Aus der Klinik für kleine Haustiere und dem Institut für Tierernährung

der Tierärztlichen Hochschule Hannover ___________________________________________________________________________

Klinische und ernährungsphysiologische Untersuchungen zur parenteralen Ernährung von Hunden

INAUGURAL-DISSERTATION zur Erlangung des Grades eines

DOCTOR MEDICINAE VETERINARIAE durch die Tierärztliche Hochschule Hannover

Vorgelegt von Spyridon Farlopulos

aus Athen / Griechenland

Hannover 2000

Wissenschaftliche Betreuung: Univ.-Prof. Dr. I. Nolte Apl.-Prof. Dr. J. Zentek 1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. I. Nolte, Apl.-Prof. Dr. J. Zentek 2. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. Szentkuti Tag der mündlichen Prüfung: 29. 05. 2000

...Έν οίδα,ότι ουδέν οίδα... Σωκράτης

Für und von meiner Familie

Inhaltsverzeichnis Seite

A. Einleitung 11 B. Literaturübersicht 12

1. Geschichte der parenteralen Ernährung beim Hund 12 2. Vollständige parenterale Ernährung 13 3. Besonderheiten des Stoffwechsels bei Erkrankungen 17 4. Energieliefernde Substrate 18

4.1. Kohlenhydratlösungen 19 4.2. Fette 19 4.3. Aminosäuren 20

Glutamin 22 5. Mineralstoffe 24

5.1. Mengenelemente 24 5.2. Spurenelemente 25

6. Vitamine 26 7. Indikation für die parenterale Ernährung 27 8. Vorbereitung und Verabreichung der Infusionslösungen zur parenteralen

Ernährung 28 9. Komplikationen der parenteralen Ernährung 29

9.1. Mechanische 29 9.2. Infektiöse 29 9.3. Metabolische 30

C. Patientengut, Material und Methode 32

1. Patienten 32 1.1. Hunde mit hämorrhagischer Gastroenteritis (HG) 32

1.1.1. Behandlung 33 1.1.2. Gruppe HG P 33 1.1.3. Gruppe HG PG 33 1.1.4. Gruppe HG K 34

1.2. Hunde nach Magen-Darm-Operationen (MD) 35

1.2.1. Behandlung 35 1.2.2. Gruppe MD P 35 1.2.3. Gruppe MD K 35

1.3. Hunde mit akuter Pankreatitis (PANKREAS) 36 1.4. Hunde mit diversen Erkrankungen (DIVERS) 36

2. Material 38

2.1. Geräte und Bezugsquellen 38 2.2. Verbrauchsmaterial und Bezugsquellen 39 2.3. Reagenzien und Bezugsquellen 40 2.4. Infusionslösungen 41 2.5. Medikamente 42

3. Durchführung der parenteralen Ernährung 42

3.1. Legen der Venenverweilkatheter 42 3.2. Herstellung der Mischlösungen zur parenteralen Ernährung 43 3.3. Blutprobenentnahme 44 3.4. Blutprobenaufbereitung 44 3.5. Klinische Untersuchung 44 3.6. Hämatologische Untersuchung 45 3.7. Blut- und Jugularkatheterspitzenkultur 46 3.8. Gerinnungsanalysen 46

3.8.1. Prothrombinzeit (PT) 46 3.8.2. Einzelfaktorkonzentration 46 Faktor II, V, VII, X 46

3.9. Klinisch-chemische Messungen 47 3.10. Aminosäuren 47 3.11. Harnuntersuchung 48 3.12. Kotuntersuchung 48 3.13. Begleitende Therapie 48

3.13.1. Antibiotika 48 3.13.2. Anthelminthikum, Antiemetikum, Spasmolytikum und

weitere Pharmaka 48

4. Statistische Auswertung 49 D. Ergebnisse 50

1. Gruppe Hämorrhagische Gastroenteritis (HG) 50 1.1. Stationärer Aufenthalt 50 1.2. Klinische Untersuchung 50

1.2.1. Allgemeinbefinden 50 1.2.2. Vomitus 51 1.2.3. Kotbeschaffenheit 51

1.2.4. Körpermasse 51 1.2.5. Körpertemperatur 52

1.3. Mikrobiologische Untersuchung 52 1.4. Infusion 53

Energie- und Aminosäurenzufuhr 54 1.5. Hämatologie 55 1.6. Säuren-Basen Status 57 1.7. Gerinnungsparameter 58 1.8. Gesamtes und ionisiertes Calcium 61 1.9. Anorganisches Phosphat, Kalium und Natrium 62 1.10. Klinische Chemie 64

1.10.1. Ammoniak 67 1.10.2. Harnstoff und Kreatinin 68 1.10.3. Leberenzyme und Gesamtbilirubin 69 1.10.4. Albumin und Gesamteiweiß 71

1.11. Aminosäuren 73 a) Essentielle Aminosäuren 73 b) Nicht-essentielle Aminosäuren 74

1.12. Harnanalyse 77 2. Gruppe Magen-Darm-Operation (MD) 79

2.1. Stationärer Aufenthalt 79 2.2. Klinische Untersuchung 79

2.2.1. Allgemeinbefinden 79 2.2.2. Kotbeschaffenheit 79 2.2.3. Körpermasse 80 2.2.4. Körpertemperatur 80

2.3. Mikrobiologische Untersuchung 81 2.4. Infusion 81

Energie- und Aminosäurenzufuhr 82 2.5. Hämatologie 83 2.6. Säuren-Basen Status 85 2.7. Gerinnungsparameter 86 2.8. Gesamtes und ionisiertes Calcium 89 2.9. Anorganisches Phosphat, Kalium und Natrium 90 2.10. Klinische Chemie 92

2.10.1. Ammoniak 94 2.10.2. Harnstoff und Kreatinin 95 2.10.3. Leberenzyme und Gesamtbilirubin 96 2.10.4. Albumin und Gesamteiweiß 98

2.11. Aminosäuren 100 a) Essentielle Aminosäuren 100 b) Nicht-essentielle Aminosäuren 101

2.12. Harnanalyse 104

3. Gruppe Pankreatitis 106 4. Hunde mit diversen Erkrankungen 108

E. Diskussion 112

1. Kritik der Methode 112 1.1. Patientengut 112

1.1.1. Hämorrhagische Gastroenteritis 112 1.1.2. Magen-Darm-Operationen 113 1.1.3. Pankreatitis 114 1.1.4. Verschiedene Erkrankungen 115

1.2. Herstellung und Anwendung der Infusionslösungen 115 1.3. Mikrobiologie 115

2. Parenterale Ernährung 117

2.1. Infusionsdauer 117 2.2. Glukoseverträglichkeit 117 2.3. Energiezufuhr 118 2.4. Proteinzufuhr 120 2.5. Mineralstoffe 123 2.6. Hämatologie 124 2.7. Säuren-Basen Status 125 2.8. Gerinnungsparameter 125 2.9. Klinische Chemie 126

3. Schlußfolgerungen 127

F. Zusammenfassung 128 G. Summary 129 H. Literaturverzeichnis 130 I. Anhang 145

Verzeichnis der verwendeten Abkürzungen: Abb. = Abbildung ALT = Alanin-Aminotransferase aP = Alkalische Phosphatase bzw. = Beziehungsweise d.h. = Das heißt DIVERS = Gruppe mit diversen Erkrankungen dl = Deziliter EDTA = Ethylendiamintetraessigsäure Fa. = Firma G = Gruppe mit Glutaminsubstitution g = Relative Zentrifugalbeschleunigung g = Gramm g/l = Gramm pro Liter GLDH = Glutamat-Pyruvat-Dehydrogenase HG = Gruppe Hämorrhagische Gastroenteritis HG P = Gruppe Hämorrhagische Gastroenteritis mit parenteraler

Ernährung HG G = Gruppe Hämorrhagische Gastroenteritis mit

Glutaminsubstitution HG K = Kontrollgruppe Hämorrhagische Gastroenteritis IE = Internationale Einheit J = Joule K = Kontrollgruppe k. A. = Keine Angaben kg = Kilogramm KM = Körpermasse kJ = Kilojoule l = Liter MD = Gruppe Magen-Darm-Operationen MD P = Gruppe Magen-Darm-Operationen mit parenteraler Ernährung MD K = Kontrollgruppe Magen-Darm-Operationen ME = Metabolische Energie mg = Milligramm mmol = Millimol ml = Milliliter µg = Mikrogramm n = Anzahl der Tiere n.s. = Nicht signifikant p = Irrtumswahrscheinlichkeit PANKREAS = Gruppe mit akuter Pankreatitis PT = Prothrombinzeit PVC = Polyvinylchlorid rd. = rund Tab. = Tabelle

TPN = Total parenterale Ernährung U = Unit z. B. = Zum Beispiel

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A. Einleitung Die parenterale Ernährung ist in der Humanmedizin seit vielen Jahren wichtiger Bestandteil der Behandlung von Intensivpatienten (HACKL 1994). Meist werden "All in one"-Infusionen eingesetzt, also eine Mischung aus Lipiden, Triglyceriden, Aminosäuren, Elektrolyten und Spurenelementen (PAMPERL und KLEINBERGER 1982; LEUTENEGGER et al. 1984). Als Indikationen gelten alle Erkrankungen, bei denen die ausreichende Aufnahme bzw. Absorption von Nährstoffen nicht gewährleistet ist, wie z.B. bei Tumorpatienten oder bei Patienten nach schweren Magen-Darm-Operationen. Der Hund diente zunächst vorwiegend als Modelltier, an dem - wie auch an der Ratte - zahlreiche grundlegende Forschungen zur parenteralen Ernährung durchgeführt wurden (ALBERS 1988). Der Fortschritt chirurgischer Behandlungsverfahren sowie auch der internistischen Intensivtherapie in der Veterinärmedizin führte allmählich auch zu einem Bedarf an unterstützende Therapieverfahren, so daß die parenterale Ernährung beim Hund vermehrt angewendet wird (RAFFE 1985; LIPPERT und ARMSTRONG 1989; HILL 1994). Ziel der vorliegender Arbeit ist die Untersuchung der Effekte einer forcierten parenteralen Ernährung, die über einen vergleichsweise kurzen Zeitraum von 10 Stunden und nicht wie bisher üblich über 24 Stunden verabreicht wird. Zusätzlich wurde die Aminosäure Glutamin bei Hunden mit hämorrhagischer Gastroenteritis geprüft, um eventuelle positive Effekte auf den klinischen Verlauf nachzuweisen. Als Patientengut dienten Hunde, die an hämorrhagischer Gastroenteritis oder Pankreatitis litten sowie Patienten nach schweren Magen-Darm-Operationen. Weiterhin wurde die Lösung auch bei anderen Hunden mit verschiedenen Krankheitsgeschehen appliziert, bei denen aus klinischer Sicht die Anwendungsindikation bestand.

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B. Literaturübersicht 1. Geschichte der parenteralen Ernährung beim Hund Der gesunde Hund ist in der Lage, Futter aufzunehmen, Nährstoffe zu resorbieren und zu verwerten. Bei verschiedenen Krankheitsgeschehen jedoch können Störungen auftreten, die entweder die Möglichkeit zur Aufnahme von Nahrung oder die Resorption bzw. Verwertung beeinträchtigen. Wird der tägliche Bedarf nicht gedeckt, entsteht eine negative Nährstoffbilanz, durch die das Krankheitsgeschehen negativ beeinflußt werden kann. Besteht diese Situation länger fort, tritt letztlich eine Dekompensation und der Tod des Organismus ein (SMOKOBITIS 1990). Schon im alten Ägypten wurden, wie bei HERODOT beschrieben, Kranken mit verminderter Nährstoffaufnahme Nährstoffklistiere zugeführt (TSOUYOPOULOS et al. 1990). Eine weitere Station in der Geschichte der künstlichen Ernährung war im 16.Jahrhundert die Verwendung eines Schlauches, den der Chirurg und Physiologe HUNTER in den Magen einführen ließ, um durch ihn Nährstoffe zu infundieren. All diese Versuche dienten dazu, eine adäquate Zufuhr von Nährstoffen in den Magen-Darm-Kanal zu gewährleisten (BECKER 1969). Bei Beeinträchtigung der Magen-Darm-Funktionen ist dieser Applikationsweg unzureichend, mit Komplikationen verbunden oder gar kontraindiziert, wie z.B. bei Magen-Darm-Ulzera oder einer Pankreatitis. Die parenterale Applikation von Nährstoffen stellt einen weiteren Weg zur Versorgung des Organismus dar. Es mußten aber erst die Prinzipien des Körperkreislaufs von HARVEY entdeckt werden, bevor man sich des venösen Zuganges bedienen konnte (URBAN und SCHWARZENBERG 1966). Die parenterale Ernährung wurde aus verschiedenen Gründen bei Tieren durchgeführt, insbesondere zur modellhaften Untersuchung der Grundlagen der parenteralen Ernährung beim Menschen (BASS et al. 1976; KOUIDER et al. 1978; BIRKHAHN et al. 1979; PICCOLBONI et al. 1982) sowie zur Erforschung physiologisch-pathologischer Prozesse (WEISBRODT et al. 1976; JOYEUX 1977; THOR et al. 1977). Der Hund wurde neben der Ratte häufig als Versuchstier genutzt, auch zu Untersuchungen über die Infusionstechnik. So versuchte als erster COURTEN 1679, einem Hund Olivenöl intravenös zu applizieren (HACKL 1994). Versuche haben aber auch bei Kalb, Kaninchen, Lama, Pferd, Schwein, Ratte und Taube stattgefunden (MURRAY et al. 1975; CASTRO et al. 1976; HOFFSIS et al. 1977; CHO et al. 1980; HANSEN et al. 1988; HOVDA et al. 1990; DEGERNES et al. 1994; KINSBERGEN et al. 1994). Der Durchbruch in der Infusionstherapie kam mit der Entwicklung der Sterilisation, Mitte des 19. Jahrhunderts durch die Arbeiten von Wissenschaftlern wie KOCH, LISTER und PASTEUR. Ende des 19. Jahrhunderts wurden von LODERER die ersten Elektrolytlösungen aus einer Kombination von Kochsalz und Zucker hergestellt (BECKER 1969). Eidotterinfusionen bei Hunden und Kaninchen waren der erste Ansatz einer vollständig parenteralen Ernährung, der allerdings durch anaphylaktische Reaktionen begleitet war (SCHOTT 1913). Mischungen aus Aminosäuren, Kohlenhydraten und Fetten sowie von essentiellen Fettsäuren, Vitaminen und Mineralien sind sicherer in der Anwendung und wurden u.a. beim Hund geprüft (LANG 1963; LANG und FEKL 1971).

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Die parenterale Ernährung kann partiell (partial parenteral nutrition, PPN) oder vollständig (total parenteral nutrition, TPN) erfolgen (DONOGHUE 1989; HILL 1994). Die partielle parenterale Ernährung ist die am häufigsten angewendete Technik, bei der vor allem eine Substitution von Wasser und Elektrolyten stattfindet. Bei ihr wird nur ein Teil des Nährstoffbedarfs gedeckt, woraus eine negative Stickstoffbilanz und eine unzureichende Energiezufuhr resultiert (REMILLARD und THATCHER 1989). Bei der vollständigen parenteralen Ernährung findet eine bedarfsdeckende Applikation von Aminosäuren, Kohlenhydraten, emulgierten Triglyceriden und Mineralien statt (MEYER und ZENTEK 1998). Durch Zufuhr von Nährstoffen über den täglichen Bedarf hinaus (intravenous hyperalimentation, IVH) wird eine anabole Stoffwechsellage erzeugt. Entsprechende Versuche bei Hund und Katze waren allerdings häufig von Komplikationen begleitet; bei gesunden Katzen wurden während der Behandlung gestörtes Allgemeinbefinden, Vomitus, Zungenulzera, Leberschwellung mit Vakuolisierung der Hepatozyten, beim Hund Leberschwellung durch Akkumulation von Glykogen, Fett und Wasser, Hyperbilirubinämie und erhöhte Plasmakonzentrationen der alkalischen Phosphatase und Transaminasen festgestellt (MASHIMA 1979; LIPPERT et al. 1989; REMILLARD und THATCHER 1989). 2. Vollständige parenterale Ernährung Therapeutisch wurde die vollständige parenterale Ernährung zum ersten Mal 1969 bei einem Hund nach einer Darmresektion eingesetzt (BECKER 1969). Seitdem wurde sie bei den verschiedensten Indikationen angewendet, die Infusionsdauer reichte von einem bis 18 Tagen (siehe Tab. 1).

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Tab. 1: Chronologische Auflistung des unterstützenden Einsatzes der vollständigen parenteralen Ernährung bei verschiedenen Krankheitsgeschehen von Hunden. Jahr Autor Krankheitsgeschehen Infusionsdauer

(Tage/Stunden täglich) 1969 BECKER Darmresektion 3/ k. A. 1979 RENEGAR et al. Tetanus 18/24 1984 WILLARD et al. Zwerchfellhernie 3-4 Tage/ k. A.

Enteritis und Lymphangioektasie 2/ k. A. Nekrotisierende Pankreatitis 6/ k. A. Enteritiden 2/ k. A. Diabetes mellitus, Pankreasinsuffizienz 3/ k. A. Lymphosarkom des Magens 2/ k. A. Parvovirose 1-3/ k. A. Leber-, Nierenversagen 2/ k. A. Verzögerte Magenentleerung 7/ k. A. Benigne Pylorushypertrophie 4/ k. A. Magenkarzinom 1/ k. A. Ileocaecale Invagination 3/ k. A. Leiomyom Dünndarm 6/ k. A. Pankreasabszeß 1/ k. A. Parvovirose, Staupe 1/ k. A. Beckenfrakturen, Blasenruptur, Ileus 5/ k. A.

1989 REMILLARD und THATCHER

Diabetes mellitus, Hyperlipidämie, hämorrhagische Gastritis, Nierenversagen

7/ k. A.

1991 DVORAK et al. Panfibrinonekrotische Colitis 9/ k. A. 1992 AUBIN und DUBÉ Volvulus 3/ k. A. 1993 LIPPERT et al. Gastrointestinale Probleme bei

Oropharynx, Ösophagus, Magen, Dünndarm, Pankreatitis, Leberschaden, septische Peritonitis, Neoplasien, Cushing-Syndrom, Diabetes mellitus, multiple Traumata, Verbrennungen, Aspirationspneumonie, Chylothorax, akutes Nierenversagen

1-13/ k. A.

1997 KUFFER et al. Parvovirose k. A. 1997 MOENS und REMEDIOS Pankreasabszeß 1/0,5* 1998 SMITH und BILLER Pankreaspseudozyste 4/24 1999 LANE et al. Protein-loosing-enteropathy 7/24

*Mißglückter Versuch, k. A.: keine Angaben Die dabei täglich zugeführten Energie- und Nährstoffmengen können Tabelle zwei entnommen werden.

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Tab. 2: Täglich infundierte Energie- und Nährstoffmenge beim Hund, bei der Berechnung der Energiezufuhr wurden Kohlenhydrate, Fette und Aminosäuren berücksichtigt Jahr Autor Energie

(kJ/kg KM) Aminosäuren

(g/kg KM) Glukose

(g/kg KM) Lipide

(g/kg KM) 1969 BECKER 223* 3 1 2

235 1,17 0,7 4,41 1979 RENEGAR et al. 278 1,17 7,35 2,94

1989 REMILLARD und THATCHER 269 2,2 8,15 2,78 1991 DVORAK et al. 348 k. A. k. A. k. A. 1993 LIPPERT et al. 439-585* 1,5-4 8,85-25* 2,36-8,54* 1997 KUFFER et al. 439 2,97 17,5 3,5 1997 MOENS und REMEDIOS 373 1,21 14,28 2,86 1998 SMITH und BILLER 433 3,54 12,5 4,16 1999 LANE et al. 212 6 16,24 5,05

*(/kg KM0,75), g: Gramm, k. A.: keine Angaben, kg: Kilogramm, kJ: Kilojoule, KM: Körpermasse Unter experimentellen Bedingungen fand die erste vollständige parenterale Ernährung von Hunden mit Zufuhr von Triglyceriden, Aminosäuren, Glukose und Elektrolyten 1967 durch DUDRICK et al. statt. In Folge wurden zusätzliche Einsatzgebiete und in ihrer Zusammensetzung veränderte Infusionslösungen zur parenteralen Ernährung erprobt (siehe Tab. 3, 4).

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Tab. 3: Forschungsarbeiten zur parenteralen Ernährung beim Hund Jahr Autor Versuch/Fragestellung Infusionsdauer

(Zeit/Stunden täglich) 1966 HÅKANSSON

et al. Anwendungsmöglichkeit von Fettemulsion und Caseinhydrolysat

10 Wochen/6

1968 DUDRICK et al.

Durchführbarkeit der parenteralen Ernährung bei Junghunden

72-256 Tage/21-23

1969 BECKER Durchführbarkeit der parenteralen Ernährung beim Hund bis 15 Tage/18 1971 SILVIS und

PARAGAS Effekt der parenteralen Ernährung auf den Phosphorhaushalt bis 14 Tage/24

1974 CHEN et al. Optimierung des Protein/Energieverhältnisses 15-268 Tage/ k. A. 1974 KOGA et al. Überprüfung der Anwendungssicherheit von intravenös

verabreichten Lipiden 4-8 Wochen/21-23

1974 YAWATA et al.

Effekt der parenteralen Ernährung auf die Erythro- und Thrombozyten

bis 12 Tage/ k. A.

1975 KOGA et al. Effekte der Lipidemulsion während der parenteralen Ernährung auf die Hundeleber

4-8 Wochen/21-23

1976 FELDMAN et al.

Vergleich der oralen und der intravenösen Applikation von Nährstoffen auf die strukturelle und funktionelle Regeneration des Dünndarms nach Teilresektion

6 Wochen/6

1976 WEISBRODT et al.

Myoelektrische Aktivitäten des Hundedünndarms während der parenteralen Ernährung

6-11 Wochen/24

1977 CARTER und FREEDMAN

Anwendungsmöglichkeiten der parenteralen Ernährung 21-32 Tage/24

1977 THOR et al. Effekt der parenteralen Ernährung auf die Magensaftsekretion des Hundes

4 Wochen/24

1977 JOYEUX et al. Überlebensrate nach Hepatektomie 38-99 Stunden 1978 HUGHES Einfluß von Cholecystokinin und Sekretin auf die

parenterale ernährungsbedingte Dünndarmmucosahypoplasie 6 Wochen/ k. A.

1979 MASHIMA Leberveränderungen bei Junghunden während der parenteralen Ernährung

1 Woche/ k. A.

1980 PILS et al. Aminosäurenmetabolismus nach bilateraler Nephrektomie 4 Tage/ k. A. 1981 TRAVERSO et

al. Effekt der parenteralen Ernährung auf das Pankreas 1-3 Tage/ k. A.

1982 PICCOLBONI et al.

Leberregeneration nach einer 65%igen Hepatektomie 8-14 Tage/ k. A.

1989 REMILLARD und THATCHER

Verträglichkeit einer Infusion zur parenteralen Ernährung über 3 Wochen

3 Wochen/4-5

1992 GOUTTEBEL et al.

Effekte von N-Acetylglutamin und Glutamin auf den Plasmaaminosäurespiegel nach einer Dünndarmresektion

7 Tage/24

1995 CHUANG et al.

Effekte der parenteralen Ernährung bei posthepatischem Ikterus

2 Wochen/ k. A.

1998 KRAMER et al.

Verträglichkeit einer fett- bzw. kohlenhydratreichen Infusion zur parenteralen Ernährung bei kurzer Applikationsdauer

9 Tage/10

1998 McGUINNESS et al.

Effekt einer Infektion auf den Leber- und Muskelglukosemetabolismus während der parenteralen Ernährung

7 Tage/24

k. A.: keine Angaben

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Tab. 4: Täglich infundierte Energie- und Nährstoffmenge beim Hund, bei der Berechnung der Energiezufuhr wurden Kohlenhydrate, Fette und Aminosäuren einbezogen Jahr Autor Energie

(kJ/kg KM) Aminosäuren

(g/kg KM) Glukose

(g/kg KM) Lipide

(g/kg KM) 1966 HÅKANSSON et al. 326 2,25 2,25 6 1968 DUDRICK et al. 585 4 25-31 0-2,6 1969 BECKER 585* 2-3,3 1,5-6 3,5 1971 SILVIS und PARAGAS 585 5,29 30 -- 1974 KOGA et al. 585 4 22-31 2-4 1974 YAWATA et al. 585 5,26 30 -- 1975 KOGA et al. 585 4 22-31 2-4 1976 FELDMAN et al. 313 4,87 6,5 3,25 1977 CARTER und FREEDMAN 401 2,9 22 -- 1979 MASHIMA 623-1247 3,37-6,75 33,75-67,5 --

21 1,2 -- -- 1980 PILS et al. 284 -- 16,9 --

1981 TRAVERSO et al. 418 2,75-4,25 20,6-22,1 -- 1982 PICCOLBONI et al. 155 1,83 7,5 -- 1989 REMILLARD und THATCHER 543-679* 4,48-5,6* 13,2-16,5* 6,72-8,4* 1992 GOUTTEBEL et al. 151 1,52 7,5 -- 1998 KRAMER et al. 500* 4,98* 5,35-17,25* 2,48-7,26* 1998 McGUINNESS et al. 290 k. A. k. A. k. A.

*(/kg KM0,75), --: nicht appliziert, g: Gramm, k. A.: keine Angaben, kg: Kilogramm, kJ: Kilojoule, KM: Körpermasse 3. Besonderheiten des Stoffwechsels bei Erkrankungen Außer den Zellen des Nervensystems, des Nebennierenmarks, des Knochenmarks und des Blutes, die als Energiequelle nur Glukose nutzen können, sind alle anderen Körperzellen in der Lage, verschiedene Substrate (Aminosäuren, Fettsäuren) energetisch zu verwerten (SMOKOBITIS 1990; TRAKATELLIS 1991; MEYER und ZENTEK 1998). Nach einer Belastung des Organismus (Streß, Krankheit, Trauma oder Operation) werden neuro-hormonelle Mechanismen aktiviert. Sie dienen der Anpassung des Organismus an die veränderten Umstände. So steigt der Blutspiegel der Katecholamine, von ACTH, TSH, Glucagon und ADH. Es kommt zu einer Glykogenolyse, Lipolyse und Freisetzung von Aminosäuren (McGUINNESS et al. 1998). Die Stoffwechselrate steigt, während die Glukoseoxidation unverändert bleibt (SHAW und WOLFE 1984). Dieser Zustand wird auch als „Traumadiabetes“ bezeichnet (DONOGHUE 1989; HILL 1994). Aufgrund dieser hormonellen Vorgänge kommt es zu Änderungen im Energie- und Nährstoffbedarf. Gesunde Hunde im Erhaltungsstoffwechsel benötigen ca. 500 kJ/kg KM0,75 umsetzbare Energie (MEYER und ZENTEK 1998), wobei bereits unter physiologischen Bedingungen in Abhängigkeit z.B. von Alter, Rasse oder Aktivität eine erhebliche Variationsbreite besteht (JOHNSON und BURGER 1991). Aufgrund der in vielen Fällen noch völlig unklaren Effekte von Erkrankungen auf den Energie- und Nährstoffbedarf von Hunden ist eine exakte Berechnung nicht möglich, so daß vielfach Erfahrungswerte zugrunde gelegt werden. Bei Klinikpatienten beeinflußt nicht nur das Krankheitsbild als solches, sondern auch die mit der Behandlung einhergehenden Umstände (Immobilisation, Haltungsumstellung, Streß) den Bedarf. Aufgrund der vielfältigen Einflüsse werden

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Empfehlungen in der Literatur immer unter Vorbehalt ausgewiesen. Im angelsächsischen Schrifttum wird häufig der Grundumsatz (resting energy requirement) als Basis gewählt, zu dem weitere Zuschläge bzw. Faktoren addiert werden. Die meisten Autoren (DONOGHUE 1989; LIPPERT et al.1989; REMILLARD und THATCHER 1989; HILL 1994) empfehlen zur Berechnung des Ruhebedarfes (resting energy requirement, RER) von stationär zu behandelnden Hunden und Katzen folgende Formel:

RER (kJ/Tag)=293 kg KM0,75 Der Energiebedarf bei Erkrankung (illness energy requirement, IER) wird unter Verwendung von Faktoren aus der RER abgeleitet:

IER (kJ/Tag)=0,5–2 x RER Die Faktoren stammen aus Untersuchungen mittels indirekter Kalorimetrie am Menschen (LONG et al. 1979). Weil vergleichbare Daten in der Veterinärmedizin fehlen, wurden die ermittelten Faktoren aus der Humanmedizin modifiziert und bei erkrankten Tieren angewendet (RAFFE 1985; DONOGHUE 1989). Tab. 5: Faktoren zur Berechnung des Energieumsatzes des Hundes mit verschiedenen Krankheitsgeschehen (REMILLARD und THATCHER 1989; AUBIN und DUBÉ 1992; LIPPERT et al.1993; HILL 1994; DAVENPORT 1995)

Krankheitsgeschehen Faktor Hungern 0,5 – 0,9

Operationen/Traumata 1,0 – 1,2 Sepsis/Tumore 1,2 – 1,5

Verbrennungen/Kopfverletzungen 1,5 – 2,0 4. Energieliefernde Substrate Der Energiebedarf kann bei der parenteralen Ernährung durch Kohlenhydrat- und teilweise auch Lipidlösungen gedeckt werden, bei hoher Zufuhr auch durch infundierte Aminosäuren (BECKER 1969; ARMSTRONG und LIPPERT 1988; DONOGHUE 1989; KRAMER et al. 1998). MASHIMA (1979) testete die Effekte einer zu hohen Energiezufuhr mittels einer Infusion zur parenteralen Ernährung beim Hund. Dabei war eine Vergrößerung der Leber aufgrund der Akkumulation von Fett, Glykogen und Wasser festzustellen. LIPPERT et al. (1993) stellten bei gesunde Katzen eine Energieüberversorgung fest, wenn die Energiezufuhr durch Aminosäuren nicht berücksichtigt wurde. Da dieses eine Verschlechterung des Allgemeinbefindens mit Vomitus, Zungenulzera und Vakuolisierung der Hepatozyten nach sich ziehen kann, wird heute von den meisten Autoren empfohlen, Aminosäuren bei der Berechnung der Gesamtenergiezufuhr zu berücksichtigen (HILL 1995; DAVENPORT 1995; KRAMER et al. 1998).

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4.1. Kohlenhydratlösungen Bereits 1887 empfahl LANDERER „isotone“ Glukoselösung zur intravenösen Ernährung, im Jahr 1896 wurde die 5,2%ige isotone Glukoselösung in standardisierter Form genutzt (BECKER 1969). Zur parenteralen Ernährung wurden neben Glukose verschiedene Kohlenhydrate oder auch Alkohole wie Ethanol, Fructose, Galactose, Glycerol, Sorbitol und Xylitol überwiegend beim Hund erprobt (BECKER 1969; BÄSSLER 1971; KOUIDER et al. 1978). Der Vorteil gegenüber Glukose besteht in ihrer unterschiedlichen Verstoffwechselung. Sie können auch bei Patienten mit Glukoseintoleranz oder Insulinresistenz appliziert werden (KOUIDER et al. 1978). Aufgrund der seltenen Indikation werden allerdings nur wenige zu Infusionszwecken angeboten. Als gebräuchlichste Energiequelle bewährte sich Glukose. Kohlenhydrate stellen eine vergleichsweise kostengünstige Energiequelle dar. Isotone Glukoselösungen können problemlos peripher appliziert werden, erfordern aber aufgrund ihrer geringen Energiedichte ein hohes Infusionsvolumen. Aus diesem Grund finden überwiegend konzentrierte, z.B. 50%ige, Glukoselösungen Verwendung. Dabei übersteigt jedoch die Gesamtosmolalität der Lösung zur parenteralen Ernährung den für Infusionen in periphere Venen geltenden Grenzwert von 600 mosmol/l, so daß ein zentralvenöser Katheter erforderlich wird, der beim Hund durch die Vena jugularis externa in die Vena cava cranialis gelegt wird (LIPPERT und ARMSTRONG 1989; AUBIN et al. 1992; KUFFER et al. 1997). Glukoselösungen müssen langsam verabreicht und der Glukosespiegel ständig überwacht werden, da es leicht zu einer Hyperglykämie kommen kann. Die bei Hunden verabreichten Glukosemengen erreichen 0,7 bis 67,5 g/kg KM/d und können den Tabellen zwei und 4 entnommen werden. 4.2. Fette Fette enthalten nicht nur Energie in Form von Triglyceriden, sondern auch essentielle Fettsäuren. Ungesättigte Fettsäuren, wie die für den Hund essentielle Linolsäure - der tägliche Bedarf beträgt 150 mg/kg KM - werden überwiegend zur Bildung von Phospholipiden benutzt (RAFFE 1985; MEYER und ZENTEK 1998). Phospholipide und Glycolipide sind wichtige Komponenten der Zellmembranen. Linolsäure ist auch eine Vorstufe von Arachidonsäure und Prostaglandinen. Cholesterin wird für die Bildung von Gallensalzen benötigt und ist eine Vorstufe der Steroidhormone (ROGERS et al. 1975; MEYER 1990; WATSON et al. 1995; MEYER und ZENTEK 1998). Schon 1679 wurde die erste Infusion von Fett in Form von Olivenöl von COURTEN bei einem Hund versucht. 1873 experimentierte HODDERER bei Cholerapatienten mit Milchinjektionen, SCHOTT verabreichte 1913 Eidotteremulsion an Kaninchen und YAMAKAWA infundierte 1920 einem Menschen Lebertranemulsion (BECKER 1969; HARTMANN 1972; HACKL 1994). 1945 kam die erste Lipidemulsion auf den Markt, die aus Baumwollsaatöl produziert wurde. Ihre Anwendung wurde aber von Nebenwirkungen wie Fieber, Schüttelfrost, Übelkeit und Brechreiz begleitet, die sowohl beim Hund (HÅKANSSON 1968) als auch beim Menschen festgestellt wurden (JORDAL 1963; ZÖLLNER 1963). Die heute gebräuchlichen 10 bzw. 20%igen Fettemulsionen auf Sojaölbasis sind frei von entsprechenden Nebenwirkungen (WRETLIND 1963; BEISBARTH und FEKL 1971; HARTMANN 1972). Neben der hohen Energiedichte ist die osmotische Indifferenz von Vorteil, da eine periphere Infusion ohne Thrombophlebitisgefahr möglich ist. Die renale Ausscheidung fehlt bzw. ist

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gering, sie werden zudem insulinunabhängig verstoffwechselt. Nachteilig ist neben hohen Kosten eine Verzögerung der Gerinnung, eine Abnahme der Plättchenadhäsivität und eine Verminderung der Faktor-II-Aktivität (HARTMANN 1972). Weiterhin besteht die Gefahr einer Hyperlipidämie, die durch die Erschöpfung der Lipoproteinlipase hervorgerufen werden kann (ROGERS et al., 1975; IZZO et al. 1982). Des weiteren werden Emulsionspartikel im Monozyten- Makrophagensystem gespeichert und können dadurch die Immunabwehr schwächen (ZÖLLNER 1963; WRETLIND 1972; CHUANG et al. 1993; JACKSON und VAIL 1993). 4.3. Aminosäuren Eine ausreichende Zufuhr von Aminosäuren ist besonders bei längerer Infusionsdauer bedeutsam. Für den Hund sind Arginin, Histidin, Isoleucin, Leucin, Lysin, Methionin, Phenylalanin, Threonin, Tryptophan und Valin essentiell (MEYER und ZENTEK 1998), eine Sonderstellung nimmt Glutamin ein. Tab. 6: Täglicher Aminosäurenbedarf (mg/kg KM/Tag) des Hundes im Erhaltungsstoffwechsel (MEYER und ZENTEK 1998)

Aminosäuren Erhaltungsbedarf Arginin 21 Histidin 22 Isoleucin 48 Leucin 84 Lysin 50

Methionin 30 Phenylalanin 86

Threonin 44 Tryptophan 13

Valin 60 nicht-essentielle Aminosäuren 1266

kg: Kilogramm, KM: Körpermasse, mg: Milligramm Aminosäuren werden zur Synthese von Proteinen, aber auch zur Glukoneogenese benutzt. Bei Erkrankungen wird ein erhöhter Bedarf unterstellt, insbesondere zur Restitution von Geweben und Aktivierung des Immunsystems (DIONIGI et al. 1977; DONOGHUE 1989; HILL 1994). Der Bedarf an Protein liegt beim Hund im Erhaltungsstoffwechsel bei 5 g verdaulichem Rohprotein/kg KM0,75 (MEYER und ZENTEK 1998). In der Literatur wird für die parenterale Ernährung eine tägliche Aminosäurenzufuhr von 1,5-8 g/kg KM empfohlen (siehe Tab. 7). Liegt eine Krankheit der Nieren oder der Leber vor, die den Proteinstoffwechsel beeinträchtigt, werden Werte im unteren Bereich, die höchste Zufuhr von 10 g/kg KM wird bei Verbrennungen oder protein-losing-enteropathy empfohlen (siehe Tab. 7).

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Tab. 7: Empfehlungen der Aminosäurenversorgung des Hundes bei parenteraler Ernährung

Jahr Autor Menge/Tag 1969 BECKER 2-3,3 g/kg KM 1985 RAFFE 4 g/kg KM 1988 ARMSTRONG und LIPPERT 1,5-4 g/kg KM 1989 DONOGHUE 5-10 g/kg KM0,75 1989 LIPPERT und ARMSTRONG 1,5-6 g/kg KM 1989 REMILLARD und THATCHER 4-6 g/kg KM 1992 AUBIN und DUBÉ 4 g/kg KM0,75 1993 LIPPERT et al. 1,5-4 g/kg KM 1994 HILL 4-6 g/kg KM 1995 DAVENPORT <4->8 g/kg KM 1997 KUFFER et al. 2,9 g/kg KM 1998 KRAMER et al. 4,98 g/kg KM0,75 1999 LANE et al. 6 g/kg KM

g: Gramm, kg: Kilogramm, KM: Körpermasse, KM0,75: Stoffwechselmasse In der Anfangsphase wurden zunächst Proteinhydrolysate verwendet. So nutzte NEUMEISTER 1889 Caseinhydrolysate, 1913 verabreichten HENRIQUES und ANDERSON einer Ziege Fleischhydrolysate mit Glukose. 1938 erstellte ROSE das „ideale Aminogramm“ für den Menschen, bei dem es sich um eine Klassifizierung der Aminosäuren in essentielle und nicht-essentielle handelte (HARTMANN 1972). Ende der 30er Jahre wurden Menschen Aminosäurenlösungen zugeführt. Die damals eingesetzten Präparate wurden durch enzymatische Spaltung von Casein oder Fibrin hergestellt. Da sie neben den Aminosäuren auch Peptide enthielten, welche immunologische Reaktionen hervorriefen, entwickelte WRETLIND in den 40er Jahren ein Verfahren zur Herstellung gereinigter Eiweißhydrolysate, die fast ausschließlich Aminosäuren enthielten (WRETLIND 1972). Der entscheidende Entwicklungsschritt vollzog sich allerdings mit der Herstellung synthetischer L-Aminosäuren. Ihr großer Vorteil ist die definierte Zusammensetzung ohne Risiko einer Sensibilisierung (ALBERS 1988). Präparate für die Humanmedizin werden auch in der Veterinärmedizin genutzt, da es keine speziellen Aminosäurenlösungen für Tiere gibt. Für die Katze ist der Tauringehalt limitierend (RAFFE 1985; LIPPERT und ARMSTRONG 1989; HILL 1994). Für Erkrankungen mit spezifischen Effekten auf den Aminosäurenstoffwechsel stehen adaptierte Lösungen zur Verfügung. Präparate, die für Patienten mit Nierenversagen entwickelt wurden, enthalten ausschließlich essentielle Aminosäuren mit einer erhöhten Konzentration von Histidin und Arginin. Sie sollen bei Urämiepatienten den Stickstoffstoffwechsel nicht unnötig belasten und dem endogenen Abbau körpereigener Proteine vorbeugen (HACKL 1994). Die Gesamtaminosäurenmenge sollte jedoch reduziert werden und nicht mehr als 2-3 g/kg KM/Tag betragen (siehe Tab. 7). Für Patienten mit Lebererkrankungen oder hepatischer Enzephalopathie sind Präparate erhältlich, die einen hohen Anteil an aliphatischen (Valin, Leucin, Isoleucin) und einen reduzierten Gehalt an aromatischen Aminosäuren (Phenylalanin, Tyrosin, Tryptophan) enthalten. Aromatische Aminosäuren können im ZNS akkumulieren und durch Eingriff in den Haushalt von Neurotransmittern die Symptome einer hepatischen Enzephalopathie hervorrufen (RAFFE

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1985). Auch in der Onkologie gewinnen diätetische Aspekte zunehmend an Bedeutung (SEIFART und BLUMBERG 1979; CHING et al. 1984). MAULDIN (1996, 1998) empfiehlt den Einsatz von Futter mit bis zu 60%gem Proteingehalt bei Hunden und Katzen mit tumorbedingter Kachexie. Bei Ratten konnte das Wachstum des methylcholanthren (MCA) Sarkoms durch die Reduktion der parenteral verabreichten Aminosäuren Asparagin und Glutamin inhibiert werden (POPP et al. 1988). Ziel der Bemühungen ist die Entwicklung spezieller Präparate, die den Patienten optimal versorgen und gleichzeitig das Tumorwachstum nicht fördern (HACKL 1994). Glutamin Glutamin ist eine nicht-essentielle Aminosäure und wird im Körper aus Glutamat und Ammoniak synthetisiert. Es handelt sich um eine wichtige Stickstoffquelle des Organismus mit Beteiligung an der Aminosäurehomöostase (SMITH und WILMORE 1990; SOUBA et al. 1990). Im gesunden Tier wird Glutamin von Skelettmuskulatur und Leber freigesetzt und in Niere und Darm wieder resorbiert. In der Muskulatur entstammen die benötigten Ausgangssubstrate Glutamat und Ammoniak aus dem Aminosäurenabbau. In der Niere spielt Glutamin eine wichtige Rolle für den Säuren-Basen-Haushalt, da Glutamin als Hauptsubstrat für die Ammoniakgenese dient und so auszuscheidende Säuren neutralisiert werden (ALBERS 1988; SOUBA et al. 1990; TRAKATELIS 1991; HORNSBY- LEWIS et al. 1994). Im Gastrointestinaltrakt dient Glutamin den Mucosazellen als Energiequelle (TAMADA et al. 1992). Die Endprodukte - hauptsächlich Alanin und Ammonium-Ionen (WEBER et al. 1982) - gelangen über das Portalblut in die Leber, wo wiederum Stickstoff bzw. Ammoniak in den Harnstoffzyklus eingehen und so bis zur Ausscheidung gelangen (SPAETH et al. 1993). Glutamin wird auch von anderen Geweben als Energiequelle verwertet, z.B. Leukozyten und Fibroblasten (JIANG et al. 1993; HILL 1994; HORNSBY-LEWIS et al. 1994). Glutamin stellt im ZNS einen Vorläufer des Neurotransmitters GABA dar, sein Metabolit Glutamat hat selbst Neurotransmitterfunktion. Zusammen machen sie die Hälfte des Nichtproteinstickstoffs im Nervengewebe aus. In der Humanmedizin hat Glutamin ein nachgewiesenes antidepressives Potential und generellen Einfluß auf neuro-psychologische Parameter wie Angst, Anspannung, Zorn und Verwirrung (YOUNG et al. 1993). Untersuchungen haben gezeigt, daß der freie intrazelluläre Glutamin-Pool im hyperkatabolen bzw. hypermetabolen Organismus (z.B. nach Polytrauma, operativen Eingriffen) um bis zu ca. 50% reduziert ist (FÜRST et al. 1990; JIANG et al. 1993). Ursache hierfür ist eine Erhöhung der Ketonkörperkonzentration, welche die Glutamin-Synthetase hemmen, ein Verbrauch bei der Glukoneogenese in der Leber sowie ein aufgrund der erhöhten Proteolyse verstärkter Glutaminflux von der Muskulatur in den Gastrointestinaltrakt. Im Darm verringert sich durch vermehrte Glutaminverwertung der Glukoseverbrauch und außerdem wird vermehrt Alanin freigesetzt. Glukose steht dadurch für andere Gewebe zur Verfügung, Alanin kann wiederum der Glukoneogenese in der Leber zugeführt werden (ALBERS 1988; SMITH und WILMORE 1990). Aufgrund dieser Gegebenheiten wird Glutamin als essentielle Aminosäure in Streßsituationen bezeichnet (SMITH und WILMORE 1990). Mitte der 70er Jahre ergab sich die Überlegung, parenteralen Infusionslösungen Glutamin hinzuzufügen. Bis zu diesem Zeitpunkt wurden für die parenterale Ernährung am häufigsten Caseinhydrolysate verwendet, welche in ausreichender Menge Glutamin und Glutaminsäure als freie Aminosäuren oder in peptidgebundener Form enthielten. Zunehmend wurden die

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Proteinhydrolysate von Lösungen, die ausschließlich freie kristalline Aminosäuren enthielten, ersetzt. Glutamin jedoch wurde und wird den Lösungen aufgrund seiner Instabilität - es spaltet sich in wäßriger Lösung in Ammoniak und Pyroglutaminsäure auf - nicht routinemäßig zugesetzt (TAMADA et al. 1992; JIANG et al. 1993). Um das Problem zu umgehen, wurden stabile Dipeptide getestet (JIANG et al. 1993). Als geeignet erwies sich das L-Alanyl-L-Glutamin (ALBERS 1988; SPAETH et al. 1993; SCHRÖDER et al. 1995; NAKA et al. 1996). Verschiedene Forschungsarbeiten haben die hohe Wasserlöslichkeit und Stabilität während der Hitzesterilisation und Lagerung sowie die schnelle Spaltung und Verfügbarkeit der beiden Aminosäuren bewiesen (FÜRST et al. 1990; LOCHS und HÜBEL 1990; TAMADA et al. 1992; SPAETH et al. 1993). Der Effekt eines Zusatzes von Glutamin zu parenteralen Ernährungslösungen wurde in zahlreichen Experimenten mit dem glutaminfreier Lösungen verglichen. Als wichtigstes Versuchstier diente die Ratte. So wurden dokumentiert die morphologische (BURKE et al. 1989; O`DWYER et al. 1990; SMITH und WILMORE 1990; TAMADA et al. 1992; BABST et al. 1993; INOUE et al. 1993; JIANG et al. 1993; PLATELL et al. 1993; HELTON 1994; TREMEL et al. 1994; SCHRÖDER et al. 1995; NAKA et al. 1996) und funktionelle (INOUE et al. 1993; PLATELL et al. 1993; STEIN et al. 1994; SCHRÖDER et al. 1995) Erhaltung sowohl des Dünndarmes als auch des Pankreas (SMITH und WILMORE 1990), eine kompetentere Immunabwehr des Darms (BURKE et al. 1989; JIANG et al. 1993; LI et al. 1994) und des oberen Atemtrakts (JANU et al. 1997; LI et al. 1998), eine Erhöhung des Plasmaalbumin- und -glutaminspiegels nach einer Fastenzeit von 7 Tagen (INOUE et al. 1993), eine Erhöhung der intrazellulären Glutaminkonzentration der Leber- und Muskelzellen (BABST et al. 1993), eine bessere Wachstumsrate (BABST et al. 1993) und eine Erhöhung der Überlebenszeit von Ratten mit bakterieller Peritonitis (NAKA et al. 1996). 1990 befaßten sich als erste SMITH und WILMORE mit dem Glutaminmetabolismus beim Hund. So bewiesen sie, daß nach einer Abdomenoperation die Konzentrationen des Glutamins im Plasma als auch in der Muskulatur (von 21,48 zu 15,86 mmol/l) fielen. Unter Streßsituation reicht die Glutaminproduktion offenbar nicht aus, um den Verbrauch auszugleichen. Nach Zugabe von Glutamin zur einer Infusionslösung erhöhten sich die Muskel- und Plasmakonzentrationen von Glutamin und die Stickstoffbilanz der Muskulatur verbesserte sich. 1992 erprobten GOUTTEBEL et al. den Effekt einer N-Acetylglutamin- oder Glutamininfusion, neben einer Infusion zur parenteralen Ernährung, auf die Plasmaaminosäurenkonzentration von Hunden nach einer Enterektomie und fanden postoperativ signifikant erhöhte Glutaminplasmakonzentrationen bei den substituierten Tieren. JIANG et al. (1993) fanden nach intravenöser Gabe der Dipeptide Alanin-Glutamin und Glycin-Glutamin beim Hund eine schnelle Verfügbarkeit von Glutamin und eine insgesamt höhere Verwertungsrate der infundierten Aminosäuren im Vergleich zu glutaminfreien Lösungen. NEMOTO et al. (1996) fanden bei Hunden nach Darmtransplantation positive Effekte einer Glutamininfusion, welche sich durch eine schnellere Darmregeneration bemerkbar machte.

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5. Mineralstoffe 5.1. Mengenelemente Calcium, Phosphor, Magnesium, Natrium, Kalium und Chlorid sind anorganische Stoffe, die neben funktionellen Aufgaben auch für die Gewebestruktur benötigt werden (SMOKOBITIS 1990; TRAKATELLIS 1991). Calcium liegt zusammen mit Phosphor und Magnesium in großen Mengen im Skelett vor. Sie kommen jedoch auch in den Weichteilgeweben vor, wo sie an verschiedenen Stoffwechselabläufen wie Blutgerinnung, Muskelkontraktilität und auch für die Protein- und Nukleinsäuresynthese von Bedeutung sind. Chlorid, Kalium und Natrium sind vor allem zuständig für die Regulierung des osmotischen Drucks und des Wasser- und Säuren-Basenhaushalts (SMOKOBITIS 1990; MEYER und ZENTEK 1998). Bedarfsempfehlungen für Hunde im Erhaltungsstoffwechsel sind in Tab. 8 zusammengefaßt. Sie müssen jedoch in Abhängigkeit von Alter und Erkrankung modifiziert werden. Tab. 8: Täglicher Mengenelementbedarf (mg /kg KM) adulter Hunde (MEYER und ZENTEK 1998)

Mengenelement Erhaltungsbedarf (orale Zufuhr) Calcium 100 Phosphor 75

Magnesium 12 Natrium 50 Kalium 55 Chlorid 75

kg: Kilogramm, KM: Körpermasse, mg: Milligramm Über die notwendige intravenöse Supplementierung der Mengenelemente bei einer vollständigen parenteralen Ernährung liegen bislang beim Hund keine systematischen Untersuchungen vor. Einige Mengenelemente sollten vom ersten Tag an zugeführt werden, wie Natrium, Kalium, Chlorid und Phosphor, andere müssen erst bei längerer Behandlungsdauer supplementiert werden, wie Calcium und Magnesium (RAFFE 1985; LIPPERT und ARMSTRONG 1989, REMILLARD und THATCHER 1989).

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Tab. 9: Tägliche Mengenelementzufuhr bei Untersuchungen zur parenteralen Ernährung von Hunden (mg/kg KM) Jahr Autor Calcium Phosphor Magnesium Natrium Kalium Chlorid 1966 HÅKANSSON et al. 5 47 1 88 30 105 1968 DUDRICK et al. 72 58 4 100 115 225 1971 SILVIS und PARAGAS 70,6 0-525 1,4 162 221 250-450 1974 KOGA et al. 72 96 20 120 170 315 1979 MASHIMA 38-76 6,3-12,6 1,6-3,3 205-410 211-422 333-666 1985 RAFFE 72 58 4 100 115 225 1997 CARTER und FREEDMAN -- -- -- 106 149 298 1998 KRAMER et al.* 14 66 9 151 43 245

*(mg/kg KM0,75), --: keine Angaben, kg: Kilogramm, KM: Körpermasse, KM0,75: Stoffwechselmasse, mg: Milligramm 5.2. Spurenelemente Eisen, Kupfer, Zink, Mangan, Kobalt, Jod und Selen sind vermutlich nur bei längerer Dauer der parenteralen Ernährung zu berücksichtigen. Eisen ist an der Bildung von Hämoglobin und Myoglobin beteiligt. Kupfer und Zink sind Bestandteile verschiedener Metalloenzyme, die für die strukturelle Integrität von Proteinen und Membranen zuständig sind. Mangan beteiligt sich in verschiedenen Enzymsystemen, Kobalt ist im Vitamin B12 enthalten und Jod ist Bestandteil der Schilddrüsenhormone (MEYER und ZENTEK 1998). Selen in Verbindung mit Zink und dem Vitamin E spielt eine zentrale Rolle als Antioxidans sowie bei der Immunabwehr des Organismus (HILL 1994). Tab. 10: Täglicher Spurenelementbedarf (µg/kg KM) von Hunden im Erhaltungsstoffwechsel (MEYER und ZENTEK 1998)

Spurenelement Erhaltungsbedarf (orale Zufuhr) Eisen 1400

Kupfer 100 Zink 900

Mangan 70 Kobalt 5-10

Jod 15 Selen 2,5

kg: Kilogramm, KM: Körpermasse, µg: Mikrogramm REMILLARD und THATCHER (1989) empfehlen eine Substitution an Spurenelementen, wenn Tiere länger als eine Woche parenteral ernährt werden. RAFFE (1985) sowie LIPPERT und ARMSTRONG (1989) empfehlen allerdings eine sofortige Gabe, wenn es sich um junge Tiere oder Tiere mit Diarrhoe handelt, weil es zu einem raschem Mangel an z.B. Zink und Kupfer kommen kann. Der tägliche Spurenelementbedarf wird in den Lösungen zur parenteralen Ernährung durch Zusatz spezieller Präparate in unterschiedlicher Weise gedeckt (RAFFE 1985; HILL 1994).

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Tab. 11: Eingesetzte tägliche Spurenelementzufuhr (µg/kg KM) bei parenteraler Ernährung von Hunden Jahr Autor Eisen Kupfer Zink Mangan Kobalt Jod 1966 HÅKANSSON et al. k. A. 42 28 28 14 8 1968 DUDRICK et al. 58 65 140 140 41 46 1975 KOGA et al. 1000 100 200 200 50 60 1985 RAFFE 58 65 140 40 41 46 1998 KRAMER et al.* k. A. k. A. 82 k. A. k. A. k. A.

*(/kg KM0,75), k. A.: keine Angaben, kg: Kilogramm, KM: Körpermasse, KM0,75: Stoffwechselmasse, µg: Mikrogramm 6. Vitamine Vitamine sind neben den Mineralstoffen bei längerdauernder parenteraler Ernährung zu berücksichtigen. Sie werden in fett- (A, D, E, K) und wasserlösliche (B Gruppe) Vitamine unterteilt. Vitamin A ist wichtig für die Integrität der Epithelien, Vitamin D für den Calcium- und Phosphorhaushalt, Vitamin K für die Produktion der Blutgerinnungsfaktoren. Die wasserlöslichen Vitamine beteiligen sich vielseitig an Enzymsystemen und sind wichtig für zahlreiche Abläufe im Eiweiß- und Kohlenhydratstoffwechsel (HILL 1994; DAVENPORT 1995; MEYER und ZENTEK 1998). In der Literatur existieren verschiedene Empfehlungen über die Vitaminsubstitution während einer parenteralen Ernährung. Manche Autoren verzichten völlig auf die Zugabe von Vitaminen. ARMSTRONG und LIPPERT empfehlen die wöchentliche Injektion von Vitamin K in einer Dosierung von 0,5 mg/kg KM (ARMSTRONG und LIPPERT 1988; LIPPERT und ARMSTRONG 1989). RAFFE (1985) bevorzugt wasserlösliche Vitaminpräparate, die intravenös appliziert werden können und REMILLARD und THATCHER (1989) befürworten den Zusatz der wasserlöslichen Vitaminen in der Infusion zur parenteralen Ernährung und die wöchentliche Applikation fettlöslicher Vitamine subcutan oder intramuskulär.

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Tab. 12: Empfehlungen und per infusionem eingesetzte Mengen für die tägliche Versorgung des Hundes mit Vitaminen (/kg KM)

Empfehlungen Eingesetzte Mengen

Vitamin RAFFE (1985) (per

infusionem)

MEYER und

ZENTEK (1998) (orale

Zufuhr)

HÅKANSSON et al. (1966)

DUDRICK et al.

(1968)

KOGA et al.

