V E T 3 7 4 . 2 0 2 / 2 0 1 9 - D

Fluoreszenz-Endoskopie für die Veterinärmedizin

2

Fluoreszenzbildgebung

Mit dem erfolgreichen Einsatz der Fluoreszenzbildgebung in klinischen Studien weisen die vielversprechenden Behandlungsergebnisse der Fluoreszenzbildgebung bei Tieren bereits bis in die Chirurgie der Humanmedizin. KARL STORZ bietet deshalb die OPAL1® Technologien sowohl für die Nahinfrarot (NIR/ICG)- und Autofluoreszenz (AF)-Darstellung als auch für die photodynamische Diagnostik (PDD) an. Jede dieser Technologien birgt auch ein großes Potenzial für eine verbesserte Diagnose und Therapie in der Veterinärmedizin.

OPAL1® Technologie NIR/ICGNahinfrarot (NIR)-Fluoreszenz-Cholangiographie mit Indocyaningrün (ICG)

Im Jahr 1852 beschreibt George Gabriel Stokes das Mineral „Fluorit“, das nach Bestrahlung blaues Licht emittiert. Er benannte das Phänomen „Fluoreszenz“ und die mit dieser Fähigkeit ausgestatteten Substanzen „Fluorophore“.

Die Fähigkeit zu fluoreszieren kommt in der Natur häufig vor. Hierfür verantwortlich ist die Energieaufnahmefähigkeit delokalisierter Elektronen in aromatischen Ringstrukturen. Die Lichtenergie versetzt die delokalisierten Elektronen in einen höheren Energiezustand. Beim Zurückfallen der Elektronen in den Grundzustand geben sie die aufgenommene Lichtenergie als Fluoreszenz ab. Dabei ist das abgegebene Fluoreszenzlicht energieschwächer als die aufgenommene „anregende“ Licht-Energie, da ein Teil als Wärme verloren geht.

Abb. 1: Prinzip der Fluoreszenz/Schematisch vereinfachte Darstellung des Prinzips der Fluoreszenz

Anregung Emission

- E

NE

RG

IE +

Energieverlust / Nichtstrahlender Übergangsprozess

© K

AR

L S

TOR

Z 9

6182

032

VE

T 37

4.2

02/

2019

/EW

-D

3

Aromatische Ringstrukturen sind Hauptbestandteile vieler biologischer Substanzen wie z. B. DNA, Proteine und Zucker. Seit den 1960er Jahren wird ihre Fähigkeit zur Fluoreszenz in der Biowissenschaft und Medizin für die Fluoreszenzbildgebung eingesetzt.

Der älteste bekannte Nahinfrarot (NIR)-Fluoreszenz-Farbstoff in der Medizin, ICG, wurde sowohl als Hilfsmittel zur Darstellung der Anatomie des Lymphsystems als auch zur Tumorerkennung und zur Beurteilung der Durchblutung entdeckt. Daraus ergibt sich das breite Spektrum der Anwendungsmöglichkeiten.

ICG ist ein Arzneimittel, das von der FDA seit 1959 für Herz- und Leberfunktionsprüfungen zugelassen ist. Der Tricarbon-Farbstoff verfügt über ein Anregungsmaximum von λEm = 805 nm und ein Emissionsmaximum von λEx = 835 nm. Hieraus resultiert eine Gewebedetektionstiefe für NIR-Fluoreszenz von bis zu 1 cm.

ICG wird normalerweise intravenös verabreicht. Dort bindet es an Plasmaproteine (Albumin) und verbleibt aufgrund des Größenausschlusses im Blutstrom. Vom Blutstrom wird das ICG zur Leber transportiert, wo es über die Galle in den Zwölffingerdarm ausgeschieden wird. Diese ausschließliche Ausscheidung über die Galle macht es zum idealen Werkzeug für die Identifikation der Gallengänge.

