Die Tularämie (Hasenpest) in Deutschland und Europa · Serologie 2 164 328 64 128 256512 1024 4096...

Die Tularämie (Hasenpest) in Deutschland und Europa

Daniela JacobZentrum für Biologische Gefahren und Spezielle

Pathogene

Hochpathogene Mikrobielle Erreger (ZBS 2)

Konsiliarlabor für Tularämie (Humanbereich)

Robert Koch-Institut, Berlin

01.09.2016

39. Bonner Jägertagung

Vortragsübersicht

1. Vorstellung Fachgebiet ZBS 2

2. Erreger

3. Übertragung

4. Klinik

5. Behandlung

6. Epidemiologie

7. Diagnostik

8. Leistungsspektrum Konsiliarlabor Tularämie

01.09.16 39. Bonner Jägertagung 2

Robert Koch-Institut

Berlin Wernigerode

Nordufer 20

Seestr. 10

Ca. 1100 Mitarbeiter, davon450 Wiss. Mitarbeiter (einschl. Doktoranden, Trainees),450 befristete Mitarbeiter,320 teilzeitbeschäftigte Mitarbeiter,hinzu kommen Diplomanden

3. Februar 2015


Zentrum für Biologische Gefahren und Spezielle Pathogene (ZBS)

Konzeptionvon

Gegenmaß-nahmen

Information der

(Fach-) Öffentlichkeit

ReaktionBeratung

und Intervention

Identifikationund

Bewertung

Forschung

Hochpathogene Agenzien –Anschlag, Unfall, Ausbruch

IBBS: Informationsstelle des Bundes für Biologische Gefahren und Spezielle Pathogene

ZBS 1: Hochpathogene Viren

ZBS 2: Hochpathogene mikrobielle Erreger

ZBS 3: Biologische Toxine

ZBS 4: Spezielle Licht- und Elektronenmikroskopie

ZBS 5: Hochsicherheitslabor

ZBS 6: Proteomics und Spektroskopie

Leitung: Lars SchaadeVertretung: Roland Grunow


Hochpathogene mikrobielle Erreger – ZBS 2

Leitung: Prof. Dr. med. Roland Grunow

� Diagnostik (Dr. Daniela Jacob, Stvtr. ZBS 2)einschließlich der Qualitätssicherung und Weiterentwicklung; Referenzeinrichtung für spezielle bakterielle Erreger der Risikogruppen 2 und 3; S3-Labor

� Erregerforschung (Dr. Silke Klee) zur Pathogenese und Epidemiologie von ausgewählten bakteriellen Zoonosen (Anthrax)

� Pathogenese intrazellulärer bakterieller Erreger (PD Dr. Klaus Heuner)Host-Pathogen-Wechselwirkung, Amöben und Bakterien(Tularämie, Legionellosen) F. tularensis – Epidemiologie und Reservoiraufklärung


Gattung Francisella

Spezies: Francisella tularensis

(McCoy & Chapin 1911, Wherry & Lamb 1914, Francis ~1920)

Subspezies:F.t. ssp. tularensis (Jellison Typ A) - hoch virulent

F.t. ssp. holarctica (Jellison Typ B) - weniger virulent

F.t. ssp. mediasiatica

F.t. ssp. novicida

Weitere Spezies:F. philomiragiaF. piscicidaF. noatunensisF. hispaniensisF. guangzhouensisF. endociliophora

F. halioticida

sehr selten


Francisella tularensis ssp. tularensis

Innerhalb der Subspezies tularensis:

� molekulargenetisch und epidemiologisch „clades“ A.I und A.II

� clade A.I hochvirulent, hohe Letalität

� clade A.II weniger virulent als ssp. holarctica

Quelle: Farlow J et al. , Emerg Infect Dis, 2005

125 Proben 1964-2004:A.I – cottontail rabbit

(Florida Waldkaninchen, Sylvilagus floridanus)- American dog tick

(Dermacentor variabilitis)- Lone Star tick

(Amblyomma americanum)

A.II – Mountain cottontail rabbit(Baumwollschwanzkaninchen, Sylvilagus nuttallii)

- Rocky Mountains wood tick(Dermacentor andersoni)

- Deerfly(Chrysops discalis)


Francisella tularensis

� Pleomorph, 0,2-0,7 µm, unbeweglich

� Sensitiv gegenüber Hitze und

chemischer Desinfektion

� Überleben: gekühlt Monate,

in Zecken > 1 Jahr

� Gram-negativ, Kapselbildung, aerob

� Kleines Genom (~1,9 Mb)

� Fakultativ intrazelluläre Vermehrung

Transmissions-Elektronenmikroskopie, Negativkontrastierung. Maßstab = 1 µm Quelle: Hans R. Gelderblom, Gabi Schlier, Rolf Reissbrodt/RKI


Reservoir

� Lagomorpha (Hasen, Wildkaninchen)

� Nagetiere wie Ratten, Mäuse, Bisamratten, Biber, Präriehunde,

Lemminge, Eichhörnchen, Ziesel, Hamster u.a.

