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Huminsäuren in Oberflächensedimenten der Nordsee

– Indikatoren für terrestrischen Eintrag?

Vom Fachbereich Chemie

der Carl von Ossietzky Universität Oldenburg

zur Erlangung des Grades eines

Doktors der Naturwissenschaften

angenommene Dissertation

von

Ummo Fooken

geboren am 13.12.1968 in Varel

Wilhelmshaven im November 1999

Die vorliegende Arbeit wurde in der Zeit von April 1996 bis Oktober 1999 am

Forschungszentrum Terramare in Wilhelmshaven unter der Leitung von

Herrn Priv. Doz. Dr. Gerd Liebezeit durchgeführt.

Referent: Priv. Doz. Dr. Gerd Liebezeit

Korreferent: Prof. Dr. Dieter Schuller

Tag der Disputation: 31. Januar 2000

Inhalt

I

1 Einleitung _____________________________________________________________ 1

1.1 Motivation der Huminstofforschung___________________________________________ 1

1.2 Was sind Huminstoffe?______________________________________________________ 1

1.2.1 Historische Entwicklung der Huminstofforschung ______________________________________1

1.2.2 Definition und Vorkommen der Huminstoffe __________________________________________3

1.2.2.1 Definitionen _________________________________________________________________3

1.2.2.2 Vorkommen _________________________________________________________________4

1.2.3 Allgemeine physikalische und chemische Eigenschaften von Huminstoffen __________________5

1.2.3.1 Grundlegende physiko-chemische Eigenschaften_____________________________________5

1.2.3.2 Umweltrelevante Eigenschaften __________________________________________________6

1.2.4 Strukturelle Merkmale von Huminstoffen_____________________________________________8

1.2.5 Genese der Huminstoffe _________________________________________________________11

1.2.5.1 Das klassische Modell ________________________________________________________11

1.2.5.2 Abweichende Modellansätze ___________________________________________________13

1.3 Extraktion und Fraktionierung von Huminstoffen ______________________________ 15

1.3.1 Extraktion von Huminstoffen _____________________________________________________15

1.3.2 Fraktionierung von Huminstoffen__________________________________________________17

1.4 Vergleich mariner und terrestrischer Huminstoffe ______________________________ 18

1.5 Ziel der Arbeit ____________________________________________________________ 20

2 Material und Methoden _________________________________________________ 22

2.1 Probenherkunft und Probennahme___________________________________________ 22

2.1.1 Marine Sedimente ______________________________________________________________22

2.1.2 Vergleichsproben ______________________________________________________________22

2.1.3 Probenbezeichnungen ___________________________________________________________26

2.2 Gewinnung der Feinfraktion ________________________________________________ 27

2.2.1 Vorbehandlung und Siebung______________________________________________________27

2.2.2 Bestimmung des Feinfraktionanteils und des Wassergehalts _____________________________27

2.3 Elementaranalytische Untersuchung der Feinfraktion ___________________________ 28

2.3.1 Bestimmung des Kohlenstoff- und Schwefelgehalts____________________________________28

2.3.1.1 Organischer Kohlenstoff_______________________________________________________28

2.3.1.2 Gesamtkohlenstoff, anorganischer Kohlenstoff und Gesamtschwefel ____________________29

2.3.2 Bestimmung des Stickstoffgehalts _________________________________________________29

2.3.3 Bestimmung des Phosphorgehalts__________________________________________________30

2.3.3.1 Extrahierbares anorganisches Phosphat ___________________________________________30

2.3.3.2 Extrahierbares Gesamtphosphat und organisches Phosphat ____________________________31

Inhalt

II

2.4 Gewinnung, Isolierung und Reinigung der Huminsäurefraktion___________________ 31

2.5 Untersuchung der Lipidfraktion _____________________________________________ 33

2.5.1 Bestimmung des Lipidgehalts _____________________________________________________33

2.5.2 Fluoreszenzspektroskopische Analyse der Lipidfraktion ________________________________33

2.6 Untersuchung der Huminsäurefraktion _______________________________________ 35

2.6.1 Bestimmung des Aschegehalts ____________________________________________________35

2.6.2 Elementaranalyse (C, N, P) und Isotopenbestimmung (13C, 15N) __________________________35

2.6.2.1 Phosphatbestimmung _________________________________________________________35

2.6.2.2 Elementaranalyse (C, N) und Isotopenbestimmung (13C, 15N) __________________________35

2.6.3 Fluoreszenzspektroskopie ________________________________________________________37

2.6.3.1 1D-Fluoreszenzspektroskopie___________________________________________________37

2.6.3.2 2D-Fluoreszenzspektroskopie___________________________________________________38

2.6.4 UV/VIS-Spektroskopie __________________________________________________________38

2.6.5 FT-IR-Spektroskopie____________________________________________________________39

2.6.6 Quantifizierung von IR-Banden ___________________________________________________39

2.6.7 Protonen-NMR-Spektroskopie ____________________________________________________41

2.7 Mikroskopie______________________________________________________________ 41

2.8 Chemikalien______________________________________________________________ 41

2.9 Statistische Analysen_______________________________________________________ 42

3 Ergebnisse ____________________________________________________________ 43

3.1 Basisparameter der Sediment- und Vergleichsproben ___________________________ 43

3.1.1 Wassergehalt und Feinfraktionsanteil der Sedimentproben ______________________________43

3.1.2 Elementgehalte (C,N,S,P) der Sedimentfeinfraktionen und Vergleichsproben________________46

3.1.2.1 Kohlenstoffgehalte ___________________________________________________________46

3.1.2.2 Stickstoffgehalte _____________________________________________________________49

3.1.2.3 Schwefelgehalte _____________________________________________________________50

3.1.2.4 Phosphorgehalte _____________________________________________________________52

3.2 Untersuchung der Lipidfraktion _____________________________________________ 53

3.2.1 Lipidgehalte der Proben _________________________________________________________53

3.2.2 Fluoreszenzdaten der Lipidfraktionen_______________________________________________55

3.3 Untersuchung der Huminsäurefraktionen _____________________________________ 58

3.3.1 Löslichkeit____________________________________________________________________58

3.3.2 Huminsäuregehalte _____________________________________________________________58

3.3.3 Aschegehalte der Huminsäurefraktionen ____________________________________________60

3.3.4 Elementgehalte (C, N, P) der Huminsäuren __________________________________________61

3.3.4.1 Kohlenstoffgehalte ___________________________________________________________62

Inhalt

III

3.3.4.2 Stickstoffgehalte _____________________________________________________________63

3.3.4.3 Phosphorgehalte _____________________________________________________________63

3.3.4.4 C/N- und C/P-Verhältnisse _____________________________________________________65

3.3.5 Isotopenverhältnisse ____________________________________________________________65

1.1.1.1 Kohlenstoffisotopenverhältnisse (δ13C) _________________________________________65

3.3.5.2 Stickstoffisotopenverhältnisse (δ15N)___________________________________________67

3.3.6 UV/Vis-Spektroskopie __________________________________________________________68

3.3.6.1 Absorptionsspektren________________________________________________________68

3.3.6.2 Absorptionsverhältnisse: E4/E6 und A2/A4______________________________________71

3.3.7 Fourier-Transform-Infrarotspektroskopie (FT-IR) _____________________________________74

3.3.8 Fluoreszenzspektroskopie ________________________________________________________82

3.3.8.1 Anregungsspektren (Detektion bei 520 nm)______________________________________82

3.3.8.2 Anregungsspektren (Detektion bei 440 nm)______________________________________83

3.3.8.3 Emissionsspektren _________________________________________________________85

3.3.8.4 Synchronspektren __________________________________________________________86

3.3.8.5 2D-Fluoreszenzspektren_____________________________________________________90

3.3.9 Protonen-NMR-Spektroskopie (1H-NMR) ___________________________________________92

4 Diskussion ____________________________________________________________ 96

4.1 Basisparameter der Sediment- und Vergleichsproben ___________________________ 96

4.1.1 Das Hauptprobengebiet: Die Nordsee_______________________________________________96

4.1.2 Wassergehalt und Feinfraktionsanteile der Nordseesedimente ____________________________96

4.1.3 Elementgehalte der Sedimentfeinfraktionen und Vergleichsproben ________________________98

4.1.3.1 Kohlenstoffgehalte _________________________________________________________98

4.1.3.2 Stickstoff-, Schwefel- und Phosphorgehalte______________________________________99

4.2 Die Huminsäurefraktion___________________________________________________ 102

4.2.1 Huminsäuregehalte und Extraktionseffizienz ________________________________________102

4.2.2 Aschegehalte _________________________________________________________________104

4.2.3 Elementgehalte (C, N, P) der Huminsäuren _________________________________________105

4.2.3.1 Der Kohlenstoffgehalt _____________________________________________________105

4.2.3.2 Der Stickstoffgehalt _______________________________________________________106

4.2.3.3 Der Phosphorgehalt _______________________________________________________107

4.2.3.4 C/N- und C/P-Verhältnisse__________________________________________________108

4.2.4 Isotopenverhältnisse ___________________________________________________________111

4.2.4.1 δ13C-Werte ______________________________________________________________111

4.2.4.2 δ15N-Werte ______________________________________________________________113

4.2.5 UV/Vis-Spektroskopie _________________________________________________________114

1.1.1.1 Anwendung der UV/VIS-Spektroskopie auf Huminstoffe__________________________114

4.2.5.2 Absorptionsspektren von Huminsäuren ________________________________________114

4.2.5.3 Charakteristische Absorptionsverhältnisse: E4/E6 und A2/A4 ______________________116

Inhalt

IV

4.2.6 FT-IR-Spektroskopie___________________________________________________________120

4.2.6.1 Anwendung der IR-Spektroskopie auf Huminstoffe ______________________________120

4.2.6.2 Vergleich der FT-IR-Spektren _______________________________________________121

4.2.7 Fluoreszenzspektroskopie _______________________________________________________126

4.2.7.1 Anwendung der Fluoreszenzspektroskopie auf Huminstoffe________________________126

4.2.7.2 1D-Anregungs- und Emissionsspektren ________________________________________127

4.2.7.3 1D-Synchronspektren______________________________________________________130

4.2.7.4 2D-Fluoreszenzspektren____________________________________________________131

4.2.8 1H-NMR-Spektroskopie ________________________________________________________132

4.2.8.1 Anwendung der NMR-Spektroskopie auf Huminstoffe ____________________________132

4.2.8.2 1H-NMR-Spektren ________________________________________________________133

4.3 Kombination analytischer Parameter ________________________________________ 136

4.4 Schlußfolgerungen und Ausblick____________________________________________ 142

5 Zusammenfassung ____________________________________________________ 143

6 Literatur_____________________________________________________________ 146

Hinweis: Eine Zusammenstellung aller Einzelmeßwerte findet sich auf der Datendiskette.

Die Daten sind in Form einer Excel-Tabelle dargestellt und im "Excel97-Format" unter dem

Namen "Datenanhang.xls" abgespeichert.

Abbildungen

V

Abbildungsverzeichnis

Abb. 1 Struktur einer Huminsäure nach FUCHS (1930)

Abb. 2 Modellstruktur nach HAWORTH (1971)

Abb. 3 „Building-Block-Modell“ nach SCHNITZER (1978)

Abb. 4 Huminsäurestruktur nach SCHULTEN & LEINWEBER (1996)

Abb. 5 Hypothetische Huminstoffstrukturen nach GAGOSIAN (1978)

Abb. 6 Mechanismus für die Bildung von Huminstoffen nach STEVENSON 1982

Abb. 7 Karten der Probenahmestationen

Abb. 8 Fluoreszenzsynchronspektren der organischen Lösungsmittel

Abb. 9 Verteilung der Feinfraktionsanteile im Hauptprobengebiet

Abb. 10 Korrelation zwischen Wassergehalt und Feinfraktionsanteil

Abb. 11 Variation der Kohlenstoffgehalte in den Sedimenten (Feinfraktionen)

Abb. 12 Verteilung der TOC-Gehalte in den Feinfraktionen der Sedimente im Hauptprobengebiet

Abb. 13 Korrelation zwischen Feinfraktionsanteilen und TOC

Abb. 14 Korrelation der TOC- und TN-Gehalte für die Nordsee- und Wattsedimente (Feinfraktionen)

Abb. 15 Korrelation der TOC- und TS-Gehalte für die Nordsee- und Wattsedimente (Feinfraktionen)

Abb. 16 Korrelation der TOC- und POP-Gehalte für die Nordsee- und Wattsedimente

Abb. 17 Lipidgehaltverteilung im Hauptprobengebiet (Feinfraktion)

Abb. 18 Anregungsspektren der Lipidfraktionen (Beispiele)

Abb. 19 Emissionsspektren der Lipidfraktionen (Beispiele)

Abb. 20 Synchronspektren der Lipidfraktionen (Beispiele)

Abb. 21 Korrelation der TOC- und Huminsäuregehalte

Abb. 22 Mikroskopische Aufnahmen von Huminsäureisolaten (200-fache Vergrößerung)

Abb. 23 Box-Darstellung der Kohlenstoffgehalte von Huminsäuren

Abb. 24 Box-Darstellung der Stickstoffgehalte von Huminsäuren

Abb. 25 Box-Darstellung der Phosphorgehalte (gemessen als Phosphat) von Huminsäuren

Abb. 26 Box-Darstellung der δ 13C-Werte von Huminsäuren

Abb. 27 Box-Darstellung der δ 15N-Werte von Huminsäuren

Abb. 28 Absorptionsspektren von Huminsäuren (Beispiele)

Abb. 29 Absorptionsspektren von Fulvinsäuren und Lignin

Abb. 30 Absorptionsspektren von Lipidextrakten (Beispiele)

Abb. 31 Der Einfluß von anorganischen „Verunreinigungen“ auf die UV/Vis-Spektren von Huminsäuren

Abb. 32 E4/E6- und A2/A4-Verhältnisse der Huminsäureisolate

Abb. 33 Verteilung der A2/A4-Verhältnisse im Hauptprobengebiet

Abb. 34 Der Einfluß von anorganischen Verunreinigungen auf die IR-Spektren von Huminsäuren

Abb. 35 FT-IR-Spektren von Huminsäuren (Beispiele)

Abb. 36 Quantifizierung von IR-Schwingungsbanden

Abb. 37 Anregungsspektren (Detektion bei 520 nm) von Huminsäuren (Beispiele)


Abb. 39 Mittlere Lage der Anregungsmaxima (Detektion bei 440 nm) der Huminsäureproben und Lignin.

Abbildungen

VI

Abb. 40 Emissionsspektren von Huminsäuren (Beispiele)

Abb. 41 Box-Darstellung der Lage der Fluoreszenzemissionsmaxima von Huminsäuren

Abb. 42 Synchronspektren von Huminsäuren (Beispiele)

Abb. 43 Flächenintegration bei Synchronspektren (Beispiel NN3)

Abb. 44 Fluoreszenzanteile der Synchronspektren

Abb. 45 Box-Darstellung der prozentualen Flächenanteile des kurzwelligen Bereiches (250 – 350 nm) am

Gesamtflächenintegral der Fluoreszenzsynchronspektren von Huminsäuren

Abb. 46 2D-Fluoreszenzspektren von Huminsäureisolaten aus einem Nordseesediment und einem

Wattsediment

Abb. 47 2D-Fluoreszenzspektren von Huminsäureisolaten aus einem Ackerboden und einem Torf

Abb. 48 1H-NMR-Spektren von Huminsäuren

Abb. 49 Prozentuale Reduktion der Elementgehalte ausgewählter Proben durch die Lipid- und

Huminsäureextraktion

Abb. 50 Box-Darstellung der molaren C/N-Verhältnissen von Huminsäuren

Abb. 51 Box-Darstellung der molaren C/P-Verhältnisse von Huminsäuren

Abb. 52 Einfluß einer Methanolextraktion auf das UV/Vis-Spektrum einer marinen Huminsäure (NN3)

Abb. 53 Einfluß des pH-Wertes auf das UV/Vis-Spektrums einer marinen Huminsäure (Station 38)

Abb. 54 Charakteristische Absorptionen von Tonmineralen in dem FT-IR-Spektrum eines

Huminsäureextraktes (Station 55, Nordsee)

Abb. 55 Verhältnis der Absorptionen bei 1650/1600 WZ in Huminsäuren


Abb. 57 Fluoreszenzindices für Huminsäuren

Abb. 58 MDS-Darstellung der Meßergebnisse (14 Meßparameter)

Abb. 59 MDS-Darstellung der Meßergebnisse (ohne Torfproben)

Abb. 60 Kombination zweier korrelierter Meßparameter: A2/A4- und δ 13C-Werte

Abb. 61 Kombination zweier Meßparameter: δ 15N- und δ 13C-Werte

Tabellen

VII

Tabellenverzeichnis

Tab. 1 Fraktionierungsverfahren für Huminstoffe nach BURBA (1998a)

Tab. 2 Verwendete Probenkennzeichnungen

Tab. 3 Kohlenstoffgehalte der Vergleichsproben

Tab. 4 Stickstoff-, Schwefel- und Phosphorgehalte der Vergleichsproben

Tab. 5 Lipidgehalte (Feinfraktion) der Vergleichsproben

Tab. 6 Huminsäure- und TOC-Gehalte der „Nicht-Sediment-Proben“

Tab. 7 Vergleich des Aschegehaltes ausgewählter Huminsäureextrakte

Tab. 8 Aschefreie Elementgehalte (C, N, P) der Huminsäuren der Vergleichsproben

Tab. 9 δ 13C- und δ 15N-Werte der Vergleichsproben

Tab. 10 Einfluß von Kupferionen auf das A2/A4-Verhältnis von Huminsäuren

Tab. 11 Schwingungszuordnung der IR-Banden

Tab. 12 Integrale und Integralverhältnisse von Spektrenbereichen der 1H-NMR-Spektren

Tab. 13 ausgewählte Metallgehalte in Huminsäuren (ICP-OES-Bestimmung)

Tab. 14 1H-Aromatizität von Huminsäuren

Tab. 15 Korrelationskoeffizienten der Meßparameter

Einleitung

1

1 Einleitung

1.1 Motivation der Huminstofforschung

Huminstoffe, das sind im einzelnen Humine und insbesondere Humin- und Fulvinsäuren,

stehen seit über 200 Jahren im Interesse wissenschaftlicher Untersuchungen und gewinnen

dabei stetig an Bedeutung. Ein wichtiger Grund dafür liegt zum einen in der Tatsache, daß

sie überall auf der Erde vorkommen und vielerorts bis zu 70% des gesamten organischen

Materials ausmachen, und zum anderen, daß ihr Einfluß auf zahlreiche umweltrelevante

Parameter mehr und mehr erkannt wird.

Die große Umweltrelevanz der Huminstoffe begründet sich auf ihre vielfältigen chemischen

und physikalischen Eigenschaften. Da Huminstoffe sowohl hydrophile als auch hydrophobe

Charakteristika besitzen, sind sie in fast allen ökologischen Kompartimenten der Biosphäre

wie z.B. Böden, marinen und limnischen Sedimenten oder der freien Wassersäule zu finden.

Die auch als refraktäres organisches Material bezeichneten Makromoleküle sind in der Lage,

sich an die Oberflächen verschiedener Partikel zu adsorbieren und damit Prozesse wie

Lösungsvorgänge, Fällungsreaktionen und Kristallisationen zu beeinflussen. Desweiteren

können sie über ihre Fähigkeit, Metalle und kleinere organische Moleküle zu komplexieren,

Einfluß auf deren Bioverfügbarkeit nehmen und somit Toxizitäten oder Nährstoffangebote

verändern. Aufgrund ihrer ausgeprägten Säure-Base-Eigenschaften spielen sie als Säure-

Base-Puffer in Böden eine wichtige Rolle.

Neben den ökologischen Aspekten stehen auch grundlegende Fragestellungen im Vorder-

grund der Huminstofforschung. Dazu zählen neben den chemischen und physikalischen

Eigenschaften auch die Fragen nach Bildungswegen und Transformationen der Huminstoffe.

1.2 Was sind Huminstoffe?

1.2.1 Historische Entwicklung der Huminstofforschung

Begrifflich leiten sich die Huminstoffe von humus, dem lateinischen Ausdruck für Boden, ab.

Die nachweislich ersten Versuche, Huminstoffe aus einem Boden zu isolieren, wurden 1786

von ACHARD unternommen. Er extrahierte Torfproben mit Alkali und erhielt nach dem

Ansäuern des Extraktes einen dunklen, amorphen Niederschlag.

Die Verwendung des Begriffs humus alleine im Zusammenhang mit dem dunkelfarbigen

organischen Material eines Bodens und nicht mehr mit dem Boden selbst wurde von

SAUSSURE (1804) geprägt.

Einleitung

2

Die Formulierung des Begriffs Huminsäure (engl. humic acid) geht auf DÖBEREINER

(1822) zurück und bezieht sich ebenfalls auf das dunkelfarbige organische Material in

Böden.

Die auch heute noch übliche Verwendung des Begriffs Huminsäure zur Bezeichnung der

alkalilöslichen und säureunlöslichen Fraktion des organischen Materials stammt von

BERZELIUS (1839).

Im Laufe der Jahrzehnte wurden zahlreiche Begriffe und Definitionen im Zusammenhang mit

organischem Material und dessen Fraktionen formuliert. Dabei waren diese nicht immer klar

voneinander abgegrenzt. Einen Überblick über die unterschiedliche Verwendung und Vermi-

schung der Begriffe Humus, Huminsäure, Humussäure, Humin, Huminkohle und Fulvinsäure

gibt WAKSMAN (1938).

Im Verlauf des 19. Jahrhunderts befaßten sich mehrere Wissenschaftler mit der Gewinnung

und den chemischen Eigenschaften der Huminstoffe (z.B. SPRENGEL, 1826; BERZELIUS,

1839). Um 1840 untersuchte LIEBIG (1843) die Bedeutung der Huminstoffe für die Bodenbil-

dung, den Kohlenstoffkreislauf und ihren Einfluß auf die Nährstoffverfügbarkeit für Pflanzen.

Die Huminstoffuntersuchungen im 18. und 19. Jahrhundert befaßten sich fast ausschließlich

mit Extrakten aus Böden und Torfen, also dem terrestrischen Milieu. Das organische Material

in marinen Sedimenten wurde erstmals von VERIGO (1888) quantitativ erfaßt. Erst im 20.

Jahrhundert wurde die Huminstofforschung auch auf den limnischen und marinen Bereich

ausgedehnt, wobei viele Methoden und Begriffe aus dem terrestrischen Bereich übernom-

men wurden. Als Pionierarbeiten in limnischen Gewässern gelten dabei die Untersuchungen

von BIRGE & JUDAY (1926, 1934) bzw. OHLE (1934).

Mit der Entwicklung neuer, insbesondere spektroskopischer Analysenmethoden nahm die

Zahl der Huminstoffuntersuchungen sowohl im terrestrischen als auch im marinen Bereich

weiter deutlich zu, so daß heute ein breites wissenschaftliches Feld der Huminstofforschung

existiert. Neben den physiko-chemischen Eigenschaften und Reaktionen der Huminstoffe

spielen dabei auch mehr und mehr ökologische Aspekte eine Rolle. So beschäftigen sich

zahlreiche Untersuchungen mit der Mobilisierung bzw. Immobilisierung organischer Schad-

stoffe, toxischer Metalle und radioaktiver Substanzen durch Huminstoffe (vergl. Abschnitt

1.2.3.2).

Auch der Einfluß der Huminstoffe auf die Bodenqualität findet weiterhin Beachtung, was den

Huminstoffbegriff sogar in die Werbung für agrartechnische Produkte hat Einzug nehmen

lassen (z.B. INTERNET, 1997). Daneben gibt es auch Arbeiten, die die Eigenschaften von

Huminsäuren unter medizinischen Gesichtspunkten untersuchen. So fanden beispielsweise

MESROGLI et al. (1991) in Tierversuchen heraus, daß Huminsäuren die Bildung von Adhä-

sionen beim Heilungsprozeß innerer Verletzungen signifikant verringern können.

Einleitung

3

1.2.2 Definition und Vorkommen der Huminstoffe

1.2.2.1 Definitionen

Im Gegensatz zu den meisten Stoffgruppen in der Chemie sind die Huminstoffe nicht über

ihre molekulare Struktur oder Struktureinheiten, sondern über ihr Löslichkeitsverhalten in

wäßrigen Systemen definiert. Der Hauptgrund hierfür ist ihre hochgradige Komplexität und

Diversität, welche die Huminstoffe nicht als einheitliche Substanzklasse im klassisch-chemi-

schen Sinne erscheinen läßt (ZIECHMANN, 1980).

Im Laufe der letzten zwei Jahrhunderte wurden mehrere Untergruppen der Huminstoffe mit

unterschiedlichen Eigenschaften erkannt und unterschiedlich bezeichnet (vergl. Abschnitt

1.2.1). Dies führte zu zahlreichen Begriffen und Definitionen, die häufig nicht völlig konform

verwendet wurden.

Heute versucht man, diese Begriffe und Definitionen zu präzisieren und zu standardisieren,

ein Anliegen, welches in erster Linie von der International Humic Substances Society (IHSS)

seit 1981 verfolgt wird (I.H.S.S., 1998). Dabei geht es nicht um die Standardisierung der

Begriffe und Definitionen alleine, sondern vor allem um die Normierung von Extraktionsver-

fahren und Aufarbeitungsmethoden sowie um die Bereitstellung von Huminstoffstandards.

Die heute allgemein üblichen und anerkannten Definitionen für Huminstoffe und deren

Untergruppen sind nach AIKEN et al. (1985):

Huminstoffe: Gruppe biogen gebildeter, heterogener organischer Substanzen, die allgemein

als gelb- bis schwarz gefärbt, hochmolekular und refraktär charakterisiert werden können.

Fulvinsäuren: Fraktion der Huminstoffe, die bei jedem pH-Wert in wäßrigen Systemen

löslich ist.

Huminsäuren: Fraktion der Huminstoffe, die unter sauren Bedingungen (pH <2) in Wasser

unlöslich ist, bei höheren pH-Werten aber in Lösung geht.

Humine: Fraktion der Huminstoffe, die in wäßrigen Systemen bei jedem pH-Wert unlöslich

ist.

Berücksichtigt man die Herkunft der Huminstoffe, so lassen sich folgende weitere Unter-

scheidungen vornehmen (BURBA, 1998a):

Huminstoffe, die in Böden gebildet wurden, werden als pedogen bezeichnet, während man

Huminstoffe, deren Bildung in Gewässern stattfand, als aquagen bezeichnet.

Ebenso unterscheidet man marine und terrestrische Huminstoffe nach ihrer Herkunft

(RASHID, 1985). STEELINK (1985) führte zudem die Unterscheidung autochthoner von

allochthonen Huminstoffen ein, wobei es sich bei der ersten Gruppe um aquatische Humin-

stoffe handelt, die ausschließlich aus dem Abbau von Phytoplankton gebildet wurden,

während die ebenfalls aquatischen Huminstoffe der zweiten Gruppe unter dem Einfluß von

Einleitung

4

terrestrischem Material, also in die Gewässer eingetragene Pflanzenreste, Laub, Boden und

terrestrische Zersetzungsprodukte, gebildet wurden.

1.2.2.2 Vorkommen

Huminstoffe kommen auf der Erde ubiquitär vor. Neben der erwarteten Verbreitung in Böden,

natürlichen Gewässern, marinen und limnischen Sedimenten, Torfen, Braun- und Schwarz-

kohlen sowie kohlenstoffhaltigen Schiefern (STEVENSON, 1985) finden sie sich auch in eher

unerwarteten Systemen, wie z.B. antarktischen Böden (BONAVITA et al., 1996) bzw. Sedi-

menten (CAMPANELLA et al., 1991) oder sogar atmosphärischen Aerosolen (HAVERS et

al., 1998). Zudem lassen sich Huminstoffe auch aus Materialien isolieren, die noch keinem

Diageneseprozeß unterworfen waren. So konnten z.B. ERTEL & HEDGES (1985) aus dem

Holz einer Weißeiche bzw. einer Rottanne knapp zwei Prozent des Kohlenstoffs als Humin-

säuren isolieren. Aus der Rinde der Rottanne isolierten sie sogar 15% des organischen

Kohlenstoffs als Huminsäuren. Die Gewinnung von Huminsäuren gelang auch aus verschie-

denen Arten lebender Braunalgen wie beispielsweise Pilayella littoralis, Ascophyllum

nodosum, Fucus vesicolosus und Laminaria saccharina (GHABBOUR et al., 1994, RADWAN

et al., 1997a, b), aus dem Seegras Zostera marina (RADWAN et al., 1997a) oder dem in

Salzwiesen zu findenden Schlickgras Spartina alterniflora (FILIP et al., 1988). HANNEMANN

(1995) isolierte darüber hinaus auch Huminsäuren aus dem Laub und den Nadeln verschie-

dener Bäume (Buche, Eiche, Fichte), dem Cyanobakterium Merismopedia punctata sowie

der Diatomee Phaeodactylum tricornutum.

Der Anteil an Huminstoffen zwischen, aber auch innerhalb der jeweiligen Systeme variiert

stark und ist dabei von vielen Faktoren abhängig. Wichtige Parameter sind dabei die Biopro-

duktivität, der mikrobielle Abbau, Sedimentationsraten, Redox-Bedingungen sowie Korn-

größenverteilungen und die vorhandene Mineralogie (RASHID, 1985).

Nach STUERMER et al. (1978) liegt der typische Gehalt von basisch extrahierbaren Humin-

stoffen am TOC mariner Sedimente zwischen 25 und 50%. In alten Sedimenten variiert

dieser Gehalt sogar zwischen 0,1 und 70,1% (HUC & DURAND 1977). Im Extremfall werden

für bestimmte Böden und Sedimente sogar Werte von bis zu 90% gefunden (RASHID,

1985).

Auch das Verhältnis der Huminstofffraktionen untereinander variiert stark. Beispielsweise

liegt der Fulvinsäureanteil am basischen Extrakt bei Waldböden mit über 75% deutlich über

dem Wert für einen grasbewachsenen Boden, welcher einen Anteil von nur knapp 27% Ful-

vinsäuren enthält (STEVENSON, 1982).

Einleitung

5

Neben diesem natürlichen Vorkommen der Huminstoffe fanden GHIO et al. (1994), daß sich

auch bei der unvollständigen Verbrennung von Tabak huminstoffähnliche Substanzen bilden

können.

1.2.3 Allgemeine physikalische und chemische Eigenschaften von Huminstoffen

Die in diesem Kapitel vorgestellten Eigenschaften der Huminstoffe sollen einen Überblick

über grundlegende Erkenntnisse der Huminstofforschung geben. Dabei werden Charakteri-

stika, welche sich aus der Bestimmung analytischer Parameter herleiten lassen, die auch in

dieser Arbeit ermittelt wurden, an dieser Stelle bewußt ausgespart.

Diese Eigenschaften, wie sie aus analytischen Ergebnissen der Elementar- und Isotopen-

analyse sowie der UV/Vis-, Fluoreszenz-, Infrarot- und NMR-Spektroskopie abgeleitet wer-

den können, werden in den jeweiligen Abschnitten des Kapitels 4 vorgestellt.

1.2.3.1 Grundlegende physiko-chemische Eigenschaften

Huminstoffe sind generell komplexe Mischungen sich ähnelnder Makromoleküle mit variie-

renden Strukturen, Funktionalitäten und molaren Massen (BURBA, 1998a).

Die in der Literatur hin und wieder verwendete Charakterisierung der Huminstoffe als Poly-

mere ist mit großer Vorsicht zu behandeln, da die Gegenwart monomerer Einheiten, welche

in regelmäßigen Sequenzen auftreten, für Huminstoffe bisher weder nachgewiesen noch

ausgeschlossen werden konnte (MacCARTHY & RICE, 1985).

Eine Fraktionierung des komplexen Polyelektrolytengemisches in reine Einzelsubstanzen ist

selbst mit Hochleistungstrennverfahren prinzipiell nicht möglich (LEENHEER, 1985).

Dennoch werden Fraktionierungsverfahren immer häufiger eingesetzt, um einzelne Humin-

stoffuntergruppen zu separieren und zu charakterisieren, um so neue Erkenntnisse für das

Gesamtbild der Huminstoffe zu gewinnen (vergl. Abschnitt 1.3).

Eine Zusammenstellung allgemeiner physiko-chemischer Eigenschaften von Huminstoffen

findet sich bei STEVENSON (1982). Danach reicht die Farbe der Huminstoffe von hell-gelb

bis gelb-braun für Fulvinsäuren über dunkel-braun bis grau-schwarz für Huminsäuren bis hin

zu tief-schwarz für Humine, wobei auch eine Zunahme der Farbintensität zu beobachten ist.

Folgende Eigenschaftsänderungen finden sich für den Übergang von Fulvinsäuren über

Huminsäuren bis zur Huminfraktion:

Einleitung

6

1. Der Grad der Kondensation nimmt zu.

2. Das Molekulargewicht steigt von ca. 2.000 auf über 300.000 g/mol.

3. Der Kohlenstoffanteil steigt von ca. 45 auf über 62%.

4. Der Sauerstoffgehalt sinkt von ca. 48 auf unter 30%.

5. Der Säuregrad sinkt von ca. 1.400 auf unter 500 meq/100 g

6. Die Löslichkeit in wäßrigen Systemen nimmt ab.

Die hier gemachten Aussagen sind als Richtwerte anzusehen. In besonderen Fällen können

die genannten Wertintervalle auch über- oder unterschritten werden. So fanden beispiels-

weise RASHID & KING (1969) mittels Sephadex-Gelfiltration in Huminstoffen aus Schelfse-

dimenten Huminsäuren mit Molekulargewichten von über 2 000 000 g/mol.

Der Anteil an funktionellen Gruppen am Huminstoffmolekül beträgt für Fulvinsäuren 50 - 60%

und für Huminsäuren noch 20 - 30% (RASHID 1985), was die Huminstoffe nicht nur aus

analytischer, sondern besonders aus ökologischer Sicht interessant macht (vergl. 1.2.3.2).

Wichtige funktionelle Gruppen sind dabei Hydroxygruppen in phenolischer und alkoholischer

Form, Carboxylgruppen, Carbonylgruppen in meist chinoider Form, Etherbrücken, Methoxyl-

gruppen sowie Aminogruppen und heterocyclisch gebundene Stickstoffunktionen

(ZIECHMANN, 1980).

Die quantitativen Anteile dieser Gruppen unterscheiden sich je nach Herkunft und Konden-

sationsgrad der Huminstoffe beträchtlich, was bei Berücksichtigung vieler weiterer Unter-

schiede zu der Vermutung führt, daß es keine zwei Huminstoffmoleküle gibt, die genau

gleich sind.

1.2.3.2 Umweltrelevante Eigenschaften

Der sowohl hydrophile als auch hydrophobe Charakter der Huminstoffe, der zu ihrer weiten

Verbreitung in der Umwelt führt, bedingt zusammen mit weiteren Eigenschaften ihre große

Umweltrelevanz (BUFFLE, 1990). Sie können an vielen Oberflächen und Partikeln adsorbie-

ren und dadurch Prozesse wie Flockenbildung und Kristallwachstum beeinflussen. Aufgrund

ihrer Fähigkeit, Metallionen und kleinere organische Moleküle zu komplexieren, beeinflussen

sie deren Bioverfügbarkeit sowie die Adsorption und Sedimentation. Über ihre Säure-Base-

Eigenschaften nehmen Huminstoffe eine wichtige Rolle bei der Säure-Base-Pufferung in

Böden ein. Auch in Seen können Huminstoffe als pH-Puffer dienen, wobei die Pufferkapazi-

tät dort mit 50 – 1000 µM aber als eher gering einzustufen ist (WAHLBERG & GREN,

1996). Die Folgen all dieser Eigenschaften besonders für Böden sind im wesentlichen

(HAYES & SWIFT, 1978):

Einleitung

7

- Bildung und Erhaltung einer guten Bodenstruktur

- Verbesserung der Wasseraufnahme und –speicherung von Böden

- Bindung von Pflanzennährstoffen durch Kationenaustauschprozesse

- Transport von Metallen in Pflanzenwurzeln mit der Folge eines stimulierten Pflanzen-

wachstums

- Immobilisierung einiger dem Boden zugesetzter anthropogener Chemikalien, die das

Wachstum der Pflanzen fördern sollen

- Verbesserung der Pufferkapazität

- Erhöhung der Bodentemperatur aufgrund einer verstärkten Strahlungsabsorption

Einige dieser Eigenschaften sind auch bei Biopolymeren wie Proteinen oder Polysacchariden

zu beobachten. Aufgrund ihres raschen mikrobiellen Abbaus ist der Beitrag dieser Substan-

zen in der oben aufgezeigten Form aber als eher gering anzusehen.

Auch im marinen Bereich spielen die Huminstoffe eine wichtige Rolle. So haben z.B.

FENGLER et al. (1994) auf die besondere Rolle der Huminstoffe bei der Komplexierung und

Zurückhaltung von Schwermetallen in marinen Sedimenten des Skagerraks hingewiesen.

Dabei sind Huminstoffe kaum in der Lage monovalente Metalle zu binden, während sie mit

divalenten Kationen sehr starke Wechselwirkungen eingehen (van den HOOP et al. 1990).

Auch negative Einflüsse der Huminstoffe auf die Umwelt wurden erkannt. So können unter

bestimmten Umständen die Toxizitäten von Metallen und Xenobiotika erhöht werden

(STEINBERG et al., 1997). Im Fall der Xenobiotika wird dies über das in Gegenwart von

Huminstoffen vermehrte Auftreten von Mikroorganismen erklärt, welche für eine verstärkte

Bildung toxischer Metabolite sorgen. Bei einigen Metallen wird die erhöhte Toxizität auf die

durch Huminstoffe erhöhte Mobilität dieser Metalle zurückgeführt.

Auch bei analytischen Fragestellungen dürfen die Huminstoffe nicht unberücksichtigt bleiben.

So kommt es bei der quantitativen Bestimmung von polycyclischen aromatischen Kohlen-

wasserstoffen und Zinnorganylen zu Minderbefunden durch anwesende Huminstoffe

(GREMM et al., 1993; KUMKE et al.,1995).

Das gesamte Ausmaß des umweltrelevanten Einflusses der Huminstoffe ist kaum abzu-

schätzen, da immer mehr, z.T. auch sehr komplexe Mechanismen erkannt werden.

Einleitung

8

1.2.4 Strukturelle Merkmale von Huminstoffen

Aufgrund ihrer extrem hohen Komplexität und der Tatsache, daß es wohl keine zwei identi-

schen Huminstoffmoleküle in einer Probe oder Fraktion gibt, ist es nicht möglich, Huminstoffe

durch eine exakte chemische Strukturformel darzustellen (BURBA, 1998a). Dennoch wurden

zur Veranschaulichung ihrer Struktur und Wirkung eine Reihe von Modellen entwickelt, die

bis zu Strukturvorschlägen oder Computersimulationen führten.

Exemplarisch seien hier einige Modelle und Vorschläge genannt:

Basierend auf zahlreichen Untersuchungen, insbesondere der Bestimmung von Carboxyl-

und phenolischen Hydroxylgruppen, entwickelte FUCHS (1930) einen Strukturvorschlag für

eine terrestrische Huminsäure (Abb. 1).

COOH

COOH

OH OH

COOH

COOH

COOH

HO

HO

HO

HO

O

O

O

H3CO

Abb. 1 Struktur einer Huminsäure nach FUCHS (1930)

Auffallend ist das ausgeprägte aromatische Doppelbindungssystem und das völlige Fehlen

von aliphatischen Seitenketten und Heteroatomen wie Stickstoff oder Schwefel, die stets in

Huminsäuren nachgewiesen werden können.

Ein eher modellhafter Strukturvorschlag stammt von HAWORTH (1971; Abb. 2). Dabei stellt

ein polycyclischer und grundsätzlich aromatischer Kern das Grundgerüst, während daran

andere nachweisbare Komponenten wie Metalle, Polysaccharide, Kohlenwasserstoffe und

phenolische Säuren mehr oder minder stark gebunden sind. Haworth geht davon aus, daß

es sich bei diesen Bindungen sowohl um kovalente als auch Wasserstoffbrückenbindungen

handelt, die fest genug sind, vielen biologischen und chemischen Angriffen zu widerstehen.

Einleitung

9

polycyclischeraromatischerKern

Kohlenwasserstoffe

Phenolische Säuren

Peptide

Metalle

Abb. 2 Modellstruktur nach HAWORTH (1971)

Ein anderes Modell verfolgt der Strukturvorschlag von SCHNITZER (1978; Abb. 3). Bei die-

sem sogenannten „Building-Block-Modell“ geht man davon aus, daß Huminsäuren keine

einzelnen Moleküle sind, sondern daß es sich um den Zusammenschluß von einzelnen

Molekülbausteinen, den „building blocks“ handelt. Wichtige Grundbausteine werden dabei

von Benzoesäureeinheiten gestellt, die über Wasserstoffbrücken, van der Waals-Kräfte oder

π-Bindungen miteinander verknüpft sind.

Abb. 3 „Building-Block-Modell“ nach SCHNITZER (1978)

Einen sehr komplexen und auf vielen Daten beruhenden Strukturvorschlag machen

SCHULTEN & LEINWEBER (1996; Abb. 4). Mit Hilfe von Computerberechnungen haben die

Autoren die Daten zahlreicher analytischer Erkenntnisse zu einer Struktur aus 738 Atomen

modelliert. Als Grundlage dienten dabei die Ergebnisse aus Pyrolysen, spektroskopischen

Analysen, Elementaranalysen, Elektronenmikroskopie, oxidativem und reduktivem Abbau

sowie aus Kolloiduntersuchungen.

Einleitung

10

Abb. 4 Huminsäurestruktur nach SCHULTEN & LEINWEBER (1996)

In der Literatur finden sich zahlreiche weitere Vorschläge und Modellansätze, die sich teil-

weise ergänzen, aber häufig auch widersprechen. In diese Strukturüberlegungen gehen in

der Regel auch Bildungsprozesse für die Huminstoffe mit ein. Ein Beispiel dafür stellt die

hypothetische Huminsäurestruktur von GAGOSIAN (1978) dar (Abb. 5). Basierend auf der

Melanoidinhypothese (vergl. 1.2.5), die häufig für die Bildung mariner Huminstoffe angeführt

wird, ergänzt durch weitere Bindungsknüpfungen, ergeben sich die dargestellten Strukturen,

deren Eigenschaften mit den Ergebnissen von Elementaranalysen, Molmassenbestim-

mungen, Titrationen, chemischen Reduktionen und Spektralanalysen in Einklang stehen.

Diese Strukturen unterscheiden sich von den für terrestrische Huminstoffe vorgeschlagenen

Strukturen z.T. erheblich. Auffallend ist der deutlich geringere Anteil an aromatischen Kom-

ponenten. Dafür finden sich in marinen Huminstoffen nachgewiesene Bestandteile wie

Aminosäuren, Aminozucker, Zucker und Fettsäuren.

