Ruhr-Universität Bochum

Medizinische Fakultät

Praktikum der Biologie für Mediziner

Physiologie - PH-1

Thema: Histologie & osmotische Resistenz der Erythrozyten

Ort: Praktikumsraum der Physiologie (MAFO Süd, Ebene 0, Raum 226)

Zeit: 14:15 - 17:00 Uhr (gemäß Gruppen-Verteilungsplan)

Dr. Andreas Unger

TA Frauke DePasquale

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Inhalt

1. Sicherheitsbelehrung für die Verwendung von Humanblut ..................................... 2

2. May-Grünwald Färbung ......................................................................................... 3

3. Versuch I ............................................................................................................... 3

4. Osmotischer Druck, Osmolarität und Tonizität ....................................................... 6

Osmotischer Druck .................................................................................... 6

Die Begriffe isosmotisch, hyperosmotisch, hyposmotisch ......................... 7

Osmolarität und Tonizität ........................................................................... 8

5. Kolloidosmotischer Druck .................................................................................... 10

6. Verhalten von Erythrozyten in Lösungen verschiedener Tonizität ........................ 12

7. Versuch II ............................................................................................................. 13

Tabelle 1 - Pipettierschema "Osmotische Resistenz" ............................................... 15

Diagramm - Osmotische Resistenz .......................................................................... 16

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Dieses Skript gibt zu jedem Themenbereich einen kurzen theoretischen Überblick sowie eine Anleitung für die Versuchsdurchführung und Auswertung. Am Ende dieser Anleitung finden Sie mehrere Tabellen, in denen die Ergebnisse der Versuche festgehalten werden sollen.

Mitzubringen sind:

- Kittel - Zeichenutensilien (Geodreieck, Lineal, Bleistift, Radiergummi) - Taschenrechner - Skript/Versuchsanleitung

1. Sicherheitsbelehrung für die Verwendung von Humanblut

Für den Blutausstrich wird Kapillarblut aus der Fingerbeere verwendet, welches von den Studierenden selbst gewonnen wird. Bei der Verwendung von Humanblut muss sehr sorgfältig vorgegangen werden, da dieses Blut ein potenzielles Risiko für alle anderen Praktikantinnen/Praktikanten darstellt. Daher darf die Durchführung der Blutausstriche nur unter Einhaltung strikter Sicherheitsbestimmungen erfolgen:

Kittel und Handschuhe müssen während der gesamten Versuchsdurchführung getragen werden.

1. Alle Gegenstände, die mit dem ungetesteten Blut in Berührung gekommen sind,

müssen so gehandhabt werden, dass keine anderen Personen mit dem Blut in Kontakt kommen können.

2. Die angestochene Fingerkuppe muss sofort nach der Blutabnahme mit einem Pflaster geschützt werden.

3. Studierende, die darüber informiert sind, dass sie HIV-positiv sind oder an einer Form von Hepatitis erkrankt sind, dürfen den Blutausstrich nicht mit Eigenblut, sondern nur mit dem bereitgestellten Blut aus der Blutbank durchführen.

4. Studierende, die davon ausgehen, dass Ihnen beim Anstechen der Fingerkuppe übel wird, sollten ebenfalls auf das bereitgestellte Humanblut zurückgreifen.

5. Die Nutzung des Eigenbluts ist absolut freiwillig; zur Wahrung Ihrer Persönlichkeitsrechte müssen Sie keine Begründung für Ihre Wahl angeben!

Sie werden im Verlauf des Praktikums gebeten mit Ihrer Unterschrift zu bestätigen, dass Sie obige Belehrung zur Kenntnis genommen haben.