� Füchse, Bären, Kojoten, Opossums

� Fasane, Rebhühner, Wachteln, Eulen

� Rinder, Schafe, Hunde, Katzen (12 - 24% in USA pos.)

� Fische

� Zecken, Mücken

� Amöben (Acanthamoeba castellanii)

� Überleben in der Umwelt = Reservoir?

> 200 Tierspezies


Reservoir

Quelle: Maurin & Gyuranecz, Lancet Infect Dis, 2016

Tularämie in Europa: 2 Lebenszyklen – terrestrisch & aquatisch


Infektionsquellen:z. B. Hasen, Wildkaninchen, Ratten, Präriehunde, Mäuse, Ziesel, Biber, Lemminge, Eichhörnchen, Füchse, Wildschweine, Hunde, Katzen,…..

Direkter Kontakt

Einatmen von kontaminiertemStaub

Verzehr von kontaminiertemWasser oder Lebensmittel

Indirekt

z.B. Zeckenbisse oder Mückenstiche

Infektionsdosis:- Inhalation: 10-50 Bakterien- Intradermal: 10-50 Bakterien- Oral: 106-108 Bakterien

Oropharyngiale Form(Mund-/Rachen-raum)

Respirator-ische Form (Atemwege, Lunge)

Ulzeroglanduläre und glanduläreFormen(häufigsteFormen)

Risikogruppen:- Jäger- Land- und Forstarbeiter- Schlachtarbeiter- Outdoor Touristen- Laborpersonal

Natürliches Reservoir: unbekannt,vielleicht Amöben?

Okuläre Form (Auge)

Quelle Schemata: Internet

Übertragung auf den Menschen


Tularämie - Klinik

- Inkubationszeit 3 – 5 Tage (max. bis 2 Wochen)

- Zu Beginn unspezifische, grippeähnlichen Symptome (v.a. Fieber,

Lymphknotenschwellungen, Schüttelfrost, Unwohlsein sowie

Kopf- und Gliederschmerzen)

- In Abhängigkeit von der Eintrittspforte folgende Formen:

� Ulzeroglandulär und glandulär (nach Hautkontakt mit den Erregern,

auch ohne vorhandene Wunden oder offene Hautstellen, inklusive

Arthropodenbiss/stich): Bildung einer primären Ulzeration (häufig

zunächst unentdeckt, Größe von sehr klein bis sehr groß;

ohne Ulcus glanduläre Form), regionale Lymphknotenschwellung

(bei spätem Behandlungsbeginn vereiternd und nekrotisierend).


Ulzeroglanduläre Tularämie

Sammlung SanAkBw/InstMikroBio


Ulzeroglanduläre Tularämie

http://www.achd.net/factsheet/tul.htm

http://www.upmchealthsecurity.org/our-work/publications/francisella-tularensis-fact-sheet

http://www.uaz.edu.mx/histo/pathology/ed/ch_9b/c9b_tularemia_eschar.htm



Glanduläre Tularämie



Okuläre Tularämie

� Okuloglandulär

(nach Infektion des Auges,

z.B. durch Wischen mit der

kontaminierten Hand): meist

einseitige schmerzhafte

Konjunktivitis mit Ödemen am

Lid oder starkem Tränenfluss,

Lichtempfindlichkeit, regionale

Lymphknotenschwellung.


Oropharyngeale Tularämie

� Oropharyngeal (nach Aufnahme von kontaminiertem Wasser oder

Lebensmitteln): meist einseitige, oft massive submandibuläre und

cervikale Lymphknotenschwellung, Stomatitis, Pharyngitis, Tonsillitis

möglich; bei hohen Dosen gastrointestinale Beteiligung mit

Bauchschmerzen, Erbrechen und Durchfall nicht ausgeschlossen.

