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Chemisch-organisches Praktikum II Ferienkurs

WS 2006/2007

Gruppenpräparat zu 10.2.3

Aktivitätstest der Aminoacylase

zur enzymatischen Racematspaltung von D/L-Methionin

Apfel, Katharina Hefner, Timo Renz, Manuel

Schlag, Vanessa Schütz, Max

Werner, Katharina

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Inhalt

1. EINLEITUNG........................................................................................................3

1.1. Bedeutung der Aminoacylase................................................................................................. 3

1.2. Aktivitätstest ............................................................................................................................. 3

2. MOTIVATION UND ZIEL .....................................................................................4

3. LITERATURRECHERCHE ..................................................................................5

4. VORGEHENSWEISE UND PLANUNG DES AKTIVITÄTSTESTS......................6

4.1. Schnelltest ................................................................................................................................ 6

4.2. Quantitativer Aktivitätstest...................................................................................................... 7

5. EXPERIMENTALTEIL .........................................................................................7

5.1. Darstellung von N-acyl-D/L-Methionin ................................................................................... 7

5.2. Markierung des freien L-Methionin durch Dansylchlorid .................................................... 8

5.3. Ninhydrin-Test .......................................................................................................................... 8

6. ERGEBNISSE DES AKTIVITÄTSTEST DER ACYLASE..................................11

7. DISKUSSION UND AUSBLICK.........................................................................17

8. ANHANG............................................................................................................18

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Einleitung

1.1 Bedeutung der Aminoacylase Es besteht offenkundig ein großes Interesse an enantiomerenreinen α-, wie auch β-Aminosäuren in Bezug auf ihre pharmazeutische und lebensmittelchemische Nutzung. [1] Zur Racematspaltung von D/L-Aminosäuren verwendet man heute noch oft „klassisch“ chemische Reaktionen, bei denen chirale Auxiliare stöchiometrische eingesetzt werden müssen. [2] Auf der Suche nach einfacheren, katalytischen Methoden stellten enzymatische Racematspaltungen eine viel versprechende und wie sich herausstellte effektive Möglichkeit dar. So bietet die Spaltung von N-acylierten D/L-Aminosäuregemischen durch Aminoacylasen einen Zugang zu enantiomerenreinen L-Aminosäuren, während die D-Isomere nicht gespalten werden. Diese Acylasen werden beispielsweise von Schimmelpilzen wie Aspergillus mellus sezerniert und besitzen die Fähigkeit, nur das L-Isomer zur freien Aminosäure zu hydrolysieren. [3] Voraussetzung für diese Selektivität ist eine grundlegende Eigenschaft von Enzymen, ihre Spezifität für ein Substrat. In diesem Fall passt lediglich das acylierte L-Isomere in das aktive Zentrum des Enzyms und nur so kann es hydrolysiert werden. Die Aminoacylase aus Aspergillus mellus eignet sich für die Racematspaltung einer Vielzahl von N-acyl-D/L-Aminosäuren, wie beispielsweise hier in diesem Versuch eingesetztes D/L-Methionin.

1.2 Aktivitätstest

Definition Aktivität: Die Aktivität eines Enzyms ist ein Maß dafür, wie schnell ein Substrat zu einem Produkt umgesetzt wird. Sie hängt von der Menge des Enzyms und von seiner Effizienz ab, so dass mit Vorteil normierte Größen verwendet werden. Die Anwendbarkeit ist nicht auf Enzyme beschränkt, sondern kann sinngemäß auch für andere Katalysatoren verwendet werden. Die Enzymaktivität kann über eine geeignete Umsetzungsreaktion bestimmt werden (Enzymkinetik). Dafür ist die Kenntnis folgender Daten notwendig:

• die Stöchiometrie des Umsatzes • die Gleichgewichtslage der Reaktion • die Erfordernis von Kofaktoren (Metallionen, Coenzyme) • die Michaeliskonstanten, d.h. Km-Werte (Affinitätsparameter) für Substrat und

Kofaktoren • das pH-Optimum • die Stabilität des Enzyms unter den Bedingungen des Tests

Generell werden diese Daten bei optimalen pH-Wert und bei 25 °C gemessen. Unter diesen Bedingungen ist die Reaktionsanfangsgeschwindigkeit ein Maß der Enzymkonzentration.