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2. May-Grünwald Färbung

Blutausstrich

Ein Blutausstrich dient ungefärbt vornehmlich der mikroskopischen Untersuchung auf Parasiten. Gefärbt ermöglicht der Blutausstrich Gestalt und Aussehen der Leukozyten gut sichtbar zu machen und sie den verschiedenen Gruppen einzuordnen. Parallel dazu betrachtet man auch die Erythrozyten und beurteilt sie nach Größe, Form und Farbe. Die May-Grünwald-Färbung ist eine Differentialfärbung für luftgetrocknete Blutausstriche und zytologische Präparate. Die May-Grünwald-Lösung besteht aus einer Mischung von mit Eosin angesäuertem Methylenblau und Methanol, die in Wasser gelöst wird. Gelegentlich wird sie mit der Giemsa-Färbung kombiniert und als „May-Grünwald-Giemsa-Färbung“ bezeichnet. Die Intensität der Färbung hängt von der genauen Zusammensetzung der May-Grünwald-Lösung ab, sie enthält Methylenblau, Eosin und Methanol. Durch Methanol werden die Blutzellen auf dem Blutausstrich fixiert. Methylenblau ist eine basische Thiazinfarbe mit positiver Ladung und färbt Säuren wie DNA, RNA und Proteine (und damit auch die Zellkerne) in einem Blauton. Aufgrund ihrer pH-abhängigen Farbgebung ist die May-Grünwald-Färbung besonders für die Anfärbung von Granula geeignet. Basophile (saure) Granula erscheinen im lichtmikroskopischen Bild durch die Anfärbung mit Methylenblau tiefblau bis violett. Eosin ist ein synthetischer saurer Farbstoff und färbt alle acidophilen beziehungsweise basischen (eosinophilen) Strukturen ziegelrot, was vor allem die Zellplasmaproteine umfasst. Er färbt speziell das Hämoglobin und basische Granula in einem rötlichen Farbton. Neutrale Granula weisen nach Färbung einen hell- bis purpurroten, blassen Farbton auf. Das Zytoplasma von Erythrozyten wird durch die May-Grünwald-Lösung hellrot, das der Thrombozyten leicht bläulich.

3. Versuch I : Durchführung

Punktion der Fingerbeere, Blutausstrich und Färbung werden für jeweils einen Studenten pro Gruppe durch die Kursassistenten durchgeführt: Im späteren Praktikumsteil bekommen Sie den gefärbten Blutausstrich ausgehändigt.

Schauen Sie sich Ihren Blutausstrich unter dem Mikroskop bei mit dem 40x und 100x Objektiv an. Beim 100x Objektiv ist immer Immersionsöl notwendig!!

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Zeichnen/skizzieren Sie (mit Bleistift) die einzelnen Blutzelltypen (Erythrocyt, Monocyt, Granulocyten: verschiedene Formen, Thrombocyten usw.) Ihres Blutausstrichs:

Was unterscheidet einen eosinophilen Granulocyten von einem Monocyten? Versuchen Sie die verschiedenen Blutzelltypen anhand der ausgegebenen Tafel zu identifizieren.

Der Blutausstrich wird diagnostisch immer als Gesamteindruck analysiert. Wie viele Zellen welchen Typs finden Sie vor, welche Blutzellen sind selten?

Es wird ein Objektträger mit einem weitere Blutausstrich ausgegeben. Betrachten sie die Zellen, welche Besonderheit finden Sie vor?

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In der Zwischenbesprechung werden verschiedene pathologische Blutbilder gemeinsam analysiert.

Pathologische Blutbilder (Auswahl):

Bsp.3: Bronchialkarzinom Bsp.4: Blutparasiten, hier Trypanosomen

Bsp.5: humane Erythrocyten Bsp.6: Blutprobe Chemotherapie

Bsp2.: Hyperleukozytose Bsp.1: Eisenmangelanämie

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4. Osmotischer Druck, Osmolarität und Tonizität

Osmotischer Druck

Die starren Kammern A und B des Osmometers in Abb. 1 sind durch eine Membran getrennt. Kammer A ist mit destilliertem Wasser gefüllt. Kammer B enthält eine wässrige Lösung, die eine Konzentration CB an gelösten Teilchen enthält, welche die Membran nicht durchdringen können. Es handelt sich um eine semipermeable bzw. selektiv permeable Membran, da sie nicht für alle Teilchen durchlässig ist. In diesem Fall ist sie nur für die Wassermoleküle, nicht jedoch für die gelösten Teilchen der Kammer B permeabel.

Abb. 1: Das Osmometer direkt nach Füllen der Kammern (links) und nach Einstellen des Gleichgewichtes (rechts).

