CHEMISCHES GRUNDPRAKTIKUM

FÜR DEN STUDIENGANG

BACHELOR BIOLOGIE

Termin 1: 03.09.2012 bis 14.09.2012

Vorbesprechung/Sicherheits- 31.08.2012, 09.00-10.30 Uhr, Walsroder HS

belehrung/Platzübernahme: Praktikum, Saal 1 (1. Etage, ACI)

Laborputz und Platzabgabe 14.09.2012, 08.00-10.00 Uhr

Seminartermine 17. und 18.09.2012, 09.00-16.00 Uhr Walsroder HS

Termin 2: 17.09.2012 bis 28.09.2012

Vorbesprechung/Sicherheits- 14.09.2012, 09.00-10.30 Uhr, Walsroder HS

belehrung/Platzübernahme: Praktikum, Saal 1 (1. Etage, ACI)

Laborputz und Platzabgabe 28.09.2012, 09.00-11.00 Uhr

Seminartermine 01 und 02.10.2012, 09.00-16.00 Uhr Walsroder HS

Die Teilnahme an der Vorbesprechung ist Voraussetzung für die Zulassung zum Praktikum!

INSTITUT FÜR LEBENSMITTELCHEMIE

Leibniz UNIVERSITÄT HANNOVER

Prof. Dr. R. G. Berger

Praktikumsleiter: PD Dr. U. Krings

+49-511-762-4583

+49-511-762-4547

krings@lci.uni-hannover.de

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Praktikumszeiten: 8 h ct - 1700 h (Laborschluss)

Die Seminartage sind verpflichtender Bestandteil des Praktikums! Abwesenheit vom Seminar

führt zu Aberkennung der Praktikumsleistungen!

Mitzubringen zum Praktikum sind:

Laborkittel, 2 Vorhängeschlösser, Kladde DIN A4 (als Protokollheft), Rolle Küchenpa-

pier, wasserfester Stift (Edding), Spülmittel (Spüli), Putzsachen

ALLGEMEINER HINWEIS

Das Praktikumsskript ist vor Beginn des Praktikums durchzuarbeiten! Dies betrifft v. a. die

allgemeinen Hinweise und den allgemeinen Teil (Punkt 0 und Punkte 1.1 und 1.2 im Prak-

tikumsskript). Die Vorbereitung wird durch Kolloquien überprüft. Unterstützend zur Vor-

bereitung wird eines der Lehrbücher aus dem Literaturanhang empfohlen (Punkt 4). Sollte

erkennbar sein, dass ein Student sich nicht ausreichend mit den allgemeinen Hinweisen

auseinandergesetzt hat, erfolgt der Ausschluss vom Praktikum für diesen Tag. Das Kollo-

quium kann am Folgetag wiederholt werden. Bei nochmaligem Nichtbestehen erfolgt Aus-

schluss vom gesamten Praktikum.

Zu den einzelnen Versuchen sind Vorprotokolle anzufertigen! Diese müssen vorab angefer-

tigt werden (Kladde DIN A4) und sind am Tag der Versuchsdurchführung den Assistenten

oder dem Praktikumsleiter vorzulegen. Über den Inhalt des Vorprotokolls wird ein Kollo-

quium abgehalten. Bezüglich des Inhalts der Vorprotokolle siehe Punkt 0.3. Sollte sich aus

dem Vorprotokoll und dem Kolloquium ergeben, dass der Student sich auf die jeweiligen

Versuche nicht ausreichend vorbereitet hat, erfolgt für diesen Tag Ausschluss vom Prakti-

kum. Im Wiederholungsfalle erfolgt Ausschluss vom kompletten Praktikum.

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Inhalt

Allgemeiner Hinweis ........................................................................................................................................ 2

0 Allgemeine Hinweise ..................................................................................................................................... 6

0.1 Sicherheit im Labor ........................................................................................................................................ 6

0.1.1 Zugang zu den einschlägigen Informationen ......................................................................................... 7

0.1.2 Allgemeine Sicherheitseinrichtungen .................................................................................................... 7

0.1.3 Persönliche Schutzausrüstung und Hygiene .......................................................................................... 7

0.2 Entsorgung von Laborabfällen ...................................................................................................................... 9

0.3 Versuchsvorbereitung und Protokolle ........................................................................................................... 9

1 Allgemeiner und anorganisch-chemischer Praktikumsteil ........................................................................... 11

1.1 Allgemeine Einführung in ein chemisches Labor ......................................................................................... 11

1.1.1 Messen ................................................................................................................................................. 11

1.1.1.1 Massen ........................................................................................................................................... 11

1.1.1.1.1 Waagen .................................................................................................................................... 11

1.1.1.2 Volumina ........................................................................................................................................ 11

1.1.1.2.1 Messkolben .............................................................................................................................. 11

1.1.1.2.2 Vollpipette - Peleusball ............................................................................................................ 12

1.1.1.2.3 Kolbenhubpipette .................................................................................................................... 12

1.1.1.2.4 Bürette ..................................................................................................................................... 13

1.1.2 pH-Messstation, UV-VIS-Spektrometrie, Aufbau eines Fotometers, Fluoreszenz ............................... 13

1.1.2.1 Einstabmesskette ("Glaselektrode"), pH-Elektrode, pH-Meter .................................................... 13

1.1.2.2 Puffersysteme ................................................................................................................................ 14

1.1.2.3 UV-VIS-Spektrometrie, Aufbau eines Fotometers, Fluoreszenz .................................................... 15

1.1.3 Umgehen mit Vakuum (Trocknen) ....................................................................................................... 16

1.1.3.1 Exsikkator ....................................................................................................................................... 16

1.1.3.2 Trocknen ........................................................................................................................................ 16

1.1.3.3 Rotationsverdampfer ..................................................................................................................... 16

1.1.4 Umkristallisieren, Fällen, Lösen, Destillieren ....................................................................................... 18

1.1.4.1 Umkristallisieren ............................................................................................................................ 18

1.1.4.2 Fällen, Lösen .................................................................................................................................. 19

1.1.4.3 Destillieren ..................................................................................................................................... 22

1.1.5 Extrahieren ........................................................................................................................................... 23

1.1.5.1 Extraktion von Flüssigkeiten .......................................................................................................... 23

1.1.5.2 Soxhlet ........................................................................................................................................... 24

1.1.6 Polarimetrie, Refraktometrie ............................................................................................................... 25

1.1.6.1 Polarimeter/Polarimetrie ............................................................................................................... 25

1.1.6.2 Refraktometrie (Brechungsindex) .................................................................................................. 27

1.1.7 Chromatografie, Infrarotspektrometrie ............................................................................................... 27

1.1.7.1 Dünnschichtchromatografie (DC) .................................................................................................. 27

Wahl des Laufmittels............................................................................................................................... 27

Auftragung des Substanzgemisches ........................................................................................................ 28

Entwicklung des Chromatogramms ........................................................................................................ 28

Identifizierung der Substanzflecken ........................................................................................................ 29

Sprühreagentien für bestimmte Verbindungsklassen ............................................................................ 29

Unspezifische Sprühreagentien .............................................................................................................. 30

Auswertung und Dokumentation............................................................................................................ 30

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1.1.7.2 Säulenchromatographie (SC) – Gaschromatographie (GC) ............................................................ 31

Die Chromatographiesäule ..................................................................................................................... 31

Gaschromatographie .............................................................................................................................. 31

1.1.7.3 IR-Spektroskopie ............................................................................................................................ 32

Probenbereitung - Flüssigkeiten ............................................................................................................. 32

Feste Substanzen – Pressling-Technik ..................................................................................................... 32

Interpretation von IR-Spektren ............................................................................................................... 32

1.2 Prinzipielle Anmerkungen zum Arbeiten im chemischen Labor ................................................................... 33

1.2.1 Vorbereitung ........................................................................................................................................ 33

1.2.2 Zeitplanung .......................................................................................................................................... 33

1.2.3 Mehrfachbestimmungen...................................................................................................................... 33

1.2.4 Blindwert .............................................................................................................................................. 33

1.2.5 Vergleich............................................................................................................................................... 33

1.2.6 Kalibrierfunktion .................................................................................................................................. 34

1.3 Praktische Versuche .................................................................................................................................... 34

1.3.1 Maßanalyse .......................................................................................................................................... 34

1.3.1.1 Herstellung von Maßlösungen und Faktorbestimmung ................................................................ 34

1.3.1.1.1 Natronlauge, c = 0,1 mol L-1

(0,1 N-Lösung) ............................................................................ 34

1.3.1.1.2 Natriumthiosulfat-Lösung, c = 0,1 mol L

-1 (0,1 N-Lösung) ....................................................... 35

1.3.1.1.3 Kaliumpermanganat-Lösung, c = 0,02 mol L

-1 (0,1 N-Lösung) ................................................. 35

1.3.2 Titrationen ............................................................................................................................................ 36

1.3.2.1 Säure-Base-Titration mit Farbindikatoren ..................................................................................... 36

1.3.2.2 Potentiometrische Säure-Base-Titration ....................................................................................... 37

1.3.2.3 Manganometrische Nitrit-Bestimmung ......................................................................................... 37

1.3.2.4 Jodometrische Kupfer-Bestimmung .............................................................................................. 38

1.3.3 Gruppenversuche ................................................................................................................................. 39

1.3.3.1 Komplexometrische Magnesiumbestimmung mit EDTA ............................................................... 39

1.3.3.2 Komplexometrische Sulfatbestimmung ......................................................................................... 40

2 Organisch-chemischer und biochemischer Praktikumsteil ........................................................................... 41

2.1 Naturstoffanalytik (Gruppenversuche) ........................................................................................................ 41

2.1.1 Aminosäuren/Proteine ......................................................................................................................... 41

2.1.1.1 Autoxidation von Cystein in Gegenwart von Eisen-(III)-chlorid ..................................................... 41

2.1.1.2 Nachweis von Aminosäuren mit Ninhydrin ................................................................................... 42

2.1.1.3 Proteinbestimmung nach Lowry .................................................................................................... 42

2.1.2 Kohlenhydrate ...................................................................................................................................... 43

2.1.2.1 Optischer Drehwert kohlenhydrathaltiger Lösungen .................................................................... 43

2.1.2.2 Inversion von Saccharose............................................................................................................... 44

2.1.2.3 Konzentrationsbestimmung kohlenhydrathaltiger Lösungen ....................................................... 44

2.1.3 Natürliche Farbstoffe ........................................................................................................................... 45

2.1.3.1 Isolierung von Chlorophyll aus Spinat (o. Ä.) ................................................................................. 45

2.1.4 Lipide .................................................................................................................................................... 47

2.1.4.1 Extraktion der Gesamtlipide aus verschiedenen Matrices ............................................................ 47

2.1.4.2 Charakterisierung der Lipidphase mittels GC ................................................................................ 48

2.2 Synthesen .................................................................................................................................................... 49

2.2.1 Darstellung von Carbonsäureestern .................................................................................................... 49

2.2.1.1 Säurekatalysierte Veresterung von Carbonsäuren ........................................................................ 49

2.2.1.2 Estersynthese: ................................................................................................................................ 50

a) azeotrope Destillation............................................................................................................................ 50

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b) Umesterung ........................................................................................................................................... 50

2.2.1.3 Veresterung von Carbonsäuren mit Hilfe von Essigsäureanhydrid ............................................... 51

2.2.2 C-C-Knüpfungen - Aldolreaktionen ...................................................................................................... 52

2.2.2.1 Aldolisierung aliphatischer Aldehyde ............................................................................................ 52

2.2.2.2 Aldolisierung aliphatischer Aldehyde mit Ketonen ........................................................................ 53

2.2.2.3 Darstellung von Zimtsäure, Perkinsche Synthese .......................................................................... 53

2.2.2.4 Durchführung der Knoevenagel-Doebner-Kondensation .............................................................. 54

2.2.2.5 Darstellung von 4-Methyl-7-hydroxy-cumarin .............................................................................. 54

2.2.3 Redoxreaktionen .................................................................................................................................. 55

2.2.3.1 Braunstein-Oxidation von 3-Phenylprop-2-en-1-ol (Zimtalkohol) ................................................. 55

2.2.3.2 Darstellung von Nicotinsäure aus 8-Hydroxychinolin .................................................................... 55

2.2.3.3 Darstellung von Cyclohexen aus Cyclohexanol .............................................................................. 56

2.2.3.4 Darstellung von Cyclohexan-1,2-diol aus Cyclohexen ................................................................... 56

2.2.3.5 Reduktionen mit Natriumborhydrid .............................................................................................. 57

2.2.3.6 Cannizzaro-Reaktion des Benzaldehyds ......................................................................................... 57

2.2.4 Dehydratisierungen / Eliminierungen .................................................................................................. 58

2.2.4.1 Dehydratisierung von sekundären und tertiären Alkoholen und von Aldoladdukten in Gegenwart

von Säuren in flüssiger Phase .................................................................................................................... 58

2.2.5 Decarboxylierungs- und Carboxylierungsreaktionen ........................................................................... 59

2.2.5.1 Carboxylierung von Phenolen ........................................................................................................ 59

2.2.5.2 Synthese von Indigo ....................................................................................................................... 59

2.2.6 Bildung von Carbonsäureamiden ......................................................................................................... 60

2.2.6.1 Säureamide aus dem Ammoniumsalz ............................................................................................ 60

2.2.6.2 Säureamide aus den entsprechenden Säurechloriden .................................................................. 61

2.2.7 Radikalische Prozesse ........................................................................................................................... 61

2.2.7.1 Radikalische Polymerisation von Styrol ......................................................................................... 61

2.2.8 Nucleophile Substitution am gesättigten Kohlenstoffatom ................................................................. 62

2.2.8.1 Bromierung von primären Alkoholen mit Bromwasserstoffsäure ................................................. 62

2.2.8.2 Phasentransferkatalyse (PTK) zur Darstellung von Benzoesäureestern (Vergleiche 2.2.1.2) ........ 62

2.2.9 Azokupplung, Azofarbstoffe ................................................................................................................. 63

3 Kurzvorträge zum Organisch-chemischen und biochemischen Praktikumsteil (2 Tage) ............................... 64

4 Literatur ...................................................................................................................................................... 64

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0 ALLGEMEINE HINWEISE

0.1 SICHERHEIT IM LABOR

Grundsätzlich muss davon ausgegangen werden, dass alle Chemikalien toxisch sind. Ihre Toxizität hängt aller-dings in einem weiten Bereich von der Konzentration ab. Da nur relativ wenige Chemikalien vollständig auf ihre Toxizität geprüft sind, müssen alle Arbeiten im Labor so durchgeführt werden, dass ein Kontakt mit Chemika-lien weitgehend ausgeschlossen wird. Die spezifischen Gefahren in Laboratorien werden in zwei Klassen eingeteilt:

Gefahren durch fehlerhafte Arbeitsweisen und –techniken (Schnittwunden, Verbrennungen und Ver-brühungen etc.) und

Gefahren, die von Chemikalien (Gefahrstoffe) herrühren. Gefahrstoffe werden nach dem Chemikaliengesetz und der Gefahrstoffverordnung nach ihren Gefährlichkeits-merkmalen in Kategorien eingeteilt und gekennzeichnet. Zur Kennzeichnung gehören die vier nachstehenden Datensätze:

Gefahrenpiktogramme Codierung (mit Kurzbezeichnung) H-Sätze P-Sätze

Die offiziellen Gefahrensymbole (Piktogramme) stellen eine eindeutige und optisch leicht erfassbare Informati-on über die Art der Gefährlichkeit der betreffenden Verbindung dar. Das Gefahrensymbol wird ergänzt durch die entsprechende Gefahrenbezeichnung (siehe Tab.). Die H-Sätze (engl. Hazard Statements) geben Hinweise auf besondere Gefahren, die P-Sätze (engl. Precautionary Statements) geben Hinweise zur Sicherheit. Die H- und P-Sätze sind standardisiert und werden oft als Kürzel angegeben (z.B. H 225 für „Flüssigkeit und Dampf leicht entzündbar“ oder P 210 für „Von Hitze/Funken/offener Flamme/heiße Oberflächen fernhalten – Nicht rauchen“). Alle H- und P-Sätze sind im Aushang aufgelistet.

H/P-SÄTZE DER VERWENDETEN CHEMIKALIEN SIND BESTANDTEIL DES PROTOKOLLS!

Tabelle Gefahrenpiktogramme und –bezeichnungen

Gefahrenpikto-gramm

Codie-rung

Bezeichnung Gefahrenpikto-gramm

Codie-rung

Bezeichnung

GHS01 Gefahr

Explosionsge-fährlich

GSH06 Gefahr

Giftig/ Sehr giftig

GHS02 Gefahr

Leicht-/Hoch- entzündlich

GSH07 Achtung

Gesundheits- gefährdend

GSH03 Gefahr

Brandfördernd

GSH08 Gefahr

Gesundheits-schädlich

GSH04 Achtung

Kompremierte Gase

GSH09 Warnung

Umwelt- gefährdend

GSH05 Gefahr

Ätzend

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0.1.1 ZUGANG ZU DEN EINSCHLÄGIGEN INFORMATIONEN

Informieren Sie sich vor Beginn eines Versuches über die Eigenschaften aller eingesetzten Chemikalien, Inter-mediate und Reaktionsprodukte sowie den fachgerechten Einsatz der Arbeitsmethoden. Hinweise auf das Gefahrenpotential von Chemikalien findet man:

auf Etiketten der Chemikalienpackung und in den Chemikalienkatalogen. auf Wandtafeln mit den Daten der wichtigsten Chemikalien. in Betriebsanweisungen. in Sicherheitsdatenblättern (stellt der Hersteller zur Verfügung).

Meistens können die wichtigsten Informationen auch den Hausdatenbanken oder den WWW-Seiten der Che-mikalienhersteller entnommen werden. Eine sehr gute und umfangreiche Informationsquelle ist die frei zu-gängliche Gefahrstoffdatenbank der Länder (GDL). Vor Beginn eines Versuchs ist sicherzustellen, dass alle be-nötigten Chemikalien in ausreichender Menge zur Verfügung stehen. Darüber hinaus sind Materialien bereitzu-stellen, die der Entsorgung oder Desaktivierung der eingesetzten Chemikalien dienen.

0.1.2 ALLGEMEINE SICHERHEITSEINRICHTUNGEN

Informieren Sie sich über die vorhandenen Sicherheitseinrichtungen: Wo sind die nächsten Brand-melder, Telefone mit Notruf, Feuerlöscher, Löschdecken, Augenduschen, Notduschen, Fluchtwege und Notausstiege?

Die Funktionsfähigkeit der Notduschen und der Augenduschen wird von den Assistenten regelmäßig überprüft. Feuerlöscher müssen auch nach einmaligem Gebrauch zum Nachfüllen gegeben werden.

Sicherheitseinrichtungen müssen stets funktionsfähig und erreichbar sein und dürfen deshalb nicht verstellt oder missbraucht werden.

Defekte Geräte müssen unverzüglich gemeldet werden. Die Fluchtwege sind frei zu halten. Dazu gehören auch die Wege im Labor und im Haus. Stellen Sie

keine Hindernisse in die Fluchtwege, halten sie die Türen der Laborschränke geschlossen. Brandschutztüren sollen im Brandfall die Ausbreitung von Feuer und Rauch verhindern. Deshalb dür-

fen sie auf keinen Fall blockiert werden. Abzüge dienen generell dem Schutz vor Chemikalien (Gase, Dämpfe, Stäube etc.). Sie müssen mit ei-

ner Funktionsanzeige ausgestattet sein. Wenn eine Störung angezeigt wird, darf in diesem Abzug nicht weitergearbeitet werden. Für die einwandfreie Funktion muss der Frontschieber stets so weit wie möglich geschlossen gehalten werden. Eine optimale Absaugwirkung kann nur bei genauer Regelung der Frischluftzufuhr und der abgesaugten Luftmenge erreicht werden. Offene Türen und Fenster wir-ken sich negativ auf den Regelkreis – und damit auf die Absaugwirkung – aus, obwohl der subjektive Eindruck (Zufuhr von Frischluft) täuscht.

Mit Chemikalien, die als sehr giftig, giftig, sensibilisierend, krebserzeugend, fruchtschädigend oder erbgutverändernd gekennzeichnet sind, darf prinzipiell nur im Abzug gearbeitet werden.

0.1.3 PERSÖNLICHE SCHUTZAUSRÜSTUNG UND HYGIENE

Die Kleidung darf nicht aus Kunstfasern bestehen, sie kann im Brandfall schmelzen und dadurch großflächige

Brandwunden verursachen. Überdies besteht die Gefahr der elektrostatischen Aufladung, die zur Zündung

explosionsfähiger Gemische führen kann. Bei Verunreinigung der Kleidung durch Chemikalien muss diese sofort

ausgezogen werden. Über der Kleidung muss ein Labormantel getragen werden. Er ist keine Schutzkleidung im

engeren Sinn, kann aber den Kontakt von Chemikalien mit der Kleidung verhindern oder zumindest verzögern.

Als Material wird Baumwolle empfohlen, der Mantel sollte lang und vorne schließbar sein. Kunstfasern sind –

wie bei der Kleidung (siehe oben) – ungeeignet. Ein mit Chemikalien verunreinigter Mantel muss sofort ausge-

zogen werden und darf erst nach der Reinigung wieder verwendet werden. Labormäntel können auch unbe-

merkt mit Chemikalien kontaminiert sein und dürfen deshalb außerhalb des Laborbereiches nicht getragen

werden. Der Labormantel ist von den Praktikanten selbst mitzubringen – er wird nicht gestellt!

Schuhe müssen geschlossen und trittsicher sein, also keine Sandalen oder hohe Absätze!

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Im Labor ist prinzipiell immer eine Schutzbrille mit seitlichem Spritzschutz oder eine Korbbrille zu tragen.

‚Normale‘ Brillen sind nicht ausreichend. Für Brillenträger gibt es ‚Überbrillen‘, die über der optischen Korrek-

turbrille getragen werden können, besser ist eine eigene Schutzbrille mit geschliffenen Gläsern. Schutzbrillen

dienen nicht nur dem Schutz beim eigenen Experimentieren, auch der Nachbar stellt eine Gefährdung dar!

Kontaktlinsen sollten im Labor vermieden werden. Wenn trotz Schutzbrille eine Chemikalie in das Auge zwi-

schen die Hornhaut und Kontaktlinse gelangt, kann das Spülen des Auges wirkungslos bleiben, das Auge wird

stärker geschädigt. Schutzbrillen werden bereitgestellt!

Handschuhe sollen verhindern, dass die Haut mit Chemikalien in Berührung kommt, die dann vom Körper auf-

genommen werden. Das Material der Handschuhe muss gegenüber den verwendeten Chemikalien beständig

sein, gleichzeitig darf der Tastsinn durch zu dicke Materialstärken nicht eingeschränkt werden, damit die siche-

re Handhabung der Apparaturen und Geräte verhindert wird. Latex ist gut beständig gegenüber Aceton, aber

unbeständig gegenüber Kohlenwasserstoffen, für Nitrilkautschuk ist die Beständigkeit genau umgekehrt. Zu

beachten ist, dass bei längerem Tragen der Handschuhe die Haut durch Schwitzen aufquillt und dadurch das

Eindringen von Chemikalien erleichtert wird. Die Chemikalienbeständigkeit der verschiedenen Handschuhe ist

auf der Verpackung vermerkt und kann den Informationsbroschüren bzw. den Internet- Seiten der Hersteller

entnommen werden. Beim normalen Arbeiten im Labor ist die Dauer und damit auch die Gefahr direkter Haut-

kontakte mit Chemikalien relativ gering.

Beim Umgießen und Umfüllen von Chemikalien sind in der Regel Flüssigkeitstrichter bzw. Pulvertrichter zu

verwenden. Beim Abmessen von Flüssigkeiten empfiehlt sich die Verwendung von Pipetten mit Peleusball oder

Kolbenhub-Pipetten. Waagen, elektrische Geräte (Heizplatten, Heizhauben) oder Messgeräte (z.B. Spektrome-

ter, Refraktometer) müssen nach Benutzung sofort gesäubert werden.

WICHTIG: NIE mit Pipetten o.ä. Lösungen aus den ausstehenden Chemikaliengebinden entnehmen. Immer die

ungefähre Menge in ein Becherglas abfüllen und daraus pipettieren. Reste werden entsorgt, NICHT zurückge-

gossen!!

Kontaminierte Bereiche (z.B. durch Verschütten von Chemikalien) sind sofort gründlichst zu reinigen.

Lange Haare dürfen aus Sicherheitsgründen nicht offen getragen werden.