1 Intravenöse Gabe von ICG

2 ICG bindet an Plasmaproteine

3 Visualisierung von ICG in der Blutbahn mit dem KARL STORZ NIR-System

4 NIR-Lampe

Abb. 2: Prinzip des ICG

1

2

3

4

© K

AR

L S

TOR

Z 9

6182

032

VE

T 37

4.2

02/

2019

/EW

-D

4

Die OPAL1® Technologie NIR/ICG, basierend auf der IMAGE1 S™ Plattform, wird bereits für verschiedenste Anwendungsbereiche in der Veterinärmedizin eingesetzt. Die vier Haupteinsatzgebiete sind:

• Blutperfusionskontrolle

• Lymphatisches Mapping

• Visualisierung anatomischer Strukturen (z. B. Gallengangsdarstellung)

• Tumoridentifikation

Anwendungsbereiche in der Veterinärmedizin

Die folgende Liste ist eine Zusammenfassung der derzeit bekannten NIR/ICG-Anwendungs-gebiete in der Veterinärmedizin:

• Bewertung der Gefäßstruktur

• Lymphatisches Mapping in der Onkologie

• Bewertung lymphatischer Erkrankungen (Chylothorax, Lymphangiektasien, Beurteilung von Lymphödema)

• Gallengangsanatomie und –funktionalität (Risse, Leckagen)

• Tumorrandbestimmung

• Erkennung von Metastasen (vorrangig Leber)

• Lungensegmentdarstellung

• Ureteridentifizierung

• Hautlappen/Transplantat-Viabilitätsüberprüfung

© K

AR

L S

TOR

Z 9

6182

032

VE

T 37

4.2

02/

2019

/EW

-D

5

Die folgenden Beispiele zeigen die vielseitige Verwendung der OPAL1® Technologie für NIR/ICG:

Perfusionsbeurteilung

Abb. 3: Perfusionsprüfung eines thorakoskopischen Brustlymphgangverschlusses mit Hilfe von NIR/ICG

1 Freundlicherweise zur Verfügung gestellt von Michele A. Steffey, DVM, DACVS, University of California at Davis, School of Veterinary Medicine, USA

2 Freundlicherweise zur Verfügung gestellt von Jeffrey J. Runge, DVM, DACVS, University of Pennsylvania, School of Veterinary Medicine, USA

A) Weißlicht B) Perfusionsprüfung mit ICG 1

Erfassung hypervaskularisierter Tumore

Abb. 4: Perfusionsprüfung einer hepatischen Masse im Hund mittels NIR/ICG

A) Weißlicht B) Die hypervaskularisierte Masse hebt sich durch Ihre ICG-Fluoreszenz hervor 2

© K

AR

L S

TOR

Z 9

6182

032

VE

T 37

4.2

02/

2019

/EW

-D

6

2 Freundlicherweise zur Verfügung gestellt von Jeffrey J. Runge, DVM, DACVS, University of Pennsylvania, School of Veterinary Medicine, USA

Erkennung von Metastasen mit OPAL1® Technologie für NIR/ICG

Abb. 5: Erkennung von Metastasen im kranialen Lungenlappen eines Hundes

A) Weißlicht B) Ansammlung von ICG in den Metastasen 2

Visualisierung des Lymphatischen Systems

Abb. 6: Visualisierung des lymphatischen Systems angegliedert an die Cisterna im Bereich der abdominalen Aorta eines Hundes

A) Weißlicht B) Lymphatische Gefäße, dargestellt durch ICG-Fluoreszenz2

© K

AR

L S

TOR

Z 9

6182

032

VE

T 37

4.2

02/

2019

/EW

-D

7

OPAL1® Technologie für NIR/ICG

1 IMAGE1 S™ Kamerasystem brillante FULL-HD-Bildqualität NIR/ICG-Modus + SPECTRA A bieten eine optimale Hintergrundausleuchtung und

Kontrastanhebung bei cyanblauer Fluoreszenzdarstellung

2 NIR/ ICG-Optik Optik zur optimalen Fluoreszenz anregung- und detektion; einsetzbar für Weißlicht-

und NIR/ICG-Applikationen Endoskope in verschiedenen Größen und Abmessungen

3 Kamerakopf 3-Chip-FULL-HD-Kamerakopf mit hoher Auflösung und optimaler

NIR-Lichtempfindlichkeit

4 D-LIGHT P Lichtquelle (Xenon-Lichtquelle) optimales Tageslichtspektrum NIR-Fluoreszenz mit Hintergrundsausleuchtung keine zusätzlichen Sicherheitsvorkehrungen (im Vergleich zum Laser)

