zuluft Gang Kanäle Rieseldecke Kanäle Rieseldecke Rieseldecke
Heizung Gaskanone Gaskanone Gaskanone Gaskanone Gaskanone Gaskanone
Fütterungsystem Automat Trogfütterung Automat Automat Trogfütterung Automat
Futterart Granulat Granulat + CCM Granulat Mehl Mehl und Molke Granulat
Futterkonsistenz trocken flüssig trocken trocken flüssig flüssig
Futterherkunft zugekauft zugekauft/ betriebseigen
zugekauft zugekauft zugekauft zugekauft
Futterzusatz Benzoesäure - - - Propionsäure -
Wasser Stadt Brunnen Brunnen Stadt Brunnen Brunnen
Tränke Nippeltränke Nippeltränke Nippeltränke Nippeltränke Nippeltränke Nippeltränke
Reinigung regelmäßig regelmäßig regelmäßig regelmäßig regelmäßig regelmäßig
Desinfektion regelmäßig regelmäßig regelmäßig regelmäßig regelmäßig regelmäßig
Zutritt Betriebsleiter Betriebsleiter/ Familie/u.a.
Betriebsleiter/ Familie/u.a.
Betriebsleiter Betriebsleiter/ Familie/u.a.
Betriebsleiter/ Familie/u.a.
Betriebskleidung ja ja ja ja ja ja
Konsequente Nutzung nein ja ja nein ja ja
Hygieneschleuse ja ja nein ja nein nein
Desinfektion vor dem Stall ja nein nein nein nein nein
Arbeitsablauf nein nein ja nein ja ja
Kontakt der Schweine zu anderen Schweinen
nein nein nein nein nein nein
Kontakt der Schweine zu anderen Tieren
nein ja, Vögel ja, Hund nein nein nein
Andere Tiere auf dem Hof?
Hähnchen nein Rinder, Hähnchen, Hund
Milchkühe nein Katze
Andere Bestände Umkreis 1km
ja ja ja nein ja ja
Antibiotische Behandlungen
Tylosin 1.-2.Woche
Amoxicillin, Colistin
Tetracyclin, Spektinomycin 1. bis 2.Woche
1.Durchgang 1. Woche Amoxicillin und Colistin 2.Durchgang 1.Woche Doxycyclin
Tylosin 3 Wochen ab Einstallung
Colistin Amoxicillin 1. Woche, Tylosin, Tetracyclin 2.-3. Woche
Antiparasitäre Behandlungen Fenbendazol nein Flubendazol nein Flubendazol nein
Impfungen PCV-2 PCV-2 - - PCV-2, PCV-2
ERGEBNISSE 61
Im direkten Vergleich wurden keine gravierenden Unterschiede zwischen den
Beständen hinsichtlich der baulichen Substanzen festgestellt. Der direkte Vergleich
einiger aufgelisteter Bestandsdaten lässt allerdings nur eine schlechte Aussage zu
wie z.B. das Vorhandensein einer Hygieneschleuse oder Bestandskleidung.
Tabelle 10: Bestandscharakteristika der Bestände 7 bis 12 Bestandsnummer 7 8 9 10 11 12
Herkünfte eigene nur eine nur eine mehrere Herkünfte getrennte Haltung
eigene eigene
Baujahr 1998 2007 2007 + 2009 1970 1967 1997
Tierplätze insgesamt 450 1300 4000 4300 1800 2500
Tiere/Bucht 15 und 30 9 bis 27 12 13 15 10 bis 18
Belegungsart Rein-Raus Rein-Raus Rein-Raus Rein-Raus Rein-Raus Rein-Raus
Boden Vollspalten Vollspalten Vollspalten Teilspalten Vollspalten Vollspalten
Bodenart Beton Beton Beton Beton Beton Beton
Lüftung Art Unterdruck Unterdruck Unterdruck Unterdruck Unterdruck Unterdruck
Lüftung Zuluft Kanäle Rieseldecke Kanäle Kanäle Rieseldecke Unterflur
Heizung Gaskanone Gaskanone Gaskanone Gaskanone Gaskanone Deltarohre
Fütterungsystem Trogfütterung Trogfütterung Trogfütterung Trogfütterung Trogfütterung Trogfütterung
Futterart Mehl Mehl Mehl CCM Granulat CCM + Molke
Futterkonsistenz trocken flüssig flüssig flüssig flüssig flüssig
Futterherkunft betriebseigen betriebseigen zugekauft betriebseigen zugekauft betreibseigen
Futterzusatz - Propionsäure Propionsäure - - Säure
Wasser Brunnen Brunnen Brunnen Brunnen Stadt Brunnen
Tränke Nippeltränke Nippeltränke Nippeltränke Nippeltränke Nippeltränke Nippeltränke
Reinigung regelmäßig gelegentlich regelmäßig regelmäßig regelmäßig regelmäßig
Desinfektion gelegentlich gelegentlich regelmäßig regelmäßig regelmäßig regelmäßig
Zutritt Betriebsleiter/ Familie/u.a.
Betriebsleiter/ Familie/u.a.
Betriebsleiter Betriebsleiter/ Familie/u.a.
Betriebsleiter Betriebsleiter/ Familie/u.a.
Betriebskleidung ja ja ja ja ja ja
Konsequente Nutzung nein ja ja nein ja nein
Hygieneschleuse ja ja ja ja nein ja
Desinfektion vor dem Stall nein nein ja nein nein nein
Arbeitsablauf nein ja ja nein ja nein
Kontakt der Schweine zu anderen Schweinen
nein nein nein nein nein nein
Kontakt der Schweine zu anderen Tieren
ja, Vögel, Hund, Katze
ja, Katze nein nein nein nein
Andere Tiere auf dem Hof?
Rinder, Kaninchen,
Hund, Katze
Rinder, Pferde, Kaninchen, Hund, Katze
Puten, Hähnchen nein nein nein
Andere Bestände Umkreis 1km
ja ja ja nein ja ja
Antibiotische Behandlungen
nein nein, nur Einzeltier-
behandlung
Doxycyclin 1.Woche
Tylosin 1.-3.Woche
nein, nur Einzeltiere
Colistin 1.Woche
Antiparasitäre Behandlungen nein Flubendazol Fenbendazol nein Levamisol nein
Impfungen - - - PCV-2 - -
62 ERGEBNISSE
Von besonderer Bedeutung sind, wie in der Literatur beschrieben, Parameter wie
Arzneimittel-Anwendungen, Anzahl der liefernden Bestände bzw. Herkunft der
Mastläufer sowie Reinigungs- und Desinfektionsmaßnahmen. So setzten
beispielsweise nur drei von zwölf Beständen keine Antibiotika während der
Untersuchungen ein.
4.3.2 Niedersachsen
4.3.2.1 Bestand 1
In der vorangegangenen Querschnittsuntersuchung konnten folgende Ergebnisse
festgestellt werden: Staub: MRSA-negativ; Nasentupfer: Einzel 12/12 und Pool 12/12
MRSA-positiv; Berechnete Intraherdenprävalenzspanne: > 95% (100%)
Durchgang 1
Der Bestand 1 wies über den gesamten ersten Durchgang (siehe Tabelle 11) also
bei der Einstallung, nach zwei Wochen, nach sechs Wochen und bei der Ausstallung,
weder in den Umgebungsproben noch in den Nasentupferproben MRSA auf.
Maßnahmen
Es wurden aufgrund des negativen MRSA Status keine spezifischen Maßnahmen
erarbeitet. Dennoch intensivierte der Landwirt seine Reinigung und Desinfektion
aufgrund einer vorangegangenen Durchfallproblematik im Bestand und ließ
zusätzlich den Stall acht Wochen leer stehen.
Durchgang 2
Im zweiten Durchgang (siehe Tabelle 12) konnten im Staub vor der Einstallung der
Tiere keine MRSA identifiziert werden. Bei der Ausstallung jedoch war der Staub
MRSA-positiv. In den Sockentupferproben konnten an allen vier Beprobungsterminen
MRSA nachgewiesen werden. Bei der Einstallung wurden 0/12, nach zwei Wochen
9/12, nach sechs Wochen 6/12 und bei der Ausstallung 8/11 Schweine MRSA-positiv
ERGEBNISSE 63
getestet. Des Weiteren konnte bei vier Schweinen innerhalb des Durchganges ein
Wechsel des MRSA-Status verzeichnet werden.
Die folgenden Tabellen 11-34 erklären sich wie folgt: - Probe MRSA-negativ
+ Probe MRSA-positiv
/ nicht untersucht
tot Untersuchungstier nicht mehr vorhanden, da verendet.
Tabelle 11: Bestand 1 – Untersuchungsergebnisse des ersten Durchgangs Durchgang 1
Beprobungstermin Einstallung Nach 2 Wochen Nach 6 Wochen Ausstallung Umgebung(Staub) - - Umgebung(Sockentupfer) - - - - Schwein 1 - - - - Schwein 2 - - - - Schwein 3 - - - - Schwein 4 - - - - Schwein 5 - - - - Schwein 6 - - - - Schwein 7 - - - - Schwein 8 - - - - Schwein 9 - - - - Schwein 10 - - - - Schwein 11 - - - - Schwein 12 - - - - MRSA-positive Schweine/gesamt 0/12 0/12 0/12 0/12
Tabelle 12: Bestand 1 – Untersuchungsergebnisse des zweiten Durchgangs Durchgang 2
Beprobungstermin Einstallung Nach 2 Wochen Nach 6 Wochen Ausstallung Umgebung(Staub) - + Umgebung(Sockentupfer) + + + + Schwein 1 - + + + Schwein 2 - + - tot Schwein 3 - + + + Schwein 4 - + - + Schwein 5 - + - - Schwein 6 - + + + Schwein 7 - - + + Schwein 8 - - - - Schwein 9 - - - + Schwein 10 - + + + Schwein 11 - + - - Schwein 12 - + + + MRSA-positive Schweine/gesamt 0/12 9/12 6/12 8/11
4.3.2.2 Bestand 2
In der vorangegangenen Querschnittsuntersuchung konnten folgende Ergebnisse
festgestellt werden: Staub: MRSA-positiv; Nasentupfer: Einzel 12/12 und Pool 11/12
MRSA-positiv; Berechnete Intraherdenprävalenzspanne: 68%-78% (73%)
64 ERGEBNISSE
Durchgang 1
Im Bestand 2 konnte über den gesamten ersten Durchgang (siehe Tabelle 13), also
bei der Einstallung, nach zwei Wochen, nach sechs Wochen und bei der Ausstallung,
in allen Sockentupferproben (4/4) und Nasentupferproben (je 12/12) und der
Staubuntersuchung bei Ausstallung MRSA nachgewiesen werden. Lediglich in der
Staubuntersuchung vor Einstallung der Tiere konnte kein MRSA Nachweis erbracht
werden.
Tabelle 13: Bestand 2 – Untersuchungsergebnisse des ersten Durchgangs Durchgang 1
Beprobungstermin Einstallung Nach 2 Wochen Nach 6 Wochen Ausstallung Umgebung(Staub) - + Umgebung(Sockentupfer) + + + + Schwein 1 + + + + Schwein 2 + + + + Schwein 3 + + + + Schwein 4 + + + + Schwein 5 + + + + Schwein 6 + tot tot tot Schwein 7 + + + + Schwein 8 + + + + Schwein 9 + + + + Schwein 10 + + + + Schwein 11 + + + + Schwein 12 + tot tot Tot MRSA-positive Schweine/gesamt 12/12 10/10 10/10 10/10
Tabelle 14: Bestand 2 – Untersuchungsergebnisse des zweiten Durchgangs Durchgang 2
Beprobungstermin Einstallung Nach 2 Wochen Nach 6 Wochen Ausstallung Umgebung(Staub) - + Umgebung(Sockentupfer) + + + + Schwein 1 + + + + Schwein 2 + + + + Schwein 3 + + + + Schwein 4 + + + + Schwein 5 + + + + Schwein 6 + + + + Schwein 7 + + + + Schwein 8 + + + + Schwein 9 + + + + Schwein 10 + + + + Schwein 11 + + + + Schwein 12 + + + + MRSA-positive Schweine/gesamt 12/12 12/12 12/12 12/12
Maßnahmen
Im Bestand 2 wurden Effektive Mikroorganismen der Firma EMIKO® eingesetzt. Es
erfolgte eine Besprühung des Abteils vor Einstallung mit ca. 25%iger EMIKO®
Stallreinigerlösung. Des Weiteren wurden dem Futter der Tiere während des
ERGEBNISSE 65
gesamten Mastdurchgangs ebenfalls Effektive Mikroorganismen in Form von 7 Litern
EF-Schwein / 1000 kg Futter laut Herstellerangaben zugesetzt.
Durchgang 2
Im zweiten Durchgang (siehe Tabelle 14) konnten nur in der Staubuntersuchung vor
Einstallung der Tiere keine MRSA gefunden werden. Alle anderen Umgebungs- und
Tiertupferproben konnten als MRSA-positiv identifiziert werden.
4.3.2.3 Bestand 3
In der vorangegangenen Querschnittsuntersuchung konnten folgende Ergebnisse
festgestellt werden: Staub: MRSA-positiv; Nasentupfer: Einzel 11/12 und Pool 12/12
MRSA-positiv; Berechnete Intraherdenprävalenzspanne: 73%-83% (78%)
Durchgang 1
Im ersten Durchgang (siehe Tabelle 15) konnte im Staub vor der Einstallung der
Tiere keine MRSA identifiziert werden. Bei der Ausstallung jedoch war der Staub
MRSA-positiv. In den Sockentupferproben wurden an allen vier Beprobungsterminen
MRSA gefunden. Es konnten bei der Einstallung 4/12, nach zwei Wochen 12/12,
nach sechs Wochen 9/12 und bei der Ausstallung 5/11 Schweine MRSA-positiv
getestet werden. Des Weiteren konnte bei fünf Schweinen innerhalb des
Durchganges ein Wechsel des MRSA-Status verzeichnet werden.
Maßnahmen
In einem Beratungsgespräch mit dem Landwirt wurden folgende Maßnahmen
erarbeitet: Der Landwirt konnte davon überzeugt werden, die Rieseldecken des
Abbildung 19: Alte Rieseldecke Abbildung 18: Neue Rieseldecke
66 ERGEBNISSE
Stalles zu erneuern (siehe Abbildung 18 und 19). Der Hofhund erhielt
Zugangsverbot.
Zusätzlich besprühte der Landwirt das Beprobungsabteil jeden zweiten Tag während
des Mastdurchganges mittels eines Hochdruckreinigers mit einem speziellen
Ölgemisch aus Fetten und ätherischen Ölen, dass von der Firma Hölscher und
Leuschner (Emsbüren) zur Verfügung gestellt wurde.
Der Landwirt räumte am Ende des zweiten beprobten Mastdurchganges ein, nicht
immer den vereinbarten zweittägigen Rhythmus eingehalten zu haben.
Tabelle 15: Bestand 3 – Untersuchungsergebnisse des ersten Durchgangs Durchgang 1
Beprobungstermin Einstallung Nach 2 Wochen Nach 6 Wochen Ausstallung Umgebung(Staub) - +
Umgebung(Sockentupfer) + + + + Schwein 1 - + + - Schwein 2 + + + - Schwein 3 + + + - Schwein 4 - + + - Schwein 5 - + + + Schwein 6 + + - + Schwein 7 - + - - Schwein 8 - + + - Schwein 9 - + + -
Schwein 10 + + + + Schwein 11 - + - + Schwein 12 - + + +
MRSA-positive Schweine/gesamt 4/12 12/12 9/12 5/12
Tabelle 16: Bestand 3 – Untersuchungsergebnisse des zweiten Durchgangs Durchgang 2
Beprobungstermin Einstallung Nach 2 Wochen Nach 6 Wochen Ausstallung Umgebung(Staub) - + Umgebung(Sockentupfer) - + + + Schwein 1 - - + + Schwein 2 - + + + Schwein 3 - - + + Schwein 4 - + + + Schwein 5 - - - + Schwein 6 - + + + Schwein 7 - + + + Schwein 8 - + - - Schwein 9 - - + + Schwein 10 - + + + Schwein 11 - + + - Schwein 12 - - - + MRSA-positive Schweine/gesamt 0/12 7/12 9/12 10/12
Durchgang 2
Im zweiten Durchgang (siehe Tabelle 16) konnten im Staub und im Sockentupfer vor
der Einstallung der Tiere keine MRSA identifiziert werden. Bei der Ausstallung jedoch
ERGEBNISSE 67
war der Staub MRSA-positiv. In den übrigen drei Sockentupferproben konnten
ebenfalls MRSA nachgewiesen werden. Bei der Einstallung wurden 0/12, nach zwei
Wochen 7/12, nach sechs Wochen 9/12 und bei der Ausstallung 10/12 Schweine
MRSA-positiv getestet. Des Weiteren konnte bei zwei Schweinen innerhalb des
Durchganges ein Wechsel des MRSA-Status verzeichnet werden.
4.3.2.4 Bestand 4
In der vorangegangenen Querschnittsuntersuchung konnten folgende Ergebnisse
festgestellt werden: Staub: MRSA-positiv; Nasentupfer: Einzel 12/12 und Pool 12/12
MRSA-positiv; berechnete Intraherdenprävalenzspanne: >95% (100%)
Durchgang 1
Im ersten Durchgang (siehe Tabelle 17) konnten im Staub und im Sockentupfer
konnten vor der Einstallung der Tiere keine MRSA identifiziert werden. Bei der
Ausstallung jedoch war der Staub MRSA-positiv. Bei den Sockentupferproben
konnten bei der Beprobung nach sechs Wochen und bei der Ausstallung MRSA
nachgewiesen werden. Bei der Einstallung wurden 2/12, nach zwei Wochen 12/12,
nach sechs Wochen 9/12 und bei der Ausstallung 11/12 Schweine MRSA-positiv
getestet. Des Weiteren konnte bei vier Schweinen innerhalb des Durchganges ein
Wechsel des MRSA-Status verzeichnet werden.
Maßnahmen
In Bestand 4 wurden keine spezifischen Maßnahmen durchgeführt. Der Bestand 4
kann somit als ein Kontrollbestand gesehen werden, in dem die „natürlich
vorkommende“ MRSA Dynamik ohne spezifische Maßnahmen untersucht wurde.
Durchgang 2
Im zweiten Durchgang (siehe Tabelle 18) konnten im Staub vor der Einstallung der
Tiere keine MRSA identifiziert werden. Bei der Ausstallung jedoch war der Staub
MRSA-positiv. Bei den Sockentupferproben wurden an allen Beprobungsterminen
MRSA nachgewiesen. Bei der Einstallung konnten 0/12, nach zwei Wochen 12/12,
68 ERGEBNISSE
nach sechs Wochen 11/11 und bei der Ausstallung 11/11 Schweine MRSA-positiv
getestet werden.
Tabelle 17: Bestand 4 – Untersuchungsergebnisse des ersten Durchgangs Durchgang 1
Beprobungstermin Einstallung Nach 2 Wochen Nach 6 Wochen Ausstallung Umgebung(Staub) - + Umgebung(Sockentupfer) - / + + Schwein 1 + + - + Schwein 2 - + + + Schwein 3 - + + + Schwein 4 + + - + Schwein 5 - + + + Schwein 6 - + + + Schwein 7 - + + + Schwein 8 - + + + Schwein 9 - + + - Schwein 10 - + + + Schwein 11 - + - + Schwein 12 - + + + MRSA-positive Schweine/gesamt 2/12 12/12 9/12 11/12
Tabelle 18: Bestand 4 – Untersuchungsergebnisse des zweiten Durchgangs Durchgang 2
Beprobungstermin Einstallung Nach 2 Wochen Nach 6 Wochen Ausstallung Umgebung(Staub) - + Umgebung(Sockentupfer) + + + + Schwein 1 - + + + Schwein 2 - + + + Schwein 3 - + + + Schwein 4 - + tot tot Schwein 5 - + + + Schwein 6 - + + + Schwein 7 - + + + Schwein 8 - + + + Schwein 9 - + + + Schwein 10 - + + + Schwein 11 - + + + Schwein 12 - + + + MRSA-positive Schweine/gesamt 0/12 12/12 11/11 11/11
4.3.3 Nordrhein-Westfalen
4.3.3.1 Bestand 5
In der vorangegangenen Querschnittsuntersuchung konnten folgende Ergebnisse
festgestellt werden: Staub: positiv; Nasentupfer: Einzel 1/12 und Pool 3/12 MRSA-
positiv; Berechnete Intraherdenprävalenzspanne: 2%-12% (7%)
ERGEBNISSE 69
Durchgang 1
Im ersten Durchgang (siehe Tabelle 19) konnten im Staub und im Sockentupfer vor
der Einstallung der Tiere keine MRSA identifiziert werden. Bei der Ausstallung jedoch
war der Staub MRSA-positiv. Bei den Sockentupferproben konnten bei der
Beprobung nach zwei und nach sechs Wochen und bei der Ausstallung MRSA
identifiziert werden.