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Einheiten der Enzymaktivität : Für die Enzymaktivität gibt es zwei verschiedene Einheiten, die verwendet werden können:

• enzyme unit: diese Einheit ist definiert als diejenige Enzymmenge, die unter Standardbedingungen (pH = 8, 37 °C) pro Minute ein μmol Substrat umsetzt

• katal: diese SI-Einheit (Symbol kat) ist die Enzymaktivität ausgedrückt als mol umgesetztes Substrat pro Sekunde.

Die beiden Systeme sind folgendermaßen miteinander gekoppelt:

• 1 kat = 6 . 107 enzyme units • 1 enzyme unit = 16,67 x 10-9 kat = 16,67 nkat

Zur Feststellung der Enzymaktivität wird zuerst die Volumenaktivität einer bestimmten Menge der zu untersuchenden Lösung bestimmt und hieraus dann die spezifische Aktivität berechnet.

2. Motivation und Ziel Enzyme eignen sich zwar hervorragend zur Racematspaltung, doch stellt ihre Handhabung immer wieder ein Problem in Labor und Technik dar. Es gilt zum einen ihre optimalen Arbeitsbedingungen auszutesten, zum anderen müssen sie richtig gelagert werden, um ihre Aktivität zu erhalten. Im Praktikumsversuch 10.2.3 gilt es eine Racematspaltung von D/L-Methionin mit Hilfe der Aminoacylase aus Aspergillus mellus von Fluka durchzuführen. Der erste Schritt besteht aus der N-Acylierung des racemischen Gemisches. Anschließend soll nur das L-Isomer enzymatisch hydrolysiert werden.

S COOH

HH2

Ac2O, HOAc

3 h, RT

S COOH

HN

O

pH 7-9, RT, 1hAcylase, CoCl2,NaOH, H2O

S COOH

HH2

S COOH

HN

O

Laut Hersteller Fluka soll das Enzym bei 4°C gelagert werden. Darüber hinaus ist darauf zu achten, das Enzym vor Verunreinigungen zu schützen, da diese die Aktivität hemmen. Da im Praktikumsbetrieb nicht immer sorgfältig mit dem Material umgegangen wird, ist es von Interesse, das Enzym vor dem Einsatz im Praktikumsversuch auf dessen noch vorhandene Aktivität, laut Hersteller 1-2U/mg, zu testen.

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Ziel sollte es sein, einen möglichst einfachen und schnellen Aktivitätstest zu entwickeln, der es ermöglicht vor der eigentlichen Racematspaltung die Aminoacylase auf deren Aktivität hin zu testen. Dieser Test sollte dabei ohne großen Material- und Zeitaufwand im Rahmen des Praktikums durchführbar sein.

3. Literaturrecherche Wichtige Literatur zu dieser Aufgabe wurden in den Datenbanksystemen SciFinder Scholar und Beilstein Crossfire gefunden. Ebenso ergab die weitere Internetrecherche einige verwertbare Informationen zu Enzymen und Enzymaktivitätstests. Das direkte Anschreiben der Enzymhersteller- Firmen lieferte noch abschließend Erkenntnisse über die Versuche zu Enzymaktivität. Nachstehend ist eine kurze Zusammenfassung der Quellen aufgeführt: [1] L-Methionine related L-amino acids by acylase cleavage of their corresponding N-

acetyl-DL-derivates, Andreas S. Bommarius, Karlheinz Drauz, Kurt Günther, Günter Knaup, Michael Schwärm, Tetrahedron: Asymmetry, 1997, Vol.8, Nr. 19, pp. 3197-3200

Dieser Artikel geht kurz und knapp auf die Synthese und Isolierung von N- Acetyl-DL- Aminosäuren ein, sowie auf den Grund, warum man die reinen D- oder L- Aminosäuren zu synthetisieren versucht. Der Schwerpunkt liegt aber eher auf den kinetischen Messungen der enzymatischen Racematspaltung.