Einleitung

11

Abb. 5 Hypothetische Huminstoffstrukturen nach GAGOSIAN (1978)

AS: Aminosäuren AZ: Aminozucker FS: Fettsäuren

Z: Zucker

1.2.5 Genese der Huminstoffe

Nach FELDBECK (1971) sind über 50% des „Huminsäuremoleküls“ hinsichtlich seiner

Bestandteile bekannt. Danach sind polycyclische Aromaten, benzolische Aromaten,

Aminosäuren, Hexosamine, aliphatische Strukturen sowie Kohlenhydrate nachgewiesene

Huminsäurekomponenten. Wie es aber zu der Verknüpfung dieser Komponenten oder über-

haupt zum Entstehen der Huminstoffmoleküle kommt, wird unterschiedlich diskutiert. Die

Angabe detaillierter Bildungswege oder –reaktionen für Substanzen, deren Struktur nicht

exakt angegeben werden kann, ist dabei unmöglich (MacCARTHY et al., 1990).

1.2.5.1 Das klassische Modell

Die klassischen Modellansätze zur Beschreibung der Bildungswege von Huminstoffen

stammen aus dem Bereich der Bodenforschung.

Nach einer Übersicht von WEBER (1999) spielen vier Bildungswege bei der Entstehung von

Huminstoffen eine entscheidende Rolle. Basierend auf dem Konzept von STEVENSON

(1982; vergl. Abb. 6) kommen diese vier Wege beim Übergang von tierischen und pflanzli-

Einleitung

12

chen Rückständen zu den Huminstoffen in jedem Boden zum Tragen. Welchen Anteil dabei

der einzelne Weg hat, ist von der Art des Bodens und den Umweltbedingungen abhängig.

pflanzliche und tierische Rückstände

Huminstoffe

Transformation durch Mikroorganismen

Amin-Verbindungen

Zucker Polyphenole Abbauprodukte des Lignins

Chinone Chinone

modifiziertesLignin

1.4.

2. 3.

Abb. 6 Mechanismus für die Bildung von Huminstoffen nach STEVENSON 1982

(1. – 4.: Bildungswege, Erläuterung siehe Text)

Die vier Bildungswege sind die folgenden (WEBER, 1999):

1. Huminstoffe gelten nach der Theorie von WAKSMAN (1938) als modifizierte Lignine.

Danach wird Lignin von Mikroorganismen nur unvollständig abgebaut und der Rückstand

wird ein Teil der Bodenhuminstoffe. Einige der wichtigen Modifikationen sind dabei der

Verlust von Methoxylgruppen sowie der Aufbau von o-Hydroxyphenolen und die Oxida-

tion von aliphatischen Seitenketten bis zu Carboxylgruppen. Diese modifizierten Lignine

gehen dann weitere Kondensationsreaktionen vor allem mit stickstoffhaltigen Verbindun-

gen ein und werden so zu Huminstoffmakromolekülen. Dieser Bildungsweg dominiert

nach Auffassung Webers vor allem in den feuchten Böden von Mooren.

2. Auch bei diesem Bildungsweg für Huminstoffe spielt Lignin eine tragende Rolle. Nach

dem Angriff durch Mikroorganismen freigesetzte phenolische Aldehyde und Säuren wer-

den unter enzymatischem Einfluß in Chinone umgewandelt. Diese polymerisieren dann,

besonders unter dem Einfluß von Aminoverbindungen, zu huminstoffähnlichen Makro-

molekülen.

Einleitung

13

3. Dieser Bildungsweg ist dem zweitem sehr ähnlich, nur daß die enzymatisch gebildeten

Polyphenole nicht aus dem Lignin stammen, sondern von Mikroorganismen aus anderen

Kohlenstoffquellen wie z.B. Zellulose synthetisiert werden. Zusammen mit dem zweiten

Bildungsweg spricht man auch von der „Polyphenoltheorie“.

4. Der vierte Bildungsweg für Huminstoffe wird durch eine Zucker-Amin-Kondensation

(Maillard-Reaktion) eingeleitet. Dabei kommt es zunächst zur Ausbildung einer

Schiff’schen Base zwischen dem Aminstickstoff einer Aminosäure und der Aldehyd- oder

Ketofunktion eines Zuckers (GAGOSIAN, 1978). Daran schließen sich Umlagerungen,

Cyclisierungen, Decarboxylierungen und Polymerisierungen an. Das entstandene Pro-

dukt, ein Gemisch aus stickstoffhaltigen braunen Makromolekülen, wird auch als Mela-

noidin bezeichnet, weshalb dieser vierte Bildungsweg auch Melanoidinhypothese

genannt wird. Diese wird in erste Linie für die Genese von Huminstoffen in marinen

Systemen formuliert (z.B. NISSENBAUM, 1974), da sie ohne die Einbeziehung von

Lignin auskommt.

Die Richtigkeit der Melanoidinhypothese für die Bildung mariner Huminstoffe wurde u.a. von

IKAN et al. (1992) überprüft. Dazu wurden die Eigenschaften von synthetisch erzeugten

Melanoidinen mit denen natürlicher Huminstoffe verglichen. Über chemische, isotopische,

spektroskopische und geochemische Aspekte kamen die Autoren zu dem Schluß, daß die

Melanoidinhypothese für den marinen Bereich zu favorisieren ist und daß viele traditionelle

Konzepte aus der Bodenchemie nicht auf das marine Milieu zu übertragen sind. Allerdings

sind die anderen Bildungswege nicht völlig auszuschließen, da ein Teil des marinen organi-

schen Materials auch aus dem terrestrischen Bereich stammt und über Flüsse und die

Atmosphäre in das marine System eingetragen wird (KÖRDEL et al., 1997).

Zusammenfassend stellt sich also das klassische Modell der Huminstoffgenese wie folgt dar:

Die Biopolymere toter Organismen, wie z.B. Lipide, Kohlenhydrate, Proteine, Lignine, und

Pigmente werden durch Mikroorganismen in kleinere Einheiten zerlegt. Diese auch als

„Building Blocks“ bezeichneten Komponenten (z.B. SCHNITZER, 1978; DEREPPE et al.,

1980), z.B. Zucker, Aminosäuren, Fettsäuren, Aromaten, Phenole oder organische Säuren,

kondensieren oder polymerisieren dann zunächst zu Fulvinsäuren und nach weiteren Kon-

densationen und Polymerisierungen bilden sich dann die Huminsäuren und letztlich auch die

Humine (RASHID, 1985).

1.2.5.2 Abweichende Modellansätze

Über NMR-Untersuchungen kommen HATCHER et al. (1980;1981) zu der Überzeugung,

daß es sich bei Huminstoffen, unabhängig ob aus dem marinen oder terrestrischen Bereich,

Einleitung

14

um ein hochverzweigtes aliphatisches Netzwerk mit variierendem Anteil an aromatischen

Strukturen handelt. Damit erscheint nach Meinung der Autoren die Huminstoffgenese aus

Lignin als äußerst unwahrscheinlich, besonders, da Lignin im Kohlenstoff-NMR keine Signale

im aliphatischen Bereich von 0 bis 50 ppm aufweist, Huminsäuren hingegen in jedem Fall.

Auch die Melanoidinhypothese als wichtige Huminstoffgenese wird von Hatcher angezweifelt

(HATCHER et al. 1983). Statt dessen formulieren die Autoren die „Hypothese der selektiven

Erhaltung“. Danach wird das Grundgerüst der marinen Huminstoffe durch makromolekulare

aliphatische Strukturen aufgebaut, die bereits in lebenden Algen vorhanden sind und wäh-

rend der frühen Diagenese selektiv erhalten bleiben. Die für eine Melanoidinsynthese not-

wendigen Komponenten wie Proteine oder Kohlenhydrate seien zu labil und würden sehr

schnell mikrobiell abgebaut. Nach PHILIP & CALVIN (1976) bilden diese erhalten gebliebe-

nen Strukturen die Ausgangsbasis für sich anschließende Kondensationsreaktionen mit Lipi-

den und Chlorophyllderivaten, bis letztendlich Huminstoffe und Kerogene entstanden sind.

Nach VANDENBROUCKE et al. (1985) bilden sich primäre Huminstoffe aus den Abbaupro-

dukten zellulärer Bestandteile toter Organismen. Erst weitere biologische und chemische

Kondensationsreaktionen liefern dann sekundäre Huminstoffe. Dieses Modell wird durch die

Tatsache unterstützt, daß Huminstoffe direkt aus dem Rückstand vaskulärer Pflanzen oder

sogar aus frischem Planzenmaterial extrahiert werden können (vergl. 1.2.2.2).

HATCHER & OREM (1985) gehen sogar davon aus, daß es sich bei den Huminen um das

Vorläufermaterial der Humin- und Fulvinsäuren handelt. Aus Untersuchungen mit CP/MAS13C-NMR-Analysen schließen sie, daß es sich bei den unlöslichen Huminen um makromole-

kulare Strukturen aus Algen und Bakterien handelt, die während der frühen Diagenese

erhalten geblieben sind und sich im Sediment angereichert haben. Über einen oxidativen

Abbau dieser Humine entstehen dann die Huminsäuren, welche durch den Einbau bakteriell

erzeugter Pflanzenmetabolite, insbesondere mikrobieller Polysaccharide, zu Fulvinsäuren

werden. Unterstütze wird diese Aussge durch die Beobachtung, daß der Anteil gelöster

Huminstoffe (DHC) im Porenwasser mariner Sedimente mit der Sedimenttiefe zunimmt

(CHEN & BADA, 1989; LIEBEZEIT & PAETZEL, 1993).

Bei der Erhaltung von organischem Material besonders in küstennahen marinen Sedimenten

vermutet man, daß neben den beiden vorgestellten Modellen, also dem klassischen Model

der Kondensationsreaktionen („condensation pathway“) und dem Modell der selektiven

Erhaltung („selective preservation“) auch die Adsorption des organischen Materials an feine

Sedimentpartikel eine entscheidende Rolle spielt (HEDGES & KEIL, 1995). Nach COLLINS

et al. (1995) ermöglicht erst die Adsorption an mineralische Oberflächen eine Kondensation

des organischen Materials. Die Autoren betonen, daß Kondensationsreaktionen in stark ver-

dünnten wäßrigen Medien wie Seewasser eher unwahrscheinlich seien.

Einleitung

15

Alle diese Beispiele zeigen, daß es keine einheitliche Theorie über die Bildung der Humin-

stoffe gibt. Je nach Herkunft der Huminstoffe und den gegebenen Umweltparametern ist

sicherlich die eine oder andere Theorie die wahrscheinlichere, wenn auch nicht einzig

gültige.

1.3 Extraktion und Fraktionierung von Huminstoffen

1.3.1 Extraktion von Huminstoffen

Um Huminstoffe untersuchen zu können, müssen sie von anderen Komponenten, mit denen

sie vermengt oder an die sie adsorbiert sind, isoliert werden. Dazu findet eine Reihe von

Extraktionsverfahren Anwendung.

Huminstoffe, die bereits in gelöster Form vorliegen, werden in der Regel mit Hilfe von XAD-

Harzen isoliert (MALCOLM, 1990). Dabei sind das Styrol-Divenyl-Copolymer (XAD 2) und

das Acryl-Ester-Polymer (XAD 8) die gebräuchlichsten Harze, da diese über genügend

große Poren verfügen, um die Huminstoffmakromoleküle aufnehmen zu können. Die

Desorption der Huminstoffe von den Harzen erfolgt dann in der Regel mit 0,1M NaOH.

Bei der Extraktion von Huminstoffen handelt es sich immer um Verfahren zur Gewinnung der

Humin- und Fulvinsäurefraktionen, da die Humine von den verwendeten Extraktionsmitteln

nicht gelöst werden. Bei der Gewinnung der Humine wird daher der Weg der Matrixzerstö-

rung gegangen. Nach der Entfernung der Lipide mit organischen Lösungsmitteln und der

Extraktion der Humin- und Fulvinsäuren, in der Regel mit 0,5M Natronlauge, wird die minera-

lische Matrix mit Flußsäure zerstört, so daß das unlösliche Humin zurückbleibt (z.B. RUSSEL

et al. 1983).

Bei der Extraktion der Humin- und Fulvinsäuren aus Böden und Sedimenten kommen zahl-

reiche Lösungsmittel zum Einsatz. Nach WHITEHEAD & TINSLEY (1964) sollte ein

Lösungsmittel für die Huminstoffextraktion folgende Kriterien erfüllen:

1. Das Lösungsmittel sollte eine hohe Polarität aufweisen und eine hohe Dielektrizitätskon-

stante besitzen, um die Dispersion der geladenen Moleküle zu unterstützen.

2. Die Lösungsmittelmoleküle müssen klein genug sein, um in die Huminstoffstrukturen ein-

dringen zu können.

3. Das Lösungsmittel muß in der Lage sein, bestehende Wasserstoffbrückenbindungen zu

lösen und die Ausbildung neuer Brückenbindungen zu verhindern.

4. Metallkationen sollten durch das Lösungsmittel immobilisiert werden.

Einleitung

16

Um eine ideale Extraktionsmethode zu erhalten, müssen nach STEVENSON (1982) fol-

gende Punkte erfüllt werden:

1. Die Methode führt zu unverändertem Material.

2. Die extrahierten Huminstoffe sind frei von anorganischen Verunreinigungen wie z.B.

Tonmineralen oder polyvalenten Kationen.

3. Die Extraktion ist vollständig und erfaßt den gesamten Molmassenbereich des organi-

schen Materials.

4. Die Methode ist für alle Böden und Sedimente universell einsetzbar.

Eine ideale Methode, die alle diese Kriterien erfüllt, ist real nicht zu erreichen. Zwar können

einige Punkte optimiert werden, aber in der Summe müssen immer Kompromisse in Kauf

genommen werden. So zeichnet sich die am häufigsten angewendete Extraktion mit 0,1M

bzw. 0,5M NaOH zwar durch hohe Ausbeuten aus – bis zu 80% des organischen Materials

werden extrahiert - (SCHNITZER & KHAN, 1972; STEVENSON, 1982), doch kann es auch

zur Koextraktion von Silikaten aus der mineralischen Matrix kommen (PICCOLO et al.,

1989). Zudem wurde gezeigt, daß die Huminstoffe während der alkalischen Extraktion Sau-

erstoff aufnehmen und stickstoffhaltige, labile Gruppen wie z.B. Amide oder Aminogruppen

abgeben können (PARSONS, 1988). Um eine Oxidation durch Luftsauerstoff während der

alkalischen Extraktion zu vermeiden, hat die IHSS in ihrer Standardprozedur vorgeschlagen,

die gesamte Extraktion unter Stickstoffatmosphäre durchzuführen (HAYES, 1985).

Auch mildere und zum Teil selektivere Extraktionsmittel kommen zur Anwendung. So werden

z.B. wäßrige Lösungen von Natriumsalzen wie Pyrophosphat, Citrat oder Fluorid, die in der

Lage sind, polyvalente Metalle zu komplexieren, verwendet (PARSONS, 1988). Ihr Vorteil

liegt in der Tatsache, daß die Extraktion in neutraler Lösung durchgeführt wird, was zu einer

geringeren Veränderung des organischen Materials führt. Die Effizienz der Extraktion ist

allerdings bedeutend geringer. So werden mit dem am häufigsten eingesetzten Natriumpyro-

phosphat nur ca. 30% des organischen Materials extrahiert (STEVENSON, 1982). Ein weite-

res Problem stellen die starken Wechselwirkungen zwischen dem Pyrophosphat und den

Huminstoffen dar. So konnten TONELLI et al. (1997) über eine Gel-Chromatographie (high-

performance size-exclusion) zeigen, daß die besonders in den leichteren Fraktionen auftre-

tenden unerwarteten Signale durch Pyrophosphatanlagerungen hervorgerufen werden. Bei

der Verwendung von NaOH treten diese Signale hingegen nicht auf.

Um die Gefahr der Koextraktion anorganischer Verbindungen zu vermeiden, empfehlen

PICCOLO et al. (1989) die Verwendung dipolarer, aprotischer Lösungsmittel wie DMSO oder

Aceton. Im Gemisch mit verdünnter Salzsäure extrahieren diese Lösungsmittel besonders

aliphaten- und proteinreiche Huminstoffkomponenten, die sich durch deutlich geringere

Einleitung

17

Aschegehalte gegenüber alkalisch extrahierten Huminstoffen auszeichnen. Dieses Beispiel

zeigt auch, daß es sinnvoll sein kann, mehrere Extraktionsmittel zu mischen.

Eine häufiger angewendete Methode ist die Extraktion mit 0,1M NaOH und 0,1M Na4P2O7

(z.B. SAITO & HAYANO, 1981; GARCIA et al.,1993).

Auch auf die Notwendigkeit der Probenvorbehandlung für die eigentliche Extraktion wird hin-

gewiesen. So ist es nach GHABBOUR et al. (1994) wichtig, polare Nicht-Huminstoffe, wie

Chlorophyll, Aminosäuren, wasserlösliche Zucker und Proteine, vor der Huminstoffextraktion

zu entfernen. Dazu werden vorgeschaltete Soxhlet-Extraktionen mit Ether, Aceton, Ethanol,

Dioxan und Wasser empfohlen. Nach RADWAN et al. (1997b) lassen sich diese zeitaufwen-

digen Vorbehandlungen aber durch den einzigen Schritt einer überkritischen CO2-Extraktion

ersetzen.

1.3.2 Fraktionierung von Huminstoffen

Aufgrund der Komplexität der Huminstoffe und ihrer zum Teil starken Bindungen an Nicht-

Huminstoffe ist eine analytische Auftrennung in reine Einzelsubstanzen selbst mit modernen

Hochleistungstrennverfahren prinzipiell nicht möglich (LEENHEER, 1985). Dennoch spielen

Fraktionierungen bei der Analyse von Huminstoffen eine wichtige Rolle. Schon das Extrakti-

onsverfahren mit NaOH und die anschließende Ausfällung der Huminsäuren mit Salzsäure

stellt eine Fraktionierung der Huminstoffe dar: Über die unterschiedlichen Löslichkeiten in

Säuren und Basen werden die drei Fraktionen Fulvinsäure, Huminsäure und Humine von

einander getrennt. Eine Übersicht über die heute erfolgreich eingesetzten Trennverfahren

und ihre Fraktionen gibt BURBA (1998a; Tab. 1).

Verfahren Fraktionen/Signale

Extraktion mit organischen Lösungsmitteln

unterschiedlicher Polarität

diskrete Fraktionen

Reversed-phase-Chromatographie meist ein bis zwei Signale

Size-exclusion-Chromatographie breite Verteilung

Mehrstufen-Ultrafiltration operationelle Fraktionen

Feldfluß-Fraktionierung breite Verteilung

Elektrophorese Fingerprints, je nach Huminstoff

Kapillarelektrophorese Fingerprints im Fall von niedermolekularen

Huminstoffen

Metallaffinitäts-Chromatographie drei bis vier Fraktionen

Tab. 1 Fraktionierungsverfahren für Huminstoffe nach BURBA (1998a)

Einleitung

18

Von den flüssig-chromatographischen Verfahren, die sehr zahlreich angewendet werden, ist

die Gel-Chromatographie am weitesten verbreitet (THURMAN & MALCOLM, 1983). Dabei

werden aber in der Regel die Huminstoffe so stark an die Sephadex-Harze adsorbiert, daß

es durch eine verzögerte Elution zur Unterschätzung der Molmassen kommt. Auf der ande-

ren Seite führen bei negativ geladenen Geloberflächen Abstoßungen der ebenfalls partiell

negativ geladenen Huminstoffe zu höheren Transportgeschwindigkeiten durch die Säule,

was zur Überschätzung der realen Molekülgrößen führen kann.

In neuerer Zeit findet auch die Hochleistungsflüssigkeits-Chromatographie (HPLC) Anwen-

dung bei der Huminstofffraktionierung. So erhielten WOELKI et al. (1997) bei der Chromato-

graphie von Huminsäuren an C18-Säulen in der Regel Chromatogramme mit fünf Signalen.

Die Trennung der Huminstoffe wird dabei besonders durch ein unterschiedliches hydropho-

bes Verhalten aufgrund geänderter Tertiärstrukturen beeinflußt.

Die Anwendung der Ionenpaar-Chromatographie auf Fulvinsäuren führte zu einer Aufspal-

tung in zahlreiche gut aufgelöste Komponenten, von denen die Mehrzahl Molekulargewichte

von über 500 Dalton aufwies (SMITH & WARWICK (1991).

Aus all diesen Fraktionierungen konnten zahlreiche neue Erkenntnisse gewonnen werden,

von denen besonders die Molmassenverteilungen und die Ermittlung von Strukturkompo-

nenten der Huminstoffe zu erwähnen sind.

1.4 Vergleich mariner und terrestrischer Huminstoffe

Huminstoffe aus terrestrischen Böden und marinen Sedimenten weisen viele Gemeinsam-

keiten auf. Dies erscheint um so erstaunlicher, da das organische Material, aus dem sie her-

vorgegangen sind, sehr unterschiedlich ist. Nach KÖRDEL et al. (1997) setzt sich das pri-

märe organische Material in Böden aus folgenden Bestandteilen zusammen:

- durch Photosynthese entstandene Biomasse wie Laub und Äste

- verwitternde Wurzeln

- Sekrete aus Pflanzenwurzeln und vor allem von Mikroorganismen

- gestorbene Bodentiere und Mikroorganismen

- ergänzend in landwirtschaftlich genutzten Böden: Rückstände der Ernte und Düngung

Daraus resultieren für terrestrische Huminstoffe folgende Substanzgruppen als Ausgangs-

material:

Aus den Zellwänden: Pektine, Zellulosen, Hemizellulosen und Lignine

Aus den Zellen: Proteine, Zucker und Polysaccharide

Hinzu kommen geringere Mengen an Fetten, Wachsen und Pigmenten.

Einleitung

19

Das Ausgangsmaterial für marine Huminstoffe wird dagegen aus folgenden Quellen gebildet:

- Abbau toter mariner Organismen via Autolyse und bakteriellem Abbau

- Ausscheidungen von Algen (photosynthetische Produkte)

- Sekrete des Zooplanktons und anderer mariner Tiere

Marine Organismen enthalten grundsätzlich kein Lignin. Dennoch sind in marinen Sedimen-

ten im Durchschnitt 3 - 5% Lignin nachweisbar (z.B. COWIE et al., 1992). Dieses stammt aus

allochthonem Material, welches über die Atmosphäre und vor allem über die Flüsse in das

marine System eingetragen wird. Trotz der relativ großen Menge und der hohen Persistenz

dieses terrestrischen Materials gegenüber mikrobiellem Abbau stellt dessen eindeutiger

analytischer Nachweis in marinen Sedimenten immer noch ein große Herausforderung dar

(HEDGES et al., 1997).

Zu den oben angesprochenen Gemeinsamkeiten mariner und terrestrischer Huminstoffe

gehört die Tatsache, daß sie aus denselben Elementen, nämlich Kohlenstoff, Wasserstoff,

Sauerstoff, Stickstoff sowie deutlich geringeren Anteilen Schwefel und Phosphor bestehen

(RASHID, 1985). Auch ihre Molekülgrößen nehmen keine eindeutig unterschiedlichen Berei-

che ein. Sie liegen sowohl für marine als auch für terrestrische Huminstoffe zwischen einigen

hundert und mehreren hunderttausend g/mol.

HATCHER et al. (1981) weisen besonders darauf hin, daß alle Huminstoffe unabhängig von

ihrer Herkunft aus einem Netzwerk hochverzweigter aliphatischer Strukturen bestehen, in die

variierende Anteile aromatischer Strukturen eingegliedert werden (vergl. auch Abschnitt

1.2.5.2).

Auch das Löslichkeitsverhalten, hydrophile und hydrophobe Charakteristika sowie viele opti-

sche Eigenschaften folgen bei allen Huminstoffen einem ähnlichen allgemeinen Muster

(RASHID, 1985).

Quantitativ dominieren die marinen Huminstoffe geringfügig gegenüber den terrestrischen.

STEVENSON (1986) schätzt die Gesamtmenge an terrestrischen Huminstoffen auf

2500 * 1012 kg und die der marinen Huminstoffe auf 3000 * 1012 kg.

Deutliche und charakteristische Unterschiede zwischen marinen und terrestrischen Humin-

stoffen, wie sie durch zahlreiche analytische Untersuchungen herausgearbeitet wurden, wer-

den in den Abschnitten des Kapitels 3 vorgestellt und daher an dieser Stelle nicht gesondert

erwähnt.

Bei all diesen ermittelten Unterschieden sollte man sich aber darüber im klaren sein, daß es

sich dabei häufig um Ergebnisse auf Grundlage sehr kleiner Probenzahlen von manchmal

nur zwei bis selten auch über zwanzig Proben handelt. Ob und wie weit diese Ergebnisse

verallgemeinert werden können, ist dabei kaum abzuschätzen. Vielleicht können Untersu-

chungen mit größeren Probensätzen oder auch statistische Auswertungen vieler unter-

schiedlicher Studien diesbezüglich für mehr Sicherheit sorgen.

Einleitung

20

Letzteres ist z.B. für die Frage nach Elementgehalten von Huminstoffen geschehen. So

haben RICE & MacCARTHY (1991) die Elementardaten von zahlreichen unterschiedlichen

Studien zusammengetragen und damit die Daten von 410 Huminsäure-, 214 Fulvinsäure-

und 26 Huminproben in ihre Auswertung mit einbezogen. Bei einem solchen Datenaufkom-

men sind statistische Verfahren sinnvoll anwendbar und die gemachten Vergleiche mariner

und terrestrischer Huminstoffe stehen auf einer breiten Grundlage.

1.5 Ziel der Arbeit

Wie bereits in Abschnitt 1.2.2.2 beschrieben stellen die Huminstoffe den bei weitem größten

Teil des organischen Materials in marinen Sedimenten und terrestrischen Böden. Dennoch

werden sie bei der Frage nach der Herkunft des organischen Materials einer Probe nur sel-

ten berücksichtigt. Hierzu werden statt dessen andere Fraktionen des organischen Materials,

deren Anteil deutlich unter dem der Huminstoffe liegt, herangezogen. Als sogenannte Bio-

marker (biological marker) dienen dabei vor allem Lipide, Alkohole, Kohlenwasserstoffe,

Pigmente und Lignin (z.B. HEDGES & OADES; 1997). Definitionsgemäß handelt es sich bei

Biomarkern um organische Molekülverbindungen, deren Gegenwart als unzweifelhafter Indi-

kator für spezifische Organismengruppen oder spezifische (bio)chemische und ökologische

Prozesse dienen kann (BOON, 1998). Eine wichtige Eigenschaft solcher Verbindungen ist

die hohe Stabilität des Gesamtmoleküls oder zumindest eines charakteristischen Grundge-

rüsts über geologische Zeiträume (EGLINTON, 1969).

Aufgabe der vorliegenden Arbeit war es, die Huminsäurefraktion von über 200 Oberflächen-

sedimenten aus einem Probenahmegebiet, welches sich von der Deutschen Bucht bis in die

zentrale Nordsee erstreckt, zu isolieren und analytisch zu charakterisieren. Anhand der

erhaltenen Daten sollte der Frage nachgegangen werden, ob sich in den isolierten Humin-

säurefraktionen spezifische Signale für marine bzw. terrestrische Quellen des organischen

Materials finden lassen, mit deren Hilfe dann der Eintrag und die Verbreitung von terrestri-

schem Material in der Nordsee verfolgt werden könnte.

Dazu war es notwendig, den obengenannten Probensatz um zahlreiche Proben aus dem

marinen, terrestrischen sowie dem marin-terrestrischen Übergangsbereich zu erweitern.

Auch einige limnische Sedimentproben wurden zum Vergleich herangezogen.

Als analytische Methoden sollten in erster Linie spektroskopische Verfahren wie die UV/Vis-,

Fluoreszenz- und IR-Spektroskopie zum Einsatz kommen. Daneben wurden aber auch Ele-

mentar- und Isotopendaten auf ihre Anwendbarkeit in dem obengenannten Sinne überprüft.

Einleitung

21

Letztlich sollte also der Frage nachgegangen werden, ob sich die im organischen Material

quantitativ bedeutsame Fraktion der Huminsäuren ebenfalls als „Biomarker“ eignet; sei es

durch einzelne Signale oder durch die Summe zahlreicher analytischer Eigenschaften.

Material und Methoden

22

2 Material und Methoden

2.1 Probenherkunft und Probennahme

2.1.1 Marine Sedimente

Von einer Fahrt des WFS „Planet“ im Juli/August 1992 standen insgesamt 186 Proben zur

Verfügung. Dabei handelte es sich um Oberflächensedimente bis zu einer Sedimenttiefe von

25 cm, die mittels eines Shipek-Greifers genommen wurden. Teilproben von 0,5 bis 2,0 kg

wurden direkt aus dem Greifer entnommen, in PE-Beutel eingeschweißt und bereits an Bord

bei -18 °C tiefgefroren. Die Lagerung an Land erfolgte dann bis zur Aufarbeitung ohne

Unterbrechung der Tiefkühlung bei –18 °C. Die Positionen der einzelnen Probenahmestatio-

nen gehen aus Abb. 7 (obere Karte, Nr. 1-218) hervor.

Nach der gleichen Vorgehensweise wurden im Mai 1996 15 Oberflächensedimente auf einer

Fahrt des FS „Viktor Hensen“ und im Juni 1996 sieben Sedimente auf einer Fahrt des

FK „Senckenberg“ genommen und gelagert. Auch diese Stationen sind in Abb. 7 verzeichnet

(obere Karte: A - D: „Viktor Hensen“-Probenahmegebiete; E: „Senckenberg“-Probenahme-

gebiet; vergl. auch Tab. 2).

Um das Probenahmegebiet der Nordseeproben nach Norden und Osten zu erweitern, wur-

den im Oktober 1997 analog dem oben beschriebenen Verfahren sieben weitere Oberflä-

chensedimente auf einer Fahrt des FS „Dana“ genommen. Die Stationen dieser Proben sind

in Abb. 7 (untere Karte) verzeichnet.

2.1.2 Vergleichsproben

Als Vergleichsprobe eines Tiefseesediments stand eine Probe von der Fahrt SO 45B/151D

des FS „Sonne“ zur Verfügung. Bei dieser Probe handelt es sich um einen Sedimentkern von

20 - 286 cm Sedimenttiefe, der 1986 in der Floressee bei einer Wassertiefe von 2200 m

erbohrt wurde. Die Koordinaten der Probenstation lauten 08°00,3‘ S und 118°10,7‘ E. Die

Probe lag in bereits getrockneter und gesiebter Form vor, wobei die Feinfraktion des Kerns

(<63 µm) in 28 Teilproben fraktioniert war.

In ebenfalls getrockneter und gesiebter Form lag ein Sedimentkern aus der Ostsee vor. Er

stammt von einer Station am Landsorttief und wurde 1993 bei einer Wassertiefe von 442 m

bis zu einer Sedimenttiefe von 49 cm erbohrt. Der Kern wurde in zwei Fraktionen geteilt. Die

Fraktion LT1 erfaßt die oberen 21 cm und die Fraktion LT2 den Bereich von 21 – 49 cm.

Die Koordinaten der Probenstation lauten 58°40,3‘ N und 018°19,3‘ E.


23

Aus dem Mittelmeer stammen drei weitere Oberflächensedimente, die im Januar 1998 auf

einer Fahrt des FS „Meteor“ genommen wurden.

Die Sedimente wurden bereits am Bord getrocknet und dann tiefgefroren. Die Koordinaten

der Probenstationen lauten:

M1: 35°49,0‘ N und 025°16,0‘ E, z = 1840 m,

M2: 35°15,0‘ N und 023°42,5‘ E, z = 1224 m,

M3: 34°26,0‘ N und 026°04,0‘ E, z = 4156 m.

Aus dem Marmarameer stand eine Sinkstoffprobe zur Verfügung, die von Mai bis Oktober

1988 mittels einer Sedimentfalle gesammelt wurde. Dabei wurde die Sedimentfalle in einer

Wassertiefe von 961 m an den Koordinaten 40°48,38‘ N und 029°01,39‘ E ausgebracht. Das

partikuläre Material lag in bereits getrockneter und gesiebter Form vor (<1 mm).

Im Februar 1998 wurden drei Oberflächensedimente im Süßwasserbereich der Weser

genommen, zwei Proben in einem Weserseitenbecken bei der Ortschaft Dreye (DR1 im

Abstand von 0,5 und DR2 im Abstand von 3 m vom Ufer) und eine weitere im Uferbereich

der Weser bei Horsten (Abstand zum Ufer: ca. 3 m). Die Proben wurden mit einer Kunst-

stoffschaufel direkt in PE-Beutel überführt.

Auf analoge Weise wurden im April bzw. im September 1996 vier Wattproben im Bereich der

Jade genommen, eine Probe im Sander Watt des Jadebusens, eine Probe bei Schillig und

zwei Proben im Watt vor Hooksiel, wobei eine Probe direkt aus dem Sediment einer ehema-

ligen Muschelbank und die andere aus muschelfreiem Sediment am Rande der Muschelbank

genommen wurde.

In Form von Huminsäureisolaten standen vier weitere Wattproben von 1995 zur Verfügung,

eine aus einem Wattsediment des Neuharlinger Nackens, eine aus dem Solthörner Watt bei

Langwarden, eine aus Duhnen bei Cuxhaven und eine aus dem Schweiburger Watt bei

Augusthausen (de WALL, 1995).

Ebenfalls in der Form eines Huminsäureisolates lag eine Probe eines Skagerrakkerns vor,

der 1985 auf einer Fahrt des FS „Valdivia“ in 525 m Wassertiefe erbohrt wurde. Die Position

der Station lautet 58°00‘ N und 009°00‘ E (FENGLER et al., 1989).

Desweiteren standen fünf Torfproben aus drei Bohrkernen, die im September 1996 im Wan-

gerland erbohrt wurden, zur Verfügung.

Die Koordinaten der drei Bohrlokationen lauten:

W1: 53°37,01‘ N und 007°57,20‘ E,

W2: 53°37,44‘ N und 007°58,05‘ E,

W3: 53°36,29‘ N und 007°56,37‘ E.

Bei der Probe T1 handelt es sich dabei um einen Schilftorf der organischen Basalsequenz,

der im Kern W1 bei einer Tiefe von 11,17 bis 11,23 m anstand. Bei den vier übrigen Torfen


24

handelt es sich um Proben aus der organischen Aufspaltungssequenz. Der Seggentorf T2

(8,19 bis 8,26 m) und der Schilftorf T3 (8,30 bis 8,40 m) stammen aus dem Kern W2.

Die Proben T4, ein Seggentorf aus dem Tiefenbereich 5,28 bis 5,35 m, und T5, ein Schilftorf

aus dem Bereich 5,35 bis 5,40 m, stammen aus dem Kern W3.

Als rein terrestrische Proben wurden eine Ackerbodenprobe (Anthrosol) von einem Maisfeld

bei Gießelhorst (Ammerland) sowie zwei Waldbodenproben aus dem Neuenburger Urwald

genommen. Bei der Ackerprobe handelt es sich dabei um die oberen 15 cm des Oberbodens

eines Stoppelfeldes. Die Probe wurde im April 1998 genommen.

Bei der Urwaldprobe NU1 handelt es sich um den Oberboden (A-Horizont, 0–15 cm) eines

Laubmischwaldes , der noch mit Laubresten und kleinen Zweigen durchsetzt war. Die Probe

NU2 stammt aus dem lehmigen Untergrund (B-Horizont) direkt unterhalb von NU1.

Als weitere Vergleichsprobe wurden in einer Salzwiese bei Cäciliengroden abgestorbene

Quellerpflanzen (Salicornia spec.) gesammelt.

Letztlich stand noch eine Ölschieferprobe aus der Grube Messel in der Nähe von Darmstadt

zur Verfügung. Bei dieser Formation handelt es sich um eine etwa 700 m breite und 1000 m

lange grabenartige Struktur, in der während des Eozäns Süßwassersedimente abgelagert

wurden. Die Bildung dieser sogenannten Messel-Formation fand vor etwa 49 Mio. Jahren im

tiefen Mitteleozän statt. (HABERMEHL & HUNDRIESER, 1983; GOTH et al., 1988; HARMS

& SCHAAL, 1996).


25

Abb. 7 Karten der Probenahmestationen


26

2.1.3 Probenbezeichnungen

Tab. 2 gibt eine Übersicht über die Proben und ihre Kennzeichnungen. Im weiteren Verlauf

dieser Arbeit werden die jeweiligen Proben über diese Kennzeichnungen identifiziert.

Probenart Kennzeichnung

Sedimente der „Planet“-Fahrt 1, 2, ... , 218 (186 Proben standen noch zur

Verfügung)

Sedimente der „Viktor Hensen“-Fahrt DOG1, DOG2, DOG3, DOG4 (Gebiet A)

WG1, WG2, WG3 (Gebiet B)

DB 1 - 4 (Gebiet C) und DB 5 - 8 (Gebiet D)

Sedimente der „Senckenberg“-Fahrt DB 9 - 15 (Gebiet E)

Sedimente der „Dana“-Fahrt NN 2, 3, 4, 5

SC1, SC2, DK

Sedimentkern der „Sonne“-Fahrt Teilproben: S1, ... , S28

Mischprobe aus allen Teilproben: Sonne

Sedimentkern aus dem Landsorttief LT1 (0 - 21 cm)

LT2 (21 - 49 cm)

Wattsedimente Sander Watt: JB

Hooksieler Watt: HS1, HS2

Schilliger Watt: Schillig

Mittelmeersedimente M1, M2, M3

Wesersedimente bei Dreye: DR1, DR2

bei Horsten: HO

Sinkstoffe aus dem Marmarameer SM

Torfproben der Wangerlandkerne T1, ... , T5

Waldbodenproben NU1, NU2

Ackerbodenprobe AC

Ölschiefer aus der Grube Messel ME

Quellerprobe Queller

Huminsäureextrakte aus Wattsedimenten Neuharlinger Nacken: NEU

Watt bei Langwarden: LAN

Watt bei Cuxhaven: CUX

Watt bei Augusthausen: AUG

Huminsäureextrakt aus Skagerrakkern SKK

Tab. 2 Verwendete Probenkennzeichnungen


27

2.2 Gewinnung der Feinfraktion

2.2.1 Vorbehandlung und Siebung

Material:

- Prüfsieb, Edelstahl, Maschenweite 63 µm, nach ISO 3310-1

- Trockenschrank der Firma Heraeus

- Rotormühle „Pulverisette 14“ der Firma Fritsch

- Siebmaschine „Analysette 3“ der Firma Fritsch

- Planetmühle „Pulverisette 5“ der Firma Fritsch mit Mahlbesteck aus Achat

Methode:

Die tiefgefrorenen Sedimente wurden in den verschweißten Beuteln bei Raumtemperatur

über Nacht aufgetaut. Eine Teilprobe von ca. 20 - 30 g wurde abgetrennt und bis zur weite-

ren Untersuchung wieder eingefroren. Anschließend wurde über eine Naßsiebung die Fein-

fraktion (<63 µm) abgetrennt und mit dem Spülwasser in PE-Flaschen aufgefangen. Die

Grobfraktion wurde nicht weiter untersucht. Für einen Zeitraum von mindestens 72 h wurden

die Flaschen erschütterungsfrei gelagert, bis die Feinfraktion völlig sedimentiert war und der

Überstand klar wurde. Der Überstand wurde dekantiert und die zurückbleibende Feinfraktion

im Trockenschrank bei 60 °C getrocknet.

Die Quellerprobe wurde zunächst gewaschen, um sie von anhaftendem Sediment zu

befreien. Anschließend wurde die Probe im Trockenschrank bei 50 °C für 24 h getrocknet,

bevor sie mit einer Rotormühle bei 12000 U/min gemahlen wurde. Die Feinfraktion (<63 µm)

wurde mittels einer Siebmaschine trocken abgetrennt.

Die Wald- und Ackerbodenproben wurden im Trockenschrank für 24 h bei 50 °C getrocknet

und ebenfalls in der Siebmaschine über das 63 µm-Prüfsieb fraktioniert.

Die Torfproben wurden nach dem Auftauen bei 50 °C getrocknet und als Gesamtproben

untersucht.

Die Ölschieferprobe aus der Grube Messel wurde in einer Planetmühle in Mahlbechern aus

Achat gemahlen und anschließend in der Siebmaschine fraktioniert.

2.2.2 Bestimmung des Feinfraktionanteils und des Wassergehalts

Material:

- Prüfsieb, Edelstahl, Maschenweite 63 µm, nach ISO 3310-1

- Waage „BP210S“ der Firma Satorius

- Trockenschrank der Firma Heraeus


28

Methode:

Die Teilproben der Sedimente (vergl. 2.2.1) wurden aufgetaut und überstehendes Wasser

dekantiert. Die Proben wurden dann in Porzellantiegel eingewogen und über Nacht bei

110 °C im Trockenschrank getrocknet. Anschließend wurden die Proben zurückgewogen

und so ihr Wassergehalt bestimmt. Die Proben wurden dann mittels einer Naßsiebung über

ein 63 µm-Prüfsieb fraktioniert, wobei die Feinfraktion mit dem Spülwasser in einer Porzel-

lanschale aufgefangen wurde. Nach der Trocknung der Feinfraktion bei 110 °C wurde ihre

Masse bestimmt und damit ihr prozentualer Gewichtsanteil am Gesamtsediment ermittelt.

Eine Korrektur der Werte wurde für einen angenommenen Salzgehalt von 32 * 10-3 für das

Porenwasser vorgenommen. Dieser Wert entspricht dem mittleren Salzgehalt, wie er für die

untersuchten Proben anzunehmen ist. Für Proben der offenen Nordsee ist ein Salzgehalt

von bis zu 35 * 10-3 zu erwarten, während die Werte für die Deutsche Bucht um 32 * 10-3, im

Bereich des Wattenmeeres um 29 - 30 * 10-3 liegen (THIES 1985).

2.3 Elementaranalytische Untersuchung der Feinfraktion

2.3.1 Bestimmung des Kohlenstoff- und Schwefelgehalts

2.3.1.1 Organischer Kohlenstoff

Material:

- Coulomat 702 der Firma Ströhlein

- Heizplatte

- Standard: getrocknetes Calciumcarbonat (12,00% C)

Methode:

Um anorganische Karbonatverbindungen zu entfernen, wurden jeweils ca. 50 mg Probe mit

1N Salzsäure versetzt. Nicht umgesetzte Säure wurde anschließend auf einer Heizplatte

abgedampft.

Im Sauerstoffstrom wurden die Proben dann bei 1200 °C verbrannt und freigesetztes H2O

sowie Schwefeloxide in einer Magnesiumperchlorat- bzw. Perhydritfalle aus dem Gasstrom

entfernt. Ebenfalls störende Halogenidverbindungen wurden in einem Kontaktofen bei

500 °C durch Silberwolle abgefangen.

Das verbleibende CO2 wurde in eine coulometrische Meßzelle mit Bariumperchlorat / Bari-

umcarbonat-System eingeleitet und die entstehende Potentialänderung mittels Elektrode

registriert. Anschließend erfolgte eine coulometrische Rücktitration, bei der die erforderliche

Strommenge ermittelt und ausgegeben wurde. Diese ist proportional zur eingeleiteten Menge


29

an CO2, so daß der organische Kohlenstoff der untersuchten Probe quantifiziert werden

konnte.

Eine Kalibrierung der Messung erfolgte über die Bestimmung von trockenem Calciumcarbo-

nat (12,00% C). Die Bestimmung von 20 Standards ergab eine relative Standardabweichung

von 0,89%.