Die Lösungen haben das Bestreben, ihre Konzentrationen auszugleichen. Da die Teilchen nicht von Kammer B in die Kammer A diffundieren können, kann dieser Ausgleich nur dadurch angestrebt werden, dass Wasser von A nach B übertritt mit dem Ziel, die Konzentration in B zu verdünnen. Durch diese Wasserverschiebung baut sich nun ein hydrostatischer Druck in Kammer B auf, der das Wasser in die Kammer A zurückdrängt. Wasser diffundiert also nur solange von A nach B, bis die hydrostatische Druckdifferenz, ∆P, einen weiteren Nettoeinstrom von Wasser verhin-dert; es kommt nicht zu einem vollständigen Konzentrationsausgleich. Die sich so

einstellende hydrostatische Druckdifferenz wird als osmotischer Druck

bezeichnet. Der osmotische Druck ist der Konzentration der in B gelösten, nicht-permeablen Teilchen, CB, proportional (eigentlich der Differenz CB - CA, doch ist in diesem

Beispiel CA = 0). Der osmotische Druck hängt also von der Druckdifferenz CB, sowie von der Temperatur T ab.

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Durch Einfügen der Gaskonstante erhält man folgenden einfachen Zusammenhang (van´t Hoff Gleichung):

= (CB – CA) • R • T (1)

Die ideale Gaskonstante R hat den Wert 8,314 l kPa / K mol, T ist die absolute

Temperatur (T = 273 K + t oC). Als Einheiten für sind gebräuchlich: kPa und mmHg.

Der osmotische Druck ist somit ein Maß für die Konzentrationsdifferenz derjenigen Teilchen, welche die Membran zwischen den Lösungen nicht durchdringen können.

Unterschied zwischen Osmolarität und Molarität Osmolarität [osmol/l] = Menge der osmotisch wirksamen Teilchen Molarität [mol/l] = [M] = Stoffmenge einer gelösten Substanz

Man unterscheidet zwischen der idealen Osmolarität und der realen Osmolarität, wobei die reale meistens kleiner ist als die ideale Osmolarität.

Die ideale Osmolarität einer 155 mM Kochsalzlösung würde demnach 310 mosmol/l

betragen, da ein Molekül NaCl in Na+ und Cl- zerfällt und beide Ionen osmotisch

wirksam sind. Da aber nicht alle NaCl-Moleküle zu beiden Ionen Na+ und Cl-

dissoziieren, ist die reale Osmolarität niedriger. Die reale Osmolarität einer Lösung erhält man, wenn man die ideale Osmolarität mit dem konzentrationsabhängigen osmotischen Koeffizienten g multipliziert. Die reale Osmolarität einer 310 mosmol/l NaCl-Lösung beträgt demnach nur 290 mosmol/l.

Die Begriffe isosmotisch, hyper- und hyposmotisch

Füllt man in die Kammer A anstelle des Wassers eine Lösung, deren Teilchen die Membran ebenfalls nicht durchdringen können, wird sich entsprechend der Konzentrationsdifferenz der osmotisch wirksamen Teilchen eine hydrostatische Druckdifferenz einstellen. Mit Hilfe der Gleichung (1) kann der osmotische Druck für diese Anordnung bestimmt werden.

Zwei Lösungen A und B, die nach Gleichung (1) den gleichen osmotischen Druck

besitzen, heißen isosmotisch . Sie erzeugen an einer nur für Wasser durchlässigen Membran keine hydrostatische Druckdifferenz.

Osmotisch wirksam sind alle nicht-membrangängigen Teilchen, unabhängig von ihrer chemischen Natur und Größe. Die Konzentration der osmotisch wirksamen Teilchen trägt die Einheit osmol/l. Dabei ist ein osmol/l die Konzentration von ein mol/l osmotisch wirksamer Teilchen.

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Weist jedoch Lösung A einen geringeren osmotischen Druck auf, als Lösung B, bezeichnet man Lösung A als hyposmotisch gegenüber Lösung B. Umgekehrt ist Lösung B hyperosmotisch gegenüber Lösung A, da sie mehr osmotisch wirksame Teilchen enthält. Im Osmometer der Abb. 1 strömt in diesem Fall Wasser von Kammer A nach Kammer B solange, bis sich eine hydrostatische Druckdifferenz eingestellt hat, die der osmotischen Druckdifferenz entspricht.