[2] The first aminoacylase-catalyzed anantioselective synthesis of aromatic β-amino

acids, Harald Gröger, Harald Thrathwein, Stefan Buchholz, Karlheinz Drauz, Christiane Sacherer, Sylvie Godfrin, Helge Werner, Org. Biomol. Chem. 2004, 2, 1977-1978

In diesem Artikel geht es hauptsächlich um die enantioselektive Synthese von β-Aminosäuren, aber es gibt auch Auskunft über die Spezifität der Aminoacylase I.

[3] Verfahren zur optischen Spaltung von racemischen Aminosäuren, Tanabe,

SEIYAKU Co., LTD, Osaka, Japan, Offenlegungsschrift: 2105009, 16.September.1931

Dieses Verfahren geht auf die Gewinnung und die Verbesserung der Aktivität der Acylase ein. Daneben geht die Offenlegungsschrift auf die Eigenschaften und die Handhabung des Enzyms ein.

[4] Acylase „Amano“ (Datenplatt), Amano Enzyme Inc., http://www.amano-

enzyme.co.jp/pdf/synthe_e/cat_synthe_AC-S_e.pdf Dies ist eine Auflistung der Parameter (Temperatur, Puffer, pH,..) bei welche die Acylase optimal

arbeitet. Weiterhin ist es eine Vorschrift für einen standardisierten Aktivitätstest zur Prüfung der genauen Aktivität.

The Resolution of Amion Acids: III Methionine, Glynn P. Wheeler, A.W. Ingersoll J. Chem. Soc. 1951, 73, 4604-4606 In diesem Paper ist die Synthesevorschrift für N-Acyl-DL-Methionin beschrieben. Diese Vorschrift wurde aber nicht verwendet, da eine Gruppe im OPII WS 2005/2006 eine verbesserte Versuchsvorschrift entwickelt hat, nach welcher dann auch die Synthese erfolgte.

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Enzymatic Assay of ACYLASE I (EC 3.5.1.14) von Fluka (SSACET01-Revised 11/11/95)

Dies ist eine ausführliche Versuchsvorschrift für einen Aktivitätstest, der industriell verwendet wird, um die genaue Aktivität eines Enzyms zu ermitteln.

Verfahren zur Herstellung von Aminosäuren, Degussa AG 40474 Düsseldorf, DE, Prof. Andreas Bommarius, Dr. Stefan Verseck, Prof. Karlheinz Drauz, Offenlegungsschrift: DE 100 50 123 A1, 25.4.2002

Wie das Unternehmen sagt, geht es hier um ein Verfahren zur Herstellung optisch angereicherten Aminosäuren und deren Verwendung. Insbesondere richtet sich das Verfahren zum einen auf die Racemisierung, zum anderen auf das Entschützen von speziellen N-geschützten Aminosäuren.

Dabei findet man in diesem Paper auch einen Nachweisverfahren der Racemaseaktivität der rekombinanten N-acetylaminosäureracemaseaktivität aufweisenden Enzymen.

H. Naumer, W. Heller (Hrsg.) (1990) Untersuchungsmethoden in der Chemie-

Einführung in die moderne Analytik. Georg Thieme Verlag Stuttgart, New York In diesem Buch werden einige Analysetechniken in der Chemie ausführlich erklärt. H.-P. Kleber, D. Schlee, W. Schöpp (1997) Biochemisches Praktikum. Gustav

Fischer Verlag Jena, Stuttgart, Lübeck, Ulm Versuchsvorschriften zu Aktivitätstests und Synthesen mit Enzymen sind in diesem Buch

beschrieben. F. Horn, Biochemie des Menschen, Das Lehrbuch für das Medizinstudium. Georg

Thieme Verlag Stuttgart, New York. ISBN 3-8274-1303-6 L. Stryer (2003) Biochemie, spektrum Akademischer Verlag Heidelberg- Berlin Hier findet man allgemeines zu Aminosäuren und Enzymen. F. Zorbas Lottseich (1998) Bioanalytik, Spektrum Akademischer Verlag Heidelberg-