Vor Beginn der Laborarbeit sollten die Hände mit einer Hautcreme eingerieben werden, für den Chemiebereich

gibt es spezielle Hautschutzpräparate. Diese Cremes sollen vor allem das Entfetten der Haut durch Lösungsmit-

telkontakt verhindern, sie sind auf keinen Fall ein Ersatz für Schutzhandschuhe! Geeignete Hautschutzpräpara-

te und deren Verwendung muss vom Arbeitgeber in einem Hautschutzplan festgelegt werden. Wenn der Ver-

dacht besteht, dass Chemikalien mit der Haut in Berührung kamen, müssen die entsprechenden Hautstellen

sofort mit Wasser und Seife gründlich gereinigt werden. Nach der experimentellen Arbeit sind die Hände zu

waschen. Nach dem Waschen das Eincremen nicht vergessen!

ESSEN UND TRINKEN IM LABOR IST NICHT GESTATTET!

LEBENSMITTEL DÜRFEN NICHT IM LABOR ODER IN DEN LABOR-KÜHLSCHRÄNKEN

AUFBEWAHRT WERDEN!

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0.2 ENTSORGUNG VON LABORABFÄLLEN

Wichtiger Aspekt des Praktikums ist auch wie mit Gefahrstoffen nach deren Gebrauch, ökologisch sinnvoll und

nachhaltig umzugehen ist (Entsorgung). Deshalb sind, nicht nur im Hinblick auf die Sicherheit im Labor, Reakti-

ons- bzw. Destillationsapparaturen grundsätzlich zu beaufsichtigen und exakt zu beschriften (Wer? Welche

Chemikalien? Reaktionsparameter?).

Entsorgung der Chemikalien und Lösungen erfolgt im Rahmen dieses Praktikums getrennt nach:

Nicht-Abwasser gefährdende Stoffe

Organische Lösungsmittel

Organische Lösungsmittel mit Halogenen

Schwermetallhaltige Salze

Weitere: weitere Entsorgungshinweise können den entsprechenden Chemikalienkatalogen

entnommen werden.

Brom wird durch wässrige Sulfit- oder Thiosulfatlösung zu Bromid reduziert. Die Lösung wird in den Sonderab-

fallbehälter für halogenhaltige, wässrige Lösungen gegeben. Die Sulfit- bzw. Thiosulfatlösung muss vor Beginn

des Versuchs in einem großen Becherglas bereitgestellt werden, um alle mit Brom verunreinigten Geräte sofort

reinigen zu können. Auf keinen Fall dürfen Bromreste mit Aceton in Berührung kommen, da sich dabei stark

tränenreizendes Bromaceton bildet.

DIE ENTSPRECHENDEN ENTSORGUNGSMAßNAHMEN FÜR DIE VERWENDETEN

CHEMIKALIEN SIND BESTANDTEIL DES ABZUGEBENDEN PROTOKOLLS.

0.3 VERSUCHSVORBEREITUNG UND PROTOKOLLE

Die Praktikumsvorschrift führt lediglich Basisinformationen zu den Versuchen an. Zur Gewährleistung der Si-

cherheit und zum Verständnis der theoretischen Grundlagen, ist eine intensive Versuchsvorbereitung (Lehrbü-

cher) erforderlich. Diese wird stichprobenartig durch Gespräche (Kolloquien) zu den Versuchen am Arbeitsplatz

überprüft. Mangelhafte Vorbereitung führt zum Ausschluss vom Praktikum an diesem Tag! Das Kolloquium

kann frühestens am Folgetag wiederholt werden. Wiederholte mangelhafte Vorbereitung führt zum endgülti-

gen Ausschluss vom Praktikum!!

Über alle experimentellen Arbeiten, Beobachtungen und Ergebnisse ist ein sorgfältiges Protokoll zu führen.

Dazu dient ein fest gebundenes Heft (Kladde, DIN A4). Entsprechende Literatur zu den theoretischen Grundla-

gen muss einschlägigen Lehrbüchern (siehe 4) entnommen worden sein und mit einer Literaturangabe verse-

hen werden.

Vor dem Versuch muss das Protokoll hinsichtlich folgender Punkte ausgearbeitet sein (Vorprotokoll):

Reaktionsgleichung

Bei Synthesen auch den Reaktionsmechanismus aufzeichnen.

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Benötigte Chemikalien

Inkl. der zu verwendenden Massen und Volumina auflisten. Ggf. Rechenweg hinzufügen.

Durchführung

Fließschema der Durchführung aufzeichnen (Tipp: Tabelle zeichnen und Fließschema in der linken Spalte

eintragen. In der rechten Spalte können die einzelnen Schritte abgehakt bzw. Abweichungen und Be-

obachtungen notiert werden; s. u.)

H-/P-Sätze

Aufschreiben der Nummern genügt. Im Laborbuch sollte jedoch eine Liste aller H-/P-Sätze vorhanden

sein.

Entsorgung

Entsorgung aller verwendeten Chemikalien, inkl. Lösungsmittel und Produkt.

NACH BEENDIGUNG EINES EXPERIMENTES IST AM FOLGETAG DEM ASSISTENTEN DAS PROTOKOLL MIT

FOLGENDEN DATEN VERVOLLSTÄNDIGT AUSZUHÄNDIGEN:

Durchführung

Tatsächliche Durchführung aufschreiben.

(Tipp: Tabelle zeichnen und Fließschema in der linken Spalte eintragen. In der rechten Spalte können die

einzelnen Schritte abgehakt bzw. Abweichungen und Beobachtungen notiert werden; s. o.)

Bei Synthesen wird der Versuchsaufbau vor dem Fließschema eingefügt.

Rohdaten/Ergebnis

Hier sind sämtliche experimentellen Daten wie Einwaagen, Verbrauch an Maßlösung, Verdünnungen,

Chromatogramme, Spektren etc. anzugeben

Das Ergebnis des jeweiligen Versuchs notieren, inkl. bei der Berechnung von Analysenergebnis oder

Ausbeute. Hier muss schlüssig aus den Rohdaten das Ergebnis abgeleitet werden (ggf. mit Struktur-

formeln und Reaktionsgleichungen). Insbesondere sind sämtliche Berechnungen, die zum Ergebnis ge-

führt haben, nachvollziehbar darzustellen!

Bitte die Anzahl der gültigen Stellen bei der Ergebnisangabe beachten!

Spektren, DC-Platten od. ähnliches einkleben. Hier noch keine Diskussion!

Diskussion

Was ist das Versuchsergebnis und wie ist dieses zu bewerten? Fallen beim Vergleich mit literaturbe-

kannten Werten Unterschiede auf? Wie kommen die Unterschiede zustande?

Präparate bzw. Analysenergebnisse müssen innerhalb der Praktikumszeit vorgelegt werden. Den Anforderun-

gen nicht entsprechende Präparate und Analysen müssen wiederholt werden. Unabhängig davon erfolgt die

Bewertung der Versuchsprotokolle. Die Bewertung der beiden Praktikumsteile erfolgt getrennt, es muss in

beiden Teilen eine ausreichende Leistung erbracht werden (Gewichtung von Praktischer Arbeit und Protokoll-

führung etwa 60/40!)

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1 ALLGEMEINER UND ANORGANISCH-CHEMISCHER PRAKTIKUMSTEIL

1.1 ALLGEMEINE EINFÜHRUNG IN EIN CHEMISCHES LABOR

1.1.1 MESSEN

1.1.1.1 MASSEN

1.1.1.1.1 WAAGEN

Vor der Wägung ist anhand der Libelle zu kontrollieren, dass die Waage waagerecht ausgerichtet ist.

Nach der Wägung ist die Waage zu säubern, die Türen der Waage zu schließen und die Waage auszuschalten.

1.1.1.2 VOLUMINA

1.1.1.2.1 MESSKOLBEN

Zu jedem Glassatz gehören fünf 100-mL-Messkolben, von denen vier bei der Platzübernahme bereits

mit Analysenlösung befüllt in der Probenausgabe stehen.

Bevor die Messkolben erneut mit Analysen befüllt werden, achten Sie darauf, dass sie sauber sind

(spülen mit Leitungswasser und mehrmals mit dest. Wasser).

Der Messkolben kann ruhig nass sein, darf aber keine Reste einer alten Analyse mehr enthalten. Der

Stopfen ist stets aufzusetzen.

Zwei Analysen erhalten sie gleich, weitere wenn richtige Ergebnisse abgegeben wurden.

Auffüllen des Messkolbens

Jede Analysenprobe im Messkolben ist mit dest. Wasser aufzufüllen! Dies ergibt die Probelösung aus der

Aliquots zur Bestimmung entnommen werden. Ansonsten ist eine korrekte Berechnung des Ergebnisses nicht

möglich‼

Mit der Spritzflasche wird zunächst bis kurz unter die Eichmarke aufgefüllt, mit Hilfe einer Pipette bis genau

zum unteren Meniskus. Beim Einstellen müssen die Augen auf der gleichen Höhe wie der Flüssigkeitsspiegel

sein (sonst Ablesefehler).

Stopfen aufsetzen und mehrere Male zur guten Durchmischung der Lösungen schütteln (Fehlerquelle!).

Zu hoch aufgefüllt: Neue Analyse geben lassen.

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1.1.1.2.2 VOLLPIPETTE - PELEUSBALL

Für jeden Messwert ist mit der 20-mL-Vollpipette eine Probe aus dem Messkolben zu entnehmen. Eine trocke-

ne Pipette kann direkt mit der Analysenlösung befüllt werden. Feuchte Pipetten hingegen müssen zunächst mit

der zu pipettierenden Lösung gespült werden, weil man sonst einen Verdünnungseffekt erhält.

Zur Probennahme ist der untere Meniskus des Flüssigkeitsspiegels mit der Eichmarke zur Deckung zu bringen.

Es gibt mehrere Möglichkeiten zum Pipettieren:

Lösung mit dem Peleusball über den Eichstrich ansaugen, Peleusball entfernen, Lösung mit dem Zeige-

finger halten, Pipette außen abwischen, unteren Meniskus der Flüssigkeit auf die Eichmarke einstellen,

Pipetteninhalt ablassen. Dabei muss die Pipettenspitze gegen die Glaswandung gehalten werden.

Lösung mit Peleusball über die Eichmarke ansaugen, Pipette außen abwischen, unteren Meniskus der

Flüssigkeit auf die Eichmarke einstellen, Pipetteninhalt mit Hilfe des Peleusballs ablassen.

Die erste Möglichkeit ist zu bevorzugen, wenn der Peleusball schon älter ist und die Flüssigkeit nicht mehr gut

hält.

Anmerkung:

Eine Pipette ist ein geeichtes Messinstrument, sie darf nicht übermäßig erwärmt werden (das Glas würde sich

ausdehnen und das Volumen ändern).

Die im Praktikum verwendeten Pipetten sind auf Auslauf geeicht. Bei Ablassen der Flüssigkeit verbleibt ein

kleiner Rest in der Pipette, der bei der Eichung schon mit eingerechnet worden ist. Die verbleibende Flüssigkeit

darf also nicht ausgeblasen oder ausgeschüttelt werden!

Peleusball

Er dient zum Ansaugen von Flüssigkeiten in eine Pipette. Beim Gebrauch bitte folgendes beachten:

Die Pipette nicht zu weit in den Ball stecken, die angesaugte Flüssigkeit nicht in den Ball saugen.

Wird der Ball nicht benutzt, sollte er immer mit Luft gefüllt sein.

Ist doch Flüssigkeit in den Ball gekommen, mehrfach von innen mit Wasser spülen, häufig zusammen-

drücken und schließlich trocknen lassen.

Den ausgedrückten Peleusball bei Nichtbenutzung nicht auf der Pipette belassen und auf den Tisch le-

gen (Peleusball saugt sich voll Lösung). Peleusball abnehmen und mit Luft füllen!

1.1.1.2.3 KOLBENHUBPIPETTE

Kolbenhubpipetten (Volumendosiergeräte) sind Pipettiergeräte (z.B. Pipetten von Eppendorf, Dispensetten,

Multipetten), deren Volumen fest eingestellt wird und in die Berechnung von Ergebnissen eingeht. Zur Benut-

zung ist folgendes zu beachten:

Das gewünschte Volumen darf nur in dem für die Pipetten angegebenen Bereich eingestellt werden.

Z.B. darf an der Pipette „Eppendorf Reference“ 100 µL – 1000 µL nur ein Volumen von 100 µL – 1000

µL eingestellt werden. Das Einstellen von Volumina außerhalb der angegeben Bereiche führt zu me-

chanischen Veränderungen in der Pipette und somit zu Ungenauigkeiten bei allen weiteren Dosierun-

gen.

Beim Pipettieren ist darauf zu achten, dass keine Flüssigkeit in die Pipette gelangt.

Verschmutzungen sind sofort und nach dem Verursacherprinzip zu beseitigen.

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1.1.1.2.4 BÜRETTE

Als geeichtes Messinstrument sollte auch sie nicht erwärmt werden. Nicht im Trockenschrank trocknen lassen

und nicht mit heißen Flüssigkeiten behandeln (das Glas würde sich ausdehnen und das Volumen ändern).

Achten Sie darauf, dass der Schliff am Auslasshahn leicht gefettet ist!

In eine trockene Bürette kann die Maßlösung direkt eingefüllt werden. Ist die Bürette feucht, muss sie mehr-

fach mit der Maßlösung vorgespült werden, sonst tritt ein Verdünnungsfehler auf. Zum Einfüllen der Maßlö-

sung in die Bürette wird ein Trichter benutzt. Er ist nach dem Füllen der Bürette abzunehmen, da sonst noch

Flüssigkeit nachläuft und das Ergebnis verfälscht.

Einstellen des Nullpunkts:

Beim Einstellen und Ablesen müssen die Augen auf der gleichen Höhe sein

wie der Flüssigkeitsspiegel (sonst Ablesefehler). Nach der Titration muss mit

dem Ablesen des Verbrauchs ca. 1 min. gewartet werden, da die Maßlösung

in der Bürette noch etwas nachläuft. Der blaue Schellbachstreifen in der

Bürettenskala erleichtert das genaue Ablesen.

Die Maßlösung nicht über Nacht in der Bürette aufbewahren: Wasser ver-

dunstet und CO2 wird absorbiert, der Faktor der Maßlösung ändert sich.

Abends wird die Bürette entleert und gut mit dest. Wasser gespült und über Kopf aufgehängt. Wird der Hahn

über Nacht offen gelassen, ist die Bürette am nächsten Morgen trocken.

Vor dem Befüllen den Hahn wieder schließen!!

1.1.2 pH-MESSSTATION, UV-VIS-SPEKTROMETRIE, AUFBAU EINES FOTOMETERS,

FLUORESZENZ

1.1.2.1 EINSTABMESSKETTE ("GLASELEKTRODE"), pH-ELEKTRODE, pH-METER

Die pH-Elektrode ist eine Indikator-Elektrode zur Bestimmung der Wasserstoff-Ionenkonzentration (-aktivität;

pH-Wert) in Lösungen. Die pH-Elektrode besteht aus einem dünnwandigen Glaskörper, in dessen Innerem sich

die Bezugselektrode einer galvanischen Kette (bestehend aus KCl-Puffer u. einem mit Ag/AgCl überzogenen

Platin-Draht) befindet. Beim Eintauchen dieser sogenannten "Einstabmesskette" in eine wässrige Lösung stellt

sich am Glaskörper ein Grenzflächenpotential ein, das gemäß der Nernstschen Gleichung von der Aktivität der

Wasserstoff-Ionen in der Lösung abhängig ist. Im Idealfall steht die Elektroden-Spannung in einem linearen

Zusammenhang mit dem pH-Wert, mit einer Steigung der Geraden von −59,15 mVolt pro pH-Einheit (bei 25°C).

Bei realen Messketten weicht die Steilheit dieser Kennlinie von der idealen Linie ab u.a. der Nullpunkt liegt

meist nicht exakt beim pH-Wert des Innenpuffers (s. Abb.).

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Abb.: Ideale u. reale Kennlinie einer pH-Messkette.

Abb.: pH-Elektrode

Daher sind in den pH-Metern Möglichkeiten zur Kalibrierung von Nullpunkt u. Steilheit mit Hilfe von Standard-

u. Eichpuffern vorgesehen. Zusätzlich verfügen die meisten pH-Meter über eine Temperaturkompensation.

Die pH-Elektrode ist mit dem pH-Meter verbunden. Die Messwerte werden wahlweise als pH-Werte oder

Spannungen in Millivolt angezeigt. Zu beachten ist, dass die Elektrode:

nie austrocknet, also in Wasser oder Elektrolytlösung eintaucht (zur längeren Aufbewahrung

wird verdünnte Kaliumchloridlösung verwendet),

vor und nach der Kalibrierung bzw. vor und nach der Messung gründlich mit dest. Wasser ge-

spült wird,

zur Kalibrierung nicht direkt in die Vorratsflasche mit Pufferlösung getaucht (Gefahr der Verun-

reinigung!), sondern ein Becherglas dafür verwendet wird.

1.1.2.2 PUFFERSYSTEME

Protonenübertragungen in wässrigen Lösungen verändern den pH-Wert. Dieser wiederum beeinflusst die Kon-

zentrationen konjugierter Säure/Base-Paare.

Die Henderson-Hasselbalch-Gleichung (Puffergleichung) gibt diesen Sachverhalt wieder (Herleitung in der Vor-

lesung).

Berechnet man mit dieser Gleichung für bestimmte pH-Werte die prozentualen Verhältnisse an Säure und

korrespondierender Base (HA/A–) und stellt diese graphisch dar, entstehen Kurven, die als Pufferungskurven

bezeichnet

Enthält die Lösung eine Säure und ihr Salz bzw. eine Base und ihr Salz in etwa gleichen Konzentrationen, so

bleibt der pH-Wert bei Zugaben von Säure bzw. Base in einem bestimmten Bereich, dem Pufferbereich des

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Systems, nahezu konstant. Lösungen mit diesen Eigenschaften heißen Pufferlösungen, Puffersysteme oder

Puffer. Eine Pufferlösung besteht aus einer schwachen Brønsted-Säure (-Base) und der korrespondierenden

Base (bzw. korrespondierenden Säure). Sie vermag je nach der Stärke der gewählten Säure bzw. Base die Lö-

sung in einem ganz bestimmten Bereich (Pufferbereich) gegen Säure- bzw. Basezusatz zu puffern. Ein günstiger

Pufferungsbereich erstreckt sich über etwa je einen pH-Wert auf beiden Seiten des pKS-Wertes der zugrunde

liegenden schwachen Säure. Eine Pufferlösung hat die Pufferkapazität 1, wenn der Zusatz von ceq = 1 mol Säure

oder Base zu einem Liter Pufferlösung den pH-Wert um 1 Einheit ändert. Maximale Pufferkapazität erhält man

für ein molares Verhältnis von Säure zu Salz von 1 : 1.

1.1.2.3 UV-VIS-SPEKTROMETRIE, AUFBAU EINES FOTOMETERS, FLUORESZENZ

In den meisten Fällen werden Spektralfotometer verwendet, die den UV- und den VIS (visuellen)-Bereich abde-

cken (siehe Abb).

Abb: Ausschnitt aus dem elektromagnetischen Spektrum mit UV/Vis/NIR-Bereich

Da aber eine Lichtquelle den ganzen Bereich nicht abdecken kann, muss das Gerät mit zwei Lampen, einer

Wolfram- (W, 400-800 nm) und einer Deuterium-Lampe (D2, 200-400 nm), ausgestattet sein. Je nach Stellung

eines Spiegels werden entweder die Strahlen der VIS-, der UV-Strahlenquelle oder beide Strahlen in das opti-

sche System eingespeist. Das sogenannte polychromatische Licht wird durch ein drehbares Reflexionsgitter

spektral zerlegt. Durch den Austrittsspalt tritt je nach Drehwinkel Licht einer Wellenlänge (sogenanntes mono-

chromatisches Licht) mit einer Bandbreite von etwa 1 nm aus. In diesem Strahlengang befindet sich eine Küvet-

te mit Probenlösung (bzw. Blindlösung, welche keine Prüfsubstanz enthält). Das durch die Lösung geschwächte

Licht wird nach dem Durchgang durch die Küvette in den Fotomultiplier gelenkt. Das einfallende Licht wird im

Fotomultiplier in elektrische Signale umgewandelt.

Die folgende Abbildung zeigt den stark vereinfachten Strahlengang eines Spektralfotometers (Einstrahlfotome-

ter) mit einer Wolframlampe:

Abb: Einstrahlfotometer

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1.1.3 UMGEHEN MIT VAKUUM (TROCKNEN)

1.1.3.1 EXSIKKATOR

Kieselgel ist ein universell einsetzbares Trockenmittel für Gase und Flüssigkeiten. Als Exsikkatorfüllung und zum

Trocknen von Gasen (Trockenrohrfüllung) wird häufig gekörntes oder perlenförmiges Kieselgel mit Feuchtig-

keitsindikator verwendet, dadurch kann die Wasseraufnahmefähigkeit durch Farbumschlag kontrolliert werden

(‚Blaugel‘: Farbumschlag von blau nach rosa, ‚Orangegel‘: Farbumschlag von orange nach farblos [bei uns ver-

wendet]). Kieselgel lässt sich durch Erhitzen auf 125–175 °C regenerieren. Es ist die Standardfüllung von Exsik-

katoren zum Trocknen von Feststoffen.

Der Exsikkator dient zur trockenen Aufbewahrung von Substanzen und Geräten. Das Trockenmittel (in unserem

Fall Kieselgel - es gibt auch andere Trockenmittel) befindet sich auf dem Boden des Exsikkators.

"Deckeleffekt": Sehr heiße, glühende Teile kommen nicht sofort in den Exsikkator. Sie werden etwa eine Minu-

te abgekühlt und erst dann in den Exsikkator gestellt. Geschieht dies nicht, dehnt sich die Luft im Exsikkator

durch die Wärme aus und der Deckel springt ab (Exsikkatordeckel sind sehr teuer!).

1.1.3.2 TROCKNEN

Die maximal mit einem Trockenmittel erreichbare Trocknungsintensität wird von seinem Wasserdampfdruck

bestimmt. Die Hydrate der Trockenmittel, die mit zunehmender Wasseraufnahme entstehen, besitzen ein ge-

ringeres Trocknungsvermögen als die wasserfreien Verbindungen. Je mehr Wasser ein Trocknungsmittel bei

ausreichender Trocknungsintensität aufnehmen kann, desto größer ist seine Trocknungskapazität. Stoffe, die

beide Bedingungen ausreichend erfüllen werden häufig als Trockenmittel eingesetzt. Getrocknetes Natriumsul-

fat wird aufgrund seiner chemischen Inertheit gerne zum Trocknen von organischen Lösungsmitteln benutzt.

Dazu wird dem Lösungsmittel solange Natriumsulfat zugesetzt, bis dieses nicht mehr zusammenklumpt. Danach

lässt man das Lösungsmittel über Nacht über dem Natriumsulfat stehen und filtriert dann ab.

Weitere Trockenmittel sind: Calciumchlorid (wird bei uns im Praktikum in den Trockenrohren verwendet), so-

wie Molekularsieb (dient zum Trocknen von Lösungsmitteln).

1.1.3.3 ROTATIONSVERDAMPFER

Der Rotationsverdampfer ist besonders geeignet für die rasche und schonende Abdestillation größerer Lö-

sungsmittelmengen (50 ml bis mehrere Liter) bei vermindertem Druck (bis zu ca. 20 hPa = 15 Torr). Im Gegen-

satz zur ‚normalen‘ Destillation wird die Heizbadtemperatur konstant gehalten und der Siedepunkt des Lö-

sungsmittels durch kontrollierte Absenkung des Drucks eingestellt. Für eine rasche Destillation wählt man eine

Temperaturdifferenz zwischen der Badtemperatur und dem Siedepunkt von etwa 20 °C, gleichzeitig muss die

Temperaturdifferenz zwischen Siedepunkt und Kühler auch etwa 20 °C betragen, um eine ausreichende Kon-

densation der Dämpfe zu gewährleisten. In der Praxis stellt man für ein optimales Destillationsergebnis die

Heizbadtemperatur auf 60 °C ein (Kühlwassertemperatur 20 °C). Der Arbeitsdruck muss nun so gewählt wer-

den, dass das Lösungsmittel bei 40 °C siedet. Deshalb wird am Rotationsverdampfer mit geregeltem Vakuum

gearbeitet. In Tabelle 4.3 sind die Parameter für die gebräuchlichsten Lösungsmittel aufgeführt. Der Destillati-

onskolben (1) rotiert im Heizbad, dadurch bildet sich auf der gesamten Oberfläche des Kolbens ein dünner

Flüssigkeitsfilm, der laufend erneuert wird. Diese große Oberfläche erlaubt eine rasche Destillation. Der Dampf

steigt durch die Hohlwelle (2) in den Kühler (4), wo er kondensiert wird und in den Auffangkolben (5) tropft

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(Abb. 4.9). Zwischen dem Rotationsverdampfer und dem Drucksensor ist eine Woulff’sche Flasche zum Schutz

des Sensors und der Pumpe.

