Untersuchungen zur Praxistauglichkeit eines modifizierten ... · Biologischen Frühwarnsystem...

Hochschule für Angewandte Wissenschaften Hamburg Hamburg University of Applied Sciences

Fakultät Life Sciences

Untersuchungen zur Praxistauglichkeit eines Untersuchungen zur Praxistauglichkeit eines modifizierten Algentoximeters modifizierten Algentoximeters

Bachelorarbeit Bachelorarbeit im Studiengang Umwelttechnik im Studiengang Umwelttechnik

vorgelegt von vorgelegt von

Henning Herrmann Henning Herrmann

Hamburg Hamburg 25. Mai 2009 25. Mai 2009

Gutachterinnen: Gutachterinnen:

Prof. Dr. S. Töfke (Hochschule für Angewandte Wissenschaften, Hamburg) Prof. Dr. S. Töfke (Hochschule für Angewandte Wissenschaften, Hamburg)

Dr. B. Baier (Institut für Hygiene und Umwelt, Hamburg) Dr. B. Baier (Institut für Hygiene und Umwelt, Hamburg)

Die vorliegende Bachelorarbeit wurde am Institut für Hygiene und Umwelt der Freien

und Hansestadt Hamburg unter Betreuung von Dipl.‐Ing. Michael Lechelt erstellt.

Institut für Hygiene und Umwelt Bereich Umweltuntersuchungen Abteilung Wasseruntersuchungen Wassergütemessnetz Marckmannstraße 129 b 20539 Hamburg Tel.: 040 / 42845 3869

Vom Tier in Hamburgs Wasserrohr,

Da kommen 16 Arten vor:

Ein Neunaug´, Stichling und ein Aal,

Drei Würmer leben in dem Strahl,

Drei Muscheln und drei träge Schnecken,

Sich mit den muntern Asseln necken.

Ein Schwamm, ein Moostier, ein Polyp,

Die dringen lustig durch das Sieb.

An toten Tieren kommen raus

Der Hund, die Katze und die Maus;

Noch nicht gefunden sind, Malheur,

Der Architekt und Ingenieur!

(Hamburger Spottgedicht, Ende 19. Jhdt.; zitiert nach EVANS 1996)

Ich danke Prof. Dr. Susanne Töfke für die wissenschaftliche Begleitung der Arbeit, die zahlreichen wertvollen Anregungen und die konstruktive Kritik.

Dr. Beate Baier für die wissenschaftliche Begleitung der Arbeit, die ausführlichen Diskussionen, die wichtigen Anregungen sowie das sorgfältige Korrigieren.

Dipl.‐Ing. Michael Lechelt für die engagierte Betreuung der Arbeit, die vielfältige fachliche Unterstützung und die kritischen Diskussionen.

Petra Möller für die detaillierte Einführung in die praktische Arbeit mit den Algentoximetern, die großzügige Unterstützung und angenehme Zusammenarbeit.

allen weiteren Mitarbeiterinnen und Mitarbeitern des Wassergütemessnetzes Dipl.‐Ing. Stephan Anke, Dipl.‐Ing. Werner Blohm, Heiko Ehrlich, Dipl.‐Ing. Peter Fuchs‐Holm, Manuela Koziol, Yvonne Speth sowie der Praktikantin Olivia Thiess, die durch praktische Unterstützung, große Hilfsbereitschaft sowie das gute Arbeitsklima zum Gelingen der Arbeit beitrugen.

den Mitarbeiterinnen und Mitarbeitern der Abteilung Wasseruntersuchungen, insbesondere Dipl.‐Biol. Robert Dannenberg, Diana Keitel, Dilip Lengning, Kornelia Lohmann, Dr. Udo Rohweder, Dieter Rux und Dr. Birgitt Schumacher für viele hilfreiche Informationen und die freundliche Unterstützung.

Dr. Florian Schulz und der Firma bbe‐Moldaenke für die ausführlichen Gespräche und Informationen zum Algentoximeter.

Regine Müller für die geduldige Begleitung, die zahlreichen Diskussionen und die kulinarischen Genüsse.

der Hans‐Böckler‐Stiftung und dort insbesondere Dr. Irmgard Kucharzewski und Dagmar Jans für die materielle Unterstützung, die Möglichkeit an diversen Fortbildungs‐Angeboten teilzunehmen sowie die engagierte persönliche Betreuung.

Inhaltsverzeichnis

1. Einleitung und Zielsetzung……………………………………………………………………………... 7

2. Theoretische Grundlagen………………………………………………………………….…………….. 9

2.1 Wassergütemessnetz und Biologisches Frühwarnsystem……………………………….. 9

2.2 Biotestverfahren………………………………………………………………………………………. 11

2.2.1 Statische Biotests……………………………………………………………………………….. 12

2.2.2 Kontinuierliche Biotestverfahren………………………………………………………… 13

2.3 Pflanzenschutzmittel als Gewässerschadstoffe……………………………………………. 16

2.3.1 Pflanzenschutzmittel…………………………………………………………………………. 16

2.3.2 Herbizide…………………………………………………………………………………………. 18

2.4 Bioindikator Chlorella vulgaris………………………………………………………………….. 21

2.5 Fluoreszenz und Photosynthese………………………………………………………………… 23

3. Material und Methoden………………………………………………………………………………… 27

3.1 Algentoximeter der Firma bbe‐Moldaenke…………………………………………………. 27

3.1.1 Technischer Aufbau…………………………………………………………………………... 27

3.1.2 Messprinzip……………………………………………………………………………..………. 29

3.1.3 Messzyklus………………………………………………………………………………………. 35

3.1.4 Messgrößen……………………………………………………………………………………… 36

3.1.5 Einflussgrößen und Sensitivität………………………………………………………….. 37

3.1.6 Wartung…………………………………………………………………………………………... 39

3.2 Eingesetzte Gerätetypen…………………………………………………………………………… 40

3.3 Untersuchung der Modifikationen…………………………………………………………….. 40

3.4 Vergleich der Sensitivität………………………………………………………………………….. 41

3.4.1 Signal/Rausch‐Verhältnis…………………………………………………………………… 41

3.4.2 Nachweis‐ und Bestimmungsgrenze…………………………………………………… 47

3.4.3 Referenzgiftmessung…………………………………………………………………………. 48

4. Untersuchungsergebnisse……………………………………………………………………………… 53

4.1 Bewertung der Modifikationen…………………………………………………………………. 53

4.1.1 Messdatenverlauf………………………………………..………………...………………….. 53

4.1.2 Messdatenqualität bei der Chlorophyllmessung…………………………………… 57

4.1.3 Wartungsaufwand…………………………………………………………………..………… 60

4.1.4 Auswirkungen der Modifikationen auf den Messzyklus……………………….. 61

4.1.5 Zusammenfassende Bewertung der Modifikationen……………………………... 64

Inhaltsverzeichnis

6

4.2 Bewertung der Sensitivität……………………………………………………………………….. 65

4.2.1 Signal/Rausch‐Verhältnis…………………………………………………………………… 65

4.2.2 Nachweis‐ und Bestimmungsgrenze…………………………………………………… 67

4.2.3 Referenzgiftmessungen……………………………………………………………………... 68

4.2.4 Zusammenfassende Bewertung der Sensitivität…………………………………… 70

5. Diskussion…………………………………………………………………………………………………… 72

6. Zusammenfassung……………………………………………………………………………………….. 75

Abkürzungsverzeichnis……………………………………………………………………………………. 77

Darstellungsverzeichnis…………………………………………………………………………………… 79

Literaturverzeichnis…………………………………………………………………………………………. 81

Anhangverzeichnis………………………………………………………………………………………….. 86

Anhang…………………………………………………………………………………………………………… 87

1. Einleitung und Zielsetzung

Oberflächengewässer unterliegen zahlreichen anthropogenen Einflüssen, welche die

Gewässerqualität beeinträchtigen. In der Studie „Die Wasserrahmenrichtlinie ‐Ergeb‐

nisse der Bestandsaufnahme in Deutschland“ [BMU 2005] wird davon ausgegangen,

dass 60 % der Oberflächengewässer in Deutschland das angestrebte Ziel eines guten

ökologischen Zustands bis zum Jahr 2015 verfehlen. Für weitere 26 % der Gewässer ist

die Zielerreichung unsicher. Hauptverantwortlich hierfür sind die starken hydro‐

morphologischen Eingriffe (z. B. mangelnde Durchgängigkeit der Fliessgewässer) und

die hohen Nährstoff‐ und Pflanzenschutzmitteleinträge aus der Landwirtschaft. Ferner

gefährden Sickerwässer aus Deponien und ehemaligen Industrieanlagen die Gewässer

[BMU 2005]. In deutlich geringerem Umfang als noch vor zwei Jahrzehnten tragen die

Schadstofffrachten der Abwassereinleitungen aus Industrie und Kommunen zur

Gewässerverunreinigung bei [UBA 2005].

Darüber hinaus gefährden plötzlich auftretende Gewässerverunreinigungen durch

Unfälle in Industriebetrieben, Schiffshavarien oder illegale Einleitungen aquatische

Ökosysteme und Süßwasserressourcen. Um die akut‐toxischen Wirkungen der in das

Gewässer gelangten Schadstoffe detektieren zu können, ist eine kontinuierliche

Gewässerüberwachung notwendig. Seit den 1980er Jahren werden zu diesem Zweck

kontinuierliche Biotestverfahren eingesetzt. Hierbei werden Testorganismen

(Bioindikatoren) kontinuierlich oder semi‐kontinuierlich den Proben des zu unter‐

suchenden Gewässers ausgesetzt. Aus der Bewertung von Verhaltensparametern oder

stoffwechselphysiologischen Reaktionen der Bioindikatoren können Rückschlüsse auf

toxische Substanzen im Gewässer gezogen werden. Über ein automatisches Alarm‐

system ist es möglich, Schutzmaßnahmen zeitnah einzuleiten [LAWA 1996].

Die kontinuierliche Gewässerüberwachung erfolgt in Hamburg durch die Mess‐

stationen des Wassergütemessnetzes (WGMN), welches vom Institut für Hygiene und

Umwelt betrieben wird. In drei Messstationen werden Algentoximeter der Firma bbe‐

Moldaenke 1 (im Folgenden Algentoximeter genannt) zusammen mit je einem weiteren

Biotestverfahren als Biologisches Frühwarnsystem eingesetzt. In den Algentoximetern

werden Grünalgen als Bioindikatoren verwendet. Die Bewertung einer Gewässerprobe

erfolgt über die Messung der Photosyntheseaktivität der Algen. Die Grünalgen

reagieren auf diverse toxische Substanzen, wie z. B. Cyanide und Schwermetalle, mit

einer Hemmung der Photosyntheseleistung. Eine besonders hohe Sensitivität besitzen

Grünalgen gegenüber Pflanzenschutzmitteln aus der Gruppe der Herbizide.

1 bbe ‐ biological biophysical engineering

Einleitung und Zielsetzung

8

Das Algentoximeter wurde Mitte der 1990er Jahre für den Einsatz in automatischen

Messstationen an Oberflächengewässern entwickelt. Im Hamburger WGMN wurden

1996 drei Algentoximeter in Betrieb genommen und seit dem Jahr 2001 durch drei

Nachfolgemodelle ersetzt.

Im Stationsbetrieb erwiesen sich diese drei Algentoximeter als störanfällig. Die

Qualität der Messdaten wurde durch wiederkehrende Störungen verringert und der

Wartungsaufwand der Algentoximeter war hoch. Um diese Probleme zu beseitigen,

entwickelte der Hersteller in Zusammenarbeit mit dem Betreiber des Hamburger

WGMN ein modifiziertes Algentoximeter. Von den drei herkömmlichen Algentoxi‐

metern des WGMN wurden seit dem Jahr 2007 zwei Geräte modifiziert.

Ziel der vorliegenden Arbeit ist es, die Praxistauglichkeit der modifizierten Algen‐

toximeter zu untersuchen und die durchgeführten Modifikationen zu bewerten. Dies

soll im Rahmen eines Vergleichs mit dem herkömmlichen Algentoximeter geschehen.

Im Mittelpunkt des ersten Untersuchungsteils steht die Frage, ob die beim herkömm‐

lichen Algentoximeter aufgetretenen Störungen und die dadurch eingeschränkte

Messdatenqualität durch die Modifikationen beseitigt werden konnten. Darüber

hinaus soll überprüft werden, inwieweit der hohe Wartungsaufwand verringert

wurde. Da die Modifikationen einen erheblich veränderten Messzyklus zur Folge

hatten, sollen außerdem die Messzyklen der beiden Gerätetypen analysiert werden.

Im zweiten Teil der Untersuchung soll die Sensitivität der beiden Gerätetypen

verglichen werden. Hierbei soll analysiert werden, ob die Modifikationen die Empfind‐

lichkeit, mit der Schadstoffe im Gewässer detektiert werden, beeinflussen. Für die

Beurteilung der Algentoximeter im Hinblick auf die Qualität der Messergebnisse ist

der Sensitivitätsvergleich somit von zentraler Bedeutung. Die Untersuchung soll

sowohl anhand von Messdaten aus der Datenbank des WGMN als auch durch

Messungen in den Stationen mit zwei ausgewählten Herbiziden durchgeführt werden.

Für einen effizienten Schutz aquatischer Ökosysteme und Süßwasserressourcen bildet

die beständige Optimierung der Biotestverfahren eine wichtige Voraussetzung. Die

vorliegende „Untersuchung zur Praxistauglichkeit eines modifizierten Algentoxi‐

meters“ soll hierzu einen Beitrag leisten.

2. Theoretische Grundlagen

2.1 Wassergütemessnetz und Biologisches Frühwarnsystem

Die Hamburger Gewässer sind wertvolle aquatische Ökosysteme und gleichzeitig

vielfältigen anthropogenen Einflüssen ausgesetzt. Belastungen der Gewässer resul‐

tieren einerseits aus ihrer Funktion, Orte der Erholung und Freizeitgestaltung zu sein,

andererseits aus den intensiven wirtschaftlichen Nutzungen durch Industrie und

Schifffahrt. Störfälle in Industriebetrieben, Schiffshavarien, Verkehrsunfälle mit

Gefahrguttransporten sowie Einträge von Pflanzenschutzmitteln stellen dabei ein

erhebliches Gefährdungspotential dar.

Im Jahr 1988 wurden in Hamburg die bereits bestehenden Messstationen an den

wichtigsten Fliessgewässern zu einem Wassergütemessnetz (WGMN) zusammen‐

gefasst und ausgebaut [HU 2004]. Ebenso wie der Ausbau von Messstationen in

anderen Bundesländern war dies eine Konsequenz aus dem Großbrand im Chemie‐

werk der Sandoz AG in Schweizerhalle bei Basel. Dort waren am 01.11.1986 mit dem

Löschwasser 10‐40 Tonnen Pestizide in den Rhein gelangt und verursachten auf

mehreren hundert Flusskilometern ein massenhaftes Sterben von Fischen und weiteren

Wasserorganismen. Die Wasserentnahme entlang des Rheins musste in zahlreichen

Trinkwasserwerken eingestellt werden [FENT 2007].

Mit der kontinuierlichen Gewässerüberwachung leistet das Hamburger Wassergüte‐

messnetz einen wichtigen Beitrag zum Schutz der aquatischen Ökosysteme und der

natürlichen Ressource Wasser. Die Messdatenerfassung bildet die Basis für eine

Beurteilung kurz‐ und langfristiger Veränderungen der Gewässerqualität und damit

auch eine fundierte Entscheidungsgrundlage für wasserrechtliche Maßnahmen. Das

WGMN dient darüber hinaus der Früherkennung von Schadstoffbelastungen und der

Abschätzung des Gefahrenpotentials. Durch ein automatisches Alarmsystem in den

Messstationen können kurzfristig die Nutzer des Gewässers informiert und Maß‐

nahmen zur Schadensbegrenzung eingeleitet werden. Das Wassergütemessnetz dient

damit auch der Erfüllung der Anforderungen der Wasserrahmenrichtlinie 2000/60/EG

[WRRL 2000]. In Artikel 11 (3) l) der WRRL werden geeignete Maßnahmen zur Minde‐

rung bzw. Vorbeugung vor den Folgen von unerwarteten Verschmutzungen gefordert.

Gleichzeitig hat die kontinuierliche Gewässergüteüberwachung präventiven Charakter

hinsichtlich illegaler Einleitungen und dient der Beweissicherung bei Gewässer‐

verschmutzungen [HU 2008a].

Das Hamburger Wassergütemessnetz umfasst zurzeit zehn Messstationen sowie die

Messnetzzentrale im Institut für Hygiene und Umwelt (HU) (Abb. 1). Die automa‐

Theoretische Grundlagen

10

tischen Messstationen sind entweder in Containern auf Pontonanlagen oder in festen

Gebäuden am Ufer untergebracht. Drei Stationen befinden sich an der Elbe. Sie

gewährleisten eine Überwachung der Schifffahrtstrasse sowie des Hafens im Hinblick

auf außergewöhnliche Veränderungen im Gewässer. Die Stationen Seemannshöft und

Bunthaus sind darüber hinaus Teil des länderübergreifenden Messprogramms der

Internationalen Kommission zum Schutz der Elbe (IKSE). An der Alster und deren

wichtigsten Nebenflüssen liegen sechs weitere Messstationen. Für Wassersport‐

veranstaltungen auf der Binnen‐ und Außenalster liefert die Station Lombardsbrücke

aktuelle Daten. Besondere Bedeutung hat die Station Fischerhof an der Bille im

Hinblick auf die Trinkwasserversorgung der Hansestadt. Die Bille speist das

Grabensystem des Wassergewinnungsgebiets Curslack/Altengamme, in dem

Hamburgs größtes Wasserwerk oberflächennahes Grundwasser fördert. Bei einem

Toxizitätsalarm in der Station Fischerhof wird die Wassereinspeisung gestoppt, um

eine Schadstoffbelastung des Grundwassers zu verhindern [HU 2006; BSU 2006].

Abb. 1: Messstationen des Wassergütemessnetzes Hamburg. Die grün‐ hinterlegten Stationen sind neben dem Grundmessprogramm auch mit dem Biologischen Frühwarnsystem ausgestattet [Grafik: HU].

Im Rahmen des sogenannten „Grundmessprogramms“ werden an allen Messstationen

die chemisch‐physikalischen Parameter Sauerstoffgehalt, pH‐Wert, Leitfähigkeit,

Trübung und Temperatur kontinuierlich erfasst. Darüber hinaus werden an einigen


11

Stationen zusätzliche Messungen durchgeführt. Hierzu zählen die Bestimmung der

Chlorophyll‐Konzentration, der UV‐Absorption sowie die Erfassung von Ölver‐

schmutzungen [HU 2008a].

An den besonders wichtigen Stationen des WGMN wird das Messprogramm durch ein

Biologisches Frühwarnsystem (BFWS) ergänzt (Abb. 1, grün‐hinterlegte Stationen).

Dort werden kontinuierlich und semi‐kontinuierlich arbeitende Biotestgeräte

(vgl. 2.2.2) eingesetzt, die mit Hilfe von Wasserorganismen plötzlich auftretende,

toxische Wirkungen von Wasserinhaltsstoffen detektieren können. Dieses biologische

Effektmonitoring erfolgt in Hamburg mit der Grünalge Chlorella vulgaris (vgl. 2.4) und

dem „Wasserfloh“ (Cladocera) Daphnia magna. Die Stationen mit BFWS sind zusätzlich

mit automatischen Probenehmern ausgestattet. Bei Auslösung eines Toxizitätsalarms

werden zeitnah Wasserproben genommen und anschließend im Labor biologisch und

chemisch analysiert. Durch eine gemeinsame Bewertung von Stationsdaten und

Ergebnissen der Labor‐Analysen können Rückschlüsse auf eine mögliche Schädigung

der Gewässerbiozönose gezogen werden. Gelingt eine Identifizierung der Schadstoffe

im Labor, dient dies auch der Beweissicherung und kann zur Ermittlung des

Verursachers der Gewässerverschmutzung beitragen [HU 2008a].

Die Messdaten werden in den Stationen im Abstand von zehn Minuten von

Stationsrechnern erfasst und zwischengespeichert. Die Weiterleitung der Daten und

Alarmmeldungen erfolgt via ISDN‐Leitung an den Zentralrechner in der Messnetz‐

zentrale. Dort werden die Daten gesammelt und bewertet. Die Alarmmeldungen

werden automatisch per Mail oder SMS an die zuständigen Mitarbeiter weitergeleitet.

Sie überprüfen die Daten auf Plausibilität und benachrichtigen im Alarmfall die

verantwortlichen Stellen (Umweltbehörde, Bezirksamt, Wasserwerk), welche die

notwendigen Schutz‐Maßnahmen einleiten [HU 2008a].

2.2 Biotestverfahren

Auf dem europäischen Markt existieren über 100 000 chemische Substanzen, davon ca.

30 000 mit einer Jahresproduktion über einer Tonne [EDG (Environment Direc‐

torate General) 2007]. Die Chemikalien können auf unterschiedlichen Wegen in die

Umwelt gelangen und dort die Biozönosen schädigen. Eine kontinuierliche chemische

Analyse ist aufgrund der Vielzahl chemischer Substanzen und deren Metaboliten nicht

möglich. Die Einzelstoffanalytik kann zudem weder Kombinationswirkungen von

Substanzgemischen erfassen, noch die Folgen für das Ökosystem beschreiben. Um die

toxischen Wirkungen von Umweltproben (Boden, Sedimente, Wasser, Luft) und

Chemikalien auf lebende Organismen zu erfassen und zu bewerten, sind daher


12

Biotests (Toxizitätstests) entwickelt worden. Hierbei werden die Reaktionen der Orga‐

nismen (Bioindikatoren) gegenüber der Testsubstanz nach einer definierten Einwirk‐

zeit ermittelt. Das erfolgt über unterschiedliche Parameter, wie z. B. Mortalität, Wachs‐

tumsrate oder Veränderung von Stoffwechselgrößen. Im aquatischen Bereich sind die

Bioindikatoren jeweils repräsentative Stellvertreter für eine Trophie‐Ebene (z. B.

Algen ‐ Produzenten, Wasserflöhe ‐ Primärkonsumenten, Bakterien ‐ Destruenten). Sie

reagieren mit unterschiedlicher Empfindlichkeit gegenüber verschiedenen Schadstoff‐

gruppen. Um möglichst detaillierte Prognosen hinsichtlich der Gefährdung eines

Ökosystems erstellen zu können, ist die Verknüpfung von Biotests mit Indikatoren aus

unterschiedlichen trophischen Ebenen zu einer so genannten „Testbatterie“ sinnvoll.

Da mit den Biotests nur die toxische Gesamtwirkung einer Umweltprobe festgestellt

werden kann, bleibt die chemische Analytik für eine qualitative und quantitative

Schadstoffidentifizierung unersetzlich [FENT 2007].

Im Folgenden wird eine Unterscheidung von statischen und kontinuierlichen Biotests

im Hinblick auf das Monitoring von aquatischen Systemen vorgenommen.

2.2.1 Statische Biotests

Mit der Anwendung von statischen Biotests werden die Auswirkungen von

Substanzen auf Bioindikatoren oder Zellkulturen unter Laborbedingungen untersucht.

Im Umweltschutz bilden sie seit den 1960er Jahren neben der chemischen Analytik

eine wichtige Grundlage für gesetzliche Vorschriften, so z. B. auch bei der Festlegung

von Grenzwerten. In den letzten Jahren konnten zahlreiche neue Biotests entwickelt

werden, u. a. um die ethisch bedenklichen Fischtests teilweise zu ersetzen (Fischei‐

Test, Cytotoxizitätstest).

Die Standardisierung der Testmethoden ist eine wichtige Voraussetzung, um

reproduzierbare Testergebnisse zu erhalten. Sie umfasst sowohl die Aufzucht der

Organismen als auch sämtliche Schritte der Versuchsdurchführung [FENT 2007]. Die

zu untersuchende Substanz wird während des Versuchs in der Regel nicht

ausgetauscht. Die Durchführung ist in DIN‐, EN‐ und ISO‐Normen festgelegt. Sie

dienen zur Einschätzung der Ökotoxizität bei der Zulassung von Chemikalien [OECD‐

Richtlinien 2006; REACH 2006] und Pflanzenschutzmitteln [PflSchG 1998]. Auf Grund‐

lage statischer Biotests erfolgt die Ableitung der Umweltqualitätsnormen (UQN) nach

WRRL sowie der Einstufung in Wassergefährdungsklassen nach Wasserhaushalts‐

gesetz [WHG 2002]. Darüber hinaus werden sie auch als Standardverfahren bei der

Beurteilung der Ökotoxizität von Umweltproben eingesetzt. Schwerpunkt ist hierbei

die Emissionsüberwachung von Abwässern [AbwV 2004] und die Immissions‐


13

überwachung bei aquatischen Systemen, wie Oberflächen‐ und Grundwasser

[LAWA 1996].

Bei statischen Biotests erfolgt eine Unterscheidung in akute und chronische

Toxizitätstest. Die Testdauer bei akuten Biotests beträgt in der Regel 24‐96 h. Tests auf

chronische Toxizität werden über einen Zeitraum von 21‐28 Tagen, bzw. über einen

kompletten Lebenszyklus der jeweiligen Organismen durchgeführt [FENT 2007].

Ebenso wie die chemische Analytik von Einzelproben im Labor beschreiben die

statischen Biotests den Zustand einer Umweltprobe nur als Momentaufnahme zum

Zeitpunkt der Probenahme. Eine kontinuierliche Gewässerüberwachung lässt sich mit

diesen Methoden nicht realisieren.

2.2.2 Kontinuierliche Biotestverfahren

Um eine zeitlich lückenlose Immissions‐ und Emissionsüberwachung zu gewähr‐

leisten, wurden in den 1980er Jahren kontinuierliche (dynamische) Biotestverfahren

entwickelt. Hierbei werden die Bioindikatoren kontinuierlich (Daphnientoximeter,

Verhaltensfischtest, Dreissena‐Monitor) oder semi‐kontinuierlich (Algentoximeter,

Leuchtbakterientest) mit dem zu untersuchenden Wasser in Kontakt gebracht. Bei den

semi‐kontinuierlichen Biotestverfahren werden die Gewässerproben in festgelegten

Intervallen entnommen und untersucht. Die Abstände der einzelnen Messungen

können dabei von wenigen Minuten bis zu mehreren Stunden reichen. Eine schnelle

Intervention bei akuter Gewässergefährdung wird somit ermöglicht [LAWA 1996;

LAWA 2000a].

Die Geräte werden an der Untersuchungsstelle in Messstationen aufgestellt und mit

einem kontinuierlichen Probenwasserstrom versorgt. Die Züchtung der Bioindikatoren

erfolgt unter Standardbedingungen im Labor. Die Verfahren werden daher dem

aktiven Monitoring zugeordnet.2 Die Testorganismen sind in erster Linie Reaktions‐

indikatoren, die auf akut‐toxische Substanzen mit spezifischen Symptomen

ansprechen. Als Überwachungs‐Parameter dienen Verhaltensänderungen oder stoff‐

wechselphysiologische Größen, die beständig detektiert werden. Im Fall, dass zuvor

festgelegte, statische oder dynamische Grenzwerte überschritten werden, erfolgt eine

Alarmmeldung (vgl. 2.1). Chronische Toxizitäten können mit den kontinuierlichen

Biotestverfahren nicht erfasst werden. Eine Ausnahme bildet der Muschelmonitor, der

2 Im Unterschied hierzu werden beim passiven Monitoring im Untersuchungsgebiet

vorhandene Organismen untersucht.


14

neben der Funktion als Reaktionsindikator auch als Akkumulationsindikator für

Schadstoffe eingesetzt werden kann [LAWA 2000b].

Einen Überblick über die in Deutschland eingesetzten kontinuierlichen Biotestverfah‐

ren in den Messstationen zur Immissionsüberwachung gibt Abb. 2. In mehr als der

Hälfte aller Stationen erfolgt der gleichzeitige Einsatz von zwei oder mehr Biotest‐

verfahren als „Testbatterie“, mit den in Kapitel 2.2 skizzierten Vorteilen. Im Hambur‐

ger WGMN wird in drei Messstationen jeweils ein Algentoximeter zusammen mit

einem Daphnientoximeter betrieben.

Abb. 2: Einsatzorte kontinuierlicher Biotestverfahren zur Immissionsüber‐wachung an Fliessgewässern in Deutschland [Grafik: LfU Baden‐Württemberg].