Berlin

4. Vorgehensweise und Planung des Aktivitätstests

4.1 Schnelltest Für den Einsatz von Enzymen im Praktikumsversuch ist es wünschenswert, kurz vor dem Gebrauch des Enzyms dessen prinzipielle Aktivität ohne großen Aufwand zu testen. Bei der Entwicklung eines Schnelltest für die Aminoacylase bot sich die Markierung des freien L-Methionins als aussichtsreiche Möglichkeit an. Bei der Analyse der N-terminalen Aminosäure von Peptidsequenzen kann man diese gezielt durch fluoreszierende Reagenzien wie Dabsylchlorid, Dansylchlorid etc. markieren und identifizieren. Dieses Prinzip, die freie Aminogruppe des deacylierten L-Methionins als Indikator für die Aktivität der Aminoacylase zu markieren, bot sich als gute Möglichkeit für einen Schnelltest an, da sich die derivatisierte Aminosäure mittels Dünnschichtchromatographie analysieren lässt. Das N-acyl-D/L-Methionin-Racemat kann dabei keine Reaktion mit dem Markierungsreagenz eingehen, da es keine freie Aminogruppe besitzt.

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4.2 Quantitativer Aktivitätstest Da eine quantitative Aussage über die Aktivität von Enzymen für deren Einsatz in Bezug auf Menge und Reaktionszeit von großem Interesse ist, gilt es neben dem Schnelltest auch noch einen Test zu entwickeln, der ein quantitatives Ergebnis liefert. Die Literaturrecherche lieferte drei von Enzymherstellern angebotenen Aktivitätstest für die Aminoacylase aus Aspergillus mellus, von denen im Rahmen des Praktikums einer als ohne Probleme durchführbar erachtet wurde. Bei allen drei Tests nutzt man die Absorption eines aus zwei Ninhydrineinheiten über in situ hergestellten Ammoniak aus L-Methionin verbrückten, blauvioletten Farbstoffes bei 570 nm aus, um auf die Aktivität zu schließen (siehe Schema 2).

5. Experimentalteil

5.1 Darstellung von N-acyl-D/L-Methionin 10.4 g (69.8 mmol) D-/L- Methionin (racemisch) wurden in 102.2 g (97.6 mL, 698 mmol) reiner Essigsäure (da leider kein Eisessig vorhanden war, wurde 96%ige Essigsäure ausgefroren) gelöst. Zu der so hergestellten klaren Lösung wurden unter der Annahme, dass immer noch ein Restwassergehalt von 2% in der Essigsäure vorhanden war, 29.6 g (27.6 mL, 291 mmol) Essigsäureanhydrid gegeben. Bei Raumtemperatur wurde das Reaktionsgemisch für 2.5 h gerührt. Anschließend wurde die Lösung am Rotationsverdampfer eingeengt und das erhaltene gelbe Öl im Hochvakuum getrocknet. Danach wurde es mit 15 ml Wasser versetzt und zur Kristallisation im Kühlschrank stehen gelassen. Die Kristalle wurden über einer Fritte abgesaugt, mit 10 mL kaltem Wasser, mit 5 mL kaltem Diethylether gewaschen und im Exsikkator über Phosphorpentoxid getrocknet.

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Charakterisierung IR-Spektrum: (siehe Anhang, mit Vergleichsspektrum) % 13340 ( )cm N H Valenzschwingungν −= − − % 12970 2920 ( )und cm C H Valenzschwingungen gesättigtν −= − − % 11690,1620 1570 ( )und cm C O Valenzschwingungenν −= = −

5.2 Markierung des freien L-Methionin durch Dansylchlorid (Schnelltest)

Die folgenden Lösungen werden benötigt: 1. Substrat-Lösung (0.1M N-acyl-D/L-Methionin)

i) Lösen von 0.48g N-acyl-D/L-Methionin in 10ml Wasser und 2ml 1M NaOH ii) Der pH-Wert wird mit 1/10N NaOH auf pH=8 eingestellt. iii) Mit Wasser auf 25 ml verdünnen