Osmolarität und Tonizität

Die Osmolarität ist auf der Basis eines idealen Osmometers definiert, dessen Membran nur für Wasser durchlässig ist und alle anderen gelösten Stoffe nicht passieren lässt. Solche ausschließlich für Wasser durchlässigen Membranen findet man jedoch im Organismus nahezu nicht. Insbesondere die Zellmembranen besitzen eine selektive Permeabilität, die zwar hoch für Wasser selbst und lipidlösliche Substanzen ist, aber unterschiedlich hoch für einzelne wasserlösliche Stoffe. Wasserlösliche Stoffe sind insbesondere die gelösten Proteine und anorganischen Ionen (z.B. Natrium-, Kalium-, Chlorid-Ionen). In der Zellmembran gibt es spezielle und meist spezifische Porenproteine, sogenannte Kanäle, die einzelne Ionenarten in die Zelle hinein oder aus ihr herauslassen. Außerdem gibt es in der Membran aktive Transportproteine, sogenannte Pumpen, die Ionen unter Energieverbrauch über die Membran bewegen. Ein Beispiel eines solchen Transportproteins ist die an allen

Zellen vorhandene Na+/K+-ATPase.

Wenn man Zellen in eine wässrige Lösung bringt, kann man zunächst den Intrazellularraum mit der Kammer A, den Extrazellularraum mit der Kammer B des Osmometers vergleichen (Abb. 1). Da jedoch die Zellmembran im Unterschied zur Osmometermembran nicht ausschließlich für Wasser permeabel ist, hängt die Wasserverschiebung zwischen beiden Räumen nicht nur von der Differenz der Teilchenkonzentrationen innen und außen, sondern auch von der Permeabilität der Zellmembran für die beteiligten Teilchen ab. Die Permeabilität der Zellmembran für Wasser ist z.B. um etwa acht Zehnerpotenzen höher als die Permeabilität der Zellmembran für Kalium. Somit wird klar, dass Zellen, die sich in einer wässrigen Lösung niedrigerer Osmolarität befinden, anschwellen müssen, da die Wasser-bewegung über die Membran viel schneller erfolgt, als die Ionenbewegung. Physiologisch wichtig ist zu wissen, ob die Zellen in der Testlösung (= Extrazellularlösung), in die sie eingebracht werden, durch Wasseraufnahme anschwellen oder durch Wasserabgabe schrumpfen. Dieses Verhalten beschreibt die Tonizität, die damit ein funktioneller Begriff ist. Eine Lösung ist isoton, wenn in sie eingebrachte Zellen weder schrumpfen noch schwellen (Nettowasserstrom über die Membran ist null). Sie ist hyperton, wenn sie den Zellen Flüssigkeit entzieht, diese also schrumpfen. Und umgekehrt ist sie hypoton, wenn in ihr die Zellen schwellen oder durch übermäßige Flüssigkeitsaufnahme platzen.

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Betrachten wir einige Beispiele für das Verhalten von Zellen in unterschiedlichen wässrigen Lösungen: 1. Zellen in destilliertem Wasser werden schwellen und platzen, denn die

intrazellulären Teilchen können die Zelle nicht verlassen, da sie entweder zu groß sind (z.B. Proteine) oder durch Pumpvorgänge am Verlassen gehindert werden, bzw. viel langsamer sind als der Wasserstrom, Wasser wird also diese Teilchen

bis zum Platzen der Zellen verdünnen destilliertes Wasser = hypotone

Lösung

2. In einer isosmotischen Kochsalz-Lösung, die der osmotischen Konzentration des Plasmas (290 mosmol/L) gleicht, ist die Menge osmotisch wirksamer Teilchen innen und außen gleich hoch. Es handelt sich um eine isotone Lösung; die Zellen verändern ihr Volumen in dieser Lösung nicht. Eine Kochsalzlösung mit geringerer Konzentration ist hypoton, eine mit höherer Konzentration ist hyperton.

Eine ideale Osmometermembran ist nur durchlässig für Wassermoleküle.

Die Zellmembran ist für einzelne Substanzen unterschiedlich permeabel.

Die höchsten Permeabilitäten haben Wasser, Harnstoff, lipidlösliche

Substanzen und Gase.