Abb.: Schematischer Aufbau eines Rotationsverdampfers.

1 Destillationskolben 8 Anschluss zur Vakuumpumpe 2 rotierende massive Hohlwelle (Dampfdurchführungsrohr) 9 Schraubklammern 3 Motor mit Regler für die Rotationsgeschwindigkeit 10 Woulff'sche Flasche 4 Kühler 11 Drucksensor 5 Auffangkolben 12 Magnetventil 6 Heizbad 13 Controller 7 Hahn mit Ansaugstutzen in den Destillationskolben

Wenn die Siedepunktdifferenz zwischen Lösungsmittel und Produkt kleiner als 60–80 °C ist, kann das

Produkt bereits mit verdampfen (Ausbeuteverluste!).

Der Destillationskolben darf maximal nur zur Hälfte gefüllt werden (entsprechend große Kolben ver-

wenden!), ansonsten kann bei starkem Schäumen Lösung überspritzen. Sollte dies passiert sein, die

Anlage gründlich reinigen!

Niedrig siedende Flüssigkeiten (z. B. n-Pentan oder Diethylether) werden bei Normaldruck

abdestilliert. Um Überdruck in der Apparatur zu vermieden, muss der Belüftungshahn der

Woulff’schen Flasche geöffnet sein.

Ablauf einer Destillation:

o vor Beginn der Destillation die Pumpe ca. 10 min warm laufen lassen,

o Wasserbad auf Temperatur bringen,

o Kolben anhängen und Rotation starten,

o Kolben absenken und Druck verringern (Vakuum erhöhen);

o nach Ende der Destillation Kolben anheben, vorsichtig belüften und abnehmen;

o nach beendeter Destillation die Pumpe 15 min nachlaufen lassen (zur Entfernung evtl. Lö-

sungsmittelreste)

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Tabelle: Parameter häufig verwendeter Lösungsmittel am Rotationsverdampfer: Lösungsmittel Einzustellender

Druck [hPa] für Sdp. bei 40 °C

Lösungsmittel Druck [hPa] für Siedepunkt bei 40°C

Lösungsmittel Druck [hPa] für Siedepunkt bei 40°C

Aceton 555 n-Heptan 120

Ameisensäure n-Hexan 335

Benzol 235 Methanol 335

tert-Butylmethylether 500 Methylethylketon (2-Butanon) 245

Chloroform 475 n-Pentan Normaldruck!

Cyclohexan 235 Petrolether Normaldruck bis etwa 750

Dichlormethan Normaldruck! 1-Propanol 65

Diethylether Normaldruck! 2-Propanol 135

Dioxan 105 Tetrahydrofuran (THF) 355

Essigsäure 45 Toluol 75

Essigsäurethylester (Ethylacetat) 240 Wasser 70

Ethanol 175 Xylol 25

1.1.4 UMKRISTALLISIEREN, FÄLLEN, LÖSEN, DESTILLIEREN

1.1.4.1 UMKRISTALLISIEREN

Die wichtigste Methode zur Reinigung fester Stoffe ist das Umkristallisieren: Man sättigt ein geeignetes Lö-

sungsmittel in der Hitze mit dem Rohprodukt, filtriert von unlöslichen Bestandteilen noch heiß ab und lässt die

Lösung erkalten, wobei die Substanz in der Regel in reiner Form wieder auskristallisiert.

Wahl des Lösungsmittels:

Wenn Art und Menge des anzuwendenden Lösungsmittels. unbekannt sind, werden zunächst Vorversuche mit

kleinsten Mengen im Reagenzglas ausgeführt.

Stoffklasse Affinität zu Wasser Gut löslich in Lösungsmittel vom Typ

hydrophob

Halogen-KW KW, Ether,

Ether Halogen-KW

Amine Ester

Ester

Nitroverbindungen

Nitrile Alkohol, Dioxan,

Ketone Eisessig

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Aldehyde

Phenole Alkohol, Wasser

Amine

Alkohole

Carbonsäuren

Sulfonsäuren

Salze Wasser

hydrophil

Durchführung des Umkristallisierens im Mikromaßstab:

Bei sehr kleinen Substanzmengen (< 1 g) und Lösungsmittelvolumina (< 2 ml) kann u.U. noch mit kleinen NS 14-

oder NS 10-Geräten gearbeitet werden, häufig wird man aber in einem kleinen Reagenzglas umkristallisieren

(Abb). Dazu wird die Substanz in das Reagenzglas eingewogen, die Größe richtet sich nach der benötigten Lö-

sungsmittelmenge: Das Reagenzglas sollte zu 1/8 bis max. 1/4 gefüllt werden. Es wird ein Siedesteinchen hin-

zugegeben und mit einer Tropfpipette mit wenig Lösungsmittel versetzt (1). Unter leichtem Umschütteln wird

vorsichtig in einem Heizbad erwärmt (2). Wenn nötig wird noch tropfenweise frisches Solvens zugegeben (im

Abzug arbeiten). Zur Heißfiltration der Lösung wird ein kleiner Wattebausch in das Reagenzglas gegeben und

die heiße Lösung mit einer vorgewärmten Tropfpipette mit Pipettenhütchen durch den Wattebausch aufge-

saugt (3) und sofort in ein angewärmtes, frisches Reagenzglas überführt, das mit einem Gummistopfen ver-

schlossen wird (4).

Abb: Umkristallisieren im Mikromaßstab

1.1.4.2 FÄLLEN, LÖSEN

Fällung, Präzipitation: Bezeichnung für die Methode, einen gelösten Stoff durch Zusätze geeigneter Substanzen

(Fällungsmittel) ganz oder teilweise als unlöslichen Niederschlag in Form von Kristallen, Flocken oder Tröpfchen

auszuscheiden, wobei es gleichgültig ist, ob durch das Fällungsmittel seine chemische Zusammensetzung ver-

ändert wird oder nicht. Die entstehenden Niederschläge von ausgefällten Feststoffen sind zunächst meist mik-

rokristallin oder amorph, bei weiterem Kontakt mit der überstehenden Lösung (Mutterlauge) findet im Laufe

der Zeit durch Umkristallisieren oft eine Vergrößerung der Teilchen und ggf. eine Umwandlung in stabilere

Kristallmodifikation statt. Diese Alterung von Niederschlägen verringert ihre Löslichkeit und verbessert in der

Regel ihre Filtrierbarkeit.

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Beispiel: Aus einer gesättigten wäßrigen Kochsalzlösung kann das Kochsalz durch Zusatz von Alkohol (dieser

vermag Kochsalz nicht zu lösen) oder durch konzentrierte Salzsäure (Zufügung weiterer Chlorid-Ionen, wodurch

der durch den Löslichkeitsprodukt vorgegebene Wert überschritten wird, vgl. Massenwirkungsgesetz) ausge-

fällt werden. Silbernitratlösung fällt selektiv die Chlorid-Ionen aus (gibt unlösliches Silberchlorid nach: Ag-

NO3+NaCl → AgCl+NaNO3).

Lösevorgang. Bei der Mischung einer gasf., flüssigen od. festen Substanz mit einer Flüssigkeit sind zwei Grenz-

fälle zu unterscheiden: Die Substanz wird homogen u. mol. verteilt in der Flüssigkeit gelöst, od. sie bleibt völlig

unverändert als zweite Phase bestehen. Im ersten Falle stellt die Flüssigkeit ein Lösemittel, im zweiten Falle

einen Nichtlöser dar. Zwischen beiden Grenzfällen gibt es hinsichtlich des Löseverhaltens der Substanz alle

Abstufungen, die quant. durch Zahlenangaben (z.B. Konzentrationsangaben) zum Ausdruck kommen. Im allg.

wird bei solchen Löslichkeitsbeschreibungen vorausgesetzt, dass alle Komponenten der Mischung beim Lösen

chem. unverändert bleiben. Mitunter jedoch wird auch dann von einem "Löse"-Vorgang gesprochen, wenn die

eine od. andere Komponente chem. umgewandelt wird. Zur klaren Abgrenzung zwischen einem physikal. u.

einem chem. L. sollte das Wort "Lösen" nur auf solche Syst. angewandt werden, bei denen die einzelnen Aus-

gangskomponenten der Lsg. mit rein physikal. Meth. (z.B. durch Dest., Adsorption, Extraktion, Fällung) wieder

in ihrer ursprünglichen Form isoliert werden können.

Lösung von festen Stoffen in Flüssigkeiten. Dies ist der in Natur, Wissenschaft und Technik bei weitem wich-

tigste und verbreitetste Lösungs-Typ. Es wird die physikal. und die chem. Auflösung unterscheiden. Wenn man

beispielsweise Kochsalz od. Zucker in Wasser auflöst und die L. nachher wieder eindampfen od. eintrocknen

läßt, erhält man die ganze vorher aufgelöste Stoffmenge unverändert zurück. Da sich bei diesem Auflösungs-

vorgang am Stoff Kochsalz od. Zucker nichts Wesentliches geändert hat, spricht man hier von einer physikal.

Auflösung; die Aussagen der folgenden Abschnitte beziehen sich fast ausschließlich auf solche L. im engeren

Sinne. Im Einzelnen kann man sich den Lösungsvorgang wie folgt vorstellen: Wenn man einen lösl. Feststoff in

ein Lsm. legt, so lösen sich die jeweils äußersten, in Berührung mit Lsm. befindlichen Ionen od. Mol. aus dem

festen Kristallgitter und bewegen sich frei zwischen den Mol. des Lsm., wobei sich die Ionen od. Mol. mit einer

Hülle aus Wassermol. umgeben (Hydratation als Sonderfall der Solvatation). Der Auflösungsprozeß geht so

lange weiter, bis die L. gesätt. ist od. bis sich alle Krist. aufgelöst haben. Die Ionen od. Mol. bewegen sich von

selbst in der ganzen zur Verfügung stehenden Flüssigkeit. Dadurch entsteht eine homogene Lösung.

Die chem. Auflösung ist an die chem. Reaktion des festen Stoffes mit dem Lsm. gebunden, so daß beim Entfer-

nen des Lsm. etwa durch Eindampfen eine neue Substanz zurückbleibt. Übergießt man z.B. Eisen mit Salzsäure,

so löst sich das Eisen unter Gasentwicklung und Grünfärbung der Salzsäure ebenfalls auf; in diesem Fall hat sich

aber nicht das Eisen in der Säure gelöst, sondern das aufgrund eines chem. Vorganges entstandene Eisen(II)-

chlorid. Die chem. Auflösungsvorgänge sind oft an Gasentwicklung, Färbung, starker Erwärmung, Geruchände-

rung usw. zu erkennen. Zwischen physikal. und chem. Lösungsvorgängen gibt es mancherlei Zwischenstufen

(z.B. bei der Bildung von Hydraten).

Lösemittel und Gelöstes: Wenn man z.B. Kochsalz in Wasser auflöst, ist Wasser das Lösemittel, Kochsalz dage-

gen das Gelöste. Wasser ist das bei weitem wichtigste Lsm.; dagegen gibt es zahllose andere organ. und

anorgan. Lsm., die voneinander verschiedene Lösungsfähigkeiten besitzen; im allg. gilt die Regel: Similia simili-

bus solvuntur, d.h. Ähnliches wird von Ähnlichem gelöst.

Löslichkeit: Hierunter versteht man die max. Menge eines Stoffes, die das Lsm. bei einer bestimmten Temp.

aufnehmen kann, d.h. den Anteil des gelösten Stoffes in einer bei der betreffenden Temp. gesätt. Lösung. Die

Löslichkeit von Salzen steht in enger Beziehung zur Löslichkeitskonstanten (Löslichkeitsprodukt). Man findet

alle Übergänge zwischen leichtlösl., schwerlösl. und unlöslich. Sehr leicht lösl. Verb. sind (in g/L Wasser von

20°C): CaCl2 745, KI 1445, NH4NO3 1787, Saccharose 2040 und CsF 3670. Schwer lösl. ist der Gips: 1 L Wasser

löst bei 18°C nur 2,02 g davon. Als unlösl. gelten z.B. Bariumsulfat und Silberchlorid, doch haben genaue Mes-

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sungen ergeben, daß sich auch diese Stoffe im Wasser ein wenig lösen (1 L Wasser von 18°C löst 2,2 mg

BaSO4)– wahrscheinlich gibt es überhaupt keinen Stoff, der in Wasser total unlösl. ist.

Tab.: Löslichkeitsangaben (auf 20°C bezogen) nach dem DAB.

Löslichkeit Quant. Beschreibung

sehr lösl. = lösl. in weniger als 1 Tl. Lsm.

leicht lösl. = lösl. in 1 – 10 Tl. Lsm.

lösl. = lösl. in 10 – 30 Tl. Lsm.

wenig lösl. = lösl. in 30 – 100 Tl. Lsm.

schwer lösl. = lösl. in 100 – 1000 Tl. Lsm.

sehr schwer lösl. = lösl. in 1000 – 10 000 Tl. Lsm.

prakt. unlösl. = lösl. in mehr als 10 000 Tl. Lsm.

Temperatureinfluss: Die Löslichkeit der Stoffe ist meist deutlich von der Temp. abhängig, und zwar steigt sie in

der Regel mit der Temp. an. Erwärmt man z.B. eine gesätt. L. von Ammoniumchlorid od. Kaliumnitrat samt dem

Bodenkörper, so kann man größere Salzmengen zusätzlich in L. bringen (vgl. Abb.).

Abb.: Temp.-abhängige Löslichkeit von Natriumchlorid, Ammoniumchlorid und Kaliumnitrat in Wasser (Lö-sungskurve).

Lässt man eine z.B. bei 100°C gesättigte Lösung von Kaliumnitrat wieder abkühlen, so stellt sich oft zunächst ein

metastabiler Zustand – die Übersättigung bei Unterkühlung – ein, bevor der Überschuss des Salzes ausfällt;

notfalls muss man die Kristallisation durch Impfen induzieren. Bei manchen Stoffen ist die Löslichkeit von der

Temperatur ziemlich unabhängig; so löst z.B. 1 L Wasser bei Raumtemperatur etwa 350 g, bei 100°C dagegen

nicht mehr als 390 g Natriumchlorid. In einigen seltenen Fällen vermindert sich sogar die Löslichkeit mit stei-

gender Temperatur; hierher gehören u.a. Lithiumcarbonat und -sulfat, Cer(IV)-sulfat, Calciumhydroxid und -

chromat. Die Abhängigkeit der Löslichkeit von der Temperatur wird oft in Lösungskurven dargestellt. Hierbei

trägt man auf der Abszisse die Temperatur, auf der Ordinate die Löslichkeit des betreffenden Salzes ein. Die

Abbildung lässt erkennen, dass sich Kaliumnitrat in heißem Wasser viel besser auflöst als z.B. Natriumchlorid.

Auf derartigen Temperaturabhängigen Löslichkeitsunterschieden basieren auch verschiedene Trennverfahren,

in besonders einfacher Weise z.B. die Umkristallisation, bei der durch Abkühlung das erwünschte Produkt zum

Auskristallisieren, das unerwünschte zum Verbleib in der L. (Mutterlauge) gebracht werden kann.

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1.1.4.3 DESTILLIEREN

Destillation und Rektifikation sind die wichtigsten Trenn- und Reinigungsmethoden für flüssige Substanzen.

Gleichstromdestillation:

Nur eine Phase bewegt sich, nämlich der Dampf

Gegenstromdestillation oder Rektifikation (Vigreux):

Ein Teil des kondensierten Dampfs (der sog. Rücklauf) wird dem aufsteigenden Dampf entgegengeführt. Die

Gegenstromdestillation wird in Destillationskolonnen durchgeführt.

Destillationen bei Normaldruck (1013 hPa bzw. 760 Torr) sollte man nur bei Siedetemperaturen zwischen 35 °C

und maximal 170 °C durchführen, bei höheren Temperaturen besteht die Gefahr der thermischen Zersetzung.

Die Siedetemperatur lässt sich durch Destillation im Vakuum herabsetzen → Vakuumdestillation.

Abb. Vakuumdestillationsapparatur 1 Vakuumschläuche 2 Vakuummessgerät 3 Woulff’sche Flasche 4 Hahn zum Belüften der Apparatur 5 Hahn zum Absperren von der Vakuumpumpe 6 Magnetrührstab

Abhängigkeit der Siedetemperatur vom Druck

Wann siedet eine Flüssigkeit? Der Dampfruck einer Flüssigkeit steigt mit der Temperatur stark an. Wenn er

gleich dem äußeren Druck ist, siedet die Flüssigkeit.

2

)(ln

RT

H

dT

pd v Clausius-Clapeyronsche Gleichung

mit: p = Dampfdruck; T = absolute Temperatur, R = Gaskonstante und vH = molare Verdampfungsenthalpie.

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Wenn man nach Integration den Logarithmus des Dampfdrucks über der reziproken Temperatur aufträgt, er-

hält man eine Gerade mit der molaren Verdampfungsenthalpie als Steigung.

Als grobe Faustregel gilt: Eine Verminderung des äußeren Drucks um die Hälfte reduziert die Siedetemperatur

um etwa 15 °C. Ob sich zwei Substanzen durch eine einfache Destillation trennen lassen, hängt von der relati-

ven Flüchtigkeit ab. Diese ist gegeben durch den Quotienten aus den jeweiligen Partialdrücken der Substan-

zen. Als Faustregel gilt, dass bei Siedepunktsdifferenzen von weniger als 80 °C zur Trennung die Rektifikation

notwendig ist. Systeme, die das Raoultsche Gesetz nicht erfüllen, sind Ausnahmen.

)()()()( 00 BpBApAp

Bei azeotropen Gemischen lässt sich immer nur eine der beiden Komponenten rein darstellen und die Zusam-

mensetzung von Dampf und Flüssigkeit ist gleich.

1.1.5 EXTRAHIEREN

1.1.5.1 EXTRAKTION VON FLÜSSIGKEITEN

Das Ausschütteln ist grundsätzlich im Abzug und mit entsprechender Schutzkleidung (Schutzbrille, Kittel) durch-

zuführen.

Die Extraktion von Substanzen aus (meistens wässrigen) Lösungen kann diskontinuierlich "Ausschütteln" und

kontinuierlich "Perforation" erfolgen. Die auszuschüttelnde (wässrige) Lösung oder seltener Suspension wird in

einem Scheidetrichter mit etwa einem Fünftel bis einem Drittel ihres Volumens an Extraktionsmittel versetzt.

Der Scheidetrichter soll höchstens zu etwa zwei Dritteln gefüllt sein. Man verschließt ihn mit einem Stopfen

und schüttelt zunächst vorsichtig, wobei man sowohl das Hahnküken als auch den Stopfen festhält. Dann wird

der Scheidetrichter mit dem Auslauf nach oben in den Abzug gerichtet und der Überdruck aufgehoben, indem

man den Hahn vorsichtig öffnet. Schütteln und Lüften müssen so lange wiederholt werden, bis der Gasraum im

Scheidetrichter mit dem Lösungsmitteldampf gesättigt ist und der Druck unverändert bleibt. Erst jetzt wird

etwa 1-2 Minuten kräftig umgeschüttelt.

Abb. Scheidetrichter

Hahnküken

Stopfen

Phasengrenze

Auslauf (untere Phase)

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Beim Stehenlassen trennen sich die Phasen. Man lässt die Unterphase durch den Hahn des Scheidetrichters ab.

Während die Oberphase stets durch die obere Öffnung ausgegossen wird. In Zweifelsfällen prüft man, welches

die wässrige Phase ist, indem man einer Phase einen Tropfen entnimmt und diesen in etwas Wasser gibt. Man-

che Systeme neigen zur Bildung von Emulsionen. In solchen Fällen schüttelt man den Scheidetrichter nicht,

sondern schwenkt ihn nur. Entstandene Emulsionen lassen sich brechen, wenn man etwas Antischaummittel

oder Pentylalkohol zugibt, die wässrige Phase mit Kochsalz sättigt oder die gesamte Lösung filtriert oder zentri-

fugiert. Das sicherste Mittel ist stets, längere Zeit stehenzulassen.

Beim einfachen einmaligen Ausschütteln kann im günstigsten Fall einer vollständigen Gleichgewichtseinstellung

jeweils nur die durch den Nernstschem Verteilungssatz und die angewandte Menge Extraktionsmittel festge-

legte Menge der zu extrahierenden Substanz in das Extraktionsmittel übergehen. Aus diesem Grunde muss

man im Allgemeinen mehrfach ausschütteln. Es ist auch zweckmäßiger, mit wenig Lösungsmittel mehrfach

auszuschütteln, als die ganze Menge Extraktionsmittel auf einmal einzusetzen. Durch Variation des pH-Wertes

kann der Ladungszustand von Molekülen und damit auch deren Wasserlöslichkeit stark beeinflusst werden. So

lassen sich Extraktionsmittel von Säuren bzw. Basen befreien, indem sie mit wässrigen verdünnten Lösungen

von Basen (meist Carbonat bzw. Hydrogencarbonat) oder Säuren "wäscht" (mehrfach ausschüttelt) und an-

schließend mit Wasser wieder neutral wäscht.

1.1.5.2 SOXHLET

Im Soxhlet-Extraktor (Abb) wird der heiße Lösungsmitteldampf vom Kolben (1) über ein seitliches Steigrohr (6)

in den Kühler (4) geleitet. Das Kondensat tropft auch hier in eine Hülse (3) mit dem Extraktionsgut. Das Extrak-

tionsrohr ist unten geschlossen, das Lösungsmittel kann nicht abfließen, sondern füllt das Extraktionsgefäß.

Wenn es das Niveau des Siphon-Verschlusses (7) erreicht hat, fließt das gesättigte Lösungsmittel vollständig in

den Kolben (1) zurück. Im Gegensatz zum Heißdampfextraktor wird das Extraktionsgut nicht durch den Lö-

sungsmitteldampf geheizt, es kommt nur mit dem kondensierten, kalten Solvens in Kontakt. Die Soxhlet-

Extraktion ist deshalb wegen der geringeren thermischen Belastung für das Extraktionsgut sehr schonend, die

extrahierte Substanz befindet sich aber auch hier in dem siedenden Lösungsmittel.

Beim Arbeiten mit dem Soxhlet-Extraktor muss unbedingt darauf geachtet werden, dass genug Lösungsmittel

verwendet wird: Auch bei gefülltem Extraktionsgefäß muss der Kolben (1) noch mindestens zu 1/4 gefüllt sein.

Verwendung findet diese Extraktionsart vor allem bei der Naturstoff-Isolierung.

1 Kolben mit Lösungsmittel

2 Soxhlet-Aufsatz

3 Extraktionshülse mit Feststoff und Watte zum Abdecken

4 Dimrothkühler

6 Steigrohr

7 Siphon-Verschluss

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1.1.6 POLARIMETRIE, REFRAKTOMETRIE

1.1.6.1 POLARIMETER/POLARIMETRIE

Natürliches Licht besteht nach der Wellentheorie aus elektromagnetischen Transversalwellen verschiedener

Wellenlängen, deren elektrischer Feldvektor auf alle Raumrichtungen senkrecht zur Fortpflanzungsrichtung

verteilt ist. Keine dieser Schwingungsebenen ist bevorzugt.

Linear polarisiertes Licht wird aus dem natürlichen Licht erhalten, wenn man mit geeigneten optischen Anord-

nungen (z.B. Nicol-Prisma, Polarisationsfilter) alle Anteile herausselektiert werden, deren Schwingungen nicht

in einer bestimmten Ebene, der sog. "Polarisationsebene" liegen.

Wird zusätzlich nur eine bestimmte Wellenlänge polarisiert, erhält man monochromatisches Licht, welches in

der Polarimetrie zur Messung verwendet wird.

Ein linear polarisierter Lichtstrahl kann aufgefasst werden als in Erscheinung tretende Summe zweier kohären-

ter, zirkular polarisierter Strahlenteile mit entgegengesetztem Drehsinn. Beim Durchgang durch ein optisch

inaktives Medium heben sich zu jedem Zeitpunkt alle nicht in der Polarisationsebene liegenden Komponenten

gegenseitig auf, so dass beim Austritt aus dem Medium durch die Überlagerung der beiden zirkular polarisier-

ten Strahlen ein linear polarisierter Strahl resultiert.

Befindet sich eine optisch aktive Substanz im Strahlengang, so wird wegen der unterschiedlichen Wechselwir-

kung eines links- bzw. rechtszirkular polarisierten Lichtstrahls mit einem asymmetrischen Molekül die ursprüng-

liche Kohärenz der beiden Strahlen aufgehoben. Bedingt wird dies durch die unterschiedlichen Fortpflanzungs-

geschwindigkeiten ( unterschiedlichen Brechungsindices) der entgegengesetzt zirkular polarisierten Strahlen

in dem optisch aktiven Medium (sog. zirkulare Doppelbrechung). Die resultierende Phasenverschiebung be-

wirkt, dass die Überlagerung zum linear polarisierten Lichtstrahl bei dem Austritt aus dem Medium nicht mehr

in der ursprünglichen Schwingungsebene, sondern um einen bestimmten Betrag gedreht stattfindet.