2. 0.1M Phosphat-Puffer, pH=8

i) 14.2 g di-Natriumhydrogenphosphat in 1000 ml Wasser lösen ii) mit NaOH auf pH=8 einstellen

3. 0.5 mM Cobalt-(II)-Chlorid

i) 118 mg CoCl2·6H2O zu 1 ml Lösung mit Wasser auffüllen 4. Enzym-Lösung

i) 0.50 g Enzym in wenig Wasser lösen ii) Auf 500ml Wasser auffüllen iii) 5 ml dieser Lösung nochmals auf 100 ml Lösung verdünnen

5. 0.2 M NaHCO3

i) 1.68 g Natriumhydrogencarbonat auf 100 ml Wasser Für den Schnelltest der Reaktivität der Aminoacylase kann, wie oben beschrieben, die freie Aminogruppe des deacylierten L-Methionins zur Markierung mit Dansylchlorid und somit zum Nachweis der Reaktion genutzt werden. Hierzu wurde wie folgt vorgegangen: 1. Im Reagenzglas wurden 2 ml Phosphat-Puffer (pH=8), 1 ml Cobaltchlorid-Lösung

und 1 ml Enzymlösung gegeben. 2. Anschließend wurde für 5 min bei 37°C gerührt, mit 1 ml Substratlösung versetzt

und nach weiterem Rühren bei 37°C nach 15 bzw. 30 min jeweils eine Probe entnommen.

3. Die entnommenen Proben wurden jeweils 3 min in kochendem Wasser erhitzt (zur Denaturierung des Enzyms).

4. Nach der Denaturierung wurden die Proben mit jeweils 0,1 ml einer 0,2 M NaHCO3-Lösung und 0,05 ml Dansylchlorid-Lösung in Aceton versetzt und 30 min bei 40 °C gerührt.

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Die Proben wurden nun zusammen mit einer Referenzlösung des N-acyl-D/L-Methionin-Racemats auf eine DC-Platte aufgebracht. Laufmittel: n-Butanol/Eisessig/Wasser 4/1/1.

5.3 Ninhydrin-Test (Quantitativer Aktivitätstest) Der quantitative Aktivitätstest nach Amano wurde wie in Literatur [4] beschrieben durchgeführt. Hierzu werden die folgenden Lösungen benötigt: 1. Substrat-Lösung (0.1M N-acyl-D/L-Methionin)

i) Lösen von 0.48g N-acyl-D/L-Methionin in 10ml Wasser und 2ml 1M NaOH ii) Der pH-Wert wird mit 1/10N NaOH auf pH=8 eingestellt. iii) Mit Wasser auf 25 ml verdünnen

2. Ninhydrin-Lösung

i) Lösen von 1.00 g Ninhydrin in 25ml Ethylenglycolmonoethylether ii) 25 ml der Puffer-Lösung (3) zugeben iii) In einer dunklen Flasche aufbewahren

3. Puffer-Lösung, pH=5

i) 21.0 g Zitronensäure in 200 ml 1N NaOH-Lösung ii) Verdünnen mit Wasser auf 500 ml

4. Zinn-(II)-Chlorid-Lösung

i) 0.20 g SnCl2·2H2O in 12.4 ml Puffer-Lösung (3) geben. ii) Wichtig: Erst kurz vor Gebrauch herstellen

5. 50% n-Propanol-Lösung

i) Lösung aus 50% n-Propanol und 50% Wasser herstellen 6. 0.1M Phosphat-Puffer, pH=8

i) 14.2 g di-Natriumhydrogenphosphat in 1000 ml Wasser lösen ii) mit NaOH auf pH=8 einstellen

7. 0.5 mM Cobalt-(II)-Chlorid

i) 118 mg CoCl2·6H2O zu 1 ml Lösung mit Wasser auffüllen 8. Enzym-Lösung

i) 0.50 g Enzym in wenig Wasser lösen ii) auf 500ml Wasser auffüllen iii) 5 ml dieser Lösung nochmals auf 100 ml Lösung verdünnen

Durchführung des Aktivitätstests: 1. In elf Reagenzgläsern wurden jeweils 2 ml Phosphat-Puffer (pH=8), 1 ml