5 Autoklavierbares Fiberglas-Lichtkabel

optimale Lichtübertragung im Weißlicht- und NIR-Spektralbereich

Fußschalter schneller Wechsel zwischen Weißlicht- und Fluoreszenzmodus

1

2 3

4

5

Aktuelle Literatur siehe Seiten 16 – 17© K

AR

L S

TOR

Z 9

6182

032

VE

T 37

4.2

02/

2019

/EW

-D

8

Die Lebenserwartung eines Krebspatienten hängt maßgeblich von der Identifikation und vollständigen Entfernung des malignen Gewebes ab. Viele Wissenschaftler versuchen dieses Problem mit spezifischen Tumormarkern anzugehen. Einige der vielversprechendsten Substanzen sind Protoporphyrin-IX-produzierende (PPIX) Substanzen. 5-Aminolävulinsäure (5-ALA) und seine Derivate Hexvix® von Photocure (Cysview® in USA) und Gliolan® von Medac sind Ausgangsstoffe von PPIX in der Häm-Biosynthese. Die Substanzen werden von allen Zellen im Körper aufgenommen und verstoffwechselt. Tumorzellen haben einen Stoffwechseldefekt, der zu einer Anreicherung von PPIX in den Tumorzellen führt. Da PPIX fluoreszierende Eigenschaften besitzt (PPIX-Absorptionsmaximum λEm = 420 nm, Emissionsmaximum λEx = 630 nm), kann bösartiges Gewebe mit Hilfe der PPIX-Fluoreszenz visualisiert werden.

OPAL1® Technologie für Photodynamische Diagnostik (PDD)

Fluoreszenzbildgebung mit 5-Aminolävulinsäure (5-ALA)

Abb. 7: 5-ALA, Hexvix® oder Gliolan® werden in der Häm-Biosynthese zu PPIX umgewandelt

© K

AR

L S

TOR

Z 9

6182

032

VE

T 37

4.2

02/

2019

/EW

-D

9

Zwei Hauptindikationen für die photodynamische Diagnose (PDD) mit Protoporphyrinen sind bekannt: 5-ALA oder Gliolan® wird zur Glioma-Identifikation in der Neurochirurgie genutzt. Hexvix® (Cysview® in USA) wird zur Blasenkrebsfeststellung in die Blase eingeleitet. (Abb. 8).

Indikationen beim Menschen

3 Freundlicherweise zur Verfügung gestellt von Priv.-Doz. Dr. med. Carsten Kempkensteffen, Charité, Universitätsmedizin Berlin

Abgrenzung von Blasentumoren mit Hilfe der Photodynamischen Diagnostik

Abb. 8: Fluoreszenz-Diagnose eines Blasentumors mit Hexvix®

A) Weißlicht B) PDD-Modus mit der OPAL1® Technologie basierend auf der IMAGE1 STM 3

Abb. 9: Fluoreszenz-Diagnostik eines Glioblastoms mit Gliolan®

A) Weißlicht B) PPIX angereichertes Glioblastom, Glioblastom (Rot) 4

4 Freundlicherweise zur Verfügung gestellt von Prof. Potapov, Burdenkow Neurosurgical Institute Moscow, Russland

Gioblastom-Darstellung mittels Fluoreszenz

© K

AR

L S

TOR

Z 9

6182

032

VE

T 37

4.2

02/

2019

/EW

-D

10

OPAL1® Technologie für PDD

1 TRICAM® SL II Kamerasystem brillante Bildqualität

2 PDD-Optik Optik für optimale Anregung und Erkennung der Fluoreszenz,

sowohl für Weißlicht- als auch PDD-Anwendungen geeignet

3 TRICAM® PDD 3-Chip-Kamerakopf zur photodynamischen Frühdiagnostik PDD in Kombination

mit Lichtquelle D-LIGHT C

4 D-LIGHT C Lichtquelle (Xenon-Lichtquelle) Bestes Tageslichtspektrum Filter variabel einstellbar Keine zusätzlichen Sicherheits messungen (im Vergleich zum Laser)