2.3.1.2 Gesamtkohlenstoff, anorganischer Kohlenstoff und Gesamtschwefel

Material:

- Analysator SC-444 der Firma Leco

- Standards: Calciumcarbonat (12,00% C), Leco-Kohlestandards mit 0,63, 0,89 und 95% S

Methode:

Bei dieser Verbrennungsanalyse wurden jeweils ca. 100 mg Probe im Sauerstoffstrom bei

1400 °C verbrannt. Freigesetztes H2O wurde in Anhydronfallen aus dem Gasstrom entfernt,

bevor die freigesetzten Gase CO2 und SO2 in einer IR-Detektorzelle simultan quantitativ

erfaßt und anschließend ausgegeben wurden.

Die Kalibrierung für Kohlenstoff erfolgte mit trockenem Calciumcarbonat (12,0% C). Die

Schwefelkalibrierung erfolgte hingegen über drei käufliche (LECO) Schwefelstandards mit

Gehalten von 0,63%, 0,89% und 0,95% Schwefel.

Der Anteil an anorganischem Kohlenstoff wurde aus der Differenz des ermittelten Gesamt-

kohlenstoffs und dem separat bestimmten (s. 2.3.1.1) organischen Kohlenstoff errechnet.

Die Bestimmung von 20 Calciumcarbonat-Standards ergab eine relative Standardabwei-

chung von 1,49%. Für die Schwefelbestimmung wurde aus 20 Kohlestandards (0,89% S)

eine relative Standardabweichung von 1,53% ermittelt.

2.3.2 Bestimmung des Stickstoffgehalts

Material:

- Stickstoffanalysator Vario EL der Firma Elementar

- Zinnschiffchen

- Standard: Acetanilid

Methode:

Für die Verbrennungsanalyse wurden jeweils ca. 10 mg Probe in Zinnschiffchen eingewogen

und unter Ausschluß von Luft eingerollt. Die Verbrennung der Proben erfolgte im Gasstrom

bei 960 °C, wobei Helium als Trägergas fungierte. Das im Verbrennungsrohr befindliche

Kupferoxid diente der Optimierung der Oxidation der freigesetzten Gase. Möglicherweise


30

freigesetzte Schwefeloxide wurden bereits im Verbrennungsrohr mittels Bleichromat aus

dem Gasstrom entfernt. In den zwei folgenden Reduktionsrohren wurden die Stickoxide bei

500 °C am Kupferkontakt zu elementarem Stickstoff reduziert. Zur Entfernung der Haloge-

nidverbindungen aus dem Gasstrom befand sich auch Silberwolle in den Reduktionsrohren.

In nachgeschalteten Sicapent- und Natriumhydroxidfallen wurden H2O und CO2 aus dem

Gasstrom entfernt, so daß schließlich nur noch der Stickstoff die Detektorzelle erreichte. Hier

wurde mittels einer Wärmeleitfähigkeitsdifferenz zwischen dem Probegasstrom und einem

Heliumreferenzstrom die aus der Probe freigesetzte Stickstoffmenge ermittelt.

Als Kontrollstandard diente Acetanilid mit einem Stickstoffgehalt von 10,36%. Die relative

Standardabweichung bei der Bestimmung von 20 Standards betrug 0,46%.

2.3.3 Bestimmung des Phosphorgehalts

Bei der Bestimmung von Phosphor handelt es sich stets um die Bestimmung von Phospha-

ten. Die Bestimmung des partikulären organisch gebundenen Phosphats (POP) erfolgte

nach der Differenzmethode von ASPILA et al. (1976). Dazu ist es notwendig, sowohl das

partikuläre Gesamtphosphat (TPP) als auch das partikuläre anorganische Phosphat (PIP)

aus den Sedimenten zu extrahieren und einzeln zu bestimmen (Phosphatfraktionierung).

2.3.3.1 Extrahierbares anorganisches Phosphat

Material:

- Photometer Uvicon 930 der Firma Kontron

- Schüttler der Firma Gerhard

- Zentrifuge Megafuge 1.0R der Firma Heraeus

- 1M Salzsäure

- Ascorbinsäurereagenz: 10 g Ascorbinsäure werden in 50 mL Wasser gelöst und mit 4,5M

Schwefelsäure auf 100 mL aufgefüllt.

- Mischreagenz:

Lösung A: 7,5 g Kaliumheptamolybdat-tetrahydrat werden in 100 mL Wasser gelöst.

Lösung B: 2,5 g Kaliumantimonyltartrat werden in 100 mL Wasser gelöst.

Für das Mischreagenz werden 90 mL 4,5M Schwefelsäure, 30 mL der Lösung A und

5 mL der Lösung B vermischt.

- Phosphatstandard (1 ppm) der Firma Merck (Darmstadt)

- trockenes Kaliumdihydrogenphosphat


31

Methode:

Jeweils ca. 25 mg Feinfraktion wurden mit 5 mL Salzsäure versetzt und für 16 h unter

Schütteln extrahiert. Der Extrakt wurde abzentrifugiert und eine Teilprobe von 1 mL in ein

PP-Fläschchen überführt und mit 9 mL Wasser verdünnt. Anschließend wurden 0,2 mL

Ascorbinsäurereagenz und 0,2 mL Mischreagenz zur Probelösung gegeben und mit dieser

vermischt. Die Hexamolybdänsäure aus dem Mischreagenz reagiert mit vorhandenem Phos-

phat zu Molybdatophosphorsäure, welche durch Ascorbinsäure zu Heteropolysäure

(H3(PmoO12O38(H2O)) reduziert wird. Die entstandene blau Heteropolysäure wurde 10 Min.

nach der Reagenzienzugabe photometrisch bei 880 nm quantitativ bestimmt. Dieses Zeitin-

tervall wurde für alle Proben exakt eingehalten. Die Bestimmung der Phosphatkonzentration

erfolgte über das Lambert-Beersche-Gesetz. Danach gilt für Absorptionen bis zu 1,5 AU fol-

gende lineare Beziehung zwischen der Absorption A, der Konzentration c und der optischen

Weglänge d: A = ε * c * d.

Der in der Literatur angegebene molare Absorptionskoeffizient ε beträgt 22.700 [dm3 mol-1

cm-1] (GRASSHOFF et al., 1983). Zur Überprüfung des Koeffizienten wurde an jedem Meß-

tag über die Messung von vier Standardlösungen mit Konzentrationen zwischen 0 und

20 µmol PO43-/dm3 eine Kalibriergerade ermittelt.

Die Bestimmung von 10 Kaliumdihydrogenphosphatlösungen der Konzentration 10,0 µmol

PO43-/dm3 ergab eine relative Standardabweichung der Absorption von 1,52%

2.3.3.2 Extrahierbares Gesamtphosphat und organisches Phosphat

Zur Bestimmung des Gesamtphosphats wurden jeweils ca. 25 mg Feinfraktion in einem

Muffelofen der Firma Heraeus für eine Stunde bei 550 °C geglüht. Dadurch wurde die orga-

nische Matrix zerstört und das vorher gebundene Phosphat der Salzsäureextraktion zugäng-

lich gemacht. Anschließend wurden die Proben wie oben aufgearbeitet und der Phosphatge-

halt bestimmt. Der Anteil des organischen Phosphats wurde schließlich über die Differenz

aus Gesamtphosphat und anorganischem Phosphat ermittelt.

2.4 Gewinnung, Isolierung und Reinigung der Huminsäurefraktion

Material:

- Zentrifugenröhrchen aus Teflon

- Zentrifuge Varifuge der Firma Heraeus


- Trockenschrank


32

- 0,1M Natronlauge

- Flußsäure (5%)

- Lösungsmittelgemisch: Dichlormethan / Methanol (9:1 (v/v))

- 2M Salzsäure

- Dialyseschlauch der Firma Medicell: Durchmesser 44,4 cm, Porengröße 24 Å

Methode:

Die Gewinnung der Huminsäuren erfolgte in Anlehnung an das von der IHSS vorgeschla-

gene Verfahren (WEBER, 1999) über eine alkalische Extraktion mit 0,1M Natronlauge (vergl.

auch Abschnitt 1.3). Auf den häufiger verwendeten Zusatz von Natriumpyrophosphat

(SAITO & HAYANO, 1981; GARCIA et al., 1993) wurde verzichtet, da auch die

Phosphorgehalte in den Huminsäurefraktionen bestimmt werden sollten. Bei Verwendung

von Na4P2O7 als Extraktionsmittel kommt es zum Einbau von Pyrophosphationen besonders

in die niedermolekularen Fraktionen der Huminsäuren (FRANCIOSO et al., 1998a).

Der Huminstoffextraktion vorgeschaltet wurde eine Extraktion der freien Lipide mit einem

Lösungsmittelgemisch aus Dichlormethan und Methanol (9:1; v/v) sowie die Entfernung von

Karbonatverbindungen mit 2M Salzsäure.

Die einzelnen Extraktionsschritte wurden wie folgt vorgenommen:

Zunächst wurden ca. 7 g Probe, bei nicht ausreichendem Probenmaterial auch entsprechend

weniger, in Zentrifugenröhrchen aus Teflon eingewogen und mit ca. 50 mL Dichlor-

methan / Methanol versetzt. Die Proben wurden über Nacht geschüttelt und anschließend

zentrifugiert. Dieser Vorgang wurde so oft wiederholt, bis das Zentrifugat farblos blieb. Die

vereinigten Extrakte wurden bis zu ihrer fluorimetrischen Analyse bei 4 °C aufbewahrt. Der

Rückstand wurde bei 50 °C getrocknet und anschließend vorsichtig mit 2M Salzsäure ver-

setzt und solange geschüttelt, bis keine Gasentwicklung mehr zu beobachten war. Die über-

schüssige Säure wurde mit Natronlauge bis zu einem pH-Wert von 6 neutralisiert und der

Überstand abzentrifugiert. Anschließend wurden die Proben noch zweimal mit Wasser

gewaschen und danach bei 50 °C getrocknet.

Nach Zugabe von ca. 50 ml 0,1 M Natronlauge wurden die Proben über Nacht geschüttelt

und anschließend zentrifugiert. Dieser Vorgang wurde solange wiederholt, bis das Zentrifu-

gat so gut wie farblos blieb; maximal wurden je Probe jedoch nur fünf Extraktionen durchge-

führt (vergl. auch Abschnitt 3.3.2). Die vereinigten Extrakte wurden mit 2M Salzsäure bis zu

einem pH-Wert von 1 angesäuert und für mehrere Stunden stehengelassen. Die dabei aus-

gefallenen Huminsäuren wurden abzentrifugiert und erneut in 0,1M Natronlauge gelöst. Der

Vorgang der Ausfällung und Lösung wurde jeweils dreimal wiederholt, bevor die Proben vor

der letzten Fällung in Dialyseschläuche überführt wurden. Zur Reinigung der Extrakte und

zur Entfernung von Salzen aus den Probelösungen wurden diese jeweils eine Woche gegen

Leitungswasser und eine Woche gegen zweifach destilliertes Wasser dialysiert, wobei das


33

Wasser täglich gewechselt wurde. Danach wurden die gereinigten Huminsäuren erneut mit

Salzsäure gefällt, abzentrifugiert und im Trockenschrank bei 50 °C getrocknet.

Die Bestimmung des Aschegehalts der erhaltenen Extrakte zeigte, daß die Proben z.T.

erhebliche Mengen an anorganischen „Verunreinigungen“ enthielten (vergl. 3.3.3). Da diese

mitextrahierten Verbindungen aber einen Einfluß auf die spektroskopischen Eigenschaften

aus dem ultravioletten bis sichtbaren (UV/Vis, vergl. 3.3.6) und insbesondere infraroten (IR,

vergl. 3.3.7) Anregungsbereich aufwiesen, wurden die Proben einer weiteren Aufreinigung

unterzogen.

Dazu wurden die Huminsäureextrakte mit 5%iger Flußsäure versetzt und für 36 Stunden

geschüttelt. Nach dem Abzentrifugieren des Extraktionsmittels wurden die Proben noch

zweimal mit Wasser gewaschen und anschließend bei 50 °C getrocknet. Dieses aus dem

Bereich terrestrischer Huminstofforschung stammende Verfahren hat sich bei der Reduzie-

rung von Silikatmineralen aus Huminsäureproben gut bewährt (HEDGES et al., 1997).

2.5 Untersuchung der Lipidfraktion

2.5.1 Bestimmung des Lipidgehalts

Material:

- Rotationsverdampfer der Firma Resona mit Membranpumpe der Firma Vacubrand

- Waage BP210S der Firma Satorius

Methode:

Um den Lipidgehalt der Proben quantitativ zu erfassen, wurden die vereinigten Lipidextrakte

in einen vorgewogenen Rundkolben überführt und am Rotationsverdampfer bei 40 °C Was-

serbadtemperatur und einem Druck von zunächst 500, später 15 hPa von dem Lösungsmit-

telgemisch befreit. Durch Zurückwiegen des Kolbens konnte der Lipidanteil der Proben

ermittelt werden.

2.5.2 Fluoreszenzspektroskopische Analyse der Lipidfraktion

Material:

- Fluoreszenzspektrometer SFM 25 der Firma Kontron

- 1 cm Quarzküvette

Methode:

Der Lipidrückstand (vergl. Abschnitt 2.5.1) wurde in 50 mL Dichlormethan aufgenommen und

fluoreszenzspektroskopisch untersucht. Auf die Verwendung von Methanol als Lösungsmittel


34

wurde verzichtet, da dieses besonders bei den Synchronspektren eigene Fluoreszenzaktivi-

tät aufwies (vergl. Abb. 8).

Von den Lipidextrakten wurde jeweils ein Anregungs-, Emissions- und Synchronspektrum

aufgenommen.

Bei den Anregungsspektren wurde die Fluoreszenzemission bei einer Wellenlänge von

450 nm gemessen, während die Proben sequentiell über einen Bereich von 200 – 420 nm

angeregt wurden.

Für die Emissionsspektren wurden die Probe bei einer Wellenlänge von 350 nm angeregt,

während die Fluoreszenzemission im Bereich von 370 - 550 nm detektiert wurden.

Für die Aufnahme der Synchronspektren wurden die Proben sequentiell über einen Wellen-

längenbereich von 250 - 550 nm angeregt, während die jeweilige Fluoreszenz-emission in

einem Abstand von 50 nm oberhalb der jeweiligen Anregungswellenlänge detektiert wurde.

300 400 500 600E m iss ion (nm )

rel.

Flu

ores

zenz

S ynchronspektren

D ich lorm ethan / M ethano l (9 :1)

D ich lorm ethan

Abb. 8 Fluoreszenzsynchronspektren von Dichlormethan und einem Lösungs-

mittelgemisch aus Dichlormethan und Methanol im Volumenverhältnis

9:1


35

2.6 Untersuchung der Huminsäurefraktion

2.6.1 Bestimmung des Aschegehalts

Material:

- Kammerofen der Firma Heraeus

- Mikrofeinwaage M2P der Firma Satorius

- Aluminiumschiffchen

- Exsikkator

Methode:

Um den Gehalt an anorganischen Verunreinigungen (Asche) in den Huminsäureisolaten zu

bestimmen, wurde die organische Matrix im Kammerofen verbrannt. Dazu wurden jeweils 2 -

5 mg Huminsäure in vorgeglühte Aluminiumschiffchen eingewogen und für 12 h im Kammer-

ofen bei 600 °C geglüht. Nach dem Abkühlen im Exsikkator wurde der Rückstand zurückge-

wogen.

2.6.2 Elementaranalyse (C, N, P) und Isotopenbestimmung ( 13C, 15N)

2.6.2.1 Phosphatbestimmung

Für die Ermittlung des Phosphorgehaltes der Huminsäurefraktionen wurde ihr Glührückstand

(vergl. Abschnitt 2.6.1) für 30 Min. mit 2 mL 1M Salzsäure extrahiert. 1 mL des Extraktes

wurde dann mit 9 mL Wasser verdünnt und der Phosphatgehalt, wie in 2.3.3 beschrieben,

bestimmt.

2.6.2.2 Elementaranalyse (C, N) und Isotopenbestimmung ( 13C, 15N)

Material:

- Stable Isotope Analyser 20-20 der Firma Europa Scientific

- Zinnschiffchen

- Standard: Harnstoff

Methode:

Bei der Bestimmung der Kohlenstoff- und Stickstoffisotopenverhältnisse sowie der Absolut-

gehalte der beiden Elemente handelt es sich um eine Verbrennungsanalyse im Sauer-

stoffstrom bei 1000 °C mit anschließender Reduktion bei 550 °C und massenspektrometri-

scher Detektion.


36

Die Kalibrierung und Kontrolle des Meßsystems erfolgte über die Einwaage eines zertifizier-

ten Harnstoffstandards nach jeder zweiten Messung. Diese Standards dienten auch als

Referenzmaterial für die Ausgabe der Isotopenwerte, da diese in der allgemein üblichen δ-

Notation erfolgen sollte.

Bei der Angabe von Isotopenverhältnissen handelt es sich stets um die Relation stabiler

Isotope des entsprechenden Elements. Im Falle des Kohlenstoffs handelt es sich dabei um

die Isotope 12C und 13C und im Falle des Stickstoffs um 15N und 14N. Um die erhaltenen

Werte miteinander vergleichen zu können, werden sie in der Regel in Relation zu einem

normierten Standard in Form eines δ− Wertes angegeben. Dieser Wert ist wie folgt definiert:

δ (in ‰) = (Vx / Vs – 1) * 1000

wobei V das Verhältnis des schwereren Isotops zum leichteren Isotop angibt, mit x dem Wert

für die Probe und s dem Wert für den Standard (KENDAL & CALDWELL, 1998).

Als Standard dient bei den Stickstoffisotopen atmosphärische Luft mit einem konstanten 15N-

Anteil von 0,3677%. Bei den Kohlenstoffisotopen kommt ein fossiler Belemnit aus der Pee

Dee Formation (PDB) (Pee Dee River, South Carolina) zum Einsatz. Dieser Standard weist

ein 12C/13C – Verhältnis von 1,1237 * 10-2 auf (KENDALL & CALDWELL, 1998).

Die Angabe der δ13C- und δ15N-Werte dieser Arbeit basiert auf einer Umrechnung der

gegenüber dem Harnstoffstandard gemessen Werte auf die Standards PDB und Luft. Als

Referenz für alle Proben wurden jeweils 150 µg Stickstoff über den Harnstoffstandard ein-

gewogen.

Obwohl der Analysator durch den Einbau einer GC-Säule in der Lage ist, die aus den Proben

freigesetzten Analysengase in einem Analysengang zu messen, wurden für die Kohlenstoff-

und Stickstoffmessungen separate Bestimmungen durchgeführt. Der Grund hierfür lag in der

zu erwartenden hohen Differenz zwischen den Elementgehalten der Huminsäuren und der

damit verbundenen Problematik einer angepaßten Kalibrierung.

Es wurden daher für die Kohlenstoffmessungen jeweils ca. 1 mg und für die Stickstoffmes-

sungen jeweils ca. 7 mg Probe in Zinnschiffchen eingewogen.

Die Absolutgehalte an Kohlenstoff und Stickstoff konnten aus dem ausgegebenen Sum-

menmeßwert berechnet werden.

Die Bestimmung von jeweils 20 Harnstoffstandards für die Kohlenstoff- bzw. Stickstoffwerte

ergab folgende relative Standardabweichungen:

- C-Gehalt: 1,53%

- δ13C-Wert: 0,59%

- N-Gehalt: 1,35%

- δ15N-Wert: 1,77%


37

2.6.3 Fluoreszenzspektroskopie

2.6.3.1 1D-Fluoreszenzspektroskopie

Material:

- Fluoreszenzspektrometer SFM 25 der Firma Kontron

- 1 cm Quarzküvette

Methode:

Ca. 5 mg Probe wurden in 20 mL 0,1M Natronlauge gelöst und in einer Quarzglasküvette

vermessen. Von jeder Probe wurde ein Anregungs-, Emissions- und Synchronspektrum auf-

genommen.

In Anlehnung an die Arbeiten von SENESI et al. (1989a, b) wurden dabei folgende Parame-

ter eingehalten:

Bei den Anregungsspektren wurde die Fluoreszenzemission der Proben bei einer Wellen-

länge von 520 nm detektiert, während die Anregung sequentiell über den Wellenlängenbe-

reich von 280 – 490 nm erfolgte.

Für die Emissionsspektren erfolgte die Anregung bei 360 nm, während die Emission über

den Bereich von 390 – 550 nm detektiert wurde.

Für die Synchronspektren, bei denen Anregung und gemessene Emission in einem festen

Wellenlängenabstand durchfahren werden, wurde eine Wellenlängendifferenz ∆λ von 18 nm

gewählt. Diese empirisch ermittelte Differenz hat sich für Huminstoffe als besonders geeignet

erwiesen, da sie eine optimale Auflösung der Spektren bedingt (MIANO et al., 1988). Die

Anregung der Proben erfolgte über den Wellenlängenbereich von 232 – 550 nm.

Bei der Auswahl der Detektorwellenlänge (Emission) für die Anregungsspektren finden sich

in der Literatur z.T. erhebliche Unterschiede. Während viele Autoren Emissionswellenlängen

zwischen 500 und 560 nm vorschlagen (z.B. VISSER, 1983 (500 nm); SENESI et al., 1991

(520 nm); MIANO et al., 1988 (560 nm)) finden sich auch Untersuchungen, die die Fluores-

zenzemissionen bei deutlich kürzeren Wellenlängen beobachten. Um den Einfluß von

Raman-Streuungen auf die Fluoreszenzspektren von Huminstoffen zu minimieren, schlägt

LIEBEZEIT (1988) eine Emissionswellenlänge von 420 nm vor, deren Lage dem Maximum

der Fluoreszenz aus den Emissionsspektren mariner Huminstoffe entspricht.

Aus diesem Grunde wurden von den hier untersuchten Proben auch Anregungsspektren mit

folgenden Vorgabeparametern aufgenommen: Die Anregung erfolgte zwischen 200 –

410 nm, während die Emission bei 440 nm detektiert wurde.


38

2.6.3.2 2D-Fluoreszenzspektroskopie

Material:

- Fluoreszenzspektrometer F4500 der Firma Hitachi

- 1cm Quarzküvette

Methode:

Jeweils ca. 1 mg der vier Huminsäureisolate NN2, HS2, T1 und AC wurden in 10 ml 0,1M

Natronlauge gelöst und in einer 1 cm Quarzglasküvette vermessen.

Für die Aufnahme der 2D-Spektren, bei denen die Fluoreszenzintensitäten in Abhängigkeit

von Anregungswellenlängen und Emissionswellenlängen dargestellt werden, wurden fol-

gende Parameter gewählt:

Die sequentielle Anregung der Proben erfolgte in diskreten Intervallen von 10 nm über einen

Bereich von 250 – 570 nm, während die dazugehörigen Emissionsintensitäten ebenfalls in

10 nm – Intervallen über den Wellenlängenbereich von 270 – 650 nm ermittelt wurden. Die

Spaltbreite auf der Seite der Anregung betrug 10 nm, der Emissionsspalt war auf 20 nm

begrenzt.

2.6.4 UV/VIS-Spektroskopie

Material:

- Spektralphotometer Uvicon 930 der Firma Kontron

- UV-Küvette, 1 cm


- Kupfer-(II)-Standardlösungen (mit CuSO4 * 5 H2O angesetzt)

S1: enthält 1,0 * 10-4 mol / L Cu(II)



Methode:

Für die Aufnahme der UV/Vis-Spektren wurden jeweils ca. 2 mg Huminsäure in 20 mL 0,1M

Natronlauge gelöst und in eine 1 cm UV-Küvette überführt.

Die Absorption wurde über den Wellenlängenbereich von 230 – 700 nm gemessen. Dabei

wurde darauf geachtet, daß die Absorption einen Maximalwert von 2,0 AU nicht überschritt,

gegebenenfalls wurden die Huminsäurelösungen mit Natronlauge entsprechend verdünnt.

Der Grund hierfür liegt in der Tatsache, daß in der UV/Vis-Spektroskopie die Genauigkeit der

Messung bei sehr kleinen und sehr großen Absorptionen stark abnimmt. Der optimale Meß-

bereich liegt nach OWEN (1996) zwischen 0,3 und 1,0 AU.


39

Zusätzlich wurde für jede Probe die Absorption bei den vier Wellenlängen 665, 465, 407 und

270 nm gemessen, wobei die Meßdauer für jede Wellenlänge 5 Sekunden betrug.

Alle Messungen erfolgten gegen eine Blindprobe mit 0,1M Natronlauge.

Um den möglichen Einfluß von Metallionen auf das Absorptionsverhalten der Huminsäurelö-

sungen zu untersuchen, wurde folgender Test durchgeführt:

Jeweils 10 mg der Huminsäuren SC1 und T2 wurden in 20 ml Natriumkarbonatlösung (5%)

gelöst und im Volumenverhältnis von 1:1 mit den drei Kupfer-Standardlösungen S1, S2 bzw.

S3 vermischt und für 48 h geschüttelt. Anschließend wurden die Absorptionsspektren über

einen Wellenlängenbereich von 230 - 700 nm aufgenommen. Dabei erfolgten die Messungen

gegen die jeweiligen Referenzlösungen aus Natriumkarbonatlösung und dem entsprechen-

den Kupferstandard im Volumenverhältnis 1:1.

2.6.5 FT-IR-Spektroskopie

Material:

- FT-IR-Spektrometer FTS 7 der Firma Bio-Rad

- Kaliumbromid, IR-grade

- Preßwerkzeug zur Pellet-Herstellung

Methode:

Bei den Verfahren zur Infrarotspektroskopie von Huminstoffen dominiert eindeutig die auch

in dieser Arbeit angewendete Feststoff-Pellet-Methode (MacCARTHY & RICE, 1985).

Dazu wurden jeweils ca. 1 mg Huminsäure mit ca. 100 mg Kaliumbromid in einer Presse bei

8t Preßdruck zu einem klaren Pellet geformt. In einer CO2 gespülten Meßzelle wurden

anschließend die FT-IR-Spektren zwischen den Wellenzahlen 225 und 4000 cm-1 aufge-

nommen. Die Anzahl der durchgeführten Scans pro Messung variierte zwischen 8 und 32.

2.6.6 Quantifizierung von IR-Banden

Um die große Anzahl an IR-Spektren besser miteinander vergleichen zu können, wurde der

charakteristische Spektrenbereich zwischen ca. 1900 und 900 Wellenzahlen/cm (WZ)

mathematisch in einzelne Gauss-Amplituden zerlegt. Dadurch war es möglich, in jedem

Spektrum einzelne Schwingungsbanden zu quantifizieren und diese anschließend in Rela-

tion zu setzen. Die graphischen Informationen eines Spektrums wurden auf diesem Wege in

numerische Informationen transformiert.


40

Das mathematische Verfahren, das dabei zum Einsatz kam, basierte auf dem Algorithmus

einer Residualanalyse und wurde rechnergestützt angewendet. Als Software kam dabei das

Programm PeakFit TM der Firma AISN Software Inc. in der Version 4 zum Einsatz.

Nach der Transformation der Transmissionsdaten in Absorptionswerte wurden die Meßdaten

in PeakFitTM eingelesen. Um mögliches Rauschen aus den Rohdaten der Messungen zu

filtern, wurden die Daten mit einem Fast-Fourier-Transform-Filter (FFT) geglättet. PeakFitTM

optimiert dabei den Filtergrad automatisch, um die Daten so wenig wie möglich zu verän-

dern.

Nach der Auswahl des zu untersuchenden Meßbereiches (hier der Bereich zwischen dem

Transmissionsminimum um 1870 WZ und dem Minimum um 840 WZ), wurden die Daten auf

eine neue Basislinie umgerechnet. Als Basislinie diente dabei die lineare Verbindung vom

ersten zum letzten Datenpaar, welches sich im selektierten Bereich befand.

Diese scheinbar willkürliche Auswahl der Basislinie entsprach jedoch dem jeweiligen Trend

der Transmissionswerte, der in den einzelnen Spektren zu erkennen war.

Der so vorbereitete Datensatz (Absorptionskurve) wurde nun über den Algorithmus einer

Residualanalyse in einzelne Gauss-Amplituden zerlegt, wobei für die Berechnung weder die

Anzahl noch die Breite der Amplituden vorgegeben wurden. Die Vorgehensweise bei einer

solchen Residualanalyse ist dabei im wesentlichen die folgende:

Zunächst werden alle lokalen Maxima der Absorptionskurve detektiert und an diesen Posi-

tionen die Maxima der Gauss-Amplituden festgelegt. Aus der Summe dieser Gauss-Amplitu-

den erhält man nun eine erste angepaßte Kurve, die in der Regel stark von der Absorptions-

kurve abweicht. Das Programm vergleicht nun die Ordinatenabweichungen (Residuen) der

angepaßten und der originalen Kurve. Überschreitet ein Residuum einen vorgegebenen

Schwellenwert, so ergänzt das Programm an dieser Stelle ein weitere Amplitude. Auf diese

Weise können versteckte Maxima erkannt werden.

Liegen jetzt alle Amplituden fest, kann die eigentliche Kurvenanpassung erfolgen. In einzel-

nen Iterationsschritten werden die Amplitudenhöhen und -weiten solange variiert, bis die

angepaßte Kurve mit der Originalkurve annähernd übereinstimmt.

Für die Spektrenauswertung wurde die Prozedur der Kurvenanpassung jeweils solange

durchgeführt, bis ein Anpassungskoeffizient von r2 > 0,999 erreicht war.

Die Flächenanteile der einzelnen Amplituden an der Gesamtfläche aller Peaks wurden von

PeakFitTM automatisch berechnet und ausgegeben.

Mit diesem Verfahren wurde folglich nicht nur eine Quantifizierung der Schwingungsbanden

erreicht, sondern auf mathematischem Wege auch die Auflösung der Spektren verbessert,

da auch stark überlagerte Banden erfaßt und ausgewertet werden konnten.


41

2.6.7 Protonen-NMR-Spektroskopie

Material:

- NMR-Spektrometer Avance 500 Digital der Firma Bruker

- Deuteriumoxid mit 99,9 Atom% Deuterium

- Natriumdeuteroxid (40%) mit 99,9 Atom% Deuterium gelöst in Deuteriumoxid

- NMR-Röhrchen mit 5 mm Durchmesser

- Ultraschallbad Sonorex der Firma Bandelin electronic

- Zentrifuge der Firma Heraeus

Methode:

Zur Aufnahme der Protonen-NMR-Spektren wurden von 10 Huminsäureisolaten jeweils 30 –

40 mg mit Flußsäure behandelte Probe in einer Lösung aus 0,5 ml Deuteriumoxid und

0,5 mL Natriumdeuteroxid (40%) in Deuteriumoxid für zwei Stunden im Ultraschallbad gelöst

und durch Zentrifugation von unlöslichen Rückständen getrennt. Die Lösungen wurden in

NMR-Röhrchen überführt und bei 500 MHz mit 64 Scans gemessen. Die Kalibrierung des

Meßsystems erfolgte mit reinem Deuteroxid bei einer chemischen Verschiebung von

4,70 ppm.

2.7 Mikroskopie

Zur Verdeutlichung der Koextraktion von anorganischen Verunreinigungen bei der Humin-

säuregewinnung wurden von einigen Originalisolaten sowie deren mit Flußsäure behandel-

ten Entsprechungen mikroskopische Aufnahmen angefertigt. Dazu wurden ca. 1 mg Probe

auf einen Objektträger aufgebracht und mit einem Axiovert-100-Mikroskop der Firma Zeiss

200-fach vergrößert.

2.8 Chemikalien

Alle in Kapitel 2 angegebenen Chemikalien stammten von den Firmen Merck (Darmstadt),

Riedel-de Haen (Seelze), Scharlau (Barcelona) bzw. Sigma-Aldrich (Deisenhofen) und tru-

gen das Reinheitszertifikat „p.A.“.

Wenn nicht besonders erwähnt, handelt es sich bei dem verwendeten Wasser um Reinst-

wasser aus einer Seralpur Pro 90 CN–Anlage, welches eine Qualität von zweifach destillier-

tem Wasser aufwies.


42

2.9 Statistische Analysen

Die Berechnung von Mittelwerten und Standardabweichungen erfolgte mit dem Programm

„Excel97“ der Firma Microsoft. Auch die Flächenintegrale der Fluoreszenzsynchronspektren

wurden mit diesem Programm bestimmt.

Die Ermittlung von Korrelationskoeffizienten (Pearson-Produkt-Korrelation) sowie die multi-

dimensionale Skalierung (MDS) erfolgte mit dem Programm „Statistica für Windows“ (Ver-

sion 4.5) der Firma StatSoft Inc. Die für die MDS-Analyse notwendige Distanzmatrix (Euklidi-

sche Distanzen) wurde ebenfalls mit „Statistica“ berechnet.

Ergebnisse

43

3 Ergebnisse

3.1 Basisparameter der Sediment- und Vergleichsproben

Zur grundlegenden Charakterisierung der Proben wurden einige physikalische bzw. chemi-

sche Basisparameter bestimmt. Dazu zählen bei den Sedimentproben ihr Wassergehalt und

der prozentuale Gewichtsanteil an Ton- und Siltpartikeln am Gesamtsediment, also der Teil-

chenfraktion, die ein Sieb mit der Maschenweite von 63 µm noch passiert. Diese Fraktion

wird im Folgenden nur noch allgemein als Feinfraktion bezeichnet. Von den Feinfraktionen

der Sedimente sowie den Vergleichsproben wurden zudem folgende elementaranalytische

Größen bestimmt:

- der Gehalt an Kohlenstoff insgesamt (TC)

- der Gehalt an organischem Kohlenstoff (TOC)

- der Gehalt an anorganischem Kohlenstoff (TIC)

- der Gehalt an Schwefel (TS)

- der Gehalt an Stickstoff (TN)

- der Gehalt an partikulär gebundenem Phosphat insgesamt (TPP)

- der Gehalt an partikulär gebundenem organischem Phosphat (POP)

- der Gehalt an partikulär gebundenem anorganischem Phosphat (PIP)

3.1.1 Wassergehalt und Feinfraktionsanteil der Sedimentproben

Bei dem größten Teil der untersuchten Nordseesedimente (122 Proben) handelt es sich um

sandige Sedimente mit einem Feinfraktionsanteil von unter 5%. Lediglich neun Proben wei-

sen Anteile von über 25% Feinfraktion auf. Die Verteilung der Feinfraktionsanteile über das

Probengebiet in der zentralen und südlichen Nordsee ist in Abb. 9 dargestellt. Die Karte

berücksichtigt auch die Probenahmegebiete A - E, welche sich in der Deutschen Bucht und

bei der Doggerbank befinden (vergl. Abb. 7).

Die beiden Proben nördlich des Hauptprobengebietes (NN2 und NN3) sowie die im Westen

liegenden Proben SC1 und SC2 weisen ebenfalls nur Feinfraktionsanteile <5% auf, während

die nordwestlich zum Hauptprobengebiet gelegenen Proben NN4 und NN5 Werte von 26,7

bzw. 12,3% erreichen. Die Probe DK vor der Nordküste Dänemarks enthält mit 0,03% einen

äußerst geringen Anteil. Auch die Wattsedimente zeigen keine einheitlichen Feinfraktions-

anteile. So handelt es sich bei der Probe aus dem Sander Watt (JB) um ein schlickiges

Sediment mit einem Feinfraktionsanteil von 41,3%, während die Probe aus dem Schilliger

Watt nur 9,9% Ton- und Siltpartikel enthält. Die Sedimentprobe HS1, die unmittelbar aus

Ergebnisse

44

dem Gebiet einer ehemaligen Muschelbank stammt, enthält einen Feinfraktionsanteil von

14,7%, während die in ca. 15 m Entfernung am Rande dieser Muschelbank genommene

Probe HS2 einen Anteil von nur 2,5% aufweist.

Abb. 9 Verteilung der Feinfraktionsanteile im Hauptprobengebiet

5: Feinfraktionsanteil unter 5%

15: Feinfraktionsanteil zwischen 5 und 15%

25: Feinfraktionsanteil zwischen 15 und 25%

>25: Feinfraktionsanteil über 25%

Ergebnisse

45

Die Wassergehalte der Proben bezogen auf die Gesamtsedimente liegen zwischen 9,8 und

39, 9 Gew.% und lassen sich gut mit den Feinfraktionsanteilen korrelieren (Abb. 10). Daß es

dennoch zu relativ starken Streuungen kommt, ist auf die Tatsache zurückzuführen, daß nur

eine einfache Fraktionierung des Gesamtsediments vorgenommen wurde und somit keine

detaillierten Korngrößenverteilungen für die erhaltenen Ton- und Silt- bzw. Sand- und Kies-

fraktionen vorliegen.

Berechnet man für die Beziehung eine lineare Ausgleichsgerade, so erhält man folgende

Geradengleichung: y = 0,41 x + 18,35 bei einem Bestimmtheitsmaß von r2 = 0,85 (mit x =

Feinfraktionsanteil in Gew.% und y = Wassergehalt in Gew.%). Eine ähnliche Beziehung

fand auch RINNE (1999) für Oberflächensedimente der Jade. Sie berechnete auf der Basis

von 56 Sedimentproben eine Ausgleichsgerade mit der Funktion y = 0,42x + 18,39 bei einem

Bestimmtheitsmaß von r2 = 0,87.

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

0 5 10 15 20 25 30 35 40 45

Feinfraktion <63 µm [%]

Was

serg

ehal

t [%

]

r2 = +0,85(N = 213)

Abb. 10 Korrelation zwischen Wassergehalt und Feinfraktionsanteil

Ergebnisse

46

3.1.2 Elementgehalte (C,N,S,P) der Sedimentfeinfraktionen und Vergleichsproben

3.1.2.1 Kohlenstoffgehalte

Die Variation der Gehalte an Gesamtkohlenstoff (TC), gesamten organischem Kohlenstoff

(TOC) und gesamten anorganischem Kohlenstoff (TIC) in den Nordseesedimenten (Fein-

fraktionen) wird in Abb. 11 veranschaulicht.

Extremwerte25%-75%Medianwerte

Gew

.%

-1

1

3

5

7

9

11

T O C TIC T C

Abb. 11 Variation der Kohlenstoffgehalte in den Sedimenten (Feinfraktionen)

(Nordsee inkl. Deutsche Bucht und Wattproben)

Dabei wird deutlich, daß der überwiegende Anteil des TC durch den TOC aufgebracht wird

und daß die Streuung (25 - 75% Intervall) für die TIC-Werte gegenüber den TOC-Werten

deutlich geringer ist. Die entsprechenden Werte für die Vergleichsproben sind in Tab. 3

zusammengestellt.

Die Verteilung der TOC-Gehalte für das Hauptprobengebiet zeigt Abb. 12, die entsprechen-

den Werte für die Vergleichsproben sind in Tab. 3 zusammengefaßt.

Bei den TIC-Gehalten für die Nordseesedimente fallen drei recht hohe Werte für die im Nor-

den gelegenen Proben NN3, NN4 und NN5 auf, die mit Werten um 4% deutlich über dem

Mittelwert von 1,6% liegen.

Ergebnisse

47

Abb. 12 Verteilung der TOC-Gehalte in den Feinfraktionen der Sedimente im

Hauptprobengebiet

2: TOC unter 2%

4: TOC zwischen 2 und 4%



Ergebnisse

48

Aus der Karte (Abb. 12) wird deutlich, daß die TOC-Gehalte ähnlich wie auch die Feinfrakti-

onsanteile über große Gebiete ähnliche Werte aufweisen. Vergleicht man die TOC-Vertei-

lung mit der Verteilung der Feinfraktionsanteile, so zeigt sich, daß die Proben mit hohen

Feinfraktionsanteilen tendenziell geringere TOC-Gehalte aufweisen als die Proben mit gerin-

gen Ton- und Siltanteilen. Die Korrelation zwischen TOC und Feinfraktion liefert für alle

Sedimentproben einen Koeffizienten von –0,51. Aus Abb. 13 geht allerdings hervor, daß die-

ser linear berechnete Koeffizient die reale Abhängigkeit der beiden Parameter nur ungenü-

gend wiedergibt, da eher zwei Punktgruppen als eine lineare Abhängigkeitsbeziehung zu

erkennen sind. Die Punktgruppe A repräsentiert Proben mit geringen Feinfraktionsanteilen,

welche sich durch hohe TOC-Gehalte auszeichnen. Dagegen weisen die Proben der Gruppe

B niedrige TOC-Gehalte bei stark unterschiedlichen Feinfraktionsanteilen auf.

0 10 20 30 40 50Fein fraktionsante il [G ew .% ]

0

2

4

6

8

10

TO

C [G

ew.%

]

r² = -0 ,51

A

B

Abb. 13 Korrelation zwischen Feinfraktionsanteilen und TOC

Bei der Mehrzahl der Vergleichsproben wird der Kohlenstoffanteil ebenfalls durch den TOC

dominiert. Eine Dominanz des TIC findet sich allerdings für die drei Mittelmeerproben (M1 -

M3) und die Tiefseeprobe „Sonne“ (Tab. 3).

Ergebnisse

49

Probe TC TOC TIC[Gew.%] [Gew.%] [Gew.%]

NU1 19,10 18,66 0,44NU2 3,87 3,86 0,01AC 6,64 6,62 0,02T1 26,65 26,64 0,01T2 37,30 37,29 0,01T3 44,10 44,09 0,01T4 46,45 44,44 2,01T5 34,90 33,32 1,58

Queller 38,30 38,06 0,24LT1 3,51 2,20 1,31LT2 3,19 1,86 1,33SM 4,19 3,09 1,10M1 2,45 0,57 1,88M2 2,54 0,60 1,94M3 6,69 0,46 6,23HO 4,26 2,95 1,31DR1 6,02 5,47 0,55DR2 1,14 1,10 0,04ME 24,50 24,46 0,04

Sonne 3,82 1,23 2,59

Tab. 3 Kohlenstoffgehalte der Vergleichsproben

3.1.2.2 Stickstoffgehalte

Die Stickstoffgehalte (TN) der Nordseesedimente (Feinfraktionen) variieren zwischen 0,01

und 1,23 Gew.% und korrelieren sehr gut mit den TOC-Werten der Proben (Abb. 14). Diese

Abhängigkeit des Stickstoffgehaltes vom TOC-Anteil einer Probe zeigt sich auch bei den

meisten Vergleichsproben. Eine Abweichung zeigen allerdings die Torfproben T4 und T5.

Trotz ihres hohen TOC-Gehaltes von 44,44 bzw. 33,32 Gew.% weisen sie nur Stickstoffge-

halte von 1,30 bzw. 1,04 Gew.% auf.

Der höchste TN-Wert mit 2,66 Gew.% wurde für die Quellerprobe ermittelt.

Eine Zusammenstellung der TN-Gehalte für die Vergleichsproben gibt Tab. 4.

Ergebnisse

50

0 .0 1 .0 2 .0 3 .0 4 .0 5 .0 6 .0 7 .0 8 .0TO C [G ew .% ]

0 .0

0 .2

0 .4

0 .6

0 .8

1 .0

1 .2

1 .4

TN

[Gew

.%]

r ² = +0 ,98N = 201

Abb. 14 Korrelation der TOC- und TN-Gehalte für die Nordsee- und Wattsedi-

mente (Feinfraktionen)

3.1.2.3 Schwefelgehalte

Der Schwefelgehalt (TS) für die Nordseesedimente (Feinfraktionen) liegt im Durchschnitt bei

0,41 Gew.% bei einer hohen Standardabweichung (SD) von ± 0,24%. Die Werte variieren

zwischen 0,03 (Station 56) und 1,47 Gew.% (Station 106). Die Korrelation mit den TOC-Ge-

halten ist nicht so eindeutig wie bei den Stickstoffwerten und weist einen Koeffizienten von

+0,50 auf (Abb. 15). Der Mittelwert für die Wattproben liegt bei 0,58 Gew.% (± 0,31% SD).