Kosovo 2002,

Cervikale Lymphadenitis (meist linksseitig)


� Respiratorisch (nach Inhalation des Erregers):

Bronchopneumonie, Husten, Brustschmerzen, Atemstörungen

und Atemnot, Schweißausbrüche, Übelkeit, Erbrechen, hiläre

Lymphknotenschwellung,

Pneumonie nach Inhalation als primäre Manifestation,

aber auch bei allen anderen Formen der Tularämie als

Komplikation in Folge der Streuung des Erregers in die Lunge.

� Typhoidal

Schwere systemische Erkrankung ohne bekannte Eintrittspforte,

akuter Beginn, hohes Fieber, Kraftlosigkeit, Kopfschmerzen,

Myalgien, neurologische Symptome, aber ohne lokale Läsionen

wie Hautulzera oder Lymphadenitis

Respiratorische und typhoidale Tularämie


Therapie

� Umgehende Therapie zur Vermeidung schwerer Krankheitsverläufe und Komplikationen

� Therapie in Abhängigkeit vom klinischen Bild

Bei rechtzeitiger Therapie gibt es kaum Todesfälle

Pulmonale Infektion mit Subspezies tularensis unbehandelt 30-60% Letalität


PEP

PEP

www.rki.de/stakob-stellungnahmen

Prophylaxe

� Vermeidung des ungeschützten Kontaktes mit kranken und toten

Wildtieren, insbesondere Hasen und Kaninchen; auffällige Tiere den

Behörden melden

� Beim Abbalgen Handschuhe tragen

� Fleisch von Hasen und Kaninchen gut durchgaren

� Bei zu erwartender Aerosolentwicklung Atemschutzmaske

(FFP2/FFP3) tragen

� In Gebieten mit bekannter Tularämie Trinkwasser abkochen

� Kontakt mit durch Tierkadaver kontaminiertem Wasser vermeiden

� Regeln der Haushalts- und Händehygiene strikt einhalten


Tularämie

in Europa

Quelle: Maurin & Gyuranecz, Lancet Infect Dis, 2016

Ausbrüche in Skandinavien,Südeuropa, Osteuropa

Beispielhafte Ausbrüche:• 2000/2002:

ca. 600 Fälle im Kosovo• 2003:

823 Fälle in Finnland698 Fälle in Schweden

• 2014/2015: > 200 Fälle im Kosovo

• 2015: > 800 Fälle in Schweden


Tularämie in Europa

Diagramm: Anzahl der humanen Fälle pro Jahr gemeldet an ECDC und WHO von 1992 bis 2012. Nicht alle Länder haben gemeldet.

Quelle: Hestvik et al., Epidemiol Infect, 2015

1992-2012: 18343 gemeldete humane Fälledavon 25% Schweden

22% Finnland13% Türkei9% Tschechische Republik9% Ungarn


Tularämie in Deutschland

SurvStat: 196 Fälle von 2006-2015

- Detektion in Blutkulturen- 2 Fälle von respiratorischer Form- 40% mit Bezug zu Hasenartigen- 1 Fall mit Bezug zum ZeckenbissLübbert et al, Dtsch Med Wochenschr, 2009

- 1 Fall mit Bezug zum Mückenstich- Importierte Fälle

54

23

6

20

1 5 5 7

2314 14

1

15

17

1

2017

11

31

1720

22 23

34


Tularämie in Deutschland

Cross-sectional Studien 1998-2002- Serum Sammlung Bundeswehr Institut für Mikrobiologie- Bundes-Gesundheitssurvey Robert-Koch-Institut

Positive Seren sind über ganz Deutschland verteilt.

Anzahl Positiv Detektionsrate (ELISA, Westernblot)

9159 20 0,2%

Grobe Abschätzung: Bis zu 6 x 103 Personen pro Jahr über die letzten 20 Jahre infiziert.


Geographische Präsentation

� Tularämie Ausbruch in Weißbüschelaffen(Callitrix jacchus), 2004(Sennickerode nähe Göttingen, Niedersachsen)

5 / 62 verendet

� Tularämie Fälle bei Jägern, 2005 (Darmstadt-Dieburg, Hessen)

9 Erkrankte / 39 Teilnehmern

� Sera von Jägern (n = 313), Regionen in NRW und Hessen 6 positive (1,9%)(Jenzora et al., FEMS Immunol MedMicrobiol, 2008)

Nördliches Brandenburg?

Alt, wenig aktiv

Alt, aktiv

Neu?