Abb: Drehung der Schwingungsebene von linear polarisiertem Licht durch eine optisch aktive Substanz.

Funktionsweise:

Ein im Polarisator polarisierter Lichtstrahl geht durch den Analysator ungeschwächt hindurch, wenn die

Schwingungsebene des Analysators gegen die des Polarisators um den Winkel ß = 0° bzw. 180° gedreht ist; bei

ß = 90° bzw. 270° tritt kein Licht durch. Alle Winkel, die dazwischen liegen, führen zu einer Lichtschwächung.

Wird nun eine Küvette, bzw. ein Polarimeterrohr mit Analysenlösung zwischen die vor der Messung gekreuzt

eingestellten beiden Polarisatoren (ß = 90°, d.h. es tritt kein Licht durch den Analysator) gebracht, so wird die

Ebene durch die enthaltene optisch aktive Probelösung um einen Betrag gedreht, und der Analysator wird

wieder lichtdurchlässig. Die eigentliche Messung beruht nun darauf, dass der Analysator um den Winkel

zurückgedreht wird, bis kein Licht mehr durchtritt: Dieser Winkel entspricht der zu messenden optischen Dre-

hung durch die Probenlösung.

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Bei den im Praktikum durchgeführten Messungen ist darauf zu achten, dass das Polarimeter ca. 15 min vor

Benutzung eigeschaltet wird, um die Lampen einbrennen zu lassen!

Aus praktischen Gründen werden bei den üblichen visuell arbeitenden Geräten sog. Halbschattenpolarimeter

eingesetzt, bei denen das Gesichtsfeld beim Betrachten in 2 zunächst unterschiedliche Hälften geteilt wird, die

bei der Messung dann auf gleiche Dunkelheit abgeglichen werden.

Das Drehvermögen optisch aktiver Substanzen ist von mehreren Faktoren abhängig:

1. Wellenlänge des polarisierten Lichts [nm] 2. Temperatur T [°C] 3. Art des Lösungsmittels (meist Wasser) 4. Konzentration der Messlösung c [g x 100 mL

-1]

5. Durchstrahlte Schichtdicke l [dm]

Die spezifische Drehung T

einer Substanz ist eine Stoffkonstante, die für folgende, konstant gehaltene

Parameter gilt:

dm g

mL

clD

100][ 2020

3,589

T

= spezifischer Drehwert gemessen bei T = 20 °C und = 589,3 nm (Natrium D-Linie)

= resultierender (gemessener) Drehwert der Probe

l = Länge des Polarimeterrohres in dm

c = Konzentration der Probe in g 100 mL-1

clD

20

Tab. Spezifische Drehwerte einiger Verbindungen

Verbindung Spezifischer Drehwert [ ]D20

Glucose +52,7°

Fructose -92,4°

Saccharose +66,5°

Invertzucker -20,5°

Maltose +130,0°

Mannose +13,8°

Lactose +52,5°

Sorbit -1,5°

Weinsäure +12,4°

Ascorbinsäure +21,0°

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1.1.6.2 REFRAKTOMETRIE (BRECHUNGSINDEX)

Das Prinzip der Bestimmung des Brechungsindex mit Hilfe des Abbé-Refraktometers beruht auf der Beobach-

tung des sog. Grenzwinkels . Tritt Licht aus einem optisch dünneren Medium mit n1 in ein optisch dichteres

Medium mit n2 und n2 > n1 ein, so werden alle Lichtstrahlen zum Lot hin gebrochen, sie werden auf einen Win-

kelbereich 2 zusammengedrängt. Außerhalb dieses Winkelbereiches wird kein Lichtstrahl beobachtet, es ent-

steht eine Hell-Dunkel-Grenze am Grenzwinkel der Brechung. Der Winkel gehört zu dem streifenden Licht-

strahl. Dabei gilt:

Durchführung der Messung:

Das Beleuchtungsprisma (mit rauher Oberfläche) wird aufgeklappt und 2–3 Tropfen der Probenflüssigkeit wer-

den mit einer Pipette aufgebracht. Es soll ein gleich mäßiger, dünner Film entstehen, dazu klappt man am bes-

ten das Prisma ein- bis zweimal auf und zu, anschließend wird es verriegelt. Zur Messung wird am Triebknopf

solange gedreht, bis eine Hell-Dunkel-Grenze erkennbar ist (siehe Abb.). Mit dem Kompensator wird die Grenz-

linie scharf gestellt, danach wird die Grenzlinie nochmals mit dem Triebknopf in den Schnittpunkt des Faden-

kreuzes gelegt. Jetzt kann im unteren Feld an der oberen Skala der Brechungsindex auf vier Dezimalstellen

genau abgelesen werden. Zuletzt vergewissert man sich nochmals, ob die Grenzlinie noch im Fadenkreuz liegt

und die Temperatur noch konstant gehalten wurde. Nach Ende der Messung werden die Prismen sofort mit

einem weichen Papiertuch und mit Aceton gereinigt!

Abb: Blick durch ein Refraktometer bei korrekt eingestellter Grenzlinie. In diesem Fall beträgt der Brechungsin-

dex nD20

=1.3678.

1.1.7 CHROMATOGRAFIE, INFRAROTSPEKTROMETRIE

1.1.7.1 DÜNNSCHICHTCHROMATOGRAFIE (DC)

WAHL DES LAUFMITTELS

Die Wahl des erforderlichen Laufmittels ist abhängig von der Struktur der zu trennenden Substanzen. Bei unbe-

kannten Proben wird zunächst ein Laufmittel mit mittlerer Elutionskraft gewählt (z.B. Essigsäureethylester).

Bevor man zu anderen Solventien greift, erprobt man z. B. Mischungen von Essigester (Synonyme: Ethylacetat,

Essigsäureethylester, EtOAc) und Petrolether (PE) mit zunehmendem PE-Gehalt. Man beginnt mit einem Ver-

hältnis EtOAc:PE = 10:1 und erhöht den PE-Anteil (10:2, 10:3, usw.) bis man einen RF-Wert (siehe unten) von

0.3–0.5 erreicht. Falls die Probe in EtOAc zu langsam läuft, gibt man ein stärker eluotropes Solvens zu, z. B.

Ethanol

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AUFTRAGUNG DES SUBSTANZGEMISCHES

Eine geringe Menge der Substanzprobe wird in einem möglichst wenig polaren Lösungsmittel gelöst (ca. 0.1–1-

prozentige Lösung) und mit einer feinen Kapillare im Abstand von 1 cm vom unteren und seitlichen Rand der

DC-Platte durch kurzes, vorsichtiges Auftupfen so aufgetragen, dass der Fleckendurchmesser max. 3 mm be-

trägt. Hierzu eignet sich ein zur Kapillare ausgezogenes, mit der Probe gefülltes Schmelzpunktröhrchen. Bei

verdünnten Lösungen wird diese Prozedur einfach oder mehrfach wiederholt. Größere Mengen an Probensub-

stanz werden mit Hilfe einer Mikropipette streifenförmig auf der Startlinie aufgetragen. Diese Methode erhöht

die Nachweisempfindlichkeit, erfordert aber etwas Übung. Zur Vereinfachung der Auftragung sind DC-

Fertigplatten mit einer Konzentrierungszone im Handel. Diese besteht aus einem chromatographisch inaktivem

Material (z.B. Kieselgur) und konzentriert bei der Entwicklung die Substanzflecken an der Grenze zum

chromatographisch aktivem Material zu schmalen Zonen auf. Werden mehrere Proben aufgetragen, sollte der

Abstand der Startflecken etwa 10–15 mm betragen, ebenso der Abstand der äußeren Startflecken zum Rand.

Zweckmäßigerweise werden die Startlinie bzw. die Startpunkte markiert (z.B. durch einen leichten Bleistift-

strich).

Bei der Auftragung der Substanzen ist darauf zu achten, dass neben den jeweiligen Syntheseprodukten auch

die Ausgangssubstrate mit aufgetragen werden.

ENTWICKLUNG DES CHROMATOGRAMMS

Die Entwicklung der Dünnschichtchromatogramme wird in Pressglaskästen (z. B. 20x20x10 cm) mit einer Ab-

deckplatte oder in Schraubdeckelgläsern ( 5–10 cm) durchgeführt. Vor Durchführung der Chromatographie

müssen die Trennkammern mit dem Laufmitteldampf gesättigt sein. Zu diesem Zweck kleidet man die Kam-

merwände mit Filterpapier aus, gießt anschließend das Laufmittel etwa 2–4 mm hoch in die Kammern und lässt

15–30 Minuten verschlossen stehen (das Filterpapier muss im Laufmittel stehen). Die Chromatographieplatten

werden vorsichtig – mit den Substanzflecken unten – in die Kammern gestellt, die Flecken dürfen aber nicht in

das Laufmittel tauchen. Das Laufmittel steigt dann durch die Kapillarkräfte nach oben. Die Entwicklung des

Chromatogramms ist dann beendet, wenn in den verschlossenen Kammern das Laufmittel bis kurz vor den

oberen Rand der Platte gestiegen ist. Die Platte wird entnommen, die Lauffront sofort mit einem Bleistift mar-

kiert und die Platte im Abzug getrocknet.

Den Abstand von der Startlinie bis zur Laufmittelfront bezeichnet man als Trennstrecke, er ist für die Auswer-

tung eines Chromatogramms von Bedeutung. Bei den üblichen Trennstrecken von 6–16 cm beträgt die Laufzeit

etwa 10–90 Minuten, abhängig von der Art des Laufmittels und der verwendeten Chromatographieplatte.

Als Laufmittel verwendet man Lösungsmittel verschiedener Polarität, entweder als Reinsubstanz oder als

Solvensgemisch. Die Flussmittel können in einer eluotropen Reihe aufgelistet werden (siehe Tabelle 9.2).

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IDENTIFIZIERUNG DER SUBSTANZFLECKEN

Nur in wenigen Fällen, z. B. bei Farbstoffen, können die Komponenten direkt an ihrer Eigenfarbe erkannt wer-

den. In der Regel müssen zum Nachweis von farblosen Substanzen andere Methoden herangezogen werden,

dabei kann der Nachweis zugleich mit der Charakterisierung der Substanz verbunden sein. Meist wird eine der

folgenden Methoden verwendet:

Fluoreszenz bei UV-Bestrahlung: Viele Substanzen fluoreszieren bei Bestrahlung mit kurzwelligem UV-Licht

(Quecksilberlampe, = 254 nm).

Fluoreszenzlöschung: Fast alle DC-Platten sind mit Fluoreszenzindikator in der Beschichtung im Handel erhält-

lich. Die unbelegte Platte fluoresziert bei Bestrahlung mit der Hg-Lampe, alle Substanzflecken die in diesem UV-

Bereich absorbieren, erscheinen dagegen dunkel.

Bedampfen mit Jod: Die entwickelte DC-Platte wird zusammen mit einigen Körnchen Jod in ein verschlossenes

Gefäß gestellt. Nach kurzer Zeit färben sich die Substanzflecken intensiver braun als die Platte (oder bleiben

manchmal auch heller als die Platte) und werden mit Bleistift markiert (die braune Färbung verblasst sehr

schnell).

Sprühreagentien: Auf die entwickelte Platte werden Reagenslösungen aufgesprüht, die mit den Substanzfle-

cken in einer chemischen Reaktion Verbindungen mit charakteristischer Färbung liefern. Dafür verwendet man

so genannte ‚Zerstäuber‘ aus Glas, die mit einem Handgebläse betrieben werden. Gut eignen sich käufliche

Sprühdosen mit angehängtem Behälter für Anfärbe-Reagentien. Das Aufsprühen muss in sehr feiner Verteilung

erfolgen (Sprühen aus 20–30 cm Entfernung), da zu starkes Besprühen die Substanzflecken verwäscht. Das

Sprühen muss im Abzug oder speziellen Sprühkammern erfolgen! Für einfache Analytik (z.B. Reaktionskontrol-

le) kann die DC-Platte auch kurz in das Anfärbe-Reagens getaucht werden. Dadurch wird der Sprühnebel der

meist giftigen Reagentien vermieden. Dabei ist aber zu beachten, dass die Reagenslösung selbst wie ein Eluens

wirkt: eine exakte Bestimmung der RF-Werte ist mit dieser Methode nicht möglich.

Entwickelte DC-Platten werden immer zuerst nach Fluoreszenz oder Fluoreszenzlöschung untersucht und die

gefundenen Substanzflecken mit Bleistift markiert. Danach kann mit Jod oder einem Sprühreagenz nach weite-

ren, im UV nicht sichtbaren Flecken gesucht werden.

SPRÜHREAGENTIEN FÜR BESTIMMTE VERBINDUNGSKLASSEN

Säuren: Zu einer 0.05-prozentigen Lösung von Bromkresolgrün in Ethanol gibt man bis zum Umschlag nach blau

verdünnte Natronlauge (0.1 M) und besprüht damit die DC-Platte. Säuren geben gelbe Flecken auf blauem

Grund.

Aminosäuren, Peptide, primäre aromatische Amine: Zu einer 0.1-prozentigen Lösung von Ninhydrin in wasser-

gesättigtem 1-Butanol gibt man einige Tropfen Essigsäure und besprüht damit die DC-Platte. Beim Erwärmen

mit einem Föhn oder einer elektrischen Heizplatte entsteht eine blaue bis braun-violette Färbung. Sprühdosen

mit Ninhydrin-Lösung sind im Handel erhältlich.

Amine: 4-Dimethylaminobenzaldehyd (Ehrlichs Reagenz) erzeugt gelbe bis violette Färbungen.

Aldehyde, Ketone: Man besprüht mit einer Lösung von 2,4-Dinitrophenylhydrazin (500 mg) und konz. Schwefel-

säure (2 ml) in Ethanol (100 ml). Man erhält langsam (schneller beim Erwärmen) rotorange Flecken auf gelbem

Grund.

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-Diketone, -Ketoester, Phenole: Man besprüht mit einer Lösung aus FeCl3 (1 g) in Ethanol (200 ml), Wasser

(50 ml) und konz. Salzsäure (2 ml). Man beobachtet rote – violette Flecken [Bildung der Eisen(III)-Komplexe].

UNSPEZIFISCHE SPRÜHREAGENTIEN

Ekkert’s Reagenz: 100 ml Eisessig werden mit 2 ml konz. Schwefelsäure und 1 ml Anisaldehyd (4-

Methoxybenzaldehyd) versetzt. Nach Besprühen der entwickelten DC-Platte mit der Reagenslösung muss eini-

ge Minuten auf 90–130 °C erhitzt werden (Fön).

Vanillin-Schwefelsäure: 1 g Vanillin wird in 100 ml Methanol gelöst und mit 12 ml Eisessig sowie 4 ml konz.

Schwefelsäure versetzt. Nach Besprühen mit der Reagenslösung muss einige Minuten auf 110–130 °C erhitzt

werden (Fön). Diese Reagentien sind einige Wochen haltbar und liefern für viele Substanzklassen zum Teil un-

terschiedlich farbige Flecken. Sie können als universelle Färbereagentien eingesetzt werden, z.B. bei Reaktions-

kontrollen.

AUSWERTUNG UND DOKUMENTATION

Die Lage der einzelnen Substanzflecken wird durch den so genannten RF-Wert (Retentionsoder Verzögerungs-

faktor) charakterisiert:

Abb: Ermittlung des Retentionsfaktors

RF-Werte geben Hinweise auf die Natur der Substanzen. Bei der Dünnschicht-Chromatographie auf Kieselgel ist

eine Substanz mit größerem RF-Wert weniger polar als eine Substanz mit kleinerem RF-Wert. Da der RF-Wert

von vielen Faktoren abhängt (Laufmittel, Adsorbens, Temperatur, Trennkammer, Sättigung des Kammerraums,

Substanzmenge usw.), ist seine Reproduzierbarkeit gering, und die Identifizierung einer Substanz mit Hilfe des

RF-Werts aus der Literatur sehr problematisch. Daher ist es unbedingt nötig, im gleichen Chromatogramm

authentische Vergleichssubstanzen mitlaufen zu lassen.

Zur Vorbereitung einer präparativen Chromatographie können die RF-Werte wichtige Hinweise liefern.

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1.1.7.2 SÄULENCHROMATOGRAPHIE (SC) – GASCHROMATOGRAPHIE (GC)

Die Säulenchromatographie (SC) dient zur Trennung von Substanzgemischen im präparativen Maßstab. Dabei

wird auf eine mit Adsorbens (stationäre Phase) gefüllte Säule das Substanzgemisch aufgetragen und mit dem

Laufmittel (mobile Phase) eluiert. Die einzelnen Bestandteile des Substanzgemisches werden unterschiedlich

schnell durch die Säule transportiert und erreichen nacheinander das Säulenende. Sie werden dort detektiert

und in einzelnen Gefäßen aufgefangen. Abb. zeigt den schematischen Ablauf der SC.

DIE CHROMATOGRAPHIESÄULE

Bei der Säulenchromatographie (unter Normal- oder Niederdruck) wird prinzipiell in senkrecht stehenden Glas-

säulen gearbeitet. Das Verhältnis Füllhöhe zu Säulendurchmesser soll etwa 10:1 bis 5:1 betragen. Günstig ist

außerdem ein möglichst kleines Totvolumen am Ende der Säule (Auslauf), dadurch wird die nachträgliche

Durchmischung der getrennten Banden verringert. Um zu verhindern, dass das Adsorbens beim Füllen aus der

Säule ausläuft, drückt man einen Wattebausch in den Auslauf. In einer anderen Variante übernimmt eine fest

eingebaute Frittenplatte diese Funktion. Bei Schwerkraftsäulen muss am Auslauf unbedingt ein gut dichtender

und regulierbarer Hahn angebracht sein, vorzuziehen ist hier unbedingt ein Teflonhahn, optimal ist ein

Feinregulierventil aus Teflon. Das bedeutet auch äußerste Sorgfalt beim Füllen bzw. Säubern der Säule, da

Füllmaterial (Kieselgel), zwischen Hülse und Küken das Teflonküken beschädigt und eine einwandfreie Dichtung

blockiert. Wird ein normaler Glas-Schliffhahn verwendet, besteht die Gefahr, dass das Schlifffett bei der Elution

ausgewaschen wird. Besser ist in diesem Fall die Verwendung von Graphit (sehr weicher Bleistift) als Schmier-

mittel.

GASCHROMATOGRAPHIE

Im Gegensatz zur normalen Chromatographie (Flüssigkeitschromatographie, LC = Liquid Chromatography) mit

einem Solvens als mobiler Phase ist bei der GC die mobile Phase ein Gas, z. B. Helium, Stickstoff oder Wasser-

stoff (Trägergase). Grundvoraussetzung für die GC ist, dass das zu untersuchende Substanzgemisch unzersetzt

verdampfbar ist. Aus diesem Grund befinden sich die Trennsäulen in einem Säulenofen, der mit einem Tempe-

raturprogramm geregelt wird.

Über weitere Details der GC siehe Literaturanhang (Hünig (2008) und Analytik-Bücher)

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1.1.7.3 IR-SPEKTROSKOPIE

Elektromagnetische Strahlung im Infrarot-Bereich kann Molekülschwingungen anregen. Bei Raumtemperatur

befinden sich die Moleküle im Normalfall in ihrem Schwingungsgrundzustand (S0), durch die Absorption gehen

sie in den ersten angeregten Schwingungszustand (S1) über. Die für organische Moleküle wichtigen Schwingun-

gen liegen im mittleren Infrarot (λ = 2500–25000 nm oder 4000–400 cm–1) Molekülschwingungen sind Bewe-

gungen der Atome eines Moleküls. Jedes Atom kann sich im Raum in drei linear unabhängige Richtungen be-

wegen, man spricht von drei Freiheitsgraden. Ein Molekül mit N Atomen hat demnach genau drei N Freiheits-

grade, wobei sich zeigen lässt, dass drei Freiheitsgrade zu einer Translation des gesamten Moleküls im Raum

führen und weitere drei Freiheitsgrade eine Rotation des gesamten Moleküls um seine Hauptträgheitsachsen

ergeben (für lineare Moleküle sind nur zwei Freiheitsgrade der Rotation möglich). Es bleiben also genau 3 N – 5

Freiheitsgrade für lineare Moleküle bzw. 3 N – 6 Freiheitsgrade für nichtlineare Moleküle für die eigentlichen

Molekülschwingungen (Normalschwingungen) übrig. Es lässt sich zeigen, dass jede beliebige Schwingungsbe-

wegung des Moleküls sich auf eine Linearkombination dieser Normalschwingungen zurückführen lässt. Zweck-

mäßiger Weise wählt man zur Beschreibung dieser Schwingungen keine kartesischen Koordinaten, sondern

interne Koordinaten, die Veränderungen der Bindungslängen (Streckschwingungen oder Valenzschwingungen)

oder Bindungswinkel (Deformationsschwingungen) beschreiben.

PROBENBEREITUNG - FLÜSSIGKEITEN

Für unverdünnte Substanzen sind in der IR-Spektroskopie Schichtdicken von 0.01 bis 0.05 mm ausreichend. Bei

einer Probenfläche von etwa 80 mm2 ist also eine Substanzmenge von etwa 2 mg erforderlich. Die Aufnahme

von IR-Spektren flüssiger oder mäßig flüchtiger Substanzen ist arbeitstechnisch einfach: Die Substanz wird als

dünner Flüssigkeitsfilm zwischen zwei ‚Fenster‘ aufgetragen und so in den Strahlengang eingebracht. Als Fens-

ter dienen klare Scheiben aus NaCl-Einkristallen, die im Bereich von 4000–400 cm-1 keine Eigenabsorption

besitzen. Am besten bringt man mit einem Glasstab vorsichtig einen Tropfen der Substanz auf die NaCl-Platte

(Kochsalzplatten), deckt mit der zweiten Platte ab und spannt diese vorsichtig in den ‚Plattenhalter‘ ein (Abb.

13.7). Die Fixierschreiben dürfen dabei nicht zu fest angezogen werden, sonst besteht die Gefahr, dass die

Platten brechen.

FESTE SUBSTANZEN – PRESSLING-TECHNIK

KBr ist ähnlich wie NaCl im IR-Bereich vollständig durchlässig und besitzt unter hohem Druck die Eigenschaft

des ‚kalten Flusses‘; das KBr wird zähflüssig und umschließt die Probensubstanz- Teilchen vollständig. In der

Praxis werden etwa 1–2 mg der Substanz mit etwa 300 mg wasserfreiem KBr in einem Achatmörser gründlich

(ca. 5 Minuten) verrieben. Diese Mischung wird nun in eine Pressform gegeben und in einer hydraulischen

Presse bei ca. 10 t etwa 10 Minuten gepresst. Anschließend wird der Druck vorsichtig abgelassen, die Pressform

zerlegt und der klare Pressling (eine Tablette von ca. 1 mm Dicke und meist 13 mm Durchmesser) vorsichtig

herausgedrückt und in die spezielle Halterung eingesetzt. Die Probe ist messbereit.

INTERPRETATION VON IR-SPEKTREN

IR-Spektren werden ausgewertet durch Angabe der charakteristischen Absorptionen mit Wellenzahl (cm–1

),

Intensität der Bande (vs (very strong), s (strong), m (medium), w (weak)) und der Zuordnung zu Molekül-

schwingungen. Vor allem bei der Zuordnung ist größte Vorsicht geboten, besonders im Bereich unterhalb etwa

1400 cm-1

. Die eindeutige Zuordnung ist im Fingerprintbereich nur mit großem Aufwand und ausschließlich bei

kleinen Molekülen möglich. Der Anfänger neigt hier gerne zur ‚Überinterpretation‘ der Spektren.

Hilfreich bei der Interpretation der Spektren ist der Hesse/Meier/Zeeh (siehe Literaturanhang)

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1.2 PRINZIPIELLE ANMERKUNGEN ZUM ARBEITEN IM CHEMISCHEN LABOR

1.2.1 VORBEREITUNG

Bevor mit den praktischen Arbeiten begonnen wird, ist es wichtig, zunächst die Versuchsbeschreibung kom-

plett durchzulesen und durchzudenken (Vorprotokolle, Kolloquien!). Berechnen Sie sich dann gegebenenfalls

die benötigten Konzentrationen für eine Kalibriergerade oder einen Vergleichswert und überlegen Sie sich, ob

und wie Ihre Probe verdünnt werden muss (1/10 = 9+1). Stellen Sie sich anschließend alle Glasgeräte und Che-

mikalien bereit. Beginnen Sie mit der Faktorbestimmmung und führen Sie Vergleichsproben, Blindwerte,

Kalibrierwerte und Mehrfachbestimmungen möglichst parallel bzw. direkt nacheinander in einem Arbeitsgang

zügig aus.