Bei der Einstallung wurden 10/12, nach zwei Wochen 2/12, nach sechs Wochen 1/12
und bei der Ausstallung 5/12 Schweine MRSA-positiv getestet. Bei sechs Schweinen
war innerhalb des Durchganges ein Wechsel des MRSA-Status zu verzeichnen.
Tabelle 19: Bestand 5 – Untersuchungsergebnisse des ersten Durchgangs Durchgang 1
Beprobungstermin Einstallung Nach 2 Wochen Nach 6 Wochen Ausstallung Umgebung(Staub) - + Umgebung(Sockentupfer) - + + + Schwein 1 + - - + Schwein 2 + - - + Schwein 3 + - - + Schwein 4 + + - - Schwein 5 + - - + Schwein 6 - - + - Schwein 7 + - - - Schwein 8 + - - - Schwein 9 + - - + Schwein 10 - - - - Schwein 11 + + - - Schwein 12 + - - - MRSA-positive Schweine/gesamt 10/12 2/12 1/12 5/12
Tabelle 20: Bestand 5 – Untersuchungsergebnisse des zweiten Durchgangs Durchgang 2
Beprobungstermin Einstallung Nach 2 Wochen Nach 6 Wochen Ausstallung Umgebung(Staub) + - Umgebung(Sockentupfer) + + + + Schwein 1 + + + - Schwein 2 + + + + Schwein 3 + + + + Schwein 4 + + + - Schwein 5 + + + + Schwein 6 + + + + Schwein 7 + + + + Schwein 8 - + + + Schwein 9 + + + + Schwein 10 + + + - Schwein 11 + + + + Schwein 12 + + + - MRSA-positive Schweine/gesamt 11/12 12/12 12/12 8/12
70 ERGEBNISSE
Maßnahmen
In Bestand 5 wurden keine Maßnahmen ergriffen. Es handelt sich um einen weiteren
Kontrollbestand, in dem die natürliche MRSA-Dynamik ohne Veränderung der
Gegebenheiten untersucht wurde.
Durchgang 2
Im zweiten Durchgang (siehe Tabelle 20) konnte schon im Staub vor der Einstallung
der Tiere MRSA identifiziert werden. Bei der Ausstallung jedoch war der Staub
MRSA-negativ. Bei den Sockentupferproben wurden an allen Beprobungsterminen
MRSA identifiziert. Bei der Einstallung konnten 11/12, nach zwei Wochen 12/12,
nach sechs Wochen 12/12 und bei der Ausstallung 8/12 Schweine MRSA-positiv
getestet werden.
4.3.3.2 Bestand 6
In der vorangegangenen Querschnittsuntersuchung konnten folgende Ergebnisse
festgestellt werden: Staub: MRSA-negativ; Nasentupfer: Einzel 0/12 und Pool 0/12
MRSA-positiv; Berechnete Intraherdenprävalenzspanne: <5% (0%)
Durchgang 1
Im ersten Durchgang (siehe Tabelle 21) konnten im Staub und im Sockentupfer
konnten vor der Einstallung der Tiere keine MRSA identifiziert werden. In allen
weiteren Umgebungsproben konnten MRSA nachgewiesen werden. Bei der
Einstallung wurden 1/12, nach zwei Wochen 7/12, nach sechs Wochen 10/12 und bei
der Ausstallung 10/12 Schweine MRSA-positiv getestet. Des Weiteren konnte bei
zwei Schweinen innerhalb des Durchganges ein Wechsel des MRSA-Status
verzeichnet werden.
Maßnahmen
Als Maßnahme von Bestand 6 kann die Nutzung eines neuen Stallgebäudes
angesehen werden. Die Schweine des zweiten Durchganges stellen somit den
Erstbesatz des neuen Gebäudes dar.
ERGEBNISSE 71
Durchgang 2
Im zweiten Durchgang (siehe Tabelle 22) konnten im Staub und im Sockentupfer vor
der Einstallung der Tiere keine MRSA identifiziert werden. Bei der Ausstallung jedoch
war der Staub MRSA-positiv. Bei den Sockentupferproben wurden bei der
Beprobung nach zwei und nach sechs Wochen und bei der Ausstallung MRSA
identifiziert.
Bei der Einstallung konnten 0/12, nach zwei Wochen 7/12, nach sechs Wochen 3/12
und bei der Ausstallung 12/12 Schweine MRSA-positiv getestet werden. Bei vier
Schweinen war innerhalb des zweiten Durchganges ein Wechsel des MRSA-Status
zu beobachten.
Tabelle 21: Bestand 6 – Untersuchungsergebnisse des ersten Durchgangs Durchgang 1
Beprobungstermin Einstallung Nach 2 Wochen Nach 6 Wochen Ausstallung Umgebung(Staub) - + Umgebung(Sockentupfer) - + + + Schwein 1 - + + - Schwein 2 - + + + Schwein 3 - - - + Schwein 4 - - + + Schwein 5 - - + - Schwein 6 - - - + Schwein 7 - - + + Schwein 8 - + + + Schwein 9 - + + + Schwein 10 + + + + Schwein 11 - + + + Schwein 12 - + + + MRSA-positive Schweine/gesamt 1/12 7/12 10/12 10/12
Tabelle 22: Bestand 6 – Untersuchungsergebnisse des zweiten Durchgangs Durchgang 2
Beprobungstermin Einstallung Nach 2 Wochen Nach 6 Wochen Ausstallung Umgebung(Staub) - + Umgebung(Sockentupfer) - + + + Schwein 1 - + + + Schwein 2 - - - + Schwein 3 - - - + Schwein 4 - + + + Schwein 5 - - - + Schwein 6 - + + + Schwein 7 - - - + Schwein 8 - + - + Schwein 9 - - - + Schwein 10 - + - + Schwein 11 - + - + Schwein 12 - + - + MRSA-positive Schweine/gesamt 0/12 7/12 3/12 12/12
72 ERGEBNISSE
4.3.3.3 Bestand 7
In der vorangegangenen Querschnittsuntersuchung konnten folgende Ergebnisse
festgestellt werden: Staub: MRSA-positiv; Nasentupfer: Einzel 3/12 und Pool 3/12
MRSA-positiv; Berechnete Intraherdenprävalenzspanne: 11%-21% (16%)
Durchgang 1
Im ersten Durchgang (siehe Tabelle 23) konnten im Staub vor der Einstallung der
Tiere keine MRSA identifiziert werden. In allen weiteren Umgebungsproben konnten
MRSA nachgewiesen werden. Bei der Einstallung wurden 11/12, nach zwei Wochen
12/12, nach sechs Wochen 4/11 und bei der Ausstallung 8/11 Schweine MRSA-
positiv getestet. Bei fünf Schweinen war innerhalb des Durchganges ein Wechsel
des MRSA-Status zu beobachten.
Tabelle 23: Bestand 7 – Untersuchungsergebnisse des ersten Durchgangs Durchgang 1
Beprobungstermin Einstallung Nach 2 Wochen Nach 6 Wochen Ausstallung Umgebung(Staub) - + Umgebung(Sockentupfer) + + + + Schwein 1 + + tot Schwein 2 + + + + Schwein 3 + + + + Schwein 4 + + - + Schwein 5 + + - + Schwein 6 + + - + Schwein 7 + + - + Schwein 8 - + + + Schwein 9 + + - + Schwein 10 + + - - Schwein 11 + + - - Schwein 12 + + + - MRSA-positive Schweine/gesamt 11/12 12/12 4/11 8/11
Tabelle 24: Bestand 7 – Untersuchungsergebnisse des zweiten Durchgangs Durchgang 2
Beprobungstermin Einstallung Nach 2 Wochen Nach 6 Wochen Ausstallung Umgebung(Staub) + + Umgebung(Sockentupfer) + + + + Schwein 1 + + + - Schwein 2 + + + - Schwein 3 + - + tot Schwein 4 + - + - Schwein 5 + + + + Schwein 6 + + + + Schwein 7 + - + - Schwein 8 - - + + Schwein 9 + - + + Schwein 10 + - + + Schwein 11 + - + - Schwein 12 + tot MRSA-positive Schweine/gesamt 11/12 4/11 11/11 5/10
ERGEBNISSE 73
Maßnahmen
Im Bestand 7 wurde eine intensivere Reinigung und Desinfektion durchgeführt und
Desinfektionsmatten eingesetzt.
Durchgang 2
Im zweiten Durchgang (siehe Tabelle 24) konnten in allen Umgebungsproben MRSA
identifiziert werden.
Bei der Einstallung wurden 11/12, nach zwei Wochen 4/11, nach sechs Wochen
11/11 und bei der Ausstallung 5/10 Schweine MRSA-positiv getestet. Des Weiteren
konnte bei sechs Schweinen innerhalb des Durchganges ein Wechsel des MRSA-
Status verzeichnet werden.
4.3.3.4 Bestand 8
In der vorangegangenen Querschnittsuntersuchung konnten folgende Ergebnisse
festgestellt werden: Staub: MRSA-positiv; Nasentupfer: Einzel 10/12 und Pool 10/12
MRSA-positiv; Berechnete Intraherdenprävalenzspanne: 55%-65% (60%)
Durchgang 1
Im ersten Durchgang (siehe Tabelle 25) konnten außer bei einem Schwein in der
Beprobung nach sechs Wochen, welches als MRSA-negativ getestet wurde, bei allen
anderen Tiertupferproben und Umgebungsproben MRSA nachgewiesen werden.
Maßnahmen
Im Bestand 8 wurde zuvor der Vormaststall nur selten bis gar nicht gereinigt. Daher
wurde als Maßnahme eine intensive Reinigung und Desinfektion aller Mastställe
durchgeführt.
Durchgang 2
Im zweiten Durchgang (siehe Tabelle 26) konnten bei allen Tiertupferproben sowie
den Umgebungsproben MRSA nachgewiesen werden.
74 ERGEBNISSE
Tabelle 25: Bestand 8 – Untersuchungsergebnisse des ersten Durchgangs Durchgang 1
Beprobungstermin Einstallung Nach 2 Wochen Nach 6 Wochen Ausstallung Umgebung(Staub) + + Umgebung(Sockentupfer) + + + + Schwein 1 + + + + Schwein 2 + + + + Schwein 3 + + + + Schwein 4 + + + + Schwein 5 + + + + Schwein 6 + + + + Schwein 7 + + + + Schwein 8 + + + + Schwein 9 + + + + Schwein 10 + + + + Schwein 11 + + + + Schwein 12 + + - + MRSA-positive Schweine/gesamt 12/12 12/12 11/12 12/12
Tabelle 26: Bestand 8 – Untersuchungsergebnisse des zweiten Durchgangs Durchgang 2
Beprobungstermin Einstallung Nach 2 Wochen Nach 6 Wochen Ausstallung Umgebung(Staub) + + Umgebung(Sockentupfer) + + + + Schwein 1 + + + + Schwein 2 + + + + Schwein 3 + + + + Schwein 4 + + + + Schwein 5 + + + + Schwein 6 + + + + Schwein 7 + + + + Schwein 8 + + + + Schwein 9 + + + + Schwein 10 + + + + Schwein 11 + + + + Schwein 12 + + + + MRSA-positive Schweine/gesamt 12/12 12/12 12/12 12/12
4.3.4 Ostdeutschland
4.3.4.1 Bestand 9
In der vorangegangenen Querschnittsuntersuchung konnten folgende Ergebnisse
festgestellt werden: Staub: MRSA-negativ; Nasentupfer: Einzel 0/12 und Pool 2/12
MRSA-positiv; Berechnete Intraherdenprävalenzspanne: 11%-21% (16%)
Durchgang 1
Im ersten Durchgang (siehe Tabelle 27) konnten im Staub vor der Einstallung der
Tiere keine MRSA identifiziert werden. Bei der Ausstallung jedoch war der Staub
MRSA-positiv. Die Sockentupferproben wurden bei der Einstallung und bei der
dritten Beprobung nach sechs Wochen MRSA-negativ getestet. Bei der Beprobung
ERGEBNISSE 75
nach zwei Wochen und bei der Ausstallung konnten aus den Sockentupfern MRSA
isoliert werden. Ebenso wurden bei der Einstallung 10/12, nach zwei Wochen 11/12,
nach sechs Wochen 12/12 und bei der Ausstallung 6/12 Schweine MRSA-positiv
getestet.
Tabelle 27: Bestand 9 – Untersuchungsergebnisse des ersten Durchgangs Durchgang 1
Beprobungstermin Einstallung Nach 2 Wochen Nach 6 Wochen Ausstallung Umgebung(Staub) - + Umgebung(Sockentupfer) - + - + Schwein 1 + - + + Schwein 2 + + + - Schwein 3 + + + + Schwein 4 + + + - Schwein 5 + + + - Schwein 6 + + + + Schwein 7 + + + - Schwein 8 + + + + Schwein 9 + + + - Schwein 10 - + + + Schwein 11 + + + - Schwein 12 - + + + MRSA-positive Schweine/gesamt 10/12 11/12 12/12 6/12
Tabelle 28: Bestand 9 – Untersuchungsergebnisse des zweiten Durchgangs Durchgang 2
Beprobungstermin Einstallung Nach 2 Wochen Nach 6 Wochen Ausstallung Umgebung(Staub) - - Umgebung(Sockentupfer) - + - - Schwein 1 - - + - Schwein 2 - - - - Schwein 3 - - - - Schwein 4 - - - - Schwein 5 - - - - Schwein 6 - - - - Schwein 7 - - - - Schwein 8 - - - - Schwein 9 - - - - Schwein 10 - - - - Schwein 11 - - - - Schwein 12 - - - - MRSA-positive Schweine/gesamt 0/12 0/12 1/12 0/12
Maßnahmen
Der Bestand 9 wechselte die Herkunft seiner Mastläufer. Als weitere Maßnahme
kann die Nutzung eines neuen Stallgebäudes angesehen werden. Die Schweine des
zweiten Durchganges stellen den Erstbesatz des neuen Gebäudes dar.
Durchgang 2
Im zweiten Durchgang (siehe Tabelle 28) konnten außer bei einem Sockentupfer bei
der Beprobung nach zwei Wochen und bei einem Schwein in der Beprobung nach
76 ERGEBNISSE
sechs Wochen, welche beide MRSA-positiv getestet wurden, bei allen anderen
Tiertupferproben und Umgebungsproben keine MRSA nachgewiesen werden.
4.3.4.2 Bestand 10
In der vorangegangenen Querschnittsuntersuchung konnten folgende Ergebnisse
festgestellt werden: Staub: MRSA-positiv; Nasentupfer: Einzel 11/12 und Pool 12/12
MRSA-positiv; Berechnete Intraherdenprävalenzspanne: 73%-83% (78%)
Durchgang 1
Im ersten Durchgang (siehe Tabelle 29) konnten nur im Staub und bei einem
Schwein bei der Einstallungsbeprobung keine MRSA nachgewiesen werden. In allen
anderen Proben von Tier und Umgebung konnten MRSA isoliert werden.
Tabelle 29: Bestand 10 – Untersuchungsergebnisse des ersten Durchgangs Durchgang 1
Beprobungstermin Einstallung Nach 2 Wochen Nach 6 Wochen Ausstallung Umgebung(Staub) - + Umgebung(Sockentupfer) + + + + Schwein 1 + + + + Schwein 2 + + + + Schwein 3 + + + + Schwein 4 + + + + Schwein 5 + + + + Schwein 6 + + + + Schwein 7 + + + + Schwein 8 - + + + Schwein 9 + + + + Schwein 10 + + + + Schwein 11 + + + + Schwein 12 + + + + MRSA-positive Schweine/gesamt 11/12 12/12 12/12 12/12
Tabelle 30: Bestand 10 – Untersuchungsergebnisse des zweiten Durchgangs Durchgang 2
Beprobungstermin Einstallung Nach 2 Wochen Nach 6 Wochen Ausstallung Umgebung(Staub) - -
Umgebung(Sockentupfer) + + + + Schwein 1 - + + + Schwein 2 + + + + Schwein 3 + + - + Schwein 4 + + - + Schwein 5 - + + + Schwein 6 + + + + Schwein 7 + + + + Schwein 8 + + - -
Schwein 9 - + + + Schwein 10 + + + + Schwein 11 + + + -
Schwein 12 + + + + MRSA-positive Schweine/gesamt 9/12 12/12 9/12 10/12
ERGEBNISSE 77
Maßnahmen
Bestand 10 wurde als Kontrollbestand angesehen. Es wurden keine Veränderungen
durchgeführt, sondern die „natürliche“ Dynamik von MRSA beobachtet.
Durchgang 2
Im zweiten Durchgang (siehe Tabelle 30) konnten im Staub vor der Einstallung der
Tiere und bei der Ausstallung keine MRSA identifiziert werden. Die
Sockentupferproben waren ausnahmslos MRSA-positiv.
Bei der Einstallung konnten 9/12, nach zwei Wochen 12/12, nach sechs Wochen
9/12 und bei der Ausstallung 10/12 Schweine MRSA-positiv getestet werden. Ein
Wechsel des MRSA-Status war bei zwei Schweinen gegeben.
4.3.4.3 Bestand 11
In der vorangegangenen Querschnittsuntersuchung konnten folgende Ergebnisse
festgestellt werden: Staub: MRSA-negativ; Nasentupfer: Einzel 0/12 und Pool 0/12
MRSA-positiv; Berechnete Intraherdenprävalenzspanne: <5% (0%)
Durchgang 1
Es konnten bei den Untersuchungen des gesamten ersten Durchgangs (siehe
Tabelle 31) keine MRSA identifiziert werden.
Maßnahmen
Der Bestand 11 wurde als Kontrollbestand angesehen. Da bei den Untersuchungen
im ersten Durchgang keine MRSA identifiziert wurden, erschien eine Ergreifung von
Maßnahmen nicht sinnvoll. Vielmehr bot sich hier die Chance einen gänzlich MRSA-
negativ getesteten Bestand weiter zu untersuchen.
Durchgang 2
Im gesamten zweiten Durchgang (siehe Tabelle 32) konnte lediglich nur eine MRSA
Kolonie im Sockentupfer bei der Beprobung nach sechs Wochen gefunden werden.
78 ERGEBNISSE
In allen anderen Proben von Tier und Umgebung konnten keine MRSA
nachgewiesen werden.