5 Fluid-Lichtkabel Optimale Weiterleitung des Weißlichts und der Fluoreszenz

Fußschalter Schnelles Umschalten zwischen Weißlicht- und Fluoreszenzmodus

1

23

4

5

Aktuelle Literatur siehe Seite 18 © K

AR

L S

TOR

Z 9

6182

032

VE

T 37

4.2

02/

2019

/EW

-D

11

Eine andere Verwendung von Fluoreszenz in der Diagnostik ist die intrinsische Autofluoreszenz (AF) von Gewebekomponenten. Die OPAL1® Technologie AF ist spezialisiert auf die Unterscheidung von benignem und malignem Gewebe bei der Bronchoskopie und der Laryngoskopie. Das dahinterstehende Prinzip ist einfach: Die OPAL1® Technologie AF detektiert die grüne Fluoreszenz von Flavinen in der benignen Mukosa. Malignes Gewebe wie Bronchial- oder Laryngealkarzinome werden durch einen Mangel an Fluoreszenz identifiziert, da ihre kompakte Struktur die Autofluoreszenz der darunterliegenden gesunden Mukosa abschirmt.

OPAL1® Technologie AF

Zur Differenzierung zwischen benignem und malignem Gewebe

Abb. 10: Prinzip der Autofluoreszenz

Mukosa

Submukosa

Licht

CIS

Autofluoreszenz

© K

AR

L S

TOR

Z 9

6182

032

VE

T 37

4.2

02/

2019

/EW

-D

12

Das Autofluoreszenz-Verfahren (AF) macht schon frühe maligne Veränderungen gegenüber benignem Gewebe sichtbar. Das Autofluoreszenz-Verfahren gründet auf der Tatsache, dass sich in der Submukosa Substanzen befinden, die durch Licht einer bestimmten Wellenlänge zur Fluoreszenz angeregt werden. Pathologische Befunde stellen sich als dunkle Stellen vor einem apfelgrünen Hintergrund (Normalgewebe) dar.

Mit Blaulicht und speziell abgestimmtem Equipment lässt sich bei der Untersuchung visualisieren, was unter herkömmlichem Weißlicht nicht sichtbar ist. Dazu wird Licht eines speziellen Spektralbereiches über ein nahezu verlustfreies Lichtleitersystem in den Körper geleitet. Der große Vorteil dieser Technologie besteht darin, dass keine Markersubstanzen erforderlich sind.

OPAL1® Technologie AF in der Veterinärmedizin

Abb. 11: Anwendungsbeispiele AF-Bronchoskopie 5

A) Weißlicht B) AF-Modus

A) Weißlicht B) AF-Modus

5 Freundlicherweise zur Verfügung gestellt von Dr. Stanzel, Lungenklinik Hemer, Deutschland

Fluoreszenzdarstellung mittels verschiedener Endoskope

© K

AR

L S

TOR

Z 9

6182

032

VE

T 37

4.2

02/

2019

/EW

-D

13

OPAL1® Technologie AF

1 TELECAM SL II FI Kamerasystem brillante Bildqualität

2 AF-Videobronchoskop Optik für optimale Anregung und Erkennung der Fluoreszenz,

sowohl für Weißlicht- als auch AF-Anwendungen geeignet

3 D-LIGHT C/AF Bestes Tageslichtspektrum Filter variabel einstellbar Keine zusätzlichen Sicherheits messungen (im Vergleich zum Laser)