Sehr viel höhere Schwefelanteile mit Werten zwischen 3,5 (T4) und 8,0 Gew.% (T2) finden

sich in den Torfproben. Die einzelnen TS-Werte für die Vergleichsproben gibt Tab. 4.

Ergebnisse

51

0.0 1.0 2.0 3.0 4.0 5.0 6.0 7.0 8.0TO C [G ew .% ]

0.0

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

1.2

1.4

1.6

TS

[Gew

.%]

r² = +0 ,50N = 201

Abb. 15 Korrelation der TOC- und TS-Gehalte für die Nordsee- und Wattsedi-

mente (Feinfraktionen)

Probe TN TS TPP POP PIP[Gew.%] [Gew.%] [µmol/g] [µmol/g] [µmol/g]

NU1 1,11 0,08 5,60 4,49 1,11NU2 0,27 0,03 0,67 0,63 0,04AC 0,41 0,05 37,86 9,62 28,24T1 1,51 7,78 n n nT2 1,85 8,03 n n nT3 2,00 4,18 n n nT4 0,13 3,46 n n nT5 0,52 3,82 n n n

Queller 2,66 0,48 37,77 29,34 8,42LT1 0,25 0,25 20,35 6,64 13,71LT2 0,22 0,19 15,71 6,93 8,78SM 0,32 0,27 14,05 7,11 6,94M1 0,06 0,13 2,09 0,54 1,55M2 0,06 0,14 2,92 1,33 1,59M3 0,04 0,10 3,22 0,88 2,34HO 0,01 0,23 23,67 15,67 8,00DR1 0,63 0,93 27,11 17,73 9,38DR2 0,15 0,11 15,33 4,12 11,21ME 0,61 1,04 14,09 0,24 13,85

Sonne 0,17 0,21 24,43 4,02 20,56

Tab. 4 Stickstoff-, Schwefel- und Phosphorgehalte der Vergleichsproben

n: nicht bestimmt

Ergebnisse

52

3.1.2.4 Phosphorgehalte

Der Gesamtgehalt an partikulär gebundenem Phosphat (TPP) in den Feinfraktionen liegt für

alle Proben unterhalb von 0,3 Gew.%. Die maximale TPP-Konzentration von 86,15 µmol/g

trockene Feinfraktion (FF) wurde für die Probe 145 ermittelt. Im Mittelwert für alle Proben

liegt der TPP-Gehalt bei 36,2 (± 15,7 SD) µmol/g FF. Dabei dominiert der Anteil an anorgani-

schen Phosphaten (PIP) [Mittelwert = 25,7 (± 12,8 SD) µmol/g FF] gegenüber den organisch

gebundenen Phosphaten (POP) [Mittelwert = 10,5 (± 5,4 SD) µmol/g FF]. Die Gehalte an

POP liegen für die Nordsee- und Wattproben zwischen 2,5 und 32,6 µmol/g FF und korrelie-

ren gut mit den TOC-Gehalten (Abb. 16). Die Waldbodenproben sowie die Mittelmeersedi-

mente sind hingegen annähernd phosphatfrei.

0 .0 1 .0 2 .0 3 .0 4.0 5.0 6 .0 7 .0 8 .0T O C [G ew .% ]

0 .0

10 .0

20.0

30 .0

40 .0

PO

P [µ

mol

/g F

F]

r² = +0 , 77N = 201

Abb. 16 Korrelation der TOC- und POP-Gehalte für die Nordsee- und Wattsedi-

mente

Die Phosphorgehalte der Vergleichsproben sind in Tab. 4 zusammengefaßt.

Ergebnisse

53

3.2 Untersuchung der Lipidfraktion

Bei der als Lipidfraktion bezeichneten Fraktion handelt es sich um den Extrakt, welcher mit

einem Lösungsmittelgemisch aus neun Volumenteilen Dichlormethan und einem Volumenteil

Methanol aus den Proben gewonnen wurde. Diese operative Definition schließt somit nicht

aus, daß die Lipidfraktion neben den Fetten und fettähnlichen Substanzen auch andere lipo-

phile Substanzen enthält, zu denen durchaus auch Huminstoffbestandteile gehören können.

Daher wurde neben der quantitativen Erfassung auch eine fluoreszenz-spektroskopische

Untersuchung der Lipidfraktion vorgenommen.

3.2.1 Lipidgehalte der Proben

Der Anteil der Lipidfraktion an den Feinfraktionen der Nordsee- und Wattsedimente liegt im

Durchschnitt bei 0,45 Gew.% und damit deutlich über dem Gehalt von rezenten Gesamtse-

dimenten, der mit durchschnittlich 0,06 Gew.% angegeben wird (MOORE, 1969). Hier kommt

also die bevorzugte Adsorption des organischen Materials an feine Sedimentpartikel zum

Ausdruck. Nur wenige Proben kommen auf Werte von über einem Prozent. Die Verteilung

der Lipidgehalte über das Hauptprobengebiet ist in Abb. 17 dargestellt. Auch für die Ver-

gleichsproben werden fast ausschließlich Lipidwerte von unter einem Gewichtsprozent

bestimmt (Tab. 5). Lediglich die Ölschieferprobe mit 1,92 und die Quellerprobe mit

7,68 Gew.% liegen deutlich darüber. Letzterer Wert erklärt sich aus der Tatsache, daß es

sich bei dieser Probe um reines Pflanzenmaterial handelt. Der Lipidgehalt höherer Pflanzen

wird auf 5 – 12% geschätzt und kann in den Nadeln einiger Bäume Werte von 25% erreichen

(KONONOVA, 1966)

Probe Lipidgehalt der Feinfraktion[Gew.%]

NU1 0,88NU2 0,06AC 0,15

Queller 7,68LT1 0,07LT2 0,15SM 0,23M1 0,01M2 0,01M3 0,01HO 0,16DR1 0,98DR2 0,16ME 1,92

Sonne 0,54

Tab. 5 Lipidgehalte (Feinfraktion) der Vergleichsproben

Ergebnisse

54

Abb. 17 Lipidgehaltverteilung im Hauptprobengebiet (Feinfraktion)

0,5: Lipidgehalt unter 0,5 Gew.%

1,0: Lipidgehalt zwischen 0,5 und 1,0 Gew.%

>1,0: Lipidgehalt über 1,0 Gew.%

Ergebnisse

55

3.2.2 Fluoreszenzdaten der Lipidfraktionen

Um einen qualitativen Vergleich der Lipidfraktionen zu ermöglichen, wurden die Extrakte

fluoreszenzspektroskopisch untersucht. Von jeder Probe wurde ein Anregungs-, Emissions-

und Synchronspektrum aufgenommen.

Abb. 18 zeigt eine Auswahl der Anregungsspektren. Fast alle Spektren zeigen ein Hauptma-

ximum und zwei bis drei Schultern. Die Lage der Hauptmaxima differiert von Probe zu Probe

z.T. erheblich, wobei allerdings im Sinne der Fragestellung dieser Arbeit, nämlich der Suche

nach quellenspezifischen Eigenschaften, kein signifikanter Trend zu beobachten ist. Ähnlich

verhält es sich auch mit den Emissions- und Synchronspektren der Lipidfraktionen, von

denen einige exemplarisch in den Abb. 19 und 20 dargestellt sind.

200 250 300 350 400W e llen länge [nm ]

N U 1

A C

rela

tive

Flu

ore

szen

z

Q ue lle r

J B

1 00

D B 5

N N 2

T 1

Abb. 18 Anregungsspektren der Lipidfraktionen (Beispiele)

Alle Emissionsspektren weisen ein sehr breites Maximum auf, das für alle Proben zwischen

405 (Proben 210 und 211) und 431 nm (Queller) liegt. Mittelt man die Werte der marinen

Proben (Nordsee, Wattgebiete, Floressee) und die der terrestrischen (Waldboden, Ackerbo-

den, Torfe), so zeigen die marinen Proben eine leichte Verschiebung der maximalen Emis-

sion von ca. 10 nm zu kürzeren Wellenlängen.

Ergebnisse

56

40 0 44 0 480 52 0 56 0W ew llen läng e [nm ]

NU 1

AC

T1

rela

tive

Flu

ores

zenz

Queller

JB

DB5

NN 2

100

421 nm

415 nm

426 nm

431 nm

414 nm

425 nm

416 nm

423 nm

Abb. 19 Emissionsspektren der Lipidfraktionen (Beispiele)

30 0 40 0 50 0W ellen länge [nm ]

rela

tive

Flu

ores

zenz

N U 1

A C

T 1

Q u e lle r

J B

D B 5

1 00

N N 2

Abb. 20 Synchronspektren der Lipidfraktionen (Beispiele)

Ergebnisse

57

Die Synchronspektren zeigen in der Regel ein Hauptmaximum mit zwei bis drei Schultern

bzw. lokalen Nebenmaxima. Ein signifikanter Unterschied zwischen den Spektren mariner

und terrestrischer Proben ist nicht festzustellen, da alle Spektren sehr individuelle Fluores-

zenzemissionen aufweisen.

Ergebnisse

58

3.3 Untersuchung der Huminsäurefraktionen

3.3.1 Löslichkeit

Nach der Trocknung der gereinigten Extrakte ist bei fast allen Proben zu beobachten, daß

sie in alkalischer wäßriger Lösung nur schwer wieder in Lösung gehen. Einzig die aschear-

men Torf- und Quellerextrakte sowie das Lignin (vergl. Abschnitt 3.3.3) lassen sich gut wie-

der lösen. Nach HAYES (1985) kommt es bei der Trocknung durch Schrumpfungsprozesse

der Matrix zu stärkeren Annäherungen der Makromoleküle. Dadurch bilden sich unter Einbe-

ziehung sekundärer Anziehungskräfte stärkere Assoziationen zwischen den Molekülen.

Nach Auffassung dieses Autors legt der eher hydrophobe Charakter getrockneter Humin-

stoffe die Vermutung nahe, daß sich die weniger polaren Komponenten im Verlauf des

Trocknungsprozesses verstärkt zur Außenseite der entstehenden Strukturen orientieren und

somit das Eindringen wäßriger Lösungsmittel erschweren.

Wie HAYES (1985) weiter ausführt, können di- und polyvalente Kationen, welche auch intra-

und intermolekulare Verbrückungen der Huminstoffmoleküle verstärken, auch dazu führen,

daß sich Brücken zwischen diesen Molekülen und negativ geladenen anorganischen Kolloi-

den ausbilden. Diese Vermutung wird durch die Tatsache bestätigt, daß gerade die Extrakte

mit hohem Ascheanteil eine schlechte Löslichkeit aufweisen. Durch die Extraktion mit

Natronlauge kann es zum Ladungsausgleich der Kolloide und damit zur Zerstörung ihrer

elektrischen Doppelschicht kommen (WEDLER, 1987), so daß sie dann mit den Huminstof-

fen bei deren Ausfällung „echte“ Partikel bilden. Die erneute Lösung dieser Partikel wird

dadurch deutlich erschwert.

3.3.2 Huminsäuregehalte

Die ermittelten Huminsäuregehalte, berechnet auf aschefreier Basis, sind nur als Richtwerte

aufzufassen, da eine quantitative Extraktion der Huminsäuren nicht für alle Proben durchge-

führt wurde. Allgemein war zu beobachten, daß ein großer Teil der Sedimentproben einen

erneut leicht bräunlichen Extrakt liefert, wenn die Extraktionszeit auf mehrere Tage verlän-

gert wird. Da aber bei einer so langen Einwirkungszeit der Natronlauge auf die Proben eine

deutliche chemische Veränderung des extrahierten Materials zu erwarten ist (SWIFT &

POSNER, 1972; vergl. auch 1.3.1), wurden diese Extrakte verworfen.

Anders verhält es sich bei den Torfproben, die selbst nach der fünften Extraktion noch einen

deutlich braun gefärbten Extrakt liefern. Um auch bei diesen Proben eine vergleichbare

Gesamtextraktionszeit wie bei den übrigen Proben zu gewährleisten, wurde die Extraktion

Ergebnisse

59

nach dem fünften Durchgang abgebrochen. Aus diesem Grunde werden für die Torfproben

keine absoluten Huminsäuregehalte angegeben. Nach je fünf Extraktionen lag die erhaltene

Huminsäuremenge bereits bei über 5% des eingewogenen Materials.

Vergleicht man die prozentualen Gehalte der Huminsäurefraktionen an den jeweiligen Sedi-

mentfeinfraktionen mit den entsprechenden TOC-Gehalten, so zeigt sich eine positiv korre-

lierte Abhängigkeit der beiden Parameter (Abb. 21, runde Symbole). Eine ähnliche Korrela-

tion zwischen TOC und Huminsäuregehalt fand auch SARDESSAI (1994). Die Untersuchung

von ca. 70 Oberflächensedimenten vom indischen Kontinentalrand ergab einen linearen Kor-

relationskoeffizienten von +0,72. Der Autor folgert aus dieser Proportionalität günstige geolo-

gische und geochemische Voraussetzungen für den Humifizierungsprozeß von organischem

Kohlenstoff in den Sedimenten.

Neben einer starken Streuung der Werte fällt jedoch auf, daß eine Gruppe von 34 Sediment-

proben (Abb. 21, dreieckige Symbole) keinen Huminsäureextrakt liefert, obwohl die Proben

TOC-Gehalte von bis zu 5% aufweisen (vergl. 4.2.1).

Die Werte für die „Nicht-Sediment-Proben“ sind in Tab. 6 zusammengefaßt und ihren TOC-

Gehalten gegenübergestellt. Auch diese Proben zeigen die bereits erwähnte positive Korre-

lation.

Probe Huminsäuregehalt TOC[Gew.%] [Gew.%]

NU1 5,83 18,66NU2 2,08 3,86AC 3,78 6,64T1 > 5 26,64T2 > 5 37,29T3 > 5 44,09T4 > 5 44,44T5 > 5 33,32

Queller 6,79 38,06ME 4,15 24,46

Tab. 6 Huminsäure- und TOC-Gehalte der „Nicht-Sediment-Proben“

Ergebnisse

60

0.0 2 .0 4 .0 6 .0 8 .0TO C [G ew . % ]

0 .0

1 .0

2 .0

3 .0

4 .0

5 .0

HS

-Geh

alt [

Gew

.%]

r² = +0,68N = 160

Abb. 21 Korrelation der TOC- und Huminsäuregehalte

3.3.3 Aschegehalte der Huminsäurefraktionen

Der Anteil an Glührückstand (Asche) der Huminsäureisolate ist für die Sedimentproben z.T.

erheblich. So wurde für die Probe DOG3 ein Maximalwert von 32,9% Asche bestimmt. Der

Mittelwert für alle Sedimentproben liegt bei 19,1% (± 6,5% SD), wobei die Isolate der Proben

171 und 173 mit jeweils 5,5% die geringsten Aschegehalte aufweisen. Auch für die Waldbo-

denproben wurden recht hohe Aschegehalte ermittelt. Der Wert für den lehmigen Unterbo-

den NU2 ist dabei mit 29,6% doppelt so hoch wie für den Oberboden NU1 (14,3%). Die

Aschegehalte der Torfisolate liegen hingegen bei Werten um 1%. Für die Quellerprobe

wurde ein Gehalt von 3% und für den Ackerboden von 8% Asche bestimmt. Auch das käuf-

lich erworbene Lignin weist einen Glührückstand von 2,5 Gew.% auf. Der Aschegehalt für

das Isolat aus dem Messeler Ölschiefer beträgt 27.5%.

Die Behandlung der Extrakte mit 5%iger Flußsäure führt zu einem deutlichen Rückgang des

Aschegehaltes besonders bei den Sedimenthuminsäuren (Tab. 7, Abb. 22).

Die in der Mikroskopaufnahme deutlich erkennbaren scharfkantigen Mineralpartikel (Abb. 22,

links) werden durch die Flußsäure gelöst. Zurück bleiben Huminsäureextrakte, deren Asche-

gehalte deutlich geringer ausfallen (Tab. 7). Mineralpartikel sind jetzt mikroskopisch nicht

mehr zu erkennen (Abb. 22, rechts).

Ergebnisse

61

Probe JB 38 106 T1 T3 AC NU1

Asche 1 [%] 20,6 25,3 25,0 1,1 2,1 8,1 14,3

Asche 2 [%] 3,7 4,2 3,2 0,9 0,9 2,0 2,1

Tab. 7 Vergleich des Aschegehaltes ausgewählter Huminsäureextrakte;

Asche 1: Extrakt ohne weitere Aufreinigung

Asche 2: Extrakt, aufgereinigt mit 5%iger Flußsäure

Mineralpartikel

Abb. 22 Mikroskopische Aufnahmen von Huminsäureisolaten (200-fache Vergrö-

ßerung): vor der Behandlung mit Flußsäure (links) und nach der Behand-

lung mit Flußsäure

3.3.4 Elementgehalte (C, N, P) der Huminsäuren

Die in diesem Abschnitt vorgestellten Elementgehalte wurden alle auf aschefreier Basis der

Huminsäureisolate berechnet. Die in den Box-Darstellungen zusammengefaßten Proben-

gruppen setzen sich wie folgt zusammen (Gruppenlegende ):

- marine Huminsäuren (108 Proben): Nordseesedimente, Floressee, Ostsee, Marmara-

meer

- Watthuminsäuren (8 Proben): alle Proben aus dem Niedersächsischen Wattenmeer

- terrestrische Huminsäuren (alt) (6 Proben): Torfe, Messel

- terrestrische Huminsäuren (rezent) (6 Proben): Wald- und Bodenproben, Weserproben

Als separate Proben verbleiben der Quellerextrakt und das Lignin.

Ergebnisse

62


Das bei weitem dominierende Element in Huminsäuren ist der Kohlenstoff. Für die Nordsee-

proben wurden Kohlenstoffgehalte zwischen 47,8% (Station 136) und 54,9% (NN3)

bestimmt. Der Mittelwert liegt bei 50,8 (± 1,4) % (SD). Die Werte für die Vergleichsproben

sind in Tab. 8 zusammengefaßt. Dabei fällt auf, daß die Kohlenstoffgehalte der terrestrischen

Proben im Mittelwert um gut 3% über dem Mittelwert der marinen Proben liegen (Abb. 23).

Dieser scheinbar deutliche Unterschied relativiert sich allerdings, wenn man die starke

Streuung der Kohlenstoffgehalte für die jeweiligen Huminsäuregruppen berücksichtigt. So

liegen beispielsweise die Werte einiger mariner Proben mit Gehalten von bis zu 56% Koh-

lenstoff (Floressee) deutlich über dem Wert für die Isolate aus dem Ackerboden oder dem

Torf T5.

Der Kohlenstoffgehalt des Lignins liegt mit 68,2% deutlich über den Werten für die Humin-

säuren. Der Quellerextrakt enthält mit 45,1% den geringsten Kohlenstoffanteil aller Proben.

Probe C N P C/N C/P[Gew.%] [Gew.%] [Gew.%] (molar) (molar)

NU1 56,8 2,9 0,04 22,6 3.769NU2 56,9 2,8 0,14 24,1 1.016AC 52,5 3,0 0,10 20,3 1.377T1 58,4 1,9 0,01 35,3 26.278T2 54,0 2,8 0,01 22,2 25.391T3 53,7 2,0 0,01 31,6 23.795T4 53,6 1,7 0,01 37,5 27.194T5 50,7 2,8 0,01 21,1 15.228

Queller 45,1 7,0 0,03 7,5 4.614LT1 47,8 3,9 0,19 14,4 643LT2 46,2 4,3 0,11 12,5 1.047SM 51,1 3,0 0,25 20,0 530HO 54,3 3,0 0,07 21,4 1.987DR1 51,7 3,5 0,08 17,3 1.661DR2 55,5 2,7 0,04 23,8 3.821ME 47,5 1,3 0,02 44,1 6.435

Sonne 56,0 4,4 0,20 14,9 737

Tab. 8 Aschefreie Elementgehalte (C, N, P) der Huminsäuren der

Vergleichsproben

Ergebnisse

63

Min-Max2 5 % - 7 5 %Medianwer t

Kohlensto f f in Huminsäuren

C [G

ew.%

HS

]

4 4

46

48

50

52

54

56

58

60

terr . HS (al t )terr . HS (rezent)

H S W a t tHS mar in

Abb. 23 Box-Darstellung der Kohlenstoffgehalte von Huminsäuren

Gruppenlegende: siehe 3.3.4

3.3.4.2 Stickstoffgehalte

Die Stickstoffgehalte der Huminsäurefraktionen variieren zwischen 1,3 und 7,0%, wobei der

Maximalwert von der Quellerprobe erreicht wird. Für die Nordseeproben wurde ein Mittelwert

von 4,8% (± 0,3% SD) Stickstoff bestimmt, der somit deutlich über dem Mittelwert für die

terrestrischen Proben von 2,5% (±0,6% SD) liegt (Abb. 24, Tab. 8). Bei den Wattproben fal-

len ein recht hoher Stickstoffgehalt von 6,7% für die Probe CUX und ein geringer Wert von

3,2% für die Probe AUG auf. Der geringste Stickstoffgehalt aller Huminsäureisolate wurde

mit 1,3% für die Messelprobe bestimmt. Die Ligninprobe enthält 1,2% Stickstoff.

3.3.4.3 Phosphorgehalte

Die Phosphorgehalte der Huminsäuren sind für alle Proben gering. Der Maximalwert von

0,44 Gew.% wurde für die Probe 51 bestimmt, während die Torfisolate und der Ölschie-

ferextrakt annähernd phosphorfrei sind (Abb. 25). Die Nordseehuminsäuren enthalten im

Mittelwert 0,16% Phosphor, weisen jedoch stark streuende Werte zwischen 0,02 und 0,44%

auf (SD = 0,10%), die regional keine homogene Verteilung zeigen. Die Gehalte für die Ver-

gleichsproben liegen in ähnlichen Größenordnungen wie die Nordseeproben und sind in Tab.

8 dargestellt. Auffallend ist dabei die deutliche Differenz der beiden Waldbodenproben. Wäh-

rend der lehmige Unterboden NU2 nur 0,04% Phosphor enthält, weist der rezente Oberbo-

Ergebnisse

64

den den mehr als dreifachen Wert auf. Für Lignin wurde die niedrigste Phosphorkonzentra-

tion mit nur 0,36 µmol/g (0,003%) bestimmt.

Min-Max25%-75%Medianwer t

St ickstof f in HuminsäurenN

[Gew

.% H

S]

0 .5

1.5

2.5

3.5

4.5

5.5

6.5

7.5

terr. HS (alt)terr. HS (rezent)

HS Wat tHS mar in

Abb. 24 Box-Darstellung der Stickstoffgehalte von Huminsäuren



Phosphat in Huminsäuren

Pho

spha

t [µm

ol/g

HS

]

- 20

0

20

40

60

80

100

120

140

160

terr. HS (alt)terr . HS (rezent)

HS Wat tHS mar in

Abb. 25 Box-Darstellung der Phosphorgehalte (gemessen als Phosphat)

von Huminsäuren. Gruppenlegende: siehe 3.3.4

Ergebnisse

65

3.3.4.4 C/N- und C/P-Verhältnisse

Die molaren C/N-Verhältnisse liegen für die Nordseeproben zwischen 10,3 und 15,9 bei

einem Mittelwert von 12,5 (± 1,0 SD). Dagegen weisen die terrestrischen Proben aufgrund

ihres geringeren Stickstoffgehaltes deutlich höhere Werte auf. Ihr Mittelwert liegt bei 26,8

(± 8,3 SD). Die Werte für die Watthuminsäuren liegen in dem Bereich der Nordseeproben,

nur die Probe AUG weist mit 18,3 ein deutlich höheres Verhältnis auf. Ein ebenfalls recht

hohes C/N-Verhältnis wurde für die Sinkstoffe aus dem Marmarameer (20,0) ermittelt. Das

höchste C/N-Verhältnis für eine Huminsäure wurde mit 44,1 für die Messelprobe bestimmt.

Nur Lignin weist mit 68,3 einen noch höheren Wert auf. Aufgrund seines hohen

Stickstoffanteils erreicht der Quellerextrakt mit 7,5 das niedrigste C/N-Verhältnis.

Die molaren C/P-Verhältnisse zeigen eine wesentlich größere Inhomogenität. Sie schwanken

für die Nordsee- und Watthuminsäuren zwischen 284 und 5.409 bei einem mittleren Wert

von 1.234 und sind stark gestreut (SD = 969). Deutlich höhere Werte ergeben sich für die

Torfproben. Die Werte liegen hier um 25.000. Die Wald- und Ackerproben kommen hingegen

auf Werte zwischen 1.000 und 3.800 und liegen somit in dem Bereich, wie er auch für die

marinen Proben ermittelt wurde. Die einzelnen C/N- und C/P-Verhältnisse für die Vergleich-

sproben finden sich in Tab. 8.

3.3.5 Isotopenverhältnisse

3.3.5.1 Kohlenstoffisotopenverhältnisse ( δ13C)

Die δ13C-Werte für die Nordseeproben liegen im Mittel bei -22,21‰ (± 0,71‰ SD) und variie-

ren zwischen –20,51‰ (Station 9) und –24,84‰ (Station 39). In diesem Bereich sind auch

die Wattproben zu finden. Die Floresseeprobe erreicht einen Wert von –20,73‰ und auch

die Ostseeproben liegen mit Werten um –22,4‰ in dem Bereich der Nordseeproben. Signifi-

kant geringere 13C-Anteile weisen die terrestrischen Proben auf. So liegt der Mittelwert für die

Torfe bei –27,54‰ (± 1,17‰ SD), wobei die Probe T5 mit –29,36‰ den leichtesten Wert

aller Proben erreicht. Auch die Wald- und Ackerbodenproben kommen auf Werte zwischen

–27 und –28‰. Eine Zusammenstellung der einzelnen Werte für die Vergleichsproben findet

sich in Tab. 9.

Ergebnisse

66

Probe δ13C [‰] δ15N [‰]Lignin -28,38 +14,52NU1 -27,91 -5,49NU2 -27,26 -1,73AC -28,24 +6,14T1 -27,65 +0,05T2 -26,14 +1,12T3 -27,46 +0,40T4 -27,07 +0,04T5 -29,36 -0,39

Queller -26,11 +12,26LT1 -22,41 +5,48LT2 -22,44 +5,42SM -24,76 +4,79HO -27,48 +7,40DR1 -27,58 +11,13DR2 -28,63 +6,69

Sonne -20,73 +5,68Messel -25,59 +4,15

Tab. 9 δ13C- und δ15N-Werte der Vergleichsproben

Dabei fallen die geringen 13C-Anteile für die Wesersedimente auf, die mit Werten bis zu

-28,6‰ klar im Bereich für die terrestrischen Proben liegen. Abb. 26 zeigt die nach ihrer

Quelle gruppierten Huminsäuren.


Kohlensto f f iso tope in Huminsäuren

Del

ta 13

C [p

pm]

- 30

-28

-26

-24

-22

-20

-18

terr. HS (alt)terr . HS (rezent)

HS Wa t tHS mar in

Abb. 26 Box-Darstellung der δ13C-Werte von Huminsäuren


Ergebnisse

67

3.3.5.2 Stickstoffisotopenverhältnisse ( δ15N)

Die δ15N-Werte liegen für die Nordseehuminsäuren zwischen +4,83 und +8,97‰, bei einem

mittleren Wert von +6,34‰ (± 0,96‰ SD). Als Mittelwert für die Wattproben wurden +8,61‰

(± 0,69‰ SD) bestimmt. Die Floresseeprobe liegt mit +5,68‰ im Bereich der Nordseeisolate

und die Proben ME und SM liefern etwas schwerere Isotopenverhältnisse um +4,5‰.

Eine auffallend schwerere Isotopenzusammensetzung findet sich für die Waldbodenhumin-

säuren (Tab. 9). Den leichtesten Wert mit +14,52‰ liefert das Lignin, gefolgt von der Quel-

lerprobe (+12,26‰). Während die Ackerbodenprobe mit +6,14‰ im Bereich der Nordsee-

proben liegt, weisen die Torfe deutlich schwerere Isotopenwerte auf. Ihr Mittelwert liegt bei

+0,24‰ (± 0,56‰ SD). Ein auffallend hoher δ15N-Wert wurde für die Weserprobe DR1

ermittelt, die sich mit +11,13‰ deutlich von der in unmittelbarer Nähe genommenen Probe

DR2 (+6,69‰) unterscheidet. Die starke Diskrepanz zwischen den Waldbodenproben und

den Proben aus der Weser und dem Maisfeld wird auch in Abb. 27 deutlich.

Eine eindeutige Unterscheidung mariner und terrestrischer Proben ist daher alleine über ihre

die δ15N-Werte nicht möglich.

Min-Max25%-75%Medianwert

Stickstoff isotope in Huminsäuren

Del

ta 15

N [p

pm]

-8

-4

0

4

8

12

16


HS Wat tHS mar in

Abb. 27 Box-Darstellung der δ15N-Werte von Huminsäuren


Ergebnisse

68

3.3.6 UV / Vis-Spektroskopie

3.3.6.1 Absorptionsspektren

Die Absorptionsspektren der Torfisolate zeigen den für Huminsäuren typischen Verlauf. Die

Absorption steigt mit kürzer werdenden Anregungswellenlängen stetig an, wobei die

Zunahme nicht linear, sondern eher exponentiell verläuft (Abb. 28). Im Bereich von 270 nm

ist eine schwach ausgeprägte Schulter zu erkennen. Einen analogen Absorptionsverlauf zei-

gen auch die Spektren der Proben NU1, NU2, AC und ME.

Die Spektren der Sedimentisolate zeigen hingegen eine verstärkte Absorption im Bereich um

407 nm. Während für die küstennahen Sedimente sowie die Wattsedimente nur eine

schwach ausgeprägte Schulter zu erkennen ist, zeigen die Spektren der Sedimentproben

aus der offenen Nordsee und der Floresseeprobe an dieser Stelle ein ausgeprägtes lokales

Maximum (Abb. 28). Eine Schulter im Bereich von 270 nm ist in der Regel nicht zu erkennen.

200 300 400 500 600 700W ellen länge [nm ]

Abs

orpt

ion

2 70 nm

407 nm

H um insäu ren:

H S N N 3

H S T 1

Abb. 28 Absorptionsspektren von Huminsäuren (Beispiele)

Zum Vergleich wurden auch die Absorptionsspektren einiger ungereinigter Fulvinsäureex-

trakte sowie von Lignin aufgenommen. Dabei zeigt sich, daß die Absorptionszunahme um

407 nm für die marinen Proben auf die Huminsäureisolate beschränkt bleibt, während sich

auf der anderen Seite die Schulter um 270 nm für die Torfproben deutlich verstärkt (Abb. 29,

Ergebnisse

69

links). Das Lignin-Spektrum zeichnet sich durch ein deutlich ausgeprägtes lokales Maximum

um 285 nm aus (Abb. 29, rechts).

200 300 400 500 600 700W e llen läng e [n m ]

Abs

orpt

ion

270 nm

407 nm

Fulvinsäuren:

FS NN3

FS T1

200 300 400 500 600 700W e llen läng e [n m ]

Abs

orpt

ion

285 nm

Lignin

Abb. 29 Absorptionsspektren von Fulvinsäuren (links) und Lignin

Auch von einigen Lipidextrakten wurden Absorptionsspektren aufgenommen. Dabei zeigt

sich, daß sowohl bei den terrestrischen als auch bei den marinen Proben eine Absorptions-

zunahme besonders im Bereich zwischen 400 und 450 nm sowie um 665 nm zu beobachten

ist. Die terrestrische Proben weisen zudem eine Schulter im Bereich um 275 nm auf (Abb.

30).

Der Einfluß anorganischer „Verunreinigungen“ auf die UV/Vis-Spektren zeigt sich in Abb. 31.

Die Steigung der Absorptionskurve für die Sedimentprobe (A) nimmt durch die Gegenwart

hoher Ascheanteile besonders im ultravioletten Bereich des Spektrums zu. Bei der Torfprobe

(B) fallen die Änderungen hingegen deutlich geringer aus. Dennoch kommt es auch hier

durch die HF-Behandlung zu leichten Änderungen der Absorptionsverhältnisse.

Ergebnisse

70

200 300 400 500 600 700W ellen länge [nm ]

Abs

orpt

ion

4 10 nm

665 nm

Lipidextrakte:

L ip id AC

L ipid NN3

275 nm

Abb. 30 Absorptionsspektren von Lipidextrakten (Beispiele)

300 400 500 600 700W e lle n läng e [nm ]

Abs

orpt

ion

U V /V is : H S aus S ed im ent (38)

unbehande lt (25 ,3% A sche)

m it HF (5% ) behandelt (4 ,2% Asche)

300 400 500 600 700W elle n län ge [nm ]

Abs

orpt

ion

U V /V is : H S aus Torf (T3)

unbehande lt (2 ,1% A sche)

m it HF (5% ) behandelt (0 ,9% Asche)

A

B

E 4/E 6unbehande lt: 4 ,69 behande lt: 4 ,84

A 2/A 4unbehande lt: 2 ,89 behande lt: 2 ,77

E 4/E 6unbehande lt: 7 ,02 behande lt: 6 ,91

A 2/A 4unbehande lt: 3 ,70 behande lt: 3 ,72

Abb. 31 Der Einfluß von anorganischen „Verunreinigungen“ auf die UV/Vis-Spek-

tren von Huminsäuren

Ergebnisse

71

3.3.6.2 Absorptionsverhältnisse: E4/E6 und A2/A4

Aufgrund der gewonnenen Erkenntnisse aus den Absorptionsspektren erschien es sinnvoll,

neben dem in der Literatur häufig zitierten Verhältnis der Absorptionen von 465 nm zu

665 nm, dem sogenannten E4/E6-Verhältnis (vergl. Abschnitt 4.2.5.3), auch das Absorpti-

onsverhältnis von 270 zu 407 nm zu bestimmen. Dieses Verhältnis wird im folgenden als

A2/A4-Verhältnis bezeichnet.

Die E4/E6-Verhältnisse der Nordseehuminsäuren liegen im Durchschnitt bei 4,87 (± 0,60

SD) mit einem Minimumwert von 3,42 für die Probe 37 und einem Maximum von 6,28 für die

Probe 141. Eine regional homogene Verteilung der Verhältnisse kann nicht festgestellt wer-

den. Auch die Wattproben weisen mit Werten zwischen 4,14 und 5,47 keine signifikant ande-

ren Verhältnisse auf. Ähnlich verhält es sich mit den übrigen Vergleichssedimenten aus der

Weser, der Ostsee und der Floressee. Die Messelprobe, wie auch die Wald- und Ackerbo-

denisolate liegen mit Werten um 5,0 ebenfalls in diesem Bereich. Lediglich die Huminsäuren

der Torfproben und das Quellerisolat weisen erhöhte E4/E6-Verhältnisse auf. Die Torfe

erreichen Werte von bis zu 8,07 (T4) und die Quellerprobe weist ein Verhältnis von 7,14 auf.

Für Lignin wurde ein Wert von 9,17 bestimmt.

Der Einfluß anorganischer „Verunreinigungen“ (Abb. 31) kommt auch in geänderten Absorp-

tionsverhältnissen zum Ausdruck. Der bei hohen Aschegehalten steilere Anstieg der Absorp-

tionskurve der Sedimentprobe (A) im ultravioletten Bereich bedingt folgerichtig ein höheres

A2/A4-Verhältnis gegenüber der aschearmen Probe. Im sichtbaren Bereich ist die Steigung

der Absorptionskurve der aschereicheren Probe etwas flacher, was sich in einem leicht

geringeren E4/E6-Verhältnis gegenüber der aschearmen Probe ausdrückt. Die Absorptions-

verhältnisse der Torfprobe (B) ändern sich durch die Flußsäurebehandlung hingegen deut-

lich weniger.

Die zum Vergleich bestimmten Absorptionsverhältnisse von 15 ungereinigten Fulvinsäureex-

trakten liegen sowohl für die E4/E6-Werte als auch für die A2/A4-Werte deutlich über denen

der entsprechenden Huminsäuren. Die E4/E6-Werte liegen zwischen 7,11 (NN3) und 11,78

(T1) und die A2/A4-Werte variieren zwischen 7,27 (Floressee) und 16,41 (Queller).

Die Erkenntnisse aus den Absorptionsspektren lassen vermuten, daß das A2/A4-Verhältnis

ein möglicher Parameter zur Unterscheidung der Huminsäuren hinsichtlich des Ursprungs

ihres zugrundeliegenden organischen Materials darstellt. So zeigt sich, daß Huminsäuren

terrestrischen Ursprungs (Wald-, Acker- und Torfproben) deutlich höhere Werte als die Pro-

ben marinen Ursprungs (Floressee, offene Nordsee) aufweisen. Eine Zusammenstellung der

Absorptionsverhältnisse, zusammengefaßt nach dem Ursprung der Proben, zeigt Abb. 32.

Ergebnisse

72

0,01,02,0

3,04,0

5,0

6,0

7,08,0

9,010,0

Flores

see

Nords

ee

Ostsee

Deut.

Bucht

Wat

t

Mar

mar

a

Mes

sel

Quelle

r

Wes

er

Acker

Wald

Torfe

Lignin

Proben (sortiert nach steigendem A2/A4-Verhältnis)

Abs

orpt

ions

verh

ältn

isse

E4/E6

A2/A4

Abb. 32 E4/E6- und A2/A4-Verhältnisse der Huminsäureisolate

Der dargestellte A2/A4-Mittelwert für alle untersuchten Nordseeproben von 2,51 repräsentiert

die Untersuchungsergebnisse natürlich nur ungenügend. Die A2/A4-Verhältnisse variieren

für die Nordseeproben zwischen 1,59 (NN3) und 3,45 (Station 53) bei einer Standardabwei-

chung von 0,33 .

Eine Verteilung der Verhältnisse über das Hauptprobengebiet zeigt Abb. 33. Aus der Karte

wird der Trend zu geringeren A2/A4-Werten in Richtung der offenen Nordsee deutlich. Die

niedrigsten Werte erreichen die Proben nördlich des Hauptprobengebietes (NN2 - NN5). Die

westlich gelegenen Proben SC1 und SC2 zeigen mit 2,38 bzw. 2,19 ebenfalls deutlich nied-

rigere Werte.

Die A2/A4-Verhältnisse der 15 untersuchten Fulvinsäuren liegen zwischen 7,72 (Sonne) und

16,41 (Queller) und damit deutlich über den Werten für die Huminsäuren. Die für die marinen

Sedimenthuminsäuren charakteristische Absorptionszunahme um 407 nm ist bei den Fulvin-

säuren nicht zu beobachten.

Die Behandlung zweier gelöster Huminsäuren mit den drei Kupferlösungen führen zu keinen

nennenswerten Änderungen der A2/A4-Werte der Proben (Tab. 10).

Probe SC1 SC1+S1 SC1+S2 SC1+S3 T2 T2+S1 T2+S2 T3+S3

A2/A4 2,38 2,26 2,34 2,39 3,98 3,62 3,91 3,92

Tab. 10 Einfluß von Kupferionen auf das A2/A4-Verhältnis von Huminsäuren

SC1, T2: Huminsäuren S1, S2, S3: Kupferlösungen (vergl. 2.6.4)

Ergebnisse

73

Lediglich die Lösung S1 mit einer Kupfer-II-Konzentration von 1,0 * 10-4 mol/L führt zu einem

leichten Rückgang im A2/A4-Verhältnis bei der Torfhuminsäure T2. Dieser ist in einer leich-

ten Abnahme der Absorption um 270 nm begründet. Im Bereich von 407 nm ist keine

Absorptionszunahme zu beobachten.

Abb. 33 Verteilung der A2/A4-Verhältnisse im Hauptprobengebiet

Ergebnisse

74

3.3.7 Fourier-Transform-Infrarotspektroskopie (FT-IR)

Die FT-IR-Spektren der Huminsäuren fallen auf den ersten Blick durch ihre Einfachheit auf,

vergleicht man sie mit den Spektren reiner Einzelsubstanzen. Der Grund hierfür liegt in der

Komplexität der Makromoleküle, welche eine Vielzahl unterschiedlicher funktioneller Grup-

pen in häufig ähnlicher, aber nicht identischer chemischer Umgebung aufweisen. Dadurch

kommt es zu Interferenzen der angeregten Schwingungen, die zu einer Verbreiterung der

registrierten Signale führen. Folglich weisen die IR-Spektren von Huminsäuren lediglich

breite Banden und keine scharfen Einzelsignale auf (MacCARTHY & RICE, 1985).

Die auffälligste und breiteste Bande ist die der O-H-Streckschwingungen im Bereich um

3400 Wellenzahl/cm (WZ). Sie findet sich als dominante Bande in allen Spektren und dehnt

sich über ein Intervall von mehr als 400 WZ aus. Die starke Verbreiterung der Bande wird

z.T. auch auf die ausgeprägte Anzahl von Wasserstoffbrückenbindungen zurückgeführt

(THENG et al., 1966). Obwohl den Huminsäuren ein stark carboxylischer Säurecharakter

nachgesagt wird, weisen die IR-Schwingungen um 3400 WZ nach Meinung von

MacCARTHY & RICE (1985) eher auf phenolische und alkoholische OH-Gruppen hin.

Im folgenden sollen die für die Interpretation von Huminsäure-IR-Spektren wichtigen Ban-

denbereiche kurz vorgestellt werden (Tab. 11). Je nach zugeführter Energie werden in den

Molekülen unterschiedliche Schwingungen angeregt. Man unterscheidet daher zwischen

einem Valenzschwingungsbereich (4000 - 1500 WZ) und einem Deformationsschwingungs-

bereich (1500 - 200 WZ). Der sogenannte Fingerprint-Bereich, in dem es zur Anregung von

Gerüstschwingungen kommt, die für das Gesamtmolekül charakteristisch sind, erstreckt sich

etwa von 1600 - 1000 WZ (SCHWEDT, 1995).

Bande

[Wellenzahl / cm]

angeregte Schwingungen Literatur

3700 – 3400 O-H-Streckschwingungen

N-H-Valenzen

MacCARTHY & RICE, 1985

FILIP & ALBERTS, 1994

2960 -CH3 asymmetrische Streckschwingung THENG et al., 1966



2600 H-Brücken gebundene OH-Gruppen der

Carboxylgruppe

PICCOLO et al., 1989

Tab. 11 Schwingungszuordnung der IR-Banden

Ergebnisse

75

Bande

[Wellenzahl / cm]


1720 C=O-Streckschwingung in Carboxyl-,

Carbonyl, Keto- und Aldehydgruppen


THENG & POSNER, 1967

1650 Amid I (C-O-Streckschwingung)

Amidabsorption der Peptide

ungesättigte Ketone

FILIP & ALBERTS 1994

STEVENSON & GOH, 1971

THENG & POSNER 1967

1620 - 1610 Streckschwingungen ungesättigter

aromatischer Gruppen

SENESI et al. 1989b

1650, 1625, 1600 konjugierte C=C-Bindungen in z.B.

Dienen, Trienen usw.