Tabelle 31: Bestand 11 – Untersuchungsergebnisse des ersten Durchgangs Durchgang 1
Beprobungstermin Einstallung Nach 2 Wochen Nach 6 Wochen Ausstallung Umgebung(Staub) - -
Umgebung(Sockentupfer) - - - -
Schwein 1 - - - -
Schwein 2 - - - -
Schwein 3 - - - -
Schwein 4 - - - -
Schwein 5 - - - -
Schwein 6 - - - -
Schwein 7 - - - -
Schwein 8 - - - -
Schwein 9 - - - -
Schwein 10 - - - -
Schwein 11 - - - -
Schwein 12 - - - -
MRSA-positive Schweine/gesamt 0/12 0/12 0/12 0/12
Tabelle 32: Bestand 11 – Untersuchungsergebnisse des zweiten Durchgangs Durchgang 2
Beprobungstermin Einstallung Nach 2 Wochen Nach 6 Wochen Ausstallung Umgebung(Staub) - - - - Umgebung(Sockentupfer) - - + - Schwein 1 - - - - Schwein 2 - - - - Schwein 3 - - - - Schwein 4 - - - - Schwein 5 - - - - Schwein 6 - - - - Schwein 7 - - - - Schwein 8 - - - - Schwein 9 - - - - Schwein 10 - - - - Schwein 11 - - - - Schwein 12 - - - - MRSA-positive Schweine/gesamt 0/12 0/12 0/12 0/12
4.3.4.4 Bestand 12
In der vorangegangenen Querschnittsuntersuchung konnten folgende Ergebnisse
festgestellt werden: Staub: MRSA-positiv; Nasentupfer: Einzel 10/12 und Pool 12/12
MRSA-positiv; Berechnete Intraherdenprävalenzspanne: 11%-21% (16%)
Durchgang 1
Im ersten Durchgang (siehe Tabelle 33) konnten bei allen Tiertupferproben sowie
den Umgebungsproben MRSA nachgewiesen werden.
ERGEBNISSE 79
Maßnahmen
Es sollte in Bestand 12 eine bessere und intensivere Reinigung und Desinfektion
durchgeführt werden, jedoch schon bei der Beprobung vor Einstallung der Tiere
entstanden Zweifel an der tatsächlichen Durchführung. Das Stallpersonal jedoch
beteuerte, dass eine intensivere Reinigung und Desinfektion als zuvor durchgeführt
wurde.
Durchgang 2
Im zweiten Durchgang (siehe Tabelle 23) konnten außer bei einem Schwein in der
Beprobung nach sechs Wochen, welches als MRSA-negativ getestet wurde, bei allen
anderen Tiertupferproben und Umgebungsproben MRSA nachgewiesen werden.
Tabelle 33: Bestand 12 – Untersuchungsergebnisse des ersten Durchgangs Durchgang 1
Beprobungstermin Einstallung Nach 2 Wochen Nach 6 Wochen Ausstallung Umgebung(Staub) + + Umgebung(Sockentupfer) + + + + Schwein 1 + + + + Schwein 2 + + + + Schwein 3 + + + + Schwein 4 + + + + Schwein 5 + + + + Schwein 6 + + + + Schwein 7 + + + + Schwein 8 + + + + Schwein 9 + + + + Schwein 10 + + + + Schwein 11 + + + + Schwein 12 + + + tot MRSA-positive Schweine/gesamt 12/12 12/12 12/12 11/11
Tabelle 34: Bestand 12 – Untersuchungsergebnisse des zweiten Durchgangs Durchgang 2
Beprobungstermin Einstallung Nach 2 Wochen Nach 6 Wochen Ausstallung Umgebung(Staub) + + Umgebung(Sockentupfer) + + + + Schwein 1 + + + + Schwein 2 + + + + Schwein 3 + + + + Schwein 4 + + + + Schwein 5 + + + + Schwein 6 + + + + Schwein 7 + + + + Schwein 8 + + + + Schwein 9 + + + + Schwein 10 + + - + Schwein 11 + + + + Schwein 12 + + + + MRSA-positive Schweine/gesamt 12/12 12/12 11/12 12/12
80 ERGEBNISSE
4.4 MRSA-Nachweishäufigkeiten bei den Umgebungsproben
4.4.1 Staubproben
Die Ergebnisse der Umgebungsuntersuchungen mittels Staubproben werden in
Tabelle 35 dargestellt. Die Staubproben vor der Einstallung der Tiere im gereinigten
und desinfizierten Stall wiesen in beiden Durchgängen weniger MRSA-Nachweise
auf als bei der Ausstallung. Dennoch muss an dieser Stelle daraufhin gewiesen
werden, dass die Staubprobenentnahme im gereinigten und desinfizierten Stall sich
meist deutlich schwieriger gestaltete als bei der Ausstallung. Teilweise wurden
verkrustete Staubreste auf Leitungen und sonstigen Gegenständen abgekratzt um an
Untersuchungsmaterial zu gelangen.
Tabelle 35: Ergebnisse der Umgebungsuntersuchung - Staub- gesamt Durchgang 1 Durchgang 2
Bestand Einstallung Ausstallung Bestand Einstallung Ausstallung
1 - - 1 - +
2 - + 2 - +
3 - + 3 - +
4 - + 4 - +
5 - + 5 + -
6 - + 6 - +
7 - + 7 + +
8 + + 8 + +
9 - + 9 - -
10 - + 10 - -
11 - - 11 - -
12 + + 12 + +
Ø 17% 83% Ø 33% 67%
4.4.2 Sockentupfer
Die Ergebnisse der Umgebungsuntersuchungen mittels Sockentupfer werden in
Tabelle 36 nach erstem und zweitem Durchgang getrennt dargestellt. Auch hier kann
tendenziell eine geringere MRSA-Nachweisrate vor Einstallung der Tiere beobachtet
werden. Im direkten Vergleich zu den Ergebnissen der Staubuntersuchungen kann
festgestellt werden, dass bei einem MRSA-negativ getesteten Sockentupfer immer
ERGEBNISSE 81
auch ein negatives Staubergebnis vorhanden war. Der Umkehrschluss war jedoch
nicht möglich.
Tabelle 36: Ergebnisse der Umgebungsuntersuchung –Sockentupfer- Durchgang 1 und 2 Durchgang 1 Durchgang 2
Bestand Einstallung Nach 2 Wochen
Nach 6 Wochen Ausstallung Bestand Einstallung
Nach 2 Wochen
Nach 6 Wochen Ausstallung
1 - - - - 1 + + + +
2 + + + + 2 + + + +
3 + + + + 3 - + + +
4 - / + + 4 + + + +
5 - + + + 5 + + + +
6 - + + + 6 - + + +
7 + + + + 7 + + + +
8 + + + + 8 + + + +
9 - + - + 9 - + - -
10 + + + + 10 + + + +
11 - - - - 11 - - + -
12 + + + + 12 + + + +
Ø 50% 82% 75% 83% Ø 67% 92% 92% 83%
Die nachfolgende Abbildung 20 soll den Verlauf der Sockentupferprobenergebnisse
veranschaulichen. Hierbei wird ersichtlich, dass die Dynamiken von erstem und
zweitem Durchgang nicht wesentlich unterscheidbar sind.
Abbildung 20: Verlauf der Sockentupferprobenergebnisse über alle Bestände
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
Einstallung Nach 2
Wochen
Nach 6
Wochen
Ausstallung
MR
SA
-po
siti
v i
n P
roze
nt
Umgebung - Sockentupfer
Durchgang 1
Durchgang 2
1 und 2
82 ERGEBNISSE
4.5 MRSA-Nachweishäufigkeiten bei den Schweinen
Im Folgenden sollen die MRSA-Nachweishäufigkeiten der Nasentupfer der jeweils
zwölf mittels Nasentupfer untersuchten Schweine pro Bestand vorgestellt werden.
Ebenso wird der Verlauf der Nachweishäufigkeiten von erstem und zweitem
Mastdurchgang vorgestellt.
4.5.1 Nasentupfer
Insgesamt konnten 367 von 561 (65%) Nasentupfer im ersten Durchgang und 363
von 569 (64%) Nasentupfer im zweiten Durchgang MRSA-positiv getestet werden. In
Tabelle 37 werden die Summen der MRSA-positiven Nachweise über den Zeitraum
der jeweiligen Durchgänge der Bestände dargestellt.
Die Bestände 3, 6, 7, 9, 10 und 12 wiesen im zweiten Durchgang tendenziell weniger
MRSA-Nachweise auf als im ersten Durchgang. Bei den Beständen 1, 4, 5 und 8
hingegen konnten mehr MRSA-Nachweise im zweiten Durchgang verzeichnet
werden. Bestand 2 blieb konstant positiv und Bestand 11 blieb konstant negativ.
Tabelle 37: Nachweishäufigkeiten/Durchgang/Bestand
Bestand
Durchgang 1 Durchgang 2 Durchgang 1 und 2
Anteil MRSA-positiv/gesamte
Proben
Anteil MRSA-positiver Proben
(in %)
Anteil MRSA-positiv/ gesamte
Proben
Anteil MRSA-positiver Proben
(in %)
Anteil MRSA-positiv/ gesamte
Proben
Anteil MRSA-positiver
Proben (in %)
Bestand 1 0/48 0% 23/47 50% 23/95 24% Bestand 2 42/42 100% 48/48 100% 90/90 100% Bestand 3 30/42 71% 26/48 54% 56/90 62% Bestand 4 34/48 71% 34/46 74% 68/94 72% Bestand 5 18/48 38% 43/48 90% 61/96 64% Bestand 6 28/48 58% 22/48 46% 50/96 52% Bestand 7 35/46 73% 31/44 71% 66/90 73% Bestand 8 47/48 98% 48/48 100% 95/96 99% Bestand 9 39/48 81% 1/48 2% 40/96 42% Bestand 10 47/48 98% 40/48 83% 87/96 91% Bestand 11 0/48 0% 0/48 0% 0/96 0% Bestand 12 47/47 100% 47/48 98% 94/95 99% Insgesamt 367/561 65% 363/569 64% 730/1130 65%
ERGEBNISSE 83
4.5.2 Verlauf erster Mastdurchgang
In den Beständen 1 und 11 konnten über den gesamten ersten Durchgang keine
MRSA identifiziert werden. Die Schweine der Bestände 2 und 12 hingegen waren
konstant zu 100% MRSA-positiv getestet wurden.
In den Beständen 3, 4, 6, 7, 9 und 10 konnte ein Anstieg der MRSA-Nachweisraten
zwischen erstem und zweitem Beprobungstermin verzeichnet werden. Die MRSA-
Nachweisraten der Bestände 3, 4, 7 und 8 waren zum Zeitpunkt der dritten
Beprobung geringer im Vergleich zur zweiten Beprobung. Bei der Ausstallung konnte
in den Beständen 5, 7 und 9 eine geringere Nachweisrate im Vergleich zur
Beprobung bei Einstallung beobachtet werden. Im Gegensatz dazu waren bei
Bestand 3, 4, 6 und 10 die MRSA-Nachweisraten zum Zeitpunkt der Ausstallung
höher als bei der Einstallung.
Das Nachweis-Maximum lag durchschnittlich auf die zwölf Bestände gerechnet
(72%) bei der zweiten Beprobung nach zwei Wochen. Während bei der Beprobung
nach sechs Wochen durchschnittlich (64%) ein Absinken der Nachweisraten
beobachtet werden konnte, zeichnete sich zum Ende ein leichter Anstieg (65%) ab
(siehe Tabelle 38 und Abbildung 23).
Tabelle 38: Nachweisraten der einzelnen Beprobungstermine -Durchgang 1- Durchgang 1
Bestand Einstallung Nach 2 Wochen Nach 6 Wochen Ausstallung 1 0% 0% 0% 0% 2 100% 100% 100% 100% 3 33% 100% 75% 42% 4 17% 100% 75% 92% 5 83% 17% 8% 42% 6 8% 58% 83% 83% 7 92% 100% 36% 73% 8 100% 100% 92% 100% 9 83% 92% 100% 50% 10 92% 100% 100% 100% 11 0% 0% 0% 0% 12 100% 100% 100% 100% Ø 59% 72% 64% 65%
84 ERGEBNISSE
-10
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
110
Einstallung Nach 2 Wochen Nach 6 Wochen Austallung
Durchgang 1
Bestand 1
Bestand 2
Bestand 3
Bestand 4
Bestand 5
Bestand 6
Bestand 7
Bestand 8
Bestand 9
Bestand 10
Bestand 11
Bestand 12
Die Betrachtung der durchschnittlichen Nachweisraten hinsichtlich einer allgemein
gültigen Dynamik ist allerdings sehr kritisch zu sehen. Da Bestände die einen
gegenläufigen Verlauf der Nachweisraten aufwiesen, sich hierbei gegeneinander
aufheben. Im ersten Durchgang konnten innerhalb der zwölf beprobten Bestände
sehr unterschiedliche Dynamiken, wie in Abbildung 21 zu sehen, beobachtet werden.
4.5.3 Verlauf zweiter Mastdurchgang
Im zweiten Mastdurchgang konnten ebenfalls sehr unterschiedliche Dynamiken
festgestellt werden. In der ersten Beprobung bei Einstallung konnten bei den
Beständen 1,3, 4, 6, 9 und 11 kein MRSA-Nachweis erbracht werden. Bestand 11
blieb konstant MRSA-negativ. Bestand 2 und 8 hingegen wiesen durchgehend eine
MRSA-Nachweisrate von 100% auf.
Durchschnittlich konnte ein deutlicher Anstieg der MRSA-Nachweisraten von 47%
auf 67% vom ersten zum zweiten Beprobungstermin beobachtet werden. An den
folgenden Beprobungsterminen blieben die durchschnittlich berechneten
Abbildung 21: Nachweisraten der einzelnen Beprobungstermine -Durchgang 1-
ERGEBNISSE 85
Nachweisraten mit 69% und 71% auf dem Niveau der zweiten Untersuchung (siehe
Tabelle 39 und Abbildung 23). Dennoch sei auch hier darauf hingewiesen, dass die
Dynamiken der einzelnen Nachweisraten einen sehr unterschiedlichen Verlauf
nahmen (siehe Abbildung 22).
Tabelle 39: Nachweisraten der einzelnen Beprobungstermine -Durchgang 2-
Durchgang 2
Bestand Einstallung Nach 2 Wochen Nach 6 Wochen Ausstallung
1 0% 75% 50% 73% 2 100% 100% 100% 100% 3 0% 58% 75% 83% 4 0% 100% 100% 100% 5 92% 100% 100% 67% 6 0% 58% 25% 100% 7 92% 36% 100% 50% 8 100% 100% 100% 100% 9 0% 0% 8% 0% 10 75% 100% 75% 83% 11 0% 0% 0% 0% 12 100% 100% 92% 100% Ø 47% 69% 69% 71%
Abbildung 22: Nachweisraten der einzelnen Beprobungstermine -Durchgang 2-
-10
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
110
Einstallung Nach 2 Wochen Nach 6 Wochen Austallung
Durchgang 2
Bestand 1
Bestand 2
Bestand 3
Bestand 4
Bestand 5
Bestand 6
Bestand 7
Bestand 8
Bestand 9
Bestand 10
Bestand 11
Bestand 12
86 ERGEBNISSE
4.5.4 Verlauf beider Mastdurchgänge zusammengefasst
Die folgende Abbildung 24 stellt den Verlauf beider Mastdurchgänge
zusammengefasst dar. Diese Betrachtung erscheint legitim, da die
bestandsspezifischen Maßnahmen keinen signifikanten Effekt brachten. Allerdings
muss bedacht werden, dass die Bestände selbst sehr unterschiedliche Dynamiken
aufwiesen. Die Zusammenfassung spiegelt daher das wirkliche Bild nur tendenziell
wieder. So kann festgestellt werden, dass die Mastläufer in den ersten zwei Wochen
der Mast signifikant häufiger MRSA-positiv waren als bei der Einstallung. Danach
folgte ein mehr oder minder gleichbleibendes Niveau an MRSA-Nachweisen bis zum
Ende der Mast.
Abbildung 23: MRSA-Nachweise der Nasentupfer nach Durchgängen getrennt
Abbildung 24: MRSA-Nachweis der Nasentupfer aller Durchgänge zusammengefasst
0
20
40
60
80
Einstallung Nach 2
Wochen
Nach 6
Wochen
Ausstallung
Ach
sen
tite
l
MRSA-Nachweise der Nasentupfer nach
Mastdurchgängen getrennt
Durchgang 1
Durchgang 2
0
20
40
60
80
Einstallung Nach 2
Wochen
Nach 6
Wochen
Ausstallung
MR
SA
-po
siti
v i
n P
roze
nt
MRSA-Nachweise der Nasentupfer in den
Mastdurchgängen
Durchgang 1 und 2
zusammengefasst
ERGEBNISSE 87
4.6 Auswertung der Fragebögen auf mögliche Einflussfaktoren
Im Folgenden werden einige Bestandsspezifika auf einen signifikanten
Zusammenhang bezüglich des Vorkommens von MRSA in Schweinemastbeständen
mittels statistischer Auswertung untersucht. Die Betrachtung fand, falls nicht explizit
angegeben, über beide beprobten Durchgänge hinweg statt. Da die
bestandsspezifischen Maßnahmen durchweg keinen signifikanten Einfluss
erzeugten, schien diese Vorgehensweise statthaft.
4.6.1 Einfluss der Herkunft der Tiere auf den Nachweis von MRSA
In Tabelle 40 werden die verschiedenen Herkünfte in Bezug auf den MRSA-Status
der Tiere bei Einstallung in die Mast dargestellt.
Während Läufer aus mehreren Herkünften (durchmischte oder getrennte Haltung)
keinen signifikanten Zusammenhang zu einem MRSA-Nachweis zeigten, konnten bei
Läufern aus eigener und nur einer Herkunft signifikante Zusammenhänge ermittelt
werden. Läufer aus eigener Aufzucht waren häufiger MRSA-positiv und Läufer aus
nur einer Herkunft waren häufiger MRSA-negativ.
Die geringe Fallzahl jedoch schmälert die statistische Aussagekraft. Den vier
Herkunftsarten konnten jeweils nur drei Bestände zugeordnet werden.
Tabelle 40: MRSA-Nachweis in Abhängigkeit der Tier-Herkunft
4.6.2 Einfluss der Bestandsgröße auf den Nachweis von MRSA
Die Bestandsgrößen wurden in drei Kategorien zusammengefasst, um einen
möglichen Einfluss der Tierzahlen der Bestände auf den Nachweis von MRSA prüfen
zu können. Dabei wurden die Bestände mit einer Gesamtkapazität von unter 1000
Mastplätzen, zwischen 1001 und 2000 Mastplätzen und über 2000 Mastplätzen
Beprobung bei Einstallung * Herkunft Proben gesamt (n) 285 p (eigene Aufzucht) 0,000 mehr MRSA-positive Nachweise p (nur eine Herkunft) 0,000 mehr MRSA-negative Nachweise p (mehrere Herkünfte, durchmischt) 0,175 p (mehrere Herkünfte, getrennt) 0,721
88 ERGEBNISSE
jeweils über beide Durchgänge und Beprobungstermine (exklusive der Beprobung
bei Einstallung) betrachtet. Bei der Beprobung nach zwei Wochen und nach sechs
Wochen konnten signifikant häufiger MRSA-positive Schweine aus den Beständen
mit über 2000 Mastplätzen identifiziert werden (siehe Tabelle 41). Bei der
Ausstallung wiederum konnten keine signifikanten Unterschiede festgestellt werden.
Tabelle 41: MRSA-Nachweis in Abhängigkeit zur Bestandsgröße
4.6.3 Einfluss des Kontaktes der Schweine zu anderen Tierarten
Da MRSA auch bei anderen Tieren wie z.B. bei Hund und Katze als nasale Besiedler
vorkommen, soll an dieser Stelle auch ein möglicher Einfluss des direkten Kontaktes
auf einen MRSA-Nachweis bei Schweinen geprüft werden.
Es wurden dazu die Untersuchungen nach zwei Wochen sowie nach sechs Wochen
und bei der Ausstallung hinsichtlich der Häufigkeit eines MRSA-Nachweises bei
Kontakt zu anderen Tierarten betrachtet. Es konnten keine signifikanten
Unterschiede ermittelt werden, d.h. in Beständen, bei denen die Schweine Kontakt
zu anderen Tierarten hatten, konnten keine Unterschiede in der MRSA-
Nachweishäufigkeit identifiziert werden (siehe Tabelle 42).