15

In Tab. 1 werden die kontinuierlichen Biotestverfahren, die zurzeit in den deutschen

Messstationen im Einsatz sind, den jeweiligen Trophie‐Ebenen zugeordnet. Ergänzt

wird die Darstellung durch die verwendeten Bioindikatoren und die dem Verfahren zu

Grunde liegenden Parameter für die Auswertung.

Tab. 1: Kontinuierliche Biotestverfahren in der Immissionsüberwachung in Deutschland [DK RHEIN 2003,WERTH 2006, MOLDAENKE 2009].

Trophiestufe Testverfahren Hersteller Bioindikatoren Auswertung über:

DF‐Algentest (Delayed Fluorescence)

Dr. V. Gerhardt u. J. Putzger, Universität Regensburg

Chladymonas reinhardii

Photosynthesehemmung (Verzögerte Fluoreszenz)

Produzenten Algentoximeter bbe‐Moldaenke, Kiel Chlorella sp. Photosynthesehemmung

(Prompte Fluoreszenz)

Dynamischer‐Daphnientest

Elektron, Krefeld Daphnia magna Schwimmaktivität (Optische Sensoren)

Daphnientoximeter bbe‐Moldaenke, Kiel Daphnia magna Verhaltensparmeter * (Digitale Bildbauswertung)

Dreissena‐Monitor Envicontrol, Frechen Dreissena polymorpha Schalenbewegung

Primär‐konsumenten

Mossel‐Monitor Delta Consult, Niederlande Dreissena polymorpha Schalenbewegung

Sekundär‐konsumenten

Verhaltensfischtest bbe‐Moldaenke, Kiel Danio rerio, Phoxinus phoxinus

Verhaltensparmeter * (Digitale Bildbauswertung)

Destruenten Regensburger Leuchtbakterientest

Dr. V. Gerhardt u. J. Putzger, Universität Regensburg

Vibrio fischeri Lumineszenzhemmung

* Verhaltensparmeter sind u. a.: Geschwindigkeit, Schwimmverhalten (Höhe, Drehungen).

Die Ergebnisse aus statischen und kontinuierlichen Tests sind hinsichtlich der Toxizität

einer Probe nur bedingt vergleichbar, da sich sowohl die eingesetzten Bioindikatoren,

als auch die Parameter der Auswertung unterscheiden können. Eine Standardisierung,

analog zu den statischen Tests, ist bei den kontinuierlichen Biotests nicht gegeben. Bei

der Überwachung gesetzlicher Vorschriften können sie diese daher nicht ersetzen,

sondern nur ergänzen [LAWA 2000a].

Als Biologisches Frühwarnsystem (vgl. 2.1) sind die kontinuierlichen Biotestverfahren

für den Gewässerschutz und die Trinkwasserüberwachung von großer Bedeutung.

Zusammen mit den statischen Biotests und der chemischen Analytik bilden sie die

Grundlage eines effizienten Gewässermonitorings [LAWA 1996].


16

2.3 Pflanzenschutzmittel als Gewässerschadstoffe

Im Hinblick auf die Gefährdung von Grund‐ und Oberflächengewässern sind

Pflanzenschutzmittel (PSM) eine der wichtigsten Stoffklassen. Der erste Teil dieses

Kapitels gibt hierzu einen Überblick. Der darauf folgende Teil widmet sich der Gruppe

der Herbizide. Durch den Einsatz des Algentoximeters kann insbesondere die akut‐

toxische Wirkung zahlreicher Herbizide erfasst werden.

2.3.1 Pflanzenschutzmittel

Die Aufgabe von Pflanzenschutzmitteln ist es, Pflanzen und Pflanzenerzeugnisse vor

den schädlichen Einflüssen durch Tiere, Pflanzen, Mikroorganismen und Krankheiten

zu schützen. Das Hauptanwendungsgebiet der PSM ist die Landwirtschaft. Dort sollen

sie die Erträge von Nutzpflanzen steigern und Vorräte schützen, indem Schadorganis‐

men gezielt abgetötet oder in ihrer Entwicklung gehemmt werden [BVL 2008a]. Des

Weiteren werden sie auch in Haus‐ und Kleingärten und auf Nichtkulturland wie

Straßen, Gleisanlagen und versiegelten Flächen eingesetzt [STURM & KIEFER 2007].

Gesetzliche Grundlage für Anwendung, Vertrieb, Überwachung und Zulassung von

PSM ist das Pflanzenschutzgesetz [PflSchG 1998]. Die Zulassung der PSM erfolgt

durch das Bundesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (BVL)

[BVL 2008a].

PSM bestehen in der Regel aus einem oder mehreren toxischen Wirkstoffen und diver‐

sen Hilfsstoffen. Die Wirkstoffe der PSM sind anthropogenen Ursprungs (Xenobiotika),

d.h. sie kommen ebenso wie die meisten ihrer Metaboliten natürlicherweise in der

Umwelt nicht vor. Ungefähr 95 % der Wirkstoffe sind organische Substanzen. Die

Einteilung der PSM erfolgt nach Wirkstoffbereichen. Deren Bezeichnung wird von der

Zielgruppe der Schadorganismen bestimmt, die mit dem jeweiligen Mittel bekämpft

werden soll, z. B. Insektizide gegen Insekten, Herbizide gegen unerwünschte Kräuter

und Gräser, Fungizide gegen Pilzbefall [STURM & KIEFER 2007, HEITEFUSS 2000].

Im Jahr 2007 betrug die Inlandsabgabe an PSM in Deutschland, gemessen als

Wirkstoffmenge, 32 683 Tonnen (ohne inerte Gase für den Vorratsschutz). Die größte

Gruppe waren die Herbizide mit einem Anteil von 52,5 % (Abb. 3). Insgesamt waren

658 PSM unter 1 103 Handelsnamen zugelassen. Die Zahl der in den PSM enthaltenen

Wirkstoffe betrug 257 [BVL 2008b; vgl. Anhang 1].


17

Neben der gewünschten selektiven, toxischen Wirkung können auch unerwünschte

toxische Effekte gegenüber Nichtzielorganismen auftreten [HEITEFUSS 2000]. Eine

Schädigung bleibt dabei nicht allein auf terrestrische Ökosysteme beschränkt. Über die

im Folgenden aufgeführten Eintragspfade werden auch aquatische Ökosysteme mit

PSM belastet [BACH et al. 2005]:

• Punktquellen: ‒ Hofabläufe: Direkte Einleitungen oder über Kläranlagen

(Reinigung landwirtschaftlicher Geräte)

• Diffuse Quellen: ‒ Erosion und Oberflächenabfluss

‒ Drainagen

‒ Abdrift über die Luft

Laut Bundesministerium für Umwelt, Naturschutz und Reaktorsicherheit (BMU)

beträgt die Gesamtbelastung der Gewässer in Deutschland durch PSM ca. 30 Tonnen

pro Jahr. Das entspricht 0,1 % der ausgebrachten Jahres‐Menge. Die Punktquellen

haben dabei im Vergleich zu den diffusen Quellen den größten Anteil am Gesamt‐

eintrag. In einigen Regionen liegt dieser bei bis zu 90 % [BMU 2006].

In Abhängigkeit von Toxizität, Verteilung und Abbaurate der eingesetzten PSM kann

es zu akut‐ oder chronisch‐toxischen Wirkungen gegenüber der biologischen Umwelt

oder dem Menschen kommen. Aufgrund der hohen Giftigkeit der PSM‐Wirkstoffe

Abb. 3: Wirkstoffmengen von PSM. Inlandsabgabe Deutschland im Jahr 2007 ‐ Klassifizierung nach Wirkstoffbereichen. Die Angaben des Bereichs Insektizide und Akarizide * beinhalten nicht die inerten Gase, die im Vorratsschutz eingesetzt werden, da diese für die PSM‐Belastung der Gewässer unbedeutend sind. [Grafik: Autor; Daten‐Quelle: BVL 2008b; vgl. Anhang 1]. * Akarizide sind Mittel gegen Spinnmilben

Herbizide52,5 %

Fungizide33,5 %

Insektizide/Akarizide3,3 %

Sonstige2,1 %

Wachstumsregler8,6 %


18

wurden sowohl für Trinkwasser als auch für Oberflächengewässer Grenzwerte

festgelegt. Laut Trinkwasserverordnung [TrinkwV 2001] liegt der Grenzwert für den

PSM‐Wirkstoff als Einzelstoff bei 0,1 μg/L und für die Summe der Einzelstoffe bei

0,5 μg/L. Für einige besonders toxische PSM‐Wirkstoffe liegt der Grenzwert bei

0,03 μg/L [LUBW 2007]. Für Oberflächengewässer sind in der Wasserrahmenrichtlinie

[WRRL 2000] Umweltqualitätsnormen (UQN) für einige PSM‐Wirkstoffe festgesetzt

worden. Sie dienen zur Einstufung des ökologischen und chemischen Zustands eines

Gewässers. Für die PSM‐Wirkstoffe liegen die UQN der WRRL zwischen 0,005 μg/L

und 1 μg/L [UBA 2006].

Für den Zeitraum der Jahre 2000‐2006 gaben laut einer Studie der Deutschen Vereini‐

gung des Gas‐ und Wasserfachs e.V. (DVGW) 40 % der beteiligten Wasserversorger

der Bundesrepublik Positivbefunde von PSM in Grund‐ und Oberflächengewässern

an. Für 82 PSM‐Wirkstoffe wurde der Grenzwert der TrinkwV von 0,1 μg/L bei

einzelnen Messungen überschritten [STURM & KIEFER 2007]. Auch in zahlreichen

Monitoringstudien zu den Auswirkungen von PSM auf Nichtzielorganismen wurden

Überschreitungen der damals gültigen Richtwerte für Gewässer festgestellt. Diese

beziehen sich auf die LAWA‐Zielvorgaben für Gewässer, bzw. die als kurzfristig

unbedenklich geltenden Wirkstoff‐Konzentrationen in Gewässern der PSM‐Liste des

BVL [HOMMEN et al. 2004].

Um das Ziel der WRRL, einen guten chemischen und ökologischen Zustand der

Gewässer bis 2015 zu erreichen, müssen daher weitere Maßnahmen zur Reduktion der

PSM‐Einträge durchgeführt werden [BMU 2006].

2.3.2 Herbizide

Pflanzenschutzmittel, die gezielt unerwünschte Kräuter und Gräser abtöten oder in

ihrer Entwicklung hemmen, heißen Herbizide. Ihre Anwendung soll die Erträge der

Kulturpflanzen erhöhen und den Arbeitsaufwand reduzieren. Herbizide stellen mit

Abstand die größte Gruppe unter den PSM (vgl. Abb. 3) und werden in der Land‐

wirtschaft großflächig eingesetzt. Etwa 80‐100 % der Ackerflächen und ca. 50 % der

Obstanbauflächen in Deutschland werden ein‐ oder mehrmals jährlich mit Herbiziden

behandelt. Weitere Einsatzgebiete sind Gleisanlagen und versiegelte Flächen, wie

Parkplätze und Betriebsgelände [HEITEFUSS 2000].

Eine Einteilung der Herbizide wird, im Hinblick auf die Wirkung gegenüber der

Pflanze und der Art der Anwendung, nach folgenden Kriterien vorgenommen

[HEITEFUSS 2000]:


19

Wirkungsbereich: Totalherbizide und selektive Herbizide

Wirkungsweise: Kontakt‐ und systemische Herbizide

Zeitpunkt der Anwendung: Vorsaat‐, Vorlauf‐, Nachlaufherbizide

Applikation und Aufnahme: Boden‐ und Blattherbizide

Herbizide oder deren Metaboliten greifen in der Regel an spezifischen Wirkorten der

pflanzlichen Stoffwechselvorgänge an (Tab. 2). Da die Stoffwechselvorgänge der

Kultur‐ und Konkurrenzpflanzen sehr ähnlich sind, besteht die Gefahr, dass die

toxischen Wirkungen der Herbizide nicht auf die unerwünschten Gräser und Kräuter

beschränkt bleiben, sondern auch die Kulturpflanzen selbst schädigen. In der Land‐

wirtschaft werden daher hauptsächlich selektive Herbizide eingesetzt. Sie sollen ihre

Wirkung entweder ausschließlich in den Konkurrenzpflanzen entfalten oder aber diese

bereits in deutlich geringeren Wirkstoffkonzentrationen schädigen als die Kultur‐

pflanzen [HEITEFUSS 2000].

Tab. 2: Einteilung der Herbizide nach Wirkorten im Stoffwechsel. Mit Beispielen für Wirkstoffe bzw. Wirkstoffgruppen [nach HEITEFUSS 2000].

Wirkorte im Stoffwechsel Wirkstoffe und Wirkstoffgruppen

Wuchsstoffhaushalt Pyridine, Benzoesäurederivate

Photosynthese Bipyridiliumderivate; Biscarbamate, Triazine,

Triazinone, Benzonitrile, Harnstoffderivate

Aminosäurestoffwechsel Sulfonylharnstoffe, Imidazolinone

Lipid‐ und Fettsäurestoffwechsel Aryloxyphenoxypropionsäuren, Cyclohexone

Zellteilung (Mitose) Dinitroaniline, Carbamate

Weitere Stoffwechselvorgänge Nitrodiphenylether

Die Wirkung eines Herbizids in den Pflanzen unterliegt zahlreichen Einflüssen. Sie

wird sowohl durch Applikation, Transport, Metabolismus und Abbaurate des Wirk‐

stoffs als auch durch kombinatorische Effekte am Wirkort bestimmt. Darüber hinaus

spielen biotische und abiotische Umweltfaktoren eine wichtige Rolle. Letztere sind

auch im Hinblick auf die Belastung der aquatischen Ökosysteme durch Herbizide von

besonderem Interesse. So entscheiden neben der Aufnahmekapazität der Pflanzen

auch das Adsorptionsverhalten sowie der mikrobiologische und chemische Abbau der

Wirkstoffe mit darüber, wie viel Schadstoffe über Abschwemmungen und Boden‐

passagen in die Gewässer gelangen können [HEITEFUSS 2000]. Außer der akuten


20

Toxizität und der Bioakkumulation ist auch die Persistenz 3 des Wirkstoffs ein

wichtiger Maßstab für dessen Gefährdungspotential. Die Herbizide Isoproturon und

Metribuzin werden als im Wasser stabil klassifiziert (DT50: 40 bzw. 41 Tage) und im

Boden als nicht persistent (DT50: 23 bzw. 19 Tage) [FOOTPRINT 2008].

Insbesondere für die Gewässer‐Flora und das Phytoplankton besitzen die Herbizide

ein großes Gefährdungspotential, da sie dort häufig an den gleichen Wirkorten wie bei

den Landpflanzen angreifen können. Algentoximeter, in denen Grünalgen als Bioindi‐

katoren eingesetzt werden, sind daher gut geeignet, um Aussagen über die akut‐

toxischen Wirkungen von Herbiziden in Gewässern zu treffen (vgl. 2.4). Da die

Grundlage des Verfahrens die Bestimmung der Photosynthese‐Aktivität von Grün‐

algen ist, kann die Belastung mit Herbiziden, die die Photosynthese hemmen,

besonders sensitiv erfasst werden (vgl. 3.1.5). Hierzu zählen z. B. die Substanzen

Terbuthylazin, Atrazin und Metribuzin aus der Gruppe der Triazine sowie die Harn‐

stoffderivate Diuron und Isoproturon (Tab. 2). Auf die Gruppe der photosynthese‐

hemmenden Herbizide entfällt insgesamt etwa ein Viertel der produzierten Herbizid‐

wirkstoffmenge [TRENKAMP 2003].

Die photosynthese‐hemmenden Herbizide greifen an der Thylakoidmembran der

Chloroplasten an, dem Ort der Lichtreaktionen der Photosynthese. Sie unterbinden

den nichtzyklischen Elektronentransport und verhindern dadurch die Umwandlung

der Lichtenergie in chemische Energie in Form von ATP und NADPH. Wirkstoff‐

gruppen wie z. B. Harnstoffderivate und Triazine blockieren die Übertragung der

Elektronen im Photosystem II, die Bipyridiliumderivate im Photosystem I (vgl. 2.5;

Abb. 7) [HEITEFUSS 2000].

Unter den PSM, die in den letzten Jahren bundesweit am häufigsten in Grund‐ und

Oberflächengewässern nachgewiesen werden konnten, waren Herbizide mit Abstand

am meisten vertreten. Zu dieser Gruppe gehören u. a. auch die photosynthese‐

hemmenden Herbizide Bentanzon, Bromoxynil, Isoproturon, Metribuzin und

Terbuthylazin. Im Hinblick auf den Gewässerschutz sind diese Substanzen daher von

besonderer Bedeutung [KIEFER & STURM 2008]. Eine Abschätzung für die Verbrei‐

tung von Isoproturon in Gewässern zeigt die Abb. 2.1 in Anhang 2. Isoproturon wird

als Referenzgift im Algentoximeter verwendet (vgl. 3.4.1).

3 Die Persistenz gibt Auskunft darüber, wie dauerhaft eine Substanz in der Umwelt (Wasser, Boden) erhalten bleibt. Angegeben wird sie als Halbwertszeit, das entspricht der Zeit nach der noch 50 % der Substanz vorhanden ist. Häufig als DT50 bezeichnet: Disappearence Time 50 %


21

2.4 Bioindikator Chlorella vulgaris

Seit einigen Jahrzehnten werden Grünalgen (Chlorophyta) als Bioindikatoren im

Rahmen des Gewässermonitorings eingesetzt (vgl. 2.2). Mit ihnen können zahlreiche

toxische Substanzen detektiert werden. Besonders sensitiv reagieren sie auf Herbizide

(vgl. 2.3.2). Ihre Eigenschaft, Fluoreszenzlicht zu emittieren, wird sowohl im statischen

als auch im kontinuierlichen Algentest für die Auswertung genutzt (vgl. 2.5). Im

Algentoximeter erfolgt der Einsatz der Grünalge Chlorella vulgaris (Abb. 4).

Systematik [nach GUIRY & GUIRY 2008]:

Stamm: Chlorophyta (Grünalgen)

Klasse: Trebouxiophycae

Ordnung: Chlorellales

Familie: Chlorellaceae

Gattung: Chlorella

Art: Chlorella vulgaris (M.BEIJERINCK 1890)

Grünalgen sind eukaryotische Organismen. Sie werden durch Chloroplasten charak‐

terisiert, die eine Doppelmembran, Thylakoidstapel und die Pigmente Chloro‐

phyll‐a und ‐b besitzen. Außerdem produzieren sie Stärke, die als Reservestoff in

Plastiden gespeichert wird. Aufgrund ihrer Struktur und Pigmentzusammensetzung

sind sie eng verwandt mit den höheren Pflanzen. Der Stamm der Chlorophyta umfasst

derzeit ungefähr 600 Gattungen mit ca. 10 000 Arten. Sie sind weltweit in allen Klima‐

zonen verbreitet und kommen in Gewässern und Böden vor [PRÖSCHOLD &

LELIAERT 2007]. Die meisten Grünalgen leben im Süßwasser, ca. 10 % im Salzwasser

[STREBLE & KRAUTER 2002]. Sie sind charakteristisch für eutrophe Gewässer

[KOMÁREK & FOTT 1983].

Abb. 4: Chlorella vulgaris ‐Zellen. Bildausschnitt Stamm 211‐11B [Culture collection of algae and protozoa. http://www.ccap.ac.uk/results.php?reload=1&mode=basic (07.02.09)].

10 μm

Die Gattung Chlorella, dessen Leitart Chlorella vulgaris ist, kann einen beträchtlichen

Chlorophyllgehalt haben (bis zu 6 % der Trockenmasse) und besitzt eine hohe Photo‐

syntheserate [ROUND 1975]. Sie zeichnet sich durch einen einfachen Lebenszyklus


22

und die gute Kultivierbarkeit aus. Dies macht sie zu einem wertvollen Modell‐

organismus für die Forschung [KOMÁREK & FOTT 1983]. Die Gattung Chlorella wird

auch für den Einsatz im Algentoximeter empfohlen (vgl. 3.1) [MOLDAENKE 2007].

Chlorella vulgaris ist eine einzellige, kugelige oder ellipsoidische, grün‐gefärbte Alge

(Abb. 4). Sie misst ca. 1,5‐10 μm im Durchmesser und ist unbegeißelt. Die Zelle besitzt

einen Zellkern, einen napf‐ oder becherförmigen Chloroplasten mit einem Pyrenoiden

(zur Akkumulation von Stärke) sowie eine große Zellsaftvakuole. Ihre Zellwand ist

sehr dünn und unstrukturiert. Die vegetative Vermehrung von Chlorella vulgaris erfolgt

durch 2‐16 gleich große Autosporen, die durch Zerreißen der Zellwand aus der

Mutterzelle freigesetzt werden [KOMÁREK & FOTT 1983]. Chlorella vulgaris kommt

vorwiegend im Süßwasser vor. Es gibt aber auch Unterarten, die im Salzwasser oder

im Boden leben. Sie bildet Symbiosen unter anderem mit Flechten, Schwämmen oder

Strudelwürmern [STREBLE & KRAUTER 2002].

Kultivierung von Chlorella vulgaris

Im Institut für Hygiene und Umwelt wird Chlorella vulgaris für den Einsatz im Algen‐

toximeter gezüchtet. Die Algen werden aus dem Chlorella vulgaris‐Stamm SAG 211‐19

der Universität Göttingen kultiviert [SAG 2009]. Der Schrägagar wird ca. alle drei

Monate neu bestellt. Zunächst erfolgt eine Anzucht mit steriler KUHL‐Nährlösung in

Reagenzgläsern [KUHL & LORENZEN 1964]. Anschließend wird die Algensuspension

mit steriler Nährlösung in Anlehnung an CHU in 2 L‐Scheidetrichtern bei ca. 20°C

Raumtemperatur weiter gezüchtet (Abb. 5) [CHU 1942].

Abb. 5: Scheidetrichter zur Aufzucht von Chlorella vulgaris. Die verschiedenen Färbungen resultieren aus den unter‐schiedlichen Chlorophyll‐Konzentratio‐nen [Foto: Autor].

Um eine möglichst konstante und hohe Reproduktionsrate zu erhalten, werden die

Algen rund um die Uhr mit Leuchtstoff‐Lampen bestrahlt. Die Scheidetrichter werden


23

von filtrierter Druckluft durchströmt. Die vorgeschalteten PTFE‐Membranfilter (Poren‐

weite 0,2 μm) verhindern die Verunreinigung der Algensuspension durch Bakterien.

Durch die Druckluft wird eine Sedimentation der Algen verhindert und eine gleich‐

mäßige Durchmischung gewährleistet. Vor dem Einsatz im Fermenter des Algentoxi‐

meters (vgl. 3.1) wird die Algensuspension mikroskopisch auf Reinheit untersucht.

Sind Fremdorganismen vorhanden, wie z. B. Glockentierchen (Vorticellidae) oder

Geißeltierchen (Flagellaten), wird der Algenansatz verworfen. Die Chlorophyll‐Kon‐

zentration der eingesetzten Algensuspension beträgt 2 000‐2 500 μg/L [HU 2008b].

2.5 Fluoreszenz und Photosynthese

Im Algentoximeter wird die prompte Fluoreszenz von Chlorophyll‐a‐Molekülen

aufgezeichnet, um die Photosyntheseaktivität von Algen und die Chlorophyll‐Konzen‐

trationen einzelner Algenklassen zu bestimmen (vgl. 3.1.2).

Fluoreszenz ist die Eigenschaft von gasförmigen, flüssigen oder festen Substanzen,

Licht zu emittieren, nachdem sie zuvor durch Strahlungsenergie angeregt worden

sind. Es wird zwischen prompter und verzögerter Fluoreszenz unterschieden. Die

prompte Fluoreszenz tritt unmittelbar nach Zufuhr von Lichtenergie auf, hat eine sehr

kurze Lebensdauer von 10‐9 bis 10‐8 s [JÄGER et al. 2003] und kann sofort detektiert

werden. Im Unterschied hierzu kann die Lebensdauer der verzögerten Fluoreszenz bis

zu einige Minuten betragen. Die Detektierung erfolgt erst, nachdem das Anregungs‐

licht erloschen ist [UBA 1995].

Pflanzliche Pigmente und Fluoreszenz

Pflanzliche Pigmente besitzen fluoreszierende Eigenschaften. Die Pigmente kommen in

sämtlichen Algen vor, verleihen diesen ihre Farbe und tragen aufgrund der charakte‐

ristischen Zusammensetzung zur Unterscheidung der Algenklassen bei. Von beson‐

derer Bedeutung sind die photosynthetisch aktiven Pigmente (Lichtrezeptoren) ‐ die

Chlorophylle, Carotinoide und Phycobiline. Das wichtigste unter ihnen ist das Chloro‐

phyll‐a. Es kommt als einziges Pigment in allen Algenklassen vor und wird als

primäres Pigment bezeichnet. Die übrigen Pigmente werden akzessorische (beglei‐

tende) Pigmente genannt [JÄGER et al. 2003].

Grundbaustein aller Pigmente ist jeweils ein Protein, an das ein Licht absorbierender

Teil, das Chromophor, gebunden ist. Dieses enthält ein konjugiertes π‐Elektronen‐

system, welches die Voraussetzung für die Absorption photosynthetisch aktiver

Strahlung (Wellenlänge λ ≈ 400‐700 nm) und die Emission von Fluoreszenzlicht ist. Die

Entstehung der Fluoreszenz wird am Beispiel des Chlorophyll‐a erläutert (Abb. 6):


24

Abb. 6: Anregung eines Chlorophyll‐Moleküls durch Lichtenergie. Beim Über‐gang vom angeregten in den Grund‐zustand wird Wärme und Fluoreszenz emittiert [CAMPBELL & REECE 2004].

Durch die Lichtabsorption wird ein π‐Elektron einer konjugierten Doppelbindung aus

dem Grundzustand auf ein höheres, energiereicheres Orbital angehoben. Der

Energieunterschied zwischen diesen beiden Zuständen entspricht dem Energiegehalt

des absorbierten Photons.4 Dabei können je nach Energiegehalt des Photons

verschiedene Anregungszustände (Singulettzustände) auftreten, die sehr instabil sind.

Fällt das π‐Elektron wieder auf ein niedrigeres Energieniveau zurück, wird die

Energiedifferenz in Form von Wärme oder Fluoreszenzlicht emittiert. Die Chlorophyll‐

a‐Fluoreszenz tritt nur beim Übergang vom 1. Singulettzustand (Lebenszeit von

10‐9 bis 10‐8 s) in den Grundzustand auf. Das Fluoreszenzlicht besitzt eine größere

Wellenlänge (und einen geringeren Energiegehalt) als das absorbierte Licht. Es leuchtet

intensiv rot, mit einer Wellenlänge von 680 nm [JÄGER et al. 2003].

Pigmente und die Lichtreaktionen der Photosynthese

Die Lichtreaktionen der Photosynthese finden in der Thylakoidmembran der Chloro‐

plasten statt (Abb. 7). Dort sind die akzessorischen Pigmente zu „Licht sammelnden“

Funktionseinheiten zusammengefasst. Sie bilden die so genannten Antennenkomplexe

der beiden Photosysteme (PS I u. II). Das Reaktionszentrum der Photosysteme wird

jeweils von einem Chlorophyll‐a‐Dimer (Molekülpaar) gebildet. Die Pigmente der

Antennenkomplexe absorbieren Licht unterschiedlicher Wellenlänge und geben die

Anregungsenergie über Resonanzschwingungen an die benachbarten Moleküle weiter.

Dies geschieht entlang eines Energiegefälles bis zum Reaktionszentrum der beiden

4 Photonen (Lichtquanten) sind die kleinsten Einheiten elektromagnetischer Strahlung. Sie beschreiben die Lichtportionen, die von Materie absorbiert oder emittiert werden können.


25

Photosysteme. Dort werden die photochemisch aktiven Chlorophyll‐a‐Moleküle in den

angeregten Zustand versetzt und übertragen je ein Elektron auf den primären

Akzeptor. Anschließend wird das oxidierte Chlorophyll‐a‐Dimer des PS II (P 680)

durch zwei Elektronen aus der Photolyse eines Wassermoleküls wieder reduziert und

kann erneut angeregt werden [CAMPBELL & REECE 2004].

Abb. 7: Lichtreaktionen der Photosynthese und Wirkorte von Herbiziden. Die roten Pfeile kennzeichnen die Stellen an denen der nichtzyklische Elektronentransport durch die Herbizide unterbrochen wird [Grafik: CAMPBELL & REECE 2004; Pfeile u. oberer Text vom Autor, nach HEITEFUSS 2000].