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5. Kolloidosmotischer Druck (KOD)

Nachdem wir zunächst die Zellmembran als Trennschicht zwischen zwei Medien (Intra- und Extrazellularraum) betrachtet haben, wollen wir uns nun mit Membranen befassen, die verschiedene extrazelluläre Kompartimente des Körpers voneinander trennen. Ein Beispiel hierfür ist das Kapillarendothel der Blutgefäße, welches in Abb. 2 schematisch dargestellt ist. Der Extrazellularraum, der die Körperzellen umgibt, wird in dieser Betrachtung als interstitieller oder Extravasalraum bezeichnet, der Raum innerhalb der Blutgefäße als Intravasalraum. Im Bereich der Kapillaren sind beide Räume durch eine Schicht von Endothelzellen und eine Basalmembran voneinander getrennt. Die Kapillarwand besitzt Poren definierter Größe, wodurch sie für die gelösten Bestandteile unterschiedlich durchlässig ist. Kleine Moleküle (Wasser, Ionen, Glucose, etc.) können das Kapillarendothel gut passieren, große Moleküle, wie z.B. die Plasmaproteine hingegen praktisch nicht. Während im Blutplasma Proteine in erheblicher Konzentration vorhanden sind, ist ihre Konzentration in der Interstitialflüssigkeit sehr gering. Wiederum strömt Wasser zum Konzentrationsausgleich über die Membran, hier aus dem Interstitium in das Gefäß. Den „osmotischen“ Druck, der sich durch die Impermeabilität der Plasmaproteine (Kolloide) über dem Kapillarendothel aufbaut, nennt man den kolloidosmotischen Druck KOD. Er ist die einzig osmotisch wirksame Komponente an der Endothelzell-Barriere zwischen Intravasal- und Interstitialraum, da ansonsten alle Teilchen durch diese Barriere hindurch diffundieren können.

Abb. 2: Darstellung der Verhältnisse am Kapillarendothel

Elektrolyte undkleine Moleküle

Extravasalraum

Intravasalraum

Erythro-zyten

Plasma-proteineBasalmembran Gefäßendothel

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Der KOD der Kapillaren ist jene osmotische Kraft, die Wasser aus dem Interstitium in die Kapillaren hineindrückt. Dem KOD entgegengerichtet ist der Blutdruck, den man hier als hydrostatischen Druck bezeichnet. Kolloidosmotischer und hydrostatischer Druck sind wichtige Triebkräfte für den kapillären Stoffaustausch zwischen Blut und Geweben. Der KOD spielt zudem bei der Regulation der Wasserverteilung zwischen Plasma und Interstitium und bei der Lymphbildung eine wichtige Rolle. Bei Verminderung der Proteinkonzentration im Blut (z.B. Unterernährung) ist der osmotische Rückstrom in das Plasma erniedrigt, was zu interstitiellen Ödemen führen kann (Hungerödeme). Die Plasmaproteine besitzen eine Konzentration von etwa 70 g/l Plasma. Daraus lässt sich nach Gleichung (1) ungefähr der osmotische Druck von 25 mmHg (= 3,3 kPa) bei 37oC errechnen. Albumin spielt quantitativ bei der Entstehung des KOD die wichtigste Rolle.

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6. Verhalten von Erythrozyten in Lösungen unterschiedlicher Tonizität Das Verhalten der Zellen in Lösungen unterschiedlicher Tonizität kann besonders gut an Erythrozyten untersucht werden, da sie einerseits leicht zu gewinnen sind und andererseits ihr Schrumpfen oder Schwellen bis zum Platzen beobachtet werden kann. Bringt man Erythrozyten in eine hypotone Lösung, so strömt Wasser in die Zellen ein. Die Zerstörung der Erythrozytenmembran, die sogenannte Hämolyse, führt zum Austritt des Blutfarbstoffs (Hämoglobin). Zentrifugiert man diese Proben, so setzen sich die noch intakten Zellen auf dem Reagenzglasboden ab, während das freie Hämoglobin im Überstand verbleibt. Die Absorption des Lichts an den freien Hämoglobinmolekülen kann bei 546 nm photometrisch gemessen werden. In hypertonen Lösungen schrumpfen die Erythrozyten und bilden sogenannte Stechapfelformen aus.

Abb. 3: Erythrozyten in einer hypertonen Lösung. Durch Schrumpfen des Zellvolumens bildet sich eine sogenannte Stechapfelform.