(1975)

CARTER und FREEDMAN

(1977)

MASHIMA (1979)

A (IE) 100 75-100 860 100 1000 1000 k. A. D (IE) 10 10 50 10 100 100 k. A. E (IE) 0,05 0,67 k. A. 0,05 0,5 0,5 k. A. K (mg) 0,1 k. A. k. A. 0,1 0,1 k. A. 1,35-2,7 B1 (mg) 0,5 0,02 0,25 0,5 5 5 1,35-2,7 B2 (mg) 0,1 0,05 0,1 0,1 1 1 0,27-0,54 B6 (mg) 0,15 0,02 k. A. 0,15 1,5 k. A. 0,4-0,81

Niacin (µg) 100 k. A. 1000 100 1000 10000 2700-5400 Pantothen-säure (µg)

250 200 150 250 2500 2500 670-1350

C (µg) k. A. k. A. k. A. 5000 k. A. 50000 4050-8100 Folsäure

(µg) 10 k. A. k. A. 15 15 - k. A.

Cholin (mg) 25 k. A. 49 25 25 k. A. k. A. Biotin (µg) 7 2 k. A. 7 7 k. A. k. A.

IE: Internationale Einheit, k. A.: keine Angaben, kg: Kilogramm, KM: Körpermasse, µg: Mikrogramm 7. Indikation für die parenterale Ernährung Die parenterale Nährstoffzufuhr gilt in den Fällen als indiziert, in denen eine Ernährung auf oralem Wege bzw. auch über Sonden nicht möglich ist. Tab. 13: Indikationen und Kontraindikationen für die parenterale Ernährung (REMILLARD und THATCHER 1989; HILL 1994)

Indikationen Kontraindikationen Magen-Darm-Resektionen Dekompensierte Herzinsuffizienz

Gastrointestinale Funktionsstörungen, z.B. Ileus Akutes Nierenversagen Anhaltende Diarrhoe und/oder Vomitus Hepatische Encephalopathie

Pankreatitis Diabetes mellitus Absorptionsstörungen

Chirurgische Eingriffe am Gastrointestinaltrakt

Hilfreich ist die Beurteilung des individuellen Ernährungsstatus. In der Humanmedizin dienen dazu Proteine mit kurzer Halbwertzeit wie z.B. Präalbumin, Transferrin und das retinolbindende Protein (CHUANG et al. 1993; HILL 1994). Diese Tests sind aber in der

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Veterinärmedizin nicht etabliert. Hier werden Kriterien wie Plasmaalbumin- und Gesamteiweißkonzentrationen, Allgemeinbefinden, Körpermasseentwicklung und Appetit herangezogen (DONOGHUE 1989; HILL 1994). Ist der Ernährungszustand schlecht, so ist die Applikation der parenteralen Ernährung besonders auch bei Jungtieren indiziert (RENEGAR et al. 1979). 8. Vorbereitung und Verabreichung der Infusionslösungen zur parenteralen Ernährung Um unerwünschte Reaktionen zwischen den Komponenten der parenteralen Infusionslösung auszuschließen, wurden diese bis Ende der 70er Jahre separat infundiert. Sogenannte „All-in-one“ Infusionslösungen mußten zunächst auf Stabilität und Lagerungsmöglichkeit getestet werden (SOLASSOL et al. 1973). Bei diesem System werden sämtliche Bestandteile der Infusion miteinander vermischt, so daß eine Mehrkomponentenlösung entsteht, wodurch sich die Applikation vereinfacht. Diese Systeme haben sich seit den 80er Jahren zunehmend etabliert (PAMPERL und KLEINBERGER 1982; LEUTENEGGER et al. 1984). Die einzelnen Bestandteile der Lösung werden unter sterilen Bedingungen mit Hilfe von Spritzen, Gravitation oder aber mit Hilfe von Mischcomputern gemischt. Dadurch kann für jeden Patienten eine individuell abgestimmte Infusionslösung hergestellt werden (LIPPERT und ARMSTRONG 1989; KRAMER et al. 1998). Aufgrund ihrer hohen Osmolalität müssen „All-in-one“ Infusionslösungen über einen zentralvenösen Katheter verabreicht werden. Der Blutstrom in den großen Venen sorgt für eine schnelle Verdünnung innerhalb des Körperkreislaufes. Da der Katheter ein großes Infektionsrisiko darstellt, muß er unter sterilen Bedingungen gelegt werden und darf ausschließlich der Infusion dienen. Bei der Herstellung sowohl der Infusionsbeutel als auch der Venenkatheter wurden verschiedene Materialien getestet. Als geeignet erwiesen sich für die Infusionsbeutel Ethylen-Vinyl-Acetat und für Venenkatheter Polyurethan oder Silikon. Früher benutzte Materialien wie Teflon, Polyvinylchlorid (PVC) oder Polyäthylen haben mit Infusionssubstanzen reagiert und durch Reaktionen mit den Lipidpartikeln zu Destabilisierung der Lösungen geführt (BECKER 1969; RAFFE 1985; LIPPERT und ARMSTRONG 1989; JACKSON u. VAIL 1993). Die meisten Autoren empfehlen eine Applikationsdauer der Tagesmenge innerhalb von 24 Stunden mit einer allmählichen Steigerung der Energiezufuhr in Form von Glukose über die ersten zwei Tage aufgrund möglicher Glukoseintoleranzen. Von einem abrupten Absetzen der Infusionslösung zur parenteralen Ernährung wird wegen des Risikos der Hypoglykämie gewarnt (LIPPERT und ARMSTRONG 1989; REMILLARD und THATCHER 1989). Bei der Überwachung der Patienten müssen einerseits Parameter wie Körpermassenentwicklung, Allgemeinzustand, Körpertemperatur und Urinabsatz kontrolliert werden, andererseits müssen hämatologische und klinisch-chemische Untersuchungen durchgeführt werden. Ein solches Vorgehen dokumentiert den Erfolg der Therapie und schützt vor Komplikationen (HILL 1994; KRAMER et al. 1998).

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Tab. 14: Patientenüberwachung während einer vollständigen parenteralen Ernährung (RAFFE 1985; LIPPERT und ARMSTRONG 1989)

Parameter Untersuchungsfrequenz Allgemeinbefinden (Aufmerksamkeit,

Temperatur, Puls, kapilläre Füllungszeit) 2-4 x täglich

Harn bzw. Harnglukose wöchentlich bzw. 2-4 x täglich Körpermasse täglich Hämatokrit täglich

Plasmaelektrolyte täglich bis jeden zweiten Tag Klinische Chemie 1-2 x wöchentlich

9. Komplikationen der parenteralen Ernährung 9.1. Mechanische Hierunter sind alle äußeren Umstände zusammengefaßt, die dazu führen, daß der Patient nicht die volle Tagesration der Lösung zur parenteralen Ernährung erhält, wie ein Abknicken des Katheters, eine Thrombusbildung im Katheter oder ein Zerbeißen oder Herausreißen desselben durch den Hund (REMILLARD und THATCHER 1989). Verschiedene Techniken sind entworfen und erprobt worden, wie die Haltung der Tiere in speziellen Zwingern, die Anwendung von Infusionsapparaten, die beißsicher sind, oder die Applikation bitterer Substanzen auf den Infusionsschlauch (BECKER 1969; DUDRICK et al. 1970; CARTER und FREEDMAN 1977; LIPPERT und ARMSTRONG 1989). 9.2. Infektiöse Der Venenkatheter ist eine potentielle Eintrittspforte für Infektionserreger, weshalb Asepsis bei seiner Handhabung eine große Rolle spielt. Die Kathetereintrittstelle muß regelmäßig untersucht werden, um Anzeichen einer Thrombophlebitis möglichst frühzeitig zu entdecken. Fieber und Leukozytose weisen auf eine katheterinduzierte Septikämie hin. Der Katheter muß in diesem Fall erneuert werden und sowohl seine Spitze als auch Blut auf Mikroorganismen untersucht werden (BURROWS 1982; HIRSH et al. 1984; WILLIAMS 1985; GOSBELL et al. 1995). Katheterbedingte Sepsis bestätigt sich dann, wenn die Symptome nach dem Kathetertausch abklingen und derselbe Infektionserreger in beiden Untersuchungsproben gefunden wird (HIRSH et al. 1984; DOW et al. 1989; HILL 1994; GAREIS et al. 1996). Eine Bakteriämie tritt relativ häufig bei schwer erkrankten Hunden auf. WILKINS (1973) berichtet von 5 Hunden, deren Krankheitsgeschehen sich infolge einer Septikämie mit Serratia marcescens so verschlechtert hatte, daß die Hunde an den Folgen verstarben. HIRSH et al. (1984) isolierten bei 23% der Blutkulturen erkrankter Hunde Bakterien, die am häufigsten der Familie Enterobacteriaceae und den koagulasepositiven Staphylokokken zuzuordnen waren. DOW et al. (1989) gelang ein Erregernachweis bei 46% der untersuchten Hunde, sie fanden ebenfalls meist Enterobacteriaceae. GAREIS et al. (1996) verzeichneten 40% positive Blutkulturen, wobei am häufigsten Staphylococcus intermedius nachgewiesen wurde.

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Der Venenkatheter gilt als häufige Eintrittspforte für Krankheitserreger. Mängel ergeben sich bei der Hautdesinfektion (BURROWS 1982), beim Verbandswechsel (POWELL et al. 1982), bei der Fixation mit bleibender Beweglichkeit des Katheters an der Durchtrittsstelle durch die Haut, wodurch das Endothel beschädigt wird und die oberflächlich sitzenden Keime tiefer ins Gewebe geraten (WILLIAMS 1985). FOX et al. (1981) gelang ein Bakteriennachweis bei 62% der untersuchten Katheterspitzen stationärer Patienten in einer Tierklinik. In 50% der Fälle handelte es sich überwiegend um den gleichen Serotyp von Serratia marcescens, der auch in der dortigen Desinfektionslösung nachweisbar war. BURROWS (1982) verglich zwei Hautdesinfektionsmethoden, die vor dem Legen eines venösen Katheters angewendet wurden. Bei 48,9% der Hunde, bei denen die Haut nacheinander mit Alkohol und Jodtinktur abgewischt wurde, ergab sich ein positives Untersuchungsergebnis des Katheters (E. coli, Klebsiella sp., Aerobacter sp., Proteus sp., nichthämolysierende Streptokokken, Corynebakterien und Pseudomonas sp.), während bei den Hunden, deren Haut gründlich mit jodhaltiger Seife gewaschen und anschließend mit Alkohol und Jodtinktur abgespült wurde, der Prozentsatz nur noch bei 15,4% lag (α-hämolysierende Streptokokken, Aerobacter sp. und Proteus sp.). LIPPERT et al. (1988) isolierten bei 26% der Hunde der Intensivstation der Michigan State University Erreger (Acinetobacter sp., Citrobacter sp., E. coli, Enterobacter cloacae, Klebsiella pneumoniae, Micrococcus sp., Staphylococcus aureus) vom Jugularkatheter. Patienten, bei denen eine parenterale Ernährung angezeigt ist, verfügen über ein schlechtes Allgemeinbefinden, einen schlechten Ernährungszustand und eine herabgesetzte Immunabwehr. Der für die parenterale Ernährung notwendige zentralvenöse Katheter, welcher über einen längeren Zeitraum in der V. jugularis externa verbleibt und die endothelschädigende Infusion hyperosmolarer Lösungen erhöht zusätzlich die Gefahr einer bakteriellen Infektion (POWELL et al. 1982; RAFFE 1985; WILLIAMS 1985; LLOP et al. 1993; GOSBELL et al. 1995). LIPPERT et al. (1993) untersuchten retrospektiv die Daten von Tieren, die parenteral ernährt worden waren und fanden heraus, daß 16% der Tiere klinische Anzeichen einer Sepsis aufwiesen, 6% davon katheterbedingt (es wurden Enterobacter cloacae, E. Coli, Pseudomonas aeruginosa, Serratia sp. und Staphylokokken von der Katheterspitze und aus dem Blut isoliert). 9.3. Metabolische Hyperglykämie ist der am häufigsten auftretende unerwünschte Effekt der parenteralen Ernährung. Infusionen weisen meist hohe Glukoseanteile auf, zudem besteht streßbedingt häufig eine diabetogene Situation. Insulin, Wachstumshormon, Glucagon und Katecholamine reagieren krankheitsbedingt, so daß nicht jeder Organismus hohe Glukosezufuhren verwerten kann (VAIDYANATH et al. 1978). Bei Überschreiten der Nierenschwelle von 10 mmol/l kommt es zur Glukosurie mit gleichzeitiger Ausschwemmung von Wasser und Elektrolyten (KANEKO et al. 1978). Hohe Glukosekonzentrationen können zur hyperosmolaren Dehydratation führen, die von neurologischen Symptomen wie Stupor oder Verwirrung begleitet wird. In Extremfällen kann es zum Coma diabeticum oder gar zum Tod des Patienten kommen (ARMSTRONG und LIPPERT 1988; LIPPERT und ARMSTRONG 1989; HILL 1994).

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Komplikationen der Aminosäurenzufuhr bestehen in einer Erhöhung der Abfallprodukte, die zu einer Azotämie und einer Hyperammonämie führen, was die Symptome einer hepatischen Encephalopathie hervorrufen kann (RAFFE 1985; LIPPERT und ARMSTRONG 1989; HILL 1994). Lipidintoleranzen können zur Hypertriglyceridämie oder Hyperlipidämie führen, was eine Störung des Gerinnungssystems, des Allgemeinbefindens mit Fieber, Vomitus und Zittern hervorrufen kann. Emulsionspartikel, die nicht von der Lipoproteinlipase gespalten werden, werden von den Zellen des Monozyten- Makrophagensystem aufgenommen und gespeichert, mit der Folge einer verminderten Immunabwehr (ZÖLLNER 1963; WRETLIND 1972; JACKSON und VAIL 1993). Thrombose ist eine weitere mögliche Komplikation der parenteralen Ernährung. Die Aminosäuren- und hypertonen Dextroselösungen stimulieren die prokoagulotorische Aktivität der Gefäßendothelien, Lipidemulsionen hingegen hemmen dies. So wurde nach Fettinfusionen eine Hypokoagulabilität festgestellt mit Verlängerung der Blutgerinnungszeit, der Prothrombinzeit, einer Thrombozytopenie und dem Auftreten von Spontanblutungen (SOMANI et al. 1980; IZZO et al. 1982; REMILLARD und THATCHER 1989; KRAMER et al. 1998). Störungen im Elektrolythaushalt können insbesondere bei Chlorid, Kalium und Phosphor beobachtet werden. Die jeweiligen Veränderungen hängen einerseits von der Zusammensetzung der Infusionslösung zur parenteralen Ernährung, andererseits von den vom Krankheitsgeschehen betroffenen Organsystemen ab. Die am häufigsten vorkommenden Störungen sind die Hypokaliämie und Hypophosphatämie, weil bei Zufuhr großer Glukosemengen und dementsprechend hohem Insulinspiegel ein gesteigerter Transport von Glukose in die Zelle stattfindet, an welchen ein Co-Transport von Phosphor und Kalium gekoppelt ist (TRAKATELLIS 1991).

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C. Patientengut, Material und Methode Ziel dieser Arbeit war, die in Zusammenhang mit der klinischen Anwendung einer vollständigen parenteralen Ernährung auftretenden Fragen zu bearbeiten. Insbesondere handelte es sich um folgende Aspekte: - die Verträglichkeit einer Infusionslösung zur parenteralen Ernährung bei Hunden mit

hämorrhagischer Gastroenteritis, nach Magen-Darm-Operationen, mit akuter Pankreatitis sowie bei diversen Krankheitsgeschehen, die aus klinischer Sicht eine parenterale Ernährung erfordern,

- die Möglichkeit der Applikation der parenteralen Ernährung über einen kurzen Zeitraum (10 Stunden) bei übergangslosem An- und Absetzen der Infusionslösung,

- mögliche Effekte durch Zusatz der Aminosäure Glutamin bei Hunden mit hämorrhagischer Gastroenteritis.

Dazu wurden Hunde, die wegen verschiedener Krankheitsgeschehen stationär in der Klinik für kleine Haustiere der Tierärztlichen Hochschule Hannover aufgenommen wurden, in die Studie aufgenommen und behandelt. Für die Ermittlung des Studienprotokolls fand ein Vorversuch statt (KRAMER et al. 1998), der ergänzende Daten für die Zusammensetzung der Infusionslösungen zur parenteralen Ernährung liefern sollte. 1. Patienten Der Versuch wurde mit Hunden (n=69), die in der Klinik für kleine Haustiere der Tierärztlichen Hochschule Hannover stationär waren, durchgeführt. Je nach Krankheitsgeschehen wurden die Hunde in eine der folgenden Gruppen eingeteilt:

-Gruppe HG: Hunde mit hämorrhagischer Gastroenteritis (n=30) -Gruppe MD: Hunde nach Magen-Darm Operationen (n=20) -Gruppe PANKREAS: Hunde mit akuter Pankreatitis (n=5) -Gruppe DIVERS: Hunde mit diversen Krankheitsgeschehen (n=14).

1.1. Hunde mit hämorrhagischer Gastroenteritis (HG) Dieser Gruppe wurden 30 Hunde zugeteilt. Auswahlkriterien für die Aufnahme waren die Präsenz einer hämorrhagischen Gastroenteritis, eingeschränktes Allgemeinbefinden, ein Alter unter 12 Monaten und das Vorliegen einer Leukozytopenie (< 5.000/µl). Nach randomisiertem Verfahren wurden je 10 Hunde in eine der Gruppen eingeteilt. Die Hunde wurden minimal 3 Tage lang behandelt. Ein Teil der Tiere mußte wegen schlechten Allgemeinbefindens nach Rücksprache mit den Besitzern euthanasiert werden. Die Hunde wurden bei Besserung ihres Allgemeinbefindens, Ausklang der Gastroenteritis und Zunahme der Leukozytenzahl auf > 6000/µl aus der Studie entlassen.

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1.1.1. Behandlung der Hunde mit hämorrhagischer Gastroenteritis Allen Hunden wurde ein Jugularkatheter gelegt, der ausschließlich für die Applikation der Infusionslösung zur parenteralen Ernährung oder der AKE-Infusion bestimmt war. Den Hunden wurde auch eine Venenverweilkanüle (Braunüle® 0,9 x 25 mm Fa. Braun oder Vygonüle 1,2 x 40 mm Fa. Vygon) in die Vena cephalica antebrachii oder Vena saphena gelegt zur Gabe von Medikamenten und Vollelektrolytlösungen. Die Haltung erfolgte separat in Zwingern bei gleicher symptomatischer Therapie. Bei jedem Hund fanden tägliche klinische Untersuchungen sowie Blut- und Harnprobenentnahmen statt. Falls möglich wurde eine Kotprobe auf Parvovirose getestet (siehe Kotuntersuchungen und Tab. 108), sowohl Blut als auch die Jugularkatheterspitze wurden mikrobiologisch untersucht (siehe Blut- und Jugularkatheterspitzenkulturen und Tab. 108). Aufgrund des massiven Flüssigkeits- und Elektrolytverlustes durch die Gastroenteritis wurden die Patienten zusätzlich mit intravenösen, über den Tag verteilten Dauertropfinfusionen einer Vollelektrolytlösung versorgt. Die Gruppen wurde nach folgendem Schema behandelt: 1.1.2. Gruppe HG P Hunde, die in dieser Gruppe eingeteilt wurden, wurden medikamentös nach dem etablierten Protokoll der Klinik für kleine Haustiere für Hunde mit hämorrhagischer Gastroenteritis behandelt und zusätzlich mit der Infusionslösung parenteral ernährt. Je kg Stoffwechselmasse wurden 481 kJ umsetzbare Energie zugeführt. Der restliche Flüssigkeitsbedarf wurde nach der Vollendung des täglichen Versuchablaufs in Form der Vollelektrolytlösung Tutofusin® substituiert. Tab 15: Gruppe HG P

Patientennummer Rasse Geschlecht Alter (Monate) Körpermasse (kg)

10 Mischling männlich 4 11 14 Rottweiler männlich 10 37 16 Rottweiler männlich 4 18 19 Rottweiler männlich 12 23 20 Deutscher Schäferhund männlich 5 20 22 Labrador Retriever männlich 7 23 27 Langhaar Teckel weiblich 4 2,3 59 Deutscher Schäferhund männlich 2 5 70 Mischling männlich 3 6 71 Malteser männlich 9 3

kg: Kilogramm 1.1.3. Gruppe HG PG Diese Hunde wurden wie die der Gruppe HG P behandelt, der Infusionslösung zur parenteralen Ernährung war die Aminosäure Glutamin zugesetzt (in Form des Dipeptids N(2)-

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L-Alanyl-L-Glutamin, Dipeptamin®, Dosierung 1,2g Alanyl-Glutamin /kg KM 0,75). Sie erhielten 480 kJ umsetzbare Energie /kg KM0,75. Tab. 16: Gruppe HG PG

Patientennummer Rasse Geschlecht Alter (Monate) Körpermasse (kg)

31 Dobermann männlich 2 8 35 Kleiner Münsterländer männlich 4 9 37 Mischling männlich 3 14 40 Mischling weiblich 11 20 41 West Highland Terrier männlich 7 6 43 Mischling weiblich 9 4 54 Mischling weiblich 4 17,5 56 Mischling weiblich 4 12 60 Deutscher Schäferhund weiblich 3 4 73 Mischling männlich 4 13,4

kg: Kilogramm 1.1.4. Gruppe HG K Hunde, die in diese Gruppe eingeteilt wurden, wurden nach dem bisherigen Protokoll der Klinik für kleine Haustiere für Hunde mit hämorrhagischer Gastroenteritis behandelt. Die peripheren Infusionen erfolgten über die Vena cephalica antebrachii oder über die Vena saphena, AKE 1100 mit Glukose® (Dosierung 30ml/kg KM) hingegen wurde wegen seiner hohen Osmolalität zentralvenös in die V. jugularis externa infundiert. Die Hunde, die in diese Gruppe eingeteilt wurden, erhielten im Durchschnitt 66 kJ umsetzbare Energie /kg KM0,75. Tab. 17: Gruppe HG K

Patientennummer Rasse Geschlecht Alter (Monate) Körpermasse (kg)

13 Kurzhaar Teckel männlich 5 6 17 Berner Sennenhund männlich 8 29 32 Mischling männlich 2 20 47 Deutscher Schäferhund weiblich 4 14 49 Mischling männlich 10 9,5 52 Scotch Terrier männlich 4 11,5 53 Flat coated Retriever männlich 7 26,5 55 Mischling männlich 2 1,1 61 Pitbull weiblich 5 13 62 Siberian Husky männlich 12 15

kg: Kilogramm

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1.2. Hunde nach Magen-Darm-Operationen (MD) Der Gruppe MD wurden 20 Hunde zugeteilt. Auswahlkriterien für die Aufnahme in diese Gruppe waren eine schwerwiegende Operation am Magen-Darm-Trakt, nach der eine orale Nahrungskarenz erforderlich war. Nach randomisiertem Zufallsverfahren wurden je 10 Hunde (n=10) in eine der Gruppen eingeteilt. 1.2.1. Behandlung der Hunde nach Magen-Darm-Operationen Alle Hunde wurden individuell und ihrem Krankheitsgeschehen entsprechend nach den etablierten Verfahren der Klinik für kleine Haustiere der Tierärztlichen Hochschule Hannover behandelt (siehe begleitende Therapie). Das Legen des Jugularkatheters, die klinische Überwachung und die Blutprobenentnahmen wurden wie bei der Gruppe HG gehandhabt. Die Hunde wurden nach Vollendung von 3 Infusionstagen aus der Studie entlassen. 1.2.2. Gruppe MD P Hunde, die in diese Gruppe eingeteilt wurden, erhielten neben der Therapie eine Infusion zur parenteralen Ernährung, so daß eine Zufuhr von 448 kJ ME/kg 0,75 sichergestellt war. Tab. 18: Gruppe MD P

Patientennummer Rasse Geschlecht Alter

(Monate)

Körpermasse (kg)

Krankheitsgeschehen

1 Pitbull weiblich 24 27 Darmperforation 3 Rauhaar Teckel weiblich 77 7 FK-Darm, Enterektomie 4 Dalmatiner männlich 18 25 FK-Darm, Enterektomie 5 Gold. Retriever weiblich 5 6,5 Invagination, Enterektomie 12 Shi-Tzu weiblich 116 4 Endoskopie: Hgr. Gastritis 24 Austr.Shepherd weiblich 6 11,5 Darmeinriß, Enterektomie 45 Mischling weiblich 8 16 FK-Darm, zwei

Enterotomien 64 Pudel männlich 127 10 Ileumkoprostase,Enterotomie 65 Hovawart sterilisiert 86 27 FK-Darm, Enterektomie 72 D. Schäferhund weiblich 6 19,8 Invagination

Austr.: Australischer, D.: Deutscher, FK: Fremdkörper, Gold: Golden, Hgr.: Hochgradig, kg: Kilogramm 1.2.3. Gruppe MD K Hunde, die in diese Gruppe eingeteilt wurden, erhielten neben der Therapie eine AKE® mit Glukose Infusion, so daß sie 87 kJ ME/kg 0,75 zugeführt bekamen.

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Tab. 19: Gruppe MD K

Patientennummer Rasse Geschlecht Alter

(Monate)

Körpermasse (kg)

Krankheitsgeschehen

8 Mischling sterilisiert 67 33 FK Darm, Enterotomie 18 Schnauzer sterilisiert 48 12 Darmgranulom,Enterektomie 23 Berner

Sennenhund männlich 8 21,7 Invagination, Enterektomie

25 Rottweiler männlich 58 37,5 FK-Darm, Invagination, Gastrotomie, Enterotomie

30 West Highland Terrier

männlich 123 6 Darmtumor (unreifes Fibrom), Enterektomie

38 Hovawart männlich 4 18 FK-Darm, Gastrotomie 58 Engl. Springer

Spaniel weiblich 82 20 FK-Darm, Invagination,

zwei Enterotomien 63 Hovawart sterilisiert 86 30 FK-Darm, Enterektomie 68 Mischling männlich 64 37,5 Enteritis, Enterektomie 69 Mischling sterilisiert 86 23,5 FK-Darm, Enterotomie,

Darmperforation, Peritonitis Engl.: Englisch, FK: Fremdkörper, kg: Kilogramm 1.3. Hunde mit akuter Pankreatitis (PANKREAS) In die Gruppe PANKREAS wurden 5 Hunde aufgenommen (n=5). Auswahlkriterium war das Vorliegen einer akuten Pankreatitis, die eine orale Nahrungskarenz erforderlich machte. Eine Kontrollgruppe war wegen der limitierten Patientenzahl nicht verfügbar. Alle Hunde wurden wie die Gruppe MD behandelt. Die Hunde wurden 5 Tage lang parenteral ernährt und danach aus der Studie entlassen. Tab. 20: Gruppe PANKREAS Patientennummer Rasse Geschlecht Alter

(Monate) Körpermasse

(kg) Diagnose

2 Rauhaar Teckel männlich 60 6 Laparatomisch 34 Langhaar Teckel männlich 98 4,5 Laparatomisch 36 Collie kastriert 74 28 Laparatomisch 57 Rauhaar Teckel männlich 124 7 Laparatomisch 67 Chihuahua männlich 34 2,8 Laparatomisch

kg: Kilogramm 1.4. Hunde mit diversen Erkrankungen (DIVERS) Hunde, die die Auswahlkriterien der vorherigen Gruppen nicht erfüllten, deren Krankheitsgeschehen aber eine parenterale Ernährung erforderlich machte, wurden in diese Gruppe aufgenommen (n=5). Hinzu kamen Hunde (n=9), die die Auswahlkriterien der

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Gruppe HG nicht erfüllten, aber nach dem dargestellten Behandlungsschema behandelt wurden. Jeder Hund wurde nach seinem Krankheitszustand individuell behandelt, die sonstigen Untersuchungen fanden nach dem allgemein angewandten Protokoll statt. Die parenterale Ernährung erfolgte nach Bedarf, mindestens aber über 3 Infusionstage, wenn die Patienten nicht vorher euthanasiert werden mußten oder verstorben waren. Tab. 21: Gruppe DIVERS

Patientennummer Rasse Geschlecht Alter

(Monate)

Körper masse (kg)

Krankheitsgeschehen

9 Cairn Terrier weiblich 39 9 Anorexie, Thrombozytopenie

28 Mischling kastriert 94 24 Insulinom 33 Berner Sennenhund weiblich 56 29 Nierentransplantation 46 Kaukasischer

Schäferhund weiblich 12 25 Mund- und Ösophagus

schleimhautverätzung 66 Airdale Terrier männlich 4 13 Tetanus

kg: Kilogramm Tab. 22: Gruppe DIVERS HG Patientennummer

Rasse Geschlecht Alter (Monate)

Körpermasse (kg)

Infusion

6 Mischling weiblich 43 9 Parent. Ernährung 7 Lab. Retriever weiblich 141 27 Parent. Ernährung 11 Malteser weiblich 11 4 AKE 1100 mit

Glukose® 15 Pekinese sterilisiert 116 5,5 AKE 1100 mit

Glukose® 21 Yorkshire Terrier weiblich 101 3 AKE 1100 mit

Glukose® 29 Rottweiler männlich 5 21 Parent. Ernährung

mit Glutamin 39 Mischling weiblich 159 18 AKE 1100 mit

Glukose® 48 Mischling weiblich 25 25 Parent. Ernährung 50 Langhaar Teckel sterilisiert 20 3,5 Parent. Ernährung

mit Glutamin kg: Kilogramm, Lab.: Labrador, Parent.: Parenterale

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2. Material 2.1. Geräte und Bezugsquellen Tab. 23: Auflistung der benutzten Gerätschaften und ihrer Herstellungsfirma Gerät Firma, Sitz Analysenautomat Hitachi 704 Analysenautomat, Reflotron®

Roche Diagnostics GmbH, Mannheim

Blutgasanalyzer 248 Na+/K+Analyzer 614, ionensel. Elektrode Ca++/pH Analyzer 634

Bayer Vital GmbH, Fernwald

CPKR Zentrifuge (Urin) Beckmann Instruments, München EBA 12 Zentrifuge Hettich, Tuttlingen GFL-Wasserbad Thermed 5001 Gesellschaft für Labortechnik, Großburgwedel HRM-18 Handrefraktometer Krüss Koagulometer nach Schnitger und Gross Amelung GmbH, Lemgo Laminal flow-hood Ceag Schirp Reinraumtechnik, Selm-Bork LC 3000 Aminosäurenanalyser Biotronic, über Eppendorf, Hamburg Multi Comp® Mischcomputer Sartorius BP6100, Elektronische Waage

Fresenius, Bad Homburg

Sysmex Microcellcounter F-800 Sysmex Auto-Dilutor AD-260

Sysmex GmbH, Norderstedt

Technicon Cell counter H-1E™, I-RH 160 Bayer Vital GmbH, Fernwald

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2.2. Verbrauchsmaterial und Bezugsquellen Tab. 24: Auflistung der benutzten Materialien und ihrer Herstellungsfirma Verbrauchsmaterial Firma, Sitz Artiflex® soft, Vliespolsterbinde, 6, 8 und 10 cm Breit Tesa® Klebestreifen

Beiersdorf AG, Hamburg

Betaisodona® Wundgaze Betaisodona® Salbe

Mundipharma GmbH, Limburg (Lahn)

BioMerieux Agar-Transportmedium Copan, Italien Braunol® 2000 Softasept® N, Alkoholische Lösung Venenverweilkatheter Cavafix® Certo® 335, 355 Venenverweilkatheter Cavafix® Certo® Splittocan® 335, 355 Venenverweilkanüle Braunüle® (0,9 x 25 mm)

Braun Melsungen AG, Melsungen

Dial-A-Flow® Infusionsregler Abbott, Ireland Fresenius MultiComp®-Pumpen Mischset Fresenius MultiComp®-Freka® mix Mischbeutel aus Ethylen Vinyl Acetat (E.V.A.), 250, 500, 1000, 2000ml Fresenius MultiComp®-Auffangbeutel

Fresenius AG, Bad Homburg

Gefäße aus Kunststoff zur Entnahme von Kotproben Eggers, Ronnenberg Halskragen Buster® 5, 10, 15, 20 und 30 cm Groß Albrecht GmbH und Co.,

Aulendorf Kunststoffprobengefäße Lithium- Heparin, LH/1,3 ml Kunststoffprobengefäße Kalium EDTA, KE/1,3 ml Kunststoffprobengefäße Coagulation 9 NC/2 ml Tiefgefrierröhrchen 1,3 ml

Sarstedt, Nümbrecht

Micrognost® Blutkultur-Set Biotest AG, Dreieich Neolus Einwegkanülen (0,9 x 40 mm) Terumo, Belgien NOBAHAFT®-CREPP, kohäsive elastische Fixierbinde, 6, 8 und 10 cm Breit, Nobatop®8 sterile Tupfer

Danz GmbH u. Co KG, Wetter-Wengern

Perfudrop®-Air G Infusionsschlauch Clinico, Bad Hersfeld Venenverweilkanüle Vygonüle (1,2 x 40 mm) Venenverweilkatheter Vygoflex Pur (0,9 x 1,4 mm / 35cm)

Vygon, Aachen

cm: Zentimeter, ml: Milliliter, mm: Millimeter

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2.3. Reagenzien und Bezugsquellen Tab. 25: Auflistung der benutzten Reagenzien und ihrer Herstellungsfirma Reagenzien Firma, Sitz „Alanin-Aminotransferase optimiert“ (SYS 1) „Albumin“ (BCG-Methode) „Alkalische Phosphatase optimiert“ (SYS 1) „Bilirubin“ (DPD-Methode, SYS 1) „Calcium“ (o-Kresolphthalein-Komplexon Methode) „Cholesterin“ (enzymatischer Farbtest, CHOD-PAP) „Creatinin PAP“ (enzymatischer Farbtest, SYS 1) „Gesamt-Eiweiß“ (Biuretmethode, SYS1) „GLDH“ (Glutamat Dehydrogenase, MPR 3) „Gluco-quant“ (Mexokinasemethode, SYS 1) „Harnstoff“ (Kinetischer UV-Test,SYS1) „NH3“ (MPR1) „Phosphat“ (UV Test) „Triglyceride“ (enzymatischer Farbtest) Combur-Test® Urin Test Fibrinogen kinetisch Glukoseteststreifen für Analysengerät Reflotron® Kalibrationsserum "Calibrator for automated systems" Precinorm® U, humanes Kontrollserum STA Factor II, V, VII, X Systempackungen für den Analyseautomaten Hitachi 704: Testsimplets® für Analysengerät Reflotron®

Roche Diagnostics GmbH, Mannheim

Nihigrinreagenz, A, B, C, D, E Puffer, physiologisch, Probenverdünnungspuffer, pH=2,2, Sulphosalicylsäure 10%

Onken, Gründau

Quicklyser-II®, Hämolysemittel Sysmex GmbH, Norderstedt TEST point™ Hematology Control Normal Bayer Vital GmbH,

Fernwald Thromborel® S Diäthylbarbiturat-Azetat-Pufferlösung

Behring Diagnostics GmbH, Marburg

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2.4. Infusionslösungen Tab. 26: Auflistung der benutzten Infusionslösungen ihrer Herstellungsfirma (Zusammensetzung siehe Anhang) Infusionslösung Firma, Sitz 1 M-Kaliumchlorid-Lösung Fresenius Fresenius AG, Bad Homburg AKE 1100 mit Glukose Aminosteril® KE 10% kohlenhydratfrei Dipeptamin® Glucosteril® 50% Glukose-Lösung 50 Prozent Glyceroldihogenphosphat-Gemisch der Dinatriumsalze Isotone Kochsalzlösung Pharmacia Jonosteril® D 5

Pharmacia & Upjohn GmbH, Erlangen

Lipovenös® 20% Tracitrans® Tutofusin®

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2.5. Medikamente Tab. 27: Auflistung der benutzten Medikamente, ihrem Wirkstoff und der Herstellungsfirma Wirkstoff Handelsname Firma, Sitz Azathioprin Imurek® Wellcome, Großburgwedel Ampicillin Ampicillin ratiopharm® Ratiopharm GmbH & Co., Ulm Diazepam Diazepam-ratiopharm® Metoclopramid MCP-ratiopharm SF®

Prednisolon Prednisolon® Butylscopolamin Buscopan® Boehringer Ingelheim KG, Natriumcitrat Sodium Citrate® Ingelheim am Rhein Cimetidin Cimetidin ct, inj. ct-Arzneimittel Tempelhof GmbH,

Berlin Cimetidin Cimetidin 200 Stada Tbl. Stada, Bad Vilbel Doxycyclin Doxycyclin 100 Enrofloxacin Baytril® Bayer, Leverkusen Paramunitätsinducer Baypamun HK® Propionylpromazin Combelen® Embutramid T 61 Hyperimmunserum Stagloban® Metamizol Novalgin® Praziquantel Fluxacur® Tetanus-Serum Tetanus-ser. ad us. vet.

HoechstRoussel Vet GmbH, Unterschleißheim

Gentamicinsulfat Frieso gent® Pentobarbital-Natrium Eutha® 77

Essex Pharma GmbH, München

Heparin Heparin-Natrium 25.000® Medac, Hamburg Imipenem, Cilastin-Na ZIENAM® 500 MSD Scharp Dohme GmbH, Haar Insulin Caninsulin® Intervet, Tönisvorst Metronidazol Metronidazol Artesan® Artesan Pharma GmbH& Co. KG,

Lüchow Penicillin Grünenthal 1 Mega Grünenthal GmbH, Stolberg Procainbenzylpenicillin Duphapen® Fort Dodge Veterinär GmbH,

Mönchengladbach Pyranthel pamoate Helmex® Pfizer GmbH, Karlsruhe

3. Durchführung der parenteralen Ernährung 3.1. Legen der Venenverweilkatheter Vor der Anwendung der Lösungen wurden die Hunde am Hals rasiert und die Haut steril vorbereitet. Jeweils dreifach wurde die rasierte Fläche abwechselnd mit einer Ethanol-Propanol-Lösung (Softasept® N) und einer jodhaltigen Tinktur (Braunol® 2000) besprüht und mit sterilen Tupfern (Nobatop®8) abgetupft (BURROWS 1982). Nach Vollendung der Desinfektion wurde den Hunden in die Vena jugularis externa ein Venenverweilkatheter

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gelegt. Die Venenverweilkatheter wurden der Größe des Hundes entsprechend ausgewählt. Es wurden Venenverweilkatheter der Firmen Braun (Cavavix® Certo® 335, 355, Cavavix® Certo® Splittocan® 335, 355) und Vygon (Vygoflex Pur) mit einem Durchmesser von 1,7 mm bzw. 1,4 mm und Katheterlängen von 35 oder 55 cm verwendet. Am Katheterdurchtritt durch die Haut wurde jodhaltige Salbe (Betaisodona® Salbe) appliziert und eine jodhaltige Gaze (Betaisodona® Wundgase) fixiert, um das Infektionsrisiko klein zu halten. Der Katheter und die Gazen wurden mit Klebeband, Polsterbinde (Artiflex® soft) und kohäsiver elastischer Binde (NOBAHAFT®-CREPP) am Hals fixiert und gleichzeitig geschützt. Die richtige Positionierung der Katheter wurde anhand einer Röntgenaufnahme verifiziert. Der Katheter sollte in der Vena cava cranialis liegen, die Katheterspitze dabei direkt vor dem rechten Atrium. Zum zusätzlichen Schutz der Venenkatheter trugen die Hunde einen Halskragen. 3.2. Herstellung der Mischlösungen zur parenteralen Ernährung Zur Herstellung der Lösungen wurde ein Mischcomputer (Multi Comp®) der Firma Fresenius eingesetzt. Die Einzelkomponenten wurden in Glasflaschen von der gleichen Firma bezogen. Neben Aminosäurenlösungen (Aminosteril® KE 10% kohlenhydratfrei) kamen Präparate mit Glukose (Glucosteril® 50%), Elektrolyten (Jonosteril® D 5), Fettsäuren (Lipovenös® 20%), Kaliumchlorid (1 M-Kaliumchlorid-Lösung), Natriumphosphat (Glycerol-dihydrogenphosphat-Gemisch der Dinatriumsalze), Spurenelementen (Tracitrans®) und dem Dipeptid Alanyl-Glutamin (Dipeptamin®) zum Einsatz. Aminosteril®, Glucosteril® 50%, Jonosteril® D 5 und Lipovenös® 20% wurden mit Hilfe des Mischsystems verarbeitet, aus Stabilitätsgründen wurden die restlichen Bestandteile kurz vor der Infusion per Spritze aseptisch zugegeben. Das Abfüllen fand unter einer Laminar- Flow-Haube statt, vor jedem Mischvorgang wurden sämtliche Flächen mit Isopropanol desinfiziert. Die Einwegkomponenten (z.B. Pumpen-Misch-Set) wurden jedes Mal erneuert. Die im einzelnen benötigten Mengen wurden in Bezug auf die metabolische Körpermasse errechnet (siehe Tab. 28). Die Zubereitung der Infusionslösungen zur parenteralen Ernährung erfolgte für 3 Tage im voraus. Die Lagerung erfolgte im Kühlschrank (4°C), vor der Anwendung wurden die Beutel im Brutschrank auf Körpertemperatur erwärmt. Danach erfolgte das individuelle Nachdosieren von Kaliumchlorid (1 M-Kaliumchlorid-Lösung), Natrium-Phosphat (Glycerol-dihydrogenphosphat-Gemisch der Dinatriumsalze), der Spurenelemente (Tracitrans®) und bei der Gruppe HG PG des Dipeptids Alanyl-Glutamin ( Dipeptamin®). Als Infusionsregler diente ein Reduktionsventil (Dial-A-Flow®) der Firma Abbott. Er ermöglicht eine Regulation der Infusionsmenge, so daß die Infusionslösungen über die vorgegebene Zeit von 10 Stunden appliziert werden konnten. Nach Beendigung der Infusion wurde in den Jugularkatheter eine Citratlösung (0,11 mol/l) eingespritzt, um die Bildung eines Thrombus zu vermeiden. Vor der nächsten Infusion durch den Jugularkatheter wurde die Citratlösung aspiriert und verworfen. Da die täglichen Infusionen nur einen Teil der notwendigen Flüssigkeitszufuhr deckten, wurde zusätzlich eine Vollelektrolytlösung (Tutofusin®) nach individuellen Bedürfnissen (Exsikkosegrad, Hämatokrit) verabreicht.

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Tab 28: Dosierung der Infusionsbestandteile in Milliliter je kg Stoffwechselmasse (KM0,75)

Produkt Menge Aminosteril® KE 10% kohlenhydratfrei 49,8

Glucosteril® 50% 35,0 Jonosteril® D5 22,1

Lipovenös® 20% 12,5 Tracitrans® 0,5

1 M-Kaliumchlorid-Lösung 2,7 Glyceroldihydrogenphosphat 1,8

kg: Kilogramm, KM: Körpermasse 3.3. Blutprobenentnahme Die Blutprobenentnahmen fanden nach folgendem Schema statt: -täglich an den Infusionstagen vor Infusionsbeginn (Stunde 0), während der Infusion (Stunde 6), bei Beendigung der Infusion (Stunde 10) und eine Stunde danach (Stunde 11). -am Tag nach dem Infusionsende (Stunde 0). Als Punktionsstelle wurde die Vena cephalica antebrachii oder die Vena saphena gewählt. Die Blutentnahme erfolgte mittels steriler Einmalkanülen (0,9 x 40 mm). Wenn aus den vorher erwähnten Punktionsstellen keine Blutentnahme möglich war, wurde die Vena jugularis externa gewählt. Der Jugularkatheter wurde mit isotoner Kochsalzlösung gespült, das Blut mittels einer Einwegspritze aspiriert. Die ersten 2ml wurden verworfen, danach erfolgte die eigentliche Probenentnahme. Die Blutentnahmen wurden reduziert, wenn bei dem jeweiligem Patienten die Körpermasse, das Allgemeinbefinden oder sein Hämatokrit kritisch erschienen. Zur Blutprobenentnahme kamen Probengefäße der Fa. Sarstedt zum Einsatz, die mit den Gerinnungshemmern Kalium-EDTA (EDTA KE/1,3ml), Lithiumheparinat (Li-Heparin LH/1,3ml) und Citrat (Coagulation 9 NC/2ml) versetzt waren. 3.4. Blutprobenaufbereitung Direkt nach der Blutpobenentnahme zu den Zeitpunkten Stunde 0 und 6 wurde der Säure-Basen-Status aus dem venösen Blut ermittelt, das mit Lithiumheparinat ungerinnbar gemacht war. Zum Zeitpunkt 0 erfolgte aus dem EDTA Blut die Anfertigung des Blutbildes. Anschließend wurden die Blutproben bei 10.000 g drei Minuten lang zentrifugiert (EBA 12 Zentrifuge, Fa. Hettich). Vom Plasmaüberstand der Lithiumheparinat-Blutprobe wurden zu jedem Zeitpunkt (Stunde 0, 6, 10, 11) die Natrium-, Kalium-, Calcium- und Glukosekonzentrationen gemessen. Zur Stunde 6 wurde vom Plasmaüberstand der EDTA-Blutprobe der Ammoniakwert bestimmt. Der restliche Plasmaüberstand wurde in Tiefgefrierröhrchen abpipettiert und bis zur späteren Analyse eingefroren (-28°C). 3.5. Klinische Untersuchungen Vor jeder Infusionsapplikation wurde eine klinische Allgemeinuntersuchung mit Beurteilung des Verhaltens, Bestimmung der Herzfrequenz, Auskultation des Thorax, Messung der

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rektalen Körpertemperatur, Palpation der äußeren Lymphknoten, Messung der kapillären Rückfüllungszeit, Beurteilung der Schleimhäute, Palpation des Abdomens und Beurteilung der Durchtrittstelle des Jugularkatheters durchgeführt. Während der Infusionsgabe wurden die Tiere sorgfältig beobachtet, um eventuelle Intoleranzen und Nebenwirkungen zu erkennen. Dafür wurde auch die aktuelle Glukosekonzentration des Plasmas gemessen (siehe Blutprobenaufbereitung). Häufigkeit und Konsistenz des Kotabsatzes wurden protokolliert. Nach Beendigung der Infusionstherapie wurden die Wasser- und Futteraufnahme kontrolliert. Tab. 29: Skalierung des Allgemeinbefindens

Allgemeinbefinden Skalierung munter, ungestörtes Allgemeinbefinden 1

ruhig, aber aufmerksam 2 sehr ruhig 3

matt, Seitenlage, ansprechbar 4 apathisch, Seitenlage, nicht ansprechbar 5

Tab. 30: Skalierung der Kotbeschaffenheit

Kotbeschaffenheit Skalierung fest 1

geformt 2 breiig 3

dünnflüssig 4 wässrig 5

3.6. Hämatologische Untersuchungen Zu den Zeitpunkten Stunde 0 und 6 wurde der Säure-Basen-Status mit Hilfe des Blutgas Systems 248 der Fa. Bayer Vital GmbH ermittelt. Vor der jeweiligen Messung wurde das Gerät auf die Standardtemperatur von 38,5°C eingestellt. Der pH-Wert, die Basenabweichung (Base Excess, BE), die Bicarbonatkonzentration, der partielle Sauerstoff- (pO2) und Kohlendioxiddruck (pCO2) wurden bestimmt. Die Messungen erfolgten aus venösem Blut, das mit Lithiumheparinat ungerinnbar gemacht war. Regelmäßige Qualitätskontrollen wurden mit Certain Plus® nach Herstellerangabe durchgeführt. Zum Zeitpunkt 0 erfolgte aus dem EDTA-Blut die Anfertigung des Blutbildes. Dazu wurden die Geräte Sysmex Microcellcounter F-800, Sysmex Auto-Dilutor AD-260 der Fa. Sysmex GmbH, Norderstedt, und Technicon Cell counter H-1E , I-RH 160 der Fa. Bayer Vital GmbH eingesetzt. Es wurden Hämatokrit, Hämoglobingehalt, Erythrozyten- Gesamtleukozyten- und Thrombozytenzahl, das durchschnittliche Volumen der Thrombozyten (MPV) sowie das Differentialblutbild bestimmt. Qualitätskontrollen erfolgten täglich mit dem TEST point™ Hematology Control Normal.

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3.7. Blut- und Jugularkatheterspitzenkulturen Um eine Bakteriämie erkennen zu können, wurden bei jedem Hund (falls möglich) sowohl Blut als auch der Jugularkatheter mikrobiologisch untersucht. Dafür wurde, am Anfang und am Ende des Versuchs, Blut aseptisch mit Hilfe des Micrognost® Blutkultur-Sets der Fa. Biotest gewonnen. Der Jugularkatheter wurde am Ende der Infusionstherapie mikrobiologisch untersucht. Die Jugularkatheterspitze wurde dazu nach vorsichtiger Entfernung des Katheters aus der Vene mit einer sterilen Schere abgeschnitten und in Agar-Transportmedium gegeben. Die Blutkulturen und Jugularkatheterspitzen wurden anschließend zum Institut für Mikrobiologie der Tierärztlichen Hochschule Hannover gebracht. Dort wurden sie bei 37°C drei Tage lang inkubiert und auf mögliches Mikrobenwachstum (sowohl Aerobier als auch Anaerobier) untersucht. Im positiven Fall wurde gleichzeitig ein Antibiogramm erstellt. 3.8. Gerinnungsanalysen Bei jedem Hund, der nicht mit Heparin versorgt wurde, wurden zu jedem Blutentnahmezeitpunkt Blutproben entnommen, mit Citrat ungerinnbar gemacht und eingefroren (siehe Blutprobenentnahme). Bei den Messungen wurde das Koagulometer nach Schnitger und Gross der Fa. Amelung benutzt. Bei den Gerinnungsanalysen wurde besonderer Wert auf die Gruppe HG gelegt, sie wurden aber auch bei den Hunden der anderen Gruppen durchgeführt. 3.8.1. Prothrombinzeit (PT) Zur Messung der PT wurde ein für den Hund optimierter, modifizierter Testansatz eingesetzt (MISCHKE und NOLTE 1997). Die eingefrorenen Proben wurden unmittelbar vor der Untersuchung im Wasserbad (GFL-Wasserbad Thermed 5001) bei 37°C aufgetaut. Es wurden dabei 100µl der mit DBA-Puffer 1:20 verdünnten Plasmaprobe mit 100 µl Fibrinogenlösung (2g/l) zwei Minuten bei 37°C inkubiert und nach Zugabe von 100 µl Ca-Thromboplastin die Gerinnungszeit bestimmt. Der Sekundenwert wurde mit einer Referenzkurve verglichen und so eine reagenzchargenunabhängige Einheit „%-Aktivität der Norm“ (%) ermittelt. Für die Erstellung der Referenzkurve wurde ein Hundepoolplasma von 100 (n=100) klinisch gesunden Hunden benutzt. Es wurden verschiedene Verdünnungsstufen des Hundepoolplasmas (200%, 150%, 125%, 100%, 75%, 50%, 33%, 25%, 20% der üblichen für Plasmaproben gewählten Verdünnung) mit dem DBA-Puffer vorbereitet und mit der gleichen Reagenziencharge gemessen. Die Sekundenwerte wurden 4 Mal gemessen, ihr Mittelwert diente zur Erstellung der Referenzkurve. 3.8.2. Einzelfaktorkonzentration Faktor II, V, VII, X Zur Messung der Aktivität der Faktoren II, V, VII und X, wurde die von MISCHKE (1994) angewendete Technik eingesetzt. Es wurden 50 µl eines mit DBA-Puffer 1:40 verdünnten Probenplasmas mit 50µl entsprechendem humanen Faktormangelplasma (II, V, VII, X) eine

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Minute lang bei 37°C inkubiert und die Gerinnungszeit nach Zugabe von 200 µl Ca-Thromboplastin-Reagenz gemessen. Für den Einzelfaktor wurde mit Hilfe von Hundepoolplasma eine hundespezifische Referenzkurve erstellt, so daß die Konzentration als reagenzchargenunabhängige Einheit „% von der Norm“ ablesbar war (siehe Prothrombinzeit). 3.9. Klinisch-chemische Messungen Die klinisch-chemischen Messungen wurden mit kommerziellen Testkombinationen am Analysenautomaten Hitachi 704 der Fa. Boehringer Mannheim durchgeführt. Die eingefrorenen Plasmaproben wurden unmittelbar vor der Untersuchung im Wasserbad (GFL-Wasserbad Thermed 5001) bei 37°C aufgetaut und bei 7400 g eine Minute lang zentrifugiert. Folgende Meßgrößen wurden untersucht: die Aktivität der Leberenzyme Glutamat-Pyruvat-Dehydrogenase (GLDH), Alanin-Aminotransferase (ALT) und Alkalische Phosphatase (aP), der Blutglukosegehalt (Gluk), die Gesamteiweiß- (GE), Albumin- (Alb), Harnstoff- (Hst), Kreatinin- (Krea), Gesamtbilirubin- (Bili), Triglycerid- (Tri), Lactat- (Lac), Cholesterin- (Chol), Gesamtcalcium- (Ca) und Phosphat- (P anorganisch) konzentrationen. Die Eichung erfolgte mit dem Kalibrationsserum „Calibrator for automated systems“ der Fa. Boehringer Mannheim. Die Eichung der Enzyme erfolgte nach den „optimierten Standardmethoden der Deutschen Gesellschaft für klinische Chemie“ für eine Meßtemperatur von 25°C. 3.10. Aminosäurenbestimmung Zur Aminosäurenbestimmung wurde das Plasma von mit Lithiumheparin ungerinnbar gemachten Blutroben verwendet. Bei jedem Hund wurden drei (falls vorhanden) Aminosäurenbestimmungen durchgeführt und zwar am ersten (Stunde 0) und am dritten Tag der Infusionstherapie (Stunde 0 und Stunde 6). Die Untersuchungen erfolgten im Institut für Tierernährung der Tierärztlichen Hochschule Hannover. Die eingefrorenen Plasmaproben wurden vor der Untersuchung aufgetaut. Das im Plasma vorhandene Eiweiß wurde mit Sulphosalicylsäure gefällt. Der abzentrifugierte Überstand wurde mit Probenverdünnungspuffer versetzt und anschließend mit dem Aminosäurenanalyser LC 3000 der Fa. Biotronic gemessen. Die Auswertung der erstellten Chromatogramme erfolgte über einen Vergleich der Flächen der Proben mit denen eines Standards, der die Konzentrationen der einzelnen Aminosäuren im Analysegut ergab. Folgende Analysen wurden durchgeführt: Alanin (Ala), alpha-Aminoadipinsäure (α-AmAd), alpha-Aminobuttersäure (α-AmBut), Ammonium sulfat (NH3), Arginin (Arg), Asparagin (Asn), Asparaginsäure (Asp), Carnosin (Car), Citrullin (Cit), Cystathionin (Cystat), Cystin (Cys), gamma-Amino-n-buttersäure ( γ-Am-n-but), Glutamin (Gln), Glutaminsäure (Glu), Glycin (Gly), Harnstoff (Urea), Histidin (His), 1-Methyl-Histidin (1-Methylhis), 3-Methyl-Histidin (3-Methylhis), Isoleucin (Ileu), Leucin (Leu), Lysin (Lys), Methionin (Met), Ornithin (Orn), Phenylalanin (Phe), Prolin (Pro), Serin (Ser), Taurin (Tau), Threonin (Thr), Tryptophan (Try), Tyrosin (Tyr), Valin (Val).