Durch die Reduzierung des primären Akzeptors entsteht ein elektrochemisches

Potential an der Thylakoidmembran. Die Elektronen des PS II werden entlang des

Potentialgefälles über die Elektronentransportkette (Redoxsystem aus mehreren

Molekülen) bis zum PS I befördert und füllen dort die Elektronenlücke des oxidierten

Chlorophyll‐a‐Dimers (P 700) im Reaktionszentrum. Die freiwerdende Energie des

Elektronentransports wird zur Photophosphorylierung, der Synthese von ATP,

genutzt. Die Elektronen des primären Akzeptors aus dem PS I werden über ein zweites

Redoxsystem transportiert und bilden in einer Redoxreaktion zusammen mit zwei

Protonen aus NADP+ das NADPH+H+ (Abb. 7). Die Lichtenergie wird auf diesem Weg

in chemische Energie umgewandelt und gespeichert. Anschließend steht sie für die

Zuckersynthese im Calvinzyklus zur Verfügung [CAMPBELL & REECE 2004].


26

Bei schwachem Tageslicht wird ca. 95 % der Lichtenergie in chemische Energie

umgewandelt, weniger als 5 % werden als Fluoreszenz und der Rest als Wärme

emittiert [TAIZ & ZEIGER 2000]. Der Hauptanteil der Fluoreszenz entfällt auf das

Chlorophyll‐a des PS II [UBA 1995].

Sind Algen photosynthese‐hemmenden Herbiziden (vgl. 2.3.2) ausgesetzt, werden die

Herbizid‐Moleküle an spezifischen Wirkorten der Elektronentransportkette gebunden

(Abb. 7). Als Inhibitoren unterbrechen sie den Elektronentransport und verhindern die

Umwandlung der Lichtenergie in chemische Energie. Die absorbierte Lichtenergie

wird vom Reaktionszentrum des Photosystems als Fluoreszenzlicht und Wärme

emittiert [UBA 1995].

3. Material und Methoden

In diesem Kapitel werden zunächst der allgemeine Aufbau und die messtechnischen

Grundlagen des Algentoximeters beschrieben. Im Anschluss wird auf die Besonder‐

heiten von herkömmlichem und modifiziertem Algentoximeter kurz eingegangen.

Danach folgt die Beschreibung der Methoden für die Bewertung der Modifikationen

und den Vergleich der Sensitivität.

3.1 Algentoximeter der Firma bbe‐Moldaenke

Das Algentoximeter ist ein semi‐kontinuierliches Biotestverfahren zur Überwachung

von Gewässern auf akut‐toxische Substanzen. In geringen Konzentrationen können

insbesondere Herbizide gut detektiert werden. Als Bioindikatoren werden Grünalgen

der Gattung Chlorella vulgaris eingesetzt. Die Bewertung einer Gewässerprobe erfolgt

über die Hemmung der Photosynthese‐Aktivität der Algen. Hierzu werden unter‐

schiedliche Fluoreszenzmessungen durchgeführt (vgl. 3.1.2). Die Ergebnisse geben

Hinweise auf toxische Wasserinhaltsstoffe und mögliche Schädigungen der Gewässer‐

biozönose. Bei Überschreitung eines festgelegten Grenzwertes für die Hemmung wird

Alarm ausgelöst. Darüber hinaus erfolgt über die Auswertung von Fluoreszenz‐

spektren eine quantitative und qualitative Beschreibung der in der Probe enthaltenen

Algenklassen (vgl. 3.1.2). Diese bildet zusammen mit weiteren Messdaten der Mess‐

station eine wichtige Grundlage, um den Zustand und die Entwicklung der Gewässer‐

qualität zu beurteilen.

Die Angaben der folgenden Abschnitte beziehen sich, wenn nicht anders vermerkt, auf

die Handbücher der Firma bbe‐Moldaenke [MOLDAENKE 2006, 2007, 2008a und b].

3.1.1 Technischer Aufbau

Das Algentoximeter ist ein ca. 60 kg schweres Tischgerät mit den Abmessungen von

620 x 620 x 600 mm (H x B x T). Für den Betrieb ist neben der Spannungsversorgung

eine kontinuierliche Probenwasserzufuhr für Probeentnahme und Kühlwasserversor‐

gung notwendig. Ein Leitungswasseranschluss bzw. Wassertank mit chlorfreiem

Trinkwasser wird für die Bereitstellung von Referenzwasser und zur Reinigung der

Gerätekomponenten benötigt. Eine Gesamtansicht des Algentoximeters mit den

Bezeichnungen der Gerätekomponenten bietet Abb. 8. Die vier wesentlichen Funk‐

tionseinheiten werden anschließend kurz erläutert.

Material und Methoden

28

Abb. 8: Gesamtansicht Algentoxi‐meter, Station Bunthaus. A: PC‐Einheit B: Pumpen, Ventile C: Fermenter (Algenzucht) D: Chlorophyll‐Sensor E: Außenventilbox (Probenverteilung) F: Ringleitung (Gewässerprobe) G: Überlaufgefäß (Gewässerprobe)H: Flasche mit Referenzgift I: Behälter für Leitungswasser K: Nährlösungskanister [Foto: Autor].

F EA

I

H

DBC K G

PC

Die Steuerung der einzelnen Komponenten und die Datenauswertung erfolgt über

einen integrierten PC. Die aufgezeichneten Daten werden über eine serielle Schnitt‐

stelle an den Stationsrechner und von dort an den Zentralrechner in der Messnetz‐

zentrale übermittelt (Software ’WGMN 2’).

Pumpen und Ventile

Im Algentoximeter werden drei Peristaltikpumpen (Schlauchpumpen) zur Förderung

von Proben‐ bzw. Referenzwasser, Algensuspension und Nährlösung eingesetzt. Die

Verteilung der unterschiedlichen Medien wird über zweiläufige Schlauchquetsch‐

ventile gesteuert. Die Funktionseinheiten sind über ein System aus kleinen PVC‐ und

PTFE‐Schläuchen miteinander verbunden.

Fermenter

Der Fermenter ist ein zwei Liter fassender Glaszylinder. In ihm werden Grünalgen aus

dem Labor (vgl. 2.4) unter konstanten Bedingungen gezüchtet (T = 24°C, 24 h Dauer‐

licht, ständige Zirkulation durch eingeblasene Luft). Um gleich bleibende Chlorophyll‐

Konzentrationen im Fermenter zu gewährleisten (2 000‐2 500 μg/L), wird die erforder‐

liche Nährlösungsmenge automatisch ermittelt und aus einem Vorratskanister

zudosiert. Die Luft wird durch einen PTFE‐Membranfilter geleitet, um die Algen vor

Kontamination zu schützen.

Chlorophyllsensor

Der Chlorophyllsensor ist die Messeinheit des Gerätes. In dem vollständig gekapselten

Bauteil befinden sich die Messelektronik und Optik, die Messkammer sowie der

Mikrokontroller zur Datenauswertung. In der Messkammer wird die zu unter‐

suchende Probe Lichtpulsen ausgesetzt und die Chlorophyll‐a‐Fluoreszenz mit einem


29

lichtempfindlichen Sensor aufgezeichnet. Die Lichtpulse mit einer Frequenz von

800 Hz werden von LED´s erzeugt, die ringförmig um die Messkammer angeordnet

sind. Neben 5 LED´s, die Licht im sichtbaren Spektrum emittieren, werden eine Laser‐

LED und eine UV‐LED eingesetzt (vgl. 3.1.2).

3.1.2 Messprinzip

Grundlage des Verfahrens ist die Messung von Chlorophyll‐a‐Fluoreszenzlicht

(vgl. 2.5), das von Algen einer Wasserprobe emittiert wird, nachdem diese zuvor mit

Lichtpulsen bestrahlt wurde. Aus den Ergebnissen der Fluoreszenzmessungen werden

die wesentlichen drei Messgrößen Photosynthese‐Aktivität der Algen, Photosynthese‐

Hemmung durch toxische Substanzen und Chlorophyll‐Konzentration ermittelt.

Für jede Wasserprobe werden drei aufeinander folgende Fluoreszenzmessungen

durchgeführt. Sie unterscheiden sich in Art und Intensität der eingesetzten Lichtpulse.

Eine Messsequenz setzt sich wie folgt zusammen:

Fo‐Messung Sehr schwache Lichtpulse ohne Hintergrundlicht

Fm‐Messung Sehr schwache Lichtpulse mit einem starkem Hintergrundlicht (Laser‐LED)

F‐Messung Stärkere Lichtpulse ohne Hintergrundlicht

Das emittierte Fluoreszenzlicht der Wasserprobe, die Fluoreszenzantwort, wird analog

zu den Messungen Fo‐, Fm‐ und F‐Fluoreszenz genannt. Am Ende eines Messzyklus

werden aus den Fluoreszenzantworten der Wasserproben die Messgrößen ermittelt.

Messung der Algenaktivität

Die Photosynthese‐Aktivität der Algen ist ein Maß für ihren physiologischen Zustand.

Sie wird sowohl bei der Gewässerprobe als auch der Algensuspension aus dem

Fermenter bestimmt. Außerdem bildet sie die Grundlage für die Bestimmung der

Photosynthese‐Hemmung (vgl. nächster Abschnitt).

In jeder Gewässerprobe oder Algensuspension sind sowohl aktive als auch inaktive

Algen vorhanden. Zu den inaktiven Algen zählen tote Algen, deren Chlorophyll noch

nicht abgebaut wurde oder geschädigte Algen, die z. B. aufgrund toxischer Substanzen

nicht oder nur eingeschränkt in der Lage sind Photosynthese zu betreiben. Aktive und

inaktive Algen emittieren, bei gleicher Lichtbestrahlung, stark differierende Fluores‐

zenzantworten. Diese Tatsache wird genutzt, um über die Auswertung der Fo‐ und

Fm‐Messung den Anteil aktiver Algen in einer Wasserprobe zu ermitteln. Dieser

Zusammenhang wird in Abb. 9 erläutert. Das Diagramm zeigt die charakteristischen


30

Fluoreszenzantworten aktiver und inaktiver Algen während der Fo‐ und Fm‐Messung.

Die Fluoreszenzverläufe sind hierbei idealisiert worden. So repräsentieren die aktiven

Algen eine Probe mit maximaler Algenaktivität, während inaktive Algen für eine

Probe mit minimaler Algenaktivität stehen. Um einen direkten Vergleich beider

Kurvenverläufe zu ermöglichen, sind sie gemeinsam in einem Diagramm dargestellt.

Das Diagramm wurde in Anlehnung an Messdaten des Algentoximeters erstellt

(vgl. Anhang 3). Im Folgenden wird zunächst die Fo‐ und Fm‐Messung mit den

entsprechenden Fluoreszenzantworten für aktive Algen beschrieben (Abb. 9; blaue

Linien) und im Anschluss die der inaktiven Algen (Abb. 9; schwarze Linien).

Vor Beginn der Fo‐Messung findet eine Adaptationsphase statt, um die Algen an das

Licht der Messung zu gewöhnen. Bei der Fo‐Messung ist die zugeführte Lichtenergie

nur sehr gering. Sie entspricht etwa 1 % des durchschnittlichen Tageslichts. Die

aktiven Algen können daher nahezu die gesamte Lichtenergie photosynthetisch in

chemische Energie umwandeln. Die emittierte Fluoreszenz ist von sehr geringer Inten‐

sität. Durch die vorherige Adaptationsphase beginnt die Fo‐Fluoreszenz auf niedrigem

Niveau und bleibt konstant (blaue, gestrichelte Linie). Mit Beginn der Fm‐Messung

wird starkes Hintergrundlicht (Laser‐LED) zugeschaltet. Die Lichtstärke ist insgesamt

größer als das maximale Tageslicht. Dadurch steht mehr Lichtenergie zur Verfügung

als die Algen umsetzen können. Die Photosysteme der Algen sind vollständig

gesättigt. Die überschüssige Energie wird in Form intensiver Fluoreszenz emittiert.

Abb. 9: Fluoreszenzantworten der Fo‐ und Fm‐Messung von aktiven und inaktiven Algen. Die gestrichelten Linien geben die Fo‐Fluoreszenz wieder, die durchgezogenen Linien die Fm‐Fluoreszenz. Das Maß für die Algenaktivität ist der Genty. Je größer die Differenz zwischen Fm‐ und Fo‐Fluoreszenz, desto höher der Anteil aktiver Algen. Der Messwert für Fm entspricht dem Maximum der Fm‐Fluoreszenz, der Messwert für Fo dem Mittelwert der Fo‐Fluoreszenz. [Grafik: Autor; in Anlehnung an Messdaten, vgl. Anhang 3].

t (s)

rela

tive

Fluo

resz

enzi

nten

sitä

t Fm - Inaktive Algen

Fo - Inaktive Algen

Fm - Aktive Algen

Fo - Aktive Algen

Inaktive Algen

Aktive Algen

Fo - Messung Fm - Messung

Fm - Fo

Fm - FoMaß für die Algenaktivität:

Fm - Fo Fm

* 100 [%]Genty =

Fluoreszenzantworten:


31

Dies entspricht dem raschen Anstieg der Fm‐Fluoreszenz‐Kurve nach Beginn der Fm‐

Messung (blaue, durchgezogene Linie). Im Verlauf der Fm‐Messung findet eine

Anpassung an die neuen Lichtverhältnisse statt. Die Reaktionsprodukte der Licht‐

reaktionen werden zügiger abgeführt und zusätzliche Lichtenergie kann umgewandelt

werden. Die Kurve sinkt langsam ab. Hat sich ein Gleichgewicht im Reaktionsprozess

eingestellt, bleibt die Fluoreszenz abschließend auf stationärem Niveau. Dieses liegt

deutlich über dem der Fo‐Fluoreszenz.

Die inaktiven Algen können die geringe Lichtenergie der Fo‐Messung aufgrund ihres

geschädigten Photosyntheseapparates nicht in chemische Energie umwandeln,

sondern emittieren sie als Fluoreszenz. Sie ist im Vergleich zu der Fo‐Fluoreszenz

aktiver Algen deutlich intensiver und bleibt auf höherem Niveau konstant (Abb. 9;

schwarze, gestrichelte Linie). Wird mit der Fm‐Messung das Hintergrundlicht zuge‐

schaltet, findet nur noch ein geringer Anstieg der Fluoreszenz statt (schwarze, durch‐

gezogene Linie). Die Photosysteme sind bereits durch die schwachen Lichtpulse

größtenteils gesättigt gewesen. Das stärkere Licht führt daher nur zu einer relativ

geringen Erhöhung der Fluoreszenz. Die Fm‐Fluoreszenz der inaktiven Algen bleibt

auf gleich hohem Niveau, da ihre Photosynthese geschädigt ist.

Die Differenz zwischen der Fm‐ und der Fo‐Fluoreszenz (Fm‐Fo) ist bei den aktiven

Algen deutlich größer als bei den inaktiven Algen (Abb. 9; Pfeile). Da in einer realen

Probe sowohl aktive als auch inaktive Algen vorkommen, ergibt sich für die

Bewertung der Algenaktivität einer Wasserprobe: Je größer die Differenz zwischen der

Fm‐ und der Fo‐Fluoreszenz, desto höher ist der Anteil aktiver Algen in der Probe.

Als Maß für die Photosynthese‐Aktivität der Algen dient der so genannte Genty‐Para‐

meter. Er wird aus den Messwerten der Fm‐ und Fo‐Fluoreszenz gebildet. Der Mess‐

wert Fo wird aus den Fluoreszenzantworten der Fo‐Fluoreszenz gemittelt. Der Fm‐

Wert entspricht dem Maximalwert der Fm‐Fluoreszenz (Abb. 9, Pfeile). Der Genty

wird in % angegeben und berechnet sich wie folgt:

Fm ‐ Fo Fm

* 100 [%] Genty =(1)

Die durchschnittliche Aktivität von Grünalgenkulturen, die sich in einem guten

physiologischen Zustand und stabilem Wachstum befinden, liegt zwischen 60 ‐ 70 %.

Bei geschädigten Algen kann die Aktivität auf Werte bis ca. 20 % absinken

(vgl. Anhang 3). Bei absterbenden Kulturen geht sie gegen 0 %.


32

Messung der Photosynthese‐Hemmung (Inhibitionsmessung)

Die Wirkung toxischer Substanzen im Gewässer wird über den Einsatz der Fermen‐

teralgen detektiert. Hierzu wird die Aktivität (Genty) der Fermenteralgen zum einen in

der Gewässerprobe (´Probe & Algen´) und zum anderen in unbelastetem Referenz‐

wasser ermittelt (´Wasser & Algen´). Aus dem Verhältnis der beiden Genty wird die

Hemmung der Photosynthese errechnet.

Hemmung = 1 −

Genty (Probe & Algen)

Genty (Wasser & Algen)

Für die Bestimmung der Hemmung werden die Fluoreszenzantworten von drei

Wasserproben ausgewertet. Der Ablauf wird kurz vorgestellt:

Die Gewässerprobe wird mit einer definierten Menge Algensuspension aufgestockt

und für ca. 15 min inkubiert. Anschließend wird die Photosynthese‐Aktivität (Genty)

und die Chlorophyll‐Konzentration (vgl. folgender Abschnitt) bestimmt. Die Mess‐

ergebnisse geben Auskunft über den Zustand sämtlicher Algen in der Probe, d. h. der

Mischung von Fermenteralgen und Gewässeralgen. Da jedoch der Einfluss der Probe

auf die Fermenteralgen bestimmt werden soll, wird in einer weiteren Messung eine

reine Gewässerprobe gemessen. Hierdurch kann der Anteil und Zustand der

Gewässeralgen quantifiziert werden. Aus den Differenzen der Messergebnisse wird

der Genty der hinzugefügten Fermenteralgen berechnet (´Probe & Algen´). Dieser gibt

Auskunft über die Wirkung der Gewässerprobe auf die Fermenteralgen. Als

Vergleichswert wird der Genty für die Fermenteralgen in unbelastetem Referenz‐

wasser bestimmt. Hierzu wird die definierte Menge Algensuspension dem Leitungs‐

wasser zudosiert (´Wasser & Algen´) und ebenfalls 15 min inkubiert.

Sind keine toxischen Substanzen im Gewässer vorhanden, bzw. werden die Algen im

Referenzwasser gemessen, sollte die Hemmung theoretisch 0 % betragen. Aufgrund

gerätespezifischer Störgrößen und Matrixeffekte der Gewässerprobe (z. B. Schweb‐

stoffe und Algen) streuen die Werte jedoch (vgl. 3.1.5). Ist die Konzentration der

Gewässeralgen sehr hoch, kann die Hemmung auch negative Werte annehmen. Der

Einfluss der Gewässeralgen kann dann, messtechnisch bedingt, bei der Bestimmung

der Hemmung nicht vollständig herausgerechnet werden.

Die maximal mögliche Hemmung liegt bei ca. 70 % (vgl. Anhang 3).

(2)

* 100 [%]


33

Messung der Chlorophyll‐Konzentration

Mit der F‐Messung wird die Chlorophyll‐Konzentration einer Wasserprobe bestimmt.

Anhand der Fluoreszenzantworten wird das Chlorophyll der Gewässerprobe einzel‐

nen Algenklassen zugeordnet und der Gesamtchlorophyllgehalt ermittelt.

Das Chlorophyll‐a ist bei allen Algenklassen vorhanden (vgl. 2.5). Eine Unterscheidung

der Algenklassen erfolgt mittels der Zusammensetzung ihrer akzessorischen Pigmente.

Diese weisen bei Algen einer Klasse jeweils eine ähnliche Verteilung auf. So werden

Grünalgen durch die Pigmente Chlorophyll‐b, Lutein und Neoxanthin, gekenn‐

zeichnet, während für Goldalgen Chlorophyll‐c und Phycobiline typisch sind

[JÄGER et al. 2003]. Jedes Pigment zeichnet sich durch ein charakteristisches

Absorptionsspektrum aus. Werden die Algen einer Klasse mit starkem Licht einer

definierten Wellenlänge angeregt, absorbieren sie entsprechend der Absorptions‐

spektren ihrer Pigmente Lichtenergie. Über spezifische Wechselwirkungen zwischen

den Pigmenten wird die überschüssige Energie in Form von Chlorophyll‐a‐Fluores‐

zenz emittiert. Durch Messungen bei unterschiedlichen Wellenlängen wird für jede

Algenklasse ein charakteristisches Fluoreszenzmuster, ein sogenannter „Fingerprint“,

erstellt (vgl. Abb. 10).

Die „Fingerprints“ der Algenklassen, die im Gewässer detektiert werden sollen,

werden im Gerät gespeichert. In den Algentoximetern des WGMN sind dies folgende:

Chlorophyceae (Grünalgen)

Bacillariophyceae (Kieselalgen)

Cyanophyceae (Blaualgen / Cyanobakterien)

Cryptophyceae (Goldalgen)

Bei der F‐Messung wird die Wasserprobe in der Messkammer nacheinander von fünf

LED´s bestrahlt. In den Algentoximetern des WGMN werden die Anregungswellen‐

längen λ ≈ 470, 525, 570, 590 und 610 nm verwendet. Jede LED sendet eine Serie

gepulster Lichtsignale. Die einzelnen Fluoreszenzantworten werden gemessen und

daraus die Fluoreszenzantwort (F‐Fluoreszenz) für die jeweilige Wellenlänge berech‐

net. Die fünf Fluoreszenzantworten ergeben das Fluoreszenzspektrum („Fingerprint“)

der untersuchten Wasserprobe. Mit Hilfe der im Gerät gespeicherten „Fingerprints“

wird über ein spezielles Berechnungsverfahren die Chlorophyll‐Konzentration der

einzelnen Algenklassen im Gewässer ermittelt.


34

Abb. 10: Fluoreszenzantworten von fünf Algenklassen. Gemessen bei fünf verschiedenen Anregungswellenlängen. (Die hier angegebenen Wellenlängen und Algenklassen weichen teilweise von den in den Algentoximetern des WGMN verwendeten ab.) Die Fluoreszenz‐kurven sind auf das Maximum jeder Kurve normiert. In der rechten Spalte sind die Algen‐arten mit Symbolen den Algenklassen zugeordnet (z. B. Quadrate für Chlorophyceae). Im Diagramm kennzeichnen die Symbole jeweils die Fluoreszenzantwort einer Algenart bei einer bestimmten Wellenlänge. Die Messwerte der Algenarten einer Algenklasse werden für jede Wellenlänge gemittelt. Die fünf verbundenen Mittelwerte ergeben den charakterist‐ischen Kurvenverlauf für die Algenklasse, den „Fingerprint“ (für Chlorophyceae ist es die grüne Linie.) Zur Kalibrierung der „Fingerprints“ werden Algenreinkulturen verwendet.Deren Suspensionen haben definierte Chlorophyll‐Konzentrationen [MOLDAENKE 2008a].

Bei der F‐Messung wird ferner die Konzentration der Gelbstoffe in der Gewässerprobe

bestimmt. Gelbstoffe, wie z. B. Huminsäuren und einige Metaboliten von Pigmenten,

besitzen ebenfalls fluoreszierende Eigenschaften. Bei der Chlorophyll‐Bestimmung

können sie durch ihre Fluoreszenzantwort die Ergebnisse verfälschen. Um die Gelb‐

stoffe quantifizieren zu können, wird die Probe zusätzlich von einer UV‐LED bestrahlt.

Gelbstoffe reagieren hierauf mit einer spezifischen Fluoreszenzantwort. Aus dieser

wird ihre Konzentration bestimmt. Die Gesamtchlorophyll‐Konzentration der Wasser‐

probe wird aus der Summe der Einzelgehalte, abzüglich der Gelbstoffe, errechnet und

in μg/L angegeben [F.Schulz, persönliche Mitteilung].


35

3.1.3 Messzyklus

Der Messzyklus des Algentoximeters umfasst sämtliche Schritte vom Start‐up des

Gerätes bis zur Ausgabe der Messergebnisse. Die Dauer eines kompletten Messzyklus

ist dabei im Wesentlichen von dem verwendeten Gerätetyp abhängig, da die Inku‐

bation der Proben in beiden Gerätetypen auf unterschiedliche Weise erfolgt (vgl. 4.1.4).

Für die Bewertung der Toxizität werden in jedem Messzyklus drei unterschiedliche

Wasserproben (Messgüter) benötigt (vgl. 3.1.2):

Probe & Algen Gewässerprobe mit Algen aus dem Fermenter versetzt

Wasser & Algen Referenzwasser mit Algen aus dem Fermenter versetzt

Probe Gewässerprobe

Die Messgüter werden nacheinander in der oben aufgeführten Reihenfolge in das

Algentoximeter gefördert. Es finden bei jedem Messgut die folgenden Prozesse statt:

− Reinigen und Vorspülen der Schläuche. Hierdurch soll eine Kontamination mit

Resten des vorherigen Messgutes verhindert werden.

− Befüllen des Inkubationsgefäßes mit dem Messgut. Bei ´Probe & Algen´ und

´Wasser & Algen´ erfolgt während der Förderung die Aufstockung mit einer

definierten Menge Algensuspension aus dem Fermenter.

− Inkubation des Messgutes. Während der Inkubationszeit von 15 min können even‐

tuell in dem Messgut vorhandene toxische Substanzen auf die Algen einwirken.

− Fluoreszenzmessungen. In der Messkammer wird die Messsequenz durchgeführt

und die Fluoreszenzantworten aufgezeichnet.

− Leeren und Reinigen der Messkammer. Nach Beendigung der Messsequenz wird

die Messkammer durch Druckluft geleert und mit Wasser gespült.

In jedem Messzyklus findet zusätzlich noch eine Nullpunktkalibrierung des Sensors

mit klarem Wasser statt. Der Messzyklus endet mit der Stopp‐Sequenz. Hierdurch

wird das Gerät nach der Reinigung in einen definierten Zustand versetzt. Die Mess‐

ergebnisse werden an die Datenbank übertragen. Die Datenmenge wird im Speicher

reduziert. Nach mehreren Messzyklen erfolgt außerdem noch die Säuberung der Mess‐

kammer durch einen Reinigungsstempel.

In festen Intervallen (z. B. nach jedem 25. Messzyklus) wird die Sensitivität des

Algentoximeters mit einem Referenzgift überprüft (Referenzgiftmessung). Hierzu wird

in dem Messzyklus die Messung ´Probe & Algen´ durch ´Gift & Algen´ ersetzt. Statt


36

der Probe wird eine Herbizidlösung mit bekannter Konzentration mit der definierten

Menge Fermenteralgen versetzt. Der weitere Messablauf bleibt unverändert.

3.1.4 Messgrößen

Dieses Kapitel enthält eine Übersicht zu den Messgrößen, die für die Auswertung und

Prozesskontrolle relevant sind. Die Messgrößen sind zu vier Gruppen zusammen‐

gefasst. Zu diesen befindet sich in Anhang 4 (Abb. 4.1‐ 4.4) jeweils ein Messdiagramm,

das mit der ´WGMN2‐Software´ aus den Daten des Messnetzes erstellt wurde. Die

verwendeten Abkürzungen befinden sich in Tab. 4.1, Anhang 4.

Toxizität:

Hemmung der Algenaktivität (Inhb)

Mit der Inhibitionsmessung kann der Einfluss von toxischen Substanzen in der Gewässer‐

probe auf die Testalgen detektiert werden (vgl. 3.1.2). Sie bildet eine Grundlage für die

Bewertung der Gewässerschädigung und die Auslösung eines Toxizitätsalarms. Darüber

hinaus wird in regelmäßigen Abständen eine Inhibitionsmessung mit Referenzgift durch‐

geführt (Referenzgiftmessung). Hiermit wird die Sensitivität und Funktionsfähigkeit des

Algentoximeters überprüft (vgl. 3.1.3).

Toxizitätskontrolle (ToxKo)

Sie zeigt an, ob eine Referenzgiftmessung durchgeführt wird. Ist dies der Fall erhält die

Toxizitätskontrolle den Wert 1, ansonsten den Wert 0.

Grenzwertalarm (GrA)

Die Algentoximeter werden derzeit mit einem statischen Grenzwertalarm betrieben. Die

ermittelten Inhibitionswerte werden automatisch mit einem festgelegten Grenzwert

verglichen. Bei Überschreitungen wird ein Gerätealarm ausgelöst.