1.2.2 ZEITPLANUNG

Überlegen Sie sich wann Sie bestimmte Leihgeräte, Chemikalien oder Analysenproben benötigen und bestellen

Sie sie rechtzeitig bei der Probenausgabe (Ausgabezeiten beachten!!) Berücksichtigen Sie bei längeren Reakti-

ons- oder Abkühlzeiten den Laborschluss.

1.2.3 MEHRFACHBESTIMMUNGEN

Mehrfachbestimmungen dienen dazu, „zufällige Fehler“ (Messungenauigkeiten) zu Mitteln und somit ein präzi-

seres Ergebnis zu erhalten. Es sollte bei allen Versuchen mindestens eine Doppelbestimmung, besser eine Drei-

fachbestimmung durchgeführt werden.

1.2.4 BLINDWERT

Der Blindwert dient dazu, Verzögerungen und Ungenauigkeiten bei der Farbwahrnehmung sowie Eigenfärbun-

gen und Eigenzersetzung der Reagenzien auszugleichen. Er ist damit ein individueller Wert und muss deshalb

von jedem selbst bestimmt werden. Grundsätzlich werden Blindwerte genauso wie die entsprechenden Proben

behandelt. Anstelle der Analysenlösung wird das gleiche Volumen Lösungsmittel (i.d.R. dest. Wasser) einge-

setzt. Auch der Blindwert sollte als Doppelbestimmung durchgeführt werden!

1.2.5 VERGLEICH

Eine Vergleichsprobe ist dann nützlich, wenn sich Färbungen bzw. Farbumschläge nicht eindeutig zuordnen

lassen. Dies ist häufig bei komplexometrischen Titrationen der Fall. Durch Einwiegen der entsprechenden Sub-

stanz stellen Sie sich eine Vorlage her, deren Analyt-Gehalt genau bekannt ist. Berechnen Sie dann den Ver-

brauch Ihrer Maßlösung (Faktor beachten!) bis zum Äquivalenzpunkt. Titrieren Sie Ihre Vergleichsprobe bis zum

berechneten Äquivalenzpunkt und beobachten Sie genau die Farbentstehung. Sie wissen nun, bis zu welcher

Färbung/Farbtiefe Sie Ihre Probe titrieren müssen.

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1.2.6 KALIBRIERFUNKTION

Alle analytischen Messmethoden, für die eine lineare Konzentrations-Messwert-Beziehung gilt, können über

Kalibrierfunktionen ausgewertet werden. Hierfür stellen Sie aus einer Stammlösung mit bekanntem Analyt-

Gehalt verschiedene Verdünnungen her, die genauso wie die Probe vermessen werden. Grundsätzlich müssen

mindestens 4 Kalibrierpunkte bestimmt werden, durch die dann eine Regressionsgerade gelegt wird (per Lineal

auf Millimeterpapier oder Excel-Trendlinie). Es ist zu beachten, dass der Analysenwert immer innerhalb des

kalibrierten Bereiches liegt, d.h. es muss mindestens ein größerer Wert und mindestens ein kleinerer Wert

bestimmt worden sein. Sollte das nicht der Fall sein, müssen weitere Kalibrierpunkte oder andere Verdünnun-

gen der Probe hergestellt und neu vermessen werden. Beachten Sie den linearen Bereich fotometrischer Be-

stimmungen.

1.3 PRAKTISCHE VERSUCHE

1.3.1 MAßANALYSE

1.3.1.1 HERSTELLUNG VON MAßLÖSUNGEN UND FAKTORBESTIMMUNG

1.3.1.1.1 NATRONLAUGE, C = 0,1 MOL L-1 (0,1 N-LÖSUNG)

Herstellung:

Die ca. 1-molare NaOH (aq) wird zur Verfügung gestellt. Davon werden mit einer Vollpipette 100,0 mL

abgemessen und diese in einem 1 L-Messkolben mit dest. Wasser auf 1000 mL verdünnt (gut durch-

schütteln!).

Faktorbestimmung:

Der Faktor der ca. 0,1-molaren NaOH(aq) wird mit einer exakt 0,1-molaren Säure (HCl, F=1,000) be-

stimmt. Zu diesem Zweck werden 20,0 mL Säure im Erlenmeyerkolben vorgelegt, auf ca. 100 mL mit

dest. H2O verdünnt, 2 Tropfen Indikatorlösung zugegeben und mit der Lauge bis zum Äquivalenzpunkt

(Farbumschlag) titriert. Der Faktor F ergibt sich aus der Beziehung:

mit: FNaOH (Faktor der NaOH-Lösung), FHCl (Faktor der verwendeten HCl-Lösung, hier 1,000; kann aber

auch abweichen!), VHCl (Volumen der vorgelegten HCl-Lösung), VNaOH. (Verbrauch an NaOH)

Viele Indikatoren können verwendet werden; besonders geeignet sind Methylorange (der Umschlag erfolgt

von rot nach orange; pH 3,1-4,4) oder Phenolphthalein (der Umschlag erfolgt von farblos nach rosa; pH 8,2-

9,8).

Für die Faktorbestimmung sind mindestens 3 Titrationen durchzuführen.

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Geräte und Chemikalien:

250 mL-Becherglas, 1 L Messkolben, Trichter, 100 mL Vollpipette, 300 mL-Erlenmeyerkolben,

20 mL Vollpipette, 50 mL Bürette

NaOH (aq), 0,1 M-HCl (aq), Indikator-Lösung: Phenolphthalein (0,1 % in 70% Ethanol); Methylorange

(0,1 % in Wasser)

1.3.1.1.2 NATRIUMTHIOSULFAT-LÖSUNG, C = 0,1 MOL L-1 (0,1 N-LÖSUNG)

Herstellung: 25,0 g Na2S2O3 * 5 H2O (Kristallwasser!) werden abgewogen, in dest. Wasser gelöst und auf 1000

mL aufgefüllt.

Faktorbestimmung:

Der Faktor der ca. 0,1 N-Thiosulfat-Lösung wird mit einer 0,1 N-Jodlösung bestimmt (20,0 mL Jodlösung,

F=1,000, werden in der Vorlage auf ca. 100 mL verdünnt (H2O) und mit der einzustellenden

Thiosulfatlösung sofort titriert).

Als Indikator werden der Lösung gegen Ende der Titration (Lösung ist dann nur noch schwach gelb) 2 mL

Stärkelösung zugesetzt. Der Umschlag erfolgt von blauviolett nach farblos.

Reaktionsgleichung:

S2O32-

(aq) + J2 (aq)

Im Protokoll erfolgt die Angabe der Konzentration als mol L-1

Chemikalien:

Na2S2O3 * 5 H2O, 0,1 N-Jodlösung (≙ 0,05 mol/L), Stärke-Lösung (1 % in Wasser aufgekocht)

1.3.1.1.3 KALIUMPERMANGANAT-LÖSUNG, C = 0,02 MOL L-1 (0,1 N-LÖSUNG)

Herstellung: Die ca. 1 N-Lösung wird zur Verfügung gestellt. Eine ca. 0,1 N-KMnO4 (aq) wird durch Verdünnung

daraus bereitet und in einer braunen Flasche aufbewahrt.

Faktorbestimmung:

Der Faktor der ca. 0,1 N-KMnO4-Lösung wird mit einer 0,1 N-Oxalsäure-Lösung bestimmt: 20,0 mL 0,1 N-

Oxalsäure-Lösung (F=1,000) werden in einem 300 mL-Erlenmeyerkolben auf etwa 100 mL verdünnt

(H2O) und mit 10 mL konz. H2SO4 angesäuert. Die Lösung wird auf ca. 80 °C erhitzt und heiß mit der

KMnO4-Lösung bis zur bleibenden Rosafärbung (1 min.) titriert.

Anmerkung: Der Titer ist nicht beständig und muss öfter überprüft werden.

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Reaktionsgleichung:

MnO4- (aq) + C2O4

2-(aq) + H

+ (aq)

Im Protokoll erfolgt die Angabe der Konzentration als mol/L

Chemikalien:

KMnO4 (aq), 0,1 N-Oxalsäure-Lösung (c = 0,05 mol/L) (Faktor 1,000), H2SO4 konz.

1.3.2 TITRATIONEN

Bei allen Titrationen ist Punkt 1.1.1.2.1 Messkolben genauestens zu befolgen!

1.3.2.1 SÄURE-BASE-TITRATION MIT FARBINDIKATOREN

Prinzip: Essigsäure wird mit Natronlauge titriert, der Äquivalenzpunkt wird durch einen Farbindikator

festgestellt.

Durchführung:

20,0 mL Probelösung werden auf ca. 150 mL verdünnt und mit wenigen ( 2- 3 ) Tropfen Indikator-Lösung

(Phenolphthalein) versetzt. Die Titration erfolgt mit einer eingestellten 0,1 N-NaOH (aq) bis zum Farb-

umschlag des Indikators (siehe 1.3.1.1.1 Natronlauge, c = 0,1 mol L-1

(0,1 N-Lösung)).

Umrechnung/Ergebnisangabe:

Angegeben werden die mL Verbrauch 0,1 N-NaOH (F = 1,000), die zur vollständigen Umsetzung von 20,0

mL Analysenlösung benötigt werden und die daraus berechnete Säurekonzentration.

Im Protokoll erfolgt die Angabe der Konzentration als mol/L

Reaktionsgleichungen:

CH3COOH (aq) + NaOH (aq)

H3O+ (aq) + OH-(aq)

CH3COOH (aq) + OH- (aq)

Geräte/Chemikalien:

300 mL Weithals-Erlenmeyerkolben, Bürette, 20 mL Vollpipette;

0,1 N-NaOH (aq) [siehe 1.3.1.1.1 Natronlauge, c = 0,1 mol L-1

(0,1 N-Lösung)], Phenolphthalein-Lösung

Frage: Bei welchem pH-Wert liegt der stöchiometrische Äquivalenzpunkt und warum?

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1.3.2.2 POTENTIOMETRISCHE SÄURE-BASE-TITRATION

Prinzip: Die Lösung einer schwachen Säure wird mit Natronlauge titriert, Wendepunkt und

Äquivalenzpunkt werden mit der Einstabmesskette bestimmt.

Durchführung:

20,0 mL Probelösung werden auf ca. 150 mL verdünnt und mit dem Magnetrührer gerührt. Die Glas-

elektrode wird eingetaucht, die Spannung in mV und der pH-Wert abgelesen. Nach Zugabe von jeweils

1,0 mL-Portionen Natronlauge misst man erneut beide Werte. Sobald sich der pH Wert nicht mehr än-

dert (nach 3 x 1 mL Zugabe), beendet man die Titration. Die Messwerte werden in ein Vol.-pH-Diagramm

eingetragen.

Bei Titration 2 und 3 wird am Äquivalenzpunkt eine geringere Menge zugegeben

Umrechnung:

Angegeben werden die mL Verbrauch 0,1 N-NaOH (aq) (F=1,000), die zur vollständigen Titration von

20,0 mL Probelösung benötigt werden. Das Titrationsdiagramm ist vorzuweisen. Aus dem Diagramm ist

der pKS-Wert der schwachen Säure abzuschätzen.

Im Protokoll erfolgt die Angabe der Konzentration als mol/L

Geräte/Chemikalien:

pH-Meter und Einstabmesskette (Glaselektrode), 250 mL Becherglas, Magnetkern,

Magnetrührer, Bürette; 0,1 N-NaOH (aq) [siehe 1.3.1.1.1 Natronlauge, c = 0,1 mol L-1

(0,1 N-Lösung)]

Frage:

Wie sieht die (Leitfähigkeits)Kurve bei der Titration einer Natriumbromid-Lösung mit Silbernitrat aus?

1.3.2.3 MANGANOMETRISCHE NITRIT-BESTIMMUNG

Prinzip:

NO2- (aq)-Ionen werden durch MnO4

- (aq)-Ionen oxidiert.

Durchführung:

Die Probelösung wird wie gewohnt im Kolben auf 100 mL aufgefüllt und gut durch-geschüttelt. An-

schließend füllt man die Probelösung in eine Bürette. 20,0 mL einer 0,1 N-KMnO4 (aq) bekannten Fak-

tors werden auf 150 mL verdünnt und mit 10 mL konz. H2SO4 versetzt. Diese Lösung bildet die Vorlage.

Sie wird auf 40 °C erwärmt (handwarm) und mit der Analysenlösung bis zur Entfärbung titriert. Gegen

Ende der Titration verläuft die Umsetzung langsam.

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Anmerkung:

Die Titration wird als inverse Titration durchgeführt, da die Umsetzung der Nitrit-Lösung mit KMnO4

langsam verläuft. Eine Beschleunigung der Reaktion durch Erwärmen kann nicht vorgenommen werden,

da sich das Nitrit bei höherer Temperatur teilweise zersetzt.

Umrechnung/Ergebnisangabe:

1 mL 0,1 N-KMnO4 (aq) (F = 1,000) = ? mg NO2-

Angegeben werden mg NO2- / 100 mL Analysenlösung (Rechenweg dargestellt z. B. in Latscha HP, Klein

HA (1994) Chemie Basiswissen III-Analytische Chemie. Springer, Berlin, Heidelberg). Im Protokoll Um-rechnung in mol/L!

Reaktionsgleichung:

MnO4- (aq) + NO2

- (aq) + H

+ (aq)

Geräte/Chemikalien:

300 mL-Erlenmeyerkolben, 50 mL-Bürette, 20 mL Vollpipette, Trichter

0,1 N-KMnO4 (aq) [siehe 1.3.1.1.3 Kaliumpermanganat-Lösung, c = 0,02 mol L

-1 (0,1 N-Lösung)], konz.

H2SO4

1.3.2.4 JODOMETRISCHE KUPFER-BESTIMMUNG

Prinzip: Cu2+

(aq)-Ionen werden mit I- (aq)-Ionen umgesetzt; das bei dieser Reaktion frei werdende Jod

wird mit Thiosulfat-Maßlösung bestimmt.

Durchführung:

20,0 mL Analysenlösung werden in einen Jodzahlkolben pipettiert und auf 100 mL verdünnt. Der Lösung

werden dann 2 mL konz. H2SO4 und 10 mL einer 25 %igen Kaliumiodid-Lösung (muss farblos sein!) zuge-

setzt. Der Kolben wird verschlossen und 3 min. kräftig geschüttelt.

Die Titration ist mit einer eingestellten 0,1 N-Thiosulfat-Lösung zügig durchzuführen. Vor Zugabe von 2

mL Stärkelösung als Indikator wird mit Thiosulfat eintitriert, bis die Lösung nur noch schwach gelb ge-

färbt ist; dabei fällt Kupferjodid aus. (schärferer Umschlag, wenn vor dem Indikatorzusatz fast vollstän-

dig titriert wird !). Der Umschlag erfolgt von blauviolett nach weiß.

Umrechnung/Ergebnisangabe:

1 mL 0,1 N-Thiosulfat (F=1,000) =? mg Cu

Ergebnisansage in mg Cu2+

/100 mL

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Reaktionsgleichungen:

Cu2+

(aq) + I- (aq)

S2O32-(

aq) + J2(aq)

Cu2+

(aq) + I- (aq) + S2O3

2- (aq)

Geräte/Chemikalien:

Jodzahlkolben, 20 mL-Vollpipette, 10 mL-Messpipette, 10 mL Messzylinder, 50 mL-Bürette, 25 %ige KI

(aq), 0,1 N-Thiosulfat (aq) [siehe 1.3.1.1.2 Natriumthiosulfat-Lösung, c = 0,1 mol L

-1 (0,1 N-Lösung)],

Stärkelösung 1%ig, konz. H2SO4

1.3.3 GRUPPENVERSUCHE

1.3.3.1 KOMPLEXOMETRISCHE MAGNESIUMBESTIMMUNG MIT EDTA

Grenzen: 40 - 100 mg Magnesium (Mg2+

) / 100 mL

Prinzip: Die Konzentration an Mg2+

(aq)-Ionen wird komplexometrisch mit Ethylendiamintetraessigsäure

(Na-Salz der EDTA, Na2H2Y) bestimmt.

Durchführung:

20,0 mL Probelösung werden im Erlenmeyerkolben auf ca. 100 mL verdünnt, in der Lösung wird eine

Indikator-Puffertablette vollständig gelöst. Danach setzt man etwa 1 mL konz. NH3 (aq) hinzu und titriert

gegen eine 0,02 M-EDTA (aq) bis zum Umschlag von orange nach grau/grün.

Umrechnung/Ergebnisangabe: 1 mL 0,02 M-EDTA (F=1,000) = ? mg Mg2+

Die Ergebnisangabe erfolgt in mg/100 mL

Reaktionsgleichung: Mg2+

(aq) + H2Y2-

(aq)

Geräte/Chemikalien:

20 mL-Vollpipette, Bürette, 300 mL-Erlenmeyerkolben, 50 mL Bürette

0,02 M-EDTA(aq), [F:1,000], konz. NH3(aq), Indikator-Puffertablette

Frage: Mg2+

-Ionen sind Zentralionen für Chlorophyll-Komplexe (z.B. Chlorophyll (a), C55H72MgN4O5, M = 893,48

g mol-1

). 1 kg getrocknete Blätter liefern etwa 6,5 g Chlorophyll. Berechnen Sie aus der Konzentration an

Mg2+

-Ionen, welche Blattmenge sich ergibt, wenn Ihre Mg2+

-Probe das Ergebnis einer Chlorophyll-

Extraktion gewesen wäre. Welche strukturverwandten Komplexe kennen Sie?

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1.3.3.2 KOMPLEXOMETRISCHE SULFATBESTIMMUNG

Grenzen: 10 - 300 mg Sulfat (SO42-

) / 1 L

Prinzip:

Alle Kationen werden durch einen Ionenaustauscher gegen H+ (aq)-Ionen ausgetauscht, damit sie die

komplexometrische Titration nicht stören. Eine Bariumchlorid-Maßlösung (BaCl2) wird im Überschuss

zugesetzt und Sulfat quantitativ als Bariumsulfat (BaSO4) ausgefällt. Verbleibende Ba2+

(aq)-Ionen werden

komplexometrisch zurücktitriert. Die Differenz zwischen vorgegebenem und zurücktitriertem BaCl2 (aq)-

Volumen zeigt den Sulfat-Gehalt an.

Durchführung:

Nach Regeneration und neutral Waschen der Säule (siehe unten) werden erst ca. 150 mL aq. Dest. zur

Bestimmung des Blindwertes abgenommen. Davon werden 50,0 mL genauso wie eine perkolierte Probe

analysiert.

Dann werden 200 - 300 mL des zu untersuchenden Wassers mit einer Durchlaufgeschwindigkeit von 3-4

Tropfen s-1

durch den Kationenaustauscher perkoliert. Die ersten 50 mL des Filtrats werden verworfen,

je 50,0 mL werden mit dest. Wasser auf ca. 100 mL im Erlenmeyerkolben aufgefüllt und zum Sieden er-

hitzt. 20,0 mL 0,01 M-BaCl2 (aq) werden danach zugesetzt, die Lösung wird wenige Minuten gekocht und

etwa 15 min heiß gehalten. Nach dem Abkühlen werden 4 mL Pufferlösung und Indikatorlösung zuge-

fügt. Dann wird sofort mit 0,01 M-EDTA (aq) titriert, der Farbumschlag erfolgt von rosa nach blau

(Blindwert mitführen!).

Die Differenz zum Blindwert sollte mindestens 3 mL betragen. Bei sehr niedrigem Sulfatgehalt (geringe

Differenz) sind anstelle von 50,0 mL Filtrat 100,0 mL oder 200,0 mL einzusetzen.

Umrechnung/Ergebnisangabe:

1 mL Differenz 0,01 M-EDTA (aq) (F:1,000) = ? mg SO42--

Es wird die Konzentration der Sulfat-Ionen in mg L-1

angegeben. Dieser ergibt sich aus der Differenz von

vorgegebener und zurücktitrierter BaCl2-Lösung mit EDTA unter Berücksichtigung des Blindwertes.

Geräte/Chemikalien:

Austauschersäule: Eine unten mit Hahn und oben mit Einfülltrichter versehene, 15 mm weite Glasröhre

wird etwa 15 cm hoch mit stark saurem Kationenaustauscher beschickt, der auf einem

Glaswollepfropfen ruht. Das Harz wird mit 100 mL verd. Salzsäure bei einer Durchlaufgeschwindigkeit

von 3 - 4 Tropfen s-1

(höchstens 10 mL min-1

) in die H-Form überführt bzw. regeneriert und dann mit

dest. Wasser bei der gleichen Durchlaufgeschwindigkeit bis zur neutralen Reaktion des Ablaufs gespült

(wichtig! Da der Puffer sonst nicht greift!). Mit pH-Papier den pH-Wert prüfen! Säule nie trocken laufen

lassen!

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300 mL-Erlenmeyerkolben, Vollpipetten, Bürette; 0,01 m-EDTA (aq), (F:1,000), 0,01 M-BaCl2 (aq) (Faktor

gegen EDTA bestimmen; dabei ebenfalls 4 mL Pufferlösung zugeben!), Pufferlösung, Eriochromschwarz-

Indikatorlösung

Frage: Warum müssen sämtliche Kationen vor der Bestimmung entfernt werden?

Erklären Sie die Funktionsweise eines Ionentauschers!

Welche Beispiele für die Anwendung von Ionentauscher im (Labor-)Alltag gibt es?

2 ORGANISCH-CHEMISCHER UND BIOCHEMISCHER PRAKTIKUMSTEIL

2.1 NATURSTOFFANALYTIK (GRUPPENVERSUCHE)

2.1.1 AMINOSÄUREN/PROTEINE

2.1.1.1 AUTOXIDATION VON CYSTEIN IN GEGENWART VON EISEN-(III)-CHLORID

Chemikalien:

Cystein, Eisen-(III)-chlorid, H2O.

Geräte und Glasgeräte:

250 mL Rundkolben

Durchführung:

Eine Spatelspitze reines Cystein wird in einem 250 mL Rundkolben in etwa 130 mL Wasser gelöst. Dazu gibt

man eine Spatelspitze Eisen(III)-chlorid und schüttelt vorsichtig um. Die Lösung färbt sich violett. Lässt man sie

einige Zeit ruhig stehen, verschwindet die Farbe, um beim kräftigen Schütteln an der Luft wieder zu erschei-

nen*. Diesen Wechsel kann man so lange wiederholen, bis alles Cystein zu schlecht löslichem Cystin oxidiert

worden ist.

Die Kontrolle der Synthese erfolgt visuell. Berechnen Sie für 100 mg Cystein und 10 mg Eisen(III)-chlorid wie oft

Sie den Farbwechsel theoretisch durchführen können!

* Dies gelingt nur selten und nur bei ausgewogenen Mengenverhältnissen. Die violette Farbe kann jedoch

durch weiteren Zusatz von Eisen(III)-chlorid erneut erhalten werden, bis die Lösung bleibend hellblau wird und

die violette Farbe nicht mehr erscheint. Danach kann die Färbung durch erneuten Zusatz von Cystein wieder

erreicht werden.

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2.1.1.2 NACHWEIS VON AMINOSÄUREN MIT NINHYDRIN

Prinzip:

Nach salzsaurer Proteinhydrolyse (bereits vom Assistenten durchgeführt) werden die freien Aminosäuren

dünnschichtchromatographisch getrennt und durch Umsetzung mit Ninhydrin-Reagenz detektiert.

Geräte und Glasgeräte:

DC-Kammer, Fön, Auftragepipetten

Chemikalien:

n-Butanol (n-BuOH), Essigsäure ( 96%ig (Eisessig)), Aceton, Ninhydrin (2,2-Dihydroxy-1,3-dioxohydrinden),

Aminosäurestandards.

für DC:

DC-Platten: Kieselgel-Fertigplatten

Laufmittel: n-BuOH/Eisessig/H2O 70:20:30 (v/v/v)

Sprühreagenz: 0,4 g Ninhydrin in 100 mL Aceton lösen (wird für das gesamt Praktikum 1x hergestellt!).

Untersuchungsmaterial: Proteinhydrolysat (Aminosäuremischung)

Durchführung

DC-Trennung: 2 bis 10 µL der obigen Testlösung (bei unbekannten Konzentrationen am besten verschiedene

Volumina) und die Referenzaminosäure-Lsg. werden mit Hilfe von Kapillarröhrchen auf eine Kieselgel-

Fertigplatte aufgetragen (Föntrocknung verkürzt die Auftragungszeit erheblich!) und die Platte in dem Lauf-

mitteln entwickelt. Die Laufzeit (Lösungsmittelfront erreicht 3/4 der Plattenhöhe) beträgt ca. 4 Std..