Tabelle 42: MRSA-Nachweis in Abhängigkeit zum Kontakt der Schweine mit anderen Tieren
Beprobung nach zwei Wochen* Bestandsgröße
Beprobung nach sechs Wochen* Bestandsgröße
Beprobung bei der Ausstallung* Bestandsgröße
Proben gesamt (n) 285 283 280 p (Unter 1000 Tiere) 0,506 0,499 0,491 p (1001-2000 Tiere) 0,117 0,072 0,140 p (Über 2000 Tiere) 0,014 0,007 0,407
Beprobung nach zwei Wochen* Kontakt zu anderen Tieren
Beprobung nach sechs Wochen* Kontakt zu anderen Tieren
Beprobung bei der Ausstallung* Kontakt zu anderen Tieren
Proben gesamt (n) 285 283 280 Signifikanzniveau p 0,248 0,705 0,667
ERGEBNISSE 89
4.6.4 Einfluss von anderen Nutztierarten auf dem Bestand
Wie schon in der Literatur beschrieben kommen MRSA auch bei anderen Nutztieren
vor. Es wurde daher geprüft, ob die Anwesenheit von anderen Nutztieren auf dem
Bestand einen Einfluss auf die MRSA-Nachweishäufigkeit der Schweine hat. An den
drei Beprobungsterminen nach zwei Wochen, nach 6 Wochen und bei der
Ausstallung konnten keine signifikanten Unterschiede festgestellt werden. Allerdings
sei an dieser Stelle auf die geringe Anzahl von zwölf Beständen, die dieser Studie als
Grundlage dienten, hingewiesen. Die statistische Aussagekraft verliert dadurch an
Kraft.
Tabelle 43: MRSA-Nachweis in Abhängigkeit anderer Nutztiere auf dem Bestand
4.7 MRSA Dynamiken innerhalb der Mastdurchgänge
4.7.1 Einfluss der Umgebung auf das Tier
Die Umgebung spielt eine große Rolle als Reservoir und Übertragungsmedium von
Keimen. So können Keime aus der Umgebung auf das Tier übergehen und
umgekehrt vom Tier in die Umgebung abgegeben werden. Auch beim MRSA-
Geschehen können signifikante Zusammenhänge zwischen MRSA-positiver
Umgebung und dem gehäuftem Auftreten als nasale Besiedler beim Schwein
festgestellt werden. So ist die Wahrscheinlichkeit erhöht das in einer MRSA-positiven
Umgebung auch MRSA-positive Tiere nachgewiesen werden. Anders herum findet
man, bei einer MRSA-negativen Umgebung häufiger MRSA-negative Tiere vor. Der
Einfluss lässt sich an allen Beprobungsterminen nachvollziehen. Beide
unterschiedlichen Umgebungsproben (Staub und Sockentupfer) weisen die gleichen
signifikanten Beziehungen auf. Der Einfluss der Umgebung auf die MRSA-
Beprobung nach zwei Wochen* andere Nutztiere auf dem Bestand
Beprobung nach sechs Wochen* andere Nutztiere auf dem Bestand
Beprobung bei der Ausstallung* andere Nutztiere auf dem Bestand
Proben gesamt (n) 285 283 280 Signifikanzniveau p 0,577 0,646 0,106
90 ERGEBNISSE
Nachweishäufigkeit bei den Schweinen ließ sich auf allen Ebenen der Betrachtung
reproduzieren, d.h. sowohl bei der Anschauung nach getrennten Durchgängen sowie
über alle Durchgänge hinweg als auch an allen Beprobungsterminen konnten die
gleichen Signifikanzen erreicht werden. In Tabellen 44 und 45 wurden alle
Durchgänge berücksichtigt und sollen stellvertretend für alle anderen Berechnungen
stehen.
Tabelle 44: MRSA-Nachweis in Abhängigkeit von der Umgebung (Staub)
Tabelle 45: MRSA-Nachweis in Abhängigkeit von der Umgebung (Sockentupfer)
4.7.2 MRSA-Dynamik während der Mastdurchgänge
Es konnte bereits unter Punkt 4.7 gezeigt werden, dass die Umgebung einen
Einfluss auf die MRSA-Besiedlung der Tiere hat. Nun sollen die Dynamiken der
Tiergruppen beleuchtet werden. Für die statistische Auswertung wurde der McNemar
Test für verbundene Stichproben gewählt.
Tabelle 46: MRSA-Dynamik der Schweine (McNemar - verbundene Stichproben)
Umgebung (Staub) vor Einstallung* Beprobung nach zwei Wochen*
Umgebung (Staub) bei Ausstallung* Beprobung bei der Ausstallung
Proben gesamt (n) 285 280 Signifikanzniveau p 0,000 0,000
Umgebung (Sockentupfer) vor Einstallung* Beprobung nach
zwei Wochen
Umgebung (Sockentupfer)
nach zwei Wochen*
Beprobung nach zwei Wochen
Umgebung (Sockentupfer)
nach sechs Wochen*
Beprobung nach sechs Wochen
Umgebung (Sockentupfer)
bei Ausstallung* Beprobung
bei der Ausstallung
Proben gesamt (n) 285 285 283 280 Signifikanzniveau p 0,000 0,000 0,000 0,000
Beprobung bei Einstallung* Beprobung nach zwei Wochen*
Beprobung nach zwei Wochen* Beprobung nach sechs Wochen
Beprobung nach sechs Wochen* Beprobung bei der Ausstallung
Proben gesamt (n) 285 283 280 p (Durchgang 1) 0,003 0,027 1,000 p (Durchgang 2) 0,000 1,000 0,572 p (über beide Durchgänge) 0,000 0,104 0,615
ERGEBNISSE 91
Wie schon in Kapitel 4.5 veranschaulicht, gibt es einen signifikanten Unterschied
zwischen der Beprobung bei Einstallung und nach zwei Wochen, der sich auch, wie
in Tabelle 46 zu sehen ist, statistisch belegen lässt. Der Unterschied besteht darin,
dass in der zweiten Beprobung nach zwei Wochen signifikant häufiger MRSA-
positive Schweine identifiziert wurden. Weitere signifikante Unterschiede an den
übrigen Beprobungsterminen konnten über beide Durchgänge gesehen nicht
ermittelt werden. Es scheint, dass zwischen den Beprobungen nach zwei Wochen
und nach sechs Wochen ein eher stetes MRSA-Besiedlungsniveau erreicht wurde,
welches bis zur Ausstallung keine sichtbare Veränderung durchlief. Der Vergleich
zwischen der Beprobung nach zwei Wochen und bei der Ausstallung ergab keine
signifikanten Unterschiede (p (Durchgang 1) = 0,99; p (Durchgang 2) = 0,701;
p (über beide Durchgänge) = 0,427). Dies lässt ebenfalls auf ein gleichbleibendes
MRSA-Besiedlungsniveau schließen.
Dennoch bedeutet dies nicht, dass die Schweine konstant besiedelt blieben. Zumal
ebenfalls beobachtet werden konnte, dass Tiere ihren Status vorübergehend
wechselten. Dieses Phänomen lässt sich ebenfalls statistisch anhand des ersten
Durchganges belegen. Da in der Betrachtung zwischen der Beprobung nach zwei
Wochen und nach sechs Wochen ebenfalls ein signifikanter Unterschied verzeichnet
werden konnte. Dieser bestand in einem Absinken der MRSA-Nachweise zum
Zeitpunkt der Beprobung nach sechs Wochen.
4.7.3 Einfluss einer antibiotischen Behandlung
Es konnten an allen drei Beprobungsterminen signifikante Unterschiede zwischen
Beständen mit und ohne Einsatz von Antibiotika statistisch ermittelt werden (siehe
Tabelle 47). In Beständen, die eine antibiotische Behandlung zu Beginn des
Mastdurchganges durchführten, konnten häufiger MRSA-Nachweise registriert
werden. Für die Bewertung dieser statistischen Aussage muss jedoch wie auch bei
allen vorangegangenen Auswertungen die geringe Anzahl der zugrunde liegenden
zwölf Bestände berücksichtigt werden.
92 ERGEBNISSE
Tabelle 47: MRSA-Nachweis in Abhängigkeit des Einsatzes von Antibiotika
Des Weiteren konnte ebenfalls ein signifikanter Zusammenhang zwischen häufigeren
MRSA-Nachweisen und einem Einsatz von β-Lactamen und Polypeptid-Antibiotika
ermittelt werden (Tabelle 48). Hierzu wurde nur die Beprobung nach zwei Wochen
betrachtet, da der Einsatz von Antibiotika hauptsächlich in den ersten zwei Wochen
der Mast durchgeführt wurde.
Tabelle 48: MRSA Nachweis in Abhängigkeit von antibiotischen Wirkstoffklassen
In der Betrachtung der Anzahl eingesetzter Antibiotika-Wirkstoffklassen und der
Nachweishäufigkeit von MRSA konnte ein signifikanter Unterschied beim
gemeinsamen Einsatz von zwei antibiotischen Wirkstoffen beobachtet werden (siehe
Tabelle 49), während der Einfluss von nur einem und von mehr als zwei
antibiotischen Wirkstoffen keine signifikanten Zusammenhänge erkennen ließen.
Tabelle 49: MRSA-Nachweis in Abhängigkeit von der Anzahl eingesetzter Antibiotika
Beprobung nach zwei Wochen* Einsatz von Antibiotika ja/nein
Beprobung nach sechs Wochen* Einsatz von Antibiotika ja/nein
Beprobung bei der Ausstallung* Einsatz von Antibiotika ja/nein
Proben gesamt (n) 285 283 280 Signifikanzniveau p 0,002 0,016 0,004
Beprobung nach zwei Wochen* Einsatz von β-Lactamen
Beprobung nach zwei Wochen* Einsatz von Amino-glykosiden
Beprobung nach zwei Wochen* Einsatz von Tetrazyklinen
Beprobung nach zwei Wochen* Einsatz von Makroliden
Beprobung nach zwei Wochen* Einsatz von Polypeptid-antibiotika
Proben gesamt (n) 285 285 285 285 285 Signifikanzniveau p 0,022 0,332 0,356 0,065 0,000
Beprobung nach zwei Wochen* Einsatz von nur EINEM Antibiotikum
Beprobung nach zwei Wochen* Einsatz von ZWEI Antibiotika
Beprobung nach zwei Wochen* Einsatz von MEHR ALS ZWEI Antibiotika
Proben gesamt (n) 285 285 285 Signifikanzniveau p 0,814 0,000 0,171
ERGEBNISSE 93
4.8 MRSA und bestandsspezifische Interventionsmaßnahmen
4.8.1 Einfluss der bestandsspezifischen Maßnahmen insgesamt
Die bestandsspezifischen Maßnahmen sollten individuell das Vorkommen von MRSA
in den Beständen reduzieren. Eine allgemeine Reduktion der MRSA-Nachweise
konnte im zweiten Mastdurchgang im Vergleich zum ersten Durchgang nicht erbracht
werden. Es gab keine signifikanten Unterschiede zwischen erstem und zweitem
Durchgang über alle Bestände betrachtet (siehe Tabelle 50). Auf Bestandsebene
jedoch konnte teilweise eine Reduktion der MRSA-Nachweise verzeichnet werden.
Tabelle 50: MRSA Nachweis Erfolg der Maßnahmen insgesamt
4.8.2 Einsatz von pflanzlichen und ätherischen Ölen
In Bestand 3 wurden pflanzliche und ätherische Öle eingesetzt, um eine mögliche
Reduzierung des MRSA-Nachweises zu bewirken.
Beim Vergleich von erstem und zweitem Durchgang konnten signifikante
Unterschiede bei der Beprobung nach zwei Wochen festgestellt werden. Es wurden
an diesem Termin weniger häufig MRSA nachgewiesen. Ab der Beprobung nach
sechs Wochen waren keine signifikanten Unterschiede zwischen erstem und
zweitem Durchgang zu verzeichnen (siehe Tabelle 51).
Tabelle 51: MRSA-Nachweis und der Einsatz von pflanzlichen und ätherischen Ölen
Beprobung nach zwei Wochen* Durchgang 1 und Durchgang 2
Beprobung nach sechs Wochen* Durchgang 1 und Durchgang 2
Beprobung bei der Ausstallung* Durchgang 1 und Durchgang 2
Proben gesamt (n) 285 283 280 Signifikanzniveau p 0,630 0,426 0,201
Bestand 3
Beprobung bei Einstallung* Durchgang 1 und Durchgang 2
Beprobung nach zwei Wochen* Durchgang 1 und Durchgang 2
Beprobung nach sechs Wochen* Durchgang 1 und Durchgang 2
Beprobung bei der Ausstallung* Durchgang 1 und Durchgang 2
Proben gesamt (n) 288 285 283 280
Signifikanzniveau p >0,05 0,037negativer >0,05 >0,05
94 ERGEBNISSE
4.8.3 Einsatz von Effektiven Mikroorganismen
Im Bestand 2 wurden ‚Effektive Mikroorganismen‘ zur Reduzierung bzw.
Keimverdrängung eingesetzt. Es konnten keine signifikanten Unterschiede zwischen
erstem und zweitem Durchgang erhoben werden (siehe Tabelle 52).
Tabelle 52: MRSA-Nachweis und der Einsatz von Effektiven Mikroorganismen
4.8.4 Verbesserte Reinigung und Desinfektion
In Bestand 1, 7, 8 und 12 wurden die Reinigung und Desinfektion der Stallungen
intensiviert, um den Keimdruck mit MRSA zu minimieren bzw. zu eliminieren.
Bestand 1 weist bei der zweiten bis letzten Beprobung signifikante Unterschiede auf.
Allerdings wurden häufiger MRSA-positive Schweine identifiziert (siehe Tabelle 53).
Tabelle 53: MRSA-Nachweis und intensivere Reinigung und Desinfektion - Bestand 1
In Bestand 7 waren die Schweine bei der zweiten Beprobung nach zweiwöchiger
Mastdauer signifikant weniger mit MRSA besiedelt. Bei der Beprobung nach sechs
Wochen konnte allerdings ein Wechsel der Signifikanz beobachtet werden. An
diesem Termin konnten mehr MRSA-positive Nachweise bei den Tieren im
Gegensatz zum ersten Durchgang erbracht werden. Am Ende der Mast konnten
Bestand 2
Beprobung bei Einstallung* Durchgang 1 und Durchgang 2
Beprobung nach zwei Wochen* Durchgang 1 und Durchgang 2
Beprobung nach sechs Wochen* Durchgang 1 und Durchgang 2
Beprobung bei der Ausstallung* Durchgang 1 und Durchgang 2
Proben gesamt (n) 288 285 283 280 Signifikanzniveau p > 0,05 > 0,05 > 0,05 > 0,05
Bestand 1
Beprobung bei Einstallung* Durchgang 1 und Durchgang 2
Beprobung nach zwei Wochen* Durchgang 1 und Durchgang 2
Beprobung nach sechs Wochen* Durchgang 1 und Durchgang 2
Beprobung bei der Ausstallung* Durchgang 1 und Durchgang 2
Proben gesamt (n) 288 285 283 280 Signifikanzniveau p > 0,05 0,000
positiver 0,014
positiver 0,000
positiver
ERGEBNISSE 95
hingegen keine signifikanten Unterschiede zwischen den Durchgängen ermittelt
werden (siehe Tabelle 54).
Tabelle 54: MRSA-Nachweis und intensivere Reinigung und Desinfektion - Bestand 7
In Bestand 8 und 12 wurden in beiden Durchgängen in nahezu allen Proben MRSA
nachgewiesen. Eine statistische Überprüfung ist daher nicht von Nöten, da es keine
Unterschiede gab. Des Weiteren konnten in allen Beständen trotz der forcierten
Reinigung und Desinfektion in mindestens einer der beiden Umgebungsproben meist
aber sogar in beiden (Staub und Sockentupfer) vor Einstallung MRSA nachgewiesen
werden.
4.8.5 Neues Stallgebäude und neue Herkunft
Bestand 6 und 9 nutzten für den zweiten Durchgang ein neues Stallgebäude. Zudem
wechselte der Bestand 9 die Herkunft der Mastläufer.
In Bestand 6 konnte bei der Beprobung nach sechs Wochen ein signifikanter
Unterschied zwischen den Durchgängen ermittelt werden, d.h. es wurden weniger
MRSA-Nachweise geführt. An allen anderen Beprobungsterminen wurde kein
signifikanter Unterschied festgestellt (siehe Tabelle 54).
Tabelle 55: MRSA-Nachweis in Abhängigkeit eines neuen Stallgebäudes - Bestand 6
Bestand 7
Beprobung bei Einstallung* Durchgang 1 und Durchgang 2
Beprobung nach zwei Wochen* Durchgang 1 und Durchgang 2
Beprobung nach sechs Wochen* Durchgang 1 und Durchgang 2
Beprobung bei der Ausstallung* Durchgang 1 und Durchgang 2
Proben gesamt (n) 288 285 283 280 Signifikanzniveau p > 0,05 0,001
negativer 0,004
positiver > 0,05
Bestand 6
Beprobung bei Einstallung* Durchgang 1 und Durchgang 2
Beprobung nach zwei Wochen* Durchgang 1 und Durchgang 2
Beprobung nach sechs Wochen* Durchgang 1 und Durchgang 2
Beprobung bei der Ausstallung* Durchgang 1 und Durchgang 2
Proben gesamt (n) 288 285 283 280
Signifikanzniveau p > 0,05 > 0,05 0,012
negativer > 0,05
96 ERGEBNISSE
In Bestand 9 konnten signifikante Unterschiede der Beprobungen nach zwei
Wochen, nach sechs Wochen und bei der Ausstallung verzeichnet werden, d.h. im
zweiten Durchgang wurden signifikant weniger MRSA-Nachweise erbracht. Hier sei
auf die Besonderheit der neuen Herkunft und eines neuen Stallgebäudes nochmals
hingewiesen. Dieses Beispiel zeigt, dass man in einem MRSA-negativen Stall mit
MRSA-negativen Läufern auch langfristig weniger MRSA-Nachweise im Durchgang
feststellen kann.
Tabelle 56: MRSA-Nachweis in Abhängigkeit eines neuen Stallgebäudes und einer neuen Herkunft - Bestand 9
4.8.6 Keine Maßnahmen – Kontrollbestände
Die Bestände 4, 5, 10 und 11 wurden als Kontrollbestände angesehen, um die
„natürlich“ vorkommenden MRSA-Dynamik über die Zeit ohne Veränderungen
untersuchen zu können. Außer in Bestand 5 konnten keine signifikanten
Unterschiede innerhalb der zwei beprobten Durchgänge verzeichnet werde. In
Bestand 5 konnten bei der Beprobung nach zwei und nach sechs Wochen
signifikante Unterschiede zwischen erstem und zweitem Durchgang ermittelt werden,
d.h. im zweiten Durchgang waren die Tiere häufiger mit MRSA besiedelt.
Tabelle 57: MRSA-Nachweis in Kontrollbestand 5
Bestand 9
Beprobung bei Einstallung* Durchgang 1 und Durchgang 2
Beprobung nach zwei Wochen* Durchgang 1 und Durchgang 2
Beprobung nach sechs Wochen* Durchgang 1 und Durchgang 2
Beprobung bei der Ausstallung* Durchgang 1 und Durchgang 2
Proben gesamt (n) 288 285 283 280 Signifikanzniveau p identisch 0,000
negativer 0,000
negativer 0,014
negativer
Bestand 5
Beprobung bei Einstallung* Durchgang 1 und Durchgang 2
Beprobung nach zwei Wochen* Durchgang 1 und Durchgang 2
Beprobung nach sechs Wochen* Durchgang 1 und Durchgang 2
Beprobung bei der Ausstallung* Durchgang 1 und Durchgang 2
Proben gesamt (n) 288 285 283 280
Signifikanzniveau p >0,05 0,000 positiver
0,000 positiver >0,05
ERGEBNISSE 97
4.9 Ergebnisse der MRSA-Typisierung
Es wurde eine Auswahl von fünf MRSA Isolaten pro Bestand vom ersten
Mastdurchgang beim Bundesinstitut für Risikobewertung im Nationalen
Referenzlabor für Koagulase-positive Staphylokokken inklusive S. aureus mittels
spa- und SCCmec- Typisierung untersucht.