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3.11. Harnuntersuchung Täglich wurde eine Harnprobe der Hunde gewonnen. Die Harnentnahme fand zwischen dem Ende der Infusion (Stunde 10) und der letzten Blutprobenentnahme (Stunde 11) am jeweiligen Behandlungstag statt. Zu dieser Zeit befanden sich die Hunde im Auslauf. Der Harn wurde möglichst während des Harnabsatzes in einem Einweggefäß aufgefangen; alternativ erfolgte eine Zystozentese unter Ultraschallkontrolle. Das spezifische Körpermasse der Harnprobe wurde mit Hilfe des Handrefraktometers Krüss HRM-18 festgestellt. Zur Untersuchung wurden die Teststicks Combur-Test® Urin Test der Fa. Roche Diagnostics GmbH benutzt. 3.12. Kotuntersuchung Kotproben der Gruppe HG wurden im Institut für Virologie, Prof. Dr. H.-J. Thiel, der Justus-Liebig-Universität Gießen mit Hilfe eines elektronenmikroskopischen Verfahrens auf Parvoviruspartikel untersucht. 3.13. Begleitende Therapie 3.13.1. Antibiotika Zum Schutz vor bakteriellen Sekundärinfektionen wurden alle Tiere mit einem Antibiotikum versorgt. Hunde mit hämorrhagischer Gastroenteritis erhielten über die Dauer ihres Aufenthaltes Ampicillin (Dosierung 25mg/kg KM 3 x täglich i.v.) Hunde nach Magen-Darm-Operationen wurden entweder mit Procainbenzylpenicillin (Dosierung 20000-400000 U/kg KM einmal täglich s.c.) teils in Kombination mit Gentamicinsulfat (Dosierung 2-4 mg/kg KM 3 x täglich i.v.) oder mit Enrofloxacin (Dosierung 5-10 mg/kg KM einmal täglich p.o. oder s.c.) versorgt. Patienten mit Pankreatitis erhielten entweder Enrofloxacin oder eine Kombinationsantibiose aus Penicillin und Gentamicin (Dosierung mg /kg KM einmal täglich s.c. und 2-4 mg/kg KM 3 x täglich i.v.) oder Ampicillin und Penicillin. Ein an Tetanus erkrankter Hund erhielt zunächst Benzylpenicillin-Natrium (Dosierung 30000 I.E./kg KM 3 x täglich i.v.) und bei Besserung seines Zustandes Ampicillin mit Clavulansäure (Dosierung 10 mg/kg Km zwei mal tgl. s.c.). Bei einem weiteren Hund, dem eine Niere transplantiert wurde, wurde neben Penicillin und Gentamicin Imipenem® (Cilastin-Natrium, Dosierung 500 mg 3 x täglich i.v.) eingesetzt. (Siehe Tab. 110 bis 113 im Anhang) 4.13.2. Anthelminthikum, Antiemetikum, Spasmolytikum und weitere Pharmaka 8 der Hunde mit hämorrhagischer Gastroenteritis wurden mit einem Anthelminthikum gegen Spulwürmer, Pyrantelembonat (Dosierung 5 mg/kg KM p.o.) und einem gegen Bandwürmer, Praziquantel (Dosierung 5 mg/kg KM s.c.) versorgt. Beide Präparate wurden einmalig verabreicht. Die anderen Patienten wurden auf gleiche Weise nur dann entwurmt, wenn die letzte Behandlung länger als 6 Monate zurücklag Bei Verdacht einer vorliegenden Giardiose wurde Metronidazol (Dosierung 50mg/kg KM einmal täglich über 5 Tage p.o.) gegeben (Siehe Tab. 110 bis 113 im Anhang).

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Bei täglich mehrfach auftretendem Vomitus wurde der Dopamin D2-Antagonist Metoclopramid (Dosierung bis 1 mg/kg KM zwei bis drei mal täglich i.v.) verabreicht. Als Parasympatholytikum bei Darmspasmen und als Invaginationsprophylaxe kam Butylscopolamin (Dosierung bis 0,8 mg/kg KM) und bei Fieber zusätzlich Metamizol (Dosierung 1-5 mg/kg KM ein bis zwei mal täglich i.v. oder ½ Kinderzäpfchen) zum Einsatz. Hunden, die eine Gerinnungsstörung aufwiesen, wurde Heparin-Natrium (Dosierung 150 I.U./kg KM drei mal täglich s.c.) bis zur Stabilisierung der Gerinnungsparameter verabreicht. Sowohl Diazepam als auch Propionylpromazin und Tetanusserum wurden benutzt zur Versorgung eines an Tetanus erkrankten Hundes (Dosierung je nach klinischem Bild) (HERTLE et al. 1985; STOLLEY und KRIEGER 1993; ENGELS et al. 1995). Zur Behandlung eines an Diabetes mellitus leidenden Hundes wurde Insulin eingesetzt (Dosierung je nach klinischem Bild) (Siehe Tab. 110 bis 113 im Anhang). 4. Statistische Auswertung Um subjektive Kriterien wie Allgemeinbefinden und Kotbeschaffenheit objektivieren und statistisch auswerten zu können, wurden diese anhand einer Skalierung erfaßt (siehe Tab. 29, 30). Bei allen ermittelten Meßdaten wurden Mittelwert und Standardabweichung bestimmt. Die Ergebnisse der Meßgrößen, die annähernd standardnormalverteilt waren, wurden zu den einzelnen Meßzeitpunkten zu arithmetischen Mittelwerten und Standardabweichungen zusammengefaßt. Die Gruppen wurden zu jedem Zeitpunkt mit dem t-Test für unabhängige Stichproben und die Zeitpunkte in jeder Gruppe mit dem t-Test für gepaarte Beobachtungen verglichen. Das Allgemeinbefinden, die Kotbeschaffenheit, die Körpermasse, die Körpertemperatur, die Hämatologie, die Ammoniakkonzentrationen und die Harnanalysen wurden statistisch innerhalb der Tage sowie der Gruppen verglichen. Die Parameter des Säurebasenhaushaltes, die Gerinnungsparameter, die Mengenelemente, die Parameter der klinischen Chemie und die Aminosäuren wurden zu jedem Zeitpunkt innerhalb der Tage und innerhalb der Gruppen verglichen. Das Signifikanzniveau für die angewendeten statistischen Testverfahren wurde auf eine Irrtumswahrscheinlichkeit von p=0,05 festgelegt. Um die Statistik in den Tabellen zu präsentieren, wurden die Buchstaben a, b, c und d benutzt. Parameter, die sich signifikant unterschieden, wurden mit unterschiedlichen Buchstaben gekennzeichnet. Parameter, bei denen sich keine Differenzen ergaben, erhielten die gleiche Buchstabenkennzeichnung. Um die p-Werte darzustellen, wurden die Buchstaben zusätzlich mit Zahlen versehen und die p-Werte in der Legende der jeweiligen Tabellen aufgeführt. Alle statistischen Berechnungen erfolgten unter Verwendung des Rechenproramms SAS (Version 6.12, Fa. SAS Institute Inc., Cary/North Carolina) im Institut für Statistik und Biometrie der Tierärztlichen Hochschule Hannover.

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D. Ergebnisse 1. Gruppe Hämorrhagische Gastroenteritis (HG) Insgesamt 30 Hunde, die an einer hämorrhagischen Gastroenteritis litten, wurden in drei Gruppen aufgeteilt, von denen zwei vollständig parenteral ernährt wurden (Gruppen P und PG) und die dritte nach dem bisher in der Klinik für kleine Haustiere der Tierärztlichen Hochschule Hannover praktizierten Verfahren, d.h. mit einer deutlich geringeren Aminosäuren- bzw. Glukosemenge behandelt wurde. Die Gruppe HG PG erhielt zusätzlich zur Behandlung der Gruppe HG P die Aminosäure Glutamin. 1.1. Stationärer Aufenthalt Die Tiere die parenteral ernährt wurden blieben im Durchschnitt 12,5 Tage (min. 8, max. 16 Tage) in der Klinik. Ein Hund wurde wegen seines schlechten Allgemeinbefindens am dritten Tag auf Wunsch der Patientenbesitzern euthanasiert. Die durchschnittliche Aufenthaltsdauer der Tiere der Gruppe HG PG betrug 8,6 Tage (min. 7, max. 10 Tage). Zwei der Tiere wurden am 4. bzw. 6.Tag euthanasiert, eines verstarb am zweiten Tag. Die Tiere, die der Gruppe HG K zugeordnet waren, verweilten im Mittel 9,5 Tage (min. 6, max. 17 Tage) in der Klinik. Zwei Tiere verstarben am ersten Tag, eins am 6. Tag (siehe Tab. 68 im Anhang). Insgesamt wurden von 30 Tieren 23 gesund entlassen. 1.2. Klinische Untersuchung 1.2.1. Allgemeinbefinden Das Allgemeinbefinden der Hunde wurde täglich beurteilt und mit Hilfe einer Skala (siehe Tab. 29) von 1-5 bewertet. Es zeigte sich, ausgehend von dem jeweiligen klinischen Bild zu Beginn der Infusionsbehandlung, bis zum 3. Tag kein signifikanter Unterschied zwischen den Behandlungsgruppen. Eine Verbesserung des klinischen Bildes war in der Kontrollgruppe ausgeprägter als in den anderen zwei Gruppen (p=0,031), was auch mit dem schlechteren Allgemeinzustand dieser Hunde zu Beginn der Behandlung in Zusammenhang stehen mag. Tab. 31: Beurteilung des Allgemeinbefindens (1-5 x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen

Tag HG P

t-test Tage

HG PG

t-test Tage

HG K

t-test Tage P PG K

1 3,2 ± 1,0 3,1 ± 1,2 3,7 ± 1,1 a1 n.s. 2 2,8 ± 0,9 2,8 ± 1,0 3,1 ± 0,8 a1 n.s. 3 2,7 ± 1,2

n.s. 2,7 ± 1,4

n.s. 2,4 ± 0,5 b2 n.s.

1-2: p=0,031 a, b: Kennzeichnung der Signifikanzen, HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, x: Mittelwert

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1.2.2. Vomitus Im Durchschnitt zeigten die Hunde der Gruppe HG P über einen Zeitraum von 2,2 Tagen (max. bis zu 6 Tagen) Erbrechen. Die Werte für die Gruppe HG PG lagen bei 1,7 Tagen (max. bis zu 5 Tagen) und für die Gruppe HG K bei 1,9 Tagen (max. bis zu 4 Tagen) (siehe Tab. 108 im Anhang). 1.2.3. Kotbeschaffenheit Anhand einer Skala von 1-5 wurde die Kotbeschaffenheit (siehe Tab. 32) visuell beurteilt. Bei diesem Parameter war kein signifikanter Behandlungseffekt nachzuweisen. Die Tiere setzten überwiegend dünnflüssigen bis breiigen Kot ab. Am zweiten und dritten Tag war bei der HG-K nur der Wert eines einzigen Hundes verfügbar, der an diesem Tag Kot abgesetzt hatte. Tab. 32: Beurteilung der Kotkonsistenz (1-5 x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen

Tag HG P

t-test Tage

HG PG

t-test Tage

HG K

t-test Tage P PG K

1 4,2 ± 1,0 4,7 ± 0,5 4,0 ± 1,7 n.s. 2 4,3 ± 1,0 4,7 ± 0,5 5,0 n.s. n.s. 3 4,3 ± 1,5

n.s. 4,7 ± 0,6

n.s. 2,0

HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, x: Mittelwert Des weiteren wurde – soweit die Kotgewinnung möglich war - an der Justus-Liebig-Universität Gießen eine elektronenmikroskopische Untersuchung auf Parvoviren durchgeführt. Ein positiver Nachweis ergab sich bei 4 von 9 Hunden (44,4%) in der Gruppe HG P, bei 6 von 9 Hunden (66,6%) in der Gruppe HG PG und bei 5 von 8 Hunden (62,5%) in der Gruppe HG K (Siehe Tab.91 im Anhang). 1.2.4. Körpermasse Im Beobachtungszeitraum blieb die Körpermasse der einzelnen Hunde weitgehend konstant. Tab. 33: Körpermasse (kg) der Patienten der einzelnen Gruppen

Tag Patient HG P

10 14 16 19 20 22 27 59 70 71 1 11,0 37,0 18,0 23,0 20,0 23,0 2,3 5,0 6,0 3,0 2 11,0 37,0 18,0 23,0 20,0 23,0 2,3 5,0 6,0 3,0 3 11,0 37,0 18,5 23,5 20,0 23,5 2,3 5,0 6,0 3,1

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HG PG 31 35 37 40 41 43 54 56 60 73 1 8,0 9,0 14,0 20,0 6,0 4,0 17,5 12,0 4,0 13,4 2 8,0 9,0 14,0 20,0 6,0 4,0 17,5 12,0 4,0 3 7,8 9,0 14,5 20,0 6,0 4,0 17,5 12,0 4,0 Ex let.

HG K

13 17 32 47 49 52 53 55 61 62 1 6,0 29,0 20,0 14,0 9,5 11,5 26,5 1,1 13,0 15,0 2 6,0 29,0 20,0 14,0 26,5 1,1 13,0 15,0 3 6,0 29,0 20,0 13,5 Ex let. Ex let. 26,5 1,1 12,6 15,0

Ex. let: Exitus letalis, HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle, kg: Kilogramm, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz 1.2.5. Körpertemperatur Die Körpertemperatur zeigte während des Beobachtungszeitraumes keine signifikante Veränderung und lag im Mittel zwischen 38,6 und 38,9°C. Tab. 34: Gemessene Körpertemperaturen (°C x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen

Tag HG P

t-test Tage

HG PG

t-test Tage

HG K

t-test Tage P PG K

1 38,8 ± 0,6 38,6 ± 0,3 38,8 ± 0,8 n.s. 2 38,9 ± 0,5 38,6 ± 0,5 38,7 ± 0,8 n.s. 3 38,8 ± 0,7

n.s. 38,8 ± 0,3

n.s. 38,9 ± 0,7

n.s. n.s.

°C: Grad Celsius HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, x: Mittelwert 1.3. Mikrobiologische Untersuchung Soweit möglich, wurde den Hunden sowohl vor als auch nach der Behandlung Blut zur Anlage einer Blutkultur entnommen. In den Blutkulturen, die vor Beginn der Behandlung angesetzt wurden, ließ sich in der Gruppe HG PG bei drei von 10 Hunden ein Keimwachstum nachweisen. Es wurden isoliert: Acinetobacter baumanii, Enterococcus sp. oder E.coli. In den Blutkulturen nach Ende der Behandlung war in der Gruppe HG P bei einem von 7 Hunden ein Keimwachstum von E.coli zu beobachten. In der Gruppe HG PG war ein Keimnachweis bei 4 von 8 Hunden möglich. Bei den Keimen handelte es sich um Acinetobacter baumanii, Alcaligenes faecalis, Enterococcus sp. oder Serratia marcescens. In der Gruppe HG K erfolgte bei drei von 5 Hunden ein positiver Nachweis von Acinetobacter baumanii, E.coli oder Serratia marcescens. Nach Ende der Infusionsbehandlung wurde von der Katheterspitze ebenfalls ein Teil mikrobiologisch untersucht. In der Gruppe HG P ließ sich ein positiver Nachweis bei 5 von 7 Hunden (Acinetobacter baumanii, E.coli oder Serratia marcescens) führen. Bei 5 von 9

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Hunden der Gruppe HG PG gelang ein Nachweis von entweder Acinetobacter baumanii, Enterococcus sp. oder Serratia marcescens. In der Gruppe HG K wurde bei drei von 6 Hunden ein positiver Nachweis von E. coli, Serratia marcescens und Enterobacter sp. geführt (siehe Tab.91 im Anhang). 1.4. Infusion Die parenterale Ernährung der Hunde der Gruppe HG P erfolgte im Durchschnitt über einen Zeitraum von 3,5 Tagen (min. 3, max. 5 Tage). Ein Patient erhielt wegen Hyperglykämie (max. 503 mg/dl oder 27,9 mmol/l), Hypokaliämie (min. 7,5 mg/dl oder 1,93 mmol/l) und metabolischer Alkalose nur 66% der täglichen Infusion zur parenteralen Ernährung. In der Gruppe HG PG betrug die durchschnittliche Dauer 3,2 Tage (min.1, max. 4 Tage). Wegen Hyperglykämie (max. 371 mg/dl oder 20,6 mmol/l bzw. 414 mg/dl oder 23 mmol/l) erhielt ein Hund 71% und ein weiterer nur 75% der Infusion zur parenteralen Ernährung. Die Hunde der Gruppe HG K erhielten AKE 1100 mit Glukose® über einen Zeitraum von durchschnittlich 2,9 Tagen (min. ein Tag, max. 4 Tage) (siehe Tab. 108 im Anhang). Sämtlichen Patienten wurde am Tag nach Beendigung der Infusionen zunächst Wasser und nach erfolgter Aufnahme am Abend desselben Tages auch ein spezielles Diätfutter (i/d Science diet, Fa. Hills) angeboten. Nur ein Hund der Gruppe HG P verweigerte die Futteraufnahme, woraufhin er erneut infundiert wurde. Das tägliche Gesamtinfusionsvolumen - zusammengesetzt aus der Infusionslösung zur parenteralen Ernährung und einer Vollelektrolytinfusion - lag bei den beiden parenteral ernährten Gruppen bei 110 ml/kg KM bzw. 200 ml/kg KM0,75, während in der Kontrollgruppe 102 ml/kg KM bzw. 188 ml/kg KM0,75 verabreicht wurden. Tab. 35: Tägliches Gesamtinfusionsvolumen (x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10) (in Klammern wurden nur die Patienten berücksichtigt, denen die gesamte errechnete Lösung zur parenteralen Ernährung infundiert wurde; HG P n=9, HG PG n= 8, HG K n=10)

HG P HG PG HG K

ml/kg KM 110,3 (111,4)

± ±

13,1 (13,4)

114,8 (116,1)

± ±

11,1 (12,1) 101,9 ± 24,3

ml/kg KM0,75 201,0 (208,7)

± ±

38,8 (32,0)

202,5 (210,9)

± ±

32,4 (30,4) 188,4 ± 48,7

HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle, kg: Kilogramm, KM: Körpermasse, KM0,75: Stoffwechselmasse, ml: Milliliter, n: Anzahl der Hunde, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, x: Mittelwert

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Tab. 36: Tägliches Infusionsvolumen der Lösung zur parenteralen Ernährung bzw. AKE 1100 mit Glukose® (x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10) (in Klammern wurden nur die Patienten berücksichtigt, denen die gesamte errechnete Lösung zur parenteralen Ernährung infundiert wurde; HG P n=9, HG PG n= 8, HG K n=10)

HG P HG PG HG K

ml/kg KM 67,4 (67,5)

± ±

14,2 (15,1)

68,3 (68,9)

± ±

10,0 (10,4) 23,6 ± 9,8

ml/kg KM0,75 119,7 (123,2)

± ±

12,7 (6,2)

119,5 (126,5)

± ±

15,0 (2,5) 43,6 ± 18,9

HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle, kg: Kilogramm, KM: Körpermasse, KM0,75: Stoffwechselmasse, ml: Milliliter, n: Anzahl der Hunde, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, x: Mittelwert Energie- und Aminosäurenzufuhr Täglich wurde der Gruppe HG P eine Energiemenge von 270 kJ/kg KM oder 480 kJ/kg KM0,75 zugeführt. Betrachtet man nur die Hunde, welche die gesamte Infusionsmenge erhalten haben, so ergaben sich Werte von 271 kJ/kg KM und 494 kJ/kg KM0,75. Die Mittelwerte der Gruppe HG PG lagen mit 274 und 479 bzw. 283 und 507 etwas höher. In einem deutlich niedrigeren Niveau bewegten sich die Werte der Kontrollgruppe. So erhielten die Hunde täglich eine Energiezufuhr von 25 kJ/kg KM bzw. 65 kJ/kg KM0,75. Tab. 37: Tägliche Energiezufuhr (x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10) (in Klammern wurden nur die Patienten berücksichtigt, denen die gesamte errechnete Lösung zur parenteralen Ernährung infundiert wurde; HG P n=9, HG PG n= 8, HG K n=10)

HG P HG PG HG K

kJ/kg KM 270,6 (271,0)

± ±

57,1 (60,6)

274,2 (283,1)

± ±

40,3 (39,9) 35,7 ± 14,8

kJ/kg KM0,75 480,5 (494,7)

± ±

50,8 (25,1)

479,6 (507,7)

± ±

60,1 (10,0) 65,9 ± 28,6

HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle, kg: Kilogramm, kJ: Kilojoule, KM: Körpermasse, KM0,75: Stoffwechselmasse, n: Anzahl der Hunde, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, x: Mittelwert Die Gruppe HG P erhielt täglich 2,7 g Aminosäuren/kg KM bzw. 4,8 g Aminosäuren/kg KM0,75. Wurden nur die Hunde berücksichtigt, welche die gesamte Infusion zur parenteralen Ernährung erhalten haben, so ergaben sich fast gleiche Werte. Weil die Gruppe HG PG zusätzlich mit dem Dipeptid N(2)-L-Alanyl-L-Glutamin versorgt wurde, lagen die Mittelwerte höher als bei der Gruppe HG P, mit Werten von 3,4 und 5,9 bzw. 3,5 und 6,2 g Aminosäuren/kg KM bzw. g Aminosäuren/kg KM0,75. Eine deutlich geringere Menge erhielt die Kontrollgruppe, der 0,7 g Aminosäuren/kg KM bzw. 1,3 g Aminosäuren/kg KM0,75zugeführt wurden.

55

Tab. 38: Tägliche Aminosäurenzufuhr (x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10) (in Klammern wurden nur die Patienten berücksichtigt, denen die gesamte errechnete Lösung zur parenteralen Ernährung infundiert wurde; HG P n=9, HG PG n= 8, HG K n=10)

HG P HG PG HG K

g AS/kg KM 2,69 (2,69)

± ±

0,56 (0,60)

3,42 (3,49)

± ±

0,46 (0,49) 0,71 ± 0,29

g AS/kg KM0,75 4,78 (4,92)

± ±

0,51 (0,25)

5,97 (6,25)

± ±

0,59 (0,10) 1,31 ± 0,57

AS: Aminosäure, g: Gramm, HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle, kg: Kilogramm, KM: Körpermasse, KM0,75: Stoffwechselmasse, n: Anzahl der Hunde, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, x: Mittelwert 1.5. Hämatologie Die Gesamtleukozytenzahl aller Gruppen stieg unabhängig von der Behandlung an, mit signifikanten Differenzen bei den Gruppen HG P (p=0,0174) und HG K (p=0,0435). Die Erythrozyten- und Thrombozytenzahlen reduzierten sich statistisch signifikant. Tab. 39: Entwicklung der Leukozyten- (103/µl), Erythrozyten- (106/µl) und Thrombozytenzahlen (103/µl) (x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen T

ag Zeit HG P

t-test Tage

HG PG

t-test Tage

HG K

t-test Tage P PG K

Leukozyten 1 0 2,21 ± 1,40 a1 1,83 ± 1,48 2,52 ± 1,76 a3 n.s. 2 0 4,60 ± 4,79 a1 3,34 ± 2,70 6,55 ± 4,65 b4 n.s. 3 0 8,67 ± 7,43 b2 5,61 ± 4,80

n.s. 8,67 ± 6,20 b4 n.s.

1-2: p=0,0174, 3-4: p=0,0435 Erythrozyten 1 0 6,66 ± 1,18 a1 6,27 ± 1,11 a4 6,08 ± 0,95 a6 n.s. 2 0 5,81 ± 0,90 b2 5,72 ± 0,93 a4 5,05 ± 0,70 ab n.s. 3 0 5,22 ± 0,74 c3 5,36 ± 0,70 b5 4,96 ± 0,63 b7 n.s.

1-2: p=0,0021, 1-3:p=0,0002, 2-3: p=0,0013, 4-5: p=0,0015, 6-7: p=0,0323 Thrombozyten 1 0 243,8 ± 71,1 a1 269,9 ± 88,3 ab 339,8 ± 165,3 a5 n.s. 2 0 196,8 ± 86,2 b2 273,3 ± 141,4 a3 284,6 ± 123,2 ab n.s. 3 0 182,4 ± 72,9 ab 246,7 ± 143,5 b4 269,1 ± 158,1 b6 n.s.

1-2: p=0,0268, 3-4: p=0,0299, 5-6: p=0,037 a, b, ab: Kennzeichnung der Signifikanzen, HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, µl: Mikroliter, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, K: Kontrolle, s: Standardabweichung, x: Mittelwert

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Bei allen drei Gruppen fielen sowohl der Hämatokrit als auch der Hämoglobingehalt deutlich ab. Der Rückgang war innerhalb der Gruppen signifikant (p-Werte von 0,0003 bis 0,0387), ohne daß zwischen den verschiedenen Behandlungen Unterschiede bestanden. Tab. 40: Entwicklung des Hämatokrits (%) und des Hämoglobins (g/dl) (x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen T

ag Zeit HG P

t-test Tage

HG PG

t-test Tage

HG K

t-test Tage P PG K

Hämatokrit 1 0 43 ± 8 a1 40 ± 6 a4 40 ± 7 a7 n.s. 2 0 37 ± 6 b2 37 ± 6 b5 34 ± 4 ab n.s. 3 0 33 ± 4 c3 35 ± 4 b6 33 ± 5 b8 n.s.

1-2: p=0,0008, 1-3: p=0,0003, 2-3: p=0,0016, 4-5: p=0,0242, 4-6: p=0,004, 7-8: p=0,0346 Hämoglobin 1 0 18,6 ± 12,4 a1 14,1 ± 2,7 a4 13,9 ± 2,2 a7 n.s. 2 0 15,9 ± 10,7 b2 13,0 ± 1,9 a5 11,6 ± 1,3 b8 n.s. 3 0 14,0 ± 8,8 c3 12,0 ± 1,4 b6 11,7 ± 1,6 b9 n.s.

1-2: p=0,0024, 1-3: p=0,0075, 2-3: p=0,0241, 4-6: p=0,0044, 5-6: p=0,0229, 7-8: p=0,0286, 7-9: p=0,0387 a, b, ab, c: Kennzeichnung der Signifikanzen, dl: Deziliter g: Gramm, HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, x: Mittelwert Der relative Anteil der segmentkernigen Granulozyten lag am ersten Behandlungstag bei großer Variation innerhalb der einzelnen Gruppen zwischen 38 und 54%. Während im weiteren Verlauf in den Gruppen HG PG und HG K eine Zunahme zu verzeichnen war, blieb der Wert in der Gruppe HG P, ausgehend von einem vergleichsweise hohen Niveau, konstant. Die Zahl stabkerniger Granulozyten ließ sich aufgrund unregelmäßigen Nachweises nicht zwischen den Gruppen vergleichen. Aufgrund der vorliegenden Daten deutet sich eine Zunahme vom ersten zum dritten Tag an. Auch das Verhalten der eosinophilen Granulozyten kann nur eingeschränkt beurteilt werden, wobei sich eine Reduktion andeutete. Der Lymphozytenanteil zeigte bei den Gruppen HG P und HG K eine Reduktion, während er bei der Gruppe HG PH anstieg. Auch das Verhalten der Monozyten war uneinheitlich. Bei Ausgangswerten von 12-16% in den Gruppen HG PG und HG K ergab sich eine, aufgrund der hohen Variabilität, nur geringe Verminderung bis auf 6 bis 8% am Tag 3, während in der Gruppe HG P bei niedrigen Ausgangswerten eine Zunahme zu verzeichnen war.

57

Tab. 41: Entwicklung der Anzahl der segmentkernigen, stabkernigen und eosinophilen Granulozyten, Lymphozyten und Monozyten (% der Leukozytenzahl x±s) im Blut der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen T

ag Zeit HG P

t-test Tage

HG PG

t-test Tage

HG K

t-test Tage P PG K

Segmentkernige Granulozyten 1 0 54,3 ± 23,1 43,7 ± 26,8 a1 37,7 ± 22,1 n.s. 2 0 54,6 ± 15,4 41,0 ± 21,2 b2 66,2 ± 5,3 ab a3 b4 3 0 54,2 ± 26,4

n.s. 55,3 ± 10,1 ab 67,3 ± 6,1

n.s. n.s.

1-2: p=0,0277, 3-4: p=0,0383 Stabkernige Granulozyten 1 0 10,0 8,5 ± 7,8 4,7 ± 1,2 n.s. 2 0 6,0 10,8 ± 9,6 n.s. 7,5 ± 3,5 n.s. 3 0 12,3 ± 3,2

n.s. 24,5 ± 24,7

n.s. n.s.

Eosinophile Granulozyten 1 0 6,0 ± 4,2 13,0 ± 1,7 1,0 n.s. 2 0 4,0 7,0 ± 8,5 n.s. 1,5 ± 0,7 n.s. 3 0 1,0

n.s. 1,2 ± 0,7

n.s. n.s.

Lymphozyten 1 0 32,0 ± 17,4 30,0 ± 2,0 ab 41,0 ± 21,0 n.s. 2 0 30,0 ± 13,5 35,5 ± 22,8 a1 20,4 ± 3,6 n.s. 3 0 17,6 ± 9,8

n.s. 35,4 ± 12,7 b2 25,4 ± 10,1

n.s. n.s.

1-2: p=0,0037 Monozyten 1 0 5,3 ± 3,1 12,0 ± 12,1 16,3 ± 13,7 n.s. 2 0 12,4 ± 6,9 13,8 ± 9,5 9,6 ± 3,6 n.s. 3 0 18,4 ± 20,1

n.s. 6,0 ± 4,3

n.s. 8,1 ± 5,2

n.s. n.s.

a, b, ab: Kennzeichnung der Signifikanzen, HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, x: Mittelwert 1.6. Säuren-Basen Status Am ersten Tag waren signifikante Unterschiede zwischen den Gruppen zu beobachten (p=0,0328). In den beiden parenteral ernährten Gruppen war eine Ansäuerung des Blutes 6 Stunden nach Infusionsbeginn nachzuweisen, während sich in der Kontrollgruppe keine Reduktion des pH-Wertes zeigte. Der Basenüberschuß variierte in jeder Gruppe erheblich,

58

wobei sich in der Kontrollgruppe bereits zu Beginn des Beobachtungsintervalls niedrigere Werte als in Gruppe HG P und HG PG zeigten. Die weiteren, im Zusammenhang mit dem Basenüberschuß ermittelten Meßdaten Bicarbonat, partieller Sauerstoffdruck und partieller Kohlendioxiddruck zeigten einen klaren Behandlungseffekt (siehe Tab. 104 und 106 im Anhang) Tab. 42: Entwicklung des Blut-pH-Wertes und des Basenüberschusses (mval/l oder mmol/l x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen T

ag Zeit HG P

t-test Tag

HG PG t-test T

ag HG K

t-test Tag P PG K

pH Wert 1 0 7,41 ± 0,04 a1 7,41 ± 0,06 7,36 ± 0,03 a9 ab b10 6 7,39 ± 0,04 b2 7,40 ± 0,07 n.s. 7,36 ± 0,04 n.s. n.s. 2 0 7,40 ± 0,04 a3 7,41 ± 0,06 a5 7,37 ± 0,03 n.s. 6 7,37 ± 0,04 b4 7,37 ± 0,06 b6 7,37 ± 0,03 n.s. n.s. 3 0 7,39 ± 0,03 7,38 ± 0,05 a7 7,36 ± 0,01 n.s. 6 7,38 ± 0,02 n.s. 7,34 ± 0,05 b8 7,37 ± 0,02 n.s. n.s.

1-2: p=0,0074, 3-4: p=0,0079, 5-6: p=0,009, 7-8: p=0,0282, 9-10: p=0,0328 Basenüberschuß (BE) 1 0 1,24 ± 4,58 1,24 ± 5,25 -2,02 ± 1,97 n.s. 6 0,15 ± 4,06 n.s. 1,63 ± 3,63 n.s. -2,65 ± 3,12 n.s. ab a1 b2 2 0 -0,55 ± 3,63 2,46 ± 4,24 -2,63 ± 2,28 ab a3 b4 6 0,72 ± 4,2 n.s. 1,32 ± 5,52 n.s. -1,75 ± 1,27 n.s. n.s. 3 0 0,33 ± 3,32 2,63 ± 4,51 -2,48 ± 1,58 ab a5 b6 6 1,57 ± 2,76 n.s. 1,27 ± 5,47 n.s. -1,58 ± 2,31 n.s. n.s.

1-2: p=0,013, 3-4: p=0,008, 5-6: p=0,0083 a, b, ab: Kennzeichnung der Signifikanzen, HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle, l: Liter, mmol: Millimol, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, x: Mittelwert 1.7. Gerinnungsparameter Die Prothrombinzeit (gemessen bei 5 Tieren je Gruppe, welche im Rahmen der Therapie nicht mit Heparin behandelt wurden) als Maßstab für die exogene Gerinnungsaktivität verhielt sich zwischen den Behandlungsgruppen indifferent. Während der Infusion zeigte sich in allen Gruppen ein Abfall der PT-Werte, der sich in der Gruppe HG P teilweise absichern ließ mit p-Werten von 0,0178 und 0,0225. Die PT-Werte in der Gruppe HG P (p=0,0381) sowie HG PG (p=0,0222) in der 11. Stunde, das heißt eine Stunde nach Beendigung der täglichen Infusionsbehandlung, stiegen wieder an, während in der Kontrollgruppe rückläufige Werte zu beobachten waren.

59

Tab. 43: Ermittelte Prothrombinzeiten (% x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=5)

t-test Gruppen T

ag Zeit HG P

t-test Tag

HG PG

t-test Tag

HG K t-test T

ag P PG K

1 0 66,8 ± 19,0 a1 76,4 ± 28,9 ab 79,6 ± 16,6 n.s 6 60,4 ± 24,1 ab 73,4 ± 26,2 ab 66,4 ± 14,1 n.s 10 56,0 ± 18,9 b2 68,2 ± 19,1 a3 66,0 ± 13,1 n.s 11 82,2 ± 66,8 ab 75,4 ± 19,0 b4 59,3 ± 2,9

n.s.

n.s 2 0 72,2 ± 31,3 a5 87,8 ± 27,0 80,0 ± 13,1 n.s 6 64,8 ± 32,3 b6 86,2 ± 27,7 70,5 ± 16,7 n.s 10 65,0 ± 33,7 b7 86,0 ± 24,2 65,5 ± 13,2 n.s 11 71,8 ± 32,0 ab 99,8 ± 35,5

n.s.

57,5 ± 4,9

n.s.

n.s 3 0 77,0 ± 28,3 ab 109,4 ± 51,1 72,5 ± 31,6 n.s 6 75,2 ± 29,7 ab 96,0 ± 39,6 73,3 ± 33,2 n.s 10 73,6 ± 33,0 a8 96,8 ± 40,5 68,5 ± 27,1 n.s 11 82,4 ± 34,5 b9 101,4 ± 32,5

n.s.

53,0 ± 7,1

n.s.

n.s 1-2: p=0,0225, 3-4: p=0,0222, 5-6: p=0,0397, 5-7: p=0,0178, 8-9: p=0,0381 a, b, ab: Kennzeichnung der Signifikanzen, HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, x: Mittelwert Als ergänzende Parameter zur Einschätzung der möglichen Effekte einer parenteralen Infusion auf das Hämostasesystem wurden die Faktoren II, V, VII und X bei 5 Hunden je Gruppe gemessen. Eine Beeinflussung des Gerinnungssystems durch die unterschiedliche Behandlungsweise der Gruppen war an den vorliegenden Messungen nicht zu erkennen. Für Faktor II wurden Aktivitäten ermittelt, die während der Infusion zurückgingen, um sich im Anschluß wieder zu erhöhen. Absichern ließen sich die zurückgehenden Werte für die Gruppen HG P (p=0,045) und HG K (p=0,047) am ersten Tag. Die Aktivitäten des Faktor V zeigten einen ähnlichen Verlauf. Hier ließ sich die Erhöhung der Werte bei Gruppe HG P (p=0,019) am zweiten Tag, bei Gruppe HG PG (p=0,021) am ersten Tag und bei Gruppe HG K (p=0,048) am dritten Tag statistisch absichern. Für Faktor VII waren in Gruppe HG P am ersten Tag zurückgehende Werte (p=0,024) deutlich erkennbar, am dritten Tag ansteigende (p=0,002). Für Gruppe HG PG war am ersten Tag ein Anstieg der Aktivität zur 11. Stunde nachweisbar (p=0,012). Bei Faktor X war in der Gruppe HG P (p=0,006) und HG PG (0,037) am ersten Tag ein Abfall der Aktivität zu sichern. Ein Anstieg der Aktivität nach Beendigung der Infusion ließ sich bei Gruppe HG PG am zweiten Tag feststellen (p=0,039).

60

Tab. 44: Ermittelte Aktivitäten (%) der Faktoren II, V, VII und X (x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=5)

t-test Gruppen T

ag Zeit HG P

t-test Tag

HG PG

t-test Tag

HG K t-test T

ag P PG K

Faktor II 1 0 70,0 ± 7,8 a1 73,6 ± 10,0 78,6 ± 7,8 a4 n.s. 6 62,2 ± 5,2 b2 71,0 ± 4,1 72,0 ± 11,7 b5 a6 b7 ab 10 61,4 ± 7,3 b3 72,6 ± 6,6 72,0 ± 9,5 ab n.s. 11 85,6 ± 51,2 ab 73,8 ± 8,1

n.s.

68,3 ± 12,3 ab n.s. 2 0 69,0 ± 7,3 81,2 ± 12,4 76,3 ± 12,7 n.s. 6 62,8 ± 7,9 76,2 ± 10,5 76,0 ± 11,5 n.s. 10 61,4 ± 8,0 76,0 ± 16,4 70,8 ± 6,4 n.s. 11 64,4 ± 11,2

n.s

76,8 ± 18,1

n.s.

79,0 ± 1,4

n.s.

n.s. 3 0 65,4 ± 8,8 83,2 ± 19,2 74,5 ± 6,6 n.s. 6 66,0 ± 8,2 79,6 ± 16,7 69,3 ± 4,6 n.s. 10 61,8 ± 7,7 80,0 ± 22,5 72,0 ± 7,0 n.s. 11 64,6 ± 13,6

n.s

82,0 ± 21,6

n.s.

74,0 ± 1,4

n.s.

n.s. 1-2: p=0,0451, 1-3: p=0,0431, 4-5: p=0,0476, 6-7: p=0,0177 Faktor V 1 0 84,4 ± 17,3 102,4 ± 35,8 ab 92,8 ± 16,4 n.s. 6 90,6 ± 15,9 85,2 ± 18,7 a3 87,2 ± 16,4 n.s. 10 88,2 ± 26,3 95,6 ± 22,4 b4 103,2 ± 52,8 n.s. 11 109,0 ± 57,4

n.s.

105,4 ± 27,1 b5 109,7 ± 24,1

n.s.

n.s. 2 0 97,0 ± 28,1 ab 106,4 ± 31,4 128,8 ± 48,0 n.s. 6 99,8 ± 32,8 a1 115,2 ± 31,9 127,3 ± 49,1 n.s. 10 95,6 ± 27,9 ab 128,0 ± 43,1 114,8 ± 1,0 n.s. 11 136,4 ± 52,1 b2 127,4 ± 41,2

n.s

160,0 ± 42,4

n.s.

n.s. 3 0 100,6 ± 33,4 131,8 ± 58,6 146,0 ± 65,1 ab n.s. 6 108,0 ± 21,4 127,6 ± 53,3 129,8 ± 42,5 a6 n.s. 10 113,8 ± 40,7 127,8 ± 49,7 108,0 ± 22,9 ab n.s. 11 139,2 ± 61,8

n.s.

131,6 ± 43,6

n.s

112,0 ± 25,5 b7 n.s. 1-2: p=0,0191, 3-4: p=0,0215, 3-5: p=0,0294, 6-7: p=0,0489

61

Faktor VII 1 0 64,4 ± 26,1 a1 64,2 ± 26,9 ab 72,6 ± 27,8 n.s. 6 57,0 ± 27,7 b2 55,6 ± 16,9 a6 68,2 ± 25,1 n.s. 10 55,0 ± 23,5 b3 58,6 ± 16,2 a7 65,6 ± 21,1 n.s. 11 80,4 ± 68,3 ab 65,2 ± 15,5 b8 52,0 ± 6,2

n.s.

n.s. 2 0 65,8 ± 29,6 70,2 ± 18,2 79,8 ± 27,7 n.s. 6 62,6 ± 37,5 74,2 ± 28,1 67,8 ± 24,3 n.s. 10 57,2 ± 29,9 88,2 ± 36,6 65,5 ± 19,1 n.s. 11 71,2 ± 37,0

n.s.

86,2 ± 34,0

n.s.

58,0 ± 7,1

n.s.

n.s. 3 0 66,0 ± 20,6 ab 87,8 ± 44,3 69,8 ± 38,7 n.s. 6 62,4 ± 22,8 ab 86,6 ± 41,7 59,5 ± 34,2 n.s. 10 59,8 ± 26,6 a4 85,8 ± 46,0 54,0 ± 30,8 n.s. 11 75,6 ± 25,1 b5 89,6 ± 35,0

n.s.

43,5 ± 4,9

n.s.

n.s. 1-2: p=0,0248, 1-3: p=0,0291, 4-5: p=0,0022, 6-8: p=0,0125, 7-8: p=0,0439 Faktor X 1 0 69,4 ± 22,7 a1 71,4 ± 24,6 ab 69,6 ± 17,7 n.s. 6 63,6 ± 20,4 ab 65,6 ± 19,7 a3 60,6 ± 16,0 n.s. 10 60,6 ± 21,3 b2 70,2 ± 18,8 b4 61,8 ± 16,1 n.s. 11 87,4 ± 63,5 ab 84,2 ± 42,8 ab 57,3 ± 9,9

n.s.

n.s. 2 0 74,2 ± 30,9 87,0 ± 38,7 ab 81,3 ± 28,4 n.s. 6 70,8 ± 35,4 81,0 ± 22,2 ab 69,3 ± 13,7 n.s. 10 67,8 ± 34,2 83,6 ± 33,4 a5 57,0 ± 9,7 n.s. 11 77,6 ± 31,5

n.s.

97,4 ± 37,2 b6 67,5 ± 6,4

n.s.

n.s. 3 0 73,2 ± 27,8 99,6 ± 43,7 71,3 ± 24,9 n.s. 6 73,4 ± 30,2 98,8 ± 41,4 59,3 ± 18,8 n.s. 10 73,2 ± 33,5 102,8 ± 53,5 62,8 ± 14,0 n.s. 11 80,6 ± 42,1

n.s.

97,0 ± 35,8

n.s.

50,0 ± 7,1

n.s.

n.s. 1-2: p=0,006, 3-4: p=0,0377, 5-6: p=0,0393 a, b, ab: Kennzeichnung der Signifikanzen, HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, x: Mittelwert 1.8. Gesamtes und ionisiertes Calcium Die Calciumgehalte im Blutplasma verzeichneten in den Gruppen HG P und HG PG während der Behandlung rückläufige Werte, blieben aber innerhalb des klinischen Referenzbereiches. Innerhalb der Tage zeigten sich abfallende Werte, die sich absichern ließen (p-Werte von 0,011 bis 0,041). In der Gruppe HG K war unabhängig vom Untersuchungszeitpunkt ein konstantes Niveau des Calciumspiegels zu verzeichnen. Die Konzentrationen des ionisierten Calciums blieben in allen Untersuchungsgruppen konstant, wobei in der HG P und HG PG Gruppe eine Zunahme erkennbar war.

62

Tab. 45: Gemessene Plasmakonzentrationen des gesamten und ionisierten Calciums (mg/dl x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen T

ag Zeit HG P

t-test Tag

HG PG

t-test Tag

HG K t-test T

ag P PG K

Calcium (gesamt) 1 0 9,74 ± 0,68 10,06 ± 0,48 9,90 ± 1,12 n.s. 6 9,70 ± 0,56 9,82 ± 0,64 9,78 ± 0,60 n.s. 10 9,58 ± 0,56 9,90 ± 0,60 9,82 ± 0,60 n.s. 11 9,66 ± 0,60

n.s.

10,06 ± 0,68

n.s.

9,70 ± 0,84

n.s.

n.s. 2 0 9,62 ± 0,52 a1 9,82 ± 0,52 ac7 9,34 ± 0,80 n.s. 6 9,38 ± 0,40 bc2 9,58 ± 0,48 bc8 9,38 ± 0,76 n.s. 10 9,06 ± 0,88 b3 9,50 ± 0,48 b9 9,58 ± 0,76 n.s. 11 9,26 ± 0,72 c4 9,82 ± 0,64 ac10 9,78 ± 1,04

n.s.

n.s. 3 0 9,26 ± 0,52 a5 9,66 ± 0,64 a11 9,42 ± 1,28 n.s. 6 9,06 ± 0,56 b6 9,50 ± 0,64 bc12 9,58 ± 0,68 n.s. 10 9,06 ± 0,64 ab 9,50 ± 0,52 ab13 9,66 ± 0,76 n.s. 11 9,18 ± 0,56 ab 9,74 ± 0,44 ac14 9,70 ± 1,00

n.s.

a15 b16 ab 1-2: p=0,0256, 1-3: p=0,0115, 1-4: p=0,0152, 3-4: p=0,018, 5-6: p=0,0155, 7-8: p=0,0335, 7-9: p=0,0246 9-10: p=0,0352, 11-12: p=0,0353, 13-14: p=0,041, 15-16: p=0,0382 Calcium (ionisiert) 1 0 4,97 ± 0,32 a1 5,45 ± 0,36 5,21 ± 0,36 a6 b7 ab 6 5,53 ± 0,28 b2 5,33 ± 0,40 5,17 ± 0,44 n.s. 10 5,29 ± 0,36 c3 5,41 ± 0,40 5,33 ± 0,16 n.s. 11 5,37 ± 0,76 abc 5,77 ± 0,72

n.s.

5,37 ± 0,24

n.s.

n.s. 2 0 5,17 ± 0,32 5,41 ± 0,28 5,25 ± 0,24 n.s. 6 5,25 ± 0,20 5,37 ± 0,16 5,21 ± 0,20 n.s. 10 5,21 ± 0,52 5,37 ± 0,32 5,25 ± 0,28 n.s. 11 5,25 ± 0,44

n.s.

5,53 ± 0,40

n.s.

5,17 ± 0,12

n.s.

n.s. 3 0 5,09 ± 0,24 5,41 ± 0,24 5,37 ± 0,36 a4 a8 b9 ab 6 5,09 ± 0,44 5,49 ± 0,36 5,17 ± 0,28 b5 n.s. 10 5,37 ± 0,28 5,53 ± 0,28 5,33 ± 0,28 ab n.s. 11 5,37 ± 0,24

n.s.

5,57 ± 0,36

n.s.

5,41 ± 0,40 ab n.s. 1-2: p=0,0007, 1-3: p=0,0067, 2-3: p=0,0394, 4-5: p=0,0274, 6-7: p=0,009, 8-9: p=0,0075 a, b, c, ab, bc: Kennzeichnung der Signifikanzen, dl: Deziliter, HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle, mg: Milligramm, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, x: Mittelwert 1.9. Anorganisches Phosphat, Kalium und Natrium Die Plasmakonzentrationen an anorganischem Phosphat lagen zwischen 4,64 und 7,4 mg/dl (1,50 und 2,39 mmol/l). Infusionsbedingt kam es in Gruppe HG P (p-Werte von 0,008 bis

63

0,017) und HG PG (p=0,04) zu einem Rückgang der Phosphatgehalte, während in Gruppe HG K an den ersten beiden Tagen konstante Werte und am dritten Tag ein vergleichbarer Rückgang zu beobachten war. Während die Natriumgehalte außerordentlich konstant blieben und weder durch die Zusammensetzung der Infusionslösung noch eindeutig vom zeitlichen Verlauf der Behandlung abhängig waren, konnten bezüglich des Kaliums in den Gruppen HG P und HG PG geringere Konzentrationen im Vergleich zur Kontrollgruppe festgestellt werden. Die Kaliumspiegel blieben während der eigentlichen Behandlung weitgehend konstant, wobei sich insbesondere in der 6. Stunde abfallende Konzentrationen und in der 11. Stunde ansteigende Konzentrationen (HG P, HG PG) sichern ließen. Tab. 46: Gemessene Plasmakonzentrationen von anorganischem Phosphat, Kalium und Natrium (mg/dl x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen T

ag Zeit HG P

t-test Tag

HG PG

t-test Tag

HG K

t-test Tag P PG K

Anorganisches Phosphat 1 0 6,04 ± 1,12 a1 6,38 ± 1,18 a11 7,40 ± 2,69 n.s. 6 4,86 ± 1,67 b2 5,33 ± 1,73 b12 6,69 ± 2,17 n.s. 10 5,64 ± 1,27 ab 5,89 ± 1,80 a13 6,66 ± 1,46 n.s. 11 6,01 ± 1,18 a3 5,79 ± 1,46 ab 6,44 ± 1,36

n.s.

n.s. 2 0 5,64 ± 1,05 ac4 5,73 ± 1,46 a14 5,67 ± 0,99 n.s. 6 4,65 ± 0,90 b5 5,42 ± 1,58 a15 5,58 ± 1,02 n.s. 10 5,27 ± 1,02 a6 5,76 ± 1,61 a16 5,73 ± 1,05 n.s. 11 5,82 ± 1,05 c7 6,38 ± 1,58 b17 5,98 ± 1,49

n.s.

n.s. 3 0 5,67 ± 0,90 a8 5,85 ± 1,15 ab18 5,54 ± 1,33 ab n.s. 6 5,17 ± 1,12 abc 5,14 ± 1,12 a19 5,17 ± 1,02 a22 n.s. 10 5,70 ± 0,93 ac9 6,19 ± 1,49 b20 6,01 ± 1,12 b23 n.s. 11 6,23 ± 1,02 b10 6,66 ± 1,27 c21 6,41 ± 0,56 b24 n.s.

1-2: p=0,0084, 2-3: p=0,0185, 4-5: p=0,0177, 5-6: p=0,0173, 5-7: p=0,0029, 6-7: p=0,0017, 8-10: p=0,0009 9-10: p=0,0022, 11-12: p=0,0461, 12-13: p=0,0045, 14-17: p=0,0071, 15-17: p=0,0082, 16-17: p=0,0006 18-21: p=0,0018, 19-20: p=0,0247, 19-21: p=0,0027, 20-21: p=0,0062, 22-23: p=0,0457, 22-24: p=0,0007

64

Kalium 1 0 13,14 ± 2,15 ab 13,65 ± 2,23 15,37 ± 1,99 a12 a14 ab b15 6 12,79 ± 2,46 a1 13,41 ± 1,88 15,37 ± 1,72 b13 a16 a17 b18 10 13,06 ± 1,99 a2 13,88 ± 2,11 15,76 ± 1,72 ab a19 ab b20 11 13,80 ± 1,96 b3 14,59 ± 3,05

n.s.

15,68 ± 2,27 ab n.s. 2 0 13,29 ± 2,03 a4 14,47 ± 1,80 a8 14,86 ± 2,78 n.s. 6 13,41 ± 1,88 a5 13,14 ± 1,84 b9 14,94 ± 2,27 n.s. 10 13,84 ± 2,39 a6 13,29 ± 1,64 b10 14,62 ± 1,56 n.s. 11 14,74 ± 2,31 b7 14,51 ± 2,15 a11 15,21 ± 2,27

n.s.

n.s. 3 0 13,26 ± 1,96 13,84 ± 1,49 14,59 ± 1,92 n.s. 6 12,94 ± 1,92 13,26 ± 2,03 14,86 ± 1,88 n.s. 10 12,98 ± 1,96 13,41 ± 1,80 14,47 ± 1,96 n.s. 11 13,65 ± 2,39

n.s.

14,19 ± 2,03

n.s.

14,98 ± 1,60

n.s.

n.s. 1-2: p=0,0234, 1-3: p=0,0119, 4-7: p=0,0487, 5-7: p=0,0028, 6-7: p=0,0226, 8-9: p=0,0157, 9-11: p=0,0046 10-11: p=0,028, 12-13: p=0,0464, 14-15: p=0,0271, 16-18: p=0,0216, 17-18: p=0,032, 19-20: p=0,0076 Natrium 1 0 321,8 ± 11,5 ab 328,7 ± 9,2 331,0 ± 11,5 n.s. 6 321,8 ± 13,8 ab 326,4 ± 11,5 331,0 ± 9,2 n.s. 10 324,1 ± 16,1 a1 326,4 ± 9,2 333,3 ± 11,5 n.s. 11 328,7 ± 18,4 b2 328,7 ± 9,2

n.s.

335,6 ± 11,5

n.s.

n.s. 2 0 328,7 ± 16,1 a3 328,7 ± 9,2 326,4 ± 9,2 n.s. 6 326,4 ± 13,8 ab 326,4 ± 6,9 328,7 ± 9,2 n.s. 10 326,4 ± 13,8 b4 326,4 ± 6,9 328,7 ± 9,2 n.s. 11 326,4 ± 13,8 ab 328,7 ± 9,2

n.s.

331,0 ± 9,2

n.s.

n.s. 3 0 326,4 ± 13,8 328,7 ± 9,2 ab 328,7 ± 11,5 n.s. 6 328,7 ± 11,5 326,4 ± 9,2 a5 331,0 ± 9,2 n.s. 10 326,4 ± 11,5 328,7 ± 6,9 a6 333,3 ± 6,9 n.s. 11 328,7 ± 11,5

n.s.

331,0 ± 6,9 b7 333,3 ± 9,2

n.s.

n.s. 1-2: p=0,0212, 3-4: p=0,0332, 5-7: p=0,0112, 6-7: 0,0285 a, b, c, ab, ac, abc: Kennzeichnung der Signifikanzen, dl: Deziliter, HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle, mg: Milligramm, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, x: Mittelwert 1.10. Klinische Chemie Der Glukosespiegel im Plasma stieg während der Infusionsbehandlung bei den Gruppen HG P und HG PG an, besonders deutlich in der 6. Stunde. Der Anstieg am zweiten und dritten Tag war geringer als am ersten Tag. Nach Infusionsende fielen die Werte zurück auf das Ausgangsniveau. In der Kontrollgruppe waren konstante Blutzuckerspiegel festzustellen, die sich in der 6. (p=0,04 bzw. 0,001) und 10. Stunde (p=0,007 bzw. 0,0001) signifikant von denjenigen der beiden Vergleichsgruppen unterschieden. Bei der Lactatkonzentration war ein ähnlicher Anstieg und Abfall wie bei der Glukose festzustellen, der bei den beiden parenteral ernährten Gruppen am ausgeprägtesten war. Bei der HG PG Gruppe war dieser Verlauf am 1. und 2. Tag signifikant. Die Gruppen unterschieden sich auch statistisch am ersten Tag in der 6., 10. und 11. Stunde, am zweiten

65

Tag zu jeder Stunde und am dritten Tag zur 11. Stunde mit p-Werten, die zwischen 0,003 und 0,044 schwankten (siehe Tab 47). Die Triglyceridgehalte verhielten sich während der Beobachtungsdauer rückläufig, was sich in der Kontrollgruppe auch innerhalb des Tagesverlaufs im Vergleich zu den jeweiligen Ausgangswerten abzeichnete. In den beiden Gruppen HG P und HG PG, denen über die Infusionslösungen im Mittel jeweils 0,136 g Triglyceride/kg KM/h zugeführt wurden, ließen sich allenfalls geringe Veränderungen im Tagesverlauf ermitteln. Cholesterin zeigte ebenso wie die Triglyceride im Verlauf der dreitägigen Beobachtungsdauer rückläufige Werte, ohne daß zwischen den Gruppen Unterschiede hervortraten. Tab. 47: Ermittelte Glukose-, Lactat-, Triglycerid- und Cholesterinplasmakonzentrationen (mg/dl x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen T

ag Zeit HG P

t-test Tag

HG PG

t-test Tag

HG K

t-test Tag P PG K

Glukose 1 0 122,3 ± 29,7 a1 126,3 ± 30,6 a12 95,5 ± 26,1 n.s. 6 233,3 ± 112,8 b2 221,2 ± 82,5 b13 113,3 ± 32,2 a24 a25 b26 10 247,2 ± 99,4 b3 209,3 ± 55,7 b14 106,3 ± 15,1 a27 a28 b29 11 133,5 ± 59,1 a4 127,6 ± 48,5 a15 106,3 ± 13,3

n.s.

n.s. 2 0 133,9 ± 28,1 a5 128,1 ± 14,2 a16 104,7 ± 21,8 a30 a31 b32 6 184,1 ± 64,1 b6 198,9 ± 39,8 b17 110,1 ± 11,4 a33 a34 b35 10 187,2 ± 64,3 b7 183,4 ± 73,5 b18 114,2 ± 12,4 a36 a37 b38 11 143,4 ± 80,2 ab 125,4 ± 29,5 a19 114,9 ± 8,1

n.s.

n.s. 3 0 123,4 ± 13,5 a8 120,2 ± 14,4 a20 93,7 ± 28,8 a39 a40 b41 6 173,9 ± 58,2 b9 189,0 ± 74,6 b21 95,7 ± 47,4 a42 a43 b44 10 193,0 ± 73,9 b10 200,3 ± 106,3 b22 96,6 ± 17,3 a45 a46 b47 11 114,4 ± 22,9 a11 120,9 ± 24,3 a23 103,8 ± 13,5

n.s.

n.s. 1-2: p=0,0291, 1-3: p=0,007, 2-4: p=0,0057, 3-4: p=0,0009, 5-6: p=0,0297, 5-7: p=0,0327, 8-9: p=0,02 8-10: p=0,0148, 9-11: p=0,0291, 10-11: p=0,0242, 12-13: p=0,0042, 12-14: p=0,0012, 13-15: p=0,0003 14-15: p=0,0001, 16-17: p=0,0002, 16-18: p=0,0259, 17-19: p=0,0011, 18-19: p=0,0142, 20-21: p=0,0128 20-22: p=0,0371, 21-23: p=0,0086, 22-23: p=0,0259, 24-26: p=0,0456, 25-26: p=0,0019, 27-29: p=0,0074 28-29: p=0,0001, 30-32: p=0,0291, 31-32: p=0,0181, 33-35: p=0,009, 34-35: p=0,0001, 36-38: p=0,01 37-38: p=0,0284, 39-41: p=0,01, 40-41: p=0,0275, 42-44: p=0,0121, 43-44: p=0,0122, 45-47: p=0,0047 46-47: p=0,0236

66

Lactat 1 0 13,7 ± 10,4 7,8 ± 4,6 a1 11,7 ± 6,9 n.s. 6 16,1 ± 6,4 15,3 ± 5,6 b2 8,3 ± 3,0 a7 a8 b9 10 15,6 ± 6,4 12,9 ± 4,1 b3 8,2 ± 4,3 a10 a11 b12 11 15,3 ± 7,9

n.s.