HESSE et al. 1995

1600 aromatische C=C-Bindungen

stark H-brückengebundene C=O-

Bindungen in Chinonen

konjugierte Ketone (H-Brücken)

STEVENSON & GOH 1971

1560 - 1520 symmetrische und asymmetrische

Streckschwingungen von

Carboxylatgruppen

DENECKE et al. 1997

1540 Amid-II-Bande (Peptidbindung in

Proteinen)

STEVENSON & GOH 1971

1520 Amid-II-Bande

(C=O-Schwingung in Amidgruppen)

N-H-Deformation

SENESI et al., 1989b


1510 Streckschwingung aromatischer C=C-

Bindungen / Ringschwingungen

NH3+-Pendelschwingung

BELLAMY, 1975


1450 C-H-Pendelschwingungen in Aliphaten MacCARTHY & RICE, 1985

1420 C=C-Streckschwingungen in

aromatischen Ringen


1400 O-H-Pendelschwingungen (Alkohole,

Carboxylgruppen)


1385 symmetrische und asymmetrische

Streckschwingungen von COO-

O-H-Deformation und C-O-Streckung in

Phenolen, C-H-Deformationen

DENECKE et al., 1997


Tab. 11 (fortgesetzt) Schwingungszuordnung der IR-Banden

Ergebnisse

76

Bande

[Wellenzahl / cm]


1300 - 1000 Ester, Polysaccharide und

Carboxylgruppen langkettiger

Fettsäuren

GESSA et al., 1983

1220 C-O-Streckschwingung und

O-H-Deformationen von

Carboxylgruppen

Amid-III-Bande



1160 - 1080 O-Al-OH, O-Fe-OH Schwingungen TAN et al., 1994

um 1030 Si-O-Streckschwingungen

C-O-Streckschwingungen in

Polysacchariden

typische Banden für Tonminerale

aromatische C-H-Deformation (in-plane)


LYNCH & SMITH-PALMER,

1992

STEVENSON & GOH, 1971


VAN DER MAREL &

BEUTELSPACHER, 1976

SARKANEN & LUDVIG,

1971

914 Si-O-Schwingungen VAN DER MAREL &

BEUTELSPACHER, 1976


unter 900 Pendelschwingungen (out-of-plane) von

aromatischen C-H-Bindungen

Schwingungen aliphatischer Ketten

SENESI et al., 1989a

800 C-H-Deformation in Aromaten

(=C-H out-of-plane)


BELZILE et al., 1997

780 - 458 Si-O-Schwingungen VAN DER MAREL &

BEUTELSPACHER, 1976


Tab. 11 (fortgesetzt) Schwingungszuordnung der IR-Banden

Die Angabe der Si-O, HO-Al-O und HO-Fe-O-Schwingungen in Tab. 11 soll verdeutlichen,

daß der Einfluß von anorganischen Verunreinigungen in den Huminsäureisolaten gerade auf

die IR-Spektren nicht vernachlässigt werden darf. Da die Aschegehalte der Isolate aus den

Böden und Sedimenten z.T. erhebliche Anteile (bis zu 30%) ausmachen, ist mit einer Beein-

Ergebnisse

77

flussung der Spektren durch diese „Verunreinigungen“ zu rechnen. Welche Bereiche der

Spektren eine Beeinflussung durch die koextrahierten Tonminerale erfahren, verdeutlicht

Abb. 34.

1000200030004000W ellenzahl / cm

Tra

nsm

issi

on

Torf-HS :

m it HF behandelt (0,9 % Asche)

unbehandelt (1,1 % Asche)

1000200030004000W ellenzahl / cm

Tra

nsm

issi

onNo rdsee-HS:

m it HF behandelt (2,4 % Asche)

unbehandelt (11,4 % Asche)

Abb. 34 Der Einfluß von anorganischen Verunreinigungen auf die IR-Spektren

von Huminsäuren: Nordsee-HS (oben) und Torf-HS

Ergebnisse

78

Durch die Behandlung der Isolate mit 5%iger Flußsäure konnten die Aschegehalte insbe-

sondere der Sedimentproben stark verringert werden (vergl. Abschnitt 3.3.3). Dies führt bei

den IR-Spektren im wesentlichen zu folgenden Änderungen (Abb. 34, oben):

- die OH-Bande um 3400 WZ wird deutlich schmaler.

- die Aliphatenbanden bei 2960 und 2850 WZ erfahren eine starke Betonung und werden

von der OH-Bande weniger überlagert.

- die OH-Bande um 2600 WZ erfährt ebenfalls eine leichte Betonung.

- die C=O-Bande bei 1720 sowie die Amid-II-Bande bei 1540 WZ nehmen etwas an Inten-

sität zu.

- die vor der Behandlung von den Si-O-Schwingungen um 1030 WZ stark überlagerten

CO- bzw. OH-Banden um 1220 WZ treten jetzt deutlich hervor.

- die typischen Si-O-Schwingungen bei 1030, 914, 523, 467 und 424 WZ gehen deutlich

zurück und geben die Schwingungen um 610 WZ (aromatische und aliphatische Pendel-

schwingungen) frei.

Bei Proben, die bereits vor der HF-Behandlung nur geringe Aschegehalte aufwiesen (z.B. die

Torfisolate), ist dagegen keine Änderung der Spektren zu beobachten (Abb. 34, unten). Dies

liefert die Gewißheit, daß die Huminsäuren durch die Flußsäure nicht angegriffen werden

und somit die Flußsäureprozedur auf alle Proben angewendet werden kann.

Eine Auswahl an IR-Spektren der mit Flußsäure behandelten Proben zeigt die Abb. 35.

Im Bereich von 4000 - 2000 WZ weisen die Spektren aller Proben große Ähnlichkeiten auf.

Bei den marinen Proben sind die Aliphatenbanden um 2960 und 2850 WZ etwas stärker

ausgeprägt als bei den terrestrischen.

Deutlichere Unterschiede finden sich im Bereich unter 2000 WZ. Während alle Proben eine

ausgeprägte Bande für die C=O-Valenzen um 1720 WZ aufweisen, kommt es für die

terrestrischen Proben zu einer Verschiebung der Bande um 1650 WZ in Richtung geringerer

Wellenzahlen. Für die Wald- und Ackerbodenproben liegt sie bei 1630 WZ und für die Torf-

proben bei 1600 WZ, was auf einen höheren aromatischen Anteil in diesen Proben schließen

läßt. Unterstützt wird diese Vermutung durch die ausgeprägte Bande um 1510 WZ, die bei

den marinen Proben völlig fehlt. Diese weisen hingegen bei 1540 WZ eine deutliche Amid-II-

Schwingung auf, die bei den Torfproben gar nicht und bei den Wald und Ackerproben nur

schwach zu erkennen ist.

Ergebnisse

79

1000200030004000W ellenzah l / cm

NU1

AC

T1

Q ueller

Tra

nsm

issi

on

JB

DB8

100

NN2

2920 2850 1720

1650

1540

1220

1030

Abb. 35 FT-IR-Spektren von Huminsäuren (Beispiele)

Die meisten der Banden unterhalb von 2000 WZ haben für alle Proben ähnliche Lagen, aber

durchaus unterschiedliche Intensitäten. Daher wurde der charakteristische Bereich mit

Schwingungen zwischen 2000 und 900 WZ mathematisch ausgewertet, um eine Quantifizie-

rung wichtiger Schwingungsbanden durchzuführen. Auf diese Weise können die Schwin-

gungsanteile unterschiedlicher Spektren miteinander verglichen werden. Zudem wird die

Ergebnisse

80

Auflösung der Spektren verbessert, da das Verfahren auch in der Lage ist, versteckte

Schwingungsanteile („hidden peaks“) zu lokalisieren und quantifizieren. Auf diese Weise

werden z.B. auch für die Torfproben Schwingungsanteile im Bereich um 1540 WZ erkannt,

die sich in den Spektren allenfalls als kaum angedeutete Schulter darstellen.

Zur vergleichenden Auswertung aller Spektren wurden folgende vier wichtige Schwingungen

quantifiziert:

- C=O-Valenzen um 1720 WZ

- Schwingungsanteile um 1650 WZ

- aromatische Schwingungen um 1600 WZ

- Amid-II-Anteile um 1535 WZ

Um Effekte durch Konzentrationsunterschiede bei der Spektrenaufnahme auszuschließen,

wurden jeweils zwei Schwingungsanteile ins Verhältnis gesetzt.

Das Verhältnis der Anteile bei 1720/1650 WZ liegt für alle Proben relativ nahe beieinander.

Im Mittelwert beträgt es 0,94 (± 0,23 SD), was die Ausgewogenheit der beiden Banden zum

Ausdruck bringt. Lediglich die Torfprobe T3, die Wattprobe NEU und die Ackerbodenprobe

lassen mit Werten von 2,19, 1,71 bzw. 1,66 eine deutliche Verschiebung zugunsten der

C=O-Bande erkennen. Das mit Abstand niedrigste Verhältnis mit 0,53 wurde für die Probe 9

ermittelt. Hier tritt die Bande um 1720 WZ nur als Schulter zur Bande um 1650 WZ auf.

Dagegen weist die Probe 36 mit 1,46 den größten Wert für die Nordseeproben auf, was

jedoch auf eine nur geringe Verbreiterung der Bande um 1650 WZ und nicht auf eine

Absorptionsdominanz bei 1720 WZ zurückzuführen ist.

Setzt man die Schwingungsanteile von 1720 WZ zu den aromatischen Anteilen um 1600 WZ

ins Verhältnis, so ergibt sich für die Nordsee- und Wattsedimente ein Mittelwert von 2,65,

wobei die stark gestreuten Einzelwerte (SD = 1,33) zwischen 0,88 (Station 72) und 7,12

(Station 20) schwanken.

Die Werte für die Ackerboden- und Torfproben liegen zwischen 0,77 (T3) und 1,50 (T5) bei

einem mittleren Wert von 1,12 (± 0,25 SD), was die erhöhten Schwingungsanteile aromati-

scher C=C-Bindungen zum Ausdruck bringt.

Höhere Amid-II-Schwingungsanteile werden dagegen für die marinen Proben bestimmt, was

sich in dem Bandenverhältnis von 1720/1535 WZ ausdrückt. Der Mittelwert der marinen Pro-

ben liegt mit 1,03 (± 0,25) deutlich unter den Werten der Torfproben, die zwischen 2,77 (T5)

und 12,40 (T4) variieren. Die verhältnismäßige Ausgeglichenheit der Schwingungsanteile

von 1720 WZ und 1535 WZ für die marinen Proben überrascht, wenn man die IR-Spektren

betrachtet. Dies erklärt sich aber über die größere Breite der Amid-II-Amplitude gegenüber

der C=O-Amplitude bei der computer-graphischen Auswertung. (Abb. 36).

Ergebnisse

81

FT-IR NN3Zerlegung: Gauss-Amp. (15 Peaks)

Fit=0.999689 SE=0.0933284

991.42

1035.7

10891152.9

12241300.4

1369.4

1413

1456.7

1505.7

1538.8

1606.2

1656.8

1721

1773.9

750 1000 1250 1500 1750 2000Wellenzahl / cm

-5

0

5

10

15

Abs

orpt

ion

-5

0

5

10

15

Abs

orpt

ion

0

5

10

15

20

Abs

orpt

ion

0

5

10

15

20

Abs

orpt

ion

Abb. 36 Quantifizierung von IR-Schwingungsbanden: Mathematische Zerlegung

des Spektrums (oben) in Gauss-Amplituden (unten).

Fit: Güte der Kurvenanpassung (optimal: Fit = 1,0)

SE: Standardfehler (optimal: SE = 0,0)

Ergebnisse

82


3.3.8.1 Anregungsspektren (Detektion bei 520 nm)

Die Anregungsspektren (Detektion bei 520 nm) der Huminsäureisolate zeigen für alle Proben

sehr große Ähnlichkeiten. Sie zeichnen sich in der Regel durch ein Hauptmaximun im

Bereich zwischen 350 und 360 nm aus und weisen daneben drei Nebenmaxima bzw.

Schultern in den Wellenlängenbereichen um 390, 435 und 465 nm auf. Bei der letzten

Schulter handelt es sich um detektiertes Streulicht, welches in wäßrigen Systemen immer zu

beobachten ist (PARKER, 1959; GIENAPP, 1979). Diese sogenannte Raman-Bande findet

im Spektrum der Ackerbodenprobe eine besondere Ausprägung. Bei der Interpretation der

Spektren ist diese Bande jedoch nicht von Bedeutung, da sie dem Lösungsmittel zuge-

schrieben wird.

250 300 350 400 450 500W e llen länge [nm ]

N U 1

rela

tive

Flu

ores

zenz

T1

Q ue lle r

JB

D B6

100

N N 2

355 nm

390 nm

435 nm

465 nm

A C


Ergebnisse

83

Die Ausprägung der übrigen Fluoreszenzbanden ist zwar von Probe zu Probe etwas unter-

schiedlich (Abb. 37), ein signifikanter Unterschied zwischen den Proben terrestrischer und

mariner Herkunft kann anhand der Anregungsspektren nicht festgestellt werden.

3.3.8.2 Anregungsspektren (Detektion bei 440 nm)

Die Anregungsspektren, die bei einer Detektionswellenlänge von 440 nm aufgenommen

wurden, weisen im wesentlichen nur ein Maximum auf. Bei einigen Proben ist jedoch die

Raleigh-Streuung bei ein Anregungswellenlänge von 220 nm erkennbar (Abb. 38). Da es

sich bei dieser Strahlung jedoch um Streulicht handelt, welches von in der Probe vorhande-

nen Fluorophoren unabhängig ist, spielt diese Bande bei der Auswertung der Spektren keine

Rolle. Aus der Abbildung wird deutlich, daß die Anregungsmaxima durchaus unterschiedlich

lokalisiert sind.

200 250 300 350 400 450W e llen länge [nm ]

N U 1

A C

T1

Q uelle rrela

tive

Flu

ores

zenz

JB

D B 8

100

N N 2


So liegt das Fluoreszenzmaximum für die marine Probe NN2 bei 309 nm, während das

Maximum des Quellerextraktes bei 343 nm erreicht wird. Eine signifikante Korrelation zwi-

Ergebnisse

84

schen der Lage der Anregungsmaxima und der Herkunft der Huminsäuren läßt sich jedoch

nicht feststellen (Abb. 39). Beispielsweise liegt das Fluoreszenzmaximum für die Ackerbo-

denprobe mit 312 nm im Bereich der Nordseehuminsäure NN2, während die Huminsäure der

Station 100, die ebenfalls aus der Nordsee stammt, ihr Anregungsmaximum erst bei 327 nm

erreicht. Der Mittelwert für die Nordseeproben liegt bei 318 nm, wobei die Werte zwischen

305 nm (Probe SC1) und 328 nm (Probe 141) variieren. Abb. 39 zeigt die mittleren Lagen

der Fluoreszenzmaxima für die nach ihrer Herkunft gruppierten Proben. Dabei fällt beson-

ders das mit 354 nm für alle Proben längstwellig lokalisierte Maximum für die Skagerrakhu-

minsäure auf. Die Torfe erreichen ihr Fluoreszenzmaximum im Mittel bei 325 nm und variie-

ren zwischen 320 nm (T5) und 330 nm (T1).

280

290

300

310

320

330

340

350

360

Lignin

Wald

Acker

Torfe

Quelle

rW

att

Deutsc

he B

ucht

Nordse

e

Floress

ee

Skager

rak

Mar

mar

a Meer

Ostsee

Wese

r

Mes

sel

Proben (nach Herkunft zusammengefaßt)

Anr

egun

gsm

axim

um [n

m]

Abb. 39 Mittlere Lage der Anregungsmaxima (Detektion bei 440 nm) der Humin-

säureproben und Lignin; die Proben sind nach ihrer Herkunft zusam-

mengefaßt.

Ergebnisse

85

3.3.8.3 Emissionsspektren

Die Emissionsspektren der Huminsäuren (eine Auswahl zeigt Abb. 40) sind alle durch eine

sehr breite Bande mit einem Maximum im Bereich zwischen 436 nm (Probe 116) und

453 nm (SKK) gekennzeichnet. Im Mittel liegt das Emissionsmaximum für die Nordseepro-

ben bei 444 nm. Lediglich die Huminsäuren der Torfe T1, T3 und T4 sowie die Ackerboden-

huminsäure AC zeigen ein geringfügig langwellig verschobenes Emissionsmaximum um 460

nm. Eine eindeutige Tendenz zur Unterscheidung mariner und terrestrische Huminsäuren

läßt sich allerdings nicht feststellen (Abb. 41). Beispielsweise liegt das Emissionsmaximum

der Tiefseeprobe aus der Floressee mit einem Wert von 452 nm im selben Bereich wie das

Maximum der Waldbodenprobe NU1 (448 nm).

360 400 440 480 520 560W ellen länge [nm ]

N U 1

A C

T 1

Q u elle r

rela

tive

Flu

ores

zenz

JB

D B 6

1 00

N N 2

4 45 nm4 18 nm

Abb. 40 Emissionsspektren von Huminsäuren (Beispiele)

Ergebnisse

86

Neben dem Emissionsmaximum zeigen die meisten Spektren auch eine Schulter im Bereich

um 418 nm und um 525 nm. Letztere ist nur bei der Probe AC besonders ausgeprägt. Bei

der Emission um 418 nm handelt es sich um die häufig zu beobachtende Raman-Bande von

Wasser (PARKER, 1959; SENESI et al. 1991). Sie spielt bei der Charakterisierung der

Huminsäuren somit keine Rolle.

Für Lignin wurde ein Emissionsmaximum bei 440 nm ermittelt, das von der Quellerprobe ist

bei 445 nm lokalisiert.


Fluoreszenz: Emissionsmaxima von Huminsäuren

Lage

des

Em

issi

onsm

axim

ums

[nm

]

434

440

446

452

458

464


HS Wat tHS marin

Abb. 41 Box-Darstellung der Lage der Fluoreszenzemissionsmaxima von Humin-

säuren. Gruppenlegende: siehe 3.3.4

3.3.8.4 Synchronspektren

Im Gegensatz zu den Anregungs- und Emissionsspektren zeigen die Synchronspektren der

Huminsäuren eine stärkere Auflösung, so daß es zur Ausprägung zahlreicher Maxima

kommt (Abb. 42). Die größten Fluoreszenzintensitäten werden generell bei Emissionswel-

lenlängen zwischen 300 und 400 nm gemessen. Eine mehr oder minder stark ausgeprägte

Schulter findet sich im Bereich um 475 nm. Einige Proben weisen eine weitere Schulter zwi-

schen 500 und 550 nm auf (z.B. Probe 159).

Ergebnisse

87

200 300 400 500 600W ellen länge [nm ]

N U 1

A C

T1

rela

tive

Flu

ores

zenz

Q ue ller

JB

D B 6

100

N N 2

Abb. 42 Synchronspektren von Huminsäuren (Beispiele)

Da bei der großen Anzahl an Spektren eine Diskussion einzelner Fluoreszenzbanden als

wenig sinnvoll erscheint, werden die Fluoreszenzintensitäten über größere Wellenlängenbe-

reiche zusammengefaßt. Dies geschieht durch eine Flächenintegration unterhalb der erhal-

tenen Intensitätskurven. Dazu wird der gemessene Wellenlängenbereich in drei annähernd

gleich große Intervalle geteilt und für jedes Intervall die Fläche unterhalb der Fluoreszenz-

kurve bestimmt (Abb. 43).

Somit reduzieren sich die Informationen eines Spektrums auf die drei summierten Fluores-

zenzintensitäten innerhalb dieser Wellenlängenintervalle. Das Intervall der kurzwelligen Fluo-

reszenzemissionen umfaßt den Wellenlängenbereich von 250 bis 350 nm, der mittlere

Bereich erstreckt sich von 351 bis 450 nm und der langwellige Bereich faßt die Fluoreszenz-

emissionen oberhalb von 450 nm zusammen.

Ergebnisse

88

400 600W e lle n länge [nm ]

rela

tive

Flu

ores

zenz

In teg ralfläche 250 - 350 nm(48 ,8 % )

In teg ra lfläche 351 - 450 nm(4 0,8 % )

In teg ra lfläche 450 - 568 nm(10,4 % )

Abb. 43 Flächenintegration bei Synchronspektren (Beispiel NN3)

Eine Zusammenstellung der Ergebnisse dieser Flächenintegration zeigt Abb. 44. Dabei wird

deutlich, daß die marinen gegenüber den terrestrischen Proben tendenziell erhöhte Fluores-

zenzanteile im kurzwelligen Intervall aufweisen. Bei den terrestrischen Huminsäuren liegt der

Anteil mittelwelliger Fluoreszenz mit Werten um 50% eindeutig über dem der kurzwelligen

Fluoreszenz (30 –36%). Bei den Nordseeproben sind diese Unterschiede im Mittel deutlich

geringer. Der kurzwellige Anteil liegt hier bei 43,4%, während der mittlere Bereich etwa

46,6% ausmacht.

Allerdings variieren die einzelnen Anteile für die Nordseeproben beträchtlich. So weisen bei-

spielsweise einige Proben kurzwellige Anteile von nur 33% auf, während andere Proben bis

zu 51% erreichen (Abb. 45).

Ein ähnliches Verhalten wurde auch für den langwelligen Bereich beobachtet. Hier zeigen

die terrestrischen Proben im Mittel höhere Anteile als die marinen Huminsäuren. Den höch-

sten Wert erreicht der Torf T1 mit 18,0%. Für die Nordseeproben liegt der Mittelwert dage-

gen bei nur 10,0%. Dennoch erreichen auch hier einzelne Proben Anteile von bis zu 17,7%

(Station 173).

Ergebnisse

89

0%

10%

20%

30%

40%

50%

60%

70%

80%

90%

100%

Lignin

Wald

Acker

Torfe

Quelle

rW

att

Deutsc

he B

ucht

Nords

ee

Flores

see

Skage

rrak

Mar

mar

a M

eer

Ostsee

Wes

er

Mes

sel

Proben (nach Herkunft zusammengefaßt)

Ges

amtfl

äche

nant

eil [

%]

Flächenintegral 250 - 350 nm Flächenintegral 351 - 450 nm Flächenintegral 451 - 568 nm

Abb. 44 Fluoreszenzanteile der Synchronspektren – ermittelt über die Flächenin-

tegration der einzelnen Fluoreszenzkurven

Min-Max25%-75%Medianwer t

Fluoreszenz: Flächenintegrale 250 - 350 nm

Flä

chen

ante

il [%

]

28

32

36

40

44

48

52

56


HS Wat tHS mar in

Abb. 45 Box-Darstellung der prozentualen Flächenanteile des kurzwelligen

Bereiches (250 – 350 nm) am Gesamtflächenintegral der Fluoreszenz-

synchronspektren von Huminsäuren.


Ergebnisse

90

Ein auffallend hoher Extremwert (47,3%) für die alten terrestrischen Huminsäuren in Abb. 45

wird für die Ölschieferprobe aus der Grube Messel beobachtet. Die Werte der Torfe liegen

dagegen deutlich darunter, was in dem engen 25 – 75% Intervall zum Ausdruck kommt.

3.3.8.5 2D-Fluoreszenzspektren

Von vier Huminsäureisolaten wurde auch ein zweidimensionales Fluoreszenzspektrum auf-

genommen. Dabei werden die Fluoreszenzemissionen innerhalb eines vorgegebenen Wel-

lenlängenbereichs in Abhängigkeit verschiedener Anregungswellenlängen gemessen. Die

Spektren der Proben NN2 (Nordsee-HS), JB (Watt-HS), AC (Boden-HS) und T1 (Torf-HS)

sind in den Abb. 46 und Abb. 47 dargestellt.

Während die Ackerbodenprobe lediglich ein Fluoreszenzmaximum aufweist, zeigen die übri-

gen drei Proben die Ausbildung mindestens eines weiteren lokalen Maximums. Die beiden

marinen Proben (Abb. 46) zeichnen sich durch verstärkte Fluoreszenzemissionen bei Anre-

gungswellenlängen zwischen 310 und 375 nm aus. Dabei liegt der maximale Emissionsbe-

reich für die Wattprobe zwischen 350 und 375 nm und für die Nordseeprobe zwischen 400

und 425 nm. Die Torfprobe zeigt bei Anregungswellenlängen zwischen 280 und 330 nm eine

Zunahme der Emission im Bereich zwischen 400 und 450 nm.

Bei sehr kurzwelliger Anregung (250 – 275 nm) zeigen alle Proben hohe Fluoreszenzemis-

sionen im Bereich zwischen 380 und 475 nm. Das Maximum für die Bodenprobe liegt dabei

um 410 nm, während die übrigen Proben Maximalwerte der Emission um 450 nm erreichen.

Bei einer Anregung von 280 nm weist die Nordseeprobe zudem ein weiteres Maximum um

310 - 320 nm auf.

Ergebnisse

91

Abb. 46 2D-Fluoreszenzspektren von Huminsäureisolaten aus einem Nordseese-

diment (oben) und einem Wattsediment (unten)

Ergebnisse

92

Abb. 47 2D-Fluoreszenzspektren von Huminsäureisolaten aus einem Ackerboden

(oben) und einem Torf (unten)

3.3.9 Protonen-NMR-Spektroskopie ( 1H-NMR)

Von zehn Huminsäureisolaten wurde ein 1H-NMR-Spektrum aufgenommen. Dabei handelte

es sich neben dem Quellerisolat und der Messelprobe um die Bodenproben NU1 und AC,

die Torfprobe T4, die Weserprobe DR1, das Wattsedimentisolat HS2 sowie die drei Nord-

Ergebnisse

93

seeproben 20, 106 und SC2. Da die Huminsäureisolate eine z.T. sehr schlechte Löslichkeit

in dem verwendeten Lösungsmittelgemisch aus D2O und NaOD aufwiesen, wurden die Pro-

ben vor der Überführung in die NMR-Röhrchen zentrifugiert.

Durch diese Löslichkeitsprobleme bedingt, zeigen die meisten Spektren ein relativ ungünsti-

ges Signal-Rausch-Verhältnis. Dennoch können signifikante Unterschiede zwischen den

einzelnen Proben beobachtet werden.

Abb. 48 zeigt beispielhaft die Spektren einer terrestrischen (T4), einer limnischen (DR1) und

einer marinen Huminsäure (SC2). Es wird deutlich daß alle Spektren kaum einzelne Signale

oder Multipletts aufweisen, wie dies für definierte Einzelsubstanzen in der Regel der Fall ist.

Vielmehr kommt es zur Ausbildung breiter, sich überlagernder Banden. Daher empfiehlt es

sich, nicht einzelne Peaks auszuwerten, sondern Bereiche chemischer Verschiebungen zu

integrieren und diese vergleichend zu betrachten. Dazu werden die Spektren in jeweils fünf

Bereiche unterteilt (DEREPPE et al., 1980):

Bereich 1: 8,5 – 5,8 ppm aromatische Protonen

Bereich 2: 5,8 – 4,1 ppm Protonen gesättigter Gruppen in α-Stellung zu zwei O-Atomen

Bereich 3: 4,1 – 2,8 ppm Protonen gesättigter Gruppen in α-Stellung zu einem O-Atom

Bereich 4: 2,8 – 1,7 ppm Protonen gesättigter Gruppen in α-Stellung zu aromatischen

Ringen oder funktionellen Gruppen mit C=O Bindungen

Bereich 5: 1,7 – 0,0 ppm Protonen gesättigter Gruppen in β-Stellung oder größerer Ent-

fernung zu aromatischen Ringen oder funktionellen Gruppen

mit C=O Bindungen

Die Ergebnisse der Bereichsintegrationen sind in Tab. 12 dargestellt. Das jeweilige Integral

für den Bereich 1 wurde dabei auf 1,00 normiert und die übrigen Integrale entsprechend

angepaßt. Für den Bereich 2 wurden keine Integrale berechnet, da in diesem Bereich das

Signal des Lösungsmittels D2O (4,7 ppm) die Spektren dominiert.

Probe Bereich 1 Bereich 2 Bereich 3 Bereich 4 Bereich 5 B1 / B5 B3 / B5 B3 / B48.5 - 5.8 ppm 5.8 - 4.1 ppm 4.1 - 2.8 ppm 2.8 - 1.7 ppm 1.7 - 0.0 ppm

NU1 1,00 (D2O) 2,07 1,75 2,36 0,42 0,88 1,18AC 1,00 (D2O) 1,45 1,83 4,53 0,22 0,32 0,79T4 1,00 (D2O) 1,55 1,37 1,10 0,91 1,41 1,13

DR1 1,00 (D2O) 48,09 51,32 141,20 0,01 0,34 0,94HS2 1,00 (D2O) 2,34 4,98 26,79 0,04 0,09 0,4720 1,00 (D2O) 5,01 22,85 171,54 0,01 0,03 0,22106 1,00 (D2O) 18,10 33,61 182,21 0,01 0,10 0,54SC2 1,00 (D2O) 42,26 41,47 71,90 0,01 0,59 1,02

Queller 1,00 (D2O) 24,48 30,32 60,31 0,02 0,41 0,81ME 1,00 (D2O) 0,11 0,43 20,65 0,05 0,01 0,26

Tab. 12 Integrale und Integralverhältnisse von Spektrenbereichen der 1H-NMR-

Spektren

Ergebnisse

94

D 2O

Abb. 48 1H-NMR-Spektren von Huminsäuren: Torf (oben), Weser (Mitte) und

Nordsee (unten)

Ergebnisse

95

Allgemein ist zu beobachten, daß die Proben aus dem aquatischen Milieu nur sehr wenige

Resonanzen im Bereich für die aromatischen Protonen aufweisen (Bereich 1). Dafür domi-

nieren die Signale in den aliphatischen Bereichen 3 – 5. Diese Bereiche sind auch bei den

terrestrischen Proben von deutlichen Resonanzen gekennzeichnet, so daß für diese Humin-

säuren ebenfalls vom Vorhandensein ausgeprägter aliphatischer Strukturen ausgegangen

werden kann.

Im Gegensatz zu der Nordseehuminsäure SC2 sind für die Weserprobe DR1 auch im aro-

matischen Spektrenbereich Signale zu erkennen. Da aber die Integralwerte für die aliphati-

schen Bereiche eindeutig dominieren, kommt diese Tatsache bei den Integralverhältnissen in

Tab. 12 nicht zum Ausdruck.

Besonders kritisch sollten die Integralwerte der Proben ME und 20 betrachtet werden, da die

Spektren beider Proben ein sehr ungünstiges Signal-Rausch-Verhältnis aufweisen.

Das Spektrum der Quellerprobe zeichnet sich wie das der marinen Proben durch deutliche

Signale in den aliphatischen Bereichen und kaum sichtbare Resonanzen im aromatischen

Bereich aus.

Generell lassen sich also durch die Protonen-NMR-Spektren für alle Huminsäuren aliphati-

sche Strukturanteile nachweisen. Der Anteil an aromatischen Protonen zeigt hingegen zwi-

schen den Huminsäuren mariner und terrestrischer Herkunft signifikante Unterschiede.

Diskussion

96

4 Diskussion

4.1 Basisparameter der Sediment- und Vergleichsproben

4.1.1 Das Hauptprobengebiet: Die Nordsee

Die Nordsee ist ein flaches Schelfmeer im Nordwesten Europas. Eingerahmt vom europäi-

schen Festland und den Britischen Inseln erreicht die Nordsee im Süden durchschnittliche

Wassertiefen von 40 m, während am nördlichen Schelfrand Tiefen von bis zu 200 m

bestimmt werden. Im Nordosten befinden sich zwei tiefe Becken, die Norwegische Rinne und

das Skagerrak, welche maximale Tiefen von 400 m bzw. 750 m aufweisen.

Der größte Teil der untersuchten Sedimente stammt aus dem südöstlichen Bereich des

Nordseeplateaus aus Wassertiefen zwischen 15 und 85 m. Nur die nördlichen Proben (NN2 -

NN5) und die Proben am Rande der Norwegischen Rinne (Stationen 160 - 162) kommen aus

Wassertiefen von deutlich über 100 m. Die Probe direkt aus dem Skagerrakbecken (SKK)

wurde in 525 m Wassertiefe genommen.

Der Sedimenttransport und damit der Transport an organischem Material innerhalb der

Nordsee wird überwiegend durch die Tiden, windinduzierte Wellen und Strömungen beein-

flußt (de HAAS, 1997). Sedimentpartikel erreichen die Nordsee vom Atlantik im Norden,

durch den Kanal im Südwesten, die Ostsee im Osten und den Eintrag der Flüsse. Darüber

hinaus trägt Erosion am Meeresboden und den Küstenrändern sowie die Primärproduktion

und atmosphärische Einträge zur Sedimentfracht der Nordsee bei.

Die Haupttransportrichtung der Nordseesedimente erfolgt dabei gegen den Uhrzeigersinn

(OTTO et al., 1990). Eine Ablagerung rezenter, feinkörniger Sedimente findet zum größten

Teil in den beiden tiefen Becken, der Norwegischen Rinne und dem Skagerrak, statt

(EISMA & KALF, 1987; van WEERING et al., 1993). Die höchsten Sedimentationsraten mit

bis zu 280 mm/100 a wurden für die Norwegische Rinne bestimmt (de HAAS et al., 1996).

Abgesehen von einigen kleineren Ablagerungsräumen für feinkörnige Sedimente, z.B. in der

Deutschen Bucht und um Helgoland, findet in der offenen Nordsee nur eine sehr geringe

Sedimentation feiner Partikel statt (de HAAS et al., 1997).

4.1.2 Wassergehalt und Feinfraktionsanteile der Nordseesedimente

Die Feinfraktionsanteile der untersuchten Sedimente sind überwiegend gering. Nur wenige

Proben erreichen Werte von über 25%. In Übereinstimmung mit den in Abschnitt 4.1.1

gemachten Aussagen finden sich erhöhte Werte von bis zu 28% bzw. 37% Feinfraktion in

Diskussion

97

den Sedimenten der Deutschen Bucht und am Rande der Norwegischen Rinne (Stationen

160 und 161). Daß es auch in Gebieten mit überwiegend geringen Feinfraktionsanteilen

durchaus zu lokalen Anstiegen der Ton- und Siltfraktion kommen kann, beweist die Probe

der Station 169, die in einer eindeutig sandigen Umgebung einen Feinfraktionsanteil von

über 32% aufweist.

Bei den Wattproben können die starken Unterschiede der Feinfraktionsanteile über differie-

rende Stömungsgeschwindigkeiten erklärt werden. So ist es nicht verwunderlich, daß die in

unmittelbarer Nähe des Deichefußes genommene Probe JB des von geringen Strömungsge-

schwindigkeiten geprägten Sander Watts im westlichen Teil des Jadebusens ein sehr schlik-

kiges Sediment mit 41% Feinfraktion aufweist (IRION, 1994), während das Sediment bei

Schillig nur knapp 10% Feinfraktion enthält. Durch die höheren Strömungsgeschwindigkeiten

am Rande der Jade kommt es hier lediglich zur Ausbildung eines Sandwatts.

Die deutliche Differenz zwischen den nahe beieinander gelegenen Sedimentproben HS1 und

HS2 (14,7 bzw. 2,5% FF) geht auf den Einfluß einer ehemaligen Miesmuschelbank zurück.

So befindet sich der Standort HS1 direkt im Zentrum der ehemaligen Bank, während die

Probe HS2 am Rande der Bank genommen wurde. Nun stellen Miesmuschelbänke im Watt

eine Falle für feinkörnige Sedimente dar (cf. HERTWECK & LIEBEZEIT, 1996), so daß die

darunterliegenden Sedimente mit Ton- und Siltpartikeln angereichert werden.

Besonders bei Wattsedimenten ist zudem zu berücksichtigen, das es zu jahreszeitlichen

Schwankungen in den Feinfraktionsanteilen kommen kann. So findet man im Sommer deut-

lich höhere Anteile als im Winter (BARTHOLOMÄ & FLEMMING, 1997). Dies wird vor allen

auf die erhöhte Hydrodynamik in der Wintersituation und das verstärkte Auftreten von Biode-

positen in den Sommermonaten erklärt.

Die gute Korrelation von Wassergehalt und Feinfraktionsanteilen drückt sich in dem linearen

Korrelationskoeffizienten von 0,85 aus und bestätigt die Ergebnisse von WIRTH & WIESNER

(1988) und RINNE (1999), die ebenfalls Oberflächensedimente aus der Nordsee bzw. der

Jade untersuchten. Daß die Werte dennoch einer gewissen Streuung unterliegen, ist auf die

Tatsache zurückzuführen, daß die hier untersuchten Sedimente nur einmal fraktioniert wur-

den und somit die Untersuchung der Korngrößenverteilung auf nur zwei Klassen beschränkt

blieb. Um so bemerkenswerter ist das nahezu identische Ergebnis für die Berechnung der

Ausgleichsgeraden bei RINNE (1999) und in dieser Arbeit (vergl. 3.1.1). Dies läßt auf sehr

ähnliche physikalische Eigenschaften der Sedimentpartikel aus der Nordsee und der Jade

schließen.

Diskussion

98

4.1.3 Elementgehalte der Sedimentfeinfraktionen und Vergleichsproben


Es ist bekannt, daß Korngrößenverteilungen einen maßgeblichen Einfluß auf die Anreiche-

rung von organischem Material in marinen Sedimenten besitzen (z.B. van STRAATEN, 1954;

WIRTH & WIESNER, 1988). Dabei wird der überwiegende Teil des organischen Kohlenstoffs

über die partikuläre Phase in das Sediment eingebracht (DEGENS, 1970). Das organische

Material adsorbiert an mineralische Partikel und sinkt mit diesen zu Boden. Es wird vermutet,

daß diese Adsorption, die überwiegend an sehr feinkörnigen Partikeln stattfindet, maßgeblich

zur Erhaltung des organischen Kohlenstoffs in den Sedimenten beiträgt (HEDGES & KEIL,

1995). Auf diese Weise trägt das organische Material auch dazu bei, daß es überhaupt zur

Sedimentation der sehr feinen Silt- und Tonpartikel kommt. Einzelne Partikel werden durch

die organische Matrix z.T. miteinander verklebt und es bilden sich größere Sedimentflocken,

welche dann aufgrund höherer Sinkgeschwindigkeiten das Sediment erreichen (IRION,

1994).

Untersuchungen haben gezeigt, daß der TOC-Gehalt mariner Sedimente positiv mit dem

Anteil an feinkörnigen Partikeln korreliert ist. So fanden beispielsweise WIRTH & WIESNER

(1988) eine lineare Beziehung zwischen dem TOC-Gehalt von Nordseesedimenten und dem

prozentualen Gewichtsanteil der Sedimentfraktion <20 µm. Trägt man jedoch den Feinfrakti-

onsanteil der Sedimente gegen den TOC-Gehalt in dieser Feinfraktion auf, so läßt sich keine

direkte Korrelation zwischen den beiden Parametern erkennen. Vielmehr lassen sich nach

Meinung der Autoren zwei Gruppen von Sedimenten unterscheiden. Die erste Gruppe

umfaßt danach Sedimente aller Fazies von Schlick bis Sand, die eher geringe TOC-Gehalte

in ihren Feinfraktionen aufweisen, während die zweite Gruppe aus sandigen Sedimenten

besteht, deren TOC-Gehalte deutlich höhere Werte annehmen. Obwohl in dieser Arbeit die

Sedimentfraktionierung bei 63 µm anstelle von 20 µm vorgenommen wurde, zeigt sich ein

ähnliches Bild (Abb. 13). Auch hier lassen sich die beiden Sedimentgruppen leicht ausma-

chen, wenn auch einzelne Proben außerhalb der genannten Bereiche liegen.

Nach Auffassung von WIRTH & WIESNER (1988) lassen sich solche Beobachtungen damit

erklären, daß es neben einem konstanten und relativ geringen TOC-Hintergrund in den

Feinfraktionen, repräsentiert durch die erste Sedimentgruppe, auch zu lokal unterschiedlich

ausgeprägten Beimengungen von OC-reichen Partikeln (biogenen Depositen) kommt, die

dann zu starken TOC-Anstiegen führen können. Teilt man Sedimente in mehr als zwei Korn-

größenfraktionen, so zeigt sich, daß die einzelnen Korngrößenklassen durchaus unter-

schiedliche TOC-Hintergrundwerte besitzen (WIESNER et al., 1990).

Diskussion

99

Die in dieser Arbeit untersuchten Feinfraktionen der Nordseesedimente deuten auf einen

Hintergrundwert von ca. 2% TOC für die Fraktion <63 µm hin (Abb. 13, Punktgruppe B).

Die deutlich niedrigeren TOC-Gehalte der Floressee- und Mittelmeersedimente lassen sich

mit den wesentlich größeren Tiefen erklären, aus denen diese Proben stammen. So ist

bekannt, daß nur ca. 10% des absinkenden organischen Kohlenstoffs Sedimente in 4000 m

Wassertiefe erreicht (SUESS, 1980). Von diesem abgelagerten POC verbleiben dann letzt-

endlich weniger als 1% dauerhaft in den Sedimenten (JAHNKE 1996).

Die Niedermoortorfproben T2 - T5 liegen mit TOC-Gehalten zwischen 36 und 45% unterhalb

des für schwach zersetzte Torfe typischen Bereiches von 48 - 53% (NAUCKE, 1974). Dabei

muß berücksichtigt werden, daß die von NAUCKE angegeben Werte auf aschefreier Basis

ermittelt wurden, während die hier angegebenen Werte den Gesamtproben entsprechen.

Durch die Ablagerungsprozesse sind diese Proben teilweise mit darüberliegenden Materia-

lien vermischt. Dies drückt sich besonders in dem mit 27% besonders geringen TOC-Wert

für den Basaltorf T1 aus. Die aschefreien Kohlenstoffgehalte für stark zersetzte Torfe können

bis zu 63% betragen (NAUCKE, 1974).

Der hohe TOC-Gehalt von 18,7% in der Waldbodenprobe NU1 rührt von der starken Durch-

mischung der oberen Bodenschicht mit Zweig- und Laubresten her. Der darunter liegende

Lehmboden ist von dieser Durchmischung hingegen wenig beeinflußt, was in dem TOC-Wert

von 3,9% zum Ausdruck kommt.

Der ermittelte TOC-Gehalt des Messeler Ölschiefers von 24,5% stimmt mit der

Gesteinsanalyse des Schiefers überein. Danach stellt SiO2 neben geringeren Mengen an

Al2O3 und Fe2O3 den Hauptbestandteil des Schiefers (HARMS & SCHAAL, 1996). Die

Anteile an organischer Substanz werden mit 25% beziffert. HUC & DURAND (1977)

bestimmten für den Messeler Ölschiefer einen TOC-Wert von 29,7%.

Die gegenüber den terrestrischen Proben deutliche höheren TIC-Gehalte der Sedimente

gehen auf die für marine Proben typischen Ablagerungen von Carbonatmineralien zurück.

Dabei handelt es sich zu etwa 99% um die Minerale Calcit, Dolomit und Aragonit (DEGENS,

1965). Die hohen TIC-Werte der beiden Torfproben T4 und T5 aus dem Kern W3 können

durch die Vermischung der Torfe mit den darüber abgelagerten Wattsedimenten erklärt wer-

den. Die über den anderen Torfen T1 - T3 abgelagerten lagunären Sedimente haben hinge-

gen scheinbar keinen Einfluß auf die darunterliegende Torffraktion.