Gewässerprobe:

Gesamtaktivität der Algen (APrb)

Die Gesamtaktivität der Gewässeralgen (Genty) gibt Auskunft über den physiologischen

Zustand der Algen. Aus dem Genty und der Chlorophyll‐Konzentration der Gewässeralgen

wird das aktive Chlorophyll berechnet und als Massenkonzentration angegeben (vgl. 3.1.2).

Chlorophyll‐Konzentrationen einzelner Algenklassen (Cbl, Ccry, Cgr, Ckie)

Über die Chlorophyll‐Konzentrationen der Algenklassen wird die Zusammensetzung der

Gewässeralgen bestimmt (vgl. 3.1.2).

Gesamtchlorophyll‐Konzentration (Cges)

Die Gesamtchlorophyll‐Konzentration der Gewässeralgen wird aus den Chlorophyll‐

Konzentrationen der einzelnen Algenklassen berechnet (vgl. 3.1.2).

Gelbstoffe (GelbS)

Mit der Bestimmung der Gelbstoffe werden zusätzliche, fluoreszierende Substanzen erfasst,

um das Messergebnis der Chlorophyll‐Konzentration nicht zu verfälschen (vgl. 3.1.2).


37

Fermenter:

Gesamtchlorophyll‐Konzentration Fermenter (CFer)

Sie dient als Regelgröße für eine konstante Chlorophyll‐Konzentration im Fermenter. Dies

ist eine Voraussetzung für die gleich bleibende Sensitivität der Messung.

Gesamtaktivität der Algen im Fermenter (AFer)

Die Aktivität gibt Auskunft über den physiologischen Zustand der Algen im Fermenter. Aus

dem Genty und der Chlorophyll‐Konzentration der Fermenteralgen (vgl. 3.1.2) wird das

aktive Chlorophyll berechnet und als Massenkonzentration angegeben.

Temperatur Fermenter (TempF)

Über die Temperaturmessung erfolgt die Regelung der Temperatur im Fermenter auf

konstante 24°C.

Wachstumsrate Fermenteralgen (WaR)

Die Wachstumsrate ist ein Indikator für den physiologischen Zustand der Algenkultur. Sie

wird über einen Algorithmus aus den Chlorophyllwerten der zurückliegenden 24 h

bestimmt. Die Wachstumsrate beträgt null, wenn kein Wachstum vorhanden ist und eins,

wenn sich die Algenmasse innerhalb eines Tages verdoppelt.

Nährlösungsdosierung Fermenter (NLD)

Über die Zudosierung der Nährlösung erfolgt die Regelung der Chlorophyll‐Konzentration

im Fermenter.

Weitere Messgrößen:

Transmission (Tr)

Die Transmission ist ein Maß für die Trübung der Probe. Starke Trübungen können die

Inhibitions‐ und Chlorophyllmessung beeinträchtigen. Sie werden bei der Bewertung der

Messdaten berücksichtigt, um Fehlalarme zu vermeiden. Die Transmission der Probe wird

für jede der fünf LED´s, die Wellenlängen im sichtbaren Bereich emittieren, einzeln

bestimmt. Aus den Einzelmessungen wird die Gesamttransmission errechnet.

Temperatur Sensor (TempS)

Die Sensortemperatur wird als Kontrollparameter eingesetzt, um die Messergebnisse bei

Auffälligkeiten verifizieren zu können.

3.1.5 Einflussgrößen und Sensitivität

Das Algentoximeter unterliegt zahlreichen abiotischen und biotischen Faktoren,

welche die Sensitivität und Präzision der Messungen beeinträchtigen können. Dies gilt

sowohl für Einflüsse des Gewässers, als auch für Prozesse im Biotestgerät selber.

Folgende Einflussgrößen können auftreten:


38

Gewässer:

− Starke Temperatur‐Differenzen zwischen Probenwasser und Referenzwasser

können die Inhibitionsmessung verfälschen, da die Algenaktivität temperatur‐

abhängig ist [EIS 2007].

− Hohe Chlorophyllgehalte im Gewässer können die Messungen beeinträchtigen.

− Starke Trübung kann sowohl die Messung der Chlorophyll‐Konzentrationen als

auch die Inhibitionsmessung stören, da die Fluoreszenz nur unvollständig

detektiert wird.

Fermenter:

− Durch Kontamination mit Fremdorganismen kann die homogene Verteilung der

Algen gestört werden. Die Algen können „verklumpen“ oder durch Fressfeinde

dezimiert werden. Beides kann zu stark schwankenden Messwerten oder dem

Absterben der gesamten Algenkultur führen.

− Störungen bei der Temperierung, Nährlösungsversorgung oder Lichtquelle

bewirken starke Veränderungen der Chlorophyll‐Konzentration und Aktivität der

Algen. Absterbende Algenkulturen im Fermenter müssen ausgetauscht werden.

Sonstige Einflüsse:

− Im Schlauchsystem, den Ventilen und dem Sensor können sich Ablagerungen aus

Algen‐, Proben‐ und Nährlösungsresten bilden. Diese können bei folgenden

Messungen mitgerissen werden und zu Verfälschungen und Rauschen bei den

Messwerten führen (vgl. 4.1.2).

− Des Weiteren können mechanischer Verschleiß an den Rollen der Pumpen,

abgenutzte Pumpenschläuche, abgeknickte Schläuche sowie erhöhte Sensor‐

temperaturen die Qualität der Messwerte beeinträchtigen.

Sensitivität

Die Prozesse des Algentoximeters sind weitestgehend vereinheitlicht. Die Sensitivität

der Messungen unterliegt jedoch Schwankungen. Sie sind bei einer In‐situ‐Messung,

aufgrund der oben beschriebenen Einflüsse, unvermeidlich. Bleiben diese in gewissen

Grenzen, haben sie auf die Detektierung von Auffälligkeiten einer Gewässerprobe

einen zu vernachlässigenden Einfluss.

Mit dem Algentoximeter können bei Herbiziden Alarmschwellen‐Konzentrationen

(d.h. signifikante Hemmungen) im einstelligen μg‐Bereich detektiert werden (Tab. 3).

Dies unterstreicht die hohe Sensitivität des Algentoximeters gegenüber Herbiziden.


39

Tab. 3: Alarmschwellen‐Konzentrationen von Herbiziden. Gemessen in Versuchen in Hamburg und Worms mit dem Algentoximeter der Firma bbe‐Moldaenke. Bioindikator: Chlorella vulgaris. [Auszug aus der Liste des Expertenkreis Biomonitoring; HU Hamburg].

Herbizid Alarmschwelle [μg/L] Quelle

Diuron 2 Umweltbehörde Hamburg 10/1998 (Laborversuch Gresens)

Diuron 0,5 Rheingütestation Worms 7/1999 (Laborversuch / Diplomarbeit Schlink)

Glyphosat 2 Umweltbehörde Hamburg 8/2000 (Laborversuch / Diplomarbeit Gresens)

Isoproturon 1 Umweltbehörde Hamburg 8/2000 (Laborversuch / Diplomarbeit Gresens)

Isoproturon 0,5‐1 Rheingütestation Worms 7/1999 (Laborversuch / Diplomarbeit Schlink)

Terbuthylazin 0,5 Rheingütestation Worms 7/1999 (Laborversuch / Diplomarbeit Schlink)

Terbuthylazin 1 Umweltbehörde Hamburg 8/2000 (Laborversuch / Diplomarbeit Gresens)

Simazin 2 Rheingütestation Worms 7/1999 (Laborversuch / Diplomarbeit Schlink)

3.1.6 Wartung

Das Gerät ist für den Dauerbetrieb über eine Woche in unbesetzten Messstationen

konzipiert. Der wöchentliche Wartungsumfang beträgt in der Regel zwischen 50 und

90 min [P. Möller, persönliche Mitteilung]. Er ist im Wesentlichen abhängig vom

verwendeten Gerätetyp (vgl. 4.1.3) und beinhaltet folgende Arbeiten:

Auffüllung der Nährlösung und Referenzgiftlösung

Reinigung des Schlauchsystems und der Zuleitungen

Fermenter austauschen (je nach Zustand der Algen)

Inkubationsgefäße reinigen (i. d. R. 14‐tägig)

Pumpenschläuche austauschen (Verschleiß)

Pumpenschläuche auslitern (Volumenkontrolle)

Allgemeine Geräte‐Kontrolle

Die Reinigungszeiten variieren in Abhängigkeit von den Verunreinigungen die durch

den Kontakt mit der Gewässerprobe und der Algensuspension aus dem Fermenter

entstehen. Auf den Innenseiten der Schläuche und Inkubationsgefäße bilden sich

Ablagerungen von Algen und weiteren Schwebstoffen. Insbesondere die Algensus‐

pension aus dem Fermenter kann zur Bildung eines hartnäckigen Biofilms beitragen.

Darüber hinaus hängt das Ausmaß der Verschmutzung von der Konzentration der

Algen im Gewässer ab. Die automatischen Spülungen zwischen den Messungen


40

können die Ablagerungen nur unvollständig aus dem System fördern, so dass auch

eine manuelle Reinigung erforderlich ist.

Zusätzlich zu den wöchentlichen Arbeiten in der Station wird weitere Wartungszeit

benötigt. Im Labor müssen die Algenzucht betreut und die Fermenter sterilisiert

werden. In größeren Abständen werden sämtliche Schläuche des Algentoximeters

ausgetauscht. Zur Beseitigung von Gerätestörungen fallen zusätzliche Wartungs‐

fahrten an. Die aus den Störungen resultierenden fehlerhaften Messdaten müssen in

der Datenbank ungültig markiert werden.

3.2 Eingesetzte Gerätetypen

Gegenstand der Untersuchung waren drei Algentoximeter der Firma bbe‐Moldaenke,

die in den Messstationen des Wassergütemessnetzes Hamburg (WGMN) betrieben

werden. Die Geräte sind zwei unterschiedlichen Gerätetypen zuzuordnen. Es werden

ein herkömmliches Algentoximeter (ATox 1) und zwei modifizierte Algentoximeter

(ATox 2) eingesetzt (Tab. 4).

Der wesentliche Unterschied zwischen ATox 1 und ATox 2 besteht im Inkubationsort.

Während im herkömmlichen Algentoximeter die Wasserproben in zwei Schlauch‐

Schleifen inkubiert werden, erfolgt dies beim modifizierten Algentoximeter in der

Messkammer des Sensors. Dazu waren weitere Anpassungen in der Gerätekonstruk‐

tion und Prozesssteuerung notwendig. Die Details werden im Rahmen der Unter‐

suchungsergebnisse in Kapitel 4 vorgestellt.

Tab. 4: Die im WGMN Hamburg eingesetzten Algentoximeter (ATox). Umbau bezeichnet das Jahr, an dem das jeweilige Gerät von Schleifen‐ auf Sensorinkubation umgerüstet wurde.

Abkürzung Station Gerätetyp Inkubation Baujahr Umbau Gewässer

ATox 1 (FH) Fischerhof herkömmlich Schleife 2003 ‐ Bille

ATox 2 (BU) Bunthaus modifiziert Sensor 2001 2007 Elbe

ATox 2 (SH) Seemannshöft modifiziert Sensor 2001 2008 Elbe

3.3 Untersuchung der Modifikationen

Es wurde überprüft, ob die beim herkömmlichen Algentoximeter auftretenden

Störungen durch die Umrüstung zum modifizierten Algentoximeter beseitigt werden

konnten. Hierzu wurden die Ursachen und Folgen der Störungen des herkömmlichen

Algentoximeter beschrieben. Anschließend wurden die zur Lösung der Probleme

durchgeführten Änderungen des modifizierten Algentoximeters dargestellt und


41

bewertet. Ferner wurde untersucht, welche Unterschiede hinsichtlich des Messzyklus

aus den Modifikationen resultieren.

Die Untersuchung der Algentoximeter erfolgte einerseits an den Geräten in den Mess‐

stationen, andererseits durch Auswertung von Messdaten aus der Datenbank des

WGMN. Es wurden Gespräche mit Michael Lechelt und Petra Möller vom Biolo‐

gischen Frühwarnsystem des WGMN geführt sowie mit Florian Schulz vom Hersteller

bbe‐Moldaenke. Des Weiteren dienten die Geräte‐Handbücher des Herstellers als

Grundlage für die Untersuchung.

Für die Auswertung der Daten wurde die Software WGMN2 des Wassergütemess‐

netzes Hamburg verwendet. Mit der WGMN2‐Software werden die Messdaten von

den Stationsmessgeräten in einer Datenbank zusammengeführt und verwaltet. Zur

Bewertung der Messergebnisse werden diese in Diagrammen grafisch dargestellt.

3.4 Vergleich der Sensitivität

3.4.1 Signal/Rausch‐Verhältnis

Die Untersuchung des Signal/Rausch‐Verhältnisses (engl.: Signal to Noise Ratio, SNR)

diente dazu, die Sensitivität der Inhibitionsmessungen (vgl. 3.1.4) zu vergleichen. Die

Höhe des SNR ist ein Maß dafür, wie empfindlich Schadstoffe im Gewässer detektiert

werden können. Die Variationsbreite der Messergebnisse gibt darüber hinaus

Auskunft über die Präzision (Wiederholbarkeit) der Messungen.

Methode zur SNR‐Bestimmung

Im Folgenden werden die Kenngrößen des SNR vorgestellt (Abb. 11). Das Rauschen

der Inhibitionsmessungen beschreibt die Variationsbreite der Inhibitionswerte einer

nicht‐toxischen Gewässerprobe im Verlauf eines Tages. Der arithmetische Mittel‐

wert des Rauschens () bildet die Basislinie zur Berechnung des Signal/Rausch‐

Verhältnisses. Da die Basislinie von der Nulllinie abweichen kann (vgl. 3.1.2), wurde

dies bei der Darstellung berücksichtigt. Das Mittlere Rauschen der Inhibitionswerte ist

die Rechengröße für das Rauschen, es entspricht der positiven Standardabweichung (s)

des Rauschens. Die positive und negative Standardabweichung (s) vom Mittelwert

bilden die Spannweite des Rauschens ( ± s). Das Toxizitäts‐Signal wird aus der

Differenz des Messwerts der Referenzgiftmessung und dem Mittelwert des Rauschens

berechnet (Messwert − ).


42

-4

-3

-2

-1

0

1

2

3

4

5

Inhibition [%]

Das Signal/Rausch‐Verhältnisses (SNR) wird nach folgender Formel ermittelt:

Die Untersuchung fand anhand von Messdaten der Inhibitionsmessungen aus der

Datenbank des WGMN statt. Der Untersuchungszeitraum war vom 12.07.2008 bis

06.10.2008. Die Auswahl der Daten erfolgte über eine optische Bewertung des

Datenmaterials. Hierzu wurden die Messwerte mit der WGMN2‐Software (vgl. 3.3)

grafisch dargestellt. Die Auswertung der Daten wurde mit MS‐Excel 2003 (Microsoft)

durchgeführt.

Die Daten wurden mit dem Schnelltest nach David et al. (R/s‐Test) auf

Normalverteilung untersucht. Die Prüfgröße dieses Verfahrens ist der Quotient aus der

Spannweite (R‐Range) der Messwerte und der Standardabweichung (s‐standard

deviation) [SACHS & HEDDERICH 2006]:

Standardabweichung

Spannweite sR

=(4)

Toxizitäts‐Signal (Messwert − )

Mittleres Rauschen SNR =

(3)

Abb. 11: Kenngrößen des Signal/Rausch‐Verhältnisses (SNR). : Mittelwert des Rauschens (Basislinie). s: Standardabweichung der Inhibitionsmessung. Das Mitt‐lere Rauschen entspricht dem Wert der Standardabweichung. Toxizitäts‐Signal: Differenz aus Messwert (Referenzgiftmessung) und Mittelwert Rauschen (). SNR = Toxizitäts‐Signal / Mittleres Rauschen [Grafik: Autor].

Inhibition Basislinie x Standardabweichung s

SpannweiteRauschen (±s)

Toxizitäts‐Signal (Messwert‐)

Mittleres Rauschen

Messwert


43

Ferner wurde der Ausreißer‐Test „4‐Sigma‐Bereich“ 5 durchgeführt. Alle Messwerte,

die den arithmetischen Mittelwert () um die vierfache Standardabweichung (4s)

unter‐ oder überschreiten, werden hierbei als Ausreißer identifiziert. Die Wahrschein‐

lichkeit, dass ein Messwert einer normal verteilten Datenreihe innerhalb des 4‐Sigma‐

Bereichs liegt, beträgt 99,99 % [SACHS & HEDDERICH 2006].

4‐Sigma‐Bereich: μ ± 4 σ ( ± 4 s) (5)

Die Darstellung der Ergebnisse zur Bewertung der Signal/Rauschverhältnisse erfolgte

auf zweierlei Weise. Zum einen wurden die Daten mit MS‐Excel in Form eines Box‐

Plot‐Diagramms veranschaulicht (Abb. 12). Die Box‐Plots beschreiben die Qualität der

Messwerte hinsichtlich Streuung und Verteilung. Für jedes Algentoximeter wurden die

ermittelten SNR‐Daten gemeinsam in einem Box‐Plot erfasst. Die drei Box‐Plots

wurden zusammen in einem Diagramm abgebildet.

5 Für die Berechnung wird der Mittelwert (μ) als arithmetischer Mittelwert () angegeben und die Standardabweichung (σ) als Schätzwert der Standardabweichung (s).

Abb. 12: Kenngrößen eines Box‐Plot. Die Box umfasst die zentralen 50 % der Messwerte. Sie wird durch die Differenz von oberen und unteren Quartil* gebildet (Quartilabstand). Die Lage der Box im Diagramm beschreibt die Höhe der Messwerte. Der Quartilabstand (Höhe der Box) ist ein Indikator für die Streuung. Je 25 % der Werte liegen unterhalb und ober‐halb der Box. Die Enden der vertikalen Linien bezeichnen den minimalen bzw. maximalen Wert. Der Medianwert ist der mittlere Wert des Daten‐satzes. Seine Lage in der Box gibt Auskunft über die Schiefe der Verteilung. Zusätzlich ist der arithmetische Mittelwert eingetragen [Grafik in Anleh‐nung an SACHS & HEDDERICH 2006]. * Quartile teilen einen Datensatz, dessen Messwerte nach Größe sortiert wurden, in vier gleich große Teile auf.

Minimum

Maximum

Q1 unteres Quartil

Q3 oberes Quartil

Q2 Medianwert

Quartil‐abstand(Q3‐Q1)

Spann‐weite (Range)

Mittelwert


44

Eine weitere Ergebnisbewertung erfolgte über die Darstellung des relativen

Variationskoeffizienten (Vr). Er ist ein relatives, dimensionsloses Streuungsmaß, mit

dem die SNR‐Werte über die gesamte Spannweite verglichen werden. Der relative

Variationskoeffizient wird aus der Standardabweichung (s), dem arithmetischer Mittel‐

wert () und der Anzahl der Messwerte (n) gebildet [SACHS & HEDDERICH 2006].

Die Ergebnisse wurden in einem Säulendiagramm dargestellt.

s / Vr = * 100 [%]√n

(6)

Durchführung der SNR‐Bestimmung

Für die Auswahl der Daten wurden diese zu Datenreihen zusammengefasst. Jede

Datenreihe umfasst die Inhibitionsmessungen der Gewässerproben und schließt mit

einer Referenzgiftmessung ab (Abb. 13). In der Regel wurde pro Tag eine Referenzgift‐

messung durchgeführt (vgl. 3.1.3). Als Referenzgift wurde eine Isoproturon‐Lösung

mit einer Konzentration von 5 μg/L verwendet. Die Benennung der Datenreihe erfolgte

anhand des Datums der Referenzgiftmessung.

Referenzgiftmessung

Inhibitionsmessungen der Gewässerproben

Toxizitätskontrolle

Abb. 13: Inhibitionsmessungen, ATox 2 Station Bunthaus (BU). Datenreihe vom 07.09.2008. Inhibitionswerte (Inhb) für Gewässerproben und Referenzgift. Die schwarzen Datenpunkte auf den Kurven kennzeichnen die einzelnen Messwerte. Die Toxizitätskontrolle (ToxKo) kenn‐zeichnet den Zeitpunkt der Referenzgiftmessung.


45

Neben der Inhibition und der Toxizitätskontrolle wurden bei der Auswahl diejenigen

Messgrößen berücksichtigt, die für einen stabilen Betrieb besondere Relevanz haben.

Die weiteren Messgrößen waren (Stabilitätskriterien in Klammern):

Wachstumsrate (WaR ~ > 0,3)

Chlorophyllgehalt im Fermenter (CFer ~ 2 000‐2 500 μg/L)

Aktivität der Fermenteralgen (AFer > 50 %)

Temperatur Fermenter (TempF ~ 24 °C bzw. ~ 25 °C)

Lagen deutliche Störungen einzelner Messgrößen oder Unterbrechungen aufgrund von

Wartungszeiten vor, wurden die Datenreihen nicht verwendet.

Für jedes Algentoximeter wurden 21 Datenreihen ausgewählt. Die ausgewählten

Datenreihen sind im Anhang 5 abgebildet. Datenreihen, die zeitlich direkt aufeinander

folgen, sind gemeinsam in einem Diagramm dargestellt. Hierbei ist zu berücksichtigen,

dass die Datenreihen der drei Geräte einen unterschiedlichen Messdaten‐Umfang

besaßen. Die Dauer der Messzyklen der beiden Gerätetypen ist verschieden (vgl. 4.1.4)

und somit auch die Zahl der gemessenen Inhibitionswerte eines Tages. Das herkömm‐

liche Algentoximeter (ATox 1) produzierte pro Datenreihe in etwa doppelt so viele

Inhibitionswerte wie ein modifiziertes Algentoximeter (ATox 2). Auch die Datenmenge

der beiden ATox 2 unterschied sich. In der Station Seemannshöft (SH) fand die

Referenzgiftmessung in den Monaten Juli und August alle zwei Tage statt, so dass die

Datenmenge der vorausgehenden Inhibitionsmessungen entsprechend umfangreicher

war als die des ATox 2 der Station Bunthaus (BU).

Die Auswertung der Daten erfolgte für jede Datenreihe einzeln. In Tab. 5 sind exem‐

plarisch die Messdaten der Datenreihe des ATox 2 Station Bunthaus (BU) vom

07.09.2008 aufgelistet. Neben den Inhibitionswerten sind auch die weiteren Mess‐

größen als Kontrollparameter für den Betriebszustand eingetragen. Die Messdaten sind

mit der jeweiligen Uhrzeit aufgeführt (Tab. 5, Spalte Zeitstempel). Die Daten werden,

unabhängig von den Messzyklen, im Zehn‐Minuten‐Takt von den Stationen an die

Datenbank übermittelt. Da der Messzyklus des ATox 2 (BU) etwas länger als 60 min

dauert, betragen die Abstände der Messzeiten 60 oder 70 min.


46

Tab. 5: Messwerte ATox 2 (BU). Datenreihe vom 07.09.2008. Inhibitions‐werte fett gedruckt. Messwerte der Referenzgiftmessung sind gelb unterlegt. Station Bunthaus Bunthaus Bunthaus Bunthaus Bunthaus Bunthaus Messgröße AFer CFer Inhb TempF ToxKo WaR Einheit μg/L μg/L % °C kein 1/d Zeitstempel Wert Wert Wert Wert Wert Wert

06.09.2008 19:00 1562,10 2418,40 ‐1,60 25,30 0 0,54 06.09.2008 20:00 1547,60 2397,20 ‐1,40 25,30 0 0,53 06.09.2008 21:10 1560,10 2415,60 ‐1,80 25,30 0 0,54 06.09.2008 22:10 1546,30 2392,90 ‐2,20 25,30 0 0,53 06.09.2008 23:10 1560,60 2407,60 ‐1,30 25,30 0 0,53 07.09.2008 00:10 1562,20 2405,90 ‐1,60 25,30 0 0,53 07.09.2008 00:20 1562,20 2405,90 ‐1,60 25,30 0 0,53 07.09.2008 01:20 1570,00 2414,40 ‐1,80 25,20 0 0,53 07.09.2008 02:20 1545,60 2374,10 ‐1,80 25,30 0 0,51 07.09.2008 03:20 1559,10 2392,20 ‐1,90 25,30 0 0,51 07.09.2008 04:30 1536,80 2353,40 ‐2,00 25,30 0 0,50 07.09.2008 05:30 1560,40 2383,60 ‐1,80 25,30 0 0,51 07.09.2008 06:30 1490,40 2277,10 ‐2,20 25,30 0 0,46 07.09.2008 07:30 1549,60 2362,10 ‐2,10 25,30 0 0,49 07.09.2008 08:40 1511,30 2301,70 ‐2,20 25,30 0 0,46 07.09.2008 09:40 1544,20 2350,00 ‐2,20 25,30 0 0,47 07.09.2008 10:40 1521,80 2308,80 ‐1,90 25,30 0 0,45 07.09.2008 11:40 1552,90 2344,60 ‐1,50 25,30 0 0,47 07.09.2008 12:50 1489,50 2240,20 ‐1,70 25,30 0 0,42 07.09.2008 13:50 1492,50 2252,40 ‐2,40 25,30 0 0,42 07.09.2008 14:50 1454,10 2191,70 ‐2,00 25,30 0 0,39 07.09.2008 15:50 1473,50 2219,10 ‐1,70 25,30 0 0,40 07.09.2008 17:00 1444,00 2176,50 ‐1,80 25,30 0 0,38 07.09.2008 18:00 1415,60 2136,00 ‐1,60 25,30 0 0,37 07.09.2008 19:00 1411,50 2133,10 ‐1,40 25,30 0 0,37 07.09.2008 20:00 1338,50 2027,80 5,30 25,30 1 0,32

Für den Schnelltest nach David et al. wurden aus den Messwerten die Kenngrößen

(R‐Range, s‐standard deviation) und die Anzahl der Messungen (n) bestimmt. Die

kritischen Grenzen für den Quotienten R/s (Unteres Quantil 6, Oberes Quantil) wurden

anhand der Tabelle nach Pearson und Stephens bestimmt (vgl. Anhang 6) [SACHS

& HEDDERICH 2006]. Hierfür war neben der Anzahl der Messwerte auch die Wahl

eines Signifikanz‐Niveaus (α) erforderlich. Es wurde mit α = 0,01 festgelegt, das

entspricht einer Irrtumswahrscheinlichkeit von 1 %. Gab es für die Anzahl (n) keine

Tabellenwerte, wurden sie über Interpolation ermittelt. Wenn R/s innerhalb der

kritischen Grenzen blieb, war die Nullhypothese akzeptiert und es wurde von einer

Normalverteilung der Messwerte ausgegangen. Andernfalls wurde die Messreihe

verworfen. Für die Datenreihe ATox 2 (BU) vom 07.09.2008 ergaben sich die in Tab. 6

aufgeführten Werte. Eine signifikante Abweichung lag nicht vor.

6 Ein Quantil ist ein Lokalisationsmaß. Es gibt die Grenzwerte an, zwischen denen die Messwerte bei einer Normalverteilung liegen. Diese Grenzen variieren in Abhängigkeit von der gewählten Irrtumswahrscheinlichkeit, dem Signifikanz‐Niveau (α).


47

Tab. 6: Auswertung Schnelltest nach David et al. ATox 2 (BU). Datenreihe vom 07.09.2008.

Spannweite (R)

Standard‐ abweichung

(s)

Anzahl Messwerte

(n) R/s

Unteres Quantil (α=0,01)

Oberes Quantil (α=0,01)

Signifikante Abweichung

1,10 0,29 25 3,79 3,15 5,06 nein

Die 4‐Sigma‐Grenzen des Ausreißer‐Tests wurden zunächst ohne ausreißerverdäch‐

tige Extremwerte berechnet. Deren Entfernung aus der Datenreihe wurde anhand der

Grenzen auf Plausibilität überprüft. Lagen weitere Werte außerhalb des 4‐Sigma‐

Bereichs, wurden sie aus der Datenreihe genommen und ebenfalls als Ausreißer

gekennzeichnet (vgl. Anhang 5, Diagramme). Die statistische Analyse wurde ohne die

Ausreißer wiederholt. Die Grenzen des 4‐Sigma‐Bereichs für die Datenreihe ATox 2

(BU) vom 07.09.2008 sind in Tab. 7 aufgeführt. Es gab in dieser Datenreihe keine

Ausreißer (vgl. Tab. 5, Inhibitionswerte).

Tab. 7: 4‐Sigma‐Bereich des Ausreißertests ATox 2 (BU). Datenreihe vom 07.09.2008.