1

32

Aktuelle Literatur siehe Seite 19© K

AR

L S

TOR

Z 9

6182

032

VE

T 37

4.2

02/

2019

/EW

-D

14

Kam

eras

yste

m

PDD

D-LIGHT C / AF 20 1336 01-1/ 20 1336 01-133

D-LIGHT P 20 1337 01-1

IMAGE1 S™ H3-Z FI TH 102

IMAGE1 S™

System

IMAGE1 S CONNECT™ TC 200

IMAGE1 S™ H3-LINK TC 300

VITOM® II PDD 20 9160 25 AIA

28272 UGN / CN28272 HC

28172 HR / HM

VITOM® II ICG 20 9160 25 AGA28272 UGN / CN

28272 HC28172 HR / HM

Folgt in Kürze: IMAGE1 S™ HX FI / HX-P FI

TH 112 / TH 113

AF

D-LIGHT C / AF 20 1336 01-133

IMAGE1 S™ HX FI / HX-P FI TH 112 / TH 113

NIR / ICG*

HOPKINS® Optik 27005 AIA / FIA / BIA / CIA

8710 AP, 8711 AP, 8712 AP / BP / CP 7230 AP / BP / FP

HOPKINS® Optik 8710 AP / 8711 AP / 8712 AP /BP / CP

7230 AP / BP / FP10320 AP / BP / DP

26003 AIA / BIA26003 AGA / BGA

8710 AGA / 8711 AGA

Fluid-Lichtkabel 495 FS / FO / FP / FR

Fluid-Lichtkabel 495 FS / FO /FP /FR

Fiberglas-Lichtkabel 495 NAC /NCSC /TIP /NCS / VIT

HOPKINS® Optik 26003 ACA / BCA / AGA / BGA8710 AGA / 26046 ACA / BCA

8711 AGA

OPAL1® Technologien

Cysto-Urethro-Fiberskop 11272 CI1 / CIU1

IMAGE1 S™ X-LINK TC 301

IMAGE1 S™ X-LINK TC 301

Lich

tque

lleK

amer

akop

fLi

chtk

abel

End

osko

peE

xosk

ope

Vide

o-en

dosk

ope

Fibe

rsko

peC

CU

Folgt in Kürze: Video-Cysto-Urethroskop

11272 VPI / VNI oder 11272 VPIU / VNIU Adapter TC 001

* Demonstrationskarte NIR / ICG 96240726

Folgt in Kürze: Video-Bronchoskop

11900 AP / AB Adapter TC 001

AF-Broncho-Fiberskop 11001 / 11004 / 11009 BI1

© K

AR

L S

TOR

Z 9

6182

032

VE

T 37

4.2

02/

2019

/EW

-D

15

Kam

eras

yste

mLi

chtq

uelle

Kam

erak

opf

Lich

tkab

elO

ptik

Exo

skop

e

TRICAM® System

PDD ICG

D-LIGHT C/ 20 1336 01-1 D-LIGHT P/ 20 1337 01-1

TELECAM System für PDD- & AF-Videoendoskope

TELECAM SL II FI CCU 20 2130 11-1

Vide

o-en

dosk

ope

Fibe

rsko

pe

Video-Cysto-Urethroskop 11272 VPI/VNI

Video-Bronchoskop 11900 AP/AN

AF-/PDD-Broncho-Fiberskop 11001/11004/11009 BI1

VITOM® II PDD 20 9160 25 AIA28272 UGN/CN

28272 HC28172 HR/HM

VITOM® II ICG 20 9160 25 AGA28272 UGN/CN

28272 HC28172 HR/HM

AF

D-LIGHT C/AF /20 1336 01-133

TRICAM® SL II CCU 20 2230 11-1

TRICAM® PDDDrei-Chip-Pendel-Kamerakopf/

Drei-Chip-Kamerakopf20 2210 39/20 221037

TRICAM® PDDDrei-Chip-Kamerakopf

20 2210 37

TRICAM® PDDDrei-Chip-Kamerakopf

20 2210 37

Fluid-Lichtkabel 495 FS/FO/FP/FR

HOPKINS® Optik 27005 AIA/FIA/BIA/CIA

8710 AP, 8711AP, 8712 AP/BP/CP 7230 AP/BP/FP, 26003 AIA/BIA

HOPKINS® Optik 8710 AP/8711 AP/ 8712 AP/BP/CP

7230 AP/BP/FP 10320 AP/BP/DP

26003 AIA/BIA26003 AGA/BGA

8710 AGA/8711 AGA

Fluid-Lichtkabel 495 FS/FO/FP/FR

Fiberglas-Lichtkabel 495 NAC/NCSC/TIP

HOPKINS® Optik 26003 ACA/BCA/AGA/BGA

8710 AGA/8711 AGA

© K

AR

L S

TOR

Z 9

6182

032

VE

T 37

4.2

02/

2019

/EW

-D

16

D-LIGHT P

modifizierbar für verschiedenen Fluorophore

Filter für folgende Fluorophore sind verfügbar:

GFP, tdTomato / DsRed, CY5, Methylene blue, 5-ALA / PDD, ICG / NIR, AF, RFP / mCherry, CY7, Fluorescein blue

66100 M1 Modifizierte D-LIGHT P VET M1, mit eingebautem Spezialfilter, Hochleistungs-lichteinheit zur Perfusionskontrolle, Autofluoreszenz und zur endoskopischen Standarddiagnostik, mit einer 300-Watt-Xenonbirne und einem KARL STORZ Lichtkabelanschluss, Betriebsspannung 100 – 125/220 – 240 VAC, 50/60 Hz, zur Verwendung mit Aufsteckfiltern und Spezialendoskopen für die Autofluoreszenz im Veterinärbereich einschließlich: Kaltlicht-Fontäne D-LIGHT P Netzkabel Einpedal-Fußschalter, digital, einstufig Demokarte Fluorescence Imaging

66100 M2 Desgleichen, mit zwei eingebauten Spezialfiltern

66100 M3 Desgleichen, mit drei eingebauten Spezialfiltern

© K

AR

L S

TOR

Z 9

6182

032

VE

T 37

4.2

02/

2019

/EW

-D

17

60 1000 36 Aufsteckfilter für RFP/mCherry

60 1000 38 Aufsteckfilter für tdTomato

60 1000 37 Aufsteckfilter für GFP

60 1000 39 Aufsteckfilter für CY7

60 1000 41 Aufsteckfilter für CY5/methylene blue

60 1000 40 Aufsteckfilter für ICG

20 1000 33 Fluoreszein-Sperrfilter

20 1000 34 Aufsteckfilter für 5-ALA/PDD

20 1000 35 Aufsteckfilter für AF

Aufsteckfilterzur Verwendung mit Standard-Okular und Lichtquelle D-LIGHT P

Bitte beachten:

Fluoreszenz mit den oben genannten Stoffen ist möglicherweise nicht kompatibel mit der IMAGE1 S™ Plattform. Bitte kontaktieren Sie KARL STORZ für weitere Informationen.

© K

AR

L S

TOR

Z 9

6182

032

VE

T 37

4.2

02/

2019

/EW

-D

Termine für geplante Workshops finden Sie unter: http://go.karlstorz.com/eventsVET

18

Literatur – NIR/ICG

[1] Cost analysis and effectiveness comparing the routine use of intraoperative fluorescent cholangiography with fluoroscopic cholangiogram in patients undergoing laparoscopic cholecystectomy.Dip FD, Asbun D, Rosales-Velderrain A, Menzo EL, Simpfendorfer CH, Szomstein S, Rosenthal RJ.SurgEndosc. 2014 Jan 11http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/24414461

[2] Combined vascular and biliary fluorescence imaging in laparoscopic cholecystectomy.Rutger M. Schols, Nicole D. Bouvy, Ronald M. van Dam, Ad A. M. Masclee, Cornelis H. C. Dejong, Laurents P. S. StassenSpringer Science+Business Media New York 2013http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23877766

[3] Fluorescence guidance during radical prostatectomy.W. B. van Leeuwen, Stephan Hruby2013 Published by Elsevier B.V. on behalf of European Association of Urologyhttp://www.europeanurology.com/article/S0302-2838(13)01460-7/abstract

[4] Indocyanine green angiography in endoscopic third ventriculostomy.Wachter D, Behm T, von Eckardstein K, Rohde V.Neurosurgery. 2013 Sep;73(1 Suppl Operative):ons67-72; ons72-3. doi: 10.1227/NEU.0b013e318285b846.http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23313981

[5] Sentinel lymph node biopsy for prostate cancer:A hybrid approach.Nynke S. van den Berg, Renato A. Valde´s-Olmos, Henk G. van der Poel and Fijs W.B. van LeeuwenJournal of Nuclear Medicine, published on March 14, 2013http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23492883

[6] Endoscopic assessment of free flap perfusion in the upper aerodigestive tract using indocyanine green: a pilot study.Betz CS, Zhorzel S, Schachenmayr H, Stepp H, Matthias C, Hopper C, Harréus UJ PlastReconstrAesthet Surg. 2013 Ma http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23391541