25,9 ± 48,0 ab 8,1 ± 2,6

n.s.

a13 ab b14 2 0 14,1 ± 9,1 9,5 ± 3,6 a4 6,8 ± 2,5 a15 ab b16 6 16,7 ± 7,7 13,2 ± 3,9 b5 8,5 ± 2,5 a17 a18 b19 10 14,7 ± 5,7 11,6 ± 3,5 ab 7,5 ± 1,4 a20 a21 b22 11 13,3 ± 5,3

n.s.

12,6 ± 3,2 b6 8,1 ± 2,7

n.s.

a23 a24 b25 3 0 12,1 ± 4,9 11,4 ± 4,6 8,6 ± 2,2 n.s. 6 15,0 ± 4,4 15,0 ± 7,4 9,6 ± 3,7 n.s. 10 14,1 ± 4,5 12,6 ± 9,0 12,2 ± 7,1 n.s. 11 16,5 ± 8,4

n.s.

14,2 ± 9,1

n.s.

7,4 ± 3,2

n.s.

a26 ab b27 1-2: p=0,0021, 1-3: p=0,0311, 4-5: p=0,0293, 4-6: p=0,0418, 7-9: p=0,0045, 8-9: p=0,0037, 10-12: p=0,0118 11-12: p=0,0272, 13-14: p=0,0376, 15-16: p=0,0445, 17-19: p=0,0089, 18-19: p=0,0164, 20-22: p=0,0032 21-22: p=0,0128, 23-25: p=0,0258, 24-25: p=0,0188, 26-27: p=0,02 Triglyceride 1 0 137,4 ± 95,4 100,6 ± 44,6 107,6 ± 49,0 a7 n.s. 6 125,1 ± 51,6 103,3 ± 37,6 96,3 ± 46,4 b8 n.s. 10 118,1 ± 44,6 103,3 ± 29,8 103,3 ± 53,4 ab n.s. 11 112,9 ± 39,4

n.s.

95,4 ± 28,0

n.s.

113,8 ± 57,8 ab n.s. 2 0 119,9 ± 56,9 81,4 ± 23,6 a3 87,5 ± 28,9 a9 n.s. 6 123,4 ± 49,9 92,8 ± 21,0 bc4 74,4 ± 28,0 b10 a14 ab b15 10 117,3 ± 46,4 98,9 ± 16,6 b5 74,4 ± 22,8 b11 a16 a17 b18 11 119,0 ± 39,4

n.s.

89,3 ± 21,9 c6 81,4 ± 25,4 ab n.s. 3 0 96,3 ± 23,6 a1 76,1 ± 15,8 84,9 ± 22,8 n.s. 6 108,5 ± 30,6 b2 85,8 ± 16,6 77,9 ± 20,1 a19 ab b20 10 112,9 ± 33,3 ab 91,9 ± 22,8 77,9 ± 14,9 a21 ab b22 11 104,1 ± 29,8 ab 83,1 ± 13,1

n.s.

78,8 ± 23,6

n.s.

n.s. 1-2: p=0,0217, 3-4: p=0,0195, 3-5: p=0,0039, 3-6: p=0,03, 5-6: p=0,0255, 7-8: p=0,04, 9-10: p=0,0281 9-11: p=0,0496, 14-15: p=0,0314, 16-18: p=0,0385, 17-18: p=0,0259, 19-20: p=0,041, 21-22: p=0,0231

67

Cholesterin 1 0 260,6 ± 72,3 a1 260,2 ± 65,0 a13 230,8 ± 84,3 a25 n.s. 6 239,3 ± 72,7 bc2 233,5 ± 54,9 b14 201,8 ± 64,2 b26 n.s. 10 231,6 ± 60,3 b3 229,7 ± 55,7 b15 196,4 ± 61,5 b27 n.s. 11 243,2 ± 68,8 c4 234,7 ± 48,3 b16 205,7 ± 34,8 ab n.s. 2 0 226,2 ± 50,3 a5 213,0 ± 37,1 a17 177,9 ± 60,7 n.s. 6 200,3 ± 49,9 b6 188,7 ± 31,3 b18 164,7 ± 66,5 n.s. 10 189,5 ± 47,2 c7 179,8 ± 26,7 c19 163,2 ± 58,0 n.s. 11 198,0 ± 47,9 b8 188,3 ± 26,3 b20 180,6 ± 38,3

n.s.

n.s. 3 0 191,4 ± 56,1 a9 180,6 ± 29,0 a21 160,8 ± 46,8 a28 n.s. 6 181,3 ± 56,8 b10 158,1 ± 26,7 bc22 154,3 ± 44,9 b29 n.s. 10 168,6 ± 53,4 c11 153,5 ± 29,8 b23 158,5 ± 43,3 ab n.s. 11 175,9 ± 57,6 b12 160,1 ± 29,4 c24 174,0 ± 31,7 ab n.s.

1-2: p=0,0018, 1-3: p=0,0014, 1-4: p=0,0015, 3-4: p=0,0252, 5-6: p=0,0001, 5-7: p=0,0001, 5-8: p=0,0009 6-7: p=0,0119, 7-8: p=0,0019, 9-10: p=0,0016, 9-11: p=0,0005, 9-12: p=0,0025, 10-11: p=0,0024, 10-12: p=0,02 11-12: p=0,0478, 13-14: p=0,0198, 13-15: p=0,0191, 13-16: p=0,0341, 17-18: p=0,0008, 17-19: p=0,0004 17-20: p=0,0037, 18-19: p=0,04, 19-20: p=0,0027, 21-22: p=0,0002, 21-23: p=0,0005, 21-24: 0,01 23-24: p=0,013, 25-26: p=0,0184, 25-27: p=0,0139, 28-29: p=0,0067 a, b, c, ab, bc: Kennzeichnung der Signifikanzen, dl: Deziliter, HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle, mg: Milligramm, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, x: Mittelwert 1.10.1. Ammoniak Die Ammoniakkonzentration wurde 6 Stunden nach Infusionsbeginn gemessen. Die Bewertungsmöglichkeiten sind allerdings als eingeschränkt zu erachten, da die Messungen entweder aufgrund mangelnder Blutvolumina der Patienten oder aber wegen meßtechnischer Schwierigkeiten nicht bei allen Hunden durchgeführt werden konnten. Die Ammoniakkonzentration wurde am ersten Tag bei 4 Tieren der Gruppe HG P, zwei Tieren der Gruppe HG PG und 4 Hunden der Gruppe HG K, am zweiten Tag bei jeweils drei Hunden der einzelnen Gruppen und am dritten Tag bei drei Patienten der Gruppe HG P, einem Patienten der Gruppe HG PG und einem Hund der Gruppe HG K ermittelt. Weiterhin unterlagen die Werte großen Schwankungen, befanden sich aber in allen Gruppen im Referenzbereich. Werte über 100 µg/dl oder 60 µmol/l, die für eine Hyperammonämie sprechen, wurden von einem Patienten in der Gruppe HG P am ersten Tag mit 106 µg/dl oder 62,22 µmol/l erreicht, in der Gruppe HG PG von einem Patienten am dritten Tag mit 186 µg/dl oder 109,2 µmol/l und in der Gruppe HG K von einem Patienten am ersten und zweiten Tag mit 136 oder 79,84 bzw. 130 µg/dl oder 76,31 µmol/l und von einem weiteren am ersten Tag mit 144 µg/dl oder 84,44 µmol/l.

68

Tab. 48: Ermittelte Ammoniakkonzentrationen im Plasma (µg/dl x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=siehe Text)

t-test Gruppen T

ag Zeit HG P

t-test Tage

HG PG

t-test Tage

HG K t-test T

age P PG K

1 6 73,8 ± 24,8 44,7 ± 11,9 94,5 ± 53,0 n.s. 2 6 39,3 ± 18,5 59,6 ± 22,2 77,3 ± 74,5 n.s. 3 6 65,7 ± 9,9

n.s. 186,0

n.s. 49,6

n.s.

dl: Deziliter, HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle, µg: Mikrogramm, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, x: Mittelwert 1.10.2. Harnstoff und Kreatinin Der Harnstoffgehalt im Plasma reduzierte sich im Verlauf der Studie, wobei in beiden parenteral ernährten Gruppen ein Anstieg der Konzentration zur 6. Stunde (p=0,0002) und ein Abfall zur 10. und 11. Stunde (p-Werte von 0,003 bis 0,046) festzustellen war. Die Kreatiningehalte lagen in allen Gruppen innerhalb des klinischen Referenzbereiches und reduzierten sich im Verlauf der Studie signifikant (p-Werte siehe Tab. 49). Durch die Flüssigkeitsinfusion ergaben sich geringere Gehalte im Tagesverlauf. Tab. 49: Ermittelte Harnstoffkonzentrationen in mg/dl und Kreatininkonzentrationen in mg/dl im Plasma (x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen T

ag Zeit HG P

t-test Tag

HG PG

t-test Tag

HG K

t-test Tag P PG K

Harnstoff 1 0 27,6 ± 11,4 ab 37,4 ± 36,1 ab 51,3 ± 54,0 ab n.s. 6 29,4 ± 16,2 a1 37,9 ± 24,3 ab 48,3 ± 39,8 a15 n.s. 10 28,4 ± 16,2 a2 37,2 ± 20,9 a7 41,4 ± 35,5 b16 n.s. 11 26,0 ± 15,3 b3 32,7 ± 18,3 b8 33,7 ± 31,5 ab n.s. 2 0 23,7 ± 13,5 ab 22,6 ± 9,9 a9 23,2 ± 14,1 n.s. 6 25,3 ± 12,0 a4 26,5 ± 7,7 ab 22,2 ± 13,0 n.s. 10 23,9 ± 12,0 a5 27,4 ± 8,6 b10 20,0 ± 13,0 n.s. 11 22,2 ± 10,7 b6 25,2 ± 8,9 a11 19,4 ± 11,0

n.s.

n.s. 3 0 19,0 ± 9,1 20,2 ± 10,6 a12 18,7 ± 8,8 a17 n.s. 6 24,9 ± 15,9 28,9 ± 9,7 b13 18,5 ± 8,8 ac18 n.s. 10 24,0 ± 9,6 29,8 ± 9,8 b14 13,9 ± 8,0 b19 a20 a21 b22 11 22,2 ± 8,1

n.s.

28,3 ± 10,7 ab 14,2 ± 8,7 ab ab a23 b24 1-3: p=0,0024, 2-3: p=0,0063, 4-6: p=0,0462, 5-6: p=0,0135, 7-8: p=0,003, 9-10: p=0,0378, 10-11: 0,0001 12-13: p=0,0002, 12-14: p=0,0371, 17-18: p=0,0002, 17-19: p=0,0371, 20-22: p=0,042, 21- 22: p=0,0037 23-24: p=0,00276

69

Kreatinin 1 0 0,61 ± 0,33 a1 0,62 ± 0,39 1,00 ± 0,84 a16 n.s. 6 0,62 ± 0,31 a2 0,49 ± 0,25 0,83 ± 0,48 ab n.s. 10 0,59 ± 0,39 ab 0,50 ± 0,24 0,77 ± 0,43 b17 n.s. 11 0,57 ± 0,28 b3 0,45 ± 0,24

n.s.

0,70 ± 0,37 ab n.s. 2 0 0,63 ± 0,42 a4 0,52 ± 0,22 a10 0,59 ± 0,27 a18 n.s. 6 0,53 ± 0,32 b5 0,47 ± 0,21 b11 0,59 ± 0,20 b19 n.s. 10 0,49 ± 0,30 c6 0,43 ± 0,17 b12 0,60 ± 0,18 b20 n.s. 11 0,50 ± 0,28 cb7 0,43 ± 0,17 b13 0,54 ± 0,06 ab n.s. 3 0 0,53 ± 0,26 a8 0,51 ± 0,22 a14 0,58 ± 0,28 n.s. 6 0,51 ± 0,23 b9 0,45 ± 0,17 b15 0,63 ± 0,23 n.s. 10 0,52 ± 0,18 ab 0,49 ± 0,13 ab 0,61 ± 0,20 n.s. 11 0,52 ± 0,17 ab 0,50 ± 0,16 ab 0,54 ± 0,05

n.s.

n.s. 1-3: p=0,0326, 2-3: p=0,0382, 4-5: p=0,025, 4-6: p=0,01, 4-7: p=0,0241, 5-6: p=0,0134, 8-9: p=0,0131 10-11: p=0,0179, 10-12: p=0,007, 10-13: p=0,013, 14-15: p=0,0142, 16-17: p=0,0494, 18-19: p=0,0046 18-20: p=0,0363 a, b, c, cb: Kennzeichnung der Signifikanzen, dl: Deziliter, HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle, mg: Milligramm, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, x: Mittelwert 1.10.3. Leberenzyme und Gesamtbilirubin Die zur Charakterisierung der Leberfunktion erfaßten Enzyme ALT, aP und GLDH lagen jeweils innerhalb des Referenzbereiches. Die Aktivitäten, zusätzlich auch der Bilirubingehalt im Plasma, gingen im Verlauf der dreitägigen Beobachtungszeit zurück. Veränderungen während der Infusion zeigten sich in Form einer Reduktion die sich teilweise sichern ließ.

70

Tab. 50: Gemessene Enzymaktivitäten von ALT, aP und GLDH (U/l) und Plasmakonzentrationen von Gesamtbilirubin (mg/dl) (x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen T

ag Zeit HG P

t-test Tag

HG PG

t-test Tag

HG K

t-test Tag P PG K

ALT 1 0 30,02 ± 33,60 33,31 ± 50,94 44,63 ± 57,82 ab n.s. 6 21,66 ± 20,92 27,52 ± 40,14 40,53 ± 45,03 a7 n.s. 10 21,60 ± 18,02 25,07 ± 35,08 37,81 ± 42,35 b8 n.s. 11 22,57 ± 18,87

n.s.

24,67 ± 34,00

n.s.

42,07 ± 46,62 ab n.s. 2 0 19,84 ± 11,94 a1 21,55 ± 26,38 18,65 ± 9,89 n.s. 6 16,66 ± 8,36 b2 18,19 ± 20,58 18,99 ± 7,79 n.s. 10 16,09 ± 7,73 ab3 16,15 ± 16,43 19,33 ± 8,13 n.s. 11 17,17 ± 8,13 ac4 16,88 ± 17,51

n.s.

19,44 ± 8,24

n.s.

n.s. 3 0 15,24 ± 7,05 a5 13,93 ± 11,88 17,74 ± 8,93 a9 n.s. 6 14,50 ± 6,82 b6 12,11 ± 8,70 18,87 ± 9,04 ab n.s. 10 13,70 ± 6,31 ab 11,88 ± 8,41 18,08 ± 8,30 b10 n.s. 11 14,33 ± 7,16 ab 12,00 ± 8,36

n.s.

19,10 ± 9,55 ab n.s. 1-2: p=0,042, 3-4: p=0,0025, 5-6: p=0,0297, 7-8: p=0,0265, 9-10: p=0,0087 aP 1 0 396 ± 298 350 ± 367 314 ± 270 n.s. 6 421 ± 320 348 ± 374 340 ± 374 n.s. 10 431 ± 317 351 ± 359 338 ± 378 n.s. 11 454 ± 356

n.s.

342 ± 373

n.s.

363 ± 404

n.s.

n.s. 2 0 420 ± 351 a1 315 ± 334 ab 209 ± 136 n.s. 6 369 ± 306 b2 283 ± 303 ab 200 ± 118 n.s. 10 347 ± 281 b3 256 ± 254 a5 210 ± 134 n.s. 11 361 ± 304 b4 274 ± 266 b6 217 ± 149

n.s.

n.s. 3 0 337 ± 262 245 ± 193 ab 216 ± 135 n.s. 6 345 ± 245 232 ± 176 ab 228 ± 139 n.s. 10 312 ± 211 228 ± 159 a7 225 ± 128 n.s. 11 327 ± 218

n.s.

239 ± 159 b8 223 ± 163

n.s.

n.s. 1-2: p=0,0111, 1-3: p=0,0172, 1-4: p=0,0055, 5-6: p=0,0324, 7-8: p=0,0075

71

GLDH 1 0 7,27 ± 5,33 a1 9,45 ± 10,69 a8 5,38 ± 5,25 n.s. 6 4,51 ± 2,73 b2 6,66 ± 6,88 b9 5,28 ± 4,63 n.s. 10 3,70 ± 2,05 b3 5,25 ± 4,87 ab 5,12 ± 4,66 n.s. 11 3,64 ± 1,91 b4 5,00 ± 4,59 ab 4,63 ± 4,80

n.s.

n.s. 2 0 2,92 ± 1,76 a5 2,94 ± 1,95 a10 2,32 ± 1,11 n.s. 6 2,32 ± 0,93 b6 2,32 ± 1,22 a11 2,12 ± 0,68 n.s. 10 2,00 ± 0,63 b7 2,00 ± 1,00 b12 1,98 ± 0,59 n.s. 11 2,26 ± 0,68 ab 2,05 ± 0,89 ab 1,71 ± 0,54

n.s.

n.s. 3 0 1,63 ± 0,46 1,77 ± 0,60 1,77 ± 0,86 a13 n.s. 6 1,50 ± 0,60 1,63 ± 0,46 1,87 ± 1,18 ab n.s. 10 1,61 ± 0,51 1,70 ± 0,58 1,58 ± 0,72 b14 n.s. 11 1,54 ± 0,62

n.s.

1,52 ± 0,53

n.s.

1,73 ± 0,86 ab n.s. 1-2: p=0,0334, 1-3: p=0,02, 1-4: p=0,0244, 5-6: p=0,0155, 5-7: p=0,0053, 8-9: p=0,0487, 10-12: p=0,0298 11-12: p=0,0265, 13-14: p=0,0484 Gesamtbilirubin 1 0 0,28 ± 0,27 0,23 ± 0,35 0,47 ± 0,85 n.s. 6 0,26 ± 0,23 0,21 ± 0,29 0,51 ± 0,84 n.s. 10 0,26 ± 0,27 0,19 ± 0,24 0,48 ± 0,78 n.s. 11 0,29 ± 0,30

n.s.

0,11 ± 0,12

n.s.

0,60 ± 0,87

n.s.

n.s. 2 0 0,27 ± 0,26 a1 0,15 ± 0,15 a3 0,14 ± 0,13 n.s. 6 0,22 ± 0,21 b2 0,11 ± 0,12 b4 0,14 ± 0,14 n.s. 10 0,21 ± 0,24 ab 0,10 ± 0,10 b5 0,13 ± 0,17 n.s. 11 0,24 ± 0,28 ab 0,15 ± 0,12 ab 0,13 ± 0,17

n.s.

n.s. 3 0 0,20 ± 0,19 0,12 ± 0,10 0,17 ± 0,09 n.s. 6 0,16 ± 0,13 0,10 ± 0,10 0,13 ± 0,13 n.s. 10 0,14 ± 0,10 0,08 ± 0,11 0,14 ± 0,10 n.s. 11 0,16 ± 0,11

n.s.

0,12 ± 0,13

n.s.

0,13 ± 0,16

n.s.

n.s. 1-2: p=0,03, 3-4: p=0,0367, 3-5: p=0,0328 a, b, ab: Kennzeichnung der Signifikanzen, dl: Deziliter, HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle, l: Liter, mg: Milligramm, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, U: Unit, x: Mittelwert 1.10.4. Albumin und Gesamteiweiß Albumin und Gesamteiweiß zeigten im Versuchsverlauf deutlich rückläufige Konzentrationen. Bei den Gruppen HG P und HG PG ergab sich im Tagesverlauf eine Konzentrationsabnahme von der 0. bis zur 10. Stunde, die gefolgt von einer geringgradigen Zunahme bis zur 11. Stunde war. Dieser Anstieg erreichte aber nie den Ausgangswert. Die Konzentrationsänderungen waren immer signifikant, mit p-Werten die von 0,0001 bis 0,047 reichten (siehe Tab. 51). Bei der Gruppe HG K waren bei beiden Parametern abfallende Konzentrationen festzustellen, die keinem einheitlichen Schema zuzuordnen waren. Die signifikanten Differenzen beschränkten sich hier jeweils nur auf den ersten Tag (für Albumin p-Werte von 0,0049 bis p=0,045 und für Gesamteiweiß p-Werte von 0,0054 bis 0,0394)

72

Tab. 51: Ermittelte Albumin- und Gesamteiweißkonzentrationen im Plasma (g/dl x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen T

ag Zeit HG P

t-test Tag

HG PG

t-test Tag

HG K t-test T

ag P PG K

Albumin 1 0 2,04 ± 0,63 a1 2,08 ± 0,23 a10 2,16 ± 0,50 a22 n.s. 6 1,95 ± 0,25 bd2 1,98 ± 0,20 b11 2,02 ± 0,39 b23 n.s. 10 1,85 ± 0,24 c3 1,90 ± 0,20 c12 1,96 ± 0,42 c24 n.s. 11 1,96 ± 0,27 d4 1,88 ± 0,34 cb13 1,89 ± 0,42 b25 n.s. 2 0 1,71 ± 0,54 a5 1,92 ± 0,20 a14 1,87 ± 0,49 n.s. 6 1,60 ± 0,52 b6 1,80 ± 0,21 b15 1,94 ± 0,50 n.s. 10 1,52 ± 0,52 c7 1,73 ± 0,18 b16 1,99 ± 0,44 n.s. 11 1,51 ± 0,56 abc 1,77 ± 0,19 c17 1,94 ± 0,57

n.s.

n.s. 3 0 1,52 ± 0,28 ab 1,72 ± 0,25 a18 1,85 ± 0,58 n.s. 6 1,72 ± 0,35 a8 1,59 ± 0,32 b19 2,00 ± 0,38 n.s. 10 1,60 ± 0,34 b9 1,55 ± 0,29 b20 1,94 ± 0,41 n.s. 11 1,65 ± 0,27 ab 1,60 ± 0,27 b21 1,92 ± 0,43

n.s.

n.s. 1-2: p=0,0016, 1-3: p=0,0001, 1-4: p=0,0018, 2-3: p=0,0198, 3-4: p=0,0041, 5-6: p=0,0332, 5-7: p=0,0066 6-7: p=0,0474, 10-11: p=0,0175, 10-12: p=0,0006, 10-13: p=0,0294, 11-12: p=0,01, 14-15: p=0,006 14-16: p=0,0001, 14-17: p=0,0005, 16-17: p=0,0231, 18-19: p=0,0205, 18-20: p=0,0023, 18-21: p=0,0248 22-23. p=0,045, 22-24: p=0,0049, 22-25: p=0,0427, 23-24: p=0,033, 24-25: p=0,0157 Gesamteiweiß 1 0 5,30 ± 0,53 a1 4,89 ± 0,63 a13 5,05 ± 0,84 a24 n.s. 6 4,77 ± 0,76 b2 4,61 ± 0,58 b14 4,59 ± 0,53 b25 n.s. 10 4,50 ± 0,52 c3 4,54 ± 0,52 b15 4,44 ± 0,55 c26 n.s. 11 4,76 ± 0,69 b4 4,44 ± 0,68 ab 4,30 ± 0,36 cb27 n.s. 2 0 4,66 ± 0,47 a5 4,57 ± 0,64 a16 4,28 ± 0,67 n.s. 6 4,25 ± 0,49 b6 4,19 ± 0,61 bc17 4,23 ± 0,65 n.s. 10 4,06 ± 0,49 c7 4,09 ± 0,62 b18 4,28 ± 0,50 n.s. 11 4,22 ± 0,50 b8 4,24 ± 0,63 c19 4,13 ± 0,65

n.s.

n.s. 3 0 4,27 ± 0,69 a9 4,14 ± 0,72 a20 4,11 ± 0,90 n.s. 6 4,11 ± 0,65 b10 3,81 ± 0,78 b21 4,30 ± 0,51 n.s. 10 3,94 ± 0,70 c11 3,72 ± 0,72 b22 4,26 ± 0,56 n.s. 11 4,04 ± 0,65 bc12 3,84 ± 0,73 b23 4,09 ± 0,47

n.s.

n.s. 1-2: p=0,0084, 1-3: p=0,0003, 1-4: p=0,0009, 2-3: p=0,0356, 3-4: p=0,0363, 5-6: 0,0004, 5-7: p=0,0001 5-8: p=0,0005, 6-7: p=0,0222, 7-8: p=0,0022, 9-10: p=0,0003, 9-11: p=0,001, 9-12: p=0,0001, 10-11: p=0,0255 13-14: p=0,0168, 13-15: p=0,0048, 16-17: p=0,0015, 16-18: p=0,0001, 16-19: p=0,0001, 18-19: p=0,0062 20-21: p=0,0039, 20-22: p=0,0014, 20-23: p=0,0172, 24-25: p=0,0082, 24-26: p=0,0054, 24-27: p=0,0295 25-26: p=0,0394 a, b, c, d, ab, abc, bd: Kennzeichnung der Signifikanzen, dl: Deziliter, HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle, mg: Milligramm, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, x: Mittelwert

73

1.11. Aminosäuren a) Essentielle Aminosäuren In den Infusionslösungen sowohl der Gruppen HG P und HG PG sowie in der routinemäßig eingesetzten aminosäurehaltigen Lösung, die der Kontrollgruppe verabreicht wurde, waren Arginin, Histidin, Leucin, Lysin, Isoleucin, Methionin, Phenylalanin, Threonin, Tryptophan und Valin als essentielle Aminosäuren enthalten. Es wurden jeweils die Konzentrationen im Plasma am Tag eins und drei vor der Infusionsbehandlung sowie am Tag drei 6 Stunden nach Beginn der Infusion ermittelt. Dabei ergaben sich deutliche Veränderungen im Verlauf der Studie. Die Gehalte von Isoleucin, Leucin, Phenylalanin, Threonin und Valin zeigten einen Konzentrationsrückgang von Tag eins zu Tag drei, der unabhängig von der jeweiligen Behandlung auftrat. Am Tag 3 traten bei den Aminosäuren Methionin (Gruppe HG P p=0,0108 und Gruppe HG PG p=0,0085), Phenylalanin (Gruppe HG P p=0,0267) und Valin (Gruppe HG P p00,0167) in den Gruppen infusionsbedingte Veränderungen auf, die in Gruppe HG K nicht signifikant waren. Die Plasmakonzentrationen der ebenfalls essentiellen Aminosäuren Arginin, Histidin, Lysin, Methionin und Tryptophan blieben im Versuchsverlauf weitgehend konstant. Tab. 52: Gemessene Plasmakonzentrationen von essentiellen Aminosäuren (µmol/l x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen T

ag Zeit HG P

t-test Tag

HG PG

t-test Tag

HG K

t-test Tag P PG K

Arginin 1 0 68,31 ± 16,65 84,39 ± 26,41 84,96 ± 22,39 n.s. 3 0 72,33 ± 42,48 89,55 ± 30,42 82,09 ± 36,74 n.s. 6 112,51 ± 57,98 n.s. 143,51 ± 56,26 n.s. 99,31 ± 39,04 n.s. n.s.

Histidin 1 0 65,08 ± 19,33 61,86 ± 19,33 80,54 ± 17,40 n.s. 3 0 56,06 ± 20,62 76,03 ± 21,91 63,14 ± 20,62 n.s. 6 63,14 ± 23,20 n.s. 84,41 ± 20,62 n.s. 71,52 ± 17,40 n.s. n.s.

Leucin 1 0 141,01 ± 49,54 199,70 ± 80,79 189,02 ± 54,12 n.s. 3 0 92,23 ± 41,16 139,48 ± 48,78 141,01 ± 42,68 n.s. 6 122,71 ± 77,74 n.s. 124,24 ± 43,45 n.s. 118,90 ± 51,83 n.s. n.s.

74

Lysin 1 0 117,65 ± 34,88 122,44 ± 26,68 153,90 ± 33,52 a1 a2 b3 3 0 105,34 ± 62,93 146,37 ± 38,99 129,96 ± 51,30 n.s. 6 117,65 ± 57,46 n.s. 139,53 ± 47,88 n.s. 129,96 ± 31,46 n.s. n.s.

1-3: p=0,0414, 2-3: p=0,0468 Isoleucin 1 0 77,74 ± 20,58 114,33 ± 41,92 111,28 ± 41,16 a1 b2 ab 3 0 54,88 ± 25,15 76,22 ± 24,39 81,55 ± 27,44 n.s. 6 93,75 ± 52,59 n.s. 91,46 ± 30,49 n.s. 71,65 ± 33,54 n.s. n.s.

1-2: p=0,0394 Methionin 1 0 42,23 ± 8,71 50,27 ± 11,39 57,64 ± 16,09 n.s. 3 0 41,55 ± 18,10 a1 49,60 ± 16,76 a3 48,93 ± 24,13 n.s. 6 66,35 ± 24,13 b2 127,35 ± 55,63 b4 60,99 ± 19,44 n.s. a5 b6 a7

1-2: p=0,0108, 3-4: p=0,005, 5-6: p=0,0085, 6-7: p=0,0098 Phenylalanin 1 0 81,11 ± 22,40 88,38 ± 19,37 78,09 ± 29,06 n.s. 3 0 70,82 ± 19,37 a1 75,67 ± 12,11 65,38 ± 30,87 n.s. 6 85,35 ± 15,74 b2 88,38 ± 29,66 n.s. 82,32 ± 37,53 n.s. n.s.

1-2: p=0,0267 Threonin 1 0 176,32 ± 65,49 235,94 ± 67,17 246,85 ± 112,51 n.s. 3 0 179,68 ± 76,41 204,03 ± 108,31 205,71 ± 109,99 n.s. 6 183,04 ± 72,21 n.s. 214,11 ± 42,82 n.s. 230,90 ± 92,36 n.s. n.s.

Tryptophan 1 0 34,77 ± 28,40 35,26 ± 11,75 27,42 ± 8,81 n.s. 3 0 31,34 ± 21,55 36,24 ± 19,59 23,02 ± 4,90 n.s. 6 46,52 ± 20,57 n.s. 39,67 ± 22,53 n.s. 32,32 ± 11,26 n.s. n.s.

Valin 1 0 185,15 ± 59,73 254,27 ± 95,56 233,79 ± 47,78 n.s. 3 0 140,78 ± 61,43 a1 178,33 ± 60,58 208,19 ± 57,17 n.s. 6 207,34 ± 79,35 b2 225,26 ± 68,26 n.s. 220,14 ± 58,87 n.s. n.s.

1-2: p=0,0167 a, b, ab: Kennzeichnung der Signifikanzen, HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle, l: Liter, µmol: Mikromol, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, x: Mittelwert b) Nicht-essentielle Aminosäuren Auch bei den nicht-essentiellen Aminosäuren zeigte sich ein unterschiedliches Verhalten.

75

Höhere Gehalte am Tag drei gegenüber Tag eins ergaben sich für Alanin, Glycin, 1- und 3-Methyl-Histidin und Serin (nur in Gruppe HG P und HG PG), während sich für Asparagin, Citrullin, Cystathionin, Cystin, Glutaminsäure, Prolin und Tyrosin weitgehend konstante und für α-Aminoadipin, α-Aminobuttersäure, Asparaginsäure, Carnosin, Ornithin und Taurin verminderte Konzentrationen zeigten. Die Konzentrationen des Glutamins blieben in der Gruppe HG P weitgehend auf einem einheitlichen Niveau, während sich in der Gruppe HG PG eine Zu- und in der Kontrollgruppe eine Abnahme zeigte, allerdings in einen Bereich, der mit den Konzentrationen in Gruppe HG P vergleichbar war. Für die Aminosäuren α-Aminobuttersäure, Asparagin und Glutaminsäure ließ sich ein Behandlungseffekt sichern. Bei ausschließlicher Betrachtung der durch die Infusion selbst hervorgerufenen Veränderungen ist bei nahezu allen Parametern eine infusionsbedingte Konzentrationszunahme festzustellen, allerdings ist sie aufgrund der hohen Variabilität nur teilweise abzusichern (p-Werte siehe Tab. 53) Tab. 53: Gemessene Plasmakonzentrationen von nicht-essentiellen Aminosäuren (µmol/l x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen T

ag Zeit HG P

t-test Tag

HG PG

t-test Tag

HG K

t-test Tag P PG K

α-Aminoadipinsäure 1 0 11,17 ± 4,96 14,27 ± 8,68 11,79 ± 4,34 n.s. 3 0 8,68 ± 1,86 17,37 ± 13,03 13,03 ± 5,58 a1 n.s. 6 13,03 ± 11,79 n.s. 11,79 ± 9,31 n.s. 9,93 ± 2,48 b2 n.s.

1-2: p=0,0377 α-Aminobuttersäure 1 0 36,86 ± 18,43 63,05 ± 25,22 110,57 ± 121,24 a1 b2 ab 3 0 15,52 ± 8,73 29,10 ± 11,64 36,86 ± 15,52 a3 b4 b5 6 31,04 ± 31,04 n.s. 13,58 ± 6,79 n.s. 36,86 ± 24,25 n.s. ab a6 b7

1-2: p=0,0217, 3-4: p=0,0241, 3-5: p=0,0031, 6-7: p=0,0497 Alanin 1 0 200,90 ± 161,62 147,03 ± 65,10 189,67 ± 56,12 n.s. 3 0 251,40 ± 147,03 310,89 ± 141,41 a1 180,70 ± 93,15 ab a3 b4 6 355,78 ± 196,41 n.s. 624,02 ± 233,45 b2 269,36 ± 41,53 n.s. a5 b6 a7

1-2: p=0,0177, 3-4: p=0,0436, 5-6: p=0,0184, 6-7: p=0,0038 Asparagin 1 0 43,14 ± 14,38 44,65 ± 8,32 56,76 ± 12,11 ab a5 b6 3 0 34,81 ± 15,14 a1 52,22 ± 16,65 a3 40,11 ± 17,41 a7 b8 ab 6 19,68 ± 19,68 b2 18,92 ± 7,57 b4 43,89 ± 18,92 n.s. a9 a10 b11

1-2: p=0,0135, 3-4: p=0,0001, 5-6: p=0,0418, 7-8: p=0,0346, 9-11: p=0,0378, 10-11: p=0,0036

76

Asparaginsäure 1 0 9,02 ± 1,50 20,29 ± 22,54 8,26 ± 4,51 n.s. 3 0 6,01 ± 0,75 7,51 ± 2,25 7,51 ± 2,25 n.s. 6 11,27 ± 10,52 n.s. 9,77 ± 6,01 n.s. 9,02 ± 4,51 n.s. n.s.

Carnosin 1 0 30,95 ± 12,82 47,30 ± 41,56 31,39 ± 9,73 n.s. 3 0 28,29 ± 9,28 37,14 ± 14,59 33,60 ± 22,10 n.s. 6 26,97 ± 9,73 n.s. 46,42 ± 32,71 n.s. 33,16 ± 14,15 n.s. n.s.

Citrullin 1 0 10,27 ± 2,28 19,98 ± 16,55 26,26 ± 45,66 n.s. 3 0 10,84 ± 1,14 18,26 0,00 n.s. 13,13 ± 3,42 n.s. 6 24,54 n.s. 23,97 ± 16,55 n.s. 8,56 n.s. n.s.

Cystathionin 1 0 7,20 ± 2,25 9,90 ± 4,95 11,70 ± 4,50 n.s. 3 0 8,55 ± 4,05 9,45 ± 6,75 7,65 ± 5,85 n.s. 6 7,20 ± 1,80 n.s. 16,19 ± 3,60 n.s. 10,35 ± 1,80 n.s. n.s.

Cystin 1 0 5,41 ± 2,08 5,83 ± 2,08 6,24 ± 3,75 n.s. 3 0 4,58 ± 2,08 5,41 ± 4,58 6,24 ± 1,66 n.s. 6 3,75 ± 1,66 n.s. 5,41 ± 2,50 n.s. 6,66 ± 2,91 n.s. n.s.

Glutamin 1 0 600,0 ± 229,4 660,1 ± 157,0 738,6 ± 300,3 n.s. 3 0 623,9 ± 333,8 841,0 ± 329,7 647,1 ± 329,7 n.s. 6 517,4 ± 235,5 n.s. 753,6 ± 159,7 n.s. 518,8 ± 322,2 n.s. a1 b2 ab

1-2: p=0,0243 Glutaminsäure 1 0 42,83 ± 16,32 46,23 ± 17,00 60,50 ± 21,07 n.s. 3 0 40,11 ± 16,32 62,54 ± 20,39 50,31 ± 19,71 a1 b2 ab 6 33,31 ± 6,80 n.s. 118,97 ± 179,47 n.s. 55,74 ± 31,27 n.s. n.s.

1-2: p=0,0189 Glycin 1 0 155,79 ± 38,62 171,77 ± 53,26 187,75 ± 43,94 n.s. 3 0 217,04 ± 79,89 a1 245,01 ± 95,87 a3 207,72 ± 93,21 n.s. 6 394,14 ± 165,11 b2 563,25 ± 214,38 b4 290,28 ± 87,88 n.s. ab a5 b6

1-2: p=0,0183, 3-4: p=0,0033, 5-6: p=0,007

77

1-Methyl-Histidin 1 0 15,96 ± 7,09 15,37 ± 10,64 19,50 ± 13,59 n.s. 3 0 16,55 ± 11,23 17,14 ± 10,64 17,14 ± 5,91 n.s. 6 20,09 ± 9,46 n.s. 13,59 ± 8,27 n.s. 13,59 ± 8,27 n.s. n.s.

3-Methyl-Histidin 1 0 36,05 ± 15,96 42,55 ± 18,32 41,96 ± 36,64 n.s. 3 0 32,51 ± 12,41 52,60 ± 34,28 43,74 ± 40,78 n.s. 6 28,96 ± 23,05 n.s. 53,19 ± 30,73 n.s. 49,05 ± 37,23 n.s. n.s.

Ornithin 1 0 17,40 ± 6,81 24,96 ± 8,32 24,21 ± 7,56 n.s. 3 0 16,64 ± 8,32 22,69 ± 4,54 a1 21,18 ± 9,08 n.s. 6 22,69 ± 15,13 n.s. 38,58 ± 18,91 b2 22,69 ± 10,59 n.s. n.s.

1-2: p=0,0329 Prolin 1 0 79,93 ± 18,25 94,70 ± 36,49 105,99 ± 27,80 n.s. 3 0 75,59 ± 29,54 a1 94,70 ± 24,33 117,29 ± 74,72 n.s. 6 250,22 ± 109,47 b2 299,74 ± 173,76 n.s. 132,93 ± 39,10 n.s. n.s.

1-2: p=0,005 Serin 1 0 118,93 ± 58,04 108,47 ± 26,64 123,69 ± 17,13 n.s. 3 0 182,68 ± 38,06 127,50 ± 41,86 95,15 ± 37,11 n.s. 6 105,61 ± 37,11 n.s. 134,16 ± 39,01 n.s. 117,98 ± 19,98 n.s. n.s.

Taurin 1 0 63,15 ± 47,16 63,15 ± 68,75 100,72 ± 95,12 n.s. 3 0 38,37 ± 35,97 24,78 ± 11,99 45,56 ± 24,78 n.s. 6 43,17 ± 47,96 n.s. 34,37 ± 31,97 n.s. 51,96 ± 58,35 n.s. n.s.

Tyrosin 1 0 34,77 ± 12,69 33,11 ± 8,28 39,74 ± 10,49 n.s. 3 0 30,91 ± 12,14 43,05 ± 14,90 a1 30,91 ± 9,93 n.s. 6 18,21 ± 14,90 n.s. 21,52 ± 19,87 b2 28,15 ± 13,25 n.s. n.s.

1-2. p=0,0226 a, b, ab: Kennzeichnung der Signifikanzen, HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle, l: Liter, µmol: Mikromol, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, x: Mittelwert 1.12. Harnanalyse Das spezifische Gewicht und der pH-Wert des Harns unterlagen im Studienverlauf Schwankungen, die sich im Referenzbereich hielten. Der Bilirubin-, Blut- und Eiweißgehalt des Harns zeigte in allen Gruppen ein relativ konstantes Verhalten.

78

Der Glukosegehalt des Harns der Gruppe HG P lag geringgradig über dem der übrigen Gruppen, war aber nicht signifikant unterschiedlich. Tab. 54: Ermitteltes Spezifisches Gewicht, pH und Bilirubin, Blut, Eiweiß und Glukose im Harn (x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen

Tag HG P

t-test Tage

HG PG

t-test Tage

HG K

t-test Tage P PG K

Spezifisches Gewicht

1 1036,2 ± 18,0 1035,8 ± 17,4 a1 1044,2 ± 18,3 n.s. 2 1042,3 ± 15,7 1039,7 ± 15,3 b2 1023,4 ± 16,5 n.s. 3 1041,4 ± 13,2

n.s. 1037,7 ± 14,8 ab 1024,2 ± 20,6

n.s. n.s.

1-2: p=0,0486 pH

1 7,2 ± 0,4 6,5 ± 1,2 5,3 ± 0,5 n.s. 2 6,2 ± 1,1 6,8 ± 1,0 6,4 ± 1,5 n.s. 3 6,6 ± 0,9

n.s. 6,1 ± 1,2

n.s. 5,7 ± 0,8

n.s. n.s.

Bilirubin* (0-3)

1 2,0 ± 1,0 1,7 ± 0,6 2,5 ± 0,7 n.s. 2 1,7 ± 0,6 1,3 ± 0,6 n.s. 3 1,4 ± 0,5

n.s. 1,7 ± 0,6

n.s. 2,0 n.s. n.s.

Blut* (0-3)

1 1,8 ± 0,5 1,5 ± 0,7 n.s. 2 1,5 ± 0,7 1,8 ± 0,8 3,0 n.s. 3 1,3 ± 0,6 n.s. 1,5 ± 0,6

n.s. 1,5 ± 0,7

n.s. n.s.

Eiweiß* (0-3)

1 0,8 ± 0,3 1,0 1,0 n.s. 2 1,0 1,5 ± 0,7 n.s. 1,0 n.s. n.s. 3 1,0

n.s. 1,0 1,0

Glukose* (0-3)

1 3,0 2,3 ± 0,8 3,0 n.s. 2 1,7 ± 0,5 1,5 ± 0,6 n.s. 3 3,0

n.s. 1,5 ± 0,8

n.s. 1,0 n.s.

*jeweils semiquantitativ mittels Teststick und vierstufiger Skalierung bestimmt a, b, ab: Kennzeichnung der Signifikanzen, HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, x: Mittelwert

79

2. Gruppe Magen-Darm-Operation (MD) Insgesamt 20 Hunde, bei denen eine Magen-Darm-Operation erfolgte, wurden in zwei Gruppen aufgeteilt, von denen die eine neben der Behandlung eine vollständige parenterale Ernährung erhielt. Die Indikationen zur Laparatomie sind in Tabellen 18 und 19 (Patientengut, Material- und Methodenteil) zusammengefaßt. 2.1. Stationärer Aufenthalt Die Tiere der Gruppe MD P blieben im Durchschnitt 10,9 Tage (min. 5, max. 22 Tage) in der Klinik. Zwei Hunde verstarben am 5. bzw. am 6. Tag. Die durchschnittliche Aufenthaltsdauer der Tiere der Gruppe MD K betrug 10,7 Tage (min. 6, max. 22 Tage). Ein Tier verstarb am 4. Tag (siehe Tab. 109 im Anhang). 2.2. Klinische Untersuchung 2.2.1. Allgemeinbefinden Das Allgemeinbefinden der Hunde wurde täglich untersucht und mit Hilfe einer Skala von 1-5 bewertet (siehe Tab. 29). Die Hunde der Kontrollgruppe waren bereits am ersten Tag in besserer Verfassung als die der Gruppe MD P, so daß aus diesem Grund kein signifikanter Effekt auf den Krankheitsverlauf darstellbar war. Diese Tatsache läßt sich maßgeblich auf zwei Hunde der Gruppe MD P zurückführen, deren bei Behandlungsbeginn bereits schlechtes Allgemeinbefinden sich postoperativ kontinuierlich weiter verschlechterte und die schließlich verstarben. Werden diese beiden Hunde in der Statistik nicht berücksichtigt, ergeben sich Werte für den ersten Tag von 2,0±0,8, für den zweiten Tag von 1,9±0,9 und für den dritten Tag von 1,7±0,8 und entsprechen damit in etwa den Werten in der Kontrollgruppe. Tab. 55: Beurteilung des Allgemeinbefindens (1-5 x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen

Tag MD P

t-test Tage

MD K

t-test Tage P K

1 2,1 ± 0,7 1,6 ± 0,5 n.s. 2 2,2 ± 0,9 1,5 ± 0,7 n.s. 3 2,2 ± 1,2

n.s. 1,7 ± 1,1

n.s. n.s.

K: Kontrolle, MD: Magen-Darm-Operation, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert 2.2.2. Kotbeschaffenheit Der Kotabsatz wurde, falls vorhanden, dokumentiert und mit Hilfe der gleichen Skala (1-5) bewertet, die bei der Gruppe Hämorrhagische Gastroenteritis verwendet wurde (siehe

80

Tab.30). Da Kotabsatz nur sehr unregelmäßig zu beobachten war, konnte kein Vergleich zwischen den Gruppen erfolgen. Die Kotbeschaffenheit war in der Gruppe HG P weich, in der HG K-Gruppe fest geformt. Blutbeimengungen waren makroskopisch nicht zu beobachten. Tab. 56: Beurteilung der Kotkonsistenz (1-5 x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen

Tag MD P

t-test Tage

MD K

t-test Tage P K

1 2,5 ± 0,7 2,0 2 4,0 2,0 3 2,5 ± 0,7

n.s.

K: Kontrolle, MD: Magen-Darm-Operation, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert 2.2.3. Körpermasse In Anbetracht der Einzelgewichtveränderungen bleibt die Körpermasse in beiden Gruppen weitgehend konstant, wobei in der Gruppe MD K eher eine Tendenz zu einem Körpermasseverlust zu beobachten ist als in der Gruppe MD P. Tab. 57: Körpermasse (kg) der Patienten der einzelnen Gruppen

Tag Patient MD P

1 3 4 5 12 24 45 64 65 72 1 27,0 7,0 25,0 6,5 4,2 11,5 16,0 10,0 27,0 19,8 2 26,5 7,0 25,0 6,5 4,8 11,0 16,0 9,8 27,0 19,5 3 26,0 7,0 25,0 6,5 4,8 11,0 16,0 9,8 27,0 19,5

MD K

8 18 23 25 30 38 58 63 68 69 1 33,0 12,0 21,7 37,5 6,0 18,0 20,0 30,0 37,5 23,5 2 33,0 12,0 21,0 37,0 6,0 18,0 20,0 30,0 37,5 23,5 3 33,0 12,0 21,0 37,0 5,8 17,5 20,0 30,0 37,5 23,5

K: Kontrolle, MD: Magen-Darm-Operation, P: Parenteral 2.2.4. Körpertemperatur Die Körpertemperatur lag in beiden Gruppen jeweils im Normbereich, es ergab sich kein Anzeichen für eine fieberhafte Erkrankung bzw. eine zeitabhängige Veränderung.

81

Tab. 58: Gemessene Körpertemperaturen (°C x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen

Tag MD P

t-test Tage

MD K t-test T

age P K

1 38,6 ± 0,4 38,5 ± 0,3 n.s. 2 38,8 ± 0,4 38,5 ± 0,5 n.s. 3 38,6 ± 0,3

n.s. 38,6 ± 0,6

n.s. n.s.

°C: Grad Celcius, K: Kontrolle, MD: Magen-Darm-Operation, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert 2.3. Mikrobiologische Untersuchung Zur Erkennung möglicher infusionsbedingter Infektionen wurden sowohl Blut als auch die Jugularkatheterspitze mikrobiologisch untersucht. In den Blutkulturen, die vor Beginn der Behandlung angesetzt wurden, ließen sich in der Gruppe MD P bei einem Hund E.coli und bei einem weiteren Acinetobacter baumanii und Enterococcus sp. nachweisen. In der Gruppe MD K ließ sich bei zwei Hunden jeweils Acinetobacter iwoffii und E.coli nachweisen (siehe Tab. 109 im Anhang). In den Blutkulturen nach Ende der Behandlung war in der Gruppe MD P bei zwei von drei Hunden ein Keimwachstum von E.coli zu beobachten. In der Kontrollgruppe war ein Keimnachweis bei allen 6 untersuchten Hunden möglich. Bei den Keimen handelte es sich in zwei Fällen um E.coli und jeweils einmal um Bacteroides, Prevotella, Hafnia alvei, Serratia sp. und Klebsiella oxytoca zusammen mit Serratia marcescens (siehe Tab. 109 im Anhang). Die Ergebnisse der mikrobiologischen Untersuchung der Jugularkatheterspitzen ergaben in der parenteral ernährten Gruppe bei drei von 4 Hunden einen Nachweis von Acinetobacter baumanii und Staphylococcus intermedius, E.coli und Klebsiella pneumoniae mit Serratia marcescens; in der Gruppe MD K gelang ein positiver Nachweis bei 8 von 9 Tieren. Es wurden zweimal E.coli und Serratia sp. und jeweils einmal Aeromonas sp., Corynebacterium sp., Staphylococcus (koagulasenegativ) und Enterococcus sp. kombiniert mit Klebsiella oxytoca und Serratia marcescens festgestellt (siehe Tab. 109 im Anhang). 2.4. Infusion Die parenterale Ernährung der Hunde der Gruppe MD P erfolgte im Durchschnitt über einen Zeitraum von drei Tagen. Bei drei Hunden trat eine Glukoseintoleranz (505 mg/dl oder 28 mmol/l, 486 mg/dl oder 27 mmol/l bzw. 334 mg/dl oder 18,5mmol/l), bei einem eine Hypokaliämie (8,56 mg/dl oder 2,19mmol/l) und bei allen dreien eine metabolische Acidose auf, daher wurden ihnen nur 60, 66 bzw. 90% der vorgesehenen Infusion zur parenteralen Ernährung verabreicht. Die Hunde der Gruppe MD K erhielten AKE 1100 mit Glukose® über einen Zeitraum von durchschnittlich 3 Tagen (siehe Tab. 109 im Anhang). Werden die Mittelwerte aller Infusionen berechnet, dann erhielt die Gruppe MD P 92 ml/kg KM bzw. 175 ml/kg KM0,75 und die Gruppe MD K 92 ml/kg KM bzw. 200 ml/kg KM0,75. Werden nur die Werte der Hunde berücksichtigt, die die gesamte Infusionslösung zur

82

parenteralen Ernährung infundiert bekommen haben, ergeben sich für die Gruppe MD P Mittelwerte von 92 ml/kg KM bzw. 182 ml/kg KM0,75. Tab. 59: Tägliches Gesamtinfusionsvolumen (x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10) (in Klammern wurden nur die Patienten berücksichtigt, denen die gesamte errechnete Lösung zur parenteralen Ernährung infundiert wurde; MD P n=7, MD K n=10)

MD P MD K

ml/kg KM 92,3 (92,6)

± ±

13,2 (15,6) 92,3 ± 9,8

ml/kg KM0,75 175,4 (182,5)

± ±

33,5 (37,3) 200,7 ± 37,8

K: Kontrolle, kg: Kilogramm, KM: Körpermasse, KM0,75: Stoffwechselmasse, MD: Magen-Darm-Operation, ml: Milliliter, n: Anzahl der Hunde, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert Tab. 60: Tägliches Infusionsvolumen der Lösung zur parenteralen Ernährung bzw. AKE 1100 mit Glukose® (x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10) (in Klammern wurden nur die Patienten berücksichtigt, denen die gesamte errechnete Lösung zur parenteralen Ernährung infundiert wurde; MD P n=7, MD K n=10)

MD P MD K

ml/kg KM 58,87 (62,5)

± ±

10,6 10,0 26,9 ± 4,5

ml/kg KM0,75 111,4 (121,5)

± ±

19,6 (4,2) 57,8 ± 11,0

K: Kontrolle, kg: Kilogramm, KM: Körpermasse, KM0,75: Stoffwechselmasse, MD: Magen-Darm-Operation, ml: Milliliter, n: Anzahl der Hunde, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert Energie- und Aminosäurenzufuhr Der Gruppe MD P wurden 235 kJ/kg KM oder 447 kJ/kg KM0,75 zugeführt. Werden nur die Hunde einbezogen, die die ganze Lösung zur parenteralen Ernährung bekommen hatten, so lagen die Werte bei 250 und 488 kJ. Die Energiezufuhr in der Kontrollgruppe lag bei 40 kJ/kg KM oder 87 kJ/kg KM0,75. Tab. 61: Tägliche Energiezufuhr (x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10) (in Klammern wurden nur die Patienten berücksichtigt, denen die gesamte errechnete Lösung zur parenteralen Ernährung infundiert wurde; MD P n=7, MD K n=10)

MD P MD K

kJ/kg KM 235,7 (250,9)

± ±

42,5 (40,0) 40,6 ± 6,7

kJ/kg KM0,75 447,4 (488,1)

± ±

78,8 (17,1) 87,4 ± 16,6

K: Kontrolle, kg: Kilogramm, kJ: Kilojoule, KM: Körpermasse, KM0,75: Stoffwechselmasse, MD: Magen-Darm-Operation, n: Anzahl der Hunde, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert

83

Durch die unterschiedliche Zusammensetzung der Lösungen, die zum Einsatz gekommen waren, ergaben sich außer in der Energiezufuhr auch Unterschiede in der Zufuhr der Aminosäuren. Die Gruppe MD P erhielt 2,3g Aminosäuren /kg KM oder 4,4 g Aminosäuren/kg KM0,75. Bezieht man sich nur auf die Hunde, welche die gesamte Lösung zur parenteralen Ernährung infundiert bekommen haben ein, ergaben sich Werte von 2,5 und 4,8 g/kg KM Aminosäuren. Die Kontrollgruppe erhielt 0,8 g Aminosäuren /kg KM oder 1,7 g Aminosäuren/kg KM0,75. Tab. 62: Tägliche Aminosäurenzufuhr (x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10) (in Klammern wurden nur die Patienten berücksichtigt, denen die gesamte errechnete Lösung zur parenteralen Ernährung infundiert wurde; MD P n=7, MD K n=10)

MD P MD K

g/kg KM 2,34 (2,50)

± ±

0,42 (0,40) 0,87 ± 0,13

g/kg KM0,75 4,46 (4,86)

± ±

0,78 (0,17) 1,73 ± 0,33

AS. Aminosäure, g: Gramm, K: Kontrolle, kg: Kilogramm, KM: Körpermasse, KM0,75: Stoffwechselmasse, MD: Magen-Darm-Operation, n: Anzahl der Hunde, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert 2.5. Hämatologie Die hämatologischen Parameter zeichneten sich in beiden Gruppen durch eine erhebliche Variation aus, zwischen den Gruppen ergaben sich daher keine signifikanten Unterschiede. Die Leukozytenzahl ging in beiden Gruppen zurück, wobei dieser Abfall bei den Hunden der Gruppe MD P deutlicher aber nicht zu sichern war. Auch die Erythrozytenzahl zeigte einen zeitabhängigen Rückgang, der in der Kontrollgruppe statistisch nachzuweisen war (Tag 1-Tag 2 p=0,0059, Tag 1-Tag 3: p=0,0003 und Tag 2-Tag 3: p=0,0109). Die Zahl der Thrombozyten blieb weitgehend auf einheitlichem Niveau. Tab. 63: Entwicklung der Leukozyten- (103/µl), Erythrozyten- (106/µl) und Thrombozytenzahlen (103/µl) (x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen Tag Zeit MD P

t-test Tage

MD K

t-test Tage P K

Leukozyten

1 0 24,20 ± 15,84 29,31 ± 13,97 n.s. 2 0 21,97 ± 10,79 27,37 ± 13,27 n.s. 3 0 17,71 ± 7,99

n.s. 27,39 ± 19,32

n.s. n.s.

84

Erythrozyten 1 0 6,12 ± 2,22 5,88 ± 1,53 a1 n.s. 2 0 5,64 ± 2,18 5,20 ± 1,72 b2 n.s. 3 0 5,36 ± 2,08

n.s. 4,75 ± 1,57 c3 n.s.