4.1.3.2 Stickstoff-, Schwefel- und Phosphorgehalte

Die stöchiometrische Zusammensetzung mariner organischer Substanz (ozeanisches

Plankton) entspricht ungefähr einem molaren Elementverhältnis von 106 : 16 : 1 für die Ele-

Diskussion

100

mente C : N : P (REDFIELD, 1958). Demnach liegt das molare C/N-Verhältnis dieses organi-

schen Materials bei ca. 6,6 und das C/P-Verhältnis bei ca. 106. Da in terrestrischen Pflanzen

geringere Mengen an Proteinen vorkommen, liegt deren C/N-Verhältnis über dem des mari-

nen organischen Materials (KUKAL, 1971; SARDESSAI, 1994).

Wie die Ergebnisse dieser Arbeit zeigen, bleibt dieser Trend auch in diagenetisch überpräg-

tem Material erhalten, auch wenn das C/N-Verhältnis höhere Werte annimmt. So weisen die

Sedimentproben aus der Nordsee- und den Wattgebieten ein durchschnittliches molares

C/N-Verhältnis von 9,1 (± 0,8 SD) auf, während die Waldproben auf Werte von 19,6 (NU1)

bzw. 16,7 (NU2) kommen. Der Verlust an Stickstoff während der Diagenese (RASHID, 1985)

zeigt sich besonders stark bei den Torfproben und dem Ölschiefer. Die Torfe erreichen C/N-

Werte von 20,6 (T1) bis 39,6 (T4) und die Probe aus der Grube Messel weist sogar ein C/N-

Verhältnis von 46,8 auf. Das dagegen verhältnismäßig niedrige C/N-Verhältnis des Ackerbo-

dens (12,5) ist vermutlich auf den Einsatz von Düngemitteln zurückzuführen. Im Falle einer

„organischen Düngung“ mit Gülle kommt es neben Ammonium- und Nitratverbindungen auch

zum direkten Eintrag organischer Stickstoffverbindungen (z.B. Harnstoff) in den Boden, wäh-

rend anorganische Dünger sich in der Regel auf die Bereitstellung von Ammonium- und/oder

Nitratsalzen beschränken.

Der besonders starke diagenetische Verlust an Phosphor (RASHID, 1985) kommt in den

hohen C/P-Verhältnissen zum Ausdruck, die alle deutlich über dem REDFIELD-Verhältnis

von 106 liegen. Die Nordsee- und Wattsedimente erreichen im Durchschnitt ein C/P-Verhält-

nis von 230,1 (± 40,6 SD). Die Werte für die terrestrischen Proben liegen sogar noch deutlich

darüber (AC: 573; NU1: 3460; NU2: 5101) und erreichen bei der Messelprobe einen

Extremwert von über 84.000.

Vergleicht man die Mittelwerte der POP- und TPP-Gehalte der Sedimentproben, so zeigt

sich, daß ca. 29% des TPP durch organische Phosphatverbindungen aufgebracht werden.

Dieser Wert deckt sich mit den Angaben von GERLACH (1990), wonach in den Sedimenten

der Kieler Bucht 15 – 40% des Gesamtphosphors durch organisch gebundenen Phosphor

aufgebracht werden.

Die hohen Schwefelgehalte (3,5 – 8,0 Gew.%) der holozänen Torfe lassen sich durch die

Bildung von Pyrit erklären, welches die mikrobielle Reduktion von Seewasser-Sulfat reflek-

tiert (DELLWIG et al., 1999). Die Autoren gehen davon aus, daß die abgelagerten Torfe

durch kurzzeitige Überflutungen mit Sulfaten aus dem Meerwasser versorgt wurden, die

dann durch schwefelreduzierende Bakterien in Sulfide überführt wurden. Auch eine Diffusion

von Sulfaten aus den die Torfe überlagernden Sedimentschichten kann nicht ausgeschlos-

sen werden.

Während die Sedimente ein durchschnittliches C/S-Verhältnis von 36,5 (± 16,8 SD) aufwei-

sen, erreichen die Quellerprobe (211,3) sowie die Bodenproben (322,2 – 392,8) einen deut-

Diskussion

101

lich höheren Wert. Hier zeigt sich erneut der geringere Proteinanteil höherer Pflanzen

gegenüber den marinen Organismen, da der größte Anteil des Schwefel in den Pflanzen aus

den Aminosäuren wie Cystein, Cystin oder Methionin stammt (STEWART et al., 1983). Die

Autoren zitieren für verschiedene terrestrische Pflanzen C/S-Verhältnisse von 150 – 450.

Die Elementanalyse des Ausgangsmaterials zeigt also durchaus signifikante Unterschiede

zwischen den Proben mariner und terrestrischer Herkunft.

Inwieweit diese Unterschiede in der Huminsäurefraktion der jeweiligen Proben erhalten blei-

ben und welche spektroskopischen oder isotopischen Differenzierungen möglich sind, soll in

den folgenden Abschnitten diskutiert werden.

Diskussion

102

4.2 Die Huminsäurefraktion

Bei der Diskussion der Ergebnisse der Huminsäureuntersuchung soll in erster Linie der

Frage nachgegangen werden, ob sich auf dem Wege der angewendeten analytischen Unter-

suchungsverfahren Parameter finden lassen, anhand derer eine Unterscheidung mariner und

terrestrischer Huminsäuren möglich wird. Aus der Literatur sind hierzu zahlreiche Ansätze

bekannt, deren Aussagekraft aber aufgrund häufig sehr geringer Probenanzahlen nicht

immer überprüft werden konnte.

Zudem soll diskutiert werden, ob es möglich ist, durch die Kombination mehrerer oder aller

gemessener Parameter die Signifikanz einer solchen Differenzierung zu erhöhen.

4.2.1 Huminsäuregehalte und Extraktionseffizienz

Wie in Abschnitt 3.3.2 erwähnt, können die ermittelten Huminsäuregehalte nicht als absolute

quantitative Größen angesehen werden. Ein wichtiger Grund hierfür liegt in der Tatsache,

daß es sich bei Huminsäuren um operativ gewonnene Substanzen handelt, deren erhaltene

Ausbeute nicht alleine vom verwendeten Lösungsmittel (HAYES, 1985), sondern auch von

der Dauer der Extraktion abhängt (PARSONS, 1988). Da es aber besonders im Falle der

alkalischen Extraktion mit zunehmender Extraktionsdauer zu chemischen Veränderungen,

insbesondere der Aufnahme von Sauerstoff durch die Huminsäuren kommt, wurden alle

Proben unabhängig von dem erreichten Status der Extraktion gleich lange extrahiert, um

eine Vergleichbarkeit der Ergebnisse zu gewährleisten.

Aus diesem Grunde werden nur besonders auffällige Huminstoffgehalte diskutiert. So hat

sich für 34 der Nordseesedimente gezeigt, daß durchaus nennenswerte TOC-Gehalte von

bis zu 5% nicht gleichbedeutend mit entsprechenden Huminsäureanteilen sind. Durch die

Lipid- und Huminsäureextraktion wurde beispielsweise von der Sedimentprobe der Station

215 der TOC-Gehalt nur von 2,62% auf 2,54% verringert, was einer TOC-Reduktion um

lediglich 3,1% entspricht. Folglich waren 96,9% des organischen Kohlenstoffs der Extraktion

nicht zugänglich. Es muß sich also um inerte Kohlenstoffverbindungen handeln, die der

Humin- oder Kerogenfraktion zugeschrieben werden können, was auf ein hohes Alter für das

untersuchte Material schließen läßt. 14C-Datierungen der organischen Fraktion von Oberflä-

chensedimenten des Skagerraks, der nördlichen Nordsee und des schleswig-holsteinischen

Wattenmeeres ergaben ein Alter des untersuchten Materials zwischen 2.000 und 3.000 Jah-

ren (J RGENSEN et al., 1981). Um diesem Aspekt jedoch genauer nachgehen zu können,

wäre eine Huminextraktion mit anschließender Maceralanalyse erforderlich, durch die sich

Diskussion

103

der Reifegrad des organischen Materials bestimmen ließe (ROBERT, 1980). Dies war jedoch

nicht Thema dieser Arbeit.

Wie stark sich die Effizienz der Extraktion bezüglich der Reduzierung der Elementgehalte

von Probe zu Probe unterscheiden kann, zeigt Abb. 49.

Während also aus der Probe 215 nur 3,1% des TOC herausgelöst wurden, brachten die

Extraktionen der Ackerbodenprobe eine TOC-Reduktion von über 93%.

0,0

10,0

20,0

30,0

40,0

50,0

60,0

70,0

80,0

90,0

100,0

NU

1

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1

DB

7 13 27 36 53 61 108

142

161

183

215

DO

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1

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Proben

Red

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lem

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ehal

te

[%]

TOC TN TS TPP

Abb. 49 Prozentuale Reduktion der Elementgehalte ausgewählter Proben durch

die Lipid- und Huminsäureextraktion

Abb. 49 macht auch deutlich, daß der bei weitem größte Teil des Phosphors und des

Schwefels durch die Extraktion erfaßt wird, was für die übrigen Parameter TOC und TN nicht

unbedingt der Fall ist. Eine gewisse Sonderrolle nimmt die Quellerprobe ein. Hier zeigt sich,

daß über 50% des Phosphats nicht durch die Extraktion herausgelöst werden können. Die

Untersuchung der einzelnen Phosphatfraktionen ergab sogar einen Reduktionsanteil des

POP von nur 32%. Demnach liegen in frischem Pflanzenmaterial Phosphorverbindungen vor,

die weder der Huminsäure- noch der Lipidfraktion zugeschrieben werden können. Bei diesen

kann es sich beispielsweise um wichtige Biomoleküle wie die hochmolekularen phosphathal-

tigen Nucleinsäuren (z.B. DNA, RNA) handeln (LIBES, 1992).

Diskussion

104

4.2.2 Aschegehalte

Die z.T. hohen Glührückstände der Huminsäureextrakte besonders bei den Sediment- und

Bodenproben weisen auf eine Koextraktion anorganischer Verbindungen hin. Nach HUC &

DURAND (1977) handelt es sich bei solchen anorganischen „Verunreinigungen“ in erster

Linie um Alumosilikate. Die von den Autoren untersuchten Huminsäureisolate alter und

rezenter Sedimente enthielten dabei Ascheanteile von 1 - 23%. BARUAH (1986) fand in

alkalischen Huminsäureextrakten aus Böden und Sedimenten sogar Ascheanteile von bis zu

40,2%, während der Extrakt aus einer Lignitprobe nur 3,7% Asche enthielt. Die elementana-

lytische Untersuchung der Asche zeigte eine deutliche Kopplung der Aluminium- und Silizi-

umgehalte, was ebenfalls einen Hinweis auf Alumosilikate darstellt. Mittels Röntgenanalyse

gelang BARUAH (1986) der Nachweis des Silikatminerals Dickit. Der größte Teil der Asche

besteht nach Angabe der Autoren jedoch aus amorphem Material. Die starke Diskrepanz in

den Ascheanteilen von Proben aus überwiegend organischer Matrix (Queller, Torfe) gegen-

über Proben aus mineralisch dominierter Matrix (Böden, Sedimente) wird auch in dieser

Arbeit bestätigt.

Wie FILIP & ALBERTS (1994) zeigen konnten, adsorbieren Huminsäuren besonders gut an

Tonminerale wie Kaolinit oder Montmorillonit. Die Adsorption an Quarz ist hingegen um ein

Vielfaches schwächer ausgeprägt. Auch nach einer erneuten Extraktion der adsorbierten

Huminsäuren bleiben große Mengen der Tonminerale mit den Huminsäuren verbunden.

Diese starken Wechselwirkungen zwischen den Mineralen und den Huminstoffen scheinen

verwunderlich, wenn man bedenkt, daß sowohl die Huminsäuren als auch viele Tonminerale

eine oberflächliche negative Ladung besitzen, die zur gegenseitigen Abstoßung führen sollte

(RASHID, 1985). In diesem Falle fungieren jedoch Kationen wie z.B. allgegenwärtige Eisen-

und Aluminiumspezies als verbindende Ladungsbrücken. Zudem können sie die Mineral-

oberflächen mit einer nach außen positiv geladenen Eisen- oder Aluminiumoxidschicht über-

ziehen (BECKETT, 1990).

Ein ebenfalls positiver Einfluß auf die Adsorption von Huminsäuren konnte für Na+ und Ca2+-

Ionen nachgewiesen werden (SCHLAUTMAN & MORGAN, 1994). Diese Tatsache unter-

stützt auch die Beobachtung, daß besonders die häufig verwendeten Extraktionsmittel

Natronlauge und Natriumpyrophosphatlösung zu hohen Ascheanteilen in den Huminsäuren

führen, während aprotische organische Lösungsmittel wie DMSO, DMF oder Aceton deutlich

weniger anorganische „Verunreinigungen“ extrahieren (PICCOLO et al., 1989). Allerdings

weisen die Extrakte letzterer Lösungsmittel auch strukturelle Unterschiede zu den Huminsäu-

ren auf, die mit den anorganischen Lösungsmitteln gewonnen wurden.

Das Problem der hohen Ascheanteile wurde von vielen Forschern auf dem Gebiet der mari-

nen Huminstoffe bisher nur wenig beachtet. In der Bodenhuminstofforschung wurde dieser

Diskussion

105

Problematik hingegen mehr Aufmerksamkeit gewidmet (HEDGES et al., 1997). Daß der Ein-

fluß anorganischer Anteile besonders bei der Untersuchung spektroskopischer Eigenschaf-

ten von Huminsäuren berücksichtigt werden muß, zeigen die IR- und UV/Vis – spektroskopi-

schen Ergebnisse dieser Arbeit (vergl. 3.3.6 und 3.3.7).

4.2.3 Elementgehalte (C, N, P) der Huminsäuren

4.2.3.1 Der Kohlenstoffgehalt

Kohlenstoff ist das Hauptelement in Huminsäuren. Die C-Gehalte zeigen jedoch eine große

Schwankungsbreite, welche von der Herkunft, dem Grad der Humifizierung und zahlreichen

äußeren Bedingungen abhängig ist (RASHID, 1985). Aufgrund ihrer höheren Funktionalität

und den damit verbundenen höheren Sauerstoffgehalten liegt der Kohlenstoffgehalt für Ful-

vinsäuren im Durchschnitt deutlich unterhalb dem der entsprechenden Huminsäuren (RICE

& MacCARTHY, 1991). Die Autoren ermittelten aus der Zusammenstellung zahlreicher

Publikationen einen durchschnittlichen Kohlenstoffgehalt von 55,1 ± 5,0% für Huminsäuren

(410 Proben) und 46,2 ± 5,4% für Fulvinsäuren (214 Proben). Dabei fallen besonders die

großen Extremwertintervalle für die jeweiligen Fraktionen auf. So variieren die Werte für die

Huminsäuren zwischen 37 und 76% sowie für die Fulvinsäuren zwischen 35 und 75%. Bei

der Untersuchung einer limnischen Standardprobe der IHSS ermittelten SENESI et al.

(1989b) sogar für die Fulvinsäure einen höheren Kohlenstoffanteil (51,23%) als für die ent-

sprechende Huminsäure (50,71%).

Vergleicht man, wie in der vorliegenden Arbeit geschehen, die gleiche Huminstofffraktion von

Proben unterschiedlicher Ursprungsquellen, so lassen sich bezüglich des Kohlenstoffanteils

zwar Unterschiede ausmachen, doch ist eine signifikante Beziehung zwischen der Quelle

und dem ermittelten Wert nicht festzustellen. So liegen die Medianwerte für die marinen und

Wattproben zwar mit ca. 51 bzw. 49% unterhalb denen der terrestrischen Proben (53,5 und

55,5%, Abb. 23), doch kommt es für beide alle Probengruppen zu starken Überlappungen

der Wertebereiche. Auch RICE & MacCARTHY (1991) fanden bei ihrer Literaturstudie keine

eindeutigen Tendenzen zwischen den Kohlenstoffgehalten mariner und terrestrischer

Huminsäuren. Der Medianwert der 215 erfaßten terrestrischen Huminsäuren liegt bei

56,0% C, der der 23 erfaßten Torfproben bei 57,4% und der für die 95 zusammengefaßten

marinen Proben bei 56,4%. Lediglich die 56 ausgewerteten Süßwasserproben erreichten

einen etwas geringeren Medianwert von 51,7%. Diese Tendenz kann für die in dieser Arbeit

untersuchten Weserproben nicht bestätigt werden, da sie mit Werten zwischen 52 und 55%

C klar im 25 - 75%-Bereich der marinen Proben liegen.

Diskussion

106

Die Tatsache, daß Fulvinsäuren im Mittel geringere Kohlenstoffgehalte aufweisen als

Huminsäuren, läßt sich mit ihrer höheren Funktionalität erklären. Ob man daraus allerdings

Aussagen über den Reifegrad einer Huminsäure ableiten kann, bleibt fraglich. So weist zwar

der Quellerextrakt mit 45% C den geringsten Wert aller Proben auf, doch liegt der Gehalt für

die 50 Mio. Jahre alte Messelprobe mit 47% in der gleichen Größenordnung.

ISHIWATARI (1975) konnte für Seensedimente zeigen, daß der Kohlenstoffgehalt sowohl in

Fulvin- als auch in Huminsäuren mit der Probenahmetiefe zunimmt. Dieses Verhalten läßt

sich auch für die marinen Proben beobachten. So liegen die C-Werte der Wattproben im

Mittel um ca. 2% unter denen der Nordseeproben. Die Floresseeprobe aus einer Wassertiefe

von 2200 m kommt sogar auf einen Wert von 56% Kohlenstoff. Doch auch diese Abhängig-

keit wird durch die starke Streuung der Meßwerte für die Nordseeproben relativiert.

Zusammenfassend läßt sich also sagen, daß über eine rein quantitative Erfassung des Koh-

lenstoffgehalts in Huminsäuren keine signifikante Aussage über deren Ursprung gemacht

werden kann.

4.2.3.2 Der Stickstoffgehalt

Der Stickstoffgehalt in marinen Huminsäuren liegt in der Regel zwischen 3 und 6% und wird

zu einem großen Teil durch mit den Huminsäuren assoziierten Aminosäuren aufgebracht

(RASHID, 1985). Für terrestrische Bodenhuminstoffe werden Stickstoffgehalte zwischen 0,8

und 4,3% als typisch angesehen (STEELINK, 1985). Während ERTEL & HEDGES (1983)

eine Stickstoffanreicherung für marine Huminsäuren (im Mittel 4,91 % N) gegenüber terre-

strischen Huminsäuren (2,13 % N) feststellen konnten, ergab die Literaturstudie von RICE &

MacCARTHY (1991) keine signifikanten Unterschiede zwischen Huminsäuren aus Böden (im

Mittel 3,6 % N) und marinen Sedimenten (3,8% N). Dagegen fanden letztere geringere Stick-

stoffanteile in Huminsäuren aus Süßwassersedimenten (2,6 % N) und Torfen (2,8% N).

Die Ergebnisse dieser Arbeiten bestätigen den Trend der terrestrischen Proben zu geringe-

ren Stickstoffanteilen gegenüber den marinen Extrakten. Besonders die alten Proben, also

die Torfe und der Ölschiefer, zeichnen sich durch deutlich geringere Stickstoffanteile (1 - 3%)

gegenüber den Nordseeproben (4 – 6% N) aus. Doch auch die rezenten Weser- und Boden-

proben kommen über Stickstoffanteile von 3 – 4% nicht hinaus. Gut erkennbare IR-Banden

im Bereich um 1650 WZ (Amid-I) und 1540 WZ (Amid-II) weisen auf deutliche Anteile amid-

gebundenen Stickstoffs in den marinen Proben hin. Daß es sich bei diesen Banden wirklich

um proteinspezifische Amidbanden handelt, konnten PETRONIO et al. (1994) zeigen. Durch

Hydrolyse mit 6M HCl war es den Autoren möglich, die entsprechenden Banden völlig aus

den IR-Spektren der untersuchten Huminsäuren zu entfernen. Eine anschließende

Diskussion

107

Aminosäureanalyse wies Glycin, Alanin, Asparaginsäure und Glutaminsäure als Hauptbe-

standteile des Hydrolysats nach.

Als Hauptstickstoffquelle für marine Huminstoffe dient das stark proteinhaltige Phytoplank-

ton. Doch auch niedere Pflanzen des marinen Systems können aufgrund ihres relativ hohen

Stickstoffgehaltes einen wichtigen Beitrag leisten (RASHID, 1985).

Die besonders niedrigen Stickstoffwerte für die „alten“ Proben weisen auf einen Verlust an

Stickstoff durch Abbauprozesse hin (Diageneseeffekt). So kommt die Huminsäure des aus

fluvialen Sedimenten entstandenen Messeler Ölschiefers nur auf einen N-Wert von 1,3%,

während die Extrakte der rezenten Wesersedimente immerhin 3 - 4% Stickstoff enthalten.

Der hohe Wert von 7% Stickstoff für den Quellerextrakt unterstützt diese These ebenfalls,

wie auch die Ergebnisse von HANNEMANN (1995), der bei der Extraktion von frischem

Pflanzenmaterial aus terrestrischen und marinen Systemen Stickstoffgehalte von 4%

(Eichenlaub) bis zu 7,5% (Keilmelde) ermittelte. Der Wert für den Extrakt aus getrocknetem

marinem Schaum erreichte sogar 8,3%.

Zusammenfassend läßt sich also feststellen, daß Stickstoffgehalte in Huminsäuren durchaus

als Indikator für den Ursprung des organischen Materials dienen können, daß aber die

Betrachtung von Einzelwerten keine Sicherheit bieten kann, da es zu starken Variationen

innerhalb einer Ursprungsgruppe kommen kann und da diagenetische Prozesse Einfluß auf

die Stickstoffgehalte in Huminstoffen nehmen.

4.2.3.3 Der Phosphorgehalt

In der Literatur finden sich relativ wenige Arbeiten, die auch die Bestimmung von Phosphor

in Huminsäuren zum Thema haben. Ein Grund hierfür liegt in der Tatsache, daß alle Extrak-

tionen unter der Verwendung von Natriumpyrophosphat als alleiniges oder zugesetztes

Extraktionsmittel eine Bestimmung von natürlich eingebautem Phosphor in Huminsäuren

sinnlos machen. Wie FRANCIOSO et al. (1998a) zeigen konnten, werden Pyrophosphat-

anionen aus dem Extraktionsmittel in deutlich meßbaren Anteilen in die Huminsäuremoleküle

inkorporiert. So führte beispielsweise die Extraktion eines Torfes mit einem Gemisch aus

Natronlauge und Natriumpyrophosphatlösung zu einem Phosphoranteil von über 8% in den

Extrakten. Der natürliche Gehalt an Phosphor in Huminsäuren liegt hingegen in der Regel

unterhalb von 0,2% (RASHID, 1985). Wie die Ergebnisse dieser Arbeit zeigen, können in

Einzelfällen auch höhere Werte bis 0,44% P beobachtet werden, doch der Mittelwert von

0,15% Phosphor bestätigt die obige Aussage. Wie schon für die Stickstoffwerte beschrieben,

führen diagenetische Abbauprozesse auch zu einer Abnahme des Phosphors in Huminsäu-

ren (NISSENBAUM, 1979). Die niedrigen P-Gehalte für die Messel- und Torfproben zeigen

Diskussion

108

dies sehr deutlich. Noch drastischer verhält es sich bei den beiden Waldböden, bei denen

der rezente Oberboden den mehr als dreifachen Phosphorgehalt aufweist als der darunter

befindliche B-Horizont.

Als Phosphorquelle für marine Huminstoffe dient in erster Linie marines Plankton. Für terre-

strische Proben werden höhere Pflanzen als Hauptphosphorquelle angenommen

(NISSENBAUM, 1979). Die Phosphorgehalte in terrestrischen Huminsäuren ähneln denen

der marinen und überschreiten selten einen Wert von 0,3%. Der Wertebereich der rezent

terrestrischen Proben liegt erwartungsgemäß auch innerhalb der Bereiche für die Watt- und

Nordseeproben, wobei allerdings im Mittel eine Tendenz zu niedrigeren P-Gehalten zu

beobachten ist. Dennoch läßt sich zusammenfassend feststellen, daß Phosphorgehalte in

Huminsäuren als Einzelparameter nicht zur Unterscheidung verschiedener Quellen des

organischen Materials herangezogen werden können. Sehr niedrige P-Werte sind gleichwohl

ein Indiz für diagenetisch überprägtes Material.

4.2.3.4 C/N- und C/P-Verhältnisse

C/N-Verhältnisse werden schon seit vielen Jahren herangezogen, um marines und terrestri-

sches organisches Material zu unterscheiden (RASHID, 1985). Aufgrund ihres relativen

Stickstoffreichtums weisen marine gegenüber terrestrischen Proben in der Regel geringere

C/N-Verhältnisse auf (STUERMER et al., 1978). Bezogen auf das gesamte organische Mate-

rial liegen die C/N-Verhältnisse für marine Proben unter 10 (PARSONS, 1975), während ter-

restrisches Material Werte um 12 erreicht (KUKAL, 1971). Diese Werte sind sicherlich nur als

grobe Richtwerte anzusehen, da, wie bereits erwähnt, diagenetische Prozesse einen ent-

scheidenden Einfluß auf die elementare Zusammensetzung des organischen Materials neh-

men können. So ist es auch nicht verwunderlich, daß die C/N-Verhältnisse von Huminsäuren

z.T. deutlich oberhalb der angegeben Werte liegen (Abb. 50).

Innerhalb dieser einen Fraktion des organischen Materials lassen sich aber auch hier Unter-

schiede zwischen den Proben unterschiedlicher Herkunft ausmachen. So weisen die mari-

nen Proben im Mittel deutlich geringere C/N-Werte auf als die terrestrischen Extrakte. Das

relativ hohe C/N-Verhältnis von 18,3 für die Wattprobe AUG kann somit als Indiz für den

Eintrag großer Mengen an terrestrischem Material in das Sediment angesehen werden, was

aufgrund der weit in der Jadebucht gelegenen Probenahmeposition auch zu vermuten ist.

SARDESSAI (1994) weist jedoch ausdrücklich darauf hin, daß die Heranziehung des C/N-

Verhältnisses zur Bestimmung von terrestrischen Anteilen in marinen Proben stets mit

großer Vorsicht zu betrachten sind, da eben und gerade auch diagenetische Effekte zu

berücksichtigen sind.

Diskussion

109

Die fehlende diagenetische Überprägung bei der Quellerprobe bedingt somit auch den für

alle Proben geringsten C/N-Wert von nur 7,5, der in den von PARSONS (1975) angegeben

Bereich für rezente marine Proben fällt.


C/N-Verhäl tnisse in HuminsäurenC

/N

5

10

15

20

25

30

35

40

45

50

terr. HS (alt) terr.HS (rezent) HS Wat t HS mar in

Abb. 50 Box-Darstellung der molaren C/N-Verhältnissen von Huminsäuren


Eine wichtige Ausgangssubstanz für terrestrische Huminsäuren stellt das Lignin dar

(SCHNITZER & KAHN, 1972). Mit einem C/N-Verhältnis von 68,3 differiert es jedoch so

deutlich von den Huminsäuren, daß andere, vor allem stickstoffreichere Materialien als wei-

tere Ausgangssubstanzen für terrestrische Huminsäuren angenommen werden müssen.

Das C/P-Verhältnis in Huminsäuren liegt aufgrund der sehr geringen Phosphoranteile bei

wesentlich höheren Werten als das C/N-Verhältnis und wird auch nicht im Zusammenhang

mit der Quelle organischen Materials, sondern mit der diagenetischen Reife einer Probe

gesehen (NISSENBAUM, 1979). So fand der Autor für Huminsäuren rezenter mariner Quel-

len C/P-Verhältnisse von 300 - 400, während tiefer liegende und somit ältere Sedimente auf

Werte bis zu 1000 kommen.

An dieser Stelle sei darauf hingewiesen, daß die in der Literatur angegebenen Elementver-

hältnisse nicht unbedingt miteinander verglichen werden können, da nicht immer die molaren

Verhältnisse errechnet werden. Beispielsweise dividiert NISSENBAUM (1979) die prozen-

tualen Gewichtsanteile der Elemente direkt. Andere Autoren wie z.B. ERTEL & HEDGES

(1983) setzen hingegen die molaren Konzentrationen der Elemente ins Verhältnis. Dies ist

auch der in dieser Arbeit beschrittene Weg, so daß die vergleichsweise hohen C/P-Verhält-

nisse (Abb. 51) nicht direkt mit den von NISSENBAUM (1979) angegeben Werten verglichen

Diskussion

110

werden können. Der vermutlich diagenetisch bedingte Verlust an Phosphor (vergl. 4.2.3.3)

führt bei den alten terrestrischen Proben zu C/P-Verhältnissen von bis zu 25.000. Diese Pro-

ben sind in der Abb. 51 nicht dargestellt.


C/P-Verhältnisse in Huminsäuren

C/P

-500

500

1500

2500

3500

4500

5500

6500

terr. HS (rezent) HS Wat t HS mar in

Abb. 51 Box-Darstellung der molaren C/P-Verhältnisse von Huminsäuren


Aus der Abbildung geht zwar ein leichter Trend niedrigerer C/P-Verhältnisse für marine

gegenüber terrestrischen Proben hervor, doch folgt aus der extremen Variabilität der Werte,

daß eine Ursprungsbestimmung des organischen Materials anhand von C/P-Verhältnissen

nicht sinnvoll ist, gerade, weil auch diagenetische Effekte großen Einfluß auf die Werte

nehmen.

Zusammenfassend läßt sich festhalten, daß elementaranalytische Untersuchungen von

Huminsäuren im Hinblick auf bestimmte Elemente bzw. Elementverhältnisse durchaus als

Quellenindikator verwendbar sind. Dazu zählt insbesondere das C/N-Verhältnis wie auch das

von STUERMER et al. (1978) untersuchte C/H-Verhältnis. Allerdings sind auch diese Para-

meter nicht so eindeutig, als daß sie als alleinige Meßgröße für eine sichere Unterscheidung

der Huminstoffherkunft genügen. Andere Elemente wie Sauerstoff, Schwefel oder, wie in

dieser Arbeit gezeigt, auch Phosphor, korrelieren nicht mit der Quelle des organischen Mate-

rials (STUERMER et al., 1978).

Diskussion

111

4.2.4 Isotopenverhältnisse

Die Untersuchung der Isotopenverhältnisse in organischem Material wird unter verschiede-

nen Gesichtspunkten durchgeführt. Zum einen werden Isotopendaten genutzt, um marine

und terrestrische Quellen zu differenzieren (z.B. NISSENBAUM & KAPLAN, 1972). Anderer-

seits können Wasserstoffisotopenverhältnisse in Huminstoffen auch Hinweise auf klimatische

Verhältnisse in den Ablagerungsräumen des organischen Materials geben (STUERMER et

al. 1978). Es lassen sich über biologische Fraktionierungen beispielsweise von Schwefel-

isotopen auch Erkenntnisse über das Ausmaß und die Geschwindigkeit der Sulfatreduktion

durch Bakterien in marinen Sedimenten gewinnen (HABICHT & CANFIELD, 1997).

4.2.4.1 δ13C-Werte

Der relative Anteil des 13C-Isotops gegenüber dem 12C-Isotop ist im PDB-Standard höher als

bei nahezu allen natürlichen kohlenstoffhaltigen Substanzen (INTERNET, 1999). Daher ist

es nicht verwunderlich, daß für die Huminsäuren ausschließlich negative δ13C-Werte ermittelt

wurden. Vergleicht man die marinen und terrestrischen Isolate, so werden signifikante Unter-

schiede deutlich.

Generell zeigt sich, daß die marinen Proben zu höheren 13C-Anteilen tendieren als die terre-

strischen. Die Differenz der Medianwerte liegt bei rund 5‰ und unterstreicht damit die

Ergebnisse von NISSENBAUM & KAPLAN (1972), die bei der Untersuchung zahlreicher

Huminstoffe mariner, küstennaher und terrestrischer Proben Differenzen in der gleichen

Größenordnung feststellten. Der Grund für diese unterschiedlichen Isotopenverhältnisse ist

in erster Linie in der Quelle des in den Huminstoffen fixierten Kohlenstoffs zu finden. So

stammt ein großer Teil des Kohlenstoffs mariner Huminsäuren aus dem Plankton, dessen

Kohlenstoffquelle im Meerwasser gelöstes Hydrogencarbonat ist und für das δ13C-Werte von

rund –19‰ angegeben werden (NISSENBAUM & KAPLAN, 1972; ERTEL & HEDGES,

1983; VANDENBROUCKE et al., 1985). Daß der Wert für die Huminsäuren im Mittel jedoch

um 2 – 4‰ zugunsten des leichteren Kohlenstoffisotops verschoben ist, läßt vermuten, daß

entweder bei der Genese oder bei späteren diagenetischen Transformationen Isotopenfrak-

tionierungen stattfinden. So konnten IKAN et al. (1992) zeigen, daß es bei der synthetischen

Herstellung von huminstoffähnlichen Substanzen über die Maillard-Reaktion ebenfalls zu

einer Abnahme der 13C-Anteils von den Edukten zu den Produkten kommt. Wie in Abschnitt

1.2.5 bereits erwähnt, wird die Maillard-Reaktion als eine der wichtigen Bildungsreaktionen

für marine Huminstoffe angenommen.

Außerdem kommt es besonders in küstennahen Bereichen zum Eintrag von terrestrischem

Kohlenstoff in die Sedimente. Dies führt dazu, daß die Nordseeproben im Mittel einen um

Diskussion

112

1,5‰ geringeren δ13C-Wert (-22,2‰) aufweisen als die Tiefseeprobe aus der Floressee

(-20,7‰). Erstaunlicherweise weichen die Wattproben mit einem Mittelwert von –22,6‰ nur

unwesentlich von den Nordseeproben ab. Dies bestätigt die Beobachtungen von

NISSENBAUM & KAPLAN (1972), die für küstennahe Sedimente ähnliche Kohlenstoffisoto-

penverhältnisse fanden wie für Sedimente im offenen Ozean. Für die Autoren ist dies eine

Bestätigung der Hypothese, daß terrestrisches Material nicht weit in marine Systeme einge-

tragen wird.

Die Kohlenstoffquelle terrestrischer Pflanzen und damit terrestrischer Huminsäuren ist das

atmosphärische Kohlenstoffdioxid, dessen Kohlenstoff über die Photosynthese von den

Pflanzen fixiert wird. Im Verlauf der Photosynthese (Calvin-Benson-Mechanismus, C3) errei-

chen die Pflanzen durch Isotopenfraktionierung mittlere δ13C-Werte von –27‰ (INTERNET,

1999) bei Einzelwerten von bis zu –35‰. Solche an dem 13C-Isotop stark abgereicherten

Proben finden sich allerdings nicht in der Huminstofffraktion eines Bodens. Der Grund hierfür

liegt in der biologischen Isotopenfraktionierung durch Bakterien (LICHTFOUSE et al., 1995).

Die Autoren konnten zeigen, daß bei der Biodegradation von Weizenkomponenten beson-

ders die an sich 13C-reichen Polysaccharide bevorzugt abgebaut werden Die beteiligten

Organismen verwerten dabei vorrangig die leichteren Isotope, da deren Bindungsenergien

geringer sind (KENDALL & CALDWELL, 1998). Dies führt zu einem Anstieg der δ13C-Werte

im Boden von 1,5 – 4‰ gegenüber den Pflanzen.

Wie die Ergebnisse dieser Arbeit zeigen, scheint also eine Differenzierung mariner und ter-

restrischer Quellen für Huminsäuren alleine über die Bestimmung ihrer Kohlenstoffisotopen-

verhältnisse möglich zu sein. Dennoch besteht diesbezüglich auch für diesen Parameter

keine völlige Sicherheit. Zum einen kommt es zu einer gewissen Streuung der Werte inner-

halb der jeweiligen Ursprungsgruppen. Diese kann neben der bereits erwähnten biologi-

schen Isotopenfraktionierung auch auf klimatische und anthropogene Effekte zurückgehen

(VANDENBROUCKE et al., 1985; WASSENAAR et al., 1990). Zum anderen darf nicht unbe-

rücksichtigt bleiben, daß, besonders in heißen und ariden Lebensräumen, auch Pflanzen

vorkommen, die ihren Kohlenstoff über eine sog. C4-Photosynthese (Hatch-Slack-Mecha-

nismus) fixieren. Die bei diesem Mechanismus stattfindenden Isotopenfraktionierungen

bedingen bei den Pflanzen einen δ13C-Wert von durchschnittlich –13‰, also mit 13C-Anteilen,

die noch über denen der marinen Proben liegen (NISSENBAUM & KAPLAN, 1972;

INTERNET, 1999).

Um die Differenzierung mariner und terrestrischer Quellen über Kohlenstoffisotopendaten

weiter abzusichern, schlagen einige Autoren die Kombination der δ13C-Werte mit anderen

Parametern vor. Nach Auffassung von STUERMER et al. (1978) eignet sich für diesen

Zweck besonders die Kombination der Isotopendaten mit dem H/C-Elementverhältnis der

Diskussion

113

Huminsäuren. MALCOLM (1990) sieht hingegen in der Kopplung der δ13C-Werte mit dem14C-Alter der Proben die besten Differenzierungsansätze.

In wie weit sich kombinatorische Parameterbetrachtungen der in dieser Arbeit ermittelten

Meßwerte zur verbesserten Unterscheidung der Huminsäurequellen eignen, wird in Abschnitt

4.3 diskutiert.

4.2.4.2 δ15N-Werte

Während RASHID (1985) auch in den Stickstoffisotopenverhältnissen einen Quellenindikator

für organisches Material sieht, zeigen die Ergebnisse dieser Arbeit, daß dies nur unter star-

ken Vorbehalten zu akzeptieren ist. Zwar tendieren die marinen gegenüber den terrestri-

schen Huminsäuren im Mittel zu höheren 15N-Anteilen, doch sind die Variabilitäten beson-

ders für die terrestrischen Proben sehr hoch. So liegen die Werte für die Torfe beispielsweise

im Bereich atmosphärischer Luft, die definitionsgemäß einen δ15N-Wert von 0‰ aufweist. Die

Waldbodenproben enthalten sogar noch deutlich geringere 15N-Anteile.

Auf der anderen Seite stehen die sicherlich stark terrestrisch beeinflußten Ufersedimente der

Weser sowie der Extrakt aus dem Messeler Ölschiefer. Diese fluvialen Proben erreichen

deutlich positive δ15N-Werte von +4 bis sogar +11‰. Daneben erreicht auch die Ackerbo-

denprobe mit +6,14‰ einen Wert, der in den Bereich der Nordseeproben (+4,9 bis +9,0‰)

fällt. Dieser Wert ist möglicherweise mit dem Einsatz von Düngemitteln, insbesondere bakte-

riell überprägter Gülle, zu erklären. Eine Klärung dieser Frage bedarf jedoch weiterer

Untersuchungen.

Ein Zusammenfallen der Stickstoffisotopendaten terrestrischer und mariner Proben fanden

auch ERTEL & HEDGES (1983). Alle untersuchten Proben erreichten Werte zwischen +4

und +5‰. Genauso konnten auch IKAN et al. (1992) keine signifikanten Unterschiede in den15N-Anteilen mariner und terrestrischer Huminstoffe erkennen. Dem stehen allerdings die

Ergebnisse von PETERS et al. (1978) entgegen, die eine klare Korrelation zwischen Kohlen-

stoff- und Stickstoffisotopendaten beobachteten. Die terrestrischen Proben erreichten dabei

δ15N-Werte um +2‰, während die marinen Proben auf ca. +9‰ kamen.

STUERMER et al. (1978) fanden auch heraus, daß durch die in einigen untersuchten aquati-

schen Systemen vorkommenden Cyanobakterien durchaus δ15N-Werte erreicht werden kön-

nen, die eher im Bereich atmosphärischer Luft als im Seewasser gelösten Nitrates liegen.

Letzteres weist nämlich deutlich höhere 15N-Gehalte auf. Die Autoren erklären dies mit der

Fixierung von atmosphärischem Stickstoff durch diese Organismen.

Auch bei terrestrischen Pflanzen stellt sich die Frage nach der Stickstoffquelle. So gibt es

Pflanzen, die zumindest teilweise in der Lage sind, Stickstoff aus der Luft zu fixieren, wäh-

Diskussion

114

rend andere Pflanzen alleine auf im Boden gelöste Stickstoffverbindungen angewiesen sind.

Nun ist aber atmosphärischer Stickstoff isotopisch leichter als die Stickstoffquellen im Boden,

so daß es zu starken Variationen des δ15N-Wertes für terrestrische Pflanzen kommen kann

(INTERNET, 1999).

Der isotopisch sehr schwere Wert für die Quellerprobe (+12,3‰) deutet somit klar darauf hin,

daß die Stickstoffquelle für diese Pflanze einzig im Sediment der Salzwiese zu finden ist.

Faßt man die Ergebnisse dieser und der zitierten Arbeiten zusammen, so zeigt sich, daß die

δ15N-Werte von Huminsäuren nicht als signifikanter Quellenindikator des organischen Mate-

rials nutzbar sind.

4.2.5 UV/Vis-Spektroskopie

1.1.1.1 Anwendung der UV/VIS-Spektroskopie auf Huminstoffe

Bei der UV/Vis-Spektroskopie handelt es sich um die Messung der Lichtabsorption im

Bereich sichtbarer (Vis: 400 – 800 nm) und ultravioletter (UV: 10 – 400 nm) Strahlung durch

Stoffe in Abhängigkeit von der eingestrahlten Wellenlänge (SCHWEDT, 1995). Die UV/Vis-

spektroskopische Untersuchung von Huminstoffen beschränkt sich dabei in der Regel auf

Bereich von 250 – 700 nm, also dem Bereich des sichtbaren und nahen ultravioletten elek-

tromagnetischen Spektrums (ZIECHMANN, 1980).

Generell wird die Lichtabsorption durch Elektronenübergänge zwischen verschiedenen

Zuständen im Molekül hervorgerufen. Dies kann bei der Untersuchung von Einzelsubstanzen

zu diskreten und für bestimmte Chromophore charakteristische Banden in den Spektren füh-

ren. Im Falle der Huminstoffe kommt es aber aufgrund der Komplexität der Moleküle zu star-

ken Überlappungen der Absorptionen verschiedener Chromophore, so daß die Identifizie-

rung diskreter Chromophore oder funktioneller Gruppen auf dem Wege der UV/Vis-Spektro-

skopie nicht möglich ist (MacCARTHY & RICE, 1985). Dennoch findet diese Art der Spektro-

skopie eine breite Anwendung bei der Charakterisierung von Huminstoffen.

4.2.5.2 Absorptionsspektren von Huminsäuren

Viele strukturelle und physiko-chemische Parameter wie beispielsweise die Elementarzu-

sammensetzung, funktionelle Gruppen oder Molmassenverteilungen wirken sich auf die

Lichtabsorption von gelösten Huminsäuren aus. Dadurch sollten sich Rückschlüsse auf den

Humifizierungsgrad aber auch die Quelle des organischen Materials ziehen lassen (RASHID,

1985). Wie der Vergleich der Spektren der marinen und terrestrischen Extrakte zeigt, ist

Diskussion

115

diese Vermutung nicht abwegig. Während die terrestrischen Proben in ihren Spektren den in

der Literatur als „typischen Verlauf für Huminsäuren“ bezeichneten monotonen Anstieg der

Absorption bei kürzer werdenden Wellenlängen aufweisen (z.B. NISSENBAUM & KAPLAN,

1972; ZIECHMANN, 1980), zeigen die marinen Proben eine Besonderheit. Im Bereich um

407 nm steigt die Absorption deutlich an, so daß es bei den meisten Proben zur Ausprägung

einer Schulter und in einigen Fällen sogar zur Bildung eines lokalen Absorptionsmaximums

kommt.