[7] Visualisation of the lymph node pathway in real time by laparoscopic radioisotope- and fluorescence-guided sentinel lymph node dissection in prostate cancer staging.Jeschke S, Lusuardi L, Myatt A, Hruby S, Pirich C, Janetschek G.Urology. 2012 Nov;80(5):1080-6. doi: 10.1016/j.urology.2012.05.050. Epub 2012 Sep 15.http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/22990053

[8] Laparoscopic fluorescence angiography with indocyaninegreen to control the perfusion of gastrointestinal anastomoses intraoperatively.Carus T, Dammer R.SurgTechnol Int.2012 Dec 30;XXII. pii: sti22/44. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23315721

© K

AR

L S

TOR

Z 9

6182

032

VE

T 37

4.2

02/

2019

/EW

-D

19

[9] Indocyanine green fluorescence endoscopy for visual differentiation of pituitary tumor from surrounding structures.Zachary N. Litvack, Gabriel Zada, and Edward R. Laws Jr.J Neurosurg / February 24, 2012http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/22360574

[10] Clinical applications of indocyanine green (ICG) enhanced fluorescence in laparoscopic surgery.Boni L, David G, Mangano A, Dionigi G, Rausei S, Spampatti S, Cassinotti E, Fingerhut A.http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/25303914

[11] First Experience on Laparoscopic Near-Infrared Fluorescence Imaging of Hepatic Uveal Melanoma Metastases Using Indocyanine Green.Tummers QR, Verbeek FP, Prevoo HA, Braat AE, Baeten CI, Frangioni JV, van de Velde CJ, Vahrmeijer AL.SURG INNOV 1553350614535857, first published on June 5, 2014http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/24902685

[12] Fluorescence cholangiography during laparoscopic cholecystectomy: a feasibility study on early biliary tract delineation.Schols RM, Bouvy ND, van Dam RM, Masclee AAM., Dejong CHC., Stassen LPS.SurgEndosc DOI 10.1007/s00464-012-2635-3http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23076461

[13] Indocyanine green angiography in endoscopic third ventriculostomy.Wachter D, Behm T, von Eckardstein K, Rohde V.Neurosurgery. 2013 Sep;73(1 Suppl Operative):ons67-72; ons72-3. doi: 10.1227/ NEU.0b013e318285b846.http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23313981

[14] Transrectal sentinel lymph node biopsy for early rectal cancer during transanal endoscopic microsurgery.Arezzo A, Arolfo S, Mistrangelo M, Mussa B, Cassoni P, Morino M.Minimally Invasive Therapy. 2013;Early Online:1–4http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23590395

© K

AR

L S

TOR

Z 9

6182

032

VE

T 37

4.2

02/

2019

/EW

-D

20

Literatur – PDD

[1] Intraoperative fluorescence-guided resection of high-grade malignant gliomas using 5-aminolevulinic acid-induced porphyrins: a systematic review and meta-analysis of prospective studies.Zhao S, Wu J, Wang C, Liu H, Dong X, Shi C, Shi C, Liu Y, Teng L, Han D, Chen X, Yang G, Wang L, Shen C, Li H.PLoS One. 2013 May 28;8(5):e63682. Review. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23723993

[2] Hexyl aminolevulinate-guided fluorescence cystoscopy in the diagnosis and follow-up of patients with non-muscle-invasive bladder cancer: a critical review of the current literature.Rink M, Babjuk M, Catto JW, Jichlinski P, Shariat SF, Stenzl A, Stepp H, Zaak D, Witjes JA.Eur Urol. 2013 Oct;64(4):624-38. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23906669

[3] Safety of hexaminolevulinate for blue light cystoscopy in bladder cancer. A combined analysis of the trials used for registration and postmarketing data.Witjes JA, Gomella LG, Stenzl A, Chang SS, Zaak D, Grossman HB.Urology.2014 Jul;84(1):122-6. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/24768013

[4] Clinical and cost effectiveness of hexaminolevulinate-guided blue-light cystoscopy: Evidence review and updated expert recommendations.Witjes JA, Babjuk M, Gontero P, Jacqmin D, Karl A, Kruck S, Mariappan P, Palou Redorta J, Stenzl A, van Velthoven R, Zaak D.http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/25001887