Detektion:

Die gut getrocknete Platte (15‘ im Trockenschrnak bei 103°C) wird gleichmäßig mit dem Sprühreagenz besprüht

und im Trockenschrank bei 103 °C zur Sichtbarmachung der Flecken erhitzt.

Anzahl und Identität der Aminosäuren werden durch Farbe und Rf-Werte der Substanzflecken bestimmt und

durch Chromatographie der Referenzaminosäuren bestätigt

2.1.1.3 PROTEINBESTIMMUNG NACH LOWRY

Die Proteinprobe für den Versuch 2.1.1.3.1 wird in einem 10 mL Messkolben ausgegeben. Dieser muss vor den

Bestimmungen mit dest. Wasser auf 10 mL aufgefüllt werden. Eventuell muss die Probe noch verdünnt werden.

Der erhaltene Proteingehalt der Probelösung ist in mg mL-1

anzugeben.

Chemikalien:

Die Reagenzlösungen und die Proteinstammlösung für den BioRad Protein Assay sind bereits fertig und stehen

im Kühlschrank aus.

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Geräte und Glasgeräte:

Fotometer, Einwegküvetten, Kolbenhubpipetten, Pipettenspitzen, Rührstäbe

Durchführung:

Diese Vorschrift ist gegenüber der Originalarbeit von Lowry u. Mitarb. etwas modifiziert, um mit geringeren

Volumina arbeiten zu können.

Es ist zu beachten, dass diese Proteinbestimmungsmethode, die die Oxidierbarkeit aromatischer Aminosäuren

ausnutzt, sehr leicht von im Probenpuffer enthaltenen Substanzen gestört werden kann. Es empfiehlt sich da-

her, als Kontroll-(Blind-) Wert proteinfreien Puffer im gleichen Volumen (hier dest. Wasser) wie die Analysen-

probe mitzuführen.

Da die Reaktionsbedingungen von Bestimmung zu Bestimmung geringfügig schwanken können, und die

Kalibrierkurve nicht linear verläuft, sollte bei jeder Analyse eine Standardproteinreihe im Bereich von 30-300 µg

mL-1

gemessen werden. Als Bezugslösung hat sich eine Stammlösung von Ovalbumin oder BSA mit 0,1 % (≙

1mg/mL) (w/v) in dest. Wasser bewährt. Diese Lösung ist im Kühlschrank über Monate stabil und steht aus.

1. Für die Kalibrierkurve sind 5 adäquate (s.o.) Verdünnungen aus der Proteinstammlösung in Wasser herzu-

stellen (Bevor die Verdünnungsreihe angefertigt wird, müssen die Werte von der Assistentin bzw. dem As-

sistenten abgezeichnet werden)

2. 250 µL der Proben- bzw. Standardlösung sind in eine trockene Einwegküvette zu pipettieren

3. Zugabe von 125 µL der Lösung A

4. Zugabe von 1 mL der Reagenzlösung B

5. Gründlich mit einem Rührstab vermischen und nach exakt 15 min die Absorption bei 650 nm gegen einen

Blindwert, der dest. Wasser anstatt Probe enthält, messen (Für die Messungen sind Einwegküvetten mit

gleicher Eigenabsorption zu verwenden)

2.1.2 KOHLENHYDRATE

2.1.2.1 OPTISCHER DREHWERT KOHLENHYDRATHALTIGER LÖSUNGEN

Prinzip:

Es sind wässrige Lösungen folgender Substanzen herzustellen und im Polarimeter zu vermessen:

Glucose (10 g 100 mL-1

), Fructose (5 g 100 mL-1

), Saccharose (10 g 100 mL-1

),

Material:

Glucose, Fructose, Saccharose, 100 mL Messkolben, Wasserbad, Thermometer

Durchführung:

Das jeweilige Monosaccharid wird auf 2 mg genau eingewogen und quantitativ in einen 100 mL Messkolben

überführt, gelöst, mit dest. Wasser bis kurz unterhalb des Eichstrichs aufgefüllt, gut umgeschüttelt und im Was-

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serbad auf 20 °C temperiert (30-60 min). Danach wird auf exakt 100 mL aufgefüllt, erneut gut geschüttelt und

anschließend das 2 dm Polarimeterrohr gemäß Vorschrift gefüllt und die Probe vermessen (Die Vorschrift liegt

am Gerät aus; jeder Teilnehmer der Gruppe sollte den Wert ablesen). Für die exakte Messung ist es notwendig,

dass das Polarimeterrohr sauber ist und sich keine Luftblasen darin befinden. Weiterhin ist es notwendig das

Rohr mit der jeweiligen Lösung vorzuspülen!

Anhand des abgelesenen Drehwertes ist die jeweilige Stoffkonstante ( D20

) zu bestimmen und mit dem Litera-

turwert zu vergleichen und Abweichungen zu diskutieren!

2.1.2.2 INVERSION VON SACCHAROSE

Prinzip:

Es ist der Drehwert einer Saccharoselösung vor und nach Inversion zu bestimmen.

Material:

Saccharose, 32%ige HCl, 0,1 mol L-1

HCl, 20%ige NaOH, 0,1 mol L-1

NaOH, Phenolphthalein-Lsg.

Durchführung:

50 mL einer Saccharoselösung (10 g 100 mL-1

, von Versuch 2.1.2.1) werden in einen 100 mL Messkolben

pipettiert mit 25 mL Wasser (dest.) verdünnt und mit 5 mL Salzsäure (32 %) versetzt. Anschließend wird in den

Kolben ein Thermometer eingebracht und dieser in ein auf 70 °C thermostatisiertes Wasserbad gestellt. Sobald

das Thermometer im Kolben auf genau 67 °C gestiegen ist, wird die Temperatur genau 5 min lang auf 67-70 °C

im Kolben gehalten. Der Kolben ist dabei häufig umzuschwenken. Nach der Inversion wird sofort auf 20 °C

abgekühlt, das Thermometer quantitativ abgespült, die Lösung mit wenigen Tropfen Phenolphthalein versetzt

und die Säure vorsichtig zuerst durch Zutropfen von Natriumhydroxid-Lösung (20 %ig) abgestumpft und danach

mit Natriumhydroxid-Lösung (0,1 mol L-1

) neutralisiert. Alkalische Reaktion ist zu vermeiden! Sollte dennoch

eine bleibende schwache Rotfärbung des Indikators erfolgen, sind sofort einige Tropfen Salzsäure (0,1 mol L-1

)

bis zum Verschwinden der Farbe zuzugeben. Anschließend wird der Messkolben bis zur Marke aufgefüllt. Die so

erhaltene Invertzucker-Lösung wird am Polarimeter vermessen. Da die obige Saccharose-Lösung um den Faktor

2 verdünnt wurde, ist zur Berechnung des Sollwertes 5 g 100 mL-1

einzusetzen.

Aufgabe:

Berechnen Sie die Stoffkonstante des Invertzuckers; Erläutern Sie anhand des Reaktionsmechanismus die Än-

derung des Drehwertes

2.1.2.3 KONZENTRATIONSBESTIMMUNG KOHLENHYDRATHALTIGER LÖSUNGEN

Prinzip:

Die ausgegebene Lösung ist mittels Polarimetrie zu vermessen und der Gehalt der ausgegebenen Substanz in

g 100 mL-1

anzugeben.

Material:

Entweder Glucose, Fructose, oder Saccharose, 100 mL Messkolben, Wasserbad, Thermometer

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Durchführung:

Der zuvor ausgestellte 100 mL Messkolben wird mit dest. Wasser bis kurz unterhalb des Eichstrichs aufgefüllt,

nach dem Lösen der Zucker gut umgeschüttelt und im Wasserbad auf 20 °C temperiert (30-60 min). Danach

wird auf exakt 100 mL aufgefüllt, erneut gut geschüttelt und anschließend das 2 dm Polarimeterrohr gemäß

Vorschrift gefüllt und die Probe vermessen Danach wird das Polarimeterrohr noch zweimal erneut gefüllt und

vermessen. Aus den 3 Messungen wird der Mittelwert gebildet und der Gehalt in g 100 mL-1

angegeben

2.1.3 NATÜRLICHE FARBSTOFFE

2.1.3.1 ISOLIERUNG VON CHLOROPHYLL AUS SPINAT (O. Ä.)

Prinzip: In diesem Versuch werden die wichtigsten Pigmente des Photosynthese-Apparates in höheren Pflanzen

isoliert, nämlich Chlorophyll a, b und die Carotinoide. Alle diese Pigmente liegen in der Pflanzenzelle fast

ausschließlich in Komplexen mit Proteinen vor. Das erklärt die relativ hohe Stabilität der Pigmente in der

Pflanzenzelle im Gegensatz zur Empfindlichkeit der freien Pigmente.

Zur Isolierung macht man sich zunächst den hydrophoben Charakter der Pigmente zunutze: Pigmente

sind, im Gegensatz zu Proteinen in 80%igem Aceton löslich. Wenn das Blattmaterial also in 80%igem

Aceton homogenisiert wird, so werden die Pigment-bindenden Proteine denaturiert und die Pigmente

freigesetzt. Bei der Auftrennung der verschieden Pigmente nutzt man die unterschiedliche Löslichkeit

der Pigmente aus.

Material: Pflanzenmaterial (z. B. Spinatblätter, Blätter ohne Stängel und Rippen), Mörser & Pistill, 2 Scheide-

trichter, Filtertigel od. Zentrifugenbescher, Aceton (dest.), Aceton (80%), Diethylether, gesättigte NaCl-

Lösung, große Saugflache, Büchnertrichter, kl. Saugflasche, kl. Nutsche auf Fritte (vorgekühlt, -20 °C),

Küvette (Glas), UV/Vis Photometer

Durchführung:

a) Totalextrakt

40 g Blätter werden in 160 mL Aceton (dest.) im Mörser homogenisiert (Abzug!). Das Homogenat wird

im Büchnertrichter durch Filterpapier filtriert, der Rückstand mit 25 mL Aceton (80%) nachgewaschen

[Falls eine Trübung zu sehen ist, das Filtrat 10 min bei 5000 rpm zentrifugieren und anschließend der

Überstand vorsichtig abgießen].

Ein Aliquot des Totalextraktes wird in 1:100 (oder anderer) Verdünnung (mit 80% Aceton) bei 645 und

663 nm gemessen. Der Chlorophyllgehalt berechnet sich nach:

Des weiteren wird ein Spektrum von 300 bis 730 nm aufgenommen

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Wenn der Gesamtextrakt gelagert werden soll, muss dies bei -20 °C im Dunkeln erfolgen (Alufolie). Ein

Teil des Gesamtextraktes ist für die DC aufzubewahren!

b) Waschen des Totalextraktes

100 mL Gesamtextrakt werden in einem Scheidetrichter gefüllt, mit 50 mL Diethylether und so viel ge-

sättigter, wässriger NaCl-Lsg. versetzt, bis sich zwei Phasen bilden. Anschließend wird erst vorsichtig ge-

schwenkt, nach jedem Schwenken mit dem Hahn entlüftet und dann geschüttelt. Nach dem Auflösen

der Emulsion trennt man die Etherphase ab und bewahrt sie kühl und dunkel auf. Die wässrige Phase

wird noch so oft mit 50 mL Diethylether extrahiert, bis die Etherphase praktisch farblos bleibt. Die

Etherphasen werden vereinigt und 3 mal mit je 50 mL Wasser gewaschen. Die Etherphase wird über

Natriumsulfat getrocknet. Das Lösungsmittel des getrockneten Filtrats wird am Rotationsverdampfer

abgezogen und der Rückstand sofort in 5 mL Aceton aufgenommen (schütteln bis zur vollständigen Lö-

sung). Ein 1:1000-Aliquot (Verdünnung gegebenenfalls anpassen; LöM: 80% Aceton) wird

spektrometrisch vermessen. Ein Teil des Extraktes ist für die DC aufzubewahren!

c) Isolierung von Chlorophyllen (aus dem Totalextrakt)

Chlorophylle sind in einer Mischung von Aceton, Wasser und Dioxan schwerer löslich als Carotinoide

und können so von diesen abgetrennt werden.

Materialien: Scheidetrichter (250 mL), Büchnertrichter, Saugflasche, Magnetrührer, Rührfisch, Filtertigel

Chemikalien: Dioxan, Aceton (dest.), Aceton (80%)

Der Rest des Totalextraktes (aus a; ca. 80 mL), werden zuerst mit 13 mL Dioxan und dann im Eisbad un-

ter Rühren (Magnetrührer) tropfenweise mit Wasser versetzt, bis deutlich grüne Flocken ausfallen (ca. 6

mL Wasser). Anschließend lässt man noch 1 h im Eisbad ohne weiteres Rühren stehen. Die Suspension

wird im Filtertigel abgenutscht, der Überstand (= Filtrat) für die DC aufbewahrt. Das Pellet (Filterrück-

stand) wird in 100 mL Diethylether aufgenommen. Die Lösung wird dreimal mit je 50 mL Wasser gewa-

schen. Zur Abtrennung des Restwassers in der Etherphase wird über Natriumsulfat 2 Stunden getrock-

net und anschließend der Diethylether am Rotationsverdampfer abgezogen. Die Pigmente werden in 5

mL Aceton gelöst und eine 1:1000 Verdünnung (gegebenfalls anpassen) in 80% Aceton spektrometrisch

vermessen.

Die Bedingungen für die DC sind: Petroleumbenzin/Isopropanol/H2O = 80/8/1. Aufsteigend in der gesät-

tigten Kammer entwickeln. Vergleich der Extrakte aus a), b) und c).

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2.1.4 LIPIDE

2.1.4.1 EXTRAKTION DER GESAMTLIPIDE AUS VERSCHIEDENEN MATRICES

Gesamtlipide - Extraktion nach Säureaufschluss - Methode nach Weibull-Stoldt

Prinzip:

Die Probe wird mit Salzsäure aufgeschlossen und das Fett durch Filtration abgetrennt. Der Filterrückstand wird

mit heißem Wasser neutral gewaschen, getrocknet und mit Petroleumbenzin extrahiert. Anschließend wird der

lösungsmittelfreie, trockene Extraktionsrückstand gravimetrisch bestimmt.

Geräte und Hilfsmittel

Heizrührer, Messzylinder, 600 mL Becherglas, Uhrglas, Glastrichter ( ca. 15 cm), Faltenfilter ( ca. 27 cm),

Glasstab, Pinzette, Wasserbad (siedend), Extraktionsapparatur nach Soxhlet (150 mL) mit 250-mL-Rundkolben

(Schliff NS 29) und Rückflusskühler, Extraktionshülsen (z.B. Fa. Schleicher & Schüll Nr. 603), Watte: fettfrei,

Siedesteinchen

Chemikalien:

Salzsäure: etwa 25 %ig, d (20 °C) = 1,22-1,24 g mL-1

, pH-Papier, Petroleumbenzin 40 – 60 °C, Seesand

Untersuchungsmaterial:

Verschiedene Lebensmittel

Durchführung: (nach Matissek)

Ein 250 mL Rundkolben wird mit einigen wenigen Siedesteinchen versetzt, bei 103 °C getrocknet (1 h) im Exsik-

kator abgekühlt (30 min) und anschließend auf 1 mg genau gewogen (Leergewicht des Kolbens, m1)

Die Probeneinwaage (E) richtet sich nach dem zu erwartenden Fettgehalt, sollte aber zwischen 0,5 und 1,5 g

Fettausbeute betragen (siehe Tabelle). Die Probe wird auf 1 mg genau in das Becherglas eingewogen, mit

dest. Wasser auf etwa 100 mL ergänzt, mit 100 mL Salzsäure und einigen Siedesteinchen versetzt, mit einem

Glasstab zur Verhinderung der Klumpenbildung umgerührt und mit einem Uhrglas bedeckt. Die Aufschlussflüs-

sigkeit wird unter gelegentlichem Umrühren (Glasstab) zum Sieden erhitzt und je nach Produkt 30-60 min lang

am schwachen Sieden gehalten. Dabei ist insbesondere darauf zu achten, dass sich keine Probenteilchen an der

Glaswandung festsetzen und das Volumen der Flüssigkeit in etwa konstant bleibt. Danach werden ca. 100 mL

heißes Wasser zugefügt und die Aufschlussflüssigkeit quantitativ durch ein vorher angefeuchtetes Faltenfilter

filtriert. Der Rückstand und v.a. das Filter werden sorgfältig vom Rand her unter gleichzeitigem Nachspülen von

Uhr- und Becherglas so lange gewaschen, bis das Waschwasser neutral reagiert (sehr wichtig!, Cl--Nachweis).

Das feuchte Filter mit Inhalt wird in eine fettfreie Extraktionshülse gegeben und im Trockenschrank bei 103

2 °C getrocknet (ca. 2-3 h). Zur anschließenden Extraktion wird das zum Aufschluss verwendete Becherglas mit

einem Petroleumbenzin getränkten Wattebausch (Pinzette) ausgerieben und dieser ebenfalls in die Extrakti-

onshülse gegeben. Diese wird nun in die Extraktionsapparatur nach Soxhlet gebracht. Der mit wenigen Siede-

steinchen versehene, bei 103 2 °C getrocknete und genau gewogene Rundkolben (s.o.) wird mit einer ausrei-

chenden Menge Lösungsmittel [ca. 220 mL Petroleumbenzin] befüllt und an die Apparatur angeschlossen.

Während der Extraktion, die auf dem siedenden Wasserband erfolgt und 8 h dauert, sollte sich der Extraktions-

raum, also das Mittelstück der Apparatur, regelmäßig durch das Heberrohr entleeren (ca. 20-30 Entleerungen).

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Nach Beendigung der Extraktion wird das Lösungsmittel weitgehend abdestilliert (Rotationsverdampfer). An-

schließend wird der Kolben 1 h lang in einen auf 103 2 C geheizten Trockenschrank gelegt und somit der

Rückstand von den letzten Lösungsmittelresten befreit. Nach dem Abkühlen im Exsikkator (mind. 30 min) wird

der Kolben ausgewogen. Trocknen und Abkühlen werden bis zur Gewichtskonstanz wiederholt.

Richtwerte zur Einwaage:

Erwarteter Fettgehalt in % Einwaage in g

< 1 100

1-5 50-20

5-20 20-5

> 20 5-3

Auswertung:

Der prozentuale Fettgehalt F[%] wird nach folgender Gleichung berechnet:

mit:

m1 = Leerer, getrockneter Rundkolben (mit Siedestein) in g

m2 = Rundkolben mit Fett nach der Trocknung in g

E = Probeneinwaage in g

2.1.4.2 CHARAKTERISIERUNG DER LIPIDPHASE MITTELS GC

Prinzip:

Durch Umesterung der Glycerole mittels Natriummethylat werden die Fettsäuren in ihre Methylester über-

führt. Die so hergestellten Fettsäuremethylester werden gaschromatographisch identifiziert und die prozentua-

le Verteilung der Fettsäuren im eingesetzten Fett wird bestimmt.

Geräte und Hilfsmittel:

4 mL Probenfläschchen mit Schraubdeckel und teflonbeschichtetem Septum.

Trockenschrank (50 °C)

Gaschromatograph (nach Absprache mit Assistenten)

Chemikalien:

Hexan,

1%ige Natriummethylat-Lösung (hergestellt aus Natriummethylat 30 %ig durch Verdünnung mit Me-

thanol) im Kühlschrank aufzubewahren! (Bei Auftreten von Trübungen ist die Lösung als unbrauchbar

zu verwerfen!),

Referenzgemisch mit Fettsäuremethylestern zur gaschromatographischen Identifizierung der in den

Proben enthaltenen Fettsäuren

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Untersuchungsmaterial:

Fett aus der Soxhlet-Extraktion.

Durchführung:

Ca. 100 mg Untersuchungsmaterial werden in das Probenfläschchen eingewogen, 1,0 mL Hexan zugegeben, das

Fläschchen verschlossen und das Fett durch Schütteln in Lösung gebracht.

Dann werden 1,0 mL Natriummethylatlösung zugegeben und das verschlossene Fläschchen während 30 Minu-

ten auf 50 °C im Trockenschrank erwärmt.

Nach Abkühling der Proben wird die vollständige Phasentrennung abgewartet.

Die Hexanphase wird mit einer Pasteurpipette vorsichtig abgenommen (muss nicht quantitativ sein, auf Was-

serfreiheit achten‼) und in ein neues Probenfläschchen gefüllt, dann wird die Hexanphase ca. 1:100 verdünnt

(Eppendorfpipetten verwenden: 20 µL Probe + 1980 µL Hexan).

0,5 µL dieser verdünnten Lösung werden in den Gaschromatographen injiziert.

(Die gaschromatographische Analyse der Probe wird vom Assistenten durchgeführt, der die Chromatogramme

zur Auswertung an Sie weiterreicht)

2.2 SYNTHESEN

Wenn nicht anders angegeben, sind sämtliche Arbeitsvorschriften im Organikum nachzulesen!

Die Synthesen sind von jedem Praktikanten alleine durchzuführen (nur Naturstoffanalytikversuche sind Grup-

penversuche!)!

Siedepunkte, Brechungsindizes und IR-Vergleichsspektren sind dem Praktikumsordner zu entnehmen (steht

aus!)

2.2.1 DARSTELLUNG VON CARBONSÄUREESTERN

Fest anfallende Ester werden umkristallisiert (Vorgehensweise auch im Organikum/Hünig nachzulesen; siehe

1.1.4.1) und die Reinheit der Verbindung IR-spektroskopisch überprüft.

Flüssig anfallende Ester werden durch Destillation gereinigt. Dabei sind der Siedepunkt und -druck zu notieren

sowie der Brechungsindex (vor und nach der Destillation) zu bestimmen. Bei hochsiedenden nicht festen Es-

tern, Kp760 > 210 °C ist eine Destillation mit den zur Verfügung stehenden Mitteln nicht möglich. Die Reinheit

der Verbindung durch den Brechungsindex, und zusätzlich durch ein IR-Spektrum dokumentiert.

2.2.1.1 SÄUREKATALYSIERTE VERESTERUNG VON CARBONSÄUREN

Darzustellende Ester:

Salicylsäuremethylester, Benzoesäureethylester, Adipinsäure-diethylester, Bernsteinsäurediethylester, 2-

Methylpropansäuremethylester, 2-Methylbutansäuremethylester, 2-Methylpropansäureethylester, 2-

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Methylbutansäureethylester, Zimtsäuremethylester, Hexansäureallylester, Propansäure-n-butylester, Pentan-

säure-n-butylester, Ameisensäure-n-hexylester.

Chemikalien:

Salicylsäure, Benzoesäure, Adipinsäure, Bernsteinsäure, 2-Methylpropansäure, 2-Methylbutansäure, Zimtsäu-

re, Propansäure, Pentansäure, Hexansäure, Ameisensäure, Methanol, Ethanol, Allylalkohol (2-Propen-1-ol)*, n-

Butanol*, n-Hexanol*, konz. Schwefelsäure, Diethylether, konz. Sodalösung, Calciumchlorid,

Phthalsäurediethylester, Pentan, Molybdatophosphorsäure.

* Diese Alkohole sind bereits über Molekularsieb getrocknet.

Geräte und Glasgeräte:

Reaktionsapparatur, (Vakuum-)Destillationsapparatur, Ölbad, 250 mL Rundkolben, 250 mL Scheidetrichter,

Membranpumpe, Büchnertrichter, Filterpapier, Wasserstrahlpumpe, Heizrührer, Trockenrohr

Durchführung Esterdarstellung:

0,2 mol Carbonsäure (bei Dicarbonsäuren 0,1 mol) und 1 mol des betreffenden absoluten Alkohols werden mit

0,04 mol konz. Schwefelsäure versetzt und 5 h Stunden unter Rückfluss und Feuchtigkeitsausschluss gekocht.

Danach wird die Hauptmenge des überschüssigen Alkohols über eine Vigreux-Kolonne abdestilliert. (Vorsicht,

Rückstand nicht überhitzen!) und der Destillationsrückstand in die 5fache Menge Eiswasser gegeben. Man

trennt die organische Schicht oder die Kristalle ab. Im Fall von flüssigen Estern wird die wässrige Phase noch

dreimal mit je 30 mL Diethylether extrahiert. Die vereinigten organischen Phasen werden mit konz. Sodalösung

entsäuert, mit Wasser neutral gewaschen, über Natriumsulfat getrocknet, der Ether abgezogen (bei Estern mit

einem Siedepunkt < 80 °C muss eine Vigreux-Kolonne verwendet werden) und der Ester destilliert. Ester mit

einem Siedepunkt oberhalb von 150 °C müssen einer Vakuumdestillation unterzogen werden. Ester mit einem

Siedepunkt über 80 °C können (je nach Siedepunktsdifferenz zwischen Alkohol und Ester) mit einer Vigreux-

Kolonne und / oder Claisenbrücke destilliert werden.