Cobaltchlorid-Lösung und 1 ml Enzymlösung gegeben 2. Zehn Reagenzgläser (1-10) wurden für 5 min bei 37°C gerührt und anschließend

mit 1 ml Substratlösung versetzt und für weitere 15 (RG 1-5) bzw. 30 min (RG 6-10) bei 37°C gerührt

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3. Es wurden 0.5 ml (RG 1-3 sowie 6-8) bzw. 0.25 ml (RG 4,5 sowie 9,10) in ein weiteres Reagenzglas überführt und 3 min in kochendem Wasser erhitzt (zur Denaturierung des Enzyms)

4. Die Lösung wurde anschließend auf Raumtemperatur gekühlt und mit 1 ml Ninhydrin-Lösung und 0.1 ml Zinnchlorid-Lösung versetzt.

5. Um die Farbe zu entwickeln wurde das Reaktionsgemisch für 20 min in kochendem Wasser erhitzt

6. Nach dem Abkühlen wurde die Lösung mit 20 ml 50% n-Propanol verdünnt. 7. Für die Referenzlösung wurden aus dem verbliebenen Reagenzglas (Ref) sofort

nach den Versetzen mit 1 ml Substrat-Lösung 0.5 ml in ein anderes Reagenzglas überführt und mit Punkt 3 fortgefahren

8. Es wurde jeweils ein Absorptionsspektrum der Lösungen (1-10) gegen die Referenzlösung (Ref) gemessen (Maximum bei 570 nm).

Abb. 1: Reagenzgläser nach Entwicklung der Farbe

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6. Ergebnisse des Aktivitätstest der Acylase

6.1 Markierung des freien L-Methionin durch Dansylchlorid (Schnelltest)

Auf der DC Platte ist ersichtlich, dass in 15 bzw. 30 Minuten schon das N-acyl-D/L-Methionin durch die Acylase deacyliert wurde. Das Enzym muss folglich noch aktiv sein, wobei über dessen quantitative Aktivität keine Aussage gemacht werden kann.

6.2 Ninhydrin-Test (Quantitativer Aktivitätstest)

Abb. 1: Absorptionsspektrum Reagenzglas 1: Reaktionszeit 15 min, 0.5 ml der Lösung denaturiert.

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Abb. 2: Absorptionsspektrum Reagenzglas 2: Reaktionszeit 15 min, 0.5 ml der Lösung denaturiert.

Abb. 3: Absorptionsspektrum Reagenzglas 3: Reaktionszeit 15 min, 0.5 ml der Lösung denaturiert.

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Abb. 4: Absorptionsspektrum Reagenzglas 4: Reaktionszeit 15 min, 250 µl der Lösung denaturiert.

Abb. 5: Absorptionsspektrum Reagenzglas 5: Reaktionszeit 15 min, 250 µl der Lösung denaturiert.

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Abb. 6: Absorptionsspektrum Reagenzglas 6: Reaktionszeit 30 min, 0.5 ml der Lösung denaturiert.

Abb. 7: Absorptionsspektrum Reagenzglas 7: Reaktionszeit 30 min, 0.5 ml der Lösung denaturiert.

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Abb. 8: Absorptionsspektrum Reagenzglas 8: Reaktionszeit 30 min, 0.5 ml der Lösung denaturiert.

Abb. 9: Absorptionsspektrum Reagenzglas 9: Reaktionszeit 30 min, 250 µl der Lösung denaturiert.

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Abb. 10: Absorptionsspektrum Reagenzglas 10: Reaktionszeit 30 min, 250 µl der Lösung denaturiert. Mittelwerte der Absorption Reagenzgläser 1-3: 0.623 Reagenzgläser 4-5: 0.350 Reagenzgläser 6-8: 0.943 Reagenzgläser 9-10: 0.525 Berechung der Enzymaktivität Eine unit ist definiert als die Menge an Enzym, die in 30 Minuten ein µmol L-Methionin unter den oben genannten Bedingungen produziert.