1-2: p=0,0059, 1-3: p=0,0003, 2-3: p=0,0109 Thrombozyten

1 0 310,7 ± 261,7 207,1 ± 107,5 n.s. 2 0 236,9 ± 141,0 205,7 ± 129,7 n.s. 3 0 250,8 ± 220,1

n.s. 211,2 ± 143,0

n.s. n.s.

a, b, c: Kennzeichnung der Signifikanzen, G: Giga, K: Kontrolle, µl: Mikroliter, MD: Magen-Darm-Operation, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert Sowohl der Hämatokrit als auch der Hämoglobingehalt fielen signifikant in beiden Gruppen, ohne daß gesicherte Differenzen zwischen den Gruppen festzustellen waren (p-Werte siehe Tab. 64). Tab. 64: Entwicklung des Hämatokrits (%) und Hämoglobin (g/dl) (x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen Tag Zeit MD P

t-test Tage

MD K

t-test Tage P K

Hämatokrit

1 0 43 ± 15 a1 40 ± 11 a4 n.s. 2 0 39 ± 15 b2 36 ± 13 b5 n.s. 3 0 37 ± 14 b3 32 ± 11 c6 n.s.

1-2: p=0,0409, 1-3: p=0,0308, 4-5: p=0,0243, 4-6: p=0,001, 5-6: p=0,0247 Hämoglobin

1 0 14,1 ± 5,2 a1 14,0 ± 4,6 a3 n.s. 2 0 13,5 ± 5,4 ab 12,4 ± 4,8 b4 n.s. 3 0 12,7 ± 5,0 b2 11,3 ± 4,2 c5 n.s.

1-2: p=0,0355, 3-4: p=0,0352, 3-5: p=0,0027, 4-5: 0,0276 a, b, c, ab: Kennzeichnung der Signifikanzen, dl: Deziliter, g: Gramm, K: Kontrolle, MD: Magen-Darm-Operation, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert Das Differentialblutbild zeigte in beiden Gruppen vergleichbare, allerdings aufgrund der hohen Variabilität nur im Fall der eosinophilen Granulozyten in der Gruppe MD P ein abzusichernder Anstieg im zeitlichen Verlauf (p=0,0153). Während der Anteil segmentkerniger Granulozyten rückläufige Werte zeigte, blieb der Anteil der stabkernigen Granulozyten und der Monozyten mehr oder weniger konstant.

85

Tab. 65: Entwicklung der Anzahl der segmentkernigen, stabkernigen und eosinophilen Granulozyten, Lymphozyten und Monozyten (% der Leukozytenzahl x±s) im Blut der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen Tag Zeit MD P

t-test Tage

MD K t-test T

age P K

Segmentkernige Granulozyten

1 0 79,6 ± 13,9 81,4 ± 9,1 n.s. 2 0 77,5 ± 11,9 84,3 ± 9,7 n.s. 3 0 72,6 ± 14,5

n.s. 80,7 ± 6,3

n.s. n.s.

Stabkernige Granulozyten

1 0 18,5 ± 17,7 4,7 ± 1,5 n.s. 2 0 13,0 1,5 ± 0,7 n.s. 3 0 11,0

n.s. 10,3 ± 8,3

n.s. n.s.

Eosinophile Granulozyten

1 0 2,0 ± 1,4 ab 4,3 ± 3,6 n.s. 2 0 2,5 ± 1,9 a1 4,8 ± 2,8 n.s. 3 0 4,4 ± 2,3 b2 10,8 ± 2,1

n.s. n.s.

1-2: p=0,0153 Lymphozyten

1 0 7,7 ± 6,4 9,6 ± 5,1 n.s. 2 0 14,1 ± 12,0 8,7 ± 6,3 n.s. 3 0 17,4 ± 15,6

n.s. 9,6 ± 6,5

n.s. n.s.

Monozyten

1 0 3,9 ± 1,6 5,6 ± 3,2 n.s. 2 0 5,3 ± 2,4 4,6 ± 1,8 n.s. 3 0 5,4 ± 2,8

n.s. 5,1 ± 2,4

n.s. n.s.

a, b, ab: Kennzeichnung der Signifikanzen, K: Kontrolle, MD: Magen-Darm-Operation, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert 2.6. Säuren-Basen Status Der Säuren-Basen Status des Blutes wurde weder durch die Behandlung noch durch den zeitlichen Verlauf und die tägliche Infusion signifikant beeinflußt. Beim Basenüberschuß fallen in der Gruppe MD P negative Werte auf, allerdings waren diese nicht abzusichern.

86

Die weiteren, im Zusammenhang mit dem Basenüberschuß ermittelten Meßdaten Bicarbonat, partieller Sauerstoffdruck und partieller Kohlendioxiddruck zeigten keinen klaren Behandlungseffekt (siehe Tab. 105 und 107). Tab. 66: Entwicklung des Blut-pH-Wertes und Basenüberschusses (mval/l oder mmol/l x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen Tag Zeit MD P

t-test Tag

MD K

t-test Tag P K

pH

1 0 7,34 ± 0,03 7,36 ± 0,08 n.s. 6 7,35 ± 0,02 n.s. 7,35 ± 0,06 n.s. n.s. 2 0 7,37 ± 0,05 7,36 ± 0,06 n.s. 6 7,35 ± 0,03 n.s. 7,39 ± 0,06 n.s. n.s. 3 0 7,35 ± 0,02 7,38 ± 0,05 n.s. 6 7,35 ± 0,04

n.s. 7,36 ± 0,03

n.s. n.s.

Basenüberschuß (BE)

1 0 -2,39 ± 4,39 0,43 ± 5,45 n.s. 6 -2,56 ± 2,82 n.s. -1,26 ± 3,94 n.s. n.s. 2 0 -1,34 ± 3,43 -1,08 ± 4,37 n.s. 6 -1,11 ± 3,52 n.s. -0,60 ± 4,32 n.s. n.s. 3 0 -1,51 ± 3,54 -0,63 ± 3,57 n.s. 6 -1,46 ± 4,23

n.s. -1,67 ± 2,39

n.s. n.s.

K: Kontrolle, l: Liter, MD: Magen-Darm-Operation, mmol: Millimol, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert 2.7. Gerinnungsparameter Zur Beurteilung möglicher Behandlungseffekte auf das Hämostasesystem wurde die Prothrombinzeit (bei 4 Hunden je Gruppe die nicht mit Heparin behandelt wurden) sowie die Aktivität der Faktoren II, V, VII und X (bei zwei Hunden je Gruppe) erfaßt. Die Prothrombinzeit zeigte in der Gruppe MD P eine infusionsbedingte Zunahme von Stunde 0 zur Stunde 6, die gefolgt war von einer Abnahme zur 10. Stunde In der Gruppe MD K hingegen stiegen die Mittelwerte an Tag zwei und drei im Tagesverlauf an, während sie sich am ersten Tag relativ konstant verhielten. Dieser Tagesverlauf ließ sich in beiden Gruppen nicht absichern.

87

Tab. 67: Ermittelte Prothrombinzeiten (% x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=4)

t-test Gruppen Tag Zeit MD P

t-test Tag

MD K t-test T

ag P K

1 0 82,0 ± 8,9 100,8 ± 51,9 n.s. 6 83,0 ± 15,2 95,8 ± 48,6 n.s. 10 77,8 ± 24,7 90,8 ± 50,9 n.s. 11 90,8 ± 42,4

n.s.

100,0 ± 44,2

n.s.

n.s. 2 0 86,5 ± 39,0 91,8 ± 24,5 n.s. 6 107,7 ± 26,8 94,8 ± 29,1 n.s. 10 96,3 ± 33,0 101,8 ± 27,7 n.s. 11 79,7 ± 44,2

n.s.

100,0 ± 26,2

n.s.

n.s. 3 0 87,8 ± 37,1 101,5 ± 28,3 n.s. 6 88,0 ± 42,0 111,5 ± 21,8 n.s. 10 86,8 ± 39,2 113,0 ± 30,0 n.s. 11 76,3 ± 35,8

n.s.

102,0 ± 16,1

n.s.

n.s. K: Kontrolle, MD: Magen-Darm-Operation, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert In Gruppe MD P ließen sich bei Faktor II, V VII und X im Tagesverlauf von der Stunde 0 zu 10 steigende Aktivitäten feststellen, die von Stunde 10 zu 11 fielen mitunter unter die Ausgangswerten. Dieser Verlauf konnte bei Faktor V am zweitem Tag gesichert werden (p=0,0017). In der Gruppe MD K zeigten die Faktoren ein uneinheitliches Verhalten. Faktor II fiel im Tagesverlauf an allen drei Tagen, während Faktor V in gleicher Weise stieg. Bei Faktor VII stellten sich am ersten Tag abfallende Aktivitäten fest, die am dritten Tag wieder anstiegen. Bei Faktor X ließen sich an den beiden ersten Tagen fallende Werte ermitteln, die am ersten Tag abzusichern waren (p=0,032).

88

Tab. 68: Ermittelte Aktivitäten in % der Faktoren II, V, VII und X (x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=2)

t-test Gruppen Tag Zeit MD P

t-test Tag

MD K t-test T

ag P K

Faktor II

1 0 83,0 ± 4,2 118,0 ± 45,3 n.s. 6 87,5 ± 0,7 110,0 ± 35,4 n.s. 10 87,0 ± 0,0 92,5 ± 33,2 n.s. 11 98,0 ± 17,0

n.s.

94,0 ± 29,7

n.s.

n.s. 2 0 96,5 ± 19,1 94,0 ± 17,0 n.s. 6 98,0 ± 15,6 82,0 ± 14,1 n.s. 10 117,0 ± 25,5 94,0 ± 22,6 n.s. 11 81,0 ± 0,0

n.s.

91,0 ± 28,3

n.s.

n.s. 3 0 98,0 ± 24,0 96,5 ± 20,5 n.s. 6 97,5 ± 21,9 88,0 ± 2,8 n.s. 10 103,0 ± 24,0 93,5 ± 9,2 n.s. 11 85,0 ± 0,0

n.s.

95,5 ± 13,4

n.s.

n.s. Faktor V

1 0 114,5 ± 35,6 105,5 ± 64,2 n.s. 6 114,8 ± 28,0 107,8 ± 65,8 n.s. 10 108,5 ± 55,8 82,8 ± 36,5 n.s. 11 110,3 ± 55,1

n.s.

107,7 ± 30,4

n.s.

n.s. 2 0 107,5 ± 53,8 a1 92,5 ± 15,0 n.s. 6 137,7 ± 52,8 b2 65,8 ± 18,1 n.s. 10 110,8 ± 64,5 ab 132,3 ± 46,5 n.s. 11 97,0 ± 35,8 ab 115,3 ± 15,0

n.s.

n.s. 3 0 91,0 ± 34,8 123,5 ± 25,9 n.s. 6 110,5 ± 59,1 139,8 ± 24,5 n.s. 10 115,3 ± 59,9 131,8 ± 49,7 n.s. 11 86,7 ± 23,1

n.s.

166,7 ± 28,9

n.s.

n.s. 1-2: p=0,0017

89

Faktor VII 1 0 80,0 ± 0,0 117,0 ± 60,8 n.s. 6 71,5 ± 13,4 109,5 ± 62,9 n.s. 10 88,0 ± 39,6 94,5 ± 55,9 n.s. 11 87,0 ± 32,4

n.s.

93,5 ± 53,0

n.s.

n.s. 2 0 81,0 ± 32,5 85,5 ± 23,3 n.s. 6 97,0 ± 38,2 88,0 ± 36,8 n.s. 10 102,5 ± 51,6 92,0 ± 25,5 n.s. 11 64,0 ± 0,0

n.s.

85,0 ± 32,5

n.s.

n.s. 3 0 87,0 ± 32,5 104,5 ± 17,7 n.s. 6 37,5 ± 37,5 119,5 ± 21,9 n.s. 10 100,5 ± 48,8 110,0 ± 14,1 n.s. 11 60,0 ± 0,0

n.s.

115,0 ± 35,4

n.s.

n.s. Faktor X

1 0 71,0 ± 33,9 119,5 ± 44,5 ab n.s. 6 72,5 ± 23,3 119,5 ± 43,1 a1 n.s. 10 74,0 ± 17,0 98,0 ± 41,0 b2 n.s. 11 81,0 ± 7,1

n.s.

99,0 ± 38,2 ab n.s. 2 0 80,0 ± 7,1 89,0 ± 24,0 n.s. 6 84,5 ± 0,7 87,0 ± 25,5 n.s. 10 90,5 ± 6,4 96,0 ± 15,6 n.s. 11 82,0 ± 0,0

n.s.

83,0 ± 32,5

n.s.

n.s. 3 0 80,5 ± 6,4 106,0 ± 17,0 n.s. 6 91,5 ± 2,1 97,0 ± 4,2 n.s. 10 100,5 ± 6,4 112,0 ± 8,5 n.s. 11 104,0 ± 0,0

n.s.

115,5 ± 21,9

n.s.

n.s. 1-2: p=0,032 a, b, ab: Kennzeichnung der Signifikanzen, K: Kontrolle, MD: Magen-Darm-Operation, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert 2.8. Gesamtes und ionisiertes Calcium Die Blutcalciumgehalte verhielten sich im Verlauf der Studie sowie zwischen den Gruppen weitgehend einheitlich. Während sich auch unter der Infusionsbehandlung kein Unterschied darstellte, ließ sich für das ionisierte Calcium ein allgemeiner Trend zu hohen Werten während der Behandlung feststellen, der teils statistisch abzusichern war (Gruppe MD P am ersten Tag p-Wert Stunde 0-11 p=0,0212 und am dritten Tag p-Wert Stunde 0-10 p=0,0371 Gruppe MD K am ersten Tag p-Wert Stunde 0-11 p=0,0251).

90

Tab. 69: Gemessene Plasmakonzentrationen des gesamten und ionisierten Calciums (mg/dl x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen Tag Zeit MD P

t-test Tag

MD K t-test T

ag P K

Calcium (gesamt)

1 0 9,06 ± 0,92 9,22 ± 0,80 n.s. 6 9,06 ± 0,60 9,14 ± 0,92 n.s. 10 9,26 ± 0,76 9,10 ± 1,04 n.s. 11 9,18 ± 0,76

n.s.

9,18 ± 0,96

n.s.

n.s. 2 0 8,94 ± 1,48 9,46 ± 0,92 n.s. 6 9,34 ± 1,00 9,38 ± 0,80 n.s. 10 9,30 ± 1,16 9,22 ± 0,80 n.s. 11 9,30 ± 1,00

n.s.

8,94 ± 1,52

n.s.

n.s. 3 0 9,38 ± 1,04 9,30 ± 1,08 n.s. 6 9,38 ± 1,16 9,34 ± 0,76 n.s. 10 9,38 ± 1,16 9,38 ± 0,76 n.s. 11 9,38 ± 1,08

n.s.

9,58 ± 1,04

n.s.

n.s. Calcium (ionisiert)

1 0 4,89 ± 0,48 a1 5,13 ± 0,32 a7 n.s. 6 5,13 ± 0,24 ab 5,17 ± 0,32 ab n.s. 10 5,49 ± 0,64 b2 5,21 ± 0,40 ab n.s. 11 5,25 ± 0,52 b3 5,41 ± 0,44 b8 n.s. 2 0 5,17 ± 0,48 5,29 ± 0,44 n.s. 6 5,21 ± 0,28 5,33 ± 0,44 n.s. 10 5,05 ± 0,48 5,29 ± 0,44 n.s. 11 5,13 ± 0,32

n.s.

5,25 ± 0,56

n.s.

n.s. 3 0 5,05 ± 0,52 a4 5,25 ± 0,48 n.s. 6 5,29 ± 0,36 ab 5,29 ± 0,32 n.s. 10 4,85 ± 0,36 b5 5,45 ± 0,56 n.s. 11 5,25 ± 0,40 a6 5,37 ± 0,32

n.s.

n.s. 1-2: p=0,002, 1-3: p=0,0212, 4-5: p=0,0371, 5-6: p=0,0256, 7-8: p=0,0251 a, b, ab: Kennzeichnung der Signifikanzen, dl: Deziliter: Kontrolle, MD: Magen-Darm-Operation, mg: Milligramm, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert 2.9. Anorganisches Phosphat, Kalium und Natrium Die Konzentration von anorganischem Phosphat zeigte während der Infusion eine teilweise abzusichernde Reduktion, die sich im weiteren Verlauf wieder ausglich bzw. in der 11. Stunde von einer deutlichen Zunahme des Phosphorgehaltes gekennzeichnet war (p-Werte siehe Tab. 70). Zwischen den Gruppen ergaben sich keine Differenzen.

91

Natrium und Kalium verblieben während der Behandlung in beiden Gruppen innerhalb des physiologischen Bereichs. Während die Schwankung des Blutnatriumgehaltes außerordentlich gering war, zeigte sich für Kalium eine uneinheitliche Tendenz sowie eine größere Variabilität der Meßwerte. Tab. 70: Gemessene Plasmakonzentrationen von anorganischem Phosphat, Kalium und Natrium (mg/dl x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen Tag Zeit MD P

t-test Tag

MD K

t-test Tag P K

Anorganisches Phosphat

1 0 4,92 ± 1,18 abc 4,77 ± 1,42 n.s. 6 4,09 ± 1,86 a1 4,24 ± 1,61 n.s. 10 4,99 ± 1,30 b2 4,43 ± 1,49 n.s. 11 5,54 ± 1,15 c3 4,65 ± 1,24

n.s.

n.s. 2 0 5,02 ± 1,61 ab4 4,31 ± 1,30 ab n.s. 6 4,83 ± 1,52 a5 4,31 ± 1,24 a11 n.s. 10 5,67 ± 1,46 b6 4,99 ± 1,08 b12 n.s. 11 6,04 ± 1,55 c7 5,20 ± 0,87 b13 n.s. 3 0 5,92 ± 1,73 ab 4,92 ± 1,36 ab n.s. 6 5,17 ± 1,67 a8 3,90 ± 1,58 a14 n.s. 10 5,92 ± 1,52 b9 4,71 ± 1,49 b15 n.s. 11 6,10 ± 1,52 b10 5,11 ± 1,39 b16 n.s.

1-2: p=0,0253, 1-3: p=0,0017, 2-3: p=0,0004, 4-7: p=0,0053, 5-6: p=0,0064, 5-7: p=0,0007, 6-7: p=0,0032 8-9: p=0,0011, 8-10: p=0,006, 11-12: p=0,0129, 11-13: p=0,035, 14-15: p=0,0373, 14-16: p=0,025 Kalium

1 0 14,47 ± 2,50 ab 14,47 ± 2,93 n.s. 6 14,62 ± 2,50 a1 14,70 ± 1,88 n.s. 10 15,52 ± 2,62 b2 15,02 ± 2,46 n.s. 11 15,60 ± 2,62 ab 14,90 ± 2,39

n.s.

n.s. 2 0 14,62 ± 2,62 15,17 ± 2,46 n.s. 6 15,09 ± 2,35 15,88 ± 2,58 n.s. 10 15,05 ± 2,42 15,41 ± 2,35 n.s. 11 16,23 ± 2,93

n.s.

15,56 ± 2,50

n.s.

n.s. 3 0 15,95 ± 2,85 15,68 ± 1,76 ab n.s. 6 14,90 ± 2,46 14,62 ± 2,07 ab n.s. 10 15,56 ± 2,27 15,13 ± 1,88 a3 n.s. 11 15,91 ± 2,35

n.s.

14,82 ± 1,76 b4 n.s. 1-2: p=0,0406, 3-4: p=0,0275

92

Natrium 1 0 331,0 ± 9,7 333,3 ± 14,5 n.s. 6 335,6 ± 10,6 333,3 ± 7,8 n.s. 10 337,9 ± 8,3 335,6 ± 7,1 n.s. 11 337,9 ± 7,6

n.s.

335,6 ± 8,5

n.s.

n.s. 2 0 333,3 ± 9,4 337,9 ± 8,5 n.s. 6 333,3 ± 6,2 337,9 ± 8,0 n.s. 10 333,3 ± 5,3 337,9 ± 9,0 n.s. 11 335,6 ± 7,6

n.s.

337,9 ± 5,7

n.s.

n.s. 3 0 337,9 ± 10,1 340,2 ± 7,6 n.s. 6 335,6 ± 6,9 340,2 ± 6,4 n.s. 10 337,9 ± 10,8 340,2 ± 5,7 n.s. 11 340,2 ± 12,4

n.s.

337,9 ± 7,6

n.s.

n.s. a, b, c, ab, abc: Kennzeichnung der Signifikanzen, K: Kontrolle, l: Liter, MD: Magen-Darm-Operation, mmol: Millimol, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert 2.10. Klinische Chemie Die Blutglukose war signifikant sowohl durch die Behandlungsart als auch durch den Tagesverlauf beeinflußt. Die Unterschiede zwischen beiden Gruppen waren stets vorhanden, jedoch nicht zu jedem Zeitpunkt auch statistisch abzusichern. Die höchsten Glukosekonzentrationen waren am Tag eins zur Stunde 6 zu beobachten (rd. 215 mg/dl oder 12mmol/l), danach zeichneten sich in der Gruppe MD P geringere Blutglukosegehalte ab. Parallel zu den hohen Blutglukosewerten war auch ein zunehmender Lactat- und Triglyceridgehalt festzustellen. Hier übertrafen die in Gruppe MD P ermittelten Konzentrationen die Werte der Tiere der Kontrollgruppe zum Teil signifikant (p-Werte siehe Tab. 71). Die Mittelwerte für das Cholesterin lagen in der Gruppe MD P höher als bei der Kontrollgruppe ohne das sich die Differenz sichern ließ, bei beiden Gruppen konnte im Tagesverlauf ein Verdünnungseffekt nachgewiesen werden.

93

Tab. 71: Ermittelte Glukose-, Lactat-, Triglycerid- und Cholesterinplasmakonzentrationen (mg/dl x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen Tag Zeit MD P

t-test Tag

MD K t-test T

ag P K

Glukose

1 0 112,1 ± 24,0 a1 112,1 ± 19,1 n.s. 6 215,3 ± 134,4 b2 107,2 ± 16,4 a13 b14 10 182,1 ± 71,0 b3 107,9 ± 18,6 a15 b16 11 116,7 ± 31,9 a4 105,9 ± 15,1

n.s.

n.s. 2 0 120,7 ± 20,0 a5 106,1 ± 9,5 n.s. 6 193,0 ± 107,7 b6 116,0 ± 26,8 a17 b18 10 192,2 ± 95,5 b7 120,7 ± 58,7 n.s. 11 117,6 ± 35,5 a8 103,1 ± 10,8

n.s.

n.s. 3 0 114,0 ± 18,2 a9 106,1 ± 19,3 n.s. 6 188,8 ± 104,3 b10 115,8 ± 39,1 n.s. 10 141,4 ± 49,9 b11 106,3 ± 18,7 n.s. 11 102,9 ± 30,3 a12 95,7 ± 9,0

n.s.

n.s. 1-2. p=0,0395, 1-3: p=0,0245, 2-4: p=0,0366, 3-4: p=0,012, 5-6: p=0,0473, 5-7: p=0,0348, 6-8: p=0,0142 7-8: p=0,0054, 9-10: p=0,0287, 9-11: p=0,034, 10-12: p=0,0193, 11-12: p=0,0073, 13-14: p=0,0211 15-16: p=0,005, 17-18: p=0,0421, Lactat

1 0 17,2 ± 11,9 12,8 ± 4,9 n.s. 6 23,9 ± 16,8 16,1 ± 12,3 n.s. 10 20,0 ± 8,1 12,8 ± 10,7 n.s. 11 19,8 ± 9,1

n.s.

14,4 ± 15,0

n.s.

n.s. 2 0 17,7 ± 10,4 15,4 ± 17,9 n.s. 6 20,3 ± 9,3 9,4 ± 3,4 a4 b5 10 16,3 ± 3,4 9,5 ± 5,9 a6 b7 11 14,6 ± 3,6

n.s.

9,3 ± 2,5

n.s.

a8 b9 3 0 17,2 ± 6,7 9,6 ± 3,2 ab a10 b11 6 19,1 ± 6,2 21,0 ± 16,8 a1 n.s. 10 16,1 ± 3,8 16,6 ± 19,1 b2 n.s. 11 17,9 ± 5,8

n.s.

11,5 ± 5,8 b3 a12 b13 1-2: p=0,0148, 2-3: p=0,0303, 4-5: p=0,0027, 6-7: p=0,0057, 8-9: p=0,003, 10-11: p=0,0046, 12-13: p=0,0417

94

Triglyceride 1 0 88,4 ± 35,0 ab 58,6 ± 26,3 a11 b12 6 93,6 ± 32,4 a1 56,9 ± 26,3 a13 b14 10 91,0 ± 26,3 ab 60,4 ± 25,4 a15 b16 11 81,4 ± 31,5 b2 65,6 ± 29,8

n.s.

n.s. 2 0 98,0 ± 39,4 70,9 ± 28,0 a5 n.s. 6 106,8 ± 49,9 63,9 ± 30,6 b6 a17 b18 10 102,4 ± 44,6 61,3 ± 24,5 b7 a19 b20 11 95,4 ± 44,6

n.s.

65,6 ± 23,6 b8 n.s. 3 0 107,6 ± 45,5 ab 74,4 ± 27,1 ab n.s. 6 124,3 ± 44,6 a3 61,3 ± 24,5 a9 a21 b22 10 116,4 ± 45,5 ab 64,8 ± 28,9 ab a23 b24 11 100,6 ± 41,1 b4 71,8 ± 27,1 b10 n.s.

1-2: p=0,0338, 3-4: p=0,0053, 5-6: p=0,0114, 5-7: p=0,0136, 5-8: p=0,0143, 9-10: p=0,0239, 11-12: p=0,0434 13-14: p=0,0117, 15-16: p=0,0176, 17-18: p=0,0317, 19-20: p=0,0184, 21-22: p=0,0017, 23-24: p=0,0091 Cholesterin

1 0 193,7 ± 63,0 a1 171,7 ± 54,1 a11 n.s. 6 175,9 ± 53,7 b2 159,3 ± 47,2 b12 n.s. 10 187,1 ± 57,2 a3 161,6 ± 52,2 ab n.s. 11 187,1 ± 76,2 ab 168,6 ± 47,6 ab n.s. 2 0 208,4 ± 66,5 a4 173,2 ± 48,7 a13 n.s. 6 198,0 ± 63,0 b5 164,7 ± 52,2 b14 n.s. 10 197,6 ± 65,7 b6 160,1 ± 43,3 b15 n.s. 11 203,4 ± 67,3 ab 171,3 ± 47,2 ab n.s. 3 0 216,1 ± 67,3 a7 169,0 ± 44,9 a16 n.s. 6 186,0 ± 48,7 b8 151,2 ± 39,1 b17 n.s. 10 195,6 ± 56,8 b9 155,0 ± 41,4 ab n.s. 11 197,6 ± 61,1 b10 165,1 ± 41,8 a18 n.s.

1-2: p=0,0076, 2-3: p=0,0231, 4-5: p=0,003, 4-6: p=0,0003, 7-8: p=0,0141, 7-9: p=0,0158, 7-10: p=0,0217 11-12: p=0,006, 13-14: p=0,0333, 13-15: p=0,0157, 16-17: p=0,0232, 17-18: p=0,0417 a, b, ab: Kennzeichnung der Signifikanzen, K: Kontrolle, l: Liter, MD: Magen-Darm-Operation, mmol: Millimol, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert 2.10.1. Ammoniak Die Bewertungsmöglichkeiten sind auch in diesen Gruppen als eingeschränkt zu erachten, da die Messungen wie bei den Gruppen HG entweder aufgrund mangelnder Blutvolumina der Patienten oder aber wegen meßtechnischer Schwierigkeiten nicht bei allen Hunden durchgeführt werden konnten. Die Ammoniakkonzentration wurde am ersten Tag bei drei Tieren der Gruppe MD P und 6 der Gruppe MD K, am zweiten Tag bei jeweils 7 Hunden der einzelnen Gruppen und am dritten Tag bei 6 Patienten der Gruppe MD P und einem Hund der Gruppe MD K ermittelt. Die Ammoniakgehalte lagen in beiden Gruppen in vergleichbarer Größenordnung, wobei sich bei Gabe der parenteralen Ernährung leicht höhere Gehalte abzeichneten. Hyperammonämie mit Werten über 100 µg/dl oder 60 µmol/l wurde bei zwei Patienten in der Gruppe MD P am 3. Tag festgestellt mit Werten von 106,3 µg/dl oder 62,44 µmol/l bzw. 180,6 µg/dl oder106,01 µmol/l.

95

Tab. 72: Ermittelte Ammoniakkonzentrationen im Plasma (µg/dl x±s) der einzelnen Gruppen (n= siehe Text)

t-test Gruppen Tag Zeit MD P

t-test Tage

MD K t-test T

age P K

1 6 65,4 ± 16,7 48,2 ± 37,1 n.s. 2 6 51,9 ± 31,3 38,0 ± 21,8 n.s. 3 6 65,2 ± 66,4

n.s. 46,2 33,7

n.s. n.s.

dl: Deziliter, K: Kontrolle, MD: Magen-Darm-Operation, µg: Mikrogramm, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert 2.10.2. Harnstoff und Kreatinin Die Harnstoffgehalte lagen im Mittel zwischen 18,3 und 36,8 mg/gl oder 3,05 und 6,13 mmol/l und verhielten sich zwischen den Gruppen und im Tagesverlauf auf einem vergleichbaren Niveau. Höhere Harnstoffgehalte zeigten sich am dritten Tag in der 10. (p=0,048) und 11. Stunde (p=0,044) in der Gruppe MD P im Vergleich zu den Kontrolltieren. Die Plasmakreatininwerte blieben im Tagesverlauf weitgehend konstant, allerdings mit abgesicherter Reduktion im Verlauf der Infusionsbehandlung (Gruppe MD P am zweiten Tag p=0,002 und Gruppe MD K am dritten Tag p=0,043). Tab. 73: Ermittelte Harnstoff- (mg/dl) und Kreatininplasmakonzentrationen (mg/dl) (x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen Tag Zeit MD P

t-test Tag

MD K

t-test Tag P K

Harnstoff

1 0 28,1 ± 25,0 ab 29,5 ± 11,8 ab n.s. 6 27,5 ± 10,8 ab 31,4 ± 13,2 a3 n.s. 10 25,7 ± 5,6 a1 29,2 ± 13,8 ab n.s. 11 24,4 ± 4,6 b2 27,4 ± 13,7 b4 n.s. 2 0 24,2 ± 7,2 24,9 ± 13,4 n.s. 6 26,8 ± 8,2 27,4 ± 14,3 n.s. 10 26,8 ± 10,6 26,0 ± 15,4 n.s. 11 27,9 ± 13,8

n.s.

24,6 ± 14,8

n.s.

n.s. 3 0 34,8 ± 26,2 26,8 ± 21,0 ab n.s. 6 36,8 ± 23,1 22,8 ± 8,3 a5 n.s. 10 33,3 ± 17,9 19,7 ± 7,8 b6 a8 b9 11 33,3 ± 19,5

n.s.

18,3 ± 6,5 b7 a10 b11 1-2: p=0,0464, 3-4: p=0,0208, 5-6: p=0,0085, 5-7: p=0,0075, 8-9: p=0,0483, 10-11: p=0,044

96

Kreatinin 1 0 0,64 ± 0,43 0,60 ± 0,28 n.s. 6 0,51 ± 0,17 0,63 ± 0,23 n.s. 10 0,47 ± 0,12 0,65 ± 0,25 a5 b6 11 0,50 ± 0,16

n.s.

0,65 ± 0,32

n.s.

n.s. 2 0 0,57 ± 0,17 a1 0,68 ± 0,28 n.s. 6 0,50 ± 0,11 ab 0,65 ± 0,31 n.s. 10 0,48 ± 0,12 b2 0,66 ± 0,30 n.s. 11 0,52 ± 0,16 ab 0,66 ± 0,34

n.s.

n.s. 3 0 0,66 ± 0,49 0,71 ± 0,40 ab n.s. 6 0,55 ± 0,32 0,57 ± 0,16 a3 n.s. 10 0,51 ± 0,22 0,57 ± 0,16 ab n.s. 11 0,53 ± 0,24

n.s.

0,57 ± 0,16 b4 n.s. 1-2: p=0,0023, 3-4: p=0,0358, 5-6: p=0,0434 a, b, ab: Kennzeichnung der Signifikanzen, dl: Deziliter, K: Kontrolle, MD: Magen-Darm-Operation, mg: Milligramm, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert 2.10.3. Leberenzyme und Gesamtbilirubin Zur Beurteilung der Leberfunktion sollten die Enzymaktivitäten der Alanin-Aminotransferase (ALT), der Glutamat-Dehydrogenase (GLDH) sowie der Bilirubingehalt im Plasma dienen, mit Einschränkung auch die Aktivität der alkalischen Phosphatase (aP). Die ALT wurde durch die Behandlungsart nicht signifikant beeinflußt. Ihre Aktivität veränderte sich auch im tageszeitlichen Verlauf nicht maßgeblich, außer in der Kontrollgruppe am 1.Tag, wo sich Differenzen zwischen den einzelnen Meßpunkten abzeichneten (p=0,0269). Die GLDH unterlag keiner signifikanten Veränderung im Versuchsablauf, in der Gruppe MD P deutete sich allerdings eine geringgradige Reduktion im Verlauf der Studie an. Die Bilirubingehalte verhielten sich im Tagesverlauf weitgehend konstant, zwischen den beiden Behandlungsgruppen ergab sich kein deutlicher Unterschied. Die Aktivität der alkalischen Phosphatase war ebenfalls keinem klaren Einfluß unterworfen.

97

Tab. 74: Gemessene Enzymaktivitäten von ALT, aP und GLDH (U/l) und Plasmakonzentrationen von Gesamtbilirubin (mg/dl) (x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen Tag Zeit MD P

t-test Tag

MD K t-test T

ag P K

ALT

1 0 29,1 ± 16,9 28,3 ± 14,3 a1 n.s. 6 27,5 ± 14,0 26,2 ± 13,0 b2 n.s. 10 27,2 ± 13,9 24,2 ± 9,3 ab n.s. 11 28,6 ± 14,4

n.s.

29,6 ± 10,9 ab n.s. 2 0 27,9 ± 14,9 28,9 ± 13,9 n.s. 6 26,1 ± 10,9 27,8 ± 13,3 n.s. 10 26,7 ± 11,2 26,9 ± 11,6 n.s. 11 26,1 ± 10,6

n.s.

29,8 ± 10,6

n.s.

n.s. 3 0 29,2 ± 12,8 28,3 ± 12,6 n.s. 6 27,4 ± 11,7 29,5 ± 14,3 n.s. 10 26,3 ± 9,9 30,9 ± 15,2 n.s. 11 25,9 ± 9,6

n.s.

29,9 ± 12,9

n.s.

n.s. 1-2: p=0,0269 aP

1 0 170 ± 122 117 ± 84 n.s. 6 190 ± 176 117 ± 100 n.s. 10 243 ± 296 126 ± 130 n.s. 11 256 ± 313

n.s.

147 ± 135

n.s.

n.s. 2 0 273 ± 278 163 ± 176 n.s. 6 249 ± 230 163 ± 187 n.s. 10 257 ± 245 162 ± 190 n.s. 11 259 ± 241

n.s.

190 ± 210

n.s.

n.s. 3 0 270 ± 217 a1 166 ± 161 n.s. 6 240 ± 187 ab 172 ± 156 n.s. 10 244 ± 200 b2 192 ± 181 n.s. 11 241 ± 175 ab 216 ± 177

n.s.

n.s. 1-2: p=0,0174

98

GLDH 1 0 4,59 ± 2,64 a1 4,97 ± 3,96 n.s. 6 4,15 ± 2,47 b2 4,50 ± 2,81 n.s. 10 3,77 ± 2,38 bc3 3,46 ± 1,48 n.s. 11 3,85 ± 2,39 c4 3,71 ± 0,98

n.s.

n.s. 2 0 3,00 ± 1,73 3,78 ± 2,68 n.s. 6 2,95 ± 1,64 4,15 ± 4,19 n.s. 10 2,89 ± 1,39 3,85 ± 4,53 n.s. 11 2,87 ± 1,69

n.s.

4,22 ± 5,06

n.s.

n.s. 3 0 2,82 ± 1,78 4,10 ± 5,28 n.s. 6 2,95 ± 1,65 5,33 ± 6,15 n.s. 10 2,94 ± 2,11 4,62 ± 5,49 n.s. 11 2,81 ± 2,13

n.s.

4,71 ± 6,92

n.s.

n.s. 1-2: p=0,0066, 1-3: p=0,0012, 1-4: p=0,0011, 2-4: p=0,0251 Gesamtbilirubin

1 0 0,19 ± 0,21 a1 0,28 ± 0,30 n.s. 6 0,16 ± 0,20 b2 0,27 ± 0,32 n.s. 10 0,16 ± 0,20 ab3 0,29 ± 0,39 n.s. 11 0,18 ± 0,22 abc4 0,30 ± 0,43

n.s.

n.s. 2 0 0,24 ± 0,29 a5 0,47 ± 0,90 a8 n.s. 6 0,20 ± 0,25 b6 0,47 ± 0,96 ab n.s. 10 0,21 ± 0,31 b7 0,43 ± 0,87 b9 n.s. 11 0,26 ± 0,29 ab 0,52 ± 1,03 ab n.s. 3 0 0,54 ± 0,83 0,44 ± 0,83 n.s. 6 0,30 ± 0,43 0,45 ± 0,88 n.s. 10 0,31 ± 0,48 0,46 ± 0,83 n.s. 11 0,40 ± 0,51

n.s.

0,53 ± 0,96

n.s.

n.s. 1-2: p=0,0181, 3-4: p=0,0319, 5-6: p=0,0321, 5-7: p=0,0343, 8-9: p=0,0436 a, b, c, ab, abc, bc: Kennzeichnung der Signifikanzen, dl: Deziliter, K: Kontrolle, l: Liter, MD: Magen-Darm-Operation, mg: Milligramm, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, s: Standardabweichung, U: Unit, x: Mittelwert 2.10.4. Albumin und Gesamteiweiß Die Mittelwerte der Gesamteiweißgehalte lagen zwischen 4,7 bis 5,38 g/dl und somit in beiden Gruppen noch im klinischen Referenzbereich. Im Tagesablauf zeigten sich zurückgehende Konzentrationen sowohl für das Albumin als auch für das Gesamteiweiß, die sich außer in der Gruppe MD P am zweiten und dritten Tag beim Albumin absichern ließen (p-Werte siehe Tab. 75).

99

Tab. 75: Ermittelte Albumin- und Gesamteiweißkonzentrationen (g/dl x±s) im Plasma der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen Tag Zeit MD P

t-test Tag

MD K t-test T

ag P K

Albumin

1 0 2,09 ± 0,55 abc 2,19 ± 0,30 a4 n.s. 6 1,96 ± 0,58 a1 2,03 ± 0,27 b5 n.s. 10 2,03 ± 0,56 b2 2,05 ± 0,34 b6 n.s. 11 2,11 ± 0,59 c3 1,95 ± 0,26 b7 n.s. 2 0 2,09 ± 0,53 2,19 ± 0,38 a8 n.s. 6 2,02 ± 0,55 2,10 ± 0,33 ab n.s. 10 2,04 ± 0,56 2,05 ± 0,39 b9 n.s. 11 2,02 ± 0,51

n.s.

1,94 ± 0,29 ab n.s. 3 0 2,09 ± 0,56 2,15 ± 0,37 a10 n.s. 6 1,99 ± 0,57 2,06 ± 0,44 b11 n.s. 10 2,00 ± 0,55 2,04 ± 0,33 b12 n.s. 11 2,00 ± 0,53

n.s.

1,99 ± 0,26 ab n.s. 1-2: p=0,0287, 1-3: p=0,0133, 2-3: p=0,0162, 4-5: p=0,0058, 4-6: p=0,0435, 4-7: p=0,0114, 8-9: p=0,0112 10-11: p=0,0177, 10-12: p=0,0133 Gesamteiweiß

1 0 4,89 ± 0,87 ab 5,23 ± 0,56 a9 n.s. 6 4,70 ± 1,11 a1 4,89 ± 0,46 b10 n.s. 10 4,91 ± 1,16 b2 4,90 ± 0,63 ab n.s. 11 5,05 ± 1,02 b3 4,80 ± 0,47 b11 n.s. 2 0 5,26 ± 0,96 a4 5,38 ± 0,59 a12 n.s. 6 5,07 ± 1,01 ab 5,11 ± 0,34 ab n.s. 10 5,08 ± 1,02 b5 4,96 ± 0,50 b13 n.s. 11 5,12 ± 0,94 ab 4,97 ± 0,49 ab n.s. 3 0 5,38 ± 1,16 a6 5,37 ± 0,47 a14 n.s. 6 5,09 ± 1,17 b7 5,10 ± 0,73 b15 n.s. 10 5,10 ± 1,13 ab 5,09 ± 0,50 bc16 n.s. 11 5,10 ± 1,00 b8 5,15 ± 0,47 c17 n.s.

1-2: p=0,0131, 1-3: p=0,0102, 4-5: p=0,033, 6-7: p=0,0344, 6-8: p=0,047, 9-10: p=0,0037, 9-11: p=0,0298 12-13: p=0,0043, 14-15: p=0,0447, 14-16: p=0,0136, 14-17: p=0,0278, 15-17: p=0,0451 a, b, c, ab, abc, bc: Kennzeichnung der Signifikanzen, dl: Deziliter, K: Kontrolle, MD: Magen-Darm-Operation, mg: Milligramm, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert

100

2.11. Aminosäuren a) Essentielle Aminosäuren Die essentiellen Aminosäuren Methionin (p=0,001) und Phenylalanin (p=0,024) waren im Plasma der Gruppe MD P temporär in signifikant höheren Konzentrationen nachzuweisen als in der Kontrollgruppe, während sich für Isoleucin, Leucin, Lysin, Threonin, Tryptophan und Histidin die Unterschiede sich nicht absichern ließen. Während der Infusion kam es zu einem Anstieg der essentiellen Aminosäurengehalte, abzusichern allein nur für Methionin (p=0,009) und Phenylalanin (p=0,022). In der Kontrollgruppe zeichnete sich im Vergleich zu den Werten der nicht infundierten Hunde während der Behandlung eher eine Reduktion der entsprechenden Aminosäurengehalte ab. Tab. 76: Gemessene Plasmakonzentrationen von essentiellen Aminosäuren (µmol/l x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen Tag Zeit MD P

t-test Tag

MD K

t-test Tag P K

Arginin

1 0 109,07 ± 70,03 99,89 ± 20,67 n.s. 3 0 101,03 ± 40,18 a1 103,33 ± 70,61 n.s. 6 208,96 ± 107,35 b2 112,51 ± 28,70 n.s. a3 b4

1-2: p=0,0153, 3-4: p=0,0307 Histidin

1 0 85,70 ± 32,22 83,76 ± 32,22 n.s. 3 0 74,10 ± 27,06 72,81 ± 24,48 n.s. 6 96,65 ± 42,53 n.s. 72,16 ± 15,46 n.s. n.s.

Isoleucin

1 0 86,13 ± 50,30 116,62 ± 77,74 n.s. 3 0 97,56 ± 32,77 89,18 ± 26,68 n.s. 6 114,33 ± 48,78 n.s. 67,07 ± 27,44 n.s. n.s.

Leucin

1 0 137,20 ± 84,60 224,09 ± 199,70 n.s. 3 0 160,06 ± 68,60 167,68 ± 70,88 n.s. 6 163,87 ± 88,41 n.s. 115,85 ± 56,40 n.s. n.s.

101

Lysin 1 0 131,33 ± 71,82 198,36 ± 89,60 n.s. 3 0 171,68 ± 85,50 164,84 ± 64,98 n.s. 6 245,55 ± 118,33 n.s. 141,59 ± 38,30 n.s. n.s.

Methionin

1 0 56,97 ± 24,13 56,97 ± 10,72 n.s. 3 0 56,97 ± 16,09 a1 52,28 ± 22,12 n.s. 6 110,59 ± 36,86 b2 54,96 ± 12,73 n.s. a3 b4

1-2: p=0,0094, 3-4: p=0,0019 Phenylalanin

1 0 91,40 ± 41,16 99,27 ± 42,98 n.s. 3 0 92,01 ± 32,08 a1 80,51 ± 26,63 n.s. 6 124,70 ± 33,90 b2 83,54 ± 25,42 n.s. a3 b4

1-2: p=0,022, 3-4: p=0,0249 Threonin

1 0 289,67 ± 173,80 219,98 ± 82,28 n.s. 3 0 256,09 ± 142,74 219,14 ± 99,08 n.s. 6 380,35 ± 230,06 n.s. 188,92 ± 101,60 n.s. n.s.

Tryptophan

1 0 30,36 ± 10,28 32,81 ± 21,55 n.s. 3 0 37,71 ± 6,86 31,83 ± 13,71 n.s. 6 37,71 ± 17,14 n.s. 34,28 ± 14,20 n.s. n.s.

Valin

1 0 161,26 ± 105,80 285,84 ± 261,09 n.s. 3 0 196,25 ± 73,38 246,59 ± 105,80 n.s. 6 280,72 ± 122,87 n.s. 200,51 ± 75,09 n.s. n.s.

a, b,: Kennzeichnung der Signifikanzen, K: Kontrolle, l: Liter, MD: Magen-Darm-Operation, µmol: Mikromol, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert b) Nicht-essentielle Aminosäuren Bei den nicht-essentiellen Aminosäuren stellten sich teilweise höhere Gehalte im Plasma der Gruppe MD P dar, signifikante Unterschiede zeigten sich für Glycin (p=0,038) und Serin (p=0,0109). Während der Infusion stiegen die Konzentrationen von Glycin (p=0,025) und Serin (p=0,049) signifikant an, bei den übrigen nicht-essentiellen Aminosäuren waren höhere Gehalte in der Gruppe MD P zu ermitteln, allerdings nicht abzusichern. Glutamin sowie Glutaminsäure gingen von Tag eins zu Tag drei der Studie zurück, in der Gruppe MD P waren höhere Glutamin- und geringere Glutaminsäuregehalte festzustellen.

102

Tab. 77: Gemessene Plasmakonzentrationen von nicht-essentiellen Aminosäuren (µmol/l x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen Tag Zeit MD P

t-test Tag

MD K t-test T

ag P K

α-Aminoadipinsäure

1 0 21,71 ± 18,61 63,28 ± 106,70 n.s. 3 0 11,79 ± 0,62 14,27 ± 6,20 n.s. 6 19,85 ± 15,51 n.s. 12,41 ± 4,96 n.s. n.s.

α-Aminobuttersäure

1 0 50,44 ± 42,68 78,56 ± 66,93 n.s. 3 0 48,50 ± 32,01 52,38 ± 65,96 a1 n.s. 6 61,11 ± 25,22 n.s. 32,98 ± 16,49 b2 a3 b4

1-2: p=0,0467, 3-4: p=0,0479 Alanin

1 0 372,62 ± 299,66 326,60 ± 89,79 n.s. 3 0 337,82 ± 267,12 277,22 ± 214,37 n.s. 6 627,38 ± 512,91 n.s. 367,00 ± 69,58 n.s. n.s.

Asparagin

1 0 59,79 ± 32,54 56,00 ± 15,14 n.s. 3 0 59,79 ± 25,73 42,38 ± 15,14 n.s. 6 42,38 ± 52,22 n.s. 33,30 ± 12,87 n.s. n.s.

Asparaginsäure

1 0 18,03 ± 12,77 7,51 ± 2,25 n.s. 3 0 13,52 ± 7,51 6,76 ± 0,75 n.s. 6 14,27 ± 5,26 n.s. 6,01 ± 0,75 n.s. n.s.

Carnosin

1 0 56,59 ± 40,67 50,84 ± 15,03 n.s. 3 0 54,82 ± 27,85 44,65 ± 12,82 a1 n.s. 6 49,96 ± 27,85 n.s. 61,01 ± 19,45 b2 n.s.

1-2: p=0,0325 Citrullin

1 0 18,26 ± 6,28 30,25 ± 19,98 n.s. 3 0 16,55 ± 10,27 23,40 ± 13,70 a1 n.s. 6 21,12 ± 6,85 n.s. 18,84 ± 10,27 b2 n.s.

1-2: p=0,0421

103

Cystathionin 1 0 15,74 ± 5,85 16,19 ± 6,75 n.s. 3 0 16,64 ± 3,60 12,15 ± 3,15 n.s. 6 22,04 ± 16,19 n.s. 11,25 ± 5,40 n.s. n.s.

Cystin

1 0 7,91 ± 1,66 4,99 ± 2,08 n.s. 3 0 7,49 ± 0,83 4,99 ± 2,50 n.s. 6 8,74 ± 4,58 n.s. 6,24 ± 3,33 n.s. n.s.

Glutamin

1 0 736,5 ± 178,8 581,5 ± 144,0 n.s. 3 0 535,8 ± 147,4 529,0 ± 153,5 n.s. 6 530,3 ± 296,9 n.s. 430,0 ± 147,4 n.s. n.s.

Glutaminsäure

1 0 99,25 ± 140,72 57,78 ± 27,19 n.s. 3 0 32,63 ± 8,84 51,67 ± 19,71 n.s. 6 29,91 ± 14,28 n.s. 50,99 ± 21,07 n.s. n.s.

Glycin

1 0 162,45 ± 78,56 173,10 ± 43,94 n.s. 3 0 201,07 ± 123,83 a1 233,02 ± 193,08 n.s. 6 611,19 ± 404,79 b2 270,31 ± 93,21 n.s. a3 b4

1-2: p=0,0257, 3-4: p=0,0383 1-Methyl-Histidin

1 0 27,19 ± 11,82 41,96 ± 37,83 n.s. 3 0 30,73 ± 17,14 36,05 ± 31,91 n.s. 6 22,46 ± 15,96 n.s. 30,73 ± 22,46 n.s. n.s.

3-Methyl-Histidin

1 0 46,10 ± 27,19 48,46 ± 34,28 n.s. 3 0 117,02 ± 171,99 39,60 ± 23,64 n.s. 6 56,74 ± 34,28 n.s. 34,87 ± 14,18 n.s. n.s.

Ornithin

1 0 31,01 ± 18,15 34,04 ± 13,62 n.s. 3 0 29,50 ± 11,35 a1 27,99 ± 16,64 n.s. 6 51,44 ± 13,62 b2 28,74 ± 8,32 n.s. a3 b4

1-2: p=0,0128, 3-4: p=0,0032

104

Serin 1 0 99,90 ± 48,53 112,27 ± 19,98 n.s. 3 0 111,32 ± 45,67 a1 107,52 ± 40,91 n.s. 6 172,22 ± 62,80 b2 95,15 ± 32,35 n.s. a3 b4

1-2: p=0,0495, 3-4: p=0,0109 Taurin

1 0 131,49 ± 110,45 58,51 ± 63,77 a1 b2 3 0 40,11 ± 9,86 30,90 ± 12,49 n.s. 6 40,11 ± 17,09 n.s. 32,87 ± 15,78 n.s. n.s.

1-2: p=0,0454 Tyrosin

1 0 45,81 ± 31,46 43,60 ± 16,00 n.s. 3 0 43,60 ± 18,21 34,22 ± 12,69 n.s. 6 37,53 ± 23,18 n.s. 25,39 ± 7,73 n.s. n.s.

a, b: Kennzeichnung der Signifikanzen, K: Kontrolle, l: Liter, MD: Magen-Darm-Operation, µmol: Mikromol, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert 2.12. Harnanalyse Im Harn wurden neben dem spezifischen Gewicht eine Reihe weiterer Parameter mit Hilfe eines Test-Sticks semiquantitativ erfaßt. Das spezifische Gewicht unterlag erheblichen Variationen und betrug im Mittel zwischen 1018 und 1031. Der Harn-pH lag zwischen 5,5 und 7,2 und glich sich, ausgehend von 7,2 bzw. 5,5 in Gruppe MD P bzw. MD K am ersten Tag (p=0,0002), im Versuchsverlauf weitgehend an. Bilirubin und Eiweiß ließen sich nur unregelmäßig nachweisen. Im Gegensatz zur Gruppe MD P, bei der über den gesamten Beobachtungszeitraum die Plasmaglukosekonzentration erhöht war und Glukose auch im Urin nachgewiesen werden konnte, war Glukose im Harn der Gruppe MD K nur am ersten Tag festzustellen. Tab. 78: Ermitteltes Spezifisches Gewicht, pH und Bilirubin, Blut, Eiweiß und Glukose im Harn (x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen

Tag MD P

t-test Tage

MD K

t-test Tage P K

Spezifisches Gewicht

1 1018,6 ± 9,1 1019,6 ± 14,7 n.s. 2 1030,8 ± 17,5 1017,8 ± 11,2 n.s. 3 1027,6 ± 18,6

n.s. 1017,6 ± 8,5

n.s. n.s.

105

pH 1 7,2 ± 0,7 a1 5,5 ± 0,5 a3 b4 2 6,3 ± 1,0 ab 6,3 ± 1,1 n.s. 3 6,0 ± 1,0 b2 6,2 ± 1,2

n.s. n.s.

1-2: p=0,0349, 3-4: p=0,0002 Bilirubin* (0-3)

1 2,0 2 2,0 ± 1,4 2,0 ± 1,4 n.s. 3 1,7 ± 1,2 n.s. 2,5 ± 0,7 n.s. n.s.

Blut* (0-3)

1 1,8 ± 0,5 3,0 ± 2,8 n.s. 2 2,3 ± 0,6 2,7 ± 2,1 n.s. 3 1,3 ± 0,6

n.s. 2,0 ± 0,8

n.s. n.s.

Eiweiß* (0-3)

1 2,0 ± 1,4 1,0 n.s. 2 1,0 1,5 ± 1,0 n.s. 3 1,3 ± 0,5

n.s. 1,2 ± 0,4

n.s. n.s.

Glukose* (0-3)

1 2,3 ± 0,6 1,5 ± 0,7 n.s. n.s. 2 2,3 ± 1,0 3 1,3 ± 0,6

n.s.

*jeweils semiquantitativ mittels Teststick und vierstufiger Skalierung bestimmt a, b: Kennzeichnung der Signifikanzen, K: Kontrolle, MD: Magen-Darm-Operation, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert

106

3. Gruppe Pankreatitis Neben den beiden Hauptgruppen mit hämorrhagischer Gastroenteritis und nach Magen-Darm-Operationen wurden auch 5 Hunde mit akuter Pankreatitis parenteral ernährt. Die Diagnose wurde laparotomisch gestellt, die Infusion zur parenteralen Ernährung erfolgte über einen Zeitraum von 5 Tagen mit einer täglichen Infusionsdauer von 10 Stunden. Es wurde das Untersuchungsprotokoll der zwei anderen Gruppen eingehalten. Der 6. Tag diente als Nachkontrolle nach Entlassung der Patienten aus der Studie. Es zeichneten sich keine Intoleranzen ab und alle Hunde wurden nach durchschnittlich 12,2 Tagen (min.10, max.14 Tage) aus der Klinik entlassen. Während der Therapie konnte eine Körpermassezunahme sowie eine Verbesserung des Allgemeinbefindens beobachtet werden. Tab. 79: Körpermasse (kg) und Beurteilung des Allgemeinbefindens (1-5) (x±s) der Gruppe Pankreatitis (n=5)

Tag Körpermasse Allgemeinbefinden 1 9,7 ± 10,4 2,6 ± 1,5 2 9,8 ± 10,6 2,4 ± 1,5 3 9,9 ± 10,8 2,4 ± 1,5 4 10,0 ± 11,0 1,8 ± 1,3 5 10,1 ± 11,3 1,4 ± 0,9 6 10,1 ± 11,3 1,4 ± 0,9

kg: Kilogramm, s: Standardabweichung, x: Mittelwert Die Plasmakonzentrationen von Glukose, Triglyceriden und Lactat stiegen während der Dauer der Infusion an, gefolgt von einem deutlichen Abfall nach Absetzen der Lösung. Im Verlauf der Therapie ließen sich allmählich geringere Plasmakonzentrationen von Glukose nachweisen.