Alle eingesendeten MRSA Isolate konnten dem SCCmec-Typ V zu geordnet werden.
Die dominierenden spa -Typen der zwölf Bestände waren t011 (Repeatabfolge: 08-
16-02-25-34-24-25) und t034 (Repeatabfolge:08-16-02-25-02-25-34-24-25). Es
konnten auch die spa-Typen t2510 (Repeatabfolge: 08-17-25) und t1451
(Repeatabfolge: 08-16-02-25-34-25) gefunden werden. Alle spa-Typen konnten dem
MLST398 zugeordnet werden. In Tabelle 58 werden die Ergebnisse der
Typisierungen dargestellt.
In Bestand 1 und 11 konnten im ersten Durchgang keine MRSA identifiziert werden,
diese werden aber der Vollständigkeit wegen mit aufgeführt. Jeweils zwei spa-Typen
konnten in Bestand 5,8 und 12 gefunden werden.
Tabelle 58 : Typisierungsergebnisse
Bestand Umgebung Schwein Schwein
Einstallung Ausstallung Einstallung Ausstallung
1 - - - - -
2 t034 V t034 V t034 V t034 V t034 V
3 t011 V t011 V t011 V t011 V t011 V
4 t011 V t011 V t011 V t011 V t011 V
5 t2510 V t2510 V t011 V t011 V t011 V
6 t011 V t011 V t011 V t011 V t011 V
7 t2510 V t2510 V t2510 V t2510 V t2510 V
8 t011 V t1451 V t1451 V t011 V t011 V
9 t034 V t034 V t034 V t034 V t034 V
10 t011 V t011 V t011 V t011 V t011 V
11 - - - - -
12 t011 V t034 V t034 V t011 V t034 V
98 ERGEBNISSE
Bei der Betrachtung der Repeatabfolge wird deutlich, dass die spa-Typen t011, t034
und t1451 eine nahe Verwandtschaft zeigen. So unterscheidet sich t034 von t011
lediglich durch eine Duplikation von repeat 02-25 und t1451 von t011 durch den
Verlust von repeat 24. Im Vergleich zu den obengenannten spa-Typen ist der t2510
entfernter verwandt zum spa-Typ t011. Die Entstehung des t2510 kann durch Verlust
der repeats 34-24-25 des t011, welches zur Einteilung in den t1456 führt, und
zusätzlich eines Austausches der repeats 16-02 mit 17 erklärt werden.
DISKUSSION 99
5 DISKUSSION
Das Ziel dieser Studie war die Erforschung des Verlaufs der Kolonisierung sowie der
Besiedlungsdynamik von Methicillin-resistenten Staphylococcus aureus (MRSA) in
Schweinemastbeständen in Deutschland. Vor allem Zeitpunkt und Verlauf der
Besiedlung mit MRSA bei Mastschweinen sowie damit verbundene Einflussfaktoren
sollten gezielt untersucht werden.
5.1 Vorkommen von MRSA beim Mastschwein
5.1.1 Herdenprävalenz
Ein gehäuftes Vorkommen von MRSA beim Mastschwein konnte auch in dieser
Studie belegt werden. In der hier vorliegenden Untersuchung mittels Staubproben
konnten in 81% (39/48) der Bestände MRSA isoliert werden. Dieses Ergebnis ist im
Vergleich zu Prävalenzen anderer Studien im oberen Bereich anzusiedeln. VAN
DUIJKEREN et al. (2008) konnten beispielsweise in einer Untersuchung von 31
Beständen unterschiedlicher Produktionsstufen 7 von 31 Beständen als MRSA-
positiv identifizieren und somit eine Prävalenz von 23% ermitteln. Während
MEEMKEN et al. (2008) eine Herdenprävalenz von 18% in einer Studie in
Niedersachsen und Nordrhein-Westfalen ermittelten, konnte FRICK (2010) anhand
von Untersuchungen in bayerischen Schweinebeständen eine Prävalenz von 45%
(davon 63% in Mastbeständen) feststellen. Ebenso konnten KHANNA et al. (2008)
in 45% (9/20) der untersuchten Bestände in Kanada MRSA nachweisen. KÖCK et al.
(2009) finden in ihrer Studie in 70% der Bestände im deutsch-niederländischen
Grenzgebiet MRSA. Es ist jedoch zu bedenken, dass die erwähnten Studien nicht
nur Mastbestände in ihre Prävalenzermittlungen mit einbezogen, sondern ebenfalls
auch Zuchtbestände.
TENHAGEN et al. (2009) konnten aus Staubproben von 282 Mastbeständen, die an
einem freiwilligen Monitoring des BfR teilnahmen, in 51% der Bestände MRSA
nachweisen. Die Autoren wiesen aber gleichzeitig daraufhin, dass es erhebliche
100 DISKUSSION
Prävalenzunterschiede von 27%-70% in sieben Bundesländern gab (TENHAGEN et
al. 2009). DE NEELING et al. (2007) hingegen konnten analog zu den Ergebnissen
dieser Arbeit ebenfalls in einer großangelegten Studie an neun niederländischen
Schlachthöfen 81% (44/54) der Mastbestände als MRSA-positiv identifizieren.
Jedoch basieren die Ergebnisse der Studie auf der Entnahme von Nasentupfern.
Beim Vergleich der Literaturangaben zur Herdenprävalenz von MRSA beim Schwein
ist insbesondere auf die unterschiedlichen Probenarten (nur Staub, Staub und
Nasentupfer, nur Nasentupfer) sowie die jeweiligen Stichprobenumfänge je Bestand
zu achten. Die Anzahl der Bestände, die in die jeweiligen Untersuchungen
einflossen, unterschieden sich ebenfalls häufig.
Zudem birgt die Beprobung über Staubproben das Risiko eines falsch negativen
Ergebnisses. Zum einen sind MRSA im Staub einer mannigfaltigen
Konkurrenzkeimflora ausgesetzt und zum anderen so vermuten MURPHY et al.
(2007) könnten antibiotische Substanzen, die über das Futter eingesetzt werden,
ebenso einen Einfluss auf die Keime ausüben.
Eine gesonderte Betrachtung von Mast- und Zuchtbeständen hinsichtlich der
Herdenprävalenz erscheint daher ebenso sinnvoll, wie die Schaffung einer
adäquaten, allgemein gültigen Beprobungsart zur Einschätzung der Prävalenz.
5.1.2 Intraherdenprävalenz
Die mittlere berechnete Intraherdenprävalenz der zwölf ausgewählten Bestände
dieser Studie lag bei 49%. Diese berechnete Durchschnittsprävalenz spiegelt jedoch
die gefundene Varianz der bestandsbezogenen MRSA-Nachweise nicht wieder, da
der Berechnung nur Bestände mit einer entweder hohen oder niedrigen
Intraherdenprävalenz zugrunde lagen. Intraherdenprävalenzen von 20% bis 60%
konnten unter den zwölf untersuchten Beständen nicht ermittelt werden.
Die Kombination von Einzel- und Pooltupferuntersuchungen wurde gewählt um mit
95% Sicherheit einen Bestand als MRSA-negativ einstufen zu können und um
gleichzeitig eine Einschätzung der Intraherdenprävalenz zu ermöglichen. Eine
DISKUSSION 101
genauere Einschätzung der Intraherdenprävalenzen wäre gewiss mit der
Untersuchung aller 60 Nasentupfer im Einzelansatz möglich, aber auch gleichzeitig
sehr kosten- und arbeitsintensiv gewesen.
Bei den eigenen Untersuchungen lag die mittlere Prävalenz auf Einzeltierbasis (nur
die zwölf Einzeltupfer, ohne Pooltupfer) bei 57% (82/144), mit einer Variation von 0%
bis 100% auf Bestandsebene. Im Vergleich dazu konnte DE NEELING et al. (2007)
in der anfänglich beschriebenen Studie an Schlachthöfen in den Niederlanden von
jeweils zehn untersuchten Mastschweinen aus 54 Beständen eine Prävalenz von
39% auf Einzeltierbasis feststellen. VAN DUIJKEREN et al. (2008) wiederum
beprobten jeweils zehn Schweine in 31 Betrieben mit unterschiedlichen
Produktionsstufen und berechneten auf Einzeltierebene eine Prävalenz von 11%
(35/310 MRSA-positiv). DENIS et al. (2007) zeigten in einer großangelegten
belgischen Studie sehr eindrücklich, dass es Unterschiede in den Prävalenzen der
Schweine verschiedenen Alters und ebenfalls hinsichtlich der verschiedenen
Betriebstypen gibt. Insgesamt untersuchten sie 1500 Schweine, darunter Sauen,
Absetzferkel und Mastschweine, in 50 Betrieben. Hierbei waren 71% der
Mastschweine aus reinen Mastbeständen MRSA-positiv getestet wurden (DENIS et
al. 2007). In Kanada (Ontario) untersuchten KHANNA et al. (2007) 285 Schweine in
20 Betrieben. Die Prävalenz der Einzeltiere lag bei durchschnittlich 25%, auf
Bestandsebene jedoch variierten die MRSA-Nachweise von 7% bis 100%.
In den eigenen Untersuchungen konnte gezeigt werden, dass Mastbestände sehr
unterschiedliche Intraherdenprävalenzen aufweisen können. Die Angabe der
berechneten mittleren Intraherdenprävalenz ist wenig sinnvoll, da sie die wirkliche
Prävalenzsituation der einzelnen untersuchten Bestände nicht wiederspiegelt.
5.2 MRSA-Nachweis und mögliche Einflussfaktoren
5.2.1 Einfluss der Herkunft der Tiere
Während Mastläufer aus mehreren Herkünften (durchmischte oder getrennte
Haltung) keinen signifikanten Unterschied zu den anderen Herkunftsarten zeigten,
konnten bei Läufern aus ‚eigener‘ und ‚nur einer‘ Herkunft signifikante
102 DISKUSSION
Zusammenhänge bezüglich des MRSA-Nachweises ermittelt werden. Läufer aus
eigener Aufzucht waren häufiger MRSA-positiv und Läufer aus nur einer Herkunft
waren häufiger MRSA-negativ. Die geringe Fallzahl jedoch schmälert die statistische
Aussagekraft. Den vier Herkunftsarten konnten jeweils nur drei Bestände zugeordnet
werden. Des Weiteren ist der MRSA-Status des Herkunftsbestandes entscheidend.
Dennoch kann festgehalten werden, dass die Herkunft der Läufer eine Rolle für die
Nachweishäufigkeit von MRSA in Mastbeständen zu spielen scheint. Auch das
Bundesinstitut für Risikobewertung kommt zu dieser Aussage. Die Autoren stellen
jedoch gegensätzlich zu der vorliegenden Arbeit fest, dass in der Mast von eigenen
Schweinen, also in geschlossenen Systemen, seltener MRSA nachgewiesen wurde
als in reinen Mastbeständen. Allerdings wurden in der zugrunde liegenden Studie
keine Tiertupfer sondern Staubproben analysiert. DENIS et al. (2007) wiesen
ebenfalls weniger MRSA bei Mastschweinen von Ferkelerzeugerbeständen mit
eigener Mast (26%) als bei reinen Mastbeständen (71%) mittels Nasentupfern nach.
Ein weiterer Aspekt stellt die Anzahl der Herkünfte dar. So stellt das BfR fest, dass
Bestände die von ein bis zwei Herkünften ihre Läufer beziehen seltener MRSA
aufwiesen als Bestände die von mehreren Herkünften ihre Läufer bezogen (ANON.
2009a).
Die eigenen Untersuchungen bezüglich der Herkunft der Tiere und dem Nachweis
von MRSA belegen ebenfalls, dass die Herkunft generell einen Einfluss auf das
MRSA-Geschehen im Mastbestand hat. Dies zeigen auch die
Untersuchungsergebnisse von Bestand 9 (siehe Tabelle 27 und Tabelle 28). Dieser
Bestand wechselte die Herkunft und stallte die Tiere in einen neuen Stall ein. Die
stichprobenartig untersuchten Läufer des ersten Durchganges kamen schon mit
einer MRSA-Besiedlung am Tag der Einstallung in den Stall. Während die
untersuchten Läufer des zweiten Durchganges einen MRSA-negativen Status bei
Einstallung hatten. Diesen Status konnten die gesamten Schweine mit Ausnahme
eines Schweines zu einem Zeitpunkt während des gesamten zweiten Durchgangs
halten.
Es kommt demnach vor allem darauf an, welchen Status die Tiere bei Einstallung in
die Mast besitzen. Das Vorkommen von MRSA in Mastschweinebeständen auf diese
DISKUSSION 103
Art, nämlich Tiere mit MRSA-negativen Status in eine MRSA-negative Umgebung
einzustallen, zu reduzieren oder gar längerfristig völlig einzudämmen scheint möglich
zu sein.
5.2.2 Einfluss der Bestandsgröße
Es konnte in der vorliegenden Studie gezeigt werden, dass signifikant mehr MRSA-
Nachweise in Beständen mit über 2000 Mastplätzen in den ersten sechs
Mastwochen vorhanden waren. Die Bestandgröße scheint somit einen Einfluss auf
das MRSA-Geschehen im Bestand selbst zu haben. Das Bundesinstitut für
Risikobewertung konnte in einer Studie die in sieben Bundesländern durchgeführt
wurde, feststellen, dass je größer ein Bestand war, desto höher war die
Wahrscheinlichkeit für einen positiven Nachweis in den untersuchten Staubproben
(ANON. 2009a). FRICK (2010) konnte diesen Einfluss ebenfalls mittels Beprobung
von 10 Schweinen mit Nasentupfern pro Bestand schon bei einer Bestandsgröße von
1000 Tieren analysieren. Ein Confounder könnte bei dieser Betrachtung sein, dass
die Wahrscheinlichkeit einer großen Anzahl von Zulieferern mit der Größe des
Bestandes steigt. Die höhere Tierdichte und der damit verbundene erhöhte
Krankheitsdruck sowie die standardmäßig eingesetzten antibiotischen
Behandlungen, die zur Gesunderhaltung der Tiere in solchen großen Beständen
notwendig sind, könnten eine Erklärung des Phänomens höherer MRSA-
Nachweisraten in Großbeständen sein (DE NEELING et al. 2007, VAN DUIJKEREN
et al. 2007 und 2008). Hierbei kommt es vermutlich in erster Linie zu einer Selektion
der Keime, die den Keimen mit entsprechender Antibiotikaresistenz einen Vorteil
verschafft (TENHAGEN et al. 2009).
5.3 Zeitpunkt und Verlauf der Besiedlung von MRSA beim Mastschwein
5.3.1 Einfluss der Umgebung auf den MRSA-Status der Tiere
Um den Einfluss einer MRSA-positiven Umgebung auf den Status der Schweine
näher charakterisieren zu können, wurden Staub- und Sockentupferproben vor der
104 DISKUSSION
Einstallung der Tiere im gereinigten und desinfizierten Stall entnommen und ebenso
eine Beprobung der Tiere vor Einstallung durchgeführt. An jedem weiteren
Beprobungstermin wurden zusätzlich zu den Nasenabstrichen auch eine
Sockentupferprobe und bei der Ausstallung nochmals eine Staubprobe entnommen.
Die Staubproben vor der Einstallung der Tiere im gereinigten und desinfizierten Stall
wiesen in beiden Durchgängen weniger MRSA-Nachweise auf als bei der
Ausstallung (Durchgang 1: 17% vs. 83%; Durchgang 2: 33% vs. 67%). Dies
bedeutet, dass adäquate Reinigungs- und Desinfektionsmaßnahmen in den meisten
Fällen zu einer erfolgreichen Eliminierung von MRSA-Keimen in der Stallumgebung
führen können. Die unterschiedlichen Ausführungsstile und der Einsatz von
unterschiedlichen Desinfektionsmitteln könnten ein Grund für eine MRSA-positive
Umwelt trotz Reinigung und Desinfektion in einigen Beständen sein. Gleichermaßen
konnten in 50% der Sockentupfer im ersten Durchgang und bei 67% der
Sockentupfer im zweiten Durchgang jeweils schon vor der Einstallung MRSA
nachgewiesen werden. Bei der Ausstallung wurden wiederum höhere Nachweisraten
festgestellt. Diese Ergebnisse könnten ebenso wie bei den Staubproben implizieren,
dass eine mangelhafte Reinigung und Desinfektion in den MRSA-positiven
Beständen stattgefunden hat. Dennoch muss auch die Möglichkeit in Betracht
gezogen werden, dass die hohe Tenazität von S. aureus und die Fähigkeit an
jeglichen Oberflächen zu haften und ebenso Biofilme auszubilden, ein Grund dafür
sein könnte, dass trotz einer regulären Reinigung und Desinfektion immer noch
Keime gefunden werden. Auch die Wirksamkeit der angewendeten
Desinfektionsmittel muss überprüft werden.
Die Sockentupferproben schienen insgesamt sensitiver für den Nachweis von MRSA
zu sein. Im direkten Vergleich zu den Ergebnissen der Staubuntersuchungen kann
festgestellt werden, dass bei einem MRSA-negativ getesteten Sockentupfer immer
auch ein negatives Staubergebnis vorhanden war. Der Umkehrschluss war jedoch
nicht möglich. Eine mögliche Erklärung dafür könnte in der unterschiedlichen
Beprobungsart und somit der beprobten Fläche zu finden sein. Während man mit
dem Sockentupfer den kompletten Gang abschritt, wurden bei den Staubproben
DISKUSSION 105
lediglich an fünf Lokalisationen Staub gewonnen. SCHULZ et al. (2010) können
ebenso diesen Unterschied feststellen. Im direkten Vergleich zu 91% MRSA-positiver
Sockentupfer konnten die Autoren nur in 78% der Staubproben MRSA identifizieren.
Somit stellt die Sockentupferprobe, die auch in der Salmonellendiagnostik
routinemäßig Anwendung findet, ein einfaches, kostengünstiges, geeignetes
Beprobungsverfahren auch für den Nachweis von MRSA dar,
Wie in den eigenen Untersuchungen zu erkennen, können signifikante
Zusammenhänge zwischen MRSA-positiver Umgebung und dem gehäuftem
Auftreten als nasale Besiedler beim Schwein festgestellt werden. Die
Wahrscheinlichkeit ist erhöht das in einer MRSA-positiven Umgebung auch MRSA-
positive Tiere nachgewiesen werden. Anders herum findet man, bei einer MRSA-
negativen Umgebung häufiger MRSA-negative Tiere vor. Der Einfluss lässt sich an
allen Beprobungsterminen nachvollziehen. Beide unterschiedlichen
Umgebungsproben (Staub und Sockentupfer) weisen die gleichen signifikanten
Beziehungen bezüglich dessen auf. Der Einfluss der Umgebung auf die MRSA-
Nachweishäufigkeit bei den Schweinen ließ sich auf allen Ebenen der Betrachtung
verdeutlichen. Die Ergebnisse zeigen, dass sowohl positive Tiere zur Kontamination
der Umwelt führen, als auch eine kontaminierte Umwelt zur Besiedlung der Tiere
führt. Die Entscheidung, welcher dieser Mechanismen im Einzelfall zutrifft ist nur zu
fällen, wenn die Tiere vor der Einstallung und die Umgebung nach Reinigung und
Desinfektion und auch vor der Einstallung der Tiere, wie es in dieser Studie
durchgeführt wurde, beprobt wurden. Bestand 4 kann als Beispiel für beide
Mechanismen genannt werden (siehe Tabelle 17 und Tabelle 18). Im ersten
Durchgang konnte in den Umgebungsproben kein MRSA-Nachweis erbracht werden,
aber zwei Schweine wiesen bei der Einstallung bereits eine MRSA-Besiedlung auf. In
den nachfolgenden Untersuchung wurden nahezu alle Schweine MRSA-positiv
getestet und ebenso die Umgebung. Dies deutet auf eine mitgebrachte und von den
Schweinen ausgehende Kontamination der anderen Tiere und der Umwelt. Im
zweiten Durchgang wurden zunächst keine MRSA bei den Schweinen
nachgewiesen, aber der Sockentupfer war MRSA-positiv. Am zweiten
106 DISKUSSION
Beprobungstermin nach zweiwöchiger Mastdauer waren alle Schweine und die
Sockentupferprobe gleichermaßen MRSA-positiv. Dies kann als eine Übertragung
von der Umwelt auf die Schweine angesehen werden.