Seroprävalenz der Tularämie in Tierpopulationen


Brandenburg-Berlin:- Serologie in Füchsen in einer nichtuntersuchten Region

Cooperation: Landeslabor Brandenburg in Frankfurt (O): C. Schulze, P. Kutzer and Robert Koch-Institut, ZBS 2

- Serologie in Zootieren(Kuehn et al., Epidemiol Infect, 2013)

Serologische Untersuchung von Wildtieren in Berlin-Brandenburg auf Tularämie-Antikörper

Resultate: ELISA und Westernblot Antikörpernachweis

101 2211353Total

7,56 (0,4%)6 (0,4%)80 Wildschwein (Sus scrofa)

6,722 (1,6%)44 (3,2%)345Marderhund

(Nyctereutes procyonoides)

7,873 (5,4%)171 (13%)928Fuchs (Vulpes vulpes)

Seroprä-valenz (%)

Westernblotpositiv

(n)

ELISA positiv

(n)

Tiere(n)Spezies

7,5

Isolate von:


Untersuchung von Zootierseren auf Tularämie-Antikörper

-

Zoo Berlin: Flusspferd (Hippopotamus amphibius) positiv (B)

Resultate ELISA und Westernblot Antikörpernachweis

3 (0,3%)41 (3,7%)1122Total

0,61 (0,09%)9 (0,9%)165Andere Spezies

0,22 (0,2%)32 (2,8%)957Zoo Huftiere

Seroprä-valenz (%)

Westernblotpositiv (n)

ELISA positiv (n)Tiere (n)

Spezies

0,3


1 = 20012 = 20033 = 20044 = 2006

An Tularämie verendeter Biber in Berlin-Brandenburg

Habitat eines toten Bibers in Brandenburg, 2012

Proben PCR IsolateOrgane- Milz pos pos- Lymphknoten pos neg- Leber grenzwertig neg- Ureter grenzwertig neg- Darm neg neg- Niere pos neg- Lunge pos posUmwelt- Water pos neg


Quelle: Schulze et. al., Epidemiol Infect, 2016

Starke Nekrose des linken parotidialen Lymphknoten

Diagnostik - Anzucht

� Proben für den Erregernachweis vor antibiotischen Therapie abnehmen

� Anzucht auf cystein- oder cystinangereicherten, bluthaltigen Nährmedien (Herz-Cystein-Blutagar, Schokoagar) aus Blut, Gewebeproben (Leber, Milz), Abstrichen

� Isolate sollten aus dem Routinelabor zur weiteren Charakterisierung an Speziallaboratorien übergeben.

� Antibiotikaresistenztestung und Subtypisierung in Speziallaboratorien

Keimzahldynamik in verschiedenen Medien, Biberisolat

Wiedergefunden “Medium T”: N.V. Pavlovich and B.N. Mishankinpublished in “Antibiotiki i Medicinskaja Biotechnologija”, 1987, 2, 133-137


Molekulargenetische Diagnostik

DNA-Sequenz: > 95 % Identität zwischen den Subsp.

16S rRNA Gen: 99,8 % Identität zwischen den Subsp.

⇒ geringe genomische Variation


Multiplex Real time-PCRfopA, tul4, Amplifikationskontrolle: KOMANachweisgrenze: 10 Kopien

Identifizierung der Subspezies - RD1(Broekhuijsen et al., 2003)

925

1489188226903472

λ DNA/Eco130I

[bp]

Was

ser

F. t. ssp. tularensis (Jellison Typ A) 1522 bpF. t. ssp. holarctica (Jellsion Typ B) 924 bpF. t. ssp. mediasiatica 1453 bpF. t. ssp. novicida 3322 bp /

kein Amplifikat

Genotypisierung

� PFGE: Pulsfeld-Gelelektrophorese

� MLVA: Multiple-locus variable-number tandem repeat analysis

� MLST: Multilocus sequence typing

� SNP: Single nucleotide polymorphism analyses

� WGS: Whole genome analyses

Quelle: Vogler AJ et al. Phylogeography of F. tularensis: global expansion of a highly fit clone. J Bacteriol, 2009.