2.2.1.2 ESTERSYNTHESE:

A) AZEOTROPE DESTILLATION

B) UMESTERUNG

Darzustellende Ester:

Benzoesäureethylester, Benzoesäure-n-propylester, Benzoesäure-n-butylester L-Weinsäuredi-n-propylester,

Bernsteinsäuredi-n-propylester

Chemikalien:

Benzoesäure, Benzoesäuremethylester, Essigsäure, L-Weinsäure, Bernsteinsäure, Ethanol, n-Propanol, n-

Butanol, konz. Schwefelsäure, Toluol als Wasserschlepper, wässrige Hydrogencarbonatlösung (5 %ig).

Geräte und Glasgeräte:

Reaktionsapparatur mit Wasserabscheider, (Vakuum-) Destillationsapparatur, Ölbad, 100 mL Rundkolben, 250

mL Scheidetrichter, Membranpumpe, Büchnertrichter, Filterpapier, Wasserstrahlpumpe, Heizrührer

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Durchführung:

a) 0,2 mol der Carbonsäure (bei Dicarbonsäuren 0,1 mol) wird mit 0,35 mol Alkohol (braucht nicht völlig was-

serfrei zu sein), 1 g konz. Schwefelsäure und 30 mL Toluol versetzt und am Wasserabscheider unter Rückfluss

erhitzt, bis sich kein Wasser mehr abscheidet. Zu Beginn der Destillation wird das Wasser aus den Edukten

abdestilliert erst danach läuft die Reaktion an und es bildet sich Reaktionswasser. Nach Beendigung der Reakti-

on lässt man abkühlen und wäscht die Schwefelsäure mit Wasser, wässriger Hydrogencarbonatlösung und

nochmals mit Wasser aus. Dann wird der Schlepper (Toluol; 110,8 °C) und überschüssiger Alkohol (Propanol; 97

°C) abdestilliert. Der Schlepper nimmt zugleich die Reste des Waschwassers mit.

Das Azeotrop Toluol (80%) Wasser (20%) siedet bei 84,1 °C; das Azeotrop n-Propanol (51,2%) und Toluol

(48,8%) siedet bei 92,5 °C und weist in dieser Zusammensetzung einen Brechungsindex von n = 1,440927 auf.

Die Weinsäureester lassen sich unter den gegebenen Bedingungen nicht destillieren.

b) 0,2 mol Benzoesäuremethylester wird mit 0,35 mol des entsprechenden Alkohols und 1 g KOH unter Rück-

fluss (Vigreux-Kolonne) erhitzt, so dass das freigesetzte Methanol ständig -jedoch nicht der höhere Alkohol-

abdestilliert wird. Nach Beendigung der Reaktion ( 0,2 mol Methanol) werden evtl. noch vorhandene

Methanolreste zusammen mit dem Überschuss des höheren Alkohols abdestilliert (ohne Vigreux-Kolonne),

danach lässt man abkühlen, gibt 30 mL Diethylether zu und wäscht das KOH mit jeweils 30 mL Wasser, verd.

HCl und nochmals mit Wasser aus. Nach Trocknung über Natriumsulfat wird der Ether abgezogen und die Ester

destillativ (Vakuumdestillation) aufgereinigt.

2.2.1.3 VERESTERUNG VON CARBONSÄUREN MIT HILFE VON ESSIGSÄUREANHYDRID

Darzustellende Ester:

Essigsäure-n-hexylester, Essigsäure-n-heptylester, Essigsäure-cyclohexylester, Essigsäure-tert.-butylester,

Acetylsalicylsäure, Essigsäurecinnamylester

Chemikalien:

Frisch destilliertes Essigsäureanhydrid, Hexanol, Heptanol, Cyclohexanol, tert. Butanol, Salicylsäure, Zimtalko-

hol (Ausgabe), konz. Schwefelsäure, Diethylether, wässrige Sodalösung, getrocknetes Natriumsulfat, Moleku-

larsieb.

Geräte und Glasgeräte:

Reaktionsapparatur, Destillationsapparatur, Wasserbad, 50 mL Rundkolben, 250 mL Scheidetrichter,

Membranpumpe, Büchnertrichter, Filterpapier, Wasserstrahlpumpe, Heizrührer, Heizpilz

Durchführung:

In einem ersten Schritt ist Acetanhydrid (Kp.: 140 °C) frisch zu destillieren (Claisenbrücke). Wasserfreie Alkohole

werden durch Trocknung über Molekularsieb erhalten und stehen bereits aus.

Fest anfallende Ester werden umkristallisiert (Vorgehensweise auch im Organikum/Hünig nachzulesen; siehe

1.1.4.1) und die Reinheit der Verbindung IR-spektroskopisch überprüft.

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Flüssig anfallende Ester werden durch Destillation gereinigt. Dabei sind der Siedepunkt und -druck zu notieren

sowie der Brechungsindex (vor und nach der Destillation) zu bestimmen. Bei hochsiedenden nicht festen Es-

tern, Kp760 > 210 °C ist eine Destillation mit den zur Verfügung stehenden Mitteln nicht möglich. Die Reinheit

der Verbindung durch den Brechungsindex, und zusätzlich durch ein IR-Spektrum dokumentiert.

0,1 mol frisch destilliertes Acetanhydrid und 0,1 mol des betreffenden wasserfreien Alkohols werden in einem

100 mL Rundkolben mit aufgesetztem Rückflusskühler und Calciumchloridrohr mit 1 Tropfen konz. Schwefel-

säure (im Falle von Essigsäurecinnamylester mit einem Tropfen Eisessig; im Falle von Essigsäure-tert.-butylester

nimmt man 0,03g wasserfreies ZnCl2 statt H2SO4 als Katalysator und setzt vor der Destillation eine Spatelspitze

KHCO3 zu) versetzt. Sobald die exotherme Reaktion nachlässt, erwärmt man noch 2 h auf dem siedenden Was-

serbad. Nach dem Abkühlen wird in etwa 50 mL Eiswasser gegossen. Fest ausfallende Ester filtriert man ab und

kristallisiert um. Flüssige Ester werden abgetrennt und die wässrige Schicht noch zweimal mit Diethylether

extrahiert. Die vereinigten organischen Phasen werden mit Sodalösung entsäuert, mit Wasser gewaschen und

über Natriumsulfat getrocknet. Dann destilliert man das Lösungsmittel ab und reinigt den Ester durch Destilla-

tion. Ester mit einem Siedepunkt oberhalb von 150 °C müssen einer Vakuumdestillation unterzogen werden.

Ester mit einem Siedepunkt über 80 °C können mit einer Claisenbrücke destilliert werden.

2.2.2 C-C-KNÜPFUNGEN - ALDOLREAKTIONEN

2.2.2.1 ALDOLISIERUNG ALIPHATISCHER ALDEHYDE

Darzustellende Verbindungen: 3-Hydroxy-2-methyl-pentanal, 3-Hydroxy-2-ethyl-hexanal

Chemikalien:

Propanal, Butanal, Diethylether, 15 % methanolische Kalilauge, Eisessig, getr. Natriumsulfat

Geräte und Glasgeräte:

100 mL Zweihalskolben, Magnetheizrührer mit Rührfisch, Innenthermometer, Scheidetrichter, großes Becher-

glas zur Wasserkühlung, Heizpilz, Claissenbrücke, Messpipette.

Durchführung:

In einem 100 mL Zweihalskolben mit Innenthermometer auf einem Magnetrührer legt man 0,2 mol des betref-

fenden frisch destillierten Aldehyds in 15 mL Diethylether vor und fügt unter Kühlung im Eisbad sehr langsam

0,004 mol 15 %ige methanolische Kalilauge (1,5 mL) zu, wobei die Innentemperatur bei 10 - 15 °C zu halten ist

(abmessen, mit einer Pipette langsam und vorsichtig zutropfen!). Anschließend wird noch 1,5 h bei Raumtem-

peratur gerührt. Man neutralisiert sorgfältig mit der äquimolaren Menge Eisessig (pH-Wert überprüfen), schüt-

telt 3 x mit 20 mL Wasser aus, trennt dadurch vom Kaliumacetat ab und trocknet die Etherphase über Nacht

mit Natriumsulfat. Der Ether wird im Vakuum abgezogen.

Die Kontrolle der Synthese erfolgt durch Bestimmung des Brechungsindex des Produktes und Aufnahme eines

IR-Spektrums!

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2.2.2.2 ALDOLISIERUNG ALIPHATISCHER ALDEHYDE MIT KETONEN

Darzustellende Verbindungen:

4-Hydroxy-pentan-2-on, 4-Hydroxy-3-methyl-pentan-2-on, 4-Hydroxy-heptan-2-on

Chemikalien:

Acetaldehyd, Propanon (Aceton), Butanon, Butanal, Diethylether, 15 % methanolische Kalilauge, Eisessig, getr.

Natriumsulfat

Geräte und Glasgeräte:

100 mL Zweihalskolben, Heizrührer, Tropftrichter, Thermometer, Scheidetrichter, Becherglas (Wasserkühlung).

Durchführung:

In einem 100mL Zweihalskolben mit Innenthermometer auf einem Magnetrührer legt man 0,2 mol des betref-

fenden frisch destillierten Ketons vor und fügt 0,006 mol methanolischer Kalilauge zu. Besitzt das Keton mehr

als eine reaktionsfähige Methylen- bzw. Methylgruppe, so verwendet man 0,6 mol des Ketons. Unter gutem

Rühren und Kühlen mit Wasser wird 0,2 mol des betreffenden frisch destillierten aliphatischen Aldehyds in 15

mL Diethylether sehr langsam (2 h) bei einer Innentemperatur von 10-15 °C zugetropft und anschließend noch

1,5 h bei Raumtemperatur gerührt. Dann neutralisiert man mit Eisessig, schüttelt 3 x mit 20 mL Wasser aus,

trennt dadurch vom Kaliumacetat ab und trocknet die Etherphase über Nacht mit Natriumsulfat. Der Ether wird

im Vakuum abgezogen.

Die Kontrolle der Synthese erfolgt durch Bestimmung von Brechungsindex und Aufnahme eines IR-Spektrums!

2.2.2.3 DARSTELLUNG VON ZIMTSÄURE, PERKINSCHE SYNTHESE

Chemikalien:

Frisch dest. Benzaldehyd, frisch dest. Essigsäureanhydrid, wasserfreies Natriumacetat, Pentan

Geräte und Glasgeräte:

Reaktionsapparatur, Ölbad, 400 mL Becherglas, Scheidetrichter, Saugflasche, Buechnertrichter, Filter, Heizpilz

Durchführung: (siehe Gattermann)

0,04 mol Benzaldehyd (Kp.: 178,1 °C), 0,06 mol Acetanhydrid (Kp.: 140 °C, beide frisch destilliert (Heizpilz), und

2 g pulverisiertes, frisch entwässertes Natriumacetat (Trockenschrank, 103 °C über Nacht) werden in einem 50

mL Rundkolben (mit Übergangsstück an Reaktionsapparatur anschließen) 6 h lang in einem Ölbad auf 180 °C

(Badtemperatur) erhitzt. Dann gießt man das heiße Reaktionsgemisch in ein 400 mL Becherglas und spült mit

heißem Wasser nach. Die Lösung wird mit 1 N Natriumhydroxidlösung auf pH 8-9 eingestellt und anschließend

3 mal mit Pentan extrahiert. Die wässrige Phase wird vorsichtig angesäuert, bis Zimtsäure auskristallisiert. Die

Kristalle werden abfiltriert, getrocknet und anschließend in Wasser umkristallisiert

Die Kontrolle der Synthese erfolgt durch Aufnahme eines IR-Spektrums!

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2.2.2.4 DURCHFÜHRUNG DER KNOEVENAGEL-DOEBNER-KONDENSATION

Darzustellende Verbindungen:

3-(4´-Hydroxy-3´-methoxyphenyl)-propensäure (Ferulasäure), 3-Phenylpropensäure (Zimtsäure), 3-(4´-

Methoxyphenyl)-propensäure (p-Methoxyzimtsäure)

Chemikalien:

Propandisäure (Malonsäure), Benzaldehyd, 4-Methoxybenzaldehyd (Anisaldehyd), 4-Hydroxy-3-

methoxybenzaldehyd (Vanillin), trockenes Pyridin, Piperidin, Eis, konz. Salzsäure, getr. Natriumsulfat.

Geräte und Glasgeräte:

Reaktionsapparatur, Scheidetrichter, Saugflasche, Buechnertrichter, Filter, Heizrührer

Durchführung:

In einem 100 mL Rundkolben löst man 0,12 mol Malonsäure in 18 mL trockenem Pyridin und fügt nach Abklin-

gen der schwach exothermen Reaktion 0,1 mol des betreffenden Aldehyds und 0,01 mol Piperidin zu. Dann

wird unter Rückfluss bis zum Aufhören der Kohlendioxid-entwicklung auf dem Wasserbad erwärmt. Nach dem

Abkühlen gießt man auf Eis/konz. Salzsäure, um das Pyridin und Piperidin herauszuwaschen. Dafür wird

gecrushtes Eis mit einem Überschuss HCl versetzt und das Syntheseprodukt oben aufgegeben. Scheidet sich

dabei die Carbonsäure fest ab, lässt man zur Vervollständigung der Kristallisation einige Stunden im Eisbad

(Kühlschrank)stehen und saugt dann ab.

Die Kontrolle der Synthese erfolgt durch Aufnahme eines IR-Spektrums!

2.2.2.5 DARSTELLUNG VON 4-METHYL-7-HYDROXY-CUMARIN

Chemikalien:

Frisch dest. 3-Oxobutansäureethylester (Acetessigester), 1,3-Benzendiol (Resorcin), saurer Kationentauscher

(Amberlite IR-120), Ethanol, 50 bzw. 70 %iges Ethanol.

Geräte und Glasgeräte:

Reaktionsapparatur, Destillationsapparatur, Magnetrührer, Rührkern, Ölbad, Saugflasche, Buechnertrichter,

Filter, Vakuumexsikkator, Abdampfschale

Durchführung: (siehe Gattermann)

80 mmol frisch destillierter Acetessigester (Kp.: 180,4 °C, Heizpilz), 8,0 g Resorcin und 9 g saurer Kationentau-

scher, Amberlite IR-120 in der H+-Form (im Vakuum bei RT über Nacht gut getrocknet), werden unter Rühren

auf 140 °C erwärmt. Nach einigen Minuten tritt eine mäßige bis heftige Reaktion unter Abspaltung von Ethanol

ein, der Ansatz kann nach weiteren fünf Minuten erstarren. Man hält weitere 20 min bei 150 °C und löst nach

dem Abkühlen das auskristallisierte Produkt mit heißem Alkohol unter Aufkochen. Die alkoholischen Filtrate

werden zur Trockene verdampft, der Rückstand wird dünnschichtchromatographisch untersucht und anschlie-

ßend wird der Rest mit wenig kaltem 50 %igem Alkohol zerrieben und abgesaugt.

Die Kontrolle der Synthese erfolgt durch Aufnahme eines IR-Spektrums!

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2.2.3 REDOXREAKTIONEN

2.2.3.1 BRAUNSTEIN-OXIDATION VON 3-PHENYLPROP-2-EN-1-OL (ZIMTALKOHOL)

Darzustellende Substanz: 3-Phenyl-2-propenal (Zimtaldehyd)

Chemikalien:

3-Phenylprop2-en-1-ol (Zimtalkolhol), spektroskopisch reiner Diethylether, Diethylether (reinst, ohne

BHT/BHA), aktivierter Braunstein, Kieselgel

Geräte und Glasgeräte:

50 mL Rundkolben, Magnetrührer, Wasserbad, Büchnertrichter, Rotationsverdampfer, UV-VIS-Spektrometer

(scannend), Quarzglasküvetten, 50 µL, 100 µL Eppendorfpipette, Korkstopfen

Durchführung: (siehe Gattermann)

In einem 50 mL Rundkolben, der mit einem Korkstopfen lose verschlossen ist, rührt man die Lösung von 20

mmol Zimtalkohol (Reinheit durch UV-Spektrum überprüfen, evtl. umkristallisieren) in 20 mL spektroskopisch

reinem Diethylether mit Hilfe eines Magnetrührstabes mit 12 g aktiviertem Braunstein. Zur Dämpfung der

Wärmetönung wird von außen mit Wasser von Raumtemperatur gekühlt. Nach 20 min kann die Reaktion prak-

tisch beendet sein, je nach Aktivität des Braunsteins. Zur Vervollständigung rührt man noch 2 h weiter, filtriert

dann über eine mit Diethylether (reinst) aufgeschlämmte Schicht Kieselgel (ca. 2 cm) im Büchnertrichter,

wäscht mit reichlich Diethylether (reinst) nach und dampft das Filtrat am Rotationsverdampfer ein (IR-

Spektrum aufnehmen!).

Der Verlauf der Oxidation lässt sich besonders gut UV-spektroskopisch verfolgen. Dazu pipettiert man einmal

vor dem Zusatz des Braunsteins und dann nach 10, 20 und 60 min sowie nach Beendigung der Reaktion (nach

ca. 2 h, aber vor der Filtration!) je 0,05 mL der Lösung ab, verdünnt mit optisch reinem Diethylether auf 10 mL,

nimmt von der verdünnten Lösung mit einem frischen Pipettenaufsatz 0,1 mL ab und verdünnt diese auf 20 mL.

Die so erhaltene Lösung (gegebenenfalls auch andere Verdünnung) kann in die UV-Küvette gefüllt und zwi-

schen 320 und 220 nm vermessen werden.

Der Verlauf der Oxidation wird am Fotometer verfolgt. Die Reaktion ist beendet, wenn die UV-Bande bei 252

nm durch eine Bande bei 282 nm vollständig ersetzt wird. Im Protokoll sind sämtliche UV-Spektren aufzufüh-

ren.

Die Kontrolle der Synthese erfolgt durch Bestimmung von Brechungsindex und Aufnahme eines IR-Spektrums!

2.2.3.2 DARSTELLUNG VON NICOTINSÄURE AUS 8-HYDROXYCHINOLIN

Darzustellende Substanzen:

Chinolinsäure und Pyridin-3-carbonsäure (Nicotinsäure).

Chemikalien:

65 %ige Salpetersäure, 8- Hydroxychinolin, Aktivkohle.

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Geräte und Glasgeräte:

Eisbad, 500 mL Zweihalskolben, Magnetrührer mit Rührkern, Thermometer, Sandbad, Tropftrichter, 250 mL

Becherglas, Saugflasche, Buechnertrichter, Filter, Reagenzglas, Ölbad.

Durchführung: (siehe Gattermann)

In einem 500 mL Kolben, der in einem Eisbad auf einem Magnetrührer steht, und mit einem Thermometer

verbunden ist, werden 100 mL 65 %ige Salpetersäure vorgelegt. Unter Rühren trägt man 0,1 mol 8-

Hydroxychinolin portionsweise so langsam ein, dass die Temperatur zwischen 0 und 5 °C bleibt, was mind. 30

min dauert. Dann wird der Reaktionsansatz in ein 250 mL Becherglas überführt und auf einem Sandbad zur

Trockene gebracht. Der kristalline Rückstand, Chinolinsäurenitrat, wird in 100 mL kochendem Wasser gelöst,

die Lösung nach Aufkochen mit wenig Aktivkohle filtriert und im Eisbad abgekühlt. Es scheidet sich langsam (am

besten über Nacht im Kühlschrank aufbewahren) Chinolinsäure ab (1. Produkt), die abgesaugt wird. 1 g der

Chinolinsäure werden im Reagenzglas in einem Ölbad von 200 °C eine Stunde lang erhitzt. Der hellbraune Rück-

stand (2. Produkt) wird aus wenig Wasser umkristallisiert und gibt weiße Kristalle. Der gesamte Versuch ist

vollständig unter dem Abzug durchzuführen.

Die Kontrolle der Synthese erfolgt durch Aufnahme der IR-Spektren!

2.2.3.3 DARSTELLUNG VON CYCLOHEXEN AUS CYCLOHEXANOL

Chemikalien:

Cyclohexanol, konz. Schwefelsäure, Natriumchlorid, Natriumsulfat.

Geräte und Glasgeräte:

Destillationsapparatur nach Schlee, 100 mL Rundkolben, Ölbad, Scheidetrichter, Heizrührer

Durchführung:

0,2 mol Cyclohexanol und 0,02 mol konz. Schwefelsäure werden in einem 100 mL Rundkolben mit aufgesetzter

Destillationsapparatur nach Schlee auf dem Ölbad (155-160° C) für 2,5 h erhitzt. Danach bricht man die Reakti-

on ab. Das Destillat versetzt man mit Natriumchlorid, solange dieses noch in Lösung geht. Dann trennt man das

Cyclohexen (evtl. nach Phasentrennung im Scheidetrichter) ab und destilliert nach dem Trocknen mit Natrium-

sulfat.

Die Kontrolle der Synthese erfolgt durch Bestimmung von Brechungsindex und Aufnahme eines IR-Spektrums!

2.2.3.4 DARSTELLUNG VON CYCLOHEXAN-1,2-DIOL AUS CYCLOHEXEN

Chemikalien:

98-100 %ige Ameisensäure (Konzentration beachten!), 30 %iger Wasserstoffperoxid, Cyclohexen, 20 %ige Nat-

ronlauge, konz. Salzsäure, Diethylether.

Geräte und Glasgeräte:

250 mL Zweihalskolben, Magnetheizrührer, 50 mL Tropftrichter mit Druckausgleich, Thermometer, Wasserbad,

Rotationsverdampfer, Reaktionsapparatur, Soxhlet-Apparatur.

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Durchführung: (siehe Gattermann)

In einem 250 mL Zweihalskolben mit Rührkern, Tropftrichter und Thermometer erwärmt man die Mischung

von 75 mL 98-100 %ige Ameisensäure mit 15,3 g 30 %igem Wasserstoffperoxid auf 35 - 40 °C (Innentempera-

tur). Unter lebhaftem Rühren lässt man 12,6 mL Cyclohexen innerhalb von 15 min eintropfen, wobei man durch

Außenkühlung mit kaltem Wasser dafür sorgt, dass die Temperatur im Reaktionsgemisch nicht über 45 °C

steigt! Anschließend rührt man noch 2 h bei 40 °C; dann werden Ameisensäure und Wasser am Rotationsver-

dampfer bei höchstens 50 °C Badtemperatur abgezogen (Schutzbrille und Schutzschild, nur in Gegenwart eines

Assistenten). Den Rückstand versetzt man portionsweise mit 50 mL 20 %iger wäßriger Natronlauge und er-

wärmt eine Stunde auf dem Wasserbad (Reaktionsapparatur). Nach dem Erkalten neutralisiert man mit starker

Salzsäure und schüttelt 3 x mit 20 mL Diethylether aus. Die vereinigten Etherphasen werden am Rotationsver-

dampfer eingedampft (Produkt 1), aus Toluol umkristallisiert (Produkt 2, kurzes Trocknen bei 100 °C notwen-

dig) Beide Produkte werden einer IR-Untersuchung zugeführt.

Die Kontrolle der Synthese erfolgt durch Aufnahme der IR-Spektren!

2.2.3.5 REDUKTIONEN MIT NATRIUMBORHYDRID

Darzustellende Substanzen:

3-Phenylpropenol (Zimtalkohol), 4-Hydroxy-3-methoxybenzylalkohol (Vanillylalkohol), Benzylalkohol,

Benzhydrol

Chemikalien:

3-Phenylpropenal (Zimtaldehyd, Ausgabe), 4-Hydroxy-3-methoxybenzaldehyd (Vanillin), Benzaldehyd,

Benzophenon, Methanol, Natriumborhydrid, Diethylether, getr. Natriumsulfat, verd. HCl, NaHCO3-Lsg. Die

Reinheit der Aldehyde ist zu überprüfen, evtl. ist zu destillieren.

Geräte und Glasgeräte:

100 mL Erlenmeyerkolben, Magnetrührer, Scheidetrichter, Rotationsverdampfer, Rundkolben, Glastrichter

Durchführung: (siehe Gattermann)

In die Lösung von 10 mmol Aldehyd bzw. Ketons in 8 mL Methanol gibt man unter Rühren (auf dem

Magnetrührer) portionsweise 0,8 g Natriumborhydrid und rührt noch 45 min. Danach versetzt man vorsichtig

mit verd. HCl bis kein H2 mehr entsteht und fügt 30 mL Wasser hinzu, schüttelt dreimal mit Diethylether aus,

wäscht die Diethyletherphase neutral und trocknet über Natriumsulfat. Nach Filtration zieht man am Rotati-

onsverdampfer im Vakuum den Ether ab.

Die Kontrolle der Synthese erfolgt durch Bestimmung von Brechungsindex und Aufnahme eines IR-Spektrums!