Diese Absorptionszunahme wurde auch von POVOLEDO et al. (1972) für Huminsäuren aus

kanadischen Seensedimenten beobachtet. Die Autoren gehen davon aus, das diese Absorp-

tionen in erster Linie durch Phaeophytin-Pigmente hervorgerufen werden, die mit den

Huminsäuren assoziiert sind.

Unterstützt wird diese Vermutung durch die Tatsache, daß die meisten Algenpigmente ihr

Absorptionsmaximum um 440 nm erreichen (BRICAUD et al., 1981). Dieses Maximum wird

auf die Gegenwart von Chlorophyll a zurückgeführt, welches Absorptionsmaxima bei 431

und 665 nm aufweist (ABAYCHI & RILEY, 1979). Im Falle der Huminsäuren ist eher die

Beteiligung der Chlorophyll-Abbauprodukte Phaeophytin und Phaeophorbid zu erwarten.

Diese Pigmente weisen Absorptionsmaxima bei um 409 und 667 nm auf (MANTOURA &

LLEWELLYN, 1983).

Eine Absorptionszunahme um 665 nm, wie sie von ERTEL & HEDGES (1983) auch in

Huminsäurespektren beobachtet wurde, kann in den Spektren der Huminsäuren dieser

Arbeit allerdings nicht ausgemacht werden, dennoch findet sie sich in den Spektren der

Lipidextrakte. FILIP et al. (1988) fanden eine Schulter um 670 nm nur im Alkaliextrakt fri-

scher Salzwiesenpflanzen. Die Extrakte abgestorbener Pflanzen und des Sediments wiesen

hingegen keine Zunahme der Absorption in diesem Bereich auf. Dies läßt vermuten, daß die

665 nm-Bande diagenetisch bedingt zurückgeht. Die Bande um 407 nm scheint davon

jedoch nicht oder nur kaum betroffen zu sein.

Während ISHIWATARI (1973) in der Lage war, die beobachtete Schulter um 410 nm durch

eine Methanolextraktion zu entfernen, gelang dies ERTEL & HEDGES (1983) trotz intensiver

Extraktion eines Huminsäureextraktes mit einem Methanol-Benzol-Gemisch nicht. Auch die

Extraktion des Nordseeisolats NN3 mit Methanol (15 Min. im Ultraschallbad, 48 h unter kon-

tinuierlichem Schütteln) führte zu keiner nennenswerten Reduktion der Bande um 407 nm

(Abb. 52), was auch in dem nahezu unveränderten A2/A4-Verhältnis zum Ausdruck kommt

(vergl. Abschnitt 4.2.5.3). Dieses Ergebnis zeigt, daß die Pigmente fest an die Huminsäuren

gebunden oder sogar in die Moleküle integriert sind.

Diskussion

116

200 300 400 500 600 700W e llen länge [nm ]

Abs

orpt

ion

H um insäure N N 3:

O rig ina lextrakt (A2 /A 4 = 1 ,59 )

m it M eO H extrah ie rte r E xtrakt (A 2 /A 4 = 1 ,63 )

Abb. 52 Einfluß einer Methanolextraktion auf das UV/Vis-Spektrum einer marinen

Huminsäure (NN3)

4.2.5.3 Charakteristische Absorptionsverhältnisse: E4/E6 und A2/A4

Ein häufig untersuchter Parameter bei der Charakterisierung von Huminsäuren ist ihr E4/E6-

Verhältnis. Darunter versteht man die Relation der Absorptionen einer Probe, wie sie bei 465

und 665 nm gemessen werden. Über dieses Verhältnis lassen sich unterschiedliche Neigun-

gen von Absorptionskurven numerisch erfassen (ZIECHMANN, 1980). Die Bedeutung und

Aussagekraft diese Verhältnisses wird in der Literatur unterschiedlich diskutiert.

Für ZIECHMANN (1980) besitzt dieser Parameter keine besondere Aussagekraft, wenn es

um die Beschreibung und Einteilung von Huminstoffen geht. Dies sehen jedoch viele Autoren

anders. SENESI et al. (1989b) fanden beispielsweise stark unterschiedliche E4/E6-Verhält-

nisse für Huminsäuren terrestrischer und aquatischer Herkunft. Verglichen mit den Ergeb-

nisse dieser Arbeit erscheinen die Werte von ca. 11 – 13 für Huminsäuren aus einem Fluß

und einem Nordseesediment jedoch außerordentlich hoch. Die terrestrischen Proben liegen

dagegen mit Werten zwischen 5 und 6 im Bereich, wie er auch für die Wald-, Acker- und

Weserproben bestimmt wurde.

Starke Differenzen im E4/E6-Verhältnis werden auch zwischen Fulvin- und Huminsäuren

gefunden, wobei die Fulvinsäuren generell höhere Werte erreichen als die entsprechenden

Huminsäuren (ALBERTS et al., 1988; SENESI et al. 1989b; BELZILE et al., 1997). Auch die

15 in dieser Arbeit untersuchten Fulvinsäureextrakte zeigen dieses Verhalten. Damit stellt

sich die Frage, welche Eigenschaften der Proben sich aus unterschiedlichen Absorptions-

verhältnissen ableiten lassen. Ältere Arbeiten machen das E4/E6-Verhältnis in erster Linie

von dem Kondensationsgrad aromatischer Gruppen in den Huminstoffen abhängig. (z.B.

Diskussion

117

KONONOVA, 1966). Doch NISSENBAUM & KAPLAN (1972) äußerten erste Zweifel an die-

ser Interpretation, als sie keine signifikante Korrelation zwischen dem E4/E6- und C/H-Ver-

hältnis ihrer Proben feststellen konnten. Seit der Arbeit von CHEN et al. (1977) geht man

davon aus, daß in erster Linie die räumliche Größe der Moleküle und, eng damit verbunden,

das Molekulargewicht der Huminstoffe das E4/E6-Verhältnis entscheidend beeinflußt. Die

Autoren konnten zeigen, daß das Absorptionsverhältnis mit steigenden Molekülgrößen bzw.

Molekulargewichten sinkt, was die höheren E4/E6-Werte für die Fulvinsäuren gegenüber den

Huminsäuren erklärt.

Daneben spielen auch der pH-Wert und die Konzentration an freien Kohlenstoff- und Sauer-

stoffradikalen eine Rolle. Maximale E4/E6-Werte werden bei einem pH-Wert von 7 erreicht

(Abb. 53). Bei steigendem pH-Wert geht der Einfluß von Wasserstoffbrücken in den Humin-

stoffmolekülen zurück und die flexibler werdenden Moleküle sorgen dann durch ihre zuneh-

mende räumliche Ausdehnung für abnehmende E4/E6-Verhältnisse (GHOSH &

SCHNITZER, 1979).

200 300 400 500 600 700W ellen länge [nm ]

Abs

orpt

ion

N o rdseehum insäu re , S ta tion 38 :

gem essen be i pH =7

gem essen be i pH =13

E 4 /E 6 : pH =07 => 4 ,97pH =13 => 4 ,84

A 2 /A 4 :pH =07 => 2 ,86pH =13 => 2 ,77

Abb. 53 Einfluß des pH-Wertes auf das UV/Vis-Spektrums einer marinen Humin-

säure (Station 38)

Ein Vergleich von Absorptionsverhältnissen ist somit nur sinnvoll, wenn alle Proben unter

den gleichen pH-Bedingungen gemessen wurden. Wie die Ergebnisse dieser Arbeit zeigen,

ist eine Differenzierung mariner und terrestrischer Proben anhand ihres E4/E6-Verhältnisses

Diskussion

118

nicht möglich. Es läßt sich aber festhalten, daß sowohl die unreife Quellerprobe als auch die

Torfextrakte durch geringere Molekülgrößen gekennzeichnet sind als die übrigen Proben.

Eine signifikant homogenere Verteilung der E4/E6-Verhältnisse der marinen Proben gegen-

über den terrestrischen Proben, wie sie von NISSENBAUM & KAPLAN (1972) festgestellt

wurde, kann nicht betätigt werden.

Wie in Abschnitt 4.2.5.2 erwähnt, zeichnen sich die Spektren der marinen Proben durch eine

verstärkte Absorption um 407 nm aus. Gleichzeitig weisen sie entgegen den terrestrischen

Proben keine oder nur eine sehr schwache Absorptionszunahme um 260 – 280 nm auf.

Letzterer Bereich ist für Absorptionen aromatischer Strukturen typisch (FUKUSHIMA et al.,

1996; GEYER et al., 1998) und läßt ligninische Anteile vermuten (vergl. Lignin-Spektrum in

Abb. 29; FILIP et al., 1988). PESCHEL & WILDT (1986) weisen zudem auf eine hoch signifi-

kante Korrelation (r² = 0,95) zwischen der Absorption bei 280 nm und den C/H-Verhältnis von

Huminsäuren hin. Hohe C/H-Verhältnisse bedeuten eine große Anzahl ungesättigter Kohlen-

stoffbindungen, die wiederum eine Vielzahl an möglichen π• π∗-Übergängen und damit eine

verstärkte Absorption bedeuten. Aus zahlreichen Untersuchungen ist bekannt, daß marine

Huminsäuren geringere aromatische Anteile besitzen als terrestrische (z.B. DEREPPE et al.,

1980; HATCHER et al., 1980; vergl. auch Abschnitt 4.2.8).

Somit finden sich in den UV/Vis-Spektren zwei Bereiche, die je nach Herkunft der Huminsäu-

ren unterschiedliche Betonungen erfahren. Das hier eingeführte A2/A4-Verhältnis trägt die-

sen Beobachtungen Rechnung, indem es die Absorption bei 270 nm zu der Absorption bei

407 nm in Relation setzt. Mit Werten von unter 2,0 erreichen die Proben der offenen Nordsee

und die Tiefseeprobe der Floressee die niedrigsten gemessenen A2/A4-Verhältnisse. Auf der

anderen Seite weisen die terrestrischen Proben Werte von 3,7 bis deutlich über 4,0 auf. Die

ebenfalls recht hohen Absorptionsverhältnisse für die Wattproben (um 3,0) lassen den Ein-

trag von terrestrischem Material in die Sedimente vermuten, der sich auch noch in der Deut-

schen Bucht und weiter in der Nordsee bemerkbar macht. Anhand von Fluoreszenzmessun-

gen konnte LIEBEZEIT (1988) zeigen, das ein großer Teil der gelösten Huminkomponenten

im Bereich der südlichen Deutschen Bucht durch organisches Material dominiert wird, wel-

ches über die Flüsse in die Bucht gelangt.

Terrestrische Einträge bestimmen auch klar die Sedimente der Weser (A2/A4: 3,2 – 3,7),

sowie die Sinkstoffe im Marmarameer (3,0). Die Probe aus dem Skagerrak weist mit 2,44 ein

A2/A4-Verhältnis auf, welches auf überwiegend marines Material hindeutet. Die Ablagerung

von allochthonem Material in diesem Becken (van WEERING et al., 1987) kommt jedoch

auch in diesem Wert zum Ausdruck, der mit 2,44 immer noch deutlich über den Werten der

offenen Nordsee (1,6 – 1,9) liegt. Eine eindeutige Antwort auf die Frage nach der Herkunft

des organischen Materials in Huminstoffen des Skagerraks ließ sich jedoch auch mit ande-

ren Untersuchungsmethoden nicht finden (FENGLER et al., 1989).

Diskussion

119

Um ausschließen zu können, daß das A2/A4-Verhältnis maßgeblich durch andere nicht auf

die Quelle des organischen Materials zurückzuführende Faktoren beeinflußt wird, wurden

zusätzliche Untersuchungen vorgenommen.

Wie in Kapitel 1 bereits ausgeführt, sind Huminsäuren in der Lage, in hohem Maße Metallio-

nen zu komplexieren. Dabei werden in erster Linie zweiwertige Spezies bevorzugt (van den

HOOP et al., 1990), von denen Kupfer-II-Ionen besonders fest an Huminsäuren gebunden

werden (BURBA, 1998b). Als Folge dieser Eigenschaft werden gerade Kupferionen in den

Huminsäuren mariner Sedimente gegenüber dem Gesamtsediment angereichert (Tab. 13;

de WALL, 1995). Um den Einfluß von Metallionen auf das A2/A4-Verhältnis zu testen, wur-

den eine terrestrische (T2) und eine marine Huminsäure (SC1) mit Lösungen unterschiedli-

cher Kupfer-II-Ionenkonzentration versetzt und anschließend erneut UV/Vis-spektroskopisch

untersucht. Das Ergebnis zeigt, daß es durch die Kupferionen bei keiner der beiden Proben

zu entscheidenden Änderungen im A2/A4-Verhältnis kommt (3.3.6.2). Die bei den marinen

Proben beobachtete Absorptionszunahme um 407 nm ist folglich eine quellenspezifische

Eigenschaft, die nicht auf unterschiedliche Metallgehalte der Proben zurückzuführen ist

(FOOKEN & LIEBEZEIT, 1999).

Probe Cr Cu Mn Ni V ZnNU2 89 128 297 21 123 173SC1 52 499 55 46 51 65

Tab. 13 ausgewählte Metallgehalte in Huminsäuren (ICP-OES-Bestimmung)

(Angaben in ppm)

Die Untersuchung der A2/A4-Verhältnisse eines 3,5 m langen Sedimentkerns aus der Nor-

wegischen Rinne, welcher einen Sedimentationszeitraum von mindestens 3500 Jahren

erfaßt, zeigte keine signifikanten Änderungen des Absorptionsverhältnisses mit zunehmen-

der Tiefe (FOOKEN & LIEBEZEIT, 1999), so daß auch diagenetische Effekte als Grund für

die deutlichen Unterschiede in den A2/A4-Werten zwischen marinen und terrestrischen

Huminsäuren ausgeschlossen werden können. Dafür spricht auch die Tatsache, daß das

A2/A4-Verhältnis des Extraktes aus dem Messeler Ölschiefer (3,37), für den fluviale Ablage-

rungsbedingungen angenommen werden (HABERMEHL & HUNDRIESER, 1983; GOTH et

al., 1988), in der gleichen Größenordnung liegt, wie das der rezenten Wesersedimente (im

Mittel 3,45).

Zusammenfassend läßt sich feststellen, daß mit dem hier eingeführten A2/A4-Verhältnis ein

Parameter gefunden wurde, der bei Differenzierung mariner und terrestrischer Quellen für

Huminsäuren eine durchaus nützliche Hilfestellung geben kann. Die Anwendung dieses Indi-

kators muß jedoch auf die Fraktion der Huminsäuren beschränkt bleiben, da im Falle der

niedermolekularen Fulvinsäuren keine signifikanten Unterschiede zwischen Proben unter-

Diskussion

120

schiedlicher Herkunft festgestellt werden konnten. Eine Absorptionszunahme im Bereich von

407 nm ist in den Fulvinsäuren für keine der untersuchten Proben zu erkennen.

An dieser Stelle sei darauf hingewiesen, daß die Extrakte möglichst frei von anorganischen

Verunreinigungen sein müssen, da durch diese die UV/Vis-Spektren und damit auch die

Absorptionsverhältnisse beeinflußt werden. Wie gezeigt werden konnte, führen hohe Asche-

gehalte zu einem Anstieg des A2/A4-Verhältnisses, während das E4/E6-Verhältnis gering-

fügig abnimmt.

4.2.6 FT-IR-Spektroskopie

4.2.6.1 Anwendung der IR-Spektroskopie auf Huminstoffe

Die Infrarotspektroskopie gilt als klassische Methode bei der Charakterisierung von Humin-

stoffen (ZIECHMANN, 1980). Ihre Vorteile liegen dabei in der relativ einfachen Handhabung,

der geringen Probenvorbehandlung, der nicht materialzerstörenden Methode und der hohen

Reproduzierbarkeit der Meßergebnisse. Dazu kommt, daß für eine Messung nur ca. 1 mg an

Probensubstanz erforderlich sind. Mit der Entwicklung von Fourier-Transform-IR-Geräten

wurde zudem die Auflösung der Spektren verbessert und es werden deutlich erhöhte Signal-

Rausch-Abstände erreicht (MacCARTHY & RICE,1985). Letzteres ist besonders bei Humin-

stoffen von Vorteil, da diese zu einer starken Untergrundabsorption neigen (ZIECHMANN,

1980).

Wie in Abschnitt 3.3.7 erwähnt, zeichnen sich die Spektren von Huminstoffen durch eine

relative Einfachheit und große Ähnlichkeit aus. MacCARTHY & RICE (1985) betonen jedoch,

daß daraus nicht unbedingt auch ähnliche Strukturen für die Huminstoffe abgeleitet werden

dürfen. Allenfalls deutet die Ähnlichkeit der Spektren daraufhin, daß Huminstoffe überwie-

gend dieselben funktionellen Gruppen besitzen, deren jeweilige Anzahl und strukturelle Ver-

knüpfungen aber variieren können.

Neben der allgemeinen Charakterisierung von Huminstoffen wird die IR-Spektroskopie auch

zu deren Unterscheidung bezüglich unterschiedlicher Fraktionen oder auch unterschiedlicher

Herkunft eingesetzt. Beispielsweise verglichen DEREPPE et al. (1980) marine und terrestri-

sche Huminsäuren anhand ihrer IR-Spektren. Dagegen suchten YONEBAYASHI &

HATTORI (1989) nach IR-spektroskopischen Unterschieden zwischen Huminsäuren unter-

schiedlicher Bodentypen. FRANCIOSO et al. (1988a, b) berichten wiederum über IR-spek-

troskopisch unterschiedliche Eigenschaften verschiedener Molekulargewichtsfraktionen von

Fulvin- und Huminsäuren aus Torfen, wobei auch der Einfluß unterschiedlicher Extraktions-

mittel auf die Spektren zum Ausdruck kommt.

Diskussion

121

4.2.6.2 Vergleich der FT-IR-Spektren

ERTEL & HEDGES (1983) betonen, daß marine gegenüber terrestrischen Huminsäuren

deutlich stärkere Absorptionen im Bereich aliphatischer C-H-Streckschwingungen (2960,

2850 WZ) aufweisen. Diese Tendenz läßt sich zwar auch in dieser Arbeit feststellen, die

Unterschiede erscheinen hier jedoch wesentlich geringer als in den von den genannten

Autoren vorgestellten Spektren. Das bloße Vorhandensein ausgeprägter Aliphatenbanden

stellt somit keinen signifikanten Quellenindikator dar. Unterstützt wird diese Aussage auch

durch die Ergebnisse aus NMR-Untersuchungen von HATCHER et al. (1980, 1981), die

darauf schließen lassen, daß sowohl terrestrische als auch marine Huminsäuren ein aliphati-

sches Grundgerüst besitzen.

Auch eine besondere Verbreiterung der OH-Bande um 3400 WZ, wie sie ERTEL & HEDGES

(1983) den terrestrischen gegenüber den marinen Proben zuschreiben, läßt sich nicht als

allgemein zutreffend bestätigen. Zwar weisen die Spektren der Torfextrakte eine auffallend

breite Bande in diesem Bereich auf, doch ist dies beispielsweise für die Waldbodenprobe

NU1 nicht der Fall (Abb. 35).

Generell läßt sich feststellen, daß die Spektren aller in dieser Arbeit untersuchten Huminsäu-

ren im Bereich zwischen 4000 und 2000 WZ nahezu übereinstimmen, denn auch die

Absorptionen um 2600 WZ, welche H-Brücken gebundenen OH-Gruppen zugeschrieben

werden, sind bei allen Proben erkennbar, aber nur schwach ausgeprägt. Selbst das Spek-

trum des Lignins zeigt im Bereich von 4000 - 2000 WZ keine nennenswerten Unterschiede

zu den Huminsäurespektren, was unterstreicht, daß dieser Bereich bei der Differenzierung

der Herkunft von Huminsäuren keine signifikanten Unterscheidungsmerkmale liefert.

Anders verhält es sich bei den Absorptionen unterhalb von 2000 WZ. Hier lassen sich bei

genauer Betrachtung tendenzielle Unterschiede zwischen den einzelnen Huminsäuregrup-

pen feststellen. Ein typisches Merkmal der marinen Huminsäuren ist die relativ deutlich aus-

geprägte Bande um 1540 WZ, welche auf Peptidbindungen von Proteinen zurückgeführt wird

(STEVENSON & GOH, 1971; DEREPPE et al., 1980; YONEBAYASHI & HATTORI, 1988).

Diese allgemein auch als Amid-II-Bande bezeichnete Schwingung wird von anderen Autoren

auch bei leicht verschobenen Wellenzahlen lokalisiert. So finden ERTEL & HEDGES (1983)

oder YUNOIAN et al. (1986) die Amid-II-Schwingung bei 1520 WZ und PICCOLO et al.

(1989) geben sogar 1510 WZ als Bandenlage an.

Letztere Wellenzahl wird jedoch eher aromatischen C=C-Bindungen zugeschrieben

(BELLAMY, 1975; GERASIMOWICZ & BYLER, 1985; NIEMEYER et al., 1992). Diese Bande

findet sich ausgeprägt und wenig verbreitert nur in den Spektren der Torfhuminsäuren und

dem Lignin. Weniger deutlich ausgeprägt, aber durchaus erkennbar läßt sich die Bande auch

in den Spektren der Acker- und Waldbodenproben ausmachen und auch beim Quellerextrakt

Diskussion

122

ist sie zu erkennen. Auszuschließen sind diese aromatischen Schwingungsanteile auch für

die übrigen Proben nicht, doch werden sie dort von der Amid-II-Bande überlagert, die bei den

Torfproben, dem Lignin und dem Extrakt aus dem Ölschiefer hingegen beinahe vollständig

fehlt. Berücksichtigt man die geringen Stickstoffanteile in den letztgenannten Proben, so

deckt sich diese Beobachtung mit den Beobachtungen von ISHIWATARI (1970), der eine

direkte Beziehung zwischen der Ausprägung der Amid-II-Bande und dem Stickstoffgehalt

von Huminsäuren aus einem See fand.

Daß die Amid-II-Bande nicht alleine auf die Spektren der marinen Proben beschränkt bleibt,

zeigen die Waldbodenproben. Zudem beobachteten SENESI et al. (1989b) Amidschwingun-

gen in stickstoffreichen Böden. Auch YONEBAYASHI & HATTORI (1988) fanden Banden um

1540 WZ in den Bodentypen Entisol und Inceptisol, während stickstoffärmere Böden keine

Amidabsorptionen aufwiesen. Diese Kopplung der Amid-II-Bande an Stickstoffgehalte in

Huminsäuren läßt folglich eine diagenetische Einflußnahme bei der Ausprägung der Bande

erkennen (vergl. auch Abschnitt 4.2.3.2). Das Vorhandensein einer Amid-II-Bande ist somit

kein sicheres Indiz für den marinen Ursprung einer Probe, wie auch die Arbeiten von HUC &

DURAND (1977) bestätigen, die Amid-II-Schwingungen nur in rezenten, nicht aber in alten

Sedimenten nachwiesen.

Eine in der Literatur häufig kontrovers diskutierte Bande in den IR-Spektren von Huminsäu-

ren ist die Absorption um 1030 – 1050 WZ. Zahlreiche Autoren schreiben diese Bande den

C-O-Streckschwingungen von Kohlenhydratanteilen zu (z.B. STEVENSON & GOH, 1971,

SENESI et al., 1989b). Andere Autoren, wie beispielsweise LYNCH & SMITH-PALMER

(1992) oder FILIP & ALBERTS (1994) gehen dagegen davon aus, daß es sich bei diesen

Absorptionen um Schwingungsanregungen von Si-O-Bindungen handelt, die aufgrund von

Silikat-Verunreinigungen in den Huminstoffproben vorhanden sind. Diese Interpretation findet

auch in der Tatsache Unterstützung, daß zahlreiche Tonminerale gerade in diesem Wellen-

zahlenbereich charakteristische Banden aufweisen (van der MAREL & BEUTELSPACHER,

1976).

Ein Vergleich der in dieser Arbeit aufgenommenen Spektren der unbehandelten, ascherei-

chen Proben mit denen der HF-behandelten, aschearmen Proben unterstreicht ebenfalls klar

die zweite Bandenzuordnung. Bei allen Proben, deren Aschegehalt deutlich reduziert werden

konnte, ist auch ein drastischer Rückgang der Absorption um 1030 WZ zu beobachten. Die

gleiche Beobachtung machten auch PICCOLO et al. (1989). Sie reduzierten den Aschege-

halt ihrer alkalisch extrahierten Proben mit einem Gemisch aus Fluß- und Salzsäure deutlich,

was neben der Reduktion der 1030er-Bande gleichzeitig zu einem Anstieg der Banden bei

2920, 2850, 2600,1710 und 1220 WZ führte.

Die Autoren führen dies auf das Freiwerden von CH- und vor allem von COOH-Funktionen

zurück, welche vorher in Tonmineral-Huminstoff-Komplexe eingebunden waren. Die

Diskussion

123

beschriebenen Absorptionszunahmen sind auch bei den Spektren der aufgereinigten Proben

in dieser Arbeit zu beobachten, wobei in erste Linie die Aliphatenbanden bei 2920 und

2840 WZ eine besondere Betonung erfahren.

Da die Absorptionsbande um 1030 WZ durch die Flußsäurebehandlung nicht völlig aus den

Spektren verschwindet, und da sie auch in den Spektren der nahezu aschefreien Torfex-

trakte zu finden ist, sollte die obengenannte Zuordnung dieser Absorption zu Kohlenhydrat-

schwingungen nicht grundsätzlich übergangen werden. LYNCH & SMITH-PALMER (1992)

betonen jedoch, daß sie in den 13C-NMR-Spektren der von ihnen untersuchten Proben kaum

Signale gefunden haben, die auf Kohlenhydratanteile hindeuten würden. Vergleicht man nun

die IR-Spektren aller aufgereinigten Proben, so lassen sich anhand der 1030er-Bande keine

signifikanten Unterschiede zwischen marinen und terrestrischen Extrakten feststellen.

In den Spektren der aufgereinigten Proben fallen neben den bisher erwähnten Änderungen

auch der Rückgang oder gar das Verschwinden weiterer Absorptionsbanden auf. Aus der

Bandenlage dieser Schwingungen lassen sich Rückschlüsse auf die Art der mitextrahierten

Tonminerale ziehen. So finden sich beispielsweise im FT-IR-Spektrum des mit 25,5%

besonders aschereichen Extraktes der Nordseestation 55 (Abb. 54) Absorptionsbanden, die

für die Tonminerale Illit und Kaolinit als charakteristisch beschrieben werden (VAN DER

MAREL & BEUTELSPACHER, 1976)

Gerade diese zwei Tonmineraltypen finden sich in den Sedimenten der Nordsee neben den

Mineralen Smektit und Chlorit als Hauptbestandteile der Tonfraktion (ZÖLLMER & IRION,

1993), so daß ihre Koextraktion zu erklären ist.

PICCOLO et al. (1989) weisen daraufhin, daß bei der Verwendung von aprotischen organi-

schen Lösungsmitteln wie DMSO, DMF oder Aceton bei der Extraktion von Huminstoffen die

Koextraktion anorganischer Silikatminerale vermieden werden kann. Die mit diesen

Lösungsmitteln gewonnenen Huminstofffraktionen weisen jedoch in erhöhtem Maße flüchtige

Komponenten auf, so daß die Extrakte nicht unbedingt mit alkalischen Extrakten verglichen

werden können. Somit erscheint der hier gewählte Weg einer alkalischen Extraktion mit

anschließender Aufreinigung der Proben in Flußsäurelösung als geeignetes Verfahren zur

Gewinnung aschearmer Huminsäurefraktionen, zudem die Spektren der behandelten und

unbehandelten Torfextrakte zeigen, daß es durch die Flußsäurebehandlung zu keiner Ver-

änderung der organischen Substanz kommt.

Diskussion

124

5001500250035001000200030004000

W ellenzah l / cm

Tra

nsm

issi

on

3 696

3628

1034

532

469

1080

912

754

828

Abb. 54 Charakteristische Absorptionen von Tonmineralen in dem FT-IR-Spek-

trum eines Huminsäureextraktes (Station 55, Nordsee)

Beim Vergleich der Spektren mariner und terrestrischer Huminsäuren fällt weiter auf, daß es

im Bereich der Bande um 1650 WZ (Amid-I-Bande) für die terrestrischen Proben zu einer

Verschiebung der Absorption zu geringeren Wellenzahlen kommt. Diese Tendenz wurde

auch von YUNOIAN et al. (1986) beobachtet, die Huminsäuren aus Sedimenten des östli-

chen Chinesischen Meeres mit den Extrakten aus einem Boden, einem Torf und aus Braun-

kohle verglichen.

Im Falle der Torfe geht diese Beobachtung eindeutig auf das Fehlen von Amidanteilen in den

Huminsäuren zurück. Bei den Ackerboden- und Waldbodenproben ist zwar die Amid-II-

Bande zu erkennen, doch führen vermutlich erhöhte aromatische Schwingungsanteile um

1600 WZ dazu, daß die Amid-I-Bande zu Wellenzahlen um 1630 verschoben wird. Diese

Tendenz kommt auch bei der computer-graphischen Auswertung der Bandenintensitäten

zum Ausdruck. So tendieren die Medianwerte und die 25 – 75%-Intervalle im Falle des

Absorptionsverhältnisses 1650/1600 WZ für die marinen Proben zu höheren Werten gegen-

über den terrestrischen Proben (Abb. 55). Die Aufweitung des Extremwertintervalls gerade

für die marinen Proben zeigt jedoch, daß dieses Absorptionsverhältnis kein sicherer Para-

meter zur Herkunftscharakterisierung einer Probe darstellt.

Diskussion

125


FT- IR: 1650/1600

Abs

orpt

ions

verh

ältn

is

-1

1

3

5

7

9

terr. HS (alt) terr. HS (rezent) HS Wat t HS mar in


Daten: über PeakFit TM quantifizierte IR-Schwingungsanteile


Tendenzielle Unterschiede lassen sich auch für das Absorptionsverhältnis 1720/1535 WZ

feststellen (Abb. 56). Hier kommt der erhöhte Anteil an Amid-II-Schwingungen für die mari-

nen Proben zum Ausdruck. Doch kommt es auch in diesem Fall zu Wertüberlappungen, die

die Eindeutigkeit dieses Parameters zur Quellenunterscheidung verhindern.


FT- IR: 1720/1535

Abs

orpt

ions

verh

ältn

is

-2

0

2

4

6

8

10

12

14


HS Wat tHS mar in


Daten: über PeakFit TM quantifizierte IR-Schwingungsanteile


Diskussion

126

Zusammenfassend läßt sich feststellen, daß die IR-Spektren mariner und terrestrischer

Huminsäureextrakte im Wellenzahlenbereich von 2000 – 4000 WZ keine signifikanten Unter-

schiede aufweisen. Im Bereich unterhalb von 2000 WZ kommt es dagegen zu charakteristi-

schen Merkmalen für die jeweiligen Huminsäuregruppen. Eine eindeutige Identifizierung der

Herkunft einer Huminsäure ist jedoch alleine anhand von IR-Daten nicht möglich.


4.2.7.1 Anwendung der Fluoreszenzspektroskopie auf Huminstoffe

Entgegen der Zweifel in einigen älteren Arbeiten gilt es heute als sicher, daß Huminstoffe bei

Anregung mit elektromagnetischer Strahlung aus dem UV/Vis-Bereich selbst Fluoreszenz-

licht emittieren und nicht etwa Begleitsubstanzen, die bei der Huminstoffgewinnung mitextra-

hiert wurden (ZIECHMANN, 1980). Es wird vermutet, daß die Fähigkeit der Huminstoffe zur

Fluoreszenz entweder auf der Gegenwart aromatischer Kerne beruht, die mit mindestens

einer Elektronendonorfunktion substituiert sind, oder daß ein ausgedehntes System konju-

gierter ungesättigter Bindungen mit hoher Resonanzfähigkeit für die Fluoreszenz verantwort-

lich ist (SEAL et al., 1964). Die erste Vermutung findet dabei Unterstützung in den Beob-

achtungen von MÜLLER-WEGNER (1977) sowie VISSER (1983), die eine positive Korrela-

tion zwischen dem Gehalt phenolischer Hydroxylgruppen in Huminstoffen und der Wellen-

länge des Fluoreszenzmaximums in Anregungsspektren feststellten.

Neben den qualitativen Fragestellungen werden Fluoreszenzmessungen häufig auch für die

Bestimmung von gelösten Huminstoffen in Wasserkörpern eingesetzt (z.B. KALLE, 1956;

LAANE, 1981; LIEBEZEIT, 1988).

Die Anregungs- und Emissionsspektren von Huminsäuren sind in der Regel durch ein breites

Fluoreszenzmaximum gekennzeichnet. Aufgelöste charakteristische Fluoreszenzbanden,

wie sie häufig für fluoreszierende Einzelsubstanzen beobachtet werden können, sind in den

Spektren von Huminstoffen nicht zu finden, so daß eine Bestimmung konkreter funktioneller

Gruppen via Fluoreszenzspektroskopie nicht möglich ist (MacCARTHY & RICE, 1985). Die

Autoren weisen auch darauf hin, daß in der Regel nur ein kleiner Teil der Moleküle, die

UV/Vis-Strahlung absorbieren, für deren Fluoreszenz verantwortlich ist. Folglich kann mit der

Fluoreszenzspektroskopie nur ein deutlich geringerer Teil der Huminstoffmoleküle charakte-

risiert werden, als dies bei der UV/Vis-Spektroskopie der Fall ist.

Bei den Emissionsspektren von Huminstoffen fällt zudem auf, daß sie wider Erwarten nicht

das Spiegelbild der UV/Vis-Absorptionsspektren darstellen (ALBERTS et al., 1988). Die

Autoren erklären dies mit der deutlich geringeren Anzahl an Fluorophoren gegenüber den

Diskussion

127

absorbierenden Chromophoren innerhalb der Huminstoffe. Im Falle der UV/Vis-Absorption

kommt es zu zahlreichen Absorptionsüberlappungen, die in dem nahezu monotonen Anstieg

der Absorptionskurven resultieren. Bei der Fluoreszenz ist die Zahl der Überlappungen

dagegen geringer, so daß konkrete Emissionsmaxima beobachtet werden können.

Auf der anderen Seite können die zahlreichen Chromophore der Huminstoffmoleküle auch

zur Eigenabsorption des emittierten Fluoreszenzlichtes führen, weshalb es schon bei sehr

geringen Huminstoffkonzentrationen zu Quenchingeffekten kommt. Fluoreszenzmessungen

ohne nennenswerte Eigenabsorptionen sind im Falle von Huminsäuren nur bis ca. 40 ppm

möglich (VISSER, 1983; PETRONIO et al., 1994). Im Falle einiger mariner Huminsäuren

liegt der Grenzwert sogar bei nur 30 ppm (KLUGE et al., 1999).

Die Intensität emittierter Fluoreszenz hängt auch von zahlreichen Umgebungsparametern

ab. Beispielsweise führen Änderungen des pH-Wertes, des Redoxpotentials oder der Tem-

peratur zu unterschiedlichen Fluoreszenzintensitäten (z.B. VISSER, 1983; MIANO et al.,

1988; MIANO & SENESI, 1992). Die Beeinflussung durch den pH-Wert ist dabei von Humin-

stoff zu Huminstoff unterschiedlich (ZIECHMANN, 1980) und hat keine Auswirkung auf die

Wellenlänge der emittierten Fluoreszenz (ALBERTS et al., 1988).

Für Fulvinsäuren werden häufig höhere Fluoreszenzintensitäten beobachtet als für die ent-

sprechenden Huminsäuren (GOSH & SCHNITZER, 1980). Die Autoren erklären dies mit

einer höheren Anzahl an Chromophoren in den Huminsäuren, die eine stärkere Eigenab-

sorption des Fluoreszenzlichtes bewirken. HALL & LEE (1974) sehen die Begründung sol-

cher Beobachtungen hingegen in der Tatsache, daß die niedermolekulareren Huminstoff-

fraktionen mehr sauerstoffhaltige funktionelle Gruppen enthalten, die als Elektronendonato-

ren dienen können. Dadurch würde die Wahrscheinlichkeit eines Überganges vom Grund- in

den Singulettzustand erhöht, was letztendlich zu verstärkten Emissionen führe. Diese letzten

Beispiele zeigen, daß die Interpretation der Fluoreszenzspektren komplexer Makromoleküle

mit großen Schwierigkeiten verbunden sind. Hinzu kommt auch, daß z.T. gegensätzlichen

Beobachtungen gemacht werden. So fanden EWALD et al. (1983) oder SENESI et al.

(1989a) eine Rotverschiebung von über 20 nm in den Emissionsspektren von Fulvinsäuren

gegenüber den entsprechenden Huminsäuren. Auf der anderen Seite ermittelten

PLECHANOV et al. (1983) nahezu identische Maxima in den Anregungs- und Emissions-

spektren dieser beiden Fraktionen.

4.2.7.2 1D-Anregungs- und Emissionsspektren

Zunächst sei darauf hingewiesen, daß es sich bei den in dieser Arbeit aufgenommenen Fluo-

reszenzspektren sowie den meisten Spektren in der Literatur um unkorrigierte Fluoreszenz-

Diskussion

128

messungen handelt. Dies ist in soweit von Bedeutung, da DE SOUZA SIERRA et al. (1994)

feststellten, daß die Aufnahme unkorrigierter Spektren bei der Verwendung unterschiedlicher

Fluorimeter bei identischen Proben zu Wellenlängendifferenzen von über 20 nm führen kann.

Folglich sollte auf eine Diskussion absoluter Wellenlängen verzichtet werden, während rela-

tive Tendenzen innerhalb einzelner Meßreihen zu Vergleichen herangezogen werden

können.

Die Eignung der Fluoreszenzspektroskopie zur Unterscheidung mariner und terrestrischer

Quellen für Huminstoffe wird in der Literatur sehr unterschiedlich beurteilt. So fanden

ERTEL & HEDGES (1983) lediglich in den Anregungsspektren terrestrischer Huminsäuren

Fluoreszenzmaxima im Bereich um 400 nm, während die Maxima mariner Proben auf den

Bereich von 325-365 nm beschränkt blieben. Ebenso deutlichere Unterschiede fanden

SENESI et al. (1989b). Die Emissionsspektren terrestrischer Huminsäureextrakte erreichten

danach ihr Maximum bei 510 nm. Die marinen Huminsäuren emittierten hingegen um 470

nm am stärksten und die Fulvinsäureproben erreichten ihr Maximum bei noch kürzeren

Wellenlängen (457 - 465 nm). Auch in den Anregungsspektren lagen die Hauptbanden der

Fluoreszenz für die terrestrischen Proben bei längeren Wellenlängen (450, 467 nm) als die

der marinen Proben (388 - 395 nm). Diese klare Tendenz zur Fluoreszenz bei längeren

Wellenlängen für die terrestrischen Proben führen die Autoren auf ein gegenüber den mari-

nen Proben deutlich stärker ausgedehntes konjugiertes π-Elektronensystem und mit Elektro-

nendonorfunktionen höher substituierte aromatische Kerne zurück. Die marinen Proben

zeichnen sich demnach durch einfachere Strukturen mit geringerer Aromatizität und geringe-

ren Molmassen aus (VISSER, 1983; SENESI et al., 1991).

Wie die Ergebnisse dieser Arbeit zeigen, sind solche Schlußfolgerungen jedoch nicht gene-

rell zulässig. Weder die Anregungs- noch die Emissionspektren lassen signifikante Unter-

schiede zwischen den Wellenlängen der Fluoreszenzmaxima mariner und terrestrischer

Extrakte erkennen. Die Lage der Emissionsmaxima differiert für alle Proben um nicht mehr

als 25 nm und ist für die Herkunft einer Probe nicht charakteristisch. Zwar tendieren die

Ackerboden- und Torfextrakte zu etwas langwelligeren Emissionen (450 - 460 nm), doch lie-

gen die Maxima der Waldbodenproben mit 440 und 448 nm im Bereich der Nordseeproben

(444 ± 3 nm SD).

Aus Abb. 39 wird zudem deutlich, daß auch die Lage der Anregungsmaxima (detektiert bei

440 nm) keinen Rückschluß auf die Herkunft einer Huminsäure zuläßt und daß diageneti-

sche Prozesse keinen entscheidenden Einfluß auf die Fluoreszenz nehmen, da z.B. der

Quellerextrakt und die Messelprobe annähernd identische Emissionen aufweisen. Letztere

Beobachtung stimmt auch mit den Aussagen von VISSER (1983) überein, der darauf hin-

weist, daß der Humifizierungsgrad eines Huminstoffes keinen Einfluß auf dessen Fluores-

zenzspektrum hat. Zudem fand HANNEMANN (1995) keine signifikanten Unterschiede zwi-

Diskussion

129

schen den Emissions- und Anregungsspektren der Extrakte aus Sedimenten, Torfen und

frischen Pflanzen. Im Gegensatz zu den Beobachtungen von SENESI et al. (1989a, b) fand

HANNEMANN (1995) auch das langwelligste Emissionsmaximum gerade für eine Tiefsee-

probe, während die terrestrischen Vergleichsproben geringfügig kürzere Emissionswellen-

längen aufwiesen.

Zur Unterscheidung mariner/mikrobieller und terrestrischer Quellen für gefärbte, gelöste

organische Substanzen (CDOM) auf der Basis von Emissionsspektren schlagen McKNIGHT

et al. (1998, zitiert nach BATTIN, 1998) eine Relation zweier Fluoreszenzwerte vor. Bei die-

ser im folgenden als Fluoreszenzindex (FI) bezeichneten Größe handelt es sich um das Ver-

hältnis der relativen Fluoreszenzen, die bei 450 und 500 nm bestimmt werden. Die Autoren

fanden für die als „marines Endglied“ bezeichnete Fulvinsäure aus dem antarktischen Lake

Fryxell einen Wert von FI = 1,11 ± 0,03 und für das „terrestrische Endglied“, eine Fulvinsäure

aus dem Suwannee River, einen Werte von FI = 1,56 ± 0,03. Andere Proben sollten nach

Auffassung der Autoren Werte zwischen diesen Endgliedern aufweisen, was auch von

BATTIN (1998) für Huminstoffe aus Flußsedimenten bestätigt wurde.

Die direkte Übertragung des Indices auf die Spektren dieser Arbeit ist nicht möglich, da diese

nicht bei der von McKNIGHT et al. (1998, zitiert nach BATTIN, 1998) verwendeten Anre-

gungswellenlänge von 370 nm, sondern bei 360 nm aufgenommen wurden. Dennoch sollten

tendenzielle Unterschiede oder Übereinstimmungen diskutiert werden können. Wie die Box-

Darstellung zeigt (Abb. 57), kann der Fluoreszenzindex nicht als sicherer Quellenindikator für

Huminsäuren herangezogen werden, da es zu starken Überlappungen der Werte für marine

und terrestrische Proben kommt. Zudem weisen entgegen der Beobachtungen von

McKNIGHT et al. (1998, zitiert nach BATTIN, 1998) gerade die marinen die im Mittel höch-

sten Werte auf.

Zusammenfassend läßt sich feststellen, daß die Fluoreszenzanregungs- und Emissions-

spektren im Hinblick auf die Fragestellung dieser Arbeit nicht als Quellen-indikatoren dienen

können.