Mittelwert Rauschen () Standardabweichung (s) -4s +4s

‐1,82 0,29 ‐2,98 ‐0,66

Die Berechnung des Signal/Rausch‐Verhältnisses ist in Tab. 8 für die Datenreihe des

ATox 2 (BU) vom 07.09.2008 dargestellt. Für die weitere Bewertung wurden die SNR‐

Werte der Datenreihen einer Station in einer Tabelle zusammengefasst (vgl. Anhang 7).

Tab. 8: Berechnung des Signal/Rausch‐Verhältnisses (SNR) ATox 2 (BU). Datenreihe 07.09.2008.

Inhibition Gewässerprobe (%) Inhibition Referenzgift (%) Datum Mittelwert

Rauschen () Mittleres Rauschen Messwert

Tox.‐Signal (Messwert‐)

SNR

07.09.2008 20:00 ‐1,82 0,29 5,30 7,12 24,55

3.4.2 Nachweis‐ und Bestimmungsgrenze

Als praktische Konsequenz aus den Messergebnissen sollte der Grenzwert des

Toxizitätsalarms neu festgelegt werden. Dies geschah in Anlehnung an die Berechnung

der Nachweis‐ und Bestimmungsgrenze der DIN EN ISO 15839 für Online‐Sensoren

[DIN 15839: 2006].

Ein toxischer Effekt kann nur detektiert werden, wenn sich das Toxizitäts‐Signal der

Inhibitionsmessung eindeutig vom Rauschen unterscheidet. Die Standardabweichung

des Rauschens bildet daher die Grundlage für die Ermittlung der Nachweis‐ und

Bestimmungsgrenze des Algentoximeters. Der kleinste Inhibitionswert, der als


48

toxischer Effekt detektiert werden kann, entspricht der Nachweisgrenze (LOD ‐ Limit

of Detection). Sie beträgt das Dreifache der Standardabweichung des Rauschens. Der

kleinste Inhibitionswert, bei dem ein toxischer Effekt mit einem vertretbaren Niveau an

Genauigkeit bestimmt werden kann, entspricht der Bestimmungsgrenze (LOQ ‐Limit

of Quantification). Sie wird als das Zehnfache der Standardabweichung des Rauschens

festgelegt [DIN 15839: 2006].

Die Werte der Standardabweichungen des Rauschens wurden aus den Datenreihen der

Bestimmung des Signal/Rausch‐Verhältnisses übernommen (Mittleres Rauschen, vgl.

Anhang 7). Für jedes Algentoximeter wurde hieraus der Mittelwert der Standard‐

abweichung bestimmt (= Mittlere Standardabweichung des Rauschens). Hieraus

wurden die Nachweis‐ und Bestimmungsgrenzen berechnet und der Grenzwert für

den Toxizitätsalarm festgelegt.

3.4.3 Referenzgiftmessung

Mit der Durchführung der Referenzgiftmessungen (vgl. 3.1.3) wurde ebenfalls die

Sensitivität der Algentoximeter untersucht. Der Vergleich der Sensitivität erfolgte über

die Höhe der Toxizitäts‐Signale (vgl. 3.4.1).

Methode der Referenzgiftauswahl und Referenzgiftmessung

Die Referenzgiftmessungen wurden in den Messstationen durchgeführt. Als Referenz‐

gift wurden zwei ausgewählte Herbizid‐Wirkstoffe eingesetzt. Die Messungen fanden

zwischen Ende Oktober und Anfang Dezember 2008 statt.

Die Herbizid‐Wirkstoffe wurden anhand einer Datenbankrecherche ausgewählt. Zur

Überprüfung der Toxizität gegenüber Chlorella vulgaris wurden die EC50‐Werte 7 der

Wirkstoffe ermittelt. Hierzu wurde ein Schnelltest im Labor mit dem Küvetten‐Fluoro‐

meter der Firma bbe‐Moldaenke durchgeführt. Die Messergebnisse wurden mit MS‐

Excel 2003 (Microsoft) ausgewertet und grafisch dargestellt. Anschließend wurden die

Konzentrationen der Wirkstoffe für die Referenzgiftmessungen bestimmt.

Die Ergebnisse der Referenzgiftmessungen wurden mit der WGMN2‐Software

(vgl. 3.3) aus der Datenbank ausgelesen und mit MS‐Excel 2003 (Microsoft) ausge‐

wertet. Die Toxizitäts‐Signale der beiden Herbizid‐Wirkstoffe wurden jeweils in einem

Säulendiagramm zusammengefasst. Hierbei wurden die Signale getrennt nach den

drei Algentoximetern aufgeführt. 7 Der EC50‐Wert (Effective Concentration 50 %) gibt die Konzentration einer Substanz an, bei der 50 % der Wirkung erreicht werden. Bei der Inhibitionsmessung ist die Wirkung die Hemmung der Photosynthese.


49

Durchführung der Referenzgiftauswahl und Referenzgiftmessung

Die beiden Herbizid‐Wirkstoffe für die Referenzgiftmessungen wurden nach folgen‐

den Auswahl‐Kriterien bestimmt:

− Wirkstoff bisher noch nicht am HU als Referenzgift untersucht

− Zulassung über das Jahr 2009 hinaus

− Verkaufsmenge > 100 t/Jahr

− Relevanz für Hamburger Gewässer (Anwendungskulturen im Hamburger Umland

vorhanden)

− Wirkungsweise: Photosynthesehemmer

− Wirkstoffe aus unterschiedlichen chemischen Wirkstoffgruppen

− mittlere bis hohe Toxizität gegenüber Algen (EC50‐Werte)

− hohe Persistenz in der Wasserphase (DT 50‐Werte, vgl. 2.3.2)

− gute Wasserlöslichkeit

Der Stand der Zulassung und die Verkaufsmenge wurde anhand der Daten des

Bundesamtes für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit ermittelt [BVL 2008b].

Aus der Online‐Datenbank des BVL wurden die Handelsbezeichnungen der Herbi‐

zide, in denen die Wirkstoffe eingesetzt werden sowie die Einsatzgebiete und

Anwendungskulturen erkundet [BVL 2008c]. Die Recherche zur Bewertung von

Toxizität und Persistenz sowie weiterer stoffspezifischer Kriterien erfolgte über die

Datenbank FOOTPRINT Pesticide Properties Database [FOOTPRINT 2008].

Aus den Sicherheitsdatenblättern (SDB) der Herbizide wurden die Daten zur Toxizität

gegenüber Algen, angegeben als EC50‐Wert, zusammengestellt. Die EC50‐Werte der

SDB streuen teilweise sehr stark. Zum einen beruht dies auf den unterschiedlich hohen

Wirkstoffkonzentrationen und der Kombination verschiedener Wirkstoffe in einem

Herbizid. Zum anderen unterscheiden sich die Methoden zur Bestimmung der EC50‐

Werte. Daten der SDB wurden nur berücksichtigt, wenn keine Wirkstoff‐Kombi‐

nationen in den Herbiziden enthalten sind.

Um zuverlässigere Aussagen über die Toxizität insbesondere gegenüber Algen der

Gattung Chlorella machen zu können, wurde eine weiter gehende Recherche über die

Pesticide Database des Pesticide Action Network, North America (PANNA) durchge‐

führt [PANNA 2008]. Da nur wenige Untersuchungen zur Gattung Chlorella vorlagen,

wurden auch EC50‐Werte weiterer Grünalgen herangezogen. Die EC50‐Werte basieren

auf unterschiedlichen Algenwachstumstests. Die Details hierzu sowie die Quellen sind

in Anhang 8 aufgeführt. Aus den SDB der Herbizide, der PANNA‐Datenbank und

FOOTPRINT wurde die Spannweite der berücksichtigten EC50‐Werte bestimmt.


50

Die Substanzen Metribuzin und Bromoxynil wurden für die Untersuchung

ausgewählt. Ein Kurzporträt beider Wirkstoffe mit den wesentlichen Kenndaten

befindet sich in Tab. 9. Für Bromoxynil ergab die Datenrecherche, dass es gegenüber

den Grünalgen anscheinend nur in hohen Konzentrationen akut‐toxisch ist. Es wurde

dennoch beschlossen auch Bromoxynil für die Referenzgiftmessungen einzusetzen, um

hierdurch die Toxizität des Wirkstoffes überprüfen zu können. Auf den Sensitivitäts‐

vergleich hat die Höhe der Toxizität keinen Einfluss.

Tab. 9: Kurzporträts der Herbizid‐Wirkstoffe Metribuzin und Bromoxynil. Quellen: Absatz‐menge [BVL 2008b]; Handelsbezeichnung, Einsatzgebiet, Kultur [BVL 2008c]; Strukturformel [IVA 2000]; EC50‐Werte (*Algenwachstumstests mit diversen Grünalgen, Details in Anhang 8) [PANNA 2008, SDB Herbizide, FOOTPRINT 2008]; weitere Angaben [FOOTPRINT 2008].

Kenndaten Metribuzin Bromoxynil Absatzmenge [t] (Deutschland, 2007)

100 ‐ 250 100 ‐ 250

Handelsbezeichnungen (Deutschland, 2009)

Artist, Lexone, Mistral, Sencor WGBromoterb, Bromotril 225 EC, Buctril, Certrol B, Eclat,Gardobuc, TRISTAR,

EMBLEM Einsatzgebiete (Bsp.) Ackerbau, Gemüseanbau Ackerbau, Gemüseanbau Kulturen (Bsp.) Kartoffel, Sojabohne, Spargel Mais, Getreide, Zwiebelgemüse Chemische Gruppe Triazinone Hydroxybenzonitrile Wirkort Photosynthese‐Hemmung (PS II) Photosynthese‐Hemmung (PS II) CAS‐Nr. 21087‐64‐9 1689‐84‐5 Summenformel C8H14N4OS C7H3Br2NO

Strukturformel

Molekulargewicht [g/mol] 214,29 276,9

Physik. Beschaffenheit Weiße, feste Kristalle Farblose Kristalle Löslichkeit in Wasser bei 20°C [mg/L] 1165 90

Persistenz in Wasser‐phase DT50 [Tage]

41 13

Akute Toxizität: Spanne der EC50 ‐Werte* [μg/L]

8,1‐ 179 1 400 ‐ 89 126

Um zu einer Abschätzung der Toxizität der beiden Wirkstoffe gegenüber Chlorella

vulgaris im Algentoximeter zu gelangen, wurde für Metribuzin und Bromoxynil eine

Bestimmung der EC50‐Werte durchgeführt. Diese wurde mit einem am Institut für

Hygiene und Umwelt entwickelten „Schnelltestverfahren zur Bestimmung toxischer

Wirkungen gegenüber Grünalgen“ ermittelt [EIS 2007]. Bei dem Schnelltest wird ein

Küvetten‐Fluorometer der Firma bbe‐Moldaenke (AlgenLabAnalyser) eingesetzt. Das

Messprinzip ist identisch mit dem des Algentoximeters, es werden die Chlorophyll‐


51

Konzentration und die Algenaktivität der Proben ermittelt und daraus die Photo‐

synthesehemmung der Algen bestimmt (vgl. 3.1.2).

Die Messergebnisse der Hemmung wurden als Konzentrations‐Wirkungs‐Beziehung

grafisch dargestellt und durch eine polynomische Regression ergänzt (Abb. 14 u. 15).

Aus der Regressionsfunktion wurde mittels Solver‐Funktion der EC50‐Wert bestimmt.

y = 0,0001x3 ‐ 0,0285x2 + 2,1758x + 8,7113

0

10

20

30

40

50

60

70

80

0 20 40 60 80 100

Metribuzin‐Konzentration [μg/L]

Hemmung [%]

Hemmung

Regression(polynomisch)

Regressionsfunktion:

EC50 ‐Wert = 28,64 μg/L

Abb. 14: Konzentrations‐Wirkungskurve für Metribuzin. Der Kurvenverlauf zeigt den Zusammenhang zwischen Metribuzin‐Konzentration und Photo‐synthese‐Hemmung bei Chlorella vulgaris. Die rosa Rauten geben die Messwerte der Hemmung wieder. Der EC50‐Wert wurde aus der Funktion der Regressions‐kurve bestimmt [Grafik: Autor].

y = 0,0041x3 ‐ 0,3144x2 + 7,6596x + 0,6558

0

10

20

30

40

50

60

70

80

0 10000 20000 30000 40000

Bromoxynil‐Konzentration [μg/L]

Hemmung [%]

Hemmung

Regression(polynomisch)

EC50‐Wert = 10034 μg/L

Regressionsfunktion:

Abb. 15: Konzentrations‐Wirkungskurve für Bromoxynil. Der Kurvenverlauf zeigt den Zusammenhang zwischen Bromoxynil‐Konzentration und Photo‐synthese‐Hemmung bei Chlorella vulgaris. Die rosa Rauten geben die Messwerte der Hemmung wieder. Der EC50‐Wert wurde aus der Funktion der Regressions‐kurve bestimmt [Grafik: Autor].


52

Die mit dem Küvetten‐Fluorometer ermittelten EC50‐Werte basieren auf der Hemmung

der Photosynthese‐Aktivität der Algen. Die EC50‐Werte aus der Datenbankrecherche

wurden mit genormten Verfahren auf Basis des Algenwachstumstests bestimmt.

Aufgrund der unterschiedlichen Methoden sind die EC50‐Werte qualitativ nicht

vergleichbar. Allerdings konnte in mehreren Messreihen am Institut für Hygiene und

Umwelt eine gute quantitative Übereinstimmung der EC50‐Werte für photosynthese‐

hemmende Herbizide festgestellt werden [EIS 2007].

Mit dem Schnelltest konnte die Toxizität der Wirkstoffe gegenüber Chlorella vulgaris

bestätigt werden. Die EC50‐Werte aus dem Schnelltest lagen für beide Wirkstoffe

innerhalb der Spannweite der EC50‐Werte aus der Datenbankrecherche. Metribuzin

erwies sich als deutlich stärker toxisch als Bromoxynil (Tab. 10). Im Rahmen der

Untersuchung zur Überprüfung der Sensitivität sind beide Substanzen geeignet. Für

den Einsatz als Referenzgift im Algentoximeter kommt aufgrund der hohen Toxizität

nur Metribuzin in Frage.

Tab. 10: Gegenüberstellung der EC50‐Werte aus Schnelltest und Datenbankrecherche [vgl. Anhang 8].

Schnelltest (Photosynthese‐Hemmung) Datenbankrecherche (Wachstumstest)

Wirkstoff EC50‐Wert [μg/L]

Bioindikator Inkubations‐zeit [h]

Spanne der EC50‐Werte [μg/L]

Bioindikator Inkubations‐zeit [h]

Metribuzin 28,64 Chlorella vulgaris

0,25 8,1 ‐ 179 diverse

Grünalgen 72, 96, 120,

144

Bromoxynil 10 034 Chlorella vulgaris

0,25 1 400 ‐ 89 126 diverse

Grünalgen 72, 96

Die Referenzgiftmessungen wurden an den drei Algentoximetern während des

laufenden Stationsbetriebs durchgeführt. Während der regelmäßigen Wartungs‐

arbeiten wurde das Standard‐Referenzgift Isoproturon für wenige Tage gegen Metri‐

buzin bzw. Bromoxynil ausgetauscht. Die Messungen erfolgten mit gereinigten

Geräten. Die Intervalle der Referenzgiftmessungen wurden verkürzt, so dass pro Tag

nicht eine, sondern vier Messungen stattfanden. Für jeden Wirkstoff sollten die

Messwerte zweier Tage ausgewertet werden. Damit die Inhibitionswerte in etwa

4 ‐ 10 % betrugen wurden die Konzentrationen der eingesetzten Wirkstoffe durch

Vorversuche bestimmt. Die Konzentration der Metribuzin‐Lösung wurde auf 10 μg/L

festgesetzt und die der Bromoxynil‐Lösung auf 2 000 μg/L.

4. Untersuchungsergebnisse

Im ersten Teil dieses Kapitels findet die Bewertung der durchgeführten Modifikationen

statt. Der zweite Teil stellt die Ergebnisse aus dem Sensitivitätsvergleich vor.

4.1 Bewertung der Modifikationen

Die Bewertung erfolgt anhand einer Gegenüberstellung von herkömmlichem und

modifiziertem Algentoximeter. Hierbei wird zunächst analysiert, ob die beim

herkömmlichen Gerät auftretenden Probleme im Hinblick auf Messdatenverlauf,

Messdatenqualität bei der Chlorophyllmessung und Wartungsaufwand durch die

Modifikationen beseitigt werden konnten. Anschließend werden die Modifikationen

hinsichtlich der Auswirkungen auf den Messzyklus beurteilt.

4.1.1 Messdatenverlauf

Herkömmliches Algentoximeter

Beim herkömmlichen Gerät treten Störungen im Messdatenverlauf auf, bei denen die

Datenreihen verschiedener Messgrößen über einen längeren Zeitraum stark verrauscht

sind. Sie bilden den charakteristischen Verlauf einer „Zick‐Zack‐Kurve“ (Abb. 16).

Abb. 16: Messdatenverlauf mit „Zick‐Zack‐Kurven“ beim ATox 1 (FH). Zeitraum 19.07.‐21.07.2008. Oben: Messgrößen Temperatur (TempF), Wachstumsrate (WaR), Inhibition (Inhb), Chlorophyll‐Konzentration Fermenter (CFer), Aktivität Fermenter (AFer), Toxizi‐tätskontrolle (ToxKo). Rechts: Ausschnittvergrößerung für CFer. Die Messwerte variieren um ca. 300 ‐ 400 μg/L. Das entspricht ca. 20 % des Gesamtgehaltes.

Untersuchungsergebnisse 54

Die Ausprägung der „Zacken“ kann sowohl im Verlauf der Kurven als auch bei

einzelnen Messgrößen unterschiedlich sein.

Die Ursachen der „Zick‐Zack‐Kurven“ lassen sich wie folgt beschreiben. Die Inkuba‐

tion der Wasserproben findet beim herkömmlichen Algentoximeter (Abb. 17A)

abwechselnd in zwei Inkubationsschleifen statt (Abb. 17C). Sie befinden sich in einer

Kammer hinter der Innentür (Abb. 17B). Die Schleifen bestehen jeweils aus einem

340 cm langen PVDF‐Schlauch mit einem Innendurchmesser von 4 mm. Dessen Enden

sind über ca. 35 cm lange, flexible Silikon‐Schläuche mit dem übrigen Schlauchsystem

verbunden. Bei der Wartung werden die Inkubationsschleifen ausgebaut und gerei‐

nigt. Nach dem Einbau der Schleifen kommt es beim Schließen der Innentür aufgrund

der räumlichen Enge in der Kammer häufig zum Abknicken oder Einklemmen eines

Silikonschlauches (Abb. 17C). Durch den verringerten Querschnitt des Schlauches wird

bei der Beladung der Schleife die eingefüllte Probenmenge reduziert. In beiden

Schleifen befinden sich somit unterschiedliche Probenvolumina. Bei zwei aufeinander

Abb. 17, A‐C: Ansichten des herkömmlichen Algentoximeters ATox 1 (FH): A. Gesamt‐ansicht mit Ventilbox links am Gehäuse; B. Innentür mit Proben/Algenpumpe , Nähr‐lösungs‐Pumpe, Verschlauchung und Ven‐tilen C. Inkubationsschleifen in der Kammer hinter der Innentür (siehe Verschlauchungs‐schema Anhang 9, Abb. 9.1) [Fotos: Autor].

Silikon‐ Schläuche

Inkubations‐Schleifen

C

B

A Schleifen‐ ventile

Nährlösungs‐pumpe

Probe

Algen


folgenden Messungen resultieren hieraus variierende Messwerte. Über die gesamte

Messreihe bilden die Werte den typischen Verlauf einer „Zick‐Zack‐Kurve“.

Auch die Schlauchführung auf der Innentür kann das Auftreten von „Zick‐Zack‐

Kurven“ begünstigen. Aufgrund der Anordnung von Ventilen und Pumpen sind

einige Schlauchwindungen sehr eng, insbesondere bei den Schleifenventilen

(Abb. 17B). Nach Reinigung der Schläuche kann es vorkommen, dass sie nicht korrekt

in den Führungen der Ventile liegen. Hierdurch wird die Förderkapazität einge‐

schränkt und die Befüllung der Inkubationsschleifen fehlerhaft.

Die Folgen der „Zick‐Zack‐Kurven“:

− Die Qualität der Messdaten ist aufgrund der Schwankungen reduziert. Die

Messdaten dieser Messreihen sind, je nach Ausprägung der Ausschläge, bei der

Auswertung nur eingeschränkt zu verwenden.

− Stark ausgeprägte „Zick‐Zack‐Kurven“ bei den Inhibitionsmessungen können

dazu führen, dass toxische Effekte einer Gewässerprobe im Rauschen der

Inhibitionswerte untergehen. Die Sensitivität des Algentoximeters wird hierdurch

deutlich herabgesetzt.

− Die fehlerhaften Messdaten müssen in der Datenbank ungültig markiert werden.

− Ein eingeklemmter Silikonschlauch kann von außen nicht erkannt werden. Um

dies zu überprüfen, sind nach der Beendigung der Wartung Kontrollmessungen

notwendig. Aus beiden Schleifen werden nacheinander Proben in die Mess‐

kammer gefördert und deren Chlorophyll‐Konzentration gemessen. Weichen die

Werte voneinander ab, wird die Lage der Schläuche korrigiert. Zusätzlich muss

die richtige Lage der Schläuche in den Ventilen sorgfältig überprüft werden. Die

Kontrollzeiten betragen durchschnittlich 10‐30 min [P. Möller, persönliche Mittei‐

lung]. In einigen Fällen kommt es trotz der Überprüfung zu fehlerhaften Messun‐

gen. Diese werden erst anhand der Datenkontrolle in der Messnetz‐Zentrale

festgestellt. Daraus resultiert entweder eine erneute Fahrt zur Station oder, wenn

keine Personal‐Kapazitäten vorhanden sind, eine beeinträchtigte Messqualität.

− Eine grobe Quantifizierung dieser Störung kann für den Untersuchungszeitraum

anhand der Analyse des Signal/Rausch‐Verhältnisse vorgenommen werden

(vgl. 3.4.1). In den zweieinhalb Monaten traten beim herkömmlichen Algen‐

toximeter fünf Datenreihen mit „Zick‐Zack‐Kurven“ auf. Davon lagen bei drei

Datenreihen stark ausgeprägte Schwankungen vor (vgl. Abb. 16 und Anhang 10,

Abb. 10.1 und 10.2). Der Umfang dieser fehlerhaften Daten entsprach mit 16 Tagen

ungefähr 20 % des Untersuchungszeitraums.


Modifiziertes Algentoximeter

Die „Zick‐Zack‐Kurven“ treten im Messdatenverlauf des modifizierten Algentoxi‐

meters nicht mehr auf. Die wesentliche Modifikation, die zur Behebung der Störung

ausgeführt wurde, ist die Änderung des Inkubationsorts der Wasserproben. Die

Inkubationen finden beim modifizierten Gerät (Abb. 18A) in der Messkammer des

Sensors statt (Abb. 18C; vgl. 4.1.4). Die Wasserproben werden direkt in die Mess‐

kammer gefördert. Außerdem wurden die Inkubationsschleifen, Schleifenventile, Teile

der Verschlauchung sowie weitere Komponenten (vgl. 4.1.2) entfernt (Abb. 18B).

A

B

Abb. 18, A‐C: Ansichten des modifi‐zierten Algentoximeters ATox 2 (BU). A: Gesamtansicht. B: Innentür mit Probenpumpe, Algenpumpe und Ven‐tilen. C: Sensor mit geöffneter Mess‐kammer, Ansicht von unten. (sieheVerschlauchungsschema Anhang 9, Abb. 9.2) [Fotos: Autor]. C

Vorteile der Modifikationen:

− Die Beeinträchtigung der Messqualität bzw. Fehlmessungen aufgrund der „Zick‐

Zack‐Kurven“ treten nicht mehr auf.

− Die Sensitivität des Algentoximeters wird nicht mehr durch stark verrauschte

Inhibitionsmessungen vorübergehend reduziert.

− Zeiten für die Markierung fehlerhafter Messdaten sind reduziert worden.

− Zeiten für die Überprüfung der Inkubationsschleifen sowie zusätzliche Fahrten

zur Störungsbeseitigung entfallen.


Nachteil der Modifikationen:

− Die Messkammer des Sensors muss statt zuvor alle drei Monate ca. alle zwei

Wochen gereinigt werden. Durch die Inkubation der Proben in der Messkammer

bildet sich dort zügiger ein Biofilm. Die Reinigung dauert ca. 5 min.

4.1.2 Messdatenqualität bei der Chlorophyllmessung


Bei der Messung der Chlorophyll‐Konzentration der Gewässerproben (vgl. 3.1.2) tritt

der sogenannte „Verschleppungseffekt“ auf. Hervorgerufen wird er durch Fermenter‐

algen, die mit Gewässerproben in die Messkammer gelangen. Bei der Messung erhö‐

hen die Fermenteralgen die Grünalgen‐Chlorophyll‐Konzentration (Cgr) der Gewäs‐

serprobe. Damit wird ebenfalls der Messwert für die Gesamtchlorophyll‐Konzentra‐

tion (Cges) aufgestockt. Kommt es zu einer kontinuierlichen „Verschleppung“ von Fer‐

menteralgen in die Gewässerproben, werden die Chlorophyll‐Konzentrationen dauer‐

haft angehoben. Erst wenn die Fermenteralgen absterben oder die Zufuhr aus dem

Fermenter aufgrund einer Störung unterbrochen ist, wird der „Verschleppungseffekt“

wieder reduziert. Der Umfang der Messwertverfälschung kann sehr unterschiedlich

sein. Abbildung 19 zeigt ein Beispiel für einen ausgeprägten „Verschleppungseffekt“.

Abb. 19: Messdaten mit „Verschleppungseffekt“ beim ATox 1 (FH). Zeitraum 13.08.‐19.08.2008 (Ausschnittvergrößerung). Einfluss der Fermenteralgen (CFer) auf die Grünalgen‐Chlorophyll‐Konzentration (Cgr) und die Gesamtchlorophyll‐Konzentration (Cges). Parallel zu der abneh‐menden CFer nehmen etwas zeitversetzt auch die Cgr u. Cges ab. Erst nachdem CFer für einige Zeit auf Null abgesunken ist, entfällt der Einfluss von CFer. Die Chlorophyll‐Konzen‐trationen (Cgr u. Cges) bleiben auf konstantem Niveau. Am 19.08.08 entsprechen Cgr undCges den tatsächlichen Werten in der Gewässerprobe. Zuvor waren Cgr u. Cges ungefähr um den Faktor 3 überhöht. Chlorophyll‐Konzentration der Gold‐, Blau,‐, Kieselalgen: Ccry, Cbl, Ckie. (Weitere Beispiele für den „Verschleppungseffekt“ siehe Anhang 10, Abb. 10.3 und 10.4.)

Abnahme CFer

Abnahme Cgr Abnahme Cges


Der „Verschleppungseffekt“ hat folgende Ursachen. Die Inkubationsschleifen besitzen

große Innenoberflächen (vgl. Abb. 17C) und die Verweildauer der Proben in den

Schleifen ist aufgrund der 15 min Inkubationszeit hoch. Beides begünstigt die

Entstehung eines Biofilms aus Fermenteralgen in den Schleifen (vgl. 3.1.6). Durch

Turbulenzen bei der Befüllung bzw. Entleerung der Schleifen werden Fermenteralgen

aus dem Biofilm rückgelöst. Sie können anschließend mit der Gewässerprobe in die

Messkammer gelangen. Ist der Biofilm sehr ausgeprägt, werden die Fermenteralgen

kontinuierlich in die Gewässerproben „verschleppt“.

Die Algenförderung aus dem Fermenter wird über das Algenventil geregelt (Abb. 20).

Dieses besitzt enge Kanäle, in denen sich durch den ständigen Kontakt mit Fermenter‐

algen häufig Ablagerungen bilden. Bei einer Rücklösung tragen diese ebenfalls zum

„Verschleppungseffekt“ bei. Die Reinigung des Algenventils ist aufgrund der

Konstruktion sehr aufwendig. Eine Verschmutzung ist von außen nicht zu erkennen.

Über den Kreuz‐Schlauchverbinder (Abb. 21) gelangen die inkubierten Proben aus den

Schleifen in die Messkammer. An den vier offenen Verbindungswegen stehen

unterschiedliche Wasserproben an. Bei der Förderung der Probe können aus den

Anschlussschläuchen des Schlauchverbinders Fermenteralgen in die Gewässerprobe

gelangen.