107

Tab. 80: Gemessene Plasmakonzentrationen von Glukose, Triglyceriden und Lactat (mmol/l x±s) der Gruppe Pankreatitis (n=5)

Tag Zeit Glukose Triglyceride Lactat 1 0 7,12 ± 2,77 1,14 ± 0,51 1,94 ± 1,48 6 22,67 ± 15,55 1,87 ± 2,03 3,25 ± 1,07 10 13,00 ± 9,34 1,48 ± 0,67 1,61 ± 0,72 11 7,91 ± 6,77 1,03 ± 0,34 1,98 ± 1,08 2 0 9,92 ± 6,37 1,00 ± 0,57 2,52 ± 2,01 6 15,54 ± 6,44 1,71 ± 1,57 2,75 ± 1,60 10 17,11 ± 15,01 1,25 ± 0,54 2,20 ± 1,78 11 12,33 ± 11,84 0,95 ± 0,16 2,78 ± 1,65 3 0 5,98 ± 1,18 1,05 ± 0,50 2,20 ± 1,69 6 12,83 ± 14,03 1,62 ± 1,19 2,34 ± 1,08 10 10,72 ± 7,04 1,52 ± 0,69 2,72 ± 1,31 11 6,85 ± 3,40 1,22 ± 0,44 3,06 ± 1,17 4 0 9,21 ± 7,29 0,97 ± 0,46 1,98 ± 0,97 6 11,25 ± 5,61 2,28 ± 2,37 2,06 ± 1,16 10 14,22 ± 15,94 1,86 ± 1,22 1,66 ± 0,74 11 12,32 ± 13,85 1,12 ± 0,45 1,99 ± 1,00 5 0 9,39 ± 7,86 0,96 ± 0,54 1,68 ± 0,69 6 10,24 ± 3,32 1,71 ± 1,58 2,05 ± 0,64 10 14,69 ± 12,67 1,56 ± 0,68 1,74 ± 0,48 11 11,36 ± 11,81 0,90 ± 0,25 2,04 ± 1,05 6 0 9,14 ± 7,17 1,01 ± 0,56 1,72 ± 0,52

l: Liter, mmol: Millimol, s: Standardabweichung, x: Mittelwert

108

4. Hunde mit diversen Erkrankungen Fünf Hunde wurden aufgrund verschiedener Krankheitsgeschehen, die eine unzureichende orale Aufnahme von Nährstoffen als Folge hatten, parenteral ernährt. Bei Patient Nr. 9 handelte sich um einen 6 Jahre alten, 9 kg schweren, weiblichen Cairn Terrier, der in der Klinik für kleine Haustiere der Tierärztlichen Hochschule Hannover wegen Blutungen aus dem Fang vorgestellt wurde. In der Klinik wurde eine Thrombozytopenie festgestellt und der Hund stationär aufgenommen. Weitere Untersuchungen ergaben einen positiven Antiplättchenfaktor, woraufhin mit Cortison und Azathioprin behandelt wurde. Das Allgemeinbefinden verschlechterte sich zunehmend, der Patient begann zu erbrechen und stellte die Futteraufnahme ein, so daß am 9. Aufenthaltstag eine parenterale Ernährung initiiert wurde. Es zeigte sich eine Glukoseintoleranz mit Werten über 340 mg/dl oder 19 mmol/l und Kaliumwerten um 12,9 mg/dl 3,3 mmol/l, so daß die Infusionsgeschwindigkeit der Lösung zur parenteralen Ernährung gedrosselt werden mußte und der Hund lediglich 40% der angestrebten Menge infundiert bekam. Am darauffolgenden Tag verschlechterte sich sein Allgemeinbefinden weiter, der Hund lag matt in seinem Käfig. Obwohl ihm mit großer Vorsicht die Lösung zur parenteralen Ernährung infundiert wurde, zeigte er Glukoseplasmawerte von fast 540 mg/dl oder 30 mmol/l und Kaliumplasmawerte von 8,91 mg/dl oder 2,28 mmol/l. Aufgrund seines schlechten Allgemeinbefindens und der ungünstigen Prognose wurde der Hund am gleichen Tag nach Rücksprache mit dem Besitzer euthanasiert. Bei Patient Nummer 28 handelte es sich um einen 7 Jahre alten, 24 kg schweren kastrierten Mischlingshund, der aufgrund eines Anfallsgeschehens vorgestellt wurde. Nachdem eine Ultraschall- und Computertomographieuntersuchung keinen eindeutigen Befund lieferten, wurde der Hund laparotomiert. In der Operation wurde ein Pankreastumor entfernt, der histologisch als Insulinom befundet wurde. Der Hund wurde postoperativ 3 Tage lang parenteral ernährt, erhielt aber täglich nur 45% der angestrebten Infusionsmenge, da die Plasmaglukosewerte auf über 540 mg/dl oder 30 mmol/l anstiegen. Aufgrund dieser hohen Werte wurden dem Hund am 3. Tag 8 I.U. Insulin s.c. injiziert. Der Glukosespiegel normalisierte sich innerhalb von 6 Stunden und senkte sich auf 126 mg/dl oder 7 mmol/l. Am darauffolgenden Tag wurde der Hund vorsichtig angefüttert. Er erbrach jeweils einmal an den zwei darauffolgenden Tagen, sein Plasmaglukosespiegel blieb im weiteren Verlauf im Normalbereich, so daß eine Insulinsubstitution nicht mehr erforderlich war. Der Hund wurde 10 Tage nach seiner Einstellung entlassen. Bei Patient Nr.33 handelte es sich um einen 4 Jahre alten, 29 kg schweren, weiblichen Berner Sennenhund, der in der Klinik zu einer Nierentransplantation eingestellt war. Aufgrund schlechten Allgemeinbefindens und Anorexie wurde eine präoperative Stabilisierung durch parenterale Ernährung angestrebt. Es handelte sich um eine Lösung, in welcher der Aminosäuren-, Kalium- und Phosphatgehalt reduziert und der Glukose- und Triglyceridgehalt im Vergleich zur Standardlösung erhöht war. Der Hund wurde 3 Tage lang parenteral ernährt, wodurch sich weder sein Allgemeinbefinden noch sein Körpermasse hoben. Am 4. Tag wurde transplantiert. Die Nierenfunktionswerte erholten sich, das Allgemeinbefinden verschlechterte sich nach einer kurzen Besserung wieder. Am 21. Tag nach Einstellung wurde der Hund erneut parenteral ernährt, nachdem seine Körpermasse auf 21 kg zurückgegangen war. Der

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Hund erhielt 3 Tage lang die Standardlösung zur parenteralen Ernährung, die gut verwertet wurde, er verblieb jedoch in Seitenlage und zeigte keine klinische Besserung. Am 24. Tag nach Einstellung entwickelte der Patient einen Spontanpneumothorax, an dem er schließlich auch verstarb. Die Obduktion ergab eine massive Aspirationspneumonie, entstanden durch mißglückte Zwangsfütterung. Bei Patient Nr. 46 handelte es sich um einen ein Jahr alten, 25 kg schweren, weiblichen Kaukasischen Schäferhund, der in der Klinik wegen Erosionen in der Maulhöhle und damit verbundener Futteraufnahmeschwierigkeiten eingestellt war. Endoskopisch waren Verätzungen der Maul- und Ösophagusschleimhaut festzustellen. Postendoskopisch verweigerte der Hund gänzlich die Nahrungsaufnahme, woraufhin 3 Tage lang parenteral ernährt wurde. Das Allgemeinbefinden des Hundes verbesserte sich, seine Körpermasse blieb konstant. Am Tag nach der Beendigung der parenteralen Ernährung, erhielt der Hund zunächst nur Wasser und nach problemloser Aufnahme am darauffolgenden Tag auch Futter. Insgesamt war der Hund 9 Tage stationär in der Klinik behandelt worden. Bei Patient Nr. 66 handelte es sich um einen 4 Monate alten, 13 kg schweren, männlichen Airedale Terrier, der in Seitenlage mit Streckkrämpfen vorgestellt wurde. Aufgrund der eindeutigen Symptomatik wurde die Diagnose Tetanus gestellt. Der Hund wurde ab dem 2. bis zum 17. Tag total parenteral ernährt. Wegen der hohen Kaliumplasmakonzentrationen, die über 18,4 mg/dl oder 4,7 mmol/l lagen, wurde ab dem 3. Tag der Infusionslösung kein Kaliumchlorid mehr zugesetzt. Die Muskelkrämpfe und –spasmen hielten 10 Tage an, danach besserte sich das Allgemeinbefinden des Hundes, bis er am 17. Tag wieder selbständig in der Lage war, Futter aufzunehmen. Die Lösung zur parenteralen Ernährung wurde ohne Probleme vertragen, insgesamt verlor der Patient aber 1,5 kg an Körpermasse. Tab. 81: Beschreibung der Hunde mit diversen Erkrankungen

Rasse Krankheitsgeschehen Stationärer Aufenthalt

(Tage)

Infusionsdauer (Tage)

Zugeführte Menge des

Erhaltungsbedarfs (%)

Cairn Terrier Thrombozytopenie Anorexie

Am 11. Tag euthanasiert

2 39%

Mischling Insulinom 11 3 44% Berner Sennenhund

Nierentransplantation Am 20. Tag verstorben

3 Tage vor 3 Tage nach der

Operation

72%* vor 100%** nach der

Operation Kaukasischer Schäferhund

Maul- und Ösophagus-schleimhautverätzung

9 3 100%

Airdale Terrier

Tetanus 25 16 100%***

*Modifizierte Infusionslösung zur parenteralen Ernährung mit geringeren Anteilen an Aminosäuren Kalium und Phosphat und erhöhten an Glukose und Triglyceriden. **Übliche Infusionslösung zur parenteralen Ernährung ***Infusionslösung zur parenteralen Ernährung ohne Kaliumsubstitution

110

Des weiteren wurden in dieser Gruppe Hunde zusammengefaßt, die an einer hämorrhagischen Gastroenteritis litten und nach dem Protokoll der Gruppe mit hämorrhagischer Gastroenteritis behandelt worden waren, aber die Kriterien für die Aufnahme in diese Gruppe nicht erfüllten. So handelte es sich hier um Tiere, die entweder älter als 12 Monate waren oder deren Ausgangsleukozytenkonzentration den Wert von 6000 /µl oder 6 G/l überstieg. Drei Tiere erhielten eine vollständige parenterale Ernährung: Bei Patient Nr. 6 handelte es sich um einen 3,5 Jahre alten, 9 kg schweren, weiblichen Mischling. Das Tier wurde über drei Tage hinweg problemlos infundiert, woraufhin sich sein Allgemeinzustand besserte. Am 4. Tag fraß der Hund selbständig und setzte dickbreiigen Kot ab. Die Entlassung aus der Klinik erfolgte nach 9 Tagen. Patient Nr. 7 war ein 12,5 Jahre alter, 27 kg schwerer, weiblicher Labrador Retriever. Aufgrund einer deutlichen Lipämie erhielt dieses Tier drei Tage lang nur 75% der vorgesehenen Infusionslösung zur parenteralen Ernährung, während der der Hund geringe Mengen breiigen Kotes absetzte. Am vierten Tag erhielt der Hund zunächst suppiges Futter und bis zu seiner Entlassung am 9. Tag normalisierte sich auch die Kotkonsistenz. Der zwei Jahre alter, 25 kg schwerer, weiblicher an Parvovirose erkrankten Mischling (Patient Nr. 48) wurde drei Tage lang parenteral ernährt. Während des neuntägigen Aufenthalts in der Klinik verbesserte sich sein Allgemeinzustand. Am 8. Tag setzte das Tier geformten Kot ab. Zwei Tiere erhielten Glutamin als Zusatz zur vollständigen parenteralen Ernährung: Patient Nr. 29 war ein 5 Monate alter, 21 kg schwerer, männlicher Rottweiler. Am dritten Tag verschlechterte sich sein Allgemeinbefinden, der Hund war apathisch und wurde deswegen parenteral ernährt. Er verstarb einen Tag später. Ein 20 Monate alter, 3,5 kg schwerer, weiblichen Langhaardackel (Patient Nr. 50) wurde aufgrund von Schluckstörungen in die Klinik aufgenommen. Endoskopisch ließ sich keine Ursache finden, ad tabulam setzte der Hund blutigen Kot ab, woraufhin er auf die Station für infektiöse Erkrankungen verlegt und vollständig parenteral ernährt wurde. Der Allgemeinzustand verschlechterte sich jedoch bis der Hund schließlich nicht mehr ansprechbar war und am dritten Tag verstarb. Vier Patienten wurden nach dem etablierten Protokoll der Klinik für Hunde mit hämorrhagischer Gastroenteritis behandelt: 6 Tage stationär wurde Patient Nr. 11, ein 11 Monate alter, 4 kg schwerer, weiblicher Malteser, aufgenommen und drei Tage lang mit AKE 1100 mit Glukose® infundiert. Bis zu seiner Entlassung verbesserte sich sein Allgemeinbefinden und normalisierten sich der Kotabsatz sowie die –konsistenz. Bei Patient Nr. 15 handelte es sich um einen 10,5 Jahre alten, 5,5 kg schweren, weiblichen Pekinesen, der drei Tage lang infundiert wurde. Während seines fünftägigen Klinikaufenthalts verbesserte sich sein Allgemeinbefinden, jedoch setzte der Hund vor seiner Entlassung keinen Kot ab. Patient Nr. 21, ein 7,5 Jahre alter, 3 kg schwerer weiblicher Yorkshire Terrier erhielt drei Tage lang eine AKE 1100 mit Glukose®-Infusion. Am darauffolgenden Tag nahm der Hund Futter auf und setzte pastösen Kot ab, der sich bis zu seiner Entlassung am 8.Tag normalisierte. Ein 13,5 Jahre alter, 18 kg schwerer, weiblicher parvovirosepositiver Mischling (Patient Nr. 39) wurde zwei Tage lang infundiert. Aufgrund seines schlechten Allgemeinzustandes sowie auf Wunsch der Besitzer wurde er am 6. Tag euthanasiert.

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Tab. 82: Beschreibung der Patienten der Gruppe Divers HG Patientennummer Alter

(Monate) Ausgangsleukozyten-konzentration (G/l)

Stationärer Aufenthalt (Tage)

Infusion Infusionsdauer/Menge

(Tage/%) 6 43 10,1 9 TPN 3/100% 7 141 6,8 9 TPN 3/75%

48 25 0,8 9 TPN 3/100% 29 5 19,7 Am 4. Tag

verstorben TPN-G 1/100%

50 20 1,4 Am 3. Tag verstorben

TPN-G 1/100%

11 11 15,1 6 AKE 1100 mit Glukose®

3/100%

15 116 21,2 5 AKE 1100 mit Glukose®

3/100%

21 101 7,5 8 AKE 1100 mit Glukose®

3/100%

39 159 3,5 Am 6. Tag euthanasiert

AKE 1100 mit Glukose®

2/100%

HG: Hämorrhagische Gastroenteritis

112

E. Diskussion

1. Kritik der Methode

1.1. Patientengut Hunde, die in der Klinik für kleine Haustiere der Tierärztlichen Hochschule Hannover stationär aufgenommen waren, wurden nur nach bestimmten Aufnahmekriterien in die Studie aufgenommen. Unter den Patienten waren neben dem Mischling 31 verschiedene Rassen vertreten, wobei sich, außer für den Rottweiler und den Deutschen Schäferhund in der Gruppe HG, keine Häufung einzelner Rassen ergab. Den Gruppen Hämorrhagische Gastroenteritis (parenteral ernährte Gruppe-HG P, parenteral ernährte Gruppe mit Glutaminzusatz-HG PG, und Kontrollgruppe-HG K) und Gruppe Magen-Darm-Operationen (parenteral ernährte Gruppe-MD P und Kontrollgruppe-MD K) wurden jeweils 10 Tiere zugeteilt, eine Anzahl, die eine vorsichtige Interpretation der Ergebnisse erfordert. Alle Tiere erhielten eine auf ihre Körpermasse abgestimmte Infusion zur vollständigen parenteralen Ernährung. Jeder Hund wurde zusätzlich nach den Erfahrungen und Vorschriften der Klinik für kleine Haustiere für die einzelnen Krankheitsgeschehen medikamentell versorgt. Innerhalb der Gruppen variierte dadurch die Therapie, wie z.B. der Antibiotikaeinsatz. 1.1.1. Hämorrhagische Gastroenteritis Hunde, die dieser Gruppe zugeteilt wurden, mußten verschiedene Aufnahmekriterien erfüllen: ein Lebensalter von weniger als 12 Monaten, das Vorliegen einer hämorrhagischen Diarrhoe und eine Gesamtleukozytenzahl unter 5000 /µl. Dieser Wert entspricht einer deutlichen Leukopenie. Trotz der angeführten Selektionskriterien ist eine Inhomogenität der Behandlungsgruppen festzustellen, die den Vergleich der Gruppen erschwert, sich aber unter den Gegebenheiten einer klinischen Studie nicht anders realisieren ließ. Nicht alle in die eigene Studie einbezogenen Tiere wurden bereits am ersten Tag ihrer Erkrankung in der Klinik vorgestellt, so daß die Therapie in verschiedenen Krankheitsstadien eingeleitet wurde. In Anbetracht des akuten Krankheitsverlaufs einer hämorrhagischen Gastroenteritis bei Junghunden können bereits zwei Tage Differenz im Behandlungsbeginn erhebliche Auswirkungen auf den Therapieerfolg haben, da der Patient entweder noch im Anfangsstadium oder schon im Endstadium der Erkrankung angetroffen wird (BAATZ 1992; HAMANN et al. 1997). REMILLARD und THATCHER (1989) behandelten 9 Hunde mit akuter Gastroenteritis. Die Infusionslösung zur parenteralen Ernährung wurde im Durchschnitt 2,7 (min. 1, max. 7) Tage lang appliziert. Zwei der Hunde verstarben und drei Tiere mußten wegen ihres schlechten Allgemeinbefindens euthanasiert werden. KUFFER et al. (1997) ernährten Patienten mit gravierenden Symptomen parenteral. Um den Energiebedarf vollständig zu decken, setzten sie konzentrierte Lösungen ein, deren hohe Osmolalität die Infusion über einen zentralen Venenkatheter erforderlich machte. Angaben

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über die Dauer der Applikation oder ermittelte Meßdaten der parenteralen Ernährung wurden nicht gemacht. Ihre im Vergleich zu vorherigen Studien höhere Überlebensrate führten sie auf eine unter anderem den Einsatz von begleitender Medikation zurück. In dieser Studie wurden 25 Hunde (20 Hunde der Gruppe HG und 5 Hunde der Gruppe DIVERS HG), die an einer akuten Gastroenteritis litten, parenteral ernährt. Die Infusionslösung zur parenteralen Ernährung wurde im Durchschnitt 3 (min. 1, max. 5) Tage lang appliziert. Drei der Hunde verstarben und drei Patienten mußten wegen des schlechten Allgemeinbefindens euthanasiert werden. Stellt man dies den Ergebnissen von REMILLARD und THATCHER (1989) gegenüber, läßt sich in der eigenen Untersuchung eine höhere Überlebensrate erkennen. REMILLARD und THATCHER (1989) machen in ihren Ausführungen jedoch keine Angaben über Selektionskriterien ihres Patientengutes oder die Infusionslösung zur parenteralen Ernährung, so daß keine Rückschlüsse auf die Ursachen ihrer schlechteren Therapieerfolge gezogen werden können. KUFFER et al. (1997) kommen bei ähnlich zusammengesetzten Mischinfusionen zur parenteralen Ernährung zu vergleichbaren Ergebnissen wie in der vorliegender Untersuchung. Sie setzten aber begleitend zur parenteralen Ernährung ein Leukozytenstimulans ein, worauf in dieser Studie verzichtet wurde. Aus diesem Grund kann davon ausgegangen werden, daß die in dieser Arbeit eingesetzte Infusionslösung zur parenteralen Ernährung in beschriebener Zusammensetzung eine erfolgreiche Therapiemaßnahme darstellt. 1.1.2. Magen-Darm-Operation An Hunden, die in diese Gruppe einbezogen wurden, wurden schwerwiegende operative Eingriffe wie Gastrotomien, mehrfache Enterotomien oder Enterektomien vorgenommen. ARMSTRONG und LIPPERT (1988) stufen einen operativen Eingriff am Magen-Darm-Kanal nicht per se als eine Indikation für eine parenterale Ernährung ein. In der Literatur wird abgewogen zwischen dem erhöhten Infektionsrisiko, welches eine parenterale Ernährung begleitet und den Auswirkungen einer Nahrungskarenz von wenigen Tagen auf den Krankheitsverlauf. So wird eine parenterale Ernährung bei Patienten empfohlen, die entweder einen schlechten präoperativen Ernährungszustand aufweisen, sich einer schwierigen Operation mit hohem Komplikationsrisiko unterziehen müssen oder bei denen eine postoperative Nahrungskarenz von mehr als 3 Tagen notwendig ist (RAFFE 1985; LIPPERT und ARMSTRONG 1989; HILL 1994). BECKER (1969) war der erste, der einen Hund nach einer Enterektomie des Jejunums 6 Tage lang infundierte. Nach Einschätzung des Autors wäre die Krankheit ohne parenterale Ernährung ungünstiger verlaufen. REMILLARD und THATCHER (1989) ernährten 5 Hunde nach Magen-Darm-Operationen parenteral. Die Infusionslösung wurde durchschnittlich 3,2 (min. 1, max. 6) Tage lang appliziert. Bei zwei dieser Patienten wurde ein bösartiger Tumor diagnostiziert und sie wurden aufgrund der schlechten Prognose euthanasiert, ein Patient verstarb. AUBIN und DUBÉ (1992) ernährten erfolgreich 3 Tage lang einen Hund parenteral, der an einer Magendrehung operiert worden war. In einer retrospektiven Studie wurden die Daten von 72 total parenteral ernährten Hunden ausgewertet (LIPPERT et al. 1993). 41 von ihnen litten an Krankheitsgeschehen des Magen-Darm-Traktes. Die Dauer der Infusion lag bei durchschnittlich 4,5 Tagen (min. 1, max. 13). 70% der Tiere wurden entlassen, 14% verstarben und 16% wurden euthanasiert

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In vorliegender Arbeit wurden 10 Hunde (Gruppe MD P) über einen Zeitraum von durchschnittlich 3 Tagen (min. = max. 3) parenteral ernährt. Zwei dieser Tiere verstarben an den Folgen ihres Krankheitsgeschehens, die restlichen wurden bei guten Allgemeinbefinden entlassen. Der Therapieerfolg bezogen auf die parenterale Ernährung in den genannten Arbeiten ist schwer einzuschätzen. Außer BECKER (1969), der experimentell nach Enterektomie einen Hund allein mit Hilfe der parenteralen Ernährung am Leben erhalten hat, ist das Ergebnis sonst in vielen Fällen einer Summe vieler Einzelfaktoren zu verdanken, von denen einer die parenterale Ernährung ist. 1.1.3. Pankreatitis Die Pankreatitis stellt eine der wichtigsten Indikationen für die totale parenterale Ernährung dar, da diese Patienten einer ausreichenden Nährstoffzufuhr bei gleichzeitig minimaler Pankreasstimulation und –sekretion bedürfen. Umstritten war der Einsatz von Fetten in der parenteralen Ernährung. Experimente jedoch ergaben, daß sie, parenteral appliziert, nicht das Pankreas stimulieren (TRAVERSO et al. 1981; FRIED et al. 1982; EDELMAN und VALENZUELA 1983). So werden heutzutage Fette neben Kohlenhydraten und Aminosäuren eingesetzt (REMILLARD und THATCHER 1989; LIPPERT et al. 1993; SMITH und BILLER 1998). Eine Alternative zur parenteralen Ernährung stellt die Applikation von Elementardiäten dar (HILL 1994). Sie können sowohl oral als auch enteral eingesetzt werden (KELLY und NAHRWOLD 1976; TRAVERSO et al. 1981), am besten jedoch werden sie in das mittlere Jejunum infundiert (CASSIM und ALLARDYCE 1974). Nachteil der Elementardiäten gegenüber der parenteralen Ernährung ist die, wenn auch nur geringgradige, Stimulation des Pankreas. Außerdem erfordert das Legen des Darmkatheters einen operativen Eingriff unter Allgemeinanästhesie, während für die parenterale Ernährung lediglich ein zentralvenöser Katheter benötigt wird (SIMPSON und ELWOOD 1994). REMILLARD und THATCHER (1989) ernährten zwei Hunde mit Pankreatitis (Infusion über drei bzw. 6 Tage) und einen Hund mit einem Pankreasabszeß (Infusion über einen Tag) parenteral. Einer erlag seiner Krankheit, während die anderen beiden aufgrund des schlechten Allgemeinbefindens und der ungünstigen Prognose euthanasiert wurden. LIPPERT et al. (1993) versorgten einen Hund mit Pankreatitis mit einer Infusionslösung zur parenteralen Ernährung, allerdings ohne den Verlauf zu beschreiben. Aufgrund eines chirurgisch versorgten Pankreasabszesses versuchten MOENS und REMEDIOS (1997), einen 35 kg schweren Hund parenteral zu ernähren. Der Versuch wurde jedoch abgebrochen, nachdem der Patient die gesamte Tagesmenge (1800 ml) der Infusionslösung innerhalb von zwei Stunden erhalten hatte. Die Blutglukose erreichte einen Wert von 792 mg/dl oder 44 mmol/l und die Plasmakonzentration von Kalium 11,3 mg/dl oder 2,9 mmol/l. Der Hund war apathisch, erbrach mehrmals und setzte große Mengen Urin ab. Insulin (0,1 U/kg KM) und Kalium in einer Dauertropfinfusion verabreicht, führten innerhalb von 12 Stunden zu einer Normalisierung der Blutglukose- (78 mg/dl oder 4,3 mmol/l) und Kaliumwerte (15,3 mg/dl oder 3,9 mmol/l), das Plasma wies jedoch eine deutliche Lipämie auf. 27 Tage nach Erstvorstellung wurde der Hund entlassen und Nachkontrollen zeigten ein ungestörtes Allgemeinbefinden. SMITH und BILLER (1998) punktierten eine Pseudozyste am Pankreas unter Ultraschalkontrolle und anschließend ernährten ihn parenteral 4 Tage lang ohne leider weiter in der parenterale Ernährung weiter einzugehen.

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5 Hunde mit akuter Pankreatitis wurden in vorliegende Studie aufgenommen und parenteral ernährt. Die Diagnose wurde makroskopisch intra operationem gestellt. Die geringe Patientenzahl innerhalb des Studienzeitraums ermöglichte nicht die Bildung einer Kontrollgruppe. Dementsprechend läßt sich anhand der ermittelten Ergebnisse nur eine Aussage über die Verträglichkeit und den Effekt der Infusionslösung zur parenteralen Ernährung treffen, nicht aber über eine therapeutische Überlegenheit im Vergleich zur konventionellen Behandlung. Es überlebten alle Hunde, so daß in dieser Indikation ein sinnvolles Einsatzgebiet der parenteralen Ernährung zu sehen ist. 1.1.4. Verschiedene Erkrankungen Es handelte sich um einzelne Fälle, bei denen der Einsatz der parenteralen Ernährung den Krankheitsverlauf positiv beeinflussen sollte. Ein Erfolg zeichnete sich bei 3 von 5 Tieren ab. Bei einem an Tetanus erkrankten Hund und einem Patienten mit Mund- und Ösophaguserosionen war der Einsatz unverzichtbar, da eine eigenständige Futteraufnahme nicht möglich war. RENEGAR et al. (1979) waren die ersten, die einen 34 kg schweren Hund, der an Tetanus erkrankt war, parenteral ernährten mit einer Energiezufuhr von 600 kJ ME/kg KM0,75/Tag. Er verlor 2,2 kg KM (6,4% der initialen Körpermasse) und wurde 3 Wochen nach Vorstellung entlassen. In vorliegender Studie erhielt ein ebenfalls an Tetanus erkrankter, 13 kg schwerer Hund 16 Tage lang täglich eine 10-stündige Infusion zur parenteralen Ernährung mit einer niedrigeren Energiezufuhr (500 kJ ME/kg KM0,75/Tag). Der Körpermassenverlust betrug 1,5 kg (11,5% der initialen Körpermasse). Der Patient verließ die Klinik nach 25 Tagen. Anhand beider Tetanuspatienten läßt sich die Praktikabilität einer Langzeitinfusion der Nährlösung demonstrieren. Der Körpermassenverlust zeigt, daß bei der Zusammensetzung einer Infusion zur parenteralen Ernährung für Hunde, die an Tetanus erkrankt sind, der Energiebedarf höher zu berechnen ist. 1.2. Herstellung und Anwendung der Infusionslösungen Die Infusionen wurden mit Hilfe eines Mischcomputers aus Trägerlösungen hergestellt und in Einweginfusionsbeutel abgefüllt. Um unter sterilen Bedingungen arbeiten zu können, erfolgte der Herstellungsvorgang unter einer sterilen Werkbank. Insgesamt ist diese Art des Anmischens sehr kosten- und arbeitsintensiv, ist jedoch die Methode der Wahl um eventuelle Fehler auszuschließen und die Kontaminationsgefahr so niedrig wie möglich zu halten (WILLIAMS 1985; LLOP et al. 1993). Die Infusionsgeschwindigkeit wurde durch einen Regler (DIAL-A-FLO® Fa. Abbott Ireland) dosiert, der, bedingt durch die Veränderung der Schwerkraft im Verlauf der Infusion, nur ungenau arbeitete und deshalb ständig kontrolliert werden mußte. So variierte die angestrebte Infusionsdauer von 10 Stunden um ca. ± 30 Minuten. Durch die ständige Nachregelung der Infusionsgeschwindigkeit variierte ebenfalls die zugeführte Nährstoffmenge pro Zeiteinheit. Für eine zeitlich genau abgestimmte Infusion ist die Anwendung einer elektronisch gesteuerten Infusionspumpe von Vorteil. 1.3. Mikrobiologie Bei der Handhabung der Patienten und der Infusionslösungen wurde nach den Vorschriften der Humanmedizin für parenteral ernährte Patienten verfahren (POWELL et al. 1982; WILLIAMS 1985; GOSBELL et al. 1995), dennoch waren die Hunde während der

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Behandlung Infektionsrisiken wie der Applikation peripherer Venenkatheter oder subkutanen Injektionen ausgesetzt. Das Legen des zentralvenösen Katheters erfolgte unter aseptischen Bedingungen, über ihn wurde ausschließlich die Infusionslösung zur parenteralen Ernährung appliziert und die Infusionsschläuche wurden täglich, der Schutzverband alle drei Tage gewechselt. Um das Kontaminationsrisiko durch den zentralvenösen Katheter beurteilen zu können, wurden vor und nach der Behandlung Blut und im Anschluß an die Therapie die Katheterspitze auf Mikroorganismen untersucht. Um eine katheterbedingte Bakteriämie zu belegen, muß derselbe Mikroorganismus sowohl an der Katheterspitze als auch im Blut nachgewiesen werden (BURROWS 1982; HIRSH et al. 1984; WILLIAMS 1985; GOSBELL et al. 1995), was jedoch einen Erregereintritt an einer anderen Stelle und eine sekundäre Besiedlung der Katheterspitze nicht ausschließt (FOX et al. 1981; LIPPERT et al. 1988; GAREIS et al. 1996). In der eigenen Studie war bei der ersten Blutkultur vor Therapiebeginn bereits bei 7 von 35 (20%) der untersuchten Hunde Erreger nachzuweisen. Es handelte sich um Acinetobacter sp., Enterokokken und E. coli. Im Vergleich zu HIRSH et al. (1984), DOW et al. (1989) und GAREIS et al. (1996) wurden die gleichen Krankheitserreger isoliert, der Prozentsatz positiver Proben war jedoch deutlich geringer. Aus der Jugularkatheterspitze waren bei 20 von 35 (57%) und bei der Untersuchung der zweiten Blutprobe in 16 von 29 (55%) der untersuchten Hunde Erreger nachzuweisen. Bei zwei von 42 untersuchten Hunde (5%) gelang es in der ersten und zweiten Blutkultur sowie an der Jugularkatheterspitze jeweils den gleichen Erreger nachzuweisen (E. coli). 7 Hunde (16,6%) hatten in zwei von drei Untersuchungen die gleichen Mikroorganismen (Acinetobacter sp., E. coli und Serratia sp.). Das entspricht den Prozentsätzen, die BURROWS (1982) mit 15,4% und LIPPERT et al. (1993) mit 16% positiver Proben präsentierten. Die eigenen Ergebnisse liegen damit aber deutlich unter den Werten von FOX et al. (1981) mit 62% und LIPPERT et al. (1988) mit 26% positiver Proben. Das könnte auf die bessere Handhabung der Patienten und die unterschiedliche Wahl der Antibiose zurückzuführen sein. Die in der selbst durchgeführten Studie isolierten Mikroorganismen sind in etwa identisch mit den Erregern, die in anderen Arbeiten erwähnt wurden (Acinetobacter sp., Enterokokken, E. coli, Serratia marcescens und Staphylokokken). Die Kriterien für eine katheterbedingte Sepsis (vor dem Legen des Katheters negative Blutproben, nach dem Legen des Katheters positive Blutproben mit dem gleichen Erregernachweis wie an der Katheterspitze) wurden lediglich von 6 Hunden (14%) erfüllt. Die bei einem Sepsisverdacht herangezogenen Parameter Körpertemperatur und Leukozytenzahl, zeigten keine eindeutigen Abweichungen. Das liegt einerseits an der typischen Verlaufskurve der Leukozyten, welche den Krankheitsverlauf wiederspiegelt und anderseits an der Applikation des fiebersenkenden Medikamentes Metamizol. Unter Sepsisverdacht stehen noch zwei Tiere der Gruppe MD, bei denen der gleiche Erreger bei allen drei Proben isoliert werden konnte. Trotz streng aseptischer Handhabung der Mischinfusion zur parenteralen Ernährung und des Infusionsapparates sowie sorgfältiger Pflege der Patienten erfolgte der kulturelle Nachweis verschiedener Mikroorganismen, die aufgrund des unregelmäßigen Nachweises als Kontaminationskeime einzustufen sind. Um das Infektionsrisiko zu senken, sollten die parenteral ernährten Tiere separat gehalten werden, was jedoch in einer stark frequentierten Überweisungsklinik nicht immer möglich ist.

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2. Parenterale Ernährung 2.1. Infusionsdauer Ein Ziel der vorliegenden Studie war es, die Praktikabilität einer parenteralen Ernährung bei einer relativ kurzen täglichen Infusionsdauer von 10 Stunden sowie dadurch hervorgerufene metabolische Effekte zu überprüfen. Diese kurze Dauer wurde gewählt, da in der Praxis selten ausreichend Personal für eine 24stündige Betreuung von Patienten zur Verfügung steht. Ein verkürztes Infusionsintervall würde ermöglichen, daß Intensivpatienten einfacher parenteral ernährt werden können. In der Literatur werden bisher längere Infusionszeiten bis zu 24 Stunden empfohlen. Kürzere Perioden von 4 bis 6 Stunden wurden von HÅKANSSON et al. (1966), FELDMAN et al. (1976) und REMILLARD und THATCHER (1989) erprobt. Bei diesen Arbeiten war jedoch die Infusionsdauer nicht die primäre Fragestellung. HÅKANSSON et al. (1966) untersuchten die Anwendungsmöglichkeit und Verträglichkeit von Fettemulsionen und Caseinhydrolysaten durch wöchentliche Bestimmung hämatologischer und klinisch-chemischer Parameter. FELDMAN et al. (1976) verglichen die Einflüsse von oraler und parenteraler Ernährung auf die Darmregeneration nach Enterektomie. Hämatologische und klinisch-chemische Parameter wurden ebenfalls wöchentlich gemessen. REMILLARD und THATCHER (1989) testeten die Verträglichkeit einer Infusion zur parenteralen Ernährung mit hämotologischen und klinisch-chemischen Messungen, die alle 3 Tage stattfanden. Keiner der Autoren unternahm Messungen während und nach der Infusion, um mögliche metabolische Intoleranzen nachzuweisen. Ihnen genügte hierfür die Überwachung des Allgemeinbefindens. Die Anwendbarkeit einer kurzen Infusionsdauer wurde auch von KRAMER et al. (1998) beschrieben. Sie belegten die Praktikabilität einer Infusionszeit von 10 Stunden bei gesunden Beagles. In der vorliegenden Arbeit wurde zum ersten Mal der Effekt einer 10-stündigen Infusion bei kranken Hunden getestet. Die meisten von ihnen vertrugen diese kurze Infusionszeit relativ gut. Limitierender Faktor waren metabolische Intoleranzen, überwiegend Hyperglykämie. 10 Hunde erhielten aufgrund metabolischer Entgleisungen (Hyperglykämie, Hypokaliämie und Verschlechterung des Allgemeinbefindens) nicht die angestrebte Infusionsmenge. Es handelte sich um 3 Hunde mit hämorrhagischer Gastroenteritis, 3 Hunde nach Magen-Darm-Operationen und 4 Tiere mit verschiedenen Erkrankungen, von denen 4 verstarben. Überwiegend also sehr geschwächte Patienten, bei denen die parenterale Ernährung als ultima ratio eingesetzt wurde. Würde bei diesen Patienten die Infusionszeit auf 12 oder gar 15 Stunden verlängert, wäre mit großer Wahrscheinlichkeit einer der wichtigsten limitierenden Faktoren einer kurzen Infusionszeit, nämlich die Hyperglykämie, reduziert worden. 2.2. Glukoseverträglichkeit Hunde, die unter hohem Streß stehen, multitraumatisiert sind oder unter einer Septikämie leiden, zeigen schneller eine Glukoseintoleranz als gesunde Hunde (RAFFE 1985). Bei einer retrospektiven Studie der Michigan State University zeigten 22 von 72 parenteral ernährten Hunde eine Glukoseintoleranz (LIPPERT et al. 1993). HARDIE et al. (1985) dokumentierten bei 8 operierten Hunden mit Sepsis Plasmaglukosekonzentrationen von über 160 mg/dl oder 8,5 mmol/l. 4 von ihnen verstarben.

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Aufgrund der Gefahr einer Hypoglykämie, die auf eine Hyperinsulinämie zurückzuführen ist, wird empfohlen, die Infusionslösung zur parenteralen Ernährung allmählich zu beginnen und vor allem nicht abrupt abzusetzen. Die Hypoglykämie kann bereits eine halbe Stunde nach Infusionsende eintreten (RAFFE 1985; LIPPERT und ARMSTRONG 1989). KOUIDER et al. (1978) untersuchten die Verwertbarkeit von Invertzucker, Fructose und Sorbit beim Hund und ermittelten unter anderem den Plasmaglukosespiegel und die Insulinkonzentrationen. Sie fanden heraus, daß nach Bolusinfusionen von Zuckerlösungen in verschiedenen Dosierungen die Konzentration an Insulin im Blutserum schon nach 5 Minuten stark anstieg und ein Maximum nach 15 Minuten erreichte. Der Glukosespiegel erreichte seine Ausgangswerte nach 40 bis 60 Minuten. Zu gleichen Ergebnissen kamen auch KANEKO et al. (1978), als sie Hunden Glukoseboli von 0,15 bis 1,25 mg/kg KM i.v. verabreichten und anschließend den Blutglukosewert und das Plasmainsulin bestimmten. Bei ihren Versuchen ergab sich ein Insulinpeak nach 5 Minuten und eine Rückkehr zum Ausgangswert nach 45 Minuten. In der vorliegenden Studie waren auch nach abrupter Beendigung der Infusion eine Stunde nach Infusionsende weder eine Hypoglykämie noch Abweichungen bei den übrigen klinisch-chemischen Parametern festzustellen. Während einer neuntägigen, kurzzeitigen Infusion zur parenteralen Ernährung beim Hund (10 Stunden/Tag) zeigten die ermittelten Glucagonkonzentrationen große Variabilität, ohne signifikante Differenzen im Vergleich zu den Nüchternwerten. Die bei dieser Studie auch gemessenen Cortisolwerte, die als Streßindikator dienten, ließen keine besondere Belastung der Patienten erkennen (ZENTEK et al. unveröffentlicht). Auch KNOL et al. (1992) konnten keinen streßbedingten Anstieg der Plasmakonzentration von Cortisol nach unterschiedlichen Blutentnahmetechniken an Hunden nachweisen. KRAMER et al. (1998) untersuchten die Insulinkonzentrationen bei Hunden während einer Infusion zur parenteralen Ernährung und fanden schnell ansteigende Werte, die während der Infusion zurückgingen. Am Anfang der Versuche ließen sich dabei höhere Konzentrationen messen, was für eine metabolische Adaptation der Probanden spricht. Das belegen auch die während der Behandlung in vorliegender Studie festgestellten zurückgehenden Glukosewerte. 2.3. Energiezufuhr Die Empfehlungen zur Energieversorgung von Hunden werden in der Literatur auf die Stoffwechselmasse, die sich meist aus der Körpermasse zur ¾-Potenz errechnet, bezogen. In den meisten Versuchen zur parenteralen Ernährung jedoch wurde die Energie je Körpermasse in kg dosiert. So wurden täglich von 151 bis 1128 kJ/kg KM zugeführt. Die angestrebte Energiezufuhr in vorliegender Studie war mit 500 kJ ME/kg KM0,75 angelehnt an die Empfehlungen zur Fütterung von Hunden im Erhaltungsstoffwechsel von MEYER und ZENTEK (1998), was auch in fast allen Fällen erreicht wurde. Erwähnt werden muß, daß es sich bei den meisten Versuchen um gesunde Tiere handelte, die einen geringeren Energiebedarf aufwiesen als erkrankte Tiere. Betrachtet man die Spannbreite der bisher zugeführten Energiemengen, findet man im unteren Bereich Körpermassenverluste (BECKER 1969; RENEGAR et al. 1979), wohingegen im oberen Bereich Leberverfettung sowie Glykogen- und Wassereinlagerung in der Leber auftreten (KOGA et al. 1975; MASHIMA 1979). REMILLARD und THATCHER (1989) applizierten zwei gesunden Hunden über 3 Wochen 543-679 kJ ME/kg KM0,75. Außer einem leichten Anstieg der aP bei einem der Hunde, blieben die ermittelten Werte der klinischen Chemie im Referenzbereich.

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Anschließende histologische Untersuchungen des Herzens, der Niere und der Leber zeigten keine Veränderungen. Bei einer Energiezufuhr von 439-585 kJ ME/kg KM0,75 beobachteten LIPPERT et al. (1993) eine Körpermassenzunahme bei 65% und einen Körpermassenverlust bei 10% der behandelten Tiere. KRAMER et al. (1998), die gesunden Hunden 500 kJ ME/kg KM0,75 applizierten, fanden keinen Effekt der Infusion zur parenteralen Ernährung auf Nieren- und Leberwerte. Einen geringen Körpermassenverlust begründen sie mit dem verminderten Füllungszustand des Darmes. Die Gesamtenergie wurde in der vorliegende Arbeit aus dem Brennwert der enthaltenen Fette (1 g=39,3 kJ), Kohlenhydrate (1 g=16,8 kJ) und Aminosäuren (1 g=16,8 kJ) nach den Herstellerangaben errechnet. In früheren Arbeiten wurde der Brennwert der enthaltenen Aminosäuren häufig mit der Begründung nicht berücksichtigt, daß diese primär anabolen Prozessen dienten und nur in geringem Umfang der Energiegewinnung. Diese Vorgehensweise kann jedoch zu Hyperinfusionen führen, wie Untersuchungen an Hunden oder auch Katzen zeigten (LIPPERT et al. 1989, MASHIMA 1989). Heute wird bei der Erstellung von Infusionsprotokollen die Energie der zugeführten Aminosäuren daher meist berücksichtigt (DONOGHUE 1989, HILL 1994, DAVENPORT 1995, KRAMER et al. 1998). Bei der hier verwendeten Rezeptur betrug der Energieanteil des Fetts 21% (25% der Nichtproteinenergie), derjenige der Kohlenhydrate 62,3% (75% der Nichtproteinenergie) und derjenige der Aminosäuren 16,7%. Den Tieren der Kontrollgruppe wurde eine tägliche Gesamtenergie von durchschnittlich 76 kJ/kg KM0,75 zugeführt, welche zu 67% durch Kohlenhydrate und zu 33% durch Aminosäuren gedeckt wurde. Das entspricht einer Gesamtenergiezufuhr von 15% der Menge im Vergleich zu den vollständig parenteral ernährten Hunden. Somit ergab sich eine deutliche Differenzierung der Versuchsgruppen. Wie MEYER und ZENTEK (1998) erwähnen, bestehen schon bei gesunden Hunden große Unterschiede hinsichtlich des Energiebedarfs in Abhängigkeit von Rasse, Alter und Geschlecht. Die Schwankungen können bei kranken Tieren noch erheblicher sein (MEYER und ZENTEK 1998; DONOGHUE und KRONFELD 1994; HILL 1994). Bei längerer Energieunterversorgung erhöht sich beim Hund sowohl die Ketogenese als auch die Ketolyse. Es kommt beim Hund im Gegensatz zum Menschen jedoch nicht zur Ketose, weil die freien Fettsäuren zum Hauptenergielieferanten werden (VAIDYANATH et al. 1978; SHAW und WOLFE 1984; HARDIE et al. 1985; DONOGHUE 1989; DONOGHUE und KRONFELD 1994; MEYER und ZENTEK 1998). Wie die Versuche in vorliegender Studie gezeigt haben, wurde die Energiezufuhr von 500 kJ ME/kg KM0,75 in der kurzen Infusionszeit von 10 Stunden gut toleriert. Um aber noch höhere Energiebedürfnisse von Patienten mit Verbrennungen, Schädel-Hirn-Traumen oder Tetanus in einer kurzen Infusionszeit zu decken, sollten höhere Energiegaben durch insulinunabhängige Nährstoffe wie z.B. Fructose oder Fette erfolgen, da es in dieser Studie bei manchen Probanden bereits zu Glukoseintoleranzen gekommen war. KOUIDER et al. (1978) hatten die Anwendbarkeit von Invertzucker, Fructose und Sorbit beim Hund belegt. KRAMER et al. (1998) bewiesen, daß bis zu 60 % der Energiezufuhr in Form von Triglyceriden erfolgen kann. Anhand der in dieser Arbeit ermittelten Plasmatriglyceridkonzentrationen ist aber von noch höheren Fettmengen abzuraten.

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Zur Überwachung einer Unter- oder Überversorgung der Patienten wurden die Tiere täglich gewogen. Die ermittelten Körpermassen blieben relativ konstant, wobei erwähnt werden muß, daß der Untersuchungszeitraum kurz war und somit keine gesicherten Rückschlüsse auf eine ausreichende Energiezufuhr gezogen werden können. Die Körpermassenveränderungen sind sicher auch zurückzuführen auf den Hydrierungszustand und die Füllung des Magen-Darm-Trakts (DONOGHUE und KRONFELD 1994). Interessant ist unter diesem Aspekt Patient Nr. 66, der aufgrund einer Tetanusinfektion 16 Tage lang parenteral ernährt wurde. Er erhielt 500 kJ ME/kg KM0,75/Tag oder 263 kJ ME/kg KM/ Tag und verlor 1,5 kg KM (11,5% der Ausgangskörpermasse). RENEGAR et al. (1979) ernährten ebenfalls einen Hund mit Tetanus parenteral. Der Patient erhielt 260 kJ ME/kg KM bzw. 626 kJ ME/kg KM0,75 in Form einer Mischinfusion aus Fetten, Aminosäuren und Glukose. Aufgrund einer schweren Thrombophlebitis wurde das Infusionsprotokoll geändert. Der Hund erhielt anschließend 9 Tage lang 233 kJ ME/kg KM bzw. 575 kJ ME/kg KM0,75. Durchschnittlich erhielt er 247 kJ ME/kg KM bzw. 600 kJ ME/kg KM0,75. Er verlor in 3 Wochen 2,2 kg KM (6,4% der initialen Körpermasse) trotz 20% höherer Energiezufuhr als in vorliegender Studie. Es müßte also bei der Berechnung der Energiezufuhr für Tetanuspatienten der erhöhte Energiebedarf durch die enorme Muskelaktivität berücksichtigt und durch einen passenden Faktor angehoben werden. 2.4. Proteinzufuhr In der Literatur werden die Empfehlungen für Proteinversorgung von Hunden entweder auf die Stoffwechsel- oder auf die Körpermasse bezogen. MEYER und ZENTEK (1998) legen den Bedarf an Protein für Hunde im Erhaltungsstoffwechsel bei 5 g verdaulichem Rohprotein/kg KM0,75 fest. Ähnliche Mengen (4,5-5,6 g Aminosäuren/kg KM0,75) schlagen REMILLARD und THATCHER (1989) und AUBIN und DUBÉ (1992) (4 g Aminosäuren/kg KM0,75) für parenteral ernährte Hunde vor. DONOGHUE (1989) empfiehlt von 5 bis sogar 10g/kg KM0,75 bei kachektischen Hunden. Andere Autoren beziehen sich auf die Körpermasse und empfehlen von 1,5-8 g/kg KM. Die niedrigeren Mengen sollten bei Hunden mit eingeschränkter Nieren- oder Leberfunktion, die höheren bei Hunden mit massiven Proteinverlusten, wie z.B. protein-losing enteropathy oder Verbrennungen angewandt werden. 1,17 g Aminosäuren /kg KM setzten RENEGAR et al. (1979) bei einem an Tetanus erkrankten Hund ein. Die während der Behandlung ermittelten Nieren- und Leberwerte blieben im Referenzbereich, das Albumin fiel jedoch um 28%. LIPPERT et al. (1993) applizierten bei Hunden mit uneingeschränkter Nierenfunktion 4 g Aminosäuren /kg KM und bei Hunden mit eingeschränkter Nierenfunktion 1,5 g Aminosäuren /kg KM. Bei 78% der ersteren und 22% der letzteren Hunde erhöhte sich der Harnstoffspiegel (insgesamt bei 17% der Hunde). SMITH und BILLER (1998) infundierten einem Hund 4 Tage lang mit 3,45 g Aminosäuren /kg KM, die in einer Lösung zur parenteralen Ernährung enthalten waren und verzeichneten eine leicht gefallene Plasmaalbuminkonzentration. Positive Ergebnisse (Erhöhung der Plasmaproteine und Rückgang des Ascites) erzielten LANE et al. (1999), die einen an lymphozytärer Enteritis und protein-losing enteropathy leidenden Hund 7 Tage lang parenteral ernährten, mit 6 g Aminosäuren /kg KM. MASHIMA (1979) setzte 6,75 g Aminosäuren /kg ein, um mögliche Effekte einer Überversorgung von Junghunden zu dokumentieren. Er beobachtete eine Vergrößerung der Leber aufgrund der Akkumulation von Fett, Glykogen und Wasser, was aber den Effekt der zu hohen zugeführten Energie widerspiegelte. In vorliegender Arbeit lag die angestrebte Aminosäurenzufuhr bei 5 g/kg

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KM0,75, welche mit durchschnittlich 4,7 g/kg KM0,75 in allen Gruppen annähernd erreicht wurde. Neben der Gesamtmenge an Protein ist jedoch das Aminosäurenprofil der applizierten Infusionslösungen und das Protein/Energie-Verhältnis zu berücksichtigen. Das Aminosäurenprofil der eingesetzten Lösungen war für den Menschen ausgelegt, ist aber auch für Hunde anwendbar (KARLSON et al. 1994; MEYER und ZENTEK 1998). Die Aminosäurenkonzentration in der fertigen Mischung lag bei 40 g/l, so daß ein für Hunde adäquates Protein/Energie-Verhältnis von 10 g:1 MJ eingehalten wurde. Die Kontrolltiere erhielten ca. 1,5 g/kg KM0,75, so daß hier von einer suboptimalen Versorgung auszugehen ist. Tab. 83: Aminosäurenbedarf bei Mensch und Hund sowie tägliche Zufuhr essentieller Aminosäuren in den Versuchsgruppen (mg/kg KM)

Aminosäuren Empfehlungen Hund*

Empfehlungen Mensch** Gruppen P Gruppen K

Isoleucin 48 27,5 120 38 Leucin 84 51 183 56 Lysin 50 35 155 50

Methionin 30 10,5 106 27 Phenylalanin 86 30 125 39

Threonin 44 0,2 109 33 Tryptophan 13 4,8 47 15

Valin 60 33 153 47 Arginin 21 -- 276 91 Histidin 22 -- 74 23

kg: Kilogramm, KM: Körpermasse, mg: Milligramm *Empfehlungen für den Erhaltungsbedarf von Hunden (MEYER und ZENTEK 1998) und** des Menschen (KARLSON et al. 1994) Die tägliche Versorgung der total parenteral ernährten Hunde mit essentiellen Aminosäuren lag deutlich über dem Erhaltungsbedarf. Die Kontrolltiere dagegen erhielten, außer bei Arginin, Histidin, Lysin und Tryptophan, nur unzureichende Mengen. Bei den ermittelten Plasmaaminosäurenkonzentrationen läßt sich eine hohe Variabilität der Aminosäurengehalte im Plasma beobachten. Trotz der 70% niedrigeren Zufuhr der Aminosäuren bei den Kontrolltieren lassen sich die statistischen Differenzen zwischen den parenteral ernährten und den Kontrolltieren nur vereinzelt sichern. Einerseits kann man vermuten, daß die Beobachtungsdauer zu kurz war, um eine sichere Aussage hinsichtlich der Versorgung zu treffen. Andererseits könnte auch eine Unterversorgung der Kontrolltiere zum Abbau körpereigener Proteine zur Bedarfsdeckung führen und der Grund für die Höhe der Plasmaaminosäurenkonzentrationen sein. VAIDYANATH et al. (1978) ermittelten erhöhte Plasmaaminosäurenkonzentrationen von Glycin, Histidin, Lysin, Threonin, Tryptophan und Tyrosin bei hungernden Hunden mit einer Sepsis. GOUTTEBEL et al. (1992) ermittelten bei Enterektomiepatienten postoperativ gefallene Plasmaalaninkonzentrationen. Derselbe Effekt läßt sich auch bei den Hunden nach Magen-Darm-Operationen beobachten.