⋅ ⋅ ⋅ ⋅-2 30Acylaseaktivität [units/g]=6.02 10 E at

E Absorption bei 570 nm a Verhältnis von hergestellter Lösung (Punkt 1 und 2) zu entnommener Lösung (Punkt 3).

In unserem Fall ist a entweder 10 (RG 1-3, 6-8) oder 20 (RG 4-5, 9-10). t Enzymreaktionszeit (15 oder 30 Minuten) Der Vorfaktor beruht auf experimentell bestimmten Daten der Firma Amano Enzyme Inc. Jp. Damit ergeben sich folgende Aktivitäten [units/g]: Reagenzgläser 1-3: 0.751 Reagenzgläser 4-5: 0.844

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Reagenzgläser 6-8: 0.568 Reagenzgläser 9-10: 0.633 Mittelwert 0.699 Dieser Wert scheint ganz realistisch zu sein, da auf der Verpackung des Enzyms eine Aktivität von mindestens 1.6 unit/g angegeben wurde, wobei diese Verpackung nicht frisch geöffnet wurde sondern schon über einen längeren Zeitraum offen stand.

7. Diskussion und Ausblick Im Rahmen der Möglichkeiten des organisch-chemischen Praktikums konnte sowohl mit dem Schnelltest mit Dansylchlorid aber vor allem mit dem quantitativen Aktivitätstest der Enzymaktivität der Aminoacylase nach der Anleitung von Amano ein zufriedenstellendes Ergebnis erzielt werden. Dabei ist allerdings zu berücksichtigen, dass die Voraussetzungen im Labor nicht optimal waren: Beim Einwiegen der Substanzen standen keine justierten Feinwagen zur Verfügung. Darüber hinaus mussten alle Lösungen mittels Spritzen und nicht mit Pipetten oder in Messkolben der Güteklasse B abgemessen werden. Diese Messfehler sind bei der Interpretation der berechneten Enzymaktivität zu berücksichtigen. Davon abgesehen war es möglich innerhalb eine Tages das Enzym auf seine Aktivität hin zu testen. Zur Darstellung des acylierten D-/L-Methionin bleibt noch zu sagen, dass sich die Kristallisation als schwierig herausstellt und das Produkt auch nicht komplett Edukt frei war. Die lies sich allerdings der Reaktionskontrolle (DC angefärbt mit Ninhydrin) nicht entnehmen und das IR sah sauber aus, doch die Färbung mit Dansylchlorid zeigt dass auch dort noch leicht Spuren an D-/L-Methionin vorhanden waren. Es wäre vielleicht sinnvoller in Zukunft die Reaktionskontrolle mit Dansylchlorid anzufärben, insofern dies die Möglichkeiten des Praktikums zu lassen. Es wäre interessant mit dem oben beschriebenen Aktivitätstest auch noch den Einfluss der Reaktionsbedingungen wie Temperatur, Pufferzusammensetzung und pH-Wert zu optimieren, um die maximale Aktivität der Aminoacylase bei der Racematspaltung von D-/L-Methionin zu erzielen. Da das getestete Enzym schon seit längerem geöffnet im Kühlschrank aufbewahrt wurde, stellt sich die Frage, wieviel seiner Aktivität verloren gegangen ist. Auch wenn die Aminoacylase laut Hersteller bei 4°C aufbewahrt werden kann, legen die Bedingungen im Labor, d.h. mehrmaliges Öffnen des Kühlschranks täglich und Entnahme des Enzym durch verschieden Personen, nahe, dass es zum einen zu warm geworden und zum anderen verschmutzt worden ist. Man könnte nun mit einer neuen Packung Aminoacylase die Aktivität des neuen und alten Enzyms vergleichen und so eine Aussage über den Aktivitätsverlust mit der Zeit nach der Öffnung gewinnen. Es wäre auch interessant die Aktivität des Enzyms noch auf weitere Varianten zu testen: Im Praktikum gäbe es noch die Möglichkeit mittels HPLC einfach und schnell die Aktivität des Enzyms zu testen. Ein Problem bei dieser Variante könnte allerdings die Aufbereitung der Lösungen für die HPLC darstellen.

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8. Anhang IR-Spektren