Abb. 21: Schlauchverbinder (Kreuz) [Foto: Autor].

Abb. 20: Algenven‐til [Foto: Autor].

Die Folgen des „Verschleppungseffekts“:

− Die Daten für die Chlorophyll‐Konzentration der Grünalgen (Cgr) und damit die

der Gesamtchlorophyll‐Konzentration (Cges) werden verfälscht. In Abhängigkeit

von der Stärke des „Verschleppungseffekts“ sind die Messdaten nicht oder nur

bedingt aussagekräftig. Eine Quantifizierung ist schwierig, da der Effekt häufig

nur deutlich zu erkennen ist, wenn die Fermenteralgen absterben oder die Zufuhr

der Algensuspension unterbrochen ist. Bei der Bewertung der Chlorophyll‐

Konzentration sollten die Daten daher generell überprüft werden.


− Die Inkubationsschleifen und das Algenventil müssen gründlich gereinigt werden,

um den Biofilm zu entfernen. Die Dauer der Reinigung beträgt ca. 10 min (alle 1‐2

Wochen).


Die Messdatenqualität der Chlorophyllmessung wird beim modifizierten Algen‐

toximeter nicht mehr durch den „Verschleppungseffekt“ beeinträchtigt. Dies konnte

durch die nachstehenden Modifikationen erreicht werden. Die Inkubation der Proben

findet beim modifizierten Gerät in der Messkammer statt. Die Inkubationsschleifen

und Schleifenventile wurden ausgebaut. Der Schlauchverbinder (Kreuz) wurde für die

Verteilung nicht mehr benötigt. Außerdem wurde das Algenventil ebenfalls entfernt.

Die Zudosierung der Algen erfolgt beim modifizierten Gerät über eine eigenständige

Algenpumpe (Abb. 18B). Die Regelung über das Algenventil wurde dadurch

überflüssig.

In Abb. 22 ist der typische Verlauf der Chlorophyll‐Konzentration des modifizierten

Algentoximeters ohne „Verschleppungseffekt“ zu sehen.

Abb. 22: Messdaten ohne „Verschleppungseffekt“ beim ATox 2 (SH). Zeitraum 12.09.‐16.09.2008 (Ausschnittvergrößerung). Die absinkende Chlorophyll‐Konzentration im Fermen‐ter (CFer) hat keinen Einfluss auf die Chlorophyll‐Konzentration der Grünalgen (Cgr) und die Gesamtchlorophyll‐Konzentration (Cges). Die Schwankungen von Cges (bzw. der einzelnen Algenklassen) resultieren aus der Tide an der Elbe in Seemannshöft. Chlorophyll‐Konzen‐tration der Gold‐, Blau,‐, Kieselalgen: Ccry, Cbl, Ckie.


Vorteil der Modifikationen:

− Die fehlerhaften Messwerte der Chlorophyll‐Konzentrationen durch den

„Verschleppungseffekt“ treten nicht mehr auf.

− Die Reinigung der Inkubationsschleifen und des Algenventils entfallen (vgl. 4.1.1).


− Die Messkammer des Sensors muss häufiger gereinigt werden (vgl. 4.1.1).

4.1.3 Wartungsaufwand


Das herkömmliche Gerät besitzt einen hohen Wartungsaufwand. Dieser resultiert zum

einen aus den regelmäßigen, wöchentlichen Wartungsarbeiten, welche im Durch‐

schnitt ca. 80‐ 90 min betragen. Zum anderen kommt zusätzliche Wartungszeit für die

Beseitigung von Störungen hinzu [P. Möller, persönliche Mitteilung].

Die nachstehenden Wartungsarbeiten sind für das herkömmliche Algentoximeter

charakteristisch (allgemeine Wartungsarbeiten vgl. 3.1.6):

− Aufgrund der komplexen Verschlauchung und des unübersichtlichen Aufbaus

(Abb. 17B) ist der Reinigungsaufwand für die Gerätekomponenten hoch. Es muss

sorgfältig darauf geachtet werden, dass nach dem Reinigen die korrekten

Schlauchverbindungen wiederhergestellt werden. Die Fehlersuche bei Störungen

gestaltet sich schwierig.

− Die Inkubationsschleifen und das Algenventil müssen gründlich gereinigt werden,

um den Biofilm zu entfernen (vgl. 4.1.2). Die Dauer der Reinigung beträgt ca. 10

min (alle 1‐2 Wochen).

− Die Überprüfung der korrekten Befüllung der Inkubationsschleifen anhand von

Kontrollmessungen erhöht den Wartungsaufwand um 10‐30 min (vgl. 4.1.1).

− Zusätzliche Wartungsfahrten zur Beseitigung von Störungen (vgl. 4.1.1). Eine

genaue Quantifizierung dieser Zeit war aufgrund der Datenlage nicht möglich.


Die wöchentliche Wartungsdauer konnte durch die Modifikationen insgesamt deutlich

reduziert werden. Sie beträgt beim modifizierten Algentoximeter durchschnittlich

50‐ 60 min. Die Zeiten für die Beseitigung von Störungen konnten ebenfalls verringert

werden [P. Möller, persönliche Mitteilung]. Hierfür sind folgende Modifikationen

verantwortlich:

− Änderung des Inkubationsorts; Wegfall der Inkubationsschleifen und anderer

Bauteile (vgl. 4.1.1 und 4.1.2).


− Die Nährlösungspumpe wurde von der

Innentür auf die Außenventilbox an der

rechten Gehäuseseite verlegt. Die Schlauch‐

führung wurde übersichtlich und ohne enge

Windungen realisiert (Abb. 23).

Abb. 23: Außenventilbox mit Nähr‐lösungspumpe [Foto: Autor]

− Auf der Innentür konnte durch den Wegfall

zahlreicher Komponenten (Inkubations‐

schleifen, Ventile, Schläuche) und die Verla‐

gerung der Nährlösungspumpe ebenfalls

eine übersichtlichere Gestaltung erreicht

werden (Abb. 18B).

Vorteile der Modifikationen:

− Aufgrund der übersichtlichen Anordnung ist

das Gerät wesentlich leichter zu warten und die Fehlersuche wurde vereinfacht.

− Die Reinigung der Inkubationsschleifen und des Algenventils entfällt.

− Die Überprüfung der Lage der Inkubationsschleifen entfällt.

− Zusätzliche Fahrten zur Störungsbeseitigung wurden deutlich reduziert.


− Häufigere Reinigung der Messkammer. (Zeitlich fällt dieser Umstand allerdings

nicht ins Gewicht, da die Wartungszeit insgesamt reduziert werden konnte.)

4.1.4 Auswirkungen der Modifikationen auf den Messzyklus

Aufgrund der Modifikationen unterscheiden sich die Messzyklen des herkömmlichen

und modifizierten Algentoximeters in einigen Punkten erheblich. Im Folgenden

werden die Besonderheiten der Messzyklen erläutert. Die grundlegenden Prozesse, die

für beide Gerätetypen gelten, wurden bereits in Kapitel 3.1.3 vorgestellt.


Die Inkubation der Wasserproben erfolgt in zwei Inkubationsschleifen. Die Schleifen

werden zeitversetzt mit den drei Wasserproben befüllt. Jede Probe wird für 15 min

inkubiert, anschließend in die Messkammer des Sensors gefördert und dort gemessen.

Durch die Kombination zweier Schleifen laufen mehrere Prozesse gleichzeitig ab. So

werden zeitweise zwei Wasserproben parallel inkubiert und in der Messkammer eine

dritte Probe gemessen. Außerdem laufen Pump‐ und Reinigungsschritte während der

Inkubationszeiten ab. Ein kompletter Messzyklus dauert daher ca. 25,5 min.


In Abb. 24 ist der Ablauf eines Messzyklus für das herkömmliche Algentoximeter als

Balkendiagramm dargestellt. Hierbei wird der Messzyklus als Ausschnitt einer fort‐

laufenden Messreihe vorgestellt. Diese Form wurde gewählt, da der erste Messzyklus

nach dem Start des Gerätes länger als 25,5 min dauert. Das ist auf die zeitversetzte

Befüllung der Inkubationsschleifen zurückzuführen. Im Folgenden wird der Mess‐

zyklus aus Abb. 24 detailliert beschrieben:

Der Messzyklus beginnt, nachdem die Datenerfassung des vorherigen Zyklus abge‐

schlossen ist. Zum Zeitpunkt t = 0 wird in Schleife 1 bereits ´Probe & Algen´ seit ca.

10 min inkubiert, während in der 2. Schleife die Inkubation vor wenigen Minuten

begonnen hat. Nach Abschluss der Inkubation in Schleife 1 wird ´Probe & Algen´ in die

Messkammer gefördert. Die Schleife 1 wird anschließend erst mit Wasser gereinigt und

dann mit Probe für die nächste Befüllung vorgespült. Danach wird die ´Probe´ in

Schleife 1 gefördert und inkubiert. Parallel zu den beiden Inkubationen ´Wasser &

Algen´ und ´Probe´ wird die Messung ´Probe & Algen´ im Sensor durchgeführt.

Anschließend wird die Messkammer gereinigt. Nach Beendigung der Inkubations‐

phase in Schleife 2 wird ´Wasser & Algen´ in die Messkammer gefördert. Schleife 2

wird gespült (s. o.) und mit einer neuen Charge ´Probe & Algen´ gefüllt. Im Sensor

Abb. 24: Schematische Darstellung des Messzyklus ATox 1. Der Messzyklus ist als Aus‐schnitt einer fortlaufenden Messreihe abgebildet (begrenzt durch die senkrechten, gestrichel‐ten Linien). Die Abschnitte auf den Balken kennzeichnen die einzelnen Prozesse. Bei den Schleifen kennzeichnen die gelben, roten und grünen Abschnitte die Inkubationszeit der drei Wasserproben, bei der Messkammer die Messung der jeweiligen Probe. Pfeile kennzeichnen den Transport einer Probe in die Messkammer. In den weißen Abschnitten finden keine Prozesse statt [Grafik: Autor].

Schleife 1

Mess-kammer

Schleife 2

Probe & Algen Wasser & Algen Probe Pumpen / Reinigen Datenerfassung Nullpunktkalibrierung

0 5 10 15 20 25 t [min]


wird ´Wasser & Algen´ gemessen und die Messkammer anschließend gereinigt. Darauf

folgt die Nullpunktkalibrierung des Sensors mit Leitungswasser. Als letzte Messung

wird die ´Probe´ aus Schleife 1 im Sensor gemessen, nachdem Schleife 1 diesmal mit

Wasser gespült und anschließend mit ´Wasser & Algen´ befüllt wurde. Nach der

Messung ´Probe´ werden am Ende des Zyklus die Daten ausgewertet und die Daten‐

sätze reduziert. Die erste Messung des neuen Zyklus ist ´Probe & Algen´, diesmal nach

Inkubation in Schleife 2.


Beim modifizierten Algentoximeter wurden die Inkubationsschleifen entfernt. Daher

finden sowohl die Inkubation als auch die Messung der Wasserproben in der Mess‐

kammer des Sensors statt. Jede Wasserprobe wird dort für 15 min inkubiert und

anschließend gemessen. Da nur eine Messkammer vorhanden ist, laufen sämtliche

Prozesse nacheinander ab. Der Messzyklus des modifizierten Algentoximeters dauert

ca. 61 min. Der zeitliche Ablauf eines Messzyklus ist als Balkendiagramm in Abb. 25

dargestellt. Die einzelnen Prozesse sind wie folgt:

Zu Beginn des Messzyklus werden die Schläuche mit Gewässerprobe vorgespült.

Außerdem wird der Algenförderschlauch mit frischen Fermenteralgen gespült. Dies

soll gewährleisten, dass nur Algen im guten physiologischen Zustand in die Mess‐

kammer gelangen. Anschließend wird ´Probe & Algen´ in die Messkammer gefördert.

Die Probe wird inkubiert und danach werden die Messungen durchgeführt. Im

Anschluss wird die Messkammer gereinigt. Für die folgende Wasserprobe

´Wasser & Algen´ werden die Schläuche mit Wasser vorgespült. Darauf wird

´Wasser & Algen´ in die Messkammer gepumpt, inkubiert und gemessen. Nach Reini‐

gung der Messkammer wird die Nullpunktkalibrierung des Sensors mit Leitungswas‐

ser ausgeführt. Für die dritte Wasserprobe werden die Schläuche mit der Gewässer‐

Abb. 25: Schematische Darstellung des Messzyklus ATox 2. Die Abschnitte auf den Balken kennzeichnen die einzelnen Prozesse und ihre Zeiten. Gelber, roter und grüner Abschnitt markieren die Inkubationszeit und die Messung (kleinerer Teil am Ende des Abschnitts) der jeweiligen Wasserprobe [Grafik: Autor].

0 10 20 30 40 50 60

Mess-kammer

Probe & Algen

t [min]

Wasser & Algen Probe Pumpen / Reinigen Datenerfassung Nullpunktkalibrierung


probe vorgespült. Die ´Probe´ wird in die Messkammer gefördert, inkubiert und

gemessen. Nach Reinigung der Messkammer endet der Zyklus mit der Daten‐

erfassung.

Der wesentliche Nachteil der durchgeführten Modifikationen ist die Verlängerung des

Messzyklus von 25,5 min auf ca. 61 min. Die Intervalle zwischen den Messungen sind

beim modifizierten Algentoximeter größer geworden. Die Intensität der Gewässer‐

überwachung wurde dadurch reduziert.

4.1.5 Zusammenfassende Bewertung der Modifikationen

Die wesentlichen Vorteile der Modifizierung sind folgende: Bei dem modifizierten

Gerät treten die Störungen „Verschleppungseffekt“ und „Zick‐Zack‐Kurven“ nicht

mehr auf. Die zeitweise eingeschränkte Sensitivität des Gerätes sowie fehlerhafte

Chlorophyllmessungen wurden durch die Modifikationen beseitigt. Die Qualität der

Messdaten konnte hierdurch gegenüber dem herkömmlichen Algentoximeter insge‐

samt verbessert werden. Die Zeiten für die Entfernung fehlerhafter Messdaten aus der

Datenbank konnten eingespart werden. Durch den übersichtlicheren Aufbau und

Messablauf wurde die Fehlersuche vereinfacht. Die regelmäßige wöchentliche

Wartungszeit wurde durch die Modifikationen von 80‐ 90 min auf 50‐ 60 min verkürzt.

Ferner sind die Zeiten für die Beseitigung von Störungen durch aufwendige Über‐

prüfungen und zusätzliche Wartungsfahrten deutlich verringert worden.

Der wesentliche Nachteil der durchgeführten Modifikationen ist die Verlängerung des

Messzyklus von 25,5 min auf ca. 61 min. Dadurch ist die Intensität der Gewässer‐

überwachung reduziert. Außerdem muss die Messkammer des Sensors häufiger

gereinigt werden. Allerdings spielt dieser Aspekt bei der zeitlichen Bewertung des

Wartungsaufwands keine Rolle, da die Wartungszeit insgesamt reduziert werden

konnte.

Durch die Modifikationen wurde insgesamt eine deutliche Verbesserung des

Algentoximeters erreicht. Hinsichtlich des Einsatzes in automatischen Messstationen

überwiegen die Vorteile reduzierte Störanfälligkeit, verbesserte Messdatenqualität

sowie verringerter Wartungsaufwand den Nachteil eines verlängerten Messzyklus.


4.2 Bewertung der Sensitivität

Im diesem Teil werden die Ergebnisse des Sensitivitätsvergleichs vorgestellt. Die

Bewertung erfolgte anhand der Untersuchungen des Signal/Rausch‐Verhältnisses, der

Nachweis‐ und Bestimmungsgrenzen sowie der Referenzgiftmessungen.

4.2.1 Signal/Rausch‐Verhältnis

Die Auswertung der Signal/Rausch‐Verhältnisse (SNR) erfolgte anhand von Messdaten

aus der Datenbank des WGMN (vgl. 3.4.1).

Die Untersuchung der ausgewählten Datenreihen im Hinblick auf Ausreißer ergab die

in Tab. 11 dargestellten Ergebnisse. Der Anteil der Ausreißer an den Messwerten war

bei den Datenreihen der Algentoximeter mit 0,3 % bzw. 0,4 % sehr ähnlich und

insgesamt so gering, dass er bei der Bewertung unberücksichtigt bleiben konnte.

Tab. 11: Anteil der Ausreißer an den Messdaten für die Bestimmung der Signal/Rausch‐Verhältnisse. Aufgeteilt nach Algentoximetern.

Algentoximeter Station Anzahl Datenreihen

Anzahl Messwerte

Anzahl Ausreißer

Ausreißer [%]

ATox 1 (FH) Fischerhof 21 1080 4 0,4

ATox 2 (BU) Bunthaus 21 530 2 0,4

ATox 2 (SH) Seemannshöft 21 655 2 0,3

Die Sensitivität der drei Algentoximeter wird zunächst anhand der Höhe der

Signal/Rausch‐Verhältnisse verglichen (Abb. 26). Je höher das SNR, desto sensitiver

das Algentoximeter.

Die drei Boxen überlappten sich in weiten Teilen. Auch die Mediane lagen ungefähr in

Höhe der anderen Boxen. Der Median des ATox 2 (SH) war etwas unterhalb der Box

des ATox 2 (BU) und der Median des ATox 1 (FH) war etwas oberhalb des ATox 2

(SH). Ein wesentlicher Unterschied in der Sensitivität der drei Algentoximeter bzw.

zwischen den beiden Gerätetypen konnte daher nicht festgestellt werden. Das ATox 2

(BU) reagierte bei den Messungen etwas empfindlicher als die beiden anderen Geräte.

Die Lage der Box bzw. der Mittelwert (SNR = 23,61) waren am höchsten. In der Mitte

lag das ATox 1 (FH) mit einem Mittelwert von 20,31, gefolgt vom ATox 2 (SH) mit

einem Mittelwert von 18,66 (vgl. Anhang 11, Tab. 11.1).


Deutliche Unterschiede zwischen herkömmlichen und modifizierten Algentoximetern

gab es hingegen bei der Variationsbreite und Verteilung der SNR‐Daten und damit

hinsichtlich der Präzision der Messergebnisse (Abb. 26).

− Die Variationsbreite der SNR‐Daten war bei den beiden modifizierten Geräten

ATox 2 (BU) und ATox 2 (SH) sehr ähnlich. Beim ATox 1 (FH) streuten die Werte

ungefähr 1,5‐mal so stark wie bei den beiden anderen Geräten (Quartilabstand).

− Das ATox 1 (FH) wies eine in etwa 1,5‐fache Spannweite zwischen Minimum und

Maximum im Vergleich zu den modifizierten Algentoximetern auf. Bei allen drei

Geräten wichen die Maxima deutlicher stärker von den zentralen 50 % der

Messwerte ab als die Minima (senkrechte Striche ober‐ und unterhalb der Box).

− Die Verteilung der Werte war beim ATox 1 (FH) wesentlich ungleichmäßiger als

bei den beiden modifizierten Geräten (Lage des Median in der Box).

Anhand des relativen Variationskoeffizienten (Vr) wurden die Unterschiede in der

Präzision der Messungen zwischen herkömmlichen und modifizierten Algentoximeter

bestätigt (Abb. 27). Die Messwerte der beiden modifizierten Geräte waren deutlich

homogener verteilt als die des herkömmlichen Algentoximeters. Der Variations‐

koeffizient des ATox 1 (FH) lag mit Vr = 10 % ungefähr um das 1,5‐fache höher als die

der beiden modifizierten Geräte. Den geringsten Variationskoeffizienten (Vr = 6 %)

hatte das ATox 2 (BU). Nur geringfügig höher (Vr = 6,6 %) war der des ATox 2 (SH).

Abb. 26: Box‐Plot‐Diagramm aus den Signal/Rausch‐Verhältnissen der drei Algentoxi‐meter. In der Box: Raute ‐ arithmetischer Mittelwert (); Querstrich ‐ Medianwert. SNR‐Daten siehe Anhang 11, Tab. 11.1 [Grafik: Autor].

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

ATox 1 (FH) Fischerhof

ATox 2 (BU) Bunthaus

ATox 2 (SH)Seemannshöft

Signal/Rausch‐Verhältnis


0

2

4

6

8

10

12

ATox 1 (FH) ATox 2 (BU) ATox 2 (SH)

Relativer

Variationskoeffizient [%]

Ein deutlicher Unterschied in der Sensitivität zwischen herkömmlichem und modifi‐

ziertem Algentoximeter konnte nicht festgestellt werden. Die Präzision der Messungen

war bei den beiden modifizierten Geräten (ATox 2) deutlich besser als bei dem

herkömmlichen Gerät (ATox 1).

Abb. 27: Relative Variationskoeffizienten für die Daten der Signal/Rausch‐Ver‐hältnisse. Je niedriger der Variationskoeffizient desto homogener die Verteilungder Messdaten. Daten zur Berechnung in Anhang 11, Tab. 11.2 [Grafik: Autor].

4.2.2 Nachweis‐ und Bestimmungsgrenze

Die Berechnung der Nachweis‐ und Bestimmungsgrenzen diente zur Festlegung der

Grenzwerte für den Toxizitätsalarm der Algentoximeter (vgl. 3.4.2). Die Daten für die

Standardabweichung des Rauschens wurden aus den Datensätzen der SNR‐Berech‐

nung übernommen (vgl. 3.4.1). Hierdurch wurden Datenreihen, die keine Normal‐

verteilung besaßen, bei der Berechnung nicht berücksichtigt. Die Ergebnisse sind in

Tab. 12 dargestellt.

Das Rauschen der Inhibitionswerte des herkömmlichen Gerätes ATox 1 (FH) lag

zwischen den Werten der beiden modifizierten Algentoximeter ATox 2 (BU) und

ATox 2 (SH). Das Rauschen der Inhibitionswerte war beim ATox 2 (BU) eindeutig am

geringsten (s = 0,24 %). Mit größerem Abstand folgte an zweiter Stelle das ATox 1 (FH)

(s = 0,33 %) und mit etwas höherem Wert das ATox 2 (SH) (s = 0,38 %) zum Schluss. Ein

wesentlicher Unterschied in der Höhe der Standardabweichung des Rauschens

zwischen herkömmlichen und modifizierten Algentoximeter konnte nicht festgestellt

werden. Dementsprechend verhielt sich das Verhältnis bei den Nachweis‐ und

Bestimmungsgrenzen.


Tab. 12: Mittlere Standardabweichung Rauschen, Nachweis‐ und Bestimmungsgrenze der Algentoximeter. Die Daten der Standardabweichung Rauschen stammen aus den Inhibitions‐messungen der Gewässerprobe vgl. Anhang 11, Tab. 11.3 und Anhang 7.

Algentoximeter Mittlere Standard‐

abweichung Rauschen (s) [%]

Nachweis‐ grenze (3s)

[%]

Bestimmungs‐grenze (10s)

[%] ATox 1 (FH) 0,33 1,0 3,3

ATox 2 (BU) 0,24 0,7 2,4

ATox 2 (SH) 0,38 1,1 3,8

Die Festlegung eines Grenzwertes für die Inhibitionsmessung soll gewährleisten, dass

geringe Schadstoffkonzentrationen mit einem ausreichenden Maß an Zuverlässigkeit

detektiert werden können. Bei der Ableitung des Grenzwertes aus der Bestim‐

mungsgrenze muss daher eine Abwägung zwischen möglichst hoher Sensitivität und

der Vermeidung von Fehlalarmen aufgrund verrauschter Inhibitionswerte stattfinden.

Da die Untersuchung mit ausgewählten Datenreihen stattfand, wurde der Grenzwert

etwas oberhalb der Bestimmungsgrenze festgesetzt. Hierdurch sollten, auch bei

stärkerer Streuung der Messwerte, Fehlalarme vermieden werden können. Die

Grenzwerte für die Toxizitätsalarme konnten aufgrund der Untersuchungsergebnisse

zunächst einheitlich für die drei Algentoximeter von 10 % auf 4 % reduziert werden.

Allerdings reichte die Toleranz für das ATox 1 (FH) nicht aus. Sobald dort sehr stark

verrauschte Messwerte produziert wurden (z. B. „Zick‐Zack‐Kurven“; vgl. 4.1.1), kam

es zu Fehlalarmen. Daher muss aufgrund der zukünftigen Praxis der Grenzwert neu

angepasst werden. Die Sensitivität des herkömmlichen Algentoximeters ist daher

hinsichtlich der Detektierung toxischer Substanzen im Gewässer geringer als die der

beiden modifizierten Algentoximeter.

Für das Algentoximeter in Bunthaus (BU) kann aufgrund des geringen Rauschens nach

einer Erprobungsphase evtl. auch eine weitergehende Reduzierung des Grenzwertes

auf 3 ‐ 3,5 % erfolgen.

4.2.3 Referenzgiftmessungen

Mit Hilfe der beiden Referenzgifte Metribuzin und Bromoxynil wurde die Sensitivität

der drei Algentoximeter im laufenden Stationsbetrieb verglichen (vgl. 3.4.3). Die

Streuung der Messergebnisse lag innerhalb der üblichen Spannweite bei Referenz‐

giftmessungen. Sie betrug bei den untersuchten Algentoximetern zwischen 1,2 ‐ 2,1 %.


Metribuzin

In Abb. 28 sind die Toxizitäts‐Signale der Referenzgiftmessungen mit Metribuzin

(β = 10 μg/L) dargestellt. Aufgrund von Gerätestörungen konnte für das Algen‐

toximeter in Bunthaus nur eine Messreihe ausgewertet werden. Bei allen drei

Algentoximetern traten Toxizitäts‐Signale in vergleichbarer Größenordnung auf. Die

Spannweite der Signale beträgt für das ATox 1 (FH) 4,5 ‐ 6,1 %, für das ATox 2 (BU)

6,3 ‐ 7,0 % und das ATox 2 (SH) 5,1‐ 6,3 %. Der Mittelwert der Messergebnisse des

ATox 2 (BU) 6,7 % ist etwas höher als die des ATox 2 (SH) mit 5,7 % und des

ATox 1 (FH) mit 5,3 % (vgl. Anhang 12A).

0

2

4

6

8

10

Toxi

zitä

ts-S

igna

l [%

]

A T o x 1 (F H ) 28.10.08

A T o x 1 (F H ) 30.-31.10.08

A T o x 2 (B U) 28.-29.10.08

A T o x 2 (SH ) 08.-09.12.08

A T o x 2 (SH ) 10.-11.12.08

Abb. 28: Toxizitäts‐Signale des Referenzgiftes Metribuzin (β = 10 μg/L). Gemessen mit den Algentoximetern der Stationen Fischerhof (FH), Bunthaus (BU), Seemannshöft (SH). Daten in Anhang 12A, Tab. 12.1 [Grafik: Autor].

Bromoxynil

Die Toxizitäts‐Signale der Referenzgiftmessungen mit Bromoxynil (β = 2000 μg/L) sind

in Abb. 29 aufgeführt. Auch bei diesem Versuch konnte aufgrund von Gerätestörungen

für das Algentoximeter in Bunthaus nur eine Messreihe ausgewertet werden. Bei allen

drei Algentoximetern traten Toxizitäts‐Signale in ähnlicher Größenordnung auf.

Die Spannweite der Toxizitäts‐Signale beträgt für das ATox 1 (FH) 5,6 ‐ 7,1 %, für das

ATox 2 (BU) ca. 4,6 ‐ 5,8 % und das ATox 2 (SH) 5,0‐ 7,1 %. Die Mittelwerte der

Toxizitätssignale für das ATox 1 (FH) 6,0 % und das ATox 2 (SH) 6,2 % sind ungefähr

gleich hoch. Bei den Messungen des ATox 2 (BU) 5,2 % fällt der Mittelwert etwas

niedriger aus (vgl. Anhang 12B).


0

2

4

6

8

10

Toxi

zitä

ts-S

igna

l [%

]

A T o x 1 (F H ) 06.-07.11.08

A T o x 1 (F H ) 15.-16.11.08

A T o x 2 (B U) 13.-14.12.08

A T o x 2 (SH ) 13.-14.11.08

A T o x 2 (SH ) 16.-17.11.08

Abb. 29: Toxizitäts‐Signale des Referenzgiftes Bromoxynil (β = 2 000 μg/L). Gemessen mit den Algentoximetern der Stationen Fischerhof (FH), Bunthaus (BU), Seemannshöft (SH). Daten in Anhang 12B, Tab. 12.3 [Grafik: Autor].