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Neben den Plasmaaminosäurengehalten wurden in der hier durchgeführten Studie zur Überwachung der Aminosäurenversorgung die Plasmakonzentrationen von Ammoniak und Harnstoff ermittelt. Während der Harnstoffspiegel im Referenzbereich blieb, wurde der Grenzwert von 100 µg/dl oder 60 µmol/l für Ammoniak bei 4 Tieren der Gruppen P mit Werten von 106 bis 186 µg/dl (62,2 bis 109,2 µmol/l) überschritten. Weil sich bei diesen Hunden erhöhte Leberwerte und eine Glukoseintoleranz feststellen ließ, kann man davon ausgehen, daß es sich um individuelle Intoleranzen handelte. So könnte die verabreichte Menge von 5 g Aminosäuren /kg KM0,75 noch weiter gesteigert werden, um dem erhöhten Bedarf bei Streß, Infektionen und Blutverlusten gerecht zu werden (DONOGHUE 1989; HILL 1994; MEYER und ZENTEK 1998). Um eine Unter- bzw. Überversorgung der Patienten zu erkennen, wurden neben der Körpermasse auch klinisch-chemische Parameter kontrolliert. Die Parameter Gesamteiweiß und Albumin verfügen über eine lange Halbwertzeit von über 10 Tagen und sind außerdem auch in Beziehung zu nicht ernährungsbedingten Einflüssen zu setzen. In der Humanmedizin werden zur Kontrolle des Ernährungszustandes während einer parenteralen Ernährung Parameter erfaßt, die über eine kurze Halbwertzeit verfügen wie das Transferrin oder das retinolbindende Protein (HILL 1994), die jedoch in dieser Arbeit nicht erfaßt wurden. Glutamin - eine nicht-essentielle Aminosäure - ist ein wichtiges Substrat der Glukoneogenese und des Aminosäurenmetabolismus, welches aber unter Streßsituationen nicht ausreichend produziert wird (ALBERS 1988, HILL 1994). Die Entwicklung stabiler Dipeptide ermöglichte den routinemäßigen Einsatz in der Klinik (ALBERS 1988; FÜRST et al. 1990). In den meisten Versuchen wurde sowohl den Versuchstieren als auch den Kontrolltieren der gleiche Stickstoff- und Gesamtenergiegehalt zugeführt. Zu diesem Zweck wurde in der Versuchsgruppe die Aminosäurenzufuhr um den Gegenwert des Glutamins gemindert. Durch diese Vorgehensweise entstanden aber gleich zwei Differenzen: die eine durch die Zugabe des Glutamins und die andere durch die verminderte Zufuhr der restlichen Aminosäuren, was den Vergleich erschwerte (ALBERS 1988; TAMADA et al. 1992; JIANG et al. 1993; NAKA et al. 1996). In der eigenen Arbeit hingegen wurde das Glutamin den Hunden der Gruppe HG PG zugesetzt, ohne die Menge und das Muster der anderen infundierten Aminosäuren zu verändern. Ziel war, den Effekt eines Zusatzes von Glutamin zur Infusionslösung zur parenteralen Ernährung bei Tieren mit hämorrhagischer Gastroenteritis festzustellen. In der Literatur (BURKE et al. 1989; O`DWYER et al. 1990; SMITH und WILMORE 1990; TAMADA et al. 1992; BABST et al. 1993; INOUE et al. 1993; JIANG et al. 1993; PLATELL et al. 1993; HELTON 1994; TREMEL et al. 1994; SCHRÖDER et al. 1995; NAKA et al. 1996) wurde Glutamin in Konzentrationen von 0,5 bis 3,5% der Infusionslösung eingesetzt, es existieren jedoch keine Empfehlungen zur Versorgung von Hunden. Deshalb wurde die für den Menschen empfohlene Dosis von 1,2 g N(2)-L-Alanyl-L-Glutamin je kg Stoffwechselmasse gewählt (HORNSBY-LEWIS et al. 1994). Die eingesetzten 0,6% Glutamin bewirkten eine Zufuhr von 447 mg/kg KM/Tag. Die im Plasma ermittelten Glutaminkonzentrationen bei den zwei parenteral ernährten Gruppen waren am 3. Versuchstag signifikant höher als die der Kontrollgruppe. Im Vergleich zu Tag eins lag in der Gruppe HG P der Glutaminwert an Tag drei um 4% höher und in der Gruppe HG PG um 27% höher als der Ausgangswert. Bei der Gruppe HG K war ein Rückgang von 12% festzustellen. Im Tagesverlauf ging die

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Glutaminkonzentration während der Infusion in der Gruppe HG P um 17%, in der Gruppe HG PG um 10% und in der Gruppe HG K um 20% zurück. Zu gleichen Ergebnissen kamen GOUTTEBEL et al. (1992). Sie testeten den Effekt von N-Acetylglutamin (350 mg/kg KM/Tag) oder Glutamin (250 mg/kg KM/Tag) bei Hunden nach Enterektomie. Die im Plasma ermittelten Glutaminkonzentrationen lagen bei den substituierten Hunden deutlich höher und die bessere Darmadaptation konnte durch histologische Vermessung der Darmkrypten und Darmvilli bestätigt werden. Der während der Behandlung gefallene Glutaminspiegel der Kontrolltiere bestätigt, daß sie den erhöhten Glutaminverbrauch nicht ausgleichen konnten. Die gemessenen Glutaminkonzentrationen bei den Hunden der Gruppe HG P am dritten Tag sind in etwa identisch mit dem Ausgangswert; dies deutet auf den Erhalt des Glutaminmetabolismus hin. Leber, Muskelgewebe und Lunge sind Organe der Glutaminbildung, wie von ALBERS (1988) und SOUBA et al. (1990) beschrieben. Offenbar wurden die Tiere der Gruppe HG PG über die Zulage günstiger versorgt, da am dritten Tag höhere Plasmaglutaminkonzentrationen als am ersten Tag verzeichnet wurden. Die während der Infusion am dritten Tag bei allen drei Gruppen gefallene Plasmaglutaminkonzentrationen kann auf einen Dilutionseffekt zurückzuführen sein (CARTER und FREEDMAN 1977; LIPPERT und ARMSTRONG 1989; KRAMER et al. 1998), reflektiert aber auch den erhöhten Umsatz von Glutamin, wie JIANG et al. (1993) schon beobachteten. Sie infundierten Hunden Glutamin-Dipeptide und bestätigten ihre schnelle Hydrolysierung. Die Plasmaammoniakkonzentrationen blieben im Präinfusionsniveau, die Aufnahme des Glutamins und der anderen Aminosäuren in das Gewebe war bei den substituierten Tieren höher als bei den Kontrolltieren. Die klinischen Parameter wie Erbrechen und Kotbeschaffenheit, die durch Glutamingabe beeinflußt werden könnten, zeigten innerhalb der Gruppen keine Unterschiede. Es muß jedoch erwähnt werden, daß diese klinischen Parameter auch von anderen Faktoren beeinflußt werden und daß die angewandte Glutamindosis im Vergleich zu Literaturwerten an der unteren Grenze lag. Um den Effekt einer Glutaminsubstitution sicher zu überprüfen, müßten auch histologische Darmparameter herangezogen werden, die hier allerdings nicht untersucht werden konnten. SMITH und WILMORE (1990) zeigten daß es nur bei hohen Glutamingaben von 3,5% (entsprechend einem Anteil von 25% der gesamt zugeführten Aminosäuren) möglich war, den optimalen Effekt auf die Darmschleimhautregeneration bei Ratten auszuüben. 2.5. Mineralstoffe In der Literatur existieren kaum Empfehlungen zur Versorgung von parenteral ernährten Tieren mit Mengen- und Spurenelementen. Nach praktischen Erfahrungen empfehlen LIPPERT und ARMSTRONG (1989) Konzentrationen für Mengenelemente in Infusionslösungen, die von denen der eigenen Studie wenig abweichen. Die in vorliegender Arbeit ermittelten Werte zeigen unter der Infusion einen Abfall der Plasmakonzentrationen von anorganischem Phosphat und Kalium bei den parenteral ernährten Tieren, was sich durch den Mechanismus des Cotransportes von Glukose mit Kalium und Phosphor sich erklären läßt.

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Die in der Literatur am häufigsten beschriebenen Elektrolytimbalancen betreffen Kalium und Phosphor. Die Infusionslösung zur parenteralen Ernährung führt eine relativ große Menge an Glukose zu, welche sich unter Insulineinfluß im Cotransport mit Kalium und Phosphor intrazellulär bewegt. So wurden von LIPPERT et al. (1993) eine Hypokaliämie bei 10% und eine Hypophosphatämie bei 5% der parenteral ernährten Tiere gefunden. KRAMER et al. (1998) beobachteten ebenfalls einen Abfall der Plasmakonzentrationen von Kalium und Phosphor in subnormale Bereiche. Die Calciumgehalte - ionisiertes und auch gesamtes Calcium - im Blutplasma blieben während des Untersuchungszeitraums im klinischen Referenzbereich. Zu gleichen Ergebnissen gelangten auch KRAMER et al. (1998). LIPPERT et al. (1993) erwähnen Hypocalcämie und Hypercalcämie in 3% der Fälle. Im Gegensatz zu den 5% Fällen von Hyponatriämie ihrer Untersuchungen blieben die Werte in vorliegender Studie wie auch in der Studie von KRAMER et al. (1998) äußerst konstant. HÅKANSSON et al. (1966) beobachteten während ihrer Versuche Elektrolytimbalancen von Calcium, Kalium und Natrium, obwohl die tägliche Zufuhr von Calcium und Natrium den zugeführten Mengen dieser Studie entsprachen, die Substitution von Kalium war mit 30 mg/kg KM allerdings deutlich niedriger. Ursache für die ermittelten Konzentrationen in suboptimalen Bereichen könnte die Langzeitapplikation der Lösung zur parenteralen Ernährung sein, weil eine nicht optimale Versorgung sich über Zeitraum von 10 Wochen potenziert. In der vorliegenden Studie erhielten nur die parenteral ernährten Gruppen eine Substitution von Spurenelementen in Form des Produktes Tracitrans®. Im Schrifttum wird ihr Zusatz nur empfohlen, wenn Tiere länger als eine Woche parenteral ernährt werden (REMILLARD und THATCHER 1989). Sofortige Substitution empfehlen RAFFE (1985) sowie LIPPERT und ARMSTRONG (1989), wenn es sich um junge Tiere oder Diarrhoepatienten handelt. 2.6. Hämatologie In der vorliegender Studie ließen sich abfallende Werte der Erythrozyten, des Hämatokritwerts und des Hämoglobingehalts ermitteln. Die Leukozytenzahlen stiegen bei den Hunden mit hämorrhagischer Gastroenteritis. Die Leukozytenkurve bei parvovirosebedingter Gastroenteritis, wie von BAATZ (1992) beobachtet, zeigt einen typischen Verlauf. An den ersten Tagen der Erkrankung fallen die Leukozytenzahlen, um danach wieder anzusteigen. Die niedrigsten Leukozytenzahlen werden zwischen dem 3. und 5. Krankheitstag festgestellt. Je milder diese Leukopenie ausfällt, desto kürzer ist die Dauer der Erkrankung, je niedriger hier die Leukozytenzahl, desto schlechter die Prognose. So reflektiert der in der Gruppe HG beobachtete Leukozytenanstieg den Verlauf einer viralbedingten Gastroenteritis. 700 Zellen/µl war der niedrigste von KUFFER et al. (1997) gefundene Leukozytenwert überlebender Hunde mit Parvovirusinfektion, die parenteral ernährt wurden und 1000 Zellen/µl der niedrigste Leukozytenwert bei Hunden, die nicht parenteral ernährt wurden. In dieser Arbeit lag die niedrigste Leukozytenzahl der überlebenden Hunde in der Gruppe HG P bei 390 Zellen/µl, in der Gruppe HG PG bei 500 Zellen/µl und bei der Kontrollgruppe bei 1100 Zellen/µl. Die Leukozytenzahlen der verstorbenen oder euthanasierten Hunde lagen für die Gruppe HG P bei 300 Zellen/µl, für Gruppe HG PG bei 340 Zellen/µl und für Gruppe HG K bei 320 Zellen/µl. Bei fast allen dieser Hunde gelang ein positiver Parvovirusnachweis im Kot. Bei den Hunden der Gruppe MD gingen die Leukozytenzahlen während der Behandlung

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zurück und zeigten so, wie auch die rückläufigen Erythrozytenzahlen und der Hämatokritwert, einen typischen Verlauf. In der Literatur sind diverse Effekte der parenteralen Ernährung auf hämatologische Parameter beschrieben worden. So beobachteten HÅKANSSON et al. (1966) am Ende einer 10-wöchigen Versuchszeit, daß der Hämoglobingehalt 12%, der Hämatokritwert 14% und die Erythrozytenzahl 5% unter den Ausgangswerten lagen, obwohl die Hunde ausreichend mit Eisen, Kupfer und Phosphor versorgt wurden. Als mögliche Ursache nennen sie den Effekt der eingesetzten Fettlösung Intralipid®, eine Sojaölemulsion. YAWATA et al. (1974) assoziierten das Auftreten der Anämie mit der Hypophosphatämie, die unter Einflußnahme auf die Membranstabilität der Erythrozyten deren Lebensdauer verkürzt. KRAMER et al. (1998) nennen den Dilutionseffekt der Infusion als Grund für den Abfall einiger Parameter während der Infusion. Erythrozytenzahl, Hämatokritwert und Hämoglobingehalt blieben im Referenzbereich, der relative Anteil der Leukozyten sowie der neutrophilen Granulozyten gingen zurück. Gleichzeitig ließen sich Phosphorgehalte in subnormalen Bereichen verzeichnen. 2.7. Säuren-Basen Status Die Lösungen zur parenteralen Ernährung enthalten große Mengen an Salzen, die den Säuren-Basen Haushalt erkrankter Tiere beeinflussen können (RAFFE 1985). Um möglichen Entgleisungen vorzubeugen, sollten während einer parenteralen Ernährung Blutgase und pH-Wert des Blutes bestimmt werden (REMILLARD und THATCHER 1989). In vorliegender Studie traten infusionsbedingte Abweichungen – allerdings innerhalb des Referenzbereiches – auf. So war eine geringradige pH-Wert-Absenkung während der Behandlung zu beobachten. LIPPERT et al. (1993) verzeichneten Säuren-Basenimbalancen bei 13 von 61 parenteral ernährten Tieren. Die meisten dieser Tiere hatten eine metabolische Alkalose als Folge von Erbrechen. Diese verstärkte sich mit der Anwendung der Infusionslösungen, da hierin Acetat -ein Bicarbonatvorläufer - enthalten war. In ihren Versuchen stellten KRAMER et al. (1998) fest, daß Blutgaswerte und Säuren-Basen Status innerhalb der Referenzbereiche lagen. Infusionsbedingt kam es allerdings zu einem Anstieg des Bicarbonats. 2.8. Gerinnungsparameter In der humanmedizinischen Literatur wird bei intravenöser Zufuhr von Fettemulsionen eine Störung der Blutgerinnung im Sinne einer disseminierten intravasalen Gerinnung als möglicher Nebeneffekt erwähnt (HACKL 1994). In Versuchen von HÅKANSSON (1968), der Hunden verschiedene Fettpräparate infundierte, traten sporadisch Todesfälle durch Fettembolien in Leber, Milz und Lunge auf. LABIE und LE BARS (1980) untersuchten anhand des Quicktests die Blutgerinnung bei Hunden nach intravenöser Zufuhr einer Fettemulsion. Die ermittelten Werte befanden sich im Referenzbereich. KRAMER et al. (1998) beobachteten einen geringfügigen Anstieg der aktivierten partiellen Thromboplastinzeit, allerdings noch innerhalb des Referenzbereiches. In der vorliegenden Studie zeigten die Werte für Prothrombin, Faktor II, V, VII und X eine nur geringfügige Reduktion im Tagesverlauf. Unter den Tieren mit hämorrhagischer Gastroenteritis ließen sich unter der Infusion bei den parenteral ernährten Hunden teilweise reduzierte Prothrombinwerte absichern. Klinisch apparente Gerinnungsstörungen traten in keinem Fall auf.

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2.9. Klinische Chemie In der vorliegenden Arbeit wurde durch die ermittelten Plasmakonzentrationen klinisch-chemischer Parameter gezeigt, daß die infusionsbedingte Dilution einen deutlichen Einfluß auf die Meßgrößen hat (FELDMAN et al. 1976; CARTER und FREEDMAN 1977; LIPPERT und ARMSTRONG 1989; LIPPERT et al. 1993; KRAMER et al. 1998). Eine Vielzahl biochemischer Parameter wurde im Schrifttum ausgewertet, um Verträglichkeit und mögliche metabolische Effekte einer parenteralen Ernährung nachzuweisen. Um die Auswirkungen auf die Leber zu erfassen, wurden die Aktivitäten von Leberenzymen und die Plasmagehalte von Bilirubin herangezogen. Arbeiten von SILVIS und PARAGAS (1971), FELDMAN et al. (1976), RENEGAR et al. (1979) sowie LIPPERT et al. (1989) zeigten eine Erhöhung von Leberenzymen wie aP, GLDH, ALT sowie des Bilirubins während der parenteralen Ernährung. Als Begründung gab MASHIMA (1979) Permeabilitätsveränderungen an der Zellmembran an. Es könnte aber auch die Folge des Gallestaus sein, der bei Patienten die parenteral ernährt werden, auftritt (RAFFE 1985). Die in der eigenen Arbeit gemessenen Leberenzymaktivitäten und der Bilirubingehalt im Plasma hatten eine rückläufige Tendenz und blieben in vorliegender Studie bis auf vereinzelte Abweichungen im Referenzbereich. Ausnahme sind die ansteigenden Werte der aP und des Gesamtbilirubins in der Gruppe MD P, die auf Patient 24 zurückzuführen sind, der wegen einer Darmruptur enterektomiert wurde. Er zeigte ansteigende Leberwerte, eine Glukoseintoleranz und eine Verschlechterung des Allgemeinbefindens, bis er am 6. Tag verstarb. Zur Überprüfung der Nierenfunktion während einer Infusion zur parenteralen Ernährung empfahlen RAFFE (1985), LIPPERT und ARMSTRONG (1989) sowie REMILLARD und THATCHER (1989) die Kontrolle von Harnstoff- und Kreatininkonzentrationen im Plasma. Die in der Infusion enthaltenen Aminosäurenmengen stellen keine erhöhte Belastung für die Niere dar, wie sich auch in dieser Studie bestätigte. Lediglich LIPPERT et al. (1993) beobachteten bei Tieren mit eingeschränkter Nierenfunktion eine Erhöhung der Harnstoffgehalte, weshalb sie eine niedrige Zufuhr von Aminosäuren wählten (1,5 g/kg KM/Tag). Harnstoff- und Kreatiningehalte waren in dieser Arbeit während der Behandlungsdauer rückläufig, woraus sich entnehmen läßt, daß die Aminosäurenzufuhr den Stoffwechsel nicht beeinträchtigte. Als übergreifende Parameter, die sowohl die Nieren- und Leberfunktionen als auch den Ernährungszustand widerspiegeln, werden das Plasmagesamteiweiß und das Albumin herangezogen. Einen Abfall der Plasmakonzentrationen von Gesamteiweiß und Albumin beobachteten HÅKANSSON (1968), SILVIS und PARAGAS (1971), RENEGAR et al. (1979), LIPPERT et al. (1993) und KRAMER et al. (1998). Als Gründe hierfür werden die unzureichende Aminosäurenzufuhr, die infusionsbedingte Dilution und die Bildung eines Albumin-Lipidkomplexes erwähnt. Beim Albumin und Gesamteiweiß zeigte sich im Versuchsverlauf bei den Hunden mit hämorrhagischer Gastroenteritis eine deutlich rückläufige Tendenz, wie schon HÄNIES et al. (1996) dokumentierten. Bei den Hunden nach Magen-Darm-Operationen war dies nicht zu beobachten und bestätigt so den Einfluß des Krankheitsgeschehens. Aber auch eine höhere Substitution mit Aminosäuren bei an Gastroenteritis erkrankten Tieren würde aufgrund der langen Halbwertzeit des Albumins in einem kurzen Überwachungszeitraum von 3 Tagen keinen Effekt zeigen.

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3. Schlußfolgerungen Die parenterale Ernährung stellt eine therapeutisch unterstützende Maßnahme bei bestimmten Krankheitsgeschehen und in der Rekonvaleszenz nach chirurgischen Eingriffen dar. Mischinfusionen können in Apotheken auf Anfrage hergestellt werden, die hohen Kosten der für die Humanmedizin produzierten Trägerlösungen stellen aber den limitierenden Faktor dar. Die Produktion von fertigen Infusionsbeuteln für Hunde bestimmter Körpermasseklassen wäre im Sinne der praktischen Anwendbarkeit zu fordern. In sämtlichen Nachschlagewerken wird die parenterale Ernährung als „ultima ratio“ dargestellt, besonders weil sie teuer und schwierig anzuwenden ist. Geübtes Personal ist erforderlich, welches mit den verschiedenen Techniken der Zusammensetzung und der Applikation der Lösungen vertraut sein muß. Enge Überwachung klinischer und metabolischer Parameter ist notwendig, um Intoleranzen aufzudecken, Komplikationen vorzubeugen und die optimale Versorgung der Tiere zu gewährleisten. Den eigenen Erfahrungen zufolge ist das erwählte Infusionsprotokoll durchaus zur Ernährung von Intensivpatienten geeignet. Das Allgemeinbefinden des Patienten sollte alle zwei Stunden, der Blutglukosespiegel und die Plasmaelektrolytgehalte zu Behandlungsbeginn alle zwei Stunden und je nach Entwicklung in größeren Abständen überprüft werden. Hämatologische sowie klinisch-chemische Parameter sollten jeden zweiten Tag kontrolliert werden.

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F. Zusammenfassung Ziel dieser Arbeit war es, Verträglichkeit sowie klinische und biochemische Effekte einer vollständigen parenteralen Ernährung bei Hunden mit verschiedenen Krankheitsgeschehen zu überprüfen. Die Applikation der Infusionslösung erfolgte über einen vergleichsweise kurzen Zeitraum (10 Stunden), bei Hunden mit hämorrhagischer Gastroenteritis wurde zudem der Zusatz der Aminosäure Glutamin überprüft. Die Studie wurde mit Hunden (n=69), die stationär in der Klinik für kleine Haustiere der Tierärztlichen Hochschule Hannover aufgenommen waren, durchgeführt. Je nach Krankheitsgeschehen wurden die Hunde in eine der folgenden Gruppen eingeteilt:

-Gruppe HG: Hunde mit hämorrhagischer Gastroenteritis (n=30) -Gruppe MD: Hunde nach Magen-Darm Operationen (n=20) -Gruppe PANKREAS: Hunde mit akuter Pankreatitis (n=5) -Gruppe DIVERS: Hunde mit diversen Krankheitsgeschehen (n=14).

Hunde, die vollständig parenteral ernährt wurden, erhielten täglich 5 g Aminosäuren /kg KM0,75 sowie 480 kJ ME/kg KM0,75 in Form einer Mischinfusion aus Aminosäuren (Aminosteril® KE 10% kohlenhydratfrei), Lipiden (Lipovenös® 20%) und Kohlenhydraten (Glucosteril® 50%, Jonosteril® D5). 10 Hunde der Gruppe HG erhielten zusätzlich 447 mg Glutamin /kg KM in Form des Dipeptids N(2)-L-Alanyl-L-Glutamin (Dipeptamin®), alle Lösungen wurden von der Fa. Fresenius (Bad Homburg) bezogen. Bei den Kontrollhunden kam das Präparat AKE 1100 mit Glukose® der Fa. Fresenius (Bad Homburg) zum Einsatz. Sie erhielten durchschnittlich 77 kJ/kg KM0,75 in Form von Aminosäuren und Kohlehydraten sowie 1,5 g Aminosäuren /kg KM0,75. 35 der insgesamt 45 vollständig parenteral ernährten Hunde vertrugen die parenterale Ernährung bei einer täglichen Gesamtinfusionsdauer von 10 Stunden gut, bei 10 Patienten mußte die Infusionsmenge aufgrund von erheblichen Abweichungen des Glukose- und Kaliumspiegels reduziert werden. Beim unvermittelten Absetzen der Infusionslösung trat in keinen Fall eine Hypoglykämie auf. Bei allen Patienten ließen die klinisch-chemischen Parameter keine Erhöhung der Plasmatriglyceridkonzentrationen und keine Beeinträchtigung der Leber- oder Nierenfunktion sowie des Gerinnungssystems erkennen. Bei Glutaminzusatz zur Infusionslösung zur parenteralen Ernährung war im Plasma ein erhöhter Glutaminspiegel festzustellen. Patienten mit akuter Pankreatitis zeigten durch die parenterale Ernährung keine Zeichen einer Glukoseintoleranz. Bei Hunden, deren Krankheitsgeschehen (z.B. Ösophaguserosionen) eine Stillegung des Magen-Darm-Kanals erforderte oder die nicht in der Lage waren, Futter aufzunehmen (z.B. ein Hund, der an einer Tetanusinfektion litt), stellte die parenterale Ernährung einen wichtigen Bestandteil der Therapie dar. Als Schlußfolgerung ergibt sich aus vorliegender Untersuchung, daß eine vollständige parenterale Ernährung bei intensiver Überwachung der Patienten auch in vergleichsweise kurzer Zeitdauer applizierbar ist. Der klinische Vorteil war allerdings nicht eindeutig zu belegen, so daß es zu dieser Frage weiterer Untersuchungen bedarf.

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Spyros Farlopulos Clinical and physiological traits in dogs with various diseases receiving total parenteral nutrition. G. Summary Aim of this study was to investigate the compatibility of a solution for total parenteral nutrition in dogs suffering from various diseases, the possibility of applying the TPN-infusion within a short period of 10 hours daily and the potential benefits of glutamine substitution on dogs suffering from haemorrhagic gastroenteritis. This study was performed with dogs (n=69) that were in-patient treated at the clinic for small animals of the Tierärztliche Hochschule Hannover. Depending on the underlying disease, the dogs were divided into the following groups:

-Group HG: dogs suffering from haemorrhagic gastroenteritis (n=30) -Group MD: dogs after gastrointestinal surgery (n=20) -Group PANKREAS: dogs suffering from acute pancreatitis (n=5) -Group DIVERS: dogs suffering from various diseases (n=14).

Dogs on total parenteral nutrition received 5 g amino acids/kg BW0,75 and 480 kJ ME/kg BW0,75 in a complete mixture consisting of amino acids (Aminosteril® KE 10% kohlenhydratfrei), lipids (Lipovenös® 20%) and carbohydrates (Glucosteril® 50%, Jonosteril® D 5). 10 dogs of the group HG were given additionally 447 mg glutamine /kg KM in form of the dipeptide N(2)-L-Alanyl-L-Glutamin (Dipeptamin®), all products used were produced by Fresenius (Bad Homburg). Control dogs were treated with the product AKE 1100 mit Glukose® produced by Fresenius (Bad Homburg). In average they received 77 kJ ME/kg BW0,75 in form of amino acids and carbohydrates and 1,5 g amino acids /kg BW0,75. 35 of the 45 totally parenterally nutritioned dogs tolerated the enforced TPN over 10 hours well, 10 dogs did not receive the whole amount of the infusion because of profound hyperglycaemia and hyperkaliaemia. No augmentation of the triglycerid plasma concentration and no impairment of liver or kidney functions or the coagulation system occured. The abrupt discontinuation of the TPN-infusion did not cause a rebound hypoglycaemia. Regarding the plasma amino acid profile a positive effect of the glutamine substitution could be noted. Patients suffering from acute pancreatitis showed no glucose intolerance in the blood plasma. Dogs with diseases that did not allow oral feeding (e.g.oesophageal errosions) or dogs that were not able to eat by themselves (e.g. dog with tetanus infection), benefitted of the total parenteral nutrition. Under intensive surveillance total parenteral nutrition can be applied in a short period of time, though a clinical advantage is not evident and further studies are required.

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145

I. Anhang 1. Ergebnisse in SI Einheiten der Gruppe Hämorrhagische Gastroenteritis (HG) Tab. 84: Entwicklung der Leukozyten- (G/l), Erythrozyten- (T/l) und Thrombozytenzahlen (G/l) (x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen T

ag Zeit HG P

t-test Tage

HG PG

t-test Tage

HG K

t-test Tage P PG K

Leukozyten 1 0 2,21 ± 1,40 a1 1,83 ± 1,48 2,52 ± 1,76 a3 n.s. 2 0 4,60 ± 4,79 a1 3,34 ± 2,70 6,55 ± 4,65 b4 n.s. 3 0 8,67 ± 7,43 b2 5,61 ± 4,80

n.s. 8,67 ± 6,20 b4 n.s.

1-2: p=0,0174, 3-4: p=0,0435 Erythrozyten 1 0 6,66 ± 1,18 a1 6,27 ± 1,11 a4 6,08 ± 0,95 a6 n.s 2 0 5,81 ± 0,90 b2 5,72 ± 0,93 a4 5,05 ± 0,70 ab n.s 3 0 5,22 ± 0,74 c3 5,36 ± 0,70 b5 4,96 ± 0,63 b7 n.s

1-2: p=0,0021, 1-3:p=0,0002, 2-3: p=0,0013, 4-5: p=0,0015, 6-7: p=0,0323 Thrombozyten 1 0 243,8 ± 71,1 a1 269,9 ± 88,3 ab 339,8 ± 165,3 a5 n.s. 2 0 196,8 ± 86,2 b2 273,3 ± 141,4 a3 284,6 ± 123,2 ab n.s. 3 0 182,4 ± 72,9 ab 246,7 ± 143,5 b4 269,1 ± 158,1 b6 n.s.

1-2: p=0,0268, 3-4: p=0,0299, 5-6: p=0,037 a, b, ab: Kennzeichnung der Signifikanzen, HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, l: Liter, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, K: Kontrolle, s: Standardabweichung, x: Mittelwert Tab. 85: Entwicklung des Hämatokrits (l/l) und des Hämoglobins (g/l) (x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen T

ag Zeit HG P

t-test Tage

HG PG

t-test Tage

HG K

t-test Tage P PG K

Hämatokrit 1 0 0,43 ± 0,08 a1 0,40 ± 0,06 a4 0,40 ± 0,07 a7 n.s. 2 0 0,37 ± 0,06 b2 0,37 ± 0,06 b5 0,34 ± 0,04 ab n.s. 3 0 0,33 ± 0,04 c3 0,35 ± 0,04 b6 0,33 ± 0,05 b8 n.s.

1-2: p=0,0008, 1-3: p=0,0003, 2-3: p=0,0016, 4-5: p=0,0242, 4-6: p=0,004, 7-8: p=0,0346

146

Hämoglobin 1 0 186 ± 124 a1 141 ± 27 a4 139 ± 22 a7 n.s. 2 0 159 ± 107 b2 130 ± 19 a5 116 ± 13 b8 n.s. 3 0 140 ± 88 c3 120 ± 14 b6 117 ± 16 b9 n.s.

1-2: p=0,0024, 1-3: p=0,0075, 2-3: p=0,0241, 4-6: p=0,0044, 5-6: p=0,0229, 7-8: p=0,0286, 7-9: p=0,0387 a, b, c, ab: Kennzeichnung der Signifikanzen, g: Gramm, HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle, l: Liter, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, x: Mittelwert Tab. 86: Entwicklung des Basenüberschusses (mmol/l x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen T

ag Zeit HG P

t-test Tag

HG PG t-test T

ag HG K

t-test Tag P PG K

Basenüberschuß (BE) 1 0 1,24 ± 4,58 1,24 ± 5,25 -2,02 ± 1,97 n.s. 6 0,15 ± 4,06 n.s. 1,63 ± 3,63 n.s. -2,65 ± 3,12 n.s. ab a1 b2 2 0 -0,55 ± 3,63 2,46 ± 4,24 -2,63 ± 2,28 ab a3 b4 6 0,72 ± 4,2 n.s. 1,32 ± 5,52 n.s. -1,75 ± 1,27 n.s. n.s. 3 0 0,33 ± 3,32 2,63 ± 4,51 -2,48 ± 1,58 ab a5 b6 6 1,57 ± 2,76 n.s. 1,27 ± 5,47 n.s. -1,58 ± 2,31 n.s. n.s.

1-2: p=0,013, 3-4: p=0,008, 5-6: p=0,0083 a, b, ab: Kennzeichnung der Signifikanzen, HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle, l: Liter, mmol: Millimol, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, x: Mittelwert

147

Tab. 87: Gemessene Plasmakonzentrationen des gesamten und ionisierten Calciums (mmol/l x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen T

ag Zeit HG P

t-test Tag

HG PG

t-test Tag

HG K t-test T

ag P PG K

Calcium (gesamt) 1 0 2,43 ± 0,17 2,51 ± 0,12 2,47 ± 0,28 n.s. 6 2,42 ± 0,14 2,45 ± 0,16 2,44 ± 0,15 n.s. 10 2,39 ± 0,14 2,47 ± 0,15 2,45 ± 0,15 n.s. 11 2,41 ± 0,15

n.s.

2,51 ± 0,17

n.s.

2,42 ± 0,21

n.s.

n.s. 2 0 2,40 ± 0,13 a1 2,45 ± 0,13 ac7 2,33 ± 0,20 n.s. 6 2,34 ± 0,10 bc2 2,39 ± 0,12 bc8 2,34 ± 0,19 n.s. 10 2,26 ± 0,22 b3 2,37 ± 0,12 b9 2,39 ± 0,19 n.s. 11 2,31 ± 0,18 c4 2,45 ± 0,16 ac10 2,44 ± 0,26

n.s.

n.s. 3 0 2,31 ± 0,13 a5 2,41 ± 0,16 a11 2,35 ± 0,32 n.s. 6 2,26 ± 0,14 b6 2,37 ± 0,16 bc12 2,39 ± 0,17 n.s. 10 2,26 ± 0,16 ab 2,37 ± 0,13 ab13 2,41 ± 0,19 n.s. 11 2,29 ± 0,14 ab 2,43 ± 0,11 ac14 2,42 ± 0,25

n.s.

a15 b16 ab 1-2: p=0,0256, 1-3: p=0,0115, 1-4: p=0,0152, 3-4: p=0,018, 5-6: p=0,0155, 7-8: p=0,0335, 7-9: p=0,0246 9-10: p=0,0352, 11-12: p=0,0353, 13-14: p=0,041, 15-16: p=0,0382 Calcium (ionisiert) 1 0 1,24 ± 0,08 a1 1,36 ± 0,09 1,30 ± 0,09 a6 b7 ab 6 1,38 ± 0,07 b2 1,33 ± 0,10 1,29 ± 0,11 n.s. 10 1,32 ± 0,09 c3 1,35 ± 0,10 1,33 ± 0,04 n.s. 11 1,34 ± 0,19 abc 1,44 ± 0,18

n.s.

1,34 ± 0,06

n.s.

n.s. 2 0 1,29 ± 0,08 1,35 ± 0,07 1,31 ± 0,06 n.s. 6 1,31 ± 0,05 1,34 ± 0,04 1,30 ± 0,05 n.s. 10 1,30 ± 0,13 1,34 ± 0,08 1,31 ± 0,07 n.s. 11 1,31 ± 0,11

n.s.

1,38 ± 0,10

n.s.

1,29 ± 0,03

n.s.

n.s. 3 0 1,27 ± 0,06 1,35 ± 0,06 1,34 ± 0,09 a4 a8 b9 ab 6 1,27 ± 0,11 1,37 ± 0,09 1,29 ± 0,07 b5 n.s. 10 1,34 ± 0,07 1,38 ± 0,07 1,33 ± 0,07 ab n.s. 11 1,34 ± 0,06

n.s.

1,39 ± 0,09

n.s.

1,35 ± 0,10 ab n.s. 1-2: p=0,0007, 1-3: p=0,0067, 2-3: p=0,0394, 4-5: p=0,0274, 6-7: p=0,009, 8-9: p=0,0075 a, b, c, ab, ac, abc: Kennzeichnung der Signifikanzen, HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle, l: Liter, mmol: Millimol, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, x: Mittelwert

148

Tab. 88: Gemessene Plasmakonzentrationen von anorganischem Phosphat, Kalium und Natrium (mmol/l x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen T

ag Zeit HG P

t-test Tag

HG PG

t-test Tag

HG K t-test T

ag P PG K

Anorganisches Phosphat 1 0 1,95 ± 0,36 a1 2,06 ± 0,38 a11 2,39 ± 0,87 n.s. 6 1,57 ± 0,54 b2 1,72 ± 0,56 b12 2,16 ± 0,70 n.s. 10 1,82 ± 0,41 ab 1,90 ± 0,58 a13 2,15 ± 0,47 n.s. 11 1,94 ± 0,38 a3 1,87 ± 0,47 ab 2,08 ± 0,44

n.s.

n.s. 2 0 1,82 ± 0,34 ac4 1,85 ± 0,47 a14 1,83 ± 0,32 n.s. 6 1,50 ± 0,29 b5 1,75 ± 0,51 a15 1,80 ± 0,33 n.s. 10 1,70 ± 0,33 a6 1,86 ± 0,52 a16 1,85 ± 0,34 n.s. 11 1,88 ± 0,34 c7 2,06 ± 0,51 b17 1,93 ± 0,48

n.s.

n.s. 3 0 1,83 ± 0,29 a8 1,89 ± 0,37 ab18 1,79 ± 0,43 ab n.s. 6 1,67 ± 0,36 abc 1,66 ± 0,36 a19 1,67 ± 0,33 a22 n.s. 10 1,84 ± 0,30 ac9 2,00 ± 0,48 b20 1,94 ± 0,36 b23 n.s. 11 2,01 ± 0,33 b10 2,15 ± 0,41 c21 2,07 ± 0,18 b24 n.s.

1-2: p=0,0084, 2-3: p=0,0185, 4-5: p=0,0177, 5-6: p=0,0173, 5-7: p=0,0029, 6-7: p=0,0017, 8-10: p=0,0009 9-10: p=0,0022, 11-12: p=0,0461, 12-13: p=0,0045, 14-17: p=0,0071, 15-17: p=0,0082, 16-17: p=0,0006 18-21: p=0,0018, 19-20: p=0,0247, 19-21: p=0,0027, 20-21: p=0,0062, 22-23: p=0,0457, 22-24: p=0,0007 Kalium 1 0 3,36 ± 0,55 ab 3,49 ± 0,57 3,93 ± 0,51 a12 a14 ab b15 6 3,27 ± 0,63 a1 3,43 ± 0,48 3,93 ± 0,44 b13 a16 a17 b18 10 3,34 ± 0,51 a2 3,55 ± 0,54 4,03 ± 0,44 ab a19 ab b20 11 3,53 ± 0,50 b3 3,73 ± 0,78

n.s.

4,01 ± 0,58 ab n.s. 2 0 3,40 ± 0,52 a4 3,70 ± 0,46 a8 3,80 ± 0,71 n.s. 6 3,43 ± 0,48 a5 3,36 ± 0,47 b9 3,82 ± 0,58 n.s. 10 3,54 ± 0,61 a6 3,40 ± 0,42 b10 3,74 ± 0,40 n.s. 11 3,77 ± 0,59 b7 3,71 ± 0,55 a11 3,89 ± 0,58

n.s.

n.s. 3 0 3,39 ± 0,50 3,54 ± 0,38 3,73 ± 0,49 n.s. 6 3,31 ± 0,49 3,39 ± 0,52 3,80 ± 0,48 n.s. 10 3,32 ± 0,50 3,43 ± 0,46 3,70 ± 0,50 n.s. 11 3,49 ± 0,61

n.s.

3,63 ± 0,52

n.s.

3,83 ± 0,41

n.s.

n.s. 1-2: p=0,0234, 1-3: p=0,0119, 4-7: p=0,0487, 5-7: p=0,0028, 6-7: p=0,0226, 8-9: p=0,0157, 9-11: p=0,0046 10-11: p=0,028, 12-13: p=0,0464, 14-15: p=0,0271, 16-18: p=0,0216, 17-18: p=0,032, 19-20: p=0,0076

149

Natrium 1 0 140 ± 5 ab 143 ± 4 144 ± 5 n.s. 6 140 ± 6 ab 142 ± 5 144 ± 4 n.s. 10 141 ± 7 a1 142 ± 4 145 ± 5 n.s. 11 143 ± 8 b2 143 ± 4

n.s.

146 ± 5

n.s.

n.s. 2 0 143 ± 7 a3 143 ± 4 142 ± 4 n.s. 6 142 ± 6 ab 142 ± 3 143 ± 4 n.s. 10 142 ± 6 b4 142 ± 3 143 ± 4 n.s. 11 142 ± 6 ab 143 ± 4

n.s.

144 ± 4

n.s.

n.s. 3 0 142 ± 6 143 ± 4 ab 143 ± 5 n.s. 6 143 ± 5 142 ± 4 a5 144 ± 4 n.s. 10 142 ± 5 143 ± 3 a6 145 ± 3 n.s. 11 143 ± 5

n.s.

144 ± 3 b7 145 ± 4

n.s.

n.s. 1-2: p=0,0212, 3-4: p=0,0332, 5-7: p=0,0112, 6-7: 0,0285 a, b, c, ab, ac: Kennzeichnung der Signifikanzen, HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle,l: Liter, mmol: Millimol, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, x: Mittelwert Tab. 89: Ermittelte Glukose-, Lactat-, Triglycerid- und Cholesterinplasmakonzentrationen (mmol/l x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen T

ag Zeit HG P

t-test Tag

HG PG

t-test Tag

HG K

t-test Tag P PG K

Glukose 1 0 6,79 ± 1,65 a1 7,01 ± 1,70 a12 5,30 ± 1,45 n.s. 6 12,95 ± 6,26 b2 12,28 ± 4,58 b13 6,29 ± 1,79 a24 a25 b26 10 13,72 ± 5,52 b3 11,62 ± 3,09 b14 5,90 ± 0,84 a27 a28 b29 11 7,41 ± 3,28 a4 7,08 ± 2,69 a15 5,90 ± 0,74

n.s.

n.s. 2 0 7,43 ± 1,56 a5 7,11 ± 0,79 a16 5,81 ± 1,21 a30 a31 b32 6 10,22 ± 3,56 b6 11,04 ± 2,21 b17 6,11 ± 0,63 a33 a34 b35 10 10,39 ± 3,57 b7 10,18 ± 4,08 b18 6,34 ± 0,69 a36 a37 b38 11 7,96 ± 4,45 ab 6,96 ± 1,64 a19 6,38 ± 0,45

n.s.

n.s. 3 0 6,85 ± 0,75 a8 6,67 ± 0,80 a20 5,20 ± 1,60 a39 a40 b41 6 9,65 ± 3,23 b9 10,49 ± 4,14 b21 5,31 ± 2,63 a42 a43 b44 10 10,71 ± 4,10 b10 11,12 ± 5,90 b22 5,36 ± 0,96 a45 a46 b47 11 6,35 ± 1,27 a11 6,71 ± 1,35 a23 5,76 ± 0,75

n.s.

n.s. 1-2: p=0,0291, 1-3: p=0,007, 2-4: p=0,0057, 3-4: p=0,0009, 5-6: p=0,0297, 5-7: p=0,0327, 8-9: p=0,02 8-10: p=0,0148, 9-11: p=0,0291, 10-11: p=0,0242, 12-13: p=0,0042, 12-14: p=0,0012, 13-15: p=0,0003 14-15: p=0,0001, 16-17: p=0,0002, 16-18: p=0,0259, 17-19: p=0,0011, 18-19: p=0,0142, 20-21: p=0,0128 20-22: p=0,0371, 21-23: p=0,0086, 22-23: p=0,0259, 24-26: p=0,0456, 25-26: p=0,0019, 27-29: p=0,0074 28-29: p=0,0001, 30-32: p=0,0291, 31-32: p=0,0181, 33-35: p=0,009, 34-35: p=0,0001, 36-38: p=0,01 37-38: p=0,0284, 39-41: p=0,01, 40-41: p=0,0275, 42-44: p=0,0121, 43-44: p=0,0122, 45-47: p=0,0047 46-47: p=0,0236

150

Lactat 1 0 1,52 ± 1,15 0,87 ± 0,51 a1 1,30 ± 0,77 n.s. 6 1,79 ± 0,71 1,70 ± 0,62 b2 0,92 ± 0,33 a7 a8 b9 10 1,73 ± 0,71 1,43 ± 0,45 b3 0,91 ± 0,48 a10 a11 b12 11 1,70 ± 0,88

n.s.

2,87 ± 5,33 ab 0,90 ± 0,29

n.s.

a13 ab b14 2 0 1,56 ± 1,01 1,06 ± 0,40 a4 0,75 ± 0,28 a15 ab b16 6 1,85 ± 0,85 1,46 ± 0,43 b5 0,94 ± 0,28 a17 a18 b19 10 1,63 ± 0,63 1,29 ± 0,39 ab 0,83 ± 0,16 a20 a21 b22 11 1,48 ± 0,59

n.s.

1,40 ± 0,35 b6 0,90 ± 0,30

n.s.

a23 a24 b25 3 0 1,34 ± 0,54 1,27 ± 0,51 0,96 ± 0,24 n.s. 6 1,66 ± 0,49 1,67 ± 0,82 1,07 ± 0,41 n.s. 10 1,57 ± 0,50 1,40 ± 1,00 1,35 ± 0,79 n.s. 11 1,83 ± 0,93

n.s.

1,58 ± 1,01

n.s.

0,82 ± 0,35

n.s.

a26 ab b27 1-2: p=0,0021, 1-3: p=0,0311, 4-5: p=0,0293, 4-6: p=0,0418, 7-9: p=0,0045, 8-9: p=0,0037, 10-12: p=0,0118 11-12: p=0,0272, 13-14: p=0,0376, 15-16: p=0,0445, 17-19: p=0,0089, 18-19: p=0,0164, 20-22: p=0,0032 21-22: p=0,0128, 23-25: p=0,0258, 24-25: p=0,0188, 26-27: p=0,02 Triglyceride 1 0 1,57 ± 1,09 1,15 ± 0,51 1,23 ± 0,56 a7 n.s. 6 1,43 ± 0,59 1,18 ± 0,43 1,10 ± 0,53 b8 n.s. 10 1,35 ± 0,51 1,18 ± 0,34 1,18 ± 0,61 ab n.s. 11 1,29 ± 0,45

n.s.

1,09 ± 0,32

n.s.

1,30 ± 0,66 ab n.s. 2 0 1,37 ± 0,65 0,93 ± 0,27 a3 1,00 ± 0,33 a9 n.s. 6 1,41 ± 0,57 1,06 ± 0,24 bc4 0,85 ± 0,32 b10 a14 ab b15 10 1,34 ± 0,53 1,13 ± 0,19 b5 0,85 ± 0,26 b11 a16 a17 b18 11 1,36 ± 0,45

n.s.

1,02 ± 0,25 c6 0,93 ± 0,29 ab n.s. 3 0 1,10 ± 0,27 a1 0,87 ± 0,18 0,97 ± 0,26 n.s. 6 1,24 ± 0,35 b2 0,98 ± 0,19 0,89 ± 0,23 a19 ab b20 10 1,29 ± 0,38 ab 1,05 ± 0,26 0,89 ± 0,17 a21 ab b22 11 1,19 ± 0,34 ab 0,95 ± 0,15

n.s.

0,90 ± 0,27

n.s.

n.s. 1-2: p=0,0217, 3-4: p=0,0195, 3-5: p=0,0039, 3-6: p=0,03, 5-6: p=0,0255, 7-8: p=0,04, 9-10: p=0,0281 9-11: p=0,0496, 14-15: p=0,0314, 16-18: p=0,0385, 17-18: p=0,0259, 19-20: p=0,041, 21-22: p=0,0231

151

Cholesterin 1 0 6,74 ± 1,87 a1 6,73 ± 1,68 a13 5,97 ± 2,18 a25 n.s. 6 6,19 ± 1,88 bc2 6,04 ± 1,42 b14 5,22 ± 1,66 b26 n.s. 10 5,99 ± 1,56 b3 5,94 ± 1,44 b15 5,08 ± 1,59 b27 n.s. 11 6,29 ± 1,78 c4 6,07 ± 1,25 b16 5,32 ± 0,90 ab n.s. 2 0 5,85 ± 1,30 a5 5,51 ± 0,96 a17 4,60 ± 1,57 n.s. 6 5,18 ± 1,29 b6 4,88 ± 0,81 b18 4,26 ± 1,72 n.s. 10 4,90 ± 1,22 c7 4,65 ± 0,69 c19 4,22 ± 1,50 n.s. 11 5,12 ± 1,24 b8 4,87 ± 0,68 b20 4,67 ± 0,99

n.s.

n.s. 3 0 4,95 ± 1,45 a9 4,67 ± 0,75 a21 4,16 ± 1,21 a28 n.s. 6 4,69 ± 1,47 b10 4,09 ± 0,69 bc22 3,99 ± 1,16 b29 n.s. 10 4,36 ± 1,38 c11 3,97 ± 0,77 b23 4,10 ± 1,12 ab n.s. 11 4,55 ± 1,49 b12 4,14 ± 0,76 c24 4,50 ± 0,82 ab n.s.

1-2: p=0,0018, 1-3: p=0,0014, 1-4: p=0,0015, 3-4: p=0,0252, 5-6: p=0,0001, 5-7: p=0,0001, 5-8: p=0,0009 6-7: p=0,0119, 7-8: p=0,0019, 9-10: p=0,0016, 9-11: p=0,0005, 9-12: p=0,0025, 10-11: p=0,0024, 10-12: p=0,02 11-12: p=0,0478, 13-14: p=0,0198, 13-15: p=0,0191, 13-16: p=0,0341, 17-18: p=0,0008, 17-19: p=0,0004 17-20: p=0,0037, 18-19: p=0,04, 19-20: p=0,0027, 21-22: p=0,0002, 21-23: p=0,0005, 21-24: 0,01 23-24: p=0,013, 25-26: p=0,0184, 25-27: p=0,0139, 28-29: p=0,0067 a, b, c, ab, bc: Kennzeichnung der Signifikanzen, HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle, l: Liter, mmol: Millimol, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, x: Mittelwert Tab. 90: Ermittelte Ammoniakkonzentrationen im Plasma (µmol/l x±s) der einzelnen Gruppen (n siehe Tab. 48)

t-test Gruppen T

ag Zeit HG P

t-test Tage

HG PG

t-test Tage

HG K

t-test Tage P PG K

1 6 43,31 ± 14,54 26,25 ± 6,96 55,47 ± 31,14 n.s. 2 6 23,05 ± 10,86 35,02 ± 13,03 45,38 ± 43,73 n.s. 3 6 38,55 ± 5,83

n.s. 109,20

n.s. 29,12

n.s.

HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle,l: Liter, µmol: Mikromol, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, x: Mittelwert

152

Tab. 91: Ermittelte Harnstoffkonzentrationen in mmol/l und Kreatininkonzentrationen in µmol/l im Plasma (x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen T

ag Zeit HG P

t-test Tag

HG PG

t-test Tag

HG K t-test T

ag P PG K

Harnstoff 1 0 4,59 ± 1,89 ab 6,22 ± 6,01 ab 8,54 ± 8,99 ab n.s. 6 4,90 ± 2,69 a1 6,31 ± 4,04 ab 8,05 ± 6,63 a15 n.s. 10 4,73 ± 2,70 a2 6,19 ± 3,48 a7 6,89 ± 5,91 b16 n.s. 11 4,33 ± 2,54 b3 5,45 ± 3,04 b8 5,61 ± 5,25 ab n.s. 2 0 3,95 ± 2,24 ab 3,76 ± 1,65 a9 3,86 ± 2,34 n.s. 6 4,22 ± 2,00 a4 4,41 ± 1,29 ab 3,70 ± 2,16 n.s. 10 3,98 ± 1,99 a5 4,56 ± 1,43 b10 3,33 ± 2,17 n.s. 11 3,70 ± 1,78 b6 4,19 ± 1,48 a11 3,23 ± 1,83

n.s.

n.s. 3 0 3,17 ± 1,51 3,36 ± 1,77 a12 3,12 ± 1,47 a17 n.s. 6 4,15 ± 2,65 4,81 ± 1,61 b13 3,08 ± 1,47 ac18 n.s. 10 4,00 ± 1,60 4,97 ± 1,63 b14 2,31 ± 1,33 b19 a20 a21 b22 11 3,70 ± 1,35

n.s.

4,72 ± 1,78 ab 2,37 ± 1,45 ab ab a23 b24 1-3: p=0,0024, 2-3: p=0,0063, 4-6: p=0,0462, 5-6: p=0,0135, 7-8: p=0,003, 9-10: p=0,0378, 10-11: 0,0001 12-13: p=0,0002, 12-14: p=0,0371, 17-18: p=0,0002, 17-19: p=0,0371, 20-22: p=0,042, 21- 22: p=0,0037 23-24: p=0,00276 Kreatinin 1 0 53,9 ± 29,1 a1 54,8 ± 34,4 88,4 ± 74,2 a16 n.s. 6 54,8 ± 27,4 a2 43,3 ± 22,1 73,3 ± 42,4 ab n.s. 10 52,1 ± 34,4 ab 44,2 ± 21,2 68,0 ± 38,0 b17 n.s. 11 50,3 ± 24,7 b3 39,7 ± 21,2

n.s.

61,8 ± 32,7 ab n.s. 2 0 55,6 ± 37,1 a4 45,9 ± 19,4 a10 52,1 ± 23,8 a18 n.s. 6 46,8 ± 28,2 b5 41,5 ± 18,5 b11 52,1 ± 17,6 b19 n.s. 10 43,3 ± 26,5 c6 38,0 ± 15,0 b12 53,0 ± 15,9 b20 n.s. 11 44,2 ± 24,7 cb7 38,0 ± 15,0 b13 47,7 ± 5,3 ab n.s. 3 0 46,8 ± 22,9 a8 45,0 ± 19,4 a14 51,2 ± 24,7 n.s. 6 45,0 ± 20,3 b9 39,7 ± 15,0 b15 55,6 ± 20,3 n.s. 10 45,9 ± 15,9 ab 43,3 ± 11,4 ab 53,9 ± 17,6 n.s. 11 45,9 ± 15,0 ab 44,2 ± 14,1 ab 47,7 ± 4,4

n.s.

n.s. 1-3: p=0,0326, 2-3: p=0,0382, 4-5: p=0,025, 4-6: p=0,01, 4-7: p=0,0241, 5-6: p=0,0134, 8-9: p=0,0131 10-11: p=0,0179, 10-12: p=0,007, 10-13: p=0,013, 14-15: p=0,0142, 16-17: p=0,0494, 18-19: p=0,0046 18-20: p=0,0363 a, b, c, ab, ac, bc: Kennzeichnung der Signifikanzen, HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle, l: Liter, mmol: Millimol, µmol: Mikromol, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, x: Mittelwert

153

Tab. 92: Gemessene Enzymaktivitäten von ALT, aP und GLDH (nkat/l) und Plasmakonzentrationen von Gesamtbilirubin (µmol/l) (x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen T

ag Zeit HG P

t-test Tag

HG PG

t-test Tag

HG K

t-test Tag P PG K

ALT 1 0 500,4 ± 560,1 555,3 ± 849,2 744,0 ± 963,9 ab n.s. 6 361,1 ± 348,7 458,8 ± 669,1 675,6 ± 750,7 a7 n.s. 10 360,1 ± 300,4 417,9 ± 584,8 630,3 ± 706,0 b8 n.s. 11 376,2 ± 314,6

n.s.

411,2 ± 566,8

n.s.

701,3 ± 777,2 ab n.s. 2 0 330,7 ± 199,0 a1 359,2 ± 439,8 310,9 ± 164,9 n.s. 6 277,7 ± 139,4 b2 303,2 ± 343,1 316,6 ± 129,9 n.s. 10 268,2 ± 128,9 ab3 269,2 ± 273,9 322,2 ± 135,5 n.s. 11 286,2 ± 135,5 ac4 281,4 ± 291,9

n.s.

324,1 ± 137,4

n.s.

n.s. 3 0 254,1 ± 117,5 a5 232,2 ± 198,0 295,7 ± 148,9 a9 n.s. 6 241,7 ± 113,7 b6 201,9 ± 145,0 314,6 ± 150,7 ab n.s. 10 228,4 ± 105,2 ab 198,0 ± 140,2 301,4 ± 138,4 b10 n.s. 11 238,9 ± 119,4 ab 200,0 ± 139,4

n.s.

318,4 ± 159,2 ab n.s. 1-2: p=0,042, 3-4: p=0,0025, 5-6: p=0,0297, 7-8: p=0,0265, 9-10: p=0,0087 aP 1 0 6601 ± 4968 5835 ± 6118 5234 ± 4501 n.s. 6 7018 ± 5334 5801 ± 6235 5668 ± 6235 n.s. 10 7185 ± 5284 5851 ± 5985 5634 ± 6301 n.s. 11 7568 ± 5935

n.s.

5701 ± 6218

n.s.

6051 ± 6735

n.s.

n.s. 2 0 7001 ± 5851 a1 5251 ± 5568 ab 3484 ± 2267 n.s. 6 6151 ± 5101 b2 4718 ± 5051 ab 3334 ± 1967 n.s. 10 5784 ± 4684 b3 4268 ± 4234 a5 3501 ± 2234 n.s. 11 6018 ± 5068 b4 4568 ± 4434 b6 3617 ± 2484

n.s.

n.s. 3 0 5618 ± 4368 4084 ± 3217 ab 3601 ± 2250 n.s. 6 5751 ± 4084 3867 ± 2934 ab 3801 ± 2317 n.s. 10 5201 ± 3517 3801 ± 2651 a7 3751 ± 2134 n.s. 11 5451 ± 3634

n.s.

3984 ± 2651 b8 3717 ± 2717

n.s.

n.s. 1-2: p=0,0111, 1-3: p=0,0172, 1-4: p=0,0055, 5-6: p=0,0324, 7-8: p=0,0075

154

GLDH 1 0 121,19 ± 88,85 a1 157,53 ± 178,20 a8 89,68 ± 87,52 n.s. 6 75,18 ± 45,51 b2 111,02 ± 114,69 b9 88,02 ± 77,18 n.s. 10 61,68 ± 34,17 b3 87,52 ± 81,18 ab 85,35 ± 77,68 n.s. 11 60,68 ± 31,84 b4 83,35 ± 76,52 ab 77,18 ± 80,02

n.s.

n.s. 2 0 48,68 ± 29,34 a5 49,01 ± 32,51 a10 38,67 ± 18,50 n.s. 6 38,67 ± 15,50 b6 38,67 ± 20,34 a11 35,34 ± 11,34 n.s. 10 33,34 ± 10,50 b7 33,34 ± 16,67 b12 33,01 ± 9,84 n.s. 11 37,67 ± 11,34 ab 34,17 ± 14,84 ab 28,51 ± 9,00

n.s.

n.s. 3 0 27,17 ± 7,67 29,51 ± 10,00 29,51 ± 14,34 a13 n.s. 6 25,01 ± 10,00 27,17 ± 7,67 31,17 ± 19,67 ab n.s. 10 26,84 ± 8,50 28,34 ± 9,67 26,34 ± 12,00 b14 n.s. 11 25,67 ± 10,34

n.s.

25,34 ± 8,84

n.s.

28,84 ± 14,34 ab n.s. 1-2: p=0,0334, 1-3: p=0,02, 1-4: p=0,0244, 5-6: p=0,0155, 5-7: p=0,0053, 8-9: p=0,0487, 10-12: p=0,0298 11-12: p=0,0265, 13-14: p=0,0484 Gesamtbilirubin 1 0 4,79 ± 4,62 3,93 ± 5,99 8,04 ± 14,54 n.s. 6 4,45 ± 3,93 3,59 ± 4,96 8,72 ± 14,36 n.s. 10 4,45 ± 4,62 3,25 ± 4,10 8,21 ± 13,34 n.s. 11 4,96 ± 5,13

n.s.