Diskussion

130


Fluoreszenzindex: F(450)/F(500)

Anregungswel lenlänge: 360 nm

Inde

x

1 .4

1.8

2.2

2.6

3

3.4


HS Wat tHS mar in

Abb. 57 Fluoreszenzindices für Huminsäuren


4.2.7.3 1D-Synchronspektren

Synchronspektren von Huminsäuren zeichnen sich gegenüber den Anregungs- und

Emissionsspektren durch zahlreichere und häufig charakteristischere Banden aus. Der Ein-

fluß von Raman-Streuungen auf die Spektren ist jedoch höher (MATTHEWS et al., 1996).

Die große Zahl an Banden läßt nach Auffassung von MIANO et al. (1990) auf eine hohe

Anzahl an Fluorophoren in den Huminstoffmolekülen schließen.

Je nach Größe der bei der Spektrenaufnahme gewählten Wellendifferenz zwischen Anre-

gung und detektierter Emission werden unterschiedlich aufgelöste Spektren erhalten. MIANO

et al. (1988) sehen eine Differenz von 18 nm als für Huminstoffe optimal an, da bei diesem

Intervall gute Auflösungen bei hohen Intensitäten erreicht werden. Es finden sich in der Lite-

ratur jedoch auch Spektren, die bei größeren Wellenlängendifferenzen aufgenommen wur-

den. So fanden de SOUZA SIERRA et al. (1994) bei einer Differenz von 50 nm in den Syn-

chronspektren mariner Proben charakteristische Banden um 250 nm, die sie auf den Einfluß

von Proteinen zurückführen. Diese Banden sind jedoch bei einer Differenz von 18 nm nicht

zu erkennen, wie die Spektren dieser Arbeit zeigen. Dennoch läßt sich für die marinen Pro-

ben eine leichte Tendenz der Fluoreszenzemissionen zugunsten kürzerer Wellenlängen

feststellen (Abb. 44). Die starken Variationen in den Flächenintegralen der Synchronspektren

Diskussion

131

der einzelnen Ursprungsgruppen (Abb. 45) machen jedoch deutlich, daß auch die Synchron-

spektren keine eindeutigen Quellenindikatoren darstellen.

4.2.7.4 2D-Fluoreszenzspektren

Aus der Tatsache, daß das Fluoreszenzemissionsmaximum eines Huminstoffes bei unter-

schiedlichen Anregungswellenlängen unterschiedliche Wellenlängen aufweist (ERTEL &

HEDGES, 1983; DE SOUZA SIERRA et al., 1994), folgern letztere Autoren, daß es in

Huminstoffen mindestens zwei unterschiedliche Typen von Fluorophoren gibt, deren jewei-

lige Häufigkeit innerhalb der Moleküle von der Herkunft der Huminstoffe abhängt. Je nach

Anregungswellenlänge werden unterschiedliche Fluorophore angeregt, was die unterschied-

lichen Emissionswellenlängen erklärt. Im Gegensatz zur herkömmlichen eindimensionalen

Fluoreszenzmessung ist bei der 2D-Fluoreszenzspektroskopie die simultane und nicht-

invasive Bestimmung der Fluoreszenzintensitäten mehrerer Fluorophore möglich

(LINDEMANN & STÄRK, 1999), was diese Methode für Charakterisierung von Huminstoffen

interessant macht (MATTHEWS et al., 1996).

Wie die Aufnahme der Spektren von vier Huminsäureextrakten zeigt, lassen sich deutliche

Unterschiede zwischen den einzelnen Proben feststellen (Abb. 46, 47). Zwei der Proben

weisen im Bereich zwischen den Streustrahlungen jeweils zwei Fluoreszenzmaxima auf,

während die Nordseeprobe sogar drei und die Ackerbodenprobe nur ein Maximum bei

265/410 nm (Anregung/Emission) erreicht. Die Maxima der Extrakte aus den Sedimenten

und des Torfes liegen mit 250/(425 - 450) nm in einem Bereich, der für Huminstoffe charak-

teristisch erscheint (MAYER et al., 1999). Für terrestrische Huminstoffe fanden die Autoren

auch noch eine ausgedehnte Fluoreszenzzunahme um 310/420 nm, die auch im Torfextrakt

dieser Arbeit zu beobachten ist.

Starke Fluoreszenz in natürlichen Wasserproben bei Anregungswellenlängen unterhalb von

300 nm, wird häufig mit der Gegenwart von Proteinen verbunden, da beispielsweise die

Aminosäure Tryptophan Maxima bei 220/340 bzw. 280/320 - 350 nm aufweist (MATTHEWS

et al., 1996; MAYER et al., 1999). Diese werden jedoch durch Fluorophore der Huminstoffe

stark überlagert. Im Bereich um 280/(310 - 320) nm weisen sowohl die Watt- als auch die

Nordseeprobe erhöhte Fluoreszenz auf, was folglich auf mögliche Proteinbestandteile hin-

deutet. Unterstützt wird diese Vermutung zudem durch ausgeprägten Amidbanden in den IR-

Spektren (vergl. 4.2.6.2).

Das Fluoreszenzmaximum der Nordseeprobe bei 360/425 nm liegt nahe dem Signal von

350/450 nm, welches PORYVKINA et al. (1992) als typisches Maximum für marine Humin-

säuren interpretieren. Dagegen weist die Watthuminsäure ein Maximum bei deutlich kürze-

Diskussion

132

ren Wellenlängen auf (325/360 nm), wobei jedoch auch hier erhöhte Fluoreszenzemissionen

bis in den Bereich um 350/450 nm registriert werden können.

Zusammenfassend läßt sich festhalten, daß die 2D-Fluoreszenzspektroskopie klarere Unter-

schiede zwischen den Huminsäuren unterschiedlicher Herkunft aufzeigt, als dies in den ein-

dimensionalen Kurvenspektren der Fall ist. Auch wird aus den Spektren deutlich, daß

Huminstoffe mindestens zwei unterschiedliche Gruppen von Fluorophoren besitzen, die je

nach Anregungswellenlänge unterschiedlich stark angeregt werden (de SOUZA SIERRA,

1994).

Aufgrund der geringen Probenanzahl läßt sich jedoch kein eindeutiges Merkmal feststellen,

welches für die Herkunft einer Huminsäure unbedingt charakteristisch ist.

4.2.8 1H-NMR-Spektroskopie

4.2.8.1 Anwendung der NMR-Spektroskopie auf Huminstoffe

Nach WERSHAW (1985) wurden die ersten NMR-Spektren von underivatisierten Humin-

stoffen bereits 1969 aufgenommen. Seit dieser Zeit ist die Zahl der NMR-spektroskopischen

Untersuchungen und damit ihr Stellenwert in der Strukturaufklärung von Huminstoffen stetig

gestiegen. Der Grund hierfür liegt in der relativ großen Anzahl der durch die Methode erhal-

tenen Informationen, die beispielsweise genauere Rückschlüsse auf aliphatische Strukturen

innerhalb der Huminstoffe zulassen als dies bei anderen Methoden wie der IR-Spektroskopie

der Fall ist (RUGGIERO et al., 1980a).

Dennoch verhindert die Komplexität der Huminstoffmoleküle auch im Falle der NMR-Spek-

troskopie die Aufnahme charakteristischer Spektren, aus denen sich eindeutige Struktur-

merkmale ableiten lassen. Feinstrukturen oder charakteristische Multipletts, wie sie in der

Regel in den NMR-Spektren organischer Einzelsubstanzen zu finden sind, gehen bei Humin-

stoffspektren in der Vielzahl der Signale verloren (WERSHAW, 1985). Zudem kommt es zu

Signalverbreiterungen, die neben der molaren Komplexität der Moleküle auch auf para-

magnetische Metallionen, freie Radikale und kurze Relaxationszeiten zurückzuführen sind

(DEREPPE et al., 1980).

Ein klarer Vorteil der NMR-Spektroskopie liegt in der nicht-destruktiven Technik, die exaktere

Daten zur Strukturaufklärung liefern kann als dies bei Methoden mit chemischen Abbaupro-

zessen der Fall ist (HATCHER et al., 1981).

Neben den klassischen Flüssig-NMR-Techniken mit der Detektion von 1H- und 13C-Kernen

kommen in neuerer Zeit auch Feststoff-NMR-Techniken wie die CP/MAS-NMR-Spektrosko-

pie bei der Untersuchung von Huminstoffen zum Einsatz (WERSHAW, 1985). Der Vorteil

Diskussion

133

dieser Technik liegt vor allem in der Vermeidung von Lösungsmitteleffekten. Zudem wird mit

dieser Methode auch die NMR-spektroskopische Untersuchung der unlöslichen Huminfrak-

tion möglich (HATCHER et al., 1983).

Wegen des geringen Anteils an 13C-Kernen im natürlichen Isotopengemisch des Kohlenstoffs

(1,1%) sind die Kohlenstoff-NMR-Techniken gegenüber den Protonen-NMR-Techniken

bezüglich ihrer Signalintensitäten benachteiligt (SCHWEDT, 1995). Um dies auszugleichen,

wird im Falle der Huminstoffe die Menge der zu vermessenden Probensubstanz erhöht, so

daß in der Regel mindestens 200 mg Huminstoffisolat für die Aufnahme eines 13C-NMR-

Spektrums benötigt werden. Aufgrund der geringen Isolatmengen bei den Proben dieser

Arbeit mußte daher auf die Aufnahme von Kohlenstoff-NMR-Spektren verzichtet werden.

HATCHER et al. (1980) weisen darauf hin, daß 1H- und 13C-Kerne in Huminsäuren ähnlichen

Wechselwirkungen, welche ja die gemessenen chemischen Verschiebungen bedingen, aus-

gesetzt sind, so daß aus beiden Spektrentypen sehr ähnliche Informationen über die struktu-

rellen Eigenschaften der Huminstoffmoleküle erhalten werden. Beispielsweise decken sich

die Informationen aus dem Bereich für aliphatische Protonen (0 – 2,5 ppm) in den Protonen-

NMR-Spektren nahezu mit denen aus dem Bereich aliphatischer 13C-Kerne (0 – 50 ppm) in

den Kohlenstoff-NMR-Spektren. Die Autoren fanden auch große Überein-stimmungen für

den Bereich der aromatischen/konjugiert olefinischen Protonen (6 – 8,5 ppm) bzw. der ent-

sprechenden Kohlenstoffkerne (105 – 170 ppm).

Allerdings ist es mit der 1H-NMR-Spektroskopie nicht möglich, Wasserstoffatome zu detektie-

ren, welche direkt an Heteroatome wie Sauerstoff oder Stickstoff gebunden sind, da diese

bei dem verwendeten Lösungsmittelsystem aus D2O und NaOD durch Deuterium ausge-

tauscht werden (SAITO & HAYANO, 1981). Damit ist eine direkte Erkennung von z.B. alko-

holischen, phenolischen, carboxylischen Hydroxylgruppen sowie Amiden nicht möglich.

4.2.8.2 1H-NMR-Spektren

Alle 1H-NMR-Spektren dieser Arbeit sind durch breite Banden gekennzeichnet, aus denen

z.T. scharfe Einzelsignale herausragen. In Abhängigkeit von der Löslichkeit werden sehr

unterschiedliche Signal-Rausch-Verhältnisse beobachtet. So zeigen die Spektren der

Queller- und Torfprobe ein nur geringes Grundrauschen, während die Spektren der Sedi-

mentextrakte und besonders der Messelprobe durch starkes Rauschen gekennzeichnet sind.

Ähnliche Beobachtungen machte HANNEMANN (1995) bei der Aufnahmen von Protonen-

NMR-Spektren der Extrakte verschiedener mariner und terrestrischer Pflanzen, eines Torfes

sowie einiger Sedimente. Auch hier ist das Spektrum des schlecht löslichen Extraktes aus

Diskussion

134

einem Tiefseesediment besonders stark verrauscht, während die gut löslichen Pflanzenex-

trakte bessere Signal-Rausch-Abstände aufweisen.

Zudem stellte HANNEMANN (1995) fest, daß die Auflösung der Spektren in charakteristi-

scher Weise mit dem ermittelten E4/E6-Verhältnis der Proben zusammenhängt. Proben mit

hohem E4/E6-Verhältnis zeichnen sich demnach durch bessere Auflösungen aus als die

Extrakte mit einem niedrigeren Absorptionsverhältnis. Korreliert man, wie von CHEN et al.

(1977) beschrieben, das E4/E6-Verhältnis mit der Molekülgröße der Huminstoffe, so läßt sich

folgern, daß die Auflösung der NMR-Spektren mit zunehmender Molekülgröße der Humin-

säuren abnimmt.

Unterstütz wird diese Aussage durch Beobachtungen von LUNDQUIST et al. (1985), die

wesentlich besser aufgelöste NMR-Spektren von niedermolekularen Fulvinsäuren erhielten

als von den entsprechenden höhermolekularen Huminsäurefraktionen. Das bestaufgelöste

NMR-Spektrum der hier untersuchten Proben stammt vom Quellerextrakt, der mit 7,14 auch

einen vergleichsweise hohen E4/E6-Wert aufweist. Entgegen der obigen Aussagen ist

jedoch die Auflösung des Spektrums des Torfextraktes sehr gering, obwohl die Probe durch

einen hohen E4/E6-Wert von 8,04 gekennzeichnet ist. Folglich spielen neben der Molekül-

größe auch noch andere Faktoren bei der Signalverbreiterung in den NMR-Spektren von

Huminstoffen eine Rolle (vergl. 4.2.8.1). Daß dabei möglicherweise auch diagenetische

Effekte entscheidenden Einfluß nehmen können, läßt sich aus dem stark unterschiedlichen

Alter der Torf- und Quellerprobe vermuten. Eine Klärung dieser Frage ist jedoch mit dem hier

vorliegenden Probenmaterial nicht möglich.

Beim Vergleich der Spektren mariner und terrestrischer Huminsäuren fällt auf, daß alle Pro-

ben dominierende Signale im Bereich von 0 – 4 ppm aufweisen. Dieser Bereich charakteri-

siert Protonen aus Alkylfunktionen (0 – ca. 2,8 ppm) und aus der Nähe sauerstoff-haltigen

Funktionen, wie sie für Kohlenhydrate, Alkohole und Ether charakteristisch sind (2,8 –

4,4 ppm) (z.B. WERSHAW, 1985; VIRKKI, 1992; HERZOG et al., 1997). Damit werden die

Aussagen von HATCHER et al. (1980; 1981) bestätigt, wonach sowohl marine als auch

terrestrische Huminsäure ein aliphatisches Grundgerüst besitzen, daß im Falle der

terrestrischen Huminstoffe durch zahlreiche aromatische Komponenten ergänzt wird, die in

marinen Proben dagegen deutlich geringer vertreten sind. Ältere Arbeiten gingen noch davon

aus, daß es sich bei terrestrischen Huminsäuren fast ausschließlich um hoch aromatische

Abbauprodukte des Lignins mit Aromatenanteilen von 60 - 70% handelt (SCHNITZER &

KHAN, 1972; SCHNITZER et al., 1976).

HATCHER et al. (1980) berechneten aus den Integralen der Protonen-NMR-Spektren dage-

gen für terrestrische Huminsäuren 1H-Aromatizitäten von 17 – 35%, während marine Proben

auf Werte von nur 2 – 7% kamen. Unter Aromatizität verstehen die Autoren dabei den pro-

zentualen Anteil der Integralfläche für die aromatischen Protonen (6,0 – 8,5 ppm) am Sum-

Diskussion

135

menintegral für aromatische (6,0 – 8,5 ppm) und aliphatische (0 – 2,5 ppm) Protonen. Dieser

deutliche Unterschied in der Aromatizität zwischen marinen und terrestrischen Extrakten

findet sich auch in den Spektren dieser Arbeit (Tab. 14). Die hier berechnete Aromatizität

entspricht dabei der oben genannten Definition von HATCHER et al. (1980), nur daß das

Integral der aromatischen Protonen den Bereich von 5,8 – 8,5 ppm und das der aliphati-

schen Protonen den Bereich von 0 – 2,8 ppm umfaßt.

Probe Aromatizität[%]

NU1 19,6AC 13,6T4 28,8

DR1 <1HS2 3,1

Stat. 20 <1Stat. 106 <1

SC2 <1Queller 1,1

ME 4,5

Tab. 14 1H-Aromatizität von Huminsäuren (Aromatizität nach HATCHER et al.,

1980; Berechnung leicht modifiziert, s. Text)

An dieser Stelle sei darauf hingewiesen, daß die Quantifizierung von 1H-NMR-Signalen

immer unter der Fragestellung nach möglichen Austauschprozessen betrachtet werden muß.

So konnten RUGGIERO et al. (1980b) sowie SAITO & HAYANO, (1981) nachweisen, daß es

bei der Verwendung des Lösungsmittelsystems D2O/NaOD zum Austausch von Wasser-

stoffatomen der Huminsäuren durch Deuteriumatome des Lösungsmittels kommt. Im Falle

der an Heteroatome wie Sauerstoff und Stickstoff gebundenen Wasserstoffe ist dieser Aus-

tausch nahezu quantitativ (SAITO & HAYANO, 1981). Bei den aromatischen Wasserstoffen

beträgt die Austauschrate hingegen lediglich 18 ± 7 % (RUGGIERO et al., 1980b). Folglich

sollten die berechneten Aromatizitäten nicht als diskrete Werte, sondern als Trendwerte auf-

gefaßt werden.

Die Verhältnisse der Integralbereiche 3/4 sowie 3/5 (vergl. 3.3.9; Tab. 12) zeigen keine so

eindeutigen Unterschiede zwischen marinen und terrestrischen Extrakten wie die Aromatizi-

tät oder das Verhältnis der Bereiche 1/5. Zwar weisen einige Proben dominante Anteile von

Protonen gesättigter Gruppen auf, die sich in α-Stellung zu einem Sauerstoffatom befinden

(Bereich 3), doch scheint diese Dominanz nicht unbedingt an die Herkunft der Proben

gebunden zu sein. So finden sich starke Signale in den Bereichen 3 und 4 der Spektren der

Bodenprobe NU1 und der Torfprobe T4 aber auch im Spektrum des Sedimentextraktes SC2.

Diskussion

136

Aufgrund der relativ geringen Anzahl von nur 10 vermessenen Proben lassen sich sicherlich

keine abschließenden Bewertungen über die Tauglichkeit der Protonen-NMR-Spektroskopie

als eindeutiger Quellenindikator vornehmen. Dennoch liegt mit der aus den Protonen-NMR-

Spektren ermittelbaren Aromatizität eine charakteristische Größe vor, die bei der Unter-

scheidung mariner und terrestrischer Huminsäuren eine wichtige Hilfestellung geben kann.

4.3 Kombination analytischer Parameter

Wie die Diskussion der Meßergebnisse einzelner Meßmethoden gezeigt hat, ist eine signifi-

kante Unterscheidung mariner und terrestrischer Huminsäuren anhand solcher Einzelpara-

meter in vielen Fällen kaum oder gar nicht möglich. Einige Parameter wie z.B. das A2/A4-

Verhältnis, der Stickstoffgehalt oder die δ13C-Werte lassen jedoch erkennen, daß es charak-

teristische Unterschiede zwischen den Huminsäuren unterschiedlicher Herkunft gibt. In die-

sem Abschnitt wird daher untersucht, wie stark die jeweiligen Parameter miteinander korre-

lieren und ob durch die Kombination mehrerer Meßparameter die Differenzierung mariner

und terrestrischer Huminsäuren sicherer werden kann.

Wie die Korrelationsanalyse zeigt, gibt es bei der Berücksichtigung aller Proben mit vollstän-

digem Parametersatz (123 Proben) eine große Anzahl signifikant korrelierter Meßparameter

(Tab. 15 A). Die Zahl signifikanter Abhängigkeiten nimmt jedoch stark ab, wenn man sich auf

die Watt- und Nordseeproben beschränkt (106 Proben, Tab. 15 B).

Diese Beobachtung deutet darauf hin, daß die Meßparameter der Vergleichsproben und hier

insbesondere der terrestrischen Proben in ihrer Gesamtheit doch deutliche Unterschiede

gegenüber den Sedimentproben aufweisen. Um dies zu überprüfen und graphisch zu veran-

schaulichen, wurde eine multidimensionale Skalierung (MDS) durchgeführt.

Bei diesem statistischen Analyseverfahren werden Ähnlichkeiten (bzw. Unähnlichkeiten) zwi-

schen Beobachtungsobjekten, im vorliegenden Fall der untersuchten Extrakte, analysiert und

graphisch veranschaulicht (BÜHL & ZÖFEL, 1998). Dabei werden die Ähnlichkeiten zweier

Beobachtungsobjekte durch Distanzen zwischen diesen Objekten ausgedrückt (Euklidische

Distanzen). Die graphische Darstellung der Ergebnisse einer MDS-Analyse erfolgt dabei in

der Regel zweidimensional. Definitionsgemäß sind sich nahe beieinanderligende Objekte

ähnlicher als zwei Objekte mit größerem Abstand. Die Zahl der Parameter, die zur Berech-

nung der Ähnlichkeiten herangezogen werden können, ist dabei beliebig groß.

Abb. 58 veranschaulicht das Ergebnis der MDS-Analyse für 14 direkt bestimmte oder abge-

leitete Meßgrößen.

Diskussion

137

Aus der Darstellung geht hervor, daß die Torfextrakte deutlich andere Charakteristika auf-

weisen als die übrigen Proben. Dabei ist die Homogenität der Torfproben untereinander

jedoch geringer als dies für die Sedimente der Fall ist. Auffallend ist auch die Nähe der ande-

ren terrestrischen Proben zur Gruppe der Sedimente. Letzteres unterstreicht die Beobach-

tungen bei den Einzelparametern, daß viele Meßgrößen bei der Differenzierung terrestri-

scher und mariner Huminsäuren nur wenig signifikante Unterschiede aufweisen.

MDS: 14 Meßparameter

Eukl id ische Distanzen; Streß = 0,015

Dimension 1

Dim

ensi

on 2

NU1

NU2

AC

T1

T2

T3

T4

T5QUE

JBSCHILL

HS2NEU

P9

P24

P37

P72P162

SM

DR2

ME

-0.8

-0.6

-0.4

-0.2

0

0.2

0.4

0.6

0.8

-1 0 1 2 3 4 5 6

Abb. 58 MDS-Darstellung der Meßergebnisse (14 Meßparameter)

berücksichtigte Meßgrößen: vergl. Tab. 15

Diskussion

138

Tab. 15 Korrelationskoeffizienten der Meßparameter

A: alle Proben mit vollständigen Parametersatz (N = 123)

B: Nordsee- und Wattproben mit vollständigem Parametersatz (N = 106)

markierte Felder: signifikante Korrelation bei p <0,001

Diskussion

139

Nimmt man die Torfe aus der MDS-Analyse heraus, so ergibt sich bei einer etwas geringeren

Anpassungsgüte (Streß = 0,082 statt 0,015) folgendes Bild (Abb. 59):

MDS: 14 Meßparameter (ohne Torfproben)

Euklidische Distanzen; Streß = 0,082

Dimension 1

Dim

ensi

on 2

NU1

NU2

A C

Q U E

JB

SCHILLHS1

HS2

N E U

LAN

CUX

A U G

DB8

DB10DB11DB12

DB15P9

P17

P21

P24

P29P35 P37P47P51

P60

P72

P81

P83P100P112

P126P131

P136

P141

P143P147

P156P159

P171P193P210

NN4

NN5

LT1

S M

H O

DR1

DR2

M E

-2

-1

0

1

2

3

-3 -2 -1 0 1 2 3 4 5

Abb. 59 MDS-Darstellung der Meßergebnisse (ohne Torfproben)

berücksichtigte Meßgrößen: vergl. Tab. 15

Auch hier kommt die Homogenität der Nordsee Proben klar zum Ausdruck. Während die

Waldbodenproben doch deutliche Abstände zu den Sedimenten aufweisen, ist der Abstand

der Ackerbodenprobe (AC) wesentlich geringer. Mit der Quellerprobe (QUE) zeigt sich, daß

der Extrakt diagenetisch noch nicht überprägten organischen Materials zwar eigene Cha-

rakteristika aufweist, aber in der Summe der untersuchten Parametern den übrigen Humin-

säuren sehr ähnlich ist. Der große Euklidische Abstand der in räumlich engem Abstand

genommenen Weserproben DR1 und DR2 ist vermutlich darauf zurückzuführen, daß die

Weserprobe DR1 in unmittelbarer Ufernähe genommen wurde und dadurch der Eintrag von

frischem Pflanzenmaterial aus dem Uferbereich nicht ausgeschlossen werden kann. Der

relativ geringe Euklidische Abstand zur Quellerprobe unterstützt diese Vermutung.

Wie in der Diskussion der einzelnen Meßmethoden erwähnt, eignen sich insbesondere das

A2/A4-Verhältnis und die δ13C-Werte als signifikanter Ursprungsindikator für Huminsäuren.

Wie aus Tab. 15 A zu entnehmen, sind die beiden Parameter auch gut miteinander korreliert

(r2 = 0,82). Trägt man beide Parameter gegeneinander auf, so lassen sich marine und terre-

strische Probe deutlich voneinander abgrenzen (Abb. 60). Die Kombination geeigneter Meß-

parameter kann somit die Differenzierung mariner und terrestrische Huminsäurequellen

verbessern.

Diskussion

140

1.00 2.00 3.00 4.00 5.00A 2/A 4

-30 .0

-28.0

-26.0

-24.0

-22 .0

-20 .0

δ 13

C [‰

]

r ² = -0 ,83 (-0 ,82 )N = 129 (123)

NU1

NU2

AC

T1

T2

T3

T4

T5

Queller

JB

Schillig

HS1

HS2

NEU

LAN

CUX

AUG

DB8DB9

DB10

DB11DB12DB13

DB15

9

101720

21

23

242528

29

34

35

3637 38

39

4445

474849

5051

54

57

585960

61

72

8182

83

86

9192

97

100

101

102103

104

105

106107

108

109

110

111112

115116

117

120123

126

129

131

136138

139

141

142

143144

147149

156157159

160

161

162

165

171

173

176178

180182

183 184188

193

199 200

209210DO G 3

NN2NN3NN4NN5 SC1

SC2

SKKLT1LT2

SM

HO DR1

DR2

Sonne

M E

m arine Sedim ente

Abb. 60 Kombination zweier korrelierter Meßparameter:

A2/A4- und δ13C-Werte

Einzig die Nordseeprobe der Station 39 unterscheidet sich von den übrigen Sedimenten

deutlich. Für diese Probe muß ein hoher Anteil an terrestrischem organischen Material

angenommen werden. Auf welchem Wege dieses Material in die Probe gekommen ist, kann

nicht erklärt werden. Da aufgrund des geringen Huminsäuremenge keine IR-Messungen

dieser Probe möglich waren, wurde sie bei der MDS-Analyse nicht berücksichtigt.

Auch die Kombination weniger stark korrelierter Parameter wie z.B. den δ15N- und δ13C-

Werten (r2 = 0,43) kann bei der Differenzierung mariner und terrestrischer Huminsäure-

extrakte hilfreich sein (Abb. 61).

Die Bereiche für marine bzw. terrestrische Proben wurden dabei aus den Meßwerten ver-

schiedener Arbeiten ermittelt. Der marine Bereich entspricht Proben aus der Floressee

(diese Arbeit) sowie mariner Sedimente nach HANNEMANN (1995), PETERS et al. (1978),

und STUERMER et al. (1978). Der als terrestrisch markierte Bereich umfaßt die Waldboden

und Torfproben dieser Arbeit sowie weiterer Torf- und Bodenproben nach PETERS et al.

(1978) und STUERMER et al. (1978).

Diskussion

141

-36.00 -32.00 -28.00 -24.00 -20.00

δ 13C

-10.00

-5.00

0.00

5.00

10.00

15.00

δ15N

Bere ich m ariner P roben

Bere ich terrestrischer P roben

Nordseesedim ente (diese A rbeit)

Skagerrak Oberflächensedim ente (L iebezeit, unpubliziert)

Abb. 61 Kombination zweier Meßparameter (r 2 = 0,43):

δ15N- und δ13C-Werte (Festlegung der Bereiche: s. Text)

Wie aus der Abbildung hervorgeht, liegt der überwiegende Teil der Isolate aus den Nordsee-

sedimenten nahe dem Bereich typische mariner Sedimente. Dennoch sind die Sedimente

von terrestrischem Eintrag nicht völlig unbeeinflußt, was bei einem Flachmeer wie der Nord-

see, in das zahlreiche Flüsse münden, zu erwarten ist. Besonders die Extrakte aus den Ska-

gerraksedimenten tendieren in Richtung der Werte für terrestrische Proben und unterstützen

damit die Vermutung, das gerade im Becken des Skagerraks allochthones organisches

Material abgelagert wird (van WEERING et al., 1987).

Zusammenfassend läßt sich festhalten, daß sich in der Gesamtheit aller Meßparameter eine

ausgesprochene Homogenität der Huminsäureextrakte aus den Nordseesedimenten beob-

achten läßt. Bei der Berücksichtigung zahlreicher Meßparameter weisen nur die Torfextrakte

eindeutig andere Charakteristika gegenüber den Sedimentproben auf.

Die Kombination mehrerer Meßgrößen kann bei der Differenzierung mariner und terrestri-

scher Huminsäuren zu verläßlicheren Aussagen führen, als dies für einzelne Parameter der

Fall ist. Die Ergebnisse dieser Arbeit haben zudem gezeigt, daß die Untersuchung kleiner

Probensätze manchmal zu ungenauen oder gar falschen Schlußfolgerungen führen können.

Diskussion

142

4.4 Schlußfolgerungen und Ausblick

Wie die MDS-Analyse der Gesamtheit aller Meßparameter gezeigt hat, sind die Unterschiede

in den untersuchten Eigenschaften der marinen und terrestrischen Huminsäuren nicht sehr

ausgeprägt. Dies ist sicherlich ein Ausdruck der hohen Komplexität der Huminsäuren, die

besonders bei den spektroskopischen Analyseverfahren zu wenig differenzierten Ergebnis-

sen führt. Die Auswahl und Kombination geeigneter Meßparameter ermöglicht es jedoch,

organisches Material unterschiedlicher Herkunft über charakteristische Eigenschaften seiner

Huminsäurefraktion zu differenzieren. Als geeignete Parameter haben sich dabei besonders

der Stickstoffgehalt der Extrakte, ihr C/N-Verhältnis, der δ13C-Wert und das A2/A4-Verhältnis

erwiesen. Im Hinblick auf die Fragestellung dieser Arbeit können Huminsäuren also durch-

aus die Rolle eines Biomarkers übernehmen.

Wie jedoch auch gezeigt werden konnte, eignen sich längst nicht alle der untersuchten

Parameter, um dieses Ziel zu erreichen. So hat sich besonders im Falle der Fluoreszenz-

messungen herausgestellt, daß in der Literatur als quellenspezifische Eigenschaften

bezeichnete Meßgrößen, bei der Untersuchung großer Probenzahlen ihre Spezifität stark

einbüßen oder sogar ganz verlieren. Auch konnte durch die große Anzahl an Proben gezeigt

werden, daß neben dem Ursprung des organischen Materials häufig auch weitere Faktoren,

wie beispielsweise die diagenetische Überprägung des Materials bei der Ausbildung cha-

rakteristischer Eigenschaften der Huminsäuren eine wichtige Rolle spielt.

Um diesen Einfluß genauer abschätzen zu können, sind jedoch noch weitere Untersuchun-

gen notwendig, die gezielt rezentes und altes organisches Material unterschiedlicher Her-

kunft miteinander vergleichen.

Zudem hat sich herausgestellt, daß auch die Huminsäuren der offenen Nordsee eine Beein-

flussung durch terrestrisches organisches Material erfahren, so daß sie nicht als rein marines

Endglied angenommen werden können. Folglich sollten weitere Untersuchungen besonders

von Huminsäuren aus Tiefseesedimenten vorgenommen werden, um statistisch abgesi-

cherte Aussagen über marine Endglieder zu erhalten.

Zusammenfassung

143

5 Zusammenfassung

Um die Eignung von Huminsäuren als Ursprungsindikator für das organische Material natür-

licher Proben zu überprüfen, wurde aus 106 Sedimenten der südlichen Nordsee und des

Niedersächsischen Wattenmeeres sowie 17 Vergleichsproben aus dem marinen, limnischen

und terrestrischen Bereich die Huminsäurefraktion der Proben isoliert und mit verschiedenen

analytischen Verfahren untersucht. Die ursprüngliche Anzahl an Sedimentproben war

nahezu doppelt so groß, doch konnte nur aus 106 Sedimentfeinfraktionen (<63 µm) genü-

gend Huminsäurematerial isoliert werden, um die verschiedenen Meßverfahren durchführen

zu können.

Nach einer grundlegenden Charakterisierung der Proben, die die Bestimmung von Wasser-

gehalt, Feinfraktionsanteil, Elementardaten (C,N,P,S) und Lipidgehalt umfaßte, wurden die

alkalisch gewonnenen Huminsäureextrakte mit spektroskopischen (IR, UV/Vis, Fluoreszenz)

und elmentaranalytischen (C, N, P, δ13C, δ15N) Verfahren untersucht. Ergänzend wurden von

einigen Extrakten auch 2D-Fluoreszenz- und 1H-NMR-Spektren aufgenommen.

Folgende Erkenntnisse wurden aus der Analyse der Huminsäurefraktionen gewonnen:

- Kohlenstoffgehalt:

Terrestrische Huminsäuren tendieren geringfügig zu höheren C-Gehalten gegenüber den

marinen Extrakten. Aufgrund der starken Überlappung der Wertebereiche ist eine signifi-

kante Differenzierung der beiden Ursprungsgruppen nicht möglich.

- Stickstoffgehalt:

Marine Huminsäuren weisen in der Regel höhere N-Gehalte auf als terrestrische. Diagene-

tisch bedingte Verluste an Stickstoff sind in den Extrakten zu beobachten. Der N-Gehalt

einer Huminsäure kann als Quellenindikator bei der Differenzierung mariner und terrestri-

scher Proben angesehen werden. Als abgeleitete Größe kann auch das C/N-Verhältnis bei

der Unterscheidung des Ursprungs von Huminsäuren wertvolle Informationen liefern.

- Phosphorgehalt:

Die P-Gehalte in Huminsäuren unterliegen einer diagenetischen Beeinflussung. Marine und

terrestrische Extrakte lassen sich über ihre P-Gehalte oder C/P-Verhältnisse nicht signifikant

unterscheiden.

- Kohlenstoffisotope:

Die 13C-Anteile in den terrestrischen Proben dieser Arbeit sind signifikant höher als in den

marinen Isolaten. Wenn das Vorkommen terrestrischer C4-Pflanzen ausgeschlossen werden

kann, eignet sich der δ13C-Wert einer Huminsäure als Ursprungsindikator.

Zusammenfassung

144

- Stickstoffisotope:

Über die Bestimmung von δ15N-Werten alleine lassen sich Huminsäuren mariner und terre-

strischer Systeme nicht eindeutig unterscheiden. Die Kombination mit δ13C-Werten führt zu

einer verbesserten Differenzierung aus unterschiedlichen Quellen gewonnener

Huminsäuren.

- UV/Vis-Spektroskopie:

Die signifikanten Unterschiede in den Spektren der Huminsäuren aus verschiedenen Quellen

lassen sich mit dem in dieser Arbeit eingeführten A2/A4-Verhältnis numerisch darstellen.

Abstufungen innerhalb der Gruppe der Nordsee- und Wattsedimente lassen sich mit diesem

Parameter vornehmen und zeigen den Eintrag von terrestrischem Material besonders in die

küstennahen Sedimente. Doch auch für große Bereiche des Nordseeplateaus wird der Ein-

fluß von terrestrischem Material über diesen Parameter sichtbar.

Das in der Literatur häufig zitierte E4/E6-Verhältnis kann hingegen nicht als Indikator für die

Herkunft einer Huminsäure herangezogen werden. Zwar lassen sich Humin- und Fulvinsäu-

ren über diesen Parameter differenzieren, die Huminsäuren unterschiedlichen Ursprungs

weisen bezüglich dieses Wertes jedoch keine signifikanten Differenzen auf.

Hohe Aschegehalte in den Huminsäureextrakten führen zu Veränderungen der UV/Vis-

spektroskopischen Eigenschaften der Huminsäuren. So steigt bei hohen Ascheanteilen das

A2/A4-Verhältnis einer Probe an, während das E4/E6-Verhältnis geringfügig abnimmt.

- IR-Spektroskopie:

Die IR-Spektren der untersuchten Huminsäuren weisen nur im Bereich unterhalb von

2000 Wellenzahlen/cm (WZ) signifikante Unterschiede auf. Marine Huminsäuren sind in der

Regel durch ausgeprägte Amid-II-Banden (1535 WZ) gekennzeichnet, was bei der quantita-

tiven Auswertung von Schwingungsanteilen zu niedrigeren Verhältnissen der Banden

1720/1535 führt. Abhängig vom Stickstoffgehalt einer Probe können jedoch auch die Spek-

tren terrestrischer Extrakte Amid-II-Banden aufweisen. Hohe aromatische Schwingungsan-

teile bei 1510 WZ lassen sich nur für die Torfproben feststellen.

Anorganische Bestandteile, insbesondere Tonminerale, in den Huminsäureextrakten führen

zu drastischen Veränderungen in den IR-Spektren. Eine Aufreinigung der Extrakte mit

5%iger Flußsäurelösung kann den Aschegehalt der Extrakte und damit den Einfluß anorga-

nischer „Störsignale“ stark verringern, ohne die spektroskopischen Eigenschaften der

Huminsäuren zu verändern.

- Fluoreszenzspektroskopie:

Die Emissions- und Anregungsspektren der Huminsäuren mariner und terrestrische Quellen

weisen keine signifikanten Unterscheide auf. In den Synchronspektren der Proben ist im

Mittel eine leichte Tendenz der marinen Proben zu kurzwelligeren Fluoreszenzemissionen

Zusammenfassung

145

gegenüber den terrestrischen Extrakten zu beobachten. Die Variationen in den Spektren der

Proben sind jedoch zu groß, um daraus quellenspezifische Differenzen ableiten zu können.

Die Aufnahme von 2D-Fluoreszenzspektren scheint hingegen stärkere Unterscheidungs-

merkmale sichtbar zu machen. So deuten die Spektren der marinen Proben auf die Gegen-

wart von Proteinbestandteilen hin, die in den terrestrischen Proben nicht zu erkennen sind.

Aufgrund der geringen Probenanzahl läßt sich die Aussagekraft dieses Parameters nicht

sicher abschätzen.

- 1H-NMR-Spektroskopie:

Die Protonen-NMR-Spektren ausgewählter Huminsäureextrakte zeigen die klare Tendenz

terrestrischer Huminsäuren zu höheren Aromatenanteilen gegenüber den marinen Isolaten.

Der Bereich aliphatischer Protonen weist hingegen keine klaren Unterschiede auf. Vergli-

chen mit den übrigen spektroskopischen Verfahren ist die für eine Analyse benötigte Menge

an Probensubstanz jedoch relativ hoch, weshalb nur 10 Proben untersucht werden konnten.

Aus diesem Grunde können die NMR-Ergebnisse nicht als genug abgesichert angesehen

werden, um daraus signifikante Informationen ableiten zu können.

- MDS:

Die MDS-Analyse hat gezeigt, daß nahezu alle Proben für die Gesamtheit aller Meß-

parameter große Ähnlichkeiten aufweisen. Lediglich die Torfextrakte unterscheiden sich

demnach von den übrigen Proben deutlich. Die anderen terrestrischen Proben besitzen hin-

gegen vergleichsweise geringe Euklidische Abstände zu den Sedimentextrakten oder

befinden sich sogar innerhalb des Bereichs der marinen Proben.

Die Kombination geeigneter Meßparameter hat sich bei der Differenzierung mariner und ter-

restrischer Huminsäuren als hilfreich und sinnvoll herausgestellt.

Literatur

146

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Danksagung

Mein Dank gilt

vor allem Herrn Priv. Doz. Dr. Gerd Liebezeit. Als Betreuer dieser Arbeit war er stets an

deren Inhalt und Entstehung interessiert. Seine Anregungen und Unterstützung im richtigen

Moment waren mir immer eine große Hilfe. Auch für die Ermöglichung der Teilnahme an

nationalen und internationalen Seminaren und Konferenzen bin ich ihm sehr dankbar.

Herrn Prof. Dr. Dieter Schuller danke ich für die freundliche Übernahme des Zweitreferats.

Allen Mitarbeitern und Angestellten des Forschungszentrums Terramare und der ICBM-

Meeresstation danke ich herzlich für das sehr angenehme Arbeitsklima und die immer

freundliche Unterstützung.

Der Besatzung des Forschungsschiffes „Viktor Hensen“ danke ich für die große Hilfestellung

bei der Probennahme zahlreicher Sedimente aus der Nordsee.

Frau Dr. Ingrid Kröncke und Herrn Dr. Achim Wehrmann danke ich für die Bereitstellung von

Probenmaterial.

Herrn Matthias Piontek sei für seine Hilfe bei der Extraktion der Huminsäuren besonders

gedankt.

Ebenso danke ich Herrn Klaus-Uwe Richter vom Alfred-Wegener-Institut für die Messung der

Isotopengehalte, Herrn Dr. Roland Ulber vom Institut für Technische Chemie der Universität

Hannover für die Aufnahme der 2D-Fluoreszenzspektren, Herrn Dr. Bernhard Schnetger vom

ICBM der Universität Oldenburg für die ICP-OES-Analysen und Herrn Dieter Neemeyer vom

Fachbereich Chemie der Universität Oldenburg für die Aufnahme der NMR-Spektren.

Mein besonderer Dank gilt meinen Eltern, die mir mein Studium durch ihre finanzielle

Unterstützung ermöglicht und mich mein ganzes Studium hindurch begleitet haben.

Ebenso bedanke ich mich bei meiner Frau Ulrike für ihre stete Unterstützung in allen

Lebenslagen.

Lebenslauf

Persönliche Daten

Name: Ummo Fooken

geboren am: 13.12.1968 in Varel (Friesland)

Familienstand: verheiratet

Schulausbildung

1974 - 1978 Grundschule in Westerstede

1978 - 1980 Orientierungsstufe in Westerstede

1980 - 1988 Gymnasium mit Abitur in Westerstede

Hochschulausbildung

1988 – 1992 Grundstudium der Chemie an der C.v.O. Universität Oldenburg

03.07.1992 Diplom-Chemiker-Vorprüfung

03.07.1993

Eingeschobene Studienfachwechsel:

1989 Maschinenbau an der TU Braunschweig (WS 1989)

1990 Mathematik an der C.v.O. Universität Oldenburg (SS 1990)

1992 – 1995 Hauptstudium der Chemie an der C.v.O. Universität Oldenburg

Wahlfach: Technische Chemie

07.11.1995 Diplom-Chemiker-Hauptprüfung

1995 Diplomarbeit in der AG Umweltanalytik der C.v.O. Universität Olden-

burg unter der Leitung von Herrn Prof. Dr. D. Schuller

seit 1996 Promotionsstudium an der C.v.O. Universität Oldenburg, ausgeführt

am Forschungszentrum Terramare in Wilhelmshaven im Arbeitskreis

von Herrn Priv. Doz. Dr. G. Liebezeit

Hiermit erkläre ich, daß ich diese Arbeit selbständig verfaßt und keine anderen

als die angegebenen Quellen und Hilfsmittel genutzt habe.

Ummo Fooken

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