Die Sensitivität von herkömmlichen und modifizierten Algentoximeter war bei den

durchgeführten Referenzgiftmessungen von vergleichbarer Qualität. Dies galt sowohl

für die Messungen mit Metribuzin als auch mit Bromoxynil. Ein bedeutsamer Unter‐

schied zwischen der Sensitivität von herkömmlichen (ATox 1) und modifizierten

Algentoximeter (ATox 2) konnte nicht festgestellt werden. Für eine genauere Analyse

reichte der Umfang der Messdaten nicht aus.

4.2.4 Zusammenfassende Bewertung der Sensitivität

Ein wesentlicher Unterschied in der Sensitivität zwischen herkömmlichen und modifi‐

zierten Algentoximeter konnte anhand der ausgewählten Datenreihen nicht festgestellt

werden. Das herkömmliche Algentoximeter lag in der Empfindlichkeit entweder

zwischen den beiden modifizierten Geräten (Höhe des SNR; Nachweis‐ und Bestim‐

mungsgrenze) oder es besaß eine mit jeweils einem der modifizierten Algentoximeter

vergleichbare Sensitivität (Referenzgiftmessung). Der aus der Bestimmungsgrenze

abgeleitete Grenzwert für den Toxizitätsalarm konnte für die modifizierten

Algentoximeter von 10 % auf 4 % gesenkt werden. Bei dem herkömmlichen Algentoxi‐

meter führte ein Grenzwert von 4 % bei stark verrauschten Inhibitionsmessungen zu

Fehlalarmen. Dieser Grenzwert muss daher anhand der zukünftigen Anwendung nach

oben korrigiert werden. Die Sensitivität der modifizierten Geräte ist in der Praxis somit

höher als die des herkömmlichen Algentoximeters.


Die Präzision der Messergebnisse war bei den beiden modifizierten Algentoximetern

deutlich besser und die Verteilung der Messwerte homogener als bei dem herkömm‐

lichen Gerät (Variationsbreite der SNR‐Werte; relativer Variationskoeffizient).

Die Modifikationen haben somit insgesamt zu einer verbesserten Sensitivität des

Algentoximeters geführt.

5. Diskussion

Die Untersuchungsergebnisse des Gerätevergleichs zeigten, dass die Modifikationen

die beim herkömmlichen Algentoximeter auftretenden Probleme erfolgreich beseitigen

konnten. Darüber hinaus ergab der Sensitivitätsvergleich, dass die Änderung des

Inkubationsortes keine nachteiligen Auswirkungen auf die Sensitivität des modifi‐

zierten Algentoximeters hat. Beide Gerätetypen reagierten im störungsfreien Betrieb

gleich sensitiv auf toxische Substanzen im Gewässer.

Bei der statistischen Auswertung des Sensitivitätsvergleichs blieben nicht normal

verteilte Datenreihen unberücksichtigt. Hierzu zählten auch stark verrauschte Daten‐

reihen der Inhibitionsmessungen des herkömmlichen Algentoximeters. Da diese

jedoch die Sensitivität des Gerätes beeinträchtigen können, wird ihr Einfluss auf

einzelne Ergebnisse der Untersuchung im Folgenden diskutiert.

Hinsichtlich der Präzision der Inhibitionswerte schnitten die modifizierten Algentoxi‐

meter im störungsfreien Betrieb deutlich besser ab als das herkömmliche Gerät. Beim

herkömmlichen Algentoximeter haben sowohl kleinere Unregelmäßigkeiten bei der

Befüllung der Schleifen als auch rückgelöste Bestandteile des Biofilms einen negativen

Einfluss auf die Messdatenqualität. Hieraus resultierte bei der Untersuchung des

Signal/Rausch‐Verhältnisses eine deutlich höhere Variationsbreite der Messergebnisse

beim herkömmlichen Gerät. Wären auch die stark verrauschten Inhibitionsmesswerte

des herkömmlichen Gerätes in die Bewertung einbezogen worden, wäre der Präzi‐

sionsvergleich noch stärker zugunsten der modifizierten Algentoximeter ausgefallen.

Bei der Festlegung des Grenzwertes für den Toxizitätsalarm werden die Auswirkun‐

gen stark verrauschter Inhibitionsmessungen auf die Sensitivität des Algentoximeters

besonders deutlich. Die Ableitung des Grenzwertes aus der berechneten Bestimmungs‐

grenze des störungsfreien Betriebs führte bei den drei Algentoximetern zunächst zu

Grenzwerten in vergleichbarer Größenordnung. Obwohl Bestimmungsgrenze und

Grenzwert bereits einen Toleranzbereich für Messwertschwankungen beinhalteten,

kam es nach der Anpassung des Grenzwertes beim herkömmlichen Algentoximeter zu

Fehlalarmen. Um diese zu vermeiden, muss der Grenzwert unter Berücksichtigung der

stark verrauschten Messungen festgelegt werden. Bei einer Berechnung der Bestim‐

mungsgrenze müsste der Auswertungszeitraum deutlich länger sein als in dieser

Untersuchung, da die Störungen der Inhibitionsmessungen unregelmäßig und in

unterschiedlicher Stärke auftreten. Eine sinnvolle Festlegung des Grenzwertes für das

herkömmliche Algentoximeter kann anhand der zukünftigen Praxis erfolgen, indem

eine Abwägung zwischen möglichst hoher Sensitivität und geringer Anzahl von

Diskussion

73

Fehlalarmen vorgenommen wird. Der Grenzwert wird zwischen dem aus der

Bestimmungsgrenze abgeleiteten Wert von 4 % und dem alten Grenzwert von 10 %

liegen. Die Sensitivität des herkömmlichen Algentoximeters fällt somit im praktischen

Einsatz geringer aus als die der beiden modifizierten Geräte.

Des Weiteren müssen bei der Bewertung der Sensitivität folgende Sachverhalte

berücksichtigt werden:

− Beim herkömmlichen Algentoximeter waren aufgrund des kürzeren Messzyklus

ungefähr doppelt so viele Daten in die Auswertung eingeflossen als bei den

modifizierten Geräten. Bei größerer Anzahl der Messwerte, müsste deren Vertei‐

lung statistisch gesehen homogener ausfallen. Die Variationsbreite fiel beim

herkömmlichen Gerät jedoch höher aus als bei den modifizierten Geräten.

− Die modifizierten Algentoximeter befinden sich in den Messstationen an der Elbe.

Dort ist ein deutlich höherer Algengehalt vorhanden als in der Bille. Dies kann

aufgrund der stärkeren Verschmutzung der Schlauchsysteme zu einer Beeinträch‐

tigung der Messergebnisse bei den modifizierten Algentoximetern beitragen.

− Die Messstationen an der Elbe sind auf beweglichen Pontons untergebracht. Das

herkömmliche Gerät steht in einem festen Gebäude am Ufer. Aufgrund des

Schiffsverkehrs kann es an den Elbe zu starken Bewegungen der Messstationen

kommen. Dies kann sich ebenfalls negativ auf die Messergebnisse auswirken.

Die Messergebnisse der modifizierten Algentoximeter waren trotz dieser negativen

Einflüsse homogener verteilt als die des herkömmlichen Gerätes. Dies kann somit als

weiterer Beleg für die stabilere Messqualität der modifizierten Geräte gewertet

werden.

Für die Untersuchung stand nur ein herkömmliches Algentoximeter zur Verfügung.

Im Hinblick auf die aufgetretenen Probleme spielte dieser Umstand keine Rolle. Die

Probleme „Zick‐Zack‐Kurven“ im Messdatenverlauf, „Verschleppungseffekt“ bei der

Chlorophyllmessung und hoher Wartungsaufwand sind charakteristisch für das

herkömmliche Algentoximeter, denn die gleichen Schwierigkeiten traten auch bei den

anderen im Hamburger WGMN betriebenen Algentoximetern vor deren Umbau auf.

Bei der Bewertung des Sensitivitätsvergleichs wäre ein weiteres herkömmliches

Algentoximeter zur zusätzlichen Absicherung der Ergebnisse hilfreich gewesen. Da die

Unterschiede bezüglich der Präzision allerdings im Wesentlichen auf den beschrie‐

benen Beeinträchtigungen der Inhibitionsmessungen beruhen, geben die Ergebnisse

des Sensitivitätsvergleichs die Unterschiede der Gerätetypen zutreffend wieder.

Diskussion

74

Vor dem Hintergrund der deutlich geringeren Störanfälligkeit und besseren Mess‐

datenqualität des modifizierten Algentoximeters, ist der Nachteil des verlängerten

Messzyklus von untergeordneter Bedeutung. Dies gilt insbesondere für den Einsatz in

automatischen Messstationen. Dort führen Gerätestörungen zur Beeinträchtigung der

Gewässerüberwachung, die im günstigsten Fall einige Stunden, häufig aber auch

mehrere Tage dauern können. Der Umfang ist hierbei im Wesentlichen abhängig von

den Personal‐Kapazitäten und den Anfahrtswegen zu den Stationen. Wird das Algen‐

toximeter hingegen in Bereichen eingesetzt, die eine zeitnahe Störungsbeseitigung

ermöglichen, kann der kürzere Messzyklus des herkömmlichen Algentoximeters

tatsächlich einen Vorteil bedeuten.

Für eine weitergehende Optimierung des Algentoximeters wäre es sinnvoll, die

geringere Störanfälligkeit und die präzisere Messqualität des modifizierten Algen‐

toximeters mit dem kürzeren Messzyklus des herkömmlichen Gerätes zu kombinieren.

Hierzu müsste mit zwei Inkubationsgefäßen gearbeitet werden. Der Einbau eines

zweiten Sensors kommt aus Kostengründen nicht in Betracht. Stattdessen könnten

zwei zylindrische Inkubationsgefäße, in der Größe der Messkammer, dem Sensor

vorgeschaltet werden. Die Proben würden in diesen Gefäßen im Wechsel inkubiert,

anschließend in die Messkammer gepumpt und dort gemessen werden. Die Steuerung

könnte analog zu der des herkömmlichen Gerätes erfolgen. Hierzu müssten in der

Zuführung zwei Ventile eingebaut werden. Die Konstruktion kann aufgrund der

kleineren Gefäße deutlich übersichtlicher ausfallen als beim Betrieb mit Inkubations‐

schleifen. Der Aufbau wäre im Vergleich zum modifizierten Gerät zwar etwas

komplexer, die Dauer des Messzyklus könnte jedoch wieder auf 25,5 min reduziert

werden. Die Störungen des Schleifenbetriebes träten bei dieser Version nicht auf und

auch die Reinigung wäre erheblich einfacher. Ein weiterer Vorteil dieser Konstruktion

könnte sich durch den Einbau eines Rührmechanismus in die Inkubationsgefäße

ergeben. Einerseits wird durch das Rühren während der Inkubation das Sedimentieren

von Schwebstoffen verhindert. Andererseits kann hierdurch eventuell die Einwirkung

toxischer Inhaltsstoffe der Probe auf die Algen verbessert werden. Dies könnte die

Sensitivität des Algentoximeters weiter erhöhen.

Mit dieser Untersuchung konnte die gute Praxistauglichkeit des modifizierten Algen‐

toximeters belegt werden. Es stellt eine wesentliche Verbesserung gegenüber dem

herkömmlichen Gerät dar. Insbesondere die reduzierte Störanfälligkeit mit verringer‐

tem Wartungsaufwand, die zuverlässigere Messdatenqualität sowie eine konstant

hohe Sensitivität sind hierbei im Hinblick auf eine effiziente Gewässerüberwachung

von entscheidender Bedeutung.

6. Zusammenfassung

Im Rahmen der kontinuierlichen Gewässerüberwachung werden Biotestverfahren

eingesetzt, um plötzlich auftretende Gewässerverunreinigungen detektieren zu

können. Sie sind ein wichtiger Bestandteil für den effizienten Schutz aquatischer

Ökosysteme und Süßwasserressourcen.

Im Hamburger Wassergütemessnetz kommen als Teil des Biologischen Frühwarn‐

systems drei Algentoximeter der Firma bbe‐Moldaenke zum Einsatz. Hierbei handelt

es sich um ein herkömmliches und zwei modifizierte Algentoximeter. Die Modifika‐

tionen wurden in Zusammenarbeit mit dem Hamburger Institut für Hygiene und

Umwelt entwickelt, um das störanfällige und wartungsintensive herkömmliche Gerät

zu verbessern. Der wesentliche Unterschied zwischen den beiden Gerätetypen besteht

im Inkubationsort für die Wasserproben. Beim herkömmlichen Gerät erfolgt die

Inkubation in zwei Schlauchschleifen während sie im modifizierten Algentoximeter in

der Messkammer des Sensors stattfindet.

Bei den semi‐kontinuierlich arbeitenden Algentoximetern werden als Bioindikatoren

Grünalgen der Gattung Chlorella vulgaris verwendet. Über die Messung der Photo‐

syntheseaktivität der Algen können toxische Substanzen im Gewässer detektiert

werden. Hierbei reagieren die Grünalgen besonders sensitiv auf photosynthese‐

hemmende Herbizide. Anhand von Fluoreszenzmessungen wird die Hemmung der

Photosyntheseaktivität ermittelt und bei Überschreitung eines festgelegten Grenz‐

wertes für die Hemmung ein Toxizitätsalarm ausgelöst.

Die Aufgabe der vorliegenden Arbeit bestand darin, anhand eines Vergleichs von

herkömmlichem und modifiziertem Algentoximeter die Praxistauglichkeit des modifi‐

zierten Gerätes zu untersuchen. Die Bewertung der Modifikationen erfolgte im

Hinblick auf die Beseitigung der aufgetretenen Probleme und die Auswirkungen auf

den Messzyklus. Die Qualität der Messergebnisse wurde anhand eines Sensitivitäts‐

vergleichs der beiden Gerätetypen analysiert.

Die beim herkömmlichen Algentoximeter aufgetretenen Störungen konnten durch die

Modifikationen behoben werden. Hierdurch wurde die Zahl fehlerhafter Messungen

reduziert, die Messdatenqualität deutlich verbessert und die Zuverlässigkeit bei der

Gewässerüberwachung erhöht. Des Weiteren konnte die Anzahl außerplanmäßiger

Wartungsfahrten zur Störungsbeseitigung verringert werden. Der einfachere und

übersichtlichere Aufbau des modifizierten Algentoximeters führte ferner dazu, dass

der regelmäßige wöchentliche Wartungsaufwand von 80‐90 min auf 50‐60 min gesenkt

werden konnte.

Zusammenfassung

76

Die Modifikationen haben allerdings auch zur Folge, dass der Messzyklus von

ca. 25,5 min auf ca. 61 min erhöht wurde. Hieraus resultiert eine geringere Intensität

bei der Gewässerüberwachung. Beim Einsatz in automatischen Messstationen über‐

wiegen jedoch insgesamt die Vorteile des modifizierten Algentoximeters. Durch den

störungsarmen Betrieb des modifizierten Geräts können Ausfallzeiten oder Zeiten

eingeschränkter Messqualität, die in der Regel mehrere Stunden bis zu einigen Tagen

betragen, deutlich reduziert werden.

Der Sensitivitätsvergleich ergab für beide Gerätetypen im störungsfreien Betrieb, dass

toxische Substanzen im Gewässer mit vergleichbarer Sensitivität detektiert werden

können. Dies zeigten sowohl die Analyse der Messdaten aus der Datenbank des

Wassergütemessnetzes als auch die Versuche mit den ausgewählten Herbiziden

Metribuzin und Bromoxynil in den Messstationen. Allerdings war die Präzision der

Messergebnisse bei den modifizierten Geräten wesentlich größer als bei dem

herkömmlichen Algentoximeter. Die geringere Variationsbreite der Messwerte stellt

somit eine weitere positive Auswirkung der Modifikationen dar.

Auf Grundlage der Ergebnisse des Sensitivitätsvergleichs wurden die Grenzwerte des

Toxizitätsalarms für die Algentoximeter neu festgesetzt. Sie konnten zunächst für alle

drei Geräte von 10 % auf 4 % Hemmung gesenkt werden. Beim herkömmlichen

Algentoximeter kam es aufgrund unregelmäßig auftretender, stark verrauschter

Messwerte jedoch zu mehreren Fehlalarmen. Der Grenzwert für dieses Gerät muss

daher anhand der zukünftigen Praxis nach oben korrigiert werden. Bei den

modifizierten Algentoximetern konnte hingegen durch die Absenkung des Grenz‐

wertes eine deutlich verbesserte Sensitivität für den Einsatz auf den Messstationen

erzielt werden.

Mit dieser Untersuchung konnte gezeigt werden, dass die Modifikationen das

Algentoximeter in wesentlichen Bereichen deutlich verbessert haben. Das modifizierte

Algentoximeter leistet somit einen wichtigen Beitrag zur Optimierung der kontinuier‐

lichen Gewässerüberwachung.

Abkürzungsverzeichnis

AbwV Abwasserverordnung AFer Gesamtaktivität Fermenter APrb Gesamtaktivität Probe ATox 1 herkömmliches Algentoximeter ATox 2 modifiziertes Algentoximeter ATP Adenosintriphosphat bbe biological biophysical engineering BFWS Biologisches Frühwarnsystem BMU Bundesministerium für Umwelt, Naturschutz und Reaktorsicherheit BSU Behörde für Stadtentwicklung und Umwelt, Hamburg BU Messstation Bunthaus BVL Bundesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit CAS‐Nr Chemical Abstracts Servive Number Cbl Blaualgen (Chlorophyll‐Konzentration) Ccry Goldalgen (Chlorophyll‐Konzentration) CFer Gesamtchlorophyll Fermenter Cges Gesamtchlorophyll Cgr Grünalgen (Chlorophyll‐Konzentration) Ckie Kieselalgen (Chlorophyll‐Konzentration) DF Delayed Fluorescence DIN Deutsches Institut für Normung DK Rhein Deutsche Kommission zur Reinhaltung des Rheins DT50 Disappearence Time 50 % DVGW Deutsche Vereinigung des Gas‐ und Wasserfachs e.V. EC50 Effective Concentration 50 % EDG Environment Directorate General EG Europäische Gemeinschaft EN Europäische Norm FH Messstation Fischerhof GelbS Gelbstoffe GrA Grenzwert‐Alarm HU Institut für Hygiene und Umwelt IKSE Internationale Kommission zum Schutz der Elbe Inhb Inhibition ISDN Integrated Services Digital Network ISO International Organization for Standardization IVA Industrieverband Agrar LAWA Länderarbeitsgeneinschaft Wasser LED Light Emitting Diode

Abkürzungsverzeichnis

78

LfU Landesanstalt für Umweltschutz (Baden‐Württemberg) LOD Limit of Detection LOQ Limit of Quantification LUBW Landesanstalt für Umwelt, Messungen und Naturschtutz,

Baden‐Württemberg MS Microsoft NADP+ / NADPH Nicotinamid‐Adenin‐Dinukleotid‐Phosphat; oxidierte / reduzierte Form NLD Nährlösungsdosierung OECD Organisation for Economic Co‐operation and Development P 680 / P 700 Pigment 680 / Pigment 700 PANNA Pesticide Action Network, North America PC Personal Computer PflSchG Pflanzenschutzgesetz PTFE Polytetrafluorethylen PS Photosystem PSM Pflanzenschutzmittel PVC Polyvinylchlorid PVDF Polyvinylidenfluorid REACH Registration, Evaluation, Authorisation and Restriction of Chemicals SAG Sammlung von Algenkulturen Göttingen SDB Sicherheitsdatenblatt SH Messstation Seemannshöft SMS Short Message Service SNR Signal to Noise Ratio, Signal/Rausch‐Verhältnis TempF Temperatur Fermenter TempS Temperatur Sensor ToxKo Toxizitäts‐Kontrolle Tr Transmission Trges Gesamttransmission TrinkwV Trinkwasserverordnung UBA Umweltbundesamt UQN Umweltqualitätsnorm UV Ultraviolett WaR Wachstumsrate WGMN Wassergütemessnetz WHG Wasserhaushaltsgesetz WRRL Wasserrahmenrichtlinie

Darstellungsverzeichnis

Abbildungen

Abb. 1: Messstationen des Wassergütemessnetzes Hamburg…………………………...…. 10

Abb. 2: Einsatzorte kontinuierlicher Biotestverfahren zur Immissions‐ überwachung an Fliessgewässern in Deutschland…………………………………... 14

Abb. 3: Wirkstoffmengen von PSM …………………………………………………………………. 17

Abb. 4: Chlorella vulgaris ‐Zellen…………………………………………………………….………… 21

Abb. 5: Scheidetrichter zur Aufzucht von Chlorella vulgaris.………………………………... 22

Abb. 6: Anregung eines Chlorophyll‐Moleküls durch Lichtenergie……………………... 24

Abb. 7: Lichtreaktionen der Photosynthese und Wirkorte von Herbiziden…………… 25

Abb. 8: Gesamtansicht Algentoximeter, Station Bunthaus…………………………………... 28

Abb. 9: Fluoreszenzantworten der Fo‐ und Fm‐Messung von aktiven und inaktiven Algen…………………………………………………………………………… 30

Abb. 10: Fluoreszenzantworten von fünf Algenklassen……………………………………….. 34

Abb. 11: Kenngrößen des Signal/Rausch‐Verhältnisses (SNR) ……………………………... 42

Abb. 12: Kenngrößen eines Box‐Plot………………………………………………………………….. 43

Abb. 13: Inhibitionsmessungen, ATox 2 Station Bunthaus (BU)……………………………. 44

Abb. 14: Konzentrations‐Wirkungskurve für Metribuzin…………………………………….. 51

Abb. 15: Konzentrations‐Wirkungskurve für Bromoxynil……………………………………. 51

Abb. 16: Messdatenverlauf mit „Zick‐Zack‐Kurven“ beim ATox 1 (FH)………………. 53

Abb. 17: Ansichten des herkömmlichen Algentoximeters ATox 1 (FH)………..………... 54

Abb. 18: Ansichten des modifizierten Algentoximeters ATox 2 (BU)…………………….. 56

Abb. 19: Messdaten mit „Verschleppungseffekt“ beim ATox 1 (FH)……………………... 57

Abb. 20: Algenventil………………………………………………………………………………………... 58

Abb. 21: Schlauchverbinder (Kreuz)………………………………………………………………….. 58

Abb. 22: Messdaten ohne „Verschleppungseffekt“ beim ATox 2 (SH)…………………… 59

Abb. 23: Außenventilbox mit Nährlösungspumpe………………………………………………. 61

Abb. 24: Schematische Darstellung des Messzyklus ATox 1…………………………………. 62

Abb. 25: Schematische Darstellung des Messzyklus ATox 2…………………………………. 63

Abb. 26: Box‐Plot‐Diagramm aus den Signal/Rausch‐Verhältnissen der drei Algentoximeter…………………………………………………………………………………... 66

Abb. 27: Relative Variationskoeffizienten für die Daten der Signal/Rausch‐Verhältnisse…………………………………………………………….. 67

Abb. 28: Toxizitäts‐Signale des Referenzgiftes Metribuzin (β = 10 μg/L)………………… 69

Abb. 29: Toxizitäts‐Signale des Referenzgiftes Bromoxynil (β = 2 000 μg/L)…………… 70

Darstellungsverzeichnis

80

Tabellen

Tab. 1: Kontinuierliche Biotestverfahren in der Immissionsüberwachung in Deutschland……………………………………………………………………………………….. 15

Tab. 2: Einteilung der Herbizide nach Wirkorten im Stoffwechsel………………………. 19

Tab. 3: Alarmschwellen‐Konzentrationen von Herbiziden………………………………… 39

Tab. 4: Die im WGMN Hamburg eingesetzten Algentoximeter (ATox)……………….. 40

Tab. 5: Messwerte ATox 2 (BU) ………………………………………………………………………. 46

Tab. 6: Auswertung Schnelltest nach David et al. ATox 2 (BU)…………………………… 47

Tab. 7: 4‐Sigma‐Bereich des Ausreißertests ATox 2 (BU)……………………………………. 47

Tab. 8: Berechnung des Signal/Rausch‐Verhältnisses (SNR) ATox 2 (BU)…………….. 47

Tab. 9: Kurzporträts der Herbizid‐Wirkstoffe Metribuzin und Bromoxynil…………. 50

Tab. 10: Gegenüberstellung der EC50‐Werte aus Schnelltest und Datenbankrecherche…………………………………………………………………………… 52

Tab. 11: Anteil der Ausreißer an den Messdaten für die Bestimmung der Signal/Rausch‐Verhältnisse…………………………………………………………………. 65

Tab. 12: Mittlere Standardabweichung Rauschen, Nachweis‐ und Bestimmungsgrenze der Algentoximeter………………………………………………. 68

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TrinkwV (2001) ‐ Trinkwasserverordnung vom 21. Mai 2001 (BGBl. I S. 959), geändert durch Artikel 363 der Verordnung vom 31. Oktober 2006 (BGBl. I S. 2407).


85

UBA (1995) ‐ Umweltbundesamt: Berichte 1/95 ‐ Kontinuierliche Biotestverfahren zur Überwachung des Rheins; Erich Schmidt Verlag; Berlin.

UBA (2005) ‐ Umweltbundesamt: Daten zur Umwelt ‐ Der Zustand der Umwelt in Deutschland; Ausgabe 2005; Erich Schmidt Verlag; Berlin.

UBA (2006) ‐ Umweltbundesamt: Übersicht über chemische Qualitätsanforderungen an Oberflächengewässer. http://www.umweltbundesamt.de/wasser/themen/downloads/chem_q‐anf_oberflaechengewaesser.pdf (09.02.2009).

WERTH, C. (2006): Neue Testorganismen für die Immissionsüberwachung von Fliess‐gewässern mit kontinuierlichen Biotestverfahren ‐ Untersuchungen zur Sensi‐tivität von Daphnia magna, Eudiaptomus vulgaris und Gammarus roeseli auf Insektizide; Dissertation; Karlsruhe.

WHG (2002) ‐ Wasserhaushaltsgesetz in der Fassung der Bekanntmachung vom 19. August 2002 (BGBl. I S. 3245), zuletzt geändert durch Artikel 2 des Gesetzes vom 10. Mai 2007 (BGBl. I S. 666).

WRRL (2000) ‐ Wasserrahmenrichtlinie: Richtlinie 2000/60/EG des Europäischen Parla‐ments und des Rates vom 23. Oktober 2000 zur Schaffung eines Ordnungs‐rahmens für Maßnahmen der Gemeinschaft im Bereich der Wasserpolitik.

Anhangverzeichnis

Anhang 1: PSM‐Wirkstoffe……………………………………………………………………………. 87

Anhang 2: Geschätzte Isoproturonkonzentrationen in kleinen Gewässern im Jahr 2000 in μg/L…………………………………………………………………….... 88

Anhang 3: Fluoreszenzantworten zur Bestimmung der Algenaktivität, ermittelt mit dem Algentoximeter………………………………………………….. 89

Anhang 4: Messgrößen des Algentoximeters…………………………………………………… 90

Anhang 5: Diagramme für die Auswertung der Signal/Rausch‐Verhältnisse……..... 92

Anhang 6: Kritische Grenzen des R/s‐Tests nach Pearson und Stephens…………….. 98

Anhang 7: Messdaten zur Berechnung des Signal/Rausch‐Verhältnisses…………….. 99

Anhang 8: Übersicht der EC50‐Werte für Metribuzin und Bromoxynil………………. 101

Anhang 9: Verschlauchungsschemata beider Gerätetypen………………………………. 102

Anhang 10: Beispiele für „Zick‐Zack‐Kurven“ und „Verschleppungseffekt“…….... 103

Anhang 11: Messergebnisse für die Auswertung der Signal/Rausch‐Verhältnisse und der Nachweis‐ und Bestimmungsgrenzen……………………………….. 104

Anhang 12: Messdaten und Diagramme der Referenzgiftmessungen…………………. 105

Anhang

Anhang 1: PSM‐Wirkstoffe

Tab. 1.1: PSM‐Wirkstoffmengen, die im Jahr 2007 in Deutschland abgegeben und ausge‐führt wurden, aufgeschlüsselt nach Wirkungsbereichen. Die Inlandsabgabe erhält auch den Parallelimport (PI). Quelle: [BVL 2008 b].