1,88 ± 2,05

n.s.

10,26 ± 14,88

n.s.

n.s. 2 0 4,62 ± 4,45 a1 2,57 ± 2,57 a3 2,39 ± 2,22 n.s. 6 3,76 ± 3,59 b2 1,88 ± 2,05 b4 2,39 ± 2,39 n.s. 10 3,59 ± 4,10 ab 1,71 ± 1,71 b5 2,22 ± 2,91 n.s. 11 4,10 ± 4,79 ab 2,57 ± 2,05 ab 2,22 ± 2,91

n.s.

n.s. 3 0 3,42 ± 3,25 2,05 ± 1,71 2,91 ± 1,54 n.s. 6 2,74 ± 2,22 1,71 ± 1,71 2,22 ± 2,22 n.s. 10 2,39 ± 1,71 1,37 ± 1,88 2,39 ± 1,71 n.s. 11 2,74 ± 1,88

n.s.

2,05 ± 2,22

n.s.

2,22 ± 2,74

n.s.

n.s. 1-2: p=0,03, 3-4: p=0,0367, 3-5: p=0,0328 a, b, ab: Kennzeichnung der Signifikanzen, HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle, l: Liter, µmol: Mikromol, nkat: Nanokatal, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, x: Mittelwert

155

Tab. 93: Ermittelte Albumin- (g/l) und Gesamteiweißkonzentrationen im Plasma (g/l) (x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen T

ag Zeit HG P

t-test Tag

HG PG

t-test Tag

HG K t-test T

ag P PG K

Albumin 1 0 20,4 ± 6,3 a1 20,8 ± 2,3 a10 21,6 ± 5,0 a22 n.s. 6 19,5 ± 2,5 bd2 19,8 ± 2,0 b11 20,2 ± 3,9 b23 n.s. 10 18,5 ± 2,4 c3 19,0 ± 2,0 c12 19,6 ± 4,2 c24 n.s. 11 19,6 ± 2,7 d4 18,8 ± 3,4 cb13 18,9 ± 4,2 b25 n.s. 2 0 17,1 ± 5,4 a5 19,2 ± 2,0 a14 18,7 ± 4,9 n.s. 6 16,0 ± 5,2 b6 18,0 ± 2,1 b15 19,4 ± 5,0 n.s. 10 15,2 ± 5,2 c7 17,3 ± 1,8 b16 19,9 ± 4,4 n.s. 11 15,1 ± 5,6 abc 17,7 ± 1,9 c17 19,4 ± 5,7

n.s.

n.s. 3 0 15,2 ± 2,8 ab 17,2 ± 2,5 a18 18,5 ± 5,8 n.s. 6 17,2 ± 3,5 a8 15,9 ± 3,2 b19 20,0 ± 3,8 n.s. 10 16,0 ± 3,4 b9 15,5 ± 2,9 b20 19,4 ± 4,1 n.s. 11 16,5 ± 2,7 ab 16,0 ± 2,7 b21 19,2 ± 4,3

n.s.

n.s. 1-2: p=0,0016, 1-3: p=0,0001, 1-4: p=0,0018, 2-3: p=0,0198, 3-4: p=0,0041, 5-6: p=0,0332, 5-7: p=0,0066 6-7: p=0,0474, 10-11: p=0,0175, 10-12: p=0,0006, 10-13: p=0,0294, 11-12: p=0,01, 14-15: p=0,006 14-16: p=0,0001, 14-17: p=0,0005, 16-17: p=0,0231, 18-19: p=0,0205, 18-20: p=0,0023, 18-21: p=0,0248 22-23. p=0,045, 22-24: p=0,0049, 22-25: p=0,0427, 23-24: p=0,033, 24-25: p=0,0157 Gesamteiweiß 1 0 53,0 ± 5,3 a1 48,9 ± 6,3 a13 50,5 ± 8,4 a24 n.s. 6 47,7 ± 7,6 b2 46,1 ± 5,8 b14 45,9 ± 5,3 b25 n.s. 10 45,0 ± 5,2 c3 45,4 ± 5,2 b15 44,4 ± 5,5 c26 n.s. 11 47,6 ± 6,9 b4 44,4 ± 6,8 ab 43,0 ± 3,6 cb27 n.s. 2 0 46,6 ± 4,7 a5 45,7 ± 6,4 a16 42,8 ± 6,7 n.s. 6 42,5 ± 4,9 b6 41,9 ± 6,1 bc17 42,3 ± 6,5 n.s. 10 40,6 ± 4,9 c7 40,9 ± 6,2 b18 42,8 ± 5,0 n.s. 11 42,2 ± 5,0 b8 42,4 ± 6,3 c19 41,3 ± 6,5

n.s.

n.s. 3 0 42,7 ± 6,9 a9 41,4 ± 7,2 a20 41,1 ± 9,0 n.s. 6 41,1 ± 6,5 b10 38,1 ± 7,8 b21 43,0 ± 5,1 n.s. 10 39,4 ± 7,0 c11 37,2 ± 7,2 b22 42,6 ± 5,6 n.s. 11 40,4 ± 6,5 bc12 38,4 ± 7,3 b23 40,9 ± 4,7

n.s.

n.s. 1-2: p=0,0084, 1-3: p=0,0003, 1-4: p=0,0009, 2-3: p=0,0356, 3-4: p=0,0363, 5-6: 0,0004, 5-7: p=0,0001 5-8: p=0,0005, 6-7: p=0,0222, 7-8: p=0,0022, 9-10: p=0,0003, 9-11: p=0,001, 9-12: p=0,0001, 10-11: p=0,0255 13-14: p=0,0168, 13-15: p=0,0048, 16-17: p=0,0015, 16-18: p=0,0001, 16-19: p=0,0001, 18-19: p=0,0062 20-21: p=0,0039, 20-22: p=0,0014, 20-23: p=0,0172, 24-25: p=0,0082, 24-26: p=0,0054, 24-27: p=0,0295 25-26: p=0,0394 a, b, c, d, ab, abc, bc, bd: Kennzeichnung der Signifikanzen, g: Gramm, HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle, l: Liter, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, x: Mittelwert

156

2. Ergebnisse in SI Einheiten der Gruppe Magen-Darm-Operation (MD) Tab. 94: Entwicklung der Leukozyten- (G/l), Erythrozyten- (T/l) und Thrombozytenzahlen (G/l) (x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen Tag Zeit MD P

t-test Tage

MD K

t-test Tage P K

Leukozyten

1 0 24,20 ± 15,84 29,31 ± 13,97 n.s. 2 0 21,97 ± 10,79 27,37 ± 13,27 n.s. 3 0 17,71 ± 7,99

n.s. 27,39 ± 19,32

n.s. n.s.

Erythrozyten

1 0 6,12 ± 2,22 5,88 ± 1,53 a1 n.s. 2 0 5,64 ± 2,18 5,20 ± 1,72 b2 n.s. 3 0 5,36 ± 2,08

n.s. 4,75 ± 1,57 c3 n.s.

1-2: p=0,0059, 1-3: p=0,0003, 2-3: p=0,0109 Thrombozyten

1 0 310,7 ± 261,7 207,1 ± 107,5 n.s. 2 0 236,9 ± 141,0 205,7 ± 129,7 n.s. 3 0 250,8 ± 220,1

n.s. 211,2 ± 143,0

n.s. n.s.

a, b, c: Kennzeichnung der Signifikanzen, G: Giga, K: Kontrolle, l: Liter, MD: Magen-Darm-Operation, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert Tab. 95: Entwicklung des Hämatokrits (l/l) und Hämoglobin (g/l) (x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen Tag Zeit MD P

t-test Tage

MD K

t-test Tage P K

Hämatokrit

1 0 0,43 ± 0,15 a1 0,40 ± 0,11 a4 n.s. 2 0 0,39 ± 0,15 b2 0,36 ± 0,13 b5 n.s. 3 0 0,37 ± 0,14 b3 0,32 ± 0,11 c6 n.s.

1-2: p=0,0409, 1-3: p=0,0308, 4-5: p=0,0243, 4-6: p=0,001, 5-6: p=0,0247

157

Hämoglobin 1 0 141 ± 52 a1 140 ± 46 a3 n.s. 2 0 135 ± 54 ab 124 ± 48 b4 n.s. 3 0 127 ± 50 b2 113 ± 42 c5 n.s.

1-2: p=0,0355, 3-4: p=0,0352, 3-5: p=0,0027, 4-5: 0,0276 a, b, ab: Kennzeichnung der Signifikanzen, g: Gramm, K: Kontrolle, l: Liter, MD: Magen-Darm-Operation, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert Tab. 96: Entwicklung des Basenüberschusses (mmol/l x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen Tag Zeit MD P

t-test Tag

MD K

t-test Tag P K

Basenüberschuß (BE)

1 0 -2,39 ± 4,39 0,43 ± 5,45 n.s. 6 -2,56 ± 2,82 n.s. -1,26 ± 3,94 n.s. n.s. 2 0 -1,34 ± 3,43 -1,08 ± 4,37 n.s. 6 -1,11 ± 3,52 n.s. -0,60 ± 4,32 n.s. n.s. 3 0 -1,51 ± 3,54 -0,63 ± 3,57 n.s. 6 -1,46 ± 4,23

n.s. -1,67 ± 2,39

n.s. n.s.

K: Kontrolle, l: Liter, MD: Magen-Darm-Operation, mmol: Millimol, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert

158

Tab. 97: Gemessene Plasmakonzentrationen des gesamten und ionisierten Calciums (mmol/l x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen Tag Zeit MD P

t-test Tag

MD K t-test T

ag P K

Calcium (gesamt)

1 0 2,26 ± 0,23 2,30 ± 0,20 n.s. 6 2,26 ± 0,15 2,28 ± 0,23 n.s. 10 2,31 ± 0,19 2,27 ± 0,26 n.s. 11 2,29 ± 0,19

n.s.

2,29 ± 0,24

n.s.

n.s. 2 0 2,23 ± 0,37 2,36 ± 0,23 n.s. 6 2,33 ± 0,25 2,34 ± 0,20 n.s. 10 2,32 ± 0,29 2,30 ± 0,20 n.s. 11 2,32 ± 0,25

n.s.

2,23 ± 0,38

n.s.

n.s. 3 0 2,34 ± 0,26 2,32 ± 0,27 n.s. 6 2,34 ± 0,29 2,33 ± 0,19 n.s. 10 2,34 ± 0,29 2,34 ± 0,19 n.s. 11 2,34 ± 0,27

n.s.

2,39 ± 0,26

n.s.

n.s. Calcium (ionisiert)

1 0 1,22 ± 0,12 a1 1,28 ± 0,08 a7 n.s. 6 1,28 ± 0,06 ab 1,29 ± 0,08 ab n.s. 10 1,37 ± 0,16 b2 1,30 ± 0,10 ab n.s. 11 1,31 ± 0,13 b3 1,35 ± 0,11 b8 n.s. 2 0 1,29 ± 0,12 1,32 ± 0,11 n.s. 6 1,30 ± 0,07 1,33 ± 0,11 n.s. 10 1,26 ± 0,12 1,32 ± 0,11 n.s. 11 1,28 ± 0,08

n.s.

1,31 ± 0,14

n.s.

n.s. 3 0 1,26 ± 0,13 a4 1,31 ± 0,12 n.s. 6 1,32 ± 0,09 ab 1,32 ± 0,08 n.s. 10 1,21 ± 0,09 b5 1,36 ± 0,14 n.s. 11 1,31 ± 0,10 a6 1,34 ± 0,08

n.s.

n.s. 1-2: p=0,002, 1-3: p=0,0212, 4-5: p=0,0371, 5-6: p=0,0256, 7-8: p=0,0251 a, b, ab: Kennzeichnung der Signifikanzen, K: Kontrolle, l:Liter, MD: Magen-Darm-Operation, mmol: Millimol, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert

159

Tab. 98: Gemessene Plasmakonzentrationen von anorganischem Phosphat, Kalium und Natrium (mmol/l x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen Tag Zeit MD P

t-test Tag

MD K t-test T

ag P K

Anorganisches Phosphat

1 0 1,59 ± 0,38 abc 1,54 ± 0,46 n.s. 6 1,32 ± 0,60 a1 1,37 ± 0,52 n.s. 10 1,61 ± 0,42 b2 1,43 ± 0,48 n.s. 11 1,79 ± 0,37 c3 1,50 ± 0,40

n.s.

n.s. 2 0 1,62 ± 0,52 ab4 1,39 ± 0,42 ab n.s. 6 1,56 ± 0,49 a5 1,39 ± 0,40 a11 n.s. 10 1,83 ± 0,47 b6 1,61 ± 0,35 b12 n.s. 11 1,95 ± 0,50 c7 1,68 ± 0,28 b13 n.s. 3 0 1,91 ± 0,56 ab 1,59 ± 0,44 ab n.s. 6 1,67 ± 0,54 a8 1,26 ± 0,51 a14 n.s. 10 1,91 ± 0,49 b9 1,52 ± 0,48 b15 n.s. 11 1,97 ± 0,49 b10 1,65 ± 0,45 b16 n.s.

1-2: p=0,0253, 1-3: p=0,0017, 2-3: p=0,0004, 4-7: p=0,0053, 5-6: p=0,0064, 5-7: p=0,0007, 6-7: p=0,0032 8-9: p=0,0011, 8-10: p=0,006, 11-12: p=0,0129, 11-13: p=0,035, 14-15: p=0,0373, 14-16: p=0,025 Kalium

1 0 3,70 ± 0,64 ab 3,70 ± 0,75 n.s. 6 3,74 ± 0,64 a1 3,76 ± 0,48 n.s. 10 3,97 ± 0,67 b2 3,84 ± 0,63 n.s. 11 3,99 ± 0,67 ab 3,81 ± 0,61

n.s.

n.s. 2 0 3,74 ± 0,67 3,88 ± 0,63 n.s. 6 3,86 ± 0,60 4,06 ± 0,66 n.s. 10 3,85 ± 0,62 3,94 ± 0,60 n.s. 11 4,15 ± 0,75

n.s.

3,98 ± 0,64

n.s.

n.s. 3 0 4,08 ± 0,73 4,01 ± 0,45 ab n.s. 6 3,81 ± 0,63 3,74 ± 0,53 ab n.s. 10 3,98 ± 0,58 3,87 ± 0,48 a3 n.s. 11 4,07 ± 0,60

n.s.

3,79 ± 0,45 b4 n.s. 1-2: p=0,0406, 3-4: p=0,0275

160

Natrium 1 0 144 ± 4,2 145 ± 6,3 n.s. 6 146 ± 4,6 145 ± 3,4 n.s. 10 147 ± 3,6 146 ± 3,1 n.s. 11 147 ± 3,3

n.s.

146 ± 3,7

n.s.

n.s. 2 0 145 ± 4,1 147 ± 3,7 n.s. 6 145 ± 2,7 147 ± 3,5 n.s. 10 145 ± 2,3 147 ± 3,9 n.s. 11 146 ± 3,3

n.s.

147 ± 2,5

n.s.

n.s. 3 0 147 ± 4,4 148 ± 3,3 n.s. 6 146 ± 3,0 148 ± 2,8 n.s. 10 147 ± 4,7 148 ± 2,5 n.s. 11 148 ± 5,4

n.s.

147 ± 3,3

n.s.

n.s. a, b, ab, abc: Kennzeichnung der Signifikanzen, K: Kontrolle, l:Liter, MD: Magen-Darm-Operation, mmol: Millimol, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert Tab. 99: Ermittelte Glukose-, Lactat-, Triglycerid- und Cholesterinplasmakonzentrationen (mmol/l x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen Tag Zeit MD P

t-test Tag

MD K

t-test Tag P K

Glukose

1 0 6,22 ± 1,33 a1 6,22 ± 1,06 n.s. 6 11,95 ± 7,46 b2 5,95 ± 0,91 a13 b14 10 10,11 ± 3,94 b3 5,99 ± 1,03 a15 b16 11 6,48 ± 1,77 a4 5,88 ± 0,84

n.s.

n.s. 2 0 6,70 ± 1,11 a5 5,89 ± 0,53 n.s. 6 10,71 ± 5,98 b6 6,44 ± 1,49 a17 b18 10 10,67 ± 5,30 b7 6,70 ± 3,26 n.s. 11 6,53 ± 1,97 a8 5,72 ± 0,60

n.s.

n.s. 3 0 6,33 ± 1,01 a9 5,89 ± 1,07 n.s. 6 10,48 ± 5,79 b10 6,43 ± 2,17 n.s. 10 7,85 ± 2,77 b11 5,90 ± 1,04 n.s. 11 5,71 ± 1,68 a12 5,31 ± 0,50

n.s.

n.s. 1-2. p=0,0395, 1-3: p=0,0245, 2-4: p=0,0366, 3-4: p=0,012, 5-6: p=0,0473, 5-7: p=0,0348, 6-8: p=0,0142 7-8: p=0,0054, 9-10: p=0,0287, 9-11: p=0,034, 10-12: p=0,0193, 11-12: p=0,0073, 13-14: p=0,0211 15-16: p=0,005, 17-18: p=0,0421,

161

Lactat 1 0 1,91 ± 1,32 1,42 ± 0,54 n.s. 6 2,65 ± 1,86 1,79 ± 1,37 n.s. 10 2,22 ± 0,90 1,42 ± 1,19 n.s. 11 2,20 ± 1,01

n.s.

1,60 ± 1,66

n.s.

n.s. 2 0 1,96 ± 1,16 1,71 ± 1,99 n.s. 6 2,25 ± 1,03 1,04 ± 0,38 a4 b5 10 1,81 ± 0,38 1,05 ± 0,66 a6 b7 11 1,62 ± 0,40

n.s.

1,03 ± 0,28

n.s.

a8 b9 3 0 1,91 ± 0,74 1,07 ± 0,36 ab a10 b11 6 2,12 ± 0,69 2,33 ± 1,87 a1 n.s. 10 1,79 ± 0,42 1,84 ± 2,12 b2 n.s. 11 1,99 ± 0,64

n.s.

1,28 ± 0,64 b3 a12 b13 1-2: p=0,0148, 2-3: p=0,0303, 4-5: p=0,0027, 6-7: p=0,0057, 8-9: p=0,003, 10-11: p=0,0046, 12-13: p=0,0417 Triglyceride

1 0 1,01 ± 0,40 ab 0,67 ± 0,30 a11 b12 6 1,07 ± 0,37 a1 0,65 ± 0,30 a13 b14 10 1,04 ± 0,30 ab 0,69 ± 0,29 a15 b16 11 0,93 ± 0,36 b2 0,75 ± 0,34

n.s.

n.s. 2 0 1,12 ± 0,45 0,81 ± 0,32 a5 n.s. 6 1,22 ± 0,57 0,73 ± 0,35 b6 a17 b18 10 1,17 ± 0,51 0,70 ± 0,28 b7 a19 b20 11 1,09 ± 0,51

n.s.

0,75 ± 0,27 b8 n.s. 3 0 1,23 ± 0,52 ab 0,85 ± 0,31 ab n.s. 6 1,42 ± 0,51 a3 0,70 ± 0,28 a9 a21 b22 10 1,33 ± 0,52 ab 0,74 ± 0,33 ab a23 b24 11 1,15 ± 0,47 b4 0,82 ± 0,31 b10 n.s.

1-2: p=0,0338, 3-4: p=0,0053, 5-6: p=0,0114, 5-7: p=0,0136, 5-8: p=0,0143, 9-10: p=0,0239, 11-12: p=0,0434 13-14: p=0,0117, 15-16: p=0,0176, 17-18: p=0,0317, 19-20: p=0,0184, 21-22: p=0,0017, 23-24: p=0,0091 Cholesterin

1 0 5,01 ± 1,63 a1 4,44 ± 1,40 a11 n.s. 6 4,55 ± 1,39 b2 4,12 ± 1,22 b12 n.s. 10 4,84 ± 1,48 a3 4,18 ± 1,35 ab n.s. 11 4,84 ± 1,97 ab 4,36 ± 1,23 ab n.s. 2 0 5,39 ± 1,72 a4 4,48 ± 1,26 a13 n.s. 6 5,12 ± 1,63 b5 4,26 ± 1,35 b14 n.s. 10 5,11 ± 1,70 b6 4,14 ± 1,12 b15 n.s. 11 5,26 ± 1,74 ab 4,43 ± 1,22 ab n.s. 3 0 5,59 ± 1,74 a7 4,37 ± 1,16 a16 n.s. 6 4,81 ± 1,26 b8 3,91 ± 1,01 b17 n.s. 10 5,06 ± 1,47 b9 4,01 ± 1,07 ab n.s. 11 5,11 ± 1,58 b10 4,27 ± 1,08 a18 n.s.

1-2: p=0,0076, 2-3: p=0,0231, 4-5: p=0,003, 4-6: p=0,0003, 7-8: p=0,0141, 7-9: p=0,0158, 7-10: p=0,0217 11-12: p=0,006, 13-14: p=0,0333, 13-15: p=0,0157, 16-17: p=0,0232, 17-18: p=0,0417

162

Tab. 100: Ermittelte Ammoniakkonzentrationen im Plasma (µmol/l x±s) der einzelnen Gruppen (n siehe Tab. 72)

t-test Gruppen Tag Zeit MD P

t-test Tage

MD K t-test T

age P K

1 6 38,4 ± 9,8 28,3 ± 21,8 n.s. 2 6 30,5 ± 18,4 22,3 ± 12,8 n.s. 3 6 38,3 ± 39,0

n.s. 27,1 ± 19,8

n.s. n.s.

K: Kontrolle, l: Liter, MD: Magen-Darm-Operation, µmol: Mikromol, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert Tab. 101: Ermittelte Harnstoff- (mmol/l) und Kreatininplasmakonzentrationen (µmol/l) (x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen Tag Zeit MD P

t-test Tag

MD K

t-test Tag P K

Harnstoff

1 0 4,68 ± 4,17 ab 4,91 ± 1,97 ab n.s. 6 4,58 ± 1,79 ab 5,22 ± 2,20 a3 n.s. 10 4,28 ± 0,93 a1 4,86 ± 2,30 ab n.s. 11 4,07 ± 0,76 b2 4,57 ± 2,28 b4 n.s. 2 0 4,03 ± 1,20 4,15 ± 2,23 n.s. 6 4,47 ± 1,37 4,57 ± 2,38 n.s. 10 4,46 ± 1,77 4,33 ± 2,56 n.s. 11 4,64 ± 2,29

n.s.

4,09 ± 2,46

n.s.

n.s. 3 0 5,80 ± 4,36 4,46 ± 3,49 ab n.s. 6 6,13 ± 3,85 3,79 ± 1,38 a5 n.s. 10 5,55 ± 2,98 3,28 ± 1,30 b6 a8 b9 11 5,54 ± 3,24

n.s.

3,05 ± 1,08 b7 a10 b11 1-2: p=0,0464, 3-4: p=0,0208, 5-6: p=0,0085, 5-7: p=0,0075, 8-9: p=0,0483, 10-11: p=0,044

163

Kreatinin 1 0 56,43 ± 38,13 53,38 ± 25,16 n.s. 6 44,99 ± 15,25 55,67 ± 20,59 n.s. 10 41,18 ± 10,68 57,95 ± 22,11 a5 b6 11 44,23 ± 13,73

n.s.

57,95 ± 28,21

n.s.

n.s. 2 0 50,33 ± 15,25 a1 60,24 ± 24,40 n.s. 6 44,23 ± 9,91 ab 57,95 ± 27,45 n.s. 10 42,70 ± 10,68 b2 58,72 ± 26,69 n.s. 11 45,75 ± 14,49 ab 58,72 ± 30,50

n.s.

n.s. 3 0 58,72 ± 43,46 62,53 ± 35,84 ab n.s. 6 48,80 ± 28,21 50,33 ± 13,73 a3 n.s. 10 44,99 ± 19,83 50,33 ± 14,49 ab n.s. 11 47,28 ± 21,35

n.s.

50,33 ± 13,73 b4 n.s. 1-2: p=0,0023, 3-4: p=0,0358, 5-6: p=0,0434 a, b, ab: Kennzeichnung der Signifikanzen, K: Kontrolle, l: Liter, MD: Magen-Darm-Operation, mmol: Millimol, µmol: Mikromol, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert Tab. 102: Gemessene Enzymaktivitäten von ALT, aP und GLDH (nkat/l) und Plasmakonzentrationen von Gesamtbilirubin (µmol/l) (x±s) der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen Tag Zeit MD P

t-test Tag

MD K

t-test Tag P K

ALT

1 0 485,1 ± 281,7 471,8 ± 238,4 a1 n.s. 6 458,4 ± 233,4 436,8 ± 216,7 b2 n.s. 10 453,4 ± 231,7 403,4 ± 155,0 ab n.s. 11 476,8 ± 240,0

n.s.

493,4 ± 181,7 ab n.s. 2 0 465,1 ± 248,4 481,8 ± 231,7 n.s. 6 435,1 ± 181,7 463,4 ± 221,7 n.s. 10 445,1 ± 186,7 448,4 ± 193,4 n.s. 11 435,1 ± 176,7

n.s.

496,8 ± 176,7

n.s.

n.s. 3 0 486,8 ± 213,4 471,8 ± 210,0 n.s. 6 456,8 ± 195,0 491,8 ± 238,4 n.s. 10 438,4 ± 165,0 515,1 ± 253,4 n.s. 11 431,8 ± 160,0

n.s.

498,4 ± 215,0

n.s.

n.s. 1-2: p=0,0269

164

aP 1 0 2834 ± 2034 1950 ± 1400 n.s. 6 3167 ± 2934 1950 ± 1667 n.s. 10 4051 ± 4934 2100 ± 2167 n.s. 11 4268 ± 5218

n.s.

2450 ± 2250

n.s.

n.s. 2 0 4551 ± 4634 2717 ± 2934 n.s. 6 4151 ± 3834 2717 ± 3117 n.s. 10 4284 ± 4084 2701 ± 3167 n.s. 11 4318 ± 4017

n.s.

3167 ± 3501

n.s.

n.s. 3 0 4501 ± 3617 a1 2767 ± 2684 n.s. 6 4001 ± 3117 ab 2867 ± 2601 n.s. 10 4067 ± 3334 b2 3201 ± 3017 n.s. 11 4017 ± 2917 ab 3601 ± 2951

n.s.

n.s. 1-2: p=0,0174 GLDH

1 0 76,52 ± 44,01 a1 82,85 ± 66,01 n.s. 6 69,18 ± 41,17 b2 75,02 ± 46,84 n.s. 10 62,85 ± 39,67 bc3 57,68 ± 24,67 n.s. 11 64,18 ± 39,84 c4 61,85 ± 16,34

n.s.

n.s. 2 0 50,01 ± 28,84 63,01 ± 44,68 n.s. 6 49,18 ± 27,34 69,18 ± 69,85 n.s. 10 48,18 ± 23,17 64,18 ± 75,52 n.s. 11 47,84 ± 28,17

n.s.

70,35 ± 84,35

n.s.

n.s. 3 0 47,01 ± 29,67 68,35 ± 88,02 n.s. 6 49,18 ± 27,51 88,85 ± 102,52 n.s. 10 49,01 ± 35,17 77,02 ± 91,52 n.s. 11 46,84 ± 35,51

n.s.

78,52 ± 115,36

n.s.

n.s. 1-2: p=0,0066, 1-3: p=0,0012, 1-4: p=0,0011, 2-4: p=0,0251 Gesamtbilirubin

1 0 3,25 ± 3,59 a1 4,79 ± 5,13 n.s. 6 2,74 ± 3,42 b2 4,62 ± 5,47 n.s. 10 2,74 ± 3,42 ab3 4,96 ± 6,67 n.s. 11 3,08 ± 3,76 abc4 5,13 ± 7,35

n.s.

n.s. 2 0 4,10 ± 4,96 a5 8,04 ± 15,39 a8 n.s. 6 3,42 ± 4,28 b6 8,04 ± 16,42 ab n.s. 10 3,59 ± 5,30 b7 7,35 ± 14,88 b9 n.s. 11 4,45 ± 4,96 ab 8,89 ± 17,62 ab n.s. 3 0 9,24 ± 14,20 7,53 ± 14,20 n.s. 6 5,13 ± 7,35 7,70 ± 15,05 n.s. 10 5,30 ± 8,21 7,87 ± 14,20 n.s. 11 6,84 ± 8,72

n.s.

9,07 ± 16,42

n.s.

n.s. 1-2: p=0,0181, 3-4: p=0,0319, 5-6: p=0,0321, 5-7: p=0,0343, 8-9: p=0,0436 a, b, c, ab, abc, bc: Kennzeichnung der Signifikanzen, K: Kontrolle, l: Liter, MD: Magen-Darm-Operation, µmol: Mikromol, n: Anzahl der Hunde, nkat: Nanokatal, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert

165

Tab. 103: Ermittelte Albumin- (g/l) und Gesamteiweißkonzentrationen (g/l) (x±s) im Plasma der einzelnen Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen Tag Zeit MD P

t-test Tag

MD K t-test T

ag P K

Albumin

1 0 20,9 ± 5,5 abc 21,9 ± 3,0 a4 n.s. 6 19,6 ± 5,8 a1 20,3 ± 2,7 b5 n.s. 10 20,3 ± 5,6 b2 20,5 ± 3,4 b6 n.s. 11 21,1 ± 5,9 c3 19,5 ± 2,6 b7 n.s. 2 0 20,9 ± 5,3 21,9 ± 3,8 a8 n.s. 6 20,2 ± 5,5 21,0 ± 3,3 ab n.s. 10 20,4 ± 5,6 20,5 ± 3,9 b9 n.s. 11 20,2 ± 5,1

n.s.

19,4 ± 2,9 ab n.s. 3 0 20,9 ± 5,6 21,5 ± 3,7 a10 n.s. 6 19,9 ± 5,7 20,6 ± 4,4 b11 n.s. 10 20,0 ± 5,5 20,4 ± 3,3 b12 n.s. 11 20,0 ± 5,3

n.s.

19,9 ± 2,6 ab n.s. 1-2: p=0,0287, 1-3: p=0,0133, 2-3: p=0,0162, 4-5: p=0,0058, 4-6: p=0,0435, 4-7: p=0,0114, 8-9: p=0,0112 10-11: p=0,0177, 10-12: p=0,0133 Gesamteiweiß

1 0 48,9 ± 8,7 ab 52,3 ± 5,6 a9 n.s. 6 47,0 ± 11,1 a1 48,9 ± 4,6 b10 n.s. 10 49,1 ± 11,6 b2 49,0 ± 6,3 ab n.s. 11 50,5 ± 10,2 b3 48,0 ± 4,7 b11 n.s. 2 0 52,6 ± 9,6 a4 53,8 ± 5,9 a12 n.s. 6 50,7 ± 10,1 ab 51,1 ± 3,4 ab n.s. 10 50,8 ± 10,2 b5 49,6 ± 5,0 b13 n.s. 11 51,2 ± 9,4 ab 49,7 ± 4,9 ab n.s. 3 0 53,8 ± 11,6 a6 53,7 ± 4,7 a14 n.s. 6 50,9 ± 11,7 b7 51,0 ± 7,3 b15 n.s. 10 51,0 ± 11,3 ab 50,9 ± 5,0 bc16 n.s. 11 51,0 ± 10,0 b8 51,5 ± 4,7 c17 n.s.

1-2: p=0,0131, 1-3: p=0,0102, 4-5: p=0,033, 6-7: p=0,0344, 6-8: p=0,047, 9-10: p=0,0037, 9-11: p=0,0298 12-13: p=0,0043, 14-15: p=0,0447, 14-16: p=0,0136, 14-17: p=0,0278, 15-17: p=0,0451 a, b, c, ab, abc, bc: Kennzeichnung der Signifikanzen, g: Gramm, K: Kontrolle, l: Liter, MD: Magen-Darm-Operation, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert

166

3. Bicarbonatkonzentration Tab. 104: Entwicklung der Bicarbonatkonzentrationen (mval oder mmol/l x±s) der einzelnen HG Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen T

ag Zeit HG P

t-test Tag

HG PG

t-test Tag

HG K

t-test Tag P PG K

1 0 25,34 ± 4,66 25,30 ± 5,35 22,91 ± 2,92 n.s. 6 24,30 ± 4,16 n.s. 26,26 ± 3,40 n.s. 22,56 ± 3,15 n.s. ab a1 b2 2 0 24,30 ± 3,62 26,83 ± 4,19 21,77 ± 2,28 ab a3 b4 6 24,28 ± 4,21 n.s. 26,34 ± 6,57 n.s. 23,05 ± 1,26 n.s. n.s. 3 0 25,07 ± 3,71 28,50 ± 4,17 21,96 ± 1,73 ab a5 b6 6 25,05 ± 3,18 n.s. 27,26 ± 5,14 n.s. 23,18 ± 2,67 n.s. n.s.

1-2: p=0,025, 3-4: p=0,008, 5-6: p=0,0013 a, b, ab: Kennzeichnung der Signifikanzen, HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle, l: Liter, n: Anzahl der Hunde, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, x: Mittelwert Tab. 105: Entwicklung der Bicarbonatkonzentrationen (mval oder mmol/l x±s) der einzelnen MD Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen Tag Zeit MD P

t-test Tag

MD K

t-test Tag P K

1 0 22,79 ± 4,84 25,78 ± 5,21 n.s. 6 22,70 ± 3,37 n.s. 23,97 ± 3,31 n.s. n.s. 2 0 23,35 ± 3,40 23,64 ± 4,06 n.s. 6 23,62 ± 3,66 n.s. 24,00 ± 4,18 n.s. n.s. 3 0 23,93 ± 3,56 23,98 ± 3,46 n.s. 6 23,93 ± 3,80

n.s. 23,12 ± 2,27

n.s. n.s.

K: Kontrolle, l: Liter, MD: Magen-Darm-Operation, mmol: Millimol, n: Anzahl der Hunde, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert

167

4. Blutgase Tab. 106: Gemessener partieller Sauerstoffdruck (O2) und partieller Kohlendioxiddruck (CO2) (kPa x±s) der einzelnen HG Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen T

ag Zeit HG P

t-test Tag

HG PG

t-test Tag

HG K

t-test Tag P PG K

O2 Partialdruck 1 0 6,41 ± 1,17 6,09 ± 1,19 5,71 ± 1,42 n.s. 6 6,50 ± 1,29 n.s. 6,13 ± 0,65 n.s. 6,23 ± 2,23 n.s. n.s. 2 0 5,81 ± 0,65 5,63 ± 1,06 5,56 ± 1,08 n.s. 6 6,17 ± 0,73 n.s. 5,59 ± 0,57 n.s. 5,79 ± 0,92 n.s. n.s. 3 0 6,14 ± 0,86 5,32 ± 1,00 5,50 ± 1,55 n.s. 6 6,37 ± 0,97 n.s. 5,58 ± 0,95 n.s. 4,99 ± 0,65 n.s. a1 ab b2

1-2: p=0,0058 CO2 Partialdruck 1 0 5,42 ± 0,75 5,43 ± 0,94 a1 5,43 ± 0,91 n.s. 6 5,42 ± 0,71 n.s. 5,88 ± 0,82 b2 5,47 ± 0,61 n.s. n.s. 2 0 5,40 ± 0,65 5,77 ± 0,90 5,09 ± 0,33 n.s. 6 5,76 ± 0,80 n.s. 6,15 ± 1,60 n.s. 5,34 ± 0,39 n.s. n.s. 3 0 5,60 ± 0,75 6,39 ± 0,67 5,23 ± 0,36 a3 b4 a5 6 5,80 ± 0,76 n.s. 6,61 ± 1,16 n.s. 5,45 ± 0,56 n.s. ab a6 b7

1-2: p=0,0408, 3-4: p=0,027, 4-5: p=0,0006, 6-7: p=0,029 a, b, ab: Kennzeichnung der Signifikanzen, HG: Hämorrhagische Gastroenteritis, K: Kontrolle, kPa: Kilopaskal, n: Anzahl der Hunde, P: Parenteral, PG: Parenteral mit Glutaminzusatz, s: Standardabweichung, x: Mittelwert Tab. 107: Gemessener partieller Sauerstoffdruck (O2) und partieller Kohlendioxiddruck (CO2) (kPa x±s) der einzelnen MD Gruppen (je Gruppe n=10)

t-test Gruppen Tag Zeit MD P

t-test Tag

MD K

t-test Tag P K

O2 Partialdruck

1 0 5,29 ± 0,93 6,60 ± 4,21 n.s. 6 7,35 ± 4,15 n.s. 5,51 ± 1,31 n.s. n.s. 2 0 5,37 ± 1,47 5,50 ± 1,01 n.s. 6 5,52 ± 1,10 n.s. 5,58 ± 0,86 n.s. n.s. 3 0 5,27 ± 0,80 5,18 ± 1,73 n.s. 6 5,63 ± 0,75

n.s. 5,22 ± 1,08

n.s. n.s.

168

CO2 Partialdruck 1 0 5,66 ± 1,08 6,29 ± 1,36 n.s. 6 5,62 ± 0,79 n.s. 5,89 ± 0,66 n.s. n.s. 2 0 5,53 ± 0,82 5,61 ± 0,70 n.s. 6 5,74 ± 0,78 n.s. 5,50 ± 0,58 n.s. n.s. 3 0 5,78 ± 0,81 5,57 ± 0,75 n.s. 6 5,82 ± 0,60

n.s. 5,56 ± 0,41

n.s. n.s.

K: Kontrolle, kPa: Kilopaskal, MD: Magen-Darm-Operation, n: Anzahl der Hunde, n.s.: nicht signifikant, P: Parenteral, s: Standardabweichung, x: Mittelwert

169

5. Patienten Tab. 108: Auflistung der Gruppe HG

Mikrobiologische Untersuchungen

Patientennumm

er

Gruppe

Vom

itus (Tage)

Untersuchung auf

Parvoviren

1. Blutkultur 2. Blutkultur Jugularkatheter

Stationärer Aufenthalt

(Tage)

Infusionsdauer/Menge

(Tage/%)

10 P - Negativ n.e. n.e. n.e. 9 4/100% 14 P 6 Negativ n.e. n.e. n.e. 16 4/100% 16 P 3 Negativ n.e. n.e. Serratia sp. 12 4/100% 19 P 6 Positiv Negativ Negativ n.e. 16 3/100% 20 P - Negativ Negativ Negativ Acinetobacter baumanii,

Enterococcus sp., E.coli 10 3/100%

22 P 4 Positiv Negativ Negativ Negativ 15 3/100% 27 P - Negativ Negativ Negativ Serratia marcescens 13 5/100% 59 P 1 Positiv Negativ Negativ E.coli Euthanasie

am 3. Tag 3/100%

70 P - Positiv Negativ Negativ Negativ 8 3/100% 71 P 2 n.e. Negativ E.coli E.coli 14 3/66% 31 PG 5 Positiv Negativ Enterobacter sp. Enterococcus sp. Euthanasie

am 6. Tag 4/75%

35 PG - Negativ Enterococcus Negativ Acinetobacter baumanii 9 4/100% 37 PG 4 Positiv Acinetobacter

baumani Negativ Acinetobacter baumanii

Enterococcus sp. 8 3/100%

40 PG 2 Positiv E.coli Negativ Enterococcus sp. 9 3/100% 41 PG 3 Positiv Negativ Negativ Negativ 8 3/100% 43 PG - Negativ Negativ Alcaligenes faecalis Negativ 9 4/71% 54 PG 2 Positiv Negativ Serratia Serratia sp. 10 4/100% 56 PG - Negativ Negativ Acinetobacter

baumanii Negativ 7 3/100%

60 PG - Positiv Negativ n.e. Negativ Euthanasie am 4. Tag

3/100%

73 PG 1 n.e. Negativ n.e. n.e. Verstorben am 2. Tag

1/100%

13 K 4 n.e. n.e. n.e. Negativ 6 4/100% 17 K 4 Positiv n.e. n.e. n.e. 7 3/100% 32 K 4 Negativ Negativ Acinetobacter

baumani Negativ 8 3/100%

47 K - Positiv Negativ Negativ E.coli 9 3/100% 49 K 1 n.e. Negativ n.e. n.e. Verstorben

am 1. Tag 1/100%

52 K 1 Positiv Negativ n.e. n.e. Verstorben am 1. Tag

1/100%

53 K - Positiv Negativ Serratia marcescens Serratia marcescens 10 3/100% 55 K - Positiv Negativ n.e. n.e. Verstorben

am 6. Tag 4/100%

61 K 1 Negativ Negativ Negativ Negativ 9 3/100% 62 K 4 Negativ Negativ E.coli E.coli, Enterobacter sp. 17 4/100%

170

Tab. 109: Auflistung der MD Gruppe.

Mikrobiologische Untersuchungen

Patientennumm

er

Gruppe

1.Blutkultur 2.Blutkultur Jugularkatheter

Stationärer Aufenthalt

(Tage)

Infusionsdauer/Menge

(Tage/%)

1 P n.e. n.e. n.e. 11 3/100% 3 P n.e. n.e. n.e. 8 3/100% 4 P n.e. n.e. n.e. 5 3/100% 5 P n.e. n.e. n.e. 9 3/100%

12 P n.e. n.e. Klebsiella pneumoniae, Serratia marcescens

12 3/60%

24 P n.e. n.e. n.e. Verstorben am 6.Tag

3/66%

45 P E. coli E. coli E. coli 13 3/90% 64 P Acinetobacter

baumanii, Enterococcus sp.

n.e. n.e. Verstorben am 5.Tag

3/100%

65 P Negativ E. coli Acinetobacter baumanii, Staphylococcus intermedius

22 3/100%

72 P Negativ Negativ Negativ 7 3/100% 8 K n.e. n.e. n.e. 6 3/100%

18 K n.e. n.e. Aeromonas sp. 14 3/100% 23 K n.e. n.e. Serratia sp. 10 3/100% 25 K n.e. n.e. Negativ 7 3/100% 30 K Negativ E. coli Corynebacterium sp. 8 3/100% 38 K Negativ Hafnia alvei E. coli 8 3/100% 58 K E. coli E. coli E. coli 14 3/100% 63 K Negativ Serratia sp. Serratia sp. 22 3/100% 68 K Negativ Anaerobier:

Bacteroides sp., Prevotella sp.

Staphylococcus sp. koagulasenegativ

Verstorben am 4.Tag

3/100%

69 K Acinetobacter Iwoffii Serratia marcescens, Klebsiella oxytoca

Serratia marcescens, Klebsiella oxytoca, Enterococcus sp.

7 3/100%

171

Tab. 110: Eingesetzte Medikamente bei den Hunden der Gruppe HG Gruppe Patient Eingesetzte Medikamente HG P 10 Ampicillin, Butylscopolamin, Metamizol, Metoclopramid

14 Ampicillin, Butylscopolamin, Metamizol, Metoclopramid 16 Ampicillin, Heparin, Metamizol, Metoclopramid 19 Ampicillin, Butylscopolamin, Metoclopramid 20 Ampicillin, Heparin, Butylscopolamin, Metoclopramid 22 Ampicillin, Heparin, Metoclopramid 27 Ampicillin, Butylscopolamin, Mebendazol, Metoclopramid 59 Ampicillin, Metamizol, Metoclopramid 70 Ampicillin, Metoclopramid, Metronidazol, Praziquantel, Pyranthel 71 Ampicillin, Heparin, Metoclopramid

HG PG 31 Ampicillin, Butylscopolamin, Heparin, Metoclopramid 35 Ampicillin, Butylscopolamin, Metoclopramid, Metronidazol 37 Ampicillin, Butylscopolamin, Metoclopramid, Metronidazol 40 Ampicillin, Butylscopolamin, Metoclopramid, Metronidazol,

Paramunitätsinducer, Praziquantel, Pyranthel 41 Ampicillin, Butylscopolamin, Metoclopramid, Metronidazol 43 Ampicillin, Metronidazol, Praziquantel, Pyranthel 54 Ampicillin, Metoclopramid, Metronidazol 56 Ampicillin 60 Ampicillin, Metamizol, Metoclopramid 73 Ampicillin, Butylscopolamin, Metamizol, Metoclopramid

HG K 13 Ampicillin, Butylscopolamin, Metamizol, Metoclopramid, Praziquantel, Pyranthel

17 Ampicillin, Butylscopolamin, Heparin, Metamizol, Metoclopramid, Paramunitätsinducer, Praziquantel, Pyranthel

32 Ampicillin, Butylscopolamin, Metoclopramid, Praziquantel, Pyranthel 47 Ampicillin, Butylscopolamin, Metoclopramid 49 Ampicillin, Butylscopolamin, Hyperimmunserum, Metoclopramid,

Paramunitätsinducer, Praziquantel, Pyranthel, 52 Ampicillin, Metoclopramid, Praziquantel, Pyranthel 53 Ampicillin, Butylscopolamin, Gentamicin, Metoclopramid 55 Ampicillin, Butylscopolamin, Metoclopramid 61 Ampicillin, Heparin, Metoclopramid 62 Ampicillin, Butylscopolamin, Heparin, Metamizol

172

Tab. 111: Eingesetzte Medikamente bei den Hunden der Gruppe MD Gruppe Patient Eingesetzte Medikamente MD P 1 Enrofloxacin, Gentamicin, Procainbenzylpenicillin

3 Heparin, Gentamicin, Procainbenzylpenicillin 4 Procainbenzylpenicillin 5 Ampicillin 12 Azathioprin, Cimetidin, Prednisolon, Doxycyclin 24 Ampicillin. Gentamicin, Metoclopramid 45 Heparin, Procainbenzylpenicillin 64 Ampicillin, Butylscopolamin, Gentamicin, Heparin 65 Procainbenzylpenicillin, Gentamicin 72 Procainbenzylpenicillin, Gentamicin, Heparin

MD K 8 Procainbenzylpenicillin 18 Enrofloxacin, Cimetidin, Heparin 23 Ampicillin, Butylscopolamin, Gentamicin, Metronidazol, Praziquantel,

Pyranthel 25 Gentamicin, Procainbenzylpenicillin 30 Gentamicin, Procainbenzylpenicillin 38 Butylscopolamin, Gentamicin, Heparin, Praziquantel,

Procainbenzylpenicillin, Pyranthel 58 Butylscopolamin, Cimetidin, Gentamicin, Metronidazol,

Procainbenzylpenicillin 63 Gentamicin, Procainbenzylpenicillin 68 Gentamicin, Heparin, Procainbenzylpenicillin 69 Enrofloxacin, Gentamicin, Procainbenzylpenicillin

Tab. 112: Eingesetzte Medikamente bei den Hunden der Gruppe PANKREAS

Gruppe Patient Eingesetzte Medikamente PANKREAS 2 Ampicillin, Cimetidin, Gentamicin

34 Cimetidin, Gentamicin, Heparin, Procainbenzylpenicillin, 36 Gentamicin, Procainbenzylpenicillin, Metronidazol 57 Cimetidin, Enrofloxacin 67 Cimetidin, Enrofloxacin, Procainbenzylpenicillin

173

Tab. 113: Eingesetzte Medikamente bei den Hunden der Gruppe DIVERS Gruppe Patient Eingesetzte Medikamente DIVERS 9 Azathioprin, Enrofloxacin, Prednisolon

28 Cimetidin, Enrofloxacin, Insulin, Procainbenzylpenicillin 33 Heparin,Gentamicin, Imipenem, Procainbenzylpenicillin 46 Heparin, Procainbenzylpenicillin 66 Diazepam, Gentamicin, Penicillin, Propionylpromazin,

Tetanusserum DIVERS HG 6 Ampicillin, Butylscopolamin, Metoclopramid

7 Ampicillin, Butylscopolamin, Heparin, Metoclopramid, Metronidazol

11 Ampicillin, Butylscopolamin, Metronidazol, Praziquantel, Pyranthel

15 Ampicillin, Heparin, Metoclopramid 21 Ampicillin, Butylscopolamin, Metoclopramid 29 Ampicillin, Butylscopolamin, Metamizol, Metoclopramid 39 Ampicillin, Butylscopolamin, Metoclopramid 48 Ampicillin, Butylscopolamin, Metoclopramid, Metronidazol 50 Gentamicin, Procainbenzylpenicillin

174

6. Infusionslösungen Aminosteril® KE 10% kohlenhydratfrei Zusammensetzung

1 Liter enthält: L-Isoleucin 4,67g L-Leucin 7,06g ≅ L-Lysin 5,97g L-Methionin 4,10g L-Threonin 4,21g L-Tryptophan 1,82g L-Valin 5,92g Arginin 10,64g L-Histidin 2,88g Aminoessigsäure 15,95g L-Alanin 15,00g L-Prolin 15,00g L-Äpfelsäure 8,08g Natriumhydroxid 1,20g Kaliumchlorid 0,683 g Magnesiumchlorid 6 H20 1,017 g

Konzentrationen: Na+ 30 mmol/l K+ 20 mmol/l Mg++ 5 mmol/l Cl- 60 mmol/l Gesamtaminosäuren 100 g/l Gesamtstickstoff 16,0 g/l

Weitere Angaben: pH-Wert 5,5-6,1 Titrationsacidität 15-30 mmol NaOH/l Theoretische Osmolalität 1048 mosm/l

175

AKE 1100 mit Glukose Zusammensetzung

1 Liter enthält: L-Isoleucin 1,50 g L-Leucin 2,22 g L-Lysinmonchydrochlorid 2,476 g L-Lysin 1,98 g L-Methionin 1,062 g L-Phenylalanin 1,53 g L-Threonin 1,32 g L-Tryptophan 0,60 g L-Valin 1,86 g Arginin 3,60 g L-Histidin 0,90 g Aminoessigsäure 4,20 g L-Alanin 4,50 g L-Prolin 4,50 g Acetylcystein 0,25 g Glukose-Monohydrat 66,0 g ≅ wasserfreie Glukose 60 g Glycerol-1(2)-dihydrogen phosphat-Gemisch der 3,061 g Dinatriumsalze 5 H20 (40/60% G/G) Natriumchlorid 1,753 g Kaliumchlorid 1,865 g Calciumchlorid 2 H20 0,441 g Magnesiumchlorid 6H20 0,6099 g Zinkchlorid 0,003 g L-Äpfelsäure 2,64 g

Konzentrationen: Na+ 50 mmol/l K++ 25 mmol/l Ca++ 3 mmol/l Mg++ 3 mmol/l Zn++ 0,022 mmol/l Cl- 80,6 mmol/l Malat-- 19,7 mmol/l Glycerophosphat-- 10 mmol/l Gehalt an Aminosäuren 30 g/l Gehalt an Kohlenhydraten 60 g Glukose/l Gesamtenergiegehalt 1512 kJ/l = 360 kcal/l Davon Nichteiweißkalorien 1008 kJ/l = 240 kcal/l Gesamtstickstoffgehalt 4,93 g/l

Weitre Angaben: pH-Wert 4,5-5,5 Titrationsacidität 21,5-25,0 mmol NaOH/l Theoretische Osmolalität 788 mosm/1

176

Dipeptamin® Zusammensetzung

1 Liter enthält: N(2)-L-Alanyl-L-Glutamin 200 g ≅ L-Alanin 82,0 g ≅ L-Glutamin 134,6 g

Weitere Angaben: PH-Wert 5,4-6,0 Titrationsazidität 90-105 mmol NaOH/l Theoretische Osmolalität 921 mosm/l

Glucosteril® 50% Glukose-Lösung 50 Prozent Zusammensetzung

1 Liter enthält: Glukose-Monohydrat 550,0 g ≅ wasserfreie Glukose 500,0 g

Weitere Angaben: Gesamtenergie 8400kJ/l ≅ 2000kcal/l pH-Wert 3,0-4,5 Titrationsacidität 0,5-2,0 mmol NaOH/l Theoretische Osmolalität 2775 mosm/l

Glyceroldihogenphosphat-Gemisch der Dinatriumsalze Zusammensetzung

1 Liter enthält: Natrium 2000 mmol L-Äpfelsäure 3,8 g Freies Phosphat 113 mmol

Weitere Angaben: pH-Wert: 7,0-7,5

Theoretische Osmolalität: 3028 mosm/l Isotone Kochsalzlösung Pharmacia Zusammensetzung

1 Liter enthält: Natriumchlorid 9 g

Konzentrationen: Na++ 154 mmol/l Cl- 154 mmol/l

Weitere Angaben: pH-Wert 5,0-7,0 Theoretische Osmolalität 309 mosm/l

177

Jonosteril® D 5 Zusammensetzung

1 Liter enthält: Natriumchlorid 8,0 g Kaliumchlorid 0,2984 g Calciumchlorid 2 H20 0,2426 g Magnesiumchlorid 6 H20 0,2541 g Glukose-Monohydrat 55,0 g ≅ wasserfreie Glukose 50,0 g

Konzentrationen: Na+ 137 mmol/l Ka+ 4 mmol/l Ca++ 1,65 mmol/l Mg++ 1,25 mmol/l Cl- 146,8 mmol/l

Weitere Angaben: Gesamtenergie 840 kJ/l ≅ 200 kcal/l pH-Wert 3,0-4,5 Titrationsacidität 1,0-2,0 mmol NaOH/l Theoretische Osmolalität 568 mosm/l

Lipovenös® 20% Zusammensetzung

1 Liter enthält: Sojabohnenöl 200 g Glycerol 25 g Phospholipide aus Ei 12 g (stand.: mit 75-81% (3-sn-Phosphatidyl) cholin)

Weitere Angaben: Gesamtenergie 8400 kJ/l≅ 2000 kca1/l pH-Wert 6,5-8,7 Titrationsacidität < 1,0 mmol NAOH/l Theoretische Osmolalität 273 mosm/l

1 M-Kaliumchlorid-Lösung Fresenius Zusammensetzung 1 Liter enthält:

Kaliumchlorid 74,6 g Konzentrationen:

K+ 1 mol/l Cl- 1 mol/l

Weitere Angaben: pH-Wert: 5,0-7,0 Theoretische Osmolalität: 2000 mosm/l

178

Tracitrans® Zusammensetzung

1 Liter enthält: Calciumchlorid 2 H20 73,5 g Magnäsiumchlorid 6 H20 30,49 g Eisen(III)-chlorid 6 H20 1,352 g Zinkchlorid H20-frei 0,273 g Mangan(II)-chlorid 4 H20 0,792 g Kupfer(II)-chlorid 2 H20 0,085 g Natriumfluorid 0,21 g Kaliumiodid 0,017 g Sorbit 300 g

Konzentrationen: Ca++ 500 mmol/l Mg++ 1,5 mmol/l Fe+++ 5000 µmol/l Zn++ 2000 µmol/l Mn++ 4000 µmol/l Cu++ 500 µmol/l F- 5000µmol/l J- 100 µmol/l Cl- 1300,3 mmol/l

Weitere Angaben: pH-Wert 2,0-2,7

Tutofusin® Zusammensetzung

1 Liter enthält: Natriumchlorid 8,182 g Kaliumchlorid 0,373 g Calciumchlorid 2 H20 0,368 g Magnesiumchlorid 6 H20 0,305 g

Konzentrationen: Na+ 140 mmol/l K+ 5 mmol/l Ca++ 2,5 mmol/l Cl- 153 mmol/l

Weitere Angaben: pH-Wert: 4,3-6,5 Titrationsacidität 1 mmol/l Theoretische Osmolalität 300 mosm/l

Danksagung Folgenden Personen möchte ich für ihren Beitrag zum Gelingen meiner Arbeit danken: Prof. Dr. I. Nolte für die Überlassung des interessanten Themas, die Aufnahme in die Klinik für kleine Haustiere der Tierärztlichen Hochschule Hannover und die wissenschaftliche Betreuung. Prof. Dr. J. Zentek für die Hilfestellung, Beratung und Ünterstützung bei der Anfertigung der Arbeit. Priv. Doz. Dr. R. Mischke für die Unterstützung , Hilfestellung und Beratung während des praktischen Teils der Arbeit. Prof. Dr. G. Amtsberg und Frau Dr. J. Verspohl für die mikrobiologischen Untersuchungen am Institut für Mikrobiologie und Tierseuchen der Tierärztlichen Hochschule Hannover. Frau I. Schoan für die Aminosäurenanalysen und Frau S. Drögemüller sowie Herrn P. Rust für die Ammoniakbestimmungen am Institut für Tierernährung der Tierärztlichen Hochschule Hannover. Herrn Dr. Beyerbach und Herrn Meyer für die Hilfe bei der statistischen Auswertung der Daten am Institut für Biometrie und Epidemiologie der Tierärztlichen Hochschule Hannover. Weiterhin danke ich allen Mitarbeitern der Klinik für kleine Haustiere der Tierärztlichen Hochschule Hannover. Letztlich wollte ich mich noch bei meiner Familie und bei meinen Freunden bedanken, für die Unterstützung, das Verständnis und die Liebe die sie aufbrachten.