GIBBS et al (2006) belegten in ihrer Studie, dass auch in der weiteren Umgebung
von Schweineställen MRSA in der Luft detektiert werden können. So ist eine
aerogene, staubvermittelte Übertragung von MRSA innerhalb des Stalles nicht nur
möglich, sondern sehr wahrscheinlich. Mit der Mastdauer steigt auch gleichzeitig das
Staubvorkommen im Schweinestall. Dieser Staub besitzt einen hohen organischen
Anteil (Faeces, Hautschuppen, u.a.) und bietet somit eine Lebensgrundlage für
Bakterien jeglicher Art, so auch für MRSA. Da die Schweine diese Luft einatmen, ist
die Luft-übertragene MRSA-Besiedlung der Nase denkbar.
Es sei aber darauf hingewiesen, dass die eingeschränkte Nachweismöglichkeit von
MRSA durch die ja immer nur stichprobenweise durchgeführten Untersuchungen
sowohl bei den Tieren als auch in der Umwelt zu berücksichtigen ist. So können
beispielsweise zufällig alle beprobten Schweine der Stichprobe MRSA-negativ
getestet werden, obwohl andere Schweine im Stall MRSA-positiv sind.
So lässt sich abschließend festhalten, dass die Umgebung auf den MRSA-Status der
Tiere einen nicht zu unterschätzenden Einfluss nimmt, aber auch im Umkehrschluss
hat der Status der Tiere einen Einfluss auf die Umgebung.
5.3.2 MRSA-Dynamiken während der Mastdurchgänge
Schon bereits in den Verlaufsuntersuchungen des ersten Mastdurchganges, die in
der Abbildung 21 (Kapitel 4.5.2) dargestellt werden, konnten in den zwölf Beständen
sehr unterschiedliche Dynamiken der MRSA Besiedlung festgestellt werden.
Ebensolche unterschiedlichen Besiedlungsverläufe konnten auch im zweiten
Mastdurchgang, der in Abbildung 22 (Kapitel 4.5.3) dargestellt wird, gefunden
werden. Die bestandsspezifischen Maßnahmen führten insgesamt zu keinem
signifikanten Unterschied der Verläufe von erstem und zweitem Mastdurchgang,
daher folgt die Betrachtung allgemein. Neben Beständen, die durchweg 100%
DISKUSSION 107
MRSA-positive Nachweise an jedem Beprobungszeitpunkt bei jedem der zwölf
ausgewählten Mastschweine erbrachten, gab es ebenso Bestände bei denen keine
MRSA identifiziert werden konnten. Diese beiden Beispiele deuten darauf hin, dass
es ganz entscheidend für den weiteren Verlauf ist, mit welchem MRSA-Status Tiere
in die Mast eingestallt werden. Wenn bereits bei der Einstallung 100% der
ausgewählten Stichprobe an Tieren einen positiven MRSA-Nachweis erbrachten,
blieben die Tiere meist während des gesamten Mastdurchganges besiedelt. Ein
möglicher Grund dafür könnte sein, dass die Keimmenge sich während einer
Mastperiode stetig potenziert und daher die „Einstiegsmenge“ ein entscheidender
Faktor für die Verbreitung sowie die Dynamik ist. Bestände, bei denen bei der
Einstallung weniger als 100% der Tiere mit MRSA besiedelt waren, wiesen nach
zweiwöchiger Mastdauer eine meist deutlich höhere MRSA-Nachweisrate als bei der
Einstallung auf. Dies könnte auf die stetige Keimvermehrung und die guten
Lebensbedingungen für MRSA in Stäuben mit hohem organischen Anteil
zurückzuführen sein. Des Weiteren wurde bei den meisten Beständen in den ersten
zwei Wochen der Mast eine antibiotische Behandlung der Tiere als sogenannte
Einstallprophylaxe durchgeführt. Diese führt unweigerlich zu einer Selektion von
MRSA, da diese Keime gegenüber den meisten üblich eingesetzten Wirkstoffen eine
Resistenz aufweisen.
Dies könnte ebenso eine Erklärung dafür sein, dass die MRSA-Besiedlung von
Tieren, die schon bei der Einstallung mit MRSA besiedelt waren, weiter gefestigt
wird. Auch TENHAGEN et al. (2009) sehen bezüglich des Einsatzes von Antibiotika
eine Selektion von vorhandenen MRSA wahrscheinlicher als eine de Novo
Entstehung. Der Einfluss der antibiotischen Behandlung wird in Punkt 5.3.3
nochmals im Detail diskutiert.
Weiterhin kann in einigen Beständen ein Rückgang der MRSA-Nachweise bei der
Beprobung nach sechs Wochen verzeichnet werden. Es ist zu vermuten, dass die
Konkurrenzflora, die zuvor mit der antibiotischen Behandlung zurückgedrängt wurde,
sich wieder optimal vermehren kann und sich mit den MRSA-Keimen erneut in
Konkurrenz begibt. Gleichzeitig zeigt dies, dass Schweine nicht konstant mit MRSA
besiedelt bleiben, sondern ihren Status wechseln oder gar längerfristig MRSA-
108 DISKUSSION
negativ bleiben können. Als Beispiel hierfür kann die Verlaufsuntersuchung von
Bestand 5 genannt werden (Tabelle 19). Auch NATHAUS et al. (2010) und
ZWAMBAG et al. (2009) können diesen Wechsel des MRSA-Status in ihren Studien
bei Ferkeln beobachten.
Trotz großer Unterschiede in der Dynamik der Besiedlung der Schweine im Verlauf
einer Mastperiode ergibt sich folgendes Bild:
Wie in Abbildung 24 dargestellt, unterliegen Mastläufer in den ersten zwei Wochen
der Mast einem erhöhten Risiko von MRSA besiedelt zu werden. Dies konnte auch
statistisch belegt werden. Nach diesem Anstieg an MRSA-positiven Nachweisen
stellte sich ein mehr oder weniger hohes Niveau von MRSA positiven Nachweisen
bzw. Tieren in der Betrachtung über beide Durchgänge hinweg ein. Des Weiteren
muss festgehalten werden, dass die Nachweishäufigkeiten nicht nur von Bestand zu
Bestand sehr unterschiedlich waren, sondern auch von Mastdurchgang zu
Mastdurchgang schwankten. Ob die Anzahl der zwölf untersuchten Bestände ein
repräsentatives Bild vermitteln, bleibt offen und sollte durch weitergehende
Untersuchungen geklärt werden.
5.3.3 Einfluss einer antibiotischen Behandlung
Es konnten an allen drei Beprobungsterminen signifikante Unterschiede zwischen
Beständen mit und ohne Einsatz von Antibiotika statistisch ermittelt werden. In
Beständen, die eine antibiotische Behandlung zu Beginn des Mastdurchganges
durchführten, konnten signifikant häufiger MRSA-Nachweise registriert werden. Auch
das Bundesinstitut für Risikobewertung konnte diesen Zusammenhang in einer
Studie belegen. Dabei waren Mastgruppen bei denen Antibiotika eingesetzt wurden,
häufiger MRSA-positiv als Mastgruppen, bei denen keine Antibiotika eingesetzt
wurden (ANON. 2009a). Auch VAN DUIJKEREN et al. (2008) können diesen
Zusammenhang in ihrer Studie beobachten und sehen den Einsatz von Antibiotika
als einen Risikofaktor für eine Besiedlung mit MRSA.
TENHAGEN et al. (2009) gehen allerdings davon aus, dass der Einsatz einer
antibiotischen Behandlung einen Einfluss auf das MRSA-Geschehen im Sinne einer
DISKUSSION 109
Selektion dieser sehr resistenten Keime nimmt und somit eine Verbreitung dieser
begünstigen. Gegen eine de novo Entstehung sprechen laut den Autoren die sehr
begrenzte Zahl unterschiedlicher MRSA-Typen in den Beständen.
In den vorliegenden Untersuchungen konnte ebenfalls gezeigt werden, dass die
verschiedenen Wirkstoffklassen einen unterschiedlichen Einfluss auf den MRSA-
Nachweis nehmen. So konnte beobachtet werden, dass bei Einsatz von β-Lactamen
und Polypeptid-Antibiotika signifikant häufiger MRSA-positive Tiere identifiziert
wurden. Die Kombination von zwei Antibiotika führte ebenfalls zu einem häufigeren
Nachweis von MRSA. Gerade die Kombination von Amoxicillin als Vertreter der β-
Lactame und Colistin als Vertreter der Polypeptid-Antibiotika, die häufig in
Schweinebeständen Anwendung findet, scheint eine hervorragende
Selektionsgrundlage für MRSA zu bieten. Zum einen wird die sensitive Gram-positive
Flora durch die β-Lactame reduziert bzw. eliminiert und zum anderen werden die
sensitiven Gram-negative Bakterien durch die Polypeptid-Antibiotika reduziert bzw.
eliminiert. Nur resistente Keime wie MRSA können diese Kombination unbeschadet
überleben. VAN DUIJKEREN et al. (2007) messen dem Einsatz von β-Lactamen und
Tetrazyklinen die größte Bedeutung im Hinblick auf eine Selektion von Methicillin-
resistenten S. aureus zu. In den eigenen Untersuchungen ergab der Einsatz von
Tetrazyklinen keinen signifikanten Einfluss auf die Nachweishäufigkeit von MRSA.
Dies beruht vermutlich auf der geringen Fallzahl von zwölf Beständen.
Abschließend kann festgestellt werden, dass antibiotische Behandlungen einen
Einfluss auf die MRSA Dynamiken innerhalb der Bestände haben. Wie groß dieser
Einfluss ist und welche Rolle die unterschiedlichen Wirkstoffe spielen, sollte
Gegenstand gezielter und vergleichender Studien sein.
5.4 MRSA und bestandsspezifische Interventionsmaßnahmen
In der vorliegenden Studie wurden verschiedene bestandsspezifische
Interventionsmaßnahmen in acht der zwölf Bestände durchgeführt, um die MRSA-
Besiedlung der Tiere auf Dauer zu reduzieren bzw. im besten Fall zu eliminieren.
110 DISKUSSION
Im statistischen Vergleich der beiden Durchgänge konnten keine signifikanten
Unterschiede der Nachweishäufigkeiten erbracht werden. Dies lässt darauf
schließen, dass keine der Maßnahmen eine potentielle Reduktion von MRSA
erbringen konnte. Da dieser Vergleich bei bestandsspezifischen Maßnahmen nur
eine grobe Einschätzung erlaubt und keine Aussage auf Ebene der einzelnen
Maßnahmen zulässt, wurde zusätzlich auch jede einzelne Maßnahme anhand des
ersten und zweiten Mastdurchganges auf Bestandsebene auf signifikante
Unterschiede geprüft.
In Bestand 3 wurden pflanzliche und ätherische Öle der Firma Hölscher und
Leuschner (Emsbüren) mittels eines Hochdruckreinigers alle zwei Tage im Abteil
versprüht. Der Einsatz dieses Ölgemischs führt laut Hersteller nachweislich zu einer
Reduktion der Staubkonzentration in der Stallluft um 60% und zu einer signifikanten
Keimreduktion in der Stallluft. Das Prinzip beruht auf der Bindung von Staub durch
die feinst-vernebelten Öle sowie einer bakteriziden Wirkung der Inhaltsstoffe
(www.hl-agrar.de). Am zweiten Beprobungstermin nach zweiwöchiger Mastdauer
konnten signifikant weniger MRSA-Nachweise erbracht werden. Dies deutet auf eine
mögliche Reduktion aufgrund der Maßnahme hin. Im weiteren Verlauf stieg
allerdings der Anteil der MRSA-positiven Tiere bis zum Ende der Mast an, so dass
letztlich die Tiere überwiegend mit MRSA nasal besiedelt waren. So kann
zusammenfassend gesagt werden, dass die gewünschte Reduktion von MRSA
ausblieb. Dennoch kann nicht geklärt werden, ob diese Maßnahme generell keinen
Erfolg in der Reduktion von MRSA in Mastställen bringt, da der Landwirt einräumte
zwar anfänglich regelmäßig, dann aber unregelmäßig die Öle versprüht zu haben.
Ebenso muss daraufhin gewiesen werden, dass die Empfehlung des Herstellers die
Besprühung mindestens einmal täglich durchzuführen somit in keiner Weise
entsprochen wurde. Ob der Einsatz von diesem ätherischen Ölgemisch nicht doch
eine potentielle Möglichkeit zur Reduktion von MRSA im Stall sein könnte, muss in
weiterführenden Studien geklärt werden.
Im Bestand 4 wurden Effektive Mikroorganismen der Firma EMRAKO (Rahden-Varl)
als Maßnahme zur Reduktion von MRSA eingesetzt. Dabei wurde das Produkt
EMIKO® EF-Schwein als Ergänzungsfuttermittel eingesetzt. Das Prinzip der
DISKUSSION 111
Reduktion sollte über eine Verdrängung von MRSA als sogenannte „competitive
exclusion“ stattfinden. Die gewünschte Reduktion blieb jedoch völlig aus, es wurde
ebenso wie im ersten Mastdurchgang auch im zweiten Mastdurchgang in nahezu
allen Proben MRSA identifiziert. Das Prinzip mit anderen Bakterien eine
Verdrängung von MRSA zu erreichen, sollte trotzdem als eine mögliche Maßnahme
zur Reduzierung von MRSA weiterhin angesehen werden. Die Fragestellung für
weitergehende Studien diesbezüglich, muss daher lauten, welche Bakterien können
diesen gewünschten Einfluss bewirken.
Eine intensivere Reinigung und Desinfektion wurde in den Beständen 1, 7, 8 und 12
durchgeführt. Diese sollte vor allem zu einer Eliminierung von MRSA in der direkten
Umgebung führen. In allen vier Beständen konnten schon vor der Einstallung trotz
der Intensivierung dieser Maßnahmen MRSA nachgewiesen werden. Dies könnte ein
Hinweis auf eine eventuelle Resistenz gegen über den eingesetzten
Desinfektionsmitteln sein. Dies kann aber in Gänze nicht belegt werden, da die
Reinigungs- und Desinfektionsmaßnahmen von Bestand zu Bestand durch
unterschiedliche Arbeitsstile nicht völlig vergleichbar sind. Bei den beprobten Tieren
konnten in den obengenannten Beständen durchweg MRSA gefunden werden.
In Bestand 6 und 9 wurde ein neues Stallgebäude zur Untersuchung des zweiten
Mastdurchganges genutzt. In Bestand 6 konnten keine signifikanten Unterschiede
zwischen den zwei Mastdurchgängen verzeichnet werden. Die gewünschte
Annahme, dass MRSA-negative Tiere in einer negativen Umgebung MRSA-negativ
bleiben, konnte nur in Bestand 9 erreicht werden. Dieser Bestand wechselte
zusätzlich die Herkunft der Mastläufer. Die Tiere blieben mit Ausnahme eines Tieres
bis zum Ende der Mast MRSA-negativ. Dies bedeutet, dass durchaus die Chance
besteht MRSA-freie Bestände zu schaffen. Es bleibt zu erforschen wie man bereits
im Bereich der Zucht- und Aufzuchtbestände eine MRSA-Freiheit erlangen kann, da
gezeigt werden konnte, dass der Status der Tiere zur Einstallung ganz entscheidend
für die weitere Besiedlungsdynamik ist.
Die Eindämmung von bereits zirkulierenden MRSA in einem Bestand erscheint
bislang schwierig und sollte Thema von weiteren Studien sein. Solange noch nicht
alle Übertragungswege von Methicillin-resistenten S. aureus geklärt sind, empfehlen
112 DISKUSSION
HARTUNG et al. (2009), die gängigen Hygieneprinzipien konsequent einzuhalten
und im Sinne einer „bio-security“ den Eintrag und Austrag von MRSA in und aus den
Beständen zu verhindern. Darunter fallen beispielsweise ein verminderter
Tiertransport genauso wie die Verhinderung von Kontakten zu anderen Tieren und
Tierarten, die Einhaltung von Quarantänen neu einzustallender Tiere und das
konsequente Tragen von Schutzkleidungen. Ebenso könnten Biofilter oder
Biowäscher, eine gute Möglichkeit zur Verhinderung des Austrags von Luft-
getragenen Bakterien darstellen (HARTUNG et al. 2009).
5.5 Einordnung der ermittelten MRSA spa-Typen
In dieser Studie konnten die spa-Typen t011 und t034 dominierend nachgewiesen
werden. Diese entsprechen den spa-Typen, die in den vergangenen Jahren in
zahlreichen nationalen und internationalen Studien beim Schwein gehäuft
nachgewiesen werden konnten, und zu den häufigsten spa-Typen des MLST-Typs
ST398 zählen (DE NEELING et al. 2007, KHANNA et al. 2008, VAN DUIJKEREN et
al. 2008, KÖCK et al. 2009).
Zudem wurden die spa-Typen t1451 und t2510 in den nordrhein-westfälischen
Beständen gefunden. KÖCK et al. (2009) konnten ebenfalls in der deutsch-
niederländischen Grenzregion Nordrhein-Westfalens neben den spa-Typen t011 und
t034 die spa-Typen t1451 und t2510 isolieren. Es ist zu vermuten, dass es sich bei
diesen beiden spa-Typen um regional gehäuft vorkommende Isolate handeln könnte.
Diese festgestellte Regionalität des Vorkommens unterschiedlicher spa-Typen
unterstützt die Annahme von MEEMKEN et al. (2008) und PULZ (2009), dass MRSA
nicht jedes Mal mit der Anwendung von Antibiotika aus MSSA-Stämmen neu
entstehen, sondern es sich wahrscheinlich um das Zirkulieren von bereits etablierten
MRSA-Stämmen handelt. Dies bedeutet, dass der Ausbreitung von laMRSA über
den Tier- und Personenverkehr und eventuell über die Luft zwischen
Schweinebeständen eine bedeutende Rolle zukommt.
SCHLUSSFOLGERUNGEN 113
6 SCHLUSSFOLGERUNGEN
Das Vorkommen von MRSA beim Mastschwein sowie der Verlauf der Kolonisierung
und der Besiedlungsdynamik inklusive möglicher Einflussfaktoren konnten in der
vorliegenden Arbeit näher charakterisiert werden.
Es konnte gezeigt werden, das Methicillin-resistente S. aureus beim Mastschwein mit
einer durchschnittlichen Prävalenz von 81% positiver Bestände in Nord-, West- und
Ostdeutschland sehr verbreitet sind. Innerhalb der einzelnen Bestände jedoch
variieren die Prävalenzen enorm. So konnten null- bis niedrig- prävalente und
hochprävalente Bestände identifiziert werden. Regionale Unterschiede ließen sich
hinsichtlich des Vorkommens von MRSA nicht feststellen. Allerdings wiesen die
Ergebnisse der spa-Typen auf regionale Unterschiede hin, was auf eine regionale
Zirkulation von Subtypen der klonalen Linie des ST398 zurückführen lässt.
Des Weiteren ist in Beständen mit hohen Tierzahlen mit einer höheren MRSA-
Nachweisrate zu rechnen. Ebenso nimmt die Herkunft der Mastläufer einen Einfluss
auf den Nachweis von MRSA. So konnte beobachtet werden, dass ein MRSA-
Nachweis im Nasenabstrich der Mastläufer am Tag der Einstallung –also sozusagen
mitgebracht- immer auch einen Nachweis bei den nachfolgenden Beprobungen zur
Folge hatte. Ebenso konnte gezeigt werden, dass bei Mastläufern, die von nur einer
Herkunft stammten, weniger MRSA-Nachweise festgestellt werden konnten.
Die Umgebung stellt ebenfalls ein wichtiges Medium in der MRSA-Verbreitung dar.