Der osmotische Druck, bei dem Hämolyse auftritt, wird in der Klinik zur Messung der osmotischen Resistenz der Erythrozyten verwendet. Die Hämolyse tritt nicht für alle Erythrozyten bei der gleichen Tonizität der Lösung auf; gerade neu gebildete Erythrozyten sind gegenüber hypotonen Lösungen resistenter, als solche, die schon eine längere Lebensphase hinter sich haben. Zur Beschreibung unterscheidet man zwischen der minimalen Resistenz (osmotischer Druck, bei dem Hämolyse gerade eintritt) und der maximalen Resistenz (osmotischer Druck, bei dem alle Erythrozyten geplatzt sind).

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7. Versuch II : Durchführung

An jedem Arbeitsplatz befinden sich als Stammlösungen: A. isotone NaCl-Stammlösung (0,9 %) B. hypotone NaCl-Stammlösung (0,5%) C. hypertone NaCl-Stammlösung (2,0%) D. Aqua dest.

Verhalten von Erythrozyten in Lösungen verschiedener Tonizität 1. Von den Kursassistenten haben Sie Erythrozyten bzw. Vollblut aus einer

getesteten Blutkonserve des roten Kreuzes erhalten. Geben Sie je einen Tropfen des Blutes in die jeweiligen Reaktionsgefäße mit den verschiedenen NaCl- Lösungen.

2. Geben Sie nun je einen kleinen Tropfen des Blutgemisches auf einen Objektträger und bedecken Sie ihn mit einem Deckgläschen.

3. Betrachten Sie die Formveränderungen der Erythrozyten unter dem Mikroskop (40x-Objektiv)

Osmotische Resistenz

1. Stellen Sie nach dem Schema der Tabelle 1 am Skriptende eine Reihe hypotoner Kochsalzlösungen her. Die Reagenzgläser sind von 1 bis 10 durchnummeriert, das Gesamtvolumen jedes Ansatzes beträgt 10 ml.

2. Nachdem Sie die Verdünnungsreihe erstellt haben, geben Sie in jedes Reagenzglas 100 µl Blut mit einer Eppendorfpipette (pro Tischreihe steht nur eine Pipette bereit), verschließen die Reagenzgläser mit dem Kunststoffstopfen und invertieren Sie diese einmal. Die Reagenzgläser werden zur Zentrifugation eingesammelt und Ihnen danach wieder an den Tisch gebracht.

3. Pipettieren Sie mit der Einwegpipette von dem Überstand dann jeweils ca. 3 ml in die vorbereiteten Küvetten und messen Sie die Extinktion mit dem Photometer (nach Einweisung durch die Kursassistenten). Die Extinktion beschreibt die Absorption des Lichtstrahls an den Teilchen der Lösung.

4. Berechnen Sie die Osmolarität in den von Ihnen erstellten Ansätzen 1 – 10. Tragen Sie die Extinktionswerte in die Tabelle ein und berechnen Sie die prozentuale Hämolyse.

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5. Tragen Sie die Werte in das bereitgelegte Diagramm ein und bestimmen Sie aus der entstehenden Kurve die minimale und maximale osmotische Resistenz:

Minimale osmotische Resistenz

( 10 % der Eryhrozyten hämolysiert): ____________

Maximale osmotische Resistenz

( 90 % der Erythrozyten hämolysiert): _ __________

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Tabelle 1

Reagenzglas

1 2 3 4 5 6 7 8 93 10

NaCl/Menge (g/100 ml = g %)

0,9 0,5 0,475 0,45 0,425 0,4 0,35 0,3 0,25 0

Osmolarität NaCl (mosmol/l)

290 161 153 145 137 129 0

Pipettierschema für die Erstellung der Verdünnungsreihe:

Volumen 0,9 % NaCl

(ml) 10 -- -- -- -- -- -- -- -- --

Volumen 0,5 % NaCl

(ml) -- 10 9,5 9 8,5 8 7 6 5 --

Volumen Aqua dest

(ml) -- -- 0,5 1 1,5 2 3 4 5 10

Harnstofflösung 290 mmol/l -- -- -- -- -- -- -- -- -- --

Harnstoff (Granulat) -- -- -- -- -- -- -- -- -- -- Blut

100 µl 100 µl 100 µl 100 µl 100 µl 100 µl 100 µl 100 µl 100 µl 100 µl

Auswertung:

Extinktion

% Hämolyse

0 100

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Minimale osmotische Resistenz: Maximale osmotische Resistenz:

0102030405060708090

100

00,20,40,6

% H

ämo

lyse

% NaCl

Graphische Darstellung der osmotischen Resistenz

0,9