2.2.3.6 CANNIZZARO-REAKTION DES BENZALDEHYDS

Chemikalien:

Benzaldehyd (frisch destilliert), Kaliumhydroxid-Plätzchen, Diethylether, Natriumhydrogen-sulfitlösung (40 %),

halbkonz. Sodalösung, Natriumsulfat, halbkonz. Salzsäure

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Geräte:

100 mL Rundkolben mit Schliffstopfen NS 14, Korkstopfen, Messzylinder, Scheidetrichter, Heizpilz, Rundkolben,

Claissenbrücke, Thermometer, Vakuumpumpe

Durchführung: (Gattermann)

20 g Benzaldehyd (frisch destilliert) werden mit einer kalten Lösung von 18 g Kaliumhydroxid-Plätzchen in 12

mL Wasser in einem 100-mL-Rundkolben (mit Schliffstopfen NS 14) so lange kräftig geschüttelt, bis eine blei-

bende Emulsion entsteht. Diese lässt man mit einem Korkstopfen verschlossen über Nacht bei Zimmertempe-

ratur (nicht kälter!) stehen. Dann gibt man so viel Wasser (knapp 40 mL) zu, dass sich die abgeschiedenen Kris-

talle gerade lösen (wenn man zu stark verdünnt, ist es schwer, den im Wasser löslichen Benzylalkohol vollstän-

dig zu isolieren!) und schüttelt 5 - 6 mal mit je 40 mL Diethylether aus. Die vereinigten Etherauszüge enthalten

neben nicht umgesetzten Benzaldehyd den gebildeten Benzylalkohol; in der wässerigen Phase ist die Benzoe-

säure als Kaliumsalz gelöst.

Die etherische Lösung wird zweimal mehrere Minuten lang mit je 5 mL technischer Bisulfitlauge (40%ige

Natriumhydrogensulfitlösung) kräftig durchgeschüttelt. Dann wäscht man den Ether zur Entfernung der gelös-

ten schwefligen Säure mit etwa 5 mL halbkonzentrierter Sodalösung (Hahn häufig öffnen!). Man trocknet mit

geglühtem Natriumsulfat, dampft den Ether ab und destilliert den Rückstand im Vakuum.

Die wässerige alkalische Lösung säuert man mit halbkonzentrierter Salzsäure an. Die dabei ausfallende Benzoe-

säure wird kalt abgesaugt und direkt aus Wasser umkristallisiert.

Die Kontrolle der Synthese erfolgt durch Bestimmung von Brechungsindex und Aufnahme der IR-Spektren!

Die Ausbeute ist praktisch zu bestimmen und theoretisch zu berechnen.

2.2.4 DEHYDRATISIERUNGEN / ELIMINIERUNGEN

2.2.4.1 DEHYDRATISIERUNG VON SEKUNDÄREN UND TERTIÄREN ALKOHOLEN UND VON

ALDOLADDUKTEN IN GEGENWART VON SÄUREN IN FLÜSSIGER PHASE

Darzustellende Verbindungen:

Pent-2-en, 2-Methyl-but-2-en, Cyclohexen, Cyclopenten, 4-Methyl-pent-3-en-2-on (Mesityloxid), 2-Methyl-1,3-

butadien (Isopren)

Chemikalien:

Pentan-2-ol, 2-Methyl-butan-2-ol, Cyclohexanol, Cyclopentanol, 4-Hydroxy-4-methyl-pentan-2-on, 2-Methyl-3-

buten-2-ol, frische 85 %ige Phosphorsäure, wasserfreie Oxalsäure, getr. Natriumsulfat, 1,4-Benzendiol (Hydro-

chinon)

Geräte und Glasgeräte:

Destillationsapparatur, Ölbad, Scheidetrichter, 50 mL Rundkolben, Heizrührer

Durchführung:

20 g sekundärer Alkohole werden mit 50 % (bezogen auf die Masse des Alkohols) 85 %iger Phosphorsäure,

tertiäre Alkohole mit 20 % wasserfreier Oxalsäure oder 5 % 85 %iger Phosphorsäure versetzt. Dieses Gemisch

erhitzt man in einer Destillationsapparatur im Ölbad auf 120 - 160 °C, so dass das gebildete Olefin ständig

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abdestilliert (Siedepunkte beachten!). Man achte darauf, dass nur das Olefin überdestilliert. Bei den tiefsieden-

den Olefinen muss eine 20 cm Vigreux-Kolonne verwendet und die Vorlage zusätzlich mit Eiswasser gekühlt

werden. Das Destillat wird im Scheidetrichter von der wässrigen Phase abgetrennt, mit Natriumsulfat getrock-

net und redestilliert. Bei empfindlichen Verbindungen (Diene, , -ungesättigte Carbonylverbindungen) gibt

man zweckmäßig Polymerisationsinhibitoren (z.B. 1,4-Benzendiol [Hydrochinon]) zu und destilliert überdies bei

möglichst tiefer Temperatur (evtl. unter Vakuum).

Die Kontrolle der Synthese erfolgt durch IR-Spektroskopie des Produktes und Bestimmung des Brechungsindex.

2.2.5 DECARBOXYLIERUNGS- UND CARBOXYLIERUNGSREAKTIONEN

2.2.5.1 CARBOXYLIERUNG VON PHENOLEN

Darzustellende Verbindungen:

2,4-Dihydroxybenzoesäure, 2,4,6-Trihydroxybenzoesäure, 3,4,5-Trihydroxybenzoesäure (Gallussäure).

Chemikalien:

1,3-Benzendiol (Resorcin), 1,3,5-Benzentriol (Phloroglucinol), 1,2,3-Benzentriol (Pyrogallol), Natriumhydrogen-

carbonat, 37%ige Salzsäure, Aktivkohle.

Geräte und Glasgeräte:

Reaktionsapparatur, Wasserbad, Tropftrichter, Tropftrichterverlängerung, Saugflasche, Buechnertrichter, Filter,

hohes 1 L Becherglas, Ölbad, Heizrührer.

Durchführung: (siehe Gattermann)

In einem 250 mL Rundkolben mit Rückflusskühler werden 0,08 mol der phenolischen Substanz, 0,5 mol Natri-

umhydrogencarbonat und mind. 100 mL Wasser 2 h auf dem siedenden Wasserbad erwärmt und dann im

Ölbad bis alles gelöst ist zum Sieden erhitzt. Nach dem Erkalten gießt man den Kolbeninhalt in ein hohes Be-

cherglas und säuert die dunkelbraune Lösung durch langsame Zugabe von 45 mL konz. Salzsäure mit einem

Tropftrichter an, dessen Rohr auf den Boden des Becherglases mündet. Dabei fällt das Produkt in fast farblosen

Blättchen aus (pH überprüfen, <5). Man lässt den Ansatz einige Stunden in einem locker verschlossenen Kolben

im Eisbad stehen und saugt dann auf einer Porzellannutsche ab. Nach Waschen mit eiskaltem Wasser trocknet

man an der Luft. Zur Reinigung kocht man das Rohprodukt in 35 mL Wasser mit 1 g Aktivkohle kurz auf, filtriert

heiß durch einen vorgewärmten Glastrichter mit angefeuchtetem Faltenfilter und wäscht zweimal mit je 15 mL

kochendem Wasser. Nach Abkühlenlassen und mehrstündigem Aufbewahren im Eisbad (Kühlschrank) wird

abgesaugt und das gereinigte Produkt im Exsikkator getrocknet.

Die Kontrolle der Synthese erfolgt durch Aufnahme eines IR-Spektrums!

2.2.5.2 SYNTHESE VON INDIGO

Chemikalien:

o-Nitrobenzaldehyd, Aceton, 1M Natronlauge, Ethanol, Diethylether

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Geräte und Glasgeräte:

Reagenzglas, Saugflasche, Buechnertrichter, Filter

Durchführung: (siehe Gattermann)

In einem Reagenzglas löst man 1 g o-Nitrobenzaldehyd in 3 mL Aceton, füllt auf das doppelte Volumen mit

Wasser auf und versetzt dann die klare Lösung tropfenweise mit 1N Natronlauge. Der Ansatz färbt sich unter

Selbsterwärmung dunkelbraun und scheidet nach kurzer Zeit den Farbstoff in kristallinen Flocken aus. Man

saugt nach 5 min ab und wäscht den Rückstand erst mit Alkohol, dann mit Ether. Der so gewonnene Indigo ist

besonders rein und zeigt deutlich den typischen violetten Oberflächenglanz.

Das Produkt wird für die Färbung von Leinen benötigt und der Erfolg der Synthese dadurch überprüft.

Färbung mit Indigo

Chemikalien:

Indigo, 2 M NaOH, Natriumdithionitlösung, Leinen

Geräte und Glasgeräte:

Uhrglas, Glasstab, 100 mL Erlenmeyerkolben

Durchführung: (siehe Gattermann)

Eine Spatelspitze Indigo wird in einer kleinen Reibschale (oder auf dem Uhrglas) mit einem Tropfen Wasser zu

einem feinen Brei zerrieben, mit einem Tropfen 2 N Natronlauge deutlich alkalisch gemacht, in ein

Erlenmeyerkölbchen gespült und unter Erwärmen auf 30-40 oC mit einem geringen Überschuss

Natriumdithionit reduziert. Es entsteht bald eine grüngelbe, dann braunstichig gelbe Lösung, die Küpe, auf

deren Oberfläche sich durch die Berührung mit der Luft eine feine blaue Haut von Indigo, die sogenannte

"Blume" bildet. Man verdünnt mit Wasser auf 25-30 mL, bringt einen vorher benetzten Leinwandstreifen in die

Lösung, digeriert ihn darin einige Minuten lang mit einem Glasstab, nimmt ihn heraus, presst ihn aus und hängt

ihn an der Luft auf. Schon nach 5 min ist das Tuchstück tiefblau gefärbt.

2.2.6 BILDUNG VON CARBONSÄUREAMIDEN

2.2.6.1 SÄUREAMIDE AUS DEM AMMONIUMSALZ

Darzustellende Substanz: Acetamid

Chemikalien:

Ammoniumacetat, Eisessig.

Geräte und Glasgeräte: 100 mL Rundkolben mit aufgesetzter Claisenbrücke, Messzylinder.

Durchführung: (siehe Gattermann)

0,2 mol Ammoniumacetat und 12 mL Eisessig werden mit einem Ölbad in einem 100 mL Rundkolben mit aufge-

setzter Claisenbrücke 5-6 h im gelinden Sieden gehalten. Man achte darauf, dass die Temperatur von 103 °C (an

der Claisenbrücke) nur wenig überschritten wird; das bei der Reaktion gebildete Wasser destilliert während der

Reaktion langsam ab. Danach wird die Temperatur erhöht und der Eisessig abdestilliert (Siedetemperatur: 118°

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C). Wasser und Eisessig werden zur Kontrolle in einem Messzylinder aufgefangen. Wenn etwa 16 mL überge-

gangen sind, wird nochmals kurz stärker erhitzt und anschließend lässt man abkühlen.

Die Kontrolle der Synthese erfolgt durch Bestimmung von Brechungsindex und Aufnahme eines IR-Spektrums!

2.2.6.2 SÄUREAMIDE AUS DEN ENTSPRECHENDEN SÄURECHLORIDEN

Darzustellende Substanzen: Acetanilid, Benzamid

Chemikalien: Anilin, Acetylchlorid, Ammoniak 5%ig, Benzoylchlorid.

Geräte und Glasgeräte:

250 mL Becherglas, Tropftrichter, Glasstab, Saugflasche, Buechnertrichter, Filter.

Durchführung: (siehe Gattermann)

Darstellung von Acetanilid:

Zu 1 mL Anilin fügt man tropfenweise Acetylchlorid, wobei unter lebhaftem Zischen eine heftige Reaktion ein-

tritt, welche aufhört, sobald etwa das gleiche Volumen des Chlorids hinzugefügt ist. Unter Kühlung und Reiben

mit dem Glasstab versetzt man mit dem fünffachen Volumen Wasser, wobei sich ein reichlicher Niederschlag

von Acetanilid abscheidet. Der Niederschlag wird abgesaugt und aus wenig heißem Wasser umkristallisiert.

Die Kontrolle der Synthese erfolgt durch IR-Spektroskopie des Produktes!

Darstellung von Benzamid:

Zur Herstellung von Benzamid versetzt man 2N wässeriges Ammoniak unter Schütteln mit 1 mL Benzoylchlorid.

Fast momentan scheiden sich farblose Kriställchen flockig ab, die abgesaugt und aus Wasser umkristallisiert

werden.

Die Kontrolle der Synthese erfolgt durch Aufnahme eines IR-Spektrums!

2.2.7 RADIKALISCHE PROZESSE

2.2.7.1 RADIKALISCHE POLYMERISATION VON STYROL

Darzustellende Substanz: Polystyrol

Chemikalien: (Di-)Benzoylperoxid (im Exsikkator über Nacht vakuumgetrocknet; Vorsicht! Explosionsgefahr),

Styrol, Xylol, Methanol

Geräte und Glasgeräte: Vakuumexsikkator, 50 ml Kolben, Rückflusskühler, Wasserbad, großer Mörser,

Glasstab, Saugflasche, Buechnertrichter, Filter

Durchführung (S. 173 f Follmann): Das als Handelsprodukt angefeuchtet gelieferte Peroxid wird im Vakuumex-

sikkator getrocknet; die reine Substanz darf wegen Explosionsgefahr nicht erhitzt werden! In einem kleinen

Kolben werden 2 g Styrol (möglichst frisch destilliert) in 10 ml Xylol (Dimethylbenzol) gelöst, mit 50 mg

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Benzoylperoxid versetzt und 2 h im Wasserbad auf 80 °C erwärmt. Man gießt die Lösung unter Rühren in 100

ml Methanol, das sich in einem großen Mörser befindet und zerreibt das ausgefallene Produkt, um einge-

schlossenes Monomer und Xylol zu entfernen. Das unlösliche Polystyrol wird abfiltriert, mit Methanol gewa-

schen und im Vakuum getrocknet.

Charakterisiert wird durch Aufnahme eines IR-Spektrums.

2.2.8 NUCLEOPHILE SUBSTITUTION AM GESÄTTIGTEN KOHLENSTOFFATOM

2.2.8.1 BROMIERUNG VON PRIMÄREN ALKOHOLEN MIT BROMWASSERSTOFFSÄURE

Darzustellende Substanz: Ethylbromid, Propylbromid, Isopropylbromid, Allylbromid (letztere ohne Schwefel-

säure ansetzen)

Chemikalien: Die betreffenden Alkohole, Schwefelsäure (konzentriert), Bromwasserstoff, Wasser, 40%iges

wässriges Methanol, Natriumhydrogencarbonat-Lösung (gesättigt), Natriumsulfat

Geräte und Glasgeräte: 50 ml Kolben, 250 mL Rundkolben, Rückflusskühler, Wasser- oder Ölbad (Becherglas),

Vigreux-Destillation, Scheidetrichter

Durchführung (Organikum): 0,5 mol des betreffenden primären Alkohols wird unter Kühlung zunächst mit 0,25

mol konz. Schwefelsäure und dann mit 0,75 mol Bromwasserstoff (in Form von 48%iger konstant siedender

Säure) versetzt und das Gemisch zum Sieden erhitzt. Sekundäre und tertiäre Alkohole werden ohne Zusatz von

H2SO4 verestert, um die Bildung von Olefinen einzuschränken.

Leicht flüchtige Alkylbromide destilliert man direkt aus dem Reaktionsgemisch ab (20-cm-Vigreux-Kolonne,

absteigender Kühler, Destillationsgeschwindigkeit 2 bis 3 Tropfen pro Sekunde).

Reinigung der Rohprodukte

Das Rohprodukt wird zweimal mit etwa 1/5 seines Volumens kalter konz. Schwefelsäure oder dem gleichen

Volumen konz. Salzsäure im Scheidetrichter vorsichtig geschüttelt (Gefahr der Emulsionsbildung!), um den als

Nebenprodukt entstandenen Ether herauszulösen. Man wäscht das rohe Bromid mit Wasser bzw. oberhalb

100 °C siedende Alkylbromide zweimal mit je 75 ml 40%igem wäßrigem Methanol. Dann entsäuert man mit

Natriumhydrogencarbonatlösung, wäscht nochmals mit Wasser, trocknet über Natriumsulfat und destilliert

über eine 20-cm-Vigreux-Kolonne. Achtung! Bei allen Extraktionen prüfe man stets, in welcher Schicht sich das

Alkylbromid befindet

Charakterisierung über IR und Brechungsindex

2.2.8.2 PHASENTRANSFERKATALYSE (PTK) ZUR DARSTELLUNG VON BENZOESÄUREESTERN

(VERGLEICHE 2.2.1.2)

Darzustellende Substanz: Benzoesäurebutylester, Benzoesäurehexylester

Chemikalien: Die betreffenden Alkylbromide, Natriumbenzoat, Aliquat 336, Wasser, Diethylether,

Natriumsulfat

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Geräte und Glasgeräte: 250 ml Mehrhalskolben, Rückflußkühler, Rührer, Wasser- oder Ölbad, Vigreux-

Destillation, Scheidetrichter

Durchführung (Organikum):

Achtung! Phenacylbromide sind stark haut- und schleimhautreizend! Im Abzug arbeiten! Schutzhandschuhe

tragen!

In einem 250-ml-Mehrhalskolben mit Rührer und Rückflusskühler wird ein Gemisch von 0,1 mol

Natriumbenzoat, 0,1 mol Alkylbromid, 5 mmol Aliquat 336 (Quarternäres Ammoniumsalz zur PTK; organische

Phase, bitte Einwiegen) und 50 ml Wasser unter intensivem Rühren 4 Stunden unter Rückfluss erhitzt. Nach

dem Erkalten trennt man die wässrige Schicht ab und wäscht zweimal mit je 30 ml Ether. Die vereinigten orga-

nischen Phasen werden mit 20 ml Wasser gewaschen, über Na2SO4 getrocknet und destilliert.

Charakterisierung über IR und Brechungsindex.

2.2.9 AZOKUPPLUNG, AZOFARBSTOFFE

Darzustellende Substanz: Pararot (1-(4-Nitro-phenylazo)-naphth-2ol)

Chemikalien: p-Nitroanilin, -Naphthol, halbkonz. Salzsäure, 2,5 M Natriumnitrit, Sulfamidsäure, 2 M Natron-

lauge, Natriumcarbonat, Natriumchlorid, Eiswasser

Geräte und Glasgeräte: 100 ml Zweihalskolben, Eisbad, Tropftrichter, Iodidstärkepapier, Büchnertrichter, Saug-

flasche, Woulff´sche Flasche, Thermometer

Durchführung (Organikum):

Diazotierung

In einem Zweihalskolben löst man unter Zutropfen bzw. portionsweiser Zugabe (vorher gut pulverisieren!) 0,1

mol primäres aromatisches Amin in 0,3 mol halbkonz. Salzsäure, wobei die Temperatur 5 °C nicht überschreiten

soll. Danach wird die Lösung in einer Eis-Kochsalz-Mischung unter kräftigem Rühren schnell auf 0 °C abgekühlt

und die dem Amin äquivalente Menge einer 0,5molaren wässrigen Natriumnitrit-Lsg. so zugetropft, dass die

Temperatur nicht über 5 °C steigt. Gegen Ende der Zugabe der Nitritlösung prüft man mit lodidstärkepapier

(Tüpfeln, Blaufärbung) auf freie salpetrige Säure. Man gibt Nitritlösung zu, bis der Nachweis 5 Minuten nach

Zugabe noch positiv ausfällt. Überschüssige salpetrige Säure wird durch wenig Sulfamidsäure beseitigt, da sie

bei weiteren Umsetzungen stören kann. Tritt bei der Auflösung des Amins in der Säure eine Konzentrationsfäl-

lung ein oder lässt sich das Amin nicht vollständig in das Salz überführen, diazotiert man unter Rühren in Sus-

pension. Eine möglichst feinkristalline Suspension erhält man durch Lösen des ausgefallenen Salzes in der Hitze

und rasches Abkühlen unter intensivem Rühren (s. oben). Da die heterogene Reaktion langsamer verläuft, ist

eine gute Durchmischung notwendig.

Azokupplung

Zu einer Lösung von 0,1 mol des Phenols in 0,2 mol 2 N Natronlauge (die Lösung muss alkalisch sein, für jede

weitere saure Gruppe in der Kupplungskomponente muss eine äquivalente Menge Alkali zugesetzt werden)

lässt man bei 5 bis 10 °C die Lösung von 0,1 mol diazotiertem Amin (Darstellung s. o.) langsam unter Rühren

zufließen. Man kontrolliert den pH-Wert der Lösung mit Indikatorpapier und setzt gegeben falls weiteres Alkali

in Form von Soda zu, damit die Lösung stets alkalisch bleibt. Das Fällen des Farbstoffes wird durch Aussalzen

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mit Kochsalz vervollständigt. Er wird durch Waschen mit Eiswasser gereinigt und dann im Trocken-

schrank/Exsikkator getrocknet.

Die Charakterisierung erfolgt über ein IR-Spektrum.

3 KURZVORTRÄGE ZUM ORGANISCH-CHEMISCHEN UND BIOCHEMISCHEN

PRAKTIKUMSTEIL (2 TAGE)

- Der Ort der Vorträge wird im Praktikum bekannt gegeben

4 LITERATUR

Sicherheitsdatenblätter

http://www.eusdb.de/index.php

Chemisches Rechnen

Hillebrand U (2007) Stöchiometrie: eine Einführung in die Grundlagen mit Beispielen und Übungsaufgaben. Springer, Berlin ;Heidelberg

Latscha, H.P., und Klein, H.A. (1994) Chemie Basiswissen III-Analytische Chemie. Berlin, Heidelberg: Springer.

Nylén P, Wigren N, Joppien G, Hausen HD, Weidlein J (1996) Einführung in die Stöchiometrie, Ed 19., korr. Aufl. Steinkopff, Darmstadt

Wittenberger W (2005) Rechnen in der Chemie: Grundoperationen, Stöchiometrie, Ed 15. Aufl. Springer, Wien u.a.

Anorganik/Maßanalyse

Jander, G., Blasius, E., Strähle, J., Schweda, E., Rossi, R., und Jander, B. (2005) Einführung in das anorganisch-chemische Praktikum: (einschließlich der quantitativen Analyse). Stuttgart: Hirzel, pp.XVIII, 597 S.

Jander, G., Jahr, K.F., Schulze, G., und Simon, J. (2003) Maßanalyse. Berlin u.a.: de Gruyter, pp.XII, 355 S.

Organik/Chemie für Biologen

Becker, H.G.O. (1996) Organikum. Heidelberg, Leipzig: Johann Ambrosius Barth Verlag.

Follmann, H., und Grahn, W. (1999) Chemie für Biologen. Stuttgart u.a.: Teubner, pp.298 S.

Gattermann, L., Wieland, H., Wieland, T., und Gattermann, W. (1982) Die Praxis des organischen Chemikers. Berlin u.a.: de Gruyter, pp.XVII, 763 S.

Hünig, S. (2008) Arbeitsmethoden in der organischen Chemie. Berlin: Lehmanns Media, pp.XI, 381 S. Gibt es auch kostenlos online als pdf unter: http://www.ioc-praktikum.de/methoden/skript/Arbeitsmethoden.pdf (Sehr empfehlenswertes Einstiegwerk in die Praxis der organischen Chemie!)

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Hünig, S. (2007) Integriertes organisch-chemisches Praktikum (I.O.C.-Praktikum). Berlin: Lehmanns, pp.XII, 284 S. (ebenfalls Online erhältlich http://www.ioc-praktikum.de)

Matissek, R., und Steiner, G. (2006) Lebensmittelanalytik: Grundzüge, Methoden, Anwendungen. Berlin u.a.: Springer, pp.XIV, 408 S.

Schmuck C (2008) Chemie für Mediziner. Pearson Studium, München u.a.

Tietze, L.F., und Eicher, T. (1991) Reaktionen und Synthesen im organisch-chemischen Praktikum und For-schungslaboratorium. Stuttgart u.a.: Thieme, pp.XXX, 636 S.

Zeeck A, Grond S, Papastavrou I, Zeeck SC (2007) Chemie für Mediziner, Ed 6., völlig überarb. Aufl., 2. Nachdr. Elsevier Urban & Fischer, München u.a.

Analytik

Hesse, M., Meier, H., und Zeeh, B. (1991) Spektroskopische Methoden in der organischen Chemie. Stuttgart, New York: Thieme.

Latscha, H.P., und Klein, H.A. (1994) Chemie Basiswissen III-Analytische Chemie. Berlin, Heidelberg: Springer.

Rücker, G., Neugebauer, M., und Willems, G.G. (2008) Instrumentelle Analytik für Pharmazeuten. Stuttgart: Wissenschaftliche Verlagsgesellschaft.

Schwedt, G., und Schreiber, J. (2007) Taschenatlas der Analytik. Weinheim: WILEY-VCH, pp.VIII, 249 S.