So konnte an allen Beprobungsterminen ein Zusammenhang zwischen
Umgebungsprobe und der MRSA-Besiedlung der Tiere festgestellt werden. Ebenso
konnte veranschaulicht werden, dass der MRSA-Status der Umgebung einen nicht
zu unterschätzenden Einfluss auf den Status der Tiere hat, aber auch umgekehrt das
MRSA besiedelte Tier einen Einfluss auf eine MRSA-negative Umgebung nimmt. Bei
der Beprobung der Umwelt erwies sich der Sockentupfer als sehr gut geeignete
Beprobungsart für den Nachweis von MRSA im Schweinestall.
Trotz großer Unterschiede in der Dynamik der Besiedlung der Schweine im Verlauf
einer Mastperiode konnte allgemein ein Maximum von besiedelten Schweinen nach
zweiwöchiger Mast verzeichnet werden. Dies wurde im Zusammenhang mit Stress in
114 SCHLUSSFOLGERUNGEN
der neuen Umgebung und den in dieser Zeit üblichen antibiotischen Behandlungen,
die zu einer Selektion von MRSA führen, gesehen. Danach blieb die Anzahl MRSA-
positiver Tiere mehr oder weniger auf einem Niveau. Dieses Niveau wurde allerdings
nicht konstant von den gleichen Tieren erhalten. Vielmehr wechselten einige Tiere
ihren MRSA-Status von positiv zu negativ und umgekehrt.
Es konnte gezeigt werden, dass der Einsatz von Antibiotika generell, aber auch im
speziellen bei Gabe von β-Lactamen und Polypeptid-Antibiotika sowie deren zweier
Kombination signifikant mehr MRSA-Nachweise bei den Tieren mit sich brachte als
ohne diese Medikation.
Die durchgeführten bestandsspezifischen Maßnahmen zur Reduzierung von MRSA
erbrachten nicht den gewünschten Effekt. Der Einsatz von ‚Effektiven
Mikroorganismen‘ im Sinne einer verdrängenden Konkurrenzflora sowie die
intensivere Reinigung und Desinfektion konnten eine MRSA-Besiedlung der Tiere
nicht verhindern. Die eingesetzten pflanzlichen und ätherischen Öle führten sichtbar
zu einer Reduktion des Staubes, ebenso waren im Vergleich zum ersten
Mastdurchgang am zweiten Beprobungstermin weniger MRSA-besiedelte Tiere
identifiziert wurden. Die anschließenden Beprobungen allerdings wiesen wieder die
gleiche hohe Anzahl MRSA-positiver Tiere auf, was auf die unregelmäßig
durchgeführte Besprühung des Abteils zum Ende der Mast beruhen könnte. Eine
gesonderte Betrachtung in einer weiteren Studie erscheint daher sinnvoll.
Ein Wechsel zu einer MRSA-negativen Herkunft und die Nutzung eines neuen
Stallgebäudes veranschaulichten, dass MRSA-negative Schweine längerfristig
MRSA-negativ bleiben, wenn sie in eine MRSA-negative Umgebung verbracht
werden. Somit besteht die Möglichkeit MRSA-negative Bestände zu schaffen. Wie
lange ein solcher Status jedoch erhalten bleiben kann, muss in einer gezielten
Langzeitstudie weiterführend untersucht werden.
Eine weitere Erforschung der Wechselwirkung zwischen MRSA-Besiedlung der
Schweine und antibiotischer Behandlung beispielsweise in einer experimentellen
Studie erscheint ebenso sinnvoll wie die weitere Untersuchung von möglichen
Maßnahmen zur Reduktion von MRSA.
ZUSAMMENFASSUNG 115
7 ZUSAMMENFASSUNG
Birgit Brockers
Untersuchung zum Vorkommen und zur Kolonisationsdynamik von Methicillin-
resistenten Staphylococcus aureus (MRSA) bei Schweinen in Mastbeständen
in Nordwestdeutschland und Ostdeutschland
In der vorliegenden Studie wurden das Vorkommen, der Verlauf der Kolonisierung
und der Besiedlungsdynamik sowie damit verbundene Einflussfaktoren von
Methicillin-resistenten S. aureus (MRSA) in Schweinemastbeständen in Nordwest-
und Ostdeutschland untersucht.
Es wurden 48 Bestände im Rahmen einer Querschnittsstudie mittels Staubproben
auf MRSA untersucht. Dabei konnte eine Prävalenz von 81% MRSA-positiver
Mastbestände ermittelt werden. Aus diesem Bestandspool wurden zwölf Bestände
ausgewählt und zur Ermittlung der Intraherdenprävalenz mit Nasentupfern von 60
Schweinen, von denen zwölf Einzeltupfer und zwölf Pools á vier Tupfer auf MRSA
untersucht wurden, beprobt. Es konnte eine mittlere Intraherdenprävalenz von 49%
berechnet werden. Von den zwölf Beständen waren fünf null bis niedrigprävalent und
sieben hochprävalent. Das Mittelfeld mit Prävalenzen von 20% bis 60% fehlte.
Diese zwölf Bestände wurden im Rahmen einer Longitudinalstudie zur Untersuchung
der MRSA-Dynamiken weiterführend untersucht. Dabei wurden zwölf Schweine an
je vier Beprobungsterminen innerhalb von zwei Mastdurchgängen beprobt. Ebenso
wurden Staub- und Sockentupferproben an den entsprechenden
Beprobungsterminen entnommen. Nach Untersuchung möglicher Einflussfaktoren
wurden bestandsspezifische Interventionsmaßnahmen erarbeitet. Die Auswirkungen
dieser Maßnahmen wurden in einem zweiten Mastdurchgang nach demselben
Schema wiederholt untersucht.
Innerhalb des ersten Mastdurchganges konnten bei 59% der Tieren bei der
Einstallung, 72% der Tiere nach zweiwöchiger Mast, 64% der Tiere nach sechs
Wochen Mast und bei 65% der Tiere bei der Ausstallung MRSA nachgewiesen
116 ZUSAMMMENFASSUNG
werden. Innerhalb des zweiten Mastdurchganges konnten bei 47% der Tieren bei der
Einstallung, 69% der Tiere nach zweiwöchiger Mast, 69% der Tiere nach sechs
Wochen Mast und bei 71% der Tiere bei der Ausstallung MRSA nachgewiesen
werden.
Die MRSA-Nachweisraten stiegen in den ersten zwei Mastwochen signifikant an. Im
Anschluss stellte sich ein mehr oder weniger gleiches Niveau an MRSA-Nachweisen
ein. Die eigentliche Dynamik der einzelnen Bestände variierte jedoch in großem
Maße. Ein Wechsel des MRSA-Status der Schweine konnte ebenfalls beobachtet
werden. Die Umgebung hatte je nach MRSA-Status einen Einfluss auf den Status
der Tiere und umgekehrt. Zudem konnte auch bei den Ergebnissen der
Umgebungsproben ein Anstieg der MRSA-Nachweise entlang der vier
Beprobungstermine beobachtet werden.
Im zweiten Durchgang blieben die Maßnahmen zur Reduktion außer in einem
Bestand, der die Herkunft seiner Mastläufer wechselte und ein neues Stallgebäude
nutzte, erfolglos. So konnte weder eine intensivere Reinigung und Desinfektion, noch
der Einsatz von ‚Effektiven Mikroorganismen‘ über das Futter noch die Versprühung
von pflanzlichen und ätherischen Ölen zu einer messbaren Reduzierung der MRSA-
Nachweise führen.
Allerdings konnten wichtige Einflussfaktoren detektiert werden. So waren Mastläufer,
die nur aus einer Herkunft stammten bei der Einstallung weniger mit MRSA besiedelt
als Läufer aus mehreren Herkünften. Bestände mit über 2000 Mastplätzen
erbrachten mehr MRSA-Nachweise als kleinere Bestände. Zudem hatten Bestände,
die Antibiotika einsetzten, ebenfalls häufiger MRSA-positiv besiedelte Tiere. Der
Einsatz von β-Lactamen und Polypeptid-Antibiotika sowie die Anwendung von zwei
statt einem Antibiotika begünstigten eine Besiedlung mit MRSA.
Eine weitere Erforschung bezüglich einer möglichen Reduzierung der MRSA-
Belastung in Schweinemastbeständen sollte Gegenstand weiterer Untersuchungen
sein.
SUMMARY 117
8 SUMMARY
Birgit Brockers
An analysis of the prevalence and dynamics of colonization of methicillin-
resistant Staphylococcus aureus (MRSA) in fattening pigs in Northwestern and
Eastern Germany
The purpose of this study was to assess the prevalence and the dynamics of the
colonization as well as associated influencing factors of methicillin-resistant
Staphylococcus aureus (MRSA) in fattening pigs in Northwestern and Eastern
Germany.
Forty-eight farms with fattening pigs were analyzed via dust samples for MRSA in a
cross-sectional study. The herd prevalence was determined at 81%. Of these farms,
twelve farms were selected to ascertain the intra-herd prevalence of MRSA by
analysing nasal swabs from 60 pigs. Twelve of the swabs were analysed individually,
while the others were put into twelve pools with four swabs each. The mean intra-
herd prevalence was calculated at 49%. Of the twelve farms, five had zero to low
prevalence and the other seven had a high prevalence. There were no farms with a
prevalence between 20% and 60%.
These twelve farms were further analyzed in a longitudinal study to determine the
dynamics of MRSA within a herd. To do so, twelve pigs were sampled four times
during the fattening period. This was done for two fattening groups. Dust samples
and samples via the “sock method” were also taken at the same time. After the
analysis of possible influencing factors, farm specific intervention measures against
MRSA were implemented. The results of these intervention measures were analyzed
after the second fattening group.
Within the first group, 59% of the animals were MRSA positive on the day they were
brought to the barn, 72% were positive after two weeks, 64% after six weeks and
65% were positive shortly before slaughter.
118 SUMMARY
Within the second group, 47% of the animals were MRSA positive on the day they
were brought to the barn, 69% were positive after two weeks, 69% after six weeks
and 71% were MRSA positive before slaughter.
The detection rate of MRSA increased significantly within the first two weeks of the
fattening period. Following this peak, the detection rate of MRSA stayed more or less
constant. The dynamics of the individual farms however varied considerably. A
change of the MRSA-status of individual pigs was also observed. The environment of
the pigs also had an influence on the MRSA-status of the pigs and vice versa. An
increase of the detection rate of MRSA in the environmental samples during the
course of the fattening period was noted as well.
In the second group, no success of the proposed intervention measures could be
observed. Neither an intensified cleaning and disinfection programme, nor the use of
so-called “effective microorganisms” in the feed, nor the spraying of the environment
with herbal or essential oils led to a measurable decrease in the detection rate of
MRSA. An exception to this was a farm which changed the source of its fattening
pigs as well as using a new barn.
Important influencing factors however could be identified: fattening pigs from one
source were less colonized with MRSA than pigs commingled from more than one
nursery unit. Farms with more than 2000 fattening pigs had more MRSA-positive
samples than smaller farms. The usage of antibiotics also resulted in more MRSA
colonized animals, especially the use of ß-lactams and polypeptide antibiotics. Using
more than one kind of antibiotic increased the possibility of colonization with MRSA
as well.
Further research is needed to analyze the possibilities of reducing the prevalence of
MRSA in fattening pigs.
LITERATURVERZEICHNIS 119
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142 TABELLENVERZEICHNIS
TABELLENVERZEICHNIS
Tabelle 1: Wichtige Virulenzmerkmale von S.aureus nach FORSTER 2002 .......................................... 7
Tabelle 2: Häufigkeiten der Resistenzen bei haMRSA nach ANON. 2009b ............................................ 9
Tabelle 3: Resistenzmechanismen von S.aureus – Nicht-β-Lactam-Antibiotika ...................................11
Tabelle 4: Untersuchungen einiger Autoren zum MRSA-Vorkommen beim Schwein mit den daraus
resultierenden Prävalenzen ..........................................................................................24
Tabelle 5: Beprobungstermine innerhalb beider Mastdurchgänge ........................................................42
Tabelle 6: Amplifikationsprotokoll ...........................................................................................................52
Tabelle 7: Ergebnisse der Staubuntersuchungen - Querschnittsstudie .................................................57
Tabelle 8: Ergebnisse der Nasentupferuntersuchungen - Querschnittsstudie .......................................58
Tabelle 9: Bestandscharakteristika der Bestände 1 bis 6 ......................................................................60
Tabelle 10: Bestandscharakteristika der Bestände 7 bis 12 ..................................................................61
Tabelle 11: Bestand 1 – Untersuchungsergebnisse des ersten Durchgangs ........................................63
Tabelle 12: Bestand 1 – Untersuchungsergebnisse des zweiten Durchgangs ......................................63
Tabelle 13: Bestand 2 – Untersuchungsergebnisse des ersten Durchgangs ........................................64
Tabelle 14: Bestand 2 – Untersuchungsergebnisse des zweiten Durchgangs ......................................64
Tabelle 15: Bestand 3 – Untersuchungsergebnisse des ersten Durchgangs ........................................66
Tabelle 16: Bestand 3 – Untersuchungsergebnisse des zweiten Durchgangs ......................................66
Tabelle 17: Bestand 4 – Untersuchungsergebnisse des ersten Durchgangs ........................................68
Tabelle 18: Bestand 4 – Untersuchungsergebnisse des zweiten Durchgangs ......................................68
Tabelle 19: Bestand 5 – Untersuchungsergebnisse des ersten Durchgangs ........................................69
Tabelle 20: Bestand 5 – Untersuchungsergebnisse des zweiten Durchgangs ......................................69
Tabelle 21: Bestand 6 – Untersuchungsergebnisse des ersten Durchgangs ........................................71
Tabelle 22: Bestand 6 – Untersuchungsergebnisse des zweiten Durchgangs ......................................71
Tabelle 23: Bestand 7 – Untersuchungsergebnisse des ersten Durchgangs ........................................72
Tabelle 24: Bestand 7 – Untersuchungsergebnisse des zweiten Durchgangs ......................................72
Tabelle 25: Bestand 8 – Untersuchungsergebnisse des ersten Durchgangs ........................................74
Tabelle 26: Bestand 8 – Untersuchungsergebnisse des zweiten Durchgangs ......................................74
Tabelle 27: Bestand 9 – Untersuchungsergebnisse des ersten Durchgangs ........................................75
Tabelle 28: Bestand 9 – Untersuchungsergebnisse des zweiten Durchgangs ......................................75
Tabelle 29: Bestand 10 – Untersuchungsergebnisse des ersten Durchgangs ......................................76
Tabelle 30: Bestand 10 – Untersuchungsergebnisse des zweiten Durchgangs ....................................76
Tabelle 31: Bestand 11 – Untersuchungsergebnisse des ersten Durchgangs ......................................78
Tabelle 32: Bestand 11 – Untersuchungsergebnisse des zweiten Durchgangs ....................................78
Tabelle 33: Bestand 12 – Untersuchungsergebnisse des ersten Durchgangs ......................................79
TABELLENVERZEICHNIS 143
Tabelle 34: Bestand 12 – Untersuchungsergebnisse des zweiten Durchgangs ....................................79
Tabelle 35: Ergebnisse der Umgebungsuntersuchung - Staub- gesamt ...............................................80
Tabelle 36: Ergebnisse der Umgebungsuntersuchung –Sockentupfer- Durchgang 1 und 2 .................81
Tabelle 37: Nachweishäufigkeiten/Durchgang/Bestand .........................................................................82
Tabelle 38: Nachweisraten der einzelnen Beprobungstermine -Durchgang 1- .....................................83
Tabelle 39: Nachweisraten der einzelnen Beprobungstermine -Durchgang 2- .....................................85
Tabelle 40: MRSA-Nachweis in Abhängigkeit der Tier-Herkunft ...........................................................87
Tabelle 41: MRSA-Nachweis in Abhängigkeit zur Bestandsgröße ........................................................88
Tabelle 42: MRSA-Nachweis in Abhängigkeit zum Kontakt der Schweine mit anderen Tieren ............88
Tabelle 43: MRSA-Nachweis in Abhängigkeit anderer Nutztiere auf dem Bestand ..............................89
Tabelle 44: MRSA-Nachweis in Abhängigkeit von der Umgebung (Staub) ...........................................90
Tabelle 45: MRSA-Nachweis in Abhängigkeit von der Umgebung (Sockentupfer) ...............................90
Tabelle 46: MRSA-Dynamik der Schweine (McNemar - verbundene Stichproben) ..............................90
Tabelle 47: MRSA-Nachweis in Abhängigkeit des Einsatzes von Antibiotika ........................................92
Tabelle 48: MRSA Nachweis in Abhängigkeit von antibiotischen Wirkstoffklassen...............................92
Tabelle 49: MRSA-Nachweis in Abhängigkeit von der Anzahl eingesetzter Antibiotika ........................92
Tabelle 50: MRSA Nachweis Erfolg der Maßnahmen insgesamt ..........................................................93
Tabelle 51: MRSA-Nachweis und der Einsatz von pflanzlichen und ätherischen Ölen .........................93
Tabelle 52: MRSA-Nachweis und der Einsatz von Effektiven Mikroorganismen ...................................94
Tabelle 53: MRSA-Nachweis und intensivere Reinigung und Desinfektion - Bestand 1 .......................94
Tabelle 54: MRSA-Nachweis und intensivere Reinigung und Desinfektion - Bestand 7 ......................95
Tabelle 55: MRSA-Nachweis in Abhängigkeit eines neuen Stallgebäudes - Bestand 6 .......................95
Tabelle 56: MRSA-Nachweis in Abhängigkeit eines neuen Stallgebäudes
und einer neuen Herkunft - Bestand 9 ..........................................................................96
Tabelle 57: MRSA-Nachweis in Kontrollbestand 5 ................................................................................96
Tabelle 58 : Typisierungsergebnisse ......................................................................................................97
144 ABBILDUNGSVERZEICHNIS
ABBILDUNGSVERZEICHNIS
Abbildung 1: MRSA-Komplexe und deren geschätzte Anteilsgröße am
Gesamtvolumen nach MEEMKEN et al. (2009) ................................ 18
Abbildung 2: Studienmodell des Teilprojektes „MRSA bei Mastschweinen“ ............. 35
Abbildung 3: Schweinedichte Deutschlands nach Bäurle (2006) .............................. 36
Abbildung 4: Ausgewählte Mastbestände ................................................................. 36
Abbildung 5: Untersuchungsmodell .......................................................................... 42
Abbildung 6: Nasentupferprobenentnahme ohne Fixation des Tieres ...................... 43
Abbildung 7: Nasentupferprobenentnahme seitlich ohne Fixation des Tieres .......... 43
Abbildung 8: Staubproben-entnahme ....................................................................... 44
Abbildung 9: Sockentupferproben-entnahme ........................................................... 44
Abbildung 10: Probenansatz Müller-Hinton-Bouillon ................................................ 46
Abbildung 11: Probenansatz Trypton-Soja-Bouillon ................................................. 47
Abbildung 12: Malvenfarbene MRSA Kolonien auf Selektivchromagar .................... 48
Abbildung 13: Weiß-gelbe MRSA Kolonien auf Blutagar .......................................... 48
Abbildung 14: Pipettierschema des Reaktionsvolumens .......................................... 51
Abbildung 15: Pipettierschema des Agarose-Gel ..................................................... 53
Abbildung 16: Digitale Darstellung des Agarose-Gels .............................................. 53
Abbildung 17: Vergleich der Intraherdenprävalenzen der Bestände ......................... 59
Abbildung 18: Neue Rieseldecke .............................................................................. 65
Abbildung 19: Alte Rieseldecke ................................................................................ 65
Abbildung 20: Verlauf der Sockentupferprobenergebnisse über alle Bestände ........ 81
Abbildung 21: Nachweisraten der einzelnen Beprobungstermine -Durchgang 1-..... 84
Abbildung 22: Nachweisraten der einzelnen Beprobungstermine -Durchgang 2-..... 85
Abbildung 23: MRSA-Nachweise der Nasentupfer nach Durchgängen getrennt ...... 86
Abbildung 24: MRSA-Nachweis der Nasentupfer aller Durchgänge zusammengefasst
.......................................................................................................................... 86
ANHANG 145
ANHANG
1. Herstellung von PBS-Tween 20®
Zunächst wird eine Lösung mit 1000 ml destilliertem Wasser, 8 g NaCl und 1,56 g
NaH2PO4 hergestellt. Anschließend wird der pH-Wert mit Hilfe einer 1 M
Natronlauge auf 7,0 bis 7,2 eingestellt. Nach Zugabe von 0,5 ml Tween 20 wurden
jeweils 10 ml der fertigen Lösung durch sterile Filter in verschließbare Röhrchen
abgefüllt.