[5] Photodynamic diagnosis of the urinary bladder using flexible instruments – Ready for the outpatient setting.Karl A, Weidlich P, Buchner A, Hofmann T, Schneevoigt B, Stiefl Ch., Zaak D.In: © 2014 Karl A et al. Broschüre

[6] Clinical and cost effectiveness of hexaminolevulinate-guided blue-light cystoscopy: Evidence review and updated expert recommendations.Witjes JA, Babjuk M, Gontero P, Jacqmin D, Karl A, Kruck S, Mariappan P, Palou Redorta J, Stenzl A, van Velthoven R, Zaak D.http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/25001887

In: © 2014 European Association of Urology. Published by Elsevier B.V.[7] Fluorescence-guided surgery and biopsy in gliomas with an exoscope system.José Piquer, Jose L. Llácer, Vicente Rovira, Pedro Riesgo, Ruben Rodriguez, Antonio Cremades.http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/24971317

[6] 5-Aminolevulinic acid-derived tumor fluorescence: The diagnostic accuracy of visible fluorescence qualities as corroborated by spectrometry and histology and postoperative imagingStummer W, Tonn J-Ch., Goetz C, Ullrich W, Stepp H, Bink A, Pietsch T, Pichlmeier U.http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/24335821

© K

AR

L S

TOR

Z 9

6182

032

VE

T 37

4.2

02/

2019

/EW

-D

21

Literatur – AF

[1] Value of fluorescence endoscopy for the early diagnosis of laryngeal cancer and its precursor lesions.Kraft M, Betz CS, Leunig A, Arens C.Head Neck. 2011 Jul;33(7):941-8. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/21674669

[2] Autofluorescence bronchoscopy: quantification of inter-patient variations of fluorescence intensity.Gabrecht T, Lovisa B, van den Bergh H, Wagnières G.Lasers Med Sci. 2009 Jan;24(1):45-51. Epub 2007 Nov 30http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/18060444

[3] Indirect fluorescence laryngoscopy in the diagnosis of precancerous and cancerous laryngeal lesions.Arens C, Reussner D, Woenkhaus J, Leunig A, Betz CS, Glanz H.Eur Arch Otorhinolaryngol. 2007 Jun;264(6):621-6. Epub 2007 Feb 10.http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/17294205

[4] Autofluorescence bronchoscopy with white light bronchoscopy compared with white light bronchoscopy alone for the detection of precancerous lesions: a European randomised controlled multicentre trial.Häussinger K, Becker H, Stanzel F, Kreuzer A, Schmidt B, Strausz J, Cavaliere S, Herth F, Kohlhäufl M, Müller KM, Huber RM, Pichlmeier U, Bolliger ChT. Thorax. 2005 Jun;60(6): 496-503http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/15923251

[5] Cell migration leads to spatially distinct but clonally related airway cancer precursors.Pipinikas CP, Kiropoulos TS, Teixeira VH, Brown JM, Varanou A, Falzon M, Capitanio A, Bottoms SE, Carroll B, Navani N, McCaughan F, George JP, Giangreco A, Wright NA, McDonald SA, Graham TA, Janes SM.http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/24550057

[6] Transformed lymphoplasmacytic lymphoma involving the main carina: A case report.Nakao M, Oguri T, Miyazaki M, Hijikata H, Yokoyama M, Kunii E, Uemura T, Takakuwa O, Ohkubo H, Maeno K, Niimi AIn: © 2013, Spandidos Publicationshttp://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/24137364

© K

AR

L S

TOR

Z 9

6182

032

VE

T 37

4.2

02/

2019

/EW

-D

22

Notizen

© K

AR

L S

TOR

Z 9

6182

032

VE

T 37

4.2

02/

2019

/EW

-D

23

Notizen

© K

AR

L S

TOR

Z 9

6182

032

VE

T 37

4.2

02/

2019

/EW

-D

9618

2032

VE

T 37

4.2

02/

2019

/EW

-D

KARL STORZ SE & Co. KG Dr.-Karl-Storz-Straße 34, 78532 Tuttlingen/Germany Postfach 230, 78503 Tuttlingen/Germany Telefon: +49 (0)7461 708-0 Telefax: +49 (0)7461 708-105 E-Mail: vet@karlstorz.com

www.karlstorz.com