Anhang

88

Anhang 2: Geschätzte Isoproturonkonzentrationen in kleinen Gewässern im Jahr 2000 in μg/L

Abb. 2.1: Geschätzte Isoproturonkonzentrationen in kleinen Gewässern im Jahr 2000 in μg/L. Anmerkung: Berechnet wurden Frachten von Isoproturon aus Oberflächenabfluss, Dränage und Spraydrift, wobei über 99 % aus dem Oberflächenabfluss von Starkregengüssen stammt. Für die Einzugsgebiete ist das 90‐Perzentil der Konzentrationen angegeben, die sich aus der Verdünnung der Ereignisfrachten in den Tagesabflüssen des Einzugsgebietes ergeben. Damit stellt die Karte neben in kleinen Gewässern zu erwartenden Konzentrationsbereichen auch Schwerpunkte des Getreideanbaus dar, in denen der Wirkstoff angewandt wird. Ähnliche Ergebnisse liegen für 58 andere Wirkstoffe vor. Quelle: Röpke, B., Bach, M. 2004 ‐ Prediction of Pesticide Concentrations in German River Basins from Diffuse Agricultural Inputs. Umweltbundesamt, UBA‐Berichte 2/04, Berlin, 2004. [http://www.umweltdaten.de/wasser/themen/stoffhaushalt/isoproturon.pdf (04.02.09)].

Anhang

89

Anhang 3: Fluoreszenzantworten zur Bestimmung der Algenaktivität, ermittelt mit dem Algentoximeter

Abb. 3.1: Die Relative Fluoreszenzintensität in Abhängigkeit von der Fo‐ und Fm‐Messung (Messdaten vom 04.02.09 und 19.02.09). Die Kurven stellen die Fo‐ und Fm‐Fluoreszenzen dreier Wasserproben dar. Der waagerechte Strich zu Beginn der Kurven kennzeichnet die Höhe der Fo‐Fluoreszenz. (Die Fo‐Werte wurden nicht über das Gerät ermittelt, sondern aus dem Startwert der Fm‐Messung abgeleitet.) Bei der t = 0s beginnt die Fm‐Messung. Die Kurve setzt sich aus ca. 800 Messwerten zusammen. Bei allen Kurven ist ein Vorpeak zu sehen. Dieser tritt in einigen Sensoren auf, hat aber für die Auswertung keine Bedeutung. Photosynthese‐Aktivität der Algen (Genty): Die grüne Linie kennzeichnet die Fluoreszenz einer Wasserprobe ohne Gift. Der Anteil aktiver Algen ist maximal (ca. 66 %). Die gelbe Linie beschreibt die Fluoreszenz einer Wasserprobe mit 5μg/L Isoproturon. Durch das Gift ist der Anteil aktiver Algen leicht gesunken (Aktivität ca. 58 %), die Fo‐ und Fm‐Fluores‐zenz ist im Vergleich zur grünen Linie höher. Die rote Linie kennzeichnet eine Wasserprobe mit 100 μg/L Isoproturon. Die Algen sind vergiftet, die Aktivität ist minimal (ca. 17 %). Die Genty wurden aus den Fm‐ und Fo‐Werten der jeweiligen Messungen berechnet. Photosynthese‐Hemmung: Für die Hemmung der Aktivität ergeben sich aus den Genty folgende Werte: Wasserprobe mit 5μg/L Isoproturon (gelbe Linie): ca. 12 %. Wasserprobe mit 100 μg/L Isoproturon (rote Linie): ca. 74 %. Das entspricht in etwa der maximalen Hemmung. Als Bezugswert wurde für beide Berechnungen der Genty der Referenzprobe (grüne Linie) zu Grunde gelegt [Grafik: Autor].

Fm − Fo Fm

* 100 [%] Genty =

Hemmung = 1 −

Genty (Probe & Algen)

Genty (Wasser & Algen) * 100 [%]

0

500

1000

1500

2000

2500

3000

t (s)

Rel

ativ

e Fl

uore

szen

zint

ensi

tät

Gift & Algen (100 μg/L Isoproturon)

Gift & Algen (5 μg/L Isoproturon)

Wasser & Algen

Fluoreszenzantworten:

0,90,3 0,6 0

Fo-Messung Fm-Messung

Anhang

90

Anhang 4: Messgrößen des Algentoximeters

Die Messgrößen mit den verwendeten Abkürzungen und Farben in Tabelle I entsprechen den Bezeichnungen in den Diagrammen. Die Diagramme sind mit der WGMN2‐Software erstellt worden.

Tab. 4.1: Messgrößen des Algentoximeters ‐ Abkürzungen , Einheiten und Farbkennzeichnung in den Diagrammen des WGMN.

Messgröße Abkürzung Einheit Farbe Blaualgen (Chl.‐Konz.) Cbl μg/L Goldalgen (Chl.‐Konz.) Ccry μg/L Gelbstoffe GelbS μg/L Gesamtaktivität APrb % Gesamtaktivität Fermenter AFer μg/L Gesamtchlorophyll Cges μg/L Gesamtchlorophyll Fermenter CFer μg/L Gesamttransmission Trges % Grenzwert‐Alarm GrA − Grünalgen (Chl.‐Konz.) Cgr μg/L Inhibition Inhb % Kieselalgen (Chl.‐Konz.) Ckie μg/L Nährlösungsdosierung NLD ml/h Temperatur Fermenter TempF °C Temperatur Sensor TempS °C Toxizitäts‐Kontrolle ToxKo − Transmission (470 nm) Tr470 % Transmission (525 nm) Tr525 % Transmission (570 nm) Tr570 % Transmission (590 nm) Tr590 % Transmission (610 nm) Tr610 % Wachstumsrate WaR 1/d

Abb. 4.1: Messgrößen Toxizität: Inhibition (Inhb), Toxizitätskontrolle (ToxKo), Grenzwert‐Alarm (GrA). Messdaten aus der Station Bunthaus (BU).

Anhang

91

Abb. 4.3: Messgrößen Fermenter: Temperatur (TempF), Wachstumsrate (WaR), Gesamtchlorophyll‐Konzentration (CFer), Chlorophyll‐Konzentration aktiver Algen (AFer), Nährlösungsdosierung (NLD). Messdaten aus der Station Bunthaus (BU).

Abb. 4.2: Messgrößen Gewässerprobe: Algenaktivität (APrb), Gesamtchlorophyll‐Konzentration (Cges), Chlorophyll‐Konzentrationen der vier Algenklassen (Cbl, Ccry, Cgr, Ckie) und Gelbstoffe (GelbS). Messdaten aus der Station Bunthaus (BU).

Abb. 4.4: Weitere Messgrößen: Fünf Einzeltransmissionen (Tr 470, Tr 525, Tr 570, Tr 590, Tr 610), Gesamttransmission (Trges), Sensor‐Temperatur (TempS). Mess‐daten aus der Station Bunthaus (BU).

Anhang

92

Anhang 5: Diagramme für die Auswertung der Signal/Rausch‐Verhältnisse (Stationen: Fischerhof, Bunthaus, Seemannshöft)

Abb. 5.2: ATox 1 Station Fischerhof (FH). Diagramm der Datenreihe 16.07.2008.

Abb. 5.1: ATox 1 Station (FH). Diagramm der Datenreihen 12.07.2008, 13.07.2008, 14.07.2008. Ausreißer: 13.07.2008 03:30; 14.07.2008 01:30.

Abb. 5.3: ATox 1 Station Fischerhof (FH). Diagramm der Datenreihen 01.08.2008, 02.08.2008, 03.08.2008, 04.08.2008.

Abb. 5.4: ATox 1 Station Fischerhof (FH). Diagramm der Datenreihen 30.08.2008, 31.08.2008, 01.09.2008. Ausreißer: 31.08.2008 18:00.

Ausreißer

Ausreißer

Anhang

93

Abb. 5.6: ATox 1 Station Fischerhof (FH). Diagramm der Datenreihen 12.09.2008, 13.09.2008, 14.09.2008, 15.09.2008, 16.09.2008. Ausreißer: 15.09.2008 18:30.

Abb. 5.7: ATox 1 Station Fischerhof (FH). Diagramm der Datenreihen 28.09.2008, 29.09.2008.

Abb. 5.5: ATox 1 Station Fischerhof (FH). Diagramm der Datenreihen 04.09.2008, 05.09.2008, 06.09.2008.

Ausreißer

Anhang

94

Abb. 5.11: ATox 2 Station Bunthaus (BU). Diagramm der Datenreihen 06.09.2008, 07.09.2008.

Abb. 5.10: ATox 2 Station Bunthaus (BU). Diagramm der Datenreihen 29.08.2008, 31.08.2008, 01.09.2008.

Abb. 5.9: ATox 2 Station Bunthaus (BU). Diagramm der Datenreihen 10.08.2008, 11.08.2008, 12.08.2008, 14.08.2008.

Abb. 5.8: ATox 2 Station Bunthaus (BU). Diagramm der Datenreihen 02.08.2008, 03.08.2008, 04.08.2008. Ausreißer: 04.08.2008 20:00.

Ausreißer

Anhang

95

Abb. 5.12: ATox 2 Station Bunthaus (BU). Diagramm der Datenreihen 10.09.2008.

Abb. 5.14: ATox 2 Station Bunthaus (BU). Diagramm der Datenreihen 27.09.2008, 28.09.2008, 30.09.2008, 01.10.2008. Ausreißer: 30.09.2008

Abb. 5.13: ATox 2 Station Bunthaus (BU). Diagramm der Datenreihen 17.09.2008, 18.09.2008, 19.09.2008, 21.09.2008.

Ausreißer

Anhang

96

Abb. 5.18: ATox 2 Station Seemannshöft (SH). Diagramm der Datenreihe 04.09.2008.

Abb. 5.17: ATox 2 Station Seemannshöft (SH). Diagramm der Datenreihe 31.08.2008.

Abb. 5.16: ATox 2 Station Seemannshöft (SH). Diagramm der Datenreihen 10.08.2008, 13.08.2008.

Abb. 5.15: ATox 2 Station Seemannshöft (SH). Diagramm der Datenreihen 18.07.2008, 21.07.2008. Ausreißer: 21.07.2008 05:50.

Ausreißer

Anhang

97

Abb. 5.22: ATox 2 Station Seemannshöft (SH). Diagramm der Datenreihen 03.10.2008, 04.10.2008, 06.10.2008.

Abb. 5.21: ATox 2 Station Seemannshöft (SH). Diagramm der Datenreihen 18.09.2008, 19.09.2008, 21.09.2008, 22.09.2008, 23.09.2008.Ausreißer: 19.09.2008 21:40.

Abb. 5.20: ATox 2 Station Seemannshöft (SH). Diagramm der Datenreihen 10.09.2008, 11.09.2008, 12.09.2008, 14.09.2008.

Abb. 5.19: ATox 2 Station Seemannshöft (SH). Diagramm der Datenreihen 06.09.2008, 07.09.2008, 08.09.2008.

Ausreißer

Anhang

98

Anhang 6: Kritische Grenzen des R/s‐Tests nach Pearson und Stephens

Tab. 6.1: Kritische Grenzen des R/s‐Tests nach Pearson und Stephens [zitiert nach SACHS & HEDDERICH 2006]. Die rote Markierung kennzeichnet das ver‐wendete Signifikanz‐Niveau.

Anhang

99

Anhang 7: Messdaten zur Berechnung des Signal/Rausch‐Verhältnisses

Tab. 7.1: ATox 1 (FH), Messdaten zur Berechnung des Signal/Rausch‐Verhältnisses (SNR). Datenreihe Inhibition Gewässerprobe [%] Inhibition Referenzgift [%]

Nr. Datum Mittelwert Rauschen ()

Mittleres Rauschen

Messwert Tox.‐Signal (Messwert‐)

SNR

1 12.07.2008 09:20 0,49 0,26 6,30 5,81 22,35 2 13.07.2008 07:20 0,50 0,39 5,30 4,80 12,31 3 14.07.2008 05:30 0,50 0,40 5,20 4,70 11,75 6 16.07.2008 23:30 0,58 0,36 4,90 4,32 12,00 5 01.08.2008 00:00 0,36 0,53 4,80 4,44 8,38 6 02.08.2008 00:00 0,14 0,40 5,60 5,46 13,65 7 03.08.2008 00:00 0,22 0,40 4,80 4,58 11,45 8 04.08.2008 00:00 0,48 0,54 5,60 5,12 9,48 9 30.08.2008 00:00 0,68 0,31 7,50 6,82 22,00 10 31.08.2008 00:00 0,52 0,28 7,10 6,58 23,50 11 01.09.2008 00:00 0,55 0,27 6,60 6,05 22,41 12 04.09.2008 00:00 0,73 0,43 6,40 5,67 13,19 13 05.09.2008 00:00 0,31 0,41 5,80 5,49 13,39 14 06.09.2008 00:00 0,06 0,33 5,30 5,24 15,88 15 12.09.2008 00:00 0,48 0,24 7,30 6,82 28,42 16 13.09.2008 00:00 0,35 0,22 7,40 7,05 32,05 17 14.09.2008 00:00 0,31 0,18 7,00 6,69 37,17 18 15.09.2008 00:00 0,27 0,18 7,00 6,73 37,39 19 16.09.2008 00:00 0,54 0,18 6,80 6,26 34,78 20 28.09.2008 00:00 0,12 0,28 6,40 6,28 22,43 21 29.09.2008 00:00 0,09 0,27 6,20 6,11 22,63

Mittelwert 0,39 0,33 5,76 20,31 Standardabweichung 0,19 0,11 0,87 9,29

Tab. 7.2: ATox 2 (BU), Messdaten zur Berechnung des Signal/Rausch‐Verhältnisses (SNR).

Datenreihe Inhibition Gewässerprobe [%] Inhibition Referenzgift [%]


Mittleres Rauschen

Messwert Tox.‐Signal (Messwert ‐)

SNR

1 02.08.2008 16:50 ‐0,10 0,22 3,70 3,80 17,27 2 03.08.2008 19:00 ‐0,22 0,20 3,50 3,72 18,60 3 04.08.2008 21:00 ‐0,34 0,16 3,70 4,04 25,25 4 10.08.2008 18:20 ‐0,52 0,20 3,60 4,12 20,60 5 11.08.2008 20:20 ‐0,56 0,19 3,70 4,26 22,42 6 12.08.2008 22:20 ‐0,60 0,25 3,90 4,50 18,00 7 14.08.2008 00:30 ‐1,00 0,20 4,40 5,40 27,00 8 29.08.2008 22:30 ‐2,26 0,26 2,50 4,76 18,31 9 31.08.2008 00:40 ‐2,22 0,23 2,80 5,02 21,83 10 01.09.2008 02:40 ‐2,27 0,25 2,60 4,87 19,48 11 06.09.2008 18:00 ‐1,57 0,21 5,80 7,37 35,10 12 07.09.2008 20:00 ‐1,82 0,29 5,30 7,12 24,55 13 10.09.2008 20:00 ‐1,33 0,31 5,20 6,53 21,06 14 17.09.2008 19:00 ‐1,67 0,33 4,80 6,47 19,61 15 18.09.2008 21:10 ‐2,08 0,27 4,40 6,48 24,00 16 19.09.2008 23:10 ‐2,12 0,17 4,00 6,12 36,00 17 21.09.2008 01:10 ‐2,18 0,30 3,70 5,88 19,60 18 27.09.2008 20:10 ‐2,69 0,16 2,80 5,49 34,31 19 28.09.2008 23:30 ‐2,33 0,35 3,80 6,13 17,51 20 30.09.2008 01:30 ‐2,09 0,31 3,60 5,69 18,35 21 01.10.2008 03:40 ‐1,37 0,14 3,80 5,17 36,93

Mittelwert ‐1,49 0,24 5,38 23,61 Standardabweichung 0,82 0,06 1,09 6,52

Anhang

100

Tab. 7.3: ATox 2 (SH), Messdaten zur Berechnung des Signal/Rausch‐Verhältnisses (SNR).

Datenreihe Inhibition Gewässerprobe [%] Inhibition Referenzgift [%]


Mittleres Rauschen

Messwert Tox.‐Signal (Messwert‐)

SNR

1 18.07.2008 23:40 ‐0,28 0,32 5,10 5,38 16,81 2 21.07.2008 07:00 ‐0,50 0,28 4,60 5,10 18,21 3 10.08.2008 21:20 ‐0,30 0,44 6,30 6,60 15,00 4 13.08.2008 04:40 ‐0,62 0,38 6,50 7,12 18,74 5 31.08.2008 03:00 ‐0,99 0,46 5,70 6,69 14,54 6 04.09.2008 12:00 ‐1,96 0,42 4,90 6,86 16,33 7 06.09.2008 17:00 ‐0,41 0,48 5,40 5,81 12,10 8 07.09.2008 19:20 ‐1,06 0,47 5,40 6,46 13,74 9 08.09.2008 21:50 ‐1,07 0,37 6,20 7,27 19,65 10 10.09.2008 18:50 ‐1,22 0,37 5,10 6,32 17,08 11 11.09.2008 21:20 ‐1,32 0,50 4,80 6,12 12,24 12 12.09.2008 23:50 ‐1,70 0,21 5,00 6,70 31,90 13 14.09.2008 02:20 ‐1,42 0,48 5,40 6,82 14,21 14 18.09.2008 20:10 ‐1,40 0,41 5,10 6,50 15,85 15 19.09.2008 22:40 ‐1,02 0,46 4,90 5,92 12,87 16 21.09.2008 01:10 ‐0,73 0,41 6,50 7,23 17,63 17 22.09.2008 03:40 ‐1,06 0,28 6,50 7,56 27,00 18 23.09.2008 06:00 ‐0,86 0,29 7,60 8,46 29,17 19 03.10.2008 21:20 ‐0,24 0,35 7,30 7,54 21,54 20 04.10.2008 23:40 ‐0,14 0,32 7,30 7,44 23,25 21 06.10.2008 02:10 ‐0,28 0,32 7,40 7,68 24,00

Mittelwert ‐0,88 0,38 6,74 18,66 Standardabweichung 0,52 0,08 0,81 5,60

Anhang

101

Anhang 8: Übersicht der EC50‐Werte für Metribuzin und Bromoxynil

Tab. 8.1: EC50‐Werte für Metribuzin. Ermittelt über Algenwachstumstests. EC50 ‐ effective concentration 50 %. EbC50 ‐ effective biomass concentration 50 % (Auswertung über Biomasse).

Alge Endpunkt Endpunkt‐ Bestimmung

Konzentration [μg/L]

Inkubations‐ zeit [h] Literatur Quelle

Chlorella vulgaris EC 50 Chlorophyll 31 (22‐39) 96 Fairchild, J.F. et al. (1998) PANNA 2008

Selenastrum capricornutum EC 50 Chlorophyll 43 (35‐50) 96 Fairchild, J.F. et al. (1998) PANNA 2008

Selenastrum capricornutum EC 50 Populationswechsel 43 (40‐46) 96 Fairchild, J.F. et al. (1997) PANNA 2008

Selenastrum capricornutum EC 50 Wachstumsrate 43 (35‐50) 96 Fairchild, J.F. et al. (1994) PANNA 2008

Selenastrum capricornutum EC 50 Häufigkeit 20,8 (18,3‐23,3) 144 Office of Pesticide Programs (2000) PANNA 2008

Selenastrum capricornutum EC 50 Häufigkeit 8,1 (7,2‐9,1) 120 Office of Pesticide Programs (2000) PANNA 2008

Scenedesmus quadricauda EC 50 Chlorophyll 152 (126‐179) 96 Fairchild, J.F. et al. (1998) PANNA 2008

Chlamydomonas reinhardtii EC 50 Chlorophyll 23 (18‐29) 96 Fairchild, J.F. et al. (1998) PANNA 2008

Scenedesmus subspicatus EC 50 k.A. 20 72 footprint‐database (2008) FOOTPRINT 2008

Scenedesmus subspicatus EbC50 Biomasse 30 72 SDB Mistral (2007) http://www.fcs‐feinchemie.com

Pseudokirchneriella subcapitata EC 50 k.A. 66 96 SDB Sencor DB (2008) http://www.bayercropscience.de

Tab. 8.2: EC50‐Werte für Bromoxynil. Ermittelt über Algenwachstumstests. EC50 ‐ effective concentration 50 %. EbC50 ‐ effective biomass concentration 50 % (Auswertung über Biomasse). IC50 ‐ inhibitory concentration 50 % (Wachstumshemmung 50 %).

Alge Endpunkt Endpunkt‐ Bestimmung

Konzentration [μg/L]

Inkubations‐ zeit [h]

Literatur Quelle

Chlorella vulgaris EC 50 Wachstumsrate 89126 96 Ma, J. et al. (2001) PANNA 2008

Chlorella sp. EC 50 Populationswechsel 2600‐10000 96 Walsh, G.E. et al. (1987) PANNA 2008

Chlorella pyrenoidosa IC 50 Chlorophyll 10000 k.A. Kratky, B.A., Warren, G.F. (1971) PANNA 2008

Selenastrum capricornutum EC 50 Populationswechsel 7762 (6863‐8662) 96 Fairchild, J.F. et al. (1997) PANNA 2008

Scenedesmus quadricauda EC 50 Wachstumsrate 3700 96 Ma, J. et al. (2003) PANNA 2008

Selenastrum capricornutum EC 50 Häufigkeit 1400‐4000 96 St.Laurent, D. et al. (1992) PANNA 2008

Selenastrum capricornutum EbC 50 Biomasse 17000 72 SDB Bromotril 225 EC (2006) http://www.fcs‐feinchemie.com

Selenastrum capricornutum EC 50 ‐ 9900 96 SDB Buctril (2008) http://www.staehler.com

Anhang

102

Anhang 9: Verschlauchungsschemata beider Gerätetypen

Abb. 9.1: Verschlauchungsschema herkömmliches Algentoximeter [abgewandelt nach MOLDAENKE 2007].

valve algae Reference water

Abb. 9.2: Verschlauchungsschema modifiziertes Algentoximeter [zur Verfügung gestellt von F. Schulz].

Chlorophyllsensor

air

measuring chamber

pump air

pump algae

pump sample

ref. water

sample

ref. poison

unfiltrated sampledrain

nutrient solutionpump nutrients

External Internal

air filter 0,22µ

drain algae

fermenter

Anhang

103

Anhang 10: Beispiele für „Zick‐Zack‐Kurven“ und „Verschleppungseffekt“

Abb. 10.1: „Zick‐Zack‐Kurven“ ATox 1 Station Fischerhof (FH), Datenreihe 21.08.‐26.08.2008.

Abb. 10.2: „Zick‐Zack‐Kurven“ ATox 1 Station Fischerhof (FH), Datenreihe 18.09.‐21.09.2008.

Abb. 10.4: Schwach ausgeprägter „Verschleppungseffekt“ ATox 1 Station Fischerhof (FH), Datenreihe 23.09.‐26.09.2008.

Abb. 10.3: Stark ausgeprägter „Verschleppungseffekt“ ATox 1 Station Fischerhof (FH), Datenreihe 31.08.‐03.09.2008.

Anhang

104

Anhang 11: Messergebnisse für die Auswertung der Signal/Rausch‐Verhält‐nisse und der Nachweis‐ und Bestimmungsgrenzen

Tab. 11.1: Daten des Signal/Rauschverhältnisses der drei Algentoximeter für die Erstellung der Box‐Plots.

Tab. 11.2: Daten der Signal/Rausch‐Verhältnisse zur Berechnung der relativen Variationskoeffi‐zienten (Vr).

Signal/Rausch‐Verhältnis Algentoximeter

() (s) Vr [%]

ATox 1 (FH) 20,31 9,29 9,98

ATox 2 (BU) 23,61 6,52 6,03

ATox 2 (SH) 18,66 5,60 6,55

Signal/Rausch‐Verhältnis

Bezeichnung ATox 1 (FH)

ATox 2 (BU)

ATox 2 (SH)

Minimum 8,38 17,27 12,10 9,48 17,51 12,24 11,45 18,00 12,87 11,75 18,31 13,74 12,00 18,35 14,21

1. Quartil 12,31 18,60 14,54 13,19 19,48 15,00 13,39 19,60 15,85 13,65 19,61 16,33 15,88 20,60 16,81

Median 22,00 21,06 17,08 22,35 21,83 17,63 22,41 22,42 18,21 22,43 24,00 18,74 22,63 24,55 19,65

3. Quartil 23,50 25,25 21,54 28,42 27,00 23,25 32,05 34,31 24,00 34,78 35,10 27,00 37,17 36,00 29,17

Maximun 37,39 36,93 31,90

Mittelwert 20,31 23,61 18,66

Standardabweichung Rauschen [%] ATox 1 (FH)

ATox 2 (BU)

ATox 2 (SH)

0,26 0,22 0,32

0,39 0,20 0,28 0,40 0,16 0,44 0,36 0,20 0,38 0,53 0,19 0,46 0,40 0,25 0,42 0,40 0,20 0,48 0,54 0,26 0,47 0,31 0,23 0,37 0,28 0,25 0,37 0,27 0,21 0,50 0,43 0,29 0,21 0,41 0,31 0,48

0,33 0,33 0,41 0,24 0,27 0,46 0,22 0,17 0,41 0,18 0,30 0,28 0,18 0,16 0,29 0,18 0,35 0,35 0,28 0,31 0,32 0,27 0,14 0,32

Mittlere Standardabweichung Rauschen [%]

0,33 0,24 0,38

Tab. 11.3: Standardabweichung Rau‐schen der Inhibitionsmessungen. Mittlere Standardabweichung für die Berechnung von Nachweis‐ und Bestimmungsgrenze (vgl. Anhang 7 Mittleres Rauschen).

Anhang

105

Anhang 12: Messdaten und Diagramme der Referenzgiftmessungen

A: Metribuzin

Tab. 12.1: Messdaten der Referenzgiftmessungen mit Metribuzin (β = 10 μg/L).

Algentoximeter Station Datum (Messreihe)

Toxizitäts‐Signal [%] Mittelwert [%]

28.10.08 6,10 5,81 5,49 5,92 ATox 1 (FH) Fischerhof 30.‐31.10.08 5,03 4,45 5,02 4,65

5,31

ATox 2 (BU) Bunthaus 28.‐29.10.08 6,88 7,02 6,28 6,52 6,68 08.‐09.12.08 5,05 5,58 5,35 5,95 ATox 2 (SH) Seemannshöft 10.‐11.12.08 5,75 5,77 5,93 6,32

5,71

Diagramme der Referenzgiftmessungen mit Metribuzin (β = 10 μg/L):

Tab. 12.2: Messgrößen der Referenzgiftmessungen Messgröße Abkürzung Einheit Farbe Inhibition Inhb % Toxizitäts‐Kontrolle ToxKo −

Abb. 12.3: ATox 2 (BU), Messreihe vom 28.‐29.10.08.

Abb. 12.2: ATox 1 (FH), Messreihe vom 30.‐31.10.08.Abb. 12.1: ATox 1 (FH), Messreihe vom 28.10.08.

Abb. 12.4: ATox 2 (SH), Messreihe vom 08.‐09.12.08. Abb. 12.5: ATox 2 (SH), Messreihe vom 10.‐11.12.08.

Anhang

106

B: Bromoxynil

Tab. 12.3: Messdaten der Referenzgiftmessungen mit Bromoxynil (β = 2 000 μg/L).

Algentoximeter Station Datum

(Messreihe) Toxizitäts‐Signal [%] Mittelwert

[%] 06.‐07.11.08 5,61 5,60 5,82 5,90

ATox 1 (FH) Fischerhof 15.‐16.11.08 7,07 6,33 5,56 6,21

6,01

ATox 2 (BU) Bunthaus 13.‐14.12.08 4,55 4,93 5,60 5,75 5,21 13.‐14.11.08 5,58 5,17 5,00 5,73

ATox 2 (SH) Seemannshöft 16.‐17.11.08 7,03 6,70 7,12 6,85

6,15

Diagramme der Referenzgiftmessungen mit Bromoxynil (β = 2 000 μg/L):

Tab. 12.4: Messgrößen der Referenzgiftmessungen Messgröße Abkürzung Einheit Farbe Inhibition Inhb % Toxizitäts‐Kontrolle ToxKo −

Abb. 12.6: ATox 1 (FH), Messreihe vom 06.‐07.11.08. Abb. 12.7: ATox 1 (FH), Messreihe vom 15.‐16.11.08.

Abb. 12.8: ATox 2 (BU), Messreihe vom 13.‐14.12.08.

Abb. 12.10: ATox 2 (SH), Messreihe vom 16.‐17.11.08.Abb. 12.9: ATox 2 (SH), Messreihe vom 13.‐14.11.08.

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