Quelle: Wahab T et al., PLoS One, 2014


Serologie

2 164 328 64 1282565121024 4096

2048 Titer (n-1)

Positive control-serum

Negative control-serum

UnknownSerum (pos)

UnknownSerum (neg)

Cut-off: > 1:16

Antikörpernachweis

Antigennachweis

Ko IgGIgA IgMpoly Ko

1:500 log3 bis 1:106

ELISA MikroagglutinationstestWesternblot

Lateral Flow AssayLFA

ABICAP


Meldepflicht für Tularämie

Klinisches Bild

Epidemiologische BestätigungEpidemiologische Bestätigung, definiert als mindestens einer der drei folgenden Nachweise unter Berücksichtigung der Inkubationszeit:

− epidemiologischer Zusammenhang mit einer labordiagnostisch nachgewiesenen Infektion beim Menschen durch gemeinsame Expositionsquelle (z.B. Tierkontakt , Lebensmittel ),

− Kontakt mit einem labordiagnostisch nachgewiesen infizierten Tier oder seinen Ausscheidungen, oder Verzehr seiner Produkte,

− Verzehr eines Lebensmittels (inkl. Trinkwasser), in dessen Resten Francisella tularensis labordiagnostisch nachgewiesen wurde.

Inkubationszeit ca. 1 – 21 Tage, gewöhnlich 3 – 5 Tage.

Labordiagnostischer NachweisPositiver Befund mit mindestens einer der vier folgenden Methoden:

[direkter Erregernachweis:]

− Antigennachweis (z.B. ELISA, IFT),− Erregerisolierung (kulturell),− Nukleinsäurenachweis (z.B. PCR),

− [indirekter (serologischer) Nachweis:]

− Antikörpernachweis (deutliche Änderung zwischen zwei Proben oder einzelner deutlich erhöhter Wert; z.B. ELISA, IFT).


Ansprechpartner

Konsiliarlabor für Tularämie (Humanbereich, seit 201 5)

Robert Koch-Institut, Zentrum für Biologische Gefahren und Spezielle PathogeneZBS 2 – Hochpathogene mikrobielle ErregerSeestr. 1013353 BerlinTelefon: 0 30 18754 -2100Fax: 0 30 18754 -2110Leitung: Prof. Dr. med. Roland Grunow ([email protected])Vertretung: Dr. Daniela Jacob ([email protected]), PD Dr. Klaus Heuner ([email protected])

Nationales Referenzlabor für Tularämie (Veterinärbe reich)Friedrich-Loeffler-InstitutNaumburger Str. 96a07743 JenaTelefon: 03641 804 - 2243 Fax: +49 3641 804 - 2228Leitung: PD Dr. Herbert Tomaso ([email protected])

http://www.rki.de/DE/Content/Infekt/NRZ/Konsiliar/Tularaemie/Tularaemie_node.html


Leistungsangebot des Konsiliarlabors (Humanbereich)

� Durchführung von akkreditierter Labordiagnostik (Anzucht, PCR, Antikörpernachweis) in klinischen und tierischen Untersuchungsmaterialien sowie Erregernachweis in Umweltproben.

� Beratung zu Untersuchungsproben und deren Versand. � Unterstützung bei der Identifizierung von Infektionsquellen und

Ausbruchsuntersuchungen. � Anzucht und Charakterisierung von F. tularensis, einschließlich Resistenzbestimmung,

unter besonderen Schutzbedingungen bis zur Schutzstufe S3. � Typisierung von F. tularensis und Abgrenzung der verschiedenen Subspezies und

Francisella-Spezies mit molekulargenetischen Methoden. � Identifizierung und Charakterisierung neuartiger Francisella-Spezies. � Beratung zur Untersuchungen von Proben mit Verdacht auf Bioterrorismus. � Unterstützung von Qualitätssicherungsmaßnahmen in der Diagnostik

Die Einsendung von Untersuchungsproben muss mit dem Labor abgesprochenwerden. Darüber hinaus ist die Einrichtung an der Erweiterung ihrer Stammsammlung interessiert, deshalb ist die Übersendung von relevanten Stämmen willkommen.


Tularämie - Zusammenfassung

� Selten in Deutschland

� Epidemiologische Untersuchungen notwendig

� Diagnostik mit modernen immunologischen und

molekularbiologischen Verfahren möglich

� Aufklärung der Mechanismen der Erreger-Wirt-

Wechselbeziehungen ist Gegenstand internationaler Forschung


Danksagung

� Team ZBS 2

� Den vielen weiteren Kooperationspartnern

Danke für Ihre Aufmerksamkeit!

Historische Daten zum Vorkommen der Tularämie

Vorkommen der Tularämie beim Menschen und bei Nagern in Europa 1920-1950Ref: Jusatz HJ Zweiter Bericht über das Vordringen der Tularämie nach Mittel- und Westeuropa in der Gegenwart, Zeitschr. f. Hygiene, 1952, 134, 350-374

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