2. Herstellung von Müller-Hinton-Bouillon (+ 6,5% NaCl)
Auf einer Analysewaage werden 21 g Müller-Hinton-Bouillon-Pulver und 65 g NaCl
abgewogen und zusammen in einen Erlenmeyerkolben, der mit 1000 ml H2O gefüllt
ist, überführt und anschließend 30 Minuten auf einem Magnetrührer gerührt. Die so
hergestellte Bouillon wird in gewünschter Menge in die dafür vorgesehenen
Behältnisse z.B. Reagenzgläser mit Verschlusskappe verbracht und im nächsten
Schritt autoklaviert.
3. Herstellung von Trypton-Soja-Bouillon (+ Aztreonam, Cefoxitin)
Im ersten Schritt werden 60 g Casein-Trypton-Soja-Pulver abgewogen, in einen
Erlenmeyerkolben mit 1000 ml H2O überführt und 30 Minuten auf einem
Magnetrührer gerührt. Danach wird die Bouillon im Erlenmeyerkolben autoklaviert.
Im zweiten Schritt werden 3,5 mg Cefoxitin und 75 mg Aztreonam auf einer
Analysewaage abgewogen und zu der erkalteten, autoklavierten Trypton-Soja-
Bouillon gegeben und für 30 min auf einem Magnetrührer gerührt. Im Anschluss wird
die fertige Bouillon in gewünschter Menge mit Hilfe einer sterilen Dispensette in
sterile Röhrchen unter einer Lamina Flow Werkbank gefüllt.
4. Herstellung des Oxidase-Reagenz für den Oxidasetest
Das Oxidase-Reagenz besteht aus 5%igem TMPD (N,N,N,N-Tetramethyl-p-
phenylenediamine dihydrochloride, Fluka, Sigma-Aldrich, Steinheim). Hierzu wird
146 ANHANG
0,5 g TMPD-Pulver in 10 ml destilliertem Wasser gelöst. TMPD wird unmittelbar
dunkel und kühl gelagert, da das Reagenz lichtempfindlich ist.
5. Herstellung von Tris-EDTA-Puffer
Eine Menge von 1 ml von 1 M Tris HCl mit einem pH-Wert von 8,0 wird zu 200 µl von
0,5 M EDTA mit einem pH-Wert von 8,0 pipettiert und anschließend mit Wasser auf
100 ml aufgefüllt. Der so entstandene Tris-EDTA-Puffer wird nun durch einen sterilen
Filter in ein gewünschtes, steriles Reagenzgefäß überführt.
6. Herstellung von Lysispuffer Tris-HCl pH 8,5
Die Menge von 1,214 g 0,1-molarem Tris-HCl wird in ca. 50 ml LiChrosolv gelöst und
mit 1-molarer HCl-Lösung auf einen pH-Wert von 8,5 eingestellt. Anschließend
werden 50 µl Tween 20 (0,05%), 24 mg Proteinkinase K und 500 mg N-Acetyl-L-
Cystein darin gelöst und mit LiChrosolv auf 100 ml aufgefüllt. Der Puffer wird nun
gefiltert, in ein gewünschtes, steriles Reagenzgefäß überführt und bei 6+/-4 °C
gelagert. Vor jedem Gebrauch ist der Puffer auf Kontaminationen zu prüfen.
7. Herstellung des Gelladepuffers
Es werden 0,025 g Bromphenol blau (Merck, Darmstadt) in 5 ml Glycerol anhydrous
(Fluka, Sigma-Aldrich, Steinheim) gelöst und mit 10 ml destilliertem Wasser
verdünnt. Anschließend wurde der Puffer in ein Gefäß überführt und kühl gelagert.
8. Herstellung eines 1,5%igen Agarosegels
Auf einer Analysewaage werden 3 g Agarose NEEO in einen 200 ml
Erlenmeyerkolben eingewogen. In einem 200 ml Standzylinder werden 20 ml TAE-
Puffer und 180 ml destilliertes Wasser abgemessen und in den Erlenmeyerkolben mit
der Agarose gegeben. Das Lösen der Agarose erfolgt nun auf einem Magnetrührer
für 60 Minuten bei 100 °C. Im Anschluss wird der flüssige Agar vorsichtig unter
fließendem, kalten Wasser abgekühlt und noch flüssig, blasenfrei auf einen
Gelträger, der zuvor mit einem 26iger Kamm besetzt 30 Minuten in einem
ANHANG 147
Kühlschrank stand, gegossen. Es folgt eine weitere Abkühlphase des beladenen
Gelträgers in einem Kühlschrank bei 6°C für 30 Minuten.
9. Projekt-übergreifender Fragebogen
MRSA-Verbundprojekt
Bestandstyp: □ Zuchtsauenerzeuger
□ Ferkelerzeuger
□ Ferkelaufzucht
□ Mastbestand
Ferkel aus eigener Aufzucht
Ferkel aus nur einer Herkunft
Ferkel aus mehreren ( ) Herkünften (getrennte Haltung)
Ferkel aus mehreren ( ) Herkünften (Durchmischung)
Qualitätsmanagementsystem: □ ja,
□ nein
Lageplan: □ vorhanden
Gesamtkapazität:
Tierhaltung:
Aufstallung Deckzentrum Wartestall Abferkelstall Ferkelaufzucht Mast
Innerbetriebliche
Bezeichnung der Ställe
Baujahr der Ställe Inbetriebnahme (Jahr) Anzahl der Ställe Tierplätze/Stall Tiere/Bucht Belegdichte
(gering/mittel/hoch) □ g □ m □ h □ g □ m □ h □ g □ m □ h □ g □ m □ h □ g □ m □ h
Belegdichte Soll >1,4 m²/Tier >2-2,5 m²/Tier 1,3m²/Sau >0,35m²/Tier >0,75m²/Tier
Kontinuierliche Belegung? □ □ □ □ □
Rein-Raus?
Abteil □ □ □ □ □
Stall □ □ □ □ □
Bestand □ □ □ □ □
Auslauf? □ □ □ □ □
Sonstiges
148 ANHANG
Böden Deckzentrum Wartestall Abferkelstall Ferkelaufzucht Mast
Spalten □ Voll □ Teil □ Voll □ Teil □ Voll □ Teil □ Voll □ Teil □ Voll □ Teil
Planbefestigt □ □ □ □ □
Zustand
(gut/mäßig/schlecht) □ g □ m □ s □ g □ m □ s □ g □ m □ s □ g □ m □ s □ g □ m □ s
Sauberkeit
(gut/mäßig/schlecht) □ g □ m □ s □ g □ m □ s □ g □ m □ s □ g □ m □ s □ g □ m □ s
Material
Sonstiges
Einstreu Deckzentrum Wartestall Abferkelstall Ferkelaufzucht Mast
Art ohne/Stroh
□ ohne □ Stroh □ ohne □ Stroh □ ohne □ Stroh □ ohne □ Stroh □ ohne □ Stroh Sonstiges
Herkunft (eigen/fremd) □ eigen □ fremd □ eigen □ fremd □ eigen □ fremd □ eigen □ fremd □ eigen □ fremd
Lagerung □ innen □ außen □ innen □ außen □ innen □ außen □ innen □ außen □ innen □ außen
Sonstiges
Gülle/Mist/Jauche Deckzentrum Wartestall Abferkelstall Ferkelaufzucht Mast
Lagerung innen/außen □ innen □ außen □ innen □ außen □ innen □ außen □ innen □ außen □ innen □ außen
Lager-
stätten
betonierte
Platte □ □ □ □ □
Behälter-
Lagune □ □ □ □ □
Biogasanlage □ □ □ □ □
Entleerun
g
nach der
Ausstallung □ □ □ □ □
während der
Haltung □ □ □ □ □
Sonstiges
Lüftung/Heizung Deckzentrum Wartestall Abferkelstall Ferkelaufzucht Mast
Art
Überdruck □ □ □ □ □
Gleichdruck □ □ □ □ □
Unterdruck □ □ □ □ □
Zuluft
Unterflur □ □ □ □ □
Schläuche □ □ □ □ □
Kanäle □ □ □ □ □
Rieseldecke □ □ □ □ □
Klappe □ □ □ □ □
Gang □ □ □ □ □
Luftqualität
(gut/mäßig/schlecht) □ g □ m □ s □ g □ m □ s □ g □ m □ s □ g □ m □ s □ g □ m □ s
Heizung
Wärmetauscher □ □ □ □ □
Wärmelampe □ □ □ □ □
Plattenheizung □ □ □ □ □
ANHANG 149
Deltarohre □ □ □ □ □
Deckel □ □ □ □ □
Gaskanone □ □ □ □ □
Stroh □ □ □ □ □
Sonstiges
Fütterung Deckzentrum Wartestall Abferkelstall Ferkelaufzucht Mast
rationiert/ad libitum □ rat. □ ad lib. □ rat. □ ad lib. □ rat. □ ad lib. □ rat. □ ad lib. □ rat. □ ad lib.
Trogfütterung □ trocken □ flüssig □ trocken □ flüssig □ trocken □ flüssig □ trocken □ flüssig □ trocken □ flüssig
Automatenfütterung □ trocken □ flüssig □ trocken □ flüssig □ trocken □ flüssig □ trocken □ flüssig □ trocken □ flüssig
Breiautomat □ □ □ □ □
Art des
Futters
Mehl □ □ □ □ □
Granulat □ □ □ □ □
Pellet □ □ □ □ □
CCM □ □ □ □ □
Molke □ □ □ □ □
Herkunft betriebseigen
□ □ □ □ □ zugekauft
□ □ □ □ □ Futterzusätze
Sonstiges
Wasserversorgung Deckzentrum Wartestall Abferkelstall Ferkelaufzucht Mast
Stadtwasser/ Brunnen □ Stadt □ Brunnen □ Stadt □ Brunnen □ Stadt □ Brunnen □ Stadt □ Brunnen □ Stadt □ Brunnen
Art der
Tränke
Nippeltränken □ □ □ □ □
Napftränken □ □ □ □ □
Trog □ □ □ □ □
Vorlaufbehälter? □ □ □ □ □
Sonstiges
Reinigung Deckzentrum Wartestall Abferkelstall Ferkelaufzucht Mast
Buchten/Spalten
(regelmäßig/gelegentlich/nie) □ rglm □ gel □ nie □ rglm □ gel □ nie □ rglm □ gel □ nie □ rglm □ gel □ nie □ rglm □ gel □ nie
Rampen/Treibwege □ rglm □ gel □ nie □ rglm □ gel □ nie □ rglm □ gel □ nie □ rglm □ gel □ nie □ rglm □ gel □ nie
Wände/Decken □ rglm □ gel □ nie □ rglm □ gel □ nie □ rglm □ gel □ nie □ rglm □ gel □ nie □ rglm □ gel □ nie
Wie?
Hochdruckreiniger □ □ □ □ □
Wasserschlauch □ □ □ □ □
Sonstiges Einweichen?
□ ja □ nein □ ja □ nein □ ja □ nein □ ja □ nein □ ja □ nein Gelangt Reinigungsnebel
in die Zuluft anderer
Abteile? □ ja □ nein □ ja □ nein □ ja □ nein □ ja □ nein □ ja □ nein
Leitungsreinigung □ Futter □ H2O □ Futter □ H2O □ Futter □ H2O □ Futter □ H2O □ Futter □ H2O
Sonstiges
Desinfektion Deckzentrum Wartestall Abferkelstall Ferkelaufzucht Mast
150 ANHANG
Durchführung □ rglm □ gel □ nie □ rglm □ gel □ nie □ rglm □ gel □ nie □ rglm □ gel □ nie □ rglm □ gel □ nie
Abtrocknung nach
Reinigung □ ja □ nein □ ja □ nein □ ja □ nein □ ja □ nein □ ja □ nein
Einwirkzeit Mittel (Wirkstoffe) Schädlingsbekämpfung Deckzentrum Wartestall Abferkelstall Ferkelaufzucht Mast
Schadnagerbefall
(gering/mittel/hoch) □ g □ m □ h □ g □ m □ h □ g □ m □ h □ g □ m □ h □ g □ m □ h
Fliegenbefall
(gering/mittel/hoch) □ g □ m □ h □ g □ m □ h □ g □ m □ h □ g □ m □ h □ g □ m □ h
Bekämpfung □ rglm □ gel □ nie □ rglm □ gel □ nie □ rglm □ gel □ nie □ rglm □ gel □ nie □ rglm □ gel □ nie
Firma beauftragt? □ ja □ nein
Sonstiges
Hygiene
Wer hat Zutritt? □ Betriebsleiter □ Angehörige □ Sonstige
Wie oft? (am Tag) □ 1x □ 2x □mehr □ 1x □ 2x □mehr □ 1x □ 2x □mehr
Kontakt zu anderen
Tieren? □ ja □ nein □ ja □ nein □ ja □ nein
Wenn ja, welche?
Schutzkleidung
vorhanden? □ Overalls □ Stiefel getrennt nach Ställen? □ ja □ nein
Werden sie konsequent
genutzt? □ ja □ nein
Ist eine Hygieneschleuse
vorhanden? □ ja □ nein
Dusche? □ ja □ nein
Desinfektion vor einzelnen Ställen? □ ja □ nein
Sonstige
Schutzvorkehrungen?
□ Umzäunung der Anlage □ abschließbare Türen □ Stiefelreinigung
□ Stiefeldesinfektion □ Ladezone schwarz/weiß-Bereich
Desinfektion vor den
einzelnen Ställen? □ ja □ nein □ ja □ nein □ ja □ nein □ ja □ nein □ ja □ nein
Arbeitsablauf vorhanden?
(zw. Ställen) □ ja □ nein
Wie? (Reihenfolge 1-5) Deckzentrum Wartestall Abferkelstall Ferkelaufzucht Mast
Ställe-übergreifendes
Equipment ohne jeweilige
Desinfektion?
□ Waage □ Futterwagen □ Ferkelwagen □ Reinigungsequipment
□ Treibbretter □ Schlinge □ Spritzpistolen o.ä. □ Kennzeichnungsstifte
□ Werkzeug □ Ohrmarkenzange □ sonstige
Sind folgende
Einrichtungen vorhanden? □ Krankenstall □ Quarantänestall □ Kadaververwahrung
Krankenstall □ isoliert □ teilweise isoliert (Abteil) □ Krankenbuchten
Ablauf der
ANHANG 151
Kadaverbeseitigung
Sonstiges
Kontakt
Schwein/Schwein Deckzentrum Wartestall Abferkelstall Ferkelaufzucht Mast
aus verschiedenen Ställen □ ja □ nein □ ja □ nein □ ja □ nein □ ja □ nein □ ja □ nein
aus verschiedenen
Abteilen □ ja □ nein □ ja □ nein □ ja □ nein □ ja □ nein □ ja □ nein
Sonstiges
Kontakt Schwein/andere Tiere
andere Tiere auf dem
Betrieb?
□ Rinder □ Geflügel □ Pferde □ Schafe/Ziegen
□ Kaninchen □ Hund(e) □ Katze(n) □ sonstige
Kontakt zu Wild? □ ja □ nein
Vögel? □ ja □ nein
Haben die anderen Tiere
Zugang zu den Ställen?
Deckzentrum Wartestall Abferkelstall Ferkelaufzucht Mast
□ ja □ nein □ ja □ nein □ ja □ nein □ ja □ nein □ ja □ nein
Wenn ja, welche Tiere?
Sonstiges
Liegen im Umkreis
andere Tierbestände □ ja □ nein
Wenn ja, welche?
(in einem Umkreis von ca.
1 km)
□ Schweine □ Freiland □ Mast □ Zucht
□ Rinder □ Geflügel □ Pferde □ Schafe/Ziegen □ sonstige
andere Einrichtungen in
einem Umkreis von
ca. 1 km?
□ TKBA □ Schlachthof □ Zerlege/Verarbeitungsbetrieb □ Mülldeponie
□ Biogasanlage □ Kläranlage □ Krankenhaus □ Altenheim
□ Ackerflächen □ Wald
Geographische
Besonderheiten?
Sonstiges Bestandsdaten
Mortalität (Jahresdurchschnitt)
Mastdauer, Mastleistung
Durchschnittliches Schlachtgewicht
Geborene Ferkel/ Sau und Jahr
Abgesetzte Ferkel/ Sau und Jahr
Säugezeit in Tagen
Ferkelsterblichkeit in %
152 ANHANG
Behandlungen/Impfungen Art Zeitpunkt
Behandlung bei Einstallung?
Regelmäßige Behandlungen
während des Durchgangs?
Impfungen
Sau
Ferkel
Mastschwein
Antiparasitäre Behandlungen
Umgang mit Kümmerern?
(Separate Haltung, Umgruppierung,
Euthanasie)
Wirkstoff Abk. Wirkstoff Abk. Wirkstoff Abk.
Ampicillin AMP Erythromycin ERY Spiramycin SPI
Amoxicillin AMX Florfenicol FLO Sulfonamide SUL
Apramycin APR Flumequin FMQ Tetracycline
(inkl. CTC,OTC) TET
Cefquinon CEQ Gentamicin GEN Tilmicosin TIL
Ceftiofur CEF Kanamycin KAN Tylosin TYL
Colistin COL Lincomycin LIN Tiamulin TIA
Enrofloxacin ENR Neomycin NEO Trimetoprim TRI
Andere Fluorchinolone FLU Spektinomycin SPC Trimetoprim-Sulfonamide TSX
DANKSAGUNG 153
DANKSAGUNG
Mein besonderer Dank gilt Herrn Prof. Dr. Thomas Blaha für die Überlassung des
interessanten Themas und die herzliche Betreuung sowie für das Vertrauen und den
mir stets gewährten Freiraum in meinem Tun und Wirken.
Dr. Diana Meemken danke ich ganz besonders herzlich für die Hilfe, die Geduld, die
vielen Ratschläge, Korrekturen, das „immer offene Ohr“ und ihre Freundschaft.
Mein größter Dank gilt Andrea Kames für ihre immerwährende Unterstützung und
ihre Freundschaft in sämtlichen Phasen meines Lebens; und natürlich auch für das
Korrekturlesen!
Außerdem möchte ich mich bei allen Mitarbeitern der Außenstelle für Epidemiologie
in Bakum bedanken, im Besonderen bei Labor 4 und Mechthild Sieve für die
Unterstützung bei der Probenbearbeitung.
Claudia Fischer danke ich herzlichst für die gute Laune, ihre Unterstützung in
jeglicher Hinsicht und ihre Freundschaft.
Meinem Mit-MRSAler Lars Meyer möchte ich ganz herzlich danken für die Hilfe, den
Einsatz und den stets bereit gehaltenen Optimismus. Verena Gotter danke ich für
Ihre immerwährende Bereitschaft zur Hilfe und ihre Freundschaft! Christina Planz,
Stefanie Döhring, Henrike Wöste, Ulrike Heine, Susanne Fischer, Dr. Juliane
Nobmann, Dr. Miriam Ostmeier, und Dr. Johanna Meyer-Hamme danke ich für die
schöne Zeit in Bakum als Doktores in spe.
Ein weiteres Dankeschön geht an Maria und Bernd Ostendorf, die weit mehr als nur
Vermieter in den letzten zwei Jahren für mich waren.
Ein großer, lieber Dank geht an meine Eltern, Marga und Walter Brockers, für ihre
Unterstützung und ihr Vertrauen in mich.
